Le Cycle Epidemiologique

LE CYCLE EPIDEMIOLOGIQUE

Les facteurs généraux

. Les facteurs biogéographiques:

- climat: température, pluviométrie

- géologie: pH, humidité, composition du sol

. Les facteurs anthropologiques:

- professionnels

- sociaux: promiscuité, vie en collectivité

- habitudes culinaires

- pratiques religieuses

Les facteurs individuels

Les facteurs intrinsèques:

age, état physiologique, sexe, pratiques sexuelles, génotype, états pathologiques

. Les facteurs extrinsèques:

- thérapeutiques

- mécaniques

Les voies d’entrée

- Voie buccale +++

- Voie transcutanée

- Voie pulmonaire

- Voie sexuelle

- Voie sanguine

- Voie trans-placentaire

Les voies de sortie

- Excréta

- Sécréta

- Voie cutanée

- Par intervention de vecteur

LES METHODES DE DIAGNOSTIC EN PARASITOLOGIE

I. LES METHODES DIRECTES I.1. Les prélèvements (1)

fonction des voies de sortie du parasite

I.1.1. Les prélèvements des phanères :grattage, arrachage, écouvillonnage

I.1.2. Les prélèvements des excréta :

I.1. Les prélèvements (2)

I.1.3. Les prélèvements des secréta :aspiration ou écouvillonnage muqueuses bronchique, génitale et buccale, tubage gastrique

I.1.4. Les prélèvements sanguins :piqûre au bout du doigt, ponction veineuse pour les hémocultures ou pour faire un enrichissement

I.1.5. Les liquides de ponction et les biopsies : rigoureusement aseptiques tels que la ponction de moelle osseuse ou la ponction lombaire ou la biopsie rectale

I.1.6. Le test de Graham ou scotch-test à la cellophane adhésive :au niveau de la marge anale avant toute toilette anale ou défécation ou au niveau de la peau

I.2. Les examens directs (1)

I.2.1. Macroscopiques :

I.2.1.1. Au niveau des cheveux :

recherche d’œufs de poux (lentes)

I.2.1.2. Dans les selles :

recherche d’anneaux de Taenia, oxyure femelle…

I.2. Les examens directs (2)I.2.2. Microscopiques :

I.2.2.1. La peau et les phanères :dans une goutte d’éclaircissant (la potasse) qui lyse la kératine

I.2.2.2. Les selles : petite quantité avec de l’eau physiologique entre lame et lamelle

I.2.2.3. Le LCR :examen direct à l’encre de chine

I.2.2.4. Les autres prélèvements :examen soit directement entre lame et lamelle, ou plus souvent après technique de concentration

I.3. Les techniques de concentration (1)

Elles permettent de concentrer dans un petit volume le maximum d’éléments parasitaires.

I.3.1. Les méthodes de concentration des selles :

I.3.2. La coproculture :culture de selles à la recherche de larves d’Anguillule ou d’Ankylostome.


I.3.3. Les colorations spécifiques :

MGG, coloration au Trichrome de Weber, coloration de Ziehl Neelsen modifiée, coloration de Grocott, coloration au Bleu de Toluidine-O, coloration au MGG


I.3.4. La goutte épaisse pour la recherche du Plasmodium : goutte de sang placée au centre de la lame porte objet; à l’aide de l’angle d’une lamelle mouvements circulaires et centrifuges augmentant progressivement de diamètre jusqu’à apparition de petits caillots de fibrine. La lecture se fait au microscope optique à l’immersion (X100), après coloration au Giemsa

I.3.5. L’enrichissement du prélèvement sanguin :centrifugation ou leucoconcentration puis coloration au MGG

I.4. Les cultures :

complément indispensable à l’examen direct permettant de rattraper les faux négatifs et l’identification de l’espèce; sur des milieux spéciaux à des températures d’incubation bien précises.

I.4.1. Culture des champignons : ensemencement systématiquement sur deux milieux : S-C et S-C-A; en général à 37°C pour les prélèvements profonds et à 25°C pour les prélèvements superficiels.

I.4.2. Culture des protozoaires :

I.4.2.1. Culture des leishmanies : sur milieu NNN (Novy-Nicolle-McNeal) à 25°C; parfois plusieurs repiquagesI.4.2.2. Culture cellulaire : sur fibroblastes; réponse rapide en quelques joursI.4.2.3. Inoculation aux animaux : souris blanche; réponse plus tardive après quelques semaines

II. LES METHODES INDIRECTES :

basées sur l’exploration de la réponse immunitaire (humorale et cellulaire), utilisent des techniques immunologiques qui suppléent ou complètent le diagnostic direct.

A –utilisées lorsque la mee du parasite est impossible ou difficilement réalisable:-phase de migration dans l’organisme : soit qu’il n’a pas encore atteint sa phase mature, soit qu’il ne peut jamais l’atteindre -quantité infradécelable -anatomiquement inaccessible

B - suivre l’évolutivité d’une parasitose par l’étude de la nature et la cinétique des anticorps ou la guérison par la décroissance des anticorps

C - intéressantes dans enquêtes épidémiologiques: déterminer prévalence de la maladie et contrôler efficacité des mesures prophylactiques

II.1. Les antigènes parasitaires :

conditionnent la réalisation pratique des techniques sérologiques et la valeur des résultats

II.1.1. Les antigènes somatiques ou figurés ou membranaires: préparés à partir du parasite à l’un de ses stades évolutifs; constitués par des parasites entiers pour les protozoaires ou encore par des fragments parasitaires pour les vers

II.1.2. Les antigènes métaboliques ou cytoplasmiques ou solubles : excrétés-sécrétés, libérés par le parasite.

l’antigène utilisé peut être homologue, extrait du parasite en cause, ou hétérologue, provenant de parasites appartenant à d’autres espèces, si l’antigène homologue est d’obtention difficile.

II.1.3. La spécificité des antigènes parasitaires :Toutes les fractions antigéniques constitutives d’un parasite n’ont pas la même valeur spécifique; il existe des communautés antigéniques entre les parasites de même genre), entre les parasites du même groupe, entre les parasites et les micro-organismes non parasitaires ou entre le parasite et son hôte.

II.2. Les anticorps antiparasites:

Les anticorps ne sont pratiquement présents que dans les parasitoses profondes, tissulaires, les seules où le contact hôte-parasite est suffisamment intense pour induire une réponse immunologique aisément décelable. Sur le plan qualitatif, ces anticorps appartiennent aux diverses classes d’immunoglobulines. IgM, IgA et IgE premiers synthétisés après la contamination: IgM apparaissent précocement après l’infestation, et persistent peu de temps après jusqu’à au maximum 1 an: recherche d’IgM spécifiques en début d’évolution de la maladie. IgA d’évolution parallèle à celle des IgM mais détectables au maximum pendant 6 mois; pas d'anticorps naturels aspécifiques mais indétectables dans 6% de la populationIgE d’ évolution parallèle aux IgA, cinétique très rapide pendant la phase évolutive de la maladieIgG plus souvent mis en évidence, car plus abondants; après un certain délai (latence) par rapport à l’infestation, augmentation rapide et diminution progressivement après une phase stable en plateau, puis taux faible résiduel lors de la persistance du parasite (détection de l'état d'"immunité")

II.3. Exploration de l’immunité humorale (1)vise à mettre en évidence les anticorps circulants dans le sérum ou certains liquides organiques (humeur aqueuse, liquide céphalo-rachidien…). En fonction du type d’antigène utilisé:

II.3.1. Les méthodes à antigènes figurés : utilisent des suspensions de protozoaires ou des coupes de métazoaires

II.3.1.1. Immunofluorescence indirecte (IFI): consiste à faire réagir les sérums étudiés portés à différentes dilutions sur des antigènes figurés déposés sur lames. Les anticorps spécifiques sont révélés par des antiglobulines conjuguées à une substance fluorescente: technique quantitative applicable à toutes les maladies parasitaires. mais lente et de lecture subjective.

II.3.1.2. Agglutination directe :consiste à mettre en présence des suspensions de parasites et différentes dilutions des sérums à étudier. Une réaction positive se présente sous forme d’un voile. En absence d’anticorps les parasites sédimentent en bouton: méthode simple, d’exécution facile mais peu sensible.

II.3.1.3. Agglutination Passive (AP): utilise des antigènes solubles fixés sur des hématies ou du latex (il faut un traitement préalable du sérum par le 2-MercaptoEthanol ou 2-ME pour apprécier la présence d'IgM). Elle permet une détection tardive des IgG en raison de l'utilisation d'antigènes solubles.

II.3. Exploration de l’immunité humorale (2)II.3.2. Les méthodes à antigènes solubles :

II.3.2.1. Réactions Immuno Enzymatiques (EIA : Enzyme Immunosorbent Assay): utilisent des antigènes membranaires et cytoplasmiques fixés sur un support. Les anticorps s'y fixent, puis fixent à leur tour une antiglobuline humaine marquée par une enzyme. Ceci confère à la méthode une sensibilité extrêmement élevée: technique automatisable se prêtant particulièrement bien aux grandes séries. La spécificité de la réaction est liée à la pureté de l’antigène.

Lorsque la détection se fait par une coloration, il s'agit de l'ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay).

Concernant les techniques précitées (IFI, AP, EIA):- elles sont rendues quantitatives par la méthode des dilutions,- les résultats en sont exprimées en UI par comparaison avec un sérum positif étalon (uniquement

pour les IgG),- elles sont généralement valables pour la détection des IgG (appréciation d'un état d'immunité)

Mais entraînent des risques d'erreur pour l'appréciation des IgM (faux négatifs souvent en raison d'un problème de compétition entre IgM et IgG trop abondantes qui saturent les sites de fixation des IgM, ou faux positifs dûs à la présence du facteur rhumatoïde ou d'IgM naturelles préexistant chez le sujet).

II.3. Exploration de l’immunité humorale (2)

II.3.2.2. Techniques d’immunoprécipitation : L’immunoélectrophorèse, l’électrosynérèse, l’ELIEDA (Enzyme Linked ElectroDiffusion Assay), l’ELIFA (Enzyme Linked Immuno Filtration Assay) offrent l’avantage d’être très spécifiques, mais présentent l’inconvénient d’être peu sensibles et de consommer beaucoup d’antigènes.


II.3.3. Exploration de l’immunité cellulaire :

L’Intradermo-réaction ou les tests d’hypersensibilité retardée sont des tests faits in vivo. Ils sont appliqués à de nombreuses parasitoses. Ce sont des tests rapides et d’exécution simple. L’inconvénient majeur est qu’ils demeurent très longtemps, ou même indéfiniment, positifs, ce qui exclut la possibilité d’un diagnostic de parasitose évolutive.


II.3.2.3. Western-blot :Il s’agit d’une électrophorèse de protéines parasitaires révélée par une technique immuno-enzymatique. Il permet de détecter des fractions protéiniques parasitaires spécifiques et de comparer plusieurs sérums (mère et enfant ou plusieurs prélèvements successifs d'une même personne)

II.4. La recherche des antigènes circulants Différentes techniques sérologiques permettent de mettre en évidence les antigènes circulants dans le sérum ou certains liquides biologiques (humeur aqueuse, liquide céphalo-rachidien….). La recherche de ces antigènes circulants trouve tout son intérêt chez l’immunodéprimé, où les réactions sérologiques sont parfois difficilement interprétables ou faussement négatives.

II.4.1. Immunofluorescence directe :Elle recherche les antigènes parasitaires figurés. Un frottis de sang, de selles ou d’organe (ou une coupe de tissus) dans lequel on recherche le parasite est recouvert dans un premier temps, d’un anticorps monoclonal spécifique de l’antigène parasitaire recherché et dans un deuxième temps, d’un conjugué fluorescent spécifique de l’Ig du monoclonal.

II.4.2. ELISA « capture » :Elle recherche les antigènes parasitaires solubles. Le support solide est sensibilisé par un anti-sérum poly- ou monoclonal dirigé contre l’antigène recherché. Les antigènes s'y fixent, puis fixent à leur tour un anticorps marqué par une enzyme. La détection se fait par une coloration.

II.5. Amplification de séquence

La PCR ou Polymerase chain reaction permet la synthèse in vitro de multiples copies d’une courte séquence choisie d’acides nucléiques appartenant au génome connu du parasite recherché. Le produit d’amplification est analysé par électrophorèse et la séquence amplifiée apparaît sous forme d’une bande. Cette détection de l'ADN parasitaire est très sensible, elle détecte le parasite mort ou vivant dans le prélèvement.

LA PROPHYLAXIE

La prophylaxie individuelle

• Hygiène alimentaire

• Hygiène corporelle

• Hygiène vestimentaire

• Hygiène d’habitation

• Chimioprophylaxie

• Vaccination !!!

La prophylaxie collective

• Dépistage et traitement de masse

• Lutte antivectorielle

• Lutte contre les réservoirs animaux domestiques ou sauvages

• Plans d’aménagement

• Éducation sanitaire

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