République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l’Enseignement Superieur et de la Recherche Scientifique

Université SAAD Dahlab de Blida

Faculté des Siences Agronomiques-Vétérinaires et Biologiques

Département de Biologie

Mémoire de projet de fin d’études en vue de l’obtention du Diplôme

D’Etudes Supérieures en Biologie

Spécialité : Biochimie

Thème

Présenté par :

Mlle. OUDAFAL Fatma Zohra et Mlle. ALLAL Kawther Hanane

Membres de jury :

Mme DEFAIRI D. M A A USDB Présidente

Mme BIREM Z. M A A USDB Examinatrice

La prévalence de la Thyroïdite de Hashimoto en Algérie

Mme SAADI L. M A A USDB Promotrice

Mr BENTAIB F. M A A HCA Co-promoteur

2011-2012

Au terme de ce travail, nous tenons en premier lieu à remercier ALLAH tout

puissant de nous avoir donné la santé, la volonté et la patience durant nos années

d’études et pendant notre stage et qui nous à donné la force de mener à bien ce

travail.

NOUS adressons nos sincères remerciements :

A Madame Saadi Leila, Maitre assistance à l’université de Blida notre promotrice,

pour son encadrement, sa gentillesse de nous avoir guidées, conseillés et corrigé

tout au long de la rédaction de ce mémoire.

A Monsieur Bentaib Fateh, Co-promoteur, de nous avoir pris en charge dans son

service (diabétologie endocrinologie). son soutien, la pertinence de ses conseils et

sa grande disponibilité tout au long de la période de notre stage.

A Madame la présidente du jury DEFAIRI D, pour avoir bien voulu présidé ce jury et

évalué ce travail.

A Madame l’examinatrice BIREM Z, pour avoir accepté d’examiner ce mémoire.

Au Professeur HAFFAF El Mehdi, chef du service de médecine nucléaire de nous

avoir accueilli dans son service afin d’y pratiquer les différents immunodosages

relatifs au bilan thyroïdien.

A tout le personnel du service de médecine nucléaire surtout Leila, Houria, Malika

ainsi qu’a tout le personnel du service d’endocrinologie surtout au Dr. Chamouni M

qui nous ont apporté leur expérience, patiente et des réponses a nos interrogations.

A tous ceux qui ont participé de prés ou de loin à la réalisation de ce travail

A tous les enseignants du département de biologie qui ont contribué a notre

formation durant nos années d’études.

Dédicaces Je dédie ce mémoire à…

A mes très chers parents, tous les mots du monde ne sauraient exprimer

l’immense amour que je vous porte, ni la profonde gratitude que je vous témoigne

pour tous les efforts et les sacrifices que vous n’avez jamais cessé de consentir pour

mon instruction et mon bien être. C’est à travers vos encouragements que j’ai pu

atteindre mon but, et ces à travers vos critiques que je me suis réalisée.

J’espère avoir répondu aux espoirs que vous avez fondés en moi. Je vous rends

hommage par ce modeste travail en guise de ma reconnaissance éternelle et de

mon infini amour. Que Dieu tout puissant vous garde et vous procure santé, bonheur

et longue vie pour que vous demeuriez le flambeau illuminant le chemin de vos

enfants.

A mon adorable sœur Ikram, puisse l’amour et la fraternité nous unissent à jamais

Je te souhaite un avenir florissant mon futur docteur et une vie pleine de bonheur,

de santé et de prospérité.

A mes oncles et mes tentes, veillez percevoir à travers ce travail l’expression de

profonde affection et énorme respect.

A tout mes cousin et cousine surtout farida hanane et amina. Merci pour votre

encouragement.

A la mémoire de mes grands parents, le destin ne nous a pas laissé le temps

pour jouir ce bonheur ensemble puisse Dieu tout puissant vous accorder sa

clémence et vous accueillir dans son paradis.

A tous mes amis surtout sara et meyssa : Merci pour les bons moments qu’on a

partagé ensemble et pour votre soutien.

A tout mes enseignants tout au long de mes études. Enfin a mon très

chère binôme fatma zohra ; collègue ; amie et confidente. Merci pour tout … je te

souhaite tout le bonheur du monde. HANANE

Dédicaces Je dédie ce mémoire à…

A mes très chers parents : Ali et Hassina

Les deux personnes qui ont toujours été présentes pour me chérir, me protéger et

me soutenir tant moralement que matériellement pour que je puisse atteindre mon

but. Aucun mot ne saurait exprimer ma reconnaissance et ma gratitude à votre

égard, Puisse ce mémoire symboliser le fruit de vos longues années de sacrifices

consentis pour mes études et mon éducation. Que DIEU, le tout puissant, vous

protége et vous accorde meilleure santé et longue vie. Je vous aime mes chers

parents.

A mon grand frère : Mohamed

Je vous souhaite un avenir florissant et une vie pleine de bonheur, de santé et de

prospérité.

A mes deux sœurs adorables: Baya et Rym Fella.

Je vous aime mes chères sœurs je vous souhaite tout le succès dans votre vieA la mémoire de ma grand-mère paternelle, de mon grand-père maternel et de mon

oncle KHALED.

A ma grand-mère maternelle et mon grand-père paternel: Que Dieu vous garde.

A mes oncles et tantes.

A tous mes cousins et cousines.

A tous les membres de ma famille petits et grands.

A tous mes amis.

A tous mes enseignants depuis le primaire jusqu’à l’université.

Et enfin à mon binôme et ma très chère amie HANANE pour sa gentillesse, sa compréhension et sa bonne humeur durant nos quatre agréables années passées

ensembles .Que Dieu te garde pour ta famille et pour toutes les personnes qui t'aiment.

FATMA-ZOHRA

Sommaire

Introduction……………………………………………………………………………………1

Chapitre I : Données bibliographiques

I.1. Généralités sur la glande thyroïde ........................................................................2

I.1.1. Anatomie de la glande thyroïde ..........................................................................2

I.1.2.Structure de la glande thyroïde ...........................................................................3

I.1.3.Physiologie de la glande thyroïde ........................................................................4

I.1.3.1.Structure des hormones thyroïdiennes .............................................................4

I.1.3.2. Biosynthèse des hormones thyroïdiennes .......................................................5

I.1.3.3. Rôles physiologiques ......................................................................................7 

I.1.3.4. Régulation de la biosynthèse des hormones thyroïdiennes ............................7

I.1.3.5. Transport et catabolisme ...............................................................................8

I.1.3.6. Mécanisme d’action .........................................................................................9

I.2. Généralités sur la maladie de Hashimoto ..............................................................9

I.2.1.Symptômes de la maladie de Hashimoto ..........................................................10

I.2.1.1. Symptômes chez l’adulte ...............................................................................10

I.2.1.2. Symptômes chez l’enfant ............................................................................10.

I.2.2. Causes de la thyroïdite de Hashimoto ..............................................................11

I.2.3. Epidémiologie ...................................................................................................11

I.2.4. Facteurs de risques ..........................................................................................11

I.2.5. Physiopathologie ..............................................................................................12

I.3. Exploration biologique de la fonction thyroïdienne .....................................14

I.3.1. Dosage hormonal .............................................................................................14I.3.1.1. Thyréostimuline ...........................................................................................14

I.3.1.2. Dosage de la Tétra-ïodothyronine .................................................................15

I.3.1.3. Dosage de la Tri-iodothyronine .....................................................................15

I.3.1.4. Le dosage des anticorps antithyroïdiens........................................................15

I.3.1.5 Anticorps antithyroperoxydase .......................................................................16

I.3.1.6 Anticorps anti-thyroglobuline...........................................................................16

Chapitre II : Matériel et méthodes

I.1.Matériel ................................................................................................................17

I.1.1.Patients .............................................................................................................17

I.1.2. Appareillage et réactifs ...................................................................... (Annexe II)

I.2.Méthodes .............................................................................................................17

I.2.1. Etude rétrospective ...........................................................................................17

I.2.2. Etude prospective .............................................................................................18

I.2. 3. Prélèvement des échantillons ..........................................................................18

I.2.4. Dosage des hormones thyroïdiennes ............................................................. 19

I.2.4.1. Dosage de la tri-iodothyronine .................................................................19

I.2.4.2. Dosage de la tetra-iodothyronine ............................................................ 19

I.2.4.3. Dosage de la thyréostimuline TSH ...........................................................20

I.2.4.4. Dosages des anticorps anti-TPO .............................................................21

I.2.4.5. Dosage des anticorps anti-Tg ................................................................. 22

Chapitre III : résultats et discussions

III. Résultats………………………………………………………………………………... 24

III.1.Etude rétrospective…………………………………………………………………. 24

III.1.1.Présence de selon l’hypothyroïdie le sexe……………………………... 24

III.1.2. Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe et l’âge……………………. 25

III.1.3.Répartition des patients selon l’origine endémique du goitre ………………….26

III.1.4. Présence de l’hypothyroïdie selon les types étiologiques…………… 26

III.2.Etude prospective……………………………………………………………………. 27

III.2.1.Evolution des taux plasmatique de la thyréostimuline……………………... 28

III.2.2. Evolution des taux plasmatique de la thyroxine……………………………….. 30

III.2.3. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase………………………. 31

III.2.3.Origines endémiques……………………………………………………………… 31

III.2.4. Présence des antécédents familiaux……………………………………………. 32

III.2.5. Association à une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-immune………... 32

III.2.6. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase…………………...  33

III.2.7. Présence du goitre……………………………………………………………....... 34

III.2.8. Evolution des taux des anticorps anti-TPO……………………………………  34

III.2. Discussion………………………………………………………………………..  35

Conclusion

Références bibliographiques

Annexes

Tableaux 1 : Bilan thyroïdien des 10 patients parmi les 33 atteints de la Thyroïdite de Hashimoto.

Figures Titre Page

Figure 1 Localisation de la glande thyroïde. 2

Figure 2 (A et B) Structure d’une glande thyroïde de mammifère. 4

Figure 3 Structure des hormones thyroïdiennes. 5

Figure 4 Biosynthèse des hormones thyroïdienne. 6

Figure 5 Origine et durée de vie des hormones thyroïdiennes.

7

Figure 6 L'axe thyréotrope. 8

Figure 7 Processus immunologique à l’origine de la thyroïdite de Hashimoto.

13

Figure 8 Principaux antigènes du follicule thyroïdien. 16

Figure 9 Répartition des malades selon le sexe. 24

Figure 10 Répartition de l’hypothyroïdie selon le sexe et les tranche d’âge.

25

Figure 11 Prédominance de l’hypothyroïdie selon 26

l’origine des patients.

Figure 12 Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par rapport aux autres étiologies

26

Figure 13 Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par rapport aux autres étiologies

27

Figure 14 Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les groupes d’âge et le sexe.

28

Figure 15 Pic du taux moyen de la thyréostimuline

selon les groupes d’âge et le sexe.

28

Figure 16 Taux moyen de la thyréostimuline selon

la symptomatologie.

28

Figure 17 Courbe décrivant le taux moyen de la thyroxine par rapport au taux de la thyréostimuline

29

Figure 18 Taux moyen des anticorps anti-thyroperoxydase selon les tranches d’âge et le sexe

30

Figure 19 Prédominance de la thyroïdite de Hashimoto selon l’origine des patients

31

Figure 20 Répartition des patients selon la présence et l’absence d’antécédents familiaux

32

Figure 21 Répartition des patients selon l’association à des polyendocrinopathie et/ou des maladies auto-immune.

32

Figure 22 Répartition des patients selon la présence ou l’absence des antécédents familiaux

33

Figure 23La moyenne des anticorps anti-thyroperoxydase chez les patients atteints d’une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-immune

33

Figure 24 Pourcentage des patients selon la forme goitreuse et la forme atrophique

34

Figure 25 Taux moyen des anticorps anti- TPO selon la forme goitreuse et la forme atrophique

35

Figure 26 Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type compétition

Annexe I

Figure 27 Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type sandwich.

Annexe I

Figure 28 Les etapes de dosage de la FT4 Annexe II

Figure 29 Les étapes de dosage de la TSH Annexe II

Figure 30 Les étapes de dosage des anticorps anti-TPO Annexe II

Figure 31 Les étapes de dosage des anticorps anti-Tg Annexe II

AC anti-TPO: Anticorps anti-thyroperoxydase.

AC anti-Tg: Anticorps anti-thyroglobuline.

ANAES: Agence Nationale d’Accréditation et d’Evaluation en Santé.

ATCD : Antécédents familiaux

CD4+: Cluster de différentiation 4.

DIT : Di-iodothyrosine.

HLA : Humain leucocyte Antigène.

IgG : Immunoglobuline G.

LT : Lymphocyte T.

MAI: Maladies auto-immune.

MIT: Mono-iodo-tyrosine.

NIS: Protéine transporteur d’iode.

PEN: Transporteur indépendant de sodium appelé pendrine.

SNC- : Anions thiocyanate.

TCR: Receptor of lymphocyte T.

TH1: Cellule T helper 1.

TH: Thyroïdite de Hashimoto.

TSH: Thyrotropine.

TRH : Hormone de libération de la thyrotropine.

FT3 : Fraction libre du tri iodothyrosine.

FT4 : Fraction libre du tétra iodothyrosine (thyroxine).

Tg : Thyroglobuline.

TBG : Thyroxine binding globulin.

TTR : Pré albumine ou transthyrétine.

Bradycardie : est un ralentissement du rythme cardiaque au dessous de la

normale (Dr Pierre, 2011). 

Cirrhose : est une maladie chronique au cours de laquelle le foie se couvre

de tissu fibreux, ce qui provoque la décomposition progressive du tissu

hépatique qui se remplit de tissu graisseux (Blendis et Wong, 2003).

Coalescence :  Adhérence de deux surfaces tissulaires en contact(Ghosh et

Juvekar, 2002).

Entéropathies : les maladies intestinales. La nature et la localisation de ces

maladies sont variées (Fournet, 2003).

Effet de Wolff-Chaikoff :Il s’agit d’un phénomène d’autorégulation qui inhibe

l’organification (oxydation de l’iodure) dans la glande thyroïde, la formation

des hormones thyroïdiennes à l’intérieur du follicule thyroïdien, et la libération

des hormones thyroïdiennes dans la circulation sanguine(Louis et al., 1996).

Frilosité : Sensation subjective d'avoir toujours froid s'observant

principalement dans les affections endocriniennes aiguës ou chroniques,

notamment le dysfonctionnement thyroïdien (Anonyme, 2009).

Vitiligo : est une maladie de l'épiderme qui se caractérise par des taches

blanches (dépigmentation) qui apparaissent et s'étendent sur la peau (Jin et

al., 2007).

Résumé Nous avons mené une étude rétrospective et prospective pendant 3 mois aux

niveaux du laboratoire médecine nucléaire à l’hôpital central de l’armée Ain-Naadja,

Alger sur 51 patients dont l’âge varie entre 25 ans et plus de 60 ans présentent les

principaux critères de l’hypothyroïdie de façon globale d’une part et la thyroïdite de

Hashimoto d’ autre part. Pour détecter cette maladie nous nous sommes intéressés

aux dosages des hormones thyroïdiennes (Thyréostimuline TSH, Thyroxine libre FT4

et les anticorps anti-Thyroperoxydase TPO, Anti-Thyroglobuline Tg) en utilisant deux

méthodes d’immunodosages différentes : méthode par compétition et méthode

sandwich. Les résultats du bilan thyroïdien qui confirme la maladie sont : TSH Elevé

supérieur au normes de 0.1 à 4 µU /ML et FT4 basse inférieur au normes de 6.35 à

18.9 Pg /ML, présence des anticorps anti TPO avec un taux supérieur à 130.0 U /ml

et la présence des anticorps anti Tg supérieur également à 70.0 U /ml. Cette maladie

touche beaucoup plus les femmes que les hommes. La prévalence est de 87,9%

pour les femmes et de 12,1% pour les hommes. Cependant elle survient beaucoup

plut tôt chez l’homme âgé de 25 à 40 ans alors que les femmes ne développent cette

maladie qu’à un âge plus avancé 40 à 60 ans, âge de péri et post ménopause. Dans

le cadre de l’éclosion familial de l’auto-immunité, nos patients ne rapportent pas

systématiquement d’antécédents familiaux de thyroidopathie et/ou maladie auto-

immune, cependant la majorité d’entre eux proviennent des régions ou l’apport iodé

est suffisant.

Mots clés : Maladie de Hashimoto ; Hypothyroïdie ; Hormones thyroïdiennes ;

Maladie auto-immune ; Goitre.

Abstract

We conducted a retrospective and prospective study for 3 months at the nuclear

medicine laboratory at the central hospital of the army-Ain Naadja, Algiers on 51

patients ranging in age between 25 and 60 years are the main criteria of

hypothyroidism globally on the one hand and Hashimoto's thyroiditis on the other

hand. To detect this disease we looked at the dosages of thyroid hormones (TSH,

FT4 and TPO antibodies, anti-Tg) using two different methods of immunoassays:

competitive method and sandwich method. It affects more women than men.

Prevalence 87.9% for women and 12.1% for men. However it occurs much earlier in

men aged 25 to 40 years while women do not develop the disease at an older age

from 40 to 60 years of age peri and post menopause. As part of the family outbreak

of autoimmunity, our patients do not report a family history of systematically

thyroidopathie and / or autoimmune disease, however the majority of them come

from regions where the iodine intake is sufficient.

Keywords: Hashimoto's Disease, Hypothyroidism, Thyroid hormones; Autoimmune

disease; Goiter.

INTRODUCTION

L’architecture de la glande thyroïde est dotée d’une machinerie exceptionnelle de

synthèse et de stockage des hormones thyroïdiennes. Celle-ci s’adapte aux multiples

besoins de l’organisme afin de maintenir l’équilibre métabolique (Pearce, 2003).

Les dysfonctionnements de la thyroïde sont plus fréquents qu’on ne le croit. De

ce fait, des estimations indiquent que quatre femmes sur cent souffrent d’une

certaine forme de problème thyroïdien dû à une maladie auto-immune tel que la

thyroïdite de Hashimoto (Debout, 2010).

Cette maladie porte le nom du médecin japonais qui l’a décrite en 1912.C’est

une maladie auto-immune provoquée par le système de défense de l’organisme.

Cette réaction conduit à une diminution progressive du fonctionnement thyroïdien,

induisant, dans la grande majorité des cas, une hypothyroïdie (Lipha, 2009).

Cependant la prévalence de la thyroïdite de Hashimoto a révélé les multiples

terrains de son éclosion (âge, sexe,facteurs génétiques, facteurs environnementaux).

Cette thyroidopathie spontanée affecte jusqu'à ce jour prés de 5% des sujets adultes.

(Duron, 2001).

Les causes précises de l´apparition de la maladie de Hashimoto ne sont pas

encore suffisamment étudiées scientifiquement. On suppose que la cause est

multifactorielle. On pense qu’une prédisposition génétique, des infections

chroniques, un bouleversement des taux d’hormones sexuelles : la progestérone et

l’œstrogène chez les femmes (grossesse, ménopause) et la testostérone chez les

hommes, un apport excessif d’iode, la cigarette, l’accident du réacteur de Tchernobyl

sont des causes possibles, qui peuvent, seules ou ensemble, contribuer a l

´apparition de la maladie (Caillat, 1999).

Le dépistage de la thyroïdite de Hashimoto repose essentiellement sur le dosage

des hormones thyroïdiennes (Thyréostimuline TSH, Thyroxine libre FT4) ainsi que

les anticorps anti-Thyréoperoxydase TPO et anti-Thyroglobuline Tg.

C’est pour cela nous nous sommes intéressé aux technique des immunodosages

dont nous disposons pour mettre en évidence cette maladie.

Le principal objectif de notre travail est d’étudier la distribution de cette maladie

thyroïdienne et la variation des paramètres qui la caractérisent en Algérie ; un pays

de zone d’endémie goitreuse.

Chapitre I

Données bibliographiques

I.1. Généralités sur la glande thyroïde

I.1.1. Anatomie de la glande

La thyroïde est une glande endocrine très vascularisée pesant entre 15 et 20

grammes chez l’Homme. Elle est située juste sous la peau et les muscles du cou, en

position médiane en avant et au contact des premiers arcs trachéaux (Houdart,

1998).

La glande thyroïde prend la forme de papillon, comportant  un mince corps

central et deux ailes latérales appelées lobes (Mosnier, 2005) réunis par un isthme

surmonté d'un fin prolongement (pyramide de lalouette) (Figure 1). Chaque lobe

mesure 4cm de hauteur, 2cm de largeur et 2,5 cm d'épaisseur. La glande thyroïde

adhère aux anneaux trachéaux aux cartilages thyroïdien et cricoïde et directement

en rapport avec les glandes parathyroïdes et les nerfs récurrents (Mundler et al.,

2006).

Figure 1 : Localisation de la glande thyroïde (Thomson, 2001).

I.1.2. Structure de la glande thyroïde

La glande thyroïde ne comporte pas de capsule. Le tissu épithélial est sous

tendu par une trame conjonctive qui découpe le parenchyme en lobules. L'élément

fonctionnel est la vésicule ou follicule thyroïdien, de 200 à 300μ de diamètre. Sa

cavité contient une matière amorphe, la colloïde est entourée d’une assise cellulaire

épithéliale. Elle correspond à la forme de stockages des hormones thyroïdiennes

avant la sécrétion (Junqueira et al., 1998). Les cellules folliculaires ou thyréocyte

représentent 99% du capital cellulaire de la thyroïde et sont en rapport par leur pôle

basal avec les capillaires et par leur pôle apical avec la colloïde. La taille des

follicules et des thyréocytes dépendent essentiellement de leur degré d'activation par

la thyréostimuline (TSH).

Le thyréocyte comporte un noyau basal ou central, des mitochondries

relativement peu nombreuses et uniformément réparties, Un appareil de Golgi

supranucleaire, un réticulum endoplasmique granulaire bien développé, des

ribosomes et des vésicules d’endocytose (Fawcett et al., 2002) ( Figure 2 (A et B) ).

La paroi folliculaire contient des cellules C situé contre la basale. Ces cellules

sont regroupées dans le 1/3 moyen de chaque lobe et ne constituent que 0,1% du

capital cellulaire thyroïdien. Elles sont responsables de la synthèse et de la sécrétion

de thyrocalcitonine (Mundler et al., 2006). Cette hormone non iodé intervient dans

l'homéostasie calcique et la régulation des cellules osseuses (Ingrand, 2000).

Figure 2 (A et B) : Structure d’une glande thyroïde de mammifère (Camp, 2008)

I.1.3. Physiologie de la glande thyroïde

La glande thyroïde assure la production des hormones Tri-iodothyronine et

Tetra-iodothyronine ou Thyroxine sous l’influence de la TSH.

I.1.3.1. Structure des hormones thyroïdiennes 

Cellule cubiqueCellule

prismatique

Phase délaboration active Phase de repos

Les T3 et T4 contiennent respectivement trois et quatre atomes d'iode par

molécule. Ces atomes d'iode sont fixés sur la thyronine qui résulte de la

condensation de deux molécules de tyrosine. (Figure 3) (Allin, 2008).

Figure 3: Structure des hormones thyroïdiennes (Allain, 2008).

I.1.3.2. Biosynthèse des hormones thyroïdiennes

L'iode est absorbé sous forme d'iodures par l'intestin grêle. Ensuite, il diffuse

dans le plasma et les liquides extracellulaires où son équilibre est atteint 4h après

l'ingestion (Davidson, 2008).

Au niveau de la cellule folliculaire, la capture d’iode dépend de la présence de

deux types de canaux anioniques qui facilite le passage dans la colloïde. La

captation d’iodure est stimulée par la TSH et inhibée par le brome (Léger, 1999).

Après l’oxydation via la peroxydase thyroïdienne, l’iode se lie aux résidus tyrosyl

de la thyroglobuline (Tg), donnant naissance aux précurseurs des hormones

thyroïdiennes : mono-iodo-tyrosine(MIT) et des di-iodo-tyrosine (DIT). L’iodation de la

Tg se fait au pole apical, dans la substance colloïde (Raisonnier, 2003).

Un résidu de MIT et un résidu de DIT se combinent pour former la T3 et deux

résidus de DIT pour former la T4 ou thyroxine. La thyroglobuline porteuse

d'hormones thyroïdiennes est alors stockée dans la cavité colloïde (Zaichik, 1999).

La thyroglobuline passe dans la cellule épithéliale par micro endocytose

hydrolysée par des enzymes protéolytiques libérant ainsi les hormones thyroïdiennes

T3 et T4 qui sont ensuite sécrétées dans le plasma. La MIT et la DIT ainsi libérées

par hydrolyse de la thyroglobuline sont en grande partie désiodées dans la cellule

épithéliale et l'iodure est récupéré pour une nouvelle synthèse hormonale (Ben,

2009) (Figure 4).

Figure 4: Biosynthèse des hormones thyroïdienne (Ben, 2009).

La totalité de la T4 circulante provient de la production thyroïdienne, tandis que la

plus grande partie de la T3 est issue de la conversion périphérique de T4 en T3 sous

l’influence de la 5’-déiodase (Chanson, 2000). Il existe plusieurs types de cette

dernière. La 5’ désiodase de type 1, retrouvée dans le foie, le rein, la thyroïde et de

nombreux autres tissus périphériques.

La 5’ désiodase de type 2 est présente dans le système nerveux central,

l'hypophyse et la thyroïde. Son activité est majorée en cas d'hypothyroïdie de façon à

couvrir les besoins du systéme nerveux central en hormones actives. (Martin, 2008)

(Figure 5).

Figure 5 : Origine et durée de vie des hormones thyroïdiennes (Martin, 2008).

I.1.3.3. Rôles physiologiques 

Les hormones thyroïdiennes contrôlent plusieurs fonctions importantes de

l’organisme : le rythme cardiaque, la motricité de l’intestin, La température corporelle,

la transformation des graisses et des sucres, l’appétit, l’humeur et le sommeil et

l’équilibre du poids corporel (Schmitz, 2000).

I.1.3.4. Régulation de la biosynthèse des hormones thyroïdiennes

Le principal système de régulation de la glande thyroide est représenté par

l'axe thyréotrope (Fatio, 2007). La TSH contrôle et stimule les différentes étapes de

l’hormono-synthèse : capture de l'iode, iodation de la thyroglobuline, pinocytose,

hydrolyse de la thyroglobuline et sécrétion hormonale. Elle entretient le phénotype

des thyréocytes en régulant l'expression et la synthèse de thyroglobuline, des

pompes à iodures et de la thyroperoxydase. La TSH joue aussi le rôle d’un facteur

de croissance pour la thyroïde (Marchiset et al., 2001) (Figure 6 ).

Figure 6: L'axe thyréotrope (Martin, 2008).

I.1.3.5. Transport et catabolisme

La T4 et la T3 circulent dans le sang sous deux formes en équilibre, l’une

libre et l’autre liée à des protéines de transport la thyroxine binding globulin (TBG),

la préalbumine ou transthyrétine (TTR) et l’albumine (Léger, 1999).

Les hormones thyroïdiennes sont dégradées au niveau du foie et du rein par

plusieurs voies :

-Voie de conjugaison : Les hormones peuvent être conjuguées à l'acide

glycuronique et à un moindre degré à l'acide sulfurique. Les dérivés conjugués sont

excrétés par la bile. Une proportion variable est hydrolysée par les sulfatases et les

glycuronidases de la lumière intestinale et l'iodothyronine peut être réabsorbée. Cette

boucle constitue le cycle entérohépatique des hormones thyroïdiennes (Léclère et

Panescu, 1999).

- Modification de la chaîne latérale alanine : Cette chaine peut être désaminée

puis décarboxylée puis oxydée formant l'acide triiodoacétique et tétraiodoacétique.

15% des dérivés sont éliminés dans les selles (Orgiazzi, 1999).

- Désiodation : Les dérivés TRIAC et TETRAC sont désiodés. L'iode est éliminé

dans les urines ou récupéré par la thyroïde. Les hormones thyroïdiennes peuvent par

ailleurs être désiodées dans les cellules. Les hormones se fixent sur les membranes

des cellules réceptrices puis pénètrent dans les cellules. La T4 à l'intérieur des

cellules réceptrices est désiodée soit en T3 soit en rT3 (T3 inverse). La rT3 est pour

la plus grande partie libérée dans la circulation. Dans certaines affections graves, la

désiodation de la T4 est diminuée, le taux de T3 également et la rT3 augmente

(Chanson et Young, 2000).

I.1.3.6. Mécanisme d’action

Après passage transmembranaire, les hormones thyroïdiennes vont agir à

différents niveaux :

- Au niveau des sites d’actions nucléaires, la T3 se lie à un récepteur cytosolique

nucléotrope, le complexe entre dans le noyau et participe à la régulation de

l'expression génique.

- Au niveau des sites d'actions extra nucléaires, la T3 exerce des actions

membranaires avec un effet facilitateur du métabolisme cellulaire : potentialisation

des récepteurs adrénergiques et des pompes ioniques, facilitation du passage des

substrats énergétiques tels que le glucose et les acides aminés (O’Reilly, 2000).

I.2. Généralités sur la maladie de Hashimoto

La thyroïdite de Hashimoto ou thyroïdite lymphocytaire chronique est une

maladie auto-immune connue depuis près d'un siècle. Elle porte le nom du japonais

qui en a décrit, le premier, les caractéristiques histologiques, du tissu thyroïdien

malade vu au microscope (Guillet, 2001).

La thyroïdite d’Hashimoto est caractérisée par la présence d'anticorps

antithyroïdiens : il s'agit d'anticorps anti-thyroperoxydase (anti-TPO) dans 90% des

cas et d'anticorps anti-thyroglobuline (anti-TG) dans 20-50% (Singer, 1991) et par un

manque de sécrétions d’hormones thyroïdiennes (Schmitz, 2000).

I.2.1. Symptômes de la maladie de Hashimoto

Les symptômes de la maladie d’Hashimoto sont liés au ralentissement du

métabolisme et dépendent de la gravité de la déficience en hormones thyroïdiennes

et apparaissent de manière progressive. Certaines personnes ne présentent aucun

symptôme. Leur bilan sanguin permettra alors d’établir un diagnostic (Gariépy,

2007).

I.2.1.1. Symptômes chez l’adulte

-Une fatigue générale.

-Une frilosité

- Un gain de poids.

-Un rythme cardiaque ralenti.

-Une irritabilité et parfois un état dépressif.

-Constipation.

-Une peau pâle et sèche.

-Des cheveux secs et perte de cheveux.

-Une confusion, une difficulté à se concentrer et des pertes de mémoire.

-Des périodes menstruelles irrégulières ou des menstruations plus abondantes.

-Voix plus grave et plus enrouée.

-Apparition d’un goitre (Gariépy, 2007).

I.2.1.2. Symptômes chez l’enfant

-Un retard ou un arrêt de croissance

-Un sommeil inhabituel.

-Constipation.

-Pleurs enroués chez le nourrisson (Gariépy, 2007).

.

I.2.2. Causes de la thyroïdite de Hashimoto

Plusieurs causes sont décrites :

-Défaut congénital (absence de la glande thyroïde à la naissance).

-Ablation chirurgicale de la glande thyroïde (traitement du cancer de la thyroïde).

-Affection de l’hypophyse ou de l’hypothalamus.

-Thyroïdite post-partum.

- Infection bactérienne ou virale de la glande (Gariépy, 2007).

I.2.3. Epidémiologie

  L'incidence réelle de la thyroïdite de Hashimoto est inconnue

(Pump et al., 1995). Cette maladie est 15-20 fois plus fréquente chez les femmes

que chez les hommes (Serratrice et al., 2003). Elle se produit surtout au cours des

décennies âgés de 30 à 50, mais peut être vu dans n'importe quel groupe d'âge y

compris les enfants (Lorini et al., 2007).

Dans les régions sans carence en iode, la thyroïdite de Hashimoto est la

cause la plus fréquente d'hypothyroïdie acquise chez l'enfant et l'adolescent. Sa

prévalence s'élève à 1,2% (Rallison et al., 1957). Elle se manifeste typiquement

entre l'âge de 11 et 18 ans avec une forte prépondérance pour la fille. Elle est rare

avant l'âge de 5 ans. Chez l'enfant, elle peut aussi être transitoire (Tunbrigeet al.,

1995).

I.2.4. Facteurs de risques

-Age et sexe

De façon générale, la prévalence des auto-anticorps chez les sujets sains

augmente avec l'âge chez la femme mais pas chez l’homme ; un pic de fréquence

est observé vers l'âge de 60 ans (Charrié, 2005).

-Facteurs génétiques

L’existence d’une prédisposition génétique est démontrée par les formes

familiales de maladies auto-immunes et surtout par la concordance de ces maladies

chez les jumeaux monozygotes.

Cependant cette concordance n’est que partielle, ce qui suggère le rôle d’autres

facteurs, en particulier l’environnement (Granel, 2009).

-Facteurs environnementaux

Parmi les facteurs d’environnement, on peut citer l’exposition aux ultraviolets

et aux poussières (silice, plastiques). De multiples médicaments ont été associés aux

lupus induits. Les exemples les plus classiques sont les β-bloquants, l’isoniazide ; les

plus récents sont l’interféron α et les inhibiteurs du TNF α (Miossec, 2004).

I.2.5. Physiopathologie

Des facteurs génétiques, endogènes et/ou environnementaux vont susciter

une réponse immunitaire amenant à une infiltration de la thyroïde par des

lymphocytes majoritairement de type T (Weetmann, 2004). Dans la thyroïdite de

Hashimoto, la stimulation de l’immunité cellulaire active les réactions à l’origine d’une

cytotoxicité cellulaire, via les cellules T effectrices. La réponse immunitaire est dirigée

contre un ou plusieurs des antigènes des thyréocytes. Une susceptibilité génétique

est retrouvée selon des modalités très probablement polygéniques et

multifactorielles, ainsi qu’une forte composante familiale. Comme dans toutes les

pathologies thyroïdiennes (Kagueligou et al., 2008)

Figure 7 : Processus immunologique à l’origine de la thyroïdite de Hashimoto

(Koeppen et al., 2004).

AC: Anticorps; TG: Tyroglobuline; TPO: Thyroperoxydase; AG: Antigène.

L’activation des lymphocytes T auxiliaires (T helper et Th1 CD4+) se fait par

l’agression d’une cellule présentatrice d’AG qui induit l’expression de l’AG CMH de

classe II, permettant ainsi la présentation d’un AG auquel répond le T helper (1a).

CYTOKINE LYMPHOCYTE B

Lymphocytes CD8 cytotoxique

APOPTOSE

Lymphocytes Th2 CD4

APOPTOSE

AC anti-Tg

Ac anti-TSH-R

Ac anti-TPO

AG THYROIDIEN

TG, TPO, TSH-R AG EXOGENE

MHC-II-

Macrophage

THYMUS

T SUPPRESSEUR

AUTRES FACTEURS

Cette activation peut aussi être stimulée par des antigènes thyroïdiens (1b) ou des

antigènes ressemblant à un antigène thyroïdien (1c), par exemple viral. Les cellules

T helper activées induisent la sécrétion de cytokines (2) et activent les lymphocytes B

(3) Les cytokines stimulent différentes populations de lymphocytes B produisent des

AC antithyroïdiens dont les AC anti TPO qui ont une propriété cytotoxique. La

perturbation des éléments modulateurs (5) de la réponse immunitaire peut contribuer

à l’apparition de la thyroïdite de Hashimoto (Berne et al., 2004).

Les anticorps anti-thyréopéroxidase (TPO) exercent un rôle important en

inhibant la TPO (enzyme importante de l’hormonosynthèse thyroïdienne) et en

suscitant la lyse des thyréocytes dont l’importance et l’intensité conduisent à

l’hypothyroïdie. Le rôle pathogène des anticorps anti thyroglobuline (Tg) est moins

connu (Leger, 2010).

I.3. Exploration biologique de la fonction thyroïdienne

L’exploration biologique de la fonction thyroïdienne intervient en complément

de l’examen clinique. Elle permet  de confirmer les situations d’eu, d’hyper, ou

d’hypothyroïdie, d’aider à l’enquête étiologique pour préciser l’origine auto-immune et

d’effectuer la surveillance de la dysfonction ou de la pathologie tumorale (Nacb,

2003).

I.3.1. Dosage hormonal

I.3.1.1. Thyréostimuline

Le dosage de la TSH est nettement plus sensible et spécifique de

l’hypothyroïdie que celui de la T4 et T3. Il constitue le test de référence en matière de

pathologie thyroïdienne. Il exclue la plus part des dysfonctionnements thyroïdiens,

car toute diminution de la production d’hormones thyroidiennes, aussi minime soit

elle, entraine une augmentation exponentielle de la concentraction sérique de la TSH

(sous reserve de l’intégrité de l’axe hypothalamo-hypophysaire thyréotrope)

(Masson, 2009 et Borght, 2000).

Les valeurs normals de la TSH sont fixées à 0,5-5,7 mu/L (Clin, 2009).

I.3.1.2. Dosage de la Tétra-ïodothyronine

Le dosage de la T4 précise la sévérité de l’hypothyroïdie mais il a une

mauvaise sensibilité en cas d’hypothyroïdie débutante (fruste) ou la T4 est normal.

L’hypothyroïdie patente relève des taux de T4 inferieurs à la limite inférieurs de

l’intervalle de référence estimée à 6,35-18,9 pg/ml (Borght, 2000).

I.3.1.3. Dosage de la Tri-iodothyronine

Le dosage de la T3 n’est pas particulièrement recommandé et nécessaire

pour le diagnostic de l’hypothyroïdie primaire (Bryer, 2001). Ce dosage est plus

délicat à réaliser que celui de la T4 compte tenu des nombreuses situations qui

peuvent perturber l’évaluation de la T3 : médicaments, surcharge iodées et maladie

sévères (syndrome de basse de T3 et production de FT3 reverse) (Taylor et al.,

2001). L’intervalle de référence de la T3 est de 2-4,25 pg/ml (Meier et al., 2003).

I.3.1.4. Le dosage des anticorps antithyroïdiens 

Les principaux antigènes thyroïdiens sont constitués par la thyroperoxydase

enzyme clé de la synthèse des hormones thyroïdiennes, la thyroglobuline, le

récepteur de la TSH (RTSH), le symporteur sodium-iodure NIS et la pendrine

(Figure 8). Ils sont susceptibles d’induire, lors de maladies auto-immunes

thyroïdiennes, la formation d’autoanticorps d’affinité et de concentrations élevées

(Pacini, 2007).

Figure 8   : Principaux antigènes du follicule thyroïdien (Pacini, 2007).

I.3.1.5 Anticorps antithyroperoxydase

Ce sont généralement des IgG dont les taux sont corrélés à l’abondance de

l’infiltrat lymphocytaire thyroïdien. Ils sont observés dans les maladies d’Hashimoto à

des titres très élevés mais aussi dans les autres thyropathies auto-immunes (maladie

de Basedow, thyroïdite atrophiante, thyroïdite du post-partum, thyroïdite auto-

immune asymptomatique). Les dosages sont actuellement très sensibles et

spécifiques (Herbomez, 2009).

I.3.1.6 Anticorps anti-thyroglobuline

Ils sont présents souvent à des titres moins élevés que ceux des anticorps

anti-TPO (Bach et Chatenoud, 2002), ils sont rarement présents seuls en pathologie

thyroïdienne auto-immune (Léclère et al., 1999), leur recherche est systématique

mais pas déterminante des IgG (essentiellement de type IgG1, IgG2 et IgG4) plus

rarement des IgA ou des IgM (Senez et al., 1999), la spécifité des anticorps est

différente selon qu’il s’agit d’anticorps naturels ou pathologiques (Bach, 2002) et le

rôle pathogène de ces anticorps n’est pas apparent. Ils peuvent constituer des

immun complexes circulants ou fixés dans le tissu thyroïdien ou induire la lyse du

tissu épithélial in vitro (Nobuyuki, 2000)

Colloïde

Pole basolatéral

Pole apical Tg

Pendrin

RTSH

NIS

TP

ATPase

Matériel

Et

Méthodes

Chapitre II Matériel et Méthodes

Afin de chercher et d’identifier la maladie de Hashimoto, une étude rétrospective

est réalisée d’après 51 patients atteint d’hypothyroidie. Cette étude est basée sur

différents immunodosages de TSH , FT4, anticorps anti-TPO et anticorps anti-TG.

Notre étude est effectuée au niveau du laboratoire medecine nucléaire (service

endocrinologie de l'Hopital central de L'armé Ain-Naadja, Alger) durant une periode

de 3 mois (du mois de fevrier jusqu'au mois de mai 2012).

Les données de chaque patient ( quand elles sont disponibles) sont rapportées

sur des formulaire élaborés (voir annexe I) selon les principaux critères de

l’hypothyroidie de façon globale d’un coté, et de la thyroidite da Hashimoto de l’autre

coté.

Ceci nous a permis d’une part l’acquisition et la maitrise des différentes

techniques de dosages immunométriques et d’autre part d’augmenter l’effectif de

notre échantillon statistique afin de mieux apprécier l’étude de la thyroïdite de

Hashimoto en Algérie.

I.1.Matériel

I.1.1.Patients

51 patients externes et hospitaliers atteints d’hypothyroïdie primaire et

secondaire répartis en 41 femmes et 10 hommes font l’objet d’une étude

rétrospective. Ces patients sont de sexe et d’âge différents.

I.1.2. Appareillage et réactifs (Annexe II)

I.2. Méthodes

I.2.1. Etude rétrospective

Notre étude rétrospective est établie à partir des fiches médicales sur un intervalle de six

ans s’étalant de l’année 2006 jusqu'à 2012 au service d'endocrinologie de l'Hôpital central de

L’armé d’Ain-Nadjaa, Alger. Les paramètres étudiés sont :

L’âge et le sexe 

L’origine de la zone de l’endémie goitreuse du patient.

Le type étiologique de l’hypothyroïdie, classé selon les catégories

suivantes :

-Hypothyroïdie primaire auto-immune (thyroïdite de Hashimoto).

-Hypothyroïdie secondaire.

I.2.2. Etude prospective

Nous avons fait appel dans notre étude prospective aux dossiers de 10 malades

parmi les 33 patients atteints de la maladie de Hashimoto. Nous en avons contacté

par l’intermédiaire de leur renseignement porté sur les fiches médicales, ce qui nous

a permis de relever les paramètres suivants :

Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les groupes

d’âge et le sexe.

Pic du taux moyen de la thyréostimuline selon les groupes

d’âge et le sexe.

Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par

rapport aux autres étiologies.

La présence des antécédents familiaux.

L’association à des polyendocrinopathie et maladie auto-immunes.

Nous avons effectué des prélèvements de ces 10 patients pour leur bilan thyroïdien.

I.2. 3. Prélèvement des échantillons 

Le sang est prélevé par ponction veineuse. Après coagulation, le sérum est

récupéré par centrifugation. Les échantillons sont conservés entre +2 à +8 °C jusqu’à

3 jours.

I.2.4. Dosage des hormones thyroïdiennes

I.2.4.1. Dosage de la tri-iodothyronine

La tri-iodothyronine (FT3) ne détecte pas les valeurs pathologiques. Nous

constatons aussi une disconcordance dans les résultats par apport à la FT4 et au

TSH et il y a aussi un problème de standardisation aux niveaux du laboratoire c’est

pour cela qui est suspendue.

I.2.4.2. Dosage de la tetra-iodothyronine

a- Principe

Le RIA-gnost® FT4 nous a permet de doser la T4 libre au moyen de tu revêtus

d’anticorps selon deux étapes. L’échantillon de sérum est tout d’abord incubé avec

un anticorps polyclonal lié à la phase solide, puis éliminé par décantation. Au cours

de la deuxième étape, après incubation avec le traceur pour FT4, la fraction non liée

est décantée et mesurée. Pendant l’incubation du sérum, il se forme des équilibres

entre la T4 et les protéines de liaison naturelles ainsi qu’un équilibre avec l’anticorps.

La décantation de l’échantillon de sérum, avant l’addition du traceur, permet d’éviter

que les protéines de liaison naturelles et d’autres facteurs influents sur la réaction

avec le traceur. La structure de ce dernier est modifiée de telle sorte que, en

comparaison avec la T4, il présente une immuno-réactivité plus élevée vis-à-vis de

l’anticorps (traceur réactifs). On obtient ainsi une évolution optimale de la courbe,

d’une grande précision, et ce en présence d’une faible concentration de l’anticorps à

la phase solide.

b- Mode opératoire

En premier temps nous avons numéroté en double les tubes revêtus d’anticorps

et les tubes en plastique pour les échantillons. Nous distribuons 100 µl de standards

contenant chacun 0,5 ml de sérum humain et de l’azoture de sodium, concentration

allant de 0 à 90 FT4 pg/ml et d’échantillon au fond des tubes, après nous avons

distribué dans chaque tube 1000 µl de tampon d’incubation, ensuite nous agitons les

tubes sur un agitateur pendant 30 minutes a température ambiante.

Après le décantage puis élimination des restes de liquide au bord des tubes en

les tapotant sur du papier absorbant. Cependant nous distribuons dans chaque tube

1000 µl de la solution de traceur pour iode.125-FT4 et nous agitons les tubes

pendant 1heure (± 10 min). Ensuite, nous décantons une autre fois puis nous posons

les tubes retournés sur du papier absorbant 2 à 5 minutes pour éliminer les restes de

liquide pouvant adhérer au bord des tubes en les tapotant.

c- Lecture

Nous avons mesuré la radioactivité des tubes pendant 1minute à l’aide d’un

compteur gamma.

I.2.4.3. Dosage de la thyréostimuline TSH

a-Principe

DELFIA® hTSH ultra dosage est une phase solide, deux tests de dosage du

site fluoroimmunometrique basé sur la technique directe « sandwich » dans lequel

trois anticorps monoclonaux sont dirigés contre des déterminants antigéniques

différents de la molécule de Htsh. Des standards, des échantillons de contrôle et le

patient contenant hTSH sont mis à réagir simultanément avec des anticorps

monoclonaux dirigés contre différents sites spécifiques antigénique sur la sous-unité

bêta. Le test complet ne nécessite qu'une seule étape d'incubation. La fluorescence

dans chaque puits est alors mesurée. La fluorescence de chaque échantillon est

proportionnelle à la concentration de la TSH dans le simple.

b- Mode opératoire

Nous avons distribué 100 µl des standards contenant chacun 1,4 ml de

concentrations allants de 0 à 100 µU/ml dans chaque puits ensuite nous avons

ajouté 100 µl du traceur reconstitué après agitation et incubation pendant 2 heures

±10 minutes à température ambiante. Cependant nous avons réalisé 6 cycles de

lavage a l’aide de laveur automatique et distribuer 200 µl de révélateur dans chaque

puits après nous avons agité et incubé une autre fois 5 minutes à température

ambiante.

c- Lecture

Nous avons réalisé la lecture de la microplaque au fluorimètre.

I.2.4.4. Dosages des anticorps anti-TPO

a- Principe

Le principe du dosage repose sur la compétition entre les anticorps anti-TPO

contenus dans les standards, contrôle et échantillons et les anticorps monoclonaux

anti-TPO fixés sur la phase solide (tubes revêtus) vis-à-vis de la thyropéroxydase

(TPO) marquée à l’iode 125.

A la fin de la période d’incubation, l’excès de traceur non fixé sur la phase

solide est aisément éliminé par lavage. La quantité de radioactivité fixée est

inversement proportionnelle à la quantité d’auto-anticorps anti-TPO non marqués

présente dans l’essai.

b- Mode opératoire

Nous avons commencé notre manipulation par la dilution des contrôles et des

échantillons au 1/21 et la reconstitution du traceur (voir annexe 1) après nous avons

distribué 50 µl de standards, de contrôle et d’échantillons dans les tubes revêtus

correspondants. Seuls les contrôles et les échantillons doivent être pré-dilués ensuite

nous avons ajouté 100 µl de iode125-TPO (traceur compétitif) dans tous les tubes

ainsi que le tube T. Nous mélangeons le contenu de chaque tube avec un appareil

de type vortex qui est incubé pendant 1 heure à température ambiante. Cependant

nous avons ajouté 2ml de solution de lavage préalablement diluée au 1/25 (voir

annexe 1) dans chaque tube sauf les tubes T et éliminer la solution de lavage par

aspiration après nous avons répété l’étape de lavage une nouvelle fois.

c- Lecture

Nous avons mesuré la radioactivité à l’aide d’un scintillateur gamma et recueilli

les valeurs des concentrations converties en UI par le programme informatique.

I.2.4.5. Dosage des anticorps anti-Tg

a- Principe

Ce dosage repose sur le principe de la compétition (RIA). Pendant

l’incubation, l’anticorps monoclonal anti-Tg sur la phase solide entre en compétition

avec les auto-anticorps anti-Tg de l’échantillon ou du calibrateurs pour se lié aux

sites spécifiques de la Tg marquée à l’iode 125 (traceur). Après aspiration et lavage,

la radioactivité dans les tubes est mesurée dans un compteur gamma. Le degré de

liaison est inversement proportionnel à la concentration des auto-anticorps anti Tg

présents dans l’échantillon. Les calibrateurs de la trousse TGAB I STEP sont calibrés

contre la préparation de référence MRC65/93.

b- Mode opératoire

Dans un premier temps nous avons numéroté en double les tubes revêtus

d’anticorps ainsi que les tubes en plastique pour les échantillons après nous avons

pipeter 20 µl de chaque calibrateurs, contrôle et échantillon dans les tubes revêtus

correspondant en ajoutant 200 µl de traceur radioactif dans chaque tube par la suite

nous avons agité et incubé les tubes pendant 1 heure à température ambiante et

aspirer le contenu de chaque de tube ensuite nous avons ajouté 2 ml de solution de

lavage (annexe II) à chaque tube sauf les tubes de coups totaux. Le contenu est

aspiré de chaque tube.

c- Lecture

Nous avons mesuré la radioactivité liée aux tubes pendant 1 min dans un

compteur gamma.

RESULTATS

ET DISCUSSIONS

III. Résultats

Les résultats des études rétrospective et prospective sont basées

sur les critères biologiques (bilan thyroïdien) et étiologiques

(essentiellement les anticorps anti-TPO).

III.1.Etude rétrospective

Les résultats de plusieurs paramètres sont illustrés par les figures

(9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24). Nous avons limité

notre étude (à cause des données des fiches incomplètes) à la variation de

cet échantillon (n=51) selon le sexe, l’âge et l’étiologie des patients.

III.1.1.Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe

19.60%

80.40%

HommeFemme

Figure 9 : Répartition des malades selon le sexe.

Nos 51 patients (100%) sont répartis en 41 femmes (80,4%) et 10

hommes (19,6%). Cela induit une prédominance de l’hypothyroïdie chez

les femmes que chez les hommes.

III.1.2. Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe et l’âge

Homme Femme0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

0% 5%

50.00%

19.80%

40.00%

51.20%

10%

24%

moins de 25 ans de 25 à 40 ans de 40 à 60 ans 60 ans et plus

Figure 10 : Répartition de l’hypothyroïdie selon le sexe et les

tranche d’âge.

D’après les résultats obtenus (Figure 10), l’hypothyroïdie affecte les

femmes à tout âge mais la prévalence augmente surtout à la tranche

d’âge 40-60 ans avec un pourcentage de 51.2%. Les femmes âgées plus

de 60 ans sont moins touchées par cette maladie.

Suite au nombre réduit des hommes (n=10), l’étude montre

l’absence des individus jeune dont leur âge est de moins de 25 ans. Alors

que l’effectif est représenté surtout par les patients jeunes dont leur

d’âge est située entre 25-40 ans avec un pourcentage de 50 %.

III.1.3.Répartition des patients selon l’origine endémique du

goitre

Forte endémie goitreuse

Faible endémie goitreuse

Non endémie goitreuse

0.00%

10.00%

20.00%

30.00%

40.00%

31.40% 29.40%39.20%

Figure 11 : Prédominance de l’hypothyroïdie selon l’origine des

patients.

Les résultats de la figure 11 montre que l’origine des patients

étudiés est variable. Les patients proviennent des régions non endémie

goitreuse avec un pourcentage de 39,2% et des régions de faible et forte

endémie goitreuse avec un pourcentage de 29,4% et 31,4%

respectivement.

III.1.4. Présence de l’hypothyroïdie selon les types

étiologiques

13.70%

21.60%

64.70%

hypothyroidie sec-ondaire, infraclin-ique,franchehypothyroidie primaire non auto-immunethyroidite de Hashimoto

Figure 12 : Prédominance étiologique de la thyroïdite de

Hashimoto par rapport aux autres étiologies.

hommes femmes05

1015202530

prédominance étiologique de la thyroidite de Hashimoto selon le

sexe et d'autres étiologies

Hypothyroidie primairesuspicion d'une hy-pothyroidie primaireautre

Sexe

fré

qu

en

ce

s

Figure 13 : Prédominance étiologique de la thyroïdite de

Hashimoto par rapport aux autres étiologies.

Les résultats des figures 12 et 13 montrent que parmi les 51

patients, 33 (64,7%), soit la majorité avaient une hypothyroïdie auto-

immune, alors que 11 (21,6%) ne présentent aucun stigmate d’auto-

immunité et 7 (13,7%) étaient atteints d’hypothyroïdie secondaire.

La distribution étiologique pour chaque sexe nous évoque une

importante significativité quant à la fréquence de l’hypothyroïdie auto-

immune par rapport au sexe féminin, car 29 femmes (87,9%) ont ce type

étiologique. D’autre part, les hommes ne sont pas exclusivement atteints

par la thyroïdite de Hashimoto et le risque de développer cette étiologie

est équivalent aux autres types d’hypothyroïdie.

III.2.Etude prospective

Cette étude intéresse 33 patients atteints de la thyroïdite de

Hashimoto, sélectionnés d’après l’étude rétrospective. Chez ces patients,

plusieurs paramètres sont dosés (TSH, FT4, anticorps anti-

thyroperoxydase et ……………).

III.2.1.Evolution des taux plasmatique de la thyréostimuline

<25 ans 25-40 ans

40-60 ans

>60ans0

50

100

150

200

250

HommesFemmes

Tranches d'age

Ta

ux

mo

ye

n d

e la

TS

H

(µU

/ml)

Figure 14 : Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les

groupes d’âge et le sexe.

D’après les résultats de la figure 14, nous avons constaté que les 33

patients avaient un taux moyen de la TSH plus élevé dont les valeurs sont

de 250 µU/ml chez les femmes et de 150 µU/ml chez les homme âgés de

25 à 40 ans pour les deux sexes par rapport aux autres patients.

<25 ans 25-40 ans 40-60 ans >60ans0

50

100

150

200

250

300

hommesfemmes

Tau

x m

oye

n d

e la

TS

H (

µU/m

l)

Figure 15 : Pic du taux moyen de la thyréostimuline selon les

groupes d’âge et le sexe.

Nous constatons aussi selon le résultat de la figure 15 que le groupe

de patients âgés de 25-40 ans enregistre un pic de TSH chez les deux

sexes ; il est de 250µU/ml pour les femmes et de 140µU/ml pour les

hommes.

Symptomatologie0

20

40

60

80

100

120

140

BradycardieInfiltration cutanéo-muqueuseFrilositéralentissement idio mo-teursécheresse cutanée

Ta

ux

mo

yn

de

la T

SH

(µ

U/m

l)

Figure 16 : Taux moyen de la thyréostimuline selon la

symptomatologie.

D’après les résultats présentés dans la figure 16, nous avons noté un

taux moyen de la TSH qui est de 120µU/ml pour une hypothyroïdie patente

et cliniquement symptomatologie.

III.2.2. Evolution des taux plasmatique de la thyroxine

<20 20-50 50-100 >1000

1

2

3

4

5

6

Courbe décrivant le taux moyen de FT4 par rapport au taux de la TSH

Taux de la TSHµU/ml

Ta

ux

mo

ye

n d

e la

FT

4 p

g/m

ol

Figure 17 : Courbe décrivant le taux moyen de la thyroxine par

rapport au taux de la thyréostimuline.

Les résultats de la figure 17 montrent que la thyroxine est d’autant

plus faible que la TSH est élevée. Elle est la plus basse (1,6pg/ml) chez les

patients ayant un taux moyen de TSH supérieur à 100µU/ml. Ainsi, ces

deux paramètres évoluent de façon inversement proportionnelle.

III.2.3. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase  

˂25 ans 25-40 ans 40-60 ans >60 ans0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

Hommes

Femmes

Tranches d'age

Ta

ux

mo

ye

n d

es

an

tic

orp

s

de

an

ti-T

PO

(Ul/m

l)

Figure 18 : Taux moyen des anticorps anti-thyroperoxydase selon

les tranches d’âge et le sexe.

Selon les résultats de la figure 18, nous avons constaté que les

patients âgés de 25-40 ans enregistrent le taux le plus élevé des anticorps

anti-thyroperoxydase pour les deux sexes. Il est de 11000Ul/ml pour les

femmes et de 8400 Ul/ml pour les hommes.

III.2.3.Origines endémiques 

Forte endémie goitreuse

Faible endémie goitreuse

Non endémie goitreuse

0.00%

10.00%

20.00%

30.00%

40.00%

50.00%

30.30%24.20%

45.50%

Figure 19   : Prédominance de la thyroïdite de Hashimoto selon

l’origine des patients.

D’après les résultats de la figure 19 nous notons que la thyroïdite de

Hashimoto prédomine chez les patients originaires des régions non

endémie goitreuse (15 patients =45,5%). Alors que 10 (30,3%)

appartenaient à des zones de forte endémie et 8(24,2%) à des zones de

faible endémie.

III.2.4. Présence des antécédents familiaux 

36,40%

63,60%

Patients avec an-técédents familiauxPatients sans an-técédents familiaux

Figure 20 : Répartition des patients selon la présence et l’absence

d’antécédents familiaux.

Les résultats de la figure 19 montrent que parmi les 33 patients :

21(63,60%) soit la majorité n’ont rapporté aucun antécédent familial.

Seulement 12(36,4%) avaient des antécédents familiaux atteints de

thyroidopathies et/ou de polyendocrinopathie auto-immune.

III.2.5. Association à une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-

immune

Figure21 : Répartition des patients selon l’association à des

polyendocrinopathie et/ou des maladies auto-immune.

Un peu moins de la moitié des patients, soit 15 (45,5%), ont une

thyroïdite de Hashimoto associée à une polyendocrinopathie auto-

immune, dont 8 (24,2%) un diabète insulinodépendant, 4 (12,3%) une

insuffisance surrénalienne auto-immune, 1(3%) un vitiligo, 1(3%) a plus

d’une maladie auto-immune

Non Oui0

5

10

15

Pas d'associationDIDInsuf surrénalVitiligoMaladie coeliaquePlusieurs

Antécédents familiaux

Fré

qu

en

ce

s

Figure 22 : Répartition des patients selon la présence ou

l’absence des antécédents familiaux.

Nous constatons que les patients n’ayant pas d’antécédents

familiaux enregistrent un pic de non association à une

polyendocrinopathie et maladie auto-immune. Ce même pic est en baisse

pour ceux qui ont des antécédents.

III.2.6. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase  

0100020003000400050006000700080009000

pas d'associationDIDInsuf surrénalvitiligomaladie coeliaqueplusieurs endocrinopathie

Association à une polyendocrinopathie et/ou des maladie auto-immune

Ta

ux

mo

ye

n d

es

an-

tic

orp

s a

nti

-TP

O (

Ul/

ml)

Figure 23 : La moyenne des anticorps anti-thyroperoxydase chez

les patients atteints d’une polyendocrinopathie et/ou maladie

auto-immune.

Selon les résultats de la figure 22, le taux moyen des anticorps anti-

TPO est plus élevé (8400 Ul/ml) chez les patients atteints de plusieurs

polyendocrinopathie et maladie auto-immunes suivie d’une moyenne de

5400Ul/ml pour les patients ayant une thyroïdite de Hashimoto isolée.

III.2.7. Présence du goitre 

12,10%

87,90%

Forme goitreuseforme atrophique

Figure 24   : Pourcentage des patients selon la forme

goitreuse et la forme atrophique.

Parmi les 33 patients atteints de la thyroïdite de Hashimoto, seul

4(12,1%) avaient un goitre préexistant. Nous avons constaté que la forme

atrophique de la thyroïdite de Hashimoto est la forme la plus fréquente.

III.2.8. Evolution des taux des anticorps anti-TPO 

Forme goitreuse Forme atrophique0

2000

4000

6000

Ta

ux

mo

ye

n d

es

an

-ti

co

prs

an

ti-T

PO

(U

l/m

l)

Figure 25   : Taux moyen des anticorps anti- TPO selon la forme

goitreuse et la forme atrophique.

D’après nos résultats nous avons constaté que le taux moyen des

anticorps anti-TPO le plus élevé (4500 Ul/ml) est noté chez les patients

n’ayant pas de goitre.

III.2. Discussion 

Notre étude basée sur la recherche de la prévalence de la thyroïdite de

Hashimoto a montré que cette maladie est présente chez 33 cas. Ces résultats sont

en corrobore avec ceux de la littérature qui décrivent la thyroïdite de Hashimoto

comme la principale cause des hypothyroïdie (Braye, 2001 ; Canaris et al., 2000).

La thyroïdite de Hashimoto (TH) étant la maladie auto-immune la plus répandue,

constitue alors la principale affection auto-immune chez les femmes. Les grands

axes de recherche dans le domaine des maladies auto-immunes demeurent jusqu’à

ce jour en faveur du risque quasi exclusif chez les femmes (Kuby, 1997 ; Stockigt,

2001).

Kuby (1997) estiment que les femmes sont 2,7 fois plus susceptibles que les

hommes de développer une maladie auto-immune.

Dans notre étude cette prédominance de la TH apparait clairement chez les

femmes (87,9%) (n`=33).Cependant, elle survient beaucoup plus tôt chez les

hommes âgé de 25 à 40 ans alors que les femmes qui ne développent cette maladie

qu’à un âge plus avancé 40à 60 ans, âge de péri et post ménopause (Nobuyuki,

2000 ; Schlienger, 2001).

D’après nos résultats, nous notons que la quasi-totalité de nos patients (n=33)

révèlent une hypothyroïdie franche, cliniquement symptomatique, appuyée par un

taux moyen de TSH=120 µU/ml. Canari et al. (2000) suggèrent que le taux de la TSH

évolue proportionnellement à l’âge et les taux les plus élevés prédominent chez les

femmes. Ceci n’est pas totalement en accord avec les résultats de notre étude, étant

donné que le taux le plus élevé de la TSH est enregistré dans le groupe de patients

âgés de 25 à 40 ans. Il évolue en plateau chez les hommes alors qu’il tend à baisser

chez les femmes après 40 ans.

Le taux de la FT4 est le plus bas pour ce même groupe d’âge car il est admis

par l’ANAES (1999) que la TSH est inversement corrélée à la FT4 en raison du

rétrocontrôle négatif au niveau de l’axe thyréotrope.

Le taux des anticorps anti-TPO est plus élevé pour ce même groupe de patients.

Cependant dans le cadre de l’hypothyroïdie patente (TSH ≥ 20µU/ml).

Stockigt et al. (2001) rapportent que l’augmentation exponentielle du taux

d’anticorps anti –TPO n’entraine pas une augmentation directement proportionnelle

du taux de la TSH.

L’augmentation du taux d’anticorps anti-TPO ne témoigne pas la vitesse de

destruction du parenchyme thyroïdien (Bach et Chetenoud, 2002 ; Sravann, 2001)

car leur rôle dans le mécanisme de lésion immunitaire n’est toujours pas défini. La

raison de leur présence à un taux physiologique chez les sujets sains et demeure

encore incomprise.

D’après nos résultats, nous notons que le groupe de patients âgés de 25-40 ans

enregistre les taux les plus élevés d’anticorps anti-TPO pour les deux sexes. Il a été

rapporté par Stockigt. (2001) que le taux d’anticorps anti-TPO augmente

proportionnellement à l’âge chez la femme ce qui n’est pas le cas dans notre étude

ou il décroit après 40 ans mais reste nettement au dessus de son taux physiologique.

La majorité des patients atteints de la TH sont originaires de zones de non

endémie goitreuse ; région oủ l’apport iodé est suffisant. Ce dernier peut être

considéré éventuellement comme facteur déclenchant de l’auto-immunité.

Seulement 36,4% des patients, soit une minorité, rapportent des antécédents

familiaux de thyroidopathie et/ou polyendocrinopathie ou maladie auto-immune.

Suggèrent que le caractère familial de l’éclosion de l’auto-immunité intervient à 50%

chez les apparentés aux premiers degrés (Tomer, 2002).

Les gènes de susceptibilité les plus connus sont ceux codant pour les molécules

HLA DR3, HLA DR5, DQw3 et DQw7 dans la thyroïdite de Hashimoto, cependant

l’induction de ce facteur familial n’est pas isolée et serait étroitement liée à

l’environnement (endémie goitreuse) du patient (Laubergt et al., 1998 ; Stockigt,

2002).

L’induction de la réaction auto-immune spécifique d’organe, dirigée contre la

thyroïde, peut se propager vers d’autres glandes endocrines. Ainsi, on peut constater

qu’un groupe important (45,5%) de nos patients développe une ou plusieurs

polyendocrinopathie et maladies auto-immunes qui s’associent à leur maladie

thyroïdienne. Aussi la corrélation de la TH à l’association aux polyendocrinopathie et

maladie auto-immune est significative (r=0,02≤ +1).Celle-ci peut apparaitre

précocement ou tardivement (Hamzaoui et al., 2002 ; Schlienger, 2001).

Nous avons observé que plus la polyendocrinopathie affecte la glande

endocrine, plus les taux d’anticorps anti-TPO sont plus élevés (8400Ul/ml).

Contrairement à la littérature selon Bach et Chatenoud, 2002 ; Léclere et

Panescu, 2000, la forme atrophique de la thyroïdite de Hashimoto est la plus

fréquente chez non patients étudies. Dans les régions à apport iodé suffisant, la TH

de forme atrophique (non goitreuse) est la plus fréquente en raison du rôle préventif

que joue l’iode dans l’apparition du goitre. Cependant ce dernier pourrait être

impliqué dans l’éclosion de l’auto-immunité thyroïdienne comme facteur déclenchant

ainsi que le rapportent (Lauberg et al., 1998).

Le taux très élevé d’anticorps anti-TPO pour les patients atteints de cette forme

atrophique ne justifie aucune particularité. L’implication des anticorps anti-TPO dans

la goitrigènèse et la fibrose reste écartée. Les recherches favorisent plutôt

l’hypothèse des anticorps anti-R.TSH bloquants qui inhiberaient les facteurs TGF

EGF. Cependant ce type d’auto-anticorps n’est présent que dans 25% des cas.

CONCLUSION

La thyroïdite de Hashimoto demeure de loin la plus fréquente des maladies

auto-immunes, elle constitue la principale cause de l’hypothyroïdie qui se caractérise

par une insuffisance chronique en hormones thyroïdiennes.

Cependant la mise en évidence de sa pathogénie connait une évolution

fulgurante grâce aux techniques modernes d’exploration biologiques de la glande

thyroïde dont dispose la médecine nucléaire.

Le dépistage de la thyroïdite de Hashimoto repose essentiellement sur cet

examen biologique simple et efficace constitué du dosage clé de la TSH, de la FT4

ainsi que des anticorps anti-TPO et anti-Tg.

Les résultats de notre étude montrent que la thyroïdite de Hashimoto

prédomine chez les femmes âgées de 40 à 60 ans, âge de péri et post ménopause

tandis que chez les hommes à un âge plus jeune de 25 à 40 ans.

La présence de cette maladie est associée aux d’autres maladies auto-

immunes, sexe, âge, antécédents familiaux, l’étiologie, la zone d’endémie

goitreuse…..

En prospective, il serait intéressant d’étaler l’effectif des patients en étudiant les

cas présentés dans d’autres hôpitaux. Une recherche anatomo-pathologique

donnera des informations plus profondes sur cette maladie.

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ANNEXES

L’antigène compétitif marqué

L’antigène à doser

Elimination d’Ag non fixés

Anticorps

Anticorps 2

Anticorps 1(phase solide)L’antigène à doser

Figure   26 : Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type compétition.

Figure   27 : Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type sandwich.

I. Matériel nécessaire pour le dosage de FT4 :

Micropipette à embout plastique interchangeable, 100 µl et 1000 µl. Agitateur horizontal de 200 à 350 tr/min. Compteur gamma réglé pour la mesure de l’iode 125.

Réactifs :

RIA -gnost® FT4

Composants du kit

Quantités des réactifs

Rôles Photos

Standards de FT4 et le sérum de contrôle

-7 flacons de

standards de FT4 contenant chacun 0.5 ml de sérum humain et de l’azoture de sodium.

-1flacon de sérum de contrôle de 0.5ml

-Pour établir la courbe d’étalonnage.

-Pour contrôler le dosage et les résultats des inconnus

Tampon d’incubation

1 flacon de 103 ml, vert

Pour fixer Ag des standards et des patients avec AC solide dans le tube 

Solution tampon de traceur Iode.125-FT4

1 flacon de 105 ml, violette

 Marque la réaction AC-anti FT4 pour ce lié et former le complexe Ag-AC Ag*+AC FT4 (Ag*-AC)

Tubes revêtus d’anticorps anti-T4 de mouton

2x50 tubes Pour effectuer le dosage de la FT4

II. Etapes de dosage de la FT4 :

Distributions des standards et des inconnus

Ajout de tampon d’incubation Agitation pendant 30 minutes

Décanter Ajout de traceur

Incubation et agitation Décanter

Lecture par Scinitillateur gamma

Figure 28 : Les etapes de dosage de la FT4.

III. Matériel nécessaire pour le dosage de la TSH :

Microplaque pour effectuer le dosage de la TSH. Agitateur. Micropipette avec embout plastique interchangeable de 100µl et 200µl. Fluorimetre Perkin Elmer Victor²D pour mesurer la fluorescence (europium).

Réactifs :

DELFIA® hTSH Ultra Kit

Composants du kit :

Quantités : Rôles : Photos

h TSH Standards

6 flacons, de 1.4mL

A=0 µU/mL

B=0.03 µU/mL

C=0.1 µU/mL

D=1.0 µU/mL

E=10 µU/mL

F=100 µU/mL

Pour établir la courbe d’étalonnage

Anti- h TSH-Eu traceur

1 flacon, 1.1Ml

Europium fixe l’Antigène

H TSHr Ultra assay buffer(Tampon)

1 boite, 40mL Dilution de l’europium (traceur)

Concentration de lavage

1 boite, 20mL

Eliminer l’excès de la réaction Ag-AC

Le revelateur 1 boite, 50mL Piéger le complexe AC-Ag immunofluoresent dans le compteur Fluorimetre

Anti- h TSH Microtitration strips

1 plaque (8x12 puits)

Effectuer le dosage de la TSH

III. Etape de dosage de la TSH :

-Reconstitution de traceur pour le dosage de la TSH :

Reconstituer le flacon de traceur avec 12 ml de tompon et 600µl de traceur, laisser 45 min avant l’utilisation.

Distributions des standards et des inconnus

Ajout du traceur reconstitué Incubation et agitation

06 cycles de lavage

Ajout du revelateur Incubation et agitation

Lecture par le Fluorimètre

Figure 29 : Les étapes de dosage de la TSH.

IV. Matériels nécessaire pour le dosage des anticorps anti-TPO :

Micropipette de précision ou matériel similaire à embouts jetables permettant la distribution de 50µl, 100µl, 1ml, 2ml, 2.6ml.

Eau distillée. Tubes jetables. Portoirs pour vider les tubes par retournement. Mélangeur de type vortex. Scintillateur gamma pour ma mesure d iode125.

Réactifs :

TPO-AB-CT

Composants du kit :

Quantités des réactifs :

Rôles : Photos :

Les calibrateurs

6 flacons de 0.5mlS0= 0U/ml

S1= 70U/mlS2= 250U/mlS3= 750U/ml

S4= 2500U/ml S5= 10000U/ml

Pour établir la courbe

d’étalonnage

Les contrôles Contrôle I : 230U/ml

Contrôle II : 820U/ml

Pour contrôler le dosage et les résultats des

inconnus

Solution de lavage

1 flacon de 20mlEliminer l’excès

de la réaction iode125 par

aspiration

Traceur radioactif

(Iode 125-TPO)

2 flacons qsp 2.6 ml de diluant

AC anti-TPO marqué à iode125 sous forme liquide pour fixé l’Ag spécifique anti-TPO

Tampon 1 flacon de 110 ml Diluant pour la reconstitution du traceur et la dilution des échantillons

Tubes revêtus 50 tubes contiennent les AC solide de l’anticorps anti- h TPO

Pour effectuer le dosage des anticorps anti-TPO

IV. Etapes de dosage des anticorps anti-TPO

-Reconstitutions de traceur des anticorps anti-TPO :

Reconstituer les flacons de traceur avec 2,6 ml de diluant, juste avant utilisation, reboucher le flacon et mélanger pour assurer la complète dissolution du produit lyophilisé.ne pas congeler le réactif pour une utilisation ultérieure.

-Dilution de la solution de lavage :

Diluer au 1/25 la solution de lavage concentrée avec l’eau distillé (20ml de la solution concentrée dans 500ml d’eau distillée.

-Dilution des contrôles et échantillons au 1/21 :

Marquer des tubes jetables pour chaque contrôle et échantillon. Mélanger le contenu de chaque flacon de contrôle avec un appareil de type

vortex. Distribuer 50µl de sérum et contrôles dans les tubes correspondant. Ajouter 1 ml de diluant dans chacun des tubes. Mélanger le contenu de chaque tube.

Dilutions des échantillons et les contrôles Ajout de traceur reconstitué

Incubation et agitation Aspiration de traceur

Préparation de la solution Ajout et aspiration de la solution de lavage

De lavage (1er lavage)

Rajout de la solution de lavage Aspiration (2eme lavage)

(2eme lavage)

Lecture par Scinitillateur gamma

Figure 30 : Les etapes de dosage des anticorps anti-TPO.

V. Matériel nécessaire pour le dosage des anticorps anti-Tg :

Tubes essais plastiques. Portoir pour tubes à essais. Micropipettes automatiques réglables avec pointes à usage unique. type vortex. Système d’aspiration ou de lavage. Compteur à scintillation gamma. Eau distillée.

Réactifs :

TGAB ONE STEP

Composant du kit :

Quantités des réactifs :

Rôles Photos

Les calibrateurs

Calibrateur 0= 1flacon de 4.2 ml

Calibrateurs 1 à 5=5 flacons de 0.7 ml

S0= 0Ul/ml

S1=20Ul/ml

S2= 60Ul/ml

S3= 200Ul/ml

S4= 1000Ul/ml

S5= 2000Ul/ml

Pour établir la courbe d’étalonnage

Les contrôles 2 flacons contenant 0.7 ml d’anti-Tg dans un serum humain

Pour contrôler le dosage et les résultats des inconnus

Traceur radioactif (Iode.125-Tg)

1 flacon contenant 22 ml de thyroglobuline marquée, colorant rouge

AC anti-Tg marqué à iode125 sous forme liquide pour fixé l’Ag spécifique anti-Tg

Solution de lavage

1 flacon de 20ml de tampon TRIS-Hcl

Eliminer l’excès de la réaction iode125 par aspiration

Tubes revêtus  100 tubes revêtus d’anticorps monoclonal de souris anti-Tg

Pour effectuer le dosage d’anticorps anti-Tg

VI. Etapes de dosage des anticorps anti-Tg

Distributions des standards et les inconnus Ajout de traceur radioactif

Incubation et agitation Aspiration de traceur

Dilutions de la solution de lavage Aspiration de la solution de lavage

Lecture par Scinitillateur gamma

Figure 31 : Etapes de dosage des anticorps anti-Tg.

VII. Appareillages:

Appareillages rôles

Distillateur pour distiller l’eau

Compteur gamma Berthold LB 2111 pour

mesurer la radioactivité I.125

Fluorimètre Perkin Elmer Victor²D pour mesurer la fluorescence (europium)

Thermo scientific(spark free laboratory freezer) pour congelé les échantillons

L’autolave Delfia pour éliminer l’excès de la réaction

Pipettes pour pipeter les échantillons, standards et les réactifs

Agitateur KS500 à mouvement rotatif pour agiter le mélange

Centrifugeuse ROTANA 46OR pour centrifuger le sang et obtenir le sérum

Porte embouts.