Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage...

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

ECOLE SUPERIEURE DES SCIENCES

AGRONOMIQUES

DEPARTEMENT ELEVAGE

Mémoire de fin d’étude en vue de l’obtention du diplôme d’ingénieur

Agronome option ELEVAGE

« SUIVI DE L’EVOLUTION DU POTENTIEL REDOX AU

COURS DE L’ELEVAGE LARVAIRE

CAS DE

L’ECLOSERIE DE L’OSO FARMING LGA »

Présenté par : TIKA ANDRIANJAKA Jean Solo

Soutenu 05 le Novembre 2012

Membresde Jury :

Mr RivoNirina RABEARIMISA, PhD, Chef de Département ELEVAGE

Mr Georges RAFOMANANA, Directeur de Recherche Associé, Tuteur

Mr Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY, Professeur Titulaire, Examinateur

Mme Zo Harinoro RABENIRINA, Enseignant chercheur à l’ESSA, Examinatrice

Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA

i

RESUME

Auteur : TIKA ANDRIANJAKA Jean Solo

Titre : « Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de

l’écloserie de l’OSO FARMING LGA »

Résumé

Dans le souci d’améliorer le taux de survie des larves en sortie d’élevage larvaire, la

LGA a instauré le système de suivi du potentiel redox des bacs d’élevage larvaire.

Cette présente étude a été menée dans l’écloserie de la LGA sur l’élevage larvaire de Penaeus

monodon du stade Nii au stade P8. Elle a pour principal objectif d’utiliser le suivi du redox

comme un tableau de bord pour l’élevage larvaire. Des essais expérimentaux ont été menés afin

de déterminer les interactions entre les différents paramètres d’élevage : potentiel redox, pH,

taux d’oxygène dissous, température et salinité. Les résultats de suivi de redox du cycle 47,

cycle 48 et du bio-essai ont servi de base de données pour le traitement statistique. Les essais

ont montré l’interdépendance de tous les paramètres. Le pH, le taux d’oxygène dissous et la

salinité sont corrélés positivement avec le potentiel redox tandis que la température est corrélée

négativement avec le redox. A partir des données collectées, une courbe de référence sur

l’évolution du redox au cours de l’élevage larvaire a été tracée. Et des intervalles de confiance

de la valeur du redox pour chaque stade de développement des larves ont été définis.

Abstract

With the aim of improve the rate of survival of the larvae at hatchery exit, the LGA

founded the system of follow-up of the potential redox of the vats of larval breeding.

This present study was conducted in the Eclosery of the LGA on the larval breeding of Penaeus

monodon Nii stage at the P8 stage. It has as a main objective to use the follow-up of the redox

like an instrument panel for the larval breeding. For this, experimental tests were carried in

order to determine the interactions between the various parameters of breeding: potential

oxydoreduction, dissolved oxygen, temperature and salinity. The results of follow-up of redox

of cycle 47, cycle 48 and of the ―Bio-essai’’ were used as a basis of data for the statistical

processing. The tests showed the interdependence of all the parameters. From the data collected,

a curve of reference on the evolution of the redox during the larval breeding was plotted. And of

the confidence intervals of the value of the redox for each stage of development of the larvae

were defined.

Mots clés : Redox, Oxydoréduction, Oxydation, Réduction, Potentiel redox, Bioélectronique,

Qualités Physico-chimiques de l’eau, Elevage larvaire, Penaeusmonodon, LGA

Keys-words : Redox, Oxydoreduction, Oxydation, Reduction, Oxydoreduction potential

(ORP), Bioelectronic, Water Quality, Hatchery, Penaeusmonodon, LGA


ii

DEDICACE

Je dédie ce présent mémoire :

A ma femme : Eliane

A ma fille : Anaëlle

A mes parents, mes beau-parents et ;

A toute la famille.


iii

REMERCIEMENTS

La réalisation de ce travail ne fut pas possible sans la contribution de nombreuses

personnes. Que tous trouvent ici mes reconnaissances.

Particulièrement, nous adressons notre reconnaissance à:

Monsieur RivoNirina RABEARIMISA

PhD, en alimentation animale, Maître de conférences, Chef de Département Elevage à

l’ESSA qui a bien voulu accepter de siéger en tant que président de jury.

Veuillez trouver ici l'assurance de nos sentiments reconnaissants et respectueux.

Monsieur Georges RAFOMANANA

Directeur de Recherche Associé, Docteur en sciences Halieutiques, Ingénieur Agro-Halieute,

notre tuteur, pour la disponibilité, l’appui et l’encadrement qu’il a fournis.

Nous sommes heureux de pouvoir vous exprimer notre profonde reconnaissance et vifs

remerciements

Professeur Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY

Professeur Titulaire, Docteur d’Etat ès Science Naturelle, Docteur en Sciences Biologiques

Appliquées, qui a accepté de juger ce travail.

Veuillez trouver ici, l’expression de nos sincères remerciements.

Madame ZoHarinoro RABENIRINA

Assistante d’Enseignement Supérieur, Enseignante chercheur à l’ESSA Antananarivo, pour

l’aide, conseil qu’elle a fournis et d’avoir accepté de juger ce travail.

Nous vous sommes reconnaissant d'avoir accepté de faire partie du jury.

Monsieur Eric DOUHERET

Directeur de l’OSO FARMING LGA, qui a bien voulu accepter que j’effectue mon stage au

sein de son établissement.

Nous vous remiercions de tout cœur.


iv

Monsieur Philippe RUEZ

Directeur de l’Ecloserie de l’OSO Farming LGA, pour les précieux conseils qu’il a fournis.

Nous vous sommes profondement reconnaissant.

Nos remerciements s'adressent également à :

Tous les enseignants et personnel de l’ESSA et en particulier ceux du Département Elevage ;

Toute l’équipe de l’Ecloserie de l’OSO Farming LGA ;

Et tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce mémoire.


v

TABLE DES MATIERES

RESUME _________________________________________________________________ i

DEDICACE _______________________________________________________________ ii

REMERCIEMENTS _______________________________________________________ iii

TABLE DES MATIERES ____________________________________________________ v

LISTE DES TABLEAUX _________________________________________________viii

LISTE DES FIGURES____________________________________________________iX

LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES _____________________________ x

GLOSSAIRE __________________________________________________________ xiii

INTRODUCTION __________________________________________________________ 1

Chap I CONTEXTE ACTUEL ET PROBLEMATIQUE__________________________2

1.1. HISTORIQUE DE L'ELEVAGE DE CREVETTES DANS LE MONDE _____ 2

1.1.1. Conséquences néfastes de l'intensification de la crevetticulture _____________ 2

1.1.2. Démarche vers une aquaculture durable _______________________________ 3

1.2. CONTEXTE ACTUEL ______________________________________________ 4

1.2.1. Aquaculture de crevettes dans le monde _______________________________ 4

1.2.2. Crevetticulture à Madagascar _______________________________________ 5

1.2.2.2. OSO-FarmingLGA _____________________________________________ 6

1.3. REDOX ___________________________________________________________ 7

1.3.1. Généralités ______________________________________________________ 7

1.3.2. Définitions des mots clés ___________________________________________ 7

1.3.3. Principe ________________________________________________________ 8

1.3.3.1. Equilibre d’une équation redox ____________________________________ 8

1.3.3.2. Naissance de la tension électrique __________________________________ 8

1.3.3.3. Notion de demi-pile _____________________________________________ 9

1.3.3.4. Mesure du potentiel redox ________________________________________ 9

1.3.4. Utilisation de suivi du potentiel redox________________________________ 10

1.3.5. Bioélectronique de Vincent (rH2) ___________________________________ 11

1.3.6. Redox un outil parfaitement adapté au mode de production de la LGA ______ 11

1.4. PROBLEMATIQUES ______________________________________________ 12

Chap II MATERIELS ET METHODES_______________________________________14

2.1. METHODOLOGIE DE REALISATION DU TRAVAIL ___________________ 14

2.1.1. Recherches bibliographiques _________________________________________ 14

2.1.2. Travail sur terrain __________________________________________________ 14

2.2. MATERIELS ET MOYENS UTILISES _________________________________ 15


vi

2.2.1. Ecloserie de la LGA ________________________________________________ 15

2.2.1.1. Unite d’elevage larvaire _________________________________________ 16

2.2.1.2. Bio-essai _____________________________________________________ 19

2.2.2. Matériels humains _________________________________________________ 19

2.2.2.1. Equipe production de l’écloserie ___________________________________ 19

2.2.2.2. Equipe de l’élevage larvaire ______________________________________ 20

2.2.3. Materiels de mesure ________________________________________________ 20

2.2.3.1. Redox-metre __________________________________________________ 20

2.2.3.2. Ph-metre _____________________________________________________ 23

2.2.3.3. Refractomètre _________________________________________________ 24

2.2.3.4. Oxy-metre ____________________________________________________ 25

2.2.4. Materiels biologiques _______________________________________________ 26

2.3. METHODOLOGIE ADOPTEE ________________________________________ 27

2.3.1. Parametres d’elevage_______________________________________________ 27

2.3.1.1. Potentiel redox _________________________________________________ 27

2.3.1.2. pH __________________________________________________________ 28

2.3.1.2. Température___________________________________________________ 28

2.3.1.3. Salinité _______________________________________________________ 28

2.3.1.4. Taux d’oxygène dissous _________________________________________ 29

2.3.2. Manipulations_____________________________________________________ 29

2.3.2.1. Manipulation des paramètres d'élevage (Taux d’oxygène dissous, salinité et

pH) ________________________________________________________________ 30

2.3.2.2. Apport d’aliment ______________________________________________ 32

2.3.3. Conduite d'elevage ________________________________________________ 33

2.3.3.1. Préparation des bacs ____________________________________________ 33

2.3.3.2. Ensemencement des Nauplii ______________________________________ 33

2.3.3.3. Alimentation __________________________________________________ 33

2.3.3.4 . Suivis quotidiens ______________________________________________ 35

2.3.3.5. Interventions __________________________________________________ 36

2.3.3.6. Suivi bacteriologique ____________________________________________ 37

2.3.3.7. Probiotique ___________________________________________________ 37

2.3.3.8. Vide sanitaire __________________________________________________ 38

2.3.4. Traitement des donnees _____________________________________________ 38

2.4. FORCES ___________________________________________________________ 39

2.5. FAIBLESSES _______________________________________________________ 39

2.6. LIMITES ___________________________________________________________ 39

Chap III RESULTATS ET DISCUSSIONS____________________________________40

3.1. RESULTATS________________________________________________________ 40

3.1.1. Manipulations_____________________________________________________ 40

3.1.1. 1. Manipulation I : pH et potentiel redox ______________________________ 40

3.1.1.2. Manipulation II : Taux d'oxygène dissous et potentiel redox _____________ 41


vii

3.1.1.3. Manipulation III : Salinité et redox du milieu ________________________ 42

3.1.1.4. Manipulation IV : Température et potentiel redox _____________________ 42

3.1.1.5. Manipulation V : Nauplii d’Artémia et potentiel redox _________________ 43

3.1.1.6. Manipulation VI : algue et potentiel redox___________________________ 44

3.1.2. Suivi redox ______________________________________________________ 45

3.1.2.1. Cycle 47 et le cycle 48 __________________________________________ 45

3.1.2.2. Cycle 48 et le résultat du bio-essai _________________________________ 46

3.1.2.3. cycle 47 et de celui de la bio-essai _________________________________ 46

3.1.2.4. Courbe de référence ____________________________________________ 47

3.1.2.5. Synthèse des résultats de suivi du potentiel redox _____________________ 50

3.2. DISCUSSION ET RECOMMANDATION _______________________________ 52

3.2.1. pH et potentiel redox _______________________________________________ 52

3.2.2. Taux d’oxygène dissous et potentiel redox ______________________________ 53

3.2.3. Salinité et potentiel redox____________________________________________ 54

3.2.4. Tempéraure et potentiel redox ________________________________________ 55

3.2.5. Artémia et potentiel redox ___________________________________________ 56

3.2.6. Algues et potentiel redox ____________________________________________ 56

3.2.6. Courbe de référence ________________________________________________ 57

Conclusion _______________________________________________________________ 59

BIBLIOGRAPHIE _________________________________________________________ 60

WEBOGRAPHIE __________________________________________________________ 66

ANNEXES _______________________________________________________________ 67


viii

LISTE DES TABLEAUX

Tableau n° 01 Spécificité du modèle YSI pro 20 __________________________________ 26

Tableau n° 02 Corrélation entre : pH et potentiel redox( E en mV) ____________________ 40

Tableau n° 03 corrélation entre : taux d'oxygène dissous sur le redox __________________ 41

Tableau n° 04 Corrélation entre : Salinité et potentiel redox _________________________ 42

Tableau n° 05 Corrélation entre : Température et potentiel redox _____________________ 42

Tableau n° 06 Ecart moyen ___________________________________________________ 43

Tableau n° 07 Evoluion journalière du potentiel redox______________________________ 43

Tableau n° 08 Evolution journalière du potentiel redox _____________________________ 44

Tableau n° 09 Redox moyen et intervalle de confiance pour chaque stade de développement

larvaire ___________________________________________________________________ 48

LISTE DES TABLEAUX EN ANNEXES

Tableau n° 10Effet du taux d'oxygène sur le taux de survie, la production et l'indice de

conversion alimentaire_______________________________________________________ 72

Tableau n° 11 Spécificités des sous stades Nauplius _______________________________ 74

Tableau n° 12 Différents sous-stade Zoé et leurs spécificités _________________________ 75

Tableau n° 13 Différents sous stades Mysis et leurs spécificités ______________________ 77

Tableau n° 14 Spécificités des postlarves ________________________________________ 78

Tableau n° 15 Entre le pH et le potentiel redox ___________________________________ 82

Tableau n° 16 Entre le taux d'oxygène dissous et le redox ___________________________ 83

Tableau n° 17 Entre la salinité et le redox________________________________________ 84

Tableau n° 18 Suivi de la température et du potentiel redox du Bio-essai_______________ 85

Tableau n° 19 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 48 ________________ 86

Tableau n° 20 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 47 ________________ 88

Tableau n° 21 Synthèse de suivi du potentiel redox ________________________________ 89

Tableau n° 22 Comparaison de variance _________________________________________ 89

Tableau n° 23 Comparaison des moyennes_______________________________________ 89






ix

LISTE DES FIGURES

Figure n° 01 Redox-mètre GMH 3530 __________________________________________ 21

Figure n° 02 Electrode redox GE 105 ___________________________________________ 22

Figure n° 03 pH-Mètre ______________________________________________________ 23

Figure n° 04 Solution de calibrage du pH-mètre___________________________________ 24

Figure n° 05 Réfractomètre portable ____________________________________________ 25

Figure n° 06 Oxymètre ______________________________________________________ 26

Figure n° 07 Courbe d'évolution du redox au cours de l'élevage larvaire ________________ 49

Figure n° 08 Courbe d'évolution du potentiel redox pour le cycle 47, 48, le bio essai et la

courbe de référence _________________________________________________________ 51

LISTE DES FIGURES EN ANNEXES

Figure n° 09 Bioélectronigramme ______________________________________________ 68

Figure n° 10 Sous-stades Nauplius _____________________________________________ 79

Figure n° 11 Sous-stades Zoé _________________________________________________ 80

Figure n° 12 Sous-stades Mysis _______________________________________________ 80

Figure n° 13 Postlarve _______________________________________________________ 81


x

LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES

% pourcent

taux d'oxygène dissous

[ox] concentration de l'oxydant

°C degré celsius

°F dégré fahrenheit

°K degré kelvin

µm/kg microgramme/kilogramme

A1 antenne 1

A2 antenne 2

AB agriculture biologique

ACB aquaculture de crevette besalampy

AM ante meridiem

AQUABIO aquaculture biologique

AQUAMEN aquaculture de menabe

BE bio-essai

Bio biologique

Bio-essai salle d'expérimentation

CD2, PL150, PL300 dénomination des différentes granulométries des microparticules

DDL degré de liberté

e électron

E potentiel redox en mv

E0 potentiel normal du couple par rapport à 'hydrogène normale

EDTA acide éthylène diamine tétraacétique

ESSA ecole supérieure des sciences agronomiques

Exp expérimentation

F constante de faraday

FAO food and agriculture organisation

FIGIS fisheries global information system

g gramme

g/l gramme par litre

GRP 100 solution test électrode redox

ion hydronium


xi

IFREMER institut français de recherche pour l'exploitation de la mer

j jours

K constante d'équilibre de la réaction

KCl chlorure de potassium

kg kilogramme

Kg/Ha kilogramme par hectare

L litre

LCD ecran à cristaux liquide

LGA les gambas de l'ankarana

ln/Log logarithme népérienne

log logarithme à base dix

m mètre

M1 1e sous stade mysis


m² mètre carré

mètre cube


MBS métabisulfite

mg/l milligramme par litre

ml millilitre

mol/L mole par litre

mV millivolt

mVH millivolt hydrogène

NC non comptable

Nii nauplius

NO/ no nombre d'oxydation

ion hydroxyle

ONG organisation non gouvernementale

ORSTOM office de la recherche scientifique et technique outre-mer

ox oxydant

PCR réaction en chaîne par polymérase

pH potentiel d'hydrogène

PL postlarve


xii

PM post meridien

Pn postlarve âgée de n jours

ppm partie par million

ppt partie par mille

PVC polychlorure de vinyle

R constante du gaz parfait

red réducteur

REPABF

Référentiel Officiel des Productions Animales en Agriculture

Biologique Française

rH2 potentiel redox

s seconde

S‰ salinité de l'eau

SOMAQUA société malagasy d'aquaculture

salinité pratique

salinité de référence

T/t tonne

T° température

TCBS thiosulfate citrate bile saccharose agar

USD usa dollar

V volt

WSSV white spot syndrom virus

Z1 1e sous stade zoé




xiii

GLOSSAIRE

Aquariophilie Loisir qui consiste à s'occuper d'animaux et des plantes aquatiques dans

un aquarium ou un étang en mettant en valeur l'aspect esthétique d'un milieu

aquatique.

Crevetticulture Aquaculture de crevettes

Dénitrification Action de dénitrifier, c'est-à-dire une réduction des ions nitrates en

ions ammonium ou en azote gazeux N2 par les bactéries dénitrifiantes ou

des organismes dénitrifiants

Hydromorphie Etat hydrique du sol

Nitrification La nitrification est une des étapes du traitement d'une eau usée qui vise la

transformation de l'ammonium en nitrate . Cette transformation est

réalisée par des bactéries, en milieu aérobie.

Oxydants Espèce chimique capable de capter un ou plusieurs électrons

Oxydation Réaction chimique durant laquelle le réducteur perd des électrons

Oxydoréduction Réaction chimique au cours duquel, il y a échange d’un ou plusieurs électrons. Où

le réducteur perd des électrons et l’oxydant accepte ces électrons

Pédologie Science ayant pour objet l'étude de la formation, de la structure et de l'évolution

de sols

Photosynthèse Processus bioénergétique qui permet aux plantes et à certaines bactéries de

synthétiser de la matière organique en exploitant la lumière du soleil.


xiv

Phytoplancton Le phytoplancton est l'ensemble des organismes du plancton appartenant au règne

végétal. Il comprend de nombreuses espèces d'Algues et de Diatomées.

Plancton Ensemble des petits organismes vivant dans les eaux douces, saumâtres et salées,

le plus souvent en suspension et apparemment passivement : gamètes, larves,

animaux inaptes à lutter contre le courant (petits crustacés planctoniques

et méduses)

Potentiel redox ou

potentiel

d’oxydoréduction

Une grandeur thermodynamique qui mesure le pouvoir oxydant ou réducteur d’un

système redox

Redox Diminutif d'oxydoréduction

Réducteurs Espèce chimique capable de donner des électrons

Réduction Réaction chimique durant laquelle l'oxydant gagne des électrons

Zooplancton Plancton animal.Il se nourrit de matière vivante, certaines espèces étant

herbivores et d’autres carnivores. La nuit, il remonte vers la surface pour se

nourrir de phytoplancton et redescend pendant la journée vers les eaux plus

profondes.

http://www.futura-sciences.com/fr/definition/t/zoologie-2/d/plancton_3831/

http://www.futura-sciences.com/fr/definition/t/zoologie-2/d/espece_2261/

http://www.futura-sciences.com/fr/definition/t/botanique-2/d/algue_2178/

http://fr.wikipedia.org/wiki/Gam%C3%A8te

http://fr.wikipedia.org/wiki/Larve

http://fr.wikipedia.org/wiki/Scyphozoa


1

INTRODUCTION

L’aquaculture de crevette a été pratiquée depuis des siècles dans les pays Asiatiques,

mais l’aquaculture moderne s’est développée vers les années 70. Au début, la production de

la crevetticulture a été marginale par rapport à la pêche, mais au fil des années, la production

n’a cessé d’augmenter. Actuellement, elle constitue 40% des prises mises à terre totales avec

2 600 000 T produites par an.

L’aquaculture de crevettes ou crevetticulture est une pratique récente à Madagascar.

Grâce aux leçons tirées des échecs des autres pays producteurs, la crevetticulture malagasy a

pu acquérir une base solide. Actuellement, elle constitue une source d’entrée de devises

importantes pour le pays. Mais, cette filière connaît également des hauts et des bas. Il y a

quelques années, elle a été affectée par la chute des prix de crevettes sur le marché

international due à l’arrivée de la crevette blanche sur le marché. Alors qu’aujourd’hui, les

crevettes de Madagascar se vendent plus chères sur le marché international grâce à la stratégie

de la labélisation et de l’éco-certification. Alors, les producteurs malagasy sont dans

l’obligation d’augmenter leur production afin d’avoir plus de profits.

L’OSO FARMING LGA est l’une des sociétés qui oeuvrent dans la crevetticulture à

Madagascar. Il a surtout la particularité de produire sous la norme Bio et sous le label AB.

Certaines exigences de ces normes handicapent énormement la production de la société

surtout en élevage larvaire où l’interdiction d’utilisation des antibiotiques entraîne des

mortalités assez conséquentes des larves. Alors, la LGA a cherché des nouveaux outils et

techniques pour surmonter ce problème. Et, le système de suivi du redox semble être un outil

approprié. Ce dernier a été déjà utilisé dans différents domaines comme l’aquarophilie, la

pédologie et la médecine, et son utilisation a fourni des meilleurs résultats.

C’est dans ce cadre que la présente étude a été menée. Elle s’intitule : « Suivi de

l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire ». Le but est d’améliorer le taux

de survie des larves. Mais, dans le cadre de cette étude, l’objectif principal est d’utiliser le

redox comme un tableau de bord pour l’élevage. Elle est composée de trois grandes parties :

La première est consancrée au contexte actuel et aux problématiques. La seconde partie se

focalise sur la descriptions des matériels et méthodes qui ont servi à la réalisation de l’étude.

Enfin, la troisème partie est pour la présentation et la discussion des résultats obtenus, mais

aussi, à la proposition d’améliorations afin de maîtriser le système redox et d’améliorer par la

suite la production.

CONTEXTE ACTUEL

ET

PROBLEMATIQUES


2

1.1. HISTORIQUE DE L'ELEVAGE DE CREVETTES DANS LE MONDE

L'élevage de crevettes a été pratiqué pendant plus d'un siècle pour servir de nourriture

et de source de revenus pour les gens qui habitent les zones côtières dans certains pays

asiatiques, comme l'Indonésie, les Philippines, le Taïwan, la Thaïlande et le Viet Nam. (FAO,

2006). Par contre, c'est à partir 1933, grâce au travail d'un zoologiste japonais, FUJINAGA,

que débute l'histoire moderne de l'élevage de crevettes. Après trente années de recherche, la

première tonne de crevettes d'élevage a été produite au Japon, Penaeus japonicus.

(BARNABE et al, 1989). Cette réussite a donné un coup de pouce sur les recherches. En

Thaïlande, des fermes extensives et semi-extensives ont démarré commercialement entre 1972

et 1974. Entre 1980 et 1987, la filière connaît un boom des fermes intensives à petite échelle

au Taïwan. (FAO, 2006)

1.1.1. Conséquences néfastes de l'intensification de la crevetticulture

Depuis 1980, l’aquaculture connaît une croissance plus élevée que tout autre secteur

de production alimentaire animale. En effet, marginale par rapport à la pêche jusque dans les

années 1970 en termes de volume de production, l’aquaculture a connu un développement

explosif à partir du milieu des années 1980. Elle représente aujourd’hui la production agricole

qui a connu le plus fort taux de croissance ces quinze dernières années sur le plan mondial

(14% par an entre 1990 et 2000 contre 2,8 % pour les productions animales terrestres sur la

même période). (CLEMENT ET LAZARD, 2005)

Ce boom sur le développement de l'aquaculture intensive surtout la crevetticulture a eu

des répercussions négatives sur les communautés riverains et l'environnement. Selon

CLEMENT et LAZARD en 2005, le développement mal régulé de l’aquaculture de crevettes

de l’Amérique centrale à l’Extrême Orient a provoqué la disparition des mangroves et des

problèmes sociaux. ALLSOPP et al (2008) de l'Organisme Greenpeace soutiennent qu'au

Bangladesh, pour chaque crevette tigrée juvénile capturée, il y a 12 à 551 larves de crevettes

d’autres espèces et de 5 à 152 larves de poissons prises et tuées. Au Sri Lanka, 74 % des

populations côtières dans les régions où se pratique la crevetticulture n’ont plus d’accès

immédiat à l’eau potable.


3

Toujours dans le cadre de l'intensification de la filière, l'utilisation des poissons

industriels; comme l’anchois, la sardine, le maquereau, le hareng et le merlan ; pour

l'alimentation des crevettes a provoqué l'extinction de ces espèces dans certaines régio ns du

monde. En 2001, les pêcheries au large des côtes péruviennes et chiliennes ont été

«totalement exploitées». Les pêcheries de l’Atlantique du Nord-Est, qui constituent une autre

source d’approvisionnement importante de l'industrie du poisson, ont été considérées comme

complètement exploitées en 1983 et surexploitées en 1994. (CAUVIN, 2004)

1.1.2. Démarche vers une aquaculture durable

Tous les problèmes identifiés tant environnementaux que sociaux ont incité les acteurs

de la filière aussi bien les organismes internationaux que les producteurs et les Etats, à

réfléchir sur la question. Alors, suite à une série de procès engagée entre les ONG

internationales et le shrimp tribunal, appelée « sang rouge de la révolution bleue », en 1996, la

FAO s’empare de la question et prend l’initiative d’édicter un Code de conduite pour une

aquaculture responsable dès 1998. (CLEMENT ET LAZARD, 2005)

Cette initiative a donné un coup de pouce sur la volonté des Etats et des entreprises ou

des organisations professionnelles à faire autant pour un développement durable. C'est ainsi

que plusieurs actions ont été menées dans plusieurs pays :

en Europe : les codes de conduite de la fédération européenne des producteurs

aquacoles, les guides de pratique de la Global Aquaculture Alliance ;

les lois spécifiques au Japon ou en Australie et ;

la charte des entreprises.

Actuellement, un bon nombre d'organismes certificateurs et de labels cherchent à

rassurer les acheteurs, commerçants et consommateurs au sujet de ces inquiétudes. Chaque

organisme possède son propre cahier des charges, alors pour pouvoir certifier, il doit se

conformer aux directives de la FAO afin d'assurer la durabilité de l’industrie aquacole

mondiale.


4

1.2. CONTEXTE ACTUEL

1.2.1. Aquaculture de crevettes dans le monde

L’aquaculture reste un secteur en expansion au niveau mondial. Sa contribution à la

production totale des prises mises à terre a continué d’augmenter. Elle passe de 34,5 % en

2006 à 36,9 % 2008 avec 52 500 000 T. (FAO, 2010)

La production de crevettes a aussi connu le même essor. En 1976, la production totale

de crevettes a été de 1 500 000 T. Elle passe de 5 600 000 T en 2003 à 6 000 000 T en 2004.

La production de l’aquaculture représente presque les 40 % de toute la production de crevettes

avec 2 600 000 T soit une valeur de $ 12 milliards. La pêche à la crevette sauvage s’est

désormais stabilisée autour de 3 à 3 500 000 T par an. (MINARD, 2006)

Pour l'espèce, objet de l’étude, le Penaeus monodon, les principaux producteurs sont la

Thaïlande, le Viet Nam, l'Indonésie, l'Inde, les Philippines, la Malaisie et le Myanmar. La

production totale a augmenté progressivement de 21 000 T en 1981 à 200 000 T en 1988.

Ensuite, elle s'est élevée brusquement à environ 500 000 T soit une valeur de $ 3,2 milliards

en 1993. Depuis, la production est assez variable, elle oscille entre 480 000 T et 676 000 T.

A partir de 2001, la production tourne autour de 600 000 à 700 000 T et en 2009 la quantité

produite s'éleve à 763 315 T et pour 2010, l'estimation est de 781 582 T soit une valeur

$ 3,96 milliards.(FAO, 2010)

Mais depuis une dizaine d'années, le P. monodon est surclassé par le P. vannamei en

termes de quantité produite. En effet, en 2000, la quantité P. vannamei produite a été

seulement 145 386 T et pour le P. monodon 630 984 T. Quatre ans plus tard, soit en 2004,

pour le P. vannamei, la quantité produite a décuplé 1 304 433 T et le P. monodon 707 422 T.

Trois ans après en 2008, la quantité du P. vannamei produite a encore augmenté de

1 000 000T soit 2 259 183 T alors que celui du P. monodon s'est stagné à 721 867 T. Mais, le

seul avantage ou encore la faiblesse du P. monodon face à la crevette blanche est le coût du

prix sur le marché international, la crevette géante tigrée se vend plus chère au kilo que la

crevette blanche : 1 Kg du P. monodon est évalué à $ 4,64 tandis que le P. vannamei est à

$ 3,97. (FAO, 2008)


5

1.2.2. Crevetticulture à Madagascar

L'aquaculture de crevettes est une activité récente à Madagascar. Les travaux de mise

en place de la première ferme industrielle n'ont commencé qu'en 1992. Cette activité a été

entreprise suite aux résultats des essais de faisabilité très prometteurs réalisés à la ferme pilote

de Nosy-Be dans le cadre de projet « Ferme Pilote d'Aquaculture de Crevettes ». Dix (10) ans

plus tard en 2002, sept (7) fermes industrielles, une ferme artisanale et une vingtaine de

demande d’installation ont été enregistrées. (RAZAFITSEHENO, 2003)

Avec une production de 7 000 tonnes en 2005, Madagascar se place largement en tête

des pays producteurs Ouest africains, suivi de la Mozambique avec une production de 3 500T.

Il existe aussi une exploitation aux Seychelles qui a produit 1 100T en 2005. Elle est la seule

de toute l’Afrique à utiliser un système strictement intensif, alors que les autres exploitations

privilégient des systèmes semi- intensifs. (MINARD, 2006)

1.2.2.1. Contexte actuel

La production de crevettes d'aquaculture a débuté dans le début des années 90. La

quantité produite n'a cessé d'augmenter depuis pour atteindre 5 398,5 T en 2001 pour une

valeur de $ 26 millions. (RAZAFITSEHENO, 2003). La quantité produite continue toujours à

augmenter pour atteindre 8 000 T en 2008, avec une baisse assez importante en 2004. Mais, il

faut souligner que depuis 2002, la valeur des crevettes n'a cessé de diminuer. En 2001, 5 300T

ont été estimés à $ 26 millions tandis qu’en 2008, 8 000 T sont seulement estimés à

$ 13 millions (FAO, 2008). Depuis la baisse des prix des crevettes sur le marché international

due à l'arrivée de la crevette blanche sur le marché, la crevetticulture à Madagascar n'est pas

aussi rentable qu'avant. Par la suite, beaucoup de fermes crevetticoles ont fermé leur porte à

savoir SOMAQUA, AQUABIO, ACB.

Le problème du White Spot (WSSV) vient s'ajouter à cela. Il touche la Mozambique

en Août 2011 et à moins d'un an, soit en début mai 2012, la maladie a touché Madagascar. La

ferme de l'AQUAMEN E.F a été déclarée officiellement atteinte par la maladie. C’est la

raison pour laquelle l'ASH (Autorité Sanitaire Halieutique) malagasy cherche des

financements pour poursuivre les enquêtes épidémiologiques pour démontrer que les autres

fermes sont indemnes. (RAZAFINDRAMIADANA, 2012).


6

Face aux exigences des normes à travers les difficultés d'accès au marché et la baisse

de prix, une nouvelle stratégie de commercialisation semble être de rigueur. Les stratégies de

commercialisation alternatives se concentrent sur les labels de commerce équitable. Les

produits biologiques semblent donner de meilleurs résultats. Madagascar a ainsi opté pour

deux produits de qualité : la crevette biologique et la crevette « label rouge ». Désormais, la

«crevette de Madagascar» se vend beaucoup plus cher et elle est très appréciée sur le marché

mondial. (MINARD, 2006)

1.2.2.2. OSO-FarmingLGA

La LGA (Les Gambas de l’Ankarana) est l'une des sociétés malagasy qui ont pu

survivre face à la baisse de prix de la crevette tigrée sur le marché mondial. Pour ce faire, elle

s'est lancée dans la qualité. En effet, elle a été autorisée à produire BIO en 2005 et la première

production certifiée BIO est apparue en avril 2006. La société n'en reste pas là, en mai 2007,

elle a été autorisée à produire sous le LABEL « AGRICULTURE BIOLOGIQUE ou AB». Ce

qui lui vaut le titre du seul et unique crevetticulture certifiée AB dans le monde. (LGA, 2010)

La réussite de ce type de production nécessite un niveau très élevé de savoir- faire

zoologique et technique, des compétences avancées en protection de l’environnement et en

gestion socioéconomique. Pour le cas de LGA, elle suit le cahier des charges BIO français qui

dicte certaines exigences comme : la faible densité d'animaux, l'interdiction de produits

chimiques, d'hormones de croissances et certains type d'antibiotique tout au long du processus

d'élevage. (REPABF, 2007)

Comme les larves de crevettes sont dépourvues de défense immunitaire, elles sont

vulnérables face aux bactéries mais dans l'élevage conventionnel les antibiotiques sont là pour

les soutenir. Par contre, dans la production BIO l'utilisation de ce dernier est interdite et cela

pénalise fortement le taux de survie des larves. Avant de produire BIO, la LGA a eu un taux

de survie de 90% à la sortie d'élevage larvaire, tandis que maintenant son taux de survie varie

entre 30 et 40%. (LGA, 2011)


7

1.3. REDOX

1.3.1. Généralités

Les réactions d’oxydoréduction se rencontrent partout dans la vie courante :

à l’air libre, le cuivre se couvre de vert-gris (KREMER et al, 2007) ;

dans le sol engorgé d’eau, le fer (III) est réduit en fer (II) procurant au sol une couleur

gris-bleutée (VIZIER, 1971) et ;

dans l’eau et les liquides physiologiques des êtres vivants, l’eau est à la fois

l’environnement où se passe la réaction, mais aussi, elle est l’élément le plus essentiel

de tous les éléments participants (SCHWEDES, 2008).

Elles sont souvent utilisées dans des différents procédés chimiques industriels comme

dans la fabrication des piles électrochimiques, de l’alcootest à usage unique, dans les stations

d’épuration d’eau pour éliminer les éléments toxiques comme le cyanure, le chromate et le

nitrite. (KREMER et al, 2007)

Dans le cas de la LGA, les réactions redox sont utilisées dans le traitement d es eaux usées

de l’usine. Le but est de diminuer le taux du MBS (méta-bisulfite) rejeté dans la nature afin de

se conformer aux normes bio. Pour ce faire, les eau usées sont traitées par l’hypochlorite pour

neutraliser les résidus de MBS afin de pouvoir rejeter les eaux. (TSILAVINDRANTO, 2010)

1.3.2. Définitions des mots clés

Le terme « oxydoréduction » découle des deux notions suivantes : réduction et

oxydation. Auparavant, toute réaction d’une substance avec l’oxygène a été appelée oxydation

(du latin oxygenium). Le retour à l’état initial est la réduction (KREMER et al, 2007). Grâce à

des recherches approfondies et des possibilités techniques actuelles, des nouvelles définitions

ont été trouvées. Et cela nous ramène à définir les termes importants :

Oxydant : « une espèce susceptible de capter des électrons (accepteur d'électrons).

(CANCIANI, 2008)

Réducteur : « une espèce capable de libérer des électrons (donneur d'électrons).

(CANCIANI, 2008)

Couple redox ou couple oxydant/réducteur : « ensemble formé par un oxydant et un

réducteur qui se correspondent dans la même demi-équation rédox. »

Oxydation : « réaction au cours de laquelle une espèce perd un ou plusieurs électrons »

(ANONYMES, date inconnue)


8

Réduction : « réaction au cours de laquelle une espèce gagne un ou plusieurs

électrons » (ANONYMES, date inconnue)

Comme dans les systèmes aqueux, les électrons n’apparaissent jamais librement, le

processus d’oxydation et le processus de réduction ne peuvent avoir lieu l'une sans l'autre ;

l’oxydation libère toujours exactement le nombre d’électrons consommés par la réduction.

Alors l’''oxydoréduction'' se définit comme les processus simultanés et conjugués de réduction

et d’oxydation. (KREMER et al, 2007)

1.3.3. Principe

1.3.3.1. Equilibre d’une équation redox

Pour pouvoir écrire et équilibrer correctement une équation redox, il est primordial de

suivre ces quelques règles :

repérer les couples redox qui entrent en jeu dans la réaction, ensuite calculer leur NO

(nombre d’oxydation) ;

écrire les équations des demi-réactions des éléments mis en jeu ; (GEDEON et

KOZAK, 2007)

assurer la conservation des éléments autres que H et O ;

calculer la variation du nombre d'oxydation afin de déduire le nombre d'électrons « n »

à ajouter du côté de l'oxydant ;

assurer la conservation des charges en ajoutant en milieu acide et en milieu

basique et ;

assurer la conservation des éléments H et O par . (CONSTANS, 2011)

(Cf : annexe n°01)

1.3.3.2. Naissance de la tension électrique

Si un métal est plongé dans de l’eau ou une solution saline aqueuse, les atomes de

métal peuvent passer dans la solution sous forme de cations ou bien des cations se déposent

sur le métal. Dans le premier cas, les électrons libérés créent un excès d’électrons, dans le

deuxième cas un manque d’électrons. Le métal est donc chargé négativement ou

positivement. Il règne alors une tension électrique (une différence de potentiel) à la surface de

séparation entre le métal et le liquide (KREMER et al, 2007). Cette combinaison métal

solution constitue une demi-pile.


9

1.3.3.3. Notion de demi-pile

Une demi-pile est constituée par une solution d’oxydoréduction (un métal réducteur et

un oxydant ionique en solution), une solution d’électrolyte, et un métal conducteur

inoxydable.

1.3.3.4. Mesure du potentiel redox

Cette différence de potentiel aux bornes de cette demi-pile n'est pas mesurable

directement. Mais, il faut un système de référence constitué par une autre demi-pile, le

système hydrogène/acide chlorhydrique sous la forme d’une électrode étalon à l’hydrogène,

pour pouvoir la mesurer.

Exemples : le cas d’une solution de sulfate de Zinc

Zn

Zn + +

Pour calculer cette différence de potentiel qui règne à la surface de la solution de zinc

par rapport à l’électrode de référence à hydrogène. La formule de NERNST est appliquée.

Formule de NERNST d’après BENEZECH en 1958 :

E = - , or [

D’où, l’expression de la différence de potentiel entre le métal et la solution :

E = - - ; Posons E0 = -

Cela va donner : E= E0 - , ce qui revient à E = E0 +

Avec E= potentiel redox de la solution exprimée en Volt (V)

E0 = potentiel normal du couple redox par rapport à l’hydrogène de référence, en Volt (V)

R= constante du gaz parfait

T= température en degré Kelvin (°K= 273 + X°C)

n= nombre d’électrons échangés

F= nombre de Faraday

K= constante d’équilibre de la réaction

Pour la solution de Sulfate de Zinc, la formule de NERNST va s’écrire comme suit :

E = E1 – E2, avec E1 = E0 ( ) + et E2= E0 ( +


10

Avec E0 ( = 0, et n (nombre d’électrons échangés)= 2, et F (charge portée par

un électron)= 96500 coulomb et à 25°C, R (constante du gaz parfait) = 8,32. En passant par la

propriété du logarithme Népérien et du logarithme à base 10 (ln[X]= 2,3 x log [X]). Alors,

l’équation s’écrit finalement comme suit (GAUCHARD, 2010):

E= E0 ( ) +

Pour la mesure du potentiel redox des bacs d’élevage larvaire, un système de référence

constitué d’Ag/AgCl a été utilisé. Alors, pour ajuster la valeur par rapport à l’hydrogène de

référence, une valeur de + 0,2 V (200 mV) a du être ajouté à la valeur affichée par l’appareil.

(HASS, 2010)

1.3.4. Utilisation de suivi du potentiel redox

En voyant l’importance des réactions redox partout où elles se trouvent, beaucoup de

chercheurs se sont lancés dans cette voie. C’est ainsi que le suivi du potentiel redox devient

un outil indispensable pour l’homme dans plusieurs domaines.

Dans le domaine de la pédologie, la mesure du potentiel redox du sol constitue un outil

pour repérer les zones de réduction où il y a un risque d’intoxication des plantes par des

nitrites ou par une forte concentre de fer (II) (VAN PRAAG et WEISSEN, 1982). En plus

c’est un indicateur de l’hydromorphie et de l’état d’oxygénation du sol (VIZIER, 1971).

Dans le domaine de la médecine humaine, le suivi du potentiel redox des différents

liquides physiologiques (sang, salive, urine) est devenu un outil pour déterminer l’état de

santé de l’individu. Grâce aux recherches sur la Bioélectronique de Louis Claude Vincent,

ses collaborateurs et d’autres chercheurs qui ont continué sur cette voie, la notion de terrain a

pu être définie. Cela prévaut le développement de certaines maladies ou les points d'équilibre

sanitaire (DANZE, 2011). En effet, selon les résultats de ces recherches, il existe cinq zones :

la zone 0 de parfaite santé, la zone 1 milieu acide-réducteur favorable aux algues vertes et

vitamines, la zone 2 milieu acide-oxydé favorable aux mycoses et champignons, la zone 3

milieu alcalin-oxydé favorable aux virus, la zone 4 milieu alcalin-réducteur favorable aux

algues brunes et aux microbes pathogènes. (ANONYMES, date inconnue) [voir annexe n°02]

Depuis quelques années, la mesure du potentiel redox constitue un outil de

surveillance de la qualité de l’eau d’une piscine ou d’un aquarium. Pour la surveillance de la

qualité de l’eau de la piscine en particulier, la mesure du potentiel redox associée au pH est

une indication de la capacité désinfectante de l’eau, donc de son état sanitaire. Plus le

potentiel est élevé, plus l’eau a de pouvoir désinfectant (BARET, 2009).


11

En aquariophilie, la mesure du potentiel redox est un outil d’une importance capitale

car elle renseigne sur le fonctionnement du système et sert d’indicateur de qualité de l’eau de

l’aquarium. Un potentiel redox élevé est la preuve d’un bon fonctionnement du système

aquarium, tandis qu’un redox faible est synonyme de détérioration de la qualité de l’eau due à

la dégradation des matières organiques. Cette dégradation fournit des produits toxiques

comme l’ammoniac ou le nitrite qui vont entraîner la mort des poissons. (AQUARIUM wiki,

2011)

En aquaculture, la mesure du potentiel redox est souvent associée à la mesure de la

quantité de l’acide sulfurique afin de déterminer l’état de la vase des bassins. Le même

procédé est pratiqué pour déterminer l’impact environnemental de l’aquaculture sur les côtes

des régions environnantes. Pour cela, le potentiel redox des sédiments est mesuré afin de

savoir le niveau de toxicité pour les faunes qui y habitent : 0 à 300 mV non toxique ,

-100 à 0 mV niveau de toxicité acceptable, < -100mV très toxique. (NOVA SCOTIA, 2006)

1.3.5. Bioélectronique de Vincent (rH2)

Le potentiel d’oxydoréduction d’une solution se mesure en millivolt. Mais pour une

formulation plus élaborée et plus parlante, le Professeur VINCENT L.C a préféré utiliser le

rH2. En effet, le rH2 est une expression plus scientifique du potentiel redox d’une solution,

qui implique le potentiel redox E et le pH de la solution. Il se calcule comme suit :

rH2 = (E x 33,3) + 2pH ; Avec E exprimé en Volt (DANZE, 2011)

C’est ainsi que le professeur a élaboré une échelle, allant de 0 à 42. Pour une valeur de

rH2 comprise entre 0 et 28 le système est réductrice et entre 28 et 42 le système est oxydant et

un rH2 égal à 28 correspond à la neutralité d’oxydoréduction.

1.3.6. Redox un outil parfaitement adapté au mode de production de la LGA

En aquaculture, l’eau a une importance capitale car elle constitue le milieu de vie mais

aussi une sorte de liquide physiologique pour les animaux. Alors pour le bien être de ces

derniers, cette eau doit avoir de très bonnes qualités tant physico-chimiques que

microbiologiques. Pour les larves de crevettes qui sont dépourvues de défense immunitaire,

une eau de très bonne qualité microbiologique est de rigueur pour les pré server contre les

maladies. Alors, pour l’élevage larvaire, le contrôle et l’élimination des germes pathogènes

s’avèrent nécessaires. Dans la crevetticulture conventionnelle, l’utilisation des antibiotiques

constitue l’outil principal pour contrôler le développment de la flore microbienne.


12

Pour la production biologique comme le cas de la LGA, l’utilisation d’antibiotiques

est interdite. Alors pour contrôler l’évolution de la population microbienne de ses bacs, elle se

doit d’utiliser une autre méthode. Le suivi du redox semble être le plus approprié car il permet

de prévoir l’évolution de la population microbienne du bac. Une fois que le redox du milieu se

rapproche des conditions favorables au développement des microbes pathogènes, des mesures

doivent être prises au plus vite pour le rectifier. (Voir annexe n°02). Cet outil va permettre de

pratiquer l’élevage larvaire des crevettes sans avoir recours à l’antibiotique. Alors, le suivi du

redox est un outil qui va convenir parfaitement aux objectifs de la LGA. Non seulement, il va

augmenter le taux de survie à la sortie de l’élevage larvaire mais il va lui permettre de

produire des larves BIO.

1.4. PROBLEMATIQUES

En produisant « Bio », la LGA est obligée à la contrainte de se soumettre à certaines

exigences. Parmi ces dernières, il y a l’interdiction d’utilisation d’antibiotiques et d’hormones

de croissance durant les différentes étapes de production. Comme les larves sont dépourvues

de moyen de défense, alors elles sont à la merci des microbes pathogènes sans les

antibiotiques qui leur viennent en aide. C’est ainsi que le taux de survie des larves est passé de

90% à un taux compris entre 30 et 50% selon la saison. (LGA, 2011)

A cela s’ajoute, l’arrivée de la White Spot sur nos côtes, et l’aquaculture malagasy est

de nouveau confrontée à un énorme problème, mais les producteurs malagasy sont dans

l’obligation de produire plus depuis que les crevettes se vendent plus chers sur le marché

international. En effet, les crevettes de Madagascar gagnent en qualité et elles sont

énormément appréciées par les consommateurs européens. Preuve que le Gambas Bio de la

LGA est élu saveur de l’année dans la catégorie de produits de la mer depuis l’année 2008

jusqu’à 2012. (SAVEUR DE l’ANNEE, 2012)

Bénéficiant de cette distinction, les Gambas Bio de la LGA se vendent plus chèrs par

rapport aux autres produits. Alors, il est dans l’intérêt de la société de produire plus pour avoir

le maximum de profits, et cela doit débuter au niveau de l’élevage larvaire. Vu la taille de

l’enjeu économique et zootechnique, la question suivante se pose: « Est-ce que la maîtrise de

l'outil redox va permettre de bien suivre l'évolution de l'écosystème dans le bac

d'élevage larvaire, en vue de l’amélioration du taux de survie des larves avant leur

transfert en nursery? »


13

Pour répondre à cette question, la définition des quelques objectifs de l’étude menée

va essayer de répondre à cette question. L’objectif global est d'utiliser le redox comme tableau

de bord de l'élevage larvaire. Afin d'arriver au but final, l'objectif global est subdivisé en trois

objectifs spécifiques :

définir tous les facteurs susceptibles de provoquer la variation du redox ;

déterminer un intervalle de confiance de la valeur du redox pour chaque stade de

développement larvaire et ;

tracer une courbe d'évolution typique du redox au cours de l'élevage larvaire.

Pour atteindre les objectifs fixés, il s’avère primordial de vérifier les hypothèses

suivantes :

les moyens existants permettent de manipuler tous les facteurs susceptibles de

provoquer la variation du redox et ;

les données recueillies sont suffisantes pour faire les traitements statistiques

(intervalles de confiance, traçage d'une courbe,...).

.

MATERIELS

ET

METHODES


14

2.1. METHODOLOGIE DE REALISATION DU TRAVAIL

Pour pouvoir mener à bien cette étude, un protocole de recherche a été mis en œuvre

au préalable. Il va définir les lignes directrices : détermination des différents objectifs et

description de la méthode d’investigation adoptée.

2.1.1. Recherches bibliographiques

Tout d’abord, des recherches bibliographiques ont été faites au sein des différents

centres de documentation (Bibliothèque de l’ESSA, bibliothèque universitaire, CITE

Ambatonakanga, Ministère de la Pêche et des Ressources Halieutiques,…) et des recherches

sur internet. Ces recherches sont surtout axées sur l’aquaculture de crevettes et du Penaeus

monodon en particulier. Ensuite, des recherches plus approfondies ont été effectuées sur la

qualité de l’eau notamment l’effet des différents paramètres physico-chimiques sur la vie

aquatique. Elles se terminent par la consultation des archives de LGA enfin de pouvoir définir

la situation actuelle de la société et c’est à partir des résultats de ces recherches que les

problématiques ont été identifiées.

2.1.2. Travail sur terrain

Le travail sur terrain a été divisé en deux phases : la phase d'acclimatation avec les

appareils de mesure et le système redox pour une durée d’un mois et demi. Elle a débuté par

un suivi du redox de tous les bacs d'élevage (larvaire I, larvaire II). La phase suivante

comprend deux parties : le suivi du redox de tous les bacs d'élevage (larvaire I, larvaire II,

Bio-essai) et la partie manipulation en vue de déterminer l'effet de variations de certains

paramètres sur le redox du milieu.

La présentation de l'étude va débuter par les différentes manipulations effectuées au

cours du stage. Elle a pour but de déterminer l'effet de certains facteurs sur le redox. Ensuite,

le suivi du potentiel redox de tous les bacs d'élevage larvaire et elle se termine par la

description du traitement des données.


15

2.2. Materiels et moyens utilises

Cette partie va être consacrée à la description des matériels utilisés durant la

réalisation de l’étude. Pour ce faire, une brève présentation de l'écloserie de la LGA suivie des

moyens humains, la description des matériels des mesures et des larves de crevettes. Puis on

enchaîne avec la collecte des données et la description des méthodes pour le traitement des

données.

2.2.1. Ecloserie de la LGA

L'écloserie de la LGA se trouve au Nord-Ouest de Madagascar dans le village

d'Ambovonaomby, Commune Mosorolava, District d’Antsiranana II, Région DIANA. Elle se

localise à 15 Km au Nord de la ferme. D'après la localisation identifiée, les coordonnées

géographiques sont les suivantes : 12°43'57.63"S, 48°54'11.24"E. L’emplacement de

l’écloserie doit être assez loin de la ferme pour diverses raisons. Pour le bon fonctionnement

de cette dernière, elle a besoin d’une eau de salinité similaire à celle de l’eau en haute mer. En

plus, elle a besoin d’une eau de très bonne qualité physico-chimique et microbiologique pour

la réussite de l’élevage des larves. Alors, si elle est trop proche de la ferme, l’eau risque d’être

polluée par les eaux souillées de la ferme. Mais, ce ne sont pas les seuls critères nécessaires

pour l’emplacement d’un site d’écloserie. Pour valider le choix, les critères climatiques

doivent être pris en compte comme une pluviométrie régulière avec une assez courte saison

sèche et une faible amplitude de variation thermique durant toute l’année (AVALLE et al,

2003). Elle a une capacité de production de 100 000 000 de larves.

L'écloserie de la LGA est composée de quatre grandes unités de production, à savoir :

l'unité maturation formée par l’unité de maturation proprement dite et l'unité

pondoir/éclosoir ;

l'unité d'élevage larvaire et la salle BIO-ESSAI, munie d’une unité de production

d'Artémia ;

l’unité nurserie composée également d’une unité de production d'Artémia et ;

l’unité production d'algues.

L'écloserie possède aussi un laboratoire microbiologique sur place et d'un laboratoire

PCR (Réaction en chaîne par polymérase) à la ferme.

Comme l’étude concernée est axée sur l’unité d'élevage larvaire de la LGA. Une description

détaillée s’avère indispensable et nécessaire. Il s’agit entre autres de : l’élevage larvaire et du

bio-essai.


16

2.2.1.1. Unite d’elevage larvaire

L'écloserie possède trois salles d'élevage larvaire : LARVAIRE I, LARVAIRE II,

LARVAIRE III et une salle de BIO-ESSAI. Une salle d'élevage larvaire doit avoir

obligatoirement accès à l'eau douce et à l'eau de mer d’un côté et de l’autre un réseau

d’aération. A chaque sortie ou entrée d'une salle d'élevage, il y a toujours un pédiluve et une

pichette contenant d'alcool à 70° pour désinfecter les pieds et les mains dans le respect de la

biosécurité.

2.2.1.1.1. Larvaire I

La salle d'élevage larvaire est un bâtiment à part entière. La construction est en dur

avec des mûrs vingt deux centimètres (22) en parpaing, de la toiture en tôle galvanisé et du sol

en béton. Elle a une dimension de 32 m de long et 16 m de large soit une surface de 512 m²

avec une orientation Sud/Nord. Une porte se trouve sur la face Sud et une autre sur la face

Nord, sur les côtés, les ouvertures sont matérialisées par quelques fenêtres. L’infrastructure se

subdivise en trois parties. Il est composé d’un local technique, d’un compartiment d'élevage

larvaire proprement dit, et de deux salles de production d'Artémia.

2.2.1.1.1.1. Local technique

Il comprend un petit compartiment de 16 m X 2,5 m qui s'étend le long de la largeur

de la partie Nord du bâtiment. Il sert de tour de contrôle pour l'élevage larvaire. C'est là

dedans que les matériels sont rangés, dans une cloison parfaitement isolée. L'autre cloison qui

se communique directement avec la salle d'élevage est équipée de quelques matériels très

importants pour la bonne marche des opérations. Il s’agit entre autres de :

un microscope optique de marque NIKON servant à l'observation des larves ;

un tableau de bord marqué par les paramètres, les stades, les comptages de tous les

bacs d'élevage larvaire ;

une balance de précision, de 5 000 g marque PIONNEER avec une résolution de 0,1 g

et une précision de ± 0,1 g, utilisée pour le pesage des aliments ;

un petit réfrigérateur de 150 l pour servir de stockage temporaire des aliments en

attendant l'heure de distribution et ;

un évier pour le nettoyage des petits matériels.


17

2.2.1.1.1.2. Salle d’elevage larvaire

La salle d’élevage larvaire I est équipée de douze bacs larvaires de 10 de couleur

verte avec un fond blanc. Ils ont une forme ovale dont la moitié est enfouie dans le sol en

béton. Ces bacs sont en résine et ils ont été fournis par la société POLYMA. I ls sont disposés

en deux rangées de six bacs : sur le côté Est, on trouve les bacs portant des numéros impairs

(11-09-07-05-03-01) qui se trouvent en parallèles avec les bacs portant les numéros pairs (12-

10-08-06-04-02).

Chaque bac est équipé des matériels suivants :

un tuyau de remplissage d'eau de mer relié à un réseau puisant sa source dans le

réservoir d'élevage larvaire ;

un tuyau d'eau douce pour le lavage du bac, assemblé à un réseau d'eau douce puisant

également sa source dans le réservoir d'élevage larvaire ;

un conduit d'aération en tuyau PVC sur le fond du bac relié à un réseau d'air alimenté

par un suppresseur propre à la larvaire I ;

deux lampes constituées chacune par deux tubes néons de 40 watts pour l'éclairage

permanent du bac ;

deux résistances chauffantes pour le chauffage ;

une sonde à température reliée à un coffret électrique pour rallumer ou éteindre

automatiquement les chauffages enfin de réguler la température de l'eau dans un

intervalle programmé dans l'appareil ;

un seau en plastique de 10 L contenant de l'eau chlorée muni d’un bécher de 1L

servant pour l'observation à l'œil nu et au comptage, et un gobelet en plastique de 1L

pour prendre les échantillons et ;

le bac est muni d'un trou central, servant au vidange du bac, bouché par un tuyau PVC

durant l'élevage pour éviter la fuite de l'eau.

En plus des lampes au-dessus de chaque bac, la salle est éclairée en permanence par

des lampes à néon.


18

2.2.1.1.1.3. Salle de production d 'artemia

Les salles de production d'Artémia ne se communiquent pas directement avec la salle

d'élevage larvaire. Il en existe deux d'une dimension de 16 m X 2,5 m chacune, qui longe la

largeur de la face Sud du bâtiment comme une sorte de poche de part et d'autre de l'entrée de

la salle d'élevage larvaire. Chaque salle est équipée de quatre bacs coniques peints en noir

sauf un petit rectangle transparent de 50 cm X 30 cm au fond.

Le bac est en résine d'une capacité de 1,3 . Il possède un trou de vidanges centrales

et un trépied. C'est une annexe de la salle d’élevage larvaire I avec une même alimentat ion

d'eau douce, d'eau de mer et d’aération. Jusqu'à maintenant la production d'une seule salle est

suffisante pour assurer le besoin en Artémia de l'élevage larvaire.

2.2.1.1.2. Larvaire II

La salle d'élevage larvaire 2 est une pièce du bâtiment de maturation. Elle se trouve à

la partie Est de ce dernier. Elle a une dimension 18 m X 13 m soit une surface de 234 m². Elle

s’ouvre sur un seul côté à l'Est. Comme chez l’élevage larvaire I, à l'entrée, il y a un pédiluve

et une pichette à alcool.

La salle est équipée de dix bacs de 17 avec la surface extérieure peinte en vert et la

face interne en blanc. Ils ont une forme ''U'' et sont déposés immédiatement sur le sol en

béton. Ces bacs sont également disposés sur deux rangées face à face, soit cinq bacs par

rangée avec les bacs de numéro pair sur le côté Ouest (14-16-18-20-22) et les bacs de numéro

impairs en face (13-15-17-19-21). En raison de la hauteur des bacs, des estrades sont montées

entre deux bacs successifs pour faciliter les interventions.

Il faut noter que les bacs sont fabriqués dans l'atelier de la LGA par des artisans sous

contrat avec la société. Les bacs sont également en résine renforcés par des armatures en bois.

Les bacs sont équipés de la même façon que celui de l’élevage larvaire I, avec quelques

petites différences : trois lampes par bac au lieu de deux, le trou de vidange se trouve à l'avant

du bac.


19

2.2.1.1.3. Larvaire III

La salle est également une pièce du bâtiment de maturation qui se trouve à la façade

Nord de ce dernier. Elle s'ouvre d'un seul côté au Nord par l'intermédiaire d'une seule et

unique porte. Elle est plus petite que la salle 2 avec une dimension de 13 m X 10 m soit

130 m².

La salle III est occupée par six bacs de 17 , avec une surface extérieure peinte en

bleu et la face interne en blanc. Ils ont aussi une forme ''U'' et sont déposés immédiatement sur

le sol en béton. La disposition est en deux rangées l'une en face de l'autre, soit trois bacs par

rangée. Ces bacs sont faits de résine avec des armatures en bois pour les renforcer. Ils sont

également fabriqués dans l'atelier de la LGA et ils sont équipés de la même façon que ceux de

la salle II.

2.2.1.2. Bio-essai

Le Bio-essai est la salle à coté de la larvaire II, au Sud de ce dernier. Il s'ouvre du coté

Est par l'intermédiaire d'une seule et unique porte. C'est une pièce qui fait 4,5 m de large et

16 m de long. Elle dispose d'un petit local technique équipé d'un tableau blanc où sont inscrits

tous les paramètres d'élevage de chaque bac.

La salle est équipée de six bacs d'Artémia et de six lampes, dont chaque lampe est

constituée par deux tubes à néon de 40 watts, qui éclairent en permanence la salle. Ces six

bacs sont disposés en deux rangés de trois bacs. L'aération du bac est tirée d'un petit tuyau en

plastique dont le bout est attaché au tuyau central qui bouche le trou de vidange et, l'autre bout

prend sa source au réseau d'air de la salle.

2.2.2. Matériels humains

2.2.2.1. Equipe production de l’écloserie

Pour veiller à la bonne marche des activités de l’écloserie, l’écloserie de la LGA

dispose de trois équipes : l’équipe production s’occupant de la partie élevage, l’équipe

maintenance s’occupant de l’entretien et de la maintenance des matériels d’élevage et l’équipe

administration.

Dans cette étude, l’attention se porte uniquement sur l’équipe production. Tout en haut

de la hiérarchie, le directeur de l’écloserie, le premier responsable de l’écloserie. Ensuite son

adjoint, le responsable maintenance et le responsable base vie. Pour s’occuper de la

production, l’écloserie de la LGA dispose de huit (8) techniciens.


20

Ils sont affectés dans les différentes unités de production de la manière suivante :

quatre techniciens accompagnés de six ouvriers pour la maturation ;

deux techniciens et quatre ouvriers pour l’élevage larvaire ;

une technicienne et cinq ouvriers pour la production d’algues et le laboratoire

microbiologie et ;

un technicien et trois ouvriers pour la nurserie.

2.2.2.2. Equipe de l’élevage larvaire

Les techniciens ont comme rôle de bien veiller à la bonne marche de leur unité. Leurs

tâches consistent à faire les observations quotidiennes de l’évolution des larves (à l’œil nu et

sous microscope), à formuler les rations quotidiennes et à coordonner les tâches attribuées aux

ouvriers.

Les ouvriers s’occupent des tâches qui leurs sont attribuées. Ces tâches consistent à

relever tous les paramètres d’élevage (température, salinité, pH, redox), le comptage des

larves, la distribution des aliments (algues, granulés et Artémia), le nettoyage et la préparation

des bacs, le nettoyage de la salle et la préparation des nauplii d’Artémia.

2.2.3. Materiels de mesure

Pour relever les paramètres de tous les bacs d'élevage larvaire, quatre types

d'appareil sont utilisés entre autres: deux redox-mètres, un pH-mètre, un réfractomètre et

oxy-mètre.

2.2.3.1. Redox-metre

Pour mesurer le potentiel redox dans les bacs d'élevage, deux redox-mètres de même

marque et de même modèle sont mis à disposition. Il est produit par GREISINGER

ELECTRONIC, modèle GMH 3530.

2.2.3.1.1. Description appareil

C'est un appareil portable de dimension 142 mm x 71 mm x 26 mm pesant à peu près

164 g. Il possède un écran numérique LCD avec un affichage 12,5 mm ou 7 mm de haut po ur

visualiser les données. Comme source d'énergie, il a besoin d'une pile plate de 9 V. Cet

appareil peut mesurer plusieurs paramètres (le redox ou le pH et la température) selon le type

d’électrode utilisée. Dans l’étude menée, l'appareil est utilisé uniquement pour la mesure du

potentiel redox.


21

L'appareil a une plage de mesure entre : -1999 mV et +2000 mV avec une marge

d'erreur ± 0,1% et si on ramène ces valeurs par rapport à l'électrode standard à hydrogène,

l'intervalle est de : -1792 à +2207 mVH, à 25°C. (GREISINGER ELECTRONIC, 2009)

Source : GREISINGER ELECTRONIC, 2009

Figure n° 01 Redox-mètre GMH 3530

2.2.3.1.2. Description électrode

Comme sonde à redox, le modèle GE 105 est utilisé avec le système de référence

argent/chlorure d’argent (Ag/AgCl). Voici les caractéristiques de la sonde : l’électrode

métallique est en platine de 6 mm de diamètre baignant dans une solution d'électrolyte (KCl

de 3M/L) ; l'ensemble se trouve à l'intérieur d'une tige en plastique de 120 mm de long avec

12 mm de diamètre. La sonde a une plage de mesure de ± 2000 mV et fonctionne dans un

intervalle de température comprise entre 0et 80°C. Cette sonde a une durée de vie de un an

mais le fabricant donne une garantie de six mois. (CONRAD, 2005)

Cinq sondes différentes ont été utilisées. Des numéros ont été attribués pour les

identifier : 06, 07, 08, 09, 10. Les sondes n°06 et 07 ont été utilisées au début de l’étude c'est-

à-dire à la fin du cycle 47 et les sondes n°08, 09 et 10 ont été utilisées durant le cycle 48. Mais

au bout de quelques mesures, la sonde n°10 est retirée car elle donne une valeur trop faible.

Alors, seuls les résultats des sondes 09 et 08 sont gardés pour le suivi du redox de l'élevage

larvaire.


22

Pour le suivi du redox de la salle Bio-essai, seule la sonde n° 09 a été utilisée pour

éviter la variation apportée par les sondes.

Figure n° 02 Electrode redox GE 105

Source : GREISINGER ELECTRONIC, 2009

2.2.3.1.3. Quelques consignes d'utilisation

Les électrodes doivent être rangées dans des locaux secs à des températures entre 10°C

et 30°C. A une température inférieure à - 5°C, il y a risque de destruction des électrodes en

raison du gel des électrolytes. L’électrode doit être conservée dans son capuc hon de

protection contenant une solution de 3 mol/L de KCI. Avant chaque mesure, il convient de

nettoyer soigneusement les électrodes avec de l’eau distillée. Entre les mesures et après

chaque usage, l’électrode doit être rincée soigneusement. (GREISINGER ELECTRONIC,

2009)

2.2.3.1.4. Etalonnage sonde

Chaque matinée et en début d'après-midi avant de faire les mesures, les sondes doivent

être étalonnées. L'opération consiste à plonger la sonde dans une solution test (GRP 100).

Ensuite, la lecture est faite pour pouvoir comparer cette valeur avec la vraie valeur du redox

pour cette solution à la même température. Le but est de déterminer l’écart entre le résultat de

mesure de la sonde par rapport à l’étalon. Cet écart va être ajouté aux résultats de mesure afin

de corriger les erreurs dues à l’usure de l’électrode.


23

2.2.3.2. pH-Mètre

2.2.3.2.1. Description

Pour la mesure du pH, nous disposons d'un seul appareil. C'est un appareil de marque

HANNA, modèle pHep®5. C'est un pH-mètre portable à affichage numérique dont voici la

description :

dimension 163 mm x 40 mm x 26 mm ;

poids : 100 g environ ;

source d'énergie quatre piles boutons de 1,5 V et ;

Un appareil plongeur.

Il mesure à la fois le pH et la température. Pour le pH, la plage de mesure est de -2 à

16. Il est muni de deux types d'électrodes : la première a une résolution de 0,01pH et le

second 0,1 pH avec respectivement une marge d'erreur de ±0,05 et ±0,5. Dans le cas de

l’étude menée, la première électrode a été choisie. La température peut être affichée soit en °C

ou °F, et dans le cas de l’étude, le °C a été préféré au degré °F. Pour ce paramètre, sa plage de

mesure est entre -5 et 60°C. La résolution est de 0,1°C avec une marge d'erreur de ±0,5.

(HANNAINST, 2010)

Figure n° 03 pH-Mètre

Source : HANNAINST, 2010

2.2.3.2.2. Calibrage

Le calibrage s’avère nécessaire une fois par jour pour avoir des mesures fiables. Pour

cela, deux points de repère sont considérés en servant deux solutions tampons standard

différentes. Il existe plusieurs solutions tampons, pH 4,01 ; 7,01 ; 10,01 ; 6,86 ; 9,18, mais

pour le calibrage de l’appareil, les solutions tampons pH 4,01 et 7,01 ont été utilisées.

Première étape : l'appareil est plongé dans la solution 7,01. Ensuite, le pH-mètre est

agité jusqu'à ce que la valeur du pH affichée se stabilise. Puis, après trois secondes

(3s) d’appui sur le bouton ''off'', l'appareil finit par enregistrer la valeur et demande

d'utiliser la solution suivante.


24

Deuxième étape : l'appareil est retiré de la solution 7,01. Ensuite, le rinçage est opéré

avec de l'eau distillée et il est essuyé avant de le plonger dans la solution 4,01. Puis,

l'appareil enregistre les données.

Troisième étape : le capuchon de l'appareil est préparé tout en mettant un coton

hydrophile imbibé de solution hanna 70300. Cette manipulation sert à conserver

l'électrode de mesure du pH. Après avoir retiré l'appareil de la solution 4,01. Il est

rincé avec de l'eau distillée puis essuyé et remis dans le capuchon. Maintenant,

l'appareil est prêt à l'emploi.

Figure n° 04 Solution de calibrage du pH-mètre

Source : HANNAINST, 2010

2.2.3.3. Refractomètre

2.2.3.3.1. Description de l’appareil

Pour la mesure de la salinité, un réfractomètre portable a été utilisé. C’est un petit

appareil qui pèse quelques centaines de gramme et il sert à mesurer l’indice de réfraction d’un

liquide un fois qu’il est exposé à la lumière. Cet appareil est spécialement conçu pour mesurer

la teneur en sel de l’eau. Il affiche à la fois la salinité (‰) et la densité. Pour la salinité, la

plage de mesure est de 0 à 100‰ avec une résolution de 1‰ et une marge d’erreur de ±1‰.

Pour la mesure de la densité, la plage de mesure est de 1.000 à 1.070 avec une résolution de

0,001 et une marge d’erreur de 0,001. Il a une dimension 194 mm x 38 mm x 38 mm et pèse

environ 227g.(EXTECH INSTRUMENT, 2003)


25

Figure n° 05 Réfractomètre portable

Source : www.alibaba.com

2.2.3.3.2. Consignes d’utilisation

Avant chaque utilisation, il faut toujours passer au calibrage de l’appareil. Pour ce

faire, quelques gouttes d’eau distillée sont déposées sur le prisme de réfraction, ensuite le

prisme mobile d’éclairage est fermé. Puis il faut se mettre en face d’une source de lumière

blanche et les chiffres se lisent sur l’oculaire : la mesure affichée. Pour l’eau distillée, la

salinité est égale à 0‰ et l’ajustement de la valeur doit se faire à l’aide de la vis de réglage.

Enfin, l’appareil est essuyé à l’aide d’un chiffon propre et sec. Et, maintenant il est prêt à

l’emploi (HANNA-France, 2005). Pour la mesure de la salinité d’une solution aqueuse, il

suffit de répéter les manipulations décrites précédemment.

Comme l’eau distillée ne se trouve pas à la même température que l’eau des bacs

d’élevage larvaire. Alors, cela risque fort d’erroner les résultats, mais cette erreur est

négligeable vu que l’appareil est muni d’un correcteur de température automatique. Alors, les

résultats de mesure sont fiables.

2.2.3.4. Oxy-Mètre

Pour la mesure du taux d’oxygène dissous, un oxy-mètre de marque YSI pro a été utilisé.

Il mesure à la fois le taux d’oxygène dissous, le taux de saturation en oxygène, la température

et la pression de l’eau. C’est un appareil portable à affichage numérique dont voici la

description :

Dimension : 8.3 cm x 21.6 cm x 5.6 cm

Poids : 475 grammes

Un appareil plongeur

Une autonomie de 450 heures


26

Tableau n° 01 Spécificité du modèle YSI pro 20

Paramètres Plage de mesure Précision Résolution

Saturation en

oxygène (%)

0 à 500 % De 0 à 200% : ± 2%

200 à 500% : ± 6%

0,1% ou 1% selon le

choix de l’utilisateur

Taux d’oxygène

dissous (mg/l)

0 à 50 mg/l 0 à 20 mg/l : ±0.2 mg/L,

20 à 50 mg/l : ± 0,6 mg/l

0.01 or 0.1 mg/l

Température -5 à 55 °C ±0.3°C 0.1°C

Pression 400 to 999.9 mm Hg ± 5 mm Hg 0.1 mm Hg

Source : YSI, 2012

Figure n° 06 Oxymètre

Source : YSI, 2012

2.2.4. Matériels biologiques

Comme le thème se concentre sur l'élevage, le matériel biologique est constitué

essentiellement par les larves allant du stade nauplius jusqu'au stade P8. Une heure après

l'éclosion, les nauplii sont récoltés par siphonage et sont transférés dans les bacs d'élevage

après les avoir comptés. Avant d’atteindre le stade P8, les nauplii passent par les stades

suivants : nauplius, zoé, mysis et enfin postlarve. Les descriptions de ces différents stades

vont constituer l’annexe n°07 de l’ouvrage.


27

Etant encore fragiles, les larves sont vraiment sensibles au moindre changement qui se

passe dans l’eau et elles sont plus vulnérables au moment des mues et des métamorphoses.

Alors, il est important de faire attention lors des moments clés comme le passage de N ii VI en

Z1 ou de Z3 en M1 ou de M3 en PL. En effet, durant cette période les larves se débarassent de

leurs carapaces qui les rendent vulnérables face à leur environnement. D’où, l’interêt de bien

surveiller le redox du milieu car le moindre changement brusque, est synonyme de stress, qui

peut entraîner une mort massive des larves

2.3. METHODOLOGIE ADOPTEE

2.3.1. Paramètres d’élevage

Avant de continuer, il est important de parler des différents paramètres d’éleva ge afin

d’éviter la confusion dans les détails. En dehors du potentiel redox, voici les autres paramètres

qui font l’état d’un suivi quotidien au sein de l’élevage larvaire de l’écloserie de la LGA : le

pH, la salinité et la température. Le taux d’oxygène dissous n’en fait pas partie, mais ce

paramètre va servir de support indispensable et nécessaire pour les manipulations.

2.3.1.1. Potentiel redox

Définition

Le potentiel redox (E) ou potentiel d’oxydoréduction est une grandeur

thermodynamique qui mesure le pouvoir oxydant ou réducteur d’un système redox. Il est

exprimé en volt, mais dans la pratique courante, il souvent exprimé en mV. Durant cette

étude, deux redox-mètres de marque GREISINGER ELECTRONIC ont été utilisés pour

mesurer ce dernier. Les appareils sont équipés chacun d’une électrode GE 105 servant

spécialement à mesurer le potentiel redox.

Mesure

Le capuchon de protection de l’électrode est retiré. Ensuite, la moitié de l’électrode est

plongée dans l’eau du bac ou dans l’échantillon servant à la manipulation. Une attente de dix

(10) minutes est à respecter avant de faire la lecture. Cela permet à la valeur affichée sur

l'appareil de se stabiliser. Cette dernière est enregistrée dans la fiche de suivi avec l'heure où

la sonde a été plongée. Enfin, l’électrode est rincée avec de l'eau distillée, essuyée avec un

chiffon propre avant de remettre le capuchon. Dans ce cas, elle est de nouveau prête pour la

mesure suivante.


28

2.3.1.2. pH

Définition

pH est un sigle qui signifie potentiel d’hydrogène. Il permet de mesurer d’une façon

indirecte la concentration des ions dans la solution. Dans la pratique, le pH mesure

l’acidité d’une solution. Son échelle s’étend de 0 à 14. Pour une valeur du pH comprise entre

[0 ; 7 [, la solution est dite acide et entre ] 7 ; 14], la solution est basique. Un pH égal à 7 est

synonyme de neutralité. Durant cette étude, la valeur du pH des différentes solutions aqueuses

a été mesurée à l’aide d’un pH-mètre électronique de marque HANNA.

Mesure

En attendant les dix minutes requises avant de faire la lecture du redox, le temps

permet de profiter pour la mesure des autres paramètres. Un échantillon de 100 à 150 ml de

l'eau du bac a été prélevé et versé dans un bécher de 250 ml. Ensuite, le capuchon de

protection des électrodes est enlevé avant de les plonger dans l'échantillon. Le pH-mètre est à

agiter doucement dans l'échantillon jusqu’à ce que les valeurs se stabilisent. Après la mesure,

la sonde est également rincée avec de l'eau distillée ensuite essuyée avant de remettre son

capuchon.

(Cf : annexe n°03)

2.3.1.2. Température

Une grandeur physique liée à la notion immédiate de chaud et froid. Elle est exprimée

en °C ou °F ou en °K. Sa mesure permet de déterminer le degré de froid ou de chaleur dans un

milieu. Lors de l’étude, elle a été mesurée à l’aide du même appareil qui a servi pour la

mesure du pH.

(Cf : annexe n°04)

2.3.1.3. Salinité

Définition

La salinité est la masse en grammes des substances solides contenues dans un

kilogramme d’eau de mer, les carbonates ayant été transformés en oxyde, les bromures et

iodures remplacés par leurs équivalences en chlorures, les matières organiques oxydées. Elle

est exprimée en g/Kg ou en ppt ou en ‰. Durant cette étude, elle a été mesurée à l’aide d’un

réfarctomètre portable.


29

Mesure

Une petite quantité de l'échantillon servant à la mesure du pH a été prélevée à l'aide

d'une pipette. Quelques gouttes sont déposées sur le prisme du réfractomètre. Ensuite, le volet

est fermé et la lecture est effectuée à travers l'oculaire. La valeur observée est enregistrée dans

le fiche de suivi. Puis, le prisme du réfractomètre est essuyé avec un chiffon sec et propre

avant de passer à la mesure suivante. Pour éviter les erreurs, il faut recalibrer de temps à

temps l’appreil.

(Cf : annexe n°05)

2.3.1.4. Taux d’oxygène dissous

Définition

Le taux d’oxyène dissous est le résultante des flux de production (diffusion de

l’oxygène atmosphérique et photosynthèse) et des flux de consommation (respiration et

dégradation des matières organiques). Il est exprimé en mole d’oxygène par kilogramme de

solution (mol/Kg), mais pour la nécessité de l’usage, il est exprimé en mol/l. Durant l’étude,

un oxy-mètre de marque YSI pro 20 a été utilisé pour déterminer la teneur en oxygène dissous

de l’eau.

Mesure

Pour ce faire, le cape de protection de la sonde est retiré. Ensuite, cette dernière est

plongée dans l’échantillon servant à la manipulation. Puis, une attente de deux (2) minutes est

à respecter afin que les valeurs se stabilisent. Ces dernières sont enregistrées dans une fiche de

suivi. Enfin, la sonde est retirée, rinceé avec de l’eau distillée avant de remettre le cape de

protection et l’appreil est de nouveau prêt pour la mesure suivante..

(Cf annexe n° 07)

2.3.2. Manipulations

Quelques expérimentations ont été réalisées pour déterminer l'effet de variations de

quelques paramètres sur le redox du milieu. Elles se focalisent sur trois paramètres d'élevage

(taux d'oxygène dissous, salinité et pH), et sur les aliments notamment l'a lgue et les nauplii

d'Artémia. Pour la température, aucune expérimentation n’a été menée, mais la détérmination

de la corrélation de cette dernière avec le redox est calculée à partir des résultats de suivi du

potentiel redox (Cycle 47, cycle 48, Bio-essai)


30

2.3.2.1. Manipulation des paramètres d'élevage (Taux d’oxygène dissous, salinité et pH)

Ces trois paramètres d'élevage sont choisis à cause de leur importance dans la biologie

des crevettes et que leurs valeurs évoluent beaucoup au cours de l’élevage larvaire. Certes, la

température est un facteur important dans la biologie des crevettes. Mais à cause du fait que le

chauffage est automatique, la température des bacs est assez constante au cours de l’élevage.

Vu que la température est constante alors son effet sur le milieu reste constant.

2.3.2.1.1. Manipulation I : pH et potentiel redox

Trois expérimentations ont été réalisées. Elles ont été supplées par l'observation de

l'évolution du pH durant d’autres manipulations afin de déterminer l’effet de la variation du

pH sur le potentiel redox du milieu.

Pour les deux premières expériences, les échantillons ne sont pas aérés. 10 L d'eau de

mer et de 200 ml de jus de citron vont servir des matières d’étude. Au début de la

manipulation, un point de départ ou état initial a été défini. Ensuite, 1 litre d’eau de mer a été

prélevée dans laquelle des gouttes de jus de citron ont été versées jusqu’à l’atteinte du pH

voulu. Enfin, la sonde redox est plongée pour faire la mesure. Des répétitions ont été

effectuées pour obtenir différentes valeurs de pH. Il est à noter que le pH-mètre est plongé en

permanence dans l'échantillon pour suivre l'évolution instantanée du pH.

Pour le troisième essai, un échantillon de 6 l d'eau de mer aérée et d'une solution de

HCl de 1mol/L au lieu du jus de citron ont été utilisés. L'acide chlorhydrique est versé goutte

à goutte dans l'échantillon de manière à faire descendre petit à petit le pH de ce dernier. A

chaque fois qu'une certaine valeur du pH est atteinte, une mesure s’en suit.

2.3.2.1.2. Manipulation II : taux d'oxygène dissous et potentiel redox

Six expérimentations ont été réalisées et les conditions sont toutes différentes. Toutes

les manipulations se sont passées de la même manière, mais seuls les échantillons font la

différence. La manipulation se fait comme suit : tout d'abord le redox et quelques paramètres

ont été mesurés afin de définir un point de départ. Ensuite, on procède à la manipulation soit

en augmentant soit en diminuant le bullage. Après avoir manipulé le milieu par la

modification du niveau de bullage, il est important d'attendre au moins dix (10) minutes, pour

que les changements se produisent avant de mesurer à nouveau les paramètres.


31

Voici les échantillons utilisés durant ces expérimentations :

6 litres d'eau de mer issue directement du réservoir d'élevage larvaire, utilisé lors de la

première expérimentation (06/05/12) et de la cinquième expérimentation (13/06/12) ;

un bac du bio-essai, le BE 19 a servi durant la seconde manipulations (10/05/12 ) et ;

6 litres d'eau de mer déjà utilisé dans d'autres manipulations (effet de l'algue ou des

nauplii d'Artémia sur le redox) et c’est le cas de la troisième, la quatrième et la

sixième expérimentation.

2.3.2.1.3. Manipulation III : salinité et potentiel redox

Pour déterminer l'effet de la variation de la salinité sur le redox quatre

expérimentations ont été menées. Pour la première manipulation, 5 L d'eau douce et 5 L d'eau

de mer, toutes les deux issues du réservoir larvaire, ont été utilisées. Elles sont laissées stagner

pendant quelques heures. Tout d'abord, le redox des deux échantillons est mesuré avant de

débuter les manipulations. Puis, l'eau douce et l’eau de mer sont mélangées dans un bécher de

1L. Cela permet d'avoir la salinité voulue et juste après, la sonde est plongée pour effectuer la

mesure du redox.

Les trois autres expériences se sont passées de la même manière. 5 L d'eau de mer et

de 2 L d'eau douce ont été utilisées. L'eau de mer est aérée pendant quelques heures tandis

que l'eau douce est mise au repos durant ce temps avant le début des manipulations. Tout

d'abord, les paramètres des échantillons sont mesurés pour avoir un point de départ. Ensuite,

la dessalure commence en additionnant judicieusement de l'eau douce. Le but est de faire

descendre la salinité d'une unité. Puis, une attente environ de dix minutes et les paramètres

sont mesurés à nouveau, et ainsi de suite jusqu'à atteindre une salinité de 30g/L.

2.3.2.1.4. Température et potentiel redox

Pour déterminer l’effet de variation de la température sur le redox, aucune

manipulation n’a été menée. Etant donné que les températures des bacs sont régulées

automatiquement. Alors, le meilleur moyen de s’y prendre est de jouer sur la variation de la

température durant la journée. En effet, très tôt le matin, la température dans le bac est assez

faible et elle remonte petit à petit pour atteindre le maximum en début d’après-midi.


32

Pour ce faire, les températures moyennes de la matinée et de l’après-midi sont

calculées, ainsi que les potentiels redox moyens pour chaque demi- journée. Ensuite, la

corrélation entre la température du bac et le potentiel redox est estimée en utilisant le test de

PEARSON. Enfin, l’écart moyen entre le résultat de suivi de la matinée et de l’après-midi est

aussi calculé afin d’apporter plus de précision sur le résultat.

2.3.2.2. Apport d’aliment

L’algue et le nauplii d’Artémia ont été choisis par le fait qu'ils sont distribués en

grande quantité dans l'élevage.

2.3.2.2.1. Apport d'Artémia

Quatre expérimentations ont été menées pour savoir l'effet de l'apport de nauplii

d'Artémia dans un milieu. Elles sont souvent accompagnées des manipulations sur l'effet de

l'addition d'algues sur le redox.

Les expériences s'étalent sur plusieurs jours du fait qu'il faut attendre plusieurs heures

pour obtenir les changements. Les nauplii d'Artémia sont ensemencés dans des échantillons

de 6 L d'eau de mer aérées en fin d'après-midi, après avoir pris un point de départ (état initial).

Le lendemain, la mesure est faite pour constater les changements. Un second ensemencement

de nauplii s’opère vers 09h00 du matin et l'après-midi vers 14h00, des légers changements

sont déjà constatés.

2.3.2.2.2. Addition d'algues

Les essais s'étalent aussi sur plusieurs jours. En tout, trois (3) expérimentations ont été

réalisées dont deux font suites à l'effet de l'ensemencement de nauplli d'Artémia. Une fois

qu’une certaine quantité d'algue a été versée dans l'échantillon en début d'après-midi,

l'ensemencement des nauplii d'Artémia s’arrête. Comme les changements sont lents à

produire des effets, la mesure se fait le lendemain matin. Le rajout d'algues dans l'échantillon

continue tous les jours jusqu'à ce que la valeur du redox se stabilise.

Pour la dernière expérience, un échantillon d'eau de mer en provenance directe du

réservoir larvaire a été utilisé. Comme dans les autres essais, l'état initial a été mesuré avant

de verser tous les jours une certaine quantité d'algues jusqu'à ce que la valeur du redox se

stabilise.


33

2.3.3. Conduite d'elevage

L'élevage larvaire consiste à élever des larves allant du stade nauplius jusqu’au stade

de transfert (P8) à la nurserie. Au cours de cet élevage, il est à remarquer la reconstitution de

l'environnement naturel de ces animaux.

La LGA produit sous le système semi- intensif mais toujours dans le respect du cahier

de charge biologique et des différentes exigences. Dans son écloserie, elle utilise la technique

d'élevage mixte ou la méthode GALVESTON. Les larves sont ensemencées en eau claire. Le

lendemain, une certaine quantité d’a lgues est rajoutée pour servir de nourritures aux larves.

2.3.3.1. Préparation des bacs

Le nettoyage du bac se fait tôt dans la matinée. Il est lavé avec du savon et rincé

abondamment avec de l'eau douce. Ensuite, on laisse sécher pendant quelques heures avant de

le remplir d'eau de mer. Le bac est rempli jusqu'à 70% du volume, puis on met en marche

l'aération et le chauffage. Après cela, l'eau est traitée avec de l'EDTA, un chélateur de métaux

lourds, à raison de 3g/ . Finalement, le bac est prêt pour accueillir les Nauplii en fin d'après-

midi.

2.3.3.2. Ensemencement des Nauplii

Après le comptage, les Nauplii sont transportés dans des seaux en plastique de 15 L

afin d'être ensemencés dans les bacs d'élevage. Durant l’ensemencement, il faut faire attention

car le changement brusque de milieu peut entraîner des problèmes sur l’animal et par

conséquent des pertes sur l’élevage.

2.3.3.3. Alimentation

La LGA utilise trois types d'aliment : le phytoplancton, les microparticules et les

nauplii d’Artémia.


34

2.3.3.3.1. Algues

Les algues phytoplanctoniques sont distribuées à partir du stade Zoé 1 jusqu'en P8.

Durant les premiers stades d’élevage, elles constituent une alimentation naturelle pour les

larves, mais à partir du stade Mysis 3, elles agissent comme solution tampon sur le milieu. Les

espèces de phytoplancton les plus utilisées sont : deux espèces de flagellées Isochrysis sp,

Platymonos suesica, et une espèce de diatomées Chaetoceros gracilis (AVALLE &

ANDRIANTOMPONIONY, 1994). La LGA a opté pour le Chaetoceros gracilis pour

alimenter les larves. Ces algues constituent une alimentation riche en protéines qui sont

vraiment essentielles au développement des larves. En effet, le Chaetoceros sp est constitué à

plus de 40% de protéines végétales. (BANERJEE et al, 2011)

Le Chaetoceros sp possède une colonie centrique bipolaire. Les cellules ont une forme

cylindrique avec une base arrondie ou ovale possédant 1 ou 2 ou plusieurs chloroplastes. Ce

dernier caractère confère à celui-ci sa capacité photosynthétique (BOYER, 1927). Etant donné

que c’est un organisme photosynthétique, il joue un rôle majeur dans la régulation de la

quantité d’oxygène dissous de l’eau. De plus, l’oxygène tient un rôle important dans le

métabolisme des organismes aquatiques et de la qualité de l’eau d’élevage. Alors, en dehors

du fait qu’elle sert de nourriture aux larves, l’algue constitue un élément à ne pas négliger

durant l’élevage vu que c’est aussi une algue régulatrice du taux d’oxygène dissous.

2.3.3.3.2. Microparticules

Pour les différents stades de développement des larves, des microparticules de

différentes granulométries ont été utilisées :

Zoé 1 à Mysis 3 : CD2 ;

Mysis à P4 : PL 150 et ;

P4 à P7 : PL 300

Le changement d’aliment se fait progressivement pour ne pas stresser les larves. Pour

cela, on procède comme suit : au premier jour du changement, la ration est constituée par ¾

de l’aliment 1 et ¼ de l’aliment 2, ensuite ½ + ½, puis ¼ + ¾, pour finir exclusivement avec

l’aliment 2.


35

2.3.3.3.3. Nauplii d’Artémia

Les nauplii d'Artémia salina constituent l’aliment frais pour les larves à partir du stade

Mysis jusqu’à la fin de l’élevage larvaire.

2.3.3.4 . Suivis quotidiens

Le suivide l'évolution de l'élevage vise à détecter s'il y des anomalies. Cela facilite les

interventions et de les corriger le plus vite possible afin de minimiser la répercussion sur

l'élevage.

2.3.3.4.1. Suivi des paramètres physico-chimiques

Il se traduit par la mesure des paramètres dans tous les bacs d’élevage larvaire. La

température est relevée trois fois par jour (matin, après-midi, soir) à l'aide d'un thermomètre à

alcool et la salinité est observée une fois en début d'après-midi à l'aide d'un réfractomètre

portable.

Le suivi du pH et du redox est seulement intégré durant cette étude pour mieux

comprendre l'évolution du redox. Pour la mesure de ces paramètres, un pH-mètre électronique

et un redox mètre ont été utilisés. Le suivi se fait deux fois par jour, le matin et l'après-midi.

2.3.3.4.2. Observations

A chaque début de matinée et d'après-midi, le biologiste prend un échantillon de 1L

dans le bac au niveau d'un point de bullage.Cela a pour but d'observer le comportement des

larves : si les larves sont actives ou faibles, si elles ont mué ou non, ou s'il y a des individus

morts.

2.3.3.4.3. Comptage

Le comptage se fait deux fois par jour le matin et l'après-midi. Il permet d’estimer le

nombre et la densité de larves dans le bac. Lors du comptage, 3 échantillons de 1L au niveau

de trois points de bullage sont pris. Puis, les larves sont comptées et la moyenne est calculée.

L'estimation du nombre des animaux est calculée à partir de la moyenne de la journée

multipliée par le volume d’eau dans le bac.


36

2.3.3.4.4. Observation sous microscope

L'observation à l'œil nu ne suffit pas pour connaître réellement ce qui se passe dans le

bac. C'est pour cette raison que l'observation des larves sous microscope optique est

nécessaire pour voir de plus près ce qui se passe dans le bac. L’observation se fait deux fois

par jour, le matin à la première heure et au début de l'après-midi. Il faut noter que les

observations se font sous un agrandissement fois cinq (X 5).

Un échantillon a été pris dans chaque bac. Ensuite, les larves sont placées avec

délicatesse sur une lame avant d'être observées sous microscope. Les biologistes vont

observer :

le stade de développement ;

l’état de réplétion par l’observation du tube digestif plein, 1⁄2 plein ou vide ;

les signes des maladies comme les nécroses internes, nécroses externes, pattes grise ;

les malformations, les tordues et les loupées et ;

la propreté par la présence au non des parasites externes comme les vorticelles.

Les résultats des observations sont notés dans une fiche de suivi d'élevage larvaire

respectif de chaque bac d'élevage. Ensuite, ils vont être de nouveau retranscrits afin d'être

numérisés dans la base de données Microsoft Office Excel de l'élevage larvaire.

2.3.3.5. Interventions

Au cours de l'élevage, les interventions se limitent à la distribution d'aliment, (algues

et microparticules), vu qu'il n'y a pas de changement d'eau ou de siphonage des restes

d'aliment.

Après le transfert des postlaves en nurserie, le bac est nettoyé avec du savon. Ensuite,

il est rempli d'eau douce jusqu'à ras bord. Puis la chloration se fait à raison de 300 g

d'hypochlorite pour un mètre cube d'eau. Tous les matériels du bac sont chlorés avec lui et le

chlore agit durant deux à trois jours avant de vider totalement le bac. Et le lendemain, ce bac

est prêt pour le remplissage suivant.


37

2.3.3.6. Suivi bacteriologique

Le suivi bactériologique est effectué par le personnel du laboratoire de la

microbiologie de l'écloserie. Il a pour but d’assurer le contrôle de l’évolution des bactéries

dans l’élevage. Cette unité travaille étroitement avec l'unité d'élevage larvaire car il doit

fournir des résultats d’analyse quotidiens à ce dernier.

Après l'observation sous microscope, les échantillons vont être amenés au laboratoire

pour des analyses microbiologiques. Alors, le suivi de l'évolution de la population

microbienne de chaque bac se fait deux fois dans la journée. Le milieu de culture utilisé est le

TCBS agar. C'est un milieu gélosé, spécifique pour isoler les Vibrionaceae en inhibant le

développement des autres souches.

Pour chaque échantillon, deux cultures microbiennes sont effectuées : la première est

issue du broyat des larves. Le but est de savoir le niveau d'infection des animaux. La seconde

est issue de l'eau du bac pour pouvoir déterminer le niveau d'infestation de ce dernier. Les

cultures sont placées dans une étuve à 37°C et l’incubation dure au minimum 18 heures. Puis,

elle est suivie de la lecture et du dénombrement. Le personnel du laboratoire va compter le

nombre de colonies jaunes (saccharose +) et de colonies vertes (saccharose -) des larves et de

leurs eaux d'élevage respectives. Les résultats sont notés dans le cahier de suivi de chaque

bac. (VOHANGINIRINA, 1998)

Remarque : NC (non comptable) indique qu'il y a prolifération des colonies et qu'on

n’arrive plus à les compter à l'œil nu. Les colonies s'entremêlent entre elles et il est difficile de

distinguer une colonie d'une autre.

2.3.3.7. Probiotique

Vu que l'utilisation des antibiotiques est interdite, alors le suivi de l'évolution de la

flore microbienne de l'élevage est vraiment important. Il permet d'agir rapidement dès que la

colonie des souches pathogènes prend le dessus sur les autres. L’ajout du sucre à la dose de 1

à 2 ppm favorise le développement des souches probiotiques (formant de grosse colonie jaune

sur le TCBS). Cela permet de développer une flore de compétition aux autres souches non

favorables pour assurer l’équilibre bactérien dans le bac.


38

2.3.3.8. Vide sanitaire

Le vide sanitaire s’avère nécessaire à chaque fin de production afin d’éliminer les

microorganismes (bactéries, virus et parasites) existants durant la production précédente. Par

la suite la production suivante va démarrer à des niveau de contamination faible.

A chaque fin de production, le vide sanitaire complet de l’écloserie est précédé par un

nettoyage et une désinfection totale. Tous les réseau d’eau sont chlorés, les réseau d’air sont

gazoformolés et les tuyaux dans le bac sont démontés puis mis à sec pendant la période de

vide sanitaire d’une durée variant d’une semaine à un mois.

2.3.4. Traitement des donnees

Les données collectées sont numérisées dans une base de données Microsoft Office

Excel. Comme la sonde redox utilisée peut être différente d'un bac à l'autre alors les données

vont être arrangées par bac. Et, les données des bacs dont le suivi se fait avec la même sonde,

sont également arrangées ensemble pour éviter les variations apportées par les sondes.

Pour les résultats des manipulations, elles sont arrangées par type de manipulation.

Comme chaque manipulation est unique, elles sont traitées une à une mais les résultats des

expérimentations avec des conditions assez proches peuvent être rassemblés. Et, l'ensemble

de ces petits résultats va donner le résultat final.

L’outil de traitement statistique utilisé a été le XLSTAT. Pour les résultats des

manipulations, les résultats sont limités sur la détermination du coefficient de corrélation entre

le facteur en question et le redox du milieu selon la matrice de corrélation de PEARSON.

Cela permet de savoir l'effet de la variation de ce facteur sur le redox.

Pour les résultats de suivi du redox, le résultat de chaque cycle est étudié séparement:

cycle 47, cycle 48 et bio-essai. A l'aide d'un tableau croisé dynamique, les valeurs du potentiel

redox du même stade sont regroupées afin de déterminer la valeur moyenne du potentiel

redox pour chaque stade de développement des larves. Ensuite, une analyse de variance est

éffectuée entre les trois résultats de suivi du potentiel redox. Dans le but de savoir si les trois

résultats sont identiques. Les échantillons issus de la même population vont être rassamblés

afin de tracer la courbe de référence.

C’est à partir de ces données que la valeur moyenne du potentiel redox ainsi que

l'intervalle de confiance avec une marge d'erreur de 5% pour chaque stade sont déterminés.

Puis à partir de la moyenne de chaque stade, la courbe d'évolution du redox au cours de

l'élevage larvaire va être tracée.


39

Remarque : les résultats de mesure de la sonde n°10 ont été éliminés car les valeurs sont trop

basses. Seules, les valeurs de la sonde n°07 pour le cycle 47 et les sondes n°09 et n°08 pour le

cycle 48 ont été gardées.

2.4. FORCES

La force de cette étude se base sur le fait que les données récoltées sont des données

récentes. En suivant l'évolution les paramètres deux fois dans la journée, le matin et l'après-

midi, cela permet de suivre de près la variation du redox et de détecter rapidement les

anomalies.

L'étude s'est étendue sur deux saisons. La fin du cycle 47 s'est déroulée en saison

chaude et pluvieuse (février et mars) et le cycle 48 se passe durant la saison sèche et froide

(avril jusqu'au mois de juin). Cela a permis de voir l'évolution du redox au cours des deux

saisons.

2.5. FAIBLESSES

Lors de l’étude, cinq sondes différentes ont été utilisées pour le suivi du redox.

Comme chaque sonde a sa particularité. Elle n'affiche pas toujours la même lecture pour le

même échantillon. Cela risque fort d’avoir des données biaisées. Cette contrainte de chiffres

différents enregistrés a obligé de les traiter suivant la sonde de mesure.

2.6. LIMITES

La mesure du potentiel redox dans le bac d’élevage est le résultat de l’ensemble de

différentes réactions d’oxydoréductions qui s’y produisent. Déjà, que la mer est un milieu très

complexe, l’ajout des nouveaux éléments (larves de crevettes, granulés, algues, nauplii

d’Artémia) rend ce liquide encore un peu plus complexe. Par conséquent, des multitudes de

réactions redox s’y produisent. Alors, il est vraiment difficile de définir exactement que telle

ou telle réaction est le responsable de tel ou tel changement, donc, l’explication des différents

phénomènes se fait par approximation

RESULTATS

ET

DISCUSSIONS


40

3.1. RESULTATS

La présentation des résultats se fait comme suit : présentation des résultats de toutes

les expérimentations, suivie de la présentation de l'analyse statistique du suivi du potentiel

redox de l'élevage larvaire.

3.1.1. Manipulations

Grâce aux moyens déployés et les divers matériels utilisés, les expérimentations ont pu

être menées à terme. Cette partie va être consacrée à la présentation des résultats trouvés lors

de ces expérimentations.

3.1.1. 1. Manipulation I : pH et potentiel redox

Dans le tableau n°02, les résultats des expérimentations y sont représentés, ainsi que

les résultats de l'observation de l'évolution du pH durant quelques manipulations.

Tableau n° 02 Corrélation entre : pH et potentiel redox( E en mV)

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 1, Exp 2 et Exp 3

Exp art 3 et algue 1

Exp art 4 Exp algue 2

Coef de Corrélation

0,35 -0,05 -0,74 0,06 -0,27 0,45 0,81

Coef de

détermination 0,12 0,00 0,54 0,00 0,07 0,20 0,66

Nombre d’observations 8 9 11 28 14 15 15

Source : Auteur, 2012 ( Cf : annexe n°09)

Le nombre d’observations pour chaque expérimentation est relativemant faibe. Ceci

est dû au fait que la valeur du pH au niveau des bacs d’élevage est comprise entre 8,5 et 7,6.

Alors, la variation du pH durant les expérimentations a été ajustée dans cet intervalle. Comme

le pH-mètre a une précision de ± 0,05, pour éviter les erreurs, durant les manipulations la

variation du pH doit être égale ou supérieure à 0,1 unité. Le coefficient de détermination entre

les deux paramètres est vraiment faible. Cela veut dire qu’il y a un petit degré d’association

entre le pH et le potentiel redox.

Quatre réslultats des expérimentations montrent une corrélation négative entre le pH et

le potentiel redox tandis que quatres autres démontrent le contraire. Alors, il est difficile de se

prononcer sur l’effet réel de la variation du pH sur le potentiel redox milieu. Pour comprendre

l’intéraction entre les deux paramètres, le passage par la formule de NERNST pour calculer le

potentiel redox s’avère primordial.


41

3.1.1.2. Manipulation II : Taux d'oxygène dissous et potentiel redox

Les résultats des six (06) expérimentations menées sont représentés dans le tableau

n°03 ci-dessous. Les résultats de l'expérimentation 1 et 6 sont combinés d’un côté à cause du

fait que ce sont des milieux oxydés (redox élevé) et de l’autre côté les résultats des quatre

autres expérimentations (milieux réduits).

Tableau n° 03 corrélation entre : taux d'oxygène dissous sur le redox

Exp

1

Exp 2 Exp 3 Exp 4 Exp 5 Exp 6 M.

oxydés

M.

réduits

Coef de Corrélation

- 0,6 0,16 -0,7 -0,81 -0,72 -0,76 -0,64 -0,68

Coef de

détermination 0,36 0,03 0,50 0,66 0,52 0,59 0,41 0,46

Nombre d’observations 9 8 9 9 6 18 27 32

Source : Auteur, 2012, (Cf : annexe n°09)

Le coefficent de corrélation entre le taux d’oxygène dissous et le pH est comprise

entre -0,81 et -0,6, Ce qui témoigne une forte corrélation négative entre la variation du taux

d'oxygène dissous et le potentiel redox du milieu. Pour l’expérimentation 3, le coefficient de

corrélation entre les deux paramètres s’écartent de l’intervalle mentionné ci-dessus. Cela est

dû au fait que l’échantillon (BE 19) est trop volumineux. Alors une attente de dix (10)

minutes ne suffit pas pour percevoir les changements. Cette forte corrélation négative signifie

que l'augmentation du taux d'oxygène dissous dans l'eau va entraîner la diminution du

potentiel redox. Le coefficeint de détermination entre les deux paramètres est comprise entre

0,36 et 0,66 qui est une valeur moyenne. Cela signifie que le degré d’association entre le taux

d’oxygène dissous et le potentiel redox est moyen.


42

3.1.1.3. Manipulation III : Salinité et redox du milieu

Comme ci-dessus les résultats sont présentés dans un tableau n°04. Les résultats de

chaque manipulation y sont présentés. Ensuite, tous les résultats sont mis en commun.

Tableau n° 04 Corrélation entre : Salinité et potentiel redox

Sur ce tableaun°04, la variation de la valeur du potentiel redox d'un milieu est corrélée

positivement avec celle de la salinité. Si la salinité descend, le redox aussi descend. Dès fois,

la corrélation est moyenne et dès fois elle est très forte, mais cela n'exclut pas qu'ils sont

corrélés positivement. D’où, la corrélation entre les deux paramètres est moyenne. Le

coefficient de détermination de la droite de régréssion linéaire entre la salinité et le taux

potentiel redox est moyenne. Ce qui veut dire que le dégré d’association entre les deux

paramètres est moyen.

3.1.1.4. Manipulation IV : Température et potentiel redox

Les résultats vont être divisés en deux parties. Les résultats de test de corrélation entre

la température et le potentiel redox sont présentés dans le tableau n°05. L’ecart entre les

valeurs prises le matin et l’après-midi est montré dans le tableau n°06. Dans ces tableaux,

seules les valeurs moyennes sont montrées. Pour plus d’information, il est nécessaire de voir

la base de donnée en Annexe n°09.

Tableau n° 05 Corrélation entre : Température et potentiel redox

Cycle 47 Cycle 48 Bio-essai

AM PM AM PM AM PM

T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV)

29,45 182,20 29,58 180,75 29,74 173,20 29,84 173,11 29,61 192,09 29,82 191,62

Coef. de

Corrélation

-0,09 -0,01 0,0012 -0,07 -0,19 -0,05

Source : Auteur, 2012 (Cf annexe n°09)

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Résultats d’ensemble

Coef de

corrélation

0,5 0,8 0,99 0,59 0,55

Coef de détermination 0,25 0,65 0,98 0,35 0,31

Nombre

d’observations 7 10 8 8 33



43

Sur ce tableau n°05, il est à noter qu’il y a une faible corrélation négative entre la

température du bac et le potentiel redox. Cela signifie qu’une augmentation de la température

entraîne une diminution du potentiel redox.

Tableau n° 06 Ecart moyen

Cycle 47 Cycle 48 Bio-essai

T° (°C) E (mV) T° (°C) E (mV) T° (°C) E (mV)

AM PM AM PM AM PM AM PM AM PM AM PM

29,45 29,58 182,20 180,75 29,74 29,84 173,20 173,11 29,61 29,82 192,09 191,62

Ecart moyen 0,14 -1,45 0,10 -0,09 0,22 -0,47


La température a une tendance à monter durant la journée, tandis que le potentiel

redox diminue. Cela renforce déjà le fait que la température et le potentiel redox sont correlés

négativement.

3.1.1.5. Manipulation V : Nauplii d’Artémia et potentiel redox

Il est à noter que la valeur du redox de la première journée correspond à la valeur

initiale avant le début des expérimentations. C’est l’évolution journalière du redox qui est

notée sur ce tableau n°06

Tableau n° 07 Evoluion journalière du potentiel redox

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4

j 1 211 mV 217 mV 231 mV 218 mV

j 2 145 mV 198 mV 205 mV 197 mV

j 3 177 mV 188 mV

j 4 104 mV

Source : Auteur, 2012


44

La mise en charge des Nauplii d’Artémia entraîne la diminution du potentiel redox du

milieu. L’amplitude de variations du potentiel redox est fonction de la quantité de Nauplii

ensemencés. Plus la quantité mise en charge est grande, plus la baisse du potentiel redox est

conséquente. Si l’ensemecement des Nauplii se poursuit tous les jours, cela va entraîner la

diminution progressive du potentiel redox du milieu. Ce phénomène s’éxplique par le fait

qu’en arrivant dans le milieu, les Nauplii d’Artémia ont besoin de respirer. Alors, leurs

respirations entraînent une consommation d’oxygène qui est le responsable de la diminution

du potentiel redox.

3.1.1.6. Manipulation VI : algues et potentiel redox

Les résultats des manipulations sur l’effet d’additon d’algues sur le potentiel redox

sont représentés sur le tableau n°07 ci-dessous. C’est l’évolution journalière du potentiel

redox qui est noté sur le tableau, tout en prenant un point de repère ou état initial en j1.

Tableau n° 08 Evolution journalière du potentiel redox

Exp 1 Exp 2 Exp 3

j1 177 mV 104 mV 221 mV

j 2 197 ml 132 mV 211 mV

j 3 167 mV 203 mV

j 4 182 mV 196 mV

j 5 189 mV 196 mV

j 6 187 mV

j 7 189 mV


L’addition d’algues dans un milieu réduit (redox faible) entraîne l’augmentation du

potentiel redox de ce dernier. Si l’addition d’algues continue, le redox continue à grimper et il

se stabilise à une certaine valeur. Et dans un milieu oxydant (redox élevé), l’addition d’algues

entraîne la diminution du potentiel redox. Si la manipulation continue, le redox poursuit sa

diminution afin de stabiliser à une certaine valeur, ce qui donne un intervalle entre 189 et

197 mV. Une fois que la valeur du potentiel redox du milieu est éloignée de 190 mV,

l’amplitude de variation de ce dernier due à l’addition d’algues est grande. Cette amplitude de

variations diminue progressivement au fur et à mesure que la valeur se rapproche de 190 mV

avant de se stabaliser.


45

Le premier cas s’explique par le fait que les algues sont des organismes

chlorophylliens donc elles produisent de l’oxygène. Cela va entraîner l’augmentation du taux

d’oxygène dissous qui va engendrer l’élévation du potentiel redox. Le deuxième cas est dû au

fait que l’addition d’algue entraîne l’augmentation du pH. C’est l’élévation de ce dernier qui

est le responsable de l’abaissement du potentiel redox.

3.1.2. Suivi redox

Grâce aux données collectées durant le suivi du potentiel redox de l’élevage larvaire,

les traitements statistiques suivants ont été réalisés. La présentation des résultats de ce dernier

va constituer cette partie.

3.1.2.1. Cycle 47 et le cycle 48

3.1.2.1.1. Comparaison de la variance

H0 : le rapport entre les variances est égal à 1

Ha : le rapport entre les variances est différent de 1 et ;

Niveau de signification : 5%

Après une comparaison de variance entre les deux échantillons, un p-value de 0,85 a

été éstimé. Etant donné que le p-value est supérieur au niveau de signification α=0,05, donc il

ne faut pas rejeter l’hypothèse H0 car elle est vraie à 85% des cas. Ce qui signifie que les

deux échantillons sont extraits d’une population ayant la même variance, donc on peut dire

que le redox du cycle 47 évolue de la même façon que celui du cycle 48. Alors il n’y a pas de

différence significative entre l’évolution du redox durant la saison chaude et la saison froide.

Ils sont même identiques dans 85% des cas. (Cf annexe n°10 et11)

3.1.2.1.2. Comparaison de moyenne

H0 : la différence entre les moyennes est égale à 0 ;

Ha : la différence entre les moyennes est différente de 0 et ;


Après une comparaison des moyennes, le p-value calculé est égal à 0,159. Comme ce

dernier est supérieur au niveau de signification seuil alpha=0,05, l'hypothèse nulle H0 n’est

pas rejetée car elle est vraie dans 15,93% des cas. Alors, les deux échatillons sont issus de la

même population, c'est-à-dire qu’ils sont identiques dans 15,9% des cas. (Cf annexe n°10 et

11)


46

3.1.2.2. Cycle 48 et le résultat du bio-essai

3.1.2.2.1. Comparaison des variances

H0 : le rapport entre les variances est égal à 1 ;


Niveau de signification : 5% .

La comparaison de variance entre les deux échantillons a montré un p-value égal à

0,45. Vue que ce dernier est supérieur au seuil de signification α=0,05, alors on ne peut pas

exclure l'hypothèse H0 car elle est vraie à 45%. Alors, le redox de la Bio-essai évolue de la

même manière que celui du cycle 48 et cela est vrai dans 45% des cas. (Cf annexe n°10 et 12)





p-value calculé est inférieur à 0,0001. Ce dernier est inférieure au niveau de

signification alpha=0,05, donc l'hypothèse nulle H0 est rejetée et retenir l’hypothèse

alternative Ha. Alors, les deux échantillons sont différents. (Cf annexe n°10 et 12)

3.1.2.3. cycle 47 et de celui de la bio-essai

3.1.2.3.1. Comparaison des variances

H0 : le rapport entre les variances est égal à 1 ;


Niveau de signification : 5%.

p-value estimé est égal à 0,57. Cette valeur est supérieure au seuil de signification

α=0,05, donc il ne faut pas rejeter l'hypothèse H0 car elle est vraie dans 57% des cas. Alors, le

redox du Bio-essai évolue de la même manière que celui du cycle 47 et cela est vrai dans 57%

des cas. (Cf annexe n°10 et 13)






47

p-value est inférieur à 0,0003. Cette estimation est inférieure au niveau de signification

alpha=0,05, donc on doit rejeter l'hypothèse nulle H0, et retenir l’hypothèse alternative Ha.

Alors, les deux échantillons sont différents. (Cf annexe n°10 et 13)

D’après la comparaison de variance, il semble que les trois échantillons sont issus de

deux populations ayant la même variance. Alors pour avoir plus de précision, une

comparaison des moyennes a été faite afin de déterminer les échantillons issus de la même

population.

D’après les résultats de la comparaison de moyenne, seuls les résulats de suivi du

potentiel redox du cycle 47 et 48 sont identiques. Alors pour la suite de l’étude, c’est

uniquement ces deux échantillons qui vont servir au traçage de la courbe de référence afin que

cette dernière soit vraiment fiable.

3.1.2.4. Courbe de référence

A partir des résultats du cycle 47 et 48, le potentiel redox moyen est calculé ainsi que

l’intervalle de confiance de la valeur du potentiel redox pour chaque stade de développement

des larves. Les résultats sont présentés sur le tableau n°09 et sur le même tableau, il y aura

également le pH moyen et le rH2 moyen correspondant à chaque stade de dévellopement des

larves.


48

Tableau n° 09 Redox moyen et intervalle de confiance pour chaque stade de développement

larvaire


Tout au long de l’élevage larvaire, la valeur de rH2 est toujours supérieure à 28 et le

pH est toujours supérieur à 7 (milieu alcalin). Donc, selon la bioélectronique de Vincent, le

milieu d’étude est oxydant et alcalin. Alors, le milieu est une zone de virus, c’est-à-dire qu’il

est favorable au développement des virus. Cette situation permet de contenir la multiplication

des bactéries qui jusqu’à présent constituent le principal ravageur de l’élevage. En effet, le

milieu est défavorable au développement bactérien et il est plus facile de les combattre dans

cette condition.

Stade larvaire Redox

moyen

Intervalle de confiance pH moyen rH2

J 1 Nii 198,46 ] 196,52; 201,45 [ 8,20 29,9

J 2 Nii/Z1 197,70 ] 195,11; 199,43 [ 8,21 29,8

J 3 Z1 189,95 ] 184,09; 192,21 [ 8,21 29,5

J 4 Z1/Z2 182,80 ] 182,45; 186,46 [ 8,09 29,2

J 5 Z2 182,90 ] 177,96; 183,24 [ 8,11 29,1

J 6 Z2/Z3 181,75

] 178,78; 183,34 [ 8,04 29,0

J 7 Z3 181,94

] 177,77; 184,08 [ 8,05 29,0

J 8 Z3/M1 186,20

] 183,78; 187,31 [ 8,03 29,1

J 9 M1 186,89

] 183,01; 189,10 [ 8,04 29,1

J 10 M1/M2 184,58

] 182,31; 185,93 [ 7,89 28,8

J 11 M2 184,17

] 180,52; 186,21 [ 7,96 28,9

J 12 M2/M3 183,08

] 180,06; 184,53 [ 7,92 28,8

J 13 M3 183,12

] 180,23; 185,14 [ 7,89 28,7

J 14 M3/PL 181,72

] 178,05; 182,63 [ 7,90 28,6

J 15 PL1 181,43

] 179,09; 183,18 [ 7,89 28,7

J 16 PL2 179,81

] 179,18; 183,96 [ 7,90 28,7

J 17 PL3 178,02

] 176,07; 181,32 [ 7,90 28,6

J 18 PL4 176,54 ] 174,72; 179,78 [ 7,88 28,5

J 19 PL5 175,72 ] 172,00; 177,99 [ 7,86 28,4

J 20 PL6 175,63 ] 171,09; 177,04 [ 7,86 28,4

J 21 PL7 176,80 ] 171,63; 177,72 [ 7,87 28,4


49

Ici, la valeur du pH est comprise entre 7,8 et 8,3. Cela indique un bon dynamique du

système et qu’en plus, les animaux sont à leurs aises. En effet, le bien être des crevettes se

situe entre 7,5 et 8,5. (AVALLE et al, 2003)

Voici ci-dessous, la courbe de référence de l’évolution du redox dans un bac d’élevage

larvaire. Cette courbe est tirée de la moyenne entre les cycles 47 et 48.


Figure n° 07 Courbe d'évolution du redox au cours de l'élevage larvaire

La courbe se divise en trois parties : une première partie descendante suivie d’une

seconde partie ascendante et se termine par une troisième partie descendante.

une première partie descendante, correspond au stade Nauplius jusqu’au stade Zoé.

Cela s’explique de la même façon que la mise en charge des Nauplii d’Artémia

entraîne la diminution du potentiel redox. La respiration va entraîner la diminution du

taux d’oxygène dissous qui va engendrer l’abaissement du potentiel redox;

Une seconde partie ascendante, allant du stade Z2 en M1. Cela s’explique par le rôle

tampon de l’algue. Après quelques jours de distribution, la quantité d’algues dans le

bac devient de plus en plus considérable et le changement commence à apparaître car

elle tend à ramener le redox à 190 mV et ;

y = 0,002x4 - 0,111x3 + 1,830x2 - 12,14x + 211,3

R² = 0,928

170,00

175,00

180,00

185,00

190,00

195,00

200,00

205,00

0 5 10 15 20 25

Courbe de référence

Courbe de référence

(mV)

(Nb de jour)


50

Une dernière partie descendante, du stade M2 jusqu’en PL7. Ceci s’explique par le

début de distribution de nauplii d’Artémia à partir du stade M2 qui a consommer

également de l’oxygène. En plus, l’eau est déjà surchargée par les restes d’aliments et

ces dernières commencent à se décomposer qui va provoquer la réduction du milieu.

Avec un R²= 0,927, alors la courbe de tendance est fiable. Cela veut dire, que la

courbe de tendance est une fidèle estimation de l’évolution du potentiel redox au cours de

l’élevage larvaire. Alors, elle peut être utilisée, pour estimer la valeur du potentiel redox d’un

bac si le stade de développement est connu.

L’évolution de cette courbe rappelle l’évolution du potentiel redox dans les sols

inondés (saturés en eau). En effet, l’étude des variations de E en fonction du temps de

submerion permet de mettre en évidence l’existence de trois phases successives. Pendant

la première phase, le potentiel redox baisse rapidement ; la deuxième phase correspond

à une remontée des valeurs de E ou potentiel redox en mV, (après 3 à 7 jours) tandis

qu’au cours de la troisième phase, le potentiel baisse régulièrement pendant plusieurs

semaines avant de se stabiliser. (VIZIER, 1971)

3.1.2.5. Synthèse des résultats de suivi du potentiel redox

Pour vérifier la fiabilité de la courbe de référence, la superposition de toutes les

courbes des différents résultats obtenus s’avère nécessaire. Pour cela, tous les résultats de

suivi du potentiel vont être regroupés dans le tableau n°18. Et, à partir de ces données, les

courbes vont être tracées et superposées sur le même graphe.


51


Figure n° 08 Courbe d'évolution du potentiel redox pour le cycle 47, 48, le bio essai et la

courbe de référence

Sur ce graphe, toutes les courbes ont la même allure. Ce qui confirme qu’elles varient

de la même façon. Pour, le résulat de suivi du bio-essai, une élévation brusque du potentiel

redox est à remaquer en J 12. Ceci est dû au fait qu’à partir du stade M3/PL des changements

d’eau ont été entrepris. Ce qui rend le résultat assez différent des autres.

En voyant l’évolution des courbes, la question qui s’est posée dans la problématique

est répondue. Oui, le système de suivi du potentiel redox peut être un tableau de bord pour

l’élevage larvaire. En effet, la courbe de référence constitue un témoin pour le tableau de

bord, vue l’allure des courbes ci-dessus. Alors, si la valeur du potentiel redox d’un bac se

dévie de cette courbe et de l’intervalle de confiance défini précédemment. Il y a un problème

donc il faut immédiatemment intervenir.

170,00

175,00

180,00

185,00

190,00

195,00

200,00

205,00

210,00

0 5 10 15 20 25

Suivi redox cycle 48

suivi redox cycle 47

Suivi redox bio-essai

Redox référence

(Nb de jours)

(mV)


52

3.2. DISCUSSION ET RECOMMANDATION

3.2.1. pH et potentiel redox

L'effet de la variation du pH sur le redox du milieu s'explique facilement en partant

des réactions d'oxydoréduction qui se passent dans une solution aqueuse. Il ne faut pas oublier

que pour équilibrer les réactions d'oxydoréduction en milieu aqueux l’ion est

incontournable surtout pour l'équilibre d'atome d'hydrogène dans les molécules d'eau et dans

l'équilibre des charges. Cela justifie déjà l'importance des ions dans les réactions redox.

Exemple : le potentiel redox d'une solution de permanganate en milieu acide

+ + ↔ +

Pour calculer le potentiel redox de cette solution, la formule de NERNST est utilisée.

La formule s’écrit comme suit :

: Potentiel redox du couple par rapport à l’électrode standard à hydrogène

n : nombre d’électrons échangés

R (constante du gaz parfait)= 8,32 et ;

F (charge d’un électron = 1 Faraday= 96 500 Coulomb et passant au logarithme à base 10,

on obtient :

Pour une température égale à 20°C, finalement :

Pour l’équation redox d’une solution de permanganate en milieu acide, la formule de

NERNST va s’écrire comme suit :

. Avec pH = - log [ et passant par les

propriétés algébriques des logarithmes, l’équation s’écrit finalement comme suit :

,

est une constante. En supposant que les concentrations des ions et

sont constantes, alors une augmentation du pH entraîne une diminution du potentiel

redox E. De plus, les expériences menées par CLARK sur la mesure du potentiel redox E

d’une solution de bleu de méthylène, ont montré que l’augmentation du pH entraîne la

diminution du potentiel redox de la solution (BENEZECH, 1958). Et BUBENICEK (1964)

cité par VIZIER en 1971soutient qu’une augmentation du pH du sol d’une unité entraîne la

chute de 60 mV de son potentiel. Ce qui confirme les résultats obtenus que la variation du pH

est corrélée négativement avec le celui du redox.


53

3.2.2. Taux d’oxygène dissous et potentiel redox

Pour vérifier que les résultats sont vrais, le passage par la réaction redox entre l'eau et

l'oxygène en milieu basique s’avère indispensable et nécessaire.

Soit le couple , en milieu basique l'équilibre se passe comme suit :

½ + + ↔

Pour l’équation la formule de NERNST s'écrit :

+ 0, 058log

En passant par les propriétés algébriques de la fonction logarithmique et le ca lcul de la

concentration des ions par l’intermédiaire du pH, le résultat final est :

, avec une constante.

En supposant que le pH est constant, alors l'augmentation du taux d'oxygène dissous

entraîne également l'augmentation du potentiel redox (E) du milieu. Alors, la variation du

taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec celle du potentiel redox. Les résultats

suivants viennent confirmer cette théorie. DUCOURNEAU et LEMAIRE en 1998 ont trouvé

que la valeur du potentiel redox du vin rouge varie positivement avec la quantité d’oxygène

dissous qui s’y trouve. PIERCE en 1953 évoque une faible corrélation positive entre le taux

d’oxygène dissous et le potentiel redox de l’eau souterraine. D’après LEE et al en 1999, le

déficit en oxygène dans le bassin aquacole déclenche le processus de nitrification qui va avoir

comme conséquence la diminution du potentiel redox du milieu.

Etant donné que la variation du taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec celle

du potentiel redox, alors c'est le bullage qui est corrélé négativement avec le potentiel redox.

En effet, en augmentant le bullage, le taux d’oxygène dissous s’accroît mais il entraîne avec

lui l’augmentation du pH. (TRAVERS et KIM , 1990)

De plus, dans l'équilibre de la réaction, une demi-mole d'oxygène consommé produit

deux moles d'ion [ , soit un rapport de 1/4. Cela indique que la consommation d'une mole

d'oxygène va produire quatre moles d'ion hydroxyle. Alors, l'augmentation du taux d'oxygène

dissous, aussi infime soit- il, entraîne un changement assez conséquent du pH. Ce qui fait que

l’effet de la variation du taux d’oxygène dissous est masqué par celui de la variation du pH.


54

La variation du taux d'oxygène dissous est corrélée positivement avec celle du

potentiel redox donc c’est le bullage qui est en réalité corrélé négativement avec le potentiel

redox. Alors, pour modifier le potentiel redox du milieu, l’ajustement de l’intensité du bullage

semble être le moyen le plus facile. En effet, si le redox est trop faible, il faut abaisser

l’intensité du bullage afin d’augmenter le potentiel redox. Dans le cas contraire, il faut

accroître le bullage mais, il ne faut pas trop abaisser le niveau du bullage, sinon les restes

d’aliment vont se déposer au fond du bac où elles vont pourrir et se dégrader

3.2.3. Salinité et potentiel redox

La mer est le liquide le plus complexe de la terre. Elle constitue le siège des

différentes réactions chimiques complexes et le bac d’élevage larvaire est une fidèle

représentation en miniature de cet énorme système (PRESCOTT, date inconnue). Elle

renferme une quantité relativement importante de sels dissous. Pour une salinité égale à 35‰,

la proportion des éléments majeurs est comme suit : Ion chlorure (19,354 g/Kg), ion

sodium (10,77g/Kg), ion sulfate (2,712 g/kg), ion magnésium (1,290 g/Kg),

ion calcium (0,412 g/Kg), ion potassium (0,399 g/Kg) (COPIN-MONTEGUT, date

inconnue a). Vu la composition de l’eau de mer, les différentes réactions qui s’y produisent

sont à prévoir. Etant donné que les ions chlorures et sodium sont les éléments prédominants,

alors l’exemple de la réaction chimique qui se passe entre ces deux éléments va expliquer le

phénomène redox.

Soit les couples et et la réaction entre les deux éléments s’écrit

comme suit :

(Na + ) x2

+ 2 2

2 Na + 2 + 2

Pour calculer le potentiel redox généré par cette réaction, appliquons la formule de

NERNST :

E = E1 – E2, avec E1 = E0 (Na/Na+) + et E2= E0 ( +

Ici, n (nombre d’électrons échangés) = 2 et F (charge portée par un électron)= 96 500 Coulomb

et à 25°C, R (constante du gaz parfait) = 8,32. En passant par la propriété algébrique des

logarithmes, l’équation s’écrit comme suit :

E = [E0 (Na/ ) - E0 ( ] + [ ],


55

Posons [E0 (Na/ ) - E0 ( ] = E0’

E= E0’ +

E0 (Na/ ) et E0 ( sont des constantes, donc E0’ est une constante.

Une augmentation de la salinité correspond à l’augmentation de la concentration des

ions et en solution. A partir de l’équation ci-dessus, l’augmentation de la quantité de

ces ions et en solution entraîne à son tour l’augmentation du potentiel redox du

milieu. Alors nous pouvons conclure que la salinité est corrélée positivement avec le potentiel

redox, ce qui confirme les résultats trouvés lors des expériences menées.

Cet aspect de la salinité va être très utile pour prévenir les maladies virales. En effet,

selon la notion de terrain (Annexe n°01) les virus préfère un milieu alcalin et oxydant comme

le cas des bacs d’élevage larvaire. Alors, la prévention des maladies commence par rendre le

milieu défavorable au virus. Pour ce faire, il faut abaisser la salinité de l’eau de remplissage

en pratiquant la dessalure. Cela va entraîner la diminution du potentiel redox du milieu et

rendre le milieu défavorable au développement des virus, mais il ne faut pas trop stresser les

animaux. La salinité ne doit pas descendre en dessous de 25‰ (AVALLE et al, 2003) et selon

PHAM et al 2011, avec une salinité de 27‰, les postlarves affichent des bons résultats en

termes de croissance et de développement.

3.2.4. Tempéraure et potentiel redox

Selon la formule de NERSNT, le potentiel redox (E) se calcule comme suit :

En supposant que toutes les autres variables sont constantes, alors une augmentation

de la température entraîne également l’augmentation du potentiel redox. En se fiant

uniquement sur cette éqaution, la variation de la température est correlée positivement avec

celle du potentiel redox. Or, en réalité ce n’est pas le cas.

En réalité, la variation de la température influence la solubilité de l’oxygène. Plus, la

tempéraure augmente moins l’oxygène est soluble dans l’eau (BARTHELEMY et GOUBIER,

1991). Une fois que la température augmente, le taux d’oxygène dissous diminue. Comme, le

taux d’oxygène dissous est corrélé positivement avec le potentiel redox donc une

augmentation de la température entraîne la diminution du taux d’oxygène dissous et par

conséquent la diminution du potentiel redox.


56

Une fois que la température augmente , cela accélère le processus de dégradation des

matières organiques dans l’eau (sucre) et cela entraîne la diminution du potentiel redox.

(ZADOR, 1958). Alors, la diminution du potentiel redox en début d’après-midi peut aussi

s’expliquer de cette façon. Tout cela confirme la légère corrélation négative entre la

température et le potentiel redox du milieu.

3.2.5. Artémia et potentiel redox

Selon LEE et al en 1999, le déficit en oxygène déclenche le processus de nitrification

et cette dernière va entraîner la chute du potentiel redox du milieu. Cela soutient les résultats

trouvés lors des expérimentations. C’est de cette mainère que la mise en charge des Nauplii

d’Artémia va occasionner la diminution du potentiel redox.

Vu l’effet, de l’ensemencement des Nauplii d’Artémia sur le potentiel redox du milieu. Il est

important de retarder la première distribution au stade M3 ou M3/PL. Cela évite de trop

charger le bac car avant le stade M3, les Nii d’Artémia sont trop gros pour les larves de

crevettes. Alors, elles n’arrivent pas à les capturer. De ce fait, les Nauplii d’Artémia vont

surcharger les bacs et cela va entraîner une chute précipitée du potentiel redox du milieu qui

va accélérer le développement des microbes pathogènes.

Vers le stade M3/PL et P1, il est important d’ajouter de l’ozone dans le bac dans le but

d’éviter la diminution précipitée du potentiel redox. L’ozone va purifier l’eau en accélérant

l’oxydation des restes d’aliment qui s’accumulent dans le bac. Cela va faire remonter le redox

et inhiber le développement de la flore microbienne, e t il va permettre plus tard d’empêcher

l’apparition des problèmes de pattes grises vers les stades P3 et P4.

3.2.6. Algues et potentiel redox

Etant donné que ces algues sont constituées par des organismes chlorophylliens donc,

elles produisent de l’oxygène. Et BENGEN et al en 1992 cités par VILLENEUVE et al , 2005

confirment une corrélation significative entre la concentration en chlorophylle et le taux

d’oxygène dissous de l’eau durant la journée. Ce rôle de producteur d’oxygène confère aux

algues leurs capacités d’augmenter le potentiel redox du milieu.

D’après TRAVERS et KIM en 1990, la variation du taux d’oxygène dissous est

corrélée positivement avec celle du pH. Alors, cette augmentation du taux d’oxygène dissous

du milieu est toujours accompagnée de l’augmentation du pH. Or, l’augmentation du pH

entraîne la diminution du potentiel redox. Ce qui explique le fait que l’add ition d’algues

entraîne la diminution du potentiel redox d’un milieu fort oxydant.


57

Alors, l’algue agit de deux manières différentes selon les conditions du milieu. Dans

un milieu réduit, où l’oxygène est un facteur limitant, elle agit comme un oxydant

(augmentation du potentiel redox). Dans un milieu oxydant, où l’oxygène n’est plus un

facteur limitant, elle agit comme un réducteur (diminution du potentiel redox). Cela justifie

l’effet tampon de l’algue sur le milieu.

Si, le potentiel redox d’un bac est trop faible. Alors, il faut augmenter la quantité

d’algues à distribuer. En apportant plus d’oxygène, l’ajout d’algues va entraîner

l’augmentation du potentiel redox du milieu mais dans le cas où le potentie l redox d’un bac

est trop élevé, l’addition d’algues va provoquer l’effet contraire. Elle va abaisser le potentiel

redox du milieu et essayer de le ramener à 190 mV.

3.2.6. Courbe de référence

Le milieu d’étude est favorable au développemnt des virus mais cela n’empêche que

l’élevage larvaire se trouve confronter à des maladies d’origine bactérienne. Alors, il est

important d’assurer l'équilibre de la flore bactérienne des bacs. Une fois qu’une colonie verte

de Vibrionaceae apparaît sur la culture, il faut agir immédiatement en versant du sucre à la

dose de 1 à 2 ppm dans le bac d’élevage. Cette intervention favorise le développement des

grosses colonies jaunes qui vont concurrencer les colonies pathogènes

(RAMANKANTENAINA, 2004). Il est important d'agir vite et tout de suite car les bactéries

vont toujours se multiplier. Comme la durée d’incubation dure 18 heures minimum, alors les

bactéries ont eu 18 heures d’avance. D’où, la nécessité d’agir dans l’immédiat. Le traitement

probiotique dure deux jours maximum. Cela s’avère nécessaire et primordiale. Dépassant

cette durée, cela risque de favoriser la croissance des petites colonies jaunes qui sont aussi

pathogènes que les colonies vertes.

Selon VIZIER en 1971, cette baisse du potentiel redox est le résultat de la diminution

de la quantité d’oxygène et de l’apparition des phénomènes de réduction (dégradation

anaérobique des matières organiques du sol) due au manque d’oxygène. En résumé, la baisse

du potentiel redox dans le bac d’élevage larvaire s’explique par le fait que le taux d’oxygène

dissous dans l’eau diminue progressivement et que les restes d’aliment se trouvant au fond du

bac se dégradent lentement en condition anaérobique (phénomène de réduction).


58

Pour avoir un meilleur résultat en élevage larvaire, il est important d’adopter cette

nouvelle conduite d’élevage. Tout d’abord, il est impératif que le potentiel redox du bac au

premier jour d'élevage soit élevé, supérieur à 210 mV et il doit être maintenu à plus de

190 mV jusqu'en stade Z3. Cela permet aux jeunes larves de prendre de l'avance par rapport à

la croissance de la flore microbienne du milieu. Pour ce faire, il faut débuter avec un bullage

faible qui va être augmenté petit à petit au fil des jours jusqu'à atteindre le niveau maximum

en Z3. Ensuite au lieu de 300 l et 400 l, la distribution se repartit respectivement 100 litres

d'algues pour les bacs de 10 et 200 litres pour les bacs de 17 au premier jour. Puis,

l’augmentation de la quantité à distribuer se fait par paliers de 50 litres par jour jusqu'à

l’atteinte de la quantité distribuée auparavant. Cela a pour but de ne pas précipiter la chute du

potentiel redox du milieu, vu que les algues ont une tendance à ramener le potentiel redox

vers 190 mV.


59

Conclusion

En élevage larvaire, le suivi du redox a un intérê t particulier car il renseigne sur

l‘évolution de la flore microbienne et de la dégradation des matières organiques dans le bac. Il

est particulièrement intéressant car il va permettre de surveiller tous les paramètres d’élevage

à l’aide d’une seule mesure.

Les essais menés ont montré que tous les paramètres d'élevage sont liés entre eux et ils

sont aussi importants les uns des autres. La variation du pH est corrélée négativement avec

celle du potentiel redox. Celle du taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec le

potentiel redox. Mais par contre, le niveau de bullage est corrélé négativement avec le redox.

La salinité est corrélée positivement avec le potentiel redox. Entre la température et le redox,

il existe une faible corrélation négative. Au cours des manipulations, les principaux

paramètres qui influencent la variation du potentiel redox sont le pH et le taux d’oxygène

dissous. Alors, pour modifier le potentiel redox des bacs d'élevage, le meilleur moyen est

d'agir sur ces deux paramètres.

Le potentiel redox du bac d'élevage larvaire diminue progressivement au cours de

l'élevage. Ce fait ne peut pas être expliqué comme l'effet d'un seul facteur. D'après les

résultats de suivi du redox, les milieux sont alcalins et fort oxydés. Ainsi, les milieux sont

favorables au développement de virus. Mais par contre, ils sont défavorables aux bactéries.

Alors, la valeur de redox obtenue lors des investigations répond bien aux exigences du cheptel

d’élevage. Vu que les Vibronaceae constituent les seuls ennemis majeurs de l’élevage

larvaire.

Il n’y a pas de différence significative entre l’évolution du redox durant la saison

chaude et la saison froide, donc la courbe de référence est valable aussi bien durant la saison

chaude que la saison froide. Cette courbe de référence constitue un témoin important pour

l’élevage. Si la valeur du potentiel redox d’un bac s’écarte de cette courbe, il faut

immédiatement intervenir. A elle seule, cette courbe de référence ne peut servir de tableau de

bord pour l’élevage larvaire. Alors la détermination des points critiques s’avère nécessaire.

Pour cela, des nouvelles études doivent être menées afin de compléter la courbe. Ces études

vont se focaliser sur la variation du redox en cas d’apparition des maladies. Cela permet de

savoir à quel moment telle ou telle maladie va-t-elle frapper. Dans ce cas l'intervention est

facile et rapide pour éviter les dégâts souvent désastreux pour les fermes.


60

BIBLIOGRAPHIE

ALLSOPP M., JOHNSTON P.,

SANTILLO David, 2008

Une industrie mise au défi vers une aquaculture durable.

Pays-Bas : GreenPeace international. 24 pages

ANONYMES, date inconnue Water quality and Water quality Management in

Aquaculture. 20 pages

AVALLE O., MULLOUS O.,

VIRMAUX J.F, 2003

Elevage de Crevettes en zone tropicale. Belgique : CDE. pp 5

- 70

AVALLE O.,

RANDRIANTOMPONIONY R.,

1994

Manuel d'écloserie ferme pilote d'aquaculture de crevettes

Nosy – Be, FAO, unité ferme pilote Nosy-be.

BANERJEE S., HEW W.E,

KHATOON H., SHARIFF M.,

YUSOFF F., 2011

Growth an proximate composition of tropical marine

Chaetoceros calcitrans and under laboratory condition.

African Journal of Biotechnologie. Vol 10, issues 08. Pp

1375 - 1383

BARBIER C., 2010 Crevettes d’eau douce en aquariophilie : Exemple de

maintenance de la Neocaridina heteropoda pour les

débutants.Université Paul-Sabatier de Toulouse. Thèse. 100

pages

BARET E., 2009 Notice technique OXEO- SP. CCEI. 8 pages

BARNABE G., LAUBIER A.,

IFREMER , 1989

Aquaculture. Technique et documentation-Lavoisier, vol 1,

2e édition. pp 2 – 4, 495 - 500

BARTHELEMY D. et GOUBIER

M., 1991

Etude du Cycle Nycthéméral de la teneur en oxygène en

bassin de pisciculture par la méthode des moyennes libres

Relation avec la température et l’insolation. Revue des

Sciences de l’eau, vol 04. pp 393 - 414

BEANTANANA O.A, 1997 Essais d'alimentation des crevettes (Penaeus monodon) avec

un aliment fabriqué localement. Université d'Antananarivo,

ESSA Dépt Elevage, mémoire de fin d'étude. pp 2 – 23

BENEZECH C., 1958 Physico-chimie Biologie et Médicale. MASSON & Cie. pp

189 - 245

BENSON B. and KRAUS D. Jr,

1986

The concentration and isotopic fractionation of oxygen

dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with

the atmosphere. The American Society of Limnology and


61

Oceanography, Inc. Volume 29 issue 3. Pp 620 - 632

BOYD C.E., TUCKER C.S, 1998 Pond Aquaculture Water Quality Management. Kluwer

Academic Publishers. Pp 93 - 105

BOYD C.E., 2010 Dissolved-oxygene Concentrations In pound aquaculture.

Global Aquaculture Alliance. 2 pages

BOYER C.S., 1927 Synopsis of North American Diatomaceae. The Academy of

Naturels Sciences of Philadelphia. 228 pages

CANCIANI S., 2008 Oxydo-réduction 1. CUEEP/USTL. 10 pages

CAUVIN G., 2004 La Pisciculture un élevage parmi d'autre. TRANSRURAL

initiatives n°260 mai 2004, 8 pages

CLEMENT O., LAZARD J., 2005 Le développement durable de l'aquaculture : démarche pour

le développement durable de l'aquaculture. Académie

d'Agriculture de France. 28 pages

CONSTANS P., 2011 Réaction en solution aqueuse : chapitre 5 Equilibre

d’oxydoréduction. Cour-chimie PSTI 2011/2012. 11 pages

COPIN-MONTEGUT G., date

inconnue a

Le sel de la mer. 32 pages

COPIN-MONTEGUT Gérard, date

inconnue b

L’oxygène dissous. Physique et chimie marines. 6 pages

COURTIES C., 1976 Description des premiers stades larvaires De trois crevettes

Pénéidespêchées a Madagascar : Penaeus indicus h. Milne

edwards ,Penaeus semisulcatus de haan, Metapenaeus

monoceros (fabricius). OROSTOM, cahier Océanographie,

vol 14 N°1. PP 49 - 70

DANZE .J.M, 2011 Une méthode ignorée d’évaluation du terrain : la

bioélectronique selon L.C VINCENT. 13 pages

DUCOURNEAU P. et LEMAIRE

T., 1998

Limites et intérêts de la gestion des apports d’oxygène dans

les vins rouges. Station régionale ITV midi-Pyrénées –

Journée technique cinquantenaire ITV France. 9 pages

FAO FIGIS, 2008 Statistiques des pêches et de l’aquaculture. pp 7 – 15. ISBN

978-92-5-006698-1.


62

FAO, 2004 Filière Crevette d’Aquaculture. MAEP – UPDR

CONSULTANT, fiche n°305B. 10 pages

FAO, 2006 Les principes internationaux pour l'élevage responsable de

crevette. FAO, NACA, UNEP, World Bank, WWF. 36 pages

FAO, 2010 La situation des pêches et de l’aquaculture 2010. Rome :

FAO, 2010. pp 20 – 29. ISBN 978-92-5-206675-0

FRANCOIS C., 2003 Elevage larvaire de crevette en Nouvelle Calédonie. Ecole

Nationale Vétérinaire de Nantes, Thèse. pp 12 – 37

GAUCHARD P.A, 2010 Solutions aqueuses 2 : réactions d’oxydo-réduction.

Université Joseph Fourrier de Grenoble 2010/2011. 34 pages

GEDEON A., KOZAK A., 2007 Equilibre d’oxydo-réduction. Université Pierre et Marie-

curie, Faculté de médecine, support de cours chimie générale

chapitre 8. 30 pages

GREISINGER Electronic GmbH,

2009

Opératingmanual GMH 3530. 14 pages

HASS R., 2010 Surprenante eau ionisées alcalines réductrices. Mise à jour

fév 2011. 103 pages

HILL L.C, 2002 Predicting temperature and salinity in marine prawn

aquaculture ponds in the northwest of Western Australia. The

University of Western Australia Centre for Water Research

jointly with the Department of Fisheries Western Australia.

Pp 13 - 18

HUSSENOT J., 1987 Le contrôle des gaz dissous en Aquaculture. Le traitement de

l’eau en aquaculture, IFREMER. Volume 2. 25 pages

JENSEN W.B, 2004 The symbol for pH. University of Cincinnati, Dépt of

chemistry. 2 pages

KREMER M., BRAUN U.,

SCLEICHER J., 2007

Guide de la mesure du potentiel redox. Article n° 00398258,

réf FAS 15. 36 pages

KUNGVANKIJ P.AND CHUA

T.E, 1986

Shrimp culture: pond design, operation and management.

Aquaculture extension Manual, issus 15, FAO. 68 pages

LE MENN M., 2011 Le projet NOSS (NKE Optical Salinity Sensor) et les


63

nouvelles définitions de la salinité. Ministère de la défense

française, SHOM, IFREMER, NEK ELECTRONICS,

Telecom Bretagne. 21 pages

LEE P.G, LEA R.N, DOHMANN

E, PREBELSKY W., TURK P.U,

YING H., WHITSON J.L, 1999

Denitrification in aquaculture systems: an example of a fuzzy

logic control problem. Marine Biomedical Institute,

University of Texas Medical Branch. 23 pages

LGA, 2010 Présentation de l’OSO FARMING Les Gambas de

l’Ankarana. 15 pages

LGA, 2011 Fiche de suivi d’élevage larvaire

MINARD Sara, 2006 Rapport de réunion table ronde régionale Conakry 06 au 08

juin 2006. Paris, OCDE. 28 pages

MOUTIN .T, JOUANDET M.P,

BEKER .B, 2009

Travaux pratiques de chimie océanographique. Master

océanographique 2008 – 2009. pp 5 - 14

NOVA SCOTIA, 2006 Nova Scotia Aquaculture Environmental Monitoring

Program. 6 pages

PHAM D., JR. MAILLIEZ, JM.

PEIGNON, F. BROUTOI, AL.

MARTEAU, N. WABETE, 2011

Salinité et confort physiologique - Application pratique en

élevage larvaire. IFREMER. 3 pages

PHAM D., 2011 Capacités Osmorégulatrices chez les crevettes bleue

Liptopenaeus stylorostris, au cours de l'ontogenèse.

Université du Polynésie française/IRD, Thèse. pp 1 – 5, 12 -

23

PIERCE R.S, 1953 Oxudatio-reduction potential an specifique conductance of

ground water: their influence on natural forest distribution

PRESCOTT S., date inconnue Water chemistry in aquaria withspecial emphasis on redox,

and its interactions with nitrification, dentrification, protein

skimming, ozone, and more. Red sea fish pHarm, Israel. 5

pages

PROUZET P., AMINOT A., 1979 Qualité des eau de la rivière Elron 1974 – 1977. CNEXO-

COB. 55 pages

RAMANANKATENAINA A., Etude de l’évolution des écosystèmes bactériens et


64

2004 détermination du seuil critique de pathogénicité de certains

VIBRIONACEAE. Université d’Antananarivo, ESSA Dépt

Elevage, Mémoire de fin d’étude. 62 pages

RAZAFINDRAMIADANA L.

2012

Ressources halieutiques : Le white spot cherche financement

Express de Madagascar, n° 5338

RAZAFINTSEHENO G., 2003 Crevetticultures responsables conférence internationale.

Bertrand Coûteau. pp 104 - 111

REPABF, 2007 Cahier des charges concernant le mode de production et de

préparation biologique des espèces aquacole et leurs dérivés.

Ministère Agriculture et Pêche Française, modalité

d'application du règlement CEE n° 2096/91. 36 pages

SCHWEDES H.G, 2008 La technique Redox. Allemagne : Sanum per Aquam. 8 pages

SILAS E. G., MUTHU M. S.,

PIJIAI N. N., GEORGE K. V., 1979

Larva l development — Penaeus monodonFabricius. 11

pages

THERMOFISHER SCIENTIFIC,

date inconnue

Water quality and aquaculture. Thermofisher. 3 pages

TRAVERS M., KIM K.T, 1990 Le pH et l’alcalinité des eau saumâtres de l’étang de BERRE.

Marine Nature 3. Pp 75 – 85

TRUCHOT J.P et JOUVE-

DUHAMEL A., 1983

Consommation d'oxygène de la crevette japonaise, Penaeus

japonicus, en fonction de l'oxygénation du milieu : effets de

la température et de l'acclimatation a des conditions

ambiantes hypoxiques. IFREMER. Actes de Colloques n. 1,

pages 245 à 254

TSILAVINDRANTO A.P, 2010 Contribution à l’optimisation et la mise en place d’un

système de suivi et de contrôle du traitement des eau usées de

l’usine cas de la ferme crevetticole OSO Farming LGA du

groupe SOCOTA. Université d’Antananarivo, ESSA Dépt

IAA, mémoire de fin d’étude. 76 pages

VAN PRAAG H.J, WEISSEN F,

1982

Aspects fonctionnels et écologie des Sols hydromorphes

forestiers. Pédologie, Vol 32, N°3. Pages 273 - 284

VILLENEUVE V., LEGARE S.,

PAINCHAUD J., WARWICK V.,

2005

Dynamique et modélisation de l’oxygène dissous en rivière.

Revue des Sciences de l’Eau, volume 19, issue 4 (2006). pp

259-274


65

VIZIER J.F, 1971 Etude de l’état d'oxydoréduction du sol et de ses

conséquences sur la dynamique du fer dans les sols

hydromorphes. OROSTOM, cahier Pédologie vol 09 n° 4. 25

pages

VOHANGINIRINA B.M.S, 1998 Contribution à l'analyse de l'écologie des Vibrios en élevage

larvaire de crevettes Penaeus monodon cas de l'écloserie de

l'Aqualma Nosy-be. Université d'Antananarivo, ESSA Dépt

Elevage, mémoire de fin d'étude. pp 4 - 28

ZADOR S., 1958 The Effect of sunlight and temperature on the redox potential

of liquid Media. J. Clin. Path, volume 11. pp 339 - 342


66

WEBOGRAPHIE

Http: //members.lycos.fr/wphysiquechimie. Anonymes, consulté en août 2012

http://fr.wikipedia.org/wiki/su.vi.max. Anonymes, consultéen août 2012

Http://www.fao.org/figis/. Fao, 2010

http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/penaeus_monodon/fr. Fao, 2006

http://www.lyceepissaro.org. Anonymes, consulté en août 2012

www.alibaba.com. Anonymes, consulté en octobre 2012

www.benvincent.com. Anonymes, consulté en août 2012

www.conrad.com conrad, 2005 . Electrode redox ge 105. Notice. 4pages, consulté en

août 2012

www.conrad.fr/ electrode redox ge 105. 07/2012

www.extech.com. Extech instrument, 2003. User’s guide portable salinity

refractometer. 4 pages

www.hanna-france.com. Hanna- france, 2005. Manuel d’utilisation réfractomètres

manuels portatifs avec correction de température automatique. 2ndédition. 05 pages,

consulté en octobre 2012

www.hannainst.com. Hannainst, 2010. Instruction manual hi 98127 • hi 98128

waterproof ph testers with replaceable electrode. 8 pages, consulté en août 2012

Www.osae-livingwater.com. 2002-2012 osae gmbh 10/08/12

www.saveurdel’année.com. Anonymes, consulté en octobre 2012

www.ysi.com. Anonyme, Oxymètre YSI Pro 20, consulté en novembre 2012

http://fr.wikipedia.org/wiki/SU.VI.MAX

http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Penaeus_monodon/fr

http://www.lyceepissaro.org/

http://www.alibaba.com/

http://www.benvincent.com/

http://www.conrad.com/

http://www.conrad.fr/

http://www.extech.com/

http://www.hanna-france.com/

http://www.hannainst.com/

http://www.saveurdel'ann�e.com/


67

ANNEXES

ANNEXE N°01 : alcootest à usage unique

Chaque éthylotest de ce type est constitué d'une embouchure stérilisée, d'un tube de

verre rempli de dichromate de potassium solide ( ) acidifié et d'un ballon en plastique

de 1L. Lorsqu'une personne a consommé de l'alcool, l'éthanol passe de son sang dans l'air de

ses poumons. Si, elle souffle dans un éthylotest, l'éthanol contenu dans son haleine va être

oxydé en acide éthanoïque par les ions dichromates, de couleur orange, qui se transforment

alors en ions chrome (III), de couleur verte (WIKIPEDIA, 2002).

La réaction se passe comme suit :

Soit les couples / et / . D'après la règle de

''gamma'', la réaction se fasse entre l'oxydant et le réducteur les plus puissants. Ici, l'oxydant le

puissant est le avec NO (Cr) = +6 et son réducteur est l'éthanol NO( )=0.

Ecriture de l'équation :

[ + ⟶ + + ] x 3

+ + ⟶ 2 + 7

_______________________________________________________________

+ + <—> 3 + 2 + 4


68

ANNEXE N°02 : Notion de terrain selon la bioélectronique de VINCENT

Figure n° 09 Bioélectronigramme

Source : DANZ, 2011

ANNEXE N° 03 : pH

pH

Origine du pH

pH est un sigle qui signifie potentiel d’hydrogène. Il permet de mesurer d’une façon

indirecte la concentration des ions dans la solution. Comme cette concentration a une

valeur relativement faible (inférieure à 1), alors pour une représentation plus commode, le

biochimiste danois SORENSEN a décidé d’utiliser le potentiel d’hydrogène. Et, il a donné la

formule suivante, pH = - log [ ]. (JENSEN, 2004)

En fait, le pH mesure l’acidité d’une solution. Son échelle s’étend de 0 à 14. Un pH

égal à 0 signifie que [ ]=1mol/L, c’est le plus acide et pH égal à 14 signifie que

[ ]= , est le plus alcalin et un pH égal à 7 est synonyme de neutralité.


69

pH en aquaculture

En aquaculture, le pH est un indicateur de qualité de milieu qui permette d’apprécier la

dynamique du système marin et de la productivité naturelle. Pour le bien être des animaux, il

doit être maintenu entre 7,5 et 8,5 (AVALLE et al, 2003). Trop élevé (pH>9), il entraîne la

transformation de l’ammonium en ammoniaque qui est une substance toxique pour les

animaux. Trop acide (pH<5), il entraîne la réduction des métaux qui vont obstruer les

branchies. Cette dernière peut provoquer la mort des animaux, mais ce pH faible conduit

également à la formation de l’acide sulfurique qui est aussi une substance toxique pour les

animaux. (THERMOFISHER SCIENTIFIC, date inconnue)

Régulation du pH

La fluctuation du pH au cours de la journée est associée à la variation du taux de

dioxyde de carbone dissous dans l’eau. En effet, le est acide et il va entraîner la

diminution du pH or le taux de dans l’eau est régulé par le phénomène de photosynthèse.

Le jour, les organismes photosynthétiques vont absorber les , et la nuit, ils les rejettent.

Alors, le niveau le plus faible du pH, se rencontre durant la nuit lorsque le domine les

autres formes de carbone, le carbonate et le bicarbonate. Son niveau le plus élevé se

rencontre durant le jour où les formes alcalins du carbone (carbonate et bicarbonate) prennent

le dessus sur la forme acide (dioxyde de carbone). (BOYD et TUCKER, 1998)

De ce fait, il est très important de suivre l’évolution du pH vu qu’il prend une place

importante dans le métabolisme des êtres vivants. Une variation trop importante du pH stresse

énormément les animaux. Alors pour le bien être des différents organismes aquatiques, la

fluctuation journalière doit être maintenue à ± 0,4. Ce contrôle est nécessaire pour minimiser

l’effet toxique de l’ammoniaque et du sulfure d’hydrogène. Si le pH augmente de 2 unités,

c’est la mort assurée des animaux présents dans le bac. (BARBIER, 2010)

ANNEXE N° 04 : Température

Température

Les organismes aquatiques sont des animaux à « sang froid ». Ils régulent leur

température corporelle suivant les conditions du milieu. Alors, ils supportent un assez large

intervalle de température. Pour le Penaeus monodon, elle se situe entre 28 et 30°C. Toutes les

espèces de crevettes exigent une température minimale de 22°C mais, elle ne doit pas excéder

35 à 36°C pour éviter certains stress et un taux d’oxygène dissous trop faible. (AVALLE et al,

2003)


70

La température de l’eau est le facteur de croissance le plus important car elle influence

la consommation d’aliment, l’efficacité alimentaire et la fréquence de mue. Lorsque la

température augmente, la consommation d’aliment et la fréquence de mue augmentent à leur

tour, ce qui augmente l’opportunité de croissance. (HILL, 2002)

Une fois que la température tombe en dessous de 28°C, les crevettes sont moins

actives et leur taux de croissance diminue. En dessous de 20°C, elles s’alimentent moins.

Chez le Penaeus monodon, on a remarqué que la croissance est deux fois plus rapide à 30°C

qu’à 25°C. (AVALLE et al, 2003)

ANNEXE N° 05 : Salinité

Salinité

Définition

En réalité, il n’existe pas une seule et unique définition de la salinité, mais plusieurs

définitions de cette dernière sont connues : la salinité absolue, la salinité pratique, salinité de

référence. Pour l’étude menée, la définition de 1902 ou la salinité absolue a été retenue: « la

salinité est la masse en grammes des substances solides contenues dans un kilogramme d’eau

de mer, les carbonates ayant été transformés en oxyde, les bromures et iodures remplacés par

leurs équivalences en chlorures, les matières organiques oxydées ». (COPIN-MONTEGUT,

date inconnue a)

Vu que la salinité ne s’agit pas seulement de la mesure des sels dissous mais de toutes

les substances dissoutes, alors des nouvelles définitions ont été données. En 1978, la salinité

pratique est basée sur la mesure de rapport de conductivité de mer. En 2009, vient la salinité

de référence, pour corriger les erreurs entre la composition standard et la notion de salinité de

référence :

. (LE MENN, 2011)

Salinité en aquaculture

La salinité joue un rôle important dans la croissance et le développement des

organismes aquatiques. Elle intervient sur la capacité de régulation osmotique des organismes

par rapport à son environnement. (Exemple : le calcium joue un rôle dans la perméabilité des

membranes). Elle intervient également dans l’équilibre des différentes réactions chimiques

qui se passent dans l’eau et dans la solubilité de certains gaz dissous. En effet dans la pratique,

une fois que la salinité augmente, le taux d’oxygène dissous diminue. (BOYD et TUCKER,

1998)


71

En aquaculture de crevettes, une salinité comprise entre 15 et 25‰ est favorable pour

le grossissement de crevettes. Par contre l’écloserie doit impérativement fonctionner dans des

conditions de salinité de type océanique : 25 à 38‰. (AVALLE et al, 2003)

Des expériences récentes sur l’élevage larvaire de Lytopenaeus stylirostris ont montré

qu’un élevage larvaire mené avec une salinité de 35‰ durant tout l’élevage donne un meilleur

taux de survie. Par contre, si la phase post- larvaire est menée à 27‰, les larves affichent des

bons résultats en termes de croissance et de développement. (PHAM et al, 2011)

La salinité a aussi une influence considérable sur la mue. En effet, une forte ou une

faible salinité rallonge le phénomène de mue, ce qui rend les crevettes vulnérables à la

prédation et au cannibalisme. (CHIEN 1992 cité par HILL, 2002)

ANNEXE N°06 : Oxygène dissous

Oxygène dissous

Origine des oxygènes dissous dans l’eau

L’oxygène est présent dans l’eau sous forme de molécules gazeuses, au sein de

minuscules bulles d’air. Il provient de deux sources. La première étant l’échange avec

l’atmosphère où les molécules d’oxygène vont se diffuser de l’air vers l’eau ou de l’eau vers

l’air, selon le degré de saturation de l’eau en oxygène. Et la seconde est le phénomène de

photosynthèse où les organismes photosynthétiques libèrent de l’oxygène comme produit de

la photosynthèse durant la journée. (KUNGVANKIJ et CHUA , 1986)

Le taux d’oxygène dissous est la résultante des flux de production (diffusion de

l’oxygène atmosphérique et photosynthèse) et des flux de consommation (respiration et

dégradation des matières organiques). (MOUTIN et al, 2009)

Mesure du taux d’oxygène dissous

Pour pouvoir mesurer cette quantité d’oxygène dissous, une méthode chimique simple

proposée par WINKLER a été utilisée depuis très longtemps. Mais dû à l’avancée

technologique, une électrode à oxygène est utilisée. Les teneurs sont exprimées en moles de

par kilogramme de solution (mol/Kg). Mais dans la nécessité de l’usage, elles sont

exprimées en mg/l ou ml/l. (COPIN-MONTEGUT, date inconnue b)


72

Alors, pour calculer ce taux d’oxygène dissous BENSON et KRAUS en 1986, ont

proposé un algorithme qui est fonction de la température et de la salinité :

Ln = -135,29996 + 1,572288 x /T - 6,637149 x / + 1,243678 x / -

8,621061 x / - S (O,020573 – 12,142/T + 2363, l/ ).

Avec T (température) exprimée en °K et S (salinité) en ppt et (taux d’oxygène dissous) en

µmol/Kg

Taux d’oxygène dissous en aquaculture

C’est un paramètre très important au cours de l’élevage car l’oxygène sert à la

respiration des organismes aquatiques. Et que, les organismes aquat iques ont besoin d’une

certaine quantité d’oxygène pour pouvoir survivre.D’où, l’importance de l’oxygène dissous et

le suivi du taux d’oxygène dissous des bassins d’élevage.

En plus, il exerce un effet important sur la croissance et la production (taux de survie

des animaux) à cause du fait qu’il affecte directement le métabolisme et la consommation

d’aliment chez les animaux aquatiques. (KUNGVANKIJ et CHUA, 1986)

Tableau n° 10 Effet du taux d'oxygène sur le taux de survie, la production et l'indice de conversion alimentaire

Taux d’oxygène dissous

minimum (mg/l)

Taux de survie

(%)

Production (Kg/Ha) Indice de conversion

alimentaire

2,32

2,96

3,89

42

55

61

2976

3631

3975

2,64

2,21

1,96

Source : BOYD, 2010

Le taux d’oxygène dissous affecte également, la qualité d’eau d’élevage. L’oxygène

est un oxydant très puissant. Et en intervenant dans diverses réactions chimiques, il définit la

solubilité et la disponibilité de certains nutriments qui servent de nourriture pour le

phytoplancton. Alors un manque d’oxygène peut provoquer des dégâts considérables dans

l’élevage : mortalité en masse, diminution de l’appétit, inhibition de la croissance, et

apparition des gaz toxiques (ammoniaque et sulfure d’hydrogène) due à la décomposition

anaérobique des matières organiques. (BOYD, 2010)

Donc, l’éleveur a intérêt que le taux d’oxygène dissous soit au-dessus du niveau optimum

acceptable. Et pour les Crustacés (les crevettes en particulier), ce seuil est entre 3 à 4 mg/l.

(HUSSENOT, 1987)


73

ANNEXE n°07 : STADE DE DEVELOPPEMENT DE LA LARVE DE CREVETTES

STADE NAUPLIUS

A l'éclosion, l'œuf donne naissance à un Nauplius. La larve Nauplius est caractérisée

par la présence d’un œil médian, appelé œil nauplien, et de trois paires d’appendices à

fonction natatoire : les antennules, les antennes et les mandibules.

Il existe 6 stades naupliens successifs. Chaque stade dure 8 à 10 heures. Au début du

stade, le nauplius a une taille moyenne comprise entre 200 et 250 μm qui augmente

légèrement au cours des différentes mues. Il se déplace dans l'eau en nageant par saccade

comme le vol d'un papillon. (BARNABE et al, 1989)

Voici quelques caractères spécifiques des nauplii :

Ils sont dépourvus de bouche, ne s'alimentent pas mais se nourrissent des réserves

vitellines contenues dans l'œuf et ;

ils présentent un phototropisme positif très marqué, propriété utilisée au cours des

différentes manipulations : lors de la récolte ou du dénombrement.

Après plusieurs mues successives soit 36 heures environ, le nauplius croît jusqu'au stade Zoé.

(BEANTANANA, 1999)

Chez le genre Penaeus ou Pénéides, deux caractères morphologiques essentiels

permettent de déterminer avec précision le stade nauplien considéré : le nombre de

soies et d’épines de la furca, et le nombre de soies et d’épines placées sur l’exopode

de la deuxième antenne. (COURTIES, 1976)

Ci-après la description de chaque sous-stade nauplien selon SILAS et al en 1979 et de

COURTIES en 1976.


74

Tableau n° 11 Spécificités des sous stades Nauplius

Sous-stade Spécificités

Nauplius I - Formule soie furcale : 1+1

- Présence d’une dent post dorsale entre les deux soies furcales

- Soies non-plumeuses

- Première paire d’antennes uniramées

- Et seconde paire d’antennes biramées : endopode et exopode

- Exopode portant 5 longues soies

- Durée : 3 à 4 heures

Nauplius II -Formule soie furcale : 1+1

-Dent post dorsale absente

-Soies plumeuses

-Raccourcissement des soies terminales de la première paire d’antennes

-Exopode portant 6 soies

-Bifurcation de la 4e soie à partir de la partie terminale de l’exopode

-Durée : 3 à 4 heures

Nauplius III -Formule soie furcale : 3+3

-Soie terminale intérieure parait plus longue que les autres soies d’A1 et les

soies latérales extérieures sont minces et courtes

-Exopode portant six plumeuses soies et une soie rudimentaire (7 soies)


Nauplius IV -Formule soie furcale : 4+4

-Apparition d’un organe frontal

-Disparition des soies latérales distales d’A1 et rallongement de soie

intérieure terminale

-Début segmentation de l’exopode


-Base de la mandibule gonflée


Nauplius V -Formule furcale : 6+6

-Début de segmentation de la première paire d’antennes


-Durée : 10 à12 heures


75

Nauplius VI -Formule furcale : 7+7

-Organe frontal proéminent

-Apparition carapace rudimentaire


-Par transparence, on aperçoit une lame tranchant de la mandibule


Source : SILAS et al en 1979 et de COURTIES en 1976.

ZOE

Le nauplius donne naissance à une larve capable de s'alimenter, la larve Zoé. Cette

larve possède déjà un tube digestif fonctionnel et elle se nourrit d'algues phytoplanctoniques.

Elle possède une carapace céphalothoracique distincte et un abdomen qui se termine par un

telson garni de longues soies terminales.

Trois stades Zoé successifs (zoé I, zoé II, zoé III) sont à distinguer. Ils durent chacun

plus de vingt quatre heures.

Des nombreux appendices apparaissent progressivement durant les trois sous-stades.

En même temps, leurs fonctions se diversifient. La mandibule devient un véritable appendice

masticateur. Les antennules et les maxillipèdes jouent un rôle prédominant dans la nage.

Voici quelques points de distinction des différents sous-stades Zoé lors des

observations microscopiques à part le fait que la taille augmente.

Tableau n° 12 Différents sous-stade Zoé et leurs spécificités

Sous-stade Caractéristiques Spécificités

zoé 1 - pédoncules oculaires pas encore

apparus

- deux yeux sessiles visibles sous

la carapace céphalothoracique

-Partie antérieure du corps couverte de carapace

-Partie postérieure subdivisée en deux parties : thorax

et abdomen

-Thorax composé de six segments et abdomen non

segmenté

-Furca composé de sept paires de soies

-Apparition de deux paires de maxilles et deux paires

de maxillipèdes

-A1 composé de 3segments principaux formés par 5

articles

-A2 : exopode 9-10 segment, endopode 2 segment


76

-Mandibule symétrique


zoé 2 - à partit de ce stade les yeux sont

pédonculés

- et le rostre apparaît

-Carapace avec un rostre

-Epines supraorbitales bifides

-A2 rallongement des soies

-Mandibule non symétrique


zoé 3 - Uropode binaire

- Apparition des épines dorsales

-Elongation du rostre

-Epines supraorbitales simples

-Segmentation de l’abdomen en six segments et le

dernier est prolongé par le furca

-Epine dorsale sur les cinq premiers segments, épine

latérale sur le 5e et 6e, épine ventrale sur le 6e segment

-Développement du 3e maxillipède


Sources : COURTIES (1976), SILAS et al (1979)

Remarques :

lorsque les larves sont bien nourries, elles rejettent un cordon fécal constitué d'algue

non digérée.

La larve Zoé se déplace par saccade et se tient verticalement dans l'eau, la tête orientée

vers le haut. (BARNABE et al, 1989)

La larve passe par trois mues successives et arrive au stade Mysis. (Annexe n°03)

STADE MYSIS

La larve Mysis a grossièrement l’apparence d’une petite crevette. Mais, elle se

distingue facilement par la présence de pattes thoraciques natatoires démesurées et

dépourvues de pinces. Le rostre et l’appendice caudal sont bien développés. Contrairement au

stade larvaire Zoé, la larve mysis se déplace à reculons, se tient la tête en bas avec parfois de

brusques mouvement de montée.

Il existe trois sous-stades mysis successifs séparés par des mues qui différent essentiellement

par le développement et la complication des appendices abdominaux. Et, chaque stade dure

plus de 24 heures. (FRANCOIS, 2003)


77

Le régime alimentaire est exclusivement carnivore en particulier pour les Mysis 2 et

Mysis 3. C’est à partir de ces sous stades que commence le rajout des larves d’Artemia salina

dans leur alimentation en élevage larvaire.

Les quelques points importants pour distinguer les différents stades Mysis sont

repésentés dans le tableau suivant :

Tableau n° 13 Différents sous stades Mysis et leurs spécificités

Sous-

stades

Caractéristiques Spécificités

Mysis I - se distingue de la zoé 3 par

son telson bien développé

- bourgeonnement des

pléopodes

-Carapace avec un rostre plus long que les yeux

-Absence d’épine supraorbitale et sur le rostre

-Epines abdominales proéminentes

-Bourgeonnement des pléopodes sur les segments

abdominaux

-3e maxillipède bien développé, composé de trois

segments

-Telson portant 8 paires de soie


Mysis II - pléopodes allongés et

incurvés

-Carapace céphalothoracique enserre mieux le corps

-Rostre sans épine et à la base on retrouve deux épines

supraorbitales

-Pléopodes courts et non segmentés

-Telson et uropodes biens développés


Mysis III - pléopodes allongés et

segmentés

- les pléopodes servant à la

nage

-Présence d’une épine sur le rostre

-Longs pléopodes formés par deux segments

-Absence de soie sur les pléopodes

-Présence de fente sur le telson


Source : SILAS et al 1979


78

POSTLARVES

Suite à une réelle métamorphose, la Mysis 3 donne une jeune crevette très semblable à

l'animal adulte, dénommée Postlarve. Son régime alimentaire est exclusivement carnivore,

seules les quantités de proies changent par rapport à celui du stade Mysis.

Le nombre et la disposition des dents ornant le rostre, les sculptures de la carapace

céphalothoracique permettent de distinguer les différents stades postlarvaires. Mais en élevage

industriel, à partir du stade postlarve l’âge est compté en jours et non plus en stade de mue.

Exemple : P3 = une postlarve de 3 jours.

La vie des postlarves est plutôt pélagique. Mais, elles cherchent en permanence un

contact avec le fond pour acquérir rapidement le comportement des adultes. Pour la postlarve,

la journée se divise en deux phases : une phase nocturne d’activité (Prédation, déplacement et

migration, mue) et une phase diurne de repos.

Voici quelques points pour distinguer les postlarves des mysis :

pour les postlarves la première paire de péréiopode sont munies de pinces ;

apparition de soie sur les pléopodes ;

les postlarves en position horizontale dans l'eau avec la tête légèrement orientée vers le

haut en se déplaçant vers l'avant.

Tableau n° 14 Spécificités des postlarves

Postlarve Spécificités

Postlarve 1 -Rostre avec une seule épine

-Réduction de la taille de l’épine supraorbitale

-Chélipèdes fonctionnels

-Pléopodes ciliés

Source : SILAS et al 1979

Arrivées en P8 (postlarve âgée de Huit jours), les larves sont transférées en nurserie.

Elles y restent pendant quelques jours. Puis, elles sont transférées en bassin de pré-

grossissement à l’âge P15. Ce séjour en nurserie est nécessaire pour acclimater les larves avec

les conditions de la ferme.


79

Phase juvéniles

Les jeunes crevettes ou juvéniles se caractérisent par une croissance exponentielle très

marquée jusqu’à la phase adulte. La formule rostrale et le système respiratoire sont complets.

Les jeunes crevettes manifestent toute une activité nocturne très importante et une activité

diurne réduite. Elles possèdent un corps transparent.

Phase adulte

L’acquisition de la morphologie définitive est atteinte environ deux mois après

l’éclosion lorsque les caractères apparaissent et l’animal atteint la maturité sexuelle quelques

mois plus tard. (RAMANANKATENAINA, 2004

ANNEXE n°08 : Spécificité des différents stades d’élevage larvaire

Figure n° 10 Sous-stades Nauplius

Source : FRANCOIS, 2003


80

Figure n° 11 Sous-stades Zoé


Figure n° 12 Sous-stades Mysis



81

Figure n° 13 Postlarve



82

ANNEXE N° 09 : Résultats des expérimentations

Tableau n° 15 Entre le pH et le potentiel redox

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 1, Exp 2

et Exp 3

Exp art 3 et

algue 1

Exp art 4 Exp algue 2

pH E pH E pH E pH E pH E pH E pH E

Résultats

8,13

7,46

8,13

7,9

7,92

8

7,79

6,82

226

149

214

158

161

168

168

180

8,2

7,93 8

7,8

7,7 7,95

7,01 6,8

6,18

215

142 144

142

142 144

160 160

170

8,55

8,3 8,26

7,96

7,73 7,89

8,03 7,1

6,96

6,75 7,79

201

203 202

214

237 229

228 239

226

231 221

6,18

6,75 6,8

6,82

6,96 7,01

7,1 7,46

7,7

7,73 7,79

7,79 7,8

7,89

7,9 7,92

7,93 7,95

7,96

8 8

8,03 8,13

8,13

8,2 8,26

8,3 8,55

170

231 160

180

226 160

239 149

142

237 168

221 142

229

158 161

142 144

214

168 144

228 226

214

215 202

203 201

7,98

8,08

8,1

8,1

8,13

8,13

8,13

8,13

8,14

8,14

8,15

8,16

8,18

8,28

201

235

246

197

205

204

177

176

231

182

174

181

201

193

8,13

7,8

7,8

7,84

7,86

7,86

7,88

8,08

8,09

8,13

8,13

8,14

8,14

8,14

8,17

218

208

196

194

188

104

153

225

217

218

200

207

192

192

197

7,96

7,99

8,01

8,09

8,11

8,11

8,14

8,14

8,16

8,18

8,18

8,18

8,2

8,23

8,29

115

132

137

142

167

187

189

198

189

183

194

185

183

189

177



83

Tableau n° 16 Entre le taux d'oxygène dissous et le redox

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Exp 5 Exp 6 M. oxydés M. réduits

Résultats O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E

7,8

7,5

7,1

6,53

3,3 7,15

7,83

7,84

7,7

212

203

208

209

214

209

196

197

205

6

6,1

6,2

6,38

6,77

6,94

7,05

7,12

183

172

179

177

181

171

181

184

7,22

7,69

7,59

4,44

3,06

5,43

6,91

7,33

7,4

174

188

184

223

203

178

167

163

157

6,15

6,3

6,69

7,12

7,04

7

6,75

6,4

5,4

183

182

178

181

181

178

178

183

187

6,4

3,81

5,96

6,51

6,36

6,57

170

204

190

193

187

170

3,27

4,78

5,01

5,95

6,04

6,24

6,38

6,51

6,6

6,6

6,86

6,94

7,03

7,11

7,2

7,22

7,27

7,28

218

225

211

215

213

219

207

203

214

202

193

197

191

201

197

197

194

194

7,8

7,5

7,1

6,53

3,3

7,15

7,83

7,84

7,7

3,27

4,78

5,01

5,95

6,04

6,24

6,38

6,51

6,6

6,6

6,86

6,94

7,03

7,11

7,2

7,22

7,27

7,28

212

203

208

209

214

209

196

197

205

218

225

211

215

213

219

207

203

214

202

193

197

191

201

197

197

194

194

6

6,1

6,2

6,38

6,77

6,94

7,05

7,12

6,15

6,3

6,69

7,12

7,04

7

6,75

6,4

5,4

7,22

7,69

7,59

4,44

3,06

5,43

6,91

7,33

7,4

6,4

3,81

5,96

6,51

6,36

6,57

183

172

179

177

181

171

181

184

183

182

178

181

181

178

178

183

187

174

188

184

223

203

178

167

163

157

170

204

190

193

187

170



84

Tableau n° 17 Entre la salinité et le redox

Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Résultats

Résultats Salinité redox Salinité redox Salinité redox Salinité redox Salinité redox

34,28

30

32,72

25,71

8,3

30

33,6

225

208

204

206

197

213

273

0

30

31

32

32

33

34

34

35

36

157

214

193

199

217

200

191

226

205

206

0

30

31

32

33

34

35

36

177

206

210

212

216

216

217

218

0

30

31

32

33

34

35

36

200

208

215

223

229

240

260

289

0

0

0

8,3

25,71

30

30

30

30

30

31

31

31

32

32

32

32

32,72

33

33

33

33,6

34

34

34

34

34,28

35

35

35

36

36

36

157

177

200

197

206

208

213

214

206

208

193

210

215

199

217

212

223

204

200

216

229

273

191

226

216

240

225

205

217

260

206

218

289

corrélatio

n

0,5 0,8 0,99 0,59 0,55



85

Tableau n° 18 Suivi de la température et du potentiel redox du Bio-essai

AM

PM

Moyenne de T°

(°C)

Moyenne de

REDOX

Moyenne de T°

(°C)

Moyenne de

REDOX Ecart T°

Ecart

redox

29,65 194,50 30,50 193,00 0,85 -1,50

29,95 187,50 30,45 191,50 0,50 4,00

30,25 190,00 30,60 195,50 0,35 5,50

30,50 197,00 31,05 199,50 0,55 2,50

30,00 197,00 29,85 204,00 -0,15 7,00

29,50 199,00 29,95 198,00 0,45 -1,00

28,90 204,33 29,23 207,00 0,33 2,67

29,23 198,33 29,70 198,00 0,47 -0,33

29,27 205,00 29,63 198,67 0,37 -6,33

29,50 189,67 29,50 189,67 0,00 0,00

29,27 192,00 29,53 192,00 0,27 0,00

29,13 200,00 29,47 197,67 0,33 -2,33

28,43 194,67 28,77 183,67 0,33 -11,00

28,30 187,00 29,13 185,00 0,83 -2,00

30,60 177,67 30,10 180,33 -0,50 2,67

29,33 187,67 29,20 184,00 -0,13 -3,67

29,60 205,00 29,80 206,00 0,20 1,00

29,70 196,00 29,70 196,00 0,00 0,00

29,70 190,00 29,80 198,00 0,10 8,00

30,20 185,00 30,10 187,00 -0,10 2,00

30,00 185,00 30,20 189,00 0,20 4,00

29,60 184,00 29,70 176,00 0,10 -8,00

29,50 173,00 29,50 171,00 0,00 -2,00

29,50 174,00 29,70 175,00 0,20 1,00

29,75 191,50 30,05 190,00 0,30 -1,50

30,05 193,00 30,40 186,00 0,35 -7,00

29,95 185,50 30,00 188,50 0,05 3,00

29,97 194,67 30,47 192,33 0,50 -2,33

28,93 177,00 29,83 186,33 0,90 9,33

30,37 189,67 30,37 186,00 0,00 -3,67

29,63 188,00 29,60 184,33 -0,03 -3,67

29,40 195,00 29,40 193,00 0,00 -2,00

30,10 189,00 30,10 189,00 0,00 0,00

30,15 193,50 30,25 191,00 0,10 -2,50

30,00 189,50 30,30 193,00 0,30 3,50

29,55 198,50 29,75 201,00 0,20 2,50

29,80 203,50 30,00 197,00 0,20 -6,50

29,55 204,00 29,85 198,00 0,30 -6,00

29,50 196,50 29,75 202,50 0,25 6,00


86

29,23 200,00 29,63 202,67 0,40 2,67

29,03 199,67 29,03 199,67 0,00 0,00

28,55 202,50 28,85 202,50 0,30 0,00

28,27 202,00 28,80 209,33 0,53 7,33

29,70 206,00 30,05 195,50 0,35 -10,50

29,97 197,00 30,17 201,67 0,20 4,67

30,20 200,67 30,03 203,67 -0,17 3,00

29,27 195,00 29,67 192,67 0,40 -2,33

29,87 192,67 29,97 194,33 0,10 1,67

29,17 195,00 29,33 188,33 0,17 -6,67

29,97 196,67 30,27 192,00 0,30 -4,67

30,47 187,33 30,57 185,67 0,10 -1,67

30,57 187,33 30,57 183,67 0,00 -3,67

29,63 190,00 29,67 185,00 0,03 -5,00

29,00 188,33 29,07 186,00 0,07 -2,33

29,63 185,33 29,83 181,33 0,20 -4,00

29,25 183,50 29,65 181,50 0,40 -2,00

29,75 186,00 29,95 185,00 0,20 -1,00

29,75 180,00 29,75 180,00 0,00 0,00

29,30 176,00 29,50 181,50 0,20 5,50


Tableau n° 19 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 48

AM PM

Moyenne de

T° (°C)

Moyenne de

REDOX

Moyenne de T°

(°C)

Moyenne de

REDOX

Ecart

T°

Ecart

redox

29,70 112,67 29,60 140,00 -0,10 27,33

29,88 117,75 30,19 114,75 0,31 -3,00

29,74 124,00 29,83 122,67 0,09 -1,33

29,74 124,22 29,81 121,56 0,07 -2,67

29,95 129,64 30,04 129,00 0,09 -0,64

29,91 125,50 29,60 155,00 -0,31 29,50

29,83 127,58 29,93 125,92 0,10 -1,67

29,70 149,00 29,90 156,00 0,20 7,00

29,80 142,62 29,77 138,36 -0,03 -4,26

29,89 167,47 29,84 155,54 -0,05 -11,93

29,73 177,42 28,88 138,20 -0,85 -39,22

29,68 179,17 29,65 168,47 -0,04 -10,70

29,62 169,88 29,71 172,12 0,09 2,24

29,95 171,00 30,00 176,50 0,05 5,50

29,56 177,25 29,70 180,40 0,14 3,15

29,72 176,18 29,94 177,06 0,22 0,88

31,48 175,94 31,60 176,53 0,12 0,59

29,63 179,00 29,76 179,06 0,13 0,06


87

29,44 181,60 29,72 175,20 0,28 -6,40

29,57 176,07 29,85 156,00 0,29 -20,07

29,57 180,80 29,55 178,20 -0,01 -2,60

29,41 180,14 29,64 280,50 0,22 100,36

29,92 185,00 29,87 184,38 -0,05 -0,62

29,74 209,57 29,84 182,64 0,10 -26,93

29,91 188,13 29,91 185,44 0,00 -2,69

29,79 190,57 29,91 187,29 0,11 -3,29

29,61 187,00 29,80 184,75 0,19 -2,25

29,66 184,94 30,06 184,35 0,39 -0,59

29,93 190,00 29,74 186,05 -0,19 -3,95

29,42 187,65 29,67 186,20 0,25 -1,45

29,78 181,40 29,59 173,07 -0,19 -8,33

29,27 183,41 29,41 182,12 0,14 -1,29

29,63 184,94 29,70 185,67 0,07 0,72

29,56 181,00 29,82 185,79 0,26 4,79

29,62 185,95 30,08 182,74 0,46 -3,21

29,83 175,00 30,00 174,18 0,18 -0,82

29,83 180,14 29,90 182,70 0,07 2,56

29,84 179,21 29,89 175,84 0,05 -3,37

29,96 179,56 30,11 180,06 0,15 0,50

29,94 178,00 30,01 172,59 0,07 -5,41

30,11 176,82 29,90 176,18 -0,21 -0,65

29,85 185,06 29,98 183,00 0,13 -2,06

29,72 187,93 29,79 185,73 0,07 -2,20

29,90 188,00 29,89 185,44 -0,01 -2,56

29,89 186,35 29,89 186,47 -0,01 0,12

29,79 190,39 29,87 189,72 0,07 -0,67

29,57 189,38 29,71 187,75 0,14 -1,63

29,85 189,94 29,79 183,76 -0,06 -6,18

29,54 186,29 28,16 184,71 -1,38 -1,59

29,84 186,94 29,29 181,56 -0,54 -5,39

29,48 190,88 29,59 187,24 0,11 -3,65

29,78 189,25 29,81 188,19 0,02 -1,06

29,77 185,87 29,69 178,87 -0,08 -7,00

29,84 180,71 29,86 182,86 0,01 2,14

30,18 179,31 30,16 178,77 -0,02 -0,54

29,99 176,08 29,97 179,77 -0,02 3,69

29,89 174,00 29,87 174,15 -0,02 0,15

29,89 175,17 29,96 171,42 0,07 -3,75

29,97 172,17 30,01 168,92 0,04 -3,25

30,21 165,10 30,08 165,10 -0,13 0,00

30,11 166,00 30,17 161,60 0,06 -4,40

26,80 162,00 30,09 159,25 3,29 -2,75

30,02 166,80 30,04 168,80 0,02 2,00

28,05 168,50 29,95 171,00 1,90 2,50


88

30,05 169,50 29,95 180,00 -0,10 10,50

29,90 166,50 30,05 172,00 0,15 5,50


Tableau n° 20 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 47

AM PM

Moyenne de

REDOX

Moyenne de

T°

Moyenne de

REDOX

Moyenne de

T° Ecart T°

Ecart

redox

177,36 29,71 165,00 29,91 0,19 -12,36

167,56 29,42 172,90 29,40 -0,02 5,34

181,76 29,59 170,94 29,79 0,21 -10,82

165,24 29,54 178,25 29,96 0,42 13,01

183,00 29,84 183,93 30,17 0,33 0,93

173,85 29,69 185,86 30,27 0,59 12,01

190,82 30,07 190,00 30,45 0,38 -0,82

191,60 30,20 189,75 30,25 0,05 -1,85

191,20 30,09 186,30 30,00 -0,09 -4,90

186,40 29,78 185,55 30,08 0,30 -0,85

187,95 29,85 183,70 29,96 0,11 -4,25

184,85 29,68 180,00 29,88 0,20 -4,85

183,89 29,69 182,61 29,90 0,21 -1,28

187,50 29,59 185,25 29,28 -0,31 -2,25

183,21 29,11 183,50 29,59 0,49 0,29

183,00 29,83 181,82 29,92 0,09 -1,18

182,00 29,87 185,38 29,77 -0,10 3,38

179,40 29,57 179,90 29,67 0,10 0,50

181,40 29,46 180,50 29,72 0,26 -0,90

180,00 29,65 174,00 29,95 0,30 -6,00

176,80 29,71 176,80 29,79 0,08 0,00

175,00 29,59 175,33 29,69 0,10 0,33

179,00 29,33 176,57 29,53 0,20 -2,43

179,43 28,93 175,86 28,84 -0,09 -3,57

181,40 28,42 177,20 28,58 0,16 -4,20

197,33 28,10 180,67 28,60 0,50 -16,67

185,33 28,10 185,33 28,10 0,00 0,00

185,33 28,13 188,00 27,30 -0,83 2,67



89

ANNEXE N°10 : Résultats de suivi du potentiel redox

Tableau n° 21 Synthèse de suivi du potentiel redox

stade SUIVI REDOX REDOX BIO-ESSAI REDOX CYCLE 47

Nii 198,99 201,75 197,93

Nii/Z1 195,60 203,89 199,80

Z1 187,00 197,25 192,91

Z1/Z2 180,24 194,33 185,36

Z2 181,26 191,95 184,54

Z2/Z3 180,99 189,83 182,50

Z3 181,68 192,73 182,19

Z3/M1 185,68 194,93 186,72

M1 185,57 193,50 188,21

M1/M2 183,69 191,64 185,46

M2 181,88 184,17 186,46

M2/M3 181,75 188,85 184,41

M3 181,73 197,50 184,50

M3/PL1 180,35 187,55 183,09

PL1 180,43 186,50 182,43

PL2 178,82 190,25 180,80

PL3 177,26 191,63 178,78

PL4 175,99 189,50 177,10

PL5 174,53 185,93 176,90

PL6 173,22 184,06 178,05

PL7 173,52 186,33 180,08

Source : Ateur, 2012

ANNEXE N° 11 : Analyse statistique entre le cycle 47 et cycle 48

Tableau n° 22 Comparaison de variance

Rapport F

valeur observée

Rapport F

valeur critique

DDL1 DDL2 p-value Alpha

1,089 2,464 20 20 0,85 0,05


Tableau n° 23 Comparaison des moyennes

Différence T (Valeur

observée)

|t| (Valeur

critique)

DDL p-value

(bilatérale)

alpha

2,762 1,434 2,021 40 0,159 0,05



90

ANNEXE N° 12 : Analyse statistique entre le cycle 48 et le Bio-essai


Rapport F (valeur observée) Rapport F (valeur critique) DDL1 DDL2 p-value alpha

1,409 2,264 20 20 0,45 0,05




observée)

|t| (Valeur

critique)

DDL p-value

(bilatérale)

alpha

9,708 5,339 2,021 40 < 0,0001 0,05


ANNEXE N°13 : Analyse statistique entre le cycle 47 et le bio-essai


Rapport F (valeur observée) Rapport F (valeur critique) DDL1 DDL2 p-value alpha

1,409 2,264 20 20 0,57 0,05




observée)

|t| (Valeur

critique)

DDL p-value

(bilatérale)

alpha

6,947 3,918 2,021 40 < 0,0003 0,05


Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage...

Documents

Transcript of Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage...