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Volume XXIX - 2e/3e trimestre 2004

Sciences etTechniques del’Animal deLaboratoire

Revue publiée par :

Scien

ces e

tTechniques del’Anim

al de

Laboratoire

STAL

A.F.S.T.A.L. Association Française des Sciences etTechniques de l’Animal de Laboratoire

ISSN : 0339-722 X

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sommaire

1

SCIENCES ET TECHNIQUESDE L'ANIMAL DE LABORATOIRE

Revue publiée par

ASSOCIATION FRANÇAISEDES SCIENCES ET TECHNIQUESDE L’ANIMAL DE LABORATOIRE

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LA RÉDACTION DE LA REVUE

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VOLUME XXIX 2e/3e TRIMESTRE 2004 – No 2

sommaire

Pharmacologie des antalgiques

A. ALLOUI (Aubière, France) .......................................................... 5

Nécessité, risques et effets secondaires de l’anesthésie

chez les animaux de laboratoire

J.E. BAZIN (Clermont-Ferrand, France) ......................................... 13

Evaluation de la sensibilité dans les modèles animaux

de douleur chronique

I. DECOSTERD (Lausanne, Suisse) ................................................. 19

Anesthésie, Analgésie et Euthanasie des Primates

Non Humains (PNH) : Aspects pratiques

H. CONTAMIN (Lyon, France) ........................................................ 25

La transmission d’agents pathogènes des rongeurs

par la litière sale : mythe ou réalité ?

R. BOOT & P. HARDY (Bilthoven, Pays-Bas - L’Arbresle, France) .. 35

GFRT

Colloque 8/9 décembre 2003 (Bron, France) ............................... 45

Détermination de la température sous-cutanée chez le rat femelle entier,

ovariectomisé, puis suplémenté avec de l’œstradiol

S. GRIBAUDO (Monaco) ............................................................... 57

INFORMATIONS.......................................................................................... 61

Sommaire répertorié dans « Current Contents », « Biological Abstracts »,

« Veterinary Bulletin », « Index Veterinarius » et « Revue analytique de

l'Académie des Sciences de Russie ».

STAL

2 Sci Tech Anim Lab (2004) 29

Recommandations aux auteurs

1) Les manuscrits devront être écrits en français ou en anglais.2) Les manuscrits seront dactylographiés, en double interligne, recto seulement, avecune marge de 50 mm. Toutes les pages seront numérotées.3) Organisations du manuscrit

a) La première page comportera le titre de l'article en français, le prénom suivi dunom de(s) l'Auteur(s), le nom et l'adresse complète du Laboratoire ou del'Etablissement où a été effectué le travail et le cas échéant, si elle est différente, l'a-dresse où devra être envoyée toute correspondance, la liste des abréviations employéeset leur signification, et si nécessaire, la dénomination, la date et le lieu de la réunionscientifique où a été présentée la communication.

b) La seconde page comportera un bref résumé (10 à 15 lignes) en français, suivi de3 à 5 mots-clés.

c) La troisième page comportera le titre de l'article en anglais, le prénom suivi dunom de(s) l'Auteur(s), un bref résumé (10 à 15 lignes) en anglais suivi de 3 à 5 mots-clésen anglais.A l'exception des revues générales, le manuscrit devra contenir les sections suivantes

:d) Introduction : elle devra poser le problème de façon claire et concise.e) Matériels et méthodes : cette section comprendra successivement l'identification

des animaux de laboratoire en respectant les règles internationales (race, souche, etc.)et en utilisant pour les espèces les moins courantes, le nom français suivi de la dénomi-nation zoologique Linnéenne (ex : le poisson combattant "Betta splendens"), l'appa-reillage lorsqu'il est particulier, le protocole, les méthodes particulières de dosage, lesméthodes statistiques et les produits utilisés (en utilisant le nom générique, et si le pro-duit est dans le commerce, le nom du fabricant ou du fournisseur, la ville et le pays). Laforme du produit, base ou sel devra être précisée.

f) Résultats : l'utilisation des figures et des tableaux est encouragée, en évitant lesredondances. L'utilisation des tests statistiques devra permettre l'évaluation et l'inter-prétation des résultats.

g) Discussion : Elle devra s'appuyer essentiellement sur les résultats présentés etfaire référence aux résultats de même nature déjà publiés.

h) Conclusioni) Bibliographie

4) Tableaux et figuresa) Chaque tableau sera présenté sur une page séparée. Au dos sur une étiquette,

devront être mentionnés le nom de l'Auteur et le numéro du tableau (en chiffresromains). Dans le tableau, les renvois seront référencés par les lettres a, b, c, etc. et leursignification devra apparaître sous le tableau. Chaque tableau sera accompagné, surune page séparée, d'une légende qui explicitera brièvement sont contenu et les abré-viations utilisées. La légende apparaîtra lors de la publication en haut du tableau.

b) Chaque figure devra être présentée sous forme de photographie tirée sur papierblanc brillant ; au dos de chaque figure, sur une étiquette, devront être mentionnés, lenom de l'Auteur, le numéro (en chiffres arabes) et le haut de la figure. La clarté du dessinet l'épaisseur des traits et des lettres devront être suffisamment marquées pour permettreune réduction au 1/3. La légende de la figure apparaîtra sur une page séparée et explici-tera brièvement le contenu de la figure, et si nécessaire, l'essentiel des résultats et lesabréviations utilisées.Dans le cas d'un trop grand nombre de tableaux et de figures ou de la reproduction

de photographies en couleur, la Rédaction se réserve le droit de facturer les frais sup-plémentaires aux Auteurs.5) Références

a) Dans le texte, les références à des travaux publiés devront être citées suivant lesystème d'Harvard (noms et date). S'il y a plus de 2 Auteurs dans une même référence,la citation dans le texte devra comprendre le nom du premier Auteur suivi par "et al.".Les références citées simultanément devront être classées chronologiquement.

Exemple : (Langer 1981 ; Chamove et Anderson 1989 ; Gérard et al. 1990).

Les citations se référant à des communications personnelles ou à des observationsnon publiées devront être strictement limitées et apparaître dans le texte entre paren-thèses, mais non dans la liste des références.

b) La Bibliographie sera présentée sur une (des) feuille(s) séparée(s). Les référencesseront classées par ordre alphabétique des Auteurs et pour chaque Auteur par ordrechronologique. Tous les Auteurs d'une même référence devront être mentionnés.Plusieurs références d'un même Auteur, apparaissant une même année, devront êtredifférenciées en ajoutant un suffixe (a, b, c, etc.) à l'année.

Chaque référence devra comprendre la séquence suivante : le nom de(s) l'Auteur(s),l'initiale de leur prénom, l'année de publication entre parenthèses, le titre complet del'article, le titre du journal dans lequel l'article est paru (abrégé selon les normes), levolume de la revue et la pagination de l'article (première et dernière page).

Exemple : Zerial A, Lemaître M (1990) Recherche de médicaments anti-SIDA etévaluation de leur efficacité dans des modèles animaux. Sci Tech Anim Lab 15, 115-122

Les références aux articles parus dans les livres devront comprendre la séquence sui-vante : le nom de(s) l'Auteur(s), l'initiale de son prénom, l'année de publication entreparenthèses, le titre complet de l'article, In : suivi du titre complet du livre, le nom et l'ini-tiale du prénom de(s) l'Auteur(s) du livre entre parenthèses, l'éditeur, la ville et la pagina-tion de l'article (première et dernière page).

Exemple : Chamove A, Anderson J (1989) Examining environmental enrichment. In :Housing, care and psychological wellbeing of captive and laboratory primates (Segal E,ed), Noyes publications, Park Ridge, 183-202

Un article ne pourra être cité "sous presse" que s'il a été accepté pour publication etsi le nom du journal est donné.

6) Remise des manuscrits

Les manuscrits, accompagnés de leur disquette, devront être envoyés en triple exem-plaire (l'original plus 2 copies) au Secrétaire de Rédaction (M. A. DORIER, I.U.T. A-LYON1, Centre de Bioexpérimentation VALBEX, 43, bd du 11-Novembre-1918,69622 Villeurbanne Cedex. Tél./Fax 04 72 69 20 41).

Les logiciels compatibles chez l’imprimeur sont : QuarkXpress (texte), Word 6 (texte,format PC ou Mac), Illustrator 6 (images), Photoshop (dessins). Si autre logiciel, convertirles textes en Word 6.

L'exemplaire original au minimum devra être accompagné des photographies desfigures et de l'original des tableaux. L'auteur principal devra mentionner son numéro detéléphone et son adresse. Les Auteurs s'engagent à ne pas proposer leur manuscrit àune autre revue avant d'avoir reçu la décision du Comité de Rédaction. Le Comité deRédaction soumettra le manuscrit à l'approbation du Comité de Lecture.

7) Corrections des épreuves

Les Auteurs devront retourner les épreuves corrigées dans un délai de 5 jours au Secrétaire de Rédaction (M. A. DORIER, I.U.T. A-LYON 1, Centre deBioexpérimentation VALBEX, 43, bd du 11-Novembre-1918, 69622 Villeurbanne Cedex).

Les additions et les corrections autres que celles des erreurs typographiques impu-tables à l'imprimeur seront facturées aux Auteurs.

8) Tirés à part

Les Auteurs recevront 25 tirés à part gratuits. Ils pourront obtenir des exemplairessupplémentaires (voir tarifs ci-dessous), en joignant un bon de commande aux épreuvescorrigées.

100 60 80 95 105 120

200 110 140 160 180 140

300 160 200 225 250 155

400 210 260 290 320 170

500 260 320 355 390 185

(au-dessusnous consulter)

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Nombred'exemplaires

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Il est rappelé aux auteurs des communications paraissantdans "Sciences et Techniques de l'Animal deLaboratoire" qu'il leur est offert gratuitement vingt-cinqtirés à part sans couverture.

Pour ceux qui désirent un nombre de tirés à part supé-rieur à ces vingt-cinq exemplaires, ils leur seront facturésaux conditions indiquées dans le tableau ci-contre :

Sci Tech Anim Lab (2004) 29 5

Pharmacologie des antalgiques

A. Alloui*, M. Dalle**

*Laboratoire de Pharmacologie Médicale Faculté de Médecine 63000 Clermont-Ferrand**Laboratoire de Physiologie CU des Cézeaux, Université Blaise Pascal 63117 Aubière Cedex

L’évolution des connaissances théoriques sur laphysiopathologie de la douleur par excès de nociceptionou neurogène, observée ces dernières années, n’a pasdébouché sur des innovations thérapeutiques marquantes.La pharmacopée des antalgiques reste traditionnelle etbasée sur des produits le plus souvent anciens. Lesconcepts pharmacologiques sur lesquels reposent lesantalgiques actuels sont en effet classiques et il n’existepas aujourd’hui d’antalgique, d’utilisation courante, qui sedistinguerait par ses modalités d’interférence avec lemessage douloureux. Morphine, aspirine (et AINS),paracétamol restent les produits de référence dans lesdouleurs par excès de nociception ; antidépresseurs etantiépileptiques dans les douleurs neurogènes.

La stratégie pour développer de nouvellesthérapeutiques peut être basée sur l’amélioration desconnaissances physiopathologiques des douleurs encliniques et l’optimisation des traitements existants. Desprogrès ont été faits depuis plusieurs années tant au niveaupériphérique que central où les phénomènes desensibilisation et leurs mécanismes ont été explorés,fournissant de premières explications aux phénomènesd’hyperalgésie, d’allodynie, de douleur spontanéepersistante. C’est une meilleure compréhension de cesphénomènes de sensibilisation qui assurera des évolutionsthérapeutiques significatives et plus adaptées que lesthérapeutiques actuelles essentiellement issues del’empirisme même si elles sont valides.

I. Analgésiques morphiniques

La morphine reste encore aujourd’hui la substance deréférence dans la famille des morphiniques. D’autresdérivés morphiniques, ou des formulations variées demorphine sont également disponibles. Ils partagent lespropriétés pharmacodynamiques générales de la morphineet possèdent des particularités pharmacocinétiques quipermettent d’optimiser le choix du produit en fonction ducontexte pathologique.

1. Morphine

1.1. Mécanisme d’action

Très efficace dans les douleurs par excès de nociceptionsévères, elle est d’intérêt plus limité dans les douleursneurogènes.

La morphine et les morphiniques sont traditionnellementreconnus comme des antalgiques d’action centrale. Lesdonnées actuelles reconnaissent un site d’action spinal etsupraspinal, mais une action périphérique est égalementévoquée.

Elle est agoniste préférentiel des récepteurs opioïdes muprésents dans les couches I et II de la corne postérieure dela moelle épinière. Les récepteurs mu sont pour partielocalisés sur les fibres afférentes primaires, leur activationpar la morphine aboutit alors à la diminution de lalibération de neurotransmetteurs tels que substance P ouCGRP (calcitonin gene related peptide). Au niveau post-synaptique, l’activation de ces récepteurs conduit à unehyperpolarisation des neurones spinaux à l’origine desvoies ascendantes.

1.2. Effets indésirables

Ils sont très liés aux propriétés pharmacologiques de lamorphine et à l'activation des récepteurs mu. Les différentsmorphiniques partagent, à des degrés variables, ces effetsindésirables ; ils peuvent induire d’autres effets indésirablesplus spécifiques qui ne pourront être évoqués dans ceparagraphe général.

La constipation est un effet indésirable très fréquentpuisque pratiquement 100% des sujets traités parmorphine se plaignent de constipation. Outre l’effet sur lamusculature lisse intestinale, y participe une réduction dessécrétions digestives.

La morphine est capable d’induire des nausées et desvomissements lors d’une première administration chezenviron 1/3 à 2/3 des patients.


En pratique clinique, la dépression respiratoireest bien connue des anesthésistes pour qui ellene pose pas de problème dès l’instant où lepatient est intubé et ventilé.

La pharmacodépendance est égalementdéfinie par la dépendance physique, illustrée parle syndrome de sevrage.

1.3. Indications

Ces antalgiques sont essentiellement indiquésdans les douleurs par excès de nociception,qu’elles soient aiguës ou chroniques, d’originechirurgicale, traumatique, tumorale, ou autre, etde localisation viscérale (crises hyperalgésiques :coliques hépatiques, néphrétiques, infarctus dumyocarde…), articulaire, etc … Leur niveaud’efficacité différent conduisait à les classer enopiacés faibles et opiacés forts. La référence àl’échelle de l’OMS établie pour la prise encharge de la douleur cancéreuse, explique leclassement, trop souvent utilisé dans descontextes cliniques inadaptés, en produits depalier II ou III.

2. Les autres morphiniques

La classification de ces produits dépendra deleur modalité d’interaction avec les récepteursopiacés et en particulier les récepteurs mu. Seulsseront évoqués les produits les plus courants etles plus récents.

- Nouveaux morphiniques

Deux spécialités sont apparues dans notre pays :le Durogésic® (fentanyl par voie transdermique), etla Sophidone® (hydromorphone).

Le Durogésic®, fentanyl à administrationtransdermique. Ce principe actif a unepuissance, vis-à-vis du récepteur mu, 50 à100 fois supérieure à celle de la morphine. Letemps de demi-vie d’élimination est de 17h. Cescaractéristiques cinétiques expliquent quel’analgésie apparaisse avec un délai d’action de8 à 16h et qu’elle persiste pendant 12 à 24haprès l’ablation du patch. Cette présentation estdonc indiquée dans la prise en charge desdouleurs chroniques, essentiellement cancé -reuses.

La Sophidone® (Hydromorphone)

Son indication principale est le traitement dedeuxième intention des douleurs cancéreuses sirésistance ou intolérance à la morphine Il seprésente sous forme de gélules à libérationretardée (12 heures). Il s’agit d’un agoniste desrécepteurs opiacés mu avec une puissance 5 à7,5 fois supérieure à celle de la morphine. Sonindication officielle s’inscrit dans le principe de larotation des morphiniques.

3. Evolution de l’utilisation des morphiniques dans le traitement de la douleur

En réalité il n’y pas de conceptpharmacologique nouveau, on reste sur desproduits interférant avec les récepteursmorphiniques. Les nouvelles molécules restentdes substances très proches de la morphine elle-même. Elles ont l’avantage d’augmenter lapanoplie dont dispose le clinicien. Dans cettepanoplie sont aussi arrivées les formulationsdifférentes en particulier des morphines àlibération lente et prolongée et plus récemmentdes produits à action rapide. Ces deuxévolutions ont permis d’adapter la stratégiethérapeutique en termes d’interdoses et derotation des morphiniques.

• Notion d’interdose :

Objectif : individualiser le traitement par uneadaptation fine du traitement par lesmorphiniques.

Principe :Addition d’une dose supplémentaire autraitement de fondTraitement des accès douloureux transitoires Assurer l’analgésie avec un minimum d’effetsindésirables.

• Rotation des morphiniques :

Objectif : optimisation du rapport bénéfice/risque.

Principe : substituer un morphinique par unautre à des doses équianalgésiques dès l’instantoù le rapport bénéfice/risque devient péjoratif etle plus souvent quand les effets indésirablesdeviennent importants.

Cette notion de rotation est née des étudescliniques qui ont montré qu’il y avait un bénéficeà faire ces substitutions.

II. Analgésiquesnon morphiniques

Il s’agit d’une classification d’exclusion pourune famille pharmacologiquement hétérogènecomprenant l’aspirine, des anti-inflammatoiresnon stéroïdiens (AINS), le paracétamol etquelques autres produits. Leur seul autre pointcommun est l’intensité limitée de leur effetantalgique.

1. Aspirine et AINS


L'hypothèse traditionnelle concernant lemécanisme d'action de ces produits est


l'inhibition des cyclooxygénases (COX)périphériques qui conduit à une diminution de lasynthèse des prostaglandines, connues pourjouer un rôle sensibilisateur des nocicepteurs auxmédiateurs algogènes (histamine, sérotonine,bradykinine ...) impliqués dans la naissance del'influx douloureux (Fig.1).

A ce jour, deux isoformes de la cyclooxygénaseont été identifiées, la COX1 initialement diteconstitutive et la COX2 inductible (elle apparaîtdans un contexte d’inflammation, mais estégalement constitutive dans certains organescomme le rein par exemple). Aspirine et AINSinhibent la COX1 et la COX2. Des inhibiteursspécifiques de la COX2 (célécoxib, Célébrex®;rofécoxib, Vioxx®) sont désormais commercialisésavec comme indication le traitementsymptomatique de l’arthrose et de la polyarthriterhumatoïde.


Ils sont liés à l'inhibition de la synthèse desprostaglandines. Il s’agit des troubles gastro-intestinaux (avec irritation de la muqueuse etmicro-hémorragie, voire dans certainesconditions ulcère gastro-duodénal). Autres effetsindésirables de l’aspirine et des AINS : troublesde l'hémostase, accidents rénaux et enfin descomplications fœtales, obstétricales etnéonatales; interférence avec l’ovulation etl’implantation de l’embryon, phénomènedépendant de la COX2.

1.3. Indications

Aspirine et AINS sont indiqués dans lesdouleurs par excès de nociception d'intensitémodérée avec ou sans composanteinflammatoire. Leur activité antalgique limitéejustifie leur classement au palier I de l’échelle del’OMS, pour les douleurs cancéreuses.

2. Paracétamol

La fiche d’identité traditionnelle duparacétamol est celle d’un antalgiquepériphérique à efficacité modérée, inhibiteur desCOXs, possédant une action antipyrétique, bien

toléré, avec un risque de toxicité hépatique ensurdosage. Cependant, les effets thérapeutiquesdu paracétamol et de l’aspirine diffèrent quant àl’activité inflammatoire et antiagréganteplaquettaire. On peut donc légitimement penserque leur mécanisme d’action soit différent etqu’il s’agisse finalement d’antalgiques de classesdifférentes.


Le paracétamol est un faible inhibiteur desCOXs. La pharmacocinétique du paracétamol,composé lipophile, plaide pour une diffusionfacile de la barrière hémato-encéphaliquecomme l’ont montré des résultats pré-cliniqueset cliniques. Un effet central peut donc êtresuspecté. Cet effet central est confirmé parl’efficacité du paracétamol dans des modèles dedouleur expérimentale non inflammatoire, chezl’animal comme chez l’homme, aprèsadministrations systémiques et centrales. Lesmécanismes pharmacologiques potentiels de ceteffet central pourraient être, à côté de l’effetinhibiteur des COXs sans doute limité, de naturesérotoninergique voire impliquer d’autressystèmes. Les données disponibles aujourd’huine permettent pas de proposer un mécanismed’action précis ; elles sont cependant suffisantespour remettre en cause la notion d’effetpériphérique.


Ses effets indésirables sont très rares aux dosesthérapeutiques. Les plus fréquents sont desmanifestations cutanées à type de rash avecérythème, urticaire et/ou prurit. D'autres effetsindésirables apparaissent de façonexceptionnelle aux doses thérapeutiques :bronchospasme, accidents hématologiques. Labonne tolérance du paracétamol en faitl'antalgique de choix chez le jeune enfant et chezla femme enceinte.

2.3. Indications

Le paracétamol est indiqué dans les douleursd'intensité modérée, qu'elles soient bénignes ounon. Son association avec des opiacés faibles(codéine ou dextropropoxyphène présents dansplusieurs spécialités) a un effet synergique.L’existence d’une prodrogue (propacétamol),hydrosoluble, permet le recours à la voieparentérale.

3. Antidépresseurs et antiépileptiques

3.1. Antidépresseurs

Les deux méta-analyses réalisées aboutissentaux mêmes conclusions : les antidépresseurs(Ads) sont efficaces dans le traitement desdouleurs chroniques bénignes mais cet effetreste partiel; les douleurs neuropathiques


représentent le contexte pathologique le plussensible à leurs effets; les effets analgésiquessont observés indépendamment de l’effetthymo-analeptique et en général à dosesinférieures ; les Ads tricycliques (Tcs), inhibiteursmixtes du recaptage de la sérotonine et de lanoradrénaline, sont plus efficaces que lesinhibiteurs spécifiques de la recapture desérotonine.

3.1.1. Mécanisme d’action

Il pourrait passer par une inhibition durecaptage des monoamines libérées par lesvoies descendantes bulbospinales inhibitrices dela transmission médullaire du messagedouloureux. La meilleure efficacité des Adsmixtes pourrait s ‘expliquer par les interactionsentre sérotonine et noradrénaline dans lamodulation de la douleur. D’autres hypothèsesont été avancées pour expliquer l’effetantalgique des Tcs : un effet inhibiteur descanaux sodiques ; une interaction entre Ads etsystème opioïdergique…

3.1.2. Effets indésirables

Les produits de référence dans la prise encharge des douleurs chroniques sont lesantidépresseurs tricycliques, dérivés del’imipramine (Tofranil®), de l’amitryptiline(Laroxyl®), de la clomipramine (Anafranil®) et de ladésipramine (Pertofran®). Ces produitsprésentent l’inconvénient d’induire des effetsindésirables de nature anticholinergique(constipation, sécheresse buccale, dysurie voirerétention urinaire, troubles del’accommodation…) et une cardiotoxicité ensurdosage. Les inhibiteurs spécifiques durecaptage de la sérotonine (Floxyfral®, Prozac®,Seropram®, Zoloft®…) sont mieux tolérés, hélasces produits sont moins efficaces que lestricycliques. La mise sur le marché de produits,non imipraminiques, à action monoaminergiquemixte et mieux tolérés (Effexor®, Ixel®), pourraientconstituer un progrès à condition qu’ilsmanifestent une activité antalgique franche.

3.2. Antiépileptiques

La carbamazépine (Tégrétol®) est largementutilisée dans la névralgie du trijumeau. Depuis ona assisté à la large utilisation de ce produit dansdes douleurs neuropathiques.

Une méta-analyse réalisée sur 20 études aconclu positivement dans les indicationssuivantes : neuropathie diabétique, névralgie dutrijumeau, prophylaxie de la migraine. Le degré

d’efficacité était au moins égal à celui desantidépresseurs, par exemple dans laneuropathie diabétique douloureuse. Desrésultats positifs ont également été obtenusdans les douleurs post-zostériennes.

3.2.1. Mécanisme d’action

Dans les douleurs neuropathiques, desdécharges électriques spontanées apparaissentle long des fibres nerveuses altérées. Cesphénomènes semblent liés à la sur-expression decanaux sodiques. Les antiépileptiquespréviennent la génération de déchargesspontanées; plusieurs d’entre eux bloquent lefonctionnement des canaux sodiques. Cemécanisme d’action n’exclut pas d’autres ciblespotentielles et particulièrement au niveau de lacorne postérieure de la moelle.

3.2.2. Effets indésirables

Les effets indésirables des antiépileptiquessont assez inhomogènes. La carbamazépine(Tégretol®) est à l’origine de troubles digestifs,hématologiques qui peuvent être gênants,associés à une action d’induction enzymatique.Cet effet inducteur enzymatique, sourced’interactions médicamenteuses, est retrouvéavec d’autres produits comme la phénytoïne (Di-Hydan®). Des antiépileptiques plus récents ontmontré une efficacité dans les douleursneuropathiques, il s’agit par exemple de lagabapentine (Neurontin®), dont la tolérance estsatisfaisante.

III. Nouvelles cibles

La connaissance des médiateurs et de leursrécepteurs, impliqués dans la physiopathologiepériphérique et centrale de la douleur, offre unebase théorique très importante mais complexe àla conception de nouveaux antalgiques. Letableau I synthétique inspiré des données de lalittérature illustre bien une large panoplie deproduits en développement pré-clinique ouclinique.

Le soulagement de la douleur passe par unbon diagnostic intégrant le caractèremultifonctionnel du phénomène. Ceci nécessiteune meilleure compréhension des mécanismesphysiopathologiques périphériques et centrauxdes différents types de douleur aiguës ouchroniques qui permettra la mise au point denouvelles classes de molécules thérapeutiques.

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Nécessité, risques et effets secondaires del’anesthésie chez les animaux de laboratoire

Jean-Etienne Bazin

Service d’Anesthésie-Réanimation, Hôtel-Dieu, CHU de Clermont Ferrand

Loin d’être un catalogue exhaustif des effets secondairesdes produits anesthésiques en fonction des différentesespèces animales, cet exposé propose une réflexion sur laqualité de l’anesthésie en termes d’expérimentationanimale. En effet, l’anesthésie doit être d’excellente qualitépour que l’animal puisse survivre aux différentes agressionschirurgicales mais aussi afin de ne pas perturber lesrésultats expérimentaux. Le fait d’utiliser un mélange deproduits anesthésiques augmente le risque d’interférenceentre les différents produits et les résultats escomptés,mais en autorisant des doses moindres de chaque produitminimise les modifications physiologiques entraînées parchacun.

Nécessité de l’anesthésiedes animaux de laboratoire

Nous passerons assez rapidement sur ce chapitre dans lamesure où cette nécessité parait évidente.

Tout d’abord, l’anesthésie permet une immobilitéparfaite de l’animal surtout lorsqu’il s’agit de gros animauxvoire d’animaux potentiellement dangereux.

La seconde justification de l’anesthésie est d’ordreéthique pour assurer un confort à l’animal mais aussi pouréviter les interférences de la réaction de stress sur lesrésultats expérimentaux. Les conséquences du stress chezla plupart des espèces de mammifères se traduisent parune stimulation sympathique avec augmentation de lapression artérielle et de la fréquence cardiaque, mais àl’inverse, on peut parfois observer une bradycardie parstimulation vagale. Au plan respiratoire, il existe uneaugmentation de la fréquence ventilatoire, un spasmebronchique avec parfois hypersécrétions salivaires et uneaugmentation de la consommation d’oxygène. Enfin auniveau endocrinien et métabolique, on observe unelibération de catécholamines et de glucocorticoïdesresponsable entre autres d’une hyperglycémie. La simple

absence de réaction motrice à un stimulus douloureux n’estpas suffisante pour affirmer une profondeur anesthésiqueet surtout analgésique suffisante chez l’animal [1]. Cetterigueur dans la qualité de l’anesthésie est donc à la fois uneobligation éthique et méthodologique si l’on ne veut pasque les modifications neuro-humorales liées à la douleur etau stress perturbent les résultats de l’expérimentation.

Enfin légalement, par le décret 87 848 du 19 octobre1987 il existe une obligation d’anesthésier et de ne pasfaire souffrir les animaux soumis à des expérimentations.

Il est donc d’une totale évidence qu’il faille faire dormirles animaux, cependant les produits utilisés pourl’anesthésie vont avoir eux mêmes des conséquencesphysiologiques voire pharmacologiques qui peuventperturber les résultats expérimentaux.

Effets secondairesde l’anesthésie

Les principaux effets secondaires des produits utiliséssont relativement bien connus, cependant il existe de trèsgrandes variations en fonction des espèces voire des races.

Effets respiratoires des anesthésiques

Un des premiers effets secondaires de la plupart deshypnotiques (à l’exception en fonction des espèces de lakétamine) est de déprimer la ventilation. Cette dépressions’exprime à la fois sur les échanges pulmonaires (fréquenceet/ou volume courant), et sur les capacités de régulationavec soit un décalage soit une inhibition des phénomènesd’adaptation à l’hypoxie et à l’hypercapnie. La figure 1illustre à partir de différentes études [2,3], l’effet de plusieurshypnotiques sur la fréquence respiratoire chez des lapinsnéo-zélandais. On observe que soit la kétamine à la dosede 35 mg/kg, soit le pentobarbital à la dose 40 mg/kg, soitla xylasine à la dose de 5 mg/kg, entraînent une diminutionde la fréquence respiratoire immédiatement après


l’injection intraveineuse. La ventilation estbeaucoup plus déprimée, avec pratiquementune apnée, après l’injection de barbiturique.L’effet de l’injection de ces différentshypnotiques est prolongé dans le temps etmême la xylasine qui semble être l’agent lemoins dépresseur de la fréquence respiratoireimmédiatement après l’injection est le produitqui va le plus diminuer cette fréquence 2 heuresaprès l’injection intraveineuse.

Chez le chien, l’isoflurane à des concentrationsinférieures à 2 CAM (CAM = concentrationalvéolaire minimum, concentration alvéolaireinhibant toute réaction motrice lors d’unestimulation chirurgicale chez 50% des sujets, parexemple pour l’isoflurane chez le chien 1,5%), onobserve une augmentation de la fréquencerespiratoire, au delà il existe un ralentissementde cette fréquence respiratoire jusqu’à l’arrêtrespiratoire aux alentours de 3 CAM (figure 2) [4].Cependant cette augmentation de fréquencerespiratoire n’est pas le témoin d’uneaugmentation de la ventilation minute puisqu’aucontraire, lorsque l’on observe l’évolution de laPaCO2, celle-ci ne fait que croître de façonproportionnelle à la concentration inhalée enisoflurane. La simple mesure de la fréquenceventilatoire n’est donc pas un témoin suffisantd’une absence de dépression respiratoire. Deplus, l’augmentation de la fréquencerespiratoire, entraîne une augmentation de laventilation de l’espace mort (qui ne participe pasaux échanges gazeux) et donc unehypoventilation alvéolaire avec une acidoserespiratoire.

Conséquences hémodynamiques

Pratiquement tous les produits anesthésiquessauf la kétamine [5] chez certaines espèces quiprovoque une augmentation de la pressionartérielle par effet sympathique, dépriment lapression artérielle par vasodilatation liée à unediminution du tonus sympathique. Avec laplupart des agents anesthésiques, on observeégalement une diminution du débit cardiaqueainsi que de l’inotropisme (force de contractiondu myocarde). Chez le chien, on observe(figure 3) qu’avec l’halothane le débit cardiaquediminue rapidement alors qu’il restepratiquement stable pour des concentrationsinférieures à 2 CAM avec l’isoflurane, enrevanche au delà de cette concentration les deuxproduits par inhalation dépriment le débitcardiaque de façon quasiment identique [6]. Ceciexplique la fréquence des décès observés avecl’halothane notamment dans les chambresd’induction où la concentration inhalée estparfois difficile à maîtriser.

Afin d’éviter le recours à des concentrations deproduits halogénés trop importantes, on peutavoir recours à une anesthésie dite balancée ouéquilibrée, avec adjonction de morphiniques cequi évite d’avoir recours à des concentrationsinhalées supérieures à 2 CAM et donc diminueles effets cardiovasculaires qui peuvent êtreobservés chez l’animal.

Les effets des agents hypnotiques sur lafréquence cardiaque, vont être très différents enfonction des espèces. A titre d’exemple, lakétamine augmente la fréquence cardiaque dufuret d’environ 30 % [7], alors qu’elle diminued’environ 10 % celle du rat [8]. Ces exemplespeuvent être multipliés à l’infini en observant leseffets des différents produits anesthésiques surdifférentes espèces. Chez un grand nombred’espèces de mammifères, il existe un baroréflexequi permet d’adapter le débit cardiaque enfonction de la pression artérielle aux dépens de lafréquence cardiaque. Les modifications de lafréquence cardiaque sont souvent le témoin dephénomènes tensionnels ou de perturbation dubaroréflexe par les agents anesthésiques.

L’hypothermie :

L’anesthésie entraîne chez toutes les espècesmammifères une hypothermie. Cettehypothermie est la conséquence d’une part del’immobilisation de l’animal mais aussi de lavasodilatation cutanée entraînée par certainsproduits. Elle est majorée en cas d’ouverture del’abdomen ou du thorax. Elle peut entraîner deseffets délétères, notamment au niveaucardiovasculaire et de l’hémostase, et doncperturber fortement les résultats del’expérimentation.

Modifications des vascularisations régionales

Ces effets sont extrêmement difficiles àsystématiser et sont très variables d’un produit àl’autre, d’une circulation régionale à l’autre etd’une espèce animale à l’autre.

Effets endocriniens

On peut dans ce cadre citer l’étomidate ou lemétomidate qui, lors d’anesthésies de longuedurée, vont bloquer la synthèse du cortisol [9].

Implications del’anesthésie sur lesrésultats expérimentaux

Dans un grand nombre de laboratoires,l’anesthésie des animaux est réalisée de façon


traditionnelle sans que jamais aucune réflexionsur la qualité ou l’influence de cette pratique surles expérimentations en cours ne soit menée. Eneffet comme nous venons de le voir, les agentsanesthésiques peuvent avoir des effets sur lesystème cardio-vasculaire, respiratoire,neurologique, immunologique et occasionnerdes interférences pharmacologiques qui peuventmodifier les résultats obtenus. Un des problèmesmajeurs est constitué par les interactionspotentielles entre le protocole anesthésiqueutilisé et la recherche en cours. Lorsqu’unprotocole anesthésique est choisi, il estimportant d’étudier les interactionspharmacologiques et physiologiques possiblesentre le modèle animal et les produitsanesthésiques utilisés. Ceci nécessite une étudeextensive et indispensable à la littérature. Il estimportant d’analyser si les investigateursprécédents ont tenu compte de cet élémentdans l’interprétation de leurs résultats.L’adoption d’un protocole anesthésique à partird’études pré existantes n’est pas la garantied’utiliser le meilleur. Dans l’immense majoritédes publications, aucune mention n’est faite auxinterférences possibles entre l’anesthésie dontbénéficiaient les animaux et les résultatsobtenus. Il est intéressant de constater par uneanalyse des banques de données que très peude travaux se préoccupent des conséquences duchoix du protocole anesthésique. Trois typesd’études peuvent être retrouvés, cellesconduites par des vétérinaires, celles menées pardes chercheurs, et celles réalisées par desanesthésistes. Les vétérinaires comparent lesprotocoles anesthésiques en terme deretentissement pratique et clinique,hémodynamique ou respiratoire peropératoire(les animaux sont généralement laissés enventilation spontanée), ou en terme de rapiditéet de qualité du réveil. Les chercheurs nonanesthésistes considèrent souvent l’anesthésiecomme un tout au même titre que la contentionou les prélèvements sanguins, sans analyser leseffets de chaque produit utilisé, de leurassociation, de leurs effets "collatéraux".Finalement ce sont le plus souvent des équipesd’anesthésistes qui étudient le retentissementcomparé de plusieurs protocoles anesthésiquessur des modèles expérimentaux avec en arrière-pensée l’application à la pratique humaine. Desextrapolations entre différentes espècesanimales et entre les animaux et l’homme en cequi concerne les effets des médicamentsanesthésiques sont extrêmement hasardeuses [10].Il est aussi difficile de s’appuyer sur des étudesréalisées sur un organe isolé pour en généraliserles résultats à l’ensemble des organes. Il existede grandes différences entre ce qui peut être

observé in vitro et ce qui est observé sur l’animalentier. Par exemple, la kétamine qui par lastimulation sympathique qu’elle provoqueentraîne une augmentation de pressionartérielle, est responsable in vitro d’unevasodilatation avec relaxation du muscle lissevasculaire [11].

Les effets d’un produit anesthésique peuventêtre totalement différents si celui-ci est utiliséseul ou en association avec d’autresanesthésiques. La suppression des effetscardiovasculaires de la kétamine lors de sonutilisation concomitante avec unebenzodiazépine ou un barbiturique en est uneillustration [12].

Le même agent anesthésique peut avoir deseffets totalement opposés dans des territoiresdifférents. C’est le cas de l’étomidate quiprovoque une vasodilatation de lamicrocirculation musculaire (crémaster etdiaphragme) [13], alors qu’il entraîne unevasoconstriction au niveau de la microcirculationcérébrale et des artères pulmonaires [14].

Les effets du protocole anesthésique peuventêtre paradoxaux d’un protocole à un autre,rendant là encore toute extrapolation à partir dela littérature sans fondement pour expliquer lesphénomènes sur un modèle donné. Enfin uncertain nombre des conséquences sur lesrésultats de l’expérimentation peuvent être liéesà des effets secondaires des produitsanesthésiques qui sont essentiellementl’hypercapnie par hypoventilation et la baisse depression artérielle. C’est le cas de l’augmentationde pression intracrânienne observée avec lesmorphiniques où l’on retrouve fréquemment unechute importante de la pression artériellesystémique responsable d’une vasodilatationcérébrale, elle même responsable de l’élévationde la pression intra crânienne. Lorsque lapression artérielle est correctement contrôlée,aucune élévation de pression intracrâniennen’est observée après injection de morphiniques.Les effets "collatéraux" de l’anesthésie(hypoventilation, hypotension artérielle,refroidissement …) doivent donc êtreparticulièrement contrôlés car peuvent à euxseuls modifier totalement les résultats d’uneexpérimentation.

Lors de la comparaison de protocolesanesthésiques chez l’animal, un des problèmesessentiel est de définir des niveaux d’anesthésiecomparables entre les animaux, cependant àl’heure actuelle aucun élément objectif nepermet de définir ces niveaux [15].


Au total, il est important de systématiquementse poser la question de l’interférence del’anesthésie sur le protocole expérimental. Unetechnique inopportune peut interférer sur laqualité des résultats obtenus. Il appartient doncaux chercheurs de s’informer régulièrement destechniques d’anesthésie et d’introduire des

améliorations chaque fois que cela s’impose.Toute validation d’un nouveau modèleexpérimental devrait de façon systématique,discuter des interférences possibles entrel’anesthésie et les résultats de l’expérimentation,voire comparer les résultats du modèle avecdifférents protocoles anesthésiques.

Références [1] Drummond JC, Todd MM, Saidman LJ. Use of neuromuscular blocking

drugs in scientific investigations involving animal subjects. The benefit of thedoubt goes to the animal. Anesthesiology 1996 ;85 :697-9.

[2] Sanford TD, Colby ED. Effect of xylazine and ketamine on bloodpressure, heart rate and respiratory rate in rabbits. Lab Anim Sci 1980 ; 30 :519-23.

[3] Borkowski GL, Danneman PJ, Russell GB, Lang CM. An evaluation ofthree intravenous anesthetic regimens in New Zealand rabbits. Lab Anim Sci1990 ; 40 : 270-6.

[4] Pagel PS, Kampine JP, Schmeling WT, Warltier DC. Comparison of thesystemic and coronary hemodynamic actions of desflurane, isoflurane,halothane, and enflurane in the chronically instrumented dog. Anesthesiology1991 ; 74 : 539-51.

[5] Invankovitch AD, Miletich DJ, Reimann C- Cardiovascular effect ofcentrally administered ketamine in goats. Anesth Analg 1974 ; 53, 924-33.

[6] Eger EI. The pharmacology of isoflurane. Br J Anaesth 1984 ; 56 : 71S-99S.

[7] Moreland AF, Glaser C. Evaluation of ketamine, ketamine-xylazine andketamine-diazepam anesthesia in the ferret. Lab Anim Sci 1985 ; 35 : 287-90.

[8] Jauchem JR, Frei MR. Cardiovascular changes in unanesthtized andketamine-anesthetized Sprague-Dawley rats exposed to 2.8 GHzradiofrequency radiation. Lab Anim Sci 1991 ; 41 : 70-5.

[9] Gerard H, Sensky PL, Broom DM, Perremans S, Geers R. Influences oftype of anaesthesia on cortisol, beta-endorphin and heart rate in pigs. Vet Res1996 ; 27 : 219-26.

[10] Bazin JE, Schoeffler P. Pigs are not humans. Br J Anaesth 1997 ; 79 :691-2.

[11] Altura BM, Altura BT, Carella A. Effects of ketamine on vascular smoothmuscle function. Br J Pharmacol 1980 ; 70 : 257-67.

[12] Sylvina.TJ, Berman NG, Fox JG. Effects of yohimbine on bradycardiaand duration of recumbency in ketamine/xylazine anesthetized ferrets. LabAnim Sci 1990 ; 40 : 178-82.

[13] Bazin JE, Dureuil B, Danialou G, Vicaut E, Aubier M, Desmonts JM, etal. Effects of etomidate, propofol and thiopental anaesthesia on arteriolar tonein the rat diaphragm. Role of prostaglandins and nitric oxide. Br J Anaesth1998 ; 81 : 430-5.

[14] Thorsen T, Gran L. ketamine/diazepam infusion anaesthesia with specialattention to the effect on cerebrospinal fluid pressure and arterial bloodpressure. Acta Anaesthesiol Scand 1980 ; 24 : 1-6.

[15] Sonner JM,Gong D, Eger EI. Naturally occuring variability in anestheticpotency among inbred mouse strains. Anesth Analg 2000 ; 91 : 720-6.


Figure 1 : Evolution au cours du temps de la valeur initiale de la fréquence respiratoire chez des lapins néo-zélandaisaprès 35 mg/kg de kétamine (trait noir) ou 5 mg/kg de xylazine (trait gris) d’après [2], ou 40 mg/kg de pentobarbital (traitpointillé) d’après [3].

Figure 2 : Variation en pourcentage de la fréquence respiratoire (losanges) et de la PaC02 (ronds) chez des chiens anes-thésiés par isoflurane à des concentrations croissantes (1, 2, 2,5 fois la concentration alvéolaire minimum (CAM)). La fré-quence respiratoire augmente jusqu’à des concentrations de deux fois la CAM puis baisse de façon importante. LaPaCO2 augmente régulièrement dès l’introduction d’isoflurane. Il existe une dépression respiratoire malgré l’augmen-tation de fréquence respiratoire. D’après Warltier et Pagel [4].

Figure 3 : Variation en pourcentage du débit cardiaque chez des chiens anesthésiés soit par de l’halothane (losanges)soit par de l’isoflurane (ronds) à des concentrations de 1, 2 et 2,5 fois la concentration alvéolaire minimum (CAM). Ledébit cardiaque reste relativement stable avec l’isoflurane pour des concentrations inférieures à 2 CAM pour ensuite dra-matiquement chuter. Avec l’halothane le débit cardiaque est diminué même pour des concentrations inférieures à 2CAM. D’après Eger [6].


Evaluation de la sensibilité dans les modèles animaux de douleur chronique

Dr. Isabelle Décosterd

Unité de Recherche Douleur - Service d'Anesthésiologie - Centre Hospitalier Universitaire Vaudois (CHUV)&

Département de Biologie Cellulaire et de Morphologie (DBCM)Faculté de Biologie et Médecine - Université de Lausanne

Rue du Bugnon 9 - CH -1005 Lausanne - Suisse

Le sujet de ma conférence se trouve en fait à l’opposé dece que vous avez appris pendant ce congrès, c'est-à-direprévenir la douleur chez les animaux de laboratoire. Il estclair qu’en étudiant les mécanismes de la douleur, qu’ellesoit aiguë ou chronique chez l’animal, notre quotidien dansmon laboratoire consiste à évoquer cette douleur.

Nous nous retrouvons aussi, par rapport à l’opinionpublique, dans une situation qui est délicate et au cours demon exposé je vais vous montrer les garde-fous que nousutilisons pour éviter toute déviance avec les animaux etpour pouvoir travailler dans des conditions tolérables , tant,pour l’animal, que pour le chercheur.

Je vais vous parler brièvement de : la mesure de ladouleur chez l’homme, la mesure de la sensibilité chezl’animal, les modèles animaux de douleur utilisés pour larecherche et vous montrer l’évaluation de ces sensibilitésbasales dans ces modèles.

La définition de la douleur est toujours difficile. Ladouleur au sens somatique a été définie par l’AssociationInternationale de l’Etude de la Douleur (IASP, InternationalAssociation for the Study of Pain, http://www.iasp-pain.org)comme une sensation et une émotion désagréableassociée à des lésions tissulaires présentes ou potentielles,ou présentée en de tels termes. Je crois qu’il est importantde rappeler la participation émotionnelle, requérant unprocessus cognitif intégratif actif, avec une connotationnégative liée à l’apprentissage.

Cela veut dire aussi que pour pouvoir percevoir ladouleur, il faut être conscient. Un animal sous anesthésiegénérale ne va pas percevoir la douleur. Par contre, ça neveut pas dire que les voies de la douleur ne sont pasactivées et que des modifications physiologiques, parexemple une augmentation de la fréquence cardiaque, dudébit cardiaque etc… sont présentes. Dès lors, sousintervention chirurgicale avec une anesthésie qui necomporte qu’un agent anesthésique mais pas antalgique, ilpeut y avoir également des répercussions, peut-être, surles expériences en cours.

Je ne vais pas entrer dans ce sujet mais, brièvement, ladouleur peut avoir des répercussions sur les expériencesque vous effectuez et pour beaucoup de gens quitravaillent par exemple sur le système immunitaire, ladouleur peut interagir avec la réponse immunitaire ouinflammatoire. Il est probablement très important pour lesexpérimentateurs qui ne travaillent pas sur la douleur maisqui ont des animaux présentant des douleurs soit aiguëssoit chroniques, d’être conscients de cette problématique.Une prévention de la douleur afin qu’il n’y ait pas demodification dans les mesures expérimentales peut alorsêtre effectuée.

La mesure de la douleur chez l’homme est basée sur unsystème d’autoévaluation. C’est le patient qui nous dit : j’aimal. Et le soignant va lui demander d’évaluer "à combien"est sa douleur.

Il existe différents systèmes d’évaluation quantitative,dont l’échelle d’évaluation visuelle analogique (EVA ). Untrait de 10 cm est présenté au patient, une extrémitécorrespondant au maximum de douleur imaginée et l’autreextrémité l’absence de douleur. Le patient va indiquer, soitavec une marque au crayon ou un curseur où se situe sadouleur sur ce trait et le soignant mesure la longueur dutrait. 0 correspondant à pas de douleur et 10 une douleurmaximale imaginable.

Chez l’enfant, et probablement la conférence que vousavez suivie hier vous a montré que la situation estdifférente. Une autoévaluation à partir de 4 à 6 ans estpossible. Chez l’enfant plus petit, il y a d’autres possibilitésd’évaluation avec différentes échelles. Nous utilisonssouvent l’échelle POCIS qui nous permet, par l’observationdu visage, des pleurs, de la respiration, des mouvementsdu torse de l’enfant, d’évaluer si cet enfant estinconfortable ou pas. L’agitation est un phénomène trèsimportant, qui se retrouve chez l’enfant et chez l’animal.Très souvent un enfant qui est agité en phasepostopératoire est un enfant qui a mal. Il s’agit d’hétéro-évaluation. C’est l’infirmière, le médecin, le physio -thérapeute etc., le soignant, qui évalue la douleur de


l’enfant. Nous nous retrouvons dans la mêmesituation lorsque nous travaillons avec desanimaux, la communication verbale n’étant paspossible avec l’animal.

L’hétéro-évaluation de la douleur chez lesanimaux de l’expérience en cours est sous laresponsabilité de l’expérimentateur. C’est unpoint qui est très important et je crois quel’expérimentateur doit réellement évaluer l’état,soit douloureux, soit l’état d’inconfort voire dedétresse de l’animal. Vous avez déjà assisté àune table ronde et il vous a été décrit lesdifférents petits signes d’appel que l’animal peutprésenter et qui peuvent être perçus parl’expérimentateur pour lui permettre dediagnostiquer un état douloureux, soit un état dedétresse/souffrance.

Il faut savoir reconnaître ces signes ; il fautsavoir reconnaître l’inconfort et la détresse de

l’animal et, bien sûr, il y a des spécificités enfonction des espèces. Pour cela il faut bienconnaître l’espèce avec laquelle on travaille, etévidemment il faut observer attentivement toutedéviance de la normalité chez ces animaux. Jevous propose la lecture suivante commeréférence : Guidelines on the recognition of pain,distress and disconfort in experimental animalsand an hypothesis for assessment. DB Mortonand PHM Griffiths, The veterinary Record, 1985,pp 431-436

Des directives ont été établies par l’AssociationInternationale de l’Etude de la Douleur (1), quicomporte plusieurs points importants. Lepremier point, prioritaire est l’évaluation desexpériences par un comité interne, et un comitéexterne du laboratoire ou de l’institution derecherche.

Il important que l’évaluation soit faite par uncomité comportant des profanes qui puissentainsi réaliser que ces expériences ne sont pasdes expériences de torture chez l’animal maisqu’elles ont un objectif scientifique bien précis.De plus, et vous allez le voir par la suite dans lefilm, le comportement des animaux dans desmodèles expérimentaux de douleur n’est pasextrêmement altéré.

Le deuxième point, l’expérimentateur devraitessayer le stimulus sur lui-même. Tous les testsque je vous montrerai après, vous le verrez, nesont pas exagérés et je crois que cette règle doitêtre respectée.

Le troisième point : toute déviation de lanorme chez l’animal doit être observée et notée.

Dans la suite des directives, l’animal doit êtreexposé à une douleur minimale, lorsqu’on parlede stimulation externe par exemple, et c’est laraison pour laquelle nous déterminons engénéral des seuils de sensibilité et non uneréponse à une stimulation maximale.

La cinquième directive est un point délicat.Normalement l’animal doit recevoir desanalgésiques, que ce soit en postopératoire ouau long de l’expérience, mais il est évident quelorsqu’on étudie les mécanismes fondamentauxdu développement des douleurs chroniques parexemple, l’utilisation des analgésiques n’est paspossible. Et en général, les comités vétérinaires,en tout cas en Suisse, acceptent que nousn’utilisions pas d’analgésique dans lepostopératoire immédiat, mais c’est un pointqu’il faut bien discuter et bien exposer.

De même, il ne faut pas oublier qu’un agentbloquant neuromusculaire (curare) n’est pas unanesthésique ni un analgésique ; les animauxpeuvent être conscients. Donc ne jamais faired’expérience chez des animaux curarisés,paralysés, sans qu’il n’y ait association avec unagent anesthésique.


Et bien sûr, comme d’ailleurs pour beaucoupd’autres types de thématiques de recherche, ladurée des expériences doit être aussi courte quepossible et le nombre d’animaux aussi restreintque possible.

Une grande difficulté dans l’étude de ladouleur, c’est qu’il n’y a pas de mesure simple dela douleur spontanée chez l’animal actuellementvalidée. La grande majorité des mesures de ladouleur chez l’animal seront faites en réponse àune stimulation externe.

Dans mon laboratoire, nous investiguons lasensibilité douloureuse basale chez l’animal.

La stimulation externe peut être nociceptive/algogène ou non et la réponse sera normale oupathologique. Ceci définira des situations (1)d’allodynie (à une stimulation non douloureuse,l’animal ou l’homme il y a une réaction de typedouloureuse), le seuil de réponse à la stimulationest diminué ; (2) d’hyperalgésie (à une

stimulation douloureuse la réponse douloureuseest exagérée sans que le seuil de sensibilité nesoit obligatoirement modifié).

Les différents modèles animaux utilisés enrecherche se basent sur la réponse à unestimulation qui peut être thermique(chaleur/froid), mécanique ou chimique. Uneobservation comportementale est effectuéechez ces animaux en réponse au type destimulation. Classiquement l’épreuve de "tailflick" fait référence à un comportement réflexede mouvement de la queue suite à unestimulation thermique. Le "Hot Plate" (plaquechaude) fait référence à un comportementorganisé sans apprentissage. La latence de laréponse (ici le léchage d’une patte arrière ou lesaut hors de la plaque) sera mesurée ou le seuilde température induisant une réponse dans untemps donné. Le temps de latence (retrait de lapatte) et la qualité de la réponse à unestimulation thermique via une source de chaleurradiaire exercée sur la face plantaire de la pattearrière peut être enregistrée (méthode deHargreaves, test d’hyperalgésie au chaud). Leseuil de réponse à une stimulation mécaniquenon-nociceptive sera mesuré suite à l’applicationd’une série de monofilaments calibrés (filamentde von Frey, test d’allodynie mécanique). Laréponse à une piqûre standardisée ou à unepression exercée sur la patte sera mesurée (testsd’hyperalgésie mécanique).

Certains agents chimiques irritants pour lesnocicepteurs (capsaicine, formaline, carrageenan,mustard oil, etc..) peuvent être injectés dans lapatte (modèles de douleurs aiguës ou desensibiliation centrale) ou le péritoine (modèlesde douleurs viscérales) et la réactioncomportementale observée.

Des lésions tissulaires de type inflammation(par exemple avec infiltration d’adjuvent deFreund dans la patte) ou de lésion neurologiquesont effectuées chez les animaux et les épreuvesde stimulation externe décrites ci-dessusutilisées.

Mon laboratoire s’intéresse principalement auxdouleurs qu’on appelle neurogènes ouneuropathiques qui sont des douleurs induitespar une lésion du système nerveux périphériqueou central. Nous effectuons principalement unelésion périphérique du nerf sciatique. J’ai mis aupoint dans le laboratoire du Professeur ClifordWoolf le "spared nerve injury (SNI) (2) qui est unelésion partielle de deux branches terminales dunerf sciatique, laissant la troisième branche, lenerf sural, totalement intacte. Dès le troisiémejour après la lésion le territoire cutané du nerfsural (face plantaire latérale de la patte) devienttrès sensible. Nous notons une allodyniemécanique et thermique, ainsi qu’une


hyperalgésie mécanique et au chaud dans ceterritoire non lésé. C’est une représentationextrêmement fine de ce qu’on appelle enclinique les douleurs extraterritoriales. Lespatients ont des douleurs qui peuvent êtrespontanées dans le territoire lésé, mais dans leterritoire qui se trouve à côté correspondant à unnerf qui est totalement intact, où il n’y a aucunelésion qui a été faite par un traumatisme, cespatients vont avoir des douleurs intenses et dessensations altérées comme par exemple aumoindre affleurement de la peau.

Due à l’animal et à l’investigateur, il y a unegrande variabilité dans les réponsescomportementales chez l’animal. Bien étudiéepar Chesler et MOGIL (3), la principale source devariabilité est l’expérimentateur lui-même. Endeuxième position l’animal (quel génotype), puisensuite les autres facteurs environnementaux. Lechercheur, comme pour tout autre investigationcomportementale doit être bien conscient de lavariabilité qu’il introduit dans la récolte dedonnée, et il est évident que certaines règlescomme le même investigateur pour la mêmeexpérience, l’évaluation en "aveugle",etc…doivent être respectées.

L’animal, par son fonds génétique, influenceaussi fortement la réponse comportementale. Ilfaut alors être très prudent lors de l’utilisationd’animaux génétiquement modifiés de biensélectionner des animaux contrôles qui ont un

fonds génétique similaire. Le recours aubackcross sur plus de 10 générations estrecommandé chez les transgéniques pourapprocher une similarité génétique avec lescontrôles.

En conclusion, l’évaluation comportementalede la douleur est un des moyens pour mieuxcomprendre les mécanismes de la douleurchronique, et cette évaluation se fait selon descritères précis, dans le respect de l’animal.

Pour tout autre type de recherche,l’observation et la recherche de signes indirectsde douleur ou de souffrance chez l’animal faitpartie du devoir de l’expérimentateur.

Nicolas STADLER

Merci Isabelle pour cet exposé. Est-ce quevous avez des questions ?

Un auditeur

Vous nous avez présenté plusieurs tests, quisont pour la plupart assez bien connus. Est-ceque, selon vous, il n’y a pas redondance dans lesrésultats concernant ces différents tests, ça c’estle premier point, et le second, est-ce qu’il y a desdifférences entre les espèces en terme deréponse. Parce que parfois, on est amené à voir,dans des projets, une multiplicité de tests sur desespèces différentes. Est-ce qu’il y a une sorte deguide qui permet de s’en sortir un peu et de sedire : ça, ça n’est peut-être pas tout à fait utile dele faire ?

Isabelle DECOSTERD

C’est une question qui est extrêmementimportante. C’est clair qu’on a un certain nombrede tests. Derrière ces tests, il y a certainesquestions. Par exemple pour l’inflammation, il y aplusieurs modèles, mais, tous ces modèles sontdifférents. Est-ce qu’ils s’approchent réellementd’une situation humaine par exemple ? C’estaussi une question essentielle. Le patient qui aune arthrite, on ne lui a pas injecté de l’adjuvent


de Freund dans son articulation ou dans sonpied. Malgré tout, en tout cas par exemple pourles sujets qui me concernent le plus qui sont lesdouleurs neuropathiques, les mécanismes quisont responsables du comportementpathologique chez l’animal avec le mêmesymptôme soit une allodynie, peuvent êtreextrêmement différents dans les différentsmodèles. Si vous prenez la lésion partielle parexemple du nerf sciatique que je fais, où lesfibres lésées sont totalement différenciées desfibres non lésées à l’extrémité distale, il y aprésence dans le même ganglion spinal descellules lésées et non lésées. Il est possible qu’ily ait un cross-talk entre les cellules et qui peutparticiper à la génération et au développementde ces douleurs chroniques.

L’autre modèle, le modèle de Chung (4)comporte une lésion du nerf spinal et l’atteintesera spécifique à un seul ganglion, dans lequeltoutes les cellules sont atteintes. Par contre, lesfibres lésées et non-lésées sont en contact enpériphérie. Et à ce moment-là, ce sont desmécanismes, probablement cellulaires, qui sontextrêmement différents. Donc je pense qu’ondoit encore utiliser différents modèles pouressayer d’approcher la douleur sur différentsaspects. Chez les patients, on ne sait pas quelssont les mécanismes qui sont présents. On saitqu’il y a certains symptômes qui sont présents,mais qui peuvent être corrélés à certainsmécanismes. Mais un symptôme peut avoirplusieurs mécanismes et un mécanisme plusieurssymptômes. Donc quand on arrivera peut-être àdécortiquer mieux cela chez l’animal, on arriveramieux à décortiquer aussi la situation qui sepasse chez l’humain.

La deuxième partie de votre question concernel’utilité des tests type tail flick et hot plate

Le tail flick, est une réponse réflexe. Pour le hotplate, il y a un comportement organisé nonappris. L’animal doit se lécher la patte, crier etc.,on teste la chaleur. Ces deux tests évaluent laréponse à la chaleur, qui n’est pas un symptômecorrespondant à des plaintes cliniques dans des

douleurs chroniques. Malgré tout, ils ont leursspécificités mécanistiques et il y a une corrélationavec la réponse aux analgésiques utilisés pour letraitement de la douleur aiguë.

Mais je crois que ce qui doit être fait, c’estquand même un gros effort de la part deschercheurs, de mieux se poser la question : maisqu’est-ce que j’observe en ce moment, quel estle mécanisme d’action du médicament que jevais tester, quel est le mécanisme que je vaisinvestiguer et quels tests je vais faire. Parcequ’on voit encore trop dans la littérature destests qui sont appliqués et qui ne sont paslogiques par rapport à l’expérience.

Nicolas STADLER

Tu dis qu’il y a de grandes différences enfonction de la sensibilité basale entre lesdifférentes souches de souris consanguines, çapour expliquer que parmi nous, on a undéterminisme génétique qui fait que certainssont plus douillets que d’autres.

Isabelle DECOSTERD

Oui ; chez nous, c‘est complexe parce qu’il n’ya pas seulement notre déterminisme génétique,mais il y a aussi notre éducation etl’environnement auquel nous avons été soumis.Dans certaines douleurs chroniques suite à desinterventions chirurgicales par exemple aprèsune thoracotomie, certains maladesdéveloppent des douleurs chroniques à longterme. Il y a certains patients qui ne lesdéveloppent pas. Pourquoi y en a-t-il certains quiles développent et pourquoi certains pas ? Il estbien possible qu’il y ait une sensibilitégénétique, mais difficilement explorable. Il y apeu de familles chez qui tout le monde va avoirune thoracotomie par exemple. L’approchegénétique est bien sûre très intéressante, maisdifficile à réaliser concrètement chez l’hommecar, à part certains cas particuliers, il faut unelésion de départ.

BibliographieReference List(1) Zimmermann M. Ethical guidelines for investigations of experimental

pain in conscious animals. Pain 1983;16:109-10.

(2) Decosterd I,.Woolf CJ. Spared nerve injury: an animal model ofpersistent peripheral neuropathic pain. Pain 2000;87:149-58.

(3) Chesler EJ, Wilson SG, Lariviere WR, Rodriguez-Zas SL, Mogil JS.Influences of laboratory environment on behavior. Nat.Neurosci 2002;5:1101-2.

(4) Kim SH,.Chung JM. An experimental model for peripheral neuropathyproduced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain 1992;50:355-63.


Anesthésie, Analgésie et Euthanasie des Primates Non Humains (PNH) :

aspects PratiquesHugues Contamin

DVM, PhD, responsable des modèles animaux au laboratoire de haute sécurité "P4 Jean-Mérieux" et chercheur dans l’Unité de Biologie des Infections Virales Emergentes (Institut Pasteur).

Commentaires issus de la communication orale présentée au colloque de l’AFSTAL à Dijon le 13 juin 2003

Diminuer la douleur et le stress des animaux delaboratoire est une démarche d’autant plus fondamentale àmettre en œuvre lorsqu’il s’agit de la manipulation deprimates non humains (PNH). Ces animaux sont stressés etdangereux à manipuler. De plus, du fait des relationsphylogénétiques que l’on partage avec eux, leurmanipulation soulève des problèmes éthiques importants.

L’anesthésie, l’analgésie (et l’euthanasie) sont despratiques au service de l’animal, mais également au servicedu protocole. La douleur a des conséquences sur denombreuses constantes physiologiques des animaux.L’anesthésie et l’analgésie permettent de ramener lesindividus sur le même plan et réduire les réactionsindividuelles qui biaisent l’expérimentation.

Le but de cette présentation est très pratique. Tout endécrivant les principales étapes de la démarcheanesthésique, il s’agit d’identifier les particularitésconcernant les primates.

La démarche anesthésique

Dans le cadre de la manipulation des PNH, comme pourcelle des animaux de laboratoire en général, la démarcheanesthésique doit prendre en compte la diversité dessituations, comme :

i) la nature de l’acte. Par exemple, une anesthésielégère sera suffisante pour effectuer une simple prise desang alors qu’une anesthésie plus profonde seraindispensable pour des chirurgies plus lourdes comme unelaparotomie ou une thoracotomie.

ii) la durée de l’acte. On n’envisagera pas le mêmeprotocole pour un simple examen clinique toujours trèsdélicat à réaliser chez un singe vigile ou une implantationd’une chambre qui nécessitera une anesthésie plus longue.

iii) l’état physiologique du singe. Par exemple, dans lecadre des singes utilisés dans le domaine des maladies

infectieuses, il faudra tenir compte de l’état général del’animal souvent débilité par le processus infectieux encours.

iv) la qualité et la durée du réveil souhaité. Parexemple, dans le cas de la capture de singes appartenantà des groupes sociaux. Le retrait temporaire du groupepeut avoir des conséquences au niveau de saréintroduction. Une durée de réveil courte est alorssouhaitable.

v) l’espèce de singe manipulée : la taille peut être unelimite à la technique utilisée.

vi) la sensibilité de certaines espèces de singes àcertains produits. Par exemple, le singe écureuil présenteune sensibilité particulière aux barbituriques. Des cas demortalité ont été décrits à l’induction chez ces animaux.

vii) des interférences avec l’expérimentationenvisagée. Il faudra s’interroger sur les interactionspossibles des produits utilisés sur les systèmes organiqueset physiologiques étudiés dans le cadre du protocoleexpérimental. Certains produits vont interférer avec lesfonctions rénales, d’autres avec l’activité enzymatique dufoie, d’autres peuvent modifier les fonctions endocrines.Cela implique une connaissance des propriétéspharmacologiques des produits utilisés. En général, ceseffets sont doses dépendantes. Ainsi le maintien d’uneanesthésie au niveau de profondeur minimum permettraen réduisant les doses utilisées, de réduire les interactionséventuelles.

La démarche anesthésique a pour but d’adapter leprotocole à l’ensemble de ces situations. Il n’existe pasd’anesthésique idéal. Il s’agit d’associer différents produits.D’autre part, il faut effectuer un suivi rigoureux durant toutela période de l’anesthésie qui s’étale depuis la période depré-anesthésie jusqu’à la période de réveil et de post-anesthésie. C’est une démarche qui s’applique sanséquivoque chez le primate, qui est un animal dontl’utilisation en expérimentation animale représente un coûtéconomique et un coût éthique.


1- La période pré-anesthésique

a- L’examen clinique

L’examen clinique pré-anesthésique n’est pas ànégliger. Il va permettre d’apprécier l’état desanté de l’animal. Il est difficile à réaliser enpratique, voire même dangereux du fait quel’approche des singes est toujours délicate.Toutefois, on pourra faire une évaluation de cetétat clinique. Les techniciens animaliers qui sonten contact régulier avec les animaux jouent unrôle déterminant. On vérifiera toute modificationde comportement, si l’animal mange et boitnormalement. Un examen de la cage où séjournele singe permet de vérifier la nature, la quantitédes selles et des urines.

b- La diète

Les PNH doivent être mis à la diète pourdiminuer les risques de vomissements ou derégurgitation pendant l’anesthésie. Une diète de6 à 8 heures suffit généralement; l’eau seraretirée une heure environ avant l’anesthésie.

Il faudra faire attention au risqued’hypoglycémie qui peut être assez importantchez les jeunes animaux mais également chezcertaines espèces plus sensibles àl’hypoglycémie, comme le singe écureuil. Chezcette catégorie d’animaux et d’espèces, unediète de deux heures sera suffisante.

c- La sédation

Du fait du stress ressenti par les animauxcaptifs et du danger que représente leurmanipulation vigiles, la sédation a pour but defaciliter la capture et la mobilisation de l’animal;mais aussi de potentialiser les drogues utiliséespour l’anesthésie générale et diminuer laquantité d’anesthésiques nécessaires; dediminuer le stress et les réactions réflexes;d’améliorer la qualité du réveil.

La drogue de choix pour l’immobilisation desprimates est la Kétamine (Kétalar® ou Imalgène®)à la dose de 10 mg/kg par voie intra musculaire(IM). La kétamine entraîne une anesthésiegénérale avec une analgésie superficielle (sansmyorelaxation) suffisante pour pratiquer desactes légers (pansements, ponctions veineusesou artérielles, pose de cathéters).

d- L’injection

L’anesthésie des primates se fait en général àdistance à l’aide de fléchettes (seringuesprojectiles), projetées avec une sarbacane pourune télé-injection à courte distance (animal encage) ou un fusil (ou un pistolet) à air comprimépour une télé-injection à longue distance (animalen parc extérieur). Ces pratiques nécessitent uncertain entraînement; pour un animal en cage,

l’injection peut également être réalisée à traversla cage grâce à une contention par le fondamovible de la cage .

C’est un moment stressant pour l’animal. C’estpour cela qu’il faut réaliser ce geste dans le plusgrand calme et le plus rapidement possible.

e- Les anticholinergiques

L’utilisation de ces produits vise à prévenir lesmanifestations vagales et les vomissements etpermettent également de diminuer lessécrétions bronchiques et salivaires.Apparemment, l’utilisation de ces produits n’estplus préconisée systématiquement, du fait desrisques de provoquer des tachycardies sur desanimaux déjà stressés et dont la fréquencecardiaque est déjà élevée (prédisposition à desarythmies cardiaques). Cependant, en pratique,l’effet de ces produits sur le tarissement dessécrétions salivaires est nécessaire car il y a unrisque chez les singes non intubés, anesthésiés,d’œdème aigu du poumon du fait del’importante salivation observée. On utiliseraalors l’atropine (Atropine®) à la dose de0,04 mg/kg en IM ; on aura, auparavant contrôléla fréquence cardiaque. L’administration enparallèle de substances bradycardisantes commeles α2 agonistes peut équilibrer les effets.

2- L’anesthésie générale

a- L’intubation et la voie veineuse

L’intubation endotrachéale et la mise en placed’une voie veineuse sont deux gestes de base dela pratique anesthésique. L’idéal est d’intuberl’animal car cela procure une sécurité en assurantune étanchéité des voies aériennes et endonnant un accès direct pour oxygéner lesanimaux. L’intubation est évidemmentindispensable dans le cadre de l’administrationd’anesthésiques volatils. Maintenant, pour laréalisation d’actes courts réalisés sur un nombreimportant d’animaux, l’intubation, même si elleest facile et rapide à réaliser pour unmanipulateur entraîné, prendra trop de temps enrapport avec l’acte à réaliser (prises de sang,examens cliniques,…). Cela dépendraégalement de l’état de l’animal et du risqueanesthésique encouru. Il est conseillé d’intubersystématiquement tout animal qui a mangé etque l’on doit impérativement manipuler sousanesthésie.

Sous kétamine, l’anesthésie obtenue estcaractéristique par la conservation des réflexesde déglutition. On peut donc théoriquement sepasser d’intubation endotrachéale. Par contre, ilne faut jamais tenter d’intuber un animal souskétamine seule, en raison du risque d’arrêtcardiaque lié à la conservation des réflexes.


Des systèmes peuvent être adaptés pourassurer l’oxygénation au masque des animaux.

La cathétérisation, quant à elle maintient unevoie veineuse ouverte pour l’administration dedrogues d’anesthésie ou de réanimation ; etdans le cas échéant permet l’administration defluides. La voie veineuse de choix chez le singeest la veine saphène.

b- le suivi des animaux

Quelque soit la technique d’anesthésieutilisée, il est essentiel qu’un suivi rigoureux del’animal soit effectué. C’est ce qu’on appelle lemonitorage. C’est avant tout, la température, lesuivi de l’activité cardiovasculaire et du systèmerespiratoire ainsi que la profondeur del’anesthésie qu’il faut "monitorer" avecprécision.

Une bonne partie de ce suivi peut être réaliséepar une approche clinique mais un certainnombre de moyens techniques simples et plusou moins coûteux peuvent aider et compléter lasurveillance de l’animal anesthésié (cfcommunications sur le monitorage del’anesthésie). Pour les PNH, les instruments demonitorage adaptés chez l’homme sontfacilement utilisables.

La fonction respiratoire peut être trèsfacilement soutenue à tout instant en fournissantde l’oxygène par le masque.

Concernant la température, il sera judicieux defaire une première mesure le plus tôt possibledès la capture de l’animal pour se donner unepremière idée. Chez les PNH, il faudra faireattention à l’hyperthermie suite à une capturestressante (au cours de laquelle l’animal a courudans une volière ou s’est débattu). Cettepremière prise donne une idée du niveau basalet permettra une appréciation plus juste del’évolution de ce paramètre. Tous lesanesthésiques dépriment la températurecorporelle de l’animal, il faudra donc luttercontre l’hypothermie qui est d’autant plus rapideet importante d’installation chez les petitesespèces de singes, particulièrement sensiblesaux déperditions de chaleur, mais égalementchez les jeunes animaux.

Quelques systèmes de maintien de latempérature corporelle sont utilisables chez lesPNH : dès l’induction de l’anesthésie, l’animalpeut être maintenu sous une couverture desurvie ; il existe également des systèmes àconvection, à circulation d’eau chaude et àcirculation d’air chaud (matelas de contention etradiateurs air chaud). Il faudra faire attention à nepas dépasser les 39-40 °C. Il faudra égalementse méfier des bouillotes et des plaques

chauffantes avec les risques de brûlures qu’ellespeuvent entraîner.

La personne qui assure le suivi de l’anesthésiedu singe doit impérativement connaître lessignes d’alerte (=détresses, réveil, …), afind’intervenir de façon adaptée.

A ce sujet, le rapport d’anesthésie peut êtreintégré aux procédures de l’animalerie. Le butest de renseigner le protocole d’anesthésieutilisé: les drogues administrées, la voied’administration, la dose, l’enregistrement desprincipales variables régulièrement au cours dela procédure comme la fréquence cardiaque, lafréquence respiratoire, la température. Celapermet d’améliorer les connaissances des effetsdu protocole pratiqué sur l’espèce manipulée etdonc d’améliorer la reconnaissance desanomalies survenant en cours d’anesthésie. (cftableau 1 : principales valeurs des constantesphysiologiques à suivre au cours de l’anesthésie,chez différentes espèces de primates. Unevariation autour de ces valeurs d’environ 20 %autour de la norme constitue un signe d’alerte:détresse respiratoire et cardiaque et/ou signe ledébut du réveil et renseigne sur le niveau deprofondeur de l’anesthésie).

Remarque : il faut penser également à évalueravec le plus de précision possible, les pertes desang survenues au cours de l’intervention afin deles corriger dès la période d’anesthésie (à partirdu sang d’un congénère prélevé sur citrate desodium) : 20 ml/kg/h en IV. Si l’anesthésie estlongue une perfusion de ringer lactate à10 ml/kg/h en IV peut être envisagée. S’il n’y apas de voie veineuse en place, dans le cas d’unsinge de petite taille ou d’un jeune individu outout simplement en raison de difficultés à trouverune voie, l’administration du liquide de perfusionen sous cutanée ou en intra péritonéale peut êtreréalisée en fin de manipulation.

c- les produits

L’anesthésie chez les primates peut êtreobtenue comme chez tous les autres animaux,par voie injectable ou par voie inhalatoire ou parla combinaison des deux.

i) Les injectables (cf Liste I)

Ils présentent l’avantage d’être simples demise en œuvre. Ils comportent moins de risquesqu’une anesthésie volatile, réalisée par unepersonne non expérimentée.

En contrepartie, si la drogue a été administréepar IM, pour obtenir une anesthésie de qualité, ilfaudra administrer des quantités plusimportantes du produit, entraînant unallongement de la durée de la phase de réveil,avec toutes les complications (comme


l’hypothermie) qui peuvent survenir à ce momentlà. On peut tenter de minimiser ce problème enpratiquant des injections par voie IV et/ou utiliserdes protocoles qui permettent la réversion del’anesthésique par l’utilisation d’antagonistes.

Toute une gamme de produits (présentés dansd’autres communications du colloque) estutilisable chez les PNH.

Les barbituriques : les produits utilisés sont lepentobarbital (Nembutal®), à durée d’actioncourte: après prémédication à la kétamine,permet une anesthésie d’environ une heure ; lethiopental (Nesdonal®), à durée d’action ultracourte (15 minutes), ainsi que le méthohexital(Briétal®) peuvent être utilisés pour faciliterl’intubation endotrachéale et ainsi préparerl’animal à une anesthésie inhalatoire. Ce sont desproduits très dépresseurs sur le plancardiovasculaire et respiratoire. Ils sont contre-indiqués dans les explorations cardiovasculaireset sur un terrain de "choc". De plus, ils ont uneffet cumulatif important lors de réinjection,entraînant des retards de réveil, voire parfois unemortalité anesthésique importante.

Les anesthésiques dissociatifs :

- comme la kétamine avec laquelle on obtientune analgésie superficielle, une sédation et unerigidité musculaire. Après injection IM pour lacapture des animaux (10 mg/kg), l’anesthésiegénérale peut être prolongée par desréinjections de kétamine par voie IV (3 à6 mg/kg). Le réveil est lent. On note chezcertaines espèces comme le macaque, lebabouin et même le singe écureuil, ledéveloppement d’une tolérance après demultiples administrations qui nécessitent uneaugmentation des doses nécessaires.

- comme la tilétamine, une des droguescontenues dans le zoléthil®, utilisable égalementchez le singe et présentant les mêmescaractéristiques que la kétamine.

Les α2-agonistes : sédatifs puissantsprovoquant une bonne analgésie et présentantun pouvoir myorelaxant. Ils entraînent cependantune dépression cardiovasculaire et respiratoireimportante. L’administration de xylazine(Rompun®) à la dose de 0,6 à 2 mg/kg en IM enassociation avec des doses réduites de kétamine(8 mg/kg) permet d’obtenir une anesthésie plusprofonde avec une meilleure analgésie et uneexcellente myorelaxation. Le réveil estégalement plus rapide qu’avec des doses plusimportantes de kétamine. Il faudra néanmoinssurveiller les fonctions respiratoires et cardio-vasculaires. La médétomidine, drogue contenuedans le Domitor® appartient à ce groupe.

Le propofol : contenu dans le Diprivan® ou leRapinovet® : il s’agit également d’unanesthésique IV de courte durée d’action etlégèrement analgésique. Son délai d’action estcourt (20 à 30 secondes), sa durée d’actionégalement (10 à 15 minutes), avec un réveild’excellente qualité. Les doses d’induction sontde 5 à 8 mg/kg puis on peut utiliser desréinjections ou des perfusions au pousseseringue si l’on désire prolonger l’anesthésie.

L’étomidate contenu dans Hypnomidate® : estun hypnotique pur, sans effet analgésique, dedélai d’action rapide, de durée d’action trèscourte (20 min). Ce produit est remarquable parson absence totale d’effets secondaires cardio-vasculaire ou respiratoire. Les doses d’inductionsont situées entre 1 et 3 mg/kg ; si l’on veutprolonger, on peut utiliser des réinjections dedemi doses ou de quart de dose; comme pour lepropofol l’injection est douloureuse et entraîneparfois des mouvements anormaux à l’induction.

Les benzodiazépines : très utilisés enanesthésie: hypnotiques, myorelaxants et anti-convulsivants. Leur intérêt chez les primates,c’est qu’on peut les associer à d’autres produits:kétamine, xylazine, les halogénés et lesmorphiniques. Ces produits ont peu d’effetdépresseur cardiovasculaire ou respiratoire.Deux benzodiazépines sont utilisées : lediazépam (Valium®), à durée d’action de 1 à2 heures, dose : 0,5 mg/kg IV ; le midazolam(Hypnovel®), à durée d’action courte (30 min à1 heure), dose de 0,5 mg/kg à 1 mg/kg IV. Lezolazepam, benzodiazépine contenue dans leZoléthil® apporte l’effet myorelaxant àl’association avec la tilétamine.

ii) Anesthésie inhalatoire

Chez le primate, les anesthésiques inhalatoiressont d’un usage tout à fait facile et permettentd’obtenir des anesthésies maîtrisables en duréeet en profondeur. Cependant, cela implique ladétention de matériel adapté et une technicitéplus importante. Les singes sont d’abord sédatéspar voie IM puis le maintien de l’anesthésie estassuré soit par sonde endotrachéale raccordée àla machine, soit au masque.

L’halothane (Fluothane®) : l’induction et leréveil sont rapides ; obtention d’une analgésie etd’une myorésolution de qualité ; induit unehypotension et une bradycardie, une dépressionrespiratoire et une hépatotoxicité ; labiotransformation hépatique est de 20 %(= attention aux anesthésies prolongées avec ceproduit).

L’isoflurane (Forène®) : l’induction et le réveilsont rapides (plus rapide par rapport àl’halothane) ; l’élimination se fait complètement


par les poumons ; l’hépatotoxicité est minimaleavec une biotransformation hépatique évaluée à0,2 % ; cette drogue présente un avantageconsidérable lorsqu’il s’agit de protocolesimpliquant l’étude du métabolisme de drogues.Elle induit cependant une dépression respiratoiresupérieure à l’halothane et une dépressioncardio-vasculaire inférieure.

Le type de circuit pour l’appareil d’anesthésiedoit tenir compte de la taille relativement petite(< 10 kg) des primates anesthésiés. Il faut uncircuit présentant un espace mort réduit, unerésistance à la circulation des fluides peuimportante, avec une perte de chaleur etd’humidité minimale. Le circuit ouvert du typecircuit coaxial ou circuit de bain estparticulièrement adapté à l’anesthésie desanimaux de petit gabarit (<10 kg) ; inconvénient :l’élimination de tous les gaz expirés, y comprisdes vapeurs anesthésiques rejetées se fait àl’extérieur du système. Il impliquenécessairement le captage des vapeursanesthésiques ou leur élimination dans un localextérieur.

d- quelques protocoles pratiques (cf Liste II)

Pour des actes de courte durée (= examenclinique simple ou chirurgie légère) : on pourrapar exemple utiliser la kétamine seule en IM poursédater l’animal (10 mg/kg) , avec la possibilitéde prolonger l’anesthésie, soit avec de lakétamine par voie IV à des doses plus réduites (3à 6 mg/kg), soit par des agents anesthésiques IVtype barbituriques, propofol ou étomidate. Sil’acte se poursuit, les réinjections sont possiblesavec les deux derniers produits.

Pour la réalisation d’actes peu douloureux(type pansements, pose de cathéters), uneanesthésie locale pourra compléter le protocoleen cas de besoin, à l’aide d’injection locale dexylocaïne (Xylovet®).

Pour obtenir une analgésie plus profonde etune très bonne myorésolution, on utilisera parexemple la kétamine à dose beaucoup plusréduite (8 mg/kg) ) associée à des α2 agonistes(Xylazine®).

Pour une anesthésie sur un animal en état dechoc (= dépression cardio-vasculaire), onpréférera plutôt associer la kétamine avec unebenzodiazépine type midazolam ou diazépam.C’est l’association que l’on retrouve dans leZoléthil® (tilétamine + zolazépam) ; cetteassociation est également idéale pour procéderà un examen radiologique.

Pour une intervention avec une stabilitécardiaque : après prémédication à la kétamine,l’induction est réalisée soit par l’étomidate, soitpar une benzodiazépine en association avec de

la morphine ou dérivés (Fentanyl®) si l’acte estdouloureux. Si l’anesthésie doit durerlongtemps, on peut administrer l’étomidate enperfusion continue sur pousse seringue oupratiquer des réinjections régulières soit debenzodiazépines (1/2 dose par heure) soitd’étomidate (1/2 dose par demi heure).

Pour des actes de longue durée et deschirurgies plus lourdes, on peut utiliser lakétamine et la xylazine pour l’induction et unrelais par l’isoflurane, au masque ou mieux, aprèsintubation sous respirateur si la chirurgie estlongue. Il ne faudra pas oublier d’apporter desmorphiniques pour assurer une analgésiecorrecte.

3- Le réveil

Il est important de considérer cette phasecomme faisant partie de la durée du protocoled’anesthésie. Il faudra donc veiller à ne pasdébuter la manipulation des animaux en fin dejournée, voire même à la veille d’un week-end.Le personnel doit être disponible pour lasurveillance régulière de l’animal (selon le mêmeprincipe et la même attention que lemonitorage). L’animal est remis dans une cageindividuelle propre, au calme, sans nourriture etboisson, avec une lumière ambiante diminuéed’intensité. Il faudra continuer à le chauffer àl’aide d’une lampe infra rouge et/ou d’unradiateur ventilé (de façon à créer une ambianceentre 39° et 41°C), ou une couverture de survie.On portera une attention plus particulière auxpetites espèces de primates chez qui lesdéperditions sont beaucoup plus rapides quechez des animaux de plus grande taille.

L’animal intubé sera extubé aux premierssignes de toux et de déglutition

Remarque sur le cas d’un singe anesthésié issud’un groupe social : il faudra faire attention à nepas le remettre au sein de son groupe avant sonréveil complet. On attendra qu’il soitcomplètement réveillé sinon le risqued’agression par les congénères est grand.

L’analgésie (cf Liste III)

En période post-opératoire, on doit mettre enœuvre une analgésie, en prenant soin de vérifierqu’il n’y a pas d’interférences avecl’expérimentation. Les utilisateurs doivent sefamiliariser avec les signes de la douleur et dedétresse des espèces avec lesquelles ilstravaillent. Chez les singes, ces signes sontprincipalement : une position courbée del’animal, avec la tête rentrée entre les avantsbras, l’absence de toilettage, de l’anorexie etune "mine abattue". L’animal ne sera plus sur


son perchoir ou ne montera plus en haut de lacage en cas d’agression extérieure. L’analgésiedoit être pratiquée à une fréquence et une duréeadéquate pour contrôler efficacement la douleur,ce qui implique une connaissance de lapharmacologie du produit utilisé. Lesdérogations à cette procédure doivent êtrejustifiées par le chercheur et approuvées par lecomité d’éthique. Si cela n’est pas possible demettre en œuvre l’analgésie, il faudra avoirdéfini, au préalable, le point limite du protocole.

L’euthanasie

Elle doit être réalisée chez les primates sousanesthésie générale. Les molécules de choixétant les barbituriques par voie injectable(Doléthal®), soit par voie intracardiaque, soit parvoie intraveineuse. Ce type de procédure quipermet de réaliser un certain nombre deprélèvements juste avant l’arrêt cardiaque et lamort de l’animal, est tout à fait satisfaisant pourles PNH. Il faudra par contre, prendre soin deréaliser ces gestes en dehors de l’animaleriepour éviter le stress des congénères.

Remerciements

Je remercie les personnes qui m’ont aidé àpréparer cette présentation orale, en particulierGuy Dubreuil, Fanélie Wanert, Philippe Loth etEric André ; une mention particulière au Dr YvesSalmon dont je me suis inspiré du cours qu’ilenseigne. Je recommande vivement pourapprofondir les notions abordées dans cettecommunication orale, la formation "Anesthé -siologie des Primates Non Humains" dispenséepar le Docteur Salmon à l’Université LouisPasteur, à Strasbourg.

Tableau I : principales valeurs des constantes physiologiques à suivre au cours de l’anesthésie, chez différentes espèces de primates

Singe écureuil Macaque Babouin

Fréquence respiratoire (respiration/min) 70 50 35

Fréquence cardiaque (battement/min) 180 160 150

Volume de sang (ml) 50 200 600

Température corporelle (°C) 39,5 39 39

Poids corporel (kg) 0,7 4 10


Liste I : liste des anesthésiques injectables utilisables chez le PNH

■ Les barbituriques• Pentobarbital (Nembutal®) : 20-30 mg/kg IV• Thiopental (Nesdonal®): 3 mg/kg IV• Méthohexital (Briétal®): 3 mg/kg IV

■ Les dissociatifs• Kétamine (Imalgène®) : 10 mg/kg IM puis 3-6 mg/kg IV• Tilétamine (contenu dans Zoléthil®) : 3-5 mg/kg IM

■ Les α2 agonistes• Xylazine (Rompun®) : 1 mg/kg• Médétomidine (contenu dans Domitor®)

■ Le Propofol (Diprivan® ou Rapinovet®) : 5 à 8 mg/kg IV

■ L’Etomidate (Hypnomidate®): 1 à 3 mg/kg IV

■ Les Benzodiazépines• diazépam (Valium®): 0,5 mg/kg IV• midazolam (Hypnovel®): 0,5-1 mg/kg IV• zolazépam (contenu dans Zoléthil®)

Liste II : liste de quelques protocoles pratiques d’anesthésie applicables chez le PNH

■ Actes de courte durée, chirurgie légère• Kétamine seule : 10-20 mg/kg IM• Kétamine : 8 mg/kg IM+ Xylazine : 0,5 mg/kg IM• Kétamine : 15 mg/kg IM + Diazepam : 1 mg/kg IM• Zoléthil® : 3-5 mg/kg IM• Kétamine : 5 mg/kg IM+ Médétomidine : 0,05 mg/kg IM puis réversion par atipamézole : 1,5 mg/kg IM

■ Actes de longue durée, chirurgie lourde• Kétamine : 8 mg/kg + Xylazine : 0,5 mg/kg et Isoflurane + Fentanyl : 0,01 mg/kg

Liste III : liste des analgésiques utilisables chez le PNH

■ Morphiniques • Buprénorphine (Temgésic®) : 0,005-0,01 mg/kg IM ou IV 8 -12 heures• Butorphanol (Torbugésic®) : 0,01-0,05 mg/kg IM ou IV 4-6 heures• Fentanyl (Fentanyl®) : 0,005-0,01mg/kg IM ou IV 4-6 heures

■ AINS• Kétoprofène : 1-2 mg/kg IM, SC 12-24 heures• Flunixin : 2-4 mg/kg IM, SC 12-24 heures


La transmission d'agents pathogènes desrongeurs par la litière sale : mythe ou réalité ?

Ron Boot (1) & Patrick Hardy (2)

RésuméL'exposition d'animaux sentinelles à

la litière sale (LS) d'individus qui nepeuvent être testés directement eux-mêmes, est souvent utilisée pour évaluerle statut sanitaire de ces derniers.L'exposition à la litière sale a étéencouragée par des publicationssuggérant une transmission aisée debactéries et virus par cette voie. Ce typede transmission n'a été étudié qu'avec unnombre limité de micro-organismesrelativement résistants. Dans la plupartdes essais, les sentinelles ont été exposéesà la LS d'animaux ayant subi une infectionexpérimentale récente, avec des fortesdoses infectieuses. En conséquence, cesrésultats positifs pouvaient être dus à unesurexposition à l'agent infectieux.L'efficacité de la méthode LS pour lecontrôle de rongeurs naturellementinfectés reste donc à établir. Cet articleévoque quelques points critiques d'étudesvisant à investiguer la contributioneffective de la transmission d'agentinfectieux des rongeurs par la LS.

Mots-clés : transmission d’infection -rongeurs - litière

SummaryExposure of sentinel animals to dirty

bedding (DB) from animals that can not betested themselves, is often used to assessthe microbiological status of the latter. DBexposure may have been favored bypublications suggesting that rodentpathogenic viruses and bacteria are readilytransmitted by DB. DB transmission hasbeen studied with a limited number ofrelatively resistant microorganisms only. Inmost studies sentinels were exposed toDB from animals that were recentlyexperimentally infected with highinfectious doses, so positive results mayhave been due to overexposure to theinfectious agent. The efficacy of the DBapproach in the monitoring of naturallyinfected rodents remains to beestablished. We discuss somerequirements of studies that might explorethe real contribution of DB transmision ofrodent infectios agents.

key words: infection transmission - rodents- bedding

(1) Section of Laboratory Animal Microbiology, Diagnostic Laboratory for Infectious Diseases and Perinatal Screening, National Institute of PublicHealth, Bilthoven the Netherlands, PO Box 1, 3720 BA Bilthoven, The Netherlands ([email protected])

(2) Translation : Charles River Laboratories France, Domaine des Oncins, BP 0109, F-69592, L’Arbresle Cedex, France ([email protected])

L'utilisation de souris ou de rats sentinelles est d'un usage courant pourévaluer le statut sanitaire d'individus de la même espèce ne pouvant être euxmême directement utilisés. Le recours à ces "sentinelles" peut être motivé parun nombre insuffisant d'animaux, par leur immunodéficience (et donc leurinadéquation pour les essais sérologiques) ou par un refus du chercheurd'utiliser des animaux en test à cette fin. L'utilisation d'animaux sentinellescorrespond à un concept simple : si des animaux sont trouvés indemnesd'infection après une exposition à des animaux suspects, on peut assumer queces derniers n'étaient pas non plus porteurs d'une infection. Les études detransmission utilisant des sentinelles peuvent être divisées en deux grandescatégories :

• Les animaux suspects et les sentinelles sont hébergés dans la même cage.

• Si ce modèle de “contact direct” (CD) n'est pas réalisable ou souhaitable,les animaux suspects et les sentinelles sont maintenus dans des cagesdifférentes au sein d'une même unité. Souvent, une exposition des sentinellesaux sécrétions et excrétions des animaux suspects est volontairementaccentuée. La transmission de micro-organismes via des aérosols estthéoriquement accrue en plaçant les sentinelles en aval du flux d'air, ou mieuxen manipulant les animaux suspects juste avant les animaux sentinelles. Uneplace importante est souvent accordée à l'exposition des sentinelles à la litièredes animaux suspects : modèle dit par “litière sale” (LS). Ceci est courammentréalisé en maintenant les sentinelles dans des cages venant d'être vidées desanimaux à évaluer ou par transfert de litière vers la cage des sentinelles.

Le système “litière sale” semble raisonnable et logique. On pourraitcependant se poser la question de sa contribution effective à la transmissiond'agents infectieux. La littérature sur le sujet - publiée à une exception près(Hansen & Skovgaard, 1995) par Laboratory Animal Science, USA -, peut nousapporter un éclairage. Les articles ont d'abord traité d'essais qui visaient àrépondre à la question “de la durée d'excrétion d'un agent X”. Dans ce cas,l'exposition de sentinelles à la litière a été utilisée comme une des méthodesde détection de l'agent sur les animaux “source”. Le but du deuxième typed'études était de répondre à la question “l'agent Y peut-il être transmis par lalitière ?”. Dans ce cas, la transmission par d'autres voies (par exemple lesaérosols) a été écartée. La plupart des publications traitaient de la transmissiondes virus (Tableau 1) ou des bactéries (Tableau 2), celle des parasites ayant étéà peine abordée (Hansen & Skovgaard, 1995).

L'efficacité de transmission de bactéries via la litière semble varier :Clostridium piliforme (Koopman et al 1980 ; Waggie et al 1984 ; Gibson et al1987 ; Smith et al 1993) et Helicobacter hepaticus (Livingston et al 1998) ont été


détectés sur des animaux sentinelles, à l'opposédu CAR bacillus (Cundiff et al 1995; Thuis et al1998) et de Helicobacter bilis (Livingston et al1998). La majorité des études de transmissiondes virus a donné un résultat positif : le virus del'ectromélie (Bhatt & Jacobi, 1987), lescoronavirus tels que le mouse hepatitis virus(MHV) et le virus de la sialodacryoadénite du rat(SDAV) (Dillehay et al 1990, La Regina et al 1992),les parvovirus tels que le Kilham rat virus (KRV),le mouse parvovirus (MPV) (Smith et al 1993), lerat parvovirus (Ueno et al 1996 ; Yang et al 1995),et enfin le virus de l'encéphalomyélite murine deTheiler (TMEV) (Brownstein et al 1989). Pour cequi est du virus Sendai, des résultats variablesont été observés (Dillehay et al 1990 ; Artwohl etal 1994).

Bien que la plupart des publications ait tentéde suggérer l'efficacité du “système de la litièresale”, on pourrait se poser la question de saréalité dans les conditions de pratiquequotidienne. Seule la transmission de deuxpathogènes respiratoires a été étudiée. Le virusSendai était moins facilement transmis par lalitière que lors d'un hébergement dans la mêmecage (Tableau 1). Dans une étude avec des ratsinfectés par du CAR bacillus, au moins6 semaines de contact direct entre les animaux“source” et des sentinelles furent nécessairespour la transmission et les bactéries ne furent pastransmises par la seule litière (Tableau 2). Le virusSendai (un paramyxovirus) est assez sensible auxconditions d'environnement, ce qui n'est pasconnu pour le CAR bacillusmais son caractère debactérie non sporulée semble peu compatibleavec une survie longue en dehors de l'hôte. Ilreste à établir si d'autres agents pathogènesrespiratoires qui sont relativement sensibles auxconditions d'environnement, tels le Pneumoniavirus of mice [un paramyxovirus], lesPasteurellaceae ou Mycoplasma, peuvent êtretransmis par la seule litière. On peut s'attendre àune transmission avec des agents relativementrésistants tels le Mouse adenovirus (non étudié)et le SDAV (qui est excrété par les glandessalivaires). Tous les autres agents étudiés sontdes pathogènes entériques qui sont d'abord ouexclusivement transmis par les fécès. Ces micro-organismes appartiennent à des taxons dont lesmembres sont relativement résistants dansl'environnement grâce à la formation de spores(C. piliforme), à leur caractère de virus non-enveloppés (Parvoviridae et virus de Theiler) oupour d'autres raisons (virus de l'ectromélie,MHV). Les informations manquent sur larésistance des espèces non sporulées telles queHelicobacter species afin de comprendrepourquoi H. hepaticus a été transmis et H. bilisne l'a pas été.

Dans la plupart des études avec des virus, lesanimaux “source” ont été infectés par des fortescharges virales et les sentinelles ont étéexposées à leur litière pour ainsi direimmédiatement après. Ceci a pu conduire à une“sur-exposition” des sentinelles, ce qui estconforté par une transmission réussie decoronavirus via des aérosols dans ces études(Tableau 1). Il reste à démontrer que les virus enphase chronique d'infection sont égalementtransmis par la litière, alors que leur excrétionpeut être très faible. A titre d'exemple, le RPV n'apas été transmis après la phase aiguë dans lesystème “contact direct”. Dans quelle mesure etpendant combien de temps les animaux infectésexcrètent-ils le virus ? La réponse à cettequestion dépend de nombreux facteurs dont lasouche de virus, l'espèce et la souche de l'hôte,le statut immunitaire et l'âge au moment del'infection. Nous avons connaissance d'une seuleétude dans laquelle des souris infectéesnaturellement (par le MHV) ont été utiliséescomme animaux “source” (Thigpen et al 1989).Les sentinelles ne se sont infectées qu'aprèsavoir été exposées deux fois par semainependant 4 mois à de la litière sale. Des donnéessur la transmission des infections bactériennesspontanées semblent se limiter à l'exposition degerbilles à C. piliforme dans de la litièrecontaminée. Les gerbilles, qui sontgénéralement considérées comme trèsréceptives à une infection par C. piliforme(maladie de Tyzzer), ne purent invariablementcontracter d'infection. Ceci pourrait être dû à desdifférences de pathogénicité des souches deC. piliforme ou à des différences de sensibilitéentre les populations de gerbilles (Motzel & Riley1992).

En résumé, la transmission des micro-organismes par la litière sale a été étudiée avecseulement un nombre réduit d'agentspathogènes des rongeurs. La plupart de cesessais furent décrits comme efficaces mais lerisque d'échec était faible considérantl'exposition des sentinelles à des animauxinfectés expérimentalement depuis (très) peu detemps. L'utilité réelle de “la méthode de la litièresale” dans l'évaluation sanitaire d'animauxnaturellement infectés reste donc encore àétablir et pourrait être investiguée par des essaisrépondant à quelques exigences de base :

• En premier lieu, il faut connaître quelle(s)infection(s) sont présentes dans les animaux“source”, considérant que la réponse enanticorps des sentinelles à un agent donné peutêtre considérablement réduite par une infectionsimultanée avec un autre agent. Beaucoupd'infections virales sont immuno-modulatrices(Lussier 1988) et des infections bactériennespeuvent modifier le devenir de l'antigène et sa


présentation (Maksymowych & Kane 2000) etperturber les interactions du système descytokines (Wilson et al 1988). La transmissionsimultanée de différents agents peut doncconduire à une diminution de développementd'anticorps agissant contre d'autres agentsd'intérêt. Ce type d'effet lié à d'autrespathogènes peut être évité en utilisant desanimaux “source” SPF volontairement infectésavec l'agent infectieux étudié. Le cours debeaucoup d'infections est sous contrôlegénétique (Malo & Skamene 1994; Kimman2001) et peut donc varier significativement entreles souches de souris et de rats. La réponse àl'infection peut aussi dépendre de l'âge et dustatut immunitaire. Des rats immunocompétentsinfectés par KRV à l'âge de 6 semainesdéveloppent des infections persistantes, alorsque des infections à un âge plus tardif semblentse conclure par une élimination du portage. Lesrats nude (immunodéficients pour les cellules T)sont susceptibles de rester porteurs à vie d'uneinfection à KRV alors que leurs congénèresimmunocompétents ne le restent pas (Jacobi &Ball-Goodrich 1995). L'infection de souris par lemouse parvovirus 1 (anciennement MOPV) estinfluencée par la souche et l' âge (Besselsen et al2000). De telles différences influencentdirectement l'importance et la durée d'excrétiondu virus par les animaux “source”.

• Une sentinelle doit être sensible à ou auxinfections étudiées. De plus, la sensibilité et laréponse humorale à des infections virales etbactériennes du rat et de la souris sont sousdépendance génétique (Malo & Skamene 1994;Kimman 2001). Comme les gènes impliqués dansla réponse à des infections naturelles par despathogènes ont été très peu explorés, lessentinelles non consanguines sont probablementle meilleur choix. Des essais ont été réalisés sursentinelles BALB/c avec le virus Sendai (Dillehayet al 1990; Artwohl et al 1994), ce qui estdommage sachant que cette souche de souris yest moins sensible que, par exemple, la soucheDBA/2 (Parker et al 1978). Les lignéesimmunodéficientes (mutations scid et nude) sontparticulièrement sensibles à certaines infectionsvirales et bactériennes, mais pas à toutes et leursensibilité peut être modifiée par des gènesprésents à d'autres loci. Comme évoqué ci-dessusla sensibilité à l'infection dépend aussi de l'âge.

• Les sentinelles devraient être exposéesintensivement et durablement (pendantplusieurs semaines ?) avant de pouvoir conclureque la transmission d'un micro-organisme par lalitière n'a pas eu lieu. Une telle conclusion“négative” ne peut être tirée que si des résultatspositifs ont pu être obtenus en mode de contactdirect. En cas de suivi de la transmission parsérologie, il est préférable d'avoir une idée dutemps nécessaire à la sentinelle pour developperun titre en anticorps détectable.

• Des infections intercurrentes à partir d'autressources doivent être évitées, ce qui implique deréaliser ces expériences en conditionsstrictement contrôlées (isolateurs ?)

• Un nombre suffisant de sentinelles doit êtreutilisé. Les recommandations traitant de cetaspect de l'utilisation de sentinelles ne donnentaucune indication sur le nombre d'animaux àexposer (Weisbroth et al 1998) ou restentimprécises, du type “de petits nombresd'animaux sont suffisants si un programme basésur les sentinelles est appliqué de façon àaccroître la probabilité de transmission de l'agent aux sentinelles” (Nicklas et al 2002).L'utilisation de petits nombres de sentinellesimplique que la formule de l'ILAR,communément utilisée pour définir la relationentre la taille de l'échantillon et la probabilité dedétecter une infection, n'est pas applicable.

Il faut espérer que les points évoqués ci-dessusseront utiles à la mise au point d'étudesaméliorant la compréhension de l'importanceréelle / de la contribution de la technique dite“de la litière sale” dans la transmissiond'infections naturelles d'animaux “source” à dessentinelles. Bien que la technique semble senséeet logique, son utilisation peut s'avérer plutôtinutile. La meilleure exposition de sentinelles auxanimaux “source” est obtenue par leurhébergement en contact direct. Les sentinellespeuvent cependant devenir elles-mêmes sourced'une infection. Quand des animauximmunodéficients (à contrôler) sont exposés àdes sentinelles porteuses de P. carinii ou àd'autres agents opportunistes qui sont sans effetsur des animaux immunocompétents (Percey &Bartha 1993), le contrôle sanitaire devient uneactivité particulièrement contre-productive.


Références

Artwohl JE, Cera LM, Wright MF, Medina LV & Kim LJ (1994) The efficacy ofa dirty bedding sentinel system for detecting Sendai virus infection in mice: acomparison of clinical signs and seroconversion. Lab Anim Sci 44, 73-75

Besselsen DG, Wagner AM & Loganbill JK (2000) Effect of mouse strain andage on detection of Mouse Parvovirus 1 by use of serologic testing andpolymerase chain reaction analysis. Lab Anim Sci 50, 498-502

Bhatt PN & Jacoby RO 1987) Mousepox in inbred mice innately resistant orsusceptible to lethal infection with ectromelia virus III. Experimentaltransmission of infection and derivation of virus-free progeny from previouslyinfected dams. Lab Anim Sci 37, 23-27

Brownstein D, Bhatt P, Ardito R, Paturzo F & Johnson E (1989) Duration andpatterns of transmission of Theiler's mouse encephalomyelitis virus infection.Lab Anim Sci 39, 299-301

Cundiff DD, Riley LK, Franklin CL, Hook RR & Besch-Williford C (1995) Failureof a soiled bedding sentinel system to detect Cilia associated respiratorybacillus infection in rats. Lab Anim Sci 45, 219-221

Dillehay DL, Lehner ND & Huerkamp MJ (1990) The effectiveness of amicroisolator cage system and sentinel mice for controlling and detecting MHVand Sendai virus infections. Lab Anim Sci 40, 367-370

Gibson SV, Waggie KS, Wagner JE & Ganaway JR (1987) Diagnosis of subclinical Bacillus piliformis infection in a barrier-maintained mouse productioncolony Lab Anim Sci 37, 786-788

Hansen AK & Skovgaard-Jensen HJ (1995) Experience from sentinel healthmonitoring in units containing rats and mice in experiments. Scand J Lab AnimSci 22, 1-9

Jacobi RO & Ball-Goodrich LJ (1995) Parvovirus-infections in mice and rats.Seminars in Virology 6, 329-337

Kimman TJ (2001) Genetics of Infectious Disease Susceptibility. KluwerAcademic Publishers, Boston

Koopman JP, Mullink JWMA, Kennis HM & Van der Logt JTM (1980) Anoutbreak of Tyzzer’s disease in Mongolian gerbils (Meriones unguiculatus). ZVersuchstierk 22, 336-341

La Regina M, Woods L, Klender P, Gaertner DJ & Paturzo FX (1992)Transmission of sialodacryoadenitis virus (SDAV) from infected rats to rats andmice through handling, close contact, and soiled bedding. Lab Anim Sci 42,344-346

Livingston RS, Riley LK, Besch-Williford CL, Hook RR Jr & Franklin CL (1998)Transmission of Helicobacter hepaticus infection to sentinel mice bycontaminated bedding. Lab Anim Sci 48, 291-293


Lussier G (1998) Potential detrimental effects of rodent viral infections onlong-term experiments. Vet Res Comm 12, 19-217

Maksymowuch WP & Kane KP (2000) Bacterial modulation of antigenprocessing and presentation. Microbes & Infect 2, 199-211

Malo D & Skamene E (1994) Genetic control of host resistance to infection.Trends in Genetics 10, 365-371

Nicklas W, Baneux P, Boot R, Decelle T, Deeny AA, Illgen-Wilke B & FumanelliM (2002) Recommendations for the health monitoring of rodent and rabbitcolonies in breeding and experimental units. Lab Anim 36: 20-42

Parker JC, Whiteman MD & Richter CB (1978) Susceptibility of inbred andoutbred mouse strains to Sendai virus and prevalence of infection in laboratoryrodents. Infect & Immun 19, 123-130

Percy DH & Barta JR (1993) Spontaneous and experimental infections in scidand scid/beige mice. Lab Anim Sci 43, 127-32

Riley LK (1992) Subclinical infection and transmission of Tyzzer's disease inrats. Lab Anim Sci 42, 439-443

Smith AL, Jacoby RO, Johnson EA, Paturzo F & Bhatt PN (1993) In vivostudies with an "orphan" parvovirus of mice. Lab Anim Sci 43, 175-82

Thigpen JE, Lebetkin EH, Dawes ML, Amyx HL, Caviness GF, Sawyer BA &Blackmore DE (1989) The use of dirty bedding for detection of murinepathogens in sentinel mice. Lab Anim Sci 39, 324-327

Thuis HCW, Veenema JL, Koedam MA & Boot R (1998) Experimental CARbacillus infections in rats. Biotechniek 37, 28-31 (en Néerlandais)

Ueno Y, Sugiyama F & Yagami K (1996) Detection and in vivo transmission ofrat orphan parvovirus (ROPV). Lab Anim 30, 114-119

Waggie KS, Ganaway JR, Wagner JE & Spencer TH (1984) Experimentallyinduced Tyzzer’s disease in Mongolian gerbils (Meriones unguiculatus). LabAnim Sci 34, 53-57

Weisbroth SH, Peter R, Riley LK & Shek W(1998) Microbiological assessmentof laboratory mice and rats. ILAR Journal 39, 272-290

Wilson M, Seymour R & Henderson B (1998) Bacterial perturbation ofcytokine networks. Infect & Immun 66, 2401-2409

Yang FC, Paturzo FX & Jacoby RO (1995) Environmental stability andtransmission of rat virus. Lab Anim Sci 45, 140-144


Tableau 1 : Transmission des virus de la souris et du rat par la litière sale (L), contact direct (CD) ou aerosol (A)

Virus Animal Souche Age Jour après Animaux Exposition Temps Fréq. Transmission Référencesource (sem.) infection sentinelles par # (sem.) / sem.

Virus Souris BALB/c de 5 - 7 1 BALB/c CD 1 + Bhatt & Jacobi l'Ectromélia C57Bl/6 C57Bl /6 1987

7 L " +

MHV " BALB/c 6 - 8 0 BALB/c CD 3 - 6 + Dillehay et al 1990

" L " 2 +

" A 3 - 6 +

" CD 1 6 - 8 ? Variés L 4 – 16 2 + Thigpen et al 1989après 4 mois

" CD 1 A 4 – 16 –

MOPV " Sencar 2 jours ou 7 – 21 Sencar CD 1 + Smith et al 19934 sem.

" L " +

Sendai " BALB/c 6-8 0 BALB/c CD 3 - 6 + Dillehay et al 1990

" L " 2 –

" BALB/c 6-8 5, 10, 15 BALB/c " 1 x (+), – , Artwohl et al 1994 or 20 – , – (#)

" Sencar " –, +, +, –

" AJ " +, +, +, +

TMEV " Sencar 4 0 Sencar CD 1 + Brownstein

" L " + ? ($) et al 1989

KRV Rat SD nude 4 - 5 4 SD CD 1 + Yang et al 1995

" F344 " 2 +

7 SD L 1 +

" SD A 1 –

" F344 " 1 +

SDAV " SD 4 1-5 SD CD 8 min + La Regina et al 1992

" L 5 hrs +

" A " +

ROPV " Wistar 4 7 – 21 Wistar CD 2 + Ueono et al 1996

28 – 42 " " –

56 – 70 " " –

7 L 1 +

? : inconnu (infection naturelle)

(#) : résultat de l'exposition à la litière, échantillons prélevés respectivement 5, 10, 15 et 20 jours post infectionem

($) : transmission probable par contact direct et litière sale


Tableau 2 : transmission des bactéries pathogènes de la souris et du rat par la litière sale (L) ou contact direct (CD)

Espèce Animal Souche Age Jour après Animal Exposition Temps Fréq. Transmission Référencebactérienne source (sem.) infection sentinelle par # (sem.) / sem.

C. piliforme Souris Variées ? ? Gerbille L 1 - 3 + Gibson et al 1987

Rat SD 5 7 – 14 SD " 2 + Riley 1992

28 – 84 " " " –

7 – 84 Gerbille " 1 –

Gerbille “ + Koopman et al 1980

“ “ + Waggie et al 1980

H. hepaticus Souris DBA/2 ? ? C57BL/6 " 8 2 + après 2 sem. Livingston et al 1998

H. bilis " “ " " " " " –

CAR bacillus Rat WU 4 6 WU CD 8 + Thuis et al 1998

" L 7 2 –

" “albino” ? ? SD CD 12 + après 6 sem. Cundiff et al 1995

L " 2 –

? : inconnu (infection naturelle)


Résumés

3e Colloque / GFRT 2003 / 8-9 décembre 2003 / BRON (LYON)

Présentations orales

01 - ECG chez le hamster myopathe

Y. FromesInstitut de Myologie INSERM U582, Paris

L’atteinte cardiaque dans les myopathies est de plus enplus fréquemment reconnue, parce que la prise en chargeinitiale de ce type de pathologie permet une survie pluslongue et plus active. L’atteinte cardiaque fait souventpartie intégrante de la myopathie, mais son apparitionclinique peut être plus tardive que les signes neuro-musculaires et elle peut être masquée par la restrictionimportante de l’activité physique du patient. Toutefois avecl’atteinte respiratoire, elle représente la principale cause demortalité des myopathies. Un dépistage précoce et un suivilongitudinal prolongé de l’activité électrique du musclecardiaque présentent donc un intérêt clinique majeur. Nousavons utilisé un suivi électrocardiographique par télémétriechez le hamster myopathe CHF147, un modèle animal demyopathie progressive avec atteinte cardiaque. L’analysedes enregistrements permet de mettre en évidence desanomalies du rythme cardiaque (hyperexcitabilitéventriculaire) évoluant vers l’aggravation au fur et à mesureque l’insuffisance cardiaque se développe. De plus, nousavons pu mettre en évidence des troubles de la conductionauriculo-ventriculaire. Ces troubles peuvent être mis enparallèle avec les lésions disséminées de fibrosemyocardiaque que l’on observe au niveau histologique.

Ainsi, la technique d’enregistrement télémétrique del’ECG chez le hamster atteint d’une myopathie permetd’objectiver des anomalies de l’activité électrique dumuscle cardiaque. Le dépistage précoce et la possibilité desuivi prolongé constituent des moyens importants pourévaluer diverses approches thérapeutiques.

02 - Impact des émissions de moteurs àcombustion interne sur l’ECG de rats sains etinsuffisants cardiaques vigiles, non contraints,exposés par inhalation

J.-P. Morin (1), S. Loriot (1), J.-P. Henry (1), F. Dionnet (2),C. Thuillez (1)(1) INSERM E9920, Université de Rouen, France(2) CERTAM Saint Etienne du Rouvray, France

De façon à mieux comprendre les mécanismes impliquésdans l’élévation de la mortalité associée aux épisodes depollution atmosphérique, nous avons développé et testéun modèle d’exposition de rats insuffisants cardiaques parinhalation à des échappements dilués de moteurs àcombustion interne mimant la pollution atmosphériqueurbaine.

Méthodes : Les rats rendus insuffisants cardiaques parligature coronaire sont utilisés 2 mois après l’intervention.Ils sont implantés avec des capteurs CA-F40 (DSI) endérivation pseudo D2 pour le suivi ECG par télémétrie enutilisant le système ARTGold DSI. L’analyse ECG a étéeffectuée à l’aide du logiciel ECG-Auto (EMKA) avec lesmodules d’analyse d’intervalles et de variabilité du rythmepermettant la détection automatisée de phénomènesarythmiques. Les rats sont exposés dans des cagespermettant de limiter au maximum le stress sonore et lié àla contention par périodes de 3 heures à une atmosphèrecomportant 500µg/m3 de particules (dam 90 nm), 10 ppmde Nox et 10 ppm de CO.

Résultats : Chez les rats normaux, il n’a pas été observéde variation notables de l’ECG à part une légèrediminution de la variabilité de la fréquance cardiaque. Chezles rats insuffisants cardiaques (IC), une augmentation duQT (+ 20 à 30 ms) et une légère bradycardie (-20 à 30 bpm)ainsi que des extrasystoles ventriculaires polymorphes sontobservées. Lors de l’exposition des rats IC auxéchappements, une nette augmentation de la fréquencedes extrasystoles est observée (x3) et ce dès 20 minutesaprès le début de l’exposition. De plus, des épisodes de


tachycardie non soutenue (3 à 6 battements), ousoutenue ( > 50 battements à > 550 bpm), ainsique de bigéminie sont observés. Ces derniersévénements sont observés après deux heuresd’exposition et persistent après l’arrêt del’exposition avec un retour à l’état basal dans les18 heures.

Conclusion : Cette étude démontre un impactimportant des émissions sur l’ECG du ratinsuffisant cardiaque alors que peu d’effets sontobservés chez le rat sain. Ce modèle d’étudepermettra de faciliter l’étude des mécanismesimpliqués dans la physiopathologie de lamobimortalité cardiorespiratoire associée auxpics de pollution telle que rapportée dans lesétudes épidémiologiques.

03 - Parkinson expérimental et rythmes biologiques

Bernard Bruguerolle, J. Vidal, J. Mouchet etN. SimonLaboratoire de Pharmacologie Médicale et Clinique,Faculté de Médecine de Marseille, 27 Boulevard JeanMoulin, 13385 Marseille Cedex 5

Compte tenu des modifications des rythmesbiologiques constatées en clinique au cours de lamaladie de Parkinson (dyskinésies, fluctuationsmotrices…) nous avons proposé une approchechronobiologique de cette maladie par l’étudedes rythmes biologiques (RB) sur un modèleanimal validé (double injection striatale bilatéralede 6-OHDA).Un certain nombre d’études ont été menées

afin de valider le modèle en vue del’enregistrement continu des RB de latempérature, du rythme cardiaque et de l’activitémotrice.Les perturbations des RB ont donc été

caractérisées dans un premier temps puis nousavons étudié les effets de la L-Dopa sur lacorrection de ces perturbations paradministration à débit constant puisadministration dissymétrique dans les 24 heures(08 h 00 / 20 h 00).Ce modèle constitue la base d’études

chronopharmacologiques des anti-parkinsonienschez le rat afin de justifier l’intérêt éventuel d’unedistribution quotidienne inégalement répartiedans les 24 heures.

04 - Utilisation du cobaye en télémétrieIntérêts dans les tests de pharmacologiede sécurite

P. Lainée, G. Froget, A.M. Bétat et R. ForsterCIT, France

Les nouvelles directives de l’ICH (ICH S7B)concernant l’allongement de l’intervalle QTsignent l’avènement des études in vitro (Herg,Purkinje) en Pharmacologie de Sécurité. La

confirmation des effets in vivo est le plus souventeffectuée sur un modèle “non rongeur” (chien,primate ou porc). Le cobaye pourrait représenterune alternative, disposant des conductancespotassiques responsables de l’allongement del’intervalle QT. Par ailleurs, il est égalementutilisable pour les études de pléthysmographie,de télémétrie ou même de l’association des deuxtechniques. Les principales limites sont sesconditions de manipulation (contention, gavage,injections) et sa fragilité aux interventionschirurgicales (anesthésie, infection).

Dans cette étude, les effets de l’hypokaliémieont été étudiés chez le cobaye appareillé entélémétrie (DSI, TL11-M2-C50-PXT, n = 7).L’hypokaliémie a été induite par administrationde furosémide dans l’eau de boisson (50 à60 mg/kg/j). Après quatre jours, la kaliémie estabaissée (3,35 ± 0,63 vs 4,18 ± 1,02 mmol/L,p < 0,05), la fréquence cardiaque diminuée(274 ± 36 vs 311 ± 24 bpm, p < 0,05) etl’intervalle QTv (Van de Water) allongé (195 ±12 ms vs 182 ± 7 ms, p < 0,05).

L’induction d’hypokaliémie pourrait permettrede sensibiliser le modèle aux effets desmolécules allongeant l’intervalle QT.

05 - Evaluation simultanée des paramètres cardio-vasculaires et respiratoires chez le rat vigile non restreint

E. MartelCERB, Baugy, France

Les effets induits sur les systèmes cardio-vasculaire et respiratoire sont deux desprincipaux effets qui pour tout produit endéveloppement doivent être évalués dans lecadre des études de pharmacologie de sécuritéavant la première administration chez l’homme.Pour des raisons essentiellement techniques cesinvestigations font majoritairement l’objetd’études séparées ce qui du fait des interactionsentre ces deux systèmes physiologiques peutrendre délicate l’interprétation des résultatsexpérimentaux obtenus, en particulier pour lafonction respiratoire. Les paramètres cardio-vasculaires peuvent être étudiés chez l’animalvigile non restreint à l’aide de la télémétrie. Chezle rat, la combinaison de la pléthysmographiecorps entier et de la télémétrie permet d’accéderà l’obtention simultanée des paramètresrespiratoires tout en préservant l’absenced’anesthésie et de contention. Pour valider cemodèle expérimental nous avons étudié leseffets induits par une substance de référence, laclonidine, qui présente la caractéristiqued’induire des effets sur ces deux systèmesphysiologiques par action au niveaupériphérique et central. La clonidine administrée


par voie orale à la dose de 3 mg/kg induit unehypertension transitoire suivie d’une hypotensionplus durable associées à une diminution de lafréquence cardiaque. La fréquence respiratoireest augmentée mais le volume courant et levolume minute sont réduits mettant ainsi enévidence l’effet dépresseur respiratoire de laclonidine.

06 - Effets d’une contamination à l’uranium sur l’activitéélectroencéphalographique (EEG)mesurée par télémétrie chez le rat

P. Lestaevel, P. Houpet, B. Dhieux etF. PaquetIRSN / LRTox, Pierrelatte

Ce travail, partie intégrante du programmeEnvirhom initié par l’IRSN, a pour objectifd’étudier les effets d’une contamination àl’uranium sur le cycle éveil-sommeil.

Des rats mâles adultes ont été implantés avecun capteur de télémétrie du type TL10M3-F50-EEE (DSI). Les différents stades (éveil, sommeillent et sommeil paradoxal) sont déterminés parune analyse visuelle des enregistrements.

Après contamination aiguë à l’uranium (injectioni.p., à la dose de 150 µg.kg-1), le principal effet estune diminution significative de la quantité desommeil paradoxal (- 18 %) au 3ème jour post-contamination. Après contamination chronique àl’uranium (40 mg.l-1 dans l’eau de boisson), leprincipal effet est une augmentation du sommeilparadoxal (+ 75 %) dès le 1er mois decontamination.

Cette étude montre que la télémétrie permetd’allonger la durée d’enregistrement de l’EEG(plusieurs mois) par rapport à des techniquesplus conventionnelles. Cette étude suggère quel’uranium induit des perturbationsneurophysiologiques, dont les mécanismes sontencore inconnus.

07 - Altération du système circadien etresynchronisation chez la souris

X.M. Li, E. Filipski, M.W. Wu, F. LéviINSERM E354, “Chronothérapeutique des Cancers”,Hôpital Paul Brousse, 94800 Villejuif, France

Les processus cancéreux peuvents’accompagner d’une altération du systèmecircadien que nous avons étudiée chez la Sourisd’après les relations entre les rythmes del’activité et la température avec la croissancetumorale. Les animaux ont été soumis à 1) lalumière continue (LL), 2) un décalage horairechronique, 3) l’administration d’un cytostatique,la vinorelbine (VRL), ou 4) la destruction desnoyaux suprachiasmatiques (NSC). La

mélatonine (MLT), un antagoniste (S22153) ou larestriction alimentaire ont été étudiés pour traitercette désynchronisation.

Résultats : La période des souris en LLs’allonge à ≈ 26 h et se synchronise sur 24 h parMLT, S22153 ou leur association. Elle s’allonge ànouveau ≈ 26 h après arrêt du traitement parMLT ou S22153, mais demeure à 24 h aprèscombinaison. La VRL supprime ces deuxrythmes, plus sévèrement après administrationau moment de toxicité maximale. La MLT n’a pasévité cette dysfonction circadienne. Ladestruction des NSC ou le décalage horairechronique amortit ou supprime ces deuxrythmes, et accélèrent la croissance tumorale,non affectée par LL ou DD. La restriction del’alimentation à 4-6 h renforce ces deux rythmeset ralentit la croissance tumorale, surtout lorsquel’alimentation a lieu pendant L.

Conclusions : Plusieurs conditions qui altèrentles rythmes de l’activité ou de la températurepeuvent accélérer la croissance tumorale, alorsque le renforcement de l’amplitude peut aucontraire la ralentir.

Travail soutenu par ARTBC, ATC nutrition,Association Franco-Chinoise.

08 - Avantages de la mesure de la pression interstitielle tumorale par radio-télémétrie en oncologie

C.R. SchnellAngiogenesis Platform, Novartis Institutes forBiomedical Research, Bâle, Suisse

La vascularisation intratumorale est, depuis unedizaine d’années, un des grands thèmes de larecherche biomédicale, parce qu’elle estessentielle au développement des tumeurscancéreuses et, par voie de conséquence, unecible thérapeutique de choix. Une pressioninterstitielle (PI) élevée due essentiellement àl'organisation histologique du tissu tumoralprovoque un effet de barrière qui intervientnotamment autour des vaisseaux et capillaires,empêchant ainsi les substances cytotoxiquesd'atteindre leur cible. Afin d'augmenter lesconcentrations locales et diminuer les effetssecondaires des cytotoxiques, l’utilisation demolécules qui spécifiquement diminue lapression interstitielle représente une approchetrès prometteuse. La mesure de cette pressioninterstitielle sur le modèle animal se fait parl’intermédiaire de la technique du WIN (Wick-InNeedle). Elle présente de nombreuxdésavantages, notamment l’effet hypotenseur del’anesthésique utilisé qui diminue la valeur de PI.De plus, les mesures de PI peuvent uniquementêtres prises de façon épisodique, pendant unepériode relativement courte ce qui rend l’étude


de la pharmacocinétique d’une substance trèsincomplète. Une adaptation originale d’unémetteur de radio-télémétrie (TL11M2-C40PXTou PA-C20, Data Sciences Int.) nous a permis demesurer pour la première fois des valeursphysiologiques “réelles” de PI intratumorale encontinu dans deux tumeurs murines implantéeschez des rats syngéniques (adénocarcinomemammaire BN472) ou des souris syngéniques(mélanome B16/BL6) vigiles évoluant librementdans leur environnement familier. L’utilisation dela radio-télémétrie en oncologie expérimentalereprésente une évolution significative pour lamesure de la PI chez l’animal vigile. Cettetechnologie “pré-invasive” nous a permis dedécouvrir de nouveaux paramètresphysiologiques et pharmacologiques quin’avaient pas été déterminés avec lesméthodologies classiques. L’amélioration de laqualité et la reproductibilité des expérimen -tations réalisées à l’aide de la radio-télémétrienous ont également permis de réduire le nombred’animaux utilisés en recherche pré-clinique etd’augmenter le bien-être de l’animal enexpérimentation.

09 - La télémétrie, un outil pour évaluersimultanément l’efficacité et la sécurité d’un agent bloquant neuromusculaire chez le singe

E. Chalencon et P. LegeMDS Pharma Services, France

J. BluemelMerz Pharmaceuticals GmbH, Germany

Parmi les 8 sérotypes de toxine botuliqueconnus à ce jour, seuls les types A et B sontactuellement utilisés en médecine. Injectéesdans un muscle, elles provoquent une paralysieflacide en minimisant la libération del’acétylcholine au niveau des terminaisonsnerveuses. A l’origine limité à une utilisationpurement thérapeutique (strabisme pédiatrique,dystonie cervico-faciale), l’usage de cette toxines’est étendu au domaine de la chirurgieesthétique.

Ce type de toxine s’administre par voieintramusculaire stricte. Les risques d’effetssecondaires, liés à la diffusion du produit versdes muscles voisins ou, vers le compartimentsystémique, ont été jusqu’alors peu documentés.

L’objectif de cette étude est de déterminer defaçon simultanée l’efficacité et la sécurité d’unetoxine botulique de type A chez le macaquecynomolgus télémétré. L’efficacité de la toxine aété évaluée par mesure de l’EMG du musclefessier moyen. Les éventuels effets systémiquescardiaques ont été suivis par mesure de l’ECG endérivation DII.

Afin d'apprécier la durée d’action de la toxine,les muscles fessiers droits et gauches ont étéchacun implantés avec une paire d’électrodes, lemuscle gauche recevant l’agent bloquant, lemuscle droit recevant le véhicule (NaCl +albumine sérique humaine). L’impact de laparalysie du fessier gauche sur l’activité motricegénérale de l’animal a été apprécié à l’aide dulogiciel Vigie Primates.

10 - La télémétrie en écophysiologie

C. Gilbert et A. AncelCEPE/CNRS

Les manchots empereurs sont les seulsanimaux qui se reproduisent en bordure ducontinent Antarctique pendant l’hiver austral. Lesmâles, qui assument seuls l’incubation, sont ainsiamenés à jeûner près de 4 mois. Nous avonsdéjà montré que leurs regroupements en“tortue” étaient un moyen de diminuer leurmétabolisme. Cependant, comment réussissent-ils à épargner suffisamment d’énergie tout endélivrant la chaleur nécessaire audéveloppement de leur œuf ? La dépenseénergétique d’un animal pouvant être estiméepar sa température corporelle, nous avons suivipar télémétrie, en continu et à long terme, latempérature interne d’oiseaux reproducteurslibres sur leur colonie. Nous avons ainsi mis enévidence 1/ une diminution graduelle des pointsde consigne thermique pendant les 45 joursprécédant la ponte de l’œuf, 2/ une stabilisationde ceux-ci pendant les 65 jours de la phased’incubation. Ainsi, une des clés de la réussite dela reproduction des manchots empereurs résidedans des réajustements de leur températureinterne, reflets de l’économie d’énergie réalisée.

11 - Exploration des fonctionsneurovégétatives cardiaques chezdes souris trisomiques : traitement statistique des donnéestélémétriques cardiaques

D. Poisson (1), B.-L. Zhang (1), B. Lejeune (2),J. Thireau (1), Z. Bichler (3) et D. Babuty (1)

(1) CNRS UMR 6542, Faculté des Sciences, Parc deGrandmont, 37200 Tours(2) Laboratoire de Biophysique et Statistiques, Facultéde Pharmacie, 31 av. Monge, 37200 Tours(3) CNRS FRE 2134, 3b rue de la Férollerie, 45071Orléans

L'objectif de notre travail était d'explorer lesréponses cardiaques chez des souris porteusesd'un fragment du chromosome 21 humain(Syndrome de Down), lors de l'injection desubstances pharmacologiques, agonistes dessystèmes sympathique et parasympathique et deleurs antagonistes.


Classiquement (Shusterman et al., 2002, Uechiet al., 1998), la méthode d'analyse de ce type deréponses consiste à comparer les valeursmoyennes de fréquence cardiaque obtenuesdurant les 30 min avant injection aux moyennesobtenues durant 30 ou 60 min après injection. Letraitement statistique de nos résultats parANOVA suivie du test de Dunnett n'a permis derévéler les effets significatifs marqués que ducarbachol et du propranolol. Nous avons ensuitecherché à analyser, pour chaque animal etchaque injection, la cinétique de la réponse etses principaux paramètres: valeur maximaleobtenue, temps correspondant à cette valeur,durée de l'effet et surface sous la courbe.Chacun de ces paramètres a été ensuite traitépar des tests statistiques de type analyse devariance comme précédemment. L'utilisation decette nouvelle méthode d'analyse a permis demettre en évidence des différences de réponsesstatistiquement significatives entre l'injection dessubstances testées (isoprénaline, atropine,hexaméthonium) et le sérum physiologique ainsiqu'entre les souris transgéniques et les souriscontrôles. Ces différences n'étaient pas révéléespar l'analyse classique.

Communicationsaffichées

12 - Evaluation de l’influence de l’hypokaliémie sur l’allongement del’intervalle QT de l’ECG par unesubstance chez le cobaye vigile

A.M. Bétat, P. Lainée, E. Louis et R. ForsterCIT, Evreux, France

Le cobaye est une espèce utilisée dans lesétudes de Pharmacologie de Sécurité pourexplorer l’électrophysiologie cardiaque in vivo,et plus particulièrement l’allongement del’intervalle QT.

Nous avons testé la possibilité de sensibiliser lemodèle par induction d’une hypokaliémie, l’idéeétant de potentialiser les effets d’allongement oule déclenchement d’arythmies.

Pour cela, les effets du Sotalol (30 mg/kg po ;n = 7) et du Cisapride (12 mg/kg po ; n =5 ) ontété évalués sur des cobayes appareillés entélémétrie avant et après induction d’unehypokaliémie par le Furosémide (60.9 ±18 mg/kg/jour dans l’eau de boisson).

L’hypokaliémie allonge la durée de larepolarisation cardiaque (QT : 127 ± 14 ms vs112 ± 8 ms, p < 0,05). Les produits testésprovoquent une bradycardie et un allongementde l’intervalle QT mais ces effets ne sont pas

majorés par l’hypokaliémie. D’autre part,l’hypokaliémie entraîne la survenue d’arythmiessans pour autant conférer de propriétéarythmogène aux produits testés.

13 - Utilisation d’un système de perfusion intraveineuse automatisé dans les études de télémétrie

P. Lege et E. ChalenconMDS Pharma Services, France

L’ICH S7A recommande l’utilisation de latélémétrie pour l’évaluation des paramètreshémodynamiques chez l’animal vigile.L’avantage majeur de cette technique estl’absence d’expérimentateur pendant toute ladurée des acquisitions.

Une administration intraveineuse dans uneétude de télémétrie nécessite la présence del’expérimentateur pendant l’injection. Dans le butde l’éviter, toutes les administrationsintraveineuses sont réalisées avec un système deperfusion continue. Toutefois, l’entrée desexpérimentateurs est nécessaire aprèsl’administration du produit pour rincer le cathéterde perfusion et changer la seringue. Afin de nepas perturber les données par la présence d’unexpérimentateur lors de la phase de rinçage, unsystème de perfusion automatisé a été mis enplace. Dans le but de montrer le bénéfice de sonutilisation, une molécule de référence, laDesmopressine a été administrée en utilisant les2 systèmes. L’utilisation du système de perfusionautomatisé permet de mettre en évidence uneaugmentation de fréquence cardiaque qui n’estpas observée avec le système de perfusionclassique. En effet, celle-ci est masquée parl’augmentation de fréquence cardiaque liée à laprésence de l’expérimentateur.

Ce travail a montré que l’utilisation du systèmede perfusion automatisé améliore la qualité desrésultats obtenus.

14 - Détermination de la température sous-cutanée chez le rat femelle entier,ovariectomisé, puis supplémenté avec de l’œstradiol

S. Gribaudo, T. Clerc, P. Bonnet et C. Blot

95 % des échanges thermiques étant réaliséschez le rat au niveau de la queue, le but de cetravail consistait tout d’abord à trouver lepositionnement idéal de l’implant télémétrique ensous-cutané au niveau de la queue de l’animal,sans provoquer de traumatisme. Nous avonsensuite déterminé les meilleures conditionsd’acquisition (fréquence et durée d’enregis -trement) propres à nos expérimentations.


Ces points techniques résolus, nous avonsenregistré la température sous-cutanée (Tsc)simultanément à l’activité du rat femelle pendant24 heures dans diverses conditionsexpérimentales. Dans un premier temps nousavons comparé la Tsc et l’activité chez le ratentier en phase de repos (jour) et en phased’activité (nuit). Nous avons ensuite évaluél’influence de la déprivation œstrogénique parovariectomie sur la Tsc selon la phase d’activitéet enfin, l’effet d’une supplémentationœstrogénique chez ces mêmes animaux. Il enrésulte qu’en phase active, l’ovariectomieentraîne une hyperthermie et le traitementœstrogénique inverse cette tendance, ce quiconfirmerait les propriétés de thermorégulationdes œstrogènes chez les rats femelles.

15 - How telemetry supports discovery in lead optimisation: the use of reference compounds (nicotine and a muscarinic agonist) for cardiovascular screening in rat

S. Kaïdi (1), F. Van Deun (1), O. Depelchin (1) etW. Dewé (2)(1) Toxicology Project (Telemetry Group), (2) Statistics and Information ScienceEli Lilly Center of Development Mont-Saint-Guibert,Belgium

In the present study, two compounds targetingthe central nervous system (CNS): Nicotine and amuscarinic agonist (MA) were used as referencecompounds in new nicotinic and muscarinic-specific subreceptors agonist projects. The goalwas to evaluate the effect of nicotine and MA onarterial blood pressure (MBP), heart rate (HR) andbody temperature (BT) in male Sprague Dawleyrats carrying a telemetry transmitters (PTL11M2-C50-PXT, Data Science International, St Paul).

For this purpose, a full dose-effect relationshipwas established for each compound.

Experimental design used for each experimentwas 2 control rats treated with the vehicle, 3 ratstreated with the low dose and 3 rats treated withthe high dose. Each experiment was replicated4 times for each compound.

Rats received by subcutaneous route Nicotine(di-[+]tartrate salt, Sigma) at the dose of 0.05,0.1, 0.5 and 1 mg/kg, or MA at the doses of 1, 3,10 and 30 mg/kg. Measurements ofcardiovascular data and core temperature wereachieved during 5-hours after drugadministration preceeded by 1-hour of baselineprior to treatment.

Rats treated with low doses of nicotine (0.05and 0.1 mg/kg) or MA (1 and 3 mg/kg) showed asignificant and transient increase in MBP and HR(over the first hour following treatment).

Whereas for high doses, both nicotine (0.5 and1 mg/kg) and MA (10 and 30 mg/kg) elicited asustained increase of MBP over a period of 5h.The effect was biphasic ie: a brief decreasefollowed by sustained increase over the 2 hrpost-treatment in rats treated with nicotine andpersistent increase (+ 20 to 25%) over 5 hourspost-treatment in rats treated with MA.

Body temperature showed a concomitantdecrease (1 to 1.5°C) in rats treated with highdoses of nicotine or MA.

Exposure data based on either AUC0-2h orCmax increased proportionally with dose in ratstreated with nicotine. The same pattern wasobserved in rats treated with 10 and 30mg/kg ofMA.

In conclusion, the dose-relationship of acardiovascular response to nicotine and MA hasbeen established. Plasma exposure wasmeasured and compared with exposure for CNStarget efficacy. Thus, this model of PKPD foradverse cardiovascular response may be used todetermine the potency of new drug candidatesto elicit cardiovascular side effects.

16 - Utilisation de la télémétrie dans l’étude des troubles du rythme associés à l’injection d’érythromycine chez un modèle de souris transgéniques à QT long

N. Le Berre (1), A. Corbier (1), C. Bernard (1), J-C. Vincent (1), S. Demolombe (2), G. Lande (2)

et D. Escande (2)(1) Aventis Pharma, Centre de Recherches de Paris,Pharmacologie de Sécurité(2) INSERM U533, Laboratoire de Physiopathologie etde Pharmacologie Cellulaires et Moléculaires, Facultéde Médecine, Nantes

Le lactobionate d’érythromycine (LdE) est unantibiotique puissant dont les propriétésarythmiques ont été décrites chez certainspatients, en particulier les porteurs de maladiescardio-vasculaires [1]. Depuis, plusieurs étudesont montré que le LdE était un bloqueur decertains canaux potassiques [2 ;3].

Le but de ce travail a été de tester le LdE surun modèle de souris transgéniques présentantun syndrome de QT long et d’enregistrer partélémétrie les électrocardiogrammes (ECG) deces souris. Ce modèle a été obtenu par lasurexpression de l’isoforme dominante négativedu canal potassique KvLQT1 [5 ; 6].

Le LdE a été testé par voie veineuse chez lessouris transgéniques et chez les souris sauvages auxdoses de 0, 1, 3 et 10 mg/kg. Les principaux effetsdu LdE sur le rythme cardiaque (diminution de lafréquence cardiaque, augmentation du QT, bloc


auriculo-ventriculaire, extrasystoles ventriculaires)ont été observés aux doses de 3 et 10 mg/kg.

Une des souris transgéniques traitées avec leLdE a montré des signes graves d’arythmieventriculaire, parmi lesquels un épisode typiquede Torsade de Pointe, (observé 2 minutes aprèsl’injection de LdE à 10 mg/kg).Cet épisode étaitprécédé d’une séquence de bradycardiemajeure avec allongement du QT.

Les événements arythmiques n’ont pas étéretrouvés chez les souris sauvages recevant untraitement équivalent.

Ces résultats confirment l’intérêt (au sein de laPharmacologie de Sécurité) des modèles desouris transgéniques à QT long dans la détectionprécoce de troubles du rythme grâce àl’utilisation de la télémétrie.

[1] Angiology, 1997,48(9) :821-6 ; [2] J. Am.Coll. Cardiol.,1996, 28(7):1836-48; [3] J.Pharmacol. Exp. Ther, 2002, 302(320), 320-7; [5]Cardiovasc. Res. 2001, 50(2), 314-27; [6]Cardiovasc. Res. 2001, 50(2), 328-34.

17 - Analyse de l'activité cardiaque chez des cailles sélectionnées sur une réaction de peur

P. Constantin, D. Gaudinière et C. LeterrierRecherches Avicoles, INRA Centre de Tours,37380 Nouzilly, France

Mieux comprendre les bases génétiques desémotions impose d'analyser les réponsescomportementales et physiologiques del'individu. Chez l'oiseau, nous utilisons des caillessélectionnées génétiquement de manièredivergente vis-à-vis d'une réaction de peur. Nousavons voulu connaître ici les conséquences de lasélection sur les fréquences cardiaques (FC) debase et réactionnelle afin d'analyser l'origine dela sensibilité aux stimuli effrayants. Nous avonscomparé deux souches de cailles sélectionnéespour leur durée courte (STI) ou longue (LTI)d'immobilité tonique (réponse de peur oùl'oiseau feint la mort pour échapper au prédateurpotentiel). Les cailles LTI présentent desréactions de peur plus marquées que les STIdans de nombreux autres tests. Les cailleséquipées d'un implant de télémétrie (TA11CTA-F40, D.S.I) sont enregistrées au repos et aprèsaudition d'un son aigu inconnu. La fréquencecardiaque est plus élevée chez les cailles desouche LTI pendant le jour mais les fréquencescardiaques nocturnes des deux souches ne sontpas différentes. L'audition du stimulus sonoreprovoque une inhibition marquée de l'activitécomparable dans les deux souches. La réponsecardiaque des cailles LTI au stimulus sonore estcaractérisée par une chute de la FC et par uneréponse plus longue. Au contraire, la réponse

cardiaque des cailles STI est rapide etcaractérisée par l'augmentation de la FC. Cetteétude montre que l'origine génétique desanimaux influence la réponse cardiaque austimulus effrayant. De manière plus surprenante,elle montre également que la sélection du critèrecomportemental est accompagnée demodifications de la FC de base dont il reste àétablir l'implication dans la réactivitéémotionnelle.

18 - Influence du DHA alimentaire sur les fonctions cardio-vasculaires chez le rat SHR in vivo

D. Rousseau (1), D. Moreau (2), D. Raederstorff (3)

et A. Grynberg (1)(1) INRA-Faculté de Pharmacie, Châtenay-Malabry,France(2) LPPCE, Dijon, France(3) F. Hoffmann LaRoche, Bâle, Suisse

Objectif. Evaluer les effets d’un apportalimentaire en DHA sur le développement del’hypertension et ses conséquences chez le ratSHR.

Méthodes. Des rats SHR et WKY ont reçupendant 2 mois un régime contenant ou non duDHA (22:6 n-3, 240 mg/j). Un émetteurtélémétrique a été implanté chez des rats mâlesSHR. Les données de pression et de rythme ontété acquises en continu (pendant 2 minutestoutes les 10 minutes), jour et nuit séparément(variations nycthémérales). Compte tenu desvariations individuelles, chaque animal a été sonpropre contrôle. Une droite de régression a étécalculée à partir des données individuelles, sapente correspond à l’évolution de la pression surla période de développement de l’hypertension.Les ECG ont été enregistrés durant les périodesde faible activité des rats. L’efficacité d’unhypotenseur (rilménidine) a été évaluée par untraitement aigu de 2 jours (50 à 250 µg/kg).

Résultats. L’apport en DHA a entraîné desmodifications notables du profil en acides grasdes phospholipides cardiaques. Le DHA réduitsignificativement la progression de la pressionmoyenne mais pas de la fréquence cardiaque,stable chez les SHR. L’analyse des ECG aconfirmé cette absence d’évolution de lafréquence cardiaque, mais a mis en évidenceune diminution significative du QT dans le lotDHA. Le DHA n’a pas modifié l’amplitude del’effet du médicament sur la pression. Enrevanche la diminution de la contractilitécardiaque a été observée dans le lot DHA, ainsiqu’une réduction de fréquence à faible dose derilménidine.

Conclusion. Ce travail a montré qu’un apportalimentaire en DHA avait un effet bénéfique surle développement de l’hypertension et un effet


Index alphabétique des auteurs

cardio-protecteur qui peut être détectéphysiologiquement sur des animaux in vivo,ouvrant de nouvelles perspectives en cliniquehumaine.

19 - Management of a colony of instrumented rats for telemetry

F. Van Deun (1), W. Dewé (2), O. Depelchin (1),S. Kaïdi (1)(1) Toxicology Project (Telemetry Group), (2) Statistics and Information SciencesEli Lilly Development Center, Mont-Saint-Guibert, B-1348, Belgium

Cardiovascular rat telemetry is used to supportprojects in lead optimisation. Since 2001, 52 ratshave been implanted with telemetry devices(TL11M2-C50-PXT, DSI, Saint-Paul) and used intoxicology studies for cardiovascular screening.

Approximately 14-instrumented rats were keptevery year. The monitoring of the stock consistsof a daily assessment of clinical signs, a weeklybody weight record and quarterly cardiovascularbaselines (24-hours recording of blood pressure,

heart rate and body temperature). Rats wereselected for telemetry studies based on theirblood pressures (systolic, diastolic and arterialpulse pressures), heart rate and body weight.Necropsy showed that most rats kept longerthan 12 months presented several pathologiesincluding abscesses in multiple organs andadherences around the implant body, reddishfluid was also observed in their abdominal cavity.

Statistical analysis of cardiovascular dataobtained in 2 baseline periods for 16 rats(6 months intervals between the 2 baselines)showed no changes in systolic, diastolic andmean blood pressure for 15 rats during the entireperiod of their use (12 months).

In conclusion, instrumented rats for telemetrystudies had consistent cardiovascular parametersduring the whole period of their use (1 year aftersurgery). For ethical reasons and reliability ofcardiovascular data in telemetry studies,instrumented rats should be maintained nolonger than 1 year after surgical implantation.

AAncel A. 10

BBabuty D. 11Bernard C. 16Bétat A.-M. 04, 12Bichler Z. 11Blot C. 14Bonnet P. 14Bruguerolle B. 03

CChalencon E. 09, 13Clerc T. 14Constantin P. 17Corbier A. 16

DDemolombe S. 16Depelchin O. 15, 19Dewé W. 15, 19Dhieux B. 06Dionnet F. 02

EEscande D. 16

FFilipski E. 07Forster R. 04, 12Froget G. 04Fromes Y. 01

GGaudinière D. 17Gilbert C. 10Gribaudo S. 14Grynberg A. 18

HHenry J.-P. 02Houpet P. 06

KKaïdi S. 15, 19

LLainée P. 04, 12Lande G. 16Le Berre N. 16Lege P. 09, 13Lejeune B. 11Lestaevel P. 06Leterrier C. 17Lévi F. 07Li X.-M. 07Loriot S. 02Louis E. 12

MMartel E. 05Moreau D. 18Morin J.-P. 02Mouchet J. 03

PPaquet F. 06Poisson D. 11

RRaederstorff D. 18Rousseau D. 18

SSchnell C. R. 08Simon N. 03

TThireau J. 11Thuillez C. 02

VVan Deun F. 15, 19Vidal J. 03Vincent J.-C. 16

WWu M.-W. 07

ZZhang B.-L. 11


Détermination de la température sous-cutanée chez le rat femelle entier, ovariectomisé,

puis supplémenté avec de l’œstradiol S. Gribaudo, T. Clerc, P. Bonnet, C. Blot

Résumé95 % des échanges thermiques étant

réalisés chez le rat au niveau de la queue, lebut de ce travail consistait tout d’abord àtrouver le positionnement idéal de l’implanttélémétrique en sous-cutané au niveau de laqueue de l’animal, sans provoquer detraumatisme. Nous avons ensuitedéterminé les meilleures conditionsd’acquisition (fréquence et duréed’enregistrement) propres à nosexpérimentations.

Ces points techniques résolus, nousavons enregistré la température sous-cutanée (Tsc) simultanément à l’activité durat femelle pendant 24 heures dansdiverses conditions expérimentales. Dansun premier temps nous avons comparé laTsc et l’activité chez le rat entier en phasede repos (jour) et en phase d’activité (nuit).Nous avons ensuite évalué l’influence de ladéprivation œstrogénique par ovariectomiesur la Tsc selon la phase d’activité et enfin,l’effet d’une supplémentationœstrogénique chez ces mêmes animaux. Ilen résulte qu’en phase active,l’ovariectomie entraîne une hyperthermieet le traitement œstrogénique inverse cettetendance, ce qui confirmerait les propriétésde thermorégulation des œstrogènes chezles rats femelles.

Pharmacologie In Vivo, R&D Non CliniquesThéramex, 6 av du Prince Héréditaire Albert, BP 59, 98007 Monaco Cedex

Introduction

Selon l’activité, l’état hormonal ou certains facteurs externes (comme latempérature ambiante, une infection …), la température sous-cutanéereprésentative des échanges thermiques est très variable. Chez de petitsanimaux tel le rat, cette température était difficilement mesurable, l’anesthésieet le stress, incontournables lors d’une contention, provoquant des fluctuationstrès importantes de ce paramètre. Grâce à la télémétrie, la température sous-cutanée est aujourd’hui aisément mesurable et parfaitement représentative del’état réel de l’animal.

Protocole expérimental

Douze rats femelles (160 à 200 g en début d’expérimentation) de soucheSprague Dawley (Charles River, France) ont été utilisés. Ils ont été hébergésindividuellement dans des cages en macrolon, dans un box entièrementcontrôlé (Température maitenue à 20-21 °C, cycle lumineux de 14 h deluminosité [7:00 - 21:00] et 10 h d’obscurité, Pression ambiante et Hygrométriesous contrôle GTC), avec libre accès à la nourriture et à l’eau de boisson.

Les mesures de température sous-cutanée (Tsc) ont été réalisées au niveau dela queue, grâce à un implant télémétrique (TA10TA-F40, Data SciencesInternational). La Tsc et l’activité ont été mesurées pour chaque animal de façonséquentielle (30 secondes toutes les 5 minutes puis moyennées sur 30 min)pendant au moins 24 heures consécutives.

L’ovariectomie bilatérale a été réalisée par la face dorsale 9 jours après lapose des implants. La supplémentation œstrogénique a consisté en la mise enplace sous-cutanée d’un pellet d’ œstradiol dosé à 0.36 mg / 90 days-release(Innovative Research of America), 17 jours après l’ovariectomie. Un repos post-opératoire d’au moins 5 jours a été respecté après chaque interventionchirurgicale.


Mise en placedes implantstélémétriques

L’animal anesthésié sous isoflurane (Aerrane®,Baxter S.A.) est positionné en décubitus ventralet rasé sur le dos jusqu’à la base de la queue.Une incision transversale de la peau est réaliséesur quelques centimètres à hauteur du sacrum.

Après tunnélisation à l’aide d’une sondecannelée, l’extrémité de l’implant est glisséesous la peau du dos puis dans la queue surenviron 4 à 5 cm.

Le corps de l’implant est placé en sc vers lehaut du corps et maintenu à l’aide d’un point decolle chirurgicale (Vetbond®, 3M). La peau estrefermée par suture à l’aide d’un fil chirurgicalnon résorbable (Prolène®, Ethicon) retiré environ10 jours après l’opération.

Mesure de la Tsc chez le rat entier

La Tsc à la queue et l’activité des animaux ontété mesurées de façon simultanée.

La phase d’activité des rats correspond bien àla période nocturne (21:00 - 7:00), celle de reposà la période diurne (cf Berendsen et al). En phasede repos, la tempéraure sc moyenne est de 32.7± 0.16°C. En phase d’activité, celle-ci chuted’environ 4.3°C (28.4 ± 0.20).

Influence del’ovariectomie et dela supplémentationœstrogénique

La Tsc moyenne varie selon l’imprégnationœstrogénique des animaux.

En phase de repos, l’ovariectomie neprovoque pas de modification statistiquementsignificative de la Tsc caudale. Unesupplémentation d’ œstradiol 0.36 mg / 90 daysinduit en moins d’une semaine une diminutionde la Tsc d’environ 2.6 °C (30.1 ± 0.22 °C) parrapport aux animaux entiers.


En phase d’activité, si 5 jours aprèsovariectomie la Tsc est encore identique à celledes animaux entiers (28.3 ± 0.21°C), moins dedeux semaines après (J11), on constate uneaugmentation de la Tsc caudale d’environ 1.4°C(29.8 ± .27 °C). La supplémentationœstrogénique chez ces animaux induit enquelques jours une baisse de la Tsc (24.1 ±0.17 °C) de plus de 4 °C par rapport aux animauxentiers et d’environ 5.7 °C par rapport à cesmêmes animaux ovariectomisés.

Conclusion

Les résultats montrent que lors de la phase derepos des animaux, l’ovariectomie n’induitaucune variation significative de la Tsc. En phaseactive, bien que la Tsc des animaux entiers soitnettement inférieure, celle-ci est d’avantagesujette à des variations significatives selonl’imprégnation œstrogénique. L’ovariectomieentraine une hyperthermie et le traitementœstrogénique inverse cette tendance, ce quiconfirmerait les propriétés de thermorégulationdes œstrogènes chez les rats femelles.

Bibliographie

Berendsen H.H.G., Weekers A.H.J.,Kloosterboer H.J. Effect of tibolone andraloxifene on the tail temperature ofœstrogen-deficient rats. Eur. J. Pharmacol.,2001, 419 : 47-54.


Informations

Tous documents concernant cette rubrique doivent être adressés à M. A. PERROT (adresse indiquée en page de garde).

Vie des Sociétés

❶ Compte-rendu de l'Assemblée Générale del'AFSTAL du 14 juin 2004

ORDRE DU JOUR :

1. Rapport moral2. Rapport financier 20033. Approbation des rapports moraux et financiers4. Election du nouveau Conseil d’Administration5. Compte-rendu des commissions et autres groupes detravail

1. RAPPORT MORAL

Le président Alain Dorier fait le point sur les actionsmenées par le bureau au cours de l'année 2003-2004.

1.1. Réunions scientifiques

• AFSTAL 2003 : Le bilan du congrès de Dijon est trèspositif. De gros efforts ont été faits par le conseild’administration pour récupérer les supports visuels desprésentations. Celles-ci ont été enregistrées auditivementce qui a permis leur retranscription et publication dansSTAL.

• 2e symposium Com’Tech : Il a eu lieu en janvier. Lorsde ce symposium a été mis en évidence un problème avecle PIF. Le conseil d’administration, par l’intermédiaire deNicolas Herrenschmidt, a adressé un courrier aux différentsacteurs de la station les invitant à une table ronde surl’amélioration des conditions de réception,d’hébergement et de circulation des animaux.

• Journées Com’Vet : Deux journées de discussion ontété organisées en novembre 2003 et mai 2004.

• FELASA 2004 : Ce symposium a été organisé grâce auconcours de tous les membres des comités d’organisationet scientifique. Alain Dorier remercie tout particulièrementThierry Decelle.

• AFSTAL 2005 : Des discussions sont en cours avecl’OPAL pour l’organisation d’un colloque commun.

1.2. Parrainage

• Edition de l’ouvrage "anatomie viscéraleabdominale du rat" par Messieurs Marc Aprahamian etYvan Freund : Un très gros travail de relecture, correctionet conseil a été fourni par Annie Reber, Monique Pressac,Hélène Combrisson et Thierry Roger.

• 3e colloque GFRT : Il s’agit d’un parrainageadministratif du colloque qui s’est déroulé à Bron endécembre 2003.

• Lycée de Vendôme : L’AFSTAL a aidé une classe àpartir en voyage d’étude aux USA.

• ASPEC : Une action conjointe a eu lieu lors d’unejournée de formation sur la conception des animaleries.D’autres journées sur ce thème devraient être organisées.

• ICLAS : Les cours ICLAS se sont déroulés en Tunisie.

1.3. Communication

• Plaquette AFSTAL : La plaquette de présentation del’AFSTAL a été revue et une version anglaise a été rédigée.Alain Dorier remercie Stéphanie Serre, Bruno Bacon etAngélique Allamando pour leur travail.

• Stand AFSTAL : Le stand AFSTAL a été changé. Unepartie laissée vierge permettra d’actualiser ce stand.

• Charte graphique : La charte graphique est disponiblesur le site web.


• Annuaire 2004 : Il a été imprimé et diffusé àl’ensemble des membres de l’association.

• "AFSTAL News" : La feuille d’informationrapide a été relancée avec le concours deCatherine Megard, Henri Maurin-Blanchet etBruno Bacon.

• STAL : Le premier STAL en couleur vient deparaître. Alain Perrot tient la rubriqueinformation, Jean-Paul Champier est en relationavec l’imprimeur et Pierre Bougneux a repris larégie publicitaire.

1.4. Représentation

• CNEA : Alain Dorier et Chantal Autissier sontles représentants de l’AFSTAL. Des débats onteu lieu sur la mise en place d’un comité nationalde réflexion éthique sur l’expérimentationanimale. La CNEA est également consultée sur larédaction des arrêtés d’application du décret demars 2001 avec notamment la constitution d’unsous-groupe sur les programmes de formation.

• FELASA : Kamil Nahas et Guy Mahouy sontles représentants de l’AFSTAL.

• ICLAS : L’AFSTAL est représentée par GuyDubreuil.

• COST : Il s’agit d’un réseau de coopérationeuropéenne. Une action sur le thème de l’animalde laboratoire a été initiée par Timo Nevalainen.L’AFSTAL a souhaité être présente dès le débutde cette action et est représentée par AnnieReber, Guy Mahouy, Kamil Nahas et Anne-Dominique Degryse.

2. RAPPORT FINANCIER

La trésorière Hélène Combrisson a présenté lebilan financier de l'année 2003 lequel a étéapprouvé à main levée.

Le bilan étant positif, les cotisations pourl'année à venir ne seront pas augmentées.

3. APPROBATION DES RAPPORTS MORAUXET FINANCIERS

Le vote a eu lieu à main levée. Ces rapports ontété approuvés à l'unanimité.

4. ELECTION DU NOUVEAU CONSEILD’ADMINISTRATION

Cinq nouveaux membres sont à élire :

• Hélène Combrisson et Alain Dorier → membres sortants non rééligibles

• Annie Reber et Monique Pressac→ membres sortants se représentant

• Angélique Allamando→ membre démissionnant

Sept candidats se présentent aux élections.

Sont élus :

Annie Reber, Monique Pressac, Marion Bérard,Daniel Roffino, Françoise Quintin-Colonna

5. COMPTE-RENDU DES COMMISSIONS ETAUTRES GROUPES DE TRAVAIL

5.1. Com’Tech

Trois sous-groupes ont été constitués : animation /formation / responsables d’animaleries.

Les objectifs de la Com’Tech sont de regrouperl’ensemble des personnes techniques desanimaleries, créer un réseau de compétences etd’échanges, favoriser la formation des personnestechniques.

Depuis sa création en 2002, deux symposiumsont été organisés :

- Janvier 2003 : "Détour vers le futur desanimaleries". Cette réunion a débouché sur uneformation ASPEC.

- Janvier 2004 : "Circulation des animaux delaboratoire". Cette réunion a été suivie par uneaction du bureau de l’AFSTAL auprès du PIF.

La Com’Tech a par ailleurs organisé unworkshop pour FELASA 2004 sur le thème desformations des techniciens.

Le prochain symposium aura lieu en janvier2005 sur le thème "évolution du travail enanimalerie".

La Com’Tech souhaite développer les réseauxeuropéens en travaillant avec les autresassociations européennes.

Les interlocuteurs de la Com’Tech sont MichèlePauchard et Angélique Allamando ou l’adresseInternet : [email protected]

5.2. Com’Vet

Un nouvel animateur a rejoint Nathalie Fiks etNicolas Dudoignon : Hélène Combrisson. Deuxréunions ont été organisées au cours de l’année.

Les travaux en cours sont :

• Contrôles sanitaires : Une réflexion a étécommencée sur les PNH. Lors de la réunion denovembre 2003 ont été exposés les différentsschémas de quarantaine mis en place chez lesutilisateurs. Il est ressorti le problème dudépistage de la tuberculose ; un chercheur del’Institut Pasteur est donc venu faire uneprésentation lors de la réunion de mai 2004.D’autres maladies des PNH seront abordées.


Les discussions sur le microbisme commensaldes rongeurs entamées en septembre à l’InstitutPasteur ont été poursuivies lors de la réunion demai.

• Législation : Un travail de collaboration avecle Bureau d’Importation des Pays Tiers de laDGAL a été mis en place sur la révision desannexes de l’Arrêté Ministériel du 19 juillet 2002avec l’identification de réseaux d’experts parespèces animales.

5.3. COST

La première réunion a eu lieu le 26 avril dernier.Guy Mahouy, Annie Reber et Anne-DominiqueDegryse étaient présents.

Les objectifs de COST sont de développer desréseaux européens, rédiger des ouvrages,organiser des workshops.

Le programme B24 concerne les animaux delaboratoire et leur bien-être. Il a été mis en placeen mars pour une durée de 5 ans. La Franceayant signé, elle peut participer à ce programme.Le président de cette action est TimoNevailanen.

La première proposition faite a été unregroupement des travaux FELASA/COST, maisune telle symbiose est impossible.

COST B24 dispose de 80 000 euros à dépenseravant le 6 novembre 2004 ; des projets doiventêtre présentés.

Cinq sous-groupes ont été identifiés. Despropositions de membres doivent être faites :

• Housing of animals → Anne-Dominique Degryse

• Refinement of procedures→ ?

• Genetically animals and other new models→ Patrick Hardy

• Ethical evaluation and cost benefits analysis→ Annie Reber

• Quality operation→ Bruno Bacon

❷ Compte-rendu de la réunion Com'Vetdu 6 novembre 2003

1. Matinée PRIMATES NON HUMAINS

1/a. Présentation de l’EPV :European Primate Veterinarians

F. Wanert (Cdp – ULP)

1/b. Quarantaine des PNH : aspectssanitaires pratiques

• Présentation de la quarantaine chezl'éleveur : exemple de NoveprimM. de Clavière (Noveprim)

• Présentation des quarantaines chez lesdifférents utilisateurs de primates (voir tableaude synthèse en page suivante)F. Wanert (Cdp – ULP)T. Decelle (Aventis Pasteur)F. Decrock (Aventis Pharma)L. Bonnet (MDS)E. André (pour InstitutPasteur de la Guyane)A. Lortie (CIT)C. Joubert (CEA)G. Florence (IMASSA)A. Lecu (Parc Zoologique de Paris)

En bref

Les procédures de quarantaine ne sont pas trèsdifférentes d'un centre à l'autre dans leurprincipe. La durée varie de 4 à 8 semaines. Denombreux traitements antiparasitaires et/ouantibiotiques sont parfois réalisés dont l'utilitépourrait être discutée.

Le problème majeur reste le dépistage de latuberculose, et surtout dans le cas de latuberculination se posent les questionssuivantes : quel(s) test(s), quelle fréquence, queltype de tuberculine, quelle dose, quel sited'injection ? etc.

D’autres points sont également soulevés :

• virologie : sérothèque ? sérologies (quellesvalences ?)

• examen de fèces : quelles bactéries ?

• hébergement à la réception : individuel,groupé par 1 ou 2, volière ?

• traitements : individuels ou collectifs ?

• Cas d'une contamination de tuberculosedans une unité de rechercheN. Aubailly (IFR N°08 INSERM - Bordeaux)

Cet exposé rappelle, si cela était nécessaireque, étant donnée la sensibilité des primates à latuberculose, les contrôles de surveillancesanitaire sont nécessaires en permanence et qu'ilconvient de ne jamais baisser la garde en lamatière.

Un sujet à part entière sera traité lors de laprochaine session de la com’vet sur le contrôlespécifique de la tuberculose.

Synthèse " Quarantaine " des PNH – aspectspratiques

Bilan de 8 présentations effectuées lors de laréunion du 06/11/03 (les informations du ParcZoologique de Paris sont exclues du bilan carl’activité et les espèces sont trop éloignées).


Animaux

Par ordre décroissant :

• cynomolgus F1 (île Maurice majoritairement,Philippines ou Chine également)

• rhésus

• saïmiri et babouin

Quarantaine chez l’éleveur

Durée : 4 à 6 semaines

Respect de l’arrêté du 19/07/02 : OUI

Compléments sanitaires par l’éleveur : NON

Compléments sanitaires par le destinataire :

• NON 4/8

• OUI 4/8 : (sérologies rétrovirus - filovirus -foamy - rougeole - hépatite A -SIV - STLV - plasmodium)(traitements antibiotique -praziquantel - ivermectine -vitamines et oligo-éléments)(vaccinations klebsiella -leptospirose - tétanos)

Isolement sur le site

Durée : 30 jours à 8 semaines

Locaux et hébergement :

• locaux de quarantaine 4/8• au sein de la zone d’hébergement 1/8• prestataire de service 3/8

Examens cliniques, suivis : 1 à 3 examenscliniques, suivi pondéral et observation

Examens biologiques complémentaires :

• 1 examen de fèces 8/8 (bactério :Salmonelles-Shigelles +/- Yersinia-Campylobacter / parasito)

• sérologie 3/8 (herpès B – SIV – SRV)

• sérothèque 4/8

• hémato-biochimie 2/8

• frottis sanguin (plasmodium - micro-filaires)1/8

• radio pulmonaire 1/8

Diagnostic de la tuberculose :

• tuberculination : 1 à 3 IDR, 3 lectures

• tuberculine : bovine 5/8 - humaine 2/8 - lesdeux 1/8

Traitements :

• NON 3/8

• OUI 5/8 (ivermectine - doramectine -praziquantel - lévamisole - amitraz - vitamines -fer - enrofloxacine - sulfamide/triméthoprime -vaccination antirabique)

Levée de quarantaine : RAS

Gestion des positifs et malades

En général :

• herpès B : euthanasie• tuberculose : confirmation et euthanasie• bactéries et parasites intestinaux : traitement

Au cas par cas pour les autres

Information de la médecine du travail

2. Actualités sur l’Arrêté du 19/07/2002 fixantles conditions sanitaires pour l'importationdes animaux vivants

R. Chenal(Ministère de l’Agriculture - Bureau Importation Pays Tiers)

En bref

Cet arrêté a été pris en urgence, suite à lasuppression en 2001 de l’art. 247 du Code Rural,réglementant ces importations. Des modifi -cations mineures ont été effectuées à ce jour. Ils’agit bien de droit français, et non pas de droitcommunautaire.

Il n’existe pas à l’heure actuelle de projet detexte concernant la maintenance des animaux.

Une révision de cet arrêté est en cours. Laprofession sera contactée avant la publicationdes mises à jour concernant les espèces utiliséesen expérimentation. Un représentant par espèceou groupe d’espèces importés sera déterminé.

D’ici là, en cas de problème rencontré parrapport à cette réglementation, il ne faut pashésiter à contacter directement le ministère del'Agriculture pour demander une autorisationparticulière d'importation :

Ministère de l’agriculture, de l’alimentation, dela pêche et des affaires rurales - Directiongénérale de l’alimentation - Bureau importationspays tiers - 251, rue de Vaugirard - 75732 Pariscedex 15

3. Les parvovirus du rat : bilan scientifiqueF. Veillet (Charles River France)

En bref

Quatre parvovirus sont aujourd’hui décrits chezle rat (et quatre chez la souris). Ils sont plus oumoins proches phylogénétiquement. Le seuld’entre eux reconnu comme pathogène chez lerat est actuellement le KRV.

La sérologie permet de mettre en évidence laprésence d’un parvovirus, mais très difficilementde déterminer de quelle espèce il s’agit (surtoutdans le cas d’un faible effectif). La PCR, encomplément de la sérologie, semble permettred’effectuer un diagnostic d’espèce. Une


congélation des nœuds lymphatiquesmésentériques pourrait être envisageable en susde la constitution d’une sérothèque.

4. Clinique des animaux de laboratoire

C. Maisonneuve (Biologie Servier)B. Rault (BEA INSERM)

• Augmentation ponctuelle de l’ALAT chez lechien

• STAL : Numéro spécial "Pathologieinfectieuse"

Appel aux bonnes volontés pour participer à larédaction d'un document de référence sur lapathologie infectieuse des animaux delaboratoire (un numéro pour les rongeurs et unautre numéro pour les carnivores et les primates)destinés plutôt aux utilisateurs/chercheursqu'aux spécialistes de la pathologie qui peuventdéjà avoir recours à l’abondante documentationanglo-saxonne existante sur ce sujet.

5. Comptes-Rendus des dernières réunionsscientifiques

N. Dudoignon (IRSN)

• Atelier Rongeurs – Microbisme commensal,conséquences sur l’expérimentation (InstitutPasteur)

• Journées techniques de l’AFSTAL :Prévention et gestion de la douleur

POUR PLUS DE RENSEIGNEMENTS,CONTACTER :

Les animateurs

• Nicolas Dudoignon (IRSN)[email protected]

• Nathalie Fiks (Vebiotel)[email protected]

• Frédéric Moysan (Aventis Pasteur)[email protected]

❸ Association des Cadres de l'IndustriePharmaceutique (ACIP)

Compte-rendu du dîner-débat organisé le28 avril 2004 sur le thème "Expérimentationbiomédicale : de l'animal à l'homme, quelleéthique ?"

Note de présentation concernant la soirée -débat de l'A.C.I.P* du mercredi 28 avril 2004consacrée à

* A.C.I.P : Association des Cadres de l'IndustriePharmaceutiques – 163 Avenue Charles de Gaulle –92200 Neuilly-sur- Seine (tél. : 01 40 88 00 35)

"Expérimentation Biomédicale : de l'animal àl'homme, quelle éthique ?"

• Protection et utilisation de l'animal – JanineCHANTEUR, Professeur Emérite dePhilosophie Morale et Politique à l'UniversitéParis Sorbonne - Paris IV

• Comment se crée et se gère l'opinion : lerisque d'opinion – Odile VERNIER,Cabinet Beau Fixe

• Les techniques expérimentales in vitro :Progrès et attentes – FrancelyneMARANO, Professeur à l'Université DenisDiderot Paris VII

• Expérimentation sur le vivant : éthique etnécessité – Professeur Claude HURIET,Président de l'Institut Curie

Avec la participation de Bernard ANDRIEUX , Direction de la Recherche-Ministère de la Recherche, etBruno VERSCHUERE, Président du GIRCOR

La réunion est introduite par GenevièveFOULD, présidente de l'A.C.I.P.

Les débats ont été animés par BernardANDRIEUX, qui retrace, en avant-propos, unbref historique des relations "homme-animal"amorcées il y a 14000 ans par la domesticationdu loup.

Jusqu'au XVIIe siècle l'animal est considérécomme élément utilitaire au service de l'homme(selon ARISTOTE, PLINE et GALIEN, jusqu'àl'"animal machine" de DESCARTES).

Le terme "vivisection" apparaît au XIXe siècle.En 1940, l'Eglise catholique accepte la parentéhomme-singe.

Le XXe siècle voit se développer la "Zoolatrie"contemporaine ce dont va traiter dans sonexposé Janine CHANTEUR, laquelle reconnaît lanécessité de la notion de devoir de l'homme vis-à-vis de l'animal, mais réfute celle des droits del'animal. La défense de l'espèce humaine doitprimer en tout état de cause.

La gestion de l'opinion fera l'objet de l'exposésuivant, traitée par Odile VERNIER et soncollaborateur, lequel évoque les situations ousujets susceptibles de provoquer un"environnement chaud", tels la peine de mort,les organismes génétiquement modifiés (dansl'alimentation), l'expérimentation animale…

Il s'agit toujours de l'initiative d'une minoritéagissante dont l'objectif est de devenirmajoritaire, en invoquant les "droits del'homme", les risques même potentiels ouéventuels.


Selon l'orateur, 80% des Français seraientopposés à l'usage des O.G.M (dansl'alimentation).

Au nom de la sécurité, de la santé, la tendanceest au rejet de la fatalité, à la recherche d'uneresponsabilité d'où une culpabilité désignée : le"principe de précaution" tend à s'imposer.

L' information doit être intelligible et en phaseavec la sensibilité de l'opinion, que l'on segardera de tromper. Sous peine de sanctions(électorale par exemple).

Odile VERNIER reprend deux exemples demauvaise gestion d'une crise, notamment celled'août 2003 et de la canicule…en France(Ministre de la Santé).

Comment aider à l'évolution de la perceptioncollective :

• par le biais des journalistes

• par les communications des scientifiques, quin'hésiteront pas à mettre de l'émotionnel dansleurs propos, enfin par l'intermédiaire des"politiques", mais aussi des associations demalades par exemple.

Remarque : On notera, à ce stade, que le"GIRCOR" a eu ces objectifs depuis plus de15 ans avec des résultats parfois décevantsconcernant les journalistes notamment, biensouvent tributaires de leurs rédactions en chef,seules responsables des intertitres. Levocabulaire volontairement agressif desassociations extrémistes de protection animalefait appel aux termes de vivisection, de "permisde tuer", etc...

L'aspect "in vitro" des techniques expéri -mentales sera ensuite développé par FrancelyneMARANO (laquelle était déjà longuementintervenue au colloque de l'O.P.A.L, le14 octobre 2003). D'emblée, elle confirme que,dans la plupart des cas il s'agit bien de méthodescomplémentaires (à l'expérimentation animale),plus que de méthodes dites alternatives ousubstitutives.

Sont évoquées successivement : les techniques"in vitro", cultures cellulaires et tests abiotiques("skin-test" par exemple) et les techniques "insilico".

La remise en cause de la "cosmétologie" entoxicologie est soulignée : une directiveeuropéenne 76/768/CE la prévoit pour le11 mars 2009, mais d'ores et déjà, le 11 octobre2004, les produits finis seront concernés.

De graves conséquences économiques sontprévisibles, en application du programme"R.E.A.C.H" portant sur l'évaluation de100.000 substances chimiques pour un montant

évalué à 9 milliards d'euros et, peut-être,l'utilisation, pour ce faire, de 13 millionsd'animaux…

Le recours à l'animal demeure nécessaire si l'onescompte une réponse globale.

Le dernier orateur sera le Professeur ClaudeHURIET (cf. Loi HURIET-SERUSCLAT et modalitésde l'expérimentation sur l'homme). Il se réfère àun récent colloque à l'U.N.E.S.C.O sur labioéthique et la nécessité des relations homme-animal. On assiste au développement del'expérimentation sur l'homme, après uneprogression de la cellule à l'animal, de la moucheau mammifère enfin du mammifère à l'homme.

En ce sens les termes de la déclaration deNUREMBERG (1947) prévoient l'obligation duconsentement de l'homme ; La pratique des"pré requis" et des "essais comparés" estenvisagée en fin d'exposé.

Déjà, le sénateur Claude HURIET étaitintervenu à un congrès du G.I.R.C.O.R sur lethème de l'éthique en matièred'expérimentation animale et sur la conceptionde comités "ad hoc" le 29 avril 1999.

Deux séries de questions seront posés par lepublic aux intervenants.

Notamment, le représentant d'une associationde malades demande que l'expérimentationanimale soit réservée à la recherche portant surdes maladies rares plutôt qu'à refaire desexpériences pour des maladies déjà largementpourvues en produits de traitement.

Il lui est objecté que cette investigationdemeure nécessaire dès lors qu'elle conduit àl'émergence de médicaments plus performants,mieux tolérés, pour une même indication.

Une remarque est faite sur la non mobilisationdes associations de protection animale lors del'abattage massif et systématique dans desconditions discutables d'animaux de rente(bovins, porcs, volailles) en cas de zoonose àcaractère épidémique : Le représentant duCabinet BEAU FIXE confirme que si un risquemajeur est constaté pour l'espèce humaine, lesconsidérations éthiques s'estompent dansl'opinion publique au profit de la suppression durisque.

Remarque : Une focalisation médiatiqueamplifie ce phénomène. (H. MAURIN-BLANCHET)

Une assistance nombreuse composée deresponsables du secteur privé (pharmaceutique)et du secteur public (pharmacie et recherche) asuivi attentivement les débats.


Réunions Scientifiques

❶ 3ème Symposium AFSTAL- Com'Tech

Date : 27 janvier 2005

Lieu : Hôpital de la Salpêtrière, Clinique CastaigneAmphithéâtre Charcot 47 boulevard de l’Hôpital75013 PARIS

Thème : Evolution du travail en animalerie

Renseignements et inscriptions :

[email protected]

ou

Sébastien Paturance, CNRS CDTA3-B rue de la Ferrolerie45071 Orléans Cédex

L’inscription à la journée et la participation aubuffet sont GRATUITES.

❷ 37ème Congrès de la SociétéFrancophone de Chronobiologie

Date : du lundi 18 avril 2005 14h aumercredi 20 avril 14h

Lieu : Strasbourg (67)

Thème : Programme scientifique en coursd'élaboration


Paul PévetTél 03.90.24.05.06Fax 03.90.24.05.28Adresse mail : [email protected]

❷ 31es Journées d'Etudes Scientifiques etTechniques - AFSTAL 2005

Législation

Arrêté du 10 août 2004 pris pourl'application de l'article L. 5131-5 du code de la santé publique relatif auxbonnes pratiques de laboratoire pour les produits cosmétiques

J.O n° 218 du 18 septembre 2004 page 16279 texte n° 21NOR : SANP0422540A

Le ministre de la santé et de la protectionsociale, le ministre délégué à l'industrie et leministre délégué aux petites et moyennesentreprises, au commerce, à l'artisanat, auxprofessions libérales et à la consommation,

Vu la directive 76/768/CEE du Conseil du27 juillet 1976 modifiée concernant lerapprochement des législations des Etatsmembres relatives aux produits cosmétiques ;

Vu la directive 86/609/CEE du Conseil du24 novembre 1986 modifiée concernant lerapprochement des dispositions législatives,réglementaires et administratives des Etatsmembres relatives à la protection des animauxutilisés à des fins expérimentales ou à d'autresfins scientifiques ;

Vu la directive 2004/10/CE du Parlementeuropéen et du Conseil du 11 février 2004concernant le rapprochement des dispositionslégislatives, réglementaires et administrativesrelatives à l'application des principes de bonnespratiques de laboratoire et au contrôle de leurapplication pour les essais sur les substanceschimiques (version codifiée) ;

Vu le code de la santé publique, notammentles articles L. 5131-4, L. 5131-5, L. 5131-6 etR. 5131-2 ;

Vu le décret n° 87-848 du 19 octobre 1987modifié relatif aux expériences pratiquées sur lesanimaux vertébrés ;

Sur la proposition du directeur général del'Agence française de sécurité sanitaire desproduits de santé en date du 9 avril 2004,

Arrêtent :

Article 1

Les bonnes pratiques de laboratoire prévues àl'article L. 5131-5 du code de la santé publiquesont décrites en annexe du présent arrêté.

Article 2

Le directeur général de la santé, le directeurgénéral de l'industrie, des technologies de


l'information et des postes, le directeur généralde la concurrence, de la consommation et de larépression des fraudes, le directeur desentreprises commerciales, artisanales et desservices et le directeur général de l'Agencefrançaise de sécurité sanitaire des produits desanté sont chargés, chacun en ce qui leconcerne, de l'exécution du présent arrêté, quisera publié au Journal officiel de la Républiquefrançaise.

Fait à Paris, le 10 août 2004.

Le ministre de la santéet de la protection sociale,

Pour le ministre et par délégation :Le directeur général de la santé,

W. Dab

Le ministre délégué à l'industrie,Pour le ministre et par délégation :Le directeur général de l'industrie,

des technologies de l'information et des postes,J.-P. Falque-Pierrotin

Le ministre délégué aux petites et moyennesentreprises, au commerce, à l'artisanat,

aux professions libérales et à la consommation,Christian Jacob

A N N E X E

SOMMAIRE

Préambule

Glossaire

Principes relatifs aux bonnes pratiques delaboratoire

Introduction

1. Organisation et personnel de l'installationd'essai.

1.1. Responsabilités de la direction del'installation d'essai.

1.2. Responsabilités du directeur de l'étude.

1.3. Responsabilités du responsable principaldes essais.

1.4. Responsabilités du personnel de l'étude.

2. Programme d'assurance de la qualité.

2.1. Généralités.

2.2. Responsabilités du personnel chargé del'assurance de la qualité.

3. Installations.


3.2. Installations relatives au système d'essai.

3.3. Installations de manutention des élémentsd'essai et de référence.

3.4. Salles d'archives.

3.5. Evacuation des déchets.

4. Appareils, matériels et réactifs.

5. Systèmes d'essai.

5.1. Physiques et chimiques.

5.2. Biologiques.

6. Eléments d'essai et de référence.

6.1. Réception, manutention, échantillonnageet stockage.

6.2. Caractérisation.

7. Modes opératoires normalisés.

8. Réalisation de l'étude.

8.1. Plan de l'étude.

8.2. Contenu du plan de l'étude.

8.3. Réalisation de l'étude.

9. Etablissement du rapport sur les résultats del'étude.


9.2. Contenu du rapport final.

10. Stockage et conservation desenregistrements et des matériels.

11. Application aux études réalisées par desorganismes prestataires de service

PRÉAMBULE

Les bonnes pratiques de laboratoirementionnées à l'article L. 5131-5 du code de lasanté publique ont pour but de garantir laqualité et l'intégrité des résultats obtenus lorsdes essais de sécurité non cliniques. A cet égard,l'évaluation de la sécurité pour la santé humainedu produit fini, établie notamment en prenant enconsidération le profil toxicologique desingrédients, leur structure chimique et leurniveau d'exposition, doit être exécutée enconformité avec les dispositions relatives à cesbonnes pratiques de laboratoire.

Les dispositions de ces bonnes pratiques sontétablies par la directive 2004/10/CE duParlement européen et du Conseil du 11 février2004.

Les dispositions relatives à la protection desanimaux de laboratoire utilisés à des finsexpérimentales figurant dans le décret n° 87-848du 19 octobre 1987 modifié relatif auxexpériences pratiquées sur les animaux vertébréset établies par la directive du Conseiln° 86/609/CEE modifiée ont été prises encompte dans le présent arrêté.


La présente annexe énonce les principes desbonnes pratiques de laboratoire.

GLOSSAIRE

1. Termes relatifs à l'organisationd'une installation d'essai

1.1. L'installation d'essai comprend lespersonnes, les locaux et les équipements quisont nécessaires à la réalisation de l'étude desécurité non clinique. Pour les études multi-site,réalisées sur plusieurs sites, l'installation d'essaicomprend le site où se trouve le directeur del'étude et tous les autres sites d'essai, quipeuvent être considérés individuellement oucollectivement comme des installations d'essai.

1.2. Le site d'essai comprend le ou lesemplacements sur lesquels une ou des phasesd'une étude donnée sont réalisées.

1.3. La direction de l'installation d'essaicomprend la ou les personnes investies del'autorité et de la responsabilité officielle del'organisation et du fonctionnement del'installation d'essai, conformément aux présentsprincipes de bonnes pratiques de laboratoire.

1.4. La direction du site d'essai comprend la oules personnes (si on en a désigné) chargéesd'assurer que la ou les phases de l'étude, dontelles sont responsables, se déroulentconformément aux présents principes de bonnespratiques de laboratoire.

1.5. Le directeur de l'étude est la personneresponsable de la conduite générale de l'étudetelle que définie en 2.1.

1.6. Le responsable principal des essais est lapersonne qui, dans le cas d'une étude multi-site,exerce, au nom du directeur de l'étude, desresponsabilités bien définies pour les phases del'étude qui lui sont déléguées. Le directeur del'étude ne peut déléguer au ou aux responsablesprincipaux des essais sa responsabilité de laconduite générale de l'étude, s'agissantnotamment d'approuver le plan de l'étude, avecses amendements, et le rapport final, et deveiller au respect de tous les principes pertinentsde bonnes pratiques de laboratoire.

1.7. L'assurance de la qualité est un largeconcept qui couvre tout ce qui doit,individuellement ou collectivement, influencer laqualité : c'est l'ensemble des activitéspréétablies et systématiques mises en oeuvrepour permettre le déroulement de l'étude enconformité avec les principes de bonnespratiques de laboratoire.

1.8. Le programme d'assurance de la qualitéest un système précis, englobant le personnelcorrespondant, qui est indépendant de la

conduite de l'étude et vise à donner à ladirection de l'installation d'essai l'assurance queles présents principes de bonnes pratiques delaboratoire sont bien respectés.

1.9. L'audit est un examen méthodique etindépendant, par le personnel chargé del'assurance de la qualité, des activités et desdocuments relatifs aux études de sécurité et auxinstallations d'essai impliquées en vue de vérifierl'adéquation des moyens mis en oeuvre avec lesobjectifs recherchés conformément à unréférentiel donné.

1.10. Les modes opératoires normalisés (ouprocédures opératoires standardisées) sont desmodes opératoires étayés par des documentsqui décrivent la façon de réaliser certains essaisou travaux courants de l'installation d'essai dontle détail ne figure normalement pas dans lesplans d'étude ou dans les lignes directrices pourles essais.

1.11. Le donneur d'ordre est la personnemorale qui commande, parraine ou soumet uneétude telle que définie en 2.1.

1.12. Le plan chronologique des études est laliste des études comportant notamment, pourchacune d'entre elles, le numéro de l'étude, lenuméro de code du produit étudié, le systèmed'essai, le calendrier de l'étude et le nom dudirecteur de l'étude.

C'est un schéma directeur devant aider àl'évaluation de la charge de travail et au suivi desétudes réalisées dans une installation d'essai.

2. Termes relatifs à l'étude de sécurité nonclinique

2.1. Une étude de sécurité non clinique, ouessai de sécurité appelé simplement " étude " ci-après, consiste en une expérience ou en unensemble d'expériences, au cours desquelles unélément d'essai est examiné en laboratoire oudans l'environnement, en vue d'obtenir sur sasécurité des informations destinées à figurerdans le dossier mentionné aux articles L. 5131-6et R. 5131-2 du code de la santé publique, quidoit être tenu à disposition des autorités decontrôle et qui rassemble toutes les informationsutiles sur cette évaluation.

2.2. Une étude à court terme est une étude decourte durée réalisée avec des techniquescourantes, largement utilisées.

2.3. Le plan de l'étude est un document quidéfinit les objectifs de l'étude et les dispositifsexpérimentaux nécessaires à son déroulement,avec tout amendement éventuel.


2.4. Un amendement au plan de l'étude estune modification apportée délibérément à ceplan après la date du début de l'étude.

2.5. Une déviation du plan de l'étude est unécart non délibéré à ce plan, survenant après ladate du début de l'étude.

2.6. Les lignes directrices pour les essais sontdes textes qui décrivent les méthodes d'essai.Elles peuvent être notamment les lignesdirectrices du SCCNFP (1), les lignes directricesde l'OCDE (2) ou une autre ligne directrice ouméthode à utiliser.

2.7. Le système d'essai désigne tout systèmebiologique, chimique ou physique, ou toutecombinaison de ceux-ci, qui est utilisé dans uneétude.

2.8. Les données brutes représententl'ensemble des enregistrements originaux sursupport papier ou électronique de l'installationd'essai, ou des copies authentifiées de ceux-ci,qui résultent des observations et des activitésd'une installation d'essai (qui peuvent êtrecommunes à plusieurs études telles que lesdonnées d'environnement des études), qui sontnécessaires pour la reconstruction et l'évaluationd'une étude.

Les données brutes peuvent aussi comporter,par exemple, des photographies, des copies surmicrofilm ou sur microfiche, des données sursupport informatique, des relevés d'observationssur cassette, des enregistrements automatiquesde données ou tout autre moyen deconservation de données reconnu capabled'assurer un stockage des informations en toutesécurité pour une certaine durée, commeindiqué au chapitre 10 de ce document.

2.9. Un spécimen désigne tout matérielprélevé dans un système d'essai pour examen,analyse ou stockage.

2.10. L'enregistrement est un document écritpar une personne, un document produit par unappareil (notamment bandes magnétiques,disques, négatifs photographiques), undocument imprimé provenant d'un appareil(notamment impressions sur papier, tracés). Lesenregistrements doivent être authentifiés etdatés.

2.11. La date du commencement desexpériences est la date à laquelle les premièresdonnées particulières à l'étude sont obtenues.

2.12. La date de la fin des expériences est ladernière date à laquelle des données provenantde l'étude sont obtenues.

2.13. La date du début de l'étude est la date àlaquelle le directeur de l'étude signe le plan del'étude.

2.14. La date de la fin de l'étude est la date àlaquelle le directeur de l'étude signe le rapportfinal.(1) Comité scientifique des produits cosmétiques et desproduits non alimentaires, placé auprès de laCommission européenne. (2) Organisation de coopéra-tion et de développement économiques.

3. Termes relatifs à l'élément d'essai

3.1. Un élément d'essai est un ingrédient, unecombinaison d'ingrédients ou un produit fini quifait l'objet d'une étude.

3.2. Un élément de référence ("élément decontrôle") représente toute substance oumélange de substances utilisé(e) en vue defournir une base de comparaison avec l'élémentd'essai.

3.3. Un lot représente une quantité déterminéed'un élément d'essai ou de référence fabriqué enune opération ou en une série d'opérations,définie(s) telle qu'elle puisse être considéréecomme homogène.

3.4. Le véhicule représente tout agent dont onse sert comme milieu porteur pour mélanger,disperser ou solubiliser l'élément d'essai ou deréférence en vue de faciliter son administrationou son application au système d'essai.

PRINCIPES RELATIFSAUX BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE

Introduction

Les bonnes pratiques de laboratoire (BPL)forment un système de garantie de qualitéportant sur le mode d'organisation des étudesde sécurité non cliniques et sur les conditionsdans lesquelles ces études sont planifiées,réalisées, contrôlées, enregistrées, rapportées,archivées et diffusées.

1. Organisation et personnel de l'installationd'essai

Note : le terme "responsabilité" est utilisédans le présent texte dans le sens d'unerépartition des tâches à accomplir entre lesdifférents acteurs intervenant dans une étude. Ilne permet aucunement de préjuger desresponsabilités juridiques ou administrativessusceptibles de découler de l'exécutiondéfectueuse ou de la non-exécution de cestâches ni d'exonérer le donneur d'ordre, lefabricant, le responsable de la mise sur le marchédes produits cosmétiques importés pour lapremière fois d'un Etat non membre de laCommunauté européenne ou non partie àl'accord sur l'Espace économique européen oul'installation d'essai, de ces responsabilités.

1.1. Responsabilités de la direction del'installation d'essai.


1.1.1. La direction de toute installation d'essaidoit veiller au respect des présents principesrelatifs aux bonnes pratiques de laboratoire dansl'installation.

1.1.2. Elle doit à tout le moins :

a) S'assurer de l'existence d'une déclarationqui désigne la ou les personnes exerçant, dansune installation d'essai, les responsabilités degestion telles qu'elles sont définies par lesprésents principes de bonnes pratiques delaboratoire ;

b) Veiller à ce que l'on dispose d'un personnelqualifié, en nombre suffisant, et d'installations,d'équipements, d'appareils et de matérielsappropriés pour que l'étude se déroule en tempsvoulu et de façon adéquate ;

c) Veiller à la tenue d'un dossier desqualifications, de la formation, de l'expérience etde la description des tâches de toutes lespersonnes de niveau professionnel et technique ;

d) Veiller à ce que le personnel comprenneclairement les tâches qu'il doit remplir et,lorsqu'il y a lieu, le former à ces tâches ;

e) Veiller à ce que des modes opératoiresnormalisés pertinents et techniquement validessoient définis, approuvés et suivis, et approuvertout mode opératoire normalisé nouveau ourévisé ;

f) Veiller à ce qu'existe un programme surl'assurance de la qualité et à ce que dupersonnel lui soit spécifiquement affecté etvérifier que la responsabilité de l'assurance de laqualité est assumée conformément aux présentsprincipes de bonnes pratiques de laboratoire ;

g) Veiller au maintien d'un fichierchronologique de tous les modes opératoiresnormalisés ;

h) Vérifier que pour chaque étude unepersonne possédant les qualifications, laformation et l'expérience requises soit désignéeen qualité de directeur de l'étude par ladirection, avant le début de l'étude. Leremplacement du directeur de l'étude doit sefaire conformément à des modes opératoiresnormalisés établis et doit être étayé par desdocuments ;

i) Vérifier, dans le cas d'une étude multi-site,qu'un responsable principal des essaispossédant la formation, les qualifications etl'expérience requises est désigné, s'il y a lieu,pour superviser la ou les phases de l'étude qui luisont déléguées. Le remplacement d'unresponsable principal des essais doit se faireconformément à des modes opératoiresnormalisés établis et doit être étayé par desdocuments ;

j) Veiller à ce que le directeur de l'étudeapprouve le plan de l'étude en touteconnaissance de cause ;

k) Vérifier que le directeur de l'étude a mis leplan de l'étude approuvé à la disposition dupersonnel chargé de l'assurance de la qualité ;

l) Veiller à ce qu'une personne soit désignéecomme responsable de la gestion des archives ;

m) Veiller au maintien d'un plan chronologiquedes études (schéma directeur) ;

n) Veiller à ce que les fournitures reçues parl'installation d'essai remplissent les conditionsnécessaires à leur utilisation dans une étude ;

o) Vérifier, dans le cas d'une étude multi-site,qu'il existe un système transparent decommunication entre le directeur de l'étude, leou les responsables principaux des essais, lesresponsables du ou des programmesd'assurance de la qualité et le personnel del'étude ;

p) Vérifier que les éléments d'essai et leséléments de référence sont correctementcaractérisés ;

q) Instaurer des modes opératoires normalisésgarantissant que les systèmes informatisésconviennent à l'objectif recherché et qu'ils sontvalidés, utilisés et entretenus conformément auxprésents principes de bonnes pratiques delaboratoire.

1.1.3. Lorsqu'une ou plusieurs phases d'uneétude se déroulent sur un site d'essai, ladirection du site (si on en a désigné une) doitassumer les responsabilités décritesprécédemment, à l'exception de celles quifigurent aux alinéas 1.1.2 h, j, k et o.

1.2. Responsabilités du directeur de l'étude.

1.2.1. Le directeur de l'étude est seul encharge du contrôle de l'étude et est responsablede la conduite générale de l'étude et del'établissement du rapport final.

1.2.2. Le directeur de l'étude est notammentinvesti des responsabilités suivantes, dont la listen'est pas limitative, il doit :

a) Approuver, par une signature datée, le plande l'étude et tout amendement qui lui seraitapporté et s'assurer de la diffusion de celui-ci auxpersonnes concernées ;

b) Veiller à ce que le personnel chargé del'assurance de la qualité dispose en temps utiled'une copie du plan de l'étude et de toutamendement éventuel et communiquer de façonefficace avec le personnel chargé de l'assurancede la qualité en fonction des besoins dudéroulement de l'étude ;


c) S'assurer que le personnel qui réalise l'étudedispose bien des plans de l'étude, avec leursamendements et les modes opératoiresnormalisés ;

d) Vérifier que le plan de l'étude, et le rapportfinal dans le cas d'une étude multi-site, décrit etdéfinit le rôle de chaque responsable principaldes essais et de chaque site ou installationd'essai intervenant dans le déroulement del'étude ;

e) Veiller au respect des modes opératoiresnormalisés décrits dans le plan de l'étude,évaluer et répertorier l'incidence de toutedéviation du plan sur la qualité et l'intégrité del'étude et prendre des mesures correctivesappropriées, le cas échéant ; constater lesdéviations par rapport aux modes opératoiresnormalisés au cours de la réalisation de l'étude ;

f) Veiller à ce que toutes les données obtenuessoient entièrement enregistrées et soientétayées par tous les documents utiles ;

g) Vérifier que les systèmes informatisés utilisésdans l'étude ont été validés ;

h) Signer et dater le rapport final, attestant qu'ilaccepte la responsabilité de la validité desdonnées et préciser dans quelle mesure l'étuderespecte les présents principes de bonnespratiques de laboratoire ;

i) Veiller à ce que le plan de l'étude, le rapportfinal, les données brutes et les piècesjustificatives soient transférés aux archives aprèsachèvement (conclusion comprise) de l'étude.

1.3. Responsabilités du responsable principaldes essais.

Le responsable principal des essais doits'assurer que les phases de l'étude qui lui sontdéléguées se déroulent conformément auxprincipes applicables de bonnes pratiques delaboratoire.

1.4. Responsabilités du personnel de l'étude.

1.4.1. Tout le personnel participant à laréalisation de l'étude doit bien connaître lesprincipes et l'application des parties des bonnespratiques de laboratoire relatives à saparticipation à l'étude.

1.4.2. Le personnel de l'étude a accès au plande l'étude et aux modes opératoires normalisésqui s'appliquent à sa participation à l'étude. Il luiincombe de respecter les instructions donnéesdans ces documents. Toute déviation par rapportà ces instructions doit être étayée par desdocuments et signalée directement au directeurde l'étude ou, le cas échéant, au ou auxresponsables principaux des essais.

1.4.3. Il incombe à tout le personnel de l'étuded'enregistrer les données brutes de manièrerapide et précise, conformément aux présentsprincipes de bonnes pratiques de laboratoire, etd'assumer la responsabilité de la qualité de cesdonnées.

1.4.4. Le personnel de l'étude doit prendre lesprécautions d'hygiène nécessaires pour réduireau minimum le risque auquel il est exposé etpour assurer l'intégrité de l'étude. Il doit avertirla ou les personnes identifiée(s) à cet effet detout état de santé ou affection dont il aconnaissance et qui peut influer sur l'étude, defaçon que les membres du personnel concernéspuissent être exclus des opérations où leurintervention pourrait nuire à l'étude.

2. Programme d'assurance de la qualité


2.1.1. L'installation d'essai doit avoir unprogramme d'assurance de la qualité faisantappel à tout document utile, qui permette devérifier que les études sont réaliséesconformément aux présents principes relatifs auxbonnes pratiques de laboratoire.

2.1.2. Le programme d'assurance de la qualitédoit être confié à une ou à des personnes,désignées par la direction, directementresponsables devant celle-ci et qui ontl'expérience des méthodes d'essai.

2.1.3. Ces personnes ne doivent pas participerà la réalisation de l'étude soumise à vérification.

2.2. Responsabilités du personnel chargé del'assurance de la qualité.

2.2.1. Ce personnel est notammentresponsable des tâches suivantes dans le cadredu programme d'assurance de la qualité fixé aupoint 2.1.2 :

a) Conserver des copies de tous les plansd'étude et modes opératoires normalisésapprouvés qui sont utilisés dans l'installationd'essai et avoir accès à un exemplaire à jour duplan chronologique des études (schémadirecteur) ;

b) Vérifier que le plan de l'étude contient lesinformations nécessaires au respect des présentsprincipes de bonnes pratiques de laboratoire.Cette vérification doit être étayée par desdocuments ;

c) Procéder à des audits pour établir si toutesles études se déroulent conformément auxprésents principes de bonnes pratiques delaboratoire. Des audits doivent également établirsi des plans d'étude et des modes opératoiresnormalisés ont été mis à la disposition dupersonnel d'étude et sont respectés.


Ces audits peuvent être de trois types, commele précisent les modes opératoires normalisés duprogramme d'assurance de la qualité :

- audits portant sur l'étude ;

- audits portant sur l'installation ;

- audits portant sur le procédé.

Les comptes rendus de ces audits doivent êtreconservés.

d) Examiner les rapports finals afin deconfirmer que les méthodes, les modesopératoires et les observations sont fidèlementet entièrement décrits et que les résultatsindiqués reflètent avec exactitude les donnéesbrutes des études ;

e) Rendre compte promptement par écrit detout résultat d'audit à la direction et au directeurde l'étude, ainsi qu'au ou aux responsablesprincipaux des essais et aux directionsrespectives, le cas échéant ;

f) Rédiger et signer une attestation qui serainsérée dans le rapport final et qui précisera lanature des audits et les dates auxquelles ils onteu lieu, la phase ou segment d'étude concernéainsi que les dates auxquelles les résultats desaudits ont été portés à l'attention de la directionet du directeur de l'étude ainsi qu'au ou auxresponsables principaux des essais, le caséchéant. Cette attestation servira, en outre, àconfirmer que le rapport final reflète les donnéesbrutes.

3. Installations

3.1 Généralités.

3.1.1. Par ses dimensions, sa construction et salocalisation, l'installation d'essai doit répondreaux exigences de l'étude et permettre de réduireau minimum les perturbations qui pourraientaltérer la validité de l'étude.

3.1.2. L'agencement de l'installation d'essaidoit permettre une séparation suffisante desdifférentes activités de manière à assurer uneexécution correcte de chaque étude.

3.2. Installations relatives au système d'essai.

3.2.1. L'installation d'essai doit comporter unnombre suffisant de salles ou de locaux pourassurer la séparation des systèmes d'essai etl'isolement de projets déterminés utilisant dessubstances ou des organismes connus pour être,ou suspectés d'être, biologiquement dangereux.

3.2.2. L'installation d'essai doit disposer desalles ou de locaux appropriés pour lediagnostic, le traitement et le contrôle desmaladies, afin de faire en sorte que les systèmesd'essai ne subissent pas un degré inacceptable

de détérioration. Ces installations doiventpermettre d'isoler effectivement des autressystèmes d'essai ceux atteints ou soupçonnésd'être atteints de maladie contagieuse.

3.2.3. L'installation d'essai doit disposer desalles ou d'aires de stockage en suffisance pourles fournitures et pour les équipements. Lessalles ou aires de stockage doivent être séparéesdes locaux accueillant les systèmes d'essai etdoivent être suffisamment protégées contrel'infestation, la contamination ou la détérioration.Il faut assurer la conservation des matièrespérissables.

3.3. Installations de manutention des élémentsd'essai et de référence.

3.3.1. En vue d'empêcher une contaminationou des mélanges entre les éléments d'essai et deréférence, des salles ou aires de stockagedistinctes doivent être prévues pour lesopérations suivantes :

- réception ;

- stockage ;

- mélange avec un véhicule.

3.3.2. Les salles ou aires de stockage deséléments d'essai et, s'il y a lieu, des éléments deréférence, doivent être séparées des salles oulocaux abritant les systèmes d'essai ; ellesdoivent permettre le maintien de leur identité,de leur concentration, de leur pureté et de leurstabilité. Les substances dangereuses doiventfaire l'objet d'un stockage sûr.

3.4. Salles d'archives.

Il faut prévoir des salles d'archives pour lestockage et la consultation en toute sécurité desplans d'étude, des données brutes, des rapportsfinals, des échantillons, des éléments d'essai etde référence et des spécimens. La conceptiontechnique et les conditions de l'archivagedoivent protéger le contenu contre toutedétérioration.

3.5. Evacuation des déchets.

La manutention et l'évacuation des déchetsdoivent s'effectuer de manière à ne pas mettreen péril l'intégrité des études. Il faut pour celadisposer d'installations appropriées de collecte,de stockage et d'évacuation ainsi que desmodes opératoires normalisés dedécontamination et de transport. Il faut tenir desregistres relatifs à ces activités.

4. Appareils, matériels et réactifs

4.1. Les appareils, notamment les systèmesinformatisés validés, utilisés pour l'obtention, lestockage et la consultation des données et pourla régulation des facteurs d'environnement qui


interviennent dans l'étude doivent occuper unemplacement correct, être de conceptionappropriée et avoir une capacité suffisante.

4.2. Les appareils utilisés dans une étudedoivent être périodiquement vérifiés, nettoyés,entretenus et étalonnés conformément auxmodes opératoires normalisés. Il faut tenir unrelevé de ces opérations et des éventuellespannes et réparations. L'étalonnage doitpouvoir, s'il y a lieu, être raccordé aux étalons demétrologie nationaux ou internationaux.

4.3. Le matériel défectueux doit être retiré ouau moins clairement étiqueté en tant que tel.

4.4. Les appareils et les matériels utilisés dansles études ne doivent pas interférer de façonpréjudiciable avec les systèmes d'essai.

4.5. Il faut étiqueter, dès lors qu'ils ne le sontpas a priori, les produits chimiques, réactifs etsolutions, et en mentionner la nature (avec laconcentration, le cas échéant), la date depéremption et les instructions particulières pourle stockage, telles que les conditions detempérature, de lumière ou d'humidité, sinécessaire. Il faut disposer d'informations surleur origine, leur date de préparation et leurstabilité. La date de péremption peut êtreprorogée sur la base d'une évaluation ou d'uneanalyse étayée par des documents.

5. Systèmes d'essai

5.1. Physiques et chimiques.

5.1.1. Les appareils utilisés pour l'obtention dedonnées physiques et chimiques doiventoccuper un emplacement correct, être deconception appropriée et avoir une capacitésuffisante.

5.1.2. L'intégrité des systèmes d'essaiphysiques et chimiques doit être vérifiée.

5.2. Biologiques.

5.2.1. Il faut créer et maintenir des conditionsconvenables pour le stockage, le logement, lamanipulation et l'entretien des systèmes d'essaibiologiques, afin de s'assurer de la qualité desdonnées.

5.2.2. Les systèmes d'essai animaux etvégétaux récemment reçus doivent être isolésjusqu'à ce que l'on ait évalué leur état sanitaire.Si l'on observe une mortalité ou une morbiditéanormale, le lot considéré ne doit pas être utilisédans les études et, lorsqu'il y a lieu, sera détruitdans le respect des règles en vigueur. Aucommencement de la phase expérimentaled'une étude, les systèmes d'essai doivent êtreexempts de toute maladie ou symptôme qui

pourrait interférer avec l'objectif ou ledéroulement de l'étude. Des systèmes d'essaiqui tombent malades ou sont blessés au coursd'une étude doivent être isolés et soignés, sibesoin est, pour préserver l'intégrité de l'étude.Le diagnostic et le traitement de toute maladiequi se déclare avant ou pendant une étudedoivent être enregistrés.

5.2.3. Il faut tenir des registres mentionnantnotamment l'origine, la date d'arrivée et l'état àl'arrivée des systèmes d'essai ; ces registresdoivent indiquer le nombre de systèmes d'essaireçus utilisés, remplacés ou rejetés, étayés depièces justificatives.

5.2.4. Les systèmes d'essai biologiquesdoivent être acclimatés à l'environnement d'essaipendant une période suffisante avant la premièreadministration ou application de l'élémentd'essai ou de référence.

5.2.5. Tous les renseignements nécessaires àune identification correcte des systèmes d'essaidoivent figurer sur leurs dispositifsd'hébergement tels que cages, récipients, etc.Chaque système d'essai susceptible d'êtreextrait de son logement ou de son récipientpendant le déroulement de l'étude doit porterdans la mesure du possible des marquesd'identification appropriées.

5.2.6. Pendant leur utilisation, les logementsou récipients des systèmes d'essai doivent êtrenettoyés et désinfectés à intervalles appropriés.Toute matière venant au contact d'un systèmed'essai ne doit pas contenir de contaminants àdes concentrations qui interféreraient avecl'étude. La litière des animaux doit être changéeselon les impératifs de bonnes pratiquesd'élevage. L'utilisation de produits biocides doitêtre explicitée.

5.2.7. Les systèmes d'essai utilisés dans desétudes sur le terrain (dans l'environnement)doivent être disposés de façon à éviter que ladispersion de produits épandus et l'utilisationantérieure de pesticides ne viennent interféreravec l'étude.

6. Eléments d'essai et de référence

6.1. Réception, manutention, échantillonnageet stockage.

6.1.1. Il faut tenir des registres mentionnant lacaractérisation des éléments d'essai et deréférence, la date de réception, la date depéremption et les quantités reçues et utiliséesdans les études afin d'en assurer la traçabilité. Laresponsabilité de la tenue de ces registres doitêtre clairement établie.


6.1.2. Il faut définir des méthodes demanipulation, d'échantillonnage et de stockagequi assurent le maintien de l'homogénéité et dela stabilité dans toute la mesure du possible etévitent une contamination ou un mélange nonintentionnel.

6.1.3. Les récipients de stockage doiventporter des renseignements d'identification, ladate de péremption (éventuellement avecprorogation) et les instructions particulières pourle stockage.

6.2. Caractérisation.

6.2.1. Tout élément d'essai et de référence doitêtre identifié de façon appropriée (par exemple,par un code, par le numéro d'enregistrement[numéro CAS] attribué par le Chemical AbstractsService, division de l'American Chemical Society,par leurs paramètres biologiques ou par leurnom).

6.2.2. Il faut connaître la nature exacte deséléments d'essai ou de référence, et notammentle numéro du lot, la pureté, la composition, lesconcentrations ou d'autres caractéristiques quipermettent de définir de façon appropriéechaque lot.

6.2.3. Lorsque l'élément d'essai est fourni parle donneur d'ordre, il doit exister un mécanisme,défini en coopération par le donneur d'ordre etl'installation d'essai, qui permet de vérifierl'identité de l'élément d'essai soumis à l'étude.

6.2.4. Pour toutes les études, il faut connaître lastabilité des éléments d'essai et de référencedans les conditions de stockage et d'essai.

6.2.5. Si l'élément d'essai est administré ouappliqué dans un véhicule, il faut déterminerl'homogénéité, la concentration et la stabilité del'élément d'essai dans ce véhicule. Pour leséléments d'essai utilisés dans les études sur leterrain (mélanges en récipient, par exemple), cesinformations peuvent être obtenues grâce à desexpériences distinctes en laboratoire.

6.2.6. Un échantillon de chaque lot del'élément d'essai sera conservé à des finsd'analyse pour toutes les études, à l'exceptiondes études à court terme.

7. Modes opératoires normalisés

7.1. Une installation d'essai doit posséder desmodes opératoires normalisés écrits,techniquement valides et approuvés par ladirection. Ces modes opératoires, qui doiventassurer la qualité et l'intégrité des donnéesobtenues au cours de l'étude, sont évolutifs. Lesrévisions des modes opératoires normalisés

doivent être approuvées par la direction del'installation d'essai.

7.2. Chaque section ou zone distincte del'installation d'essai doit avoir un accès immédiataux modes opératoires normaliséscorrespondant aux travaux qui s'y effectuent.Des ouvrages, articles, méthodes d'analyse etmanuels publiés peuvent servir de complémentsà des modes opératoires normalisés.

7.3. Les déviations par rapport aux modesopératoires normalisés relatifs à l'étude doiventêtre étayées par des documents et reconnuescomme applicables par le directeur de l'étude,ainsi que par le ou les responsables principauxdes essais, le cas échéant.

7.4. Des modes opératoires normalisés doiventêtre disponibles pour les catégories suivantes detravaux réalisés dans l'installation d'essai, dont laliste n'est pas limitative ; les tâches précisesmentionnées sous chaque rubrique ci-aprèsdoivent être considérées comme des exemples :

7.4.1. Eléments d'essai et de référence,mélanges :

Réception, identification, étiquetage,manutention et utilisation, échantillonnage,stockage.

7.4.2. Appareils, matériels et réactifs :

a) Appareils et matériels : utilisation, entretien,vérification, nettoyage et étalonnage ;

b) Systèmes informatisés : validation,exploitation, entretien, sécurité, maîtrise desmodifications et sauvegarde ;

c) Réactifs et solutions : préparation etétiquetage.

7.4.3. Enregistrement des données,établissement des rapports, stockage etconsultation des données :

Tenue des registres, codage des études,collecte des données, établissement desrapports, systèmes d'indexation, exploitationdes données, y compris l'emploi de systèmesinformatisés.

7.4.4. Système d'essai (lorsqu'il y a lieu) :

a) Préparation du local et conditionsd'ambiance (alimentation, environnement,...)pour le système d'essai ;

b) Méthodes de réception, de transfert, demise en place correcte, de caractérisation,d'identification et d'entretien du systèmed'essai ;

c) Préparation du système d'essai, observationset examens avant, pendant et à la fin de l'étude ;


d) Manipulation des individus appartenant ausystème d'essai qui sont trouvés mourants oumorts au cours de l'étude ;

e) Collecte, identification et manipulation despécimens, y compris l'autopsie etl'histopathologie ;

f) Méthodes d'élimination des déchets ;

g) Installation et disposition de systèmesd'essai sur des parcelles expérimentales.

7.4.5. Modes opératoires normalisésd'assurance de la qualité :

Interventions du personnel chargé del'assurance de la qualité en matière deplanification, programmation, réalisation,éléments documentaires d'explication etélaboration des rapports d'audits portant sur lesétudes, l'installation et les procédés.

8. Réalisation de l'étude

8.1. Plan de l'étude.

8.1.1. Pour chaque étude, il convient d'établirun plan écrit avant le début des travaux qui seradiffusé auprès du personnel concerné. Le plande l'étude doit être approuvé par le directeur del'étude, qui le date et le signe, et sa conformitéaux bonnes pratiques de laboratoire doit êtrevérifiée par le personnel d'assurance de laqualité comme indiqué à la section 2.2.1 b ci-dessus. Ce plan doit également être approuvépar la direction de l'installation d'essai et ledonneur d'ordre.

8.1.2. a) Les amendements apportés au plande l'étude doivent être justifiés et approuvés parle directeur de l'étude, qui les date et les signe,puis conservés avec le plan de l'étude ;

b) Les déviations du plan de l'étude doiventêtre décrites, expliquées, attestées et datées entemps utile par le directeur de l'étude et par leou les responsables principaux des essais, puisconservées avec les données brutes de l'étude.

8.1.3. Pour les études à court terme, on peututiliser un plan général d'étude accompagnéd'un complément spécifique de l'étudeconsidérée.

8.2. Contenu du plan de l'étude.

Le plan de l'étude doit comporter lesrenseignements suivants, dont la liste n'est paslimitative :

8.2.1. Identification de l'étude et des élémentsd'essai et de référence :

a) Un titre descriptif ;

b) Un énoncé de la nature et de l'objet del'étude ;

c) L'identification de l'élément d'essai (parexemple, par un code, par le numérod'enregistrement [numéro CAS] attribué par leChemical Abstracts Service, division del'American Chemical Society, par ses paramètresbiologiques ou par son nom) ;

d) L'élément de référence à utiliser.

8.2.2. Renseignements relatifs au donneurd'ordre et à l'installation d'essai :

a) Le nom et l'adresse du donneur d'ordre ;

b) Le nom et l'adresse de toute installationd'essai et de tout site d'essai concernés ;

c) Le nom et l'adresse du directeur de l'étude ;

d) Le nom et l'adresse du ou des responsablesprincipaux des essais et la ou les phases del'étude déléguées par le directeur de l'étude auou aux responsables principaux des essais ;

e) Le nom et l'adresse des prestataires deservices auxquels les différentes sectionsidentifiées sont confiées.

8.2.3. Dates :

a) La date de l'approbation du plan de l'étude,c'est-à-dire de sa signature par le directeur del'étude ; la date de l'approbation du plan del'étude par apposition de la signature de ladirection de l'installation d'essai et du donneurd'ordre ;

b) Les dates proposées pour les phasesimportantes du déroulement de l'étude.

8.2.4. Méthodes d'essai :

L'indication de toute ligne directriceparticulière pour les essais.

8.2.5. Points particuliers (lorsqu'il y a lieu) :

a) La justification du choix du système d'essai ;

b) La caractérisation du système d'essai ; c'est-à-dire, l'espèce, la race ou souche, la variété,l'origine, le nombre d'individus, la gamme demasse corporelle, le sexe, l'âge et d'autresinformations pertinentes ;

c) La méthode d'administration oud'application et les raisons qui ont guidé le choixde celle-ci ;

d) Les doses ou les concentrations ainsi que lafréquence et la durée de l'administration ou del'application ;

e) Des renseignements détaillés sur laconception de l'expérience, qui comprennentune description de la chronologie de l'étude, detous les matériels, méthodes et conditions, de la


nature et de la fréquence des analyses, desmesures, des observations et des examens àréaliser et des méthodes statistiques à employer(le cas échéant) ;

f) S'il y a lieu, l'énoncé de la nature et des tauxdes substances étrangères inévitables et descontaminants présents dans l'aliment et l'eau deboisson.

8.2.6. Enregistrements et comptes rendus :

La liste des enregistrements et des comptesrendus qu'il faut conserver.

8.3. Réalisation de l'étude.

8.3.1. Il faut donner à chaque étude uneidentification qui lui soit propre. Tous leséléments relatifs à une étude doivent portercette identification. Les spécimens de l'étudedoivent être identifiés de façon à confirmer leurorigine. Cette identification doit permettre latraçabilité, en tant que de besoin, du spécimenet de l'étude.

8.3.2. L'étude doit se dérouler conformémentau plan de l'étude.

8.3.3. Toutes les données obtenues au coursde la réalisation d'une étude doivent êtreenregistrées de manière directe, rapide, précise,lisible et de façon indélébile par la personne quirelève les données. Ces relevés de donnéesdoivent être signés ou paraphés et datés (jour etheure si nécessaire).

8.3.4. Toute modification des données brutesdoit être portée de façon à ne pas cacher lamention précédente ; il faut indiquer la raison duchangement, qui doit être identifié par sa date etpar la signature ou le paraphe de la personne quiy procède.

8.3.5. Les données obtenues directement sousforme d'entrée informatisée doivent êtreidentifiées comme telles lors de l'introductiondes données par la ou les personnesresponsables de la saisie directe (date d'entréeet personne responsable). La conception dusystème informatisé doit toujours permettre larétention de l'intégralité des vérifications àrebours de façon à montrer toutes lesmodifications apportées aux données sanscacher la mention initiale. Il doit être possibled'associer toutes les modifications apportées auxdonnées avec les personnes y ayant procédégrâce, par exemple, à des signaturesélectroniques mentionnant la date et l'heure. Lesraisons des modifications doivent êtrementionnées.

9. Etablissement du rapport sur les résultatsde l'étude


9.1.1. Il faut établir un rapport final écrit pourchaque étude. Pour les études à court terme, unrapport final normalisé pourra être préparé ets'accompagner d'un complément particulier àl'étude.

9.1.2. Les responsables principaux des essaisou les scientifiques participant à l'étude doiventsigner et dater leurs rapports.

9.1.3. Le rapport final doit être signé et datépar le directeur de l'étude afin d'indiquer qu'ilassume la responsabilité de la validité desdonnées. Le degré de conformité avec lesprésents principes de bonnes pratiques delaboratoire doit être indiqué.

9.1.4. Les corrections et les additionsapportées à un rapport final doivent se présentersous la forme d'amendements. Lesamendements doivent préciser clairement laraison des corrections ou des additions etdoivent être signés et datés par le directeur del'étude.

9.2. Contenu du rapport final.

Le rapport final doit fournir les renseignementsrelatifs à l'étude, et notamment :

9.2.1. Identification de l'étude et des élémentsd'essai et de référence :

a) Un titre descriptif ;

b) L'identification de l'élément d'essai (parexemple, par un code, par le numérod'enregistrement [numéro CAS] attribué par leChemical Abstracts Service, division del'American Chemical Society, par ses paramètresbiologiques ou par son nom) ;

c) L'identification de l'élément de référence parson nom chimique ou par un code ;

d) La caractérisation de l'élément d'essai, etnotamment la pureté, la stabilité etl'homogénéité.

9.2.2. Renseignements relatifs au donneurd'ordre et à l'installation d'essai :

a) Le nom et l'adresse du donneur d'ordre ;

b) Le nom et l'adresse de chaque installation etsite d'essai concernés ;

c) Le nom et l'adresse du directeur de l'étude ;

d) Le nom et l'adresse du ou des responsablesprincipaux des essais et les phases de l'étude quileur sont déléguées, le cas échéant ;


e) Le nom et l'adresse des scientifiques ayantfourni des comptes rendus qui ont été pris encompte dans le rapport final.

9.2.3. Dates :

Les dates de début et d'achèvement del'expérimentation.

9.2.4. Attestations :

a) Une attestation du personnel chargé del'assurance de la qualité certifie les types d'auditsréalisés et les dates auxquelles les audits ont eulieu, y compris la ou les phases inspectées et lesdates auxquelles des observations résultant deces audits ont été communiquées à la directionet au directeur de l'étude ainsi qu'au ou auxresponsables principaux des essais, le caséchéant. Cette attestation servira, en outre, àconfirmer que le rapport final reflète les donnéesbrutes ;

b) Par la signature du rapport, le directeur del'étude précise dans quelle mesure l'étuderespecte les principes des bonnes pratiques delaboratoire (voir paragraphe 1.2.2 h).

9.2.5. Description des matériels et desméthodes d'essai :

a) Une description des méthodes et desmatériels utilisés avec, notamment, lacaractérisation du système d'essai (espèce, raceou souche, variété, origine, nombre, massecorporelle, sexe, âge et autre informationpertinente, si nécessaire) ; indication des doses,description de la voie, de la durée et de lafréquence d'administration ou d'application del'élément d'essai ou de référence ;

b) Les références aux lignes directricesappliquées pour l'étude ;

c) La description de toutes les circonstancesqui ont pu affecter la qualité et l'intégrité desdonnées.

9.2.6. Résultats :

a) Un résumé des résultats ;

b) Toutes les informations et les donnéesdemandées par le plan de l'étude ;

c) Un exposé des résultats, comprenant lescalculs et les méthodes statistiques utilisées ;

d) Une évaluation et une discussion desrésultats et, s'il y a lieu, des conclusions.

9.2.7. Stockage :

Le lieu où le plan de l'étude, les échantillonsdes éléments d'essai et de référence, lesspécimens et les données brutes ainsi que lerapport final doivent être conservés.

10. Stockage et conservationdes enregistrements et des matériels

10.1. Le service des archives doit être conçu etéquipé pour l'accueil et le stockage sûr :

a) Du plan de l'étude, des données brutes, deséchantillons des éléments d'essai et deréférence, des spécimens et du rapport final dechaque étude ;

b) Des rapports sur tous les audits réalisésconformément au programme d'assurance de laqualité, ainsi que des plans chronologiques desétudes (schémas directeurs) ;

c) Des relevés des qualifications, de laformation, de l'expérience et des descriptionsdes tâches du personnel ;

d) Des comptes rendus et des rapports relatifsà l'entretien et à l'étalonnage de l'équipement ;

e) Des documents relatifs à la validation dessystèmes informatisés ;

f) Du dossier chronologique de tous les modesopératoires normalisés ;

g) Des comptes rendus de surveillance del'environnement.

En l'absence d'une période de conservationrequise, l'élimination définitive de tout matérield'étude doit être étayée par des documents.Lorsque des échantillons des éléments d'essai etde référence et des spécimens sont éliminésavant l'expiration de la période de conservationrequise pour quelque raison que ce soit, cetteélimination doit être justifiée et étayée par desdocuments.

Des échantillons des éléments d'essai et deréférence et des spécimens ne doivent êtreconservés qu'aussi longtemps que la qualité dela préparation en permet l'évaluation.

10.2. Le matériel conservé dans des archivesest indexé de façon à en faciliter le stockage etla consultation méthodiques.

10.3. Seul le personnel autorisé par la directiona accès aux archives. Toute entrée et sortie dematériel archivé doit être correctementconsignée.

10.4. Si une installation d'essai ou un dépôtd'archives cesse ses activités et n'a pas desuccesseur légal, les archives doivent êtreremises au ou aux donneurs d'ordre de la ou desétudes ou à un dépôt d'archives indiqué par lui.

11. Application aux études réaliséespar des organismes prestataires de services

Dans le cas des études subventionnées ousous contrat, le donneur d'ordre doit informer leresponsable de l'installation d'essai chargée deréaliser tout ou partie de l'étude que celle-ci doitêtre effectuée selon les bonnes pratiques delaboratoire décrites dans le présent texte.


Enseignement

❶ L'Ecole Nationale Vétérinaire deToulouse - Unité d'Anatomie-Embryologie organise 2 formations continues en 2005

1.1 - Enseignement d'embryologie normale etanormale des animaux de laboratoireApplications à la toxicologie dudéveloppement

L. MONNEREAU - J. SAUTET - F. SPEZIAavec la collaboration de l'Association des anciens élèvesdu C.E.S. d'Anatomie Pathologique Toxicologique

Enseignement

L'enseignement porte sur les processus dudéveloppement normal des animaux delaboratoire et leurs dérèglements. Son but est decontribuer à l'amélioration de la mise enévidence des malformations éventuellementinduites par les xénobiotiques, en s'appuyant surune meilleure compréhension des mécanismesde base de la morphogenèse. Cette formationqui associe des Spécialistes de l'Industrie et desUniversitaires est à vocation essentiellementprofessionnelle dans le cadre de l'évaluation dela sécurité des médicaments et des produitschimiques.

Programme

L'enseignement comprend environ 120 heures ;il est dispensé à l'Ecole Nationale Vétérinaire deToulouse.

Le programme cadre est le suivant : - Définitions et concepts- Historique- Principes de la tératologie- Méthodes d'examen des fœtus- Aspects réglementaires- Méthodes alternatives- Le segment II- Présentation d’un dossier- Développement précoce- Embryologie des oiseaux- Morphogenèse normale et anormale parappareil- Analyse statistique- Interprétation des résultats d’une étude

Une évaluation sur mémoire et sur épreuvessanctionnera l'enseignement dispensé.

Calendrier

L'enseignement est réparti sur les troispériodes suivantes :07 au 11 mars 2005 23 au 27 mai 200514 au 18 novembre 2005

Niveau

La formation s'adresse aux Techniciens etScientifiques intéressés par l'évaluation desmalformations. Le nombre de places est limité.

Frais de formation

910 Euros, la semaine de formation, soit 2730Euros pour les trois semaines.

Renseignements et inscriptions

L. MONNEREAU - J. SAUTETUnité Pédagogique d'Anatomie-EmbryologieTél. : 05 61 19 38 99Ecole Nationale VétérinaireFax. : 05 61 19 32 24BP 87 614 - 23 Chemin des CapellesE-mail : [email protected] TOULOUSE

Cet enseignement est agréé dans le cadre dela loi sur la formation continue.

1.2 Enseignement de neuro-anatomie etneuro-histologie des animaux delaboratoireApplications à la neurobiologieexpérimentale

L. MONNEREAU - J. SAUTET - A.D. DEGRYSE

Enseignement

L'enseignement porte sur la morphologie,macroscopique et microscopique, du systèmenerveux des animaux de laboratoire. Son but est decontribuer à améliorer notamment la visiond'ensemble de l'architecture encéphalique et desrelations structure-fonction. Il doit aider ainsi lestechniciens et les scientifiques travaillant enneurobiologie à s'adapter rapidement à desproblématiques variées. Cette formation qui associedes Spécialistes de l'Industrie et des Universitairesest à vocation essentiellement professionnelle.

Programme

L'enseignement comprend environ 40 heures ;il est dispensé à l'Ecole Nationale Vétérinaire deToulouse.

Le programme cadre est le suivant : - Embryologie du système nerveux desMammifères- Un exemple particulier de développement :le cortex cérébral du Rat- Anatomie et histologie de l'encéphale (courset T.P.)- Organisation du système nerveux autonomeet des plexus myentériques- Stérétotaxie (bases théoriques et T.P.)- Phylogenèse du système nerveux


Calendrier

L'enseignement sera dispensé pendant lasemaine du 9 au 13 mai 2005.

Niveau

La formation s'adresse notamment auxTechniciens et Scientifiques travaillant enneurobiologie. Le nombre de places est limité.

Frais de formation

910 Euros, la semaine de formation.

Renseignements et inscriptions

L. MONNEREAU - J. SAUTETUnité Pédagogique d'Anatomie-EmbryologieEcole Nationale Vétérinaire23 Chemin des Capelles31076 TOULOUSE CEDEX 3Tél. : 05.61.19.38.99Fax : 05.61.19.32.24E-mail : [email protected]

Renseignements

A.D. DEGRYSECentre de Recherche Pierre FabreService de Zootechnie17 Avenue Jean Moulin81106 CASTRES CEDEXTél. : 05.63.71.42.15Fax : 05.63.71.42.99

Cet enseignement est agréé dans le cadre dela loi sur la formation continue.

❷ Master Professionnel M2 Pro"Bioexpérimentation animale"

L'Université Claude Bernard Lyon 1 organise,dans le cadre de la nouvelle réforme (LMD), unMaster Professionnel "BioExpérimentationAnimale appliquée à la Physiopathologie et laPharmacologie" qui devrait répondre aux besoinsde responsables scientifiques à l’interface entre lestechniciens habilités à pratiquer des gestesexpérimentaux sur animaux, les chercheurs d'unepart, des cadres techniques des laboratoiresd’analyse ou de contrôle d’autre part.

Les objectifs de ce Master 2ème année (M2) sontde former :

• des Responsables Scientifiques,

• des Cadres Zootechniciens responsablesadministratifs d’unités expérimentales,

• des Directeurs d’Études en pharmacologie ettoxicologie (R&D et phase pré-clinique), desentreprises biomédicales

Public concerné :

Cette formation s'adresse aux étudiants ayantacquis l'équivalent d'un Bac + 4 en biologie

L'accès à la formation est également possiblevia les procédures de formation continue et devalidation des acquis et de l'expérience (VAE).


Sylvie BLAINEAU et Anne MORALES

Maîtres de Conférences

Université Claude Bernard Lyon 1Laboratoire de Physiologie Intégrative,Cellulaire et Moléculaire - UMR 5123 CNRS

bât R. Dubois - 43 bd du 11 Novembre 1918

69622 VILLEURBANNE cedex

04 72 44 85 03 [email protected] 72 44 58 41 [email protected]

Site internet : http://bioexperimentation.univ-lyon1.fr

Parutions et analysesd’ouvrages

Office International des EpizootiesService des publications12, rue de Prony75017 Paris, FranceTél : 33 (0)1 44 15 18 88 Fax : 33 (0)1 42 67 09 87E-mail : [email protected] des publications : [email protected]

❶ Zoonoses et maladies transmissibles à l'homme et aux animaux

Volume 1Bactérioses et MycosesISBN 92-9044-624-2Ref : F 122-1Format 15.5 cm x 23.5 cmPrix : 50 euros frais d'expédition inclus pour le volume 1

Cet ouvrage très populaire, qui présente un grandintérêt pour les écoles de santé publique, de


médecine et de médecine vétérinaire, ainsi quepour les organisations de santé publique et de santéanimale, dresse l’inventaire des dernièresconnaissances en matière de zoonoses et demaladies transmissibles communes à l’homme etaux animaux. Depuis la sortie de la première édition,en 1977, la maîtrise de ces maladies a enregistré desprogrès considérables, grâce aux nouvellestechnologies et aux avancées de l’épidémiologie,de l’écologie et des autres sciences biologiques etsociales. Cette nouvelle édition se présente pour lapremière fois en trois volumes consacrés auxbactérioses et mycoses (Volume 1), auxchlamydioses, rickettsioses et viroses (Volume 2), etaux zoonoses parasitaires (Volume 3). Le premiervolume sortira en juin et les deuxième et troisièmevolumes seront disponibles ultérieurement.

❷ Les institutions vétérinaires dans le monde en développement : situation actuelle et besoins futurs

Revue Scientifique et techniqueVol. 23 (1), avril 2004ISSN 0253-1933ISBN 92-9044-605-6Format 21 x 29,7 - 395 pagesPrix : 50 euros frais d'expédition inclus

Les institutions vétérinaires du monde endéveloppement doivent s’adapter aux défis del’accroissement significatif de la production animale, du commerce et des mouvements desanimaux et des produits d’origine animale, qui ont augmenté considérablement les menaces demaladies animales et de transmission de zoonoses.Cette adaptation des Services vétérinaires

doit se faire dans un contexte de changementsimportants concernant les rôles des servicespublics et privés, ayant comme effet de réduireles fonds et l’appui alloués à une grande partiedes tâches réalisées traditionnellement par lesServices vétérinaires publics. Les réductionsbudgétaires et de nouveaux concepts concernantle rôle du secteur public ont amené desmodifications fondamentales. Le partage desresponsabilités entre les prestataires des servicespublics et privés et entre les professionnels(formation universitaire) et les paraprofessionnelsa changé de façon significative.

Ce numéro spécial de la Revue scientifique ettechnique de l’OIE (Organisation mondiale de lasanté animale) fournit un bilan des expériencesmenées à ce jour et des nouvelles approches. Ungroupe d’experts, impliqué dans le développementde nouveaux systèmes de prestation de services desanté animale, évalue ces expériences. Celles-cisont décrites pour tous les continents, bien quel’accent soit mis sur l’Afrique subsaharienne, carc’est dans cette région que les besoins pour denouveaux systèmes sont les plus aigus. Quelquesexemples d’institutions vétérinaires et de leurévolution historique dans le monde industrialisésont donnés comme indicateurs sur la façon dontces systèmes pourraient fonctionner s’ils étaient

utilisés dans le monde en développement. Selonl’expérience des auteurs, les évaluations portentprincipalement sur les impacts directs en santéanimale, sur les implications éventuelles en santépublique, sur l’équité de ces mesures pour lesdifférents bénéficiaires et la capacité d’atteindre lespetits éleveurs ou sur le respect des normessanitaires reliées au commerce.

Cette publication aidera les Autoritésvétérinaires compétentes à concevoir dessystèmes de prestation vétérinaire plus efficaces,qui contribueront à améliorer la surveillance et lanotification des maladies animales et deszoonoses, ainsi que le revenu de plus de600 millions de petits éleveurs dans le monde endéveloppement, en ouvrant de nouveauxmarchés pour leurs produits animaux tout enprotégeant et améliorant la santé publique.

❸ Manual of Diagnostics Tests and Vaccines for Terrestrial Animals

Terrestrial Manual , 2004 (en anglais)5e édition, Tomes 1 et 2Format : 21 x 29,7 cm, 1178 p.ISBN 92-9044-622-6Prix : 140 euros Ref: A 128

Ce Manual terrestre a pour objectif decontribuer à l’harmonisation internationale desméthodes de surveillance et de contrôle desprincipales maladies animales. Il décrit les normesapprouvées pour les diagnostics de laboratoire etpour la production et le contrôle des produitsbiologiques à usage vétérinaire utilisés dans lemonde entier, principalement les vaccins.

Le Manual terrestre précise les méthodesrecommandées pour les épreuves de diagnosticet pour la fabrication et le contrôle des produitsbiologiques mentionnés dans le Code sanitairepour les animaux terrestres. L’importance desrecommandations du Code terrestre et duManual terrestre a été considérablementrenforcée en 1995 par l’établissement del’Organisation mondiale du commerce (OMC) etl’entrée en vigueur de l’Accord sur l’applicationdes mesures sanitaires et phytosanitaires (ditAccord SPS). Toutes les maladies des Listes A etB de l’OIE, ainsi que les maladies associées quipeuvent avoir une incidence sur les échangescommerciaux, sont prises en considération. LeManual terrestre a été rédigé et révisé par desspécialistes de renommée internationale; ilprésente la caractéristique unique d’avoir étéentièrement approuvé par tous les PaysMembres de l’OIE.

L’ouvrage débute par une première partie àcaractère général qui comporte dix chapitresportant sur les méthodes de prélèvement, lagestion de la qualité dans les laboratoiresvétérinaires de diagnostic, la validation desépreuves, les épreuves de stérilité, la sécuritédans les laboratoires, les principes à respecter enmatière de fabrication de vaccins à usage


vétérinaire, la biotechnologie, le rôle desinstitutions internationales dans laréglementation internationale des produitsbiologiques à usage vétérinaire et la recherchede sensibilité antimicrobienne.

Puis viennent les chapitres traitant desmaladies animales ; ces chapitres sont classésselon l’ordre dans lequel les maladiesapparaissent dans le Code terrestre. Quelquesautres maladies qui n’apparaissent pas dans leCode terrestre mais qui peuvent revêtir unecertaine importance dans le commerce ont étéajoutées en fin d’ouvrage. Chacun de ceschapitres débute par un résumé, qui offre unaperçu global des tests de diagnostic et desvaccins disponibles pour la maladie considérée.Puis une monographie, destinée auxresponsables de laboratoire, donne desindications détaillées sur ces tests de diagnosticet, s’il y a lieu, les normes recommandées pourles vaccins et les autres produits biologiques.Des références bibliographiques sont fournies.

Le texte complet du Manual terrestre n’existe,pour l’instant, qu’en langue anglaise etespagnole.

La version française est envisagée.

Le Manual terrestre est disponible et gratuit enversion web (en anglais).

❹ Handbook on Import Risk analysis for Animals and Animal products

Introduction and qualitative risk analysis,Vol.I, 2004Quantitative risk analysis, Vol. II, 2004

Volume IIntroduction & qualitative risk analysisISBN 92-9044-613-7 2 1 cm x 29,7 cm, 60 p.Prix : 30 euros Réf. : A 121 (en anglais seulement)

Volume IIQuantitative risk analysisISBN 92-9044-626-9 21 cm x 29,7 cm, env. 60 p. Prix : 30 euros Réf. : A 130 (en anglais seulement) Prévu en juillet 2004

Volume I & II vendus ensemblePrix : 50 euros Réf. : A 121-130(en anglais seulement)

L'importation d'animaux ou de produitsd'origine animale comporte un certain niveau derisque pour le pays importateur, qui peut setraduire par l'introduction d'une ou plusieursmaladies ou agents pathogènes.

Les Pays Membres de l'OIE sont vivementencouragés à fonder leurs mesures sanitaires surdes normes internationales telles que le Codesanitaire de l'OIE pour les animaux terrestres (ci-après dénommé le Code terrestre) et le Codesanitaire de l'OIE pour les animaux aquatiques(ci-après dénommé le Code aquatique). Il estessentiel, en l'absence de normes pertinentes ouen cas d'adoption, par un Pays Membre, d'unniveau de protection plus élevé que celui conférépar ces normes, de procéder à une analysescientifique des risques pour déterminer sil'importation d'une marchandise déterminéereprésente un risque significatif pour la santépublique ou la santé animale et, dansl'affirmative, de définir les mesures sanitairesapplicables pour ramener ce risque à un niveauacceptable. Dans ce cas, le niveau de protections'appliquant aux importations ne doit pas êtredifférent de celui s'appliquant aux produitsnationaux.

À cet égard, le principal objectif de l'analysede risque à l'importation est de fournir aux paysimportateurs une méthode objective etjustifiable pour évaluer les risques liés àl'importation d'animaux ou de produits d'origineanimale.

Avec le soutien de l'Istituto ZooprofilatticoSperimentale dell'Abruzzo e del Molise 'G.Caporale' (Centre collaborateur de l'OIE), unGroupe ad hoc de l'OIE constitué de plusieursexperts de renommée internationale a rédigé untraité exhaustif sur cette question.

Le premier volume de ce manuel présente lesconcepts d'analyse des risques à l'importation ettraite de l'analyse qualitative des risques, alorsque le second volume (à paraître ultérieurement)sera consacré à l'analyse quantitative desrisques. Les éléments fondamentaux de cettediscipline sont expliqués à la lumière du cadrefourni par l'Accord sur l'application des mesuressanitaires et phytosanitaires de l'Organisationmondiale du commerce et des chapitres desdeux Codes précités portant sur l'analyse desrisques.

Ce manuel servira de guide pratique auxServices vétérinaires qui sont confrontés à lanécessité d'analyser les risques liés àl'importation. Il permettra aux parties prenantes,aux spécialistes de l'analyse des risques et auxdécideurs d'avoir la certitude que les risquessanitaires existants ont bien été identifiés etqu'ils peuvent être gérés avec efficacité. Cetouvrage constituera aussi une aide utile à laformation face à la nécessité de développer descompétences dans cette discipline.


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❶ Poste de technicien biologiste.

Fournisseur des laboratoires pharmaceutiques,nous recherchons pour notre site situé dans laLoire :

1 technicien(e) biologiste amené(e)à travailler en animalerie protégée.

L'organisation, la rigueur, les techniques demanipulation associées à une expériencesignificative sont les qualités recherchées.

Le temps de travail est de 35 heureshebdomadaires pour un poste en CDI.

Envoyer CV + lettre de motivation à :

BCL - Bazourges - 42560 BOISSET SAINTPRIEST

❷ Poste d'animalier

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1 animalier amené à travailler en animalerieprotégée

L'organisation, la rigueur, les techniques demanipulation associées à une expériencesignificative sont les qualités recherchées.

Le temps de travail est de 35 heureshebdomadaires pour un poste en CDI.

Envoyer CV + lettre de motivation à :

BCL - Bazourges - 42560 BOISSET SAINTPRIEST

A.F.S.T.A.L.Association Française des Sciences

et Techniques de l’Animal de Laboratoire

Cette Société a pour buts :– d'une manière générale, de rationaliser et d'améliorer l'usage des animaux delaboratoire au service de la santé de l'homme et de l'animal ;– en particulier, de codifier l'éthique de leur utilisation et d'en faire mieux connaîtreles principes ;– d'encourager la recherche et de promouvoir les connaissances concernant la bio-logie et la pathologie des animaux de laboratoire ;– de mettre en œuvre les moyens destinés à permettre de limiter quantitativementleur emploi ;– de développer les relations interdisciplinaires centrées sur l'animal de laboratoi-re ;– d'échanger régulièrement au moyen de colloques, de groupes de travail et decommunication toutes les informations scientifiques et techniques relatives auxanimaux de laboratoire ;– d'entreprendre toutes les activités scientifiques qui s'y rapportent ;– d'entreprendre, le cas échéant, toute action jugée utile à la défense des expéri-mentateurs respectant les règles d'éthique et la réglementation en vigueur.

Conseil d'administration :Président : Bruno BACON

Vice-Président : Nicolas HERRENSCHMIDT

Secrétaire : Catherine MEGARD-VERNET

Secrétaire adjointe : Françoise RAYNAUD

Trésorier : Pierre BOUGNEUX

Trésorier adjoint : Daniel ROFFINO

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Monique PRESSAC, Françoise QUINTIN-COLONNA,

Annie REBER, Stéphanie SERRE

Secrétaire administrative : Françoise DEBAECKER

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