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Ressources GIPSA – 11/06/2010 - UC9 - ASSISTANCE CHIRURGICALE P 1 sur 21 9.3. Anesthésie – Temps opératoires Cours

UC9 - ASSISTANCE CHIRURGICALE MODULE 9.3

ANESTHESIE – TEMPS OPERATOIRES

COURS A - LE RISQUE ANESTHESIQUE ET SON EVALUATION B – PRISE EN CHARGE DE L’ANIMAL A OPERER C – PREPARER LES PRODUITS D’ANESTHESIE D – PREPARER LA VOIE VEINEUSE E – PREPARER ET AIDER A L’INTUBATION F – PREVENIR L’HYPOTHERMIE G – PREPARER ET CONTROLER L’APPAREIL D’ANESTHESIE ET LES AUTRES APPAREILS H – ASSISTANCE A L’INDUCTION ANESTHESIQUE I – SURVEILLANCE DE L’ANESTHESIE J – SAVOIR REAGIR EN CAS D’INCIDENT K – PREPARER ET SURVEILLER LE REVEIL L – LA RESTITUTION DE L’ANIMAL ET LE SUIVI POST OPERATOIRE A - LE RISQUE ANESTHESIQUE ET SON EVALUATION

Pour toute intervention chirurgicale, l’anesthésie est requise pour : � Supprimer les mouvements de l’animal � Supprimer la douleur ressentie par l’animal � Faciliter le travail du chirurgien � Minimiser les risques Cependant, il existe toujours un risque anesthésique. Le risque de décès varie de 0.05 à 0.1% en médecine vétérinaire, soit 1 cas pour 1000 à 5000 (0.02 à 0.05% en médecine humaine). C’est pourquoi la décision d’opérer ou non un animal est prise par le praticien en fonction des bénéfices attendus (survie, qualité de vie…) et des risques (risque anesthésique, risque opératoire). 1. EVALUATION DU RISQUE PAR LE PRATICIEN Certains facteurs contribuent à augmenter le risque anesthésique :

- Caractéristiques de l’animal : âge avancé, petit format, morphologie (brachycéphales), surpoids…

- Type d’intervention (anesthésie longue, lourdeur de l’intervention, situations d’urgence…) - Etat général de l’animal (animal malade, accidenté). 2. L’EXAMEN PREOPERATOIRE DE L’ANIMAL

• L’examen préopératoire est en principe systématique • Il repose au minimum sur un examen clinique :

o Etat général : poids, température, ganglions o Fonctions cardiaques et respiratoires : auscultation, examen des muqueuses…

• Il est souvent complété par des examens complémentaires = bilan préopératoire. o Ces examens sont plus ou moins nombreux (selon l’animal, l’examen clinique, le type

d’intervention, les habitudes du praticien…) o Ils peuvent varier en fonction de l’âge de l’animal, de son état de santé, etc.


Les examens complémentaires les plus courants

• Profil biochimique complet ou partiel. Il est souvent systématique pour les animaux âgés, car on peut soupçonner une insuffisance rénale ou hépatique chronique.

o Urée, créatinine, analyse d’urine : analyse de la fonction rénale o PAL1, PT, ALAT-ASAT : analyse de la fonction hépatique o Glycémie : analyse du pancréas

• Tests de coagulation • Profil hématologique :

o hématies = globules rouges (recherche d’une anémie) o leucocytes = globules blancs (recherche d’une surinfection)

• Radiographie du thorax : fonction cardiorespiratoire

• ECG (électrocardiographie) : fonction cardiaque Le risque zéro n’existe pas. La décision d’opérer dépend du rapport bénéfices/risques. Le propriétaire doit être clairement informé des risques avant d’accepter l’intervention (= consentement éclairé) 3. ROLES DE L’ASV POUR REDUIRE LE RISQUE ANESTHESIQUE : VUE D’ENSEMBLE Etape Rôles de l’ASV Bilan préopératoire Rendez-vous préopératoire

Collecter le dossier médical Préparation de l’animal Contrôles préopératoires, assistance pour l’installation de la voie

IV, l’intubation, installation de l’animal (matériel chauffant) Préparation du matériel Disponibilité des produits, vérification / entretien du matériel

d’anesthésie et de monitoring Surveillance de l’animal anesthésié

Relevé des paramètres, signaler toute anomalie

Gestion des incidents de réanimation

Assistance du praticien : gestes, mise à disposition des produits et du matériel

Suivi postopératoire Surveillance du réveil, conseils client pour le post-opératoire B – PRENDRE EN CHARGE L’ANIMAL A OPERER 1. PREPARER LA VENUE DE L’ANIMAL : LES CONSIGNES PR EOPERATOIRES

�� Respecter la diète alimentaire

• 12 heures minimum +/- diète hydrique • La diète limite le risque de régurgitation et donc de fausse route (pneumonie par corps étranger) • Quelques cas particuliers (décision du vétérinaire)

o Urgences (pas de diète) : le vétérinaire peut administrer un antivomitif o Jeunes non sevrés : jeûne réduit (1-2h) o Jeunes sevrés : jeûne réduit (4-6h) o Animaux polydipsiques : perfusion préopératoire

�� Apporter le dossier médical si celui-ci n’est pas conservé à la clinique

• Carnet de santé, examens médicaux, antécédents médicaux et chirurgicaux…

1 PAL : phosphatases alcalines, PT : Protéines totales, ALAT-ASAT : Alanine amino transférase et Aspartate amino transférase


�� L’animal doit venir attaché ou en boîte de transport

• Animaux fugueurs : les enfermer la veille ou l’avant-veille �� Remettre une fiche d’information préopératoire • L’ensemble des consignes relatives à l’intervention peuvent être données par écrit

2. RECEPTIONNER L’ANIMAL

2.1. Remplir la fiche d’hospitalisation en présence du propriétaire :

• Contrôler les informations relatives au propriétaire o Nom et coordonnées o Numéro de téléphone où le joindre dans la journée

• Contrôler les informations relatives à l’animal o nom, âge, espèce, race, sexe, o identification précise o poids (pesée systématique)

• Contrôler les informations relatives à l’intervention o Nature de l’intervention (attention, plusieurs interventions peuvent être prévues) o Localisation (ex: D/G, ant/post, nombre et emplacement de verrues…) o Vérifier le sexe de l’animal (si stérilisation) o Vérifier l’heure de dernière prise d’aliment / boisson o Interroger sur les éventuelles anomalies (santé…), les traitements en cours, les

antécédents (ex: déjà opéré le…, incidents d’anesthésie), o Vérifier les examens préopératoires faits ou à faire o L’heure de sortie o Les remarques (incertitude sur l’heure du dernier repas, agressivité, particularités…)

2.2. Le consentement éclairé

� Systématique en humaine, de plus en plus fréquent en chirurgie vétérinaire. � Principe : le propriétaire atteste (par écrit) qu’il a bien été informé : nature de l’intervention,

tarif, risque anesthésique, complications… � Le consentement éclairé est souvent formalisé dans un contrat de soins � Intérêts :

◦ Décision prise en connaissance de cause ◦ Limite les impayés ◦ Protection juridique du praticien

2.3. Aspects psychologiques de la prise en charge de l’animal

• parler positivement

Clinique vétérinaire Rue des animaux

12345 Laménagerie

Nom animal : Babouche Nom propriétaire : M Mme Lebeau Madame, Monsieur, votre animal va subir une anesthé sie le 18 Novembre pour l’intervention suivante : ovariectomie Veuillez s’il vous plaît respecter les consignes su ivantes:

- la veille de l’intervention, retirer toute nourritu re à partir de 22h - présenter votre animal à la clinique à 8h30, tenu en laisse ou enfermé dans un panier

Consignes particulières: apporter le dossier médical de Babouche


• parler de l’animal en le regardant, l’appeler par son nom • ne pas demander au propriétaire de vous accompagner au chenil C – PREPARER LES PRODUITS D’ANESTHESIE 1. LA PREMEDICATION

1.1. Objectifs de la prémédication

• Limiter les réactions physiologiques indésirables (atropiniques) • Faciliter la manipulation de l’animal (tranquillisants, sédatifs) • Réduire la douleur per et post-opératoire (analgésiques, anti-inflammatoires) • Diminuer les doses d’anesthésiques et prolonger leur action = potentialiser • La prémédication se fait avant ou simultanément à l’anesthésie Remarques importantes Ne jamais laisser un animal pré-anesthésié sur une table sans surveillance (risque de chute). Si l’animal est préanesthésié au chenil, il sera plus facile de le faire sortir de sa cage si vous lui avez laissé un collier et une laisse

1.2. Les produits utilisés

1.2.1. Les atropiniques (vagolytiques) • le nerf vague réagit à l’anesthésie en ralentissant le cœur et en stimulant les sécrétions (salive,

bronches, estomac). Les atropiniques évitent ces effets • Ex de produits

o Atropine® (médicament humain, ampoules) o Robinul® (médicament vétérinaire, flacon)

1.2.2. Les sédatifs • Ils diminuent la vigilance de l’animal et provoquent une myorelaxation (relaxation des

muscles). • Exemples : ◦ Rompun®, Sedaxylan®, Paxman® (! vomissement chat) ◦ Domitor®, Dorbene vet®, Medetor®, Sedator®, Dexdomitor®, Sedivet®, Romidys®. Ils

possèdent des antidotes (ex: Antisedan®, Revertor®) ◦ Hypnovel® (humain, IM ou intranasal Lapin)

1.2.3. Les tranquillisants � Ils rendent l’animal somnolent, indifférent à son entourage. Exemples: ◦ Calmivet®, Vetranquil® (médicament vétérinaire, flacon) ◦ Valium®, Diazepam ® (humain, ampoules)

Sédatifs et tranquillisants préparent l’anesthésie. Ils relaxent l’animal, diminuent sa vigilance et sa perception douloureuse. Ils assurent une meilleure action de l’anesthésique. 1.2.4. Les analgésiques centraux • Ce sont des antidouleurs puissants ; ils bloquent l’influx douloureux dans la moelle épinière et

dans le cerveau. • Exemples : ◦ Morphine® : médicament humain (ampoules). Stockage sous double clé avec registre des

sorties obligatoire. Ordonnances sécurisées.


◦ Durogesic® : patch à action prolongée (pharmacie humaine ; mêmes règles de détention que la morphine) – Se place 12-24h avant la chirurgie sur peau tondue et nettoyée à l’eau (ex: cou, thorax, abdomen). Recouvrir d’un pansement collé et noter l’heure de pose - Ne pas mettre le patch en contact avec une source de chaleur. Ne pas mettre d’éther dessus

◦ Dolorex® : flacon multi-ponctionnable (pharmacie vétérinaire). Non stupéfiant (stockage sous clé simple)

1.2.5. Les anti-inflammatoires

� Ils ont une action anti-inflammatoire et anti-douleur périphérique (sur le site opératoire). Principale utilisation : limiter la douleur post-opératoire

� Voie d’administration : injectable, orale � Exemples : Rimadyl®, Metacam®, Tolfedine®, Ketofen® Les analgésiques (morphiniques, AINS) luttent contre la douleur opératoire avant, pendant, après l’intervention. Remarques valables pour tous les produits. Vérifier et respecter les conditions de conservation des produits avant et après ouverture. Noter la date d’ouverture sur les flacons Contrôler très régulièrement les stocks, pour éviter tout risque de rupture 2. LES ANESTHESIQUES

2.1. Présentation des anesthésiques

• Les anesthésiques sont des produits permettant d’obtenir l’anesthésie générale (tout le corps est anesthésié) ou locale (seule une partie du corps est anesthésié)

• L’anesthésie = « intoxication » dosée, calculée et réversible permettant d’obtenir : ◦ le sommeil artificiel (Narcose) ◦ la perte de sensibilité douloureuse (Analgésie) ◦ la relaxation musculaire (Myorésolution)

• Pour obtenir ces effets, et/ou limiter la toxicité, il est parfois nécessaire d’associer plusieurs anesthésiques

• Les différents types d’anesthésie ◦ Anesthésie fixe = par injection de produits dans l’animal ◦ Anesthésie gazeuse = par inhalation de gaz anesthésiques ◦ Anesthésie locale = par injection/infiltration/contact

2.2. Les anesthésiques fixes = injectables

� Barbituriques (Nesdonal®, Pentobarbital®) ◦ Permettent l’intubation ◦ Risque d’apnée ◦ A diluer au dernier moment dans de l’eau distillée ◦ IV stricte (sinon, risque de phlébite**)

** En cas d’injection péri veineuse de produit phlébogène le vétérinaire pourra instiller en péri veineux un anesthésique local ; ex : 1ml de xylocaïne en petites injections sous cutanées et péri veineuses disséminées autour du lieu d’injection

� Dissociatifs (Ketamine®, Imalgène®, Clorketam®, Zoletil®) ◦ Pas d’intubation (réflexe laryngé) ◦ Hallucinogènes (réveil +/- agité) � sous clé ◦ L’animal dort les yeux ouverts � ! Dessication cornée ◦ IM ou IV (+ SC pour Zoletil, à diluer au dernier moment) ◦ S’utilisent en association avec d’autres anesthésiques en raison des effets épileptogènes


◦ Conservation sous clé à l’abri de la lumière et de la chaleur (de nombreux vétérinaires stockent les flacons entamés au réfrigérateur ; cette précaution est indispensable l’été)

� Autres (Rapinovet®, Alfaxan®) ◦ Sécurité mais effet bref (quelques minutes) ◦ IV stricte

2.3. Les anesthésiques gazeux

� Principaux produits utilisés : HALOTHANE®, FLUOTHANE®, ISOFLURANE® � Ils sont véhiculés par un gaz porteur : ◦ Oxygène pur (O2)** ◦ Air comprimé ◦ Mélange O2 + N2O (protoxyde d’azote)

** Bouteille d’O2 : Couleur blanche. P° = 200 bars � Explosive �Stockage à l’extérieur, sous clé

2.4. Les anesthésiques locaux

� Injectables (injection traçante, infiltration). Ex: Laocaïne®, Lurocaïne®, Xylovet® � De contact: gel, spray. Ex: Tronothane® gel

D – PREPARER LA VOIE VEINEUSE 1. INTERETS

L’installation d’une voie veineuse permet d’injecter facilement et à tout moment : � Des anesthésiques fixes (induction et entretien) � Du liquide de perfusion (maintien pression artérielle) � Des produits de réanimation (stimulants cardio-respiratoires)

2. MATERIEL A PREPARER (RAPPEL)

** Le cathéter est plus stable que le microperfuseur. Le choix de l’un ou de l’autre dépend de la durée de l’intervention, des soins post-opératoires, de la sécurité recherchée, des habitudes du praticien.

Pour information, le vétérinaire peut appliquer localement du TRONOTHANE ND pour faire gonfler la veine, avant de placer le dispositif intraveineux. 3. INSTALLATION DE LA VOIE VEINEUSE

Exemples de situations où la voie veineuse est indispensable: � Si anesthésie fixe (injections d’entretien)

-sparadrap -épicrânienne ou cathéter** -alcool - liquide de perfusion - ciseaux -tubulure -garrots


� Si intervention > 30 min � Si risque anesthésique élevé

Rôles de l’ASV :

� Mise à disposition du matériel � Contention � Préparation de l’abord veineux (tonte) � Compression de la veine

4. SURVEILLANCE DE LA PERFUSION • Le vétérinaire ajuste la vitesse de perfusion en fonction de l’espèce (chat < chien), du poids, des

pertes hydriques, de l’âge, de l’état de l’animal, du type d’intervention, etc. • Votre rôle est de surveiller ce débit, le remplissage de la poche, l’état de l’animal, et d’alerter le

vétérinaire en cas d’anomalie.

• Valeurs physiologiques usuelles pour des solutés isotoniques (NaCl 0.9% et Ringer lactate) : o 1 goutte par Kg et par minute pour les chats (1 goutte = 0.05 mL) o 2 gouttes par Kg et par minute pour les chiens

• Exemples de débits moyens à ajuster par le praticien :

Chien 5Kg 10Kg 40Kg 1 goutte/ x sec 6 sec 3 sec 0.75 sec

Chat 3Kg 5Kg 9Kg

1 goutte/ x sec 20 sec 12 sec 6 sec • Volume de poche à prévoir : - Grand chien : 500 mL - Chat et petit chien : 100 – 250 mL E – PREPARER ET AIDER A L’INTUBATION

1. INTERETS DE L’INTUBATION

• Apporter le gaz anesthésique aux poumons • Oxygéner les animaux (réveil, hypoxie…) via l’appareil d’anesthésie ou manuellement

Intéressante dans toutes les anesthésies générales, l’intubation est pratiquement indispensable dans les cas suivants : ◦ animaux à risques (brachycéphales, obèses, âgés, insuffisants rénaux / hépatiques…) ◦ chirurgies thoraciques (maintien de la ventilation pulmonaire) ◦ détartrages (évite l’inhalation de particules) ◦ chirurgies longues

Remarque : à cause du réflexe laryngé, seuls les animaux préalablement endormis ou en état de choc intense peuvent être intubés.

2. MATERIEL NECESSAIRE A L’INTUBATION - 2-3 sondes de diamètre et longueur adaptés à l’animal (le diamètre doit être suffisant pour

permettre un bon débit gazeux mais pas trop important, pour ne pas léser le larynx), en bon état - gel lubrifiant et/ou anesthésique +/- spray anesthésique - laryngoscope (éclairage + guide sonde) - pas d’âne - seringue de 5 ml pour gonfler le ballonnet - compresses +/- pince tire-langue - fixation : lien, adhésif


Remarques : - la longueur de la sonde doit être inférieure à la distance allant du bout du nez de l’animal

jusqu’à l’entrée de sa poitrine (sinon : risque de cathétérisme d’une bronche souche => un seul poumon ventilé).

- les brachycéphales ont souvent une trachée de petit diamètre Poids animal <4Kg 4.5Kg 10 à 12 Kg 25 à 30Kg 35 à 40 Kg 70Kg

Diamètre sonde en mm

2.5 à 5 4-5 7.5 9 10 14

« Boite à chat » masque silicone masques transparents PVC Matériel essentiellement réservé aux animaux rétifs (oiseaux, écureuils, NAC…) 3. L’INTUBATION : UN ACTE VETERINAIRE

� Vérifier que l’animal est bien endormi. Sinon : réflexe laryngé � rejet de la sonde � Lubrifier la sonde � Anesthésier le larynx (++ chez le chat) � Contenir l’animal


Anatomie de la région laryngée

• Comment aider à l’intubation (acte vétérinaire)

- préparer à l’avance tout le matériel, pour que le vétérinaire puisse intuber l’animal aussitôt après l’induction

- Gel anesthésique local sur la sonde - Spray à anesthésie locale sur le larynx - Faire basculer la tête en arrière, museau vers le haut maintenir par les oreilles et les

incisives - L’opérateur, face à l’animal, tire sur la langue avec une compresse, visualise le fond de la

gorge, introduit doucement mais rapidement la sonde dans la trachée - Vérifier la présence dans la trachée (et non dans l’œsophage…) - Solidariser la sonde avec le museau (lien autour du museau ou derrière les oreilles) - Gonfler le ballonnet. Le gonflement doit être progressif. Il faut l’arrêter dès que

l’étanchéité est obtenue (immobilisation de la sonde). - Un ajustement peropératoire est parfois nécessaire.

Remarques : Chez le chat, la visualisation du fond de gorge est parfois plus facile en plaçant l’animal sur le dos, le spasme du larynx, fréquent dans cette espèce peut être levé par l’utilisation de spray anesthésique local. En cas de choc dans cette espèce l’intubation laryngée est impossible, le chirurgien procède alors à une trachéotomie. Il est important de vérifier le positionnement de la sonde dans la trachée, car si elle est dans l’œsophage, il n’y a pas d’anesthésie. Comment vérifier ce bon positionnement ? � Palpation trachéale en mobilisant la sonde � ou appuyer fortement sur le thorax: souffle d’expiration par l’embout de la sonde

F – PREVENIR L’HYPOTHERMIE

L’anesthésie abaisse la température corporelle, d’où un risque d’hypothermie. Certains animaux sont particulièrement sensibles à ce risque. Exemples : � Petit format � NAC � Insuffisants rénaux � Animaux très jeunes ou âgés Comment prévenir l’hypothermie ? - Intercaler un isolant entre la table et l’animal (couverture…) - Bouillottes, matelas chauffant - Eviter de mouiller ce qui est en contact avec l’animal

Palais mou

Larynx

épiglotte

langue

trachée


- Tiédir la perfusion G – PREPARER L’APPAREIL D’ANESTHESIE ET LES AUTRES APPAREILS 1. PRINCIPE DE L’ANESTHESIE GAZEUSE

L’appareil d’anesthésie gazeuse permet d’anesthésier un animal en lui faisant respirer un gaz anesthésique. • Le gaz porteur (oxygène, air comprimé, mélange oxygène – monoxyde d’azote) est propulsé

dans le circuit • Il parvient à la cuve anesthésique, où se trouve l’anesthésique sous forme liquide • Le gaz porteur se charge d’anesthésique • Le gaz chargé d’anesthésique est inhalé par l’animal • L’air expiré par l’animal est récupéré dans le circuit. Il renferme toujours de l’anesthésique. • Le CO2 contenu dans l’air expiré est piégé par la chaux sodée, ce qui permet un recyclage de

l’air expiré chargé d’anesthésique dans les circuits fermés [dans les circuits dits « ouverts », il n’y a pas de recyclage : la consommation d’anesthésique est donc plus élevée. Le gaz anesthésique expiré est capturé par un piège, pour éviter qu’il ne se répande dans la pièce (toxicité hépatique)]

2. LES ELEMENTS IMPORTANTS DU CIRCUIT

�� Le détendeur est placé sur les bouteilles de gaz porteur. Il abaisse la pression des gaz à 3.5 bars. Il est équipé de 2 manomètres permettant de mesurer - La pression dans la bouteille (niveau de remplissage de la bouteille) - La pression de service (environ 3.5 bars)

1. Les gaz vecteurs sont propulsés dans le circuit

2. Les gaz vecteurs parviennent dans la cuve anesthésique


�� Le débitmètre permet de régler le volume des gaz mis à disposition du patient (à régler en fonction du format de l’animal)

�� La cuve anesthésique (cuve de léchage) : c’est le lieu de rencontre entre l’anesthésique et le gaz porteur. Evaporation du liquide en gaz. Réglage du pourcentage d’anesthésique : 1.5 à 2.5% (valeurs usuelles)

�� Le mélangeur (facultatif) mêle N2O et O2

�� Les valves inspiratoires et expiratoires : leurs clapets permettent une circulation à sens unique de l’air.

�� Le ballon témoin de la respiration de l’animal. Son volume doit être adapté au volume pulmonaire de l’animal (ex : 1 litre pour 10 Kg, 2 litres pour 20 Kg)

�� Le canister à chaux sodée permet le piégeage du CO2 et le recyclage du gaz anesthésique résiduel dans le circuit (il n’est pas présent dans tous les montages). Lorsque la chaux vire au bleu, cela signifie qu’elle est saturée et qu’il faut la remplacer.


�� Le piège à gaz anesthésique doit être placé à l’évacuation des gaz expirés par la valve d’échappement dans les circuits ouverts (pas de recyclage de l’air chargé d’anesthésique), car les gaz anesthésiques sont toxiques pour le foie.

�� Le manomètre de pression du circuit gradué en cm d’H2O. Il indique la pression dans le circuit des gaz et donc, dans les alvéoles pulmonaires. Cette pression ne doit pas excéder 18 cm d’H2O sinon risque de rupture des alvéoles pulmonaires.

3. LES ELEMENTS DU CIRCUIT DE GAZEUSE A VERIFIER

� Branchement du circuit : Ouverture des bouteilles - Vérification des raccordements - Fermeture du robinet de purge du canister à chaux sodée

� Contrôle de la chaux sodée (+/- remplacement)

� Niveau de remplissage cuve anesthésique

� Etanchéité du circuit (selon le cas)

� Volume du ballon

� Fonctionnement des soupapes

◦ Soupape expiratoire:

� souffler => pas de résistance

� inspirer => blocage absolu

◦ Soupape inspiratoire:

� inspirer => pas de résistance

� souffler => blocage absolu

◦ Fonctionnement de la respiration assistée

4. ENTRETIEN DE L’APPAREIL

• Vérifier la salubrité des tuyaux plastiques (usage unique) et des ballons (nettoyage à l’eau tiède savonneuse et désinfection par trempage dans un produit bactéricide et sporicide)

• Protéger l’extérieur des tuyaux de caoutchouc avec un spray silicone (souplesse) • Prévoir le réétalonnage de la cuve anesthésique tous les 2 ans.

5. LES AUTRES APPAREILS A VERIFIER AVANT LA CHIRURG IE

• Appareils de monitoring (voir plus loin)

• Bistouri électrique

• Scialétique

• Aspirateur chirurgical

• …

Synthèse des vérifications :

- Entretien/contrôle du matériel

- Vérifier la disponibilité (+ dates de péremption) des consommables et des produits

H – ASSISTANCE A L’INDUCTION ANESTHESIQUE

1. CONDITIONS DE L’INDUCTION

1.1. Les conditions environnementales

� Fermeture des issues


� Atmosphère calme : isoler l’animal, éviter tout va et vient intempestif

� Matériel déjà préparé

1.2. La prémédication

� La prémédication peut se faire 15-30 min avant l’induction (notamment pour les animaux agités ou risquant de l’être) ou en même temps que l’induction

� Ne jamais laisser un animal prémédiqué ou anesthésié sans contention ni surveillance

2. DEROULEMENT DE L’INDUCTION

2.1. Anesthésie fixe

� Injection IM (souvent couplée à la prémédication) : fréquent chez le chat, les animaux agressifs

� Ou injection IV (action plus rapide mais durée d’action plus brève)

� L’animal se détend puis se couche en quelques instants

� L’intubation peut être réalisée dans la foulée

Pour information : La voie IV :

• permet d’utiliser des doses plus faibles, • le produit agit plus rapidement • les doses sont plus faciles à ajuster • Mais le produit est éliminé plus rapidement : il faut répéter les administrations.

La voie IM est une alternative intéressante pour les animaux difficiles à manipuler

2.2. Anesthésie gazeuse

� L’induction se fait par injection (induction fixe) ou en gazeuse, avec un masque, ou en cuve

� L’intubation peut être réalisée dans la foulée : raccordement de la sonde au circuit de l’appareil d’anesthésie puis mise en fonction de l’appareil, toujours à la demande du vétérinaire ◦ Réglage débitmètre (selon taille de l’animal) ◦ Réglage pourcentage d’anesthésique (valeurs usuelles : entre1.5 et 2.5%)

I – SURVEILLANCE DE L’ANESTHESIE Le vétérinaire étant concentré sur l’acte opératoire, l’ASV joue un rôle essentiel pour : � Relever et restituer les paramètres � Alerter le vétérinaire en cas de problème

1. LES NIVEAUX D’ANESTHESIE GENERALE Anesthésie superficielle : phase d’endormissement et de réveil, mais aussi moments particulièrement douloureux de l’intervention (ex: traction ovaires chez la chienne)

Animal semi-conscient, bouge, se plaint. Accélération cardio-respiratoire (idem endormissement et réveil)

Anesthésie adéquate

Animal inconscient, immobile, ne ressent pas la douleur. Ralentissement cardio-respiratoire modéré. Fonctions vitales préservées

Anesthésie toxique (Surdosage anesthésique : erreur humaine, défaillance technique, défaillance de l’animal…)

Fonctions vitales déficientes, dépression cardio-respiratoire, risque de mortalité.

2. LES PARAMETRES D’ANESTHESIE GENERALE

2.1. Surveillance de la respiration

� Que faut-il observer ?


◦ Les mouvements du thorax : amplitude (grande/petite), rythme (régulier, irrégulier), fréquence (nombre de mouvements par minute)

◦ Les mouvements du ballon (gazeuse)

� Signes d’une anesthésie correcte ◦ Fréquence =10-30 mouvements par min (bradypnée normale)

Mémo: Fréquence normale à l’éveil = 40 mvts/mn (grands chiens) à 60 mvts/mn (chats et petits chiens)

◦ Mouvements amples et réguliers ◦ Synchronisation thoracique et abdominale

� Quand alerter le vétérinaire ?

◦ Accélération (tachypnée) = signe de réveil ◦ Arrêt (apnée) = urgence absolue hors induction ◦ Anomalies du rythme ou de l’amplitude:

� Discordance abdominale/ thoracique � Tirage costal = inspiration pénible et prolongée � Respiration superficielle = petits mouvements rapides

2.2. Surveillance de l’œil

� Que faut-il observer ? ◦ Le diamètre de la pupille ◦ La position du globe dans l’orbite ◦ Les réflexes de tapotement

� Signes d’une anesthésie correcte ◦ Pupille normale (sauf kétamine : mydriase) ◦ Globe oculaire basculé (sauf kétamine : œil central) ◦ Réflexe oculo-palpébral absent (réflexe oculo-palpébral = fermeture des paupières lors

du tapotement de l’angle interne de l’œil) ◦ Réflexe cornéen absent (réflexe cornéen: fermeture des paupières lors du tapotement de

la cornée) NB: la cornée doit rester humide (sauf kétamine/tilétamine : cornée sèche)


Anesthésie superficielle ◦ Œil central (sauf Kétamine) ou mobile ◦ Réflexe oculo-palpébral présent ◦ Diamètre pupillaire diminué (myosis)

Anesthésie toxique ◦ Cornée sèche ou déformée ◦ Diamètre pupillaire augmenté (mydriase) - sauf Kétamine

2.3. Surveillance des muqueuses

� Que faut-il observer ? ◦ La couleur: rose, pâle, blanche (porcelaine), rouge, bleutée, violacée… ◦ Le temps de remplissage vasculaire (TRV) = temps de recoloration après avoir pressé

le dessous de la langue ou la gencive

� Signes d’une anesthésie correcte ◦ Couleur rose ◦ TRV (< 2 sec)


◦ Modification de la couleur des muqueuses


Rouge ◦ Hyperthermie, congestion Blanc ◦ Hypotension, anémie, pb vasculaire (hémorragie, choc) Bleue (cyanose) ou violacée ◦ Hypoventilation, Pb respiratoire

◦ Temps de remplissage > 2s : Hypotension 2.4. Surveillance du pouls

� Que faut-il observer ? ◦ Pouls au niveau de l’artère sublinguale (base du frein de la langue) ou de l’artère

fémorale (creux inguinal) ◦ Le pouls donne la fréquence cardiaque et une appréciation du rythme cardiaque en

l’absence de monitoring :

� Signes d’une anesthésie correcte ◦ Pouls bien frappé, régulier ◦ Chien : 60 à 120 bpm (battements par min) ◦ Chat : 100-140 bpm

• Quand alerter le vétérinaire ? ◦ Pouls filant, accéléré (! hémorragie) ◦ Pouls irrégulier => arythmie

2.5. Surveillance du tonus musculaire

� Comment s’évalue-t-il ? Niveau de laxité de la mâchoire

� Quand alerter le vétérinaire ? Contraction des muscles (la mâchoire s’ouvre difficilement) 2.6. Surveillance de la température

� Paramètre important chez les animaux jeunes, âgés et/ou de petit format (< 5Kg). La température normale est de 38-39°C. L’anesthésie, le choc opératoire font diminuer la T° corporelle

� Quand alerter le vétérinaire ? Température < 37,5°C 2.7. Fréquence des contrôles

� Respiration : à contrôler en permanence, sans attendre la demande du praticien � Fréquence Cardiaque (FC), couleur des muqueuses, œil, etc. : à contrôler au moins toutes les 5

minutes 3. SURVEILLER LE MONITORING

3.1. Monitoring de la fonction cardiovasculaire 3.1.1. L’électrocardioscope ou monitoring cardiaque � Principe : mesurer l’activité électrique du cœur � Le tracé de l’électrocardiogramme (ECG) permet de visualiser la forme, la fréquence et les

modifications du rythme � Mise en place

◦ 3 électrodes (codes de couleur universels) ◦ Disposition précise (2 aux ars, 1 à l’aine ou l’inverse) ◦ Gel spécial ou alcool pour assurer un bon contact électrique ◦ Pour information, la dérivation D2 est la plus utilisée


� Que faire en cas de problème (modification de la forme, de la fréquence du tracé) ?

◦ Monitorage clinique (pouls, stéthoscope) ◦ Si ce monitorage est normal : procéder aux vérifications techniques : Décrochage d’une

pince ? Évaporation alcool ? Interférences (bistouri électrique) ? Écoulement de liquide sur une pince ? …

3.1.2. Mesure de la pression artérielle (PA) � Permet d’estimer l’efficacité de la pompe cardiaque et la résistance vasculaire => mesure de la

perfusion tissulaire (� oxygénation des cellules) � Elle se mesure avec un manchon gonflable fixé sur la patte ou à la base de la queue � Valeurs usuelles ? PA normale = 100 à 110 mm Hg (animal vigile ou anesthésié) � Quand alerter le praticien ?

◦ Chute PA: risques de lésions tissulaires � augmenter la perfusion ◦ Augmentation PA � risque hémorragique accru � diminuer la perfusion

3.1.3. Le stéthoscope œsophagien - Surveillance de l’activité du cœur et de la respiration - Se place dans l’œsophage après lubrification, dorsalement par rapport à la sonde endotrachéale - Simple et bon marché 3.2. Monitoring de la fonction respiratoire

3.2.1. L’oxymètre • Oxymètre : mesure la saturation en O2 de l’hémoglobine sanguine • Fixation par pince sur la langue • Valeurs usuelles : 94-100% • Quand alerter le praticien ?

◦ < 94% : hypoxémie ◦ 75% : cyanose des muqueuses (après 2-3 min d’apnée)

• Que faire en cas d’hypoxémie ? ◦ Ventilation à l’oxygène pur

3.2.2. Le capnographe � Capteur placé en sortie de sonde trachéale permettant de mesurer la pression en CO2 des gaz

respiratoires sur tout le cycle � Alerte précoce en cas d’hypoventilation � Valeurs usuelles : P CO2 = 40-45 mm Hg � Exemple de tracé normal RQ – Le capnomètre est un instrument plus simple, qui donne uniquement la valeur du CO2 en fin de plateau

D2


• Quand alerter le praticien ?

◦ En cas de tracé anormal, d’élévation du taux de CO2 ◦ Exemples d’anomalies :

3.2.3. Le détecteur d’apnée APALERT® - Contrôle de la respiration - Il est relié à la sonde trachéale - 3 boutons de réglages

- fréquence respiratoire en-deçà de laquelle l’alarme se déclenche - sensibilité de la mesure - sélection du délai (10-20-30-40-60 sec) entre l’apnée et l’alarme.

- Extinction du signal en passant la main au-dessus du boîtier


J – SAVOIR REAGIR EN CAS D’INCIDENT 1. PRINCIPAUX PROBLEMES DURANT L’INDUCTION Incident Que faire ? Sonde position intra- œsophagienne La retirer, la changer et la replacer (revérifier) Sonde coudée La retirer et la repositionner Secrétions respiratoires obstruant la sonde Aspirer (sonde urinaire + seringue) Régurgitation (Risque de bronchopneumonie par corps étranger)

Incliner la table de façon à mettre la tête en position basse

Apnée Tirer sur la langue, piquer le bout du museau, pincer le sternum, appuyer sur le thorax, VENTILER

2. PRINCIPAUX INCIDENTS/ACCIDENTS DURANT L’ANESTHES IE

Le vétérinaire doit être averti immédiatement de toute anomalie dans le comportement de l’animal, à tout moment de la chirurgie et du réveil.

2.1. Le patient ne dort pas (Anesthésie insuffisante)

• Quels contrôles ? Vérifier la voie veineuse (si anesthésie fixe), le pourcentage de gaz anesthésique, le débit d’O2, le raccordement des tuyaux, la position de l’animal, de la sonde (si anesthésie gaz.)

� Que faire ? Sur demande du vétérinaire : ◦ Augmenter très doucement le pourcentage de gaz anesthésique (! risque d’apnée voire

d’arrêt respiratoire si brutal !) ◦ ou ré-injecter dans la tubulure la dose d'anesthésique fixe demandée.

2.2. Le patient dort trop (Anesthésie excessive)

� Quels sont les signes d'alerte ? ◦ Fréquence respiratoire < 8 ◦ Mydriase (sauf kétamine) ◦ Muqueuses pâles, TRV > 2 s ◦ Fréquence cardiaque < 80 CN et < 100 CT ◦ Pouls faible

• Que faire ? Sur demande du vétérinaire : ◦ Baisser le pourcentage de gaz anesthésiant voire fermer le robinet ◦ Augmenter le débit de perfusion


◦ Ballonner toutes les 5 secondes en O2 ◦ attention à ne pas passer trop vite en réveil

2.3. Incidents respiratoires : dyspnée

� Difficultés respiratoires (mouvements anormaux, désynchronisation thoracique et abdominale)

� Quels contrôles ? ◦ Vérifier la valve expiratoire ◦ Vérifier la sonde trachéale ◦ Vérifier le positionnement de l’animal

� Sur demande du vétérinaire : ◦ Ballonner ◦ Assistance respiratoire si nécessaire

2.4. Incidents respiratoires : tachypnée • Respiration rapide et superficielle � Vérifier la profondeur de l’anesthésie � Sur demande du vétérinaire : ballonner jusqu’à retour à la normale (éventuellement en

permanence si animal obèse) 2.5. Incidents respiratoires : apnée � Arrêt des mouvements respiratoires � A la demande du vétérinaire, selon réactions de l'animal :

◦ Diminuer le pourcentage d’anesthésique ◦ Tirer sur la langue, instiller quelques gouttes d'analeptique intranasal ou sublingual (ex:

Respirot®) ◦ Ballonner toutes les 5 secondes en O2 pur jusqu’à reprise des mouvements respiratoires,

puis ré-augmenter le gaz anesthésique ◦ Aide à la réanimation respiratoire: injection analeptique respiratoire (Dopram®),

massage thoracique, ventilation assistée 2.6. Les vomissements

� Fausse route = présence de matières dans la trachée � A la demande du vétérinaire :

◦ Animal en décubitus latéral, position déclive (tête vers le bas) ◦ Enlever les débris dans la cavité buccale ◦ Aspirer les secrétions présentes dans la sonde

2.7. Hémorragies � Signes d'appel : Pouls filant, Muqueuses blanches, TRV > 2 s, Modification de l’ECG

(tachycardie) • Que faire ? A la demande du praticien :

◦ Compresses et clamps, ligature ◦ Augmenter le débit de la perfusion

2.8. Tachycardie, arrêt cardiaque

� Signes d'appel ? ◦ modification ECG (ralentissement ou accélération, anomalies…) +/- alerte moniteur ◦ muqueuses blanches ◦ stéthoscope : modification bruits cardiaques ◦ A la demande du vétérinaire : ◦ arrêt N2O et gaz anesthésique


◦ produits de réanimation cardiaque (Robinul®, adrénaline, xylocaïne...) ◦ +/- aide réanimation par massage cardiaque

3. LA REANIMATION Règle n°1 = réagir vite car l’arrêt cardiaque suit de très près l’arrêt respiratoire : toujours surveiller de très près le patient anesthésié ! Règle n°2 : toujours avoir à disposition les éléments du plateau de réanimation. La liste suivante est composée de produits nécessaires au vétérinaire en cas d’accident anesthésique : arrêt cardiaque, désordres cardiaques, arrêt respiratoire, choc, convulsions, hémorragie… la liste peut varier en fonction des structures L’emplacement de ces produits doit être parfaitement connu, et leur remplacement doit être assuré en cas d’utilisation ou de péremption. -ADRENALINE ND -NATISPRAYND -XYLOCAINE ND - EXACYL ND

-DOPAMINE ND -ATROPINE ND -DOPRAM ND -SOLUMEDROL ND -FRECARDYL ND -VALIUM ND

Pratique de la ventilation assistée � Quand ?

◦ Lors d’arrêt respiratoire ◦ Obligatoire également lors de chirurgie thoracique si l’appareil d’anesthésie gazeuse

n’est pas muni d’un respirateur. � L’animal est impérativement intubé en intra trachéal � Utilisation d’un ballon à ventilation manuelle = ballon d’embu

◦ Fréquence : 7 à 15 fois / min (toutes les 6 à 10 secondes) ◦ S’il y a un manomètre sur le circuit ne pas dépasser la pression de 18 cm d’H2O ◦ En l’absence de manomètre, observer le soulèvement de la cage thoracique (il doit être

léger) ◦ Intervenir en circuit ouvert ou semi-ouvert

K – PREPARER ET SURVEILLER LE REVEIL 1. LE REVEIL

1.1. Préparation du réveil

• Le réveil se prépare AVANT le dernier point cutané, car la fermeture de la plaie chirurgicale est moins douloureuse que l’acte (en général). Attention toutefois à prendre en compte les éventuels soins post-opératoires (radio de contrôle, pansement…)

• En diminuant les doses d’anesthésique avant la fin de l’intervention, on accélère le réveil et on réduit le temps d’anesthésie. L’arrêt peut survenir 1 à 2 min avant la fin de l’intervention à la demande du praticien.

• Possibilité de laisser l’animal respirer de l’oxygène pur pendant quelques minutes 1.2. Déroulement du réveil � Retour progressif à un état de conscience normal � Récupération du tonus musculaire : mouvements, déglutition, contrôle des sphincters… � Délai variable selon l’état de l’animal, la durée de l’anesthésie, les produits utilisés (ex: anti-

sédatifs) � Attendre le retour des réflexes (oculopalpebral, déglutition) avant d’extuber l’animal et de le

ramener au chenil.


1.3. Optimiser le réveil • Placer l’animal au calme, dans le noir, dans une cage spacieuse. Eviter les caresses et les

sollicitations. Bien fermer les cages.

� Le placer en décubitus latéral, tête en extension (sur le côté opéré si thorax). � Surveiller que les voies respiratoires soient dégagées, � Surveiller la perfusion (tubulure non écrasée, débit, remplissage de la poche...) � Réchauffer l’animal (bouillotte, lampe IR…), mais attention au risque de brûlures (ne jamais

placer les bouillottes directement au contact de l’animal) � Surveiller attentivement tous les paramètres cliniques : Fréquences cardiaque et respiratoire -

Temps de remplissage vasculaire – Muqueuses - Température corporelle.... • Surveiller la reprise des fonctions physiologiques (élimination). Nettoyer et sécher sans délai les

déjections 1.4. Les incidents du réveil : comment réagir ?

Risques Que faire ? Hypothermie Réchauffer : bouillottes, couvertures, lampe IR, coussin/couverture

chauffants Hyperexcitation Semi-obscurité, calme Fausse déglutition Attendre l’expulsion pour retirer la sonde

Mettre en décubitus latéral, tête en extension Escarres (animaux âgés) Maintien au sec, sur des matelas Perte de conscience Surveiller les paramètres et l’état de vigilance Hémorragies Surveiller les pansements, les muqueuses, le TRV

Signaler sans délai au vétérinaire tout signe anormal L – LA RESTITUTION DE L’ANIMAL ET LE SUIVI POST OPE RATOIRE

� Respecter l’horaire convenu � En cas d’attente, expliquer et rassurer � Donner les conseils pour les jours qui suivent (cf. ci-dessous)

Remarque : les propriétaires apprécient qu’on leur décrive comment l’intervention et le réveil se sont passés. Conseils pour le retour à domicile de l’animal opéré � Maintien au calme et au chaud � Eau à disposition + un petit repas (environ 50% des quantités usuelles)

◦ Prévenir que l’animal peut refuser de manger le jour même ◦ S’il ne s’alimente pas sous 24h, prévenir la clinique

� Rappeler le traitement prescrit et l’importance de le respecter ◦ Prévenir des éventuels effets secondaires

� Maintien au calme et au chaud � Signaler si l’animal se plaint beaucoup � Surveiller le pansement : le protéger de l'humidité, prévenir si des sécrétions importantes sont

observées, en présence d’œdème (gonflement) ou de rougeur périphérique, si léchage permanent ou si douleur

� Prendre rendez-vous pour les contrôles éventuels et le retrait des points (sous 12j) Pour conclure � Auxiliaire = relais entre l’animal anesthésié, le propriétaire et le chirurgien � L’anesthésie = acte critique qui nécessite une vigilance et surveillance de tout instant

◦ Éviter les erreurs ◦ Détecter précocement les problèmes

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