UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR · UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE DOCTORALE...
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UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR
ECOLE DOCTORALE PHYSIQUE, CHIMIE, SCIENCES DE LA TERRE, DE
L’UNIVERS ET DE L’INGENIEUR
ECOLE SUPERIEURE POLYTECHNIQUE
Année : 2013 N° d’ordre :
THÈSE DE DOCTORAT
Spécialité : Systèmes Energétiques et Environnement
Présentée par :
Nafissatou DIOP
Ingénieure en Développement Agro-alimentaire et Transfert de Technologie
CARACTÉRISATION DU DITAX (Detarium senegalense J.F.Gmel) ET
ÉTUDE DE SA TRANSFORMATION EN NECTAR.
Laboratoire d’accueil : UMR Qualisud, CIRAD, Département PERSYST
Soutenue le 28 Décembre 2013 devant le jury composé de :
M. Amadou Tidiane GUIRO Professeur Titulaire, FST/UCAD Président
M. Abdoulaye SAMB Professeur Titulaire, FST/UCAD Rapporteur
M. Emmanuel BASSENE Professeur Titulaire, FMPOS/UCAD Rapporteur
Mme Mama SAKHO Maître de Conférences, ESP/UCAD Examinateur
M. Mady CISSE Maître de Conférences, ESP/UCAD Examinateur
M. Oumar SOCK Professeur Titulaire, ESP/UCAD Directeur de Thèse
M. Manuel DORNIER Professeur, Montpellier SupAgro Co-Directeur
i
Je dédie cette thèse à : Mes parents Mamadou et Licka,
Mon époux Baba, Ma fille, Mame-Fatou
ii
Pour la réalisation de ce travail, nous avons bénéficié de :
L’appui financier de l’Institut de Technologie Alimentaire.
L’appui financier du Fonds National de Recherche Agricoles et
Agroalimentaires (FNRAA) à travers le Programme des Services
Agricoles et Organisations de Producteurs Phase II.
L’appui financier et technique du Centre de Coopération Internationale
en Recherche Agronomique pour le Développement (CIRAD).
L’appui financier du Programme de Productivité Agricole en Afrique de
l’Ouest (PPAAO-WAAPP)
iii
REMERCIEMENTS
Ce travail de recherche présenté ici, a été possible grâce au soutien de personnes et
d’institutions que je tiens à remercier.
Tout d’abord, j’adresse mes remerciements au Dr Ababacar Sadikh Ndoye, Directeur
Général de l’Institut de Technologie Alimentaire, pour avoir autorisé la réalisation de ce
travail cumulativement à mes fonctions. Ces remerciements s’adressent aussi au Dr Amadou
Kane, Directeur de la Recherche et du Développement.
J’adresse mes chaleureux remerciements à M. Max Reynes, Ex-Directeur de l’UMR
Qualisud du CIRAD pour m’avoir accueilli au sein de sa structure. Il m’a toujours soutenu et
encouragé pour mener ce travail de recherche dans les meilleures conditions. Ces
remerciements s’adressent également à M. Antoine Collignan, Directeur de l’UMR Qualisud.
Je tiens à remercier solennellement M. Oumar Sock, Professeur Titulaire de classe
exceptionnelle, Directeur Général de l’Enseignement Supérieur pour avoir accepté de diriger
cette thèse. En dépit de ses nombreuses responsabilités, il a fait preuve d’une grande
disponibilité à mon égard et m’a toujours conseillé.
J’exprime toute ma reconnaissance à M. Manuel Dornier, Professeur à Montpellier
SupAgro, Chercheur au CIRAD, pour avoir co-dirigé cette thèse. Je lui adresse mon immense
et profonde gratitude pour sa disponibilité, son encadrement, sa patience et son engagement
pour la réalisation de ce travail.
Je tiens à remercier M. Abdoulaye Samb, Professeur Titulaire à la Faculté des
Sciences et Techniques et M. Emmanuel Bassene, Professeur Titulaire à la Faculté de
Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie, d’avoir accepté de rapporter cette thèse.
Je remercie également Mme Mama Sakho, Maître de Conférences et M. Amadou Tidiane
Guiro, Professeur Titulaire, Recteur de l’Université du Sine-Saloum pour leur participation à
l’examen de cette thèse.
J’exprime également toute ma reconnaissance à M. Yves Pélissier, Professeur
des Universités et responsable du Laboratoire de Pharmacognosie à l’Université Montpellier 1,
pour m’avoir accepté dans son laboratoire dans le cadre de l’étude botanique des formes
comestibles et toxiques. Mes remerciements s’adressent également à Mme Sylvie Munier,
Maître de Conférences pour son aide et son assistance dans l’étude chimique des formes
comestibles et toxiques. Je remercie M. Fréderic Boudard, Maître de Conférences à l’UM 1,
pour la réalisation des essais de cytotoxicité. Ces remerciements s’adressent également à M.
Michel Laroque, Professeur des Universités à l’UM 1.
iv
J’exprime mes profonds remerciements et toute ma reconnaissance aux chercheurs de
l’UMR Qualisud ; Alexia Prades, Claudie-Dhuique Mayer, Marc Lebrun et Christian Mertz
pour leur encadrement, leur conseil et leur implication. Ces remerciements s’adressent aussi à
Nawel Achir pour sa contribution dans ce travail. Mes remerciements vont également à
l’endroit du personnel technique de l’UMR en particulier, Adrien, Najat, Julien et Pascaline.
Mes chaleureux remerciements vont à l’endroit de mon sénior et parrain, Dr Mady
Cissé qui n’a ménagé aucun effort et qui m’a accompagné à chaque étape dans ce travail. Je
remercie également Dr Soro Doudjo pour ses conseils et ses encouragements.
Je remercie mes collègues de l’Atelier fruit et légumes de l’ITA, M. Oumar Diémé, M.
Babacar Dieng et M. Noël Diandy pour leur disponibilité et leur soutien. Je remercie
également M. Augustin Ndiaye et Mme Mary Forster pour leurs encouragements et leurs
prières. Je remercie tout le personnel de l’ITA, en particulier Adjaratou Basse Dieng,
Seynabou Momar Fall Kane, Aicha Sarr, Anta Faye Diallo, Pape Demba Camara, Mamadou
Dioum, Penda Tall Diop, Djibril Traoré, Djiby Oumar sy, Aïcha Diedhiou et Ndéye Séye
Doumouya.
Je remercie chaleureusement les assistantes de l’UMR Qualisud du CIRAD en
particulier Nadine Lopez, Jocelyne Renda, Marie Pierre Obede et Chantal Canales ainsi que
les secrétaires de l’ITA.
v
PUBLICATIONS ET COMMUNICATIONS
Diop N., Dornier M., Dhuique-Mayer C., Prades A., Munier-Pantel S., Pélissier Y., Laroque
M., Sock O. Caractérisation d’un fruit sauvage du Sénégal : le Ditax (Detarium senegalense
J.F. Gmel), in : Boëtsch G., Guerci A., Gueye L., Guisse A., Les plantes du Sahel, Usages et
Enjeux sociaux, CNRS EDITIONS, 2012, Paris, pp99-108.
Diop Ndiaye, N., Dhuique-Mayer, C., Cisse M, and Dornier M. (2011). Identification and
thermal degradation kinetics of chlorophyll pigments and ascorbic acid from ditax nectar
(Detarium senegalense J.F.Gmel), J. Agric. Food Chem., 59 (22), pp 12018–12027.
Diop N., Ndiaye A., Cisse M., Diémé O., Dornier M., Sock O. (2010). Le ditax (Detarium
senegalense J. F. Gmel.) : principales caractéristiques et utilisations au Sénégal. Fruits, 65,
293-306.
Diop N., Dornier M., Dhuique-Mayer C; Prades A., Munier-Pantel S., Pélissier Y., Laroque
M., Sock O. Caractérisation d’un fruit sauvage du Sénégal: le Ditax (Detarium senegalense
J.F. Gmel). Colloque international et interdisciplinaire sur les plantes alimentaires,
médicinales et cosmétiques en zone sahélienne, 20-22 oct. 2010 – Dakar.
Diop N., Munier S., Sock O., Reynes M., Larroque M., Dornier M., Pelissier Y. Etude
comparative des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense J.F. Gmel,
Symposium d’aromathérapie, Grasse, Poster présenté par Bellon L., Caravaca M, Nowacki L.,
mars 2010, France.
Diop Ndiaye N., Ndiaye A., Diémé O., Dieng B, Forster M., Fall Kane S.M. Nectar de ditax.
Institut de Technologie Alimentaire (ITA), Fonds National de Recherche Agricole et Agro
Alimentaire (FNRAA), Fiche technique de fabrication, Février 2011, Dakar.
vi
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Detarium senegalense J. F. Gmel dans son habitat naturel (île de Falia). ................ 4
Figure 2 : Ecorce (a), folioles (b) et fleurs (c) de Detarium senegalense J. F. Gmel. 16 ....... 4
Figure 3 : Structure du Composé G : 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine 17 ....................... 6
Figure 4 : Principales zones de cueillette du Ditax dans les Régions de Fatick et de
Ziguinchor au Sénégal [33] ........................................................................................................ 8
Figure 5 : Evolution de la production enregistrée de ditax de 1997 à 2011 37. ................... 10
Figure 6 : Fruits (a), épicarpe (coques) (b) et noyau dépulpé (c) de Detarium senegalense J.F.
Gmel 33. ................................................................................................................................ 13
Figure 7 : Différentes étapes de la transformation artisanale du Ditax : décorticage et
extraction de la pulpe au mortier (a), tamisage manuel (b) et purée diluée (c). ....................... 17
Figure 8 : Extracteur mécanique adapté à l’extraction de la pulpe de ditax. .......................... 18
Figure 9 : Diagramme de fabrication du nectar de ditax standardisé par l’Institut de
Technologie Alimentaire (ITA) de Dakar. ............................................................................... 19
Figure 10 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a chez les plantes supérieures
47, 49, 51-57. ......................................................................................................................... 22
Figure 11 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées
au cours des différents procédés de transformation 50, 68-69, 76, 78, 80, 82, 86-87. .......... 26
Figure 12 : Structure chimique (a) des composés chlorophylliens et de la phéophytine a et (b)
de ses molécules dérivées. ........................................................................................................ 27
Figure 13 : Dispositif mis en place pour l’extraction des composés volatils à froid sous azote.
.................................................................................................................................................. 52
Figure 14 : Dispositif SAFE. .................................................................................................. 52
Figure 15 : Système Kuderna-Danish. .................................................................................... 53
Figure 16 : Extraction des composés volatils des fruits toxiques et comestibles sur l’arbre (a)
et juste après cueillette (b) ........................................................................................................ 61
Figure 17 : Masses moyennes des différents constituants de fruits de D. senegalense collectés
dans 6 localités du Sénégal (Moyenne et écart-type mesurés sur 30 mesures). ....................... 66
Figure 18 : Profils chromatographiques des pigments de la pulpe de ditax à 450 nm (a) et
400 nm (b). Pics : chlorophylle b, 1; lutéine, 2; chlorophylle b’, 3; zéaxanthine, 4;
chlorophylle a, 5; chlorophylle a’, 6; hydroxyphéophytine b’, 7; phéophytine b, 8;
hydroxyphéophytine a’, 9; phéophytine a, 10; β-carotène, 11 et 9-cis β-carotène, 12. ........... 73
Figure 19 : Procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe et de préparation du
nectar (moyennes et écart-types sur 3 mesures). ...................................................................... 82
Figure 20 : Hauteur de sédimentation de la pulpe en fonction du temps dans les nectars de
ditax préparés suivant les procédés traditionnel et mécanisé. .................................................. 84
vii
Figure 21 : Observation au microscope optique des nectars élaborés suivant les procédés
traditionnel (a) et mécanisé (b). ................................................................................................ 85
Figure 22 : Comparaison des principaux composés volatils des nectars de ditax préparés
selon les procédés traditionnel et mécanisé. ............................................................................. 86
Figure 23 : Evolution de l’écart de couleur (ΔE) du nectar de ditax au cours du stockage à
4°C (a) et à 30°C (b) conditionné dans différents types d’emballages. ................................... 87
Figure 24 : Stabilité du nectar de ditax pasteurisé après 54 jours de stockage à 4°C sans
homogénéisation (a) et après homogénéisation (b à f) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar. ............. 88
Figure 25: Nectar de ditax pasteurisé après stockage 34 jours à température ambiante (a) et à
4°C (b); et stockage 190 jours à 4°C (c) dans des sachets opaques 12PET/90PE .................. 89
Figure 26 : Chromatogrammes à 400 nm du nectar de ditax avant (A) et après un traitement
thermique de 2h à 95°C (B). Pics 1-6 identifiés dans le nectar non chauffé ; pics a – e
identifiés dans le nectar chauffé : lutéine, 1; hydroxyphéophytine b’, 2; phéophytine b, 3;
hydroxyphéophytine a’, 4; phéophytine a, 5 ; β-carotène, 6 ; composé chlorophyllien non
identifié, a; composé chlorophyllien non identifié, b; pyrophéophytine b, c; pyrophéophytine a,
d; composé chlorophyllien non identifié, e. ............................................................................. 90
Figure 27 : Evolution de la concentration (mg.L-1
) des principaux pigments identifiés dans le
nectar de ditax après chauffage pendant 120 min à 80 et 95°C. .............................................. 92
Figure 28 : Cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a (a) et de
l’hydroxyphéophytine a’ (b) (moyennes de 2 traitements thermiques en double 2 x 2n). ....... 93
Figure 29 : Droites d’Arrhenius (a) pour la constante de vitesse de réaction suivant la
température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le
modèle d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. ................................ 95
Figure 30 : Cinétiques de dégradation thermique de l’acide ascorbique (moyenne de trois
traitements en triple 3 x 3n). ..................................................................................................... 97
Figure 31 : Droites d’Arrhenius (a) pour la constante de vitesse de réaction suivant la
température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et la droite suivant le
modèle d’Eyring (c) pour l’acide ascorbique. .......................................................................... 99
Figure 32 : Exemples de pertes estimées en phéophytine a (a), hydroxyphéophytine a’ (b) et
acide ascorbique (c) à différentes température suivant le modèle d’Eyring. ......................... 100
Figure 33 : Traitements non isothermes du nectar de ditax : traitement 1, 70°C/100 min,
VP=105,1 min ; Traitement 2, 80°C / 10 min, VP=126,1 min ; traitement 3, 85°C / 3 min,
VP=187,4 min. ....................................................................................................................... 101
Figure 34 : Schéma réactionnel observable de la dégradation de la phéophytine dans le nectar
de ditax. .................................................................................................................................. 102
Figure 35 : Evolution des formes a de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la
pyrophéophytine au cours des traitements thermique du nectar de ditax à 70°C, 80, 90 et
95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points). ............ 104
viii
Figure 36 : Evolution des formes b de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la
pyrophéophytine au cours des traitements thermique du nectar de ditax à 70°C, 80, 90 et
95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points). ............ 104
Figure 37 : Evolution des constantes de vitesse des formes a en fonction de la température.
................................................................................................................................................ 106
Figure 38 : Evolution des constantes de vitesse des formes b en fonction de la température.
................................................................................................................................................ 106
Figure 39 : Feuille d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense face supérieure
(a), face inférieure (b), poches jaunes au niveau du limbe (c) ; apex (d) ; pétiole (e) ; pétiole
velu (f). ................................................................................................................................... 108
Figure 40 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. senegalense forme
comestible : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; limbe (d) ; apex face
supérieure (e) ; apex face inférieure (f) ; pétiole (g). ............................................................. 108
Figure 41 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. Senegalense forme
toxique : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; apex face supérieure (d) ; apex
face inférieure (e) ; pétiole (f). ............................................................................................... 109
Figure 42 : Observation au microscope optique de feuille d’une jeune plante de la forme
comestible de D. senegalense : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; épiderme
inférieur (c) ; épiderme inférieur à soulèvement et poils tecteurs (d) ; stomates (e) ; nervure
primaire avec poils tecteurs (f). .............................................................................................. 110
Figure 43 : Observation au microscope optique de feuille d’un arbre adulte de D. senegalense
forme comestible : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois et
prismes d’oxalate de calcium (c) ; épiderme inférieur (d) ; stomates (e, f) ; poils tecteurs (g).
................................................................................................................................................ 111
Figure 44 : Observation au microscope optique de feuille d’un arbre adulte de D. senegalense
forme toxique : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois (c) ;
épiderme inférieur (d) ; soulèvement de l’épiderme inférieur (e) ; poils tecteurs (g). ........... 112
Figure 45 : Observation macroscopique du fruit comestible ; fruit entier (a) ; fruit décortiqué
recouvert de pulpe (b) ; coupe du fruit (c) ; noyau dépulpé (d) ; coupe du noyau (e), amande
de la graine (g). ....................................................................................................................... 113
Figure 46 : Observation microscopique du fruit comestible : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;
endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; pédoncule du fruit (e). ........................................ 113
Figure 47 : Observation macroscopique du fruit toxique : fruit entier (a) ; fruit décortiqué
recouvert de pulpe (b) ............................................................................................................ 114
Figure 48 : Observation microscopique du fruit toxique : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;
endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; albumen (e) ; pédoncule du fruit (f) ................... 114
Figure 49 : Plaques CCM des extraits de pulpes et de feuilles comestibles et toxiques : dépôts
des extraits sur la plaque (a) ; plaque après migration dans le solvant toluène acétate d’éthyle
97:3 (b) ; détection UV-254 nm (c) ; détection UV-365 nm (d) ; révélation avec l’acide
phosphomolybdique (e) ; révélation avec l’anisaldéhyde (f). Légende : pulpe comestible (1),
pulpe toxique (2), feuille jeune plante comestible (3), feuille arbre adulte comestible (4),
feuille arbre adulte toxique (5). .............................................................................................. 115
ix
Figure 50 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles (a) et d’écorce (b)
d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense. ...................................................... 117
Figure 51 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles d’arbre adulte
comestible (a) et toxique (b) ; d’écorce d’arbre adulte comestible (c) et toxique (d) de
Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5. ................................................................ 118
Figure 52 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de pulpe comestible (a), pulpe
toxique (b), coque comestible (c) et coque toxique (d) de Detarium senegalense. Colonne
capillaire RTX 5. .................................................................................................................... 119
Figure 53 : Chromatogramme du mélange des étalons de lupénone (tr 56,54 min) et de lupéol
(tr 57,02 min)……………………………………………………………………………….120
Figure 54 : Zone d’intérêt de tr 56 à 58 min des chromatogrammes des différents extraits de
feuilles de Detarium senegalense : extrait dichlorométhane de feuille comestible (a) ; extrait
dichlorométhane de feuille comestible avec solution de référence contenant lupénone et
lupéol (b) ; extrait de feuille toxique (c) ; extrait de feuille toxique avec solution de référence
contenant lupénone et lupéol (d) ; extrait éther de feuille (mélange de 5 arbres toxiques
différents concentrés et repris dans du dichlorométhane (e) ; extrait éther de feuille (mélange
de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) avec solution de
référence contenant lupénone et lupéol (f) ; extrait acétone de feuille (mélange de 5 arbres
toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) (g) ; extrait acétone de
feuille (mélange de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane)
avec solution de référence contenant lupénone et lupéol (f). ................................................. 121
Figure 55 : Structure chimique du lupéol (a) et de la lupénone (b) ....................................... 122
Figure 56 : Test de détection de l’acide cyanhydrique dans les échantillons de ditax par le test
du papier picrosodé. ............................................................................................................... 122
Figure 57 : Chromatogrammes HPLC des composés phénoliques (détection à 280 nm) des
extraits de pulpe comestible (a) et toxique (b) de D. senegalense. ........................................ 124
Figure 58 : Spectre UV et spectre de masse du composé (36,74 min) dans l’extrait de pulpe
toxique. ................................................................................................................................... 126
Figure 59 : Comparaison du profil des composés volatils (a) piégés par SPME sur des fruits
entiers toxiques (tracé noir) et comestibles (tracé rose) ; chromatogrammes entre 6,8 et 7,3
min avec le spectre de masse de l’isovaléronitrile (3 méthyle, butane nitrile) identifié dans les
fruits entiers toxiques de D. senegalense (b). ......................................................................... 128
Figure 60 : Evaluation de la toxicité cellulaire des extraits comestibles et toxiques de ditax
après 6h de traitement sur des cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ..... 129
Figure 61 : Evaluation de la toxicité cellulaire des lyophilisats après 6h de traitement sur les
cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ..................................................... 130
Figure 62 : Evaluation de la toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile après 6h de traitement sur
les cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ................................................ 130
x
LISTE DES TABLEAUX
Tableau I : Symptômes observés suite à l’ingestion du fruit toxique de Detarium senegalense
J.F. Gmel. --------------------------------------------------------------------------------------------------- 7
Tableau II : Appellations vernaculaires de Detarium senegalense J.F. Gmel au Sénégal 1-2,
15, 19, 26, 30, 32, 35, 36. -------------------------------------------------------------------------------- 9
Tableau III : Composition chimique (constituants pour 100 g de pulpe fraîche) de la pulpe de
ditax. -------------------------------------------------------------------------------------------------------- 15
Tableau IV : Spectres d’absorption des principaux composés chlorophylliens. ---------------- 28
Tableau V : Paramètres des cinétiques de dégradation thermique de la chlorophylle a et de
ses molécules dérivées dans divers produits. --------------------------------------------------------- 30
Tableau VI : Composition nutritionnelle de quelques nectars et boissons à base de fruits
locaux au Sénégal 115. --------------------------------------------------------------------------------- 34
Tableau VII : Analyses physico-chimiques classiques effectuées sur les différents
échantillons de ditax étudiés. --------------------------------------------------------------------------- 39
Tableau VIII : Composition du standard externe utilisé en HPLC-DAP pour le dosage des
sucres. ------------------------------------------------------------------------------------------------------ 40
Tableau IX : Gradient utilisé pour la séparation des pigments en HPLC. ----------------------- 42
Tableau X : Prise d’essai (g) utilisée dans la préparation des solutions. ------------------------- 64
Tableau XI : Masse et diamètre des fruits de D. senegalense récoltés dans différentes
localités du Sénégal (moyennes et écart- type sur 30 mesures, les moyennes suivies d’une
lettre différente sont significativement différentes au seuil P < 0,05 (méthode de Newman et
Keuls). ------------------------------------------------------------------------------------------------------ 65
Tableau XII : Principales caractéristiques de la pulpe du fruit de Detarium senegalense à
partir d’échantillons collectés dans différentes zones géographiques au Sénégal. (Moyennes et
écart-types sur 3 mesures). ------------------------------------------------------------------------------ 68
Tableau XIII : Quelques caractéristiques de la graine de Detarium senegalense J.F.Gmel
(Moyennes et écart-type sur 3 mesures). -------------------------------------------------------------- 71
Tableau XIV : Données spectrales des pigments détectés dans la pulpe de ditax. ------------- 72
Tableau XV : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax (Pulpe 1, pigments analysés
dans la pulpe fraîche ; Pulpe 2, pigments analysés dans la pulpe après 1 an de stockage à -
20°C) (Moyennes et Écart-type sur 3 déterminations). --------------------------------------------- 74
Tableau XVI : Teneur en principaux pigments des différentes pulpes étudiées (Moyennes et
écart-types sur 3 déterminations). ---------------------------------------------------------------------- 76
Tableau XVII : Composés d’arômes identifiés dans la pulpe de ditax après extraction par la
technique SAFE et séparation sur colonne polaire et apolaire. ------------------------------------ 78
Tableau XVIII : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax et dans le nectar de ditax
avant et après chauffage à 95°C pendant 2h (Moyennes et Écart-type sur 3 déterminations). 91
xi
Tableau XIX : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine
a et de l’hydroxyphéophytine a’ en fonction de la température (Moyenne de deux traitements
thermiques). ----------------------------------------------------------------------------------------------- 94
Tableau XX : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de la phéophytine a et de
l’hydroxyphéophytine a’ suivant différents modèles. ----------------------------------------------- 96
Tableau XXI : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de l’acide
ascorbique en fonction de la température (Moyenne de 3 traitements). -------------------------- 97
Tableau XXII : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de l’acide ascorbique
suivant différents modèles. ------------------------------------------------------------------------------ 98
Tableau XXIII : Pertes (%) expérimentales et calculées en phéophytine a,
hydroxyphéophytine a’ et acide ascorbique durant différents traitements thermiques non
isotherme du nectar de ditax. -------------------------------------------------------------------------- 102
Tableau XXIV : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les
formes a. ------------------------------------------------------------------------------------------------- 105
Tableau XXV : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les
formes b. ------------------------------------------------------------------------------------------------- 105
Tableau XXVI : Caractéristiques physico-chimiques des nectars de ditax obtenus suivant les
procédés traditionnel et mécanisé. --------------------------------------------------------------------- 83
Tableau XXVII : Caractéristiques biochimiques des nectars issus des procédés traditionnel et
mécanisé. --------------------------------------------------------------------------------------------------- 85
Tableau XXVIII : Evolution de la teneur en acide ascorbique (mg.100mL-1
de nectar) au
cours du stockage à 4°C et 30°C du nectar de ditax conditionné dans différents types
d’emballages. ---------------------------------------------------------------------------------------------- 88
Tableau XXIX : Evolution de la flore microbiologique du nectar de ditax pasteurisé au cours
du stockage à 4°C et à 30°C. ---------------------------------------------------------------------------- 89
Tableau XXX : Composés phénoliques identifiés dans les pulpes des fruits comestibles et
toxiques de D.senegalense. ---------------------------------------------------------------------------- 125
xii
SOMMAIRE
INTRODUCTION .................................................................................................................... 1
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................................................................... 3
1. PRESENTATION DU FRUIT DU DETARIUM SENEGALENSE J.F.GMEL : LE DITAX 3
1.1. Botanique ................................................................................................................................. 3
1.2. Forme toxique du ditax ............................................................................................................ 5
1.3. Aires de répartition et noms vernaculaires .............................................................................. 7
1.4. Aspects socio-économiques et statistiques de production au Sénégal ................................... 10
1.5. Circuits de collecte et de distribution du ditax ...................................................................... 11
1.6. Description, composition chimique et utilisation du fruit ..................................................... 12
1.6.1. Généralités .................................................................................................................................... 12
1.6.2. Stade de récolte optimal et durée de conservation ........................................................................ 13
1.6.3. Composition chimique et utilisation ............................................................................................. 14
1.7. Transformation du fruit .......................................................................................................... 16
1.7.1. Aptitudes des fruits à la transformation ........................................................................................ 16
1.7.2. Transformation primaire du ditax ................................................................................................. 16
1.7.2.1. Transformation artisanale ...................................................................................................... 16
1.6.2.2. Décorticage et extraction mécaniques de la purée de ditax ................................................... 17
1.6.2.3. Fabrication des produits à base de ditax ................................................................................ 18
2. DÉGRADATION DES PIGMENTS CHLOROPHYLLIENS VERTS ................................. 20
2.1. Dégradation durant la sénescence des feuilles et la maturation des fruits ............................. 20
2.2. Dégradation lors des transformations industrielles ................................................................ 23
2.3. Aspects cinétiques et paramètres thermodynamiques............................................................ 29
2.4. Extraction et analyse des pigments chlorophylliens par HPLC ............................................. 32
2.4.1. Extraction des pigments ................................................................................................................ 32
2.4.2. Analyse des pigments par HPLC .................................................................................................. 32
3. LES BOISSONS À BASE DE FRUITS LOCAUX AU SÉNÉGAL........................................ 33
MATERIELS ET METHODES ........................................................................................... 37
1. MATERIEL VEGETAL ............................................................................................................ 37
2. METHODES ANALYTIQUES ................................................................................................. 38
2.1. Détermination de la teneur en sucres simples ........................................................................ 38
2.2. Quantification de la vitamine C ............................................................................................. 40
2.2.1. Extraction ...................................................................................................................................... 40
2.2.2. Dosage par HPLC ......................................................................................................................... 40
xiii
2.3. Détermination des acides organiques .................................................................................... 41
2.4. Caractérisation des pigments (caroténoïdes et composés chlorophylliens) du ditax ............. 41
2.4.1. Extraction des pigments à partir des différentes pulpes de ditax .................................................. 41
2.4.2. Analyse des pigments par HPLC .................................................................................................. 42
2.4.3. Identification des pigments (préparation des étalons) ................................................................... 42
2.4.4. Quantification des pigments ......................................................................................................... 43
2.4.4.1. Phéophytine a ........................................................................................................................ 43
2.4.4.2. Phéophytine b ........................................................................................................................ 45
2.4.5. Dosage des chlorophylles a et b .................................................................................................... 46
2.4.6. Dosage des formes « hydroxy » et « pyro » des phéophytines a et b ............................................ 46
2.4.7. Dosage de la lutéine et du - carotène ......................................................................................... 47
2.5. Cinétiques de dégradation thermique des micro-constituants de la pulpe ............................. 48
2.5.1. Traitement thermique des nectars de ditax .................................................................................... 48
2.5.2. Analyses biochimiques des nectars chauffés ................................................................................ 48
2.5.3. Modélisation de la cinétique de dégradation des micro-constituants du nectar ............................ 48
2.5.2.1. Modélisation uni-réponse ...................................................................................................... 48
2.5.2.2. Modélisation multi-réponse................................................................................................... 49
2.5.2.3. Influence de la température sur les constantes cinétiques ..................................................... 49
2.6. Caractérisation des composés d’arômes de la pulpe de ditax ................................................ 51
2.6.1. Extraction ...................................................................................................................................... 51
2.6.2. Analyse GC-MS ............................................................................................................................ 53
2.6.3. Identification des composés volatils ............................................................................................. 53
2.6.4. Quantification des composés volatils ............................................................................................ 54
2.7. Caractérisation des procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe de ditax ...... 54
2.7.1. Description des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du nectar .............................. 54
2.7.1.1. Procédé traditionnel .............................................................................................................. 54
2.7.1.2. Procédé mécanisé .................................................................................................................. 55
2.7.1.3. Elaboration du nectar ............................................................................................................ 55
2.7.2. Caractérisation des nectars obtenus avec les deux procédés ......................................................... 55
2.8. Comportement des nectars au cours du stockage .................................................................. 55
2.8.1. Impact de l’emballage ................................................................................................................... 55
2.8.2. Impact de l’homogénéisation ........................................................................................................ 56
2.8.3. Qualité microbiologique ............................................................................................................... 56
2.9. Différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense ..................... 56
2.9.1. Etude botanique des formes comestibles et toxiques .................................................................... 56
2.9.2. Etude chimique des formes comestibles et toxiques ..................................................................... 57
2.9.2.1. Préparation des extraits bruts ................................................................................................ 57
2.9.2. 2. Analyse des extraits bruts de dichlorométhane par chromatographie sur couche mince ..... 57
xiv
2.9.2.3. Analyse des extraits bruts par chromatographie en phase gazeuse ....................................... 58
2.9.2.4. Essai de mise en évidence des glycosides cyanogènes dans les pulpes comestibles et
toxiques .............................................................................................................................................. 58
2.9.2.5. Comparaison du profil des composés phénoliques ............................................................... 59
2.9.2.6. Comparaison des composés volatils des fruits toxiques et comestibles ................................ 60
2.9.3. Tests de toxicité cellulaire ............................................................................................................ 62
2.9.3.1. Test à partir des extraits méthanoliques ................................................................................ 62
2.9.3.2. Test à partir des extraits de fruits (coques et pulpes) lyophilisés .......................................... 64
2.9.3.3. Test de cytotoxicité de l’isovaléronitrile ............................................................................... 64
RESULTATS ET DISCUSSION .......................................................................................... 65
1. CARACTERISATION DES FRUITS COMESTIBLES ......................................................... 65
1.1. Pomologie .............................................................................................................................. 65
1.2. Composition de la pulpe ........................................................................................................ 67
1.3. Composition de la farine de la graine .................................................................................... 70
1.4. Pigments chlorophylliens de la pulpe .................................................................................... 72
1.5. Profil aromatique de la pulpe ................................................................................................. 76
2. TRANSFORMATION DES FRUITS EN NECTAR ............................................................... 81
2.1. Procédé artisanal et procédé mécanisé d’extraction de la pulpe ............................................ 81
2.2. Comparaison des nectars obtenus .......................................................................................... 83
2.3. Comportements des nectars au cours du stockage ................................................................. 87
2.3.1. Impact de l’emballage ................................................................................................................... 87
3.3.2. Impact de l’homogénéisation ........................................................................................................ 88
2.3.3. Qualité microbiologique ............................................................................................................... 89
3. ETUDE DE LA DEGRADATION THERMIQUE DES MICROCONSTITUANTS DE LA
PULPE ............................................................................................................................................. 90
3.1. Evolution du profil chlorophyllien au cours du chauffage .................................................... 90
3.2. Influence de la température sur les constantes cinétiques ..................................................... 93
3.2.1. Cinétique de dégradation de la phéophytine a et de l’hydroxyphéophytine a’ ............................. 93
3.2.2. Cinétique de dégradation de l’acide ascorbique ............................................................................ 97
3.2.3. Validation des modèles cinétiques et prédictions ....................................................................... 100
3.3. Tentative de modélisation réactionnelle de la cinétique de dégradation des pigments dans le
nectar de ditax ............................................................................................................................. 102
4. DIFFÉRENCIATION DES FORMES COMESTIBLES ET TOXIQUES DE Detarium
senegalense J.F. Gmel ................................................................................................................... 107
4.1. Etude botanique ................................................................................................................... 107
4.1.1. Description des feuilles ............................................................................................................... 107
4.1.2. Description des fruits .................................................................................................................. 112
xv
4.2. Etude chimique .................................................................................................................... 115
4.2.1. Comparaison des extraits par chromatographie sur couche mince ............................................. 115
4.2.2. Comparaison des extraits par chromatographie en phase gazeuse .............................................. 116
4.2.2.1. Etudes préliminaires ............................................................................................................ 116
4.2.2.2. Mise en évidence du lupéol et de la lupénone dans les extraits de feuilles toxiques ........... 120
4.2.3. Tentative de détection des glycosides cyanogènes ..................................................................... 122
4.2.4. Comparaison du profil des composés phénoliques ..................................................................... 123
4.2.5. Comparaison du profil des composés volatils ............................................................................. 127
4.3. Evaluation de la toxicité cellulaire des fruits et de l’isovaléronitrile ................................... 129
4.4. Autres caractéristiques de la pulpe toxique ......................................................................... 131
CONCLUSION GENERALE ............................................................................................. 132
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................... 136
Introduction
1
INTRODUCTION
En Afrique, notamment au Sénégal, les fruitiers forestiers jouent un rôle crucial dans
la sécurité alimentaire des populations. La baisse des productions agricoles et le durcissement
des conditions de vie, orientent de plus en plus les populations vers l'exploitation et la
commercialisation des produits de la forêt tels que les fruits, gommes, huiles, etc. Ainsi, ces
produits contribuent directement au bien être nutritionnel des populations, mais constituent
également une source importante de revenus servant à l’achat de denrées de première
nécessité. Cependant, la plupart des fruits forestiers restent grandement sous exploités, malgré
leur énorme potentiel. Il apparaît donc urgent d'améliorer les connaissances actuelles sur ces
fruits et d’explorer toutes les voies de valorisation pour augmenter la production et la
productivité des principales espèces forestières fruitières.
Au Sénégal, le Detarium senegalense J. F. Gmel fait partie des espèces fruitières
forestières les plus importantes dans l’économie d’exploitation. Il pousse de façon sauvage en
Casamance et dans les Iles du Sine-Saloum. Dans la sous-région, on le retrouve en Gambie,
dans les deux Guinée, au Nigéria, au Mali etc. 1. Le fruit du Detarium senegalense, appelé
« Ditax » ou « Ditakh » en Wolof est très populaire et largement consommé au Sénégal
principalement sous forme de nectars, de marmelades, de sirops, de sorbets et à l’état frais. Le
ditax est incontestablement le fruit de cueillette le plus riche en vitamine C au Sénégal avec
une pulpe titrant plus de 1000 mg / 100g ; l’acidité titrable (0,16 mEq /100g de pulpe)
relativement faible et la présence des sucres donnent un goût agréable au nectar 1-5.
Cependant, le nectar pose des problèmes de stabilité au stockage notamment la dégradation de
la couleur et la sédimentation de la pulpe. La farine de la graine de ditax est riche en
polyosides hydrosolubles non amylacés (59,8 g/100g) principalement du xyloglucane qui
présente un intérêt nutritionnel et thérapeutique intéressant, notamment dans le traitement des
désordres métaboliques tels que le diabète et les hyperlipidémies 1, 6-9. La farine de la
graine présente également des intérêts pour l’industrie alimentaire, car elle est
traditionnellement utilisée comme agent épaississant au Nigéria 1. Cependant, la
caractérisation biochimique du fruit est incomplète malgré les travaux antérieurs effectués sur
ce fruit 10-11. En effet, les données sur la composition en sucres simples, les pigments, en
particulier ceux responsables de la couleur verte sont absentes. Quant aux composés d’arômes,
des travaux d’identification et de quantification complets n’ont pas été réalisés. Il en est de
même pour la caractérisation des procédés actuels d’extraction de la pulpe de ditax et leur
Introduction
2
impact sur la qualité du nectar. De plus, dans les zones où les deux variétés toxique et
comestible existent, la cueillette des fruits comestibles est basée sur des connaissances
empiriques. En effet, les populations locales distinguent les deux formes sur la base unique de
l’amertume et de l’odeur caractéristique des fruits toxiques, et effectuent leur récolte à partir
d’arbres dont les fruits sont consommés ordinairement par les troupes de singes. Si cette
précaution limite les risques d’intoxications, elle n’est pas fiable pour autant à 100%.
Dans ce contexte, notre étude a pour objectif, en premier lieu, d’améliorer et
d’approfondir les connaissances actuelles sur le fruit du D. senegalense forme comestible à
travers une caractérisation biochimique aussi complète que possible du fruit ainsi que des
procédés de fabrication du nectar. En second lieu, nous essaierons de mener une étude
comparative des formes comestibles et toxiques de D. senegalense dans le but de mettre en
évidence des critères objectifs de différenciation.
La première partie de ce document propose une synthèse bibliographique qui présente
le fruit du D. senegalense en abordant les aspects liés à la botanique, à l’existence de fruits
toxiques dans la nature, à la composition et à la transformation du fruit. La dégradation des
principaux pigments chlorophylliens verts est présentée dans la deuxième partie de la
synthèse bibliographique en mettant l’accent sur les dégradations qui surviennent durant la
sénescence des feuilles, la maturation des fruits et durant les transformations industrielles. Les
aspects cinétiques et les principales méthodes d’extraction et d’analyses des pigments par
HPLC ont également été abordés. La composition nutritionnelle des principales boissons à
base de fruits locaux préparées au Sénégal ainsi que les définitions normalisées des boissons
sont présentées dans la dernière partie de la synthèse bibliographique.
La matière végétale et les méthodes d’analyses utilisées sont décrites dans la deuxième
partie de ce document.
La troisième partie présente les résultats de nos travaux ainsi que leur interprétation.
La caractérisation des fruits comestibles notamment la composition de la pulpe, les pigments
chlorophylliens et le profil aromatique sont traités. La caractérisation des procédés
d’extraction de la pulpe, la comparaison des nectars obtenus et les cinétiques de dégradation
thermique des microconstituants de la pulpe sont ensuite abordées. Les tentatives de
différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense constituent le
dernier aspect traité.
La conclusion générale et les perspectives sont présentées dans la dernière partie de ce
document.
Synthèse bibliographique
3
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Originaire d’Afrique tropicale, Detarium senegalense J.F. Gmel. appartient au genre
Detarium qui a été décrit pour la première fois en 1789, sous le nom de « Detar » du Sénégal
par De Jussieu dans le Genera Plantarum 12. Cependant, c'est à Guillemin auteur de
l'édition XIII du Systema Naturea (1788-1793) qu'on doit la nomenclature binaire du "detah":
Detarium senegalense J. F. Gmel., ce nom provenant de « Ditah » dont Adanson a fait
emprunt aux Sénégalais dans son manuscrit 13-15. En effet, le premier échantillon de
Detarium a été récolté au Sénégal par Adanson entre 1749 et 1753 14. Plusieurs auteurs se
sont par la suite intéressés au genre Detarium à cause de la mise en évidence de deux variétés
qui présentent des morphotypes difficiles à différencier et dont l’une produisait des fruits
toxiques. Ce fait rare également observé chez l’espèce Amygdalus communis L. dont deux
variétés contiennent à des doses différentes des hétérosides cyanogènes, est à l’origine de la
confusion dans l’identification des espèces de Detarium 15.
1. PRESENTATION DU FRUIT DU Detarium senegalense J.F.Gmel : LE
DITAX
1.1. Botanique
Detarium senegalense J.F. Gmel appartient à l'embranchement des Spermaphytes, au
Sous-embranchement des Angiospermes, à la classe des Dicotylédones, à la sous-classe des
Dialypétales, à la série des Caliciflores, à l'ordre des Rosales, au sous-ordre des Fabaceae
(anciennement Légumineuses), à la Famille des Caesalpiniaceae et au Genre Detarium Juss.
15. Detarium senegalense est un grand arbre multicaule de 15 à 30 m de haut pouvant
atteindre parfois 40 m dans les galeries forestières. Sa cime est dense et hémisphérique, ses
branches sont trapues et étalées (figure 1). Le fût est droit. L'écorce (figure 2a) est épaisse,
grisâtre parfois bleutée, légèrement fissurée et écailleuse chez les gros arbres. Les feuilles
(figure 2b) sont composées paripennées avec 5 à 6 paires de folioles opposées disposées de
manière alterne. Les folioles sont longues de 4 à 6 cm et larges de 3 à 4 cm, ovales à
elliptiques, arrondies aux extrémités et émarginées au sommet. Le limbe est mince, souple,
finement coriace, à nervation pennée et verte sur le dessous. L'inflorescence est en panicule
axillaire plus ou moins ramifiée et longue de 5 à 8 cm (figure 2c). Les fleurs blanc-crème, en
racème, ont un calice glabre ou glabrescent. Elles présentent quatre sépales elliptiques avec
un ovaire ovoïde et pubescent, et dix étamines blanches biloculaires 1-2, 4, 15, 16-20.
Synthèse bibliographique
4
Figure 1 : Detarium senegalense J. F. Gmel dans son habitat naturel (île de Falia).
Figure 2 : Ecorce (a), folioles (b) et fleurs (c) de Detarium senegalense J. F. Gmel. 16
(c)
(a)
(b)
Synthèse bibliographique
5
1.2. Forme toxique du ditax
En décrivant l’espèce Detarium senegalense, Guillemin et al. (1830-1833) ont observé
que cet arbre pouvait produire des fruits comestibles ou toxiques 21. Les cas d'intoxication,
avec parfois des décès enregistrés à la suite de l'ingestion des fruits de certains arbres de cette
espèce, ont conduit plusieurs auteurs à reconnaître l'existence de deux variétés : la variété à
fruits comestibles et la variété à fruits toxiques 15, 22. Ainsi, Baillon décrivit entre 1865-
1866, l’arbre produisant des fruits toxiques en tant qu’espèce distincte qu’il nomma Detarium
heudelotianum BAILL 23. Pour désigner le fruit toxique, certains auteurs parlent de
« variété toxique de ‘Ditakh’ » 24, 25, de « faux ‘Detah’ » 26, de « fruit toxique du
Detarium » 27 ou alors de « variété à fruits amers de Detarium senegalense » 28, 29.
D'autres auteurs parlent de « variété à fruits toxiques de Detarium senegalense » 30, 31.
Cependant, la question du rang taxonomique de la forme toxique est encore d’actualité
avec beaucoup de controverses dans l’identification des formes toxiques et comestibles. En
effet, certains auteurs considèrent qu’il s’agit de deux variétés différentes, tandis que d’autres
estiment qu’il s’agit simplement de formes différentes.
Sambuc (1887) de même qu’Heckel et Schlagdenhauffen (1889) étudièrent les fruits
réputés toxiques sans mettre en évidence de principe vénéneux 27, 28. Par la suite,
Aubreville et Trochain (1937) considérèrent quant à eux que Detarium heudelotianum était le
synonyme de Detarium senegalense, ce dernier comportant deux variétés : l’une à fruits
comestibles, l’autre à fruits amers 32. Pour Paris et Moyse-Mignon (1947), les fruits
toxiques appartiendraient à l’espèce Detarium heudelotianum alors que les fruits comestibles
correspondraient à l’espèce Detarium senegalense 26. Cependant, des études récentes
menées par Cavin (2007) apportent des clarifications intéressantes sur la question du rang
taxonomique 17. En effet, suite à ses travaux, l’auteur considèrerait l’existence d’une espèce
de Detarium senegalense avec deux variétés, l’une produisant des fruits toxiques et l’autre des
fruits comestibles. Dans ces mêmes travaux, l’auteur a mis en évidence un dérivé
glycosidique cyanogène, le 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine (figure 3), qui ne serait
présente que dans la variété à fruits toxiques ; cela le conduit à conclure qu’il s’agirait du, ou
d’un (des) composé (s) responsable (s) de la toxicité. La forme toxique se différencierait par
des folioles souples, vert vif dessus et vertes dessous, et par une pulpe légèrement plus
fibreuse 17.
Synthèse bibliographique
6
HO
OH
H
HO
H
O
OHH
H
O
HC
N
O
OH
HO
OH
R*
1'2'
3'
4'
6'5'
Figure 3 : Structure du Composé G : 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine 17.
Actuellement, au Sénégal, l’innocuité des fruits commercialisés repose uniquement sur
la connaissance des populations locales qui distinguent les deux formes sur la base de
l’amertume et de l’odeur caractéristique des fruits toxiques, ainsi que par la présence de
nombreux fruits intacts tombés au pied des arbres et non consommés par les animaux,
notamment les singes et les oiseaux 22, 29. Par cette technique, les fruits toxiques ne sont
pas récoltés ; de ce fait, les produits dérivés et en particulier le nectar de ditax ne sont pas
concernés. Les cas d’intoxication sont dus à la consommation, au niveau des sites de récolte,
de fruits toxiques seuls. Ce serait l’explication de huit cas d’intoxication qui ont été
enregistrés au service de pédiatrie de l’hôpital Principal de Dakar durant les années 1983 et
1984 22. Les symptômes observés au cours de ces intoxications sont variables (tableau I).
Ils apparaissent brutalement 1 à 6 h après l’ingestion. Ils ne sont pas spécifiques et varient en
fonction des patients.
De plus, des enquêtes effectuées dans les deux principales zones de production du
ditax au Sénégal que sont les régions de Fatick et de Ziguinchor, ont montré que la variété
toxique ne se trouvait que dans la région de Ziguinchor, et ce dans des sites bien précis 33. Il
semblerait aussi que les arbres à fruits toxiques soient de moins en moins présents car
éliminés par les populations locales.
Synthèse bibliographique
7
Tableau I : Symptômes observés suite à l’ingestion du fruit toxique de Detarium
senegalense J.F. Gmel.
Symptômes observés
Personnes cibles Tout âge et des deux sexes avec une fréquence plus élevée chez les
enfants
Système
cardiovasculaire
Accélération du pouls
Hypothermie
Hypotension
Système digestif Diarrhées
Vomissement
Douleurs abdominales
Système respiratoire Œdème aigü du poumon
Système nerveux
central
Somnolence
Convulsions associées à une mydriase bilatérale
Examen de laboratoire
Hyperglycémie
Hypoglycémie
Vitesse de sédimentation accélérée
1.3. Aires de répartition et noms vernaculaires
En Afrique, Detarium senegalense se distribue sur les lisières de la forêt dense
humide, dans les régions côtières et dans les régions septentrionales de Côte d'Ivoire et
pénètre ainsi dans la zone soudano-guinéenne, depuis le Soudan, la Guinée Conakry, et ce,
jusqu'en Afrique Centrale 34. L’arbre pousse sur les bas-fonds humides et les sols frais ; il
est présent en Gambie, Guinée, Sierra Leone, Liberia, Côte d'ivoire, Ghana, Nigeria,
Cameroun, République Centrafricaine et Mozambique 16, 35. L’espèce D. senegalense est
de plus en plus retrouvée dans la forêt tropicale humide guinéo-congolaise où la pluviométrie
est plus élevée que dans la zone soudano-guinéenne 17.
Au Sénégal, ce sont particulièrement les régions de Ziguinchor et de Fatick (îles du
Sine et du Saloum) qui constituent actuellement les principales zones de production (figure 4)
du D. senegalense 4, 33. Dans la région de Fatick, les principales zones de production sont
localisées dans les départements de Fatick et de Foundiougne. La floraison y commence entre
mars et avril et les fruits mûrissent d’août à novembre.
Synthèse bibliographique
8
Figure 4 : Principales zones de cueillette du Ditax dans les Régions de Fatick et de
Ziguinchor au Sénégal [33].
Le ditax est retrouvé dans la zone en groupe ou éparpillé dans les champs. Dans la
région de Ziguinchor, D. senegalense est observé principalement dans les départements de
Ziguinchor et de Bignona. L’espèce est également présente en individus très dispersés dans
les environs de Dakar, à proximité des Niayes et remonte le littoral vers le nord dans le sahel
côtier.
Detarium senegalense préfère les lieux frais des savanes humides et les galeries
forestières. Il est présent dans la partie ouest du climat sahélo-soudanien caractérisé par un
climat d'alizés maritimes avec une température moyenne annuelle de 26-31°C. C'est un climat
sec avec des variations considérables d'humidité. La saison des pluies dure 2 à 4 mois avec un
maximum de précipitations durant le mois d'août pour une moyenne annuelle de 400 à
Synthèse bibliographique
9
1200 mm. Ce climat est caractéristique du littoral du Sénégal, de la Gambie, de la Basse
Casamance et de la Guinée-Bissau. On retrouve l’espèce dans la partie ouest du climat
soudano-guinéen avec une température moyenne annuelle de 24-28°C et une pluviométrie
moyenne annuelle de 950 à 1750 mm 4.
Au Sénégal, les fruits comestibles et toxiques de D. senegalense portent des noms
vernaculaires qui varient selon le dialecte parlé par les populations locales (tableau II).
Tableau II : Appellations vernaculaires de Detarium senegalense J.F. Gmel au Sénégal 1-
2, 15, 19, 26, 30, 32, 35, 36.
Dialectes Variété à fruits comestibles Variété à fruits toxiques
Baïnouk si moukat, sou moukat, si onni, ki
bodé, boupokoten
Balante blanti, blundi, blundi pok
Bambara tamba, tambacounda
Bassari atiackechs
Diola bou gnagnoud, bou bounkout bou foulounkat
Diola fogny boubounkoutabou, bougoungout,
bounoun
Foula kérèndouta
Français grand detar faux detar
Malinké tamba, talo, sankosémou bodo
Mandingue mamboda, mambodo, saroko, tali
dima
Peul Mbodéy, mobodéy, bodo, datékéi,
dolé
Sérère ndoy, ndogoy, ndoroy ndali
Sérère none tangalang
Sérère safène xoum
Socé tali, talo talèm baro, tali kougna
Wolof ditax, xoul, xoli, ditah u ney, niey datah
Synthèse bibliographique
10
1.4. Aspects socio-économiques et statistiques de production au Sénégal
Dans les zones de production du Sénégal, principalement dans la région de Fatick, le
ditax constitue un produit très important dans l’économie d’exploitation. Dans certaines zones,
il constitue la principale source de revenus des populations. Dans les îles du Saloum par
exemple, la totalité des frais de scolarité des enfants est couverte par la vente directe des fruits
33. De même, le ditax constitue la seconde source de recette des Eaux et Forêts après celle
provenant de l’octroi des permis de chasse dans cette zone. La taxe est fixée par décret à
15 FCFA.kg-1
. Le poids homologué du panier est de 50 kg pour lequel, à Dakar, le prix de
vente est compris entre 8 800 et 20 000 FCFA, soit entre 160 et 400 FCFA.kg-1
. Les prix au
détail varient entre 500 et 800 FCFA.kg-1
.
L’évolution de la production de ditax enregistrée au Sénégal a été globalement
croissante de 1997 à 2006 (figure 5). Estimée à moins de 10 t en 1997, cette production est
passée à près de 840 t en 2006 37. Cette augmentation serait liée au développement des
infrastructures routières facilitant l’accès aux zones les plus reculées, mais elle serait aussi
due à l’arrêt des conflits en Casamance.
Figure 5 : Evolution de la production enregistrée de ditax de 1997 à 2011 37.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
Pro
du
ctio
n (
t)
Année
Synthèse bibliographique
11
Cependant, la production enregistrée diminue progressivement entre 2006 et 2011.
Etant donné que les peuplements n’ont pas varié, cette baisse pourrait s’expliquer en partie
par des difficultés notées dans le dispositif institutionnel de relevé des statistiques de
production. Le vieillissement des peuplements non combiné à leur régénération (naturelle ou
plantation) peut aussi avoir un effet sur la production. De plus, la reprise du conflit en
Casamance qui a instauré un climat d’insécurité et la pluviométrie abondante notée ces
dernières années, avec comme conséquence la difficulté des populations à accéder aux zones
de production, seraient également responsables de cette baisse.
Néanmoins, cette production officielle est largement inférieure à la production totale.
En effet, ces données sont basées sur les quantités déclarées par les exploitants et enregistrées
par les services d’inspections régionales des Eaux et Forêts. Elles ne considèrent pas les fruits
autoconsommés et ne tiennent pas compte de la difficulté à distinguer les fruits provenant du
Sénégal et ceux produits par les pays frontaliers voisins (Gambie et les deux Guinées). La
pluviométrie dans les différentes zones de production, l’accessibilité des zones et/ou une
variabilité entre les sujets selon les saisons expliqueraient également les fluctuations
observées au niveau de cette production.
L’exploitation de Detarium senegalense comme ressource forestière limite le potentiel
économique. Des essais de domestication sont en cours de réalisation ce qui permettra à long
terme d’une part d’augmenter la productivité, et d’autre part d’envisager une valorisation
industrielle. Le centre national de recherche forestière a obtenu des résultats intéressants. Pour
la mise en place de vergers de production de Detarium senegalense, les graines subissent un
prétraitement par trempage dans l’eau froide pendant 24h avant d’être semées en pépinière
dans des sachets en polyéthylène à raison d’une graine par sachet. Le greffage (greffe anglaise
simple préconisée) est réalisé en fin de saison sèche (mois de mai) avec un taux de reprise de
36% lorsque les greffons sont juvéniles et 22% pour le matériel mature 38.
1.5. Circuits de collecte et de distribution du ditax
Lorsque les fruits de ditax arrivent à maturité, les commerçants ambulants appelés
« bana-banas » convergent vers les zones de production pour acheter directement aux
populations rurales, des bassines ou des paniers de ditax. Dans la région de Fatick, la
cueillette est réservée en priorité aux populations locales. Dans cette zone, des « Commissions
Rurales Forêts » (commissions formées par les populations locales avec l’appui des services
Synthèse bibliographique
12
forestiers) sont chargées de la surveillance et de l’exploitation des produits de la forêt. Ce sont
ces commissions qui fixent la date de démarrage de la cueillette des fruits. Elles sensibilisent
les populations sur les modes d’exploitation du ditax en interdisant par exemple l’élagage
comme mode de récolte des fruits car cette pratique affaiblit l’arbre 4. Une fois la cueillette
terminée, les populations, déclarent les quantités de fruits auprès du service forestier. Les
fruits sont ensuite acheminés vers Dakar, Pikine et vers d’autres centres urbains ou zones
touristiques. Le transport des fruits vers les zones de consommation est très difficile et très
coûteux. En effet, à partir des îles du Sine-Saloum, le ditax est transporté par voie maritime
puis par route. A partir de la Casamance, le transport est assuré par des camions qui peuvent
mettre une semaine avant de rejoindre, par la route, les grands marchés urbains entrainant
ainsi d’énormes pertes post-récoltes. Les « bana-banas » en provenance des zones de
production revendent leurs produits aux grossistes installés aux marchés « syndicat » de
Pikine, Tilène, Sandaga et au marché du port de Dakar. Les demi-grossistes et les petits
commerçants viennent s’approvisionner chez les grossistes pour ensuite écouler les fruits sur
les marchés de quartier. Les transformateurs de fruits locaux viennent également se ravitailler
auprès des grossistes. La mise en place d’une filière de production devrait permettre de définir
les modalités de commercialisation.
1.6. Description, composition chimique et utilisation du fruit
1.6.1. Généralités
Sur le plan botanique 1, 2, 4, 16, le ditax est une drupe globuleuse ou subglobuleuse,
aplatie, de 3 à 8 cm de diamètre (figure 6a). Le fruit est constitué de trois parties principales :
1/ l’épicarpe vert foncé, dur pour les fruits immatures, vert clair tirant sur le marron et
cassant pour les fruits mûrs (figure 6b) ;
2/ le mésocarpe verdâtre (pulpe) entremêlé de fibres insérées sur le noyau
correspondant à la portion comestible du fruit, elle représente environ 45% de sa masse ;
3/ le noyau (figure 6c) volumineux, ligneux recouvert de mailles fibreuses renfermant
une seule graine ovoïde et aplatie de couleur marron foncé, il représente également 45% de la
masse du fruit 1, 4, 11, 16, 20, 39-40.
Entre deux phases de fructification, l’arbre subit généralement une défeuillaison totale
qui intervient fin février début mars. La nouvelle feuillaison suivie de la floraison s’étale de
mars à juin selon que la variété est précoce ou tardive et en fonction des zones. Les fruits
Synthèse bibliographique
13
arrivent à maturité entre août et septembre pour les régions de Fatick et de Kaolack ; entre
novembre et décembre pour les régions de Ziguinchor et de Kolda 1, 4, 20, 33.
Figure 6 : Fruits (a), épicarpe (coques) (b) et noyau dépulpé (c) de Detarium senegalense J.F.
Gmel 33.
1.6.2. Stade de récolte optimal et durée de conservation
Des travaux préliminaires menés sur deux sites de production dans la région de Fatick
(îles de Djilor et de Mar Fafaco) ont montré que le ditax pouvait mûrir sur l’arbre entre 170 et
200 j après la nouaison, soit entre 6 et 7 mois 11, 39. Les fruits récoltés au bon stade de
développement peuvent subir aussi une maturation complémentaire en utilisant du carbure de
calcium ou de l’azéthyl. A ce stade, le calibre des fruits peut varier entre 4 et 4,5 cm de
longueur et 3 à 5 cm de diamètre 1, 2, 11, 39. Au cours du développement, l’acidité
diminuerait alors que les sucres et la vitamine C augmenteraient. Les fruits qui n’ont pas un
développement suffisant ne mûrissent pas quelle que soit la méthode de récolte utilisée. La
récolte précoce des fruits immatures entraine des pertes post-récolte importantes, car les fruits
sont totalement déformés et doivent être jetés. Les fruits récoltés au bon stade de maturité se
détériorent si certaines précautions ne sont pas prises 11, 39. Pour la conservation, la
méthode traditionnelle consiste à sécher les fruits mûrs, puis à les décortiquer. Ils sont ensuite
conditionnés dans des paniers en feuilles de rônier qui permettent une aération partielle 11.
L’entreposage des fruits frais à 4°C permet de conserver le ditax entre 45 et 60 j avec des
pertes en vitamine C de l’ordre de 6%, une perte de masse de 5% et un taux d’altérations
fongiques de 7%. Lorsque l’intégrité de la coque est altérée, des phénomènes d’oxydations
apparaissent très rapidement et la couleur verte caractéristique de la pulpe change vers le brun
jaunâtre 11, 39.
Synthèse bibliographique
14
1.6.3. Composition chimique et utilisation
La première étude biochimique des fruits du D. senegalense a été effectuée en 1887
par Sambuc 27. En 1948, Auffret notait une teneur en vitamine C de 2 g.100 g-1
de pulpe, ce
qui classerait le ditax parmi les fruits de cueillette le plus riche en vitamine C 41. En 1967,
Toury et al. avaient également trouvé une en vitamine C de 1 290 mg.100 g-1
de pulpe 42.
Globalement, la pulpe de ditax se caractériserait par une teneur en vitamine C supérieure à
1000 mg.100 g-1
de pulpe fraîche 2-3, 15, 40, 43 (tableau III). L’acidité du fruit (0,16
mEq.100 g-1
) est relativement faible 5. La pulpe renfermerait également des polyphénols,
notamment de l’acide gallique 1 et présenterait des traces d’alcaloïdes, de saponines et de
tanins dont la structure n’a cependant pas été déterminée 31. L’identification des composés
d’arômes de la pulpe de ditax a révélé la présence d’alcools (méthyl-buténol, penténol,
hexanol) et de dérivés en C6 (aldéhydes et alcools issus du catabolisme des lipides via la
lipoxygénase) dont les caractéristiques olfactives présentent des notes herbacées prononcées.
Une forte présence d’arômes de melon/concombre a été notée de même que la présence
d’alcools et d’aldéhydes en C7 responsables de l’arôme du ditax 11.
Le fruit est consommé à l’état frais, surtout par les enfants. La pulpe de ditax (verte et
farineuse) est utilisée pour préparer des nectars, des marmelades et des sirops très appréciés
par le consommateur. La pulpe est également utilisée pour apaiser la toux au Sénégal et en
Guinée 36. Au Nigéria, les fruits sont consommés comme tonique et stimulant pour les
voyages 44. En Côte d’Ivoire, ils sont utilisés en friction locale contre les maux de reins
chroniques 45.
Synthèse bibliographique
15
Tableau III : Composition chimique de la pulpe de ditax.
Constituants pour 100g de pulpe
fraîche
Favier et al. (1993)
38
Kerharo et Adam (1974)
2
Fraction comestible (%) 47 -
Eau (g) 66,9 73,8
Protéines (g) 1,9 2
Lipides totaux (g) 0,4 0,4
Glucides disponibles (g) 27,3 29,7
Fibres brutes (g) 2,3 -
Calcium (mg) 27 -
Fer (mg) 2,8 3,0
Phosphore (mg) 48 49
Equivalent carotène (g) 165 132
Vitamine C (mg) 1 130 1 290
Thiamine (mg) 0,13 0,3
Riboflavine (mg) 0,05 -
Niacine (mg) 0,6 -
L’amande de la graine présente également des caractéristiques très intéressantes de par sa
composition. Elle est riche en polyosides hydrosolubles non amylacés (59,8 g.100 g-1
)
principalement des xyloglucanes 1, 6-9. Ainsi, les graines sont utilisées dans l’alimentation
et en médecine traditionnelle. Au Nigéria, la farine de la graine est traditionnellement utilisée
comme agent épaississant dans les préparations culinaires 1. En Côte d’Ivoire et au Burkina
Faso, les graines sont utilisées dans la fermentation de la bière de millet 17. Au Sénégal, en
Guinée, au Libéria et au Nigéria, les téguments de la graine sont utilisés en tant qu’aliment
lors des famines 1, 16. Dans le Nord du Nigéria, dans la médecine traditionnelle, les
téguments de la graine sont utilisés pour traiter les cas d’empoisonnement aux flèches. Au
Sénégal, les graines brûlées ont utilisées comme anti-moustique 17. L’amande le la graine
de Detarium senegalense peut également être utilisée potentiellement comme supplément
Synthèse bibliographique
16
diététique pour accroître le contrôle de la glycémie 6-9. C’est ainsi que, dans les zones
urbaines du Nigéria, elles sont utilisées dans le traitement du diabète 1.
1.7. Transformation du fruit
1.7.1. Aptitudes des fruits à la transformation
La qualité de la pulpe de ditax obtenue dépend de l’état de maturité des fruits à la
récolte, du mode de transformation primaire, mais aussi, en grande partie, de la provenance
des fruits. Les fruits immatures ne sont pas transformables même avec des moyens
mécaniques, car la séparation de l’épicarpe et du mésocarpe est impossible. Pour les fruits
mûrs, l’épicarpe se craquèle sous simple pression digitale. Les fruits bien mûrs sont faciles à
triturer. Ils sont plus petits et très sucrés, surtout quand ils mûrissent sur l’arbre. Les fruits
arrivent dans les marchés de Dakar encore immatures, mais à un stade de récolte convenable,
et subissent une maturation complémentaire (naturelle ou provoquée). Après trituration des
fruits, la couleur verte de la pulpe obtenue s’altère rapidement. Cette dégradation de la
coloration verte est également observée dans les produits élaborés à partir de ditax surtout
pour ceux ayant subi un traitement thermique. Le nectar présente également une séparation de
phase au cours du stockage suite à la sédimentation de la pulpe qui modifie fortement l’aspect
des produits 39.
1.7.2. Transformation primaire du ditax
La transformation primaire du ditax permet d’obtenir une purée raffinée qui après une
transformation secondaire donne différents produits comme les nectars, les bases concentrées,
les marmelades, les purées raffinées ou les pâtes séchées 11, 39.
1.7.2.1. Transformation artisanale
Dans les concessions familiales et dans la plupart des unités de transformation, le
décorticage et l’extraction de la pulpe se font manuellement à l’aide d’un pilon et d’un
mortier. La plupart du temps, les fruits sont pilés avec l’épicarpe, mais parfois afin d’obtenir
une purée de meilleure qualité, ils peuvent être décortiqués manuellement. Cependant, le
décorticage manuel est très fastidieux, surtout si la quantité de fruits est importante.
Après nettoyage, les fruits sont pilés au mortier (figure 7) donnant alors un mélange
très pâteux et compact constitué de pulpe, de débris de coques et de noyaux. Du fait de la
Synthèse bibliographique
17
nature pulvérulente de la chair et du réseau fibreux insérant la pulpe, il est nécessaire
d’ajouter de l’eau à la pulpe pâteuse, afin de la délayer. La quantité d’eau à ajouter dépend du
produit final à fabriquer. Par exemple, il faut ajouter 3 à 4 L d’eau par kg de mélange pour la
préparation d’un nectar, alors qu’il faut 1 L d’eau pour 4 kg de mélange pour la fabrication
des bases concentrées. Les noyaux sont ensuite malaxés pour enlever totalement la pulpe
résiduelle encore retenue dans le réseau fibreux. La pulpe obtenue est alors tamisée
grossièrement (2 mm) afin d’enlever les noyaux, puis raffinée avec un tamis fin (1 mm) pour
éliminer les différents débris (coques, fibres fines, etc.).
Figure 7 : Différentes étapes de la transformation artisanale du Ditax : décorticage et
extraction de la pulpe au mortier (a), tamisage manuel (b) et purée diluée (c).
1.6.2.2. Décorticage et extraction mécaniques de la purée de ditax
Pour le décorticage et l’extraction mécanique du ditax, les fruits, à raison de 9 à 10 kg
par charge, sont triturés dans une parmentière munie d’un plateau et de parois abrasives
(figure 8). Le plateau en tournant projette les fruits sur les parois rugueuses qui les
Synthèse bibliographique
18
décortiquent par abrasion. Une petite quantité d’eau est ajoutée pour permettre l’écoulement
de la pulpe. La purée grossière composée de pulpe, de débris de coques cassées et de fibres
est entraînée par l’eau introduite et recueillie dans une bassine au niveau de la partie
inférieure de la parmentière tandis que les noyaux dépulpés sont retenus à l’intérieur. La
pulpe est ensuite raffinée dans une passoire munie de plusieurs jeux de tamis. Après, elle est
transformée en nectars, en bases concentrées, en marmelades ou en pâtes de fruits 11, 39.
Figure 8 : Extracteur mécanique adapté à l’extraction de la pulpe de ditax.
1.6.2.3. Fabrication des produits à base de ditax
La formulation de nectar consiste à ajouter 13 % de sucre et 0,3 % d’acide citrique à la
purée raffinée diluée à 3 °Brix (figure 9). Pour la fabrication de la marmelade, il faut ajouter
Plateau tournant
Sortie noyau dépulpé
Sortie purée brute
Entrée alimentation
en fruit
Synthèse bibliographique
19
45 % de sucre et 0,3 % d’acide citrique à la purée (55 %) diluée entre 10 °Brix et 12 °Brix. Le
sirop est élaboré en ajoutant 1,25 kg de sucre et 15,75 g d’acide citrique à chaque litre de
purée diluée à 10-12°Brix 15, 39.
Figure 9 : Diagramme de fabrication du nectar de ditax standardisé par l’Institut de
Technologie Alimentaire (ITA) de Dakar.
Acide citrique
(602 g)
Sucre
(26,3 kg)
Nectar de ditax
(220 L)
Pulpe diluée
(Brix 3 % - 201 L)
Formulation
Eau
(75 L)
Purée de ditax raffinée
(Brix 5 % - 126 kg)
Fruit
(100 kg)
Séparation mécanique
capacité entre 5 kg et 15 kg
(122,4 kg.h
-1)
Purée brute avec débris
de coques et fibres
(134 kg)
Raffinage
(tamis 0,5 mm)
Débris de
coques et
fibres
(10,9 kg)
Noyaux
(56 kg) Eau
(90 L)
Synthèse bibliographique
20
Cependant, la couleur verte caractéristique de la pulpe de ditax s’altère rapidement au
cours de la fabrication et du stockage des différents produits notamment à cause de la nature
instable des pigments chlorophylliens verts de la pulpe. Une étude bibliographique sur la
dégradation des composés chlorophylliens verts a donc été réalisée pour mieux comprendre
les mécanismes de dégradation de ces composés.
2. DÉGRADATION DES PIGMENTS CHLOROPHYLLIENS VERTS
Les chlorophylles sont des pigments naturels qu’on retrouve chez tous les organismes
capables d’effectuer la photosynthèse. Chez les plantes supérieures, les chlorophylles sont
toujours liées aux protéines par des liaisons non covalentes et accompagnées par les
caroténoïdes. Ces complexes chlorophylles-caroténoïdes-protéines sont localisés dans les
chloroplastes qui interviennent dans la photosynthèse. Du fait de la présence de doubles
liaisons conjuguées (10), les chlorophylles absorbent fortement dans les régions bleues (420 à
495 nm) et rouges (640 à 700) du spectre, d’où leur couleur verte caractéristique. D’un point
de vue chimique, les chlorophylles sont des porphyrines comme l’hémoglobine et la
myoglobine. Le macrocycle tétra-pyrrolique est constitué de 4 noyaux pyrroles reliés entre
eux par des ponts méthènyles (-CH-) et de 4 atomes d’azote reliés par un atome de
magnésium central, quelques substitutions à la périphérie et une fonction acide propionique
en position C-17 estérifiée par une longue chaîne d’alcool en C20, le phytol.
Chez les végétaux, la dégradation des pigments chlorophylliens se produit
naturellement à différents stades du cycle de vie : sénescence des feuilles, maturation des
fruits et légumes, turn-over du pool chlorophyllien, mort cellulaire sous l’attaque d’agents
pathogènes et/ou d’un stress physique. Au cours de la transformation des fruits et légumes ou
suite à la déstructuration du matériel végétal, les pigments peuvent également subir des
réactions de dégradations de plusieurs natures conduisant à la formation de nouveaux
catabolites 46. Ces différentes modifications entraînent un changement de la couleur verte
initiale des fruits et légumes verts ou encore l’apparition d’une large gamme de coloris des
feuilles (jaune, brune, orange, etc.) à l’automne suite au démasquage des caroténoïdes 47.
2.1. Dégradation durant la sénescence des feuilles et la maturation des fruits
La dégradation de la chlorophylle durant la sénescence des feuilles et la maturation
des fruits a fait l’objet de nombreux travaux 47-56. Les réactions de dégradation de la
chlorophylle a chez les plantes supérieures (figure 10) peuvent être regroupées en deux types
Synthèse bibliographique
21
de réactions : des réactions précoces (a) avec comme substrats, des pigments colorés, se
terminant par la synthèse des premiers produits de dégradation incolores et fluorescents
appelés « primary Fluorescent Chlorophyll Catabolite (pFCC)» et des réactions tardives (b)
qui se terminent par l’isomérisation non-enzymatique des catabolites fluorescents modifiés en
catabolites non fluorescents (NCCs) à l’intérieur de la vacuole 56. D’une manière générale,
la chlorophylle a est le point d’entrée des réactions de dégradation, étant donné que la
chlorophylle b est convertie en chlorophylle a via la chlorophylle b réductase et la 7-
hydroxyméthyle chlorophylle réductase 51, 58. Sous l’action de la chlorophyllase, la
chlorophylle a perd son phytol pour donner la chlorophyllide a (bleu vert). A partir de la
chlorophyllide, la magnésium déchélatase catalyse la formation du phéophorbide (vert olive
brun) par l’expulsion du magnésium central au profit de 2H+. La magnésium déchélatase peut
également agir directement sur la chlorophylle a pour former la phéophytine (vert olive brun)
qui elle-même conduit à la formation du phéophorbide sous l’action de la chlorophyllase.
La chlorophyllase agit préférentiellement sur la chlorophylle a mais elle accepte
également comme substrat, la chlorophylle b et les phéophytines 56. La phéophytinase ou
phéophytine phéophorbide hydrolase peut également catalyser l’hydrolyse du phytol avec
comme substrat spécifique les phéophytines 59.
Synthèse bibliographique
22
Figure 10 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a chez les plantes supérieures
47, 49, 51-57.
Mg Déchélatase
FCCs : Fluorescent Chlorophyll
catabolite modified/conjugated
NCCs : Non Fluorescent
Chlorophyll catabolite
Red Chlorophyll catabolite réductase
(RCCR)
Chlorophylle a
Chlorophyllide a
Phéophorbide a
Phéophytine a
RCC : Red Chlorophyll catabolites
pFCC : Primary Fluorescent
Chlorophyll catabolites
Chlorophyllase
(CLH)
- Phytol - Mg2+
Phéophorbide A Oxygénase
(PAO)
Mg Déchélatase
- Phytol
- Mg2+
Tautomérisation non enzymatique
82 Hydroxylation
132 Déméthylation
Conjuguaisons
Chlorophylle b
7-Hydroxyméthyle Chlorophylle a
Chlorophylle b
réductase
Hydroxyméthyle
Chlorophylle a réductase
Pyro phéophorbide a
C-132 – carboxyle pyrophéophorbide a
Décarboxylation
spontanée
Phéophorbidase
Ouverture oxydative du
noyau tétra pyrrolique
Perte de la couleur verte
Conservation du noyau tétra
pyrrolique et de la couleur verte
Phéophytinase (PPH)
Chlorophyllase (CHL)
Synthèse bibliographique
23
Pour la plupart des auteurs, l’hydrolyse du phytol sous l’action de la chlorophyllase
précède l’extrusion du magnésium avec la chlorophyllide comme intermédiaire 60-61 même
si quelques auteurs ont suggéré l’ordre inverse c’est à dire l’expulsion du magnésium central
avant l’hydrolyse du phytol avec la phéophytine comme intermédiaire 50, 62. Néanmoins,
chez les feuilles en sénescence, la libération du magnésium se produirait avant l’hydrolyse du
phytol alors que durant la maturation des fruits, c’est la chlorophyllase qui agirait en premier
56.
Le phéophorbide a est converti en pyrophéophorbide via la formation d’un
intermédiaire réactionnel instable, le C-132-Carboxyl-pyrophéophorbide sous l’action de la
phéophorbidase suivie d’une décarboxylation spontanée 54. Le phéophorbide est le dernier
catabolite intermédiaire coloré (vert) de cette voie de dégradation 51. Le noyau
tétra-pyrrolique reste intact.
La deuxième série de réaction est caractérisée par la perte de la coloration verte suite à
l’ouverture oxydative du noyau tétra pyrrolique. En effet, sous l’action de la phéophorbide a
oxygénase (PAO) et de la Red Chlorophyll Catabolite Reductase (RCC réductase), le
phéophorbide est clivé au niveau du carbone 5 du macrocycle avec l’introduction de 2 atomes
d’oxygène et 2 atomes d’hydrogène. Ce clivage aboutit à la formation de catabolites
fluorescents (pFCCS : «primary Fluorescent Chlorophyll Catabolite ») via un composé
intermédiaire instable, la RCC (« Red Chlorophyll Catabolite »). Par la suite, les pFCCs
subissent diverses modifications plus ou moins spécifiques de l’espèce végétale avant d’être
tautomérisés pour former les catabolites non fluorescents (NCCs : « Non Fluorescent
Chlorophyll Catabolite ») 47, 51, 54, 63, 64.
2.2. Dégradation lors des transformations industrielles
La dégradation des pigments chlorophylliens au cours des opérations de
transformation des fruits et légumes verts a été très largement étudiée et a fait l’objet de
plusieurs articles 46, 50, 65-69. Au cours du procédé industriel, les pigments peuvent subir
de nombreuses réactions enzymatiques ou biochimiques suite à la déstructuration du matériel
végétal, avec comme conséquence la formation de produits de dégradation. Ces réactions
s’accompagnent d’une modification de la couleur verte du produit perçue par le
consommateur comme un défaut de qualité. Au cours des procédés industriels, l’altération la
plus fréquemment rencontrée chez les fruits et légumes verts est la transformation des
Synthèse bibliographique
24
chlorophylles en phéophytines avec une forte modification de la couleur qui passe du vert
brillant au marron olive 66, 69-71. Lors de cette conversion, l’atome de magnésium central
des chlorophylles est remplacé par 2 atomes d’hydrogène dans les phéophytines. Cette
altération a lieu au cours du procédé notamment lors des traitements thermiques ou durant la
conservation. Les phéophytines se forment également en milieu acide suivant la teneur initiale
d’acides organiques dans le végétal 72-73. La présence d’une magnésium déchélatase
endogène peut également conduire à la formation des phéophytines 67. De nombreux
travaux font référence à la présence de phéophytines comme étant des produits de dégradation
des chlorophylles notamment dans le brocoli 74-75 ainsi que dans les légumes verts en
conserve ou encore dans l’huile d’olive vierge. Lorsque le traitement thermique est plus
sévère, par exemple lors de la fabrication des conserves, les pyrophéophytines se forment à
partir des phéophytines suite à la perte d’un groupement COOCH3 en C-132 sur le noyau
isocyclique V 46, 67-69, 76-78.
Les traitements plus modérés entraînent également des altérations au niveau des
chlorophylles. En effet, lors de la congélation, du séchage et d’un chauffage modéré comme
le blanchiment ou lors de l’extraction des pigments dans les solvants organiques, on assiste à
la formation des épimères en C-132 (a, a’, b, b’) 68-70, 78. Alors que les autres conversions
affectent la couleur finale du produit, la formation des épimères ne provoque pas un
changement de couleur car leurs propriétés spectrales restent identiques à celles de leurs
molécules parents 79. La formation de complexes avec le zinc et le cuivre à partir des
phéophytines et des pyrophéophytines, a lieu rapidement lors de l’ajout de sels de cuivre ou
de zinc au cours du blanchiment avant la stérilisation des boîtes de conserves 66. Ce procédé
permet de préserver la couleur verte initiale des produits mis en conserves.
Les chlorophyllides se forment en milieu basique et/ou suite à l’hydrolyse
enzymatique de la chaîne phytol des chlorophylles, sous l’action de la chlorophyllase qui est
activée lors du blanchiment ou pendant la fermentation et le stockage 50, 76, 80-81. Un
traitement thermique plus sévère ou une acidification conduit à la formation des
phéophorbides, pyrophéophorbides et pyrochlorophyllides 66, 67, 79.
Les conditions de transformation peuvent également favoriser l’activité d’enzymes
oxydases telles que la chlorophylle oxydase, la lipoxygénase et la peroxydase qui peuvent
oxyder les chlorophylles pour donner des produits comme la 132-OH-chlorophylle ou
132-OH-phéophytine et 15
1-OH-lactone phéophytine 82-85.
Synthèse bibliographique
25
La figure 11 synthétise les principales voies de dégradation des chlorophylles
rencontrées au cours des opérations de transformation, les structures correspondantes des
molécules sont présentées à la figure 12. Le tableau IV en présente les spectres d’absorption.
Les produits et les voies de dégradation dépendent de la nature et de l’intensité du traitement
appliqué. Dans le nectar de ditax, un traitement thermique à 95°C/15 min entraîne la
formation de la pyrophéophytine à partir de la phéophytine a 77. Dans l’huile d’olive vierge,
deux types de voies réactionnelles ont été mis en évidence sous l’effet du traitement
thermique. Tout d’abord, la phéophytine a est dégradée en pyrophéophytine a, en 132
–
OH-phéophytine a et en 151-OH-lactone phéophytine a, ensuite des produits de dégradation
incolores sont formés à partir de la phéophytine a et de ces produits de dégradation 82. Dans
la purée d’épinard, la chlorophylle est dégradée en pyrochlorophylle puis en pyrophéophytine
lors de la cuisson à la vapeur ou d’un chauffage par microondes 68. Dans la purée d’épinard,
un traitement thermique à 100°C pendant 3 min et 145°C pendant 2 min entraîne la
dégradation de la chlorophylle en phéophytine et pyrophéophytine et celle de la
chlorophyllide en phéophorbide et pyrophéophorbide 80.
Synthèse bibliographique
26
Figure 11 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées au cours des différents procédés de transformation
50, 68-69, 76, 78, 80, 82, 86-87.
Composé incolore
Mg Déchélatase Chauffage pH acide
Phéophytine a’
- Mg2+
Chlorophylle a Chlorophyllide a
Pyro chlorophylle a
Phéophorbide a 151-OH Lactone Phéophytine a
Phéophytine a
132-OH Phéophytine a Pyrophéophytine a
Chlorophyllase
- Phytol - COOCH3
Chauffage sévère
- Mg2+
Ch
auffage sévère
- C
OO
CH
3
- Mg2+
Chauffage très sévère
Chauffage
- Phytol
Chlorophyllase
Chlorophylle a’
Chauffage modéré
C-132 – OH Chlorophylle a
Oxydation
pH basique
pH basique
Autres réactions de dérivation et de dégradation
ZnCl2 pH ajusté
Mg Déchélatase Chauffage
pH acide
Pyro phéophorbide a Pyro chlorophyllide a
- Mg2+
Chlorophyllase
Zn-Phéophytine a Zn-Pyrophéophytine a
- Phytol
Mg Déchélatase Chauffage
pH acide
Mg Déchélatase Chauffage pH acide
Synthèse bibliographique
27
Composé incolore
Ouverture oxydative du macrocycle de la
phéophytine a au niveau du carbone 5
Phéophytine a’ Pyrophéophytine a 132-OH Phéophytine a
151-OH Lactone
Phéophytine a
Phéophorbide a
RCC ou « Red Chlorophyll
Catabolite »
pFCC ou « primary Fluorescent Chlorophyll
Catabolite »
FCCs : Fluorescent Chlorophyll
catabolite modified/conjugated NCCs : Non Fluorescent
Chlorophyll catabolite
C-132 – carboxyl
pyrophéophorbide a Pyro phéophorbide a
Chlorophyllide a Pyro chlorophyllide
a
Chlorophylle a Pyro Chlorophylle a Chlorophylle b
(a)
(b)
Figure 12 : Structure chimique (a) des
composés chlorophylliens et de la
phéophytine a et (b) de ses molécules
dérivées.
Synthèse bibliographique
28
Tableau IV : Spectres d’absorption des principaux composés chlorophylliens.
Composés λmax (nm)
Chlorophylle a [432,618, 664]88
; [430,618, 664]89
; [432, 620, 667]67
; [428,663]90
Chlorophylle a’ [432,620, 666]88
; [430,618, 664]89
; [432, 620, 667]67
; [430,663]90
Chlorophylle b [466, 600,650] 88
; [462, 600, 648]89
; [469, 605, 651]67
; [462,651]91
Chlorophylle b’ [466, 602, 652]88
; [462, 600,648]89
; [469, 605, 651]67
; [458, 648]92
132-Hydroxy chlorophylle a [422, 614, 660]
89
132-Hydroxy chlorophylle b [460, 598, 646]
89 ; [451, 641]
89, [451, 593, 641]
93
Chlorophyllide a [473, 610, 655]67
Chlorophyllide b [471, 607, 655] 67
Phéophorbide a [412, 509, 541, 610, 669]67
Phéophorbide b [440, 537, 603, 657]67
Phéophytine a [408,610, 666]
88 ; [408, 506, 536, 608, 666]
88 ; [408, 503, 535, 610,
667]67
; [410, 669]91
Phéophytine a’ [408, 506, 536, 610, 666]89
; [408, 503, 535, 610, 667]
67
Phéophytine b [436,598, 652]
88 ; [436, 528, 598, 652]
89 ; [436, 529, 555, 601,
657]67
; [432, 654]91
Phéophytine b’ [436,598, 652]89
; [436, 524, 600, 656]90
; [436, 529, 555, 601, 657]67
132-Hydroxy phéophytine a [406, 502, 532, 610, 666]
89
132-Hydroxy phéophytine a’ [408, 504, 534, 610, 666]
89
132-Hydroxy phéophytine b [434, 522, 598, 652]
89
132-Hydroxy phéophytine b’ [436, 528, 600, 654]
89
Pyrochlorophylle a [436, 620, 667] 67
Pyrochlorophylle b [466, 600, 648]88
; [469, 605, 651]67
Pyrophéophytine a [410,610, 666]
88 ; [410, 508, 538, 610, 666]
89 ; [408, 503, 535, 610,
669]67
; [410, 506, 536, 608, 666]92
Pyrophéophytine b [436, 600, 654]88
; [436, 529, 555, 601, 657]67
Pyrochlorophyllide a [430, 622, 669]67
Pyrochlorophyllide b [471, 607, 655]67
Pyrophéophorbide a [412, 509, 541, 610, 669]67
Pyrophéophorbide b [440, 537, 603, 657]67
Synthèse bibliographique
29
2.3. Aspects cinétiques et paramètres thermodynamiques
Les cinétiques de dégradation des chlorophylles ont fait l’objet de nombreuses études.
Le tableau V présente les paramètres cinétiques obtenus lors de la dégradation thermique des
composés chlorophylliens dans quelques produits. Les études effectuées à différentes
températures ont montré que la cinétique de dégradation suit une réaction de premier ordre.
Ainsi, l’effet de la température sur la dégradation des pigments chlorophylliens a été étudié
dans le nectar de ditax 77, l’huile d’olive vierge 82, le coriandre et la menthe 95-96, le
pois 97-98, le brocoli 74 et la purée d’épinard 76, 80. La constante de vitesse k augmente
avec la température et varie significativement suivant la matrice. Pour la chlorophylle a par
exemple, on note qu’à 80°C, k est de 7,5x10-5
s-1
dans le coriandre alors que dans le jus de
brocoli ou la purée d’épinard, k est respectivement de 1,7 s-1
et 2,9x10-4
s-1
. Les formes « a »
sont également plus sensibles à la dégradation que les formes « b ». Les énergies d’activation
sont élevées ce qui implique qu’une faible variation de température est nécessaire pour
dégrader plus rapidement les composés. Il apparaît ainsi, que dans la purée d’épinard par
exemple, la chlorophylle a est plus sensible à la température que la chlorophylle b avec des
énergies d’activation respectivement de 94 et 105,5 kJ.mol-1
. On note cependant une variation
de l’énergie d’activation en fonction du produit. En effet, la phéophytine a est plus sensible à
la dégradation thermique dans l’huile d’olive (83 kJ.mol-1
) que dans le nectar de ditax
(79 kJ.mol-1
). Pour la chlorophylle a, la dégradation est plus intense dans la purée d’épinard
76 et dans le petit pois 98. L’enthalpie d’activation (ΔH*) varie pour la chlorophylle a, de
20,5 à 87,9 kJ.mol-1
; alors que l’entropie d’activation (ΔS*) varie entre -0,48 à -138 J.mol.K-1
.
Pour la phéophytine a, ΔH* est de 76,3 kJ.mol-1
dans le nectar de ditax 77 et 81,04 kJ.mol-1
dans l’huile d’olive vierge 82.
Synthèse bibliographique
30
Tableau V : Paramètres des cinétiques de dégradation thermique de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées dans divers produits.
Echantillons Composés k (s-1) k∞ (s-1
) Ea (kJ.mol
-1)
ΔS* (J.mol
-1.K
-1)
ΔH* (kJ.mol
-1)
Références
Nectar de ditax
(t = 120 min) 60°C 70°C 80°C 90°C 95°C
77 Phéophytine a 7x10-6
10x10-6
20x10-6
60x10-6
100x10-6
1,4x107 79,2 -117,6 76,3
OH-phéophytine a’ 9x10-6
10x10-6
30x10-6
60x10-6
100x10-6
2,6x106 73,9 -131,6 71
Huile d'olive vierge
(t = 744/370/64/42h) 60°C 80°C 100°C 120°C
82 Phéophytine a 0,5 4,9 25,9 49,1 83,1 -119,3 80,9
OH-phéophytine a 0,1 0,3 3,8 5,4 74,1 -150 76,2
Jus de pandanus (t = 30 min) 63°C 70°C 80°C 90°C
Chlorophylle 4,7x10-4
5,6x10-4
6,4x10-4
7,2x10-4
0,0985 14,8 94
Coriandre (pH 4,5)
(t = 180 min) 80°C 85°C 90°C 95°C 100°C
95 Chlorophylle a 7,5x10-5
10x10-5
1,4x10-4
2,3x10-4
2,6x10-4
4x106 72,5
Chlorophylle b 7,4x10-5
1,3x10-4
1,4x10-4
1,7x10-4
4,5x10-4
163x106 83,4
Coriandre (pH 5,5) Chlorophylle a
T°C : 105 -115°C (t = 240 min)
125 -135°C (t = 120 min)
145°C (t = 60 min)
-0,477 87,87
96 Chlorophylle b -0,469 90,688
Menthe (pH 5,5) Chlorophylle a -0,663 20,454
Chlorophylle b -0,609 40,035
Petit pois Chlorophylle a (t = 60 min) T°C : 80 – 90 – 100 °C 73,3
97 Chlorophylle b (t = 120 min) T°C : 80 – 90 – 100 °C 71,2
Synthèse bibliographique
31
(suite)
Échantillons Composés k (s-1
) k∞ (s-1
) Ea (kJ.mol
-1)
ΔS* (J.mol
-1.K
-1)
ΔH* (kJ.mol
-1)
Références
Jus de brocoli
(t = 180 min) 80°C 90°C 100°C 110°C 120°C
74 Chlorophylle a 1,7 3,11 4,7 10,2 20,4 71,04
Chlorophylle b 0,9 1,4 2,1 4,5 9,4 67,11
Pois
(t = 300 min) 70°C 80°C 90°C
98 Chlorophylle a 1,2x10
-4 2,9x10
-4 6,3x10
-4 81,6
Chlorophylle b 6,5x10-5
1,4x10-4
2,6x10-4
71,2
"Greenness" 7x10-5
1,4x10-4
3,1x10-4
76,2
Purée d'épinard
80°C 115°C 100°C 145°C
80
Chlorophylle a 2,2 x10-3
19,3 x10-3
62,8 -138,1 59,4
Chlorophylle b 0,4 x10-3
9,8 x10-3
92,2 -77,9 87,5
Chlorophyllide a 0,9x10-3
10,1 x10-3
82,5 -86,7 77
Chlorophyllide b 0,3 x10-3
5 x10-3
95,4 -3,6 92,1
Purée d'épinard
116°C 121°C 126°C
76
Chlorophylle a 1,84x10-3
2,98x10-3
4,52x10-3
105,5
Chlorophylle b 0,89x10-3
1,41x10-3
1,98x10-3
94,2
Phéophytine a 0,63x10-3
0,93x10-3
1,32x10-3
86,7
Phéophytine b 0,99x10-3
1,30x10-3
1,73x10-3
65,7
Synthèse bibliographique
32
2.4. Extraction et analyse des pigments chlorophylliens par HPLC
Du fait de leur propriété chimique et de leur localisation cellulaire, l’analyse rapide,
précise et fiable des pigments chlorophylliens nécessite des méthodes spécialement adaptées à
chaque échantillon 86.
2.4.1. Extraction des pigments
L’extraction des pigments chlorophylliens se fait de manière conjointe à celle des
autres pigments (caroténoïdes) et nécessite la rupture des parois cellulaires à cause de leur
localisation (à l’intérieur des chloroplastes). L’extraction complète des pigments requiert le
plus souvent plusieurs étapes et l’utilisation de mélange de plusieurs solvants, notamment si la
matière première contient des pigments de différente polarité ou des pigments présents dans
des matrices complexes 99-100. Pour éviter la dégradation des pigments chlorophylliens
durant l’extraction, celle-ci se fait généralement à froid 46, 101 et à l’abri de la lumière
102 ; en présence de carbonate de calcium, de sodium ou de magnésium pour ajuster le pH à
8-9 et neutraliser ainsi les acides organiques ce qui empêche la conversion des chlorophylles
en phéophytines 72. L’extraction se fait également en présence d’antioxydants tels le 2,6-di-
ter-butyle-4-méthylphénol (BHT) (1%) afin de réduire les attaques acides et l’oxydation des
chlorophylles 103. Une solution de NaCl (10% v/v) peut aussi être ajoutée pour faciliter le
transfert des pigments dans la phase apolaire. A titre d’exemple, un mélange d’acétone et de
méthanol (75 : 25 v/v) en présence de Na2CO3 anhydre a été utilisé pour l’extraction des
pigments contenus dans la pistache 104 . Pour les pigments de la prune de cythère, c’est
l’éther diéthylique qui a été utilisé 71 ; alors que l’acétone a été utilisée dans le cas du
brocoli 105.
2.4.2. Analyse des pigments par HPLC
La Chromatographie Liquide Haute Performance (HPLC) couplée le plus souvent à la
détection dans l’UV visible, permet la séparation, l’identification et la quantification des
pigments chlorophylliens avec un large choix sur le type de colonne et la phase mobile. Ainsi,
plusieurs méthodes d’analyses des pigments par HPLC ont été décrites dans la littérature
101- 102, 104-114. Les pigments chlorophylliens à cause de leur caractère hydrophobe, sont
habituellement séparés sur des colonnes C18 en phase inverse « C18-RP » ; mais la séparation
peut aussi se faire sur des C30-RP notamment pour séparer les caroténoïdes car les interactions
Synthèse bibliographique
33
entre les pigments et la phase stationnaire sont élevées à cause de leur taille similaire 106.
Les solvants organiques sont utilisés comme phase mobile en gradient linéaire ou non linéaire
ou isocratique. Bellomo et al. 104 ont séparé les pigments de la pistache sur C18-RP avec
une phase mobile constituée d’un mélange méthanol/eau (75 :25 v/v) et d’acétate d’éthyle.
Dans le cas de l’huile d’olive, les pigments ont été analysés sur C30-RP avec un gradient
binaire A méthanol / méthyle ter-butyle éther / eau (90:7:3 ; v/v/v) et B méthanol /
méthyle ter-butyle éther / eau (7:90:3; v/v/v) (à t = 0 ; 5% B ; à t = 30 min; 35% B ; à t =
40 min; 40% B ; à t = 50 min ; 95% B suivi d’un rééquilibrage de la colonne à la
concentration initiale de B) 107. Hojnik et al. 108 ont identifié les pigments de l’ortie
piquante sur C18 avec comme phase mobile A dichlorométhane/méthanol/acétonitrile/eau
(5,0 : 85 : 5,5 : 4,5; v/v/v/v) et B dichlorométhane/méthanol/acétonitrile/eau (25 : 28 : 42,5 :
4,5 ; v/v/v/v) (0% de B pendant 8 min, gradient linéaire de 0 à 100% de B pendant 6 min,
100% de B pendant 54 min 100% de A pour les 2 dernières min).
3. LES BOISSONS À BASE DE FRUITS LOCAUX AU SÉNÉGAL
Consommées par toutes les couches de la population sénégalaise, les boissons à base
de fruits locaux (de culture ou de cueillette) ont été pendant longtemps, fabriquées de façon
traditionnelle et extemporanée au sein des ménages. L’essentiel de la production qui ne
concernait que le bissap (Hibiscus sabdariffa L.) et le gingembre (Zingiber officinale Roscoe)
était destinée à l’autoconsommation notamment lors des cérémonies familiales et des fêtes
religieuses. Depuis une vingtaine d'années, la gamme de produits fabriqués s'est étendue à
d’autres fruits locaux notamment de cueillette. Ainsi, on retrouve sur le marché national, sous
l’appellation jus, les boissons à base de tamarin (Tamarindus indica L.), pain de singe
(Adansonia digitata L.), maad (Saba senegalensis (A.DC). Pichon), mangue (Mangifera
indica L.), ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel.), corossol (Annona muricata L.) ainsi que
des cocktails. La consommation de ces fruits qui possèdent des qualités nutritionnelles et des
vertus thérapeutiques intéressantes peut contribuer à l’amélioration du statut nutritionnel des
sénégalais tout en ayant un impact non négligeable sur le plan économique, notamment en
matière de lutte contre la pauvreté 1-2, 38, 115.
La composition des jus de fruits est généralement identique à celle des fruits dont ils
sont issus, mais en quantité moindre à cause des pertes liées à la dilution et /ou au procédé de
Synthèse bibliographique
34
fabrication. Le tableau VI présente la composition de quelques nectars à base de fruits locaux
au Sénégal.
Tableau VI : Composition nutritionnelle de quelques nectars et boissons à base de fruits
locaux au Sénégal 115.
Composition pour
100 ml de nectar
Nectar de
ditax
Nectar de pain
de singe
Nectar de
maad
Boisson au
tamarin
Energie (kJ) 330,2 342,7 324,4 366,6
Protéines (g) 0,3 0,06 0,05 0,03
Lipides (g) 0,25 0,04 0,1 0,04
Glucides (g) 19,1 20,4 19,1 21,8
Sodium (mg) 13,6 11,6 4,8 2,2
Vitamine C (mg) 151,7 0,26 0,55 0,14
Les définitions normalisées (CODEX STAN 2472005) des produits de type jus de
fruits sont précisées ci-dessous en guise de rappel [116].
Jus de fruits
Le jus de fruits est le liquide non fermenté, mais fermentescible, obtenue à partir de la
partie comestible de fruits sains, parvenus au degré de maturation approprié et frais, ou de
fruits conservés dans de saines conditions par des moyens adaptés et/ou par des traitements de
surface post-récolte appliqués conformément aux dispositions pertinentes de la Commission
du Codex Alimentarius. Le jus est obtenu par des procédés adaptés qui conservent les
caractéristiques physiques, chimiques, organoleptiques et nutritionnelles essentielles des jus
du fruit dont il provient. Un jus simple a pour origine un seul type de fruit. Un jus mélangé
provient du mélange de deux ou plusieurs jus ou jus et purées obtenus à partir de différents
types de fruits.
Le jus de fruits est obtenu comme suit :
o Jus de fruits pressé directement par des procédés d'extraction mécanique.
o Jus de fruits à base de concentré obtenu en reconstituant du jus de fruits
concentré, avec de l'eau potable.
Synthèse bibliographique
35
Concentré de jus de fruits
Un concentré de jus de fruits est le produit obtenu après élimination physique de l’eau
en quantité suffisante pour porter la valeur Brix à un niveau supérieur de 50 % au moins à la
valeur Brix établie pour le jus reconstitué du même fruit. Pour la production du jus destiné à
être concentré, des procédés adaptés sont utilisés et peuvent être associés à la diffusion
concomitante de cellules ou de pulpe de fruits dans l’eau, à condition que les matières sèches
solubles du fruit dont l’eau a été extraite soient ajoutées au jus d’origine avant concentration.
Les concentrés de jus de fruits peuvent contenir des substances aromatiques et des composés
aromatisants volatils restitués, qui doivent tous être obtenus par des moyens physiques
adaptés et provenir du même type de fruit. De la pulpe et des cellules
obtenues par des
moyens physiques adaptés à partir du même type de fruit peuvent être ajoutées.
Jus de fruits obtenu par extraction hydrique
C’est le produit obtenu par diffusion dans l’eau du fruit à pulpe entier dont le jus ne
peut être extrait par aucun procédé physique ou du fruit entier déshydraté. Ces produits
peuvent être concentrés et reconstitués.
Purée de fruits destinée à la production de jus et de nectars de fruits
La purée de fruits destinée à la production de jus et de nectars de fruits est le produit
non fermenté, mais fermentescible, obtenu par des procédés appropriés, par exemple en
passant au tamis ou en broyant la partie comestible du fruit entier ou pelé sans en prélever le
jus. Le fruit doit être sain, parvenu à un degré de maturation approprié et frais, ou bien
conservé par des moyens physiques ou par un ou plusieurs des traitements appliqués
conformément aux dispositions pertinentes de la Commission du Codex Alimentarius.
Concentré de purée de fruits destiné à la production de jus et de nectars de
fruits
Le concentré de purée de fruits destiné à la production de jus et de nectars de fruits est
obtenu par élimination physique de l’eau de la purée de fruits en quantité suffisante pour
accroître la valeur Brix d’au moins 50% par rapport à la valeur Brix établie pour le jus
reconstitué du même fruit.
Nectar de fruits
Le nectar de fruits est le produit non fermenté, mais fermentescible, obtenu en ajoutant
de l’eau, avec ou sans adjonction de sucres, de miel et/ou de sirops et/ou d’édulcorants parmi
Synthèse bibliographique
36
ceux énumérés dans la Norme générale pour les additifs alimentaires (NGAA), aux purées de
fruits ou jus de fruits non consommables en l’état en raison de leur caractère naturellement
trop pulpeux ou trop acide. Les pulpes raffinées ou les jus de fruits interviennent dans des
pourcentages minima de 25%. Des substances aromatiques, des composés aromatisants
volatils, de la pulpe et des cellules, qui doivent tous avoir été obtenus à partir du même type
de fruit et par des moyens physiques adaptés, peuvent être ajoutés. Le produit doit en outre
répondre aux critères définis pour les nectars de fruits. Le mélange de nectars de fruits est le
même produit, obtenu à partir de plusieurs types de fruits différents.
Matériels et Méthodes
37
MATERIELS ET METHODES
1. MATERIEL VEGETAL
Pour la caractérisation physico-chimique, nous avons travaillé sur des fruits récoltés
entre septembre et décembre 2008 correspondant à la période de cueillette dans les principales
zones d’exploitation du ditax au Sénégal (figure 4) : Falia, Dionewar et Niodior (îles du Sine-
Saloum); Kabiline 2, Diannah et Thiobon (Casamance). Dans chaque zone, des lots de fruits
ont été cueillis à maturité sur différents arbres avec l’aide des populations locales. Les fruits
ont été transportés par voie maritime et/ou par voie terrestre dans des cageots ouverts jusqu’à
l’ITA (Dakar). Après triage, un échantillon de 30 fruits a été prélevé de manière aléatoire
dans chaque lot. Les mesures physiques ont été effectuées 5 jours après récolte. La pulpe a été
extraite manuellement puis stockée à -18°C (entre 3 et 12 mois) pour les analyses chimiques.
Les noyaux ont été récupérés pour extraire les graines. La farine de la graine a été obtenue
suivant la méthode décrite par Wang et al. 8.
Les pigments ont été étudiés sur les pulpes provenant de six localités. Des fruits frais
achetés au marché de Dakar en 2010 ont servi à valider les pigments identifiés. Les pulpes
extraites des fruits provenant de Kabiline 2 ont servi à l’étude des cinétiques de dégradation
thermique des microconstituants de la pulpe. Le profil des composés volatils a été déterminé
sur les pulpes provenant des six localités, l’identification et la quantification des composés ont
été réalisées sur des fruits frais achetés au marché de Dakar en septembre 2012 et congelés tel
quel à -18°C pendant une semaine.
La caractérisation du procédé d’extraction artisanal et mécanisé de la pulpe de ditax a
été réalisée sur un lot de 60 kg de fruits achetés en octobre 2012 au marché de Dakar. Des
nectars à 14 °Brix final ont été préparés en utilisant un ratio de 3 L d’eau par kg de pulpe.
Pour l’étude comparative des formes comestibles et toxiques, nous avons étudié pour
les analyses préliminaires, différents organes d’arbres adultes de Detarium senegalense
comestible et toxique et d’une jeune plante comestible récoltés en 2009 à Diouloulou dans la
région de Ziguinchor. Une fois collectées, les feuilles et les branches ont été conservées entre
deux feuilles de papier « journal » (pour faciliter le séchage) alors que les fruits ont été
conditionnés dans des sachets en polypropylène et congelés à -18°C avant d’être analysés.
Matériels et Méthodes
38
Des feuilles récoltées en 2011 et 2012 ont été utilisées pour la mise en évidence des
triterpènes.
2. METHODES ANALYTIQUES
Les analyses physico-chimiques classiques utilisées sont résumées dans le tableau VII.
Seules les méthodes d’analyses spécifiques sont décrites en détail ci-dessous.
2.1. Détermination de la teneur en sucres simples
L’extraction des sucres solubles a été réalisée sur le tourteau délipidé avec une
solution d’éthanol à 80% à 80°C (extracteur ASE
200). Le nombre de cycles est de 3 avec un
static time de 5 min et un flush de 100%. Les extraits de sucres récupérés sont ramenés à 50
mL, dilués au 1/50ème
avec de l’eau ultra pure (résistivité 18,2 Mohm.cm), filtrés à 0,45µm
puis injectés dans un appareil de chromatographie liquide haute performance DX600
(DIONEX Corp., Sunnyvale, USA) équipé d’une colonne Carbopac MA-1. L’éluant est de la
soude 600 mM ou 800 mM à un débit de 0,4 mL.min-1
. Le programme d’élution comprend
10 min de soude 800 mM suivi d’un gradient de 800 à 600 mM pendant 10 min, puis retour à
800 mM pendant 10 min, enfin un pallier de 10 min à 800 mM. Après séparation, les sucres
sont détectés par un système à ampèrométrie pulsée (DAP ou PAD). Un standard externe est
injecté dans la série d’échantillons. Ce standard est composé d’un mélange de différents
sucres et polyols (tableau VIII) préparés à partir de produits purs (Sigma-Aldrich® Corp.,
USA) et d’eau ultra pure.
Les courbes de calibration du standard montrent une réponse linéaire des différents
sucres et polyols dans la plage de concentration de notre étude. L’analyse des
chromatogrammes obtenus est réalisée avec le logiciel Chromeleon version 6.11 (Dionex,
USA). Chaque échantillon est analysé au minimum en double. La teneur en sucres solubles
totaux (SST) est calculée à partir de la somme des teneurs en glycérol, sorbitol, (lorsque ces
polyols sont présents), glucose, fructose et saccharose et est exprimée en g pour 100 g de
matière sèche.
Matériels et Méthodes
39
Tableau VII : Analyses physico-chimiques classiques effectuées sur les différents échantillons de ditax étudiés.
Analyses Unité Méthode Matériel Précision Produits analysés Taille cm Mesure du diamètre au niveau de l’équateur Pied à coulisse 10
-2 Fruit entier
Masse g Pesée (moyenne sur 30 mesures) Balance Ohaus 0,1 g Fruit entier, épicarpe,
mésocarpe, noyau
Extrait sec total (EST) g.100g-1
Dessication à 105°C pendant 4 h Etuve GENEQ Inc. (Québec) 0,005 pulpe
Extrait sec soluble (ESS) g.100g-1
Réfractométrie Réfractomètre type Abbé Atago
gamme 0-32% 0,2 pulpe
pH Unité pH pH-métrie pH-mètre Oakton pH 5 Acorn series 0,05 Pulpe diluée au 1/10
Acidité titrable (AT)
mEq.100 g-1
mEq.100 mL-1
Titrimétrie
NaOH 0,1 N avec phénophtaléine
comme indicateur coloré
Titroline easy Schott (Sté Legallais,
Montferrier France)
Pulpe
Nectar
Protéines g.100g-1
Kjeldhal
Azote total analysé par le laboratoire
d’analyse US49 CIRAD 117
Appareil de Kjeldhal, petit matériel
de laboratoire 1
Pulpe
Pulpe lyophilisée et amande
de la graine séchée
Lipides g.100g
-1
Extraction de 1 g de pulpe et 5 g de farine
avec l’éther de pétrole à 60°C puis pesée de la
matière grasse extraite
Extracteur automatique ASE 200
(Dionex Corp., Sunnyvale, USA) 1 Pulpe et amande de la graine
Cendres totales g.100g-1
Incinération à 550°C pendant 4 h Four Heraus 0,0005 Pulpe
Minéraux g.100g-1
Laboratoire d’analyse US49 CIRAD 117
Spectrophotométrie d’émission atomique par
plasma à couplage inductif.
Spectrophotomètre Varian Vista
(Victoria, Australie) Détecteur CCD
(Coupled Charged Device)
Pulpe lyophilisée
Acide ascorbique mg.100g-1
2,6-DCPIP après extraction et stabilisation à
l’acide oxalique [118] Petit matériel de laboratoire 0,005 Nectar
Couleur (L*a*b*) Unités L*a*b* Colorimétrie Chromamètre Konica Minolta CR
410 calibré avec plaque blanche Nectar
Solides insolubles en
suspension (SIS) g.100g
-1
Centrifugation de 20 g de nectar à 4 500g
pendant 15 min, rinçage puis pesée du culot
après égouttage et étuvage à 60°C sous vide
pendant 24h
Centrifugeuse SYGMA 2-15 1 Nectar
Profil granulométrique Granulométrie laser 119 Granulomètre Laser Mastersizer
3000 Malvern Nectar
Viscosité (h ) mPa.s-1
Viscosimétrie Rhéomètre Physica Mcr 301 Anton
Paar Nectar
Vitesse de décantation m.s-1
Suivi du niveau de sédimentation de la pulpe
dans une éprouvette graduée (3 mesures) Eprouvette graduée de 10 ml Nectar
Matériels et Méthodes
40
Tableau VIII : Composition du standard externe utilisé en HPLC-DAP pour le dosage des
sucres.
Composé Concentration dans le
standard (g.L-1
)
Temps de rétention
(min)
Coefficient de variation
(%) pour n-3 analyses*
Glycérol 0,2 9,17 (0,02) 2,5
Sorbitol 15 13,98 (0,04) 0,4
Glucose 10 15,98 (0,04) 0,7
Fructose 12 18,72 (0,06) 0,5
Saccharose 13 25,42 (0,15) 1,6 * standard préparé 3 fois et injecté 3 fois le même jour pour voir la répétabilité
2.2. Quantification de la vitamine C
2.2.1. Extraction
La teneur en vitamine C (acide ascorbique + acide déhydroascorbique) de la pulpe a
été déterminée par HPLC suivant la méthode de Cortes Sanchez-Mata et al. 120 qui repose
sur la réduction de l’acide déhydroascorbique en acide ascorbique en utilisant le DL-
dithiothréitol (DTT) comme agent réducteur. Une quantité d’environ 100 mg de pulpe de
ditax est homogénéisée avec 20 mL d’une solution d’extraction d’acide métaphosphorique à
4,5% dans l’eau. Le mélange est centrifugé puis le surnageant est filtré sur filtre Millipore
0,45 m avant d’être injecté par HPLC. Pour doser la vitamine C, nous avons prélevé en
parallèle 1 mL du surnageant auquel nous avons ajouté 0,2 mL d’une solution de DTT à 20
mg.mL-1
. Le mélange est agité pendant 2h sur un agitateur magnétique avant d’être injecté en
HPLC.
2.2.2. Dosage par HPLC
Les analyses HPLC ont été effectuées avec un système Spectra SCM 1000 Thermo
Scientific équipé d’un détecteur Spectra system UV 3000. La séparation a été effectuée sur
une colonne RP 18e Licrospher 100 (250 x 4,6 mm i.d. 5 m ; Merck KgaA). Une élution
isocratique a été utilisée avec comme phase mobile de l’eau distillée à 0,01% d’acide
sulfurique ajustée à pH 2,5. Le débit est de 1 mL.min-1
et les échantillons ont été injectés via
une vanne Rhéodyne équipée d’une boucle de 20 µL. La détection est réalisée à 254 nm via
un détecteur spectrophotométrique. La quantification a été faite avec une courbe de
calibration externe comportant 5 concentrations en acide ascorbique de 20 à 200 mg.L-1
.
L’équation 1 présente l’équation de la droite de régression obtenue :
Matériels et Méthodes
41
(Équation 1)
2.3. Détermination des acides organiques
L’extraction des acides organiques est réalisée en agitant pendant 30 min, 100 mg de
pulpe de ditax lyophilisée avec 10 mL d’une solution d’acide sulfurique à 0,01% à
température ambiante. Le surnageant est filtré avec un filtre Millipore 0,45 m avant d’être
injecté en HPLC. Les analyses HPLC ont été effectuées avec un système Agilent 1200 series.
La séparation a été faite sur une colonne HyperRez XP Carbohydrate H+ 8 m (300 x 7,7
mm). La phase mobile est constituée d’une solution d’acide sulfurique (0,05 M). Le débit est
de 0,8 mL.min-1
et les échantillons ont été injectés automatiquement via une vanne Rhéodyne
équipée d’une boucle de 20 µL. L’absorbance est suivie aux longueurs d’ondes de 210 et
245 nm grâce à un détecteur (DAD -UV). Trois extractions ont été réalisées et chaque extrait
a été analysé 2 fois. Vingt-et-un étalons d’acides organiques (acétique, adipique, L-ascorbique,
benzoïque, butyrique, citrique, isobutyrique, formique, fumarique, lactique, isocitrique,
maléique, malonique, malique, oxalique, phytique, propionique, quinique, succinique,
shikimique, tartrique) majoritaires des fruits ont été également préparés et analysés par HPLC
dans les mêmes conditions pour faciliter l’identification et la quantification des acides
organiques du ditax.
2.4. Caractérisation des pigments (caroténoïdes et composés chlorophylliens) du ditax
2.4.1. Extraction des pigments à partir des différentes pulpes de ditax
Les caroténoïdes et les composés chlorophylliens ont été extraits simultanément
suivant la méthode décrite par Dhuique-Mayer et al. 121 adaptée à la pulpe de ditax. 1 g de
pulpe de ditax est homogénéisé sur agitateur magnétique en présence de 2 mL d’eau distillée,
120 mg de MgCO3 (pour neutraliser les acides organiques et éviter la transformation des
chlorophylles en phéophytines) et 15 mL du mélange de solvant éthanol/hexane, 4 : 3 v/v
contenant 0,1% de BHT (pour limiter l’oxydation et les attaques acides des chlorophylles)
pendant 10 min. Le mélange est filtré sur verre fritté de porosité 2 et le résidu est ré-extrait
avec 10 mL du mélange de solvant précédent et 1 mL d’eau distillée sur agitateur magnétique
pendant 5 min. Le résidu est lavé successivement avec 15 mL d’éthanol contenant 0,1% de
BHT et 15 mL d’hexane sur le filtre en verre fritté. La phase liquide est transférée dans une
ampoule à décanter, puis lavée avec 25 mL d’une solution de NaCl (10%) et 20 mL d’eau
distillée. La phase aqueuse est éliminée tandis que la phase organique est séchée avec du
Matériels et Méthodes
42
sulfate de sodium anhydre avant d’être évaporée à sec à 40°C avec un évaporateur rotatif sous
vide. Les extraits sont repris dans 500 µL de dichlorométhane et 500 µL de mélange (80/20
v/v, MTBE et méthanol). Les solutions ont été diluées 3,5 fois avant d’être analysées par
HPLC.
2.4.2. Analyse des pigments par HPLC
Les composés chlorophylliens et les caroténoïdes sont analysés par chromatographie
liquide haute performance en phase inverse (RP-HPLC) avec un système Agilent 1100
(Massy, France) équipé d’un détecteur à barrette de diodes et d’un passeur d’échantillon. Les
pigments sont séparés sur une colonne C30 YMC (250 x 4,6 mm ; 5 m) (YMC Europe Gmbh,
Allemagne). Les phases mobiles utilisées sont l’eau pour l’éluant A, le méthanol pour l’éluant
B et le MTBE pour l’éluant C. Un gradient ternaire a été utilisé pour la séparation des
pigments (tableau IX).
Tableau IX : Gradient utilisé pour la séparation des pigments en HPLC.
Temps (min) Phase mobile
Méthanol Eau MTBE
0 60% 40%
5 80% 20%
10 81% 4% 15%
60 11% 4% 15%
71 100%
72 60% 40%
Le débit de la phase mobile est de 1mL.min-1
. Le volume de la boucle d’injection est
de 20 µL et la température d’analyse est de 25°C. L’absorbance est suivie aux longueurs
d’ondes de 290, 350, 400, 450 et 470 nm grâce à un détecteur à barrettes de diodes (DAD -
UV) Agilent 1100. Les données chromatographiques et les spectres UV-visible sont collectés,
stockés et intégrés par le logiciel Agilent Chemstation plus.
2.4.3. Identification des pigments (préparation des étalons)
Les standards de chlorophylle a d’algues (Anacystis nidulans, Sigma Aldrich) et de
chlorophylle b d’épinard (Fluka analytical) sont utilisés pour la préparation des épimères,
Matériels et Méthodes
43
phéophytines, hydroxyphéophytines et pyrophéophytines afin d’identifier les pigments
chlorophylliens. La chlorophylle a’ (épimère de la chlorophylle a) est obtenue suivant la
méthode décrite par Watanabe et al. 70. La chlorophylle a est dissoute dans du chloroforme
et stockée pendant 2 h à 4°C (pour favoriser l’épimérisation). La phéophytine a et la
phéophytine b sont préparées en ajoutant 30 µL d’une solution HCL 0,1 M aux solutions de
chlorophylles a et b dissoutes dans du méthanol 70, 78, 112, 122-123. La pyrophéophytine a
et la pyrophéophytine b sont obtenues à partir de leur phéophytines respectives après
traitement thermique : 200 µL d’une solution de chlorophylle dissoute dans du méthanol avec
30 µL d’une solution HCL 0,1 M sont évaporés à sec et chauffés dans un bain d’huile pendant
1 h à 95°C. L’extrait sec est dilué dans du méthanol et analysé par HPLC.
Pour les caroténoïdes, le β-carotène et la lutéine proviennent du commerce (Extrasynthèse,
Genay, France).
L’identification des composés chlorophylliens est basée sur les temps de rétention des
différents composés, mais surtout sur la comparaison de leur spectre d’absorption UV-visible
avec ceux des étalons que nous avons préparés et les données présentes dans la littérature. Les
caroténoïdes (lutéine et -carotène) ont été identifiés par comparaison de leurs temps de
rétention et leur spectre d’absorption UV-visible aux pics I, II et III avec les données
rencontrées dans la littérature 99.
2.4.4. Quantification des pigments
2.4.4.1. Phéophytine a
Transformation de la chlorophylle a en phéophytine a
Une solution mère de chlorophylle a est préparée en mélangeant 1,5 mL de méthanol
pur à 1 mg de poudre de chlorophylle a. Une aliquote de cette solution est prélevée et diluée
41 fois dans du méthanol pur. La concentration en chlorophylle a exprimée en mg.L-1
est
calculée à partir de l’équation 2 décrite par Lichtenthaler et Buschmann 124 :
[ ] ( ) ( ) (Équation 2)
(A=Absorbance)
Nous avons obtenu dans la solution mère une concentration en chlorophylle a de
369,8 mg.L-1
. Ensuite, nous avons injecté par HPLC, 1 mL de la solution diluée de
chlorophylle a (tr 25,15 min). Puis, 1 mL de la solution de chlorophylle a contenant 30 µL
Matériels et Méthodes
44
d’HCL 0,1 M est analysé par HPLC. Un pic avec un maximum d’absorption à 400 nm est
obtenu après 35 min d’analyse. Ce test a été reproduit 3 fois pour confirmer la réaction de
transformation. Ce pic obtenu a été comparé avec les données de la littérature pour être sûr
qu’il s’agisse bien de la phéophytine a.
Etalonnage de la phéophytine a
Nous avons préparé une solution de phéophytine en mélangeant 100 µL de la solution
mère de chlorophylle a de concentration connue, avec 900 µL d’une solution acétone/eau
(80:20) et 30 µL d’une solution HCL 0,1M. Une aliquote de cette solution est prélevée et
diluée 10 fois avec de l’acétone 80% (v/v) puis l’absorbance a été lue à 412 nm et à 431 nm.
La concentration en phéophytine a exprimée en mg.L-1
est calculée selon l’équation 3 décrite
par Camiel et Dekker 125 :
[ ] ( ) ( ) ( ) ( )
(A=absorbance) (Équation 3)
La chlorophylle a, la phéophytine a, le -carotène et la chlorophylle b présentent leur
maximum d’absorption respectivement à 431, 412, 460 et 480 nm. Etant donné que nous
avons travaillé avec un standard pur de chlorophylle a sans chlorophylle b, nous n’avons pas
pris en compte dans les calculs, les absorbances à 480 nm et 460 nm. Nous avons ainsi obtenu,
après calcul, une concentration en phéophytine a de 43,3 mg.L-1
. Pour la courbe étalon,
5 dilutions (10 ; 5 ; 3,33 ; 2,5 et 2) ont été effectuées automatiquement au niveau de l’HPLC
grâce à une programmation à partir de cette solution de phéophytine a. Nous avons ensuite
calculé le coefficient de régression linéaire (R2) et l’équation de la droite de régression à partir
de la courbe étalon. L’équation 4 présente celle de la phéophytine a :
(Équation 4)
L’équation 5 permet de calculer la concentration en phéophytine a exprimée en mg.kg-1
de
pulpe fraîche de ditax.
[ ] [( ) ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ ) (Équation 5)
Ai : surface de pic de la phéophytine a à 400 nm
Matériels et Méthodes
45
2.4.4.2. Phéophytine b
Transformation de la chlorophylle b en phéophytine b
Comme pour la chlorophylle a, nous avons préparé une solution mère de chlorophylle
b en mélangeant 1,5 mL de méthanol pur à 1 mg de poudre de chlorophylle a pur (Epinard,
Fluka analytical). Nous avons préparé deux solutions filles en diluant successivement dans
4 mL (d41) et 2 mL (d21) de méthanol pur avec 100 µL de la solution précédente.
L’absorbance de la solution d41 a été mesurée à 652,4 et 665,2 nm pour permettre le calcul de
la concentration en chlorophylle b exprimée en mg.L-1
suivant l’équation 6 décrite par
Lichtenthaler et Buschmann dans le méthanol 124 :
[ ] ( ) ( ) (Équation 6)
(A=absorbance)
Nous avons obtenu donc une concentration en chlorophylle b de 283,5 mg.L-1
dans la
solution mère. Ensuite 1 mL de chacune des solutions d41 et d21 a été injecté par HPLC
(tr=21 min).
Etalonnage de la phéophytine b
Après avoir analysé par HPLC les solutions précédentes d41 et d21, nous avons ajouté
dans chaque flacon 30 µL d’HCL 0,1 M. Les solutions ont été injectées à nouveau et nous
avons obtenu un pic avec un temps de rétention de 33 min à 450 nm. Nous avons mélangé
100 µL de la solution de chlorophylle b à 283,5 mg.L-1
à 2 mL d’acétone 90%. 30 µL d’HCL
0,1 M ont ensuite été ajoutés à 1mL de la solution précédente et laissés 20 min sur la paillasse
à température ambiante. L’absorbance à 657 nm a été mesurée pour permettre le calcul de la
concentration en phéophytine b exprimée en mg.L-1
à partir de l’équation 7 :
[ ] ( ⁄ ) (Équation 7) [126]
ɛ =281 000 L.mol-1
.cm-1
, coefficient d’extinction molaire de la phéophytine b à 657 nm dans l’acétone 90%.
PM = 885,20 g.mol-1
. cm-1
, poids moléculaire de la phéophytine b.
Pour la courbe étalon, 5 dilutions ont été effectuées automatiquement au niveau de
l’HPLC, grâce à une programmation comme pour la phéophytine a (10 ; 5 ; 3,33 ; 2,5 et 2) à
partir de la solution de phéophytine b à 1,4 mg.L-1
. L’équation 8 présente l’équation de la
droite de régression linéaire de la phéophytine b.
Matériels et Méthodes
46
(Équation 8)
La concentration en phéophytine b exprimée en mg.kg-1
de pulpe fraîche dans les échantillons
de ditax a été calculée avec l’équation 9 :
[ ] [( ) ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la phéophytine b à 450 nm (Équation 9)
2.4.5. Dosage des chlorophylles a et b
Les solutions de calibration de la chlorophylle a et de la chlorophylle b sont obtenues
par dissolution des étalons purs dans du méthanol. Une mesure de l’absorbance est réalisée
pour déterminer la concentration des solutions mères respectives. Les points de calibration ont
ensuite été réalisés par l’HPLC. Pour la chlorophylle a, les concentrations sont comprises
entre 1,4 et 13,9 mg.L-1
alors que pour la chlorophylle b, elles sont comprises entre 1,3 et
26,8 mg.L-1
. Les équations 10 et 11 ont été utilisées pour calculer respectivement les
concentrations des chlorophylles a et b dans les échantillons de ditax. Les concentrations sont
exprimées en mg.kg-1
de pulpe fraîche.
[ ] [( ) ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la chlorophylle a à 400 nm (Équation 10)
[ ] [( ) ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la chlorophylle b à 470 nm (Équation 11)
Puisque les épimères a’ et b’ absorbent à la même longueur d’ondes que les formes a et b, la
concentration des épimères a été calculée avec les équations 10 et 11.
2.4.6. Dosage des formes « hydroxy » et « pyro » des phéophytines a et b
En supposant que les courbes de calibration des dérivés « hydroxy » et « pyro » sont
identiques à celles des phéophytines correspondantes, les concentrations ont été calculées en
utilisant les équations établies pour les phéophytines, en tenant compte de la différence de
masse molaire entre les molécules 76. Les facteurs de corrections représentant le rapport des
masses molaires sont respectivement de 1,0182 et 1,080 pour les hydroxyphéophytines a et b ;
Matériels et Méthodes
47
0,933 et 0,934 pour les pyrophéophytines a et b. Les concentrations exprimées en mg.kg-1
de
pulpe fraîche sont calculées avec les équations 12, 13, 14 et 15.
[ ] [( ) ]
( ) ( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de l’hydroxyphéophytine a à 400 nm (Équation 12)
[ ] [( ) ]
( ) ( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la pyrophéophytine a à 400 nm dans l’échantillon (Équation 13)
[ ] [( ) ]
( ) ( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de l’hydroxyphéophytine b à 450 nm dans l’échantillon (Équation 14)
[ ] [( ) ]
( ) ( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la pyrophéophytine b à 450 nm dans l’échantillon (Équation 15)
2.4.7. Dosage de la lutéine et du - carotène
Les courbes d’étalonnage externe du -carotène et de la lutéine sont établies à partir de
la solution dont la concentration est mesurée au spectrophotomètre, et calculée à l’aide des
coefficients d’extinction molaire en utilisant la loi de Beer-Lambert 99. Les équations 16 et
17 permettent d’avoir les concentrations en mg.kg-1
de pulpe fraiche de ditax :
[ ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic de la lutéine à 450 nm dans l’échantillon (Équation 16)
[ ] ( )
( ⁄ ) (
⁄ )
Ai : surface de pic du β-carotène à 450 nm dans l’échantillon (Équation 17)
Matériels et Méthodes
48
2.5. Cinétiques de dégradation thermique des micro-constituants de la pulpe
2.5.1. Traitement thermique des nectars de ditax
La dégradation thermique du nectar de ditax est étudiée à des températures de 60°C,
70°C, 80°C, 90°C et 95°C pour les pigments et l’acide ascorbique. Pour les pigments, le
nectar (15 mL) est chauffé dans des tubes en verre borosilicaté avec bouchons à vis (longueur
100 mm, diamètre 16 mm, épaisseur 2 mm). Leur géométrie permet de se rapprocher d’un
chauffage isotherme. Les tubes sont immergés dans un bain d’huile thermostaté (AM 3001K,
Fisher Bioblock Scientific, Illkirch, France). Une sonde de température (Heidolph EKT 3001
± 1°C, Allemagne) reliée au bain est plongée dans un des tubes remplis de nectar afin de
contrôler la température en permanence durant le traitement thermique avec une précision de
± 0,1°C. Lors de l’étude de la dégradation de l’acide ascorbique, le nectar (50 mL) est chauffé
dans des flacons ambrés (60 mL) immergés dans un bain-marie thermostaté (Memmert,
Allemagne). La durée nécessaire à la mise en température des flacons et de leur
refroidissement est inférieure à 4 min. Ces phases transitoires peuvent donc être négligées par
rapport à la durée de chauffe. Par conséquent, le traitement thermique peut être considéré
comme isotherme. Les tubes ou les flacons sont prélevés à intervalles réguliers et refroidis
dans un bain de glace fondante et stockés à -20°C avant d’être analysés. La teneur en oxygène
dissous est mesurée avec un oxymètre (Multi 350i avec un capteur pour l’oxygène dissous
ConOx ; WTW, Allemagne).
2.5.2. Analyses biochimiques des nectars chauffés
Pour chaque couple temps/température, 2 tubes sont analysés pour les pigments
chlorophylliens et 3 flacons pour l’acide ascorbique. Les pigments ont été mesurés par HPLC
suivant la méthode décrite au paragraphe 2.4. La teneur en acide ascorbique est déterminée
par titration au 2,6 DCPIP (cf. tableau VII).
2.5.3. Modélisation de la cinétique de dégradation des micro-constituants du
nectar
2.5.2.1. Modélisation uni-réponse
De nombreuses références montrent que la dégradation des pigments chlorophylliens
et celle de l’acide ascorbique suit une cinétique de premier ordre, c’est-à-dire que la vitesse de
réaction est proportionnelle à la concentration en micronutriments [74, 76, 80, 82, 127-129].
Matériels et Méthodes
49
L’évolution de la concentration de ces micro-constituants peut donc être modélisée selon
l’équation 18:
[ ]
[ ] (Équation 18)
X = le micro-constituant considéré, k = la constante cinétique en s-1
, et t = le temps en s
Après intégration de 0 à t, l’équation 18 donne l’équation 19 :
(
) (Équation 19)
où k peut être identifiée par régression linéaire.
Cette méthode est largement utilisée et de nombreuses valeurs de k peuvent être trouvées dans
la littérature [74, 94, 95, 98].
2.5.2.2. Modélisation multi-réponse
Au cours des traitements thermiques, les pigments chlorophylliens se dégradent et
génèrent de nouvelles molécules dans le cadre de schémas réactionnels pouvant être très
complexes. Il peut être intéressant de modéliser l’apparition de ces composés néoformés qui
ont des propriétés nutritionnelles et sensorielles spécifiques. La modélisation uni-réponse ne
permet pas d’accéder aux constantes cinétiques d’apparition. C’est pourquoi une tentative de
modélisation numérique de la cinétique de dégradation thermique des pigments dans le nectar
de ditax a été menée suivant une approche multi-réponse. Pour cela, un schéma réactionnel
observable a été construit en fonction des données présentes dans la littérature, puis a été
transcrit en système d’équations différentielles en supposant que toutes les réactions sont
d’ordre 1. Les constantes cinétiques ont été identifiées en ajustant le modèle sur les données
expérimentales par itérations successives selon la procédure de Levenberg-Marquardt avec le
logiciel MatLab (The Math Works, Inc., Natick, MA, USA)
2.5.2.3. Influence de la température sur les constantes cinétiques
Trois modèles ont été choisis pour étudier l’influence de la température sur les
constantes cinétiques 130. Le premier modèle décrivant l’influence de la température sur les
constantes cinétiques est la loi d’Arrhénius (équation 20), avec T = température (K), k∞ =
facteur pré-exponentiel (s-1
) qui représente la valeur de k à T∞, Ea = énergie d’activation
(J.mol-1
), R = constante des gaz parfaits = 8,31 (J.mol-1
.K-1
).
Matériels et Méthodes
50
(
) (Équation 20)
Le deuxième modèle suit l’approche théorique d’Eyring-Polansky basée sur la théorie
d’état de transition où l’enthalpie d’activation (ΔH*) et l’entropie d’activation (ΔS*) sont les
paramètres du modèle (équation 21), avec T = température (K), ΔG*= enthalpie libre
d’activation (J.mol-1
), ΔH* = enthalpie d’activation (J.mol-1
), ΔS*= entropie
d’activation (J.mol-1
.K-1
), kB/h le rapport de la constante de Boltzmann sur la constante de
Planck = 2,084x10-11
(K-1
.s-1
) et R = constante des gaz parfaits = 8,31 J.mol-1
.K-1
.
(
) (Équation 21)
Le troisième modèle utilisé est le modèle de Ball ou de Bigelow fréquemment utilisé
dans le domaine alimentaire pour la destruction des microorganismes. Il définit le temps de
réduction décimale, laquelle est corrélée à la température via le facteur z (équation 22), avec T
la température (°C), D0 (s) la valeur de D à T=0°C, et le facteur z (°C).
⁄ (Équation 22)
Les pertes en pigments et en acide ascorbique au cours du traitement thermique sont
calculées en utilisant le modèle d’Eyring à partir de l’expression générale de la concentration
en pigments et en acide ascorbique en fonction du temps et de la température (équation 23).
[
(
) ∫ (
)
] (Équation 23)
Le modèle d’Eyring est ensuite validé sur des traitements non isothermes (simulant
ainsi les conditions réelles de pasteurisation). Trois barèmes de pasteurisation sont testés. Le
premier (70°C/100 min) simule une pasteurisation à basse température ; le 2nd
barème
(80°C/10 min) simule une pasteurisation standard et le 3ème
barème (85°C/3 min) simule une
pasteurisation à haute température. Les valeurs pasteurisatrice réelles VP et cuisatrice VC sont
calculées respectivement avec les équations 24 et 25. La valeur pasteurisatrice est calculée en
utilisant 70°C comme température de référence et un facteur de thermorésistance des
microorganismes, z de 10°C. Pour le calcul de la valeur cuisatrice, une température de
référence de 100°C a été utilisée et un facteur zc calculé pour chaque composé à partir de
l’équation 22.
∫ ( )
⁄
(Équation 24)
∫ ( )
⁄
(Équation 25)
Matériels et Méthodes
51
2.6. Caractérisation des composés d’arômes de la pulpe de ditax
Les composés volatils de la pulpe de ditax fraîche ont été extraits par la technique
SAFE (Solvent Assisted Flavor Evaporation) puis analysés par GC-MS sur colonnes apolaire
(DB1-ms) et polaire (DB-WAX).
2.6.1. Extraction
La technique SAFE a été mise en œuvre pour validation de la quantification des
composés volatils du ditax. Elle consiste à évaporer à basse température, les composés
volatils préalablement extraits dans un solvant, sous vide très poussé (10-3
mbar), et les
condenser à basse température en présence d’azote liquide 131.
40 g de pulpe fraîche de ditax et 50 µL de 4-nonanol (étalon interne) sont combinés à
40 mL d’eau et 80 mL de dichlorométhane, puis l’ensemble est placé sous agitation dans un
bain de glace sous azote pendant 1 h (figure 13). Le surnageant est recueilli et le résidu de
pulpe est extrait à nouveau avec 80 mL de dichlorométhane et 40 mL d’eau pendant 30 min
pour assurer le transfert de la totalité des composés volatils présents dans la pulpe. Les phases
organiques sont rassemblées, séchées sur sulfate de sodium anhydre et introduites dans un
ballon de verre placé dans un bain marie chauffé à 30°C (figure 14). Après distillation à sec,
le système est laissé encore pendant 1 h sous vide pour permettre à l’ensemble des composés
de se volatiliser. Ensuite, le distillat est concentré dans un bain marie à 40°C grâce au système
d’appareillage « Kuderna-Danish » constitué d’une colonne de distillation à 3 balles Snyder,
un ballon et un tube concentrateur (figure 15). Le « Kuderna-Danish » est utilisé pour
concentrer des analytes à partir de solvants volatils. Les essais d’extraction préliminaires ont
été effectués en utilisant comme solvant d’extraction un mélange pentane-éther diéthylique
(50/50). Trois étalons internes ont également été testés (4-nonanol, 2-hexen-1-ol et 1-octanol)
(Sigma Aldrich).
Matériels et Méthodes
52
Figure 13 : Dispositif mis en place pour l’extraction des composés volatils à froid sous azote.
Figure 14 : Dispositif SAFE.
Agitateur magnétique
Bain d’eau glacée Pulpe de ditax en présence du
solvant d’extraction et l’étalon
interne
Tuyau d’alimentation en azote
Bouchon
Piège rempli d’azote liquide
Ballon collecteur des
composés volatils extraits
Ballon contenant les extraits
à distiller
Matériels et Méthodes
53
Figure 15 : Système Kuderna-Danish.
2.6.2. Analyse GC-MS
Un chromatographe en phase gazeuse 6890 couplé à un spectromètre de masse MSD
5973/ Gerstel Multipurpose Sampler MPS-2 (Agilent Technologies, Palo Alto, USA) a été
utilisé pour l’analyse des composés volatils. L’injection (1 µL) a été réalisée on column en
utilisant une colonne polaire DB-WAX J&W (30 m x 0,25 mm x 0,25µm) et une colonne
apolaire DB-1 ms J&W (0,25 mm x 30 m x 0,25 µm) (Agilent Technologies, Palo Alto, USA).
L’hélium est utilisé comme gaz vecteur à un débit constant de 1 mL.min-1
. L’élution est
réalisée avec la programmation de température suivante : de 40 à 170°C à 3°C.min-1
, puis
10°C.min-1
jusqu’à 240°C, puis isotherme 10 min. Les spectres de masse sont enregistrés en
mode (EI+) à 70eV, avec une amplitude de masse comprise entre 15 et 300 Da. L’analyseur
est de type quadripôle (T=150°C) et la température de la source est de 250°C.
2.6.3. Identification des composés volatils
Les données ont été analysées avec le logiciel d’acquisition et de retraitement de
données MSD Chem revD1. L’identification des pics est réalisée en comparant les spectres de
masses avec ceux de la base de données NIST 2008 (National Institute of Standards and
Technology) [132]. L’injection d’une série d’alcanes homologues de C8 à C20 (Sigma-
Colonne de
distillation à 3 balles
Snyder
Ballon
Tube concentrateur Bain-marie
Matériels et Méthodes
54
Aldrich) a permis le calcul des indices de rétention de Kovats (KI) et leur comparaison avec
ceux trouvés dans la littérature notamment Pherobase [133] et Flavornet [134].
2.6.4. Quantification des composés volatils
La quantification des échantillons a été réalisée, en introduisant 41 µg de 4-nonanol
(étalon interne) dans 40g de pulpe. Le rapport des coefficients de réponse a été considéré égal
à 1, permettant ainsi une quantification en SAFE (équation 26).
(Équation 26)
mi et me représentant respectivement les masses du composé d’arôme inconnu et de l’étalon interne ;
Ai et Ae les surfaces de pic du composé d’arôme inconnu et de l’étalon interne
La quantité de chaque composé d’arôme exprimée en µg.kg-1
de pulpe fraîche de ditax
est obtenue en utilisant l’équation 27.
[((
)
⁄ )] (Équation 27)
2.7. Caractérisation des procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe de
ditax
2.7.1. Description des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du
nectar
2.7.1.1. Procédé traditionnel
Le procédé d’extraction artisanal de la pulpe de ditax consiste à piler les fruits entiers
dans un mortier (cf. paragraphe 1.5.2.1., figure 6). Le mortier avec lequel nous avons
travaillé a les caractéristiques suivantes : profondeur 28 cm, diamètre externe 26 cm ;
diamètre interne 23,2 cm ; poids 10 kg. Le pilon a une longueur de 1,35 m et pèse 4,2 kg.
Après nettoyage, 3 lots de 10 kg de ditax sont pilés à raison de 4 batchs de 2,5 kg par lot. Les
paramètres du procédé sont relevés : nombre de coups de pilon et durée de pilage. Ensuite les
fruits pilés (mélange de pulpe, noyaux, débris de fibres et coques) obtenus des 4 batchs par lot
sont rassemblés et dilués avec 20 L d’eau. Les noyaux sont ensuite malaxés à la main pour
enlever totalement la pulpe résiduelle encore entremêlée dans le réseau fibreux. La pulpe
obtenue est ensuite tamisée grossièrement (2 mm) pour éliminer les noyaux et les débris de
coques grossiers.
Matériels et Méthodes
55
2.7.1.2. Procédé mécanisé
Le procédé mécanique d’extraction de la pulpe de ditax a été mis au point par l’ITA
par adaptation d’une éplucheuse de pomme de terre (cf. paragraphe 1.5.2.2, figure 7) 11, 37.
L’éplucheuse utilisée est de type Hobart Potato Peeler 27 1032 151 model 6460. Comme
pour le procédé traditionnel, nous avons travaillé avec 3 lots de 10 kg de ditax. Chaque lot de
10 kg est trituré directement dans l’éplucheuse. 20 L d’eau sont ajoutées par lot. Nous
obtenons une pulpe diluée brute sans les noyaux dépulpés qui sont retenus à l’intérieur de
l’éplucheuse.
2.7.1.3. Elaboration du nectar
A partir de la pulpe diluée, la suite des opérations unitaires (formulation, raffinage,)
pour la préparation du nectar est identique aux deux procédés. Les nectars sont sucrés pour
obtenir un °Brix final de 14 puis raffinés avec un tamis fin (1 mm) pour enlever les débris de
coques, les fibres fines et les impuretés provenant du sucre. Les nectars sont ensuite
conditionnés dans des sachets multicouches et stockés à -18°C avant d’être analysés.
2.7.2. Caractérisation des nectars obtenus avec les deux procédés
Les nectars obtenus à partir des deux procédés ont été caractérisés sur le plan physique
pour déterminer leur teneur en solides insolubles en suspension (SIS), le profil
granulométrique, la vitesse de décantation, la viscosité et la couleur (tableau VII). L’aspect
des nectars a été observé avec un microscope optique Leica DM 2500. Les observations ont
été faites au grossissement 10, condenseur baissé et diaphragme presque fermé.
Sur le plan biochimique, nous avons déterminé l’acidité titrable, les pigments, la
teneur en acide ascorbique et les composés volatils.
2.8. Comportement des nectars au cours du stockage
2.8.1. Impact de l’emballage
Le nectar pasteurisé (95°C pendant 10 min) et conditionné dans quatre types
d’emballages (bouteilles en verre et en polyéthylène téréphtalate (PET), sachets en
polyéthylène basse densité (PEBD) et multicouches a été stocké à température ambiante et à
4°C pendant 60 jours pour suivre l’évolution de la couleur (L*a*b*) et de la teneur en acide
ascorbique. Les sachets multicouches sont constitués de PET (12 µm), d’aluminium (6 µm) et
Matériels et Méthodes
56
de polyéthylène linéaire basse densité (LLDPE, 90 µm). La couleur a été déterminée avec un
colorimètre Konica minolta CR410 et la teneur en acide ascorbique par la méthode au 2,6-
DCPIP [118].
2.8.2. Impact de l’homogénéisation
Des essais d’homogénéisation ont été effectués sur le nectar de ditax avec un
homogénéisateur ALM2 Pierre Guérin (France) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar. Après
homogénéisation, les nectars sont conditionnés dans des flacons en PET de 25 cL et stockés à
4°C pendant 54 j pour voir la stabilité de la suspension.
2.8.3. Qualité microbiologique
La qualité microbiologique du nectar de ditax pasteurisé et conditionné dans des
sachets doubles couches bicolores en PET (12µm) et PE (90µm), a été suivie pendant 6 mois
en mesurant par intervalles de temps réguliers les levures et moisissures, la flore aérobie
mésophile à 30°C et les spores mésophiles. Les analyses microbiologiques ont été réalisées
par le laboratoire de microbiologie de l’ITA. Les Levures et moisissures ont été déterminées
suivant la norme NF V08 novembre 2002 135, la flore aérobie mésophile suivant la norme
NF EN ISO 4833 Mai 2003 136 et les spores mésophiles selon la norme ISO/TS 27265:2009
137.
2.9. Différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense
2.9.1. Etude botanique des formes comestibles et toxiques
Les différents organes d’arbres toxique et comestible (feuille, écorce, fruit) sont
observés directement à l’œil nu et à la loupe (observation macroscopique). Pour l’observation
microscopique, l’organe à étudier (légèrement broyé ou en poudre) est placé dans une goutte
de solution d’iode (5 mL KI dans 100 mL d’eau bi-distillée) ou de potasse (KOH à 5% dans
l’alcool à 70°C) déposée sur une lame, recouvert par une lamelle puis observé au microscope.
La potasse permet d’observer les différents tissus végétaux et l’iode est utilisé pour mettre en
évidence les réserves d’amidon.
Matériels et Méthodes
57
2.9.2. Etude chimique des formes comestibles et toxiques
2.9.2.1. Préparation des extraits bruts
Six fruits comestibles et six fruits toxiques sont décortiqués manuellement afin de
séparer la coque (épicarpe) et la pulpe (mésocarpe) pour constituer après mélange, un lot
d’épicarpe comestible, un lot de pulpe comestible, et parallèlement, un lot d’épicarpe toxique
et un lot de pulpe toxique. Dans chaque lot, 1 g est prélevé et mis à macérer dans 10 mL de
dichlorométhane (Merck) sous agitation constante durant 1h dans un bain marie à ultrasons
(Bioblock Scientific, 88154). Les extraits sont ensuite filtrés sur papier filtre, puis les solvants
sont évaporés au moyen d’un évaporateur centrifuge (Centrivap Concentrator Labconco)
10 min à 35°C. Les extraits sont conservés 48 h à 4°C avant d’être analysés. Les feuilles et les
écorces correspondant aux arbres comestibles et toxiques sont broyées séparément. Chaque
lot a été mis à macérer dans 10 mL de dichlorométhane avec des prises d’essais de 1 g à 1,4 g
pour les feuilles et de 27 mg à 355 mg pour les écorces.
2.9.2. 2. Analyse des extraits bruts de dichlorométhane par
chromatographie sur couche mince
Chaque extrait brut est déposé à l’aide d’une pipette capillaire sur une plaque de silice
(prête à l’emploi) Silica gel 60 F254 à support en aluminium (Merck). Les plaques sont
placées dans une cuve en verre conventionnelle (Camag), contenant une phase mobile binaire
toluène-acétate d’éthyle (93:7). Après la migration, les plaques sont chauffées à 250°C avec
un séchoir pour évaporer le solvant. Les plaques sont observées visuellement sous lampes UV
à 254 nm (extinction de la fluorescence) et 365 nm (fluorescence propre). La vaporisation des
réactifs chimiques en solution sur les plaques a permis de compléter les observations faites
visuellement. Pour la révélation des composés recherchés, l’acide phosphomolybdique
(vaporisation) a été utilisé pour la mise en évidence des phénols et des terpènes ;
l’anisaldéhyde sulfurique (vaporisation) pour la mise en évidence des principes amers, des
terpénoïdes et des saponines. Pour les stérols et les triterpènes, le réactif de Liebermann a été
utilisé. Les composés avec des doubles liaisons ont été révélées en utilisant l’iode comme
révélateur (placé dans la cuve puis une fois que la cuve est saturée par les vapeurs d’iode, la
plaque est introduite à l’intérieur de la cuve) 138.
Matériels et Méthodes
58
2.9.2.3. Analyse des extraits bruts par chromatographie en phase
gazeuse
Analyses préliminaires
Un chromatographe Trace GC Thermo Quest couplé à un détecteur de masse Trace
MS plus est utilisé pour l’analyse des extraits bruts par chromatographie en phase gazeuse. La
séparation est réalisée sur une colonne capillaire RTX 5 (30 m x 0,25 mm I.D., 0,25 µm). Le
programme suivant a été utilisé : température de 50°C pendant 5 min puis une rampe de
5°C.min-1
jusqu’à 270°C et maintien de la température pendant 15 min. La température de
l’injecteur est de 250°C, en mode splitless, avec un flux de 1 mL.min-1
. L’hélium est utilisé
comme gaz vecteur à un flux de 1 mL.min-1
. Les extraits sont repris dans 1 mL de
dichlorométhane avant d’être injectés. Les volumes d’injections sont respectivement de 2,4 ;
3,3 ; 2,5 ; 3,2 et 2,8 l pour la pulpe toxique, la pulpe comestible, les jeunes feuilles
comestibles, les feuilles adultes comestibles et les feuilles adultes toxiques. Un temps
d’analyse de 60 min est programmé afin de permettre la visualisation des pics majoritaires.
Les tentatives d’identifications des spectres ont été réalisées par comparaison à une
bibliothèque NIST.
Essais de mise en évidence des triterpénoïdes (lupéol et lupénone) dans les
échantillons toxiques
Des extraits de dichlorométhane ont été préparés de nouveau à partir des feuilles
d’arbres adultes comestibles et toxiques récoltés en 2012. Les extraits ont été analysés par
CPG d’abord seuls, puis en co-injection avec les étalons de lupénone (Sigma Aldrich) et
lupéol (Fluka Analytical). Des extraits d’éther et d’acétone de feuilles provenant de cinq
arbres adultes toxiques récoltés en 2011 ont été également préparés (0,35 g de feuille dans
25 mL de solvant), concentrés puis repris dans du dichlorométhane (pour avoir le même
solvant) avant d’être analysés par CPG en absence et en présence des étalons. Les conditions
chromatographiques sont les mêmes que celles utilisées pour les analyses préliminaires.
2.9.2.4. Essai de mise en évidence des glycosides cyanogènes dans les
pulpes comestibles et toxiques
Les glycosides cyanogènes sont détectés en utilisant la technique du papier picrosodé
décrite par Harborne 139. Les échantillons de pulpe, d’épicarpe, de feuilles et d’écorces
provenant de 5 arbres toxiques et 5 arbres comestibles sont analysés en triple. Le matériel
Matériels et Méthodes
59
végétal est placé dans un tube à essai avec 1,5 mL d’eau et 6 gouttes de chloroforme puis
broyé avec une tige en verre. Le tube est ensuite fermé avec un bouchon après avoir
préalablement placé le papier picrosodé sur le col du tube. Les tubes sont incubés 2 h à
température ambiante. Un changement de couleur du jaune au rouge brun au bout des 2 h
signifie qu’il y a eu libération de HCN par la plante (présence de glycoside et des enzymes
endogènes). Si au bout de 2 h, aucun changement de couleur n’est observé, on laisse les tubes
24-48 h. Si après 48 h il n’y a pas de changement de couleur, cela signifie que le test est
négatif pour les glycosides cyanogènes. Si la couleur change durant les 48 h cela signifie qu’il
y a eu libération spontanée d’HCN sans action de l’enzyme. Une feuille de laurier cerise est
utilisée comme référence. Le papier picrosodé est préparé en imprégnant des lamelles de
papier filtre dans une solution d’acide picrique 0,05 M (Prolabo) préalablement neutralisé
avec du bicarbonate de sodium. Le papier est ensuite séché à l’air libre à la température
ambiante.
2.9.2.5. Comparaison du profil des composés phénoliques
Les composés phénoliques sont étudiés sur les pulpes et les coques lyophilisées
provenant des fruits toxiques et comestibles. L’extraction des composés phénoliques est
effectuée en agitant pendant 10 min, 500 mg de pulpe avec 20 mL d’acétone pur. Après
filtration et évaporation, l’extrait est repris dans 2 mL d’un mélange méthanol-eau 50/50 puis
filtré avec un filtre de 0,45µm. Les extraits de pulpe sont ensuite analysés par HPLC/MS sur
une colonne ACE C-18 (250 mm x 4.6 mm, 5 µm (AIT France) thermostatée à 30°C. Les
phases mobiles utilisées sont constituées pour l’éluant A, d’un mélange eau / acide formique
(0,1%) et, pour l’éluant B d’un mélange eau / acétonitrile / acide formique (19,9/80/0,1). Le
gradient binaire suivant a été utilisé à un débit de 0,7 mL.min-1
: T = 0 min : 5 % B ; T = 50
min : 35 % B ; T = 55 min : 50% B; T = 60 min : 80% B ; T = 65 min : 100% B ; T = 70 min :
100% B ; T = 72 min : 5% B ; T = 85 min : 5% B. Le volume d’injection est de 10µL. La
détection est effectuée à 280, 330 et 360 nm.
L’analyse par HPLC/MS est réalisée sur une chaîne CLHP SURVEYOR, équipée
d’un détecteur à barrette de diodes modèle UV6000LP, de pompes quaternaires P4000, d’un
injecteur automatique AS3000 et couplée à un spectromètre de masse LCQ équipé d’une
source d’ionisation électro spray (THERMO FINNIGAN, San José, USA).
L’électro-nébulisation est réalisée en mode négatif. La plage de masses est comprise entre 100
et 2000 Da. La température de désolvatation est de 330°C. La tension du spray est de 5000 V.
Matériels et Méthodes
60
Les fragmentations de type MSn sont réalisées avec des énergies de collision comprises entre
30 et 50 %.
2.9.2.6. Comparaison des composés volatils des fruits toxiques et
comestibles
Caractérisation des fruits entiers par SPME/GC-MS.
Deux lots de 8 fruits (à l’état congelé) comestibles et toxiques sont placés chacun dans
un bocal en verre étanche muni d’un septum au niveau du couvercle. La micro extraction des
composés volatils a été réalisée pendant 2h à température ambiante avec une fibre rose
PDMS-DVB polydiméthylsiloxane-divinylbenzène 65µm (StableFlexTM
SPME fiber,
Supelco) placée au niveau du septum. Le système chromatographique Agilent 5973 Network
Mass Selective Detector / Gerstel Multipurpose Sampler MPS-2 twister a été utilisé. Après
piégeage, l’injection a été réalisée en mode splitless, avec une température de désorption de
250 °C pendant 180 s. Le temps global de la séquence était de 60,3 min. Les composés ont été
séparés sur une colonne capillaire polaire DB-WAX J&W 122-7032 (température maximale
260 °C) 30 m x 0,25 mm x 0,25µm. La température initiale du four était de 40°C pendant 1
min, puis il a été programmé à 3°C.min-1
de 40°C à 170°C et de 10°C/min jusqu’à 240°C
(isotherme 10 min). L’hélium a été utilisé comme gaz vecteur à un débit constant de
1 mL.min-1. Les spectres de masse sont enregistrés en mode impact électronique (EI) à 70eV,
scannant une gamme de masse allant de 40 à 300Da. La température de la source est de
250°C.
Extraction des composés volatils des fruits avant et juste après cueillette.
Pour les tests avant cueillette, 2 fruits par arbres (comestible et toxique) sont entourés
avec un sachet en cellophane attaché à son extrémité avec une lanière en caoutchouc pour
assurer un environnement hermétique (figure 16a). Après 1 h dans ces conditions, la fibre
SPME PDMS-DVB est dégarnie à l’intérieur du sachet pendant 1 h pour permettre aux
composés volatils de s’adsorber sur la fibre. Pour les tests après cueillette, 2 fruits récoltés
sont immédiatement placés dans un bocal en verre hermétique. Après 1 h d’incubation, la
fibre est placée sur le haut du bocal pendant 1 h (figure 16b). Après la micro extraction, les
fibres sont ensuite rétractées et envoyées à Montpellier pour analyse. Les conditions de la
GC-MS sont les mêmes que celles décrites dans le paragraphe 2.6.2.
Matériels et Méthodes
61
(a)
(b)
Figure 16 : Extraction des composés volatils des fruits toxiques et comestibles sur l’arbre (a)
et juste après cueillette (b).
Fibre SPME
Fibre SPME
Résultats et Discussion
62
Analyse des composés volatils de la pulpe toxique et dosage spécifique de
l’isovaléronitrile
Les composés volatils de la pulpe de ditax toxique ont été extraits par SPME et par
SAFE puis analysés par GC-MS sur colonne apolaire (DB-1ms) et polaire (DB-WAX) suivant
le même protocole utilisé pour la caractérisation de la pulpe comestible mis à part la pulpe
toxique qui a été homogénéisée à l’ultraturax . L’isovaléronitrile a été quantifiée après
addition d’une quantité connue dans l’échantillon et calcul du coefficient de réponse par
rapport à l’étalon interne suivant la méthode des ajouts dosés [140]. Vingt g de pulpe de ditax
toxique et 40 mL d’eau sont mélangées et réparties en 5 lots de 4 mL dans des flacons de 10
mL. Ensuite, 1,6 µg de 4-nonanol sont ajoutés dans chaque flacon et 1,5 µg d’isovaléronitrile
sont ajoutées dans 3 flacons, les 2 flacons constituent les témoins. Le piégeage est réalisé en
enceinte thermostatée sous agitation à 250 tours.min-1
pendant 1h dans l’espace de tête des
flacons (5 min de stabilisation à 60°C) en utilisant une fibre SPME polydiméthylsiloxane /
divinylbenzène (PDMS/DVB, 65 µm). Les conditions de la GC-MS restent les mêmes que
celles décrites au paragraphe 2.6.2. Le coefficient de réponse R est calculé à partir de
l’équation 28 :
(
) (
) (Équation 28)
Une fois le coefficient de réponse déterminé, il est possible de calculer la concentration de
l’isovaléronitrile (μg.100g-1
de pulpe) dans les échantillons à partir de l’équation 29.
[ ] (
) (
) (Équation 29)
Ai= aire de pic de l’isovaléronitrile dans la pulpe toxique
2.9.3. Tests de toxicité cellulaire
2.9.3.1. Test à partir des extraits méthanoliques
Préparation des extraits
Les extraits méthanoliques (identiques à ceux préparés pour l’analyse des composés
phénoliques décrite au paragraphe 2.9.2.5.) sont préparés à partir des pulpes et coques
comestibles et toxiques lyophilisées. Dix g d’échantillon (pulpe, coque) toxique sont agités
pendant 10 min en présence de 5 mL d’eau et 40 mL de méthanol. La phase liquide est filtrée
Résultats et Discussion
63
sur papier filtre puis le résidu extrait à nouveau par 20 mL de méthanol pendant 10 min. La
phase méthanolique est évaporée sous vide avec un évaporateur rotatif. L’extrait brut est
repris dans 2mL puis 10 mL d’éther diéthylique sont ajoutés pour éliminer les chlorophylles.
La phase aqueuse ainsi récupérée constitue notre extrait brut. Les volumes finaux des extraits
sont respectivement de 6,1-6,5-9,6 et 11,6 mL pour la coque toxique, la pulpe toxique, la
pulpe et la coque comestible. Les extraits de fruits comestibles sont préparés à partir de 5 g de
pulpe et 5 g de coque en présence de 2,5 mL d’eau. Ensuite, 40 mL de tampon phosphate
salin (PBS) sont ajoutés aux extraits de pulpe et de coque, comestible et toxique. Les extraits
dilués sont ensuite filtrés sur 0,45µm pour pouvoir les tester sur les cellules, puis dilués dans
le milieu de culture à une concentration de 20 mg.mL-1
. Les concentrations suivantes en
mg.mL-1
sont testées sur les cellules : 10 - 5 – 1 - 0,5 – 0,1 – 0,05 – 0,01 – 0,005 – 0,001 –
0,0005–0,0001. Chaque concentration est répétée 6 fois. Le pH de chaque extrait est
également mesuré surtout aux concentrations élevées, car une diminution significative du pH
peut modifier l’activité mitochondriale des cellules et interférer sur l’interprétation des
résultats.
Préparation des cellules et ajout des extraits dans les plaques
Les essais sont réalisés sur une lignée de cellules J774A1 de macrophages murins
(American Type Culture Collection, ATCC, TIB67 ; Rockville, MD). Le milieu de culture
utilisé est le milieu RPMI 1640 + GlutaMAXTM
(GIBCO) auquel sont ajoutés 10 % de sérum
de veau fœtal décomplémenté (par chauffage 30 min à 56°C) et des antibiotiques (pénicilline
et streptomycine). Ce milieu est utilisé pour la culture des cellules. Dans une plaque de 96
puits, 100 µL de suspension cellulaire (0,5x106.mL
-1) par puits sont incubées pendant 24h
dans une étuve (Heraeus Instruments) à 37°C en atmosphère humide à 5% de CO2. Au bout
de 24h, les cellules forment un tapis confluent au fond du puits et sont utilisées pour les tests
de viabilité avec les extraits. Les extraits sont ensuite ajoutés aux cellules adhérentes à raison
de 100 µL pour chaque concentration d’extrait dilué dans le milieu de culture. Les plaques
sont incubées pendant 2h à 37°C dans une atmosphère humide en présence de 5% de CO2.
Après 2h d’incubation, la viabilité cellulaire est mesurée par une méthode colorimétrique.
Nous avons ajouté dans chaque puits, 20 µL d’une solution de MTS/PMS (100µL de PMS
pour 2 mL de MTS). Les plaques sont incubées à nouveau pendant 4h à 37°C en atmosphère
humide avec 5% de CO2. Après incubation, l’absorbance est mesurée à 490 nm. Cette
méthode est basée sur la réduction du MTS [3-(4,5-diméthylthiazole-2-yl)-5-(3-
Résultats et Discussion
64
carboxyméthoxyphenyl)-2-(4-sulfophényl)-2H-tétrazolium] couplé au PMS (phénazine
méthosulfane) en formazan (composé coloré). Cette conversion est assurée par le NADPH ou
NADH produit par les déshydrogénases dans les cellules métaboliquement actives. Le PMS
est utilisé comme coupleur d’électron 141. Après une incubation de 4h en présence de
MTS/PMS, la quantité de formazan produite est mesurée par la lecture de l’absorbance à
490 nm avec un lecteur de plaques. L’absorbance est directement proportionnelle au nombre
de cellules vivantes dans le milieu de culture. Une diminution de l’absorbance correspond à
une mise en évidence d’une cytotoxicité.
2.9.3.2. Test à partir des extraits de fruits (coques et pulpes)
lyophilisés
Les tests de cytotoxicité ont été réalisés à partir des fruits lyophilisés suivant le
principe utilisé pour les extraits méthanoliques. Des solutions à 40 mg.mL-1
sont préparées
directement dans le milieu de culture RPMI (tableau X).
Tableau X : Prise d’essai (g) utilisée dans la préparation des
solutions.
Echantillons Prise d’essai (g) Milieu RPMI (mL)
Coque comestible 1,54 38,23
Pulpe comestible 1,57 39,5
Coque toxique 1,52 37,9
Pulpe toxique 1,59 39,7
Après agitation, les extraits sont placés dans un bain à ultrasons pendant 10 min puis
centrifugés 5 min à 4000 rpm. Les surnageants sont récupérés, filtrés sur 0,45μm puis une
gamme de 9 concentrations est préparée à partir de chaque extrait. Les concentrations
suivantes ont été testées : 10 – 2 – 1 - 0,2 - 0,1 - 0,02 - 0,01 - 0,002 - 0,001 mg.mL-1
. Le pH
des extraits a également été mesuré. La suite des opérations est similaire aux tests effectués
sur les extraits méthanoliques.
2.9.3.3. Test de cytotoxicité de l’isovaléronitrile
La toxicité de l’isovaléronitrile a été également testée aux concentrations (%)
suivantes : 1- 0,5 – 0,1 - 0,05 – 0,01 – 0,05 – 0,001 – 0,0005.
Résultats et Discussion
65
RESULTATS ET DISCUSSION
1. CARACTERISATION DES FRUITS COMESTIBLES
La première partie de ce travail de thèse sur la caractérisation du ditax a consisté à
étudier les principales caractéristiques physico-chimiques des fruits suivant les zones de
cueillette du fruit au Sénégal et évaluer leur variabilité. Ainsi, les fruits provenant de six
zones ont été étudiés : Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon.
1.1. Pomologie
Les principaux résultats obtenus sur les caractéristiques biométriques sont présentés
dans le tableau XI et sur la figure 17. En ce qui concerne la dimension des fruits, des
différences significatives ont été mises en évidence suivant la provenance géographique. Le
diamètre moyen des fruits, toutes origines confondues, est de 3,8 cm ± 0,46. De ce fait, les
fruits provenant de Diannah (4,39 cm) et Thiobon (4,05 cm) qui ont un diamètre supérieur au
diamètre moyen sont plus gros, suivis par ceux de Dionewar et Kabiline 2 qui ont des
diamètres proches (3,7 et 3,8 cm) du diamètre moyen. Les fruits provenant de Falia et Niodior
sont les plus petits avec des diamètres inférieurs (3,5 cm) au diamètre moyen. Nos résultats
ont également mis en évidence des différences importantes entre certains lots de même
origine géographique notamment ceux récoltés à Dionewar où le coefficient de variation est
de 14%. Le diamètre observé sur les fruits récoltés à Diannah et à Thiobon se situe dans la
moyenne de celui rapporté par d’autres auteurs (4 à 8 cm) alors que celui mesuré pour les
autres localités et celui observé sur toutes les localités confondues sont légèrement inférieurs
1, 2, 16.
Tableau XI : Masse et diamètre des fruits de D. senegalense récoltés dans différentes
localités du Sénégal (moyennes et écart- type sur 30 mesures, les moyennes suivies d’une
lettre différente sont significativement différentes au seuil P < 0,05 (méthode de Newman et
Keuls).
Zones de collecte Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon
Masse (g) 37,33
d
(6,16)
43,74c
(10,32)
39,75cd
(8,87)
49,05b
(5,98)
62,59a
(7,36)
62,96a
(9,08)
Diamètre (cm) 3,50
d
(0,26)
3,70c
(0,52)
3,47d
(0,32)
3,83c
(0,22)
4,39a
(0,28)
4,05b
(0 28)
Résultats et Discussion
66
La masse moyenne des fruits a également présenté une variabilité plus ou moins
importante suivant les zones de collectes avec une hétérogénéité au sein d’une même zone
géographique (coefficients de variation compris entre 12 et 24%). La masse moyenne des
fruits (49,24g ± 0,13) toutes localités confondues, étant inférieure à celles observées pour les
localités de Thiobon et Diannah, les fruits provenant de ces localités sont donc plus lourds,
suivis de ceux de Kabiline 2 qui ont une masse voisine de la moyenne. De même, les fruits de
Thiobon sont plus riches en pulpe (24,82g ± 3,82) suivis de ceux de Diannah (19,46 ± 2,29),
leur teneur en pulpe étant largement supérieure à la teneur moyenne en pulpe des fruits, toutes
localités confondues (16,77g ± 5,13). Les localités de Falia, Niodior, et Kabiline 2 ont des
teneurs en pulpe inférieures à la moyenne, toutes localités confondues. La proportion de la
pulpe, toutes origines confondues, est de 34%. Elle est inférieure aux 37 et 47% signalés dans
la littérature 5, 38. Les variabilités observées au niveau des différents constituants du fruit
pourraient être expliquées par divers facteurs, notamment les conditions pédoclimatiques, la
phénologie des arbres ou les modes de conservation post-récolte.
Figure 17 : Masses moyennes des différents constituants de fruits de D. senegalense collectés
dans 6 localités du Sénégal (Moyenne et écart-type mesurés sur 30 mesures).
0
10
20
30
40
50
60
70
Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon
Mass
e (g
)
Zones de cueillette (Sénégal)
Epicarpe (g)
Pulpe (g)
Noyaux (g)
d
d
d
c
c
c
cd
d
ab
b
d
c
a
b
b
b
a
a
Résultats et Discussion
67
1.2. Composition de la pulpe
Le tableau XII nous montre que la pulpe du ditax renferme une teneur en eau
relativement faible pour un fruit. Quelle que soit la provenance des fruits, la teneur moyenne
toutes localités confondues est de 62,6% avec un coefficient de variation de 4% seulement.
Les fruits provenant de Diannah et Dionewar sont plus riches en eau (65%). Ces résultats sont
proches de ceux trouvés dans la littérature où les teneurs en eau de la pulpe de ditax sont de
66,9 et 73,89 % 2, 38. La teneur en eau de la pulpe de ditax est moins élevée que celles
trouvées dans la plupart des fruits comme la goyave à chair rose ou la grenade, où les teneurs
en eau sont de 80%, ou encore la papaye qui a une teneur en eau comprise entre 85,8 et 88,9%
142.
L’acidité titrable est comprise entre 23,9 et 45,7 mEq.100g-1
avec une moyenne de
31,9 mEq.100g-1
(coefficient de variation de 27%) et est largement supérieure au
0,16 mEq.100g-1
trouvé par Cissé (2007) 5. Cependant, l’acidité titrable de la pulpe de ditax
est faible en comparaison avec celle d’autres fruits locaux comme le pain de singe (97-144
mEq.100g-1
) 143, le maad (Saba senegalensis) avec une acidité de 78,5 mEq.100g-1 143 ou
le bissap (943,64 mEq.100g-1
) 5. Néanmoins, la pulpe de ditax est largement plus acide que
l’eau de la noix de coco verte qui présente une acidité de 1,33 mEq.100mL-1
144. Plus
l’acidité titrable est faible, moins le fruit est acide. L’acide shikimique est l’acide organique
majoritaire (7 839,36 ± 125,95 mg.100 g-1
base sèche) devant l’acide quinique (3 790,79 ±
167,2 mg.100 g-1
base sèche), l’acide oxalique (168,55 ± 13,87 mg.100 g-1
base sèche) et
l’acide fumarique (26,91 ± 167,2 mg.100 g-1
base sèche). Le pH moyen des pulpes toutes
origines confondues est de 3,51 avec un coefficient de variation de 3,9%. Le pH de la pulpe
de ditax est similaire à celle de la goyave à chair rose (3,6), de l’ananas (3,4 à 3,7), de la
carambole (3,3 à 3,5), de l’orange (3,2 à 3,5), de la grenade (3,5 à 4) ou du kiwi (3,8) 142.
Cependant, le pH de la pulpe de ditax est plus faible que celui de la pulpe de mangue (4,5), du
melon (5) ou de la papaye (5 à 5,5) 142 et plus élevé que celui du jus de limette (2,9 à 3,2)
142, du maad (2,19 à 2,44), du pain de singe (2,78 à 3,02) ou du tamarin (1,89 à 1,97) [115,
143].
La teneur en sucres totaux exprimée par rapport à la matière sèche est la même quelle
que soit la provenance des échantillons, la moyenne, toutes localités confondues, étant située
à 22,51 g.100g-1
.
Résultats et Discussion
68
Tableau XII : Principales caractéristiques de la pulpe du fruit de Detarium senegalense à partir d’échantillons collectés dans différentes
zones géographiques au Sénégal. (Moyennes et écart-types sur 3 mesures).
Paramètres Unité Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon
Humidité g.100g-1
62,25
c
(0,11)
65,07a
(0,09)
63,83b
(0,16)
58,16d
(0,55)
65,58a
(0,50)
61,86c
(0,05)
pH 3,50
a
(0,01)
3,34ab
(0,01)
3,34ab
(0,02)
3,36ab
3,17b
(0,01) 3,22
b
Acidité Titrable mEq.100g-1
23,9d 24
c 23,9
cd
35,8b
(0,08)
45,7a
(0,08) 35,9
b
Acide ascorbique
g.100g-1
M.F
1 222,93e
(21,55)
1 372,85d
(47,40)
1 322,80d
(29,66)
2 228,04a
(62,09)
1 812,56b
(22,31)
1 476,22c
(10,02)
Protéines 1,91
ab
1,91
ab
1,86ab
0,09
2,06a
(0,09)
1,69b
(0,09)
1,59b
Cendres totales 2,34
a
(0,05)
1,40b
(0,01)
1,21b
(0,05)
1,60ab
(0,03)
1,29b
(0,03)
1,25b
(0,01)
Sucres totaux
g.100g-1
M.S
22,93a
(0,74)
22,89a
(0,39)
22,34a
(1,25)
23,08a
(0,87)
22,90a
(0,22)
22,58a
(1,16)
Sucres réducteurs 2,72
c
(0,2)
4,54a
(0,06)
2,65c
(0,19)
3,69b
(0,10)
4,43a
(0,85)
2,75c
(0,17)
Glucose 1,34
c
(0,13)
2,32a
(0,07)
1,34c
(0,12)
1,88b
(0,05)
1,94b
(0,26)
1,45c
(0,07)
Fructose 1,38
c
(0,18)
2,22ab
(0,10)
1,28c
(0,10)
1,82bc
(0,07)
2,48a
(0,69)
1,30c
(0,10)
Saccharose 20,21
a
(0,63)
18,35ab
(0,38)
19,70ab
(1,06)
19,38ab
(0,77)
17,66b
(1,91)
19,83a
(1)
Lipides g.100g-1
M.S 2,01
ab
(0,30)
1,97ab
(0,59)
1,80b
(0,01)
1,99ab
(0,06)
2,46a
(0,10)
1,79b
(0,09)
N
g.100g-1
M.S
0,825 0,921 0,764 0,785 0,850 0,746
P 0,064 0,064 0,075 0,060 0,048 0,072
K 1,479 1,133 1,420 1,568 1,340 1,446
Ca 0,051 0,045 0,053 0,049 0,064 0,062
Mg 0,095 0,094 0,1 0,079 0,083 0,092
Na 0,022 0,055 0,037 0,010 0,015 0,008
Fe mg.kg-1
M.S. 23,8 15,2 19,6 19,2 25,3 18,8
Résultats et Discussion
69
Le saccharose est le principal sucre majoritaire, le glucose et le fructose étant présents
en faible quantité (<2%). Kerharo et Adam 2 et Favier et al. 38 ont respectivement trouvé
des teneurs en glucides disponibles de 29,3 et 27,3 g.100g-1
alors que Cissé 5 a trouvé dans
la pulpe de ditax, des teneurs en sucres totaux de 55,42 g.100g-1
. Le ratio sucres solubles
totaux/acidité est souvent utilisé pour déterminer la qualité des fruits, plus ce ratio est élevé,
plus le fruit est sucré 142. Le rapport « sucres/acides » calculé (à partir des teneurs en sucres
en g.100g-1
M.F.) est respectivement de 0,36 ; 0,33 ; 0,34 ; 0,27 ; 0,17 et 0,24 g.mEq-1
pour
les pulpes des fruits provenant de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon.
Ces valeurs sont nettement inférieures à celles de l’ananas (9 à 5) 142 mais plus élevées que
le rapport « sucres/acides » de la pulpe de maad (entre 0,1 et 0,19) ou de celui du pain de
singe (entre 0,19 et 0,28) 143. La pulpe de ditax est donc naturellement plus sucrée et moins
acide que la pulpe de maad ou du pain de singe. En revanche, elle est beaucoup moins sucrée
que la sapotille qui a un ratio « sucres / acides » de 129,25 145. L’indice de saveur sucrée
(IS) est autour de 8,43 (coefficient de variation 9,5%) pour l’ensemble des pulpes et a été
calculé avec les coefficients de conversion du glucose (0,8) et du fructose (1,2) selon
l’équation 30 :
[ ] ( [ ]) ( [ ]) (Équation 30)
La pulpe de ditax a une saveur plus sucrée que l’eau de coco qui a un indice de saveur
sucrée de 4,9 144. Il apparaît également que les fruits provenant de la région de Ziguinchor
(Kabiline 2, Diannah et Thiobon) sont plus acides que ceux provenant des îles du Saloum
(Falia, Dionewar et Niodior) avec un ratio « sucres/acides » plus faible.
La teneur en acide ascorbique trouvée (1 200 à 2 200 mg.100g-1
M.F.) est très élevée
et place le ditax parmi les fruits les plus riches en vitamine C. La moyenne, toutes origines
confondues est de 1 575 mg.100g-1
(coefficient de variation de 22%), les fruits provenant de
Kabiline 2 étant plus riches avec une concentration largement supérieure (2 228 mg.100g-1
±
62,09) à la moyenne. Ces valeurs sont voisines et légèrement supérieures à celles signalées
dans la littérature entre 900 et 1 290 mg.100g-1 3, 5, 38-40. Actuellement, les fruits connus
les plus riches en acide ascorbique sont l’acérole (2 000 mg.100g-1
) et le camu-camu (3 000
mg.100g-1
) 146. Le ditax est plus riche en acide ascorbique que le maad (167 à
317 mg.100g-1
), le pain de singe (254 à 315 mg.100g-1
) ou l’orange (50 mg.100g-1
) qui est
généralement cité comme référence 142-143. Dans la pulpe de ditax, l’acide ascorbique
Résultats et Discussion
70
représente plus de 96% de la vitamine C totale, ce qui veut dire que l’oxydation de la pulpe
est très faible.
La teneur en lipides est comprise entre 0,6 et 0,8 g.100g-1
M.F., ces valeurs sont
légèrement plus élevées que les 0,4% trouvés par Favier et al. 38. Elle est également
supérieure à celles trouvées dans la cerise (0,5%), la banane (0,3%) ou l’orange (0,2%) 147.
Les teneurs en protéines sont similaires à celles trouvées dans la littérature (1,9%) 38.
Concernant la teneur en minéraux, la pulpe de ditax est riche en potassium (entre 1,1
et 1,5 g.100g-1
M.S.) soit entre 0,4 et 0,7 g.100g-1
M.F. Les fruits ont habituellement des
teneurs moyennes en potassium comprises entre 150 et 300 mg.100g-1
M.F. La teneur en
potassium du ditax est comparable à celles des fruits à amandes (600 mg.100g-1
M.F.) et à la
pomme de terre (500 mg.100g-1
M.F) classés parmi les aliments riches en potassium 147.
Les teneurs en calcium trouvées (entre 16 et 22 mg.100g-1
M.F.) sont voisines de celles
reportées dans la littérature (27 mg.100g-1
M.F.) 38. Le rapport Ca/P moyen est de 0,87
alors que le rapport Ca/P idéal (pour que l’absorption de ces 2 sels minéraux soit optimale) est
voisin de 1,7 147. Cependant, la pulpe provenant de Diannah présente un rapport intéressant
Ca/P de 1,3. La teneur en fer se situe entre 0,56 et 0,93 mg.100g-1
M.F., et est inférieure à
celle reportée par Favier et al. (2,8 mg.100g-1
M.F.) 38. La teneur en fer du ditax est
largement inférieure à l’apport nutritionnel minimal en fer chez les enfants (7-8 mg.j-1
), les
femmes (14-30 mg.j-1
) et les hommes (10-12 mg.j-1
) 147. Le magnésium, oligoélément
fondamental pour la cellule est également présent à des teneurs intéressantes dans la pulpe de
ditax.
1.3. Composition de la farine de la graine
La farine de la graine de ditax contenue dans le noyau du fruit a été également
caractérisée pour déterminer sa composition (tableau XIII) et compléter ainsi l’étude portant
sur la pulpe. Elle est caractérisée par une faible teneur en eau (3,1%), une teneur en lipides de
7,5 g.100g-1
M.S. dont l’acide oléique (29,1%), l’acide béhénique (25,4%), l’acide palmitique
(12,5%) et l’acide lignocérique (11%) sont majoritaires. La teneur en lipides de l’amande est
voisine de celle trouvée par Favier et al. (7,5 g.100g-1
M.S.) 38 et par Wang et al.
(8,2 g.100g-1
M.S.) 8. La teneur en magnésium de l’amande (182 mg.100g-1
M.F) est
sensiblement plus élevée que celle du maïs ou de l’avoine (125 mg.100g-1
M.F.) 147. De
même, la teneur en calcium (195 mg.100g-1
M.F.) est supérieure à celle du lait (125 mg.100g-1
M.F.). Sa teneur en fer est intéressante, 13 mg.100g-1
M.F. si l’on considère les apports
Résultats et Discussion
71
nutritionnels minima recommandés 147. Au Nigéria, la farine de la graine de ditax est
traditionnellement utilisée comme agent épaississant 9.
Tableau XIII : Quelques caractéristiques de la graine de Detarium
senegalense J.F.Gmel (Moyennes et écart-type sur 3 mesures).
Paramètres Unité Concentration
Matière sèche g.100g-1
96,9
(0,6)
Sucres totaux
g.100g-1
M.S
0,32
(0)
Glucose 0,025
(0,010)
Fructose 0,08
(0)
Saccharose 0,22
(0,01)
N 2,503
P 0,344
K 0,105
Ca 0,201
Mg 0,188
Na 0,019
Fe 0,013
Lipides 7,5
(0,1)
Acides gras Noms % pondéral des
acides gras totaux
6:0 Acide caproïque 1,5
8:0 Acide caprylique 0,5
15:0 Acide pentadécylique 1,4
15:1 4,4
16:0 Acide palmitique 12,5
16:1 Acide palmitoléïque 0,2
18:0 Acide stéarique 3,4
18:1 (n-9) Acide oléique 29,1
18:1 (n-7) 0,6
18:2(n-6) Acide linoléique 1,1
20:0 Acide arachidique 1,4
20:1 Acide gadoléïque 3,6
20:02 Acide homolinoléïque 2,0
22:0 Acide béhénique 25,4
22:1 Acide érucique 1,0
22:2 0,3
x 0,4
24:0 Acide lignocérique 11,0
Résultats et Discussion
72
1.4. Pigments chlorophylliens de la pulpe
Le profil des pigments extraits de la pulpe de ditax est présenté sur la figure 18. Douze
pics correspondant à 8 pigments chlorophylliens et 4 pigments caroténoïdiques ont été
identifiés dans la pulpe de ditax (tableau XIV).
Tableau XIV : Données spectrales des pigments détectés dans la pulpe de ditax.
Pics Tr
(min) Pigments
λmax
mesurées (nm) λmax reportées (nm)
1 20,67 Chlorophylle b
(470 nm) 464, 600, 650
466, 600, 650a; 462,600, 648
b ; 465,
602, 650c; 457, 597, 646
f; 460, 647
g
2 20,84 Lutéine (450nm) 422,444, 472 444, 472
a; 424, 447, 474
f;
425,447,476g
3 21,37 Chlorophylle b’
(470 nm) 462, 600, 650 466, 602, 652
a; 462,600, 648
b
4 23,37 Zéaxanthine (450 nm) 426, 448, 480 425, 450, 479
e; 430, 450, 476
dh;
428,455, 481g
5 23,94 Chlorophylle a
(400 nm) 432, 618, 664
432, 618, 664 a ; 430, 616, 662
f; 431,
661g
6 24,74 Chlorophylle a’
(400 nm) 432,618, 664 432, 620, 666
a; 430, 618, 664
b
7 30,21 Hydroxyphéophytine
b’ (450 nm) 436, 528, 654 436, 528, 600, 652
b
8 31,85 Phéophytine b
(450 nm)
436, 528, 598,
654 436, 598, 652
a; 435, 649
g
9 32,24 Hydroxyphéophytine
a’ (400 nm)
410, 506, 536,
610, 666 408, 504, 534, 610, 666
b
10 33,60 Phéophytine a
(400 nm)
408, 506, 536,
608, 666 408, 506, 536, 608, 666
b; 411, 666
g
11 34,89 β-carotène (450 nm) 452, 476 452, 478dh
; 454, 476f; 455,481
g
12 36,44 9-Cis β-carotène
(450 nm) 425, 448, 472 425, 449, 475
h-
Entre parenthèses, longueur d’ondes de détection a
Kwang Hyun Cha et al. 2010 88 ; b Huang et al. 2008 89 ;
c Giuffrida et al. 2007 107 ;
d Dhuique-Mayer et al. 2007 [121] ;
e Hegazi et al. 1998 102 ;
f Nishiyama et al. 2005
148 ; g Montefiori et al. 2009 149 ;
h Fanciullino et al. 2006 150.
Résultats et Discussion
73
Parmi les pigments chlorophylliens, la phéophytine a (figure 18b) est le composé
majoritaire de la pulpe fraiche de ditax (128 mg. kg-1
; 58% des pigments totaux), suivie par
l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 mg.kg-1
), la chlorophylle b (23,6 mg.kg-1
) et la chlorophylle a
(20,3 mg.kg-1
).
Figure 18 : Profils chromatographiques des pigments de la pulpe de ditax à 450 nm (a) et
400 nm (b). Pics : chlorophylle b, 1; lutéine, 2; chlorophylle b’, 3; zéaxanthine, 4;
chlorophylle a, 5; chlorophylle a’, 6; hydroxyphéophytine b’, 7; phéophytine b, 8;
hydroxyphéophytine a’, 9; phéophytine a, 10; β-carotène, 11 et 9-cis β-carotène, 12.
Les épimères de la chlorophylle telles que les chlorophylles a’ et b’ présentes dans la
pulpe de ditax fraîche, seraient probablement formés lors de l’extraction de la pulpe et/ou
durant le stockage. En effet, de nombreux travaux ont établis que les chlorophylles et leurs
molécules dérivées pouvaient subir une épimérisation en C-132 pendant la cuisson ou le
stockage des fruits et légumes verts 46, 89, 151. La présence de l’hydroxyphéophytine a’
pourrait être attribuée à l’oxydation de la phéophytine.
La différence de concentration observée (tableau XV) entre la pulpe fraîche (pulpe 1)
et la pulpe analysée après un an de stockage (pulpe 2) pourrait être attribuée à l’effet du
stockage.
(a)
(b)
Résultats et Discussion
74
La principale différence entre les deux pulpes est l’absence des chlorophylles a, a’ et
b’ dans la pulpe stockée (pulpe 2). En plus de la faible teneur des chlorophylles et des
caroténoïdes dans la pulpe stockée, la quantité de chlorophylle b diminue drastiquement et
passe de 23,6 à 2,9 mg.kg-1
. Théoriquement, la chlorophylle a et la chlorophylle b sont les
pigments majoritaires dans les plantes vertes. Cependant dans notre étude, c’est la
phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ qui sont largement majoritaires par rapport aux
autres pigments. Ceci pourrait s’expliquer en partie par une conversion partielle et/ou une
dégradation des chlorophylles dans le ditax durant toutes les étapes depuis la cueillette, le
transport des fruits et l’extraction de la pulpe au laboratoire. Néanmoins, la phéophytine a est
le pigment majoritaire dans l’huile d’olive (9,12 mg.kg-1
123, 19,36-25,04 mg.kg-1 107)
mais en quantité moins importante que dans la pulpe de ditax. En revanche, seules la
chlorophylle a (11,2 mg.kg-1
) et la chlorophylle b (0,53 mg.kg-1
) ont été retrouvées dans le
kiwi (génotype Hayward) 148. De nombreuses études ont également démontré la présence
de dérivés contenant des groupements hydroxyles- chez Gynostemma pentaphyllum (herbe
traditionnelle chinoise), la mandarine, le brocoli, l’olive et la banane avec des teneurs qui
augmentent suivant la maturité 89, 112, 152-154. De plus, le ratio de la chlorophylle a et de
la chlorophylle b que nous avons trouvé pourrait être expliqué par la vitesse de dégradation de
Tableau XV : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax (Pulpe 1,
pigments analysés dans la pulpe fraîche ; Pulpe 2, pigments analysés dans la
pulpe après 1 an de stockage à -20°C) (Moyennes et Écart-type sur 3
déterminations).
Pigments Concentration (mg.kg-1
)
Pulpe 1 Pulpe 2
Chlorophylle b 23,64 (1,90) 2,88 (0,16)
Lutéine 4,64 (0,20) 3,47 (0,06)
Chlorophylle b’ 5,19 (0,05) 0
Chlorophylle a 20,28 (6,30) 0
Chlorophylle a’ traces 0
Hydroxyphéophytine b’ 0,48 (0,07) 0,80 (0,05)
Phéophytine b 2,69 (0,03) 3,70 (0,16)
Hydroxyphéophytine a’ 32,95 (0,24) 23,89 (1)
Phéophytine a 128,02 (6,99) 116,5 (5,90)
β-carotène 3,61 (0,3) 2,69 0,23
Résultats et Discussion
75
la chlorophylle a qui est beaucoup plus rapide que celle de la chlorophylle b (4-10 fois durant
le stockage de la purée d’épinard) 155.
La lutéine et le β-carotène sont les principaux caroténoïdes même si la zéaxanthine et
le 9-cis-β-carotène sont également présents en traces. Selon la présence ou non d’oxygène, les
caroténoïdes sont répartis en 2 classes à savoir les caroténoïdes hydrocarbures non oxygénés
(α-, β- et γ-carotènes) et les caroténoïdes oxygénés plus connus sous le nom de xanthophylles
(lutéine, zéaxanthine, β-cryptoxanthine) 71. La lutéine est le caroténoïde majoritaire de la
pulpe de ditax avec une teneur moyenne 4,64 mg.kg-1
dans la pulpe fraîche. La lutéine comme
les autres caroténoïdes, n’est pas synthétisée par l’organisme et par conséquent doit être
apportée par l’alimentation 156. La lutéine est connue pour son rôle dans la protection
contre certaines formes de dégénérescence rétinienne, en particulier contre la dégénérescence
maculaire liée à l’âge 71. Avec la zéaxanthine, elles protègent la macula de l’œil contre les
radicaux libres soit en s’associant avec ces radicaux libres et réduisant ainsi le stress
oxydant (effet antioxydant) ; ou alors en absorbant les longueurs d’ondes riches en énergie
dans la gamme bleue du spectre, pour empêcher les dommages photochimiques 71. Les
aliments riches en lutéine sont les légumes en branches vert foncé tels que l’épinard, le
brocoli et la laitue avec des teneurs supérieures à 1 000 μg.100g-1
157. Cependant, le ditax
peut être considéré comme une source importante de lutéine en comparaison avec la teneur en
lutéine des fruits comme la pomme (84 μg.100g-1
), l’abricot (101 μg.100g-1
), la pêche
(78 μg.100g-1
), la mandarine (50 μg.100g-1
) ou l’orange Valencia (64 μg.100g-1
) 157. La
teneur en β-carotène (pro-vitamine A) mesurée dans la pulpe de ditax est au moins deux fois
plus importante que celle indiquée par Favier et al. qui avaient trouvé en moyenne 165 μg.100
g-1
(soit 1,65 mg.kg-1
) Equivalent β-carotène dans la pulpe fraîche 38. La pulpe de ditax est
plus riche en β-carotène que le jus de pomme où il est présent à l’état de traces, le jus
d’orange (42-70 μg.100 g-1
) ou le jus d’ananas (10-20 μg.100 g-1
) 157. Elle est néanmoins
deux fois moins importante comparée à celle du jus d’abricot (6 mg.kg-1
) qui permet de
couvrir 60% des AJR en pro-vitamine A estimés à 3 mg.j-1
158. Cependant, le β-carotène est
relativement stable car il est encore présent à 74,5% dans la pulpe après un an de stockage à -
20°C.
Le tableau XVI présente la comparaison des teneurs en principaux pigments présents
dans les pulpes des différentes zones étudiées. Ainsi, les pulpes provenant de Kabiline 2,
Diannah et Dionewar ont des teneurs en phéophytine a supérieures à la teneur moyenne en
Résultats et Discussion
76
phéophytine a toutes localités confondues qui est de 103 mg.kg-1
. Il en est de même pour la
lutéine où les pulpes provenant de Dionewar, Kabiline 2 et Diannah présentent des teneurs
supérieures à la teneur moyenne toute localité confondue (2,8 mg.kg-1
). La teneur moyenne en
β-carotène toutes localités confondues est de 2,39 mg.kg-1
.
1.5. Profil aromatique de la pulpe
La fraction volatile est constituée de 11 alcools aliphatiques, 1 alcool terpénique, 17
aldéhydes, 7 acides gras libres, 2 cétones, 2 esters, 3 hydrocarbures insaturés, 1 hydrocarbure
terpénique, 7 hydrocarbures sesquiterpéniques, 1 phénol et 1 acide organique. A noter que
nous avons utilisé un mélange d’alcanes C8-C20 qui permet le calcul des indices de Kovats.
Ce calcul est réalisé grâce à l’obtention d’une régression linéaire entre temps de rétention et
indice. Celle-ci a légèrement tendance à surévaluer les indices compris entre 800 et 1000 à
cause de la température initiale d’élution. En fonction de la colonne, les composés d’indices
inférieurs à 800 proches du pic de solvant ou co-élués avec celui-ci ne peuvent pas être pris en
compte. Ces raisons expliquent certains décalages notés dans les indices de rétention de
certains composés. Certains composés sont identifiés formellement (spectre de masse et
concordance des deux indices de Kovats avec la littérature) alors que ceux qui ne remplissent
pas tous les critères sont des tentatives d’identification.
Comme le montre le tableau XVII, les aldéhydes connus pour leurs notes « verte » et
« grasse » sont qualitativement et quantitativement les composés majoritaires dans la pulpe de
Tableau XVI : Teneur en principaux pigments des différentes pulpes étudiées (Moyennes et
écart-types sur 3 déterminations).
Paramètres Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon
mg.kg-1
M.F
Lutéine 2,77
c
(0,23)
3,63a
(0,19)
1,73e
(0,03)
3,47a
(0,06)
3,19b
(0,18)
1,99d
(0,09)
β-carotène 3,19
a
(0,10)
3,04a
(0,13)
1,48e
(0,01)
2,69b
(0,23)
2,17c
(0,16)
1,80d
(0,23)
Phéophytine a 100,30
c
(1,27)
107,13bc
(5,03)
89,43d
(4,45)
116,50ab
(5,85)
118,45a
(6,77)
89,92d
(8,37)
Phéophytine b 3,39
bc
(0,07)
3,18cd
(0,14)
2,89d
(0,21)
3,70b
(0,16)
4,19a
(0,22)
3,22cd
(0,30)
Résultats et Discussion
77
ditax fraîche avec une concentration totale de 6 704,5 µg.kg-1
soit 57% de la fraction volatile
totale de la pulpe. Parmi eux, le trans, cis-2,6-nonadiénal est le composé majoritaire et
représente à lui seul 21% de la fraction volatile totale (2 474 μg.kg-1
, 37% des aldéhydes
totaux).
Le cis-2-hepténal est le second composé le plus important et représente 16,4% de la
fraction volatile totale avec une concentration de 1 929,56 μg.kg-1
(29% des aldéhydes totaux).
Il est suivi du bicyclo [2, 2, 0] hexane-1-carboxaldéhyde (6,8% de la fraction volatile, 12%
des aldéhydes totaux) et du trans-2-nonénal (4% de la fraction volatile totale et 7% des
aldéhydes totaux). Les travaux de Haddad 1 ont montré que les composés majoritaires de
l’huile essentielle des fruits de Detarium senegalense sans épicarpe obtenu par
hydrodistillation avec récupération dans du dichlorométhane, sont le 2,6-nonadiénal (42,3%),
le trans-2-héptanal (13,5%), le cis-6-nonénal (7,5%), le trans-2-nonénal (7,4%), l’oxyde de
caryophyllène (2,5%), l’oxyde d’humulène (1,8%) et le tétradécane (0,7%). Les propriétés
sensorielles attribuées au trans, cis-2,6-nondiénal sont des notes de concombre, vert/cireux ;
gras, pénétrant/cireux pour le trans-2-nonénal ; melon ou melon-vert/agrume pour le cis-6-
nonénal ; vert et pastèque pour le cis, cis-3,6-nonadiénal 161-166. Pour l’hexanal et le trans-
2-hexénal, c’est la note verte qui est attribuée 159. Il a été largement reporté que les
composés volatils en C9 sont le résultat de l’action de la lypoxygénase sur les acides
linoléique et linolénique qui intervient juste après la rupture des tissus 167-168.
Les hydrocarbures sesquiterpéniques représentent la seconde classe de composés
(1 528 µg.kg-1
, 12,9% de la fraction volatile totale) avec le trans-α-bergamoténe qui est le
composé majoritaire avec 1 112 µg.kg-1
soit 73% des hydrocarbures sesquiterpéniques.
L’odeur de feuille de thé est associée à ce composé [133].
Les alcools aliphatiques représentent la troisième classe de composés avec 8,8% de la
fraction volatile totale pour une concentration de 1 040 μg.kg-1
de pulpe. Parmi les alcools
aliphatiques, le 1-hexanol (note florale, verte) est le composé majoritaire avec 332 μg.kg-1
soit
32% des alcools aliphatiques (2,8% de la fraction volatile totale) suivi du cyclopentanol (160
μg.kg-1
, 15,4% des alcools aliphatiques). Cependant, d’autres alcools comme le 1-butanol, le
cis-3-hexén-1-ol et le trans-2-hexén-1-ol ont également été mis en évidence dans la pulpe de
ditax. Certains de ces alcools ont été reportés dans d’autres fruits comme l’abricot 169-172,
le fruit du copoazù 173 ou l’acérole 174. Le 1,8-cinéole (note menthe, douce) est l’unique
alcool terpénique identifié (31,85 μg.kg-1
).
Résultats et Discussion
78
Tableau XVII : Composés d’arômes identifiés dans la pulpe de ditax après extraction par la technique SAFE
et séparation sur colonne polaire et apolaire.
Composés Indice de Kovats
sur DB-wax
Indice de Kovats
sur DB-1ms
Concentration
(µg.kg-1
de pulpe fraîche)
Note aromatique
exp. litt.b exp. litt
b
Alcools aliphatiques
1-butanol 1144 1145 - 658 12,34 ± 0,66 médicament, fruit 134, 159
1-pentén-3-ol 1155 1181 - 669 77,87 ± 2,76
1-pentanol 1242 1255 814 730 52,60 ± 3,75 balsamique 134
cis-2-pentén-1-ol nd 1313 814 740 112,12
Cyclopentanol 1314 1323 - 774 159,99 ± 4,43
cis-3-hexén-1-ol 1384 1401 859 844 67,50 ± 5,05 feuillage, herbe grasse 160
1-hexanol 1353 1360 870 858 332,18 ± 10,98 fruitée 160 ; résine, fleur,
vert 134
trans-2-hexén-1-ol 1410 1400 867 870 49,14 ± 0,34 fruitée, feuillage 160
vert 159
1-heptanol 1469 1467 950 945 67,11 ± 0,37 chimique, vert 134
6-heptén-1-ol 1530 - 948 950 35,82 ± 0,16
cis-6-nonén-1-ol 1756 1714 1151 1171 73,64 ± 0,60
Alcools terpéniques
1,8--cinéole (Eucalyptol) 1194 1214 1009 1015 31,85 ± 1,27 menthe, doux 134
Aldéhydes
Pentanal 937 935 - 674 105,79 ± 6,94 amande, malt 134
Hexanal 1096 1093 824 773 199,46 ± 9,40 herbe, grasse, vert 159, 134
trans-2-penténal 1126 1117 804 724 18,08 ± 0,49 fraise, fruit, tomate 134
cis-3-hexénal 1137 1132 823 801 12,13 ± 0,14 feuille, vert 134
Heptanal 1172 1174 887 885 72,97 ± 3,06 gras, agrume, rance 134
cis-2-hexénal, (Z)- 1186 1187 847 815 tr
trans-2-hexénal 1201 1220 851 826 452,18 ± 19,58 vert 159
cis-4-hepténal 1220 1230 878 885 20,31 ± 0,79 biscuit, crème 134
cis-2-hepténal 1310 1319 931 927 1 929,56 ± 21,96 vert 134
Bicyclo [2.2.0] hexane-1-carboxaldehydea 1372 - 916 - 803,85 ± 1,68
Nonanal 1387 1385 1078 1079 29,98 ± 0,11 gras, agrume, vert 134
trans-2-Octenal 1425 1442 1024 1031 16,00 ± 0,84
cis,cis-3,6-Nonadiénal nd 1444 1065 1083 34,17
cis-6-nonénal 1449 1469 nd 1112 27,34 ± 4,58
trans, cis-2,4-heptadiénal 1463 1480 nd 921 37,60 ± 1,08
trans-2-nonénal 1545 1527 1132 1130 470,97 ± 1,96 concombre, gras, vert 134
trans, cis-2,6-nonadiénal 1602 1605 1125 1137 2 474,08 ± 71,11 concombre, cireux, vert
134
Résultats et Discussion
79
a tentative d’identification b
Indices de rétention de Kovats tirées des bases de données NIST 2008 [132], the Pherobase (www.pherobase.org) 133 et Flavornet
(www.flavornet.org ) 134. tr, < 5 µg/kg de pulpe
nd : RI exp < 800 et non détecté
Le 1,8-cinéole (eucalyptol) a aussi été identifié dans le melon 175. Il est bien établi
que les alcools et les aldéhydes à six atomes de carbone sont responsables des notes herbacées
de plusieurs fruits et légumes 171, 176.
(suite)
Composés Indice de Kovats
sur DB-wax
Indice de Kovats
sur DB-1ms
Concentration
(µg.kg-1
de pulpe fraîche)
Note aromatique
exp. litt. d exp. litt.
d
Acides gras libres
Acide hexanoïque (caproïque) 1879 1872 1004 890 273,24 ± 0,96 Gras, sueur [134]
Acide heptanoïque 1985 1990 1125 1064 82,96 ± 4,24 Rance [134]
trans-2- acide hexénoïque 1996 1962 nd - 20,02 ± 1,20
Acide nonanoïque 2183 2202 1280 1258 26,73 ± 4,10 Rance
Acide dodécanoïque a 2613 2517 1501 1556 33,17 ± 0,03 Métal 134
Acide n-hexadécanoïque (palmitique) 2936 2940 1955 1950 202,39 ± 13,24
Acide octadécanoïque (stéarique) 3184 3181 2093 2124 200,59 ± 41,76
Cétones
1-Penten-3-one 1063 1 034 nd 673 87,76 ± 2,99 Poisson, piquant [134]
2-Butanone, 3-hydroxy- 1266 1272 nd 678 81,84 ± 5,97
Esters
Hexadécanoate de butyle a 2573 - 2110 1977 367,87 ± 3,11
Octadécanoate de butyle a 2733 - 2257 2374 552,07 ± 6,92
Hydrocarbures insaturés
Toluène 1071 1070 nd 756 39,54 ± 1,62 Peinture 134
Ethylbenzène 1121 1124 864 846 5,63 ± 0,03
Styrène 1234 1 261 882 876 154,47 ± 9,88 Balsamique 134
Hydrocarbures terpéniques
Limonène 1182 1178 1012 1022 5,5 ± 1 Agrumes, menthe 134
Hydrocarbures sesquiterpéniques
α-copaéne 11,21 Boisée, épice [134]
cis-α-bergamoténe 1580 1580 1404 1414 114,07 ± 3,06
α-santaléne 1581 1574 1409 1419 96,30 ± 6,15
trans-α-bergamoténe 1602 [177- 1425 1431 1 112 ± 6,17 Boisée, thé, chaud [133, 134]
trans-β-farnesène a 1692 1674 1441 1448 98,83 ± 7,75 Boisée, agrumes, doux [134]
β-Bisabolénea 1750 1726 1465 1513 35,02 ± 4,31 Balsamique [134]
β-Cadinéne a 1777 1982 1497 1440 60,41 ± 0,94
Phénols
Phénol 2026 1479 958 961 43,52 ± 1,51 Phénol [134]
Autres composés
Acide acétique 1450 1452 nd 287,05 ± 8,65 Aigre 134
Résultats et Discussion
80
Les esters sont également présents dans la pulpe de ditax avec deux composés volatils
qui représentent à eux deux 7,8% de la fraction volatile totale. Il s’agirait de l’hexadécanoate
de butyle (367,87 μg.kg-1
) et de l’octadécanoate de butyle (552,07 μg.kg-1
) qui sont des esters
d’acides gras (tentative d’identification car les indices de rétention trouvés sont très différents
de ceux obtenus expérimentalement). Les esters sont généralement responsables des odeurs
fruitées présentes dans la plupart des fruits 177.
Les acides gras libres représentent 7% de la fraction volatile totale (839 μg.kg-1
) parmi
lesquels l’acide hexanoïque (273 μg.kg-1
), l’acide n-hexadécanoïque (202,39 μg.kg-1
) et
l’acide octadécanoïque (200,59 μg.kg-1
) sont les majoritaires.
L’acide acétique représente 2,5% de la fraction volatile avec une concentration de 287
μg.kg-1
) de pulpe fraîche. L’acide acétique est également présent dans le kiwi (variété
« Hort161 ») à une concentration de 12 μg.kg-1
178.
D’autres classes de composés ont également été identifiées dans la pulpe de ditax. Il
s’agit des hydrocarbures insaturés qui représentent 1,7% de la fraction volatile avec le styrène
comme composé majoritaire et des cétones (1,45% de la fraction volatile).
Comparativement, les extraits SAFE présentent les mêmes quantités extraites avec
11 768,8 µg.kg-1
sur DB-WAX et 10 200 µg.kg-1
sur DB1-ms. Cette légère différence pourrait
s’expliquer par le fait que les extraits SAFE ont été stockés à -18°C pendant 17 jours avant
d’être analysés sur la DB-1ms. A noter aussi que sur la colonne polaire, le trans,cis-2,6-
nonadiénal est co-élué avec le trans-α-bergamoténe alors qu’ils sont complètement séparés
sur la colonne apolaire DB-1ms. La quantification (sur la colonne polaire) a donc été faite en
utilisant la surface et le poids de l’ion moléculaire 119 (donnés par la masse) qui n’est pas
présent dans le 2,6 nonadiénal. Ensuite, les surfaces des autres ions du trans bergamoténe sont
calculées en fonction de l’ion 119. La surface du 2,6 nonadiénal est obtenue en faisant la
différence entre la surface totale des deux composés co-élués et celle de la surface totale des
ions moléculaires du α-trans-bergamoténe. A titre de comparaison, grâce à l’utilisation de la
SPME qui est un outil qualitatif plus facile à mettre en œuvre, les extraits des pulpes de ditax
collectées dans les zones de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon,
présentent des profils aromatiques similaires. Comme vu avec les extraits SAFE, là encore
c’est la classe chimique des aldéhydes qui est la plus importante en termes de % d’aire de pic
où le trans,cis-2,6-nonadiénal et le cis-2-hépténal sont majoritaires. Les arômes majoritaires
trouvés dans la pulpe expliquent pourquoi le ditax est très apprécié notamment pour son
parfum qui rappelle des notes boisée, verte, herbacée, fraîche, un peu aigre.
Résultats et Discussion
81
2. TRANSFORMATION DES FRUITS EN NECTAR
La seconde partie de ce travail de thèse consiste à améliorer les connaissances sur la
transformation du ditax en nectar à travers la caractérisation et la comparaison des procédés
traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe ainsi que des nectars issus de ces procédés.
2.1. Procédé artisanal et procédé mécanisé d’extraction de la pulpe
Comme nous l’avons déjà reporté dans nos précédents travaux 33, la fabrication du
nectar passe d’abord par l’extraction de la pulpe qui se fait soit de manière traditionnelle en
pilant les fruits dans un mortier, soit en utilisant le procédé mis au point par l’ITA et qui
consiste à extraire la pulpe en utilisant une parmentière. Il s’agit ici de comparer ces deux
procédés d’extraction de la pulpe en terme de durée et rendement d’extraction mais aussi en
terme de composition des nectars obtenus. Les deux procédés ont été comparés sur un lot de 3
x 10 kg de fruits pour permettre d’évaluer une moyenne et un écart-type. La figure 19
présente les procédés traditionnel et mécanisé d’élaboration du nectar de ditax. Les résultats
obtenus montrent que le procédé traditionnel compte six opérations unitaires (pilage, dilution,
malaxage manuel, tamisage grossier, formulation et tamisage fin) alors que le procédé
mécanique n’en compte que trois (séparation mécanique, formulation et tamisage fin). Pour
transformer un lot de 10 kg de ditax suivant le procédé traditionnel, les fruits doivent être
répartis en 4 batchs de 2,5 kg. Le pilage s’effectue à une fréquence moyenne de
71 coups. min-1
. Le procédé mécanisé permet quant à lui de traiter en une seule fois les 10 kg
de fruits.
Le procédé traditionnel est donc plus complexe. Il est également plus long avec un
débit de traitement des fruits de 2,4 kg.min-1
contre 3,7 kg.min-1
pour le procédé mécanisé.
Enfin, le procédé mécanisé permet d’extraire davantage de matière soluble (16% en plus). Les
étapes de formulation (ajout de sucre pour avoir un °Brix final de 14) et de tamisage fin sont
communes aux deux procédés. Nous n’avons pas noté de différences au niveau des
rendements d’extraction car les masses de coproduits mesurées sont similaires dans les 2 cas.
Résultats et Discussion
82
Ditax
10 kg
Batch 1
2,5 kg
Batch 4
2,5kg
Batch 2
2,5 kg
Batch 3
2,5 kg
Broyat
(mélange de pulpe, coques et noyaux)
Malaxage manuel
Pilage-Désagrégation
71 (5) coups.min-1
Tamisage grossier
(0,3 cm)
Pulpe diluée
22,8 kg - 3°Brix – pH 3,8
Séparation mécanique
Noyaux, coques et fibres
7,37 (0,06) kg
Eau
2 L.kg-1
Formulation (Sucre 2,9– 3 kg)
Tamisage fin (0,1 cm)
Nectar de ditax
25 kg - 14°Brix – pH 3,8
Pulpe brute
22, 2 kg - 3,5 °Brix – pH 3,8
Noyaux, coques et fibres
7,35 (0,15) kg
Étapes spécifiques au procédé traditionnel
Étapes spécifiques au procédé mécanisé
Étapes communes aux 2 procédés
Figure 19 : Procédés traditionnel et mécanisé d’extraction
de la pulpe et de préparation du nectar (moyennes et
écart-types sur 3 mesures).
Résultats et Discussion
83
2.2. Comparaison des nectars obtenus
Les principales caractéristiques physiques des nectars issus des deux procédés sont
présentées dans le tableau XVIII. Le nectar élaboré suivant le procédé mécanisé est plus riche
en pulpe que celui élaboré suivant le procédé traditionnel, avec une teneur moyenne en SIS de
1,5 g.100g-1
de nectar. La vitesse moyenne de sédimentation dans le nectar issu du procédé
traditionnel est de 5,15x10-6
m.s-1
. La séparation de phase y est 6 fois plus rapide que dans le
nectar issu du procédé mécanisé (figure 20). Ces résultats sont en accord avec le profil
granulométrique des nectars. En effet le nectar issu du procédé traditionnel contient des
particules plus grosses (qui sédimentent donc plus vite) que le nectar obtenu via le procédé
mécanisé : diamètre moyen en volume de 112,5 µm au lieu de 100,4 µm. Notons que la taille
des particules n’est probablement pas le seul paramètre qui explique cette différence de
comportement. En effet, le rapport des vitesses de sédimentation est beaucoup plus élevé que
le rapport des diamètres de particules au carré comme le suggère la loi de Stokes.
Tableau XVIII : Caractéristiques physico-chimiques des nectars de ditax obtenus suivant les
procédés traditionnel et mécanisé.
Nectar de ditax
Procédé artisanal Procédé mécanisé
SIS (g.100g-1
de nectar) 1,2b (0,12) 1,5
a (0,03)
Couleur
L* 30,9a (1,1) 29,7
b (0,5)
a* -6,97b (0,6) -5,6
a (0,5)
b* 10,09a (0,7) 9
b (1,1)
Vitesse de sédimentation (x10-6
m.s-1
) 5,15a (3,6x10
-7) 0,86
b (1,1x10
-7)
Statistiques de distribution granulométrique
Dv10 (µm) 65,68a (1,08) 56,10
b (1,43)
Dv50 (µm) 104,82a (0,60) 98,59
b (0,94)
Dv90 (µm) 159,09a (5,66) 153,83
b (1,75)
D [4 ; 3] (µm) 107,1a (3) 100,2
b (1,2)
% de particules avec un diamètre entre 0 et 1,7 µm 1,77a (0,06) 2,47
b (0,15)
% de particules avec un diamètre entre 7 et 20 µm 2,67a (0,64) 3,51
b (0,09)
% de particules avec un diamètre entre 20 et 40 µm 0,19a (0,02) 0,85
b (0,06)
% de particules avec un diamètre entre 40 et 300 µm 94,75a (1,54) 93,18
b (0,28)
Viscosité (mPa.s-1
)
γ (s-1
) 0,39 35,66b (5,22) 52,26
a (6,59)
9,08 10,36b (0,15) 26,43
a (3,38)
86,5 5,4a (0,27) 9,48
a (0,39)
334 4,59b (0,18) 7,14
a (0,12)
n -0,305 (0,015) -0,38 (0,018)
η0 22,01 (1,988) 54,51 (6,21)
Résultats et Discussion
84
La viscosité des deux types de nectars a également été mesurée suivant différentes
contraintes de cisaillement. Quel que soit le procédé utilisé, la viscosité du nectar diminue
lorsque le taux de cisaillement augmente. Le nectar de ditax peut donc être assimilé à un
fluide non newtonien avec des caractéristiques rhéofluidifiantes comme la plupart des jus et
purées de fruits. Cependant, la viscosité du nectar issu du procédé mécanisé est plus élevée
que celle du nectar issu du procédé traditionnel, ce qui est logique vu que le nectar issu du
procédé mécanisé est plus riche en pulpe et qu’il contient des particules dont la taille est
inférieure à celle du nectar issu du procédé traditionnel. La viscosité peut être modélisée et
évaluée en utilisant la loi de puissance (Équation 31) à partir des données
expérimentales. Les droites de régression linéaires des courbes Ln (γ) en fonction de Ln (η)
tracées à partir des données expérimentales permettent d’obtenir les paramètres n et η0 pour le
calcul de la viscosité.
Figure 20 : Hauteur de sédimentation de la pulpe en fonction du temps dans les nectars de
ditax préparés suivant les procédés traditionnel et mécanisé.
La figure 21 présente l’aspect des deux nectars au microscope optique. On peut voir
que l’aspect des particules de pulpe et notamment de la coque paraît plus grand dans le nectar
issu du procédé traditionnel. Les particules noires représentent les fragments de coques.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 10 20 30 40 50 60 75 90 105 120 135 150 165 180 195 210 225
Ha
ute
ur
de
la
pu
lpe
(m
m)
Temps (min) TraditionnelMécanisé
Résultats et Discussion
85
(a) (b)
Figure 21 : Observation au microscope optique des nectars élaborés suivant les procédés
traditionnel (a) et mécanisé (b).
Sur le plan analytique, les deux nectars présentent des couleurs vertes avec des
différences significatives au niveau des paramètres L*, a* et b*. Ainsi, le nectar issu du
procédé traditionnel présente une couleur verte plus claire, plus intense que celui issu du
procédé mécanisé comme le montre la variation de L*. En revanche, la couleur verte du
nectar issu du procédé mécanique a une couleur verte plus prononcée et plus terne.
Le tableau XIX présente les principales caractéristiques biochimiques des deux nectars.
Ainsi, le nectar issu du procédé mécanisé est plus acide et plus riche en acide ascorbique que
le nectar issu du procédé traditionnel. Toutefois, les teneurs en acide ascorbique restent quand
même élevées pour les deux nectars. Il en est de même pour la teneur en pigments. La
phéophytine a qui est le pigment majoritaire, présente une teneur plus élevée dans le nectar
issu du procédé traditionnel. Mis à part la chlorophylle a, tous les autres pigments se
retrouvent en quantité plus élevée dans le nectar issu du procédé mécanisé.
Tableau XIX : Caractéristiques biochimiques des nectars issus des procédés traditionnel et
mécanisé.
Nectar de ditax
Procédé traditionnel Procédé mécanisé
pH 3,6a (0,09) 3,7
a (0,03)
Acidité titrable (mEq.100 ml-1
) 4,7b
(0,3) 5,03a (0,06)
Acide ascorbique (mg.100 ml-1
) 160,3b (4,1) 191,9
a (6,2)
Pigments (mg.kg-1
.MS)
Chlorophylle b 21,4b (0,5) 27,2
a (1,7)
Chlorophylle b’ 5,1a (0,5) 5,9
a (0,5)
Chlorophylle a 10,4a (0,6) 7,73
a (1,5)
Hydroxyphéophytine b’ 0,4b (0,02) 0,7
a (0,02)
Phéophytine b 2,1b (0,1) 3,2
a (0,08)
Hydroxyphéophytine a’ 31,3b (2,8) 42,5
a (0,9)
Phéophytine a 137,6b (9,3) 181,9
a (4,5)
β-carotène 2,8b (0,08) 3,7
a (0,3)
9-cis- β-carotène 0,4 b
(0,03) 0,5a (0,03)
Résultats et Discussion
86
Les composés volatils majoritaires extraits des nectars issus des deux procédés sont
présentés sur la figure 22.
Figure 22 : Comparaison des principaux composés volatils des nectars de ditax préparés
selon les procédés traditionnel et mécanisé.
La SPME a été utilisée pour faire du qualitatif et permettre la comparaison entre les
deux procédés. En effet, pour avoir une vraie quantification, la SPME tient compte du
coefficient de réponse et du Log p (affinité de la molécule avec le solvant) de chaque
molécule. Néanmoins, la reproductibilité de la méthode a été préalablement testée pour
valider la méthode utilisée avec l’étalon interne. Les coefficients de variation obtenus entre
3,3 et 5% sont une bonne preuve de la répétabilité de la méthode. Ainsi, au vu des indices de
confiance (moyennes sur 6 mesures : 3 nectars par procédé analysés en duplicate), il apparaît
que les composés volatils dosés dans les nectars fabriqués suivant le procédé mécanisé sont
significativement plus importants que dans les nectars élaborés à partir du procédé
traditionnel. Ceci pourrait s’expliquer par le fait qu’on libère plus de composés par le procédé
mécanisé car la pulpe obtenue est plus fine. A noter que le profil des composés dans le nectar
est similaire à celui de la pulpe.
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
Con
cen
trati
on
(μ
g.L
-1)
Composés
traditionnel
mécanique
Résultats et Discussion
87
2.3. Comportements des nectars au cours du stockage
2.3.1. Impact de l’emballage
Au Sénégal, les boissons à base de fruits locaux sont généralement commercialisées
dans la rue dans des sachets en PEBD de 25 cL à cause de leur accessibilité pour les
fabricants de boissons. D’autres types d’emballages comme le verre ou le PET sont également
disponibles même si beaucoup plus chers. L’effet de l’utilisation des emballages en verre,
PET, PEBD et d’un complexe PET/Al/LLDPE sur la couleur et la teneur en acide ascorbique
du nectar de ditax pasteurisé a été comparé au cours du stockage à 4°C et à 30°C (température
ambiante) a été comparé. La figure 23 présente l’évolution de l’écart de couleur entre les
différents échantillons. Le profil de couleur est sensiblement le même pour les nectars stockés
à 4°C et à température ambiante quelque que soit le type d’emballage. Cependant on note une
forte évolution de la couleur dans les 15 premiers jours de stockage. L’écart de couleur est
légèrement plus important pour les nectars stockés dans les emballages en PEBD à 4°C, ceux
laissés à la température ambiante n’ont pas dépassé 30j de stockage contrairement aux nectars
conditionnés dans les autres emballages. Au cours du stockage à 4°C, c’est le complexe en
PET/AL/PE90 qui conserve le mieux l’acide ascorbique avec une teneur qui passe de 204 à
195 mg.100 mL-1
de nectar après 61 j de stockage, suivi du PET (193 mg.100 mL-1
), du verre
(178,9 mg.100 mL-1
) et du PEBD (168 mg.100 mL-1
). Le PEBD préserve moins l’acide
ascorbique vu sa perméabilité non nulle à l’O2 et à la lumière. Les résultats sont présentés
dans le tableau XX.
(a) (b)
Figure 23 : Evolution de l’écart de couleur (ΔE) du nectar de ditax au cours du stockage à
4°C (a) et à 30°C (b) conditionné dans différents types d’emballages.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0 15 30 45 60
Δ E
* à
4°C
Temps (jours)
verre
PET
PEHD
Sachets0
1
2
3
4
5
6
7
8
0 15 30 45 60
Δ E
* à
2
5°C
Temps (jours)
verre
PET
PEHD
Sachets
Résultats et Discussion
88
3.3.2. Impact de l’homogénéisation
Des essais d’homogénéisation ont été effectués sur le nectar de ditax pasteurisé pour
tenter de réduire la séparation de phase qui survient dès les premières heures de stockage du
nectar. La figure 24 illustre la stabilité du nectar de ditax pasteurisé après un stockage de 54
jours à 4°C sans et après homogénéisation à différente pression. L’efficacité de
l’homogénéisation sur la stabilisation des phases est donc mise en évidence. D’après nos
résultats, la pression d’homogénéisation optimale est de 80 bar, des pressions plus élevées
n’apportant pas d’amélioration. Cependant, ces tests devraient être repris avec des analyses
microbiologiques en plus, pour valider les résultats et s’assurer simultanément de la stabilité
microbiologique.
Figure 24 : Stabilité du nectar de ditax pasteurisé après 54 jours de stockage à 4°C sans
homogénéisation (a) et après homogénéisation (b à f) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar.
Cependant, il faudra envisager d’autres tests notamment la caractérisation des parois
cellulaires et l’application de traitement enzymatique pour stabiliser la suspension du nectar.
Tableau XX : Evolution de la teneur en acide ascorbique (mg.100mL-1
de nectar) au cours
du stockage à 4°C et 30°C du nectar de ditax conditionné dans différents types
d’emballages.
Durée
(jours)
Verre PET PEHD PET / AL / LLDPE
4°C 30°C 4°C 30°C 4°C 30°C 4°C 30°C
0 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6)
15 212,2 (1,5) 212,2 (4) 218,4 (1,5) 208,6 212,2 (1,5) 191,8 (3,3) 228,2 (1,5) 206,8 (3)
33 205,5 (1,5) 196,1 (1,5) 211,2 (3,2) 201 (2,8) 210 (2,8) 191,7 (1,6) 204,6 (2,6) 184,1
45 208,7 (1,6) 207,8 (2,8) 216,8 (1,6) 197,3 (1,6) 189,8 (2,8) / 215,9 (1,6) 194,5 (4,3)
61 178,9 (1,4) / 193,1 (1,4) / 168,1 (1,4) / 195,6 (1,4) /
f e d c b a
Résultats et Discussion
89
2.3.3. Qualité microbiologique
Le tableau XXI présente l’évolution de la flore d’altération au cours du stockage du
nectar de ditax pasteurisé à 4°C et à température ambiante (30°C) dans les emballages en
sachets doubles couches (PET/PE). Le nectar de ditax pasteurisé peut se conserver au moins
6 mois à 4°C et 34 jours à température ambiante sans le développement des levures et
moisissures dans nos conditions d’études. Cependant, malgré l’absence de levures et
moisissures à 190j, l’aspect du nectar change comme le montre la figure 25 avec une
modification importante de la couleur visuelle et le développement d’off-flavor qui se dégage
à l’ouverture des sachets. Ces modifications pourraient être dues à l’oxydation ou au
brunissement non enzymatique. On note également le développement des levures et
moisissures après 62 j de stockage à température ambiante.
Tableau XXI : Evolution de la flore microbiologique du nectar de ditax pasteurisé au cours du
stockage à 4°C et à 30°C.
Durée de stockage (jours)
Paramètres (UFC.mL-1
) 0 34 62 190
4°C
Levures et moisissures 0 0 0 0
Flore aérobie mésophile à 30°C 4-6 0-4 1-3 12-50
Spores mésophiles 0 0 1-3 0
30°C
Levures et moisissures 0 0 70-350 -
Flore aérobie mésophile à 30°C 4-6 5-9 72-360 -
(a) (b) (c)
Figure 25: Nectar de ditax pasteurisé après stockage 34 jours à température ambiante (a) et à
4°C (b); et stockage 190 jours à 4°C (c) dans des sachets opaques 12PET/90PE.
Résultats et Discussion
90
3. ETUDE DE LA DEGRADATION THERMIQUE DES MICROCONSTI-
TUANTS DE LA PULPE
Pour améliorer les connaissances sur le comportement des micro-constituants de la
pulpe de ditax au cours des traitements thermiques dans les plages de températures usuelles
(pasteurisation), des cinétiques de dégradation thermique ont été étudiées sur le nectar de
ditax qui constitue la principale forme sous laquelle la pulpe est utilisée. Cette étude permet
également de mieux appréhender les pertes en phéophytine a, hydroxyphéophytine a’ et en
vitamine C et proposer des modèles simples pour prévoir la dégradation de ces molécules.
3.1. Evolution du profil chlorophyllien au cours du chauffage
La figure 26 présente les chromatogrammes des pigments extraits du nectar de ditax
avant et après un chauffage à 95°C pendant 2h.
Figure 26 : Chromatogrammes à 400 nm du nectar de ditax avant (A) et après un traitement
thermique de 2h à 95°C (B). Pics 1-6 identifiés dans le nectar non chauffé ; pics a – e
identifiés dans le nectar chauffé : lutéine, 1; hydroxyphéophytine b’, 2; phéophytine b, 3;
hydroxyphéophytine a’, 4; phéophytine a, 5 ; β-carotène, 6 ; composé chlorophyllien non
identifié, a; composé chlorophyllien non identifié, b; pyrophéophytine b, c; pyrophéophytine
a, d; composé chlorophyllien non identifié, e.
Résultats et Discussion
91
Comme pour la pulpe de ditax, la phéophytine a (pic n° 5) est le principal pigment
présent dans le nectar non chauffé. Bien que 5 nouveaux pics correspondant aux dérivés de la
chlorophylle soient détectés, la diminution de la phéophytine a parallèlement à l’apparition de
la pyrophéophytine a (pic d) constitue la principale modification observée après le traitement
thermique. Absente à 60°C, la pyrophéophytine a apparaît dans le nectar après 60 min de
chauffage à 70°C, 30 min à 80°C et 15 min à 90 et 95°C. La concentration de ces produits de
dégradation augmente graduellement au fur et à mesure que la durée de chauffage et la
température augmentent (figure 27). L’identification de la pyrophéophytine a est corrélée à la
diminution de la phéophytine a suite à sa conversion en pyrophéophytine a dans le nectar
chauffé. De nombreuses études ont déjà reporté que les pyrophéophytines pouvaient être
formées à partir des phéophytines suite à la décarboxylation en position C-132 lors du
traitement thermique des fruits et légumes verts 76, 80, 82, 151, 155. Le nectar non chauffé
contient 11,55 mg.L-1
de phéophytine a (80% des pigments chlorophylliens totaux) et 2,3
mg.L-1
d’hydroxyphéophytine a’ (16% des pigments chlorophylliens totaux). Après 2 h de
chauffage à 95°C, la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ représentent respectivement,
seulement 42% et 12% des pigments chlorophylliens totaux (tableau XXII). La phéophytine b
représente respectivement 2,9% et 2,6% des pigments chlorophylliens totaux dans le nectar
non chauffé et chauffé même si la concentration a diminué de 62% dans le nectar chauffé.
Tableau XXII : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax et dans le
nectar de ditax avant et après chauffage à 95°C pendant 2h (Moyennes et Écart-
type sur 3 déterminations).
Pigments Concentration
(mg.kg-1
M.F.) Concentration (mg.L
-1)
Pulpe Nectar non
chauffé Nectar chauffé
Lutéine 3,47 (0,06) traces traces
Hydroxyphéophytine b’ 0,80 (0,05) 0,088 (0,003) 0,057 (0,001)
Phéophytine b 3,70 (0,16) 0,42 (0,02) 0,26 (0,01)
Hydroxyphéophytine a’ 23,89 (1) 2,30 (0,05) 1,23 (0,07)
Phéophytine a 116,5 (5,90) 11,55 (0,57) 4,30 (0,22)
β-carotène 2,69 (0,23) traces traces
Pyrophéophytine b 0 0 0,22 (0,004)
Pyrophéophytine a 0 0 4,04 (0,31)
Résultats et Discussion
92
Figure 27 : Evolution de la concentration (mg.L-1
) des principaux pigments identifiés dans le
nectar de ditax après chauffage pendant 120 min à 80 et 95°C.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
0,40
0,45
0,50
0
2
4
6
8
10
12
0 30 60 90 120
Hydroxyphéophytine a' Phéophytine a
Pyrophéophytine a Hydroxyphéophytine b'
Phéophytine b Pyrophéophytine b
Co
ncen
tra
tio
n (
mg
/L)
Hy
dro
xy
ph
éo
ph
yti
ne a
'/P
héo
ph
yti
ne a
/Py
ro
ph
éop
hy
tin
e a
80°C
Time (min)
Co
ncen
tra
tion
(mg
/L)
Hy
dro
xy
ph
éo
ph
ytin
e b
'/Ph
éop
hy
tine b
/Py
ro
ph
éo
ph
ytin
e b
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
0,40
0,45
0,50
0
2
4
6
8
10
12
0 30 60 90 120
Hydroxyphéophytine a' Phéophytine aPyrophéophytine a Hydroxyphéophytine b'Phéophytine b Pyrophéophytine b
Co
ncen
tra
tio
n (
mg
/L)
Hy
dro
xy
ph
éo
ph
yti
ne a
'/P
héo
ph
yti
ne a
/Py
ro
ph
éop
hy
tin
e a
95°C
Time (min)
Co
ncen
tra
tion
(mg
/L)
Hy
dro
xy
ph
éo
ph
ytin
e b
'/Ph
éop
hy
tine b
/Py
ro
ph
éo
ph
ytin
e b
Résultats et Discussion
93
Comme la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ sont les principaux pigments du
nectar de ditax, nous avons choisi d’approfondir l’étude des cinétiques sur ces composés, en
plus de l’acide ascorbique qui est également présent en grande quantité.
3.2. Influence de la température sur les constantes cinétiques
3.2.1. Cinétique de dégradation de la phéophytine a et de
l’hydroxyphéophytine a’
L’analyse des données obtenues montre que les cinétiques de dégradation durant des
traitements isothermes entre 60 et 95°C suivent une réaction d’ordre 1. Le logarithme des
concentrations en fonction de la durée du traitement est présenté sur la figure 28.
(a)
(b)
Figure 28 : Cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a (a) et de
l’hydroxyphéophytine a’ (b) (moyennes de 2 traitements thermiques en double 2 x 2n).
-1,2
-1
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
0 20 40 60 80 100 120
ln (
C/C
0)
Temps (min)
Phéophytine a
95°C
90°C
80°C
70°C
60°C
-1
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
0 20 40 60 80 100 120
95°C
90°C
80°C
70°C
60°C
Temps (min)
Ln
(C
/C0
)
Hydroxyphéophytine a'
Résultats et Discussion
94
Les paramètres cinétiques k et D ont été calculés pour chaque température suivant les
modèles d’Arrhenius et de Ball (tableau XXIII).
Les valeurs obtenues pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ sont similaires.
La constante de la réaction de dégradation de la phéophytine a, augmente avec la température.
En effet les valeurs de k à 60 et 70°C sont approximativement inférieures d’un facteur 2-3,
6-9 et 10-14 à celles obtenues respectivement à 80, 90 et 95°C. L’effet marqué de la
température sur la dégradation des pigments chlorophylliens a déjà été démontré dans l’huile
d’olive vierge 82, la purée de coriandre 95, le jus de brocoli 74, les petits pois verts
surgelés 98 et la purée d’épinard 80 où généralement, les constantes de vitesse de réaction
doublent ou triplent chaque fois que la température augmente de 10°C. La figure 29 présente
les droites d’Arrhenius liant la constante de vitesse de réaction k à la température (a), le
logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le modèle
d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Les paramètres cinétiques
correspondant aux équations 20, 21, 22 (cf. paragraphe 2.5.2.3.) des trois modèles étudiés sont
présentés dans le tableau XXIV. Les énergies d’activation sont respectivement de 79 et
73 kJ. mol-1
pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Les facteurs z sont de 29°C
pour la phéophytine a et 32°C pour l’hydroxyphéophytine a’. Les enthalpies d’activation
(ΔΗ*) sont de 76,3 kJ.mol-1
pour la phéophytine a et 70,9 kJ.mol-1
pour
l’hydroxyphéophytine a’, alors que les entropies d’activation (ΔS*) sont de -117,6 et
131,6 J.mol-1
. K-1
.
Tableau XXIII : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de la
phéophytine a et de l’hydroxyphéophytine a’ en fonction de la température
(Moyenne de deux traitements thermiques).
Composés T°C k x 10-6
(s-1
) D x 105
(s)
Phéophytine a 60 7 3,29
70 10 2,3
80 20 1,15
90 60 0,38
95 100 0,23
Hydroxyphéophytine a’ 60 9 2,56
70 10 2,3
80 30 0,77
90 60 0,38
95 100 0,23
Résultats et Discussion
95
(a)
(b)
(c)
Figure 29 : Droites d’Arrhenius (a) pour la constante de vitesse de réaction suivant la
température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le
modèle d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’.
-13
-12
-11
-10
-9
-8
0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031
ln (
k)
1/T (K-1)
Phéophytine a
Hydroxyphéophytine a'
3
3,5
4
4,5
5
5,5
6
6,5
7
50 65 80 95
Lo
g (
D)
Température (°C)
Phéophytine a
Hydroxyphéophytine a'
-19
-18
-17
-16
-15
-14
0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031
ln (
k/T
)
1/T (K-1)
Phéophytine a
Hydroxyphéophytine a'
Résultats et Discussion
96
Tableau XXIV : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de la phéophytine a et de
l’hydroxyphéophytine a’ suivant différents modèles.
Arrhenius Eyring Ball
k∞
(s-1
)
Ea
(kJ.mol-1
) R
2 ∆H*
(kJ.mol-1
)
∆S*
(J.mol-1
.K-1
) R
2 D0
x 107(s)
z
(°C) R
2
Phéophytine a 1,43.107 79,19 0,95 76,28 -117,56 0,95 4,53 29 0,96
Hydroxyphéophytine a’ 2,62.106 73,86 0,94 70,95 -131,65 0,94 2,61 32 0,95
L’énergie d’activation de la phéophytine a plus élevée que celle de
l’hydroxyphéophytine a’ indique que la dégradation de la phéophytine a est plus sensible à la
température. Nos résultats concordent avec ceux trouvés par Aparicio-Ruiz et al. 82 et
Schwartz et Von Elbe 76, qui ont obtenu pour la phéophytine a, des énergies d’activation de
83,3 et 86,7 kJ.mol-1
, respectivement dans l’huile d’olive vierge et la purée d’épinard.
Weemaes et al. 74, ont trouvé dans le jus de brocoli, une énergie d’activation de 105,49
kJ.mol-1
pour la phéophytine a.
Pour l’hydroxyphéophytine a’, Aparicio-Ruiz et al. 82 ont trouvé une énergie
d’activation de 74,2 kJ.mol-1
. Concernant le facteur z, nous n’avons pas trouvé de données
dans la littérature pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Par conséquent, nous
l’avons calculé à partir des données bibliographiques suivant l’équation 32 :
( )
(Équation 32)
avec R =constante des gaz parfaits = 8,31 (J.mol-1
.K-1
), T = température (K), Ea = énergie d’activation (J.mol-1
).
Dans l’huile d’olive vierge 82, z est estimé respectivement à 30,3 et 34,02°C pour la
phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ ; ces valeurs sont similaires à nos résultats. Dans le
jus de brocoli 74 et la purée d’épinard 76, nous avons trouvé respectivement, un facteur z
de 24,6 et 33,44°C pour la phéophytine a. Gupte et al. 179, ont trouvé quant à eux, dans la
purée d’épinard, une valeur de z de 33,3°C pour la chlorophylle a.
Les enthalpies d’activation trouvées pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’
sont respectivement de 81 et 76,6 kJ.mol-1
alors que les entropies d’activation sont de -119,5
et -150,2 J.mol-1.K-1
dans l’huile d’olive vierge 82. L’enthalpie et l’entropie d’activation de
la dégradation thermique de la chlorophylle ont également été reportées dans la coriandre
(87,9 kJ.mol-1
et -0,5 J.mol-1
.K-1
) 96, la menthe (20,4 kJ.mol-1
et 0,7 J.mol-1
.K-1
) 96, et la
purée d’épinard (59,4 kJ.mol-1
et -138 J.mol-1
.K-1
) 80.
Résultats et Discussion
97
3.2.2. Cinétique de dégradation de l’acide ascorbique
La dégradation thermique de l’acide ascorbique dans le nectar de ditax suit une
réaction d’ordre 1, comme cela a été démontré par de nombreux travaux sur les jus de fruits
(figure 30). Les coefficients de régression linéaire obtenus à partir des courbes logarithmiques
sont voisins de 0,94. Les paramètres k et D sont présentés sur le tableau XXV. Les vitesses de
la réaction de dégradation sont très faibles pour toutes les températures testées. Elles sont
inférieures à celles trouvées dans les jus d’agrumes (k varie de 1,042 x 10-5
à 6,319 x 10-5
. s-1
et D entre 3,644 x 104
et 22,094 x 104 s) 121. Par conséquent, l’acide ascorbique dans le
nectar de ditax n’est pas thermosensible.
Figure 30 : Cinétiques de dégradation thermique de l’acide ascorbique (moyenne de trois
traitements en triple 3 x 3n).
Comme pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’, l’effet de la température
sur les constantes de réaction peut être représenté avec précision en utilisant les 3 modèles
(figure 31). L’énergie d’activation (Ea = 46,4 kJ.mol-1
) et le facteur z (51°C) que nous avons
trouvé (tableau XXVI) sont en concordance avec les données reportées sur la dégradation de
-0,25
-0,2
-0,15
-0,1
-0,05
0
0 50 100 150
ln (
C/C
0)
Temps (min)
Acide ascorbique
95°C90°C80°C70°C60°C
Tableau XXV: Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de
l’acide ascorbique en fonction de la température (Moyenne de 3 traitements).
T°C k x 10-6
(s-1
) D x 105
(s)
60 3 7,68
70 7 3,29
80 10 2,3
90 10 2,3
95 20 1,15
Résultats et Discussion
98
l’acide ascorbique dans les fruits, particulièrement dans les jus d’agrumes dans les mêmes
plages de température entre 20 et 100°C : 21-51 kJ.mol-1
pour Ea et 36-118°C pour z 107,
127-129.
Tableau XXVI : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de l’acide ascorbique
suivant différents modèles. Arrhenius Eyring Ball
k∞
(s-1
)
Ea
(kJ.mol-1
) R
2
∆H*
(kJ.mol-1
)
∆S*
(J.mol-1
.K-1
) R
2 D0 x 10
7(s) z (°C) R
2
6,63.101 46,41 0,89 43,5 -219,6 0,88 0,98 51 0,96
Au vu des paramètres cinétiques, l’acide ascorbique est moins sensible à la
dégradation thermique que la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. ΔΗ* est de
43,5 kJ.mol-1 alors que ΔS* est de -219,6 J.mol-1
.K-1
. Comme l’ont mentionné García-Torres
et al., l’acide ascorbique est l’un des composés affecté par la teneur en oxygène dissous dans
les jus de fruits 180. La concentration en oxygène dissous dans le nectar de ditax, diminue
pour tous les traitements de 2,5-2,1 à 1,3-0,7 mg.L-1
quel que soit le traitement thermique
entre 60 et 95°C et 15-120 min. Cela pourrait traduire une consommation de l’oxygène
dissous dans des réactions d’oxydation. La teneur initiale en oxygène dissous du nectar de
ditax est proche de celle mesurée dans divers jus d’agrumes 121 et inférieure à celle trouvée
dans le jus d’orange (6,5 mg.L-1
dans les conditions opératoires normales) 180. Cependant,
la concentration finale en oxygène dissous après 120 min de traitement est supérieure à celle
du jus d’orange conditionné dans des flacons en PET après 180 jours de stockage (0,4 mg.L-1
)
181.
Résultats et Discussion
99
(a)
(b)
(c)
Figure 31 : Droites d’Arrhenius (a) pour la constante de vitesse de réaction suivant la
température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et la droite suivant le
modèle d’Eyring (c) pour l’acide ascorbique.
-13
-12
-11
-10
-9
-8
0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031
ln (
k)
1/T (K-1)
3
3,5
4
4,5
5
5,5
6
6,5
7
50 65 80 95
Lo
g (
D)
Température (°C)
-19
-18
-17
-16
-15
-14
0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031
ln (
k/T
)
1/T (K-1)
Résultats et Discussion
100
3.2.3. Validation des modèles cinétiques et prédictions
Pour comparer les pertes expérimentales en phéophytine a, hydroxyphéophytine a’ et
en acides ascorbique avec celles calculées durant les traitements thermiques, le modèle
d’Eyring a été choisi. La figure 32 montre les pertes estimées en phéophytine a,
hydroxyphéophytine a’ et en acide ascorbique avec le modèle d’Eyring pour des traitements
isothermes.
Figure 32 : Exemples de pertes estimées en phéophytine a (a), hydroxyphéophytine a’ (b) et
acide ascorbique (c) à différentes température suivant le modèle d’Eyring.
0
10
20
30
0 10 20 30 40 50 60
Per
tes
(%)
Temps (min)
Phéophytine a 95°C
90°C
85°C
80°C
75°C 70°C
0
10
20
30
0 10 20 30 40 50 60
Per
tes
(%)
Temps (min)
Hydroxyphéophytine a' 95°C
90°C
80°C
70°C
0
2
4
6
8
0 10 20 30 40 50 60
Per
tes
(%
)
Temps (min)
Acide ascorbique
95°C
90°C
85°C
80°C 75°C
70°C
Résultats et Discussion
101
Les pertes estimées sont proches des pertes expérimentales dans tous les traitements.
La précision du modèle a été vérifiée et l’approche suivie dans cette étude a été validée dans
nos conditions. Pour terminer, la précision du modèle d’Eyring a été vérifiée pour des
traitements non isothermes pour simuler le procédé réel de traitement thermique. Par
conséquent, trois traitements avec des couples temps température différents ont été testés
(figure 33). Le traitement 1 (70°C pendant 100 min) simule une pasteurisation à faible
température, le traitement 2 (10 min à 80°C) simule une pasteurisation standard et le
traitement 3 (85°C pendant 3 min) simule une pasteurisation à haute température. Les
différentes valeurs pasteurisatrice VP et cuisatrice VC ont été calculées et les pertes
expérimentales sont mesurées puis comparées aux pertes estimées (tableau XXVII). Pour des
traitements non isothermes comme la pasteurisation, la précision du modèle d’Eyring n’a été
validée que pour la phéophytine a où les pertes estimées sont proches des pertes
expérimentales. Pour l’acide ascorbique, les pertes estimées sont inférieures aux pertes
expérimentales pour les trois traitements.
Figure 33 : Traitements non isothermes du nectar de ditax : traitement 1, 70°C/100 min,
VP=105,1 min ; Traitement 2, 80°C / 10 min, VP=126,1 min ; traitement 3, 85°C / 3 min,
VP=187,4 min.
Pour l’hydroxyphéophytine a’, les pertes estimées sont supérieures aux pertes
expérimentales pour le traitement 1 et 2, et inférieures pour le traitement 3. Ces différences
pourraient être liées aux procédures d’extraction et de dosage des pigments et de l’acide
ascorbique lors de l’extraction et du dosage des pigments et de l’acide ascorbique. Pour la
phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’, les pertes calculées sont inférieures à 3%, à 80°C
et 85°C et 1% pour l’acide ascorbique. De ce fait, la pasteurisation ne détruit pas de façon
significative ces trois composés.
0
30
60
90
120
0 50 100 150 200
T (
°C)
Temps (min)
Traitement 1
Traitement 2
Traitement 3
Résultats et Discussion
102
3.3. Tentative de modélisation réactionnelle de la cinétique de dégradation des pigments
dans le nectar de ditax
En accord avec les résultats quantitatifs et qualitatifs observés sur la dégradation des
pigments dans le nectar de ditax, le schéma réactionnel observable que nous proposons est
présenté sur la figure 34.
Figure 34 : Schéma réactionnel observable de la dégradation de la phéophytine dans le nectar
de ditax.
Le schéma réactionnel propose des voies de dégradation parallèles et consécutives. La
phéophytine est dégradée suivant deux voies : l’une conduisant à la formation de
l’hydroxyphéophytine et l’autre aboutissant à la formation de la pyrophéophytine.
L’hydroxyphéophytine et la pyrophéophytine sont ensuite dégradées, chacune, pour donner
d’autres composés. Ce schéma réactionnel est inspiré de celui proposé par Aparicio Ruiz et al.
Dans l’huile d’olive vierge où la phéophytine est dégradée en pyrophéophytine,
hydroxyphéophytine, 15-hyroxy-lactonephéophytine et en composés incolores [82]. En
Tableau XXVII : Pertes (%) expérimentales et calculées en phéophytine a, hydroxyphéophytine
a’ et acide ascorbique durant différents traitements thermiques non isotherme du nectar de ditax.
T
(°C)
t
(min)
VP
(min)
Phéophytine a Hydroxyphéophytine a’ Acide ascorbique
VC (min)
z=29°C Exp. Calc.
VC (min)
z=32°C Exp. Calc.
VC (min)
z=51°C
Exp. Calc.
70 100 105,1 10,5 8,9 8 13,3 0,3 9,6 31,2 9,7 4,3
80 10 126,9 3,1 3,4 2,4 3,7 -13,7 2,8 7,3 7,1 1
85 3 187,4 1,7 1.3 1,3 2 5,2 1,5 3,9 6 0,5
Phéophytine
Pyrophéophytine Hydroxyphéophytine
Autres composés
k1 k2
k3 k4
Résultats et Discussion
103
revanche, notre modèle est différent de celui proposé par Heaton et Marangoni qui proposent
la dégradation de la chlorophylle en phéophytine et en chlorophyllide, puis la formation du
phéophorbide à partir de la phéophytine et de la chlorophyllide dans les tissus verts [50]. Dans
le cas du ditax, étant donné que la couleur verte est conservée durant les cinétiques menées
dans nos conditions d’études, la dégradation de l’hydroxyphéophytine et de la
pyrophéophytine ne conduit pas à la formation de composés incolores.
Les équations 33, 34, 35 et 36 présentent le système d’équation différentielle du
schéma réactionnel proposé.
])[(][
21 ePhéophytinkkdt
ePhéophytind (Équation 33)
][][][
31 ophytineHydroxyphékePhéophytinkdt
ophytineHydroxyphéd (Équation 34)
ytinePyrophéophkePhéophytinkdt
ytinePyrophéophd42 ][
][ (Équation 35)
][][][
43 ytinePyrophéophkophytineHydroxyphékdt
composésAutresd (Équation 36)
k1, k2, k3 et k4 représentent les constantes de vitesse des différentes réactions
présentées sur la figure 34. Les concentrations en phéophytine, hydroxyphéophytine et
pyrophéophytines sont mesurées expérimentalement alors que celle des autres composés issus
de la dégradation est calculée à partir du bilan matière. Les constantes sont ajustées en
utilisant l’algorithme de Levenberg-Marquardt implémenté sous MatLab. Les figures 35et 36
présentent respectivement, les cinétiques de dégradation à 70, 80, 90 et 95°C des formes a et b
de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la pyrophéophytine dans le nectar de ditax.
Les valeurs expérimentales sont représentées par des points et les valeurs modélisées par des
traits. Les données simulées du schéma réactionnel proposé (figure 34) représentent
relativement bien les données expérimentales.
Résultats et Discussion
104
Figure 35 : Evolution des formes a de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la
pyrophéophytine au cours des traitements thermique du nectar de ditax à 70°C, 80, 90 et
95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points).
Figure 36 : Evolution des formes b de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la
pyrophéophytine au cours des traitements thermique du nectar de ditax à 70°C, 80, 90 et
95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points).
Résultats et Discussion
105
Les paramètres cinétiques identifiés, à savoir les constantes de vitesse et les énergies
d’activation, sont présentés dans le tableau XXVIII pour les formes a ; et dans le tableau XXIX
pour les formes b.
Les figures 37 et 38 illustrent l’évolution des constantes de vitesse en fonction de la
température respectivement pour les formes a et b. Sur la figure 37, on peut voir que les
constantes de vitesse k1 et k2 de transformation de la phéophytine a en hydroxyphéophytine a
et en pyrophéophytine a sont similaires. Pour ce qui est de la phéophytine b (figure 38), la
constante k2 est plus élevée que la constante k1. Par conséquent, la vitesse de formation de la
pyrophéophytine b est plus élevée que la vitesse de formation de l’hydroxyphéophytine b.
Pour les deux phéophytines, k3 est la constante la plus élevée. La vitesse de dégradation de
l’hydroxyphéophytine est donc plus importante que celle de la pyrophéophytine a. La
pyrophéophytine a est donc un composé plus stable que l’hydroxyphéophytine qui se dégrade
pus vite qu’elle ne se forme. Ces derniers résultats ouvrent des perspectives intéressantes
quant à l’utilisation de l’approche multi-réponse pour la modélisation des cinétiques de
dégradation thermique des pigments verts du ditax à l’instar de celles effectuées sur la
Tableau XXVIII : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour
les formes a.
T (°C)
k (s-1
) 70 80 90 95 Ea (kJ.mol-1
) R²
k1 3,9E-04 9,2E-04 1,1E-03 4,4E-03 133,4 0,97
k2 1,9E-04 4,7E-04 2,5E-03 4,1E-03 86,6 0,84
k3 3,3E-03 7,3E-03 1,0E-02 3,1E-02 84 0,9
k4 0 2,3E-05 4,4E-04 1,1E-03 972,7 0,82
Tableau XXIX : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les
formes b.
T (°C)
k (s-1
) 70 80 90 95 Ea (kJ.mol-1
) R²
k1 2,6E-04 1,1E-04 0,0E+00 8,3E-04 374 0,12
k2 2,6E-04 6,4E-04 2,8E-03 4,8E-03 125,2 0,98
k3 2,2E-03 2,2E-03 2,0E-03 9,6E-03 43,6 0,4
k4 0,0E+00 0,0E+00 7,0E-04 4,3E-03 1 215,9 0,9
Résultats et Discussion
106
dégradation des caroténoïdes notamment dans la patate douce, le pomélo et les huiles
[182-184]. Cette approche permettrait d’améliorer la compréhension des voies de dégradation
des pigments verts lors des traitements thermiques et de mieux comprendre l’influence de
paramètres opératoires tels que la température, la teneur en oxygène dissous sur les
trajectoires réactionnelles.
Figure 37 : Evolution des constantes de vitesse des formes a en fonction de la température.
Figure 38 : Evolution des constantes de vitesse des formes b en fonction de la température.
0,000
0,005
0,010
0,015
0,020
0,025
0,030
0,035
0,040
0,045
70 80 90 95
k (
s-1)
Températue (°C)
k4
k3
k2
k1
0,000
0,005
0,010
0,015
0,020
0,025
70 80 90 95
k (
s-1)
Températue (°C)
k4
k3
k2
k1
Résultats et Discussion
107
4. DIFFÉRENCIATION DES FORMES COMESTIBLES ET TOXIQUES
DE DETARIUM SENEGALENSE J.F. GMEL
Au Sénégal, la cueillette du ditax comestible est réalisée de façon empirique. Elle est
basée sur l’expérience des populations locales qui n’exploitent que les arbres dont les fruits
sont consommés par les animaux. Les diverses études pharmacologiques effectuées à ce jour
n’ont pas permis l’identification précise du ou des principes actifs responsables de la toxicité.
ADAM et al. avaient suggéré de faire une comparaison de la composition du fruit comestible
et du fruit toxique, de façon à mettre en évidence l’absence ou la présence du composé
toxique 29. Face à la difficulté liée à l’identification des formes comestible et toxique, nous
nous sommes proposés de comparer les formes comestibles et toxiques sur le plan botanique
(macroscopique et microscopique) et biochimique, afin d’essayer de mettre en évidence des
critères de distinction entre les deux formes.
4.1. Etude botanique
4.1.1. Description des feuilles
La figure 39 présente nos observations effectuées sur une feuille d’une jeune plante
comestible. La feuille est lancéolée, atténuée en pointe vers le sommet. L’apex est aigu. Le
pétiole est court, le bord du limbe est légèrement ondulé et présente des poils tecteurs
unisériés et lisses. La face supérieure est légèrement brillante, de couleur vert foncée avec de
rares poils au niveau des nervures. La face inférieure, plus terne, de couleur vert claire,
présente des nervures légèrement proéminentes avec de nombreux poils tecteurs
essentiellement au niveau du pétiole et des nervures (primaires, secondaires et tertiaires).
Nous avons également observé des poches de couleur jaune au niveau de la face inférieure du
limbe. L’observation macroscopique d’une feuille provenant d’un arbre adulte comestible
montre que la feuille est ovale, légèrement ondulée avec des nervures inférieures légèrement
saillantes beaucoup plus claires (figure 40). La feuille est assez rigide, l’apex est émarginé
(terminé par une échancrure) et le pétiole est petit. Le bord du limbe, légèrement enroulé est
dépourvu de poils. La face supérieure de la feuille, de couleur vert foncée, est glabre, argentée
avec des nervures secondaires en relief, lisses et également argentées. Quelques poils tecteurs
sont présents à la base de la feuille et sur le pétiole. Sur la face inférieure de couleur vert
jaune, les nervures sont saillantes avec de nombreux poils tecteurs conférant à ces dernières
un aspect légèrement velouté.
Résultats et Discussion
108
(a) (b)
(c) (d) (e) (f)
Figure 39 : Feuille d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense face supérieure
(a), face inférieure (b), poches jaunes au niveau du limbe (c) ; apex (d) ; pétiole (e) ; pétiole
velu (f).
(a) (b) (c) (d)
(e) (f) (g)
Figure 40 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. senegalense forme
comestible : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; limbe (d) ; apex face
supérieure (e) ; apex face inférieure (f) ; pétiole (g).
Résultats et Discussion
109
Des petits poils sont présents sur la nervure principale et quelques poils tecteurs sont
également présents au niveau du limbe. Chez l’arbre adulte toxique, la feuille est ovoïde,
légèrement piriforme avec un apex émarginé qui présente une échancrure au sommet (figure
41)
(a) (b) (c)
(d) (e)
(f)
Figure 41 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. Senegalense forme
toxique : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; apex face supérieure (d) ; apex
face inférieure (e) ; pétiole (f).
Le pétiole est court, écailleux et peu velu. Le bord des feuilles est retourné. La face
supérieure a un aspect identique à celle du sujet adulte comestible, légèrement argenté avec
des nervures en réseau légèrement proéminentes, dépourvues de poils. Un réseau de nervures
plus clair est présent sur la face inférieure. Des poils tecteurs unicellulaires sont présents au
niveau des nervures, mais également sur tout le limbe.
La description des feuilles, faite par la plupart des auteurs concorde avec nos
observations. En effet, les feuilles sont décrites comme étant ovales, oblongues ou elliptiques,
à sommet arrondi et souvent échancré. A l’état jeune, le limbe est pubescent, pourvu de poils
courts, fins et mous sur les deux faces [2, 16, 18, 19, 31]. Comme Paris et Moyse-
Mignon 26 ; nous avons observé la présence de points translucides même si c’est au niveau
des feuilles de la jeune plante comestibles. En revanche, nous n’avons pas mis en évidence
Résultats et Discussion
110
ces points dans les feuilles des arbres adultes. D’après Paris et Moyse-Mignon, les feuilles de
la forme toxique auraient peu de points translucides26.
L’étude macroscopique des feuilles ne nous permet pas de faire une différence entre
les formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense. D’après nos observations, la
feuille de la forme comestible est identique à celle de la forme toxique même si d’après
Heckel et Schlagdenhauffen 28, les feuilles de la forme comestible sont plus courtes et plus
fines que celles de la forme toxique. Cavin 17 a également observé une différence de
couleur entre les deux formes : la feuille de la forme comestible est vert jaune au-dessus et
jaunâtre en dessous alors que celle de la forme toxique est vert vif au-dessus et verte en
dessous. Les auteurs auraient peut-être travaillé sur des feuilles extemporanément récoltées.
L’observation microscopique d’une feuille de jeune plante comestible (figure 42) a
mis en évidence la présence d’un épiderme supérieur, d’un tissu palissadique, d’un
parenchyme lacuneux, de vaisseaux de bois, de fibres libériennes accompagnées de prismes
d’oxalate de calcium, d’un épiderme inférieur stomatifère et de poils tecteurs bicellulaires,
unisériés.
(a) (b) (c)
(d) (e) (f)
Figure 42 : Observation au microscope optique de feuille d’une jeune plante de la forme
comestible de D. senegalense : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; épiderme
inférieur (c) ; épiderme inférieur à soulèvement et poils tecteurs (d) ; stomates (e) ; nervure
primaire avec poils tecteurs (f).
La feuille du sujet adulte comestible (figure 43) fait apparaître la présence de poils
tecteurs, mais en quantité moindre que chez le sujet jeune. L’épiderme supérieur est constitué
de cellules à parois rectilignes, non stomatifère, avec de rares poils bicellulaires unisériés. Les
Résultats et Discussion
111
poches jaunes ne sont pas présentes contrairement à la jeune feuille. L’épiderme inférieur est
stomatifère et présente des cellules légèrement bosselées (dite à soulèvement) avec des parois
non sinueuses. Ont également été observés des fibres de soutien, un tissu palissadique, un
parenchyme lacuneux et des prismes d’oxalates de calcium. L’étude au microscope a été
réalisée en utilisant comme liquide de montage, un mélange hydralcoolique de potasse,
comme milieu d’observation, qui permet de colorer certains tissus et d’éliminer la
chlorophylle. Le pétiole, quant à lui, est caractérisé par de nombreuses fibres.
(a) (b) (c)
(d) (e) (f)
(g)
Figure 43 : Observation au microscope optique de feuille d’un arbre adulte de D. senegalense
forme comestible : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois et
prismes d’oxalate de calcium (c) ; épiderme inférieur (d) ; stomates (e, f) ; poils tecteurs (g).
Quant à la feuille du sujet adulte toxique (figure 44), nous retrouvons les mêmes
observations mises en évidence chez la feuille du sujet adulte comestible à savoir : un
épiderme supérieur à parois rectilignes, un tissu palissadique, des vaisseaux de bois, un
épiderme inférieur stomatifère à soulèvement important et des prismes d’oxalate de calcium.
Les poils tecteurs sont moins nombreux (lien avec l’âge de la plante). Nous n’avons pas
Résultats et Discussion
112
trouvé de données dans la littérature sur le plan microscopique, des feuilles d’arbres adultes
comestibles et toxiques de Detarium senegalense.
(a) (b) (c)
(d) (e) (f)
Figure 44 : Observation au microscope optique de feuille d’un arbre adulte de D. senegalense
forme toxique : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois (c) ;
épiderme inférieur (d) ; soulèvement de l’épiderme inférieur (e) ; poils tecteurs (g).
4.1.2. Description des fruits
La figure 45 présente les observations macroscopiques effectuées sur le fruit
comestible. Le fruit est une drupe ovoïde ou globuleuse, légèrement aplatie. L’épicarpe est
épais, coriace et cassant à maturité. Le mésocarpe est constitué d’une faible épaisseur de
pulpe verte, farineuse, entremêlée de fibres adhérant au gros noyau central. Nos observations
concordent avec les données relatives à la description des fruits présentée dans la littérature [2,
16-17, 19, 31, 36]. L’observation microscopique du fruit comestible (figure 46) a mis en
évidence la présence d’un épicarpe de couleur vert marron constitué d’une sorte de réseau
plus ou moins coloré avec des cellules polygonales régulières (vert-jaune orange). Le
mésocarpe est constitué de grandes cellules renfermant de nombreuses petites granulations,
d’un réseau de nombreuses fibres blanchâtres et de nombreux vaisseaux de bois qui
appartiennent aux faisceaux libéro-ligneux.
Résultats et Discussion
113
(a) (b) (c)
(d) (e) (f)
Figure 45 : Observation macroscopique du fruit comestible ; fruit entier (a) ; fruit décortiqué
recouvert de pulpe (b) ; coupe du fruit (c) ; noyau dépulpé (d) ; coupe du noyau (e), amande
de la graine (g).
(a) (b)
(c) (d)
(e)
Figure 46 : Observation microscopique du fruit comestible : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;
endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; pédoncule du fruit (e).
Résultats et Discussion
114
L’endocarpe dur de couleur jaune orange est formé de cellules sclérifiées. Les
téguments de la graine qui s’oxydent à la coupe (couleur bleu marron gris) sont constitués de
cellules en bâtonnets vers l’extérieur. Les cellules de l’albumen sont polygonales vers
l’extérieur et s’agrandissent en prenant une forme arrondie vers l’intérieur. A noter la
présence de nombreuses gouttelettes lipidiques. Le pédoncule du fruit est constitué d’une
assise subéreuse pavimenteuse, de cellules sclérifiées, d’un parenchyme cortical et de
faisceaux libéro-ligneux.
Aucune différence n’a été observée dans la description du fruit toxique (figures 47-48)
comparativement au fruit comestible.
(a) (b)
Figure 47 : Observation macroscopique du fruit toxique : fruit entier (a) ; fruit décortiqué
recouvert de pulpe (b).
(a) (b) (c)
(d) (e) (f)
Figure 48 : Observation microscopique du fruit toxique : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;
endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; albumen (e) ; pédoncule du fruit (f).
Résultats et Discussion
115
En effet, on retrouve un épicarpe marron constitué d’un réseau plus ou moins coloré
formé de cellules polygonales à arrondies. Le mésocarpe est formé de cellules arrondies
renfermant de nombreuses granulations et entourées par un réseau de nombreuses fibres
translucides. L’endocarpe est constitué de cellules sclérifiées d’aspect polygonal en coupe
transversale et d’aspect allongé en coupe longitudinale.
L’observation macroscopique et microscopique des feuilles et des fruits ne permet pas
de faire une distinction entre les formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense.
Une petite étude chimique a été donc réalisée pour compléter l’étude botanique et tenter de
trouver des critères de différenciation.
4.2. Etude chimique
4.2.1. Comparaison des extraits par chromatographie sur couche mince
Les plaques des extraits au dichlorométhane analysés par chromatographie sur couche
mince (CCM) sont présentées à la figure 49.
Figure 49 : Plaques CCM des extraits de pulpes et de feuilles comestibles et toxiques : dépôts
des extraits sur la plaque (a) ; plaque après migration dans le solvant toluène acétate d’éthyle
97:3 (b) ; détection UV-254 nm (c) ; détection UV-365 nm (d) ; révélation avec l’acide
phosphomolybdique (e) ; révélation avec l’anisaldéhyde (f). Légende : pulpe comestible (1),
pulpe toxique (2), feuille jeune plante comestible (3), feuille arbre adulte comestible (4),
feuille arbre adulte toxique (5).
(c) (b) (a) (d)
(d) (e)
1 2 3 4 5
1 2 3 4 5 1 2 3 4 5
Résultats et Discussion
116
Nous n’avons pas détecté de différence entre les différents extraits de pulpe (toxique et
comestible) et de feuilles (jeune plante comestible, arbre adultes toxique et comestible) raison
pour laquelle l’analyse par CCM n’a pas été approfondie pour identifier la nature des
composés.
4.2.2. Comparaison des extraits par chromatographie en phase gazeuse
4.2.2.1. Etudes préliminaires
Les extraits au dichlorométhane (DCM) des feuilles (jeune plante et arbres adultes),
des fruits (épicarpe et pulpe) des formes comestible et toxique ont été analysés par
chromatographie gazeuse afin de mettre en évidence la présence ou l’absence d’un composé
qui pourrait être utilisé comme critère de différenciation des deux formes. Les différents
chromatogrammes sont présentés sur les figures 50, 51, 52, et 53. Les composés ont été
désignés par leur temps de rétention car nous n’avons pas pu faire les identifications des
molécules.
L’extrait de la feuille de la jeune plante comestible (figure 50a) est caractérisé par la
présence du pic qui sort à 40,35 min comme composé majoritaire, suivi des pics à 42,05 et
58,13 min. L’extrait de feuille de l’arbre adulte comestible (figure 51a) présente le même
profil chromatographique que celui de la jeune plante avec en plus quatre nouveaux pics qui
sortent respectivement à 42,55 min ; 47,78 min ; 55,27 min et 61,68 min. En revanche, le pic
à 58,13 min est le composé majoritaire dans l’extrait de feuille de l’arbre adulte comestible.
Le pic à 40,31 min est également présent mais à un taux plus faible (4 à 5 fois moins en
intensité de pics).
L’extrait de feuille de l’arbre adulte toxique (figure 51b) est caractérisé par la présence
de sept nouveaux pics totalement absents des extraits de feuilles comestibles dont les temps
de rétention sont respectivement de 43,06 min ; 46,82 min, 47 min ; 48,29 min ; 48,68 min ;
49,85 min et 53,82 min. De plus, le pic à 37,29 min présent dans les extraits de feuille de la
jeune plante et de l’arbre adulte comestible est absent de l’extrait de feuille de l’arbre adulte
toxique. L’extrait de la pulpe du fruit comestible (figure 52a) est caractérisé par l’absence des
pics à 42,83 min ; 46,83 min ; 48,02 min ; 49,71 min et 54,40 min qui sont présents dans
l’extrait de la pulpe du fruit toxique (figure 52b). Au niveau des extraits de coques (épicarpe
du fruit), l’extrait du fruit comestible (figure 52c) est caractérisé par l’absence du pic à 42,01
min présent dans l’extrait de coque du fruit toxique (figure 52d) mais également par la
Résultats et Discussion
117
présence des pics 42,28 min ; 51,01 min et 59,18 min qui sont absents de l’extrait d’épicarpe
du fruit toxique.
Figure 50 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles (a) et d’écorce (b)
d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense.
Les tentatives d’identification réalisées par comparaison des spectres de masse des
composés avec ceux de la base de données NIST n’ont pas abouties à l’identification fiable
des composés. L’identification formelle des différents composés constituerait une perspective
de ce travail. Les tentatives d’identification ont quand même révélé que certains composés en
particulier ceux qui sortent en fin de chromatogramme entre 55 et 60 min présentaient des
spectres proches de ceux des triterpènes notamment du lupéol et de la lupénone. Nous nous
sommes donc proposé d’orienter la suite des travaux à la recherche de ces deux composés
dans les échantillons de feuilles (plus facile à transporter et à conserver) par co-injection avec
des étalons purs.
!
RT: 24.96 - 64.02
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
10000000
20000000
30000000
40000000
50000000
60000000
70000000
80000000
Inte
nsity
40.35
42.05
58.13
51.6633.3556.6350.0737.29
34.96
59.0638.87 62.4125.54 53.8248.3543.6533.1430.41
NL:
8.05E7
TIC F: MS
ech1
!
RT: 25.06 - 64.02
30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
2000000
4000000
6000000
8000000
10000000
12000000
14000000
Inte
nsity
40.31
49.52
36.28 47.7142.05
50.0726.23 46.10 56.5452.0135.00 57.44 60.3238.52 43.7433.2027.93
NL:
1.15E7
TIC F: MS
ech20
(a)
(b)
Inte
nsi
té
Temps (min)
Inte
nsi
té
Temps (min)
Résultats et Discussion
118
Figure 51 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles d’arbre adulte comestible (a) et toxique (b) ; d’écorce d’arbre adulte comestible (c)
et toxique (d) de Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5.
!
RT: 24.86 - 64.02
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
Inte
nsity
58.13
40.2933.35
50.06
62.5651.64
42.02
55.2725.54 34.25
38.87 61.6847.7852.6242.5534.97
26.42 32.57
NL:
2.54E7
TIC F: MS
ech2
!
RT: 24.85 - 64.01
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
30000000
Inte
nsity
51.7148.33
56.66
58.13
50.06
47.0033.34
46.8238.8740.29 62.46
53.8243.06
25.54 34.25 59.2245.71
34.9726.42 32.57
NL:
4.42E7
TIC F: MS
ech3
!
RT: 25.03 - 64.03
30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
1000000
2000000
3000000
4000000
5000000
6000000
7000000
Inte
nsity
55.26
50.7362.37
36.29 48.34 58.0151.62 61.6345.3234.32 40.33 42.0526.22 59.02
38.5233.3426.52 32.05
NL:
7.49E6
TIC F: MS
ech21
!
RT: 24.84 - 64.03
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
1000000
2000000
3000000
4000000
5000000
6000000
7000000
Inte
nsity
55.26
50.74
62.37
51.6240.31
51.97 56.5349.5761.6648.34 58.0345.3236.31
52.75 58.3734.33 46.0626.22 43.7238.93
33.3726.45
NL:
7.45E6
TIC F: MS
ech22
(a) (b)
(c) (d)
Temps (min) Temps (min)
Temps (min) Temps (min)
Inte
nsi
té
Inte
nsi
té In
ten
sité
In
ten
sité
Résultats et Discussion
119
Figure 52 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de pulpe comestible (a), pulpe toxique (b), coque comestible (c) et coque toxique (d) de
Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5.
!
RT: 24.95 - 64.01
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
30000000
35000000
40000000
45000000
Inte
nsity
40.34
42.05
55.2834.99 62.4250.7537.30 43.73 48.36 51.6434.29 61.6856.5926.24 27.93
NL:
5.65E7
TIC F: MS
ech5
!
RT: 24.96 - 64.03
25 30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
2000000
4000000
6000000
8000000
10000000
12000000
14000000
16000000
18000000
20000000
22000000
Inte
nsity
40.31
48.02
42.03
46.83
49.7155.25
50.73 54.4042.83 62.3536.26
34.97 58.7726.2227.92
NL:
2.99E7
TIC F: MS
ech4
!
RT: 29.99 - 63.90
30 35 40 45 50 55 60
Time (m in)
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
30000000
Inte
nsity
55.3251.01
50.7462.4559.18
34.96 40.29 42.28 48.34
51.6045.3158.35
62.0238.59 43.6634.3230.93
NL:
3.02E7
TIC F: MS
ech11_091
113143235
!
RT: 29.91 - 63.94
30 35 40 45 50 55 60
Time (min)
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
30000000
35000000
40000000
45000000
50000000
55000000
Inte
nsity
55.46
50.77
62.66
51.6440.29
48.34
51.9545.31
42.01 52.74 58.3846.81
61.9243.6536.27 37.2934.9733.34
NL:
6.09E7
TIC F: MS
ech10
(a) (b)
(c) (d)
Temps (min) Temps (min)
Temps (min) Temps (min)
Inte
nsi
té
Inte
nsi
té
Inte
nsi
té
Inte
nsi
té
Résultats et Discussion
120
4.2.2.2. Mise en évidence du lupéol et de la lupénone dans les extraits
de feuilles toxiques
La figure 53 présente le chromatogramme obtenu après co-injection des étalons purs
de lupéol et de lupénone par CPG.
Figure 53 : Chromatogramme du mélange des étalons de lupénone (tr 56,54 min) et de lupéol
(tr 57,02 min).
Les temps de rétention de la lupénone et du lupéol étant respectivement de 56,54 min
et 57,02 min, nous nous sommes focalisés dans la zone d’intérêt comprise entre 56 à 58 min
(figure 54). La lupénone et le lupéol sont présents uniquement dans les extraits de feuilles
toxiques comme nous pouvons le voir sur les figures 54b-f. C’est la première fois que la
lupénone et le lupéol (figure 55) sont signalés dans le Detarium senegalense. Le lupéol est un
alcool tri terpénique présent dans diverses familles de plantes. Il fait partie des principaux
composés actifs de plusieurs plantes médicinales. On le retrouve dans le raisin, la noisette,
l’huile d’olive, le beurre de cacao, le chou blanc [185]. La pulpe de mangue constitue une
excellente source de lupéol [186]. Il a aussi été mis en évidence dans le tamarin [187]. Le
lupéol possède de nombreuses activités pharmacologiques notamment anti-protozoaire
[188-190], anti-inflammatoire [191-193] et anti-tumorale [194-197]. En revanche, la toxicité
du lupéol n’est pas bien établie [187-189].
Inte
nsi
té
Temps (min)
Résultats et Discussion
121
Figure 54 : Zone d’intérêt de tr 56 à 58 min des chromatogrammes des différents extraits de
feuilles de Detarium senegalense : extrait dichlorométhane de feuille comestible (a) ; extrait
dichlorométhane de feuille comestible avec solution de référence contenant lupénone et
lupéol (b) ; extrait de feuille toxique (c) ; extrait de feuille toxique avec solution de référence
contenant lupénone et lupéol (d) ; extrait éther de feuille (mélange de 5 arbres toxiques
différents concentrés et repris dans du dichlorométhane (e) ; extrait éther de feuille (mélange
de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) avec solution de
référence contenant lupénone et lupéol (f) ; extrait acétone de feuille (mélange de 5 arbres
toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) (g) ; extrait acétone de
feuille (mélange de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane)
avec solution de référence contenant lupénone et lupéol (f).
RT: 56.31 - 57.20
56.4 56.5 56.6 56.7 56.8 56.9 57.0 57.1 57.2
Time (min)
0
100
200
0
100
200
0
100
200
0
100
200
0
100
200
Inte
nsity
0
100
200
0
100
200
0
100
200
56.6457.1156.79 57.1556.43 56.8356.41 56.4656.32 56.56 57.0656.85 56.91 56.95 57.00
56.5657.02
56.35 56.7056.39 56.47 57.1456.78 56.80 56.9356.85
56.5657.0556.69 57.0356.34 56.7156.36 56.41 56.74 57.1156.49 56.9956.79 57.1556.8956.85
56.5657.04 57.0656.68 57.0056.35 56.66 56.7156.37 57.1156.7356.41 57.1456.9056.81 56.9656.84
56.55
57.0256.6856.32 56.4456.36 56.8956.87 57.1556.76 56.9456.79
56.56
57.03 57.0756.6956.6756.32 56.36 56.45 57.1456.76 57.1656.89 56.9156.79 56.86
56.56
56.70 57.0356.4656.4356.32 56.77 56.96 57.1256.90 57.1456.8856.80
56.56
57.0256.6956.4656.4456.33 56.36 56.78 56.95 57.1356.9156.87 57.1756.80
NL:2.00E8
TIC MS 10
NL:1.14E8
TIC MS 20_130524093229
NL:1.36E8
TIC MS 30
NL:8.94E7
TIC MS 40
NL:1.54E8
TIC MS 50_130524103957
NL:2.07E8
TIC MS 60
NL:1.91E8
TIC MS 70
NL:1.86E8
TIC MS 80
(a)
(b)
(c)
(d)
(e)
(f)
(g)
(h)
Temps (min)
Inte
nsi
té
Lupénone Lupéol
Résultats et Discussion
122
Figure 55 : Structure chimique du lupéol (a) et de la lupénone (b).
4.2.3. Tentative de détection des glycosides cyanogènes
D’après les travaux de Cavin 17 qui a isolé un dérivé galloylé de glycoside
cyanogène dans le fruit toxique de ditax, nous avons tenté de détecter la présence de
glycosides cyanogènes dans les échantillons de pulpe, d’épicarpe, de feuilles et d’écorces des
formes comestible et toxique. La méthode simple du papier picrosodé est utilisée en
choisissant comme témoin des feuilles de laurier-cerise, connues pour leur richesse en
glycoside cyanogène. Après 2h d’incubation, le papier placé dans le tube contenant la feuille
de laurier cerise est passé du jaune, au jaune-orangé puis au rouge alors que ceux contenant
les différents extraits des formes comestibles et toxiques n’ont pas changé de couleur après
48h d’incubation (figure 56).
Figure 56 : Test de détection de l’acide cyanhydrique dans les échantillons de ditax par le test
du papier picrosodé.
(a) (b)
Résultats et Discussion
123
L’absence de changement de couleur après 48h signifie que le test est négatif pour les
glycosides cyanogènes. Pour autant, ce résultat ne nous permet pas d’affirmer que les
glycosides cyanogènes ne sont pas présents dans les formes toxiques de Detarium
senegalense. La cyanogénèse correspond à la production d’acide cyanhydrique (HCN) suite à
l’hydrolyse enzymatique des glycosides cyanogènes contenus dans les plantes cyanogènes
139. Le plus souvent, l’hydrolyse est assurée par la β-glucosidase produisant ainsi un sucre
et une cyanhydrine qui se décompose spontanément pour libérer du HCN et une cétone ou un
aldéhyde 198. La libération de HCN peut également se produire sous l’action de
l’hydroxynitrile lyase largement répandue dans les plantes cyanogènes 199. Dans la plante
entière, l’enzyme et le glycoside cyanogénétique sont séparés, mais dès que la plante subit un
dommage, ils sont mis en contact et l’acide cyanhydrique est libéré 200-201. L’acide
cyanhydrique est extrêmement toxique chez un grand nombre de microorganismes, grâce à sa
capacité de liaison avec les métaux (Fe2+
, Mn2+
et Cu2+
) qui sont des groupements
fonctionnels de plusieurs enzymes, inhibant ainsi la réduction de l’oxygène dans la chaîne
respiratoire au niveau du cytochrome ; le transport des électrons dans la photosynthèse et les
activités des enzymes comme la catalase ou l’oxydase 202-203. Il est habituel de trouver des
plantes cyanogènes et non cyanogènes au sein d’une même espèce. Cependant, les glycosides
cyanogènes sont difficiles à isoler du fait de l’instabilité des cyanhydrines. Le niveau de
glycosides cyanogénétiques produits dépend de l’âge de la plante mais aussi de la variété et
des facteurs environnementaux. La quantité des enzymes impliquées varie également en
fonction de l’organe. De plus, la quantité d’HCN libéré dépend non seulement de la quantité
de glycoside cyanogénétique, mais aussi de la quantité de β-glucosidase et d’hydroxynitrile
lyase 204. Les glycosides cyanogènes pourraient être présents dans les fruits toxiques de
ditax, mais il se pourrait que les ou l’une des enzymes ne soi(en)t pas présente (s) pour
permettre la libération d’HCN. Ou alors, peut être qu’une faible quantité d’HCN serait libérée,
mais la sensibilité de la méthode utilisée au papier picrosodé ne permet pas sa détection. Une
autre hypothèse serait que les glycosides cyanogénétiques soient carrément absents dans les
formes toxiques.
4.2.4. Comparaison du profil des composés phénoliques
Les profils des composés phénoliques des pulpes de fruits comestibles (provenant des
six zones de cueillette) et toxiques ont été comparés. Les identifications ont été réalisées sur la
base des spectres UV-visible, des masses des ions moléculaires et des ions fragments ainsi
Résultats et Discussion
124
que les données de la littérature. Les profils chromatographiques des extraits de fruits
comestibles étant identiques, la figure 57 présente à titre d’exemple les chromatogrammes de
l’extrait de pulpe des fruits comestibles collectés à Diannah et celui de la pulpe toxique
enregistrés à 280 nm.
Figure 57 : Chromatogrammes HPLC des composés phénoliques (détection à 280 nm) des
extraits de pulpe comestible (a) et toxique (b) de D. senegalense.
10 15 20 25 30 35 40 45 50 Temps (min)
0 20000
60000
100000
140000
180000
220000
260000
300000
340000
380000
17 uAU
(b)
Temps (min)
uAU
10 15 20 25 30 35 40 45 50 0 10000
30000
50000
70000
90000
110000
130000
150000
170000
190000
210000
1
3
4 19
18 5 8 15 7 16 6 11 9
2 14 10 12 13
(a)
Résultats et Discussion
125
Le tableau XXX présente les composés phénoliques identifiés dans les pulpes de fruits
comestibles et toxiques de D. senegalense. Les composés identifiés sont essentiellement des
flavanols, dimères de catéchine et d’épicatéchine ainsi que des dérivés de catéchine et
catéchine gallate. Des dérivés galloylés de l’acide shikimique ont également été mis en
évidence. L’acide gallique est également présent. Ce résultat concorde avec ceux de Haddad
qui avait trouvé dans la pulpe comestible de ditax 7,05 mg.kg-1
d’acide gallique [1].
Tableau XXX : Composés phénoliques identifiés dans les pulpes des fruits comestibles et toxiques
de D.senegalense.
Pics Tr (min) UV MS MS2 Tentative d'identification
1 10-10,3 271 169
Acide gallique
2 12,2 273 493
n.i.
3 15,1-15,3 275 325 169 Acide shikimique galloylé
4 15,4-15,6 274 325 169 Acide shikimique galloylé
5 15,9-16,2 275 325 169 Acide shikimique galloylé
6 18,6-18,9 273 487 443, 407, 271 n.i.
7 20,6-20,7 278, 290sh 519 473, 451, 443 n.i.
8 24,3-24,6 270 483 331, 271, 169 Digalloyl glucose
9 24,7-24,8 278 289 245, 205, 179 Catéchine (cat)
10 27,6-27,9 278 577 509, 425, 407 Procyanidine dimère
11 28,5-29,1 256sh, 278 481 437, 313,169 n.i.
12 30,3-30,5 278 289 245, 205, 179 Épicatéchine (épicat)
13 30,8-31,2 274 729 577, 407, 289 Cat-cat gallate
14 32,8-33,2 274 635 591, 483, 331 Trigalloyl glucose
15 33,6-34 278 729 577, 407, 289 Épicat-Cat-gallate
16 34,9-35,6 272 609 565, 457, 271 n..i
17 36,7 274 412 313, 169 6’-O-galloyl-(R)-
épihétérodendrine
18 37,9-38,7 278 881 729, 577, 289 Cat-gallate/cat-gallate
19 40-40,7 278 441 289 Cat-gallate
n.i. : non identifié
Le chromatogramme de l’extrait de pulpe du fruit toxique montre un profil similaire à
celui de l’extrait de pulpe du fruit comestible avec cependant comme principale différence, la
présence d’un composé phénolique (36,74 min) qui représente le composé majoritaire dans
l’extrait de pulpe toxique. Ce composé caractérisé par une longueur d’onde d’absorption
(λmax) à 274 nm et un rapport m/z de 412,11 (figure 58) présente une forte similitude avec le
6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine qui absorbe à λmax 275 nm et qui a un rapport m/z de 412
mis en évidence par Cavin [17]. Ce composé est constitué par l’isovaléronitrile lié à un β-
Résultats et Discussion
126
glucose et à l’acide gallique sous forme estérifiée (cf. paragraphe 1.2., figure 3). Lorsque
l’isovaléronitrile est lié en 1’ par une liaison β à du D-glucose, la molécule est nommée
hétérodendrine ou épihétérodendrine, selon la configuration absolue S ou R, respectivement
de C-2 205-207.
Figure 58 : Spectre UV et spectre de masse du composé (36,74 min) dans l’extrait de pulpe
toxique.
Nos résultats semblent donc confirmer les travaux de Cavin quand à l’implication du
6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine dans la toxicité des fruits de Detarium senegalense. De
plus, la description d’une odeur d’amande amère qui se dégagerait des fruits toxiques faite par
certains auteurs vont dans le sens de l’implication de ce composé car les glycosides
cyanogènes dégagent généralement une odeur amère [26, 31]. La libération de HCN par ce
composé a également été mise en évidence par la formation du Bleu de Prusse 17. La
formule brute proposée par Cavin est C18H23NO10 et une masse exacte de 413,13 Da 17.
DITOXI3 #11039 RT: 36.79 AV: 1 NL: 3.71E5 microAU
200 250 300 350 400 450 500 550 600
wavelength (nm)
0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
140000
160000
180000
200000
220000
240000
260000
280000
300000
320000
340000
360000
uAU
274.00
230.00
379.00 561.00349.00 582.00543.00399.00 515.00498.00412.00 481.00444.00
DITOXI3 #1286 RT: 36.80 AV: 1 NL: 7.34E6F: - c ESI Full ms2 [email protected] [110.00-2000.00]
200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850
m/z
0
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
3000000
3500000
4000000
4500000
5000000
5500000
6000000
6500000
Inte
nsity
412.11
313.10
168.98
252.80222.83
Résultats et Discussion
127
La toxicité cellulaire de l’extrait contenant le composé phénolique a ensuite été
évaluée pour trouver une corrélation avec le caractère toxique des fruits. Les résultats obtenus
sont présentés au paragraphe 4.3.
4.2.5. Comparaison du profil des composés volatils
Etant donné que les animaux, notamment les singes ne consomment pas les fruits
toxiques à cause de leur odeur, nous avons utilisé la SPME pour rechercher des différences de
composé (s) volatil (s) par comparaison entre les fruits entiers. La comparaison du profil des
composés volatils piégés par SPME sur des fruits entiers toxiques et comestibles est présentée
sur la figure 59. La principale différence que nous avons observée entre les deux profils est la
présence de l’isovaléronitrile ou 3 méthyle, butane nitrile (tr 7,12 min) détecté uniquement
dans le fruit toxique entier. Les fruits toxiques dégageraient effectivement une odeur
d’amande amère liée à la présence de l’isovaléronitrile. La figure 59b présente le
chromatogramme des fruits entiers dans la zone d’intérêt entre 6,8 et 7,3 min ainsi que le
spectre de masse de l’isovaléronitrile.
Par la suite, des extraits de pulpes de fruits toxiques et comestibles ont été préparés par
SPME et par SAFE puis analysés sur colonne polaire (DB-WAX) et apolaire (DB-1ms) en
présence d’un étalon pur d’isovaléronitrile. Les temps de rétention de l’isovaléronitrile sont
respectivement de 6,38 min sur la colonne DB-WAX et 3,4 min sur la DB-1ms.
L’isovaléronitrile est donc bien présent uniquement dans la pulpe toxique mais à l’état de
trace. En effet, la semi-quantification effectuée par SAFE nous a permis de trouver une
concentration de 3,1 ± 0,6 μg.kg-1
de pulpe de fraîche. La détection de l’isovaléronitrile
semble confirmer la présence du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine dans les fruits toxiques
et sa responsabilité dans la toxicité des fruits. De plus, pour Heckel et Schlagdenhauffen
(1889), c’est un composé volatil qui serait responsable de la toxicité [28].
Résultats et Discussion
128
Ab
on
da
nce
Temps (min)
(a) (b)
Figure 59 : Comparaison du profil des composés volatils (a) piégés par SPME sur des fruits entiers toxiques (tracé noir) et comestibles (tracé
rose) ; chromatogrammes entre 6,8 et 7,3 min avec le spectre de masse de l’isovaléronitrile (3 méthyle, butane nitrile) identifié dans les fruits
entiers toxiques de D. senegalense (b).
Résultats et Discussion
129
De plus, sa présence à l’état de trace, expliquerait en partie pourquoi le test de
détection des glycosides cyanogénétiques était négatif. En effet, si les deux enzymes ne sont
pas présentes, la libération de HCN ne pourra pas se faire. Cependant, nous pouvons présumer
d’une libération spontanée de HCN mais en très faible quantité.
D’autre part, les tests de piégeage effectués sur l’arbre et juste après cueillette n’ont
pas révélé la présence de l’isovaléronitrile dans les échantillons toxiques. Ce qui pourrait
s’expliquer par le temps de piégeage de 1h qui est peut être insuffisant pour permettre
l’extraction et le piégeage de l’isovaléronitrile.
La toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile a été évaluée également.
4.3. Evaluation de la toxicité cellulaire des fruits et de l’isovaléronitrile
Comme nous pouvons le voir sur les figures 60 et 61, il y n’a pas de toxicité (pas
d’effet) sur la viabilité des cellules quel que soit les extraits concernés par rapport au témoin
(sans extrait). Les légères augmentations d’absorbance que l’on peut observer aux
concentrations élevées, notamment pour les échantillons lyophilisés (0,5 à 10 mg.mL-1
), sont
dues à un artéfact, c’est à dire qu’il y a une réactivité entre le PMS/MTS et les extraits
probablement due au pH des extraits. Ces résultats ont été confirmés par la suite en faisant les
tests une seconde fois.
Figure 60 : Evaluation de la toxicité cellulaire des extraits comestibles et toxiques de ditax
après 6h de traitement sur des cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).
0,00,20,40,60,81,01,21,41,61,8
Ab
sorb
an
ce à
49
0 n
m
Concentration (mg.mL-1 d'extrait) Extrait de pulpe toxique Extrait de pulpe comestibleExtrait de coque toxique Extrait de coque comestible
Résultats et Discussion
130
Figure 61 : Evaluation de la toxicité cellulaire des lyophilisats après 6h de traitement sur les
cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).
L’isovaléronitrile ne présente pas d’effet toxique sur les cellules dans la gamme de
concentration que nous avons testée même si on note une légère baisse de l’absorbance entre
0,1 et 1% (figure 62). Les tests de toxicité cellulaire du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine
réalisés par Cavin sur des neutrophiles péritonéaux de rats, des neutrophiles humains et des
macrophages de souris RAW 264,7 avaient montré une absence d’effet toxique 17 même si
l’auteur a pu mettre en évidence la libération de l’acide cyanhydrique par la formation du
Bleu de Prusse à partir de ce composé.
Figure 62 : Evaluation de la toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile après 6h de traitement sur
les cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
0 0,001 0,002 0,01 0,02 0,1 0,2 1 2 10
Ab
sorb
an
ce à
49
0 n
m
Concentration (mg /mL de lyophilisat) Pulpe toxique lyophilisée Pulpe comestible lyophylisée
Coque toxique lyophilisée Coque comestible lyophilisée
0,0000,2000,4000,6000,8001,0001,2001,4001,600
0 0,0005 0,001 0,005 0,01 0,05 0,1 0,5 1
Ab
sorb
an
ce à
49
0 n
m
Concentration isovaléronitrile (%)
Résultats et Discussion
131
4.4. Autres caractéristiques de la pulpe toxique
Contrairement à la pulpe comestible, la teneur en sucres simples est inférieure dans la
pulpe toxique. Les sucres totaux représentent 11,82 ± 0,29 g.100g-1
M.S. et sont
essentiellement constitués par le saccharose (7,99 ± 0,21 g.100g-1
M.S.), suivi du glucose
(2,16 ± 0,2 g.100g-1
M.S.) et du fructose (1,32 ± 0,06 g.100g-1
M.S). Au niveau des acides
organiques, la pulpe toxique est plus riche en acide oxalique (477,37 ± 19,2 mg.100 g-1
M.S.),
les teneurs en acides shikimique (7 596,76 ± 159,69 mg.100 g-1
M.S.) et quinique (3 703,19 ±
350,59 mg.100 g-1
M.S.) sont similaires à celles de la pulpe comestible. Cependant, les
différences observées pourraient provenir d’une différence au niveau du stade de maturité des
fruits u de leur provenance géographique.
Nos résultats ont donc mis en évidence des similitudes et des différences entre les
formes comestibles et toxiques. Au niveau des similitudes, nous pouvons retenir que sur le
plan botanique, les deux formes sont identiques. En revanche, les principales différences
notées sont la présence de l’isovaléronitrile et du 6’-O-galloyl épihétérodendrine dans les
pulpes toxiques. Le lupéol et la lupénone ont également étaient mis en évidence dans les
feuilles toxiques. L’identification des composés ayant un intérêt dans la discrimination des
espèces devrait se poursuivre dans le cadre des perspectives de ce travail. Le dosage du
6’-O-galloyl épihétérodendrine, du lupéol et de la lupénone pourrait être envisagé pour
connaître leur niveau dans les fruits. L’absence de cytotoxicité pourrait présager soit de
l’implication d’autres composés, ou bien alors, l’absence de système enzymatique pour la
libération de HCN à partir du 6’-O-galloyl épihétérodendrine.
Conclusion et perspective
132
CONCLUSION GENERALE
A l’entame de ce travail de recherche, notre principal objectif était d’améliorer et
d’approfondir les connaissances actuelles sur le ditax, fruit du Detarium senegalense J. F.
Gmel. Cet objectif impliquait d’une part, la caractérisation physico-chimique la plus complète
possible du fruit de la forme comestible et des procédés de fabrication du nectar et d’autre
part, de contribuer à la différenciation des formes comestibles et toxiques notamment des
fruits pour faire face à la difficulté liée à leur identification.
A l’issue de cette recherche, nous avons caractérisé le ditax provenant des six
principales zones d’exploitation au Sénégal que sont Kabiline 2, Diannah, Thiobon ainsi que
les îles de Falia, Dionewar et Niodior.
D’une manière générale, le fruit pèse en moyenne 49,24g ± 0,13 avec un diamètre
moyen de 3,83 cm ± 0,46. La partie comestible représentée par la pulpe constitue en moyenne
34% du poids du fruit. La caractérisation biométrique a révélé une variabilité suivant les
zones de collecte. Ainsi, c’est dans la région de Ziguinchor, où se trouvent les localités de
Kabiline 2, Diannah et Thiobon, que l’on trouve les fruits les plus gros, les plus lourds et les
plus riches en pulpe en comparaison avec la région de Fatick où sont localisées les îles de
Falia, Dionewar et Niodior.
Sur le plan biochimique, la pulpe de ditax est caractérisée par une teneur en eau
moyenne de 63%, une acidité titrable moyenne de 31,9 mEq.100g-1
(coefficient de variation
de 27%) et un pH moyen de 3,5.
Les sucres totaux qui ne varient pas suivant la zone de cueillette, représentent en
moyenne 22,51 g.100g-1
M.S. Le saccharose est le principal sucre majoritaire, le glucose et le
fructose étant présents en faible quantité (<2%). Il est également apparu que les fruits
provenant de la région de Ziguinchor (Kabiline 2, Diannah et Thiobon) sont plus acides que
ceux provenant des îles du Saloum (Falia, Dionewar et Niodior) avec un ratio
« sucres/acides » plus faible (entre 1,6 et 2,7 g.mEq-1
).
La pulpe de ditax est également caractérisée par une teneur en acide ascorbique très
élevée avec une valeur moyenne de 1 575 mg.100g-1
M.F. (entre 1 200 et 2 200 mg.100g-1
M.F. suivant la zone de collecte). L’acide ascorbique représente 96% de la vitamine C totale
dans la pulpe.
Les lipides sont présents à l’état de trace (entre 0,6 et 0,8 g.100g-1
M.F.) de même que
les protéines qui représentent entre 1,5 et 2%. La teneur en potassium de la pulpe est comprise
Conclusion et perspective
133
entre 1,1 et 1,5 mg.100g-1
M.S. Le rapport Ca/P moyen est de 0,87 où la pulpe provenant de la
localité de Diannah présente un rapport Ca/P de 1,3.
La phéophytine a est le pigment majoritaire de la pulpe de ditax (128 mg.kg-1
de pulpe
fraîche) suivie par l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 128 mg.kg-1
de pulpe fraîche). La lutéine
(4,64 mg.kg-1
) et le β-carotène (3,61 mg.kg-1
) sont les principaux caroténoïdes même si la
zéaxanthine et le 9-cis β-carotène sont également présents à l’état de trace. Les pulpes
provenant de Kabiline 2, Diannah et Dionewar ont des teneurs en phéophytine a supérieure à
le teneur moyenne de toutes les localités (103 mg.kg-1
).
Les traitements thermiques réalisées entre 60 et 100°C sur le nectar de ditax ont
montré que les cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a, de
l’hydroxyphéophytine a’ et de l’acide ascorbique suivent une réaction d’ordre 1. La
dégradation de la phéophytine a et la formation de la pyrophéophytine a sont les principales
modifications observées à la suite du traitement thermique, bien que d’autres composés
dérivés de la chlorophylle aient été détectés.
La phéophytine a est dégradée en pyrophéophytine a qui n’apparaît pas à 60°C mais
après 60 min de chauffage à 70°C, 30 min à 80°C et 15 min à 90 et 95°C. Cette dégradation
se traduit par une modification de la couleur. Les trois modèles cinétiques utilisés ont permis
de déterminer les paramètres cinétiques de la dégradation des pigments chlorophylliens
notamment les énergies d’activation, le facteur z ainsi que les enthalpies et les entropies
d’activation. Ces trois modèles en particulier le modèle d’Eyring peuvent ainsi être utilisés
pour prévoir la dégradation de ces molécules lors des traitements classiques de pasteurisation.
Du point de vue la composition aromatique, ce sont les aldéhydes connus pour leur note verte
qui sont les composés majoritaires de la pulpe de ditax (57% de la fraction volatile totale)
avec le trans,cis-2,6-nonadiénal et le cis-2-hepténal comme principaux volatils. Les
hydrocarbures sesquiterpéniques 13,13% de la fraction volatile totale avec le
trans-α-bergamoténe comme composé majoritaire. Les pulpes provenant des fruits collectées
dans les zones de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon ont présentées le
même profil aromatique.
L’amande du fruit est caractérisée par une faible teneur en eau (3,1%) et 7,5% de
lipides dont l’acide oléique et l’acide béhénique représentent respectivement 29,1 et 25,4%.
La caractérisation des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du nectar a
montré que le procédé traditionnel comporte six opérations unitaires (pilage, dilution,
malaxage, tamisage grossier, formulation et tamisage fin) comparé au procédé mécanique qui
Conclusion et perspective
134
n’en compte que trois (trituration mécanique, formulation et tamisage fin). Par ailleurs, il n’y
a pas de différence au niveau des rendements d’extraction même si on extrait plus de matière
sèche soluble avec le procédé mécanique. Le nectar élaboré suivant le procédé traditionnel
sédimente six fois plus vite au stockage que le nectar issu du procédé mécanique dont les
particules en suspension sont plus petites. La couleur verte du nectar issu du procédé
traditionnel est plus claire et plus intense. Le nectar issu du procédé mécanique est plus acide,
plus riche en acide ascorbique et en phéophytine a. Les composés d’arômes y sont également
plus concentrés.
Sur le plan microbiologique, le nectar de ditax pasteurisé peut se conserver jusqu’à 6
mois à 4°C sans altération microbiologique malgré les modifications de couleur et de goût qui
peuvent survenir.
L’étude botanique des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense ne
nous a pas permis de différencier les formes comestibles des formes toxiques. Sur le plan
chimique, l’analyse des composés phénoliques a fait apparaître la présence d’un composé
susceptible d’être un glucoside cyanogénétique qui serait un dérivé de l’acide gallique lié au
glucose et à l'isovalérnitrile uniquement dans la forme toxique. Cette forte présomption est
corroborée par la détection de l’isovaléronitrile dans les fruits toxiques après analyse par
SPME et par SAFE. Même si la toxicité n’a pas pu être établie au travers nos différents tests,
nous pouvons considérer la présence de l’isovaléronitrile comme critère de différenciation
entre les deux pulpes. L’étude chimique a également fait ressortir la présence du lupéol et de
la lupénone dans les formes toxiques. De ce fait, ces deux triterpènes pourraient servir de
bio-marqueurs dans la différenciation des deux formes.
La première perspective de ce travail consiste à poursuivre les travaux de
caractérisation de la pulpe comestible notamment pour déterminer la composition des parois
cellulaires et l’utilisation des enzymes commerciales pour la stabilisation de la suspension du
nectar. Il serait également intéressant de déterminer des composés d’impact pour identifier les
composés d’arômes actifs notamment par GC-olfactométrie.
Concernant la distinction entre les formes toxiques et comestibles, l’identification
complète et la quantification des composés phénoliques seraient également une perspective
intéressante dans la mesure où ils constituent un critère de différenciation entre les formes
comestibles et toxiques. De même, les tentatives d’identification des composés ayant un
intérêt dans la discrimination des espèces devraient se poursuivre. La mise en place d’une
méthode de détection rapide de l’isovaléronitrile, du lupéol et de la lupénone pourrait
Conclusion et perspective
135
également être envisagée. Il serait également intéressant de travailler sur des arbres d’origine
géographique différente pour valider et contrôler la répétabilité et la reproductibilité des
résultats obtenus surtout au niveau des extraits de pulpe du fruit. D’autres solvants
d’extraction pourraient également être utilisés pour compléter les travaux et mettre en
évidence d’autres types de composés. Les recherches devraient se poursuivre afin d’identifier
le ou les composés responsables de la toxicité des fruits.
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Nom et prénom: DIOP Nafissatou
Titre de la Thèse: Caractérisation du ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel) et étude de sa transformation en nectar.
Résumé: Originaire d’Afrique Tropicale, Detarium senegalense J.F. Gmel est une plante de la famille des
Caesalpiniaceae qui se distribue sur les lisières de la forêt dense humide, dans les régions côtières, septentrionales et
dans la zone soudano-guinéenne. Au Sénégal, elle pousse de façon spontanée principalement dans les îles du Saloum
et en Casamance. Elle y est présente sous deux formes : comestible et toxique. Désigné par le terme « Ditax » en
Wolof, le fruit comestible, caractérisé par sa pulpe verte et sa teneur élevée en vitamine C, est très populaire et
largement consommé au Sénégal principalement sous forme de nectar. Les fruits comestibles provenant de 6 zones du
Sénégal ont, dans un premier temps été caractérisés. La pomologie varie de façon significative suivant la provenance
géographique des fruits, mais parfois aussi au sein des fruits provenant d’une même origine. La pulpe représente en
moyenne 34% de la masse du fruit. La teneur en eau moyenne de la pulpe est de 62,6%. Le saccharose est le principal
sucre (7,5 g.100g-1
bh). La teneur en acide ascorbique est comprise entre 1 200 et 2 200 mg.100g-1
. Parmi les pigments
chlorophylliens, la phéophytine a est le composé majoritaire de la pulpe fraiche de ditax (128 mg.kg-1
), suivie par
l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 mg.kg-1
), la chlorophylle b (23,6 mg.kg-1
) et la chlorophylle a (20,3 mg.kg-1
). La
lutéine et le β-carotène sont également présents mais à des teneurs plus faibles. Cinquante-trois composés d’arômes
ont été identifiés dont les principaux sont le trans, cis-2,6-nonadiénal (2 474 μg.kg-1
), le cis-2-hepténal (929,56 μg.kg-
1) et le trans-α-bergamoténe (1 112 µg.kg
-1). Parmi les micro-constituants de la pulpe, la phéophytine a est la plus
thermosensible. Le chauffage provoque l’apparition de produits de dégradation particulièrement les pyrophéophytines.
Les paramètres cinétiques sont calculés avec les modèles d’Eyring, de Ball et d’Arrhenius. Les énergies d’activation
de la phéophytine a, de l’hydroxyphéophytine a’ et de l’acide ascorbique sont respectivement de 79, 74 et 46 kJ.mol-1
.
Le procédé traditionnel de fabrication du nectar compte 6 opérations unitaires alors que le procédé mécanisé n’en
compte que 3. Le nectar issu du procédé mécanisé est plus riche en pulpe, plus visqueux et contient des particules plus
fines. La couleur verte du nectar traditionnel est plus claire et plus intense. Les teneurs en acide ascorbique, en
pigments chlorophylliens et en composés d’arômes sont plus importantes dans le nectar issu du procédé mécanisé.
L’étude botanique n’a pas permis de différencier les formes comestibles et toxiques de D. senegalense contrairement à
l’étude chimique qui a révélé la présence du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine (glucoside cyanogène), du lupéol et
de la lupénone uniquement dans les formes toxiques. Cependant, les tests de cytotoxicité effectués n’ont révélé aucune
toxicité dans les conditions de l’étude. Un travail complémentaire est nécessaire pour proposer un test rapide de
détection des formes toxiques.
Mots-clés : Detarium senegalense, Ditax, Nectar, Pigments chlorophylliens, Composés d’arômes, Dégradation
thermique, Procédé traditionnel, Procédé mécanisé, Toxicité.
Name and first name: DIOP Nafissatou
Thesis title: Characterization of Ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel) and study of its processing into nectar
Abstract: Originated from the tropical African region, Detarium senegalense J.F.Gmel is a tree of the
Caesalpiniaceae family, which grows on the borders of wet and dense forest, in the coastal and septentrional regions
and the Sudano-Guinean zone. In Senegal, this wild fruit is mainly found in the Sine-Saloum islands and in
Casamance, where the toxic and edible forms cohabit. The edible fruit (“ditax” in Wolof), with its green pulp and high
vitamin C content, is very popular and widely consumed in Senegal mainly as nectar. Fruits from 6 areas in Senegal
were characterized firstly. Pomology varied significantly according to geographic origin of fruits, and also, within
fruits from same origin. Average pulp content of the fruit and pulp moisture were 34% and 62.6% respectively.
Sucrose was the main sugar with 7.5 g.100g-1
fw. Ascobic acid content was between 1 200 and 2 200 mg.100g-1
.
Among chlorophyll pigments, pheophytin a, with 128 mg.kg-1
was the main one present in fresh ditax pulp, followed
by hydroxypheophytin a’ (32.9 mg.kg-1
), chlorophyll b (23.6 mg.kg-1
) and chlorophyll a (20.3 mg.kg-1
). For
carotenoids, lutein and β-carotene were present in very little amount. Among the 53 aroma compounds identified,
trans, cis-2,6-nonadienal (2 474 μg.kg-1
), cis-2-heptenal (929.56 μg.kg-1
) and trans-α-bergamotene (1 112 µg.kg-1
)
were the main. Among pulp micro-constituents, pheophytin a, was the most heat sensitive. Heating led to formation of
degradation products such as pyropheophytins. Kinetics parameters were calculated with Eyring, Ball and Arrhenius
models. Activation energies of pheophytin a, hydroxypheophytin a’ and ascorbic acid were 79, 74 and 46 kJ.mol-1
respectively. Traditional nectar processing has 6 operation units while the mechanized one’s has 3. Nectar from
mechanized process was richer in pulp, more viscous and consisted in much more fine particles. Green color of
traditional nectar is clearer and more intense. Ascorbic acid, chlorophyll pigments and aroma compounds were higher
in the nectar from mechanized process. Botanical study did not show any difference between the edible and toxic
forms of D. senegalense as opposed to chemical study that revealed the presence of 6’-O-galloyl-(R)-
épihétérodendrine (cyanogenic glycoside), lupeol and lupenone only in toxic forms. However, no cytotoxic effect was
evidenced in our conditions. Further work is needed to propose a rapid method to detect toxic forms.
Key words: Detarium senegalense, Ditax, Nectar, Chlorophyll Pigments, Aroma Compounds, Thermal
Degradation, Traditional Process, Mechanized Process, Toxicity.