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Diatomées Niveau R (région)

Version du 24 novembre 2006 (Publication en préparation)

Publié par l’Office fédéral de l’environnement OFEV Berne, 2007

Méthodes d’analyse et d’appréciation des cours d’eau: diatomées – niveau R (régional)

Version du 24.11.2006 page 2

Impressum Editeur: Office fédéral de l’environnement OFEV Auteurs : Joachim Hürlimann AquaPlus, écologie appliquée, problèmes

d'hydrologie et de pêche, gestion des paysages et de la protection de l'environnement, Zug

Pius Niederhauser AWEL, Office des déchets, des eaux, de l'énergie

et de l'air du canton de Zurich Groupe de travail d’accompagnement : Paul Liechti (présidence) Office fédéral de l’environnement Werner Göggel L’Eawag : L’Institut de Recherche de l’Eau du

Domaine des EPF Angela von Känel Office de la protection des eaux et de la gestion des déchets du canton de Berne Arno Stöckli Département des constructions, des transports et

de l’environnement du canton d’Argovie, Service de l'environnement

La présente publication est une aide à l'exécution élaborée par l'OFEV en tant qu'autorité de surveillance. Destinée en premier lieu aux autorités d'exécution, elle concrétise des notions juridiques indéterminées provenant de lois et d'ordonnances et favorise ainsi une application uniforme de la législation. Si les autorités d'exécution en tiennent compte, elles peuvent partir du principe que leurs décisions seront conformes au droit fédéral. D'autres solutions sont aussi licites dans la mesure où elles sont conformes au droit en vigueur. Les aides à l'exécution de l’OFEV (appelées aussi directives, instructions, recommandations, manuels, aides pratiques) paraissent dans la collection „L'environnement pratique“.

Commande

Office fédéral de l’environnement, Documentation, CH-3003 Berne www.buwalshop.ch www.systeme-modulaire-gradue.ch

© OFEV 2006



Table des matières Avant-propos 4 Résumé 4 1. Introduction 5 2. Objectifs et bases légales 7 Partie I Guide méthodologique 8 3. Relevés 8 3.1 Relevés de terrain, échantillonnage 8 3.1.1 Choix des sites d’échantillonnage 8 3.1.2 Echantillonnage, choix du substrat, protocole, conservation 9 3.2 Travaux de laboratoire, techniques de préparation 12 3.3 Travaux de microscopie (détermination et dénombrement des espèces) 13 3.4 Interprétation 14 3.5 Remarques sur les principaux taxons de diatomées des cours d’eau suisses 16 3.6 Difficultés, limites d’application 19 Partie II Fondements et relations avec d’autres méthodes d’évaluation 21 4. Les diatomées comme bioindicateurs 21 4.1 Les diatomées en tant qu’organismes 23 4.2 Types de procédures d’examen des pollutions des eaux 25 5. Caractérisation des bases de données biologiques et chimiques utilisées pour le

développement de la méthode 27 5.1 Base de données sur les diatomées 27 5.2 Base de données physico-chimiques 29 6. Fondements de l’indice des diatomées 31 6.1 Appréciation des sites d’étude à l’aide des paramètres chimiques 31 6.2 Indice des diatomées DI-CH 36 6.3 Classes d’état de santé et relation avec la qualité de l’eau 41 7. Valorisation des résultats obtenus jusqu’à présent et exemples d’applications 42 7.1 Comparaison entre l’ancien et le nouvel indice des diatomées DI-CH 42 7.2 Représentations géographiques 43 7.3 Survol des variations de charge produites par les STEP 44 7.4 Variations de charge le long d’un cours d’eau et au fil du temps, suite à la suppression d’une station d’épuration 45 7.5 Comparaison entre des relevés printaniers et automnaux 46 7.6 Tour d’horizon sur la flore, la diversité et l’indice DI-CH 47 8. Bibliographie 49 A. Annexes 53 A 1. Liste des taxons avec leurs préférences autoécologiques 53 A 2. Dossier photographique des taxons de diatomées les plus importants 65 A 3. Modèle de protocole de dénombrement 112 A 4. Techniques de préparation 114 A 4.1 Nettoyage par simple grillage 116 A 4.2 Calcination au moyen d’un four à moufle combinée à l’oxydation à chaud (eau oxygénée) et

à la décantation 117 A 4.3 Oxydation à chaud (acide sulfurique, nitrate de potassium, filtration) 119 A 5. Liste d’adresses pour commander le matériel 121 A 6. Documentation détaillée sur l’autoécologie des 188 taxons retenus pour le calcul du DI-CH 122



Avant-propos La loi sur la protection des eaux (LEaux) du 24 janvier 1991 et l’ordonnance révisée sur la protection des eaux du 28 octobre 1998 (OEaux) ont pour but la protection globale des eaux et de leurs diverses fonctions en tant que biotopes de plantes et d’animaux ainsi que leur utilisation durable par l’homme. Le système modulaire gradué souhaite mettre en œuvre cette tâche aussi dans le domaine de la surveillance des eaux en élaborant des méthodes adaptées (modules) pour les différents aspects des cours d’eau. Lors de l’appréciation de l’état des cours d’eau dans le cadre de son application, l’examen des biocénoses est d’une importance essentielle en complément de l’évaluation de la qualité chimique de l’eau et des conditions morphologiques et hydrologiques. Seul le relevé de l’état biologique permet finalement une comparaison directe avec les objectifs écologiques relatifs aux eaux. Les diatomées se prêtent particulièrement bien à l’indication de l’état des eaux car leur répartition et leur fréquence dépendent des substances contenues dans les eaux pendant une assez longue période. Le module diatomées est donc un complément idéal aux analyses chimiques des eaux. En Europe, l’appréciation de l’état des rivières et des ruisseaux à l’aide des diatomées repose sur une tradition de plusieurs décennies. En raison des succès de l’épuration des eaux usées et de la dilution généralement bonne des substances d’origine anthropique, une appréciation des cours d’eau suisses au moyen des systèmes de relevé développés ailleurs en Europe est cependant trop peu indicatrice, car la distinction entre différentes classes d’état est difficile. C’est pourquoi, dans le cadre du système modulaire gradué destiné à analyser et à apprécier les cours d’eau suisses, un groupe d’experts de l’OFEV, de l’Eawag et des services cantonaux a chargé un bureau privé de développer une méthode d’appréciation pour l’analyse des diatomées qui soit adaptée aux conditions des cours d’eau suisses. Ce travail n’a pu être réalisé que grâce à l’intense soutien de l'AWEL (Office des déchets, des eaux, de l'énergie et de l'air du canton de Zurich) et d’autres services cantonaux. La présente directive pour le niveau R (régional) décrit une procédure harmonisée d’appréciation des cours d’eau de Suisse au moyen de la fréquence et de la distribution des espèces de diatomées. La description générale du système modulaire gradué, ainsi que les méthodes « Ecomorphologie – niveau R » et « Poissons – niveau R », ont déjà été publiés dans la série de l’OFEV, « L’environnement pratique, Informations concernant la protection des eaux ». D’autres méthodes du système paraîtront dans la même série à intervalles irréguliers.

Résumé

Le guide des méthodes d’étude des diatomées (= Diatomeen ou Kieselalgen [en allemand], diatomee [en italien],

diatoms [en anglais]) fait partie du système modulaire gradué publié par l’OFEV. Il décrit en détail la démarche

méthodologique concernant les travaux nécessaires de terrain, de laboratoire et d’interprétation. L’étude des

diatomées a pour but de caractériser l’état biologique des cours d’eau de Suisse au moyen de l’indice des

diatomées DI-CH (diatomées indice suisse) récemment mis au point. Les descriptions de ces états biologiques

présentent une relation connue avec les paramètres chimiques qui traduisent les pollutions d’origine anthropique.

Il vise tout spécialement à vérifier l’objectif écologique fixé par la nouvelle ordonnance sur la protection des

eaux (annexe 1, art. 1, al. 1, OEaux). La description méthodologique présente est un remaniement d’une

première version (OFEFP 2002a, état au 4 janvier 2002, qui a été utilisée depuis l’an 2000). Les données

rassemblées pendant les cinq ans de mise à l’épreuve (au total 3’649 échantillons de diatomées, dont 1'167 avec

des données chimiques utilisables pour l’étalonnage de l’indice) et l’expérience acquise ont été prises en

considération pour cette nouvelle édition.



1. Introduction

Conformément à l’idée du système modulaire gradué de l’OFEFP (1998), des modules pour l’étude des cours

d’eau de Suisse doivent être définis, dans les domaines de l’hydrodynamique et de la morphologie (hydrologie,

écomorphologie), de la biologie (rives et végétation des environs, plantes supérieures des eaux et des marais,

algues, macrozoobenthos, poissons) et des effets chimiques et toxiques (chimie de l’eau, écotoxicologie). Ce

concept énumère trois niveaux d’analyse : le niveau R (région, ressources faibles engagées par étude), niveau C

(cours d’eau, ressources moyennes engagées par étude) et niveau T (tronçon, ressources élevées). Le choix des

modules à utiliser et du niveau d’analyse dépend des différents buts poursuivis par l’étude du cours d’eau.

Le présent rapport explique la démarche méthodologique pour l’étude des diatomées au niveau R. Les diatomées

sont considérées de façon approfondie parce que ce groupe d’organismes se prête particulièrement bien à

l’appréciation biologique de la qualité de l’eau. Tous les résultats probants des études menées sur les diatomées

dans les cours d’eau suisses ces 20 dernières années ont servi de données de base pour élaborer cette

méthodologie. De plus, les données chimiques et physiques correspondantes ont été prises en compte pour

calibrer cette méthode. Le grand nombre d’études déjà menées sur les diatomées (3’649 relevés) a permis de

dresser la liste des taxons de diatomées les plus importants des cours d’eau suisses, d’en établir un dossier

photographique et de caractériser leur autoécologie au point de vue de leur tolérance aux pollutions

anthropiques. Sur la base de cette classification écologique des espèces, un indice suisse des diatomées (DI-CH)

a pu ensuite être défini. Il permet de caractériser biologiquement la qualité de l’eau d’un cours d’eau par

rapport aux paramètres chimiques.

Bien qu’il existe déjà dans les pays limitrophes comme l’Allemagne, l’Autriche, l’Italie et la France, et dans

d’autres pays, des démarches publiées d’appréciation biologique de la qualité de l’eau au moyen des diatomées

(indices de saprobie et de trophie), qui peuvent aussi être appliquées, une adaptation aux conditions chimiques

actuelles des cours d’eau suisses était nécessaire. Plusieurs arguments plaident en faveur d’une adaptation

spécifique pour la Suisse :

- Les procédures existantes d’appréciation biologique basées sur l’indication du degré de saprobie ne permettent pas une différenciation suffisante compte tenu des exigences actuelles, car une grande partie des cours d’eau suisses ne présentent aujourd’hui qu’une pollution organique moyenne à critique (qualité des eaux II à II-III), au maximum.

- De plus, les limites des classes de qualité des eaux ne concordent pas avec les critères fixés dans la législation suisse (ordonnance sur la protection des eaux, OEaux) quant aux exigences de qualité. Ainsi, la classe de qualité des eaux II est qualifiée de modérément polluée pour des substances organiques alors que la législation suisse exige que la composition en organismes soit caractéristique du type d’eau peu ou non polluée (annexe 1, art. 1, OEaux).

- Grâce au succès de l’épuration des eaux usées, les charges organiques ont très fortement régressé et les teneurs en phosphore et en azote ont diminué de manière significative. La pollution résiduelle en substances nutritives peut en principe être identifiée à l’aide d’un indice trophique. La multiplicité actuelle des pollutions organiques et inorganiques des cours d’eau suisses explique cependant qu’une appréciation biologique des eaux basée sur un système étalonné grâce à un seul paramètre indicatif, par exemple le phosphore, n’appréhende pas les nombreux modèles de pollution possibles et apparaisse trop partiale. C’est



particulièrement vrai lorsque l’on doit apprécier avec les diatomées au niveau R l’état biologique des eaux de cours d’eau également en aval de stations d’épuration équipées avec la précipitation du phosphore (3e phase d’épuration). Dans ces cas les charges de phosphore peuvent être très faibles, mais la qualité de l’eau rester insuffisante par rapport à d’autres paramètres comme le COD, le nitrate, le nitrite, l’ammonium ou le chlorure.

- Une adaptation aux conditions suisses est aussi nécessaire dans la mesure où elle seule permet d’établir une relation entre l’indice des diatomées et les concentrations effectives de substances dans les cours d’eau suisses.

Pour pouvoir comparer les résultats des études basées sur les diatomées à l’échelle européenne, il existe toujours

la possibilité de calculer d’autres indices (trophique ou saprobique).

Le présent rapport comprend deux parties. La première contient le guide méthodologique, c.-à-d. tous les

travaux de terrain et de laboratoire, ainsi que l’exploitation et l’évaluation des résultats qui sont nécessaires à la

réalisation de l’étude des diatomées. La 2e partie contient des renseignements généraux sur les diatomées en tant

qu’indicateurs biologiques ainsi que les éléments de base, chimiques et biologiques, nécessaires à la présente

méthode. Le mode d’étalonnage de l’indice DI-CH est expliqué. L’annexe contient, en complément du guide

méthodologique, des renseignements importants comme la liste des taxons, les planches d’illustrations des

espèces de diatomées importantes pour les cours d’eau suisses et des instructions détaillées pour la préparation

des diatomées.



2. Objectifs et bases légales

Les études des diatomées représentent une démarche biologique qui permet de suivre dans le temps les effets de

substances sur les espèces particulières et les communautés entières. Le but essentiel de la présente

méthodologie est de permettre de se prononcer de façon simple et sûre sur l’état biologique des cours d’eau de

Suisse, au moyen de l’étude des diatomées dans l’optique de l’application de la loi sur la protection des eaux.

Comme les cours d'eau abritent un grand nombre d'autres organismes, ces indications ne sont cependant pas

exhaustives. Les descriptions des états de santé doivent avoir une relation connue avec les paramètres chimiques

qui traduisent les pollutions anthropiques. L'indice suisse des diatomées (DI-CH) est une méthode d'indication

possible, qu'on peut utiliser pour le contrôle des objectifs écologiques de l'ordonnance sur la protection des eaux

(annexe 1, art. 1, al. 1, OEaux), à savoir :

Les communautés animales, végétales et de micro-organismes (biocénoses) des eaux superficielles et de l’environnement qu’elles influencent doivent : a) être d’aspect naturel et typiques de la station, de pouvoir se reproduire et se réguler d’elles-mêmes ; b) présenter une composition et une diversité d’espèces spécifiques à chaque type d’eau peu ou pas

polluée.

Contrairement au concept publié du système modulaire gradué de l’OFEFP (1998, avec quatre classes),

l’évaluation et la présentation en couleur se font sur cinq classes de qualité (très bon [bleu], bon [vert], moyen

[jaune], médiocre [orange], mauvais [rouge]). Les eaux des classes d’état de santé bleu et vert remplissent les

objectifs écologiques de la nouvelle ordonnance sur la protection des eaux. Indépendamment du type d’eau, les

classes d’état de santé jaune, orange et rouge désignent en principe, sur la base de la communauté de diatomées,

des eaux plus que faiblement polluées, et qui n’atteignent plus les objectifs écologiques de l’annexe 1 de la

nouvelle ordonnance sur la protection des eaux.

Une évaluation par rapport à des références spatiales, historiques ou des modèles théoriques n’est pas le but du

niveau R et n’est donc pas discutée ici. La définition des trois types de références est cependant possible avec les

diatomées, si bien que la différence par rapport à un état de référence peut en principe aussi servir d’évaluation.

La question des références est cependant un objectif du niveau C.



Partie I Guide méthodologique 3. Relevés 3.1 Relevés de terrain, échantillonnage

Les indications qui suivent concernent les techniques d’échantillonnage. Elles s’appuient sur les

recommandations de Kelly et al. (1998), élaborées pour les diatomées en relation avec l’appréciation de la

qualité de l’eau des cours d’eau d’Europe.

3.1.1 Choix des sites d’échantillonnage

Le choix de l’emplacement et du moment de l’étude des diatomées dépend du but de l’étude et varie de cas en

cas (mode d’échantillonnage, nombre d’échantillons, choix des sites d’échantillonnage). On devrait cependant

tenir compte des principes suivants dans un programme d’échantillonnage :

1.) Possibilité de comparaison avec d’autres programmes de mesure (p. ex. relevés de la chimie et du benthos) et avec les relevés exécutés précédemment (p. ex. échantillons historiques servant de références).

2.) Examen de la possibilité de prise en compte de certaines études dans un programme de routine déjà existant.

3.) Choix spatial et temporel des sites d’échantillonnage de sorte que les pollutions éventuelles puissent être autant que possible attribuées à une cause. Lors de déversements ponctuels (p. ex. aux stations d’épuration), cela signifie qu’il faut prévoir un lieu de prélèvement immédiatement en amont (référence locale) et au moins un lieu de prélèvement en aval du déversement ponctuel. Dans les ruisseaux et les petits émissaires, le lieu de prélèvement en aval d’un déversement devrait être suffisamment éloigné pour que l’on puisse admettre un mélange complet des eaux usées. Ce principe n’est pas applicable dans les fleuves et les autres milieux aquatiques dans lesquelles un mélange complet ne se produit pas ou seulement après un très long parcours. Pour appréhender les effets spatiaux d’un déversement ponctuel dans un cours d’eau, il est recommandé de définir plusieurs sites d’échantillonnage en aval du déversement (p. ex. à environ 200 m, à 500-1000 m et à 1500-2500 m de distance du lieu de déversement). Dans les cas de pollution diffuse des eaux, pour pouvoir identifier les éventuels gradients de pollution, plusieurs sites d’échantillonnage devraient également être définis le long du cours d’eau.

4.) Une bonne accessibilité aux sites d’échantillonnage doit être garantie même en hiver. 5.) La répétition, voire le prélèvement régulier d’échantillons, dépendent fortement de la problématique. Pour

les études de routine, deux échantillonnages annuels sont idéaux (fin de l’hiver/printemps et été/automne). Si un seul échantillonnage n’est possible par année, il devrait être effectué lorsque l’on prévoit la pollution maximale des eaux. Il peut cependant survenir à des moments très différents de l’année en fonction de la dynamique des utilisations (décharge des stations d’épuration, nombre et intensité des décharges mixtes provenant de l’évacuation des eaux des agglomérations, activités touristiques, etc.) et des conditions hydrologiques (débits résiduels, infiltration dans les eaux souterraines, apports à partir des eaux souterraines, étiages).



6.) Les études elles-mêmes ne devraient pas avoir lieu, dans la mesure du possible, pendant les épisodes de crues ou les jours qui suivent. Il est recommandé de laisser passer la phase des groupements pionniers qui, après une crue, sont les premiers à coloniser le substrat. L’expérience montre qu’après un mois environ une communauté stable s’est établie.

3.1.2 Echantillonnage, choix du substrat, protocole, conservation

Les recommandations suivantes relatives au choix du substrat, et des endroits d’une station d’un cours d’eau à

caractériser, ainsi que la technique d’échantillonnage sont liées à l’appréciation de l’état biologique des eaux

(indice biologique de qualité d’eau). Si d’autres problématiques sont en cause, p. ex. la biodiversité, la biologie

des populations ou la densité de la végétation, il faut choisir d’autres démarches.

Dans la mesure du possible, le même substrat devrait être échantillonné durant toute l’étude. Pour les cours d’eau

suisses, le substrat solide, en l’occurrence la surface des pierres (épilithon) situées dans le courant, convient

en principe. Ce substrat se rencontre presque partout et en toute saison et est très simple à échantillonner.

Pour les petits cours d’eau que l’on peut traverser à pied et sans moyens ou mesures de sécurité spéciales, on

collecte le long de la section transversale du cours d’eau (transect) des pierres de la taille d’un poing ou d’une

tête. On devrait éviter les pierres plus petites dans la mesure du possible, car un débit légèrement supérieur les

déplace, les entraîne et les recouvre par moment d’autres pierres ce qui érode la couche d’algues. Normalement,

c.-à-d. dans les eaux plutôt productives, trois à cinq pierres suffisent par station de cours d’eau ; les pierres

sont prélevées sur les deux rives et au milieu de l’eau (fig. 1). Dans les torrents peu productifs des Préalpes et

de montagne, où la surface des pierres ne présente qu’une couche de diatomées clairsemée, on devrait prélever

au moins 5 pierres, mais de préférence 10 ou plus au besoin. Les pierres doivent être prélevées dans le secteur

du cours d’eau continuellement recouvert d’eau et bien parcouru par le courant. Il faut éviter si possible les zones

à faible vitesse d’écoulement, car elles peuvent donner lieu à des accumulations (notamment de diatomées

mortes). Pour des raisons de sécurité, on ne devrait pas dépasser une profondeur de prélèvement maximale de 0.5

à 1.0 m et une vitesse d’écoulement maximale d’environ 1 m/s. De même, il faut éviter les sites très ombragés,

en permanence peu éclairés. En outre, les pierres devraient présenter un recouvrement de diatomées bien

développé, caractérisé par une couche ou une pellicule brune, tout au plus légèrement touffue. Il faut éviter les

pierres fortement recouvertes d’algues filamenteuses (p. ex. Cladophora sp., Vaucheria sp., Hydrurus foetidus,

etc.), de mousses ou de plantes aquatiques. La couche de diatomées de la série de pierres récoltée est prélevée

sur le terrain selon la méthode mentionnée ci-dessous. Elle est traitée normalement comme échantillon

composite. Dans les grands et larges cours d’eau que l’on ne peut pas traverser à pied, le milieu de la rivière ne

peut être échantillonné qu’avec des moyens conséquents. Une technique possible d’échantillonnage a été

appliquée au Rhin supérieur (OFEFP 1993). Normalement, il suffit cependant d’échantillonner séparément les

deux rives de la rivière, toujours à l’aide de 3 à 5 pierres (1 échantillon composite pour chacune des deux rives).



Lorsque sur un site d’échantillonnage les pierres ou le substrat solide sont bien présents, mais ne peuvent être

détachés du fond du lit (lit fortement colmaté, canal bétonné, murs verticaux mouillés, parois, etc.), la couche de

diatomées peut être retirée sous l’eau, p. ex. au moyen de pipettes à aspiration.

En l’absence de substrat solide, des substrats meubles, c.-à-d. des parties de plantes aquatiques immergées

(tige, feuilles, touffes de mousses) ou des sédiments fins, peuvent aussi être échantillonnés. L’état des plantes (en

croissance, mortes, envasées, en décomposition) peut modifier légèrement l’appréciation de la qualité de l’eau en

comparaison avec le substrat pierreux du même endroit. On devrait complètement renoncer à échantillonner des

surfaces de bois.

Dans les endroits sans substrat pierreux, il est aussi possible d’exposer des pierres polies ou des substrats

artificiels (cf. chapitre 4.2). Le temps d’exposition devrait être d’au moins 4 semaines, mais nettement plus long

dans les eaux peu productives très propres ou dans les endroits fortement ombragés (p. ex. 8 semaines).

Le prélèvement des diatomées sur le substrat dur de la pierre s’effectue normalement par grattage ou raclage de

la surface de la pierre selon la méthode de Douglas (1958). Pour ce faire, on applique un court tube en plastique

(avec joint en caoutchouc et bord en néoprène) sur un endroit plutôt plat de la pierre, on ajoute un peu d’eau dans

le tube et on gratte la couche de diatomées avec une brosse à long manche (fig. 1). Ensuite, on transfère la

suspension de périphyton dans le récipient de prélèvement. Pour chaque pierre, on peut racler une ou deux

surfaces. Des instructions pour la construction et l’utilisation dans le terrain de l’appareil à gratter les diatomées,

peuvent être téléchargées sur le site du bureau AquaPlus (www.aquaplus.ch).

Si la préparation n’est pas effectuée le jour même de l’échantillonnage, la conservation des échantillons se fait

tout de suite avec du formaldéhyde (37%, neutralisé pour éviter la dissolution des minces valves des diatomées).

Comme concentration finale maximale, une solution de 4% de formaldéhyde suffit. A la place du formaldéhyde,

on peut utiliser le iodo-ioduré, connu pour la conservation des échantillons de plancton. Indépendamment de la

méthode de conservation, il est recommandé d’entreposer les échantillons au froid et à l’obscurité jusqu’à la

poursuite de l’étude (boîte isotherme, réfrigérateur de laboratoire, chambre froide). Pour prévenir une

contamination ou un transfert de diatomées d’un échantillon à un autre, tous les ustensiles d’échantillonnage

doivent être soigneusement lavés avant et après l’échantillonnage.

Pour l’observation microscopique sur le vivant des diatomées périphytiques échantillonnées, on peut

conserver avant la fixation au formaldéhyde une petite quantité de l’échantillon dans un récipient distinct, sans

conservation, aussi à l’obscurité et au froid (boîte isotherme). La microscopie sur le vivant doit absolument être

effectuée au plus tard le jour suivant.

Lors de l’échantillonnage des diatomées, le site et le milieu doivent être décrits de façon standardisée selon le

module aspect général – niveau R (OFEFP 2002b, projet) et les échantillons doivent être clairement étiquetés.



Fig. 1 : Racleur à diatomées (en haut, à gauche et à droite) et pierres raclées à revêtement d’algues de densité variable (au milieu et en bas à gauche). Les pierres couvertes par un fort développement d’algues filamenteuses ne devraient pas être échantillonnées (en bas à droite).



3.2 Travaux de laboratoire, techniques de préparation Il est recommandé d’effectuer un examen au microscope du matériel échantillonné avant la préparation, si

nécessaire à l’état vivant sur l’échantillon spécialement séparé dans ce but. Cela permet d’identifier et de noter

des singularités comme un nombre élevé de valves vides (diatomées mortes), la densité des individus, la

présence massive d’autres organismes, et d’en tenir compte lors de la préparation ou de l’exploitation et de

l’interprétation des résultats.

La préparation débarrasse l’échantillon de diatomées de la matière organique (cytoplasme des diatomées, autres

organismes, détritus) et du calcaire. L’échantillon préparé ne devrait plus contenir que des particules siliceuses, à

savoir les valves des diatomées ou des fragments de valves, ainsi que des composants minéraux. Une fraction de

cet échantillon est ensuite montée entre lame et lamelle dans le baume synthétique (en général Naphrax). Les

diatomées sont ensuite déterminées et comptées. Comme on travaille au microscope à fort grossissement, il faut

faire attention aux points suivants lors de la détermination et du dénombrement des diatomées :

1.) bonne qualité de la préparation (pureté élevée, peu de cristaux et de détritus), 2.) inclusion soigneuse dans la résine synthétique (pas de bulles d’air, valves entièrement remplies par le baume

d’inclusion), 3.) dilution convenable des valves de diatomées (pas de superposition de valves de diatomées), 4.) répartition homogène des valves (pas d’agglutination).

Pour préparer les échantillons de diatomées, des procédés très différents ont été développés. Ils sont décrits par

Krammer et Lange-Bertalot (1997a). Tous les procédés de préparation – à l’exception du simple grillage –

nécessitent fondamentalement les mêmes étapes de travail, mais qui, selon le procédé, ne sont pas exécutées

exactement dans l’ordre suivant :

1.) élimination des composants de grande taille, 2.) décarbonatation au moyen d’acide chlorhydrique, 3.) élimination des composants organiques par chauffage ou oxydation, 4.) lavage, neutralisation, 5.) inclusion dans le baume synthétique (Naphrax) pour les préparations permanentes, 6.) conservation des échantillons préparés, 7.) étiquetage et archivage des échantillons préparés et des préparations permanentes.

Dans l’annexe A4, ces 7 étapes de préparation sont expliquées plus en détail. Les procédés de préparation

suivants entrent en ligne de compte : le grillage à la flamme (peu recommandé) et la calcination dans le four à

moufle combinée à l’eau oxygénée, ainsi que l’oxydation à chaud à l’aide d’acide sulfurique (très appropriés).

Les annexes A4.1, A4.2 et A4.3 décrivent en détail ces trois procédés de préparation comme modes opératoires

de laboratoire.



3.3 Travaux de microscopie (détermination et dénombrement des espèces)

Le travail au microscope comprend la détermination des espèces et le comptage des valves de diatomées.

Comme les petites ornementations des valves des diatomées, c.-à-d. les caractères de détermination

reconnaissables au microscope optique, atteignent les limites du pouvoir de résolution du microscope optique, il

est nécessaire de travailler avec une très bonne optique, à un grossissement de 1000x et à l’huile à immersion. Le

microscope devrait en conséquence disposer au moins des composants suivants : un statif stable, une platine à

chariot orthogonal pour la fixation et le déplacement de la préparation, des objectifs 40x et 100x – ce dernier au

moins adapté à l’huile à immersion, un tube binoculaire avec des oculaires 10x et un réticule gradué (à 10 µm),

les types d’éclairage suivants : fond clair, contraste de phase, éventuellement interférence et fond noir. Les types

d’éclairage agréables sont le contraste de phase et l’interférence. L’éclairage normal en fond clair convient aux

prises de vue.

La détermination des diatomées demande, en plus de l’équipement technique, de l’expérience et une pratique

régulière. La détermination s’effectue essentiellement selon les points de vue de la Süsswasserflora von

Mitteleuropa (Krammer et Lange-Bertalot 1997-2004) et de quelques ouvrages complémentaires :

Krammer, K. et Lange-Bertalot, H., 1997. Bacillariophyceae. 1. Teil: Naviculaceae. In: Ettl, H., Gerloff, J., Heynig, H. & Mollenhauer , D., (eds.), Süsswasserflora von Mitteleuropa, 2 (1), Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 2e éd., 876 p.

Krammer, K. et Lange-Bertalot, H., 1997. Bacillariophyceae. 2. Teil: Bacillariaceae, Epithemiaceae, Surirellaceae. In: Ettl, H., Gerloff, J., Heynig, H. & Mollenhauer , D., (eds.), Süsswasserflora von Mitteleuropa, 2 (2), Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 2e éd., 611 p.

Krammer, K. et Lange-Bertalot, H., 2000. Bacillariophyceae. 3. Teil: Centrales, Fragilariaceae, Eunotiae. In: Ettl, H., Gerloff, J., Heynig, H. & Mollenhauer , D., (eds.), Süsswasserflora von Mitteleuropa, 2 (3), Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 2e éd., 576 p.

Krammer, K. et Lange-Bertalot, H., 2004. Bacillariophyceae. 4. Teil: Achnanthaceae, kritische Ergänzungen zu Navicula (Lineoatae) und Gomphonema. In: Ettl, H., Gärtner, G., Heynig, H. & Mollenhauer, D., (eds.), Süsswasserflora von Mitteleuropa, 2 (4), Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, 2e éd., 468 p.

Krammer, K. et Lange-Bertalot, H., 2000. Bacillariophyceae. 5. Teil : English and french translation of the keys. In : Büdel, B., Gärtner, G., Krienitz, L., Lokhorst, G.M. (eds.), Süsswasserflora von Mitteleuropa, 2 (5), Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, 599 p.

Krammer, K. 2000. The genus Pinnularia. Diatoms of Europe 1, 703 p.

Krammer, K. 2002. Cymbella. Diatoms of Europe 3, 584 p.

Krammer, K. 2003. Cymbopleura, Delicata, Navicymbula, Gomphocymbellopsis, Afrocymbella. Diatoms of Europe 4, 530 p.

Lange-Bertalot, H. 1993. 85 neue Taxons und über 100 weitere neu definierte Taxons ergänzend zur Süsswasserflora von Mitteleuropa Vol. 2/1-4. Bibliotheca Diatomologica Band 27, 454 p.

Lange-Bertalot, H. & Moser, G. 1994. Brachysira - Monographie der Gattung. Bibliotheca Diatomologica 29, 212 p.

Lange-Bertalot, H. & Metzeltin, D. 1996. Annoted Diatom Micrographs: Oligotrophie-Indikatoren. Iconographia Diatomologica 2, 390 p.

Lange-Bertalot, H. 2001. Navicula sensu stricto, 10 Genera separated from Navicula sensu lato Frustulia. Diatoms of Europe 2, 526 p.

Reichardt, E. 1999. Zur Revision der Gattung Gomphonema. Die Arten um G. affine/insigne. G. angustatum/micropus, G. acuminatum sowie gomphonemoide Diatomeen aus dem Obergliozän in Böhmen. Iconographia Diatomologica 8, 203 p.

Nous considérons que l’utilisation des ouvrages soulignés est impérative pour l’identification des diatomées dans le contexte des anciennes dénominations au sens de la « Süsswasserflora ». Les ouvrages d’identification de la série « Diatoms of Europe » (A. R. G. Gantner Verlag K. G. Rugell), avec 4 volumes parus actuellement (2000-2003) sont aussi très précieux pour la détermination des diatomées. Ces volumes contiennent beaucoup de photos, ainsi que des indications écologiques, de synonymie et de nomenclature moderne. L’annexe A2 fournit une aide complémentaire à la détermination sous la forme de photos des principaux

taxons de diatomées des cours d’eau suisses. Le tableau A1.1 de l’annexe A1 donne en outre la liste de toutes les

diatomées classées en fonction de leur écologie. La terminologie des éléments anatomiques des parois silicatées

des diatomées, peut être consultée dans le glossaire de Krammer et Lange-Bertalot (1997a).



Après détermination des diatomées fréquentes dans un échantillon, on effectue le dénombrement des valves de

diatomées. Un comptage comprend 400 à 500 valves. Toutes les valves trouvées en cours de dénombrement

doivent être identifiées, même celles de taxons qui n’ont pas de valeur indicatrice D. Le comptage s’effectue sur

toute la préparation le long de chemins parallèles mais non voisins. Le comptage tient compte de toutes les

valves intactes; les cellules entières sont comptées comme 2 valves. Parmi les fragments, on ne compte que ceux

qui présentent au moins une demi-valve. L’annexe A3 présente un exemple de feuille de protocole de

dénombrement avec la liste alphabétique des diatomées fréquentes dans les cours d’eau suisses.

3.4 Interprétation

Pour apprécier l’état de santé du site d’étude, l’indice des diatomées DI-CH, spécialement développé pour ce

module, est calculé sur la base de la liste de comptage obtenue. En ce qui concerne la conception de l’indice, voir

la partie II (chapitres 5 et 6).

L’indice des diatomées est calculé selon la formule 1 suivante :

n

Σ Di Gi Hi i=1

DI-CH = ___________________________ Formule 1 n

Σ Gi Hi i=1 où : DI-CH indice suisse des diatomées (Diatomées Indice Suisse, second étalonnage) Di valeur de classement du taxon i sur la base de sa préférence autoécologique (valeur indicatrice D) Gi facteur de pondération du taxon i Hi fréquence relative du taxon en pour cent (= nombre de valves recensées du taxon divisé par le

nombre total de valves de l’échantillon étudié) n nombre de taxons dans l’échantillon.

Les valeurs de classement des taxons (Di) attribués à partir de leur préférence autoécologique et les facteurs de

pondération (Gi) figurent dans l’annexe A1. Le tableau 1 donne l’exemple d’une liste simple de comptage de

diatomées qui permet de calculer l’indice des diatomées.



Tab. 1 : Exemple de dénombrement simple des diatomées, de calcul de la fréquence relative des différents taxons et de l’indice des diatomées DI-CH. DVNR = numéro du taxon selon Schmedtje et al. (1998), D = valeur indicatrice, préférence autoécologique, G = facteur de pondération, H [%] = fréquence relative, calculs selon la formule 1. Informations sur les taxons Comptage Calcul de l’indice DVNR Genre Espèce Variété Auteur D G Nombr

e de valves

H [%] D*G*H G*H

6139 Achnanthes biasolettiana GRUNOW 1.5 1 125 0.250 0.375 0.256707 Achnanthes minutissima var. jackii (RABENHORST) LANGE-B. 1 8 50 0.100 0.8 0.86983 Amphora pediculus (KUETZING) GRUNOW 5 0.5 54 0.108 0.27 0.0546315 Cymbella delicatula KUETZING 1 4 121 0.242 0.968 0.9686402 Fragilaria incognita REICHARDT 1 4 41 0.082 0.328 0.3286015 Navicula gregaria DONKIN 5.5 1 12 0.024 0.132 0.0246961 Nitzschia sociabilis HUSTEDT 3.5 2 97 0.194 1.358 0.388 500 1.000 4.231 2.812DI-CH, arrondi 1.5

L’appréciation de l’état de santé des stations étudiées et la présentation graphique s’effectuent selon le système

modulaire gradué à l’aide de cinq classes d’état. Le tableau 2 donne les limites des classes pour l’indice des

diatomées et une désignation des classes d’état de santé. Des exemples d’application, des possibilités de

valorisation et des représentations graphiques sont présentées au chapitre 7.

Tab. 2 : Evaluation de l’indice des diatomées et attribution d’une couleur aux cinq classes d’état de santé.

Les classes d’état de santé sont ainsi caractérisées par leur degré de pollution :

très bon : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) sont nettement atteints au point de vue des diatomées. C'est une indication précise que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) sont respectées.

bon : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) sont remplis au point de vue des

diatomées. C'est une indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) sont vraisemblablement respectées.

Indice des diatomées 1 2 3 4 5 6 7 8Limites des classes 1.0 - 1.49 1.5 - 2.49 2.5 - 3.49 3.5 - 4.49 4.5 - 5.49 5.5 - 6.49 6.5 - 7.49 7.5 - 8.0Classes d'état selon le système modulaire gradué

bon moyen médiocre

Couleur pour les figures vert jaune orangebleu

très bon mauvais

rouge



moyen : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) peuvent parfois ne pas être respectés. C'est une indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont probablement, également pas respectées.

. médiocre : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) ne peuvent le plus souvent pas

être respectés. C'est une nette indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont vraisemblablement, également pas respectées.

mauvais : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) ne peuvent pas être respectés.

C'est une indication univoque que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont également pas respectées.

Les eaux des classes d’état de santé bleu et vert remplissent en conséquence les objectifs écologiques de la

nouvelle ordonnance sur la protection des eaux (OEaux, annexe 1) au point de vue des diatomées.

Quel que soit leur type, les eaux des classes d’état de santé jaune, orange et rouge ne peuvent plus être jugées

comme faiblement polluées sur la base de leur communauté de diatomées et n’atteignent plus les objectifs

écologiques de l’annexe 1 de la nouvelle ordonnance sur la protection des eaux.

3.5 Remarques sur les principaux taxons de diatomées des cours d’eau suisses

Sur la base des 3649 listes de dénombrements de diatomées utilisées (= échantillons), les taxons principaux de

diatomées des cours d’eau suisses ont pu être mis en évidence. Les critères de choix suivants ont été appliqués :

- Tous les taxons qui apparaissent au moins dans 10 échantillons (listes de dénombrements) et au moins dans un échantillon avec une abondance de plus de 5%.

- Sélection complémentaire de taxons, qui ne satisfont pas au critère ci-dessus, mais sont néanmoins importants pour éviter des confusions d’identification ou pour illustrer des échantillons de référence d’eaux très propres.

Une documentation photographique de ces quelque 215 taxons figure dans l’annexe A2. Le nombre DVNR

donné à chaque taxon est un numéro spécifique (clé primaire) tiré de Schmedtje et al. (1998). Il convient

cependant de faire observer que les DVNR désignent plus de 100’000 taxons qui ne figurent pas tous chez

Schmedtje et al. (1998).

Lors de la détermination et du dénombrement des diatomées, les remarques suivantes relatives à certains taxons

particuliers devraient être prises en considération. Les critères de détermination de ces taxons peuvent être

trouvés dans les ouvrages de détermination mentionnés. Les taxons relevés dans les annexes A1 (liste des

taxons) et A2 (planches) contiennent aussi des formes planctoniques, car elles peuvent aussi apparaître aux

émissaires des lacs.



Achnanthes biasolettiana, A. eutrophila La distinction des deux taxons Achnanthes biasolettiana et A. eutrophila, morphologiquement proches, permet un diagnostic plus fin du niveau trophique de l’eau. A. eutrophila se rencontre dans une eau nettement plus riche en substances nutritives qu’A. biasolettiana. Cela se traduit aussi par des valeurs indicatrices différentes (D, cf. formule 1 et annexe A1) des deux taxons (A. biasolettiana D = 1.5 ; A. eutrophila D = 3.5). Dans la banque de données, ces deux taxons n’ont probablement pu être distingués, que dans des cas particuliers. Complexe d’Achnanthes minutissima, Achnanthes straubiana Les espères du complexe d’Achnanthes minutissima devrait être distinguées le plus exactement possible. Le complexe comprend, en plus de la variété type (Achnanthes minutissima var. minutissima), les variétés affinis, gracillima, jackii, saprophila, scotica et inconspicua. L’espèce Achnanthes straubiana appartient aussi à ce groupe morphologique et devrait être différenciée. La différenciation de ces taxons est essentielle parce que ceux-ci sont régulièrement présents dans presque tous les échantillons, que l’amplitude écologique sur laquelle ils s’échelonnent est très étendue (D = 1.0 à 7.5) et parce qu’une comparaison des échantillons contemporains avec des échantillons de référence historiques est nettement moins probante sans leur distinction. Le dépouillement suivant montre l’importance de ce complexe d’espèces dans les eaux courantes suisses : dans la banque de données utilisée pour le nouvel étalonnage de l’indice, au moins un taxon du complexe d’Achnanthes minutissima est présent dans le 98.5 % des 3'649 dénombrements utilisés. Dans 63.8 % des dénombrements (2'331 échantillons) plus du 10 % de toutes les valves comptées et dans 5.4 % des dénombrements (197 échantillons) plus de 50 % des valves, sont attribuées à l’un des taxons de ce complexe. Ne pas tenir compte de ce complexe morphologiquement compliqué ou ne pas distinguer ses taxons constituerait une trop grande perte d’information écologique.

Complexe d’Achnanthes lanceolata L’argumentation en faveur de la distinction des taxons du complexe d’Achnanthes lanceolata est très semblable à celle du complexe d’Achnanthes minutissima. Mais les caractères morphologiques permettant la distinction des sous-espèces dubia, frequentissima, lanceolata et rostrata sont plus nets.

Amphora pediculus et A. inariensis Ces deux taxons morphologiquement proches devraient être différenciés pour des raisons écologiques. Alors qu’Amphora pediculus, avec une valeur indicatrice D de 5.0, se rencontre dans des eaux nettement polluées, A. inariensis, avec D = 3.5, préfère plutôt des eaux très peu ou faiblement polluées.

Cyclotella meneghiniana Ce taxon mérite une mention spéciale bien que sa détermination ne pose pas de problème. La présence de cette diatomée coïncide presque toujours en Suisse avec une teneur en électrolytes élevée. Habituellement, il devrait s’agir de fortes concentrations de chlorure d’origine anthropique ; mais Cyclotella meneghiniana se rencontre aussi lors de hautes teneurs naturelles en sulfate. Genre Cymbella Bien que les taxons cymbelloïdes (jusqu’à présent le genre Cymbella sensu lato) soient répartis en plusieurs genres dans le cadre de leur révision par Krammer (1997a, b, 2002, 2003), nous continuons à utiliser les descriptions des taxons figurant dans la « Süsswasserflora von Mitteleuropa » (références bibliographiques, voir le chapitre 3.3). Ce choix est justifié pour des raisons pratiques et pour faciliter les comparaisons avec les dénombrements anciens. Dans les tableaux de l’annexe A1 et dans les planches de l’annexe A2, nous signalons cependant en complément la nouvelle dénomination de chacun de ces taxons lorsqu’elle est sans équivoque.

Genre Diatoma y compris Diatoma problematica, Tetracyclus rupestris, ainsi que Fragilaria incognita Il faut distinguer de façon précise les espèces du genre Diatoma. Diatoma moniliformis et Diatoma problematica, par exemple, ont une morphologie très semblable, mais présentent des exigences nutritives légèrement différentes, si bien qu’elles devraient être différenciées. Alors que D. moniliformis présente une valeur D de 2.0, D. problematica indique, avec D = 5.0, des eaux plus riches en substances nutritives. Dans la banque de données du premier étalonnage, ces deux taxons n’ont probablement pu être distingués que dans des cas isolés. Le critère de distinction réside essentiellement dans la largeur de la valve (Diatoma moniliformis : < 5 µm de largeur ; D. problematica : > 5 µm de largeur).



De plus, il faut savoir que dans des sites très propres, non pollués, Fragilaria incognita peut être confondue avec Diatoma tenuis qui est morphologiquement proche et Tetracyclus rupestris éventuellement avec Diatoma moniliformis. Tant Fragilaria incognita que Tetracyclus rupestris sont de nets indicateurs d’eaux non polluées d’après notre expérience, notre banque de données et d’après la littérature.

Complexe de Fragilaria capucina Le complexe de Fragilaria capucina est lui aussi très important pour les cours d’eau suisses du point de vue écologique. Son importance réside aussi, comme pour le complexe Achnanthes minutissima, dans sa présence régulière, dans son amplitude écologique et dans le fait qu’une comparaison avec des échantillons de référence historiques a peu de sens, sans distinguer les taxons individuels. En plus de la variété type elle-même (Fragilaria capucina var. capucina), ce complexe comprend surtout les variétés amphicephala, austriaca, gracilis, mesolepta, perminuta, rumpens et vaucheriae. Les valeurs de l’indice vont de D = 1.0 (variétés austriaca, amphicephala, gracilis et perminuta) à D = 6.0 (variété vaucheriae) ; cette dernière variété peut se rencontrer partout dans des eaux et des stations d’épuration à forte pollution organique.

Groupe de Gomphonema angustum L’aire centrale développée unilatéralement jusqu’au bord de la valve, ainsi que l’absence de stries transapicales à cet endroit sont caractéristiques du groupe de G. angustum. A côté de cette espèce, ce groupe comprend G. tergestinum et les formes autour de G. occultum.

Groupe de Gomphonema micropus Les espèces qui gravitent autour de G. micropus se différencient bien les unes des autres. A côté de cette espèce, nous trouvons chez nous G. cymbelliclinum (très fréquent) et G. sarcophagus (très rare dans les eaux courantes, préfère les bas-marais, les mégaphorbaies humides et les collecteurs de drainages). Gomphonema olivaceum var. olivaceum et G. olivaceum var. olivaceoides (aussi G. olivaceoides) Ces deux formes sont assez faciles à distinguer morphologiquement et écologiquement. Il est donc opportun de les distinguer, surtout dans la perspective de références historiques. La variété olivaceoides (quatre points isolés dans la région de l’aire centrale), avec une valeur D de 1.0, préfère des conditions nettement plus oligotrophes, que la variété type (D = 3.0) de l’espèce.

Gomphonema parvulum Gomphonema parvulum se présente sous trois variétés : parvulum, exilissimum et parvulum f. saprophilum. On ne sait cependant pas et on ne peut déterminer dans quelle mesure les deux variétés parvulum et parvulum f. saprophilum ont été distinguées l’une de l’autre dans nos données. Comme les deux taxons présentent du point de vue écologique la même valeur D, il devrait s’agir très vraisemblablement de la même forme. Mais il est important de distinguer Gomphonema parvulum var. exilissimum (nouvelle dénomination : Gomphonema exilissimum Lange-Bertalot et Reichardt) qui, avec une valeur D de 3.0, se rencontre dans les eaux très faiblement polluées.

Complexe de Gomphonema pumilum et espèces ressemblantes Ce complexe regroupe un très grand nombre de formes, qui ont été spécialement documentées dans les planches photographiques. Il s’agit des variations autour de G. pumilum var. elegans (le plus fréquent), G. pumilum var. rigidum (plus rare), des taxons G. angustivalvata, G. minusculum et G. micropumilum, ainsi que le groupe des G. « pumiloide kleinformen ». Ce nom provisoire regroupe G. micropumilum, de petits G. angustivalvata et des variations pumiloides très petites. Ces petites formes colonisent les eaux carbonatées propres. Elles sont souvent associées à G. pumilum et G. angustivalvata, mais ne peuvent qu’à peine être distinguées les unes des autres. Hantzschia amphioxys, H. abundans et H. vivacior Ces trois taxons ne sont pas fréquents dans les cours d’eau, mais sont typiques des lieux à humidité variable et des sols. Dans notre base de données, ces trois taxons n’ont pu être distingués. Pour faire la distinction, nous renvoyons à Lange-Bertalot (1993), ainsi qu’à Krammer et Lange-Bertalot (1997b, dans la partie compléments et correction à partir de la p. 588).



Navicula atomus et ses variétés permitis et excelsa (actuellement dans le genre Mayamaea) Dans notre base de données, les deux variétés permitis et excelsa de Navicula atomus n’ont probablement pas toujours été distinguées de la variété type. Bien que la valeur D de toutes ces variétés soit identique (D = 6.0), il coonviendrait de tenter de les distinguer. Pour les critères séparatifs, se reporter à Lange-Bertalot (2001) sous Mayamaea atomus et sous les taxons proches (M. excelsa et les autres). Diversité des taxons autour de Navicula cryptotenella, N. reichhardtiana, N. aquaedurae et N. cryptotenel-loides La diversité morphologique autour de Navicula cryptotenella, N. reichhardtiana, N. aquaedurae et N. cryptotenelloides est très grande comme on le sait, et difficile à prendre en compte dans les traveaux de routine. Notre banque de données sur les diatomées le montre aussi (surtout les dénombrement d’avant 1999); des dénominations différentes ont certainement été appliquées aux mêmes formes par les différents collaborateurs. Certaines listes de comptage sélectionnées ont bien été contrôlées sur ce point en discutant avec les collaborateurs ; mais un contrôle complet était impossible. Tous les taxons mentionnés ont une valeur D de 4.0 ; ils ne se différencient donc écologiquement qu’au niveau du groupe et non pas des différents taxons. Il est cependant souhaitable d’en faire la distinction. Pour différencier ces taxons, se reporter également à Lange-Bertalot (2001). Espèces planctoniques (genres Cyclotella, Stephanodiscus, Aulacoseira, Thalassiosira, Asterionella formosa et Fragilaria crotonensis) Nous avons aussi attribué des valeurs D à beaucoup d’espèces planctoniques, bien qu’elle ne se développent normalement pas dans nos eaux courantes, à l’exception des émissaires de lacs. Nous n’avons cependant donné qu’une pondération G = 1 aux espèces euplanctoniques. Pour calculer l’indice DI-CH, il faut décider de cas en cas, d’intégrer ou non les espèces planctoniques. En cours de dénombrement par contre, il faut les identifier et les compter également. Surirella brebissonii et sa variété kuetzingii Le taxon Surirella brebissonii et sa variété kuetzingii sont confondus dans notre banque de données. Dans la plupart des échantillons, il devrait s’agir de Surirella brebissonii var. kuetzingii et non pas de la variété type. 3.6 Difficultés, limites d’application

Cette méthode d’appréciation de la qualité de l’eau au moyen des diatomées peut être appliquée dans la plupart

des cours d’eau. Il faut cependant toujours être conscient des limites ou des difficultés possibles de l’application,

depuis l’échantillonnage jusqu’à l’exploitation et à l’interprétation. Des problèmes d’application sont

imaginables dans les conditions suivantes :

1.) Dans les cours d’eau périodiques, c.-à-d. à débit non permanent. On y rencontre une prédominance d’espèces aérophiles comme p.ex. Hantzschia amphioxis, Navicula goeppertiana.

2.) Après des épisodes de crues à fort charriage. Après de tels épisodes, le périphyton est dominé par des espèces pionnières comme Achnanthes minutissima var. minutissima, qui peuvent n’avoir qu’un faible rapport avec la qualité de l’eau présente.

3.) Aux exutoires des lacs, dans la mesure où le périphyton est fortement dominé par des espèces purement planctoniques des genres Asterionella, Aulacoseira, Cyclotella, Cyclostephanos, Stephanodiscus, Tabellaria ou Thalassiosira.

4.) Probablement dans les collecteurs de drainages fortement envasés de façon naturelle dont le milieu vital rappelle davantage les conditions des rives lacustres que celles des cours d’eau.



5.) Dans les sites aquatiques à très fort développement d’algues filamenteuses si bien que l’échantillon de diatomées doit être prélevé sur des pierres fortement recouvertes de filaments. Ici, la communauté de diatomées peut être dominée par des diatomées épiphytiques (Cocconeis, Rhoicosphenia).

6.) Si l’échantillon de diatomées est dominé par de nombreuses cellules mortes. Cela peut indiquer des valves entraînées par le courant ou un événement très toxique.

7.) Dans des eaux très turbulentes (par exemple dans des ruisseaux forestiers très raides), il est possible, que suite à une très bonne oxygénation, l’indication biologique de qualité (DI-CH), soit un peu meilleure que l’indication chimique.

8.) Lors de densités très faibles d’individus, il faut au moins dénombrer 300 valves à l’espèce. Si moins de 300 valves sont présentes, l’interprétation du DI-CH est alors incertaine. Les listes de dénombrement à moins de 300 valves n’ont pas été retenues dans la banque de données, utilisée pour l’étalonnage du DI-CH.

9.) Losque l’identification de certaines espèces pose problème, il faut alors dénombrer dans l’échantillon autant de valves identifiables, jusqu’à ce que la somme des espèces bien déterminées atteigne au moins 300 valves. Ce cas se présente lorsque certaines espèces sont difficiles à identifier, lorsque de nombreux fragments sont présents ou lorsque beaucoup de diatomées sont en vue connective.



Partie II Fondements et relations avec d’autres méthodes d’évaluation

La partie II fournit les bases scientifiques de la méthode présentée dans la partie I. Elle complète ainsi la partie I

axée sur la pratique. Pour l’essentiel, la partie II contient des informations générales sur les diatomées, l’origine

des données, le calcul et l’étalonnage de l’indice des diatomées (DI-CH), ainsi que la valorisation des analyses

réalisées jusqu’à présent et des exemples d’application.

4. Les diatomées comme bioindicateurs Tant dans la recherche que dans la pratique, les diatomées sont utilisées depuis le début du siècle pour apprécier

la qualité des eaux (Lange-Bertalot 1978, 1979a, 1979b, Whitton et al. 1991, Hürlimann 1993). Certains thèmes

essentiels sont apparus très tôt : système des halobies (salinité, salinisation), procédure de reconstitution de la

valeur pH (acidification) et pollution organique (pollution par les eaux usées, Rott et al. 1997). Plus récemment

est encore venue s’ajouter la détermination du niveau trophique (eutrophisation, Schiefele et Kohmann 1993,

Coring et al. 1999, Rott et al. 1999). En Europe, en Amérique du Nord et au Japon, les diatomées sont utilisées

pour des études de routine (Prygiel et al. 1999) ou pour des problématiques précises (Charles & Whitehead 1986,

Watanabe et al. 1988, Kingston & Birks 1990, Whitton et al. 1991). En Suisse, les diatomées sont aussi

régulièrement utilisées comme bioindicateurs depuis plus de 15 ans (Hürlimann et al. 1999a) ; les cantons font

appel aux diatomées comme bioindicateurs dans les études de routine ou pour des évaluations biologiques

ciblées des cours d’eau (voir également la fig. 3 et, en p. 52, la liste de rapports sur la qualité des eaux en Suisse,

estimée à partir des populations de diatomées).

Le terme bioindication englobe les méthodes biologiques qui permettent de tirer des conclusions sur les

conditions de l’environnement en se basant sur les organismes présents (Nagel 1991). Pour que des organismes

ou des communautés d’organismes puissent être qualifiés de bioindicateurs, leur présence, leur comportement

ou leurs adaptations physiologiques (= changements d’état réversibles) doivent être en relation aussi simple et

étroite que possible avec des facteurs écologiques (facteurs de stress). La relation avec certains facteurs de stress

(p. ex. des concentrations élevées de métaux lourds ou de biocides, acidification, réchauffement, etc.) n’est

cependant pas toujours nette, car des facteurs écologiques naturels (sécheresse, froid, compétition, etc.) agissent

aussi sur les organismes. Ils peuvent masquer ou modifier l’effet des facteurs de stress sur les organismes.

D’après Kreeb (1990), les organismes permettent donc surtout de mettre en évidence la pollution totale s’il

n’existe pas de facteur de stress dominant.

S’il existe une relation entre la réaction d’une espèce et un facteur de stress donné, elle dépend des particularités

spécifiques, comme les seuils de tolérance (préférences autoécologiques) et la capacité d’adaptation (sténoèce,



euryèce) par rapport à certains facteurs écologiques, le niveau d’organisation (unicellulaires, pluricellulaires)

ou la durée d’une génération (heures, jours, ans).

Les espèces sténoèces sont des organismes spécialisés, à faible capacité d’adaptation, dont les réactions sont

souvent en relation directe avec des facteurs écologiques. De ce fait ce sont de bons bioindicateurs. Le niveau

d’organisation devrait aussi être important sur ce point, car les unicellulaires (p. ex. les bactéries, les

protozoaires, les algues unicellulaires comme les diatomées) sont immédiatement exposés aux pollutions du fait

que le milieu environnant touche tout l’organisme (cellule), contrairement aux organismes plus évolués,

pluricellulaires (p. ex. les mousses, les arbres, les invertébrés, les mammifères). Les unicellulaires réagissent

ainsi plus vite aux changements de l’environnement que les organismes pluricellulaires. La connaissance de la

durée de génération est importante dans les méthodes de bioindication qui mettent en évidence les pollutions

surtout par les changements d’espèces. C’est ainsi que les communautés de diatomées, par exemple, dont la

durée de génération va de un à quelques jours (Werner 1977), peuvent réagir en deux semaines aux changements

du milieu en modifiant leur composition spécifique (Hürlimann 1993).

En plus des particularités spécifiques, certains facteurs de stress pourraient aussi avoir des effets différents en

relation avec des particularités comme l’âge, l’état physiologique et l’état de développement des individus.

D’après Arndt et al. (1987), les organismes ou les communautés d’organismes sont des bioindicateurs lorsqu’ils

réagissent aux substances nocives en changeant leur fonction vitale. Ces auteurs distinguent fondamentalement

entre les indicateurs de réaction et d’accumulation. Cette distinction clarifie comment les substances nocives

ou les facteurs de stress existants peuvent agir sur les organismes. Sous l’influence de substances nocives, les

espèces peuvent être ralenties, atteintes à court ou long terme, ou éliminées (= indicateur de réaction). Ou bien

elles sont en mesure d’accumuler dans l’organisme les substances nocives en les métabolisant partiellement ou

totalement (= indicateur d’accumulation). Pour les deux types d’indicateurs, on peut distinguer les organismes

témoins, test et de suivi.

Pour qu’un organisme puisse être bioindicateur, il devrait d’après Arndt et al. (1987) satisfaire à plusieurs

exigences dont toutes ne doivent pas être remplies simultanément. Voici ces exigences tirées de Arndt et al.

(1987) et adaptées au suivi d’un cours d’eau :

1.) Manipulation aisée pour la reconnaissance sur le terrain, l’échantillonnage, la détermination, la conservation et l’archivage,

2.) Standardisation possible de la méthode, 3.) Large connaissance des réactions aux changements de l’environnement, 4.) Bon rapport qualité/prix : diagnostic précis pour un coût modeste, 5.) Evidence des réactions (signaux) aux modification environnementales et possibilité de les quantifier 6.) Exploitation facile du signal 7.) Présence toute l’année dans toute la région d’étude (p. ex. cours d’eau).

Avec la méthode présentée, les diatomées devraient remplir la plupart de ces exigences à l’exception de

l’identification des espèces sur le terrain. Elles conviennent donc comme bioindicateurs de la qualité de l’eau.



Après ces explications générales sur la bioindication, les deux chapitres suivants caractérisent brièvement la

biologie des diatomées (chapitre 4.1) puis présentent de façon générale les procédures possibles d’examen des

pollutions de l’environnement à l’aide des diatomées (chapitre 4.2). Les explications sur les types de procédures

ont pour but de montrer les possibilités théoriques et celles connues aujourd’hui.

4.1 Les diatomées en tant qu’organismes

La classe des diatomées, appelées aussi Bacillariophyceae, fait partie de l’embranchement des Heterokontophyta

d’après Van den Hoek (1993). Une cellule de diatomée est construite comme une boîte avec un fond

(hypothèque) et couvercle (épithèque). L’un des caractères distinctifs essentiels des diatomées est le frustule

contenant de l’acide silicique (dioxyde de silicium). La figure 2 présente des photos de diatomées prises au

microscope optique et au microscope électronique à balayage.

Les diatomées sont des algues unicellulaires, non flagellées dont les espèces vivent libres, forment des colonies

ou sont fixées à un substrat par une substance gélatineuse. Les chloroplastes présentent une coloration brune due

à la xanthophylle fucoxanthine. Les substances de réserve sont le polysaccharide chrysolaminarine et des

graisses stockées sous forme de gouttelettes. La reproduction est surtout asexuée par division mitotique de la

cellule et seulement occasionnellement sexuée, par exemple lorsque la taille minimale de l’espèce est atteinte.

Beaucoup d’espèces de l’ordre des Pennales possèdent une fente dans la paroi de la valve, le raphé, qui leur

permet de se déplacer en glissant (Krammer et Lange-Bertalot 1997a).

Les diatomées vivent tant dans les eaux douces que salées, dans l’horizon supérieur du sol et même dans des

milieux secs, comme sur les rochers, sur les murs ou dans les déserts. Elles habitent les eaux stagnantes et

courantes, ainsi que les milieux humides et les marais. On peut même rencontrer des peuplements riches en

espèces et en individus dans des milieux artificiels comme les caniveaux, les stations d’épuration ou les

fontaines.

La classe des diatomées comprend de très nombreuses espèces. Leur nombre exact est cependant inconnu. A

l’échelle mondiale, leur nombre dépasse de loin les 10’000 espèces (Norton et al. 1996). Des estimations

supposent un nombre d’espèces supérieur d’un facteur 10 à 1’000. En Allemagne, on a recensé jusqu’à

maintenant 1’437 taxons d’après les indications de Schmedtje et al. (1998) ; on estime cependant qu’il existe

plus de 3’000 taxons. En Suisse, les proportions doivent correspondre à celles de l’Allemagne. Mais les chiffres

ne sont pas connus. Dans la banque de données provenant des rivières suisses, utilisée pour l’étalonnage du DI-

CH (période de 1985-2005 et pour quelques données historiques, de 1847-1950), figurent 708 taxons (à propos

du nombre de taxons, voir aussi le chapitre 7.6).

En plus des diatomées contemporaines, les diatomées fossiles et subfossiles revêtent une grande importance. Les

diatomées subfossiles sont les valves et restes de valves des cellules planctoniques ou benthiques mortes qui

subsistent dans les sédiments lacustres ou marins. On exploite les diatomées fossiles dans de nombreux

gisements du monde entier sous le nom de tripoli ou diatomite. Les diatomées les plus anciennes datent de



quelque 200 millions d’années. Comme les valves de diatomées résistent mécaniquement et chimiquement

longtemps, les diatomées mortes, subfossiles et fossiles, peuvent encore être reconnues aujourd’hui et

déterminées au niveau de l’espèce.

Fig. 2 : Diatomées en microscopies optique et électronique à balayage

En haut à gauche : cellules vivantes, microscopie optique (MO) En haut à droite : valves préparées, incluses dans le Naphrax, MO En bas à gauche : 2 valves préparées, vue interne et externe, microscopie électronique à balayage (MEB) En bas à droite : valves préparées, vue latérale (MEB).

Cette propriété de la persistance des valves est utilisée aujourd’hui pour reconstruire par exemple l’histoire

trophique d’un lac ; les valves de diatomées déposées par ordre chronologique dans les sédiments lacustres sont

déterminées, comptées et valorisées au moyen de fonctions de transfert du phosphore (Lotter et al. 1998, Lotter

1998, Hürlimann et al. 1999b). Selon le même principe, on peut aussi en déduire si des eaux ont subi une

acidification au cours du temps (Niederhauser 1993).

Raphe



La détermination des diatomées repose sur les caractères morphologiques des valves reconnaissables en

microscopie optique ou électronique à balayage. La détermination de la plupart des diatomées au niveau de

l’espèce ne peut pas être effectuée sur des cellules vivantes, mais seulement après élimination du contenu

cellulaire organique (préparation, cf. chap. 3.2 et annexe A4). Grâce à cette préparation, les échantillons de

diatomées peuvent être archivés durablement en tant que préparations permanentes prenant peu de place (sur

lames porte-objets) à des fins de documentation et de comparaison ultérieures.

Des renseignements supplémentaires concernant la biologie, la systématique, l’écologie des diatomées et leur

distinction avec d’autres groupes d’algues peuvent être trouvés notamment dans Hustedt (1930), Werner (1977),

Krammer et Lange-Bertalot (1997a), Round et al. (1990) et Stoermer & Smol (1999).

4.2 Types de procédures d’examen des pollutions des eaux

Les réactions des différentes diatomées ou communautés de diatomées à la pollution et aux changements des

conditions aquatiques peuvent se manifester de diverses manières. Selon les changements du milieu, les espèces

de diatomées ou les communautés de diatomées réagissent par :

1.) des variations d’ordre sociologiques comme la fréquence absolue ou relative, la diversité, la stabilité, la structure de la communauté,

2.) la biomasse (poids humide ou sec, perte au feu, volume cellulaire, degré de recouvrement) ou 3.) des activités physiologiques (photosynthèse, respiration, nutrition, accumulation de substances,

déplacement).

Dans la pratique, les diatomées sont utilisées comme indicateurs de réaction dans l’appréciation de la qualité

des eaux. Pour ce faire, les caractéristiques des communautés doivent être connues. Jusqu’à présent la question

de savoir si les diatomées conviennent aussi comme indicateurs d’accumulation, a été moins étudiée. Cet aspect

n’est pas traité ici. Dans les études écotoxicologiques, certaines espèces de diatomées sont utilisées comme

organismes test (Walsh et al. 1988, Joy & Balakrishnan 1990). Reinhardt & Backhaus (1984), Otto (1987) et

Backhaus (1991). Pour des études écotoxicologiques globales, des biocénoses entières riches en individus et en

espèces de diatomées ont même été utilisées.

Parmi les procédures qui se basent sur les caractéristiques des communautés, les suivantes sont importantes :

1.) suivi passif (recherches de terrain, organismes déjà présents dans l’écosystème), 2.) suivi actif (expériences de terrain et de laboratoire, les organismes sont introduits dans l’écosystème) et 3.) systèmes d’expérimentation biologique prédictifs.

Pour le suivi passif les diatomées récoltées sur le terrain sont étudiées. Ce type d’étude des diatomées est la

procédure la plus utilisée. Pour le groupe des diatomées, le suivi passif s’est révélé comme particulièrement

approprié pour les études relatives à l’écologie des eaux car :



- les diatomées se rencontrent en nombre (individus et espèces) partout et en toutes saisons ;

- l’échantillonnage peut être exécuté sans relation quantitative avec la surface occupée (périphyton) ou au

volume (plancton).

Toutes les interprétations se basent sur l’indication des fréquences relatives.

Les méthodes de suivi actif ont en commun que les organismes utilisés sont introduits de manière ciblée dans

l’écosystème ou que d’enceintes expérimentales sont inoculées à l’aide d’organismes appropriés. Ces organismes

peuvent provenir du même cours d’eau, d’un autre ou de cultures de laboratoire standardisées. L’utilisation

d’une population qui a pu se développer dans des conditions standardisées a l’avantage :

1.) que le spectre des espèces peut être déterminé (inoculation) 2.) que le développement se passe dans des conditions connues 3.) que différents substrats artificiels (pierres, lames porte-objets, pots de terre cuite/enrichis de substances

nutritives, etc.) peuvent être proposés selon la problématique.

En Suisse, des études de ce type ont été exécutées tant dans les cours d’eau que dans les lacs. Elber & Schanz

(1990) ont ainsi exposé dans la Limmat des pierres polies de la taille d’une tête pendant 9 à 10 semaines et ont

comparé leur peuplement avec celui de pierres normales des rivières. Oehen (1991) et Hürlimann & Schanz

(1993) ont aussi effectué des expériences dans la Limmat, simultanément dans un laboratoire de terrain et en

plein air, en exposant des communautés de diatomées à différentes concentrations d’ammonium. Niederhauser &

Schanz (1993) ont exposé des pots de terre cuite enrichis de substances nutritives dans des lacs de haute

montagne et ont simulé ainsi dans des eaux oligotrophes, des conditions locales eutrophes.

Les systèmes d’expérimentation biologiques permettent d’apprécier à l’aide de bioindicateurs les effets de

facteurs déterminés sur un écosystème. Les organismes ou les groupes d’organismes utilisés sont des systèmes

vivants qui permettent de simuler les effets de pollutions et de changements de l’environnement dans des essais

en laboratoire ou sur le terrain.

Les communautés de diatomées périphytiques se prêtent particulièrement bien à l’expérimentation biologique,

car les influences jouant un rôle sur les diatomées entraînent déjà en quelques jours ou semaines des

changements de composition. On peut citer comme influences jouant un rôle, les pollutions des eaux ponctuelles

ou diffuses, régulières ou sporadiques (déversement d’eaux usées, de purin, d’eaux mixtes, entraînement lors des

épisodes de crue, etc.).

En écologie appliquée, on pourrait assez facilement apprécier biologiquement à l’aide d’enceintes

expérimentales standardisées p. ex. la capacité d’absorption d’eaux usées épurées par un cours d’eau récepteur

en tenant compte des conditions locales (communautés de diatomées périphytiques et eau du cours d’eau

récepteur en amont du déversement, admission des eaux usées épurées de la station d’épuration dans une série de

dilutions). De tels examens permettraient p. ex. de prendre en considération les composants spécifiques, surtout

biologiques, du cours d’eau récepteur, lors du projet avant la réalisation d’une station d’épuration ou son

assainissement.



5. Caractérisation des bases de données biologiques et chimiques utilisées pour le développement de la méthode

5.1 Base de données sur les diatomées La base de données sur les diatomées utilisée se compose en tout de 3’649 dénombrements de diatomées

provenant d’échantillons prélevés entre 1985 et 2005 dans les cours d’eau suisses. En plus 43 relevés

d’échantillons prélevés dans les stations d’épuration zurichoises en 1989 constituent une exception. Ces

échantillons ont été prélevés dans le périphyton à la sortie des stations d’épuration ou sur les murs des bassins de

décantation finale. Ils ont été introduits dans la base de données pour pouvoir aussi prendre en considération des

situations hydriques très polluées.

La figure 3 résume les données des dénombrements de diatomées. Elle donne le nombre de données par altitude,

par année d’étude, par canton et celles qui sont associées à des indications chimiques. En tout, 1’167

dénombrements de diatomées avec des indications de la qualité chimique de l’eau ont été trouvés, soit environ

un tiers.

Les comptages de diatomées proviennent pour une grande part d’études cantonales mises à disposition pour le

module diatomées. Quelques relevés ont été tirés de travaux scientifiques effectués dans des cours d’eau suisses

par exemple du travail de diplôme d’Erni (1987) et des recherches de Kupe (2005). Pour que la base de données

des diatomées dispose aussi d’échantillons du Sud de la Suisse, des échantillons ont été prélevés spécialement

pour le module diatomées par Andreas Frutiger de l’Eawag dans les cantons des Grisons et du Tessin, et sur

mandat de l’OFEFP par AquaPlus dans les affluents du lac de Lugano.

Les relevés de diatomées ont été effectués par les personnes suivantes : Arielle Cordonier, Margrit Egloff, Fredy

Elber, Guido Erni, Joachim Hürlimann, Margy Koster, Lirika Kupe, Daniel Küry, Klemens Niederberger, Pius

Niederhauser, Peter Pfister, Laurent Rebstein, Arnaud Sabatier, Stéphanie Schurch, François Straub et Jan

Trübsbach. Ces personnes ont aussi été consultées par les auteurs, lors de la centralisation et la mise à jour de

leurs relevés.



Fig. 3 : Caractérisation des dénombrements de diatomées utilisés (base de données)

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br

e de

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su

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Banque de données des diatomées des cours d'eau suisses



Les relevés et toutes les indications y relatives ont été introduits dans une banque de données. Comme base

taxonomique et systématique, la liste des taxons des organismes aquatiques utilisée en Allemagne a été reprise, y

compris le DVNR (numéro propre à chaque taxon, clé primaire) (Schmedtje et al. 1998). Une révision

taxonomique relativement importante des comptages a cependant été nécessaire en consultant les responsables

des différents dénombrements. Une attention spéciale a été consacrée aux taxons considérés de façon générale

comme difficiles à déterminer. Il s’agit essentiellement des taxons et groupes de formes suivants :

- le taxon Achnanthes biasolettina, sa différenciation de A. eutrophila et du complexe de A. minutissima, - tout le complexe Achnanthes minutissima, - tout le complexe Achnanthes lanceolata, - les deux taxons Amphora pediculus et A. inariensis, - le taxon Cyclotella meneghiniana, - tout le genre Diatoma y compris l’espèce Diatoma problematica, - les petites espèces de Diploneis comme D. oculata et D. oblongella, - les taxons autour de Fragilaria capucina, - les formes autour de Fragilaria ulna, - les formes autour de Gomphonema angusum - Gomphonema olivaceum et G. olivaceum var. olivaceoides, - les formes autour de Gomphonema micropus, - les variétés autour de Gomphonema parvulum, - les formes autour de Gomphonema pumilum - le genre Gyrosigma, - le taxon Navicula atomus et ses variété permitis et excelsa - la diversité des taxons autour de Navicula cryptotenella et N. reichhardtiana ainsi que N. aquaedurae et

N. cryptotenelloides, - les taxons Nitzschia pusilla, N. palea et N. supralitorea. Vu le grand nombre de relevés que nous avons reçus, il a été impossible de contrôler chaque préparation

microscopique. Après cette ‘harmonisation’ taxonomique ciblée des données, nous disposons d’après notre

estimation d’une base de données bonne et étendue permettant sans autre d’aller de l’avant.

5.2 Base de données physico-chimiques

Les données physico-chimiques avaient pour but de caractériser chimiquement et physiquement les eaux dans

lesquelles ont été prélevés les échantillons de diatomées et d’étalonner l’indice des diatomées. A l’exception des

travaux scientifiques déjà mentionnés, les données proviennent de nouveau pour l’essentiel des études des

cantons et de l’Eawag. Le tableau 3 indique le nombre de données obtenues pour les 13 paramètres examinés.

Pour choisir les données chimiques, des critères géographiques et temporels ont été fixés. Comme critère spatial,

toutes les études chimiques effectuées à l’emplacement de l’étude des diatomées ou à une distance insignifiante

pour les diatomées, ont été retenues. Entre les sites d’échantillonnage chimique et celui des diatomées, il ne

devait pas y avoir de pollution (déversement d’eaux usées épurées, d’eaux mixtes, etc.) ou de dilution (par des

affluents, des remontées d’eau souterraine, etc.). Comme critère temporel, nous avons pris en considération

toutes les mesures chimiques effectuées le mois de l’échantillonnage des diatomées, deux mois avant et un mois

plus tard. Ces quatre mois ont permis normalement de mettre en relation quatre relevés chimiques (c’est à dire



quatre valeurs pour chaque paramètre) avec chaque prélèvement de diatomées. Cette façon de procéder nous a

permis de disposer de nettement plus de données chimiques convenables, que si l’on n’avait utilisé uniquement

les données chimiques correspondant exactement aux échantillons de diatomées, temporairement et spatialement.

Pour étalonner un système de bioindication basé sur les diatomées, les données chimiques antérieures à

l’échantillonnage des diatomées sont particulièrement importantes, car les conditions passées sont responsables

pour l’essentiel du développement des communautés de diatomées.

Pour pouvoir juger de l’adéquation des données chimiques et du respect des normes spatiales et temporelles, une

qualification des données chimiques a été effectuée par les fournisseurs de données. L’adéquation a) signifie une

bonne concordance en ce qui concerne les normes spatiales et temporelles, l’adéquation b) une moyenne et

l’adéquation c) une mauvaise concordance. La majeure partie des données chimiques étaient de bonne (93%) et

moyenne (6%) adéquation. Seules 20 données (1%) avaient une mauvaise adéquation (tab. 3).

Tab. 3 : Liste des paramètres chimiques mis à notre disposition, nombre de valeurs mesurées par paramètre et adéquation des données chimiques

AdéquationNombre de

comptages

Pourcent de

comptages

a, bonne 1'578 93

b, moyenne 101 6

c, mauvaise 20 1

Totaux 1'699 100

ParamètresNombre de

mesures

Température 5'145

Conductivité 1'194

pH 4'689

Ammonium 4'982

Nitrite 4'838

Nitrate 4'818

Azote minéral 4'795

Azote organique 1'018

Azote total 3'779

Phosphate 4'633

Phosphore total 4'831

Chlorure 4'321

Sulfate 3'977

Oxygène 4'343

Taux de saturation en oxygène 816

DBO5 2'228

COD 4'809



6. Fondements de l’indice des diatomées 6.1 Appréciation des sites d’étude à l’aide des paramètres chimiques

Sur la base des analyses de diatomées, le présent module vise au diagnostic de l’état de santé biologique des sites

étudiés. L’indication doit avoir une relation connue avec des paramètres chimiques, qui caractérisent les impacts

humains. Pour étalonner la méthode, des paramètres chimiques adéquats ont d’abord dus être définis. Les

paramètres entrant en ligne de compte devaient remplir les critères suivants :

- présence d’un nombre suffisant de mesures dans la banque de données à disposition, en particulier pour les pollutions très faibles et très fortes

- le paramètre doit permettre une bonne différenciation de tous les degrés possibles d’un type de pollution - le paramètre doit augmenter ou diminuer régulièrement en parallèle avec l’augmentation de la pollution.

Les critères mentionnés ont été remplis par six paramètres : ammonium, nitrite, somme de l’azote inorganique

([N-NH4] + [N-NO2] + [N-NO3]) ; phosphore total, chlorure et carbone organique dissous (COD).

Le nitrate est en principe un bon paramètre pour apprécier la qualité de l’eau. Mais, en cas de mauvaise

nitrification dans une station d’épuration, de faibles valeurs en nitrate peuvent se rencontrer dans l’émissaire

malgré une forte pollution, car l’azote inorganique est présent sous forme d’ammonium et de nitrite. Pour cette

raison, nous avons utilisé la somme de l’azote inorganique à la place du nitrate.

Le phosphate n’a pas été pris en considération, car de très grandes différences de concentrations peuvent se

rencontrer dans des émissaires nettement pollués selon l’intensité de la précipitation du phosphate dans les

stations d’épuration.

Le chlorure est un bon indicateur de pollution totale par apport anthropique et complète ainsi l’appréciation de

l’état de la pollution indiqué par les composés azotés, phosphorés et carbonés.

La caractérisation d’un site d’étude doit résulter d’une appréciation globale basée sur tous les paramètres de

mesure chimiques choisis. Dans ce but, nous avons fixé des critères de classification sur la base des paramètres

chimiques (tab. 4). La détermination des limites des classes est basée sur le module Chimie (OFEFP 2004), à

l’exception des chlorures. Dans ce module aucun critère de diagnostic n’est donné pour ce paramètre, si bien que

les limites supérieures de classes pour les chlorures ont été fondées sur la répartition des fréquences des

concentrations, de telle manière que le jugement coïncide avec les cinq autres paramètres. Etant donné que pour

l’ammonium, il existe deux échelles de diagnostic chimique, dépendantes de la température, les valeurs mesurées

par des températures plus élevées que 10oC ont été doublées. Avec cette correction, les critères pour des

températures plus basses que 10 oC ont pu être utilisés pour toutes les valeurs.

Lors de la première calibration du module des diatomées (OFEFP 2002a), une échelle à huit échelons a été

utilisée. Cette solution a de nouveau été utilisée, car elle a en principe fait ses preuves. Dans ce but, la classe de

qualité d’eau très bonne du module de chimie a été séparée en trois sous-classes, la classe mauvaise en deux

sous-classes.



Tab. 4 : Critères d’appréciation d’un site d’étude sur la base de paramètres chimiques (limites

supérieures de classes).

La démarche pratique d’appréciation chimique a été la suivante :

1. Calcul de la valeur de diagnostic de chaque séries particulière de valeurs chimiques pour les six paramètres selon le tab. 5.

2. Classement de la valeur de diagnostic dans une des huit classes (tab. 4, pour chaque paramètre une appréciation partielle)

3. Calcul de la valeur globale de diagnostic par la moyenne des appréciations partielles disponibles (= évaluation chimique).

4. L’évaluation chimique n’a été utilisée pour l’étalonnage de l’indice DI-CH, que lorsqu’elle a pu être calculée à partir d’au moins quatre appréciations partielles.

La valeur de diagnostic de chaque série chimique disponible a été retenue selon les critères présentés dans le

tableau 5. Dans les eaux de très bonne ou très mauvaise qualité, le nombre d’échantillons disponibles était

nettement moindre, que dans les eaux de charge moyenne. De ce fait, pour ces classes limites, les échantillons de

moindre valeur de diagnostic ont dus être tout de même retenus. Cela se justifie par ailleurs, car pour une valeur

globale de diagnostic, dans ces classes limites, tous les paramètres sont sensés représenter de très bonne,

respectivement de très mauvaises conditions. D’autant plus que parmi les stations de très mauvaise qualité,

figure essentiellement une série de données provenant d’exutoires de STEP, qui présentent des charges

relativement constantes. En outre, un nombre important de données proviennent d’échantillons mixtes, intégrés

sur une journée.

Tab. 5 : valeurs de diagnostic utilisées, selon la classe chimique de qualité d’eau et en fonction du nombre de valeurs disponibles.

Classes de l’évaluation chimique Nombre de valeurs

disponibles

Valeurs de diagnostic

1.0 à 8.0 3 ou 4 valeurs le 75e centile

2.5 à 5.5 1 ou 2 valeurs non retenues

2 valeurs valeur maximale 1.5 à 2.5 ou 5.5 à 6.5

1 valeur non retenue

1.0 à 1.5 ou 6.5 à 8.0 1 ou 2 valeurs valeur maximale

Classes 1 2 3 4 5 6 7 8NH4-N [mg/l] T<10°C 0.02 0.04 0.08 0.4 0.6 0.8 1.2 >1.2NO2-N [mg/l] 0.005 0.01 0.02 0.05 0.075 0.1 0.15 >0.15N-inorg. [mg/l] 0.7 1.2 2.0 6.0 9.0 12.0 18 >18P-tot [mg/l] 0.01 0.02 0.04 0.07 0.1 0.14 0.21 >0.21COD [mg/l] 1 1.5 2 4 6 8 12 >12Cl- [mg/l] 3 6 13 26 39 52 78 >78

Classes selon le module chimie

bon moyen médiocre mauvaistrès bon



Sur la base des séries de données chimiques de la banque de données disponible, une évaluation chimique a pu

être entreprise pour 1’167 stations. Pour réaliser la figure 4, les évaluations chimiques ont été arrondies à l’entier

et réparties en 8 classes. La figure 4 montre qu’environ un tiers des sites d’étude ayant fait l’objet d’une

appréciation, sont attribués à la classe 4, sur la base de l’évaluation chimique. Dans les classes extrêmes, 1 et 2

ainsi que 6 à 8, la disponibilité des données est nettement plus mauvaise que pour les classes 3 à 5.

Fig. 4: Proportions des sites étudiés par classe d’évaluation chimique.

La figure 5 montre le rapport entre les six paramètres sur lesquels repose l’évaluation chimique et les classes

d’évaluation globale. Elle indique aussi les normes chimiques fixées pour les différents paramètres comme

limites des niveaux de pollution 4 (bon) et 5 (moyen). Ces normes chimiques sont de 0.4 mg N- NH4/l pour

l’ammonium, de 0.05 mg N-NO2/l pour le nitrite, de 6 mg N/l pour l’azote inorganique, de 0.07 mg P/l pour le

phosphore total, de 26 mg/l pour le chlorure et de 4 mg C/l pour le COD.

Pour être exhaustif, la relation entre les classes de l’évaluation chimique globale et les paramètres non pris en

considération pour l’évaluation, est donnée sur la figure 6.

La DBO5 différencie mal les classes 3, 4 et 5, qui sont les plus fréquentes aujourd’hui en Suisse et donc très

importantes pour l’appréciation de la qualité de l’eau.

Les concentrations d’oxygène n’atteignent un faible niveau critique que pour les classes 7 et 8. Il est vrai qu’il

faut prendre en considération le fait que les échantillons chimiques sont habituellement prélevés le matin et

n’expriment donc pas le minimum d’oxygène de la fin de la nuit.

Le sulfate n’entre pas en ligne de compte comme indicateur d’impact humain, bien qu’on puisse penser que des

teneurs élevées en sels agissent sur la composition des communautés de diatomées, étant donné que la

concentration en sulfates peut dépasser 100mg/l pour des raisons géologiques.



Fig. 5 : Relation entre les classes de l’évaluation chimique et les grandeurs statistiques des six paramètres sur lesquels repose l’évaluation. 75e et 90e centiles en partie coupés en raison de l’échelle des axes.



Fig. 6 : Relation entre les classes de l’évaluation chimique et les grandeurs statistiques de six paramètres non pris en compte dans l’évaluation. 75e et 90e centiles en partie coupés en raison de l’échelle des axes.



6.2 Indice des diatomées DI-CH

L’évaluation globale à partir des paramètres chimiques permet de caractériser l’état de la pollution dans un site

d’étude. Le but de la présente méthode est de pouvoir entreprendre une appréciation comparable sur la base de la

composition des diatomées périphytiques. Dans ce but, nous avons dû déterminer les préférences de chaque

taxon sur la base de l’évaluation chimique globale. Pour l’étalonnage, seuls les dénombrements de diatomées

portant au moins sur 300 valves ont été utilisés. Contrairement au premier étalonnage, les données issues de la

thèse de Hürlimann (1993) n’ont pas été reprises pour deux raisons :

- celles-ci proviennent de conditions expérimentales sur substrats artificiels

- des données provenant de rivières naturelles étaient disponibles en suffisance.

Après élimination de ces échantillons, 3'649 dénombrements restaient à disposition pour l’étalonnage, dont 1'167

avec une estimation chimique. Les préférencess autoécologiques de chaque taxon présent dans au moins 10

échantillons et dont la fréquence relative dépasse 5% dans au moins un prélèvement, ont été définies. Dans ce

but, les fréquences relatives de chacun de ces 188 taxons, ont été distribuées graphiquement par rapport aux

valeurs des évaluations chimiques globales mesurées dans les mêmes sites. L’impression générale qui ressort de

ces graphiques est fortement empreinte par les plus fortes fréquences relatives. Par ailleurs, le fait que les

observations disponibles dans la banque de données ne sont pas réparties de manière uniforme le long du

gradient de pollution, mais qu’elles sont plus fréquentes dans la gamme des charges moyennes autour de la

classe 4 (fig. 4), influence également l’interprétation visuelle de ces graphiques. Pour cette raison, c’est

également le 80e centile des fréquences relatives des données rassemblées par classes qui a été représenté, ainsi

que le nombre d’occurrences du taxon dans chaque classe de l’estimation chimique. Un exemple de ce type de

graphique est donné par la figure 7 (voir aussi l’annexe A6.1).

Sur la base de ce genre de graphiques d’évaluation, de la longue expérience des auteurs quant aux préférences

autoécologiques des différents taxons et partiellement de données de la littérature, une valeur indicatrice D a été

attribuée à chaque taxon pour caractériser ses conditions de vie optimales. L’échelle de 1 à 8 a une précision de

0.5 unité ce qui donne en tout 15 niveaux possibles.

De plus, une valeur a été attribuée à chaque taxon pour caractériser sa représentativité en tant qu’organisme

indicateur (facteur de pondération G). Les critères suivants ont été appliqués :

Pondération 8 : Très bons indicateurs. Amplitude écologique étroite dans des eaux de très bonne ou de très mauvaise qualité. Taxons très importants pour le diagnostic de qualité biologique des eaux.

Pondération 4 : Très bons indicateurs. Amplitude écologique étroite (env. 80% de la présence totale limitée

à env. 2 classes). Pondération 2 : Bons indicateurs. Amplitude écologique moyenne (env. 80% de la présence totale limitée à

env. 3 classes). Pondération 1 : Taxon à large amplitude écologique (4 classes ou plus) ou taxon dont l’attribution est

incertaine, parce qu’il apparaît peu dans la base de données et que son attribution repose surtout sur les données de la littérature.



Pondération 0.5 : Formes abondantes peu représentatives et complexes d’espèces dont la différentiation taxonomique est insufffisantes ou délicate (p. ex. Achnanthes minutissima, Fragilaria capucina var. vaucheriae).

Pour documenter les graphes d’évaluation autoécologiques des 188 taxons, une annexe séparée a été constituée

(voir www.modul-stufen-konzept.ch et la présentation des graphes en annexe A6.1).

La liste taxonomique complète avec les valeurs d’indication D et G se trouve en annexe A1. Ces données

permettent maintenant de déduire l’état de la pollution d’une station sur la base de la composition d’un

échantillon de diatomées (indice diatomique). Pour contrôler les valeurs indicatrices de chaque taxon, ses

fréquences relatives ont été distribuées graphiquement par rapport aux valeurs de l’indice des diatomées, calculé

chaque fois sans la part du taxon en question (figure 7, graphique d’en haut à droite).

Cela a permis, surtout pour les taxons présents seulement de façon sporadique dans les sites d’étude avec

données chimiques, de contrôler que l’attribution soit confirmée sur la base de l’ensemble des données.

L’indice des diatomées est calculé selon la formule de Zelinka & Marvan (1961), qui a trouvé une large

application en bioindication :

n

Σ Di Gi Hi i=1

DI-CH = ___________________________ n

Σ Gi Hi i=1 où : DI-CH indice suisse des diatomées Di attribution du taxon i sur la base de sa préférence autoécologique (valeur indicatrice D) Gi pondération du taxon i Hi fréquence relative du taxon i en pour cent (= nombre de valves recensées du taxon i divisé par le

nombre total de valves de l’échantillon étudié) n nombre de taxons de l’échantillon.



Navicula atomus DVNR 6117 valeur D = 6 valeur G = 1

Echantillons avec données disponibles Echantillons avec données sur les diatomées

sur les diatomées et la chimie

0

2

4

6

8

10

12

14

1 2 3 4 5 6 7 8Classes de l'évaluation chimique

80e

cent

ile d

es

fréq

uenc

es re

lativ

es [%

]

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6 7 8Evaluation chimique

Fréq

uenc

es re

lativ

es [%

]

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

1 2 3 4 5 6 7 8Classes de l'évaluation chimique

Nom

bre

d'oc

curr

ence

s du

taxo

n

0

2

4

6

8

10

12

14

1 2 3 4 5 6 7 8Classes de l'indice des diatomées

80e

cent

ile d

es

fréq

uenc

es re

lativ

es [%

]

0

100

200

300

400

500

600

1 2 3 4 5 6 7 8Classes de l'indice des diatomées

Nom

bre

d'oc

curr

ence

s du

taxo

n

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6 7 8Indice des diatomées

Fréq

uenc

es re

lativ

es [%

]

DI-CH calculé sans le taxon en question

DI-CH calculé avec tous les taxons

Fig. 7 : Exemple de graphique d’évaluation autoécologique établis pour l’estimation des valeurs D et G. Les flèches montrent les conditions écologiques optimales du taxon Navicula atomus (pour les autres taxons, voir l’annexe A6.1).



On peut déduire de la figure 8 que 42% des sites étudiés ont un indice des diatomées de 4. Avec 35%, la part de

la classe 4 dans l’évaluation chimique est un peu inférieure. L’indice des diatomées tend donc un peu plus vers la

classe 4 que l’évaluation chimique.

Fig. 8 : Proportion des classes lors de l’appréciation des sites étudiés avec l’évaluation chimique et l’indice des diatomées.

Dans l’ensemble, il existe cependant une bonne corrélation entre l’évaluation chimique des sites et l’indice des

diatomées (fig. 9). Surtout si l’on tient compte des faits suivants :

- L’exactitude taxonomique des déterminations n’a pu que partiellement être vérifiée et corrigée a posteriori. La liste des taxons les plus importants pour l’étude des cours d’eau suisses avec les planches correspondantes, ainsi que la poursuite annuelle, depuis 2002, de rencontres consacrées à la détermination des diatomées dans le cadres des études suisses, permetterons d’améliorer encore la qualité globale des identifications.

- Les mesures ponctuelles des paramètres chimiques et la concordance limitée, temporelle et en partie aussi spatiale, entre les sites d’échantillonnage chimique et biologique, ne permettent qu’une caractérisation grossière des conditions de vie qui ont marqué les populations de diatomées.

- Des données d’études complémentaires de sites non pollués et fortement pollués pourraient permettre une classification plus sûre des espèces indicatrices de ces niveaux de pollution.



Fig. 9 : Relation entre l’évaluation chimique des sites et l’indice des diatomées DI-CH. La ligne continue est la droite de régression. Les valeurs corrélées, qui se trouvent entre les deux droites oranges, présentent un écart inférieur à une unité.

Pour 57% de tous les échantillons, nous avons trouvé une différence inférieure à 0.5 unité entre l’appréciation

chimique des sites et l’indice des diatomées, ce qui peut être qualifié de très bonne concordance (fig. 10). Seuls

14% des échantillons présentent une différence supérieure à une unité.

Fig. 10 : Répartition de la fréquence des différences entre l’indice des diatomées et l’évaluation chimique .



6.3 Classes d’état de santé et relation avec la qualité de l’eau

Lors de la détermination des limites de classes de l’évaluation chimique des stations, nous avons veillé à une

interprétation simple des résultats relatifs à la qualité chimique de l’eau. Selon le système modulaire gradué, il en

résulte une répartition en cinq classes d’état (tab. 6). Sur la base de notre méthode, comme les figures 5 et 9 le

montrent, on peut appliquer les mêmes critères d’évaluation pour l’indice chimique et pour l’indice des

diatomées afin de caractériser l’état de la pollution.

Tab. 6 : Critères pour la synthèse de l’évaluation chimique et de l’indice des diatomées DI-CH en cinq classes d’état de santé.

Les classes d’état de santé sont ainsi caractérisées par leur degré de pollution (chap. 3.4) :

très bon : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) sont nettement atteints au point de vue des diatomées. C'est une indication précise que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) sont respectées.

bon : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) sont remplis au point de vue des

diatomées. C'est une indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) sont vraisemblablement respectées.

moyen : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) peuvent parfois ne pas être

respectés. C'est une indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont probablement, également pas respectées.

. médiocre : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) ne peuvent le plus souvent pas

être respectés. C'est une nette indication que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont vraisemblablement, également pas respectées.

mauvais : Les objectifs écologiques (OEaux, annexe 1) ne peuvent pas être respectés.

C'est une indication univoque que les exigences relatives à la qualité des eaux pour les cours d’eau (OEaux, annexe 2) ne sont également pas respectées.

Indice chimique et indice des diatomées 1 2 3 4 5 6 7 8Limites des classes 1.0 - 1.49 1.5 - 2.49 2.5 - 3.49 3.5 - 4.49 4.5 - 5.49 5.5 - 6.49 6.5 - 7.49 7.5 - 8.0Classes d'état selon le système modulaire gradué

bon moyen médiocre

Couleur pour les figures vert jaune orange

très bon mauvais

bleu rouge



7. Valorisation des résultats obtenus jusqu’à présent et exemples d’application 7.1 Comparaison entre l’ancien et le nouvel indice des diatomées DI-CH La comparaison entre l’ancien (version 2000) et le nouvel indice DI-CH est réalisée sur la base de l’ensemble

des 3'649 échantillons de diatomées. La confrontation entre les deux indices est présentée sur la figure 11. Dans

l’ensemble, le nouvel indice se comporte comme l’ancien. Ainsi, 93,5% de toutes les comparaisons ne dévient

que d’une demi-unité de l’indice et 99,9% que de moins d’une unité. Cependant, aux deux extrémités de

l’échelle répartie sur 8 unités, le nouvel indice montre de légères déviations. Au bas de l’échelle (valeurs

comprises entre 1 et environ 2,5) le nouvel indice donne des indications un peu meilleures, en haut de l’échelle

(valeurs entre 6 et 8), en comparaison avec l’ancien indice, le nouveau est plus sévère.

Fig. 11 : comparaison entre le premier étalonnage (version 2000) et le nouvel étalonnage de l’indice des diatomées DI-CH. La ligne noire représente la fonction de régression linéaire. Les couples de comparaison situés entre les deux lignes orange présentent une déviation plus petite qu’une demi-unité de l’indice. Dans les domaines entourés par les cercles rouges, les deux étalonnages ont des indications légèrement divergentes.



7. 2 Représentations géographiques Les représentations géographiques sont très appropriées à la valorisation et à l’expression de changements de

charge le long des cours d’eau. L’interprétation des résultats est également facilitée par les représentations

géographiques (par exemple, la figure 12 montre l’impact possible des STEP sur la charge des cours d’eau, ou

l’effet de dilution engendré par les apports d’affluents propres).

Fig. 12 : diagnostic des eaux courantes dans le bassin versant de la Glatt et du Greifensee au moyen des diatomées. Les cinq classes de qualité du DI-CH sont représentées.



7.3 Survol des variations de charge produites par les STEP Les communautés de diatomées réagissent sensiblement aux variations de qualité chimique des eaux. Ce fait est

bien démontré, en aval des déversoirs d’eau d’épuration. Dans l’hypothèse que même des eaux usées bien

épurées contiennent encore des restes de pollution, on doit s’attendre qu’en aval des exutoires, les indications de

qualité tant chimique, que biologique obtenue par les diatomées, doivent être moins bonnes qu’en amont. Les

variations de qualité biologique basées sur l’indice DI-CH, mesurées entre l’amont et l’aval de STEP, sont

représentées sur la figure 13. On remarque, qu’en comparant ainsi 191 couples de prélèvements, 84% d’entre eux

démontrent que les eaux sont plus chargées en aval qu’en amont. Des améliorations sont perceptibles dans 16%

des cas, dues au moins partiellement à de la dilution, par apports d’affluents propres. Dans un peu plus de 50%

des cas, la détérioration est moindre qu’une unité de l’indice DI-CH, tandis que dans environ 30% des cas, la

dégradation dépasse une unité de l’indice. En conséquence, au point de vue de la qualité des eaux indiquée par

les diatomées, les STEP sont des sources importantes de charge polluante. Parmi les 3'649 prélèvements de

diatomées étudiés, 20% d’entre eux livrent un indice DI-CH de plus de 4,5 (classes de qualités moyenne,

insatisfaisante et mauvaise). A ces stations, les objectifs écologiques définis par l’OEaux, annexe 1, ne sont pas

respectés. Un grand nombre de ces cas provient sans doute de déversements d’eau d’épuration. Dans les eaux

courantes de Suisse, d’autres sources importantes connues de charges ponctuelles ou diffuses proviennent du

drainage des routes, des systèmes d’évacuation urbains (déversoirs de crues, fuites, etc.), de l’agriculture

(engrais, ruissellement, pesticides, etc.) et de l’élimination des déchets (eaux usées de décharges, eaux de

percolation). Les données à disposition ne permettent pas d’attribuer le poids relatif de charge à chacun de ces

facteurs de nuisance. Pour réaliser cela, il serait nécessaire d’identifier pour chaque station, les causes probables

d’impact.

Fig. 13 : comparaison des charges polluantes entre l’amont et l’aval de déversements d’eau d’épuration, relevées par l’indice DI-CH. Lorsque plusieurs stations ont été étudiées en aval de certaines STEP, celles aux charges maximales ont été retenues pour cette comparaison.



7.4 Variations de charge le long d’un cours d’eau et au fil du temps, suite à la suppression d’une station d’épuration. L’eau d’épuration de la STEP de Sarmenstorf est conduite partiellement depuis le 15 décembre 2001, puis

définitivement depuis le 1er octobre 2003, à la STEP de Wohlen. Ainsi, le ruisseau d’Erus a été déchargé, ce qui

a été démontré le 2 juillet 2003, par le diagnostic de qualité biologique des eaux, posé à l’aide des diatomées. La

figure 14 présente à la fois les valeurs de l’indice DI-CH et les fréquences des groupes d’indicateurs, le long du

cours d’eau. Ces groupes d’indicateurs sont basés sur les valeurs D des espèces utilisées pour le calcul du DI-CH

(annexe A1). Ces groupes sont formés de la même manière que les groupes d’espèces différentielles (Krammer

et Lange-Bertalot 1997) : ils représentent les sommes des fréquences relatives des taxons de même valeur

indicatrice D. Ce type de représentation permet d’illustrer des différences et des changements de la composition

des communautés de diatomées.

Fig. 14 : changements de charge le long du ruisseau d’Erus. avant et après la suppression de la STEP de Sarmenstorf (env. 4'500 eh). A gauche : répartition des valeurs de DI-CH. A droite : représentation des sommes des fréquences des groupes d’indicateurs. Groupes d’indicateurs : très bon = espèces à valeur D de 1 à 2, très bon à bon = 2,5 à 3, bon = de 3,5 à 4, moyen = de 4,5 à 5, médiocre = de 5,5 à 6, mauvais = de 6,5 à 8.



7.5 Comparaison entre des relevés printaniers et automnaux La comparaison entre des relevés printaniers et automnaux est présentée sur la figure 15. Pour cette

comparaison, 613 couples de prélèvements étaient à disposition, dans lesquels les diatomées ont été étudiées au

printemps et en automne de la même année. Une grande partie de ces couples proviennent du Plateau et des

Préalpes. Dans les Alpes, seules quelques stations ont été étudiées deux fois la même année.

D’après la figure 15, on peut voir que dans 60% des cas, les couples présentaient une différence de moins d’une

demi-unité de l’indice, tandis que 86% des cas présentaient une différence de moins d’une unité. La répartition

montre cependant aussi, que 75% des diagnostics sont moins bons en automne qu’au printemps. Ces moins bons

résultats automnaux peuvent être liés à plusieurs causes : l’activité agricole intense à cette saison

(engraissements, moissons, ruissellements, etc.) ou des débits moindres de période d’étiage (dilutions et

mélanges moindres). Par opposition, on pourrait attendre que dans le domaine alpin de tourisme hivernal, la

charge printanière soit plus élevée qu’en automne. Cela pour deux raisons : par basse température, les STEP

tolèrent moins bien qu’en été un apport accru d’eau usée, et par faible débit, les eaux sont moins diluées. Dans

quelques cas, une différence marquée entre les deux saisons est significative par rapport aux objectifs

écologiques de l’OEaux, annexe 1. Ainsi, pour 102 des 613 couples (16%), le prélèvement automnal ne satisfait

pas aux objectifs légaux, alors que le prélèvement printanier est dans les normes. L’inverse a été relevé dans 10

cas sur 613 (1,6%). En conséquence, si l’on veut documenter l’état de l’eau au pire de sa charge polluante,

qu’avec un seul prélèvement annuel, un programme automnal est préférable, en tout cas sur le Plateau suisse.

Fig. 15 : comparaison entre les relevés printaniers (de janvier à avril compris) et automnaux (d’août à novembre y compris), basée sur les valeurs de l’indice DI-CH.



7.6 Tour d’horizon sur la flore, la diversité et l’indice DI-CH Sur la base des données disponibles auprès d’AquaPlus, 708 taxons ont été trouvés jusqu’à présent dans les eaux

courantes suisses. Le 50% des 3'694 relevés de diatomées utilisés pour le nouvel étalonnage présentait des listes

de 20 à 30 taxons (médiane de 26 taxons, fig. 16). Moins de 10 taxons et plus de 50 par prélèvement n’ont été

trouvés que dans très peu d’échantillons. La diversité des mêmes communautés atteignait dans un grand nombre

de cas des valeurs comprises entre 2,75 et 3,75 (médiane de 3,35). Des diversités plus faibles que 2,0 et plus

grandes que 4,5 étaient rares (fig. 16). Une flore réduite et une diversité amoindrie apparaissaient donc,

lorsqu’un taxon dominait. Ce cas a essentiellement été trouvé dans des eaux fortement chargées (DI-CH > 6,5),

ou plus rarement dans des eaux très propres (DI-CH< 1,5). Des nombres élevés de taxons et par là même de

fortes diversités ont été trouvés dans certains émissaires de lacs, dans des fleuves et dans les eaux très calmes de

certains ruisseaux, bras morts de rivières et collecteurs de drainage.

Fig. 16 : répartition en fréquences relatives des nombres de taxons et des indices H de diversité selon Shannon et Weaver (1949) dans l’ensemble des prélèvements de diatomées utilisés pour l’étalonnage du DI-CH.



Les valeurs des indices diatomiques DI-CH (ancien et nouvel étalonnage), livrés pour l’ensemble des

échantillons utilisés, sont distribuées en % sur la figure 17. Dans cette série, 81% des prélèvements ont donné

des valeurs de 1,0 à 4,5 (médiane 3,7). Des valeurs de 4,5 à 8,0 ont été trouvées dans 19% d’entre eux.

Cependant, les conditions illustrées par la figure 17 ne représentent pas l’état de santé actuel des eaux courantes

suisses. En effet, la répartition au cours du temps des échantillons de la banque de données, couvre une période

beaucoup trop longue (essentiellement entre 1995 et 2005, ainsi que 36 échantillons datés entre 1847 et 1985).

Par ailleurs, le choix des eaux étudiées n’a pas été laissé au hasard. Cependant, la proportion des cinq classes de

qualité est tout de même une base utilisable, au point de vue de l’interprétation et du choix des prélèvements

futurs. Aussi est-il certain que les tronçons très dégradés de rivières, avec de valeurs DI-CH de 5,5 à 8,0 (classes

4 et 5 de qualité), sont rares en Suisse. Ces cas sont très probablement des endroits dans lesquels les objectifs de

qualité des eaux (OEaux, annexe 2) ne sont pas respectés. Sur la figure 17, les valeurs des deux étalonnages de

l’indice DI-CH sont distribuées en parallèle (voir aussi le paragraphe 7.1). Les répartitions des valeurs des deux

versions de l’indice se recouvrent presque, sauf aux deux extrémités des distributions.

Fig. 17 : répartition en % des valeurs de l’indice DI-CH livrées par l’ensemble des échantillons utilisés. La courbe noire fine représente la répartition des valeurs selon la première version de l’indice. En outre, les limites des classes sont représentées, avec les fréquences en %, des échantillons situés dans chaque classe de qualité.



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Les diatomées dans les rivières suisses : un choix de rapports et de rivières étudiées

Un suivi régional, au sens du module Diatomées de l’OFEV (niveau R), a été appliqué dans beaucoup de régions, par exemple par les cantons d’AG, AI, AR, BE GE, GL, GR, LU, NE, SH, SZ, SG, TG, UR, VD, VS, ZH.

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A Annexes A 1. Liste des taxons avec leurs préférences autoécologiques

Méthodes d'étude et d'appréciation de l'état de santé des cours d'eau : Diatomées niveau R (région)

ID Dénominations des taxons Photo* Synonymes**DVNR Genre Espèce Variétés Auteur D G No planche DVNR

6'046 Achnanthes affinis GRUNOW 2.0 4 6'173100'053 Achnanthes alteragracillima LANGE-BERTALOT 1.0 1 3100'084 Achnanthes atomus HUSTEDT 3.0 2 3100'001 Achnanthes austriaca HUSTEDT 2.0 1100'156 Achnanthes biasolettiana var. sublinearis GRUNOW in Van Heurck Type du Synopsis 11 1.5 1

16'526 Achnanthes biasolettiana var. thiememannii (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 36'139 Achnanthes biasolettiana GRUNOW 1.5 1 36'835 Achnanthes bioretii GERMAIN 2.0 16'180 Achnanthes clevei GRUNOW 3.5 2 46'855 Achnanthes conspicua A.MAYER 4.0 1 46'248 Achnanthes delicatula (KUETZING) GRUNOW 4.0 1

100'103 Achnanthes eutrophila LANGE-BERTALOT 3.5 2 36'249 Achnanthes exilis KUETZING 2.0 16'250 Achnanthes flexella (KUETZING) BRUN 2.0 16'252 Achnanthes grischuna WUTHRICH 1.0 26'253 Achnanthes helvetica (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 2.0 1 100'001

16'122 Achnanthes laevis var. austriaca (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 4.0 16'258 Achnanthes laevis OESTRUP 2.5 2

100'032 Achnanthes lanceolata s. r3 sensu STRAUB 1985 6.0 1 6'2606'245 Achnanthes lanceolata ssp. dubia (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 3.0 2 46'260 Achnanthes lanceolata ssp. frequentissima LANGE-BERTALOT 6.0 1 4

100'033 Achnanthes lanceolata ssp. frequentissima var. rostratiformis LANGE-BERTALOT 6.0 1 6'26016'127 Achnanthes lanceolata ssp. lanceolata (BREBISSON) GRUNOW 4.0 1 4

6'261 Achnanthes lanceolata ssp. rostrata (OESTRUP) LANGE-BERTALOT 4.5 1 46'162 Achnanthes lanceolata var. dubia GRUNOW 3.0 2 6'245

100'077 Achnanthes lanceolata var. rostrata HUSTEDT 4.5 16'030 Achnanthes lanceolata (BREBISSON) GRUNOW 4.0 16'263 Achnanthes lauenburgiana HUSTEDT 4.5 16'985 Achnanthes microcephala KUETZING 1.0 1 100'053

100'005 Achnanthes minutissima Sippe mit besonders schmalen Schalen KRAMMER et LANGE-BERTALOT 1.0 8 6'7076'173 Achnanthes minutissima var. affinis (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 2.0 4 36'240 Achnanthes minutissima var. gracillima (MEISTER) LANGE-BERTALOT 1.0 1 3 100'053

16'136 Achnanthes minutissima var. inconspicua OESTRUP 1.0 4 36'707 Achnanthes minutissima var. jackii (RABENHORST) LANGE-BERTALOT 1.0 8 3

100'004 Achnanthes minutissima var. robusta HUSTEDT 1.0 8 6'707

DI-CH

Annexe A1 : Liste des taxons avec les valeurs indicatrices D et les facteurs de pondération G pour le calcul de l'indice des diatomées (DI-CH). Au total 405 taxons sont présentés. En caractères gras : taxons abondants et fréquents et dans les rivières suisses.

* Pour la représentation photographique du taxon voir l'annexe A2 dans les planches 1 à 23.** Les taxons avec un numéro DVNR dans la colonne 'Synonymes' sont d'anciennes dénominations (synonymes), dont les valeurs D et G peuvent être utilisées pour le calcul du DI-CH, si ces valeurs manquent à côté de dénominations plus récentes.

OFEV module Diatomées (niveau R) Annexe A1, version du 24.11.2006



DI-CH

16'135 Achnanthes minutissima var. saprophila KOBAYASI et MAYAMA 7.5 4 36'267 Achnanthes minutissima var. scotica (CARTER) LANGE-BERTALOT 1.0 8 3

100'002 Achnanthes minutissima var. Sippe mit kurzen, breit-elliptischen Schalen (Tafel 32, Figur 53-56)

KRAMMER et LANGE-BERTALOT 2.5 1 100'003

100'035 Achnanthes minutissima var. Sippe rhombisch lanzettlich STRAUB 3.5 2 100'1036'014 Achnanthes minutissima KUETZING 3.0 0.5 36'271 Achnanthes petersenii HUSTEDT 1.0 16'984 Achnanthes ploenensis HUSTEDT 4.0 26'272 Achnanthes pusilla (GRUNOW) DE TONI 1.0 26'712 Achnanthes rupestoides HOHN 7.0 2

100'078 Achnanthes saccula CARTER 3.0 1100'003 Achnanthes straubiana LANGE-BERTALOT 2.5 1 3

6'279 Achnanthes trinodis (W.SMITH) GRUNOW 1.0 1100'208 Adlafia minuscula var. muralis (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 7.0 1 13 6'872

6'048 Amphipleura pellucida (KUETZING) KUETZING 1.0 1 146'171 Amphora inariensis KRAMMER 3.5 1 146'860 Amphora libyca EHRENBERG 4.0 2 146'044 Amphora ovalis (KUETZING) KUETZING 3.5 16'983 Amphora pediculus (KUETZING) GRUNOW 5.0 0.5 146'982 Amphora perpusilla GRUNOW 5.0 0.5 6'9836'288 Amphora thumensis (A.MAYER) CLEVE-EULER 146'289 Amphora veneta var. capitata HAWORTH 14

100'194 Aneumastus minor (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 15100'193 Aneumastus tusculus EHRENBERG) MANN et STRICKLE 15 6'989

6'818 Anomoeoneis vitrea (GRUNOW) ROSS 1.0 2 6'2986'863 Asterionella formosa var. acaroides LEMMERMANN 3.5 1 6'0506'050 Asterionella formosa HASSALL 3.5 1 66'995 Asterionella gracillima (HANTZSCH) HEIBERG 3.5 1 6'0506'798 Aulacoseira ambigua (GRUNOW) SIMONSEN 4.0 1 1

100'108 Aulacoseira granulata (fein/schmal) selon banque de données de A. Lotter 4.5 1 6'7856'785 Aulacoseira granulata (EHRENBERG) SIMONSEN 4.5 1 16'295 Brachysira neoexilis LANGE-BERTALOT 146'298 Brachysira vitrea (GRUNOW) ROSS 1.0 26'051 Caloneis bacillum (GRUNOW) CLEVE 3.0 2 146'052 Caloneis silicula (EHRENBERG) CLEVE 1.0 26'981 Cocconeis disculus (SCHUMANN) CLEVE 3.5 16'020 Cocconeis pediculus EHRENBERG 5.5 2 116'726 Cocconeis placentula var. euglypta EHRENBERG 5.0 1 116'728 Cocconeis placentula var. lineata (EHRENBERG) VAN HEURCK 5.0 1 116'729 Cocconeis placentula var. pseudolineata GEITLER 5.0 1 116'021 Cocconeis placentula EHRENBERG 5.0 1 11




DI-CH

100'200 Craticula accomoda (HUSTEDT) D.G. MANN 8.0 8 13 6'018100'202 Craticula buderi (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 13 100'201100'203 Craticula halophila (GRUNOW) D.G. MANN 8.0 8 13 6'833

6'943 Cyclostephanos dubius (FRICKE) ROUND 16'144 Cyclotella bodanica GRUNOW 2

100'083 Cyclotella comensis (groupe d'espèces) sensu lato 2.0 16'929 Cyclotella comensis GRUNOW 2.0 1 2 100'083

100'037 Cyclotella comensis sensu lato non GRUNOW 2.0 1 100'0836'054 Cyclotella comta (EHRENBERG) KUETZING 2

16'185 Cyclotella cyclopuncta HAKANSSON et CARTER 2.0 1 26'731 Cyclotella distinguenda var. unipunctata (HUSTEDT) HAKANSSON et CARTER 2.0 1 16'1856'179 Cyclotella distinguenda HUSTEDT 2.0 1 26'946 Cyclotella melosiroides (KIRCHNER) LEMMERMANN 2.0 1 6'9296'002 Cyclotella meneghiniana KUETZING 6.0 1 26'936 Cyclotella ocellata PANTOCSEK 2.0 1 26'735 Cyclotella praetermissa LUND 2

100'061 Cyclotella pseudocomensis SCHEFFLER 26'945 Cyclotella pseudostelligera HUSTEDT 26'204 Cyclotella radiosa (GRUNOW) LEMMERMANN 26'944 Cyclotella stelligera CLEVE et GRUNOW 26'058 Cymbella affinis auct. non KUETZING 2.0 2 176'311 Cymbella amphicephala NAEGELI 176'891 Cymbella caespitosa (KUETZING) BRUN 3.0 1 176'183 Cymbella cesatii (RABENHORST) GRUNOW 1.0 1 176'059 Cymbella cistula (EHRENBERG) KIRCHNER 2.0 1 176'742 Cymbella cymbiformis var. nonpunctata FONTELL 1.0 26'315 Cymbella delicatula KUETZING 1.0 4 17

100'192 Cymbella excisa KUETZING 2.0 2 17 6'0586'184 Cymbella helvetica KUETZING 2.0 1 176'327 Cymbella laevis NAEGELI 2.0 1 176'895 Cymbella microcephala (groupe d'espèces) sensu lato 2.0 2 176'909 Cymbella minuta (groupe d'espèces) sensu lato 2.5 2 18

100'013 Cymbella minuta f. semicircularis 2.5 2 18 6'9096'063 Cymbella naviculiformis AUERSWALD 1.0 1 176'040 Cymbella prostrata (BERKELEY) CLEVE 4.0 1 176'334 Cymbella reichardtii KRAMMER 1.5 26'898 Cymbella silesiaca BLEISCH 3.0 1 186'065 Cymbella sinuata GREGORY 3.5 1 17 100'0516'150 Cymbella subaequalis GRUNOW 1.0 2 176'340 Denticula kuetzingii GRUNOW 1.0 2 226'068 Denticula tenuis KUETZING 1.0 4 23




DI-CH

6'208 Diatoma ehrenbergii KUETZING 2.5 1 56'069 Diatoma elongatum (LYNGBYE) J.G.AGARDH 3.5 2 6'210

100'018 Diatoma hiemalis var. mesodon (EHRENBERG) GRUNOW 1.0 4 6'9496'167 Diatoma hyemalis (ROTH) HEIBERG 1.0 2 56'949 Diatoma mesodon (EHRENBERG) KUETZING 1.0 4 56'209 Diatoma moniliformis KUETZING 2.0 2 5

16'207 Diatoma problematica LANGE-BERTALOT 5.0 2 5100'102 Diatoma tenuis forme de STEP sensu HÜRLIMANN 7.5 2

6'210 Diatoma tenuis J.G.AGARDH 3.5 2 5100'038 Diatoma vulgaris forme à terminaison capitée STRAUB 4.0 2 6'006

6'006 Diatoma vulgaris BORY DE SAINT VINCENT 4.0 2 516'209 Didymosphenia geminata (LYNGBYE) M. SCHMIDT 206'807 Diploneis elliptica (KUETZING) CLEVE 3.5 16'346 Diploneis oblongella (NAEGELI) CLEVE-EULER 3.5 4 146'347 Diploneis oculata (BREBISSON) CLEVE 3.0 2 14

100'115 Encyonema cespitosum KUETZING 17100'123 Encyonema minutum (HILSE) D.G. MANN 18100'114 Encyonema prostratum (BERKELEY) KUETZING 17100'122 Encyonema silesiacum (BLEISCH) D.G. MANN 18100'124 Encyonema ventricosum (AGARDH) GRUNOW 18100'119 Encyonopsis cesatii (RABENHORST) KRAMMER 17100'116 Encyonopsis krammeri REICHARDT 17100'120 Encyonopsis microcephala (GRUNOW) KRAMMER 17100'117 Encyonopsis minuta KRAMMER & REICHARDT 17100'118 Encyonopsis subminuta KRAMMER & REICHARDT 17100'198 Eolimna minima (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 8.0 4 13 6'095100'206 Eolimna subminuscula (MANGUIN) LANGE-BERTALOT 7.0 4 13 6'896100'199 Eolimna tantula (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 13

6'212 Epithemia adnata (KUETZING) BREBISSON 2.5 1 236'353 Epithemia turgida (EHRENBERG) KUETZING 236'976 Epithemia zebra KUETZING 2.5 1 6'2126'213 Eunotia bilunaris (EHRENBERG) MILLS 4.0 16'072 Eunotia lunaris (EHRENBERG) GRUNOW 4.0 1 6'213

100'209 Fallacia subhamulata (GRUNOW) D.G. MANN 4.0 2 13 6'106100'204 Fistulifera saprophila (LANGE-BERTALOT et BONIK) LANGE-BERTALOT 7.0 2 13 6'537

6'077 Fragilaria arcus (EHRENBERG) CLEVE 1.0 4 66'387 Fragilaria bidens HEIBERG 106'388 Fragilaria brevistriata GRUNOW 3.0 2 106'390 Fragilaria capucina capitellata - Sippen KRAMMER et LANGE-BERTALOT 2.0 26'394 Fragilaria capucina perminuta - Sippen KRAMMER et LANGE-BERTALOT 1.0 46'908 Fragilaria capucina var. amphicephala (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 1.0 4 8




DI-CH

6'389 Fragilaria capucina var. austriaca (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 1.0 8 86'392 Fragilaria capucina var. gracilis (OESTRUP) HUSTEDT 1.0 4 86'393 Fragilaria capucina var. mesolepta (RABENHORST) RABENHORST 2.5 2 86'396 Fragilaria capucina var. rumpens (KUETZING) LANGE-BERTALOT 2.0 2 86'186 Fragilaria capucina var. vaucheriae (KUETZING) LANGE-BERTALOT 6.0 0.5 7

100'041 Fragilaria capucina var. vaucheriae Sippe 1 sensu HÜRLIMANN & STRAUB 6.0 0.5 6'186100'042 Fragilaria capucina var. vaucheriae Sippe 2 sensu HÜRLIMANN & STRAUB 6.0 0.5 6'186

6'033 Fragilaria capucina DESMAZIERES 3.0 2 86'397 Fragilaria construens f. binodis (EHRENBERG) HUSTEDT 3.0 2 106'828 Fragilaria construens f. venter (EHRENBERG) HUSTEDT 3.0 2 106'034 Fragilaria construens (EHRENBERG) GRUNOW 3.0 2 106'075 Fragilaria crotonensis KITTON 4.0 1 96'236 Fragilaria dilatata (BREBISSON) LANGE-BERTALOT 96'234 Fragilaria fasciculata (J.G.AGARDH) LANGE-BERTALOT 96'402 Fragilaria incognita REICHARDT 1.0 4 96'032 Fragilaria intermedia GRUNOW 6.0 0.5 6'1866'403 Fragilaria lapponica GRUNOW 106'774 Fragilaria leptostauron var. dubia (GRUNOW) HUSTEDT 3.0 16'237 Fragilaria parasitica (W.SMITH) GRUNOW 4.0 16'778 Fragilaria pinnata var. lancettula (SCHUMANN) HUSTEDT 3.0 2 6'0786'078 Fragilaria pinnata sensu lato 3.0 2 106'409 Fragilaria tenera (W.SMITH) LANGE-BERTALOT 2.0 2 96'233 Fragilaria ulna angustissima - Sippen KRAMMER et LANGE-BERTALOT 96'233 Fragilaria ulna var. acus (KUETZING) LANGE-BERTALOT 3.5 16'239 Fragilaria ulna (NITZSCH) LANGE-BERTALOT 4.0 1 96'079 Frustulia vulgaris (THWAITES) DE TONI 4.0 1 156'019 Gomphoneis olivacea (HORNEMANN) DAWSON 3.0 0.5 6'8676'080 Gomphonema acuminatum EHRENBERG 216'001 Gomphonema angustatum (KUETZING) RABENHORST 3.0 1 6'428

100'189 Gomphonema angusticephalum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 21 6'080100'104 Gomphonema angustivalva REICHARDT 2.0 4 20

6'819 Gomphonema angustum J.G.AGARDH 1.0 4 21100'044 Gomphonema angustum sensu LANGE-BERTALOT 1.0 4 21 6'819

6'419 Gomphonema auritum A. BRAUN 206'420 Gomphonema bavaricum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 216'421 Gomphonema bohemicum REICHELT et FRICKE 3.0 1

100'190 Gomphonema brebissonii KUETZING 21 6'080100'126 Gomphonema capitatum EHRENBERG 18100'125 Gomphonema clava REICHARDT 18

6'082 Gomphonema constrictum EHRENBERG 3.5 1 6'188100'142 Gomphonema cymbelliclinum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 3.0 1 20




DI-CH

6'423 Gomphonema dichotomum KUETZING 18100'152 Gomphonema exilissimum LANGE-BERTALOT et REICHARDT 3.0 1 19

6'883 Gomphonema gracile auct. 1.0 2100'143 Gomphonema innocens REICHARDT 19100'150 Gomphonema italicum KUETZING 18

6'992 Gomphonema lanceolata EHRENBERG 1.0 2 6'883100'145 Gomphonema lange-bertalotii REICHARDT 19

6'427 Gomphonema lateripunctatum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 1.0 2 216'035 Gomphonema longiceps EHRENBERG 19

100'141 Gomphonema micropumilum REICHARDT 2.0 4 206'428 Gomphonema micropus KUETZING 3.0 1 20

100'149 Gomphonema minusculum KRASSKE 2.0 4 206'912 Gomphonema minutum (J.G.AGARDH) J.G.AGARDH 2.5 2 20

100'148 Gomphonema nicht tergestinum nom provisoire E. Reichardt 2002 3.0 2 21 6'8976'429 Gomphonema occultum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 1.0 1 21

100'187 Gomphonema olivaceoides HUSTEDT 1.0 8 19100'188 Gomphonema olivaceolacuum (LANGE-BERT. et REICH.) LANGE-B. et REICH. 19 6'432100'151 Gomphonema olivaceum var. Fusspol vorgezogen nom provisoire E. Reichardt 2002 3.0 0.5 19 6'867

6'430 Gomphonema olivaceum var. minutissimum HUSTEDT 1.0 8 19 100'1876'431 Gomphonema olivaceum var. olivaceoides (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT et REICHARDT 1.0 8 19 100'1876'432 Gomphonema olivaceum var. olivaceolacuum LANGE-BERTALOT et REICHARDT 196'867 Gomphonema olivaceum (HORNEMANN) BREBISSON 3.0 0.5 19

100'127 Gomphonema pala REICHARDT 186'433 Gomphonema parvulum var. exilissimum GRUNOW 3.0 1 19 100'152

16'535 Gomphonema parvulum var. parvulum f. saprophilum LANGE-BERTALOT et REICHARDT 8.0 4 196'158 Gomphonema parvulum (KUETZING) KUETZING 8.0 4 19 16'535

100'147 Gomphonema pumiloide-Kleinformen nom provisoire E. Reichardt 2002 2.0 4 20100'155 Gomphonema pumilum var. elegans REICHARDT et LANGE-BERTALOT 2.0 4 20100'154 Gomphonema pumilum var. rigidum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 2.0 4 20

6'437 Gomphonema pumilum (GRUNOW) LANGE-BERTALOT et REICHARDT 2.0 4 206'438 Gomphonema sarcophagus GREGORY 20

100'146 Gomphonema spec. winzig nom provisoire E. Reichardt 2002 2.0 4 20100'144 Gomphonema sphenovertex LANGE-BERTALOT et REICHARDT 19

6'439 Gomphonema stauroneiforme GRUNOW 1.0 26'897 Gomphonema tergestinum (GRUNOW) M. SCHMIDT 3.0 2 216'188 Gomphonema truncatum EHRENBERG 3.5 1 186'801 Gomphonema utae LANGE-BERTALOT et REICHARDT 19

100'153 Gomphonema variostigmatum nom provisoire E. Reichardt 2002 1.0 8 19 6'4316'442 Gomphonema vibrio EHRENBERG 216'036 Gyrosigma acuminatum (KUETZING) RABENHORST 4.0 1 146'041 Gyrosigma attenuatum (KUETZING) RABENHORST 4.0 2 14




DI-CH

6'443 Gyrosigma nodiferum (GRUNOW) REIMER 4.0 216'264 Hantzschia abundans LANGE-BERTALOT 236'084 Hantzschia amphioxys (EHRENBERG) GRUNOW 5.0 1 23

100'191 Hantzschia vivacior LANGE-BERTALOT 23 6'084100'207 Luticola goeppertiana (BLEISCH) D.G. MANN 8.0 8 13 6'916100'205 Luticola nivalis (EHRENBERG) D.G. MANN 13 16'020

6'445 Mastogloia smithii var. lacustris GRUNOW 14100'184 Mayamaea atomus var. permitis (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 6.0 1 13100'183 Mayamaea atomus (KUETZING) LANGE-BERTALOT 6.0 1 13100'186 Mayamaea excelsa (KRASSKE) LANGE-BERTALOT 6.0 1

6'970 Melosira ambigua (GRUNOW) O.MUELLER 4.0 1 6'7986'159 Melosira granulata (EHRENBERG) RALFS 4.5 1 6'7856'005 Melosira varians J.G.AGARDH 4.5 2 16'026 Meridion circulare (GREVILLE) J.G.AGARDH 3.5 2 66'018 Navicula accomoda HUSTEDT 8.0 8 136'809 Navicula angusta GRUNOW 3.5 1

100'182 Navicula antonii LANGE-BERTALOT 5.0 1 1216'289 Navicula aquaedurae LANGE-BERTALOT 4.0 0.5 12

6'454 Navicula atomus var. excelsa (KRASSKE) LANGE-BERTALOT 6.0 1 100'1866'241 Navicula atomus var. permitis (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 6.0 1 13 100'1846'117 Navicula atomus (KUETZING) GRUNOW 6.0 1 13 100'1836'017 Navicula avenacea (BREBISSON) GRUNOW 4.5 1 6'8646'087 Navicula bacillum EHRENBERG 15

100'201 Navicula buderi HUSTEDT 136'868 Navicula capitata EHRENBERG 5.0 16'910 Navicula capitatoradiata GERMAIN 4.0 1 126'088 Navicula cari EHRENBERG 4.0 1

100'047 Navicula contenta f. biceps ARNOTT 6.0 16'858 Navicula contenta GRUNOW 4.0 16'010 Navicula cryptocephala (Artengruppe) KUETZING 4.0 1 126'892 Navicula cryptocephala var. veneta (KUETZING) RABENHORST 8.0 4 6'8906'889 Navicula cryptotenella LANGE-BERTALOT 4.0 0.5 12

16'307 Navicula cryptotenelloides LANGE-BERTALOT 4.0 0.5 126'038 Navicula cuspidata (KUETZING) KUETZING 7.0 26'473 Navicula decussis OESTRUP 3.5 1

16'311 Navicula difficillimoides HUSTEDT 3.5 16'190 Navicula frugalis HUSTEDT 7.0 4 6'8966'489 Navicula gallica var. perpusilla (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 3.5 16'916 Navicula goeppertiana (BLEISCH) H.L.SMITH 8.0 8 136'000 Navicula gracilis EHRENBERG 4.0 1 6'8316'015 Navicula gregaria DONKIN 5.5 1 13




DI-CH

6'833 Navicula halophila (GRUNOW) CLEVE 8.0 8 1316'330 Navicula lacunolaciniata LANGE-BERTALOT et BONIK 6.5 16'864 Navicula lanceolata (J.G.AGARDH) EHRENBERG 4.5 1 126'923 Navicula lenzii HUSTEDT 4.5 1 136'514 Navicula menisculus var. grunowii LANGE-BERTALOT 5.0 1 12 100'1826'094 Navicula menisculus SCHUMANN 4.0 2 126'095 Navicula minima GRUNOW 7.0 1 136'872 Navicula minuscula var. muralis (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 7.0 1 136'515 Navicula minuscula GRUNOW 4.0 1

16'637 Navicula mollicula HUSTEDT 4.0 1 6'5566'028 Navicula mutica KUETZING 4.5 1

16'020 Navicula nivalis EHRENBERG 136'073 Navicula oblonga KUETZING 156'013 Navicula pelliculosa (BREBISSON) HILSE 3.5 16'191 Navicula permitis HUSTEDT 6.0 1 100'1846'866 Navicula phyllepta KUETZING 4.0 16'101 Navicula pupula sensu KRAMMER et LANGE-BERTALOT 4.0 1 156'893 Navicula radiosa var. tenella (BREBISSON ex KUETZING) VAN HEURCK 4.0 0.5 6'8896'103 Navicula radiosa KUETZING 4.0 1 126'534 Navicula recens (LANGE-BERTALOT) LANGE-BERTALOT 4.5 16'221 Navicula reichardtiana LANGE-BERTALOT 4.0 1 126'022 Navicula rhynchocephala KUETZING 2.5 16'848 Navicula rotaeana (RABENHORST) GRUNOW 4.5 1 6'0286'536 Navicula rotunda HUSTEDT 4.0 16'537 Navicula saprophila LANGE-BERTALOT et BONIK 7.0 2 136'192 Navicula seminulum GRUNOW 8.0 4 13

100'015 Navicula spec. 2 4.0 1 6'2216'813 Navicula splendicula VAN LANDINGHAM 3.0 16'546 Navicula stroemii HUSTEDT 2.0 1 136'106 Navicula subhamulata GRUNOW 4.0 2 136'548 Navicula sublucidula HUSTEDT 4.0 26'896 Navicula subminuscula MANGUIN 7.0 4 136'549 Navicula submolesta HUSTEDT 3.5 1

100'048 Navicula tantula HUSTEDT 7.0 1 6'0956'831 Navicula tripunctata (O.F.MUELLER) BORY DE SAINT VINCENT 4.0 1 126'870 Navicula trivialis LANGE-BERTALOT 4.5 16'989 Navicula tuscula (EHRENBERG) GRUNOW 156'556 Navicula utermoehlii HUSTEDT 4.0 16'890 Navicula veneta KUETZING 8.0 4 136'561 Navicula wildii LANGE-BERTALOT 4.0 16'108 Neidium dubium (EHRENBERG) CLEVE 15




DI-CH

6'023 Nitzschia acicularis (KUETZING) W.SMITH 7.0 4 226'573 Nitzschia acidoclinata LANGE-BERTALOT 2.0 16'575 Nitzschia alpina HUSTEDT 3.5 16'039 Nitzschia amphibia GRUNOW 7.0 8 22

100'050 Nitzschia angustata var. acuta GRUNOW 2.5 16'991 Nitzschia angustata (W.SMITH) GRUNOW 3.5 16'576 Nitzschia angustatula LANGE-BERTALOT 4.0 26'112 Nitzschia apiculata (GREGORY) GRUNOW 5.0 1 6'2426'922 Nitzschia archibaldii LANGE-BERTALOT 4.0 16'964 Nitzschia capitellata HUSTEDT 7.5 4 226'194 Nitzschia communis RABENHORST 8.0 1 226'242 Nitzschia constricta (KUETZING) RALFS 5.0 1 22

100'131 Nitzschia denticula GRUNOW 1.0 2 226'008 Nitzschia dissipata (KUETZING) GRUNOW 3.5 1 226'025 Nitzschia fonticola GRUNOW 3.5 1 226'196 Nitzschia frustulum (KUETZING) GRUNOW 3.0 16'197 Nitzschia gracilis HANTZSCH 2.5 16'931 Nitzschia hantzschiana RABENHORST 4.0 16'963 Nitzschia heufleriana GRUNOW 4.0 26'595 Nitzschia inconspicua GRUNOW 5.5 16'857 Nitzschia intermedia HANTZSCH 4.0 1 226'115 Nitzschia kuetzingiana HILSE 5.0 1 6'9256'597 Nitzschia lacuum LANGE-BERTALOT 4.0 1 226'024 Nitzschia linearis (J.G.AGARDH) W.SMITH 4.5 1 226'602 Nitzschia ovalis ARNOTT 226'603 Nitzschia palea var. debilis (KUETZING) GRUNOW 4.5 16'011 Nitzschia palea (KUETZING) W.SMITH 8.0 1 226'199 Nitzschia paleacea GRUNOW 7.0 1 226'605 Nitzschia perminuta (GRUNOW) M.PERAGALLO 3.5 1 226'918 Nitzschia pura HUSTEDT 1.5 4 226'925 Nitzschia pusilla GRUNOW 5.0 1 226'029 Nitzschia recta HANTZSCH 3.5 2 226'962 Nitzschia romana GRUNOW em LANGE-BERTALOT 3.5 1 6'0256'027 Nitzschia sigmoidea (NITZSCH) W.SMITH 4.0 26'610 Nitzschia sinuata var. delognei (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 4.0 16'961 Nitzschia sociabilis HUSTEDT 3.5 2 226'960 Nitzschia sublinearis HUSTEDT 3.0 16'997 Nitzschia subtubicola GERMAIN 3.5 2 6'9616'924 Nitzschia supralitorea LANGE-BERTALOT 6.5 1




DI-CH

6'148 Pinnularia borealis EHRENBERG 166'121 Pinnularia gibba EHRENBERG 7.5 2 166'844 Pinnularia interrupta W.SMITH 16

16'067 Pinnularia kneuckeri HUSTEDT 166'646 Pinnularia kuetzingii KRAMMER 166'124 Pinnularia mesolepta (EHRENBERG) W.SMITH 166'125 Pinnularia microstauron (EHRENBERG) CLEVE 3.5 1 16

100'140 Pinnularia parvulissima KRAMMER 166'957 Pinnularia stauroptera (GRUNOW) RABENHORST 7.5 2 6'1216'128 Pinnularia viridis (NITZSCH) EHRENBERG 16

100'051 Reimeria sinuata (GREG.) KOCIOLEK et STOERMER 3.5 1 176'224 Rhoicosphenia abbreviata (J.G.AGARDH) LANGE-BERTALOT 4.5 1 116'007 Rhoicosphenia curvata (KUETZING) GRUNOW 4.5 1 6'2246'677 Rhopalodia gibba (EHRENBERG) O. MUELLER 23

100'196 Sellaphora bacillum (EHRENBERG) D.G. MANN 15 6'087100'195 Sellaphora pupula (KUETZING) MERESCHKOWSKY 15 6'101100'197 Sellaphora seminulum (GRUNOW) D.G. MANN 8.0 4 13 6'192

6'225 Simonsenia delognei (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 5.0 1 236'129 Stauroneis anceps EHRENBERG 1.0 1 156'130 Stauroneis phoenicenteron (NITZSCH) EHRENBERG 156'131 Stauroneis smithii GRUNOW 3.0 16'795 Stephanodiscus alpinus HUSTEDT 16'839 Stephanodiscus astraea var. minutula (KUETZING) GRUNOW 4.5 1 6'2266'009 Stephanodiscus hantzschii < 12um GRUNOW 3.5 1 1

100'016 Stephanodiscus hantzschii = 12um selon banque de données de A. Lotter 3.5 1 1100'017 Stephanodiscus hantzschii >12um selon banque de données de A. Lotter 3.5 1 1

6'817 Stephanodiscus hantzschii var. tenuis (HUSTEDT) HAKANSSON et LOCKER 3.5 1 6'0096'956 Stephanodiscus medius HAKANSSON 16'226 Stephanodiscus minutulus (KUETZING) CLEVE et MOELLER 4.5 1 16'796 Stephanodiscus neoastraea HAKANSSON et HICKEL 16'940 Stephanodiscus parvus STOERMER et HAKANSSON 4.0 1 16'133 Surirella angusta KUETZING 4.5 1 236'228 Surirella brebissonii var. kuetzingii KRAMMER et LANGE-BERTALOT 4.5 2 236'693 Surirella brebissonii KRAMMER et LANGE-BERTALOT 4.5 26'229 Surirella minuta BREBISSON 4.0 1




DI-CH

6'136 Surirella ovalis BREBISSON 1.5 26'016 Surirella ovata KUETZING 4.5 2 6'2286'138 Synedra acus KUETZING 3.5 1 6'2336'140 Synedra parasitica (W.SMITH) HUSTEDT 4.0 1 6'2376'951 Synedra rumpens KUETZING 2.0 2 6'3966'003 Synedra ulna (NITZSCH) EHRENBERG 4.0 1 6'2396'141 Synedra vaucheriae KUETZING 6.0 0.5 6'1866'091 Tabellaria flocculosa (ROTH) KUETZING 3.5 1 6

16'097 Tetracyclus rupestris (BRAUN) GRUNOW 516'098 Thalassiosira pseudonana HASLE et HEIMDAL 4.5 1 1




A 2. Dossier photographique des taxons de diatomées les plus importants Les photos de diatomées des 23 planches suivantes proviennent, à quelques rares exceptions, près de cours d’eau suisses. Beaucoup de taxons susceptibles de se rencontrer dans les exutoires de lacs et les fossés de marais ont aussi été pris en considération. Les photos de diatomées représentent un grand nombre des taxons mentionnés dans la liste (annexe A1). Cependant, les planches ne se veulent pas un ouvrage de détermination. Pour ce faire, nous renvoyons aux ouvrages d’identification mentionnés dans le chapitre 3.3. Les planches de diatomées de la première version de janvier 2003 (premier étalonnage) ont été examinées par les personnes suivantes : Prof. Dr Horst Lange-Bertalot, Johann W. Goethe Universität, D-60054 Francfort Dr Gabi Hofman, Hirtenstr. 19, D-61479 Schlossborn Dr Kurt Krammer, Hindenburgstr. 26A, D-40667 Meerbusch Erwin Reichardt, Bubenheim 136, D-91757 Treuchtlingen Dr François Straub, PhycoEco, Laboratoire d’algologie, Rue des XXII-Cantons 39, CH-2300 La Chaux-de-Fonds Nous remercions vivement ces personnes de leur travail. Un merci tout particulier s’adresse à : Monsieur Erwin Reichardt, qui a mis à notre disposition des photos des taxons Amphora inariensis, Navicula menisculus, Pinnularia microstauron et de nombreuses photos du genre Gomphonema. Monsieur Reichardt s’est mis également à disposition lors d’une rencontre de 2 jours en novembre 2002 pour discuter de l’identification délicate d’espèce autour de G. pumilum, G. angustum, G. micropus et d’autres formes. Le résultat de ces journées de travail est représenté sur les planches 18 à 21. Monsieur François Straub, qui a revu toutes les planches en détails et qui a donné les indications de nouvelle nomenclature. Ses indications et ses suggestions nous ont été très utiles.

Planche 1 : fig. 1-25

Planche 1 Agrandissement 1500x, trait = 10 µm

Fig. 1-4Fig. 5

Aulacoseira granulata (EHRENBERG) SIMONSENAulacoseira ambigua (GRUNOW) SIMONSEN

Fig. 6-8Fig. 9-10

Melosira varians J.G.AGARDHCyclostephanos dubius (FRICKE) ROUND

Fig. 11Fig. 12

Thalassiosira pseudonana HASLE et HEIMDALStephanodiscus neoastraea HAKANSSON et HICKEL

DVNR D

67856798

4.54

G

11

60056943

4.5

160986796

4.5

2

1

Fig. 13-16Fig. 17-18

Stephanodiscus alpinus HUSTEDT 1)Stephanodiscus hantzschii GRUNOW

Fig. 19-21Fig. 22-25

Stephanodiscus minutulus (KUETZING) CLEVE et MOELLER 2)Stephanodiscus parvus STOERMER et HAKANSSON 2)

Remarques

67956009 3.562266940

4.54

111

1)

2)

Sur la figure 13, il pourrait s'agir de Stephanodiscus medius HAKANSSON.Par ailleurs les valves des figures 14-16 de Stephanodiscus alpinus représen-tent plutôt de petits exemplaires.Il n'est pas simple de séparer les deux taxons en microscopie optique.

6956

1 2 3 4 5 6 7 8

9 10 11

17 18 19 20 21 22 23 24 25

12 13 14 15 16



Fig. 1-7Fig. 8-9

Cyclotella distinguenda HUSTEDTCyclotella meneghiniana KUETZING

Fig. 10-11Fig. 12

Cyclotella cyclopuncta HAKANSSON et CARTERCyclotella pseudostelligera HUSTEDT

Fig. 13Fig. 14-16

Cyclotella stelligera CLEVE et GRUNOWCyclotella radiosa (GRUNOW) LEMMERMANN 1)

DVNR D

61796002

26

G

11

161856945

2

69446204

1

Fig. 17-19Fig. 20-21

Cyclotella praetermissa LUND 2)Cyclotella comensis (groupe d'espèces) sensu lato 3)

Fig. 22-30 Cyclotella ocellata PANTOCSEK

1)Nouvelle désignationCyclotella comta (Ehrenberg) Kützing

6735100083 2

6936 211

6054

Remarques2)3)

Sur la figure 17, il pourrait aussi s'agir de Cyclotella bodanica GRUNOW.Le groupe d'espèces désigné par Cyclotella comensis recouvre beaucoup demorphotypes dont les positions taxonomiques sont incertaines.

6144

1 2 3 4 5 6 7

8 9 10 11 12 13

14 15 16 17 18 19

22 23 24 25 26 27 28 29 30

20 21



Fig. 1-13Fig. 14-16

Achnanthes minutissima KUETZING 1)Achnanthes minutissma var. inconspicua OESTRUP 1)

Fig. 17-21Fig. 22

Achnanthes minutissima var. jackii (RABENHORST) LANGE-BERTALOTAchnanthes straubiana LANGE-BERTALOT 2)

Fig. 23-28Fig. 29-34

Achnanthes minutissima var. scotica (CARTER) LANGE-BERTALOTAchnanthes minutissima var. saprophila KOBAYASI et MAYAMA 3)

DVNR D

601416136

31

G

0.54

6707100003

12.5

626716135

17.5

8184

Fig. 35-37Fig. 38-42

Achnanthes minutissima var. affinis (GRUNOW) LANGE-BERTALOTAchnanthes minutissima var. gracillima (MEISTER) LANGE-BERTALOT 4)

Fig. 43-55Fig. 56-60

Achnanthes biasolettiana GRUNOW 5)Achnanthes eutrophila LANGE-BERTALOT

Fig. 61-72 Achnanthes atomus HUSTEDT

61736240

21

6139100103

1.53.5

4112

100084 3 2

1)RemarquesLes figures 4 et 16 représentent des formes atypiques. Il est possible qu'ellesappartiennent à un taxon non décrit à notre connaissance, situé dans levoisinage d'Achnanthes minutissima.

2)

3)

La forme élancée de la valve représentée est atypique, ses flancs parallèleségalement. Habituellement les valves ont un contour nettement plus elliptique.Les valves des figures 32 et 33 sont atypiques, car leur pseudoraphé n'est paslancéolé. Ces deux valves proviennent cependant aussi de stationsd'épuration, dans lesquelles des populations d'Achnanthes minutissima var.saprophila ont été trouvées.

5) Sur les figures 43-44 et 48-49 il pourrait s'agir d'Achnanthes biasolettiana var.thienemannii (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT.

Nouvelle désignation

16526

4) Achnanthes alteragracillima LANGE-BERTALOT 100053 1 1

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28

29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42

56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72

43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55



Fig. 1-2Fig. 3-5

Achnanthes conspicua A.MAYERAchnanthes clevei GRUNOW

Fig. 6-9Fig. 10-19

Achnanthes lanceolata ssp. lanceolata (BREBISSON) GRUNOWAchnanthes lanceolata ssp. frequentissima LANGE-BERTALOT

Fig. 20-38Fig. 39-40

Achnanthes lanceolata ssp. dubia (GRUNOW) LANGE-BERTALOTAchnanthes lanceolata ssp. rostrata (OESTRUP) LANGE-BERTALOT

DVNR D

68556180

43.5

G

12

161276260

46

62456261

34.5

1121

1 2 3 4 5

6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30

31 32 33 34 35 36 37 38 39 40



Fig. 1-3Fig. 4-6

Diatoma ehrenbergii KUETZINGDiatoma vulgaris BORY DE SAINT VINCENT

Fig.7Fig. 8-10

Diatoma hyemalis (ROTH) HEIBERGTetracyclus rupestris (BRAUN) GRUNOW

Fig. 11-13Fig. 14

Diatoma moniliformis KUETZINGDiatoma problematica LANGE-BERTALOT

DVNR D

62086006

2.54

G

12

616716097

1

620916207

25

2

22

Fig. 15-16Fig. 17-27

Diatoma tenuis J.G.AGARDHDiatoma mesodon (EHRENBERG) KUETZING

62106949

3.51

24

1 2 3 4 5 6 7

8 9 10 11 12 13 14 15 16

17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27



Fig. 1-5Fig. 6-10

Fragilaria arcus (EHRENBERG) CLEVETabellaria flocculosa (ROTH) KUETZING 1)

Fig. 11-12Fig. 13-16

Asterionella formosa HASSALLMeridion circulare (GREVILLE) J.G.AGARDH

DVNR D

60776091

13.5

G

41

60506026

3.53.5

12

Remarque1) Les formes longues (figures 6-8) apparaissent plutôt dans le plancton (en zone

pélagique, en suspension dans l'eau libre). Les formes courtes (figures 9-10)sont plutôt périphytiques (en zone littorale dans le périphyton).

1 2 3 4 5

6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16



Fig. 1-47 Fragilaria capucina var. vaucheriae (KUETZING) LANGE-BERTALOT 1)

1)RemarqueSelon notre acception, ce taxon rassemble de très nombreuses populationsrelevées dans des localités les plus diverses (voir ci-dessous). La désignationFragilaria capucina var. vaucheriae sensu lato est de ce fait plus conforme.

DVNR D

6186 6

G

0.5

Stations de prélévement des formesFig. 1-4Fig. 5-11

Furtbach ZH, station 3, en aval d'une station d'épuration, 23.3.1987enceinte expérimentale avec de l'eau de la Limmat additionnée de 10 mg NH4-N/l, 18.1.1989

Fig. 12-13Fig. 14-21

enceinte expérimentale avec de l'eau de la Limmat additionnée de 5 mg NH4-N/l, 18.1.1989enceinte expérimentale avec de l'eau de la Limmat additionnée de 1 mg NH4-N/l, 18.1.1989

Fig. 22-28Fig. 29-31

enceinte expérimentale avec de l'eau de la Limmat, contrôle, 7.1.1989Limmat ZH, escalier 4, 13.1.1989

Fig. 32-34Fig. 35

station d'épuration de Fehraltorf-Russikon ZH, 25.4.1987Schlappinbach GR, 22.8.1985

Fig. 36Fig. 37-47

Rhin supérieur GR, 23.8.1985Poschiavino GR, 5.10.1988

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

32 33 34

35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47



Fig. 1-11Fig. 12-16

Fragilaria capucina var. gracilis (OESTRUP) HUSTEDTFragilaria capucina var. rumpens (KUETZING) LANGE-BERTALOT

Fig. 17Fig. 18

Fragilaria capucina var. amphicephala (GRUNOW) LANGE-BERTALOTFragilaria capucina var. austriaca (GRUNOW) LANGE-BERTALOT

Fig. 19-20Fig. 21-25

Fragilaria capucina DESMAZIERESFragilaria capucina var. mesolepta (RABENHORST) RABENHORST

DVNR D

63926396

12

G

42

69086389

11

60336393

32.5

4822

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

17 18 19 20 21 22 23 24 25


Planche 9 Agrandissement 1500x (fig. 21 = 1000x), trait = 10 µm

Fig. 1-2Fig. 3-4

Fragilaria incognita REICHARDTFragilaria fasciculata (J.G.AGARDH) LANGE-BERTALOT

Fig. 5-8Fig. 9

Fragilaria crotonensis KITTONFragilaria ulna type angustissima sensu KRAMMER et LANGE-BERTALOT

Fig. 10-13Fig. 14-20

Fragilaria tenera (W.SMITH) LANGE-BERTALOTFragilaria ulna (NITZSCH) LANGE-BERTALOT

DVNR D

64026234

1

G

4

60756410

4

64096239

24

1

21

Fig. 21 Fragilaria dilatata (BREBISSON) LANGE-BERTALOT 6236

3 4 5 6 7 8

9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

1 2



Fig. 1Fig. 2-6

Fragilaria construens (EHRENBERG) GRUNOWFragilaria construens f. binodis (EHRENBERG) HUSTEDT

Fig. 7-11Fig. 12-18

Fragilaria construens f. venter (EHRENBERG) HUSTEDTFragilaria brevistriata GRUNOW

Fig. 19-22Fig. 23-36

Fragilaria bidens HEIBERGFragilaria pinnata sensu lato

DVNR D

60346397

33

G

22

68286388

33

63876078 3

22

2Fig. 37-39 Fragilaria lapponica GRUNOW 6403

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36

37 38 39



Fig. 1-9Fig. 10-15

Rhoicosphenia abbreviata (J.G.AGARDH) LANGE-BERTALOTCocconeis placentula EHRENBERG

Fig. 16-17Fig. 18-23

Cocconeis placentula var. lineata (EHRENBERG) VAN HEURCKCocconeis placentula var. pseudolineata GEITLER

Fig. 24-25Fig. 26-29

Cocconeis placentula var. euglypta EHRENBERGCocconeis pediculus EHRENBERG

DVNR D

62246021

4.55

G

11

67286729

55

67266020

55.5

1112

1 2 3 4 5 6 7 8 9

10 11 12 13 14 15 16 17

18 19 20 21 22 23 24 25

26 27 28 29



Fig. 1Fig. 2-4

Navicula radiosa KUETZINGNavicula lanceolata (J.G. AGARDH) EHRENBERG

Fig. 5-7Fig. 8-9

Navicula tripunctata (O.F. MUELLER) BORY DE SAINT VINCENTNavicula menisculus SCHUMANN

Fig. 10-12Fig. 13-15

Navicula menisculus var. grunowii LANGE-BERTALOT 1)Navicula reichardtiana LANGE-BERTALOT

DVNR D

61036864

44.5

G

11

68316094

44

65146221

54

1211

Fig. 16Fig. 17

Navicula capitatoradiata GERMAINNavicula cryptocephala KUETZING

Fig. 18-24Fig. 25

Navicula cryptotenella LANGE-BERTALOTNavicula cryptotenelloides LANGE-BERTALOT

Fig. 26 Navicula aquaedurae LANGE-BERTALOT

69106010

44

688916307

44

11

0.50.5

16289 4 0.5

1)Nouvelle désignationNavicula antonii LANGE-BERTALOT 100182 5 1

1 2 3 4 5 6 7

8 9 10 11 12 13 14 15

16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26



Fig. 1-2Fig. 3-8

Navicula seminulum GRUNOW 1)Navicula minima GRUNOW 2)

Fig. 9-15Fig. 16

Navicula atomus var. permitis (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT 3)Navicula atomus (KUETZING) GRUNOW 4)

Fig. 17-18Fig. 19-23

Navicula accomoda HUSTEDT 5)Navicula halophila (GRUNOW) CLEVE 6)

DVNR D

61926095

87

G

41

62416117

66

60186833

88

1188

Fig. 24-26Fig. 27-31

Navicula saprophila LANGE-BERTALOT et BONIK 7)Navicula veneta KUETZING

Fig. 32-35Fig. 36

Navicula gregaria DONKINNavicula nivalis EHRENBERG 8)

Fig. 37-40Fig. 41-43

Navicula subminuscula MANGUIN 9)Navicula goeppertiana (BLEISCH) H.L. SMITH 10)

Fig. 44Fig. 45

Navicula minuscula var. muralis (GRUNOW) LANGE-BERTALOT 11)Navicula subhamulata GRUNOW 12)

65376890

78

601516020

5.5

241

68966916

78

68726106

74

4812

Fig. 46Fig. 47

Navicula lenzii HUSTEDTNavicula stroemii HUSTEDT

Nouvelles désignations1)2)

Sellaphora seminulum (GRUNOW) D.G. MANNLa désignation de ce complexe devrait être Navicula minima sensu KRAMMERet LANGE-BERTALOT. Ce groupe d'espèces rassemble entre autres :

69236546

4.52

11

100197 8 4

Eolimna minima (GRUNOW) LANGE-BERTALOTNavicula tantula HUSTEDT

3)4)

Mayamaea atomus var. permitis (HUSTEDT) LANGE-BERTALOTMayamaea atomus (KUETZING) LANGE-BERTALOT

5) Groupe d'espèces au sens de Navicula accomoda sensu KRAMMER et LAN-GE-BERTALOT. La nouvelle désignation de Navicula accomoda HUSTEDTest :Craticula accomoda (HUSTEDT) D.G. MANNLe complexe autour de Navicula accomoda sensu KRAMMER et LANGE-BERTALOT comporte plusieurs taxons, dont par exemple :Navicula buderi HUSTEDT ou avec sa nouvelle désignation :

100198100048

8

100184100183

66

4

11

100200 8

100201

8

6)Craticula buderi (HUSTEDT) LANGE-BERTALOTCraticula buderi (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT

7)Les fig. 22 et 23 sont peut-être aussi Craticula halophila (GRUNOW) D.G. MANNFistulifera saprophila (LANGE-BERTALOT et BONIK) LANGE-BERTALOT

8)9)

Luticola nivalis (EHRENBERG) D.G. MANNEolimna subminuscula (MANGUIN) LANGE-BERTALOT

10)11)

Luticola goeppertiana (BLEISCH) D.G. MANNAdlafia minuscula var. muralis (GRUNOW) LANGE-BERTALOT

100202100203 8

100204 7

8

2100205100206 7100207100208

87

481

12) Fallacia subhamulata (GRUNOW) D.G. MANN 100209 4 2

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

17 18 19 20 21 22 23 24 25 26

27 28 29 30 31 32 33 34 35 36

37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47



Fig. 1-2Fig. 3-5

Amphora libyca auct. 1)Amphora inariensis KRAMMER

Fig. 6-10Fig. 11

Amphora pediculus (KUETZING) GRUNOWAmphora thumensis (A.MAYER) CLEVE-EULER

Fig. 12Fig. 13-16

Amphora veneta var. capitata HAWORTHCaloneis bacillum (GRUNOW) CLEVE

DVNR D

68606171

43.5

G

21

69836288

5

62896051 3

0.5

2Fig. 17-19Fig. 20

Mastogloia smithii var. lacustris GRUNOWDiploneis oblongella (NAEGELI) CLEVE-EULER

Fig. 21Fig. 22-25

Diploneis oculata (BREBISSON) CLEVEBrachysira neoexilis LANGE-BERTALOT

Fig. 26-27Fig. 28

Amphipleura pellucida (KUETZING) KUETZINGGyrosigma acuminatum (KUETZING) RABENHORST

Fig. 29 Gyrosigma attenuatum (KUETZING) RABENHORST

64456346 3.563476295

342

60486036

14

6041 4

112

1)RemarqueCes formes habituellement désignée sous A. libyca dans les flores d'Europesuite à une mauvaise interprétation du type, appartiennent en fait à Amphoracopulata (Kütz.) Schoeman et Archibald

17 18 19

22 23 24 25 26 27 28 29

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

20 21

13 14 15 16



Fig. 1Fig. 2

Neidium dubium (EHRENBERG) CLEVEFrustulia vulgaris (THWAITES) DE TONI

Fig. 3Fig. 4

Navicula oblonga KUETZINGNavicula tuscula (EHRENBERG) GRUNOW 1)

Fig. 5-6Fig. 7

Navicula pupula KUETZING 2)Navicula bacillum EHRENBERG 3)

DVNR D

61086079 4

G

16073698961016087

4 1

Fig. 8-10Fig. 11

Stauroneis smithii GRUNOWStauroneis anceps EHRENBERG

Fig. 12 Stauroneis phoenicenteron (NITZSCH) EHRENBERG

1)Nouvelles désignationsNavicula tuscula (EHRENBERG) GRUNOW devrait être désignée parNavicula tuscula sensu KRAMMER et LANGE-BERTALOT, car ce complexecomprend :

61316129

31

6130

11

Aneumastus tusculus (EHRENBERG) MANN et STRICKLEAneumastus minor (HUSTEDT) LANGE-BERTALOT

2) Navicula pupula KUETZING devrait être désignée par Navicula pupula sensuKRAMMER et LANGE-BERTALOT car ce nom recouvre un complexe de 4 à 5espèces. Chez nous la plupart des formes appartiennent à :Sellaphora pupula (KUETZING) MERESCHKOWSKY

3) Sellaphora bacillum (EHRENBERG) D.G. MANN

100193100194

100195100196

3 4 5 6 7

1 2

8 9 10 11 12



Fig. 1Fig. 2-8

Pinnularia microstauron (EHRENBERG) CLEVEPinnularia gibba EHRENBERG 1)

Fig. 9Fig. 10

Pinnularia kneuckeri HUSTEDTPinnularia borealis EHRENBERG

Fig. 11Fig. 12-15

Pinnularia viridis (NITZSCH) EHRENBERGPinnularia mesolepta (EHRENBERG) W. SMITH 2)

DVNR D

61256121

3.57.5

G

12

16067614861286124

Fig. 16 Pinnularia kuetzingii KRAMMER

1)RemarqueAppartient certainement au groupe autour de Pinnularia gibba. Il s'agit peut-être de Pinnularia parvulissima KRAMMER

Nouvelle désignation

6646

100140

2) Pinnularia interrupta W. SMITH 6844

1 2 3 4 5 6 7 8

11 12 13 14 15 16

9 10



Fig. 1-8Fig. 9

Cymbella affinis KUETZING 1)Cymbella laevis NAEGELI

Fig. 10-13Fig. 14-17

Cymbella sinuata GREGORY 2)Cymbella delicatula KUETZING

Fig. 18-19Fig. 20-21

Cymbella cesatii (RABENHORST) GRUNOW 3)Cymbella helvetica KUETZING

DVNR D

60586327

22

G

21

60656315

3.51

61836184

12

1411

Fig. 22Fig. 23-33

Cymbella cistula (EHRENBERG) KIRCHNERCymbella microcephala (groupe d'espèces)

Fig. 34-35 sensu KRAMMER & LANGE-BERTALOT 1986 4)Cymbella prostrata (BERKELEY) CLEVE 5)

Fig. 36Fig. 37

Cymbella naviculiformis AUERSWALDCymbella amphicephala NAEGELI

Fig. 38Fig. 39-40

Cymbella subaequalis GRUNOWCymbella caespitosa (KUETZING) BRUN 6)

60596895

22

6040 4

12

160636311

1

61506891

13

1

21

Remarque1) L'utilisation du taxon Cymbella affinis KUETZING est habituel pour ce type de

formes, mais est erroné. Ces formes devraient être désignées par Cymbella af-finis auct. non KUETZING ou mieux :Cymbella excisa KUETZING (fig 1, 3-8),soit Cymbella parva (W. SMITH) KIRCHNER (fig.2). Faisant partie de ce complexe, d'autre espèces révisées ou nouvelles, sontsans doute présentes sur le territoire suisse.

100192 2 2

Nouvelles désignationsL'ancien genre Cymbella a été séparé en plusieurs genres. De ce fait nousmentionnons à titre d'exemples :

2)3)

Reimeria sinuata (GREGORY) KOCIOLEK & STOERMEREncyonopsis cesatii (RABENHORST) KRAMMER

4) Cymbella microcephala sensu KRAMMER & LANGE-BERTALOT 1986est une désignation qui regroupe :Encyonopsis microcephala (GRUNOW) KRAMMEREncyonopsis krammeri REICHARDT

100051100119

3.51

11

100120100116

Encyonopsis minuta KRAMMER & REICHARDTEncyonopsis subminuta KRAMMER & REICHARDT

5)6)

Encyonema prostratum (BERKELEY) KUETZINGEncyonema cespitosum KUETZING

100117100118100114100115

43

11

14 15 16 17 18 19 20 21 22

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33

34 35 36 37 38 39 40

10 11 12 13

1 2 3 4 5 6 7 8 9



Fig. 1-8Fig. 9-16

Cymbella silesiaca BLEISCH 1)Cymbella minuta (groupe d'espèces) sensu lato 2)

Fig. 17-24Fig. 25-26

Cymbella minuta f. semicircularis 3)Gomphonema dichotomum KUETZING

Fig. 27-29Fig. 30-32

Gomphonema capitatum EHRENBERGGomphonema truncatum EHRENBERG

DVNR D

68986909

32.5

G

12

1000136423

2.5

1001266188 3.5

2

1Fig. 33-35Fig. 36-37

Gomphonema pala REICHARDTGomphonema italicum KUETZING

Fig. 38-40 Gomphonema clava REICHARDT

1)Nouvelles désignationsEncyonema silesiacum (BLEISCH) D.G. MANN

100127100150100125

1001222)3)

Encyonema minutum (HILSE) D.G. MANNEncyonema ventricosum (AGARDH) GRUNOW

Crédit photographiqueLes figures 28-29, 30-32, 34-38 et 40 proviennent de Erwin Reichardt, Bubenheim 136, D-91757Treuchtlingen. La fig. 38 est issue d'une population de Krka, Croatie et la fig. 40 d'Afrique.

100123100124

1 2 3 4 5 6 7 8

9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

25 26 27 28 29 30 31 32

33 34 35 36 37 38 39 40



Fig. 1-6Fig. 7-11

Gomphonema olivaceum (HORNEMANN) BREBISSONGomphonema olivaceum var. pôle basal étiré nom prov. REICH. 2002 1)

Fig. 12Fig. 13-17

Gomphonema olivaceum var. olivaceolacuum LANGE-B. et REICHARDT 2)Gomphonema olivaceum var. olivaceoides (HUST.) LANGE-B. et REICH. 3)

Fig. 18-24Fig. 25-28

Gomphonema variostigmatum nom prov. REICHARDT 2002 4)Gomphonema parvulum (KUETZING) KUETZING

DVNR D

6867100151

33

G

0.50.5

64326431 1

1001536158

18

884

Fig. 29-35Fig. 36-38

Gomphonema parvulum var. parvulum f. saprophilum LANGE-B. et REICH.Gomphonema parvulum var. exilissimum GRUNOW 5)

Fig. 39-41Fig. 42-44

Gomphonema utae LANGE-BERTALOT et REICHARDTGomphonema innocens REICHARDT

Fig. 45-47Fig. 48

Gomphonema sphenovertex LANGE-BERTALOT et REICHARDTGomphonema subclavatum (GRUNOW) GRUNOW

Fig. 49-51 Gomphonema lange-bertalotii REICHARDT

165356433

83

6801100143

41

100144100128100145

1)Explications à propos des noms provisoiresCe taxon appartient au groupe de :Gomphonema olivaceum (HORNEMANN) BREBISSONCritères d'identificationMicroscopie optique : pas de stigma, le pôle apical est largement arrondi et le pôle basal étroit,allongé et un peu étiré.Microscopie électronique : aréoles en doubles rangées, foramens en forme de points.

4) Ce taxon appartient au groupe de :

6867 3 0.5

Gomphonema olivaceum var. olivaceoides (HUSTEDT) LANGE-B. et REICH.Critères d'identificationMicroscopie optique : aire centrale avec 3-6 stigma, le plus souvent 4 ou 5, souvent avec une strieintercalée termnée par un 5e stigma (voir le cercle rouge de la fig. 19), pôle apical étroitementarrondi à très légèrement étiré, formes plutôt allongées, produit des valves internes.Microscopie électronique : aréoles en doubles rangées (voir fig. 19), foramens en forme de points.

2)Nouvelles désignationsGomphonema olivaceolacuum (LANGE-B. et REICH.) LANGE-B. et REICH.

3)5)

Gomphonema olivaceoides HUSTEDTGomphonema exilissimum LANGE-BERTALOT et REICHARDT

6431 1 8

100188100187100152

13

81

Il n'est pas certain que la forme représentée par la figure 38 appartienne àGomphonema exilissimum. Le pôle apical est trop peu capité.

Crédit photographiqueLes figures 8-11, 13, 16-24, 36 et 39-51 proviennent de Erwin Reichardt, Bubenheim 136, D-91757 Treuchtlingen.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38

39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51

13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

12

5 µm

5 µm


Planche 20 Agrandissement 1500x, trait = 10 µm, fig. 58 = 1000x

Fig. 1-3Fig. 4-8

Gomphonema pumilum (GRUNOW) LANGE-BERTALOT et REICHARDT 1)Gomphonema pumilum var. elegans REICHARDT et LANGE-BERTALOT

Fig. 9-11Fig. 12-19

Gomphonema pumilum var. rigidum REICHARDT et LANGE-BERTALOTGomphonema angustivalva REICHARDT

Fig. 20-26Fig. 27-30

Gomphonema micropumilum REICHARDT 2)Gomphonema pumiloide-"kleinformen" nom prov. E. REICHARDT 2002 3)

DVNR D

6437100155

22

G

44

100154100104

22

100141100147

22

4444

Fig. 31-33Fig. 34-37

Gomphonema minusculum KRASSKEGomphonema minutum (J.G. AGARDH) J.G. AGARDH

Fig. 38-41Fig. 42-44

Gomphonema micropus KUETZINGGomphonema cymbelliclinum REICHARDT et LANGE-BERTALOT

Fig. 45Fig. 46-52

Gomphonema auritum A. BRAUNGomphonema sarcophagus GREGORY 4)

Fig. 53-57Fig. 58

Gomphonema gracile auct.Didymosphenia geminata (LYNGBYE) M. SCHMIDT 5)

1001496912

22.5

6428100142

33

4211

641964386883

162091 2

Remarques1)2)

Les individus photographiés proviennent du matériel type.Des petites formes, comme sur les fig. 20, 23 et 24 peuvent appartenir augroupe des pumiloides-"kleinformen".

3) Complexe de petites formes autour du groupe de Gomphonema pumilum ;fig. 27 et 28 : éventuellement de petites valves de Gomphonema angustivalvaREICHARDT

100147 2

100104 2

4

4

4)

Fig. 29 et 30 : éventuellement de petites valves de Gomphonema spec."winzig" nom prov. E. REICHARDT 2002Construction cellulaire de type Janus, c'est à dire une valve est plus finementstriée que l'autre : voir pour cela la fig. 52 (vue connective) ainsi que les fig. 46/47 et 50/51 (les deux valves du même individu).

5) Didymosphenia geminata est signalée régulièrement en Suisse depuis lesannées 1990, p. ex. dans l'Inn, l'Emme, l'Aar, le lac de Bienne, etc. Elle aprobablement été introduite (néophyte). Jusqu'à présent nous ne l'avonstrouvée qu'à des abondances relatives plus petites que 1 %.

Crédit photographiqueLes figures 1-44 et 46-52 proviennent de Erwin Reichardt, Bubenheim 136, D-91757 Treuchtlin-gen.

100146 2 4

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

38 39 40 41 42 43 44 45

46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57

12 13 14 15 16 17 18 19

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37

58



Fig. 1-12Fig. 13-15

Gomphonema lateripunctatum REICHARDT et LANGE-BERTALOT 1)Gomphonema acuminatum EHRENBERG 2)

Fig. 16-18Fig. 19-23

Gomphonema angustum J.G. AGARDHGomphonema "nicht tergestinum" non prov E. REICHARDT 2002 3)

Fig. 24-27Fig. 28-30

Gomphonema tergestinum (GRUNOW) M. SCHMIDTGomphonema occultum REICHARDT et LANGE-BERTALOT

DVNR D

64276080

1

G

2

6819100148

13

68976429

31

4221

Fig. 31-33Fig. 34-36

Gomphonema bavaricum REICHARDT et LANGE-BERTALOTGomphonema vibrio EHRENBERG

Remarque1) Stries du pôle apical typiquement réduites vers le bas (= "coiffe", voir fig. 4).

64206442

2)Nouvelles désignationsCe taxon recouvre un complexe d'espèces dont actuellement :fig. 13: Gomphonema angusticephalum REICHARDT et LANGE-BERTALOTfig. 14: Gomphonema acuminatum EHRENBERGfig. 15: Gomphonema brebissonii KUETZING

3)Explications à propos des noms provisoiresCe taxon provisoire appartient au groupe de :

1001896080

100190

Gomphonema tergestinum (GRUNOW) M. SCHMIDT

Critères d'identificationMicroscopie optique : valves plus étroites que chez G. tergestinum. L'aire centrale est en moyenneplus petite et est moins développée latéralement que chez G. tergestinum. Longueur : 10.3-32 µm,largeur : 4.3-6.6 µm, stries : 12-14/10 µm.Microscopie électronique : tendance à la formation de doubles rangées d'aréoles comme chez G.rosenstockianum (--> forme subtropicale, Canaries, Maroc).

Crédit photographiqueLes figures 4, 6, 8-9, 16-26 et 28-36 proviennent de Erwin Reichardt, Bubenheim 136, D-91757Treuchtlingen.

16 17 18 19 20 21 22 23

24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36

6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

5 µm

'coiffe'

1 2 3 4 5



Fig. 1-9Fig. 10-11

Nitzschia palea (KUETZING) W.SMITHNitzschia capitellata HUSTEDT

Fig. 12-15Fig. 16

Nitzschia pura HUSTEDTNitzschia communis RABENHORST

Fig. 17-20Fig. 21

Nitzschia fonticola GRUNOWNitzschia perminuta (GRUNOW) M.PERAGALLO

DVNR D

60116964

87.5

G

14

69186194

1.58

60256605

3.53.5

4111

Fig. 22Fig. 23-25

Nitzschia lacuum LANGE-BERTALOT 1)Nitzschia pusilla GRUNOW

Fig. 26-27Fig. 28-31

Nitzschia ovalis ARNOTTNitzschia dissipata (KUETZING) GRUNOW

Fig. 32-36Fig. 37-38

Nitzschia sociabilis HUSTEDTNitzschia paleacea GRUNOW

Fig. 39-40Fig. 41-44

Denticula kuetzingii GRUNOW 2)Nitzschia amphibia GRUNOW

65976925

45

66026008 3.5

11

169616199

3.57

63406039

17

2128

Fig. 45Fig. 46

Nitzschia constricta (KUETZING) RALFSNitzschia acicularis (KUETZING) W.SMITH

Fig. 47Fig. 48

Nitzschia recta HANTZSCHNitzschia intermedia HANTZSCH

Fig. 49 Nitzschia linearis (J.G.AGARDH) W.SMITH

62426023

57

60296857

3.54

1421

6024 4.5 1

1)RemarqueLa valve représentée n'est pas typique. Nitzschia lacuum a habituellement desterminaisons capitées.

Synonyme ancien2) Nitzschia denticula GRUNOW 100131 1 2

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49

28 29 30 31 32 33 34 35 36

12 13 14 15

16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27



Fig. 1-5Fig. 6-7

Denticula tenuis KUETZINGSimonsenia delognei (GRUNOW) LANGE-BERTALOT

Fig. 8-10Fig. 11

Surirella brebissonii var. kuetzingii KRAMMER et LANGE-BERTALOTSurirella angusta KUETZING

Fig. 12Fig. 13-14

Hantzschia amphioxys (EHRENBERG) GRUNOW 1)Epithemia adnata (KUETZING) BREBISSON

DVNR D

60686225

15

G

41

62286133

4.54.5

60846212

52.5

2111

Fig. 15-16Fig. 17-18

Epithemia turgida (EHRENBERG) KUETZINGRhopalodia gibba (EHRENBERG) O. MUELLER

Complexe d'espèces dans lequel on distingue actuellement :1) Hantzschia abundans LANGE-BERTALOT

Hantzschia amphioxys (EHRENBERG) GRUNOW

63536677

162646084

Hantzschia vivacior LANGE-BERTALOT (= Fig. 12) 100191

1 2 3 4 5 6 7

12 13 14 15 17

8 9 10 11

16

18



A 3. Modèle de protocole de dénombrement



A 4. Techniques de préparation La préparation débarrasse l’échantillon de diatomées de la matière organique (cytoplasme des diatomées, autres organismes, détritus) et du calcaire. L’échantillon préparé ne devrait contenir autant que possible que des structures siliceuses, à savoir les valves des diatomées ou des fragments de valves, ainsi que d’autres composés à base de silice. Une fraction de cet échantillon est ensuite montée entre lame et lamelle dans du baume synthétique (en général le Naphrax) pour permettre de déterminer et de compter les diatomées. Comme on travaille au microscope à fort grossissement, il faut faire attention aux points suivants lors de la détermination et du comptage des diatomées : - bonne qualité de la préparation (pureté élevée, peu de cristaux et de détritus), - inclusion soigneuse dans le baume (pas de bulles d’air, valves entièrement remplies par le baume, - dilution convenable des valves de diatomées (pas de superposition de valves de diatomées), - répartition homogène des valves (pas d’agglutination).

Pour préparer les échantillons de diatomées, des procédés très différents ont été développés. Ils sont décrits dans Krammer et Lange-Bertalot (1997a). Tous les procédés de préparation – à l’exception du simple grillage – nécessitent fondamentalement les mêmes étapes de travail, mais qui, selon le procédé, ne sont pas exécutées exactement dans l’ordre suivant : 1.) élimination des composants de grande taille, 2.) décarbonatation au moyen d’acide chlorhydrique, 3.) élimination des composants organiques par chauffage ou oxydation, 4.) lavage, neutralisation, 5.) inclusion dans le baume (Naphrax) pour les préparations permanentes, 6.) conservation des échantillons préparés, 7.) étiquetage et archivage des échantillons préparés et des préparations permanentes.

Les procédés de préparation suivants entrent en ligne de compte : grillage (grande chaleur), calcination dans un four à moufle combinée à l’eau oxygénée et oxydation à chaud à l’acide sulfurique par exemple. Les annexes A4.1, A4.2 et A4.3 ci-dessous décrivent en détail ces trois procédés de préparation comme modes opératoires de laboratoire.

Ad 1: La séparation des diatomées périphytiques et des particules grossières de mousses, de feuilles, de petits cailloux, d’invertébrés et d’autres objets s’effectue le mieux à l’aide d’une petite passoire (en métal ou plastique) et par sélection à la main.

Ad 2: La décarbonatation à l’aide de l’acide chlorhydrique devrait toujours être effectuée car les bassins versants des cours d’eau suisses présentent dans la plupart des cas des roches calcaires. Le traitement à l’acide chlorhydrique doit impérativement précéder l'oxydation à l'acide sulfurique, car autrement il peut en résulter une précipitation de gypse.

Ad 3: L’élimination des parties organiques peut s’effectuer avec différents procédés et produits chimiques : a) grillage (seulement grande chaleur), b) calcination dans un four à moufle combinée à l’oxydation à chaud (p. ex. eau oxygénée), c) oxydation à chaud (p. ex. acide sulfurique, nitrate de potassium).

Ad 3 a.) : Le nettoyage par simple grillage sur un réchaud, un bec Bunsen ou dans un four à moufle est très simple et rapide et devrait être appliqué en association avec l’un des deux procédés suivants. Mais il n’est pas recommandé d’utiliser ce procédé comme unique technique de préparation. Un grand avantage de la méthode du simple grillage réside dans le fait qu’elle ne sépare pas les valves de diatomées et ne détruit pas les colonies. Cela peut être très utile lors de la détermination de genres à valves de configuration différente (Achnanthes, Cocconeis). Les inconvénients sont un nettoyage relativement mauvais des valves (simple calcination, carbonisation), l’absence de décarbonatation et la distribution normalement hétérogène dans la préparation (agglutination). Il est donc nécessaire de disposer d’un



nombre nettement supérieur de valves à compter dans les préparations par simple grillage qu’avec les deux autres procédés pour obtenir la même valeur indicative. De plus, il est normalement impossible de faire de bonnes photos microscopiques de diatomées. Ad 3 b.) : La calcination dans un four à moufle combinée avec l’oxydation à chaud (eau oxygénée) est une bonne technique de préparation qui ménage l’échantillon et que nous recommandons comme méthode standard. La qualité du traitement est normalement très bonne : en comparaison avec l’oxydation à chaud classique au moyen de l’acide sulfurique, les deux valves des valves de diatomées restent plutôt ensemble. Lors de ce traitement, il faut veiller à ce que la température ne monte pas dans le four à moufle au-dessus de 500°C car les valves de diatomées risquent de se déformer. Ad 3 c.) : L’oxydation à chaud à l’aide d’acide sulfurique ou d’acide nitrique et l’oxydation finale consécutive, par exemple au nitrate de potassium, est un procédé très efficace qui permet un très bon nettoyage des échantillons pour la microscopie optique. Les acides dissolvent cependant aussi la membrane enveloppante de diatotépine de la cellule et agissent de façon corrosive sur les structures en acide silicique du frustule. Cette corrosion de la surface du frustule est reconnaissable, et donc gênante, en microscopie électronique à balayage, en particulier à fort grossissement. De plus, les velum très minces et d’autres structures fines sont totalement détruites.

Ad 4: Le lavage de l’échantillon préparé avant son inclusion est impératif et peut en principe s’effectuer par décantation, centrifugation ou filtration. Les trois procédés conviennent et peuvent être choisis en fonction de l’équipement disponible du laboratoire. Alors que la décantation peut être assez longue pour séparer les particules de l’échantillon, la centrifugation et la filtration sont des procédés de séparation rapides. Lors de centrifugation, le nombre de rotations par minute ne doit pas être trop élevé pour ne pas briser notamment les longues valves de Fragilaria. Il est recommandé de soumettre l’échantillon à environ 1000 rotations pendant environ 5 minutes et de répéter l’opération au moins trois fois. La filtration s’effectue au moyen de filtres en téflon à l’épreuve des acides. Ces filtres permettent une séparation et un lavage rapides de l’échantillon. Lors de la filtration, le matériel préparé peut en plus être lavé avec du produit à vaisselle. Ce lavage réduit l’agglutination des diatomées dans la préparation permanente.

Ad 5: L’inclusion de l’échantillon préparé dans un baume synthétique (Naphrax) est d’exécution simple et ne demande qu’un peu d’exercice. Il est recommandé de faire au moins trois préparations avec des dilutions diverses par échantillon préparé. Il est ainsi possible de choisir la meilleure préparation pour la détermination et le comptage des diatomées.

Ad 6: L’échantillon préparé devrait être conservé comme échantillon sec ou liquide (solution définitive à 4% au maximum, p. ex. formaldéhyde neutralisé, lugol) pour permettre de refaire ultérieurement des préparations ou de tirer si nécessaire (p. ex. pour la détermination) des prises de vue en microscopie électronique à balayage. Il est cependant recommandé de conserver d’abord l’échantillon préparé, jusqu’à ce que des préparations prêtes à l’emploi soient disponibles. On obtient un échantillon sec en pipetant le liquide surnageant sur l’échantillon qui a suffisamment reposé et en séchant le reste de la suspension d’algues à l’étuve à 40-50°C.

Ad 7: Pour l’archivage et l’étiquetage de l’échantillon brut (si tout n’est pas utilisé), on doit coller sur l’échantillon préparé et les préparations une étiquette comprenant au moins le nom du cours d’eau et de la localité, le numéro de l’échantillon, la date de l’échantillonnage, le substrat et, le cas échéant, un numéro d’ordre univoque. Pour le stockage des préparations, différents systèmes sont disponibles. Une boîte à préparations convient pour un nombre limité de préparations ; pour un nombre élevé, un système de classement plus professionnel (p. ex. armoires, meuble à tiroirs) est recommandé.



A 4.1 Nettoyage par simple grillage Méthode selon Krammer et Lange-Bertalot (1997a) Appareils et matériel Produits chimiques Bec Bunsen Naphrax comme moyen d’inclusion (dilué dans du toluène) Trépied à plaque de céramique Eau désionisée Lames porte-objets (pour microscopie) HCl Lamelles couvre-objets (rondes, diamètre 20 mm) Solution de formaldéhyde (37%, neutralisé) Pipettes Brucelles (plates et pointues) Mesures de sécurité Béchers Chapelle de laboratoire, hotte d’aspiration ou à l’air libre Mode opératoire de laboratoire Dès que l’échantillon de diatomées ne contient plus de restes de mousses, de petits cailloux, de feuilles ou d’autres grosses particules, on devrait commencer par filtrer grossièrement l’échantillon avec une passoire après l’avoir bien secoué. Le résidu dans le tamis peut être jeté. On place sur la plaque de céramique les lamelles rondes à distance régulière (pas trop proches). On dépose dessus environ 0.5 ml de matériel de l’échantillon, après dilution éventuelle avec de l’eau désionisée. On évapore ensuite la goutte en chauffant légèrement. Après dessiccation du matériel, on peut augmenter la température pour carboniser la matière organique de l’échantillon tant que les lamelles couvre-objets ne se déforment pas. Le processus de simple grillage est terminé lorsque le matériel de l’échantillon a pris une couleur grise à blanche sur la lamelle couvre-objet. Comme variante possible, on peut plonger la lamelle couvre-objet avec des brucelles dans l’eau désionisée pour éliminer les cendres (ajouter un peu de HCl pour une éventuelle décarbonatation). Comme la chaleur fait adhérer les diatomées à la lamelle couvre-objet, la perte de matériel devrait être minime. Si on lave avec du HCl, il faut rincer encore une fois dans de l’eau pure désionisée. La préparation (lamelle couvre-objet) peut ensuite être incluse sur une lame porte-objet au moyen de Naphrax. Il est recommandé d’effectuer plusieurs préparations avec des dilutions différentes. Pour inclure les diatomées, on dépose une goutte de Naphrax sur une lame porte-objet, on la chauffe brièvement (ébullition, élimination du toluène), on dépose la lamelle couvre-objet avec les diatomées en bas sur la goutte de Naphrax et on place la lame porte-objet sur un support froid. Avec des brucelles plates, on presse délicatement la lamelle couvre-objet pour que le Naphrax encore liquide se répartisse sans bulles d’air sous la lamelle couvre-objet. On colle ensuite une étiquette sur la préparation et on la laisse refroidir suffisamment longtemps (12 heures) avant de l’utiliser. Le Naphrax doit être complètement durci. Le reste du matériel peut maintenant être conservé – si on ne l’a pas déjà fait sur le terrain – dans du formaldéhyde (solution définitive à 4%).



A4.2 Calcination au moyen d’un four à moufle combinée à l’oxydation à chaud (eau oxygénée) et à la décantation

Instruction selon AWEL Zurich, instructions standard de laboratoire, No LI 600/1 Appareils et matériel Produits chimiques Creusets de porcelaine (45 ml) Solution de formaldéhyde (37%, neutralisé) Cylindres Nessler (100 ml) avec support Acide chlorhydrique (32%) Etuve Eau oxygénée (30%, stabilisée) Four à moufle Naphrax comme milieu d’inclusion (dissous dans le

toluène) Bain-marie Eau désionisée Eprouvettes avec support Plaque chauffante Lames porte-objets (pour microscopie) Mesures de sécurité Lamelles couvre-objets (rondes, diamètre 20 mm) Chapelle de laboratoire, évacuation des gaz Tubes snap-cap (10 ml) Porter un manteau de laboratoire Gants Porter des gants Blouse de laboratoire Porter des lunettes Lunettes de protection Solution de lavage des yeux sous la main Brucelles (plates et pointues) Mode opératoire de laboratoire Dès que l’échantillon de diatomées ne contient plus de restes de mousses, de petits cailloux, de feuilles ou d’autres grosses particules, on devrait commencer par filtrer grossièrement l’échantillon avec une passoire après l’avoir bien secoué. Le résidu dans le tamis peut être jeté. Laisser décanter suffisamment longtemps le matériel déposé dans le récipient de l’échantillon et le transférer dans un creuset de porcelaine étiqueté. L’eau résiduelle est évaporée à l’étuve à environ 90 °C. Les creusets sont placés dans le four à moufle et portés lentement à 450 °C pendant 2.5 h. Cette température est conservée pendant 2.5 heures supplémentaires. Après refroidissement des creusets, le résidu est recueilli avec environ 10 à 20 ml d’acide chlorhydrique (32%) et transféré dans un cylindre de Nessler de 100 ml (Attention ! Le matériel très calcaire réagit fortement !) Sous la chapelle, on ajoute environ 20 ml d’eau oxygénée (30%). Les échantillons doivent être surveillés pendant la réaction qui s’ensuit. Si un débordement menace à la suite d’une réaction trop forte, le cylindre de Nessler doit être brièvement refroidi au bain-marie. Après ralentissement de la réaction, on ajoute 10 à 20 ml supplémentaires d’eau oxygénée (30%). Si la réaction diminue de nouveau, on met les échantillons au bain-marie et on les chauffe pendant une heure environ à 75-80 °C. On laisse ensuite les cylindres de Nessler refroidir et on les remplit d’eau désionisée. Après 24 heures, on décante le surnageant et on transvase de nouveau l’échantillon avec de l’eau désionisée. On répète ce processus 3 à 4 fois jusqu’à ce que l’eau en surface présente un pH de 5. Le matériel maintenant préparé et lavé est introduit dans un tube snap-cap de 10 ml préalablement étiquetés. Selon la quantité de matériel disponible, on prélève une prise aliquote de 0.2 à 0.5 ml et on la place dans une éprouvette. On la dilue ensuite avec de l’eau désionisée jusqu’à ce qu’il ne subsiste qu’un léger trouble. On place 0.5 ml de la dilution sur une lamelle couvre-objet et on laisse évaporer l’eau à la température ambiante pendant une nuit sans courant d’air. La préparation (lamelle couvre-objet) peut ensuite être montée au moyen de Naphrax sur une lame porte-objet. Il est recommandé de réaliser plusieurs préparations avec des dilutions diverses. Pour inclure les diatomées, on dépose une goutte de Naphrax sur une lame porte-objet, on la chauffe brièvement (ébullition, le toluène s’échappe), on place la lamelle couvre-objet avec les diatomées en bas sur la goutte de Naphrax et on dépose la lame porte-objet sur un support froid. Avec des brucelles plates, on presse ensuite



délicatement la lamelle couvre-objet pour que le Naphrax encore liquide se répartisse sans bulles d’air sous la lamelle couvre-objet. On colle ensuite une étiquette sur la préparation et on la laisse refroidir suffisamment longtemps (12 heures) avant de l’utiliser. Le Naphrax doit être complètement durci. Si les préparations permanentes sont utilisables, on conserve le reste du matériel préparé dans du formaldéhyde (solution définitive à 4%). Si le reste du matériel préparé doit être conservé à sec, on pipette l’eau dans les tubes snap-cap et on sèche le matériel préparé à environ 40 à 50 °C. Il faut cependant faire attention que les diatomées ne se brisent pas au séchage.



A4.3 Oxydation à chaud (acide sulfurique, nitrate de potassium, filtration) Selon Straub (1981), Iserentant, Ector, Straub & Hernandez-Becerril (1999) et instructions du Service des denrées alimentaires Appareils et matériel Produits chimiques Béchers (250 ml) Solution de formaldéhyde (37%, neutralisé) Plaque chauffante Acide chlorhydrique (32%) Installation d’ultra filtration Acide sulfurique concentré Trompe à eau Nitrate de potassium solide Filtre en téflon (pores ≤ 5 µm) Ethanol Statif avec plaque, fixation d’entonnoir et brides Eau désionisée avec produit de vaisselle dissous Entonnoirs en verre (env. 10 cm de diamètre) Lames porte-objets (pour microscopie) Mesures de sécurité Lamelles couvre-objets (rondes, diamètre 20 mm) Chapelle de laboratoire, évacuation des gaz Tubes snap-cap (10 ml) Porter une blouse de laboratoire Gants Porter des gants Blouse de laboratoire Porter des lunettes Lunettes de protection Solution de lavage des yeux sous la main Brucelles (plates et pointues) Spatule de laboratoire Mode opératoire de laboratoire Si l’échantillon de diatomées contient des restes de mousses, de petits cailloux, de feuilles ou d’autres grosses particules, on doit commencer par filtrer grossièrement l’échantillon avec une passoire après l’avoir bien secoué. Le résidu dans le tamis peut être jeté. Le matériel ainsi filtré est transvasé dans un bécher étiqueté. On ajoute ensuite 10 à 20 ml d’acide chlorhydrique concentré (attention à la production de mousse à la suite de la dissolution du calcaire). L’échantillon doit ensuite être brièvement porté à ébullition sur la plaque chauffante, puis refroidi en le laissant reposer. La solution d’acide chlorhydrique est ensuite éliminée de l’échantillon refroidi par décantation, centrifugation ou filtration (laver, neutraliser). Nous décrivons ici la variante filtration au moyen d’une trompe à eau, d’une installation d’ultra filtration et d’un filtre en téflon résistant aux acides. Lors de la préparation de l’installation de filtration, on doit d’abord mouiller le filtre en téflon avec de l’éthanol et le rincer ensuite avec de l’eau désionisée. On peut ensuite filtrer l’échantillon contenant l’acide chlorhydrique. Le résidu du filtre est ensuite rincé plusieurs fois avec l’eau désionisée. Les grosses particules qui subsistent sur le filtre, comme les feuilles de mousses ou les larves d’insectes, peuvent être éliminées avec des brucelles pointues. Retirer ensuite le filtre en téflon portant le matériel à l’aide de brucelles plates et le déposer dans le même bécher étiqueté. Ajouter alors 8 ml d’acide sulfurique concentré, diluer très faiblement avec de l’eau désionisée et porter l’échantillon à ébullition sur la plaque chauffante. La solution se teinte alors en brun ou en noir selon la teneur en matière organique (carbonisation des particules). On ajoute alors prudemment à la solution chaude, avec une spatule de laboratoire, du nitrate de potassium sous forme de poudre jusqu’à ce que la solution devienne claire (oxydation du carbone organique, attention : lors de ce processus, des vapeurs nitreuses brunâtres peuvent apparaître). La solution est ensuite refroidie, diluée avec un peu d’eau et filtrée à nouveau au moyen de la trompe à eau, de l’installation d’ultra filtration et d’un filtre en téflon neuf. Pour empêcher les agglutinations de diatomées dans la préparation permanente, le matériel préparé peut être lavé avec un peu de produit à vaisselle. Les restes de filtre en téflon qui subsistent dans l’échantillon peuvent être éliminés. Après le lavage avec le produit à vaisselle, rincer à nouveau plusieurs fois avec soin le résidu de filtration contenant les diatomées avec de l’eau désionisée. Les diatomées sont maintenant séparées du filtre en téflon et introduites dans un tube snap-cap de 10 ml étiqueté. Pour cela, un entonnoir en verre est posé sur un statif dans une bride annulaire et son ouverture inférieure placée dans un tube snap-cap étiqueté. Enlever ensuite de l’installation de filtration le filtre en téflon retenant les



diatomées préparées, au moyen de brucelles plates, et le déposer à l’intérieur de l’entonnoir. Le résidu de filtration est ensuite raclé avec précaution à l’aide de brucelles plates et transvasé avec un peu d’eau désionisée dans le tube. Le filtre en téflon peut ensuite être éliminé. Au lieu de reprendre les diatomées sur le filtre en téflon, on peut aussi introduire ce filtre directement dans un tube snap-caps avec un peu d’eau. En secouant intensivement le récipient les diatomées se détachent facilement. Selon la quantité de matériel disponible, on prélève une prise aliquote de 0.2 à 0.5 ml et on la place dans une éprouvette. On la dilue ensuite avec de l’eau désionisée jusqu’à ce qu’il ne subsiste qu’un léger trouble. On place 0.5 ml de la dilution sur une lamelle couvre-objet et on laisse évaporer l’eau à la température ambiante pendant une nuit sans courant d’air. La préparation (lamelle couvre-objet) peut ensuite être montée au moyen de Naphrax sur une lame porte-objet. Il est recommandé de réaliser plusieurs préparations avec des dilutions diverses. Pour inclure les diatomées, on dépose une goutte de Naphrax sur une lame porte-objet, on la chauffe brièvement (ébullition, le toluène s’échappe), on place la lamelle couvre-objet avec les diatomées en bas sur la goutte de Naphrax et on dépose la lame porte-objet sur un support froid. Avec des brucelles plates, on presse ensuite délicatement la lamelle couvre-objet pour que le Naphrax encore liquide se répartisse sans bulles d’air sous la lamelle couvre-objet. On colle ensuite une étiquette sur la préparation et on la laisse refroidir suffisamment longtemps (12 heures) avant de l’utiliser. Le Naphrax doit être complètement durci. Si les préparations permanentes sont utilisables, on conserve le reste du matériel préparé dans du formaldéhyde (solution définitive à 4%). Si le reste du matériel préparé doit être conservé à sec, on pipette l’eau dans les tubes snap-cap et on sèche le matériel préparé à environ 40 à 50 °C. Il faut cependant faire attention que les diatomées ne se brisent pas au séchage.



A5. Liste d’adresses pour commander le matériel Schweizerische Arbeitsgemeinschaft für Mikroflora, c/o AquaPlus, Bundesstrasse 6, CH-6300 Zug Matériel d’échantillonnage, racleurs à diatomées et ustensiles, voir aussi www.aquaplus.ch (téléchargements) Brunel Microscopes Ltd., Unit 6 Enterprise Centre, Bumpers Way, Bumpers way Industrial Estate, Chippenham Wilts, SN14 6QA United Kongdom, voir aussi www.brunelmicroscopes.co.uk/coverslips.html Naphrax Mesomatic AG Zürich, Konradstrasse. 18, case postale 2673, CH-8021 Zurich Etiquettes pour lames portes-objets, article CIL Laser-Etiketten, numéro d’article L23-9100



A6. Documentation sur l’autoécologie de 188 taxons Cette documentation est à télécharger sur la page internet www.modul-stufen-konzept.ch. Elle constitue

une aide précieuse à l’interprétation des résultats des analyses de diatomées, tant au point de vue des communautés, que des indices de qualité d’eau.

A.6.1 Liste taxonomique avec valeurs d’indication D et G Pour chacun des taxons, les graphiques d’optima écologiques sont présentés. Ces graphiques résument les

études statistiques, qui ont été nécessaires à l’estimation des valeurs d’indication D et G attribuées aux diatomées. Cette série de documents n’a pas été traduite en français, mais l’un d’entre eux (traduit) est présenté à titre d’exemple en page 38, fig. 7.

A.6.2 Autoécologie des diatomées Pour chaque taxon, les aspects écologiques suivants sont présentés (base de données de 4'554

échantillons = relevés de diatomées, banque de données BIS AquaPlus) : - sa distribution géographique en Suisse - son abondance ainsi que son degré d’occurrence dans les différents milieux aquatiques

- sa distribution par rapport aux 6 paramètres chimiques retenus pour le nouvel étalonnage du DI-CH - sa fréquence dans les 8 classes d’évaluations chimique et biologique de qualité d’eau

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