Mieux comprendre les fluorochromes pour la …...La Microscopie confocale Formation Permanente,...

La Microscopie confocale Formation Permanente, CNRS, Gif-sur-Yvette octobre 2011

Mieux comprendre les fluorochromes pour la microscopie Spencer BROWN et Christel POUJOL*,

« Dynamique de la compartimentation cellulaire », Institut des Sciences du Végétal, CNRS UPR2355, 91198 Gif-sur-Yvette, et

*Plate-forme d'Imagerie Cellulaire de l'Institut de Neurosciences, Institut François Magendie, Université de Bordeaux II, 33077 Bordeaux cedex

I) Principe de la fluorescence II) Caractéristiques des spectres d’absorption et d’émission des fluorochromes III) Propriétés des fluorochromes III.1) Le rendement quantique III.2) Le coefficient d’extinction III.3) La durée de vie de fluorescence IV) Autres propriétés des fluorochromes IV.1) La polarisation IV.2) La photostabilité V) Facteurs influençant la fluorescence : l’environnement V.1) La polarité V.2) Le pH V.3) Les ions métalliques V.4) Concentration ou agrégation V.5) Température V.6) Quenching V.7) Pénétration des fluorochromes dans la cellule VI) Montage de l’échantillon VII) Choix d’une sonde fluorescente VII.1) Les paramètres fonctionnels VII.2) Les paramètres structuraux VII.3) Contrainte liée à l’excitation VII.4) Recouvrement des spectres d’émission VII.5) Autofluorescence VII.6) Quantification VII.7) Techniques ratiométriques VII.8) Les nanoparticules VIII) Perspectives

Spencer BROWN & Christel POUJOL CNRSFormation : La Microscopie Confocale

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En microscopie confocale, notre objectif est d'obtenir un signal spécifique, durable et fort (peut-être plusieurs signaux) sans dégradation et en respectant autant que possible les fonctions cellulaires. L'efficacité du processus doit être constante dans le temps et globalement homogène dans l'espace pour que la microscopie soit quantitative. Les sondes fluorescentes marquent des cellules fixées, mais aussi des cellules vivantes. Leur utilisation permet d’accéder à plusieurs types d’informations :

- marquage de structures subcellulaires qui correspondent généralement à des macromolécules ou à un ensemble de constituants (ADN, protéines du cytosquelette,…) ou à des molécules constitutives de taille plus faible mais présentes en concentration significative sur un organite ;

- couplés à un anticorps, des fluorochromes sont aussi utilisés comme révélateur de réactions immunologiques. Les innovations fortes sont le développement de marqueurs supposés plus brillants et plus stables, avec des spectres d’excitation et d’émission plus étroits (gamme des Alexa Fluors par exemple pour des observations immunocytochimiques sur cellules fixées) ;

- mesure de modifications métaboliques ou physiologiques rapides dans des cellules vivantes (activités enzymatiques, mouvements ioniques, perméabilité membranaire,…) ;

- étude de la dynamique des protéines et des mouvements inter- et intra-cellulaires in vivo. Ce dernier aspect a fait l’objet de développements remarquables ces dernières années, de nombreux marqueurs pour cellules vivantes pouvant être utilisés simultanément (exemple des marqueurs de mitochondries excités et émettant dans diverses parties du spectre, ou de divers dérivés des Protéines Fluorescentes (voir cours à part : et Bolte et al. 2007) Dans ce chapitre, nous rappelons le principe de la fluorescence, les propriétés des sondes fluorescentes et l’influence de l’environnement. Tous ces éléments seront à prendre en compte pour répondre à la question : « Quel choix de fluorochromes ? ». Citons des références très utiles : sur la fluorescence et spectroscopie Lakowicz (2006), Valeur (2002, 2004), sur les fluorochromes pour la biologie et colorants : The Molecular Probes Handbook (anonymous, 2010) et Conn’s 10e édition (Horobin et Kiernan 2002). I) Principe de la fluorescence La fluorescence est une forme de luminescence se produisant suite à l’absorption de photons par une molécule de type fluorophore, fluorochrome ou sonde fluorescentes. C’est un phénomène physique classé dans l’ensemble des phénomènes de luminescence comprenant la photoluminescence (fluorescence, phosphorescence) et les autres types de luminescence (chimiluminescence, bioluminescence...). La photoluminescence est un phénomène radiatif consécutif à une excitation lumineuse tandis que la chimiluminescence est un phénomène radiatif consécutif à une réaction chimique (chimiluminescence vraie) ou enzymatique (bioluminescence). Ces différents phénomènes se distinguent essentiellement par la nature de l’énergie d’excitation impliquée.

LUMINESCENCE

PHOTOLUMINESCENCE CHIMILUMINESCENCE BIOLUMINESCENCE Fluorescence Phosphorescence THERMOLUMINESCENCE (singulet) (triplet) ELECTROLUMINESCENCE, etc La photoluminescence se traduit par l'émission de photons par une molécule qui a été irradiée par un faisceau lumineux généralement dans une gamme de longueur d’onde s’échelonnant du visible à l’ultraviolet. La photoluminescence englobe deux processus: la fluorescence et la phosphorescence, qui dépendent de la nature des états fondamentaux et excités de la molécule


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considérée. La figure 1 représente le diagramme de Jablonski très simplifié schématisant les différents niveaux d’énergie d’une molécule et les différents phénomènes liés à la photoluminescence.

La fluorescence a lieu suite à une absorption de lumière, elle est caractérisée par l’émission de photons qui se produit lors des transitions électroniques d’une molécule entre un état excité singulet S1 vers l’état fondamental singulet S0 (relaxation). L’excitation lumineuse peut être induite par un seul photon (absorption monophotonique) ou par l’interaction simultanée de deux (ou trois) photons dont la somme d'énergie est égale à un photon excitateur pour former un exciton (l’optique non-linéaire : absorption biphotonique, triphotonique). Par exemple deux photons à ∼700 nm peuvent ainsi exciter le DAPI comme un seul photon à 350 nm. (Ce principe est mis en œuvre dans la microscopie biphotonique.) Le temps nécessaire à l’absorption est immédiat, de l’ordre de 10-15 s (fs). La durée de vie moyenne de l’état excité est de l’ordre de 10-9 à 10-7 s (>ns).

La phosporescence est un type de phospholuminescence qui persiste après l’arrêt de l’excitation lumineuse (comme sur un écran cathodique). En effet, elle se distingue de la fluorescence par le mode de désexcitation de la molécule. La phosphorescence est caractérisée par des transitions électroniques entre un état triplet excité T et l’état fondamental. Dans ce cas, la durée de vie moyenne de l’état excité est plus longue, elle s’échelonne typiquement d’une centaine de microsecondes à quelques secondes.

Figure 1. Représentation schématique des niveaux d’énergie des électrons d’une molécule fluorescente et d’une molécule quencher et des différentes voies possibles correspondant aux phénomènes de photoluminescence. Les lignes horizontales représentent les niveaux d’énergie, pour simplifier seuls les niveaux d’énergie électroniques sont indiqués. S : état singulet ; T : état triplet ; les indices 0, 1 et 2 représentent respectivement l’état fondamental, le premier et le second niveau d’énergie. Les lignes verticales représentent les transitions entre les différents niveaux d’énergie : lignes pleines: transitions impliquant des photons et lignes pointillées : transitions non radiatives (couplage intersystème, cis ; conversion interne, ci). Les boîtes représentent les niveaux et les spins électroniques. Une diffusion non-élastique de la lumière par les molécules, les ions, les atomes, produit l’effet Raman avec un déplacement de Stokes (moins énergétique) et anti-Stokes (plus énergétique), beaucoup plus faible que la fluorescence. La relaxation S1 vers S0 peut être provoquée par un photon ayant l’énergie équivalente, avec émission d’un autre photon identique : ce processus non-linéaire sert pour le STED (Light Stimulated Emission). Plus précisément, dans des conditions normales, le niveau d’énergie des électrons d’une molécule a une valeur minimale (niveau fondamental, S0). Lorsqu’une quantité appropriée d’énergie électromagnétique est fournie à une molécule, cette molécule peut passer de l’état stable S0 à un état excité supérieur S1 ou S2, chacun de ces états ayant encore divers niveaux d’énergie vibrationnelles, rotationnelles, etc. Après un certain temps, avec d’abord des réorganisations


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concernant les faibles énergies vibrationnelles etc., l’électron quitte l’état excité pour retrouver son état d’énergie initial. Ce retour peut se produire suivant différentes voies : - soit ce retour se fait directement vers l’état fondamental S0 et on a émission d’un photon de fluorescence,

- soit ce retour se fait par étapes successives avec passage pendant un certain intervalle de temps à des niveaux d’énergie intermédiaires. Ainsi une molécule excitée à un niveau élevé (état S2 ou supérieur) est rapidement désexcitée en suivant un processus non radiatif (conversion interne) et atteint l’état excité métastable S1. Une conversion interne S1 → S0 peut se produire rapidement, cependant, dans le cas des molécules fluorescentes, cette vitesse est suffisamment lente pour que la désexcitation par émission de lumière puisse avoir lieu. La fluorescence est aussi en compétition avec le passage intersystème : état singulet S1 → état triplet T1 , l’émission de lumière qui accompagne le passage T1 → S0 est appelée phosphorescence. Signalons que la probabilité de passage de S1 vers T1 est au moins un ordre plus faible que la désexcitation radiative S1 vers S0,

- soit la molécule revient dans son état fondamental sans émission de photons. Ces transitions non radiatives sont plus ou moins fréquentes en fonction de divers paramètres liés à l’environnement direct de la molécule et la présence de quencher, produisant une baisse du rendement quantique. Evidemment, bien d’autres interactions lumière / matière sont possibles : la diffusion Raleigh (sans changement d’énergie photonique) qui limite beaucoup notre travail sur tissus, et la diffusion Raman (élastique, Stokes et anti-Stokes) exploitée dans certaines microscopies spectrales. II) Caractéristiques des spectres d’absorption et d’émission de fluorescence d’une molécule Chaque molécule peut être caractérisée par des spectres d’absorption et d’émission qui lui sont propres et qui reflètent la distribution de probabilités des transitions énergétiques. Ils sont caractéristiques de la structure énergétique des molécules. Comme nous l'avons vu, une partie seulement de l’énergie absorbée peut être émise sous forme de rayonnement, moins énergétique (ainsi longueur d'onde λ du maximum d'excitation < λ du maximum d'émission). Le spectre d'absorption est caractéristique d'une molécule dans un environnement donné et le spectre d'excitation de son éventuel centre fluorescent lui est très généralement identique. Le spectre d’émission de fluorescence est approximativement une image inversée (effet miroir) du spectre d’absorption.

Chacun est sans doute familier avec la fluorescence de l’iso-thiocyanate de fluorescéine ou FITC (Figure 2A), son spectre d'émission étant approximativement l'image miroir décalée vers le rouge de la bande d'absorption située vers les plus courtes longueurs d'onde. On note que le spectre d'émission conserve sa forme indépendamment de la partie du spectre d'excitation effectivement exploitée par la source lumineuse. Par contre, l'efficacité du processus sera modifiée, et des phénomènes annexes comme la photodestruction ou la dépendance sur pH peuvent être largement modifiés.

La distance entre les maxima d'excitation et d'émission s'appelle le déplacement de Stokes (ou Stokes Shift) (pour la fluorescéine, respectivement 495 nm et 521 nm, soit un Stokes Shift = 26 nm). Si ce déplacement est faible, il sera difficile de séparer les longueurs d’onde d’excitation et d’émission au moyen de filtres. En pratique, pour pouvoir séparer efficacement, à l'aide de miroirs dichroïques, la forte lumière incidente (λ1) de la faible fluorescence émise (λ2), ce déplacement doit être >20 nm. Éventuellement, un déplacement de Stokes important (vis. chlorophylle, iodure de propidium, Red670, Tricolor) facilitera la réalisation de marquages multiples en conjonction avec des fluorochromes ayant des déplacements de Stokes plus faibles (FITC, RITC, Texas Red).


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L’effet « miroir » entre spectres d’excitation et d’émission n’est pas toujours observé : des dissimilitudes entre les deux spectres peuvent révéler l’existence de plusieurs formes de la molécule considérée, caractérisées par des longueurs d’onde d’absorption et/ou d’émission différentes (cas de la chlorophylle, Figure 2B). Les spectres d’excitation biphotonique ressemblent à peu près aux spectres conventionnels d’absorption (mais fortement émoussés), décalés d’un facteur 2x (sur l’axe λ nm) ; le spectre d’émission reste inchangé.

iso-thiocyanate de fluorescéine PM : 389 dalton acide faible pKa ≈ 6,4 φ ≈ 0,85 ε ≈ 80.000M-1.cm-1 Figure 2. (A) Spectres d'excitation et d'émission d'iso-thiocyanate de fluorescéine dans l'eau à pH 7. Intensité de l'émission à une longueur d'onde fixe en balayant les longueurs d'onde d'excitation, et inversement. (B) Spectres d'absorption ( ⎯ ) et de l'émission ( ------ ) de la chlorophylle in situ de Chlorella vulgaris à 4°K (d'après Kramer et al, 1985), (voir également figure 10).

Notons plusieurs exceptions à la Loi de Stokes : l’excitation biphotonique, et aussi une émission anti-Stokes observée dans des upconverted luminescence nanocrystals donnant une fluorescence orange après excitation dans l’infra-rouge (Wu et al. 2009).

III) Propriétés des fluorochromes

Trois autres caractéristiques importantes de l’émission de fluorescence sont le rendement quantique, le coefficient d’extinction et le temps de déclin de fluorescence.

III.1) Le rendement quantique

L’efficacité de l’émission de lumière fluorescente pour une molécule donnée est déterminée par le rendement quantique φ, phi, défini par le rapport entre le nombre de photons de fluorescence émis et le nombre de photons absorbés par la molécule. Les fluorochromes ont des rendements quantiques compris entre 0,1 et 1.

rendement quantique, φf

If = φf ∗ Ia If et Ia = nombre de quanta par unité de temps et de surface recevant (a) et émettant (f) la lumière

Exemple : φf ≈ 0,85 pour la fluorescéine. Remarque : Pour la sonde iodure de propidium, le rendement quantique s’améliore de 100 fois lorsqu’il est intercalé dans l’ADN.

déplacement de Stokes

Longueur d’onde (nm)

iso-thiocyanatede fluorescéine

Abs

orba

nce

(DO

,

)In

tens

ité(U

A,

)

0

0

1

1489 521

émissionexcitation

Chlorella vulgaris

200 500 600 700 800300 400

Inte

nsité

(UA

,

)In

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)

déplacement de Stokes



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)

OHO

O

COOH

N C S

OHO

OO

COOH

N C SN C S


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III.2) Le coefficient d’extinction L’intensité d’absorption (optical cross-section of a molecule) ou coefficient d'extinction ε ou absorbance spécifique reflète la probabilité d’absorption. Sa valeur peut constituer un critère pour le choix des colorants ; plus ε est grand, plus élevée sera la fluorescence à intensité lumineuse incidente égale. (exemple pour la fluorescéine à 488 nm, ε = 8 x 104 M-1 . cm-1)

L’intensité de fluorescence ou « brillance » d’une sonde est déterminée par le produit du coefficient d’extinction et du rendement quantique. Le tableau 1 donne quelques exemples d’intensité de fluorescence de certains fluorochromes et par comparaison les valeurs obtenues pour le tryptophane et des boîtes quantiques (Quantum Dots, nano-particules inorganiques).

Tableau 1 : Exemple de valeurs caractérisant la fluorescence

à 490 nm à 490 nm

NLO Action cross section = absorption cross section (en NLO) multiplié par le rendement quantique.

1 Göppert-Mayer = 10-50 . cm4 . s En imagerie quantitative, on cherche une réaction linéaire entre concentration de fluorochrome et intensité de signal. Avec une absorbance spécifique très réduite ( ε.C.l < 0,02 ), la loi d’absorption de Beer-Lambert :

Ia = Io - It = Io ( 1 - 10-ε.C.l ) Io , intensité lumineuse incidente It , intensité lumineuse transmise

C , concentration de la molécule absorbante, en mol.l-1 (M) l , trajet optique, en cm

se simplifie à

If ≈ 2,3 φf . Io . ε.C.l soit une relation linéaire entre C, la concentration du fluorophore, et If , l'intensité d'émission. III.3) La durée de vie de fluorescence La troisième caractéristique importante d’une molécule fluorescente est le temps de déclin, ou durée de vie de fluorescence, τf (tau). Elle correspond à la durée de vie moyenne de l’état excité. La plupart des fluorochromes ont des durées de vie de l’ordre de la nanoseconde. Plus ce temps sera court, meilleur sera la sensitivité du fluorochrome. En effet, plusieurs excitations successives seront possibles car il repassera rapidement dans son état fondamental.

ε (M-1. cm-1 ) φ brillance (unité arbitraire) fluorescéine 80 000 0,9 72 000 Cyanine5.18 250 000 0,35 90 000 EYFP 84 000 0,61 51 000 B-phycoérythrine 2 410 000 0,98 2 360 000 tryptophan 6 000 0,1 600 Quantum Dot 605 1 000 000 0,55 550 000 Quantum Dot 655 3 000 000 0,60 1 800 000


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durée de vie du singulet excité le plus bas = tau, la constante de temps de déclin de fluorescence, τf

τf = φf . τN

τN , constante de temps intrinsèque de l'état excité (en considérant seule la fluorescence).

φF , rendement quantique (exemple : τf ≈ 4 ns pour la fluorescéine dans l'eau)

IV) Autres propriétés des fluorochromes (d’après Valeur 2002, 2004 ; Hovius et al, 2000)

IV.1) La polarisation Les vecteurs électromagnétiques associés à la propagation d'une onde peuvent être quelconques (isotropes) ou plus ou moins anisotropes. Les fluorophores absorbent préférentiellement les ondes lumineuses dont le champ électromagnétique est parallèle à leur dipôle d’absorption : un faisceau polarisé privilège une sous-population moléculaire ayant les orientations favorables. Il y a photosélection des molécules (Figure 3). Si les molécules étaient immobiles, leur excitation par une lumière polarisée rectilignement donnerait naissance à une radiation polarisée dans la direction du dipôle d’émission de la molécule. Cependant, étant donné le phénomène de diffusion moléculaire, et plus particulièrement la rotation des molécules, la fluorescence émise va se dépolariser. Ainsi, le degré de polarisation (p) de l’émission quelques ns plus tard (en fonction de τf ) fournira un renseignement sur la microviscosité de l’environnement moléculaire. Dans la pratique, l’anisotropie d’émission (r) est rarement accessible sur des microscopes.

Dans un couple FRET, l’anisotropie d’émission résiduelle du donneur augmente et τapparent diminue au fur et mesure que le transfert d’énergie augmente. Mais prenons le cas de la dimérisation de la GFP. A cause d’un homo-FRET de GFP::GFP, l’anisotropie d’émission globale baisse à cause du transfert produisant une émission isotrope de l’accepteur (voir Marqueur et al. 2010 pour l’imagerie d’un récepteur muscarinique oligomèrique avec étiquette GFP).

Bien que les lasers de microscopie confocale fournissent un faisceau polarisé verticalement, la polarisation de l'émission est ignorée dans les analyses. Par contre, elle est exploitée dans le mode épi-réflectance, en insérant dans le microscope une lame quart-d'onde et un filtre polarisé devant le détecteur pour rejeter les réflexions internes. (Détail pratique : des composants optiques de DIC peuvent être en conflit avec des faisceaux laser incidents.)


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Figure 3. Un laser polarisé opère une photosélection des molécules, celles ayant une orientation favorable. Prenons le cas d’un fluorophore s’insérant en parallèle avec des lipides membranaires d’une vésicule : malgré une concentration uniforme, un secteur de cette vésicule va fluorescer plus qu’un autre à cause de l’excitation anisotrope.

IV.2) La photostabilité La photostabilité correspond au nombre d'excitations que peut subir une molécule fluorescente avant d'être dégradée. C'est ainsi que la fluorescéine peut subir entre 104 et 105 excitations avant d'être détruite. Alors pendant le passage du laser pour constituer un pixel, une molécule va être excitée quelques centaines de fois. L’état triplet est particulièrement vulnérable. Cette perte de fluorescence (photodéstruction = fading) est évidente avec la fluorescéine si le balayage est lent, mais moins avec la rhodamine. Les fluorochromes « AlexaFluor » (Tableau 5, Molecular Probes Invitrogen) et les Cyanines « Cy » sont de très intéressants alternatifs à la fluorescéine pour leur brillance, leur stabilité et leur indépendance de l’environnement. Mais soyons clairs sur quel dérivé est utilisé : par exemple Cy3.18 ex 552, em 570 nm ; Cy3.5 ex 588, em 604 nm ; Cy5.18 ex 650, em 667 nm ; Cy5.5 ex 675, em 694. Dans tous les cas, le milieu de montage doit minimiser ce phénomène de photo-instabilité, notamment en dissipant de l'environnement les radicaux réactifs de toutes sortes.

Sans doute à cause de phénomènes d'oxydation, des fluorochromes dans des environnements lipidiques cellulaires semblent très vulnérables à la photo-instabilité. Une exception utile est le dérivé styryl FM1-43 (et FM4-64, ayant une émission déplacée vers le rouge et donc compatible en contre-coloration avec GFP) qui s'insère dans la membrane plasmique et reste dans des vésicules d'internalisation. Il passe ainsi par des vésicules recyclées vers la synapse de terminaisons nerveuses: sur des tissus neuromusculaires, on peut l'imager de manière intermittente pendant des heures (Benoit et al, 1996, Meunier et al, 1997). Sur tissus végétaux vivants, FM1-43 et FM4-64 sont intéressants pour décorer par fluorescence l'histologie générale, et en contre-marquage de la GFP. Plus précisément, ces molécules servent pour suivre les membranes lors d’endocytose chez les végétaux, méthode à prendre avec précautions (Bolte et al. 2004).


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V) Facteurs influençant la fluorescence : l’environnement Les différentes caractéristiques de l’émission de fluorescence : spectre, polarisation, rendement quantique et durée de vie de fluorescence ne constituent la signature d’une molécule que sous certaines conditions. En effet, ces paramètres dépendent fortement de l’environnement local de la molécule. Des changements plus ou moins importants peuvent se manifester sous l’effet de divers facteurs. Nous n’allons pas ici passer en revue détaillée les différents facteurs, mais seulement aborder les plus courants d’entre eux qui sont le pH, la polarité, la présence d’ions ou les éventuelles interactions avec d’autres molécules (quenchers) (Figure 4).

V.1) La polarité La disponibilité d'un électron π, ou électron délocalisé d'un noyau aromatique, pour absorber l'énergie du champ électrique d'une onde photonique pour passer à l'état excité et ensuite émettre de nouveau un photon est très dépendante de son environnement. La polarité modifie la stabilité des formes moléculaires. Le fluorochrome étant davantage polaire à l'état excité qu'à l'état fondamental, la fluorescence aura lieu à des longueurs d'onde d'autant plus grandes qu'il est dans un environnement polaire car l'état excité y est plus stable. Donc, dans de nombreux cas, le spectre de fluorescence d’un fluorochrome dépendra de son environnement physico-chimique : c’est le cas par exemple du Rouge de Nil (Nile Red) qui émet dans le rouge quand il s’insère dans des membranes phospholipidiques polaires et dans le jaune quand il est en contact avec des triglycérides neutres. Des rapporteurs de potentiel membranaire basés sur des protéines fluorescentes (Perron et al. 2009) et d’autres fluorophores sensibles aux dipôles électriques membranaires émergent (Andrey et al. 2003, Klymchenko et al. 2009).

La pénétration des fluorochomes dans la cellule peut dépendre de leur degré de lipophilicité : une sonde très lipophile (par exemple diphényle-hexatriène) tendra à partitionner sur tous les lipides, une sonde amphiphile avec une tête chargée (marqueurs de plasmalemme tels que FM1-43, FM4-64, TMA-DPH) restera enchâssée dans les membranes, tandis que d’autres moins lipophiles traverseront les membranes avant de se concentrer dans certains compartiments subcellulaires (bisbenzimide Hoechst 33342 vers les bases AT de la chromatine, Rhodamine 123 avec sa charge positive délocalisée vers la mitochondrie à cause de la potentiel membranaire). Enfin, il faut noter qu’une sonde fluorescente peut pénétrer par des mécanismes différents selon le règne cellulaire considéré : ainsi le Jaune Lucifer (Lucifer Yellow) déclaré imperméant aux membranes animales est en fait transporté activement par une membrane de cellule végétale (Cole et al. 1991). De même un marqueur de céramides accepté pour reconnaître le Golgi animal ne marque pas le Golgi des plantes (Satiat-Jeunemaître et al. communication personnelle).

Figure 4. Représentation schématique des différents facteurs environnementaux susceptibles d’influencer la fluorescence. (Valeur, 2002)

Fluorescence moléculaire

polarité

potentielélectrique

quenchers

pH

pression

viscositétempérature

ions

liaisonhydrogène

Fluorescence moléculaire

polarité

potentielélectrique

quenchers

pH

pression

viscositétempérature

ions

liaisonhydrogène


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V.2) Le pH

La protonation ou la déprotonation de groupes fonctionnels modifient profondément de nombreux fluorophores, soit au niveau de leur rendement quantique par rapport aux autres processus non radiatifs, soit au niveau de la forme des spectres d'excitation (cas de la GFPwt, pKa 5,5 ou de la fluorescéine, pKa 6,3) ou d'émission. Certains composés ont été développés pour estimer le pH en biologie cellulaire, e.g. BCECF (pKa 6,98); carboxy SNARF-1 (pKa ≈ 7,5) (Figure 5) et ses améliorations -4F ou -5F, diacétoxy-dicyanobenzène (ADB, pKa ≈ 8, qui produit par désestérification le DCH, 2,3-dicyanohydrochinon). Dans le cas de la sonde calcique Indo-1 (acide faible), la forme non dissociée dans un milieu acide tend à diffuser à travers des membranes, tandis que la forme dissociée sera accumulée dans un compartiment neutre (ou plus alcalin) comme le cytoplasme. Une base faible comme le rouge neutre (pKa 6,8) diffuse à l’état neutre puis est piégée par protonation dans les vacuoles acides. Ces sondes sont donc de bons marqueurs d’une certaine compartimentation.

Figure 5. Spectres d'émission de fluorescence dépendant du pH, de la sonde ratiométrique carboxy-SNARF-1, pour différentes excitations 488 (A), 514 (B), 534 (C). (anon 2010)

Remarque : Un déplacement d'absorption vers des longueurs d'onde courte s'appelle hypsochrome, un vers les longueurs d'onde plus grandes, bathochrome. V.3) Les ions métalliques

On peut citer la forte dépendance de la fluorescence de la mithramycine et de la chromomycine envers Mg2+ et la perte de fluorescence du colorant bisbenzimide Hoechst 33342 en présence d'un bromure incorporé sur l'ADN. On observe souvent une perte de la fluorescence en présence de Mn2+, particulièrement avec les sondes chélatrices de calcium. Evidemment, on a développé des sondes fluorescentes pour estimer l'activité de divers ions comme Ca2+, Mg2+, Na+, etc. (Hawes et Satiat-Jeunemaître 2001 ; Mason, 1999 ; Métézeau et al, 1994 ; Handbook of Molecular Probes, anon 2010) : avec de nombreux dérivés modifiés pour leur affinité (Kd ) ou encore pour contrôler leur localisation et sonder, par exemple, une surface membranaire. V.4) Concentration ou agrégation

Des effets de filtre interne à fortes concentrations et surtout de dimérisation ou d'agrégation vont modifier les propriétés spectrales et l'efficacité de la fluorescence, permettant la mise en oeuvre de certaines stratégies méthodologiques en biologie cellulaire. Par exemple, une forte concentration de carboxy-fluorescéine (1 mM) est quasi non-fluorescente : des liposomes contenant cette concentration, internalisés, rendent la cellule fluorescente seulement une fois dégradés. La carbocyanine lipophile JC-1, comme les colorants semblables DiOC(x)y avec charges positives

iso(s)beste


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délocalisées, s'accumule en réponse à une différence de potentiel décrite par la loi de Nernst dans un compartiment négatif, tel la mitochondrie (facteur d’accumulation ~10x pour une potentiel de -61 mV). Sa forme monomérique donne une fluorescence verte. Après hyperpolarisation de la membrane, un empilement sur la face négative interne de la membrane produit des agrégats-J, avec une émission déplacée vers le rouge. Le rapport Irouge / Ivert reflète l'hyperpolarisation.

V.5) Température

Généralement, le rendement quantique d’un fluorochrome augmente avec une baisse de la température.

V.6) Quenching

En absence de couplage intersystème et de conversion interne, le rendement quantique approche la valeur maximale de 1. Si l’on ajoute, dans la solution contenant le fluorophore, des molécules qui vont entrer en collision avec les molécules fluorescentes ou des molécules capables de former avec elles des complexes qui n’émettent pas de radiation lumineuse, d’autres voies de désexcitation vont pouvoir se produire. Ces deux types de molécules vont jouer le rôle de quenchers de la molécule fluorescente : lors des collisions intermoléculaires, l’énergie électronique sera convertie en énergie cinétique et de vibrations, c’est le quenching dynamique. Le quenching statique est observé lors de la formation de complexes non fluorescents. Dans les deux cas, la valeur du rendement quantique va décroître et la fluorescence sera faible, voire non détectable. Le (F)RET est un cas particulier de quenching (voir cours spécifique FRET/FLIM).

V.7) Pénétration des fluorochromes dans la cellule

Comment faire pénétrer un fluorochrome dans des cellules vivantes ? (Tableau 2) Normalement, une sonde lipophile va s'insérer dans la membrane et soit y rester, comme le fait FM1-43 et FM4-64 (ancrée par leur charge), soit en marquant par échange toutes les phases lipidiques comme le fait Nile Red (neutre). D'autres sondes amphiphiles franchissent la membrane avant de se concentrer dans certains compartiments cellulaires, comme Hoechst 33342 vers le noyau, ou la Rhodamine 123 vers la mitochondrie (sa forme protonée est captée dans l'intérieur électronégatif de cet organite). Une base faible s’accumule dans un compartiment acide comme la vacuole (piégée par protonation). Un acide faible s’accumule dans un compartiment alcalin dû à son état dissocié et chargé. Une stratégie majeure consiste dans la préparation de dérivés estérifiés, assez lipophiles pour traverser une membrane : on compte ensuite sur des estérases cellulaires pour libérer le composé actif sur place. Pour résumer, il faudra finalement bien connaître les caractéristiques physico-chimiques d’un fluorochrome pour une utilisation optimale : classe de composé, pKa, pKi, coefficient d’extinction, brillance, photostabilité, etc., et être vigilant aux conditions de l’environnement du fluorochrome qui pourraient éventuellement changer ses caractéristiques. Il faudra comprendre l’action d’un fluorochrome avant de le déclarer spécifique d’un marquage donné, et compléter les analyses obtenues par des approches complémentaires.


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Tableau 2. Quelques mécanismes de pénétration des fluorochromes dans la cellule

± diffusion : exemple, iodure de propidium diffuse à travers une membrane dégradée ; exclus par une membrane intacte

lipophilicité : Nile Red, DPH (di-phenyl-hexatriéne) ; DiIC18(3) sur membranes neuronales

lipophile et polaire :

= ancrage. TMA-DPH (tetra-méthyl-DPH), FM1-43, FM4-64 (amino-styryls)

amphiphile : bisbenzimide Hoechst 33342 (perméant) versus Hoechst 33258 (non perméant)

amphiphile avec charge délocalisée :

exemples avec charges positives, DiOC6(3), JC-1, Rhodamine123. Vers la mitochondrie, leurs formes chargées seront captées à l'intérieur électronégatif de cet organite, d’après l’équation simplifié de Nernst :

distribution d’une molécule perméante de part et d’autre d’une membrane chargée V(mV)

V = -61,5 log ( [M+]i / [M+]e )

soit, -61 mV vaut 10x concentration.

base faible : exemple, Rouge neutre ou une alcaloïde s’accumulent dans un compartiment acide comme la vacuole (piégée par protonation), d’après l’équation de Waddel & Butler :

pour une base faible perméante dans un système à deux compartiments: i, intérieur et e, externe ,

alors Ci / Ce = 10pHe - pHi

soit, Δ1 pH vaut 10x concentration.

acide faible : exemple, Fluorescéine cytosolique s’accumule dans un compartiment alcalin (chloroplaste) par son état dissocié et chargé… Δ1 pH vaut 10x concentration.

dérivés estérifiés :

fluorescéine di-acétate, assez lipophiles pour traverser une membrane. On compte ensuite sur des estérases cellulaires pour libérer le composé actif sur place.

VI) Montage de l’échantillon (Pawley 2005)

Le montage de l'échantillon pour la microscopie doit prendre en compte les particularités structurales, optiques et physicochimiques de l’environnement. Les contraintes structurales sont liées au volume de l’échantillon (préserver la forme). Mais également il faut pouvoir immobiliser l’échantillon (notamment pour les protoplastes, les cellules), et respecter son orientation, etc. L’utilisation de colles médicales (exemple : PSA, NuSil), de poly-L-lysine, ou d’agar, permet de répondre à ces contraintes structurales. L’uniformité du chemin optique est recherchée, par l’homogénéisation des indices de réfraction milieu/lamelle/huile, ou saline/lamelle/eau, et l’utilisation d’objectifs appropriés à huile ou à eau (soit dipping lens sans lamelle); planéité et stabilité ; transparence (limpidité), conformité des lamelles (typiquement 170 µm). Enfin des contraintes physico-chimiques telles que le contrôle de pH, de tonicité, piégeage de radicaux libres (essentiel pour réduire la photo-destruction), chélation de métaux lourds, conservation (glycérol), une viscosité forte, maîtrise de l'autofluorescence sont également à prendre en compte dans le choix du milieu de montage. Dans certains cas d’études fonctionnelles, il sera aussi essentiel de respecter certaines contraintes biologiques, telles que le taux d’oxygénation, le pH, la température, le CO2, etc. essentiellement


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pour la viabilité et la protection des fonctions. Par exemple, un excès de lumière va moduler la fluorescence des systèmes photosynthétiques dans le cas des échantillons végétaux ou fragiliser la GFP. Plusieurs milieux de montage commerciaux sont couramment utilisés en fonction de l’application finale (voir l’annexe du fascicule).

VII) Choix d’une sonde fluorescente

Le choix d’un fluorochrome doit répondre à plusieurs critères : obtenir un signal spécifique, durable et fort. Dans la cellule vivante, le fluorochrome doit permettre de respecter autant que possible les fonctions cellulaires (Fricker et al. 2001). Le marquage des cellules par des fluorochromes permet d'accéder à des informations arbitrairement classées en deux catégories : les paramètres fonctionnels et les paramètres structuraux (revue pour le matériel végétal : Brown et al, 2003, 2007 ; Haseloff 2003).

VII.1) Les paramètres fonctionnels

Ils reflètent des modifications rapides dans des cellules vivantes, incluant aussi bien les activités enzymatiques (peroxydases, déshydrogénases...), les flux ioniques (calcium, pH...), ou la perméabilité membranaire. A titre d'exemple, considérons quelques dérivés de la fluorescéine conçus pour répondre à ces besoins (Figure 6).

VII.2) Les paramètres structuraux

Ils correspondent généralement à des macromolécules ou à un ensemble de constituants (ADN, protéines du cytosquelette...), ou à des molécules constitutives de taille plus faible mais présentes en concentration significative (antigène membranaire, cholestérol...). Le tableau 3 résume quelques fluorochromes utilisés en microcopie confocale. Le tableau 6 (fin du chapitre : modifié de Mason 1999) est une liste détaillée des fluorochromes. Ajoutons bien sûr l'apport de la GFP et d’autres protéines fluorescentes, et de marqueurs avec une brillance et une stabilité accrues tels que les AlexaFluors, etc.

Notons aussi plusieurs stratégies récentes pour révéler une activité cellulaire par expression ou incorporation in vivo d’un composé qui sera ensuite révélé par un fluorophore reconnaissant l’haptène, formant une liaison covalente. La deuxième étape peut exploiter des « révélateurs » perméants ou non. La Figure 7 présente plusieurs exemples parmi les SNAP-, CLIP-, ACP-, MCP-tags (BioLabs Ozyme) ou encore l’incorporation d’analogues de nucléosides dans l’ADN révélé avec Click-iT (Invitrogen) fluorescent. Ce dernier est bien plus robuste que la technique de bromo-désoxy-uridine révélée avec un anticorps (Figure 7, EdU sur racines, Vanstraelen et al. 2009).


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Figure 6. Quelques exemples des composés dérivés de la fluorescéine.

HOO O

COO-H+

N C S

HOO O

COO-H+

fluorescéineiso-thiocyanate

de fluorescéine (FITC)di-acétate

de fluorescéine (FDA)- Excitation maximum 492-495 nm- Emission maximum 521 nm- rendement quantique 0,6 à 0,9- pKa 6,3; acide faible- largement imperméable à la

membrane à pH >7- Réagit avec les amines, sertdonc pour étiqueter des protéines

- quasi non fluorescent- perméant aux membranes- estérases cellulaires libèrent

la fluorescéine acide

OOO

COO-H+

CH3-C-O O-C-CH3

di-acétate de5-carboxyfluorescéine

(CFDA)

di-acétate de 2’,7’-dichlorofluorescin

(DCFH-DA)

2’,7’-bis(carboxyethyl)-5(6)-carboxyfluorescéine,penta-acétoxyméthyl ester

- analogue à la FDA- lactone perméante

- et le produit carboxyfluorescéine(pKa 6,4) est mieux retenu dans la cellule

- analogue à la FDA, réduite

- les estérases libèrent un produitnon fluorescent qui au cours d’une activité cellulaire peroxydasique, devient fluorescent

- analogue au FDA - le produit BCECF, avec pKa 6,97 et une charge nette -4 à -5 est bien retenu dans la cellule et la dépendance de sa fluorescence sur le pH permet son emploi comme sonde de pH cytoplasmique

OOO

COO-H+

CH3-C-O O-C-CH3

O

O

HCl Cl

OOO

COO-H+

CH3-C-O O-C-CH3OR-O O-R

R-OOC

O

O

COO-RR-OOC

(BCECF-AM)

O-C-CH3

O

CH3-C-O

O

Membrane cellulaire

Di-acétate de 2’,7’-dichlorofluorescin

(DCFH-DA)

+ H2O2(+ peroxydase)

2’,7’-dichlorofluorescin(non fluorescent)

2’,7’-dichlorofluorescein(fluorescent)

OHO

COO-H+

HO

Cl Cl

O

O-C-CH3

OO

COO-H+

CH3-C-O

HCl Cl

OHO

COO-H+

HO

HCl Cl

Désacétylation intracellulaire par des estérases

O

COO-H+HCl Cl

Perméation, libération,

activation


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Tableau 3. Quelques fluorochromes utilisés en microscopie confocale

immunofluorescence AlexaFluors 405, 488, 568, 595, 633, 647, (Tableau 5)etc. ; Cy2 (Cyanine2), FITC, Cy3.5, Cy5.18, Cy5.5 ;

ADN Iodure de propidium, YOYO, SYTO16 (vital), chromomycine A3 ou mithramycine (bases GC), bisbenzimide Hoechst 33342 (quelquefois vital), DAPI, YOPRO, TOTO3, TOPRO3 (avec TOPRO et YOPRO, le PBS saline favorisera un photoblanchissement.) (oligos Cy3.18, Cy5.18)

mitochondrie, sensible au potentiel membranaire

Rhodamine123, DiOC6(3), DiOC7(3), JC-1, MitoTracker Orange ou Red CMXRos (vital; post-fixation possible)

membranes FM1-43, FM4-64, fusions-GFP, et divers anticorps de surface ; filipin pour cholestérol

réticulum endoplasmique

(non spécifique) DiOC6(3) à plus forte concentrations ; GFP-taggée

appareil de Golgi quelques anticorps ; GFP-taggée ; NBD-C6-céramide (pas pour végétaux) parois Calcofluor (UV), bleu d'aniline (sur callose), chromomycine ou iodure de

propidium (non spécifique), FM1-43, FM4-64 dépendance envers le pH

carboxy-SNARF-1 et dérivés, BCECF

dépendance envers le calcium

Fluo-3 ou -4 (±FF), Fura Red, CalciGreen ; Indo-1, Cameleon

viabilité fluorescéine di-acetate ; exclusion d'iodure de propidium ; …et la morphologie par Contraste Interférentiel (DIC)

Protéines fluorescentes voir chapitre divers LysoTracker, Acridine Orange, Neutral Red, Lucifer Yellow, chlorophylle,

composés endogènes (Figs 10 & 11); épi-réflectance des particules, de cristaux, de précipités, de l’air

VII.3) Contraintes liées à l’excitation Comme on l’a vu dans le paragraphe II, une bonne connaissance des spectres d’excitation et d’émission du fluorochrome choisi permettra de déterminer les filtres d’excitation et d’émission à utiliser, notamment en présence de plusieurs fluorochromes. Il existe des situations où deux fluorochromes sont excités par une même source mais peuvent se distinguer aisément grâce à des spectres d’émissions différents. C’est le cas par exemple – excitation bleu - du couple fluorescéine-iodure de propidium ou, du couple GFP-chlorophylle in situ. On pourra aussi provoquer une excitation simultanée des deux fluorochromes par deux fenêtres spectrales (d’une lampe) ou deux raies (de lasers) distinctes. C’est le cas par exemple – excitations bleu et vert - avec un double immunomarquage utilisant les couples fluorescéine (ou AlexaFluor 488) avec AlexaFluor 568. L’efficacité et la spécificité du signal dépendent de la bonne adéquation entre un fluorochrome spécifique et les sources lasers utilisées. Le tableau 4 présente les différentes options de laser disponibles pour la microscopie confocale. Une contrainte majeure concerne les longueurs d'onde et les puissances disponibles.


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Figure 7. Une activité cellulaire révélée par expression ou incorporation in vivo d’un composé qui sera

ensuite marqué par un fluorophore reconnaissant l’haptène, formant une liaison covalente.

Quiescent centre, GFP Proliferating cells, Alexa647 azide EdU


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Tableau 4. Quelques options de lasers pour la microscopie confocale. _______________________________________________________________________________ Krypton/Argon 60 mW démodé * 488 nm (15 mW), 568 nm (15 mW) & 647 nm (15 mW) Argon Ion 100mW 457 nm (454+458 nm, 6mW), 476 nm (6mW), 488 nm (40mW) & 514 nm (40mW) Argon Ion 250 mW (UV/Vis) 351+363 nm (50mW), 488 nm (100mW) & 514 nm (100mW) Blue Laser Diode 405 nm (50-100 mW) Hélium Cadmium 442 nm (80 mW) Hélium Néon-Green 543 nm (2 mW) DiodePumpedSolidState561 561 nm (50 mW) Hélium Néon-Orange 595 nm (3 mW) Hélium Néon-Red 633 nm (10 mW) laser blanc 470 - 670 nm

Accordable fs for multi-photon 705-980 nm (1 W) Ytterbium fs with spectral selection 950-1150 nm (45%) *le rapport entre les différentes raies a tendance à se dégrader avec le temps. Des filtres opto-acoustiques accordables (AOTF, Acousto-Optic Tunable Filter) sont disponibles pour moduler la puissance relative des raies incidentes, à insérer entre le laser et le microscope. Dans le cas d’un laser Argon (qui a entre autres une ligne à 488 nm), et d’un laser Hélium–Néon vert (une ligne unique à 543 nm), les fluorochromes étudiés doivent avoir chacun leur spectre d’excitation ciblé (avec un risque de chevauchement partiel) et des spectres d’émission les plus éloignés possibles. Il est avantageux d’utiliser la raie 488 nm d’un laser Argon et 568 nm d’un laser Krypton-Argon, mais ce dernier laser devient moins courant. On peut également détecter trois fluorophores différents grâce aux lignes 488, 543 (ou 561 ou 568), et 633 (ou 647) nm, pour étudier par exemple trois anticorps marqués par Alexa 488, Alexa 568 et Alexa 647 (tableau 5). Notons enfin qu’un laser à diode Bleu (ligne à ≈ 405 nm) peut remplacer les lasers UV anciens, notamment pour le DAPI (moins pour le Hoechst). Ainsi on fait l'acquisition simultanée de trois ou quatre signaux fluorescents en fonction des raies lasers disponibles et en plus l’acquisition d’images corrélées en transmission, en contraste de phase ou en contraste interférentiel de Nomarski. On peut également travailler en réflectance, sur de l’immuno-gold, ou avec la précipitation de X-GLU, X-GUS. L'acquisition en ratio-imaging de Ca2+ et de pH, via Indo-1, Fluo-3 –4 ou Fura Red puis SNARF (ou BCECF) est possible, ou encore avec des biosenseurs basés sur les protéines fluorescentes. Alternativement, les fluorochromes peuvent être excités avec les raies lasers adéquates l’un après l’autre. Dans ce cas on minimise les risques d’interférence entre les spectres (cross-talk). Cette excitation séquentielle est plus longue à l’acquisition mais vivement recommandée notamment dans le cas d’une détection par des raies lasers proches (488 nm et 543 nm) de double ou triple marquage, mais aussi pour réaliser des techniques de FRET (Förster Resonant Energy Transfer). L’utilisation de multiples raies laser implique des miroirs dichroïques complexes permettant de diriger le ou les lasers vers l’échantillon. Or il y a d’importantes pertes de fluorescence dues aux larges bandes de réflexion de ces miroirs. Une alternative très efficace est l’AOBS (Acousto-Optic Beam Splitter), semblable à l’AOTF, qui est accordable en quelques µs et qui fait entrer le laser avec une bande passante de ≈ 4 nm en laissant un retour maximal de la fluorescence vers les détecteurs.


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VII.4) Contraintes liées à l’émission En présence de plusieurs fluorochromes, des fuites optiques à travers des filtres d'analyse respectifs peuvent néanmoins apparaître à cause du recouvrement de leurs spectres d'émission (Figure 9). D’abord, on cherche à contourner le problème par le choix des fluorochromes ayant des spectres d’émission éloignés et se chevauchant le moins possibles. Si la fluorescéine a tendance à déborder dans la voie de lecture de phycoérythrine, soit on remplace la rhodamine par le Texas Red qui émet plus loin (Figure 9), soit encore on utilisera un microscope équipé de raies laser permettant une meilleure excitation spécifique pour chaque fluorochrome (voir paragraphe VII.3 et Tableau 5). La gamme des Cyanines (tableaux 3 et 6) et surtout la gamme Alexa Fluor (tableau 5 et Figure 8) donnent d'excellents résultats. MoBiTec (Goettingen : www.mobitec.de) offre également une gamme pour dériver des protéines : les fluorophores DY (du jaune au rouge lointain, très brillants) et les MFP. La Cyanine 5.18 (« Cy5 »), excitée par les raies 633 ou 647 nm de certains lasers, émet loin dans le rouge (em 667 nm) et évite ainsi le « cross-talk ». Attention ! Etant donné que l’œil est peu sensible à cette émission dans le rouge lointain, le biologiste peut difficilement apprécier la qualité des marquages par microscopie conventionnelle - avec des photocapteurs l’analyse est possible. Rappelons que la résolution est dépendante de λ, meilleure dans le bleu que le rouge, et que tout travail visant la colocalisation ou le calcul de rapports d'images devrait cerner le degré de chromatisme de l’optique.

Figure 9. Spectres normalisés d’absorbance (A) et d’émission (E) de l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC), de la phycoérythrine (PE) et du Texas Red (TX Red).

450 500 550 600 650

Abs

orba

nce

rela

tive

500 550 600 650 700

FITC PE TX Red FITC PE TX Red

BP 530

BP 580

BP 630


Emis

sion

rela

tive


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Tableau 5. Une famille de fluorophores pour marquer les protéines, les anticorps secondaires

Fluorophore Absorption* (nm)

Emission* (nm)

Couleur Coefficient d’extinction ( M-1 . cm-1 )

AlexaFluor 350 346 442 Bleu 19.000 AlexaFluor 405 401 421 Violet 34.000 AlexaFluor 430 433 541 Jaune-vert 16.000 AlexaFluor 488 495 519 Vert 71.000 AlexaFluor 532 532 553 Jaune 81.000 AlexaFluor 546 556 573 Orange 104.000 AlexaFluor 555 555 565 Jaune-orange 150.000 AlexaFluor 568 578 603 Orange-rouge 91.300 AlexaFluor 594 590 617 Rouge 73.000 AlexaFluor 610 612 628 Rouge 138.000 AlexaFluor 633 632 647 Rouge lointain 239.000 AlexaFluor 635 633 647 Rouge lointain 140.000 AlexaFluor 647 650 665 Rouge lointain 239.000 AlexaFluor 660 663 690 Rouge lointain 132.000 AlexaFluor 680 679 702 Rouge lointain 184.000 AlexaFluor 700 702 723 Rouge lointain 192.000 AlexaFluor 750 749 775 Infrarouge proche 240.000

* maximum approximatif d’absorption et d’émission ; l’œil est peu sensible au-delà de 650 nm. Modifié d’après Molecular Probes Invitrogen conseillé dans notre expérience pour triple marquage avec les raies laser d’excitation : 488, 543 (561), 633.

Figure 8. Spectres d’émission pour la série AlexaFluor. www.invitrogen.com/site/us/en/home/References/Molecular-Probes-The-Handbook/Technical-Notes-and-Product-Highlights/The-Alexa-Fluor-Dye-Series.html

Phycobiliprotéines, tandems, etc. En cytométrie, on a vite adopté des phycobiliprotéines telle que la phycoérythrine pour une double quantification (avec FITC) à partir d'une seule excitation à 488 nm. De plus, ces grands pigments naturels, de par leur absorptivité molaire 50 à 100 fois celle de la fluorescéine ou de la rhodamine, offrent un gain de sensibilité, mais au prix de leur taille et d'un


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encombrement stérique important (240 kDa). On ne les emploie que rarement en microscopie apparemment à cause de leur sensibilité à la photodégradation. De même, si les fluorochromes tandems sont très appréciés en cytométrie (Duochrome, Red613, ECD, Tricolor, Red670, Quantum Red, Cychrome), ce n'est pas le cas en microscopie : il s'agit de couples greffés ensemble, typiquement de manière covalente, afin d'obtenir un transfert d'énergie par résonance et un grand déplacement entre l'excitation primaire à 488 nm et l'émission de l'accepteur dans le rouge.

Si on ne peut pas séparer parfaitement l’émission des deux fluorochromes, on devra faire des excitations séquentielles dans le temps avec changement de configuration pour optimiser la spécificité des marqueurs. Dans ce mode d’acquisition on excite les deux fluorochromes non pas simultanément mais l’un après l’autre, ligne-par-ligne ou cadre-par-cadre ou pile-par-pile.

Certains logiciels offrent une décomposition spectrale (« déconvolution spectrale » = spectral un-mixing). En présence d’autofluorescence complexe, cet outil est particulièrement intéressant. Mais rien ne vaut un choix astucieux de fluorochromes et des acquisitions spécifiques optimisées.

Un dernier paramètre à prendre en compte est la réponse spectrale des photomultiplicateurs (et de vos yeux). Certains d’entre eux sont plus particulièrement dédiés à une lecture optimale dans le bleu et d’autres plus appropriés à des longueurs d’ondes plus importantes.

VII.5) Auto-fluorescence

L’auto-fluorescence des tissus est à prendre en considération, en particuliers chez les végétaux (Berg 2004) : l’émission de chlorophylle dans le rouge lointain (Figure 10 ; Meyer et al. 2003), ou les coumarines et la NAD(P)H dans le bleu (fluorescente à l’état réduit) et les flavines dans le vert (fluorescentes à l’état oxydé) (Figure 11). Pour des cellules de mammifère, Zipfel et al. (2003) et Palero et al. (2006, 2007) donne les spectres d’émission de composés endogènes sous excitation non-linéaire, avec décomposition spectrales. La fluorescence des acides aminés, tyrosine et phénylalanine est faible, en UV et très dépendant de l’environnement. L’auto-fluorescence est souvent aggravée par le stress de la cellule et la mortalité. C’est surtout les techniques de fixation qui ont tendance à amplifier l’auto-fluorescence : le blocage des aldéhydes libres avec glycine, NaBH4 ou NH4Cl est alors utile. Certains traitements servent à rehausser la fluorescence naturelle de composés phénoliques afin de les localiser dans des tissus de plantes (Hutzler et al. 1998), tel Naturstoffreagenz A.

VII.6) Quantification (Ronot et Usson 2001)

Une fois l'imagerie faite et les objets (contours) définis, une question élémentaire revient - Combien de molécules de fluorescéine sont sur cette surface ou dans ce volume cellulaire ? Cette question n'a pas de réponse facile. Intégrer correctement les intensités d'émission enregistrées est déjà un problème. Un autre est d'assurer que la fluorescence émise est en relation linéaire avec la concentration du fluorochrome dans le voxel mesuré, alors qu’on travaille avec des concentrations de l’ordre de la microMolaire, conforme à la loi Beer-Lambert. On peut imaginer l'emploi d'étalons internes tels que des billes fluorescentes.

VII.7) Techniques ratiométriques

Si l'intensité de fluorescence d'une sonde est dépendante du pH, de l'activité ionique ou du potentiel, la mesure plus simple concerne les changements d'amplitude (d'intensités) dans une fenêtre spectrale donnée. Mais une situation plus favorable est quand l'environnement (pH, activité ionique, potentiel) produit un changement de la forme du spectre. Alors, soit on pratique carrément


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la spectroscopie, soit on opère deux mesures à des longueurs d'onde spécifiques pour suivre cette dépendance. Typiquement on choisit des fenêtres spectrales caractéristiques des états extrêmes et on calcule un rapport. Par exemple, pour la carboxy-SNARF-1, on prendra le rapport de fluorescence de la forme acide sur celle de la forme basique (voir Figure 5); pour Indo-1, le rapport de l'émission de la forme calcium-lié (excitation violet) sur celle sans-calcium (excitation bleu) ; pour JC-1, le rapport de l'émission de la forme agrégée (orange) sur la forme monomérique (verte), etc. Eventuellement, on utilisera le rapport entre la partie de fluorescence qui dépend de la propriété étudiée (pH, par exemple) sur une autre partie indépendante de ce facteur, "point isosbest" (ou « isobest »), c'est à dire à une longueur d'onde sans dépendance environnementale. L'analyse peut concerner aussi bien un couple de fenêtres sur l'émission (le cas le plus fréquent) qu’un couple sur l'excitation (le cas d’INDO-1). Ce mode de travail corrige pour plusieurs sources de dispersion dans les résultats et améliore la dynamique de la mesure (Hoffmann et Kosegarten 1995 pour pH avec FITC). Pour des concentrations non saturantes, ce rapport corrige la variabilité de la concentration cellulaire effective en sonde, l'effet de la taille cellulaire, les variations locales d'efficacité du transfert optique etc.

Figure 10. UV-excited fluorescence spectra of leaves with characteristic emission bands. Maxima of fluorescence emission spectra of adaxial sides pea and sugar beet leaves are indicated. Spectra are superimposed on the absorption spectrum of a methalonic extract of leaves. Fluorescence was excited at 355 nm. Fluorescence spectra are expressed in quinine sulphate equivalent units (QSEU) ; 1000 QSEU correspond to the fluoresence of 1 μM quinine sulphate dihydrate in 1 cm layer of 0.105 mol.L-1 perchloric acid, excited at 347.5 nm and emitted at 450 nm, under identical measuring conditions. (Cerovic et al, 1999)


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VII.8) Les nanoparticules (quantum dots)

Quantum dots : des particules de nanocristaux monodisperses colloïdaux composés de matières semi-conductrices, dérivés pour conjugaison ou immunomarquages (Figure 12). Leur intérêt réside dans un très large spectre d’absorption, un coefficient d’extinction (ε) élevé, couplé à une émission étroite si leur taille et environnement est uniforme (assez difficile à assurer !) (Dubertret et al, 2002 ; Dahan et al. 2003 ; Jovin, 2003 ; Larson et al, 2003, Michalet et al. 2005). Ils se prêtent au pistage de particules uniques (Single Particle Tracking). Voir Howarth et al. (2005) pour une stratégie intéressante de motif Acceptor Peptide AP, cible de biotinylation bactérienne, pour étiqueter un récepteur avec strepavidine-Quantum Dot.

Figure 11. Leaf pigments relevant to UV-excited fluorescence. Absorption and fluorescence characteristics of several important leaf components are presented. In the four top graphs are representatives of BGF leaf fluorophores, the fifth graph shows strong leaf absorbers which do not fluoresce, and the two bottom graphs show chlorophyll a will contribute to red fluorescence in vivo. Thin line, absorption; dashed thick line, fluorescence excitation ; full thick line, fluorescence emission. The absorption spectra of ferulic acid in methanol, NADPH, FAD and Rubisco were in aqueous solutions at pH 7.9, the flavonols quercetin and kaempferol were in methanol, the carotenoid lutein in ethanol, chlorophyll a and b were in methanol. (Cerovic et al, 1999)


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Figure 12. Boîtes quantiques (quantum dots) : isolated monodispers inorganic nanocrystalline particles (2-10 nm) made from semiconducting materials.

VIII) Perspectives Les choix à faire dans un projet de microscopie à fluorescence s’appuieront sur de bonnes bases de données (spectres, propriétés physico-chimiques, stabilité, etc.) et une documentation des spécifications de l’appareillage (propriétés des filtres, lasers, détecteurs). Voir les sites listés en Annexe de ce fascicule.

Il y a la question de conserver la réactivité cellulaire. Rappelons la platine motorisée « mark-and-find » pour pouvoir étudier en boucle (en multiplexe) différentes plages cellulaires dans une longue cinétique. Notons aussi l’utilité d’obturateurs électroniques rapide afin de couper la lumière dès que l’image est acquise (Brown et al. 2007). D’ailleurs, les systèmes à disc Nipkow (spinning disks) sont plus efficaces et économes en lumière, donc moins agressifs pour le tissu.

Etant donné la forte amélioration de l'efficacité des microscopes confocaux, une étape critique concerne les méthodes de préparation / maintien de l'échantillon et l'optimisation des marqueurs fluorescents. Avec les végétaux, une meilleure maîtrise de l'autofluorescence (chlorophylle, composés phénoliques, flavines) est indispensable. L'analyse spectrale, dans le microscope confocal, apporte de précieuses informations et offre une souplesse dans l'ajustement des fenêtres d'observation. En sus, il faut sans doute promouvoir une culture de la spectroscopie.

BP 530

Violet

http://probes.invitrogen.comhttp://www.evidenttech.com/

Anatomy of a quantum dot


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Nous sommes tout au début des applications de nanoparticules en biologie. Wu et al. (2009) viennent d’introduire des particules à « upconverted luminescence » (émission anti-Stokes), excités en infrarouge pour une émission en visible, évitant ainsi toute autofluorescence. Le cours Microscopie Corrélative traite de l’intérêt des contrastants donnant un signal à la fois en fluorescence et en microscopie électronique, comme le Nano-Fluorgold et les nanoparticules.

Avec des transducteurs acousto-optiques (AOTF, AOBS, piézo-Z), on obtient également le balayage amorphe en X,Y,Z avec des gains d'efficacité à tous les niveaux : plus vite, moins de données inutiles, temps d'exposition réduit, etc. Ce balayage amorphe est également employé, avec des périodes de fortes intensités, pour les expériences de FRAP ou de FLIP ou de photo-activation.

La spectroscopie à corrélation de fluorescence (Fluorescence Correlation Spectroscopy, FCS) mesure les temps de diffusion des particules fluorescentes en solution ; on accède ainsi à la stœchiométrie des complexes, à la dynamique des interactions entre biomolécules, et ceci même au sein de la cellule par imagerie (Guérin et Torreilles 1998, Lamb et al. 2005).

La microscopie à optique non-linéaire (« multiphoton »), bien qu’onéreuse, a beaucoup progressée en fiabilité, facilité d’utilisation et souplesse. Son intérêt réside dans la confocalité à l'excitation et à la meilleure pénétration de ce faisceau, un avantage clé avec des tissus épais et diffusants, couplé à des détecteurs non-déscannés (NDD). Les sources pulsées se prêtent particulièrement à la Fluorescence Life-time Imaging Microscopy et offrent une précision en volume pour des expériences de FRAP. Enfin, le SHG et THG (voir cours Multiphoton) donnent des signaux complémentaires de la fluorescence (Feijo et Moreno 2004, Debarre et al 2006).

Avec les sources de lasers économes, les dispositifs optoélectroniques ou acousto-optiques (AOTF, AOBS), ainsi qu'un choix élargi d'objectifs, la microscopie confocale a gagné beaucoup de souplesse et de rapidité. Nous voyons une vague d’applications de fluorophores excités en violet (à la place de la proche UV), et bien sûr les protéines PA-GFP et kaede photoconvertibles (Brown et al. 2010).

La maîtrise de divers gènes-rapporteurs ou protéines-taggées ou Biosenseurs (Rogers et al. 2005) (Tsien 1998, Bolte et al. 2007; voir cours Les protéines fluorescentes) ou encore les fluorophores photo-convertibles (Ando et al. 2002, 2004 ; Arimura et al. 2004 ; Brown et al. 2010 ; Patterson & Lippincott-Schwartz 2002) est également un atout majeur pour l'exploration cellulaire à travers ce cher trou d'épingle.

Enfin, grâce à l’engagement des ingénieurs, des instituts et des réseaux, la mutualisation des équipements facilite l’accès à une configuration optimale pour telle expérience : confocal, spinning, illumination structurée, champs large avec déconvolution, TIRF, super-résolution, etc. Bibliographie Allen GJ, Kwak JM, Chu SP, Llopis J, Tsien RY, Harper JF, Schroeder JI (1999) Cameleon calcium indicator reports cytoplasmic dynamics in Arabidopsis guard cells. Plant J. 19:737-747 Allen, G.J., Chu, S.P., Harrington, C.L., Schumacher, K., Hoffmann, T., Tang, Y.Y., Grill, E., Schroeder, J.I. 2001. A defined range of guard cell calcium oscillation parameters encodes stomatal movements. Nature, 411, 1053-1057 Ando R, Hama H, Yamamoto-Hino M, Mizuno H, Miyawaki A. (2002) An optical marker based on the UV-induced green-to-red photoconversion of a fluorescent protein. PNAS. 99 : 12651-12656. Ando, R., Mizuno, H., Miyawaki, A. 2004. Regulated fast nucleocytoplasmic shuttling observed by reversible protein highlighting. Science, 306, 1370-1373. Andrey S. Klymchenko A S, Duportail G, Mély Y, Demchenko A P (2003) Ultrasensitive two-color fluorescence probes for dipole potential in phospholipid membranes. PNAS, 100: 11219–11224 anonymous (2010). The Molecular Probes Handbook: A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies, 11th ed., Molecular Probes Invitrogen ; et le site www.invitrogen.com/probes Arimura, S., Yamamoto, J., Aida, G.P., Nakazono, M., Tsutsumi, N. (2004). Frequent fusion and fission of plant mitochondria with unequal nucleoid distribution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 7805-7808. Bastiaens P.I., Pepperkok R. (2000) Observing proteins in their natural habitat: the living cell. Trends in Biochemistry. Science. 25, 631-7


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Tableau 6. Fluorescent probes used in modern cell and molecular biology, modifié d'après Kasten dans Mason (1999) Fluorescent and Luminescent Probes for Biological Activity. Academic Press, Londres (2è éd).

Nous remercions Marie-Thérèse Crosnier pour son aide dans la préparation de ce tableau. Wavelength (nm)

Name Excitation Emission Applications Immunocytochemical fluorophores, conjugates and lectins

Tracers for various proteins, receptors, mono- and polysaccharides

Alexa Fluor family 350, 430, 488, 532, 546, 568, 594, 633, 647, 660, 680

Allophycocyanin (AP) 620 660 Allophycocyanin cross-linked (AP-XL) 650 660 AMCA (7-amino-4- methylcoumarin-3-acetic

acid) 350 450

Bodipy (borondipyromethene difluoride dye) 505 512 CT-120 (coumarin 120 thiolactone) 345 410 CT-339 (coumarin 330 thiolactone) 350 420 Coumarin 138 365 460 Cyanine2 492 510 incompatible avec VectaShield Cyanine3.18 488, 552 570 ε 150.000 Cy3 de biopuces Cyanine3.5 581, 588 596, 604 ε 150.000 Cyanine5.18 650 667 ε 250.000 Cy5 de biopuces Cyanine5.5 675 694 ε 250.000 Cyanine7 743 767 ε 250.000 Dansyl chloride 340 578 2.7’ -Dichlorofluorescein 513 532 4’5’ -Dimethylfluorescein 510 535 5-DTAF (5-(4’6-dichloro- triazinyl)

aminofluorescein) 495 530

Eosin-5-isothiocyanate 524 548 Erythrosin-5-isothiocyanate 535 558 FITC(fluorescein-5- isothiocyanate) 490 520 pKa 6.4 Fluorescein anhydride(FA) 490 520 3-HFT(3-hydroxyflavone thiolactone) 350 415 Lucifer Yellow 435 530 N-Methylantranyloyl 350 440 NBD (nitrobenzoxadiazole) 468 520 very low Q in water Phycocyanin (PC) 620 650 Phycoérythrin B (PE-B) 545 576 240 kDa Phycoérythrin R (PE-R) 495 - 545 578 Princeton red anhydrine (PRA) 490 580 Quantum Dots UV-vis variable très forte ε ; nano-crystaux RITC (rhodamine B isothiosanate) 570 595 Sulphorhodamine B sulphonyl chloride 570 590 (lissamine rhodamine B sulphonyl chloride) Sulphorhodamine 101 (sulphonyl chloride,

Texas Red) 350, 576 602

TMRA=TAMRA tetramethylrhodamineanhydride 550 570 TRITC ( tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate) 541 572 XL-Allophycocyanin (XL-AP) 620 660 XRITC (tetra-N-cyclopropylrhodamine

isothiocyanate) 578 604

Site-selective probes (vital)

Acridine orange 490 590 Lysosomes, nuclei; plant roots; fluorescent counterstain for retro-labelled neuronal tracers

Acridine orange-10-dodecyl bromide 493 520 Mitochondria Alizarin complexone 580 645 Sites of calcification (bone growth)AMA (3-amino-6-methocyacridine) UV Y,G Lysosomes, nuclei

(fluorochromasia)


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Bis-ANS 385 500 Inhibitor of microtubule assembly

and RNA polymerase Calcein 495 520 Sites of calcification (bone growth) Calcein blue 375 435 Sites of calcification (bone growth) Cascade Blue hydrazide 376,389 423 Covalent labelling of

microinjected cells Colcemid-NBD 468 520 Tubulin polymerization detectionDACK (dansyl-alanyllysyl chloromethyl ketone 350 450 Inhibitor of acrosin (mammalian

sperm) DAPI (4’,6-diamidino-2- phenylindole) 372 456 Tubulin polymerization detection

without interfering with microtubule assembly, retrograde labelling of neurons

DASPEI (2-(4-dimethyl aminostyryl)-N-ethyl-pyridinium iodide)

429 557 Mitochondria (metabolic state affects fluorescence response)

DASPMI 475 600 Mitochondria (yellow), membranes (green), nucleus (red orange)

DEQTC (1,3’-diethyl-4,2’-quinolythiacyanine iodide)

502 529 Reticulocytes

5,7-DHT (5,7-dihydroxytryptamine UV-B G Injection induces fluorescence in distant populations of amacrine cells of retina

DiIC18 (3) (1,1’-dioctadecyl-3,3,3,3’-tetramethyl-indocarbocyanine perchlorate)

547 571 Long-term cell tracing in vitro

Dihydro-ethidium (see Nucleic acid probes and Cell viability probes)

Dihydro-rhodamine UV (510)

320 (534)

Colourless but oxidises inside cells to rhodamine 123 that vitally stains mitochondria

DiOC1(3) 482 510 Reticulocytes DiOC 6(3) (3,3’ -dihexyloxacarbocyanine iodide) 478 496 Endoplasmic reticulum (also in

fixed cells), mitochondria DiOC7(3) (3,3’ -diheptyloxacarbocyanine iodide) 488 540 Penetration probe into spheroids

or tumour cords, mitochondria of plant cells, distinguish cycling from non-cycling fibroblastes

DiSC1 (3) (3,3’-dimethylthiacarbocyanine iodide) 551 568 Endoplasmic reticulum Dopamine UV-B G Injection induces fluorescence in

distinct populations of amacrine cells of retina

DPPAO (lecithin analogue of acridine orange) UV G Mitochondria (also in fixed cells) Ethidium bromide 545 610 Useful Nissl fluorochrome after

FITC labelling of nervous systemEvans Blue 550 610 Retrograde labelling of neuronal

cytoplasm Fast Blue (trans-1-(5-amidino-2-benzofuranyl)-2-

(6-amidino-2-indolyl) ethylene dihydrochloride 360 410

FITC-dextran 490 520 Fluid phase pinocytosis, loading cells with macromolecules

FluoroBora1 (3-(dansylamido) phenylboronic acid UV-B YG Lyososomes FluoroBora2 (3-(darpsylamidyl)-1-phenylboronic

acid) UV B-W Golgi apparatus

FluoroBora T -acriflavine (3-amino, 6-7’ (7’,8’,8’-tri-cyanoquinodimethane phenylboronic acid)

470 530,590 Lipid- and water-soluble FluoroBora with trace of acriflavine penetrates cells and produces yellow-green chromatin and orange cytoplasm

Fluoro-Gold 323 408 Retrograde labelling of neuronal cytoplasm, fluoresces gold at neutral pH and blue at acid pH


29

Granular blue (2-(4-(4-amidinophenoxy)phenyl) indol-6-carboxamidin- dihydrochloride)

375 410 Retrograde labelling of neuronal cytoplasm

Hexanoic ceramide-NBD (C6-NBD-ceramide) 475 525 Golgi apparatus and lipid transport pathways in cytoplasm

Hoechst 33258 (bisbenzimide trihydrochloride) 365 465 Mycoplasma detection, chromosomal bands and interbands

Hoechst 33342 bisbenzimide 360 530 Retro-labelling neuronal nuclei Hydroethidine (see dihydro-ethidium under

Nucleic acid probes and Cell vitality probes)

Lucifer yellow CH (LY) 430 535 Neurones and functional connections after microinjection into cells or fluid phase pinocytosis

Merocyanine 540 500 572 Mitochondria, binds to leukaemic cells, axons stain

MitoTracker Red 578 599 Potential, then fixable MitoTracker Orange 551 576 Potential, then fixable. Less

photostable MUA (4-methyl-umbelliferone derivatives) 340 430 Lysosomal enzymes, used to

detect lysosomal storage diseases

NAO (10-N-nonyl-acridine orange chloride) 492 522 Mitochondria (also in fixed cells) Nile red (Nile blue A oxazone) 450-500

515-560 553 605 Neutral lipids, cholesterol,

phospholipids in cellular cyto-plasmic droplets and lyso-somes, foam cells lipid-loaded macrophages (ex and emission spectra vary greatly according to hydrophobicity of environment)

NPN (N-phenyl-1-naphthylamine) 340 420 Detects early lymphocyte activation

Nuclear yellow (Hoechst S-769121) 360 460 Retro-labelling neuronal nuclei Phallacidin-Bodipy 505 512 F-actin Phallacidin-NBD 468 520 F-actin Phalloidin-fluorescein 490 520 F-actin Phalloidin-rhodamine 540 580 F-actin Phallotoxin-phenylcoumarin 387 465 F-actin Procion yellow M4RS (MX-4R) 488 530 Neurones and functional

connections after electro-phoretic injection into cells

p-Bis-(2-chloroethhyl)-amino-benzilidene-cinnamonitrile fluorochromes (nitrogen mustard derivatives with stilbene-like structures)

360-400 450-480

520-550 550-590

Cell fluorochromes useful in combination with autofluoresc-ing coenzymes

Pyronin Y 545 580 Mitochondria, arrests cells in G1 phase

Rhodamine 123 510 534 Mitochondria (increased accumulation and retention in mitochondria of carcinoma cells), also fixed cells

Rhodamine B hexyl ester, chloride 555 579 Endoplasmic reticulum Rhodamine-dextran 570 595 Fluid phase pinocytosis, loading

cells with macromolecules Rhodamine 6G 530 590 Mitochondria Texas Red-ovalbumin 596 620 Absorptive pinocytosis Thiazole Orange (TO) 509 533 Reticulocytes & malaria parasites

(haematology & flow cytometry) Thioflavin T, Thioflavin S 370 418 Amyloid plaque core protein

(APCP), reticulocytes (cytometry)True Blue (trans-1,2,-bis (5-amido-2-

benzofuranyl) ethylene-dihydrochloride 373 404 Retrograde labelling of neuronal

cytoplasm Tubulin-DTAF 495 530 Microtubules Tubulin-NBD 468 520 Microtubules


30

Xylenol orange 377 610 Sites of calcification (bone-growth)

Nucleic acid probes

ACMA (9-amino-6-chloro-2-methoxyacridine) 430 474 DNA, chromosome Q-banding, AT-specific DNA

Acridine ethidium heterodimer 492 528

627 634

AT-rich DNA and total DNA according to excitation used

Acridine orange 490 530,640 Distinguish and measure single- and double-stranded nucleic acids by fluoro-chromasia (intercalates into double-stranded nucleic acids to fluoresce; binds to phosphate groups to phosphoresce)

Acriflavine-Feulgen 455 515 DNA Adriamycin 480 555 Intercalates in GC-specific DNA,

chromosome D banding, Y chromosome, antineoplastic anthracycline (mostly nuclear fluorescence)

7-Amino-AMD (7-amino actinomycin D) 555 655 Intercalates in GC-specific DNA Auramine O-Feulgen 460 550 DNA BAO-Feulgen (bisamino-phenyloxadizole) 380 470 DNA Bis-ANS 385 500 Inhibits RNA polymerase Carminomycin 470 550 Antineoplastic anthracycline

(cytoplasmic fluorescence) Chromomycin A3 450 570 GC-selective DNA in presence of

Mg2+ ; antineoplastic antibiotic DAMA (3-dimethylamino-6-methoxyacridine) 467 549,617 RNA and DNA fluorochromasia DAPI (4’,6-diamidino-2-phenylindole HCl) 372 456 AT-specific double-stranded

DNA, chromosome Q banding, distinguish between yeast mitochondrial and nuclear DNA, viral and mycoplasma DNA infection in cells

Daunomycin (daunorubicin HCl) 475 550 DNA, chromosome D banding, Y chromosome, antineoplastic anthracycline (nuclear fluorescence)

Dihydro-ethidium (Hydroethidine, Homoethidium, reduced ethidium bromide)

370,525 420,605 DNA. Hydroethidine is enzymatically oxidised in living cells to form ethidium bromide, which intercalates into chromatin (red); cytoplasm fluoresces blue-white in lipoidal pockets

Dimeric Cyanines YOYO, TOTO, BOBO, POPO, YOPRO, TOPRO etc : homodimers and heterodimers (Molecular Probes) YOPRO3 & TOPRO3 sensibles au chlore (PBS) provoquant photoblanchissement.

DiOC1(3) 482 510 Nucleic acids DIPI (4’,6-bis(2’-imidazolinyl-4H,5H) -2

phenylindole) 355 450 AT-specific DNA, chromosome

Q-banding DRAQ5 (bisalkylaminoanthraquinone) broad ; 646 681 cell permeant nuclear stain Ellipticine 450 525 RNA & DNA (intercalates into

double-strand nucleic acids) Ethidium bromide (homidium bromide) 545 610 RNA & DNA (intercalates into

double-stranded nucleic acids of fixed cells), viability assay

Ethidium monoazide 510 600 RNA and DNA (intercalates into double-stranded nucleic acids), viability assay


31

Hoechst 33258 (bisbenzimide trihydrochloride) 365 465 AT-specific DNA (fixed cells),

chromosome Q-banding, DNA synthesis quenching of fluorescence detects incorporation of 5-BrdU into DNA; viral and mycoplasma DNA infection in cells

Hoechst 33342 (bisbenzimidazole derivative) 355 465 AT-specific DNA (vital and fixed cells), may be effluxed rapidly from certain cells so as to prevent DNA binding

Homoethidium (see Dihydro-ethidium) Hydroxystilbamidine 360 450,600 AT-specific DNA (both peaks

appear) and RNA (only 450 nm emission seen)

Mithramycin (aureolic acid) 395 570 GC-selective DNA in presence of Mg2+, antineoplastic antibiotic

Nogalomycin 480 560 DNA, antineoplastic anthracycline

Olivomycin 430 545 DNA, chromosome R banding, antineoplastic antibiotic

Oxazine 750 (OX750) 690 699 DNA (excitable by helium-neon laser)

Proflavine 455 515 Nucleic acids, AT-specific DNA

Propidium iodide 530 615 RNA and DNA (intercalates into double-stranded nucleic acids of fixed cells), viability assay

Pyronin Y 540 570 RNA (preferentially in presence of methyl green or Hoechst 33342)

Quinacrine dihydrochloride (atabrine) 436 525 AT-specific DNA, chromosome Q-banding, Y chromosome

Quinacrine mustard 385 525 AT-specific DNA, chromosome Q-banding

Rhodamine 700 (LD 700) 659 669 DNA Rhodamine 800 (R 800) 700 715 DNA Rubidazone 480 560 Antineoplastic anthracyline

(cytoplasmic fluorescence) RuDIP (tris-(4,7-diphenyl-phenanthroline)

ruthenium (III)) 453 470

480 630

Metal complex to distinguish handedness of DNA helices

Syto family of nucleic dyes Syto-13 & SytoxGreen 488 509 ± cell permeant Thiazole Orange (TO) 509 533 Nucleic acids (see Site-

selective probes) Thiovaline T 422 487 Nucleic acids (see Site-

selective probes) TMPP (Meso-tetra (4-N-methylpyridyl) porphine) 436 655 DNA 4,5’,8-Trimethylpsoralen (trioxsalen) 338 420 Intercalates into double-

stranded DNA and covalently adds to pyrimidines upon UV illumination

True Blue (trans-1,2 bis (5-amido-2-benzofuranyl)ethylene-dihydrochloride)

373 404 AT-specific DNA


32

Protein probes and functional groups Acridine orange 490 530 Acidic groups of proteins after

hot TCA extraction Ammonium 7-fluoro-2-oxa-1,2-diazole-4-

sulphonate

380 515 Thiol groups

ANS (8-anilino-naphthalene sulfonic acid) 385 485 Proteins (hydrophobic probe)

Anthracene-9-carboxaldehyde carbohydrazone 393 456 Aldehyde probe

Bis-ANS (1,1’-bi (4-anilino) naphthalene-5,5’-disulphonic acid, dipotassium salt)

385 500 Proteins (dimer of ANS, binds at multiple sites)

Brilliant sulphoflavine (BSF) 420 520 Histone proteins at pH 8 after DNA extraction: total proteins at pH 3

CPM (N-(4 -(7-diethylamino-4-methylcoumarin-3-yl) maleimide

385-390 465 Thiol groups

DAB-ITC (4-N,N-dimethylamino-benzene-4’isothiocyanate)

430 Amino acid probe

Dansyl chloride (5-dimethylamino-1-naphthalene-sulphonyl chloride

335 500 Histone proteins & protamines

Eosin 522 551 Histones at pH 10.0 or higher

FITC (fluorescein-5-isothiocyanate) 490 520 Proteins

Fluoral-P- (4 -amino-3-pentene-2-one) 410 510 Aldehyde probe

Fluorescamine 390 460 Proteins at cell surface (primary amine binding creates fluorescent complex)

FDA (fluorescein diacetate) 490 520 Esterases Fluorescein mercuric acetate B Y Thiol groups of proteins

(nuclear non-histone proteins after SH reduction to disulphides)

Formaldehyde-induced monoamine fluorophores 410-415 475,525 Biogenic monamines (dopamine, noradrenaline, 5-hydroxytryptamine)

9- Hydrazine acridine 420 500 Aldehyde probe stilbene disulphonic acid derivative, optical

brightener 350 460 Proteins

Mercurochrome B Y Thiol groups of proteins (nuclear non-histone proteins after SH reduction to disulphides)

Mercury Orange (1(4-chloro-mercury-phenyl-azo-2-naphthol)

450-490 600 glutathion (non-aqueous solvents), thiol groups proteins (nuclear non-histone proteins after SH reduction to disulphides)

MUA (4 -methylumbelliferone acetate 340 430 Esterases OPT (o-phthaldehyde) UV B Polyamines at pH 7-9

(spermidine and spermine) Primuline 365 455 Proteins RITC (rhodamine B-isothiocyanate) 570 595 Proteins Salicoyl hydrazine 320 400 Aldehyde probe SBD-CI (4-chloro-7-sulphobenzofuran, ammonium

salt) 380 510 Thiols groups

SITS (4-acetamino-4 -isothiocyanatostilbenene-2, 2’-disulphonic acid, disodium salt)

Sulphorhodamine 101 350, 576 602 Proteins XRTIC (tetra-N-cyclopropyl-rhodamine ITC 578 604 Proteins


33

Cell viability probes Acridine Orange 490 530,640 Vital fluorochrome

(monomeric dye form is green in living cells, aggregated dye form is red in dead cells). Weak base.

Calcein AM (acetoxymethyl ester) 495 520 Vital fluorochrome Calcofluor White M2R (CFW)

= Fluorescent Optical Brightner 28 350 400-440 Stains non-viable animal cells,

cellulose of live plant cells CFDA : 5(6)-carboxyfluorescein diacetate 495 520 Cell vitality probe based on

production of intracellular carboxyfluorescein by esterases, detects permeable channels between cells. pKa 6.4

Chrysophosphine 2G (euchrysine 2GNS) 435 515 Vital fluorochrome (similar to acridine orange)

Dihydro-ethidium (Hydroethidine, Homoethidium, reduced ethidium bromide)

370,525 420,605 DNA. Hydroethidine is enzymatically oxidised in living cells to form ethidium bromide, which intercalates into nuclear chromatin (red), cytoplasm fluoresces blue-white in lipoidal pockets

Dihydro-rhodamine 123 320 --- Colourless but oxidises inside cells to rhodamine123 that vitally stains mitochondria

Ethidium monoazide 460 600 Fluorochromes dead cells, usable after cell fixation

FDA (fluorescein diacetate) 490 520 Cell vitality probe based on production of intracellular fluorescein by esterases, may be used in combination with propidium iodide

Fluorescein 490 520 Detection of fluorescence depolarisation protein-bound dye) in living cells using fluorescence anisotropy measurements. pKa 6.3

Fluorescein digalactoside 490 520 Monitoring galactosidase gene activity by formation of intracellular fluorescein

FluoroBora T 470 590 Vital fluorochrome (see other FluoroBora derivatives under Site-selective probes and Membrane probes and receptors)

Hydroethidine (see Dihydro-ethidium) Propidium iodide 470 615 Stains dead cells with

membrane damage (used with green fluorescing vital dyes like fluorescein)

Pyronin Y 540 570 Vital fluorochrome (mitochondria)

Rhodamine 123 510 534 Vital fluorochrome (mitochondria), accumulates in carcinoma cells, sperm, distinguish cycling from non-cycling cells

SITS (4 -acetamido-4 -isothiocyanatostilbene-2,2’-disulphonic acid, disodium salt)

350 420 Vital fluorochrome


34

Vita blue dibutyrate-14 (VBDB-14) 524 570 Vital based on production of

fluorescent derivative of fluorescein by esterases

Membranes probes and receptors (vital)

Acridine Orange 490 530,640 Multilamellar liposomes Acridine Orange-10-dodecyl bromide 500 534,568 Surfactant micelles

(monomer-dimer spectral change)

9-amino-acridyl propranol B Y β-adrenergic receptors ANS (8-anilino-1-naphthalene sulphonic acid) 385 485 Localises at interfaces of

hydrophilic and hydrophobic membrane regions

Anthroyl ouabain 362,381 485 Cardiac glycoside receptors α-Bungerotoxin-tetramethylrhodamine 518,551 575 Cholinergic receptors Dansyl lysine 340 515 Membranes with low chole-

sterol content, leukaemic cellsDansyl phorbol acetate 341 496 Tumour promoter analogue

binds to receptors Dexamethasone rhodamine 542 566 Glucocorticoid receptors DiIC18(3) (1,1’-dioctadecyl-3,3,3’,3’-

tetramethylindocarbocyanine perchlorate) 549 568 Cationic lipophilic probe used

to study fusion and lateral diffusion in membranes, retained for long periods within neurones

DPH (diphenyl-hexatriene) 351 430 Hydrophobic probe, fluorescence polarisation probe of membrane fluidity

FM1-43 (styrene derivative) 502 yellow dependent upon environment; anchors in membrane

FM4-64 (styrene derivative) 560 red dependent upon environment; anchors in membrane

Fluorescamine 390 460 Cell surface proteins (non- fluorescent until bound to NH2-groups

FluoroBora P(3-(pyrenesulphamido-phenyl-boronic acid)

UV W-Y,V Hydrophilic areas (white-yellow), hydrophobic areas (violet)

stilbene disulphonic acid derivative, optical brightener

350 460 Intracellular membranes of granulocytes; proteins

Naloxone fluorescein 490 520 Opioid receptors NPN (N-phenyl-1-naphthylamine) 340 420 Hydrophobic probe (non-

fluorescent until bound to cell membranes or lipids)

1-Pyrene butyryl choline bromide 342 378-420 Synaptic localisation Rhodamine B octadecyl ester 560 590 Hydrophobic probe,

membrane fusion assay TMA-DPH 351 430 Outer plasma membrane,

fluidity Cell membrane potentials and pH (vital)

ADB 1,4 diacetoxy-2,3-dicyano-benzene 351 450-476 Intracellular pH (emission peak shifts in alkaline state) pKa ≈8

BCECF (2’7’biscarboxyethyl-5,6-carboxyfluorescein 500 530, 620 Intracellular pH pKa 6.98 BCECF-AM (2’,7’bis- carboxy-ethyl-5,6-

carboxyfluorescein tetraacetoxymethyl ester 500 530, 620 Intracellular pH (permeant and

enzymatically hydrolised by esterases to BCECF

Bis-oxonol : DiSBaC2(3) 540 580 Membrane potentials Carboxy SNAFL-2 (semi-naphthofluorescein) 485,514 546 (acid) Monoexcitation-dual-emission


35

(acid) 547 (base)

630 (base) pH indicator pKa ≈7.8

Carboxy SNARF-1 (semi-naphthorhodofluor) and analogs

518,548 (acid)

574 (base)

587 (acid) 630 (base)

Monoexcitation-dual-emission pH indicator pKa ≈7.5

1,4-Diacetoxyphthalonitrile 350 420-440 500-580

Intracellular pH

DIDS (4,4’-diisothiocyano-2,2’-stilbenedisulphonic acid)

340 430 Anion transport inhibitor

DiOC7 (3) (3,3’-diheptyloxacarbo-cyanine iodide) 482 511 Membrane potentials DiOC2 (3) 482 500 Membrane potentials DiOC2 (5) 579 603 Membrane potentials 9-(N-Dodecyl)aminoacridine 430 475 pH gradients across

membranes Merocyanine 540 500 572 Membrane potentials,

differentiation marker in cancer research

Oxonol V 609 645 Membrane potentials Rhodamine 123 510 534 Mitochondrial and plasma

membrane potentials Vita blue dibutyrate-14 (VBDB-14) 609 (base)

524 (acid) 665 (base) 570 (acid)

Intracellular pH (dual fluorescence)

WW 781 603 635-645 Membrane potentials

Ionic probes (vital)

Aequorin __ 469 Luminescent protein that emits light in presence of Ca2+

+ATP 9-Anthronyl choline iodide 320 420 Ca2+ binding to calmodulin Calcein (active part is DCFA, 3,6-dihydroxy-24-bis-

(N,N’-di (carbomethyl)-aminomethyl) fluoran (Fluorexone)

305,490 520 Ca2+ and Mg2+

CalciumGreen-2 506 536 Ca2+ Kd 550 nM "Cameleons" divers FRET-GFP based probes ;

Yellow Cameleon2 70 nM & 11 µM

CTC (7-chlortetracycline, Aureomycin) 345 400

430 520

Free Ca2+ near membranes

FIP18 346 Free 475, Bound 408

Near membrane Ca2+ Kd 450 nM

Fluo-3 (±AM) 506 526 Ca2+ Kd 390 nM Fluo-3FF (±AM) 500, 515 526 high Ca2+ Kd 41 µM Fluo-4 (±AM) 494 526 Ca2+ Kd 350 nM Fluo-4FF (±AM) 494 520 Ca2+ Kd 9700 nM Fura-2 (±AM) 335,362 505 Ca2+ (bound Ca2+ excites

maximally at 335 nm while free dye excites at 362 nm ratio imaging) Kd 140 nM

Fura-2FF (±AM) 340 505 high Ca2+ Kd 35 µM Furaptra (Mag-Fur-2) 376 low

344 high ion 506 492

Mg2+ ratio imaging

Indo-1 331 410 Ca2+ Kd 230 nM Indo-1FF 350 435 Ca2+ Kd 33 µM Mag-indo-1 354

(low ion) 349

(high ion)

475

419

Mg2+ (flow cytometry)


36

PBF1 346

(low ion) 334

(high ion)

551

525

K+

Quin-2 339 492 Ca2+ Kd 60 nM Rhod-2 553 576 Ca2+ SBF1 340/380 505 Na+ microinjected into cells or

by use of AM ester SPQ 344 450 Cl- TnCDABZ(troponin C dansylaziridine) 340 514 Ca2+binding to Ca2+-specific

regulatory sites of troponin C TSQ 335 376 Zn2+ in presynaptic boutons

*The spectral data shown represent published excitation and emission peaks. However, slight spectral shifts can be expected according to the solvent used, pH of the system, and whether or not the probe is bound to its substrate. In a few cases, colours are given (B = blue, G = green, UV = ultraviolet, W = white, Y = yellow). Trademarks are assigned for Bodipy (Molecular Probes), Cascade Blue (Molecular Probes), Cellufluor (Polysciences), FluoroBora (Childrens Hospital), Fluoro-Gold (Fluorochrome, Inc.), Hydroethidine (Prescott Labs.), Lissamine (Imperial Chemical Industries), and SNAFL, SNARF, and Texas Red (Molecular Probes). See also Molecular Probes at the Invitrogen/Life Sciences site www.invitrogen.com/probes

Mieux comprendre les fluorochromes pour la …...La Microscopie confocale Formation Permanente,...

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