souche de lactocoques isolée à partir du lait caprin · Faculté des Sciences de la Nature et de...

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences Biologique

Mémoire En vue de l’obtention du diplôme de

MASTER ACADEMIQUE

Domaine : Science de la Nature et de la Vie

Filière : Biologie

Spécialité : Microbiologie Appliquée

Présente par : BENGUETTANE Rachida

Thème

Soutenu publiquement

Le : 10/06/2015

Devant le jury :

Année universitaire : 2014/2015

UKM Ouargla Président Professeur Mme

. SIBOUKEUR. O

UKM Ouargla Promotrice M.A. A. Mme

. SIBOUKEUR. A

UKM Ouargla Examinatrice M.A. A. Melle. SOUID.W

Effets de quelques cryoprotecteurs sur la conservation d’une

souche de lactocoques isolée à partir du lait caprin

Remerciement

Avant toute chose, je tiens à remercie Dieu, le tout puissant,

pour m’avoir donnée la force et la patience.

Mes vifs remerciements et ma profonde reconnaissance vont à

toutes Les personnes qui ont contribués à la réalisation de ce

travail particulièrement à notre enseignante et encadreur

Mme .SIBOUKEUR A. Maître Assistante A du Département

des Sciences Biologiques, Université K M d’Ouargla, pour ses

nombreux conciels, ses orientations, son aide précieuse et sa

compréhension durant l’élaboration de ce travail.

A Mme. SIBOUKEUR O. Professeur du Département des Sciences

Biologiques ; Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie,

Université K M d’Ouargla, de m’avoir honoré en présidant mon

jury.

*A Melle. SOUID W. d’avoir accepter d’examiner ce travail.

Au personnel des laboratoires,

Une motion particulière est fait à toute la

promotion de 2èmeMaster Microbiologie, ainsi

tout les enseignions. Collègues et amis.

Enfin j’adresse mes sincères remerciements à tous ceux

qui ont contribué de prés ou de loin à la réalisation de ce

travail.

RRRHHHG

Dédicace

Ce qui sont les plus chers au monde ,notre parents que dieu

protège :

En témoignage de notre profonde affection .qu’ils sachent

que ce travail est en partie

Le fruit de leur soutien ; nous leur sommes très

reconnaissante .leur fierté a nos égard aujourd’hui est pour

nous la meilleure des récompenses.

A tout nos frères et toutes nos sœurs qui notre est très chère

.a touts amis et à tous ceux qui nos ont témoigné leur

affection et leur soutien durant ces langues années

Dédicace

Ce qui sont les plus chers au monde, notre

parents que dieu protège :

En témoignage de notre profonde affection

.qu’ils sachent que ce travail est en partie

Le fruit de leur soutien ; nous leur sommes

très reconnaissante .leur fierté a nos égard

aujourd’hui est pour nous la meilleure des

récompenses.

A tout nos frères et toutes nos sœurs qui

notre est très chère .a touts amis et à tous

ceux qui nos ont témoigné leur affection et

leur soutien durant ces langues années

Rachida

Liste des abréviations

Amy amygdaline

Ara arabinose

ARN Acide RiboNucléique

CPE Cryo-protecteur extracellulaire

CPI Cryo-protecteur intracellulaire

°D Degré Dornic

DMSO Diméthyle sulfoxide

DO Densité optique

FAO Food and agriculture organisation

G+ GRAM positif

H2O2 Le peroxyde d'hydrogène

IgG Immunoglobuline G

IgM Immunoglobuline M

Ino Inositol

Lc Lactococcus

Man mannitol

Mel mélibiose

Rha rhamnose

Sac saccharose

Sor Sorbitol

Liste des tableaux

N° Intitulé page

I Composition moyenne en g/l et distribution des protéines dans le lait de chèvre.

(DAOUDI, 2006)

6

II Composition en lipides des laits de différentes espèces (CHILLIARD, 1987). 7

III présente la liste des microorganismes originels du lait avec leurs proportions

relatives.

9

IV Germes typique de la flore du lait cru (JAKOB et al., 2009) 10

V Tests d’identification physico-chimiques et biochimiques des souches, après leur

isolement (SIBOUKEUR, 2011).

25

VI Constitution des échantillons expérimentaux 28

VII Caractéristiques physico-chimiques de l'échantillon de lait caprin. 30

VIII Description des colonies isolées à partir du lait camelin en milieu M17

32

IX Caractéristiques morphologiques, physiologiques et biochimiques de la souche. 32

X Résultats concentration de la biomasse bactérienne en log après 2 jours pendant

20jours.

37

Liste des figures

Figures Intitulé page

1 Procédure expérimentale 22

2 Courbe d'étalonnage de la souche 1 isolée à partir du lait caprin. 33

3 Evolution de la concentration bactérienne de la souche conservée à la

réfrigération (8°C)

38

4 Evolution de la concentration bactérienne de la souche conservée à la

congélation sans cryo-protecteur (-20°C)

39

5 Evolution de la concentration bactérienne de la solution conservée à la

congélation (-20°C) avec cryo-protecteur Glycérol (10%).

40


congélation avec cryo-protecteur Saccharose (12%).

41


congélation avec cryo-protecteur DMSO (5%).

43

Liste des photos

Photo Intitulé Page

1 Colonies isolées sur gélose M17. 31

2 Observation des cellules à l’état frais (G× 100) 33

3 Souche de lactocoque après coloration de GRAM . (Gx 100) 34

4 La croissance à températures 10°C 35



7 La croissance à de concentration de 2 % en NaCl 35

8 La croissance à de concentration de 4 % en NaCl 35

9 La croissance à de concentration de 6,5 % en NaCl 35

10 une croissance à pH 9.2 35

11 une croissance à pH 9.6 35

12 Type de fermentaire 35

13 Culture sur lait au bleu de Sherman 35

Table des matières

Pages

Remerciements

Dédicace

Liste des abréviations

Liste des tableaux

Liste des figures

Introduction 1

I. Synthèse bibliographique

1.1. Généralités 2

1.1.1. Chèvre 2

1.1.2. Production de chèvre 2

1.1.3. Les races algériennes 2

1.1.3.1 .Chèvre Arabia: 3

1.1.3.2.Chèvre Makatia 3

1.1.3.3.Chèvre Kabyle: 3

1.1.3.4.Chèvre du M’zab 3

1.2. Lait caprin 3

1.2.1. Caractéristiques organoleptiques 4

1.2.2. Composition et propriétés physicochimique du lait 4

1.2-2-1-Ph 4

1.2-2-2-Acidité 4

1.2-2-3-Densité 5

1.2-2-4-Teneur d’eau 5

1.2-2-5-Minéraux 5

1.2-2-6- Vitamines 5

1.2-2-7- Glucides : 5

1.2-2-8- Protéines 6

1.2-2-9-Lipides : 6

1.3. Intérêt du lait de chèvre: 7

1.3.1. Propriétés médicinale 7

1.3.1.1. Lactoferrine 7

1.3.1.2. Immunoglobulines 8

1.3.1.3.Lactoperoxydase 8

1.4. Microflore du Lait 8

1.4.1.Bactéries Lactiques : 10

1.4.1.1. Lactocoques 11

1.4.1.1.1 Définition et caractéristiques 11

1.4.1.1.2. Classification 12

1.4.1.1.3.Habitat 12

1.4.1.1.4. Besoins nutritionnels 13

1.4.1.2. Rôles et l’intérêts technologiques des lactocoques 13

1.5. Conservation des bactéries lactiques 15

1.5.1. Méthode de conservation 15

1.5.1.1. Réfrigération 15

1.5.1.2. Congélation 16

1.6. Cryoprotection des bactéries lactiques 16

1.6.1 Mécanisme d’action des cryoprotecteurs 17

II- Matériel et méthodes

2.1. Matériel d’étude 19

2.1.1. Lait caprin 19

2.1.2. Milieux de culture 19

2.1.2.1. Milieu d’isolement 19

2.1.2.2. Milieu de conservation 19

2.1.3. Appareillage 20

2.1.4. Petit matériel 20

2.1.5. Produits chimiques et réactifs 20

2.2. Méthodes analytiques 21

2.2.1. Tests physico-chimiques 21

2.2.1.1. Mesure du pH 21

2.2.1.2. Mesure de l’acidité dornic 21

2.2.2. Analyses microbiologiques 21

2.2.2.1. Test de la réductase 21

2.2.2.2. Isolement de la souche lactique d’intérêt 23

2.2.2.3. Préparation des dilutions 23

2.2.2.4. Ensemencement dans un milieu sélectif 23

2.2.2.5. Pré-identification de la souche 23

2.2.2.5.1. Observation macroscopique 23

2.2.2.5.1.1. Description des colonies 23

2.2.2.5.1.2.Test de la catalase 24

2.2.2.5.2. Observation microscopique 24

2.2.2.5.2.1. Examen à l’état frais 24

2.2.2.5.2.2. Examen après Coloration de GRAM 25

2.2.2.5.3. Pré-identification physiologique et biochimique 25

2.2.2.5.4. Purification par repiquage successif 26

2.2.2.6. Conservation de la souche isolée 26

2.2.2.6.1. Propagation de la souche 26

2.2.2.6.1.1. Préparation de la préculture 26

2.2.2.6.2.Mesure de la croissance de souche isolée 27

2.2.2.6. 2.1.Mesure la densité optique 27

2.2.2.6. 2.2. Elaboration de la courbe d’étalonnage. 27

2.2.2.6. 1.3. Mesure de la croissance après la conservation 27

III-Résultats et discussion

3.1. Qualité physico-chimique du lait 29

3.1.1. Mesure du pH 29

3.1.2. Acidité titrable 29

3.2. Analyse microbiologique 30

3.2.1. Test de réductase 30

3.2.2. Test de catalase 30

3.3. Isolement, pré-identification de la souche de lactocoques 31

3.3.1. Observation macroscopique 31

3.3.1.1 Description des colonies 31

3.3.1.2. Observation microscopique 32

3.3.1.2.1 Examen à l’état frais 33

3.3.1.2.2 Examen après Coloration de GRAM 33

3.3.2. Pré-identification physiologique et biochimique 34

3.3.3 Purification 36

3.4. Courbe d'étalonnage 36

3.5 Conservation de la souche isolée 36

3.5.1. Réfrigération 38

3.5.2. Congélation sans cryo-protecteur 38

3.5.3. Congélation avec cryo-protecteur 40

3.5.3. 1. Glycérol 40

3.5.3.2. Saccharose 41

3.5.3.3. DMSO 42

Conclusion 45

Références bibliographiques 46

Annexes 56

Introduction

Introduction

1

Introduction

Le lait caprin représente une source alimentaire importante pour les sociétés

pastorales nomades. Il est considéré comme étant l'un des plus complets et des mieux

équilibrés parmi les laits (AMROUN‐LAGA et ZERROUKI, 2011). Commercialement, le

lait de chèvre est transformé en produits tels que Raib, Lben, klila, la Crème, la Zebda ou

beurre frais et le Jben (produits traditionnels locale) (BADIS et al., 2004).

Sa microflore du lait cru, composée essentiellement de bactéries lactiques, participe

de façon importante à l’élaboration des caractéristiques organoleptiques des produits laitiers

fermentés (CHAMMAS et al., 2006).

Pour élaborer des aliments fermentés, le secteur des industries agroalimentaires utilise

un certain nombre d’auxiliaires technologiques, parmi lesquels ces bactéries. (BAGHDAD

BELHADJ-SEMAR, 2012).

Les bactéries lactiques ont la capacité de fermenter les glucides en acide lactique, d’où une

diminution du pH favorable à la conservation des aliments. Certaines d’entre elles

synthétisent dans des conditions favorables des bactériocines pouvant avoir une action

antibactérienne vis-à-vis de germes pathogènes (ELMOUALDI et al., 2008).

Les ferments lactiques utilisés dans le domaine agro-alimentaire sont généralement

fournis aux utilisateurs sous trois formes physiques : liquide, congelée ou lyophilisée. Pour

des raisons de facilité de conservation, de transport et d’utilisation, la forme liquide a été

largement supplantée par les formes congelées et lyophilisées (BALLA, 2011) et réfrigérée.

Notre travail vise à vérifier l’efficacité de ces traitements sur une souche lactique

isolée à partir du lait caprin ,afin de les utilisées dans des études ultérieures. L’étude comporte

deux parties complémentaires:

Isolement sur milieu sélectif d’une souche lactique à partir de lait caprin cru ;

Suivi de l’évolution quantitative de la souche conservée par congélation, ou par

réfrigération en présence et en absence de trois cryoprotecteurs, durant 20 jours

d’entreposage.

Partie I

Synthèse bibliographique


2

I. Synthèse bibliographique

1.1. Généralité

1.1.1. Chèvre

Domestiqué il y plus de 10000 ans avant Jésus-Christ, la chèvre (Capra Hircus), est

réputée pour sa rusticité. C’est un animal adapté aux conditions rudes et à la sécheresse où les

bovins et les ovins ne peuvent survivre (SHKOLNIK et al., 1980 ;GADDOUR et al., 2007).

Bien que relativement homogène, la population caprine algérienne est divisée en

quatre races : La race Arabia, la race Makatia, la naine de Kabylie et la chèvre du M’Zab,

auxquelles s’ajoute le cheptel importé (notamment les races Alpine et Saanen) et les produits

de croisements (FELIACHI, 2003). Ces espèces ont joué divers rôles dans la religion,

l’économie, la nutrition, les coutumes, et même l’habillement de l’Homme. Elles ont ainsi été

utilisées pour différentes raisons, comme la production de lait, de viande, de fibres, de

cuir…etc (DUBEUF et al., 2004 ;AVALOS DE LA CRUZ, 2007).

1.1.2. Production de chèvre

Selon les statistiques de la FAO, Le caprin dans le monde montre une progression de

70% en passant de 462 millions de têtes en 1985 à 786 millions de têtes en 2005 (FAO,

2006). Concernant les caprins en Algérie, leur effectif est plus élevé dans les zones

montagneuses et surtout broussailleuses (piémonts des montagnes), dans les zones steppiques

et le sud saharien (oasis) que dans la zone littorale où l’espèce est faiblement présente

(BADIS et al, 2005). Le cheptel caprin algérien comprend environ 2,5 Millions de chèvres

(FELIACHI, 2003). Il représente 14% du cheptel global et vient après le cheptel ovin qui

représente 26% (BADIS et al., 2005).

1.1.3. Races algériennes

Le cheptel caprin en Algérie est estimé à environ 2,5 millions de têtes, il est concentré

généralement dans les zones difficiles et les régions défavorisées de l’ensemble du territoire :

steppes, régions montagneuses et oasis. Il peut être aussi présent dans les exploitations

agricoles de régions plus favorables comme les hautes plaines, les plaines intérieures et les

piémonts des montagnes du Nord du pays (ABDELGUERFI et LAOUAR, 2003 in MAMI.,

2013).


3

1.1.3.1. Chèvre Arabia: race domestique localisée dans la région de Laghouat subdivisée en

deux sous types, l’un sédentaire et l’autre, transhumant, comparativement au type

transhumant, le type sédentaire possède des poils plus longs , 14 à 21cm contre 10 à 17cm

pour le type transhumant.

1.1.3.2. Chèvre Makatia: Localisée dans les hauts plateaux et le Nord de l’Algérie, elle est

utilisée principalement pour la production de lait et de viande, appréciée aussi pour sa peau,

c’est une race de grande taille et de couleurs variées.

1.1.3.3. Chèvre Kabyle: de petite taille, elle peuple abondamment les massifs montagneux,

de la Kabylie, des Aurès et du Dahra. Son poil est long, de couleur généralement brun foncé,

parfois noire, la tête de profil courbée est surmontée de cornes.

1.1.3.4. Chèvre du M’zab: chèvre principalement laitière, appelée également Touggourt, elle

est originaire de M’tili, dans la région de Ghardaïa mais peut toutefois être trouvée dans toute

la partie septentrionale du Sahara. L’animal est de taille moyenne (65cm), son corps allongé,

droit et rectiligne, sa tête est fine et cornée, alors que sa robe présente trois couleurs, le

chamois dominant, le blanc et le noir (ABDELGUERFI et LAOUAR, 2003 ; MAMI,

2013).

1.2. Lait de caprin

Parmi tous les aliments et sur la base de son contenu nutritionnel, le lait de chèvre est

considéré comme étant l’un des plus complets et des mieux équilibrés (DOYON, 2005).

Le lait de chèvre se présente comme un liquide opaque de couleur blanchâtre mate, dû à

l’absence de β–carotène. Il est légèrement sucré, d’une saveur particulière et une odeur assez

neutre (ALAIS, 1984). Il donne une impression bien homogène c'est-à-dire ni trop fluide ni

trop épais. Du point de vue de ses qualités nutritives et digestives. Il possède une bonne valeur

nutritionnelle.

Ces qualités diététiques sont la conséquence d'un certain nombre de caractéristiques

physico-chimiques et microbiologiques (MONTEL, 2003). Ça composition est caractérisée

par une grande complexité dans la nature et la forme de ses composants; ceux-ci sont

particulièrement adaptés aux besoins nutritionnels et aux possibilités digestives du jeune

animal qui y trouve tous les éléments nécessaires à sa croissance (PIVETEAU, 1999 in

DAOUDI 2006).


4

Le lait de chèvre participe principalement à l’économie de subsistance des populations

rurales de régions défavorisées en dehors des circuits marchands en jouant plusieurs rôles,

surtout dans les pays en voie de développement, où elles servent de nourriture, génèrent des

revenus et servent de moyen d’échange de divers produits. (AVALOS DE LA CRUZ, 2007).

1.2.1 Caractéristiques organoleptiques

Comme le lait de vache, le lait de chèvre est une émulsion de matière grasse sous

forme de globules gras dispersés dans une solution aqueuse (sérum) comprenant de nombreux

éléments à l’état dissous (lactose, protéines du lactosérum, … etc.), ou sous forme colloïdale

(caséines) (DOYON, 2005). Quand il est frais, il présent un léger goût de chèvre dû à la

présence d’acide gras caprique, caprylique et caproïque qui donnent au fromage de chèvre son

goût si agréable (JAUBERT, 1997). Son goût fort est dû à une traite non hygiénique, à

certaines sortes d’aliments pour bétail, à un traitement inadéquat ou à un mauvais stockage

(BOYAVAL et al., 1999). Le goût dépend aussi de la race caprine. L’une donne un lait au

goût plus prononcé que d’autres (JUILLARD et al., 1996 in DAOUDI, 2006).

1.2.2. Composition et propriétés physicochimiques du lait

Le lait caprin a une composition et des caractères physico-chimiques particuliers qui

les différencient nettement du lait de vache (ABI AZAR, 2007). Comme tout le lait sécrété

par des différentes espèces de mammifères, le lait caprin renferme des quantités très

importantes en l’eau, matière grasse, lactose, minéraux et protéines (CHILLIARD et

SAUVANT, 1987).

1.2.2.1. pH

Le pH du lait de chèvre, se caractérise par des valeurs allant de 6,45 à 6,90 (REMEUF et al,

1989) avec une moyenne de 6,7 différant peu du pH moyen du lait bovin qui est de 6,6

(REMEUF et al, 1989 ; LE JAOUEN et al, 1990). Néanmoins, ce lait en raison d’un

polymorphisme génétique important de ses protéines, se démarque par une variabilité du pH

suivant le type génétique en question. (MOUALEK, 2011).

1.2.2.2. Acidité

L’acidité du lait de chèvre reste assez stable durant la lactation. Elle oscille entre 0,16

et 0,17% d’acide lactique (VEINOGLOU et al., 1982). En technologie fromagère, celle-ci

réduit le temps de coagulation du lait caprin par la présure et aussi accélère la synérèse du

caillé (KOUNIBA, 2007).


5

1.2.2.3. Densité

La densité du lait de chèvre est relativement stable (et se situe à 1,022. Elle est

inférieure à celle du lait de vache (1,036). (VEINOGLOU et al, 1982 ; MOUALEK, 2011)

1.2.2.4. Teneur en eau

Cet élément essentiel, est le composé majoritaire du lait (DAHLBORN et al., 1997).

L’établissement d’un comparatif ente le lait de chèvre de vache et humain montre peu de

différence. Ces laits se caractérisent respectivement par 87,5, 87,7 et 87,1g d’eau pour 100g

de lait analysé (DESJEUX, 1993). L’eau forme une solution vraie avec les glucides, les

minéraux, une solution colloïdale avec les protéines hydrophiles, une suspension colloïdale

avec les micelles de caséines et une émulsion avec les matières grasses. (AMIOT et al.,2002).

1.2.2.5. Minéraux

La fraction minérale du lait caprin, ne représente qu’une faible portion de celui-ci, en

moyenne 8% de la matière sèche contre 7% pour le lait de vache (KERN, 1954).

Elle Joue un rôle important dans la structure et la stabilité des micelles de caséine

(BLOOMFIELD et MEAD, 1974 ; GAUCHERON, 2005). Le lait contient tous les

minéraux considérés comme essentiels pour la nutrition humaine (KEBCHAOUI, 2013). La

composition minérale du lait de chèvre est proche de celle du lait de vache. Il est légèrement

plus riche en Calcium (Ca) et phosphate (P) et nettement plus riche en Magnésium, Potassium

et Chlore (GUEGUEN, 1996).

1.2.2.6. Vitamines

Elles sont réparties en deux classes : les vitamines hydrosolubles et les vitamines

liposolubles. Le lait caprin est pauvre en carotène et en B9 (acide folique)(AMIOT et al.,

2002). Ce déficit en carotène du lait et des fromages de chèvre est à l’origine de leur

blancheur caractéristique.

La niacine joue un rôle important dans l’utilisation des protéines, des glucides et des lipides.

Le lait de chèvre en contient trois fois plus que le lait de vache et autant que le lait maternel

(ADRIAN et al., 1995).

1.2.2.7. Glucides

Le lactose est le glucide le plus important du lait, puisqu’il constitue environ 40 % des

solides totaux. (ST-GELAIS et al., 1999). d’autres glucides peuvent provenir de l’hydrolyse


6

du lactose (glucose, galactose). Certains glucides peuvent se combiner aux protéines, formant

des glycoprotéines ou peuvent se trouver sous forme libre (AMIOT et al., 2002). Il constitue

insi de source d’énergie et un apport de galactose pour le développement du système nerveux

central (MAHE, 1996).

Le lait de chèvre est moins riche en lactose, par rapport au lait humain (70g/l), avec

une variation allant de 40.6 à 42.7 g/l. Sa teneur en ce nutriment est proche de celle du le lait

de vache (44.13g/l) (MOUALEK, 2011 ; SIBOUKEUR, 2007).

1.2.2.8. Protéines

Le lait de chèvre est plus riche en protéines solubles que le lait de vache soit, 8.10 %

contre 6.0 %. La β- lactoglobuline est la protéine majeure du lactosérum du lait caprin.

Elle représente environ 55% soit plus de 4.4g/l de lait contre 25% pour le lait bovin

(ANONYME, 1998). Le profil en acides aminés totaux du lait de chèvre est proche de celui

du lait humain. Par comparaison avec le lait de vache, Le taux de caséine totale est un peu

plus faible dans ce lait que dans le lait de vache et davantage d'azote non protéique (tableau

I) (BRULE et al., 1997). Il représente 75% de matière protéique contre 78 % dans le lait de

vache (RICORDEAU, 1993 ; ABI AZAR, 2007 ; KEBCHAOUI, 2013).

Tableau I : Composition moyenne en g/l et distribution des protéines dans le lait de chèvre.

(DAOUDI, 2006).

Protéines Concentration g/l

Total des protéines solubles (22%) 7.5

Total des caséines (71%) 24.3

Azote non protéique (7%) 2.3

Protides totaux 34.1

1.2.2.9. Lipides

Les lipides du lait se composent principalement de triglycérides, pauvres en acides

gras polyinsaturés qui sont nécessaires au métabolisme humain. Et aussi de phospholipides et

forment une émulsion (TOUHAMI, 1996).


7

Le lait caprin est plus riche en acides gras à 10 atomes de carbone et présente un

pourcentage plus élevé de petits globules gras que le lait de vache, il ne contient pas

d’agglutinines et présente une activité lipasique plus faible que le lait de vache

(CHILLIARD, 1987).

Le lait caprin est aussi plus difficile à écrémer que le lait de vache du fait que les

globules gras caprins se démarquent par leur petite taille (Tableau II) (HOLMES et al., 1945

; JEAN AMIOT et al., 2002).

Tableau II: Composition en lipides des laits de différentes espèces (CHILLIARD, 1987).

Composants (%) chèvre vache Humain

Triglycérides 95 98 97

Glycérides partielles 3 0.5 1

Cholestérol 0.4 0.3 0.6

Phospholipides 1 0.9 1.1

Acides gras libres 0.6 0.4 0.5

1.3. Intérêt du lait de chèvre

1.3.1. Propriété médicinale

La consommation de lait de chèvre a des effets bénéfiques sur la santé, il est supposé

porteur de vertus diététiques et thérapeutiques qui en font un produit de qualité. Il aurait une

meilleure influence sur la prévention de l’ostéoporose et l’athérosclérose. Il préviendrait la

prévention contre les inflammations des artères, et toutes les maladies dans lesquelles le stress

oxydatif joue un rôle : inflammations, vieillissement, fertilité réduite chez l’homme,

schizophrénie, cancer, maladies cardio-vasculaires. Les oligosaccharides dans le lait de chèvre

protègent contre les bactéries pathogènes dans les intestins, et stimulent la croissance des

bifido-bactéries dans le tractus gastro-intestinal (FRANK, 2003). Immunoglobulines,

Lactoferrine, Lactoperoxydase jouent un rôle essentiel dans la protection du petit, malgré

leur faible quantités dans ce lait.

1.3.1.1. Lactoferrine

Métalloglycoprotéine fixatrice du fer (HURLEY et al, 1993 ; MARSHALL, 2004),

La lactoferrine, dont la quantité dans le lait humain est sensiblement plus importante, exerce,

par sa capacité à chélater les ions Fe3+, une activité bactériostatique. Elle jouerait également


8

un rôle dans le transport du fer vers l’intestin où elle assurerait son absorption par

l’intermédiaire de récepteurs spécifiques (MARTIN, 1996).

1.3.1.2. Immunoglobulines

D’une grande hétérogénéité, les immunoglobulines sont un groupe protéique complexe

et différent significativement des autres protéines sériques (EIGEL et al, 1984). Sur les 5

classes d’immunoglobulines seules les Ig G, A et M se retrouve dans le lait caprin (PARK,

2007). La fonction protectrice largement connue de ces protéines, s’exprime à travers le lait

d’une part par la protection des glandes mammaires et d’autre part par celle du nouveau né

(DE WIT, 1998 ; MARSHALL, 2004).

1.3.1.3. Lactoperoxydase

C’est une enzyme qui est présente dans tous les laits à une teneur de 30 mg/l

(GAUTIER et al., 1999). Elle catalyse, en présence d’eau oxygénée, l’oxydation du

thiocyanate en donnant un système lactoperoxydase hydrogénate qui inhibe temporairement

quelques streptocoques et tue d’autres (LE GRAET et BRULE, 1993).

Du fait de cette caractéristique bactéricide, la lactoperoxydase est utilisée comme agent

protecteur du lait cru en particulier dans les régions tropicales (RIBADEAU-DUMAS et

GRAPPIN, 1989).

1.4. Microflore du lait caprin

Des analyses microbiologiques de lait de chèvre, ont montré que les genres bactériens

rencontrés étaient représentés par six genres de bactéries lactiques: Lactobacillus,

Streptococcus, Lactococcus, Leuconostoc, Weissella, et Pediococcus. Les espèces de

Lactobacillus et Lactococcus dominent cette microflore lactique (BADIS et al., 2004 ;

BADIS et al., 2005).

La teneur en nutriments et en eau élevée du lait fait de lui un biotope favorable au

développement des micro-organismes dont certains peuvent être nuisibles à la santé du

consommateur (bactéries pathogènes) à la conservation et à la fabrication de produits laitiers

(bactéries d'altérations) (BOSSET et al., 2000).

En fonction de son origine, la microflore du lait se distingue en microflore indigène ou

originelle et en microflore de contamination. La flore indigène ou originelle est l’ensemble es

microorganismes retrouvés dans le lait à la sortie du pis. Les germes indigènes sont


9

principalement des microorganismes mésophiles. Ce sont les bactéries du genre Micrococcus,

Lactobacillus, Streptococcus et Lactococcus.

Le lait contient peu de microorganismes (3000 germes/ml) lorsqu’il est prélevé dans

de bonnes conditions et à partir d’un animal sain sain (GUIRAUD, 1998).

Ces rôles découlent du pouvoir fermentescible de la flore native du lait dont le type de

fermentation permet de distinguer deux groupes de bactéries. Les homofermentaires et les

hétérofermentaires (CASALTA, 2000).

Les bactéries homofermentaires fermentent le lactose en produisant de l'acide lactique

sans produit résiduel. Elles appartiennent particulièrement au genre Streptococcus et

Lactobacillus.

Les hétérofermentaires appartiennent au genre leuconeustoc et contrairement aux précédentes,

elles produisent des résidus (gaz carbonique, eau oxygénée ...) (DIOLTF, 2004).

Le lait peut contenir de nombreuses espèces microbiennes originels du lait (tableau

III). Pour certaines, il constitue un bon milieu de culture, pour d'autres, il n'est qu'un véhicule.

Ces derniers constituent également la flore technologique du lait. A côté de cette flore

technologique, nous avons les flores pathogènes et d’altération qui altèrent la qualité

hygiénique et technologique du lait (tableau IV) (NGASSAM TCHAMBA, 2007).

Le tableau III. présente la liste des microorganismes originels du lait avec leurs proportions

relatives (VIGNOLA et al.,2002).

Microorganismes %

Micrococcus 20-60

Lactobacillus 20-40

Streptococcus et Lactococcus < 20

Gram négatif < 5


10

Tableau IV: Germes typiques de la flore du lait cru (JAKOB et al., 2009).

Germes GRAM positives Source de contamination

Germes sporulés aérobies Terre, poussière, foin (très répandu )

Germes sporulés anaérobies(Clostridies)

Ensilage, fourrage vert ou non (Clostridies)

fermentation, bourbe

Entérocoques Fèces, résidus de lait

Staphylocoques Peau, muqueuses

Microcoques Peau, résidus de lait

Bactéries propioniques

Peau, résidus de lait, fourrage vert en

fermentation, ensilage

Bactéries lactiques Plantes, ensilages, résidus de lait, Muqueuses

Bactéries corynéformes Peau, sol

Germes GRAM negatives

- Colibactéries (E. coli) Fècès, eaux usées

Entérobactéries Plantes, fécès, eaux usées

Pseudomonas Eau, sol (très répandu)

Acaligenes, Flavobacterium, etc. Eau, sol (très répandu)

Levures Sol, plantes, résidus de lait (très répandues)

1.4.1. Bactéries lactiques

Le groupe des bactéries lactiques a été défini pour la première fois par ORLA-

JENSEN, (1919), elles ont été utilisées pour la fermentation des aliments depuis plus de 4000

ans pour autant comprendre la base scientifique de leur utilisation, mais tout en essayant de

produire des aliments de meilleure conservation et de meilleure qualité (SALOFFE COSTE,

1994).

Le terme "bactéries lactiques" désigne des bactéries produisant de l’acide lactique par

fermentation des hydrates de carbones (DESMAZEAUD, 1983). Elles sont des cellules

procaryotes, hétérotrophes et chimio-organotrophes, ne se développant qu'en présence de

substances hydrocarbonées telles que les sucres, les alcools et les acides organiques.

(DAOUDI, 2006 ).

Elles forment un groupe hétérogène composé de coques et de bacilles,

dont la principale caractéristique est la production d'acide lactique à partir de la fermentation


11

des sucres. Non pathogènes, à quelques exceptions près, la majorité de bactéries lactiques sont

GRAM positives (G+), immobiles, asporulée. Elles sont anaérobies facultatives mais

aérotolérantes. Elles ne produisent pas de catalase mais certaines souches possèdent une

pseudo-catalase. Elles sont nitrate réductase, et cytochrome oxydase négative. Elles

colonisent des milieux naturels variés tels que la surface des végétaux et les animaux (intestin,

bouches, lait cru, vagin et surface de la peau). Elles ont des exigences nutritionnelles

nombreuses (acides aminés, peptides, sels, acides gras et glucides) (HOGG, 2005; BADIS et

al., 2005).

Toutes les bactéries lactiques possèdent un métabolisme fermentaire leur permettant,

en utilisant des sucres fermentescibles, de produire principalement de l’acide lactique mais

aussi d’autres acides organiques (acide acétique, acide formique.) (RAYNAUD, 2006).

Ces bactéries ont des exigences nutritionnelles nombreuses, elles ne peuvent croître

facilement que dans des milieux riches en vitamines, bases nucléiques et en sources de

carbone et d'azote (FLISS et al., 2001).

Elles sont classées en plusieurs genres : Aerococcus, Alloiococcus, Atopobium,

Carnobacterium, Enterococcus, Lactobacillus, Lactococcus, Leuconostoc, Oenococcus,

Pediococcus, Streptococcus, Tetragenococcus, Vagococcus et Weisella (POT, 2008).

1.4.1.1. Lactocoques

La première étude sur les lactocoques a été entreprise en 1873 par Joseph LISTER.

Ce chercheur avait tenté de prouver la théorie de Pasteur pour la fermentation lactique. Durant

ses expériences, il a obtenu la première culture bactérienne pure. Il lui donna le nom de

Bacteriumlactis ». Ces bactéries sont plus tard renommées «Streptococcus lactis» par ORLA-

JENSEN, (1919).

1.4.1.1.1 Définition et caractéristiques

Les lactocoques font partie du groupe hétérogène des bactéries lactiques qui contient

principalement les genres : Lactococcus, Streptococcus, Lactobacillus, Leuconostoc,

Pediococcus (DACHET, 2009). Ce sont des bactéries lactiques mésophiles appartenant à la

famille des Streptococaceae. Ils se trouvent principalement dans les laits et crèmes fermentées

ainsi que dans les fromages où ils sont en quantité dominante (ALAIS, 1984).

Ces bactéries sont des coques, qui forment des chaînes de longueur variable. Elles ont

une métabolisme homofermentaire produisant exclusivement l'acide lactique L (+)


12

(ROISSART, 1994). Elles ont un optimum de croissance voisin à 30°C et ne poussent pas a

pH 9,6 ou en présence de 6,5% de NaCl, excepté Lactococcus gravieae, elles ne sont pas

hémolytiques (BENADI, 2012 ).

En technologie laitière, les lactocoques jouent un rôle de « bioconservateur ». En effet,

des germes comme Lactococcus lactis et Lactococcus cremoris produisent respectivement la

« nisine » et la « diplococcine », qui sont des bactériocines. Ces derniers inhibent la

croissance des autres germes pouvant avoir un effet néfaste sur la sécurité des produits. Il leur

est également reconnu le rôle d’agent initiateur de l’acidification en laiterie. Ce rôle est

reconnu à lactococcus lactis pour le caillage naturel (NGASSAM TCHAMBA, 2007).

1.4.1.1.2. Classification

Traditionnellement, les streptocoques lactiques mésophiles ont été rattachés au genre

Streptococcus. En se fondant sur des critères moléculaires, SCHLEIFIER et al., (1987) ont

montré qu'il est justifié de créer le genre Lactococcus, formé d’espèces nettement distinctes

des autres coques à Gram + et à catalase (-). Ces travaux ont d'ailleurs été confirmés par le

séquençage de l’ARNr 16 S (DEROISSART et LUQUET, 1994).

Actuellement, ce genre comporte plusieurs espèces et sous-espèces dont les plus importantes

en industrie laitière sont (GUIRAUD, 1998) :

- Lc.Lactis subsp .lactis ;

- Lc. Lactis subsp.lactis biovar diacetylactis ;

- Lc. Lactis subsp. Cremoris ( DAOUDI, 2006).

1.4.1.1.3.Habitat

Les lactocoques peuvent être isolés du lait ou des végétaux qui sont probablement leur

réservoir naturel. Ces bactéries ne se trouvent pas dans les selles ni dans le sol (NOVEL,

1993). Lc.Lactis subsp .lactis qui fut isolée pour la première fois du lait fermenté, est

facilement isolée du lait cru (SANDINE, 1988) ; on la trouve aussi dans la flore minoritaire

du rumen (104 cellules / g). Lc. Lactis subsp.lactis biovar diacetylactis est plus liée aux

végétaux (COLLINS et GIBSON, 1999).

Lc. Lactis subsp. Cremoris est plus exclusivement adaptée au lait, mais son isolement est plus

difficile (concentration faible) (SANDINE, 1985).


13

1.4.1.1.4. Besoins nutritionnels

Les coques lactiques ont des exigences nutritives parfois complexes.

Les lactocoques ont une faible aptitude biosynthétique ce qui explique leur polyauxotrophie

pour plusieurs molécules intermédiaires. Elles requièrent non seulement des substances

complexes carbonées, azotées, phosphatées et soufrées mais aussi de très nombreux facteurs

de croissance sont nécessaires à leur multiplication en particulier des acides aminés et des

vitamines du groupe B (KONNING, 1994). C’est la raison pour laquelle leur abondance dans

un milieu aussi riche que le lait.

Les bactéries lactiques sont incapables d’effectuer la synthèse des acides aminés et

doivent faire appel à des sources exogènes pour assurer leur métabolisme. Les acides aminés

peuvent être apportés dans le milieu sous forme chimique pure ou alors sous forme de

produits d’hydrolyse de la caséine (KONNINGS, 1996).

Ces besoins nutritionnels particulièrement spécifiques expliquent les nombreux

phénomènes d’associations constatés chez les bactéries lactiques. Ils expliquent également

l’amélioration de leur développement sur lait à la suite de certains traitements technologiques

comme la maturation ou le chauffage (NEHAL, 2007).

1.4.1.2. Rôles et l’intérêt technologique des lactocoques

Les lactocoques ou autres genres de bactéries lactiques produit comme ferments

commerciaux sont des cultures pures ou des cultures en mélanges doivent remplir certaines

qualités :

Assurer des propriétés constantes et définies au produit transformé ;

Permettre une bonne conservation de l’aliment en le préservant contre la détérioration par

d’autres microorganismes. Enfin, de plus en plus, ces genres sont recherchés pour d’autres

qualités nutritionnelles et thérapeutiques dans des préparations appelées probiotiques

Parmi les rôles utiles des lactocoques nous pouvons citer :

Production d’acide lactique

La production d’acide lactique est une des principales fonctions des bactéries lactiques en

technologie laitière. Dans les produits fermentés la baisse du pH dépend du pouvoir tampon

du milieu, de la concentration en substrats fermentescibles et du pH limite toléré par les

ferments.


14

Production d’arôme

Les bactéries lactiques possèdent les atouts technologiques essentiels pour l’obtention d’une

bioconservation optimale, d’un arôme et d’une texture caractéristique des produits

alimentaires fermentés. Ainsi Lactococcus lactis subsp. diacetylactis est considérée comme

principal fournisseur de diacetyle et d’acétaldéhyde à partir des citrates (DOLEYRES, 2003).

Production de polysaccharides

Indépendamment de leur pouvoir acidifiant, les souches productrices d’agents épaississants

confèrent aux produits laitiers des caractères rhéologiques particuliers portant notamment sur

la viscosité (GIRRAFA et BERGERE, 1987). En général, l’augmentation de la viscosité est

attribuée à la production d’un polysaccharide qui, selon une étude portant sur plusieurs

souches, serait essentiellement composé de galactose et de glucose ainsi que de petites

quantités de xylose, arabinose, rhamnose et mannose.

Activité protéolytique

La croissance des bactéries lactiques dans le lait et leur activité dans les fromages ont des

conséquences bénéfiques : la fermentation du lactose en acide lactique acidifie le milieu et

conjointement avec la protéolyse des caséines prépare la coagulation du lait et la synérèse du

caillé nécessaire à l’affinage des fromages (AUBERT, 1998).

Production d’agent antimicrobienne

Les potentialités inhibitrices des bactéries lactiques sont importantes. Les effets inhibiteurs

dépendant de la nature du ferment inhibiteur, de la nature des souches de contaminants à

inhiber, des proportions relatives des bactéries en présence et des conditions de culture. Le

phénomène d’inhibition peut inclure un ou plusieurs mécanismes : compétition nutritionnelle,

changement physico-chimique du milieu (pH, formation d’agents réducteurs) et formation

d’agents antimicrobiens (acides organiques, peroxyde d’hydrogène) et les bactériocine telque

la nisine.

Les progrès dans la connaissance des mécanismes d’inhibition, en particulier au niveau des

conditions permettant leur manifestation, devraient permettre d’accroître leur utilisation en

ant qu’agent de conservation des produits alimentaires.

Accomplissant les critères d’un additif alimentaire, elle est employée comme agent de

conservation dans l’industrie alimentaire. (NEHAL, 2007).


15

1.5. Conservation des bactéries lactiques

C’est une méthode utilisée dans les laboratoires pour conserver les cultures des

différentes espèces microbiennes isolées. L’objectif de la conservation est de garder constant

l’ensemble des propriétés morphologiques, métaboliques, génétiques et physiologiques. Elles

sont fréquemment utilisées soit pour l’enseignement, soit pour le contrôle, soit pour la

recherche, soit pour la production industrielle.( NDOUR, 2013)

Les ferments lactiques utilisés dans le domaine agro-alimentaire, sont généralement

fournis aux utilisateurs sous trois formes physiques : liquide, congelée ou lyophilisée

(TAMIME et ROBINSON, 1999).

Pour des raisons de facilité de conservation, de transport et d’utilisation, la forme

liquide a été largement supplantée par les formes congelées et lyophilisées. Ces dernières

réduisent en effet le nombre de cultures intermédiaires en usine. Les ferments liquides restent,

cependant, encore utilisés par certaines fromageries (BEAL et al., 2008 in BALLA, 2011).

1.5.1. Méthodes de conservations

Le but de la conservation des microorganismes est de les maintenir purs, stables et

viables dans le temps. Pour atteindre cet objectif, il y a plusieurs méthodes telles que la

conservation à basse température et la déshydratation (LÔPEZ, 2010).

1.5.1.1. Réfrigération

La conservation à basse température réduit la croissance et l'activité des bactéries à

l'origine de la dégradation et prolonge la durée de conservation du lait. La conservation à des

températures en dessous du minimum de croissance entraîne une prolongation continue de la

phase de latence jusqu’à ce que la multiplication cesse et la croissance du microorganisme

s’arrête (DOYLE et al, 1997).

D’autre part, aux températures comprises entre 0 et 10°C des changements mineurs

dans les conditions physico-chimiques ont de grands effets sur la croissance bactérienne

(KORKEALA et al., 1989). Toutefois la réfrigération ne tue pas ou n’élimine pas une

contamination microbienne. Elle permet la croissance, le développement aux seuls

microorganismes psychrophiles capables de croître sur le lait à des températures en dessous

de 15 à 20°C (RUTHERFORD et al., 2007). La réfrigération du lait dès la ferme et son


16

stockage pendant un temps plus ou moins long sélectionne des bactéries psychrotrophes qui

peuvent devenir alors une flore dominante. Parmi ces bactéries le genre Pseudomonas est le

plus fréquent (MIRANDA et GRIPON, 1986).

1.5.1.2. Congélation

La congélation est actuellement la technique de conservation des bactéries lactiques la

plus utilisée dans le domaine agro-alimentaire. Une bonne maîtrise de cette opération est

nécessaire pour éviter ou minimiser les pertes de viabilité liées à l'abaissement de la

température et à la formation de glace au cours de la congélation. Par rapport à la

lyophilisation, elle permet une reprise d'activité plus rapide des ferments et présente un coût

de fabrication inférieur à celui des ferments lyophilisés. Cependant, elle induit aussi des

pertes de viabilité, inégalement maîtrisées jusqu'à présent.

De plus, les ferments congelés nécessitent une attention spéciale par rapport au

maintien de la chaîne du froid lors de leur transport et leur stockage. Il est aussi préconisé que

les bactéries congelées soient stockées à des températures inférieures à -45 °C, afin d'assurer

la stabilité de la qualité et de l'activité des ferments (STREIT, 2008). Cependant la

congélation à une température de – 20°C permet une conservation de la plus part des

microorganismes pendant 1 à 2 ans et le métabolisme de ces derniers en dessous de -18°C est

totalement inhibé (LARPENT, 1997).

Cependant, il est parfois difficile d’assurer le maintien à long terme de toutes ces

propriétés car le stress subi par les cellules lors d’un choc hypothermique peut provoquer une

diminution de leur viabilité et de leurs activités métaboliques au cours d’une conservation par

congélation.( DENIS et al, 2006).

1.6. Cryoprotection des bactéries lactiques

Il existe des substances protectrices qui permettent aux cellules de mieux supporter

une congélation ou une décongélation lentes et un stockage à température supérieure à - 50°C,

appelées cryoprotecteurs (FONSECA et CORRIEU, 2001). Ces substances, qui doivent être

peu volatiles, solubles dans l’eau et n’avoir aucun caractère toxique, ont des origines diverses

: polyols (glycérol, sorbitol), sucres (lactose, saccharose), protéines laitières (lait écrémé,

caséines), acides aminés (glutamate), antioxydants (acrobates) ou macromolécules

(maltodextrines) (BEAL et al., 2008).

Les bactéries contiennent naturellement des cryoprotecteurs : les sucres (sucrose et le


17

tréhalose), chez les bactéries G+ (BERT et al., 1998) ; les polyols (glycérol, sorbitol, et

mannitol), que l'on retrouve chez les algues, les champignons, les levures, les plantes et

certaines bactéries (KETS et al., 1996; HANS et al., 1995), les acides aminés et dérivés

(bétaïne et carnitine), chez plusieurs groupes de bactéries et l'acide tetrahydroxypyrimidine

carboxylique (hydroxyectoïne) chez les bactéries halophiliques ( CSONKA, 1989;

DELMORAL et al., 1994), le glutamate, la glutamine, la proline et l’alanine chez

Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Pseudomonas et d'autres micro-organismes

(JEWELL et al., 1991) et les acides aminés bêta chez les bactéries méthanogènes (LAI et al.,

1991).

Les cryoprotecteurs sont groupés en deux classes :

Cryoprotecteurs intracellulaires

Ce sont des substances de faible poids moléculaire (< 100) qui pénètrent à l'intérieur

de la cellule. Ils sont utilisés à une concentration de l’ordre de mol/l et agissent

principalement lors d’une congélation lente. Le plus important représentant de cette catégorie,

est le glycérol, mais on trouve aussi le diméthyle sulfoxide, méthanol éthanol, polyéthylène

oxyde, diméthylacétamide1-2 propanediol (STREIT, 2008).

Cryoprotecteurs extracellulaires

Ce sont des substances de haut poids moléculaire (>10.000) qui se concentrent à

l'extérieur de la cellule. Ils sont utilisés à une concentration plus faible, de l'ordre de la

millimole/l, et sont indiqués lors des congélations rapides. Parmi les molécules les plus

utilisées de cette catégorie se trouvent le lactose, le saccharose, le tréhalose, la maltodextrine,

polyvinyl pyrolidone, le dextrane et l'amidon (STREIT, 2008).

1.6.1. Mécanisme d’action des cryoprotecteurs

Les mécanismes de la cryoprotection sont l’objet de nombreuses études de nos jours.

Les modes d’action les plus probables sont : un accroissement du volume de la phase liquide

interstitielle, à une température donnée, par dépression du point de congélation commençante

et donc réduction des effets liés à un refroidissement lent ; une diminution de la taille des

cristaux de glace par abaissement de la température de nucléation et une réduction de leur

vitesse de croissance et une stabilisation de la configuration native des protéines (LESLIE et

al., 1995).


18

Lorsque les premiers cristaux de glace apparaissent, les CPE se concentrent

uniquement à l’extérieur des cellules, contrairement aux autres solutés qui se concentrent à

l’intérieur et l’extérieur des cellules. La perte d’eau des cellules conduit donc à une

concentration en autre soluté, plus faible qu’en absence de CPE, minimisant ainsi les effets de

l’accroissement de concentration de la solution interstitielle. Au niveau des membranes

cellulaires séchées, des sucres comme le tréhalose et le saccharose peuvent remplacer les

molécules d'eau dans leur liaison avec les groupes polaires des phospholipides empêchant

ainsi les dommages durant la réhydratation (LESLIE et al., 1995). Le tréhalose et le

saccharose stabilisent la structure des protéines intracellulaires par ce phénomène de

remplacement de l'eau (CARPENTER et al., 1993).

D’autres études ont montré que les cryoprotecteurs étaient indispensables lors de la

congélation quelles que soient les courbes de refroidissement. Tous les cryoprotecteurs ne

pénètrent pas dans les cellules. Il est d'usage de les séparer en cryoprotecteurs non diffusants

(la plupart des sucres ajoutés) et diffusants (le glycérol, l'éthylène glycol, par exemple)

(PEGG et DIAPER, 1988). Les cryoprotecteurs diffusants vont se substituer à une partie de

l'eau intracellulaire et permettre ainsi une déshydratation partielle des cellules en plus de

limiter la formation de cristaux de glace intracellulaire. Ils réduisent également la vitesse de

croissance de ces cristaux, abaissent la température de solidification de l'eau intracellulaire, tel

un « antigel », et modifient la forme des cristaux de glace (HEY et MACFARLANE, 1998 ;

PALASZ et MAPJETOFT, 1996).

Quand aux cryoprotecteurs pénétrants, ils protègent aussi au cours de la congélation et

de la décongélation en réduisant la taille des cristaux de glace et en induisant des formes de

cristaux moins traumatisantes. Ils permettent, via l'augmentation de la viscosité du milieu, la

diminution de la rapidité des mouvements de l'eau et de chocs osmotiques importants. De

plus, ils permettent, via l'augmentation de la pression osmotique, la réduction de la quantité de

cryoprotecteurs pénétrants, nécessaires à une bonne conservation (MERYMAN, 1974).

Matériel et méthodes


19

II. Matériel et méthodes

2.1. Matériel d’étude

2.1.1. Lait caprin

Les échantillons de lait utilisés proviennent d’un élevage domestique dans la région

de Ouargla. Le lait est traité à partir de chèvre saines. Nous avons utilisé dans cette étude

quatre échantillons de laits, de mélange.

Ce dernier est recueilli dans de bonnes conditions hygiéniques et est transporté au

laboratoire de microbiologie dans des flacons stérilisés. Une fraction est soumise à des

tests préliminaires consistant en la mesure du pH et de l’acidité titrable. Une autre fraction

est immédiatement réfrigérée à 4°C en vue de subir d’autres analyses.

2.1.2. Milieux de culture

2.1.2.1. Milieu d’isolement

Un milieu de culture est une préparation au sein de laquelle les microorganismes

peuvent se multiplier. Il doit donc satisfaire aux exigences nutritives du microorganisme

étudié. Dans cette étude nous avons utilisé un milieu de culture sélectif M17. Ce milieu est

utilisé pour la culture et dénombrement des lactocoques dans le lait et les produits laitiers.

(TERZAGHI et SANDINE, 1975). La composition de ce milieu de culture est indiquée en

annexe n°1.

2.1.2.2. Milieu de conservation

Le milieu de conservation est préparé dans 4 flacons de 250 ml dont la composition du

milieu témoin est la suivante:

Elle est composé de 10g de peptone; 5g de NaCl; 3g d'extrait de viande; 5g d'extrait de

levure; 1g de glucose; 4g de Na2HPO4; 1l eau distillée. C'est un bouillon et ne contient pas

d'agar-agar (BALLA, 2011).


20

Les 3 autres flacons sont additionnés de 150 ml d’agent protecteur (glycérol,

saccharose, dimethyl sulfoxide). Ces milieu sont préparés à part et stérilisés par autoclave à

121°C pendant 15min.

2.1.3. Appareillage

- Microscope optique (Motic, China);

- Réfrigérateur (Samsung, Kouria);

- Etuve (Memmert, Allemagne);

- Four pasteur (Memmert, Allemagne);

- Autoclave (Pbi-international, Milano);

- Bec benzène;

- Bain-marie (Memmert, Allemagne);

- pH mètre (Metrohom620, Allemagne);

- Spectrophotomètre (WPA, China);

- Balance de précision (Denver, Allemagne);

- Plaque chauffante (VELP, Europe).

2.1.4. Petit matériel

Boites pétri, tube à essais à capacité 20mm, pipettes, erlenmeyer, verre à pied, anse de

platine, pipette pasteur flacon en verre de 250 ml, erlenmeyer de 250 ml, etc…

2.1.5 Produits chimiques et réactifs

Eau physiologique, phénolphtaléine, solution de Soude (1N), bleu de méthylène 1%,

violet de gentiane, l'eau distillée, liquide de lugol, alcool, solution de Fuchsine de Ziehl, l'eau

distillée stérile, l'eau oxygénée 10 volume, peptone bactériologique, NaCl, HCl et NaOH,

extrait de viande, extrait de levure, Na PO -4, lactose, glucose.

Les cryoprotecteurs utilisés dans la présente étude sont les suivants :

- Saccharose à 12% (DENI et PLOY, 2007).

- Glycérol à 10% (DENI et PLOY, 2007).

- DMSO à 5% (DENI et PLOY, 2007)


21

2.2. Méthodes analytiques

2.2.1. Tests physico-chimiques

Les échantillons de lait caprins subissent des tests physicochimiques consistant en la

détermination du pH et de l’acidité Dornic. La figure 3 résume les étapes suivies lors de la

présente étude.

2.2.1.1 Mesure du pH

Le pH représente l’acidité du lait à un moment donné. Pour un lait normal, il est

compris entre 6,6 et 6,8. (VIGNOLA, 2002). Le pH est déterminé à l'aide d’un pH-mètre

étalonné. La valeur est lue directement sur l'écran de l'appareil (AFNOR, 1986).

La technique est indiquée en (Annexe 2).

2.2.1.2. Mesure de l’acidité Dornic

L’acidité Dornic témoigne l’état de fraîcheur du lait et de sa richesse relative en

caséines, en phosphates, en citrate, en hydrogéno-carbonate et en lactates. (SIBOUKEUR,

2007).

Le lait normal présente une acidité de 14 à17 °D. Les laits acides coagulent par chauffage

à partir de 25 °D ou à température ordinaire à partir de 70 °D. Le dosage est effectué par

neutralisation de 10 ml de lait avec de la soude N⁄ 9 en présence de phénolphtaléine (Annexe

3). (LARPENT, 1997).

2.2.2 Analyses microbiologiques

Les échantillons de laits caprins subissent des analyses et tests microbiologiques (fig. 1).

2.2.2.1 Test de la réductase

Le test de la réductase permet d’estimer la charge microbienne du lait frais. Son

principe est basé sur la décoloration du bleu de méthylène. La rapidité de cette décoloration

est directement proportionnelle au nombre de germes présents la technique est indiquée en

annexe n°4 (LARPENT, 1997 ; GUIRAUD, 1998).


22

Figure 1 : Procédure expérimentale

Lait caprin Analyses physico-chimiques

(pH, acidité Dornic)

Analyses microbiologiques

Test de la réductase Isolement de la souche lactocoques

Observation

microscopique

tests physicochimiques et biochimiques:

Type fermentaire, Tolérance à la salinité,

au pH, à la T0(10,40,45), Hydrolyse de

l’arginine, fermentation des sucres

L’aspect des

colonies

Ensemencement dans le milieu M17

Pré-identification les souches isolées

Observation

macroscopique

Test de la catalase

Conservation des souches dans du bouillons de conservation

Examen à l’état frais

Propagation de la souche, mesure de la densité optique

Coloration de GRAM

Congélatio

n

Conservation sans cryoprotecteurs Conservation avec cryoprotecteurs (DMSO,

glycérol, saccharose)

Congélation Réfrigération

Dénombrement des souches avant conservation

Dénombrement des souches aprés conservation pendant 20 jours.

Incubation à 30°C pendant 48 à 72h


23

2.2.2.2. Isolement de la souche lactique d’intérêt

Afin d’isoler la souche de lactocoque à partir du lait caprin, nous avons suivi les étapes

suivantes :

2.2.2.3. Préparation des dilutions

Nous avons utilisé un diluant adapté pour les bactéries aérobies mésophiles.

Des dilutions de 10-1

jusqu’à 10-7

ont été préparés. Le diluant utilisé est composés de peptone-

sel (1g.l-1

peptone pancréatique de caséine, 8,5gl-1

NaCl, 1000 ml d‘eau distillée). La

technique de dilution est indiquée en annexe n°5 (LARPENT et al., 1997).

2.2.2.4. Ensemencement dans un milieu sélectif

Le milieu de culture utilisé est le milieu M 17. Les boîtes de Pétri sont ensemencées en

surface avec 0 ,1 ml de la dilution de l'échantillon à analyser.L’incubation est réalisée à 30°C

pendant 48à72 heures.

2.2.2.5. Pré-identification de la souche

L’examen macroscopique, l’observation microscopique à l’état frais et après

coloration de GRAM, le test de la catalase, le test physicochimique et des tests biochimiques

sont réalisés afin de pré-identification la souche avant de procéder à la conservation.

2.2.2.5.1. Observation macroscopique

L'examen macroscopique des cultures est le premier à effectué après l’isolement de la

souche. Il porte sur la description de colonie (DECHACHE et MOFRADJ, 2014).

2.2.2.5.1.1. Description des colonies

L’aspect macroscopique des colonies sur milieu solide, constitue encore, une part

importante de l’identification d’un microorganisme.

Sur milieu solide, après une culture en surface (isolement), on peut caractériser les bactéries

selon l’aspect des colonies formées. Plusieurs critères sont pris en ligne de compte :


24

- La taille des colonies ;

- La forme ; punctiforme, ronde régulière, dentelée irrégulière.

- L’aspect : colonies rugueuse ou R (de l’anglais rough), à surface irrégulière ; colonies

lisse, ou S (de l’anglais smouth), à surface lisse, brillante et régulière ; colonies

muqueuses, ou M, à aspect gras et coulant. Ces différences sont dues à la composition

de la paroi et à l’éventuelle présence d’une capsule.

Il faut préciser cependant que cet aspect n’apparaitra pas sur tous les milieux d’isolement, la

composition de ce dernier ayant une grande influence sur le développement des colonies ;

- L’éventuel envahissement du milieu ;

- Le volume : colonies bombées ou plates, étalées ;

- La couleur : selon l’élaboration d’un pigment. (ALPHONSE et al, 2004 ).

2.2.2.5.1.2. Test de la catalase

La catalase catalyse la réaction de dégradation de l’eau oxygénée.Elle est mise en

évidence par contact de la culture avec une solution fraiche d’eau oxygénée à 10 volumes.Une

goutte d’eau oxygénée est placée sur une lame et un peu de culture en milieu solide y est

réparti: un dégagement gazeux abondant sous forme de mousse ou de bulles traduit la

décomposition de l’eau oxygénée sous l’action de la catalase (GUIRAUD ,1998).

2.2.2.5.2. Observation microscopique

L’observation microscopique permet de faire une étude morphologique des cellules

d’une espèce bactérienne. Elle permet d’examiner des prélèvements de colonies à l’état frais

et après coloration de GRAM à l'aide d'un microscope optique avec un objectif 100 à

immersion. (SIBOUKEUR ,2011).

2.2.2.5.2.1. Examen à l’état frais

Une méthode rapide consiste à observer entre lame et lamelle une suspension bactérienne à

l’objectif 40 sans fixation préalable par la chaleur ou l’alcool. Les renseignements obtenus par

cette observation concernant principalement la mobilité des bactéries. (DENI et PLOY,

2007; BALLA, 2011).


25

2.2.2.5.2.2. Examen après Coloration de GRAM

La coloration de GRAM est la coloration de base de la bactériologie. C’est une

coloration double qui permet de différencier les bactéries, non seulement d’après leur forme

mais aussi d’après leur affinité pour les colorants, liée à la structure générale de la paroi

(annexe 6) (MARCHAL et al. ,1982).

2.2.2.5.3. Pré-identification physico-chimique et biochimique

Les souches isolées subissent des tests d’identification physico-chimiques et biochimiques qui

sont résumés dans le tableau V. (SIBOUKEUR ,2011).

Tableau V: Tests d’identification physico-chimiques et biochimiques des souches, après leur

isolement (SIBOUKEUR ,2011).

Tests Mode opératoire Réaction

positive

Type fermentaire

Du bouillon M17 est ensemencé en

présence d’une cloche de Durham,

et incubé à 30°C pendant 24h

formation de bulles de gaz

dans la cloche de

Durham

Croissance à

différentes température

Le lait écrémé ensemencé est incubé à

10 °C pendant 1-7 jours, à 40°C pendant

24 h et à 45°C pendant 24h

Coagulation du

lait

Tolérance à la salinité

Du bouillon M17 à des

concentrations de 2%, 4% et 6.5%

de NaCl est ensemencé et incubé

à 30°C pendant 24 h

Trouble du

bouillon

Tolérance au pH

alcalin

Du bouillon M17 alcalinisé à pH

9.6 et 9.2 est ensemencés et incubé

à 30°C pendant 24h

Trouble du

bouillon

Hydrolyse de

l’arginine

galeries API20E Le virage de couleur indique

l’hydrolyse de l’Arginine

Fermentation des

Glucides

galeries API20E

Le virage de couleur indique

la fermentation du sucre

Culture sur lait au bleu

de Sherman

9 ml du lait additionné de 1 ml de

bleu de méthylène à 1% sont

ensemencés et incubés à 30°C pendant

24 h

Décoloration du bleu de

méthylène qui se traduit par

sa réduction


26

2.2.2.5.4. Purification par repiquage successif

La purification des bactéries est réalisée par 5 repiquages successifs dans la gélose

M17 par des stries d'épuisement.

2.2.2.6. Conservation de la souche lactique

Après isolement, pré-identification de la souche de lactocoques isolée à partir de lait

caprin, nous avons procédé à la conservation de cette dernière.

2.2.2.6.1. Propagation de la souche

Avant d’être conservées, les bactéries doivent être obtenues en culture pure. Elles doivent,

durant la durée de stockage, être dans des conditions de non multiplication en milieu solide et

en présence d’agents protecteurs et doivent être prélevées sur une culture récente. (DENI et

PLOY, 2007 in BALLA, 2011).

2.2.2.6.1.1. Préparation de la préculture

Une colonie de bactérie préalablement purifiée est placée dans 1 ml de bouillon M17

puis incubée à 30°C pendant 24h. On introduit ensuite la culture précédente dans un tube

contenant 9 ml de milieu M17, puis on l'incube à nouveau à 30°C pendant 24h.

Nous ensemençons dans 4 erlenmeyers de 250 ml contenant du milieu de

conservation,avec la culture précédente à raison de 10%. Le premier considéré comme

témoin, contient le milieu de conservation seule , le deuxième est additionné de dimethyl

sulfoxide (à raison de 5%), le troisième de saccharose (à raison de 12%) le quatrième de

glycérol (à raison 15%) (DENI et PLOY, 2007 ; LARPENT, 1997).

Ces solutions mères sont réparties dans des tubes en plastique, stériles munis d’un

bouchon hermétique, de 5ml de capacité, puis elles sont conservées pendant 20 jours par

congélation à -20°C et réfrigération à 8 °C (Annex 7). (BALLA, 2011). On obtient donc 5

lots de conservation (tableau VI).

La DO et l’évolution du pH sont mesurées durant la période de conservation afin de

suivre la suivie des cellules bactériennes durant cette période.


27

2.2.2.6.2. Mesure de la croissance de souche isolée

La croissance bactérienne est suivie par mesure de la densité optique et l’évolution

du pH avant et après la conservation.

2.2.2.6.2.1. Mesure la densité optique

Dans le cas des dilutions, la turbidité est proportionnelle à la biomasse lorsqu’elle ne

dépasse pas la limite 0,5- 0,6 en unité d’absorbance. (ONER et ERIKSON, 1986 ; BALLA,

2011).

Lorsqu’une suspension cellulaire dans un milieu limpide est traversée par un faisceau

lumineux monochromatique, elle absorbe une quantité de lumière qui est proportionnelle à sa

concentration cellulaire selon la loi de Beer Lambert. (BOURGEOIS et LEVEAU, 1991).

2.2.2.6.2.2. Elaboration de la courbe d’étalonnage.

Cette courbe est réalisée en effectuant une gamme étalon de différentes concentrations

cellulaires (10-1

jusqu’à 10-7

) à partir d’une culture mère à 10%, et en mesurant ces

concentrations par dénombrement des cellules en utilisant la cellule de malassez.

Nous avons suivi la croissance bactérienne par mesure de la DO à une longueur d’onde de

600nm au spectrophotomètre de type UV/VIS. C’est ainsi qu’on obtient une courbe étalon DO=

f ] c [ .

2.2.2.6.1.3. Mesure de la croissance après la conservation

Afin de mesure la croissance bactérienne après traitement de conservation, les

suspensions microbiennes congelées sont lentement décongelées à T° ambiante 37°C. Les

tubes réfrigérés sont ressorti de réfrigérateur.

Nous avons mesuré l’évolution de pH et la DO de chaque tube de conservation. A l’aide de

la courbe d’étalonnage, nous pouvons déterminer de concentration cellulaire.


28

Tableau VI : Constitution des échantillons expérimentaux.

Lots Cryoprotecteurs utilisées Type traitement de

conservation

1 Sans cryoprotecteur (témoin) Congélation à -20 °C

2 DMSO à 5%

3 Saccharose à 12%

4 Glycérol à 15%

5 Sans cryoprotecteur Réfrigération à 8 °C

Résultats et discussions

Résultats et discussion

29

III. Résultats et discussion

3.1 Qualité physico-chimique du lait

Les résultats relatifs aux caractéristiques physico-chimiques de mélange des 3

échantillons du lait caprin, ayant fait l’objet de la présente étude. Sont portées sur le tableau

VII.

Tableau VII : Caractéristiques physico-chimiques de l'échantillon de lait caprin.

Paramètres physico-chimiques Moyenne

pH 6.7± 0.2

Acidité Dornic (°D) 17.33 °D ± 2.08

3.1.1. pH

Les échantillons analysés présentent un pH égal à 6,7 ± 0.2. Ce dernier est proche de

celui du lait de vache compris entre 6,6 et 6,8 selon VIGNOLA (2002) et VIERLING

(2008). Il se rapproche également de pH de celles rapporté par DECHACHE et

MOFRADJ, (2014) (6.79) et de BENGUETTAIA et LEMLEM, (2013) avec un pH

légèrement qui est égal 6.51.

D’autres travaux rapportent des pH de lait de chèvre légèrement plus acide que ceux

du lait de vache. L'origine de ces valeurs de pH (5.2 ; 4.6) du lait caprin peut être attribuée à

un début d'activité des bactéries lactiques endogènes donc à l'âge du lait.

La valeur du pH est dépendante de la teneur en citrates et en caséines ainsi de l’état sanitaire

de la mamelle le pH pourrait être affecté par l’alimentation et la disponibilité de l’eau

(MATHIEU, 1998 in SIBOUKEUR, 2007).

3.1.2 Acidité titrable

L'acidité titrable moyenne de l'échantillon de lait caprin analysé est égale à 17.33 °D ±

2.08. Cette valeur est inférieure à celles rapportées par BENGUETTAIA et LEMLEM

(2013) (18°D) et supérieure aux valeurs rapportées par DECHACHE et MOFRADJ (2014)

(15.33 D°). Elle est plus élevée de celle du lait bovin (15.5 D°) (MOUALEK, 2011).


30

Les variations dans la valeur l’acidité sont généralement dues à la variation de l’alimentation

des animaux, aux conditions environnementales ainsi qu’à la période de lactation (ABU-

TARBOUSH, 1996 in SIBOUKEUR, 2011).

L’augmentation d'acidité est un indicateur de la qualité de conservation du lait et ne peut

résulter que d'un développement conséquent de la flore lactique influencé par le jeu combiné

de l’augmentation de la température ainsi que de la durée de conservation du lait

(CASSINELLOC et PEREIRA, 2001 in MOUALEK ,2011).

L’acidité naturelle du lait est attribuable à la présence de caséines, de substances minérales,

de traces d’acides organiques et de réactions secondaires dues aux phosphates. L’acidité

développée du lait est causée par l’acide lactique et d’autres acides provenant de la

dégradation microbienne du lactose dans les laits altérés. (VIGNOLA, 2002).

3.2. Analyse microbiologique

3.2.1. Test de réductase

La décoloration de bleu de méthylène a commencé au delà de 5 heures. Cela signifie

que l'échantillon de lait caprin testé présente une bonne qualité hygiénique. Le taux de germes

dans ce lait peut être estimé entre 105 à 2.10

5 germes/ml (GUIRAUD ,1998).

Le test de la réductase n'est pas un moyen d'appréciation du nombre de bactéries mais il est

destiné à estimer le degré de la contamination du lait (PETRANSEXIENE, 1981).

La décoloration du bleu de méthylène est due au métabolisme bactérien. Sa rapidité est

proportionnelle au nombre de germes présents dans le lait (LARPENT, 1997).

3.2.2. Test de catalase

Le test de la catalase est négatif. Les souches isolées sont donc dépourvues de la

catalase. Ces résultats prouvent la pureté de nos souches et confirment leur appartenance au

groupe des bactéries lactiques.( GHALOUNI ,2009).

Toutefois, certaines bactéries lactiques possèdent des pseudo-catalases non hémiques,

provoquant une effervescence (DESMAZEAUD et DE ROISSART ,1994).


31

3.3. Isolement de la souche , pré-identification de la souche de lactocoques

La pré-identification de la souche isolée à partir de lait caprin, cultivée sur milieu

M17, est basée sur des observations macroscopiques, microscopiques, et des tests physico-

chimiques et biochimiques.

3.3.1. Observation macroscopique

Cette étape consiste en la description des colonies obtenues après isolement. Nous

avons pu isoler deux types de colonies qui différent par leur taille. La première est de très

petite taille (1mm), alors que la deuxième est deux fois plus grande (2mm environ) (Photo 1).

Photo 1: Colonies isolées sur gélose M17.

3.3.1.1 Description des colonies

La description des colonies formées après incubation de lait à 30°C pendant 48 à 72

heures, est indispensable pour l’identification des souches. Ces caractères sont regroupés dans

le tableau IV.

Les deux types de colonies qui ne différent que par leur taille, se sont développées. La

première présente un diamètre de 0.5 à 1 mm environ alors que la seconde est beaucoup plus

grande (1.5 à 2 mm).Selon DELLAGLIO et al ,( 1994), la taille maximale d’une colonie de

Lactococcus lactis peut varier de 10-1

mm à plusieurs millimètres.


32

Leur aspect est identique. Elles sont opaques de couleur crème. Elles présentent une

texture(consistance) crémeuse. Leur surface est lisse et brillantes (Photo 1). Leur forme est

ronde et bombée avec un contour régulier (tableau VIII).

Tableau VIII: Description des colonies isolées à partir du lait camelin en milieu M17.

Colonie 1 Colonie 2

Taille 0.5 à 1 mm 1.5 à 2 mm

Forme Ronde bombée avec un contour

lisse

Ronde bombée avec un

contour lisse

Couleur Crème Crème

Aspect de surface Lisse et brillante Lisse et brillante

Consistance Crémeuse Crémeuse

Opacité Opaque Opaque

3.3.1.2. Observation microscopique

Les résultats de l’identification de la souche d’intérêt, isolée sur milieu M17 puis

purifiées par cinq repiquages successifs, sont regroupés dans le tableau IX.

Tableau IX: Caractéristiques morphologiques, physiologiques et biochimiques de la souche.

Tests d'identification Colonie 1:

petite taille

Colonie 2:

Grande taille

Observation microscopique Cocci regroupés en diplocoques

et en chainettes

Cocci regroupés en

diplocoques et en

chainettes

Examen à l'état frais(mobilité) Cocci immobiles Cocci immobiles

Examen après double

coloration de GRAM

+ +

Test de catalase - +

Type fermentaire Homofermentaire /

Croissance à 10°C + /

Croissance à 40°C + /

Croissance à 45°C - /

Croissance à 2% d'NaCl + /


33

Croissance à 4% d'NaCl + /

Croissance à 6 ,5% d'NaCl - /

Croissance à pH 9,2 + /

Croissance à pH 9,6 - /

Culture sur lait au bleu de

Scherham

+ /

Hydrolyse de l’arginine + /

Fermentation de Man - /

Fermentation de Ino - /

Fermentation de Sor - /

Fermentation de Rha - /

Fermentation de Sac - /

Fermentation de Mel - /

Fermentation de Amy - /

Fermentation de Ara - /

Nous avons éliminée les colonies de grande taille car nous avons obtenu une catalase

positive, sachant que les bactéries lactiques au genre Lactococcus sont bactéries à Gram+,

aérotolérantes à ne pas posséder de système respiratoire (ni cytochrome, ni catalase)

(DESMAZEAUD et DE ROISSART, 1994).

3.3.1..2.1 Examen à l’état frais

La souche isolée se présente sous forme de coques immobiles

Photo 2 : Observation des cellules à l’état frais (G× 100).

3.3.1.2.2 Examen après Coloration de GRAM

Après coloration de Gram, montre que les souches étudiées sont sous forme de

monocoques, des diplocoques et des chainettes à Gram+ (colorée en violet) (photo 3).


34

Photo 3: Souche de lactocoque après coloration de GRAM . (Gx 100).

Les observations macroscopiques et microscopiques sont complétées par des tests

physicochimiques et biochimiques. Les caractères morphologiques, microscopiques, physico-

chimiques et biochimiques sont regroupés dans le tableau IX.

3.3.2. Pré-identification physiologique et biochimique

Les souches isolées dans le présent travail sont de type homofermentaire (absence de

dégagement de CO2 dans la cloche de Durham) (photo12). Ce résultat est de nature à indiquer

que cette souche appartient au genre lactococcus (SEBASTIEN, 2008).

Elle sont capables de pousser à des températures comprises entre 10°C et 40°C et incapables

de se multiplier à 45°C. Cela indique que les souches sont mésophiles (Photo 4,5, 6).

On observe un trouble dans le bouillon M17 contenant 2%, 4%, de chlorure de

sodium. Mais elles ne croissent pas à des concentrations de 6,5 % en NaCl (Photo 7, 8, 9).

Cette inaptitude constitue une des caractéristiques des Lactococcus lactis.

Les souches lactiques isolées ne présente pas une croissance à pH 9.6 par contre elle

présente une croissance à pH 9.2 (Photo 10 et 11).

Le type fermentaire (homofermentaire), inaptitude de la croissance à 6.5% de NaCl et à

pH=9,6 , l’hydrolysent de l’arginine, absence de fermentation des sucres semblent indiquer

que la souche étudié appartient au genre Lactococcus.


35

Photo (4) : la croissance à10°C Photo (5) : la croissance à 40°C Photo (6) :la croissance à 45°C

Photo (7) : la croissance à 2 %

en NaCl

Photo (8): la croissance à 4 %

en NaCl

Photo (9): la croissance à 6,5

% en NaCl

Photo : (10) : la croissance à pH

9.2

Photo (11) : la croissance à pH

9.6

Photo (12) :Le type fermentaire

(homofermentaire)

Photo (13) : Culture sur lait au

bleu de Sherman


36

Après les tests de pré-identification, on peut dire que la souche isolée est une souche au genre

Lactococcus.

3.3.3. Purification

Après six repiquages successifs par des stries d'épuisement sur gélose M17, nous

avons obtenu des souches pures à partir de la colonie isolée.

3.4.1. Elaboration de la courbe d'étalonnage

La gamme étalon nous a permis de tracer une courbe étalon en utilisant le

spectrophotomètre visible à 600nm (fig. 2).

Figure 2: Courbe d'étalonnage de la souche 1 isolée à partir du lait caprin.

Cette courbe est utilisée pour le suivi de l’évolution de la biomasse durant la conservation de

la souche.

3.5 Conservation de la souche isolée

La courbe étalon (fig.2) permet de déterminer la concentration cellulaire à J0 jusqu’à

J20 (soit tous les 2 jours) tableau X.

y = 2,540x + 0,003R² = 0,999

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0 0,05 0,1 0,15

D.O

à 6

00

nm

Concentration en la biomasse ( log .10 5 cl/ml)

DO

Linéaire (DO)


37

Tableau X : Résultats concentraion de la biomasse bactérienne en log après 2 jours pendant

20jours.

concentration

cellulaire (log

c/ml)

J0 J2 J4 J6 J8 J10 J12 J14 J16 J18 J20

concentration

en biomasse

bactérienne

conservé par

réfrigération

Log

Cl/ml×105

2.85 3.39 3.29 3.08 3.29 2.64 2.97 2.91 2.92 2.93 1.96

pH 6.4 6.25 6.36 6.34 6.45 6.27 6.3 6.55 6.32 6.33 6.42

concentration

en biomasse

bactérienne

conservé par

congélation

sans

cryoprotecteur

Log

Cl/ml×105

3.309 3.305 / 3.19 2.39 3.29 2.70 2.95 2.827 2.41 3.07

Ph 6.32 6.36 6.43 6.67 6.7 6.41 6.21 6.28 6.53 6.63

concentration

en biomasse

bactérienne

conservé par

congélation

(DMSO)

Log

Cl/ml×105

3.25 3.24 3.23 2.93 2.22 1.87 3.42 3.17 3.15 3.26 2.80

pH 6.7 6.35 6.45 52 6.38 6.39 6.55 6.51 6.51 6.46 6.49

concentration

en biomasse

bactérienne

conservé par

congélation

(saccharose)

Log

Cl/ml×105

3.47 3.46 3.45 3.41 3.30 3.29 3.41 3.37 3.30 3.16 3.14

pH 6.32 5 4.46 4.51 4.56 4.5 4.49 4.98 4.7 4.7 4.58

concentration

en biomasse

bactérienne

conservé par

congélation

(glycérol)

Log

Cl/ml×105

2.56 2.53 2.32 2.92 3.25 2.39 2.75 2.51 3.40 2.32 1.57

pH 6.24 6.34 6.54 6.25 6.58 6.58 6.51 6.55 6.58 6.55 6.57


38

3.5.1. Réfrigération

La figure 3 représente le lot n°1 des souches conservées par réfrigération (8°C).

Figure 3: Evolution de la concentration bactérienne des souches conservées par réfrigération

à 8°C.

Nous remarquons une diminution douce de la biomasse pendant la conservation

(2.65.105 cl/ml à 1.96.10

5 cl/ml). Ces résultats sont comparables à ceux rapportés par

DECHACHE et MOFRADJ,(2014) .Ces auteurs ont trouvé une biomasse qui passe de 10%

à 2.8 % après un stockage à 8°C pendant 15 jours.

Ceci est du probablement au fait que le milieu ne convient pas à leur croissance. En effet le

milieu utilisé est un milieu de conservation et non pas un milieu de culture. La lyse cellulaire

sous l'action des enzymes protéolytiques endogènes serait à l’origine de cette baisse de

concentration cellulaire (DECHACHE et MOFRADJ, 2014).

Concernant le pH, nous remarquons qu’il est presque stable ce qui indique l’absence d’une

activité métabolique. Cela peut être expliqué de fait que la réfrigération ralentit le

métabolisme cellulaire.

3.5.2. Congélation sans cryo-protecteur

La figure 4 représente le lot n°2 des souches conservées dans congélateur de laboratoire

réglé à -20°C. représente le lot n°1 s par réfrigération

0

1

2

3

4

5

6

7

J0 J2 J4 J6 J8 J10 J12 J14 J16 J18 J20

[ ]d

e b

iom

asse

bac

téri

enn

e en

lo

g

durée de conservation en jour cl/ml

Ph


39

Figure 4: Evolution de la concentration bactérienne et du pH des souches conservées à la

congélation sans cryo-protecteur.

Nous remarquons une diminution négligeable de la biomasse qui passe de 3.011.105

cl/ml à 3.07.105 cl/ml à J0+20.

Ces résultats sont comparable aux valeurs rapportées par DECHACHE et MOFRADJ,

(2014) dont la diminution de la biomasse passe de 10% à 3.2% à J0+10. Alors qu’il sont

différent de celles rapportés par BALLA,(2011). Selon ces auteurs, la diminution a été

remarqué jusqu’à 1 mois.

Ce traitement de conservation semble convenir à cette souche car le problème lié à la

conservation n’a pas eu d’effet sur ces souches.

Le problème lié à la conservation par le froid est celui de la formation de cristaux de glace qui

peuvent être très dommageables sur les cellules. Il y a un stress osmotique. Le potentiel de

cette formation de glace intracellulaire augmente, si le potentiel osmotique à l'intérieur de la

cellule est différent de celui de milieu environnant. Les mécanismes de dommage de glace

intracellulaire restent floues, mais peut inclure la destruction physique des membranes, la

formation de bulles de gaz et de la perturbation des organites ACCOLAS et AUCLAIR (

1999) ont évoqués d’autres raisons de la sensibilité des cellules aux traitements de

conservation par le froid. Ainsi, les cellules de l'espèce Str. lactis récoltées en phase

exponentielle de croissance sont beaucoup plus sensibles à la congélation que les cellules

récoltées en début de phase stationnaire.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

J0 J2 J4 J8 J10 J12 J14 J16 J18 J20

[ ]d

e b

iom

asse

bac

téri

enn

e en

log

durée de conservation en jourcl/ml

Ph


40

On peut dire que les échantillons congelés sans cryoprotecteurs (témoins) résistent mieux au

traitement puisqu’ils présentent un meilleur taux de survie pendant les 20 j de stockage,

comparativement aux échantillons réfrigérés.

3.5.3. Congélation avec cryo-protecteur

3.5.3.1. Glycérol

La figure 5 représente le lot n°3 des traitements la souche de cultures à 10% conservée à -20

°C en présence de glycérol à 15 %.

Figure 5: Evolution de la concentration bactérienne et du pH de la suspension conservée à la

congélation (-20°C) avec un cryo-protecteur Glycérol (15%).

Nous remarquons une dégradation légère de la biomasse qui passe de 2.53. 105 cl/ml

à 1.57.105 cl/ml.ces résultats sont comparable à ceux de DACHACHE et MOFRADJ,

(2014) mais avec une chute douce de la biomasse par rapport à ces deux auteur qui ont trouvé

des concentrations cellulaires passant de 10% à 0.07 % à J0+15. BALLA , (2011) a constaté

une diminution plus faible issus pendant le premier mois.

On remarque également une stabilité de la valeur du pH. Cela peut être expliqué par

l’absence d’une activité métabolique. Le pH extracellulaire empêche les cellules de maintenir

leur pH intracellulaire à une valeur adéquate pour les réactions métaboliques (HUTKINS et

NANNEN, 1993 in STREIT, 2008).

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J0 J2 J4 J6 J8 J10 J12 J14 J16 J18

[ ]

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rie

nn

e e

n lo

g

durée de conservation en jour

cl/ml

Ph


41

D’après ces résultats, on peut dire que ce cryo-protecteur avais protégé les cellules durant la

période de conservation.

Le Glycérol est un soluté poly-hydroxylé avec une forte solubilité dans l'eau, et une

toxicité réduit lors de l'exposition à court terme à des cellules vivantes (FULLER, 2004). En

général, lors de l’utilisation de cryoprotecteurs pénétrant les cellules tel que le glycérol, on

procède à un refroidissement lent et progressif. Ce cryo-protecteur agit en évitant une trop

forte déshydratation des cellules lors de la formation primitive de glace extracellulaire puis en

évitant la formation secondaire (qui suit la déshydratation consécutive à la formation de glace

extracellulaire) de trop nombreux et trop gros cristaux de glace pure intracellulaire. Certains

protocoles assurent au contraire un refroidissement très rapide. II s'agit d'obtenir une

"vitrification" intracellulaire non destructive (FULLER, 2004).

3.5.3.2. Saccharose

La figure 6 représente le lot n°4 des échantillons conservés à -20 °C en présence de

saccharose à 12 %.


congélation avec cryo-protecteur Saccharose (12%).

Les résultats obtenus montre une stabilité de la concentration cellulaires /ml durant

toute la période de conservation. Ce qui indique que ce cryo-protécteur a protégé les souches

conservées.

y = -0,029x + 3,520

0

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bio

mas

se b

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rien

ne

duré de conservation en jourcl/ml

Ph


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Ces résultats sont comparables à ceux de BALLA, (2011) qui a constaté une bonne

conservation de souches microbiennes en utilisant ce cryo-protecteur.

Le saccharose est un disaccharide de poids moléculaire égal à 342.30. Il a été souvent

utilisé pour la préservation des microorganismes à des concentrations de 1 à 68% (KEITH,

1913).

Ce sucre est u n cryoprotecteur semi perméables, induit une déshydratation partielle des

cellules avant la congélation. Il se concentre entre la membrane cytoplasmique et la paroi

comme une couche de tampon qui agit contre la croissance des cristaux de glace et protège

la membrane mécaniquement (HUBALEK, 2003).

FULLER (2004) a été démontré également que les le saccharose permet de stabiliser les

membranes durant l’exposition hypertonique lors de la croissance de cristaux de glace,

par interaction avec les groupes polaires des phospholipides.

Selon ZHAO et ZHANG (2005), les performances des sucres en matière de

cryoprotection sont liées à leur capacité de se combiner avec l’eau et par conséquent à leur

opposition à la formation de cristaux intra et extracellulaires.

Ce cryoprotecteur imperméable s’adsorbe à la surface de microorganismes où il forme

une couche visqueuse et cause une fuite partielle de l’eau à partir de la cellule. Il inhibe

ainsi, la croissance des cristaux par l’augmentation de la viscosité de la solution, et garde

la structure des glaces amorphes serrés à proximité de la cellule. Les agents

imperméables protègent donc principalement contre la formation des glaces

extracellulaire (HUBALEK, 2003).

Consernant le pH,on remarque une diminution de sa valeur . Ce qui signale la présence d’une

activité métabolique.

3.5.3.3. DMSO

La figure 7 représente le lot n°5 des échantillons conservés à -20 °C en présence de DMSO

(5%).


43


congélation avec cryo-protecteur DMSO (5%).

A partir de la figure 7 ,nous avons constaté une diminution de la biomasse durant les

20 jours, puisque biomasse passe 4.3.105 cl/ml à 1.87 .10

5 cl/ml.

Par rapport aux résultats de BALLA, (2011), ces résultats sont comparables aux celles de la

conservation en utilisant le DMSO comme cryoprotccteur.

ce cryo-protecteur semble être moins efficace que les autres cryoprotecteurs utilisés dans ce

travaille .Ce résultats est différent de celui de HUBALEK, (2003). Selon cet auteur le

DMSO est introduit dans la cryobiologie car il est très efficace, avec une pénétration rapide.

Il est considéré comme un cryoprotecteur universel. Le DMSO possède aussi des propriétés

radioprotectrices pour les microorganismes. Il est classé parmi les sulfoxide.

Pour le pH, on remarque une stabilité de pH ce qui signale une absence d’activité

métabolique.

De tout ce qui procède ,on peut dire que :

- La réfrigération semble nuire les souches conservées

- La conservation sans cryoprotecteurs montre un effet indésirable sur la survie de la

souche congelée.

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duré de conservation en jour

cl/ml

Ph


44

Le stockage en présence de DMSO et de glycérol est révélée un effet moins efficace sur la

souche conservée.

- Le meilleur résultat est obtenu avec le saccharose à 12%.

Conclusion

Conclusion

45

Conclusion

Le lait de chèvre est considéré comme étant l'un des plus complets et des mieux

équilibrés parmi les laits. Sa composition est particulièrement adaptés aux besoins

nutritionnels et aux possibilités digestives du jeune animal qui y trouve tous les éléments

nécessaires à sa croissance.

Ce lait est considéré comme milieu favorable pour la croissance microbienne.

Sa microflore se compose essentiellement des bactéries lactiques. Ces dernières ont des

intérêts industrielles telque la production des ferments lactiques (acides lactique …). Parmis

ces bactéries on trouve les lactocoques qui sont utilisés dans le domaine agro-alimentaire en

fournissant aux utilisateurs à état conservées sous formes lyophilisées, réfrigérées ou

congelées. Cette dernière forme de conservation est la plus utilisée.

Dans ce contexte, nous avons essayé dans cette étude de trouver la méthode la

plus fiable utilisée pour la conservation d’une souche de ces bactéries isolée à partir du lait

caprin. A cet effet nous avons utilisée deux méthodes de conservation à savoir : la

réfrigération et la congélation en absence et en présence de cryo-protecteur (saccharose à

12%, le diméthyle sulfoxide à 5% et le glycérol à 15%.). Ces derniers assurent la

conservation et prévention de la souche des effets défavorable liés à la congélation.

Les résultats obtenus indiquent que le saccharose 12% a montré le meilleur

effet sur la survie de la souche congelée pendant une période de 20 jours .Le DMSO à 5% et

le glycérol à 15% ont signalés des effets moins efficaces sur la conservation de la souche. La

réfrigération parait inefficace pour la conservation.

Références

bibliographiques

Références bibliographiques

46


ABDELGUERFI A. et LAOUAR M. 2003. Espèces fourragères et pastorales, leurs

utilisations au Maghreb (Algérie, Maroc, Tunisie). Editions FAO, 136p

ABI AZAR R. (2007). Complexation des protéines laitières par les extraits de gousses vertes

de caroubier Propriétés technologiques des coagulums obtenus. Thèse de Doctorat,

AgroParisTech Ecole Doctorale Abies ,196p.

ABU-TARBOUSH H. M. (1996). Comparison of growth and proteolytic activity of yogourt

starters in whole milk from camels and cows. J. Dairy Sci., 79, 366-371.

ACCOLAS J.-P et AUCLAIR J. (1967). Conservation a l'état congeléde suspensions de

bactéries lactiques concentrées sous faible volume bactéries lactiques mésophiles. Station

centrale de Recherches laitières et de Technologie des Produits animaux I.N.R.A., Jouy-en-

Josas, Yvelines. Pp. 253-254.

AFNOR, lait et produits laitiers : méthode d’analyse, AFNOR, Paris, 1986

ALAIS C., (1984). Science du lait : principes des techniques laitières, 4 éme

édition, Paris,

814 p.

ALPHONSE M. ; JOSÉ D. ; ALAIN B. (2004). Cours de microbiologie générale: avec

problèmes et exercices corrigés, Editions Doin, 430 pages.

AMIOT J et LAPOINTE-VIGNOLA C. 2002. Science et technologie du lait :

transformation du lait. Presses intl. Polytechnique. Québec. 600.

AMROUN‐LAGA T.T et ZERROUKI N. (2011). Influence des saisons et de l'alimentation

sur la composition du lait de chèvres bédouines (capra hircus). Le 22ème Forum des Sciences

Biologiques de L’Association Tunisienne des Sciences Biologiques. 4

ANONYME. (1998). Le lait et les produits laitiers dans la nutrition humaine. Collection FAO

:Alimentation et nutrition n°28.Bibliothèque David Lubin. FAO. Rome Italie.

AVALOS DE LA CRUZ D A. (2007). Faisabilité de la production au Mexique de fromages

de chèvre additionné de piment : aspects technologique, sensoriels, sanitaires et économiques,

Thèse de Doctorale. Université élargie. 273p.

BADIS A. ; LAOUABDIA-SELLAMI N. ; GUETARNI D. ; KIHAL M. et OUZROUT

R. (2005).caractérisation phénotypique des bactéries lactiques isolées à partir de lait cru de

chèvre de deux populations caprines locales “Arabia et kabyle’’.Sci et Technol. 23, pp.30-37.


47

BADIS A.; GUETRANI D.; MOUSSA-BOUDJEMA B.; HENNI D.E. et KIHAL M.

(2004).Identification and technological properties of lactic acid bacteria isolated from raw

goat milk of four Algerian races. Food Microbiol.21, pp.579-588.

BAGHDAD BELHADJ-SEMAR FZ. (2012). Étude du stress osmotique, acide et thermique

chez des lactobacilles. Thème de Magistère. Université d’ORAN.1p.

BALLA A. (2011). Effets de quelques cryoprotecteurs sur la conservation d’une souche

d’intérêt isolée à partir du lait camelin. Thème de Magistère. Université d’ouargla.91p.

BEAL C. ; MARIN M. ; FONTAINE E. ; FONSECA F. et OBERT J. P. (2008).

Production et conservation des ferments lactiques et probiotiques. In Corrieu, G. et Luquet,

F.-M. (ed.). Bactéries lactiques, de la génétique aux ferments. Tec&Doc Lavoisier, Paris,

661-785.

BENADI R. (2012). Étude de l’effet antagoniste d’une souche lactique S93

(Lactococcus lactis subsp lactis) vis-à-vis des bactéries nuisibles. Thème de Master.

Université Tlemcen.

BERT P. and GLAASKER E. (1998). Regulation of compatible solute accumulation in

bacteria. Mol. Microbiol., 29, pp. 397- 407.

BLOOMFIELD V A. and MEAD JR R J. (1974). Structure and stability of casein micelles.

Journal of Dairy Science, 58 (4), 592-601.

Bosset J-O; ALBRECHT B; BADERTSCHER R. (2000). Caractéristiques

microbiologiques, chimiques et sensorielles de lait, de caillés et de fromage

de chèvre de type Foermlaggini (buexion, robiola) et Foermagella. Péd. LAIT.

France: C N R S, 2000, 95 (5) :546-580.

BOURGEOIS C.M. et LEVEAU JY. (1991). Technique d’analyse et de contrôle dans les

industries agroalimentaires : contrôle microbiologique ; 3, Ed Technique et documentation,

523 P.

BOYAVAL P., DEBORDE C., CORRE C., BLANCO C. et BEGUE E., (1999). Le lait,

79 : 59-69.

CARPENTER J.F.; PRESTRELSKI S.J. et ARAKAWA T. (1993). Separation of

freezing- and drying-induced denaturation of lyophilized proteins using stress-specific

stabilization. I. Enzyme activity and calorimetric studies. Arch. Biochem. Biophys. 303, 456-

464.

Casalta E. (2000). Caractérisation du fromage bastelicacia Péd. Laitag. France:

C N R S, 2001, ID (4): 529-549.


48

CASSINELLOC J. et PEREIRA S. (2001). La qualité du lait et du fromage dans cinq

exploitations caprines de la serra do caldeirao. CIHEAM, Options Méditerranéennes, Série A,

séminaires méditerranéens, 46, 157-161.

CHAMMAS G.I.; SALIBA R. et BÉAL C. (2006). Characterization of the fermented milk -

Laban with sensory analysis and instrumental measurements. J. Food Sci. 71: S156–S162.

CHILLIARD Y. et SAUVANT D. (1987). La sécrétion des constituent du lait. In le lait

matière première de l’industrie laitière. INRA-CEPIL, paris. P13-26

CSONKA L.N. (1989). Physiological and genetic responses of bacteria to osmotic stress.

Revew. Microbiol., 53, pp. 121-147.

DECHACHE A. et MOFRADJ Z. (2014). Contribution à l’étude de conservation d'une

souche de lactocoques isolée à partir du lait caprin. Thèse de Master. Université d’Ouargla.58

p.

DACHET F. (2009). Analyse du transcriptome d'une association de lactocoques par

affichage différentiel. Thèse doctorat. Université Laval.

DAHLBORN K., NIELSEN M O. and HOSSAINI-HILALI J. (1997). Mechanisms

causing decreased milk production in water deprived goats. CIHEAM, Options

Mediterranean’s, 74, 199-202.

DAOUDI A. (2006). Qualité d’un fromage local à base de lait de chèvre. Thème de

Magistère. Université Chlef.

DE WIT J N. (1998). Nutritional and functional characteristics of whey proteins in food

products. Journal of Dairy Science, 81, 597-608.

DEL MORAL A.; SEVERIN J.; RAMOSCORLENZANA D.; TRUPER H.G. and

GALINSKI E.A.., (1994). Compatible solutes in new moderately halophilic isolates. FEMS.

Microbial. Lett. 12, pp. 165-172.

DELLAGLIO F. ; DE ROISSART H. ; TORRIANI S. ; CURK M. C.et JANSSENS D.

(1994). Caractéristiques générales des bactéries lactiques. Dans Bactéries lactiques volume 1.

LORICA : Uriage, pp.25- 116.

DENIS C.; BEAL C.; BOUIX M.; CHAMBA J F.; JAMET E.; OGIER J C.; PANOFF J

M.; RAULT A.;THAMMAVONGS A. et THIERRY A. (2006). Congélation de micro-

organismes d’intérêt laitier : optimisation des conditions d’adaptation des souches avant

congélation et des conditions de remise en culture après congélation. Les Actes du BRG, 6

(2006) 433- 448.16p.

DENIS F. et PLOY M.C. (2007). Bactériologie médicale: techniques usuelles Elsevier

Masson, 573 p.


49

DESJEUX JF. (1993). Valeur nutritionnelle du lait de chèvre. Lait, 73, 573-580.

DESMAZEAUD M.J. et de ROISSART H. (1994). Métabolisme général des bactéries

lactiques in « Bactérie lactique ». DE ROISSARD et LUQUET, Tech.Doc.,

Lavoisier, Paris.

DESMAZEAUD M. (1983). Comment les bactéries lactiques se comportent elles dans le lait

? Technique laitière. 976,11-14.

DIOLT F. (2004). Étude de la production et de la transformation du lait de chevre dans les

niayes (senegal). Mémoire de diplome d'études approfondies de productions animales,

Université SENEGAL.

DOLEYRES Y. (2003). Production en continu de ferments lactiques probiotiques par la

technologie des cellules immobilisées. Thèse de doctorat, Université Laval, Québec, Canada.

DOYLE M.P.; BEUCHAT LR. ; MONTVILLE TJ. (1997). Food Microbiology:

Fondamentals and Frontiers. Washington DC: ASM Press, p.94.

DOYON A. (2005). Influence de l’alimentation sur la composition du lait de chèvre : revue

des travaux récents. J. Anim. Feed. Sci., 13, 685-688.

DUBEUF J.P.; MORAND-FEHR P. and RUBINO R. (2004). Situation, changes and

future of goat industry around the world. Small Ruminant Research, 51, pp.165-173.

EIGEL W N. and RANDOLPH H E. (1975). Comparison of calcium sensitivities of αS1-

B, β-A², and γ-A² caseins and their stabilization by κ-casein A1. Journal of Dairy Science,

59(2), 203-206.

ELMOUALDI L.; LABIOUI H.; BOUSHAMA L.; BENZAKOUR A.;

OUHSSINE M .; EL YACHIOUI M. (2007). Activité bactéricide d’une souche de

lactococcus lactis subsp. Cremoris. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux, 2008, 147, 7-18.

FELIACHI K. (2003). Rapport national sur les ressources génétiques animales: Algérie,

Commission Nationale, Point focal Algérien pour les ressources génétiques, Octobre, 1-46.

FICOW H. (2010). Lait de chèvre vérités et contrevérités (santé). Filière ovine et caprine

n°34- 4ème trimestre. 6 p.

FLISS I., LA POINTE G. et VUILLEMARD J. C. (2001). Réseau de recherche sur les

bactéries lactiques, Ed Tec. et Doc. Lavoisier, Paris: 72-90.

FONSECA F. et CORRIEU G. (2001). Cryoprotection and freezing influence on

acidification activity of thermophilic lactic acid bacteria. Relationships between biologic and

thermodynamic properties. Thèse de doctorat: Institut national agronomique Paris-Grignon,

Paris (France).


50

FRANK J. F. et HASSAN A. N. (1998). Starters cultures and their use. In Applied Dairy

Microbiology. Marth, E. H. et Steele, J. L. (ed.). Marcel Dekker, Inc., New York, pp.131-172.

FULLER B. J. (2004). Cryoprotectants: the essential antifreezes to protect life in the frozen

state. Cryoletters 25(6), pp.375-388.

GADDOUR A.; NAJARI S. and OUNI M. (2007). Dairy performance of the goat genetic

groups in the southern Tunisian. Agricultural Journal, 2 (2), 248-253.

GALINSKI E.A.., (1994). Compatible solutes in new moderately halophilic isolates. FEMS.

Microbiol. Lett. 12, pp. 165-172.

GAUCHERON F. (2005). The minerals of milk. Reproduction Nutrition and Development,

45, 473-483.

GAUTIER M.; ROUALT A.; HERVE C.; SOMMER P.; LERET V.; JAN G.;

FRASLIN J.M.; PRECOT F. et COSTE A. (1999). Le lait, 79 : 93-104.

GHALOUNI A. (2009). Approche méthodologique à la modélisation de la croissance sur

lait de deux souches de bactéries lactiques. Thèse de Magister. Université d’Oran.

GIRRAFA G. et BERGERE J. L., (1987). Nature du caractère épaississant de certaines

souches de Streptococcus thermophilus an biochemestry of cheese and fermented milk. Ed.

Elsevier, London. pp 35-36.

GUIRAUD J.P. (1998). Analyse du lait. Microbiologie alimentaire. Ed DUNO.651

GUIRAUD JP. (1998). Microbiologie alimentaire, Edition : DUNOD, 615p.

HANS J.B.; DONALD B.E.N.; and RICHARD G.J. (1995). Adaptations to environemental

stresses. Plant. Cell. 7, pp.1099-1111.

HEY J. M. et MACFARLANE D. R. (1998). «Crystallization of ice in aqueous solutions of

glycerol and dimethyl sulfoxide 2: ice crystal growth kinetics». Cryobiology, 37, 119-130.

HOGG T. (2005). Essential microbiology. John Wiley & Sons, Ltd.pp. 188-190.

HUBALEK Z. (2003). Protectants used in the cryopreservation of microorganisms.

Cryobiology 46: 205–229.

HURLEY W L., GRIEVE R C J., MAGURA C E., HEGARTY H M. and ZOUS.

(1993). Electrophoretic comparisons of lactoferrine from bovine mammary secretions, milk

neutrophils, and human milk. Journal of Dairy Science, 76, 377-

Hutkins, R. W. et Nannen, N. L. (1993). pH homeostasis in lactic acid bacteria. Journal of

Dairy Science 76, 2354-2365.

JAUBERT G., (1997). Flavour of goat farm bulk milk. Cah Opt Mediter, 25: 89-93.

JEWELL J.B.; AND KASHKET E.R. (1991). Osmotic ally regulated transport of proline

by Lactobacillus acidophilus IFO 3532. Appl. Environ. Microbiol., 57, pp.2829-2833.


51

JUILLARD U., FOUCAUD C., DESMAZEAUD M. et RICHARD J., (1996). Le lait, 79 :

13-24.

KEBCHAOUI J. (2013). Le lait compositions et propriétés. 37p.

KEITH S.C. (1913). Factors influencing the survival of bacteria at temperatures in the

vicinity of the freezing point of water, Science 37: 877–879.

KERN A. (1954). Utilisation du lait de brebis en Israël. Lait, 34, 408-422.

KETS E.P.W.; CALINSKI E.A.; WIT M.; DE BONT J.A.M. et HEIPIEPPER H.J.

(1996). Mannitol: a novel bacterial compatible solute in Pseudomonas putida S12. J.

Bacteriol., 178, pp.6665-6670.

KONNINGS. (1994). Mécanisme de transport des nutriments dans les bactéries lactiques in

« Bactéries lactiques ». Ed. Lorica Lavoisier. PP 198-218.

KONNINGS W. N. (1996). The proteolytic systems of lactic acid bacteria. Antonie Van

Leewenhoek, 70: 187 – 221.

KORKEALA H.; ALANKO T.; MÄKELÄ P. and LINDROTH S. (1989). Shelf-life of

vacuum-Packed cooked ring sausage at different chill temperatures. Int. J. Food Microbiol., 9,

pp.237-247.

KOUNIBA A. (2007). Caractérisation physico-chimique du lait de chèvre comparée à celles

du lait de vache et de dromadaire et étude de son aptitude fromagère. Bulletin de l’Institut

Agronomique et Vétérinaire HASSAN II.

LAI M.C.; SOWERS K.R.; ROBERTSON D.E.;ROBERTS M.F. et GUNSALUS R.P,

(1991). Distribution of compatible solutes in the halophilic methanogenic archaebacteria. J.

Bacteriol., 173, pp. 5352-5358.

LARPENT J.P. ; 1997. Microbiologie alimentaire. Tec & doc, Lavoisier. Paris. 1041 P.

GUIRAUD JP. (1998). Microbiologie alimentaire, Edition : DUNOD, 615p.

LARPENT-GOURGAUT M., MICHAUX O., LARPENT J. P., DESMASURES N. ,

DESMAZEAUD M. , MANGIN I. , MASSON F. ,MONTEL M.C. ,TAILLIEZ P. (1997).

Les ferments lactiques et bactéries apparentées in: in : «Microbiologie alimentaire ». ed.

Larpent, Tec. Doc., 1ère Ed., Lavoisier, Paris.

LE GRAET Y. et BRULE G., (1993). Effects of pH and lonic strength on distribution of

mineral salts in milk. Le lait, 73 (1): 51-60.

LE JAOUEN J C., REMEUF F. et LENOIR J. (1990). Données récentes sur le lait de

chèvre et les fabrications de produits laitiers caprins. XXIII International Dairy Congress,

Octobre, 8-12, Montréal, Québec.


52

LESLIE S.B.; LIGHTHART I.B.; CROWE J.H. et CROWE L.M. (1995). Trehalose and

sucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during drying. Appl. Enviro.

Microbiol., 61, 3592-3597.

LÔPEZ D I. (2010) : lyophilisation par moussage du bifidobacteirum longum ko 175 :

viabilite après déshydratation et stabilité pendant l'entreposage. .Université Laval.10-32p.

MAHE S. (1996). Valeur nutritionnelle du lait en alimentation humaine. Intérêts nutritionnel

et diététique du lait de chèvre. Actes du colloque : Le lait de chèvre, un atout pour la santé,

INRA. Niort, France. P. 13.

MARCHAL N., OBRE A., BUTTION R., BOUDON J.L. et RICHARD C.L.

(1982). Les Milieux de Cultures pour l’Isolement et l’Identification Biochimique des

bactéries. DOIN, 2ème Ed., Paris

MARSHALL K. (2004). Therapeutic applications of whey protein. Alternative. Medicine

Review, 2, 136-156.

Martin, P. (1996). La composition protéique du lait de chèvre : ses particularités. Intérêts

nutritionnel et diététique du lait de chèvre. Actes du colloque : Le lait de chèvre, un atout pour

la santé, INRA. Niort, France: 9-26.

MERYMAN H. T. (1974). «Freezing injury and its prevention in living cells». Annu Rev

Biophys Bioeng, 3, pp.341- 363.

MIRANDA G. et GRIPON J.C. (1986). Origine, nature et incidences technologiques de la

protéolyse dans le lait. Lait, 66, pp. 1-8.

MONTEL N-C. (2003). Pratiques d'élevage, microflore du lait et qualité des produits

laitiers. Prod. Anim.-France : INRA, 16, (4), pp. 279- 282.

MOUALEK I. (2011). Caractérisation du lait de chèvre collecté localement : séparation

chromatographiques et contrôles électrophorétiques des protéines. Mémoire de magister,

Université Mouloud Mammeri de Tizi Ouzou, 101 p.

LARPENT-GOURGAUT M., MICHAUX O., LARPENT J. P., DESMASURES N.,

DESMAZEAUD M., MANGIN I., MASSON F., MONTEL M.C. , TAILLIEZ P. (1997).

Les ferments lactiques et bactéries apparentées in: « Microbiologie alimentaire ». ed. Larpent,

Tec. Doc., 1ère Ed., Lavoisier, Paris.

NDOUR N. (2013 : Etude de la viabilité des souches de référence utilisées dans le contrôle

microbiologique des antimicrobiens (Escherichia coli ATCC25922, Pseudomonas aeruginosa

ATCC 27853 et Enterococcus faecalis ATCC 29812). Thèse de Doctorat, université de

DAKAR.


53

NEHAL F. (2007) : isolement et caracterisation de souches de lactococcus lactis a partir de

differents laits dans le perimetre du moyen cheliff. Thème de Magistère. Université Chlef. 18-

30 p.

NGASSAM TCHAMBA C. (2007). Caracterisation de la flore lactique des laits fermentes

artisanaux au senegal : cas de la zone des niayes. Thèse de doctorat. Université cheikh anta

diop de Dakar.6p.

NOVEL G. (1993). Les bactéries lactiques in " Microbiologie industrielle" Les

microorganismes d'intérêt industriel. Ed. Leveau, G.V., Bouix, M. Techniques et

documentation Lavoisier. Paris. PP. 171-215.

ONER M.D. ET ERICKSON L.E. (1986). Anaerobic fermentation of Lactobacillus

bulgaricus and Streptococcus thermophilus on 3% non fat dry milk pur and mixed culture,

Biotechnology Bioengeneering; 28, 883-894.

Orla- Jensen. (1919). The lactic bacteria. Hosled son (Ed.). Copenhagen. 74, 131-142.

OUHSSINE M .; EL YACHIOUI M. (2007). Activité bactéricide d’une souche de

lactococcus lactis subsp. Cremoris. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux, 2008, 147, 7-18.

PALASZ A. T. et MAPJETOFT R. 1. (1996). «Cryopreservation of mammalian embryos

and oocytes: recent advances». Biotechnol Adv., 14, 127-149.

PAPADOPOULOU E. (1982). La composition du lait de chèvre de la région de Plovidiv en

Bulgarie et de Ionnina en Grèce. Lait, 62, 155-165.

PARK W Y., JUAREZ M., RAMOS M. and HAENLEIN G.F.W. (2007).

Physicochemical characteristics of goat and sheep milk. Small Ruminant Research. 68, 88-

113.

PEGG D.E. et DIAPER M. P. (1988). «On the mechanism of injury to slowly frozen

erythrocytes». Biophys., 54, 471-488.

PETRANSXIENE D. (1981). Qualité bactériologique du lait et produits laitiers. Analyses et

tests.2 Ed. Tec.& Doc, Paris,228p.

PIVETEAU P., (1999). Lait, 79: 23-41.

POT B. 2008. The taxonomy of lactic acid bacteria. In Bactéries lactiques, de la génétiqu aux

ferments. Ed. Corrieu, G. et Luquet, F.-M. Tec & Doc. Lavoisier, Paris. pp1-152.

Raynaud. S. (2006). Régulation métabolique et transcriptionnelle de l.autoacidification chez

Lactococcus lactis. Thèse de Doctorat. Spécialité : Sciences Ecologiques, Vétérinaires,

Agronomiques et Bioingénieries Toulouse N° d.ordre : 826 pages : 309

RIBADEAU-DUMAS B.nad GRAPPIN R. (1989). Milk protéine analysais. Lait, 69

pp.357-416.


54

RICORDEAU G. (1993). Lait de chèvre en Europe : État des recherches sur le lait de chèvre

en France. INRA, 73, pp. 443-453.

ROISSART H. and LUQUET F.M. Bactéries lactiques: aspects fondamentaux et

technologiques.

Uriage, Lorica, France, 1994, vol. 1, p. 605. ISBN 2 9507477 0 1.

RUTHERFORD, T. J., MARSHALL, D. L., ANDREWS, L. S., COGGINS, P. C.,

SCHILLING, M. W. and GERARD, P. (2007). Combined effect of packaging atmosphere

and storage temperature on growth of Listeria monocytogenes on ready-to-eat shrimp. Food

Microbiology 24, pp.703-710.

SALLOFE COSTE, C.J. (1994). Lactic acid bacteria. Danone News Letter n°5 July.

SCHLEIFIER K.H., KRAUS J., CVORAK C., KILPPER-BALZ R., COLLINS M.D. et

FISCHER W. (1987). Transfer of Stertococcus lactis and related streptococci to the genus

Lactococcus gen. Nov. System. Appl. Microbiol., 6: 183-195.

SEBASTIEN M. (2008).Caractérisation de bactéries lactiques psychrotrophes en vue de leur

utilisation dans la biopréservation des aliments. Étude physiologique et moléculaire des

mécanismes d’adaptation au froid. Thèse de doctorat. Université de Nantes faculté des

sciences et techniques. 189 P.

SHKOLNIK A.; MALTZ E. and GORDIN S. (1980). Desert conditions and goat milk

production. Journal of Dairy Science, 63, pp.1749-1754.

SIBOUKEUR O. (2007). Etude du lait camelin collecté localement : Caractéristiques

physico-chimiques et microbiologiques ; aptitudes à la coagulation. Thèse de Doctorat,

Institut National Agronomique El-Harrach-Alger, 135 p.

SIBOUKEUR A. (2011). Etude de l’activité antibactérienne des bactériocines (type nisine)

produites par Lactococcus lactis sub sp lactis, isolée à partir du lait camelin. Thème de

Magistère. Université Kasdi Merbah- Ouargla, 113p.

ST-GELAIS D.D. et SAVOIE L., (1993). Coagulation of milk enriched with low mineral

retentate powders. Milchwissenchaft, 48 (11): 603-606.

STREIT F. (2008). Influence des conditions de recolte et de concentration sur l’état

physiologique et la cryotolerance de lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus cfl1. Thèse

Doctorat. L’institut des sciences et industries du vivant et de l’environnement (agro paris

tech). Spécialité : génie microbiologique. 226 p.

TAILLIEZ P. (1997). Les ferments lactiques et bactéries apparentées in: in : «Microbiologie

alimentaire ». ed. Larpent, Tec. Doc., 1ère Ed., Lavoisier, Paris.

TAMIME A. Y. et ROBINSON R. K. (1999). Preservation and production of starter


55

cultures. In Tamime, A. Y. et Robinson, R. K. (ed.). Yoghurt: Science and Technology.

Woodhead publishing limited, Cambridge, England, 486-514.

TERZAGHI B.E. et SANDINE W.E. (1975). Improved medium for lactic streptococci and

their bacteriophages. Applied Microbiology, 29: 807-813.

TOUHAMI M. (1996). Intérêt nutritionnel et diététique du lait de chèvre. Intérêt nutritionnel

du lait de chèvre. INRA. Niort, France (les colloques, n°81), p.96.

Annexes

Annexes

Annexe 1:Composition du milieu M17 (LARPENTet al. ,1997)

La composition est (g/l)

-Tryptone........................................................2,50 g

- Peptone pepsique de viande .........................2,50 g

- Peptone papaïnique de soja ..........................5,00 g

- Extrait autolytique de levure.........................2,50 g

- Extrait de viande ...........................................5,00 g

- Lactose ..........................................................5,00 g

- Glycérophosphate de sodium ......................19,00 g

- Sulfate de magnésium ...................................0,25 g

- Acide ascorbique ...........................................0,50 g

- Agar bactériologique....................................15,00 g

Le milieu est stérilisé 20 minutes à 110°C.

Annexe 2 : Mesure de PH (SINA, 1992)

- L'opération débute par l'étalonnage de l'appareil à l'aide de deux solutions à pH connus (6,87

et 4,01) à 25° C.

-L'électrode du pH-mètre est ensuite rincé à l'eau distillée puis séché avec du papier buvard.

-La température du produit est mesurée avec un thermomètre. Celle-ci est utilisée pour régler

la température au niveau du pH-mètre.

-Ensuite on met le pH-mètre en marche et la valeur du pH s'affiche à l'écran de cet appareil.

-Immédiatement après usage, l'électrode est rincée puis séché.

Annexe 3: Acidité Dornic

1. Réactif

- Solution d’hydroxyde de sodium(NaOH) : soude Dornic 0.11N .1 ml de cette solution

correspond à 0.01g d’acide lactique. Elle peut être préparée en diluant à 1000 ml, 111ml de

solution d’hydroxyde de sodium 1N.

-Phénolphtaléine : solution à 1g dans 100ml d’éthanol à 95-96%

2. Appareillage :

-matériel courant de laboratoire :

-Burette graduée en 0.05 ml ou0.1ml

-Erlenmeyer 100ml

-Pipette de 10 ml

Annexes

- Balance de précision

3. Mode opératoire

- Dans un erlenmeyer introduire 10 ml de lait (ou peser 10g de lait à 0.001g près)

-Ajouter 0.1ml de la solution de phénolphtaléine

- Titrer par la solution de la soude Dornic jusqu’au virage au rose. On considère que le virage

est atteint lorsque la coloration rose persiste pendant une dizaine de secondes (AFNOR ,1980

in ABIDI, 2001.)

- acidité normale : 15 à 17° D pour un lait cru (GUIRAUD, 1998) 14 à 16°D pour un

lait pasteurisé.

- acidité augmentée (fermentation lactique ou addition de (K2Cr2O7)

26°D : lait coagulant par chauffage

70°D : lait coagulant à température ordinaire

- acidité diminuée (addition de NaHCO3 ou Na2CO3)

lire le volume sur la burette

la valeur en acidité titrable exprime en dégre Dornic (D°), est donnée par l’expression

suivante :[1D°= 0,1 ml de NaOH à 0,11 N] .

Annexe 4: Test de la réductase (GUIRAUD, 1998).

1) Homogénéiser l’échantillon par 25 agitations manuelles successives.

2) En placer 10 ml de l’échantillon, aseptiquement, dans un tube stérile fermé par un bouchon

stérile.

3) Ajouter alors 1ml d’une solution standardisé de bleu de méthylène à 5 mg pour 100 ml

d’eau.

4) Après fermeture de tube, on le retourne une ou deux fois pour obtenir un mélange

homogène du lait et du colorant.

5) Placer dans un bain d’eau à 37°C et noter le temps de cette immersion (le niveau de l’eau

du bain d’eau doit être supérieur à celui du lait dans le tube).

Décoloration en

Nombre de bactéries/ ml

Qualité du lait

5 heures ou plus

2 à 4 heures

Moins de 2 heures

100 000-200 000

200 000à 2 millions

2 à 10 millions

Bonne

Bonne à passable

Insuffisante

Annexes

Annexe 5: Préparation des dilutions

La dilution est réalisée afin de diminuer le nombre de colonies. Le meilleur résultat

(colonies isolées) est statistiquement obtenu pour des boites comportant entre 30 et 300

colonies (MADIGAN et al., 2007 in SIBOUKEUR, 2011).

Technique de base (GUIRAUD, 1998)

-Prendre des tubes stériles dans les quels on pipette aseptiquement 9ml de liquide diluant.

-homogénéiser convenablement le produit à analysé (lait).

-prélever 1ml dans la suspension de départ à l’aide d’une pipette de 1ml préalablement

stérilisée.

-porter dans le premier tube de dilution (10 -1

) (la pipette ne doit pas entrer en contacte ni avec

les parois des tubes, ni avec le liquide diluant.

-avec une nouvelle pipette de 1ml, homogénéiser par aspiration et soufflement le contenu de

ce tube (10-1

).

-ensemencer le tube (10-2

) et ainsi de suite en changeant à chaque fois de pipette pour ne pas

perturber les dilutions (si une parti de la dilution prélevée doit être utiliser, on peut utiliser la

même pipette à cette fin au même moment.

Annexe 6: Coloration de Gram

1- Déposer une goutte d„eau physiologique stérile sur une lame bien propre

2- 2- Prélever un échantillon de colonie et mélanger avec la goutte d„eau, strier et sécher par

passage rapide sur la flamme d„un bec benzène

3- Couvrir le frottis par du cristal violet pendant 60 secondes

4- Laver l„excès du colorant avec de l„eau distillée

5- Couvrir de lugol pendant 30 secondes

6- Laver à l„eau distillée pendant 5 secondes

7- Rincer immédiatement le frottis avec le mélange alcool - acétone en inclinant la lame et par

goutte à goutte jusqu„à disparition complète de la coloration violette


9- Couvrir avec de la fuschine pendant 15 secondes


11- Déposer une goutte d„huile à immersion sur le frottis et observer au microscope à un fort

grossissement.

Les cellules Gram+ absorbent la couleur du cristal violet et demeurent bleues violettes en

apparence, contrairement aux cellules Gram- qui apparaissent distinctement rosâtres.

Annexes

Annexe 7: Etapes suivies pour conserver la souche isolée et purifiée

Le tube contient 1ml de bouillon

M17

Le tube contient 9ml de bouillon M17

1ml d'inoculum

Verser le tube

précédent

Erlenemeyer de 250ml

contient 90ml de milieu de

conservation (inoculation à

raison de 10%)

Incuber le tube à température 30°C

pendant 24heures

Incuber le tube à température 30°C

pendant 24heures

Conserver les tubes par la congélation (avec et sans

cryoprotecteur) et réfrigération

1 colonie pure

Annexes

Résumé : Effets de quelques cryoprotecteurs sur la conservation d’une souche de

lactocoques isolée à partir du lait caprin

L’objectif assigné au présent travail, est d’optimiser les conditions de conservation

d’une bactérie lactiques de genre lactococcus isolée à partir lait caprin afin de réduire les

effets nocifs des traitements de conservation. Pour réaliser cette optimisation, nous avons

utilisé deux traitement de conservation à savoir : la réfrégiration et la congélation sans et

avec cryprotécteurs (saccharose à 12%, le diméthyle sulfoxide à 5% et le glycérol à 15%.)

pendant une période de stockage de 20 jours. Ces substances permettent aux cellules

bactériennes de mieux supporter les basses températures lors des traitements de

conservation ou lors du stockage.

Les résultats obtenus montre que la meilleure conservation été obtenue avec du

saccharose à 12% avec une biomasse presque stable à 3.47. 105 cl/ml durant la période de

conservation par rapport aux témoins qui passe de 3.30.105 cl/ml à 3.07.10

5 cl/ml à J20.

Mots clés : lait ; caprin ; optimisation ; conservation ; lactocoques ; cryoprotecteurs ; le

saccharose, le diméthyle sulfoxide, le glycérol,

Abstract: Effects of some cryoprotecteur on the conservation of a Lactococcus strain

isolated from goat milk

The objective assigned to this work,is a optimization of conservation conditions of

a kind of lactic acid bacteria (Lactococcus isolated from goat milk to reduce the harmful

effects of conservation treatments. To achieve this optimization, we have used two

conservation treatment: refrigeration and freezing with and without cryoprotecteur

(12% sucrose, dimethyl sulfoxide 5% and glycerol 15%.) during a storage period of 20

days. These substances enable bacterial cells to better with stand the low temperatures

during the conservation treatment or during storage.

The result shows that the best retention was obtained with sucrose at 12% with

unchanged biomass at 3.47. 105 cl / ml during conservation periode compared to control

witch passing from 3.30.105 cl / ml to 3.07.10

5 cl / ml on J20.

Keywords: milk; goat; optimization; conservation; lactococci ;cryoprotectants; sucrose,

dimethyl sulfoxide, glycerol.

البكتريا اللبنية المعزولة من حليب الماعزساللةتخزين آثار بعض الحوافظ على: ملخص

(lactococcus) اللبنيةبكتيرياال تحسين ظروف تخزين من هذه الدراسة هو محاولة الهدف

قمنا بإخضاع الساللة , الناتجة عن عملية الحفظ األضرارللتقليل من . المعزولة من حليب الماعز

و الثانية C (refrigeration)°8 هي الحفظ بالتبريد عنداألولىالمعزولة الى عمليتين مختلفتين،

يتمثل هذا . (cryoprotecteur) في غياب ووجود الحافظ C20 (congélation)°بالتجميد عند

هذه المواد تساعد الخاليا (٪15٪ والجلسرول 5 سلفوكسيد مثيلثنائي ٪ 12األخير في سكروز

20البكتيرية على الصمود بشكل أفضل في درجة حرارة منخفضة أثناء فترة التخزين و التي دامت

.يوما

تم الحصول عليها في وجد أطولطريقة تساعد الساللة المجمدة على الصمود تظهر النتائج أن أفضل

10 ..3.47 كتلها الحية الشبه مستقرة و تقدر ب, ٪12حافظ السكروز بنسبة ,خلية على السنتيليتر5

3,30.10مقارنة بالشاهد الذي اظهر تناقص من 5

3,07.10 الى 5

يوما من 20خلية على السنتيليترخالل ال

.مدة الحفظ

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