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Importance des stéroïdes sexuels, synthétisés par les gonades, sur les fonctions de reproduction et la physiologie générale de la souris

Par des techniques chirurgicales, on peut soustraire les gonades à une souris sans provoquer la mort de l’animal, et alors observer les effets de la carence en hormones sexuelles sur la physiologie générale et reproductive de l’animal. Les rôles des sécrétions endocrines de ces glandes, dans le maintient des structures et fonctions de l’appareil génital ainsi que sur le métabolisme général de la souris sont alors démontrés. On comprend alors l’importance physiologique des hormones stéroïdes sexuelles.

Aurélien Chateigner ; Simonnet JeanEnseignant : Olivier Richard

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1 Introduction Les gonades, aussi bien chez la femelle que chez le mâle, sont responsables de la production des gamètes. Celles-ci ont aussi le rôle de glandes endocrines, en sécrétant les hormones dites sexuelles.

La castration et l’ovariectomie vont soustraire les gonades au système génital ainsi qu’à l’ensemble de l’organisme, et donc également leurs sécrétions hormonales. Au bout d’une quinzaine de jour, on pourra alors observer l’effet de ces ablations et ainsi en déduire l’importance des sécrétions endocrines des gonades, en comparant le poids ainsi que le tractus génital des souris ayant subit l’ablation des gonades avec celui de différents témoins.

On expliquera alors le rôle des gonades sur l’ensemble de l’appareil reproducteur et on donnera alors des explications quant aux mécanismes, dépendant des sécrétions hormonales, rentrant en jeu dans le fonctionnement de l’appareil génital. On expliquera également le rôle joué par ces glandes endocrines au niveau de l’organisme.

2 Matériel et méthodePour les males et les femelles, on compare des souris n’ayant subit aucune opération, appelées « témoins », des souris « opérées » (souris ayant subit une ablation des gonades), et des souris « sham » (opérées à blanc). Les témoins permettent bien sûr de se rendre compte de l’effet de l’ablation des gonades, en comparant les résultats aux opérés. Les opérées à blanc, eux, permettent de comparer l’effet d’un simple geste invasif sans retrait de gonades (on reproduit le stress de l’opération) avec les autres cas et voir notamment s’il y a une variation significative des résultats par rapport aux témoins.

2.1 AnesthésiePour réaliser ces opérations, l’anesthésie des animaux est nécessaire. Le but de l’anesthésie est d’abaisser la conscience de l’animal, d’arrêter la douleur (effet antalgique) et d’entrainer une myorelaxation. En effet, ceci est essentiel pour un bon déroulement de l’opération (l’animal ne bouge pas et ne souffre pas). De plus, la myorelaxation apporte du confort à l’expérimentateur. On utilise un anesthésique gazeux, administré grâce à un compresseur et une série de tuyaux : l’isoflurane. C’est un gaz halogéné, qui permet une induction anesthésique rapide : on place la souris dans une chambre d’anesthésie où le gaz est apporté. Une fois la narcose induite, on transfère l’animal sur une plaque d’opération comportant une arrivée de gaz s’apparentant à un masque, adapté à la souris. L’anesthésie est donc maintenue grâce à ce système, durant toute l’opération (le système employé permet une récupération du gaz, de ce fait l’expérimentateur n’est pas exposé).

L’anesthésique utilisé permet un réveil rapide de l’animal. Au bout d’environ 30 minutes, il est possible de juger si l’animal est rétabli ou non. S’il souffre, l’euthanasie est inévitable.

Le dosage d’isoflurane employé permet de préserver les centres nerveux végétatifs, nécessaires à la survie de l’animal, notamment une préservation des centres de la respiration.

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2.2 Pré-opérationAvant l’opération, il faut simplement peser l’animal, pour être capable d’observer la variation de poids 15 jours après l’opération. La pesée se fait simplement, en déposant la souris dans une boite posée sur une balance tarée (balance adaptée à ce type de mesure, car l’animal bougeant sans cesse, une balance « normale » ne pourrait pas se stabiliser à une valeur précise). L’animal passant alors son temps à renifler la boite, sa pesée se fait facilement.

2.3 ChirurgieLes expériences pratiquées sont des expériences avec réveil, et donc les manipulations ne se font pas dans les mêmes conditions qu’en cas d’euthanasie en fin d’opération. Il faut ici respecter des consignes d’hygiène plus strictes, bien désinfecter les zones à risque, et utiliser une poudre antiseptique avant de refermer. Toutes ces consignes sont à suivre dans le but du réveil de l’animal, et d’éviter toute complication. De même, par exemple, il vaut mieux couper la peau de façon nette, de sorte qu’il est plus facile de suturer en fin d’opération.

2.3.1 Ablation des gonades mâles : CastrationL’ablation des gonades mâles commence par l’ouverture du scrotum puis de l’albuginé. Ces deux poches renferment les testicules. Il est possible que les testicules soient encore hauts dans la cavité abdominale, et donc peu accessibles dans cette position. Il faut alors presser l’abdomen de l’animal, de haut en bas, de façon à les faire simplement sortir.

Une fois les testicules sortis, il faut poser une ligature, juste au dessus de l’épididyme, de façon à bloquer le canal déférent, les innervations et les vascularisations des testicules. C’est une étape cruciale pour éviter toute hémorragie, et donc toute complication future. On procède alors à l’ablation des testicules, en vérifiant bien l’absence totale de saignement.

Il faut ensuite utiliser la poudre antiseptique, et recoudre le scrotum. Lors de la suture, on fait attention à ne pas coudre l’anus, ce qui entrainerait une mort en moins de 2 jours.

2.3.2 Ablation des gonades femelles : ovariectomieContrairement à l’opération du mâle, dans laquelle le sujet est disposé sur le dos, l’ovariectomie se fait avec la souris posée sur le ventre. En effet, il faut faire une ouverture dorsale de la peau, puis en faisant glisser latéralement la peau sur les muscles, procéder à l’ouverture de la paroi musculaire latéralement, d’un côté ; la procédure est la même de l’autre côté, et à faire une fois que la première est finie.

Une fois que l’ouverture musculaire est suffisante, il est possible de dégager les ovaires, que l’on trouve au milieu d’une zone graisseuse. La ligature se fait alors entre l’ovaire et la corne, dans la zone de l’oviducte. Encore une fois, la ligature est là pour bloquer canaux, innervations et vascularisation. On peut ensuite dégager l’ovaire, en vérifiant l’absence d’hémorragie.

Ensuite arrive la phase de suture des muscles, saupoudrés de poudre antiseptique. La procédure est la même de l’autre côté, pour l’autre ovaire. Une fois la deuxième extraite et la suture musculaire faite, il faut suturer la peau, en utilisant encore et toujours de la poudre antiseptique.

2.3.2.1 Opération à blanc : ShamLes animaux dits « Shams » sont, comme dit précédemment, simplement ouverts, sans retrait des gonades. Il est cependant inutile de faire quoi que ce soit d’autre, sauf, dans un souci de concordance

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dans la comparaison, on peut simuler des tissus (par exemple on tire un peu sur la masse graisseuse entourant les ovaires chez la femelle). On referme, comme précédemment après application de la poudre antiseptique. On fait ceci dans le but de reproduire un maximum des gestes effectués lors de l’opération, mais cette fois sans l’ablation des gonades : on reproduit un « stress » opératoire relativement proche de celui causé par la castration ou l’ovariectomie.

2.3.2.2 Animaux témoinsLes animaux témoins ne sont pas opérés. On s’en sert pour comparer avec les opérés à blanc et les animaux opérés. On peut déterminer la conséquence de ces deux types d’opération sur l’animal.

3 2 semaines plus tard2 semaines après l’opération, tous les sujets se sont bien remis, et ils passent alors sur la balance, pour les peser. On procède ensuite à leur euthanasie, par élongation de la colonne vertébrale. On utilise cette technique car elle induit une mort très rapide. Le tractus génital de chaque animal est alors prélevé, et des mesures sont faites. Chez le mâle, les vésicules séminales, la prostate et les glandes coagulantes sont pesées. Chez la femelle, les cornes utérines sont pesées et leur longueur est mesurée.

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4 Résultats

Résultats Bruts pour les mâles

Poids à j0 (g)

Poids à j15 (g)

Poids des vésicules

séminales (mg)

Poids des glandes coagulantes (mg)

Poids de la prostate

(mg)

Opérés à Blanc

1 22,9 23,4 75,2 26,2 12,82 25,5 24,7 164 30 7

moyenne 24,20 24,05 119,6 28,1 9,9écart type

1,84 0,92 62,8 2,7 4,1

Témoins

1 24,6 26,7 169 44 152 20,5 20,6 84,5 9,93 23,6 22,7 77 170 12

moyenne 22,90 23,33 110,2 107 12,3écart type

2,14 3,10 51,1 89,1 2,6

Castrés

1 46,5 43,8 102,6 0 432 29,9 25,83 32,2 28,6 121,7 0 18,74 26,6 27,2 35 0 45 28,4 25,8 36 0 26 28,0 20,5 93,3 0 50,9

moyenne 31,93 28,62 77,7 0 23,7écart type

7,39 7,93 39,9 0 22,3

Résultats bruts pour les femelles

Poids de l'individu

à j0 (g)

Poids de l'individu à j15 (g)

Longueur de la corne

utérine droite (cm)

Longueur de la corne utérine

gauche (cm)

Masse des cornes

utérines (mg)

Opérées à blanc

1 19,9 21,3 1,1 1,1 1262 21,4 16,4 1,4 1,2 120,53 21,9 22,4 1,2 1,2 227

moyenne 21,07 20,03 1,23 1,17 157,8écart type 1,04 3,19 0,15 0,06 60

Témoin

1 18,6 19,9 0,7 0,8 90,62 21,5 22,6 1 1,1 1053 20,2 20,9 1 1 90,1

moyenne 20,10 21,13 0,90 0,97 95,2écart type 1,45 1,37 0,17 0,15 8,5

Ovariectomisée 1 25,7 25,1 1,6 1,8 232 19,1 21,0 1,2 1,4 213 17,6 20,4 1 1,2 23,34 20,9 21,8 1 1,7 18

6

5 18,2 19,4 1,6 1,6 1076 19,1 19,8 1,8 1,5 18,57 34,0 34,4 1,8 1,5 115


Dans un premier temps, on observe les séries et on repère facilement les valeurs qui semblent significativement différentes des autres pour une même série. On utilise les écarts types (on pourrait également utiliser l’erreur standard à la moyenne, ce qui reviendrait quasiment au même) et on va alors faire en sorte que celui-ci soit le plus petit possible devant la moyenne. En effet si l’écart type est du même ordre de grandeur que la moyenne, ou dépasse 50% de la moyenne, on peut supposer qu’une des valeurs est fausse (erreur de manipulation). Lorsque l’on ne dispose que de 2 valeurs pour une série, qui sont sensiblement différentes, on se doit de garder les deux, mais de les manipuler avec précautions. On décide d’éliminer seulement la valeur « fausse » et de conserver les autres pour une même souris. Les écarts types et les valeurs exclus sont surlignés respectivement en Jaune et en vert dans les tableaux de résultats bruts.

4.1 Mâles :On constate qu’un mâle castré est beaucoup plus gros que les autres (le 1 : 46 g au début de l’expérience), ce qui donne globalement des valeurs plus élevées que pour les souris plus petites utilisées majoritairement. Les valeurs pour ce mâle sont donc toutes exclues.

Tous les mâles castrés perdent du poids sauf le 4. On décide donc d’exclure les résultats relatifs à la masse de cet individu, pour une correspondance entre les résultats.

Pour le poids des vésicules séminales des opérés à blanc et le poids des glandes coagulantes des témoins, on a seulement deux valeurs qui sont très différentes. Ceci donne un écart type important mais les valeurs doivent être conservées pour le moment.

Pour le poids des vésicules séminales des témoins, on exclue la valeur du 1. Celle ci est beaucoup plus haute que les deux autres valeurs qui sont très proches.

L’hétérogénéité des résultats concernant le poids des vésicules séminales et la prostate des castrés, les rends difficiles à traiter. Cependant on constate une logique dans les résultats : Pour 3, 4 et 5 il semble y avoir une correspondance entre les vésicules séminales et la prostate (pour une vésicule séminale plus grosse, la prostate le sera également), alors qu’il n’y en a pas pour 6. On décide de supprimer alors les résultats du poids de la vésicule séminale, des glandes coagulantes et de la prostate pour 6 (il y a très peu d’erreur possible pour la mesure du poids, on la conserve donc). Les résultats pour le 3 étant cependant d’un ordre de grandeur supérieur à ceux, quasiment identiques, des souris 4 et 5, on décide également de les écarter.

4.2 Femelles :Pour les masses des cornes utérines des opérées à blanc, on constate deux valeurs proches pour 1 et 2 et une qui est beaucoup plus grande pour 3. On décide d’exclure cette dernière valeur.

Pour le poids des cornes utérines des ovariectomisées, on observe deux valeurs beaucoup plus grandes que les autres (5 et 7). On décide de les exclure.

On obtient donc les tableaux des valeurs traités de cette façon.

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Résultats traités pour les mâles

Poids à j0 (g)Poids à j15

(g)

Poids des vésicules séminales

(mg)

Poids des glandes

coagulantes (mg)


(mg)

Opérés à Blanc

1 22,9 23,4 75,2 26,2 12,82 25,5 24,7 164 30 7


Témoins

1 24,6 26,7 44 152 20,5 20,6 84,5 9,93 23,6 22,7 77 170 12

moyenne 22,90 23,33 80,8 107 12,3écart type 2,14 3,10 5,3 89,1 2,6

Castrés

12 29,9 25,83 32,2 28,64 35 0 45 28,4 25,8 36 0 26 28,0 20,5

moyenne 29,63 25,18 35,5 0 3,0écart type 1,90 3,38 0,7 0 1,4

Résultats traités pour les femelles

Poids de l'individu à

j0 (g)


j15 (g)




utérine gauche (cm)

Masse des cornes

utérines (mg)

Opérées à blanc

1 19,9 21,3 1,1 1,1 1262 21,4 16,4 1,4 1,2 120,53 21,9 22,4 1,2 1,2


Témoin

1 18,6 19,9 0,7 0,8 90,62 21,5 22,6 1 1,1 1053 20,2 20,9 1 1 90,1


Ovariectomisée 25,7 25,1 1,6 1,8 232 19,1 21,0 1,2 1,4 213 17,6 20,4 1 1,2 23,34 20,9 21,8 1 1,7 185 18,2 19,4 1,6 1,6

8

6 19,1 19,8 1,8 1,5 18,57 34,0 34,4 1,8 1,5


Les mesures des cornes utérines montrent des variations assez importantes au sein de mêmes séries de résultats (pour les ovariectomisées par exemple) : en mesurant, on a pu étendre les cornes en les disposant sur la paillasse. De ce fait ces résultats ne seront pas exploités du fait du risque d’erreur trop important lors des mesures. On se contentera du poids des cornes qui est une valeur plus sûre.

En comparant l’ensemble des résultats, on constate que les Shams et les témoins ne semblent pas différés significativement (sauf peut être pour la masse des cornes utérines, mais quand on compare avec les ovariectomisées, on constate une différence significative). Pour nous conforter dans notre hypothèse, on décide de faire un test de Student pour montrer que ces résultats sont probablement non significativement différents. En effet on ne peut pas prouver que des résultats sont identiques avec le test de Student, on l’utilise pour montrer que deux résultats sont différents. S’ils ne sont pas différents, cela montre qu’ils ont des chances d’être proches.

T de Student

Degré de liberté

Différence significative entre

les résultats

Si oui : Risque de se tromper

Mâles

Poids

J0 --> J15 Témoin 0,103 2 non J0 --> J15 Opérée à

blanc 0,19 4 non

Entre vésicules séminales 0,87 2 non Entre les Prostates 1,25 2 non

Entres les Glandes coagulantes 0,832 3 non

Femelles

Poids

J0 --> J15 Témoin 0,5327 4 non J0 --> J15 Opérée à

blanc 0,89 4 non

Poids des cornes utérines 4,22 3 oui 5%

On ne compare pas les poids des deux types d’individus entre eux mais on montre que pour chacun des deux, il n’y a pas de variation significative au cours des 15 jours. La masse des cornes utérines semble différente mais du même ordre de grandeur pour les Témoins et les opérés à blanc, et les deux sont proches si on compare avec le poids de celle des femelles ovariectomisées.

On peut donc regrouper les opérés à blanc et les témoins. On exclut la longueur des cornes utérines. On peut alors exclure des valeurs, notamment pour les séries où l’effectif n’était que de 2 et où les valeurs étaient très différentes.

9

Voici les tableaux des résultats finaux :

Mâles

Poids à j0 (g)

Poids à j15 (g)

Poids des vésicules

séminales (mg)

Poids des glandes

coagulantes (mg)


(mg)

Opérés à blanc +

Témoins

1 22,9 23,4 75,2 26,2 12,82 25,5 24,7 30 73 24,6 26,7 44 154 20,5 20,6 84,5 9,95 23,6 22,7 77 12


Castrés

1 2 29,9 25,8 3 32,2 28,6 4 35 0 45 28,4 25,8 36 0 26 28,0 20,5

moyenne 29,63 25,18 35,5 0 3,0écart type 1,90 3,38 0,7 0 1,4

FemellesPoids de

l'individu à j0 (g)


j15 (g)




utérine gauche

(cm)

Masse des cornes

utérines (mg)

Opérées à blanc + témoins

1 19,9 21,3 1,1 1,1 1262 21,4 16,4 1,4 1,2 120,53 21,9 22,4 1,2 1,2 4 18,6 19,9 0,7 0,8 90,65 21,5 22,6 1 1,1 1056 20,2 20,9 1 1 90,1


Ovariectomisée

1 25,7 25,1 1,6 1,8 232 19,1 21,0 1,2 1,4 213 17,6 20,4 1 1,2 23,34 20,9 21,8 1 1,7 185 18,2 19,4 1,6 1,6

10

6 19,1 19,8 1,8 1,5 18,57 34,0 34,4 1,8 1,5


Voici un tableau montrant la significativité entre les résultats, établie grâce au test de Student :

t de Student Degré de liberté

Différence significative entre les résultats

si oui : Risque de se tromper

Mâles J0 --> J15 T 0,15 8 non

J0 --> J15 Castrés 2,29 6 oui 10%Vésicules séminales 11,74 3 oui 1%Glandes coagulantes 4,78 3 oui 2%

Prostate 3,58 5 oui 2%Femelles

J0 --> J15 T 0 10 non J0 --> J15 Ova 0,35 12 non Poids cornes 11,42 8 oui 0,1

Remarquons que nous analysons une quantité très faible de résultats. Pour pouvoir traiter des résultats, dans le cas d’une activité de recherche par exemple, on va traiter des dizaines, voir des centaines de résultats. De plus, une vingtaine de manipulateurs différents ont établi les résultats, ce qui provoque forcément des erreurs, venant de la manière de procéder de chacun. Les résultats sont à relativiser, on tiendra peu compte de l’analyse précise qui a été faite mais plutôt du résultat global obtenu.

11

-20.00

-15.00

-10.00

-5.00

0.00

5.00

10.00

0.85

-15.02

04.72

Variation du poids des individus

Témoins mâles Castrés Témoins femellesOvariectomisées

Pour

cent

age

de v

aria

tion

(%)

Figure 1 : Graphique montrant les variations durant les 15 jours après l’opération

Résultats traités pour les femelles


j0 (g)


j15 (g)




utérine gauche

(cm)

Masse des cornes

utérines (mg)

Opérées à blanc + témoins

1,0 19,9 21,3 1,1 1,1 1262,0 21,4 16,4 1,4 1,2 120,53,0 21,9 22,4 1,2 1,2 1,0 18,6 19,9 0,7 0,8 90,62,0 21,5 22,6 1 1,1 1053,0 20,2 20,9 1 1 90,1

moyenne 20,58 20,58 1,07 1,07 106,44

12

écart type 1,25 2,28 0,23 0,15 16,59

Ovariectomisée

1,0 25,7 25,1 1,6 1,8 232,0 19,1 21,0 1,2 1,4 213,0 17,6 20,4 1 1,2 23,34,0 20,9 21,8 1 1,7 185,0 18,2 19,4 1,6 1,6 6,0 19,1 19,8 1,8 1,5 18,57,0 34,0 34,4 1,8 1,5


0.0

20.0

40.0

60.0

80.0

100.0

120.0

Témoins; 78.9

Castrés; 35.5Témoins; 33.4

Castrés; 0

Témoins; 11.3

Castrés; 3.0

Témoin; 106.44

Ovariectomisées; 20.76

Mas

se (m

g)

Vésicules séminales Glandes

coagu-lantes

Prostate

Utérus

Figure 2 : Poids des organes du tractus génital selon le type d'individu

5 DiscussionSelon les résultats finaux, on note deux choses : (1) l’ablation des gonades entraine une atrophie du tractus génital. (2) On note chez le mâle et la femelle, des variations de poids : une perte pour le mâle et un gain pour la femelle. On peut noter qu’il na pas été très judicieux de ne peser les animaux, ayant subit une ablation des gonades, qu’avant l’opération : il aurait été préférable de le faire également après, pour pouvoir apprécier la variation pondérale en excluant celle instantanément causée par le retrait des gonades (correspondant à leur masse). On aurait un résultats plus significatif pour la femelle et moins significatif pour le mâle.

On met clairement en évidence l’action de substances diffusibles issues des gonades, qui jouent un rôle sur le tractus génital et sur le poids de l’individu.

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5.1 Molécules mises en jeu : les hormones stéroïdes sexuellesLes molécules mises en jeu ont un effet endocrine : ce sont des molécules qui diffusent loin de leur lieu d’émission. En effet le tractus génital est relativement étendu, chez le mâle comme chez la femelle, ce qui laisse supposer l’implication d’hormones. Cette action n’est pas compatible avec des molécules à action paracrine.

Les gonades ont deux rôles : leur fonction de production des gamètes (glande exocrine) et leur fonction de glandes endocrines. En effet, elles secrètent des hormones stéroïdes appelées stéroïdes sexuels. Ce sont ces hormones qui vont jouer un rôle dans le maintient du tractus génital ainsi qu’un rôle en dehors de la sphère génitale. Selon le sexe, les hormones sécrétées ne sont pas les mêmes. Les mâles fabriquent et sécrètent la testostérone alors que les femelles secrètent la progestérone et les œstrogènes. D’autres composés sont produits (par exemple les œstrogènes sont produits à très faible taux chez les mâles) mais les effets observés sont principalement dus aux hormones citées.

Les hormones stéroïdes ont toutes le même précurseur, le cholestérol. Il peut être apporté par l’alimentation ou fabriqué à partir d’acétylcoenzyme A, au niveau des gonades. Ce noyau à 27 atomes de carbone est scindé en un noyau prégnane à 21 carbones, le prégnénolone. Celui-ci peut évoluer directement en progestérone, à 21 carbones, ou donner indirectement un noyau androstane (19 carbones), l’androsténium. Ce dernier pourra évoluer en testostérone, qui est un androgène à 19 atomes de carbone, ou donnera des œstrogènes (œstradiol : E2 ; œstrone : E1). Selon le sexe, et les cellules des gonades, on aura une synthèse plus ou moins importante des différentes hormones sexuelles.

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Figure 3 : Voie de biosynthèse des stéroïdes sexuels. Les mâles et les femelles ne développent pas de la même façon cette série de réaction (dépend de l'équipement enzymatique présent au niveau des cellules concernées)

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5.2 Synthèse des hormones chez la femelle :Les ovaires sont séparés en deux parties, le cortex et la médulla. Au niveau du Cortex, on trouve les follicules, qui vont se développer lors du cycle ovarien pour libérer l’ovule au moment propice. Ces structures sont organisées en différentes couches qui évoluent avec le cycle ovarien et vont notamment permettre l’élaboration de molécules, telles que les hormones sexuelles. Le développement du follicule, puis la formation du corps jaune après l’ovulation, permettent une sorte de régulation des synthèses hormonales. En effet, l’évolution de la structure au cours du cycle, permet l’élaboration de différentes « glandes » qui vont chacune fabriquer des hormones particulières, dans un but précis, lié au moment du cycle dans lequel on se trouve.

Figure 4 : Evolution de l'ovaire chez la femme, en fonction de la période du cycle. On y retrouve les différentes structure de l’ovaire ainsi que l'évolution du follicule puis du corps jaune.

Figure 5 : Schéma d'ovocyte mûr, montrant les différentes couches cellulaires, dans lesquelles vont être synthétisée les différentes hormones sexuelles féminines.

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Il y a une organisation intercellulaire qui limite les dépenses énergétiques et permet une synthèse efficace des hormones. Le cholestérol est synthétisé préférentiellement par les cellules de la thèque (Il peut également être capté directement dans le sang). On a ensuite synthèse d’androgènes, qui vont alors diffuser vers la granulosa, où il y aura synthèse d’œstrogènes grâce à une aromatase, enzyme présente principalement dans ce tissu. La synthèse d’œstrogènes nécessite non seulement une collaboration intercellulaire mais aussi une collaboration intracellulaire (organites : mitochondries, réticulum endoplasmique lisse). Après l’ovulation le follicule évolue en corps jaune. Les cellules folliculeuses évoluent alors en cellules lutéales qui synthétisent alors de grandes quantités de progestérone.

La médulla contient un grand nombre de vaisseaux sanguins qui vont prendre en charge les hormones synthétisées par le cortex, pour les délivrer dans la circulation générale.

5.3 Synthèses des hormones chez le mâle : Contrairement à la femelle, il n’y a pas de cycle sexuel. La testostérone est fabriquée au niveau des testicules, par les cellules de Leydig, et sécrétée dans les capillaires sanguins environnants. Ces cellules sont organisées en îlots, dans le tissu interstitiel des lobules testiculaires, proche des capillaires sanguins.

Figure 6 : Organisation générale d'un testicule avec l'épididyme. Figure 7 : Organisation d'une cellule de Leydig (aspect en microscopie photonique et électronique)

Les cellules de Leydig captent le cholestérol, qu’elles stockent dans leurs liposomes dans un premier temps avant de débuter la synthèse de testostérone (collaboration entre différents compartiments cellulaires comme chez la femelle). Une légère activité aromatase permet une synthèse d’œstradiol assez limitée.

La vascularisation très développée du tissu interstitiel interlobulaire permet une bonne récupération des hormones sexuelles et donc un bon rendement de diffusion vers le sang. On a ensuite une diffusion dans tout l’organisme.

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Figure 8 : Vascularisation testiculaire

5.4 Transport sanguinsChez le mâle comme chez la femelle, les hormones stéroïdes, étant hydrophobes, doivent être prises en charge par des protéines de transport dans le sang, milieu aqueux. Dès leur sécrétion dans le sang, les stéroïdes se lient à des protéines très spécifiques et d’autres moins ou non spécifiques. Celles-ci se lient toutes (comme beaucoup de protéines du corps) à l’albumine dans des proportions assez faible, la fixation étant non spécifique. Chez l’homme, il existe une hormone, la SBP (steroid binding protein) qui lie tous les stéroïdes, cependant, elle n’est pas présente chez la souris. On en trouve une autre, appelée α-fœtoprotéine. On trouve également une ABP (androgene binding protein) qui lie les androgènes, comme la testostérone. Il existe également chez le mâle, une TEBP (testosterone binding protein) qui lie spécifiquement la testostérone. La part d’hormones libres dans le sang représente un très faible pourcentage du nombre total d’hormones (environ 2%).

Les protéines de transport jouent un rôle tampon. En fait, les stéroïdes libres diffusent dans tout les tissus (mêmes ceux où ils n’ont pas d’effet), selon le gradient de concentration. Dès qu’une molécule diffuse dans une cellule, une autre est libérée par les protéines de transport, et si une passe dans le sang depuis un tissu, une molécule de la fraction libre se lie à une protéine de transport. Ainsi la concentration libre d’hormones stéroïdes sexuelles reste constante dans le sang.

Ce sont donc les hormones libres qui sont actives : Au niveau des cellules cibles, celles-ci vont se lier à des récepteurs cyto-nucléaires, et le complexe formé va agir au niveau de l’ADN en modulant l’expression génique. Dans le cas des gonadectomies effectuées, qui engendrent une atrophie des organes sexuels ainsi qu’une perte de poids, on montre que les gènes visés ont un rôle sur la croissance et le maintient structural des tissus du tractus génital ainsi que sur l’anabolisme.

5.5 Généralités sur les récepteurs aux stéroïdesLe récepteur des stéroïdes est associé dans le cytosol, à une HSP (Heat Shock Protein = protéine de choc thermique). L’Hormone sexuelle se liant à ce complexe, déplace l’HSP, et active le récepteur. Le récepteur doit ensuite se dimériser pour agir au niveau de ses séquences cibles sur l’ADN. L’hétérotétramère hormone-récepteur joue le rôle d’un facteur de transcription spécifique qui agit sur des séquences SRE (Stéroïde Response Element). Ces domaines de liaisons à l’ADN sont situés dans les régions promotrices des gènes, ou à proximité, et empêchent généralement la transcription du gène situé en aval du promoteur. La fixation du récepteur dimérisé et activé par l’hormone constitue un signal d’activation, qui déclenche alors la transcription du gène.

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S S

RHSP

SS

R

Complexe Stéroïde - Récepteur

HSPExtracellulaire

Cytosol

Noyau

Membrane cytoplasmique

SRE

Fixation sur séquence régulatriceModulation de

l’expression génique

SR

Figure : Mécanisme d'action des stéroïdes au niveau cellulaire

SRS

R Dimérisation

SRS

R

5.6 Physiologie de la femelleL’œstradiol, qui a la plus forte potentialité œstrogénique, agit sur ces récepteurs ER au niveau des cellules cibles, qui se fixent, une fois activés, sur des séquences ERE (Estrogen Response Element). La progestérone se fixe sur ces récepteurs PR, qui agissent au niveau de PRE (progesterone response element). Les deux hormones ont des rôles plutôt antagonistes. Les ER vont notamment activer les synthèses de gènes codant pour des facteurs de croissances (EGF, TGFα, IGF) ou des oncogènes, ce qui va faciliter l’activité proliférative des cellules de l’utérus. De plus les œstrogènes réguleraient positivement la transcription de gènes codant pour des molécules anti-apoptotiques (empêchant la mort cellulaire programmée), ce qui favoriserait également la prolifération. Les œstrogènes ont également des effets qualifiés de « non génomiques » : ils agiraient directement sur d’autres acteurs moléculaires. La progestérone, quant à elle, empêche la prolifération des cellules utérines pour favoriser plutôt la différentiation sécrétoire des cellules endométriales (en fonction de la période du cycle). Elle va, par exemple, agir pour contrer l’action des œstrogènes, comme en stimulant la synthèse de protéines inhibitrices des facteurs de croissance tels que l’IGF cité précédemment. (D’après Médecine de la reproduction – Gynécologie endocrinienne, Pierre Mauvais Jarvis, Glibert Shaison, Philippe Touraine, Editions Flammarion Médecine-science 1997). On ne s’intéresse qu’aux aspects structuraux car c’est ce qui est visible dans les résultats. Il faut savoir que les hormones jouent également un rôle fonctionnel, notamment sur le myomètre utérin en régulant son activité contractile.

Les différentes hormones stéroïdes exercent elles mêmes une régulation de leur action. La progestérone réprime, via PRA, un récepteur particulier, la transcription des gènes codant pour les stéroïdes, et donc inhibe sa propre action ainsi que celle des œstrogènes. En agissant sur PRB, la progestérone va activer la transcription. Ces deux récepteurs sont codés par le même gène mais la

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transcription est régulée par deux promoteurs différents. C’est le taux de chacun des récepteurs qui va déterminer l’action de la progestérone à un moment donné. Les œstrogènes activent les gènes codant pour les récepteurs aux hormones stéroïdes (ER, PRB et aussi PRA). Tableau 1 : Récapitulatif des effets des récepteurs aux différentes hormones

Ce sont donc les concentrations hormonales qui déterminent les évolutions des tissus cibles, ainsi que le taux de chacun des récepteurs aux hormones (celui-ci dépend notamment des concentrations hormonales). Une régulation structurale relativement complexe s’opère donc au niveau des tissus cibles. On comprend donc, que lors de l’ablation des gonades, les concentrations hormonales chutant, les tissus dépendant de ces facteurs hormonaux ne peuvent plus se maintenir en leur état.

La progestérone et les œstrogènes sont responsables des caractères sexuels primaires (structure et fonction du tractus génital) : elles règlent le cycle du tractus génital. Dans un premier temps, elles permettent une prolifération des cellules de l’endomètre (muqueuse utérine) et une capacitation structurale et fonctionnelle des cellules du myomètre (hypertrophie, augmentation des jonctions communicantes entre les cellules) ; c’est un effet habituellement attribué aux œstrogènes. On appelle cette phase, la phase proliférative, où l’on observe notamment une forte augmentation du volume et de la surface endométriale. Un pic d’œstrogènes en fin de cette phase déclenche l’ovulation. Le taux de progestérone augmente ensuite progressivement (sécrétion importante par le corps jaune, qui est de plus une structure très vascularisée), ce qui va stopper la phase proliférative, et favoriser la différentiation de l’endomètre vers une structure sécrétoire. De plus les contractions du myomètre sont inhibées. On a ensuite une chute brutale des concentrations hormonales (dégénérescence du corps jaune), qui conduit à la desquamation de cette couche fonctionnelle utérine, mise en place grâce à l’action coordonnée des hormones. Le taux reste cependant assez élevé pour un maintient à un certain niveau de la structure utérine. Après ovariectomie, on a donc régression de l’utérus, ainsi que du tractus génital, comme décrit dans les résultats, où l’on observe notamment une perte de poids significative des cornes utérines : les caractères sexuels primaires féminins ne sont plus maintenus par un taux hormonal suffisamment élevé.

Hormone Récepteur Effet

Œstrogènes ERActivateur de la transcription : permet la prolifération cellulaire, favorise l’anabolismeSensibilise les tissus aux stéroïdes sexuels

Progestérone

PRA Désensibilise les cellules aux stéroïdes sexuels (inactivation de la transcription des gènes des récepteurs)

PRBActive la transcription des gènes des récepteurs aux stéroïdes (cellule rendu compétente)

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Figure 9 : Cycle reproducteur de la femelle. On voit les correspondances entre structure utérine, ovarienne et le taux en œstrogènes et progestérone, en fonction du temps. Pour la souris, la phase proliférative, ainsi que la phase sécrétoire durent deux jours.

Le gain de poids observé chez la femelle peut être lié à différentes choses. Tout d’abord, les ovaires fabriquent un grand nombre d’hormones stéroïdes, ce qui nécessite un apport important de cholestérol ou de triglycérides, apporté par les LDL. Le cholestérol est directement utilisé et les triglycérides sont internalisés sous forme d’acides gras, précurseurs qui vont subir la β-oxydation, dont le produit final est l’acétylcoenzyme A. L’acétylcoenzyme A est alors utilisé pour synthétiser du cholestérol. Les LDL ne sont plus internalisés par les ovaires et donc vont être captés par les autres organes ou le tissu adipeux périphérique. Ceci va contribuer à la prise de poids de la femelle. De plus, les ovaires sont des consommateurs important de glucose, car l’activité de synthèse réductrice des hormones stéroïdes demande un apport important d’énergie. Ils synthétisent d’ailleurs un composé, l’IGF (Insuline-like Growth Factor) qui joue localement un rôle identique à celui de l’insuline. La consommation de glucose est alors favorisée. L’arrêt de cette consommation va engendrer une augmentation de la glycémie (La femelle n’est bien entendu pas toujours en hyperglycémie, mais l’élément clef ici est que le glucose n’est plus utilisé par les ovaires, et donc un surplus de glucose sera plus facilement généré dans le sang), et donc une plus grande partie du glucose sanguin sera internalisé par les organes, notamment les muscles. Ceux-ci vont stocker le glucose, dans un premier temps sous forme de glycogène. Le glycogène n’étant pas une façon rentable de stocker, car celui-ci occupe beaucoup de place (structure hydratée), à terme, les muscles vont convertir cette apport glucidique en stocks graisseux. Le glucose subit la glycolyse (dans le cytosol) puis le cycle de Krebs (dans la mitochondrie) pour apporter de l’énergie à la cellule. Cependant, le cycle de Krebs subit un rétrocontrôle négatif quand l’énergie est présente en quantité suffisante. Un de ses intermédiaires,

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le citrate, s’accumule alors dans la mitochondrie et sort dans le cytosol. Il redonne de l’acétylcoenzyme A point de départ des synthèses réductrices (anabolisme). La synthèse d’acides gras est favorisée, puis celle de triglycérides, la lipogenèse étant activée par l’insuline sécrétée par le pancréas dans ce contexte hypoglycémique. La prise des poids de la femelle s’explique

5.7 Physiologie du mâleTout d’abord, notons que la testostérone n’agit pas telle qu’elle sur les tissus. Elle est d’abord convertie en Dihydrotestostérone (DHT), au niveau des tissus cibles, dans le cas de cellules de la prostate. Certains tissus cibles convertissent la testostérone en œstrogènes, c’est le cas dans les neurones. Il parait alors paradoxal de dire que l’hormone « male » est alors transformée en hormone « femelle » pour produire ses effets masculinisants.

Au niveau des cellules cibles des organes sexuels, que sont la prostate et les vésicules séminales, la testostérone est métabolisée par une 5-α-réductase en dihydro-testostérone, ou androstanolone, agoniste des récepteurs AR. Dans les muscles et l’hypophyse, la 5-α-réductase est absente, et la testostérone joue elle-même le rôle d’agoniste des récepteurs AR.

Ces effets découlent de la régulation par les androgènes liés à l’AR, de la transcription de nombreux gènes. Le récepteur AR se lie sous forme de dimère aux domaines ARE (Androgen Response Element) des promoteurs. Il existe une dizaine de types différents de domaines ARE, que l’on différencie en fonction de leurs séquences nucléotidiques et de leur affinité pour AR. Il peut donc y avoir une variation qualitative des effets des androgènes, en regard avec le nombre de récepteurs occupés (complexes hormone-récepteur). En cas de faible concentration de complexes, seuls les ARE les plus spécifiques pourront fixer le récepteur activé, alors que dans le cas de forte concentration, tous les ARE pourront se fixer, avec l’augmentation de la concentration en androgènes, et donc tous les ARE seront impliqués dans la réponse hormonale.

Enfin, il existe de nombreux coactivateur et corépresseurs qui peuvent être associés à AR, et plusieurs protéines-kinases, dont les MAP-kinases et la PKB ont la capacité de phosphoryler AR, pour ainsi moduler l’activité transcriptionnelle des androgènes.

Si la testostérone est absente, comme dans notre cas, les organes annexes s’atrophient, ce que l’on voit avec cette expérience. Théoriquement, le volume de sperme aurait dû diminuer fortement, et l’érection et l’éjaculation deviendraient impossibles, causant l’impuissance et la stérilité. La testostérone accélère le rythme du métabolisme basal et influe sur le comportement, notamment sur les pulsions sexuelles et l’agressivité. En leur absence, le rythme du métabolisme basal diminue, et les pulsions sexuelles sont amenées à disparaitre, tout comme l’agressivité. On aurait pu démontrer cela avec le test d’agressivité impliquant des souris Ajax : ce sont des souris réputées très passives, elles se laissent théoriquement facilement dominer par leur adversaire. On aurait aussi pu faire des tests comportementaux en mettant les mâles castrés en présence de femelles aptes à la reproduction, pour déterminer si les pulsions sexuelles étaient maintenues. Dans le cas où les pulsions sexuelles perdureraient, on aurait démontré que la capacité du sujet à s’accoupler disparaissait.

Les effets observés sur le tractus génital laissent supposer la nature des gènes régulés par la testostérone. L’atrophie montre que celle-ci joue sur des gènes permettant la croissance et l’acquisition de la structure et de la fonction du tractus génital. On peut par exemple penser à des

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gènes codant pour des facteurs qui stimuleraient alors la croissance du tractus, comme les FGF (fibroblaste growth factor), EGF (epidermal growth factor), IGF (insuline-like growth factor), AGF (Assurances générales de France), EDF (électricité de France), GDF (gaz de France) , etc. ; on peut aussi penser que cela va jouer plus sur l’aspect fonctionnel et donc augmenter les sécrétions, donnant la masse à l’organe (plasma séminal, liquide séminal…).

Parmi les effets de l’augmentation du métabolisme basal engendrée par la testostérone, on note les effets anabolisants aboutissant au développement et au maintient musculaire à l’âge adulte. L’entretient musculaire (renouvellement des fibres) est relativement rapide chez la souris, et on peut supposer qu’elle est favorisée par la testostérone. Ceci explique la perte de poids due à la castration causant l’absence de testostérone. N’oublions pas que la castration engendre une perte de poids direct par le retrait des testicules et ensuite par l’atrophie progressive du tractus génital.

5.8 Implication de la glande corticosurrénaleNotons que la glande corticosurrénale fabrique aussi des stéroïdes. Celle-ci fabrique surtout des glucocorticostéroïdes et des minéralocorticostéroïdes, mais elle fabrique également des stéroïdes sexuels. Ici, on constate bien que la part de stéroïdes sexuels fabriquée par cette glande n’est que très faible par rapport à la quantité fabriquée par les gonades, car elle ne suffit pas à maintenir les caractères sexuels primaires.

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6 ConclusionLes gonades jouent donc un rôle endocrine, en plus de leur fonction exocrine qui est de sécréter les gamètes. Celui-ci est joué par les stéroïdes sexuels, des hormones synthétisées au sein des gonades, qui possèdent un certain nombre de cibles dans l’organisme, notamment au niveau de la sphère sexuelle. Ils permettent le maintient de ce que l’on appelle communément les caractères sexuels primaires, qui regroupent les aspects structuraux et fonctionnels du tractus génital. Ici on a surtout mis directement en évidence les aspects structuraux, mais on peut supposer que si la structure de l’organe est atteinte, son fonctionnement l’est également. On met donc en évidence l’allure du tractus génital avant la puberté et on comprend alors que c’est la synthèse de ces hormones qui va déclencher celle-ci. On montre ici le rôle essentiel que jouent les hormones stéroïdes sexuelles au niveau de la reproduction : sans elles, la procréation ne serait pas possible. On a également montré que ces hormones jouent un rôle sur l’ensemble de l’organisme, notamment sur le métabolisme général, ce qui engendre des variations de poids. D’autres effets n’ont pas pu être mis en évidence, comme notamment chez la femme le rôle important des œstrogènes sur le maintient du squelette. Cette caractéristique est très étudiée de nos jours car, l’absence des œstrogènes serait la principale cause de l’ostéoporose chez la femme ménopausée. On voit alors le rôle très important des hormones sexuelles sur la physiologie générale de l’organisme.

Les hormones sexuelles sont donc synthétisée par les gonades et cette synthèse est soumise à régulation par la LH (Hormone Lutéinisante) et la FSH (Hormone Folliculo-Stimulante), appelées aussi gonadotrophines. En effet ces hormones, provenant de l’axe hypothalamo-hypophysaire, vont stimuler plus ou moins directement la synthèse des hormones sexuelles. Les hormones sexuelles vont exercer un rétrocontrôle sur cet axe pour réguler la sécrétion des gonadotrophines. Ici ces hormones ont été volontairement passées sous silence car en parler n’aurait rien apporté à la discussion. Cependant, on peut noter qu’elles auraient pu être utilisées dans le but de produire des effets similaires aux opérations effectuées. En effets, sans ces hormones, la synthèse de stéroïdes sexuels n’a pas lieu : on peut donc, en ciblant ces hormones par des anticorps, ou en effectuant une opération au niveau de l’hypophyse, empêcher les gonades de fonctionner et donc de synthétiser des hormones sexuelles.

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