CYCLE DE PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE MIELS PRODUITS ...

UNIVERSIRSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

MENTION : BIOLOGIE

DOMAINE : SCIENCES ET TECHNOLOGIE

PARCOURS : GESTION DURABLE DES INSECTES UTILES ET NUISIBLES

(GDINS)

MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE MASTER 2 EN BIOLOGIE

(MST-B-GDINS)

Par MANANTSOAVINA Francine Prisca

Présenté publiquement le 22 décembre 2015

Devant les membres de jury composé de :

Président : Mme RAZAFINDRATIANA Eléonore, Maître de Conférences

Rapporteur : Mme RAVELOSON RAVAOMANARIVO Lala H., Docteur - HDR

Co-rapporteur : Mme RAMAMONJISOA RALALAHARISOA, Maître de Conférences

Examinateur : Mme RAFARASOA Lala Sahondra, Docteur - HDR

CYCLE DE PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE

MIELS PRODUITS DANS DES RUCHES

EXPERIMENTALES DES HAUTS PLATEAUX

REMERCIEMENTS

Toute ma gratitude à DIEU tout puissant pour sa bénédiction.

Je tiens vivement à remercier :

- Monsieur le Professeur RAHERIMANDIMBY Marson, Doyen de la Faculté des Sciences

de l’Université d’Antananarivo, Monsieur le Chef de Département d’Entomologie ,

Docteur RANDRIANARISOA Ernest, et Madame le responsable du parcours GDINS

(Gestion Durable des Insectes Utiles et Nuisibles), RAFARASOA Lala Sahondra Docteur-

HDR qui m’ont accordé la présentation de ce mémoire.

- A mes encadreurs Madame RAVELOSON RAVAOMANARIVO Lala Harivelo, Docteur-

HDR, Directeur de recherche et Responsable du Laboratoire d’Entomologie Agricole, et

Docteur RAMAMONJISOA RALALAHARISOA, Maître de Conférences, Responsable du

laboratoire de Palynologie du Département de Biologie et Ecologie Végétales à la Faculté

des Sciences d'Antananarivo qui m’ont guidée dans ce travail. Qu’elles veuillent bien

trouver ici l’expression de mon admiration et de ma profonde gratitude.

- A Madame RAFARASOA Lala Sahondra, Docteur-HDR et au Docteur

RAZAFINDRATIANA Eléonore qui m’ont témoigné de leur très haute bienveillance en

acceptant de faire partie du membre de jury.

J’exprime également toute ma reconnaissance aux responsables et personnels du C.I.D.S.T.

(Centre d’Information et de Documentation Scientifique et Technique) et au responsable des

ouvrages en la salle de Conseil de la Faculté des Sciences pour les nombreux documents

qu’ils m’ont fournis.

Toute ma profonde gratitude :

- A tous les Enseignants dont leur dynamisme m’a été précieux tout au long de mes études.

- A mes parents pour les précieux conseils qu’ils m’ont réservés pour mener à terme ce

travail.

- A RALALARIJAONA Fenosoa pour sa participation à la réalisation de ce mémoire.

- A RAZAFINDRAZAKA Andrinantenaina Dimbiarimanga de m’avoir beaucoup aidé sur

terrain.

- A mon frère et ma sœur, ainsi qu’à tous mes amis, pour leur soutien moral.

TABLE DES MATIERES

INTRODUCTION ............................................................................................................ 1

PARTIE I : GENERALITES................................................................................................... 3

I. Historique et classification de l’abeille ....................................................................................................... 3

I.1. Historique ............................................................................................................................................ 3

I.2. Classification ....................................................................................................................................... 4

II. Biologie ..................................................................................................................................................... 5

II.1. Cycle de développement et reproduction ........................................................................................... 5

II.2. La société d’abeille ............................................................................................................................. 6

III. Le miel...................................................................................................................................................... 8

III.1. Définition .............................................................................................................................................. 8

III.2. Processus de la formation du miel..................................................................................................... 8

IV. Notion d’apicultutre ................................................................................................................................. 9

V. Les plantes mellifères .............................................................................................................................. 10

PARTIE II : MATERIELS ET METHODES ........................................................................ 13

I. Site d’étude ............................................................................................................................................... 13

II. Matériel biologique .................................................................................................................................. 14

II.1. Classification .................................................................................................................................... 14

II.2. Caractéristiques morphologiques ..................................................................................................... 14

III. Matériels de terrain et de laboratoire ...................................................................................................... 16

III.1. Matériels de terrain ......................................................................................................................... 16

III.2. Matériels de laboratoire................................................................................................................... 17

IV. Méthodologie ......................................................................................................................................... 17

IV.1. Inventaire des plantes mellifères et confection d’herbiers .............................................................. 17

IV.2. Suivi des activités de butinage et de production du miel ................................................................ 18

IV.3. Typologie des miels ........................................................................................................................ 19

IV.3.1. Récolte du miel ........................................................................................................................ 20

IV.3.2. Mesure de l’humidité du miel .................................................................................................. 21

IV.3.3. Analyse pollinique ................................................................................................................... 22

IV.3.3.1. Traitement des échantillons .............................................................................................. 22

IV.3.3.2. Analyse pollinique qualitative des miels .......................................................................... 23

IV.3.3.3. Méthode d’interprétation des résultats de l’analyse pollinique ........................................ 25

PARTIE III : RESULTATS ET INTERPRETATIONS ........................................................ 26

I. Inventaire floristique ................................................................................................................................. 26

II. Activités de butinage et production de miel ............................................................................................. 28

III. Analyses du miel .................................................................................................................................... 29

III.1. Teneur en eau des miels .................................................................................................................. 29

III.2. Analyse pollinique .......................................................................................................................... 30

III.2.1. Diversité pollinique ................................................................................................................. 30

III.2.2. Description des principaux pollens rencontrés ........................................................................ 31

III.2.3. Répartition des pollens par catégorie de fréquence et types de miels obtenus ......................... 39

PARTIE IV : DISCUSSION .................................................................................................. 43

I. Ressources mellifères et production de miel ............................................................................................. 43

II. Analyse pollinique et types de miels ....................................................................................................... 46

CONCLUSION ............................................................................................................... 47

Bibliographie, webographie et ouvrages particuliers ....................................................... 49

LISTE DES ABREVIATIONS

cf : confer

Fig. : figure

g : gramme

j : jour

km : kilomètre

μm : micromètre

m : mètre

ml : millilitre

mm : millimètre

% : pourcent

°C : degré Celcius

GLOSSAIRE

Acétolyse : traitement consistant en une fossilisation artificielle des grains de pollens.

Aperture : zone de moindre résistance due à l’amincissement ou à la disparition de l’exine.

Apiculture : art d’élever les abeilles en vue de récolter les produits de la ruche. Elle concerne

tous les travaux réalisés dans les ruchers jusqu’à la récolte.

Butineuse : abeille ouvrière qui récolte le nectar, le pollen, l’eau et la propolis pour la

colonie.

Caste : type d’individu se distinguant des autres par sa conformation et sa fonction, tel que les

reines, les faux-bourdons et les ouvrières.

Développement holométabole : développement postembryonnaire le plus complexe chez les

insectes dont les formes larvaires sont très différentes de l’adulte.

Haploïde : organisme dont les noyaux des cellules ne possèdent qu’une seule paire de

chromosome.

Melissopalynologie : étude de grains de pollens contenus dans les miels ou autres produits de

la ruche.

Miel monofloral : miel fabriqué principalement à partir des fleurs d’une seule espèce

végétale.

Miel polyfloral ou multifloral : miel fabriqué à partir de fleurs de diverses espèces végétales.

Miellée : production abondante résultant de la récolte d’une grande quantité de nectar sur une

ou plusieurs espèces de pltantes mellifères fleurissant en masse.

Liste des tableaux

Tableau 1 : Classification de Trigona prisca et d’Apis mellifera……………………………............4

Tableau 2-a: Liste des plantes mellifères dans la forêt du Corridor Ranomafana-Andringitra……..11

Tableau 2-b : Liste des plantes mellifères dans la savane du Corridor Ranomafana-Andringitra.…12

Tableau 3 : Différences morphologiques entre une reine, une ouvrière et un faux-bourdon……….14

Tableau 4 : Inventaire des plantes en floraison, de novembre 2014 à janvier 2015………………...26

Tableau 5 : Variation des activités de butinage durant la journée ….....…………………….……...28

Tableau 6 : Cycle de production de miel dans les ruches expérimentales …………………………29

Tableau 7 : Humidité des échantillons de miel ……………………………………………………..29

Tableau 8 : Taxons des pollens rencontrés dans les échantillons de miel…….…………………….30

Tableau 9 : Fréquence relative et catégorie de pollen de l’échantillon n°1………………….……..39

Tableau 10 : Fréquence relative et catégorie de pollen de l’échantillon n°2……..………..…….…40

Tableau 11 : Fréquence relative et catégorie de pollen de l’échantillon n°3……..…………………41

Tableau 12 : Cycle de développement de l’abeille……………………………………………………i

Tableau 13 : Les différentes activités des ouvrières selon leur âge………………………...………..ii

Liste des figures et carte

Fig. 1 : Illustration de l’holotype de Trigona prisca. Vue latérale gauche…………………………...3

Fig. 2 : Les différents stades du cycle de développement de l’abeille……………………………….6

Fig.3 : Photo d’une ruche d’abeille, type Langstroth………………………………………………..7

Fig.4 : Schémas des trois castes d’abeilles adultes………………………………….………………15

Fig.5 : La morphologie externe d’une abeille ouvrière. Vue latérale gauche. ……………………………15

Fig.6 : Les matériels apicoles…………………………………………………………………….....16

Fig.7 : Un réfractomètre à main……………………………………………………………………..21

Fig.8 : Utilisation d’un réfractomètre……………………………………………………………….21

Fig.9 : Différentes lignes de comptage………………………………………………………….......24

Fig.10 : Figure présentant les glandes nectaires d’une fleur (nectaire floral)…………………........vii

Fig.11 : Ruche Dadant……………………………………………………………………………...viii

Fig.12 : Ruche Langstroth…………………………………………………………………...……..viii

Fig.13 : Ruche Voirnot………………………………………………………………………………ix

Fig.14 : Ruche en paille………………………………………………………...……………………ix

Fig. 15 : Les différentes formes d’un grain de pollen………………………………………………..x

Fig.16 : Les différentes formes du grain de pollen en vue polaire…………………………………..x

Fig.17 : Les différentes formes polliniques en vue équatoriale...…………………………………....xi

Fig.18 : Les différentes formes d’aperture……………………………………………………….....xii

Fig.19 : Ornementation de l’exine…………………...……………………………………….........xiii

Carte 1 : Localisation du site d’étude……………………………………………………………….13

Liste des annexes

ANNEXE I : Tableau récapitulatif du cycle de développement de l’abeille…………………..i

ANNEXE II : Tableau des différentes activités des ouvrières selon leur âge………………...ii

ANNEXE III : Planches photographiques……………………………………………………iii

ANNEXE IV : Les glandes nectaires…………...……………………………………………vii

ANNEXE V : Les différents types de ruches…………………….………………………….viii

ANNEXE VI : Terminologie en palynologie………………………………………………….x

INTRODUCTION

1

INTRODUCTION

L’abeille est un insecte social appartenant à l’ordre des HYMENOPTERES, et à la

famille des APIDAE. Elle est apparue sur notre planète il y a plus de 100 millions d’années

c’est-à-dire au Crétacé supérieur, suivant parallèlement l’apparition des premières plantes à

fleurs (TOULLEC A. N. K., 2008).

Suite aux divers processus de l’évolution, l’abeille mellifère appartenant à l’espèce

Apis mellifera est apparue il y a neuf millions d’années (TOULLEC A. N. K., 2008) et décrite

en 1758 par Carl von LINNE. Ce sont des insectes qualifiés « utiles » aux plantes à fleurs et à

l’Homme. En effet, ces abeilles sont des agents pollinisateurs des Angiospermes participant à

leur fécondation par leur action de butinage. Pour l’Homme, l’abeille est une « amie » proche

qui lui offre différents produits (comme le miel, la propolis, la gelée royale et la cire)

possédant de nombreuses vertus (vertus thérapeutique, cosmétique…). Parmi ces produits, le

miel est le plus connu et le plus utilisé dans divers domaines tels la médecine, la

cosmétologie, etc… Au Moyen Age, le miel était utilisé à des fins culinaires pour la

fabrication du pain d’épice mais aussi pour la réalisation de pansements sans désinfection

préalable des blessures. Durant les deux grandes guerres mondiales, le miel par sa propriété

cicatrisante a été utilisé pour accélérer le processus de cicatrisation des plaies.

La sous-espèce Apis mellifera var. unicolor (LATREILLE P., 1804) est l’abeille

originaire de Madagascar et des Iles des Mascareignes (CRANE E., 1990). Elle a une couleur

noire uniforme avec un proboscis court et des ailes antérieures longues (RUTTNER F., 1988).

C’est cette variété qui produit des miels commerciaux dans ces îles.

A Madagascar, l’apiculture est pratiquée dans presque toute l’île que ce soit dans les

régions côtières que sur les hauts plateaux. Beaucoup d’études ont été réalisées dans les

différentes régions de Madagascar et principalement dans les principales zones productrices

de miels qui se trouvent généralement proches ou dans les zones forestières. Très peu d’études

ont été réalisées en milieu urbain où l’élevage des abeilles existe sous-forme d’une activité

secondaire. Ce qui nous a motivé à effectuer ce travail intitulé « CYCLE DE

PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE MIELS PRODUITS DANS DES RUCHES

EXPERIMENTALES DES HAUTS PLATEAUX » dont l’objectif principal consiste à

connaître le cycle de production de miels et les types de miels produits dans la zone urbaine

d’Antananarivo. Pour réaliser cet objectif, des études ont été faites sur le comportement de

2

butinage des abeilles ouvrières, l’inventaire des plantes mellifères de la zone d’étude et la

détermination par analyse pollinique des types de miels produits , à l’exemple de notre site

expérimental sis à Fort Duchesne. Les résultats attendus sont d’acquérir des connaissances

sur :

- la liste des plantes mellifères de la zone,

- le rythme d’activité des butineuses

- la durée de processus de fabrication de miel à Antananarivo-ville,

- l’impact de l’environnement sur la production de miel.

Ainsi, dans ce mémoire, il s’avère essentiel de présenter le plan de travail suivant :

- les généralités dans lesquelles figurent l’historique de l’abeille et la notion

d’apiculture,

- les matériels et méthodes où seront annoncées l’abeille dans la classification des

insectes et les différentes procédures de recherche afin de mener à bien l’étude,

- les résultats et interprétations,

- la discussion ayant pour but de porter des explications et des commentaires sur les

résultats obtenus,

- la conclusion.

PARTIE I :

GENERALITES

3

PARTIE I : GENERALITES

I. Historique et classification de l’abeille

I.1. Historique

A l’état actuel de nos connaissances, le plus ancien fossile d’abeille connu est une abeille

aculéate mélipone (c’est-à-dire une abeille sans dard des régions tropicales) portant

l’appellation de Trigona prisca et qui est semblable à l’espèce actuelle (MICHENER C. D. et

GRIMALDI D. A., 1988). Ce fossile est daté de -96 millions d’années et a été découvert dans

le New Jersey des Etats-Unis d’Amérique (Fig.1).

L’abeille fossile la plus ancienne possédant un aiguillon datée de -50 millions d’années a

été trouvée à la mer Baltique dans un morceau d’ambre qui est une résine fossilisée. Les plus

anciens ancêtres d’abeilles mellifères dateraient de l'Eocène inférieur, mais les premiers

fossiles du genre Apis sont plus récents, datés d’il y a environ 40 millions d’années (Eocène

moyen). Des fossiles datés du Miocène inférieur ont été retrouvés en Allemagne, ainsi qu'un

fossile intact découvert dans les gisements d’âge Tertiaire d’Aix-en-Provence. (TOULLEC

A.N. K., 2008).

Fig. 1 : Illustration de l’holotype de Trigona prisca. Vue latérale gauche.

(source : MICHAEL S. ENGEL, 2000)

4

I.2. Classification

Du point de vue classification, Trigona prisca est une abeille fossile classée parmi les

Insectes Ptérygotes appartenant au super-ordre des Hyménoptéroïdes. Ses ailes membraneuses

lui font placer dans l’ordre des Hyménoptères. Elle est communément appelée aculétate

mélipone du fait de l’absence de dard à son extrémité postérieure. Quant à l’abeille

domestique Apis mellifera, elle est classifiée parmi les Apinae dont les femelles présentent un

aiguillon abdominal vénimeux.

Tableau 1 : Classification de Trigona prisca et d’Apis mellifera

Classification Trigona prisca Apis mellifera

Règne ANIMAL ANIMAL

Sous-règne METAZOAIRES METAZOAIRES

Embranchement ARTHROPODES ARTHROPODES

Sous-Embranchement ANTENNATES ANTENNATES

Classe INSECTES INSECTES

Sous-classe PTERYGOTES PTERYGOTES

Super-ordre HYMENOPTEROIDES HYMENOPTEROIDES

Ordre HYMENOPTERES HYMENOPTERES

Sous-ordre APOCRITES APOCRITES

Infra-ordre ACULEATES ACULEATES

Super-famille APOIDEA APOIDEA

Famille APIDAE APIDAE

Sous-famille MELIPONINAE APINAE

Genre et espèce Trigona prisca Apis mellifera

5

II. Biologie

II.1. Cycle de développement et reproduction

L’abeille présente un cycle de développement holométabole dont les larves sont

totalement différentes de l’adulte. Le développement des immatures c’est-à-dire les œufs, les

larves et les nymphes se fait au niveau des cellules du couvain qui seront operculées à la fin

du dernier stade larvaire. Les œufs éclosent trois jours après la ponte et chaque œuf donne une

larve de premier stade (L1). Cette larve L1 se trouve au fond d’une cellule et baigne dans la

gelée royale, elle est nourrie par les ouvrières nourricières par trophallaxie (BROUWERS E.

et al., 1987). Ce sont seulement les larves destinées à devenir une reine qui sont nourries avec

de la gelée royale pure jusqu’à la fin de l’étape larvaire, les autres larves sont nourries avec un

mélange de miel, de pollen et d’eau à partir du 3e jour (BEETSMA J., 1979). Le stade

nymphal fait suite au stade larvaire. En subissant une mue imaginale, la nymphe se transforme

en imago (Fig.2). La durée de vie des imagos varie selon les castes. Le mâle atteint rarement

plus de 60 jours (PAGE R. E. and PENG C. Y. S., 2001). En général, l’ouvrière a une durée

de vie de 15 à 70 jours en été mais la forte activité diminue son espérance de vie. En hiver,

elle peut vivre jusqu’à 4 mois (PAGE R. E. and PENG C. Y. S., 2001). La vie d’une reine

peut atteindre jusqu’à 3 à 8 ans (BOZINA K., 1961). (Tableau du cycle de développement en

ANNEXE I).

La reine peut pondre des œufs fécondés ou non fécondés. Les œufs non fécondés

haploïdes donnent des mâles parthénogénétiques (n chromosomes) tandis que les œufs

fécondés, diploïdes et hétérozygotes donnent des femelles à 2n chromosomes (COOK J. M.,

1993). En cas de forte consanguinité, des mâles diploïdes peuvent apparaître (COOK J. M.,

1993). La colonie ne contient qu’une seule femelle reproductrice qui est la reine. Par

conséquent, la colonie est qualifiée de monogyne. L’accouplement de la jeune reine

commence peu de jours après son émergence. Elle est inséminée par un grand nombre de

mâles au cours d’un seul et unique vol nuptial qui permet à la reine d'accumuler le sperme

pour la fécondation (COLE B. J., 1983). En moyenne, 8 à 27 mâles différents (variable selon

les sous-espèces) peuvent s’accoupler avec une seule et même reine (PALMER K.A. and

OLDROYD B.P., 2000).

6

Fig.2 : Les différents stades du cycle de développement de l’abeille (source : http ://www.apiculture-

populaire.com)

II.2. La société d’abeille

Les abeilles domestiques Apis mellifera unicolor vivent en colonie dans une ruche

(Fig.3). Ce sont des insectes sociaux. Une colonie compte entre 20.000 et 40.000 abeilles

(PAGE R. E. and PENG C. Y. S., 2001). Elle s'organise autour de trois castes distinctes : les

reproducteurs (reines et mâles), les ouvrières (Fig.4). La reine est responsable de la ponte. Les

mâles quand à eux assurent la fécondation de la reine et meurent généralement après

l’accouplement (PAXTON R. J., 2005). Les ouvrières stériles accomplissent tous les travaux

de la ruche (SEELEY T.D., 1983) :

- le nettoyage des cellules et la désoperculation (les ouvrières nettoyeuses débarassent

toutes les saletés de la ruche et préparent les cellules pour la ponte),

- les soins de la reine et du couvain,

7

- la manipulation de la nourriture : les nourricières produisent de la gelée royale pour les

larves de futures reines ainsi que les jeunes larves moins de 3 jours et nourrissent les

larves âgées avec de la bouillie larvaire,

- les travaux à l’extérieur comme la ventilation, le gardiennage, et la recherche de la

nourriture.

Ces différentes tâches sont effectuées par les ouvrières selon leur âge.

Le tableau de l’annexe II résume les activités assurées par les ouvrières. De la naissance

au 19ème jour, elles deviennent tour à tour : ventileuse, nettoyeuse, nourrice, cirière,

gardienne, ventileuse et butineuse. Les jeunes ouvrières occupent des simples travaux à

l’intérieur de la ruche, les plus âgées sont des butineuses (SEELEY T.D., 1983).

Pour le cas de notre étude, la ruche de type Langstroth a été utilisée pour l’élevage et le

suivi des abeilles (fig. 3).

Fig.3 : Photo d’une ruche d’abeille, type Langstroth (cliché de l’auteur, 2015)

8

III. Le miel

III.1. Définition

Selon le Codex Alimentarius, « le miel est la substance naturelle sucrée produite par

les abeilles mellifères à partir du nectar des fleurs ou des sécrétions provenant de parties

vivantes de plantes ou d’excrétions d’insectes piqueurs-suceurs des parties vivantes de

plantes, que les abeilles butinent - transforment et combinent avec des matières spécifiques

qu’elles sécrètent, et qu’elles emmagasinent, concentrent et laissent mûrir dans des rayons de

la ruche ».

III.2. Processus de la formation du miel

Il comporte deux phases :

- Première phase : Epaississement du miel

Les matières premières liquides sucrées (nectar ou miellat) sont aspirées dans le jabot de

l’abeille grâce à l’étanchéité parfaite des pièces buccales et au travail de la musculature du

pharynx. Le nectar ou miellat est stocké dans le jabot et les matières solides de petite taille

seront retenues par le proventricule.

Après la récolte des matières premières, l’abeille butineuse retourne à la ruche et transmet le

contenu de son jabot à une autre abeille de la ruche. Les ouvrières vont travailler à la chaîne

en refoulant et en resuçant le contenu du jabot pendant 15 à 20 minutes. Durant cette première

phase de l’épaississement du miel, environ la moitié de l’eau s’est évaporée. Ensuite, l’abeille

le dépose dans la cellule de réserve : elle laisse le miel à demi-mûr s’écouler sur la paroi

supérieure de la cellule jusqu’à ce que celle-ci soit remplie au quart ou au tiers.

- Deuxième phase : Mûrissement du miel

Il y a évaporation passive de l’eau dans les cellules. Au bout de 1 à 3 jours, lorsque le miel est

mûr, les abeilles ferment les alvéoles avec un opercule de cire qu’elles secrètent (MAURIZIO

A., 1968).

Remarque :

Les transformations partielles du nectar ou du miellat en sucre commencent dans le jabot de la

butineuse au moment de sa succion. Elles continuent pendant tout le processus de

9

mûrissement et ne sont pas encore tout à fait terminées lors de la récolte du miel (MAURIZIO

A., 1968).

IV. Notion d’apicultutre

L’apiculture est l’art d’élever les abeilles dans le but de retirer de cette industrie le

maximum de rendement avec le minimum de dépense (WARRE E. F. E, 1948). Pour pouvoir

mener à bien l’élevage des abeilles, il est nécessaire de bien connaître les différents types de

ruche (cf ANNEXE V : les différents types de ruches)

La mise au point d’enceintes pour accueillir les abeilles en vue de les domestiquer s’avère

indispensable. Ainsi, au fil du temps, les Hommes ont élaboré plusieurs types de ruches. Une

ruche est généralement construite avec des planches en bois.

La ruche Dadant

Le modèle de cette ruche facilite la récolte du miel. Le corps de la ruche Dadant contient

dix ou douze cadres selon le choix de l’apiculteur. Une ou plusieurs hausses de 17 cm de

hauteur peuvent être placées sur le corps de la ruche pendant la période de miellée afin que les

ouvrières puissent emmagasiner leur récolte. Et par-dessus, il y a le toit qui protège la colonie

contre le soleil, le vent et la pluie. Les dimensions internes de la ruche sont de 38 cm (pour la

face), 45 cm (pour les côtés) et 31 cm de hauteur.

La ruche Langstroth

La ruche Langstroth est une ruche verticale à cadre comme la ruche Dadant. Le modèle le

plus connu est la ruche Langstroth à dix cadres. Les corps de même hauteur de 24 cm peuvent

être superposés les uns sur les autres sinon, des hausses de 13 cm ou 17 cm peuvent aussi être

posées sur le corps. Certains apiculteurs marient la technique du Dadant et celle du

Langstroth.

La ruche Voirnot

Pour faciliter la domestication des abeilles, les dimensions de la ruche ont été bien

étudiées soient 36 cm x 36 cm x 36 cm. Ce modèle de ruche comporte également des hausses

pour le stockage supplémentaire de miel. L’apiculteur peut avoir une productivité élevée et

10

aussi assurer la pérennité et le bien-être de la colonie. La ruche Voirnot est particulièrement

retrouvée dans les pays de l’Est et dans ceux de l’Afrique du Nord.

La ruche Warré

Elle est communément appelée ruche écologique du fait qu’elle offre aux abeilles des

conditions de vie proches de leur milieu naturel. L’inventeur, l'abbé Éloi François Émile

WARRE, a avant tout privilégié l’intérêt de l’abeille et la fonctionnalité de la ruche (WARRE

E. F. E., 1948). A la différence de la ruche Dadant et des autres, la ruche Warré a des

dimensions un peu plus restreintes soient 30 cm x 30 cm x 21 cm. Les éléments sont posés les

uns sous les autres et les abeilles bâtissent les rayons au-dessus d’eux. De ce fait, l’ajout d’une

hausse n’est pas utile. Un élément se compose de 8 rayons qui sont installés sur des barrettes

amorcées de cire. Il n’y a pas de cadre puisque le travail se fait directement par élément.

Parfois les apiculteurs mettent des vitres derrière les éléments pour suivre plus facilement

l’évolution de l’essaim.

La ruche en paille

La ruche en paille fait partie des ruches traditionnelles comme la ruche tronc, la ruche

traditionnelle tressée… Elle est fabriquée avec de la paille ou des brindilles. De ce fait, elle

est moins coûteuse par rapport aux autres ruches modernes. Par contre, elle présente beaucoup

d’inconvénients : le rendement en quantité de miel est bas ; à cause de sa forme en voûte

(arrondie), il est difficile voire impossible de surveiller l’intérieur de la ruche. Aussi, il est

impossible de recueillir le miel sans endommager l’intérieur de la ruche.

V. Les plantes mellifères

Les plantes mellifères sécrètent du nectar qui est une substance liquide récoltée par les

oiseaux nectarivores et les insectes butineurs dont les abeilles. Les plantes nectarifères

possèdent des glandes spécifiques appelées nectaires qui produisent le nectar. La position de

ces glandes varie suivant les plantes. Le corps trapu des abeilles et la longueur restreinte de

leur trompe limitent l’accès au nectar si bien qu’une partie seulement peut être butinée (cf Les

glandes nectaires en Annexe IV).

11

Des études sur les plantes mellifères ont déjà été menées dans plusieurs endroits de la

grande île. Dans le Corridor Ranomafana-Andringitra par exemple, RAZAFIMANDIMBY

HASINIAINA C. R. en 2008 a dénombré 14 espèces de telles plantes qui sont réparties en 12

genres et 9 familles dans la forêt contre 9 espèces dans la savane.

Les tableaux 2-a et 2-b présentent les plantes mellifères inventoriées par cet auteur.

Tableau 2-a: Liste des plantes mellifères dans la forêt du Corridor Ranomafana-Andringitra.

FAMILLE GENRE ESPECE NOM VERNACULAIRE

Aphloiaceae Aphloia Theiformis Fandramana

Aquifoliacae Ilex Mitis Hazondrano

Araliaceae Polysias Ornifolia Vatsilana

Araliaceae Schefflera Sp Vatsilambato

Clusiaceae Harungana madagascariensis Harongana

Cunoniaceae Weinmannia Rutembergii Lalona

Cunoniaceae Weinmannia Sp Lalomaka

Fabaceae Dalbergia Baroni Voamboana

Lauraceae Ocotea Laevis Varongy mainty

Lauraceae Sloanea Rhodontha Vanana

Moraceae Ficus Tiliifolia Aramotsy

Myrtaceae Syzygium Emirnense Rotra Lohalefo

Myrtaceae Syzygium Micropodum Rotra mena

Myrtaceae Eugenia Sp Ropandity

12

Tableau 2-b : Liste des plantes mellifères dans la savane du Corridor Ranomafana-Andringitra

FAMILLE GENRE ESPECE NOM VERNACULAIRE

Aloeacea Aloe Vahombé Vahombe

Asteraceae Psidia Altissima Dingadingana

Myrtaceae Acacia Dealbata Mimoza

Myrtaceae Eucalyptus Robusta Kininina mena

Myrtaceae Eucalyptus Rostrata Kininina fotsy

Myrtaceae Eugenia Jambos Zamborizany

Myrtaceae Eugenia Sp Rotra

Rosaceae Prunus Paiso

Rutaceae Citrus Sp Voasary

PARTIE II :

MATERIELS ET METHODES

13

PARTIE II : MATERIELS ET METHODES

I. Site d’étude

Le site d’étude se trouve dans le quartier du Fort Duchesne, Antananarivo-

MADAGASCAR. Il se situe entre 18°54’41.5’’S et 47°32’57.6’’E, à 1291m d’altitude et se

trouve à plus de 30 m de la route principale (RN2). Le rucher comporte neuf ruches

expérimentales de type Langstroth.

Ce site bénéficie d’un climat de type subtropical à pluies estivales dominantes caractérisé

par un été chaud et humide. La température moyenne est de 20°C avec un maximum de 26°C

et un minimum de 14°C (du mois de Novembre 2014 au mois de Février 2015). L’humidité

relative annuelle est de 78,1% avec une humidité relative moyenne de 75% en Novembre

2014 et de 82% en Janvier 2015. La précipitation moyenne d’Antananarivo est de1456,3 mm

par an. Pendant notre période d’étude, la précipitation varie de 187,7 mm en Novembre à

309,9 mm (précipitation maximale) en Décembre 2014 (www.antananarivo.climatemps.com).

Carte 1 : Localisation du site d’étude (source : http://maps.google.com)

Fort Duchesne

2km

https://fr.wikipedia.org/wiki/Zone_subtropicale

http://maps.google.com/

14

II. Matériel biologique

II.1. Classification

L’abeille malgache, Apis mellifera unicolor, appartient à la lignée évolutive africaine

(Type A). C’est une abeille appartenant à l’ordre des HYMENOPTERES et à la famille des

APIDAE (voir tableau 1, p.4).

II.2. Caractéristiques morphologiques

Apis mellifera unicolor est une sous-espèce d’abeille endémique de Madagascar et des

îles Mascareignes. Elle a une couleur noir uniforme ayant une faible pilosité sur tout le corps

(RUTTNER F., 1975). La taille est variable selon les castes. Les ouvrières de cette variété

d'abeille sont parmi les plus petites du genre alors qu'au contraire le mâle est relativement de

grandes dimensions (RUTTNER F., 1988).

Une colonie d’abeilles est formée de trois castes dont la reine, les ouvrières et les faux-

bourdons ou mâles. Il existe un dimorphisme sexuel au niveau de ces castes. Le tableau 3

montre les différences morphologiques entre les trois castes d’abeille. La figure 4 (p.15)

permet de visualiser ces différences.

Tableau 3 : Différences morphologiques entre une reine, une ouvrière et un faux-bourdon

REINE OUVRIERE FAUX-BOURDON

TAILLE 18 mm

Petite (10 mm) 16 mm

YEUX Non contigus Non contigus Contigus

AILES Courtes par rapport à

l’abdomen

Légèrement courtes

par rapport à

l’abdomen

Aussi longues que

l’abdomen (fig.4)

TROMPE Bien développée Courte Courte

EXTREMITE

ABDOMINALE

Absence de dard Présence de dard Absence de dard

15

Fig.4 : Schémas des trois castes d’abeilles adultes (Source : http://apiculture-populaire.com)

Pour accomplir leurs différentes fonctions dans la ruche, les ouvrières acquièrent une

morphologie particulière (Fig.5) :

- la trompe est développée et spécialisée pour la collecte du nectar ;

- les pattes sont modifiées pour la récolte de pollen, de nectar et d’eau ;

- l’abdomen est bien développé et contient différentes glandes et un jabot volumineux.

Fig.5 : La morphologie externe d’une abeille ouvrière. Vue latérale gauche. (Dessinée par l’auteur)

16

III. Matériels de terrain et de laboratoire

III.1. Matériels de terrain

La liste des matériels appropriés pour assurer le bon déroulement du suivi des abeilles est

la suivante (Fig.6) :

- une paire de gants, un chapeau à voile, une combinaison pour se protéger des piqûres

d’abeilles,

- un enfumoir pour projeter de la fumée vers la ruche afin de masquer les phéromones

des abeilles pour qu’elles ne deviennent pas agressives,

- un lève cadre pour décoller facilement les cadres mais aussi pour gratter la propolis

et l’excès de cire,

-une brosse à abeilles permettant d’enlever délicatement les abeilles encore présentes

sur les cadres sans les abîmer pour un meilleur suivi.

Fig.6 : Les matériels apicoles (sources : http://www.apiculture.net et http://www.icko-apiculture.com).

http://www.apiculture.net/

http://www.icko-apiculture.com/

17

La confection d’herbiers est aussi nécessaire pour mener à bien l’inventaire et

l’identification des plantes se trouvant dans un rayon de 5 km autour de la ruche :

- un couteau et un sécateur pour couper les échantillons de plante,

- un carnet de récolte et un crayon pour noter les informations nécessaires (la localité,

la formation végétale, la date de la récolte, les coordonnées géographiques, et les

données propres aux spécimens),

- un presse-herbier et des papiers journaux pour le séchage des plantes.

III.2. Matériels de laboratoire

Les matériels utilisés lors de la manipulation ont été :

- échantillons de miel (3 échantillons) ;

- réfractomètre à main ;

- verreries : béchers de différentes dimensions, agitateurs et des tubes coniques ;

- micropipettes avec embouts ;

- balance de précision ;

- centrifugeuse ;

- plaque chauffante ;

- eau distillée

- microscope de recherche avec caméra;

- produits chimiques : acide acétique glacial (CH3COOH), anhydride acétique, acide

sulfurique et eau glycérinée à 50%;

- milieu de montage : glycérine gélatinée.

IV. Méthodologie

IV.1. Inventaire des plantes mellifères et confection d’herbiers

Inventaire de plantes mellifères

Les abeilles transportent à la ruche les ressources (nectar, miellat, pollens) tirées à partir

des plantes visitées et/ou butinées. On peut identifier les plantes visitées par les abeilles par

les pollens transportés dans la ruche. Mais une autre technique consiste à recenser les plantes

18

en fleur se trouvant aux environs du rucher. Ainsi, des inventaires floristiques ont été

effectués sur un rayon de 5 km du rucher. Des feuilles et des inflorescences de plantes à fleur

ont été collectées, préparées en herbiers, puis identifiées au laboratoire de Palynologie du

Département de Biologie et Ecologie Végétales de la Faculté des Sciences d’Antananarivo.

Des suivis hebdomadaires étaient nécessaires afin d’établir la phénologie de ces plantes

pendant une période déterminée (le mois de novembre 2014 jusqu’en février 2015).

Préparation d’herbiers

Pour pouvoir identifier, faire identifier une plante ou en contrôler la détermination, il est

nécessaire d'avoir un échantillon d'herbier, c'est-à-dire, la totalité de l'individu ou une partie

s'il s'agit d'un arbre ou d'un arbuste (OLDEMAN R. A. A., 1968).

Pour être bien conservés, les échantillons sont séchés et fortement pressés. Le papier est

changé régulièrement pendant les trois premiers jours de séchage. La durée du séchage varie

selon le type de plante (5 à 7 jours environ pour les plantes pauvres en eau). Il est plus long

pour les plantes grasses (21 jours au minimum).

Une fois bien séchés, les échantillons sont montés en herbier de dimension 42cm×29cm.

L’herbier est accompagné d’une étiquette où sont figurés :

- les noms de la plante,

- la date et le lieu de prélèvement,

- le nom du récolteur.

IV.2. Suivi des activités de butinage et de production du miel

Choix des ruches

Parmi les neuf ruches expérimentales existantes dans notre site d’étude, trois

seulement ont été choisies : le premier dépôt de nectar y a été constaté lors du premier jour de

suivi. En effet, elles ont été prises comme échantillons d’étude.

Pour déterminer la durée de fabrication de miel, nous avons marqué les cadres à

étudier dans le but de faciliter le suivi. Aussi, la date du premier dépôt de nectar dans les

alvéoles et celle de leur operculation ont été notées.

Activité de butinage

19

Les butineuses récoltent du nectar pour fabriquer du miel. Les activités de butinage ont

été suivies pendant une journée pour déterminer la période d’activité maximale de collecte de

nectar. Le déplacement des abeilles a été observé au trou d’envol de la ruche (nombre

d’entrées et de sorties des butineuses).

L’activité des butineuses a été classée de la façon suivante:

- +++ : activité maximale

- ++ : activité moyenne

- + : activité faible

- 0 : activité nulle.

Production de miel

Le processus de fabrication du miel est le suivant :

- collecte de nectar par les butineuses,

- arrivée des butineuses à la ruche,

- échange de nectar avec les ouvrières de la ruche,

- trophallaxie : ingurgitation et régurgitation du nectar par les ouvrières

- remplissage du miel au quart ou au tiers des alvéoles,

- operculation des alvéoles contenant le miel mûr.

IV.3. Typologie des miels

Pour connaître les types de miel produits dans les ruches, une analyse des pollens présents

dans les miels a été effectuée. La dénomination est déterminée par l’abondance (pourcentage)

de grains de pollen qui y sont présents. Le type du miel varie selon le type du nectar.

En effet, il existe deux types de miel : miel monofloral et miel polyfloral. Un miel

monofloral provenant principalement du nectar d’une plante contient un pourcentage

supérieur ou égal à 45% c’est-à-dire à l’état dominant. Dans le cas inverse, le miel est dit

polyfloral.

20

IV.3.1. Récolte du miel

Des mesures et des précautions sont nécessaires pour un bon déroulement de la récolte et

de l’extraction du miel.

Etapes pour la récolte de miel

- Mettre des vêtements de protection : combinaison, voiles, gants, bottes ;

- Allumer l’enfumoir ;

- Ouvrir doucement la ruche ;

- Choisir des cadres ayant des rayons qui sont operculés et remplis de miel aux deux tiers ;

- Eviter les rayons avec couvain ;

- Soulever le rayon, souffler de la fumée des deux côtés et brosser doucement les abeilles à

l’aide d’une brosse à abeille pour les ramener dans la ruche ;

- Pour extraire le miel, couper les rayons avec le miel en laissant environ un centimètre de

rayon sur la barre ;

- Mettre le miel récolté dans un récipient propre et sec, puis couvrir l’ensemble ;

- Avant de fermer la ruche, pousser les rayons non operculés du côté des rayons à couvain et

placer les barres récoltées derrière ces derniers.

Remarque :

Il faut laisser des réserves de miel pour les abeilles (environ huit rayons à miel).

Extraction du miel

La démarche suivie pour l’extraction a été celle mentionnée dans l’arrêté N° 49090/2009.

Les opérations effectuées sont les suivantes :

- le triage : les rayons de miel ou brèches sont triés en vue d’éliminer les matières étrangères

comme le pollen, le couvain, les abeilles mortes et autres débris ;

- l’émiettage : les rayons de miel ou brèches triés sont réduits en morceaux dans un bac pour

faciliter la séparation du miel des débris de cire ;

- le tamisage : le miel doit être tamisé à l’aide d’un tamis à maille fines ;

- le miel tamisé est laissé se reposer pendant 48 heures au moins pour être purifié et

débarrassé des particules lourdes qui se déposent au fond du récipient, puis laisser celles qui

sont légères appelées écumes remonter à la surface ;

21

- l’écumage : il consiste à enlever les écumes avec une écumoire ou à défaut avec une cuillère

en inox.

Lors de ce procédé, il est recommandé de :

- utiliser des matériels en inox ;

- mettre les échantillons de miels obtenus dans des récipients propres et hermétiquement

fermés ; puis les stocker dans une salle à la température ambiante ;

- mettre une étiquette portant la date de récolte sur chaque échantillon ;

- prélever 250g comme échantillon de miel pour l’analyse (LOUVEAUX J. et al, 1970).

IV.3.2. Mesure de l’humidité du miel

L’humidité du miel appelée encore la teneur en eau du miel est la quantité ou

pourcentage d’eau contenu dans le miel. Afin de mesurer cette humidité, un réfractomètre à

main a été utilisé (Fig.7).

L’utilisation d’un réfractomètre manuel est simple. Il suffit de déposer une petite quantité

d’échantillon de miel sur le prisme de façon à le recouvrir totalement. Ensuite, le couvercle

est refermé. Et enfin, la valeur de l’humidité en pourcentage peut être lue directement dans

l’objectif du réfractomètre (Fig.8).

Fig.7 : Un réfractomètre à main (cliché de l’auteur, 2015)

Fig.8 : Utilisation d’un réfractomètre (Source : www.mesurez.com)

http://www.mesurez.com/

22

IV.3.3. Analyse pollinique

La mélissopalynologie est l’analyse pollinique des miels qui repose sur l’identification et

le comptage des grains de pollen. Elle permet de déterminer l’origine florale et l’origine

géographique du miel. Elle donne une liste sûre de plantes visitées par les abeilles Avant

l’analyse pollinique, des traitements physico-chimiques sont effectués. Dans le cadre de cette

recherche, l’étude se focalise sur :

l’identification des grains de pollen dans les miels collectés de nos ruches afin

d’obtenir des informations sur l’origine florale

le comptage des grains de pollens qui conduit au dénombrement des pollens dans 10g

de miel permettant ainsi d’obtenir des informations sur les types de miels qui y sont

produits.

IV.3.3.1. Traitement des échantillons

La technique utilisée est celle du procédé par acétolyse (ERDTMAN G., 1952) qui est un

ensemble de traitements physico-chimiques. C’est une méthode de fossilisation artificielle qui

permet une meilleure identification des pollens.Les principales étapes du traitement physico-

chimique sont les suivantes :

- homogénéisation et pesage de l’échantillon

L’échantillon de miel est préalablement homogénéisé avec un agitateur afin que les

grains de pollens soient répartis uniformément dans l’échantillon. 10g de miel est

ensuite pesé pour les analyses polliniques (LOUVEAUX J., VERGERON Ph., 1964).

- élimination des sucres

L’échantillon est dilué dans 20ml d’eau distillée, puis porté au bain-marie à 40°C. Il

sera ensuite centrifugé à 2000 tours/minute pour décanter les grains de pollen au fond

du tube. Ensuite, le culot est repris dans 10ml d’eau distillée suivi d’une seconde

centrifugation pendant 10 minutes.

- acétolyse

L’acétolyse est une fossilisation artificielle qui permet de détruire le contenu du

cytoplasme du grain de pollen.

23

Le culot obtenu est traité dans un mélange acétolysant composé de 9 ml d’anhydride

acétique et de 1ml d’acide sulfurique préparé au moment de l’utilisation. Puis, le

mélange est porté au bain-marie à 100°C pendant 3 minutes avec une agitation

permanente. On ajoute ensuite de l’acide acétique glacial pour arrêter la réaction et

une centrifugation à 2000 tours/minute pendant 10 minutes est effectuée pour séparer

le culot du reste du mélange.

Il est à remarquer que l’Anhydride acétique est utilisé dans le but de détruire les

composants organiques.

- lavage du culot

Le culot recueilli est lavé par la suite avec 20ml d’eau distillée afin d’éliminer les

produits chimiques utilisés lors de l’acétolyse ; puis centrifugé à 2000 tours/minute

pendant 10 minutes.

- montage de la préparation

Les pollens acétolysés sont montés entre lame et lamelle. Un montage fixe est réalisé

dans de la gélatine glycérinée. Il est utilisé pour l’analyse pollinique qualitative. Ce

montage offre plus de commodité pour la conservation des préparations.

Le montage dans de la gélatine glycérinée est celui préconisé par LOUVEAUX et al.

(1970, 1978) et est adopté pour les pollens de référence.

IV.3.3.2. Analyse pollinique qualitative des miels

Les objectifs de l’analyse qualitative est de reconnaître les types polliniques existants

dans les échantillons, de classer les pollens d’après les fréquences relatives exprimées en

pourcentage et calculées par rapport au nombre total de pollens comptés.

Identifications des grains de pollens

Les démarches à suivre pour l’analyse pollinique qualitative consistent à utiliser le

microscope pour:

- une reconnaissance systématique des types de pollens réalisée à l’aide d’un

microscope optique au grossissement ×1000 à l’immersion d’huile ;

- leur dénombrement.

24

Lors de l’identification, les caractères considérés sont :

- la forme et la symétrie

- les dimensions du grain de pollen (axe polaire et axe équatorial)

- les caractères de l’aperture (nombre et forme de l’aperture)

- l’ornementation et la structure de l’exine.

Conduite du comptage de l’analyse pollinique qualitative

Le dénombrement des pollens dans la préparation a été effectué sous microscope

photonique au grossissement ×630. Pour avoir une représentation valable des types

polliniques ou taxons présents dans une préparation de miel, il est indispensable de compter

au moins 1200 pollens selon VERGERON en 1964.

La lecture s’effectue suivant des lignes horizontales, autrement dit, suivant les lignes

du bord supérieur et inférieur, les lignes du quart supérieur et inférieur et la ligne du milieu

(Fig.9).

Fig.9 : Différentes lignes de comptage

25

Expression des résultats

La fréquence relative est le rapport entre le nombre de grains de pollen d’un type

pollinique et la totalité des grains de pollens comptés dans une préparation, exprimée en

pourcentage.

FR = 𝑛

𝑁 × 100

n : nombre de grains de pollen comptés pour le taxon

N : nombre total de grains de pollens comptés

FR : fréquence relative en %

IV.3.3.3. Méthode d’interprétation des résultats de l’analyse pollinique

La dénomination du miel est fonction de l’abondance des pollens présents dans le miel.

Ils peuvent être répartis en 4 catégories selon la valeur de leur fréquence relative :

- pollens dominants lorsque la fréquence relative est supérieure à 45% (FR> 45%),

- pollens d’accompagnements lorsqu’elle est comprise entre 16% et 45% (16% ≤FR≤

45%),

- pollens isolés importants si la fréquence est entre 3% et 16% (3% ≤FR≤ 16%),

- pollens isolés si la fréquence relative est inférieure à 3% (FR< 3%)

A partir de ces catégories, les échantillons peuvent être classifiés. Ainsi, pour chaque

échantillon étudié, les résultats sont présentés comme suit :

- la description des caractères de l’échantillon,

- l’humidité,

- le résultat de l’analyse qualitative,

- l’interprétation.

PARTIE III :

RESULTATS ET

INTERPRETATIONS

26

PARTIE III : RESULTATS ET INTERPRETATIONS

I. Inventaire floristique

Le tableau 4 présente la liste des plantes rencontrées sur le site et dans ses environs. Un

total de 101 échantillons répartis en 48 familles, 47 genres et 58 espèces (en floraison du mois

de novembre 2014 jusqu’au janvier 2015) ont été obtenus.

Tableau 4 : Inventaire des plantes en floraison, de novembre 2014 à janvier 2015.

N° FAMILLE Genre et espèce

1 AMARANTHACEAE Amaranthus sp.

2 AMARYLLIDACEAE Agapanthus africanus

3 Allium sp.

4 Crinium sp.

5 ANACARDIACEAE Mangifera indica

6 Schinus therekantifolius

7 APIACEAE Apium graveolens

8 Petroselinum sp

9 APOCYNACEAE Allamanda schottii

10 Catharanthus roseus

11 Nerium oleander

12 Plectaneia sp.

13 Plumeria alba

14 Plumeria variegata

15 ASPARAGACEAE Yucca gloriosa

16 ASTERACEAE Bellis perennis

17 Chrysanthemum sp.

18 Dahlia sp.

19 Galinsoga sp.

20 Gazania sp.

21 Gerbera sp.

22 Helichrysum bracteiforum

23 Leucanthemum vulgare

24 Psiadia sp.

25 Tagetes bipinnata

26 Vernonia sp.

27 BALSAMINACEAE Impatiens sp.

28 BEGONIACEAE Begonia sp.

29 BIGNONIACEAE Jacaranda mimosifolia

30 Pyrostegia venusta

31 Tabebuia rosea

32 Tecoma stans

33 BRASSICACEAE Brassica sp.

27


34 CACTACEAE Schlumbergera sp.

35 CAESALPINIACEAE Caesalpinia pulcherrima

36 CANNACEAE Canna glauca

37 Canna indica

38 CAPPARACEAE Cleome sp.

39 CARICACEAE Carica papaya

40 COMBRETACEAE Combretum sp.

41 COMMELINACEAE Tradescantia pallida

42 CONVOLVULACEAE Ipomea sp.

43 CUCURBITACEAE Cucurbita sp.

44 Sechium edule

45 EUPHORBIACEAE Croton sp.

46 Euphorbia sp.

47 Euphorbia milii

48 Euphorbia pulcherrima

49 FABACEAE Bauhinia variegata

50 Cassia didymobotrya

51 Cassia laevigata

52 Dalbergia sp.

53 Delonix sp.

54 Erythrina sp.

55 Vigna sp.

56 IRIDACEAE Crocus sp.

57 Iris sp.

58 LAMIACEAE Salvia coccinea

59 Salvia sp.

60 LAURACEAE Persea americana

61 LILIACEAE Hippeastrum vittatum

62 LYTHRACEAE Lagerstroemia sp.

63 MALVACEAE Hibiscus sinensis

64 Malvastrum sp.

65 MIMOSACEAE Mimosa sp.

66 Mimosa pudica

67 MORACEAE Artocarpus integoifolia

68 Ficus sp.

69 MUSACEAE Musa paradisiaca

70 Strelitzia reginae

71 MYRTACEAE Callistemon viridis

72 Psidium goyava

73 Eugenia jambos

74 MYRTACEAE Syzygium jambolanum

*

75 NYCTAGINACEAE Bougainvillea spectabilis

28


76 OENOTHERACEAE Ludwigia octovalis

77 Ludwigia stolonifera

78 OLEACEAE Jasminium elegans

79 ORCHIDACEAE Epidendrum sp.

80 PHYTOLACCACEAE Phytolacca sp

81 PLUMBAGINACEAE Plumbago sp.

82 PUNICACEAE Punica granatum

83 PROTULACACEAE Protulaca sp.

84 Portulaca oleracea

85 RHAMNACEAE Ziziphus sp.

86 ROSACEAE Cotoneaster sp.

87 Prunus sp.

88 Rosa spp.

89 RUBIACEAE Coffea sp.

90 Mussaenda sp.

91 Vangueria madagascariensis

92 SAPINDACEAE Dodonea sp

93 Litchi chinensis

94 SOLANACEAE Datura arborea

95 Petunia sp

96 Solanum lycopersicum

97 Solanum oriculatum

98 STRELITZIACEAE Ravenala madagascariensis

99 VERBENACEAE Duranta repens

100 Lantana camara

101 Verbena brasiliensis

II. Activités de butinage et production de miel

Les observations effectuées pendant une journée sur l’activité de butinage des abeilles ont

montré que l’activité maximale a lieu entre 5 heures et 8 heures du matin. Après, le nombre de

va et vient effectué par les butineuses diminue (tableau 5).

Tableau 5 : Variation des activités de butinage durant la journée.

Heure 5h 6h 7h 8h 9h 10h 11h 12h 13h 14h 15h 16h 17h 18h

Ruche

1

+++ +++ +++ +++ ++ ++ ++ + 0 0 + + + +

Ruche

2

+++ +++ +++ +++ ++ ++ ++ + 0 0 + + + +

Ruche

3

+++ +++ +++ +++ ++ ++ ++ 0 0 0 + + + +

29

Légende : activité selon l’abondance des butineuses

+++ : très abondante = maximale

++ : peu abondante = moyenne

+ : rare = faible

0 : absence = nulle

La production de miel depuis le dépôt dans les alvéoles jusqu’à l’operculation des alvéoles

a pris en moyenne 54 jours dans les ruches testées (tableau 6).

Tableau 6 : Cycle de production de miel dans les ruches expérimentales.

Ruche 1 Ruche 2 Ruche 3

Premier dépôt de nectar

dans les alvéoles

14 novembre 2014 14 novembre 2014 14 novembre 2014

Operculation des alvéoles

de miel

07 janvier 2015 07 janvier 2015 05 janvier 2015

Durée de la production de

miel

55 jours 55 jours 53 jours

III. Analyses du miel

III.1. Teneur en eau des miels

Le tableau 7 indique que les 3 échantillons de miel collectés présentent une variation de la

teneur en eau allant de 18% à 19,5%.

Tableau 7 : Humidité des échantillons de miel

Numéro des échantillons Humidité (%)

1 19,5

2 18

3 19

30

III.2. Analyse pollinique

III.2.1. Diversité pollinique

Le tableau 8 montre les taxons des pollens rencontrés dans les échantillons de miel.

3295 pollens ont été comptés correspondant à 34 types polliniques répartis en 20 familles.

Parmi eux, 19 pollens ont été identifiés au niveau genre, 12 au niveau de l’espèce et 3 pollens

indéterminés (X1, X2 et X3).

Tableau 8: Taxons des pollens rencontrés dans les échantillons de miel.

Famille Genre et espèce

Anacardiaceae Micronychia sp

Arecacea Cocos nucifera

Asteraceae Cf Taraxacum

Bidens pilosa

Taraxacum officinale

Psiadia sp

Vernonia sp

Aphloiaceae Aphloia theaformis

Balsaminaceae Impatiens sp

Cunoniaceae cf Weinmania sp

Ericaceae Erica sp

Euphorbiaceae Macaranga sp

Fabaceae Acacia sp

Bauhinia sp

Cassia sp.

Dalbergia sp.

Mimosaceae Mimosa sp.

Mimosa pudica

Myrtaceae Eucalyptus sp.

Psidium guyava

Syzygium sp.

Oleaceae Jasminium greveanum

Poaceae Zea mays

Polygalaceae cf Polygala sp.

Proteaceae Grevillea sp.

Rubiaceae Coffea sp.

Rutaceae Citrus aurantium

Rhamnaceae Ziziphus sp

Sapindaceae Dodonea sp.

Nephelium litchi

Ulmaceae Trema orientalis

Indéterminées X1

X2

X3

31

III.2.2. Description des principaux pollens rencontrés

Les descriptions ont été effectuées sur les 34 types de grains de pollens au microscope

photonique au grossissement ×1000 (Cf. ANNEXE VI : Terminologie en palynologie).

Les pollens ont été décrits suivant l’ordre alphabétique des familles et des genres.

Les descriptions de ces derniers concernent :

- la forme et la symétrie qui font référence sur le ratio de la longueur de l’axe

polaire (P) sur le diamètre de l’équateur (E) mesuré sur 15 grains ;

- le nombre et la forme des apertures ;

- l’ornementation et la structure de l’exine.

ANACARDIACEAE

Cf. Micronychia sp

- Référence : BONNEFILLE R. et RIOLLET G., 1980 ; RALIMANANA H., 1994

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, longiaxe, elliptique en vue équatoriale,

subcirculaire en vue polaire.

- Dimensions : P = 39 μm (37 à 41 μm)

E = 34 μm (33 à 35 μm)

- Aperture : pollen tricolporé.

Ectoaperture formée par un long sillon large à bords nets, membrane

aperturale lisse.

Endoaperture subcirculaire à contour irrégulier.

- Exine : striée, avec de fines stries allongées suivant l’axe polaire.

ARECACEA :

Cocos nucifera

- Référence : BONNEFILLE R., RIOLLET G., 1980 ; STRAKA et al, 1984.

32

- Symétrie et forme : pollen hétéropolaire, longiaxe, monosulqués, contour

elliptique ou fusiforme en vue de profil et proximalo-distale ; subelliptique ou

cordiforme vue en bout.

- Dimensions : P = 56 μm (50 à 59)

E = 34 μm (31 à 36)

- Aperture : sillons à membrane aperturale finement granuleuse et à bords nets.

- Exine : tectée lisse, finement perforée. Couche infratectale columellaire,

columelles fines et courtes de 0,5 μm de hauteur.

ASTERACEAE :

Bidens pilosa

- Référence : BONNEFILLE R., RIOLLET G., 1980 ; RAMAMONJISOA R.

Z., 1992.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, tricolporé, equiaxe, subcirculaire en vue

polaire, et en coupe optique équatoriale.

- Dimensions : P = 25,5 μm (24 à 27)

E = 25 μm (24 à 26) épines non comprises ; épines 10 μm de

hauteu.r

- Aperture : 3 colporus tripartites

Ectoaperture : sillons effilés à leurs extrémités, élargis au dessus des

endoapertures.

Aperture moyenne : grande, subovale.

Endoaperture : allongée suivant l’équateur.

- Exine : tectée, échinulée et présentant des cavae. Epines pointues avec une

base très élargie, columelles tectales fines et très serrées.

Psiadia altissima

- Référence : BONNEFILLE R., RIOLLET G., 1980 ; MULLER J. et al., 1989,

RAMAMONJISOA R., 1992.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, subéquiaxe à faiblement longiaxe,

trilobée ou subcirculaire en vue polaire, elliptique en vue équatoriale.

- Dimensions : P = 20,5 μm (15 à 21)

33

E = 21 μm (19 à 21; épines non comprises); épines : 3 μm de

hauteur.

- Aperture : 3 colporus complexes, tripartites

Ectoaperture : sillon à bords effilés situés dans l’ectéxine.

Aperture moyenne : de forme subcirculaire située dans la sole.

Endoaperture : sillon allongé suivant l’équateur, plus étroit que

l’ectoaperture.

- Exine : tectée, échinulée et présentant des cavae. Nexine moins épaisse que la

sexine.

Taraxacum officinale

- Référence : BONNEFILLE R., RIOLLET G., 1980 ; MULLER J. et al, 1989;

RAMAMONJISOA R. Z., 1992.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, tricolporé, subsphérique.

- Dimensions : P = 40 à 45 μm

E = 40 à 45 μm

- Aperture : 3 colporus

Ectoaperture : courte située dans une « fenêtre », forme non distincte

Aperture moyenne : peu discernable

Endoaperture : subcirculaire, allongée suivant l’équateur.

- Exine : échinulée de type fenêstré, les crêts de l’exine forment des dessins

géométriques hexagonaux.

CUNONIACEAE :

Cf Weinmania sp

- Référence : HIDEUX H., FERGUSON J. K., 1976 ; STRAKA H., FRIEDRIECH,

1988 ; RAMAMONJISOA R., 1992.

- Symétrie et forme : petit pollen isopolaire, tricolporé, trilobé en vue polaire,

losangique en vue équatoriale.

- Dimensions : P = 11 μm

E = 11,5 μm

- Aperture : 3 colporus

34

Ectoaperture : sillon long et étroit avec une constriction nette à l’équateur.

Endoaperture : pore subcirculaire mesurant environ 1μm de diamètre.

- Exine : tectée et lisse. Structure infratectale non discernable. Nexine ayant la

même épaissseur que la sexine.

EUPHORBIACEAE :

Macaranga sp

- Référence : BONNEFILLE R. et RIOLLET G., 1980 ; PUNT W., 1962.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, tricolporé, subcirculaire en vue polaire,

circulaire en vue équatoriale


E = 20 μm (19 à 23 μm)

- Aperture : 3 colporus,

Ectoaperture : sillon étroit, présentant une constriction dans sa partie

médiane, à membrane granuleuse.

Endoaperture : sillon étroit, allongé suivant l’équateur, circulaire environ

5μm de diamètre.

- Exine : tectée, scabre.

FABACEAE:

Acacia sp

- Référence : BONNEFILLE R. et RIOLLET G., 1980.

- Symétrie et forme : polyadecalymée, la monade est hétéropolaire. La polyade

est sphérique en vue de face, ovale en vue de profil.

- Dimensions : D (diamètre de la polyade) = 45μm (44 à 48μm)

E (épaisseurs de la polyade) = 33μm (31 à 35μm)

- Aperture : tricolporée.

- Exine : tectée, tectum lisse à structure infratectale non distincte.

Dalbergia sp

- Référence : BONNEFILLE R. et RIOLLET G., 1980

- Symétrie et forme : pollen équiaxe, quelquefois bréviaxe ou globuleux,

elliptique en vue méridienne, subtriangulaire en vue polaire.

35

- Dimensions : P = 23μm (19 à 27μm)

E = 24μm (17 à 27μm)

- Aperture : aperture complexe, colporus.

Ectoaperture : sillon à bords nets, plus étroit et saillant à l’équateur.

Endoaperture : elliptique, allongée suivant l’axe équatorial.

- Exine : tectée, scabre finement perforé.

Mimosa sp

- Référence : BONNEFILLE R. et RIOLLET G., 1980; STRAKA H. &

FRIEDRICH B., 1984.

- Symétrie et forme : tétrade, dissymétrique.

- Dimensions : D (grand axe) = 19 μm

d (petit axe) = 12 μm

- Aperture : simple, un pore peu visible aux angles des monades.

- Exine : tectée, la surface de l’exine est lisse.

MYRTACEAE :

Eucalyptus sp

- Référence : CERCEAU-LARRIVAL et al, 1984.Symétrie et forme : pollen

isopolaire, breviaxe, triangulaire, tricolporé parfois

tétracolporé ; convexe ou concave en vue polaire, elliptique en vue équatoriale,

plus rarement quadrangulaire.

- Dimensions : P = 15,5μm (14 à 17μm) ; E = 28,4 μm (28 à 30μm).

-Aperture : 3 – 4 colporus

- Exine : tectée, scabre.

Eugenia sp

- Référence : GUERS J. et al 1971.

- Symétrie et forme : pollen subisopolaire, tricolporé, souvent syncolpé,

triangulaire en vue polaire, elliptique bréviaxe en vue équatoriale, angulaperture.

- Dimensions : P = 18 μm ; E = 27,5 μm.

-Aperture : 3 colporus.

- Exine : tectée, micro-réticulée.

36

POACEAE

Zea maïs

- Référence : ERDTMAN G., 1952 ; RAMAVOVOLOLONA, 1998.

- Symétrie et forme : pollen subsphérique et légèrement bréviaxe (P<E) en vue

méridienne

- Dimensions : P = 72,6 μm (61,3 à 87,7 μm)

E = 73,6 μm (66 à 89,6 μm)

- Aperture : pore circulaire distal.

- Exine : à surface finement verruqueuse et une épaisseur de 1,89 μm.

POLYGALACEAE

Cf. Polygala sp


- Symétrie et forme : pollen isopolaire, stephanocolporé ; faiblement bréviaxe à

faiblement longiaxe, elliptique en vue méridienne, subcirculaires en vue polaire.


E = 23 μm (18 à 26 μm)

- Aperture : 17 à 19 colporus.

Ectoaperture : sillon très étroit (ɛ= 1), à extrémités arrondies et membrane

lisse.

Endoaperture : elles fusionnent latéralement en formant une bande équatoriale

large de 2 μm. Cette bande est bordée par des cortae.

- Exine :

Ectexine : le tectum apparaît lisse et aucune structure ne semble visible.

Epaisseur : 1 μm.

Endexine : sensiblement de même épaisseur que celle de l’ectexine.

PROTEACEAE

Grevillea sp


- Symétrie et forme : pollen isopolaire, breviaxe, triangle en vue polaire, ovale en

vue méridienne.

- Dimensions : P= 62μm (60μm à 65μm)

37

E= 101μm (100μm à 102μm)

- Aperture : tricolporé.

- Exine : réticulé.

RHAMNACEAE :

Zizyphus sp

- Référence : STRAKA H. & SIMON A., 1969; RAMAVOVOLOLONA, 1986.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, bréviaxe à équiaxe, tricolporé, elliptique en

vue équatoriale, triangulaire en vue polaire.

- Dimensions : P = 26,3μm (21 à 30μm)

E = 27μm (24,6 à 31μm)

- Aperture : 3 colporus.

Ectoaperture : sillon à bords nets.

Endoaperture : subcirculaire, bordée par un épaississement nexinique visible à

l’intersection du sillon avec l’endoaperture.

- Exine : tectée, très finement rigulo-striée.

RUBIACEAE

Coffea sp

- Référence: STRAKA H. et SIMON A., 1969.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, tricolporé parfois tétracolporé, elliptique en

vue équatoriale, quadrangulaire en vue polaire.

- Dimensions : P = 29,1μm (28 à 31μm)

E = 28,5μm (27 à 31μm)

- Aperture : tri- ou tétra-colporée

ectoaperture : sillon long et large, à bords irréguliers

endoaperture : allongé suivant l’équateur, donnant une forme rectangulaire en

vue de surface.

- Exine : striato-réticulé

38

SAPINDACEAE:

Dodonea sp

- Référence : STRAKA H. et al 1986.

- Symétrie et forme : Pollen isopolaire. Le pollen est arrondi triangulaire,

raremenent quadrangulaire en vue polaire avec des côtés convexes. Elliptique ou

circulaire en vue équatoriale.

- Dimensions : P = 34 μm

E = 31,5 μm

- Aperture : Pollen tricolporé, parfois aussi syncolpé ou tétracolpé.

- Exine : lisse.

Nephelium litchi

- Référence : MULLER J. & al, 1989.

- Symétrie et forme : pollen isopolaire, tricolporé, triangulaire en vue polaire,

elliptique en vue équatoriale, breviaxe.

- Dimension : P = 17μm (14 à 20μm)

E = 24,5μm (24 à 25μm)

- Aperture : 3 colporus.

Ectoaperture : sillon long, étroit et à bords granuleux.

Endoaperture : subcirculaire.

- Exine : tectée, striato-réticulée.

OLEACEAE :

Jasminium greveanum

- Référence : STRAKA H. & FRIEDRICH B., 1984.

- Symétrie et forme : eumonades isopolaires à un axe et un plan de symétrie

grands ; forme le plus souvent sub-sphéroïdale, mais aussi suboblée à suborolée ;

subquadrangulaire et pleurotrème en vue polaire.

- Dimensions : P = 55,5 μm

E = 48 μm

- Aperture : tetrazonocolpé.

- Exine : lisse, peut-être parois prise pour scabre.

39

III.2.3. Répartition des pollens par catégorie de fréquence et types de miels obtenus

Les tableaux 9,10 et 11 présentent respectivement les résultats des analyses qualitatives

des échantillons 1,2 et 3. Les pollens sont classés en catégories selon leur fréquence.

1. Echantillon n°1

- Description : miel liquide de couleur brun clair.

- Humidité : 19,5%.

- Analyse pollinique qualitative (tableau 9) :

Tableau 9 : Fréquence relative et catégorie de pollen de l’échantillon n°1

Taxons Fréquence relative

(%)

Catégorie de pollen

Cassia 21,70 Pollen d’accompagnement

Eucalyptus sp 13,07

Pollens isolés importants Psidium guyava 12,95

Macaranga sp 10,23

Ziziphus sp 5,06

Citrus aurantium 3,45

X1 3,45

Zea mays 2,96

Pollens isolés

Nephelium litchi 2,34

Bauhinia sp 1,97

Coffea sp. 1,97

Jasminium greveanum 1,85

X2 1,85

Syzygium sp. 1,36

Weinmania 1,35

Grevillea sp. 0,86

Taraxacum officinale 0,74

Erica sp 0,37

Mimosa sp 0,37

Acacia sp 0,25

Cocos nucifera 0,25

Impatiens sp 0,25

cf Polygala sp. 0,12

Pollens abîmés 11,22

Nombre total des

pollens comptés

811

Les catégories de pollens rencontrés dans cet échantillon sont :

- 1 pollen d’accompagnement : Cassia (21,70%)

40

- 6 pollens isolés importants dont Eucaluptus sp., Psidium guyava, Macaranga,

Ziziphus, et Citrus aurantium.

- 16 pollens isolés dont Zea mays (2,96%).

2. Echantillon n°2

- Description : miel liquide de couleur brun clair.

- Humidité : 18%.




(%)


Mimosa sp. 27,78 Pollens d’accompagnements

Eucalyptus sp. 16,14

Mimosa pudica 12,23

Pollens isolés importants Dodonea sp. 8,55

Psidium goyava 5,01

Ziziphus sp 2,58

Pollens isolés

Macaranga sp 2,21


X3 2,21

Anacardiaceae 1,33

Bauhinia sp 1,25

Dalbergia sp. 1,25

Zea mays 1,18

Asteraceae 0,96



Coffea sp. 0,44

Trema orientalis 0,44

Grevillea sp. 0,37

Impatiens sp 0,37

Cassia sp 0,22

Syzygium sp. 0,07

X2 0,07


Nombre total des

pollens comptés

1357

Cet échantillon présente :

- 2 pollens d’accompagnements : Mimosa sp. (27,78%) et Eucalyptus sp. (16,14%),

41

- 3 pollens isolés importants : Mimosa pudica (12,23%), Dodonea sp (8,55%) et

Psidium guyava (5,01%),

- 18 pollens isolés dont Ziziphus (2,58%).

3. Echantillon n°3

- Description : miel cristallisé (semi-liquide) de couleur brun claire.

- Humidité : 19%.




(%)


Eucalyptus sp. 42,15 Pollen d’accompagnement

Psidium goyava 15,00

Pollens isolés importants Dodonea sp. 6,57


Cf Weinmania sp 4,35

Ziziphus sp 3,99

Macaranga 2,75

Pollens isolés

Erica sp 2,40

Psiadia sp 1,33

Trema orientalis 1,33

Bidens pilosa 1,24

Taraxacum officinale 1,24


Syzygium sp. 0,62

Vernonia sp 0,62

cf Polygala sp. 0,53

Zea mays 0,53

Cassia sp 0,44

Coffea sp. 0,44

Grevillea sp. 0,35


Bauhinia sp 0,18

Mimosa pudica 0,18

Acacia sp 0,09

Dalbergia sp. 0,09


Nombre total des

pollens comptés

1127

42

Cet échantillon n°3 présente également trois catégories de pollens :

- 1 pollen d’accompagnement : Eucalyptus sp. (42,15%)

- 5 pollens isolés importants : Psidium guyava (15%), Dodonea sp (6,57%), Nephelium

litchi (6,12%), cf Weinmania sp (4,35%) et Ziziphus sp (3,99%),

- 19 pollens isolés dont Macaranga sp (2,75%), Erica sp (2,40%)…

Les résultats obtenus montrent qu’il n’existe pas de pollen dominant. Ce qui nous permet

de dire qu’il s’agit de miels polyfloraux.

PARTIE IV :

DISCUSSION

43

PARTIE IV : DISCUSSION

I. Ressources mellifères et production de miel

101 espèces de plantes en floraison du mois de novembre 2014 jusqu’au mois de janvier

2015 ont été inventoriés. Selon le tableau 8, parmi elles, il a été constaté que 34 types

polliniques ont été rencontrés dans les échantillons de miel analysés. On en déduit que 33%

des plantes recensées ont été visitées par les butineuses. La majorité des plantes ne sont pas

utiles pour les abeilles. Un reboisement est nécessaire pour augmenter les ressources

mellifères utiles pour les colonies. De ce fait, le rucher doit être installé à proximité des

ressources de miellée.

Activité de l’abeille

Selon PATERSON P. D. en 2008, les plantes produisent le plus de nectar lorsque le temps

n’est ni trop chaud ni trop froid. Dans les régions à climat froid, les abeilles butinent donc en

temps ensoleillés ; tandis que dans les régions chaudes, elles sortent surtout le soir et tôt le

matin. Lors de notre suivi des activités journalières des abeilles, il est constaté que les

ouvrières sont très actives surtout le matin entre 5 heures et 8 heures. Mais cela ne signifie pas

pour autant qu’elles sont inactives pendant le reste de la journée. L’ensoleillement, l’effet de

la température et des bruits, selon notre avis, ont un impact sur leur action de butinage :

Certes, l’ensoleillement a un impact sur la température mais le rayonnement

solaire transmet aussi de l’énergie lumineuse (lumière) et de l’énergie thermique

(chaleur) (FUTURA-SCIENCES) qui a un effet sur l’activité de l’abeille. Aussi, il

est utilisé par les abeilles pour s’orienter et repérer les plantes et la ruche.

l’effet de la température : il est bien connu que la température varie au cours du

nycthémère. A partir de l’aube, elle augmente avec l’avancement du temps. Par

ailleurs, les abeilles évitent la forte chaleur de la journée car elle les pousse à

consommer plus d’énergie : c’est la raison pour laquelle l’action de butinage des

abeilles diminue à partir de 8 heures. Par contre, pendant ce temps, les abeilles

ventileuses doivent travailler pour ventiler et rafraîchir la ruche.

44

les bruits : à partir de 7 heures du matin, la circulation dans la ville d’Antananarivo

devient de plus en plus importante. Comme l’activité humaine prend sa place et

atteint son pic durant la journée, les bruits augmentent parallèlement. Ce qui

perturbe les butineuses. De ce fait, les abeilles butineuses commencent par

diminuer leur rythme d’activité.

Selon la Collection Guide Pratique du CTA, n°13 en 2008, les ruches devront être

placées au moins à 30 m des routes et des lieux publics ou bruyants. C’est la raison

pour laquelle le choix du site est primordial pour un meilleur rendement car les

abeilles ont besoin de milieu calme et propre pour améliorer leur production.

Fabrication de miel

A Madagascar, le miel est disponible tout au long de l’année mais les pics de production

se situent durant les mois de mai, juin, juillet et août (Forum for Agricultural Research in

Africa). A Antananarivo-ville, lieu de notre étude (cf. carte n°1), la période de miellée se situe

vers les mois de Mars-Avril et Novembre-Décembre c’est-à-dire que la source de nectar est

élevée durant ces périodes. En ce qui concerne notre étude, le suivi s’est déroulé durant les

mois de Novembre à Janvier et la récolte s’est effectuée vers le mois de janvier (07 Janvier

2015).

En temps normal, le processus de l’élaboration de miel (allant du butinage jusqu’à

l’operculation du miel) dure 10 à 20 jours environ selon l’abondance de la source nectarifère

et le climat (température, pluviosité, vitesse du vent, luminosité). Or, notre abeille demande

54 jours pour fabriquer du miel. Cette durée longue serait due à différents facteurs tels le

climat, la disponibilité de matières premières (nectar, pollen, miellat), l’abondance des

butineuses, la présence des parasites dont Varroa destructor et la teneur en eau des miels :

le climat : notre suivi s’est déroulé durant la saison de pluie. Pendant ce temps, la

fréquence de la pluie était élevée: ce qui n’est pas favorable à la production de

miel. Par conséquent :

d’une part, les abeilles ne sortent pas de leurs ruches tant qu’il continue à pleuvoir.

Et parallèlement, elles se nourrissent des réserves de miel et les butineuses

45

n’effectuent pas leurs rôles. Au retour du « beau temps », elles sortent de leur

ruche pour réapprovisionner la réserve ;

d’autre part, la plupart des fleurs sont abîmées ou lavées par la pluie.

la disponibilité de matières premières : le nombre de fleurs disponibles et la qualité

du nectar et du pollen vont également influencer la distance de butinage. Plus

l’environnement sera riche, et plus les distances de butinage seront courtes (Actu

Api n°17). Concernant notre lieu d’étude, la diversité des plantes mellifères à 500

mètres de la ruche est assez importante mais leur abondance reste insuffisante. La

plupart des surfaces sont occupées par des habitations et des voies routières: ce qui

réduit largement la surface pour les plantes. Ainsi, les abeilles butineuses sont

obligées d’aller plus loin pour chercher du nectar. Cela est prouvé par notre

résultat qui indique par exemple la présence de pollen de Ziziphus (échantillons

n°1, 2 et 3) et de Cocos nucifera (échantillon n°1) situés à plus de 1 km de la

ruche. En plus, comme il a été mentionné plus haut, les fleurs ont été lavées ou

détruites par la pluie.

l’abondance des butineuses a aussi un impact sur l’élaboration du miel. Elles sont

les premières à fournir les matières premières aux abeilles de la ruche. Ainsi, si

leur nombre est trop faible, alors la durée du processus de fabrication de miel va

être plus longue faute de matière première.

Varroa destructor : ce sont des acariens qui parasitent les abeilles domestiques. Ils

attaquent non seulement les abeilles adultes mais les larves et les nymphes

également. Ils parasitent plus les ouvrières que les mâles. Les abeilles parasitées

s’affaiblissent ou meurent. Ainsi, le taux de production de miel diminue à cause du

faible nombre des ouvrières actives. Et si le taux d’infestation devient trop élevé,

ils peuvent causer l’effondrement de la colonie entière.

46

la teneur en eau du miel : en ce qui concerne la teneur en eau du miel, les résultats

montrent qu’elle varie de 18% à 19,5%. En effet, l’humidité des miels est un

paramètre important qui conditionne leur qualité.

La norme concernant le miel exige que son taux d’humidité soit inférieur ou égal à

20%. Pour les trois échantillons, la valeur de tous les échantillons de miel est

inférieure à 20%. Autrement dit, ces échantillons sont conformes aux normes

requises par l’Union Européenne et la norme Malagasy sur les miels.

II. Analyse pollinique et types de miels

D’après les tableaux (7, 8 et 9), il a été constaté que les types polliniques existants dans les

trois échantillons de miel sont tous présents dans la liste des plantes inventoriées dont les plus

fréquents sont :

-Cassia dans l’échantillon n°1 (21,70%) ;

-Mimosa sp dans l’échantillon n°2 (27,78%) ;

-Eucalyptus sp dans l’échantillon n°3 (42,15%).

Ce qui prouve d’une part qu’il n’y a pas de pollens dominants et les 3 types de pollens cités

ci-dessus appartiennent aux principales plantes nectarifères dans la zone d’étude. Et que

d’autre part, les miels produits dans nos ruches sont des miels polyfloraux, malgré la présence

des plantations d’Eucalyptus non loin du rucher.

Certaines espèces de pollens présentes dans l’échantillon n°1 ne se rencontrent pas

dans les autres échantillons (n°2 et n°3) et vice-versa. Cependant, ces échantillons sont

récoltés dans un même endroit provenant de ruches différentes : ce qui indique que chaque

abeille présente une préférence par rapport aux types de fleur à butiner. Tout ceci explique la

différence des valeurs de la fréquence relative de chaque pollen des trois échantillons et

l’absence ou la présence d’un ou plusieurs types de pollen dans ces échantillons. Cependant,

seulement 34 types de pollen ont été identifiés dans ces échantillons parmi les 101 plantes

répertoriées. Les abeilles présentent ainsi une préférence par rapport aux plantes mellifères à

butiner.

CONCLUSION

47

CONCLUSION

L’étude de l’abeille Apis mellifera unicolor, effectuée à Antananarivo-ville durant la

période de Novembre 2014 à Janvier 2015, a permis de connaître les plantes mellifères en

milieu urbain et de mieux comprendre la biologie des ouvrières ainsi que l’impact de

l’environnement citadin sur leurs activités.

Les 101 plantes à fleur ont été inventoriées, 33 sont butinées par les abeilles. 3 types de

miels ont été obtenus dont les caractéristiques sont les suivantes :

- miel n°1 : 1 pollen d’accompagnement (Cassia 21,70%), 6 pollens isolés importants

(Eucalyptus 13,07%, Psidium guyava 12,95%, Macaranga 10,23%, Ziziphus 5,06%, Citrus

aurantium 3,45% et X1 3,45%) et 16 pollens isolés.

- miel n°2 : 2 pollens d’accompagnements (Mimosa sp. 27,78% et Eucalyptus sp. 16,14%), 3

pollens isolés importants (Mimosa pudica 12,23%, Dodonea 8,55% et Psidium guyava

5,01%) et 18 pollens isolés.

- miel n°3 : 1 pollen d’accompagnement (Eucalyptus 42,15%), 5 pollens isolés importants

(Psidium guyava 15%, Dodonea 6,57%, Nephelium litchi 6,12%, Weinmania 4,35% et

Ziziphus 3,99%) et 19 pollens isolés.

La durée du processus de fabrication de miel est très longue (54 jours) pour notre ruche

expérimentale située à Fort Duchesne Antananarivo-Madagascar par rapport à la normale (10

à 20 jours). Ce qui relève de certains paramètres déterminants tels le climat et l’insuffisance

de matières premières.

L’environnement joue un rôle très important sur l’activité de l’abeille. L’insuffisance des

ressources, l’effet des conditions climatiques dont la température (chaleur élevée ou basse) et

les pluies ainsi que les activités humaines impactent négativement sur leurs activités

notamment celles des butineuses pour la recherche du nectar et du pollen et des ventileuses

qui devront travailler pour maintenir convenable la température de la ruche. Par conséquent,

le rythme de leur activité dépend des conditions mésologiques favorables (un endroit serein et

propre, une température ni trop chaude ni trop froide, absence de pluies et du vent).

48

Pour obtenir du miel de bonne qualité et de quantité suffisante en un délai normal, les

conditions nécessaires et suffisantes, selon notre avis, sont alors de placer le rucher dans un

milieu calme, loin des bruits et à proximité de ressources abondantes.

Cette étude corrobore que le choix des plantes à cultiver aux environs du rucher et de

l’emplacement des ruches est primordial pour rentabiliser l’élevage des abeilles et produire

des miels spécifiques poly ou monofloraux.

Le reboisement à faire est fonction des types de miels que l’on veut produire : pour avoir

du miel monofloral, il est nécessaire de planter en abondance autour du rucher la plante

mellifère principale (source de nectar). Pour le cas de notre site, on peut proposer Cassia,

Nephelium litchi ou Macaranga.

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

49

Bibliographie, webographie et ouvrages particuliers

1. Bibliographie

- BEETSMA J. 1979. The process of queen-worker differentiation. In the honeybee.

Bee world 60, pp: 24-39.

- BONNEFILLE R. & RIOLLET G.1980. Pollens des savanes d’Afrique orientale.

CNRS, Paris, 253p.

- BOZINA K.1961. How long does the queen live. Pchelovodstvo 38, 117.

- BROUWERS E., EBERT R., BEETSMA J. 1987. Behavioural and physiological

aspects of nurse bees in relation to the composition of larval food during caste

differentiation in the honey bee. Journal of Apicultural Research.

- CERCEAU-LARRIVAL et al. 1984. Tropische and Subtropiche Planzenwelt.

Palynologia Madagassica et Mascarenica, Fam. 50-59 bis, 61-64, 99-100, 147-154,

155-166, 184-188. pp: 527-658.

- COLE, B.J. 1983. Multiple mating and the evolution of social behavior in the

hymenoptera. Behavioral ecology and sociobiology 12, pp: 191-201.

- COOK, J.M.1993. Sex determination in the hymenoptera: a review of models and

evidence. HEREDITY-LONDON- 71, 421-421.

- CRANE E.1990. Bees and beekeeping. Science, Practice and World Resources.

Cornell University Press; 1 edition. May 1, 1990., London, 614p.

- ERDTMAN G.1952. Pollen morphology and plant taxonomy. Angiosperms,

AlmqvistetWicksell, Stockholm, 539p.

50

- GUERS J., CALLEN-LOBREAU D., DIMON M.-TH., MALEY J. et CAMBON-

BOU G. 1971. Palynologie africaine. Vol. XI. pp: 1-49.

- HIDEUX, H., FERGUSON, I. K. 1976. The stereostructure of the exine and it’s the

evolutonnary significance in Saxifragaceae sensulato in The evolutionary significance

of the exine .FERGUSON I. K. and MULLER J., eds. London. Série 1, pp: 327-305.

- LATREILLE P. 1804. Notice des espèces d'abeilles vivant en grande société, ou

abeilles proprement dites et description d'espèces nouvelles. Ann Mus Natl Hist Nat 5,

pp :161-178.

- LOUVEAUX J., VERGERON Ph. 1964. Etude du spectre pollinique de quelques

miels espagnols. Les Annales de l'Abeille, 7 (4), pp : 329-347.

- LOUVEAUX J., MAURIZIO A. & VOR WOHL C. 1970. Les méthodes de la

mélissopalynologie. Commission internationale de botanique apicole de l’U.I.S.B.

Apidologie, 1(2), pp: 211-227.

- LOUVEAUX J.,MAURIZIO A. & VOR WOHL C. 1978. Methods of

mellisopalynology. International Commission for Bee Botany of I.U.B.S. Bee world,

54(4), pp: 139-157.

- MANDA ANDRIANAHOATRA R., 2015. Analyse pollinique des différents miels

commerciaux de Madagascar. Mém. DEA, Fac. Sci., Univ. Antananarivo, 72p.

- MAURIZIO A. 1968. La formation du miel. Les produits de la ruche in Traité de

biologie de l’abeille, tome 03. ed. Masson et Cie, Paris. pp : 264-276.

- MICHAEL S. ENGEL. 2000. A new interpretation of the oldest fossil bee

(Hymenoptera : Apidae). Publié par The American museum of natural history. Central

park west, 79th street, New York 10024, 25 avril 2000, n° 3296, 8 fig., 11p.

51

- MICHENER C.D.1965. A classification of the bees of the australian and south pacific

regions. Bulletin of the amnh; v. 130p.

- MICHENER C. D. and GRIMALDI D. A. 1988. A Trigona from Late Cretaceous

amber of New Jersey (Hymenoptera: Apidae: Meliponinae). Am. Mus. Novitates

2917: 10 p.

- MULLER J., SCHULLER, M., STRAKA, H., FRIEDRICH, B., 1989. Tropische und

subtropische Planzenwelt. Palynologia Madagassica et Mascarenica, Fam. 60, 98 ter,

111, 120, 182, 182 bis, 183,189, Addenda. 219p.

- OLDEMAN R.A.A., 1968. Sur la valeur des noms vernaculaires des plantes en

Guyane Française. Bois et Forêts des Tropiques 117 pp: 17-23.

- PAGE R. E., PENG C.Y.S. 2001. Aging and development in social insects with

emphasis on the honey bee, Apis mellifera. Experimental gerontology 36, pp: 695-711.

- PALMER K.A., OLDROYD B.P. 2000. Evolution of multiple mating in the genus

apis. Apidologie 31, pp: 235-248.

- PAXTON R. J. 2005. Male mating behaviour and mating systems of bees: An

overview. In: APIDOLOGIE, Vol 36, No 2., 04.2005, pp :145-146.

- PATERSON P. D. 2008. L’apiculture. Agricultures tropicales en poche. Quae, CTA,

presses agronomiques de Gembloux édit., 153p.

- PUNT, W., 1962. Pollen morphology of Euphorbiaceaewhith special reference to

taxonomy.Weibbia 7, 116p.

- PUNT, W., BLACKMORE S., NILSSON S., & LE THOMAS A., 1994. Glossary of

pollen and spore terminology.LPP Foundation, UTRECHT, 1994. LPP Contributions

series 1, 72p.

52

- RALIMANANA H. 1994. Contribution à la connaissance de l’apiculture et à la

mélissopalynologie dans le parc national de Ranomafana. Mém. DEA, Fac. Sci.,

Univ. Antananarivo, 90p.

- RAMAMONJISOA R. Z., 1992. Analyses polliniques et comportement d’Apis

mellifera var. unicolor dans la végétation de différents sites des hauts plateaux

malgaches. Thèse de Doctorat du 3ème cycle, Univ.- Antananarivo, 152p.

- RAMAVOVOLOLONA.1986. Recherche sur les émissions polliniques

atmosphériques des formations végétales de la région de Majunga. Morphologie des

principaux types polliniques. Mise en évidence des caractéristiques régionales des

spectres polliniques de Majunga et de Tananarive. Thèse de Doctorat du 3ème cycle,

Univ.- Madagascar, 171p.

- RAMAVOVOLOLONA. 1998. Etude palynologique et immunologique de 8 espèces

de graminée et d’une espèce d’Astéracée (Compositae). Commune de Madagascar.

Thèse de Doctorat d’Etat en Biologie et Ecol Vég., Univ d’Antananarivo, 136p.

- RAZFIMANDIMBY HASINIAINA C. R. 2008. Contribution à l’étude des plantes

melliferes dans le Corridor Ranomafana – Andringitra. Cas dans la commune rurale

de Miarinarivo, District d’Ambalavao, région Haute Matsiatra. Rapport de stage de

fin d’étude, 35p.

- RUTTNER F. 1975a. Races of bees. In The Hive and the Honeybee. Dadant and Sons,

eds. Dadant and Sons, Hamilton,III. pp: 19-38.

- RUTTNER F. 1988. Biogeography and taxonomy of Honeybees, Springer-Verlag,

Berlin, Germany.

- SEELEY T.D. 1983. Division of labor between scouts and recruits in honeybee

foraging. In Behavioral Ecology and Sociobiology 12, pp: 253-259.

- SEELEY T.D. 1983. Ecology of temperate and tropical honeybee societies. In

American Scientist 71, pp: 264-272.

53

- STRAKA, H., & SIMON, A. 1969. Pollen et spores. PalynologiaMadagassica et

Mascarenica, Fam. 184-188, Vol. IX (1), pp: 229-232.

- STRAKA H. & FRIEDRICH B. 1984. Tropische and subtropische planzenwelt.

Palynologia Madagassica et Mascarenica. Fam. 17-49.; 49, pp: 401- 485.

- STRAKA, H. FRIEDRICH, B & LIENAN, K., 1986. Tropische and subtropische

planzenwelt. Palynologia Madagassica et Mascarenica. Fam. 167-181., pp: 317-470.

- STRAKA H. & FRIEDRICH B. 1988. Tropische and subtropische planzenwelt.

Palynologia Madagassica et Mascarenica. Fam. 65-87., 61, pp: 6-117.

- TOULLEC A. N. K. 2008. ABEILLE NOIRE, Apis melliferamellifera,HISTORIQUE

ET SAUVEGARDE. Thèse, Fac. de Médecine de Cretel, pp : 1-71.

- VERGERON PH., 1964. Interprétation statistique des résultats en matière d’analyse

pollinique des miels. Ann. Abeille, 1964, 7(4), pp : 349-365.

- WARRE E. F. E. 1948. Apiculture pour tous.12ème éd. pp : 1-100.

2. Webographie :

- http://www.antananarivo.climatemps.com

- http://www.apiculture.net

- http ://www.apiculture-populaire.com

- http://www.erails.net/MG/divers/apiculture/analyse-de-la-filiere/: FARA (Forum for

Agricultural Research in Africa).

- http://www.futura-sciences.com

- http://maps.google.com

- http://www.icko-apiculture.com

- http://www.mesurez.com

- http://www.rustica.com

http://www.apiculture.net/

http://www.erails.net/MG/divers/apiculture/analyse-de-la-filiere

http://maps.google.com/

54

3. Ouvrages particuliers :

- Actu Api n°17 L’essentiel du programme européen miel. Les fleurs de mes abeilles.

pp : 1- 8.

- Collection Guides pratiques du CTA. 2008. Comment élever des abeilles et produire

du miel ? CTA n°13, pp : 1- 6.

ANNEXES

ANNEXE I : Tableau récapitulatif du cycle de développement de l’abeille

Les durées de chaque étape sont données pour fixer l'ordre de grandeur. Cependant,

plusieurs facteurs influx sur ce calendrier, en particulier la température dans la ruche qui doit

être proche de 34°C, mais aussi la disponibilité de la nourriture et la race des abeilles. Les

races africaines ont un cycle plus rapide.

Tableau 12 : Cycle de développement de l’abeille

REINE OUVRIERE MALE

DUREE DE DEVELOPPEMENT DE CHAQUE STADE

Stade embryonnaire 3 jours 3 jours 3 jours

Stade larvaire 5 jours 6 jours 7 jours

Stade pré-nymphal 2 jours 2 jours 3 jours

Stade nymphal 5 jours 9 jours 11 jours

Stade imaginal 3 à 8 ans 15 à 70 jours 2 semaines à 4 mois

CARACTERISTIQUES

Nourriture des larves Gelée royale pendant

la période larvaire

Gelée royale les 3 premiers jours seulement ;

puis remplacée par du miel, de pollen et de

l’eau

Après operculation Il reste de la

nourriture

Il ne reste plus de nourriture

i

ANNEXE II : Tableau des différentes activités des ouvrières selon leur âge

L’ouvrière est une femelle stérile exécutant différente tâches de la ruche. Elle change

de fonction au fur et à mesure qu’elle avance en âge.

Tableau 13 : Les différentes activités des ouvrières selon leur âge.

Age (jour) Appellations de

l’ouvrière

Activités de l’ouvrière

0 à 2 jours Ventileuse -Aérer le couvain,

-Maintenir une température convenable à l’intérieur de

la ruche (supérieur à 15°C).

3 à 4 jours Nettoyeuse -Se débarrasser de toutes les saletés de la ruche.

-Préparer les cellules pour la ponte de la reine.

6 à 12 jours Nourrice -Nourrir toutes les jeunes larves moins de 3 jours avec

de la gelée royale ainsi que les larves de futur reine

âgées

-Nourrir les larves de mâles et futurs ouvrières âgées

(plus de 3 jours) avec du miel, de pollen et de l’eau.

13 à 18 jours Cirière -

Bâtisseuse

-Sécréteuse de cire.

-Réparer les alvéoles endommagés et bâtir de nouvelles

cellules.

Gardienne Assurer la protection de la ruche contre les diverses

ennemies.

Ventileuse-

magasinière (15ème

jour)

Aérer et stabiliser la température dans la ruche.

Du 17ème au 18ème

jour

Pratique divers travaux d’intérieur.

19 à 45 jours Butineuse -Butiner les fleurs (à la récolte de nectar, de pollen et

de propolis)

-Responsable de la provision en eau.

ii

ANNEXE III : Planches photographiques

ANACARDIACEAE

Photo 1 : Micronychia sp (vue équatoriale en surface)

ARECACEAE

Photo 2 : Cocos nucifera (vue méridienne)

ASTERACEAE

Photo 3 : Bidens pilosa (vue polaire)

Photo 4 : Psiadia altissima (vue polaire)

Photo 5 : Taraxacum officinale (vue méridienne)

CUNONIACEAE

Photo 6 : Weinmania sp (vue polaire)

EUPHORBIACEAE

Photo 7 : Macaranga sp (vue méridienne)

FABACEAE

Photo 8 : Acacia sp (polyade)

Photo 9 : Dalbergia sp (vue polaire)

Photo 10 : Mimosa sp (tétrade)

iii

ANNEXE III: Planches photographiques

iv

Photo 1

Photo 5 Photo 6 Photo 7

Photo 8 Photo 9

Photo 4

Photo 3

Photo 10

Photo 2


MYRTACEAE

Photo 11: Eucalyptus sp (vue polaire)

Photo 12: Eugenia sp (vue polaire)

PROTEACEA

Photo 13: Grevillea sp (vue polaire)

RHAMNACEAE

Photo 14: Ziziphus sp (vue méridienne)

RUBIACEAE

Photo 15: Coffea sp (vue méridienne)

SAPINDACEAE

Photo 16: Nephelium litchi (vue polaire)

Photo 17 : Dodonea sp (vue polaire)

v


vi



Photo 17

ANNEXE IV : Les glandes nectaires

Le nectaire est une glande située au niveau d’une fleur ou d’une feuille qui secrète du

nectar. Cette glande attire les insectes pollinisateurs tels que les abeilles (fig.10).

Remarque :

La glande nectaire associée aux pièces florales est appelée nectaire floral. Et lorsqu’elle est

associée aux feuilles, elle est dite nectaire extrafloral.

Fig.10 : Figure présentant les glandes nectaires d’une fleur (nectaire floral)

vii

Sépale (La calice=ensemble des sépales)

ANNEXE V : Les différents types de ruches

Fig.11 : Ruche Dadant (source : www.rustica.com)

Fig.12 : Ruche Langstroth (source : .apiculture-populaire.com)

viii

Fig.13 : Ruche Voirnot (source : luberonapiculture. Com)

Fig.14 : Ruche en paille (source : apiculture-populaire.com)

ix

ANNEXE VI : Terminologie en palynologie (Punt et al., 1994; Manda Andrianahoatra

R.,2015)

1. Forme et la symétrie

La forme du grain de pollen est variable, on peut avoir :

- des grains de pollen simples (les grains se séparent tout de suite après la

méiose) : eumonades (a) ;

- des grains composés (les grains formés ne se séparent pas).On a les tétrades (b)

(grains groupés en 4), polyades (c) (formés par plusieurs grains).

Fig. 15 : Les différentes formes d’un grain de pollen.

En vue polaire, la forme du grain de pollen est variable :

- pollen lobé,

- pollen circulaire,

- pollen triangulaire

Fig.16 : Les différentes formes du grain de pollen en vue polaire.

x

En vue équatoriale, le pollen représente un volume pour lequel on définit deux axes :

- l’axe polaire P, ligne joignant les deux pôles ; le pôle proximal étant celui qui est situé vers

le centre de la tétrade mère, le pôle distal lui étant opposé à l’extérieur.

- L’axe équatorial E perpendiculaire à l’axe polaire P.

Fig.17 : Les différentes formes polliniques en vue équatoriales.

La symétrie des pollens est définie par l’emplacement des zones germinales ou apertures.

- le pollen apolaire : sans axe de plan de symétrie ;

- le pollen isopolaire : vues polaires identiques et symétriques par rapport au plan équatorial;

- le pollen hétéropolaire : présentant un axe de symétrie mais les vues polaires sont différents

au pôle proximal et au pôle distal.

2. Apertures ou zones germinales

L’aperture est une zone de moindre résistance, due à l’amincissement ou à la disparition de

l’exine, qui permet la sortie du tube pollinique (Erdtman, 1952). Ces apertures peuvent se

xi

situer aux pôles, à l’équateur ou être réparties sur l’ensemble du grain. Les ectoapertures

affectent la couche la plus externe de l’exine, l’ectexine tandis que les endoapertures affectent

sa couche la plus interne, endexine.

La forme de l’aperture peut être variable :

Fig.18 : Les différentes formes d’aperture.

3.Exine

Ornementation de l’exine

L’exine est une membrane externe, inerte et très résistante du pollen, sa morphologie permet

la caractérisation des pollens. La méthode de L.O. ou Lux Obscuritas (lumière, obscurité)

permet l’observation de l’ornementation de l’exine par la mise au point de la vis

micrométrique du microscope.

xii

L’exine peut être :

- lisse

- scabre

- verruqueuse

- clavée

- échinulée

- striée

- rugulée

- réticulée.

Fig.19 : Ornementation de l’exine. (1 : vue en surface ; 2 : vue de profil)

Xiii

Titre :CYCLE DE PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE MIELS PRODUITS DANS DES RUCHES

EXPERIMENTALES DES HAUTS PLATEAUX

RESUME

L’étude sur l’abeille Apis mellifera unicolor du rucher sis à Fort Duchesne, Antananarivo-

MADAGASCAR durant la période de novembre 2014 jusqu’au mois de janvier 2015 consiste

à inventorier les plantes mellifères présentes en milieu urbain, connaître le cycle de

production de miels et les types de miels produits à Antananarivo. 101 plantes à fleurs ont été

recensées aux alentours du site dont 34 constituent les ressources mellifères. Le suivi des

activités des butineuses et l’analyse par la méthode physico-chimique des pollens contenus

dans les miels obtenus dans les ruches expérimentales ont permis de constater que : l’activité

maximale des abeilles butineuses a lieu entre 5heures et 8heures du matin, le processus de

fabrication de miel dure en moyenne 54 jours, les miels produits sont des miels polyfloraux et

qu’il n’y a pas de pollens dominants. Ces résultats montrent que l’élevage est peu rentable. Un

reboisement est nécessaire pour augmenter la productivité des ruchers en milieu urbain. De

plus, si on veut produire un ou des miels spécifiques selon la saison, une plantation de plante

mellifère aux alentours du rucher est nécessaire. Outre l’Eucalyptus, certains arbres sont

proposés : Cassia, Nephelium litchi et Macaranga.

Mots-clés : butineuses, plantes mellifères, types de miels, Antananarivo.

ABSTRACT

The study on the bee called Apis mellifera unicolor of the apiary located at Fort Duchesne,

Antananarivo – MADAGASCAR carried out from November 2014 to January 2015 aimed at

listing the melliferous plants that exist in urban areas, finding out the production process of

honey as well as the types of honey produced in Antananarivo. 101 flower plants were

recorded around the site including 34 melliferous plants. The examination of the foragers and

the physicochemical analysis of the pollens contained in the honey extracted from the

experimental apiaries have shown the following result: the maximal activity of the forage bees

takes place between 05:00 to 08:00 in the morning, the process of making honey in

Antananarivo lasts 54 days on average, the types of honey produced is multi-flower and there

is not any dominant pollen. These findings suggest that apiculture is not beneficial in the

urban areas of Antananarivo. Growing trees is essential in order to improve the productivity

of the urban apiaries. Furthermore, a plantation of honey plants is required to generate one or

more specific types of honey according to the season if needed. Apart from Eucalyptus, such

trees as Cassia, Nephelium litchi and Macaranga are recommended.

Key words: forage bees, melliferous plants, types of honey, Antananarivo

Encadreurs

Mme RAVELOSON RAVAOMANARIVO

Lala H., Docteur-HDR

Dr RAMAMONJISOA

RALALAHARISOA

Impétrante

MANANTSOAVINA Francine Prisca

E-mail: [email protected]

Tel: 033 28 852 71

Adresse: Lot II A 78 SPB Ambatomainty

mailto:[email protected]

CYCLE DE PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE MIELS PRODUITS ...

Documents

Transcript of CYCLE DE PRODUCTION DE MIEL ET TYPES DE MIELS PRODUITS ...