Thème - bu.univ-ouargla.dz · Année universitaire : 2014/2015. Dédicace ... ILSU : infection...

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2 UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie Département des SciencesBiologique Mémoire Envuedel obtentiondudiplômede MASTERACADEMIQUE Domaine : Science de la Nature et de la Vie Filière: Biologie Spécialité : Microbiologie fondamentale et appliquée Présente par :Bali Teissir Djebbas Abir Thème Résistance aux antibiotiques des Staphylocoques formant un biofilm sur les implants médicaux Soutenu publiquement Le : 11/06/2015 Devant lejury : Mme. Ould el hadj-khelil A P.R- Président UKM Ouargla Melle. Djelloul-Daoudji S M.A.A- Encadreur UKM Ouargla M Bouricha M M.A.A- Examinateur UKM Ouargla Année universitaire : 2014/2015

Transcript of Thème - bu.univ-ouargla.dz · Année universitaire : 2014/2015. Dédicace ... ILSU : infection...

2

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des SciencesBiologique

Mémoire Envuedel’obtentiondudiplômede

MASTERACADEMIQUE

Domaine : Science de la Nature et de la Vie

Filière: Biologie

Spécialité : Microbiologie fondamentale et appliquée

Présente par :Bali Teissir

Djebbas Abir

Thème

Résistance aux antibiotiques des Staphylocoques

formant un biofilm sur les implants médicaux

Soutenu publiquement

Le : 11/06/2015

Devant lejury :

Mme. Ould el hadj-khelil A P.R- Président UKM Ouargla

Melle. Djelloul-Daoudji S M.A.A- Encadreur UKM Ouargla

M Bouricha M M.A.A- Examinateur UKM Ouargla

Année universitaire : 2014/2015

Dédicace A la bougie de ma vie, la fleur de mes jours, A ma chère

maman qui n’a jamais cessé de ménager ses efforts pour que

j’atteigne ce niveau. Ses sacrifices et privations ne l’ont pas

empêché d’accomplir son devoir de mère soucieuse de

l’avenir de ses enfants.

A mon père qui a sacrifie sa vie pour notre instruction.

A ma cher frère : Salah el Dinne

A mes chères sœurs : Sabrine, chaima, Halima, lobna pour

leurs disponibilités, leurs encouragements.

A mon époux et mon moitié Azzedine, pour avoir toujours

été là quand j’en avais besoin et pour avoir su comprendre

les concessions et les sacrifices.

Ton amour, ton soutien, ta patience, ta compréhension et le

réconfort que tu m’as apporté auront été irréprochables. Ce

mémoire est aussi le tien.

A ma petite rimasse hanine, qui illumine mes journées en

toutes circonstances.

A toute ma grande famille : Djebbas

A tous mes camarades de promotion Microbiologie

A ma chère amie Zineb

A Mes adorable amies : Teissir, Hayet, Khadidja,

Madjda, Fatma, Kahina, Iman, Zohra.

Djebbas Abir

Dédicaces

A mes parents, ma source d’inspiration.

Vous qui avez toujours cru en moi, retrouvez ici, toute mon

affection et ma reconnaissance.

Merci pour tout ce que vous avez fait pour nous.

A mes frères .

A mes oncles et mes tantes.

A la mémoire de mon défunt grand-mère.

A toute la famille BALI.

A mes amies et collègues.

A tous ceux qui m’aiment.

Bali Teissir

REMERCIMENT

Je tiens tout d’abord à remercier le Bon Dieu tout puisant de m’avoir aidé à

réaliser ce modeste travail.

Je remercie Melle Djelloul-Daoudji Soumia maitre conférence au département

des sciences à la faculté des sciences de la nature et de la vie et sciences de la

terre et univers à l’université de Kasdi Merbah- Ouargla en tant que ma

promotrice de thèse pour son soutien, sa disponibilité et sa confiance tout au

long de ce travail de recherche.

J’adresse mes sincères remerciements au président du jury, Mme OULD EL

HADJ-KHELIL A. maitre conférence à l’université de Kasdi Merbah- Ouargla

et remercie l’examinateur du jury M.BOURICHA M. maitre conférence à

l’université de Kasdi Merbah- Ouargla pour m’avoir fait l’honneur de juger ce

travail de thèse.

Ce travail de thèse a été réalisé à laboratoire de l’hôpital d’EL-OUED et

Touggourt.et Je tiens à exprimer ma profonde reconnaissance à toute l’équipe

des infermières des services de chirurgie femme, médecine homme, médecine

femme, Réanimation, Néphro-hémodialyse, des maladies infectieuses et à tous

les malades.

Enfin, nous adressons nos vifs remerciements à tous les enseignants et les

étudiants de mon promotion de la microbiologie.

Liste des abréviations

AAP : Accumulation-Associated Protein

Agr :accessory gene regulator

AN : Amikacine

C : Chloramphénicol

CD : Clindamycine

ClfA : Clumping factor A

ClfB :, Clumping factor B

CMI : Concentration Minimale Inhibitrice

DM :dispositif médical

DO : Densité Optique

E : Erythromycine

EPS :extrapolymeric substances

FA : Acide Fusidique

FnbpA,Fnbp B :fibronectin-binding proteins

Fos : Fosfomycine

GN : Gentamicine

ica : IntraCellular Adhesin

ILC : infection liée au cathéter

ILCC : infection liée cathéter central

ILCP : infection liée cathéter périphirique

ILD :infection liée drain

ILDM :infection liée dispositif médical

ILSU : infection liée sonde urinaire

KTC : cathéter central

KTP : cathéter périphérique

MSCRAMM :Microbial Surface Components Recognizing Adhesive Matrix Molecule

OX : Oxacilline

P : Pénicilline G

PAI : peptide auto-inducteur

PIA : polysaccharide intercellular adhesin

PM : Pristinamycine

S : Streptomycine

SCN : Staphylocoque à coagulase négative

SSP-1, SSP-2 : Staphylococcal surface proteins

TCP : culture de tissu en plaque

TM : méthode en tube

UFC : Unité Formant Colonie

VA : Vancomycine

Liste des tableaux

Tableau 01 : Protéines de surface impliquées dans l’adhésion (brun, Bes,

2000 ;Gomez et al., 2004).

05

Tableau 02 : toxi-infection staphylococciques et impliquées(Brun, Bes,

2000 ;Dinges et al., 2000) .

06

Tableau 03 : Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés

(CASFM, 2010)..

20

Tableau 04 : Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de El-Oueds selon

les services .

23

Tableau 05 : Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de Touggourt selon

les services .

23

Tableau 06 : Résultats de pré-identification par les techniques microbiologiques

standards.

26

Tableau 07 : Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature du

dispositif médical à l’hôpital de El-Oueds .

27

Tableau 08 : Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature des

dispositifs médicaux à l’hôpital de Touggourt.

28

Tableau 09 : résultats d’antibiogramme pour les 17 espèces appartenant au genre

Staphylococcus isolées à partir du l’hôpital de El-Oued.

29

Tableau 10 : résultats d’antibiogramme pour les 14 espèces appartenant au genre

Staphylococcus isolées à partir du l’hôpital de Touggourt.

32

Tableau 11 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoques par la

méthode TCP

36

Tableau 12 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode

TM

37

Tableau 13 : Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode

RCA

38

Tableau 14 : Dépistage des 31 souches de staphylocoques isolées pour la détection

de la formation de biofilm par les trois méthodes TCP, TM et RCA

40

Liste des figures

Figure 01 : Facteurs de virulence chez Staphylococcus aureus (Al alam, 2008) . 04

Figure 02 : Principales étapes de développement d’un biofilm (Bridier et al.,

2011) .

10

Figure 03 : Images obtenue par microscopie électronique de cellules de S. aureus

adhérentes et formant des biofilms chez l’hôte sur une valve cardiaque

(à gauche) (Boles et Horswill, 2011) et image en microscopie

électronique d’un cathéter en silicone colonisé par un biofilm ( à droite)

(Jones et al., 2006) .

12

Figure 04 : Principales étapes de formation du biofilm de Staphylococcus

epidermidis sur un implant transcutané (vonEiff et al., 2002). .

14

Figure 05 : Les trois mécanismes de résistance du biofilm aux antibiotiques

(Costerton, Stewart et al. 1999) .

16

Figure 06 : Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative

et Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital EPH Ben Amor

Djilani d'El Oued.

30

Figure 07 : Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative

et Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital Slimane Amirat de

Touggourt .

33

-

Introduction

Introduction

1

Introduction

Depuis plusieurs années le biofilm est reconnu comme la forme de développement

majoritaire des bactéries dans la nature. En effet, ce mode de développement confère aux

bactéries de nombreuses protections vis-à-vis des différents stress environnementaux. Il se

trouve que ce mode de croissance est souvent associé à des problèmes de santé publique tels

que la formation de biofilms contenant des bactéries opportunistes dans les réseaux d’eau, sur

les dispositifs médicaux (cathéters, endoscopes…) ou encore les muqueuses du corps humain.

Une fois le biofilm formé il est très difficile de l’éliminer. Un des exemples les plus connus de

micro-organismes générant ce type de biofilms est le biofilm formé par les Staphylocoques .

L’usage des dispositifs médicaux est important dans le traitement des maladies chroniques

toutefois la multiplication bactérienne sur ces dispositifs implantables peut être à l’origine de

nombreuses pathologies nosocomiales notamment lors d’interventions invasives (prothèses,

cathéters …).(Bougle ,2003).

Les principales espèces responsables de ces infections sont les Staphylococcus

epidermidis et Staphylococcus aureus , leur principal facteur de virulence est leur capacité à

former un biofilm .Le problème majeur avec cette forme de vie est qu’elle confère une

résistance importante aux antibiotiques et aux attaques du système immunitaire.

Toutes les études et les preuves s’accumulent pour reconnaitre que le biofilm est un

véritable bouclier à l’action des antimicrobiens, d’autant plus que la propagation des souches

multirésistantes ces dernières années. 65% des infections bactériennes sont dues à la

formation des biofilms qui constituent un véritable problème de santé publique (Espinasse et

al., 2010).

Dans ce contexte, notre étude a été entreprise à l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et

l’hôpital D’El Oued,les objectifs de notre travail étaient :

Rechercher et détecter les dispositifs médicaux infectés en utilisant la méthode

quantitative décrite par Brun-Buisson (1987) ;

Isoler et identifier les bactéries à Gram positif responsables d’ILDM ;

Etudier le profil de résistance des staphylocoques isolés ;

Evaluer la capacité des souches de Staphylococcus isolées à adhérer et à former de

nouveaux biofilms en utilisant trois techniques TCP , TM et RCA

Montrer l'influence des types de positifs médicaux utilisés ainsi que la durée de portage

dans la survenue d'une infection

Sinthèse

bibliographiques

Synthèse bibliographique

2

I-Les Staphylocoques

1. Description et identification

Les staphylocoques sont des germes ubiquitaires et commensaux, ils représentent près

de 50% des bactéries aérobies isolées sur la tête, les aisselles, les bras, les jambes et dans les

narines. Ils jouent un rôle important dans l’équilibre physico-chimique de la peau et

constituent une barrière contre les bactéries de la flore transitaire(Davido ,2010).

Leurs distributions sur la peau n’est pas uniforme. Il existe des niches préférentielles qui

témoignent d’une adaptation de certaines espèces aux différentes régions de la peau

(Corbière Morot-Bizot, 2006).

Le critère de base de la classification des espèces de staphylocoques reste la

production de coagulase libre, enzyme responsable de la coagulation des sérums humain et

cunicole. On distingue ainsi sept espèces et sous-espèces à coagulase positive dont S. aureus

(SCP) et quarante à coagulase négative (SCN) (Bascomb et Manafi, 1998).A la différence de

Staphylococcus aureus, les staphylocoques « blancs » principalement Staphylococcus

epidermidis (70%), font naturellement partie des flores cutanéo-muqueuses de l'homme. Ces

staphylocoques sont potentiellement pathogènes essentiellement dans certaines circonstances :

implantation de corps étrangers et/ou déficit immunitaire. (Anonyme, 2006-2007)

2. Pathogénicité

Les facteurs pathogènes sont nombreux chez les staphylocoques. Ils sont codés par

des gènes localisés sur le chromosome ou sur les éléments génétiques mobiles (Figure1)

(Fomba, 2006). Ces facteurs codent pour des protéines de surface ou des exoproteines et

permettent à la bactérie de combattre le système immunitaire, d’adhérer aux cellules, de se

disséminer dans le corps mais aussi d’utiliser les nutriments et l’énergie disponible

(Chevalier, 2009)

Synthèse bibliographique

3

Figure1.Facteurs de virulence chez Staphylococcus aureus (Al alam, 2008)

2.1 facteurs de virulence cellulaire

L’adhérence bactérienne à la surface des cellules épithéliales des muqueuses

représente la première étape menant à la colonisation et, éventuellement, à l’invasion de

l’hôte. L’adhésion de S. aureus aux molécules de l’hôte (ou aux surfaces inertes de type

cathéters) est médiée par des adhésines qui sont aussi appelées MSCRAMMs (Microbial

Surface Components Recognizing Adhesive Matrix Molecules), elles sont solidement ancrées

au peptidoglycane (Jidar, 2007).

Les adhésines de S. aureus les mieux caractérisées sont les protéines de liaison à la

fibronectine, FnBPA et FnBPB, la protéine de liaison au collagène Cna, les protéines de

liaison au fibrinogène (Clumping factor) ClfA et ClfB, et la protéine A (SpA pour

staphylococcal protein A) (Foster et Hööker, 1998; Corrigan et al., 2009; Burke et al., 2010).

Ces protéines de surface jouent un rôle dans la capacité du staphylocoque à coloniser les

tissus en se fixant aux cellules et à la matrice extracellulaire [(Planchon, 2006) ;(Clement,

2009)].

Les adhésines ont des récepteurs spécifiques différents ce qui pourraient expliquer les

différentes formes cliniques des infections à S. aureus (tableau 1) (Brun, Bes, 2000; Gomez et

al., 2004).La résistance à la phagocytose passe par la formation de biofilm et l’intégration

intracellulairede S. aureus, en particulier dans les cellules endothéliales (Lowy 2000, Jones

Synthèse bibliographique

4

2001). Ces processus peuvent expliquer la résistance de la bactérie aux antibiotiques même si

elle est sensible in vitro.

Tableau 1. Protéines de surface impliquées dans l’adhésion

(Brun, Bes, 2000; Gomez et al.,2004)

Les capacités d’adhésion des staphylocoques aux cellules humaines, aux matrices

extracellulaires et aux corps étrangers sont des facteurs essentiels des processus de

colonisation et d’infection, aboutissant à la formation de ces communautés structurées de

cellules bactériennes entourées d’une matrice polymérique autoproduite et adhérant à une

surface inerte ou vivante, que sont les biofilms (Costerton et al.,1999).

2.2.Facteurs de virulence sécrétés

Les staphylocoques sécrètent une quantité impressionnante de toxines et d’enzymes

hydrolysant différents constituants cellulaires .Ces toxines et enzymes extracellulaires

contribuent à la pathogénie des staphylocoques (Arvidson ,2000).

La pathogénicité de S. aureus est essentiellement due à l’expression de plusieurs

facteurs de virulence (Tableau 2). S. aureus sécrète des enzymes qui lui permettent de

dégrader les tissus humains et qui favorisent l’extension du foyer infectieux (Dinges et al.,

2000; Bien et al., 2011),ayant une activité protéase, hyaluronidase, collagénase, lipase, ou

nucléase. Ces exoprotéines sont impliquéesdans la destruction des tissus de l’hôte et dans

l’extraction de nutriments (Dinges et al.,2000).

S. aureus produit plusieurs toxines cytolytiques ayant la capacité de détruire les

cellules de la défense de l’hôte en formant des pores au niveau des membranes cellulaires.

Parmi elles, on peut citer les hémolysines (α-δ), les peptides PSM (phenol-soluble modulins)

ou «phenol-soluble peptides», la leucocidine de Panton Valentine (LPV), et la leucocidine

LukE-LukD. En plus des toxines cytolytiques citées ci-dessus, certaines souches de S. aureus

Synthèse bibliographique

5

produisent également des toxines à activité épidermolytique (exfoliatines ou épidermolysines

ETA, ETB et ETD), et des protéines CHIPS (Chemotaxis Inhibitory Proteins of

Staphylococci) dont l’action est d’inhiber le chimiotactisme des neutrophiles et des

monocytes. D’autres souches de S. aureus produisent des toxines (superantigènes)

responsables de syndromes spécifiques (entérotoxines A-E et toxine du choc toxique

staphylococcique 1 [TSST-1]) (Dinges et al., 2000; Bien et al., 2011). La majorité des

souches cliniques produisent une capsule polysaccharidique qui confère à la bactérie la

capacité de résister à la phagocytose (O’Riordan et Lee, 2004).

Tableau 2. Toxi-infections staphylococciques et toxines impliquées (Brun, Bes, 2000;

Dinges et al., 2000)

La pathogénie des infections à staphylocoque à coagulase négative, bien qu’encore

mal connue, diffère sensiblement de celle des infections à S.aureus. Les infections à

S.epidermidis

sont caractérisées par deux éléments : elles sont souvent associées à un corps étranger, et

comme pour la plupart des infections à SCN, évoluent sur un mode indolent, subaigu.

S.epidermidis produit en effet beaucoup moins d’enzymes et de toxines que S. aureus (Von

Eiff et al.,2002) .

Staphylococcus aureus et les Staphylococcus epidermidis sont les germes les plus

fréquemment responsables d'infections à corps étrangers, tels que les cathéters

intravasculaires, les valves cardiaques prosthétiques et les prothèses ostéo-articulaires (Pittet

et Wenzel ,1995 ;Tattevin et al.,1999).

Synthèse bibliographique

6

II. Les Biofilms bactériens

1.Le biofilm est le mode de vie majoritaire des microorganismes

Les biofilms sont présents sur terre depuis des milliards d’années .Toute surface solide

en contact avec un fluide contenant des bactéries sont susceptible d’être support d’un biofilm.

Certains estiment qu’il représente le mode de vie de plus 99% des bactéries terrestres

( DuPont ,1997).

L’existence du mode de vie en biofilm a été envisagée depuis les travaux de Henrici et

Zobell au début des années 40 (Henrici, 1933; Zobell, 1943). Ce n’est qu’à partir des années

1980 que ce concept a été généralisé à des environnements variés par Bill Costerton

(Costerton, 1978). Depuis, l’intérêt pour la recherche scientifique sur les biofilms croît de

manière exponentielle : plus de 5000 publications sur le sujet sont recensées entre 2000 et

2010 (Karunakaran et al., 2011).

Il n’existe pas de consensus absolu sur la définition d’un biofilm et il est encore

possible de trouver quelques divergences suivant les auteurs (Costerton, 1999).

Le biofilm bactérien peut se définir comme une communauté de microorganismes

enrobés d'une matrice hydratée, riche en polymères extracel lul aires, et en contact avec une

surface (Filloux et Vallet, 2003). L'organisation, la forme, et la densité de ces assemblages ne

sont pas liées au hasard, cette construction est une réponse aux variations des conditions

écologiques (Melchiour et al., 2006). Ce sont des communautés hétérogènes, qui peuvent

se composer d'une seule espèce de bactéries ou de champignons ou, plu; fréquemment, ils

peuvent être polymicrobiens (Phillips et al., 2011).

Ce comportement des bactéries apparaît comme une réponse adaptative à un

environnement plus ou moins hostile, il conduit à des modification des fonctions

métaboliques et de l'expression des facteurs de virulence, ainsi qu'une sensibilité diminuée

aux moyens de défense naturels ou non de l'hôte, favorisant ainsi aux bactéries de nombreux

avantages (Davey et O'Toole, 2000) .

Synthèse bibliographique

7

2. Les principaux constituants du biofilm

Les constituants essentiels d’un biofilm sont les micro-organismes agglomérés et la

matrice qu’ils synthétisent. (Clutterbuck et al. 2007). Les micro-organismes représentent 2 à

15 % du matériel du biofilm. La matrice extracellulaire représente 50 à 90 % de la masse

organique carbonée d’un biofilm. (Sutherland 2001, Branda et al. 2005). L’organisation

d’un réseau de canaux aqueux au sein du biofilm permet l’acheminement de l’oxygène et des

nutriments entre les microcolonies et vers les régions les plus enfouies, ainsi que l’évacuation

des déchets. Toutefois, un gradient de nutriments et d’oxygène existe depuis la superficie vers

la profondeur du biofilm, où l’environnement devient plus propice aux organismes évoluant

en anaérobiose. Ainsi, l’état métabolique d’une bactérie au sein du biofilm peut être

directement dépendant de sa localisation à l’intérieur de la structure (O'Toole,Kaplan et al.

2000; Tolker-Nielsen et Molin 2000; O'Toole 2003).

Les propriétés physico-chimiques de la matrice d’exopolymères sont variables d’un

biofilm à l’autre. Sa très forte teneur en eau, due à sa capacité à fixer un grand nombre de

molécules d’eau par des liaisons hydrogène, permet à certains biofilms de lutter contre la

dessiccation dans le milieu naturel. La matrice d’exopolymères joue aussi un rôle majeur dans

les propriétés de résistance aux biocides des biofilms, en se liant directement aux agents

antimicrobiens et en les empêchant de pénétrer au sein du biofilm (Donlan et Costerton

2002).

3. Formation des biofilms

Le développement du biofilm répond classiquement à trois étapes successives :

l’attachement, la colonisation et l’accroissement (Hall-Stoodley, Costerton et al. 2004).

3.1 Adhésion réversible:

L’approche des bactéries de la surface dépend des propriétés dynamiques du milieu

(vitesse d’écoulement du fluide) et des propriétés physico chimiques de la surface

(Katsikogianni et al., 2004).Le contact entre la bactérie et le substratum mettent en jeu les

forces attractives de Van Der Waals, et les forces électrostatiques répulsives (Chmielewski et

Frank, 2003).

Synthèse bibliographique

8

3.2 Adhésion irréversible:

Grace à la sécrétion d'exopolymères par les bactéries favorisant leur fixation à un

support et conduisant à des fortes interactions avec des liaisons covalentes entre les bactéries

et la surface, grâce à la présence des flagelles, des pilis et des adhésines (Vallet et ai, 2001).

La synthèse des EPS, qui débute dès les premières étapes d’adhésion, se poursuit pendant la

maturation du biofilm [(Spiers et al., 2003) ; (Kuchma et al., 2005)] et la matrice peut alors

occuper jusqu’à 75-95 % du volume d’un biofilm mature (Suci et al., 1994).

3.3 Formation de microcolonies:

Une fois l'attachement des bactéries est irréversible, les bactéries commencent à se

diviser et à former des microcolonies (Chmielewski et Frank, 2003) qui vont recouvrir toute

ou une partie de la surface (Stanley et aL, 2003). Par la suite le biofilm a une croissance

exponentielle se traduisant par une augmentation importante de son épaisseur jusqu’à former

un film hétérogène tridimensionnel [(Costerton et al., 1995) ; (Davey et O’Toole, 2000) ;

(Sauer et al., 2002)].

3.4 Maturation du biofiim:

Au sein du biofiim mature, les microorganismes sont séparés par des canaux aqueux

qui forment un réseau de circulation permettant d'une part d'acheminer l'oxygène et les

nutriments dans les régions enfuies du biofilm et d'autre part d'évacuer les déchets (Filloux et

VaIlet, 2003). le développement de ces microcolonies traduit le stade de maturation du -

biofiim et la colonisation de nouvelles surface (Roux et al., 2006).

3.5 Dispersion du biofiim:

Le détachement des bactéries se fait selon trois étapes :

- Détachement des cellules de la colonie du biofilrn

- Translocation des cellules vers un nouvel emplacement

- Fixation des cellules à un substrat dans le nouvel emplacement (Kaplan, 2010)

Synthèse bibliographique

9

Les bactéries peuvent alors migrer afin de trouver un environnement plus favorable à

leur développement. Ce phénomène n’est pas restreint au dernier stade du développement du

biofilm mais peut avoir lieu, soit par lyse cellulaire soit par le départ de cellules viables, tout

au long de la formation du biofilm et en réponse à un changement d’environnement (Donlan,

2002).La schéma suivant explique les différents stades formés un biofilm (figure 2).

Figure 2 .Principales étapes de développement d’un biofilm (Bridier et al., 2011)

3. Importance des biofilms dans le secteur médical : Le problème d’infection

nosocomiale

Les propriétés d’adhésion des micro-organismes sont si répandues que toute surface

en contact avec un liquide est rapidement colonisée .On comprend donc aisement que les

biofilms aient un impact dans de nombreux domaines.

En médecine, les biofilms ont une importance particulière car ils sont impliqués

dans un large éventail d’infections chez l’homme. Environ 65 % des infections sont

dues à des biofilms dans les pays dits développés. Les biofilms sont aussi impliqués dans

60 % des infections nosocomiales et dans toutes les infections prothétiques (Costerton et al.,

1995).

Les biofilms sont responsables d’un large éventail d’infections chez l’Homme. Plus de

80% des infections bactériennes chroniques sont associées à la présence de biofilms (Hall-

Stoodley et al., 2004).

Synthèse bibliographique

10

Ces derniers peuvent se former à la surface ou à l’intérieur des dispositifs médicaux

implantés dans l’organisme (lentilles de contact, cathéter veineux central, sonde

endotrachéale, dispositifs intra-utérins, valves cardiaques artificielles, pacemakers, cathéters

de dialyse péritonéale, sondes de tympanostomie, sondes urinaires, prothèses vocales…) ,82%

des infections nosocomiales sont dues à la présence d’implants médicaux contaminés

(Archibald et Gaynes, 1997).

La formation de biofilms dépend de plusieurs facteurs : nombre de cellules présentes,

vitesse du flux du liquide dans lequel se trouve le dispositif, propriétés physico-chimiques de

la surface (Donlan, 2001).

La liste suivante, non exhaustive, regroupe les principales infections liées à la présence de

biofilms (Lewis, 2008) :

Infections ou maladies :

o Caries dentaires,

o Gingivites,

o Péritonite,

o Mucoviscidose,

o Otite moyenne (notamment chez l’enfant),

o Ostéomyélites,

o Prostatites.

Infections nosocomiales :

• Sutures,

• Lentilles de contact,

• Port d’un implant médical :

Sonde urinaire,

Cathéter veineux central,

Sonde endotrachéale,

Sonde de gastrotomie,

Valve cardiaque artificielle,

Prothèse orthopédique,

Broches (ostéomyélite) ( Donlan , 2001)

Synthèse bibliographique

11

Figure 3. Images obtenue par microscopie électronique de cellules de S. aureus adhérentes et

formant des biofilms chez l’hôte sur une valve cardiaque (à gauche) (Boles et Horswill,

2011) et image en microscopie électronique d’un cathéter en silicone colonisé par un biofilm

( à droite) (Jones et al., 2006)

III. Biofilms à Staphylocoques

1 .Les Staphylocoques et les dispositifs médicaux

Les staphylocoques sont responsables de la grande majorité des infections causées par

des biofilms (Otto, 2008).La présence de films protéiques sur des implants médicaux en

contact direct avec un fluide favorisent la formation de biofilms. Par exemple, les cathéters

veineux centraux, en contact direct avec le sang, sont recouverts de plaquettes, de plasma et

de protéines: albumine, fibrinogène, fibronectine, laminine… (Goller et Romeo ,2008).

S. epidermidis, espèce dominante de la flore résidente de la peau, a été considérée pendant de

longues années comme une bactérie non pathogène mais l’émergence d’infections

nosocomiales à S. epidermidis sur des dispositifs médicaux a été récemment rapportée (von

Eiff et al., 2001a ; 2002). Par comparaison avec S. aureus, cette espèce exprime moins de

facteurs de virulence tels que la sécrétion de toxines ou la résistance au système immunitaire,

mais sa capacité à former des biofims très mucoïdes lui permet de devenir un pathogène

opportuniste (Fey et Olson, 2010).

2. Mécanisme de formation de biofilm de staphylocoques sur Implants médicaux

L’adhésion des staphylocoques aux dispositifs médicaux peut survenir au début après

l'implantation, ou à des instants ultérieurs, voire plusieurs mois après implantation (Rohde et

al., 2010).

Synthèse bibliographique

12

La formation des biofilms est un processus en deux étapes qui nécessite l’adhérence

des bactéries à une surface, suivie de l’agglomération des cellules bactériennes entre elles,

pour aboutir à un biofilm multicouches où les cellules sont engluées dans le « slime » (

assimilé au glycocalyx produit par des souches fortement adhérente de staphylocoques) qui

progressivement va recouvrir l’ensemble du biomatériau qui sera alors colonisé (Von Eiff et

al.,1999 ;Pinna et al.,2000 ;Kodjikian et al.,2003).

L’adhésion initiale, réversible au départ, puis progressivement irréversible, est régie

par l’équilibre entre trois forces physico-chimiques fondamentales non spécifiques (van der

Waals ou hydrophobes, électrostatiques, et interactions acide/base) (Vafidis et al., 1984 ;

Characklis et Marshall,1990 ; Mack ,1999 ). Parmi les molécules impliquées dans

l’adhésion directe aux surfaces on retrouve : protéines de surface,dites microbial surface

components recognizing adhesive matrix moleculesMSCRAMM autolisine Atl E , l’acide

téchoiques ,Les protéines de surface SSP-1 (280 kDa) et SSP-2 (250 kDa) et la protéine

Biofilm Associated Protein (BAP) (Von Eiff et al.,2002)

Après l’attachement à la surface, les bactéries vont se multiplier et s’accumuler. Cette

phase est caractérisée par l’agrégation intercellulaire pouvant s’accomplir par une variété de

molécules telles que les protéines d’adhésion ou le plus souvent par les exopolymères

polysaccharidiques (Otto, 2008).

La croissance du biofilm, mieux connue pour S. epidermidis que pour S. aureus,

implique essentiellement une adhésion entre les bactéries et la synthèse de la matrice

extracellulaire. L’adhésion intercellulaire est médiée par le PIA (Von Eiff et al., 2002).

Figure 4.Principales étapes de formation du biofilm de Staphylococcus epidermidis sur un

implant transcutané (von Eiff et al., 2002).

Synthèse bibliographique

13

3.Gènes contrôlant la formation de biofilm de Staphylococcus aureus et Staphylococcus

epidermidis

L’expression de ces deux adhésines (PS/A et PIA) est codée par le locus ica (

IntraCellular Adhesin) qui contient l’opéron ica . Celui-ci est composé du gène ica ACDB et

du gène ica R qui joue un rôle dans la régulation, sûrement en tant que répresseur (Conlon et

al. ,2002 ;Cafisco et al.,2004 ; Fitzgerald et al ., 2004 ) .

Cet opéron contrôle l’expression de quatre protéines indispensables à la synthèse des

adhésines (Gelosia et al.,2001 ; Nilsdotters et al., 2005). Il est très fréquemment isolé du

génome de souches multirésistantes de Staphylococcus epidermidis à l’origine d’infections

liées à la présence d’implants, mais ne se retrouve que rarement dans celui des souches

saprophytes de la peau et des muqueuses ( Ziebhur et al ., 1997).

Le gène ica est un meilleur marqueur de la pathogénicité d’une souche que la capacité à se

multiplier et à former un biofilm (Galbart et al., 2000).

4. Résistance aux antibiotiques

La notion de «résistance» des biofilms aux antibiotiques mérite d’être clarifiée. En

effet, une souche bactérienne est définie comme étant résistante si sa croissance n’est pas

inhibée à une concentration critique (CMI) d’antibiotique généralement observée pour la

majorité des souches de l’espèce considérée. Les cellules d’un biofilm sont quant à elles

décrites comme résistantes par comparaison avec leurs homologues planctoniques. Par

ailleurs, il est parfois plus exact de parler de tolérance plutôt que d'une véritable «résistance»

lorsque le mécanisme impliqué est de nature phénotypique (adaptation des cellules à la vie en

biofilm) (Daddi Oubekka, 2012).

L’éradication d’un biofilm bactérien pose de gros problèmes cliniques, car

l’antibiothérapie active habituellement sur les bactéries à l’état planctoniques se révèle bien

souvent moins efficace sur des structures organisées en biofilm (Brooun, Liu et al. 2000;

Stewart and Costerton 2001). Les mécanismes de résistance habituels, basés sur des

modifications enzymatiques, des mutations ou des pompes membranaires d’efflux, ne

semblent pas entrer en jeu dans les résistances observées dans les biofilms bactériens (Mah et

O'Toole 2001).

Trois hypothèses principales (Figure5) sont avancées afin d’expliciter les mécanismes

de résistance des biofilms aux antibiotiques (Stewart and Costerton 2001) : La première

repose sur une notion de barrière physique qui expliquerait la pénétration lente et incomplète

Synthèse bibliographique

14

de certains antibiotiques. La seconde hypothèse est liée à l’environnement spécifique du

biofilm, dont les zones les plus profondes, riches en résidus acides et pauvres en oxygène et

en nutriments, pourraient gêner l’action de l’antibiotique. Enfin, la dernière hypothèse

s’appuie sur les modifications phénotypiques observées dans certains biofilms et dont les

micro-organismes constituants pourraient présenter des formes plus résistantes.

Figure.5 Les trois mécanismes de résistance du biofilm aux antibiotiques

(Costerton, Stewart et al. 1999)

Matériel et méthodes

Matériel et méthodes

15

1. Prélèvements

Ce travail a été réalisé à l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et à l’hôpital D’El

Oued. 31 souches de Staphylocoques, objet de notre étude ont été isolées entre le 11 Février

et le 25 Mai 2015 au niveau de 07 services :

-Service de réanimation.

-Service de chirurgie orthopédique.

-Service des maladies infectieuses.

-Service de chirurgie femme générale.

-Service de médecine femme.

-Service de médecine homme.

-Service de néphrologie-hémodialyse.

Les malades inclus dans cette étude, présentent une pathologie lourde nécessitant la pose de

dispositifs médicaux. Les extrémités de cathéter et sonde urinaire ont été prélevées

aseptiquement.

Technique de culture des dispositifs médicaux

Pour le diagnostic des infections du cathéter, sonde urinaire, et drain nous avons

utilisé dans cette étude une méthode qui nécessite l'ablation de ces dispositifs médicaux par la

culture quantitative de Brun Buisson (1987) qui est dérivée de la méthode de Cléri .

La technique de Brun Buisson consiste à recueillir les segments de cathéter à

analyser dans 1 ml de sérum physiologique et 5 ml pour les sondes urinaires sans

désobstruction. Après agitation au vortex 0,1 ml de la solution est reprise avec une

micropipette puis étalé sur une gélose Chapman.

2. Isolement et purification des souches de Staphylocoques isolées

L’isolement est réalisé sur gélose Chapman à 37°C pendant 48 heures .Afin de

confirmer la pureté des souches, nous avons effectué des repiquages successifs en alternant

milieu liquide (bouillon nutritif) et milieu gélosé sélectif Chapman.

Matériel et méthodes

16

3. Identification

L’identification comporte une série d’étape, se succédant le plus souvent dans un

ordre déterminé ; les souches isolées ont été identifiées par des techniques microbiologiques

standards (la coloration de Gram , catalase et test de coagulase) . Les résultats obtenus au

cours de chaque étape permettent l’orientation des démarches ultérieures.

3.1 Réalisation de la coloration de Gram (Bousseboua ,2002)

l- Etalement à partir des milieux de culture : On étale une petite goutte de culture en milieu

liquide en un film mince et régulier.

2-fixation par la chaleur : La lame, est passée dans une flamme chauffante

3-coloration de Gram : Pour l'identification des germes, la coloration de Gram est l'étape clé

dans notre travail, cette étape de l'examen direct est essentiel pour apprécier la présence et la

morphologie des germes et permet de classer les bactéries en deux grandes catégories.

-les bactéries « Gram positif» : qui gardent leur coloration violette après décoloration par

l'alcool.

-les bactéries « Gram négatif» : qui décolorées par alcool, sont teintées par la fuchsine et

apparaissent roses.

3.2 Recherche de la catalase (Garnier et Denis ,2007)

La catalase (Ferro porphyrine de poids moléculaire élevé) a la propriété de

décomposer l’eau oxygénée avec dégagement d’oxygène .C’est l’action directe de l’enzyme

qui est mise en évidence dans la masse bactérienne.

On prend une goutte d’eau oxygénée (H2O2) à 10 volumes qu’on dépose sur une lame

avec une colonie bien distincte de culture jeune de 24 h, le dégagement immédiat de bulles

d’oxygène exprime la présence d’une catalase.

Matériel et méthodes

17

H2O2 H2O+1/2 O2

3.3 Recherche de la coagulase (Garnier et Denis ,2007)

Coagulase libre

La coagulase libre est présente chez S.aureus, mais aussi peut être produite par

S.intermedius ou S.hyicus .Ce test consiste à mettre en évidence la coagulase libérée dans le

milieu extérieur.

La détection de cette coagulase s’effectue en ajoutant dans un tube à hémolyse 0.5 ml

de plasma humain et 0.5 ml d’une culture de staphylocoques de 24 h en bouillon .Le mélange

est placé à l’étuve à 37°C et est incubé pendant 24 heures. Les souches de S.aureus

provoquant la coagulation du plasma le plus souvent les trois premières heures, Un test positif

se traduit par la formation d’un coagulum.

4. Conservation des souches

Les souches sont conservées dans des tubes de gélose nutritive inclinés à une

température de 4°C (ces bactéries sont placées dans un état de vie ralentie ou

momentanément suspendue donc dans des conditions peu favorables pour leur multiplication).

5. Etude de l’antibiorésistance (CASFM ,2015)

L’étude de la sensibilité aux antibiotiques a été réalisée par la méthode de diffusion

sur milieu gélosé Mueller-Hinton selon les normes et les recommandations du comité de

l’antibiogramme de la société française de la microbiologie (CASFM).

Inoculum

- A partir d’une culture pure de 18 H sur milieu d’isolement, racler à l’aide d’une anse de

platine quelque colonies bien isolées et parfaitement identiques ;

-Décharger l’anse dans 5 à10 ml d’eau physiologique stérile à 0.9 ℅ ;

-Bien homogénéiser la suspension bactérienne, son opacité doit être équivalente à 0.5 Mac

Farland ou à une D.O de 0.08 à 0.10 lue à 625 nm ;

-L’inoculum peut être ajusté en ajoutant , soit de la culture s’il est trop faible , ou bien de

l’eau physiologique stérile s’il est tés fort ;

-L’ensemencement doit se faire dans les 15 mn qui suivent la préparation de l’inoculum.

Matériel et méthodes

18

Ensemencement

-Tremper un écouvillon stérile dans la suspension bactérienne ;

-L’essorer en le pressant fermement (en le tournant) sur la paroi interne en tube, afin de le

décharger au maximum ;

-Frotter l’écouvillon sur la totalité de la surface gélosée, sèche, de haut en bas en stries

serrées ;

-Répéter l’opération deux fois, en tournant la boite de 60° à chaque fois sans oublier de faire

pivoter l’écouvillon sur lui-même .Finir l’ensemencement en passant l’écouvillon sur la

périphérie de la gélose ;

-Application des disques d’antibiotiques ;

-Presser chaque disque d’antibiotique à l’aide d’une pince bactériologique stérile pour

s’assurer de son application .Une fois appliquée le disque ne doit pas être déplacé.

Incubation

-Mettre à l’étuve à 37 °C pendant 18 à 24 h.

Lecture

-Mesurer avec précision, les diamètres des zones d’inhibition

-Comparer ces résultats aux valeurs critiques figurant dans la table de lecture

-Classer la bactérie dans l’une des catégories : sensible, intermédiaire ou résistantes

Tableau 03: Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés (CASFM, 2010).

Antibiotiques

Testés

Symbole Charge du

Disque

Concentration

critique(mg/l)

Diamètres

critiques (mm)

S R R S

Bétalactamine:

Pénicilline

Oxacilline

P

OX

6µg

1µg

≤0.25

≤2

>16

>2

≥8

≥20

≤29

≤20

Aminosides

Gentamicine

Amikacine

GN

AK

15µg

30µg

≤2

-

>4

-

≤16

≤14

≥18

≥17

Macrolides

Erythromycines

E

15µg

≤1

>4

≥17

≤22

Matériel et méthodes

19

Lincosamides

Clindamycine

CD

2µg

≤2

>2

≥15

≤15

Streptogramines

Pristinamycine

PR

15µg

≤1

> 2

≥22

≤19

Sulfamides-

Trimethoprime

Triméthoprime/

sulfaméthoxazole

SXT

25 µg

≤16

>10

> 8/152

≤ 2/38

Glycopéptides

Vancomycine

VA

30µg

≤4

>8

≥17

-

Autres

Fosfomycine Acide

fusidique

Rifampicine

FOS

FC

RIF

200mcg

10µg

30µg

≤2

≤32

≤0,06

>16

>32

>0,5

≥15

≥14

≥29

<22

<14

<24

6. Evaluation de la formation de biofilm

6.1 Etude de la formation du biofilm par la méthode in vitro de coloration au

cristal violet sur microplaques (TCP) (Christensen et al., 1985)

Les biofilms mono-espèces (Staphylocoques) ont été développés sur des supports en

polystyrènes en utilisant des microplaques . On dépose 20µl d’une culture de nuit (trois

cultures indépendantes pour chaque espèce à l’étude) auparavant diluée 1 dans 100. Des

puits non inoculés sont utilisés comme témoin négatif (contrôle de stérilité).

Les microplaques sont par la suite incubées à 37°C pour une période de 24 heures

.On retire ensuite très délicatement la phase planctonique, les puits ont été lavés quatre fois

avec du tampon phosphate salin (TPS pH 7.2) afin de se débarrasser des bactéries flottantes

«planctonique ».Les biofilms formés par les organismes adhérents (sessile)

dans les microplaques ont été fixés avec l’acétate de Sodium (2℅), les cellules adhérentes au

support de polystyrène dans chacun des puits sont colorées avec du Crystal violet .

Matériel et méthodes

20

Les microplaques sont ensuite lavées avec de l’eau distillée stérile et séchées toute la nuit à

température ambiante.

Les cellules de staphylocoques adhérentes qui forment des biofilms sur les puits, ont

été uniformément colorées par le Crystal violet.

6.2 La méthode en tube TM (Christensen, 1982)

Le bouillon cœur cervelle avec un volume de (10ml) a été inoculé avec une quantité

de micro-organismes prélevés par anse incubé à 37°C pendant 24 heures .Au lendemain de la

culture, les tubes ont été lavés avec du TPS (pH 7, 2) et séchés. La couche de biofilm

adhérente dans chaque tube est colorée avec du Crystal violet (0.1 %).Les tubes sont ensuite

lavés avec de l’eau distillée stérile et séchés toute la nuit à température ambiante.

La formation de biofilm a été considérée comme positive lorsqu’un film visible borde le mur

et le fond du tube, les expériences ont été réalisées en triples.

6.3 La méthode du Rouge Congo Agar (zeibuber et al., 2001)

La gélose Rouge Congo Agar est un milieu très convenable pour la détection des

souches productrices de slime. Sur ce milieu les souches qui synthétisent le PIA

(Polysaccharide IntercellularAdhesion) donnent des colonies noires avec une surface rugueuse

contre des colonies de couleur rouge et à surface lisse pour les souches PIA négatives

(Ziebuhr et al., 2001). Le milieu est ensemencé avec une anse d’une suspension des souches

isolées. La lecture à été faite après 24 heures à 37°C (Jain et Agarwal, 2009).

Résultats et

discussion

Résultats et discussions

21

1. Prélèvements

Durant notre période d’étude, 116 prélèvements à partir des dispositifs médicaux ont

été collectées aseptiquement aux services d’hémodialyse, réanimation, chirurgie générale,

médecine général de l’hôpital de Touggourt et El-Oued dont 46 sondes urinaires, 41

extrémités des cathéters périphériques, 09 cathéters centraux, et 20 drains.

Tableau 04: Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de El-Oueds selon les

services

Service Nb de prélèvements Taux de prélèvements (%)

Chirurgie orthopédique 16 23.18

Infectieuse 04 5.79

Chirurgie femme générale 16 23.18

Médecine femme 08 11.59

Néphrologie-hémodialyse 09 13.04

Médecine homme 16 23.18

Total 69 100

Tableau 05: Répartition des prélèvements effectués à l’hôpital de Touggourt selon les

services

Service Nb de prélèvements Taux de prélèvements (%)

Réanimation 17 36.17

Médecine homme 09 19.14

Médecine femme 07 14.89

Chirurgie femme générale 12 25.53

Néphrologie-hémodialyse 02 4.25

Total 47 100

Résultats et discussions

22

2. Caractères bactériologiques des souches de Staphylocoques isolées

Un total de 31 souches de staphylocoques a été isolé à partir des dispositifs médicaux,

chez les patients hospitalières .08 souches ont été isolées à partir des cathéters périphériques,

20 souches ont été isolées à partir des sondes urinaires, 01 souche a été isolée à partir des

cathéters centraux, 02 souches ont été isolées à partir des drains.

2.1. Aspect des colonies

Sur gélose Chapman, nous avons observés deux aspects majeurs :

Des colonies jaunes entourées par une zone jaune;

Des colonies blanches entourées d’une zone rouge ou pourpre.

Photo1: aspect des colonies sur gélose Chapman (original)

Résultats et discussions

23

2.2. Coloration de Gram

La coloration différentielle pour les 31 souches isolées a mis en évidence des cocci

sphériques, en grappe de raisin, en paires, colorés en violet (photo personnelle2).

Photo 2: coloration de gram (objectif x 100)(original)

2.3. Test de catalase

Toutes les cocci à Gram positif, testés pour la production d’une catalase, décomposent

l’eau oxygénée, en eau et en oxygène qui se dégage. Ce qui traduit par le dégagement des

bulles des gaz (effervescence) (photo personnelle 3).

Photo 3 : production de catalase par les cocci à gram positif isolés (original)

2.4. Test coagulase libre

Les cocci à Gram positif, catalase positif, testés pour la production d’une coagulase

présentent un phénotype variable ;

Résultats et discussions

24

Toutes les souches de Staphylocoques isolées à partir des prélèvements effectués ont

présenté un phénotype négatif pour la production de coagulase .

Les résultats du la pré-identification est illustrés dans le tableau 06

(a) (b)

Photo 4 :observation du test coagulase libre (original)

(a) coagulase positive (b) coagulase négative

Tableau 06 : Résultats de pré-identification par les techniques microbiologiques standards.

Caractères

principaux

Coloration de

Gram

Test catalase Test coagulase

31 souches sont

Des cocci à Gram

positif colorés en

violet, regroupés en

grappes de raisin

ou en paires.

Catalase positive

24Souches ;

coagulase négative.

07Souches ;

coagulase positive.

3. Répartition des souches

Sur les 31 souches appartenant au genre Staphylococcus, 22.58% de souches pures

ont été identifiées commeS.aureuspar la mise en évidence d’une coagulase libre. Le reste des

souches (77.41%) appartient aux Staphylocoquesà coagulase négative (SCN) (tableau 07et

tableau 08)

Résultats et discussions

25

Tableau 07. Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature du dispositif

médical à l’hôpital de El-Oueds .

Service

Nombre de

prélèvement

Type de dispositifs médicaux Souches

isolées

Cathéter

périphérique

Drain

Sonde

urinaire

Sonde

vésicale

Cathéter

centrale

Chirurgie

orthopédique

(16)

01 02 02SCN

01 SCP

Infectieuse

(04)

00SCN

00 SCP

Chirurgie

femme

générale

(16)

02 02 SCN

Médecine

femme

(08)

01 02 02 SCN

01 SCP

Néphrologie-

hémodialyse

(09)

03 03 SCN

Médecine

homme

(16)

03 03 05 SCN

01 SCP

Tableau 08. Positivité des prélèvements bactériologiques selon la nature des dispositifs

médicaux à l’hôpital de Touggourt

Service

Nombre de

prélèvement

Type de dispositifs médicaux Souches

isolées

Cathéter

périphérique

Drain

Sonde

urinaire

Cathéter

centrale

Réanimation

(17)

01 03 01SCN

03 SCP

Chirurgie

femme

générale

(12)

03 03 SCN

Résultats et discussions

26

Médecine

femme

(07)

01 02

03 SCN

Néphrologie-

hémodialyse

(02)

01

01 SCN

Médecine

homme

(09)

01 02 02 SCN

01 SCP

Les microorganismes les plus fréquemment impliqués dans les infections sur

cathéters veineux périphériques sont ceux de la flore cutanée, essentiellement les

staphylocoques à coagulase négative et les staphylocoques dorés, suivis par les

entérobactéries. Dans l'Étude de Coello, les staphylocoques sont identifiés dans 71,4 % des

bactériémies liées aux cathéters périphériques, dans le programme RAISIN, les

staphylocoques sont impliqués dans 70 % des bactériémies nosocomiales liées à un cathéter,

central ou périphérique (SFHH, 2005).

L’importance du rôle des SCN en IUN est due à leurs grandes capacités à coloniser les sondes

ainsi que l’organisation particulière de ces bactéries en biofilm qui est source d’infections

(Heradet al., 1998).Nos résultats sont en accord avec ceux retrouvés en 2009 par Bose et

al.,qui confirment la dominance des SCN par rapport aux S.aureusdans l’infection urinaire .

4. sensibilité aux antibiotiques

L’évaluation de la sensibilité aux antibiotiques des espèces isolées à partir des

dispositifs médicaux, aux niveaux des services de réanimation, chirurgie orthopédique,

infectieuse, chirurgie femme générale, médecine femme, néphrologie-hémodialyse, et

médecine homme de l’hôpital de Touggourt et El-Oued s’avère d’une importance

primordiale, vu qu’elle oriente le choix des traitements et permet de réduire la pression de

sélection exercée par les antibiotiques.

Sur 31 espèces identifiées, nous avons effectué des antibiogrammes pour les 31 isolats

cliniques, et les résultats obtenus sont illustrée dans le tableau (09) et tableau (10)

Résultats et discussions

27

4.1 Sensibilité des souches Staphylococcus isolées à partir des DMx aux

antibiotiques à l’hopital de El-Oued

Tableau 09: résultats d’antibiogramme pour les 17 espèces appartenant au genre

Staphylococcus isolées à partir des services de l’hôpital de El-Oued.

Famille

Antibiotique

Nb de souches et %

Souches

SCN

n= 14(%)

Souche

SCP

n= 03(%)

LACTAMINES

Pénicilline G (P)

Oxacilline (OX)

13 92.85

05 35.71

03 100

02 66.66

AMINOSIDES

Amikacine (AK)

Gentamicine (GN)

00 00

01 7.14

00 00

00 00

MACROLIDES Erythromycine (E)

09 64.28

01 33.33

LINCOSAMIDES Clindamycine (CD)

01 7.14 00 00

STREPTOGRAMINES Pristinamycine (RP)

08 57.14 02 66.66

GLYCOPEPTIDES Vancomycine (VA) 00 00 00 00

SULFAMIDES-

TRIMETHOPRIME

Triméthoprime/

sulfaméthoxazole

(SXT)

08 57.14 02 66.66

DIVERS Acide fusidique (FC )

Fosfomycine(FOS)

Rifampicine (RIF)

08 57.14

03 21.42

02 14.28

03 100

00 00

01 33.33

Résultats et discussions

28

Figure 06 Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative et

Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital EPH Ben Amor Djilani d'El Oued.

Les espèces à coagulase positive ont présenté des taux élevés de résistance à toutes

les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux aminosides. (Figure 06)

Les espèces à coagulase négative ont présenté des taux élevés de résistance à toutes

les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides , aminosides et aux autres classes

d’antibiotiques .

Parmi les souches étudiées la totalité des Staphylocoques à coagulase positive étaient

résistantes à la pénicilline et Acide Fusidique soit 100℅ contre une résistance de 92.85℅ et

57.14 ℅ pour les Staphylocoques à coagulase négative .

Nous signalons que ces souches à coagulase négative ont montré un pourcentage de

résistance , qui n’est pas assez élevé vis-à-vis de l’oxacilline (ox) avec un taux de 35.71%

par contre les souches à coagulase positive ont montré un profil de résistance pas assez

important vis-à-vis de Erythromycine (E) et de la Rifampicine (FIR) avec un pourcentage de

33.33%.

TA

UX

DE

RE

SIS

TA

NC

E

ANTIBIOTIQUE Staphylocoques à coagulase

négativeStaphylocoques à coagulase

positive

Résultats et discussions

29

Les espèces à àcoagulase négative ont montré un pourcentage de sensibilité élevé

pour la Gentamycine (GN) et la Clindamycine (CD) avec un taux 7.14% et Rifampicine

(FIR)avec un taux 14.28% et 21.42% pour la Fosfomycine

4.2 Sensibilité des souches Staphylococcus isolées à partir des DMx aux

antibiotiques à l’hopital de Touggourt

Tableau 10: résultats d’antibiogramme pour les 14 espèces appartenant au genre

Staphylococcus isolées à partir des services du l’hôpital de Touggourt.

Famille

Antibiotique

Nb de souches et %

Souches

SCN

n= 10(%)

Souches

SCP

n= 04(%)

Lactamines

Pénicilline G (P)

Oxacilline (OX) 06 60

06 60

04 100

04 100

Aminosides

Amikacine(AN)

Gentamicine (GN)

00 00

05 50

03 75

03 75

Macrolides

Erythromycine (E)

05 50 01 25

Phénicoles

Chloramphénicol (C)

01 10

00 00

Glycopeptides Vancomycine (VA) 05 50 00 00

Résultats et discussions

30

Figure. 07 Taux de résistance des souche de Staphylocoques à coagulase négative et

Staphylocoques à coagulase positive de l’hôpital du Touggourt .

Les espèces à coagulase positive ont présenté des taux élevés de résistance à toutes les

familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux phénicoles. (Figure 07 )

Les espèces à coagulase négative ont présenté des taux élevés de résistance à toutes les

familles d’antibiotiques sauf aux phénicoles et aminosides

Parmi les souches étudiées la totalité des Staphylococcus à coagulase positive étaient

résistantes à la pénicilline et l’oxacilline soit 100℅ contre une résistance de Staphylococcus

à coagulase négative de portage avec un taux de 60 ℅ .

ces isolats cliniques à coagulase négative ont montré un taux de résistance assez élevé vis-à-

vis de deux antibiotiques : Erythromycine (famille des macrolides) avec un taux de 50% et

Vancomycine (famille des glycopeptides) avec un taux de 50% , par contre à coagulase

positive ont montré un taux de résistance assez élevé vis-à-vis de deux antibiotiques :

Erythromycine (famille des macrolides) avec un taux de 25% , Gentamycine et Amikacine

(famille des aminosides) avec un taux de 75%

Nous signalons que la Gentamycine a montré une activité élevée sur des espèces à

coagulase négative avec un pourcentage de sensibilité de 80% et 90 % pour l’antibiotique

TA

UX

DE

RE

SIS

TA

NC

E

ANTIBIOTIQUEStaphylocoque à coagulase négative

Staphylocoques à coagulase positive

Résultats et discussions

31

Chloramphénicole (C) ,l’amikacine avec un taux de 100%. Par contre la totalité des espèces

de Staphylocoques a coagulase positive etaient sensibles à la Vancomycine et au

Chloramphénicole.

Photo 5 : Effect des disques d’antibiotique sur deux souches différentes : Staphylococcus à

coagulase négative (a) et (b) , Staphylococcus à coagulase positive (c)(originaal)

RP

FC

a AK

a RIF

a CN

CD

a P

a SXT

OX

a

VA

a

FOS

a RIF

AK

a FC

a

SXT

a

E

a

P

a

OX

a

(a)

(b)

(c)

Résultats et discussions

32

Le pourcentage de résistance élevé et l’apparition des souches résistantes à la

pénicilline et à l’oxacilline est probablement du à la pression de sélection exercée par ces

molécules. Le risque de sélection de bactéries résistantes est variable pour chaque

antibiotique, chaque espèce bactérienne, chaque complexe antibiotique (Bergogne ; 1995).

Conformément à plusieurs auteurs, les antibiotiques doivent traverser une épaisse

couche constituée d’exopolysaccharides , d’ADN et de protéines afin de pouvoir atteindre

leur cellules cibles (Anderson et O’Toole ,2008), les antibiotiques de la famille des

Pénicillines pénètrent difficilement dans les biofilms constitués de staphylocoques ( Stewart

et Costerton ,2001).

Les staphylocoques ne sont pas tués par ces concentrations et sont alors amené à

établir des résistances. L’utilisation excessive et inadaptée des antibiotiques est la principal

responsable de l’émergence des résistances (Collomb, 2011).

La surveillance de la résistance des souches aux antibiotiques doit être continue et

systématique,la coopération permanente entre cliniciens et microbiologistes est nécessaire

pour un double objectif : thérapeutique et prophylactique (Sekhsokhet al., 2008).

5. Evaluation de la formation de biofim

5.1.Production de biofilm par la méthode de culture en plaque TCP

Le Protocole d’essai TCP décrit par Christensen et al,(1985) est le plus largement

utilisé et a été considéré comme la norme d’essai pour la détection de la formation de

biofilm , dans notre étude nous avons sélectionné des souches de Staphylocoques afin de

déterminer leur capacité à former le slime.

Dans la méthode standard TCP, 28 des 31 isolats sont considérés positifs pour leur

phénotype de production de biofilm par le milieu de croissance cœur cervelle qui favorise la

formation de slime(Tableau 11).

Résultats et discussions

33

Tableau 11 .Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoques par la méthode TCP

Méthode TCP Souches

Isolées d’ILCP

Souches

isolées

d’ILSU

Souches

isolées

d’ILD

Souches

isolées

d’ILCC

Total

Souches

productrices de

slime

08 ( 100 ℅) 17 ( 85℅) 02 ( 100 ℅) 01 ( 100 ℅) 28

Souches non

productrices de

slime

0 ( 00 ℅) 03 ( 15 ℅) 00 ( 00 ℅) 00 ( 00 ℅) 03

Cette technique montre la grande capacité des Staphylocoques d’adhérence et de

production de slime , sachant que toute surface naturelle ou artificielle peut être le siège

d’une colonisation bactérienne avec formation d’un biofilm. C’est le cas de toutes les variétés

d’implants biomédicaux.

(Dune, 2002).

Staphylococcus aureus et les staphylocoques à coagulase négative sont les germes les

plus fréquemment responsables d’infection sur corps étrangers .Leurs facteurs de virulence

majeur est la capacité à produire une matrice extracellulaire et constituer un biofilm

(Fitzpatrick et al ., 2002).

A

B

C

Photo 6. Dépistage de la production de biofilm par la méthode de tissu en plaque (TCP)

Elevé, modéré et non producteurs de slime sont différenciés par la coloration au cristal viole

tdans les 96 puits de la plaque A :Elevé, B :Modéré, C :Non producteur de biofilm (original)

Résultats et discussions

34

5.2 Production de biofilm par la méthode de culture en tube TM

La recherche de slime a montré que 77.41℅ (n=24) des souches responsables d’ILDM sous

des conditions optimisées ont été productrice de slime contre 22.58℅ (n=7) de souches non

productrices de biofilm.

Tableau 12. Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode TM

Méthode TM Souches Isolées

d’ILCP

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILD

Souches

isolées

d’ILCC

Total

Souches

productrices de

slime

07 (87.5 ℅) 15 ( 75℅) 01 ( 50℅) 01 ( 100℅) 24

Souches non

productrices de

slime

01 ( 12.5 ℅) 05 (25 ℅) 01 ( 50℅) 00 ( 00℅) 07

Dans notre étude, la technique en tube présentait une bonne corrélation avec la

technique TCP pour les souches fortement productrices de biofilm . Par conséquent, il était

difficile de différencier entre les souches faiblement productrices de biofilm et non

productrice.

A B C

Photo 7. Dépistge de la production de biofilm par la méthode en tube (TM) .

A :Elevé, B :Modéré,C :Non producteur de biofilm(original)

Résultats et discussions

35

La méthode TM semble facile à réaliser mais la lecture des résultats peut-être difficile,

car plusieurs auteurs stipulent que la formation du biofilm est considérée comme positive

quand un film visible recouvre le mur et le bas du tube alors que d’autres considère que la

formation d’un anneau à l’interface liquide n’est pas indicative de la formation du biofilm

(Mathur et al., 2006).

5.3 Production de biofilm par la méthode RCA

La recherche de la production de slime sur milieu rouge Congo a révélé que 21

souches sur 31 isolées des dispositifs medicauxsont productrices de slime(Tableau 13).

Tableau 13. Fréquence de slime parmi les souches de Staphylocoquespar la méthode RCA

Méthode RGA Souches

Isolées d’ILCP

Souches isolées

d’ILSU

Souches

isolées d’ILD

Souches

isolées

d’ILCC

Total

Souches

productrices de

slime

06 ( 75 ℅) 13 (65℅) 01 ( 50℅) 01 ( 100℅) 21

Souches non

productrices de

slime

02 ( 25 ℅) 07 ( 35℅) 01 ( 50℅) 00 ( 00℅) 10

Résultats et discussions

36

A B

C

Photo 8. Dépistge de la production de biofilm par la méthode en Rouge Congo Agar (RGA) .

A :Elevé, B :Modéré,C :Non producteur de biofilm(original)

plusieurs auteurs signalent que la méthode de rouge Congo semble être moins efficace pour

détecter la formation du biofilm in vitro.

Résultats et discussions

37

6. Corrélation entre les trois méthodes

Tableau 14. Dépistage des 31 souches de staphylocoques isolées pour la détection de

la formation de biofilm par les trois méthodes TCP, TM et RCA

Technique Nombre des souches

de

Absence Modéré Fort

TM 08 12 11

Microplaque 04 16 11

RCA 11 15 04

La détection du biofilm par les méthodes TM et TCP semblent plus fiables à celle du

rouge Congo (tableau14).Nos résultats concordent avec ceux d’Oli et al., (2012), où ils

montrent que la technique TCP est la plus fiable pour la détection de la formation de biofilm

chez des souches cliniques.

Conclusion

Conclusion

38

Conclusion

Les infections bactériennes sont la cause majeure de la morbidité et de la mortalité en milieu

hospitalier dont la majorité peut être due aux staphylocoques. Les études sur les biofilms ont

montré que les SCN sont les plus fréquemment isolés pour leur capacité à produire le slime

et sont la cause la plus commune des infections nosocomiales chez les patients avec

dispositifs médicaux .Cela pose de graves problèmes de santé publique puisque les

traitements systémiques de routine des patients atteints d’infections de ce type se révèlent le

plus souvent inefficaces.

Cette étude, effectuée sur une collection de 31 souches de staphylocoques (24Staphylocoques

à coagulase négative , 7 Staphylocoques à coagulase négative) isolées à partir des différents

services de l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt et Hôpital D’El Oued ,entre le 11

Février et le 25 Mai 2015 montre une variabilité phénotypique de production de biofilm et

de la multirésistance aux antibiotiques qui ont été significativement associées à la virulence

des souches Staphylocoques responsables d’ILDM leur conférant un avantage sélectif et une

grande capacité d’adaptation.Il ressort de notre étude les principaux points suivants :

-Les espèces de Staphylocoques à coagulase positive isolées ont présenté des taux élevés de

résistance à toutes les familles d’antibiotiques sauf aux glycopeptides et aux aminosides et

aux phénicols par contre les Staphylocoques à coagulase négative ont présenté des taux

élevés de résistance à toutes les classes d’antibiotiques sauf aux phénicols et aminosides.

- Les études d’adhésion bactérienne et de formation du biofilm ont été réalisées par les

méthodes TM, TCP et celle de coloration au rouge congo. Les résultats de nos expériences

ont montré que la méthode des microplaques était la plus efficiente et la mieux indiquée pour

une évaluation quantitative de l’adhésion bactérienne sur une surface

-La production de slime a été significativement plus importante parmi les souches

responsables d’infections sur DMx démontré par les trois méthodes utilisées dans cette étude

TCP, TM et RCA respectivement 87.09 ℅, 74.19℅ et 61.29℅.

- La grande capacité de résistance des Staphylocoques à coagulase négative et de formation de

biofilms isolés à partir d’ILDM par rapport aux souches Staphylocoques à coagulase

positive. Nous notons que tous les Staphylocoques à coagulase négative étudiés étaient

Conclusion

39

sensibles à l’Amikacine et la vancomycine qui demeure le traitement de choix contre les

infections à staphylocoques.

Cette étude nous a permis de tester les capacités des cellules de staphylocoques à ré-adhérer

pour former de nouveaux biofilms grâce aux tests de ré-adhésion sur microplaques et sur

tubes, les résultats obtenus semblent mettre en évidence un phénotype transitoire entre l’état

sessile et l’état planctonique .Cette observation doit être prise en compte lors de l’application

du traitement sur les biofilms afin d’optimiser les procédures de prévention.

Il n’existe pas à ce jour de méthodes phénotypiques simple permettant de prédire la capacité

d’une souche à produire un biofilm, il devient donc essentiel d’améliorer nos connaissances

afin de trouver de nouveaux moyens de prévenir ou de traiter les infections associées aux

biofilms et de de nouveaux matériaux réfractaires à la colonisation par les microorganismes

et à la formation de biofilm.

Le meilleur moyen d’empêcher la formation de biofilm sur des implants en milieu hospitalier

repose sur le respect de quelques principes fondamentaux .La formation de biofilm sur

d’ILDM est liée à la durée de présence de cet implant dans l’organisme, plus l’implant est là

depuis longtemps, et plus il y a un risque de formation de biofilms. La pose de l’implant doit

se faire dans des conditions d’hygiène strictes, afin d’éviter au maximum toute contamination

bactérienne.

En perspective de ce travail , il serait important d’élargir l’effectif de l’échantillon à étudier

afin d’avoir une meilleure appréciation épidémiologique de la formation de biofilm par les

staphylocoques et d’identifier de façon approfondie aux niveaux biochimiques et génétiques

le rôle de marqueur de pathogénicité ica , de la variabilité phénotypique de la production de

biofilm et de la multirésistance aux antibiotiques comme facteurs de virulence des souches de

S.epidermidis responsables d’infections liés aux d’ILDM .

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Annexes

Annexes

47

Annexe1 :composition des milieux utilisés

Sérum physiologique :

Chlorure de sodium 9g

Eau distillée qsp 1000 ml

Milieu de croissance et d’isolement :

Bouillon nutritif : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)

Peptone 5,0g

Extrait de bœuf 3,0g

Eau distillée 1,0l

PH : 6,8

Gélose Chapman : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)

Peptone 11

Extrait de viande 1

Mannitol 10

NaCl 75

Agar 15

Rouge de phénol 0,025

PH ; 7,4

Gélose Cœur cervelle (BHIB) : en g/l (Glossaire des milieux, 2002)

Infusion de cervelle de veau 12.5g

Annexes

48

Infusion de Cœurde bœuf 5.0g

Peptone 10.0g

Glucose 2.0g

Chlorure de sodium 2.0g

Phosphatase di sodique 5.0g

Eau distillée 1000 ml

pH ; 7,4

Composition du tampon phosphate salin (TPS) (Hamilton, 2003)

NaCl 137 mM

KCl 2,7 mM

Na2HPO4 10 mM

KH2PO4 1,76 mM

Eau distillée 1000 ml

pH ; 7,4

Composition du rouge congo agar (RCA): en g/l (Nasr et al,2012)

Cœur cervelle 37g

Saccharose 50g

Agar 10g

Rouge Congo 0.8g

Annexes

49

Eau distillée 1000ml

pH ; 7,4

Annexes

50

Annexe2. Concentrations et diamètres critiques des antibiotiques utilisés

Antibiotiques

Testés

Symbole Charge du

Disque

Concentration

critique(mg/l)

Diamètres

critiques

(mm)

S R R S

Bétalactamine:

Pénicilline

Oxacilline

P

OX

6µg

1µg

≤0.25

≤2

>16

>2

≥8

≥20

≤29

≤20

Aminosides

Gentamicine

Amikacine

GN

AK

15µg

30µg

≤2

-

>4

-

≤16

≤14

≥18

≥17

Macrolides

Erythromycines

E

15µg

≤1

>4

≥17

≤22

Lincosamides

Clindamycine

C

D

2µg

≤2

>2

≥15

≤15

Streptogramines

Pristinamycine

P

R

15µg

≤1

> 2

≥22

≤19

Sulfamides-

Trimethoprime

Triméthoprime/

sulfaméthoxazole

SXT

25 µg

≤16

>10

>

8/152

≤ 2/38

Glycopéptides

Vancomycine

VA

30µg

≤4

>8

≥17

-

Annexes

51

Autres

Fosfomycine Acide

fusidique

Rifampicine

FOS

FC

RIF

200mcg

10µg

30µg

≤2

≤32

≤0,06

>16

>32

>0,5

≥15

≥14

≥29

<22

<14

<24

Annexe 3.Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Staphylocoques

responsables d’ILDM

Souche Service P OX CN AK E CD RP VA SXT RIF FOS FC

Ch.F.Su.2 Chirurgie

femme

générale

R R In S R S R S R R S R

M.F.Su1 Médecine

femme

R In S S S S S S S S S S

Ch.Or.Ca4 Chirurgie

orthopédique

R R S S In S S S S S S R

M.F.Su4 Médecine

femme

R In S S In S S S S S S S

Ch.F.Su3 Chirurgie

femme

générale

R In S S R In R S S S S R

N.Ph.Su5 Néphrologie-

hémodialyse

R S S S R In S S S S S S

M.H.In3 Médecine

homme

R R S S In S R S R S S R

M.F.In3 Médecine

femme

R S S S In S S S S S S R

N.Ph.S4g Néphrologie- R S S S S S S S S S S S

Annexes

52

hémodialyse

Ch.Or.D7p Chirurgie

orthopédique

R R S S R S R S R R S R

M.H.S1g Médecine

homme

R R S S R S R S R S S R

N.Ph.S1p Néphrologie-

hémodialyse

S S S S S S S S R S R S

M.H.In7 Médecine

homme

R S S S R S R S R S R R

Ch.Or.D7g Chirurgie

orthopédique

R R R S R S R S R R S S

M.H.S2p Médecine

homme

R S S S R S R S R S S R

M.H.In5 Médecine

homme

² S S S R S R S R S S R

M.H.S2a Médecine

homme

R R S S R R R S R S R R

Annexes

53

Annexe 4 : Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Staphylocoques

responsables d’ILDM

Souche Service P OX AN GN E C VA

S07 Réanimation R R R R S S S

S07' Réanimation R R R R S S S

S08 Réanimation I S S S S S S

S35 Réanimation R R S S R S S

SN8 Néphro-

hémodialyse R S S S R R R

S39' Médecine femme R R S S R S R

S28s Médecine femme R R S R R S S

S02 Médecine femme R S S S S S R

S28 Churigie femme

générale R R S R R S I

S29 Churigie femme

générale I R S S S S I

S35* Churigie femme

générale I S S S S S R

S39 Médecine homme R R S S R S R

S39* Médecine homme R R R R S S S

S24 Médecine homme I R S S S S S

Annexes

54

Annexe 5. Dépistage de la production de biofim pour les souches

de Staphylocoques isolées par la méthode TCP , TM et RCA

Souche TCP TM RCA

Ch.F.Su.2 Elevée Elevée Non

M.F.Su1 Non Non Non

Ch.Or.Ca.4 Elevée Elevée Modérée

M.F.Su4 Modérée Modérée Elevée

Ch.F.Su3 Elevée Modérée Non

N.Ph.Su5 Modérée Modérée Elevée

M.H.In3 Elevée Elevée Modérée

M.F.In3 Modérée Modérée Non

N.Ph.S4g Elevée Elevée Modérée

Ch.Or.D7p Elevée Elevée Non

M.H.S1g Elevée Non Modérée

N.Ph.S1p Modérée Modérée Elevée

M.H.In7 Modérée Modérée Elevée

Ch.Or.D7g Elevée Non Modérée

M.H.S2p Elevée Elevée Modérée

M.H.In5 Elevée Elevée Modérée

M.H.S2a Modérée Elevée Modérée

S07 Modérée Modérée Non

S07' Modérée Non Non

S08 Modérée Modérée Modérée

S35 Modérée Modérée Modérée

SN8 Modérée Modérée Modérée

S39' Modérée Modérée Non

S28s Elevée Non Elevée

S02 Modérée Modérée Modérée

S28 Modérée Modérée Modérée

S29 Non Non Modérée

S35* Modérée Modérée Modérée

Annexes

55

S39 Modérée Elevée Non

S39* Modérée Elevée Non

S24 Non Non Modérée

Annexe 6 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILSU par la methode

TCP et TM et RCA

Souche Service Type de

cathéter

Durée de

cathéterisme

(jours)

TCP TM

RGA

Ch.F.Su.2 Chirurgie

femme

générale

Sonde

urinaire 04 Modérée Elevée

Non

M.F.Su1 Médecine

femme

Sonde

urinaire 06 Modérée Non

Non

M.F.Su4 Médecine

femme

Sonde

urinaire 08 Modérée Elevée

Elevée

Ch.F.Su3 Chirurgie

femme

générale

Sonde

urinaire 04 Modérée Modérée

Non

N.Ph.Su5 Néphrologie-

hémodialyse

Sonde

urinaire 08 Non Elevée

Elevée

N.Ph.S4g Néphrologie-

hémodialyse

Sonde

urinaire 09 Elevée Elevée

Modérée

M.H.S1g Médecine

homme

Sonde

urinaire 02 Modérée Elevée

Modérée

N.Ph.S1p Néphrologie-

hémodialyse

Sonde

urinaire 10 Elevée Elevée

Elevée

M.H.S2p Médecine

homme

Sonde

urinaire 04 Modérée Modérée

Modérée

M.H.S2a Médecine

homme

Sonde

urinaire 06 Non Non

Modérée

Annexes

56

S07 Réanimation Sonde

urinaire

05 Modérée Modérée

Non

S07' Réanimation Sonde

urinaire

04 Modérée Non

Non

S08 Réanimation Sonde

urinaire

03 Modérée Modérée

Modérée

S39' Médecine

femme

Sonde

urinaire

12 Modérée Modérée Non

S02 Médecine

femme

Sonde

urinaire

15 Modérée Modérée Modérée

S28 Churigie

femme

générale

Sonde

urinaire

02 Modérée Modérée

Modérée

S29 Churigie

femme

générale

Sonde

urinaire

04 Non Non

Modérée

S35* Churigie

femme

générale

Sonde

urinaire

03 Modérée Modérée

Modérée

S39* Médecine

homme

Sonde

urinaire

15 Modérée Elevée Non

Annexes

57

S24 Médecine

homme

Sonde

urinaire

13 Non Non Modérée

Annexe 7 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILCP par la methode

TCP et TM et RCA

Souche Service ILDM Durée de

sondage

(jours)

TCP TM RCA

Ch.Or.Ca4 Chirurgie

orthopédique

Cathéter

périphérique 12 Elevée Elevée

Modérée

M.H.In3 Médecine

homme

Cathéter

périphérique 30 Modérée Modérée

Modérée

M.F.In3 Médecine

femme

Cathéter

périphérique 37 Elevée Non

Non

M.H.In7 Médecine

homme

Cathéter

périphérique 35 Modérée Modérée

Elevée

M.H.In5 Médecine

homme

Cathéter

périphérique 15 Elevée Elevée

Modérée

S35 Réanimation Cathéter

périphérique 14 Modérée Modérée Modérée

S39 Médecine

homme

Cathéter

périphérique 10 Modérée Elevée Non

S28s Médecine

femme

Cathéter

périphérique 08 Elevée Non Elevée

Annexes

58

Annexe 8 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILST par la methode

TCP et TM et RCA

Souche Service ILDM

Durée de

sondage

(jours)

TCP TM RCA

Ch.Or.D7p Chirurgie

orthopédique

Drain 02 Modérée Modérée Non

Ch.Or.D7g Chirurgie

orthopédique

Drain 02 Elevée Non Modérée

Annexe 9 :Détection de biofilm pour les souches responsables d’ILCC par la methode

TCP et TM et RCA

Souche Service ILDM

Durée de

sondage

(jours)

TCP TM RCA

SN8 Néphro-

hémodialyse

Cathéter

Centrale 50 Modérée Modérée Modérée

Annexes

59

Résumé

Les staphylocoques constituant normaux de la microflore cutanée et muqueuse sont les espèces les plus fréquemment isolées

d’infections liées aux dispositifs médicaux. Leur principal facteur de virulence est leur capacités à adhérer à la surface des

biomatériaux et par la suite de former le slime .

31souches de staphylocoques ont été isolées des différents dispositifs médicaux (Cathéter périphérique, Drain, Sonde urinaire et

Cathéter central) au niveau de l’hôpital EPH Ben Amor Djilani d'El Oued et de l’hôpital Slimane Amirat de Touggourt , avec une

prédominance de l’espèce Staphylococcus à coagulase négative 77.41% et 22.58%Staphylococcus à coagulase positive.

L’étude de l’antibiorésistance a montré une importante résistance auxB-lactamine. Les études d’adhésion bactérienne et de formation

du biofilm ont révélé que plus de la moitié des souches produisaient un slime bactérien par la technique du rouge cong 67.74,%, 90.32

% d’entre elles étaient fortement formatrice de biofilm par la technique TCP, 77.41% de souches ont formé un biofilm par la technique

TM. La technique en tube présentait une bonne corrélation avec la technique TCP pour les souches fortement productrices de biofilm.

Mots-clés : Adhésion bactérienne, biofilm, Staphylocoques, Staphylococcus à coagulase négative , Staphylococcus à coagulase

positive, dispositifs médicaux, cathéters, infection, sonde urinaire , antibiorésistance.

:ملخص

انبكخُرَا انعىمىدَت مشكم طبُعٍ نهمُكروفهىرا انجهذَت وانمخاطُت ، هٍ مه االوىاع انمعسونت غانبا مه انعذوي انمرحبطت باألجهسة انطبُت ، عامم انفىاعت

.انرئُسٍ نذَها هى لذرحها عهً االنخصاق بسطح انمىاد انحُىَت و مه ثم حشكُم انسهُم

عهً مسخىي مسخشفً به عمر (جهاز لسطرة ، اسخىساف ، انمسطرة انبىنُت و انمسطرة انمركسَت )سالنت عىمىدَت مه مخخهف األجهسة انطبُت 31 حمعسل

مه انمكىراث انعىمىدَت ٪22.58 و٪ 77.41 انجُالوٍ بانىادٌ ومسخشفً سهُمان عمُراث فٍ حمرث ، مع أغهبُت نىىع انمكىراث انعىمىدَت انمخثرة انسهبُت

.انمخثرة االَجابُت

وكشفج دراساث االنخصاق انبكخُرَت وحشكم انبُىفُهم أن أكثر مه وصف انسالالث مىخجت . اظهرث دراست مماومت انمضاداث انحُىَت مماومت معخبرة نبُخا نكخامُه

حمىُت TM مه انسالالث شكهج بُىفُهم بخمىُت% TCP77.41مشكهت بمىة نبُىفُهم بخمىُت % 90.32 ، مىها RCA ..67.74%نسهُم بكخُرٌ عه طرَك حمىُت

. بانىسبت نهسالالث انمىخجت بمىة نهبُىفُهمTCPاألوبىب وافمج حمىُت

كهماث انبحث

االنخصاق انبكخُرٌ بُىفُهم انعىمىدَاث انمكىراث انعىمىدَاث انمخثرة انسهبُت انمكىراث انعىمىدَاث انمخثرة االَجابُت أجهسة طبُت انمسطرة عذوي انمسطرة

. انبىنُت مماومت مضاداث انمكىباث

Summary Staphylococci normal constituent of the skin and mucosal microflora are the most frequently isolated infections related to medical devices species. Their main virulence factor is their ability to adhere to the surface of biomaterials and subsequently form the slime. 31 staphylococcal strains were isolated from different medical devices (catheter device, Drain, Urinary catheter central catheter) at the hospital EPH Ben Amor Jilani El Oued and Touggourt hospital Slimane Amirat, with a predominance of the species Staphylococcus coagulase negative 77.41% and 22.58% coagulase-positive Staphylococcus. The study of antimicrobial resistance showed significant auxB-lactam resistance. The bacterial adhesion studies and biofilm formation revealed that more than half of the strains bacterial slime produced by the technique of red cong 67.74,%, 90.32% of them were highly formative biofilm by the TCP technique, 77.41% strains of biofilm formed by the TM technique. The tube technical correlated well with the TCP technique for highly producing strains biofilm. Keywords: bacterial adhesion, biofilm, Staphylococcus, coagulase-negative Staphylococcus, coagulase positive Staphylococcus, medical devices, catheters, infection, urinary catheter, antibiotic resistance.

Annexes

60