UNIVERSITE LIBRE DE BRUXELLES

Faculté des Sciences

Département de Biologie Moléculaire Institut de Biologie et de Médecine Moléculaire (IBMM)

Laboratoire de Génétique du développement Directeur de thèse : Dr. Eric Bellefroid

Étude du rôle des facteurs de transcription Prdm12 et Prdm13 au cours de la neurogenèse

dans la moelle épinière embryonnaire

Thèse présentée en vue de l’obtention du grade de Docteur en Sciences

Julie Hanotel

Année académique 2014-2015

Illustrations personnelles à l’exception de l’illustration centrale réalisée par l’artiste et Docteur Arseny Khakhalin

(https://sites.google.com/site/khakhalin/)

UNIVERSITE LIBRE DE BRUXELLES

Faculté des Sciences

Département de Biologie Moléculaire Institut de Biologie et de Médecine Moléculaire (IBMM)

Laboratoire de Génétique du développement Directeur de thèse : Dr. Eric Bellefroid

Étude du rôle des facteurs de transcription Prdm12 et Prdm13 au cours de la neurogenèse

dans la moelle épinière embryonnaire

Thèse présentée en vue de l’obtention du grade de Docteur en Sciences

Julie Hanotel

Année académique 2014-2015

Étude du rôle des facteurs de transcription Prdm12 et Prdm13 au cours de la neurogenèse

dans la moelle épinière embryonnaire

Thèse présentée en soutenance privée le 03 Juillet 2015 et en soutenance publique le 10 Septembre 2015 devant le jury composé des membres suivants : Pr. L. Droogmans Université Libre de Bruxelles Président Dr. A.M. Marini Université Libre de Bruxelles Secrétaire Dr. E. Bellefroid Université Libre de Bruxelles Directeur de thèse Pr. M. Moser Université Libre de Bruxelles Présidente du comité d’accompagnement Dr. D. Perez-Morga Université Libre de Bruxelles Expert de la faculté Pr. F. Clotman Université Catholique de Louvain Expert extérieur Pr. R. Rezsohazy Université Catholique de Louvain Expert extérieur

Julie Hanotel

Laboratoire de Génétique du développement Institut de Biologie et de Médecine Moléculaire (IBMM)

Département de Biologie Moléculaire Faculté des Sciences

Université Libre de Bruxelles

A mes parents pour leur soutien indefectible. A mes sœurs et mon frère,

A mon oncle, ma tante et mon beau-frère, A mes nièces et mon neveu,

A ma famille, A tous mes amis et tous ceux que j’aime...

REMERCIEMENTS

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REMERCIEMENTS Au terme de ce long voyage que fut ma thèse, je souhaite adresser mes sincères remerciements à toutes les personnes qui ont contribué de près comme de loin à la réalisation de celle-ci.

Je tiens tout d’abord à remercier le Dr. Eric Bellefroid de m’avoir accueillie dans son laboratoire et de m’avoir encadrée et soutenue tout au long de cette thèse. Merci pour ton aide et tes conseils, notamment pour toutes ces heures passées à travailler sur les projets FRIA et sur le perfectionnement des papiers. Merci également pour les occasions que tu m’as offertes d’entamer des collaborations avec d’autres laboratoires nationaux et internationaux.

Je suis également très sensible à l’honneur que me font les membres du Jury en acceptant de juger ma thèse. Je tiens donc à témoigner toute ma reconnaissance au Pr. Louis Droogmans, au Dr. Anna Maria Marini, au Pr. Muriel Moser, au Dr. David Perez Morga, au Pr. Frédéric Clotman et au Pr. Rezsohazy.

Mon travail n’aurait pu voir le jour sans le soutien financier du Fonds pour la formation à la Recherche dans l’Industrie et l’Agriculture (FRIA) et de la Fondation Van Buuren, que je tiens à remercier chaleureusement. Je remercie également le Fonds Jean Brachet pour m’avoir octroyé des bourses de voyage pour les conférences scientifiques.

Mes sincères remerciements vont aux divers collaborateurs externes qui ont participé à ce travail. Un grand merci particulièrement au Dr. Kristine Henningfeld et Pr. Muriel Perron pour leur grande expertise, leur soutien et leurs conseils avisés. Merci également aux membres du laboratoire du Pr. Frédéric Clotman qui m’ont accueilli et formé sur le modèle poulet et notamment à Cédric Francius pour son enthousiasme et sa bonne humeur.

Je remercie également l’ensemble des membres présents et passés du laboratoire de Génétique du Développement que j’ai pu croiser au cours de toutes ses années de thèse. Je suis heureuse d’avoir pu discuter, partager et travailler avec : Massimo, Xi, Rym, Souhila, Steeve, Isabelle, Jacob, Amandine, Marc, Sarah, Sabrina, Jean-Nicolas, Alice, Damien et Claude. Merci également à mes deux techniciens de folie et surtout amis, Sadia et louis vous êtes géniaux ne changez pas! Merci aux deux fofolles du labo Maria et Karina vous me manquez trop ! Merci également à tous les étudiants que j’ai eu la chance d’encadrer que ce soit en TP ou au sein du laboratoire, avec une attention particulière à Karina, Barbara, Simon, et Jon qui m’ont supporté durant leur mémoire de master recherche.

Un grand merci également à Julie (et Damien), Nathalie (et Fabien) et Aurore (et Olivier), je vous souhaite de vous épanouir dans votre nouveau rôle de Maman (et papa) et de bien faire pousser nos petits chercheurs en herbe que j’ai hâte de rencontrer.

REMERCIEMENTS

ii

Aurore, je ne peux te dire à quel point je suis fière de t’avoir rencontré, tu as toujours été là pour moi tout au long de ces années, c’est à toi que je dois une énorme partie de tout ce que je maitrise en biologie moléculaire et je ne t’en remercierai jamais assez. Je tenais aussi et surtout à te remercier pour ton amitié sans failles. Tout simplement Merci !

Merci aux membres des autres services pour leur soutien, leur dynamisme et leur sympathie. Une attention particulière pour Anna et Jacques (pour votre amitié et votre soutien), Laure (pour le confocal), Benoît (pour les HMTase assays), Emilien, Vicky et Christiane (pour le microscope Fluo et surtout le X20) et Coco et Marylin… qui m’ont chacun aidé à leur manière.

Je souhaite sincèrement remercier le Pr Michel Rouquette (Lycée de L’Europe Dunkerque, France), ainsi que les Pr Jean-Pierre Vilain et Jean-François Bodart, pour leur amour de la Science et de la Recherche qu’ils ont su me transmettre depuis toutes ces années, ainsi que les membres du laboratoire des signaux de division de Lille 1 notamment ma petite Arlette, Matthieu, Katia, Edith et Rémy qui m’ont initié à ce merveilleux modèle expérimental qu’est le Xénope.

À ma Nanou, ma petite Emma, Hatim et Abdel, pour leur convivialité, leur présence, leur soutien et surtout leur amitié, j’adresse mes sincères remerciements.

Je ne peux oublier de remercier la Famille Outters, nos voisins et amis depuis prés de 23 ans, qui m’ont vu grandir, m’épanouir et qui ont toujours été là pour moi. Et oui, il est loin le temps du « Euh ! Vous peindez Monsieur Jean-Luc ».

Enfin, je remercie tout naturellement ma mamoune Béatrice Raulx, mon père Said-Habib Mahamoud, et toute ma famille plus particulièrement mes sœurs Amandine et laure, mon frère Zakari, mon oncle Fabrice et ma tante Carole, mon beau-frère Fred ainsi que mes nièces (Flavie, Jeanne, Juliette et Bénédicte) et mon neveu Thibault. Malgré la distance et les difficultés, vous avez toujours cru en moi, m’avez soutenu et conforté dans mes choix. Je ne vous en remercierai jamais assez !

Tout simplement je vous aime!

TABLE DES MATIERES

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TABLE DES MATIERES

REMERCIEMENTS ....................................................................... i ABBREVIATIONS ......................................................................viii RESUME.......................................................................................... x AVANT PROPOS ..........................................................................xi I) INTRODUCTION....................................................................... 1 1. Développement du système nerveux des vertébrés .................. 1 1.1. Généralités........................................................................................ 1 1.2. Développement, anatomie et fonction de la moelle épinière ....... 2 1.2.1 Formation de la moelle épinière ......................................................................2 1.2.2. Structure interne et diversité neuronale de la moelle épinière ....................4 1.2.2.1. Les neurones inhibiteurs et excitateurs .........................................................5 1.2.2.2. Diversité neuronale selon les axes A/P et D/V ..............................................5 1.2.3. Fonction de la moelle épinière .........................................................................6 1.2.3.1. Les interneurones dorsaux et la transmission des informations sensorielles ...................................................................................................................7 1.2.3.2. Les interneurones ventraux et les mouvements de locomotion ...................8 1.2.3.3 Lésions et maladies associées à la moelle épinière ....................................... ç 1.3. Mécanismes moléculaires contrôlant la balance entre prolifération et différenciation des progéniteurs neuraux.................. 9 1.3.1. La polarité apico-basale, l’orientation du fuseau mitotique et les divisions symétriques/ asymétriques des progéniteurs neuraux .........................10 1.3.2. La migration nucléaire intercinétique ..........................................................11 1.3.3. L’inhibition latérale .......................................................................................11 1.3.3.1. Les gènes proneuraux ..................................................................................11 1.3.3.2. La voie Notch ................................................................................................12 1.3.4. Régulation du cycle cellulaire .......................................................................13 1.3.4.1. Phases du cycle cellulaire, points de contrôle et complexes Cycline/CDK ..............................................................................................................13 1.3.4.2. Régulateurs du cycle cellulaire et différenciation neuronale ....................14 1.3.4.3. Facteurs de transcription et dynamique du cycle cellulaire .......................15 1.4 Mécanismes moléculaires contrôlant la diversification neuronale dans le tube neural ............................................................. 16 1.4.1. Diversification neuronale selon l’axe antéro-postérieur .............................17 1.4.1.1. L’antagonisme entre les FGFs et l’Acide Rétinoïque .................................17 1.4.1.2. Les Wnts .......................................................................................................18 1.4.2. Diversification neuronale selon l’axe D/V ....................................................18 1.4.2.1. Signaux et FT impliqués dans le développement de la partie dorsale de la moelle épinière embryonnaire ..........................................................................19 1.4.2.2. Signaux et FT impliqués dans le développement de la partie ventrale de la moelle épinière embryonnaire ..........................................................................21 1.4.3. Facteurs impliqués dans la spécification des différents types et sous-type neuronaux de la moelle épinière.............................................................23 1.4.3.1. Cas des interneurones dorsaux Dl4 .............................................................23 1.4.3.2. Cas des interneurones ventraux V1 .............................................................23

TABLE DES MATIERES

iv

2. Les facteurs de transcription PRDM ...................................... 25 2.1. Structure ........................................................................................ 25 2.1.1. Le domaine PR ...............................................................................................26 2.1.2. Les ZnF ...........................................................................................................26 2.2. Mode d’action ................................................................................ 27 2.2.1. Liaison à l’ADN ..............................................................................................27 2.2.2. Activité HMTase intrinsèque.........................................................................28 2.2.3. Activité HMTase non intrinsèque et interaction protéique .......................28 2.3. Expression et fonction des Prdm dans le développement embryonnaire ........................................................................................ 29 2.3.1. Prdm1 ...............................................................................................................30 2.3.2. Prdm3 ...............................................................................................................30 2.3.3. Prdm4 ...............................................................................................................31 2.3.4. Prdm8 ...............................................................................................................31 2.3.5. Prdm14 .............................................................................................................32 2.3.6. Prdm16 .............................................................................................................32 2.4. Implication des PRDM dans les maladies humaines .................. 33 2.4.1. Prdm et cancers ...............................................................................................33 2.4.2. Prdm et autres maladies humaines................................................................34 2.5. Les facteurs de transcription PRDM12 et PRDM13 .................. 35 2.5.1. Prdm12 .............................................................................................................35 2.5.2. Prdm13...................................................................................................36 3. Modèles et approches expérimentales utilisés ........................ 38 3.1. Le modèle Xénope.......................................................................... 38 3.2. Le modèle poulet ............................................................................ 40 II) OBJECTIF DE LA THESE.................................................... 42 III) RESULTATS.......................................................................... 43 1. Prdm12 spécifie les interneurones V1 via des interactions cross-répressives avec les facteurs Dbx1 et Nkx6 dans la partie ventrale de la moelle épinière embryonnaire de xénope............................................................................................. 43 1.1. Identification de Prdm12 et caractérisation biochimique de la protéine............................................................................................................43 1.2. Expression de Prdm12 au cours du développement embryonnaire chez le xénope, le poulet, le poisson-zèbre et l’amphioxus .........................44 1.3. L’expression de Prdm12 est dépendante de l’acide rétinoïque et du gène Pax6 dans la partie ventrale de la moelle épinière embryonnaire..................................................................................................44 1.4. L’expression de Prdm12 dans les interneurones V1 est réprimée par Shh, la voie Notch et les gènes proneuraux..........................................44 1.5. Prdm12 est restreint au domaine p1 via l’action répressive des facteurs de transcription Dbx1 et Nkx6 ......................................................45 1.6. Prdm12 affecte l’expression des gènes de la spécification de la

TABLE DES MATIERES

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partie ventrale de la moelle épinière et fonctionne comme déterminant de la destinée V1 .............................................................................................46 1.7. PRDM12 agit comme répresseur et les domaines PR et ZnF sont requis pour son activité..................................................................................46 1.8. La surexpression de Dbx1 ou de Nkx6.1/2, bloque l’activité de PRDM12 et leur knockdown est suffisant pour augmenter ......................46 1.9. Des expériences de RNAseq et de ChiP-seq suggèrent que Prdm12 initie le programme complet de différenciation des V1 et qu’il réprimerait directement l’expression des gènes Dbx1 et Nkx6 .........47 1.10. Conclusions ............................................................................................47

2. Prdm13 fonctionne en aval du complexe Ptf1a-Rbpj pour induire une destinée GABAergique dans la partie dorsale de la moelle épinière et réprimer la destinée glutamatergique ............................................................................ 49 2.1. Identification de Prdm13 et caractérisation biochimique de la protéine............................................................................................................49 2.2. Prdm13 est exprimé dans des cellules progénitrices et postmitotiques de la partie dorsale de la moelle épinière embryonnaire et de la rétine...................................................................................................49 2.3. Ptf1a active l’expression de Prdm13 dans la moelle épinière et la rétine............................................................................................................49 2.4. PRDM13 est requis en aval de Ptf1a pour la répression du marqueur glutamatergique Tlx3 et l’induction du marqueur GABAergique Pax2 et régule négativement sa propre expression ............50 2.5. PRDM13 bloque la capacité du facteur proneural Neurog2 à induire Tlx3 dans des explants de calottes animales ...................................50 2.6. La surexpression de Prdm13 bloque l’expression de marqueurs neuronaux glutamatergiques et induit celle de marqueurs GABAergiques dans la partie dorsale de la moelle épinière de poulet .....50 2.7. Conclusions ..............................................................................................51

3. Expression et régulation des gènes Prdm8 et Prdm14 dans la plaque neurale de l’embryon de xénope ........................ 52 3.1 Prdm8.........................................................................................................52 3.2. Prdm14......................................................................................................52 IV) DISCUSSIONS ET PERSPECTIVES.................................. 54 1. Prdm12 et la neurogenèse dans la moelle épinière et les ganglions trigéminaux et rachidiens........................................... 54 1.1. Régulation de Prdm12 dans la moelle épinière .....................................54 1.2. Fonction de Prdm12 dans la moelle épinière........................................55 1.3. Mécanismes d’actions de PRDM12 .......................................................55 1.4. Prdm12 et la neurogenèse sensorielle.....................................................56 1.5. Prdm12 dans le cerveau ?........................................................................57

TABLE DES MATIERES

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2. Prdm13 et la neurogenèse dans la moelle épinière et la rétine .......................................................................................... 58 2.1. Prdm13 dans la moelle épinière : fonction et mode d’action ...............58 2.2. Rôle de Prdm13 dans la rétine ...............................................................59 3. Prdm8 et Prdm14........................................................................ 60 V) ANNEXES .................................................................................. I ANNEXE 1 : TABLEAUX PRDM ................................................ I ANNEXE 2 : MATERIEL ET METHODES .............................IX 1. Manipulations d’ADN...............................................................IX 1.1. Préparation, Purification et analyse des ADN plasmidiques........................ IX 1.2. Plasmides utilisés .............................................................................................. IX 2. Transcription et traduction in vitro ............................................XIII 2.1. Transcription des sondes ARN antisens marquées non radioactivement ................................................................................................... XIII 2.2. Transcription d’ARNm synthétiques .......................................................... XIII 2.3. Transcription – traduction couplées in vitro ............................................. XIII 3. Oligos morpholinos antisens ........................................................XIV 4. Manipulations Xénope.................................................................... XV 4.1. Obtention et manipulation d’embryons de xénope ...................................... XV 4.1.1. Obtention des embryons de Xénope............................................................ XV 4.1.1.1. Dissection des testicules............................................................................. XV 4.1.1.2. Induction de la ponte ................................................................................ XV 4.1.1.3. Fécondation in vitro et culture des embryons ........................................ XV 4.1.2. Micro-injections ..........................................................................................XVI 4.1.3. Manipulation des embryons et dissection de calottes animales ..............XVI 4.1.4. Fixation et révélation de l’activité enzymatique de la β-galactosidase ....................................................................................................XVII 4.2. Hybridations in situ sur embryons entiers ................................................XVII 4.3. Sections d’embryons................................................................................... XVIII 4.4. Fixation et immunomarquage sur explants de calottes animales...............XIX 4.5. Coloration du cartilage au Bleu d’Alcian.....................................................XIX 4.6. RT-qPCR sur les ARN totaux d’embryons de xénope ................................ XX 4.7. Analyse de protéines.......................................................................................XXI 4.7.1. Extraction des protéines totales..................................................................XXI 4.7.2. Western blot ................................................................................................XXI 5. Manipulations Poulet................................................................... XXII 5.1. Obtention et manipulation d’embryons de poulet ....................................XXII 5.1.1. Obtention et préparation des embryons de poulet .................................XXII 5.1.2. Micro-injections et électroporation........................................................ XXIII 5.1.3. Manipulation, fixation et sections des embryons de poulet pour immunomarquage ............................................................................................. XXIII 5.2. Révélation ßGal en embryon de poulet entier ..........................................XXIV 5.3. Hybridation in situ sur embryon de poulet .............................................XXIV 5.4. Marquage Immuno-Fluo sur section d’embryon de poulet...................... XXV 6. Microscopie fluo ou confocale ................................................. XXVII

TABLE DES MATIERES

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7. Bioinformatique ......................................................................XXVIII ANNEXE 3 : BIBLIOGRAPHIE...........................................XXIX ANNEXE 4 : ANNEXES DIVERS ........................................XLIV

ABREVIATIONS

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ABREVIATIONS De nombreux termes en anglais, couramment utilisés et difficiles à traduire sans en dénaturer le sens, seront en italique. Les noms latins désignant une structure anatomique seront également en italique. Les abréviations désignant des noms propres, des facteurs de transcription ou des lignées cellulaires par exemple, ne seront pas toutes détaillées. Ac Anticorps ADN Acide desoxyribonucléique AR Acide rétinoïque ARN Acide ribonucléique ARNm ARN messager Axe A/P Axe antéro/postérieur Axe D/V Axe dorso/ventral Axe R/C Axe rostro-caudal bHLH Basic helix loop helix (basique hélice bouce hélice) BMP Bone morphogenetic protein BMPRI Récepteur BMP de type I BMPRII Récepteur BMP de type II BrdU Bromodéoxyuridine Cdk Cyclin dependant kinase (kinase cycline dépendante) Chx10 ceh-10 homeo domain containing homolog -1 Ci Cubitus interruptus CKIs Cyclin kinase inhibitors (inhibiteurs des kinases de cyclines) Dbx1 developing brain homeobox 1 dI1-6 Dorsal interneurons (interneurones dorsaux domaine 1-6) dIL Late Born Dorsal interneurons (interneurones dorsaux tardifs) Dll1,3,4 Ligands Delta 1, 3, 4 En1 Engrailed 1 EnR Domaine répresseur Engrailed de drosophile Evx1/2 Even skipped homeobox 1/2 FGF Fibroblast growth factor FGFR FGF receptor (récepteur au FGF) FP Floor plate (plancher) FT Facteurs de transcription GABA Acide gamma-aminobutyrique Hb9 Homeobox gene 9 (ou Hlxb9) HD Homéodomaine HES Hairy et enhancer of split HLH Helix loop helix (motif hélice boucle hélice) HMC Hypaxial motor column (Colonne motrice Hypaxial) HMTase Histone méthyltransférase Ia-INs Interneurones inhibiteurs Ia INs Interneurones Jag1,2 Ligands Jagged1, 2 Lhx1/5 LIM homeobox 1/5 (ou Lim1/2) LMC Lateral motor column (colonne moteur latérale) Mash1 Mouse achaete scute homolog 1 (ou Ascl1) Math1 Mouse atonal homolog 1 ME Moelle épinière

ABREVIATIONS

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MMC Medial motor column (colonne motrice médiale) MNs Motoneurones MO Morpholino Ngn Neurogénines (Neurog) NICD Notch intracellular domain (domaine intracellulaire de Notch) NKX6.1/2 NK6 homeobox 1/2 N-tub ßIII-Ntubulin (N-tubuline) p0-3 Domaine des progéniteurs des interneurones V0-V3 pd1-6 Domaine des progéniteurs des interneurones dorsaux dI1-6 PGC Preganglionic column (colonne pré-ganglionnaire) pMN Domaine des progéniteurs des motoneurones PMTs Protéines à activité HMTase PR PRD1-BF1/ RIZ1 PRD1-BF1 Positive regulatory domain I-binding factor 1 PRDM PR-domain containing methyltransferase Ptc Récepteur Patched Ptf1a Pancreas transcription factor 1a RALDH-2 Retinaldehyde dehydrogenase 2 RAR Retinoic acid receptor (Récepteur acide rétinoïque) Rb Rétinoblastome RBPJ Recombining binding protein J kappa RC Renshaw cells (cellules de Renshaw) RIZ1 retinoblastoma-interacting zinc finger protein 1 RNAi RNA interference (ARN interférent) RP Roof plate (toit) SET Su(var)3–9, Enhancer of zeste (E(z)) and Trithorax (trx) SHH Sonic hedgehog Smad Protéines apparentées aux protéines SMA et MAD SN Système nerveux SNC Système nerveux central SNP Système nerveux périphérique TGF- ß Transforming growth factor beta TN Tube neural V1-3 Interneurones ventraux (domaine 1-3) VP16 Domaine transactivateur fort du virus herpes simplex type II WNT Wingless integrated ZI Zone intermédiaire ZM Zone marginale ZV Zone ventriculaire

RESUME

x

RESUME

La moelle épinière assure la transmission des messages nerveux entre l’encéphale et le reste du corps et assure la coordination des mouvements rythmiques de la locomotion. Elle est constituée d’un grand nombre de types différents d’interneurones et de neurones moteurs, organisés en circuits neuronaux. Les circuits impliqués dans la transmission des informations sensorielles et dans les mouvements des membres sont localisés respectivement dans les parties dorsale et ventrale de la moelle épinière. Les mécanismes moléculaires contrôlant la spécification de ces différents types de neurones dans la moelle épinière restent actuellement mal connus. Au cours de mon travail de thèse, je me suis intéressée à la famille des gènes Prdm (PR Domain containing methyltransferase). Ces gènes sont conservés évolutivement. Ils codent pour des facteurs de transcription jouant des rôles importants dans le développement embryonnaire et sont fréquemment impliqués dans des maladies chez l’Homme. Ces facteurs sont caractérisés par la présence d’un domaine PR semblable au domaine SET trouvé dans des protéines à activité histone méthyltransférase et d’un nombre variable de doigts à zinc. Je me suis focalisée essentiellement sur les gènes Prdm12 et Prdm13, des gènes exprimés de manière précoce et localisés dans le système nerveux en développement et dont la fonction était totalement inconnue. Nos résultats ont montré que l’expression de Prdm12 dans la partie ventrale de la moelle épinière est dépendante de l’acide rétinoïque et du facteur de transcription Pax6 et que Prdm12 est restreint au domaine p1 via l’action répressive des facteurs de transcription Dbx1 et Nkx6 exprimés dans les domaines de progéniteurs adjacents. Prdm12 fonctionne comme déterminant de la destinée des interneurones V1, des interneurones impliqués dans le contrôle des mouvements de la locomotion et essentiels à la survie des neurones moteurs. Prdm12 agirait en réprimant, probablement directement, l’expression des gènes Dbx1 et Nkx6.1/2, ses domaines PR et ZnF étant tous deux requis pour son activité. Nos données indiquent aussi que Prdm13, qui est exprimé dans la partie dorsale de la moelle épinière, constitue une cible directe du complexe Ptf1a-Rbpj et qu’il est requis en aval de Ptf1a pour une balance correcte des neurones glutamatergiques et GABAergiques. Elles suggèrent que Prdm13 fonctionnerait, au moins en partie, en bloquant l’activité d’autres facteurs proneuraux tels que Ngn2 (Neurog2) ou Ascl1 (Mash1) présents dans la partie dorsale de la moelle épinière et qui induisent une destinée excitatrice glutamatergique.

AVANT PROPOS

xi

AVANT PROPOS

Au fil des siècles et des découvertes technologiques et scientifiques, le nombre

et la variété des animaux « modèles » ont augmenté. L’utilisation des invertébrés

(drosophile, nématode, oursin...) et surtout des vertébrés (grenouille, poulet, souris,

rat...) notamment des primates, a fait de l’expérimentation animale un sujet sensible et

très réglementé. Les avantages et inconvénients de chaque espèce et la réglementation

éthique stricte ont fait de certains organismes, des modèles de choix pour la

physiologie, la génétique ou encore le développement embryonnaire.

Utilisés depuis des siècles, Xenopus laevis et Gallus gallus domesticus appelés

plus couramment le xénope et le poulet, sont deux modèles de choix pour l’étude du

développement embryonnaire, et notamment pour la formation du système nerveux.

Etudié depuis des décennies, le système nerveux central constitué de

l’encéphale et de la moelle épinière, est loin d’avoir livré tous ses secrets. Centre de

toutes les fonctions vitales, le cerveau reste l’organe le plus complexe du corps

humain. La moelle épinière est quant à elle le premier relai somatosensoriel entre les

organes périphériques et le cerveau et le centre de la rythmicité motrice des vertébrés.

Mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la formation et les fonctions de la

moelle épinière est un prérequis pour l’amélioration et/ou l’élaboration de nouveaux

traitements thérapeutiques de certaines maladies et lésions liées à un

disfonctionnement de la moelle épinière tels que l’hyperalgésie, la paraplégie et pour

réparer des lésions de la moelle épinière.

Au cours de ses 5 dernières années, j’ai été accueillie au sein du laboratoire de

Génétique du développement du Professeur Eric Bellefroid qui étudie les mécanismes

moléculaires contrôlant la transition des progéniteurs neuraux en neurones et la

diversification neuronale au cours du développement du système nerveux des

vertébrés. Au cours de ma thèse, je me suis intéressée aux mécanismes moléculaires

contrôlant la spécification neuronale dans la moelle épinière, en me focalisant sur le

rôle de deux facteurs de transcription, Prdm12 et Prdm13, dont la fonction était

totalement inconnue.

Nous avons ainsi pu montrer l’implication et l’importance de la fonction de (1)

Prdm12 dans la spécification des interneurones V1 de la partie ventrale de la moelle

épinière, des interneurones impliqués dans la survie des motoneurones et les

AVANT PROPOS

xii

mouvements de locomotion et (2) de Prdm13 en aval du facteur de transcription Ptf1a

au sein de la moelle épinière, dans la balance entre les neurones GABAergiques et

glutamatergiques.