Biologie moléculaire Techniques nouvelles...Techniques chromatographiques appliquées à la...

Biologie moléculaireTechniques nouvelles

n Biologie moléculaire

TEC.ZI Connaissances de base en Biologie moléculaire 185

TEC.Z Techniques de Biologie moléculaire 186

TEC.MC Biologie moléculaire - Bases théoriques et pratiques 187

TEC.QP PCR quantitative : approche théorique et pratique 188

TEC.LD PCR quantitative 189

TEC.JM Séquençage ADN - Notions fondamentales 190

TEC.SQ Bases de séquençage haut débit : de la théorie à la pratique 191

TEC.JM2 Comprendre le séquençage NGS (Next Generation Sequencing) 192

TEC.CH Techniques en cytogénétique conventionnelle et nomenclature chromosomique 193

TEC.CMP Techniques en Caryotype moléculaire - Puces à ADN, interprétation des résultats, intérêt pour le diagnostic prénatal, post-natal et pathologies acquises 194

n Culture cellulaire

TEC.CS Introduction à la culture cellulaire Principes et assurance qualité 195

n Techniques spécialisées

TEC.IS Application de l’Hybridation In Situ en Fluorescence en oncologie médicale, diagnostics prénatal et post-natal 196

IMC.Y Cytométrie en flux - Formation de base 197

TEC.CG Techniques chromatographiques appliquées à la biologie humaine 198

TEC.MO Le microscope optique - Réglages, utilisation et entretien 199

Biologie moléculaire - Techniques nouvelles

n Programme

TEC.ZIRéf. :

185

n Objectifs

Acquérir les bases nécessaires à la compréhension de la théorie et de la pratique des techniques de Biologie moléculaireAborder un stage pratique de Biologie moléculaire

n Prérequis

Niveau Bac +2, +3n Public

Technicien, Cadre, Biologiste

Durée

LieuBIOFORMATION - 75015 PARIS

Intervenants Dr M. CERVANTESet collaborateurs

NotesStage recommandé en aval : TEC.Z.Remise d’un support de cours. Outils pédagogiques : Vidéoprojection.Validation des acquis par test QCM/QROC.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.

Heure de début 1er jour : 9h30 Heure de fin dernier jour : 16h

PédagogieThéorie 75% - TD 25%

2 jours 12 h

Coût (net)960 e

BIOLOGIE MOLÉCULAIRE

Rappels de biologie cellulaire

Les acides nucléiques : support de l’information génétiqueStructure des acides nucléiquesEnzymes intervenant sur les acides nucléiquesDynamisme des gènes : réplication, synthèse des protéines (transcription, maturation, traduction, modifications), mutations et réparationsRégulation de l’expression des gènes

Techniques de biologie moléculaireOutils : enzymes, vecteurs, sondesPrincipes d’hybridationPCR classique et temps réelClonage, séquençage

Exercices

Notions de contaminationsOrganisation d’un laboratoire de Biologie moléculaire

SessionDu 15 au 16/03/21Du 22 au 23/11/21

Tél. : 01 42 15 20 31 - Organisme n°11 75 36 54 975 - www.bioformation.orgBIOFORMATION - 309/315, rue Lecourbe 75015 Paris BIOFORMATION - 309/315, rue Lecourbe 75015 Paris

Connaissances de base en Biologie moléculaire

n Programme

TEC.ZRéf. :

186

n Objectifs

Améliorer les connaissances des techniques de Biologie moléculaire applicables au diagnostic ou à la recherche

n Prérequis

Connaissances de base (structure ADN, ARN)Stage TEC.ZI (module d’initiation) recommandé en amont

n Public

Technicien, Cadre, Biologiste, Ingénieur, Chercheur

Durée

LieuBIOFORMATION75015 PARIS

Intervenants Mme A. TOUNIAN Dr M. CERVANTESM. N. GANGNEUXet collaborateurs

NotesRemise d’un support de cours. Outils pédagogiques : Vidéoprojection.Validation des acquis par test QCM/QROC.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.


PédagogieThéorie 60% - TP/TD 40%

4,5 jours 32 h

Coût (net)1 600 e


RappelsStructure de l’ADN et de l’ARNEnzymes en Biologie moléculaireMécanismes de réplication, transcription, traduction, rétro-transcription

PCRChoix des amorces - cycles - notions de sensibilité et spécificité - contrôle des contaminationsPCR en temps réelPCR quantitative et autres techniques dérivéesIntroduction à la PCR digitale

Hybridation moléculairePréparation des sondes - techniques de marquage - Révélation

Puces à ADN

Séquençage : de la technique de Sanger aux NGS

Travaux pratiques :Extraction, PCR, électrophorèseAnalyse de résultats de PCR en temps réel (qPCR, recherche de mutations)Design d’amorces, alignement de séquences

BPL et PCRImplantation d’un laboratoire de Biologie moléculaire : organisation des locauxContaminants éventuels, inhibiteurs de la réaction PCR

SessionDu 06 au 10/09/21


Techniques de Biologie moléculaire

n ProgrammeCe stage comporte deux modules distincts de 2 jours puis

4,5 jours suivis à quelques semaines d’intervalle

TEC.MCRéf. :

187

n Objectifs

Acquérir les bases des principales techniques de Biologie moléculaire, en particulier la technique PCR

n Prérequis

Pas de prérequis pour le personnel technique de laboratoiren Public


Durée

LieuBIOFORMATION75015 PARISIntervenants

Mme A. TOUNIAN Dr M. CERVANTESM. N. GANGNEUXet collaborateurs

NotesRemise d’un support de cours.Outils pédagogiques : Vidéoprojection.Validation des acquis par test QCM/QROC.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.

Session 1 : Heure de début 1er jour : 9h30 Heure de fin dernier jour : 16h

Session 2 : Heure de début 1er jour : 9h30 Heure de fin dernier jour : 13h

PédagogieThéorie 70% - TP/TD 30%

6,5 jours 44 h

Coût (net)2 050 e


Rappels de Biologie cellulaire

Les acides nucléiques : support de l’information génétiqueStructure des acides nucléiquesEnzymes intervenant sur les acides nucléiquesDynamisme des gènes : réplication, synthèse des protéines, mutations et réparationsRégulation de l’expression des gènes

Techniques de Biologie moléculaireOutils : enzymes, vecteurs, sondesPrincipes des techniques : blots, PCR, clonage

PCRChoix des amorces - cycles - notions de sensibilité et spécificité - contrôle des contaminationsPCR en temps réelPCR quantitative et autres techniques dérivéesIntroduction à la PCR digitale

Hybridation moléculairePréparation des sondes - techniques de marquage - RévélationPuces à ADN

Séquençage : de la technique de Sanger aux NGS

Travaux pratiques :Extraction, PCR, électrophorèseAnalyse de résultats de PCR en temps réel (qPCR, recherche de mutations)Design d’amorces, alignement de séquences

BPL et PCRImplantation d’un laboratoire de Biologie moléculaire : organisation des locauxContaminants éventuels, inhibiteurs de la réaction PCR

SessionDu 25 au 26/05/21 et du 21 au 26/06/21


Biologie moléculaireBases théoriques et pratiques

n Programme

TEC.QP Réf. :

188

n Objectifs

Acquérir les bases théoriques et pratiques de la PCR quantitative

n Prérequis

Connaissances de base en biologie moléculaire et en PCRn Public


Durée

LieuCENTRE D’ENSEIGNEMENT DE L’INSTITUT PASTEUR - 75015 PARIS

Intervenants Dr M. CERVANTESM. N. GANGNEUXet collaborateurs


Heure de début 1er jour : 9h30 Heure de fin dernier jour : 12h30

PédagogieTP-TD 60% - Théorie 40%

2,5 jours 17 h

Coût (net)1 050 e


Rappels sur les acides nucléiques et la PCR

BPL et qPCRImplantation d’un laboratoire de Biologie moléculaire : organisation des locaux

La PCR quantitativeLe principe et les différentes chimies utilisées :- TaqMan, SYBR® Green, balises moléculaires et scorpionsLes différentes méthodes de quantifications :- absolues ou relatives

Travaux pratiques :Extraction ARN/ADNTechnique de dosage, contrôle qualitéMise en œuvre de la qPCR, optimisationAnalyse de résultats (quantification absolue et relative)



PCR quantitative : approche théorique et pratique

n Programme

TEC.LDRéf. :

189

n Objectifs

Comprendre et appliquer les diverses techniques de quantification des acides nucléiques (ARN et ADN) par PCR en temps réelÉtudier et appliquer la technologie de la PCR en temps réel (Real-Time PCR)

n Prérequis

Maîtrise des techniques de base en Biologie moléculaireConnaissances théoriques de la PCR

n Public


Durée


Intervenants Pr J.-M. SERONTet collaborateurs

NotesRemise de documentation et support de cours.Outils pédagogiques : Vidéoprojection.Validation des acquis par test QCM.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.

Heure de début 1er jour : 9h Heure de fin dernier jour : 16h

PédagogieThéorie 65% - TD-exercices 35%

2 jours 13 h

Coût (net)980 e


Exposés théoriquesRappels théoriques, structure et types d’acides nucléiques, structure des gènes, phénomène de fluorescence, molécules et sondes fluorescentes, …Présentation des différents principes de la PCR quantitative (dilutions limites, standards externes/internes, PCR compétitive, PCR quantitative en temps réel...)

Introduction à la PCR digitale Applications en biologie (expression relative), en génomique (discrimination allélique), ou analyse quantitative dans le monde bactérien et viralIndications de la PCR quantitative



PCR quantitative

n Programme

TEC.JMRéf. :

190

n Objectifs

Connaître les principes fondamentaux du séquençage d’ADNComprendre les technologies et analyser des résultats

n Prérequis



Durée



NotesRemise de documentation et support de cours.Outils pédagogiques : Vidéoprojection.Validation des acquis par test QCM/QROC.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.


PédagogieThéorie 75% - Étude de cas 25%

2 jours 13 h

Coût (net)980 e


Rappels théoriquesPCRFluorescenceNotions de base de manipulation d’ADN

La méthode de séquençage de Sanger• Principe• La chimie des réactions• Optimisation de la technique• Optimisation de l’analyse• Problème et solutions

Introduction aux nouvelles techniques de séquençage ADN• Illumina• Ion Torrent• Les techniques en cours de développement

ApplicationsDécouverte de nouvelles séquencesIdentification de mutations (reséquençage)



Séquençage ADNNotions fondamentales

n Programme

TEC.SQRéf. :

191

nn Objectifs

Comprendre les bases du Séquençage haut débitMettre en pratique la préparation des échantillons et les analyses de données de séquençage haut débit

n Prérequis



Durée

LieuCENTRE D’ENSEIGNEMENT DE L’INSTITUT PASTEUR - 75015 PARIS

Intervenants Mme M. CERVANTESM. N. GANGNEUXet collaborateurs


Heure de début 1er jour : 13h30 Heure de fin dernier jour : 16h30

PédagogieTP-TD 60% - Théorie 40%

2,5 jours 17 h

Coût (net)1 050 e


Théorie :

Historique et principes du séquençage

Les bases du séquençage de nouvelle génération (NGS) ou séquençage haut débit (SHD)

Présentation des outils bio-informatiques

Présentation des navigateurs et bases de données sur le web

Travaux pratiques :

Préparation des échantillons biologiques : extraction et contrôle qualité

Familiarisation avec système Unix/Linux

Navigation et consultation de bases de données



Bases de séquençage haut débit : de la théorie à la pratique

n Programme

TEC.JM2Réf. :

192

n Objectifs

Comprendre les principes fondamentaux du séquençage digital d’ADN, ou Séquençage Nouvelle Génération (NGS)Construire un protocole expérimental dédié à l’analyse d’un gène, d’un groupe de gènes, d’un génome, ou d’un transcriptomeComprendre les différentes technologies disponible aujourd’hui (Illumina, Qiagen genereader et IonTorrent)Comprendre les bases des protocoles (matériel de départ, construction des librairies, séquençage, validation des résultats)

n Prérequis



Durée






2 jours 13 h

Coût (net)995 e


Rappels de notions de base de manipulation d’ADN, construction de librairies

Les nouvelles méthodes de séquençage d’ADN :• La méthode de séquençage par détection de protons

(«Post-light» Ion Torrent technologie) (Personal Genome Machine, et Proton)

• La méthode de séquençage par synthèse, terminateurs réversibles (Illumina et Qiagen))

• Les techniques Pacific Biosciences et Oxford Nanopore

ApplicationsReséquençage de gènes, identification de SNPs, gènes individuels, ou groupe de gènesReséquençage de génomes (bactériens ou eucaryotes)Analyse d’ARN, miRNA ou transcriptomeSéquençage de novo



Comprendre le séquençage NGS (Next Generation Sequencing)

n Programme

TEC.CHRéf. :

193

n Objectifs

Fournir un aperçu de l’ensemble des techniques utilisées en cytogénétique conventionnelle : caryotypes prénatal, post-natal et hémopathies malignesAutomatisation en cytogénétique

n Prérequis


Technicien, Cadre, Biologiste, Enseignant, Ingénieur, Chercheur

Durée


Intervenants Dr H. MOSSAFAet collaborateurs



PédagogieThéorie 75% - TP-TD 25%

3 jours 19 h 30

Coût (net)1 320 e


Rappels théoriquesPlace et importance du caryotype dans la prise en charge des hémopathies malignesPlace et importance du caryotype dans le diagnostic :

- prénatal- post-natal

Aspects techniquesPrincipe de base de culture cellulaireChoix des milieux de cultureDiscussions sur les problèmes liés aux échantillons (sang, moelle, liquide amniotique)Problèmes liés à la technique cytogénétique

Identification, classification et nomenclature chromosomiqueCaryotype moléculaire, applications des nouvelles technologies CGH array, Puces à ADN, …

Applications courantes en routine cliniqueDétection d’anomalies chromosomiques à visée diagnostique et suiviValeur pronostique des anomalies chromosomiques



Techniques en cytogénétique conventionnelle et nomenclature chromosomique

n Programme

TEC.CMP Réf. :

194

n Objectifs

Fournir un aperçu de l’ensemble des techniques utilisées pour le caryotype moléculaire : caryotypes prénatal, postnatal et hémopathies malignes

n Prérequis

Connaissance des chromosomes indispensablen Public


Durée


Intervenants Dr H. MOSSAFAet collaborateurs


Heure de début 1er jour : 9h Heure de fin dernier jour : 16h30

PédagogieThéorie 75% - TP-TD 25%

2 jours 14 h

Coût (net)980 e


Rappels théoriquesPlace et importance des nouvelles technologies pour le diagnostic :- prénatal- post-natal- pathologies acquises

Aspects techniquesPrincipe de baseChoix des pucesDiscussions sur les problèmes liés aux échantillons (sang, moelle, liquide amniotique)Problèmes liés à la technique de caryotype moléculaireIdentification, classification et nomenclature chromosomiqueApplications courantes en routine clinique



Techniques en Caryotype moléculaire - Puces à ADN, interprétation des résultats, intérêt pour le diagnostic prénatal, post-natal et pathologies acquises

n Programme

TEC.CSRéf. :

195

n Objectifs

Acquérir les connaissances indispensables à la mise en œuvre de la culture de cellules en laboratoire (lignées, cellules normales, cellules humaines)Mettre en œuvre l’Assurance Qualité dans un laboratoire de culture cellulaire (les notions de contrôle qualité, d’assurance qualité, de BPL / GMP et des normes ISO seront explicitées)

n Prérequis

Formation en biologie de niveau Bac, Bac + 2 ou plusn Public


Durée


Intervenants Dr C. SOLER et collaborateurs



PédagogieThéorie 60% - TD 40%

2 jours 14 h

Coût (net)995 e

CULTURE CELLULAIRE

Introduction générale à la culture de cellulesLes besoins des cellules en cultureLes cellules ancrages-dépendantes et ancrages indépendantes Lignées cellulaires et cellules normales

Le laboratoire de culture cellulaireDispositions et recommandations Applications à la recherche et à la productionLes locaux et le matériel de base

- Les consommables - Les équipements- Les milieux de culture- Les récipients de culture : culture en suspension,

culture statique

Les Normes : Applications à la culture cellulaire- Normes GMP - ISO - Bonnes Pratiques de Laboratoire

(BPL)Système Assurance Qualité : Définition et Approche

- Biosécurité – Hygiène- Le contrôle Qualité- Notions d’Assurance Qualité

Exemples de cultures cellulaires Cellules de lignées primaires, , lignées cellulaires continuesCulture cellulaire appliquée à l’industrie

Table ronde



Introduction à la culture cellulairePrincipes et assurance qualité

n Programme

TEC.ISRéf. :

196

n Objectifs

Fournir un aperçu de l’ensemble des techniques utilisant des sondes nucléotidiques marquées, en insistant sur les applications de caractérisation des hémopathies et des tumeurs solidesComparer leurs apports spécifiques et les contraintes dans leur mise en œuvre :

- Hybridation avec sonde unique ou cocktail de sondes- FISH sur chromosome,- FISH sur noyaux interphasiques- Hybridation génomique comparative- Analyse sur puces à ADN

n Prérequis



Durée


Intervenants Dr H. MOSSAFA et collaborateurs




2 jours 14 h

Coût (net)995 e

TECHNIQUES SPÉCIALISÉES

Rappels théoriques- Place et importance des altérations génétiques dans la

genèse des cancers- Types d’altérations génétiques potentiellement étudiées

par les techniques d’hybridation (amplifications, délétions, anomalies de structure)

Aspects techniques- Principes de base de l’hybridation- Choix et préparation des sondes - De la caractérisation à la quantification

- Discussion sur les problèmes liés aux échantillons, en particulier par rapport aux applications en routine :• Composition (tissu normal, tissu tumoral)• Matériel frais ou congelé versus blocs en paraffine

- Caryotype moléculaire, applications des nouvelles technologies CGH array, Puces à ADN, …

Applications courantes en routine clinique- Détection d’altérations à visée diagnostique- Incidences pronostiques de certaines altérations- Le cas des marqueurs prédictifs



Application de l’Hybridation In Situ en Fluorescence en oncologie médicale, diagnostics prénatal et post-natal

n Programme

IMC.YRéf. :

197

n Objectifs

Initiation à la cytométrie : théorie du fonctionnement de l’appareil, limites et avantages de la cytométrie, en vue du développement de différentes applications

n Prérequis

Connaissances de base en Biologie cellulairen Public


Durée


Intervenants Dr P. SAUSSOYPr J.-M. SERONTet collaborateurs




3 jours 20 h

Coût (net)1 340 e


Principe de fonctionnement d’un cytomètre en fluxDescription de l’appareil :

- fluidique- optique (source de lumière, séparation des lumières

émises, détection)- électronique (signal pic et intégral, amplification linéaire

ou logarithmique, compensation de fluorescence, numérisation des signaux)

- informatique (analyse et stockage des données)

Les différents fluorochromesSpectres d’excitation et d’émission, compensation de fluorescence

Illustration des différentes fonctions de l’appareil par quelques exemples d’applicationsChoix du type de signal (pic ou intégral) et du mode d’amplification dans les applications telles que l’immunomarquage, l’analyse des fonctions cellulaires (phagocytose, changement de pH,...), cycle cellulaire, combinaisons des différentes applications

Analyse et stockage des données Histogramme mono et biparamétrique, valeurs statistiquesStockage et analyse en «Listmode»

Définition d’un protocole expérimental pour l’immunomarquageChoix des anticorps, contrôles, calibration des signaux, réglages du cytomètre

Problèmes de sécurité



Cytométrie en fluxFormation de base

n Programme

TEC.CGRéf. :

198

n Objectifs

Acquérir des compétences en techniques chromatographiques (LC-UV ; GC-FID ; GC-MS ; LC-MS) permettant une mise en application sur des matrices biologiques (sang, urines, salive…)

n Prérequis

Connaissances théorique et expérience en chromatographien Public

Technicien, Biologiste

Durée

LieuINSTITUT FÉDÉRATIF DE BIOLOGIE31059 TOULOUSE

Intervenants Pr P. GANDIA M. P. SERAISSOLM. J.-C. GARRIGUES Mme N. TAFZIDr T. LANOT



PédagogieThéorie 69% - TD 19% - Étude de cas 12%

3 jours 22 h

Coût (net)1 340 e


Présentation de la chromatographie liquide haute performanceIntroduction InstrumentationsPrincipes et grandeurs fondamentalesExploitation des donnéesLes colonnes et phases mobiles appropriées

Chromatographie liquide – mécanismes de séparation et interactionsLes principales liaisons chimiques mises en jeuPropriétés physico-chimiques des analytes et des solvantsPhénomènes mis en jeu et principales techniques

Spectrométrie de masse pour l’analyse des médicaments dans les fluides biologiquesIntroduction : DéfinitionsSpectrométrie de MasseAspect particulier en LC/MS (/MS)Analyses quantitatives de bio-moléculesExemples d’application

Stratégie expérimentale et statistique pour la validation de méthode analytique en bio-analyses Validation analytique en bio-analyseCritères de ValidationsProfil d’exactitude

Étude de casApplication en pharmacocinétiqueApplication en toxicologie médico-légale



Techniques chromatographiques appliquées à la biologie humaine

n Programme

TEC.MORéf. :

199

n Objectifs

Appréhender la théorie et la pratique du microscope optique à transmissionUtiliser les techniques élémentaires de laboratoire : Contraste de Phase, Fluorescence…

n Prérequis

Notions théoriques élémentaires en physique et en optiquePratique courante de la microscopie optique

n Public


Durée


Intervenants M. G. WASTIAUX

NotesRemise de support de cours.Outils pédagogiques : Vidéoprojection, Microscopes.Validation des acquis par test QCM/QROC.Durée journalière habituelle de formation : 7 h.


PédagogieThéorie 50% - TP 20% - Démo 15% - TD 15%

2 jours 14 h

Coût (net)920 e


Rappels physique et optique du microscope

Réglages et entretien

Observations en lumière transmise

Méthodes d’observation en : Polarisation Contraste de phase Fluorescence (Bases)



Le microscope optiqueRéglages, utilisation et entretien

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