1

MINISRTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR

UNIVERSITE DE LA MANOUBA

INSTITUT SUPERIEUR DE BIOTECHNOLOGIE DE SIDI THABET (ISBST)

SUPPORT DE COURS

ANALYSES GENETIQUES

UE : Analyses Génétiques / Technologies Immunologiques et Cellulaires

Licence Appliquée en Biologie Analytique et Expérimentale

Bioanalyses et Contrôle qualité

Niveau L2

Elaboré par :

Dr. KHOUAJA Fattouma

Année Universitaire 2018/2019

2

Annexe 21

UEF3 : analyses génétiques / technologies immunologiques et cellulaires

ECUE n°1 : analyses génétiques

Plan du cours (21H)

Introduction (1h30)

- Stabilité et variabilité de l’hérédité

- Polymorphisme de l’ADN

Chapitre I : les différents types de mutations (6H)

- Mutations chromosomiques (polyploïdie, aneuploïdie, inversion, translocation)

- Mutations de répétition (microsatellites et minisatellites)

- Mutations ponctuelles (substitution, frameshift)

Chapitre II : méthodes d’analyse génétique (7H30)

- Techniques cytologiques et caryologiques

- Techniques biochimiques et cellulaires

- Techniques des acides nucléiques (PCR, RFLP, RAPD, ISSR, séquençage)

- Approches d’analyse des populations

Chapitre IV : génotypage et empreinte génétique (6H)

- Applications en agriculture (identification variétale, certification des séquences

et des races animales, détection des OGM)

- Applications légales (empreinte génétiques, test de paternité)

- Applications médicales (diagnostic anténatal, conseils génétiques)

TD/TP (18H)

Les TD/TP sont des applications sur le contenu du cours

3

derivative

Figure 1 : Les mutations chromosomiques I

Délétion terminale 46,XY,del (4p)

L’isochromosome du bras long du chromosome X : 46,X,i(Xq) est une anomalie fréquente dans le syndrome de Turner

Figure 2 : Délétions par une seule cassure chromosomique

46,XY,4p- : délétion

intersticielle

chromosome 13 en anneau : 46,XY,4p-

derivative

Figure 3 : Délétions par deux cassures chromosomiques

4

Figure 4 : inversion

Figure 5 : Translocation

robertsonienne non réciproque

Figure 6 : Descendance d’un parent porteur de translocation robertsonienne

Phénotype

normal : (46, XY) Phénotype

45,XY,rob (14 ;21)

46, XY

Figure 7 : Translocation réciproque

5

Figure 9 : Caryotypes partiels montrant des cas d’instabilités chromosomiques

Figure 8 : Les différents types de gamètes produits par translocation réciproque

Figure 12 : Mécanismes de triploïdie

Dygénie I ou II Diandrie

Dispermie Diplospermie I ou II

2n 2n n

n n n

n

Figure 13 : Endoréduplication

6

Figure 10 : Formation de gamètes aneuploïdes à la suite d’une non-disjonction lors

de la première ou de la deuxième division méiotique

Lors d’une non-disjonction méiotique, les chromosomes peuvent ne pas se séparer lors

de la 1ère ou la 2ème division. Des gamètes n+1 et n-1 sont produits dans les 2 cas. Si un

gamète n-1 est fécondé par un gamète n, il se forme un zygote monosomique 2n-1 ; par

contre, la fusion d’un gamète n+1 et d’un gamète n conduit à un trisomique 2n+1.

Figure 11 : Descendance obtenue après une non-disjonction mitotique

Production de fœtus trisomiques

Production de fœtus monosomiques

monosomiqiques

Production de fœtus trisomiques

et monosomiques

Production de fœtus disomiques

Mit

ose

réd

uct

ion

nel

le

Mit

ose

éq

uat

ion

nel

le

Mit

ose

éq

uat

ion

nel

le

Mit

ose

réd

uct

ion

nel

le

7

Figure 14 : Détail d’un microsatellite

15/20 44/20

44/15 60/17 57/18

42/20 17/18

Figure 15: Exemple de famille de chorée de Huntington (maladie de Huntington).

Les personnes ayant hérité d’un allèle muté du gène de la huntigtine sont représentés en gris. Le

nombre de CAG est représenté sous chaque individu. Les allèles normaux (15 à 20 CAG dans cette

famille) sont transmis sans changement alors que les allèles mutés (en gras, 40 à 60 CAG dans

cette famille) peuvent être amplifiés à chaque génération lorsqu’ils sont transmis par le père.

8

Tableau I : description des pathologies humaines causées par l’expansion de

triplets (Timchenko, 1999)

9

Figure 16 : Séquence correspondant à un allèle du minisatellite CEB 310 avec les

séquences flanquantes dont la connaissance est indispensable pour le choix des

amorces PCR.

Le minisatellite est ici constitué par la répétition (25 fois) du motif de base de séquence

consensus de 24 nucléotides : GTATACACACATATACATATATAT avec un très faible % de

variation interne (les substitutions sont en bleu foncé). Les séquences (30 nucléotides chacune)

utilisées pour le choix des amorces sont en rouge. Il est facile de prévoir quelle sera la taille du

fragment amplifié par PCR qui révèlera la présence de cet allèle du marqueur CEB 310. On le

retrouvera sur le gel, après électrophorèse au niveau du marqueur de taille 1000 pb

Figure 17 : Recherche des mutations du codon 694 par séquençage de l’exon 10 du gène MEFV (Fièvre Méditerranéenne Familiale) A : Homozygote normal (ATG) B : Homozygote pour la mutation M694V (p.Met694Val) (GTG) C : Homozygote pour la mutation M694I (p.Met694Ile) (ATA) D : Hétérozygote composite M694V/ M694I (p.Met694Val/ p.Met694Ile) (GTG/ATA)

10

Tableau II : Les principaux types de mutations ponctuelles dans l’ADN et leurs conséquences fonctionnelles au

niveau protéique

11

Le code génétique

Pre

miè

re l

ett

re

Deuxième lettre

Tro

isièm

e le

ttre

U C A G

U UUU

UUC

UUA

UUG

UCU

UCC

UCA

UCG

UAU

UAC

UAA OCRE

UAG AMBRE

UGU

UGC

UGA OMBRE

UGG Trp

U

C

A

G

C CUU

CUC

CUA

CUG

CCU

CCC

CCA

CCG

CAU

CAC

CAA

CAG

CGU

CGC

CGA

CGG

U

C

A

G

A AUU

AUC

AUA

AUG Met

ACU

ACC

ACA

ACG

AAU

AAC

AAA

AAG

AGU

AGC

AGA

AGG

U

C

A

G

G GUU

GUC

GUA

GUG

GCU

GCC

GCA

GCG

GAU

GAC

GAA

GAG

GGU

GGC

GGA

GGG

U

C

A

G

Phe

Leu

Ser

Tyr Cys

Leu Pro

His

Gln

Arg

Ile

Val

Thr

Ala

Asn

Lys

Asp

Glu

Ser

Arg

Gly

Tableau III : La nature chimique des acides aminés

12

13

Q-Binding (Q : Quinacrine) : Apparition de bandes fluorescentes sur les chromosomes.

obtenues en utilisant des fluorochromes tels la quinacrine, permettant l'obtention d'une

coloration intense de l'hétérochromatine centrométrique, du chromosome Y et génèrent des

bandes fluorescentes de même topographie que les bandes G. inconvénients : télomères peu

colorés et préparations peu stables.

G-Banding ou technique de marquage des bandes G utilise un colorant chimique, le Giemsa

(après traitement des chromosomes) qui engendre des bandes sombres sur les chromosomes

métaphasiques. Ce colorant a la particularité de se fixer sur les T et A, les bandes ainsi révélées

indiquent les régions riches en AT

R-Binging : (Reverse-Bands) par dénaturation thermique. télomères bien colorés. Les bandes R

sont riches en liaisons C-G, en gènes actifs à réplication précoce

T-Binding (télomérique) : Une dénaturation thermique poussée ne laisse persister le marquage

qu’au niveau des télomères

C-Binding (centromérique) : mise en évidence des centromères, des constrictions secondaires et

de la partie distale du chromosome Y. Ces régions chromosomiques ont de l’ADN répétitif ou

ADN satellite, à réplication tardive. 10 à 15% du génome. polymorphisme marqué +++

Figure 20: G-bands caryotype d’un

homme normal montrant

approximativement 400 bandes par

jeu haploïde de chromosomes

Figure 21: R-bands

Reverse band

Figure 22: Q-bands

Figure 24 : Différents types de chromosomes : a. acrocentrique, b. submétacentrique, c. métacentrique, d. constriction secondaires et satellites.

14

Centromère Région variable

15

Figure 27 : La technique FISH A : Principe B : Visualisation des anomalies au niveau des chromosomes

A

B

Figure 28 : PAGE

16

Figure 29 : Electrophorèse bidimensionnelle de protéines (2D-PAGE).

Cette technique apporte une information pour de nombreux gènes simultanément (plusieurs centaines de polypeptides sont révélés et analysés sur un même gel), mais le nombre d’individus analysés par unité de temps est faible. Ce sont des séquences codantes et exprimées à un moment donné dont le polymorphisme peut être analysé de cette façon. Cette technique a été appliquée sur plusieurs espèces d’arbres forestiers et à partir de divers tissus : aiguilles de Picea abies (pollen, bourgeons, graines, racines ...)

17

Figure 30 : test colorimétrique du SOS chromotest

Figure 31 : Principe de l’amplification enzymatique de l’ADN par PCR

18

19

Complément de cours

1- Les sondes

Il existe 2 types de sondes :

Les sondes qui reconnaissent les protéines = anticorps marqués On a recours à cette technique lorsqu’on n’a aucune connaissance sur la séquence

des AA de la protéine. Dans ce cas, on purifie la protéine à partir de l’organe pour obtenir

des anticorps dirigés contre le produit protéique du gène recherché. Les clones positifs

seront révélés grâce au marquage (radioactif ou non radioactif) des anticorps. Donc en

identifiant la protéine, l’anticorps identifie le clone contenant le gène qui a dû synthétiser

cette protéine.

Les sondes qui reconnaissent les acides nucléiques (ADN et ARN) = sondes nucléotidiques

Définition : C’est tout fragment d’acide nucléique simple brin (ADNc, fragment PCR,

oligonucléotide, ARN) de taille très variable et qui possède une homologie de séquences

avec l’ADNc ou le gène recherché.

Obtention : il existe plusieurs façons pour obtenir une sonde nucléotidique :

- par synthèse chimique si on connaît la séquence de l’ADN à étudier. Si cette séquence est

inconnue, on peut étudier la protéine correspondante et retrouver la séquence d’ADN grâce

au code génétique (dans ce cas le travail est laborieux vu le nombre de codons élevé pour

un même AA, Cf. exemple plus loin).

- une sonde peut être un ADNc dont seulement une partie sera utilisée (après digestion et

clonage des fragments obtenus)

- une sonde peut être de l’ARNm

2- Hybridation moléculaire de la sonde

La sonde permet donc de rechercher de manière spécifique un fragment d’acide nucléique

que l’on désire étudier. Cette réaction sonde – fragment correspond à une réaction

« d’hybridation moléculaire ». Celle-ci nécessite des conditions physico-chimiques

parfaites (tampon, pH, t°…) appelées strigence et dépend de la longueur de la sonde et de

la complémentarité sonde – fragment avec possibilité de mésappariement. Elle doit être

complémentaire et anti// au fragment recherché, qui lui aussi doit être dénaturé (simple brin).

Pour repérer cette réaction d’hybridation sonde-ADN recherché, il faut réaliser un marquage

de la sonde.

3- Marquage

Dans un mélange complexe où s’effectue l’hybridation moléculaire, la sonde doit être

facilement repérable grâce à un marquage.

20

Complément de cours (suite 1)

Le marquage d’une sonde est réalisé soit avec un atome radioactif = radio-isotope (=

isotope radioactif) : c’est le « marquage radioactif à chaud» (par une sonde radiomarquée)

et le clone positif (contenant le gène recherché) est révélé par une tache noire par

autoradiographie ; soit avec un « colorant fluorescent » : c’est le « marquage

enzymatique ou fluorescent à froid » non radioactif. Dans ce cas, le clone positif est révélé

par une tâche fluorescente brillante.

Globalement, le marquage se fait soit à l’extrémité soit à l’intérieur du fragment d’ADN :

- marquage aux extrémités : voir exemple plus loin

- marquage interne :

- Technique « nick translation » = coupure-réparation : Clivage au hasard de

l’ADNdb par la Dnase I, puis réparation des coupures par l’ADN pol I en présence de

« dNTP 32P » (c’est-à-dire dNTP radiomarquée en position par l’isotope 32P)

- Technique « random priming » (amorçage au hasard) : les 2 brins d’ADN de la

sonde sont préalablement séparés par chauffage/refroidissement brutal. Puis on ajoute un

mélange d’hexanucléotides de synthèse correspondant à toutes les combinaisons possibles

(46 = 4096). Ces oligo vont s’hybrider avec la sonde par une partie d’entre eux.

Donc on ne peut synthétiser une sonde nucléotidique que lorsqu’on connaît le produit

protéique du gène recherché et sa séquence d’acides aminés.

Marquage par transfert de coupure

(Nick translation) Marquage par amorçage aléatoire

(random priming)

21

Complément de cours (suite 2)

Principe de la technique d’hybridation moléculaire avec une sonde ADN radiomarquée

aux extrémités 5’P

Elle consiste à identifier dans une banque d’ADN, les clones bactériens comportant une

séquence d’ADN par hybridation avec une sonde radiomarquée. Pour cela, il est nécessaire

de connaître une partie de la séquence recherchée qu’on peut déduire à partir des acides

aminés de la protéine correspondante.

choix d’un segment d’acides aminée (de la protéine correspondante au gène recherché)

avec le minimum de dégénérescence possible :

Exemple d’une courte séquence de protéine utilisée pour fabriquer un ensemble

d’oligonucléotides dégénérés utilisables comme une sonde pour retrouver le gène codant la

protéine.

6 2 2 1 2 1 4

NH2 ……….. Ser – Tyr – His – Met – Glu – Trp – Pro ……….. COOH

synthèse chimique (synthétiseur d’oligo) des oligonucléotides de toutes les combinaisons

possibles correspondant à cette région (encadrée).

Les séquences possibles de la sonde de 17 bases : 5’ TAT CAT ATG GAA TGG CC ……3’ C C G

2x 2x 2x

le coefficient de dégénérescence = nombre de combinaisons des séquences de la

sonde = 23 = 8.

L’un des oligonucléotides de la sonde correspondra exactement au gène recherché.

marquage des 8 séquences. Le plus simple est le marquage de l’extrémité 5’ par la T4 PK

(=T4 polynucléotide kinase qui est une kinase qui ajoute des groupements phosphates).

Dans notre cas, la T4 PK transfère le groupement phosphate (en position gamma = la

position la plus externe) à partir d’une molécule d’ « ATP 32P » (ATP radiomarquée en

position par l’isotope 32P) sur l’hydroxyle 5’ de l’ADN de la sonde préalablement

déphosphorylé.

Au lieu de ce marquage radioactif, on peut réaliser le marquage fluorescent à froid à l’aide

du dUTP marqué à froid à l’isotope 35S. Ce marquage est moins sensible mais moins

dangereux que le marquage radioactif.

UCN AGU AGC

UAU UAC

CAU CAC

AUG

GAA GAG

UGG

CCN

Des sondes ADN synthétiques sont fabriquées

à partir des données du code génétique. Cette

séquence d’AA est traduite en sens inverse

pour obtenir la séquence d’ADN qui l’a codée.

Cependant, en raison de la dégénérescence du

code génétique, plusieurs séquences d’ADN

pourraient avoir codé la protéine en question.

22

Complément de cours (suite 3)

Criblage d’une banque ADN par hybridation moléculaire avec une sonde ADN radiomarquée

* * * * * * * * *

Banque d’ADN

* * * * * * * * *

* * * * * * * * *

Réplique de la banque :

repiquage des clones qui

constituent la banque sur

plusieurs boites de pétri

Empreinte de chaque boite sur

une membrane (ou filtre) de

nitrocellulose ou nylon pour fixer

quelques bactéries de chaque clone

Empreinte

Filtre

Boite de

pétri

traitement du filtre par

la soude (NaOH) : lyse des

bactéries, fixation de l’ADN

plasmidique et sa

dénaturation

ADN sb

Filtre

hybridation moléculaire

ADN / sonde

Solution

d’hybridation

contenant les 8

séquences

radiomarquées

Filtre

élimination de tous les

fragments d’ADN non

hybridés par plusieurs

lavages

révélation de la

radioactivité par

autoradiographie

Film révélé au RX

retour à la boite

initiale : le clone

recherché est repéré

par l’emplacement de

la tache radioactive

extraction d’ADN

plasmidique

recombinant, couper

l’insert et vérifier la

partie du gène par PCR

ou par séquençage

Le clone bactérien

transformé par un

vecteur recombinant

ayant inséré le gène

recherché

23

Complément de cours (suite 4)

4- Southern blot

C’est une technique d’hybridation moléculaire permettant la détection spécifique des acides

nucléiques par fixation d’une sonde ADN marquée.

Exemple : soit un gène P cloné et provenant d’une espèce de plante. Si on recherche la

présence de ce même gène dans une autre espèce de plante.

Les différentes étapes de détection d’un gène à partir de l’ADN génomique d’une

plante en utilisant la technique d’hybridation moléculaire par Southern blot.

Extraction de l’ADN génomique d’une plante

Digestion par différentes enzymes de restriction

Séparation des fragments d’ADN totaux par électrophorèse sur gel d’agarose (l’électrophorèse

sépare une population de fragments d’acides nucléiques en fonction de leur taille. On observe donc

une traînée continue de bandes d’ADN dont l’une d’elles correspond au gène recherché et qui sera

identifiée par la sonde marquée après Southern blot)

Dénaturation des fragments d’ADN digérés par traitement alcalin (acide) du gel d’électrophorèse

(ADNdb ADNsb)

Transfert par Southern ou « Southern blot »

Transfert par capillarité des fragments d’ADNsb séparés sur une membrane poreuse souple (feuille de nylon).

24

Complément de cours (suite 5)

Principe du transfert selon Southern (1975)

Cette technique consiste à détecter spécifiquement des fragments d’ADN transférés sur filtre par

leur hybridation à des séquences complémentaires marquées par un radio-isdotope.

Fixation de l’ADNsb sur la membrane (par cuisson de la membrane ou par exposition sous UV)

Hybridation moléculaire de l’ADN fixé à la membrane avec une sonde radio-marquée dénaturée.

Placer la membrane dans une solution contenant la sonde radiomarquée dénaturée qui trouvera sa

séquence complémentaire de l’ADN recherché et s’hybridera avec elle

Lavages

Autoradiographie (La membrane est mise en contact avec un film photographique)

Révélation du film pour révéler les bandes d’ADNsb hybridées dont la séquence est homologue à

celle de la sonde (ces bandes sont visibles sous forme de bandes noires sur un fond blanc). La

position de ces bandes par rapport à des témoins de poids moléculaire permet de déterminer la taille

de ces fragments)

Film photographique révélé

25

Complément de cours (suite 6)

26

Figure 36 : Analyse du polymorphisme par RFLP Couple enzyme/sonde

Figure 37 : Analyse du polymorphisme par RAPD

Figure 38 : Révélation du polymorphisme par le marqueur AFLP Marqueur AFLP = couple enzyme/amorce

27

Figure 39: Principe de la technique de séquençage enzymatique de Sanger utilisant le ddNTP. (a) structure d’un ddNTP. (b) les étapes de séquençage selon Sanger.

(b)

(a)

28

Tableau IV : Les principaux marqueurs moléculaires

Figure 40 : Lecture du séquençage par la technique Sanger. (a) sur gel : Autoradiogramme (b) sur Enregistrement obtenu à partir d’un séquenceur automatique qui utilise des colorants fluorescents

(b) (a)

29

Unions possibles AA Aa aa

AA p4 2p3q p2q2

Aa 2p3q 4p2q2 2pq3

aa p2q2 2pq3 q4

Fréquence des mariages aa x Aa = 2pq3 + 2pq3 = 4 pq3

Génotype des enfants

Type d’union Fréquence AA Aa aa

AA x AA p4 p4

AA x Aa 4p3q 2p3q 2p3q

Aa x Aa 4p2q2 p2q2 2p2q2 p2q2

aa x aa q4 q4

aa x Aa 4 pq3 2pq3 2pq3

AA x aa 2p2q2 2p2q2

Total :

AA : p2 (p4 + 2p3q + p2q2) = p2 (p2 + 2pq + q2) = p2

Aa : 2pq (p4 + 2p3q + p2q2) = 2pq(p2 + 2pq + q2) = 2pq

aa : q2 (p4 + 2p3q + p2q2) = q2 (p2 + 2pq + q2) = q2

La proportion des génotypes reste donc inchangée à la deuxième génération,

c’est l’équilibre de Hardy-Weinberg.

Tableau V : Evolution d’une génération à l’autre des fréquences des gènes dans une population panmictique

Figure 41 : Principe de l’identification variétale par empreinte génétique d’une plante via les marqueurs RFLP Chaque individu est caractérisé par deux bandes, c'est-à-dire par deux fragments d'ADN. Elles sont bien séparées, ce qui permet une analyse visuelle facile et fiable. Sur la base de ces marqueurs, il est possible de prouver que deux individus sont génétiquement distincts car ils diffèrent au moins par une bande. C'est ce que l'on observe sur la photographie. Les six individus sont tous génétiquement différents.

30

Figure 42 : Usage de routine des

marqueurs microsatellites pour

l’identification variétale de la

pomme de terre

Figure 43 : Principe de l’identification variétale du fraisier par empreinte génétique moyennant les marqueurs

AFLP il existe actuellement plus de 500 variétés de

fraisier cultivées dans le monde et distingués

avec exactitude grâce aux marqueurs

moléculaires

A

B

Figure 44 : Certificat officiel du Service Officiel de Contrôle (SOC) de la production au champ des semences d’ail (A) plant d’ail certifié (B)

31

Figure 46: Les contrôles en culture Causes de refus d'une parcelle de multiplication:

- isolement insuffisant (< 200 m pour une parcelle > 10 Ha, et < 300 m pour une parcelle < 10 Ha).

- mauvais état cultural

- concordance de floraison des parents est mal assurée

- peuplement du parent mâle insuffisant

- présence d'impuretés (>0,2 %) ayant émis du pollen, chez le parent ♂ ou ♀

- proportion d'épis aberrants > 0,1 % lors de la récolte.

Figure 45: Légende des mentions du certificat officiel Chaque certificat est unique de par sa numérotation. Il indique le nom de la variété, le numéro du lot, le nombre de grains et la date d'analyse de certification. Grâce à l'enregistrement par le SOC des mentions imprimées sur chaque certificat, il est possible de retracer l'historique des semences contenues dans l'emballage. C'est la traçabilité

Figure 47: Contrôles et normes de certification

32

Tableau VI : Exemple de test de filiation par analyse des marqueurs microsatellites

ADN d'Aurore

Chromosome analysé Nb de répétitions

chromosome 1 8 et 15

chromosome 8 13 et 14

chromosome 13 4 et 15

chromosome 14 3 et 4

ADN de Christine

Chromosome analysé Nb de répétitions

chromosome 1 2 et 8

chromosome 8 17 et 20

chromosome 13 4 et 4

chromosome 14 2 et 14

ADN de Bastien

Chromosome analysé Nb de répétitions

chromosome 1 8 et 18

chromosome 8 5 et 7

chromosome 13 3 et 9

chromosome 14 2 et 8

ADN de Denis

Chromosome analysé Nb de répétitions

chromosome 1 5 et 13

chromosome 8 5 et 5

chromosome 13 4 et 18

chromosome 14 3 et 8

ADN d'Émilie

Chromosome analysé Nb de répétitions

chromosome 1 8 et 13

chromosome 8 5 et 17

chromosome 13 4 et 4

chromosome 14 2 et 3

Voici les cartes génétiques de 4 personnes (Aurore, Bastien, Christine et Denis) et de l'enfant de 2 d'entre eux, Émilie. Dans chaque tableau est indiquée pour chaque chromosome, la taille du minisatellite ACGCC. Ainsi, Aurore possède sur son premier chromosome 14 la séquence ACGCC ACGCC ACGCC (n=3) et sur son autre chromosome 14, la séquence ACGCC ACGCC ACGCC ACGCC (n=4). La comparaison des tableaux permet de conclure que Christine et Denis sont les parents d'Émilie car :

- d'après le chromosome 8, Aurore ne peut être la mère de l'enfant, car elle lui aurait transmis soit 13 soit 14 répétitions, or Émilie en possède 5 et 17.

- D’après le chromosome 13, Bastien ne peut pas être le père de l’enfant car il aurait nécessairement transmis une de ses répétitions 3 et 9.

- Les patrimoines de Christine et Denis expliquent complètement les caractéristiques des chromosomes d'Émilie.

Afin d'augmenter encore les probabilités de filiation, il faudrait comparer ces minisatellites sur davantage de chromosomes. Les laboratoires d'analyse parviennent à assurer des tests à l'issue desquels ils peuvent annoncer une probabilité de filiation excédant les 99 %.

33

Figure 48: Exemple de document d’identification des bovins

34