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CHAPITRE III – MATERIEL ET METHODES

S’il est vrai que les macrophytes sont, plus ou moins, faciles à identifier à l’œil nu, à

l’exception de certains bryophytes, il est cependant peu aisé de trouver la méthode

d’étude adéquate, en fonction des conditions du milieu et de la problématique

envisagée; Guinochet (1973) a démontré la difficulté d’échantillonnage et de

représentativité d’une surface floristiquement homogène. Par ailleurs, on peut

s’interroger sur la pertinence de cette notion d’homogénéité dans le cas des cours

d’eau.

Deux niveaux d’approche sont à envisager : l’étude stationnelle et le choix des

stations.

Etude stationnelle

Après d’autres comme Corre (1970), Jensen (1977) a adapté la méthode du

transect pour avoir une bonne estimation des espèces caractéristiques d’un plan

d’eau en fonction du gradient de distance au rivage et de profondeur.

En travaillant sur le lac d’Annecy, Dubois et al. (1984) ont repris et adapté la

méthode de Jensen.

La méthode des points-contacts, appliquée initialement aux écosystèmes terrestres,

notamment aux prairies (Long, 1958 ; Daget et Poissonet, 1971) ou aux landes

(Forgeard et Touffet, 1979), a été reprise et modifiée par Haury (1982, 1985) pour

l’étude des macrophytes dans les cours d’eau.

La méthode des placettes permanentes a été utilisée par Wright et al. (1981) pour

cartographier les secteurs prospectés, puis par Haury (1982).

Choix des stations d’étude

Le protocole « Milieux et végétaux fixés » (M.E.V.) (Léglize et al., 1990), initialement

prévu pour une surveillance des proliférations végétales puis défini pour identifier des

phytocénoses représentatives, a été repris par Haury et al. (1998) pour une première

caractérisation des phytocénoses macrophytiques françaises.

56

Ainsi il est apparu nécessaire d’adapter les protocoles en fonction des objectifs de ce

travail et des conditions particulières du milieu méditerranéen.

1. Mise au point d’une unité d’étude

L’absence de méthodes standardisées pour l’étude spécifique des communautés

macrophytiques a donc exigé de définir une stratégie d’échantillonnage et d’analyse

des stations appropriée aux cours d’eau méditerranéens.

La définition de l’unité d’échantillonnage se pose pour dresser les inventaires

floristiques. Le choix de travailler sur des secteurs aussi homogènes que possible

d’un point de vue hydrodynamique (profondeur, vitesse du courant), a été privilégié

afin de pouvoir analyser de manière comparative la variabilité des phytocénoses des

cours d’eau méditerranéens. Le problème essentiel a résidé dans le choix du milieu

et de la taille du secteur à analyser. Les sites privilégiés ont été ceux dans lesquels

le recouvrement végétal est le plus significatif du double point de vue qualitatif et

quantitatif.

Deux protocoles ont été testés tels que celui des transects (largeur = 1 m), distants

de 50 m et divisés en quadrats de 1 m de côté et celui de la méthode des points-

contacts. Ces méthodes d’échantillonnage s’adaptent mal aux cours d’eau

méditerranéens du fait du caractère épars de la végétation et de l’hétérogénéité des

herbiers. Du point de vue de leur composition floristique, beaucoup d’informations

semblent perdues.

Aussi avons nous mis en place une méthode qu’on a nommée méthode d’aire

significative d’étude des macrophytes en petit cours d’eau méditerranéens. Elle

permet de régler, à la fois, le problème de l’espacement des herbiers sur les cours

d’eau et celui de leur hétérogénéité. Ainsi la surface de 120 m2 minimum a été

choisie comme unité significative d’étude. Cette surface a été retenue en fonction de

nos observations sur le terrain. Chaque station a donc été découpée en mailles de

4m2 au sein desquelles l’intégralité de la flore a été inventoriée et le pourcentage de

recouvrement des espèces évalué.

Pour s’assurer qu’aucune information n’est perdue, une prospection avec évaluation

du pourcentage de recouvrement et récolte des espèces, a été étendue à une

longueur de 50 puis de 100 m, selon le protocole de la norme IBMR (AFNOR 2003).

57

En outre, pour chaque station, une marge d’une largeur de 0.5 m, a été prospectée

le long des deux berges. Les données ainsi recueillies sont ajoutées à celles

obtenues pour le lit du cours d’eau pour fournir un inventaire floristique total.

L‘inventaire des macrophytes, établi pour chaque station, porte sur une longueur

linéaire de 100 m.

Pour délimiter la surface de l’unité d’étude (longueur, largeur), un décamètre est

tendu à partir d’un repère permanent et fixe sur l’une des deux rives, vers la rive

opposée perpendiculairement à l’axe amont-aval du chenal de la rivière. La largeur

ainsi déterminée, le même décamètre est déroulé à partir du repère permanent, déjà

fixé sur l’une des deux rives, vers l’aval, dans le sens de l’écoulement du cours d’eau

et donc parallèlement à l’axe amont aval du chenal de la rivière. La longueur et la

largeur étant ainsi évaluées, la surface du secteur d’étude est fixée dans ces limites.

Cette surface (120 m2 environ) est divisée en mailles carrées de 4 m2 en tendant et

fixant, d’un côté à l’autre du quadrilatère, des ficelles, tous les deux mètres. Pour

plus de précision, les côtés de chaque maille sont marqués par des points distants

de 0.5 m. Les sommets du quadrilatère sont soutenus par quatre piquets en fer haut

de 1.20 m qu’on enfonce dans le sédiment au niveau des deux berges (2 piquets par

berge). De chaque côté des berges, une cellule de 0.5 m de large qui couvre

chacune des deux rives exondées sur toute la longueur du secteur d’étude est prise

en considération durant l’étude (Figure 12).

2. Analyse des paramètres de l’écosystème

L’étude des compartiments, abiotiques et biotiques, est réalisée à l’échelle de la

station qui couvre une aire d’environ 130 m2 (+/- 10 m2), surface hétérogène mais

représentative du cours d’eau.

2.1. Paramètres abiotiques

Quelle que soit l’échelle d’étude, les paramètres abiotiques jouent un rôle essentiel

dans la définition de l’habitat. Ainsi, la profondeur, la vitesse du courant, la

granulométrie des fonds, la température, la lumière et les composantes physico-

chimiques de l’eau ont été analysés pour chaque unité d’étude.

58

Figure 12. Dispositif utilisé pour l’évaluation du pourcentage de recouvrement des macrophytes. (a) présentation schématique du découpage en quadrats, (b) vue générale d’une station découpée, (c) vue d’un quadrat.

Mesures réalisées sur le terrain

2.1.1. Profondeur de la rivière

(a)

(b) (c)

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Les profondeurs sont mesurées au milieu de chaque maille de l’unité d’étude, avec

une tige graduée ; elles sont exprimées en centimètres. Ces relevés permettent de

tracer la bathymétrie générale du lit.

2.1.2. Vitesse du courant

Le débit, la morphologie et la pente du lit déterminent directement la vitesse du

courant, paramètre essentiel dans la répartition des macrophytes. La vitesse joue

aussi un rôle majeur dans le fonctionnement, la structuration, la sélection et la

modification des substrats (Butcher 1933).

Les vitesses du courant sont, comme la profondeur, mesurées au milieu de chaque

maille de l’unité d’étude, à l’aide d’un courantomètre électromagnétique Flow-Mate,

modèle 2000 portable. Pour chaque maille seulement deux mesures de vitesses sont

retenues du fait de la faible profondeur des différents cours d’eau: une en surface et

une autre à 5 cm du fond.

L’échelle de Berg (1948) est utilisée comme référence pour qualifier les vitesses du

courant :

- courant très lent : v < 10 cm.s-1.

- courant lent : 10< v < 25 cm.s-1.

- courant modéré : 25 < v < 50 cm.s-1.

- courant rapide : v > 50 cm.s-1.

2.1.3. Granulométrie des fonds

La granulométrie des fonds est une résultante de la vitesse du courant, de la

profondeur et de la nature géologique du bassin versant. Un pourcentage

approximatif des substrats apparents est estimé, in situ, pour chaque unité.

On admet cinq classes de taille selon Cailleux (1954) : la taille des blocs est

supérieure à 20 cm, celle des cailloux et des galets, comprise entre 2 et 20 cm, celle

des graviers, entre 0.2 et 2 cm, celle de sables, entre 0.2 et 0.02 cm et celle des

limons et vases, inférieure à 0.02 cm. On considère que les galets ont la même taille

que les cailloux mais leur forme est arrondie et lisse.

2.1.4. Lumière

La lumière est un facteur déterminant dans le développement des macrophytes. Elle

contrôle ainsi le cycle de développement des différentes composantes biotiques du

milieu à savoir l’épilithon, le phyto-plancton, le macrobenthos ainsi que certains

60

paramètres de l’habitat piscicole, comme la température et l’oxygène dissous (via la

photosynthèse) (Haury, 1991). La luminosité est modulée en fonction de la présence,

de l’absence et du type de couvert végétal de la ripisylve.

Dans les cours d’eau prospectés, la lumière pénètre complètement dans les couches

d’eau de faible épaisseur, c’est la raison pour laquelle une estimation visuelle est

réalisée pour donner une idée des degrés de l’ensoleillement de chaque station

selon trois niveaux d’ensoleillement :

- faible : pour les secteurs ombragés par une canopée dense et fermée qui couvre le

cours d’eau.

- moyen : pour les secteurs dégagés avec une canopée moyenne réduisant

partiellement l’éclairement.

- fort : pour les secteurs dégagés (absence totale de canopée) et totalement

ensoleillés.

2.1.5. Température, oxygène dissous et conductivité

La température (°C), la concentration en oxygène dissous (mg.l-1) et la

« conductivité » (µS.cm.-1) sont mesurées avec un analyseur multisonde VTW.

La température, comme la lumière, conditionne par ses variations l’activité

physiologique des organismes vivants et plus particulièrement les mécanismes

photosynthétiques.

L’oxygène dissous est un élément indispensable à la respiration des être vivants.

Son absence entraîne des réactions de fermentation et la mort par asphyxie des

organismes. La quantité d’oxygène dissous dans l’eau résulte de la balance entre les

apports en oxygène dissous liés à l’activité photosynthétique des végétaux

aquatiques et aux échanges de surface avec l’oxygène de l’air d’une part, et la

consommation d’oxygène nécessaire à la respiration, aux réactions biochimiques et

chimiques pour dégrader la matière organique, d’autre part. Les rejets polluants

entraînent, le plus souvent, un déficit en oxygène.

La conductivité permet d’évaluer la minéralisation totale du milieu. Son augmentation

peut être liée au lessivage du substrat de nature géologique différente; ici elle résulte

d’une pollution d’origine anthropique.

61

Les échantillons d’eau, destinés à l’analyse des éléments chimiques sont prélevés à

10 cm de la surface, au centre du chenal, étiquetés, aussitôt traités (filtrés, acidifiés

ou formolés) et conservés au frais et à l’obscurité.

Analyses réalisées au laboratoire

2.1.6. Les échantillons d’eau

L’analyse de 11 éléments physico-chimiques a été réalisée au laboratoire :

- le pH est mesuré à l’aide d’un pH mètre Métrohm équipé d’une sonde au calomel

(KCl) saturée (précision 0,05).

Le pH renseigne sur le degré d’acidification des eaux. Il est régulé par le système

CO2/ bicarbonate/carbonates. Il varie en fonction du substrat géologique, des apports

exogènes provenant des activités humaines mais aussi selon des mécanismes

physiologiques tels que l’activité photosynthétique des végétaux. Ainsi pendant les

périodes de fort ensoleillement, les végétaux consomment le CO2 dissous dans l’eau

puis décomposent les bicarbonates pour s’approvisionner en CO2 ce qui provoque

une élévation du pH ; au cours de la nuit se produit la réaction inverse (Prins et

Elzenga, 1989).

En milieu basique, les métaux sont précipités ce qui permet leur détoxification dans

les eaux dures. En revanche, la toxicité de l’ammoniac (NH3) est exacerbée en milieu

alcalin car il s’y trouve sous forme non dissociée, alors qu’à pH bas, il est sous la

forme ionisée NH4+, utilisable par les végétaux comme source d’azote (Rolland et

Trémolières, 1995).

- l’oxydabilité exprimée en mg d’O2.l-1, ou dosage de la quantité d’oxygène

consommée par les matières organiques dissoutes, a été mesurée par

manganimétrie à froid, en milieu acide (M.O.D.F.).

- l’alcalinité (en mg HCO3-.l-1) est évaluée par dosage volumétrique à l’acide

chlorhydrique, en présence d’un indicateur coloré (rouge de méthyle + vert de

62

bromocrésol), à un pH de 4,5. Elle permet la détermination des concentrations en

bicarbonates.

- le calcium (en mg Ca2+. l-1) est dosé par complexométrie à l’EDTA ;

l’indicateur utilisé est la murexide.

- le magnésium (en mg Mg2+. l-1) est évalué en effectuant la différence entre la

valeur de la concentration du [Ca] + [Mg], dosée à l’EDTA, en présence

d’ériochrome noir T, et la teneur en Ca.

- les chlorures (en mg Cl-. l-1) sont dosés par la méthode au nitrate mercurique

(méthode de Schales).

- les sulfates (en mg SO4-.l-1): Il s’agit d’un dosage gravimétrique par précipitation

des sulfates par le chlorure de baryum (Rodier, 1984).

Dans les rivières prospectées, l’origine des sulfates peut être, soit d’origine

industrielle, soit issue de l’activité agricole. Généralement les organismes ont besoin

de sulfates, mais un excès de cet élément peut limiter la richesse spécifique et la

production biologique. Par ailleurs, dans un milieu pauvre en oxygène, les bactéries

transforment les sulfates en sulfures ou en hydrogène sulfuré qui sont des composés

toxiques.

Les substances azotées sont dosées sur Technicon (autoanalyseur) :

L’azote est présent dans l’eau sous forme de gaz (N2), d’anions ou de cations (NO3-,

NO2-, NH4+) et de divers composés organiques. Les végétaux assimilent directement

l’azote sous forme d’ions nitrate (NO3-) et ammonium (NH4+).

La présence dans l’eau de quantités importantes de ces deux composés azotés, plus

précisément des ions ammonium et nitrate, indique une contamination par des rejets

d’origine anthropique qu’elle soit d’origine domestique, agricole ou industrielle

(Toureille-Vercier, 1992). Ainsi le dosage des substances azotées traduit le statut ou

le stade trophique de l’eau. Une carence en ces éléments caractérise un milieu

oligotrophe, une quantité moyenne, un milieu mésotrophe alors qu’un excès définit

un milieu eutrophe.

63

- les nitrites (en mg NO2-. l-1) sont dosés par diazotation de la sulfanilamide en

milieu acide et sa réaction avec la N.Naphtyl-éthylènediamine. Ceci donne un

complexe coloré pourpre, analysé au spectrophotomètre, à la longueur d’onde de

543 nm (Rodier, 1984).

- Les nitrates (en mg NO3-.l-1) sont dosés par réduction des nitrates en nitrites sur

une colonne Cadmium – Cuivre.

L’ion nitrate est la forme la plus commune et la plus stable dans les eaux bien

oxygénées. Il est peu toxique pour les macrophytes, un minimum écophysiologique

de l’ordre de 0.1 mg.l-1 est nécessaire pour la croissance végétale (Westlake 1975,

Carbiener et al., 1990).

- l’azote ammoniacal (en mg NH4+.l-1) est dosé par la méthode dite « au bleu

d’indophénol », en présence d’un catalyseur, le nitrate de sodium. L’ion NH4+ réagit

avec le chlore et le salicylate, en milieu basique, en donnant une coloration bleue.

L’azote ammoniacal est le produit principal d’excrétion des animaux aquatiques ; il

provient également de la décomposition de la matière organique par les bactéries et

les champignons.

L’ion ammonium est rapidement réabsorbé par les organismes vivants ou transformé

en nitrates. Il est présent en faible quantité dans les eaux bien oxygénées (Lacroix,

1991). Lorsqu’il est en excès, il agit comme un toxique très actif vis-à-vis de certaines

plantes et de certains animaux, notamment en milieu neutre et basique (Carbiener et

Herrscher, 1989 ; Dendène et al., 1993 ; Rolland et Trémolières, 1995).

- Les orthophosphates dissous (en mg PO43-.l-1) sont dosés d’après la méthode

de Deniges et Atkins, après filtration de l’échantillon sur filtre Millipore (0,45 µm). En

milieu acide, les orthophosphates forment avec le molybdate d’ammonium un

complexe phosphomolybdique. La réduction de ce complexe par les chlorures

stanneux provoque une coloration bleue dont l’intensité est analysée au

spectrophotomètre.

Comme pour les composés azotés, le dosage des orthophosphates traduit le statut

trophique de l’eau.

64

Les orthophosphates proviennent progressivement de la minéralisation du

phosphore par les micro-organismes et sont relativement rares sur terre et dans la

matière vivante. On trouve 0.2 à 1.8 % de P total dans les plantes aquatiques en

fonction du niveau trophique de l’eau (Weiss-Schmitt et Trémolières, 1993).

Actuellement la principale source des composés organiques phosphorés se trouve

dans les lessives phosphatées, les eaux usées et les engrais.

- La DBO5 (en mg d’O2.l-1) traduit la quantité d’oxygène dissous consommée dans le

milieu naturel par les micro-organismes aérobies pour assurer la décomposition, par

oxydation, des matières organiques contenues dans l’eau, et ce, pendant 5 jours, à

20 °C (méthode de Winkler).

- Les teneurs en matières en suspension (M.E.S.) exprimées en mg.l-1 sont

quantifiées pour chaque station de prélèvements, parallèlement aux relevés de

végétation aquatique. Pour l’analyse des teneurs en M.E.S, 1,5 litre d’eau est

collecté dans une bouteille en plastique. Au laboratoire, 1 litre d’eau est filtré sur un

filtre Whatman GF/C (0,45 µm) prépesé, puis séché dans une étuve à 105°C,

pendant 24 heures, avant d’être, de nouveau pesé. Le filtre est ensuite passé au four

à moufle (550°C pendant 2 heures) pour déterminer, par simple calcul de différence,

la part des matières organiques (M.E.S.org.) et la part des matières minérales

(M.E.S.mn.) contenues dans l’eau.

2.2. Paramètres biotiques

Dans les écosystèmes aquatiques l’épilithon, le phytoplancton et les macrophytes

représentent les trois grands groupes producteurs de matière organique (Wetzel,

1975 ; Westlake et al., 1980).

Pour réaliser un suivi des différentes communautés macrophytiques, des

observations et des prélèvements sont effectués sur chaque station. La prise en

compte des autres composantes biotiques du milieu, à savoir les communautés

d’invertébrés benthiques et les microalgues épilithiques et en dérive a été réalisée à

partir de prélèvements stationnels d’échantillons de ces différentes communautés.

65

2.2.1. Les macrophytes

L’analyse de la flore, à chaque campagne, avec la quantification spécifique des

recouvrements macrophytiques au niveau des quadrats permet l’étude de la

dynamique spatio-temporelle du peuplement macrophytique en termes de

biodiversité et d’abondance.

Pour chaque campagne, un inventaire stationnel de toutes les espèces est dressé.

Au niveau de chaque maille, les espèces qui ne posent pas de problème

d’identification sont déterminées sur place. Pour les espèces non identifiables sur le

terrain, du fait de la nécessité d’observation des critères microscopiques pour mener

à bien cette démarche, des codes symboliques sont attribués afin d’évaluer

visuellement, avec le minimum d’erreur, leur % de recouvrement. La détermination

de certaines espèces difficiles à identifier in situ, appartenant surtout aux bryophytes

et aux macroalgues est réalisée, ultérieurement, au laboratoire.

La vérification et la détermination des phanérogames et des bryophytes ont été

réalisées par Le Dr. J.P. Hébrard Jean-Pierre et le Pr J. HAURY. La nomenclature

utilisée se réfère aux ouvrages suivants :

- Flora Europaea (1964, 1968, 1972, 1976, 1980), pour les phanérogames ;

- Grolle et Long (2000), pour les hépatiques ;

- Corley et al. (1981) et Corley et Crundwell (1991), pour les mousses.

La vérification et la détermination des macroalgues ont été réalisées par Le Pr. A.

CAZAUBON. Il faut mentionner qu’à l’exception de quelques rares algues comme les

characées (après une première identification des espèces présentes) et de quelques

Rhodophytes comme Hildenbrandia rivularis, il est impossible d’identifier, à l’œil nu

ou à la loupe, les macroalgues. Ainsi les algues filamenteuses qui présentent des

gammes de variations de couleurs très étendues, y compris au sein de la même

espèce (dues à l’âge, à l’état physiologique), se trouvent fréquemment en mélange.

Si un examen microscopique n’est pas effectué, le risque est important d’en omettre,

et donc de faire des erreurs, en termes de richesse spécifique et de recouvrement.

La méthode de recouvrement, appliquée dans cette étude, prend en considération

les espèces (ou groupes d’espèces) présentes dans les mailles de 4 m2 des

différentes stations des six cours d’eau. Les pourcentages de recouvrement des

macrophytes sont évalués (0 à 100 %) pour les différents taxons répertoriés, avec

66

des intervalles d’estimation des valeurs de 5%. Les espèces présentant un

recouvrement très réduit (< à 5%) sont représentées par la valeur de 0,2%.

Les indications de la norme de l’ « Indice Biologique de Macrophytes en Rivière »

(I.B.M.R.) (AFNOR, 2003) ont été respectées au cours de l’étude, en vue d’une

application ultérieure de cet indice dans ce type de cours d’eau. Les prélèvements

destinés à l’application du protocole I.B.M.R. ont été réalisés à des périodes

significatives du cycle biologique des plantes aquatiques (mai et septembre 2003 ;

mars 2004).

2.2.2. L’épilithon

L’épilithon est un complexe composé de bactéries, d’algues, de protozoaires, de

détritus et de polysaccharides, qui recouvrent, en une mince pellicule, les substrats

du lit des rivières. Il joue un rôle important dans la transformation de l’énergie

primaire et des nutriments de l’écosystème (Lock et al. 1984).

La technique d’échantillonnage (Cazaubon, 1988 ; Aloi, 1990) consiste à prélever au

centre du chenal, cinq galets plats dont la taille est comprise entre 10 et 20 cm..

Au laboratoire, la surface du bioderme qui recouvre la face supérieure des galets est

grattée soigneusement avec un scalpel. Cet échantillon algal (100 cm2) est fixé avec

du formol neutre à 5%.

Quelques gouttes de l’échantillon préalablement homogénéisé sont déposées sur

des lamelles rondes de 18 mm de diamètre et grillées durant trois heures afin

d’éliminer toute la matière organique cellulaire qui peut masquer les caractéristiques

de l’identification du frustule de chaque espèce de diatomées (Chromophytes). Ces

préparations sont montées avec du Naphrax (résine naturelle de pin ayant un indice

de réfraction IR = 1,74). L’identification des diatomées est réalisée au microscope

optique (grossissement 100 à immersion) avec les Süβwasserflora de Krammer et

Lange-Bertalot (1986, 1988, 1991a et 1991b), les autres groupes à partir des flores

de Bourrelly (1966, 1968 et 1970) et de quelques autres flores spécifiques.

Les indications de la norme de l’Indice Biologique des Diatomés (I.B.D.) (AFNOR,

2000) ont été respectées au cours de l’étude afin d’évaluer la qualité de l’eau de ces

différents cours d’eau.

67

2.2.3. Les macro-invertébrés

Une étude quantitative de la macrofaune benthique a été effectuée, par récolte

standardisée au filet Surber selon la méthode normalisée de « l’Indice Biologique

Global Normalisé » (IBGN) (AFNOR 1992) en vue de calculer l’IBGN pour évaluer la

qualité biologique des cours d’eau.

La faune recueillie est fixée, sur place, au formol. Le tri, la détermination et le

comptage des macro-invertébrés sont réalisés au laboratoire en se servant d’une

loupe. Suivant les recommandations du protocole IBGN, l’unité taxinomique retenue

est la famille à l’exception de quelques groupes faunistiques (définis au niveau de

l’embranchement ou de la classe). La note de l’indice est calculée à partir d’un

tableau d’analyse standard comprenant, en ordonnée les neufs groupes faunistiques

indicateurs (GI) et en abscisse, 14 classes de variétés taxinomiques (AFNOR, 1992).

Ce protocole I.B.G.N. a été appliqué sur les prélèvements effectués en mai et

septembre 2003 et en mars 2004.

3. Evaluation de la biomasse et de la production des macrophytes

Le développement des macrophytes dépend des caractéristiques de leur biotope

qu’il faut prendre en compte, notamment quand on évalue la biomasse

macrophytique du rhithral. Dans les cours d’eau prospectés, la couverture

macrophytique est très peu développée dans les secteurs initiaux du crénal. De ce

fait, elle n’a pas été étudiée en terme de biomasse dans ces secteurs de l’amont du

cours d’eau. En revanche le rhitral est très fortement colonisé avec des phénomènes

de prolifération, à certaines périodes de l’année. Dans ces secteurs les biomasses

végétales ont été évaluées au cours des campagnes de mai et septembre 2003 et en

mars 2004.

Pour l’évaluation de cette production primaire, le choix des dates retenues a pris en

considération les critères suivants :

- la période de transition entre le printemps et l’été qui correspond au début de la

période de la croissance active des macrophytes en mai;

68

- la période de croissance maximale des macrophytes qui se situe dans cette

région au début du mois de septembre;

- la période de préparation à l’installation et à la croissance des macrophytes en

mars.

Le choix des stations et des dates de prélèvements est justifié par le fait qu’après un

suivi du % de recouvrement des macrophytes pendant 18 mois, on a remarqué

durant les périodes définies ci-dessus une variation importante du recouvrement

notamment au sein des stations de l’aval qui sont apparues comme les plus

perturbées. C’est pourquoi on a effectué trois campagnes pour l’étude de la

biomasse des macrophytes (essentiellement les phanérogames et les macroalgues)

dans ces secteurs qui présentent une grande hétérogénéité en fonction du temps et

des perturbations. Les bryophytes n’étant présents qu’au niveau d’une seule station

et avec un recouvrement très faible, ils n’ont pas été pris en compte dans l’évaluation

de la biomasse.

La méthode de prélèvement a consisté à appliquer, dans un premier temps, la

méthode de recouvrement sur des transects découpés en quadrats de 0.5 m de

côté. Trois transects sont ainsi définis pour chacune des stations en dehors de la

surface de 120 m2, définie plus haut, afin de préserver l’herbier d’origine, tenu ainsi à

l’écart de tout prélèvement de notre part, durant toute la période d’étude (Photos

13).

La surface de prélèvement ainsi définie, le recouvrement des macrophytes est

ensuite évalué, visuellement, dans cette surface ainsi que la granulométrie du

substrat; la vitesse du courant, l’oxygène dissous et la profondeur de l’eau sont

mesurés; puis le prélèvement des macrophytes est réalisé manuellement au niveau

de cinq quadrats. Les pertes sont soigneusement évitées au cours de l’opération

grâce à un filet placé à l’aval immédiat du quadrat choisi. En raison de la texture

souvent fine du substrat, les végétaux sont intégralement récoltés, aussitôt

grossièrement lavés dans l’eau de la rivière, puis égouttés avant d’être emballés

dans des sacs de polyéthylène étiquetés. De retour au laboratoire, ils sont aussitôt

stockés, pour une durée de 48 heures maximum dans une chambre froide afin

d’éviter toute dégradation.

69

(a)

Photos 13. Vue des limites de l’aire d’échantillonnage et de la disposition des quadrats pour l’évaluation de la biomasse des macrophytes. (a) présentation schématique des transects utilisés pour la mesure et l’évaluation des différentes composantes du milieu; X désigne les quadrats où ont eu lieu les prélèvements de biomasse, (b) vue générale d’un transect découpé, (c) vue d’un quadrat avant prélèvement de la biomasse.

Les végétaux sont ensuite nettoyés minutieusement à l’eau courante. Ceci permet

d’enlever les restes de sédiments, de cailloux et d’animaux avant la pesée. D’après

(a)

(b) (c)

70

Jupp et Spencer (1977) le poids total de ces matériaux peut excéder celui des

végétaux. Après lavage, les végétaux sont séparés en sous-échantillons des

différentes espèces, puis posés dans des bacs en aluminium prépesés. Le poids sec

évalué sur une balance de précision après stabilisation du poids, est obtenu par

passage à l’étuve (70°C), pendant environ 4 jours. La biomasse est exprimée en

g.m-2 de matière sèche.

4. Cartographie

Pour cartographier la distribution des espèces au niveau de chaque station et

montrer la dynamique spatio-temporelle des macrophytes la méthode de

« cartographie thématique » a été utilisée (Haury, 1982 ; 1985). Elle consiste à

s’appuyer sur des relevés de recouvrement réalisés sur les quadrats déterminés,

chaque quadrat considéré comme tâche, est analysé séparément. Divers symboles

sont attribués selon l’importance des recouvrements de l’espèce cartographiée. Ces

symboles sont reportés sur un plan, carré ou rectangulaire, qui correspond à une

maquette réduite de la surface étudiée sur le terrain. Ce même plan est partagé en

sous-plans carrés qui représentent les quadrats présents sur le terrain (Figure 14).

La forme des plans et le nombre des sous-plans varient d’une station à une autre.

Les communautés de macrophytes présentant une grande diversité, il était difficile de

représenter l’ensemble des espèces de chaque groupe sur un même plan. La

cartographie a été réalisée en prenant en considération les espèces qui représentent

le recouvrement et les variations spatio-temporelles les plus importantes, une couleur

différente étant attribuée à chacune de ces espèces. Pour rendre ce travail moins

lourd, seules 9 à 10 présentations correspondant aux dates qui expliquent le mieux

l’évolution des communautés végétales ont été retenues.

71

Figure 14. Modèle d’une cartographie thématique réalisée sur une station donnée.

5. Traitement des données

5.1. Calculs d’indices

Différents types d’indices ont été utilisés pour évaluer, d’une part, la qualité trophique

de l’eau et, d’autre part, la structure de communautés.

5.1.1. Indice de qualité d’eau et indices biologiques

Afin d’évaluer et de comparer la réponse des différentes composantes abiotiques et

biotiques utilisées pour le diagnostic de la qualité trophique des cours d’eau, un

indice basé sur les données physico-chimiques de l’eau et trois indices basés sur

des données biotiques ont été appliqués. Il s’agit de :

Légende :

Absence de l’espèce

Recouvrement < 5%

5%< Recouvrement < 25%

25%< Recouvrement < 50%

50%< Recouvrement <75%

75%<Recouvrement < 90%

Recouvrement > 90%

Sens du courant

R.D. = Rive droite

R.G. = Rive gauche

R.D. R.G.

Surface exondée

Hydrophytes

Hélophytes

Hygrophytes

Espèces terrestres

Radier

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a- l’indice SEQ-EAU (1999).

b- l’« Indice Biologique Diatomées » (I.B.D.) (norme AFNOR, 2000).

c- l’« Indice Biologique Global Normalisé » (IBGN) (norme AFNOR, 1992).

d- l’Indice Biologique des Macrophytes en Rivière » (I.B.M.R.) (norme AFNOR,

2003).

5.1.2. Diversité spécifique et structure de communautés

Les indices de diversité ou de structure sont issus de la théorie de l’information

(Pielou, 1975). Leur but est d’étudier les communautés en les caractérisant par leur

diversité. D’après la littérature, ces indices servent pour formaliser la diversité du

monde vivant, des structures génomiques aux structures écosystémiques (Franc et

Gouyon, 1997).

A partir des relevés de végétation réalisés sur les différentes stations ont été

calculées :

- la richesse spécifique, ou nombre d’espèces rencontrées dans les relevés.

- la diversité grâce à l’utilisation de l’indice de Shannon, l’indice de Margalef et le

calcul d’Equitabilité associé. Ces indices ont été évalués à partir des formules

suivantes :

● Indice de Shannon : H = Σ Pi ln Pi (Pi = Abondance relative de l’espèce i)

(Shannon, 1948).

● Indice de Margalef: H = S-1 / ln N (S = nombre total d’espèces ; N =

nombre total d’individus de l’échantillon ou de la population étudiée)

(Margalef, 1958).

● Equitabilité : j = H / lnS (S = nombre de taxa ; H = indice de Shannon)

(Pielou, 1966).

5.1.3. Analyses multivariées

Des analyses multivariées ont été utilisées afin de synthétiser l’information contenue

dans les données sous forme de tableaux matriciels (individus x variables). Les

individus (en colonne) sont ici les tableaux des relevés réalisés au cours des

différentes campagnes. Les variables (en ligne) sont ici les paramètres mésologiques

73

(milieu physique), la qualité chimique de l’eau et les données de recouvrement

végétal.

L’Analyse en Composantes Principales (ACP) qui utilise des variables quantitatives,

permet d’évaluer la ressemblance entre les individus, et la liaison entre les variables,

et de les visualiser graphiquement dans l’espace. Les variables représentées avec

un fort coefficient de corrélation déterminent des axes principaux (portant la plus

grande variance des données) auxquels une signification écologique peut être

attribuée (Escofier et Pagès, 1998).

L’Analyse Factorielle des Correspondances (AFC) traite des tableaux de

contingence : L’individu (secteurs) décrits par des variables qualitatives (espèces,

classe de facteurs).

A partir de la distribution des individus et des variables, l’ordinateur calcule, pour

chaque couple de lignes ou de colonnes, une distance dite de Chi2. La

représentation plane correspond à la projection des éléments sur les plans

successifs formés par les axes factoriels les plus significatifs. Les résultats attendus

sont la mise en évidence de groupements d’espèces et d’ensembles de secteurs.

6. Dates des campagnes de prospections

Vingt et une campagnes de prélèvements ont été menées sur chaque station

accessible de mars 2002 à mars 2004. Dans la mesure du possible, le rythme des

campagnes est mensuel, d’avril à octobre, période qui inclut la phase de croissance,

la floraison et la dégénérescence d’un nombre important de végétaux. Les

campagnes sont bimestrielles durant la période qui correspond à la phase de latence

de la majorité des végétaux (de fin octobre à fin février) (Figure 15).

74

Figure 15. Présentation détaillée des dates des différentes campagnes menées sur les différentes stations.

Printemps

avril

mai

juin

Hiver

janvier

mars

Automne

octobre

décembre

Hiver

juillet

août

septembre

Cadière St1C Raumartin StR Huveaune St1H Huveaune St2H Siagne St2S Frayère StFr

Cadière St2C Huveaune St3H Fauge StF Siagne St1S Siagne St3S

mai 2003

septembre 2003

mars 2004