Étude de systèmes moléculaires programmés

THÈSE

Pour l'obtention du grade deDOCTEUR DE L'UNIVERSITÉ DE POITIERS

UFR des sciences fondamentales et appliquéesInstitut de chimie des milieux et matériaux de Poitiers - IC2MP

(Diplôme National - Arrêté du 7 août 2006)

École doctorale : Sciences pour l'environnement - Gay Lussac (La Rochelle)Secteur de recherche : Chimie organique, minérale, industrielle

Présentée par :Romain Barat

Étude de systèmes moléculaires programmés

Directeur(s) de Thèse :Sébastien Papot, Isabelle Opalinski

Soutenue le 26 novembre 2014 devant le jury

Jury :

Président Gwénaël Rapenne Professeur des Universités, Université Paul Sabatier de Toulouse

Rapporteur Gwénaël Rapenne Professeur des Universités, Université Paul Sabatier de Toulouse

Rapporteur Valérie Heitz Professeur des Universités, Université de Strasbourg

Membre Sébastien Papot Professeur des Universités, Université de Poitiers

Membre Isabelle Opalinski Chargé de recherche CNRS, Université de Poitiers

Membre Vincent Aucagne Chargé de recherche CNRS, Université de Orléans

Pour citer cette thèse :Romain Barat. Étude de systèmes moléculaires programmés [En ligne]. Thèse Chimie organique, minérale,industrielle. Poitiers : Université de Poitiers, 2014. Disponible sur Internet <http://theses.univ-poitiers.fr>

false

THESE

Pour l’obtention du grade de

DOCTEUR DE L’UNIVERSITE DE POITIERS

(Faculté des Sciences Fondamentales et Appliquées)

(Diplôme National – Arrêté du 7 août 2006)

Ecole Doctorale : Sciences Pour l’Environnement – Gay-Lussac

Secteur de Recherche : Chimie Organique, Minérale et Industrielle

Présentée par :

Romain BARAT

∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞

ETUDE DE SYSTEMES MOLECULAIRES

PROGRAMMES

∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞

Directeurs de Thèse :

Pr. Sébastien PAPOT, Professeur, Université de Poitiers

Dr. Isabelle OPALINSKI, Chargée de Recherche CNRS, Université de Poitiers

∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞

Soutenue le 26 novembre 2014

devant la Commission d’Examen

∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞∞

JURY

Pr. V. HEITZ Professeur, Université de Strasbourg Rapporteur

Pr. G. RAPENNE Professeur, Université Paul Sabatier, Toulouse Rapporteur

Dr. V. AUCAGNE Chargé de Recherche CNRS, CBM, Orléans Examinateur

Pr. S. PAPOT Professeur, Université de Poitiers Examinateur

Dr. I. OPALINSKI Chargée de Recherche CNRS, Université de Poitiers Examinateur

A mes parents

La science consiste seulement à dire ce qui est le plus probable, ou le moins probable, et

non à prouver sans cesse ce qui est possible et impossible.

Richard Feyman, La nature de la physique, 1965, p197.

La phrase la plus excitante à entendre en science, celle qui annonce de nouvelles

découvertes, n’est pas « Euréka », mais plutôt «Tiens, c’est marrant ! »

Isaac Asimov

La réalisation de ce manuscrit n’aurait sans doute pu se faire sans la participation/le soutien/l’aide de

nombreuses personnes.

Je remercie donc en premier lieu Sabine Petit, directrice de l’Institut de Chimie des Milieux et

Matériaux de Poitiers, de m’avoir accueilli dans cet ensemble de laboratoires de chimie qu’est

l’IC2MP. Merci également à Yves Blériot, responsable de l’équipe de Synthèse Organique dans

laquelle j’ai travaillé durant ces trois années.

Vient maintenant le moment de remercier les véritables metteurs en scènes de mes travaux : Sébastien

Papot, professeur à l’université de Poitiers, dont les traits d’humour douteux et/ou très mauvais m’ont

malgré tout bien fait rire (sauf la veille de la soutenance…), et Isabelle Opalinski, chargée de

recherche CNRS à l’IC2MP, qui a su me faire profiter de son expérience au laboratoire. Tous deux ont

su diriger mes recherches et orienter mes projets, même lorsque ces derniers devenaient fortement

décourageants. Les discours scientifico-philosophiques de Sébastien ont toujours été une grande

source de motivation. Merci à eux deux. Sincèrement.

Merci à mes rapporteurs, Valérie Heitz, professeur à l’université de Strasbourg et Gwénaël Rapenne,

professeur à l’université Paul Sabatier de Toulouse. Je leur suis reconnaissant d’avoir accepté les

tâches de relecture et de correction de ce manuscrit. Je les remercie également pour leurs nombreuses

remarques pertinentes, et leurs conseils qui ont été particulièrement appréciés.

Je remercie également Vincent Aucagne, chargé de recherches CNRS à l’institut CBM d’Orléans,

d’avoir participé au jury de cette thèse et de l’intérêt qu’il a porté à ces travaux.

J’exprime toute ma reconnaissance aux membres (passés et présents) de l’équipe Systèmes

Moléculaires Programmés pour leur aide, leurs conseils, leur soutien, leurs blagues (souvent nulles),

etc.… Merci donc à Jérôme, Mickaël, Brigitte, Thibaut, Noël, Alexandre (ou José ?), Zakariae et

Kavita.

Je tiens à remercier également Jonathan et Elodie, et plus particulièrement Jonathan qui a été jusqu’à

donner son sang pour ce projet…

De manière générale, je remercie l’ensemble des membres de l’équipe de synthèse organique, qui

m’ont également fourni une aide, ou simplement un bon moment de détente au cours des pauses café

du vendredi matin. Je pense notamment aux deux Jérômes, Fred, Bruno, Martine, Joëlle, Patrick,

Lilian, Guillaume, Alex, Be, Fatima, Amélie, Nathalie, Virginie, Hanitra, Anne-Juliette… Merci

également à Pauline, pour le suivi LC-MS notamment, et à l’équipe du Dr Géraldine Masson pour

nous avoir procuré le dinaphtyl phosphate chiral nécessaire à nos expériences de contrôle du

mouvement.

J’ai une profonde gratitude pour chacune des cinq personnes qui ont partagé mes repas

quotidiennement pendant trois ans, qui les ont animés, marquant une pause nécessaire et salvatrice au

milieu des longues journées de travail, et qui ont supporté mes râles fréquents… Merci à Nelly,

Mélissandre, Soizic, Micka et Florent, ainsi qu’à Caro qui nous a rejoints plus d’une fois. Merci à vous

également pour nos parties de Fantasy Craft. Plus spécifiquement, merci à Soizic pour ses

innombrables frasques dont l’évocation des souvenirs déclenche presque systématiquement des crises

de rire. Merci à Micka pour nos affrontements réguliers sur le champ de bataille.

Merci à mes amis proches mais géographiquement éloignés, Timothée, Alexis et Pierre, que j’ai eu

plaisir à recevoir ou à aller voir (oui, même à Montargis). Vous n’avez pas grand-chose à voir avec ce

manuscrit mais votre amitié m’est précieuse.

Merci à ma famille, mes deux frères Stéphane et Quentin, et mes parents. C’est sans conteste grâce à

eux si j’en suis là aujourd’hui. Mention spéciale pour ma mère qui a relu l’ensemble de ce manuscrit !

En vrac, merci au pox, au tire-fesse de la mort, à Bear Grylls, à Soignon, à Freya, à Lordsha, à Jay

Ladhal, à Arkhail, à Grimbor, à Neriel, à Gogo Gadgeto****, à Anthony et Camille, à Ludo et à

Maïté, à Thibaut (Leguet) que j’ai croisé quelques fois à la « plate-forme eau », et à Richard

Monvoisin qui m’a initié à la zététique.

Certains romanciers indiquent aux lecteurs l’ambiance musicale dans laquelle ils ont écrit. Je m’en

inspire en remerciant les groupes de musique qui m’ont tenu compagnie lors des étapes de purification

un peu longues : Rhapsody of Fire, Misanthrope, Rammstein, Police, Dire Straits, Iron Maiden, Led

Zeppelin, Pink Floyd, ZZ Top,…

Merci au grand JBX.

La dernière personne que je remercierai ne sera pas la moindre. Merci Nelly, mon cœur, pour ton aide,

ton soutien, ta présence, ton amour,…

Table des matières

1

TABLE DES MATIERES

Table des matières………………………………………………………………………….....1

Abréviations…………………………………………………………………………………...4

Introduction générale ............................................................................................................... 7

1. Les molécules entrelacées .............................................................................................. 9

1.1. Nœuds moléculaires ................................................................................................. 9

1.2. Rotaxanes ............................................................................................................... 12

2. Stratégies de synthèse des rotaxanes ............................................................................ 16

2.1. Méthode statistique ................................................................................................ 16

2.2. Synthèse dirigée par formation d’une liaison covalente ........................................ 17

2.3. Synthèse dirigée par effet « template » .................................................................. 19

2.3.1. Méthode de fermeture de l’axe (« Threading ») ............................................. 19

2.3.2. Méthode de fermeture de la molécule macrocyclique (« Clipping ») ............ 21

2.3.3. Méthode de glissement/enfilement (« Slippage ») ......................................... 22

2.3.4. Méthode de reconnaissance active par un métal (« Active metal template ») 23

3. Fonctionnalités des rotaxanes ....................................................................................... 26

3.1. Contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire ................................................... 26

3.1.1. Navettes .......................................................................................................... 26

3.1.2. Interrupteurs on/off ......................................................................................... 28

3.1.3. Muscles moléculaires ..................................................................................... 29

3.2. Fonctionnement itératif .......................................................................................... 31

3.3. Rotaxanes capteurs (« sensors ») ........................................................................... 35

3.4. Contrôle de l’accès aux molécules ......................................................................... 39

4. Présentation du sujet de thèse ....................................................................................... 42

Chapitre I : Conception d’un rotaxane auto-immolable pour la libération contrôlée

d’agents anticancéreux via l’action de deux hydrolases ..................................................... 43

1. Introduction .................................................................................................................. 45

1.1. Rotaxanes pour le transport et la libération d’agents anticancéreux ...................... 45

1.2. Présentation du projet ............................................................................................ 49

2. Preuve du concept ........................................................................................................ 52

2.1. Premier modèle : rotaxane auto-immolable par voie chimique ............................. 52

2.1.1. Stratégie de synthèse ...................................................................................... 53

Table des matières

2

2.1.2. Libération du fil .............................................................................................. 62

2.2. Deuxième modèle : introduction des gâchettes enzymatiques............................... 62

2.2.1. Stratégie de synthèse ...................................................................................... 63

2.2.2. Tests enzymatiques ......................................................................................... 70

3. Synthèse et propriétés biologiques du rotaxane enzymo-sensible 57 .......................... 74

3.1. Voie de synthèse .................................................................................................... 74

3.1.1. Préparation du précurseur comportant l’agent anticancéreux ........................ 74

3.1.2. Synthèse du précurseur hydrophile ................................................................. 75

3.1.3. Etape de formation du rotaxane ...................................................................... 78

3.2. Tests enzymatiques ................................................................................................ 80

3.2.1. Test d’hydrolyse du fil 60 et stabilité du rotaxol dans le plasma de rat ......... 80

3.2.2. Désenfilement du rotaxol ............................................................................... 82

3.3. Evaluations biologiques ......................................................................................... 83

4. Conclusion .................................................................................................................... 86

Chapitre II : Chiralité mécanique et contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire .... 89

1. Introduction .................................................................................................................. 91

1.1. Contrôle du mouvement des systèmes covalents ................................................... 92

1.2. Contrôle du mouvement dans les édifices supramoléculaires ............................... 94

1.3. Contrôle du mouvement au sein des molécules entrelacées .................................. 96

1.4. Présentation du sujet .............................................................................................. 97

1.5. Rappel bibliographique sur les rotaxanes présentant une chiralité mécanique

planaire dans la littérature ................................................................................................. 99

2. Etude préliminaire sur les diastéréoisomères mécaniques de rotaxanes fluorés ........ 102

2.1. Voie de synthèse du macrocycle chiral ................................................................ 103

2.2. Elaboration du premier modèle de rotaxane fluoré .............................................. 105

2.3. Etude de deux autres modèles de rotaxanes chiraux ............................................ 108

2.3.1. Voie de synthèse des précurseurs 150 et 151 ............................................... 108

2.3.2. Etapes de formation des rotaxanes et évaluation de la diastéréosélectivité par RMN 19F ..................................................................................................................... 109

3. Synthèse des rotaxanes 134 à 136 et étude du mouvement à l’échelle moléculaire .. 112

3.1. Synthèse des rotaxanes 134, 135 et 136 ............................................................... 114

3.2. Etude du mouvement à l’échelle moléculaire ...................................................... 116

3.3. Expériences de contrôle chiral du mouvement .................................................... 119

4. Conclusion .................................................................................................................. 122

Table des matières

3

Chapitre III : Développement d’un système de tri moléculaire capable de mimer le fonctionnement d’une enzyme ............................................................................................. 125

1. Introduction ................................................................................................................ 127

1.1. Généralités sur les enzymes et leur fonctionnement ............................................ 127

1.1.1. Conception de récepteurs à barbiturates fonctionnels .................................. 127

1.1.2. Utilisation de cyclodextrines pour la réalisation d’enzymes artificielles ..... 129

1.1.3. Composés auto-répliquants ........................................................................... 130

1.2. Présentation du sujet ............................................................................................ 132

2. Etude préliminaire de reconnaissance moléculaire sur des rotaxanes ........................ 134

3. Elaboration du système de tri catalytique .................................................................. 137

3.1. Discrimination des fonctions alcynes .................................................................. 137

3.2. Discrimination des fonctions azotures ................................................................. 138

4. Conclusion .................................................................................................................. 142

Conclusion générale ............................................................................................................. 143

Partie expérimentale ............................................................................................................ 149

Bibliographie ......................................................................................................................... 229

Publication associée à ce manuscrit .................................................................................... 243

4

ABREVIATIONS

ACN : Acétonitrile

AcOEt : Acétate d’éthyle

ADEPT : Antibody Directed Enzyme Prodrug Therapy

ADP : Adénosine diphosphate

Alloc : Carbonate d’allyle

ARN : Acide ribonucléique

aro. : aromatique (partie expérimentale)

ATP : Adénosine triphosphate

CCM : Chromatographie sur Couche Mince

CuAAC : Cycloaddition Alcyne-Azoture catalysée par le Cuivre

DCC : Dicyclohexylcarbodiimide

DCM : Dichlorométhane

DIBALH : Diisobutylaluminium hydrate

DMAP : 4-Diméthylaminopyridine

DMF : Diméthylformamide

DMSO : Diméthylsulfoxyde.

ECA : Enzyme de Conversion de l’Angiotensine

E. Coli : Escherichia Coli

e.d. : excès diastéréoisomérique

EDC : 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl)carbodiimide

EDTA : Acide éthylène diamine tétra-acétique

e.e. : excès énantiomérique

ELSD : Evaporating Light Scattering Detector

EP : Ether de pétrole

éq. : équivalent

ESI : Ionisation par électrospray

Et : éthyl

5

Et2O : Ether diéthylique

Et3N : Triéthylamine

EtCl2 : Dichloroéthane

et al. : et alii (littéralement, « et les autres »)

Gal : Galactose

h : heure

HOBt : Hydroxybenzotriazole

HPLC : Chromatographie Liquide Haute Performance.

IC50 : Concentration à 50% d’inhibition de la prolifération cellulaire

i.e. : id est (littéralement, « c'est-à-dire »)

IUPAC : International Union of Pure and Applied Chemistry

j : jour

LC-HRMS : Chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse à haute

résolution

M : masse molaire

Me : méthyl

MeOH : Méthanol

MET : Microscopie à Effet Tunnel

min : minute

OGFr : Opioid Growth Factor receptor

PEG : Polyéthylène glycol

Pf : Point de fusion

Ph : phényl

pH : potentiel Hydrogène

PLE : Pig Liver Esterase

PMB : para-méthoxybenzyl

6

PNP : para-nitrophényl

ppm : partie par million

quat. : quaternaire (partie expérimentale)

RAIA : Rotaxane auto-immolable allyl

Rf : Rapport frontal

RMN : Résonance Magnétique Nucléaire

SEAr : Substitution électrophile aromatique

SMHR : Spectrométrie de Masse à Haute Résolution

TA : Température Ambiante

TBAI : Iodure de tétrabutylammonium

tBu : tertiobutyl

THF : Tétrahydrofurane

THPTA : Tris-(hydroxypropyltriazolylmethyl)amine

Tr : Temps de rétention

TEG : Triéthylène glycol

Ts : tosyle

UV : Ultraviolet

Introduction générale


8


9

Il semble nécessaire de définir au préalable ce que nous entendons par système moléculaire.

Voici la définition que nous pourrions lui donner : il s’agit d’une combinaison d’unités

moléculaires qui se coordonnent pour permettre l’émergence d’une propriété, ou d’un

comportement complexe. En choisissant avec soin les éléments constitutifs de ce système, il

est possible d’inscrire un programme guidant son fonctionnement. Afin de réaliser une telle

« programmation moléculaire », nous avons choisi d’étudier des structures entrelacées : la

liaison mécanique existant dans ce type de molécule permet en effet d’augmenter la

probabilité de rencontre des différentes unités, et de diminuer ainsi l’entropie du système.

1. Les molécules entrelacées

Les molécules entrelacées sont une famille de molécules composées d’un ou plusieurs

éléments mécaniquement liés entre eux. Ils se distinguent des édifices supramoléculaires dans

le sens où il est nécessaire de rompre une liaison covalente pour permettre le désassemblage

des différents constituants du système.

Il existe deux grandes catégories de molécules entrelacées.

1.1. Nœuds moléculaires

Cette catégorie regroupe un large panel de structures entrelacées différentes, mais elles

possèdent toutes un point commun. Elles sont constituées d’une ou plusieurs molécules

macrocycliques entrelacées, et possèdent toutes au moins un point de croisement lorsqu’elles

sont représentées sur un plan.

Les différents types de nœuds moléculaires peuvent être retrouvés dans une table dressée par

Peter Guthrie Tait (Figure 1), qui était supposée représenter les éléments chimiques, définis

comme étant des nœuds d’éther par Lord Kelvin (William Thomson).1,2

Bien que la théorie de Lord Kelvin se soit avérée fausse, les travaux de Tait sur les nœuds ne

furent pas perdus pour tout le monde car les mathématiciens ont porté beaucoup d’intérêt à la

théorie des nœuds. Elle fait désormais partie de la branche topologique des mathématiques, et

c’est la nomenclature d’Alexander-Briggs3 qui est utilisée pour différencier les nœuds.

Comme on peut le constater sur la Figure 1, chaque type de nœud est noté de la façon

1 C. C. Adams, The knot book, W. H. Freeman, New York, 1994. 2 O. Lukin, F. Vögtle, Angew. Chem. Int. Ed. 2005, 44, 1456-1477. 3 J. W. Alexander, G. B. Briggs, Ann. Of Math. 1926/1927, 28, 562-586.


10

suivante : , où x représente le nombre de croisements, y le nombre de composants et z la

place du nœud parmi les autres structures possédant le même nombre de croisements et de

composants.

Figure 1 - Table des nœuds.

Notons que lorsque y = 1, il n’est pas toujours noté dans la description du nœud, et que par

souci de clarté, chaque composant possède une couleur différente sur la Figure 1.

Les nœuds présentés ici sont dit primaires, et il existe d’autres formes de nœuds plus

complexes, formés par exemple à partir de plusieurs nœuds primaires entrelacés, ou bien à

partir d’une structure de type rotaxane liée à des nœuds primaires.

Par analogie avec les appellations Rotaxane et Caténane (qui correspond au nœud moléculaire

), Vögtle propose dans sa revue2 de nommer les nœuds moléculaire Knotanes, mais cette

appellation doit encore être approuvée par IUPAC.

Différents types de nœuds moléculaires ont déjà été synthétisés, et on peut en trouver des

exemples dans la littérature. Ainsi, parmi les structures primaires, on trouve plusieurs nœuds


11

de trèfle (31), comme l’illustre le premier nœud moléculaire synthétisé 1, décrit par Dietrich-

Buchecker et Sauvage en 1989 (Figure 2).4

1

≡

Figure 2 - Nœud de trèfle préparé par Dietrich-Buchecker et Sauvage4 et sa représentation schématique.

Cette première réussite met fin à une série de tentatives infrucrueuses,5 et ouvre la voie à la

synthèse de nouveaux nœuds de trèfles.2,6

Le nœud moléculaire primaire le plus représenté dans la littérature est sans conteste le

caténane ( ), et pour cause, il est le plus simple à synthétiser. Le caténane 2, préparé par

Wasserman7 représente la première molécule entrelacée synthétisée avec succès (Figure 3).

C34H63D5(CH2)32

O

CC OH

H

2

≡

Figure 3 - Caténane synthétisé par Wasserman et sa représentation schématique.7

Souvent, la nomenclature d’Alexander-Briggs n’est pas utilisée pour les caténanes. Dans ce

cas, le nombre de composants macrocycliques contenus dans la structure est indiqué entre

crochets, devant le mot caténane. Par exemple, la Figure 3 représente un [2]caténane.

On peut également trouver des exemples de nœuds moléculaires primaires plus complexes

tels que le nœud à cinq croisements 3 (pentafoil knot, également appelé étoile de David : 51),

4 C. O. Dietrich-Buchecker, J.-P. Sauvage, Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1989, 28, 189-192. 5 D. M. Walba, Tetrahedron 1985, 41, 3161-3212. 6 (a) P. E. Barran, H. L. Cole, S. M. Goldup, D. A. Leigh, P. R. McGonigal, M. D. Symes, J. Wu, M. Zengerle, Angew. Chem. Int. Ed. 2011, 50, 12280-12284 ; (b) H. Adams, E. Ashworth, G. A. Breault, J. Guo, C. A. Hunters, P. C. Mayers, Nature 2001, 411, 763. 7 E. Wasseman, J. Am. Chem. Soc. 1960, 82, 4433-4434.


12

préparé par Leigh (Figure 4),8 ou encore les anneaux de Borromée ( ) de Stoddart (Figure

5).9

3

≡

Figure 4 - Etoile de David synthétisée par D. Leigh et sa représentation schématique.8

Figure 5 - A) Différentes représentations des anneaux de Boromée ; B) Anneaux de Boromée décrits par J.F.

Stoddart. Les trois macrocycles constituant les anneaux sont identiques.9

1.2. Rotaxanes

La nomenclature IUPAC définit les rotaxanes de la façon suivante :

« Rotaxane (générique) : Arrangement moléculaire comprenant au moins une molécule dotée

d’une section linéaire traversant au moins une partie macrocyclique d’une autre, ou de la

8 J.-F. Ayme, J. E. Beves, D. A. Leigh, R. T. McBurney, K. Rissanen, D. Schultz, Nat. Chem. 2012, 4, 15-20. 9 K. S. Chichak, S. J. Cantrill, A. R. Pease, S.-H. Chiu, G. W. V. Cave, J. L. Atwood, J. F. Stoddart, Science 2004, 304, 1308-1312.

4 4


13

même molécule, et possédant des groupements terminaux suffisamment volumineux pour

empêcher son désenfilement. »10

Notons que la définition diffère légèrement de celle donnée par le Compendium of Chemical

Terminology de l’IUPAC, qui stipule que la molécule de forme linéaire doit être différente de

celle macrocyclique, et que les deux entités doivent être maintenues en position sans

intervention d’une liaison covalente.11

La première définition, plus générale et plus récente, permet de mieux décrire la grande

variété de rotaxanes existants, en incluant notamment les « lassos moléculaires » ou

[1]rotaxane.

Les synthèses de [1]rotaxane sont relativement peu représentées dans la littérature, mais on

peut trouver par exemple l’interrupteur 5, décrit par Coutrot et son équipe,12 basé sur un

« lasso » (Figure 6).

5

≡

Figure 6 - [1]rotaxane préparé par F. Coutrot et sa représentation schématique.12

A l’instar des caténanes, les rotaxanes sont souvent nommés en utilisant un préfixe indiquant

entre crochets le nombre d’éléments constituant la molécule.

Cette nomenclature a l’avantage d’être assez simple, mais ses limites sont rapidement

atteintes car les informations données par le nom sont très vite insuffisantes. En effet, il existe

déjà plusieurs types de [3]rotaxanes différents (Figure 7).

10 IUPAC, Pure Appl. Chem. 2008, 80, 2041-2068. 11 IUPAC, Compendium of Chemical Terminology, 2nd ed. (“The Gold Book”). Compiled by A. D. McNaught and A. Wilkinson. Blackwell Scientific Publications, Oxford (1997). XML on-line corrected version: http://goldbook.iupac.org (2006-) created by M. Nic, J. Jirat, B. Kosata ; updates compiled by A. D. Jenkins. 12 C. Clavel, C. Romuald, E. Brabet, F. Coutrot, Chem. Eur. J. 2013, 19, 2982-2989.

http://goldbook.iupac.org/


14

A)

6

≡

B)

7

≡

C)

Figure 7 - Plusieurs types de [3]rotaxanes. A) [3]rotaxane comportant 2 fils et une molécule macrocyclique décrit par

D.Leigh13, B) [3]rotaxane comportant un fil et 2 molécules macrocycliques préparé par T. Takata14, C-1) [3]rotaxane

« Y », C-2) [3]rotaxane « H », C-3) [3]rotaxane « X », C-4,5) 2 isomères d’un même type de [3]rotaxane, C-6)

[3]rotaxane « guirlande », ou « daisy chain ».

13 H. M. Cheng, D. A. Leigh, F. Maffei, P. R. McGonigal, A. M. Z. Slawin, J. Wu, J. Am. Chem. Soc. 2011, 133, 12298-12303. 14 T. Sato, T. Takata, Tetrahedron Lett. 2007, 48, 2797-2801.


15

La nomenclature recommandée par IUPAC permet de régler ce problème, mais alourdit

fortement le nom des molécules. En effet, voici le nom générique des rotaxanes :

(préfixe)-[v]{[w][nom des composants linéaires]-rotaxa-[x][nom des composants

macrocycliques]}

Le préfixe permet de spécifier l’isomère concerné s’il y a lieu, en indiquant la position et

l’orientation des composants. Le connecteur rotaxa indique le caractère entrelacé de la

molécule. Les lettres v, w et x correspondent respectivement au nombre d’éléments (tous

types confondus), au nombre de composants linéaires, et au nombre de composants

macrocycliques du rotaxane.

Les noms des composants linéaires et macrocycliques des rotaxanes étant souvent longs et

complexes, l’utilisation d’acronymes ou de noms simplifiés est tout à fait acceptable. Dans la

suite de ce manuscrit, nous attribuerons donc un nom simplifié aux rotaxanes présentés.

Notons également que IUPAC désapprouve le terme de « macrocycle » pour la nomenclature

des rotaxanes, car sa définition est « une macromolécule cyclique, ou une portion

macromoléculaire cyclique d’une macromolécule ». Toutefois, afin d’alléger le texte,

l’élément macrocyclique sera parfois nommé « macrocycle » dans ce manuscrit.

Au sein de la famille des molécules entrelacées, les rotaxanes sont les plus représentés dans la

littérature. Leurs stratégies de synthèse sont plus développées que pour les nœuds

moléculaires, et permettent de les obtenir avec de bons, voir d’excellents rendements, ce qui

peut expliquer l’intérêt accru que suscite ce type de composé.

Notons que les travaux décrits dans ce manuscrit portent exclusivement sur les rotaxanes, et

que seules les stratégies de synthèse de ces composés seront développées ici. En ce qui

concerne la synthèse des nœuds moléculaires, plusieurs références peuvent être consultées.2,15

15 (a) G. Schill, Catenanes, Rotaxanes and Knots, Academic Press, New York, 1971 ; (b) J.-P. Sauvage, C. Dietrich-Buchecker, Molecular Catenanes, Rotaxanes and Knots, A Journey Through the World of Molecular

Topology, (édité par J.-P. Sauvage, C. Dietrich-Buchecker), Wiley-VCH, Weinheim, 1999 ; (c) D. B. Amabilino, J. F. Stoddart, Chem. Rev. 1995, 95, 2725-2828 ; (d) G. A. Breault, C. A. Hunter, P. C. Mayers, Tetrahedron

1999, 55, 5265-5293.


16

2. Stratégies de synthèse des rotaxanes

2.1. Méthode statistique

En 1961, Frish et Wasserman16 publient un article sur l’existence de différents types de

molécules entrelacées, qui ne semblent avoir été mentionnées qu’oralement jusque là. C’est

au Professeur R. Willstätter que les auteurs attribuent la première discussion sur les « anneaux

entrelacés », lors d’un séminaire à Zurich, en 1912.

Dans ce document, ils présentent les caténanes, les nœuds, les bandes de Möbius et terminent

en évoquant les rotaxanes, sans toutefois les nommer ainsi. Les auteurs suggèrent quelques

idées pour permettre la préparation de tels composés, mais il faut attendre le mois d’octobre

1967 pour voir apparaître la première synthèse de rotaxane, réalisée par Harrison et Harrison17

en utilisant la méthode statistique (Figure 8).

O

OO

O

O

résine HO

OH

+

TrClPyridine

DMF, toluène

O

OO

O

O

résine

+

OO

O

O

NaHCO3

MeOHreflux

HO

O

O

O

Figure 8 – Stratégie de synthèse du premier rotaxane, décrite par Harrison.17

Les auteurs ont eu l’ingéniosité de lier la molécule macrocyclique à une résine, ce qui leur a

permis d’obtenir une colonne résine-unité macrocyclique 8 aisément réutilisable. En effet,

seule une petite fraction de molécule entrelacée 12 est obtenue à chaque traitement, si bien

16 H. L. Frisch, E. Wasserman, J. Am. Chem. Soc. 1961, 83, 3789-3795. 17 I. T. Harrison, S. Harrison, J. Am. Chem. Soc. 1967, 89, 5723-5724.

9

10 8

12

11


17

qu’après 70 utilisations de la colonne, le rendement n’atteint que 6%. Ce résultat montre les

limites de la méthode statistique pour la synthèse de molécules entrelacées.

Dans cet article, le terme « hooplane » est proposé pour ce type de structure, mais ne sera pas

retenu par la suite.

2.2. Synthèse dirigée par formation d’une liaison covalente

Au vu des faibles rendements obtenus en utilisant la méthode statistique, d’autres voies de

synthèse ont été explorées. En 1964, Schill parvient à préparer un [2]caténane en passant par

la formation d’une liaison covalente, qu’il clivera ensuite.18 En se basant sur cette réussite,

Schill élabore également une stratégie permettant d’accéder au rotaxane 15 en utilisant une

liaison covalente hydrolysable (Figure 9).19 Au cours de cette étude, le terme rotaxane

apparaît pour la première fois.

Figure 9 - Schéma de synthèse du composé 15, premier rotaxane préparé via la formation d'une liaison covalente.20

Hélas, le procédé de synthèse proposé est long et fastidieux, et aboutit à un faible rendement

global en composé entrelacé. En effet, le schéma ci-dessus détaille bien la stratégie de

synthèse mais ne tient pas compte des étapes précédentes, qui permettent d’aboutir au

« prérotaxane » 13.

18 G. Schill, A. Luttringhaus, Angew. Chem. Int. Ed. 1964, 3, 546-547. 19 G. Schill, H. Zollenkopf, Liebigs Ann. Chem. 1969, 721, 53-74. 20 Image tirée de : Porphyrin-based [3]- and [4]-Rotaxanes, Towards an Adaptable Molecular Receptor, Cécile Roche, 2012, Thèse en Chimie sous la direction du Pr. J-P. Sauvage et du Pr. M. J. Crosseley, Université de Strasbourg, University of Sydney.

13

14 15

5 étapes


18

Ce n’est que plus récemment, en 2002, que cette méthodologie a été améliorée par Hiratani,21

et a permis d’accéder à des rotaxanes avec de bons rendements (jusqu’à 56%). En partant du

polyéther cyclique 16, les auteurs obtiennent le crownophane 17 possédant deux fonctions

phénols via un réarrangement de Claisen tandem (Figure 10). Les deux phénols obtenus sont

alors estérifiés de façon intramoléculaire, puis les esters du composé 18 sont aminolysés avec

une amine comportant un groupement suffisamment volumineux pour empêcher le

désenfilement du rotaxane 19 formé.

Figure 10 - Synthèse d'un rotaxane dirigée par la formation d'une liaison covalente proposée par K. Hiratani et al. Le

cas présenté ici est celui pour lequel le meilleur rendement a été obtenu (56%).21

Entre les premiers travaux de Schill et ceux beaucoup plus récents d’Hiratani, d’autres

méthodes de synthèse ont été explorées. Elles se basent sur l’utilisation d’un gabarit

(« template ») permettant de pré-organiser les différents constituants du rotaxane, sans passer

par la formation d’une liaison covalente.

21 (a) K. Hiratani, J-I. Suga, Y. Nagawa, H. Houjou, H. Tokuhisa, M. Numata, K. Watanabe, Tetrahedron Lett. 2002, 43, 5747-5750 ; (b) N. Kameta, K. Hiratani, Y. Nagawa, Chem. Commun. 2004, 4, 466-467 ; (c) K. Hiratani, M. Kaneyama, Y. Nagawa, E. Koyama, M. Kanesato, J. Am. Chem. Soc. 2004, 126, 13568-13569.

16

17

18 19 20 17


19

2.3. Synthèse dirigée par effet « template »

Bien que les stratégies permettant de pré-assembler les éléments du système soient très

variées (utilisation de structures de coordination,22 d’interactions aromatiques et/ou

électroniques,23 de liaisons hydrogène,24 de l’effet hydrophobe25…), elles se heurtent

systématiquement au même problème : lier mécaniquement les éléments entre eux. Plusieurs

méthodes peuvent alors permettre de surmonter cette difficulté (Figure 11).

Figure 11 - Stratégies développées pour la synthèse de rotaxanes.

2.3.1. Méthode de fermeture de l’axe (« Threading »)

Parfois également appelée « Capping », « End-Capping » ou encore « Stoppering », cette

stratégie consiste à ajouter des groupements volumineux (couramment appelés « bouchons »)

22 C. Wu, P. R. Lecavalier, Y. X. Shen, H. W. Gibson, Chem. Mater. 1991, 3, 569-572. 23 (a) P. T. Glink, C. Schiavo, J. F. Stoddart, D. J. Williams, Chem. Commun. 1996, 1483-1490 ; (b) T. Iijima, S. A. Vignon, H.-R. Tseng, T. Jarrosson, J. K. M. Sanders, F. Marchioni, M. Venturi, E. Apostoli, V. Balzani, J. F. Stoddart, Chem. Eur. J., 2004, 10, 6375-6392. 24 (a) A. G. Kolchinski, D. H. Bush, N. W. Alcock, J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1995, 1289-1291 ; (b) G. M. Hubner, J. Glaser, C. Seel, F. Vögtle, Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1999, 38, 383-386. 25 (a) H. Ogino, J. Am Chem. Soc. 1981, 103, 1303-1304 ; (b) A. Harada, Acc. Chem. Res. 2001, 34, 456-464.


20

à la partie linéaire du rotaxane alors que celle-ci est maintenue au sein de la cavité de

l’élément macrocyclique par une ou plusieurs interactions supramoléculaires.

La molécule obtenue avant l’incorporation des groupements terminaux à l’axe, et qui est

susceptible de se désenfiler, est appelée pseudo-rotaxane lorsqu’elle ne comporte aucun

bouchon, et semi-rotaxane lorsque l’un des bouchons est présent (dans ce cas, le terme

pseudo-rotaxane reste correct).

Figure 12 - Stratégie de formation de rotaxane proposée par Tucker, McClenaghan et al., en utilisant la méthode de

"Threading".26

Très récemment, un [2]rotaxane a été synthétisé en utilisant cette méthode,26 avec un

rendement correct de 22%. Dans cet article, les auteurs utilisent la forte complémentarité

26 A. Tron, P. J. Thornton, M. Rocher, H.-P. Jacquot de Rouville, J.-P. Desvergnes, B. Kauffmann, T. Buffeteau, D. Cavagnat, J. H. R. Tucker, N. D. McClenaghan, Org. Lett. 2014, 16, 1358-1361.

21

22

23

24


21

existant entre un groupement bis-2,6-diaminopyridine et les deux imides d’un barbiturate, qui

se traduit par la formation de six liaisons hydrogène.

Ils ont ainsi construit leur molécule macrocyclique 21 autour du motif de bis-2,6-

diaminopyridine, et ont préparé un précurseur de l’élément linéaire 22 basé sur un barbiturate

doté de deux chaînes alkyl terminées par une fonction azoture. La mise en présence de ces

deux éléments conduit à l’insertion du barbiturate au sein de la cavité du composant

macrocyclique et au déploiement des fonctions azotures de chaque côté de ce dernier (Figure

12).

En utilisant les molécules encombrées 23 possédant un alcyne terminal, les auteurs sont alors

capables de bloquer mécaniquement les éléments du système en réalisant une réaction de

cycloaddition alcyne-azoture catalysée par le cuivre (CuAAC), et obtiennent ainsi le

[2]rotaxane 24.

2.3.2. Méthode de fermeture de la molécule macrocyclique (« Clipping »)

Dans cette méthode, l’axe est déjà délimité par les bouchons, et c’est l’élément macrocyclique

encore incomplet qui va se positionner, puis être refermé autour de lui. Afin de favoriser le

pré-assemblage de la molécule macrocyclique et du fil, les deux composants comportent

généralement un site de reconnaissance.

Un exemple très pertinent de cette méthode est proposé par Leigh dans un article de 2001.27 Il

y explique l’utilité des liaisons hydrogène pour favoriser la cyclisation d’un isophtalamide

autour de l’axe 25.

Figure 13 - Rotaxane préparé par Leigh selon la méthode de "clipping".27

En utilisant un fil doté de deux sites de reconnaissances générant chacun deux liaisons

hydrogène avec les éléments de la molécule macrocyclique, les auteurs parviennent à réaliser

27 F. G. Gatti, D. A. Leigh, S. A. Nepogodiev, A. M. Z. Slawin, S. J. Teat, J. K. Y. Wong, J. Am. Chem. Soc. 2001, 123, 5983-5989.

25

26


22

le couplage entre la paraxylènediamine et le dichlorure d’isophtaloyle autour de l’axe

fumaramide 25, avec un impressionnant rendement de 97% en rotaxane 26 (Figure 13).

2.3.3. Méthode de glissement/enfilement (« Slippage »)

La synthèse d’un rotaxane par « slippage » est très délicate car elle repose sur une maîtrise

totale de la taille de la cavité de la molécule macrocyclique et de l’encombrement des

bouchons. En effet, cette stratégie consiste à réaliser le rotaxane à partir des éléments

macrocycliques et linéaires déjà entièrement formés, y compris les bouchons. Le chauffage

des composants permet alors au macrocycle d’adopter une conformation favorable à

l’insertion du fil. La différence entre le pseudo-rotaxane et le rotaxane est donc ici très ténue,

puisqu’elle ne dépend que de la température.

Figure 14 - Synthèse d'un [2]Rotaxane par la méthode de "slippage".28

En 1993, Stoddart publie un article dans lequel il décrit la synthèse d’un [2]rotaxane en

utilisant cette méthode.28 Pour cela, il utilise les interactions électroniques existant entre l’axe

27 de son rotaxane, comportant un motif bipyridinium pauvre en électrons , et un polyéther

macrocyclique 28 riche en électrons pour rendre ces éléments plus affins.

28 P. R. Ashton, M. Belohradsky, D. Philp, J. F. Stoddart, J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1993, (16), 1269-1274.

27

28

29

a

b

c

d


23

Il prépare alors plusieurs versions de son fil en augmentant systématiquement

l’encombrement des bouchons, et les met en présence de son éther-couronne macrocyclique à

60°C dans l’acétonitrile (Figure 14).

Alors qu’aucune formation de rotaxane 29 n’est observée à température ambiante, le

« slippage » a bien lieu à 60°C pour les trois premiers axes synthétisés (27a, 27b, 27c). Le

quatrième axe (27d) semble trop encombré pour pouvoir passer à l’intérieur de l’unité

macrocyclique, et ne permet pas d’obtenir une quantité significative de molécule entrelacée.

Une fois formé à 60°C, le rotaxane est stable à température ambiante.

2.3.4. Méthode de reconnaissance active par un métal (« Active metal

template »)

Mise au point par D. Leigh en 2006,29 cette méthode est très utilisée depuis lors, car elle

permet d’accéder à des structures entrelacées de façon plus efficace, et moins fastidieuse.

Dans cette approche, un métal va servir à la fois de gabarit pour le pré-assemblage des

différents éléments du système, mais également de catalyseur pour la réaction de formation du

rotaxane.

Il existe une version catalytique de la méthode, dans laquelle le métal peut être extrait de la

cavité de l’unité macrocyclique pour catalyser la formation d’une autre molécule de rotaxane.

Cependant, cette version se traduit souvent par l’obtention d’une plus grande quantité de fil

formé à l’extérieur de l’élément macrocyclique.

Outre son efficacité et sa relative simplicité, cette méthode comporte d’autres avantages :

L’existence d’une affinité préalable entre les différents éléments constituant le

rotaxane n’est pas nécessaire : la molécule macrocyclique doit être capable d’accueillir

et de complexer un métal au sein de sa cavité, mais il n’y a guère de prérequis sur les

précurseurs de l’axe.

Le métal utilisé peut être décomplexé afin d’obtenir le rotaxane « libre », qui possède

alors une plus grande amplitude de mouvement que dans les méthodes se basant sur

des interactions aromatiques ou des liaisons hydrogène par exemple.

La stratégie peut s’appliquer à de nombreuses réactions catalysées par un métal de

transition.

Le composé 32, premier rotaxane synthétisé en utilisant la méthode d’ « active metal

template » présente sur la molécule macrocyclique 30 une pyridine endocyclique capable de

29 V. Aucagne, K. D. Hänni, D. A. Leigh, P. J. Lusby, D. B. Walker, J. Am. Chem. Soc. 2006, 128, 2186-2187.


24

complexer le métal (Figure 15). Il s’agit ici de cuivre(I), qui permet de catalyser une réaction

de cycloaddition [3+2] alcyne-azoture (CuAAC), popularisée en tant que réaction « click »

par Sharpless et Meldal.30 Les ligands du cuivre doivent être choisis judicieusement, car une

trop forte affinité avec le métal les mettrait en compétition avec la pyridine de l’élément

macrocyclique. C’est la raison pour laquelle les auteurs ont choisi comme catalyseur

[Cu(CH3CN)4](PF6) (hexafluorophosphate de tetrakis(acétonitrile) cuivre (I)).

RO

N

O O

OO

Cu(MeCN)4PF6 (0,9 éq.)CH2Cl2, TA

N

O O

OO

CuLn

PF6-

RO N3

RO

RO N

NN

OR

N

O O

OO

CuL

L

O N

NN

O

N

O O

OO

KCN

PF6-

(Rdt : 94%)

N

O O

OO

Cu

PF6-

N

N

N

ORL

phase de pré-assemblage

cycloaddition [3+2]

Figure 15 - Rotaxane préparé par la méthode d'"active metal template".29

D’autres exemples de rotaxanes préparés selon la méthode d’ « active metal template » en

utilisant des réactions de couplage différentes sont décrits dans la littérature.31 Ainsi, dans un

article de 2006, Saito32 décrit la synthèse des deux rotaxanes 34 et 35, grâce à une réaction de

formation de liaison C-S et à une réaction d’homo-couplage d’alcynes de Glaser (Figure 16).

Bien que la première de ces réactions aboutisse à un rendement assez faible de 27% en

molécule entrelacée, la seconde permet d’accéder au rotaxane avec un rendement honorable

de 72%. Le développement sans cesse grandissant des stratégies de synthèse de molécules

30 (a) V. V. Rostovtsev, L. G. Green, V. V. Fokin, K. B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. 2002, 41, 2596-2599 ; (b) C. W. Tornøe, C. Christensen, M. Meldal, J. Org. Chem. 2002, 67, 3057-3064. 31 J. E. Beves, B. A. Blight, C. J. Campbell, D. A. Leigh, R. T. McBurney, Angew. Chem. Int. Ed. 2011, 50, 9260-9327. 32 S. Saito, E. Takahashi, K. Nakazono, Org. Lett. 2006, 8, 5133-5136.

30

31 32


25

entrelacées a conduit à de nouvelles applications, nombreuses et variées, pour ces structures

particulières.

Figure 16 - Rotaxane synthétisé par formation d'une liaison C-S (en haut) et par homocouplage d'alcynes de Glaser

(en bas).32

tBuOK, toluène, 110°C, 48h

K2CO3, I2, Toluène, 110°C, 48h 3) KCN, CH2Cl2/CH3CN

33

34

35

1) CuI

2)

1) CuI

2)


26

3. Fonctionnalités des rotaxanes

Sans faire une liste exhaustive des applications potentielles et des fonctions des molécules

entrelacées, Nolte en présente toutefois une bonne partie dans une revue de 2014.33 Dans ce

manuscrit, nous aborderons uniquement les fonctionnalités des rotaxanes et ne tiendrons pas

compte de celles des caténanes et autres nœuds moléculaires.

3.1. Contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire

La majorité des machines moléculaires basées sur des structures entrelacées de type rotaxane

fonctionne grâce à la liberté de mouvement dont ces dernières disposent. Toutefois, si

certaines machines utilisent le caractère aléatoire du déplacement de l’unité macrocyclique le

long de l’axe, d’autres tentent de contrôler la direction ou la répétitivité de ce mouvement.

Ainsi, on retrouve dans cette catégorie les navettes (shuttle), les interrupteurs on/off

(« switch ») et les muscles moléculaires. Plusieurs exemples sont décrits dans une revue de

Yang de 2012.34

3.1.1. Navettes

Les navettes moléculaires basées sur un rotaxane sont construites à partir de l’élément

linéaire, qui doit contenir au moins deux stations distinctes pour la molécule macrocyclique.

Ces stations sont des zones du fil pour lesquelles le composant macrocyclique a une meilleure

affinité, si bien qu’il est localisé préférentiellement aux alentours de ces régions.

Dans les navettes, la molécule macrocyclique se déplace donc de station en station, soit de

manière aléatoire, soit de façon contrôlée, à l’aide d’un stimulus adapté.

Il s’agit des premières machines moléculaires basées sur un rotaxane, et de nombreuses autres

fonctionnalités se sont développées à partir de cette capacité à contrôler les allées et venues

d’une unité macrocyclique. Alors que la première navette, décrite par Stoddart,35 se déplace

de station en station sans intervention du manipulateur, les machines préparées plus

récemment permettent de contrôler la position de l’élément macrocyclique sur les stations.

Ainsi, dix ans plus tard, le groupe de Leigh36 présente un rotaxane dont la molécule

33 S. F. M. Van Dongen, S. Cantekin, J. A. A. W. Elemans, A. E. Rowan, R. J. M. Nolte, Chem. Soc. Rev. 2014, 43, 99-122. 34 W. L. Yang, Y. J. Li, H. B. Liu, L. F. Chi, Y. L. Li, Small 2012, 8, 504-516. 35 P. Anelli, N. Spencer, J. F. Stoddart, J. Am. Chem. Soc. 1991, 113, 5131-5133. 36 A. M. Brouwer, C. Frochot, F. G. Gatti, D. A. Leigh, L. Mottier, F. Paolucci, S. Roffia, G. W. H. Wurpel, Science 2001, 291, 2124-2128.


27

macrocyclique peut passer d’une station à une autre par photoexcitation, avant de revenir à

son état fondamental (i.e., le retour de l’unité macrocyclique à la première station).

Après avoir préparé par clipping, guidé par formation de liaisons hydrogène, le rotaxane 36

dont le fil contient une station succinamide et une station naphthalimide, les auteurs sont

capables d’exciter le motif naphtalimide afin d’inverser la station préférentielle de la molécule

macrocyclique (Figure 17).

Avant excitation, l’élément macrocyclique, donneur de liaisons hydrogène, est

majoritairement localisé sur la station succinamide car c’est un bon accepteur de liaisons

hydrogène (Kn < 0,01). Après photoréduction par pulsation laser du naphtalimide, l’équilibre

entre les composés 36-A-∙ et 36-B

-∙ change (Kred > 1500) car le composé 36-B-∙ est un

accepteur de liaisons hydrogène puissant. L’unité macrocyclique se déplace alors sur la

station succinamide en une microseconde dans l’acétonitrile. Après recombinaison des

charges (environ cent microsecondes dans l’acétonitrile), le succinamide redevient le meilleur

accepteur de liaisons hydrogène et la molécule macrocyclique retourne à sa position d’origine.

Figure 17 - Fonctionnement de la navette moléculaire de Leigh.36

Les auteurs comparent le fonctionnement de leur navette à celui d’un piston, dans lequel un

mouvement puissant pouvant accomplir un travail mécanique est suivi par un mouvement de

récupération dans lequel le système revient à son état d’origine.

Au-delà de la notion d’aller/retour inhérente au terme de navette, on peut également y trouver

une notion de transport. Les navettes moléculaires pourraient donc être capables de

transporter, et même trier, des objets de taille nanoscopique. Une telle machine doit

comporter, outre les deux stations déjà évoquées, un système hôte-invité réversible sur la

molécule macrocyclique. Le couplage de ces deux systèmes rend ces composés hybrides,

entre la fonction « navette » de la machine, et sa fonction « contrôle de l’accès aux

36-A

36-A-∙

36-B

36-B-∙


28

molécules ». Nous ne développerons donc pas ici cette catégorie, mais il est intéressant de

noter que de telles machines moléculaires ont déjà été décrites dans la littérature.37

3.1.2. Interrupteurs on/off

Egalement basé sur le principe de navigation du composant macrocyclique entre plusieurs

stations, les interrupteurs incorporent une fonctionnalité supplémentaire, qui est active ou

inactive en fonction de la position de l’unité macrocyclique.

A titre d’exemple, on peut citer le rotaxane 37 de l’équipe de Leigh,38 dont la partie linéaire

comporte un motif dibenzylamine/ammonium capable de procéder à une catalyse par ion

iminium, ainsi que deux stations triazolium (Figure 18). En réalisant une réaction de click

CuAAC pour former ce fil au sein de la cavité d’un éther-couronne macrocyclique, les auteurs

obtiennent un rotaxane qui peut être protoné ou déprotoné pour changer la position de

l’élément macrocyclique. En effet, sous sa forme protonée, le rotaxane 37 comporte une

station ammonium autour de laquelle l’éther-couronne se localise préférentiellement. Sous sa

forme déprotonée 38 en revanche, les stations triazolium ont plus d’affinités avec la molécule

macrocyclique que le groupe dibenzylamine.

Ainsi, les auteurs exercent un contrôle acido-basique sur la position de l’éther-couronne, et le

motif dibenzylamine libre sous la forme déprotonée du rotaxane peut réaliser de la catalyse

par ion iminium. En effet, l’utilisation du rotaxane comme catalyseur a été étudiée sur une

réaction de Mickaël connue comme étant sensible à ce type de catalyse (Figure 19).

En présence du fil seul, la catalyse fonctionne et on obtient le produit 41, que ce soit avec le

groupe dibenzylamine ou ammonium. Avec le rotaxane protoné 37, la fonction ammonium

protégée par la présence de la molécule macrocyclique empêche la catalyse d’avoir lieu, et

aucune réaction n’est observée tandis qu’avec le rotaxane non protoné 38, le groupe

dibenzylamine accessible permet à la catalyse de fonctionner normalement.

37 J. B. Li, Y. J. Li, Y. B. Guo, J. L. Xu,J. Lv, Y. L. Li, H. B. Liu, S. Wang, D. B. Zhu, Chem., Asian J. 2008, 3, 2091-2096. 38 V. Blanco, A. Carlone, K. D. Hänni, D. A. Leigh, B. Lewandowski, Angew. Chem. Int. Ed. 2012, 51, 5166-5169.


29

Figure 18 - Contrôle acido-basique de la position de l'unité macrocyclique.38

Ph O HS(CF2)7CF3

Ph S

O

(CF2)7CF3

5% catalyseurCH2Cl2

0,1M, TA,5 jours

Figure 19 - Réaction type utilisée pour analyser la catalyse on/off.38

Les auteurs ont donc conçu un interrupteur moléculaire sous la forme d’un rotaxane capable

d’exercer une fonction catalytique, qui peut être activée ou désactivée grâce à un stimulus

acido-basique.

3.1.3. Muscles moléculaires

Dans un article très récent, Stoddart dresse l’état de l’art des muscles moléculaires basés sur

des rotaxanes.39 Ces muscles artificiels sont des mimes des muscles biologiques, dans la

mesure où ils sont capables d’adopter une conformation contractée ou relâchée en fonction

d’un stimulus adapté.

La structure doit donc disposer de deux états différents, et trois types de rotaxanes répondant à

ce critère sont à l’origine de muscles moléculaires : les guirlandes (« daisy chain »), les

presses, et les cages (Figure 20).

39 C. J. Bruns, J. F. Stoddart, Acc. Chem. Res. 2014, 47, 2186-2199.

37

38

39 40 41


30

Figure 20 - Représentation des différents types de muscles moléculaire dans leur état contracté (à gauche), et relâché

(à droite).

Différents phénomènes peuvent alors faire office de stimulus pour déclencher le passage d’un

état à un autre. Des muscles moléculaires ont été synthétisés en utilisant un stimulus ionique,40

photochimique,41 électrochimique,42 un stimulus par changement de solvant,43 et un stimulus

par changement de pH.44

Figure 21 - Muscle moléculaire développé par les équipes de Stoddart et Ho. (A) Structure moléculaire du muscle,

sous sa forme relâchée (haut) et contractée (bas). (B) Pliage des poutres cantilever sous l'action des rotaxanes.45

40 M. C. Jimenez, C. Dietrich-Buchecker, J. P. Sauvage, Angew. Chem. Int. Ed. 2000, 39, 3284-3287. 41 R. E. Dawson, S. F. Lincoln, D. J. Easton, Chem. Commun. 2008, 34, 3980-3982. 42 C. J. Burns, J. Li, M. Frasconi, S. T. Schneebeli, J. Iehl, H.-P. Jacquot de Rouville, S. I. Stupp, G. A. Voth, J. F. Stoddart, Angew. Chem. Int. Ed. 2014, 53, 1953-1958. 43 S. Tsukagoshi, A. Miyawaki, Y. Takashima, H. Yamaguchi, A. Harada, Org. Lett. 2007, 9, 1053-1055. 44 P. G. Clark, M. W. Day, R. H. Grubbs, J. Am. Chem. Soc. 2009, 131, 13631-13633.

42

43


31

Un article intéressant paru en 2004 laisse présager de l’avenir des muscles artificiels.45 Les

auteurs décrivent la synthèse d’un [3]rotaxane de type palindrome capable de se contracter et

de se relâcher sous l’effet d’un stimulus électronique (Figure 21A).

En dotant les molécules macrocycliques d’une chaîne alkyle terminée par une fonction

disulfure, les rotaxanes disposent d’un point d’ancrage pour pouvoir recouvrir un assemblage

de « poutres cantilevers » suivant une monocouche auto-assemblée de muscles moléculaires

(Figure 21B). Le déclenchement de la contraction des muscles moléculaires, obtenu en

introduisant un oxydant, conduit à la pliure des poutres. Les auteurs parviennent à réaliser une

courbure qui correspond à un déplacement de 35 nm, là où le passage de l’état contracté à

l’état relâché d’une seule molécule de rotaxane équivaut à un déplacement de 2,8 nm

seulement.

Ce résultat impressionnant témoigne des grandes capacités qu’offre le fonctionnement des

molécules en réseau.

3.2. Fonctionnement itératif

Les rotaxanes capables de fonctionner de façon itérative utilisent la capacité de l’unité

macrocyclique à se déplacer le long du fil : celle-ci possède alors une fonction chimique

pouvant réagir avec certaines régions du composant linéaire. Ainsi, la molécule

macrocyclique parcourt le fil jusqu’à ce qu’elle atteigne un de ces sites réactionnels, et

procède alors à la transformation. De tels systèmes sont très complexes, et miment souvent les

mécanismes du vivant, de façon très impressionnante.

Le groupe de Nolte décrit un rotaxane de ce type en 2003,46 qui mime un processus

enzymatique en réalisant l’époxydation des alcènes du polybutadiène qui constitue son fil. Les

porphyrines complexées au manganèse sont capables de catalyser la réaction d’époxydation

des alcènes en présence d’un donneur d’oxygène (tel que l’hypochlorite de sodium, NaOCl),

et d’un ligand axial activant. La molécule macrocyclique 44 des auteurs se présente donc sous

la forme d’un motif de pince porphyrine dotée d’une cavité capable de contenir un substrat

(Figure 22).

Ce type de composé a déjà été utilisé pour réaliser une réaction de formation de rotaxane car il

est capable de se lier fortement aux dérivés de la 4-4’-bipyridine (viologènes), et il est donc

45 T. J. Huang, B. Brough, C.-M. Ho, Y. Liu, A. H. Flood, P. A. Bonvallet, H.-R. Tseng, J. F. Stoddart, M. Baller, S. Magonov, Appl. Phys. Lett. 2004, 85, 5391-5393. 46 P. Thordarson, E. J. A. Bijsterveld, A. E. Rowan, R. J. M. Nolte, Nature 2003, 424, 915-918.


32

possible de synthétiser un rotaxane à partir de ces éléments grâce à une stratégie de

« Threading ».47

L’unité macrocyclique synthétisée a été utilisée pour catalyser la réaction d’époxydation des

alcènes, en présence de NaOCl et d’un ligand de type pyridine. La transformation a bien lieu,

et selon l’encombrement du ligand, elle s’effectue sur la face interne ou externe du catalyseur.

Figure 22 - Pince porphyrine utilisée comme molécule macrocyclique.47

Le rotaxane 45 a alors été préparé, à partir de la pince porphyrine et d’un fil polybutadiène

doté d’un motif viologène (Figure 23).

Figure 23 - Structure du rotaxane (en haut) et sa représentation schématique (en bas).46

Dans des conditions de grande dilution (concentration en composé inférieure à 10 mM), et en

présence d’un ligand encombré de type pyridine, les auteurs défavorisent la catalyse sur la

face extérieure de la pince porphyrine, et décrivent un fonctionnement du système similaire à

47 A. E. Rowan, P. P. M. Aarts, K. W. M. Koutstaal, Chem. Commun. 1998, 611-612.

44

45


33

celui des enzymes (l’activité du rotaxane est proche de celle du système oxydant du

cytochrome P450).

Malheureusement, les auteurs n’ont pas pu déterminer si le processus était séquentiel

(époxydation des alcènes les uns après les autres, au fur et à mesure que l’unité macrocyclique

se déplace le long du fil), à l’instar des catalyseurs naturels tels que les enzymes, ou aléatoire

(mouvement du composant macrocyclique par bonds sur l’élément linéaire).

Le fonctionnement d’autres rotaxanes peut être apparenté à celui de machines moléculaires

naturelles, comme le montre le mime de ribosome de l’équipe de Leigh.48

Figure 24 - Rotaxane mime de ribosome.48

En effet, le système qu’il présente est capable de réaliser la synthèse séquentielle d’une chaîne

peptidique. Pour cela, le rotaxane 46 est composé d’une longue chaîne dotée de plusieurs

acides aminés et à l’état initial, le composant macrocyclique est bloqué entre un bouchon

triphényl tertiobutyl et le premier de ces acides aminés, qui fait également office de bouchon.

La molécule macrocyclique comporte une chaîne d’acides aminés possédant un thiol protégé

qu’il suffit de libérer pour démarrer la séquence (Figure 24).

Le thiol déprotégé peut alors attaquer la fonction ester de la première « station-peptide », pour

conduire au thio-ester 46-A (Figure 25). Ce dernier peut à son tour subir l’attaque nucléophile

de l’amine terminale de la chaîne peptidique figurant sur le macrocycle, régénérant ainsi le

thiol, tout en allongeant la chaîne peptidique. Le macrocycle continue de se déplacer,

désormais capable d’atteindre la deuxième « station-peptide ». Le même procédé s’opère,

allongeant d’une unité peptidique la chaîne du macrocycle. Ce dernier peut alors atteindre la

troisième et dernière « station-peptide ». Encore le même enchaînement, qui aboutit au

pseudo-rotaxane 46-B (Figure 25). Celui-ci se désenfile, et on récupère d’un côté le fil dénué

de ses « stations-peptides », et de l’autre le macrocycle et la chaîne peptidique. Ces deux

éléments sont séparables et le fonctionnement de cette machine moléculaire peut conduire à la

48 B. Lewandowski, G. De Bo, J. W. Ward, M. Papmeyer, S. Kuschel, M. J. Aldegunde, P. M. E. Gramlich, D. Heckmann, S. M. Goldup, D. M. D'Souza, A. E. Fernandes, D. A. Leigh, Science 2013, 189-193.

46


34

synthèse de quelques milligrammes de chaîne peptidique avec une seul séquence, confirmée

par spectrométrie de masse tandem.

Figure 25 - Principe de fonctionnement du rotaxane synthétiseur de peptide.48

46-A

46-B


35

En outre, l’unité macrocyclique récupérée possède une fonction aldéhyde permettant de

réintroduire la chaîne d’acides aminés comportant un thiol et peut ainsi être réutilisée dans la

synthèse d’une autre molécule de rotaxane (Figure 25).

Ces deux exemples permettent d’entrevoir les possibilités offertes par le fonctionnement

itératif des rotaxanes qui mime, à une échelle plus humble, certains processus enzymatiques

du vivant dans lesquels l’enzyme, liée au substrat, accomplit plusieurs cycles catalytiques

avant de s’en séparer.

3.3. Rotaxanes capteurs (« sensors »)

Cette catégorie regroupe les rotaxanes capables de détecter, de capter certains substrats. Leur

structure est alors adaptée pour reconnaître de façon très sélective certaines espèces et pour

les accueillir au sein de la cavité de la molécule macrocyclique, dans un système hôte-invité

élaboré.

Dans un article très récent, Beer décrit des rotaxanes capables de fournir une réponse

spécifique à la reconnaissance d’un substrat.49 Après avoir passé en revue les molécules

entrelacées permettant la détection des cations,50,21c les auteurs s’intéressent à celle des

anions, plus difficile. En effet, les propriétés des anions rendent la reconnaissance par liaison

hydrogène efficace dans les solvants aprotiques seulement, avec une affinité et une sélectivité

faibles.

Figure 26 - Système hôte-invité utilisé par Beer et Langton.49

En s’inspirant de la nature, dans laquelle des protéines sont capables de reconnaître leurs

invités anioniques grâce à une cavité inaccessible au solvant, les auteurs ont développé un

49 M. J. Langton, P. D. Beer, Acc. Chem. Res. 2014, 47, 1935-1949. 50 (a) S. S. Zhu, P. J. Caroll, T. M. Swager, J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 8713-8714 ; (b) S. S. Zhu, T. M. Swager, J. Am. Chem. Soc. 1997, 119, 12568-12577 ; (c) G. Kaiser, T. Jarrosson, S. Otto, Y.-F. Ng, A. D. Bond, J. K. M. Sanders, Angew. Chem. Int. Ed. 2004, 43, 1959-1962 ; (d) S.-Y. Hsueh, C.-C. Lai, Y.-H. Liu, S.-M. Peng, S.-H. Chiu, Angew. Chem. Int. Ed. 2007, 46, 2013-2017 ; (e) S.-Y. Hsueh, C.-C. Lai, S.-H. Chiu, Chem.

Eur. J. 2010, 16, 2997-3000 ; (f) Y. Nagawa, J. Suga, K. Hiratani, E. Koyama, M. Kanesato, Chem. Commun. 2005, 749-751 ; (g) W. Zhou, J. Li, X. He, C. Li, J. Lv, Y. Li, S. Wang, H. Liu, D. Zhu, Chem. Eur. J. 2008, 14, 754-763 ; (h) Y. Nakatani, Y. Furusho, E. Yashima, Angew. Chem. Int. Ed. 2010, 49, 5463-5467.

47


36

couple 3,5-bis-amide pyridinium/isophtalamide 47 pouvant capter un ion chlorure (Figure

26).

Intégré à la structure d’un rotaxane, ce système de reconnaissance permet à la fois d’obtenir la

molécule entrelacée avec de meilleurs rendements, car l’espèce invitée joue le rôle de gabarit

pour le pré-assemblage des éléments, mais également d’aboutir à un composé qui peut

détecter sélectivement l’ion chlorure.

Ainsi, le rotaxane 48 présenté Figure 27 est hautement sélectif de l’ion chlorure en

comparaison des anions H2PO4- et AcO- en raison de leur incapacité à pénétrer la cavité de la

molécule entrelacée.51

Figure 27 - Rotaxane capteur d'ion chlorure. X = CNO2.

51

A partir de ces succès, les auteurs ont commencé à fonctionnaliser l’unité macrocyclique afin

d’obtenir un rotaxane détecteur d’anions exprimant une réponse électrochimique ou optique à

l’accueil de l’espèce invitée au sein de sa cavité.

A titre d’exemple, ils ont pu incorporer des motifs Ru(II) et Re(I) aux rotaxanes 49-A et 49-B,

respectivement,52 en conservant une forte sélectivité de reconnaissance de l’ion chlorure

(Figure 28).

51 L. M. Hancock, L. C. Gilday, S. Carvalho, P. J. Costa, V. Félix, C. J. Serpell, N. L. Kilah, P. D. Beer, Chem.

Eur. J. 2010, 16, 13082-13094. 52 L. M. Hancock, E. Marchi, P. Ceroni, P. D. Beer, Chem. Eur. J. 2012, 18, 11277-11283.

48


37

Figure 28 - Rotaxanes à détection optique d'anions, à base de Ruthénium (49-A), ou de Rhénium (49-B).52

Lorsque ce dernier est capté au sein de la structure, une augmentation de l’intensité du signal

du spectre d’émission de chacun des deux rotaxanes est observée, démontrant l’efficacité de

ceux-ci en tant que détecteurs d’anions.

Un autre type de capteur, qui exploite plus profondément la dynamique des molécules

entrelacées utilisées dans un système hôte-invité, est décrit par les auteurs. Pour cela, ils

préparent le rotaxane 50 dont l’unité macrocyclique réagit à la présence d’un anion spécifique

en changeant de position, à la manière des interrupteurs on/off décrits auparavant (Figure

29).53

La présence de l’ion chlorure dans le milieu entraîne le déplacement de la molécule

macrocyclique, depuis le motif naphtalimide vers le motif triazolium.

Le changement dans les interactions donneur/accepteur des motifs

naphtalamide/hydroquinone lorsque l’élément macrocyclique migre pour former la cavité de

reconnaissance de l’anion entraîne une modification de la bande d’absorption UV/visible du

rotaxane.

53 G. T. Spence, M. B. Pitak, P. D. Beer, Chem. Eur. J. 2012, 18, 7100-7108.

49-A 49-B


38

Figure 29 - Interrupteur moléculaire basé sur un rotaxane détecteur d'anions.53

Basé sur le même principe, un détecteur décrit par Lin54 fournit un signal de reconnaissance

différent grâce à l’incorporation d’un motif fluorescent au rotaxane 51 présenté (Figure 30).

Figure 30 - Rotaxane détecteur d'ions fluorures.54

54 M. V. R. Raju, H.-C. Lin, Org. Lett. 2013, 15, 1274-1277.

50-Cl

50-PF6

51

Motif fluorescent

F-


39

L’identification spécifique de l’ion fluorure par le rotaxane entraîne l’extinction de la

fluorescence de la molécule entrelacée, ainsi qu’un changement de couleur, visible à l’œil nu.

Enfin, les auteurs terminent en discutant de la possibilité de réaliser des surfaces sensibles à la

présence d’anions et réutilisables en déposant une monocouche auto-assemblée de rotaxanes

« sensors » sur un support.55

A travers les exemples proposés par Beer,49 le choix des rotaxanes pour réaliser des molécules

« sensors » semble particulièrement adapté : ils présentent une meilleure affinité pour les

substrats que leurs analogues non entrelacés et leur dynamique singulière permet de fournir

une réponse à la détection d’une espèce.

3.4. Contrôle de l’accès aux molécules

La structure particulière des rotaxanes permet de les utiliser pour développer des fonctions de

protection et/ou de libération contrôlée de certains composés. La première de ces applications

est comparable à un anneau de protection, ou à un bouclier moléculaire, et la seconde à une

valve. Dans ce type de composé, c’est l’unité macrocyclique qui joue un rôle prépondérant,

soit parce que sa présence empêche l’accès à certains éléments ou à certaines fonctions

chimiques du rotaxane, soit parce que sa position sur les différentes stations du fil détermine

la faculté d’un produit à « s’échapper » de la structure.

Ainsi, dans le premier exemple de valve moléculaire décrit par les équipes de Stoddart et

Zink,56 le composant macrocyclique, un cyclobisparaquat(p-phenylene), est responsable de la

libération des molécules de Rhodamine B et d’Ir(ppy)3 (Tris[2-phenylpyridinato-C2, N]-

iridium(III)) invitées au sein d’une silice mésoporeuse (Figure 31).

La molécule linéaire utilisée comporte deux stations, un tetrathiafulvalene, et un

dioxynaphtalene. A l’état initial, le macrocycle est situé sur la station tetrathiafulvalene et

peut être déplacé vers la deuxième station, en oxydant la première avec Fe(ClO4)3. Pour

procéder au retour de l’anneau sur la station tetrathiafulvalene, il faut réduire cette dernière

avec de l’acide ascorbique. Le système ainsi obtenu est donc réversible et comporte deux

positions : valve ouverte lorsque le cyclobisparaquat(p-phenylene) est sur la station

tetrathiafulvalene, et fermée lorsqu’il est sur la station dioxynaphtalene.

55 S. R. Bayly, T. M. Gray, M. J. Chmielewski, J. J. Davis, P. D. Beer, Chem. Commun. 2007, 25, 2234-2236. 56 T. D. Nguyen, H.-R. Tseng, P. C. Celestre, A. H. Flood, Y. Liu, J. F. Stoddart, J. I. Zink, Proc. Natl. Acad. Sci.

U. S. A. 2005, 102, 10029-10034.


40

Figure 31 - Représentations du rotaxane (a) et fonctionnement schématique de la valve moléculaire (b).56

En couplant ce rotaxane 52 à des particules sphériques de silice microporeuse, les auteurs

peuvent charger les pores de la silice avec des molécules invitées pendant que la valve est en

position ouverte, puis fermer la valve et la rouvrir au moment opportun pour libérer les

espèces prisonnières. Ces dernières ont été choisies pour leur luminescence et leur stabilité

aux conditions d’ouverture et de fermeture de la valve, ce qui permet de suivre leur

incorporation, puis leur libération lors d’ajout d’acide ascorbique, par spectroscopie de

photoluminescence. En effet, lors de l’ouverture de la valve, les auteurs constatent un pic

d’intensité d’émission sur le spectre, corrélé à la libération des composés invités.

Un cycle complet de charge-libération-recharge-libération a été réalisé et les données

spectroscopiques confirment le fonctionnement réversible de la valve moléculaire.

Les rotaxanes sont d’excellents candidats pour la réalisation de machines moléculaires plus

massives capables de délivrer efficacement, réversiblement, et de façon contrôlée des

molécules invitées.

Ils sont tout aussi efficaces pour rendre un composé stable dans des conditions pourtant

théoriquement dégradantes pour lui.

52


41

En effet, dans un article de 2006,57 Smith et son équipe décrivent la synthèse du rotaxane 53

incorporant un motif squaraine aux propriétés fluorescentes proches de l’infrarouge (Figure

32).

Figure 32 - Rotaxane protégeant un composé fluorescent.57

Alors que le colorant libre est rapidement dégradé par les attaques nucléophiles qui clivent le

chromophore, la structure entrelacée présente une grande stabilité dans une solution aqueuse

de plasma de bœuf (plusieurs jours, là où le squaraine est décomposé en quelques secondes),

sans perte significative de la fluorescence. Ce type de composé possède des propriétés

intéressantes pour de possibles applications biologiques, car la fluorescence n’est pas éteinte

dans les conditions physiologiques.

En combinant les fonctions de protection et de contrôle d’accès aux molécules, un rotaxane

enzymo-sensible a été développé par notre équipe, en collaboration avec celles de Leigh et

Aucagne.58 La structure et le fonctionnement de ce composé seront développés dans le

chapitre suivant.

57 A. Arunkumar, N. Fu, B. D. Smith, Chem. Eur. J. 2006, 12, 4684-4690. 58 A. Fernandes, A. Viterisi, F. Coutrot, S. Potok, D. A. Leigh, V. Aucagne, S. Papot, Angew. Chem. Int. Ed. 2009, 48, 6443-6447.

53


42

4. Présentation du sujet de thèse

L’intérêt porté aux molécules entrelacées depuis les premières synthèses des années 1960 a

conduit à un développement incroyable des méthodes permettant de les préparer. Cet essor a

ouvert le champ à de nombreuses applications potentielles pour ce type de structures, toutes

plus impressionnantes les unes que les autres. Les projets développés dans ce manuscrit visent

à élargir le panel d’applications disponibles, ou à en approfondir les fonctions, et s’inscrit

dans le cade de l’étude des « Systèmes Moléculaires Programmés ».

Dans un premier chapitre, nous enrichirons le concept développé au sein du laboratoire en

collaboration avec Leigh et Aucagne,58 en présentant le premier rotaxane auto-immolable

dont la décomposition spontanée a lieu via la dégradation de l’unité macrocyclique. Les

bouchons pourront donc être choisis spécifiquement, et nous nous intéresserons à l’utilisation

du Taxol®, un agent antitumoral dont l’activité reconnue sur les cancers du sein, du poumon

ou de l’ovaire rend sa vectorisation intéressante. Sa dérivation sous forme de prodrogue

d’ester reste toutefois un frein au développement d’un vecteur, mais son incorporation au sein

d’un rotaxane dont l’unité macrocyclique est capable de protéger cette fonction ester semble

être un concept prometteur.

Le chapitre II portera sur la chiralité mécanique existant dans les systèmes entrelacés de type

rotaxane. Pour réaliser une telle étude, nous avons développé l’un des premiers rotaxanes

fluorés, ce qui permet d’identifier des diastéréoisomères de rotaxanes par RMN du 19F,

simplifiant ainsi fortement l’analyse des spectres. Cette simplicité d’analyse nous a alors

permis d’explorer la possibilité de contrôler le mouvement à l’échelle moléculaire, en tentant

d’orienter la position de l’unité macrocyclique à l’aide de ligands chiraux. Dans cette partie,

la synthèse diastéréosélective de rotaxanes sera également abordée.

Enfin, le troisième chapitre traitera des tribulations d’une molécule macrocyclique

asymétrique, qui nous ont conduits à explorer les capacités de tri moléculaire, ou « self-

sorting », que peuvent exprimer les rotaxanes. Cette étude se poursuivra par l’analyse d’un

système similaire dans lequel le tri sera réalisé via la formation de pseudo-rotaxanes afin d’en

considérer les capacités catalytiques, et d’entreprendre la conception d’enzymes synthétiques.

Chapitre I : Conception d’un rotaxane

auto-immolable pour la libération

contrôlée d’agents anticancéreux via

l’action de deux hydrolases

Chapitre I : Conception d’un rotaxane auto-immolable pour la libération contrôlée d’agents anticancéreux via l’action de deux hydrolases

44


45

1. Introduction

En dépit des avancées récentes dans le domaine de la synthèse des systèmes entrelacés

fonctionnels, il existe très peu d’exemples de rotaxanes capables de fonctionner en interaction

avec les milieux biologiques.57,59

Récemment, l’utilisation de rotaxanes pour la libération sélective d’agents anticancéreux a été

développée dans le but d’améliorer l’efficacité des traitements du cancer. En effet, la

chimiothérapie classique se heurte à un problème majeur de sélectivité entrainant de sévères

effets secondaires. Pour pallier ce problème, le développement de chimiothérapies vectorisées

est un domaine émergent de la chimie médicinale.

De façon générale, les vecteurs de drogues doivent permettre :

Le transport dans l’organisme d’agents cytotoxiques en toute innocuité pour les tissus

sains.

La reconnaissance d’une spécificité tumorale60 (telle que le pH plus acide,61 le

potentiel réducteur plus important62 ou la surexpression de certaines enzymes63).

La libération contrôlée de la molécule active.

A ce jour, peu de systèmes entrelacés biocompatibles dédiés à la libération sélective d’agents

anticancéreux ont été décrits.

1.1. Rotaxanes pour le transport et la libération d’agents anticancéreux

On retrouve dans ce concept de ciblage thérapeutique les fonctions de protection et de

contrôle d’accès aux molécules qu’il est possible de développer avec des structures de type

rotaxane, comme décrit précédemment (Introduction, paragraphe 3.4).

Plusieurs « nanovalves » ont été développées par le groupe de Stoddart, mais une seule64

d’entre elles présente tous les atouts pour fonctionner en interaction avec le milieu biologique

de façon autonome. Le système que les auteurs présentent consiste en une nanoparticule de

silice mésoporeuse dont les pores peuvent encapsuler un agent anticancéreux, la doxorubicine

59 X. Ma, H. Tian, Chem. Soc. Rev. 2010, 39, 70-80. 60 F. Kratz, I. A. Müller, C. Ryppa, A. Warnecke, ChemMedChem 2008, 3, 20-53. 61 O. Warburg, Science 1956, 123, 309-314. 62 J. M. Brown, W. R. Wilson, Nat. Rev. Cancer 2004, 4, 437-447. 63 (a) K. M. Bajjuri, Y. Liu, C. Liu, S. C. Sinha, ChemMedChem 2011, 6, 54-59 ; (b) D. A. Silver, I. Pellicer, W. R. Fair, W. D. Heston, C. Cordon-Cardo, Clin. Cancer Res. 1997, 3, 81-85 ; (c) K. Bosslet, J. Czech, D. Hoffmann, Tumor Target. 1995, 1, 45-50. 64 H. Meng, M. Xue, T. Xia, Y.-L. Zhao, F. Tamanoi, J. F. Stoddart, J. I. Zink, A. E. Nel, J. Am. Chem. Soc. 2010, 132, 12690-12697.


46

(Figure 33, Etape A). La présence de cyclodextrines à l’entrée des pores permet de bloquer

les molécules invitées à l’intérieur de ceux-ci grâce à une structure de type pseudo-rotaxane

(Figure 33, Etape B), et de les libérer suite à une variation de pH (Figure 33, Etape C).

Figure 33 - Fonctionnement de la nanovalve développée par l’équipe de Stoddart.64

Ainsi, en choisissant judicieusement le motif sensible au pH, les auteurs sont capables de

créer un système de valve qui reste en position fermée au pH physiologique (7,4) et s’ouvre

lorsqu’elle atteint les compartiments acides des endosomes, au pH légèrement plus faible (5,3

pour les cellules KB-31). Le système a été testé sur des cellules KB-31 et les effets

pharmacologiques de la drogue ont pu être observés, notamment la formation de corps

apoptotiques au bout de 60 heures, et une fragmentation nucléaire au bout de 80 heures. Le

traitement des cellules par une molécule capable de neutraliser le pH lysosomal (la

bafilomycine) maintient le confinement de la doxorubicine au sein de la silice mésoporeuse et

prouve que le pH des endosomes est effectivement responsable de l’ouverture de la

« nanovalve ».

Un autre système moléculaire programmé basé sur une structure de type rotaxane et conçu

pour le transport d’agents anticancéreux est proposé par Yang dans un article de 2007.65 Dans

cet exemple, les auteurs présentent le polyrotaxane 54, composé de cyclodextrines entourant

une chaîne polyéthylène glycol (PEG) (Figure 34). Le grand nombre de fonctions hydroxyles

65 C. Moon, Y. M. Kwon, W. K. Lee, Y. J. Park, V. C. Yang, J. Control. Release 2007, 124, 43-50.

Etape A Etape B

Etape C


47

des cyclodextrines a permis d’y lier une quantité assez importante de doxorubicine, grâce à

des fonctions esters dont le clivage conduit à la libération de la drogue.

Figure 34 - Vecteur de doxorubicine basé sur un polyrotaxane.65

Les expériences in vitro prouvent que le polyrotaxane est capable de libérer la doxorubicine

de manière intracellulaire dans les conditions physiologiques, mais présente une cytotoxicité

30 fois plus faible que la doxorubicine libre, en partie due à la faible pénétration cellulaire du

composé.

Bien qu’intéressants dans le cadre du transport de molécules bioactives, aucun de ces

rotaxanes n’intègre la notion de ciblage thérapeutique, pourtant essentielle en chimiothérapie

anticancéreuse afin de discriminer les tumeurs des tissus sains. Notre laboratoire, en

collaboration avec les équipes de Leigh et Aucagne,58 a développé le rotaxane 55, capable de

transporter un peptide bioactif et de le libérer sélectivement au sein du microenvironnement

tumoral (Figure 35).

L’agent anticancéreux utilisé pour l’élaboration du rotaxane 55 est la met-enképhaline, un

pentapeptide endogène de la famille des opioïdes. Ce composé exprime une affinité

importante pour le récepteur OGFr (Opioid Growth Factor receptor), qui pourrait être

exploitée afin de mener à une nouvelle voie de traitement du cancer.66

66 (a) J. Fichna, A. Janecka, Cancer Metast. Rev. 2004, 23, 351-366 ; (b) I. S. Zagon, K. A. Rahn, P. J. McLaughlin, Neuropeptides 2007, 41, 441-452 ; (c) I. S. Zagon, P. J. McLaughlin, Neuropeptides 2005, 39, 495-505 ; (d) I. S. Zagon, P. J. McLaughlin, Neuropeptides 2003, 37, 79-88 ; (e) F. Cheng, I. S. Zagon, M. F. Verderame, P. J. McLaughlin, Cancer Res. 2007, 67, 10511-10518.

54


48

Malheureusement, l’utilisation de cette drogue dans le cadre d’une chimiothérapie

anticancéreuse reste limitée étant donnée sa rapide dégradation in vivo, essentiellement due à

l’action de deux peptidases : l’aminopeptidase M et l’enzyme de conversion de l’angiotensine

(ECA). En effet, la première hydrolyse les liaisons peptidiques glycine-glycine et tyrosine-

glycine, tandis que la seconde coupe la liaison glycine-phénylalanine.67

La structure entrelacée comporte un macrocycle, dont le mouvement aléatoire le long du fil

permet de protéger les liaisons peptidiques de la molécule active, labiles dans le plasma. La

gâchette galactosylée est quant à elle responsable de la reconnaissance de la tumeur. En effet,

cette gâchette sera clivée par la -galactosidase, enzyme qu’il est possible d’accumuler au

sein du microenvironnement tumoral dans le cadre d’une stratégie ADEPT (Antibody

Directed Enzyme Prodrug Therapy).68

Le clivage sélectif de la gâchette enzymatique conduit à la formation du phénol 56 qui se

dégrade selon un mécanisme d’élimination 1,6, permettant alors le désentrelacement de la

structure et la libération de l’agent antitumoral.

Les évaluations biologiques menées sur le vecteur 55 ont démontré la stabilité du rotaxane

dans le plasma humain (t1/2 > 120 heures), alors que l’élément linéaire dépourvu de

macrocycle (t1/2 environ 5 heures) et la met-enképhaline (t1/2 < 5 minutes) sont rapidement

dégradés dans les mêmes conditions.

67 (a) M . R. Boarder, W. McArdle, Biochem. Pharmacol. 1986, 35, 1043-1047 ; (b) M. Marini, A. Urbani, E. Trani, L. Bogiorno, L. G. Roda, Peptides 1997, 18, 741-748 ; (c) M. Marini, G. Roscetti, L. Bongiorno, A. Urbani, L. G. Roda, Neurochem. Res. 1990, 15, 61-67 ; (d) S. Shibanoki, S. B. Weinberger, K. Ishikawa, J. L. Martinez Jr, Regul. Peptides 1991, 32, 267-278 ; (e) S. Shibanoki, S. B. Weinberger, K. Ishikawa, J. L. Martinez Jr, Prog. Clin. Biol. Res. 1990, 328, 253-256 ; (f) S. Shibanoki, S. B. Weinberger, G. Schulteis, K. Ishikawa, J. L. Martinez Jr, Life Sci. 1992, 50, 667-675 ; (g) G. Schulteis, W. A. Rodriguez, S. B. Rodriguez, J. L. Martinez Jr, Peptides 1993, 14, 1083-1089. 68 (a) K. D. Bagshawe, S. K. Sharma, C. J. Springer, G. T. Rogers, Ann. Oncol. 1994, 5, 879-891 ; (b) K. D. Bagshawe, Current Drug Targets 2009, 10, 152-157 ; (c) L. F. Tietze, B. Krewer, Chem. Biol. Dru. Des. 2009, 74, 205-211.


49

Figure 35 - Vecteur de la met-enképhaline basé sur une structure de type rotaxane.58

1.2. Présentation du projet

Afin d’étendre ce concept, nous nous sommes intéressés à la conception d’un nouveau

système moléculaire pour lequel la libération de la drogue nécessite en premier lieu la

décomposition contrôlée du macrocycle. Dans cette optique, nous avons conçu le rotaxane

enzymo-sensible 57 afin de libérer le Taxol® au sein des cellules cancéreuses (Figure 36).

Ce système moléculaire est constitué de six unités distinctes jouant chacune un rôle

particulier :

L’agent anticancéreux sera responsable de l’activité cytotoxique. Nous avons choisi le

Taxol®, utilisé cliniquement en chimiothérapie pour le traitement de nombreuses

55

56

Bouchon auto-immolable

activation enzymatique

libération spontanée

gâchette

Met-enképhaline

CO2

H2O


50

tumeurs. Ce composé entraîne cependant de sévères effets secondaires limitant son

efficacité thérapeutique.

Le bouchon assure au vecteur un caractère hydrophile essentiel pour sa

biocompatibilité.69 Celui-ci comporte en effet des chaînes triéthylènes glycols, au bout

desquelles des motifs glucoses ont été greffés. Les équipes de Leigh, Aucagne et Papot

ont démontré que l’hydrosolubilité d’un tétraéthylène glycol décoré par un motif

glucose était 50 000 fois supérieure à son homologue ne comportant pas de sucre.70

La fonction ester joue le rôle de seconde gâchette enzymatique, et conduira, via son

hydrolyse par les estérases intracellulaires, à la libération du Taxol®.

Le macrocycle, dont le mouvement aléatoire le long du fil protège la fonction ester

tant que le vecteur n’a pas atteint les cellules tumorales.

Une gâchette galactosylée, dont l’activation sélective par la -galactosidase

surexprimée dans les cellules cancéreuses déclenche l’ouverture du macrocycle et la

libération du fil, qui se retrouve alors exposé à l’action des estérases intracellulaires.

Un espaceur auto-immolable qui assure la reconnaissance du substrat par l’enzyme en

éloignant la gâchette galactosylée des bouchons, particulièrement encombants.

Comme l’illustre la Figure 36, le rotaxane 57 est stable dans les vaisseaux sanguins grâce au

mouvement aléatoire du macrocycle le long du fil, qui protège la fonction ester de l’hydrolyse

enzymatique. De plus, cette fonction ester en position 2’ du Taxol® permet de masquer

l’activité cytotoxique de ce dernier.71

Après pénétration du rotaxane 57 dans les cellules cancéreuses, le processus de libération de

la drogue est initié via l’activation de la gâchette galactosylée par la -galactosidase

intracellulaire (étape A). Ainsi, après clivage de la gâchette, le phénol 58 formé subira une

réaction d’élimination 1,6 suivie d’une décarboxylation, générant l’aniline 59 (étape B).

Celle-ci pourra subir à son tour une réaction d’élimination 1,6 ou 1,4 conduisant à l’ouverture

du macrocycle, et à la libération du fil 60 (étape C). La fonction ester du fil devient ainsi

accessible aux estérases intracellulaires et peut être hydrolysée pour libérer la drogue active

(étape D).

69 Etude de systèmes moléculaires programmés pour le ciblage thérapeutique d’agents anticancéreux. Thibaut Legigan, 2012, Thèse en Chimie sous la direction du Dr S. Papot et du Dr B. Renoux, Université de Poitiers. 70 A. Fernandes, A. Viterisi, V. Aucagne, D. A. Leigh, S. Papot, Chem. Commun. 2012, 48, 2083-2085. 71 D. G. I. Kingston, J. Nat. Prod. 2000, 63, 726-734.


51

Figure 36 - Représentation schématique du fonctionnement du vecteur envisagé. Etape A : hydrolyse enzymatique de

la première gâchette ; étape B : élimination 1,6 et décarboxylation ; étape C : élimination 1,6 et décarboxylation ;

étape D : hydrolyse enzymatique de la seconde gâchette.

A

B

C

D

Vaisseau sanguin

Cellule Cancéreuse

-galactosidaseEstérase

Drogue active

Tumeur

Stoppeur hydrophile

Agent anticancéreux

Gâchette enzymatique Espaceur auto-immolable

Fonction sensible

aux estérasesMacrocycle auto-immolable

-galactosidase A

Elimination 1,6

- CO2

- CO2

Estérase

B

C

DTaxol®

≡57

58

59

60

61

Elimination 1,6 -CO2


52

2. Preuve du concept

Avant de réaliser l’étude du rotaxane 57, nous avons décidé de concevoir des rotaxanes

modèles, afin de valider la stratégie de synthèse, l’ouverture contrôlée du macrocycle et son

rôle protecteur ainsi que la libération du fil.

2.1. Premier modèle : rotaxane auto-immolable par voie chimique

Un premier prototype de rotaxane 62 a été étudié pour tester l’ouverture contrôlée de l’unité

macrocyclique envisagée, suivie de la libération du fil (Figure 37). Ce modèle est constitué

d’un élément linéaire délimité par deux groupements de type trityl, reconnus pour leur

efficacité dans le rôle de bouchon.29,72 L’unité macrocyclique du rotaxane 62 comporte une

pyridine endocyclique capable de complexer une espèce métallique dans le cadre de la

stratégie de reconnaissance active par un métal, ainsi qu’un motif auto-immolable dont la

dégradation peut être déclenchée par une gâchette chimique, en l’occurrence un carbamate

d’allyle, qui peut être activée en présence de Pd0 et d’un nucléophile.

L’activation chimique de la gâchette conduira à la formation de l’aniline 63, qui va subir une

réaction d’élimination 1,6 (ou 1,4) suivie d’une décarboxylation spontanée qui entraîne

l’ouverture du macrocycle, et à la libération du fil 64 (Figure 37).

72 (a) P. Mobian, J.-P. Collin, J.-P. Sauvage, Tetrahedron Lett. 2006, 47, 4907-4909 ; (b) V. Aucagne, J. Berná, J. D. Crowley, S. M. Goldup, K. D. Hänni, D. A. Leigh, P. J. Lusby, V. E. Ronaldson, A. M. Z. Slawin, A. Viterisi, D. B. Walker, J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 11950 ; (c) K. M. Mullen, M. J. Gunter, J. Org. Chem. 2008, 73, 3336-3350.


53

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

NO

NN

NO

Pd0

Nu-

+

O

HN

O

N

O

NH2O

HN

NH2

O

O

NHO

NH

O

O

O

NO

NN

NO

O

NN

NO

Figure 37 – Structure du rotaxane 62 et mécanisme de libération du fil après clivage de la gâchette.

2.1.1. Stratégie de synthèse

La synthèse du rotaxane 62 comporte deux étapes-clés (Figure 38) : la réaction de formation

du rotaxane, obtenu à partir du couplage des composés 23 et 66 au sein du macrocycle 65

selon la méthode de reconnaissance active par le cuivre, et la formation du composé

macrocyclique 65, issu du couplage entre la dianiline 67 et le dicarbonate 68.

62

63

64

61


54

++ RO RO N3

NH2

O

N

O

NH2

O

O O

HN

O

NO2

O

O

NO2

OO

+

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

NRO

NN

NOR

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

R =

Figure 38 - Rétrosynthèse du rotaxane 63.

2.1.1.1. Synthèse des composés 23 et 66

Les composés 23 et 66 sont préparés selon la stratégie décrite par le groupe de Leigh29 à partir

du même précurseur 72 (Figure 39). Pour la synthèse de ce dernier, le dérivé bromé 69 est

transformé en organomagnésien avant d’être condensé sur l’ester 70. L’alcool tertiaire 71 est

obtenu avec un rendement de 54% en deux étapes. En présence d’acide chlorhydrique et de

phénol, ce composé mène à la formation du produit 72 avec un rendement de 62%.

Br

Mg

OEtO

2h, TATHF

MgBr

18h, TA, 54%(2 étapes)

THF OH

OHHCl 12N7h, 100°C, 62%

Phénol

Figure 39 - Synthèse du précurseur 72.29

La réaction du précurseur 72 avec le bromure de propargyle en présence de K2CO3 dans le

DMF à 80°C entraîne la formation du composé 23 (Figure 40). Le produit attendu est isolé

62

65

23

66 67 68

Formation

du rotaxane

Macro-

cyclisation

69

70

71 72


55

avec un rendement de 57%. La présence d’un triplet (J = 2,4 Hz) à 2,51 ppm en RMN 1H,

caractéristique du proton alcynique, confirme l’obtention du composé 23.

O

O

N3

Br OH N3 OH

N3 OTs

NaN3

24h, 80°C, 97%

H2O

TsCl, Et3N

24h, TA, 93%

DCM

K2CO3

24h, 70°C, 85%

DMF

K2CO3,

Bromure de propargyle

24h, 80°C, 57%

DMF

OH

Figure 40 - Synthèse des composés 23 et 68.29

La synthèse du composé 66 nécessite la préparation de l’intermédiaire 75 (Figure 40), obtenu

en deux étapes à partir du 3-bromopropanol 73. Dans un premier temps, l’action de l’azoture

de sodium dans l’eau à 80°C conduit au 3-azidopropanol 74 avec un rendement de 97%. La

fonction alcool est alors tosylée avec le chlorure de tosyle dans le DCM pour mener au

composé 75 avec un rendement de 93%. Ce dernier est mis en réaction avec le précurseur 72

en présence de K2CO3 dans le DMF à 70°C pour former le produit 66 avec un rendement de

85%. Ce composé a été caractérisé en RMN 1H par la présence des triplets (J = 6,3 Hz) des

CH2 à 3,51 et 4,02 ppm, et par le singulet d’intégration 27H à 1,30 ppm, correspondant aux

ter-butyles.

2.1.1.2. Préparation de la dianiline 67

La synthèse de la dianiline 67 nécessite dans un premier temps la préparation de son

précurseur diazoture 81, obtenu en 4 étapes à partir du 2,6-pyridinediméthanol commercial 76

(Figure 41). La première étape consiste à dériver les fonctions hydroxyles sous forme de

tosylates afin de conduire à l’intermédiaire 77, qui est obtenu avec un rendement de 88%.

En parallèle, on réalise la synthèse de l’intermédiaire 80 à partir du para-bromobenzaldéhyde

78. La fonction aldéhyde est réduite par l’action de NaBH4 pour conduire à l’alcool para-

72

23

66

73

75

74


56

bromobenzylique 79, avec un rendement de 78%. Ce dérivé bromé subit une réaction de type

Ullmann catalysée par CuI pour substituer le brome par l’azoture et le composé 80 est obtenu

avec un rendement de 75%.

Les groupements tosyles du composé 77 ont alors été déplacés par l’alcool 80 en présence de

NaH dans le DMF, et le diazoture 81 est obtenu avec un rendement de 96%. Ce composé a été

identifié en RMN 1H grâce à la présence du triplet (J = 7,7 Hz) à 7,73 ppm, qui correspond au

proton en para de la pyridine, et du singulet d’intégration 4H, à 4,66 ppm correspondant aux

CH2 en position 2 et 6 de la pyridine.

O

Br

HO

Br

HO

N3

N

OHOH

N

OTsOTs N

OO

N3 N3

1/ KOH

2/ TsCl

20h,TA, 88%DCM

Rdt : 78%

1/ DMEDA, CuI,ascorbate de Na

2/ NaN3

Rdt : 75%

45 min, TA, 96%DMF

NaBH4

EtOH/H2O 7/3

reflux

NaH

Figure 41 - Synthèse du diazoture 81.

L’étape de réduction des azotures a ensuite été mise en œuvre (Figure 42).

N

OO

N3 N3

N

OO

NH2 NH2 Figure 42 - Préparation de la dianiline 67.

Dans un premier temps, les fonctions azotures ont pu être réduites par LiAlH4 à 0°C sur de

petites quantités de composé 81 avec un rendement de 86%. Malheureusement, toute tentative

de réaliser la réduction sur une quantité de diazoture supérieure à 1 g s’est avérée vaine avec

cette méthode et seul le produit 83 résultant de la réduction de l’azaquinone correspondante a

pu être isolé (Figure 43). Dans ce cas la complexation du métal avec l’azote de la pyridine

pourrait favoriser la décomposition du dérivé 67 dans le milieu réactionnel via une

élimination 1,6.

76 77

78 79

80 81

Réduction des

fonctions azotures

81 67


57

LiAlH4

THFN

O O

NH2NH2

M +

NH NH2

LiAlH4

THFN

OH O

NH2

M

N

O O

N3N3

Figure 43 - Réaction de formation du composé 83.

D’autres procédés de réduction ont donc dû être expérimentés en évitant l’utilisation d’un

métal (Tableau 1).

Réactif utilisé Rendement en composé 67

isolé

Problèmes rencontrés

SmI273

0% _

PPh3 0% Oxydes de PPh3 inséparables du produit 67

PPh3 supportée 0% Produit 67 accroché au support

Levure de boulanger74

0% _

Propane dithiol75

87% _

Me2PPh 98% _

Tableau 1 - Résumé des méthodes éprouvées pour la réduction des azotures du composé 81.

Comme l’illustre le Tableau 1, les tentatives faisant intervenir l’iodure de samarium et la

levure de boulanger n’ont pas permis d’obtenir le composé réduit, contrairement aux essais

avec la triphénylphosphine. Cependant la réduction du composé 81 en présence de

triphénylphosphine a conduit à la formation de l’oxyde de triphénylphosphine qui n’a pas pu

être séparé du composé 67 lors de la purification. L’utilisation de triphénylphosphine

supportée semblait toute indiquée pour résoudre ce problème, mais lors de cet essai le lavage

du support n’a pas permis de récupérer la dianiline 67 qui est restée fixée sur ce dernier.

Bien que l’utilisation de propane dithiol permette de réduire efficacement les fonctions

azotures du composé 81 et d’accéder au produit 67 avec de bons rendements (87%), l’odeur

nauséabonde dégagée par cette substance implique des conditions de manipulation drastiques,

et a conduit à de nouvelles recherches afin d’optimiser cette étape.

Finalement, une réduction de Staudinger avec la diméthylphénylphosphine a permis de

résoudre tous ces problèmes car elle permet de synthétiser le composé 67 (rendement de 98%)

sans difficulté de purification.

73 C. Goulaouic-Dubois, M. Hesse, Tetrahedron Lett. 1995, 36, 7427-7430. 74 M. Baruah, A. Boruah, D. Prajapati, J. S. Sandhu, Synlett 1996, 1193-1194. 75 H. Baylay, D. N. Standring, J. R. Knowles, Tetrahedron Lett. 1978, 19, 3633-3634.

81 67 82 83


58

La dianiline 67 a donc pu être obtenue dans des quantités satisfaisantes pour poursuivre la

synthèse, et a été caractérisée en RMN 1H grâce à la présence d’un singulet large d’intégration

4H à 5,07 ppm, correspondant aux protons des deux fonctions anilines.

2.1.1.3. Synthèse du dicarbonate 68

La préparation du composé 68 a été réalisée en 3 étapes à partir du précurseur 84, dont la

synthèse a été décrite par Warnecke et Kratz (Figure 44).76

L’addition de chloroformiate d’allyle en présence de pyridine sur l’intermédiaire 84 conduit

chimiosélectivement au produit 85 avec un rendement de 76%. La réduction de l’ester par le

DIBALH est ensuite réalisée à -78°C et permet d’accéder au diol 86 avec un rendement de

69%.

Les deux alcools benzyliques sont alors activés sous forme de carbonates en utilisant le

chloroformiate de para-nitrophényle en présence de pyridine. Le dicarbonate 68 est obtenu

avec un rendement de 69% et identifié en RMN 1H grâce au multiplet d’intégration 1H à 5,99

ppm correspondant au CH allylique, et au signal à 8,27 ppm, correspondant aux CH

aromatiques en ortho du groupement nitro.

Les précurseurs 67 et 68 de la molécule macrocyclique ayant été synthétisés, l’étape suivante

consiste à coupler ces deux composés pour former le macrocycle qui sera utilisé pour la

réaction de formation du rotaxane.

NH2

OH

OO

HN

OH

OO

O

O

NHAlloc

OH

HO

NHAlloc

O

O

O

O

OONO2

NO2

1/ Pyridine

2/ AllocCl

1h15, 0°C -> TA, 76%

EtCl2

DIBALH

20h, -78°C, 79%THF

1/ PNPOCOCl

2h20, 0°C -> TA, 69%DCM

2/ Pyridine

Figure 44 - Stratégie de synthèse du dicarbonate 68.

76 A. Warnecke, F. Kratz, J. Org. Chem. 2008, 73, 1546-1552.

84

68

85

86


59

2.1.1.4. Etape de macrocyclisation

Des travaux réalisés au sein de l’équipe sur un biscarbonate similaire au dérivé 68 ont

démontré que le carbonate en position para possédait une meilleure réactivité que celui en

position ortho vis-à-vis d’une aniline à température ambiante.77 L’hypothèse la plus probable

permettant d’expliquer ce résultat est l’encombrement stérique plus conséquent en position

ortho qui défavorise la réactivité de cette position.

La synthèse du macrocycle 65 est réalisée en deux étapes one pot. Dans un premier temps, le

carbonate plus réactif en position para du dérivé 68 est substitué par une des anilines du

composé 67 (Figure 45). Dans un second temps, le mélange est dilué par le DMF jusqu’à

atteindre une concentration de 0,001 mol.L-1 afin de diminuer la probabilité de rencontre des

différentes espèces, et de favoriser ainsi les réactions intramoléculaires. La substitution

nucléophile de l’aniline du composé linéaire 87 se fait donc préférentiellement sur le

carbonate de ce même composé pour former le macrocycle 65.

Pour réaliser la première étape, 2,3 équivalents de dianiline 67 sont mis en réaction avec le

composé 68 en présence de HOBt dans le DMF à une concentration de 0,08 mol.L-1. La

disparition du dicarbonate 68 est contrôlée et la deuxième étape, dans les conditions de grande

dilution, est engagée dès que les analyses CCM indiquent que 68 a été entièrement

consommé.

Le macrocycle 65 a été obtenu avec un rendement de 51%. Les réactions de macrocyclisation

décrites dans la littérature dépassent rarement 30 à 40%, ce qui rend ce résultat tout à fait

satisfaisant.

77 M. Grinda, J. Clarhaut, I. Tranoy-Opalinski, B. Renoux, A. Monvoisin, L. Cronier, S. Papot, ChemMedChem 2011, 6, 2137-2141.


60

NHAlloc

O

O

O

O

OONO2

NO2

N

O O

NH2 NH2

N

O O

NH NH2

O

O

O O

ONO2

NHO

O

(2,3 éq.)

HOBt (1 éq.)0,08M dans DMF

4h, TA

0,001M dans DMF50h, TA

51 %

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

Figure 45 - Synthèse du macrocycle 65 en deux étapes one pot.

Le macrocycle 65 a été clairement identifié en RMN et en SMHR (m/z 639,2450). Des

signaux caractéristiques des deux parties du macrocycle ont pu être observés dans le spectre

du composé 65 en RMN 1H. A titre d’exemple, le multiplet d’intégration 1H à 6,01 ppm est

caractéristique du CH allylique, et les singulets à 4,38 et 4,40 ppm proviennent des CH2

benzyliques en position 2 et 6 de la pyridine.

2.1.1.5. Etape de formation du rotaxane

La dernière étape, la réaction de formation du rotaxane, a été réalisée selon la méthode de

reconnaissance active par un métal, qui a été développée par Leigh (Figure 46).29 A l’instar

des auteurs, nous avons choisi le cuivre comme métal, et plus précisément le complexe de

cuivre (I) Cu(CH3CN)4PF6, en raison de l’absence de compétition des ligands avec la pyridine

endocyclique pour la complexation du cuivre, et de la solubilité du complexe dans les solvants

organiques.

68

67

87

65


61

O

N

O

HN

OO

HN

O

O

O

HN

CuL4(PF6)

N

O

HN

OO

HN

O

O

O

AllocHN

L = CH3CN CuLn

PF6-

N

O

HN

OO

HN

O

O

O

AllocHN

PF6-

N

N

N

ORCu

(1,1 éq.)

23 (5 éq.)66 (5 éq.)

41h, TA50 % 2/ Décomplexation

du cuivre (EDTA)

O O

R =

1/ Cycloaddition [3+2]

OR

L

OR

NN

N

RO

+

N

O

HN

OO

HN O

O

AllocHN

N

O

HN

OO

HN

O

O

O

AllocHN

OR

NN

N

RO

Figure 46 - Synthèse du rotaxane 62 par la méthode de reconnaissance active par un métal.

Le composé macrocyclique 65 est donc placé en présence de cuivre et d’un excès des

composés 23 et 66 (5 équivalents) dans le DCM. Après 41 heures à température ambiante et

décomplexation du cuivre, le rotaxane 62 est récupéré avec un rendement de 50%. Ce dernier

a été identifié en RMN et en SMHR (m/z 1768,9934).

Le rotaxane 62, composé d’un fil et d’un macrocycle dissymétriques, est obtenu sous la forme

d’un mélange racémique de deux énantiomères mécaniques 62A et 62B (Figure 46).

La superposition des spectres RMN 1H du fil 64 et du rotaxane 62 (« stack plot ») permet

d’observer le blindage de certains protons (Figure 47). Ainsi, les signaux des protons Hb6 et

Hb7, situés sur le fil, subissent un blindage respectif de 0,46 et 0,43 ppm, dû à l’effet blindant

des noyaux aromatiques du macrocycle.29,78 Le proton du triazole (Ha1) est également

légèrement blindé, avec un décalage de 0,12 ppm.

Ces observations prouvent sans ambiguïté que le rotaxane a bien été synthétisé, et qu’il ne

s’agit pas d’un mélange équimolaire de fil et de macrocycle.

78 A.-M. Fuller, D. A. Leigh, P. J. Lusby, I. D. H. Oswald, S. Parsons, D. B. Walker, Angew. Chem. Int. Ed. 2004, 43, 3914-3918 ; (b) D. A. Leigh, P. J. Lusby, A. M. Z. Slawin, D. B. Walker, Angew. Chem. Int. Ed. 2005, 44, 4557-4564.

65

65-Cu 65-Cu

62A 62B mélange racémique


62

Figure 47 - RMN 1H partielle du fil 64 (au-dessus) et du rotaxane 62 (en-dessous).

2.1.2. Libération du fil

Afin de démontrer que l’ouverture du macrocycle a bien lieu après le clivage de la gâchette, le

rotaxane 62 a été mis en présence de Pd(Ph3)4 dans le DCM, avec 5 équivalents d’aniline. Au

bout de 30 minutes à température ambiante, l’analyse par CCM démontre que le rotaxane 62 a

totalement disparu. Le mélange est alors purifié par plaque préparative, ce qui permet d’isoler

90% du fil 64.

Le macrocycle synthétisé est donc capable de s’ouvrir en présence d’un stimulus adapté.

2.2. Deuxième modèle : introduction des gâchettes enzymatiques

Avant de s’engager dans la synthèse du rotaxane enzymo-sensible 57, un deuxième prototype

a été réalisé afin de mettre en place les gâchettes enzymatiques. Ce modèle permettra

également de vérifier le rôle protecteur du macrocycle vis-à-vis des estérases. Enfin, la

réaction de formation du rotaxane dans des solvants polaires et la stratégie de synthèse

pourront également être validées.

Pour vérifier ces hypothèses, nous nous sommes intéressés à la synthèse du composé modèle

88 (Figure 48), constitué d’une unité macrocyclique dotée d’une pyridine endocyclique afin

de complexer le métal qui sera utilisé pour la stratégie de reconnaissance active, et d’une

64

62


63

gâchette galactosylée séparée du macrocycle par un espaceur auto-immolable. Le rotaxane 88

comporte également un élément linéaire formé de deux bouchons dotés d’une fonction ester

chacun afin de vérifier le rôle protecteur du macrocycle vis-à-vis de l’hydrolyse enzymatique

des estérases.

Pour rendre le rotaxane hydrosoluble,69 des chaînes TEG ont été incorporées aux bouchons et

permettent d’augmenter l’hydrophilie de la molécule entrelacée, tandis que les motifs

bisphényl volumineux en assurent la stabilité en empêchant son désenfilement spontané.

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

O

O

N N

N O

OO

O

O

OO

OO

O

O

O

O

O

O

O

O O

Figure 48 - Rotaxane envisagé pour l'étude des gâchettes enzymatiques.

2.2.1. Stratégie de synthèse

La synthèse du rotaxane 88 sera réalisée à partir du macrocycle 89 et des composés 90 et 91

selon la méthode de reconnaissance active par un métal (Figure 49). Là encore, la réaction de

couplage alcyne-azoture catalysée par le cuivre sera utilisée pour permettre la formation du

triazole reliant les deux bouchons au sein de la cavité du macrocycle.

88


64

O

OO

OTEG

O

OTEG

OTEG OTEG

++

N3

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OGal

O

O

N N

N O

TEGOO

TEGO

OTEG

OTEG

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OGal

Figure 49 - Rétrosynthèse du rotaxane 88.

Le composé macrocyclique 89 sera préparé selon la voie de synthèse développée par Thibaut

Legigan.69 Il sera donc obtenu à partir de la dianiline 67 et du dicarbonate 92 (Figure 50).

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

HN

N

O O

NH2 NH2

O

O PNP

O

PNP

O

+

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

Figure 50 – Stratégie de synthèse du macrocycle galactosylé 89.

88

89 90 91

Formation

du rotaxane

89

67

92

1/ Macrocyclisation

2/ Déprotection des

acétates


65

2.2.1.1. Synthèse des demi-fils hydrophiles 90 et 91

Dans un premier temps, les chaînes TEG qui seront introduites sur les demi-fils ont été

préparées en tosylant l’alcool libre du monométhyl éther de triéthylène glycol avec un

rendement de 65% (Figure 51).

OO

OOH

1/ TsCl

2/ Et3N, DMAP

OO

OOTs

18h, TA, 65%DCM

Figure 51 - Préparation de la chaîne TEG.

En parallèle, le bromoéthanol a été converti en l’azoture correspondant en présence de NaN3 à

80°C avec un rendement de 95%, et le produit 96 obtenu a été tosylé avec un rendement de

93% (Figure 52).

HON3

HOBr

NaN3

24h, 80°c, 95%

H2O

1/ TsCl

2/ Et3N

3h, TA, 93%

EtCl2

TsON3

Figure 52 - Synthèse du composé 97.

Les composés 90 et 91 ont alors pu être préparés à partir du même précurseur 98, l’acide 4,4-

bis(4-hydroxyphényl) valérique, selon le schéma présenté Figure 53.

Dans l’alcool propargylique, l’acide 98 en présence de chlorure de thionyle conduit à l’ester

99, avec un rendement de 85%. L’introduction des chaînes TEG 94 sur ce dernier est réalisée

dans le DMF à 70°C en présence de K2CO3. Le composé 90 a été identifié en RMN 1H par la

présence d’un triplet (J = 2,5 Hz) à 2,45 ppm, caractéristique du proton alcynique, et d’un

singulet d’intégration 3H à 3,37 ppm, correspondant au méthyl de la chaîne TEG.

O

OH

OH

OH

O

O

OH

OH

1/ NaHCO3

2/ 97

O

O

OH

OH

18h, 60°C, quant.DMF

SOCl2 1,3éq.

HODans

1h30, TA, 85%

O

O

OPEG

OPEG

O

O

OPEG

OPEG

K2CO3

20h, 70°C, 59%DMF

K2CO3

24h, 70°C, 72%DMF

94

N3

94

N3

Figure 53 - Préparation des composés 90 et 91.

93 94

95 96 97

98 91

90

99

100


66

L’ester 100 est obtenu à partir de l’acide 98 et du composé tosylé 97 avec un rendement

quantitatif après une nuit dans le DMF à 60°C en présence de NaHCO3. Le composé 91 est

ensuite préparé en introduisant les chaînes TEG 94 à 70°C dans le DMF et en présence de

K2CO3. Synthétisé avec un rendement de 59%, l’azoture 91 a été caractérisé en RMN 1H par

le singulet du méthyl de la chaîne TEG à 1,54 ppm, et par les triplets (J = 5,1 Hz) des CH2 en

et en de l’azoture, à 3,43 ppm et à 4,16 ppm, respectivement.

2.2.1.2. Préparation du dicarbonate 92

Le précurseur 92 est synthétisé selon une stratégie similaire au composé 68, avec un nombre

d’étapes plus élevé dû à l’élaboration de la gâchette galactosylée (Figure 54).

Celle-ci est préparée en réalisant la glycosylation du composé commercial 102 par le

galactoside bromé 101. La réaction est effectuée en présence de carbonate d’argent et conduit

au galactoside 103 d’anomérie avec un rendement de 89%. La réduction de l’aldéhyde 103

par l’action de NaBH4 permet d’accéder au produit 104 avec un rendement de 84%. L’alcool

résultant de cette réaction peut alors être activé par le chloroformiate de para-nitrophényle en

présence de pyridine pour conduire au carbonate 105 avec un rendement de 86%.

O

BrAcO

AcO

AcOOAc

CHO

HO

NO2

Ag2CO3,

4h, TA, 89%

CH3CN

Pyridine,30 min, TA, 86%

DCM

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

HN

OH

OH

30 min, 0°C, 84%THF

H2N

OH

OH

HOBt18h, 50°C, 91%

DMF

Cl O

ONO2

Pyridine1h, TA, 89%

DCM

NaBH4

O2N O

Cl

O

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

OH

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

HN

O

O

OO

NO2

O

ONO2

OO

OO2N

Figure 54 - Synthèse du dicarbonate 92.

101

102 103 104

105

106

107

92


67

En présence d’HOBt, l’aniline du composé 10676 réagit sur le carbonate de para-nitrophényle

du composé 105 pour générer le produit 107 avec un rendement de 91%. Les deux alcools

sont alors activés par le chloroformiate de para-nitrophényle en présence de pyridine et le

composé 92 est obtenu avec un rendement de 89%. L’analyse du dicarbonate 92 en RMN 1H

révèle la présence d’un doublet avec une constante de couplage de 7,8 Hz à 5,08 ppm

caractéristique d’une configuration de la liaison glycosidique ainsi que les signaux

correspondants aux CH2 benzyliques à 5,21, 5,28 et 5,32 ppm.

2.2.1.3. Etape de macrocyclisation

La stratégie de synthèse développée pour le macrocycle 65 a été utilisée afin de préparer le

composé 89 (Figure 55). Le biscarbonate activé 92 est donc mis en présence d’un équivalent

d’HOBt et de 2,5 équivalents de dianiline 67 à une concentration de 0,08 mol.L-1 dans le

DMF. Après 5 heures de réaction, le réactif 92 a été totalement consommé et le mélange est

dilué à une concentration de 0,001 mol.L-1 afin de réaliser la réaction de cyclisation

intramoléculaire. Le macrocycle 109 obtenu après 96 heures à 30°C étant inséparable de la

dianiline 67 introduite en excès, la réaction de déprotection des acétates est engagée sur le

mélange. Le macrocycle déprotégé 89 est isolé après purification sur colonne de silice avec un

rendement de 28% sur deux étapes.

La synthèse du composé 89 a été confirmée en SMHR (m/z 934,2754). Le doublet (J = 7,7

Hz) d’intégration 1H à 5,04 ppm sur le spectre RMN 1H est caractéristique du proton

anomérique de configuration . De même, le triplet d’intégration 1H à 7,81 ppm correspond

au proton en para de la pyridine. De plus, la disparition des signaux des groupements para-

nitrophényles confirme que les deux carbonates ont été substitués.


68

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

NH

N

O O

NH2 NH2(2,5 éq.)

HOBt (1 éq.), 5h, TA

0,08M dans DMF

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OAc

AcO

OAcAcO

Dilution par du DMF

(1 mmol.L-1)

(Grande dilution)

96h, 30°C

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

1h15, 0°C, 28%(sur 2 étapes)

DCM/MeOH 1//2

OPNPO

O

OPNPO

O

O

OAc

AcO

AcO

O

OAcNO2

O

O

NH

OPNPO

O

OHN

O

ON

O

NH2

MeONa

Figure 55 - Synthèse du macrocycle en deux étapes one pot et déprotection des acétates.

2.2.1.4. Etape de formation du rotaxane

Le macrocycle obtenu permet d’engager la réaction de formation du rotaxane avec les

composés 90 et 91. La forte polarité du macrocycle nécessite l’utilisation d’un mélange

DCM/MeOH 83/17 pour le solubiliser correctement.

Après cycloaddition [3+2] des précurseurs 90 et 91 au sein de la cavité du macrocycle 89,

décomplexation du cuivre et purification sur colonne de silice, le rotaxane 88 est obtenu sous

forme d’un mélange de deux diastéréoisomères mécaniques, avec un rendement de 13%

(Figure 56). L’identification du composé a pu être réalisée par SMHR (m/z 2175,9627).

Dans ces conditions, la formation de fil 110 à l’extérieur de la cavité du macrocycle est

également observée.

92

67

89

108

109


69

L’utilisation du MeOH peut en partie expliquer ce résultat. En effet, ce solvant relativement

coordinant, est susceptible d’être un ligand compétiteur de la pyridine endocyclique du

macrocycle pour la complexation du cuivre, ce qui conduit à la migration de l’espèce

métallique à l’extérieur de la cavité du macrocycle.

O

O

N N

NO

O

O

O

OO

O

O

O

O

O

O

O

O

O

OO

O

O

O

N N

N O

O

O

OOO

O

O

O

O

O

O

OO

O

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

OO

O

[(Cu(CH3CN)4](PF6) (0,95 éq.)

90 (5 éq.)

91 (5 éq.)

4j, TA, 13%DCM/MeOH 83/17

+

Figure 56 - Etape de formation du rotaxane 88.

89

88

110


70

2.2.2. Tests enzymatiques

Le modèle synthétisé ayant pour objectifs multiples de vérifier l’auto-immolation du rotaxane

en présence de -galactosidase, le clivage des esters du fil en présence d’estérases, et l’effet

bouclier du macrocycle dans la structure entrelacée, les tests suivants ont été réalisés :

Test de désenfilement : le rotaxane 88 est incubé en présence de -galactosidase.

Test d’hydrolyse du fil : le fil 110 est placé en présence d’estérase issue de foie de

porc (PLE).

Test de stabilité : le rotaxane 88 est placé en présence de PLE.

2.2.2.1. Test de désenfilement

Dans le tampon phosphate (0,02 M), le rotaxane 88 est incubé à 37°C en présence d’un excès

de -galactosidase (E. Coli) et la composition du mélange est suivie par HPLC (Figure 57).

Figure 57 – Hydrolyse enzymatique de 88 en présence de -galactosidase.

t = 0

t = 70 min

t = 7h

t = 49h

88

111

112

110


71

Sur la Figure 57, chaque couleur correspond à un intermédiaire du mécanisme de

désenfilement représenté Figure 58 : en bleu le rotaxane 88, en rouge le phénol 111 résultant

du clivage de la gâchette galactosylée, en vert l’aniline 112 obtenue après décomposition de

l’espaceur auto-immolable et en orange le fil 110.

O

O

N N

NO

OTEG

TEGO

O

TEGO

OTEG+

O

O

N N

N O

TEGO

TEGO

O

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

O

O

N N

N O

TEGO

TEGO

O

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

O

O

O

N N

N O

TEGO

TEGO

O

NH2

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

N

OO

NH2 HN

O

O

HN

H

OTEG

OTEG

OTEG

OTEG

OTEG

OTEG

A

C

B

Figure 58 - Schéma de décomposition du rotaxane 88. Etape A : activation de la gâchette en présence de -

galactosidase ; Etape B : élimination 1,6 et décarboxylation ; Etape C : élimination 1,6 et décarboxylation.

On remarque que le galactose est rapidement clivé (plus de 50% du rotaxane 88 a disparu du

mélange au bout de 70 minutes) mais que le phénol intermédiaire 111 est stable plus

longtemps, sans doute en raison de son hydrosolubilité plus faible. En effet, la perte du motif

88 111

112

110 61

-galactosidase

élimination 1,6 -CO2

élimination 1,6 -CO2


72

galactose entraîne une baisse d’hydrosolubilité, ce qui conduit à une diminution de la

réactivité, et donc à une cinétique de libération du fil 110 plus lente car seule la quantité de

111 hydrosoluble conduit à la réaction d’élimination 1,6. Un phénomène similaire a déjà été

mis en évidence dans notre équipe avec une prodrogue de la cyclopamine.79

Le fil 110 commence à apparaître au bout de 7 heures d’incubation et sa quantité est

maximale au bout de 49 heures. Les azaquinones générées par l’auto-immolation du

macrocycle 89 sont très réactives, et entraînent la formation de nombreux sous-produits, ce

qui rend les chromatogrammes difficilement exploitables au-delà de 49 heures, et nous avons

donc décidé d’arrêter le suivi de la réaction. Néanmoins l’objectif du modèle est atteint,

puisque la gâchette galactosylée est bien clivée en présence de -galactosidase et conduit, via

la formation de deux intermédiaires instables 111 et 112, à la libération du fil 110.

En outre, la cinétique assez lente de libération du fil, due à la faible hydrosolubilité du phénol

intermédiaire 111, devrait être améliorée pour le vecteur 57 grâce à la présence d’un bouchon

plus hydrophile.

2.2.2.2. Test d’hydrolyse du fil

Pour vérifier le fonctionnement de la deuxième gâchette enzymatique, la fonction ester, le fil

110 est mis en présence d’un excès d’estérase (PLE) et incubé à 37°C dans le tampon

phosphate. La composition du mélange est ensuite suivie par HPLC, et la disparition du pic

correspondant au fil 110 a pu être observée, au profit d’un nouveau pic qui a pu être identifié

par LC-MS. Ce signal est largement majoritaire au bout de 6 heures d’incubation et

correspond à l’acide 113 (m/z = 578,321) résultant du clivage des esters (Figure 59).

O

O

OOO

OO

O

OH

O

Figure 59 - Structure de l'acide 113.

La deuxième gâchette étant donc fonctionnelle, l’ultime rôle du modèle de rotaxane 88 est de

vérifier que la présence du macrocycle protège la liaison ester du fil de l’hydrolyse

enzymatique.

79 F. Hamon, B. Renoux, C. Chadéneau, J.-M. Muller, S. Papot, Eur. J. Med. Chem. 2010, 45, 1678-1682.

113


73

2.2.2.3. Test de stabilité

Dans des conditions strictement identiques au test précédent (paragraphe 2.2.2.2), le rotaxane

88 a été incubé dans le tampon phosphate à 37°C en présence d’un excès d’estérase (PLE) et

l’évolution du mélange au cours du temps a été suivie par HPLC (Figure 60).

Figure 60 - Stabilité du rotaxane 88 en présence d’estérase (PLE).

La Figure 60 permet d’observer la formation d’une faible quantité d’acide 113 (en rose) lors

du test de stabilité du rotaxane 88 (en bleu). Cependant, la dégradation du rotaxane n’atteint

que 10% au bout de 77 heures. Le clivage des esters du fil 110 étant nettement plus rapide, ce

résultat confirme que le rotaxane est beaucoup plus stable dans ces conditions, et que la

présence du macrocycle protège efficacement la deuxième gâchette enzymatique de l’action

des hydrolases.

A travers la synthèse des rotaxanes 62 et 88 et les expériences qui ont été menées sur ces

modèles, nous avons pu démontrer la validité de notre concept de rotaxane enzymo-sensible

constitué d’un macrocycle auto-immolable capable de vectoriser un agent anticancéreux via

une liaison labile dans l’organisme.

Le déplacement aléatoire du macrocycle le long du fil protège bien les liaisons sensibles de ce

dernier, et ce n’est qu’après ouverture du « bouclier moléculaire » que la liaison ester peut

être hydrolysée. Ces différents paramètres ayant été vérifiés, la synthèse du vecteur final 57 a

pu être entreprise.

t = 4h

t = 77h

t = 0

88

113


74

3. Synthèse et propriétés biologiques du rotaxane enzymo-sensible

57

Nous nous somme intéressés à la synthèse du vecteur 57, que nous nommerons parfois rotaxol

dans la suite du manuscrit (Figure 61). Il sera préparé selon la stratégie de reconnaissance

active à partir du macrocycle auto-immolable galactosylé 89 (en vert et jaune), d’un demi-fil

de Taxol® 114 doté d’une chaîne terminée par une fonction alcyne (en rouge),69 et d’un demi-

fil hydrophile 115 (en bleu).

ONH

O

OO

OAc

O

OHO

O

OH

OO

HO

ON

NH

O

N

NN

O

OHO

HO

OH O

OH

O

OHO

HO

OH O

OH

O

O

N

NNO

O

O

NH

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

O

O

Cu

N

N

L

57

Figure 61 – Pré-assemblage des différents éléments qui permettront de former le rotaxol.

3.1. Voie de synthèse

3.1.1. Préparation du précurseur comportant l’agent anticancéreux

Le composé 114 a été synthétisé en une seule étape, selon le procédé décrit par Thibaut

Legigan (Figure 62).69

En présence d’acide 5-hexynoïque, de DCC et de DMAP dans le THF, le Taxol® conduit au

produit 114 en 16 heures, avec un rendement de 78%. Ce dernier a été identifié en RMN 1H

grâce aux nombreux signaux caractéristiques du Taxol® (doublets à 4,98 (J = 8,6 Hz), 5,50 (J

114

115

89


75

= 3,1 Hz) et 5,68 (J = 7,1 Hz) ppm correspondants aux protons H5, H2’ et H2 respectivement,

par exemple), ainsi qu’aux signaux de la chaîne alcyne, entre 1,58 et 2,66 ppm.

acide hexynoïqueDCC, DMAP

16h, TA, 78% THF

O

NH

O

OO

OAc

O

OH

O

OO H

OO

HO

O

O

NH

HO

OO

OAc

O

OH

O

OO H

OO

HO

H5

H2'

H2

Figure 62 - Préparation du bouchon 114.

3.1.2. Synthèse du précurseur hydrophile

La synthèse du composé 115 a été envisagée selon le schéma rétrosynthétique décrit dans la

Figure 63. Il sera obtenu après la réaction d’amidation de l’acide 116 avec l’azoture de 3-

aminopropane, suivie de la déprotection des glucoses.

OAcO

AcOOAc

O

OAc

N33 O O

OHO

O

O

OH

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

O

O

HN

O

OHO

HOOH

O

OH

3N

N N

OHO

HOOH

O

OH

3N

N N

N3

+

Figure 63 - Rétrosynthèse du bouchon hydrophile.

114 Taxol®

115

116

117 118

1/ Amidation

2/ Déprotection des sucres

Cycloaddition [3+2]


76

Le précurseur 116 sera obtenu grâce à une réaction de CuAAC entre les composés 117 et 118,

préparés en parallèle.

La chaîne hydrophile 117 est préparée en 3 étapes à partir du pentaacétate de -D glucose et

du triéthylène glycol commerciaux (Figure 64).

La glycosylation du TEG en présence de BF3∙Et2O dans le DCM permet d’accéder au

composé 120 d’anomérie avec un rendement de 43% après purification du mélange des

deux anomères formés. L’alcool libre du produit 120 est alors tosylé dans le DCM, et on isole

le tosylate 121 avec un rendement de 88%. Le groupement tosyle est ensuite substitué par un

azoture, en plaçant le composé 121 en présence de NaN3 dans le DMF, et en portant la

solution à 60°C pendant 24 heures. La chaîne hydrophile 117, isolée avec un rendement de

95%, a été identifiée en RMN 1H grâce au doublet (J = 8,0 Hz) à 4,61 ppm caractéristique du

proton d’anomérie et au triplet (J = 5,1 Hz) à 3,40 ppm correspondant aux protons du CH2

en de la fonction azoture.

OAcO

AcOOAc

OAc

OAc

OAcO

AcOOAc

O

OAcBF3.Et2O, TEG

24h, TA, 43 %

NaN3

24h, 60°C, 95%

OH3

OAcO

AcOOAc

O

OAc

N33

CH2Cl2

OAcO

AcOOAc

O

OAc

OTs3

TsCl, Et3N, DMAP

24h, TA, 88%

DMF

CH2Cl2

Figure 64 - Préparation de la chaîne hydrophile 117.

Le précurseur 118 a été préparé selon une stratégie en deux étapes à partir de l’acide 4,4-

bis(4-hydroxyphényl) valérique 98 (Figure 65).

La propargylation des fonctions alcools et de l’acide du composé 98 par le bromure de

propargyle en présence de K2CO3 dans le DMF à 50°C aboutit au composé 122 avec un

rendement de 80%. L’ester formé est ensuite saponifié et l’acide 118 est obtenu avec un

rendement de 94%. Le spectre RMN 1H du composé 118 présente un triplet (J = 2,4 Hz) à

2,52 ppm, caractéristique du proton propargylique, et un singulet à 1,58 ppm correspondant au

groupement méthyl.

119

117

120

121


77

HO OH

OHO

O O

OO

O O

OHO

24h, 50°C, 80%

DMF

NaOH (2M)

Br

K2CO3

MeOH

18h,TA, 94%

Figure 65 - Schéma de synthèse du composé 118.

Une réaction de CuAAC entre les composés 117 et 118 permet d’obtenir le précurseur 116

avec un rendement de 78% après 48 heures dans le DCM (Figure 66).

O O

OHO

O

O

OH

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

OAcO

AcOOAc

O

OAc

N33

48h, TA, 78%DCM

[Cu(CH3CN)4](PF6)

Figure 66 - Préparation du précurseur 116.

Le précurseur hydrophile 115 peut alors être obtenu en deux étapes à partir du composé 116,

(Figure 67). Un couplage de type peptidique entre les composés 116 et 124 dans le DMF

permet la formation de l’azoture 125 avec un rendement de 78%. Une réaction de

transestérification des fonctions acétates par le méthanolate de sodium dans le méthanol

finalise de manière quantitative la synthèse du composé 115. Ce dernier a été caractérisé en

SMHR (m/z 1141,5033) et en RMN 1H. Le spectre comporte des signaux correspondants à

chacun des éléments constituants le précurseur 115 : à 4,27 ppm le doublet (J = 7,8 Hz) du

proton anomérique de configuration , entre 3,60 et 3,71 ppm les signaux de la chaîne TEG, à

8,13 ppm le signal correspondant au proton du triazole et à 1,59 ppm le singulet du

groupement méthyl.

118 122 98

118 117

116


78

O

O

OH

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

O

O

HN

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

OAcO

AcOOAc

O

OAc

3N

N N

N3

H2N N3

EDC, DMAP18h, TA, 78%

DMFH3N Br

Br18h, 95°C, 80%

H2O

NaN3

O

O

HN

O

OHO

HOOH

O

OH

3N

N N

OHO

HOOH

O

OH

N

N N

N3

MeONa18h, TA, quant.

MeOH

3

Figure 67 - Synthèse du précurseur hydrophile 115.

3.1.3. Etape de formation du rotaxane

Comme pour la réaction de formation du rotaxane 88, la polarité des précurseurs les rend

assez peu solubles dans le DCM seul, et il est nécessaire d’utiliser un mélange DCM/MeOH

83/17 pour réaliser la synthèse du vecteur entrelacé 57.

Le rotaxol est obtenu en réalisant le couplage des composés 114 et 115 au sein de la cavité du

macrocycle 89, grâce à une réaction de CuAAC (Figure 68).

En deux jours de réaction, le rotaxane 57 est formé avec un rendement de 27% après

purification par HPLC semi-préparative. Lors de la purification, la récupération du

macrocycle 89 qui n’a pas réagi permet de calculer un rendement corrigé : c = 52 %. En

outre, la formation du fil 60 est également observée au cours de cette réaction.

116

125

115

123 124


79

O

NHO

OO

OAc

O

OH

O

OO H

OO

HO

ONN

NNH

O

N

NN

O

OHO

HOOH

O

OH

O

OHO

HOOH

O

OH

O

O

N

NNO

O

O

O NH

O

OO

OAc

O

OHO

O

OH

OO

HO

ONN

N

NH

O

N

NN

O

OHO

HO

OH O

OH

O

OHO

HO

OH O

OH

O

O

N

NNO

O

O

NH

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHHO

O

O

[Cu(CH3CN)4](PF6) (0,95 éq.)

114 (4 éq.)

2j, TA, 27%DCM/MeOH 83/17

115 (4 éq.)89 (1 éq.) + +

+

Figure 68 - Préparation du rotaxol.

Comme dans le cas du modèle 88, le rotaxol est isolé sous forme de mélange de

diastéréoisomères mécaniques. La caractérisation du composé 57 a été réalisée par SMHR

(m/z 2978,1807) et par RMN (1H et 13C) à 500 MHz (Figure 69).

57

60


80

Des signaux provenant de chacun des trois éléments constituants le rotaxane ont pu être

identifiés. A titre d’exemple, le massif entre 3,72 et 3,76 ppm a été attribué aux protons He6 de

la gâchette galactosylée du macrocycle. Le doublet à 4,28 ppm, particulièrement

caractéristique, correspond au proton anomérique Ha3 des glucoses du bouchon hydrophile.

Enfin, le massif entre 5,46 et 5,49 ppm a été assigné au proton H2’ du Taxol®.

Figure 69 - Spectre RMN 1H (CD3OD, 500 MHz) du rotaxol.

3.2. Tests enzymatiques

Les expériences menées sur le modèle 88 ont été reproduites avec le rotaxol.

3.2.1. Test d’hydrolyse du fil 60 et stabilité du rotaxol dans le plasma de rat

L’hydrolyse enzymatique du fil 60 et la stabilité du rotaxane 57 sont effectuées dans le plasma

de rat80 fraîchement collecté et incubé à 37°C.

La composition de chaque mélange est suivie par HPLC (Figure 70).

80 R. B. Greenwald, H. Zhao, Poly (ethylene glycol) Prodrugs: Altered Pharmacokinetics and Pharmacodynamics, Prodrugs, Challenges and Rewards. Part I, 2007, (édité par V. Stella, R. Borchardt, M. Hageman, R. Oliyai, H. Maag, J. Tilley), Springer, New York, 283-338.

He6 Ha3

H2’


81

La dégradation du fil 60 (en orange) a déjà commencé au bout de 40 minutes et un signal peu

intense correspondant au Taxol® (en rose) apparaît. En parallèle, le rotaxol (en bleu) reste

parfaitement stable au bout de 48 heures, et aucune libération de Taxol® n’est observée.

Le processus de clivage de l’ester du composé 60 atteint 50% au bout de 48 heures et il est à

noter que les conditions expérimentales ne permettent pas d’éviter la dénaturation des

enzymes du plasma au cours du temps.

Figure 70 - Chromatogrammes représentant l'évolution du fil 60 (A) et du rotaxane 57 (B) dans le plasma de rat.

Ces résultats valident le rôle de bouclier moléculaire que joue le macrocycle dans la structure

entrelacée, qui reste stable dans le plasma de rat. De plus, le fil 60 libère le Taxol® sous

l’action des estérases plasmatiques, ce qui confirme le fonctionnement de cette gâchette

enzymatique. La solubilité du rotaxane dans le plasma de rat (supérieure ou égale à 3,3.10-2

t = 40 min

t = 2 h

t = 6 h

t = 48 h

t = 40 min

t = 2 h

t = 6 h

t = 48 h

A B

57

Taxol®

60


82

mol.L-1) s’est révélée nettement meilleure que celle du Taxol® (1,1.10-5 mol.L-1),81 ce qui

témoigne de l’importance du bouchon hydrophile pour la biocompatibilité du vecteur.

3.2.2. Désenfilement du rotaxol

Afin de permettre l’hydrolyse de la liaison ester du fil 60 et la libération de l’agent

anticancéreux, le clivage de la gâchette galactosylée doit conduire à l’ouverture du

macrocycle et au désassemblage de la structure entrelacée.

Le composé 57 a donc été incubé dans le tampon phosphate à 37°C en présence d’un excès de

-galactosidase (E. Coli) et la composition du mélange a été suivie par LC-HRMS (Figure

71) afin d’identifier les intermédiaires de décomposition.

Figure 71 - Chromatogrammes de décomposition du rotaxol et de libération du fil 60 (à gauche). Représentation

schématique des différents intermédiaires observés (à droite).

Les différents intermédiaires ont pu être identifiés : le rotaxol (en bleu, Tr = 15,87 min, (m/z)

[M+2H]2+ = 1490,0929), le phénol 58 résultant du clivage de la gâchette galactosylée (en

rouge, Tr = 18,22 min, (m/z) [M+2H]2+ = 1387,0735), l’aniline 59 obtenue après

81 E. W. P. Damen, P. H. G. Wiegerinck, L. Braamer, D. Sperling, D. de Vos, H. W. Scheeren, Bioorg. Med.

Chem. 2000, 8, 427-432.

t = 0

t = 10 min

t = 4 h

t = 28 h

57

58

59

60


83

décomposition de l’espaceur auto-immolable (en vert, Tr = 16,59 min, (m/z) [M+2H]2+ =

1311,5595) et le fil 60 libéré (en orange, Tr = 14,98 min, (m/z) [M+2H]2+ = 1034,4501).

On constate qu’en dix minutes, les premiers intermédiaires de décomposition 58 et 59

commencent à apparaître, et que le fil est le seul produit majoritaire au bout de 28 heures.

Ainsi, le clivage de la gâchette galactosylée du vecteur 57 a lieu, malgré le caractère

encombrant des bouchons utilisés. L’auto-immolation du phénol 58 qui résulte de l’activation

enzymatique s’avère être une fois encore l’étape limitante du processus d’ouverture.

Enfin, l’observation de la masse de l’azaquinone 61 (m/z = 510,2266) a permis de prouver

que le désenfilement a lieu selon le mécanisme proposé plus haut (Figure 36).

Les résultats de ces travaux apportent la preuve mécanistique du fonctionnement de notre

rotaxol. L’activation de la gâchette galactosylée déclenche l’ouverture du macrocycle, laissant

la fonction ester du fil sans protection. Lorsque le fil est soumis à l’action d’estérases

plasmatiques, la fonction ester est clivée et le Taxol® est libéré. En outre, l’effet protecteur du

macrocycle dans le plasma évite la libération prématurée de l’agent cytotoxique.

Cette étude a été complétée par des évaluations biologiques in vitro afin de démontrer que la

libération du Taxol® au sein des cellules tumorales permet de restituer son activité

cytotoxique sous les actions successives de la -galactosidase et des estérases intracellulaires.

3.3. Evaluations biologiques

Afin de démontrer la libération de l’agent anticancéreux au sein des cellules tumorales,

l’inhibition de la prolifération de tubuline, mécanisme par lequel le Taxol® exerce sa toxicité,

a été étudiée. Comme le prouve l’imagerie par microscopie confocale, l’incubation du

rotaxane 57 avec des cellules tumorales de type KB entraîne la perturbation du réseau de

microtubules, alors qu’il reste inchangé sur les cellules non traitées (Figure 72).


84

Figure 72 - Immunodétection d’ -tubuline par microscopie confocale des cellules de types KB non traitées (a) et

incubées 48h avec le rotaxol (b, 10 M). Les flèches indiquent le blocage des cellules par le vecteur. Echelle : 25 m.

L’alcool en position 2’ du Taxol® étant essentiel pour son activité biologique,71 ce résultat ne

peut s’expliquer que par la libération de l’agent anticancéreux au sein des cellules tumorales.

La forte cytotoxicité du rotaxol lorsqu’il est incubé 48 heures avec des cellules KB (IC50 =

88,7 nM) confirme cette hypothèse (Figure 73). En revanche, le composé 57 est quatre fois

moins toxique que le Taxol® (IC50 = 19 nM).

Figure 73 - Viabilité des cellules KB traitées 48h avec le rotaxol (en bleu) et le Taxol® (en rouge), sur une plage de

concentration allant de 0 nM à 1000 nM.

Pas

de

trait

emen

t R

ota

xol

Taxol®

57

Via

bil

ité

cell

ula

ire

norm

ali

sée

(%)


85

Cette différence de cytotoxicité peut être expliquée par l’hydrophilie plus importante du

rotaxol par rapport au Taxol®,81 qui limite sa pénétration passive à travers la membrane

cellulaire.

Toutefois, l’efficacité de la prodrogue 57 devrait être fortement dépendante de la

concentration intracellulaire en -galactosidase, et l’activation sélective du vecteur dans les

cellules tumorales surexprimant cette enzyme82 devrait donc pallier sa cytotoxicité plus faible.

Afin de vérifier cette hypothèse, l’activité du rotaxol a été évaluée des cellules KB

transfectées par des ARN interférents (siRNA : interference silencing RNA) permettant de

réduire l’expression de -galactosidase de 60% (Figure 74).

On constate ainsi que le rotaxol est environ deux fois moins toxique sur les cellules KB

transfectées (Figure 74 (b), viabilité des cellules réduite à 65% environ) que sur les cellules

KB non transfectées (Figure 74 (c), viabilité des cellules réduites à 35% environ). Ces

résultats impliquent une toxicité de la prodrogue 57 plus élevée pour les cellules cancéreuses

qui surexpriment la -galactosidase. Cette découverte est très intéressante, car la destruction

sélective des cellules tumorales demeure un défi de taille en chimiothérapie.

Figure 74 - Viabilité des cellules tumorales (a) non traitées, (b) non transfectées et incubées avec 100 nM de 57

pendant 48h, (c) transfectées avec siRNA puis incubées avec 100 nM de 57 pendant 48h.

Ces résultats démontrent également que le clivage de la gâchette galactosylée a

nécessairement lieu avant l’hydrolyse de la fonction ester en position 2’ du Taxol®, même

dans le milieu intracellulaire.

82 (a) H. B. Bosmann, T. C. Hall, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1974, 71, 1833-1837 ; (b) V. Paradis, N. Youssef, D. Dargère, N. Bâ, F. Bonvoust, J. Descharette, P. Bedossa, Hum. Pathol. 2001, 32, 327-332 ; (c) R. H. te Poele, A. L. Okorokov, L. Jardine, J. Cummings, S. P. Joel, Cancer Res. 2002, 62, 1876-1883.


86

4. Conclusion

Les rotaxanes capables d’interagir avec le milieu biologique sont assez peu représentés dans

la littérature, et ceux en mesure de vectoriser un agent cytotoxique jusqu’à son site d’action

avant de déclencher sa libération contrôlée le sont encore moins. L’objectif de ce projet était

de développer un nouveau système moléculaire fonctionnel basé sur une architecture

entrelacée capable de libérer de façon autonome un agent anticancéreux sélectivement au sein

des cellules tumorales.

Grâce à la synthèse multi-étapes du premier modèle 62, obtenu avec un rendement global de

11% à partir du composé 84 (en 17 étapes), l’auto-immolation du macrocycle 65 a pu être

confirmée après clivage chimique de la gâchette. Un second modèle a alors été développé, en

remplaçant la gâchette chimique du rotaxane 62 par une gâchette enzymatique, afin de

déclencher la dégradation du macrocycle par un stimulus associé aux cellules tumorales. Le

rotaxane 88 a donc été préparé, avec un rendement global de 1,9% à partir du dérivé 101 (en

21 étapes). La présence de deux fonctions esters sur l’élément linéaire de ce prototype a

permis de vérifier la fonction protectrice du macrocycle. En effet, les études enzymatiques qui

ont été menées sur le rotaxane 88 ont montré qu’il est relativement stable en présence d’une

estérase, tandis que le composant linéaire dépourvu de « bouclier moléculaire » est

rapidement dégradé dans les mêmes conditions. Elles ont également permis de confirmer

qu’en présence de -galactosidase, la gâchette est clivée et conduit au désentrelacement des

composants du rotaxane, et à la libération du fil.

La synthèse du vecteur 57, réalisée selon une stratégie en 24 étapes à partir du composé 101, a

permis d’accéder au rotaxol avec un rendement global de 3,9% et comporte plusieurs

avantages. En effet, l’introduction de l’agent cytotoxique en fin de synthèse permet

d’envisager la vectorisation de nombreux autres composés biologiquement actifs dont la

dérivation s’effectue sous forme de liaisons labiles dans l’organisme. La présence d’un

bouchon hydrophile au sein de la structure permet en outre d’en augmenter l’hydrosolubilité,

ce qui peut s’avérer intéressant pour concevoir des prodrogues à partir de composés peu

solubles dans l’eau.


87

Les expériences d’hydrolyse enzymatique effectuées sur le rotaxane 57 ont permis de vérifier

le mécanisme d’auto-immolation du macrocycle par LC-MS. Elles ont également confirmé

qu’à l’instar de celle du modèle 88, la structure entrelacée du rotaxol permet à l’élément

macrocyclique d’empêcher l’hydrolyse de fonctions esters, pourtant instables dans le plasma.

Les évaluations biologiques menées sur le vecteur 57 démontrent que le processus envisagé

pour la libération de l’agent anticancéreux a bien lieu dans le milieu intracellulaire : après

clivage de la gâchette galactosylée par la -galactosidase surexprimée dans les cellules

tumorales, le macrocycle se décompose et libère le fil. La fonction ester déprotégée est alors

rapidement hydrolysée pour restaurer l’activité cytotoxique. Ces résultats viennent à leur tour

confirmer que l’objectif du projet a été atteint, et nous pensons que ce rotaxane, capable de

fonctionner dans les conditions physiologiques de façon autonome, ouvre la voie à un

nouveau champ d’investigation, consacré à l’exploration des propriétés biologiques des

molécules entrelacées.

Ces travaux ont fait l’objet d’une publication scientifique en cours d’évaluation dont le

manuscrit est disponible en annexe.


88

Chapitre II : Chiralité mécanique et

contrôle du mouvement à l’échelle

moléculaire

Chapitre II : Chiralité mécanique et contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire

90


91

1. Introduction

Dans la nature, de nombreuses machines moléculaires fonctionnent en contrôlant le

mouvement des différents éléments qui les composent. Ainsi, les systèmes moléculaires

naturels, qui sont de loin les plus complexes, sont capables d’accomplir des tâches

particulièrement élaborées. A titre d’exemple, le fonctionnement de l’ATP synthase

(Adénosine TriPhosphate), complexe protéique membranaire, repose entièrement sur le

mouvement qui existe au sein de la structure.83 Cette machine moléculaire est responsable de

la production d’ATP, monnaie énergétique de nombreux organismes, et essentielle au vivant,

à partir d’ADP (Adénosine DiPhosphate) et de phosphate inorganique (Pi). L’ATP synthase

est un pseudo-rotaxane (Figure 75) : la partie statique (les sous-unités ) constitue le

macrocycle qui entoure la partie mobile et linéaire , terminée par le bouchon c.

Figure 75 - Représentation schématique de l'ATP synthase.83b

Le gradient de pH existant entre l’extérieur et l’intérieur de la membrane mitochondriale sur

laquelle est fixée la machine moléculaire (chez les eucaryotes) entraîne un flux de protons, qui

engendre à son tour la rotation des parties mobiles ( c) au sein de la partie statique ( ).

L’énergie développée par ce mouvement permet alors la transformation d’ADP en ATP.

La complexité des tâches que peuvent accomplir les machines moléculaires en utilisant le

mouvement coordonné des différents éléments qui les composent laisse entrevoir les

possibilités qu’offrirait le contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire. 83 (a) Y. Sambongi, Y. Iko, M. Tanabe, H. Omote, A. Iwamoto-Kihara, I. Ueda, T. Yanagida, Y. Wada, M. Futai, Science 1999, 286, 1722-1724 ; (b) H. Lodish, A. Berk, C. A. Kaiser, Molecular cell biology, Sixth edition, W. H. Freeman & Company, 2008.


92

Dans une revue de 2007, Leigh, Zerbetto et Kay84 résument les travaux qui ont été réalisés

afin d’étudier et de contrôler le mouvement à l’échelle moléculaire à partir de trois types de

systèmes : les systèmes liés de façon covalente, les systèmes supramoléculaires, et les

systèmes liés mécaniquement.

1.1. Contrôle du mouvement des systèmes covalents

Les auteurs décrivent deux stratégies pour maîtriser le mouvement dans les systèmes

moléculaires liés de façon covalente : contrôler les changements conformationnels, ou

contrôler les changements de configuration d’une molécule.

Des travaux intéressants réalisés sur le contrôle d’un mouvement moléculaire unidirectionnel

initié par un stimulus externe, et utilisant un changement de conformation, ont été décrits par

le groupe de Feringa.85 Dans cet article, les auteurs décrivent la rotation complète et

unidirectionnelle d’un motif aromatique autour d’une liaison covalente avec un motif biaryle,

schématisée Figure 76A. Le procédé se décompose autour de quatre stations A-D pour

lesquelles la rotation autour de la liaison biaryle est contrainte, soit par une liaison covalente

(stations A et C), soit par des interactions stériques (stations B et D).

Figure 76 – A) Représentation schématique de la rotation unidirectionnelle autour d’une liaison en quatre étapes, vue

dans l’axe de la liaison covalente du motif biaryle ; B) Structure moléculaire du moteur rotatif.84,85

84 E. R. Kay, D. A. Leigh, F. Zerbetto, Angew. Chem. Int. Ed. 2007, 46, 72-191. 85 S. P. Fletcher, F. Dumur, M. M. Pollard, B. L. Feringa, Science 2005, 310, 80-82.

126

127a :

127b :

128

4

A B

1

2 3

129a :

129b :


93

Comme l’illustre la Figure 76B, la rotation du motif aromatique peut être décomposée en

quatre étapes.

L’étape 1 consiste à réaliser la réduction stéréosélective de la lactone 126 par le BH3 en

présence d’un catalyseur CBS (Corey-Bakshi-Shibata), puis à protéger le phénol obtenu sous

forme d’éther d’allyle. Le motif aromatique (en bleu et vert) du composé 127 peut alors

tourner librement autour de la liaison covalente, avec une amplitude de mouvement d’environ

180° (Station B). La rotation de 360° ne peut avoir lieu en raison de la gêne stérique

occasionnée par les deux groupements protecteurs.

L’étape 2 permet, après oxydation de l’alcool primaire (transformation de 127a en 127b) et

déprotection sélective de l’éther de para-méthoxybenzyle, de déclencher la lactonisation

spontanée conduisant au composé 128 (Station C). Le motif aromatique a alors effectué une

rotation de 180° autour de la liaison covalente, et est temporairement bloqué dans cette

position.

Lors de l’étape 3, la réduction stéréosélective de la lactone 128, suivie de la protection du

phénol obtenu sous forme d’éther de para-méthoxybenzyle, conduit au composé 129, pour

lequel la rotation du motif aromatique est de nouveau possible, avec une amplitude de 180°

opposée à celle du composé 127 (Station D).

L’étape 4 réinitialise le système en régénérant la lactone de départ 126, après oxydation de

l’alcool 129a en acide 129b, déprotection de l’éther d’allyle et lactonisation spontanée.

Les auteurs ont donc développé un cliquet moléculaire, capable de réaliser une rotation

unidirectionnelle de 360° autour d’une liaison covalente du motif biaryle.

Pour exercer un contrôle du mouvement sur des systèmes liés de façon covalente, la deuxième

stratégie repose sur la maîtrise des changements de configuration relative d’un composé. Dans

cette optique, la photo-isomérisation Z-E des doubles liaisons a été largement étudiée. En

effet, il s’agit d’un moyen relativement aisé de contrôler le mouvement à l’échelle

moléculaire, grâce à un stimulus spécifique. Ainsi, le composé 130 a été proposé comme rotor

unidirectionnel (Figure 77).86

La présence du groupement méthyl en position de l’amine protégée permet de suivre la

formation des différents intermédiaires en RMN 1H basse température, et de confirmer

l’aspect unidirectionnel du mouvement.

86 D. Pijper, R. A. van Delden, A. Meetsma, B. L. Feringa, J. Am. Chem. Soc. 2005, 127, 17612-17613.


94

En effet, après irradiation du composé Z-130s (365 nm à -80°C, Etape 1), la formation du

composé E-130i a pu être observée, puis il a été transformé en intermédiaire E-135s après 30

minutes à 20°C dans le noir (Etape 2). Des expériences similaires menées sur le composé E-

130s ont permis de régénérer le composé Z-130s initial (Etapes 3 et 4).

Il a été constaté qu’une partie du composé E-130i est malheureusement convertie en Z-130s à

20°C. Cette observation ne contrarie en rien le caractère unidirectionnel de la rotation

complète, car les étapes 2 et 4 restent strictement unidirectionnelles.

Figure 77 - Détail des étapes conduisant à la rotation complète du composé 130 autour de la double liaison.86

1.2. Contrôle du mouvement dans les édifices supramoléculaires

Les édifices supramoléculaires sont constitués de plusieurs molécules qui interagissent entre

elles de façon non covalente. A titre d’exemple, ces interactions peuvent être des liaisons

hydrogène, de Van der Walls, électrostatiques, ou encore des interactions - .

La modification des interactions caractéristiques d’un édifice supramoléculaire grâce à un

stimulus externe peut être utilisée pour induire un mouvement, en modifiant la géométrie du

système par exemple.

En 2011, L’équipe de Huc a développé un édifice supramoléculaire au sein duquel il est

possible d’exercer un contrôle du mouvement.87 Dans cet exemple, l’hôte est une molécule à

la structure hélicoïdale (a), capable de lentement s’enrouler autour d’une molécule invitée, un 87 Q. Gan, Y. Ferrand, C. Bao, B. Kauffmann, A. Grélard, H. Jiang, I. Huc, Science 2011, 331, 1172-1175.

Z-130s (stable)

E-130i (instable)

E-130s (stable)

Z-130i (instable)

Etape 1

Etape 2

Etape 3

Etape 4 20°C 20°C


95

axe linéaire (b) (Figure 78). Lorsqu’ils dotent la molécule invitée de motifs accepteurs de

liaisons hydrogène (représentés en jaune), les auteurs observent un mouvement rapide de

translation de l’hélice le long de l’axe.

Figure 78 - Système hôte-invité développé par le groupe de Huc.87

En utilisant un axe linéaire possédant une station qui peut être bloquée grâce à un stimulus

chimique en modifiant le pH, les auteurs sont capables d’empêcher le déplacement de l’hélice,

contrôlant ainsi son mouvement (Figure 79)

Figure 79 - Contrôle du mouvement au sein d’un édifice supramoléculaire.87

Un édifice supramoléculaire récemment décrit par les équipes de Rapenne, Joachim et Hla a

montré des résultats impressionnants dans le cadre du contrôle du mouvement à l’échelle

moléculaire.88 En effet, les auteurs sont capables de contrôler la rotation unidirectionnelle

d’un moteur constitué de deux sous-unités (Figure 80). La sous-unité A constitue la partie

mobile du moteur, tandis que la sous-unité B est stationnaire, et déposée à la surface d’un

monocristal d’or. Les deux sous-unités sont séparées par un atome de ruthénium qui fait office

de roulement à bille moléculaire, permettant la rotation de la partie mobile du moteur. Celle-ci

est constituée de quatre bras terminés par des groupes ferrocènes ainsi que d’un cinquième

bras tronqué au niveau du groupement phényl.

Figure 80 - Moteur moléculaire développé par Perera et al.88

88 U. G. E Perera, F. Ample, H. Kersemm, Y. Zhang, G. Vives, J. Echeverria, M. Grisolia, G. Rapenne, C. Joachim, S-W. Hla, Nat. Nanotechnol. 2013, 8, 46-51.

a

b

A

B


96

La dissymétrie existant entre les cinq branches du rotor permet aux auteurs d’observer le

mouvement du moteur en microscopie à effet tunnel (STM). Ces travaux ont permis de

révéler le caractère unidirectionnel de la rotation de la sous-unité A lorsqu’un stimulus adapté

lui est appliqué. En effet, l’excitation électronique des différents types de branche du rotor

conduit à un sens de rotation opposé. Ainsi, le mouvement est horaire lorsque le bras tronqué

est excité, et anti-horaire lorsque c’est l’un des bras ferrocènes qui est excité.

1.3. Contrôle du mouvement au sein des molécules entrelacées

Les molécules entrelacées sont parfaitement adaptées à l’étude du contrôle du mouvement à

l’échelle moléculaire. La liaison mécanique existant entre les différents éléments réduit

l’entropie du système par rapport aux édifices supramoléculaires, tout en permettant une

grande amplitude de mouvement, contrairement aux systèmes liés de façon covalente.

Le mouvement rotationnel du ou des macrocycle(s) dans les rotaxanes et caténanes reste

délicat à contrôler,89 et les recherches se sont majoritairement concentrées sur la maîtrise du

mouvement translationnel de l’élément macrocyclique le long du fil dans les rotaxanes. Des

travaux décrits par le groupe de Leigh présentent cependant un contrôle unidirectionnel du

mouvement de deux macrocycles le long d’un troisième dans un [3]caténane.90

Les études concernant le contrôle du mouvement au sein des rotaxanes se sont illustrées par le

développement de navettes (shuttle), d’interrupteurs on/off (switch) ou de muscles

moléculaires, déjà évoqués dans l’introduction générale de ce manuscrit (paragraphe 3.1).

Afin de contrôler le mouvement du macrocycle le long de l’axe linéaire, ce dernier doit être

doté d’au moins deux stations distinctes, autour desquelles sera préférentiellement localisé le

macrocycle (Figure 81). Le mouvement d’une station à une autre peut alors être déclenché

grâce à de nombreux stimuli, tels que le changement de température ou de solvant,43

l’excitation photochimique,36 ou encore les échanges électroniques.45

Figure 81 - Représentation schématique du mouvement d'un macrocycle d'une station à une autre.84

89 J. V. Hernández, E. R. Kay, D. A. Leigh Science, 2004, 306, 1532-1537. 90 D. A. Leigh, J. K. Y. Wong, F. Dehez, F. Zerbetto, Nature 2003, 424, 174-179.

stimulus


97

Un autre type de stimulus peut également être utilisé pour déclencher le mouvement du

macrocycle, et reste assez peu exploré : les stimuli chiraux.

En effet, il existe un seul exemple de rotaxane permettant de développer un contrôle du

mouvement à l’échelle moléculaire grâce à un stimulus chiral. Il s’agit du composé 131 décrit

par Leigh et son équipe en 2008 (Figure 82).91

Figure 82 - Exemple de contrôle du mouvement à l'échelle moléculaire contrôlé par la chiralité.91

Le fil et le macrocycle sont tous deux symétriques. Dans le rotaxane, le déplacement du

macrocycle le long du fil rend le composé symétrique à son tour, et le composé 131 est donc

achiral. Cependant, l’alcool central du fil peut subir une réaction de benzoylation qui conduit

à la formation d’un nouveau bouchon au milieu du fil. Dans cette situation le macrocycle reste

bloqué d’un côté ou de l’autre de l’ester de benzoyle et le rotaxane devient chiral. Alors que la

benzoylation en présence d’un catalyseur achiral, la DMAP, génère un mélange racémique

des deux énantiomères 133, la même réaction effectuée en présence d’un catalyseur chiral,

(S)-132, permet d’accéder au rotaxane (S)-133 avec un excès énantiomérique de 34%.

L’utilisation du catalyseur (R)-132 permet la synthèse du rotaxane (R)-133 avec l’excès

énantiomérique inverse.

Cet exemple démontre que la synthèse stéréosélective d’un rotaxane peut permettre de

contrôler le mouvement à l’échelle moléculaire. Cependant, dans ce cas, le processus est

irréversible.

1.4. Présentation du sujet

Afin de contrôler le mouvement moléculaire, nous proposons d’étudier un nouveau concept

basé sur la synthèse stéréosélective de rotaxanes présentant une chiralité mécanique

planaire.92

91 M. Alvarez-Pérez, S. M. Goldup, D. A. Leigh, A. Slawin, J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, 1836-1838. 92 (a) R. J. Bordoli, S. M. Goldup, J. Am. Chem. Soc. 2014, 136, 4817-4820, highlited in (b) E. Moulin, N. Giuseppone, Nat. Nanotechnol. 2014, 9, 331-332.

131 (S)-133

(S)-132


98

Dans ce cadre, nous nous sommes intéressés à l’élaboration de rotaxanes constitués d’un

macrocycle dissymétrique et d’un fil symétrique possédant deux stations (Figure 83). Ces

rotaxanes sont achiraux lorsque l’élément macrocyclique se déplace le long de la partie

linéaire. Cependant, lorsque le macrocycle est bloqué sur l’une ou l’autre des stations, ce qui

peut être obtenu en utilisant des interactions métal-ligand appropriées par exemple, deux

stéréoisomères mécaniques peuvent être formés. La formation stéréosélective de l’un ou

l’autre des stéréoisomères conduit alors au contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire.

Figure 83 - Schéma représentant la formation de deux énantiomères mécaniques.

Afin d’évaluer ce concept, l’élaboration des rotaxanes 134 à 136 a été envisagée (Figure 84).

Ces rotaxanes présentent un macrocycle comportant une copule chirale, un amide de Mosher,

et deux stations triazoles séparées par une chaîne linéaire de longueur variable. En présence

d’un métal tel que le CuI, le macrocycle pourra se fixer sur l’une ou l’autre des stations pour

conduire à la formation de diastéréoisomères. Ces derniers pourront être observés en RMN 19F grâce à la présence du groupement trifluorométhyle présent sur la copule chirale. Ceci

permettra de contrôler de manière relativement aisée la diastéréosélectivité éventuelle de

l’association du CuI avec les rotaxanes 134 à 136.

Pour exercer un contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire, l’utilisation d’un complexe

de cuivre comportant un contre-ion ou un ligand chiral, susceptible de bloquer sélectivement

le macrocycle sur l’une des deux stations, sera envisagée.


99

X = CH2

n = 1134

135

136

X = CH2 n = 7

(X)n = (CH2)3O(CH2)12O(CH2)4

N XN

NN

N NO

O

HN

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

O

O

CF3

R

n

X = CH2

n = 1

X = CH2 n = 7

R

NN

N

CuI

RO

N

NN OR

Cu

N

OO

O O

O O

NH

OCF3

O

L

Xn

R

NN

NRO N

NN

CuN

OO

O O

O O

NH

OCF3

O

L

Xn

+

134-Cu

135-Cu

136-Cu

O R

A

B

C

A

B

C A

B

C

A

B

C

R =

(X)n = (CH2)O(CH2)12O(CH2)6

Figure 84 - Structure des rotaxanes envisagés.

1.5. Rappel bibliographique sur les rotaxanes présentant une chiralité mécanique

planaire dans la littérature

Il existe assez peu d’exemples de rotaxanes mécaniquement chiraux dans la littérature.

Le premier d’entre eux a été développé par les équipes de Vötgle et Okamoto, et est

représenté Figure 85.93 Dans cet article, les auteurs décrivent la synthèse du rotaxane 137,

composé d’un fil et d’un macrocycle dissymétrique. La purification du mélange racémique

93 C. Yamamoto, Y. Okamoto, T. Schmidt, R. Jäger, F. Vötgle, J. Am. Chem. Soc. 1997, 119, 10547-10548.

copule chirale fluorée

fil symétrique doté de deux stations

(R,Rmp) (R,Smp)


100

obtenu par HPLC chirale a permis d’isoler les deux énantiomères mécaniques. Bien qu’ils

proposent le terme de cyclochiralité, nous lui préférerons celui de chiralité mécanique.92a

Figure 85 - Structure et représentation schématique du premier rotaxane synthétisé présentant une chiralité

mécanique.93

Plus récemment, Bordoli et Goldup ont développé une méthode permettant d’accéder aux

énantiomères mécaniques de rotaxanes avec une pureté élevée (Figure 86).92a

AlMe3

Figure 86 - A) Représentation schématique de la méthode développée par Goldup et Bordoli ; B) Réaction de

substitution du bouchon chiral permettant de passer des diastéréoisomères mécaniques aux énantiomères

mécaniques.92a

137

bouchon énantiopur

macrocycle achiral

formation de la liaison mécanique

énantiomères

substitution du bouchon chiral

diastéréoisomères

(D,Rmp)-138 (D,Smp)-138

(Rmp)-139 (Smp)-139

A

bouchon achiral

B


101

Pour obtenir un tel résultat, les auteurs ont en premier lieu synthétisé deux diastéréoisomères

mécaniques 138 en utilisant une copule chirale en lieu de bouchon temporaire. Les

diastéréoisomères ont pu être séparés par simple chromatographie sur colonne. Une

substitution de l’ester chiral par une amine achirale sur chacun des diastéréoisomères conduit

aux deux énantiomères mécaniques 139 avec une grande pureté.

Les rotaxanes présentant une chiralité mécanique planaire dans la littérature sont

systématiquement constitués d’un fil et d’un macrocycle dissymétrique. Ainsi, notre concept

trouve son originalité dans la réalisation de rotaxanes chiraux comportant un fil symétrique

doté de deux stations. En outre, l’utilisation de la chiralité pour contrôler le mouvement à

l’échelle moléculaire a été très peu étudiée à ce jour.


102

2. Etude préliminaire sur les diastéréoisomères mécaniques de

rotaxanes fluorés

Dans un premier temps, nous avons étudié la synthèse de diastéréoisomères mécaniques de

rotaxanes constitué d’un fil dissymétrique et de notre macrocycle comportant une copule

chirale. Ces travaux préliminaires permettront de valider les points suivants :

L’étape de macrocyclisation est possible avec la copule chirale.

La réaction de formation du rotaxane peut être réalisée avec ce macrocycle.

La présence du centre stéréogène doté d’un groupement trifluorométhyle permet

d’observer les diastéréoisomères mécaniques en RMN 19F. Si c’est bien le cas, il sera

nécessaire de vérifier si le phénomène est général ou s’il s’agit d’un cas particulier.

Afin de réaliser cette étude, les rotaxanes 140, 141 et 142 ont été envisagés (Figure 87). Ces

composés sont constitués du même macrocycle mais de fils différents de manière à pouvoir

estimer l’influence de la nature de la partie linéaire sur la mise en évidence des

diastéréoisomères par RMN 19F.

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

NR1O

NN

NOR1

O

OCF3

R

R1 =

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NN

NOR1

O

OCF3

R

R1O

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

NR2O

NN

NOR1

O

OCF3

R

R2 =

Figure 87 – Rotaxanes envisagés pour l’étude préliminaire.

141 140 142


103

2.1. Voie de synthèse du macrocycle chiral

La stratégie élaborée pour les macrocycles précédents a été une nouvelle fois appliquée pour

préparer le composé 143 (Figure 88). Il sera donc obtenu à partir de la dianiline 67 et du

nouveau biscarbonate 144.

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

+

NHO

O

R

O

O O

O

NO2

O O

NO2

CF3

N

O O

NH2 NH2

Figure 88 - Rétrosynthèse du macrocycle 143.

La synthèse du dicarbonate 144 a été réalisée en 3 étapes à partir du dérivé 8476 sur lequel la

copule chirale a été greffée (Figure 89).

Ainsi, la substitution chimiosélective du (S)-chlorure d’acide de Mosher 146, préparé in situ,

par l’aniline du composé 84 a été réalisée avec un rendement de 36% sur deux étapes.

L’ester 147 a ensuite été réduit par le DIBALH à -78°C, et le diol 148 a été isolé avec un

rendement de 93%. L’activation des deux fonctions hydroxyles par le chloroformiate de para-

nitrophényle en présence de pyridine conduit à la formation du dicarbonate 144, avec un

rendement de 83%. Ce dernier a été identifié par RMN 1H grâce à la présence d’un singulet à

3,50 ppm, caractéristique du O-CH3 de l’amide de Mosher. Les massifs à 7,36 et 8,20 ppm,

correspondent aux protons aromatiques des carbonates de para-nitrophényle.

143

144 67

Macrocyclisation


104

OEt

NH2

NHO

OCF3

NHO

O

NHO

O

R

R

R

OH

OH

OEt

HO

OH

O

O O

O

OOH

O

F3C R

OCl

O

F3C S

F3C

CF3

DMF, (COCl)2

30 min, 0°C

ACN

Et3N

22h, TA

36% (2 étapes)

ACN

DIBALH7h, -78°C, 93%

THF

O

OO2N

NO2

Pyridine5h, TA, 83%

DCM

O

NO2

Cl

O

O

O

Figure 89 - Synthèse du dicarbonate 144.

La synthèse du macrocycle 143 a alors été engagée à partir des composés 144 et 67 (Figure

90). Pour cela, 2,3 équivalents de dianiline 67 ont été mis en présence du dicarbonate 144.

Après 7 heures à une concentration de 0,08 mol.L-1 dans le DMF à 30°C, le composé 144 a

été consommé. Le mélange est alors dilué à une concentration de 0,001 mol.L-1 afin de

favoriser la substitution nucléophile intramoléculaire de l’aniline sur le carbonate de para-

nitrophényle.

Le macrocycle 143 est obtenu après 90 heures en grande dilution, avec un rendement de 36%.

Le composé a pu être identifié en SMHR (m/z 793,2457) et en RMN 1H, grâce à la présence

de signaux caractéristiques de chacune des parties du macrocycle, comme par exemple le

singulet à 3,58 ppm, correspondant au O-CH3, ou encore le triplet (J = 7,7 Hz) à 7,69 ppm,

correspondant au H en para de la pyridine. L’analyse du composé en RMN 19F permet

d’observer le singulet à -69,28 ppm du groupement CF3.

Nous disposons donc d’un macrocycle chiral qui va nous permettre de synthétiser un premier

rotaxane 140.

148

145 146

147

144

84


105

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

+

NHO

O

R

O

O O

O

NO2

O O

NO2

CF3

N

O O

NH2 NH2

NHO

O

R

O

O O

O

O

CF3

N

O O

NH NH2

NO2

HOBt (1 éq.)7h, 30°C

0,08M dans DMF

2,3 éq.

Dilution par du DMF

(1mmol.L-1)

Grande dilution

90h, 30°C, 36%

Figure 90 – Etape de macrocyclisation.

2.2. Elaboration du premier modèle de rotaxane fluoré

La stratégie de reconnaissance active par le cuivre a de nouveau été employée pour préparer le

rotaxane 140, qui a été obtenu sous forme de mélange de diastéréoisomères mécaniques, avec

un rendement de 48% (Figure 91).

Le rotaxane formé a pu être identifié en SMHR (m/z 1922,9871) et en RMN.

144 67

149 143


106

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

+

[Cu(CH3CN)4](PF6) (1,1 éq.)

23h, TA, 48%

DCM

O

N3

O

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

NO

NN

NO

O

OCF3

R

+

5 éq. 5 éq.

Ha1 Hb7Hb6

Figure 91 - Etape de formation du rotaxane.

Malgré le dédoublement des signaux dû à la présence de deux diastéréoisomères mécaniques,

la superposition des spectres RMN 1H des composés 140 et 64 permet d’observer le blindage

de certains protons du fil, en raison de son encapsulation au sein du macrocycle (Figure 92).

En effet, on remarque le blindage des CH2 du fil, avec des déplacements de 0,57 ppm pour le

proton Hb7, et 0,64 ppm pour le proton Hb6. Le proton du triazole (Ha1) subit également un

léger blindage de 0,09 ppm.

143 23 66

140


107

Figure 92 – Superposition des RMN 1H partielles du fil 64 (au-dessus) et du rotaxane 140 (en-dessous).

Figure 93 - RMN 19F du rotaxane 140.

L’analyse du rotaxane 140 en RMN 19F permet de distinguer clairement les signaux des deux

diastéréoisomères formés (Figure 93). En effet, on observe deux singulets, à -69,31 et -69,21

ppm, qui correspondent aux deux diastéréoisomères mécaniques.

L’utilisation du macrocycle 143 pour former un rotaxane présentant une chiralité mécanique

fournit donc un outil d’analyse simple pour l’observation de stéréoisomères.

Aucune diastéréosélectivité n’étant observée sur le spectre RMN 19F du rotaxane 140, il n’y a

donc pas de discrimination faciale pour l’approche des bouchons.

64

140


108

2.3. Etude de deux autres modèles de rotaxanes chiraux

Afin de vérifier que cette observation n’est pas un cas particulier, et que d’autres

diastéréoisomères mécaniques présentant notre nouveau macrocycle peuvent être identifiés

tout aussi facilement en RMN 19F, deux autres rotaxanes 141 et 142 ont été préparés. A cette

occasion, l’influence de l’encombrement des bouchons et de la longueur du fil sur la

diastéréosélectivité de la réaction de formation du rotaxane sera également étudiée.

2.3.1. Voie de synthèse des précurseurs 150 et 151

Le composé 150 a été obtenu en une seule étape en réalisant la tritylation de l’alcool

propargylique avec un rendement de 49% (Figure 94).

OClHO +

DMAP, Pyridine24h, TA, 49%

DCM

Figure 94 - Préparation du composé 150.

Le précurseur 151 a été préparé à partir du phénol 72 et de l’acide heptynoïque, selon la

stratégie décrite Figure 95.

L’acide 154 a été réduit par LiAlH4 avec un rendement de 92% en alcool 155. Ce dernier a été

tosylé pour accéder au composé 156 avec un rendement de 93%. La substitution nucléophile

du groupement tosyle par le phénol 72 en présence de K2CO3 a alors conduit à la formation du

demi-fil 151 avec un rendement de 57%. Le produit a été identifié en RMN 1H grâce au

singulet correspondant aux terbutyles à 1,30 ppm et au triplet (J = 2,6 Hz) caractéristique du

proton alcynique à 1,95 ppm.

150 152 153


109

O

HO

O

HO

TsOOH

LiAlH4

1h30, TA, 92%

Et2O

TsCl, Et3N

24h, TA, 93%DCM

K2CO3

24h, 70°C, 57%

DMF


Chacun des deux précurseurs a ensuite permis d’accéder à un nouveau rotaxane en utilisant le

macrocycle 143 et le demi-fil 66.

2.3.2. Etapes de formation des rotaxanes et évaluation de la diastéréosélectivité

par RMN 19

F

La stratégie de reconnaissance active par le cuivre a été employée pour accéder aux nouveaux

rotaxanes, dans les mêmes conditions que précédemment (synthèse du rotaxane 140). Les

composés 141 et 142 ont donc pu être obtenus, avec des rendements respectifs de 19% et 31%

(Figure 96).

Les deux rotaxanes ont été caractérisés en SMHR (141 : m/z 1656,7975 ; 142 : m/z

1957,0812) et en RMN (1H, 13C, 19F).

154 155

156 72

151


110

O

N N

N O

N N

N OO

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

143 66+

(5 éq.)(1 éq.)

[Cu(CH3CN)4](PF6) +

(0,95 éq.)

150

151

(5 éq.)

(5 éq.)

4j, TA, 19%DCM

60h, 30°C, 31%DCM

Figure 96 - Synthèse des rotaxanes 141 et 142.

L’analyse des composés 141 et 142 en RMN 19F n’a révélé aucune diastéréosélectivité, mais

confirme l’observation facilitée des diastéréoisomères mécaniques en RMN 19F (Figure 97).

Chacun des deux spectres présente en effet deux singulets (-69,28 et -69,21 ppm pour le

rotaxane 141 et -69,31 et -69,21 pour le rotaxane 142), qui correspondent aux deux

stéréoisomères mécaniques formés lors des réactions de formation des rotaxanes.

141

142


111

Figure 97 - Spectres RMN 19F des rotaxanes 141 (à gauche) et 142 (à droite).

Désormais en possession d’un outil particulièrement efficace pour l’analyse simple et rapide

de diastéréoisomères mécaniques, le macrocycle 143, nous avons pu mettre en œuvre l’étude

du contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire en utilisant la chiralité comme stimulus.

Pour réaliser ces travaux, la synthèse de rotaxanes dont l’élément linéaire comporte deux

stations distinctes pour le macrocycle a été entreprise.


112

3. Synthèse des rotaxanes 134 à 136 et étude du mouvement à

l’échelle moléculaire

Dans un article de 2007, Aucagne et al. présentent un rotaxane dont le mouvement du

macrocycle le long du fil peut être bloqué grâce à l’introduction d’une espèce métallique dans

le milieu.72b Ce rotaxane, achiral, est constitué d’un macrocycle et d’un fil tous deux

symétriques. La partie linéaire du rotaxane comporte deux stations triazoles. Afin de réaliser

la synthèse d’un tel composé, les auteurs ont développé une stratégie faisant intervenir deux

réactions successives de CuAAC au sein du macrocycle (Figure 98).

Figure 98 - Stratégie "Click Click" dévelopée par Aucagne et al.72b Conditions opératoires : (i) 23,

[Cu(CH3CN)4](PF6), CH2Cl2, 25°C, 72h ; (ii) KCN, CH2Cl2/MeOH ; (iii) 66, [Cu(CH3CN)4](PF6), CH2Cl2, 25°C, 72h ;

(iv) KCN, CH2Cl2/MeOH.

Cette stratégie a permis d’accéder aux rotaxanes 157 et 161 avec de bons rendements, 81% et

74%, respectivement.

Les analyses RMN 1H qui ont été effectuées démontrent qu’en l’absence d’espèce métallique

dans le milieu, le macrocycle se déplace aléatoirement sur la totalité du fil (Figure 99A, b)).

157

158

159

160

161


113

Les spectres RMN 1H permettent également d’observer qu’en présence de cuivre, le

macrocycle se déplace rapidement d’une station triazole à l’autre (Figure 99A, c)), tandis que

l’addition de palladium le bloque sur une des deux stations (Figure 99A, d)).

Figure 99 – A) Spectres RMN 1H du (a) fil bistriazole ; (b) rotaxane 157 ; (c) complexe 157-Cu ; (d) complexe 157-Pd ;

B) Source de métal : (i) [Cu(CH3CN)4](PF6) ; (ii) Pd(CH3CN)2Cl2.72b

Dans ce cas, l’absence de stéréoisomères permet aux analyses RMN 1H d’être suffisantes pour

interpréter le comportement du macrocycle. En revanche, notre étude repose sur l’obtention

de diastéréoisomères mécaniques, ce qui justifie l’utilisation du macrocycle 143 afin

d’observer facilement la diastéréosélectivité en RMN 19F.

En s’inspirant de la stratégie employée pour préparer ce rotaxane achiral, nous avons réalisé la

synthèse des rotaxanes 134 à 136 présentant deux stations triazoles sur des fils de longueurs

différentes, et comportant le macrocycle chiral 143 (Figure 100). Ces travaux ont été réalisés

en collaboration avec Kavita Kumar lors de son stage de Master 2.

L’influence de la distance entre les stations pour le contrôle du mouvement à l’échelle

moléculaire pourra également être étudiée par RMN 19F.

157

157-Pd

157-Cu

A) B)

157

157-Cu

157-Pd


114

X = CH2

n = 1134

135

136

X = CH2 n = 7

N XN

NN

N NO

O

HN

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

O

O

CF3

R

n

HN

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

O

O

CF3

R

O

N3 XN3

n+ +

X = CH2

n = 1162

163

164

X = CH2 n = 7

(X)n = (CH2)3O(CH2)12O(CH2)4

(X)n = (CH2)3O(CH2)12O(CH2)4

Figure 100 - Rotaxanes développés pour l'étude du mouvement à l'échelle moléculaire.

3.1. Synthèse des rotaxanes 134, 135 et 136

La préparation de plusieurs éléments constituants ces nouveaux rotaxanes a déjà été décrite

précédemment. En effet, la synthèse sera réalisée à partir du macrocycle 143 et du précurseur

alcyne 23. Seules les parties linéaires présentant deux fonctions azotures constituent un

changement dans la stratégie de synthèse. Chacun de ces composés a été préparé en une seule

étape à partir du dérivé dibromé correspondant.

Le fil 162 de plus petite taille, comprenant 6 CH2, a été obtenu à partir du dibromohexane,

chauffé à 80°C en présence de NaN3, avec un rendement de 63% (Figure 101).

Click

143

23


115

N3

N3Br

BrNaN3

18h, 80°C, 63%DMF

Figure 101 - Préparation du précurseur 162.

Le fil 163 de taille intermédiaire comporte 12 CH2 et a été préparé en chauffant le

dibromododécane en présence de NaN3. Le composé 163 a été isolé avec un rendement de

78% (Figure 102).

BrBr

N3

N3

NaN3

20h, 60°C, 78%

DMF


Enfin, la partie linéaire la plus longue 164 a été synthétisée à partir du 6-azido-hexan-1-ol et

du dibromododécane en présence de NaH et de TBAI. Le précurseur 164 a ainsi pu être

obtenu avec un rendement de 23% (Figure 103).

O

HON3

1/NaH, 30 min, 0°C2/TBAI, Dibromodécane

24h, TA, 23%DMF

O

N3

N3

Figure 103 - Préparation du composé 164.

Les trois rotaxanes ont été préparés dans les mêmes conditions, et ont été obtenus avec des

rendements de 30%, 58% et 33% pour les composés 134, 135 et 136, respectivement (Figure

104).

165 162

166

163

167

164


116

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

NN

NN

RO

N

NN

N NRO

OR

R =

HN

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

O

O

CF3

R

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

OO

NN

N

NN

N

OROR HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

NN

N

RO

Figure 104 - Synthèse des rotaxanes 134, 135 et 136. Conditions opératoires : (i), (ii) et (iii) : 143 (1éq.),

[Cu(CH3CN)4](PF6) (1,1 éq.), 23 (10 éq.), 48h à TA ; (i) 162 (5 éq.), 30% ; (ii) 163 (5éq.), 58% ; (iii) 164 (5 éq.), 33%.

3.2. Etude du mouvement à l’échelle moléculaire

La symétrie du fil conduit à l’obtention d’un signal unique en RMN 19F, qui confirme que le

macrocycle se déplace librement d’une station à l’autre (Figure 105A).

Après avoir synthétisé les trois rotaxanes avec succès, et constaté que le macrocycle peut se

déplacer librement le long du fil, l’analyse du mouvement à l’échelle moléculaire a été mise

en œuvre. Pour cela, les rotaxanes sont placés en présence d’un métal de coordination capable

134

135

136

143

(i)

30%

(ii)

58%

(iii)

33%


117

de bloquer le macrocycle sur l’une des deux stations triazoles. Le catalyseur au cuivre utilisé

pour les réactions de formation des rotaxanes a été employé à cette fin. En présence de 1,1 éq.

de [Cu(CH3CN)4](PF6), les rotaxanes 134, 135 et 136 forment les complexes 134-Cu, 135-Cu

et 136-Cu, après cinq minutes sous agitation dans le DCM. Ces complexes ont été analysés en

RMN du fluor et les différents spectres obtenus sont rapportés Figure 105B.

Les spectres ont été tronqués sur la Figure 105B, et comportent tous un autre signal qui

n’apparaît pas ici. Il s’agit d’un doublet (J = 1,9 Hz) à -71,8 ppm qui a été attribué au PF6- et

qui confirme la formation des complexes cuivre-rotaxane.

Le spectre RMN 19F du complexe 134-Cu présente un seul signal, à -68,6 ppm, ce qui ne

permet pas d’étudier la synthèse diastéréosélective de rotaxanes lors des expériences de

contrôle du mouvement. En effet, il semble que les diastéréoisomères formés ne soient pas

différenciables en RMN 19F.

Sur le spectre RMN 19F du complexe 136-Cu, deux signaux peuvent être observés, dans des

proportions identiques, mais la différence entre les deux diastéréoisomères n’est pas suffisante

pour les discerner convenablement.

Le meilleur candidat pour l’étude du mouvement à l’échelle moléculaire semble donc être le

rotaxane 135. En effet, la formation du complexe 135-Cu entraîne l’apparition de deux

signaux d’intensité similaire qui correspondent aux deux diastéréoisomères mécaniques. Ces

derniers sont suffisamment différents pour permettre de les observer correctement en RMN 19F, et c’est la raison pour laquelle le rotaxane 135 sera utilisé dans la suite de l’étude.


118

Signal en RMN 19F

sans cuivre

Rotaxane 134-Cu 135-Cu 136-Cu

Signal en RMN 19F

en présence de

cuivre

Figure 105 – A) Spectre RMN 19F partiel du rotaxane 135 ; B) Spectres RMN 19F partiels des trois complexes cuivre-

rotaxane.

+ Cu

135

A

B


119

3.3. Expériences de contrôle chiral du mouvement

Dans le domaine de la catalyse asymétrique, l’utilisation de contre-ions chiraux a récemment

été envisagée.94 Ainsi, certains phosphates dérivés du BINOL95 ont permis d’orienter la

stéréosélectivité de nombreuses réactions, telles que la réaction de Mannich,96 la réduction97

ou l’époxidation98 d’énal, la cyclopropanation des alcènes99 ou encore l’ -allylation

d’aldéhydes.100 En outre, les auteurs indiquent que le phosphate peut être considéré à la fois

comme un contre-ion et un ligand anionique chiral dans le cas où la réaction est réalisée en

présence d’un métal.98,99

Afin d’exercer un contrôle chiral du mouvement à l’échelle moléculaire sur le rotaxane 135,

nous avons envisagé l’utilisation de le dinaphtyl phosphate AP de configuration absolue S,

gracieusement fourni par l’équipe du Dr Géraldine Masson (Figure 106). En présence de

Cu(CH3CN)4PF6, ce dernier s’associera au cuivre via l’échange de PF6-. La copule chirale

alors présente sur le métal, sous forme de contre-ion ou de ligand anionique, pourrait alors

engendrer la formation sélective de l’un des diastéréoisomères AP-135-Cu. La synthèse

sélective de l’un des deux isomères reviendrait alors à contrôler le sens du mouvement à

l’échelle moléculaire.

Figure 106 - Représentation du contrôle du mouvement obtenu en utilisant un contre-ion chiral.

94 R. J. Phipps, G. L. Hamilton, F. D. Toste, Nat. Chem. 2012, 4, 603-614. 95 D. Parmar, E. Sugiono, S. Raja, M. Rueping, Chem. Rev. 2014, 114, 9047-9153. 96 T. Akiyama, J. Itoh, K. Yokota, K. Fuchibe, Angew. Chem. Int. Ed. 2004, 43, 1566-1568. 97 S. Mayer, B. List, Angew. Chem. Int. Ed. 2006, 45, 4193-4195. 98 X. Wang, B. List, Angew. Chem. Int. Ed. 2008, 47, 1119-1122. 99 M.-C. Lacasse, C. Poulard, A.B. Charette, J. Am. Chem. Soc. 2005, 127, 12440-12441. 100 S. Mukherjee, B. List, J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 11336-11337.

135

Cu-AP

AP- (R, Smp)- 135-Cu AP- (R, Rmp)- 135-Cu


120

Pour vérifier cette hypothèse, Cu(CH3CN)4PF6 a tout d’abord été placé en présence de

dinaphtyl phosphate AP dans le CD2Cl2 pendant une heure, puis le rotaxane 135 a été ajouté

et la RMN 19F a été enregistrée immédiatement (Figure 107A).

Trois signaux majoritaires peuvent être observés, avec des déplacements chimiques de -73,31,

71,41 et -68,92 ppm. Les deux premiers signaux ont été attribués à la présence d’ions PF6-

dans le milieu101 (associés à H+ ou Cu+) et le troisième signal correspond au groupement CF3

du macrocycle. En outre, un pic minoritaire à -69,16 ppm est également observé sur le

spectre, et correspond au signal obtenu pour le rotaxane 135 dans le CD2Cl2, en l’absence de

Cu(CH3CN)4PF6 et de complexe de cuivre chiral Cu-AP (Figure 107B). Un défaut de Cu (I)

dans le mélange permet toutefois d’expliquer la présence de rotaxane 135 « libre ». En effet,

l’oxydation du Cu (I) en Cu (II) au cours du temps peut conduire à une concentration en Cu

(I) inférieure à celle en rotaxane.

L’obtention d’un seul signal correspondant au CF3 du macrocycle est particulièrement

intéressante, car elle laisse supposer la formation stéréosélective d’un seul diastéréoisomère

AP-135-Cu. Les résultats obtenus lors d’expériences RMN 19F conduites avec le rotaxane 135

en présence de Cu(CH3CN)4PF6 achiral corroborent cette hypothèse (Figure 107C). En effet,

le spectre présente alors deux pics à -69,01 et -68,99 ppm de même intensité (en dehors des

signaux du PF6-), ce qui confirme la formation équimolaire des deux diastéréoisomères.

101 B. W. Laursen, S. Nygaard, J. O. Jeppesen, J. F. Stoddart, Org. Lett. 2004, 6, 4167-4170.


121

Figure 107 - Spectres RMN 19F partiels obtenus lors des expériences de contrôle du mouvement. A) Rotaxane 135 en

présence de Cu(CH3CN)4PF6 et de dinaphtyl phosphate chiral AP ; B) Rotaxane 135 seul ; C) Rotaxane 135 en

présence de Cu(CH3CN)4PF6 achiral.

Les résultats obtenus lors de ces expériences sont particulièrement encourageants, et

permettent d’entrevoir les perspectives de l’utilisation d’un stimulus chiral afin de contrôler le

mouvement à l’échelle moléculaire. La validation du concept nécessite toutefois des analyses

complémentaires, notamment une expérience faisant intervenir le rotaxane 135 et

l’énantiomère R de le dinaphtyl phosphate chiral AP utilisé jusqu’ici. L’autre

diastéréoisomère AP-135-Cu devrait alors être obtenu, résultant de l’orientation du

déplacement du macrocycle dans la direction opposée.

A

B

C


122

4. Conclusion

Les machines moléculaires naturelles représentent une source d’inspiration intarissable pour

la recherche, et plus encore dans les domaines de la chimie supramoléculaire et des molécules

entrelacées. Le fonctionnement de nombreuses machineries biologiques repose sur le

mouvement qui existe entre les différents éléments qui les composent. Ce constat a conduit à

un important essor de la recherche sur le contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire.

Dans cette optique, le but de ces travaux était d’étudier le contrôle du mouvement en utilisant

la chiralité mécanique planaire qui peut exister dans les rotaxanes.

Afin de simplifier l’étude des diastéréoisomères mécaniques, un nouveau macrocycle 143

doté d’une copule chirale comportant un trifluorométhyle a été élaboré. L’utilisation de ce

macrocycle pour préparer des diastéréoisomères de rotaxanes a permis d’observer facilement

ceux-ci en RMN du fluor.

Un premier rotaxane chiral 140 a été synthétisé avec un rendement global de 4,8% à partir de

l’acide de Mosher 145 (en 17 étapes). La présence de deux signaux en RMN du fluor a

confirmé l’existence de deux diastéréoisomères. Ce résultat a ensuite été généralisé en

réalisant deux autres rotaxanes chiraux 141 et 142 possédant des longueurs de fil différentes.

Synhétisés avec des rendements globaux respectifs de 1,9 et 3,1% (à partir de l’acide de

Mosher 145, en 17 et 19 étapes, respectivement), ces composés sont obtenus sous la forme

d’un mélange de diéastéréoisomères mécaniques qui ont pu être observés en RMN du fluor. A

cette occasion, la diastéréosélectivité de la réaction de formation des rotaxanes a également

été étudiée, et ces travaux ont révélé l’absence de discrimination faciale pour l’approche des

demi-fils.

L’étude de la chiralité mécanique comme facteur de contrôle du mouvement à l’échelle

moléculaire a alors été mise en œuvre. Les rotaxanes 134, 135 et 136 constitués d’un fil

symétrique doté de deux stations séparées par des chaînes alkyles de longeurs différentes ont

donc été synthétisés. Ils ont été obtenus avec des rendements globaux respectifs de 3,0, 5,8 et

3,3% (en 15 étapes à partir de l’acide de Mosher 145). Lors de l’observation des complexes

cuivre-rotaxane en RMN 19F, le composé 135 est apparu comme étant le meilleur sujet pour

expérimenter le contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire. En effet, les deux signaux


123

obtenus, correspondant aux deux diastéréoisomères mécaniques, peuvent être distingués

clairement.

L’étude du contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire en utilisant un stimulus chiral a

alors été réalisée avec le rotaxane 135. Afin de synthtétiser sélectivement l’un des

diastéréoisomères mécaniques, l’utilisation d’un contre-ion, ou d’un ligand chiral du cuivre a

été envisagée. Le PF6- du complexe Cu(CH3CN)4PF6 a donc été échangé par un dinaphtyl

phosphate chiral avant de le mettre en présence du rotaxane 135.

Les analyses RMN 19F ont alors révélé l’obtention d’un seul signal correspondant au

groupement CF3 du macrocycle, alors que deux signaux d’égale intensité sont observés

lorsqu’un complexe de cuivre achiral est utilisé pour bloquer le mouvement de translation

aléatoire du macrocycle le long du fil.

Les résultats préliminaires obtenus lors de cette étude sont prometteurs, et l’utilisation d’un

stimulus chiral pour exercer un contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire semble

réalisable. Des travaux complémentaires seront nécessaires afin de confirmer ces premières

observations, mais cette approche innovante pourrait conduire à une nouvelle exploitation de

la stéréochimie, et notamment de la chiralité mécanique planaire des rotaxanes.


124

Chapitre III : Développement d’un

système de tri moléculaire capable de

mimer le fonctionnement d’une enzyme

Chapitre III : Développement d’un système de tri moléculaire capable de mimer le fonctionnement d’une enzyme

126


127

1. Introduction

1.1. Généralités sur les enzymes et leur fonctionnement

La nature regorge de systèmes fonctionnels divers, que les chimistes s’évertuent à

comprendre, et à imiter. Les enzymes font partie des systèmes naturels les plus complexes, et

la réalisation d’une enzyme artificielle est un défi majeur en chimie.

En effet, afin de mimer convenablement une enzyme, un système artificiel doit être capable

de sélectionner un seul substrat parmi plusieurs au moyen d’une reconnaissance

supramoléculaire, de réaliser une réaction catalytique sur ce substrat, puis de libérer le produit

formé (Figure 108).

Figure 108 - Représentation schématique du fonctionnement d'une enzyme.

Les enzymes de synthèse sont assez peu représentées dans la littérature, mais il en existe

plusieurs exemples intéressants.

Il est à noter que nous ne développerons pas ici le cas des enzymes partiellement artificielles,

issues d’enzymes naturelles modifiées, et nous ne nous intéresserons qu’aux systèmes

purement synthétiques.

1.1.1. Conception de récepteurs à barbiturates fonctionnels

Cette stratégie consiste à élaborer des récepteurs ayant une forte affinité pour un substrat

donné.


128

De tels systèmes ont été décrits par le groupe d’Hamilton,102 comme par exemple le récepteur

168, capable de reconnaître la forme du barbiturate 169 grâce à la formation de six liaisons

hydrogène dans le complexe 168-169 (Figure 109).

La formation de ce complexe amène le dérivé 169 à présenter sa fonction ester à proximité de

l’un des thiophénols libres du récepteur 168, ce qui favorise la réaction de thiolyse (Figure

110).

R1 = Pr ; R2 = CO2DNP

Figure 109 - Récepteur et substrat du système de reconnaissance moléculaire développé par le groupe d'Hamilton.102a

DNP = 2,4 dinitrophénol.

OC7H15

O

NH

N

NH

O

SH

O

NH

N

NH

O

HS

N N

O

HH

OO

O O

NO2

NO2

OC7H15

O

NH

N

NHO

S

O

HN

N

HN O

HS

HN NH

O

OO

OH

NO2

NO2

O

+

Figure 110 – Réaction de transestérification entre le récepteur 168 et le barbiturate 169.102a

L’observation par spectrophotométrie de la libération du DNP a permis d’évaluer la cinétique

des réactions de thiolyse du composé 169 en présence des thiols 168, 170 ou 171 (Figure

111). La cinétique s’est révélée plus de 104 fois supérieure avec le thiol 168, capable de

former six liaisons hydrogène avec le substrat 169, qu’avec le thiol 170 pouvant former une

seule liaison hydrogène. De même, elle est 103 fois supérieure avec le composé 168 qu’avec

le dérivé 171 capable de former trois liaisons hydrogène avec le substrat.

102 (a) P. Tecilla, A. D. Hamilton, J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1990, 1232-1234 ; (b) V. Jubia, R. P. Dixon, A. D. Hamilton, J. Am. Chem. Soc. 1992, 114, 1120-1121.

168 169

168-169

168-169

DNP

thiolyse


129

Figure 111 – Structure des thiols 170 et 171.102a

Le fonctionnement du récepteur 168 ressemble à celui d’une enzyme artificielle, mimant ainsi

le comportement d’une acylase de barbiturates. Cependant, l’une des propriétés des enzymes

n’est pas représentée par ce dérivé car il est incapable de fonctionner de façon catalytique.

1.1.2. Utilisation de cyclodextrines pour la réalisation d’enzymes artificielles

Les capacités catalytiques des cyclodextrines ont été largement explorées par l’équipe de

Bols.103 Les propriétés particulières de ces composés à la structure conique leur permettent

d’accueillir un hôte organique au sein de leur cavité hydrophobe, tout en étant solubles en

milieux aqueux. L’interaction hôte-invité rend les cyclodextrines particulièrement adaptées à

l’élaboration d’enzymes artificielles.

Ainsi, les cyclodextrines 172, développées par le groupe de Bols,103c sont capables de

catalyser la transformation d’alcools benzyliques en aldéhydes en présence de peroxyde

d’hydrogène et dans des conditions physiologiques (Figure 112).

Figure 112 – (a) Structure des cyclodextrines 172 ; (b) Conditions opératoires.103c

Les composés 172 catalysent l’oxydation de nombreux alcools benzyliques, mais le résultat

obtenu avec l’alcool 2-hydroxybenzylique est le plus impressionnant. En effet, la cinétique de

103 (a) C. Rousseau, N. Nielsen, M. Bols, Tetrahedron Lett. 2004, 45, 8709-8711 ; (b) F. Ortega-Caballero, J. Bjerre, L. S. Laustsen, M. Bols, J. Org. Chem. 2005, 70, 7217-7226 ; (c) L. G. Marinescu, M. Bols, Angew.

Chem. Int. Ed. 2006, 45, 4590-4593.

170 171

a) b)

172a n = 0

172b n = 1

H2O2 tampon phosphate

pH 7, 25°C


130

la réaction réalisée avec 0,004 équivalent de cyclodextrine 172b est plus de 104 fois

supérieure à celle de la réaction effectuée sans catalyseur.

En outre, il est intéressant de noter qu’à l’instar d’une enzyme naturelle, l’action des

composés 172 peut être inhibée : en présence de 1,1 équivalents de cyclopentanol, la cinétique

d’oxydation correspond à celle de la réaction réalisée sans catalyseur.

Les résultats obtenus lors de ces travaux démontrent le potentiel des cyclodextrines pour

l’élaboration d’enzymes artificielles. Elles sont en effet capables d’encapsuler un composé

hydrophobe, de catalyser une réaction sur ce substrat, puis de le libérer afin de régénérer le

site actif. L’utilisation des cyclodextrines reste toutefois limitée aux substrats de petite taille,

susceptibles de s’insérer au sein de la cavité hydrophobe.

1.1.3. Composés auto-répliquants

Un composé auto-répliquant est une molécule capable de promouvoir sa propre formation

grâce à un phénomène de reconnaissance mutuelle existant entre les réactifs et le produit. La

complémentarité existant entre ces composés permet alors au produit de pré-assembler les

réactifs, et d’accélérer la réaction de formation d’une copie de lui-même.104

Les premiers travaux réalisés sur de tels composés ont été décrits par le groupe de Rebek et

concernent le dérivé 175 (Figure 113A).105 Ce composé est formé à partir du couplage de

l’amino-adénosine 173 et de l’ester de pentafluorophényl 174.

Les auteurs ont constaté que la vitesse de formation du composé 175 à partir de 173 et 174 est

40% plus élevée lorsqu’ils introduisent 0,5 équivalent de 175 dans le mélange initial. Ils

expliquent cette observation en faisant intervenir le complexe 176 (Figure 113B), qui catalyse

la réaction d’aminolyse. En effet, la complémentarité du composé auto-répliquant 175 avec

les dérivés 173 et 174 conduit à une proximité spatiale de l’amine et de l’ester dans le

complexe 176 qui favorise la formation de l’amide 175.

104 E. A. Wintner, M. M. Conn, J. Rebek Jr., Acc. Chem. Res. 1994, 27, 198-203. 105 T. Tjivikua, P. Ballester, J. Rebek Jr., J. Am. Chem. Soc. 1990, 112, 1249-1250.


131

Figure 113 – (A) Formation du composé auto-répliquant 175 ; (B) Fonctionnement et représentation schématique.105

La présence d’un groupement méthyl sur le composé 174’ (R = CH3) (Figure 113A) entraîne

une diminution de la complémentarité existant entre les différents éléments du système, et la

vitesse de réaction est alors divisée par dix. Ce résultat témoigne de l’importance du

phénomène de reconnaissance pour réaliser des composés auto-répliquants.

Plus récemment, l’équipe de Philp a développé un composé auto-répliquant capable de mimer

le processus de la fonction logique OU.106 En effet, le composé T1 catalyse sa propre

formation à partir des précurseurs 177 et 178, aux dépens de son diastéréoisomère, T1’. De la

même manière, le composé T2 augmente sa propre synthèse à partir de 177 et 179, conduisant

à l’absence de formation du diastéréoisomère T2’ (Figure 114).

Figure 114 - Structure des composés auto-répliquants.106

106 V. C. Allen, C. C. Robertson, S. M. Turega, D. Philp, Org. Lett., 2010, 12, 1920-1923.

T1

T1’

177

178

179

T2

T2’

A B

175 174 R = H 174’ R = CH3

173

176

≡


132

Les auteurs ont ensuite étudié l’influence de l’addition de T1 et T2 à un mélange de 177, 178

et 179 afin de comparer les capacités auto-répliquantes de ces composés. Les résultats obtenus

présentent les mêmes caractéristiques que la fonction logique OU : quel que soit le promoteur

introduit (T1 ou T2), c’est la formation du composé T1 qui est augmentée (Figure 115).

Ce phénomène a pu être expliqué en étudiant le composé T1, qui s’avère être non seulement

un catalyseur pour sa propre formation, mais également un inhibiteur de la synthèse de T2.

Une catalyse croisée permet d’augmenter la formation de T1 en présence de T2, si bien que les

différentes expériences (B, C, D, Figure 115) aboutissent toutes au même résultat : un ratio

T1/T2 supérieur à 1.

Figure 115 - Fonction logique OU obtenue à partir des composés auto-répliquants 177, 178 et 179.106

Les composés auto-répliquants sont donc comparables à des enzymes de synthèse, capables

de catalyser une réaction sur un substrat donné, identifié grâce à une reconnaissance

supramoléculaire. Néanmoins, les enzymes naturelles fonctionnent sur des substrats dont la

structure diffère de la leur, contrairement aux composés auto-répliquants.

1.2. Présentation du sujet

Malgré les nombreux exemples de systèmes capables de mimer certains aspects du

fonctionnement d’une enzyme, la complexité des composés existant à l’état naturel n’est pas

encore atteinte, et les exemples de systèmes de synthèse en mesure de présenter toutes les

propriétés d’une enzyme naturelle restent anecdotiques.

Dans ce contexte, nous proposons un concept innovant qui consiste à réaliser un système

capable de catalyser la formation d’une liaison covalente au sein d’un macrocycle qui

permettra de sélectionner les substrats à assembler (Figure 116).


133

Figure 116 – Schématisation de notre concept d’enzyme artificielle. M = métal.

Ainsi, une catalyse chimique conventionnelle réalisée sur un mélange de composés pouvant

être couplés entre eux conduirait à la formation de toutes les combinaisons de substrats

possibles. En revanche, l’introduction d’un macrocycle au sein duquel le même catalyseur

métallique (M) serait complexé pourrait conduire à la formation sélective d’un seul de ces

substrats.

Un tel système est comparable à une enzyme dans la mesure où le centre catalytique est

confiné à l’intérieur d’une structure organique qui restreint son accessibilité.

Afin d’évaluer les capacités de reconnaissance des macrocycles, nous nous sommes intéressés

dans un premier temps aux propriétés des composés macrocycliques élaborés plus tôt. Il

conviendra ensuite de concevoir des macrocycles décorés de motifs différents,

potentiellement aptes à discriminer des substrats plus efficacement.


134

2. Etude préliminaire de reconnaissance moléculaire sur des

rotaxanes

Afin de réaliser une enzyme artificielle, l’utilisation du macrocycle 143 a été envisagée

(Figure 117). Des travaux préliminaires ont été effectués sur les rotaxanes pour faciliter

l’étude du mécanisme de reconnaissance supramoléculaire. En effet, leur structure

mécaniquement bloquée devrait permettre une meilleure observation des propriétés du

système de tri. La synthèse des demi-fils et des rotaxanes isolés qui seront utilisés à été décrite

précédemment (Chapitre II, paragraphe 2).

HN

O

O

NH

ONH

O

O

O

N

O

O

CF3

R

Figure 117 - Structure du macrocycle 143.

Les études de tri porteront sur les dérivés 23, 150 et 151 (Figure 118), dont l’encombrement

et la nature de la fonction alcyne varient. En effet, le composé 150 est le plus encombré,

devant les demi-fils 23 puis 151. La nature de la fonction alcyne est la même pour les dérivés

150 et 23, mais diffère pour le composé 151.

Les expériences de reconnaissance moléculaire décrites ci-après ont toutes été réalisées dans

les mêmes conditions expérimentales : 5 éq. de chaque demi-fil (151, 23, 150, 66), 0,95 éq. de

catalyseur au cuivre ([Cu(CH3CN)4]PF6) et 1 éq. de macrocycle 143. Sauf mention contraire,

les réactions sont effectuées à température ambiante.

143


135

O

OO O

N3

Figure 118 - Structure des demi-fils utilisés pour l'étude préliminaire de reconnaissance moléculaire.

O

N N

N OR

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

N N

N ORRO

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

O

OCF3

R

R

HN

O

O

NHO

NH

O

O

O

NRO

NN

NOR

O

OCF3

R

R =

Figure 119 - Structure des trois rotaxanes qui pourront être formés lors des expériences de reconnaissance

moléculaire.

Entrée Eléments de tri Pourcentages en rotaxanes formés

151 23 150 66 142 140 141

1a + + - + 10* 90*

2b + + - + 18* 82*

3 - + + +

65 35

Tableau 2 - Résumé des réactions de tri moléculaires et résultats obtenus. a Réaction réalisée à température ambiante

; b Réaction réalisée à 50°C ; * Rapports calculés après avoir isolé chaque composé. Les autres rapports sont calculés

en RMN 19F.

La première expérience de tri a été réalisée entre les demi-fils 151 et 23 (Tableau 2, entrée 1)

afin de vérifier l’influence de l’encombrement de la fonction alcyne sur la réaction de

formation du rotaxane. Au vu des résultats obtenus, l’encombrement ne semble pas avoir

d’influence, car le rotaxane le plus encombré 140 est formé majoritairement (140/142 =

90/10). La structure de l’alcyne pourrait donc être à l’origine de cette discrimination.

142 140 141

23 150 151 66


136

Une deuxième expérience a permis d’explorer l’influence de la température, visiblement assez

faible, en réalisant la réaction à 50°C (Tableau 2, entrée 2 ; 140/142 = 82/18).

Les composés 23 et 150 ont ensuite été étudiés afin de déterminer avec certitude le rôle de

l’encombrement pour la reconnaissance supramoléculaire (Tableau 2, entrée 3). En effet, ces

deux dérivés possèdent tous deux la même structure d’alcyne, et seul l’encombrement de cette

fonction varie. Le rapport entre les rotaxanes obtenus indique une influence modeste de

l’encombrement (140/141 = 65/35)

Cette première série d’expériences nous permet d’affirmer que l’encombrement joue un rôle

mineur dans les phénomènes de tri moléculaire observés, et la nature de l’alcyne utilisé

semble être un facteur important.

L’obtention de rotaxanes lors des expériences de tri moléculaire confirme que le couplage

alcyne-azoture a lieu au sein de la cavité du macrocycle, et qu’il joue donc un rôle

prépondérant pour la discrimination des bouchons.

Néanmoins, ce système ne peut être décrit comme une enzyme de synthèse dans la mesure où

il ne fonctionne pas dans des conditions catalytiques. Une version mettant en jeu des pseudo-

rotaxanes a donc été envisagée afin de concevoir un mime d’enzyme, permettant également

de s’affranchir des longues étapes de synthèse des bouchons en utilisant des composés à la

structure plus simple.

A cette occasion, l’influence de la nature des alcynes et des azotures sur la reconnaissance

moléculaire sera étudiée.


137

3. Elaboration du système de tri catalytique

3.1. Discrimination des fonctions alcynes

Les premières expériences de tri moléculaire catalytique ont été menées avec des alcynes de

nature différente afin de déterminer l’influence de ce paramètre sur la discrimination (Figure

120). Un alcyne non fonctionnalisé (180), un éther propargylique (181) et un amide

propiolique (182) ont ainsi pu être comparés en fixant la nature de l’azoture utilisé (183).

Les expériences de tri moléculaire sont réalisées dans les conditions suivantes : 5 éq. de

chaque dérivé alcyne (180, 181, 182107), 5 éq. d’azoture de benzyle 183, 1 éq. de macrocycle

143, 0,8 éq. de [Cu(CH3CN)4](PF6), à température ambiante. Les réactions de contrôle dans

les mêmes conditions mais sans macrocycle 143 permettent d’étudier l’influence de ce dernier

sur la discrimination. Les résultats obtenus sont rapportés dans le Tableau 3.

O

N3HN

O

Figure 120 – Eléments utilisés pour l’étude de l’influence de l’alcyne sur le tri.

NN

N

O

NN

N

HNO

NN

N

Figure 121 - Composés pouvant être formés lors des expériences de discrimination des fonctions alcyne.

Entrée Eléments de tri Pourcentages en composés formés

180 181 182 183 184 185 186

1 + + - + 30 70

Contrôle 1

+ + - + 35 65

2 + + + + 0 6 94

Contrôle 2

+ + + + 5 10 85

Tableau 3 - Résumé des réactions de tri moléculaires catalytiques réalisées sur la fonction alcyne et résultats obtenus.

Les réactions de contrôle sont effectuées sans macrocycle. Rapports calculés en RMN 1H.

107 A. R. Katritzky, S. K. Singh, J. Org. Chem. 2002, 67, 9077-9079.

180

182 181 183

184 185 186


138

La première expérience de tri moléculaire catalytique (Tableau 3, entrée 1) a montré une

influence notable de la nature de l’alcyne sur la discrimination des différents éléments : un

éther propargylique possède une meilleure réactivité qu’un alcyne non fonctionnalisé. Le rôle

du macrocycle 143 semble cependant mineur, car la réaction de contrôle fournit un résultat

similaire.

Afin de confirmer ces premières observations, l’amide propiolique 182 a été étudié lors d’une

nouvelle expérience mettant en jeu les trois alcynes 180, 181 et 182 (Tableau 3, entrée 2).

Celle-ci a révélé une sélectivité impressionnante pour l’amide propiolique, car le produit de

cycloaddition 186 est formé très majoritairement. Néanmoins, l’influence du macrocycle reste

faible au vu des résultats obtenus lors de la réaction de contrôle. La discrimination des

substrats serait donc liée à la cinétique différente de la réaction de CuAAC selon la nature de

l’alcyne, et ces résultats sont en accord avec les récentes observations publiées par Finn. 108

En effet, dans cet article, les auteurs démontrent une meilleure réactivité des amides

propioliques par rapport aux éthers propargyliques.

Les expériences de reconnaissance moléculaire réalisées sur les fonctions alcynes ont donc

permis de valider le fonctionnement catalytique de ce système. Toutefois, la discrimination

des alcynes a également lieu en l’absence de macrocycle 143 et un article récent corrobore ces

observations.108

3.2. Discrimination des fonctions azotures

Dans ce contexte, l’étude de la discrimination des fonctions azotures a été envisagée afin de

poursuivre notre projet portant sur la conception d’une enzyme de synthèse. En effet, La

réactivité des azotures reste assez peu explorée, mais les travaux réalisés jusqu’ici ne révèlent

aucun effet significatif de la structure sur la vitesse de réaction,108,109 hormis pour quelques

espèces activées telles que les azotures carbonylés ou sulfonylés, et pour certains azotures

concus pour pouvoir complexer le cuivre lors de la réaction.110

Afin de déterminer le potentiel d’un système de tri moléculaire capable de différencier les

fonctions azotures, plusieurs composés ont été étudiés (Figure 122). Les dérivés 187 et 188

108 A. A. Kislukhin, V. P. Hong, K. E. Breitenkamp, M. G. Finn, Bioconjugate Chem. 2013, 24, 684-689. 109 (a) Z. Gonda, Z. Novák, Dalton Trans. 2010, 39, 726-729 ; (b) C. Shao, G. Cheng, D. Su, J. Xu, X. Wang, Y. Hu, Adv. Synth. Catal. 2010, 352, 1587-1592. 110 (a) C. Uttamapinant, A. Tangpeerachaikul, S. Grecian, S. Clarke, U. Singh, P. Slade, K. R. Gee, A. Y. Ting, Angew. Chem. Int. Ed. 2012, 51, 5852-5856 ; (b) V. Bevilacqua, M. King, M. Chaumontet, M. Nothisen, S. Gabillet, D. Buisson, C. Puente, A. Wagner, F. Taran, Angew. Chem. Int. Ed. 2014, 53, 5872-5876.


139

possèdent une structure différente, et permettront d’étudier l’influence des interactions

aromatiques. Les composés 188 et 66 varient par la longueur de la chaîne séparant la fonction

azoture de la fonction éther. Enfin, la nature de l’azoture 183 est différente de celle des

dérivés 66, 187 et 188, et le rôle de ce paramètre pourra également être évalué.

Les expériences de discrimination des fonctions azotures sont réalisées en introduisant dans le

milieu réactionnel : 5 éq. de chaque dérivé azoture (183, 66, 187, la synthèse des dérivés 183

et 187 a été adaptée à partir de la préparation du composé 6629 et est décrite dans la partie

expérimentale), 5 éq. de 1-heptyne 180, 1 éq. de macrocycle 143, 0,8 éq. de

[Cu(CH3CN)4](PF6). Les réactions sont effectuées à température ambiante. Les réactions de

contrôle dans les mêmes conditions mais sans macrocycle 143 permettent d’étudier

l’influence de ce dernier sur la discrimination. Les résultats sont présentés dans le Tableau 4.

Dans un premier temps, le rôle des interactions aromatiques dans le phénomène de

reconnaissance a été évalué en réalisant une expérience de tri entre les composés 187 et 188

(Tableau 4, entrée 1). Le rapport obtenu indique une réactivité comparable (189/190 =

55/45), et la réaction de contrôle conduit à la même observation. Les interactions aromatiques

n’ayant guère d’incidence sur le tri, le composé 188 a été conservé pour réaliser l’expérience

suivante.

Afin d’étudier l’influence de la longueur de chaîne, les composés 188 et 66 ont été comparés

(Tableau 4, entrée 2). Les résultats indiquent que la longueur de la chaîne alkyle entre les

fonctions éther et azotures n’a que peu d’influence sur le tri, avec (190/191 = 59/41) ou sans

macrocycle 143 (190/191 = 55/45).

Lors de la dernière expérience de tri moléculaire, le rôle de la nature de la fonction azoture a

été évalué en comparant les azotures 183 et 66 (Tableau 4, entrée 3). Une discrimination

significative a pu être observée (71/29 en faveur du composé 66) et la réaction de contrôle

conduit à un tri tout à fait opposé, avec un rapport de 33/67 en faveur du composé 183.

Contrairement aux expériences de tri catalytique réalisées sur la fonction alcyne, le

macrocycle joue donc ici un rôle important. En effet, la présence du complexe macrocycle-

cuivre dans le milieu réactionnel inverse la tendance.


140

N3

OO

N3

O

N3

N3

Figure 122 - Eléments utilisés pour l’étude de l’influence de la fonction azoture sur le tri.

NN

N

O

N

N

N

O

N

NN

O

N

N

N

Figure 123 – Produits formés lors des expériences de discrimination des fonctions azotures.

Entrée Eléments de tri Pourcentages en composés formés

187 188 66 183 180 189 190 191 184

1 + + - - + 55 45

Contrôle 1

+ + - - + 59 41

2 - + + - + 59 41

Contrôle 2

- + + - + 55 45

3 - - + + + 71 29

Contrôle 3

- - + + + 33 67

Tableau 4 - Résumé des réactions de tri moléculaires catalytiques réalisées sur la fonction azoture et résultats obtenus.

Les réactions de contrôle sont effectuées sans macrocycle. Rapports calculés en RMN 1H.

Les différentes expériences qui ont été réalisées ont révélé une faible influence des

interactions aromatiques et de la longueur de chaîne entre les fonctions éthers et azotures des

substrats. En revanche, le dernier essai a démontré que la présence d’une fonction éther

semble jouer un rôle important pour le phénomène de reconnaissance.

66 180 183 187 188

189 184 190 191


141

Bien que nous n’ayons pu déterminer avec certitude la nature exacte du rôle que joue le

macrocycle 143 dans la discrimination des fonctions azotures, les différentes expériences qui

ont été réalisées nous permettent de formuler une hypothèse : l’une des fonctions carbamates

présente sur le macrocycle pourrait former une liaison hydrogène avec la fonction éther des

composés les plus réactifs (Figure 124).

Cu

HN

O

O

NO

N

O

O

O

N

O

OCF3

R

HR1

HN

NN

O

R2

n n = 0,1

Figure 124 – Schématisation de l'hypothèse faisant intervenir une liaison hydrogène.

Cette hypothèse semble cohérente avec les résultats obtenus lors des expériences de

discrimination des fonctions azotures, mais la réactivité d’autres composés devra être

explorée pour la confirmer. A titre d’exemple, le composé 192 (Figure 125), pouvant

potentiellement former deux liaisons hydrogène avec le macrocycle, pourrait être étudié

ultérieurement.

N N3

O

H

Figure 125 - Structure d'un élément de tri potentiellement plus intéressant que le composé 66.

Cette piste devrait permettre de mieux comprendre le rôle du macrocycle sur le phénomène de

tri, et d’en augmenter ainsi l’efficacité.

Notons également que si cette hypothèse se vérifie, le phénomène de reconnaissance serait

alors dû à la complémentarité entre le substrat et le macrocycle 143, et notre système pourrait

ainsi mimer le fonctionnement d’une enzyme naturelle.

192


142

4. Conclusion

En dépit des nombreux systèmes capables d’exprimer certaines propriétés des enzymes

naturelles, l’élaboration d’une enzyme de synthèse reste un défi de taille pour les chimistes.

Dans ce contexte, la conception de nouveaux systèmes de reconnaissance semble nécessaire

afin de pouvoir réaliser une enzyme artificielle.

Notre projet consistait à développer un système de tri moléculaire grâce à un phénomène de

reconnaissance supramoléculaire lié à un composant macrocyclique comprenant un site

catalytique.

Après avoir envisagé un système mettant en jeu une discrimination stérique, qui s’est avérée

inefficace, nous nous sommes penchés sur le caractère catalytique du phénomène de tri. Les

premières expériences réalisées dans cette optique ont révélé que le système de tri était

capable de former une liaison covalente de façon catalytique entre deux composés

sélectionnés parmi plusieurs possibilités. L’influence du macrocycle lors de ces premiers

essais s’est avérée mineure, et les travaux se sont alors dirigés vers la discrimination des

fonctions azotures.

Le rôle des interactions aromatiques et de la longueur de la chaîne lors du phénomène de

reconnaissance a été étudié, et s’est révélé mineur. La dernière expérience, visant à explorer

l’influence de la nature de la fonction azoture, a permis de dévoiler l’importance de la liaison

éther pour obtenir une discrimination, ainsi que le rôle prépondérant du complexe cuivre-

macrocycle, dont la présence inverse totalement la tendance du tri.

Ces travaux ont également permis de proposer une hypothèse qui fait intervenir la formation

d’une liaison hydrogène entre certains substrats et le macrocycle, et permet d’expliquer

l’influence de ce dernier sur la discrimination des fonctions azotures.

Bien que le projet n’ait pu être mené à terme au cours de ces travaux de thèse, les derniers

résultats permettent d’envisager avec confiance la poursuite de cette étude, qui fera l’objet de

recherches supplémentaires au laboratoire.

Conclusion générale


144


145

Les systèmes moléculaires sont constitués d’unités distinctes, qui se coordonnent pour

permettre l’émergence d’une propriété, ou d’un comportement complexe. Les molécules

entrelacées, et notamment les rotaxanes, sont des composés particulièrement adaptés à la

réalisation de tels systèmes, en raison de la liaison mécanique qui les caractérise.

Il y a une dizaine d’années, la mise au point de la méthode dite de reconnaissance active par

un métal a permis d’accéder aux rotaxanes avec de bons rendements, permettant ainsi le

développement de nombreuses machines moléculaires, dont le fonctionnement est souvent lié

à la liberté de mouvement inhérente à la liaison mécanique. Nonobstant ces avancées

considérables, les applications pour de tels systèmes moléculaires restent assez rares. Afin

d’enrichir le panel de fonctionnalités des rotaxanes, nous avons entrepris l’étude de trois

nouveaux concepts.

Nous avons élaboré le premier rotaxane enzymo-sensible capable de libérer sélectivement un

agent anticancéreux, grâce aux actions successives de deux hydrolases. L’originalité de ce

système réside dans l’ouverture contrôlée du macrocycle, qui conduit au désassemblage des

constituants entrelacés.

Pour réaliser cette étude, les modèles 62 et 88 ont été préparés, et ont permis de valider le

mécanisme d’auto-immolation du macrocycle qui doit permettre la libération du fil, les

processus enzymatiques responsables du ciblage des cellules cancéreuses ainsi que la fonction

de bouclier moléculaire du macrocycle vis-à-vis des estérases. Ces résultats nous ont alors

permis de développer le vecteur 57, premier rotaxane enzymo-sensible capable de libérer

sélectivement le paclitaxel au sein des cellules tumorales. Des tests d’hydrolyse enzymatique

dans le plasma de rat et des expériences in vitro ont permis de valider ce concept.

L’introduction du Taxol® en fin de synthèse permet en outre d’envisager le développement de

vecteurs similaires, transportant d’autres drogues potentiellement hydrophobes, sans

changement majeur dans la voie de synthèse.

Ces travaux, sans précédents dans la littérature, ouvrent la voie à un nouveau secteur de

recherche, destiné à évaluer les propriétés biologiques des molécules entrelacées.

Le deuxième projet développé dans ce manuscrit s’intéresse à la chiralité particulière qui

existe chez les rotaxanes, appelée chiralité mécanique, et à son utilisation potentielle comme

stimulus permettant d’exercer un contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire. En effet, de

nombreuses machines moléculaires naturelles fonctionnent grâce au mouvement qui existe


146

entre les différents éléments qui les composent, et la chiralité reste une source de contrôle du

mouvement assez peu explorée.

Notre concept innovant consistait à réaliser la synthèse diastéréosélective de rotaxanes

comprenant un fil symétrique et un macrocycle dissymétrique. La partie linéaire de ces

rotaxanes est dotée de deux stations affines avec le macrocycle, et il est possible de bloquer ce

dernier sur l’une d’entre elles en introduisant une espèce métallique. Dans ce cas, le rotaxane,

achiral lorsque le macrocycle circule le long du fil, devient chiral.

Au cours de ces travaux, un nouvel outil a été développé afin de faciliter l’analyse des

diastéréoisomères mécaniques de rotaxanes. Il s’agit du macrocycle 143, qui comporte une

copule chirale fluorée. L’élaboration des rotaxanes 140 à 142 comprenant des fils

dissymétriques a permis de vérifier l’utilisation de ce macrocycle dans la réaction de

formation de rotaxanes, ainsi que la distinction aisée des diastéréoisomères mécaniques en

RMN 19F.

Dès lors, la synthèse des rotaxanes 134 à 136 dont les parties linéaires comportent deux

stations a été entreprise, et l’introduction de cuivre a permis de constater que le rotaxane 135

est le meilleur candidat pour l’étude du mouvement à l’échelle moléculaire. L’utilisation d’un

contre-ion chiral a alors conduit à la formation d’un seul signal en RMN 19F. Il semble donc

possible de former le complexe cuivre-rotaxane de façon diastéréosélective. Des études

complémentaires sont en cours au laboratoire afin de confirmer ce résultat. S’il se vérifie,

nous aurons élaboré le premier système de synthèse diastéréosélective de rotaxanes présentant

une chiralité mécanique planaire, et le premier exemple de mouvement contrôlé grâce à un

stimulus lié à la chiralité mécanique.

Enfin, le dernier projet portait sur l’élaboration d’un système moléculaire capable de mimer le

fonctionnement d’une enzyme. Ce système doit être en mesure de fonctionner de façon

catalytique au sein d’un mélange pour conduire à la formation sélective d’une molécule parmi

une multitude de possibilités.

L’utilisation d’un complexe macrocycle-cuivre a été envisagée pour réaliser cette enzyme de

synthèse. En effet, à l’instar des enzymes naturelles, le centre catalytique d’un tel système est

confiné à l’intérieur d’une structure organique qui restreint son accessibilité.

L’étude a été mise en œuvre avec le macrocycle 143 et le cuivre [Cu(CH3CN)4]PF6 afin de

réaliser une réaction de CuAAC au sein de la cavité du macrocycle.


147

Des travaux préliminaires effectués sur des rotaxanes ont permis de confirmer que la réaction

a bien lieu dans la cavité du macrocycle et que ce dernier devrait donc jouer un rôle important

pour la discrimination des substrats.

Le processus de tri catalytique a ensuite été mis en œuvre, en discriminant les fonctions

alcynes dans un premier temps. La différence de cinétique observée a pu être corrélée avec les

résultats décrits dans la littérature, et l’influence du macrocycle s’est avérée mineure.

La discrimination des fonctions azotures, dont la réactivité dans le cadre d’un couplage

CuAAC a été peu étudiée, a alors été explorée. Après avoir constaté l’incidence mineure de la

longueur de chaîne et des interactions aromatiques, une expérience a permis de dévoiler

l’importance de la fonction éther pour le phénomène de reconnaissance. Au cours de cet essai,

la présence du macrocycle a permis d’inverser le rapport obtenu avec la réaction de contrôle.

Les résultats obtenus au cours des différentes expériences nous ont permis de formuler une

hypothèse permettant d’expliquer ces observations. Ce postulat fait intervenir l’existence

d’une liaison hydrogène entre la fonction éther du substrat et l’un des carbamates du

macrocycle. D’autres expériences devront toutefois être réalisées afin de confirmer cette

hypothèse.

Des travaux ultérieurs pourront s’intéresser à la conception de macrocycles décorés de têtes

de reconnaissances, telles qu’un motif uracile, afin d’améliorer le phénomène de tri et de

développer des enzymes artificielles élaborées.

Les différents projets présentés ici ont permis d’élargir le panel de fonctionnalités

développées pour les rotaxanes. De manière intéressante, les macrocycles qui ont été

synthétisés possèdent tous un squelette similaire, et la modification d’un seul élément a

permis de concevoir des systèmes aux propriétés très différentes.

Cette observation laisse présager de l’avenir des molécules entrelacées, dont les propriétés

émergentes permettent de développer des systèmes aux fonctionnalités extrêmement variées.


148

Partie expérimentale


150


151

1. Généralités

1.1. Atmosphère inerte

Sauf mention contraire, les réactions sont réalisées sous atmosphère inerte.

1.2. Réactifs chimiques et solvants

Les réactifs commerciaux proviennent de chez Sigma-Aldrich (Saint Quentin Fallavier,

France), Fluka (division de Sigma-Aldrich, Saint Quentin Fallavier, France), Acros Organics

(Halluin, France) ou Alfa-Aesar (Schitigheim, France) et n’ont pas subi de traitement ou de

purification particulière avant d’être utilisés.

Les solvants anhydres, achetés chez Sigma-Aldrich et Fluka, sont stockés sur tamis

moléculaire et sous atmosphère d’azote. Le THF est fraîchement distillé sur sodium, en

présence de benzophénone, sous atmosphère d’azote.

Sauf mention contraire, les solvants utilisés pour les réactions sont de qualité HPLC et

proviennent de chez Sigma-Aldrich.

1.3. Suivi des réactions et purification

L’avancement des réactions et la pureté des produits ont été contrôlés par chromatographie

sur couche mince de silice (CCM) déposée sur plaque d’aluminium (plaques commerciales

MACHEREY-NAGEL ALUGRAM® SIL G/UV254, 0,2 mm de gel de silice 60). Les tâches

ont été visualisées sous une lampe UV de 254 nm, et/ou en plongeant la plaque dans une

solution éthanolique d’acide phosphomolybdique, dans une solution aqueuse de permanganate

de potassium ou dans une solution éthanolique de ninhydrine, avant d’être chauffées au

décapeur thermique.

Les colonnes de flash chromatographie ont été montées en utilisant un gel de silice MERK 60

(15-40 m) comme phase stationnaire. Les chromatographies flash automatiques désignent

des chromatographies sur colonne qui ont été réalisées avec un appareil REVELERIS® iES

équipé de détecteurs UV et ELSD, et en utilisant des cartouches flash de silice 40 m,

Resolv® ou Reveleris®.


152

Dans certains cas, des plaques préparatives de silice ont été utilisées pour la purification des

produits. Ces plaques ont été préparées au laboratoire, en utilisant le gel de silice Merck

Kieselgel 60 F254).

1.4. Analyse des composés synthétisés

Les spectres RMN du 1H et du 13C ont été enregistrés à 400 et 100 MHz, respectivement, sur

un spectromètre BRUKER 400 AVANCE III Plus. Les spectres 1H et 13C des composés 89,

57 (rotaxol) et 60 ont été enregistrés à 500 et 125 MHz sur un appareil Bruker équipé d’une

cryosonde TXI-1H-13C-15N (5mm), à la plate-forme PRISM de l’Université de Rennes.

Les spectres RMN du 19F ont été enregistrés à 376 MHz et les déplacements chimiques ( )

sont calculés en prenant pour référence l’étalon externe de l’appareil, l’hexafluorobenzène.

Les déplacements chimiques sont rapportés en partie par million (ppm) du haut champ vers le

bas champ, en prenant comme référence le pic résiduel du solvant deutéré utilisé (CDCl3,

CD2Cl2, DMSO-d6, MeOD). Les constantes de couplages (J) sont exprimées en hertz (Hz).

L’attribution des signaux a été réalisées à l’aide de séquence mono- et bidimensionnelles

(DEPT 135, COSY H-H, HSQC, HMBC). Les abréviations suivantes ont été utilisées pour

décrire la multiplicité des signaux :

s : singulet sl : singulet large

d : doublet m : massif

t : triplet mult. : multiplet

q : quadruplet dd : doublet dédoublé

qt : quintuplet

qdt : quadruplet de triplets

td : triplet dédoublé

Les points de fusion (Pf) ont été mesurés avec un appareil BÜCHI Melting Point B-545.

Les spectres de masse haute résolution (SMHR) ont été réalisés en infusion directe au Centre

Régional de Mesures Physiques de l’Ouest (CRMPO) de l’Université de Rennes, à l’Institut

de Chimie Organique et Analytique (ICOA) de l’Université d’Orléans ou à l’Institut de

Chimie des Milieux et des Matériaux de Poitiers (IC2MP) de l’Université de Poitiers, sur des

spectromètres haute résolution ESI Q-Tof 2, Waters ; Q-Tof MaXis, Bruker ; LC-QTof

MaXis Impact, Bruker, respectivement.


153

1.5. Analyse et purification par HPLC

Le suivi des réactions, et l’analyse par HPLC de certains produits ont été réalisé sur un

appareil HPLC DIONEX Ultimate 3000 équipé d’un détecteur UV/Visible à longueur d’onde

variable et d’une colonne chromatographique phase-inverse Acclaim® (120, C18, 250x4,6

mm, 5 m, 120 Å) dans un compartiment thermostaté à 30°C. L’intégration a été réalisée

grâce au logiciel Chromeleon version 6.80 SP1 Build 2238. Les éluants utilisés sont A (H2O +

TFA 0,2%) et B (ACN), et les chromatogrammes sont enregistrés à 254 nm. Une seule

méthode a été utilisée pour le suivi réactionnel et l’analyse des produits :

Programme rotaxanation : Gradient linéaire A/B 80/20 à 0/100 en 30 minutes

Débit : 1 mL.min-1

Les purifications par HPLC semi-préparative ont été effectuées avec un système VWR

LaPrep équipé d’un spectrophotomètre LaPrep P314, d’une pompe préparative LaPrep P110

et d’une colonne semi-préparative ACE® C18-AR (100x10 cm, 5 m) à température

ambiante. La méthode est identique à celle de la HPLC analytique, hormis le débit qui passe

de 1 mL.min-1 à 4 mL.min-1. Les éluants utilisés sont A (H2O) et B (ACN).

Les expériences LC/MS sont réalisées sur un système UHPLC Accela, couplé à un

spectromètre de masse haute résolution hybride Q-Exactive. Une colonne Acclaim® (120,

C18, 250x4,6 mm, 5 m, 120 Å) à 30°C a été utilisée pour la séparation, après injection de 20

μL d’échantillon. L’élution a lieu à un débit de 0,5 mL.min-1 et l’effluent de colonne passe à

travers un détecteur PDA Accela avant d’être introduit dans la source d’ionisation par

electrospray (ESI) du spectromètre de masse. Les analyses des données ont été effectuées

avec le logiciel Xcalibur.


154

2. Hydrolyses enzymatiques

Hydrolyse enzymatique du composé 88

Le composé 88 a été incubé à 37°C dans du tampon phosphate (0,02M ; pH = 7) contenant

10% de DMSO, à une concentration de 0,1 mg.mL-1. 48 unités (48 U.mL-1 ; 1046 U. mol-1)

de -galactosidase (Escherichia Coli E.C. 3.2.1.23, 768 unités/mg de protéine (biuret), en

suspension à 50% dans le glycérol, pH 7,3) ont été additionnées en quatre fois, à 40 minutes

d’intervalle, et la composition du mélange a été suivie par HPLC (programme rotaxanation).

Programme rotaxanation 88 110

Temps de rétention (minutes) 20,50 23,03

Hydrolyse enzymatique du composé 110


10% de DMSO, à une concentration de 0,1 mg.mL-1. 20 unités (20 U.mL-1, 253 U. mol-1)

d’estérase (esterase from porcine liver E.C. 3.1.1.1, 150 unités/mg de protéine (biuret), en

suspension à 3,2 mol.L-1 dans le sulfate d’ammonium, pH 8) ont été ajoutés en une fois, et la

composition du mélange a été suivie par HPLC (programme rotaxanation).

Programme rotaxanation 110 Acide 113


Stabilité du Rotaxane 88


10% de DMSO, à une concentration de 0,1 mg.mL-1. 20 unités (20 U.mL-1, 435 U. mol-1)

d’estérase (esterase from porcine liver E.C. 3.1.1.1, 150 unités/mg de protéine (biuret), en

suspension à 3,2 mol.L-1 dans le sulfate d’ammonium, pH 8) ont été ajoutés en une fois, et la

composition du mélange a été suivie par HPLC (programme rotaxanation).

Programme rotaxanation 88 Acide 113



155

Hydrolyse enzymatique du rotaxol

Le rotaxol a été incubé à 37°C dans du tampon phosphate (0,02M ; pH = 7) contenant 10% de

DMSO, à une concentration de 0,5 mg.mL-1. 60 unités (60 U.mL-1 ; 750 U. mol-1) de -

galactosidase (Escherichia Coli E.C. 3.2.1.23, 768 unités/mg de protéine (biuret), en

suspension à 50% dans le glycérol, pH 7,3) ont été ajoutés en une fois, et la composition du

mélange a été suivie par HPLC (programme rotaxanation).

Programme rotaxanation Rotaxol Fil 60


Hydrolyse enzymatique du Fil 60

Le composé 60 est incubé à 37°C dans du plasma de rat fraîchement collecté, à une

concentration de 0,1 mg.mL-1. La composition du mélange est suivie par HPLC. Pour chaque

injection, 50 L de solution sont prélevés, et 100 L de MeOH sont ajoutés afin de faire

précipiter les protéines du plasma. Après centrifugation, le surnageant est injecté en HPLC

(programme rotaxanation).

Programme rotaxanation Fil 60 Taxol®


Stabilité du rotaxol

Le rotaxol est incubé à 37°C dans du plasma de rat fraîchement collecté, à une concentration

de 0,1 mg.mL-1. La composition du mélange est suivie par HPLC. Pour chaque injection, 50

L de solution sont prélevés, et 100 L de MeOH sont ajoutés afin de faire précipiter les

protéines du plasma. Après centrifugation, le surnageant est injecté en HPLC (programme

rotaxanation).

Programme rotaxanation Rotaxol Taxol®



156

3. Modes opératoires

Notons que certains des rotaxanes synthétisés n’ont pas été obtenus dans des quantités

suffisantes pour pouvoir réaliser une analyse RMN du 13C exploitable.

Composé Page Composé Page Composé Page

23 157 94 183 140 206

Rotaxol 57 158 97 184 141 208

60 161 99 184 142 209

62 163 100 185 143 211

64 164 101 186 144 212

65 165 103 187 147 213

66 166 104 188 148 214

67 167 105 189 150 215

68 168 107 190 151 216

71 169 110 191 155 217

72 170 114 192 156 218

74 170 115 193 162 218

75 171 116 194 163 219

77 172 117 195 164 220

80 173 118 196 182 221

81 174 120 197 184 221

85 175 121 198 185 222

86 176 122 199 186 223

88 177 124 200 187 224

89 178 125 201 188 225

90 180 134 203 189 225

91 181 135 204 190 226

92 182 136 205 191 227


157

Préparation du composé 23 : 1-(prop-2-ynyloxy)-4-(tris(4-tert-butylphenyl)methyl)benzene

Oa1

a2

a3a4

a5

Dans le DMF (38 mL), l’alcool 72 (2,0 g ; 3,96 mmol ; 1 éq.) est dissous avant d’ajouter une

solution de bromure de propargyle à 80% dans le toluène (0,63 mL ; 5,94 mmol ; 1,5 éq.) et le

K2CO3 (2,76 g ; 19,8 mmol ; 5 éq.). Le mélange est porté à 80°C pendant 24 heures, puis le

brut est dilué dans l’eau et extrait trois fois avec du DCM. La phase organique est séchée sur

MgSO4, filtrée et évaporée, et le solide obtenu est trituré dans un mélange ACN/CHCl3 (95/5)

avant d’être filtré pour obtenir le produit 23 (1,23 g ; 2,27 mmol ; 57%) sous la forme d’un

solide blanc, sans purification.

Description du produit

Formule Brute : C40H46O

M = 542,79 g.mol-1

Rf = 0,6 (EP/DCM 80/20)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,30 (s, 27H, Ha5) ; 2,51 (t, J = 2,4 Hz, 1H, Ha1) ;

4,67 (d, J = 2,4 Hz, 2H, Ha2) ; 6,84 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ha3) ; 7,06-7,12 (m, 8H, Haro) ; 7,22-

7,24 (m, 6H, Haro).

SMHR (ESI) : [M+NH4]+ (m/z) calculé = 560,3887 (m/z) trouvé = 560,3888

Analyses complémentaires disponibles.29


158

Préparation du rotaxol (rotaxane 57)

g9

g8

g4

g5g6 g7

g2g3

e1

e2

e3e4

e5e6

g1f1 f2

f3 f4

f5

f6

f7

c1

c2

c3

c4

c5

c6

c7

c8

c9a1a2

a3

a8

b1

b2 b3

b4

b5

b6

b7b8

b9b10

b11

b12

d1 d2

d3

12

3

4

5 6

7

8

9

1011

1213

1415

16

17

18

19

20

1'

2'

3'

h1

h2

h3h4h5h6

a4a5

a6 a7

i1 i2

i3i4

i5

i6

i7

i8

i9

i10

i1

1O

NHO

OO

OAc

O

OH

O

OO H

OO

HO

ONN

NNH

O

N

NN

O

OHO

HOOH

O

OH

O

OHO

HOOH

O

OH

O

O

N

NNO

O

O

N

O O

NH NHO

O

O

O

NH

OONO2

O

HO

HO

OH

O

HO

Afin d’assurer un rendement de rotaxanation optimal, il est nécessaire de dégazer les solvants

utilisés.

Le composé macrocyclique 89 (10 mg ; 11,0 mol ; 1 éq.) et le [Cu(CH3CN)4](PF6) (3,7 mg ;

9,9 mol ; 0,9 éq.) sont introduits dans le tube de schlenk contenant le DCM (0,2 mL) et le

MeOH (0,05 mL).

Afin d’assurer une bonne complexation du cuivre au sein de la cavité de la molécule

macrocyclique, ces deux composés sont agités à température ambiante pendant 4 heures avant

d’ajouter le demi-fil hydrophile 115 (49,2 mg ; 43,9 mol ; 4 éq.) dans un mélange

DCM/MeOH 4/1 (0,25 mL) et le bouchon Taxol® 114 (41,6 mg ; 43,9 mol ; 4 éq.).

Après 45 heures de réaction à température ambiante, le mélange n’évolue plus et le cuivre est

alors décomplexé en ajoutant une solution saturée d’EDTA et en agitant le mélange pendant

une heure.

Les phases sont ensuite séparées et la phase aqueuse est extraite à cinq reprises par une

solution DCM/MeOH 9/1. Les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4,

filtrées et concentrées. Le résidu est repris dans un minimum de MeOH et centrifugé, afin

d’éliminer les impuretés insolubles.

La solution surnageante est purifiée par HPLC semi-préparative et permet la séparation du

rotaxol (9,0 mg ; 3,0 mol ; 27%) et du composé macrocyclique 89 (4,5 mg). Le rotaxane 57


159

est obtenu en mélange de diastéréoisomères mécaniques sous la forme d’un solide blanc après

lyophilisation.

En corrigeant le rendement en rotaxane avec la quantité de molécule macrocyclique

récupérée, on obtient un rendement c = 52% après HPLC semi-préparative.


Formule Brute : C148H176N16O50

M = 2979,06 g.mol-1

RMN 1H (500 MHz, MeOD) (ppm) : 1,09-1,14 (m, 6H, 3H16, 3H17) ; 1,46-1,56 (m, 3H,

3Hb9) ; 1,65 (m, 3H, 3H19) ; 1,74-2,04 (m, 13H, 2H14, 3Hi11, 2Hd2, 2Hb11, 2Hh2, 2Hh3) ; 2,11 (s,

3H, 3H18) ; 2,29-2,36 (m, 2H, 2Hb10) ; 2,40-2,41 (m, 3H, 3Hi10) ; 2,46-2,49 (m, 2H, 2H6) ;

2,57-2,70 (m, 2H, 2Hh4) ; 3,10-3,28 (m, 7H, 5Hglucose, 2Hd1) ; 3,35-3,38 (m, 3H, 3Hglucose) ;

3,57-3,60 (m, 14H, 1He3, 1He4, 12HCH2 PEG) ; 3,63-3,70 (m, 4H, 2Ha8, 2HCH2 PEG) ; 3,72-3,76

(m, 2H, 2He6) ; 3,82-3,91 (m, 9H, 1H3, 2HCH2 PEG, 4Ha1, 1He2, 1He5) ; 3,94-3,98

(m, 2H, 2Ha8) ; 4,19 (s, 2H, H20) ; 4,28 (d, J = 7,8 Hz, 2H, Ha3) ; 4,33-4,59 (m, 15H, 2Hd3,

4Ha2, 1H7, 4Hc4, 4Hc5) ; 4,98-5,03 (m, 2H, He1, H5) ; 5,11-5,21 (m, 10H, 4Hb3, 4Hg8, 2Hf1) ;

5,46-5,49 (m, 1H, H2’) ; 5,62-5,64 (m, 1H, H2) ; 5,84-5,86 (m, 1H, H3’) ; 6,03-6,07 (m, 1H,

H13) ; 6,41-6,44 (m, 1H, H10) ; 6,87-7,09 (m, 15H, 4Hb6, 4Hc7, 4Hb5, 1Hg6, 2Hi5) ; 7,25-7,27

(m, 2H, 1Hg4, 1Hi1) ; 7,41-7,61 (m, 16H, 1Hi4, 1Hf6, 2Hi8, 1Hf7, 2Hc2, 1Hg3, 4Hc8, 2Hi3, 2Hi2) ;

7,66-7,67 (m, 1H, 1Hh6) ; 7,68-7,69 (m, 1H, 1Hi7) ; 7,78-7,85 (m, 3H, 2Hi6, 1Hf3) ; 8,09-8,12

(m, 5H, 2Hb1, 2Hi9, 1Hc1).

RMN 13

C (125 MHz, MeOD) (ppm) : 10,5 (C19) ; 15,0 - 15,3 (dias Ci11) ; 20,8 – 20,9 (dias

C18) ; 22,4 (C17) ; 23,3 (Ci10) ; 25,1 – 25,2 (dias Ch4) ; 25,6 (CCH2) ; 27,0 (C16) ; 28,3 (Cb9) ;

30,7 (CCH2) ; 33,0 (CCH2) ; 33,6 – 33,7 (C6, Cb11) ; 36,5 (Cquat. Taxol, CCH2) ; 37,5 (Cd1, C14) ;

38,6 (Cb10) ; 44,6 (Cquat. Taxol) ; 45,8 (Cb8) ; 47,9 (C3) ; 49,0 (Cd3) ; 51,5 (Ca2) ; 55,3 – 55,4 (dias

C3’) ; 59,2 – 59,3 (dias Cquat. Taxol) ; 62,4 (Ce6, Cb3) ; 62,7 (CCH2 PEG) ; 64,9 -66,5 (2Cg8) ; 69,7

(Ca8) ; 70,1 (Ce4) ; 70,3 (Ca1) ; 71,3 (3CCH2 PEG) ; 71,6 (Cglucose) ; 72,0 (Ce2) ; 72,4 (C7) ; 73,0

(C13) ; 73,1 – 73,9 – 74,0 (Cc4, Cc5, Cf1) ; 74,8 (Ce3) ; 75,0 (Cglucose) ; 75,9 (C2’) ; 76,3 (C2) ;

76,8 (C10) ; 77,3 – 77,5 (Ce5, C20) ; 78,0 – 79,0 (2Cglucose) ; 82,3 (Cquat. Taxol) ; 85,9 (C5) ; 103,1

(Ce1) ; 104,4 (Ca3) ; 115,4 (Cb6) ; 119,0 (Cf6) ; 120,0 (Cc7) ; 123,6 – 123,7 (Cg3, Cc2, Ch6) ;

125,9 (Cf3) ; 126,2 (Cb1) ; 128,6 (Ci4, Ci6) ; 129,5 – 129,6 – 129,7 (Cg4, Cg6, Ci1, Ci2, Ci5, Cb5) ;

130,1 – 130,2 (Cc8, Cquat. Aro Taxol) ; 131,2 (Ci9) ; 131,4 (Cquat. Aro Taxol) ; 132,3 – 132,8 – 132,9


160

(Cc6, Cc9, Cg2, Cf2) ; 133,0 (Ci3) ; 134,7 (Cf7, Ci7) ; 134,9 (Ci8) ; 135,5 – 138,4 – 139,1 –

139,7 – 141,8 – 142,4 – 148,0 – 151,2 (Cg5, Cg7, Cf4, Cf5, Ch5, Cb7, C11, C12, Cquat. Aro Taxol) ;

143,1 (Cc1) ; 145,0 (Cb2) ; 155,5 – 155,6 – 156,8 – 159,4 (Cc3, Cg1, Cg9) ; 157,7 (Cb4) ; 176,4

(Cb12) ; 167,7 – 170,5 – 170,9 – 171,4 – 171,7 – 174,1 (Ch1, [2CC=O acétate, 2CC=O esters, CC=O

amide]Taxol) ; 205,2 (C9).

Bleu : signal issu du Macrocycle Rouge : signal issu du fil

SMHR (ESI) : [M+H]+ (m/z) calculé = 2978,1721 (m/z) trouvé = 2978,1807

Tr (HPLC, programme rotaxanation) : 15,87 minutes

Figure 126 - Spectre de masse du rotaxol.

C:\Users\...\06-02-2014\rb186-t4h00min 06/02/2014 17:58:45run de 32 min

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200 400 600 800 1000 1200 1400 1600 1800 2000

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

993,73035z=3

1490,09290z=2


161

Préparation du fil 60

a1a2

a3

a8

b1

b2 b3

b4

b5

b6

b7b8

b9b10

b11

b12

d1 d2

d3

12

3

4

5 6

7

8

9

1011

1213

1415

16

17

18

19

20

1'

2'

3'

h1

h2h3

h4

h5h6

O

NHO

OO

OAc

O

OH

O

OO H

OO

HO

ONN

NNH

O

N

NN

O

OHO

HOOH

O

OH

O

OHO

HOOH

O

OH

O

O

N

NNO

O

O

a4a5

a6 a7

i1 i2

i3i4

i5

i6

i7

i8

i9

i10

i11

Le demi-fil hydrophile 115 (22 mg ; 18,7 mol ; 1 éq.) et le demi-fil Taxol® 114 (17,7 mg ;

18,7 mol ; 1 éq.) sont mis en présence de [Cu(CH3CN)4](PF6) (6,3 mg ; 16,8 mol ; 0,9 éq.)

dans un mélange DCM/MeOH 83/17 (0,8 mL). La solution est agitée quatre jours à

température ambiante, puis une solution saturée d’EDTA est ajoutée afin d’éliminer le cuivre.

La solution obtenue est extraite cinq fois avec du chloroforme, et les phases organiques sont

rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées.

Le résidu récupéré est refiltré dans un minimum de MeOH afin d’éliminer les impuretés

insolubles et le filtrat est purifié par HPLC semi-préparative pour obtenir le fil 60 (2,3 mg ;

1,1 mol ; 6%) sous la forme d’un solide blanc après lyophilisation.



M = 2067,20 g.mol-1

RMN 1H (500 MHz, MeOD) (ppm) : 1,12 – 1,13 (2s, 6H, H16, H17) ; 1,56 (s, 3H, Hb9) ;

1,65 (s, 3H, H19) ; 1,80-2,01 (m, 13H, 2Hd2, 2Hb11, 2H14, 4HCH2, 3Hi11) ; 2,15 (s, 3H, H18) ;

2,32-2,36 (m, 2H, Hb10) ; 2,39 (s, 3H, Hi10) ; 2,46-2,49 (m, 2H, H6) ; 2,69-2,73 (m, 2H, HCH2) ;

3,11 (t, J = 6,7 Hz, 2H, Hd1) ; 3,17-3,37 (m, 8H, 8Hglucose) ; 3,58-3,69 (m, 16H, 2Ha8, 14HCH2

PEG) ; 3,80-3,85 (m, 3H, H3, 2HCH2 PEG) ; 3,88 (t, J = 5,0 Hz, 4H, Ha1) ; 3,94-3,98 (m, 2H,

2Ha8) ; 4,18 (s, 2H, H20) ; 4,27 (dd, J = 7,8 Hz, J = 0,6 Hz, 2H, Hglucose) ; 4,32-4,35 (m, 3H,

H7, 2Hd3) ; 4,59 (t, J = 5,0 Hz, 4H, Ha2) ; 5,00 (m, 1H, H5) ; 5,13 (s, 4H, Hb3) ; 5,46 (d,


162

J = 6,5 Hz, 1H, H2’) ; 5,64 (d, J = 7,2 Hz, 1H, H2) ; 5,84 (d, J = 6,5 Hz, 1H, H3’) ; 6,06 (t,

J = 9,1 Hz, 1H, H13) ; 6,45 (s, 1H, H10) ; 6,91 (d, J = 8,6 Hz, 4H, Hb6) ; 7,10 (d, J = 8,6 Hz,

4H, Hb5) ; 7,25 (t, J = 7,4 Hz, 1H, Hi1) ; 7,40-7,44 (m, 4H, Hi2, Hi5) ; 7,49-7,52 (m, 3H, Hi3,

Hi4) ; 7,59 (t, J = 7,7 Hz, 2H, Hi8) ; 7,66-7,69 (m, 1H, Hi7) ; 7,71 (s, 1H, Hh6) ; 7,78-7,80 (m,

2H, Hi6) ; 8,10-8,12 (m, 4H, Hi9, Hb1).

RMN 13

C (125 MHz, MeOD) (ppm) : 10,5 (C19) ; 15,0 (Ci11) ; 20,8 (C18) ; 22,4 (C17) ; 23,3

(Ci10) ; 25,2 (CCH2) ; 25,6 (CCH2) ; 26,1 (CCH2) ; 26,9 (C16) ; 28,3 (Cb9) ; 31,0 (CCH2) ; 33,1

(Cb11) ; 33,6 (C6) ; 34,7 (CCH2) ; 36,4 (Cquat. Taxol) ; 37,5 (Cd1) ; 38,6 (Cb10) ; 44,6 (Cquat. Taxol) ;

45,8 (Cb8) ; 47,9 (C3) ; 48,8 (Cd3) ; 51,5 (Ca2) ; 55,3 (C3’) ; 59,2 (Cquat. Taxol) ; 62,3 (Cb3) ; 62,7

(CCH2 PEG) ; 69,7 (Ca8) ; 70,3 (Ca1) ; 71,3 – 71,4 (3CCH2 PEG) ; 71,6 (Cglucose) ; 72,3 (C7) ; 72,9

(C13) ; 75,0 (Cglucose) ; 75,9 (C2’) ; 76,2 (C2) ; 76,8 (C10) ; 77,4 (C20) ; 77,9 – 78,0 (2Cglucose) ;

82,2 (Cquat. Taxol) ; 85,9 (C5) ; 104,4 (Ca3) ; 115,4 (Cb6) ; 123,8 (Ch6) ; 126,3 (Cb1) ; 128,6 –

128,7 (Ci4, Ci6) ; 129,5 – 129,6 – 129,7 (Ci1, Ci2, Ci5, Cb5) ; 130,1 (Cquat. Aro Taxol) ; 131,2 (Ci9) ;

131,4 (Cquat. Aro Taxol) ; 132,9 (Ci3) ; 134,7 (Ci7) ; 134,9 (Ci8) ; 135,5 – 138,4 – 142,4 – 143,1

(Cquat. Aro Taxol, C11, C12, Cb7) ; 144,9 (Cb2) ; 148,0 (Ch5) ; 157,7 (Cb4) ; 167,6 – 170,5 – 170,6 –

171,3 – 171,6 – 174,0 (Ch1, [2CC=O acétate, 2CC=O esters, CC=O amide]Taxol) ; 176,4 (Cb12) ; 205,2

(C9).



Nous remercions la plate-forme PRISM (Rennes, FRANCE) pour sa contribution dans la

réalisation des présents travaux.


163

Préparation du rotaxane 62

O

HN

O

N

O

NH

O

OO

O

NN

NO

NH

O

O

a1a2a3

a4

a5

b1

b2

b3

b4b5

b6b7

b8

c1

c2

c3 c4

c5

c6

c7

c8

c9

d1

d2

d3

d4 d5 d6d7

d8

d9

d10

d11

d12

H

H

H

d1'

Les composés 65 (54 mg ; 85 mol ; 1 éq.), 23 (230 mg ; 0,42 mmol ; 5 éq.) et 66 (249 mg ;

0,42 mmol ; 5 éq.) sont mis en solution dans le DCM (2,1 mL) et le [Cu(CH3CN)4](PF6) (35

mg ; 94 mol ; 1,1 éq.) est ajouté. Le mélange est agité pendant 41 heures à température

ambiante, puis le cuivre est décomplexé en ajoutant une solution saturée d’EDTA. Les phases

obtenues sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les phases

organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une purification par

chromatographie flash automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 0/100) permet

d’isoler le rotaxane 62 (75 mg ; 42 mol ; 50%) en mélange d’énantiomères mécaniques sous

la forme d’un solide blanc.



M = 1769,30 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,32 – 1,35 (2s, 54H, 27Hb1, 27Ha5) ; 1,95 (sl, 2H,

Hb7) ; 3,49 (sl, 2H, Hb6) ; 4,16-4,47 (m, 12H, 2Hb8, 2Ha2, 4Hc4, 4Hc5) ; 4,70 (d, J = 5,7 Hz, 2H,

Hd3) ; 4,95-5,20 (m, 4H, Hd11) ; 5,26 (dd, Jcis = 10,4 Hz, Jgem = 1,3 Hz, 1H, Hd1’) ; 5,40 (dd,

Jtrans = 17,3 Hz, Jgem = 1,3 Hz, 1H, Hd1) ; 5,99-6,08 (m, 2H, Hd2, HNH carbamate) ; 6,45-6,47 (m,

4H, 2Ha3, 2Hb5) ; 6,57-6,61 (m, 2H, Hd6, HNH carbamate) ; 6,70 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Hb4) ; 6,81 (d,

J = 8,5 Hz, 2H, Hc2) ; 6,91-6,92 (m, 2H, Hc1, Hd7) ; 6,99 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ha4) ; 7,18-7,46

(m, 33H, 12Hb2, 12Hb3, 4Hc7, 4Hc8, Hd9) ; 7,55 (s, 1H, Ha1) ; 8,53 (sl, 1H, HNH carbamate).


164

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 29,9 (Cb7) ; 31,5 – 31,6 (Ca5, Cb1) ; 34,6 (Cquat. tBu) ;

47,4 (Cb8) ; 60,9 (Ca2) ; 63,3 (1Cd11) ; 63,5 – 63,6 (2Cquat. trityl) ; 64,2 (Cb6) ; 66,3 (Cd3) ; 66,5

(1Cd11) ; 72,5 – 72,6 (Cc4, Cc5) ; 113,3 (Cd2) ; 113,6 (Ca3) ; 117,9 (Cc2) ; 118,2 (Cd1) ; 118,7

(Cb5) ; 120,1 – 123,9 – 124,8 – 130,7 – 131,8 (Cb2, Cb3, Cc7, Cc8, Cd9) ; 129,5 – 129,7 (Cb4,

Cc1) ; 131,5 (Cd6) ; 132,0 (Ca4) ; 132,7 (Ca1) ; 133,3 (Cd2) ; 137,4 – 137,7 (Cc6, Cc9, Cd5, Cd10) ;

138,0 (Cd8) ; 139,9 – 140,2 (Cquat. aro. trityl) ; 143,8 (Cquat. triazole) ; 145,1 – 145,3 (Cquat. aro. trityl) ;

148,5 – 148,7 (Cquat. aro. trityl) ; 153,0 – 154,1 – 155,8 – 156,5 (Cc3, Cd12, Cd4, Cquat. aro. trityl).


Préparation du composé 64

ON

NN

O

b2

b3

b4b5b6b7

b8a1a2

a3

b1

Les composés 23 (36 mg ; 0,07 mmol ; 1 éq.) et 66 (39 mg ; 0,07 mmol ; 1 éq.) sont mis en

présence de [Cu(CH3CN)4](PF6) (5 mg ; 0,01 mmol ; 0,2 éq.) dans le DCM (1,0 mL). Le

mélange est agité 24 heures à température ambiante, puis le cuivre est éliminé en lavant le

brut réactionnel avec une solution saturée d’EDTA. Les phases sont séparées et la phase

aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les phases organiques sont rassemblées, séchées

sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une purification par plaque préparative (éluant EP/AcOEt

70/30) permet d’obtenir le composé 64 (59 mg ; 0,05 mmol ; 79%) sous la forme d’un solide

blanc.



M = 1130,63 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,30 (s, 54H, Hb1) ; 2,38 (m, 2H, Hb7) ; 3,95 (t,

J = 5,7 Hz, 2H, Hb6) ; 4,58 (t, J = 6,9 Hz, 2H, Hb8) ; 5,16 (s, 2H, Ha2) ; 6,75 (d, J = 9,0 Hz,


165

2H, Hb5) ; 6,85 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ha3) ; 7,13-7,15 (m, 16H, Hb3, Hb4) ; 7,24-7,26 (m, 12H,

Hb2) ; 7,67 (s, 1H, Ha1).


Préparation du macrocycle 65

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

c1

c2c3

c4c5c6

c7c8

c9

d12

d11

d8

d7

d6

d10

d9

d1

d2

d3d4

d5

HH

Hd1'

A une solution du composé 68 (69 mg ; 0,12 mmol ; 1 éq.) dans le DMF (1,5 mL), la dianiline

67 (100 mg ; 0,29 mmol ; 2,3 éq.) et HOBt (15 mg ; 0,12 mmol ; 1 éq.) sont ajoutés.

Après 4 heures d'agitation à température ambiante, le dicarbonate 68 a totalement disparu

(suivi CCM du brut réactionnel, éluant DCM/MeOH 98/2) au profit de la formation du

composé linéaire 87. La réaction est diluée par le DMF (119 mL) afin de se placer dans des

conditions de grande dilution pour l'étape de cyclisation. Après 50 heures d'agitation à

température ambiante, le suivi de la réaction par HPLC révèle une consommation totale de

l'intermédiaire linéaire 87 et le formation du macrocycle 65. Le DMF est évaporé et le brut

réactionnel est purifié par plaques préparatives (éluant DCM/MeOH 97/3). La molécule

macrocyclique 65 (40 mg ; 0,06 mmol ; 51%) est obtenue sous la forme d’un solide blanc.



M = 638,67 g.mol-1

Rf = 0,2 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 4,38 – 4,40 (2s, 4H, Hc4) ; 4,49 – 4,50 (2s, 4H, Hc5) ;

4,66 (d, J = 5,7 Hz, 2H, Hd3) ; 5,12 – 5,14 (2s, 4H, Hd11) ; 5,27 (dd, Jcis = 10,5 Hz,

Jgem = 1,4 Hz, 1H, Hd1’) ; 5,38 (dd, Jtrans = 17,1 Hz, Jgem = 1,4 Hz, 1H, Hd1) ; 6,01 (qdt,


166

Jtrans = 17,1 Hz, Jcis = 10 Hz, 3J(CH2) = 5,7 Hz, 1H, Hd2) ; 6,98 (sl, 1H, HNH carbamate) ; 7,14-7,21

(m, 9H, 4Hc7, 4Hc8, Hd6) ; 7,29 (d, J = 7,7 Hz, 2H, Hc2) ; 7,35 (dd, J1 = 8,4 Hz, J2 = 1,9 Hz,

1H, Hd7) ; 7,48 (d, J = 1,9 Hz, 1H, Hd9) ; 7,66 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hc1) ; 7,74 (sl, 1H,

HNH carbamate).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 66,5 (Cd11, Cd3) ; 72,1 – 72,2 (Cc4, Cc5) ; 118,4

(Cd1) ; 119,1 (Cd6) ; 121,2 (Cc2) ; 129,7 – 129,8 (Cc7, Cc8) ; 130,6 (Cd7) ; 131,8 (Cd9) ; 133,4

(Cc6, Cc9, Cd5, Cd10) ; 133,9 (Cd2) ; 137,6 (Cc1) ; 138,1 (Cd8) ; 153,7 (Cd12) ; 154,3 (Cd4) ; 158,2

(Cc3).



Préparation du composé 66 : 1-(prop-2-ynyloxy)-4-(tris(4-tert-butylphenyl)methyl)benzene

O N3

Dans le DMF (38 mL), l’alcool 72 (2,1 g ; 4,14 mmol ; 1,1 éq.) et le composé 75 (960 mg ;

3,76 mmol ; 1 éq.) sont dissous avant d’ajouter le K2CO3 (2,59 g ; 18,8 mmol ; 5 éq.). Le

mélange est porté à 70°C pendant 24 heures, puis le brut refroidi est dilué dans l’eau et extrait

trois fois à l’acétate d’éthyle. La phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée, et

le solide obtenu est solubilisé dans un minimum de DCM avant d’ajouter un grand volume de

MeOH afin de faire précipiter le produit. Après filtration, le composé 66 (1,87 g ; 3,18 mmol ;

85%) est obtenu sous la forme d’un solide blanc, sans purification.


Formule Brute : C40H49N3O

M = 587,84 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/DCM 80/20)


167

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,30 (s, 27H, HtBu) ; 2,04 (qt, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) ;

3,51 (t, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) ; 4,02 (t, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) : 6,76 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Haro) ;

7,07-7,10 (m, 8H, Haro) ; 7,21-7,24 (m, 6H, Haro).




c1

c2

c3 N

O O

c4

c5

c6

NH2 NH2

c7

c8

c9

A une solution de diazoture 81 (1g ; 2,5 mmol ; 1 éq.) dans le THF anhydre (74 mL) refroidie

à 0°C, Me2PPh (1,06 mL ; 7,4 mmol ; 3 éq.) est additionné goutte à goutte. Une solution de

NH4OH à 33% (4,4 mL) est ensuite ajoutée et le mélange est agité pendant une heure à

température ambiante. Le solvant est évaporé et le résidu est purifié par chromatographie

flash (gradient d’élution DCM/MeOH 99/1 à 97/3) pour conduire au composé 67 (0,85 g ; 2,4

mmol ; 97%) sous la forme d’un solide jaune brillant.


Formule brute: C21H23N3O2

M = 349,43 g.mol-1

Rf : 0,4 (DCM/MeOH : 95/5)

Pf : 144°C

RMN 1H (400 MHz, DMSO-d

6, ppm) : 4,37 (s, 4H, Hc5) ; 4,48 (s, 4H, Hc4) ; 5,07 (sl, 4H,

HNH2) ; 6,53 (d, J = 8,3 Hz, 4H, Hc8) ; 7,02 (d, J = 8,3 Hz, 4H, Hc7) ; 7,32 (d, J = 7,7 Hz, 2H,

Hc2) ; 7,80 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hc1).

RMN 13

C (100 MHz, DMSO-d6, δ ppm) : 71,8 (Cc4) ; 72,3 (Cc5) ; 113,5 (Cc8) ; 119,7 (Cc2) ;

124,8 (Cc6) ; 129,4 (Cc7) ; 137,3 (Cc1) ; 148,3 (Cc9) ; 157,8 (Cc3).

SMHR (ESI) : M+Na + (m/z) calculé : 372,1688 (m/z) trouvé : 372,1689


168


NH

O

O

12

3

4d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

d12

O

O

O

NO2

O

NO2

O

O

d1

d2

d3

d4

H

H

H

d1'

Une solution de composé 86 (1,25 g ; 5,27 mmol ; 1 éq.) et de chloroformiate de para-

nitrophényle (4,25 g ; 21,1 mmol ; 4 éq.) dans le DCM anhydre (100 mL) est refroidie à 0°C

avant d'ajouter la pyridine (1,7 mL ; 21,1 mmol ; 4 éq.).

La solution est laissée sous agitation 20 minutes à 0°C avant d'être placée à température

ambiante pendant 2 heures. La réaction est hydrolysée en ajoutant une solution de NaHCO3

saturée (100 mL). Les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec de

l'AcOEt. Les phases organiques sont réunies, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le

solide obtenu est purifié par chromatographie flash (éluant EP/AcOEt 85/15 puis 70/30). Le

produit 68 (2,053 g ; 3,62 mmol ; 69%) est obtenu sous la forme d’un solide blanc.



M = 567,46 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 85/15)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 4,70 (d, J = 6,0 Hz, 2H, Hd3) ; 5,27 (s, 2H, Hd11) ;

5,29 (dd, Jcis = 9,9 Hz, Jgem = 1,4 Hz, 1H, Hd1’) ; 5,33 (s, 2H, Hd11) ; 5,38 (dd, Jtrans = 15,7 Hz,

Jgem = 1,4 Hz, 1H, Hd1) ; 5,99 (qdt, Jtrans = 15,7 Hz, Jcis = 9,9 Hz, 3J(CH2) = 6,0 Hz, 1H, Hd2) ;

7,38 (2d, J = 9,2 Hz, 4H, H2) ; 7,45 (s, 1H, HNH carbamate) ; 7,52 (m, 2H, Hd7, Hd9) ; 7,94 (d,

J = 8,8 Hz, 1H, Hd6) ; 8,27 (2d, J = 9,2 Hz, 4H, H3).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 66,5 (Cd3) ; 67,9 (Cd11) ; 70,2 (Cd11) ; 118,8 (Cd1) ;

121,9 (C2) ; 123,2 (Cd6) ; 125,5 (C3) ; 130,5 (Cd5) ; 131,3 – 132,0 (Cd7, Cd9) ; 132,3 (Cd2) ;

137,9 (Cd8) ; 145,6 (Cd10) ; 152,6 (C4) ; 153,0 (C1) ; 153,7 (Cd4), 155,3 – 155,6 (2Cd12).



169

Préparation du composé 71 : Tris(4-tert-butylphenyl) methanol

OH

Le magnésium (1,72 g ; 70,8 mmol ; 1,1 éq.) est introduit dans un ballon équipé d’une

ampoule de coulée. Du THF est additionné de façon à recouvrir le magnésium, et on ajoute

quelques gouttes de 1-bromo-4-tert-butylbenzene. Lorsque la formation du magnésien a

commencé, le réactif bromé 69 (11,5 mL ; 14,13 g ; 66,3 mmol ;

1 éq.) dans le THF distillé (28 mL) est ajouté par l’ampoule de coulée. Après deux heures

d’agitation à température ambiante, le 4-tert-butylbenzoate de méthyle 70 (5,98 mL ; 5,98 g ;

31,1 mmol ; 0,47 éq.) dans le THF distillé (14 mL) est additionné par l’ampoule de coulée. Le

mélange est agité 20 heures à température ambiante avant d’être hydrolysé en ajoutant une

solution de NH4Cl saturée. La phase aqueuse est extraite trois fois avec de l’acétate d’éthyle

et les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le résidu

est trituré dans le MeOH et filtré pour récupérer le produit 71 (7,67 g ; 17,9 mmol ; 58%) sous

la forme d’un solide blanc, sans purification.



M = 428,65 g.mol-1

Rf = 0,7 (EP/AcOEt 85/15)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,31 (s, 27H, HtBu) ; 2,72 (s, 1H, HOH) ; 7,19 (m, 6H,

Haro) ; 7,31 (m, 6H, Haro).

SMHR (ESI) : [M+Na]+ (m/z) calculé = 451,2971 (m/z) trouvé = 451,2972



170

Préparation du composé 72 : 4-(tris(4-tert-butylphenyl)methyl)phenol

OH

L’alcool 71 (5,0 g ; 11,7 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le phénol (20 g) porté à 60°C. Après

15 minutes d’agitation à 60°C, HCl à 36 % (384 L ; 3,8 mmol ; 0,33 éq.) est ajouté et le

mélange est porté à 100°C pendant 3 heures. Le solide obtenu est dissous dans un mélange

toluène/DCM et la phase organique ainsi formée est lavée trois fois à l’eau avant d’être séchée

sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le résidu beige obtenu est trituré dans le MeOH et filtré pour

obtenir le composé 72 (3,39 g ; 6,7 mmol ; 58%) sous la forme d’un solide blanc, sans

purification.



M = 504,74 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 90/10)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,30 (s, 27H, HtBu) ; 6,70 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Haro) ;

7,03-7,09 (m, 8H, Haro) ; 7,22-7,24 (m, 6H, Haro).



Préparation du composé 74 : 3-azidopropan-1-ol

N3 OH

Le 3-bromopropan-1-ol 73 (1,25 mL ; 1,92 g ; 14,39 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans

l’eau 40 mL) et NaN3 (1,87 g ; 28,8 mmol ; 2 éq.) est ajouté. La solution est portée à 80°C

pendant 24 heures, puis le brut refroidi est extrait cinq fois avec de l’AcOEt. La phase


171

organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée pour obtenir le 3-azidopropanol 74

(1,20 g ; 11,9 mmol ; 83%) sous la forme d’un liquide jaune-orangé, sans purification.



M = 101,11 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 50/50)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,84 (qt, J = 6,3 Hz, 2H) ; 3,46 (t, J = 6,3 Hz, 2H) ;

3,76 (t, J = 6,3 Hz, 2H).


Préparation du composé 75 : 3-azidopropyl 4-methylbenzenesulfonate

N3 OS

O

O

A une solution de 3-azidopropan-1-ol 74 (1,0 g ; 9,9 mmol ; 1 éq.) dans le DCM (91 mL)

refroidie à 0°C sont ajoutés le chlorure de tosyle (3,8 g ; 19,8 mmol ; 2 éq.) et la Et3N

(2,7 mL ; 19,8 mmol ; 2 éq.). Après 5 minutes à 0°C, le mélange est laissé 24 heures à

température ambiante avant d’être hydrolysé par addition d’eau (40 mL). Les phases sont

séparées et la phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le produit 75

(2,35 g ; 9,2 mmol ; 93%) a pu être isolé après purification par chromatographie flash

(gradient d’élution EP/AcOEt 98/2 à 95/5).


Formule Brute : C10H13N3O3S

M = 255,29 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 90/10)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,89 (qt, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) ; 2,45 (s, 3H, HCH3) ;

3,38 (t, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) ; 4,10 (t, J = 6,3 Hz, 2H, HCH2) ; 7,36 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Haro) ;

7,80 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Haro).


172



N

OOS

O

O

S

O

O

c1

c2

c3c4

1

23

45

La 2,6-bis(hydroxyméthyl)pyridine 76 (3,0 g ; 21,6 mmol ; 1 éq.) est solubilisée dans le DCM

(70 mL) et une solution aqueuse de KOH à 40% (70 mL) est ajoutée, à 0°C. Après 20 minutes

d’agitation, le chlorure de tosyle (8,4 g ; 44,1 mmol ; 2 éq.) est additionné par petites portions.

Après 20 heures d’agitation à température ambiante, le mélange est dilué par de l’eau et du

DCM. Les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois par du DCM. Les

phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le brut est

dissous dans un minimum de DCM auquel un grand volume d’éther de pétrole est ensuite

ajouté. Le produit précipite et le composé 77 (8,53 g ; 19,1 mmol ; 88%) est isolé sous la

forme d’un solide blanc.


Formule Brute : C21H21NO6S2

M = 447,52 g.mol-1

Rf = 0,8 (EP/AcOEt 50/50)

Pf = 123°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 2,44 (s, 6H, H5) ; 5,05 (s, 4H, Hc4) ; 7,33 (m, 6H, 4H3,

2Hc2) ; 7,69 (t, J = 7,8 Hz, 1H, Hc1) ; 7,80 (m, 4H, H2).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 21,8 (C5) ; 71,4 (Cc4) ; 121,5 (Cc2) ; 128,2 (C2) ; 130,1

(C3) ; 132,9 (C1) ; 138,0 (Cc1) ; 145,3 (C4) ; 153,7 (Cc3).



173

Préparation du composé 80 : (4-azidophenyl)methanol

OH

N3

c8

c7

c5

L’alcool 4-bromobenzylique 79 (374 mg ; 2,0 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans un

mélange éthanol/eau 7/3 (4 mL). L’ascorbate de sodium (20 mg ; 0,1 mmol ; 0,05 éq.),

l’azoture de sodium (260 mg ; 4 mmol ; 2 éq.) et la N,N’-diméthyl-éthyldiamine (32 L ;

0,3 mmol ; 0,15 éq.) sont additionnés. La solution est dégazée sous flux d'azote pendant

5 minutes puis le CuI (38 mg ; 0,2 mmol ; 0,10 éq.) est ajouté. Le mélange est porté à reflux

pendant 1,5 heures puis dilué par de l’eau. La phase aqueuse est extraite trois fois par de

l’acétate d’éthyle. Les phases organiques sont lavées trois fois par de l’eau, séchées sur

MgSO4 et évaporées. L'alcool 4-azidobenzylique 80 (276 mg ; 1,85 mmol ; 93%) est obtenu

sous la forme d’un solide brun, sans purification.



M = 149,06 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 80/20)

Pf = 37°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 1,77 (s, 1H, HOH) ; 4,67 (s, 2H, Hc5) ; 7,02 (d,

J = 8,7 Hz, 2H, Hc8) ; 7,35 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Hc7).


111 J. T. Spletstoser, P. T. Flaherty, R. H. Himes, G. I. Georg, J. Med. Chem. 2004, 47, 6459-6465.


174


c1

c2

c3 N

O O

c4

c5

c6

N3 N3

c7

c8

c9

Le composé 77 (721 mg ; 1,61 mmol ; 1 éq.) et l’azoture 80 (601 mg ; 4,03 mmol ; 2,5 éq.)

sont mis en solution dans le DMF anhydre (29 mL). Du NaH (173 mg ; 4,03 mmol ; 2,5 éq)

(60% massique dans l'huile minérale) est alors additionné par petites fractions à température

ambiante et l’agitation est maintenue 45 minutes. Le milieu réactionnel est dilué par de l’eau

puis extrait trois fois par de l’AcOEt. Les phases organiques sont rassemblées, lavées trois

fois par une solution saturée de NaHCO3, séchées sur MgSO4 et évaporées sous pression

réduite. Le brut réactionnel est purifié par chromatographie flash (gradient d’élution

EP/AcOEt 90/10 à 80/20). Le composé 81 (621 mg ; 1,55 mmol ; 96%) est obtenu sous la

forme d’un solide jaune.



M = 401,42 g.mol-1

Rf = 0,6 (DCM/acétone 90/10)

Pf = 85°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 4,61 (s, 4H, Hc5) ; 4,66 (s, 4H, Hc4) ; 7,02 (d,

J = 8,6 Hz, 4H, Hc8) ; 7,38 (m, 6H, 2Hc2, 4Hc7) ; 7,73 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hc1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 72,5 (Cc5) ; 73,0 (Cc4) ; 119,2 (Cc8) ; 120,4 (Cc2) ;

129,5 (Cc7) ; 134,8 (Cc6) ; 138,3 (Cc1) ; 139,7 (Cc9) ; 157,8 (Cc3).



175


NH

OH

OO

d1

d2

d3

d4

d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

1 2

O

O

3

H

H

H

d1'

A une solution d'ethyl 4-amino-3-(hydroxymethyl)benzoate 8476

(1,0 g ; 5,12 mmol ; 1 éq.)

dans EtCl2 (49,0 mL), ont été ajoutés à 0°C la pyridine (825 L ; 10,24 mmol ; 2 éq.) puis le

chloroformiate d'allyle (572 L ; 5,38 mmol ; 1,05 éq.). Après 15 minutes d'agitation, la

solution est placée à température ambiante pendant une heure puis lavée avec NH4Cl, séchée

sur MgSO4, filtrée et évaporée à sec. Le solide obtenu est purifié par chromatographie flash

(éluant EP/AcOEt 90/10) pour obtenir le produit 85 (1,09 g ; 3,89 mmol ; 76%) sous la forme

d’un solide blanc.


Formule Brute : C14H17NO5

M = 279,29 g.mol-1

Rf = 0,6 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,37 (t, J = 6,7 Hz, 3H, H3) ; 4,34 (q, J = 6,7 Hz, 2H,

H2) ; 4,67 (d, J = 6,0 Hz, 2H, Hd3) ; 4,76 (s, 2H, Hd11) ; 5,28 (dd, Jcis = 10,0 Hz, Jgem = 4,0 Hz,

1H, Hd1’) ; 5,38 (dd, Jtrans = 12,0 Hz, Jgem = 4,0 Hz, 1H, Hd1) ; 5,98 (qdt, Jtrans = 12,0 Hz,

Jcis = 10,0 Hz, 3J(CH2) = 6,7 Hz, 1H, Hd2) ; 7,81 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hd9) ; 7,98 (dd, Jortho = 8,6

Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hd7) ; 8,14 (d, J = 8,6 Hz, 1H, Hd6) ; 8,37 (s, 1H, HNH carbamate).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 14,5 (C3) ; 61,1 (C2) ; 64,6 (Cd11), 66,3 (Cd3) ; 118,7

(Cd1) ; 119,5 (Cd6) ; 124,7 (Caro quat.) ; 127,4 (Caro quat.) ; 130,2 (Cd9) ; 131,1 (Cd7) ; 132,4 (Cd2) ;

142,5 (Caro quat.) ; 153,3 (Cd4) ; 166,3 (C1).



176


NH

OH

OH

d1

d2

d3

d4

d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

O

O

H

H

H

d1'

d11'

Une solution de composé 85 (300 mg ; 1,07 mmol ; 1 éq.) dans le THF anhydre (12 mL) est

refroidie à -78°C avant d'ajouter goutte à goutte le DIBALH (6,3 mL ; 6,42 mmol ; 6 éq.) (1M

dans le DCM).

Après 20 heures d'agitation à -78°C, le brut réactionnel est versé sur une solution de sel de

Rochelle. La phase aqueuse est extraite trois fois avec du diéthyl éther. Les phases organiques

sont alors rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec.

Le solide obtenu est purifié par chromatographie flash (éluant AcOEt/EP 50/50 puis 80/20).

Le produit 86 (200 mg ; 0,85 mmol, 79%) est récupéré sous la forme d’un solide blanc.



M = 237,25 g.mol-1

Rf = 0,2 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 4,60 (s, 2H, Hd11) ; 4,65 (s, 2H, Hd11’) ; 4,67 (d,

J = 5,9 Hz, 2H, Hd3) ; 5,27 (dd, Jcis = 12,0 Hz, Jgem = 4,8 Hz, 1H, Hd1’) ; 5,37 (dd,

Jtrans = 16,0 Hz, Jgem = 4,8 Hz, 1H, Hd1) ; 5,97 (qdt, Jtrans = 16,0 Hz, Jcis = 12,0 Hz, 3J(CH2) = 5,9 Hz, 1H, Hd2) ; 7,16 (s, 1H, Haro) ; 7,29 (s, 1H, Haro) ; 7,89 (d, J = 7,4 Hz, 1H,

Haro) ; 7,94 (s, 1H, HNH carbamate).


177


O

O

N N

NO

N

O O

NH NHO

O

O

O

NH

OO

O

O

O

O

O

O

OO

O

O

O

O

O

O

OOO

NO2

O

HO

HO

OH

O

HO

a1

a2 a3 a4

a5 a6a3

b1 b2

b3

b4

b5

b6

b7b8

b9

b10

b11

d1

d2d3

d4

d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

d12

c1c2

c3c4

c5

c6

c7

c8

c9

g1

g2

g3

g4

g5

g6g7 g8

g9

f1 f2f3

f4

f5

f6f7

e1

e2

e3e4

e5

e6

Dans un mélange DCM/MeOH 83/17 (1,9 mL), le composé macrocyclique 89 (15 mg ;

16,5 mol ; 1 éq.) et le [Cu(CH3CN)4](PF6) (5,8 mg ; 15,6 mol ; 0,95 éq.) sont introduits, et

agités 45 minutes à température ambiante afin d’assurer la complexation du cuivre au sein de

la cavité de la molécule macrocyclique. Les deux demi-fils TEG, 90 (50,7 mg ; 82,3 mol ;

5 éq.) et 91 (53,3 mg ; 82,3 mol ; 5 éq.) sont alors ajoutés et le mélange est agité à

température ambiante pendant 4 jours. Le cuivre est ensuite décomplexé en ajoutant une

solution saturée d’EDTA, et en laissant sous agitation pendant 30 minutes. Après

décomplexation du cuivre, les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois

avec du DCM. La phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le rotaxane 88

(4,5 mg ; 2,1 mol ; 13%) est obtenu en mélange de diastéréoisomères mécaniques sous la

forme d’une cire incolore après purification par chromatographie flash automatique (gradient

d’élution DCM/MeOH 100/0 à 90/10).



M = 2176,36 g.mol-1

Rf = 0,6 (DCM/MeOH 90/10)

RMN 1H (400 MHz, MeOD) (ppm) : 1,39 – 1,45 (2s, 6H, Hb7, Hd8) ; 1,84 (m, 4H, Hb4,

Hd5) ; 2,19 (m, 4H, Hb5, Hd6) ; 3,32-3,33 (m, 12H, Ha1) ; 3,49-3,52 (m, 8H, Ha2) ; 3,56 (d,


178

J = 3,4 Hz, 1H, He3) ; 3,59-3,64 (m, 16H, Ha3) ; 3,66-3,70 (m, 8H, Ha4) ; 3,72-3,86 (m, 12H,

8Ha5, He2, He5, 2He6) ; 3,90 (d, J = 3,4 Hz, 1H, He4) ; 4,05-4,11 (m, 8H, Ha6) ; 4,13-4,17 (m,

2H, 2Hb2,) ; 4,37-4,61 (m, 8H, 2Hb1, 4Hc4, 2Hg8) ; 4,84-4,85 (m, 4H, Hc5) ; 4,93-4,94 (m, 2H,

Hg8) ; 5,02 (d, J = 7,6 Hz, 1H, He1) ; 5,11-5,20 (m, 4H, Hf1, Hd3) ; 6,78-6,87 (m, 12H, 4Hb9,

4Hc7, 4Hd10) ; 7,00-7,03 (m, 10H, 4Hb10, 4Hd11, 2Hc8) ; 7,11 (d, J = 8,8 Hz, 1H, Hg4) ; 7,29-

7,31 (m, 3H, 2Hc8, Hg3) ; 7,41-7,47 (m, 2H, Hc2) ; 7,54-7,69 (m, 5H, Hc1, Hd1, Hg6, Hf6, Hf7) ;

7,90 (s, 1H, Hf3).




g9

g8

g4

g5

g6

g7g2

g3

e1

e2e3

e4 e5

e6

g1f1

f2

f3

f4

f5

f6

f7

NH

O

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

NO2

OO

OH

HO

OHOH

c1

c2c3c4c5c6

c7c8

c9

Le dicarbonate 92 (400 mg ; 0,396 mmol ; 1 éq.) et la dianiline 67 (346 mg ; 0,991 mmol ; 2,5

éq.) sont mis en solution dans le DMF (4,8 mL). HOBt (53 mg ; 0,396 mmol ; 1 éq.) est

additionné et le mélange est laissé sous agitation 5 heures à température ambiante. Le suivi de

réaction par HPLC indique alors que le dicarbonate de départ est entièrement consommé. Le

brut est dilué par ajout de DMF (391 mL). Après 96 heures d'agitation à 30°C, le DMF est

évaporé. Le résidu est purifié par flash chromatographie (Eluant DCM/MeOH 98,5/1,5 puis

98/2). Un mélange non séparable de composé macrocyclique protégé 109 et de dianiline 67

(348 mg) est isolé, puis engagé directement dans la réaction de déprotection du galactoside.

Pour cela, le mélange des composés 67 et 109 est solubilisé dans un mélange DCM/MeOH

1/2 (10,5 mL). Cette solution est refroidie à 0°C puis du méthanolate de sodium (86 mg ;

1,611 mmol) est additionné. Après 1 heure et 15 minutes d'agitation à 0°C, le milieu est

neutralisé par ajout de résine acide IRC50, filtré et évaporé. Une purification du brut par


179

chromatographie flash (éluant DCM/MeOH 95/5 puis 93/7) permet d'obtenir la molécule

macrocyclique galactosylée 89 (100 mg ; 0,110 mmol ; 28%) sous la forme d’un solide beige.



M = 911,86 g.mol-1

Pf = 145-147°C

RMN 1H (400 MHz, DMSO-d

6, ppm) : 3,35-3,58 (m, 5H, 2Hgalactose, 2He6, 1HOH

partiellement masqués par le pic résiduel de l'eau) ; 3,64 (t, J = 5,8 Hz, 1H, Hgalactose) ; 3,70 (t,

J = 3,8 Hz, 1H, Hgalactose) ; 4,46 (m, 8H, Hc4, Hc5) ; 4,62 (d, J = 4,5 Hz, 1H, HOH) ; 4,69 (t,

J = 5,4 Hz, 1H, HOH) ; 4,93 (d, J = 5,9 Hz, 1H, He1) ; 5,06 (d, J = 7,7 Hz, 1H, HOH) ; 5,17 (m,

6H, Hg8, Hf1) ; 7,18 (m, 4H, Hc7) ; 7,33 (m, 6H, Hc2, Hc8) ; 7,45 (m, 4H, Hg3, Hg4, Hg6, Hf6) ;

7,71 (dd, Jortho = 8,8 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 7,80 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hc1) ; 7,95 (d,

J = 2,0 Hz, 1H, Hf3) ; 9,27 – 9,66 – 9,77 (3sl, 3H, 3HNH carbamate).

RMN 1H (500 MHz, CD3OD, ppm) : 3,58 (dd, Jax-ax = 9,7 Hz, Jeq-ax = 3,3 Hz, 1H, He3) ;

3,71-3,80 (m, 3H, He5, 2He6) ; 3,84 (dd, Jax-ax = 9,7 Hz, Jax-ax = 7,7 Hz, 1H, He2) ; 3,90 (d,

J = 3,3 Hz, 1H, He4) ; 4,49-4,62 (m, 10H, 4Hc4, 4Hc5, 2Hf1) ; 5,04 (d, J = 7,7 Hz, 1H, He1) ;

5,16-5,20 (m, 4H, Hg8) ; 7,12-7,19 (m, 4H, Hc7) ; 7,26-7,33 (m, 5H, Hg4, 4Hc8) ; 7,39-7,48 (m,

4H, 2Hc2, Hg3, Hf6) ; 7,58 (d, J = 1,5 Hz, 1H, Hg6) ; 7,66 (d, J = 8,5 Hz, 1H, Hf7) ; 7,81 (t,

J = 7,2 Hz, 1H, Hc1) ; 7,90 (s, 1H, Hf3).

RMN 13

C (100 MHz, DMSO-d6, ppm) : 60,3 (Ce6) ; 61,3 – 64,6 – 64,8 (2Cg8, Cf1) ; 68,0 –

70,0 (2Cgalactose) ; 70,5 – 70,9 (Cc4, Cc5) ; 73,3 – 75,8 (2Cgalactose) ; 101,0 (Ce1) ; 117,2 – 118,3 –

121,4 – 124,3 – 127,5 – 128,1 (Cc2, Cc8, Cg3, Cg4, Cg6, Cf3, Cf6) ; 128,7 (Cc7) ; 130,3 – 131,9 –

132,1 (4Caro. quaternaire) ; 133,8 (Cf7) ; 134,9 (Caro. quaternaire) ; 137,3 (Cc1) ; 138,3 – 138,4 – 139,9

(4Caro. quaternaire) ; 149,3 (Cf5) ; 153,3 – 154,1 (3Ccarbamate) ; 157,7 (2Cc3).

RMN 13

C (125 MHz, CD3OD, ppm) : 62,3 (Ce6) ; 66,4 – 66,7 (2Cg8); 70,1 (Ce4) ; 71,9

(Ce2) ; 72,4 – 72,6 – 73,2 (Cc4, Cc5, Cf1) ; 74,8 (Ce3) ; 77,4 (Ce5) ; 103,0 (Ce1) ; 118,9 (Cf6) ;

119,9 (Cc8) ; 121,9 (Cg3) ; 123,1 (Cc2) ; 125,7 (Cf3) ; 129,5 (Cg6) ; 129,9 (Cg4) ; 130,1 (Cc7) ;

132,4 – 133,7 (Cc6, Cc9, Cf2, Cg2) ; 134,7 (Cf7) ; 139,1 (Cc1) ; 139,6 – 141,9 – 151,2 (Cg5, Cg7,

Cf4, Cf5) ; 155,6 – 155,7 – 156,5 – 158,8 (Cc3, 3CC=O carbamate).


Tr (HPLC, programme rotaxanation) : 11,6 min


180

Nous remercions la plate-forme PRISM (Rennes, FRANCE) pour sa contribution dans la

réalisation des présents travaux.


O

O

O

O

d1d2

d3

d4d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

d12

OO

OO

O

Oa6

a5a4

a3

a2a1

a3

A une solution de composé 99 (212 mg ; 0,654 mmol ; 1 éq.) dans le DMF (7,7 mL), le

composé tosylé 94 (624 mg ; 1,96 mmol ; 3 éq.) et K2CO3 (450 mg ; 3,27 mmol ; 5 éq.) sont

additionnés. Le mélange est porté à 70°C pendant 24 heures, puis le composé 94 (416 mg ;

1,31 mmol ; 2 éq.) et K2CO3 (450 mg ; 3,27 mmol ; 5 éq.) sont de nouveau ajoutés. Après 24

heures supplémentaires à 70°C, le DMF est évaporé et le résidu est dissous dans le DCM

avant d’être lavé une fois avec de l’eau, et deux fois avec une solution de NaHCO3 saturée. La

phase organique est alors séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Une purification par

chromatographie flash (éluant DCM/MeOH 100/0 puis 99/1) permet d’isoler le produit 90

(290 mg ; 0,47 mmol ; 72%) sous la forme d’une cire translucide.


Formule Brute : C34H48O10

M = 616,74 g.mol-1

Rf = 0,6 (DCM/MeOH 98/2)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,55 (s, 3H, Hd8) ; 2,14 (2t, J = 8,2 Hz, 2H, Hd5) ;

2,39 (2t, J = 8,2 Hz, 2H, Hd6) ; 2,45 (t, J = 2,5 Hz, 1H, Hd1) ; 3,37 (s, 6H, Ha1) ; 3,53-3,55 (m,

4H, Ha2) ; 3,64-3,68 (m, 8H, Ha3) ; 3,72-3,74 (m, 4H, Ha4) ; 3,83 (t, J = 4,9 Hz, 4H, Ha5) ; 4,09

(t, J = 4,9 Hz, 4H, Ha6) ; 4,61 (d, J = 2,5 Hz, 2H, Hd3) ; 6,80 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hd10) ; 7,07

(d, J = 8,9 Hz, 4H, Hd11).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,9 (Cd8) ; 30,2 (Cd5) ; 36,5 (Cd6) ; 44,6 (Cd7) ; 52,0

(Cd3) ; 59,2 (Ca1) ; 67,4 (Ca6) ; 69,9 (Ca5) ; 70,7 – 70,8 – 70,9 (Ca4, 2Ca3) ; 72,0 (Ca2) ; 75,0

(Cd1) ; 77,8 (Cd2) ; 114,2 (Cd10) ; 128,3 (Cd11) ; 141,1 (Cd9) ; 156,9 (Cd12) ; 173,2 (Cd4).


181



O

O

b1

b2

b3b4

b5

b6

b7

b8

b9

b10

b11

N3

OO

OO

a5

a3

a4a2a1

a3

OO

OO

a6

Le bisphénol 100 (225 mg ; 0,63 mmol ; 1 éq.), le composé 94 (605 mg ; 1,9 mmol ; 3 éq.) et

le K2CO3 (174 mg ; 1,26 mmol ; 2 éq.) sont introduits dans le DMF (2,5 mL). La solution est

portée à 70°C pendant 20 heures, puis du DCM (20 mL) est ajouté. Un précipité blanc se

forme alors ; il est filtré et le filtrat est évaporé. Le résidu est repris dans l’eau et extrait trois

fois avec de l’Et2O, et trois fois avec de l’AcOEt. La phase organique est séchée sur MgSO4,

filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie flash automatique (éluant

DCM/MeOH 95/5) permet d’isoler le produit 91 (240 mg ; 0,37 mmol ; 59%) sous la forme

d’une cire translucide.



M = 647,76 g.mol-1

Rf = 0,4 (100 % AcOEt)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,56 (s, 3H, Hb7) ; 2,14 (2t, J = 8,2 Hz, 2H, Hb4) ;

2,41 (2t, J = 8,2 Hz, 2H, Hb5) ; 3,37 (s, 6H, Ha1) ; 3,44 (t, J = 5,1 Hz, 2H, Hb1) ; 3,54-3,56 (m,

4H, Ha2) ; 3,64-3,69 (m, 8H, Ha3) ; 3,72-3,74 (m, 4H, Ha4) ; 3,84 (t, J = 4,9 Hz ; 4H, Ha5) ;

4,10 (t, J = 4,9 Hz ; 4H, Ha6) ; 4,18 (t, J = 5,1 Hz ; 2H, Hb2) ; 6,81 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb9) ;

7,08 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb10).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,9 (Cb7) ; 30,3 (Cb4) ; 36,6 (Cb5) ; 44,6 (Cb6) ; 49,9

(Cb1) ; 59,2 (Ca1) ; 63,1 (Cb2) ; 67,4 (Ca6) ; 69,9 (Ca5) ; 70,7 – 70,8 – 70,9 (Ca4, 2Ca3) ; 72,1

(Ca2) ; 114,2 (Cb9) ; 128,3 (Cb10) ; 141,2 (Cb8) ; 156,9 (Cb11) ; 173,8 (Cb3).



182


12

3

4

g9g8

g5

g6

g7

g2

g3g4

g1

f1

f2f3

f4

f5f6O

OAc

AcOOAc

OAc

O

f7

e1

e2e3

e4e6

e5

NO2

O

HNO

O

O

O

O

O

O

NO2

NO2

Le chloroformiate de para-nitrophényle (238 mg ; 1,18 mmol ; 4 éq.) est mis en solution dans

le DCM (3 mL). La solution est refroidie à 0°C avant d’additionner la pyridine (96 L ;

1,18 mmol ; 4 éq.). Une solution de diol 107 (201 mg ; 0,29 mmol ; 1 éq.) dans le DCM

(4 mL) est alors ajoutée goutte à goutte. Le milieu réactionnel est laissé sous agitation pendant

une heure à température ambiante. Le brut réactionnel est hydrolysé par ajout d'une solution

saturée de NaHCO3. Les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois par du

DCM. Les phases organiques sont séchées sur MgSO4, filtrées puis évaporées. Une

purification du brut par chromatographie flash (éluant EP/AcOEt 70/30 puis 50/50) conduit au

dicarbonate 92 (266 mg ; 0,26 mmol ; 89%) sous la forme d’un solide blanc.



M = 1008,80 g.mol-1

Rf = 0,6 (EP/AcOEt 60/40)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 2,02 – 2,06 – 2,13 – 2,19 (4s, 12H, HCH3COO) ; 4,20

(m, 3H, He5, He6) ; 5,08 (d, J = 7,8 Hz, 1H, He1) ; 5,12 (dd, Jax-ax = 10,5 Hz, Jeq-ax = 3,4 Hz,

1H, He3) ; 5,21 (s, 2H, Hf1) ; 5,28 – 5,32 (2s, 4H, Hg8) ; 5,48 (dd, Jeq-ax = 3,4 Hz,

Jeq-ax = 0,8 Hz, 1H, He4) ; 5,55 (dd, Jax-ax = 10,5 Hz, Jax-ax = 7,8 Hz, 1H, He2) ; 7,37 (m, 5H,

H2, Hg6) ; 7,52 (m, 2H, Hg4, Hf6) ; 7,58 (dd, Jortho = 8,6 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 7,65 (sl,

1H, HNH carbamate) ; 7,87 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hf3) ; 7,90 (d, J = 7,7 Hz, 1H, Hg3) ; 8,27 (m, 4H,

H3).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 20,6 – 20,7 – 20,8 (4CCH3COO) ; 61,3 (Ce6) ; 65,5

(Cf1) ; 66,7 (Ce4) ; 67,6 (1Cg8) ; 67,8 (Ce2) ; 70,0 (1Cg8) ; 70,5 (Ce3) ; 71,5 (Ce5) ; 100,7 (Ce1) ;

119,7 (Cg4) ; 121,8 (C2) ; 123,3 (Cg3) ; 125,0 (Cf3) ; 125,3 – 125,4 (4C3) ; 130,9 (Cg2) ; 131,1 –

131,9 – 132,1 (Cf2, Cf6, Cg6) ; 133,6 (Cf7) ; 137,4 (Cf4) ; 141,3 (Cg5) ; 145,5 – 145,7 (2C4) ;


183

149,2 (Cg7) ; 152,4 – 152,9 – 153,5 (Cf5, Cg1, 2C1) ; 155,2 – 155,5 (2Cg9) ; 169,4 – 170,2 –

170,4 (4CCO acétate).


Préparation du composé 94 : 2-[2-(2-methoxyethoxy)ethoxy]ethyl 4-methylbenzenesulfonate

OO

OO

S

O O

1

23

a5a4

a3

a2a1

a3 a6

Dans le DCM (60 mL), le 2-[2-(2-methoxyethoxy)ethoxy]ethanol 93 (2,0 g ; 12,2 mmol ;

1 éq.) est dissous, puis le chlorure de tosyle (4,6 g ; 24,4 mmol ; 2 éq.), la Et3N (4,2 mL ;

30,5 mmol ; 2,5 éq.) et la DMAP (15 mg ; 0,01 éq.) sont ajoutés. Après une nuit d’agitation à

température ambiante, la réaction est terminée et le solvant est évaporé. Le résidu est dilué

dans l’AcOEt, puis lavé deux fois par une solution de NH4Cl saturée. La phase organique est

alors séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie flash

automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 50/50) permet d’obtenir le produit 94

(2,53 g ; 7,9 mmol ; 65%) sous la forme d’une huile incolore.


Formule Brute : C14H22O6S

M = 318,39 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/Et2O 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,43 (s, 3H, H3) ; 3,35 (s, 3H, Ha1) ; 3,50-3,52 (m,

2H, Ha2) ; 3,57-3,60 (m, 6H, 4Ha3, 2Ha4) ; 3,66 (mult., 2H, Ha5) ; 4,14 (mult., 2H, Ha6) ; 7,32

(d, J = 8,2 Hz, 2H, H1) ; 7,77 (d, J = 8,2 Hz, 2H, H2).



112 S. Krakert, N. Ballav, M. Zharnikov, A. Terfort, Phys. Chem. Chem. Phys. 2010, 12, 507-515.


184

Préparation du composé 97 : 2-azidoéthyl-4-méthylbenzènesulfonate

SO

N3

O

O

b1

b2

1

Le chlorure de tosyle (2 g ; 10,5 mmol ; 1,05 éq.) est solubilisé dans EtCl2 (20 mL) et l’alcool

96 (870 mg ; 10,0 mmol ; 1 éq.) est ajouté à température ambiante avant d’additionner goutte

à goutte la Et3N (2,8 mL ; 20,0 mmol ; 2 éq.). Après 3 heures d’agitation à température

ambiante, le réactif de départ a disparu en CCM (éluant EP/AcOEt 90/10) et le mélange est

lavé trois fois avec de l’eau avant d’être séché sur MgSO4, filtré et évaporé. Une purification

par chromatographie flash automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 98/2 à 95/5) permet

d’isoler le produit 97 (1,4 g ; 5,8 mmol ; 58%) sous la forme d’une huile incolore.


Formule Brute : C9H11N3O3S

M = 241,27 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,46 (s, 3H, H1) ; 3,48 (t, J = 5,1 Hz, 2H, Hb1) ; 4,16

(t, J = 5,1 Hz, 2H, Hb2) ; 7,37 (d, J = 8,1 Hz, 2H, HCH aro) ; 7,82 (d, J = 8,1 Hz, 2H, HCH aro).


Préparation du composé 99 : prop-2-ynyl 4,4-bis(4-hydroxyphenyl)pentanoate

HO

OH

O

O

d1d2

d3

d4d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

d12

Une solution d’acide 4,4-Bis-(4-hydroxyphenyl) valérique 98 (1,0 g ; 3,49 mmol ; 1 éq.) dans

l’alcool propargylique (15 mL) est refroidie à 0°C avant d’y ajouter goutte à goutte le

chlorure de thionyle (331 L ; 4,54 mmol ; 1,3 éq.). La solution est agitée à température

ambiante pendant 90 minutes, puis l’alcool propargylique est éliminé à l’évaporateur rotatif.

113 F. MacLeod, S. Lang, J. A. Murphy, Synlett 2010, 529-534.


185

Le résidu est solubilisé dans l’acétate d’éthyle et lavé trois fois avec de l’eau. La phase

organique est ensuite séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le produit 99 (965 mg ;

2,97 mmol, 85%) est obtenu sous la forme d’une cire incolore après purification par

chromatographie flash (éluant DCM/MeOH 99/1).



M = 324,37 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,55 (s, 3H, Hd8) ; 2,14-2,18 (m, 2H, Hd5) ; 2,38-2,42

(m, 2H, Hd6) ; 2,46 (t, J = 2,4 Hz, 1H, Hd1) ; 4,62 (d, J = 2,4 Hz, 2H, Hd3) ; 6,73 (d,

J = 8,6 Hz, 4H, Hd10) ; 7,04 (d, J = 8,6 Hz, 4H, Hd11).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,7 (Cd8) ; 30,2 (Cd5) ; 36,4 (Cd6) ; 44,5 (Cd7) ; 52,4

(Cd3) ; 75,4 (Cd1) ; 115,1 (Cd10) ; 128,5 (Cd11) ; 141,0 (Cd9) ; 153,6 (Cd12) ; 174,3 (Cd4).


Préparation du composé 100 : 2-azidoethyl 4,4-bis(4-hydroxyphenyl)pentanoate

HO

OH

O

O

b1

b2

b3b4

b5

b6

b7

b8

b9

b10

b11

N3

Une solution d’acide 4,4-Bis-(4-hydroxyphenyl) valérique 98 (1,0 g ; 3,49 mmol ; 1 éq.) et de

NaHCO3 (322 mg ; 3,84 mmol ; 1,1 éq.) dans le DMF (10,5 mL) est portée à 60°C pendant

une heure avant d’ajouter le tosylate 97 (842 mg ; 3,49 mmol ; 1 éq.). Le mélange est

maintenu à 60°C pendant une nuit, puis hydrolysé en ajoutant une solution d’HCl (1N)

jusqu’à l’obtention d’une solution légèrement acide, qui est alors extraite trois fois avec de

l’acétate d’éthyle. Les phases organiques rassemblées sont lavées trois fois avec de l’eau

avant d’être séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le composé 100 (1,24 g ; 3,49 mmol ;

rendement quantitatif) est obtenu sous la forme d’un solide blanc, sans purification.


186



M = 355,39 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,54 (s, 3H, Hb7) ; 2,14-2,18 (m, 2H, Hb4) ; 2,37-2,41

(m, 2H, Hb5) ; 3,43 (t, J = 5,1 Hz, 2H, Hb1) ; 4,16 (t, J = 5,1 Hz, 2H, Hb2) ; 5,63 (sl, 2H,

HOH) ; 6,74 (d, J = 8,7 Hz, 4H, Hb9) ; 7,02 (d, J = 8,7 Hz, 4H, Hb10).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,7 (Cb7) ; 30,3 (Cb4) ; 36,5 (Cb5) ; 44,5 (Cb6) ; 49,7

(Cb1) ; 63,4 (Cb2) ; 115,1 (Cb9) ; 128,5 (Cb10) ; 140,9 (Cb8) ; 153,7 (Cb11) ; 174,8 (Cb3).

Préparation du composé 101 : bromure de 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-1-bromo- -D-galactose

e1e2e3

e4e5

e6 O

OAc

AcO

BrAcO

OAc

Le pentaacétate de -D-galactose (10 g ; 12,80 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans l'acide

bromhydrique à 33% dans l'acide acétique (10 mL). La solution est agitée 3 heures à

température ambiante puis additionnée doucement sur un mélange eau et glace. Cette phase

aqueuse est extraite trois fois par du dichlorométhane et les phases organiques résultantes sont

lavées deux fois par une solution saturée de NaHCO3, séchées sur MgSO4 et évaporées. Le

brut réactionnel est dissous dans un minimum d’éthanol et la solution est placée au

congélateur pendant une nuit. Après filtration du précipité obtenu, le galactoside bromé 101

(9,20 g ; 11,2 mmol ; 87%) est isolé sous la forme d’un solide blanc.


Formule Brute : C14H19BrO9

M = 411,20 g.mol-1

Rf = 0,6 (EP/AcOEt 50/50)

Pf = 69°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 1,97-2,12 (4s, 12H, HCH3COO) ; 4,12 (m, 2H, He6) ;

4,44 (t, J = 6,6 Hz, 1H, He5) ; 5,02 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-eq = 4,0 Hz, 1H, He2) ; 5,40 (dd,


187

Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-eq = 3,0 Hz, 1H, He3) ; 5,50 (d, J = 3,0 Hz, 1H, He4) ; 6,68 (d, J = 4,0 Hz,

1H, He1).


f1f2

f3

f4

f5f6O

OAc

AcOOAc

OAc

O

f7

e1

e2e3

e4e6

e5

NO2

H O

Le galactoside bromé 101 (2,0 g ; 4,86 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans l'acétonitrile

anhydre (32 mL). La solution est refroidie à 0°C puis Ag2CO3 (2,67 g ; 9,72 mmol ; 2 éq.) et

une solution de 4-hydroxy-3-nitrobenzaldéhyde 102 (861 mg ; 5,34 mmol ; 1,1 éq.) dans

l'acétonitrile (10 mL) sont additionnés. Le milieu réactionnel est laissé sous agitation pendant

4 heures à température ambiante puis filtré sur Célite®. Le filtrat obtenu est évaporé et le brut

réactionnel est purifié par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 70/30 à

50/50). Le galactoside 103 (2,16 g ; 4,3 mmol ; 89%) est obtenu sous la forme d’un solide

blanc.



M = 497,41 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/AcOEt 50/50)

Pf = 185-186°C


(m, 3H, H5, 2He6) ; 5,13 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-eq = 3,2 Hz, 1H, He3) ; 5,21 (d, J = 7,9 Hz,

1H, He1) ; 5,49 (d, J = 3,2 Hz, 1H, He4) ; 5,59 (dd, J1 = 10,0 Hz, J2 = 7,9 Hz, 1H, He2) ; 7,48

(d, J = 8,6 Hz, 1H, Hf6) ; 8,07 (dd, Jortho = 8,6 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 8,31 (d, J = 2,0

Hz, 1H, Hf3) ; 9,98 (s, 1H, Hf1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 20,7 – 20,8 (4CCH3COO) ; 61,5 (Ce6) ; 66,7 (Ce4) ; 67,7

(Ce2) ; 70,5 (Ce3) ; 71,9 (Ce5) ; 100,1 (Ce1) ; 118,9 (Cf6) ; 126,9 (Cf3) ; 131,6 (Cf2) ; 134,1

(Cf7) ; 141,3 (Cf4) ; 153,6 (Cf5) ; 169,3 – 170,2 – 170,4 (4CCO acétate) ; 188,7 (Cf1).



188


f1

f2

f3

f4

f5f6O

OAc

AcOOAc

OAc

O

f7

e1

e2e3

e4e6

e5

NO2

OH

L'aldéhyde 103 (2,0 g ; 4 mmol ; 1 éq.) est solubilisé dans un mélange THF/MeOH 1/1 (30

mL). Cette solution est refroidie à 0°C et NaBH4 (177 mg ; 2 mmol ; 0,5 éq.) est additionné

par petites portions. Après 30 minutes d'agitation à 0°C, le mélange réactionnel est hydrolysé

avec une solution de HCl 0,1N. La phase aqueuse est extraite trois fois par du

dichlorométhane. La phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée puis évaporée. Le brut

réactionnel est purifié par chromatographie flash (éluant EP/AcOEt 25/75). L'alcool

benzylique 104 (1,67 g ; 3,36 mmol ; 84%) est isolé sous la forme d’un solide blanc.



M = 499,22 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 25/75)

Pf = 193°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 2,02 – 2,07 – 2,13 – 2,19 (4s, 12H, HCH3COO) ; 2,31 (t,

J = 5,6 Hz, 1H, HOH) ; 4,17 (m, 3H, He5, 2He6) ; 4,73 (d, J = 5,6 Hz, 2H, Hf1) ; 5,06 (d,

J = 7,9 Hz, 1H, He1) ; 5,11 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-eq = 3,3 Hz, 1H, He3) ; 5,47 (d, J = 3,3 Hz,

1H, He4) ; 5,54 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-ax = 7,9 Hz, 1H, He2) ; 7,35 (d, J = 8,6 Hz, 1H, Hf6) ;

7,52 (dd, Jortho = 8,6 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 7,81 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hf3).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 20,7 – 20,8 (4CCH3COO) ; 61,5 (Ce6) ; 63,5 (Cf1) ; 66,8

(Ce4) ; 67,9 (Ce2) ; 70,7 (Ce3) ; 71,5 (Ce5) ; 100,9 (Ce1) ; 120,0 (Cf6) ; 123,3 (Cf3) ; 131,9 (Cf2) ;

137,3 (Cf7) ; 141,4 (Cf4) ; 148,5 (Cf5) ; 169,6 – 170,3 – 170,5 (4CCO acétate).



189


12

3

4g1

f1

f2f3

f4

f5f6O

OAc

AcOOAc

OAc

O

f7

e1

e2e3

e4e6

e5

NO2

O

OO

NO2

Le galactoside 104 (1,47 g ; 2,94 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans le DCM (15 mL). La

solution est refroidie à 0°C, puis le chloroformiate de para-nitrophényle (1,78 g ; 8,83 mmol ;

3 éq.) et la pyridine (714 L ; 8,83 mmol ; 3 éq.) sont additionnés successivement. Après 30

minutes d'agitation à température ambiante, l'alcool de départ est entièrement consommé. Une

solution saturée de NaHCO3 (15 mL) est additionnée. Les phases sont séparées et la phase

aqueuse est extraite trois fois par du DCM. La phase organique résultante est séchée sur

MgSO4, filtrée et évaporée. Le brut réactionnel est alors purifié par chromatographie flash

(gradient d’élution EP/AcOEt 70/30 à 50/50). Le carbonate 105 (1,68 g ; 2,52 mmol ; 86%)

est obtenu sous la forme d’un solide blanc.



M = 664,52 g.mol-1

Rf = 0,2 (EP/AcOEt 50/50)


(m, 3H, He5, 2He6) ; 5,17 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz, Jax-eq = 3,3 Hz, 1H, He3) ; 5,18 (d, J = 7,9 Hz,

1H, He1) ; 5,31 (s, 2H, Hf1) ; 5,50 (d, J = 3,3 Hz, 1H, He4) ; 5,56 (dd, Jax-ax = 10,0 Hz,

Jax-ax = 7,9 Hz, 1H, He2) ; 7,40 (d, J = 9,2 Hz, 2H, H2) ; 7,44 (d, J = 8,6 Hz, 1H, Hf6) ; 7,65

(dd, Jortho = 8,6 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 7,92 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hf3) ; 8,27 (d,

J = 9,2 Hz, 2H, H3).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 20,4 – 20,5 – 20,6 (4CCH3COO) ; 61,3 (Ce6) ; 66,7

(Ce4) ; 67,7 (Ce2) ; 68,8 (Cf1) ; 70,4 (Ce3) ; 71,4 (Ce5) ; 100,3 (Ce1) ; 119,4 (Cf6) ; 121,7 (C2) ;

125,2 - 125,3 (C3, Cf3) ; 130,1 (Cf2) ; 133,9 (Cf7) ; 140,9 (Cf4) ; 145,4 (C4) ; 149,6 (Cf5) ; 152,2

(C1) ; 155,2 (Cg1) ; 169,3 – 170,0 – 170,1 – 170,2 (4CCO acétate).



190


g8

g5

g6

g7

g2

g3g4

g1

f1

f2f3

f4

f5f6O

OAc

AcOOAc

OAc

O

f7

e1

e2e3

e4e6

e5

NO2

O

HNO

OH

OH

Le carbonate activé 105 (365 mg ; 0,55 mmol ; 1 éq.) est mis en solution dans le DMF (4 mL)

avant d’additionner l'aniline 10676 (169 mg ; 1,11 mmol ; 2 éq.) et HOBt (97 mg ; 0,71 mmol ;

1,3 éq.). Le milieu réactionnel est chauffé à 50°C pendant 18 heures. Après évaporation du

DMF, le brut est purifié par chromatographie flash (éluant EP/AcOEt 50/50 puis 25/75). Le

composé 107 (341 mg ; 0,50 mmol ; 91%) est isolé sous la forme d’un solide blanc.



M = 678,59 g.mol-1

Rf = 0,4 (AcOEt)


(sl, 1H, HOH) ; 3,34 (sl, 1H, HOH) ; 4,15 (m, 3H, He5, He6) ; 4,50 – 4,57 (2s, 4H, Hg8) ; 5,07 (d,

J = 8,0 Hz, 1H, He1) ; 5,09 (dd, Jax-ax = 11,0 Hz, Jax-eq = 3,0 Hz, 1H, He3) ; 5,13 (s, 2H, Hf1) ;

5,44 (d, J = 3,0 Hz, 1H, He4) ; 5,51 (dd, Jax-ax = 11,0 Hz, Jax-ax = 8,0 Hz, 1H, He2) ; 7,06 (d,

J = 1,3 Hz, 1H, Hg6) ; 7,17 (dd, Jortho = 8,4 Hz, Jmeta = 1,7 Hz, 1H, Hg4) ; 7,33 (d, J = 8,6 Hz,

1H, Hf6) ; 7,54 (dd, Jortho = 8,6 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hf7) ; 7,77 (d, J = 8,4 Hz, 1H, Hg3) ;

7,82 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hf3) ; 8,15 (sl, 1H, HNH carbamate).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 20,6 – 20,7 (4CCH3COO) ; 61,4 (Ce6) ; 63,9 – 64,4

(2Cg8) ; 65,2 (Cf1) ; 66,9 (Ce4) ; 67,9 (Ce2) ; 70,6 (Ce3) ; 71,5 (Ce5) ; 100,6 (Ce1) ; 119,7 (Cf6) ;

121,0 (Cg3) ; 125,0 (Cf3) ; 127,5 – 127,6 (Cg6, Cg4) ; 129,6 (Cg2) ; 132,4 (Cf4, Cf2) ; 133,6

(Cf7) ; 136,5 (Cg5) ; 141,1 (Cg7) ; 149,1 (Cf5) ; 153,6 (Cg1) ; 169,6 – 170,3 – 170,4 – 170,6

(4CCO acétate).



191


O

O

N N

NO

O

O

O

O

O

O

OO

O

O

O

O

O

O

OOO

a1

a2 a3 a4

a5 a6a3

b1

b2

b3

b4

b5

b6

b7b8

b9

b10

b11

d1

d2

d3

d4d5

d6

d7

d8

d9

d10

d11

d12

Dans le DCM (0,56 mL), le demi-fil TEG alcyne 90 (24,4 mg ; 39,5 mol ; 1 éq.), le demi-fil

TEG azoture 91 (25,6 mg ; 39,5 mol ; 1 éq.) et [Cu(CH3CN)4](PF6) (3,7 mg ; 9,9 mol ;

0,2 éq.) sont introduits simultanément. Après 48 heures de réaction à température ambiante,

une solution saturée d’EDTA est ajoutée au mélange. Les phases sont séparées et la phase

aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. La phase organique est ensuite séchée sur

MgSO4, filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie flash (éluant DCM/MeOH

98/2) permet d’isoler le fil 110 (10,2 mg ; 8,1 mol ; 21%) sous la forme d’une cire incolore.



M = 1264,50 g.mol-1

Rf = 0,2 (DCM/MeOH 98/2)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,50-1,53 (m, 6H, Hb7, Hd8) ; 2,07-2,11 (m, 4H, Hb4,

Hd5) ; 2,31-2,38 (m, 4H, Hb5, Hd6) ; 3,37 (s, 12H, Ha1) ; 3,53-3,55 (m, 8H, Ha2) ; 3,63-3,68 (m,

16H, Ha3) ; 3,71-3,74 (m, 8H, Ha4) ; 3,82-3,84 (m, 8H, Ha5) ; 4,07-4,10 (m, 8H, Ha6) ; 4,38 (m,

2H, Hb2) ; 4,55 (m, 2H, Hb1) ; 5,14 (s, 2H, Hd3) ; 6,77-6,81 (m, 8H, Hb9, Hd10) ; 7,03-7,06 (m,

8H, Hb10, Hd11) ; 7,59 (s, 1H, Hd1).

RMN 1H (400 MHz, MeOD) (ppm) : 1,45-1,47 (s, 6H, Hb7, Hd8) ; 2,03-2,07 (m, 4H, Hb4,

Hd5) ; 2,25-2,36 (m, 4H, Hb5, Hd6) ; 3,33 (s, 12H, Ha1) ; 3,50-3,52 (m, 8H, Ha2) ; 3,60-3,64 (m,

16H, Ha3) ; 3,67-3,69 (m, 8H, Ha4) ; 3,79-3,81 (m, 8H, Ha5) ; 4,05-4,08 (m, 8H, Ha6) ; 4,37 (t,

J = 5,0 Hz, 2H, Hb2) ; 4,64 (t, J = 5,0 Hz, 2H, Hb1) ; 5,10 (s, 2H, Hd3) ; 6,77-6,79 (m, 8H, Hb9,

Hd10) ; 7,00-7,04 (m, 8H, Hb10, Hd11) ; 7,99 (s, 1H, Hd1).


192

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,9 (Cb7, Cd8) ; 30,1 (Cb4, Cd5) ; 36,5 (Cb5, Cd6) ;

44,6 (Cb6, Cd7) ; 49,2 (Cb1) ; 57,6 (Cd3) ; 59,2 (Ca1) ; 62,3 (Cb2) ; 67,42 (Ca6) ; 69,9 (Ca5) ;

70,7 – 70,8 – 70,9 (2Ca3, Ca4) ; 72,1 (Ca2) ; 114,2 (Cb9, Cd10) ; 124,5 (Cd1) ; 128,3 – 128,5

(Cb10, Cd11) ; 141,1 – 141,2 (Cb8, Cd9) ; 154,3 (Cd2) ; 156,9 – 157,0 (Cb11, Cd12) ; 173,5 – 174,0

(Cb3, Cd4).



Préparation de l’ester de Taxol® 114

O NH

O

O

O

AcO O OH

OO

O

HO

O

HO

O

1

23

4 5

67

8

910

11

12

1314

15

1617

18

19

201'

2'3'

h1

h2

h3

h4

h5

h6

A une solution de Taxol® (150 mg ; 0,176 mmol ; 1 éq.) et d’acide 5-hexynoïque (39 L ;

0,352 mmol ; 2 éq.) dans le THF (10 mL), sont additionnés le DCC (109 mg ; 0,527 mmol ;

3 éq.) et une quantité catalytique de DMAP. Après 16 heures d'agitation à température

ambiante, le solvant est évaporé et le brut obtenu est purifié sur plaques de silice préparatives

(Eluant DCM/MeOH 95/5). L'ester de Taxol® 114 (130 mg ; 0,137 mmol ; 78%) est isolé sous

la forme d’un solide blanc.



M = 948,02 g.mol-1

Pf = 163°C

RMN 1H (400 MHz, CDCl3, ppm) : 1,13-1,39 (m, 8H, 2Hh3, 3H16, 3H17) ; 1,57-2,66 (m,

21H, 3H4-CH3COO, 3H10-CH3COO, 2Hh2, 2Hh4, Hh6, 2H6, 2H14, 3H18, 3H19) ; 3,81 (d, J = 7,0 Hz,

1H, H3) ; 4,20 (d, J = 8,4 Hz, 1H, H20) ; 4,32 (d, J = 8,4 Hz, 1H, H20) ; 4,45 (dd, 3J = 10,8 Hz, 3J = 6,7 Hz, 1H, H7) ; 4,98 (d, J = 8,6 Hz, 1H, H5) ; 5,50 (d, J = 3,1 Hz, 1H, H2') ; 5,68 (d,

J = 7,1 Hz, 1H, H2) ; 5,96 (dd, 3J = 9,1 Hz, 3

J = 3,1 Hz, 1H, H3') ; 6,26 (m, 2H, H10, H13) ;


193

6,92 (d, J = 9,1 Hz, 1H, HNH amide) ; 7,34-7,44 (m, 7H, 7Haro) ; 7,52 (m, 3H, 3Haro) ; 7,61 (t,

J = 7,4 Hz, 1H, Haro para) ; 7,74 (d, J = 7,8 Hz, 2H, 2Haro ortho) ; 8,14 (d, J = 7,8 Hz, 2H,

2Haro ortho).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3, ppm) : 9,7 (C19) ; 14,9 (C18) ; 17,6 (Ch4) ; 20,9 (C10-CH3COO) ;

22,3 (C17) ; 22,8 (C4-CH3COO) ; 25,0 (Ch3) ; 25,6 (C16) ; 32,4 (Ch2) ; 35,6 (C6, C14) ; 43,3 (C15) ;

45,7 (C3) ; 52,8 (C3') ; 58,6 (C8) ; 69,6 (Ch6) ; 72,1 (C13, C7) ; 74,1 (C2') ; 75,2 (C2) ; 75,7

(C10) ; 76,6 (C20) ; 77,4 (C1) ; 81,2 (C4) ; 83,1 (Ch5) ; 84,6 (C5) ; 126,6 – 127,2 – 128,6 –

128,9 – 129,2 – 130,3 – 132,2 – 133,8 (C11, C12, 3Caro quaternaire, 15Caro C-H) ; 168,2 – 169,9 –

171,4 – 172,2 (2CCO acétate, 3CCO ester, CCO amide) ; 204,0 (Ccétone 9).


Tr (HPLC, programme rotaxanation) : 23,24 min


a1

a2

a3

a8

b1

b2 b3

b4 b5

b6

b7

b8b9

b10b11

b12

O O

ON

NN

N

NN

N

O

O

OHO

HOOH

O

OH

O

O

OHO

HOOH

O

OH

H

N3d1

d2d3

Le composé 125 (164 mg ; 0,113 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le MeOH (5,7 mL) et le

MeONa (37 mg ; 0,676 mmol ; 6 éq.) est ajouté. La solution est agitée à température ambiante

pendant une nuit, avant d’être neutralisée par addition de résine acide IRC50. Après

15 minutes d’agitation dans ces conditions, la résine est filtrée sur célite et le filtrat est

évaporé pour obtenir le demi-fil hydrophile 115 (126 mg ; 0,113 mmol ; rendement

quantitatif) sous la forme d’une cire incolore.


194



M = 1119,18 g.mol-1

Rf = 0,3 (DCM/MeOH 8/2)

RMN 1H (400 MHz, CD3OD) (ppm) : 1,59 (s, 3H, Hb9) ; 1,71 (qt, J = 6,8 Hz, 2H, Hd2) ;

1,99 (m, 2H, Hb11) ; 2,38 (m, 2H, Hb10) ; 3,17-3,37 (m, 12H, 2Hd1, 2Hd3, 8HCH sucre) ; 3,60-3,71

(m, 16H, 2Ha8, 14HCH2 PEG) ; 3,84 (dd, J = 12,0 Hz, J = 2,0 Hz, 2H, HCH2 PEG) ; 3,90 (t,

J = 5,0 Hz, 4H, Ha2) ; 3,98 (m, 2H, Ha8) ; 4,27 (d, J = 7,8 Hz, 2H, Ha3) ; 4,60 (t, J = 5,0 Hz,

4H, Ha1) ; 5,15 (s, 4H, Hb3) ; 6,93 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb6) ; 7,14 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb5) ;

8,13 (s, 2H, Hb1).

RMN 13

C (100 MHz, CD3OD) (ppm) : 28,3 (Cb9) ; 29,7 (Cd2) ; 33,1 (Cb11) ; 37,8 (Cd1) ;

38,7 (Cb10) ; 45,8 (Cb8) ; 50,1 (Cd3) ; 51,5 (Ca1) ; 62,4 (Cb3) ; 62,8 (CCH2 PEG) ; 69,7 (Ca8) ; 70,3

(Ca2) ; 71,4 (3CCH2 PEG) ; 71,6 – 75,1 – 78,0 (4CCH sucre) ; 104,5 (Ca3) ; 115,5 (Cb6) ; 126,3

(Cb1) ; 129,5 (Cb5) ; 143,2 (Cb7) ; 145,0 (Cb2) ; 157,8 (Cb4) : 176,4 (Cb12).




a1

a2

a3

a4a5

a6 a7a8

b1

b2 b3

b4 b5

b6

b7

b8b9

b10b11

b12

O O

OHO

NN

N

NN

N

O

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

O

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

Une solution de dialcyne 118 (114 mg ; 0,314 mmol ; 1 éq.), d’azoture 117 (317 mg ;

0,627 mmol ; 2 éq.) et de [Cu(CH3CN)4](PF6) (59 mg ; 0,157 mmol ; 0,5 éq.) dans le DCM

distillé (3,3 mL) est agitée 48 heures à température ambiante. Après disparition en CCM du

composé 118, le brut est lavé par une solution d’EDTA saturée légèrement acidifiée par


195

quelques gouttes de HCl 1N. La phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM et les

phases organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées.

Le résidu obtenu est purifié par chromatographie flash automatique (gradient d’élution

DCM/MeOH 100/0 à 90/10) pour conduire au produit 116 (336 mg ; 0,245 mmol ; 78%) sous

la forme d’une cire incolore.



M = 1373,36 g.mol-1

Rf = 0,7 (DCM/MeOH 95/5)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,58 (s, 3H, Hb9) ; 1,99-2,06 (4s, 24H, HCH3COO) ;

2,14 (m, 2H, Hb11) ; 2,41 (m, 2H, Hb10) ; 3,57-3,88 (m, 26H, 24HCH2 PEG, 2Ha7) ; 4,11 (d,

Jgem = 12,0 Hz, 2H, Ha8) ; 4,24 (d, Jgem = 12,0 Hz, 2H, Ha8) ; 4,55-4,57 (m, 6H, 4Hb3, 2Ha3) ;

4,98 (t, J = 8,6 Hz, 2H, Ha4) ; 5,07 (t, J = 9,5 Hz, 2H, Ha6) ; 5,19 (t, J = 9,5 Hz, 2H, Ha5) ;

6,89 (d, J = 8,8 Hz, 4H, Hb6) ; 7,10 (d, J = 8,8 Hz, 4H, Hb5) ; 7,82 (s, 2H, Hb1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 20,7 – 20,8 – 20,9 (4CCH3COO) ; 27,9 (Cb9) ; 30,0

(Cb11) ; 36,6 (Cb10) ; 44,7 (Cb8) ; 62,1 (Ca8) ; 68,5 (Ca6) ; 69,2 – 69,3 – 70,3 – 70,7 (6CCH2 PEG,

Cb2, Cb3) ; 71,4 (Ca4) ; 71,9 (Ca7) ; 72,9 (Ca5) ; 77,4 (Cb1) ; 101,0 (Ca3) ; 114,6 (Cb6) ; 128,5

(Cb5) ; 141,7 (Cb7) ; 156,4 (Cb4) ; 169,5 – 169,6 – 170,4 – 170,8 (4CCO acétate) ; 177,2 (Cb12).



Préparation du composé 117 : b- D-glucopyranoside, 2-[2-(2-azidoethoxy)ethoxy]ethyl,

2,3,4,6 tetraacétate

a1

a2

a3

a4a5

a6 a7

a8

OAcO

AcOOAc

O

OAc O

O

N3

Le tosylate 121 (650 mg ; 1,02 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le DMF (12 mL) et on ajoute

NaN3 (265 mg ; 4,08 mmol ; 4 éq.) avant de porter la solution à 60°C.


196

Après 24 heures à 60°C, la réaction est stoppée et le brut est dilué par addition d’eau (40 mL)

avant d’être extrait cinq fois avec du DCM. Les phases organiques sont rassemblées, séchées

sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec. Le résidu obtenu est purifié par chromatographie flash

automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 0/100) pour isoler le produit 117 (490 mg ;

0,969 mmol ; 95%) sous la forme d’une cire incolore.



M = 505,47 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 40/60)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,00-2,08 (4s, 12H, HCH3COO) ; 3,40 (t, J = 5,1 Hz,

2H, Ha1) ; 3,64-3,68 (massif, 9H, 8HCH2 PEG, Ha7) ; 3,92-3,97 (m, 1H, HCH2 PEG) ; 4,09-4,28 (m,

3H, 2Ha8, HCH2 PEG) ; 4,61 (d, J = 8,0 Hz, 1H, Ha3) ; 4,99 (dd, Jax-ax = 9,5 Hz, Jax-ax = 8,0 Hz,

1H, Ha4) ; 5,08 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha6), 5,21 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha5).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 20,6 – 20,8 – 20,9 (4CCH3COO) ; 50,9 (Ca1) ; 62,1

(Ca8) ; 68,6 (Ca6) ; 69,2 – 70,2 – 70,6 – 70,9 (5CCH2 PEG) ; 71,5 (Ca4) ; 72,0 (Ca7) ; 73,0 (Ca5) ;

101,0 (Ca3) ; 169,5 – 169,6 – 170,4 – 170,8 (4CCO acétate).


Préparation du composé 118 : 4,4-bis(4-(prop-2-ynyloxy)phenyl)pentanoic acid

O

OO

OH

b1

b2 b3

b4

b5

b6 b7b8

b9

b10

b11

b12

Le composé 122 (800 mg ; 2,0 mmol ; 1 éq.) est dissous dans un mélange NaOH(2M)/MeOH

3/2 (10 mL) et la solution est agitée 3 heures à température ambiante. Lorsque l’hydrolyse de

l’ester est complète, HCl 1N (12 mL) est ajouté afin de neutraliser le mélange. Le MeOH est

114 A. K. Sanki, L. K. Mahal, Synlett 2006, 455-459.


197

alors évaporé sous pression réduite et la solution résultante est extraite trois fois avec de

l’acétate d’éthyle.

Les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec. Le

résidu obtenu est purifié par chromatographie flash automatique (gradient d’élution

EP/AcOEt 100/0 à 50/50) pour isoler le produit 118 (684 mg ; 1,89 mmol ; 94%) sous la

forme d’une cire incolore.



M = 362,42 g.mol-1

Rf = 0,4 (DCM/MeOH 99/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,58 (s, 3H, Hb9) ; 2,16 (m, 2H, Hb11) ; 2,40 (m, 2H,

Hb10) ; 2,52 (t, J = 2,4 Hz, 2H, Hb1) ; 4,66 (d, J = 2,4 Hz, 4H, Hb3) ; 6,88 (d, J = 8,9 Hz, 4H,

Hb6) ; 7,12 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb5).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,8 (Cb9) ; 30,2 (Cb11) ; 36,4 (Cb10) ; 44,7 (Cb8) ;

55,9 (Cb3) ; 75,6 (Cb1) ; 78,8 (Cb2) ; 114,5 (Cb6) ; 128,4 (Cb5) ; 141,8 (Cb7) ; 155,8 (Cb4) ; 180,1

(Cb12).



Préparation du composé 120 : -D-Glucopyranoside, 2-[2-(2-hydroxyethoxy)ethoxy]ethyl,

2,3,4,6-tetraacetate

OO

OO

O

O

O

O

O

O

O

O

OH

a1a2

a3a4a5

a6 a7

a8

A une solution de pentaacétate de -D glucose 119 (0,88 g ; 2,26 mmol ; 1 éq.) et de

triéthylène glycol (0,51 g ; 0,46 mL ; 3,38 mmol ; 1,5 éq.) dans le DCM (10 mL), le BF3∙Et2O

(1,4 mL) est additionné goutte à goutte. Après 24 heures à température ambiante, la réaction

est hydrolysée par ajout d’une solution saturée de NaHCO3. Les phases sont séparées et la


198

phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les phases organiques sont rassemblées et

séchées sur MgSO4 avant d’être filtrées, puis évaporées à sec. Le brut obtenu est alors purifié

par chromatographie flash (gradient d’élution DCM/MeOH 100/0 à 95/5) et le produit 120

(470 mg ; 0,98 mmol ; 43%) est obtenu sous la forme d’une huile incolore.



M = 480,46 g.mol-1

Rf = 0,4 (DCM/MeOH 97,5/2,5)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,99-2,07 (4s, 12H, HCH3COO) ; 3,58-3,73 (m, 11H,

10HCH2 PEG, Ha7) ; 3,92-3,96 (m, 1H, HCH2 PEG) ; 4,1-4,26 (m, 2H, Ha8) ; 4,23 (d, J = 4,7 Hz,

1H, HCH2 PEG) ; 4,60 (d, J = 8,0 Hz, 1H, Ha3) ; 4,98 (dd, Jax-ax = 9,5 Hz, Jax-ax = 8,0 Hz, 1H,

Ha4) ; 5,07 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha6) ; 5,19 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha5).



Préparation du composé 121 : -D-Glucopyranoside, 2-[2-[2-[[(4-

methylphenyl)sulfonyl]oxy]ethoxy]ethoxy]ethyl, 2,3,4,6-tetraacetate

a1

a2

a3

a4a5

a6 a7

a8

12

34

5

OAcO

AcOOAc

O

OAc O

O

O S

O

O

L’alcool 120 (400 mg ; 0,83 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le DCM (4 mL) et on ajoute

successivement le chlorure de tosyle (317 mg ; 1,67 mmol ; 2 éq.), la DMAP (5 mg ; 0,05 éq.)

et Et3N (0,29 mL ; 2,08 mmol, 2,5 éq.). Un dégagement de HCl gazeux est observé.

Après 24 heures à température ambiante, la réaction est arrêtée et le brut est lavé deux fois par

une solution de NH4Cl saturée, puis deux fois par une solution de NaHCO3 saturée. La phase

organique est ensuite séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée.

115 Z. Szurmai, L. Szabo, A. Liptak, Acta Chim. Hung. 1989, 126, 259-269.


199

Le résidu obtenu est purifié par chromatographie flash automatique (gradient d’élution

EP/AcOEt 100/0 à 0/100) pour isoler le produit 121 (463 mg ; 0,73 mmol ; 88%) sous la

forme d’une huile violette.



M = 634,65 g.mol-1

Rf = 0,2 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,97-2,04 (4s, 12H, HCH3COO) ; 2,42 (s, 3H, H1) ;

3,55-3,70 (m, 11H, 10HCH2 PEG, Ha7) ; 3,87-3,92 (m, 1H, HCH2 PEG) ; 4,08-4,25 (m, 3H, 2Ha8,

HCH2 PEG) ; 4,57 (d, J = 8,0 Hz, 1H, Ha3) ; 4,95 (dd, Jax-ax = 9,5 Hz, Jax-ax = 8,0 Hz, 1H, Ha4) ;

5,05 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha6) ; 5,17 (t, J = 9,5 Hz, 1H, Ha5) ; 7,32 (d, J = 8,0 Hz, 2H, H3) ;

7,76 (d, J = 8,0 Hz, 2H, H4).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 20,6 – 20,7 – 20,8 (4CCH3COO) ; 21,7 (C1) ; 62,0

(Ca8) ; 68,5 (Ca6) ; 68,8 – 69,2 – 69,3 – 70,4 – 70,7 – 70,8 (6CCH2 PEG) ; 71,3 (Ca4) ; 71,8 (Ca7) ;

72,9 (Ca5) ; 100,9 (Ca3) ; 128,0 (C4) ; 129,9 (C3) ; 133,1 (C5) ; 144,9 (C2) ; 169,4 – 169,5 –

170,3 – 170,7 (4CCO acétate).


Préparation du composé 122 : prop-2-ynyl 4,4-bis(4-(prop-2-ynyloxy)phenyl)pentanoate

12

3

O

OO

O

b1

b2 b3

b4

b5

b6 b7b8

b9

b10

b11 b12

L’acide 4,4-Bis-(4-hydroxyphenyl) valérique 98 (716 mg ; 2,5 mmol ; 1 éq.) est dissous dans

le DMF (13 mL). Sont alors ajoutés le K2CO3 (2,06 g ; 15,0 mmol ; 6 éq.) et le bromure de

propargyle (1,7 mL ; 15,0 mmol ; 6 éq.) sous agitation. La solution est portée à 50°C pendant

22 heures puis le brut est dilué dans l’eau, et extrait trois fois avec du diéthyl ether.


résidu obtenu est purifié par chromatographie flash automatique (gradient d’élution


200

EP/AcOEt 100/0 à 70/30) pour isoler le produit 122 (800 mg ; 2,0 mmol ; 80%) sous la forme

d’une cire incolore.



M = 400,47 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 8/2)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,58 (s, 3H, Hb9) ; 2,16 (m, 2H, Hb11) ; 2,42 (m, 2H,

Hb10) ; 2,46 (t, J = 2,5 Hz, 1H, H3) ; 2,53 (t, J = 2,4 Hz, 2H, Hb1) ; 4,62 (d, J = 2,5 Hz, 2H,

H1) ; 4,66 (d, J = 2,4 Hz, 4H, Hb3) ; 6,88 (d, J = 8,9 Hz, 4H, Hb6) ; 7,12 (d, J = 8,9 Hz, 4H,

Hb5).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 27,8 (Cb9) ; 30,1 (Cb11) ; 36,4 (Cb10) ; 44,7 (Cb8) ;

52,0 (C1) ; 55,9 (Cb3) ; 75,0 (C3) ; 75,6 (Cb1) ; 77,8 (C2) ; 78,8 (Cb2) ; 114,5 (Cb6) ; 128,3

(Cb5) ; 141,7 (Cb7) ; 155,7 (Cb4) ; 173,1 (Cb12).


Préparation du composé 124 : 3-azido-propanamine

H2N N3

d1

d2

d3

L’hydrobromure de 3-bromo-propanamine 123 (3,2 g ; 14,55 mmol ; 1 éq.) et le NaN3

(3,2 g ; 49,2 mmol ; 3,4 éq.) sont dissous dans l’eau (25 mL) et la solution est portée à 95°C

pendant une nuit, avant d’évaporer l’eau.

Le résidu est partagé entre l’eau et l’éther diéthylique, du KOH (4 g) est ajouté, et la solution

est agitée pendant 15 minutes.

Les phases sont alors séparées et la phase aqueuse est extraite cinq fois avec du diéthyl éther.

Les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le produit

124 (1,16 g ; 11,59 mmol ; 80%) est obtenu sous la forme d’une huile jaune-orangée, sans

purification.


201


Formule Brute : C3H8N4

M = 100,12 g.mol-1

Rf = 0,3 (DCM/MeOH 85/15)

RMN 1H (400 MHz, CD3OD) (ppm) : 1,73 (qt, J = 6,9 Hz, 2H, Hd2) ; 2,71 (t, J = 6,9 Hz,

2H, Hd1) ; 3,37 (t, J = 6,9 Hz, 2H, Hd3).




a1

a2

a3

a4a5

a6 a7a8

b1

b2 b3

b4 b5

b6

b7

b8b9

b10b11

b12

O O

ON

NN

N

NN

N

O

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

O

O

OAcO

AcOOAc

O

OAc

H

N3d1

d2d3

A une solution d’acide 116 (200 mg ; 0,146 mmol ; 1 éq.) et d’amine 124 (29 mg ;

0,290 mmol ; 2 éq.) dans le DMF anhydre (0,65 mL), l’EDC (56 mg ; 0,292 mmol ; 2 éq.) et

la DMAP (4 mg ; 0,2 éq.) sont ajoutés. Après 24 heures d’agitation à température ambiante, le

brut est dilué par un mélange H2O/AcOEt. Les phases sont séparées et la phase aqueuse est

extraite trois fois avec de l’acétate d’éthyle. Les phases organiques sont rassemblées, séchées

sur MgSO4, filtrées et concentrées. Le résidu obtenu est purifié par chromatographie flash

automatique (gradient d’élution DCM/MeOH 100/0 à 95/5) pour obtenir le produit 125 (125

mg ; 0,086 mmol ; 59%) sous la forme d’une cire incolore.

116 N. S. Hatzakis, H. Engelkamp, K. Velonia, J. Hofkens, P. C. M. Christianen, A. Svendsen, S. A. Patkar, J. Vind, J. C. Maan, A. E. Rowan, R. J. M. Nolte, Chem. Commun. 2006, 2012-2014.


202



M = 1455,47 g.mol-1

Rf = 0,5 (DCM/MeOH 97/3)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,57 (s, 3H, Hb9) ; 1,75 (qt, J = 6,6 Hz, 2H, Hd2) ;

1,92 (2t, J = 8,2 Hz, 2H, Hb11) ; 2,00 – 2,01 – 2,02 – 2,06 (4s, 24H, HCH3 COO) ; 2,40 (m, 2H,

Hb10) ; 3,28 (m, 2H, Hd1) ; 3,33 (t, J = 6,6 Hz, 2H, Hd3) ; 3,58-3,73 (m, 16H, 14HCH2 PEG,

Ha7) ; 3,88 (t, J = 5,1 Hz, 4H, Ha2) ; 3,91-3,96 (m, 2H, HCH2 PEG) ; 4,12 (dd, Jgem = 12,3 Hz, 3J = 2,3 Hz, 2H, Ha8) ; 4,24 (dd, Jgem = 12,3 Hz, 3

J = 4,6 Hz, 2H, Ha8) ; 4,56-4,58 (m, 6H,

4Ha1, 2Ha3) ; 4,99 (dd, Jax-ax = 9,6 Hz, Jax-ax = 8,0 Hz, 2H, Ha4) ; 5,08 (t, J = 9,6 Hz, 2H, Ha6) ;

5,18 (s, 4H, Hb3) ; 5,20 (t, J = 9,6 Hz, 2H, Ha5) ; 5,62 (t, J = 6,6 Hz, 1H, HNH amide) ; 6,90 (d,

J = 8,8 Hz, 4H, Hb6) ; 7,11 (d, J = 8,8 Hz, 4H, Hb5) ; 7,82 (s, 2H, Hb1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 20,8 – 20,9 (4CCH3COO) ; 28,0 (Cb9) ; 28,9 (Cd2) ;

32,8 (Cb11) ; 37,2 (Cd1, Cb10) ; 44,9 (Cb8) ; 49,5 (Cd3) ; 50,6 (Ca1) ; 62,1 (Cb3, Ca8) ; 68,5 (Ca6) ;

69,3 (CCH2 PEG) ; 69,6 (Ca2) ; 70,4 – 70,7 (2CCH2 PEG) ; 71,4 (Ca4) ; 71,9 (Ca7) ; 72,9 (Ca5) ;

101,0 (Ca3) ; 114,4 (Cb6) ; 124,2 (Cb1) ; 128,5 (Cb5) ; 141,8 (Cb7) ; 144,1 (Cb2) ; 156,5 (Cb4) ;

169,5 – 169,6 – 170,4 – 170,8 (4CCO acétate).



Procédure générale pour la préparation des rotaxanes 134, 135 et 136

Le macrocycle 143 (1 éq.) et le [(Cu(CH3CN)4](PF6) (1,1 éq.) sont introduits dans un tube

schlenk et placés sous argon. Le DCM (1,0 mL) est ajouté et la solution est laissée sous

agitation à température ambiante pendant une heure. Une solution contenant le composé

diazoture (5 éq.) et le composé alcyne (10 éq.) dans le DCM (1,0 mL) est ajoutée au tube

schlenk. Le mélange ainsi obtenu est maintenu à température ambiante pendant 48 heures. La

décomplexation du cuivre est réalisée par ajout d’une solution saturée d’EDTA. Le mélange

est laissé sous agitation pendant 1,5 heures. La phase aqueuse est extraite trois fois avec du

DCM, la phase organique est lavée trois fois à l’eau, séchée et concentrée.


203

Synthèse du rotaxane 134

a1a2

a3

a4

a5

b1

b2

b3

N N

NN

NN

O

N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

CF3

O

O

c1

c2

c4

c5

c7

c8

d13

d15d16

d11d10

d7

d1

d2

d3

En suivant la procédure générale, le macrocycle 143 (20 mg ; 0,026 mmol 1 éq.) est mis en

présence du [(Cu(CH3CN)4](PF6) (10,6 mg ; 0,028 mmol, 1,1 éq.), de l’azoture 162 (22 mg ;

0,129 mmol, 5 éq.) et de l’alcyne 23 (140 mg ; 0,260 mmol, 10 éq.). Le brut est purifié par

chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 75/25 à 25/75) pour obtenir un mélange

de rotaxane et de macrocycle (24 mg). Une seconde purification par chromatographie flash

automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 70/30 à 0/100) conduit au rotaxane 134 (17 mg ;

8,4 mol ; 30%) sous la forme d’une cire transparente.


Formule brute: C127H141F3N10O10

M = 2024,53 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/AcOEt 25/75)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,16-1,30 (m, 58H, Ha5, Hb3) ; 1,62 (m, 4H, Hb2) ;

3,47 (s, 3H, Hd7) ; 3,83-4,02 (m, 6H, Hb1, Hc4) ; 4,09 (m, 2H, Hc4) ; 4,33 (m, 2H, Hc5) ; 4,38

(m, 2H, Hc5) ; 4,66-4,84 (m, 4H, Ha2) ; 4,91-4,95 (m, 2H, Hd15) ; 5,01 (s 2H, Hd16) ; 6,35-6,46

(m, 4H, Ha3) ; 6,66-6,71 (m, 4H, Hc7 ou Hc8) ; 6,80-6,82 (m, 4H, Hc7 ou Hc8) ; 6,84-6,90 (m,

4H, Ha4) ; 7,05-7,07 (m, 15H, 12Haro trityl, Hd1, 2Hd2) ; 7,17-7,33 (m, 12H, Haro trityl) ; 7,36-7,42

(m, 8H, Ha1, 2Hc2, 2Hd3, Hd10, Hd11, Hd13) ; 7,55-7,57 (m, 2H, Hc1, HNH carbamate) ; 7,58 (s, 1H,

HNH carbamate) ; 10,06 (s, 1H, HNH amide).

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -69,13 (s, CF3).


204


a1

a2

a3

a4

a5

c1

c2

c4

c5

c7

c8

d13

d15d16

d11

d10

d7

d1

d2

d3

N N

NN

N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

CF3

O

O

NN

O

(R)

e1

e2

En suivant la procédure générale, le macrocycle 143 (20 mg ; 0,026 mmol, 1 éq.) est mis en



chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 75/25 à 25/75) et conduit au rotaxane

135 (25 mg ; 0,01 mmol ; 58%) sous la forme d’une cire transparente.



M = 2108,69 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/AcOEt 50/50)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,16-1,33 (m, 70H, 54Ha5, 16HCH2) ; 1,67 (m, 4H,

He2) ; 3,56 (s, 3H, Hd7) ; 4,09-4,11 (m, 6H, He1, Hc4) ; 4,21 (m, 2H, Hc4) ; 4,40 (m, 2H, Hc5) ;

4,49 (m, 2H, Hc5) ; 4,60-4,80 (m, 4H, Ha2) ; 4,87-5,01 (m, 2H, Hd15) ; 5,11 (s 2H, Hd16) ; 6,30-

6,43 (m, 4H, Ha3) ; 6,65-6,73 (m, 4H, Hc7 ou Hc8) ; 6,79-6,81 (m, 2H, Hc7 ou Hc8) ; 6,87-6,90

(m, 4H, Ha4) ; 6,95-6,97 (m, 2H, Hc7 ou Hc8) ; 7,13-7,16 (m, 15H, 12Haro trityl, Hd1, 2Hd2) ;

7,26-7,31 (m, 12H, Haro trityl) ; 7,41-7,44 (m, 6H, 2Hc2, 2Hd3, Hd10, Hd11) ; 7,50-7,51 (2s, 2H,

Ha1) ; 7,54 (s, 1H, Hd13) ; 7,65-7,67 (m, 2H, Hc1, HNH carbamate) ; 7,76 (s, 1H, HNH carbamate) ;

10,24 (s, 1H, HNH amide).

RMN 19

F (376 MHz, CDCl3) (ppm) : -68,83 (s, CF3).



205


a1

a2

a3

a4

a5

f1

f2

f4

c1

c2

c4

c5

c7

c8

d13

d15d16

d11

d10

d7

d1

d2

d3

N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

O

(R)

O

NN

N

O

CF3

O

N

N

N

O

f4

f4

f4

f1f2

En suivant la procédure générale, le macrocycle 143 (20 mg ; 0,026 mmol, 1 éq.) est mis en



chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 85/15 à 40/60) et conduit au rotaxane

136 (20 mg, 8,56 mol, 33%) sous la forme d’une cire transparente.



M = 2337,07 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 50/50)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,25-1,32 (m, 86H, 54Ha5, 32HCH2) ; 1,41-1,52 (m,

4H, Hf2) ; 3,29-3,36 (2t, J = 6,6 Hz, 8H, Hf4) ; 3,56 (s, 3H, Hd7) ; 4,05-4,10 (m, 6H, Hf1, Hc4) ;

4,19 (s, 2H, Hc4) ; 4,40 (s, 2H, Hc5) ; 4,48 (s, 2H, Hc5) ; 4,62-4,80 (m, 4H, Ha2) ; 4,87-5,01 (dd,

2H, Hd15) ; 5,11 (s, 2H, Hd16) ; 6,33-6,45 (m, 4H, Ha3) ; 6,69-6,75 (m, 4H, Hc7 ou Hc8) ; 6,83

(m, 2H, Hc7 ou Hc8) ; 6,89-6,91 (m, 4H, Ha4) ; 6,95-6,97 (m, 2H, Hc7 ou Hc8) ; 7,13-7,16 (m,

15H, 12Haro trityl, Hd1, 2Hd2) ; 7,26-7,31 (m, 12H, Haro trityl) ; 7,42-7,43 (m, 6H, 2Hc2, 2Hd3,

Hd10, Hd11) ; 7,47-7,48 (m, 2H, Ha1) ; 7,54 (s, 1H, Hd13) ; 7,65-7,67 ( m, 2H, Hc1, HNH carbamate) ;

7,75 (s, 1H, HNH carbamate) ; 10,21 (s, 1H, HNH amide).

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -69,19 (s, CF3).


206

Procédure pour la réalisation d’expériences de contrôle du mouvement

Utilisation du complexe de cuivre achiral

A une solution de rotaxane 135 (6,1 mg ; 2,8 mol ; 1 éq.) dans le CD2Cl2 (0,6 mL), le

[(Cu(CH3CN)4](PF6) (1,2 mg ; 3,2 mol ; 1,1 éq.) est ajouté. La solution obtenue est passée

aux ultrasons et la RMN 19F est enregistrée.

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -72,00 (d, J = 722 Hz, PF6-) ; -69,01 – -68,99 (2s,

dias CF3).

Utilisation du complexe de cuivre chiral

Une solution de d’acide phosphorique S-AP (9,4 mg ; 18,8 mol ; 2,2 éq.) et de

[(Cu(CH3CN)4](PF6) (3,5 mg ; 9,4 mol ; 1,1 éq.) dans le CD2Cl2 (0,6 mL) est agitée une

heure à température ambiante. Le rotaxane 135 (18 mg ; 8,5 mol ; 1 éq) est alors additionné,

et la RMN 19F est enregistrée.

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -72,36 (d, J = 714 Hz, PF6-) ; -69,16 (s, CF3

“libre”) ; -68,92 (s, CF3 “bloqué”).


O

NN

NO

R

d1 d2

d3

d5

d6

d7

d8

d9d10

d11

d12

d13

d14

d15

d16

d17

c1

c2

c3c4

c5

c6

c7

c8

c9

b1

b2

b3

b4b5

b6b7

b8

a1

a2

a3

N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

O

CF3d4

Les composés 143 (46 mg ; 60 mol ; 1 éq.), 23 (162 mg ; 0,30 mmol ; 5 éq.) et 66 (175 mg ;

0,30 mmol ; 5 éq.) sont mis en solution dans le DCM (1,5 mL) et le [Cu(CH3CN)4](PF6)


207

(24 mg ; 66 mol ; 1,1 éq.) est ajouté. Le mélange est agité pendant 23 heures à température

ambiante, puis le cuivre est décomplexé en ajoutant une solution saturée d’EDTA. Le

mélange biphasique obtenu est agité à température ambiante pendant une heure, puis les

phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les phases

organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une purification par

chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 50/50) permet d’isoler le

rotaxane 140 (56 mg ; 29 mol ; 48%) en mélange de diastéréoisomères mécaniques sous la



Formule Brute : C121H132F3N7O10

M = 1901,38 g.mol-1

Rf = 0,6 (EP/AcOEt 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,31-1,35 (4s, 54H, 54Hb1) ; 1,76-1,85 (m, 2H,

Hb7) ; 3,31 (m, 1H, Hb6) ; 3,44 (m, 1H, Hb6) ; 3,55 – 3,57 (2s, 3H, Hd7) ; 3,94-4,02 (m, 2H,

Hb8) ; 4,09-4,57 (m, 10H, 2Ha2, 4Hc4, 4Hc5) ; 4,86-4,91 (m, 2H, Hd15) ; 5,05-5,16 (m, 2H,

Hd16) ; 6,03-6,49 (m, 4H, 2Ha3, 2Hb5) ; 6,51-6,55 (m, 2H, Hd10, HNH carbamate) ; 6,59-6,65 (m,

2H, 2Hb4) ; 6,69-6,78 (m, 5H, 4Hc8, Hd13) ; 6,88-6,90 (m, 2H, Hd11, HNH carbamate) ; 6,99-7,06

(m, 2H, 2Hb4) ; 7,14-7,23 (m, 16H, 12Hb3, 4Hc7) ; 7,26-7,34 (m, 14H, 12Hb2, 2Hc2) ; 7,40-7,43

(m, 4H, Hc1, Hd1, 2Hd2) ; 7,58-7,59 (m, 1H, Ha1) ; 7,65-7,67 (m, 2H, Hd3) ; 10,16-10,19 (m,

1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 29,7 – 29,8 (Cb7) ; 31,5 (Cb1) ; 34,6 (Cquat. tBu) ; 47,3

(Cb8) ; 55,8 (Cd7) ; 60,8 – 61,1 (Ca2) ; 63,4 (Cquat. trityl) ; 63,5 (Cd15) ; 63,6 (Cquat. trityl) ; 64,1 –

64,3 (Cb6) ; 66,3 (Cd16) ; 72,4 – 72,5 (Cc4, Cc5) ; 84,7 (Cd5) ; 113,3 – 113,4 – 113,6 (Ca3, Cb5) ;

117,9 – 118,5 (Cc8) ; 119,8 – 120,0 (Cc2) ; 123,9 – 124,7 – 124,8 (Cb2, Cb3, Cd10) ; 128,1 –

128,3 (Cd3) ; 129,0 (Cd14) ; 129,5 – 129,7 (Cd2) ; 130,0 (Cc7) ; 130,8 (Cb4) ; 131,5 – 131,7 –

131,9 – 132,0 – 132,1 (Cd1, Cd4, Cd11, Cd13) ; 133,0 (Ca1) ; 133,2 (Cc6) ; 134,8 (Cd12) ; 136,1

(Cd9) ; 137,2 – 137,5 (Cc1) ; 137,9 (Cc9) ; 139,8 – 139,9 (Cquat. aro. trityl) ; 140,2 – 140,3 (Cquat. aro.

trityl) ; 143,7 (Cquat. triazole) ; 145,0-145,2 (Cquat. aro. trityl) ; 148,6-148,8 (Cquat. aro. trityl) ; 153,9 –

154,0 (Cd17) ; 156,0 – 156,1 (2Cquat. aro. trityl) ; 156,5 – 156,6 (Cc3) ; 165,4 – 165,5 (Cd8).

Notons que la faible concentration en rotaxane ne permet pas d’observer le signal du CF3

(quadruplet de faible intensité vers 124 ppm, Cd6) en RMN 13C.


208

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -69,23 – -69,07 (2s, dias CF3).



O

NN

NO

R

d1 d2

d3

d5

d6

d7

d8

d9d10

d11

d12

d13

d14

d15

d16

d17

c1

c2

c3c4

c5

c6

c7

c8

c9

b1

b2

b3

b4b5

b6b7

b8

a1a2

a3 N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

O

CF3

a4

a5

a6

a7a8

d4

Les composés 143 (15 mg ; 20 mol ; 1 éq.), 150 (29 mg ; 97 mol ; 5 éq.) et 66 (57 mg ;

97 mol ; 5 éq.) sont mis en solution dans le DCM (0,5 mL) et le [Cu(CH3CN)4](PF6)

(6,9 mg ; 19 mol ; 0,95 éq.) est ajouté. Le mélange est agité pendant 4 jours à température

ambiante, puis le cuivre est décomplexé en ajoutant une solution saturée d’EDTA. Le

mélange obtenu est agité à température ambiante pendant 30 minutes, puis les phases sont

séparées. La phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM et les phases organiques

rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une purification par

chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 50/50) permet d’isoler le

rotaxane 141 (6,3 mg ; 3,8 mol ; 19%) en mélange de diastéréoisomères mécaniques sous la




M = 1656,96 g.mol-1

Rf = 0,5 (DCM/MeOH 99/1)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,30-1,32 (m, 29H, 27Hb1, 2Hb7) ; 2,66-2,70 (m, 2H,

Hb6) ; 3,47-3,57 (m, 5H, 2Hb8, 3Hd7) ; 4,05-4,25 (m, 6H, 2Ha3, 4Hc4) ; 4,40-4,50 (m, 4H, Hc5) ;


209

4,86-5,17 (m, 4H, 2Hd15, 2Hd16) ; 5,84-5,91 (m, 2H, Hb5) ; 6,44-6,57 (m, 4H, Hc8) ; 6,72-6,89

(m, 8H, 4Hc7, 2Hd2, 2HNH carbamate) ; 7,20-7,38 (m, 28H, 6Ha7, 3Ha8, 6Hb2, 6Hb3, Hc1, 2Hc2, Hd1,

Hd10, Hd11, Hd13) ; 7,50-7,55 (m, 8H, 6Ha6, 2Hb4) ; 7,62-7,66 (m, 3H, Ha1, 2Hd3) 10,06-10,11

(m, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 30,1 (Cb7) ; 31,5 (Cb1) ; 34,6 (Cquat. tBu) ; 47,0 (Cb8) ;

55,8 (Cd7) ; 58,9 (Ca3) ; 62,2 (Cd15, Cd16) ; 63,6 (Cb6) ; 66,4 (Cquat. trityl) ; 72,4 – 72,5 (Cc4, Cc5) ;

87,7 (Cd5) ; 89,2 (Cquat. trityl) ; 113,5 (Cb5) ; 118,1 (Cc8) ; 120,1 (Cc2) ; 124,7 – 124,9 (Ca8, Cb2,

Cd10) ; 127,6 (Cb3) ; 128,1 – 128,2 (Cd3) ; 128,4 (Ca7) ; 129,0 – 129,1 (Ca1, Cd14) ; 129,6 –

129,7 (Cd2) ; 130,0 (Cc7) ; 130,7 – 130,8 (Ca6, Cb4) ; 131,4 – 131,5 – 132,4 – 132,6 (Cd1, Cd4,

Cd11, Cd13) ; 133,1 (Cc6) ; 134,7 (Cd12) ; 136,1 (Cd9) ; 137,3 (Cc1) ; 139,4 – 139,7 (Ca2, Cc9) ;

144,3 – 145,3 – 145,4 – 148,6 (Cquat. aro. trityl) ; 153,8 (Cd17) ; 156,1 – 156,2 (Cc3, Cquat. aro. trityl) ;

165,6 (Cd8).

La faible concentration en rotaxane n’a pas permis d’observer le signal du CF3 (Cd6).

RMN 19




N N

N O

N

O O

HN NHO

OO

NH

OO

O

O

CF3

R

a1

a2a3

a4a5

a6

a7a8

b1

b2

b3

b4b5

b6

b7

b8

c1

c2

c3

c4

c5

c6

c7

c8

c9

d17

d16d12

d11

d10

d9

d14

d13

d15

d5

d6

d4

d3

d2d1

d7

d8

Les composés 143 (15 mg ; 20 mol ; 1 éq.), 151 (58 mg ; 97 mol ; 5 éq.) et 66 (57 mg ;

97 mol ; 5 éq.) sont mis en solution dans le DCM (0,25 mL) et le [Cu(CH3CN)4](PF6)

(6,9 mg ; 19 mol ; 0,95 éq.) est ajouté. Le mélange est agité pendant 60 heures à 30°C, puis

le cuivre est décomplexé en ajoutant une solution saturée. Le mélange obtenu est agité à


210

température ambiante pendant une heure, puis la phase aqueuse est extraite trois fois avec du

DCM. Les phases organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une

purification par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 50/50) permet

d’isoler le rotaxane 142 (11 mg ; 6,2 mol ; 31%) en mélange de diastéréoisomères

mécaniques sous la forme d’un solide blanc.



M = 1957,49 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/AE 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,26-1,31 (m, 58H, 2HCH2, 54Hb1, 2Hb7) ; 1,72 (m,

4H, 4HCH2) ; 2,22-2,27 (m, 2H, Ha3) ; 3,26-3,33 (m, 2H, Hd15) ; 3,35-3,45 (m, 2H, Ha7 ou

Hb6) ; 3,55-3,57 (m, 3H, Hd7) ; 3,61 (m, 2H, Ha7 ou Hb6) ; 3,85-3,90 (m, 2H, Hb8) ; 4,09-4,15

(m, 4H, Hc4) ; 4,42-4,43 (m, 4H, Hc5) ; 5,03-5,16 (m, 2H, Hd16) ; 6,30-6,52 (m, 4H, 2Ha8,

2Hb5) ; 6,62-6,89 (m, 8H, 4Hc7, 4Hc8) ; 6,92-7,01 (m, 5H, Ha1, Hb4) ; 7,17-7,21 (m, 14H,

12Hb3, 2Cc2) ; 7,26-7,31 (m, 13H, 12Hb2, HNH carbamate) ; 7,39-7,47 (m, 6H, Hc1, Hd1, 2Hd2,

Hd13, HNH carbamate) ; 7,56 (m, 1H, Hd11) ; 7,59-7,61 (m, 1H, Hd10) ; 7,65-7,66 (m, 2H, Hd3) ;

10,20 (m, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 23,1 (CCH2) ; 25,8 (Ca3) ; 29,7 – 29,8 (2CCH2) ; 30,1

(Cb7) ; 31,5 (Cb1) ; 34,6 (Cquat. tBu) ; 47,0 (Cb8) ; 55,8 (Cd7) ; 63,5 (Cd15, Cquat. trityl) ; 66,4 (Cd16) ;

67,7 – 70,7 (Ca7, Cb6, Cc4) ; 72,5 (Cc5) ; 113,5 (Ca8, Cb5) ; 118,0 (Cc8) ; 119,9 (Cc2) ; 121,6

(Ca1) ; 124,7 – 124,8 (dias Cb2, Cd10) ; 128,1 (Cd3) ; 129,0 (Cd2, Cd14) ; 129,6 – 129,7 (Cc7) ;

130,0 (Cd1) ; 131,6 (Cd13) ; 130,7 – 130,8 (dias Cb3) ; 132,0 (Cb4) ; 132,7 (Cd11) ; 133,1 (Cd4) ;

133,5 (Cc6) ; 135,3 (Cd12) ; 136,1 (Cd9) ; 137,3 (Cc1) ; 138,0 (Cc9) ; 140,1 (Ca2) ; 145,1 (Cquat.

aro. trityl) ; 148,7 (Cquat. aro. trityl) ; 153,1 (Cd17) ; 157,2 (Cquat. aro. trityl) ; 158,1 (Cc3) ; 165,6 (Cd8).

Notons que la concentration en rotaxane était trop faible pour permettre l’observation des

signaux issus du couplage carbone-fluor (correspondant aux carbones Cd5 et Cd6).

RMN 19




211


NH

O

O

O

NHO

NH

O

O

O

N

c1

c2c3c4c5

c6

c7c8

c9

d17

d16

d12

d11

d10

d9

d14

d13

d15

d5

d6

d4F3C

Od3

d2

d1

d7

d8

R

A une solution de composé 144 (46 mg ; 65,8 mol ; 1 éq.) dans le DMF (0,823 mL) sont

ajoutés le HOBt (8,9 mg ; 65,8 mol ; 1 éq.) et le composé 67 (52,8 mg ; 151 mol ; 2,3 éq.).

La solution est agitée 7 heures à 30°C avant d’ajouter du DMF (65 mL) afin d’atteindre une

concentration de 0,001 M en composé 144. Après 90 heures en grande dilution, une analyse

HPLC révèle la consommation totale du composé 144 et de l’intermédiaire monosubstitué

149 au profit du macrocycle.

Le DMF est alors évaporé et le résidu est dilué dans un mélange AcOEt/Toluène 2/1 avant

d’être lavé par une solution de Na2CO3 saturée. La phase organique est ensuite séchée sur

MgSO4, filtrée et évaporée à sec.

Le brut obtenu est purifié par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 1/1 à 2/3)

pour obtenir la molécule macrocyclique 143 (18 mg ; 23,4 mol ; 36%) sous la forme d’une

poudre blanche.



M = 770,75 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 40/60)

Pf = 114-117°C

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 3,58 (s, 3H, Hd7) ; 4,38 – 4,40 (2s, 4H, Hc4) ; 4,50 (s,

4H, Hc5) ; 4,98 (d, Jgem = 12,8 Hz, 1H, Hd15) ; 5,08 (d, Jgem = 12,8 Hz, 1H, Hd15) ; 5,13 (s, 2H,

Hd16) ; 6,98-7,19 (m, 10H, Hc7, Hc8, 2HNH carbamates) ; 7,30 (2d, J = 7,7 Hz, 2H, Hc2) ; 7,40 (dd,

Jortho = 8,4 Hz, Jmeta = 1,8 Hz, 1H, Hd11) ; 7,46 (m, 3H, Hd1, Hd2) ; 7,51 (d, J = 1,8 Hz, 1H,

Hd13) ; 7,66 (d, 2H, Hd3, signal partiellement masqué par le triplet à 7,69 ppm : la constante de


212

couplage n’a pas pu être déterminée) ; 7,69 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hc1) ; 7,84 (d, J = 8,4 Hz, 1H,

Hd10) ; 9,57 (sl, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 55,8 (Cd7) ; 63,3 (Cd15) ; 66,4 (Cd16) ; 71,9 (Cc4) ;

72,1 (Cc5) ; 84,9 (q, J = 26 Hz, Cd5) ; 118,9 (Cc8) ; 121,1 (Cc2) ; 124,3 (Cd10) ; 124,4 (q,

J = 290 Hz, Cd6) ; 128,1 (Cd3) ; 128,9 (Cd14) ; 129,1 (Cd2) ; 129,5 – 129,7 (Cc7) ; 130,1 (Cd1) ;

130,3 (Cd11) ; 131,6 (Cd13) ; 133,0 (Cd4) ; 133,2 (Cc6) ; 134,9 (Cd12) ; 135,7 (Cd9) ; 137,4 (Cc1) ;

138,0 (Cc9) ; 153,5 (Cd17) ; 158,0 (Cc3) ; 165,4 (Cd8).

RMN 19

F (376 MHz, CD2Cl2) (ppm) : -69,28 (s, CF3).




O

NH

O

(R)

O

CF3

O

d12

d11

d10

d9

d14

d13

d15

d8

d5

d6

d7

d4d3

d2

d1

d16

O

O

OO

NO2

NO2

12

3

4

d17

Le diol 148 (627 mg ; 1,7 mmol ; 1 éq.) et le chloroformiate de para-nitrophényle (1,37 g ;

6,8 mmol ; 4 éq.) sont dissous dans le DCM anhydre (32 mL) et la solution est refroidie à 0°C

avant d’ajouter goutte à goutte la pyridine anhydre (0,62 mL ; 6,8 mmol ; 4 éq.).

Le brut est maintenu 20 minutes à 0°C avant d’enlever le bain de glace.

Après 5 heures à température ambiante, la réaction est stoppée en versant une solution de

NaHCO3 saturée sur le brut. Les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite deux

fois avec du dichlorométhane puis trois fois avec de l’acétate d’éthyle. Les phases organiques

sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec. Le résidu obtenu est purifié

par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 90/10 à 70/30) pour obtenir le

produit 144 (984 mg ; 1,41 mmol ; 83%) sous la forme d’une cire incolore.




213

M = 699,54 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/AcOEt 60/40)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 3,50 (s, 3H, Hd7) ; 5,24 (d, Jgem = 12,6 Hz, 1H, Hd15) ;

5,29 (s, 2H, Hd16) ; 5,32 (d, Jgem = 12,6 Hz, 1H, Hd15) ; 7,34-7,38 (m, 4H, H2) ; 7,44 (m, 3H,

Hd1, Hd2) ; 7,51-7,54 (m, 2H, Hd11, Hd13) ; 7,60-7,63 (m, 2H, Hd3) ; 8,01 (d, J = 8,2 Hz, 1H,

Hd10) ; 8,11-8,29 (m, 4H, H3) ; 9,42 (s, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 55,5 (Cd7) ; 67,8 (Cd15) ; 70,1 (Cd16) ; 84,6 (q,

J = 27 Hz, Cd5) ; 121,8 – 121,9 (C2) ; 124,4 (Cd10) ; 125,5 (C3) ; 127,6 (q, J = 277 Hz, Cd6) ;

127,8 (Cd3) ; 129,0 (Cd1) ; 130,0 (Cd2) ; 131,0 (Cd11) ; 131,5 (Cd13) ; 131,9 (Cd4) ; 132,2 (Cd9) ;

136,4 (Cd12, Cd14) ; 145,6 – 145,8 (C4) ; 152,5 – 152,6 (C1) ; 155,3 – 155,5 (Cd17) ; 165,5 (Cd8).



OO

NH

OH

(R)

O

CF3

O

1

23

d12

d11

d10

d9

d14

d13

d15

d8

d5

d6

d7

d4d3

d2

d1

A une solution de DMF anhydre (2,14 mL ; 27,6 mmol ; 1,4 éq.) dans l’ACN (qualité HPLC)

(60 mL) refroidie à 0°C est ajouté le chlorure d’oxalyle (1,7 mL ; 19,4 mmol ; 1 éq.).

Une suspension blanche apparaît presque instantanément. L’acide de Mosher R 145 (5,0 g ;

21,4 mmol ; 1,1 éq.) est alors additionné, et le brut redevient limpide.

Après 30 minutes à 0°C, le composé 8476 (3,79 g ; 19,4 mmol ; 1 éq.) est ajouté. La solution

se trouble, avant de redevenir limpide lorsque de la Et3N (3,0 mL ; 19,4 mmol ; 1 éq.) sous

septum et de l’acétonitrile (100 mL) sont introduits dans le mélange.

Le bain de glace est retiré et l’agitation est maintenue à température ambiante pendant 22

heures.

Le brut est ensuite évaporé et le résidu est dilué dans le DCM avant d’être lavé trois fois par

une solution de NaHCO3 saturée. La phase aqueuse est alors extraite trois fois avec du DCM.


résidu obtenu est purifié par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 90/10 à


214

70/30) pour obtenir le produit 147 (2,87 g ; 6,98 mmol ; 36%) sous la forme d’une cire

incolore.


Formule Brute : C20H20F3NO5

M = 411,37 g.mol-1

Rf = 0,7 (EP/AE 60/40)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,37 (t, J = 7,1 Hz, 3H, H3) ; 2,45 (sl, 1H, HOH) ; 3,54

(s, 3H, Hd7), 4,34 (q, J = 7,1 Hz, 2H, H2) ; 4,66 (dd, Jgem = 12,6 Hz, 4J = 3,9 Hz , 1H, Hd15) ;

4,74 (dd, Jgem = 12,6 Hz, 4J = 4,2 Hz , 1H, Hd15) ; 7,40-7,43 (m, 3H, Hd1, Hd3) ; 7,62 (m, 2H,

Hd2) ; 7,83 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Hd13) ; 7,99 (dd, Jortho = 8,5 Hz, Jmeta = 2,0 Hz, 1H, Hd11) ; 8,32

(d, J = 8,5 Hz, 1H, Hd10) ; 10,21 (sl, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 14,4 (C3) ; 55,5 (Cd7) ; 61,2 (C2) ; 64,4 (Cd15) ; 84,6

(q, J = 27 Hz, Cd5) ; 121,2 (Cd10) ; 123,8 (q, J = 290 Hz, Cd6) ; 126,3 (Cd12) ; 127,7 (Cd2) ;

128,8 (Cd3) ; 129,0 (Cd14) ; 129,8 (Cd1) ; 130,1 (Cd13) ; 130,9 (Cd11) ; 132,4 (Cd4) ; 141,0 (Cd9) ;

165,3 (Cd8) ; 166,1 (C1).



OH

NH

OH

(R)

O

CF3

O

d12

d11

d10

d9

d14

d13

d15

d8

d5

d6

d7

d4d3

d2

d1

d16

Le composé 147 (314 mg ; 0,76 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le THF anhydre (8,4 mL) et la

solution est refroidie à -78°C avant d’ajouter goutte à goutte le DIBALH à 1M dans le DCM

(3,05 mL ; 3,05 mmol ; 4 éq.).

Après 7 heures à -78°C, la réaction est stoppée et le brut est versé sur une solution de sels de

Rochelle. Le mélange obtenu est agité pendant environ une heure. La phase aqueuse est

ensuite extraite trois fois avec du diéthyl éther puis trois fois avec de l’acétate d’éthyle. Les

phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec. Le résidu


215

obtenu est purifié par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AE 60/40 à 40/60) pour

obtenir le produit 148 (260 mg ; 0,704 mmol ; 93%) sous la forme d’une cire incolore.


Formule Brute : C18H18F3NO4

M = 369,34 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 40/60)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,26 (s, 2H, HOH) ; 3,54 (s, 3H, Hd7) ; 4,56 (d,

Jgem = 12,5 Hz, 1H, Hd15) ; 4,59 (s, 2H, Hd16) ; 4,65 (d, Jgem = 12,5 Hz, 1H, Hd15) ; 7,17 (s, 1H,

Hd13) ; 7,28 (d, 1H, Hd11, signal partiellement masqué par le pic de solvant résiduel, la

constante de couplage n’a pas pu être déterminée) ; 7,42-7,44 (m, 3H, Hd1, Hd2) ; 7,64 (d,

J = 3,6 Hz, 2H, Hd3) ; 8,04 (d, J = 8,2 Hz, 1H, Hd10) ; 9,82 (s, 1H, HNH amide).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 55,5 (Cd7) ; 64,2 (Cd15) ; 64,7 (Cd16) ; 64,6 (q,

J = 26 Hz, Cd5) ; 122,6 (Cd10) ; 123,9 (q, J = 289 Hz, Cd6) ; 127,7 (Cd13) ; 127,8 (Cd3, Cd11) ;

128,8 (Cd1) ; 129,8 (Cd2) ; 130,5 (Cd9) ; 132,7 (Cd4) ; 135,7 (Cd14) ; 137,8 (Cd12) ; 165,2 (Cd8).


Préparation du composé 150 : triphenyl(prop-2-ynyloxy)methane

O

a1

a2a3

a4a5

a6

a7

a8

A une solution d’alcool propargylique 152 (1,00 mL ; 16,9 mmol ; 1 éq.) dans le DCM

(8,5 mL) sont successivement ajoutés la DMAP (0,04 g ; 0,34 mmol ; 0,02 éq.), la pyridine

(1,38 mL ; 16,9 mmol ; 1 éq.) et le chlorure de trityle 153 (5,19 g ; 18,6 mmol ; 1,1 éq.).

Après 24 heures à température ambiante, le mélange réactionnel est versé sur une solution

aqueuse de KHSO4 (1M). Les phases obtenues sont séparées et la phase aqueuse est extraite

trois fois au diéthyl éther. Les phases organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées

et évaporées à sec. Une purification par chromatographie flash (gradient d’élution EP/Et2O

98/2 à 95/5) permet d’isoler le produit 150 (2,45 g ; 8,2 mmol ; 49%) sous la forme d’un

solide blanc.


216



M = 298,38 g.mol-1

Rf = 0,5 (EP/Et2O 95/5)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,33 (s, 1H, Ha1) ; 3,73 (s, 2H, Ha3) ; 7,19-7,28 (m,

9H, HCH aro) ; 7,44-7,46 (m, 6H, HCH aro).




O

a1

a2a3

a4a5

a7 a6a8

b1

b2

b3

b4

A une solution d’alcool 72 (1,0 g ; 1,98 mmol ; 1 éq.) et d’alcyne 156 (0,53 g ; 1,98 mmol ;

1 éq.) dans le DMF (19 mL), K2CO3 (1,37 g ; 9,9 mmol ; 5 éq.) est ajouté et la solution est

chauffée à 70°C pendant 24 heures. Le mélange réactionnel est dilué par un grand volume

d’eau, les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les

phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une

purification par chromatographie flash (éluant EP/DCM 80/20) permet d’isoler le composé

151 (0,68 g ; 1,13 mmol ; 57%) sous la forme d’un solide blanc.



M = 598,90 g.mol-1

Rf = 0,4 (EP/AcOEt 90/10)

117 V. Druais, M. J. Hall, C. Corsi, S. V. Wendeborn, C. Meyer, J. Cossy, Org. Lett. 2009, 11, 935-938.


217

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,30 (s, 27H, Hb1) ; 1,58-1,60 (m, 4H, Ha4, Ha5) ; 1,79

(qt, J = 6,8 Hz, 2H, Ha6) ; 1,95 (t, J = 2,6 Hz, 1H, Ha1) ; 2,20-2,24 (td, 3J = 6,8 Hz,

4J = 2,6 Hz, 2H, Ha3) ; 3,94 (t, J = 6,8 Hz, 2H, Ha7) ; 6,75 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ha8) ; 7,06-7,10

(m, 8H, 6Hb3, 2Hb4) ; 7,21-7,22 (m, 6 H, Hb2).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 18,5 (Ca3) ; 25,5 – 28,4 (Ca4, Ca5) ; 29,0 (Ca6) ; 31,5

(Cb1) ; 34,4 (Cquat. tBu) ; 63,2 (Cquat. trityl) ; 67,7 (Ca7) ; 68,5 (Ca1) ; 84,6 (Ca2) ; 113,1 (Ca8) ;

124,2 (Cb2) ; 130,9 (Cb3) ; 132,4 (Cb4) ; 139,6 (Cquat. aro. trityl) ; 144,3 (Cquat. aro. trityl) ; 148,4 (Cquat.

aro. trityl) ; 157,0 (Cquat. aro. trityl).


Préparation du composé 155 : 6-heptyn-1-ol

HOa1

a2

a3

a4

a5

a6

a7

A une solution de LiAlH4 (0,60 g ; 15,85 mmol ; 2 éq.) dans Et2O (50 mL) refroidie à 0°C,

l’acide 6-heptynoïque (1,0 g ; 7,93 mmol ; 1 éq.) solubilisé dans Et2O (10 mL) est ajouté

goutte à goutte. Après une heure à température ambiante, une solution de HCl (1M) (30 mL)

est ajoutée au mélange. Après 30 minutes sous agitation, le brut est dilué par Et2O, les phases

sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec de l’Et2O. Les phases organiques

sont alors rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées pour obtenir de produit 155

(818 mg ; 7,29 mmol ; 92%) sous la forme d’une cire incolore, sans purification.



M = 112,17 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 80/20)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,42-1,63 (m, 6H, HCH2) ; 1,95 (t, J = 2,7 Hz, 1H,

Ha1) ; 2,21 (td, 3J = 7,0 Hz, 4J = 2,7 Hz, 2H, Ha3) ; 3,66 (t, J = 6,5 Hz, 2H, Ha7).


118 B. Sui, E. A.-H. Yeh, D. P. Curran, J. Org. Chem. 2010, 75, 2942-2954.


218

Préparation du composé 156 : 6-heptynyl p-toluenesulfonate

O

a3 a2SO

Oa1

a4

a5

a6

a71

23

45

L’alcool 155 (0,82 g ; 7,29 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le DCM (73 mL) refroidi à 0°C

avant d’ajouter le chlorure de tosyle (3,0 g ; 15,85 mmol ; 2 éq.) et la Et3N (2,14 mL ;

15,85 mmol ; 2 éq.). Après 24 heures à température ambiante, le brut est dilué par H2O, les

phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les phases

organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Une purification par

chromatographie flash (éluant EP/AcOEt 90/10) permet d’isoler le produit 156 (1,8 g ; 6,76

mmol ; 93%) sous la forme d’une cire incolore.



M = 266,36 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 90/10)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,40-1,50 (m, 4H, Ha4, Ha5) ; 1,63-1,70 (qt,

J = 6,8 Hz, 2H, Ha6) ; 1,93 (t, J = 2,6 Hz, 1H, H1) ; 2,15 (td, 3J = 6,8 Hz, 4J = 2,6 Hz, 2H,

Ha3) ; 2,45 (s, 3H, H5) ; 4,03 (t, J = 6,8 Hz, 2H, Ha7) ; 7,35 (d, J = 8,0 Hz, 2H, H2) ; 7,79 (d,

J = 8,0 Hz, 2H, H3).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 18,3 (Ca3) ; 21,7 (C5) ; 24,6 (Ca5) ; 27,8 (Ca4) ; 28,4

(Ca6) ; 68,6 (Ca1) ; 70,4 (Ca7) ; 84,1 (Ca2) ; 127,9 (C3) ; 129,9 (C2) ; 133,1 (C1) ; 144,8 (C4).


Préparation du composé 162 : 1,6-diazohexane

N3

N3

b1

b2

b3

Le dibromohexane 165 (3,23g ; 10 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le DMF (15 mL), NaN3

(1,07 g ; 16 mmol, 1,6 éq.) est ajouté et la solution est agitée à 80°C pendant 18 heures. Le

mélange réactionnel est ensuite hydrolysé en ajoutant H2O (100 mL). La phase aqueuse est

extraite trois fois avec de l’éther diéthylique, la phase organique est lavée plusieurs fois avec


219

de l’eau, séchée sur MgSO4 et évaporée. Une purification par chromatographie flash

automatique (éluant EP 100%) conduit au composé 162 (1,3 g ; 7,7 mmol ; 63%) sous la

forme d’une huile transparente.


Formule brute: C6H12N6

M = 168,20 g.mol-1

Rf = 0,1 (100% EP)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,39-1,43 (m, 4H, Hb3) ; 1,58-1,63 (m, 4H, Hb2) ;

3,28 (t, J = 7,0 Hz, 4H, Hb1).


Préparation du composé 163 : 1,10-diazodecane

N3

N3

e1

e2

Le dibromododécane 166 (3,3 g ; 10 mmol ; 1 éq.) est dissous dans le DMF (15 mL), NaN3

(1,0 g ; 15 mmol ; 1,5 éq.) est ajouté et la solution est agitée à 60°C pendant 20 heures. Le

mélange réactionnel est alors hydrolysé en ajoutant H2O (100 mL). La phase aqueuse est

extraite trois fois avec de l’éther diéthylique, la phase organique est lavée plusieurs fois avec

de l’eau, séchée sur MgSO4 et évaporée. Une purification par chromatographie flash

automatique (éluant EP 100%) conduit au composé 163 (1,97 g ; 7,8 mmol ; 78%) sous la

forme d’une huile transparente.


Formule brute: C12H24N6

M = 252,36 g.mol-1

Rf = 0,2 (100% EP)

119 F. Coutrot, E. Busseron, Chem. Eur. J. 2009, 15, 5186-5190.


220

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,28-1,38 (m, 16H, HCH2) ; 1,56-1,63 (m, 4H, He2) ;

3,26 (t, J = 7,0 Hz, 4H, He1).


Préparation du composé 164 : 1,12-bis((6-azidohexyl)oxy)dodecane

OO

N3N3

f1

f2f3

f4

f5

f1

f2f3

f4

f4

f4f5

f3 f3f2'

f2'

f2''

f2''

Le 6-azidohexan-1-ol 167 (0,11 g ; 0,76 mmol ; 2,5 éq.) est mis en solution dans le DMF

anhydre (2 mL). NaH (37 mg ; 0,91 mmol ; 3 éq.) est alors ajouté par petites portions à 0°C et

le mélange obtenu est maintenu à cette température pendant 30 minutes. Une solution de

TBAI (11 mg ; 0,03 mmol ; 0,1 éq.) et de dibromododécane 166 (37 mg ; 0,91 mmol ; 3 éq.)

dans le DMF (2 mL) est ajoutée à la solution contenant l’alcoolate. Le milieu réactionnel est

laissé à température ambiante pendant 24 heures. Le brut est hydrolysé à 0°C avec une

solution aqueuse saturée en NH4Cl. La phase aqueuse est extraite trois fois avec un mélange

AcOEt/Toluène 2/1, et la phase organique est lavée trois fois avec de l’eau, séchée sur MgSO4

et concentrée. Une purification par chromatographie flash (gradient d’élution EP/AcOEt 99/1

à 97/3) conduit au composé 164 (32 mg ; 0,007 mmol ; 23%), obtenu sous la forme d’une

huile transparente.


Formule brute: C24H48N6O2

M = 452,68 g.mol-1

Rf = 0,3 (EP/AcOEt 95/5)

RMN 1H (400 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 1,27 (m, 16H, HCH2) ; 1,36-1,37 (m, 8H, Hf3) ; 1,48-

1,63 (m, 12H, Hf2) ; 3,26 (t, J = 7,0 Hz, 4H, Hf1) ; 3,36 (2t, J = 6,6 Hz, 8H, Hf4).

RMN 13

C (100 MHz, CD2Cl2) (ppm) : 26,2 ; 26,6 ; 26,9 ; 29,2 (Cf3, Cf5) ; 29,9 ; 30,0 ; 30,1

; 30,2 (Cf2) ; 51,8 (Cf1) ; 70,9 ; 71,2 (Cf4).

120 M. Chwalek, R. Auzely, S. Fort, Org. Biomol. Chem. 2009, 7, 1680-1688.


221

Préparation du composé 182 : N-Benzyl-2-propynamide

NH

O

a1

a2

a3

a4a5

a6a7

a8

A une solution d’acide propiolique (0,50 g ; 7,14 mmol ; 1 éq.) dans le THF (6,0 mL)

refroidie à 0°C, NaH (0,30 g ; 7,5 mmol ; 1,05 éq.) est ajoutés par portions. Après 15 heures

sous agitation à température ambiante, la solution est refroidie à -15°C avant d’ajouter goutte

à goutte le chloroformiate d’éthyle (0,66 mL ; 0,75 g ; 6,9 mmol ; 0,97 éq.) dans le THF

(1,2 mL). Après une heure supplémentaire à température ambiante, le mélange est refroidi à

-5°C et une solution de benzylamine (0,78 mL ; 0,77 g ; 7,14 mmol ; 1 éq.) dans le THF

(2,4 mL) est additionnée goutte à goutte.

Le mélange réactionnel est laissé sous agitation pendant 4 heures, puis le solvant est évaporé

et le résidu est repris dans le DCM avant d’être lavé trois fois avec de l’eau. La phase

organique est ensuite séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le composé 182 (0,20 g ;

1,26 mmol ; 18%) est isolé sous la forme d’un solide blanc après purification par

chromatographie flash automatique (éluant EP/Et2O 50/50).


Formule Brute : C10H9NO

M = 159,18 g.mol-1

Rf = 0,2 (EP/Et2O 1/1)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 2,79 (s, 1H, Ha1) ; 4,47 (d, J = 5,9 Hz, 2H, Ha4) ; 6,34

(sl, 1H, HNH amide) ; 7,27-7,33 (m, 5H, 2Ha6, 2Ha7, Ha8).



Préparation du composé 184 : 1-benzyl-4-pentyl-1H-1,2,3-triazole

NN

Ng1

g2g3

g6

g5

g4

g7

fF


222

L’azoture de benzyle 183 (8,6 mg ; 65 mol ; 1éq.) et le 1-heptyne 180 (6,3 mg ; 65 mol ;

1éq.) sont mis en solution dans le DCM (0,25 mL). Le catalyseur au cuivre

[Cu(CH3CN)4](PF6) (3,9 mg ; 11 mol ; 0,17 éq.) est ajouté et l’ensemble est agité à

température ambiante pendant 19 heures. Le mélange réactionnel est ensuite lavé par une

solution saturée d’EDTA et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. La phase

organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie

flash (éluant DCM/MeOH 99/1) permet d’obtenir le produit 184 (4,8 mg ;

21 mol ; 32%) sous la forme d’un solide blanc.


Formule Brute : C14H19N3

M = 229,32 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 0,86-0,89 (m, 2H, HCH2) ; 1,29-1,33 (m, 5H, 3Hg7,

2HCH2) ; 1,62-1,64 (m, 2H, HCH2) ; 2,68 (t, J = 7,8 Hz, 2H, Hg3) ; 5,49 (s, 2H, Hf) ; 7,18 (s,

1H, Hg1) ; 7,24-7,35 (m, 5H, 5HF).


Préparation du composé 185 : 1-benzyl-4-(methoxymethyl)-1H-1,2,3-triazole

NN

N

O

e3

e2

e1

f

e4

F

L’azoture de benzyle 183 (8,6 mg ; 65 mol ; 1 éq.) et le méthylpropargyl éther 181 (4,6 mg ;

65 mol ; 1 éq.) sont mis en solution dans le DCM (0,25 mL). Le [Cu(CH3CN)4](PF6) (3,9

mg ; 11 mol ; 0,17 éq.) est ajouté et l’ensemble est agité à température ambiante pendant 19

heures. Le mélange réactionnel est ensuite lavé par une solution saturée d’EDTA et la phase

aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. La phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée

et évaporée. Une purification par chromatographie flash (éluant DCM/MeOH 99/1) permet

d’obtenir le produit 185 (8,8 mg ; 43 mol ; 66%) sous la forme d’un solide blanc.

121 S. S. Khan, S. Hanelt, J. Liebsher, arkivoc 2009, (xii), 193-208.


223



M = 203,24 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 3,19 (s, 3H, He4) ; 4,55 (s, 2H, He3) ; 5,52 (s, 2H,

Hf) ; 7,27-7,29 (m, 2H, 2HF) ; 7,34-7,38 (m, 3H, 3HF) ; 7,45 (s, 1H, He1).


Préparation du composé 186 : N,1-dibenzyl-1H-1,2,3-triazole-4-carboxamide

NH

O

N

NN

Ff

a1

a2a3

a4a5

a6

a7

a8

L’azoture de benzyle 183 (46 mg ; 0,34 mmol ; 1 éq.) et le composé 182 (54 mg ; 0,34 mmol ;

1 éq.) sont mis en solution dans le DCM (3,4 mL) avant d’ajouter le [Cu(CH3CN)4](PF6)

(25 mg ; 0,07 mmol ; 0,2 éq.). Le mélange est agité 48 heures à température ambiante avant

d’être lavé par une solution saturée d’EDTA et extrait trois fois avec du DCM. La phase

organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le résidu obtenu est purifié par

chromatographie flash automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à 0/100) et permet

d’isoler le produit 186 (81 mg ; 0,28 mmol ; 81%) sous la forme d’un solide blanc.



M = 292,34 g.mol-1

Rf = 0,7 (DCM/MeOH 98/2)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 4,62 (d, J = 6,0 Hz, 2H, Ha4) ; 5,55 (s, 2H, Hf) ; 7,27-

7,29 (m, 3H, Ha8, 2HF) ; 7,33-7,34 (m, 4H, 2Ha6, 2Ha7) ; 7,38-7,40 (m, 3H, 3HF) ; 7,49 (sl,

HNH amide) ; 7,99 (s, 1H, Ha1).

122 K. Asano, S. Matsubara, Org. Lett. 2010, 12, 4988-4991.


224

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 43,3 (Ca4) ; 54,7 (Cf) ; 125,5 (Ca1) ; 127,7 (Ca8) ;

128,0 (Ca6) ; 128,4 (CF) ; 128,9 (Ca7) ; 129,3 (CF) ; 129,4 (CF) ; 133,8 (Cquat. F) ; 137,9 (Ca5) ;

143,6 (Ca2) ; 160,0 (Ca3).


Préparation du composé 187 : (2-azidoethoxy)benzene

ON3

d1

d2d3

d4

d5

d6

Le phénol (0,13 g ; 1,35 mmol ; 1,1 éq.) et l’azoture 97 (0,30 g ; 1,23 mmol ; 1 éq.) sont

dissous dans le DMF (11,0 mL) avant d’ajouter le K2CO3 (0,85 g ; 6,13 mmol ; 5 éq.) et de

chauffer le mélange réactionnel à 70°C. Après 3 jours sous agitation à 70°C, la solution est

refroidie à température ambiante et diluée avec un grand volume d’eau. La phase aqueuse est

extraite trois fois avec du diéthyl éther. La phase organique est ensuite séchée sur MgSO4,

filtrée et évaporée. Le composé 187 (0,08 g ; 0,49 mmol ; 40%) est isolé sous la forme d’un

solide blanc après purification par chromatographie flash automatique (éluant EP/AcOEt

90/10).



M = 163,18 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 3,59 (t, J = 5,0 Hz, 2H, Hd1) ; 4,15 (t, J = 5,0 Hz, 2H,

Hd2) ; 6,94 (m, 2H, Hd4) ; 7,00 (t, J = 7,4 Hz, 1H, Hd6) ; 7,32 (m, 2H, Hd5).


123 H. Yamakoshi, N. Kanoh, C. Kudo, A. Sato, K. Ueda, M. Muroi, S. Kon, M. Satake, H. Ohori, C. Ishioka, Y. Oshima, H. Osada, N. Chiba, H. Shibata, Y. Iwabuchi, ACS Med. Chem. Lett. 2010, 1, 273-276.


225


O N3

c1c2

c3

c7

c5 c4

c6c8

c9

c10

c11

c12

c13

A une solution d’alcool 72 (1,0 g ; 1,98 mmol ; 1,2 éq.) et d’azoture 97 (0,39 g ; 1,6 mmol ;

1 éq.) dans le DMF (14,5 mL), le K2CO3 (1,1 g ; 8,0 mmol ; 5 éq.) est ajouté avant de chauffer

le mélange à 70°C pendant 24 heures. Le brut réactionnel est dilué par un grand volume

d’eau, les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite trois fois au DCM. Les phases

organiques sont rassemblées, séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées. Le résidu obtenu est

dissous dans un minimum de DCM et un grand volume de MeOH est ajouté pour faire

précipiter le produit 188 (0,68 g ; 1,2 mmol ; 74%) qu’on obtient sous la forme d’un solide

blanc après filtration.



M = 573,81 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 1,30 (s, 27H, Hc13) ; 3,58 (t, J = 5,0 Hz, 2H, Hc1) ;

4,13 (t, J = 5,0 Hz, 2H, Hc2) ; 6,79 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Hc4) ; 7,06-7,11 (m, 8H, Hc5, Hc10) ;

7,22-7,24 (m, 6H, Hc9).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 31,5 (Cc13) ; 34,4 (Cc12) ; 50,4 (Cc1) ; 63,2 (Cc7) ;

66,9 (Cc2) ; 113,2 (Cc4) ; 124,2 (Cc9) ; 130,8 (Cc10) ; 132,5 (Cc5) ; 140,5 (Cc3) ; 144,2 (Cc8) ;

148,5 (Cc11) ; 156,2 (Cc6).


Préparation du composé 189 : 4-pentyl-1-(2-phenoxyethyl)-1H-1,2,3-triazole

ON

NN

d1

d2

d3

d4

d5

d6 g2

g3

g1

g7

g5

g4

g6


226

Le composé 187 (15 mg ; 0,09 mmol ; 1 éq.) et le 1-heptyne 180 (0,12 mL ; 0,92 mmol ;

10 éq.) sont dissous dans le DCM (1,1 mL) avant d’ajouter le [Cu(CH3CN)4](PF6) (34 mg ;

0,09 mmol ; 1 éq.). Après 6 jours sous agitation à température ambiante, le brut est lavé par

une solution saturée d’EDTA et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. La

phase organique est ensuite séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le composé 189

(13,6 mg ; 0,05 mmol ; 57%) est isolé sous la forme d’un solide blanc après purification par

chromatographie flash automatique (éluant EP/AcOEt 60/40).



M = 259,35 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 0,88 (m, 3H, Hg7) ; 1,34 (m, 4H, HCH2) ; 1,67 (m, 2H,

HCH2) ; 2,72 (t, J = 7,5 Hz, 2H, Hg3) ; 4 ,35 (s, 2H, Hd1 ou Hd2) ; 4,73 (s, 2H, Hd1 ou Hd2) ;

6,89 (d, J = 7,7 Hz, 2H, Hd4) ; 6,99 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Hd6) ; 7,29 (t, J = 7,7 Hz, 2H, Hd5) ;

7,49 (s, 1H, Hg1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 14,2 (Cg7) ; 22,6 (CCH2) ; 25,7 (Cg3) ; 29,3 – 31,6

(2CCH2) ; 45,0 (Cd1 ou Cd2) ; 66,6 (Cd1 ou Cd2) ; 114,7 (Cd4) ; 121,8 (Cd6) ; 122,2 (Cg1) ; 129,8

(Cd5) ; 148,6 (Cg2) ; 158,0 (Cd3).



g2

g3

O Ng1

g7

g5

g4 g6

N

N

c1c2

c3

c8

c7

c5 c4

c6

c13

c9

c11

c12

c10

Le composé 188 (49 mg ; 85 mol ; 1 éq.) et le 1-heptyne 180 (0,07 mL ; 52 mg ; 0,54 mmol ;

6 éq.) sont dissous dans le DCM (1,0 mL) avant d’ajouter le [Cu(CH3CN)4](PF6) (32 mg ;

85 mol ; 1 éq.). Après 6 jours sous agitation à température ambiante, le brut est lavé par une

solution saturée d’EDTA et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. La phase


227

organique est ensuite séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée. Le composé 190 (9,7 mg ;

15 mol ; 17%) est isolé sous la forme d’un solide blanc après purification par

chromatographie flash automatique (éluant EP/AcOEt 60/40).



M = 669,98 g.mol-1

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 0,88 (t, J = 7,0 Hz, 3H, Hg7) ; 1,29 (s, 27H, Hc13) ;

1,33-1,34 (m, 4H, Hg6, Hg5) ; 1,68 (qt, J = 7,7 Hz, 2H, Hg4) ; 2,73 (t, J = 7,7 Hz, 2H, Hg3) ;

4 ,32 (t, J = 4,8 Hz, 2H, Hc2) ; 4,72 (t, J = 4,8 Hz, 2H, Hc1) ; 6,73 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Hc5) ;

7,06 (d, J = 8,4 Hz, 6H, Hc9) ; 7,10 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Hc4) ; 7,23 (d, J = 8,4 Hz, 6H, Hc10) ;

7,51 (s, 1H, Hg1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 14,2 (Cg7) ; 22,5 (Cg6, Cg5) ; 25,6 (Cg3) ; 29,2 (Cg4) ;

31,5 (Cc13) ; 34,4 (Cc12) ; 50,1 (Cc1) ; 63,1 (Cc7) ; 66,5 (Cc2) ; 113,2 (Cc5) ; 122,3 (Cg1) ; 124,2

(Cc10) ; 130,8 (Cc9) ; 132,6 (Cc4) ; 140,9 (Cc6) ; 144,1 (Cc11) ; 148,5 (Cg2, Cc8) ; 155,8 (Cc3).



O N

NN

g1

g2 g3

g4

g5

g6g7

b1

b2

b3

b4

b5

b6

b7

b8

Le composé 66 (86 mg ; 0,15 mmol ; 1 éq.), le 1-heptyne 180 (192 l ; 140 mg ; 1,46 mmol ;

10 éq.) et le [Cu(CH3CN)4](PF6) (55 mg ; 0,15 mmol ; 1 éq.) sont mis en présence dans le

DCM (2,0 mL) et agités à température ambiante pendant 72 heures. La solution est alors lavée

par une solution saturée d’EDTA et la phase aqueuse est extraite trois fois avec du DCM. Les

phases organiques rassemblées sont séchées sur MgSO4, filtrées et évaporées à sec. Une

purification par chromatographie flash automatique (gradient d’élution EP/AcOEt 100/0 à

0/100) permet d’accéder au composé 191 (96 mg ; 0,14 mmol ; 96%) sous la forme d’une

poudre blanche.


228



M = 684,01 g.mol-1

Rf = 0,1 (EP/AcOEt 85/15)

RMN 1H (400 MHz, CDCl3) (ppm) : 0,87 (t, J = 6,7 Hz, 3H, Hg7) ; 1,30 (m, 31H, 2Hg6,

2Hg5, 27Hb1) ; 1,65 (m, 2H, Hg4) ; 2,37 (m, 2H, Hb7) ; 2,70 (t, J = 7,5 Hz, 2H, Hg3) ; 3,93 (m,

2H, Hb6) ; 4,54 (m, 2H, Hb8) ; 6,74 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Hb5) ; 7,06-7,10 (m, 8H, 2Hb4, 6Hb3) ;

7,22-7,24 (m, 6H, Hb2) ; 7,28 (s, 1H, Hg1).

RMN 13

C (100 MHz, CDCl3) (ppm) : 14,2 (Cg7) ; 22,5 (Cg6, Cg5) ; 25,7 (Cg3) ; 29,3 (Cg4) ;

30,2 (Cb7) ; 31,5 (Cb1) ; 34,4 (Cquat. tBu) ; 47,1 (Cb8) ; 63,2 (Cquat. trityl) ; 64,0 (Cb6) ; 113,0 (Cb5) ;

121,4 (Cg1) ; 124,2 (Cb2) ; 130,8 (Cb3) ; 132,5 (Cb4) ; 140,2 (Cquat. aro. trityl) ; 144,2 (Cquat. aro.

trityl) ; 148,5 (Cg2, Cquat. aro. trityl) ; 156,4 (Cquat. aro. trityl).


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Publication associée à ce manuscrit


A Mechanically Interlocked Molecular System Programmed for the Delivery of an

Anticancer Drug

Romain Barat,[a] Thibaut Legigan,[a] Isabelle Tranoy-Opalinski,[a] Brigitte Renoux,[a] Elodie Péraudeau,[b, c] Jonathan Clarhaut,[b] Pauline Poinot,[d] Antony E. Fernandes,[e] Vincent Aucagne,[f]

David A. Leigh[g] and Sébastien Papot.*[a] [a] Université de Poitiers, UMR-CNRS 7285, Institut de Chimie des Milieux et des Matériaux de Poitiers, groupe « Systèmes Moléculaires

Programmés », 4 rue Michel Brunet, TSA 51106, 86073 Poitiers, France.

[b] INSERM CIC 1402 2 rue de la Milétrie, CHU de Poitiers, CS 90577, 86021 Poitiers, France.

[c] Université de Poitiers, CNRS ERL 7368, 1 rue Georges Bonnet, TSA 51106, 86073 Poitiers, France.

[d] Université de Poitiers, UMR-CNRS 7285, Institut de Chimie des Milieux et des Matériaux de Poitiers, Equipe Eau, Géochimie

Organique, Santé (EGS), 4 rue Michel Brunet, TSA 51106, 86073 Poitiers, France.

[e] Institute of Condensed Matter and Nanoscience, Université catholique de Louvain, place Croix du Sud, 1348 Louvain-la-Neuve,

Belgium.

[f] Centre de Biophysique Moléculaire, CNRS, rue Charles Sadron, 45071 Orléans Cedex 2, France

[g] School of Chemistry University of Manchester, Oxford road, Manchester MP13 9PL, UK

*E-mail: [email protected]

The development of mechanically interlocked molecular systems programmed to operate autonomously in biological environments

is an emerging field of research with potential medicinal applications. Within this framework, functional rotaxane- and

pseudorotaxane-based architectures are starting to attract interest for the delivery of anticancer drugs, with the ultimate goal to

improve the efficiency of cancer chemotherapy. Here, we report an enzyme-sensitive [2]-rotaxane designed to release a potent

anticancer drug within tumor cells. The molecular device includes a protective ring that prevents the premature liberation of the

drug in plasma. However, once located inside cancer cells the [2]-rotaxane leads to the release of the drug through the controlled

disassembly of the mechanically interlocked components, in response to a determined sequence of two distinct enzymatic

activations. Furthermore, in vitro biological evaluations reveal that this biocompatible functional system exhibits a noticeable level

of selectivity for cancer cells overexpressing -galactosidase.

Over the past two decades, the design of functional interlocked molecules1 programmed to perform specific tasks in response to an external stimulus has received considerable attention.2-9 In particular, much effort has been devoted to control the dynamic behavior of mechanically interlocked architectures with the ultimate goal to develop molecular motors and machines for nanotechnological applications.2 More recently, rotaxane- and pseudorotaxane-based devices designed to interact with biological systems have started to emerge.3-9 Mechanized mesoporous silica nanoparticles coated with “nanovalves”,5-7 biodegradable polyrotaxanes8 and enzyme-responsive rotaxane-based propeptides9 have been proposed as potential anticancer drug carriers. However, the development of autonomous interlocked systems capable of transporting a potent drug in a stable non-toxic form, launching its biological activity once located inside cancer cells, still remains highly challenging.

Here we report on the design, synthesis and operation of a novel biocompatible [2]rotaxane 1 programmed for the intracellular delivery of a potent anticancer agent while preventing its premature liberation in plasma (Figure 1). To achieve such a task in an autonomous manner, the molecular delivery system has built into its structure a latent “chemical program” that pilots the process of drug release through the disassembly of the mechanically interlocked components, in response to a determined sequence of enzymatic activations and chemical self-immolations. The functionality of rotaxane 1 relies on the association of several distinct units, including an enzymatic

trigger, a self-immolative linker, a self-opening macrocycle, a hydrophilic stopper and an esterase-sensitive thread linked to the C2'-OH position of paclitaxel (Figure 1). With this design, the macrocycle plays the role of a temporary molecular shield protecting the ester bond from hydrolysis by plasmatic esterases, thereby avoiding the release of the active drug in the bloodstream. Once inside cancer cells, activation of the galactoside trigger by

-galactosidase (Figure 1A and 1B, step A) will initiate a sequence of chemical reactions leading ultimately to the decomposition of the interlocked architecture through the controlled opening of the protective ring (Figure 1A and 1B, steps B and C). Unmasked in this way, the ester bond of the free thread then becomes accessible to intracellular esterases, allowing the release of paclitaxel within the cells (Figure 1A and 1B, step D). The demonstration that an enzyme-sensitive [2]rotaxane can be programmed to accomplish a specific task in an autonomous manner under the condition prevailing within living cells opens the way for the development of functional interlocked systems for triggered biological applications.

Results and discussion

Synthesis of the rotaxane 1. The key step in the synthesis of 1 relies on the construction of the interlocked architecture via the copper(I)-catalysed azide-alkyne 1,3-cycloaddition (CuAAC) active-metal template strategy. 10-12


Figure 1. A) The principle of the intracellular drug delivery with functional interlocked system 1. When in the blood stream, rotaxane 1 does not release the drug due to the presence of the protective ring that prevents hydrolysis of the esterase-sensitive moiety. Once inside cancer cells, the process of drug release is initiated by the activation of the galactoside trigger by intracellular -galactosidase (step A). This is followed by a spontaneous sequence of reactions that leads to opening of the protective ring and the concomitant disassembly of the interlocked architecture (steps B and C). As a result the ester linkage of the thread becomes accessible to intracellular esterases that induce the liberation of the active drug (step D). B) Structure of rotaxane 1 and the paclitaxel release mechanism.


Coordination of Cu(I) to the endotopic pyridine-containing macrocycle 8 allows azide 9 and alkyne 10 to bind to the metal catalyst in such a way that formation of the triazole thread occurs predominantly within the cavity of the macrocycle, leading to the rotaxane architecture (Figure 2).

Figure 2. Synthesis of rotaxane 1.

Galactosylated ring 8 was prepared from biscarbonate 6 and dianiline 7 (see the Supporting Information). The macrocycle was treated with azide 9, alkyne 10 and Cu(CH3CN)4PF6 for 45 hours at room temperature in CH2Cl2/CH3OH (87/13) to afford [2]rotaxane 1 as a mixture of two diastereoisomers (the off-centre urethane group of the macrocycle means that threading of the unsymmetrical axle through the ring in different directions produces nonidentical structures) in 27 % yield after purification by preparative HPLC. The rotaxane was perfectly stable over several days in solution demonstrating that paclitaxel and the hydrophilic bisphenol-based moiety are bulky enough to act as stoppers, thereby avoiding premature disassembly of the interlocked architecture.

Operation of the functional interlocked system 1. Paclitaxel is a potent antimitotic agent employed clinically for the treatment of several malignancies including ovarian, breast and lung cancer.13 However, the antitumor efficacy of this molecule is limited by its systemic toxicity and poor aqueous solubility. Thus, the derivatization of paclitaxel in the form of water soluble non-toxic prodrugs have been suggested as a valuable alternative to enhance the therapeutic index of this compound.14 The vast majority of paclitaxel prodrugs have been designed by introducing a

promoiety to the C2'-OH position of the drug through an ester linkage. Since this hydroxyl group is crucial for the bioactivity,15

such derivatives are usually less toxic than paclitaxel. Furthermore, C2'-OH esters can be readily cleaved by various hydrolytic enzymes to restore the anticancer activity of the free drug that is a requisite property for a prodrug. This relatively high reactivity represents a significant drawback in this approach due the rapid hydrolysis of these prodrugs by plasmatic esterases preventing them reaching cancer cells. In contrast, by reducing the accessibility of the C2'-OH ester bond, the macrocycle of rotaxane 1 should limit the esterase-mediated degradation of the thread and the subsequent liberation of paclitaxel in plasma.

The stability of rotaxane 1 was examined in rat plasma at 37°C and compared to that of the corresponding thread 4. Under these conditions, prodrug 4 was rapidly cleaved leading to the release of the free drug, confirming the instability of C2'-OH esters of paclitaxel in plasma (see the supporting information). In contrast, the interlocked system 1 was perfectly stable over a 48 hour period without any detectable liberation of the drug. This demonstrates that encapsulation of the thread 4 within a rotaxane structure prevents its esterase-mediated hydrolysis in plasma. Furthermore, compound 1 was readily soluble in plasma at a concentration of 3.3 x 10-2 mol L-1 whereas the aqueous solubility of paclitaxel is 1.1 x 10-5 mol L-1.16 The increased solubility, which probably results from the presence of the galactoside trigger and the Glc-TEG-based stopper,17 is significant since in the clinic the poor aqueous solubility of paclitaxel means that it has to be administered in a vehicle containing ethanol and Cremophor EL.

We next investigated the release mechanism of the thread 4 from the interlocked system 1 in the presence of -galactosidase (Figure 1B). This enzyme is present only in vanishingly small concentrations in serum and its activity is overwhelmingly intracellular. As a result, activation of the enzymatic trigger of the functional interlocked system 1 should take place exclusively inside living cells. Furthermore, since the expression of -galactosidase is much higher in several tumor types compared to normal tissues,18-20 system 1 should be activated preferentially within cancer cells exhibiting elevated levels of this enzyme.

Rotaxane 1 was incubated with the enzyme in phosphate buffer (pH 7.2, 0.02 M) at 37 °C and the evolution of the mixture over time monitored by HPLC/HRMS (Figure 3).


Figure 3. Enzymatic hydrolysis of rotaxane 1 with E. coli -galactosidase in phosphate buffer (0.02 M, pH 7.2, 37°C) monitored by HPLC at t = 0, t = 10 min, t = 4 h and t = 28 h. Retention times: 1 (15.87 min), 2 (18.22 min), 3 (16.59 min), 4 (14.98 min).

The chromatograms showed the rapid emergence (t = 10 min) of two new peaks with m/z 1387.0735 and 1311.5593 ([M+2H]2+), which correspond respectively to the degalactosylated rotaxane 2 and the aniline 3 resulting from the self-immolation of the nitro-benzyloxycarbonyl linker.21, 22 Rotaxane 3 then spontaneously decomposed, enabling the opening of the macrocycle and the subsequent release of the free thread 4 (m/z 1034.4501, [M+2H]2+, t = 4 h). The opening mechanism of the macrocycle was confirmed by HRMS detection of the unstable azaquinone methide 5 (m/z 511.2340, [M+H]+) that degraded rapidly in the medium.23 After 28 hours under these conditions, the interlocked system 1 as well as the intermediates 2 and 3 completely disappeared from the mixture, whilst the amount of thread 4 increased and then remained stable once all of 1, 2 and 3 had been consumed.

Biological evaluations. To obtain evidence for the release of paclitaxel inside cancer cells, we first examined the inhibition of tubulin polymerization, the mechanism by which paclitaxel exerts its anticancer activity. As shown by confocal microscopy imaging, incubation of rotaxane 1 with KB tumor cells disturbed the microtubule network, while this was not observed when cells were not treated with 1 (Figure 4). Since the free C2'-OH of paclitaxel is essential for its bioactivity,15 this effect can be attributed to the liberation of the active drug within the tumor cells.

Figure 4. -Tubulin immunodetection by confocal microscopy in KB cells (human mouth epidermal carcinoma) when (a) non-treated or (b) treated for 48 hours with 10 M of rotaxane 1. White arrows indicate cells blocked by 1. Scale bar: 25 M.

This result also correlates with the high cytotoxicity observed for compound 1 when incubated for 48 hours with KB cells, exhibiting an IC50 value of 88.7 nM (Figure 5). However, paclitaxel was 4-fold more toxic on the same cancer cell line with an IC50 of 19 nM. This difference of cytotoxicity may be a result of the higher hydrophilicity of 1 reducing its passive penetration through the cell membrane. Nevertheless, the lower antiproliferative activity of rotaxane 1 is outweighed by the gain in selectivity for cancer cells overexpressing -galactosidase. We measured the activity of 1 on siRNA-transfected KB cell line with a 60% reduced expression of -galactosidase (see the Supporting Information). As shown in Figure 6, when incubated at 100 nM the enzyme-responsive rotaxane 1 was approximately 2-fold more toxic for non-transfected compared to transfected KB cell (with 65% and 35% reduction of cell viability respectively).

Figure 5. Viability of KB cells treated for 48 h either with

paclitaxel or rotaxane 1 from 0 to 1000 nM. Experiments were

performed 3 times in triplicate; standard errors of the mean (SEM)

values are indicated.


Figure 6. Viability of tumor cells. (a) Untreated KB cells; (b) non-transfected KB cell treated for 48 h with 100 nM of 1; (c) siRNA-transfected KB cell treated for 48 h with 100 nM of 1.

The selective killing of tumor cells represents one of the main challenges of cancer chemotherapy. As the antiproliferative activity of 1 is directly linked to the intracellular level of -galactosidase, a drug delivery system based on 1 should exhibit higher toxicity for cancer cells expressing a high concentration of the enzyme compared to healthy cells.

Conclusion.

In summary, we developed a functional interlocked molecular system programmed to release a potent anticancer drug within cancer cells in response to a determined sequence of two distinct enzymatic activations. The [2]rotaxane includes a novel -galactosidase-responsive self-opening macrocycle that enables both the efficient protection and release of an anticancer prodrug that is, in turn, activated by intracellular esterases. Biological evaluations demonstrated that the molecular system exhibits an appreciable level of discrimination for cancer cells overexpressing

-galactosidase, whereas the majority of current anticancer drugs lack intrinsic selectivity. The sequence of events leading to the release of the active form of the drug occurs under conditions as complex as those prevailing within living cells, suggesting that this process could operate in biochemical environments. Further studies are underway to evaluate the potential of rotaxane-based architectures as potential anticancer prodrugs. Methods. See the Supporting Information for experimental conditions and procedures, syntheses and compounds characterizations (1H, 13C and 2D NMR spectroscopic analyses and mass spectrometry data) as well as biological experiments. References

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23. The opening of the macrocycle can also occur via a 1,4-elimination process leading to the formation of the corresponding azaquinone methide that is the region-isomer of the intermediate 5.

Acknowledgements

The authors thank CNRS, the Région Poitou-Charentes, La Ligue Nationale contre le Cancer (Comités Vienne and Deux-Sèvres) and Sport et Collection for financial support of this study. Author contributions

S.P. conceived the project and wrote the paper. R.B., T.L. and I.T. synthesised the compounds. R.B and I.T. undertook enzymatic evaluations and wrote the Supporting Information. E.P. and J.C. designed and performed biological evaluations. P.P conducted HPLC/HRMS experiments. R.B. and T.L. prepared early versions of the enzyme-sensitive rotaxane. A.E.F designed early versions of the self-opening macrocycle. R.B., T.L., I.T. B.R. and A.E.F. analysed the data. D.A.L. and V.A. discussed the results and commented on the manuscript at all stages.

Résumé : Les systèmes moléculaires sont constitués d’unités distinctes, qui se coordonnent pour permettre l’émergence d’une propriété, ou d’un comportement complexe. Les molécules entrelacées, et notamment les rotaxanes, sont des composés particulièrement adaptés à la réalisation de tels systèmes, en raison de la liaison mécanique qui les caractérise. Grâce au développement impressionnant des stratégies de synthèse permettant d’accéder de façon efficace à diverses architectures entrelacées, de nombreux systèmes fonctionnels ont été développés, et nous nous proposons d’enrichir ce panel à travers trois exemples. Nous avons élaboré le premier rotaxane enzymo-sensible capable de libérer sélectivement un agent anticancéreux, grâce aux actions successives de deux hydrolases. L’originalité de ce système réside dans l’ouverture contrôlée du macrocycle, qui conduit au désassemblage des constituants entrelacés. Notre rotaxane enzymo-sensible est stable dans le plasma et déclenche de façon autonome l’activité du paclitaxel au sein des cellules cancéreuses. Dans un deuxième temps, nous avons étudié la synthèse stéréosélective de rotaxanes présentant une chiralité mécanique et ses applications dans le cadre du contrôle du mouvement à l’échelle moléculaire. Enfin, le dernier projet concerne le développement d’un système moléculaire capable de mimer le fonctionnement d’une enzyme. Ce système doit être en mesure de fonctionner de façon catalytique au sein d’un mélange pour conduire à la formation sélective d’une molécule parmi une multitude de possibilités. Mots clés : Rotaxanes enzymo-sensibles, macrocycle auto-immolables, chiralité mécanique, chimie des systèmes. Abstract: Molecular systems are composed of distinct units that coordinate to allow the emergence of a property, or a complex behavior. Within this framework, the design of functional interlocked molecules programmed to perform specific tasks in response to an external stimulus has received considerable attention. The main goal of this thesis is to enrich this field of research through the study of three novel such functional systems. First of all, we developed the first enzyme-sensitive [2]rotaxane designed to release a potent anticancer drug within tumor cells. The molecular device includes a protective ring that prevents the premature liberation of the drug in plasma. However, once located inside cancer cells the [2]rotaxane leads to the release of the drug through the controlled disassembly of the mechanically interlocked components, in response to a determined sequence of two distinct enzymatic activations. We also studied the stereoselective synthesis of chiral rotaxanes with the aim to control the direction of the motion at molecular level. These [2]rotaxanes include a thread with two identical triazole stations that can interact with an unsymmetrical fluorinated macrocycle in the presence of cupper (I). We demonstrated that the interaction of the macrocycle with one or the other of the stations lead to the synthesis of two mechanical diastereoisomers. Finally, we attempted to develop a molecular system able to mimic the operation of an enzyme in a complex mixture. This system was designed to allow the selective formation of one particular molecule among several other possibilities in a catalytic way. Keywords: Enzyme-responsive rotaxanes, self-immolative macrocycles, mechanical chirality, systems chemistry.

Étude de systèmes moléculaires programmés

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