Thème - bu.univ-ouargla.dz · Année universitaire : 2014/2015. Dédicace ... ILSU : infection...
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UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA
Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie
Département des SciencesBiologique
Mémoire Envuedel’obtentiondudiplômede
MASTERACADEMIQUE
Domaine : Science de la Nature et de la Vie
Filière: Biologie
Spécialité : Microbiologie fondamentale et appliquée
Présente par :Bali Teissir
Djebbas Abir
Thème
Résistance aux antibiotiques des Staphylocoques
formant un biofilm sur les implants médicaux
Soutenu publiquement
Le : 11/06/2015
Devant lejury :
Mme. Ould el hadj-khelil A P.R- Président UKM Ouargla
Melle. Djelloul-Daoudji S M.A.A- Encadreur UKM Ouargla
M Bouricha M M.A.A- Examinateur UKM Ouargla
Année universitaire : 2014/2015
Dédicace A la bougie de ma vie, la fleur de mes jours, A ma chère
maman qui n’a jamais cessé de ménager ses efforts pour que
j’atteigne ce niveau. Ses sacrifices et privations ne l’ont pas
empêché d’accomplir son devoir de mère soucieuse de
l’avenir de ses enfants.
A mon père qui a sacrifie sa vie pour notre instruction.
A ma cher frère : Salah el Dinne
A mes chères sœurs : Sabrine, chaima, Halima, lobna pour
leurs disponibilités, leurs encouragements.
A mon époux et mon moitié Azzedine, pour avoir toujours
été là quand j’en avais besoin et pour avoir su comprendre
les concessions et les sacrifices.
Ton amour, ton soutien, ta patience, ta compréhension et le
réconfort que tu m’as apporté auront été irréprochables. Ce
mémoire est aussi le tien.
A ma petite rimasse hanine, qui illumine mes journées en
toutes circonstances.
A toute ma grande famille : Djebbas
A tous mes camarades de promotion Microbiologie
A ma chère amie Zineb
A Mes adorable amies : Teissir, Hayet, Khadidja,
Madjda, Fatma, Kahina, Iman, Zohra.
Djebbas Abir
Dédicaces
A mes parents, ma source d’inspiration.
Vous qui avez toujours cru en moi, retrouvez ici, toute mon
affection et ma reconnaissance.
Merci pour tout ce que vous avez fait pour nous.
A mes frères .
A mes oncles et mes tantes.
A la mémoire de mon défunt grand-mère.
A toute la famille BALI.
A mes amies et collègues.
A tous ceux qui m’aiment.
Bali Teissir
REMERCIMENT
Je tiens tout d’abord à remercier le Bon Dieu tout puisant de m’avoir aidé à
réaliser ce modeste travail.
Je remercie Melle Djelloul-Daoudji Soumia maitre conférence au département
des sciences à la faculté des sciences de la nature et de la vie et sciences de la
terre et univers à l’université de Kasdi Merbah- Ouargla en tant que ma
promotrice de thèse pour son soutien, sa disponibilité et sa confiance tout au
long de ce travail de recherche.
J’adresse mes sincères remerciements au président du jury, Mme OULD EL
HADJ-KHELIL A. maitre conférence à l’université de Kasdi Merbah- Ouargla
et remercie l’examinateur du jury M.BOURICHA M. maitre conférence à
l’université de Kasdi Merbah- Ouargla pour m’avoir fait l’honneur de juger ce
travail de thèse.
Ce travail de thèse a été réalisé à laboratoire de l’hôpital d’EL-OUED et
Touggourt.et Je tiens à exprimer ma profonde reconnaissance à toute l’équipe
des infermières des services de chirurgie femme, médecine homme, médecine
femme, Réanimation, Néphro-hémodialyse, des maladies infectieuses et à tous
les malades.
Enfin, nous adressons nos vifs remerciements à tous les enseignants et les
étudiants de mon promotion de la microbiologie.
Liste des abréviations
AAP : Accumulation-Associated Protein
Agr :accessory gene regulator
AN : Amikacine
C : Chloramphénicol
CD : Clindamycine
ClfA : Clumping factor A
ClfB :, Clumping factor B
CMI : Concentration Minimale Inhibitrice
DM :dispositif médical
DO : Densité Optique
E : Erythromycine
EPS :extrapolymeric substances
FA : Acide Fusidique
FnbpA,Fnbp B :fibronectin-binding proteins
Fos : Fosfomycine
GN : Gentamicine
ica : IntraCellular Adhesin
ILC : infection liée au cathéter
ILCC : infection liée cathéter central
ILCP : infection liée cathéter périphirique
ILD :infection liée drain
ILDM :infection liée dispositif médical
ILSU : infection liée sonde urinaire
KTC : cathéter central
KTP : cathéter périphérique
MSCRAMM :Microbial Surface Components Recognizing Adhesive Matrix Molecule
OX : Oxacilline
P : Pénicilline G
PAI : peptide auto-inducteur
PIA : polysaccharide intercellular adhesin
PM : Pristinamycine
S : Streptomycine
SCN : Staphylocoque à coagulase négative
SSP-1, SSP-2 : Staphylococcal surface proteins
TCP : culture de tissu en plaque
TM : méthode en tube
UFC : Unité Formant Colonie
VA : Vancomycine
Liste des tableaux
Tableau 01 : Protéines de surface impliquées dans l’adhésion (brun, Bes,
2000 ;Gomez et al., 2004).
05
Tableau 02 : toxi-infection staphylococciques et impliquées(Brun, Bes,
2000 ;Dinges et al., 2000) .
06
Tableau 03 : Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés
(CASFM, 2010)..
20
Tableau 04 : Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de El-Oueds selon
les services .
23
Tableau 05 : Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de Touggourt selon
les services .
23
Tableau 06 : Résultats de pré-identification par les techniques microbiologiques
standards.
26
Tableau 07 : Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature du
dispositif médical à l’hôpital de El-Oueds .
27
Tableau 08 : Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature des
dispositifs médicaux à l’hôpital de Touggourt.
28
Tableau 09 : résultats d’antibiogramme pour les 17 espèces appartenant au genre
Staphylococcus isolées à partir du l’hôpital de El-Oued.
29
Tableau 10 : résultats d’antibiogramme pour les 14 espèces appartenant au genre
Staphylococcus isolées à partir du l’hôpital de Touggourt.
32
Tableau 11 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoques par la
méthode TCP
36
Tableau 12 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode
TM
37
Tableau 13 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode
RCA
38
Tableau 14 : Dépistage des 31 souches de staphylocoques isolées pour la détection
de la formation de biofilm par les trois méthodes TCP, TM et RCA
40
Liste des figures
Figure 01 : Facteurs de virulence chez Staphylococcus aureus (Al alam, 2008) . 04
Figure 02 : Principales étapes de développement d’un biofilm (Bridier et al.,
2011) .
10
Figure 03 : Images obtenue par microscopie électronique de cellules de S. aureus
adhérentes et formant des biofilms chez l’hôte sur une valve cardiaque
(à gauche) (Boles et Horswill, 2011) et image en microscopie
électronique d’un cathéter en silicone colonisé par un biofilm ( à droite)
(Jones et al., 2006) .
12
Figure 04 : Principales étapes de formation du biofilm de Staphylococcus
epidermidis sur un implant transcutané (vonEiff et al., 2002). .
14
Figure 05 : Les trois mécanismes de résistance du biofilm aux antibiotiques
(Costerton, Stewart et al. 1999) .
16
Figure 06 : Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative
et Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital EPH Ben Amor
Djilani d'El Oued.
30
Figure 07 : Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative
et Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital Slimane Amirat de
Touggourt .
33
-
Introduction
1
Introduction
Depuis plusieurs années le biofilm est reconnu comme la forme de développement
majoritaire des bactéries dans la nature. En effet, ce mode de développement confère aux
bactéries de nombreuses protections vis-à-vis des différents stress environnementaux. Il se
trouve que ce mode de croissance est souvent associé à des problèmes de santé publique tels
que la formation de biofilms contenant des bactéries opportunistes dans les réseaux d’eau, sur
les dispositifs médicaux (cathéters, endoscopes…) ou encore les muqueuses du corps humain.
Une fois le biofilm formé il est très difficile de l’éliminer. Un des exemples les plus connus de
micro-organismes générant ce type de biofilms est le biofilm formé par les Staphylocoques .
L’usage des dispositifs médicaux est important dans le traitement des maladies chroniques
toutefois la multiplication bactérienne sur ces dispositifs implantables peut être à l’origine de
nombreuses pathologies nosocomiales notamment lors d’interventions invasives (prothèses,
cathéters …).(Bougle ,2003).
Les principales espèces responsables de ces infections sont les Staphylococcus
epidermidis et Staphylococcus aureus , leur principal facteur de virulence est leur capacité à
former un biofilm .Le problème majeur avec cette forme de vie est qu’elle confère une
résistance importante aux antibiotiques et aux attaques du système immunitaire.
Toutes les études et les preuves s’accumulent pour reconnaitre que le biofilm est un
véritable bouclier à l’action des antimicrobiens, d’autant plus que la propagation des souches
multirésistantes ces dernières années. 65% des infections bactériennes sont dues à la
formation des biofilms qui constituent un véritable problème de santé publique (Espinasse et
al., 2010).
Dans ce contexte, notre étude a été entreprise à l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et
l’hôpital D’El Oued,les objectifs de notre travail étaient :
Rechercher et détecter les dispositifs médicaux infectés en utilisant la méthode
quantitative décrite par Brun-Buisson (1987) ;
Isoler et identifier les bactéries à Gram positif responsables d’ILDM ;
Etudier le profil de résistance des staphylocoques isolés ;
Evaluer la capacité des souches de Staphylococcus isolées à adhérer et à former de
nouveaux biofilms en utilisant trois techniques TCP , TM et RCA
Montrer l'influence des types de positifs médicaux utilisés ainsi que la durée de portage
dans la survenue d'une infection
Synthèse bibliographique
2
I-Les Staphylocoques
1. Description et identification
Les staphylocoques sont des germes ubiquitaires et commensaux, ils représentent près
de 50% des bactéries aérobies isolées sur la tête, les aisselles, les bras, les jambes et dans les
narines. Ils jouent un rôle important dans l’équilibre physico-chimique de la peau et
constituent une barrière contre les bactéries de la flore transitaire(Davido ,2010).
Leurs distributions sur la peau n’est pas uniforme. Il existe des niches préférentielles qui
témoignent d’une adaptation de certaines espèces aux différentes régions de la peau
(Corbière Morot-Bizot, 2006).
Le critère de base de la classification des espèces de staphylocoques reste la
production de coagulase libre, enzyme responsable de la coagulation des sérums humain et
cunicole. On distingue ainsi sept espèces et sous-espèces à coagulase positive dont S. aureus
(SCP) et quarante à coagulase négative (SCN) (Bascomb et Manafi, 1998).A la différence de
Staphylococcus aureus, les staphylocoques « blancs » principalement Staphylococcus
epidermidis (70%), font naturellement partie des flores cutanéo-muqueuses de l'homme. Ces
staphylocoques sont potentiellement pathogènes essentiellement dans certaines circonstances :
implantation de corps étrangers et/ou déficit immunitaire. (Anonyme, 2006-2007)
2. Pathogénicité
Les facteurs pathogènes sont nombreux chez les staphylocoques. Ils sont codés par
des gènes localisés sur le chromosome ou sur les éléments génétiques mobiles (Figure1)
(Fomba, 2006). Ces facteurs codent pour des protéines de surface ou des exoproteines et
permettent à la bactérie de combattre le système immunitaire, d’adhérer aux cellules, de se
disséminer dans le corps mais aussi d’utiliser les nutriments et l’énergie disponible
(Chevalier, 2009)
Synthèse bibliographique
3
Figure1.Facteurs de virulence chez Staphylococcus aureus (Al alam, 2008)
2.1 facteurs de virulence cellulaire
L’adhérence bactérienne à la surface des cellules épithéliales des muqueuses
représente la première étape menant à la colonisation et, éventuellement, à l’invasion de
l’hôte. L’adhésion de S. aureus aux molécules de l’hôte (ou aux surfaces inertes de type
cathéters) est médiée par des adhésines qui sont aussi appelées MSCRAMMs (Microbial
Surface Components Recognizing Adhesive Matrix Molecules), elles sont solidement ancrées
au peptidoglycane (Jidar, 2007).
Les adhésines de S. aureus les mieux caractérisées sont les protéines de liaison à la
fibronectine, FnBPA et FnBPB, la protéine de liaison au collagène Cna, les protéines de
liaison au fibrinogène (Clumping factor) ClfA et ClfB, et la protéine A (SpA pour
staphylococcal protein A) (Foster et Hööker, 1998; Corrigan et al., 2009; Burke et al., 2010).
Ces protéines de surface jouent un rôle dans la capacité du staphylocoque à coloniser les
tissus en se fixant aux cellules et à la matrice extracellulaire [(Planchon, 2006) ;(Clement,
2009)].
Les adhésines ont des récepteurs spécifiques différents ce qui pourraient expliquer les
différentes formes cliniques des infections à S. aureus (tableau 1) (Brun, Bes, 2000; Gomez et
al., 2004).La résistance à la phagocytose passe par la formation de biofilm et l’intégration
intracellulairede S. aureus, en particulier dans les cellules endothéliales (Lowy 2000, Jones
Synthèse bibliographique
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2001). Ces processus peuvent expliquer la résistance de la bactérie aux antibiotiques même si
elle est sensible in vitro.
Tableau 1. Protéines de surface impliquées dans l’adhésion
(Brun, Bes, 2000; Gomez et al.,2004)
Les capacités d’adhésion des staphylocoques aux cellules humaines, aux matrices
extracellulaires et aux corps étrangers sont des facteurs essentiels des processus de
colonisation et d’infection, aboutissant à la formation de ces communautés structurées de
cellules bactériennes entourées d’une matrice polymérique autoproduite et adhérant à une
surface inerte ou vivante, que sont les biofilms (Costerton et al.,1999).
2.2.Facteurs de virulence sécrétés
Les staphylocoques sécrètent une quantité impressionnante de toxines et d’enzymes
hydrolysant différents constituants cellulaires .Ces toxines et enzymes extracellulaires
contribuent à la pathogénie des staphylocoques (Arvidson ,2000).
La pathogénicité de S. aureus est essentiellement due à l’expression de plusieurs
facteurs de virulence (Tableau 2). S. aureus sécrète des enzymes qui lui permettent de
dégrader les tissus humains et qui favorisent l’extension du foyer infectieux (Dinges et al.,
2000; Bien et al., 2011),ayant une activité protéase, hyaluronidase, collagénase, lipase, ou
nucléase. Ces exoprotéines sont impliquéesdans la destruction des tissus de l’hôte et dans
l’extraction de nutriments (Dinges et al.,2000).
S. aureus produit plusieurs toxines cytolytiques ayant la capacité de détruire les
cellules de la défense de l’hôte en formant des pores au niveau des membranes cellulaires.
Parmi elles, on peut citer les hémolysines (α-δ), les peptides PSM (phenol-soluble modulins)
ou «phenol-soluble peptides», la leucocidine de Panton Valentine (LPV), et la leucocidine
LukE-LukD. En plus des toxines cytolytiques citées ci-dessus, certaines souches de S. aureus
Synthèse bibliographique
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produisent également des toxines à activité épidermolytique (exfoliatines ou épidermolysines
ETA, ETB et ETD), et des protéines CHIPS (Chemotaxis Inhibitory Proteins of
Staphylococci) dont l’action est d’inhiber le chimiotactisme des neutrophiles et des
monocytes. D’autres souches de S. aureus produisent des toxines (superantigènes)
responsables de syndromes spécifiques (entérotoxines A-E et toxine du choc toxique
staphylococcique 1 [TSST-1]) (Dinges et al., 2000; Bien et al., 2011). La majorité des
souches cliniques produisent une capsule polysaccharidique qui confère à la bactérie la
capacité de résister à la phagocytose (O’Riordan et Lee, 2004).
Tableau 2. Toxi-infections staphylococciques et toxines impliquées (Brun, Bes, 2000;
Dinges et al., 2000)
La pathogénie des infections à staphylocoque à coagulase négative, bien qu’encore
mal connue, diffère sensiblement de celle des infections à S.aureus. Les infections à
S.epidermidis
sont caractérisées par deux éléments : elles sont souvent associées à un corps étranger, et
comme pour la plupart des infections à SCN, évoluent sur un mode indolent, subaigu.
S.epidermidis produit en effet beaucoup moins d’enzymes et de toxines que S. aureus (Von
Eiff et al.,2002) .
Staphylococcus aureus et les Staphylococcus epidermidis sont les germes les plus
fréquemment responsables d'infections à corps étrangers, tels que les cathéters
intravasculaires, les valves cardiaques prosthétiques et les prothèses ostéo-articulaires (Pittet
et Wenzel ,1995 ;Tattevin et al.,1999).
Synthèse bibliographique
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II. Les Biofilms bactériens
1.Le biofilm est le mode de vie majoritaire des microorganismes
Les biofilms sont présents sur terre depuis des milliards d’années .Toute surface solide
en contact avec un fluide contenant des bactéries sont susceptible d’être support d’un biofilm.
Certains estiment qu’il représente le mode de vie de plus 99% des bactéries terrestres
( DuPont ,1997).
L’existence du mode de vie en biofilm a été envisagée depuis les travaux de Henrici et
Zobell au début des années 40 (Henrici, 1933; Zobell, 1943). Ce n’est qu’à partir des années
1980 que ce concept a été généralisé à des environnements variés par Bill Costerton
(Costerton, 1978). Depuis, l’intérêt pour la recherche scientifique sur les biofilms croît de
manière exponentielle : plus de 5000 publications sur le sujet sont recensées entre 2000 et
2010 (Karunakaran et al., 2011).
Il n’existe pas de consensus absolu sur la définition d’un biofilm et il est encore
possible de trouver quelques divergences suivant les auteurs (Costerton, 1999).
Le biofilm bactérien peut se définir comme une communauté de microorganismes
enrobés d'une matrice hydratée, riche en polymères extracel lul aires, et en contact avec une
surface (Filloux et Vallet, 2003). L'organisation, la forme, et la densité de ces assemblages ne
sont pas liées au hasard, cette construction est une réponse aux variations des conditions
écologiques (Melchiour et al., 2006). Ce sont des communautés hétérogènes, qui peuvent
se composer d'une seule espèce de bactéries ou de champignons ou, plu; fréquemment, ils
peuvent être polymicrobiens (Phillips et al., 2011).
Ce comportement des bactéries apparaît comme une réponse adaptative à un
environnement plus ou moins hostile, il conduit à des modification des fonctions
métaboliques et de l'expression des facteurs de virulence, ainsi qu'une sensibilité diminuée
aux moyens de défense naturels ou non de l'hôte, favorisant ainsi aux bactéries de nombreux
avantages (Davey et O'Toole, 2000) .
Synthèse bibliographique
7
2. Les principaux constituants du biofilm
Les constituants essentiels d’un biofilm sont les micro-organismes agglomérés et la
matrice qu’ils synthétisent. (Clutterbuck et al. 2007). Les micro-organismes représentent 2 à
15 % du matériel du biofilm. La matrice extracellulaire représente 50 à 90 % de la masse
organique carbonée d’un biofilm. (Sutherland 2001, Branda et al. 2005). L’organisation
d’un réseau de canaux aqueux au sein du biofilm permet l’acheminement de l’oxygène et des
nutriments entre les microcolonies et vers les régions les plus enfouies, ainsi que l’évacuation
des déchets. Toutefois, un gradient de nutriments et d’oxygène existe depuis la superficie vers
la profondeur du biofilm, où l’environnement devient plus propice aux organismes évoluant
en anaérobiose. Ainsi, l’état métabolique d’une bactérie au sein du biofilm peut être
directement dépendant de sa localisation à l’intérieur de la structure (O'Toole,Kaplan et al.
2000; Tolker-Nielsen et Molin 2000; O'Toole 2003).
Les propriétés physico-chimiques de la matrice d’exopolymères sont variables d’un
biofilm à l’autre. Sa très forte teneur en eau, due à sa capacité à fixer un grand nombre de
molécules d’eau par des liaisons hydrogène, permet à certains biofilms de lutter contre la
dessiccation dans le milieu naturel. La matrice d’exopolymères joue aussi un rôle majeur dans
les propriétés de résistance aux biocides des biofilms, en se liant directement aux agents
antimicrobiens et en les empêchant de pénétrer au sein du biofilm (Donlan et Costerton
2002).
3. Formation des biofilms
Le développement du biofilm répond classiquement à trois étapes successives :
l’attachement, la colonisation et l’accroissement (Hall-Stoodley, Costerton et al. 2004).
3.1 Adhésion réversible:
L’approche des bactéries de la surface dépend des propriétés dynamiques du milieu
(vitesse d’écoulement du fluide) et des propriétés physico chimiques de la surface
(Katsikogianni et al., 2004).Le contact entre la bactérie et le substratum mettent en jeu les
forces attractives de Van Der Waals, et les forces électrostatiques répulsives (Chmielewski et
Frank, 2003).
Synthèse bibliographique
8
3.2 Adhésion irréversible:
Grace à la sécrétion d'exopolymères par les bactéries favorisant leur fixation à un
support et conduisant à des fortes interactions avec des liaisons covalentes entre les bactéries
et la surface, grâce à la présence des flagelles, des pilis et des adhésines (Vallet et ai, 2001).
La synthèse des EPS, qui débute dès les premières étapes d’adhésion, se poursuit pendant la
maturation du biofilm [(Spiers et al., 2003) ; (Kuchma et al., 2005)] et la matrice peut alors
occuper jusqu’à 75-95 % du volume d’un biofilm mature (Suci et al., 1994).
3.3 Formation de microcolonies:
Une fois l'attachement des bactéries est irréversible, les bactéries commencent à se
diviser et à former des microcolonies (Chmielewski et Frank, 2003) qui vont recouvrir toute
ou une partie de la surface (Stanley et aL, 2003). Par la suite le biofilm a une croissance
exponentielle se traduisant par une augmentation importante de son épaisseur jusqu’à former
un film hétérogène tridimensionnel [(Costerton et al., 1995) ; (Davey et O’Toole, 2000) ;
(Sauer et al., 2002)].
3.4 Maturation du biofiim:
Au sein du biofiim mature, les microorganismes sont séparés par des canaux aqueux
qui forment un réseau de circulation permettant d'une part d'acheminer l'oxygène et les
nutriments dans les régions enfuies du biofilm et d'autre part d'évacuer les déchets (Filloux et
VaIlet, 2003). le développement de ces microcolonies traduit le stade de maturation du -
biofiim et la colonisation de nouvelles surface (Roux et al., 2006).
3.5 Dispersion du biofiim:
Le détachement des bactéries se fait selon trois étapes :
- Détachement des cellules de la colonie du biofilrn
- Translocation des cellules vers un nouvel emplacement
- Fixation des cellules à un substrat dans le nouvel emplacement (Kaplan, 2010)
Synthèse bibliographique
9
Les bactéries peuvent alors migrer afin de trouver un environnement plus favorable à
leur développement. Ce phénomène n’est pas restreint au dernier stade du développement du
biofilm mais peut avoir lieu, soit par lyse cellulaire soit par le départ de cellules viables, tout
au long de la formation du biofilm et en réponse à un changement d’environnement (Donlan,
2002).La schéma suivant explique les différents stades formés un biofilm (figure 2).
Figure 2 .Principales étapes de développement d’un biofilm (Bridier et al., 2011)
3. Importance des biofilms dans le secteur médical : Le problème d’infection
nosocomiale
Les propriétés d’adhésion des micro-organismes sont si répandues que toute surface
en contact avec un liquide est rapidement colonisée .On comprend donc aisement que les
biofilms aient un impact dans de nombreux domaines.
En médecine, les biofilms ont une importance particulière car ils sont impliqués
dans un large éventail d’infections chez l’homme. Environ 65 % des infections sont
dues à des biofilms dans les pays dits développés. Les biofilms sont aussi impliqués dans
60 % des infections nosocomiales et dans toutes les infections prothétiques (Costerton et al.,
1995).
Les biofilms sont responsables d’un large éventail d’infections chez l’Homme. Plus de
80% des infections bactériennes chroniques sont associées à la présence de biofilms (Hall-
Stoodley et al., 2004).
Synthèse bibliographique
10
Ces derniers peuvent se former à la surface ou à l’intérieur des dispositifs médicaux
implantés dans l’organisme (lentilles de contact, cathéter veineux central, sonde
endotrachéale, dispositifs intra-utérins, valves cardiaques artificielles, pacemakers, cathéters
de dialyse péritonéale, sondes de tympanostomie, sondes urinaires, prothèses vocales…) ,82%
des infections nosocomiales sont dues à la présence d’implants médicaux contaminés
(Archibald et Gaynes, 1997).
La formation de biofilms dépend de plusieurs facteurs : nombre de cellules présentes,
vitesse du flux du liquide dans lequel se trouve le dispositif, propriétés physico-chimiques de
la surface (Donlan, 2001).
La liste suivante, non exhaustive, regroupe les principales infections liées à la présence de
biofilms (Lewis, 2008) :
Infections ou maladies :
o Caries dentaires,
o Gingivites,
o Péritonite,
o Mucoviscidose,
o Otite moyenne (notamment chez l’enfant),
o Ostéomyélites,
o Prostatites.
Infections nosocomiales :
• Sutures,
• Lentilles de contact,
• Port d’un implant médical :
Sonde urinaire,
Cathéter veineux central,
Sonde endotrachéale,
Sonde de gastrotomie,
Valve cardiaque artificielle,
Prothèse orthopédique,
Broches (ostéomyélite) ( Donlan , 2001)
Synthèse bibliographique
11
Figure 3. Images obtenue par microscopie électronique de cellules de S. aureus adhérentes et
formant des biofilms chez l’hôte sur une valve cardiaque (à gauche) (Boles et Horswill,
2011) et image en microscopie électronique d’un cathéter en silicone colonisé par un biofilm
( à droite) (Jones et al., 2006)
III. Biofilms à Staphylocoques
1 .Les Staphylocoques et les dispositifs médicaux
Les staphylocoques sont responsables de la grande majorité des infections causées par
des biofilms (Otto, 2008).La présence de films protéiques sur des implants médicaux en
contact direct avec un fluide favorisent la formation de biofilms. Par exemple, les cathéters
veineux centraux, en contact direct avec le sang, sont recouverts de plaquettes, de plasma et
de protéines: albumine, fibrinogène, fibronectine, laminine… (Goller et Romeo ,2008).
S. epidermidis, espèce dominante de la flore résidente de la peau, a été considérée pendant de
longues années comme une bactérie non pathogène mais l’émergence d’infections
nosocomiales à S. epidermidis sur des dispositifs médicaux a été récemment rapportée (von
Eiff et al., 2001a ; 2002). Par comparaison avec S. aureus, cette espèce exprime moins de
facteurs de virulence tels que la sécrétion de toxines ou la résistance au système immunitaire,
mais sa capacité à former des biofims très mucoïdes lui permet de devenir un pathogène
opportuniste (Fey et Olson, 2010).
2. Mécanisme de formation de biofilm de staphylocoques sur Implants médicaux
L’adhésion des staphylocoques aux dispositifs médicaux peut survenir au début après
l'implantation, ou à des instants ultérieurs, voire plusieurs mois après implantation (Rohde et
al., 2010).
Synthèse bibliographique
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La formation des biofilms est un processus en deux étapes qui nécessite l’adhérence
des bactéries à une surface, suivie de l’agglomération des cellules bactériennes entre elles,
pour aboutir à un biofilm multicouches où les cellules sont engluées dans le « slime » (
assimilé au glycocalyx produit par des souches fortement adhérente de staphylocoques) qui
progressivement va recouvrir l’ensemble du biomatériau qui sera alors colonisé (Von Eiff et
al.,1999 ;Pinna et al.,2000 ;Kodjikian et al.,2003).
L’adhésion initiale, réversible au départ, puis progressivement irréversible, est régie
par l’équilibre entre trois forces physico-chimiques fondamentales non spécifiques (van der
Waals ou hydrophobes, électrostatiques, et interactions acide/base) (Vafidis et al., 1984 ;
Characklis et Marshall,1990 ; Mack ,1999 ). Parmi les molécules impliquées dans
l’adhésion directe aux surfaces on retrouve : protéines de surface,dites microbial surface
components recognizing adhesive matrix moleculesMSCRAMM autolisine Atl E , l’acide
téchoiques ,Les protéines de surface SSP-1 (280 kDa) et SSP-2 (250 kDa) et la protéine
Biofilm Associated Protein (BAP) (Von Eiff et al.,2002)
Après l’attachement à la surface, les bactéries vont se multiplier et s’accumuler. Cette
phase est caractérisée par l’agrégation intercellulaire pouvant s’accomplir par une variété de
molécules telles que les protéines d’adhésion ou le plus souvent par les exopolymères
polysaccharidiques (Otto, 2008).
La croissance du biofilm, mieux connue pour S. epidermidis que pour S. aureus,
implique essentiellement une adhésion entre les bactéries et la synthèse de la matrice
extracellulaire. L’adhésion intercellulaire est médiée par le PIA (Von Eiff et al., 2002).
Figure 4.Principales étapes de formation du biofilm de Staphylococcus epidermidis sur un
implant transcutané (von Eiff et al., 2002).
Synthèse bibliographique
13
3.Gènes contrôlant la formation de biofilm de Staphylococcus aureus et Staphylococcus
epidermidis
L’expression de ces deux adhésines (PS/A et PIA) est codée par le locus ica (
IntraCellular Adhesin) qui contient l’opéron ica . Celui-ci est composé du gène ica ACDB et
du gène ica R qui joue un rôle dans la régulation, sûrement en tant que répresseur (Conlon et
al. ,2002 ;Cafisco et al.,2004 ; Fitzgerald et al ., 2004 ) .
Cet opéron contrôle l’expression de quatre protéines indispensables à la synthèse des
adhésines (Gelosia et al.,2001 ; Nilsdotters et al., 2005). Il est très fréquemment isolé du
génome de souches multirésistantes de Staphylococcus epidermidis à l’origine d’infections
liées à la présence d’implants, mais ne se retrouve que rarement dans celui des souches
saprophytes de la peau et des muqueuses ( Ziebhur et al ., 1997).
Le gène ica est un meilleur marqueur de la pathogénicité d’une souche que la capacité à se
multiplier et à former un biofilm (Galbart et al., 2000).
4. Résistance aux antibiotiques
La notion de «résistance» des biofilms aux antibiotiques mérite d’être clarifiée. En
effet, une souche bactérienne est définie comme étant résistante si sa croissance n’est pas
inhibée à une concentration critique (CMI) d’antibiotique généralement observée pour la
majorité des souches de l’espèce considérée. Les cellules d’un biofilm sont quant à elles
décrites comme résistantes par comparaison avec leurs homologues planctoniques. Par
ailleurs, il est parfois plus exact de parler de tolérance plutôt que d'une véritable «résistance»
lorsque le mécanisme impliqué est de nature phénotypique (adaptation des cellules à la vie en
biofilm) (Daddi Oubekka, 2012).
L’éradication d’un biofilm bactérien pose de gros problèmes cliniques, car
l’antibiothérapie active habituellement sur les bactéries à l’état planctoniques se révèle bien
souvent moins efficace sur des structures organisées en biofilm (Brooun, Liu et al. 2000;
Stewart and Costerton 2001). Les mécanismes de résistance habituels, basés sur des
modifications enzymatiques, des mutations ou des pompes membranaires d’efflux, ne
semblent pas entrer en jeu dans les résistances observées dans les biofilms bactériens (Mah et
O'Toole 2001).
Trois hypothèses principales (Figure5) sont avancées afin d’expliciter les mécanismes
de résistance des biofilms aux antibiotiques (Stewart and Costerton 2001) : La première
repose sur une notion de barrière physique qui expliquerait la pénétration lente et incomplète
Synthèse bibliographique
14
de certains antibiotiques. La seconde hypothèse est liée à l’environnement spécifique du
biofilm, dont les zones les plus profondes, riches en résidus acides et pauvres en oxygène et
en nutriments, pourraient gêner l’action de l’antibiotique. Enfin, la dernière hypothèse
s’appuie sur les modifications phénotypiques observées dans certains biofilms et dont les
micro-organismes constituants pourraient présenter des formes plus résistantes.
Figure.5 Les trois mécanismes de résistance du biofilm aux antibiotiques
(Costerton, Stewart et al. 1999)
Matériel et méthodes
15
1. Prélèvements
Ce travail a été réalisé à l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et à l’hôpital D’El
Oued. 31 souches de Staphylocoques, objet de notre étude ont été isolées entre le 11 Février
et le 25 Mai 2015 au niveau de 07 services :
-Service de réanimation.
-Service de chirurgie orthopédique.
-Service des maladies infectieuses.
-Service de chirurgie femme générale.
-Service de médecine femme.
-Service de médecine homme.
-Service de néphrologie-hémodialyse.
Les malades inclus dans cette étude, présentent une pathologie lourde nécessitant la pose de
dispositifs médicaux. Les extrémités de cathéter et sonde urinaire ont été prélevées
aseptiquement.
Technique de culture des dispositifs médicaux
Pour le diagnostic des infections du cathéter, sonde urinaire, et drain nous avons
utilisé dans cette étude une méthode qui nécessite l'ablation de ces dispositifs médicaux par la
culture quantitative de Brun Buisson (1987) qui est dérivée de la méthode de Cléri .
La technique de Brun Buisson consiste à recueillir les segments de cathéter à
analyser dans 1 ml de sérum physiologique et 5 ml pour les sondes urinaires sans
désobstruction. Après agitation au vortex 0,1 ml de la solution est reprise avec une
micropipette puis étalé sur une gélose Chapman.
2. Isolement et purification des souches de Staphylocoques isolées
L’isolement est réalisé sur gélose Chapman à 37°C pendant 48 heures .Afin de
confirmer la pureté des souches, nous avons effectué des repiquages successifs en alternant
milieu liquide (bouillon nutritif) et milieu gélosé sélectif Chapman.
Matériel et méthodes
16
3. Identification
L’identification comporte une série d’étape, se succédant le plus souvent dans un
ordre déterminé ; les souches isolées ont été identifiées par des techniques microbiologiques
standards (la coloration de Gram , catalase et test de coagulase) . Les résultats obtenus au
cours de chaque étape permettent l’orientation des démarches ultérieures.
3.1 Réalisation de la coloration de Gram (Bousseboua ,2002)
l- Etalement à partir des milieux de culture : On étale une petite goutte de culture en milieu
liquide en un film mince et régulier.
2-fixation par la chaleur : La lame, est passée dans une flamme chauffante
3-coloration de Gram : Pour l'identification des germes, la coloration de Gram est l'étape clé
dans notre travail, cette étape de l'examen direct est essentiel pour apprécier la présence et la
morphologie des germes et permet de classer les bactéries en deux grandes catégories.
-les bactéries « Gram positif» : qui gardent leur coloration violette après décoloration par
l'alcool.
-les bactéries « Gram négatif» : qui décolorées par alcool, sont teintées par la fuchsine et
apparaissent roses.
3.2 Recherche de la catalase (Garnier et Denis ,2007)
La catalase (Ferro porphyrine de poids moléculaire élevé) a la propriété de
décomposer l’eau oxygénée avec dégagement d’oxygène .C’est l’action directe de l’enzyme
qui est mise en évidence dans la masse bactérienne.
On prend une goutte d’eau oxygénée (H2O2) à 10 volumes qu’on dépose sur une lame
avec une colonie bien distincte de culture jeune de 24 h, le dégagement immédiat de bulles
d’oxygène exprime la présence d’une catalase.
Matériel et méthodes
17
H2O2 H2O+1/2 O2
3.3 Recherche de la coagulase (Garnier et Denis ,2007)
Coagulase libre
La coagulase libre est présente chez S.aureus, mais aussi peut être produite par
S.intermedius ou S.hyicus .Ce test consiste à mettre en évidence la coagulase libérée dans le
milieu extérieur.
La détection de cette coagulase s’effectue en ajoutant dans un tube à hémolyse 0.5 ml
de plasma humain et 0.5 ml d’une culture de staphylocoques de 24 h en bouillon .Le mélange
est placé à l’étuve à 37°C et est incubé pendant 24 heures. Les souches de S.aureus
provoquant la coagulation du plasma le plus souvent les trois premières heures, Un test positif
se traduit par la formation d’un coagulum.
4. Conservation des souches
Les souches sont conservées dans des tubes de gélose nutritive inclinés à une
température de 4°C (ces bactéries sont placées dans un état de vie ralentie ou
momentanément suspendue donc dans des conditions peu favorables pour leur multiplication).
5. Etude de l’antibiorésistance (CASFM ,2015)
L’étude de la sensibilité aux antibiotiques a été réalisée par la méthode de diffusion
sur milieu gélosé Mueller-Hinton selon les normes et les recommandations du comité de
l’antibiogramme de la société française de la microbiologie (CASFM).
Inoculum
- A partir d’une culture pure de 18 H sur milieu d’isolement, racler à l’aide d’une anse de
platine quelque colonies bien isolées et parfaitement identiques ;
-Décharger l’anse dans 5 à10 ml d’eau physiologique stérile à 0.9 ℅ ;
-Bien homogénéiser la suspension bactérienne, son opacité doit être équivalente à 0.5 Mac
Farland ou à une D.O de 0.08 à 0.10 lue à 625 nm ;
-L’inoculum peut être ajusté en ajoutant , soit de la culture s’il est trop faible , ou bien de
l’eau physiologique stérile s’il est tés fort ;
-L’ensemencement doit se faire dans les 15 mn qui suivent la préparation de l’inoculum.
Matériel et méthodes
18
Ensemencement
-Tremper un écouvillon stérile dans la suspension bactérienne ;
-L’essorer en le pressant fermement (en le tournant) sur la paroi interne en tube, afin de le
décharger au maximum ;
-Frotter l’écouvillon sur la totalité de la surface gélosée, sèche, de haut en bas en stries
serrées ;
-Répéter l’opération deux fois, en tournant la boite de 60° à chaque fois sans oublier de faire
pivoter l’écouvillon sur lui-même .Finir l’ensemencement en passant l’écouvillon sur la
périphérie de la gélose ;
-Application des disques d’antibiotiques ;
-Presser chaque disque d’antibiotique à l’aide d’une pince bactériologique stérile pour
s’assurer de son application .Une fois appliquée le disque ne doit pas être déplacé.
Incubation
-Mettre à l’étuve à 37 °C pendant 18 à 24 h.
Lecture
-Mesurer avec précision, les diamètres des zones d’inhibition
-Comparer ces résultats aux valeurs critiques figurant dans la table de lecture
-Classer la bactérie dans l’une des catégories : sensible, intermédiaire ou résistantes
Tableau 03: Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés (CASFM, 2010).
Antibiotiques
Testés
Symbole Charge du
Disque
Concentration
critique(mg/l)
Diamètres
critiques (mm)
S R R S
Bétalactamine:
Pénicilline
Oxacilline
P
OX
6µg
1µg
≤0.25
≤2
>16
>2
≥8
≥20
≤29
≤20
Aminosides
Gentamicine
Amikacine
GN
AK
15µg
30µg
≤2
-
>4
-
≤16
≤14
≥18
≥17
Macrolides
Erythromycines
E
15µg
≤1
>4
≥17
≤22
Matériel et méthodes
19
Lincosamides
Clindamycine
CD
2µg
≤2
>2
≥15
≤15
Streptogramines
Pristinamycine
PR
15µg
≤1
> 2
≥22
≤19
Sulfamides-
Trimethoprime
Triméthoprime/
sulfaméthoxazole
SXT
25 µg
≤16
>10
> 8/152
≤ 2/38
Glycopéptides
Vancomycine
VA
30µg
≤4
>8
≥17
-
Autres
Fosfomycine Acide
fusidique
Rifampicine
FOS
FC
RIF
200mcg
10µg
30µg
≤2
≤32
≤0,06
>16
>32
>0,5
≥15
≥14
≥29
<22
<14
<24
6. Evaluation de la formation de biofilm
6.1 Etude de la formation du biofilm par la méthode in vitro de coloration au
cristal violet sur microplaques (TCP) (Christensen et al., 1985)
Les biofilms mono-espèces (Staphylocoques) ont été développés sur des supports en
polystyrènes en utilisant des microplaques . On dépose 20µl d’une culture de nuit (trois
cultures indépendantes pour chaque espèce à l’étude) auparavant diluée 1 dans 100. Des
puits non inoculés sont utilisés comme témoin négatif (contrôle de stérilité).
Les microplaques sont par la suite incubées à 37°C pour une période de 24 heures
.On retire ensuite très délicatement la phase planctonique, les puits ont été lavés quatre fois
avec du tampon phosphate salin (TPS pH 7.2) afin de se débarrasser des bactéries flottantes
«planctonique ».Les biofilms formés par les organismes adhérents (sessile)
dans les microplaques ont été fixés avec l’acétate de Sodium (2℅), les cellules adhérentes au
support de polystyrène dans chacun des puits sont colorées avec du Crystal violet .
Matériel et méthodes
20
Les microplaques sont ensuite lavées avec de l’eau distillée stérile et séchées toute la nuit à
température ambiante.
Les cellules de staphylocoques adhérentes qui forment des biofilms sur les puits, ont
été uniformément colorées par le Crystal violet.
6.2 La méthode en tube TM (Christensen, 1982)
Le bouillon cœur cervelle avec un volume de (10ml) a été inoculé avec une quantité
de micro-organismes prélevés par anse incubé à 37°C pendant 24 heures .Au lendemain de la
culture, les tubes ont été lavés avec du TPS (pH 7, 2) et séchés. La couche de biofilm
adhérente dans chaque tube est colorée avec du Crystal violet (0.1 %).Les tubes sont ensuite
lavés avec de l’eau distillée stérile et séchés toute la nuit à température ambiante.
La formation de biofilm a été considérée comme positive lorsqu’un film visible borde le mur
et le fond du tube, les expériences ont été réalisées en triples.
6.3 La méthode du Rouge Congo Agar (zeibuber et al., 2001)
La gélose Rouge Congo Agar est un milieu très convenable pour la détection des
souches productrices de slime. Sur ce milieu les souches qui synthétisent le PIA
(Polysaccharide IntercellularAdhesion) donnent des colonies noires avec une surface rugueuse
contre des colonies de couleur rouge et à surface lisse pour les souches PIA négatives
(Ziebuhr et al., 2001). Le milieu est ensemencé avec une anse d’une suspension des souches
isolées. La lecture à été faite après 24 heures à 37°C (Jain et Agarwal, 2009).
Résultats et discussions
21
1. Prélèvements
Durant notre période d’étude, 116 prélèvements à partir des dispositifs médicaux ont
été collectées aseptiquement aux services d’hémodialyse, réanimation, chirurgie générale,
médecine général de l’hôpital de Touggourt et El-Oued dont 46 sondes urinaires, 41
extrémités des cathéters périphériques, 09 cathéters centraux, et 20 drains.
Tableau 04: Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de El-Oueds selon les
services
Service Nb de prélèvements Taux de prélèvements (%)
Chirurgie orthopédique 16 23.18
Infectieuse 04 5.79
Chirurgie femme générale 16 23.18
Médecine femme 08 11.59
Néphrologie-hémodialyse 09 13.04
Médecine homme 16 23.18
Total 69 100
Tableau 05: Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de Touggourt selon les
services
Service Nb de prélèvements Taux de prélèvements (%)
Réanimation 17 36.17
Médecine homme 09 19.14
Médecine femme 07 14.89
Chirurgie femme générale 12 25.53
Néphrologie-hémodialyse 02 4.25
Total 47 100
Résultats et discussions
22
2. Caractères bactériologiques des souches de Staphylocoques isolées
Un total de 31 souches de staphylocoques a été isolé à partir des dispositifs médicaux,
chez les patients hospitalières .08 souches ont été isolées à partir des cathéters périphériques,
20 souches ont été isolées à partir des sondes urinaires, 01 souche a été isolée à partir des
cathéters centraux, 02 souches ont été isolées à partir des drains.
2.1. Aspect des colonies
Sur gélose Chapman, nous avons observés deux aspects majeurs :
Des colonies jaunes entourées par une zone jaune;
Des colonies blanches entourées d’une zone rouge ou pourpre.
Photo1: aspect des colonies sur gélose Chapman (original)
Résultats et discussions
23
2.2. Coloration de Gram
La coloration différentielle pour les 31 souches isolées a mis en évidence des cocci
sphériques, en grappe de raisin, en paires, colorés en violet (photo personnelle2).
Photo 2: coloration de gram (objectif x 100)(original)
2.3. Test de catalase
Toutes les cocci à Gram positif, testés pour la production d’une catalase, décomposent
l’eau oxygénée, en eau et en oxygène qui se dégage. Ce qui traduit par le dégagement des
bulles des gaz (effervescence) (photo personnelle 3).
Photo 3 : production de catalase par les cocci à gram positif isolés (original)
2.4. Test coagulase libre
Les cocci à Gram positif, catalase positif, testés pour la production d’une coagulase
présentent un phénotype variable ;
Résultats et discussions
24
Toutes les souches de Staphylocoques isolées à partir des prélèvements effectués ont
présenté un phénotype négatif pour la production de coagulase .
Les résultats du la pré-identification est illustrés dans le tableau 06
(a) (b)
Photo 4 :observation du test coagulase libre (original)
(a) coagulase positive (b) coagulase négative
Tableau 06 : Résultats de pré-identification par les techniques microbiologiques standards.
Caractères
principaux
Coloration de
Gram
Test catalase Test coagulase
31 souches sont
Des cocci à Gram
positif colorés en
violet, regroupés en
grappes de raisin
ou en paires.
Catalase positive
24Souches ;
coagulase négative.
07Souches ;
coagulase positive.
3. Répartition des souches
Sur les 31 souches appartenant au genre Staphylococcus, 22.58% de souches pures
ont été identifiées commeS.aureuspar la mise en évidence d’une coagulase libre. Le reste des
souches (77.41%) appartient aux Staphylocoquesà coagulase négative (SCN) (tableau 07et
tableau 08)
Résultats et discussions
25
Tableau 07. Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature du dispositif
médical à l’hôpital de El-Oueds .
Service
Nombre de
prélèvement
Type de dispositifs médicaux Souches
isolées
Cathéter
périphérique
Drain
Sonde
urinaire
Sonde
vésicale
Cathéter
centrale
Chirurgie
orthopédique
(16)
01 02 02SCN
01 SCP
Infectieuse
(04)
00SCN
00 SCP
Chirurgie
femme
générale
(16)
02 02 SCN
Médecine
femme
(08)
01 02 02 SCN
01 SCP
Néphrologie-
hémodialyse
(09)
03 03 SCN
Médecine
homme
(16)
03 03 05 SCN
01 SCP
Tableau 08. Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature des dispositifs
médicaux à l’hôpital de Touggourt
Service
Nombre de
prélèvement
Type de dispositifs médicaux Souches
isolées
Cathéter
périphérique
Drain
Sonde
urinaire
Cathéter
centrale
Réanimation
(17)
01 03 01SCN
03 SCP
Chirurgie
femme
générale
(12)
03 03 SCN
Résultats et discussions
26
Médecine
femme
(07)
01 02
03 SCN
Néphrologie-
hémodialyse
(02)
01
01 SCN
Médecine
homme
(09)
01 02 02 SCN
01 SCP
Les microorganismes les plus fréquemment impliqués dans les infections sur
cathéters veineux périphériques sont ceux de la flore cutanée, essentiellement les
staphylocoques à coagulase négative et les staphylocoques dorés, suivis par les
entérobactéries. Dans l'Étude de Coello, les staphylocoques sont identifiés dans 71,4 % des
bactériémies liées aux cathéters périphériques, dans le programme RAISIN, les
staphylocoques sont impliqués dans 70 % des bactériémies nosocomiales liées à un cathéter,
central ou périphérique (SFHH, 2005).
L’importance du rôle des SCN en IUN est due à leurs grandes capacités à coloniser les sondes
ainsi que l’organisation particulière de ces bactéries en biofilm qui est source d’infections
(Heradet al., 1998).Nos résultats sont en accord avec ceux retrouvés en 2009 par Bose et
al.,qui confirment la dominance des SCN par rapport aux S.aureusdans l’infection urinaire .
4. sensibilité aux antibiotiques
L’évaluation de la sensibilité aux antibiotiques des espèces isolées à partir des
dispositifs médicaux, aux niveaux des services de réanimation, chirurgie orthopédique,
infectieuse, chirurgie femme générale, médecine femme, néphrologie-hémodialyse, et
médecine homme de l’hôpital de Touggourt et El-Oued s’avère d’une importance
primordiale, vu qu’elle oriente le choix des traitements et permet de réduire la pression de
sélection exercée par les antibiotiques.
Sur 31 espèces identifiées, nous avons effectué des antibiogrammes pour les 31 isolats
cliniques, et les résultats obtenus sont illustrée dans le tableau (09) et tableau (10)
Résultats et discussions
27
4.1 Sensibilité des souches Staphylococcus isolées à partir des DMx aux
antibiotiques à l’hopital de El-Oued
Tableau 09: résultats d’antibiogramme pour les 17 espèces appartenant au genre
Staphylococcus isolées à partir des services de l’hôpital de El-Oued.
Famille
Antibiotique
Nb de souches et %
Souches
SCN
n= 14(%)
Souche
SCP
n= 03(%)
LACTAMINES
Pénicilline G (P)
Oxacilline (OX)
13 92.85
05 35.71
03 100
02 66.66
AMINOSIDES
Amikacine (AK)
Gentamicine (GN)
00 00
01 7.14
00 00
00 00
MACROLIDES Erythromycine (E)
09 64.28
01 33.33
LINCOSAMIDES Clindamycine (CD)
01 7.14 00 00
STREPTOGRAMINES Pristinamycine (RP)
08 57.14 02 66.66
GLYCOPEPTIDES Vancomycine (VA) 00 00 00 00
SULFAMIDES-
TRIMETHOPRIME
Triméthoprime/
sulfaméthoxazole
(SXT)
08 57.14 02 66.66
DIVERS Acide fusidique (FC )
Fosfomycine(FOS)
Rifampicine (RIF)
08 57.14
03 21.42
02 14.28
03 100
00 00
01 33.33
Résultats et discussions
28
Figure 06 Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative et
Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital EPH Ben Amor Djilani d'El Oued.
Les espèces à coagulase positive ont présenté des taux élevés de résistance à toutes
les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux aminosides. (Figure 06)
Les espèces à coagulase négative ont présenté des taux élevés de résistance à toutes
les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides , aminosides et aux autres classes
d’antibiotiques .
Parmi les souches étudiées la totalité des Staphylocoques à coagulase positive étaient
résistantes à la pénicilline et Acide Fusidique soit 100℅ contre une résistance de 92.85℅ et
57.14 ℅ pour les Staphylocoques à coagulase négative .
Nous signalons que ces souches à coagulase négative ont montré un pourcentage de
résistance , qui n’est pas assez élevé vis-à-vis de l’oxacilline (ox) avec un taux de 35.71%
par contre les souches à coagulase positive ont montré un profil de résistance pas assez
important vis-à-vis de Erythromycine (E) et de la Rifampicine (FIR) avec un pourcentage de
33.33%.
TA
UX
DE
RE
SIS
TA
NC
E
ANTIBIOTIQUE Staphylocoques à coagulase
négativeStaphylocoques à coagulase
positive
Résultats et discussions
29
Les espèces à àcoagulase négative ont montré un pourcentage de sensibilité élevé
pour la Gentamycine (GN) et la Clindamycine (CD) avec un taux 7.14% et Rifampicine
(FIR)avec un taux 14.28% et 21.42% pour la Fosfomycine
4.2 Sensibilité des souches Staphylococcus isolées à partir des DMx aux
antibiotiques à l’hopital de Touggourt
Tableau 10: résultats d’antibiogramme pour les 14 espèces appartenant au genre
Staphylococcus isolées à partir des services du l’hôpital de Touggourt.
Famille
Antibiotique
Nb de souches et %
Souches
SCN
n= 10(%)
Souches
SCP
n= 04(%)
Lactamines
Pénicilline G (P)
Oxacilline (OX) 06 60
06 60
04 100
04 100
Aminosides
Amikacine(AN)
Gentamicine (GN)
00 00
05 50
03 75
03 75
Macrolides
Erythromycine (E)
05 50 01 25
Phénicoles
Chloramphénicol (C)
01 10
00 00
Glycopeptides Vancomycine (VA) 05 50 00 00
Résultats et discussions
30
Figure. 07 Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative et
Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital du Touggourt .
Les espèces à coagulase positive ont présenté des taux élevés de résistance à toutes les
familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux phénicoles. (Figure 07 )
Les espèces à coagulase négative ont présenté des taux élevés de résistance à toutes les
familles d’antibiotiques sauf aux phénicoles et aminosides
Parmi les souches étudiées la totalité des Staphylococcus à coagulase positive étaient
résistantes à la pénicilline et l’oxacilline soit 100℅ contre une résistance de Staphylococcus
à coagulase négative de portage avec un taux de 60 ℅ .
ces isolats cliniques à coagulase négative ont montré un taux de résistance assez élevé vis-à-
vis de deux antibiotiques : Erythromycine (famille des macrolides) avec un taux de 50% et
Vancomycine (famille des glycopeptides) avec un taux de 50% , par contre à coagulase
positive ont montré un taux de résistance assez élevé vis-à-vis de deux antibiotiques :
Erythromycine (famille des macrolides) avec un taux de 25% , Gentamycine et Amikacine
(famille des aminosides) avec un taux de 75%
Nous signalons que la Gentamycine a montré une activité élevée sur des espèces à
coagulase négative avec un pourcentage de sensibilité de 80% et 90 % pour l’antibiotique
TA
UX
DE
RE
SIS
TA
NC
E
ANTIBIOTIQUEStaphylocoque à coagulase négative
Staphylocoques à coagulase positive
Résultats et discussions
31
Chloramphénicole (C) ,l’amikacine avec un taux de 100%. Par contre la totalité des espèces
de Staphylocoques a coagulase positive etaient sensibles à la Vancomycine et au
Chloramphénicole.
Photo 5 : Effect des disques d’antibiotique sur deux souches différentes : Staphylococcus à
coagulase négative (a) et (b) , Staphylococcus à coagulase positive (c)(originaal)
RP
FC
a AK
a RIF
a CN
CD
a P
a SXT
OX
a
VA
a
FOS
a RIF
AK
a FC
a
SXT
a
E
a
P
a
OX
a
(a)
(b)
(c)
Résultats et discussions
32
Le pourcentage de résistance élevé et l’apparition des souches résistantes à la
pénicilline et à l’oxacilline est probablement du à la pression de sélection exercée par ces
molécules. Le risque de sélection de bactéries résistantes est variable pour chaque
antibiotique, chaque espèce bactérienne, chaque complexe antibiotique (Bergogne ; 1995).
Conformément à plusieurs auteurs, les antibiotiques doivent traverser une épaisse
couche constituée d’exopolysaccharides , d’ADN et de protéines afin de pouvoir atteindre
leur cellules cibles (Anderson et O’Toole ,2008), les antibiotiques de la famille des
Pénicillines pénètrent difficilement dans les biofilms constitués de staphylocoques ( Stewart
et Costerton ,2001).
Les staphylocoques ne sont pas tués par ces concentrations et sont alors amené à
établir des résistances. L’utilisation excessive et inadaptée des antibiotiques est la principal
responsable de l’émergence des résistances (Collomb, 2011).
La surveillance de la résistance des souches aux antibiotiques doit être continue et
systématique,la coopération permanente entre cliniciens et microbiologistes est nécessaire
pour un double objectif : thérapeutique et prophylactique (Sekhsokhet al., 2008).
5. Evaluation de la formation de biofim
5.1.Production de biofilm par la méthode de culture en plaque TCP
Le Protocole d’essai TCP décrit par Christensen et al,(1985) est le plus largement
utilisé et a été considéré comme la norme d’essai pour la détection de la formation de
biofilm , dans notre étude nous avons sélectionné des souches de Staphylocoques afin de
déterminer leur capacité à former le slime.
Dans la méthode standard TCP, 28 des 31 isolats sont considérés positifs pour leur
phénotype de production de biofilm par le milieu de croissance cœur cervelle qui favorise la
formation de slime(Tableau 11).
Résultats et discussions
33
Tableau 11 .Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoques par la méthode TCP
Méthode TCP Souches
Isolées d’ILCP
Souches
isolées
d’ILSU
Souches
isolées
d’ILD
Souches
isolées
d’ILCC
Total
Souches
productrices de
slime
08 ( 100 ℅) 17 ( 85℅) 02 ( 100 ℅) 01 ( 100 ℅) 28
Souches non
productrices de
slime
0 ( 00 ℅) 03 ( 15 ℅) 00 ( 00 ℅) 00 ( 00 ℅) 03
Cette technique montre la grande capacité des Staphylocoques d’adhérence et de
production de slime , sachant que toute surface naturelle ou artificielle peut être le siège
d’une colonisation bactérienne avec formation d’un biofilm. C’est le cas de toutes les variétés
d’implants biomédicaux.
(Dune, 2002).
Staphylococcus aureus et les staphylocoques à coagulase négative sont les germes les
plus fréquemment responsables d’infection sur corps étrangers .Leurs facteurs de virulence
majeur est la capacité à produire une matrice extracellulaire et constituer un biofilm
(Fitzpatrick et al ., 2002).
A
B
C
Photo 6. Dépistage de la production de biofilm par la méthode de tissu en plaque (TCP)
Elevé, modéré et non producteurs de slime sont différenciés par la coloration au cristal viole
tdans les 96 puits de la plaque A :Elevé, B :Modéré, C :Non producteur de biofilm (original)
Résultats et discussions
34
5.2 Production de biofilm par la méthode de culture en tube TM
La recherche de slime a montré que 77.41℅ (n=24) des souches responsables d’ILDM sous
des conditions optimisées ont été productrice de slime contre 22.58℅ (n=7) de souches non
productrices de biofilm.
Tableau 12. Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode TM
Méthode TM Souches Isolées
d’ILCP
Souches isolées
d’ILSU
Souches isolées
d’ILD
Souches
isolées
d’ILCC
Total
Souches
productrices de
slime
07 (87.5 ℅) 15 ( 75℅) 01 ( 50℅) 01 ( 100℅) 24
Souches non
productrices de
slime
01 ( 12.5 ℅) 05 (25 ℅) 01 ( 50℅) 00 ( 00℅) 07
Dans notre étude, la technique en tube présentait une bonne corrélation avec la
technique TCP pour les souches fortement productrices de biofilm . Par conséquent, il était
difficile de différencier entre les souches faiblement productrices de biofilm et non
productrice.
A B C
Photo 7. Dépistge de la production de biofilm par la méthode en tube (TM) .
A :Elevé, B :Modéré,C :Non producteur de biofilm(original)
Résultats et discussions
35
La méthode TM semble facile à réaliser mais la lecture des résultats peut-être difficile,
car plusieurs auteurs stipulent que la formation du biofilm est considérée comme positive
quand un film visible recouvre le mur et le bas du tube alors que d’autres considère que la
formation d’un anneau à l’interface liquide n’est pas indicative de la formation du biofilm
(Mathur et al., 2006).
5.3 Production de biofilm par la méthode RCA
La recherche de la production de slime sur milieu rouge Congo a révélé que 21
souches sur 31 isolées des dispositifs medicauxsont productrices de slime(Tableau 13).
Tableau 13. Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode RCA
Méthode RGA Souches
Isolées d’ILCP
Souches isolées
d’ILSU
Souches
isolées d’ILD
Souches
isolées
d’ILCC
Total
Souches
productrices de
slime
06 ( 75 ℅) 13 (65℅) 01 ( 50℅) 01 ( 100℅) 21
Souches non
productrices de
slime
02 ( 25 ℅) 07 ( 35℅) 01 ( 50℅) 00 ( 00℅) 10
Résultats et discussions
36
A B
C
Photo 8. Dépistge de la production de biofilm par la méthode en Rouge Congo Agar (RGA) .
A :Elevé, B :Modéré,C :Non producteur de biofilm(original)
plusieurs auteurs signalent que la méthode de rouge Congo semble être moins efficace pour
détecter la formation du biofilm in vitro.
Résultats et discussions
37
6. Corrélation entre les trois méthodes
Tableau 14. Dépistage des 31 souches de staphylocoques isolées pour la détection de
la formation de biofilm par les trois méthodes TCP, TM et RCA
Technique Nombre des souches
de
Absence Modéré Fort
TM 08 12 11
Microplaque 04 16 11
RCA 11 15 04
La détection du biofilm par les méthodes TM et TCP semblent plus fiables à celle du
rouge Congo (tableau14).Nos résultats concordent avec ceux d’Oli et al., (2012), où ils
montrent que la technique TCP est la plus fiable pour la détection de la formation de biofilm
chez des souches cliniques.
Conclusion
38
Conclusion
Les infections bactériennes sont la cause majeure de la morbidité et de la mortalité en milieu
hospitalier dont la majorité peut être due aux staphylocoques. Les études sur les biofilms ont
montré que les SCN sont les plus fréquemment isolés pour leur capacité à produire le slime
et sont la cause la plus commune des infections nosocomiales chez les patients avec
dispositifs médicaux .Cela pose de graves problèmes de santé publique puisque les
traitements systémiques de routine des patients atteints d’infections de ce type se révèlent le
plus souvent inefficaces.
Cette étude, effectuée sur une collection de 31 souches de staphylocoques (24Staphylocoques
à coagulase négative , 7 Staphylocoques à coagulase négative) isolées à partir des différents
services de l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et Hôpital D’El Oued ,entre le 11
Février et le 25 Mai 2015 montre une variabilité phénotypique de production de biofilm et
de la multirésistance aux antibiotiques qui ont été significativement associées à la virulence
des souches Staphylocoques responsables d’ILDM leur conférant un avantage sélectif et une
grande capacité d’adaptation.Il ressort de notre étude les principaux points suivants :
-Les espèces de Staphylocoques à coagulase positive isolées ont présenté des taux élevés de
résistance à toutes les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux aminosides et
aux phénicols par contre les Staphylocoques à coagulase négative ont présenté des taux
élevés de résistance à toutes les classes d’antibiotiques sauf aux phénicols et aminosides.
- Les études d’adhésion bactérienne et de formation du biofilm ont été réalisées par les
méthodes TM, TCP et celle de coloration au rouge congo. Les résultats de nos expériences
ont montré que la méthode des microplaques était la plus efficiente et la mieux indiquée pour
une évaluation quantitative de l’adhésion bactérienne sur une surface
-La production de slime a été significativement plus importante parmi les souches
responsables d’infections sur DMx démontré par les trois méthodes utilisées dans cette étude
TCP, TM et RCA respectivement 87.09 ℅, 74.19℅ et 61.29℅.
- La grande capacité de résistance des Staphylocoques à coagulase négative et de formation de
biofilms isolés à partir d’ILDM par rapport aux souches Staphylocoques à coagulase
positive. Nous notons que tous les Staphylocoques à coagulase négative étudiés étaient
Conclusion
39
sensibles à l’Amikacine et la vancomycine qui demeure le traitement de choix contre les
infections à staphylocoques.
Cette étude nous a permis de tester les capacités des cellules de staphylocoques à ré-adhérer
pour former de nouveaux biofilms grâce aux tests de ré-adhésion sur microplaques et sur
tubes, les résultats obtenus semblent mettre en évidence un phénotype transitoire entre l’état
sessile et l’état planctonique .Cette observation doit être prise en compte lors de l’application
du traitement sur les biofilms afin d’optimiser les procédures de prévention.
Il n’existe pas à ce jour de méthodes phénotypiques simple permettant de prédire la capacité
d’une souche à produire un biofilm, il devient donc essentiel d’améliorer nos connaissances
afin de trouver de nouveaux moyens de prévenir ou de traiter les infections associées aux
biofilms et de de nouveaux matériaux réfractaires à la colonisation par les microorganismes
et à la formation de biofilm.
Le meilleur moyen d’empêcher la formation de biofilm sur des implants en milieu hospitalier
repose sur le respect de quelques principes fondamentaux .La formation de biofilm sur
d’ILDM est liée à la durée de présence de cet implant dans l’organisme, plus l’implant est là
depuis longtemps, et plus il y a un risque de formation de biofilms. La pose de l’implant doit
se faire dans des conditions d’hygiène strictes, afin d’éviter au maximum toute contamination
bactérienne.
En perspective de ce travail , il serait important d’élargir l’effectif de l’échantillon à étudier
afin d’avoir une meilleure appréciation épidémiologique de la formation de biofilm par les
staphylocoques et d’identifier de façon approfondie aux niveaux biochimiques et génétiques
le rôle de marqueur de pathogénicité ica , de la variabilité phénotypique de la production de
biofilm et de la multirésistance aux antibiotiques comme facteurs de virulence des souches de
S.epidermidis responsables d’infections liés aux d’ILDM .
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Annexes
47
Annexe1 :composition des milieux utilisés
Sérum physiologique :
Chlorure de sodium 9g
Eau distillée qsp 1000 ml
Milieu de croissance et d’isolement :
Bouillon nutritif : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)
Peptone 5,0g
Extrait de bœuf 3,0g
Eau distillée 1,0l
PH : 6,8
Gélose Chapman : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)
Peptone 11
Extrait de viande 1
Mannitol 10
NaCl 75
Agar 15
Rouge de phénol 0,025
PH ; 7,4
Gélose Cœur cervelle (BHIB) : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)
Infusion de cervelle de veau 12.5g
Annexes
48
Infusion de Cœurde bœuf 5.0g
Peptone 10.0g
Glucose 2.0g
Chlorure de sodium 2.0g
Phosphatase di sodique 5.0g
Eau distillée 1000 ml
pH ; 7,4
Composition du tampon phosphate salin (TPS) (Hamilton, 2003)
NaCl 137 mM
KCl 2,7 mM
Na2HPO4 10 mM
KH2PO4 1,76 mM
Eau distillée 1000 ml
pH ; 7,4
Composition du rouge congo agar (RCA): en g/l (Nasr et al,2012)
Cœur cervelle 37g
Saccharose 50g
Agar 10g
Rouge Congo 0.8g
Annexes
50
Annexe2. Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés
Antibiotiques
Testés
Symbole Charge du
Disque
Concentration
critique(mg/l)
Diamètres
critiques
(mm)
S R R S
Bétalactamine:
Pénicilline
Oxacilline
P
OX
6µg
1µg
≤0.25
≤2
>16
>2
≥8
≥20
≤29
≤20
Aminosides
Gentamicine
Amikacine
GN
AK
15µg
30µg
≤2
-
>4
-
≤16
≤14
≥18
≥17
Macrolides
Erythromycines
E
15µg
≤1
>4
≥17
≤22
Lincosamides
Clindamycine
C
D
2µg
≤2
>2
≥15
≤15
Streptogramines
Pristinamycine
P
R
15µg
≤1
> 2
≥22
≤19
Sulfamides-
Trimethoprime
Triméthoprime/
sulfaméthoxazole
SXT
25 µg
≤16
>10
>
8/152
≤ 2/38
Glycopéptides
Vancomycine
VA
30µg
≤4
>8
≥17
-
Annexes
51
Autres
Fosfomycine Acide
fusidique
Rifampicine
FOS
FC
RIF
200mcg
10µg
30µg
≤2
≤32
≤0,06
>16
>32
>0,5
≥15
≥14
≥29
<22
<14
<24
Annexe 3.Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Staphylocoques
responsables d’ILDM
Souche Service P OX CN AK E CD RP VA SXT RIF FOS FC
Ch.F.Su.2 Chirurgie
femme
générale
R R In S R S R S R R S R
M.F.Su1 Médecine
femme
R In S S S S S S S S S S
Ch.Or.Ca4 Chirurgie
orthopédique
R R S S In S S S S S S R
M.F.Su4 Médecine
femme
R In S S In S S S S S S S
Ch.F.Su3 Chirurgie
femme
générale
R In S S R In R S S S S R
N.Ph.Su5 Néphrologie-
hémodialyse
R S S S R In S S S S S S
M.H.In3 Médecine
homme
R R S S In S R S R S S R
M.F.In3 Médecine
femme
R S S S In S S S S S S R
N.Ph.S4g Néphrologie- R S S S S S S S S S S S
Annexes
52
hémodialyse
Ch.Or.D7p Chirurgie
orthopédique
R R S S R S R S R R S R
M.H.S1g Médecine
homme
R R S S R S R S R S S R
N.Ph.S1p Néphrologie-
hémodialyse
S S S S S S S S R S R S
M.H.In7 Médecine
homme
R S S S R S R S R S R R
Ch.Or.D7g Chirurgie
orthopédique
R R R S R S R S R R S S
M.H.S2p Médecine
homme
R S S S R S R S R S S R
M.H.In5 Médecine
homme
² S S S R S R S R S S R
M.H.S2a Médecine
homme
R R S S R R R S R S R R
Annexes
53
Annexe 4 : Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Staphylocoques
responsables d’ILDM
Souche Service P OX AN GN E C VA
S07 Réanimation R R R R S S S
S07' Réanimation R R R R S S S
S08 Réanimation I S S S S S S
S35 Réanimation R R S S R S S
SN8 Néphro-
hémodialyse R S S S R R R
S39' Médecine femme R R S S R S R
S28s Médecine femme R R S R R S S
S02 Médecine femme R S S S S S R
S28 Churigie femme
générale R R S R R S I
S29 Churigie femme
générale I R S S S S I
S35* Churigie femme
générale I S S S S S R
S39 Médecine homme R R S S R S R
S39* Médecine homme R R R R S S S
S24 Médecine homme I R S S S S S
Annexes
54
Annexe 5. Dépistage de la production de biofim pour les souches
de Staphylocoques isolées par la méthode TCP , TM et RCA
Souche TCP TM RCA
Ch.F.Su.2 Elevée Elevée Non
M.F.Su1 Non Non Non
Ch.Or.Ca.4 Elevée Elevée Modérée
M.F.Su4 Modérée Modérée Elevée
Ch.F.Su3 Elevée Modérée Non
N.Ph.Su5 Modérée Modérée Elevée
M.H.In3 Elevée Elevée Modérée
M.F.In3 Modérée Modérée Non
N.Ph.S4g Elevée Elevée Modérée
Ch.Or.D7p Elevée Elevée Non
M.H.S1g Elevée Non Modérée
N.Ph.S1p Modérée Modérée Elevée
M.H.In7 Modérée Modérée Elevée
Ch.Or.D7g Elevée Non Modérée
M.H.S2p Elevée Elevée Modérée
M.H.In5 Elevée Elevée Modérée
M.H.S2a Modérée Elevée Modérée
S07 Modérée Modérée Non
S07' Modérée Non Non
S08 Modérée Modérée Modérée
S35 Modérée Modérée Modérée
SN8 Modérée Modérée Modérée
S39' Modérée Modérée Non
S28s Elevée Non Elevée
S02 Modérée Modérée Modérée
S28 Modérée Modérée Modérée
S29 Non Non Modérée
S35* Modérée Modérée Modérée
Annexes
55
S39 Modérée Elevée Non
S39* Modérée Elevée Non
S24 Non Non Modérée
Annexe 6 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILSU par la methode
TCP et TM et RCA
Souche Service Type de
cathéter
Durée de
cathéterisme
(jours)
TCP TM
RGA
Ch.F.Su.2 Chirurgie
femme
générale
Sonde
urinaire 04 Modérée Elevée
Non
M.F.Su1 Médecine
femme
Sonde
urinaire 06 Modérée Non
Non
M.F.Su4 Médecine
femme
Sonde
urinaire 08 Modérée Elevée
Elevée
Ch.F.Su3 Chirurgie
femme
générale
Sonde
urinaire 04 Modérée Modérée
Non
N.Ph.Su5 Néphrologie-
hémodialyse
Sonde
urinaire 08 Non Elevée
Elevée
N.Ph.S4g Néphrologie-
hémodialyse
Sonde
urinaire 09 Elevée Elevée
Modérée
M.H.S1g Médecine
homme
Sonde
urinaire 02 Modérée Elevée
Modérée
N.Ph.S1p Néphrologie-
hémodialyse
Sonde
urinaire 10 Elevée Elevée
Elevée
M.H.S2p Médecine
homme
Sonde
urinaire 04 Modérée Modérée
Modérée
M.H.S2a Médecine
homme
Sonde
urinaire 06 Non Non
Modérée
Annexes
56
S07 Réanimation Sonde
urinaire
05 Modérée Modérée
Non
S07' Réanimation Sonde
urinaire
04 Modérée Non
Non
S08 Réanimation Sonde
urinaire
03 Modérée Modérée
Modérée
S39' Médecine
femme
Sonde
urinaire
12 Modérée Modérée Non
S02 Médecine
femme
Sonde
urinaire
15 Modérée Modérée Modérée
S28 Churigie
femme
générale
Sonde
urinaire
02 Modérée Modérée
Modérée
S29 Churigie
femme
générale
Sonde
urinaire
04 Non Non
Modérée
S35* Churigie
femme
générale
Sonde
urinaire
03 Modérée Modérée
Modérée
S39* Médecine
homme
Sonde
urinaire
15 Modérée Elevée Non
Annexes
57
S24 Médecine
homme
Sonde
urinaire
13 Non Non Modérée
Annexe 7 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILCP par la methode
TCP et TM et RCA
Souche Service ILDM Durée de
sondage
(jours)
TCP TM RCA
Ch.Or.Ca4 Chirurgie
orthopédique
Cathéter
périphérique 12 Elevée Elevée
Modérée
M.H.In3 Médecine
homme
Cathéter
périphérique 30 Modérée Modérée
Modérée
M.F.In3 Médecine
femme
Cathéter
périphérique 37 Elevée Non
Non
M.H.In7 Médecine
homme
Cathéter
périphérique 35 Modérée Modérée
Elevée
M.H.In5 Médecine
homme
Cathéter
périphérique 15 Elevée Elevée
Modérée
S35 Réanimation Cathéter
périphérique 14 Modérée Modérée Modérée
S39 Médecine
homme
Cathéter
périphérique 10 Modérée Elevée Non
S28s Médecine
femme
Cathéter
périphérique 08 Elevée Non Elevée
Annexes
58
Annexe 8 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILST par la methode
TCP et TM et RCA
Souche Service ILDM
Durée de
sondage
(jours)
TCP TM RCA
Ch.Or.D7p Chirurgie
orthopédique
Drain 02 Modérée Modérée Non
Ch.Or.D7g Chirurgie
orthopédique
Drain 02 Elevée Non Modérée
Annexe 9 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILCC par la methode
TCP et TM et RCA
Souche Service ILDM
Durée de
sondage
(jours)
TCP TM RCA
SN8 Néphro-
hémodialyse
Cathéter
Centrale 50 Modérée Modérée Modérée
Annexes
59
Résumé
Les staphylocoques constituant normaux de la microflore cutanée et muqueuse sont les espèces les plus fréquemment isolées
d’infections liées aux dispositifs médicaux. Leur principal facteur de virulence est leur capacités à adhérer à la surface des
biomatériaux et par la suite de former le slime .
31souches de staphylocoques ont été isolées des différents dispositifs médicaux (Cathéter périphérique, Drain, Sonde urinaire et
Cathéter central) au niveau de l’hôpital EPH Ben Amor Djilani d'El Oued et de l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt , avec une
prédominance de l’espèce Staphylococcus à coagulase négative 77.41% et 22.58%Staphylococcus à coagulase positive.
L’étude de l’antibiorésistance a montré une importante résistance auxB-lactamine. Les études d’adhésion bactérienne et de formation
du biofilm ont révélé que plus de la moitié des souches produisaient un slime bactérien par la technique du rouge cong 67.74,%, 90.32
% d’entre elles étaient fortement formatrice de biofilm par la technique TCP, 77.41% de souches ont formé un biofilm par la technique
TM. La technique en tube présentait une bonne corrélation avec la technique TCP pour les souches fortement productrices de biofilm.
Mots-clés : Adhésion bactérienne, biofilm, Staphylocoques, Staphylococcus à coagulase négative , Staphylococcus à coagulase
positive, dispositifs médicaux, cathéters, infection, sonde urinaire , antibiorésistance.
:ملخص
انبكخُرَا انعىمىدَت مشكم طبُعٍ نهمُكروفهىرا انجهذَت وانمخاطُت ، هٍ مه االوىاع انمعسونت غانبا مه انعذوي انمرحبطت باألجهسة انطبُت ، عامم انفىاعت
.انرئُسٍ نذَها هى لذرحها عهً االنخصاق بسطح انمىاد انحُىَت و مه ثم حشكُم انسهُم
عهً مسخىي مسخشفً به عمر (جهاز لسطرة ، اسخىساف ، انمسطرة انبىنُت و انمسطرة انمركسَت )سالنت عىمىدَت مه مخخهف األجهسة انطبُت 31 حمعسل
مه انمكىراث انعىمىدَت ٪22.58 و٪ 77.41 انجُالوٍ بانىادٌ ومسخشفً سهُمان عمُراث فٍ حمرث ، مع أغهبُت نىىع انمكىراث انعىمىدَت انمخثرة انسهبُت
.انمخثرة االَجابُت
وكشفج دراساث االنخصاق انبكخُرَت وحشكم انبُىفُهم أن أكثر مه وصف انسالالث مىخجت . اظهرث دراست مماومت انمضاداث انحُىَت مماومت معخبرة نبُخا نكخامُه
حمىُت TM مه انسالالث شكهج بُىفُهم بخمىُت% TCP77.41مشكهت بمىة نبُىفُهم بخمىُت % 90.32 ، مىها RCA ..67.74%نسهُم بكخُرٌ عه طرَك حمىُت
. بانىسبت نهسالالث انمىخجت بمىة نهبُىفُهمTCPاألوبىب وافمج حمىُت
كهماث انبحث
االنخصاق انبكخُرٌ بُىفُهم انعىمىدَاث انمكىراث انعىمىدَاث انمخثرة انسهبُت انمكىراث انعىمىدَاث انمخثرة االَجابُت أجهسة طبُت انمسطرة عذوي انمسطرة
. انبىنُت مماومت مضاداث انمكىباث
Summary Staphylococci normal constituent of the skin and mucosal microflora are the most frequently isolated infections related to medical devices species. Their main virulence factor is their ability to adhere to the surface of biomaterials and subsequently form the slime. 31 staphylococcal strains were isolated from different medical devices (catheter device, Drain, Urinary catheter central catheter) at the hospital EPH Ben Amor Jilani El Oued and Touggourt hospital Slimane Amirat, with a predominance of the species Staphylococcus coagulase negative 77.41% and 22.58% coagulase-positive Staphylococcus. The study of antimicrobial resistance showed significant auxB-lactam resistance. The bacterial adhesion studies and biofilm formation revealed that more than half of the strains bacterial slime produced by the technique of red cong 67.74,%, 90.32% of them were highly formative biofilm by the TCP technique, 77.41% strains of biofilm formed by the TM technique. The tube technical correlated well with the TCP technique for highly producing strains biofilm. Keywords: bacterial adhesion, biofilm, Staphylococcus, coagulase-negative Staphylococcus, coagulase positive Staphylococcus, medical devices, catheters, infection, urinary catheter, antibiotic resistance.