« PROPOSITION DE STAGE ET/OU DE THÈSEp7p11physbio.in2p3.fr/Dossier_Doc/Recueil propositions PSB...

PROPOSITION DE STAGE ET/OU DE THÈSE

- 1 -

Laboratoire : Lab. de Mécanique des Solides

Adresse : École Polytechnique – Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Jean-Marc ALLAIN

Téléphone : 01 69 33 58 12 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : EDX Titre du stage : Mécano-perception à l’échelle de la cellule. Résumé : Les cellules sont capables de s’adapter aux modifications de leur environnements, que ce soit une modification des conditions chimiques ou mécaniques. Nous nous intéressons au Laboratoire de Mécanique des Solides plus spécifiquement à deux cas particuliers : la sensibilité des cellules à la rigidité de leur substrat et la réponse des cellules à des déformations du substrat. A partir de données expérimentales disponibles, comme celles obtenues par le groupe d’Atef Asnacios au laboratoire MSC de l’université Paris 7 sur le comportement d’une cellule placées entre deux plaques mobiles, nous proposons de construire un modèle de la perception d’une sollicitation mécanique. Nous partirons de modèles minimaux que nous enrichirons progressivement pour trouver les ingrédients minimum nécessaires pour reproduire les expériences. Dans un deuxième temps, nous transporterons ce modèle vers d’autres types d’expériences comme la sensibilité à des gradients de rigidité.

mailto:[email protected]


- 2 -

Laboratoire : Lab. de Mécanique des Solides

Adresse : École Polytechnique – Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Jean-Marc ALLAIN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : EDX (École doctorale de l’École Polytechnique) Titre du stage : Modélisation de la croissance des plantes Résumé : Les phénomènes de croissance en volume, assez rares en physique, sont nettement plus fréquents en biologie, que ce soit pour la formation de l’embryon, la croissance des arbres, mais aussi le développement des tumeurs cancéreuses. La croissance n’est pas un phénomène passif : elle est induite par la présence d’agents chimiques, comme les nutriments, et provoque d’autres réponses chimiques. Parmi les voies de régulations, on trouve en particulier une voie mécanique, liée à ce qui est appelée « mécano-perception », et dont le rôle est essentiel pour les plantes. En effet, celles-ci sont dans une situation instable : elles poussent vers le haut quand les sollicitations mécaniques (gravité, vent…) tendent à les faire tomber. L’adaptation continuelle de la croissance est donc indispensable pour assurer le maintient de leur posture. C’est le problème de l’effet des sollicitations mécaniques sur la croissance locale (à l’échelle du cambium) qui fait l’objet de ce stage. Le Laboratoire de Mécanique des Solides fait parti d’un projet regroupant plusieurs laboratoires de disciplines différentes (INRA, INSERM…) dont le but est de déterminer le lien entre sollicitations macroscopiques, réponses cellulaires et adaptation de la plante. Le rôle spécifique du LMS est de mettre au point une modélisation la plus complète possible de la réponse de la croissance à l’échelle microscopique. En particulier, nous voulons prendre en compte la spécificité du chargement, ainsi que les effets d’accoutumance lors d’une sollicitation répétée dans le temps. L’objet du stage et de la thèse sera de participer à la mise au point d’un modèle de la croissance des plantes, prenant en compte un certain nombre d’acteurs biologiques (parois, canaux ioniques…) à l’échelle de la cellule. Dans un premier temps, nous partirons d’un modèle simple développé au laboratoire, que nous complexifierons pour explorer l’effet de différents types de chargement statiques. Dans un deuxième temps, nous nous intéresserons à quelques acteurs de la régulation de la croissance des plantes et à leurs rôles possibles sur l’adaptation de la plante. L’approche sera dans un premier temps analytique, pour faire ressortir la physique des phénomènes impliqués. Dans un second temps, nous utiliserons des méthodes numériques pour pouvoir comparer nos résultats aux données expérimentales.



- 3 -

Laboratoire : Lab. de Spectrométrie Physique

Adresse : 140 rue de la Physique – 38400 SAINT MARTIN D’HÈRES

Responsable(s) de Stage : BALLAND Martial


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED de Physique de Grenoble http://physique-eea.ujf-grenoble.fr/DOCT/ Titre du stage : Étude biophysique des mécanismes de contrôle de l’adhésion cellulaire. Résumé : Pour former un tissu cohésif et fonctionnel les cellules d’un organisme vivant doivent adhérer entres elles et avec leur substrat. Une des étapes précoce du cancer vient de la déstabilisation de cet équilibre adhésif. Brièvement, une cellule relâche son adhésion avec ses voisines et renforce son adhésion avec son substrat, le tissu n’est plus cohésif, sa morphologie est altérée induisant ainsi des troubles fonctionnels. Il apparaît donc fondamental de comprendre comment une cellule partage son “potentiel” adhésif entre son substrat et ses voisines. Au laboratoire nous avons développé une technique dite de microscopie de traction de force qui permet de cartographier les efforts qu’une cellule exerce sur son substrat. En couplant cette méthode d’analyse à une technique de micro-patrons qui permet de créer des îlots adhésifs pour des cellules uniques nous contrôlons de manière très précise l’environnement cellulaire et ainsi son architecture. Dans le cadre de ce stage nous souhaitons utiliser ces deux techniques pour créer des îlots adhésifs permettant de contrôler le nombre de cellules en interactions. L’analyse des forces exercées sur le substrat en fonction du nombre de cellules présentent sur les îlots nous permettra de décrire les mécanismes par lesquelles des cellules partagent leur “potentiel” adhésif entre leur substrat et leurs voisines.

Figure 1 : L’image 1 (en champ clair) présente une cellule unique adhérant sur un micro-patron adhésif en forme de V, l’image suivante présente l’architecture fibreuse intracellulaire de cette même cellule, la dernière image correspond à carte de pression exercée par la cellule sur son substrat.

http://physique-eea.ujf-grenoble.fr/DOCT/


- 4 -

Laboratoire : Physico Chimie Curie – Institut Curie

Adresse : 11 Rue Pierre et Marie Curie – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : BASSEREAU Patricia/ LAMAZE Christophe


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 : Physique de la Région Parisienne ED 518 : Matière Condensée et Interfaces ED 389 : Physique de la particule à la Matière Condensée ED 474 : Interdisciplinaire Frontières du Vivant Titre du stage : Rôle de la cavéoline dans le tri des sphingolipides. Résumé : Le transport intracellulaire est assuré par des intermédiaires de structures variées mais fortement courbés, des petites vésicules sphériques (50 à 100 nm de diamètre) ou de longs nanotubes de membranes. Les lipides ou les protéines transportés par ces intermédiaires doivent être triés en fonction de leur destination ; les mécanismes de tri sont encore fortement débattus parmi les biologistes (Cf. par exemple [1]) et sont l’objet de nombreuses polémiques. Nous avons pu montrer dans une thèse précédente que la courbure membranaire peut induire le tri de lipides, mais à la condition que la membrane soit proche de la démixtion [2], ce qui semble être le cas pour les membranes biologiques. Nous avons montré qu'en l'absence de protéine, la membrane est enrichie dans la zone courbée en phosphatidilcholine, lipides qui réduisent l’énergie de courbure de la membrane. Cependant, ce mécanisme ne permet pas de comprendre comment les sphingolipides peuvent être enrichis lors du transport du Golgi à la membrane plasmique. Nous avons alors proposé que si une protéine a une forte affinité pour les structures courbées et dans le même temps a une affinité pour les membranes riches en sphingolipides, cette interaction peut être dominante et les structures courbées enrichies en sphingolipides [3]. Cette hypothèse a été testée avec une toxine qui a ces caractéristiques mais qui n'est normalement pas impliquée dans le trafic des lipides d'une cellule saine. La cavéoline par contre est une protéine qui est transportée du Golgi à la membrane plasmique par des vésicules et qui participe à la formation à la membrane plasmique d'invaginations très enrichies en sphingolipides et en cholestérol (les cavéoles). Une hypothèse intéressante est qu'elle pourrait donc participer au transport du TGN à la membrane plasmique des sphingolipides et du cholestérol. Nous proposons donc d’étudier quantitativement l'enrichissement de la cavéoline et des sphingolipides dans des nanotubes de membrane. Ceux-ci sont formés à partir de Vésicules « géantes » (typiquement quelques dizaines de microns de diamètre). En aspirant la vésicule avec une micropipette, on peut fixer la tension membranaire et ainsi le diamètre du tube (typiquement de 10 à environ 100 nm). Nous utiliserons un montage mis au point au laboratoire, couplant pince optique pour mesurer la force sur le tube, microscopie confocale pour mesurer le tri par fluorescence et aspiration/micromanipulation par des micropipettes contrôler la courbure (Cf. Figure 1). Il faudra tout d'abord reconstituer la protéine dans des vésicules géantes et mesurer son affinité pour les structures courbées. Ensuite, dans les membranes contenant sphingolipides, cholestérol et phospholipides, il faudra étudier si la phosphatidilcholine est appauvrie dans les tubes en présence de cavéoline. Ce travail sera réalisé en collaboration directe avec l'équipe de biologie cellulaire de Christophe Lamaze à l'Institut Curie, spécialiste du trafic intracellulaire et en particulier des cavéoles.

Figure 1 : Nanotube de membrane formé à partir d’une vésicule géante aspirée dans une micropipette (à gauche) sur laquelle a été collée une bille (à droite) maintenue dans une pince optique

1- van Meer G., Voelker D. R., Feigenson G. W. (2008) Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 9, 112-124 2- Sorre B., Callan-Jones A., Manneville J.-B., Nassoy P., Joanny J. F., Prost J., Goud B., Bassereau P.

(2009) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A, 106, 5622-5626 3- Safouanne M, Berland L, Callan-Jones A, Sorre B, Römer W, Johannes L, Toombes GE, Bassereau P

(2010) Traffic on line (DOI:10.1111)



- 5 -

Laboratoire : Lab. de la Matière et des Systèmes Complexes

Adresse : Université Denis Diderot/Paris 7 – Bâtiment Condorcet – 10 rue Alice Domon et Léonie Duquet – 75205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : BERRET Jean François


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Nanoparticules fonctionnalisées, stabilité et interactions avec les protéines plasmiques. Résumé : Les nanoparticules super paramagnétiques d’oxyde de fer ou luminescentes de semi-conducteurs (quantum dots) ont des propriétés importantes pour la biologie et la médecine. Ces nanoparticules servent de marqueurs en microscopie par fluorescence ou en imagerie par résonance magnétique. Elles sont aussi utilisées dans des opérations de ciblage et de vectorisation de médicaments. Pour pouvoir être utilisées dans les applications biologiques, les particules doivent être fonctionnalisées, c’est-à-dire qu’il faut amener à leur surface (et cela sans déstabiliser la dispersion) des fonctions spécifiques qui induiront la furtivité ou permettront un ciblage à l’échelle nanométrique (Figure 1). L’objectif de ce stage est le développement de nano colloïdes fonctionnalisés pour les applications in-vivo.

Figure 1 : Représentation schématique d’une particule fonctionnalisée utilisée dans les thérapies tumorales.

Concrètement, il s’agira d’étudier les interactions entre des particules de 10 nm et des protéines modèles du plasma sanguin. C’est en effet par un mécanisme d’adsorption de ces protéines que se fait la reconnaissance des micro-organismes (et en particulier des nanoparticules) par le système immunitaire. Dans notre approche, les particules auront été préalablement enrobées par des macromolécules organiques, typiquement des polymères qui sont capables de les rendre furtives, ou des peptides de ciblage. Les études des interactions protéines-nanoparticules se feront par diffusion de lumière (étude de la microstructure des colloïdes formés) et par titration calorimétrique isotherme (ITC). L’ITC permet en effet une analyse extrêmement fine de la thermodynamique de ces interactions. Ce travail se fera dans le cadre du Réseau Européen Nano3T dédié au développement d’outils pour les thérapies tumorales ciblées. Référence : J. Fresnais, J.-F. Berret, B. Frka-Petesic, O. Sandre and R. Perzynski, Advanced Materials 20, 3877–3881 (2008) ; B. Chanteau, J. Fresnais and J.-F. Berret, Langmuir 2009, 25(16), 9064–9070 ; J. Fresnais, C. Lavelle and J.-F. Berret, Journal of Physical Chemistry C 113, 16371–16379 (2009)



- 6 -





N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Micro rhéologie non linéaire de milieux complexes confinés : applications au vivant. Résumé : Récemment, la recherche en nanoscience s’est intéressée à la synthèse et à l’association de nanoparticules inorganiques de 10 nm pour les applications en biomédecine. Dans notre groupe, nous avons développé une approche originale basée sur la complexation électrostatique pour la fabrication de bâtonnets magnétiques de diamètre 200 nm et de longueur de 1 à 100 μm. La figure 1 montre une image de microscopie électronique de ces bâtonnets faits à partir de nanoparticules de 7 nm de diamètre.

Figure 1 (gauche) : Image en microscopie électronique de bâtonnets nanostructurés super paramagnétiques. Figure 2 (droite) : Image de microscocpie optique de fibroblastes NIH-3T3 de souris ayant été incubés par des bâtonnets.

Ces agrégats allongés montrent une rigidité remarquable et des propriétés magnétiques héritées de celles des nanoparticules, en particulier d’être super paramagnétiques. Afin d’explorer un éventail d’applications plus large, nous souhaitons utiliser ces bâtonnets comme sondes mécaniques de milieux complexes confinés, et en particulier de cellules vivantes. Il est en effet connu que la viscosité du milieu intracellulaire est un paramètre clé qui affecte le transport de molécules et de protéines, et que des variations de viscosité sont liées à des disfonctionnements sévères au niveau cellulaire. Le stage consistera à étudier la micro rhéologie passive et active 1 - de fluides viscoélastiques modèles de Maxwell, 2 – de cellules vivantes de type fibroblastes de souris NIH/3T3 (figure 2). Récemment nous avons montré que les bâtonnets magnétiques étaient facilement internalisés par les cellules vivantes et qu’ils ne montraient pas de signe de toxicité à court terme. L’avantage des bâtonnets magnétiques est qu’ils peuvent explorer la réponse linéaire et non linéaire de fluides dans des conditions proches du cisaillement simple. Références : J. Fresnais, J.-F. Berret, B. Frka-Petesic, O. Sandre and R. Perzynski, Advanced Materials 20, 3877–3881 (2008) ; B. Chanteau, J. Fresnais and J.-F. Berret, Langmuir 2009, 25(16), 9064–9070 ; J. Fresnais, C. Lavelle and J.-F. Berret, Journal of Physical Chemistry C 113, 16371–16379 (2009)



- 7 -





N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Espèces réactives d'oxygène générées par l'internalisation de nanoparticules inorganiques. Résumé : Les nanoparticules inorganiques telles que les nano cristaux d’or, d’oxyde métallique ou de semi-conducteurs sont utilisées dans de nombreuses applications en science des matériaux et en biomédecine. En biomédecine par exemple, elles servent d’agents de contraste en IRM ou de vecteurs d’hyperthermie. Une des grandes questions à ce jour concerne la toxicité des particules inorganiques pour les espèces vivantes. Parce que les nanomatériaux sont le résultat de technologies nouvelles, leurs interactions avec le vivant et in fine leur toxicité restent mal connues. Des études récentes ont montré que l’activité biologique des nanoparticules dépend aussi des paramètres physico-chimiques des nanomatériaux, paramètres qui ne sont généralement pas pris en compte dans les tests de toxicité.

Figure 1 : Image en microscopie électronique de fibroblastes NIH-3T3 de souris incubées par des nanoparticules d’oxyde de cérium

Dans ce stage nous souhaitons étudier les espèces réactives d’oxygène (ROS) générées par l’internalisation de nanoparticules d’oxyde de fer (γ-Fe2O3) et de cérium (CeO2). Les ROS et en particulier les radicaux hydroxyles et super oxyde sont impliqués dans tous les phénomènes de stress oxydant. Ce dernier se manifeste lors de nombreux désordres pathologiques tels que les maladies cardiovasculaires ou dégénératives. Les expériences de ROS seront effectuées par cytométrie de flux utilisant la fluorescence induite de la molécule de DHE. Les paramètres d’étude seront la taille, l’enrobage et le degré d’agrégation. Concernant les particules de cérium, des travaux récents ont montré qu’à faibles doses, elles pouvaient protéger les cellules du stress oxydant et réduire des états inflammatoires grâce aux transitions entre CeIII et CeIV induites au sein de la particule par les changements de pH. Cette hypothèse sera testée au cours du stage. Les modèles cellulaires utilisés seront des fibroblastes de souris ainsi que des lymphoblastes humains. Référence : M. Safi, H. Sarrouj, O. Sandre, N. Mignet and J.-F. Berret, Interactions between sub-10 nm iron and cerium oxide nanoparticles and 3T3 fibroblasts : the role of the coating and aggregation state, Nanotechnology 21 (2010) 145103



- 8 -

Laboratoire : Lab. de Physico Chimie – Institut Curie

Adresse : 11 rue Pierre et Marie Curie – 75231 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : CAPPELLO Giovanni


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Étude par molécule unique du transport des acides nucléiques dans le cytoplasme, dans le cadre des nouvelles thérapies contre le cancer. Résumé : Le projet vise à analyser la nature du trafic des acides nucléiques du cytoplasme vers le noyau et d’identifier les partenaires protéiques responsables de ce mouvement. L’étude sera faite sur de petites molécules d’ADN double-brin (Dbaits) que nous développons comme adjuvants de la radiothérapie. Ces molécules miment des dommages double chaine de l’ADN, recrutent les protéines de réparation de l'ADN et inhibent la réparation de ces dommages. Les Dbait sensibilisent ainsi les tumeurs radiorésistances. Les premiers essais cliniques associant ces molécules à l’irradiation dans le traitement du Mélanome sont programmés pour janvier 2011. Dans ce projet les Dbait sont utilisés pour analyser le trafic cellulaire de l’ADN car ils sont extrêmement stables dans le cytoplasme (modifiés pour résister aux nucléases) et ils ont une activité à la fois dans le cytoplasme et dans le noyau. L’originalité de notre approche est d’utiliser les nouvelles méthodes de suivi molécule unique pour déterminer le parcours des Dbait dans une cellule humaine vivante. Nous proposons d'associer aux observations dans les cellules la réalisation d’un système minimal in vitro qui mime le transport intracellulaire de l’ADN. Les résultats de ce projet auront à la fois des implications cognitives sur le trafic cellulaire et des répercussions concernant le design des molécules utilisées en thérapie moléculaire.



- 9 -

Laboratoire : FOM Institut for Atomic and Molecular Physics (AMOLF)

Adresse : Science Park 104 – 1098 XG AMSTERDAM – The Netherlands

Responsable(s) de Stage : DOGTEROM Marileen

Téléphone : +310207547135 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Résumé : In living cells, picoNewton forces are generated by linear motor proteins that use cytoskeletal polymers as tracks, as well as by the polymerization dynamics of the polymers themselves. Interestingly, dynamic cytoskeletal polymers are often found to interact with molecular motors at specific cellular sites such as the cell cortex, allowing for force transduction between the two systems. We will investigate, in an in vitro model system using microfabrication and optical tweezers techniques, how forces are generated within molecular complexes consisting of cortex-attached dynein molecules and dynamic microtubule ends. In addition, newly-developed EM techniques will be applied to obtain precise information about the architecture of the force-transduction complex, in collaboration with researchers from the Dutch Cancer Institute (NKI) and the company FEI. *AMOLF (www.amolf.nl) carries out research in two main directions: Physics of Biomolecular systems and Nanophotonics. The research is organized within three research Departments: Biomolecular Systems, Molecular Nanophysics and the Center for Nanophotonics that work closely together. AMOLF employs about 150 FTE research staff in 16 research groups consisting of postdocs, PhD students, master students, each headed be one PI. In addition, AMOLF employs 60 FTE support staff.



- 10 -

Laboratoire : Laboratoire de Chimie Physique (LCP)

Adresse : Université Paris Sud 11 Bat 349 91405 Orsay

Responsable(s) de Stage : ERARD Marie – MEROLA Fabienne


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 470 : Chimie de Paris Sud (http://www.ed-chimie.u-psud.fr/spip.php?rubrique34) Titre du stage : Vers la détermination de constantes d’association en cellule : développement d’outils pour l’analyse quantitative du FRET. Résumé : L'imagerie de transfert résonnant d'énergie de fluorescence (FRET) est très utilisée aujourd'hui pour analyser des processus d'interaction moléculaire en cellule vivante. Le succès de cette technique est principalement lié au développement des variants spectraux de la Green Fluorescent Protein ou GFP (tel que le couple donneur-accepteur CFP/YFP), qui peuvent être directement fusionnés aux protéines d’intérêt et (sur)exprimés en cellule ou tissu vivant. Le FRET censé traduire l’interaction entre les protéines d’intérêt ne doit pas être confondu avec un FRET, dit „de proximité“ qui peut apparaître si l’expression et donc la concentration des protéines de fusion sont trop importantes (100 µm) dans le cytosol cellulaire.1 Il peut aussi intervenir lors de la surexpression de protéines dans des milieux confinés comme des membranes. 2 Il est possible de différencier le FRET „d’interaction“ de celui de „proximité“ et d’évaluer leur contribution au signal global en mesurant les variations du FRET en fonction des concentrations en donneur et en accepteur.2 Pour une interprétation moléculaire fiable, l'imagerie FRET doit donc être combinée avec une détermination simultanée des concentrations locales en fluorophore. L’objectif est d’ouvrir la voie à la détermination des stœchiométries effectives et des constantes d’association des complexes moléculaires formés dans le milieu cellulaire. Les données ainsi obtenues pourraient être comparées à celles issues, plus classiquement, de mesures biochimiques. Atteindre ces paramètres en cellule reste, pour l’instant, un défi majeur. Nous développons au laboratoire un système de spectro-microscopie pour l’imagerie quantitative du FRET basé sur la mesure des variations de la durée de vie de fluorescence du donneur en présence ou non d’accepteur (Fluorescence Lifetime Imaging ou FLIM). Il est combiné avec un système de vidéo-microscopie plein champ pour la détermination précise des quantités de fluorophores donneur et accepteur. L'objet du stage sera d'utiliser ces outils sur des cellules exprimant des formes cytosoliques de la CFP et de la YFP afin de valider une méthodologie de quantification des concentrations intracellulaires développée au laboratoire.3 Cette méthodologie sera comparée à des méthodes de calibration alternatives décrites dans la littérature (Western Blot, Spectromicroscopie de corrélation de fluorescence ou FCS, Microscopie confocale).4 La méthodologie mise au point sera appliquée au cours d’une thèse à la détermination des stœchiométries effectives et des constantes d’association dans le système NADPH oxydase étudié in vitro au laboratoire et ex vivo en collaboration avec l’équipe de Oliver Nüsse sur le campus (UMR-S757).5 1 Graihle et al ChemPhysChem 2006, 7(7), 1442 2 Kenworthy Trends in Biochemical Science 2002, 27(9), 435 3 Thèse de doctorat de L. Alvarez 2010 4 Wu et al Science 2005, 310(5746), 310, Wu et al Methods Cell Biol 2008, 89, 253 5 Baciou et al FEBS 2009, 583(19), 3225, Steinckwich et al Journal of Leukocyte Biology 2007, 81, 1054, Tlili et al submitted 2010



- 11 -

Laboratoire : Lab. des Systèmes d'Adhérence, Différenciation Cellulaire et Oncogenèse

Adresse : Institut Albert Bonniot – Centre de Recherche INSERM – UJF U823 – Équipe DYSAD – Site Santé – La Tronche – BP 170 – 38042 GRENOBLE Cedex 9

Responsable(s) de Stage : FOURCADE Bertrand

Téléphone : 04 76 54 94 74 06 82 17 37 29

Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 047 : de Physique Titre du stage : Théorie et modélisation d'une rosette de podosomes. Résumé : Le but de ce stage, qui pourra être poursuivi en thèse, est d'aborder ce problème d'auto-organisation remarquable et unique pour la biologie cellulaire sous l'angle de la physique statistique. Il s'agit d'un travail théorique et de modélisation qui visera à cerner les principes même de cette organisation. En particulier, on s'intéressera à des phénomènes hors-équilibre où les récepteurs d'adhésion sont vus comme des nano-réacteurs chimiques joueront un rôle clef. Ce travail fera appel à la physique des transitions de phase, aux phénomènes de croissance et à un jeu particulier d'équations de réaction-diffusion où l'élasticité du lien avec le substrat intervient. L'adhésion cellulaire comporte des structures adhésives avec des récepteurs d'adhésion spécialisés. Parmi ces récepteurs, on trouve la famille des intégrines qui sont des micro-systèmes à deux états. Dans leur état « on », une intégrine est liée à son leur ligand extracellulaire et au cytosquelette d'actine. Suivant le type de cellules, ces structures sont de types différents. Généralement, on trouve des adhésions focales qui se transforment en adhésions fibrillaires. Dans les cellules très invasives, néanmoins, et plus particulièrement dans les cellules cancéreuses, il existe un autre de type de structures adhésives capables de s'auto organiser en rosettes. Ces structures très dynamiques sont des invadopodes et des podosomes avec une colonne d'actine orientée préférentiellement de façon perpendiculaire au substrat. Il est probable que ces structures font appel à des signalisations antagonistes impliquant différents types d'intégrines. Cette signalisation pourrait tout à la fois résulter et induire une ségrégation de phase, chaque famille d'intégrines jouant un rôle d'initiateur ou d'inhibiteur.

Illustration 1 : Rosette de podosomes en expension (E. Plannus)

Il s'agit d'un projet à l'interface entre la physique et la biologie cellulaire qui devrait conduire à terme à proposer de nouvelles expériences afin de tester les propriétés du modèle physique. Le principe même de ce travail est de provoquer des allers-retours entre la théorie et les approches biologie cellulaire menées dans le groupe. Les discussions avec les biologistes spécialistes de l'adhésion cellulaire seront donc fortement encouragées. Du point de vue des techniques à proprement parler, ce travail fera appel à des outils de phénoménologie tant analytiques que numériques et qui sont indispensables pour traiter les phénomènes non-linéaires à la base de cette auto-organisation. Ce projet, comprenant la partie théorique, a reçu un financement permettant d'établir un calendrier sur trois ans. 1 Autre laboratoire impliqué : Structures et Propriétés des Architectures Moléculaires, UMR5819, UJF-CNRS, CEA



- 12 -

Laboratoire : Centre de Génétique Moléculaire

Adresse : CNRS – 1 avenue de la Terrasse – 91190 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : FOURMY Dominique


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 425 : Innovation Thérapeutique Titre du stage : Étude du décalage de phase de lecture d'un ribosome unique par microscopie de fluorescence. Résumé : Le ribosome est le moteur moléculaire responsable de la synthèse des protéines dans toutes les cellules. Afin de traduire une protéine, il se déplace le long de l’ARN messager pour en lire le code génétique. En effet, trois nucléotides successifs du brin d’ARNm forment un codon à associer à un acide aminé spécifique. Le ribosome, lors de la traduction, se déplace d’un codon exactement après chaque incorporation d’acide aminé. Cependant, il existe des structures secondaires stables de l’ARNm qui obligent le ribosome à ralentir car il doit les ouvrir pour continuer sa progression. Certaines de ces structures, de plus, induisent un décalage de la phase de lecture du ribosome qui se déplace de 2 ou 4 nucléotides lors de leur franchissement. Le sujet de stage proposé se situe dans le cadre d’un programme de recherche commun entre l’équipe « structure et dynamique des ARN » du Centre de Génétique Moléculaire et l’équipe biophotonique du groupe d’optique atomique de l’Institut d’Optique. Son but est de mieux comprendre le comportement dynamique du ribosome lors du passage de structures secondaires de l’ARNm induisant un décalage de la phase de lecture. Nous étudions déjà, dans le cadre de cette collaboration, la vitesse de traduction d’un ARNm ne comportant pas de structure secondaire particulière. Cette étude dynamique est effectuée par microscopie de fluorescence, à l’échelle de la molécule unique, en co-localisant un ribosome marqué avec un nano-cristal semi-conducteur et un acide aminé auquel est fixée une molécule fluorescente. Le projet proposé est dans la continuité de ces travaux. Il concerne l’étude par microscopie de fluorescence de molécules uniques du temps de pause engendré par le franchissement d’une structure secondaire particulière de l’ARNm. Ce stage pourra être poursuivi par une thèse. Dans ce cadre, nous étudierons aussi par pince optique la force nécessaire pour ouvrir cette même structure secondaire d’un brin d’ARNm unique. Cette autre technique développée elle aussi à l’Institut d’Optique permet de manipuler des objets uniques et de mesurer des forces dans la gamme 1-100 pN. Finalement, nous combinerons les deux techniques pour étudier plus finement le décalage de la phase de lecture du ribosome lors du franchissement de la structure. L’étudiant aura idéalement une formation de physicien orientée vers l’interface avec la biologie. Il sera intégré dans l’équipe de l’Institut d’Optique, où se trouvent les dispositifs expérimentaux optiques, mais il travaillera à la mise au point des échantillons biologiques à l’ICSN, en collaboration avec l’équipe des biologistes et en ayant accès à leurs équipements.



- 13 -

Laboratoire : Lab. de Physique

Adresse : ENS Lyon – 46 allée d’Italie – 69364 LYON cedex 07

Responsable de Stage : FREYSSINGEAS Eric


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 0052 : Physique et Astrophysique ; UCB Lyon 1 et ENS Lyon Titre du stage : Étude de la dynamique interne du noyau d'une cellule vivante par diffusion dynamique de la lumière. Résumé : La connaissance de la dynamique interne du noyau d’une cellule vivante apparaît comme essentielle pour la compréhension du fonctionnement de la cellule eucaryote. De ce fait, depuis une quinzaine d’année, de très nombreuses études ont été conduites pour étudier les propriétés dynamiques du noyau d’une cellule. Ces études, qui utilisent des techniques de fluorescence, montrent que cette dynamique est à la fois riche et complexe, impliquant une multitude de phénomènes différents qui doivent remplir des fonctions bien précises et qui se produisent sur des échelles de temps et d’espace très différentes. Ces résultats, cependant, donnent seulement une vision partielle de cette dynamique puisque les études par fluorescence ne peuvent donner des informations que sur des processus associés à des objets qui ont été marqués. En conséquence, la dynamique globale, qui reflète les corrélations à la fois en temps et en espace, est toujours complètement inconnue alors qu’il est évident que sa connaissance contribuerait à une meilleure compréhension du noyau et de son activité. Notre projet de recherche s’inscrit dans cette problématique. Il a pour but d’étudier la dynamique interne globale du noyau d’une cellule vivante, par une technique bien connue en physique : la diffusion dynamique de la lumière (DDL). Jusqu’à présent aucune étude de ce type n’avait été menée et nous avons développé un dispositif expérimental original dont les premiers résultats indiquent que cette approche est prometteuse pour ce genre d’études [1–3]. En particulier, il semble que ce type d’expériences permette d’obtenir des informations sur la dynamique de la chromatine. Néanmoins, ces travaux « pionniers » doivent être complétés et approfondis pour trouver le lien entre ces mesures et des processus biologiques. En utilisant la diffusion dynamique de la lumière, nous souhaitons obtenir des mesures quantitatives sur la dynamique interne de noyaux de cellules vivantes dont les processus de remodelage de la chromatine auront été modifiés de façons contrôlées. En comparant la dynamique obtenue après de telles modifications à celle obtenue sur des noyaux dans des conditions de culture normale, nous devrions obtenir des informations sur la dynamique de la Chromatine en fonction de l’état du noyau et son activité. Parmi les modifications possibles, on pense utiliser : la déplétion en ATP, le choc thermique, l’acétylation et/ou la méthylation des histones, l’infection virale et l’utilisation de siRNA pour bloquer les facteurs du remodelage de la chromatine.

Pour mener à bien ce projet l’étudiant en thèse devra apprendre un certain nombre de techniques de biologie cellulaire et de biochimie, qui s'ajouteront aux techniques expérimentales utilisées (diffusion dynamique de la lumière et microscopie de fluorescence), à l’analyse des données, ainsi qu'à la modélisation des résultats obtenus qui sont des méthodes et des concepts de physique.

Il est à noter que ce travail bénéficiera de collaborations avec d’autres chercheurs de École Normale Supérieure de Lyon, en particulier de Pierre Borgnat et Martin Castelnovo (du laboratoire de physique), pour le traitement des données et la modélisation théorique des résultats expérimentaux, ainsi que d'Evelyne Goillot (du laboratoire de Biologie Moléculaire de la Cellule), pour ce qui touche à la biologie cellulaire et la biochimie.

Références

[1] M. Suissa, C. Place, E. Goillot, B. Berge, et E. Freyssingeas, Europhys. Lett., 78, 38005, 2007. [2] M. Suissa, C. Place, E. Goillot, et E. Freyssingeas, Eur. Phys. J. E, 26, 435–448, 2008. [3] M. Suissa, C. Place, E. Goillot, et E. Freyssingeas, Biophys. J., 97, 453–461, 2009.



- 14 -

Laboratoire : Lab. Botanique et Bioinformatique de l'Architecture des Plantes

Adresse : Boulevard de la Lironde – TA A-51/PS2 – MONTPELLIER Cedex 5

Responsable(s) de Stage : GAUCHEREL Cédric


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : L'auto-organisation du paysage vue par les modèles neutres. Résumé :

1. Contexte de l’étude et question scientifique La question de recherche centrale de ce sujet consiste à améliorer notre compréhension du fonctionnement des paysages ruraux (forestiers, agricoles, périurbains). Le paysage est un objet constitué d’un ensemble d’éléments de natures très différentes qui interagissent dans l’espace et le temps, à différentes échelles simultanément. La communauté scientifique ne parvient pas encore à comprendre comment cet objet complexe « émerge » des interactions plus ou moins locales qu’il abrite. L’objectif de ce sujet de thèse est de répondre à ces questions devenues urgentes dans un contexte de changements environnementaux, de pressions démographiques et de choix énergétiques. Dans un premier temps, nous souhaitons développer une famille de modèles neutres de paysages (au sens test d’hypothèse nulle) sur la base d’une description Hamiltonienne qui a déjà fait ses preuves dans différentes situations (forestières et agricoles). Ces modèles, déjà disponibles sous formes algorithmiques, méritent d’être mieux étayés et formalisés analytiquement, sur la base des outils de la physique statistique ou de la théorie du contrôle optimal. Le candidat vérifiera simultanément, à partir des nombreuses données accessibles, s’ils rendent compte de structures paysagères fréquentes ou plus rares.

2. Méthode Dans un second temps, l’enjeu consistera à comprendre comment le système soumit à des processus écologiques (tels que la dispersion et la compétition d’espèces végétales) parvient à des structures auto-organisées. Nous prévoyons de réaliser ce changement d’échelle développant des processus ponctuels (point-patterns) dans des situations simplifiées, avec des noyaux de dispersion par exemple, et en étudiant leurs structures spatiales agrégées et catégorielles à plus grande échelle.

Dans un troisième temps enfin, nous espérons que le candidat s’appuiera sur les résultats précédents pour caractériser (estimer le coefficient de la loi en puissance) et interpréter (déduire ce coefficient de ce que l’on sait des processus à l’œuvre) les paysages observés à notre disposition. Le candidat qui partirait en post doctorat (bourse ASC) sur ce sujet mettrait alors à profit ces cas particuliers pour développer plus largement une théorie de l’auto-organisation des paysages qui nous fait aujourd’hui défaut. Les modèles neutres s’inspirant de la physique offre un potentiel difficile à épuiser même en cinq années de recherche et l’on pourrait à ce stade d’avancement du travail espérer par exemple modéliser des dynamiques hors-équilibre et des transitions paysagères (au sens physique des termes) dont on sait déjà qu’elles sont à l’œuvre autour de nous.



- 15 -

Laboratoire : Lab. de Biologie du Développement – Équipe "Polarité, Division et Morphogenèse"

Adresse : Institut Curie – 26 rue d'Ulm – 75248 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : GRANER François/BELLAÏCHE Yohanns

Téléphone : 01 56 24 63 91 Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Dynamique des cellules au sein d'un tissu en développement. Résumé : Comment une larve de mouche se métamorphose-t-elle en un insecte adulte ? La drosophile est un excellent système d'étude pour la biologie du développement. En effet, c'est un modèle de base pour la génétique, pour lequel on dispose de nombreux mutants. En outre, on peut filmer le dos de l'animal vivant, et y suivre en détail chacune des cellules du tissu. On observe que les cellules opèrent des changements de taille, de forme, de position et de voisins. Par ailleurs, les cellules se divisent, et certaines meurent, donc même leur nombre change. Ces divers changements déterminent le changement de forme du tissu, et donc sa forme finale à l'âge adulte. Un tissu est ainsi un matériau cellulaire actif. Comprendre son comportement implique deux aspects complémentaires : - D'une part, le comportement individuel d'une cellule : comment sa dynamique est-elle régulée à la fois par son adhésion, sa tension, et par les forces qu'elle subit ? - D'autre part, le comportement collectif : comment les changements qui concernent les cellules individuelles s'additionnent-ils pour déterminer la taille, la forme et l'organisation du tissu adulte ? Pour répondre à ces deux questions, nous développons plusieurs méthodes, à des échelles de taille variées : la molécule, la cellule, le tissu. Actuellement, nous mesurons et décrivons la dynamique des cellules, ainsi que les forces au sein du tissu. Ensuite, nous souhaitons les modifier par des mutations, ce qui permettra d'analyser l'effet de différents gènes. Les données ainsi obtenues devront être assemblées : pour cela, nous souhaitons identifier des modes de représentation originaux. Enfin, nous souhaitons aboutir à un modèle et des simulations numériques permettant de relier le niveau de la cellule et celui du tissu. L'étudiant/e aura à s'intégrer dans une collaboration interdisciplinaire incluant de la biologie du développement, de la mécanique des solides et des fluides, et de l'analyse des données par informatique.




- 16 -

Laboratoire : Centre de Recherche Paul-Pascal – CNRS Université Bordeaux

Adresse : 115 avenue Albert Schweitzer – 33600 PESSAC

Responsable(s) de Stage : GRELET Éric

Téléphone : 05.56.84.56.13 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : - ED de physique de Bordeaux Titre du stage : Auto-organisation de nanoparticules biologiques modèles. Résumé : L’enjeu du projet est l’étude de l’auto-assemblage de nanoparticules biologiques anisotropes, les bactériophages fd. Ces macromolécules constituent, en raison de leur exceptionnelle uniformité en taille, un système modèle pour l’étude de l’auto-organisation de la matière condensée. Leur longueur parfaitement définie permet l’apparition d’une phase smectique, dont l’arrangement lamellaire est observable directement en microscopie optique, ce que n’autorisent pas les nanoparticules ou polymères de synthèse connus actuellement. Un marquage spécifique en fluorescence permet leur visualisation à l’échelle de la particule unique, permettant ainsi des études fondamentales originales. Des techniques de biologie moléculaire permettent également de produire des mutants, dont la longueur, la charge, et la flexibilité peuvent être modifiées. Plus particulièrement, nous avons abordé la question de l’expression et de la transmission de la chiralité dans les différentes mésophases formées, de la phase cholestérique à la phase colonnaire hexatique, récemment découverte au laboratoire. Nous souhaitons en premier lieu poursuivre ces investigations en faisant varier d’une part les conditions physico-chimiques (force ionique, pH,…) et d’autre part les caractéristiques physiques des nanoparticules (flexibilité, charge,…) pour tester l’influence de ces paramètres sur la structure et la dynamique des mésophases formées.

Mots clés : Virus, auto-organisation, systèmes biologiques, cristaux-liquides.

Phase lamellaire torsadée observée en microscopie optique

Références : M.P. Lettinga, E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 99, 197802 (2007) E. Grelet, S. Fraden, Phys. Rev. Lett. 90, 198302 (2003) F. Tombolato, A. Ferrarini, E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 96, 258302 (2006) E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 100, 168301 (2008)



- 17 -

Laboratoire : Lab. Pasteur – Département de Chimie

Adresse : ENS – 24 rue Lhomond – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : GUEROUI Zoher


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Morphogenèse du cytosquelette et processus de type réaction-diffusion. Résumé : Contexte. Une question centrale en biologie concerne la formation et le maintien d’organisations cellulaires mésoscopiques. Nous nous intéressons aux processus contrôlant l’émergence de structures biologiques comme le cytosquelette, un réseau tridimensionnel formé de polymères biologiques polarisés (microtubules, actine…). Cette organisation supramoléculaire contribue à l’intégrité mécanique de la cellule et participe à différentes fonctions comme la division cellulaire. Des études récentes ont montré que la morphologie du cytosquelette est déterminée par les propriétés intrinsèques de ses éléments constitutifs mais aussi par des éléments de régulation intracellulaires. Ces réseaux de régulation peuvent être décrits comme des processus de type réaction-diffusion participant à l’organisation spatio-temporelle du cytosquelette. Bien que les détails moléculaires et la topologie des cascades biochimiques commencent à être bien connus, les principes généraux régissant ces réseaux de régulation restent eux encore peu compris. Objectif du stage: Nous voulons observer et mesurer la dynamique de structures du cytosquelette, comme le fuseau mitotique, dans des conditions où nous pouvons modifier de façon contrôlée le micro-environnement cellulaire. Nous utiliserons dans un premier temps un système reconstitué à partir d’extrait cellulaire d’amphibien (Xénope) capable de récapituler les différentes étapes du cycle cellulaire. Ce système permet de réaliser des micromanipulations physiques et des perturbations pharmacologiques (Figure).

Observations par microscopie de fluorescence de structures obtenues au sein d’extraits de Xénope: a. Réseau d’asters. b Aster confiné au sein d’un micro-compartiment. c. Fuseau bipolaire formé à partir d’un « chromosome artificiel ».

Pour modifier localement le micro-environnement cellulaire, nous développons deux axes de recherche : (1) Nous utilisons

des nanoparticules fluorescentes et magnétiques couplées à des protéines de régulation du cytosquelette. À l’aide d’un champ magnétique, nous pouvons créer des hétérogénéités spatiales de régulateurs au sein de l’espace cytoplasmique, et donc moduler spatialement les processus de réaction-diffusion et les propriétés dynamiques d’assemblage protéiques des microtubules. (2) En parallèle à cette première approche, l’utilisation d’un dispositif microfluidique nous permet de générer des perturbations biochimiques spatiotemporelles pour étudier les propriétés de robustesse ou d’adaptation du fuseau mitotique face à un environnement fluctuant. Ce projet interdisciplinaire combine des techniques variées (biologie cellulaire, physico-chimie, biophysique, microfluidique, microscopie…) et bénéficie de collaborations avec des chimistes, biologistes et physiciens. Bibliographie: - Effects of confinement on the self-organization of microtubules and motors. Pinot M et Al. Current Biology. 2009, 19, 954-60. - Examining how the spatial organization of chromatin signals influences metaphase spindle assembly. Gaetz J, Gueroui Z, Libchaber A, Kapoor TM. Nature Cell Biol. 2006, 8, 924-32. - Small and Stable Peptidic PEGylated Quantum Dots to Target Polyhistidine-Tagged Proteins with Controlled Stoichiometry. Dif A. et Al. J Am Chem Soc. 2009. 131(41):14738-46.



- 18 -

Laboratoire : Lab. de Physico Chimie

Adresse : CNRS UMR 168 – Institut Curie – 11 rue Pierre et Marie Curie – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : ISAMBERT Hervé


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 387 : Interdisciplinaire pour le Vivant ED 474 : Frontières du Vivant Titre du stage : Nanostructures ARN. Résumé : Les acides ribonucléiques (ARN) naturels, à l’inverse de nombreuses protéines, ne sont pas connus pour former de larges structures supramoléculaires malgré leur grande variété de fonctions cellulaires. Ceci est d’autant plus étonnant, que de nombreux auto-assemblages moléculaires artificiels ont été construits avec succès à partir d’ADN ou d’ARN synthétiques. Nous avons découvert récemment qu’un petit ARN de régulation de la bactérie Escherichia coli, DsrA, s’auto-assemblait pour former de longs filaments, ainsi que des nanostructures plus complexes (1). Motivé par ces premiers résultats, ce projet de stage et/ou thèse a pour objectifs (i) d'étudier le rôle fonctionnel des nanostructures de DsrA dans la régulation au stress (cold shock) d' E.coli et aussi (ii) de trouver d’autres ARN ayant la propriété de s’auto-assembler parmi les séquences d’ARN naturels de génomes bactériens et eucaryotes. Concernant les fonctions de régulation des nanostructures de DsrA, des résultats préliminaires suggèrent qu'elles proviennent de la relaxation de contraintes mécaniques stockées dans ces nanostructures. L’étude s’attachera à dégager les principes de telles régulations ARN basées sur l’auto-assemblage et les changements structuraux d’ARN non-codants (1-4). Les approches expérimentales utilisées seront la microscopie à force atomique (AFM) in vitro et la microscopie de fluorescence (FISH, fluorescent in situ hybridization) in vitro et in vivo.

Le second volet sera de chercher de nouveaux ARN qui s’auto-assemblent parmi les séquences d’ARN naturels de génomes bactériens et eucaryotes. Cette partie s'appuiera aussi sur des résultats préliminaires basés sur des prédictions bioinformatiques de l'équipe (5-7). Les propriétés d’auto-assemblage de ces séquences ARN candidates les plus intéressantes seront testées expérimentalement au laboratoire par AFM et FISH. Une attention particulière sera portée aux changements structuraux sous l’effet de facteurs environnementaux (température, métabolites, cibles de régulation) en lien avec leur fonction biologique.

Références: 1. B. Cayrol, C. Nogues, A. Dawid, I. Sagi, P. Silberzan & H. Isambert, A nanostructure made of bacterial non-coding RNA, J Am Chem Soc 131(47) : 17270-17276 (2009). 2. A. Dawid, B. Cayrol & H. Isambert, RNA synthetic biology inspired from bacteria : construction of transcription attenuators under antisense regulation, Phys. Biol., 4, 28 (2009). 3. A. Xayaphoummine, V. Viasnoff, S. Harlepp & H. Isambert, Encoding folding paths of RNA switches, Nucleic Acid Res., 35 (2), 614-622 (2007). 4. V. Viasnoff, A. Meller & H. Isambert, A DNA nanomechanical switch under folding kinetics control, Nano Lett., 6, 101-104 (2006). 5. A. Xayaphoummine, T. Bucher, F. Thalmann & H. Isambert, Prediction and statistics of pseudoknots in RNA structures using exactly clustered stochastic simulations, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100, 15310-15315 (2003). 6. A. Xayaphoummine, T. Bucher & H. Isambert, Kinefold web server for RNA/DNA folding path and structure prediction including pseudoknots and knots, Nucleic Acid Res., 33, 605-610 (2005). 7. Isambert H, Siggia ED, Modeling RNA folding paths with pseudoknots: Application to hepatitis delta virus ribozyme, Proc Natl Acad Sci USA ; 97, 6515-6520 (2000).



- 19 -

Laboratoire : Équipe d'Architecture et Dynamique des Tissus Épithéliaux

Adresse : Institut de Biologie du Développement de Marseille-Luminy – UMR 6216 – Case 907 – Parc Scientifique de Luminy – 13288 MARSEILLE Cedex 09

Responsable(s) de Stage : LE GOFF Loïc


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Physique et Science de la Matière, Sciences de la Vie et de la Santé d'Aix-Marseille Titre du stage : Croissance des tissus : 1/ la mécanique d'un tissu en croissance – 2/ croissance par cooptation des tissus voisins. Résumé : Les tissus biologiques manifestent une grande robustesse dans leur forme et leur taille. Cette robustesse est associée à deux formes de plasticité, les réarrangements cellulaires et la croissance par divisions cellulaires, dont l'orchestration dicte la forme finale des tissus (Lecuit & LeGoff 2007). Les mécanismes sous-jacents à cette orchestration sont cependant peu connus et ce stage se propose d'aborder cette question sous un angle original. Nous étudions comment des signaux intercellulaires orchestrant la morphogénèse -les morphogènes- contrôlent la mécanique du tissu et ainsi orientent le remodelage et la croissance. Le système expérimental est le disque imaginal de la Drosophile, un épithélium monocouche précurseur de l'aile adulte. Il peut être observé vivant, en microscopie confocale, et perturbé mécaniquement et génétiquement dans des clones. Nous avons développé ces deux dernières années une approche expérimentale permettant d’analyser les répercussions de la croissance des disques d’ailes sur leur mécanique. Nous cultivons pendant plusieurs heures sous un microscope confocal des disques excisés. Une analyse systématique des déformations cellulaires nous a permis de mettre en évidence l’émergence de contraintes mécaniques internes dans le tissu. Ces observations sont appuyées par l'utilisation d'un dispositif d'ablation laser, qui permet de déstabiliser les structures subcellulaires et en déduire, par une mesure de relaxation spatiale, les tensions mécaniques qui leur étaient imposées (Rauzi et al 2008). Projet1 : L’objet du stage consistera à étudier les répercussions éventuelles de ces contraintes internes sur la croissance elle-même : Ces contraintes affectent-elle la façon dont les cellules se divisent (fréquence, orientation des divisions) ? Peut-être n’orientent-elle pas les divisions, mais les réarrangements cellulaires post-mitotiques par échanges de voisins (plasticité tissulaire). Notre analyse pourra se porter sur différentes zones de l’aile afin de corréler l’amplitude des contraintes mécaniques à un effet plus ou moins fort sur les divisions cellulaires. Le travail expérimental combinera observations au microscope confocal, analyse d’image quantitative pour analyser les divisions cellulaires, perturbations mécaniques par ablation laser et perturbations génétiques (clones) pour altérer localement la mécanique du tissu par des outils génétiques simples et puissants. Projet 2 : L’étudiant peut aussi s’associer à un deuxième projet, plus prospectif : il consiste à étudier la dynamique spatio-temporelle de l’identité cellulaire dans le disque de l’aile. En effet, un tissu peut croitre non seulement par division de ses cellules mais aussi par cooptation des cellules des tissus voisins. Par exemple, il a été proposé par le groupe de Gary Struhl (Zecca & Struhl 2007) que le précurseur de l’aile croit en partie par un recrutement progressif, en périphérie du tissu, de cellules qui n’étaient pas initialement destinées à devenir des cellules d’ailes. Ce recrutement se fait par propagation de l’expression du gène sélecteur (régulateur de l’identité cellulaire) vestigial, qui confère aux cellules l’identité « aile ». L’objet du stage sera dans un premier temps d’observer une éventuelle propagation de l’expression de vestigial (à l’aide d’un rapporteur fluorescent d’expression). Cela représenterait un exemple original d’expression d’un gène sélecteur qui ne se fait pas par descendance clonale mais par une régulation spatio-temporelle dynamique. Dans un deuxième temps, nous quantifierons les contributions respectives à la taille finale du tissu de la croissance par divisions cellulaires et de la croissance par cooptation des tissus voisins. Ce projet nécessite de développer un mode d’imagerie des disques imaginaux des larves de drosophile sur des échelles de temps plus longues que les méthodes actuelles (>24h). Pour ce faire nous imagerons les disques d’ailes directement dans la larve vivante, anesthésiée un bref instant (pour stopper tout mouvement parasite) le temps d’acquérir l’image. Nous adapterons alors un protocole initialement développé pour l’imagerie de la synapse neuromusculaire (Fuger et al. 2007). Ce stage s'effectuera à l'institut de biologie du développement de Marseille dans une équipe de biologistes et de physiciens, spécialiste de la morphogénèse épithéliale. Toutes les compétences nécessaires à cette recherche pluridisciplinaire sont disponibles sur place (génétique de la drosophile /physique statistique de la matière molle/ photonique). Références : Lecuit T, Le Goff L.Orchestrating size and shape during morphogenesis. Nature. (2007) vol450, p189 Rauzi M, Verant P, Lecuit T, Lenne PF. Nature and anisotropy of cortical forces orienting Drosophila tissue morphogenesis. Nat Cell Biol. (2008) Zecca M & Struhl G. Recruitment of cells into the drosophila wing primordium by a feed-forward circuit of vestigial autorégulation. Development. (2007) Fuger et al. Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses. Nat. Protocols (2007)



- 20 -

Laboratoire : IBDML – Institut de Biologie de Développement – UMR 6216

Adresse : Case 907 – Parc Scientifique de Luminy – 13288 MARSEILLE Cedex 9

Responsable(s) de Stage : LENNE Pierre-François


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 062 : Sciences de la vie et de la Santé ED 0352 : Physique et Sciences de la matière Titre du stage : Fluctuations, réarrangements et écoulements cellulaires lors de la morphogenèse des tissus. Résumé : Comment les formes cellulaires et tissulaires sont-elles modelées au cours du développement ? Pour répondre à cette question, il est important de connaître les forces à l’origine des changements de formes cellulaires et tissulaires et de déterminer comment ces forces sont produites et maintenues aux différents stades du développement. Dans ce but, nous étudions la morphogenèse précoce d’un épithélium et cherchons à déterminer comment les forces émergent de la dynamique du cytosquelette et des molécules d’adhésion. Par nature, ces forces sont fluctuantes et conduisent dans certains cas à des réarrangements locaux. Le but de ce stage est de quantifier la dynamique du cytosquelette en lien avec les mouvements cellulaires. Le stage comportera une partie expérimentale d’observation par des méthodes optiques avancées et une partie d’analyse quantitative des mouvements. Le stage s’effectuera dans un groupe pluridisciplinaire de physiciens/biophysiciens au sein d’un laboratoire de biologie. Quelques références : - Lecuit, T. & Lenne, P. F. Cell surface mechanics and the control of cell shape, tissue patterns and morphogenesis. Nature Rev Mol Cell Biol 8, 633-644 (2007). - Rauzi, M., Verant, P., Lecuit, T. & Lenne, P. F. Nature and anisotropy of cortical forces orienting Drosophila tissue morphogenesis. Nature Cell Biol 10, 1401-1410 (2008). - Rauzi, M., Lenne, P. F. & Lecuit, T. Nature in press

Site internet : http://www.ibdml.univ-mrs.fr/equipes/lenne_web/



- 21 -





N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 062 : Sciences de la vie et de la Santé ED 0352 : Physique et Sciences de la matière Titre du stage : Microscopie 3D pour l’étude de la dynamique cellulaire lors de la morphogenèse des tissus. Résumé : Lors du développement embryonnaire, les mouvements cellulaires sont spatialement et temporellement organisés. Le suivi en temps réel de cette chorégraphie cellulaire requiert des méthodes non invasives pouvant imager dans son entier un organisme chaque seconde environ avec une résolution spatiale au dessous du micron. Le but de ce stage est de participer au développement d’un système d’imagerie 3D fondé sur une méthode récente (imagerie à feuille de lumière). En particulier, l’étudiant devra réaliser une reconstruction 3D à partir de différentes prises de vue. Le système d’étude sera en premier lieu l’embryon de Drosophile qui se prête particulièrement bien aux approches quantitatives biophysiques et à l’imagerie. Le stage s’effectuera dans un groupe pluridisciplinaire de physiciens/biophysiciens/ingénieurs au sein d’un laboratoire de biologie. Quelques références : - Lecuit, T. & Lenne, P. F. Cell surface mechanics and the control of cell shape, tissue patterns and morphogenesis. Nature Rev Mol Cell Biol 8, 633-644 (2007). - Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J. & Stelzer, E. H. Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy. Science 305, 1007-1009 (2004). - Rauzi, M., Verant, P., Lecuit, T. & Lenne, P. F. Nature and anisotropy of cortical forces orienting Drosophila tissue morphogenesis. Nature Cell Biol 10, 1401-1410 (2008).

Site internet : http://www.ibdml.univ-mrs.fr/equipes/lenne_web/



- 22 -





N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 062 : Sciences de la vie et de la Santé ED 0352 : Physique et Sciences de la matière Titre du stage : Vagues calciques et signalisation durant la morphogenèse animale. Résumé : La morphogenèse des tissus et des organes repose sur la division, la mort, les mouvements et les changements de forme cellulaires. Cet ensemble de comportements est fortement régulé durant le développement animal. Un élément clé de cette régulation est la coordination entre l’adhésion et les forces exercées par le cytosquelette. Notre équipe utilise l’embryogenèse de la mouche du vinaigre (Drosophila melanogaster) comme un système modèle pour étudier les principes physiques à l’origine de ces processus biologiques. Dans un grand nombre de systèmes, il a été montré que l’adhésion cellule-cellule et le réseau du cytosquelette d’actine-myosine est régulé par la signalisation calcique. Le calcium est un ion présent dans tous les tissus animaux mais de manière surprenante, nous connaissons très peu son rôle durant la morphogenèse précoce des animaux et en particulier chez la Drosophile. Le projet de stage vise à étudier le rôle potentiel du Calcium durant le remodelage des tissus de l’embryon de Drosophile. Nous étudierons si le Calcium régule l’adhésion et la contractilité du réseau d’actine-myosine durant la morphogenèse. Ce projet offre l’opportunité de combiner une grande variété de techniques expérimentales, en particulier fondées sur l’imagerie calcique et l’analyse d’images. Le stage s’effectuera dans un groupe pluridisciplinaire de physiciens, biologistes et ingénieurs au sein d’un laboratoire de biologie. Les candidats à ce stage doivent avoir une formation en biologie, physique ou ingénierie avec un goût pour les approches à l’interface entre disciplines. Site internet : http://www.ibdml.univ-mrs.fr/equipes/lenne_web/



- 23 -

Laboratoire : Lab. Adhésion et Inflammation – INSERM U600 – CNRS UMR 6212

Adresse : Case Courrier 937 – 163 avenue de Luminy – 13288 MARSEILLE Cedex 09

Responsable(s) de Stage : LIMOZIN Laurent / SENGUPTA Kheya


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 352 : Physique et Sciences de la Matière Titre du stage : Contraintes spatiales et mécaniques dans la formation de la synapse immunologique. Résumé :

La reconnaissance par les cellules lymphocytaires T de cellules présentatrices d'antigènes (APC) est la première étape de la défense immunitaire adaptative. Lorsqu'un peptide antigénique est reconnu comme pathogène par la cellule T, elle établit dans la zone de contact avec la cellule présentatrice, une synapse immunologique (SI), organisation membranaire adhésive ségrégant différentes protéines en cercles concentriques. Cette organisation spatiale, initiée par la formation de micro-agrégats de récepteurs T, est considérée comme essentielle pour une prise de décision cellulaire correcte et la suite du comportement de la cellule T [1]. Fig. : Anneaux concentriques formant la synapse visualisés en vert et rouge à l'interface entre une cellule T et une cellule présentatrice d'antigène (Couverture Science 285

(5425) 1999) De façon particulièrement intéressante pour le biophysicien, une synapse immunologique fonctionnelle et correctement structurée peut aussi être formée entre une cellule T et des membranes lipidiques supportées (SLB), bi fonctionnalisées avec des antigènes et des protéines d'adhésion (ICAM – ligands des intégrines) mobiles [1]. Si les antigènes et les protéines d'adhésion sont immobilisés sur la surface, la SI ne peut être formé seulement quand les antigènes forment des micro-îlots dans une mer de ligands. Il a été suggéré que la stabilité de la synapse pourrait provenir d'un équilibre délicat entre les forces appliquées par la cellule T, dont la somme s'annule, plutôt que par la pause brutale et improbable dans l'application de la force motrice de la cellule précédemment en mouvement [1]. Nous proposons d'étudier la SI dans un système hybride cellule-T / SLB ou cellule-T/micro-îlot en observant l'organisation des protéines par fluorescence en réflexion totale interne (TIRF) et la topographie membranaire par l'application de nouveaux développements de la microscopie de contraste interférentiel en réflexion (RICM) [2]. En premier lieu, l'étalement précoce sur SLB sera comparé à des surfaces de type micro-îlot immobile. Puis une force externe verticale de quelques pN sera appliquée par des pinces magnétiques [3], dans le but de d'étudier ses propriétés mécaniques ; en effet les forces associées avec la SI sont estimées de l'ordre de 2 pN [1]. Ce type de stimulation est par exemple capable d'induire la ségrégation (clustering) d'intégrines dans un système biomimétique dans le cas de récepteurs mobiles et conduit à la rupture des liens moléculaires dans le cas de récepteurs fixes [4]. Notre but sera d'explorer l'effet d'une telle force sur la formation et la dynamique des micro-agrégats de récepteurs T ainsi que sur la stabilité d'une synapse organisée. Par exemple, des différences sont-elles visibles dans la configuration de ligands/antigènes mobiles ou immobiles ? Pré-requis de l’étudiant : Intérêt pour l’interdisciplinarité physique/chimie/immunologie. [1]. M. Dustin, Cold Springs Harb Perspect Biol 2009;1:a002873. [2]. L. Limozin and K. Sengupta. ChemPhysChem, 10(16):2752-2768 (2009) [3]. L. Limozin, A. Roth, E. Sackmann. Phys. Rev. Lett. 95: 178101 (2005) [4]. A.Smith, K. Sengupta, S. Gönnenwein, U. Seifert and E. Sackmann. Proc. Nat. Acad. Sc. USA 105:6906-11 (2008).


- 24 -

Laboratoire : Institute of Cell Biology / ZMBE

Adresse : Von-Esmarch-Straße 56, D-48149 Münster, Germany

Responsable(s) de Stage : MAUGIS Benoît / RAZ Erez

Téléphone : +49 251 83 57180 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Biophysical mechanisms of single-cell migration in vivo Abstract : This project aims at understanding how cells establish and maintain a leading edge during single-cell migration in vivo. To this end, we employ the model of zebrafish Primordial Germ Cells (PGCs) migration (Raz, 2003). During their migration PGCs switch between migratory polarized phases (“runs”) and pausing apolar stationary (“tumbles”) phases (Reichman-Fried, Minina, & Raz, 2004). In absence of the chemotactic guidance cue (the chemokine CXCL-12a), the cells are motile but arrive at ectopic destinations (Doitsidou, et al., 2002). During their migration the PGCs form protrusions at the leading edge and these are powered by cytoplasmic flow (Blaser, et al., 2006). Due to the transient absence of polymerized actin in the forming protrusion, such cellular extensions are termed “blebs”. This mechanism of protrusion formation is found in many other cell types (see (Charras & Paluch, 2008) and (Fackler & Grosse, 2008) for reviews) such as cancer cells, certain amoebae species (Maugis, et al., 2010) as well as in cells in early gastrulating embryos and lymphocytes. It has been shown in vitro that mechanical cues can be sufficient to bias cell migration in a directed manner (Brugues, et al., 2010), but it is unknown if such results hold true for bleb-mediated cell-polarization in vivo. Zebrafish PGCs constitute an attractive model for studying bleb-based motility in vivo, as the translucent nature of the embryo allows the use a broad range of newly established live-cell imaging techniques coupled to use of chemical and genetically encoded fluorescent probes that facilitate data acquisition under physiological conditions within the developing embryo. Techniques currently used or in development in the lab include FRET (Kardash et al, 2010), FRAP, ablation, photoactivation. The lab wish to strenghten his researchs in the biophysics area, and we will consider carefully applies of M.Sc students. Bibliography

Blaser et al. (2006). Developmental Cell, 11 (5), 613-27. Boldajipour et al. (2008). Cell. 132 (3), 463-73. Brugués et al. (2010). Proc Natl Acad Sci USA. 107(35), 15415-20. Charras & Paluch (2008). Nature reviews Molecular cell biology , 9 (9), 730-6. Doitsidou et al. (2002). Cell, 111 (5), 647-59. Fackler & Grosse (2008). The Journal of cell biology, 181 (6), 879-84. Kardash et al. (2010). Nature Cell Biology, 12 (1), 47-53; sup pp 1-11. Maugis et al. (in press). Journal of Cell Science. Raz, E. (2003). Nature reviews Genetics, 4 (9), 690-700. Reichman-Fried et al. (2004). Developmental Cell, 6 (4), 589-96.



- 25 -

Laboratoire : Lab. de Chimie Physique – UMR 8000

Adresse : Bât. 349 – Université Paris Sud 11 – 91405 ORSAY

Responsable(s) de Stage : MÉROLA Fabienne


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 470 : École Doctorale de Chimie de Paris Sud, Collège Chimie Physique, Biophysique et Analytique (http://www.ed-chimie.u-psud.fr/spip.php?rubrique34) Titre du stage : Résumé : Green Fluorescent Proteins : from photophysics to live cell molecular imaging.

Green Fluorescent Proteins (GFPs) are essential tools for modern biological research, as acknowledged by the 2008 Nobel Prize in Chemistry.1 They are used as probes for exploring protein localization, trafficking and interactions in living cells.2 The latter application is based on the fluorescence resonance energy transfer mechanism (FRET), where a non radiative dipole-dipole interaction leads to changes in the fluorescence properties of a donor fluorophore in the presence of a nearby acceptor molecule.3 The donor-acceptor pair mostly used for FRET imaging is the

CFP/YFP pair (Cyan/Yellow Fluorescent Proteins). In all GFP applications, a good knowledge of their photophysics and of their dependence on the specific cellular and imaging conditions is the basis for gaining new insights into the physical-chemistry of the living cell. Our team undertakes a parallel in vitro - in cellulo approach, which aims both to understand the fundamental structure-photophysics relationships in GFPs and to develop new methods for the quantitative analysis of their fluorescence signals in living cells, especially in the framework of FRET measurements. We have recently described the complex fluorescence of the purified CFP variant and its dependence on various environmental conditions.4 We use in turn this knowledge for developping a quantitative FRET-based analysis of protein association and confinement in the living cell. The student, depending on his/her previously acquired skills and willingness to learn, will join our team to be an active part in these ongoing studies. Possible M2 subjects include :

- structure-photophysics relationships of new CFP mutants and photochemical reactions in CFP and YFP - new methods for in situ quantification of protein concentration in live cells - the design and set-up of a new detection path for multiplexed microspectroscopy

The techniques used in the laboratory are stationary fluorescence as well as time-resolved fluorescence with TCSPC detection. The latter method is available either in spectroscopic mode or in imaging mode (FLIM) on an inverted laser scanning microscope also equipped with wide-field video imaging. The Photobiology team belongs to the Biophysics group of Laboratory of Chemical Physics (Orsay) where all the equipment for biochemistry, molecular and cellular biology is readily available to complement and support the fluorescence imaging studies.

References : 1 http://nobelprize.org/nobel_prizes/chemistry/laureates/2008/press.html 2 Tsien, Annu. Rev. Biochem. 67 (1998), 509 3 Selvin, Nat. Struct. Biol. 7 (2000), 730 4 Grailhe et al., ChemPhysChem. 7 (2006), 1442 ; Villoing et al., Biochemistry 47 (2008), 12483 ; Alvarez et al., Biochemistry 48 (2009), 55 ; Alvarez et al., Photochem. Photobiol. 86 (2010), 55


http://www.ed-chimie.u-psud.fr/spip.php?rubrique34

http://nobelprize.org/nobel_prizes/chemistry/laureates/2008/press.html


- 26 -

Laboratoire : Lab. de Biologie Cellulaire Systémique de la Polarité et de la Division – UMR 144

Adresse : Institut Curie – 12 rue Lhomond – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : MINC Nicolas


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 426 : Gènes Génome Cellule (Paris 11) ED 474 : Frontière du Vivant (Paris 7) Titre du stage : Contrôler la polarité cellulaire à l’aide de champs électriques. Résumé : Au sein d’un organisme, les cellules sont soumises à de nombreux signaux externes, tels que des signaux d’ordre chimique, mécaniques ou électriques que les cellules peuvent sentir et utiliser pour orienter leur polarité (direction de migration, positionnement du site de division). Nous sommes intéressés par la dimension électrique associée à la polarisation cellulaire. Ces signaux électriques, in vivo, prennent la forme de faibles champs électriques continus conséquents à l’organisation de flux ioniques cellulaires à l’échelle du tissue. Tous types de cellules, depuis les bactéries, levures jusqu’aux neurones ou neutrophiles, peuvent sentir ces faibles champs électriques et orienter leur polarité en conséquence. Comment est ce qu’une cellule sent un champ électrique ? Peut-on exploiter ces propriétés pour créer des cellules contrôlables artificiellement ? Le but du stage est d’utiliser l’application de champs électriques pour mettre en mouvement des protéines transmembranaires synthétiques le long de la membrane plasmique. Ces protéines seront alors couplées à d’autres facteurs intracellulaires et l’on pourra utiliser ce système pour contrôler de manière précise et dynamique la position de différentes protéines au sein d’une cellule. Ces études se feront initialement chez la levure, et impliqueront l’utilisation de méthodes de clonage, de microscopie quantitative ainsi que d’outils à base de microfluidique. Un volet théorique fera également partie du projet en partenariat avec un groupe de théorie à l’université du Minnesota aux États Unis. A terme, ce projet a pour vocation d’utiliser ce positionnement artificielle de protéines pour contrôler de manière précise différents aspects de la polarité cellulaires dans de multiples situations. Ce stage destiné à des étudiants cherchant à s’impliquer dans des recherches à l’interface physique- biologie s’effectuera dans un groupe pluridisciplinaire composé de physiciens, chimistes et biologistes. Références : 1. Minc N. and Chang F., (2010), “Electrical control of cell polarization in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe” Curr Biol.,20(8): 710-716 2. Zhao M, Song B, Pu J, Wada T, Reid B, Tai G, Wang F, Guo A, Walczysko P, Gu Y, Sasaki T, Suzuki A, Forrester JV, Bourne HR, Devreotes PN, McCaig CD, Penninger JM.(2006) “Electrical signals control wound healing through phosphatidylinositol-3-OH kinase-gamma and PTEN”. Nature. (7101):457-60. 3. McCaig CD, Rajnicek AM, Song B, Zhao M. (2005) “Controlling cell behavior electrically: current views and future potential.” Physiol Rev. (3):943-78.



- 27 -

Laboratoire : Lab. de Biologie Cellulaire Systémique de la Polarité et de la Division – UMR 144

Adresse : Institut Curie – 12 rue Lhomond – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : MINC Nicolas


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 426 : Gènes Génome Cellule (Paris 11) ED 474 : Frontière du Vivant (Paris 7) Titre du stage : Aspects Mécanique de la Morphogenèse Cellulaire chez la Levure Fissipare. Résumé : Comment une cellule peut-elle maintenir et définir une forme spécifique ? Le modèle unicellulaire de la levure fissipare S. Pombe se prête bien à cette question. Cette cellule à paroi maintient de manière extrêmement reproductible une forme de bâtonnet, qui est retrouvée dans bons nombres d’autres types cellulaire depuis les bactéries jusqu’aux plantes. L’identification de mutants de levure ayant des défauts de forme (tordus, branchés, ronds) a permis d’établir des modèles moléculaires qui suggèrent que la forme de ces cellules est principalement dictée par l’organisation du cytosquelette. Il reste néanmoins de nombreux paramètres morphogénétiques, comme le diamètre, le rapport d’aspect ou encore la vitesse de croissance, qui ne sont pas perturbés dans ces mutants, et qui sont vraisemblablement contrôlés via les propriétés mécaniques de ces cellules. Le but de ce stage est de caractériser en détail l’influence de ces aspects mécaniques sur la morphogenèse des cellules. On utilisera pour cela des techniques de microscopie quantitative (film + analyse d’images automatisée) et on étudiera comment une cellule établie sa forme en partant d’une spore dont la forme est ronde et dont le diamètre est 3-5 fois plus petit que la future cellule. On étudiera l’influence du cytosquelette en effectuant ces expériences chez certains mutants ou en présence de certaines drogues. Pour varier les paramètres géométriques tels que le diamètre ou la forme initiale, on utilisera également des techniques de microfluidique pour confiner le développement de ces spores. Ces études quantitatives serviront de support au développement de modèles théoriques décrivant les propriétés morphogénétiques de ces cellules à partir de leurs propriétés mécaniques. Le stage s’effectuera dans un groupe pluridisciplinaire de physiciens/ biophysiciens/ biologistes, avec une collaboration pour les aspects théoriques avec un groupe à l’ENS Lyon (Arezki Boudaoud). Références : 1. Minc N., Boudaoud A., Chang F. (2009), “Mechanical forces of fission yeast growth” Curr. Biol., 19(13): 1096-101 2. Minc N., Bratman S., Basu, R., Chang, F. (2009), “Establishing new sites of polarization by microtubules”, Curr. Biol., 19(2):83-94 3. Terenna CR, Makushok T, Velve-Casquillas G, Baigl D, Chen Y, Bornens M, Paoletti A, Piel M, Tran PT. (2008) “Physical mechanisms redirecting cell polarity and cell shape in fission yeast”, Curr Biol. 18(22):1748-53. 4. Boudaoud A. (2003) Growth of walled cells: from shells to vesicles. Phys Rev Lett. 91(1):018104



- 28 -

Laboratoire : Adhésion et Inflammation – U600

Adresse : Bâtiment TRP2 – Bloc 5 – Entrée B – 3ième Étage – Case 937 163 Avenue de Luminy – 13288 MARSEILLE Cedex 09 – France

Responsable(s) de Stage : PUECH Pierre-Henri


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : - ED de Physique Titre du stage : Reconnaissance et adhésion des cellules T : vos peptides, s'il vous plait ! Résumé : A l'interface entre la physique, la biologie et la médecine, nous nous proposons d'étudier la reconnaissance moléculaire à l'origine d'un mécanisme à la base de l'extraordinaire capacité du système immunitaire à discriminer entre le soi (ses propres cellules) et le non-soi (des pathogènes ou des cellules ``malades"). Notre modèle utilise les lymphocytes T, dont une catégorie est connue pour être les ``tueurs" de l'organisme, chargés d'éliminer les agresseurs. Le sujet de thèse / stage proposé portera sur cette thématique de reconnaissance et d'adhésion, depuis la molécule unique jusqu'à la réponse de la cellule. Le stagiaire / doctorant développera, en collaboration avec les chercheurs statutaires du laboratoire, les protocoles d'étude du phénomène, participera à la construction de la technique de BFP et aura à sa disposition les techniques évoquées ci-dessus, toutes déjà en place au laboratoire. Ce sujet offre une approche unique de la biologie pour un physicien au sein d'une équipe soudée et fortement pluridisciplinaire (physiciens, biologistes et médecins) autour d'une thématique ayant de fortes applications en santé humaine. Descriptif : Lorsqu'une cellule T, se déplaçant à travers l'ensemble de l'organisme, rencontre une cellule qu'elle souhaite identifier, elle vient accoler sa membrane à la sienne et lit, grâce à un récepteur nommé TCR (pour T Cell Receptor), des peptides présentés à la surface de la cellule. Ces peptides sont une sorte de carte d'identité de la cellule et signalent (1) si elle fait bien partie de l'organisme et (2) si elle est parasitée. Suivant la réponse que la cellule T lit (et ce par des mécanismes encore mal définis), la conséquence pour la cellule peut être dramatique : la cellule T peut alors l'exécuter... pour assurer la défense de l'organisme. Ces phénomènes sont impliqués dans la résistance à des virus ou autres parasites, mais aussi dans des phénomènes tels que la réjection de greffes. Nous nous intéressons, au sein du Laboratoire Adhésion et Inflammation (Inserm UMR 600, Luminy et Hôpital de la Conception), au lien entre la reconnaissance à l'échelle de la molécule unique entre le TCR et les protéines présentant les peptides à la surface des cellules et la réponse de la cellule T à ce signal. Notre approche repose sur l'utilisation de techniques innovantes de biophysique dont la très haute résolution permet l'accès à de telles interactions moléculaires et à leur conséquences, telles que la chambre à flux, la microscopie à force atomique (AFM), la mesure de force par {\it biomembrane force probe} (BFP) et micropipettes, et les microscopies par contraste interférentiel (RICM) et de fluorescence en réflection totale (TIRFM).



- 29 -

Laboratoire : Physique de la Matière Condensée et Nanostructure (LPMCN, UMR CNRS 5586)

Adresse : Université Claude Bernard – CNRS – Domaine Scientifique de la Doua – BT Léon Brillouin – 43 Boulevard du 11 novembre 1918 – 69622 VILLEURBANNE

Responsable(s) de Stage : RIEU Jean Paul – RIVIÈRE Charlotte

Téléphone : 04 72 44 84 12 Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : - ED 52 PHAST : Physique et Astrophysique – Université de Lyon Titre du stage : Migration dirigée de cellules cancéreuses dans des systèmes microfluidiques : application au tri cellulaire Résumé : Actuellement, le diagnostic et le suivi de patients affectés d’un cancer se fait principalement en recueillant des données cliniques telles que : taille de la tumeur, présence de ganglions lymphatiques et détection de métastases. Récemment, des analyses par criblage à haut-débit [transcriptomiques] se sont développées pour renforcer la fiabilité du diagnostic, mais un inconvénient majeur de ce type de méthodes est qu’il s’appuie sur l’analyse d’échantillons fixés ou d’extraits moléculaires obtenues à partir d’une population hétérogènes de cellules. Une approche alternative serait d’analyser le comportement de cellules cancéreuses vivantes, et de corréler leur potentiel tumorigène avec leur propriétés de migration et d’invasion en réponse à des molécules chimiotactiques et/ou haptotactiques, des facteurs de croissance et/ou des inhibiteurs chimiques. L’objectif de ce projet est donc de répondre à cette demande clinique en développant un nouveau microsystème permettant de trier et de caractériser différentes cellules cancéreuses en fonction de leur capacité de migration et d’invasion. L’environnement in vitro au sein duquel la migration a lieu sera choisi de façon à mimer l’environnement physiologique rencontré par les cellules in vivo (chimiotactisme, adhésion cellule/substrat, rigidité du substrat, présence d’une barrière 3D de matrice extracellulaire,…), et à exacerber les différences de migration et d’invasion de lignées de cellules cancéreuses dont le phénotype représente des stades de plus en plus avancés de la progression tumorale. La thèse sera centrée sur des mesures biophysiques (forces de traction [1] et d’adhésion, forme et vitesse de migration cellulaire) de façon à analyser le phénotype migratoire de cellules cancéreuses au sein d’environnements contrôlés [2]. La thèse visera également à démontrer que la vitesse de migration de cellules cancéreuses est reliée à leur phénotype et leur degré d’agressivité et que des dispositifs microfluidiques peuvent donc être utilisés comme outil de diagnostic. Les résultats obtenus dans le cadre de cette thèse apporteront de nouvelles avancées dans la compréhension des mécanismes sous-jacents à la migration cellulaire et notamment la migration dirigée et l’invasion des cellules cancéreuses. Ces avancées peuvent avoir des retombées pour le développement de nouveaux dispositifs de tri de cellules cancéreuses. Cette thèse pluridisciplinaire se fera en étroite collaboration avec 2 autres laboratoires : le Centre Léon Bérard de Lyon (partie biologie cellulaire et moléculaire, H. Mertani) et l’Institut des Nanotechnologies de Lyon (équipe microfluidique, R. Ferrigno). [1] H. Delanoë-Ayari, S. Iwaya, Y. Maeda, J. Inose, C. Rivière, M. Sano and J.-P. Rieu. Cell Motility and the Cytoskeleton. 65, 314-331 (2008). [2] C. Vézy, K. Stephan, T. Livache, A. Roget, C. Rivière, J.-P. Rieu and R. Ferrigno. Accepté dans Electrochemistry Communications (2010)




- 30 -

Laboratoire : Lab. d'Enzymologie et Biochimie Structurales

Adresse : CNRS – Bât. 34 – avenue de la Terrasse – 91190 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : ROMET LEMONNE Guillaume / JÉGOU Antoine

Téléphone : 01 69 82 34 66 01 69 82 34 80

Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Approches physique pour l'étude de filaments uniques d'actine. Résumé : Dans les cellules vivantes, divers réseaux de filaments d’actine génèrent des forces mécaniques. Ces réseaux sont dynamiques, et régulés par un grand nombre de protéines qui interagissent avec les filaments d’actine (par exemple pour les assembler, les connecter, les stabiliser, ou les fragmenter) ainsi que par les forces mécaniques qu’ils subissent. Comprendre la régulation coordonnée des différents réseaux d’actine nécessite des approches complémentaires de physique, chimie et biologie. Depuis quelques années, des outils issus des sciences physiques permettent d’observer directement ces mécanismes, à l’échelle de la molécule unique. Cela donne un éclairage nouveau sur les interactions entre protéines, et permet d’étudier plus en détail le rôle que joue leur environnement mécanique.

Pour manipuler et observer des filaments individuels, le laboratoire dispose actuellement de montages de pinces optiques, de microfluidique, et de microscopie à onde évanescente. Ces montages permettent notamment de contrôler et changer rapidement la composition chimique du milieu, tout en observant et en manipulant des filaments d’actine au microscope. Sujet 1 : Le travail de stage consistera à utiliser et à combiner ces différentes approches afin d’étudier la dynamique des filaments en interaction avec diverses protéines régulatrices. En particulier, on cherchera à appliquer différents types de contraintes mécaniques aux filaments, afin d’étudier leur impact sur les interactions avec ces protéines. Sujet 2 : Il est nécessaire d’accumuler une grande quantité de données sur filaments individuels afin de disposer de statistiques significatives. Pour cela, le traitement des images sera automatisé, au moyen de programmes écrits en Java, ou sous Matlab. Le traitement des données ainsi extraites pourra également se faire numériquement. Selon les goûts et les compétences du stagiaire, ces 2 sujets pourront êtres combinés. Ce travail pourra se poursuivre en thèse, par exemple en intégrant d’autres projets de l’équipe, comme l’étude du désassemblage des réseaux branchés (cf. autre proposition de stage). Ces projets seront menés au sein d’une équipe particulièrement pluridisciplinaire, qui offre une opportunité unique pour consolider sa formation à l’interface physique-biologie. Page web de l’équipe : http://www.lebs.cnrs-gif.fr/carlier/carlierfr.html




- 31 -

Laboratoire : Lab. d'Enzymologie et Biochimie Structurales

Adresse : CNRS – Bât. 34 – avenue de la Terrasse – 91190 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : ROMET LEMONNE Guillaume / JÉGOU Antoine

Téléphone : 01 69 82 34 66 01 69 82 34 80

Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Désassemblage des réseaux branchés de filaments d'actine. Résumé : Un réseau branché de filaments d’actine se forme à l’avant d’une cellule qui se déplace sur une surface. Des réseaux branchés similaires sont également à l’œuvre pour propulser des vésicules ou des bactéries à l’intérieur de la cellule (formant des « comètes » d’actine). Ces réseaux branchés sont extrêmement dynamiques : de nouvelles branches sont constamment créées à l’avant, où les filaments polymérisent, tandis que le réseau se désassemble « à l’arrière », loin de la surface contre laquelle il pousse. Cette machinerie complexe implique plusieurs protéines, et peut être reconstituée in vitro. Cela permet aujourd’hui une assez bonne compréhension du mécanisme d’assemblage de ce réseau. En revanche, on sait assez peu de choses sur son désassemblage, qui est pourtant indispensable pour assurer le renouvellement des protéines qui le composent. En particulier, on ne sait pas comment les cinétiques de débranchement, de fragmentation ou de dépolymérisation des filaments, qui ont été mesurées en solution, sont modifiées au sein d’un réseau, où les filaments sont soumis à de nombreuses contraintes mécaniques.

Des mesures préliminaires effectuées in vitro au laboratoire, sur des comètes d’actine propulsant des microbilles, indiquent en effet que les comètes se réorganisent en vieillissant, et qu’elles se désassemblent beaucoup plus lentement que ce que l’on pourrait attendre en se basant sur les paramètres mesurés en solution. Le travail de stage consistera à suivre l’évolution de l’organisation des filaments (débranchement, fragmentation, réparation) au sein d’un réseau branché. Pour cela, on caractérisera les distributions des extrémités des filaments et des jonctions branchées, au sein de la comète d’actine, et on suivra leur évolution au cours du temps (microscopie quantitative de fluorescence). L’impact de l’ADF/cofiline, qui favorise le désassemblage de la comète, sera également étudié. Ce travail pourra se poursuivre en thèse. Il sera alors complété par des mesures sur des filaments uniques, soumis à des forces contrôlées par des pinces optiques (cf. autre proposition de stage). Des modèles pourront également être développés (simulations numériques, notamment) pour expliquer les résultats expérimentaux. Ce projet sera mené au sein d’une équipe particulièrement pluridisciplinaire, qui offre une opportunité unique pour consolider sa formation à l’interface physique-biologie. Page web de l’équipe : http://www.lebs.cnrs-gif.fr/carlier/carlierfr.html




- 32 -

Laboratoire : FOM Institut for Atomic and Molecular Physics (AMOLF)

Adresse : Science Park 104 – 1098 XG AMSTERDAM – The Netherlands

Responsable(s) de Stage : TANS Sander

Téléphone : +310207547255 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Chaperone-mediated protein folding at the single-molecule level.

Résumé : Recently it has become possible to follow the folding of a single protein using optical tweezers. Folding pathways are generally studied for isolated proteins, even though interactions with chaperones are known to have a profound effect. We have recently shown how a protein folding pathway changes upon interactions with the chaperone SecB (Science 318, 2007).

Research / Job description The aim of this project is to unravel the effect of more complex chaperones that are driven by an ATP cycle. This is class of chaperones is central to a proper functioning of all cells, and has been widely studied at a biochemical and structural level. The overall goal is to determine the physical principles by which chaperones promote folding, which after decades of research is still unknown. This project benefits from our collaboration with the groups of Peter Bolhuis (UvA), Arnold Driessen (Groningen University), and Bernd Bukau (Heidelberg University). About the group Biophysics Required qualifications We are looking for an outstanding experimental physicist, chemist, or biologist with an interest in quantitative biophysical topics. The applicant should have a strong drive to excel in a competitive international environment. For the PhD position you must meet the requirements for an MSc-degree. For the postdoc position you must meet the requirements for a doctors-degree. Terms of employment The position is intended as full-time (38 hrs / week, 12 months / year) appointment in the service of Foundation for Fundamental Research on Matter (FOM) for the duration of two (postdoc) or four (PhD) years. After successful completion of the PhD research a PhD degree will be granted. Several courses are offered, specially developed for PhD-students. AMOLF assists any new foreign employees with housing and visa applications and compensates their transport costs and furnishing expenses.


http://www.amolf.nl/nc/research/biophysics/research-activities/#c112

http://www.fom.nl/live/english/personnel/work_employment_agreement.pag


- 33 -

Laboratoire : Lab. d'adhésion et Inflammation – INSERM U600

Adresse : 163 avenue de Luminy – 13009 MARSEILLE

Responsable(s) de Stage : VALIGNAT Marie Pierre


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 0352 : Physique et Sciences de la Matière Titre du stage : Migration des Lymphocytes T en milieu confiné et sous flux. Résumé : L’objectif de ce travail est de mieux comprendre le rôle des intégrines (molécules d’adhésion) dans les phénomènes de migration et transmigration des lymphocytes T (LT). Les LT sont des cellules immunitaires qui jouent un rôle essentiel dans la défense de l’organisme. Elles patrouillent dans le système sanguin et passent dans les tissus pour rejoindre les zones d’inflammation. La migration correspond à l’étape où les LT se polarisent et se déplacent sur la paroi vasculaire à la recherche d'un interstice entre les cellules endothéliales. C’est un déplacement à deux dimensions (2D) dans lequel la cellule est soumise à un fort cisaillement hydrodynamique (allant jusqu’à 50 dyn/cm2). La transmigration (ou diapédèse) correspond à l’étape où les LT traversent la paroi endothéliale pour rejoindre les tissus. Lors de la transmigration, les cellules sont confinées dans les trois dimensions (3D) et ne sont plus soumises à aucun flux hydrodynamique. Au cours de la migration et de la transmigration, les LT doivent donc s’adapter à des changements de topologie et de contraintes hydrodynamiques importants. L’adaptation à ces changements se fait via les intégrines, des protéines transmembranaires impliquées dans l’adhésion cellulaire. En modulant leur conformation et leur répartition sur la surface de la cellule, les intégrines permettent à la cellule de "tester" son environnement et de «choisir » sa stratégie de migration. A ce jour, la fonction des intégrines dans la migration à 2D ou à 3D a été principalement étudiée en conditions statiques (sans flux). Il est par exemple démontré que l’adhésion est nécessaire pour le mouvement à 2D et non nécessaire pour le mouvement à 3D. Nous nous proposons d’étudier la transition entre ces deux mouvements dans des topologies différentes en imposant des conditions hydrodynamiques proches des conditions physiologiques. Plusieurs questions restent ouvertes sur cette transition telles que la réorganisation des intégrines et l’influence du cisaillement. Pour répondre à ces questions, nous proposons une approche biomimétique originale dans laquelle la microcirculation sanguine est mimée par des dispositifs microfluidiques. L’utilisation de ces dispositifs permet de contrôler avec précision les contraintes mécaniques et hydrodynamiques appliquées sur les cellules migrantes. Ces dispositifs peuvent être observés en microscopie optique et l'utilisation de différents modes de microscopie (fluorescence, TIRF, RICM) permet de visualiser simultanément la trajectoire des cellules et leur activité biochimique. L’utilisation de ce modèle devrait permettre de jeter un nouveau regard sur les modes de déplacement des cellules T, lors de leur migration sur des parois planes (géométrie à 2D) et lors de leur transmigration au travers des parois endothéliales (géométrie à 3D).

Figure : Dispositif microfluidique pour l'étude de la migration et transmigration sous flux. Il est composé d'un canal central mimant le vaisseau sanguin (migration 2D), de canaux latéraux mimant les interstices entre cellules endothéliales (transmigration) et de canaux collecteurs parallèles au canal central. L'écoulement se fera dans le canal principal dans lequel les cellules ne seront pas contraintes géométriquement.



- 34 -

Laboratoire : Lab. d'adhésion et Inflammation – INSERM U600

Adresse : 163 avenue de Luminy – 13009 MARSEILLE

Responsable(s) de Stage : THEODOLY Olivier


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 0352 : Physique et Sciences de la Matière Titre du stage : Étude d’un petit poucet bactérien. Résumé : La motilité cellulaire est un processus essentiel à la réalisation de différentes fonctions cellulaires associées à la chimiotaxie, à l’embryogenèse et dans les pathologies comme la réponse immune et la formation de métastases. Chez les bactéries, la motilité est également essentielle à la virulence et à la formation de biofilms. Alors que les mécanismes impliqués dans la nage flagellaire en milieu liquide sont aujourd’hui bien compris, ceux impliqués dans le déplacement sur surface solide, essentiels au développement des biofilms, restent très peu élucidés. La difficulté réside essentiellement dans l’absence d’organelles détectables ou de changements morphologiques évidents au cours du déplacement. Les études menées sur la motilité (appelée « gliding ») de la bactérie Myxococcus xanthus illustrent bien cette problématique. Les microscopies optique et électronique ont révélé que cette bactérie sécrète un polymère lors du mouvement, ce qui a mené à proposer que la sécrétion de ce polymère par une machinerie localisée à l’arrière des cellules propulse le corps cellulaire. Cependant, cette hypothèse n’est étayée par aucune donnée expérimentale solide. L’existence de foyers d’adhésions focales répartis le long du corps cellulaire a été récemment mise en évidence. Cette observation a suggéré un second modèle pour la motilité qui postule que les points d’adhésion couplent à la fois l’adhésion au substrat et la traction sur un cytosquelette interne. Ce modèle propose que la sécrétion de polymère facilite le déplacement en réduisant le frottement ou en facilitant l’adhésion, ou les deux.

a) Figure : (a) Schéma illustrant les deux modèles proposés pour la motilité

« gliding » de MX, soit par extrusion d’un polymère à l’arrière (bleu) soit par un ancrage sur des points d’adhésion focale (vert). (b) Image de microscopie Wet-SEEC de bactéries MX laissant des traces de quelques nanomètres d’épaisseur dans leur sillage.

é « gliding » des bactéries.

Le sujet du stage consiste dans un premier temps à tirer avantage d’une nouvelle technique de microscopie optique pour déterminer le rôle de la sécrétion de polymère dans la motilité. Cette nouvelle technique optique, nommée Wet- SEEC, n’est actuellement disponible que dans notre laboratoire et permet d’observer et de quantifier la trace nanométrique laissée dans le sillage des bactéries, en live et sans marquage fluorescent. . Des études systématiques de l’épaisseur des sillages cellulaires en fonction de la vitesse des bactéries et la comparaison avec des mesures de marquage fluorescent spécifique des composants du sillage et des points d’adhésion focale permettront de tester la

pertinence des modèles de motilit

b)

Dans un deuxième temps, nous proposons d’explorer le rôle potentiel du sillage dans un mode de communication rudimentaire entre bactéries. On suspecte en effet que le sillage permet à une bactérie « aventurière » de garder un fil d’Ariane avec sa colonie, comme le petit poucet, ou encore de signaler des chemins menant à des sources de nourriture. Nous utiliserons des labyrinthes microfluidiques pour guider les cellules sur des pistes bien définies. L’analyse du parcours des bactéries dans les labyrinthes, en présence ou en absence d'inhibiteur de reconnaissance (Lectines), ou dans différents contextes génétiques (mutants), permettra de mieux comprendre et caractériser les systèmes de guidage moléculaires chez les bactéries et de les comparer à ceux observés chez les eucaryotes.



- 35 -

Laboratoire : Lab. d'Adhésion et Inflammation – INSERM U600 – CNRS U6212

Adresse : Université de Marseille – 163 avenue de Luminy – Case 937 – 13288 MARSEILLE Cedex 9

Responsable(s) de Stage : VIALLAT Annie


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 0352 : Physique et Sciences de la Matière Titre du stage : Dynamique de neutrophiles dans des réseaux microfluidiques. Résumé :

Les neutrophiles sont un des types cellulaires de la famille des globules blancs. Ils sont impliqués, entre autres, dans la phagocytose des éléments pathogènes. D'un diamètre de moyen de 8 µm, ils circulent dans le système sanguin avec les globules rouges en assurant une « veille sanitaire » du corps. Lors de ce transport, ils doivent passer dans les très étroits capillaires sanguins serpentant autour des alvéoles pulmonaires (sections pouvant aller de 15 µm à 1 µm). Les neutrophiles doivent alors se déformer, s'allonger pour pouvoir passer à travers ce réseau.

Pendant qu'ils se déforment en entrant dans un capillaire, les neutrophiles sont ralentis. Ils se concentrent dans le réseau des alvéoles où ils sont en contact avec les voies aériennes, pouvant alors lutter contre les agressions des agents pathogènes de l'extérieur. Cependant, certaines pathologies rigidifient partiellement les neutrophiles qui restent piégés dans les capillaires pulmonaires et finissants par faire des lésions graves aux poumons. On pense aujourd'hui que ce phénomène est une des causes du Syndrome de Détresse Respiratoire Aigüe (SDRA). Développé dans les services de réanimation, le SDRA a un taux de mortalité allant jusqu'à 65%. Lors de ce stage, on cherchera à étudier la dynamique de neutrophiles dans un réseau de canaux microfluidiques. Pour ce faire, de nombreuses techniques expérimentales seront utilisées : microlithographie douce, écoulements microfluidiques, imagerie en fluorescence, microscopie, vidéo rapide, traitement informatique des images. L'étudiant devra étudier les caractéristiques du mouvement de cellules THP-1 (lignée monocytaire) qui auront été incubées dans des drogues modifiant la déformabilité des cellules. On essaiera de mettre en évidence le lien entre déformation et vitesse de passage.



- 36 -

Laboratoire : Institut Néel – CNRS

Adresse : Université Joseph Fourrier – 25 rue des Martyrs – BP 166 – 38042 GRENOBLE Cedex 9

Responsable(s) de Stage : VILLARD Catherine


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Résumé : Ce stage se propose d’étudier quelques aspects des propriétés mécaniques de deux grands types cellulaires composant le tissu cérébral : les neurones et les cellules gliales. Ces dernières, moins connues, constituent pourtant 90% des cellules du système nerveux central et assurent un nombre très large de fonctions, de l’intermédiaire métabolique à la régulation de l’activité neuronale. Les propriétés mécaniques de ces deux types de cellules cérébrales et leur sensibilité à la rigidité du milieu sont différentes, et mal connues. Ainsi dans une coculture de neurones et cellules gliales, ces dernières sont absentes des gels de rigidité 10kPa alors que les neurones s'y développent. Nous proposons d'étudier la différence de sensibilité des cellules corticales aux propriétés mécaniques de l'environnement, avec des outils permettant d’observer les forces qu’elles développent en culture in vitro.

Cellule gliale (forme plate au centre) et extensions neuronales en rayon. Cliché de microscopie électronique à balayage.

Dans le cas des cellules gliales, nous analyserons leur adhésion et leur développement sur une large gamme de rigidité, de 100Pa à 100kPa, seules ou en co-cultures avec des neurones. Concernant les neurones, de nombreux résultats convergent vers une description des prolongements neuronaux (ou neurites) comme des éléments visco-élastiques mis sous contrainte par le cône de croissance, structure de guidage et de génération de force formée en extrémité de neurite. Le rôle de ces contraintes internes reste à élucider. En particulier, un des neurites se transforme au cours de la maturation du neurone en axone, extension plus fine que les autres et constituant le pôle émetteur de l’information de la cellule. Il est ainsi probable que l'axone induit des contraintes mécaniques sur le substrat qui diffèrent des autres neurites (appelées dendrites à la fin du processus de maturation cellulaire).

Ce sujet de stage de M2, en co-tutelle avec le laboratoire des Technologies de la Microélectronique (LTM) et l’Institut Néel (IN), s’inscrit dans la perspective de mesurer ces forces par suivi de la déformation locale des gels. Cette étude s'appuiera sur des savoirs faire des deux laboratoires : - la réalisation de substrats de rigidités contrôlées et variables sur une large gamme (gels de polyacrylamide) au LTM, et contenant pour les plus mous des billes fluorescentes de taille nanométrique permettant suivre les efforts produits par les cellules ; - leur fonctionnalisation chimique (LTM et IN) pour permettre l’attachement cellulaire ; INSTITUT NEEL Grenoble Proposition de stage Master 2 - Année universitaire 2010/2011 - la culture de neurones et de cellules gliales embryonnaires (provenant du cortex de souris) sur ces substrats mous (IN, en collaboration avec le Grenoble Institut des Neurosciences). Ce stage pourra se poursuivre par une thèse. Responsable de stage au sein du LTM : Alice Nicolas, mailto:[email protected] Responsable de stage au sein de l'Institut Néel : Catherine Villard, mailto:[email protected]


« PROPOSITION DE STAGE ET/OU DE THÈSEp7p11physbio.in2p3.fr/Dossier_Doc/Recueil propositions PSB...

Documents

Transcript of « PROPOSITION DE STAGE ET/OU DE THÈSEp7p11physbio.in2p3.fr/Dossier_Doc/Recueil propositions PSB...