DOMAINE SCIENCES ET TECHNOLOGIES

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

DOMAINE SCIENCES ET TECHNOLOGIES

*****************************************

MENTION : PROCEDES ET ECOLOGIE INDUSTRIELLE

*****************************************

Parcours: GENIE DE L’EAU ET GENIE DE L’ENVIRONNEMENT (2GE)

MEMOIRE DE FIN D’ETUDES EN VUE DE L’OBTENTION DU DIPLOME DU

MASTER EN CHIMIE

Présenté par : RINTSANA Ludio

Soutenu le : 08 Novembre 2016

Devant la commission d’examen composée de :

Président : Monsieur Pierre Hervé RAVELONANDRO, Professeur à la

Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo

Examinateur : Monsieur ANDRIANAINARIVELO Mahandrimanana, Maître de

conférences à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo

Rapporteur : Monsieur RASOLOMAMPIANINA Rado, Maître de Recherches

au Centre National de Recherches sur l’Environnement.

Co-rapporteur : Monsieur RAJOELISOA Andriamalala, Chercheurs au Centre

National de Recherche sur l’Environnement.

CONTRIBUTION A LA VALORISATION DES DECHETS DE

CRABE EN VUE DE PRODUIRE DU CHITOSANE : PAR

PURIFICATION ENZYMATIQUE

------------------------------------------------------------------------------------------------------ Remerciements

Mes remerciements vont plus particulièrement à Dieu pour son amour et sa bénédiction pour la

réalisation de cette recherche.

Ce travail a été réalisé au Laboratoire du Centre National de Recherches sur l’Environnement

(CNRE) à Tsimbazaza. Je tiens à exprimer ma reconnaissance à son Directeur, Madame REJO

FIENENA Félicitée, Directeur du Centre National de Recherches sur l’Environnement

(CNRE) et Monsieur MONG Yves Chef du Laboratoire d’Analyse et de Contrôle des Aliments

et des Eaux (LACAE), pour m’avoir accepté au sein du laboratoire du CNRE et d’avoir bien

voulu mettre à ma disposition les matériels et les équipements dudit centre.

J’exprime ma profonde gratitude à mon encadreur, Monsieur RASOLOMAMPIANINA

Rado, Maître de Recherches et Chef de Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement du

Centre National de Recherches sur l’Environnement, rapporteur de ce mémoire, qu‘il trouve ici

l‘expression de ma profonde reconnaissance pour son encadrement, ses conseils et son aide

précieuse dans la réalisation de ce manuscrit ;

Mes remerciements s’adressent également à Monsieur RAVELONANDRO Pierre Hervé,

Professeur à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo et Responsable du

parcours « Génie de l’Eau et Génie de l’Environnement », qui nous fait l'honneur de présider

le jury de ce mémoire malgré ses nombreuses tâches ;

Je remercie profondément Monsieur ANDRIANAINARIVELO Mahandrimanana, Maître

de Conférences à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, qui ont bien voulu

se rendre disponible pour examiner ce travail.

Je suis très sensible à l’honneur que m’a fait Monsieur RAJOELISOA Andriamalala

chercheur au laboratoire du Centre (CNRE), encadreur technique de ce mémoire; pour sa

disponibilité, pour son soutien scientifique, ses précieux conseils et encouragements dans la

réalisation de ce travail.

Je n’oublie pas dans mes remerciements tout le personnel au Laboratoire du Centre National

de Recherches sur l’Environnement (CNRE) à Tsimbazaza que j’ai pu rapprocher durant la

période de ce modeste travail.

Je tiens à remercier la société poissonnerie MANDA S.A Ambohijanahary Antehiroka

Antananarivo, pour sa collaboration et pour nous avoir fourni les co-produits de crabe de boue

pour cette étude.

------------------------------------------------------------------------------------------------------ Remerciements

Je n’oublierai non plus à remercier et à adresser ma profonde reconnaissance à mes parents,

mes familles, mes amis et mes collègues, si ce travail a été mené à bien c’est grâce à vous, à

vos conseils, à votre soutien moral et financier. A toutes et à tous je leur dis merçi.

-------------------------------------------------------------------------------------------------- Table des matières

i

TABLE DES MATIERES

TABLE DES MATIERES .......................................................................................................... i

LISTE DES FIGURES ............................................................................................................ iv

LISTE DES TABLEAUX .......................................................................................................... v

LISTE DES ABREVIATIONS ................................................................................................ vi

GLOSSAIRE ............................................................................................................................ vii

INTRODUCTION ..................................................................................................................... 1

Partie I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ......................................................................... 3

I. GENERALITES ............................................................................................................... 3

I.1. Production de crabes .................................................................................................... 3

I.2. La chitine et le chitosane ............................................................................................. 3

I.2.1. Historique .............................................................................................................. 3

I.2.2. Définition et la structure moléculaire ................................................................... 4

II. EXTRACTION DE LA CHITINE ET PRODUCTION DU CHITOSANE ............. 5

II.1. Extraction de la chitine ............................................................................................... 5

II.1.1. Extraction chimique ............................................................................................. 5

II.1.1.1. Déminéralisation ........................................................................................... 5

II.1.1.2. Déprotéinisation ............................................................................................ 6

II.1.2. Extraction biologique .......................................................................................... 6

II.1.2.1. Voie enzymatique ........................................................................................ 6

II.1.2.2. Voie fermentaire .......................................................................................... 7

II.2. Préparation du chitosane ........................................................................................... 7

III. CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE ET BIOLOGIQUE DE LA

CHITINE ............................................................................................................................... 9

III.1. Caractérisation physico-chimique de la chitine ........................................................ 9

III.1.1. Structure cristalline et l’indice de cristallinité .................................................... 9

III.1.2. Degré de polymérisation .................................................................................... 9

III.1.3. Poids molaire et Viscosité ................................................................................ 10

III.1.4. Solubilité .......................................................................................................... 10

III.1.5. Degré d’acétylation et la répartition des groupes acétyles ............................... 10

III.2. Caractérisation biologique de la chitine .................................................................. 11


ii

III.2.1. Biocompatibilité ............................................................................................... 11

III.2.2. Biodégradabilité ............................................................................................... 11

III.3. Dérivés et structure cristalline du chitosane ........................................................... 11

III.3.1. Dérivés du chitosane ......................................................................................... 11

III.3.2. Structure cristalline........................................................................................... 12

IV. METHODES DE CARACTERISATION DU CHITOSANE ................................. 12

IV.1. Analyse par FTIR ................................................................................................... 12

IV.2. Mesure du degré de désacétymilation (DD) ........................................................... 14

V. LES COLORANTS TEXTILES ................................................................................. 14

V.1. Généralité des colorants ........................................................................................... 14

V.2. Classification et propriétés des colorants ................................................................. 15

V.2.1. Classification chimique ..................................................................................... 15

V.2.2. Classification tinctoriale .................................................................................... 15

V.3. Impact environnemental des colorants textile .......................................................... 15

V.4. Toxicité et écotoxicité des colorants textiles ........................................................... 15

VI. LES DIFFERENTES METHODES D’ELIMINATION DE COLORANT .......... 16

VI.1. Adsorption sur des matériaux adsorbant comme le Charbon Actif ...................... 16

VI.2. Floculation-coagulation .......................................................................................... 16

VI.3. Traitement biologique ............................................................................................ 16

VI.4. Oxydation ............................................................................................................... 17

VI.5. Elimination de colorants par le chitosane ............................................................... 17

VI.6. Synthèse bibliographique des travaux récents ........................................................ 17

Partie II : MATERIELS ET METHODES ............................................................................ 19

I. MATERIELS .................................................................................................................. 19

I.1. Matériels biologiques ................................................................................................ 19

I.2. Matériel enzymatique ................................................................................................ 19

II. METHODES ................................................................................................................ 19

II.1. Préparation de la poudre des co-produits ................................................................. 19

II.2. Détermination du pH des poudres ............................................................................ 19

II.3. Analyse des compositions des poudres .................................................................... 19

II.3.1. Matière sèche ..................................................................................................... 19

II.3.1.1. Principe ........................................................................................................ 19


iii

II.3.1.2. Mode Opératoire ......................................................................................... 20

II.3.1.3. Mode de calcul ............................................................................................ 20

II.3.2. Teneur en protéines............................................................................................ 20

II.3.2.1. Principe ....................................................................................................... 20


II.3.2.3. Mode de calcul ............................................................................................ 21

II.3.3. Teneur en lipide ................................................................................................. 21

II.3.3.1. Principe ....................................................................................................... 21

II.3.3.2. Mode opératoire .......................................................................................... 21

II.3.3.3. Mode de calcul ............................................................................................ 22

II.3.4. Teneur en cendres .............................................................................................. 22

II.3.4.1. Principe ....................................................................................................... 22


II.3.4.3. Mode de calcul ............................................................................................ 22

II.3.5. Teneur en éléments minéraux (Calcium ; Sodium ; Magnésium et Potassium) 23

II.3.5.1. Principe ....................................................................................................... 23


II.3.5.3. Mode de calcul ............................................................................................ 23

II.4. Extraction de la chitine et préparation du chitosane................................................. 23

II.4.1. Extraction de la chitine ...................................................................................... 24

II.4.2. Préparation du chitosane .................................................................................... 24

II.4.3. Purification du chitosane ................................................................................... 24

II.5. Caractérisation du chitosane ..................................................................................... 25

II.5.1. Dosage conductimétrie ...................................................................................... 25

II.5.2. Dosage pH-métrique .......................................................................................... 26

II.5.3. Spectrophotométrie UV-visible ......................................................................... 26

II.5.4. Spectrométrie FTIR ........................................................................................... 27

II.6. Essais de traitement d’eau de rejet d’industrie textile par le chitosane .................... 27

II.7. Analyses des paramètres physico-chimiques des eaux ............................................ 27

II.7.1. Mesure du pH .................................................................................................... 27

II.7.2. Détermination de la conductivité ....................................................................... 27

II.7.3. Détermination de la turbidité ............................................................................. 28

II.7.4. Détermination des matières en suspension ........................................................ 28

II.7.5. Détermination de la couleur .............................................................................. 28


iv

II.7.6. Demande chimique en oxygène (AFNOR NFT 90-103, 1975) ......................... 28

II.7.7. Demande biochimique en oxygène .................................................................... 29

PARTIE III : RESULTATS .................................................................................................... 30

I. CARACTERISATION DE LA POUDRE DE CARAPACE ET PINCE DE CRABES

.............................................................................................................................................. 30

I.1. pH et matière sèche .................................................................................................... 30

I.2. Matières organiques ................................................................................................... 30

I.3. Cendre et éléments minéraux ................................................................................... 30

II. EXTRACTION SEMI - ENZYMATIQUE DU CHITOSANE ............................... 31

III. CARACTERISATION DU CHITOSANE ............................................................ 32

III.1. Détermination du degré de désacétylation (DD) du chitosane par dosage

conductimétrie ................................................................................................................... 32

III.1.1. Dosage conductimétrique basique .................................................................... 32

II.1.2. Dosage conductimétrique acide ......................................................................... 33

III.2. Degré de désacétylation par dosage pH-métrique................................................... 34

III.3. Caractérisation du chitosane par spectrophotométrie infrarouge FTIR ................. 35

III.5. Calcul du DD par spectrophotométrie FTIR ........................................................... 38

III.6. Caractérisation du chitosane par le balayage du spectrophotomètre UV-visible .... 39

IV. QUALITES DES EAUX USEES DE L’INDUSTRIE TEXTILE PAR LE

TRAITEMENT DU CHITOSANE ................................................................................... 41

Partie IV : DISCUSSIONS ..................................................................................................... 43

I. COMPOSITION BIOCHIMIQUE DES POUDRES DU CRABE ET EXTRACTION

DU CHITOSANE ............................................................................................................... 43

II. CARACTERISTIQUES DU CHITOSANE ............................................................... 44

III. TRAITEMENT DES EAUX USEES ........................................................................ 44

CONCLUSION ET PERSPECTIVES ................................................................................... 46

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................................... 47

ANNEXES .............................................................................................................................. viii

---------------------------------------------------------------------------------------------------- Liste des figures

iv

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Structures moléculaires de la chitine (a) et du chitosane (b).................................. 5

Figure 2 : Procédé d’obtention de la chitine à partir des dechets du crabe............................. 6

Figure 3 : La désacétylation (a) enzymatique et (b) chimique de la chitine . ......................... 8

Figure 4 : Arrangement des trois formes existantes de la chitine : α, β et ϒ. ......................... 9

Figure 5 : Exemples des dérivés chimiques du chitosane ..................................................... 12

Figure 6 : Méthodologie d’essai de traitement des eaux usées d’industrie textile par

coagulation-floculation. ......................................................................................................... 27

Figure 7 : Dosage conductimétrique basique des chitosanes préparé et du chitosane

commerciale ........................................................................................................................... 32

Figure 8 : Conductivité dosage acide des chitosanes préparé et du chitosane commercial. . 33

Figure 9 : Dosage pH-mètre des chitosanes préparés et du chitosane commerciale. .......... 34

Figure 10 : Spectre FTIR du chitosane dans la Carapace à une concentration 5 mg/100 mg de

KBr. ........................................................................................................................................ 35

Figure 11 : Spectre FTIR du chitosane dans la Pince à une concentration 5 mg/100 mg de

KBr. ........................................................................................................................................ 36

Figure 12 : Spectre FTIR du chitosane commercial à une concentration 125 mg/100 mg de

KBr. ........................................................................................................................................ 36

Figure 13 : Spectre UV du chitosane 1% ; dans l'acide acétique (2%) ; cellule de 1 cm. (a) :

chitosane carapace, (b) : chitosane pince et (c) : chitosane commercial. .............................. 39

Figure 14 : Courbe d’étalonnage du chitosane commercial à λmax=238 nm. ........................ 40

--------------------------------------------------------------------------------------------------- Liste des tableaux

v

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Répartitions de la pH et matière sèche des poudres du crabe .............................. 30

Tableau 2 : Répartition des matières organiques des poudres du crabe.................................. 30

Tableau 3 : Répartition des matières en cendre des poudres de carapace et pince du crabe .. 31

Tableau 4 : Teneurs en éléments minéraux dans les carapaces et dans les pinces de crabe .. 31

Tableau 5 : Les rendements extraction de la chitine ............................................................... 31

Tableau 6 : Rendement de transformation en chitosane ......................................................... 31

Tableau 7 : Valeur du DD du chitosane par la méthode de conductimétique basique ........... 33

Tableau 8 : Détermination de la valeur du DD du chitosane par la méthode de conductimétrique

acide ......................................................................................................................................... 33

Tableau 9 : Détermination de la valeur du DD du chitosane par la méthode de conductimétique

pH ............................................................................................................................................. 34

Tableau 10 : Principales bandes des spectres FTIR du chitosane ........................................... 37

Tableau 11 : Répartition des valeurs de la DA et DD du chitosane........................................ 38

Tableau 12 : Résumé des valeurs de la DD en % du chitosane préparé et commercial ......... 38

Tableau 13 : Représente la variation de l’absorbance en fonction de la concentration du

chitosane commercial à λmax =238 nm ..................................................................................... 40


chitosane préparé à partir de la poudre de carapace et pince du crabe ..................................... 41

Tableau 15 : Physico-chimiques de l’eau usée de l’industrie textile avant et après traitement

.................................................................................................................................................. 41

---------------------------------------------------------------------------------------------- Liste des abréviations

vi

LISTE DES ABREVIATIONS

A : Absorbance

aq : Aqueuse

C : Concentration

cm : Centimètre

Da : Dalton

DA : Degré d’Acétylation

DBO : Demande Biochimique en Oxygène

DCO : Demande en Chimique en Oxygène

DD : Degré de Désacétylation

DM : Déminéralisation

DP : Déprotéinisation

FAO: Food and Agriculture Organization

FNU : Néphélométrique à la formazine

FTIR : Fourrier Transformée Infrarouge

g : Gramme

l : Liquide

L : Litre

M : Molarité

MES : Matière en suspension

mL : Millilitre

---------------------------------------------------------------------------------------------- Liste des abréviations

vii

mm : Millimètre

MS : Matière sèche

nm : Nanomètre

Pt-Co : Platine-Cobalt

s : Solide

TC : Teneur en cendre

TM : Teneur en éléments minéraux

TP : Teneur en protéine

UV : Ultraviolet

µs : Microsiemes

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Glossaires

vii

GLOSSAIRE

Antithrombogène : Agent d’accélération de la cicatrisation et Traitement des brûlures, des

lésions épidermiques : pansement, bandages, peau artificielle….

Biodégradable : Caractéristique d’une matière que les micro-organismes peuvent

décomposer.

Cellulose : Composant principal de la paroi des cellules végétales, utilisé pour la

fabrication du papier et de certains tissus.

Coléoptère : Insecte broyeur très répandu, doté d'élytres rigides qui protègent ses ailes

postérieures comme deux étuis.

Crustacé : Généralement aquatiques munis d'une carapace, de branchies et de deux

paires d'antennes.

Cuticule : La couche la plus externe de l’épiderme qui déborde un peu au-dessus de

l’ongle, et qui est attachée à la surface de l’ongle.

Delta : Nom que l’on donne aux terres de configuration triangulaire qui se forment

à l’embouchure des fleuves.

Ecotoxité : Ensemble de nuisances ou de déséquilibres, provoqués par une activité ou

la mise en place d'un corps étranger dans un environnement.

Hémostatique : Agent qui stoppe les hémorragies.

Littoral : Etendue de pays situé en bordure d'un océan ou d'une mer.

Mangrove : Une zone d’interpénétration marine et terrestre dit marais maritimes,

formation végétale des régions littorales tropicales composée d’un

peuplement de plusieurs espèces végétales (palétuviers), bien adaptées à

des conditions particulières de salinité de l’eau de mer recevant

régulièrement de l’eau douce amenée par les cours d’eaux continentales.

Récifs Coralliens : Formé par l'agglutination de squelettes de petits animaux marins.

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Glossaires

viii

Teinturier : Un artisan qui assure diverses opérations de teinture, notamment des

textiles.

Toxicité : La mesure de la capacité d’une substance à provoquer des effets néfastes

et mauvais pour la santé ou la survie chez toute forme de vie (animale telle

qu’un être humain, végétale, fongique, bactérienne), qu'il s'agisse de la

vitalité de l'entité ou d'une de ses parties (ex. : foie, rein, poumon, cœur,

chez l'animal).

Zygomycéte : Un groupe de champignons dont l’œuf résulte de la fusion de deux

gamètes.

Polymère : Molécule constitué d'un grand nombre de répétitions d'une ou de plusieurs

espèces d'atomes ou de groupes d'atomes.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Substance

https://fr.wikipedia.org/wiki/Sant%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/V%C3%A9g%C3%A9tal

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fongique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bact%C3%A9rie

INTRODUCTION

---------------------------------------------------------------------------------------------------------- Introduction

1

INTRODUCTION

Madagascar est un pays très riche en ressources halieutiques (crabes, crevettes, langouste, etc.).

Il possède 5000 km de littoral composé de mangroves et des récifs coralliens. Cette opportunité

peut apporter à Madagascar une source de revenu assez importante si on arrive à bien la gérer,

dans le sens de la gestion durable.

Les déchets provenant de ces ressources sont constitués des crustacés entiers qui se sont

détériorés lors du stockage, ou lors de leurs conditionnements et transformations. Les déchets

sont en majorité des substrats biodégradables, valorisables et recyclables.

Le taux de mortalité du crabe post capture est de 22% allant jusqu’à 50% et plus pendant la

période de grosse pluie (Kasprzyk, 2012) et les coproduits de crabes (carapace et pinces)

représentent 35 à 40% du poids frais du crustacé. Leur utilisation est donc un enjeu important

étant donné leur lente biodégradabilité naturelle.

La valorisation de ces co-produits génèrent des produits dérivés doués d’activités biologiques

(pharmaceutique, nutraceutique, cosmétique…) et peuvent être exploités pour le traitement des

eaux usées de l’industrie textile.

C’est dans ce conteste que nous avons choisi d’entreprendre un notre étude intitulée

« Contribution à la valorisation des déchets de crabe en vue de produire du chitosane :

par purification enzymatique».

Plusieurs modes d’extraction peuvent être utilisés pour l’obtention du chitosane : par voie

chimique ; voie fermentaire et voie enzymatique (Le Roux, 2012) mais l’extraction semi-

enzymatique a été choisie dans cette étude.

L’objectif de ce travail de recherche, réalisés au laboratoire du CNRE, est la valorisation des

déchets de crabes en vue traitement des eaux usées issues des industries textiles.

Pour ce faire, ce travail comportera en quatre parties :

La première partie se portera sur une synthèse bibliographique de thème abordé dans

cette mémoire.

La deuxième partie se consacrera aux matériels et méthodes de travail qui utilisent lors

des expérimentations.

Les rassemblements des résultats, leurs interprétations sont l‘objet de la troisième

partie de cette mémoire.

---------------------------------------------------------------------------------------------------------- Introduction

2

La dernière partie est suivie par la discussion des résultats obtenus, la conclusion ainsi

que les perspectives.

Partie I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

------------------------------------------------------------------------------------------ Synthèse bibliographique

3

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I. GENERALITES

I.1. Production de crabes

La production mondiale de crabes a très fortement augmenté durant ces cinquante (50) dernières

années, passant de 408 000 tonnes en 1970 à plus de 2 000 000 de tonnes en 2005 (FAO, 2005).

La Chine, les États-Unis et le Canada couvrent 70% de cette production. Les importations de

crabes dans le monde s’élèvent à environ 400 000 tonnes. Les États-Unis et le Japon importent

60% des crabes faisant l’objet de commerce international. Autrement dit, les États-Unis sont

les plus grands consommateurs de crabes dans le monde (FAO, 2005).

Madagascar a la capacité de production de crabes de 7 500 tonnes/an (service statistique de

Ministère de la ressource halieutique). Actuellement 3 500 tonnes de crabes de Mangroves par

an sont produites, a-t-on appris auprès du programme sur la pêche en Afrique Smartfish, géré

par la Commission de l'Océan Indien, financé par l'Union européenne et co-exécuté par

l'Organisation des Nations Unies pour l'Alimentation et l'Agriculture.

Les zones de production de crabes sont constituées principalement par :

la région de Boina (baie de Mahajamba, Bombetoka)

la région de Menabe (delta de Tsiribihina, Mangoky)

la région de Sofia – complexe de mangroves de Sahamalaza (Rakoarisoa, 2014).

I.2. La chitine et le chitosane

I.2.1. Historique

En 1811, le Professeur Braconnot a isolé une substance fibreuse d'un certain type de

champignon. De plus, il a observé que cette substance n'est pas soluble dans les solutions

aqueuses d'acides. Une décennie plus tard, en 1823, la même substance a été trouvée dans

certains insectes (coléoptère) et a été ensuite nommée chitine (provient du mot grec "kitos" qui

signifie l’enveloppe) (Krajewska, 2005).

En 1859, le Professeur Rouget a soumis la chitine à un traitement alcalin et a observé les

différentes solubilités de la chitine (Devedec, 2008).

La substance, résultat du traitement alcalin, a pu être dissoute dans les acides. Cependant, ce

n’est qu’en 1894 que cette substance a été nommée « le chitosane » par Hoppe-Seyler (Ahmed,

2013).


4

Entre 1930 et 1940, ces biopolymères (la chitine et le chitosane) ont suscité beaucoup d'intérêt

dans le monde oriental, principalement pour l'application dans le domaine médical et la

purification de l'eau. Et depuis 1970, la production industrielle et l'utilisation de ces deux

biopolymères sont en constante augmentation puisque qu’ils se trouvent abondamment dans la

nature et ce sont des ressources renouvelables (Le Roux, 2012).

Actuellement, la production de la chitine et du chitosane à partir des carapaces de crabes et de

crevettes, est économiquement rentable (Ahmed, 2013).

I.2.2. Définition et la structure moléculaire

La chitine est un polymère formé d’une répétition d’unités de N - acétyl – D glucosamine, c’est

le deuxième polymère le plus abondant après la cellulose (Krajewska, 2005). Elle est la

composante majeure de la paroi cellulaire de beaucoup de champignons ainsi que dans des

carapaces de crustacés tels que : homards, crevettes et crabes (Kasaai, 2008). Elle forme,

également, le tégument externe rigide des sauterelles, des scarabées, des cafards ainsi que de

nombreux autres insectes (Jerome et al., 2004).

La chitine est un copolymère constitué d’une chaîne linéaire d’unités de 2 – acétamido – 2 -

desoxy – β – D-glucose liées par la liaison glucosidiques β (1→4) (Leila, 2010). Sa structure

est similaire à celle de la cellulose (Ahmed, 2013), à l’exception des groupements hydroxyles

C-2 acétylés comme le montre le schéma (figure 1-a).

Le chitosane est un aminopolysaccharide provenant de la désacétylation de la chitine. Il est un

copolymère linéaire composé d’unités monomériques de D-glucosamine et de N -acétyl- D-

glucosamine liées en β (1→4) (figure 1-b). Ce biopolymère est caractérisé par son degré

d’acétylation (DA) ou, selon les auteurs, par son degré de désacétylation (DD).


5

(a)

(b)

Figure 1 : Structures moléculaires de la chitine (a) et du chitosane (b) (Dhieb, 2014).

II. EXTRACTION DE LA CHITINE ET PRODUCTION DU CHITOSANE

II.1. Extraction de la chitine

La production de chitine repose sur l’élimination du carbonate de calcium et des protéines.

De nombreuses méthodes ont été développées afin de préparer la chitine à partir des déchets de

carapaces de crabe par :

L’extraction chimique

L’extraction biologique

II.1.1. Extraction chimique

L’extraction chimique consiste en un traitement acide pour la déminéralisation (DM) et un

traitement alcalin pour la déprotéinisation (DP). Les autres composés minoritaires sont

supposés être entrainés au cours de ces deux réactions. La déminéralisation précède

généralement la déprotéinisation car l’inverse aurait un impact sur la DP et le DA du polymère

(Nadir, 2013). Entre chaque étape, le produit est rincé abondamment à l’eau déminéralisée.

II.1.1.1. Déminéralisation

Le traitement acide élimine les minéraux, qui passent en solution sous forme de sels. Pour des

raisons économiques, l’acide chlorhydrique (HCl) est privilégié.


6

La concentration minimale, pour mener cette étape, est déterminée par l’équation chimique [1]

de la réaction entre l’élément minéral majoritaire, le carbonate de calcium CaCO3 et l’acide

chlorhydrique HCl. En principe, la déminéralisation est complète dès lors où les proportions

sont stœchiométriques, mais dans les faits, les entreprises utilisent des solutions en excès

2HCl (aq) + CaCO3 (s) → CaCl2 (aq) + H2O (l) + CO2 (gaz) [1]

II.1.1.2. Déprotéinisation

Lors de la description de la structure des cuticules, la forte interaction entre les protéines et la

chitine a été décrite. Ceci implique des conditions drastiques pour les séparer.

Un traitement basique permet d’éliminer les protéines par solubilisation. Les réactifs employés

pour cette étape sont des bases fortes comme l’hydroxyde de potassium (KOH). Le plus courant,

pour des raisons d’économie et technique, est l’hydroxyde de sodium (NaOH) (Leila, 2010).

Source : http://www.bibliomer.com/documents fiches/chitine et chitosane.

Figure 2 : Procédé d’obtention de la chitine à partir des dechets du crabe.

II.1.2. Extraction biologique

II.1.2.1. Voie enzymatique

La méthode douce dite biologique, mise en évidence pour remplacer la méthode chimique est

basée sur l’utilisation des bactéries lactiques et/ou des enzymes protéolytiques qui dégradent

les protéines en peptides solubles dans la solution aqueuse (Krajewska, 2005). L’utilisation des

bactéries lactiques dans l’extraction de la chitine présente un double avantage, car en plus de la

présence d’enzymes protéolytiques (Nadir, 2013), qui favorisent la déprotéinisation de la

Déminéralisation

Déprotéinisation

Décoloration

Déprotéinisation

Décoloration

Acide

Base

H2O2

Base

H2O2

Chitine

http://www.bibliomer.com/document


7

carapace, ces bactéries produisent l’acide lactique en dégradant la source de carbone

additionnée dans le milieu de fermentation. L’acide produit provoque un abaissement de pH du

milieu réactionnel conduisant ainsi à la solubilisation des minéraux principalement les

carbonates de calcium et par conséquent il provoque la déminéralisation de la carapace. Le

carbonate de calcium, libéré de la carapace, réagit avec l’acide lactique produit et forme le lactate

de calcium soluble dans le milieu. La réaction est décrite par l’équation [2] suivante (Krajewska, 2005)

:

2C3H6O3 + CaCO3 (s) → Ca(C3H5O3)2 (aq) + H2O (l) + CO2 (g) [2]

II.1.2.2. Voie fermentaire

La production de protéases exocellulaires par certains microorganismes, combinée à la

production d’espèces ioniques acides (comme l'acide lactique), équivaut aux conditions

d’extraction de la chitine (Le Roux, 2012). Traditionnellement, la fermentation se déroule dans

un réacteur où les conditions de température, pH, pression et agitation sont suivies (Le Roux,

2012). A l’issue de la fermentation, une filtration sépare deux fractions. La fraction solide est

composée en majorité de chitine et la fraction liquide contient les autres constituants solubilisés.

L’un des intérêts du procédé biologique résulte du potentiel de valorisation de cette dernière

fraction.

Au cours de la fermentation, une protéolyse s’opère et libère des peptides et des acides aminés

dont la digestibilité est améliorée par rapport aux protéines initiales (Bueno-Solano et al., 2012).

II.2. Préparation du chitosane

Le chitosane est une substance très peu répandue dans la nature (http://www.bibliomer.com/

documents fiches/chitine et chitosane). Il est rare et n’est présent que dans les parois cellulaires

d’une classe particulière de champignons, les zygomycètes (Rhizopus, Mucor…) de bactéries

et de levures et chez certains insectes comme dans la paroi abdominale des reines termites, Il

n’y a donc pas de source primaire du chitosane exploitable. La source majeure du chitosane

vendu commercialement provient de la désacétylation de la chitine obtenue à partir de crustacés.

La production du chitosane provient, en effet, des crevettes et des crabes qui représentent les

deux sources naturelles les plus abondantes. Ce sont donc des produits d'origine animale.

Néanmoins, des nouvelles voies alternatives sont apparues par exemple, la production du

chitosane à partir du champignon de Mucorrouxi (Aljawish, 2013).




8

La chitine peut être convertie en chitosane par :

voie chimique : une désacétylation alcaline homogène ou hétérogène (la plupart

de ces méthodes utilisent NaOH ou [NH2– NH2]).

voie enzymatique: avec la chitine désacétylase qui catalyse l'hydrolyse des liaisons

N–acétamide de la chitine (Ahmed, 2013).

(a)

(b)

Figure 3 : La désacétylation (a) enzymatique et (b) chimique de la chitine (Ahmed, 2013).

------------------------------------------------------------------------------------------------- Synthèse bibliographique

9

III. CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE ET BIOLOGIQUE DE LA

CHITINE

III.1. Caractérisation physico-chimique de la chitine

III.1.1. Structure cristalline et l’indice de cristallinité

A l’état naturel, la chitine présente une structure fibreuse rigide. Cette propriété induit une

insolubilité dans la plupart des solvants.

Ce polymère existe sous trois formes polymorphiques selon la source : la chitine α, la chitine β

et la chitine ϒ, qui diffèrent quant à l’arrangement des chaînes dans les régions cristallines, et

qui impliquent différents réseaux d’hydrogène (Desbrières, 2002).

Les différents arrangements des chaînes de la chitine sont possibles. Ces chaînes, sous formes

d’hélice, sont toutes dirigées suivant le même axe et donnant lieu à trois allomorphe distincts :

la chitine α : les chaînes sont disposées de façons antiparallèles, ce qui donne à

naissance à de nombreux pont hydrogène, ce qui explique la rigidité et la faible

réactivité de la chitine α. L’analyse de spectroscopie de diffraction de rayon X de la

chitine α met en évidence une structure cristalline de type orthorhombique

la chitine β : les chaînes sont parallèles entre elles. Les ponts hydrogène sont

inexistants, ce qui confère à la chitine β des propriétés solubilités et de caractère

hydrophile avec l’eau. La chitine β est cristallisée dans une maille monoclinique

la chitine ϒ : on suppose qu’une alternance de deux chaînes parallèles pour une

antiparallèle la caractérisé (Keddou, 2008).

Chitine α Chitine β Chitine ϒ

Figure 4 : Arrangement des trois formes existantes de la chitine : α, β et ϒ (Le Roux, 2012).

III.1.2. Degré de polymérisation

Les macromolécules de chitine possèdent un poids moléculaire important, généralement

supérieur à 106Da (1 à 2,5×106 Da selon Pacheco (2009), soit plus de 3 000 à 5 000 unités

------------------------------------------------------------------------------------------------- Synthèse bibliographique

10

répétitives, en fonction de la proportion de N -acétyl- β- D-glucosamines, monosaccharide

constitutif de la chitine pure. Cependant il demeure élevé, de l’ordre de 105 à 5×103 Da. Les

exemples cités par la littérature varient. Fischer et al., (2000) situent chitine au-delà de 106 Da

(Krajewska, 2005).

III.1.3. Poids molaire et Viscosité

Le poids moléculaire de la chitine est également un facteur important pour sa caractérisation.

Le viscosimètre est une technique rapide pour la détermination du poids moléculaire de la

chitine (Desbrières, 2002). Les constantes α et K dans l’équation de Mark-Houwink ont été

déterminés dans une solution contenant 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium

(Desbrières, 2002). La viscosité intrinsèque peut être exprimée de la manière suivant :

K m [3]

[η] : Viscosité

K : Constante de l’eqaution de Mark-Houwink

(détérminée dans 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium)

m : Poids moléculaire

α : Constante de l’eqaution de Mark-Houwink

(détérminée dans 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium)

III.1.4. Solubilité

La chitine est insoluble dans les solvants usuellement utilisés pour la cellulose (solutions

aqueuses d’hydroxyde de cuprammonium et de cupriéthylènediamine) (Leila, 2010). Cette

faible affinité pour les solvants est due aux fortes liaisons hydrogènes intermoléculaires (Kurita,

2001). Généralement, la chitine (α- chitine) est soluble dans quelques solvants comme N, N

diméthylacétamide qui contient 5 - 10% de Chlorure de lithium (LiCl) et quelques solvants

fluorés comme hexafluoroacétone et hexafluoro – 2 - propanol. Elle est également soluble dans

l’acide chlorhydrique, l’acide sulfurique, l’acide acétique et l’acide phosphorique à 78 - 97%

(Yang et al., 2004). Cependant, la solubilité dépend de la source de chitine (Jerome et al., 2004)

III.1.5. Degré d’acétylation et la répartition des groupes acétyles

Le degré d’acétylation (DA) est un paramètre fondamental qui influence les propriétés des

biopolymères chitineux. La détermination de DA est essentielle pour étudier la structure

chimique, les propriétés des copolymères et la relation structure chimique – propriétés

-----------------------------------------------------------------------------------------------Synthèses bibliographiques

11

(Krajewska, 2005). Il est défini comme étant le nombre d’unités de glucopyranose de la chaîne

de biopolymère ayant un groupement N – acétyle (Khor, 2001).

Les groupements amines au niveau de C-2 sont parfaitement acétylés. Généralement, 5 à 15%

de désacétylation est provoqué par le traitement alcalin lors du processus d’extraction de la

chitine. On parlera de chitine lorsque le degré d’acétylation est supérieur à 70% (Krajewska,

2005).

III.2. Caractérisation biologique de la chitine

III.2.1. Biocompatibilité

La chitine n’a aucun caractère antigénique et de ce fait elle est parfaitement compatible avec

les tissus vivants. Son caractère antithrombogène et hémostatique confirme sa possibilité

d’emploi dans tous les domaines de la biologie (Bal et al., 2006).

III.2.2. Biodégradabilité

La chitine est biodégradable, elle est hydrolysée par une série d’enzymes telles les chitinases,

le lysozyme et les glucanases (Krajewska, 2005). Les chitinases scindent la chitine en de

nombreux points pour former principalement le chitobiose (disaccharide) et le chitotriose.

Une autre enzyme la chitobiase hydrolyse le chitobiose et le chitotriose en monomères qui

peuvent être rapidement biodégradés (Desbrières, 2002).

III.3. Dérivés et structure cristalline du chitosane

III.3.1. Dérivés du chitosane

Le chitosane possède des propriétés chimiques et biologiques singulières attribuées à la

présence des groupes amines et hydroxyles. Ces groupes permettent des modifications

chimiques du chitosane qui incluent : l’acylation, l’alkylation, la formation de base de Schiff,

l’alkylation réductrice, la carboxyméthylation, la carboxyalkylation (Keddou, 2008).

Quelques exemples des dérivés du chitosane sont présents sur la figure 5


12

Figure 5 : Exemples des dérivés chimiques du chitosane (Keddou, 2008).

III.3.2. Structure cristalline

Le chitosane se cristallise dans le système orthorhombique. Samuel propose pour le chitosane

deux types de cristallinité différents. Le type I du chitosane correspond à un faible degré de

désacétylation (60%) (Sel de chitosane) est plus désordonné que le type II. Celui-ci a un fort

degré de désacétylation (90%) (forme amine libre) (http://www.ifrance.com/ Kiefer/ ES Htm).

IV. METHODES DE CARACTERISATION DU CHITOSANE

IV.1. Analyse par FTIR

IV.1.1. Spectroscopie FTIR

La spectrophotométrie infrarouge (FTIR) a été proposée comme la méthode la plus rapide et la

plus efficace pour comparer les propriétés et les groupements chimiques du chitosane (Asma,

2011).


13

Le principe de la spectrophotométrie infrarouge se base sur les émissions de vibrations entre

deux atomes. Elles sont spécifiques à chaque environnement atomique. Ces vibrations sont

identifiées selon leurs fréquences (Rao et al., 2000).

Elle permet de caractériser les groupements fonctionnels dans les polymères purs en identifiant

leurs bandes d’absorption et vérifier si leur nombre d’onde a changé une fois qu’ils ont été

mélangés. Cette variation est due à des modifications chimiques ou physiques induites par les

interactions entre les différents polymères du mélange (Dhieb, 2014).

IV.1.2. Conditions pour l'analyse spectroscopique de FTIR du chitosane

Les spectres de FTIR sont habituellement enregistrés dans l'infrarouge moyen (4000 cm-1 à 400

cm-1) avec une résolution de 4 cm-1 dans le mode d'absorbance pour 8 à 128 balayages à la

température ambiante. Les échantillons pour l'analyse de FTIR sont préparés en rectifiant les

poudres mélangées sèches avec KBr en poudre, souvent dans le rapport de 1:5 (1 g de

l’échantillon dans 5 g de KBr) et alors comprimé pour former des disques (Keddou, 2008).

Des spectres sont parfois mesurés en utilisant a détecteur contenant du deutérium de

triglycerinesulphate (DTGS) avec un détecteur spécifique de 1 x 109 cm Hz 1/2 w-1 ou sur des

films en utilisant une méthode totale atténuée de la réfraction (ATR) dans la spectroscopie

FTIR. L'analyse spectroscopique infrarouge de la réflectivité diffuse Fourier-Transform est

également appliquée (Le Roux, 2012).

IV.2. La spectrophotométrie UV-Visible

La spectrophotométrie UV-Vis est une méthode très sensible, facilement automatisable et de

fiable coût. Elle est cependant souvent sujette aux interférences de la matrice. C’est pourquoi,

elle est plus intéressante pour l’analyse des eaux de surface que pour celle des extraits de sols.

La spectrophotométrie UV-Vis est basée sur la propriété des éléments d’absorbés un rayon

lumineux. Elle est utilisable sur toute la longueur des spectres: de l’UV (220 nm) au proche IR

(1 nm). La méthode est d’un emploi très général car lorsque le corps à mesurer peu absorbant,

on lui ajoute un réactif spécifique pour former un nouveau produit absorbant. Le rapport entre

l’intensité du rayon incident et celle du rayon transmis est en relation direct avec la

concentration de l’élément à mesurer selon la loi de Lambert et Beer.


14

Figure 6 : Mode d’analyse de l’échantillon par la méthode spectrophométrie UV visible

Les appareils de mesure fonctionnent toujours par comparaison. La mesure de l’absorbance est

réalisée grâce à des cellules photo-électriques dont la sensibilité est très élevée.

IV.3. Mesure du degré de désacétymilation (DD)

Le degré de désacétymilation est l’une propriété les plus importantes du chitosane. Il influe,

non seulement sur les caractéristiques chimiques et physiques, mais aussi sur la biodégradation

et l’activité immunologique du chitosane (Claire et al., 2001).

Dans les 30 ans passés, beaucoup de méthodes ont été développées pour la détermination de

DD, y compris la spectrophotométrie infrarouge.

La spectroscopie UV, la résonnance magnétique nucléaire, la titration colloïdale et la titration

pontientiométrique.

Cependant la méthode la plus simple est celle de la spectrophotométrie IR proposée par

Brugnerotto et al., (2001).

V. LES COLORANTS TEXTILES

V.1. Généralité des colorants

Les colorants ont la propriété d’absorber une partie du spectre lumineux dans le visible. Cette

absorption est favorisée par leur structure chimique comprenant des groupements

chromophores (noyaux aromatiques ou hétérocycliques à doubles liaisons conjuguées) pour la

couleur, et des groupements auxochromes pour assurer la solubilité du colorant dans l’eau, ou

établir des liaisons efficaces avec les groupements chimiques du support à colorer (Djelal et al.,

2008). Une couleur est définie par sa longueur d’onde, ou par un mélange de longueurs d’onde.

Le spectre de la décomposition de la lumière blanche pourrait se résumer à trois couleurs dites

« primaires » de la lumière : le rouge, le jaune et le bleu (Grégorio et al., 2009).

Les colorants furent, pendant très longtemps, extraits du milieu naturel : plantes, animaux et

minéraux. Les premiers colorants synthétiques datent du milieu du 19ème siècle. L’évolution de


15

l'industrie des colorants a été étroitement liée au développement de la teinture synthétique et de

la chimie en général. V.2. Classification et propriétés des colorants

Depuis la découverte de la mauvéine par Perkin en 1856 et de la fuchsine par Verguin en 1858,

de très nombreux colorants ont été élaborés ; on en dénombre aujourd'hui plus de 10 000 en

production industrielle et il a été nécessaire d'avoir un système de classification.

La classification des colorants peut être faite selon leur constitution chimique et tinctoriale.

V.2.1. Classification chimique

Les colorants azoïques, anthraquinoniques, phtalocyanines et indigoïdes sont parmi les

colorants les plus utilisés. D’autres types de colorants tels que les diphénylméthanes, les

triphénylméthanes, les colorants polyméthiniques et les colorants du soufre sont aussi d’autres

familles chimiques moins utilisés que les premiers (Grégorio et al., 2009).

V.2.2. Classification tinctoriale

Si cette classification présente un intérêt pour le fabricant de matières colorantes, le teinturier

utilise plutôt la classification par domaine d’application (Grégorio et al., 2009). Ainsi, il est

renseignée sur la solubilité du colorant dans le bain de teinture, son affinité pour les diverses

fibres et sur la nature de la fixation (Grégorio et al., 2009). On distingue différentes catégories

tinctoriales définies par les auxochromes : les colorants réactifs, cuve, dispersés, directs à

mordants et soufrés.

V.3. Impact environnemental des colorants textile

L’un des principaux problèmes environnementaux qui se posent dans les industries textiles est

celui des quantités d’eaux résiduaires rejetées et leur décharge. Les autres questions

importantes sont la consommation énergétique, les émissions dans l’atmosphère, les déchets

solides et les odeurs qui peuvent représenter des nuisances significatives dans certains

traitements (Le Roux, 2012).

V.4. Toxicité et écotoxicité des colorants textiles

Les rejets d'effluents des industries textiles, chargés en colorants, dans les rivières et les

réceptacles de façon générale, peuvent nuire considérablement aux espèces animales et

végétales ainsi qu'aux divers micro-organismes vivant dans ces eaux. Cette nuisance pourrait

être liée à la diminution de l'oxygène dissous dans ces milieux. Par ailleurs, leur très faible

biodégradabilité, due à leur poids moléculaire élevé et à leurs structures complexes, confère à

ces composés un caractère toxique pouvant être élevé ou faible. De ce fait, ils peuvent


16

persister longtemps dans ce milieu, engendrant ainsi des perturbations importantes des

différents mécanismes naturels existant dans la flore (pouvoir d’autoépuration des cours d’eau,

inhibition de la croissance des végétaux aquatiques, etc.) et dans la faune (destruction d’une

catégorie de poissons, de microorganismes, etc.) (Benosman, 2011).

VI. LES DIFFERENTES METHODES D’ELIMINATION DE COLORANT

VI.1. Adsorption sur des matériaux adsorbant comme le Charbon Actif

L’adsorption est un procédé d’élimination des polluants organiques ou minéraux présents dans

des effluents aussi bien liquides que gazeux. Plusieurs modèles théoriques ont été élaborés pour

décrire les mécanismes de ces phénomènes. Nous y reviendrons par la suite.

Par ce procédé, le polluant est transféré de la phase fluide vers la surface du solide. Même

avec le charbon actif considéré comme l’adsorbant le plus efficace, ce mode de traitement reste

très limité pour l’élimination de tous les colorants. Seuls les cationiques, colorant à mordant,

dispersés ou dits de cuve et réactifs sont éliminés par cette technique (Sihem, 2007).

VI.2. Floculation-coagulation

Sous le terme de coagulation floculation, on entend tous les processus physicochimiques par

lesquels des particules colloïdales ou des solides en fine suspension sont transformés par des

floculant chimiques en espèces plus visibles et séparables (les flocs). Les flocs formés sont

ensuite séparés par décantation et filtration puis évacués. Les coagulants inorganiques tels que

l’alun donnent les résultats les plus satisfaisants pour la décoloration des effluents textiles

contenant des colorants dispersés, de cuve et soufrés, mais sont totalement inefficaces pour

les colorants réactifs, azoïques, acides et basiques. Par ailleurs, la coagulation - floculation ne

peut être utilisée pour les colorants fortement solubles dans l’eau. D’importantes quantités de

boue sont formées avec ce procédé: leur régénération ou réutilisation reste la seule issue mais

demande des investissements supplémentaires (Sihem, 2007). VI.3. Traitement biologique

Basé sur les micros organismes en milieu aérobie ou anaérobie (Guendouz, 2014), le traitement

biologique est une méthode qui pourrait être nécessaire à la dégradation de composés

organiques synthétiques tels que les colorants. Ce procédé peut conduire soit à une

biodégradation totale avec formation de CO2 et de H2O, soit à une biodégradation incomplète,

pouvant aboutir à un composé ayant une structure différente du parent produit. Cependant, les

colorants synthétiques utilisés dans le textile se sont avérés résistants à la biodégradation


17

(Samira, 2009). Une décoloration de l'ordre de 22% a été obtenue par traitement biologique

pour des colorants employés dans la teinture des fibres polyester et du coton.

Le traitement biologique est souvent caractérisé par des mesures de la DBO (Demande

Biochimique en Oxygène) et de la DCO (Demande Chimique en Oxygène). Ainsi, en situation

d’anaérobie, le rendement d'élimination est de 80% pour la DCO dans le cas des effluents

chargés (0,8 kg/m3). Ce rendement n'est que de 50% pour des effluents encore plus chargés

(Samira, 2009).

VI.4. Oxydation

Dans la littérature, les techniques d'oxydation chimique sont généralement appliquées pour le

traitement des composés organiques dangereux présents en faibles concentrations, en

prétraitement avant des procédés biologiques, le traitement d'eaux usées chargées de

constituants résistant aux méthodes de biodégradation et en post-traitement pour réduire la

toxicité aquatique. Les deux réactifs les plus souvent énumérés pour ce type de traitement sont

H2O2 et le Chlore. Le peroxyde d'hydrogène est un oxydant fort et son application pour le

traitement des polluants organiques et inorganiques sont bien établis. Mais l'oxydation seule

par H2O2 n'est pas suffisamment efficace pour de fortes concentrations en colorant ont proposé

de traiter les colorants azoïques par l’hypochlorite de sodium mais, même si la molécule initiale

est détruite, les halogènes sont susceptibles de former des trihalométhanes cancérigènes pour

l’homme avec les sous-produits de dégradation (Sihem, 2007).


17

VI.5. Elimination de colorants par le chitosane

De nombreux chercheurs ont étudié le piégeage sur des polymères naturels. Parmi ces

biopolymères; le chitosane fait l’objet de nombreuses études, en raison de sa grande capacité à

complexer et à fixer une large gamme de polluants environnementaux allant des matières en

suspension aux ions métalliques ; en passant par des molécules organiques ; ou encore des

microorganismes. En outre; le chitosane est un bioadsorbant bon marché présente

d’exceptionnelles propriétés physico‐chimiques et biologiques; ainsi qu’une grande versatilité;

autorisant plusieurs possibilités en traitement des eaux (Morsli et Berngueddach, 2010) comme

l’adsorption; la coagulation-floculation ; oxydation ou encore le dessalement par ultra filtration

VI.6. Synthèse bibliographique des travaux récents

Trois articles cités ci- après présentent des travaux similaires à ceux que nous projetons de faire

dans ce mémoire. Plusieurs chercheurs ont été étudiées la valorisation des déchets du crabe

obtenant le chitosane et qui est utilisé pour traiter les eaux usées. Selon les publications, un

résumé des principales études qui sont touchées par ce sujet sera présenté comme suit:

« Purification de la chitine par hydrolyse enzymatique à partir de coproduits de crevette

Penaeus vannamei. Caractérisations des produits et optimisation du procédé »thèse de

mémoire DOCTORAT présenté par Le Roux (2012). Les coproduits de crevette a été

valorisées pour obtenir de la chitine par l’hydrolyse enzymatique en utilisant la pepsine.

La prise d'essai de matière première est de 5 g environ est ajouté 25 mL d'acide

phosphorique à 0,9 M, dans un erlenmeyer. Ce mélange est chauffé à 40°C et le pH

ajuste à 2 puis ajouter la pepsine sur ce mélange. L'erlenmeyer est placé sous agitation

magnétique, en étuve.

« Étude du processus de coagulation-floculation du système montmorillonite-chitosane

dans l'élimination de métaux de transition » mémoire présenté comme exigence partielle

de La maîtrise en chimie par Assaad (2006).

Cette mémoire consiste à la désacétylation de la chitine et à la détermination de la valeur de la

DD du chitosane obtenu. Le DD du chitosane est déterminé par des dosages conductimétriques:

basique et acide et par la titration pH-métrique.

D’autre part, une recherche, intitulée: «Removal of an anionicdye (Acid Blue 92) by

coagulation–flocculation using chitosan» Journal of Environmental Management a été

effectuée par Agata et al (2009).


18

Le bleu acide 92 (un colorant sulfonique) ont été choisis comme un colorant modèle pour

vérifier la capacité des chitosane de traiter la textile eau usagée. Une expérience préliminaire a

démontré que le chitosane était plus efficace au déplacement de couleur dans l’eau de robine

que dans l'eau déminéralisée. Et, une concentration sensiblement inférieure de chitosane

pourrait être utilisée avec de l'eau robinet. L’élimination atteint jusqu' à 99% sous la

concentration optimale D’après la thèse de mémoire présenté par Andrianampoina (2016) : le

chitosane est un floculant très efficace en adsorbant les colorants (réactif YELOW-ED ou

réactif RED ED3B Everzol ou réactif Everzol Bleu C-R S/P ou réactif Bleu HFRL) et il est

aussi un coagulant très puissant pour la neutralisation des charges des colorants et la

déstabilisation des particules de colorant pour une meilleure adsorption.

« Coagulation and flocculation treatment of wastewater in textile industry using

chitosan » Journal of Chemical and Natural Resources Engineering. Universiti

Teknologi Malaysia par Hassan et al., (2009).

Dans cette expérience, une eau usagée d’industrie textile a été utilisée, en changeant différentes

paramètres. Les paramètres optimales étaient : dosage avec du chitosane à 30 mg/L avec une

pH=4 et un temps de mélange environ 20 minutes à 250 tours/minutes ; puis 30 minutes de

temps de stabilisation. Les résultats obtenus ont montré que chitosane avait avec succès floculé

les particules suspendues anioniques et réduisent les niveaux de la demande chimique

d'oxygène (DCO) et la turbidité dans l'eau usagée d'industrie textile à 72,50% et à 94,50%

respectivement.

Partie II : MATERIELS ET METHODES

---------------------------------------------------------------------------------------------- Matériels et méthodes

19

MATERIELS ET METHODES

I. MATERIELS

I.1. Matériels biologiques

La matière première utilisée pour cette étude est constituée des co-produits de crabe en

provenance de la baie de Moromandia (Madagascar). Ils sont fournis par la société poissonnerie

MANDA S.A Ambohijanahary Antehiroka Antananarivo.

Les co-produits sont constitués principalement par des appendices (les carapaces, les pinces et

les pattes).

I.2. Matériel enzymatique

La Pepsine est caractérisée du porcine et formé généralement utilisée par les industries (EC

3.4.23.1) et celle que nous utilisons pour cette étude.

II. METHODES

II.1. Préparation de la poudre des co-produits

Les poudres de crabes sont préparées suivant le procédé cité par Mukherjee, 2001

La carapace de la chaire et des pinces de crabes sont débarrassées et nettoyées à l’eau. Puis

séchage dans l’étuve pendant 10 heures.

Après 10 heures, les matières premières sont laisses refroidir et broyés à l’aide d’un broyeur

pour donner des fragments de taille inférieure à 1mm chacune.

II.2. Détermination du pH des poudres

Pour estimer le pH des poudres, 1 g chacune de poudre sont mis à macérer dans 20 mL d’eau

distillée pendant 1 heure. La valeur du pH est déterminée par une lecture directe du

surnageant à l’aide d’un pH mètre.

II.3. Analyse des compositions des poudres

II.3.1. Matière sèche

II.3.1.1. Principe

La méthode utilisée consiste à déterminer la quantité d’eau perdue dans la poudre de crabe

durant sa préparation ainsi que les eaux intercellulaires.


20

II.3.1.2. Mode Opératoire

Un récipient est séché à 105°C pendant 1 heure et placé dans le dessiccateur environ 30 minutes

pour refroidir. Un gramme de l’échantillon est séché dans le récipient et la masse est déterminée

par m1. Cet échantillon est placé dans une étuve à 105°C pendant 24 heures.

En fin, le récipient est laisse refroidir dans un dessiccateur durant au minimum 30 minutes et la

masse est déterminer par (m2).

II.3.1.3. Mode de calcul

2 1(%) 100MSPE

m m [4]

m1 et m2 : poids avant et après d’incinération respectivement

PE : prise d’essais

II.3.2. Teneur en protéines

II.3.2.1. Principe

La teneur en protéine est déterminée par la distillation avec la méthode KJEDHAL. Cette

méthode consiste en un dosage de l’azote contenu dans l’échantillon.


La méthode de dosage de la protéine se déroule en trois étapes :

1ére étape : La pente de minéralisation

Dans un matras on ajoute successivement : 0,5 g d’échantillon à 1 mg près, un comprimé de

catalyseur (à base de sel de cuivre et de sulfate potassium) et 25 mL d’acide sulfurique

concentré. Le contenu du matras est homogénéisé. Il est introduit dans le bloc de minéralisation.

Le matras est chauffé à 450°C environ jusqu’à carbonisation de la masse et disparition de

l’écume c'est-à-dire lorsque la solution apparaît limpide et incolore (vert en présence de

catalyseur à base de cuivre).

La solution, refroidie à température ambiante, est additionnée de 20 mL d’eau distillée en

agitant de temps en temps afin de faciliter la dissolution des sulfates. Elle est refroidie de

nouveau.


21

2éme étape: distillation

Le matras est connecté au réfrigérant de l’appareil à distiller et l’extrémité de ce dernier est

plongé sur une hauteur de1cm au moins dans le liquide du flacon collecteur composé de 25 mL

d’acide borique et quelques gouttes d’indicateur coloré (mélange de rouge de méthyle et de

bleu de méthylène). Le liquide est de couleur violacée. Puis, à l’aide de la pompe à soude de

l’appareil à distiller, on introduit lentement environ 50 mL de solution à 40 % d’hydroxyde de

sodium dans le matras. La distillation s’effectue pendant 30 à 45 minutes (Distillateur d’azote

Büchi 315)

3éme étape : Titration

Le liquide du flacon collecteur vire au vert en contact de l’azote ammoniacal recueilli dans le

flacon. L’azote est dosé avec une solution d’acide sulfurique 0,1N. Le dosage est terminé quand

le contenu du flacon collecteur redevient violacé.


TP(%) =𝟎,𝟖𝟕𝟓

𝐏𝐄 × chute de burette [5]

0 ,875 : constante de KJEDHAL

PE : prise d’essais en g

Chute de burette : volume de l’acide sulfurique titré

II.3.3. Teneur en lipide

II.3.3.1. Principe

Le principe repose sur l’extraction des lipides contenus dans les échantillons en utilisant un

solvant d’extraction : le n-hexane ou l’éther de pétrole.

II.3.3.2. Mode opératoire

Cinque grammes (5 g) de la poudre de crustacé sont pesées dans un papier Joseph puis cette

poudre est mise dans une cartouche à extraction. La cartouche est placée ensuite dans un

extracteur selon Soxhlet. Un ballon contenant environ 120 mL d’hexane est placé directement

au-dessous de l’extracteur. Le ballon est monté au chauffe-ballon. L’extrait d’hexane est

recueilli dans un ballon préalablement pesé. Le contenu du ballon est évaporé à l’aide d’un

rotavap, puis séché à l’étuve à 103°C et refroidi dans un dessiccateur. Après refroidissement,

le ballon est de nouveau pesé.


22


La détermination de la teneur en lipides se fait comme suit :

2 1(%) 100TLPE

m m [6]

Avec

m1 et m2 : poids du ballon vide et après l’étuvage en grammes respectivement

PE : la prise d’essai en grammes

II.3.4. Teneur en cendres

II.3.4.1. Principe

Les cendres brutes sont obtenues par destruction des matières organiques contenues dans les

échantillons à 550 °C.


Les capsules sont séchées dans une étuve à 105°C, après 1 heure, ces capsules sont laissés

refroidir dans un dessiccateur durant 30 minutes minimum. Un gramme (1 g) de la poudre est

ajouté sur cette capsule et séché sur l’étuve à une température 105°C. La masse est déterminée

m1 et placé le tout dans un creuser à l’incinération puis l’ensemble est incinéré à 550 °C au four

jusqu’à obtention de cendre blanches ou grises claire.

Enfin cette capsule est placée un dessiccateur durant au minimum 30 minutes et la masse est

déterminée m2.


2 1(%) 100TCPE

m m [7]

m1 et m2 : poids avant et après d’incinération respectivement

PE : prise d’essais.


23

II.3.5. Teneur en éléments minéraux (Calcium ; Sodium ; Magnésium et

Potassium)

II.3.5.1. Principe

L’échantillon est incinéré et les cendres sont mises en solution dans l’acide chlorhydrique.

La teneur en éléments minéraux de la solution est déterminée par spectrophotométrie de flamme

en présence de chlorure de césium et de nitrate d’aluminium. L’addition de ces substances

élimine dans une large mesure, l’interférence d’éléments perturbateurs.


Les cendres sont mouillées avec un peu d’eau distillée, puis additionnées de 5 mL d’acide

chlorhydrique concentré. Le mélange ainsi obtenu est mis dans un bécher et chauffé jusqu'à

ébullition pendant 10 minutes sur plaque chauffante. Les solutions sont laissées se refroidir puis

filtrées et rincées avec de l’eau distillée, le volume de la solution est ramené à 100 mL avec de

l’eau distillée avant la lecture de la densité optique sur spectromètre d’absorption atomique.

Si la teneur en minéraux est plus forte, la solution à analyser est dilué dans des proportions

adéquates avant l’addition de la solution tampon.


TM (g/100g) = 𝐂×𝟏𝟎−𝟔×𝐝𝐢𝐥×𝐕

𝐏𝐄× 100 [8]

Avec:

C: concentration de la solution en µg/ml

dil: inverse du facteur de dilution

V: volume de reprise des matières minérales

PE: pris d’essais initiaux.

II.4. Extraction de la chitine et préparation du chitosane

Deux étapes (02) ont été nécessaires pour obtenir le chitosane, soient l'extraction de la chitine

à partir des carapaces et des pinces des crabes ; ensuite l'obtention du chitosane à partir de la

désacétylation de la chitine. Cette méthode de l’extraction de la chitine et de l'obtention du

chitosane, qui est tirée d’Oanh et al., (2007) et de Le Roux (2012) passe par les opérations

suivantes.


24

II.4.1. Extraction de la chitine

Cinquante grammes (50 g) du poudre sont préparées à l’aide d’une balance et versés dans un

bêcher puis 250 mL de la solution d'acide phosphorique (H3PO4) 1N sont ajoutés dans le bêcher.

Ce mélange est chauffé à une température de 40°C environ sur plaque chauffante en agitant en

même temps l’ensemble, le pH est ajusté à 2 par addition d'acide phosphorique (H3PO4) 3N.

Après ajustement de la température et du pH, la pepsine est ajoutée à un pourcentage de 2% (2

g de la pepsine dans 100 g des matières premières).

Ensuite, ce mélange chauffé et agité sur plaque chauffante à une température de 40°C pendant

6 heures.

Après 6 heures, le mélange est filtré sur un papier filtre (0,45 nm) et rincé abondamment à l'eau

distillée.

Le retentât est remis en suspension dans de l'eau distillée, le mélange est agité pendant 10

minutes avant d'être filtré et rincé à nouveau à l'eau.

La fraction solide obtenue est transférée dans une coupelle et séchée pendant une nuit à 90°C

dans une étuve.

Le poids est alors à nouveau pesé et permet de connaître la masse de produit récupéré.

II.4.2. Préparation du chitosane

Il est nécessaire de transformer la chitine en chitosane car celui-ci est plus efficace au traitement

des eaux dû à la caractéristique du groupement amine. Ainsi on traite la chitine avec du NaOH

40% dans une température 90°C à l’aide d’une plaque chauffante pendant 3 heures. Ensuite,

cette solution est rincée abondamment avec de l’eau distillée et séchée sur la température 90°C.

II.4.3. Purification du chitosane

Le chitosane ainsi obtenu est purifié par la méthode suivante. Une solution 1% de chitosane

est préparée dans l'acide acétique 2%. Cette solution est agitée pendant 1 heure pour dissoudre

le chitosane. La partie liquide est récupérée dans un autre bécher puis additionner NaOH 0,1N

pour former des précipites qui sont les chitosanes. Les éléments insolubles sont décantés et

lavés plusieurs fois à l'eau distillée jusqu'à élimination de toute trace de NaOH puis séchés à

l’étuve à 90°C afin d’obtenir le chitosane purifié.


25

II.5. Caractérisation du chitosane

Le chitosane est caractérisé par son degré de désacétylation.

Le Degré de Désacétylation (DD) est le pourcentage molaire de l’élimination des groupements

N-acétyle. Ce paramètre influe sur toutes les propriétés physico-chimiques (masse moléculaire

en poids, viscosité, solubilité, …) du chitosane. La détermination du DD est l’une des analyses

de routine lors de l’extraction de la chitine et la préparation du chitosane.

Plusieurs méthodes sont proposées pour savoir la caractéristique de la chitosane : le dosage

conductimétrie; le dosage pH-métrique ; la spectrophotométrie UV-visible et la spectrométrie

FTIR.

II.5.1. Dosage conductimétrie

Le dosage conductimétrie a été effectué dans le but de déterminer le DD du chitosane. Il a été

effectué suivant deux méthodes:

Dosage basique:

Le poudre du chitosane prépare est 150 mg qui soluble dans 10 mL de HCl 0,1 N ; puis cette

solution est ajusté 200 mL de l'eau distillée. La conductivité de la solution après chaque ajout

de NaOH 0,1N est mesurée. Le traçage de la courbe présente deux points d’inflexion (V1 et

V2). La différence de volume de NaOH entre ces deux points d’inflexion correspond à la

quantité de HCl nécessaire pour dissoudre le chitosane, c’est-à-dire pour transformer les

groupements –NH2 en –NH3+ (Assaad, 2006).

Le calcul du DD se fait selon la formule suivante:

2 1

2 1

203 ( )DD (%)= 100

42 ( )

VV

N

m N

VV

[11]

Avec:

‒ N est la normalité de la solution de NaOH (en mol/L) ;

‒ V1 et V2 sont les volumes équivalents de NaOH (en L) ;

‒ m est la masse du chitosane (en g) ;

‒ 203 (en g/mole) est la masse moléculaire du monomère acétylé;

‒ 42 (en g/mole) est la différence entre la masse moléculaire du monomère

acétylé et la masse moléculaire du monomère désacétylé.


26

Dosage acide :

Cent cinquante milligrammes (50 mg) de chitosane sont versé de 200 mL d'eau distillée et titré

ce mélange, tout en l'agitant, avec une solution de HCI 0,1N jusqu'au dépasser le point de

solubilisation complète du chitosane; la conductivité de la solution après chaque ajout de HCI

est mesuré à l’aide d’un conductimètre (Assaad, 2006).

La courbe obtenue présente un seul point d'inflexion (V) qui correspond à la quantité de HCI.

Le calcul du DD s'effectue à l'aide de la relation 12 :

203DD (%)= 100

42

V N

m V N

[12]

Avec:

‒ N est la normalité de la solution de NaOH (en mol/L) ;

‒ V est le volume qui correspond au point d'inflexion (en L);

‒ m est la masse du chitosane (en g) ;

‒ 203 (en g/mole) est la masse moléculaire du monomère acétylé;

‒ 42 (en g/mol) est la différence entre la masse moléculaire du monomère acétylé

et la masse moléculaire du monomère désacétyle.

II.5.2. Dosage pH-métrique

Le dosage pH-métrique a permis de déterminer le DD du chitosane. Il se déroule selon les

étapes suivantes (Assaad, 2006) :

solubilisation de 150 mg du chitosane dans 10 mL de HCl 0,1 N ;

ajustement le volume de la solution à 200 mL avec de l'eau distillée;

titrage de la solution, en l'agitant, avec une solution de NaOH 0,1 N ;

mesurer du pH de la solution après chaque ajout de NaOH.

Le calcul du DD du chitosane s'est effectué de la même manière que dans le cas du dosage

conductimétrie basique. Cette courbe présente deux points d'inflexion (V1 et V2).

II.5.3. Spectrophotométrie UV-visible

Une solution du chitosane de 1% a été préparée dans une solution d'acide acétique de 2%.

Ensuite, un échantillon de cette solution a été balayé à des longueurs d’ondes UV-visible de

200-800 nm avec le spectrophotomètre UV-visible. Le trajet optique de la cellule utilisée est à

1 cm.


27

II.5.4. Spectrométrie FTIR

Les spectres infrarouges ont été obtenus en effectuant 32 balayages de l'échantillon du chitosane

dans des pastilles de KBr à l’aide d’une presse hydraulique SHIMADZU (1 mg chitosane /100

mg de KBr) (Le Roux, 2012).

L'échantillon a été porté à 40°C pour une durée de 24 heures avant de prendre le spectre par le

spectrophotomètre infrarouge à transformée Fourrier.

II.6. Essais de traitement d’eau de rejet d’industrie textile par le chitosane

Figure 7 : Méthodologie d’essai de traitement des eaux usées d’industrie textile par

coagulation-floculation.

II.7. Analyses des paramètres physico-chimiques des eaux

II.7.1. Mesure du pH

Selon le NFT 90-008, 1 953 à mesure du pH est effectuée par l’appareil pH-mètre EUTECH

Escosan.

II.7.2. Détermination de la conductivité

La conductivité électrique est définie comme l’inverse de la résistance, mesurée dans des

conditions spécifiées entre les faces opposées d’un cube unité (de dimensions déterminées)

d’une solution aqueuse, elle peut être utilisée comme mesure de la concentration des solutés

ionisables présents dans l’échantillon.

1er étape : 200 tours/minute

pendant 30 secondes.

2éme étape : 30 tours/minute

pendant 30 minutes

Préparation de

l’échantillon d’eau

(200 mL de l’eau

usée)

Agitation avec une

solution du

chitosane et eau usée

(4 mL du chitosane

10 g/L)

Floculation

et

Coagulation

Décantation

Analyse des

paramètres

physico-

chimiques


28

La mesure de la conductivité se fait en plongeant l’électrode dans l’eau à analyser et laissé. Les

résultats sont lus sur l’écran du conductimètre, conformément à le (NF EN 27 888, ISO 7 888,

1994).

II.7.3. Détermination de la turbidité

La turbidité est l’état d’un liquide trouble détermine par le turbidimètre. On procède comme

suit : remplir 10 mL de l’échantillon dans un tube vissé et mesuré sur un turbidimètre puis lire

directement le résultat.

II.7.4. Détermination des matières en suspension

La méthode de détermination des matières en suspension est basée sur la filtration des

échantillons à travers un disque filtrant en papier Whatman GF/C 47 mm. Cette filtration est

suivie par un séchage dans une étuve à 105°C pendant 2 heures et pesage du filtre (NFT 90-

105, 1978).

Les matières en suspension sont calculées selon la formule suivante :

2 1MES (mg/l)= 1000mV

m [9]

Avec :

m1 et m2 : la masse de la membrane en mg avant et après analyse ;

V : le volume en ml de la prise d’essai de l’échantillon.

II.7.5. Détermination de la couleur

La couleur de l’échantillon observe est appréciée par rapport à une solution de référence

(Platine-Cobalt). Dix millilitre (10 mL) de l’échantillon sont versés dans un tube vissé puis

placés dans un colorimètre. Afin de déterminer la couleur nette de la solution, une solution

d’eau distillée est utilisée comme témoin dans un autre tube. Avant la lecture, l’appareil est

réglé à la longueur d’onde de 410 nm.

II.7.6. Demande chimique en oxygène (AFNOR NFT 90-103, 1975)

Le principe de la méthode de mesure est de mettre en ébullition à reflux les échantillons à

analyser, en milieu acide, en présence d’une quantité connue de dichromate de potassium, de

sulfate d’argent jouant le rôle de catalyseur d’oxydation et de sulfate de mercure permettant de

compléter les ions chlorures. La détermination de l’excès de bichromate est effectuée avec une

solution titrée de sulfate de fer et d’ammonium.


29

Dans chaque tube, 10 mL de l’échantillon ou d’eau distillée (pour le blanc) sont mélangés avec

5 mL de dichromate de potassium et à 15 mL d’acide. Le mélange est placé dans le thermo-

réacteur pendant 2 heures à 105°C. Ensuite, les fioles sont retirées et laissées pour se refroidir.

Enfin, chaque fiole est titrée avec une solution de sulfate ferreux ammoniacal en présence de

ferroïne jusqu’à la formation d’une coloration rouge brique.

Le taux de DCO se calcule par la formule suivante :

Bf

8000 1,2DCO (mg/l) =

VB E

dilV V

[10]

Avec :

VBf et VB: volume versé du sulfate ferreux ammoniacal pour le témoin chaud et l’échantillon

VE : volume de l’échantillon

dil : dilution préalable de l’échantillon.

II.7.7. Demande biochimique en oxygène

La demande biochimique en oxygène est constituée par la quantité d’oxygène nécessaire pour

oxyder les matières organiques dégradables par voie biologique (par les bactéries) dans chaque

échantillon d’eau.

La mesure de la DBO s’effectue 2 fois, d’abord au plus tard 12 heures après le prélèvement de

l’échantillon ensuite 5 jours après incubation à 20°C. Pour cela la méthode de dilution est

utilisée, elle consiste à diluer l’échantillon dans une quantité d’eau telle qu’à l’issue de la

mesure, le taux d’oxygène résiduel reste inférieur à 50% du taux initial.

Pour mieux étudier la DBO, 3 éléments sont tenus en compte : la préparation de l’eau de

dilution, le choix du facteur de dilution et la préparation des flacons de mesure (NFT 90-101,

1988).

PARTIE III : RESULTATS

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

30

RESULTATS

I. CARACTERISATION DE LA POUDRE DE CARAPACE ET PINCE DE CRABES

Les analyses physicochimiques réalisées dans le cadre de notre travail sont basées sur la

détermination du pH de la poudre de carapace mise en solution aqueuse à 10% (masse/volume),

ainsi que les matières sèches, les matières organiques (teneurs en protéines et lipide) et les

matières minérales (Calcium, Sodium, Magnésium et Potassium) dont ces derniers résultent de

la teneur en cendre.

I.1. pH et matière sèche

Les valeurs de la pH et matière sèche déterminée sont présentées sur le tableau 1.

Tableau 1 : Répartitions de la pH et matière sèche des poudres du crabe

pH Matière sèche (%)

Carapace 9,78 96,18

Pince 9,64 95,87

Le tableau 2 montre que le pH des poudres de crustacés du crabe est basique (pH= 9,78 pour

carapace et pH= 9,64 pour pince) et la matière sèche de la poudre du crabe est très élevée.

I.2. Matières organiques

Les matières qui se sont volatilisées lors de la calcination à 550°C représentent les composés

organiques. Leurs teneurs sont estimés à 30% selon la quantité de cendres obtenus. Elles sont

constituées par les protéines et les lipides dont les teneurs sont décrites dans le tableau 2.

Tableau 2 : Répartition des matières organiques des poudres du crabe

Protéine (%) Lipide (%)

Carapace 8,50 0,064

Pince 11,23 2,65

La poudre du crabe est riche en protéine (8,50% pour carapace et 11,23% pour pince), mais il

est pauvre en lipide (0,064% pour carapace et 2,65% pour pince).

I.3. Cendre et éléments minéraux

Les pourcentages en cendres de la poudre du crustacé du crabe sont présentés sur le tableau

3 suivant.

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

31

Tableau 3 : Répartition des matières en cendre des poudres de carapace et pince du crabe

Le taux de cendres de la poudre de crabe est de 68% en moyenne. Les composantes minérales

dominent ainsi la composition de la matière.

Quelques éléments minéraux contenus dans les carapaces et les pinces sont présentés dans le

tableau 4.

Tableau 4 : Teneurs en éléments minéraux dans les carapaces et dans les pinces de crabe

Eléments minéraux (g/100g)

Calcium (Ca) Sodium (Na) Magnésium (Mg) Potassium (K)

Carapace 24,57 0,65 1,59 0,10

Pince 24,88 0,78 1,65 0,16

La poudre du crabe a une forte teneur en élément minéraux par rapport à la matière organique

car le taux de la cendre représente 68% environ d’après le tableau 3. Le calcium s’avère être

l’élément principal avec une teneur de 24,57 et 24,88 g (carapace et pince) respective pour 100

g de matière sèche. Le potassium sur ce crustacé est faible par rapport aux autres minéraux

étudiés, qui contient 0,10 g en carapace et 0,16 g en pince pour 100 g de matière sèche.

II. EXTRACTION SEMI - ENZYMATIQUE DU CHITOSANE

À la fin du procédé d’extraction semi-enzymatique, on obtient un produit sous forme de

poudre blanche. Les valeurs de rendement de la chitine et du chitosane sont présentées dans

le tableau 5.

Tableau 5 : Les rendements extraction de la chitine

Rendement Carapace en % Pince en %

Chitine 14,92 13 ,60

Le pourcentage de transformation de chitine en chitosane est montré dans le tableau 6. Des

pertes d’environ 35% sont observées.

Tableau 6 : Rendement de transformation en chitosane

Rendement Carapace en % Pince en %

Chitosane 62,27 69,06

Carapace Pince

Cendre (%) 66,8 69,8

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

32

Les rendements des produits de la chitine et du chitosane par l’hydrolyse semi-enzymatique

sont presque identiques pour les poudres de la carapace et pince. Les chitines se concentrent

dans l’hydrolyse semi-enzymatique avec le rendement 14,92% pour la carapace et 13,60% pour

la pince. La désacétylation de la chitine permet de récupérer 62,27% du chitosane pour la

carapace et 69,06% pour la pince. En d’autre terme, les teneurs en chitosane calculées par

rapport aux matières premières sont respectivement 9,29% pour les carapaces et 9,37% pour

les pinces.

La purification du chitosane sur l’acide acétique 2% conduit à un rendement de 2,74% et de

2,83% du chitosane purifié des carapaces et des pinces respectivement.

III. CARACTERISATION DU CHITOSANE

III.1. Détermination du degré de désacétylation (DD) du chitosane par dosage

conductimétrie

Le dosage conductimétrie est une méthode qui détermine la DD. Cette méthode est aussi plus

simple et peu coûteuse comparée aux autres méthodes d'analyse élémentaire et

chromatographique.

Deux méthodes de dosage conductimétrie ont été utilisées dans le présent travail, soient : les

dosages conductimétrique basique et le dosage conductimétrique acide.

III.1.1. Dosage conductimétrique basique

Dans la première méthode, le chitosane a été solubilisé dans un excès d'acide chlorhydrique. La

mesure du changement de la conductivité permet de tracer la courbe présentée à la figure 7.

Figure 8 : Dosage conductimétrique basique des chitosanes préparé et du chitosane

commerciale

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

33

La figure 7 montre que cette courbe présente deux points d'inflexion (V1 et V2). Ces deux points

d’inflexion sont montrés dans le tableau 7 ci-dessous avec les valeurs DD du chitosane.

Tableau 7 : Valeur du DD du chitosane par la méthode de conductimétique basique

m (g) V1 ×10-3 (L) V2 × 10-3 (L) DD (%)

Chitosane de la carapace 0,15 1,50 7,50 69,13

Chitosane de la pince 0,153 2,50 9,50 77,91

Chitosane du commercial 0,152 1,50 9 82,97

II.1.2. Dosage conductimétrique acide

Dans la deuxième méthode, le chitosane lyophilisé a été dispersé dans l'eau distillée sous forme

de particules très fines. La variation de la conductivité de la solution en fonction du volume

de HCI ajouté s’observe dans la figure 8.

Figure 9 : Conductivité dosage acide des chitosanes préparé et du chitosane commercial.

Tableau 8 : Détermination de la valeur du DD du chitosane par la méthode de conductimétrique

acide

m (g) V×10-3 (L) DD (%)

Carapace 0,152 5,50 64,50

Pince 0,150 6,50 72,78

Commercial 0,151 7 78,34

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

34

La titration du chitosane avec de l'acide chlorhydrique montre que le point de solubilisation

complète du chitosane dans un volume V consomme les groupements amines du chitosane.

III.2. Degré de désacétylation par dosage pH-métrique

La courbe obtenue ainsi que la courbe correspondant au dosage de l'acide chlorhydrique utilisé

pour la dissolution du chitosane par hydroxyde de sodium sont représentées dans la figure 9.

Figure 10 : Dosage pH-mètre des chitosanes préparés et du chitosane commerciale.

Le calcul du DD du chitosane s'est effectué de la même manière que dans le cas du dosage

conductimétrie basique. Cette courbe présente deux points d'inflexion (V1 et V2). Le tableau 8

présente les deux points d’inflexion et les DD du chitosane préparé et commercial.

Tableau 9 : Détermination de la valeur du DD du chitosane par la méthode de

conductimétique pH

m (g) V1 ×10-3 (L) V2 ×10-3 (L) DD (%)

Carapace 0,152 3,25 7,50 50,80

Pince 0,151 3,25 8,25 59,01

Commercial 0,151 1,50 7,50 69,12

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

35

III.3. Caractérisation du chitosane par spectrophotométrie infrarouge FTIR

Les analyses ont été effectuées à l’aide d’un spectrophotomètre FTIR SHIMADZU dans la

plage de 500 – 4 000 cm-1 sur des pastilles de KBr contenant du chitosane préparé et

commercial.

Les spectres obtenus par spectrophotométrie Infrarouge à Transformée de Fourrier pour les

chitosanes préparé (carapace et pince) et pour le chitosane commercial, ainsi que les bandes

principales de ces spectres sont montrés dans les figures 10, 11 et 12.

Figure 11 : Spectre FTIR du chitosane dans la Carapace à une concentration 5 mg/100 mg de

KBr.

3454

28

85

23

00

16

52

15

58

14

25 6

25

89

4

1069

11

56

12

57 1

319

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

36

Figure 12 : Spectre FTIR du chitosane dans la Pince à une concentration 5 mg/100 mg de KBr.

Figure 13 : Spectre FTIR du chitosane commercial à une concentration 125 mg/100 mg de

KBr.

Les trois spectres IR sont semblables entre eux et les intensités des bandes du spectre des

chitosanes provenant des carapaces et des pinces sont moindres par rapport au spectre du

chitosane commercial. Cette diminution est due aux groupes amines du chitosane qui sont

impliqués dans la formation de la liaison pendant la réticulation (Keddou, 2008).

L’attribution des principaux pics au chitosane est présentée sur le tableau 10 :

34

54

23

00

16

52

28

85

15

58

1069

14

25

12

57

62

5

3454

28

85

16

52

14

25

1069

62

5

13

19

12

57

11

56

89

4

23

00

11

56

89

4

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

37

Tableau 10 : Principales bandes des spectres FTIR du chitosane

δ: vibration de déformation ; ν : vibration d’élongation ; s : symétrique ; as : antisymétrique

Bandes d’absorption en Infrarouge (cm-1) Attribution

3 454 (O-H) et (N-H)

2 885 s (C-H)

1 652 (-C=O) amide II

1 558 (-C=O-NH)

1 425 δ (-CH2)

1 319 δ (C-H) amide III

1 257 (C-O-H)

1 156 as (C-O-C)

1 069 s (C-O-C)

894 δ (C-H)

625 (N-H)

Les figures FTIR montrent une bande d'absorption forte à 3 454 cm-1en raison de la vibration

d’élongation -OH et de l'amine NH.

La bande qui se trouve à 2885 cm-1dans les trois spectres correspond à la vibration symétrique

– CH2.

On a une vibration de valence–C=O à 1 658 cm-1 et le pic caractéristique apparaisse à 1 558

cm-1 qui caractérise la vibration d'élongation du (-C=O-NH2). Ce pic d'amide II est plus acétylé

que le chitosane.

Les absorbances des pics dues aux vibrations d'élongation de –CH2 et –C-H amide tertiaire à

1 425 – 1 319 cm-1 deviennent plus faibles et à 1 257 on a une vibration de C-O-H.

Les bandes d'absorption à 1 151 cm-1 a été assigné à la vibration antisymétrique du pont de C-

O-C tandis qu’à 1 098 et 1 021 cm-1 ce sont pour les vibrations squelettiques impliquant de

C=O.

Le spectre du chitosane montre des bandes dans la région 894 cm-1, il y a une vibration de

déformation de C-H, leur absence dans le spectre du chitosane reflète un changement de la

structure du polysaccharide.

La bande d’absorption du chitosane à 625 cm-1 correspond à la vibration de déformation N-H

hors du plan.

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

38

III.5. Calcul du DD par spectrophotométrie FTIR

Le spectre de FTIR est une autre méthode plus simple pour déterminer les valeurs du DD du

chitosane par la relation de « Brugnerotto et al., (2001) ». Les valeurs des DA et DD du

chitosane sont présentes sur le tableau 11.

Le degré de désacétylation DD est déterminé en utilisant la formule :

1320

1420

1( 0,3822)

0,03133DA A

A [13]

100DD DA

A1320 et A1420 : les bandes d’absorption apparue sur 1320 et 1420 cm-1

DA : degré d’acétylation

DD : degré de désacétylation

Tableau 11 : Répartition des valeurs de la DA et DD du chitosane

T1320 T1420 DA% DD%

Carapace 54,84 36,70 35,49 64,50

Pince 50,30 40,20 27,74 72,26

Commercial 41,20 38,07 21,93 78,07

Le tableau 11 montre que les valeurs du DD du chitosane sont très élevées par rapport au DA

et ils sont acceptables.

Le calcul du DD du chitosane a été effectué de la même manière que dans le cas du dosage

conductimétrie basique, acide, pH et spectroscopie FTIR. Les résultats obtenus par les

différentes méthodes sont résumés au tableau 12 représentant la répartition de la DD du

chitosane de la carapace, pince et commercial.

Tableau 12 : Résumé des valeurs de la DD en % du chitosane préparé et commercial

Chitosane (%)

Méthode du Dosage Carapace Pince Commercial

Dosage conductimétrie basique 69,13 77,91 82,97

Dosage conductimétrie acide 64,50 72,78 78,34

Dosage pH-métrique 50,80 59,01 69,12

Spectroscopie FTIR 64,50 72,26 78,07

Moyenne 62,23 70,49 77,17

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

39

D’après le tableau ci-dessus, les moyennes de la valeur du DD obtenus sur les quatre méthodes

sont supérieures à 60% mais la DD du chitosane de la carapace est plus bas par rapport à celui

de la pince et du commercial.

Lorsque la valeur du DD est très élevée, les effets des interactions intramoléculaires et

intermoléculaires deviennent considérables. Ceux-ci s'accompagnent de la formation d'une

structure cristalline et la réduction des centres actifs. Il est notoire que la capacité d'adsorption

du chitosane est inversement proportionnelle à son degré de cristallinité mais proportionnelle

à la fraction de la phase amorphe du polymère (Assaad, 2006).

III.6. Caractérisation du chitosane par le balayage du spectrophotomètre UV-

visible

Le balayage de la spectroscopie UV est l’une des méthodes pour caractériser le chitosane. Cette

méthode consiste à l’absorption de la lumière et à la concentration d’un composé en solution.

La figure 13 montre les spectres UV du chitosane de la carapace, de la pince et du commercial.

(a) (b) (c)

Figure 14 : Spectre UV du chitosane 1% ; dans l'acide acétique (2%) ; cellule de 1 cm. (a) :

chitosane carapace, (b) : chitosane pince et (c) : chitosane commercial.

Les trois courbes d’absorbance UV (a, b et c) sont de même forme de plus les valeurs

d’apparition sont entre 249-324 nm.

En général, selon Assaad (2006), le spectre UV-visible montre une bande caractéristique de

chitosane à une longueur d'onde de 285-290 nm.

On remarque sur la figure 13 que l’absorption maximale correspond à une longueur d’onde

λmax= 238 nm dont on fixe la courbe d’étalonnage pour le chitosane pur commercial dilué. Cette

courbe nous permet de déterminer la concentration en chitosane pur sur nos produits préparés.

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

40

Pour établir la courbe d’étalonnage A=f(C), nous avons préparé une seule solution étalon

avec de l’acide acétique 2% qui se rapporte à une gamme de solution de référence (chitosane

commercial) dont la concentration est notée Cr, pour l’absorbance c’est Ar et celui de

l’absorbance de la solution inconnue (chitosane préparé) est Ax.

Le plus souvent, cette courbe est assimilable à une droite pour les solutions diluées, permettant

la déduction de la concentration du chitosane préparé Cx inconnue. La concentration et

l’absorbance du chitosane commercial dilué sont présentées sur le tableau 13.


chitosane commercial à λmax =238 nm

Dilutions Concentration en g/100ml Absorbance en %

0 1 0,967

1/2 0,50 0,505

1/4 0,25 0,236

1/8 0,125 0,110

1/16 0,0625 0,057

Figure 15 : Courbe d’étalonnage du chitosane commercial à λmax=238 nm.

La courbe d’étalonnage sur la figure 14 est une droite qui passe par l’origine dont l’équation

1,020 0,005xxC A [14]

Le calcul classique de la concentration d’une analyse par la relation [14] conduit à un résultat

erroné si l’échantillon contient une impureté (absente dans la solution de référence) donc

y = 0,9807x - 0,0055R² = 0,999

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Ab

sorb

ance

en

%

Concentration en g/ 100 mL

Courbe d'étalonnage

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

41

n’absorbe pas également la longueur d’onde de mesure. La valeur de la concentration et la

pureté du chitosane pur sur la poudre de la carapace et de la pince s’expose dans le tableau 14.


chitosane préparé à partir de la poudre de carapace et pince du crabe

Echantillon Absorbance en % Concentration en g/100 mL Pureté en %

Chitosane de la carapace 0,26 0,27 27

Chitosane de la pince 0,47 0,48 48

Ce tableau montre que les puretés du chitosane pur sur les chitosanes préparés provenant de la

poudre de la carapace et celle de la pince sont respectivement de 27% et de 48%.

IV. QUALITES DES EAUX USEES DE L’INDUSTRIE TEXTILE PAR LE

TRAITEMENT DU CHITOSANE

Les résultats de la qualité des paramètres analysés qui caractérisent l’eau usée de l’industrie

textile avant et après traitement par coagulation-floculation ainsi que les normes de rejet d’eau

sortie d’une station d’épuration sont décrits dans le tableau 15.

Tableau 15 : Physico-chimiques de l’eau usée de l’industrie textile avant et après traitement

* : Normes de rejet d’une eau sortie d’une station d’épuration selon l’Article 5 du décret

2003-464

Paramètres Eau usée brute Eau usée traitée avec du chitosane : Limites*

Commercial Carapace Pince

pH 6,25 7,37 7,24 7,32 du 6,5 à 9

Conductivité (µs/cm) 833 1250 1277 1261 inf à 1500

Turbidité (FTU) 37,91 8,12 14,37 9,71 -

MES (mg/L) 36 10 16 12 inf à 70

Couleur (mg/L pt) 185 10 35 30 Incolore

DBO5 (mg /L) 116 486 474 492 inf à 50

DCO (mg/L) 328 556 565 546 inf à 150

Pour les paramètres étudiés c'est-à-dire la température, pH, la conductivité, la turbidité, les

matières en suspension, la couleur, DBO5 et DCO de fortes différences ont étés remarquées

entre les eaux usées avant et après les essais de traitements.

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Résultats

42

D’une manière générale, les échantillons des eaux usées analysées ont un pH relativement

neutre. Pour la conductivité électrique, la valeur enregistrée est de 833 µs/cm, il y a une légère

augmentation après un traitement par le chitosane (1250 à 1277 µs/cm).

Bien avant, la turbidité de l’eau usée est de 37,91 FTU, ceci diminue jusqu’à 8,12 à 14 FTU

juste après le traitement.

La concentration en MES des eaux usées analysées est de 36 mg/L et après le traitement elle

est de 10 à 16 mg/L c’est pourquoi l’efficacité du traitement se voyait à travers la diminution

de l’intensité de la couleur. La couleur de l’eau avant traitement est 185 mg/L de platine-

cobalt, celle de l’eau traitée est de 10 à 35 mg/L platine-cobalt.

Les valeurs de pollution organique exprimée en DBO5 présente dans l’eau brute sont faibles par

rapport à celle qui est observés après le traitement. Les valeurs de la DCO présentent une

variation non négligeable au cours de la période d'étude, elles varient entre 328,07 mg/L et

545,22 mg/L avec une moyenne de 564,75 mg/L (Tableau 15). Les taux de DBO5 et DCO

enregistrées de l’eau traitée ont augmentés respectivement de 75% et 40%.

Partie IV : DISCUSSIONS

---------------------------------------------------------------------------------------------------------- Discussions

43

DISCUSSIONS

I. COMPOSITION BIOCHIMIQUE DES POUDRES DU CRABE ET EXTRACTION

DU CHITOSANE

Les co-produits du crabe sont essentiellement constitués des matières organiques (protéines,

lipide…..), de matières minérales (Ca, Na, Mg, K…..), et de chitines. Pour cette étude, la poudre

du crabe contient environ 8,5 à 11,23% de protéine et 0,064 à 2,65% de lipide. Cependant,

Rakotoarisoa (2014), observe une teneur en protéine de 12,92% chez des co-produits de crabes

de boue alors que Rao et al., (2000) aboutissaient à une teneur de l’ordre de 18 à 23% chez

la crevette tropicale.

On note également une teneur non négligeable de matières minérales, voire même

importante qui est de 66,8 à 69,8 g pour 100 g de matière sèche. Dans la littérature, cette

teneur est de 23,47% pour les têtes de crevette Penaeus indicus (Razafindrakoto, 2015) et

51,6% pour carapace de moule d’après la publication d’Abdulwadud et al., (2013). On résulte

alors que la valeur de teneur en éléments minéraux du crabe est supérieure à celle des têtes de

crevette Penaeus indicus.

Au cours d’extraction de la chitine ; la réaction entre l’acide et la poudre de coques de crabe,

engendre une formation de mousse en raison de la production de dioxyde de carbone qui se

définit par la présence de carbonate de calcium (CaCO3) dans les co-produits de crabe. Cette

étape s’explique par la déminéralisation qui absorbe la solution acide sur les différentes couches

carbonatées selon la réaction [15] simplifiée et globale suivante (Oanh et al., 2007) :

CaCO3 + 2H+ Ca2+ + H2O + CO2 [15]

Pour 50 g de poudre du crabe, le rendement d’obtention de la chitine, après l’extraction est de

14%. Dans la littérature, le rendement par voie chimique des carapaces de moule a été de

23,25% (Abdulwadud et al., 2013).

Le produit de désacétylation de la chitine est sous forme de la poudre blanche comme la farine

qui représente 8% de la poudre de co-produits du crabe initiale ; 9,29% pour la carapace et

9,39% pour la pince. La revue littérature effectuée par Abdulwadud et al., (2013) concernant

la désacétylation de la chitine de carapace de moule par une NaOH 25 M pendant 20 heures et

avec une température de 75°C atteint jusqu’à 15,14% du chitosane.

Ainsi, la production du chitosane par voie semi-enzymatique a beaucoup plus d’impureté par

contre par voie chimique, on a un bon résultat convenable pour sa commercialisation. On déduit

---------------------------------------------------------------------------------------------------------- Discussions

44

que l’augmentation de la concentration en pepsine permet d’éliminer davantage les impuretés

dans cette méthode d’extraction.

Cependant, la quantité de pepsine ajoutée devient très importante par rapport à l’amélioration

des performances (Le Roux, 2012).

II. CARACTERISTIQUES DU CHITOSANE

Pendant ce travail, le chitosane est caractérisé par le dosage conductimétrique, le spectre

ultraviolet et infrarouge.

Le dosage conductimétrique représente la valeur de DD du chitosane déterminant la solubilité

du chitosane qui augmente en général lorsqu’que la valeur du DD est supérieure à 70%.

D’après la mémoire de la maîtrise en chimie présentée par Assaad (2006), la moyenne des trois

valeurs de degré de désacétylation DD obtenue par le dosage (basique, acide et pH) affiche la

plus grande valeur mais dans ce travail la valeur trouvée par cette méthode est la plus basse

entre les trois. Comme mentionné, un des applications les plus importantes des techniques de

la spectrométrie UV-Visible est la caractérisation des interactions entre le chitosane et les

composés de cible.

III. TRAITEMENT DES EAUX USEES

Le pH est un élément important pour le traitement des eaux usées. Ses valeurs mesurés varient

peu et restent à la proximité de 7,5. Les valeurs obtenues restent dans la norme.

Après le traitement, la conductivité des eaux traitées a été augmentée par rapport à l’état initial.

La comparaison des valeurs de la conductivité électrique au niveau des eaux usées analysées

avec les normes de qualité des eaux destinées à l’eau du rejets est inférieure à 1500 µs/cm,

considérée comme valeur limite de ce rejet depuis l’industrie (Tableau 15).

La turbidité après le traitement des eaux usées a été démunie à 62% environ, selon la publication

d’Hassan et al. (2009), avec le chitosane qui réduit à 94,90%. Ce traitement s’effectue à une

condition de pH = 4 et la concentration du chitosane qui est de 30 mg/L. Par contre dans ce

travail, la concentration utilisée pendant cette étude est de 10 g/L du chitosane et la valeur du

pH ajuste à 6,5.

La diminution de la matière en suspension est piégée et entrainée par les floculats.

Parallèlement, l’intensité de la couleur a diminué après le traitement de telle manière qu’elle

respecte la norme.

---------------------------------------------------------------------------------------------------------- Discussions

45

Selon la publication du journal par les auteurs Agata et al. (2009), le chitosane réduit l’intensité

du couleur à 99% de colorant sulfonique.Il absorbe les colorants (réactif YELOW-ED, réactif

RED ED3B Everzol, réactif Everzol Bleu C-R S/P et réactif Bleu HFRL) selon la thèse du

mémoire d’Andrianampoina (2013).

Les valeurs élevées de la DBO5, pourraient être expliqué par l'abondance de la matière

organique. Pour la DCO, ses valeurs sont très élevés que celles des eaux avant le traitement.

Les valeurs de la DBO5 et DCO dépassent la norme considérée. Par ailleurs, ces eaux usées

sont classées comme de très mauvaises qualités selon les normes de rejet d’une eau sortie d’une

station d’épuration (Tableau 15)

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

----------------------------------------------------------------------------------------- Conclusion et perspectives

46

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

L’objectif principal de ce travail était de valoriser les déchets de crabe, en vue diminuer les

pertes économiques, les problèmes environnementaux et sanitaires.

La méthode consiste à récupérer les déchets par l’hydrolyse semi-enzymatique en utilisant la

pepsine en milieu acide à un gradient de température de 40°C et pH environ 2. La chitine

obtenue est ensuite traité avec du NaOH pour avoir du chitosane.

Le chitosane obtenu par cette voie possédait un degré de désacétylation appréciable et les

rendements du chitosane par rapport aux matières premières sont de 9,29% pour carapace et

9,39% pour pince. Les essais effectués sur le traitement eau usée de l’industrie textile ont

montré que la turbidité, la teneur en MES et l’intensité de la couleur de l’eau à traiter sont

réduites. Des réductions de 62 à 78 % de la turbidité, 56 à 73% de la teneur en MES et de 80 à

95 % de la couleur ont été observées pour ces eaux usées.

Finalement, à partir de ces résultats, il est confirmé que le chitosane serait un agent coagulant

et floculant efficace dans le traitement des eaux usées industrielles textiles sur l’élimination

des matières en suspension, du colorant et de la turbidité.

Quelques recommandations intéressantes pour compléter le présent travail sont proposées ci-

après:

La valorisation des déchets du crabe à une grande échelle

Amélioration du produit de l’extraction semi-enzymatique du chitosane et le traitement

des eaux usées

Etude l’utilisation du chitosane avec d’autres matériaux afin de réduire le DCO et le

DBO5

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

--------------------------------------------------------------------------------------- Références bibliographiques

47

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

Abdulwadud A., Muhammed T.I., Surajudeen., Abubakar J.M., Alewo O.A. (2013).

Extraction and characterisation of chitin and chitosan from mussel shell. Civil and

Environmental Research, 3 (2) : 108-114p.

Agata S., Eric G., Marıa A.P., Montserrat R., Ana M.S. (2009). Removal of an anionicdye

(Acid Blue 92) by coagulation–flocculation using chitosan. Journal of Environmental

Management., 90 : 2979–2986p.

Ahmed B. (2013). Préparation des composites argile-chitosane, application à la rétention des

colorants. Université Abou-Bakr Belkaid – Tlemcen: Mémoire de master ; 71p.

Aljawish A. (2013). Fonctionnalisation enzymatique du chitosane par des composés

phénoliques : évaluation des propriétés biologiques et physico-chimiques de ces nouveaux

biopolymères. Université de Lorraine: thése de mémoire doctorat ; 269p.

Andrianampoina A.N. (2016). Optimisation de coagulation-floculation de colorants textiles

dans l'eau usée avec le chitosane. Université d’Antananarivo. Mémoire de master ; 51p.

Asma B.S. (2011). Dépollution des eaux usées sur un support naturel chitosane-bentonite.

Université Abou Bakr Belkaid-Tlemcen, Algérie. Mémoire de magister ; 65p.

Assaad E. (2006). Etude du processus de coagulation-floculation du système

montmorillonitechitosane dans l'élimination de métaux de transition. Université du Québec à

Montréal. Mémoire présenté comme exigence partielle ; 118p.

Bal Y., Bal K.E., L.aarbi B., Lallam A. (2006). Copper (II) uptake by Pleurotus mutilus

biomass, chitin and chitosan. Mineral Eng., 19 (14) : 1456-1458p.

Brugnerotto J., Lizardi J., Goycoolea F.M., Argu Èelles-Monal W., Desbrières J., Rinaudo

M. (2001). An infrared investigation in relation with chitin and chitosan characterization.

Polymer., 42: 3569-3580p.

Bueno-Solano C., Lopez-Cervantes J., Campas-Baypoli O.N., Lauterio-Garcia R., Adan-

Bante N.P., Sanchez-Machado D.I. (2009). Chemical and biological characteristics of protein

hydrolysates from fermented shrimp by-products. Food Chem, 112(3) : 671-675p.


48

Claire C., Damour O., Domard A. (2001). Influence of the degree of acetylation on

somebiologicalproperties of chitosan film. Biomater., 22 : 261-268p.

Daurte M.L., Ferreine M.C., Marvoa M.R., Jao R. (2002). Optimised method to determine the

degre of acetylation of chitin and chitosane by FTIR spectroscopie. International Journal of

Biological Macromolecules., 31(1-3) : 1-8p.

Devedec F.L. (2008). Séparation des oligomère du chitosane par chromatographie d'affinité sur

ions métaliques immobilisés. Université du Québec à Montréal. Mémoire présenté comme

exigence partielle de la maîtrise en chimie ; 104p.

Dhieb F.B. (2014). Développement et caractérisation de films biodégradables à base d’acide

polylactique et de chitosane. Université de Laval. Mémoire de la maîtrise ; 101p.

Djelal H., Rigail M. Boyer L. (2008). Les effluents industriels et leur traitement. Management

& Avenir ; 275-288p.

Emna E. (2011). Réactivité de surface d’argiles naturelles-étude de l’adsorption de colorants

anioniques. Université de Strasbourg, France: Thèse de doctorat ; 190p.

FAO Statistiques des Pêches, 2005.

Grégorio C., Pierre M.B., Eric G. (2009). Chitine et chitosane: du biopolymère à l'application.

Presses universitaires de Franche - Comté/coordonné ; 308p.

Guendouz S. (2014). Biosorption des Colorants Textiles, Ecarlate Solophényl BNLE et Vert

Cibacron par la biomasse sèche de lentilles d’eau. Université Badji Mokhtar-Annaba : Thése

de doctorat ;129p.

Hassan M.A., Tan P.L., Zainura N.Z. (2009). Coagulation and flocculation treatment of

wastewater in textile industry using chitosan. Universiti teknologi Malaysia. Journal of

Chemical and Natural Resources Engineering., 4 (1) : 43-53p.

Jacques D. (2002). Chitine et chitosane. Journal de la Société chimique de France., 39-44p.

Jerome J.P., James T. S. et Stephen L., (2004). Microbiologie. Cours et questions de révisions.

Dunod, Paris.


49

Kasaai M.R. (2008). A review of several reported procedures to determine the degree of N-

acetylation for chitin and chitosan using infrared spectroscopy. Carbohydrate Polymers., 71

(4) : 497–508p.

Keddou M. (2008). Elaboration, caractérisation et application de membranes polymères à base

de chitosane. Mémoire en master; 66p.

Khor E. (2001). Chitin: Fulfilling a Biomaterials Promise. Elsevier Science.

Krajewska B. (2005). Membane-based, processes performed with use of chitin/chitosan

materials. Separation and Purification Technologie., 41 : 305-312p.

Kurita K. (2001). Controlled functionalization of the polysaccharide chitin. Programme dans

les sciences polymères., 26 (9) : 1921-1971p.

Leila A. (2010). Contribution à l’étude de la déminéralisation et la déprotéinisation de la

carapace de la crevette par voie fermentaire. Université Algerienne. Mémoire de magister ; 69p

Le Roux K. (2012). Purification de la chitine par hydrolyse enzymatique à partir de coproduits

de crevette Penaeus vannamei. Caractérisations des produits et optimisation du procédé.

Université de Nantes. Thèse de mémoire en doctorat ; 169p.

Morsli A., Berngueddach A., (2010). Traitement des eaux usées de l’industrie textile adsorption

du colorant bleu remazol par le chitosane. Les journées internationales sur les matériaux

poreux. Université d’Oran., 155-164p.

Nadir M. (2013). Préparation et étude du comportement de membranes biopolymères alginate

de sodium/chitosane. Mémoire en master ; 70p.

Oanh T.T., Robert H., Fréderic M., Patrick N. (2007). Valorisation des résidus industriels de

pêches pour la transformation de chitosane par technique hydrothermo-chimique. Université du

Québec : Revue des sciences de l'eau / Journal of Water Science., 20 (3) : 253-262p.

Rakotoarisoa T.J. (2014). Caractéristiques biochimique et fonctionnelle deshydrolysats

protéiques des co-produits de crabe (Scylla serrata). Université d’Antananarivo. Mémoire pour

l’obtention du diplôme d’étude approfondie en sciences de la vie ; 58p.

Ramya R., Sudha P.N., Dr.Mahalakshmi J. (2012). Preparation and characterization of chitosan

binary blend. International Journal of Scientific and Research Publications., 2 : 1-9p.


50

Razafindrakoto H.L. (2015). Autolyse des têtes de grévettes penaeus indicus et qualité

nutritionnelle des dérivés autolytiques. Université d’Antananarivo. Mémoire pour l’obtention

du diplôme de master en sciences de la vie ; 46p.

Rao M.S., Munoz J. and Stevens W. F. (2000). Critical factors in chitin production by

fermentation of shrimp biowaste. Appl. Microbiol. Biotechnol., 54 (6) : 808- 813p.

Samira B. (2009). Utilisation des argiles traitées pour la décoloration de bains de teintures.

Université M’Hamed Bougara-Boumerdès, Algérie: Mémoire de magister ; 61p.

Sihem A. (2007). Etude de l’élimination d’un colorant par différentes méthodes

photochimiques en milieu aqueux. Université Mentouri Constantine: Thèse de magistère ; 110p.

Yang Y.P., Xu X.H., Chen H.F. (2004). Treatment of chitin-producing wastewater by

microelectrolysis - contact oxidization. Journal of Zhejiang University Science., 5 (4) : 436-

440p.

REFERENCES WEBOGRAPHIQUES

http://www.bibliomer.com/documents fiches/chitine et chitosane.

http://www.ifrance.com/ Kiefer/ ES Ht


ANNEXES

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Annexes

viii

ANNEXES

Annexe 1 : Les différentes matériels, appareillages et produits utilisés

Petit matériel

Appareillage

Produits utilisés

Préparation matière

première

‒ Balance

‒ Flacon

‒ Platine

‒ Tamis

‒ Broyeur

‒ Etuve MEMMERT

‒ Eau distille

Analyse de la

poudre du crabe

‒ Agitateur

‒ Balance

‒ Ballon

‒ Béchers

‒ Capsules

‒ Dessiccateur

‒ Eprouvettes

‒ Fioles jaugées

‒ Papier filtre

‒ Papier Joseph

‒ Pipette

‒ Platine

‒ Platine

‒ Récipient

‒ Tube essaie

‒ Appareil Kjeldhal BUCHI

Distillation Unit K-350

‒ Appareil Soxhlet

‒ Balance de précision

METTLER AE 200

‒ Etuve MEMMERT

‒ Four à incinération Thermo

scientific HERAEUS

‒ pH-mètre EUTECH Escosan

‒ Plaque chauffante électrique

Stuart CB 162

‒ Rotavapor Labo-Rota S-300

resona technics

‒ Spectrophotométrie

d’absorption atomique à

flamme VARIAN

‒ Thermoréacteur

‒ Acide

chlorhydrique

‒ Acide sulfurique

‒ Chlorure de

césium

‒ Eau distille

‒ Soude

‒ Pastille de Sulfate

de cuivre\sulfate

de potassium

‒ Acide borique

‒ Rouge de

méthyl/Bleu de

méthylène

‒ Hexane

‒ Nitrate

d’aliminium

Extraction semi-

enzymatique du

chitosane

‒ Agitateur

‒ Balance

‒ Becher

‒ Déchet de crabe

‒ Dessiccateur

‒ Entonnoir

‒ Eprouvettes

‒ Filtration

‒ Fioles jaugées

‒ Pipette


METTLER AE 200

‒ Etuve MEMMERT



Stuart CB 162

‒ Thermomètre

‒ Acide acétique

‒ Acide

chlorhydrique

‒ Acide

phosphorique

‒ Eau distille

‒ Pepsine (EC.

3.4.23.1)

‒ Soude

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Annexes

ix

‒ Platine

Caractérisation du

chitosane

‒ Agitateur

‒ Balance

‒ Becher

‒ Burette

‒ Dessiccateur

‒ Eprouvettes

‒ Fiole jaugées

‒ Pipette

‒ Platine


METTLER AE 200

‒ Conductimètre EUTECH

Cyberscan con 11



Stuart CB 162

‒ Pressing

‒ Spectrophotomètre FTIR -

8400S SHIMADZU

‒ Spectrophotométrie UV-VIS

BECKMAN

‒ Acide acétique

‒ Acide

chlorhydrique

‒ Bromure de

potassium

‒ Eau distille

‒ Soude

Coagulation-

floculation

‒ Agitateur

‒ Becher

‒ Eprouvettes

‒ Fioles jaugées

‒ Pipette

‒ Platine


METTLER AE 200



Stuart CB 162

‒ Acide acétique

‒ Chitosane

‒ Eau distille

‒ Eau usée

‒ Soude

Analyse des eaux

usées

‒ Agitateur

‒ Ballon jaugé

‒ Becher

‒ Burette

‒ Eprouvettes

‒ Fioles jaugées

‒ Papier Joseph

‒ Pipette

‒ Platine

‒ Tube vissée

‒ un disque filtrant

en papier

Wattman GF/C

47mm


‒ Conductimètre EUTECH

Cyberscan con 11

‒ Etuve MEMMERT

METTLER AE 200



Stuart CB 162

‒ Spectromètre wagtech 7000

‒ Thermo réacteur

‒ Thermomètre

‒ Turbidimètre HANNA HI

93703

‒ Dichromate de

potassium

‒ Eau distille

‒ Sulfate d’argent

‒ Sulfate ferreux

‒ Sulfate

d’aluminium

‒ Sulfate de

cuivre\sulfate de

potassium

‒ Sulfate de nitrate

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Annexes

x

Annexe 2 : Propriétés du chitosane

Propriétés Description

Physico-chimiques

‒ Polyamine linéaire,hydrophile

‒ Structure semi-rigide,réactive

‒ Matériau brut non poreux

Polyélectrolytes en milieu acide ‒ Polymère cationique à forte densité de charges

Biologiques

‒ Matériau non toxique

‒ Substance biocompatible,

‒ Biorésorbable et biodégradable

‒ Activité antibactérienne et antifongique

‒ Agent hypocholestérolémiant

‒ Activité hémostatique

‒ Stimule la croissance cellulaire

Filmogènes : interactions avec d'autres

substances

‒ Complexation/chélation

‒ Propriétés de coagulation/floculation et d'adsorption

‒ Propriétés de rétention d'eau

‒ Propriétés d'adhésion

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Annexes

xi

Annexe 3 : Les applications du chitosane

Technique Pur Ultra pur

Traitement des eaux :

‒ Coagulation/floculation

Pâtes et papier :

‒ Traitement des surfaces

‒ Papier carbone

Agricultures:

‒ Enrobage des graines

‒ Relargage de contrôle des

produits

‒ Fertilisant

‒ Bio-fongicide

‒ Protection contre le gel

‒ Stimulateur de floraison,

germination et fructification

Bioplastique :

‒ Substitution de dérivées

pétrolières

Alimentation et nutraceutique:

‒ Agent de conservation (anti-

microbien et anti-fongique)

‒ Epaississant

‒ Emulsifiant

‒ Stabilisant

‒ Antioxydant

‒ Anti-cholestérolémiant

‒ Fibre diététique – complément

Alimentaire

‒ Floculant pour la clarification

des

boissons voir leur désacidification

‒ Films alimentaires de

protection

‒ Agent d’encapsulation &

d’enrobage

Cosmétique :

‒ Hydratant

‒ Anti-bactérien

‒ Anti-odeur

‒ Traitements capillaires

‒ Gel dentaire

Biotechnologique et

Biomédical:

‒ Anti-microbien et Anti-

fongique

‒ Immunostimulant

‒ Hémostatique&Anti-

coagulant&Antithrombogène

‒ Agent d’accélération de la

cicatrisation

‒ Traitement des brûlures,des

lésions épidermiques : pansements,

bandages, peauartificielle, lentilles

cornéennes,implants, fils de suture…

‒ Matrice pour la régénération

desos et substituts de

cartilages

‒ Support de transport et de

libération contrôlée de médicaments

‒ Immobilisation &

encapsulation d’enzymes ou

de cellules

‒ Transport de gènes

‒ Biocapteurs -

Nanocomposites

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Annexes

xii

Annexe 4 :

Montage de l’appareil minéralisation, distillation et soxhlet.

Chitine Chitosane Chitosane commercial

Eau usée de l’industrie textile Décantation Eaux usées traité

Dechet des

crabes

Poudre de

carapace et pince Extraction

enzymatique

de la chitine

Désacétylation

de la chitine

Titre : CONTRIBUTION A LA VALORISATION DES DECHETS DU CRABE EN VUE DE

PRODUIRE DU CHITOSANE : CARACTERISATION PAR DES METHODES

PHYSICO-CHIMIQUE

Impétrant :

Nom et Prénom : RINTSANA Ludio

Tél : +261322468641/+261346899341

E-mail : [email protected]

Nombre de page : 50 ; Nombre de tableaux : 15 ; Nombre des figures : 14

RESUME

Le chitosane est une substance biodégradable d’origine naturelle obtenue par l’extraction et la

désacétylation de la chitine, qui se trouve dans l’exosquelette des crustacés (crevette, crabe, langouste,

etc.). Une de leurs applications est le traitement des eaux usées du textile par la méthode de la

coagulation-floculation. L’extraction semi-enzymatique à partir des coques de crabe (scylla seratta) a

permis d’avoir 14,92% et 13,60% de chitosane respectivement pour la carapace et pour la pince. Il est

ensuit caractérisé par la méthode conductimétrique, spectroscopie ultraviolet (UV) et

spectrophotométrie FTIR. Les résultats de degré de désacétylation (DD) obtenus sont : 62,23% pour la

carapace, 70,49% pour la pince et 77,17% pour commercial ; 27% de la concentration pur pour la poudre

de la carapace et 48% celle de la pince. Des essais de traitement des eaux usées avec la solution de

chitosane ont conduit à la réduction de 70% de la turbidité, de 65% des matières en suspension et de

85% de la couleur.

Mots clés : chitosane, biodégradable, désacétylaion, coagulation, floculation

Encadreurs : Mr. RASOLOMAMPIANINA Rado et Mr. RAJOELISOA Andriamalala

SUMMARY

The chitosan is a biodegradable substance of natural origin obtained by the extraction and desacetylation

of the chitin, which is in the exosquelette shellfish (shrimp, crab, lobster, etc). One of their more recent

applications are the water treatment from of the textile industry by the method of coagulation-

flocculation. The chitosan semi-enzym was extracted starting from the hulls from crab (Scylla seratta)

is 14,92% for the shell and of 13,60% for the grip. Them, the obtained material was characterized by

the method conductimeter, spectroscopy ultraviolet (UV) and spectrophotometer FTIR. The

désacétylation degree are 62,23% for the shell; 70,49% for the grip and 77,17% for commercial; 27%

of the concentration of the chitosan for the powder of the shell and 48% that of the grip. 70% of turbidity,

65% of the suspended solid and 85% of the color are removed from the wastewater.

Key words : chitosan, biodegradable, desacetyled, coaguled, floculed

Advisors: Mr. RASOLOMAMPIANINA Rado and Mr. RAJOELISOA Andriamalala

DOMAINE SCIENCES ET TECHNOLOGIES

Documents

Transcript of DOMAINE SCIENCES ET TECHNOLOGIES