These Fassi Fihri

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THÈSE Présentée pour obtenir le Diplôme de

Doctorat d’Etat Es-Sciences Biologiques

Présentée par

Nom et Prénom : Fassi Fihri Aicha

Discipline : Biologie Spécialité : Biotechnologie Titre :

Collecte et maturation des ovocytes bovins : effet de l’état nutritionnel sur le rendement

et la qualité des ovocytes Soutenue le 28 Mars 2006 Devant le jury, Président : Mr. Benjelloun W. (Doyen, de la la Faculté des Sciences de Rabat) Examinateurs : Mme. Hajji Kh. (Professeur à la Faculté des Sciences de Rabat) Mr. Derqaoui L. (Professeur à l’Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Rabat) Mr. Lakhdissi H. (Professeur à l’Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Rabat) Mme. Kharbach A. (Professeur, Directeur de la maternité du Centre Hospitalier et Universitaire du

Souissi, Rabat) Mr. Tahri-Joutei A. (Professeur à la Faculté des Sciences de Rabat)

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Avant Propos Le présent travail a été réalisé sous la codirection de Mme Khadija Hajji,

Professeur au laboratoire de Zoologie et de Biologie Générale de la Faculté des

Sciences de Rabat et de Mr Hassan Lakhdissi, Professeur au Département de

Reproduction Animale, d’Obstétrique et d’Insémination Artificielle de l’Institut

Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Rabat.

J’adresse mes vifs remerciements à Mme le Professeur Khadija Hajji de

m’avoir introduit dans ce domaine passionnant. Elle a toujours porté un intérêt

particulier et suivi de près toutes les étapes de réalisation de ce travail.

C’est grâce au projet P.A.R.S. (Biol, 102) qui est sous sa direction que ce

travail a pu être lancé. Qu’il me soit permis de lui exprimer mes sincères et

profondes reconnaissances.

Monsieur le Professeur Hassan Lakhdissi a eu l’amabilité de me proposer ce

sujet et de m’accorder une place au sein du Département de Reproduction

Animale, d’Obstétrique et d’Insémination Artificielle de l’Institut Agronomique

et Vétérinaire Hassan II. Il a suivi pas à pas et avec beaucoup de patience

l’évolution de mon travail, évolution facilitée par ses conseils très utiles, ses

discussions enrichissantes.

Il m’a toujours accordé un encadrement attentionné. Sans son aide, sa

générosité, ses conseils, ses critiques permanentes lors de la rédaction des

articles et de la thèse, ce travail n’aurait pas pu voir le jour.

Je suis sensible au dévouement de Monsieur Lahsen Derqaoui, Professeur au

Département de Reproduction Animale, d’Obstétrique et d’Insémination

Artificielle de l’Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II.

Monsieur le Professeur Lahsen Derqaoui a porté un intérêt particulier pour

cette étude, ses efforts, ses directives et le temps précieux qu’il m’a consacré

pour la réalisation de ce travail malgré ses multiples occupations. Son

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expérience, sa compétence et ses conseils très enrichissants m’ont énormément

facilité la tache. Qu’il me soit permis de lui exprimer mes sincères et profondes

reconnaissances.

J’adresse mes vifs remerciements au Professeur Wail Benjelloun, Doyen de la

Faculté des Sciences de Rabat, pour avoir accepté de juger ce travail.

Je suis très sensible à l’honneur que vous me faites en acceptant de présider

mon jury de thèse. Veuillez trouver ici, Monsieur le Doyen, l’expression de

notre sincère gratitude.

Je tiens aussi à remercier le Professeur Abderrafih Tahri-Joutei, Professeur à

la Faculté Des Sciences de Rabat pour avoir accepter de juger ce modeste

travail.

Mes remerciements s’adressent aussi au Professeur Aicha Kharbach, Directeur

de la maternité du centre Hospitalier et Universitaire du souissi, Rabat, qui a

accepté d’être parmi les membres de jury de cette thèse.

Ces presque huit ans furent comme toujours longues et courtes à la fois. De

nombreuses personnes ont, à un moment ou à un autre, intervenu dans le cours

des événements qui ont peu à peu conduit à l’élaboration de ce travail.

Un grand merci à Mme Mariam Naciri Professeur au laboratoire de Zoologie

et de Biologie Générale de la Faculté des Sciences de Rabat, puisse ce travail

être le témoignage de notre longue amitié.

J’exprime ma profonde gratitude et mon profond respect à Mr Mohamed El

Hamidi, Professeur au Département d’Histologie et Anatomie pathologique de

l’Institut Agronomique et Vétérinaire Hassane II, pour sa collaboration et sa

générosité.

4

Mes remerciements à Messieurs Zaid Zouagui Professeur au Département de

Pathologie Médicale et Chirurgicale des ruminants et Mr. Abdelouahed Bassir

du même département.

Je remercie tous les membres du Département de Reproduction, d’Obstétrique

et d’insémination artificielle, particulièrement Pr. Mazouz A., Pr. Sghiri A.

Medames Faraj R., El Idrissi N. Messieurs, Zaizaa B., Bennani M. et Bouhila

A.

Un grand merci au professeur Mohamed Oukessou, chef du département de

Physiologie et Thérapeutique à l’IAV Hassan II (Rabat), pour avoir bien voulu

m’accueillir au sein de son département, pour ses conseils et ses directives qui

m’ont été d’un grand intérêt. Je remercie également tous les enseignants du

Département pour leur sympathie particulièrement le Professeur El Guerouali

A., Messieurs Suilah S. et Ablouh.

J’adresse mes vifs remerciements à Mr le Professeur Sefiani, chef du

Laboratoire de Génétique de l’Institut d’Hygiène, qui a bien voulu m’accueillir

au sein de son laboratoire et où j’ai pu faire les premières cultures cellulaires.

Je remercie également tous les chercheurs et les médecins du laboratoire pour

leur sympathie.

Mes remerciements s’adressent également à mes collègues et amies du

Laboratoire de Zoologie et de Biologie Générale de la Faculté des Sciences de

Rabat pour l’aide qu’ils m’ont apportée à divers titres, tout particulièrement,

Mmes Benazzou Touria, Kadiri Zineb, Zouiten habiba, Benmessaoud Fatma,

Kourradi Rhita et Mr Benhoussa Aziz.

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Je ne saurai terminer ce préliminaire sans évoquer l’appui moral et la

sollicitude que j’ai trouvés auprès de ma mère, mon père, mon mari et mes

enfants, Hassnae, Omar et Zainab. C’est à eux que revient le grand mérite.

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INTRODUCTION GÉNÉRALE ....................................................................................13

Première Partie : SYNTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE

Chapitre I : Caractéristiques de la reproduction chez la vache...................17

I/ Développement embryonnaire des ovaires ...............................................17

1/ Constitution et régulation du stock de follicules

Primordiaux.........................................................................................18

2/ La folliculogenèse................................................................................18

3/ Aspects morphologiques de la croissance folliculaire............................20

3.1/ Les follicules pré-antraux.........................................................21

3.2 / Les follicules à antrum............................................................21

4/ Entrée en méiose.................................................................................24

II / Puberté......................................................................................................................24

III/ Cycle sexuel..............................................................................................................25

1/ Composante anatomique........................................................................28

1.1/ Vagues folliculaires.......................................................................28

1.2/ Croissance et maturation de l’ovocyte........................................... 29

1.2.1/ Croissance de l’ovocyte.......................................................29

1.2.2/ Maturation de l’ovocyte.......................................................30

a/ Aspects cytologiques de la maturation des ovocytes.................31

a.1/ Rupture de la vésicule germinale.........................................31

a.2/ Condensation des chromosomes...........................................31

a.3/ Formation du fuseau chromosomique...................................31

a.4/ Passage et arrêt en métaphase II...........................................31

a.5/ Maturation cytoplasmique....................................................32

b/ Aspects moléculaires de la maturation de l’ovocyte...................32

1.3/ Ovulation........................................................................................ 33

1.4/ Corps jaune......................................................................................34

2/ Composante hormonale............................................................................35

2.1/ Hormones hypothalamiques..............................................................35

2.2/ Gonadotrophines hypophysaires, (FSH et LH)......................………...36

2.3/ Hormones ovariennes........................................................................37

2.4/ Autres hormones...............................................................................37

7

a/ Prostaglandines..............................................................................37

b/ Ocytocine......................................................................................38

2.5/ Régulations hormonales ...................................................................38

a/ Contrôle de la sécrétion de la GnRH.................................................38

b/ Contrôle de la sécrétion de LH et de FSH..........................................39

3/ Composante comportementale...................................................................40

3.1/ Saisonnalité......................................................................................40

3.2/ Œstrus..................................................................................40

Chapitre II : Facteurs de variation de la production des ovocytes et de leur

qualité...........................................................................................42

I/ Facteurs endogènes.........................................................................................42

1/ Race ............................................................................................................42

2/ Age .............................................................................................................42

3/ Etat physiologique........................................................................................43

4/ Phase du cycle..............................................................................................43

II/ Facteurs exogènes :………………………………………………………………...44

A. Nutrition......................................................................................................44

1/ Déficit énergétique.......................................................................................44

1.1/ Mode d’action du déficit énergétique....................................................45

1.2/ Déficit énergétique et établissement de la puberté :

Rôle de la leptine..................................................................................46

1.3/ Déficit énergétique et croissance folliculaire........................................47

1.4/ Déficit énergétique et composante hormonale.......................................48

1.5/ Indicateurs de la modification du statut énergétique..............................51

a/ B.C.S. (Body Condition Score ou note de l’état corporel)................51

b/ Paramètres métaboliques.................................................................52

2/ Excès protéiques..........................................................................................53

2.1. Mode d’action d’un excès protéique.....................................................54

2.2. Indicateurs sériques du métabolisme azoté...........................................55

a/ Les protéines totales........................................................................55

8

b/ L’albumine......................................................................................55

c/ L’urée..............................................................................................55

3/ Vitamines et Minéraux.................................................................................56 a/ Vitamines........................................................................................56

b/ Minéraux........................................................................................57

B. Stress et maladies intercurrentes.................................................................58

Chapitre III : Collecte et maturation des ovocytes.............................................59

I/ Facteurs de variation du rendement de la collecte des

ovocytes...........................................................................................59

1/ Disposition des follicules dans

le cortex ovarien (facteur endogène) ......................................................59

2/ Technique de collecte (facteur exogène) ...................................................59

II/ Maturation des ovocytes in vitro..................................................................60

1/ Le milieu de base.....................................................................................60

2/ Hormones................................................................................................61

Deuxième Partie : MATÉRIEL ET METHODES

I/ Conditions pluviométriques des années 1999 et 2000.....................................63

II/ Animaux de l’étude.......................................................................................63

III/ Protocole expérimental................................................................................66

1/ Détermination de l’âge...............................................................................66

2/ Note de l’état orporel................................................................................66

3/ Prélèvement des ovaires ...........................................................................67

4/ Etude histologique des coupes d’ovaires...................................................67

a. Préparation des coupes histologiques pour

microscopie photonique........................................................................67

b. Méthode d’évaluation de la population folliculaire...............................68

5/ Prélèvements sanguins..............................................................................68

6/ Les méthodes de dosage des Protéines totales, albumine, urée,

β-OH et A.S.A.T......................................................................................69

7/ Ponction des follicules et collecte des ovocytes.........................................69

a. Ponction des follicules…………………………………………………....69

9

b. Collecte des ovocytes……………………………………………………..69

c. Composition du milieu de collecte……………………………………….69

8/ Evaluation morphologique de la qualité des ovocytes ................................69

9/ Maturation des ovocytes In Vitro (M.I.V.)...................................................70

a. Composition du milieu de maturation...................................................70

b. Mise en culture.....................................................................................70

IV/ Analyses statistiques..........................................................................................70

Troisième Partie : RESULTATS

Chapitre I : Population folliculaire et rendement en ovocytes............................73

I/ Population folliculaire ..................................................................................73 II/ Rendement en ovocytes et leur taux de maturation.....................................74

Chapitre II : Exploration histologique de l’ovaire. .............................................77

I/ Structure de l’ovaire....................................................................................77

II/ Evaluation de la population folliculaire......................................................79

Chapitre III : Effet des paramètres génétiques et non génétiques sur la

population folliculaire et le rendement en ovocytes....................81

I/ Résultats descriptifs....................................................................................81

1/ Race, âge et B.C.S......…………………………………………………………81

a/ Race...................................................................................................81

b/ Age....................................................................................................81

c/ Etat corporel (B.C.S.) ........................................................................81

2/ Paramètres sanguins..................................................................................83

3/ Corrélations entre les différents paramètres ..............................................85

a/ B.C.S –Age...........................................................................................85

b/ B.C.S. – Race.......................................................................................85

c/ Race – Age...........................................................................................86

d/ Race – Urémie......................................................................................87

e/ Race- β-OH….......................................................................................87

f/ Les protéines totales..............................................................................90

10

g/ L’albumine...........................................................................................90

h/L’A.S.A.T.............................................................................................................90

II/ Résultats analytiques...........................................................................................92

1/ Nombre de follicules....................................................................................92

1.1/ Effet de la race ..........................................................................93

1.2/ Effet de l’âge .............................................................................93

1.3/ Effet du B.C.S. ..........................................................................93

1.4/ Effet des paramètres biochimiques..............................................96

a/ Taux d’albumine sérique .........................................................96

b/ La protéinémie.........................................................................96

c/ L’urémie..................................................................................96

d/ Taux sérique de β-OH..............................................................97

2/ Rendement en ovocytes..................................................................................98

2.1/ Effet de la race ..........................................................................99

2.2/ Effet de l’âge .............................................................................99

2.3/ Effet B.C.S.................................................................................99

2.4/ Effet des paramètres biochimiques.............................................102

a/ Taux d’albumine sérique .......................................................102

b/ La protéinémie ....................................................................102

c/ L’urémie ..............................................................................102

d/ Taux sérique de β-OH ..........................................................103

3/Qualité des ovocytes........................................................................................................104

3.1/ Effet de la race, de l’âge et de l’état corporel............................104

3.2/ Effet des paramètres biochimiques ...........................................107

a/ Taux d’albumine sérique .....................................................107

b/ La protéinémie ...................................................................108

c/ L’urémie .............................................................................108

d/ Taux sérique de β-OH .........................................................109

Quatrième Partie : DISCUSSION ET CONCLUSION GÉNÉRALE.................112

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES............................................................125

11

ANNEXES.........................................................................................................148 TRAVAUX SCIENTIFIQUES…...………………………………………………….162 RÉSUMÉ………………………………………………………………………………..163

12

INTRODUCTION

GENERALE

13

Le secteur de l’élevage constitue l’une des composantes majeures de l’économie

agricole du Maroc. Il participe à 30% de la valeur ajoutée agricole, emploie

pratiquement 20% de la population rurale active et fournit les matières premières (lait,

viande, peaux, laine) à plusieurs secteurs agro-industriels.

Parmi les espèces domestiques exploitées à l’échelle nationale, figurent les bovins qui

participent à plus de 50% dans l’approvisionnement du pays en viande rouge et à

presque 90% dans son ravitaillement en lait. En 1999, les productions des bovins ont

atteint 130 000 tonnes de viande et 1.130 milliards de litres de lait (M.A.D.R.P.M.,

2000).

Cependant, la productivité reste basse malgré la diversité de ses races, du

essentiellement à des problèmes zootechniques, sanitaires et de reproduction qui

demeure une reproduction traditionnelle mal planifiée (M.A.D.R.P.M., 1998).

L’emploi de nouvelles techniques de reproduction : l’Insémination Artificielle (I.A)

(Marquant-LeGuienne, 1986 ; Zakaria, 2001), le Transfert Embryonnaire (T.E.) (El Aidi

et al., 1995) et la Production d’Embryons in Vitro (P.I.V.) (Thibier, 1990; Marquant-Le

Guienne, 1991 ) contribue à l’intensification de l’amélioration génétique du cheptel

bovin, l’I.A. par la voie du male, le T.E et la P.I.V. par la voie de la femelle.

Au Maroc, l’insémination artificielle et le transfert embryonnaire ont constitué un

apport appréciable dans l’amélioration de la structure génétique du cheptel bovin, à

travers l’importation de semences des races performantes (Frisonnes, Holstein,….) et

leur croisement avec le type local (Benlekhal, 1996). Les expériences menées en T.E.

ont été localisées mais très concluantes (El Aidi et al., 1995).

Cependant, la P.I.V. d’embryons bovins qui constitue la troisième génération des

biotechnologies de la reproduction, s’est affirmée et a progressé rapidement ces

dernières années chez les mammifères comme l’atteste le nombre considérable de

publications sur ce sujet n’a jamais été tentée à notre connaissance au Maroc.

En effet, chez les bovins, la P.I.V. d’embryons est très utilisée dans le monde et permet

la production d’embryons à partir d’ovocytes issus d’ovaires prélevés aux abattoirs dans

le but de promouvoir la multiplication de cette espèce (Dauzet et Marquant-LeGuienne,

1994).

Chez les bovins, le premier veau obtenu par Fécondation In Vitro (F.I.V.) d’un ovocyte,

maturé in vivo est né en 1981 (Brackett et al., 1982). Depuis cette date, les processus de

maturation, de fécondation et de culture in vitro ont été considérablement améliorés

(Brachett et al., 1982 ; Marquant-Le Guienne, 1991 ; Brachett et Zuelke, 1993 ;

Coscioni et al., 2001) ; au point que certains auteurs ont envisagé d’utiliser cette

14

nouvelle biotechnologie dans les programmes d’élevage et également le développement

de laboratoires spécialisés dans la production en masse d’embryons produits totalement

in vitro. L’intérêt économique d’une telle source d’embryons est très positif (Dauzet et

Marquant-Le Guienne, 1994).

D’autre part, la fécondation in vitro est une technique qui permet l’étude des

mécanismes biologiques se produisant in vivo (Drion et al., 1996).

De même, le développement embryonnaire in vitro permet de contrôler et de suivre la

croissance des œufs jusqu’au stade compatible avec la transplantation utérine de

l’embryon ou sa congélation.

La production d’embryons bovins in vitro comprend différentes étapes : la maturation

des ovocytes, la capacitation des spermatozoïdes, la fécondation et enfin la culture des

embryons. La possibilité d’intervenir à chacune de ces étapes offre de nombreux

intérêts à la P.I.V.

Cette dernière est une chaîne d’opérations dans laquelle l’ovocyte ou gamète femelle

intervient en amont et détermine la réussite de la technique.

La maturation des ovocytes in vitro est l’étape initiale importante qui détermine la

qualité de cette cellule pour l’obtention d’embryons transférables après fécondation in

vitro. Elle comprend une maturation nucléaire et une maturation cytoplasmique,

nécessaires pour le déroulement normal de la fécondation.

En effet, elles permettent à l’ovocyte d’être reconnu et pénétré par le spermatozoïde,

d’assurer la formation simultanée des pronuclei et leur développement ultérieur

jusqu’au stade morula ou blastocyste (Dieleman et al., 1983 ; Mermillod, 2001).

En outre, la maturation in vitro joue un rôle important pour le clonage. Elle permet

l’obtention d’une source d’ovocytes « receveurs » (en métaphase II) à coût réduit et en

grand nombre (Heyman et al., 1990).

Le taux de réussite de la production d’embryons in vitro rapporté dans la littérature

varie de 19% à 38% selon la méthodologie et les conditions de travail (Carolan et al.,

1996 ; Beker et al., 2002 ; Chian et al., 2002 ; Avery et al., 2003), la proportion

d’ovocytes qui arrivent au stade blastocyste est de 12%, 13%, 23% et 16% quand ils

sont collectés respectivement au 2ème, 3ème, 5ème et 7ème jour de l’émergence de la vague

folliculaire (jour :0) .

Des facteurs intrinsèques et extrinsèques à la donneuse d’ovocytes tels que les aspects

biochimiques, hormonaux et nutritionnels (Kendrick et al., 1999) ont été rapportés

comme étant à l’origine des fluctuations des résultats dans un même laboratoire.

15

Bien que les pourcentages de maturation obtenus in vitro soient encourageants dans

plusieurs laboratoires, cette technique n’a jamais été appliquée sur les ovocytes de la

race locale Marocaine. En l’occurrence, la race Oulmès-Zaer qui a fait l’objet de

plusieurs opérations de production et de transfert d’embryons qui ont eu lieu dans la

région d’Oulmès.

Le taux de réussite de récoltes et transferts d’embryons chez cette race était de 40% (El

Aidi et al., 1995).

Cependant, le transfert d’une technologie doit débuter par une phase d’adaptation aux

conditions spécifiques du nouveau milieu. En effet, le nombre d’embryons qui résulte

de ces opérations varie entre pays, régions, et laboratoires.

Les objectifs de ce travail se résument à:

1/ La maîtrise de la technique : collecte des ovocytes et leur maturation in vitro.

2/ L’exploration Histologique de la fonction ovarienne par l’étude de la population

folliculaire et leur disposition dans le cortex ovarien chez la race locale et ses

produits de croisement avec des races exotiques.

3/ Détermination de l’impact du niveau alimentaire, de l’âge et la race sur la population

folliculaire et le rendement en ovocytes.

16

PREMIERE PARTIE

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

17

CHAPITRE I : Caractéristiques de reproduction chez la vache

I/ Développement embryonnaire des ovaires.

L’origine embryologique des ovaires est mixte. Les cellules germinales souches d’abord

extra embryonnaire colonisent, après migration au travers de l’embryon, une zone dense

de tissu mésenchymateux supra-mésonéphrotique recouverte d’épithélium, les corps de

Wolff (Drion et al., 1996).

Les ovaires résultent de la différenciation spontanée des corps de wolff qui recouvrent le

mésonéphros de l’embryon sexuellement indifférencié. Chez les mammifères, cette

différenciation s’opère à partir de la septième semaine de développement embryonnaire,

période à laquelle est accomplie la migration des cellules germinales primordiales dans

l’épithélium cœlomique. Les corps de Wolff prolifèrent et se condensent pour former

une crête longitudinale bilatérale, appelée crête génitale (ou bourrelet germinal), située

en région lombaire (Magre et Vigier, 2001).

Initialement en position postérieure au niveau de la paroi de la vésicule vitelline du

fœtus (Snow et Monk, 1983), les cellules germinales souches migrent activement le long

du mésentère dorsal de l’intestin postérieur pour atteindre la crête génitale (Figure 1).

La fibronectine, présente tout au long de la voie empruntée (Hoffman et al., 1974),

constitue l’inducteur de cette migration. Les réarrangements des tissus en formation

semblent constituer aussi un facteur mécanique de cette migration en conjonction avec

des substances chémotactiques d’origine gonadique (Snow et Monk, 1983).

Au cours de cette migration, et quelques fois après (Derivaux et Ectors, 1989), se

produit une multiplication mitotique des cellules germinales souches.

La survie et la prolifération de ces cellules semblent être en rapport avec une

collaboration entre cellules somatiques et facteurs de croissance.

En effet, deux éléments sont actuellement identifiés (Drion et al., 1996):

- Les genes dominants « white spotting (W) » et « Steel gène (S1) »,

- des facteurs de croissance tel le LIF « Leukemia Inhibitor Factor » et le bFGF « basic

Fibroblast Growth Factor ».

Le gène W code pour un récepteur cellulaire de type tyrosine kinase. Le gène S1 code

pour un facteur de croissance peptidique, le « stem » ou « mast cell growth factor ». Il

est le ligand de ce récepteur. Le produit du gène S1, en interagissant avec le récepteur

du gène W, stimulerait les cellules somatiques pour produire des facteurs de croissance

nécessaires à la multiplication des cellules germinales.

18

1/ Constitution et régulation du stock de follicules primordiaux

Chez les mammifères, la phase de multiplication des ovogonies par mitoses successives

est en général terminée avant ou peu après la naissance. Les singes Lémurs de

Madagascar constituent l’exception à cette règle. Ils présentent une multiplication des

ovogonies qui persiste à l’âge adulte (Drion et al., 1996).

Chez les bovins, la multiplication des ovogonies s’étend du 45ème au 150ème jour de la

vie intra- utérine et engendrent des ovaires à jusqu'à 2 millions d’ovogonies durant la

vie fœtale. Si tôt la phase mitotique terminée, ces dernières entament le processus de

méiose qui s’interrompt en prophase I (stade dictyetène) et deviennent ainsi les ovocytes

I.

La phase de multiplication des ovogonies permet la constitution d’un stock folliculaire

dont l’importance dépend de l’espèce :

160 000 chez la brebis, 235 000 chez la vache, 20 000 chez la rate,

et 1000 000 chez la femme. Le stock dépend aussi de la race, de l’âge, du niveau

hormonal et du statut de reproduction des individus (Driancourt et al., 1991).

Le nombre de follicules primordiaux reste apparemment stable jusqu'à la 4ème année de

vie chez la vache, puis décline pour s’annuler vers la 20ème année (Drion et al., 1996).

Seuls les ovocytes I qui s’entourent de quelques cellules folliculaires et d’une lame

basale (future membrane de slavjanski) persistent pour former les follicules

primordiaux. Ainsi, bien que le nombre d’ovocytes I « culmine » durant la vie utérine, il

n’en reste qu’un petit nombre à la naissance (Drion et al., 1996) .

2/ La folliculogenèse

La folliculogenèse est l’ensemble des phénomènes qui caractérisent l’apparition, la

croissance, et la maturation des follicules. C’est encore la succession des différentes

étapes du développement du follicule depuis le moment où il sort de la réserve jusqu'à

l’ovulation, où au cas le plus fréquent jusqu'à l’atrésie (Driancourt et al., 2001a). En

effet, plus de 99% des follicules sont voués à l’atrésie, ils dégénèrent sans avoir pu

évoluer jusqu’à terme (Drion et al., 1996) .

20

Comme chez la plupart des espèces de mammifères, la folliculogenèse chez les bovins

commence pendant le développement fœtal (Maneesh et al., 2000). Les follicules

antraux sont observés dans les ovaires des fœtus vers la fin de la gestation.

La genèse des follicules dans l’ovaire des mammifères résulte d’une interaction

complexe entre prolifération, différenciation et atrésie à l’intérieur des vagues de

follicules en voie de maturation (Greenwald et Roy, 1994).

Les premiers événements détectables dans la transformation des follicules primordiaux

en follicules initiés à la croissance sont :

- l’incorporation de la thymidine tritiée par les cellules folliculeuses

- l’augmentation de la taille de l’ovocyte associée à une synthèse d’ARN et la formation

de la zone pellucide qui est responsable de la spécificité d’espèce pour la reconnaissance

par le spermatozoïde (Scaramuzzi et al., 1993 ; Drion et al., 1996).

Chez les mammifères, il existe deux phases dans la croissance des follicules dont les

mécanismes de régulation sont différents (Driancourt et al., 2001b) :

- La phase de croissance folliculaire basale (du stade primordial au stade pré-antral)

essentiellement dépendante de facteurs de croissance (GDF-9, Steel, IGF-1) ou

endocriniens (insuline) (Canty et al., 2003);

- La phase de croissance terminale c’est à dire du stade cavitaire qui varie en général

chez les mammifères entre 2 et 5mm, en particulier chez la vache : 2 à 3mm à

l’ovulation (Austin et al., 2002). Elle correspond à la durée de la phase folliculaire du

cycle : 4 jours chez la ratte, 2 à 3 jours chez la brebis, 5 jours chez la truie et la vache,

14-17 jours chez les primates.

3/ Aspects morphologiques de la croissance folliculaire

La phase de croissance folliculaire est définie comme l’intervalle entre le moment où le

follicule quitte la réserve et le moment où il atteint l’ovulation. Elle est contemporaine

de la croissance de l’ovocyte que le follicule contient (Driancourt et al., 2001a).

Les premières nomenclatures désignaient les follicules selon le stade de développement :

follicules primordiaux, follicules en croissance et follicules vésiculaires (Hulshof et al.,

1994).

Une nomenclature propre aux follicules en croissance est actuellement en vigueur

(Figures 2, 3) :

- les follicules primordiaux, les follicules primaires et les follicules secondaires

correspondent aux follicules préantraux ;

- les follicules tertiaires représentent les follicules cavitaires ou antraux ;

21

- le terme de follicule de De Graaf ne s’applique qu’au follicule mûr.

3.1/ Les follicules pré-antraux

Quand 2 à 3 couches de cellules folliculeuses sont formées, les cellules thécales se

différencient à partir du stroma et s’orientent en couches concentriques autour de la

membrane basale qui se transforme en membrane de Slavjanski faite de fibres de

collagène type IV, fibronectine, laminine et protéohéparane sulfate.

Ces follicules sont alors formés de deux ou plusieurs couches de cellules de la

granulosa. Leur diamètre est compris entre 0.05 et 0.1 mm.

Un follicule de 0,1 mm de diamètre comprend 10 000 cellules de granulosa environ chez

la brebis (Scaramuzzi et al., 1993). A ce stade, le développement du follicule se

caractérise par une augmentation de la taille de l’ovocyte associée à une prolifération

active des cellules folliculaires (Mariana et al., 1991). Dès lors, le follicule préantral,

possédant des récepteurs à la LH dans la thèque interne et à FSH dans la granulosa, est

potentiellement capable de répondre à une stimulation gonadotrope (Driancourt et al.,

1991). Chaque follicule comporte une vascularisation thécale, permettant le transport de

régulateur endocrine varié tel les IGF (Insuline-like Growth Factor). Des récepteurs à

IGF1 sont présents sur la thèque et la granulosa du follicule (Gougeon, 1996). Enfin, des

expériences de culture in vitro ont montré qu’il existerait des régulations entre follicules

(régulations paracrines) (Driancourt, 1997).

3.2/ Les follicules à antrum

Des espaces apparaissent entre les cellules de la granulosa des follicules de grande

taille. L’antrum apparaît d’abord, sous forme d’antrum diffus, comblant les espaces

entre les cellules et fusionnant ensuite en une seule cavité (Mariana et Machado, 1976).

Les thèques sont alors différenciées autour du follicule : thèque interne, d’aspect

glandulaire riche en cellules et capillaires et thèque externe riche en fibres de collagène

(Driancourt et al., 2001a) .

Pendant la formation de l’antrum, l’ovocyte atteint sa taille presque définitive (80%). À

partir de ce moment, le follicule s’accroît car la prolifération cellulaire continue mais

surtout, parce que l’antrum s’agrandit (Mariana et al., 1991). Au terme de sa

24

4/ Entrée en méiose

La date d’entrée en méiose des ovogonies se produit avant la naissance. Elle débute

spontanément, ou plus vraisemblablement, sous l’influence d’un facteur d’origine

mésonéphrotique, le MIS (Meiosis inducing substance) (Westergaard et al., 1985 ;

Dominko et First, 1997).

La substance induisant la méiose (MIS) est produite par les cellules du bord interne de

l’ovaire, dérivées du rete ovarii. C’est à cet endroit qu’a lieu la première rencontre entre

les cellules germinales et les cellules somatiques.

La compétence de l’ovocyte à terminer spontanément sa méiose (maturation nucléaire)

hors du follicule est acquise lorsqu’il est issu d’un follicule de diamètre supérieur à 2

mm. Ensuite, l’acquisition de la compétence au développement (maturation

cytoplasmique) augmente progressivement avec la taille du follicule dont l’ovocyte est

issu (Cognié et Baril, 2002).

In vivo, la compétence au développement (reprise de la méiose) des ovocytes est

influencée par leur environnement folliculaire (Mermillod et al., 1999 a), lui-même

régulé pendant la phase folliculaire du cycle sexuel par le niveau de pulsatilité de LH

(Oussaid et al., 1999).

II / Puberté

C’est le moment où l’individu acquiert la fonction sexuelle c’est à dire devient apte à

produire un gamète fécondant (chez le mâle) ou fécondable (chez la femelle); c’est un

préalable nécessaire à la mise à la reproduction. L’apparition de la puberté est repérée

concrètement dès que les premiers signes de l’activité sexuelle sont visibles : première

chaleur chez la femelle. Le déterminisme de l’apparition de la puberté provient de la

mise en place et du fonctionnement du système hormonal relatif à la reproduction,

impliquant l’hypothalamus, l’hypophyse et les gonades. Ce système contrôle l’apparition

du comportement sexuel, la mise en place de l’évolution des caractères sexuels

primaires et secondaires conduisant à l’existence du dimorphisme sexuel (Bonnes et al.,

1988).

L’âge de la puberté varie en fonction de deux principaux facteurs : le niveau alimentaire

et les facteurs génétiques. Il est de 6 mois à 1 an chez l’espèce bovine (Mc Donald,

1980; Diskin et al., 2003).

Chez les genisses de race locale Marocaine, l’âge à la puberté indiqué par la première

ovulation varie de 13.6 mois (Al Mandri, 1986) à 21.5mois (Hosaini-Hilali, 1986).

Indiqué par le premier œstrus, cet âge varie de 13.4 mois (Al Mandri, 1986) à 23.6mois

25

(Hosaini-Hilali, 1986). Il est de 17.8mois lorsqu’il est indiqué par le premier œstrus

ovulatoire (Dewulf et Lahlou-Kassi, 1983). Quand plus de 50% des génisses sont

cyclées, l’âge à la puberté est de 16.5 mois (Asri, 1984).

III/ Cycle sexuel

Le cycle sexuel peut être défini comme étant l’ensemble des modifications anatomiques

(au niveau de l’ovaire), hormonales (Figure 4) et comportementales qui se succèdent

entre deux œstrus (INRAP, 1988).

La physiologie du cycle sexuel est complexe et fait intervenir le niveau central :

hypothalamus et hypophyse et l’appareil génital par les ovaires et l’utérus. L’ovaire

règle à la fois sa propre production hormonale et la production ou le fonctionnement du

tractus génital. L’activité sur le tractus genital se fait à la fois directement et via l’axe

hypothalamo-hypophysaire (Figure 5).

28

1. Composante anatomique

Une fois formés, les ovaires sont assimilés à des glandes, situés dans la cavité

abdominale. Chez les mammifères, c’est un organe pair, appendu à la région lombaire et

pourvu d’une double fonction : gamètogène, assurant l’ovogenèse et endocrine, par la

sécrétion des hormones œstrogènes et progestatives (Barone, 1987).

Chez les bovins, ces gonades sont oviformes, légèrement aplaties, de couleur blanc-rosé,

leur grand axe est d’environ 1.5cm et elles présentent des bosselures plus ou moins

apparentes à leur surface qui correspondent à des follicules à des stades avancés de leur

évolution (Derivaux et Ectors, 1989).

1.1/ Vagues folliculaires

La régulation de la croissance folliculaire est complexe chez la vache.

En effet, à partir de la puberté, la croissance folliculaire est permanente, des vagues de

croissance fertile et abortive (atrétique) se succèdent.

En effet, à partir du pool de follicules ovariens, 15 à 30 follicules entament leur

croissance basale chaque jour et quittent donc la réserve. Au bout de 130 jours, certains

atteignent le stade de follicules tertiaires (début de la croissance terminale) et vont

rentrer dans le courant des vagues folliculaires.

Chaque vague consiste chez la vache en l’émergence, tous les 7 à 9 jours environ, de

plusieurs follicules tertiaires antraux (5mm de diamètre au moins), parmi lesquels

apparaît le follicule dominant (Ginther et al., 1989 ; Medan et al., 2005). Le follicule

ovulatoire étant issu de la dernière vague (Hunter et al., 1988 ; Drion et al., 1996).

Dans ce sens, de nombreuses études échographiques confirment la théorie des vagues

selon laquelle le développement folliculaire évolue sous la forme de croissances et de

régressions successives de plusieurs follicules (Sirois et Fortune, 1988 ; Knopf et al.,

1989 ; Taylor et Rajamahendran, 1991).

Trois phénomènes se succédent : recrutement, sélection et dominance (Drion et al., 1996).

- Le recrutement est l’entrée en croissance terminale d’une cohorte de follicules

gonadodépendants (diamètre : 2mm). Ces follicules ont dépassé le stade où

habituellement la plupart des follicules deviennent atrétiques. Le recrutement, est un

phénomène aléatoire, provoqué par l’augmentation transitoire du taux circulant de FSH

(Follicle stimulating Hormone).

- La sélection est l’émergence du (ou des) follicule(s) ovulatoire(s) parmi les

follicules recrutés. Cette sélection est secondaire à la réduction de FSH qui a initié le

recrutement.

29

En effet, le développement du groupe de follicules recrutés s’accompagne d’une

augmentation de la production d’œstradiol, mais également d’inhibine qui a un

rétrocontrôle négatif sur l’hypophyse et diminue la production de FSH. A l’exception du

(ou des) follicule(s) sélectionné(s) capable(s) de se développer en présence de faible

taux de FSH, les autres follicules rentrent en atrésie.

- La dominance fait suite à la sélection. Elle est exercée par le plus gros follicule

présent sur l’un ou l’autre ovaire. Le follicule dominant est le seul qui soit capable de

provoquer la régression de follicules en croissance, ou d’inhiber la croissance d’autres

follicules, et d’ovuler dans un environnement hormonal approprié. La dominance

correspond au blocage du recrutement et à la croissance rapide du volume du (ou des)

follicule(s) ovulatoire(s).

Bien que la FSH diminue, le follicule dominant persiste car il a acquis un mécanisme

d’auto stimulation interne (l’œstradiol qu’il produit amplifie sa synthèse d’IGF-l

(Insuline-like growth factor l) qui stimule sa synthèse d’œstradiol). La suite de

l’évolution du follicule dominant dépend de l’évolution de la progestéronémie.

Si la progestéronémie diminue, c’est à dire s’il y a lutéolyse, alors que le follicule

dominant est en phase de croissance, il ovule. Si, à l’inverse, la progestéronémie se

maintient à un niveau élevé après que le follicule dominant ait atteint sa taille maximale,

il commence sa régression, et une autre vague de croissance apparaît (Drion et al.,

1996).

Ce schéma de croissance folliculaire est également décrit en période pré- pubertaire

(Driancourt et al., 1991), en post partum et durant les 70 premiers jours de la gestation.

En effet, malgré la présence d’un corps jaune, l’émergence de vagues de croissance

folliculaire continue, mais sans phénomènes de sélection ni de dominance (Savio et al.,

1990).

1.2/ Croissance et maturation de l’ovocyte

L’ovocyte est une cellule hautement spécialisée qui doit subir une longue

différenciation le préparant à former avec le gamète mâle la première cellule souche

d’un nouvel être. En l’occurrence, il doit subir une longue évolution cytologique et

moléculaire durant toute la croissance folliculaire (Bevers et al., 1997).

1.2.1/ Croissance de l’ovocyte

Dès la naissance, le cortex ovarien contient un stock de follicules primordiaux

hébergeant des ovocytes bloqués en fin de prophase I méiotique (stade vésicule

germinative) entouré d’une couche squameuse de cellules somatiques.

30

Stimulés par des mécanismes mal élucidés, quelques follicules primordiaux entrent dans

une phase de croissance qui se traduit par la multiplication des cellules folliculaires

mais surtout de la croissance de l’ovocyte (Gosden et al., 1997).

La croissance de l’ovocyte continue et lorsque l’antrum se forme, l’ovocyte atteint

environ 80% de sa taille définitive (Mermillod et al., 1999a). Sa croissance continue de

manière ralentie, tandis que le volume du follicule croît régulièrement jusqu’à la

décharge gonadotrope ovulante. L’ovocyte reste bloqué en fin de prophase I méiotique

pendant toute la croissance folliculaire. Il acquiert d’abord la compétence à reprendre sa

méiose puis la compétence à assurer la fécondation et le développement (Eppig et al.,

1996).

Durant cette croissance de l’ovocyte, une différenciation du cytoplasme a lieu

parallèlement. En effet, les mitochondries s’accumulent dans le cytoplasme, au

voisinage du réticulum endoplasmique rugueux, et migrent dans le cortex durant la

phase finale de la maturation (Velilla et al., 2000). L’appareil de Golgi passe également

par une phase d’activité intense, participant à la formation de la zone pellucide et des

granules corticaux (Velilla et al., 2000). Les granules corticaux sont de petites vésicules

(200-600 nm), en nombre de 5000 dans un ovocyte de souris en fin de croissance. Ils se

positionnent contre la membrane plasmique dans la phase finale de la maturation de

l’ovocyte et jouent un rôle capital dans la fécondation en empêchant la polyspermie

(Guraya, 1983 ; Yoshida et al., 1990 ; Velilla et al., 2000).

Pendant la croissance, l’ovocyte accumule de grandes quantités d’ARN, augmentant

d’environ 300 fois son contenu en ARN total. Les transcriptions, d’abord très intenses,

diminuent lorsque l’ovocyte a atteint environ 80% de sa taille définitive. Elles

deviennent indétectables dès la reprise de méiose ; les 2/3 environ sont des ARN

ribosomaux, reflet de l’intense activité nucléaire observée pendant la période de

croissance de l’ovocyte jusqu’à l’apparition de l’antrum (Mermillod, 2001).

La capacité de synthèse protéique de l’ovocyte de mammifères est d’abord élevée puis

diminue au cours de la croissance. L’accumulation de certaines de ces protéines, très

spécifiques de l’ovocyte, a été bien suivie. C’est le cas de trois glycoprotéines

composant la zone pellucide (ZP1, ZP2 et ZP3), produites tout au long de la phase de

croissance de l’ovocyte et représentant jusqu’à 10% des synthèses protéiques totales de

l’ovocyte (Harrenstien et al., 2004).

1.2.2/ Maturation de l’ovocyte.

31

La maturation ovocytaire recouvre l’ensemble des changements nucléaires et

cytoplasmiques qui interviennent dans l’ovocyte I, à l’intérieur du follicule mûr suite à

la décharge gonadotrope ovulante (décharge de LH) (Mermillod, 2001).

On distingue deux grands événements :

- La reprise de la méiose depuis le stade vésicule gérminative (VG) jusqu’en

métaphase II ;

- la maturation cytoplasmique qui est l’acquisition de l’aptitude à une

fécondation normale et au démarrage du développement.

a. Aspects cytologiques de la maturation des ovocytes

a.1/ Rupture de la vésicule germinale

La rupture de la vésicule germinale se produit dans les heures qui suivent la décharge

gonadotrope ovulante (Mermillod, 2001). Elle commence par un plissement de

l’enveloppe nucléaire, en rapport avec le début de condensation de chromosomes,

attachés à l’enveloppe par une extrémité. Les pores nucléaires disparaissent puis

l’enveloppe se fragmente avant de disparaître elle même rapidement.

a.2/ Condensation des chromosomes

La condensation des chromosomes commence aux premiers signes d’ondulation de

l’enveloppe nucléaire à laquelle ils sont attachés, se poursuit après la rupture de la

vésicule germinative (Mermillod et Marchal, 1999b).

a.3/ Formation du fuseau chromosomique

Dans l’ovocyte, les centrioles disparaissent avant la croissance, dès le stade pachytène

.Il ne subsiste que du matériel péricentriolaire filamenteux dans lequel s’établissent des

MTOC (microtubules organizing center) formant les centrosomes de l’ovocyte. Les

MTOC émettent des microtubules qui rejoignent les kinétochores des chromosomes puis

migrent pour former les deux pôles d’un fuseau aplati, en forme de tonneau (Mermillod,

2001).

a.4/ Passage et arrêt en métaphase II

Chez la souris, la prométaphase (condensation des chromosomes et arrangement en

plaque métaphasique) dure environ 6 heures et la métaphase I dure 4 heures. Cette durée

importante est due sans doute au temps nécessaire à la synthèse et à l’assemblage du

fuseau méiotique. Anaphase et télophase sont visibles après 10 à 13 heures, en même

32

temps qu’une boursouflure de la membrane qui deviendra le premier globule polaire.

Ces deux phases sont rapides, les chromosomes homologues se séparent et migrent aux

pôles du fuseau alors que le corps intermédiaire, une région riche en filaments et tubules

participe à l’étranglement et finalement à l’expulsion du 1er globule polaire (Mermillod,

2001).

a.5/ Maturation cytoplasmique

La migration des granules corticaux (vésicules à contenu dense formées à partir de

l’appareil de golgi dans les ovocytes des follicules pré ovulatoires) est le trait le plus

marquant de la maturation cytoplasmique. Ces granules ont une localisation

cytoplasmique sous corticale diffuse dans l’ovocyte immature et dès la reprise de

méiose, migrent vers la zone corticale en s’associant au cytosquelette.

La migration des granules s’accompagne d’un rassemblement des autres organites

(mitochondries et appareil de Golgie) dans la région périnucléaire, ces déplacements

étant sous la dépendance des microtubules (Velilla et al., 2000).

La membrane des granules corticaux s’attache à la membrane plasmique par des ponts de

calpactine (protéine impliquée dans l’exocytose) et la libération de leur contenu dans

l’espace péri-vitellin au moment de la fécondation, ceci évite la polyspermie (Yoshida et

al., 1993).

La maturation cytoplasmique se traduit donc par l’acquisition d’un facteur de

décondensation de la tête du spermatozoïde après fécondation (Marquant-Leguienne,

1986).

b. Aspects moléculaires de la maturation de l’ovocyte

Parmi les aspects moléculaires qu’on observe au cours de la maturation ovocytaire, il y a

l’expansion du cumulus (Humblot et al., 2005), sur laquelle on peut se baser pour juger

de la maturation des ovocytes.

En effet, comme en attestent les expériences de maturation ovocytaire in vitro, la

présence de cellules de cumulus est importante pour la qualité de la maturation

cytoplasmique (Salustri et al., 1996). Des ovocytes débarrassés de leurs cellules de

cumulus et placés en culture sont capables d’accomplir leur méiose jusqu’en métaphase

II. Cependant, leur fécondation est anormale et ils ne peuvent se développer.

Cette expansion est sous la dépendance de la FSH du fluide folliculaire dont l’action

serait modulée par la LH.

33

In vitro, la FSH, provoque l’expansion du cumulus et pas la LH (Mermillod et Marchal,

1999b). In vivo, l’action de la FSH présente dans le fluide folliculaire avant le pic de

LH pourrait être bloquée par un inhibiteur. La LH lèverait cette inhibition lors du pic

ovulatoire (Cecconi et colonna, 1996).

L’expansion du cumulus pendant la maturation de l’ovocyte, résulte de l’accroissement

des espaces intercellulaires suite à la production par les cellules d’une matrice visco-

élastique abondante, composée d’acide hyaluronique (Mermillod et Marchal, 1999b).

Cette matrice permet à l’ensemble cumulus-ovocyte de conserver son intégrité même

après la dissociation des complexes de jonction. La synthèse d’acide hyaluronique par

les cellules du cumulus est sous la dépendance de la FSH. Certains facteurs de

croissance (EGF, IGF-I) agissent aussi sur l’expansion du cumulus.

En effet, des facteurs originaires de l’ovocyte interviennent dans ce phénomène, c’est

notamment le cas du « cumulus expansion enabling factor » (CEEF) ou facteurs

d’expansion du cumulus, molécule proche du TGF-β, produit du gène GDF-9 de

l’ovocyte.

Le produit de ce gène GDF-9, capable de réguler plusieurs aspects du métabolisme des

cellules somatiques du follicules (prolifération, synthèse des stéroïdes, d’acide

hyaluronique et de prostaglandines) est une illustration du dialogue existant entre

l’ovocyte et son environnement somatique (Elvin et al., 2000).

De leur part, Mermillod et Marchal, 1999b, ont rapporté que le rôle des cellules du

cumulus peut s’exercer par l’apport de métabolites vers l’ovocyte (tel que le gluthation)

et également par la transmission de signaux vers l’ovocyte. Ainsi, la stimulation de la

maturation de l’ovocyte bovin par l’hormone de croissance passe par le cumulus

(Izadyar et al., 1998).

D’un point de vu mécanique, l’expansion du cumulus est également importante

puisqu’elle facilitera le détachement du complexe cumulus oophorus-ovocyte et sa

capture par le pavillon lors de l’ovulation.

1.3/ Ovulation

Arrivé au terme de sa croissance le follicule forme à la surface de l’ovaire une saillie

conique et libère l’ovocyte, en réponse à une forte élévation des gonadotropines ou

décharge ovulante. L’ovulation se produit 11 à 12 heures après la décharge chez la

lapine, 29 à 31 heures chez la vache et 35 à 36 heures chez la femme.

L’ovocyte libéré est accompagné de la corona radiata, d’une partie du cumulus oophorus

et du liquide folliculaire.

34

Pendant le processus de l’ovulation, plusieurs changements structuraux et métaboliques

se produisent et entraînant une désorganisation du follicule et de là sa rupture

(Driancourt et al., 1991). C’est ainsi que :

• La thèque externe devient œdémateuse par diffusion du plasma sanguin.

• Les faisceaux de fibres de collagène de la thèque externe et de l’albuginée se

dissocient.

• Les cellules de la granulosa se détachent de la lame basale, cessent de se diviser

et perdent les jonctions perméables qui les unissent.

• Les cellules du cumulus subissent les mêmes transformations que les cellules de

la granulosa mais comme elles secrètent abondamment de l’acide hyaluronique,

leur dissociation est totale. L’ovocyte pilote cette sécrétion : le cumulus sans

ovocyte ne produit plus d’acide hyaluronique.

• Les cellules péri ovocytaires, dont les prolongements traversent la zone

pellucide, demeurent plus ou moins longtemps attachées à l’ovocyte, formant la

corona radiata. Chez les ruminants cette corona disparaît rapidement, elle ne

joue aucun rôle dans la fécondation.

• Peu avant la rupture du follicule, la lame basale séparant la granulosa de la

thèque interne disparaît par endroits et des vaisseaux sanguins néoformés

pénètrent dans la granulosa entraînant des cellules de cette thèque, préparant

ainsi la formation du corps jaune (Driancourt et al., 2001b).

• Au niveau de l’apex de la saillie conique les changements sont différents :

- les cellules de l’épithélium ovarien s’étirent et s’aplatissent

accompagnant l’extériorisation du follicule à la surface de l’ovaire.

- les cellules sous-jacentes de la granulosa, des thèques et de l’albuginée se

dissocient puis disparaissent par apoptose et nécrose.

- La rupture folliculaire s’achève par la désintégration complète de l’apex.

La pression intrafolliculaire diminue mais persiste entre la décharge de

LH et l’ovulation semble faciliter la rupture. Par contre, l’expulsion de

l’ovocyte et des cellules de la corona radiata résulte bien d’une

contraction du follicule.

1.4/ Corps jaune

Après la rupture du follicule, les cellules de la granulosa, nouvellement vascularisées,

s’hypertrophient et prolifèrent in situ pour former le corps jaune, alors que les cellules

35

de la thèque s’incorporent dans le tissu interstitiel de l’ovaire et participent à la

sécrétion des androgènes ovariens (Hunter, 1980).

Chez la plupart des mammifères, le corps jaune formé après l’ovulation a une durée de

vie limitée entre 4 et 21 jours si la femelle n’a pas été fécondée. Sa régression ou

lutéolyse permet l’apparition d’un nouveau cycle ovulatoire. La gestation induit un

blocage de la lutéolyse et la persistance du corps jaune cyclique en corps jaune gestatif

dont la sécrétion de progestérone est indispensable à l’établissement de gestation

(Leymarie et martal, 2001).

D’autre part, cette lutéinisation qui coïncide avec une augmentation très importante de la

sécrétion de progestérone est accompagnée dans toutes les espèces, sauf les primates, de

la disparition des sécrétions d’androgènes et d’œstrogène (Niswender et al., 2000).

2/ Composante hormonale

Le cycle d’activité de l’ovaire est en étroite relation avec les variations des profils

hormonaux qui se produisent au niveau de l’ovaire d’une part et au niveau du système

nerveux central et de l’axe hypotalamo-hypophysaire d’autre part.

Les sécrétions hormonales de l’hypothalamus, de l’hypophyse et de l’ovaire contrôlent

la succession des événements du cycle (INRAP, 1988).

2.1/ Hormones hypothalamiques

GnRH ou Gonadotropine Releasing Hormone ou gonadolibérine est l’hormone de

décharge ou encore l’hormone de libération (libérins) d’autres hormones (Gruyter,

1988).

Cette hormone est également nommée FSH-RH (Folliculo-Stimuline-Releasing

Hormone) ou LH-RH (Luteinizing Hormone-Releasing Hormone) (Hafez, 1993).

C’est une hormone protidique responsable de la synthèse et de libération de deux

hormones hypophysaires, les gonadotrophines FSH et LH (Bonnes et al, 1988). En effet,

de nombreuses situations expérimentales visant à supprimer ou à limiter la sécrétion de

la GnRH ont permis de montrer son importance sur la synthèse et la libération de FSH et

LH (Filicori et al., 1994). La GnRH joue manifestement un rôle pivot dans l’initiation,

la régulation et la suppression de la fonction reproductrice.

Elle a une sécrétion pulsatile, chaque pulse est formée de la somme de petites quantités

de GnRH, libérées chacune par un neurone (Caraty et al., 2001). Le pulse peut être

défini comme un épisode bref de libération hormonale dans le sang (Pelletier, 1983), il

36

est caractérisé par une montée rapide des concentrations sanguines suivie d’une

diminution de type exponentiel liée à la demi-vie de l’hormone.

2.2/ Gonadotrophines hypophysaires (FSH et LH)

Au début de l’œstrus, se produit une décharge de gonadotropines qui entraîne

l’ovulation, marquant la fin de la phase folliculaire et le début de la phase lutéale

(Driancourt et Levasseur, 2001c ; Medan et al., 2005).

Les gonadotrophines jouent un rôle central dans la régulation de la fonction de la

reproduction tant chez le mâle que chez la femelle ; elles sont en effet les intermédiaires

essentiels du système nerveux central sur les activités endocrines et gamétogéniques des

gonades (Medan et al., 2005).

La FSH et LH appartiennent à la famille des hormones glycoprotéiques à action directe

et unique sur les gonades chez le mâle et la femelle ; ce sont des hormones gonadotropes

ou gonadotrophines ou gonadostimulines : FSH (Follicule Stimulating Hormone) ou

follitropine ou hormone folliculo-stimulante et LH (Luteinising Hormone) ou lutropine

ou hormone lutéinisante (Bonnes et al., 1988).

La LH et la FSH confèrent à l’hypophyse une fonction de relaie amplificateur dans le

contrôle de la fonction de reproduction :

- par le système nerveux central, principalement sous l’impulsion de la GnRH

(Moenter et al., 1991 ; Bartolome et al., 2005).

- par des hormones périphériques et notamment les stéroïdes sexuels et l’inhibine,

via la circulation générale.

- par divers facteurs produits localement par les cellules folliculaires comme

l’inhibine, l’activine et IGF (facteurs de croissance) ainsi que leurs protéines de liaison

telle que : la follistatine.

D’autre part, la FSH accompagne la croissance du follicule secondaire en follicule

dominant dans les ovaires des mammifères et contrôle le développement des follicules,

elle est l’hormone de la phase folliculaire précoce (Erikson et Danforth, 1995).

Chez les bovins, il ressort que la FSH, joue un rôle important dans l’initiation du

développement folliculaire (Tanaka et al., 2001 ; Stenbak et al., 2001).

Elle stimule l’activation de l’aromatase et accélère la production des œstrogènes (Bao et

al., 1997).

En plus, la prolifération des cellules de la granulosa du follicule est induite par une

action autocrine de l’œstrogène, et stimulée par la FSH (Peters et McNatty, 1980). La

37

sécrétion de FSH se produit par pics, mais d’une façon moins marquée, et est régulée par

la sécrétion d’œstradiol et d’inhibine par les follicules.

Les principales fonctions de la LH sont la stimulation de la croissance folliculaire

(Bartolome et al., 2005), la maturation finale du follicule dominant par la stimulation de

la production d’œstradiol (Stock et Fortune, 1993), l’induction de l’ovulation et la

stimulation de la sécrétion de progestérone par le corps jaune.

En effet, le pic de LH induit par l’effet conjugué d’une hypersensibilité

hypophysaire et d’une sécrétion de GnRH hypothalamique permet la reprise de la méiose

par l’ovocyte, la rupture folliculaire et la lutéinisation des cellules de la granulosa

(Bartolome et al., 2005).

2.3/ Hormones ovariennes

Ce sont la testostérone, les œstrogènes, la progestérone. De nature lipidique, elles sont

fabriquées à partir du cholestérol et sont sécrétées principalement par les gonades mais

aussi par le placenta et les glandes surrénales (Bonnes et al., 1988).

Etymologiquement, œstrogène signifie «qui engendre l’œstrus ». Sécrétés

essentiellement par les follicules de l’ovaire, les œstrogènes ont pour rôle primordial de

provoquer l’œstrus ou chaleurs.

L’augmentation du nombre des jeunes follicules antraux coïncide avec l’accumulation

d’œstradiol dans l’antrum. L’œstradiol, stimule la prolifération des cellules de la

granulosa et la formation de l’antrum (Peters et McNatty, 1980). L’effet lutéolytique de

l’oestradiol a été rapporté par Colazo et al.,(2005) :Une perfusion d’oestradiol induit

l’atrésie folliculaire suite à la baisse du taux circulant de FSH. A partir du moment où la

concentration en oestradiol décline, un redressement du taux de FSH a lieu et une

nouvelle vague folliculaire émerge 24 heures après.

La progestérone signifie « qui permet la gestation ». Sécrétée essentiellement par le

corps jaune de l’ovaire, la progestérone est d’abord l’hormone responsable du maintien

de la gestation (Graham et Clarke, 1997).

La progestérone, exerce un rétrocontrôle négatif sur la production de GnRH, FSH et LH.

2.4/ Autres hormones

a/ Les Prostaglandines

Ensemble de molécules de nature lipidique, synthétisées par de nombreuses cellules

sécrétrices, les prostaglandines sont présentes dans presque tous les tissus de

l’organisme des mammifères, elles exercent des rôles multiples, en général par action

locale ou de voisinage.

38

Les prostaglandines permettant l’éclatement du follicule au moment de l’ovulation.

Elles déclenchent la régression du corps jaune ou lutéolyse. Elles entretiennent les

contractions du myomètre au moment de la mise bas. Les prostaglandines sont

essentiellement d’origine utérine.

b/ Ocytocine

L’ocytocine, appelé aussi oxytocine, est un nanopeptide formé au niveau des noyaux

supra-optiques et paraventriculaires de l’hypothalamus, et transporté puis stocké par la

posthypophyse. Ses principales cibles sont l’utérus et les glandes mammaires. Elle

intervient chez la femelle au moment de la mise bas et de l'éjection du lait.

2.5/ Régulations hormonales

a. Contrôle de la sécrétion de la GnRH

Chez les mammifères, l’initiateur et le régulateur fondamental de la fonction

reproductrice est la GnRH (gonadotrophin releasing hormone ou gonadolibérine), qui est

synthétisée et libérée par les neurones de l’hypothalamus. La GnRH se lie aux récepteurs

spécifiques situés sur les cellules gonadotropes de l’antéhypophyse ce qui provoque la

synthèse et la libération des gonadotropines, l’hormone folliculo-stimulante (FSH) et

l’hormone lutéinisante (LH).

La FSH, à son tour agit spécifiquement sur les petits follicules ovariens pour stimuler

leur croissance, tandis que la LH agit sur le follicule dominant mûr pour provoquer la

maturation finale et l’ovulation qui en résulte (Drion et al., 1996).

La GnRH est secrétée par l’hypothalamus sous forme de décharges ou de manière

épisodique, chaque décharge de GnRH provoquant la décharge de LH par

l’antéhypophyse. La caractéristique fondamentale de la sécrétion des hormones

hypothalamo-hypophysaires (GnRH, FSH, LH) est la pulsatilité; en d’autres termes, leur

sécrétion n’est pas continue mais passe par un maximum très bref, pulsation ou

« pulse », à la suite duquel la concentration plasmatique décroît progressivement jusqu'à

une valeur minimale où elle stagne jusqu'à la prochaine élévation brève.

L’amplitude des pulsations est constante alors que leur fréquence varie, son

augmentation provoquant alors un accroissement de la concentration de l’hormone dans

le sang (Marie, 1996).

La sécrétion de GnRH est régulée par des facteurs internes et externes :

-Facteurs internes : Les principaux facteurs internes qui régulent la sécrétion de

GnRH sont les hormones stéroïdes ovariennes, la progestérone et l’oestradiol. La

39

progestérone agit sur les neurones de la GnRH pour diminuer la sécrétion de GnRH en

abaissant la fréquence des décharges de GnRH, tandis que les effets de l’oestradiol sur

la femelle dépendent de la présence ou de l’absence de concentrations de progestérone

durant la phase lutéinique. Lors de la phase lutéinique où les concentrations de

progestérone sont élevées, l’oestradiol agit en synergie avec la progestérone pour

diminuer la sécrétion de GnRH par l’hypothalamus, c'est-à-dire qu’il y a une rétroaction

négative sur la GnRH (Archbald et al., 1993). Lors de la phase folliculaire, en l’absence

de progestérone et en présence de fortes concentrations de GnRH, l’oestradiol sécrété

par le follicule pré-ovulatoire a une rétroaction positive sur la GnRH, ce qui provoque la

prolongation d’une sécrétion élevée responsable des pics pré-ovulatoires de LH et de

FSH (Drion et al., 1996).

-Facteurs externes : les principaux facteurs externes qui affectent la sécrétion de

GnRH sont : le statut nutritionnel de la vache (Armstrong et al., 2002) et le stimulus

d’allaitement chez la vache allaitante. Le mécanisme selon lequel l’alimentation affecte

la sécrétion de GnRH n’est pas éclairci mais le programme d’alimentation et l’état

corporel réel de l’animal sont tous deux importants.

b. Contrôle de la sécrétion de LH et de FSH.

L’action de la GnRH sur l’antéhypophyse peut également être influencée par des

hormones spécifiques produites par le follicule. La plus intéressante de toutes est

l’inhibine. Cette hormone supprime sélectivement la libération de FSH par

l’antéhypophyse sans affecter la sécrétion de LH (Mermillod et Marchal, 1999b).

L’activine stimule aussi la synthèse de FSH et l’équilibre entre ces deux facteurs peut

déterminer le niveau de sécrétion de FSH.

La libération différentielle de LH et de FSH par la même cellule gonadotrope requiert

des mécanismes de contrôle intracellulaires différents.

Les gonadotropines synthétisées sont stockées dans des granules sécrétoires à l’intérieur

du cytoplasme, et sont secrétées par action différentielle par exocytose (Mermillod et

Marchal, 1999b).

Il apparaît que le stockage de LH se prolonge durant le cycle oestral, mais le stockage de

FSH est de courte durée.

Durant le cycle œstral de la brebis, jusqu’à 50% de FSH est libérée chaque jour, tandis

que seulement 1 à 5% de LH est libérée. Par contre jusqu’à 70% de la LH totale est

libérée durant la montée préovulatoire (Figure 3). Il est à présent évident que la LH est

40

étroitement régulée par la GnRH (Gazal et al., 1998), mais aussi par un contrôle local

via les interactions de l’inhibine et de l’activine (Mermillod et Marchal, 1999b)

Chez la vache, les facteurs qui diminuent la fréquence des décharges de LH et

empêchent par conséquent l’ovulation sont : le déficit énergétique en post partum ou

pendant les périodes de sécheresse (Beam et Butler, 1999), une mauvaise nutrition,

mauvais état corporel, perte supérieure à 10% du poids corporel après le vêlage et une

durée d’allaitement supérieure à 6 semaines après le vêlage.

3/ Composante comportementale

3.1/ Saisonnalité

La plupart des mammifères présentent des cycles annuels de reproduction caractérisés

par la succession d’une période d’activité sexuelle plus ou moins longue appelée saison

sexuelle et d’une période de repos, résultant de la mise en silence de la fonction

gonadotrope, appelée saison d’anœstrus ou anœstrus saisonnier (Martinet et Mondain-

Monval, 1991).

Cependant, une vache post-pubérale non gestante bien nourrie sous des conditions

environnementales ordinaires de domestication est vraiment un animal polyœstrien non

saisonnier.

Bien que la vache n’ait pas une reproduction saisonnière, plusieurs études indiquent que

la vache atteint une fertilité élevée au printemps et basse durant l’hiver et l’été (Mc

Donald, 1980 ; DeRensis et Scaramuzzi, 2003).

En effet, les températures saisonnières élevées provoquent des changements

endocriniens et une altération de la fonction endocrine : diminution de la sécrétion

d’œstradiol, augmentation de la progesteronémie et perturbation des mécanismes de

maturation ovocytaire et d’ovulation (Hochi et al., 1993 ; Berthelot et Bergonier, 1995 ;

Rocha et al., 1998; DeRensis et Scaramuzzi, 2003).

D’autre part, l’équipe de Miettinen et al., (1991) a constaté que l’effet de la saison sur la

fonction ovarienne passe par le pâturage et qu’une balance énergétique négative induite

par un pâturage inadéquat qui affecte négativement les performances de reproduction.

Dans le même sens et dans les conditions de reproduction in vitro, l’effet dépressif de

l’été sur la qualité des ovocytes de la race Holstein est évident, il a été montré, que la

proportion d’ovocytes et d’embryons arrivés au stade blastocyste au bout de huit jours

étaient plus élevées en hiver qu’en été (AL -Katanani et al., 2002).

Le stress thermique altère le développement folliculaire en réduisant la production

d’hormones stéroïdiennes (Wolfensen et al., 1997 ; Wilson et al., 1998). Ces

41

changements dans les concentrations des stéroïdes folliculaires pourraient rompre la

croissance de l’ovocyte.

De même (Badinga et al., 1993) ont montré, que le stress thermique pendant la saison

d’été réduit la croissance du follicule dominant et induit une dominance incomplète.

De cette dominance incomplète résulte la ponte d’ovocytes à partir de follicules âgés qui

hébergent des ovocytes à compétence réduite (Mihm et al., 1999).

Par ailleurs, l’élévation de la température affecte négativement la croissance de

l’ovocyte et la synthèse protéique nécessaire pour le développement embryonnaire (AL

Katanani et al., 2002).

3.2/ Œstrus

L’œstrus (ou chaleurs) est l’événement caractéristique du comportement sexuel de la

femelle. C’est la seule période où la femelle est réceptive.

En dehors de cette période, aucune activité n’est visible (Bonnes et al., 1988).

L’œstrus est le résultat de l’action de l’œstradiol sur le système nerveux central et

amenant jusqu’aux manifestations psychiques de la chaleur. Durant 14 à 18 heures, la

vache est en œstrus, elle est anxieuse et sans repos, son appétit diminue (Bonnes et al.,

1988). A la fin de l’œstrus, le système nerveux de la vache commence la libération

d’œstradiol et les manifestations psychiques de la chaleur cessent. L’œstradiol est libéré,

la LH atteint le pic, cause l’ovulation et aide dans la formation du corps jaune (Mc

Donald, 1980).

Les premières chaleurs peuvent être retardées en cas de déficit énergétique. En effet, des

niveaux faibles de progestérone au milieu du cycle œstral ont été signalés lorsque le

bilan énergétique est faible (Yung et al., 1996 ; Mackey et al., 1999).

42

Chapitre II : Facteurs de variation de la production des ovocytes et de leur qualité

I/ Facteurs endogènes

1/ Race

Les ovocytes issus de vaches à haut niveau génétique donnent après maturation et

fécondation in vitro un taux plus faible de blastocystes par rapport à ceux prélevés de

vaches à niveau génétique moyen (Snijders et al., 2000). Ils concluent que la qualité des

ovocytes contribue probablement à la réduction de fertilité toujours évidente chez les

vaches à haut niveau génétique.

D’autre part, il existe des races telle que la race Buffalo chez laquelle la population

folliculaire visible à la surface des ovaires est très pauvre comparativement à d’autres

races Européennes ou autres (Kumar et al., 1997).

Lucci et al., (2002), ont révélé par exploration histologique que la race Zebu (Bos

indicus) a une population folliculaire en particulier les follicules préantraux

quantitativement similaire à celle rencontrée chez les vaches Bos taurus des pays

tropicaux.

Pour Nibart, (1991), il n’y aurait pas de différences significatives en terme de

production d’embryons après super ovulation entre les trois races laitières Françaises

Frisonne, Normande et Montbelliarde.

2/ Age

Dans les conditions de développement in vitro des ovocytes où leur qualité peut être

jugée par leur aptitude au développement, il ressort de nombreux travaux que l’âge de la

donneuse influe sur cette aptitude.

Ainsi, il a été démontré que le pourcentage d’œufs qui arrivent au stade blastocyste est

plus faible quand les ovocytes sont issus de génisses par rapport à ceux issus de vaches

(Revel et al., 1995; Driancourt et al., 2001b).

En effet, la steroïdogenèse dans des follicules issus de génisses s’est révélée dix fois

plus réduite que celle de follicules issus de vaches (Driancourt et al, 2001b).

Les résultats de Peters et al.(2001) montrent aussi que les ovocytes récoltés de gilts pré

pubères ont des potentialités au développement in vitro inférieurs à ceux récoltés à

partir des gilts adultes.

L’effet de l’âge sur la production des ovocytes résulte en partie de l’altération de

l’expression de la protéase tissu-type plasminogen activator (tPA) (LaPolt et Lu, 2001).

C’est une protéase impliquée dans la rupture folliculaire, elle induit la dissociation des

43

fibres de collagène présentes dans la thèque, l’albuginée et l’épithélium ovarien présent

au niveau de l’apex folliculaire. L’altération de l’expression de la protéase tissu-type

plasminogen activator (tPA) est probablement due à une baisse de sécrétion pulsative de

LH (Drion et al, 1996).

Chez l’espèce équine, l’effet de l’âge sur la production des gamètes est différent des

données précédentes. Ainsi, (Hochi et al, 1993) ont révélé que l’âge de la donneuse

d’ovocytes n’a pas d’effet sur le rendement et la qualité des ovocytes. Il y a donc peut

être une tranche d’âge où le rendement en ovocytes est optimal.

3/ Etat physiologique

D’après plusieurs travaux, l’activité ovarienne dépend de l’état physiologique de la

femelle. Ainsi, les résultats de Abdoon et al., (2001) montrent que le nombre de

follicules antraux diminuent significativement chez les vaches gestantes de la race

Buffalo ; alors qu’il augmente chez les vaches cyclées de la même race et qu’un grand

pourcentage d’ovocytes nus (de qualité non sélectionnée pour la maturation in vitro

(MIV)) est obtenu à partir des ovaires de vaches en anœstrus ou gestantes.

De même, le nombre d’ovocytes ponctionnés chez une dromadaire gestante est

significativement inférieur à celui obtenu à partir d’une femelle non gestante (Torner et

al., 2003). De leur part, Kendrick et al., (1999) montrent que le nombre d’ovocytes

augmente linéairement chez la vache à partir du 30ème au 100ème jour post-partum.

4/ Phase du cycle

Les études visant à savoir si la période du cycle ovarien affectait le rendement en

ovocytes lors de la récolte de ces derniers en vue de leur maturation in vitro ont

démontré que la présence d’un follicule dominant diminuait les résultats (Laizeau,

2003).

En effet, la présence d’un follicule dominant affecte négativement le résultat de la super

ovulation et de la collecte des ovocytes par OPU (ovum pick-up) (Adams et al., 1993), le

nombre de follicules qui s'engagent dans le processus de la folliculognèse reste bas.

Pour remédier à cela, les auteurs préconisent l’élimination du follicule dominant avant

l’injection de la PMSG, (Laizeau, 2003).

Dans le même sens, Machatkova et al., (2004),ont rapporté que le nombre et la qualité

des ovocytes collectés étaient meilleurs en phase de croissance qu’en phase de

dominance du cycle.

44

Les travaux de Machatkova et al., (2000) et de Abdoon, (2001) ont révélé que la période

du cycle œstral affecte la qualité de l’ovocyte destiné à la production d’embryons bovins

in vitro et ont constaté que la présence d’un corps jaune (CL) stimule le développement

d’un grand nombre de follicules qui donnent des ovocytes de bonne qualité.

II/ Facteurs exogènes :

A/ Nutrition

Fonction de luxe, la reproduction est la première touchée par toute erreur alimentaire

quelle qu’elle soit, comme elle est la dernière à subir les effets d’une correction adéquate

(Wolter, 1973). L’animal mal alimenté par rapport à ses besoins cherche à économiser de

l’énergie en mettant en veilleuse son aptitude à la reproduction.

Les conséquences d’une diminution des apports nutritionnels vont selon l’intensité de la

perturbation, d’une diminution du taux d’ovulation, visibles chez les espèces poly-

ovulantes, à une irrégularité des cycles voire un arrêt total de la cyclicité (Chilliard et

al., 1998 ; Monget et al., 2001 ; Diskin et al., 2003).

L’alimentation a une influence sur la reproduction des vaches par différentes

composantes :

- L’équilibre énergétique, l’énergie est un facteur très important dans le maintien

de la fonction de reproduction (Enjalbert, 1998).

- L’apport protéique (Ferguson et Chalupa., 1989).

- Les vitamines dont certaines sont essentielles à la production des gamètes

(Butler et Smith., 1989; Hurley et Doane, 1989).

- Les minéraux (Atherthon, 1994).

1/ Déficit énergétique

La balance énergétique est définie chez les bovins comme l’énergie nette consommée

moins l’énergie requise pour l’entretien et la production. Une ingestion insuffisante

d’énergie, de protéine, de vitamines et de micro et macro- minéraux ont tous été associés à une

faible performance reproductive.

De toutes ces composantes nutritionnelles, l’énergie est probablement le facteur le plus

intimement relié aux faibles performances reproductives des vaches.

En effet, l’alimentation, et en particulier la couverture des apports énergétiques, est un

facteur de variation de la production d’ovocytes (Armstrong et al., 2001).

45

Les performances de reproduction des femelles sont plus fortement perturbées que celles

des mâles lorsque les besoins énergétiques ne sont pas couverts, soit en cas de sous-

alimentation (due à la sécheresse par exemple) ou de malnutrition, soit en cas de forte

augmentation des besoins : allaitement, gestations, (Ferguson,1996; Enjalbert, 1998).

Les bilans énergétique et protéique dans une ration influencent considérablement les

différentes composantes du cycle sexuel de la vache (Fergusson et Chalupa, 1989).

Ainsi, Butler et Smith (1989) ont montré que la durée des intervalles vêlage-1ère

ovulation et vêlage-conception apparaît directement lié au bilan énergétique et à la

vitesse de mobilisation des réserves corporelles.

D’après la littérature, le déficit énergétique est celui dont les conséquences sont les plus

graves : retard d’ovulation, chaleurs silencieuses, baisse du taux de réussite de

l’insémination artificielle (Enjalbert, 1994; Butler, 2000).

De leur part, Boland et al., (2001) rapportent que les vaches dont l’énergie apportée est

réduite, présentent des follicules dominants de petite taille et davantage de cycles

comportant trois vagues folliculaires.

Une alimentation à faible apport énergétique ou mal équilibrée est en élevage bovin une

cause de nombreux troubles de la reproduction, et la cause dominante des anœstrus

anormalement prolongés après vêlage (Atherthon, 1994 ; Butler, 2000).

1.1/ Mode d’action du déficit énergétique

Les mécanismes par lesquels la nutrition affecte la reproduction sont peu connus ou

incertains. Cependant, il a été rapporté que plusieurs hormones du métabolisme, qui sont

sous la dépendance des apports alimentaires influencent la reproduction (Scaramuzzi et

Murray, 1994).

Ryan et al., (1994), ont trouvé une relation entre les concentrations en IGF1 dans le sang

et la note d’état corporel ; les animaux ayant une note d’état trop haute ou trop basse

avaient de plus faibles concentrations en IGF1 que ceux avec une note intermédiaire.

Chez la vache, l’augmentation des concentrations sériques en IGF-1, consécutive à un

traitement par l’hormone de croissance, provoque un doublement de la population des

follicules « sélectionnables » de 3 à 5mm de diamètre, sans conséquences sur les

niveaux sériques en FSH et LH.

L’importance de l’alimentation et du métabolisme énergétique sur la fertilité se

manifeste le mieux au niveau de la régulation de l’activité gonadique par le système

nerveux central.

46

Les hypothèses les plus couramment admises font appel aux rôles de l’insuline et des

IGF1 (Insuline like growth factor) (Butler, 2000 ; Monget et Martin, 1998). Les IGF

sont synthétisés par le foie sous stimulation de la GH, sauf lors de déficit énergétique. Si

le rôle des faibles teneurs circulantes en insuline et IGF est à peu près admis, le site

d’action de ces déficits hormonaux est moins clair. Cependant, ont été constatées :

- une diminution de sécrétion de GnRH par l’hypothalamus (Terqui et al., 1982).

- une baisse de la sécrétion de la LH par l’hypophyse, et surtout une diminution

de la pulsatilité de cette sécrétion de LH (Butler et Smith, 1989).

- un ralentissement de la croissance folliculaire et donc un retard d’ovulation

(Lucy et al., 1991) ;

- une faible sécrétion de progestérone par le corps jaune (Canfield et Butler,

1991).

D’autre part, Spicer et al., (1990) ; ont constaté que seulement 16,7% des premières

ovulations s’accompagnent de chaleurs observables en bilan énergétique négatif, contre

60% sur les vaches en bilan énergétique positif. L’origine de ces désordres est double :

- une altération de la sensibilité de l’ovaire à l’action de la LH.

- une modification de la pulsabilité de sécrétion de la LH (Butler, 2000).

La relation d’interdépendance entre l’énergie et les hormones de reproduction est due au

fait que le métabolisme, le transport et même l’action de ces composés nécessitent de

l’énergie.

De même, O’Collaghan et al., (2000), rapportent qu’une suralimentation ou une sous-

alimentation peuvent altérer les concentrations hormonales dans le fluide folliculaire.

En effet, chez la truie, une restriction alimentaire en fin de phase lutéale et en début de

phase folliculaire induit une diminution du taux d’ovulation et de la sécrétion

d’œstradiol (Cosgrove et al., 1992).

1.2/ Déficit énergétique et établissement de la puberté : rôle de la leptine.

Monget et al., (2001), ont reporté que dans des situations où la masse adipeuse est

réduite (restriction alimentaire, période de sécheresse, déficit énergétique, dépense

métabolique excessive), le niveau de leptine est abaissé et la puberté est retardée.

En effet, la leptine est une hormone sécrétée par les adipocytes qui sert de signal

métabolique aux aires du cerveau commandant la satiété et le métabolisme (Chilliard et

al., 1998 ; Barb et Kraeling, 2004).

Récemment, Liefers et al., (2003) ont suggéré que la leptine pouvait servir de signal

métabolique au système reproducteur via une action directe sur l’ovaire. Les auteurs ont

47

en effet montré que les récepteurs à la leptine étaient exprimés dans les ovaires bovins et

plus particulièrement dans les follicules quelle que soit leur taille (Tartaglia, 1997). Par

contre, les corps jaunes ne présentent pas ces récepteurs (Bocquier et al. 1998).

Un mécanisme possible de régulation de la reproduction par la leptine mettrait en jeu un

transport de la leptine aux neurones à β- endorphine, qui agiraient sur les neurones à

GnRH (Liou et al., 1997). La leptine aurait également un effet local dans l’ovaire, en

régulant la taille des follicules et certainement la qualité des ovocytes (O’Callaghan et

Boland, 1999). Toutefois, le rôle de la leptine dans le fonctionnement ovarien est

complexe et doit être précisé chez les ruminants (Bocquier et al., 1998).

Le taux circulant de leptine est diminué par une réduction de la prise alimentaire, et ceci

est dû, en partie à la baisse de l’insulinémie. Cette hypo-leptinémie pourrait constituer le

signal informant l’organisme d’un état de sous nutrition. La leptine pourrait être un

signal métabolique, dont la diminution stimulerait l’appétit et diminuerait la dépense

énergétique, tout en inhibant la reproduction (Bocquier et al., 1998 ; Delavaud et al.,

2002).

1.3/ Déficit énergétique et croissance folliculaire

L’état nutritionnel des vaches et notamment l’apport énergétique est le facteur clé dans

la régulation de la croissance folliculaire et de la qualité de l’ovocyte. Un régime riche

en énergie augmente la vitesse de croissance folliculaire via le système IGF folliculaire

et diminue la qualité des ovocytes par des urémies élevées (Armstrong et al., 2002).

Il apparaît qu’un déficit énergétique suite à une restriction alimentaire a un effet

immédiat non seulement sur le taux de croissance folliculaire et son diamètre maximal,

mais affecte aussi la capacité du follicule à ovuler (Diskin et al., 2003). En effet, une

déficience énergétique altère la capacité des follicules à produire suffisamment

d’œstradiol pour assurer l’ovulation chez la vache.

Dans le même sens, une faible sécrétion de progestérone par le corps jaune a été notée

lors d’un déficit énergétique (Lucy et al., 1991 ; Reksen et Ropstad, 2002).

D’autre part, les bilans énergétiques négatifs contrarient le développement des

sécrétions pulsatiles de LH nécessaires au développement des follicules ovariens et à

l’ovulation, en particulier la maturation du follicule de De Graff, voire un arrêt

transitoire de l’activité ovarienne (Wolter, 1973).

De même Murphy et al., ( 1991), ont rapporté qu’une alimentation faible ou pauvre en

énergie est à l’origine de la réduction du diamètre du follicule dominant et de sa

persistance dans la vague folliculaire durant le cycle œstral de la vache. Ils rapportent

48

aussi que la restriction alimentaire tend à augmenter la proportion des cycles œstraux à 3

follicules dominants. (Lucy et al., 1991).

Lors du déficit énergétique, la diminution de concentration sérique en IGF1 observée se

traduit par une baisse de la teneur en IGF1 dans le fluide folliculaire des petits follicules

(moins de 7 mm). Seuls les follicules dont le développement aurait démarré après la fin

d’une période de fort déficit énergétique pourraient conduire à une possibilité

d’ovulation, fécondation et nidation normales (Benoit et al., 1996).

D’autre part, le rôle de l’IGF-1 dans la régulation de la folliculogenèse et son lien avec

le niveau d’apport énergétique fournit donc une relation possible entre nutrition et

folliculogenèse au niveau ovarien plus spécialement.

De leur part, Kendrick et al., (1999) ; Burns et al., (1997) ; Reksen et Rospostad.,

(2002), ont signalé que le déficit énergétique est responsable de troubles de l’activité

ovarienne en l’occurrence la folliculogenèse et la sécrétion hormonale : IGFI,

Progestérone, et œstrogène.

Une situation alimentaire favorable (en particulier vis à vis du bilan énergétique)

s’accompagnant de teneurs plasmatiques en IGF-1 élevées serait donc un stimulant de la

croissance folliculaire (Beam et Butler, 1999). De plus, l’IGF-1 augmente la sensibilité

des cellules de la granulosa à la stimulation par FSH (O’Callaghan et Bolland, 1999).

1.4/ Déficit énergétique et composante hormonale

L’apport en énergie influe sur une grande variété de mécanismes endocriniens, neuraux

et métaboliques. Parmi ces effets, il a été mentionné les changements dans la sécrétion

de la FSH, LH et dans la production de la progestérone pendant le cycle œstral, les

variations de la sensibilité de l’hypophyse et de l’hypothalamus aux stéroïdes et les

changements dans l’activité ovarienne tels que mesurés par la sécrétion hormonale, le

développement des follicules et l’ovulation (Short et Adams, 1988).

De leur part, Mackey et al., (1999) rapportent qu’une absence d’ovulation est toujours

associée à une absence de pic pré-ovulatoir de LH et de FSH et pas nécessairement

associée à une absence d’élévation d’œstradiol en

Pré-œstrus. L’augmentation de la concentration d’œstradiol en pré œstrus parait

dépendre de l’intervalle de temps entre le début de la restriction alimentaire et

l’anovulation.

Dans le même sens, il a été souligné que les effets de la nutrition sur la reproduction

sont souvent dus aux altérations de l’axe hypotalamo-hypophyso-ovarien (Chalupa et

Fergusson, 1989 ; De Rensis et Scaramuzzi, 2003).

49

Les insuffisances énergétiques provoquées par la non disponibilité d’aliments

énergiquement concentrés à cause de la sécheresse ou en post-partum par exemple,

induisent la modification des lipides de l’organisme (Baird, 1982 ; Herdt et Emery,

1992) et la perturbation de la sécrétion hormonale dont la progestérone et l’œstrogène

(Butler, 2000).

Un équilibre énergétique négatif agirait probablement de la même manière que la sous-

nutrition et pourrait intervenir dans le retard de l’activité ovarienne en abolissant la

sécrétion pulsative de LH (Butler et Smith, 1989).

Il a été rapporté que lors d’une sous-alimentation des vaches, la progestéronémie est

élevée (Meikle et al., 2004). Ceci pourrait être du à une réduction du catabolisme de la

progestérone par le foie qui se trouve en surcharge rencontré lors de déficit énergétique.

De plus, comme les stéroïdes sont stockés dans les graisses, n’importe quel régime

nutritionnel entraînant une lipomobilisation pourrait provoquer un relargage de

progestérone.

51

1.5/ Indicateurs de la modification du statut énergétique

a/ B.C.S. (Body Condition Score ou note de l’état corporel)

Le B.C.S. traduit l’état nutritionnel et l’état d’engraissement de l’animal à travers la

quantité de tissu adipeux accumulée sous la peau.

Busato et al. (2002), ont montré une bonne corrélation entre le B.C.S. et le profil

métabolique et les hormones liées au métabolisme énergétique chez les vaches normales.

Bien que ce soit une méthode subjective pour estimer les réserves corporelles chez la

vache laitière (Bocquier et al., 1999), la note d’état corporel a, de ce fait, été proposée

comme un outil de gestion de la nutrition, de la reproduction et de la santé dans les

élevages laitiers (Wright et Russel, 1984 ; James et al., 1994).

Domecq et al., (1995) ont rapporté que la mesure des graisses sous la peau des vaches

par une ultra sonde est significativement associée avec le B.C.S. Ils suggèrent que les

résultats d’évaluation visuelle des graisses sous la peau des vaches sont les mêmes que

ceux donnés par la technique de l’ultra sonde.

Cette méthode, visuelle ou par palpation, permet l’évaluation des matières grasses

corporelles, particulièrement sur les proéminences osseuses de la région pelvienne et

épineuse.

Ces repères anatomiques précis peuvent être évalués selon diverses échelles établies,

avec la note la plus faible attribuée à l’état de cachexie et la note la plus élevée accordée

à un état obèse.

Ainsi, Eaerle (1976) a proposé une échelle de 8 grades ; Pullan (1978) a décrit une

méthode permettant de noter les vaches de race Fulani, au Nigéria, selon une échelle de

0 à 5. De même, un autre système de 10 points a été développé par Grainger et

McGowan (1982).

Edmonson et al. (1989) ont proposé une échelle variant de 1 à 5.

Ces méthodes d’estimation ont l’avantage, tout en restant subjectives, de posséder une

reproductibilité et une répétitivité élevées (Agabriel et al., 1992).

Le B.C.S. a été pris en compte dans des travaux antérieurs qui s’intéressent aux

interactions nutrition production de gamètes (Snijders et al., 2000).

En effet, plusieurs études montrent une relation entre la note de l’état corporel et la

production d’ovocytes, ainsi les résultats de Dominguez, (1995) ; PushPakumara et al.,

(2003), ont montré qu’un B.C.S. faible (< 2) influe négativement à la fois sur le nombre

et la qualité des ovocytes.

De même, (Rind et al., 1989 ; Drion et al., 1996) ont révélé que les vaches à B.C.S.

faible (<2) ont moins de follicules en développement durant la phase lutéale du cycle

52

œstral et tendent à produire moins d’ovocytes pendant la phase folliculaire,

comparativement aux vaches à B.C.S. meilleur (≥ 3) .

Dans le même sens, Britt et Williams, (1992) ont rapporté que la qualité de l’ovocyte

dépend des conditions nutritionnelles sous lesquelles le follicule a commencé son

développement c’est à dire au moment de son recrutement dans la vague folliculaire. La

durée de croissance d’un follicule primaire à un follicule pré ovulatoire est entre 84 à 85

jours chez la vache Holstein, (Al-Katanani et al., 2002).

Ainsi, les follicules qui entament leur croissance sous des conditions nutritionnelles

déficientes hébergent des ovocytes inaptes à poursuivre un développement normal

lorsqu’il est fécondé in vitro.

D’autre part, les meilleures réponses à la super ovulation sont obtenues chez les

femelles en bon état général. Ceci s’explique par le fait que les vaches maigres ont

souvent une fonction ovarienne défectueuse (Laizeau, 2003). Certaines équipes de

transfert embryonnaire ne démarrent un traitement de super ovulation chez les vaches à

« haute production laitière » que lorsque celles-ci ne sont plus en courbe négative de

poids corporel et donc en bon état (note d’état ≥ à 3) (Nibart, 1991).

En relation avec les apports alimentaires à long terme, Ryan et al. (1994), Meikle et al.,

2004, ont trouvé une relation entre la concentration en IGF-1 dans le sang et le B.C.S.

(la note d’état corporel) ; les animaux ayant une note d’état corporel (B.C.S.) trop haute

ou trop basse avaient de plus faibles concentrations en IGF-1 que ceux avec une note

intermédiaire.

Cependant, un état corporel sur-conditionné a été reconnu comme étant un facteur de

risque pour les problèmes de santé chez la vache laitière (James et al., 1994).

La note d’état corporel a de ce fait été proposée comme un outil de gestion de la

nutrition, de la reproduction et de la santé dans les élevages laitiers (Wright et Russel,

1984; James et al., 1994 ; Berry et al., 2003).

b/ Paramètres métaboliques

Il s’agit de la glycémie, des teneurs plasmatiques en Acide Gras Non Estérifié

(A.G.N.E.), le cholestérol et corps cétoniques et plus particulièrement en β-

Hydroxybutyrate (β-OH) (Whitaker et al., 1993 ; Laizeau, 2003).

Lorsque le déficit énergétique augmente, les teneurs plasmatiques en A.G.N.E. et

β-OH augmentent alors que la glycémie diminue (Whitaker et al., 1993).

Si la glycémie représente la disponibilité en substrats énergétiques, les acides gras non

estérifiés et β-Hydroxybuyrate sont en revanche les témoins de la mobilisation des

53

réserves corporelles par l’hydrolyse des triglycérides et libération du glycérol et

A.G.N.E. Les corps cétoniques apparaissent en cas de déficit énergétique important. Ils

peuvent aussi être issus de la mobilisation des acides aminés cétogènes et issus du

métabolisme du butyrate dans la paroi du rumen.

C’est ainsi que l’augmentation des concentrations en A.G.N.E. et en β-OH est d’autant

plus importante que le déficit énergétique et la perte de poids sont marqués (Whitaker et

al., 1993).

Le cholestérol plasmatique apparaît être un bon indicateur du potentiel à la production

d’ovocytes. Il existe une différence significative quant au nombre d’ovocytes récoltés

selon le niveau de la cholestérolémie. Pour Nibart (1991), un niveau bas de cholestérol

total plasmatique (lié au syndrome de la vache grasse) est associé à une faible

production d’embryons viables, et un niveau élevé de cholestérol total plasmatique est

associé à un faible taux de collecte d’ovocytes et à la présence de follicules kystiques.

Ryan et al. (1992) ont constaté une augmentation significative de la cholestérolémie

chez la génisse allaitante sous l’influence d’un régime à teneur élevée en lipides (5.4%

en plus par rapport au témoin). Parallèlement, le nombre de follicules de taille moyenne

en fin de traitement (5.0 à 9.9 mm) était augmenté.

D’autre part, les cellules de la granulosa des follicules pré ovulatoires des vaches

nourries à régime riche en lipides, secrètent 2.1 à 3.5 fois plus de progestérone in vitro

(Wehrman et al., 1991).

2/ Excès protéiques

Les matières azotées sont indispensables à l’entretien et servent à la réparation de

l’usure de l’organisme résultant du fonctionnement des appareils circulatoire,

respiratoire, des sécrétions glandulaires, digestif etc.…..Cette déperdition azotée due au

mécanisme du renouvellement des tissus correspond aux besoins d’entretien, qui sont

proportionnels au poids du corps des animaux. En plus de cette dépense, l’élaboration de

nouveaux tissus qu’imposent les diverses productions animales à fournir (lait et viande)

exige des quantités importantes de matières azotées.

Armstrong et al., 2001, ont remarqué qu’un régime alimentaire riche en protéines induit

des changements dans le système IGF (Insuline Growth Factor) ovarien en l’occurrence

augmente la sensibilité des follicules à la FSH.

Cependant, en élevage bovin, l’excès en protéines cause plus de problèmes que sa

déficience (Hibbit et Haresign, 1988).

54

En effet et contrairement à l’alimentation énergétique, c’est l’excès azoté qui semble le

plus préjudiciable à la reproduction dans les systèmes d’alimentation actuels (Wallace,

1991).

Les éleveurs, cherchant à améliorer la production laitière ont tendance à apporter des

rations excédentaires en protéines, entraînant une augmentation de la concentration

plasmatique en urée (Elrod et Butler, 1993). Il est connu, qu’une alimentation trop riche

en protéines provoque une augmentation de la concentration en urée dans le lait et le

plasma ; cette augmentation est également reliée à une baisse de la fertilité.

En effet, lors d’un déficit énergétique on assiste à une mobilisation des protéines

corporelles qui seront utilisées pour la formation du glucose à partir des acides aminés

(néoglucogenèse). L’ammoniac (NH3) formé suite à cette néoglucogenèse se converti en

urée au niveau du foie puis éliminé par les reins.

2.1. Mode d’action d’un excès protéique

Les apports protéiques touchent la reproduction via des effets directs sur le

fonctionnement du corps jaune (baisse du taux de progestérone) et sur l’environnement

utérin où les déchets toxiques du métabolisme de l’azote, y compris l’ammoniac du

rumen, peuvent être incompatibles avec la survie du sperme, de l’ovule ou de l’embryon

(Greenhalf et Doggory, 1971 ; Jordan et Swanson, 1979 ; Elrod et Butler, 1993). Elles

altèrent aussi la fonction endocrine (Visek, 1984).

D’autre part, lorsqu’il y a excès protéique il y a formation d’ammoniaque, puis d’urée.

Ces produits de dégradation des excès protéiques sont toxiques et leur élimination ou

leur détoxification nécessite de l’énergie. Ce processus entraîne l’utilisation d’énergie et

aggravation du déficit énergétique (installé en post partum) avec ses répercussions sur

les performances de reproduction (Wallace, 1991).

En effet, Papadopoulos et al., (2001) ont émis l’hypothèse selon laquelle les effets

délétères de l’urée sur la qualité des ovocytes et la survie de l’embryon pouvaient être

variables selon l’apport énergétique. Ils ont ainsi montré que des génisses supplémentées

par de l’urée et alimentées par une ration couvrant la moitié des besoins énergétiques

avaient une concentration en urée plasmatique supérieure à celle des génisses dont la

ration couvrait le double des besoins énergétiques. En effet, l’énergie est nécessaire à

l’utilisation de l’urée introduite dans la ration chez les ruminants. Aussi, un déficit

énergétique peut accentuer les effets des excès d’urée. Ceci explique que l’urée soit à la

fois un marqueur de l’apport protéique mais aussi énergétique (Miettinen, 1990).

55

2.2. Indicateurs sériques du métabolisme azoté

Nous envisagerons successivement, les protéines totales, l’albumine et l’urée.

a/ Les protéines totales

Les protéines totales ont comme source les apports protidiques alimentaires chez tous

les mammifères (Diarra, 1994).

Toutefois, les ruminants bénéficient d’une source endogène non moins importante

représentée par les protéines microbiennes synthétisées par les bactéries du rumen à

partir d’ammoniac (provenant des matières azotées) et d’acides aminés en présence

d’énergie (Rivière, 1991).

La protéosynthèse hépatique engendre aussi une importante quantité de protéines,

notamment les protéines sanguines. En effet, parmi les protéines on trouve, les protéines

du sang et les protéines du lait.

Les protéines du sang sont constituées de plusieurs fractions dont l’albumine et les

globulines ; synthétisées par le foie et stockées par ce même organe et par le muscle.

Les bovins peuvent aussi avoir recours lors de besoins élevés ou de malnutrition à leurs

propres protéines corporelles (Chillard et al., 1983).

Les protéines contribuent à l’homéostasie en assurant parallèlement d’autres fonctions :

elles constituent la matière première, jouent le rôle de précurseur dans la synthèse

d’hormones et d’enzymes, assurent le transport des substances endogènes et

interviennent dans la régulation de la pression oncotique (Abdellaoui, 1972).

b/ L’albumine

L’albumine est la plus importante forme d’emmagasinement des protéines. Elle est

synthétisée dans le foie et est catalysée par tous les tissus de l’organisme

métaboliquement actifs (Kaneko, 1989). L’albumine représente en moyenne 50 à 60%

des protéines sériques.

L’albumine pouvant servir de sources d’acides aminés, intervenant dans la régulation de

la pression osmotique, dans le transport des ions, des acides gras, et des hormones

(Kaneko, 1989).

L’albuminémie peut être influencée par plusieurs facteurs notamment l’âge, le stade

physiologique et la saison (Hanton et Tumba, 1985).

c/ L’urée

56

Il existe une relation entre l’urémie et le niveau protéique de la ration. L’urémie est

aussi influencée par la nutrition énergétique et notamment le rapport protéo-énergétique

de la ration (Laizeau, 2003).

Les apports élevés en protéines (50% au delà des besoins) ou à teneurs élevées en

protéines facilement dégradables provoquent l’augmentation de l’urémie et la

diminution de la glycémie (Canfield et al.,1990).

L’urémie augmente linéairement avec la perte de poids au cours d’une épreuve de

restriction alimentaire chez la génisse.

En somme, l’urémie est un paramètre mixte dont les variations doivent être appréciées

en fonction du statut énergétique.

Les protéines et l’énergie sont deux facteurs très importants dans le maintien de la

fonction de reproduction. L’action conjuguée de ces deux facteurs résulte de deux

mécanismes :

- d’un excès protéique, résulte la formation d’ammoniaque, puis d’urée. Ces

produits sont toxiques, leur élimination et détoxification nécessitent de l’énergie et un

déficit énergétique pourrait s’installer.

- Quand le déficit énergétique est déjà installé, il y aurait mobilisation des

protéines et /ou de graisses. Ce processus nécessite de l’énergie et donc aggravation du

déficit énergétique.

Ainsi chez la vache, la situation la plus confortable est celle qui correspondrait à un

équilibre protéo-énergétique puisqu’il y a interdépendance entre énergie et protéine

(Owen, 1979).

3. Vitamines et minéraux a/ Vitamines

Plusieurs recherches rapportent l’importance du rôle de la vitamine E dans l’état de

santé des vaches mais aussi sur leur fertilité (Allison et Laven, 2000 ; LeBlanc et al.,

2002; LeBlanc et al., 2004 ).

De leur part, Tiboni et al., (2004), suggèrent que les vitamines ont une modulation

potentielle et locale du développement folliculaire . Ainsi, une baisse de β- carotène

(antioxidant) dans le fluide folliculaire en réponse à un stress oxydatif imposé par la

cigarette est à l’origine d’une baisse significative du taux de fertilisation des ovocytes

chez les femmes qui fument.

Haliloglu et al., (2002) révèlent que le plus grand niveau de vitamine A dans le plasma

est enregistré en période de grande activité folliculaire : en pro-œstrus et en œstrus.

57

Contrairement à la vitamine A, les concentrations plasmatiques et du fluide folliculaire

en β- carotène, atteignent leur pic pendant la gestation c’est à dire quand la fonction

lutéale est à son maximum.

D’autre part, Bormann et al. (2003) suggèrent que l’addition de vitamines pendant la

maturation des ovocytes in vitro est bénéfique pour le développement au stade

blastocyste et la viabilité de l'embryon.

En effet, ajouter des vitamines dans le milieu de maturation des ovocytes de porc

augmente significativement le taux d’ovocytes qui ont complété la maturation

cytoplasmique et seront donc capables de mener le développement embryonnaire.

b / Minéraux

La nutrition minérale est aussi importante pour la maintenance des processus

reproductifs, le calcium, le phosphore, le magnésium, le potassium, le manganèse, le

sélénium, et l’iode, sont importants pour maintenir le processus de reproduction chez la

vache (Atherthon, 1994 ; Wichtel et al., 2004).

L’infertilité causée par une déficience en phosphore a lieu suite à d’autres signes tel que

perte de poils et baisse de l’appétit (Atherton, 1994). Pour le manque de phosphore, il se

traduit par une irrégularité de l’œstrus et diminution de l’activité ovarienne.

Alderman, (1970) a révélé que l’effet de l’hypophosphorémie sur la fertilité apparaît à

partir 0.16 à 0.20% de phosphore dans la matière sèche ingérée.

La déficience en sélénium chez les vaches est généralement aperçue après les rétentions

placentaires observées chez les vaches recevant des fourrages avec moins de 0.05mg/Kg

de sélénium (Trinder et al., 1969). Hemingway, (2003) a révélé que le Sélénium est

nécessaire et important pour les résultats de super ovulation chez la vache.

Le zinc, le cuivre et le manganèse sont classés parmi les minéraux qui ont un grand

impact sur la reproduction des bétails. Ils sont nécessaires à la croissance, au

développement et à la survie de l’embryon (Hostetler et al., 2003).

Dans le même sens, toute carence en Zinc, entraîne une diminution marquée de la

fertilité et de la fécondité chez la femelle (Lamand, 1975).

De plus, un manque de zinc accroît le risque de kystes folliculaires (Weaver, 1987).

Le cuivre affecte aussi les paramètres de reproduction bovine. Ainsi, à toute carence en

cuivre est associée une diminution de l’activité ovarienne, des mortalités embryonnaires

et des avortements (Hidiroglou, 1979).

58

Atherthon, (1994) a reporté que le complexe cuivre – histidine produit dans

l’hypothalamus est impliqué dans la sécrétion de l’hormone de libération de l’hormone

lutéinisante (LHRH).

B/ Stress et maladies intercurrentes

Le stress est l’une des causes de baisse de fertilité dans les troupeaux. Toutes les

maladies intercurrentes (mammite aiguë, boiterie, parasitisme…..), toutes les

hyperthermies d’origine diverses, sont des formes de stress et exerçant une action

défavorable sur la fonction ovarienne et la qualité des ovocytes ou des embryons

(Nibart, 1991).

Ainsi, tout stress avant et pendant le traitement de super ovulation est néfaste puisqu’il

conduit à la formation d’ACTH, et/ou à empêcher la décharge de LH et favoriser ainsi,

soit la formation de kystes ovariens, soit l’ovulation d’ovocytes de mauvaise qualité

(Nibart, 1991).

Les maladies métaboliques (syndrome vitulaire, affections hépatiques,…..) retentissent

sur la fonction ovarienne.

De même, la présence de kystes ovariens conduit à une activité ovarienne pratiquement

nulle (Nibart, 1991).

Les conséquences d’une contamination par le virus B.V.D. (Bovine Viral Disease) sont

diverses. Bien que le virus B.V.D. soit un agent connu de mortalité embryonnaire, les

conséquences d’une contamination des systèmes de production d’embryons in vitro sur

leur rendement semblent être faibles (Kafi et al., 1997 ; Chastant et Maillard, 1999).

De nombreuses études indiquent que les techniques standard de lavage d’ovocytes après

leur collecte permettent d’éliminer le virus de la surface des cellules. Cependant, la

présence de virus B.V.D. dans les liquides ovariens et oviductaux peut expliquer les

pertes considérables par mortalité embryonnaire observées lorsque les vaches sont

infectées (Chastant et Maillard, 1999).

59

Chapitre III : Collecte et maturation des ovocytes

I/ Facteurs de variation du rendement de la collecte des ovocytes

1/ Disposition des follicules dans le cortex ovarien

(Facteur endogène)

Une coupe d’ovaire permet de visualiser les follicules ovariens qui se présentent depuis

leur stade initial ou follicule primordial jusqu’au stade de follicule mûr ou dominant,

libérant l’ovocyte.

L’apparition de follicules en surface de l’ovaire semble dépendre de la profondeur du

cortex à laquelle ils sont localisés.

En effet, des coupes histologiques de l’ovaire montrent deux régions structurellement

distinctes : une zone centrale ou médulla, par où pénètrent l’innervation et la

vascularisation sanguine et lymphatique (région du hile) et une zone périphérique ou

cortex, comprenant l’épithélium germinatif et le stroma cortical séparés par l’albuginée

dont l’épaisseur est très variable (Ingrid et al. 1996).

Les follicules se développent toujours dans la partie corticale de l’ovaire (Derivaux et

Ectors, 1989). Des études ont révélé une variabilité de leur distribution au sein de cette

zone Ingrid et al. (1996). Ainsi, si chez certaines races ces follicules sont en majorité en

localisation subsuperficielle et donc visibles en surface (à 1 mm de profondeur,

Miyamura et al., 1996). Chez d’autres comme c'est le cas de la race Buffalo, ils sont

distribués à différents niveaux du cortex mais en majorité en profondeur par conséquent

non visibles en surface (Kumar et al., 1997).

2/ Technique de collecte (facteur exogène)

Il existe différentes méthodes de récolte des ovocytes :

- à partir d’ovaires ramenés des abattoirs soit par ponction et aspiration des

follicules de 2 à 8 mm (Kumar et al., 1997) ou encore par le slicing des ovaires (Cognié

et Baril, 2002), cette technique permet de récupérer les ovocytes présents dans tous les

follicules quelque soit leur localisation au niveau du cortex ovarien (Hochi et al., 1993 ;

Ward et al., 2001; Annemarie et al., 2003).

Le rendement en ovocytes varie selon la technique utilisée : 2.35 ovocytes sont collectés

par vache et par session en utilisant l’aspiration directe des follicules apparents. Ce

rendement passe à 3.10 et 6.25 par les techniques respectivement de ponction et le

slicing (Kumar et al., 1997)

60

- Les ovocytes immatures peuvent aussi être ponctionnés à partir des vaches

vivantes, par voie transvaginale à l’aide d’un pistolet muni d’une sonde à ultrasons et

d’une aiguille rétractable reliée à un système d’aspiration. C’est la technique de la

ponction échoguidée ou OPU (Ovum Pick Up). L’image échographique lui permet de

repérer les follicules cavitaires. En moyenne, 3 à 4 complexes ovocyte cumulus (COC)

sont obtenus à chaque séance, mais une importante variabilité est notée entre les

femelles donneuses d’ovocytes (Colleau et al., 1998). L’opération peut être répétée une

à deux fois par semaine pendant plusieurs mois sans affecter apparemment la fertilité

ultérieure des animaux (Nibart et Marquant-Leguienne, 1995).

II/ Maturation des ovocytes in vitro (M.I.V.)

Il existe deux possibilités :

-Obtenir la maturation nucléaire et surtout cytoplasmique des ovocytes ayant déjà

acquis la compétence complète pour reprendre la méiose et provenant de follicule à

antrum ;

-Obtenir la croissance d’ovocytes présents dans de petits follicules primordiaux,

primaires ou secondaire jusqu’à l’acquisition de la compétence nucléaire et ensuite leur

maturation complète in vitro.

1/ Le milieu de base

Tous les milieux de culture classiques (MEM, TCM199, TALP, Waymouth, Ham-F12,

SOF, B2….) ont été utilisés pour la maturation.

Le milieu le plus généralement utilisé pour la maturation est le TCM199, un milieu

tamponné au bicarbonate, contenant des sels minéraux, des sources de carbone et

d’énergie (glucose, glutamine) ainsi que des acides aminés et des vitamines. La présence

d’acides aminés paraît indispensable à la qualité de la maturation, ceci étant

particulièrement vrai pour les acides aminés soufrés (cystine, cystéine) intervenant dans

le métabolisme du glutathion et pour la glutamine, une des principales sources d’énergie

de l’ovocyte. L’albumine sérique bovine (BSA) ainsi que des liquides biologiques

complexes (sérum bovin fœtal, sérum de femelle en œstrus, liquide folliculaire) sont

souvent ajoutés à ce milieu dont l’effet empêche l’adhésion des complexes cumulus

ovocytes entre eux et au support de culture (Mermillod, 2001).

Les conditions physiques utilisées pour la maturation sont généralement celles de la

température centrale de l’espèce (37° pour les primates et les petits rongeurs; 39° pour

les mammifères domestiques), sous une atmosphère d’air contenant 5% de Co2 saturée

61

en humidité, pour une durée de 24 heures (souris, ruminants) à 44 heures (humain, porc)

(Mermillod, 2001).

2/ Hormones

L’effet des hormones gonadotropes (FSH et LH) sur la qualité de la M.I.V. reste très

controversé malgré de nombreuses études (Bevers et al., 1997).

Les divergences des résultats tiennent à la présence ou non de sérum ou de fluide

folliculaire et pouvant masquer ou amplifier leurs actions (Algriany et al., 2004).

Toutefois, la FSH potentialise l’action de facteurs de croissance et stimule l’expression

du récepteur LH qui a une action directe sur le métabolisme ovocytaire, augmentant la

glycolyse et la phosphorylation oxydative. Elles exercent leurs actions via les cellules

du cumulus.

La GH accélère la maturation nucléaire, stimule l’expansion du cumulus et améliore le

taux de développement au stade blastocyste, ceci en absence de sérum et d’hormones

gonadotropes (Izadyar et al., 1998). La GH aurait donc un effet sur la maturation

nucléaire et également sur la maturation cytoplasmique, ce dernier effet résulterait d’une

accélération de la migration des granules corticaux. Cette action de la GH est également

transmise par le cumulus.

62

DEUXIEME PARTIE

MATERIEL ET METHODES

63

Ce travail a été réalisé sur des ovaires de vaches de deux races, une race locale du

Maroc : la race Blonde « Oulmès Zaer » possédant des aptitudes exceptionnelles

d’adaptation au milieu difficile, mais des niveaux de production de lait et de viande

faibles (Boujnane, 2002), une race exotique : la Holstein ou Frisonne et de leur produit

de croisement (Annexe 1).

Cette étude s’est déroulée de 1999 à 2003, les ovaires sont prélevés au niveau des

abattoirs locaux de l’axe : Kenitra- Casablanca qui drainent un nombre important de

d’animaux pour l’abattage.

I/ Conditions pluviométriques des années 1999 et 2000

Les données pluviométriques (M.A.D.R.P.M.) (Annexe 5) montrent que les

précipitations moyennes annuelles calculées sur une période de 9 mois de septembre à

mai des campagnes agricoles : 1998-1999, 1999-2000 et 2000-2001 étaient

respectivement de 210.8 mm, 259.1mm et 320.9 mm. L’année 2000 était donc la période

la plus pluvieuse et que les années 1998 et 1999 étaient jugées comme années à faible

pluviométrie (Figure 6).

Cette étude s’est déroulée de 1999 à 2003, les ovaires sont prélevés au niveau des

abattoirs locaux de l’axe : Kenitra- Casablanca qui drainent un nombre important de

d’animaux pour l’abattage.

II/ Animaux de l’étude

D’après les données du Ministère de l’Agriculture, du Développement Rural et des Pêches

Maritime (Annexe 5), la pluviométrie semble être variable selon les régions du Maroc d’où la

nécessité de considérer la provenance de nos animaux et la pluviométrie enregistrée dans ces

régions (Figure 7).

D’après l’enquête menée aux abattoirs, les vaches considérées dans cette étude

proviennent de régions différentes : Casablanca, Tiflet, Salé, Khmisset et Fkih Bensaleh.

La majorité d’entre elles (38.46%) provient des environs de Salé qui relève de la station

météorologique du Gharb –Zaer et regroupe également les régions de Larache,

S.Slimane, Kenitra et Rabat Salé (tableau 1).

26.92% des vaches proviennent des environs de Casablanca qui appartiennent à la

station de Chaouia- Doukkala et regroupe aussi les villes de Casablanca, El Jadida et

Nouasser.

64

0

20

40

60

80

100

120

140

Septem

bre

Octobr

e

Novem

bre

Décem

bre

Janv

ier

Févrie

r

Mars

Avri l

Mai

Mois

mm

1998-1999

1999-2000

2000-2001

Figure 6 : Evolution des précipitations mensuelles relevées au cours des campagnes

agricoles (1998-2001).

Le reste des vaches proviennent soit de Tiflet (15.38%), de Khmisset (5.76%) ou du

Fkih Bensaleh (13.46%).

Provenance des

vaches

Casablanca Tiflet Salé Khmisset Fkih-

Bensaleh

Effectif et (%) 14(26.92) 8(15.38) 20(38.46) 3(5.76) 7(13.46)

Vaches non

engraissées (%)

13 (92.85) 7 (87.5) 20(100) 2(66.66) 7(100)

Tableau 1 : Provenance et type d’élevage des animaux d’étude.

65

0

100

200

300

400

500

600mm/an

1998-1999 1999-2000 2000-2001

Campagnes

Chaouia-Doukkala Gharb-Zaer

Figure 7 : Evolution des précipitations annuelles entre les campagnes 1998-2001 dans

les régions du Gharb-Zaer et Chaouia – Doukkala.

La présente étude a été effectuée sur 259 vaches, réparties comme suit :

- Les ovaires de 149 vaches ont été prélevés au cours de la période printemps – été

des années 1999 et 2000. Sur ces ovaires ont été déterminés : la population folliculaire

entre 2 et 8 mm, le nombre et la qualité des ovocytes, ainsi que le taux de leur

maturation.

- L’étude histologique qui a été effectuée sur les coupes minces de 30 ovaires (1

ovaire est pris de chaque vache); 15 ovaires de la race locale et 15 ovaires des vaches

croisées à raison de 5 ovaires par tranche d’âge considérée.

- L’effet de facteurs génétiques et non génétiques avec les ovaires de 80 vaches dont

on a relevé la race, l’âge et le B.C.S ont été considérés. Le nombre de follicules de 2 à 8

mm est compté sur les ovaires ainsi que le nombre d’ovocytes récupérés suite à la

ponction de ces follicules.

Des indicateurs du métabolisme énergétique et azoté ont été dosés chez ces vaches.

Les investigations ont été réalisées au niveau des abattoirs de Salé, Bouknadel, Rabat et

Casablanca (axe Kenitra- Casablanca, Maroc).

A noter que depuis la campagne agricole 2000-2001 jusqu’à 2003, les conditions

climatiques d’après les données pluviométriques du M.A.D.R.P.M. étaient homogènes et

semblables.

66

III. Protocole expérimental

1. Détermination de l’âge

L’âge des vaches a été déterminé par l’observation de la dentition, (Tableau 2).

Dentition Age de la vache

Dents de lait ≤ à 24 mois

Deux dents adultes 2 ans <âge≤ 3 ans

Quatre dents adultes 3 ans <âge≤ 4 ans

Six dents adultes 4 ans <âge≤ 5 ans

Bouche faite > 5 ans

Tableau 2 : Méthode de détermination de l’âge de la vache

2. Note de l’état corporel

La mobilisation des réserves corporelles a été estimée grâce à la mesure de la note de

l’état corporel (body condition score – B.C.S.) de chacune des vaches.

L’état corporel des animaux a été estimé pour chaque vache et par la même personne en

se basant sur l’aspect extérieur de la région lombaire, du bassin et de la croupe ainsi que

de l’attache de la queue (Edmonson et al., 1989) (Annexe 8).

B.C.S. Etat corporel

1-2 Vaches maigres

3 Vaches à réserves corporelles

moyennes

4-5 Vaches avec de grandes

réserves corporelles

Tableau 3 : Note de l’état corporel des vaches

67

Race Locale

(Oulmès - Zaer)

croisée

(Locale x

Exotique)

Exotique

(Frissone,

Holstein)

Age (ans) < 3 3-5 > 5 < 3 3-5 > 5 < 3 3-5 > 5 Total

2 - - 19 - 1 4 - 1 3 28

3 - 2 3 - 8 7 6 5 4 35

4 - 2 - 1 3 - 1 2 2 11

B

C

S

5 - - - 2 2 - 1 1 - 6

Sous total - 4 22 3 14 11 8 9 9 80

Total 26 28 26 80

Tableau 4 : Distribution des vaches de l’étude selon la race, l’âge et le B.C.S.

3. Prélèvement des ovaires.

Les ovaires sont prélevés immédiatement après l’abattage et rincés avec une solution de

chlorure de sodium à 0,9% puis désinfectés avec de l’alcool éthylique à 70%. Ils sont

transportés au laboratoire dans des flacons individuels contenant une solution saline

(0,9%) ou dans du PBS (Annexe 4) et placés dans une bouteille isotherme à une

température de 32 à 35°C dans les deux heures qui suivent l’abattage.

Tous les prélèvements ont eu lieu dans la même période de l’année qui est printemps –

été pour éviter l’effet saison qui a été rapporté par plusieurs auteurs (McDonald, 1980 ;

De Rensis et Scaramuzzi, 2003).

Sur chaque ovaire, les follicules apparents de 2 à 8 mm, mesurés à l’aide de calliper

(Dewit et al.,2001), ont été comptés puis aspirés.

4. Etude Histologique des coupes d’ovaires

Nous avons retenu un seul ovaire par vache pour cette étude car d’après les résultats de

Rajakoski, (1960), la distribution des follicules est globalement homogène dans les deux

ovaires. De sa part, Tanaka et al., (2001) n’a considéré qu’un seul ovaire prélevé de

femelles bovines pour évaluer le nombre de follicules présents dans cet organe.

Ainsi, nous avons utilisé 30 ovaires dont 15 de la race locale Blonde Oulmes-Zaer et 15

de la race croisée.

Les ovaires se répartissent entre les différents âges : 5 ovaires par tranche d'âge de

chaque race.

a. Préparation des coupes histologiques pour microscopie photonique

68

Nous avons utilisé la technique classique : la fixation de l’ovaire entier a été faite au

Bouin de Hollande sublimé (Annexe 2) pendant une période allant de 7 à 10 jours. La

déshydratation est faite dans des bains successifs d’Ethanol de degrés croissants : 70°,

95° et 100° avec 3 bains de 4 heures dans chaque solution, la dilution de l’alcool se fait

selon la table de Gay Lussac (Langeron, 1949). La dernière étape de déshydratation est

le séjour de la pièce dans un bain de toluène ou d’alcool butylique pendant 16 heures.

L'inclusion dans la paraffine, a eu lieu après une imprégnation de la pièce par deux

bains de paraffine (8 heures dans chaque bain). La moitié de chaque ovaire est débitée

en coupes transversales sériées de 5µm d’épaisseur (Blondin et Sirard, 1995 ; Ingrid et

al., 1996). Une coupe sur 5 est montée sur lame histologique puis séchée dans une étuve

à 40 –45°C pendant 24 heures.

Après déparaffinage dans deux bains successifs de toluène de 10 minutes chacun et

réhydratation, les coupes sont colorées.

La coloration utilisée est celle de l’hématoxyline (coloration du noyau) et éosine

(coloration du cytolplasme), (Pearse, 1969) (Annexe 2).

Pour chaque ovaire, 20 coupes choisies de manière régulière dans la série de lames sont

étudiées. La structure du cortex ainsi que la répartition des follicules sont observées à

l'aide d'un microscope.

Les photographies ont été réalisées à l’aide d’un photo microscope muni de camera au

grossissement : x 100.

b. Méthode d’évaluation de la population folliculaire

Afin de rendre compte du pourcentage des aires occupées par les follicules et le stroma,

la surface des follicules est évaluée à partir de la mesure de leur diamètre à l’aide d’un

oculomicromètre, (Kumar et al., 1997), le follicule étant considéré circulaire (Maurasse

et al., 1985). Les surfaces occupées par les follicules sont calculées par l’accumulation

des surfaces des différents follicules observés. Pour chaque lame, 10 à 12 champs ont

été balayés et la surface occupée par les follicules a été estimée et exprimée par rapport

au champ du microscope.

Il est à remarquer que pour les différentes sections, les champs balayés étaient traités de

façon identique.

5. Prélèvements sanguins

Les prélèvements sanguins ont été effectués aux abattoirs par ponction de la veine

jugulaire des vaches. Le sang est récolté dans des tubes héparinés de 10 ml sous vide et

69

étiquetés. Le sang prélevé est conservé sur place dans une glacière portative, puis

transporté au laboratoire pour la centrifugation.

Le sang est centrifugé à 2100 x g pendant 30 min. Les sérums recueillis sont

conditionnés dans des aliquotes puis congelés à –20°C jusqu’au jour de l’analyse.

6. Les méthodes de dosage des protéines totales, albumine, urée,

β-OH et G.O.T. (ou A.S.A.T.) (Annexe 3)

7. Ponction des follicules et collecte des ovocytes.

a. Ponction des follicules

Les follicules de 2 à 8mm (taille folliculaire qui correspond au stade de compétence

méiotique de l’ovocyte) de diamètre, visibles à la surface de l’ovaire sont

ponctionnés à l’aide d’une aiguille de 20-gauge (0.9-1mm de diamètre interne) reliée

à une seringue de 10ml.

b. Collecte des ovocytes

Dans le cas d’estimation du rendement ovocytaire par ovaire, après aspiration

folliculaire, le contenu de la seringue est placé dans une boite de pétrie contenant le

milieu PBS et examinés sous une loupe (x14) : le nombre des ovocytes et leur qualité

sont notés.

Lorsque les ovocytes sont destinés au développement in vitro c'est-à-dire la M.I.V., le

contenu de la seringue est placé dans un tube conique contenant 2,5 ml de milieu de

collecte.

c. Composition du milieu de collecte : (Annexe 4)

8. Evaluation morphologique de la qualité des ovocytes :

Les ovocytes sont recherchés sous une loupe binoculaire (x 14) et jugés selon leur

aspect morphologique puis classés selon la méthode de De-Loos et al., (1989), en tenant

compte de l’homogénéité du cytoplasme et des couches de la granulosa.

- Qualité 1 (Q1) : Cumulus pluristratifié (plus de trois couches) compacté et un

cytoplasme homogène.

- Qualité 2 (Q2) : Cumulus compacté à une ou deux couches et un cytoplasme

homogène.

70

- Qualité 3 (Q3) : Cumuls moins compacté et un cytoplasme moins régulier avec des

zones sombres.

- Qualité 4 (Q4) (mauvaise qualité ou qualité anormale) : sans cumulus, avec un

cytoplasme irrégulier.

Pour chaque vache, le nombre d’ovocytes recueillis a été noté ainsi que leur score.

9. Maturation In Vitro (M.I.V.)

On laisse sédimenter les tubes avec le contenu de la seringue et le milieu de collecte

pendant 20 mn à 39°C. Le culot est prélevé et les ovocytes recherchés sous la loupe

binoculaire. Seuls les ovocytes présentant un cumulus compact et un cytoplasme

uniforme sont sélectionnés pour la maturation (Ovocytes de qualité : Q1, Q2 et Q3).

Ceux-ci sont rincés 2 fois dans le milieu de collecte et une fois dans le milieu de

maturation avant d’être mis à maturer.

a. Composition du milieu de maturation : (Annexe 4)

b. Mise en culture

Les ovocytes à cumulus compact sont incubés 24 à 26 heures à 39°C sous 5% de CO2

dans l’air et dans du milieu de maturation auquel des cellules de granulosa en

suspension ont été rajoutés à raison de 5 106 cellules par millilitre.

Les cellules de la granulosa sont obtenues après 2 centrifugations de 10 mn à 200g des

tubes de collecte (liquide folliculaire obtenu lors de la ponction des follicules et après

avoir pris le culot du fond des tubes) et 1 centrifugation de 5mn à 200g dans le milieu

de maturation.

IV. Analyses statistiques

Les résultats obtenus sont exprimés sous forme de moyennes pondérées accompagnées

d’erreurs standard (X ± ESM). Les analyses statistiques ont été effectuées à l’aide de

logiciel SPSS (Statistical data analysis software Package for Social Scientists, version

10.0, 2000 pour Windows). La comparaison des différents paramètres a été effectuée en

utilisant l’analyse de la variance à un seul critère (ANOVA 1).

Afin d’affiner l’analyse, le test de comparaison des moyennes (test t de Student) a été

utilisé au niveau de signification de 5%.

De même, des tests de corrélations ont été effectués entre certains paramètres au niveau

de signification de 5%.

71

Pour évaluer l’importance les liens qui peuvent exister entre les différents paramètres et

la population folliculaire ainsi que le rendement qualitatif et quantitatif en ovocytes

d’une part et d’autre part entre ces paramètres et l’état énergétique de la vache, une

analyse factorielle des correspondances (A.F.C.) a été menée.

Les 12 variables étant observées et mesurées pour chaque vache, nous disposons ainsi

d’un tableau conforme à l’application de l’analyse factorielle des correspondances

(A.F.C.). Cette technique d’analyse, basée sur la métrique du χ2, permet l’estimation de

la consistance des liens existant entre les 12 variables (Annexe 7).

72

TROISIEME PARTIE

RESULTATS

73

Chapitre I : Population folliculaire et rendement en ovocytes

L’étude a porté sur 298 ovaires indépendamment de la race, de l’âge et du B.C.S. des

donneuses, 137 et 161 collectés pendant les printemps et été respectivement des années

1999 et 2000. Les deux années de l’étude étaient caractérisées par des conditions

pluviométriques différentes. La première était à faible pluviométrie à moyenne

annuelle : 259.08mm, la seconde s’est distinguée par une pluviométrie relativement

abondante avec une moyenne annuelle de 320.9 mm.

Seuls les follicules de 2 à 8 mm de diamètre sont considérés en rapport avec l’objectif

de l’étude qui est la sélection d’ovocytes pour développement in vitro car la compétence

de l’ovocyte au développement in vitro est dépendante du stade de développement

folliculaire : les follicules dont le diamètre est supérieur à 2 mm hébergent des ovocytes

capables de maturer in vitro. Chez la vache, c’est seulement à partir de follicules de

taille moyenne supérieure à 2 mm que la reprise de la méiose est possible. La

considération des follicules à diamètre inférieur à 2mm réside également dans le fait que

la dégénérescence de l’ovocyte suite à l’atrésie est plus fréquente à ces stades. Pour le

choix du diamètre des follicules moins de 8 mm, il a été montré que la lutéinistion ou

l’hypertrophie des cellules thécales au moment de l’atrésie arrivent souvent dans les

follicules dont le diamètre est plus de 8 mm (Marion et al., 1968).

I. Population folliculaire

L’évaluation quantitative de la population folliculaire a consisté en un comptage des

follicules de 2 à 8mm de diamètre apparents en surface des ovaires, au cours de la

période printemps-été des deux campagnes agricoles consécutives. Celles ci se

distinguaient par leur pluviométrie annuelle respectivement à tendance sèche et

relativement pluvieuse.

Les résultats des comptages des follicules, le rendement quantitatif et qualitatif en

ovocytes ainsi que leur taux de maturation in vitro sont consignés dans l’annexe 6.

Il ressort de ces résultats que le nombre moyen de follicules par ovaire collecté au cours

des campagnes 1999 et 2000 est de 8.69±3.44. L’analyse de la variance a montré que

l’effet de l’année sur la population folliculaire était hautement significatif (P<0.001). En

effet, la population folliculaire de 2 à 8 mm comptabilisée par ovaire est plus importante

pendant l’année 2000(année pluvieuse) par rapport à son homologue de l’année 1999

(année à tendance sèche). Les nombres moyens de follicules par ovaire sont

respectivement de 11.32±0.67 et de 4.97±2.47 (tableau 5).

74

----------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Q1-3 Q4

---------------------------------------------- Ovaires Follicules Ovocytes totaux N/ovaire % maturation N/ov /ovaire /ovaire Nombre total

(Année1+Année2) 298 8.69±3.44 0.89±0.49 0.49± 0.20 20.74 0. 36±0.30 *** *** * * ** *

Année 1 a 137 4.97±2.47 0.62±0.27 0.35±0.01 16.32 0.27±0.01 Année 2 b 161 11.32±0.67 0.91±0.26 0.53±0.25 23.25 0.38±0.14

----------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Tableau 5 : Moyennes et erreurs standard du nombre de follicules et d’ovocytes comptabilisés

d’ovocytes collectés par ovaire a : année à tendance sèche ; b : année relativement pluvieuse * : Significatif (P<0.05) ; ** : Hautement significatif (P<0.01) ; *** : Très hautement

significatif (P<0.001)

II. Rendement en ovocytes et leur taux de maturation

Il s’agit d’ovocytes résultant de la ponction des follicules de 2 à 8 mm de diamètre.

Les ovocytes récupérés se répartissent en 4 groupes ou classes (Q1, Q2, Q3 et Q4) de

qualité décroissante selon les critères usuels à savoir leur morphologie, l’aspect de leur

cytoplasme et de leur cumulus oophorus.

Seuls les ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3 sont communément retenus pour poursuivre le

développement in vitro.

Le nombre moyen d’ovocytes de toutes qualités collectés au cours des campagnes 1999

et 2000 est de 0.89±0.49 (Tableau 5). L’analyse de la variance a montré que l’effet de

l’année sur le rendement en ovocytes était très hautement significatif (P<0.001). En

effet, nous avons collecté 0.91±0.26 par ovaire en 2000, alors que nous n’avons que

0.62±0.27 l’année d’avant.

Il en est de même pour le rendement en ovocytes de bonne qualité (Q1, Q2 et Q3),

habituellement retenus pour la maturation in vitro. Ainsi, le nombre d’ovocytes de bonne

qualité obtenus par ovaire en année relativement pluvieuse (0.53±0.25) est

significativement (P<0.01) supérieur à celui obtenu en année à tendance sèche (0.35±

0.01).

Le rendement moyen en ovocytes de qualité 4 (Q4) pendant les campagnes 1999 et 2000,

est de 0.36±0.30.

75

L’analyse statistique révèle un effet significatif (P<0.05) de l’année sur le rendement en

ovocytes de qualité 4. En effet, nous avons remarqué que les ovocytes de cette qualité

accusent un rendement supérieur pendant l’année relativement pluvieuse (0.38±0.1) par

rapport à celui noté au cours de l’année à tendance sèche (0.27±0.01).

Le taux de maturation des ovocytes de qualité 1, 2 et 3 in vitro jugé par l’expansion des

cellules du cumulus oophorus (Photo 1) pendant les années considérées est de 20.74%.

L’analyse de la variance a montré que l’effet de l’année sur le taux de maturation est

hautement significatif (P<0.01). Ainsi, le taux de maturation des ovocytes au cours de

l’année relativement pluvieuse (23,25%) est significativement plus élevé que celui

obtenu au cours des manipulations de l’année à tendance sèche (16.32%).

Ces résultats laissent penser à un effet de l’alimentation causé par les fluctuations du

pâturage sur la dynamique ovarienne à savoir la population folliculaire et la qualité des

ovocytes en terme d’aptitude à la maturation in vitro.

En effet, il est admis que la fonction de reproduction est contrôlée par différents facteurs

dont ceux inhérents à la femelle, alimentation, environnementaux et autres (voir revue

bibliographique).

76

(a)

(b)

Photo 1 : (a) Image d’un ovocyte de qualité 1 (Grossissement : x14)

(b) Ovocyte avec des cellules du cumulus expansées après maturation

in vitro (Grossissement : x14)

77

Chapitre II : Exploration histologique de l’ovaire

Son importance est en rapport avec l’adaptation d’une technique de collecte pour

optimiser le rendement en ovocytes.

Les ovaires de vaches de race Oulmès Zaers menacée ont été utilisés pour étudier la

population folliculaire et sa répartition au niveau du cortex ovarien comparativement au

produit de croisement de cette même race avec une race exotique (Holstein ou Frisonne

Pie noir).

1. Structure de l’ovaire

Les coupes histologiques des ovaires révèlent une structure à polarité distinguée de la

surface à la medulla, constituée de 5 zones identifiables (photo 2) :

La zone 1: est constituée d’un épithélium uni-stratifié de surface à cellules cubiques

ou allongées parallèlement à la surface de l’ovaire. La matrice extracellulaire est

apparente au bord apical de ces cellules dans certaines régions (Photo 2 : a, b et c).

Les zones 2 et 3 sont respectivement les parties externes et internes de la tunique

albuginée peuplées de cellules somatiques, la matrice entre ces cellules est très riche en

fibres (Photo 2 ; 1b : →).

Dans la zone 2, les cellules sont fréquemment de formes plus ou moins rondes et

généralement parallèles à l’épithélium de la surface ovarienne.

Les cellules dans la zone 3 sont plus rondes et orientées soit de façon aléatoire, soit

perpendiculaires à l’épithélium de la surface ovarienne (Photo 2).

L'épaisseur des zones 2 et 3 est extrêmement variable : ces zones peuvent être épaisses,

(Photo 2 : b et c) ou parfois se réduire à une mince couche (Photo 2 : a). L’hétérogénéité

de l’épaisseur de ces zones peut s’observer même au sein d’une seule coupe histologique

de l’ovaire. D’autre part, la zone : 3 peut être apparemment inexistante (Photo 2).

78

Photo 2. Coupes transversales de l’ovaire de la vache Oulmes-Zaer avec 5 zones dans le

cortex ovarien. Les photos a, b, c, et d montrent l’insertion des follicules

primordiaux et primaires à des profondeurs variables dans le cortex (a,b, et c).

Les follicules antraux se rencontrent dans la 5ème zone du cortex (d).

Grossissement : x100

79

La zone 4 contient des fibres qui semblent être de même densité que celles

observées dans les zones 2 et 3. Cependant, la zone : 4 est plus riches en cellules que les

zones 2 et 3 (Photo 2 : b) et c’est à ce niveau que les follicules sont localisés.

En effet, un grand nombre de follicules primordiaux et primaires (◄), reconnaissables

respectivement par leur nombre faible de cellules folliculaires aplaties et de cellules

cubiques agencées en une couche, se situent dans la région supérieure de la zone 4 et

dans l’interface entre les zones 3 et 4. Les follicules primaires sont plus internes (Photo

2 : b et c). Quelques follicules secondaires (plus d’une couche de cellules de la

granulosa et sans antrum), ainsi que de jeunes follicules antraux sont aussi rencontrés

dans la zone 4 mais, toujours plus profonds dans le cortex ovarien par apport aux

follicules primordiaux (Photo 2).

La distance entre les follicules primordiaux et la surface de l’ovaire est très variable.

Elle dépend de l'épaisseur des zones 2 et 3, mais aussi de la profondeur à laquelle ils

sont insérés dans la zone 4 (Photo 2 : c).

Dans la zone : 5, profonde en contact de la medulla sa structure rappelle celle de la

zone 4 mais lâche. Les cellules du stroma sont moins serrées. On y rencontre les

follicules antraux à un stade plus avancé (Photo 2 : d).

2. Evaluation de la population folliculaire

L’évaluation est faite sur des coupes histologiques d’ovaires par estimation de la surface

occupée par les follicules par rapport à la surface totale.

L’aire ovarienne occupée par les follicules chez les vaches de race locale et son produit

de croisement avec une race exotique de tout âge considéré est de 15 à 16%. L’analyse

de la variance a montré que l’effet de la race et de l’âge sur la population folliculaire

était hautement significatif (P<0.01).

En effet, le pourcentage d’aire ovarienne occupé par les follicules chez la race locale

(Oulmès Zaers) augmente d’une façon significative quand on passe de jeunes vaches aux

vaches adultes : 15% - 17% (P<0.01), puis diminue quand on considère les vaches de

plus de 5 ans : 9.4%, le cortex ovarien est en majorité occupé par des follicules

atrétiques (Figure 8).

Chez les vaches de plus de 5 ans de la race Oulmès-Zaer, la majorité des coupes

histologiques de l’ovaire étaient occupées par du stroma (tissu de connexion) et des

corpus albicans ( 90.6 %).

Pour le produit de croisement entre la race locale et la race exotique, le pourcentage

d’aire ovarienne occupée par les follicules est le même si on considère les tranches

80

d’âges moins de 3 ans et entre 3 et 5 ans : 17%. Alors qu’il diminue significativement

(p<0.01) si l’âge des vaches est supérieur à 5 ans : 9.4%.

La comparaison des deux races par tranche d’âge fait sortir les éléments suivants (Figure

8) :

- Le pourcentage d’aire ovarienne occupé par le tissu folliculaire est plus faible chez la

race locale par rapport à la race croisée à un âge moins de 3 ans (P <0.05).

- Ce pourcentage est pratiquement le même pour les deux races à des âges de 3 à 5 ans et

plus de 5 ans mais à des niveaux différents : 17% et 9.4%.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18%

< 3 ans 3<âge<5ans > 5ans

Age

R.L. R.A.

Figure 8 : Evolution du pourcentage du stroma occupé par les follicules en fonction

de l’âge chez la vache Oulmes Zaer (RL) et ses produits de croisement

avec la Holstein ou la Frissone (RA).

81

Chapitre III : Effet des paramètres génétiques et non génétiques sur la population

folliculaire et le rendement ovocytaire.

Nous avons choisi comme paramètres non génétiques qui rentrent dans le cadre de la

nutrition : l’état corporel (Body Condition Score : B.C.S.), l’âge et le profil métabolique

à travers certains paramètres indicateurs du statut protéo-énergétique.

Pour les paramètres génétiques on traitera l’effet de la race.

Les résultats seront présentés en deux parties : des résultats descriptifs et d’autres

analytiques.

I. Résultats descriptifs

1. Race, âge et B.C.S.

a. Race

La race des vaches a été déterminée la veille de l’abattage selon leur phénotype dont les

caractéristiques sont données en annexe (1). La vache de race locale a été peu

représentée dans les populations abattues par apport aux races exotiques et le produit de

leur croisement, ce qui confirme leur menace d’extinction. Afin d’équilibrer l’effectif

des différentes races considérées nous avons été amenés à multiplier les déplacements

aux abattoirs et ne choisir parfois que la race locale.

Ainsi, 32.5 % du groupe sont des vaches de la race locale (RL), 35% c’est des vaches

issues du croisement entre la race locale et une race exotique et 32.5% sont des vaches

exotiques (Holstein ou Frissone) (Figure 9).

b. Age

L’âge a été déterminé par observation de la dentition des femelles avant l’abattage.

La majorité des femelles (52.5%) avaient plus de 5 ans, 33.75% sont entre 3 et 5 ans et

seulement 13.75% de la population ont moins de 3 ans (Tableau 6).

c. Etat corporel (B.C.S.)

Sur le groupe des 80 vaches, l’évaluation morphologique a révélé que leur B.C.S. va de

2 à 5 correspondant respectivement à des états proches de la cachexie (2) et de l’obésité

(5).

Les vaches à B.C.S. inférieur à 2 n’ont pas été abattues au cours de la période d’étude.

Le B.C.S. moyen des animaux est de 2,94 ± 0,89 (Figure 10).

82

Les animaux en « bon état corporel », (B.C.S. 3) sont les plus représentés (43.75%),

alors que les vaches en très bon état corporel ; c’est à dire à B.C.S. 4 et 5 représentent

respectivement, 13.75% et 7.5% du lot (Figure 10).

0

510

1520

2530

3540%

L ExL E

Races

Figure 9 : Distribution des vaches en fonction du génotype

Tableau 6 : Répartition des vaches en fonction de l’âge

Age Effectif %

moins de 3 ans 11 13.75

de 3 à 5 ans 27 33.75

Plus de 5 ans 42 52.5

83

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50%

2 3 4 5

BCS

Figure 10 : Distribution des vaches selon les conditions corporelles (B.C.S.)

2. Paramètres sanguins

Les composantes sanguines dosées en triplets chez les 80 vaches considérées pour cette

étude sont les protéines totales, l’albumine, l’urée et le β-hydroxybutyrate, de même

qu’un indicateur de l’intégrité hépatique : l’Aspartate Amino-Transférase (A.S.A.T.)

anciennement appelé Transaminase Glutamino-Oxaloacétique (G.O.T.) (Tableau 7).

Les résultats du dosage des protéines totales (77.83g/l ± 0.98), de l’albuminémie (32.40

g/l ± 4.41), de l’urémie (4.43mmol/l ± 0.23), du β-hydroxy butyrate sanguin (β-OH)

(0.83mmol/l ± 0.48) et du G.O.T. sanguin (45.55 UI/l± 11.95) (Tableau 7) montrent des

moyennes qui s’insèrent dans l’intervalle des valeurs usuelles avec peu de variations

entre les individus (Annexe 7).

Ainsi, 80% des individus ont une protéinémie normale, une vache (1.25%) présente une

protéinémie inférieure à la normale et 18.75% des vaches voient leur protéinémie

supérieure à la normale.

Quant à l’urémie, 75% des individus sont normaux, c'est-à-dire à urémie qui s’insère

dans l’intervalle des valeurs usuelles. Seulement 8% des vaches ont une urémie

dépassant les valeurs normales et 12% de la population, leur urémie n’atteint pas les

valeurs habituelles.

Pour l’albuminémie, le pourcentage des individus dont l’albuminémie est en dehors de

l’intervalle des valeurs est plus élevé. Ainsi, 28.75% des individus de la série ont un

84

taux d’albumine inférieure à la normale et 22.50% leur albuminémie est supérieure à la

normale.

Quant aux dosages du β-hydroxybutyrate qui est un indicateur de la mobilisation des

réserves corporelles, ils révèlent que 62.5% des vaches ont une concentration en β-

hydroxybutyrate normale. Seulement 4% des individus sont en dessous des valeurs

usuelles et 32.50% des vaches ont un taux de β-hydroxybutyrate supérieur à l’intervalle

des valeurs habituelles.

Pour la Transaminase Glutamino-Oxaloacétique (G.O.T), qui est un indicateur de la

fonction hépatique, le résultat des dosages montre que toutes les vaches de la série ont

une fonction hépatique normale. En effet, toutes les valeurs obtenues sont incluses dans

l’intervalle des valeurs usuelles.

Paramètres Inférieurs

à la

normale

Normaux

Supérieurs

à la

normale

Intervalles

usuels

M ± ESM

(min-max)

Protéines

totales

(g/l)

1

(1.25%)

64

(80%)

15

(18.75%)

60.85 77.83 ± 0.98

(54-100)

Albumine (g/l) 23

(28.75%)

39

(48.75%)

18

(22.50%)

30.30-35.50 32.40 ± 4.41

(23.53-45.91)

Urée (mmol/l) 12

(15%)

60

(75%)

8

(10%)

2.20-7.40 4.43 ± 0.23

(0.60-8.25)

β-OH (mmol/l) 4

(5%)

50

(62.5%)

26

(32.50%)

0.20-1.00 0.83 ± 0.48

(0.05-2.08)

A.S.A.T. (UI/l) 0 80

(100%)

0 8-93 45.55 ± 11.95

(26.00-87.20)

Tableau 7 : Les moyennes et erreurs standard des paramètres métaboliques des

vaches.

85

3. Corrélations entre les différents paramètres.

Compte tenu de leur nombre important, les données brutes sont représentées en Annexe

7.

La matrice de corrélation des variables phénotypiques et biochimiques est donnée dans

le tableau 8.

Age Race BCS Urée Protéines β-OH A.S.A.T. Albumine

Age 1

Race -0,45 1

BCS -0,59 0,39 1

Urée -0,07 -0,23 0,17 1

Protéines 0,21 -0,07 0,04 -0,02 1

β-OH -0,01 0,31 0,01 0 0,16 1

A.S.A.T. -0,16 0,33 0,12 0,08 -0,02 0,46 1

Albumine -0,21 0 0,08 0,15 0,11 0,21 0,12 1 Tableau 8 : Matrice de corrélations entre les variables phénotypiques

La matrice de corrélation consignée dans le tableau 8 nous permet de souligner les faits

suivants : Une dépendance entre le B.C.S. et l’âge ; le B.C.S. et la race ; la race et

l’âge ; la race et l’urémie et finalement entre le β-OH et la race.

a. B.C.S. -Age

L’analyse révèle une corrélation négative entre l’âge et le B.C.S. (Tableau 9, Figure 11).

En effet, le B.C.S. moyen des individus à âge supérieur à 5 ans est significativement

(P<0.01) inférieur (2.43 ± 0.09) aux B.C.S moyens des individus de moins de 3 ans

(3.73 ± 0.27) et ceux dont l’âge est entre 3 et 5 ans (3.41 ± 0.15), (r = -0.59).

Age Effectif B.C.S (m ± ESM)

< 3 ans 11 3.73 a± 0.27

3- 5 ans 27 3.41 a± 0.15

> 5 ans 42 2.43 b± 0.09

Tableau 9 : Variation du B.C.S en fonction de l’âge.

b. B.C.S. – Race

86

L’A.F.C. révèle une corrélation positive entre la note de l’état corporel (B.C.S.) et le

facteur Race (r = 0.39) (Tableau 10, Figure 11).

Le B.C.S moyen de la race Exotique et celui du produit de croisement de la race Locale

(Oulmès Zaer) avec la race Exotique (respectivement : 3.19 ± 0.16 et 3.25 ± 0.18) est

significativement supérieur (P < 0.01) à celui de la race locale (2.35 ± 0.12).

Race Effectif B.C.S. (m±ESM)

Locale 26 2.35a ± 0.12

Locale x

Exotique

28 3.25b ± 0.18

Exotique 26 3.19b ± 0.16

Tableau 10 : Variation du B.C.S en fonction de la Race

c. Race – Age

L’âge moyen des individus de race Locale (L) (2.85± 0.07), il est significativement

supérieur à celui de la race Exotique (2.04 ± 0.16) et à celui du produit de leur

croisement (2.25 ± 0.12). L’analyse de la variance ainsi que l’A.F.C. a montré qu’il y a

une dépendance significative (P<0.01) entre ces deux paramètres avec un coefficient de

corrélation r = - 0.45 (Tableau 11, Figure 11).

Race Effectif Age (m±ESM)

Locale 26 2.85 ± 0.07

Locale x

Exotique

28 2.25 ± 0.12

Exotique 26 2.04 ± 0.16

Tableau 11 : Age moyen des différentes Races

87

variation du BCS en fonction de la race

P<0.01; r=0.39

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

L LxE ERace

BC

S

Variation du BCS en fonction de l'âge

P<0.01; r=-0.59

00,5

1

1,52

2,53

3,54

<3ans 3-5 ans > 5 ansAge

BC

S

Répartition de l'âge en fonction de la race

P<0.01; r= -0.45

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

L LxE ERace

Age

Figure 11 : Corrélations entre les différents paramètres : âge, race et BCS.

d. Race – Urémie

L’urémie moyenne chez la race Exotique (3,88 mmol/l ± 0,23) et chez le produit de

croisement entre la race Locale et la race Exotique (4,34 mmol/l ± 0,42), est

significativement inférieure (P<0.05) à celle de la race locale (Oulmès Zaer)

(5,08mmol/l ± 0,38). L’analyse statistique révèle une dépendance significative avec un

coefficient de corrélation r=-0.23 (Tableau 12, Figure 12).

e. Race- β-OH

L’analyse par l’A.F.C. de nos données révèle une dépendance entre le β-hydroxybutyrate

(β-OH: Corps cétonique, signe de mobilisation des réserves corporelles) et la race (r =

0.31).

Ainsi, le taux circulant du corps cétonique β-hydroxybutyrate (β-OH) paraît plus élevé

(P< 0.01) chez la race exotique (E) (0.97mmol/l ± 0.05) par rapport à celui de la race

Locale (L) (0.61mmol/l± 0.06). Il est aussi significativement inférieur

88

(P< 0.01) à celui noté chez les vaches issues du croisement entre la race Locale et la

race Exotique (E x L) (0.87mmol/l ± 0.08) (Tableau 12, Figure 12).

Cependant, il n’y a pas de différence statistique entre les moyennes du taux circulant de

β-OH rencontrés chez la race exotique et le produit de croisement (L x E).

Protéines g/l albumine g/l urée mmol/l β-OH mmol/l G.O.T UI/l

Race * *

L 76,65 ± 1,24 31,86 ± 1,20 5,08a ± 0,38 0,61a ± 0,06 41,11 ± 1,48

L x E 81,43 ± 1,82 33,29 ± 1,80 4,34b ± 0,42 0,87b ± 0,08 44,72 ± 1,94

E 75,15 ± 1,73 31,89 ± 1,79 3,88b ± 0,23 0,97b ± 0,05 50,87 ± 2,96

Age

< 3ans 69,73 ± 2,42 34,16 ± 2,00 5,07 ± 0,65 0,81 ± 0,09 49,54 ± 3,77

3 - 5 ans 80,56 ± 1,68 32,84 ± 1,70 4,22 ± 0,42 0,84 ± 0,09 46,44 ± 2,5

> 5 ans 78,21 ± 1,20 31,60 ± 1,30 4,40 ± 0,32 0,81 ± 0,07 43,92 ± 1,69

BCS

2 77,61 ± 1,39 32,22 ± 1,31 4,57 ± 0,41 0,83 ± 0,09 44,46 ± 2,11

3 77,49 ± 1,69 32,06 ± 1,59 3,77 ± 0,35 0,78 ± 0,08 43,95 ± 1,96

4 79,36 ± 1,58 33,37 ± 1,61 5,30 ± 0,56 0,93 ± 0,01 54,94 ± 4,00

5 78,17 ± 5,36 33,06 ± 3,77 6,03 ± 0,65 0,79 ± 0,01 42,70 ± 3,69

Tableau 12 : Variation des paramètres biochimiques en fonction de la race, de

l’âge et du B.C.S.

89

Albumine en fonction des races P > 0.05; r = 0

10

20

30

40

L LxE E

Races

Alb

umin

émie

(g/

l)Protéines en fonction des races

P>0.05; r= -0.07

30

40

50

60

70

80

90

L LxE E

Races

Pro

téin

es(g

/l)

Urémie et Races P<0.05; r=-0.23

0

1

2

3

4

5

6

L LxE E

Races

Uré

mie

(m

mol

/l)

Béta-OH en fonction de la race P<0.01; r= 0.31

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

L LxE E

Races

Bét

a-O

H (

mm

ol/l

)

Albuminémie en fonction de l'âge P>0.05; r= -0.21

10

15

20

25

30

35

40

< 3 3 à 5 > 5Age (ans)

Alb

umin

émie

(m

mol

/l)

Protéinémie en fonction de l'âge P>0.05; r=0.021

30

40

50

60

70

80

90

< 3 3 à 5 > 5Age (ans)

Pro

téin

émie

(g/

l)

Figure 12 : Variations des paramètres biochimiques en fonction de la race et de

l’âge

90

f. Les protéines totales

Les protéines sont nécessaires à l’entretien de la croissance, la lactation et la

reproduction. La demande intense en glucose lors de la lactation ou d’un déficit

énergétique fait appel à la néoglucogenèse. On assiste donc à une mobilisation des

protéines totales corporelles pour la synthèse du glucose à partir des acides aminés.

Suite à cette néoglucogenèse, il y a libération de l’ammoniaque (NH3) qui doit être

convertie en urée au niveau du foie afin d’éliminer son effet toxique.

La dépendance n’est pas admise statistiquement entre les protéines totales et les

paramètres phénotypiques considérés à savoir la race, l’âge et le B.C.S. (P>0.05)

(Figures 12 et 13 ; Tableau 12).

g. L’albumine

Comme c’est mentionné dans la partie bibliographique, l’albumine représente 50 à 60%

des protéines de l’organisme, qui jouent entre autres le rôle de précurseur dans la

synthèse d’hormones.

Les résultats, ne montrent aucune dépendance significative entre le taux d’albumine et les

différents paramètres considérés c'est-à-dire : l’âge, la race et le B.C.S. (P>0.05) (Figures 12 et

13 ; Tableau 12).

h. L’A.S.A.T.

Vu l’implication du foie dans plusieurs fonctions inhérentes à la fertilité de la vache, tel que la

détoxification de l’ammoniac, la protéosynthèse hépatique dont la synthèse de l’albumine et le

catabolisme de la progestérone, il nous a paru nécessaire de tester l’intégrité de cet organe chez

les vaches de la série considérée.

En effet, parmi les nombreux paramètres utilisables pour l’exploration de la fonction et de

l’intégrité hépatique, nous avons opté pour le dosage de l’A.S.A.T. (Aspartate Amino-

Transférase) ou encore appelée G.O.T. (Transaminase Glutamino Oxaloacétique).

Les dosages de cette enzyme révèlent que tous les individus de l’étude ont une fonction hépatique

normale puisque les valeurs du dosage s’insèrent toutes dans l’intervalle des valeurs usuelles.

Ainsi, il n’y a pas de corrélations statistiquement significatives entre le G.O.T. et les paramètres

descriptifs qui sont l’âge, la race et le B.C.S. (Tableau 12).

91

P>0.05; r= -0.07

0

1

2

3

4

5

6

< 3 3 à 5 >5

Age (ans)

Uré

mie

(m

mol

/l)

P>0.05; r= -0.01

0,55

0,6

0,65

0,7

0,75

0,8

0,85

< 3 3 à 5 >5

Age (ans)

Bét

a-O

H (

mm

ol/l)

P>0.05; r= 0.04

30

40

50

60

70

80

90

2 3 4 5

BCS

Pro

téin

émie

(g/

l)

P>0.05; r = 0.08

202224262830323436

2 3 4 5

BCS

Alb

umin

émie

(g/

l)

P>0.05; r = 0.05

0

1

2

3

4

5

6

7

2 3 4 5

BCS

Uré

mie

(m

mol

/l)

P>0.05; r= 0.01

0,1

0,3

0,5

0,7

0,9

1,1

2 3 4 5

BCS

Bét

a-O

H (

mm

ol/l)

Figure 13 : Variations des paramètres biochimiques en fonction de l’âge et du B.C.S.

92

II. Résultats analytiques :

La matrice de corrélations des 12 variables étudiées est donnée dans le Tableau 15.

Les deux premiers axes F1 et F2 suffisent pour expliquer nos données, puisqu’ils

totalisent à eux deux 58.11% de l’inertie (Figure 13).

1. Nombre de follicules

Tous les ovaires examinés montrent une croissance folliculaire évidente et apparente.

Nous avons compté 1839 follicules de 2 à 8 mm à la surface de 160 ovaires récoltés

chez 80 vaches de 3 groupes génétiques à différents âges, et B.C.S.

Le nombre moyen de fol l icules comptés sur les deux ovaires était de 22.98 ±

0.94. L’analyse de la variance a montré des effets signi ficati fs (P<0.05) de la

race et de l ’âge et très hautement signi ficati fs (P<0.001) du B.C.S. sur le

nombre moyen de fol l icules de 2 à 8 mm. Les corrélations et les remarques

suivantes ont été retenues :

- Une bonne corrélation positive entre le B.C.S. et le nombre moyen de follicules

(r = 0.65).

- Une corrélation positive entre le nombre moyen de follicules et le rendement en

ovocytes de toute qualité (r = 0.51, P<0.01).

- La dépendance est aussi admise entre le nombre de follicules et le rendement en

ovocytes de bonne qualité (qualité recommandée pour la P.I.V.), (r = 0.53 ; P<0.01).

- Une corrélation négative statistiquement significative (P< 0.01) entre l’âge et le

nombre de follicules (r = -0.40).

- Aucune dépendance n’a pu être détectée entre les protéines totales et le nombre moyen

de follicules (r = -0.03).

- La corrélation n’est pas admise quand il s’agit de l’urée et le nombre de follicules

(r = 0.04) ; l’albumine et le nombre moyen de follicules (r = 0.01), (P>0.05).

- Il n’y a pas de dépendance entre le β-OH et le nombre moyen de follicules

(r =-0.21), (P>0.05). Cependant, le nombre de follicules apparents tend à être supérieur

chez les vaches à β-OH sanguin moins de 0.20mmo/l.

93

1.1. Effet de la race.

Les résultats montrent un effet significatif (P<0.01) de la race sur le nombre moyen de

follicules (2-8 mm) apparents à la surface des ovaires. Ainsi, la race locale (Oulmès des

Zaer) a moins de follicules (18.96 ± 1.3) que la race exotique (25.19 ± 1.63) et le

produit de leur croisement L x E (24.71 ± 1.69) (r = 0.30). Cependant, les individus de

la race Exotique (E) et le produit de croisement (L x E) tendent à avoir le même nombre

de follicules ovariens (Tableau 14, Figure 15).

1.2. Effet de l’âge.

Le nombre moyen de follicules comptés chez les individus de plus de 5 ans est

significativement inférieur (19.74 ± 1.06) à celui des individus de moins de 3 ans (27.25

± 1.93) et de ceux dont l’âge est entre 3 et 5 ans (25.93 ± 1.81), (P<0.05) (Tableau 14,

Figure 15).

De même, les individus de moins de 3 ans ont plus de follicules de 2 à 8 mm (27.25 ±

1.93) par rapport à ceux dont l’âge est entre 3 et 5 ans (25.93 ± 1.81), (P<0.05).

1.3. Effet du B.C.S.

Il ressort de nos résultats qu’il y a une corrélation positive entre le B.C.S. et le nombre

de follicules ovariens apparents de 2 à 8 mm, la corrélation est hautement significative

(P<0.001).

Ainsi les individus à B.C.S. : 5, ont le maximum de follicules (37.83 ± 2.33). Ceux qui

sont à B.C.S : 2 ont le nombre moyen de follicules le plus faible (17.3 ± 0.96) par

rapport aux vaches à B.C.S. meilleurs c'est-à-dire les B.C.S. 2 et 3 (r = 0.65) (Tableau

14, Figure 15).

94

Effet N Moyenne Erreur Standard de la moyenne

Race *

Oulmès-Zaer(L) 26(32.5%) 18.96a 1.30

L x E 28(35%) 24.71b 1.69

Exotique(E) 26(32.5%) 25.19b 1.63

Age *

< 3 ans 11(13.75%) 27.25a 1.93

3 –5 ans 27(33.75%) 25.93b 1.81

> 5ans 42(52.5%) 19.74c 1.06

Note de l’état corporel (B.C.S.) ***

2 28(35%) 17.30a 0.96

3 35(43.75%) 23.80b 1.28

4 11(13.75%) 26.73c 1.58

5 6(6.25%) 37.83d 2.33

Tableau 14 : Effets de la race, de l’âge et du BCS sur le nombre moyen de follicules de

2 à 8 mm de diamètre.

* : Significatif (P<0.05) ; *** : Très hautement significatif (P<0.001) Les moyennes indiquées dans les colonnes avec le même exposant ne diffèrent pas

significativement (a, b, c et d). N (nombre de follicules comptabilisés).

95

P<0.01; r=0.30

0

5

10

15

20

25

30

L LxE E

Races

P<0.01; r=0.40

0

5

10

15

20

25

30

< 3 ans 3 à 5 ans > 5 ans

Age

P<0.01; r = 0.05

0

10

20

30

40

2 3 4 5

BCS

Figure 15 : Population folliculaire (2-8 mm) en fonction de la Race, âge et du B.C.S.

96

1.4. Effet des paramètres biochimiques.

a. Taux d’albumine sérique

Les résultats n’ont pas montré de variations significatives du nombre de follicules chez

les individus à albuminémie au dessous ou au dessus de l’intervalle des valeurs usuelles

par rapport à celui des individus dont l’albuminémie s’insère dans l’intervalle normal

(Tableau 15).

Albuminémie g/l

N Nombre moyen de

follicules

(m ± ESM)

< 30 23 22.86 ± 1.91

30 - 35 37 22.27 ± 1.37

> 35 20 24,45 ± 1,77

Tableau 15 : Le nombre de follicules moyen en fonction du taux d’albumine.

b. La protéinémie

La protéinémie ne semble pas avoir d’effet sur le nombre de follicules comptabilisés

chez les vaches de différents groupes (Tableau 16).

Protéinémie g/l N Nombre moyen de follicules

(m ± ESM)

< 60 1 24

60 - 85 64 22.59 ± 1,00

> 85 15 24,60 ± 2.66

Tableau 16 : Le nombre de follicules moyen en fonction du taux de protéines

c. L’urémie

Il ressort des résultats du tableau 8 et de l’analyse statistique qu’il y a indépendance

entre le taux d’urée et le nombre moyen de follicules (Tableau 17).

97

Urée mmol/l N Nombre moyen de

follicules

(m ± ESM)

< 2.5 16 24,19 ± 1.93

2.5 - 4 19 19.53 ± 1.52

> 4 45 24,02 ± 1.53

Tableau 17: Le nombre de follicules moyens en fonction du taux d’urée.

d. Taux sérique de β-OH

L’analyse de l’A.F.C. ne montre pas de dépendances significatives entre le β-OH et le

nombre moyen de follicules de 2 à 8 mm chez les individus de la série (Tableau 18,

Figure 16). Cependant, les vaches à β-OH supérieur à 1mmol/l tendent à avoir moins de

follicules que les vaches à β-OH inférieure à 1 mmol/l.

β -OH (mmol/l) N Nombre moyen de

follicules

(m ± ESM)

< 0.20 4 25.75 ± 5.31

0.20 - 1 50 23.82 ± 1.25

> 1 26 20.96 ± 1.40

Tableau 18 : Le nombre de follicules moyens en fonction du taux de β-OH

98

P > 0.05; r = -0.01

10

12

14

16

18

20

22

24

26

< 30 30 - 35 > 35Albumines g/l

P>0.05; r = -0.03

10

12

14

16

18

20

22

24

26

<60 60 - 85 > 85Protéines g/l

P>0.05; r= 0.04

0

5

10

15

20

25

30

< 2,5 2,5 - 4 > 4Urée mmol/l

P>0.05; r=-0.21

0

5

10

15

20

25

30

< 0,20 0,20 - 1 > 1B-OH (mmol/l)

Figure 16 : Population folliculaire (2 – 8 mm) en fonction des paramètres

biochimiques

2. Rendement en ovocytes

Sur 160 ovaires récupérés des 80 vaches de l’étude, nous avons ponctionné 1839

follicules de 2 à 8 mm de diamètre à partir desquels nous avons collecté 208 ovocytes,

soit un rendement moyen de 11.3%.

Les ovocytes classés de qualité recommandée pour la P.I.V. (Q1, Q2 et Q3) représentent

79% (164 ovocytes). Ceux de qualité non sélectionnée pour la P.I.V. (Q4) représentent

21% (44 ovocytes).

Le rendement moyen des ovocytes de qualité : Q1, Q2, Q3 a été de 2.05 ± 1.36. Celui des

ovocytes de qualité : 4 (Q4) est de 0.55 ± 0.79.

L’analyse de la variance montre des effets significatifs du génotype, de l’âge et du

B.C.S. sur le rendement en ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3 uniquement.

99

Ainsi, une corrélation a été notée entre :

• Le B.C.S. et le rendement en ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3 choisis pour la

P.I.V. (r = 0.65).

• Le rendement en ovocytes de toute qualité s’est révélé négativement corrélé avec

l’âge de la donneuse (r = -0.28).

• Le rendement en ovocytes dépend aussi de la race de la donneuse

(r= 0.35).

• Cependant, le rendement en ovocytes ne parait pas être influencé par le taux de

protéines de la donneuse (r=0.01).

Il n’est pas significativement influencé significativement par l’albuminémie des

vaches donneuses d’ovocytes (r = 0.11).

Les résultats révèlent, qu’il n’y a pas de dépendance entre le taux circulant de β-

OH et le rendement en ovocytes (r = 0.11).

2.1. Effet de la race.

Comme le montre les résultats du Tableau 19, le rendement en ovocytes chez les races

importée (exotique) et croisée est significativement supérieur (3.23 ± 0.30 et 2.86 ±

0.26) à celui de la race locale (1.93 ± 0.28). (P < 0.05) (Figure 17). Le rendement moyen

en ovocytes est de 2.05 ± 1.36.

2.2. Effet de l’âge.

Les individus âgés de moins de 3 ans ont un rendement en ovocytes significativement

supérieur à celui des individus âgés de plus de 5 ans (P< 0.05) (Tableau 19, Figure 17).

2.3. Effet du B.C.S.

Les analyses statistiques ont montrées une corrélation hautement significative (P<0.001)

entre le B.C.S et le nombre d’ovocytes récupérés de chaque vache. En effet, les vaches à

B.C.S : 5, ont un rendement en ovocytes supérieur (4.50 ± 0.34) à celui des vaches à

B.C.S : 4, 3 et 2 dont le rendement en ovocytes est respectivement de 3.27 ± 0.33 ;

2.91± 0.25 et 1.54 ± 0.22. (Tableau 19, Figure 17).

100

Effet N Moyenne Erreur Standard de la moyenne

Race *

Oulmès-Zaer(L) 26(32.5%) 1.93a 0.28

L x E 28(35%) 2.86b 0.26

Exotique(E) 26(32.5%) 3.23b 0.30

Age *

< 3 ans 11(13.75%) 3.17a 0.26

3 –5 ans 27(33.75%) 3.04b 0.29

> 5ans 42(52.5%) 2.29c 0.24

Note de l’état corporel (B.C.S.)

***

2 28(35%) 1.54a 1.10

3 35(43.75%) 2.91bc 1.60

4 11(13.75%) 3.27c 1.10

5 6(6.25%) 4.5d 0.84

Tableau 19 : Effets de la race, de l’âge et de l’état corporel sur le rendement en

ovocytes Les moyennes du même paramètre avec des exposants identiques ne sont pas

significativement différentes. Le niveau de signification :* : Significatif (P<0.05) ;*** : Très

hautement significatif (P<0.001)

101

P< 0.01; r= 0.35

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

L LxE E

Race

P< 0.05; r = -0.28

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

< 3 3 à 5 > 5

Age (ans)

P<0.01; r= 0.56

0

1

2

3

4

5

2 3 4 5

BCS

Figure 17 : Rendement en ovocytes en fonction de la race, âge et B.C.S.

102

2.4. Effet des paramètres biochimiques.

a. Taux d’Albumine sérique.

Bien que l’analyse statistique n’ait pas montré de différence significative entre

l’albuminémie et le rendement en ovocytes, les individus ayant une albuminémie

supérieure à 35 g/l tendent à avoir un rendement supérieur à ceux dont l’albuminémie est

inférieure à 35 g/l, (P= 0.07) (Tableau 20, Figure 18).

Albuminémie

(g/l)

N Nombre moyen

d’ovocytes

m ± ESM

< 30 23 2.48 ± 0.29

30 - 35 37 2.41 ± 0.23

> 35 20 3.10 ± 0.41

Tableau 20 : Le rendement en ovocytes en fonction du taux d’albumine.

b. La protéinémie

Il ressort du tableau 21 que le nombre d’ovocytes est plus élevé chez les individus à

protéinémie inférieure à 60 g/l comparativement à ceux ayant une protéinémie supérieur

à 60 g/l . Cependant la différence est statistiquement non significative (P>0.05) (Tableau

21, Figure 18).

Protéinémie

g/l

N Nombre moyen

d’ovocytes

m ± ESM

< 60 1 3

60 - 85 64 2.61 ± 0.18

> 85 15 2.53 ± 0.48

Tableau 21: Le rendement en ovocytes en fonction du taux de protéines sériques

c. L’urémie.

L’analyse statistique des résultats du tableau 13 ne révèle pas de dépendance entre

l’urémie et le rendement en ovocytes (P>0.05) (Tableau 22, Figure 18).

103

Urée

(mmol/l)

N Nombre moyen

d’ovocytes

m ± ESM

< 2.5 16 2.25 ± 0.23

2.5 -4 19 2.42 ± 0.43

>4 45 2.80 ± 0.23

Tableau 22 : Le rendement en ovocytes en fonction du taux d’urée

d. Taux sérique de β-OH.

Les analyses statistiques ne montrent pas de dépendances entre le rendement en ovocytes

et le taux sériques en β–hydroxybutyrate sérique. Le nombre d’ovocytes recueillis chez

les individus à β-OH s’insérant dans l’intervalle normal ou en dehors de cet intervalle,

ne diffère pas statistiquement (Tableau 23, Figure 18).

β -OH

(mmol/l)

N

Nombre moyen

d’ovocytes

m ± ESM

< 0.20 4 2.75 ± 0.25

0.20 - 1 50 2.46 ± 0.21

> 1 26 2.85 ± 0.35

Tableau 23 : Le rendement en ovocytes en fonction du taux de β-OH.

104

P>0.05; r= 0.01

0

1

2

3

4

<60 60 - 85 >85

Protéinémie (g/l)

P>0.05; r=0.12

0

1

2

3

4

<30 30 -35 > 35

Albuminémie (g/l)

P>0.05; r=0.11

0

1

2

3

4

<2 2,5 - 4 > 4

Urémie (mmol/l)

P>0.05; r=0.11

0

1

2

3

4

<0,20 0,20 - 1 > 1

Béta-OH(mmol/l)

Figure 18 : Rendements en ovocytes en fonction des paramètres biochimiques

3/ Qualité des ovocytes

Sur les 208 ovocytes recueillis à partir des 1839 follicules ponctionnés :

-164 (79%) ovocytes ont été jugés de bonne qualité qui pourront être

sélectionnés pour la maturation in vitro : Q1, Q2 et Q3.

- 44 (21%) ovocytes ont été jugé de mauvaise qualité et ne peuvent pas être

sélectionnés pour les processus de la maturation in vitro : Q4.

Le rendement moyen en ovocytes était de 2.03 ± 0.15 et 0.54 ± 0.08 respectivement pour

les ovocytes de qualité : Q1, Q2, Q3 et les ovocytes de qualité : Q4.

Une corrélation positive hautement significative entre le rendement en ovocytes de toute

qualité et le rendement en ovocytes de bonne qualité est notée sur le tableau de

corrélations (r = 0.86, P<0.001).

3.1. Effet de la race, de l’âge et de l’état corporel

L’effet race sur le rendement en ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3, est prononcé

(p<0.05), alors qu’il n’y a pas de corrélation entre le rendement en ovocytes de qualité

Q4 et le facteur race (p>0.05).

105

Ainsi, les races exotiques et le produit de croisement entre cette race et la race Oulmès

des Zaers (L x E) offrent plus d’ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3 , que la race locale

(Oulmès des Zaers: L).

Pour ce qui est effet âge, l’analyse statistique avec l’ANOVA 1 révèle que les individus

âgés de moins de 3 ans ont un rendement en ovocytes Q1, Q2 et Q3 , supérieur à celui des

individus âgés de plus de 5 ans, (p<0.05).

La corrélation entre le rendement en ovocytes de qualité Q1, Q2 et Q3 et l’état corporel

(B.C.S.) est hautement significative. L’A.F.C., donne un coefficient de corrélation de :

0.65, (P< 0.001).

Ainsi, les individus à B.C.S. : 5 offrent significativement plus d’ovocytes de bonne

qualité : Q1, Q2 et Q3, que ceux à B.C.S. plus faible ou qui sont moins bien portantes.

Cependant, il n’ y a pas d’effet B.C.S. sur le rendement et la qualité des ovocytes de

qualité non sélectionnable pour la maturation in vitro : Q4,

(r = -0.04) (P>0.05) (Tableau 24, Figure 19).

106

Effet N Moyenne de Q1-3 ± ESM

Moyenne de Q4 ± ESM

Race * *

Oulmès-Zaer(L) 26(32.5%) 1.44 ± 0.24a 0.48 ± 0.1 5

L x E 28(35%) 2.39 ± 0.24b 0.46 ± 0.12

Exotique(E) 26(32.5%) 3.54 ± 0.26b 0.69 ± 0.19

Age * *

< 3 ans 11(13.75%) 2.67 ± 0.28a 0.50 ± 0.25

3 –5 ans 27(33.75%) 2.74 ± 0.28b 0.29 ± 0.10

> 5ans 42(52.5%) 1.57 ± 0.17c 0.71 ± 0.14 Note de l’état

corporel (B.C.S.) *** ***

2 28(35%) 1.07 ± 0.18a 0.47 ± 0.15

3 35(43.75%) 2.39 ± 0.18bc 0.67 ± 0.14

4 11(13.75%) 2.73 ± 0.33c 0.55 ± 0.25

5 6(6.25%) 4.30 ± 0.42d 0.17 ± 0.43

Tableau 24 : Effet de la race, de l’âge et du B.C.S. sur le rendement et la qualité des

ovocytes.

Les moyennes indiquées dans les colonnes avec un même exposant ne diffèrent pas

significativement.

* : Significatif (P<0.05) ;*** : Très hautement significatif (P<0.001)

107

P<0.01; r=0.34 (Q1-3)P>0.05; r=0.10 (Q4)

0

1

2

3

4

L LxE E

Races

Q1-3 Q4

P<0.01; r=-0.40 (Q1-3) P>0.05; r=0.15 (Q4)

0

1

2

3

4

<3 3 à 5 >5

Age (ans)

Q1-3 Q4

P<0.01; r=0.65 (Q1-3)

P>0.05; r=-0.04 (Q4)

0

1

2

3

4

5

2 3 4 5

BCS

Q1-3 Q4

Figure 19 : Rendement selon la qualité des ovocytes en fonction de la Race, âge et du B.C.S.

3.2. Effet des paramètres biochimiques

a. Taux sérique d’Albumine.

108

Statistiquement il n’y a pas de dépendance entre le rendement qualitatif des ovocytes et

le taux d’albumine chez la donneuse (P>0.05). Cependant, les individus dont le taux

d’albumine est supérieur à 35 g/l tendent à donner plus d’ovocytes de qualités Q1, Q2 et

Q3, comparativement à ceux dont l’albuminémie est de 30 à 35 g/l (intervalle des valeurs

usuelles) et à ceux dont l’albuminémie est inférieure à 30 g/l (Tableau 25, Figure 20).

Albuminémie

(g/l)

N Moyenne de

Q1-3 ± ESM

Moyenne de

Q4 ± ESM

<30 23 1.78 ± 0.27 0.70 ± 0.19

30 - 35 35 1.91 ± 0.23 0.49 ± 0.13

>35 22 2.55 ± 0.30 0.50 ± 0.16

Tableau 25 : Le rendement qualitatif des ovocytes en fonction de l’albuminémie.

b. La protéinémie

Les résultats ne montrent pas d’effet significatif du taux de protéines circulant sur le

taux d’ovocytes de qualités Q1, Q2 et Q3. Le même résultat est noté pour les ovocytes de

qualité : 4, (p > 0.05) (Tableau 26, Figure 20).

Protéinémie

(g/l)

N Moyenne de

Q1-3 ± ESM

Moyenne de

Q4 ± ESM

< 60 1 2.00 1.00

60 - 85 64 2.09 ± 0.17 0.52 ± 0.09

> 85 15 1.87 ± 0.35 0.64 ± 0.25

Tableau 26 : Le rendement et la qualité des ovocytes en fonction de la protéinémie

c. L’urémie.

Il n’y a pas de dépendance entre le taux d’urée et le rendement qualitatif en ovocytes, (P

> 0.05). Chez toutes les vaches de l’étude, le nombre d’ovocytes de qualités Q1-3, est

plus élevé que celui de qualité Q4.

Une bonne corrélation positive est notée entre le nombre total des ovocytes et celui des

ovocytes de qualités : Q1, Q2 et Q3, (r=0.86). (Tableau 27, Figure 20).

109

Urée

(mmol/l)

N Moyenne de

Q1-3 ± ESM

Moyenne

de Q4 ± ESM

< 2.5

16 1.56 ±0.18 0.69 ± 0.22

2.5 - 4 19 2.00 ± 0.32 0.42 ± 0.19

> 4 45 2.24 ± 0.22 0.56 ± 0.11

Tableau 27 : Le rendement et la qualité d’ovocytes en

fonction du taux d’urée.

d. Taux sérique de β-OH.

Il n’y a pas de dépendance entre le taux de β –OH circulant et le rendement ainsi que la

qualité des ovocytes. (P > 0.05). Chez toutes les vaches de l’étude, le rendement en

ovocytes de qualité Q1-3 est plus élevé que le rendement en ovocytes de qualité Q4,

quelque soit la concentration de β –OH (Tableau 28, Figure 20).

β -OH

(mmol/l)

N Moyenne de

Q1-3 ± ESM

Moyenne de

Q4 ± ESM

< 0.20 4 1.50 ± 0.65 1.25 ± 0.48

0.20 - 1 50 1.96 ± 0.19 0.50 ± 0.10

> 1 26 2.31 ± 0.26 0.54 ± 0.17

Tableau 28 : Le rendement et la qualité d’ovocytes en fonction du taux circulant de β

–OH.

110

P>0.05; r=0.16 (Q1-3)P>0.05; r=-0.06 (Q4)

0

1

2

3

<30 30 - 35 >35

Albuminémie (g/l)

Q1-3 Q4

P>0.05; r=-0.01 (Q1-3) P>0.05; r=0.03 (Q4)

0

1

2

3

<60 60 - 85 >85

Protéinémie (g/l)

Q1-3 Q4

P>0.05; r=0.14 (Q1-3) P>0.05; r=-0.05 (Q4)

0

1

2

3

<2,5 2,5 - 4 >4

Urémie (mmol/l)

Q1-3 Q4

P>0.05; r=0.12 (Q1-3)P>0.05; r=0.01 (Q4)

0

1

2

3

<0,20 0,20 - 1 >1

Béta-OH (mmol/l)

Q1-3 Q4

Figure 20: Rendement qualitatif et quantitatif en ovocytes en fonction des paramètres

biochimiques. Q1-3 : Ovocytes de qualité 1, 2 et 3. Q4 : Ovocytes de qualité 4.

111

QUATRIEME PARTIE

DISCUSSION

ET

CONCLUSION GENERALE

112

I/ Relation entre pluviométrie, pâturage et dynamique ovarienne

Dans cette étude, les résultats révèlent que pendant l’année à tendance sèche, la

population folliculaire entre 2 et 8 mm de diamètre est plus faible que celle

comptabilisée chez les vaches prises pendant l’année pluvieuse.

Le nombre moyen de follicules repérés sur un ovaire de vache ayant vécu une période à

tendance sèche avant l’abattage est de 4.94± 2.47.

Ce nombre, passe à 11.32±0.67 par ovaire chez les vaches qui ont bénéficié d’une

période pluvieuse (3 à 4 mois) avant l’abattage.

La même constatation peut être faite pour le nombre d’ovocytes récupérés par collecte et

par ovaire pendant les deux années. Il était de 0.62± 0.27 et de 0.92± 0.26

respectivement pendant l’année à tendance sèche et l’année humide (P< 0.05).

La population folliculaire et le rendement en ovocytes accusent une augmentation

importante pendant l’année qui a connu une pluviométrie abondante. Cette augmentation

pourrait être expliquée par un pâturage disponible suite aux conditions climatiques

favorables et donc à une alimentation adéquate des vaches aux cours des 3 à 4 mois qui

précèdent l’abattage.

Donc, à la différence de l’année pluvieuse où le nombre de follicules comptabilisés, le

rendement en ovocytes et le taux de maturation augmentent, l’année à tendance sèche se

caractérise par une dynamique ovarienne diminuée.

De nombreuses études soulignent les effets de la sécheresse en l’occurrence d’une sous

alimentation des vaches en élevage extensif, elles ont mis en évidence la sensibilité de la

fonction de reproduction à l’état nutritionnel de la femelle (Diskin et al., 2003). Delà on

peut imaginer une croissance folliculaire altérée, des ovocytes modifiés en conséquence

dans les semaines qui suivent la période de restriction alimentaire (Butler, 2000; Diskin

et al., 2003 ; Butler et al., 2003).

En effet, un changement dans l’état nutritionnel et une perte de poids sont incriminés

dans l’altération du niveau de plusieurs hormones et facteurs de croissance dans le sang

tel que l’insuline, les glucocorticoïdes, l’hormone de croissance et l’insulin-like growth

factor-I (IGF-I) tous impliqués dans la croissance folliculaire (Drion et al., 1996).

L’effet de la nutrition est soit par action directe à travers ses effets sur la libération de

GnRH par l’hypothalamus ou celle des hormones gonadotrophines par la glande

pituitaire ou indirect via les hormones de croissance : IGF, GH et insuline.

Bolland et al., (2001), rapportent que l’alimentation, sans tenir compte de tout

changement radical, a un impact limité sur les concentrations hormonales chez les

113

ruminants. Ceci contraste avec les observations faites chez le porc et les primates, chez

qui des changements nutritionnels limités conduisent à une altération manifeste de la

dynamique hormonale.

En outre, la restriction alimentaire, ne modifiait aucunement les concentrations

plasmatiques en progestérone et œstrogène (Mackey et al., 2000).

En comparaison, Richards et al., (1995) observèrent une réduction de la progestéronémie

chez des femelles multipares en conséquence à une restriction alimentaire.

Nous sommes face à des résultats contradictoires qui soulignent la difficulté à

interpréter des expériences très différentes (paramètres climatiques,

environnementales….) et la complexité des liens entre les acteurs d’une restriction

alimentaire.

Diskin et al., (2003), soulignent qu’il n’y a pas de nutriments spécifiquement

recommandés pour la fonction de reproduction et ne sont pas nécessaires pour les autres

fonctions physiologiques normales de l’organisme. Ainsi, il serait difficile de déterminer

une fonction spécifique ou un mécanisme par lequel la nutrition affecterait la fonction

de reproduction.

D’autre part, Les effets de la nutri t ion sur la capacité reproductrice s'observent à

différentes phases de la vie productive de la femelle : dès son jeune âge via ses

effets sur le moment d'apparit ion de la puberté, puis chez les femelles adultes

par son impact sur le taux de fert i l i té (et sur la prol i fici té) et donc sur le rythme

de reproduction (Ferguson, 2005).

115

II/ Exploration histologique de la population folliculaire chez la race locale et le

produit de ses croisements.

L’apparition de follicules en surface de l’ovaire semble dépendre de la profondeur du

cortex à laquelle ils sont localisés. En effet, notre exploration de la structure des

ovaires a révélé que l’épaisseur du cortex correspond à une stratification avec une

variation de l’épaisseur des différentes couches constitutives, ceci conformément à des

observations faites par ailleurs chez des races bovines d’Australie et d’Amérique

(Ingrid et al., 1996 ; Vigne et al., 1994) ; les follicules étant logés en majorité dans les

couches les plus internes (zones 4 et 5).

Tanaka et al., (2001), ont rapporté que les follicules primaires sont rencontrés dans les

couches profondes du cortex ovarien et que les follicules secondaires apparaissent dans

les couches superficielles de la medulla.

Cette disposition jointe à l’architecture générale du cortex peut être responsable de la

non exposition de certains follicules en surface au niveau des zones sus-jacentes les

plus épaisses.

En ce qui concerne les follicules visibles en surface, les images de l’histologie laissent

penser à un phénomène « d’émergence » de ces follicules au cours de leur

développement en direction de la surface, aux niveaux de couverture moindre en terme

d’épaisseur des zones superficielles 2 et 3.

La coïncidence des follicules en développement avec ces niveaux semble être au hasard,

car le stock de follicules est distribué de façon hétérogène dans la zone 4 d’après nos

résultats, et décrite par Sforza et al. (2003) à laquelle s’ajoute l’hétérogénéité de

l’épaisseur des couches sub- superficielles 2 et 3.

Le découpage structural du cortex en couches superposées mis en évidence dans cette

étude a été rapporté chez la race bovine d’Australie (Ingrid et al., 1996). Il se vérifie sur

le plan biologique : ainsi la zone 1 ou épithélium unistratifié, sa particularité se traduit

sur le plan pathologique. En effet, il a été rapporté que plus de 95% des cancers de

l’ovaire trouvent leur origine dans cette enveloppe de l’ovaire (Jeff et al., 2000 ; Choi et

Auersperg, 2003).

D’autre part, en ce qui concerne les zones 2 et 3 dont la structure est différente de celle

de la couche 1, une étude menée pour déterminer leurs propriétés fonctionnelles a

conclu à une activité sécrétrice de protéines spécifiques distinctes de celles de la zone 1

qui élabore une protéine à 28-KDa et une autre à 40-KDa comme une protéine de

croissance, l’insulin-like growth factor (IGF) binding protein-2 (IGFBP2) (Vigne et al.,

116

1994). En plus, les couches 2 et 3 se caractérisent par un aspect particulier des cellules

différentes de celui des zones sous jacentes 4 et 5 (Ingrid et al., 1996). Dans la zone 4

où les follicules commencent à apparaître, le stroma est riche en fibres de collagène, non

vascularisée ; les follicules préantraux y sont à différentes orientations (Ingrid et al.,

1996). La non vascularisation de cette zone 4 à prédominance de follicules primordiaux

(Sforza et al., 2003), serait compatible avec le fait que l’activation des follicules

primordiaux semble être non hormono- dépendant, (Wezel et al., 1995) et que ces

follicules étant quiescents, requièrent un minimum d’oxygène et d’énergie. Quant à la

zone 5 la plus profonde, elle se distingue par sa vascularisation développée (Zheng et

al., 1993) et son hébergement de follicules antraux. Cette configuration se confirme par

les échanges qui s’établissent normalement entre ce type de follicules et le sang.

Cette distribution spatiale hétérogène des follicules au sein du cortex ovarien a été

reportée également chez l’espèce humaine (Sforza et al., 2003). En effet, cette

disposition serait une conséquence de migration des follicules pendant la phase finale

d’histogenèse de l’ovaire normal, acquise au stade précoce de la morphogenèse

ovarienne (voir partie bibliographique).

Une analogie de ce point de vue entre les espèces humaine et bovine a été rapportée

également par (Vigne et al., 1994).

Sur le plan quantitatif, l’exploration histologique nous a permis aussi de révéler une

variation de la population folliculaire en fonction de l’âge : les femelles âgées de plus

de 5 ans ont le taux le plus bas en follicules. Il est à noter qu’au sein de la tranche d’âge

inférieure à 3 ans, les follicules primordiaux prédominent.

De sa part, Schmidt et al. (2003) à partir de biopsies ovariennes destinées à la

cryoconservation, ont observé que le stock de follicules est plus faible dans les

fragments prélevés chez les individus plus âgés.

D’autre part, la race locale accuse un stock de follicules primordiaux moins important

que chez la race améliorée à un âge inférieur à 3 ans.

Ce résultat se confirme par l’estimation du pourcentage des aires occupées par les

follicules et le stroma ovarien qui a révélé une diminution progressive nette de la

population folliculaire chez les vaches hors âge de la race locale du Maroc. Ceci est en

accord avec les résultats de Kumar et al. (1997) chez le Buffle.

D’autre part, l’âge des génisses de la race locale à la 1ère saillie fécondante est

relativement tardif et témoigne d’un manque de précocité évidente de la race locale

(Dewulf et Lahlou-Kassi, 1983). Ce résultat peut être en relation avec le taux de

117

follicules jugés plus faible chez la race Blonde d’Oulmes-Zaer à un âge inférieur à 3 ans

par rapport à celui de la race croisée.

Sur le plan pratique, il ressort de notre étude sur la race locale Marocaine, à l’instar de

celle menée chez le Buffle (Kumar et al., 1997) que les ovaires sont dotés d’une

population folliculaire totale nettement plus importante que celle exploitée par la

technique d’aspiration et de ponction des follicules visibles en surface. Une technique

plus agressive (Slicing) permettrait l’accès aux follicules les plus profonds non visibles

en surface mais qui peuvent constituer une source d’ovocytes pour la production

d’embryons bovins in vitro (Miyamura et al., 1996).

III / Les effets génétiques et autres sur la population folliculaire et le rendement

ovocytaire chez la race locale et exotique ainsi que le produit de leur

croisement.

Le nombre moyen de follicules par individu dans cette étude a été de (22.98± 8.41). Il

est supérieur à celui rapporté par (Kumar et al., 1997) qui est de 5,20 par vache de la

race Buffalo, mais du même ordre de ce qu’a observé Maneesh et al., (2000) qui est de

23 follicules en moyenne par vache. Et est inférieur à celui rapporté par Takaji et al.,

(1992) ;

32 follicules détectés sur les ovaires d’une vache élevée au Japon. Ce qui laisse penser à

un effet race (Humblot et al., 2005) et/ou de gestion du troupeau (Takaji et al., 1992).

Nos résultats varient beaucoup d’un individu à un autre dans un intervalle (de 2 à 60)

pour les follicules comptés sur la surface des ovaires. Les valeurs des erreurs standards

sont voisines de celles rapportées par Takaji et al., (1992).

Les variations élevées enregistrées dans cette étude soulignent la variabilité individuelle

pour ce qui est du rendement folliculaire. Cette importante variation individuelle est

aussi rapportée par, Humblot et al., (2005) suggérant que l’effet animal sur le nombre de

follicules est probablement un effet capital. Ainsi, il a été souligné que la parité

(nombre de mise bas) et la race de la vache pourraient être à l’origine de cette variation

de la dynamique ovarienne (Rhodes et al., 1995 ; Edde et al., 1999).

Le rendement en ovocytes chez les vaches de race locale, le produit de croisement entre

la race locale x exotique et exotique pure est de (2.59±1.53) ovocytes par vache. Il est

plus bas que ce qui a été rapporté en bibliographie (Nibart et Marquant- Leguienne,

1995).

118

Le rendement en ovocytes dans cette étude a été de 2 à 3 ovocytes par vache et par

collecte, il est inférieur à ce qui est rapporté en bibliographie qui est de 5 à 6 ovocytes

par collecte et par donneuse (Nibart et Marquant- Leguienne, 1995).

Mermillod et al., (1992), révèlent un résultat de 14.1 ovocytes par vache et par collecte

en moyenne.

L’aspiration du contenu folliculaire sous faible dépression sur des ovaires de chèvre

prélevés à l’abattoir permet d’obtenir en moyenne de 1 à 2 complexes ovocyte-cumulus

utilisables par ovaire (Cognié et Baril, 2002).

Plusieurs facteurs, particulièrement, la nutrition (Kruip-Tam et al., 1996 ; Kendrich et

al. 1999; Montiel et Ahuja, 2005) et/ou la technique de récupération des ovocytes

peuvent avoir un impact sur ces résultats.

En effet, Cognié et Baril, (2002) ont remarqué qu’un supplément de 4 à 5 ovocytes peut

être obtenu après découpage de l’ovaire en fines lames (slicing) à l’aide d’une lame de

rasoir.

Humblot et al., (2005), rapportent un rendement de 19 ovocytes par vache et par collecte

par la technique de l’OPU (Ovum Pick Up) et après super ovulation des vaches.

En utilisant la technique d’aspiration directe des follicules apparents en surface, le

rendement en ovocytes était de 2.59 ovocytes par femelle, et qui est similaire à celui

observé chez la race Buffalo : 2.35 (Kumar et al., 1997). Cependant, la ponction des

follicules ou le slicing des ovaires a donné respectivement un rendement de 3.10 et 6.25

ovocytes par vache. Cette amélioration du rendement est probablement due au fait que

les follicules superficiels et profonds sont exploités par la dissection de l’ovaire.

La récolte des ovocytes par la technique de slicing permet de récupérer même les

ovocytes contenus dans les petits follicules. Cependant, ces ovocytes sont moins aptes à

se développer après la fécondation in vitro (Cognié et Baril, 2002).

La différence du rendement en ovocytes par aspiration ou ponction pourrait résulter

partiellement de la pression négative appliquée aux follicules au moment de la collecte

des ovocytes.

Une pression négative de 50 mm Hg pourrait affecter le nombre et la qualité des

ovocytes (Ward et al., 2000). En effet, la variation des facteurs mécaniques en rapport

avec la procédure d’aspiration peut affecter aussi bien le rendement en ovocytes que

l’intégrité du complexe ovocyte - cumulus ainsi que leur potentiel du développement

119

dans les conditions de culture in vitro (Bols et al., 1996 ; Hashimoto et al., 1999 ; Ward

et al., 2000).

La différence entre le rendement par aspiration manuelle des follicules et leur aspiration

à l’aide d’une seringue reliée à une pompe sous vide, peut être attribué aux manœuvres

différentes, la première est contrôlée manuellement alors que l’utilisation de la pompe

dans la ponction permet une maîtrise meilleure de la pression utilisée pour l’opération.

Le fait que le B.C.S. a un effet significatif sur le nombre de follicules, le rendement en

ovocytes ainsi que sur leur qualité (Rhind et al., 1989 ; Dominguez, 1995 ; Kumar et al.,

1997) supporte l’effet de la nutrition sur les processus de la reproduction ; en

l’occurrence au niveau ovarien.

En effet, les vaches maigres à faible état corporel (B.C.S. = 1 – 2) ont moins de

follicules ovariens durant la phase lutéale et tendent à donner moins de follicules et

d’ovocytes au cours de la phase folliculaire (Rhind et al., 1989). Aussi, le nombre de

follicules qui quittent chaque jour la réserve est dépendant du B.C.S. individuel (Drion

et al., 1996).

D’autre part, la différence des résultats entre la race locale, le produit de croisement : la

race locale x la race exotique et la race exotique pure pourrait résulter de la méthode

d’évaluation du B.C.S. qui se fait sur une échelle qui n’est peut être pas adapté à la race

Marocaine.

Néanmoins, il a été rapporté que le B.C.S. n’est pas corrélé de façon significative à

l’activité métabolique (Zarco, 1993). Cependant, la balance énergétique, hormones

spécifiques et métabolites sont des indicateurs beaucoup plus précis.

Dans cette étude, le faible rendement en ovocytes des vaches à B.C.S. : 2, pourrait être

en relation avec le niveau énergétique de l’alimentation et la saison.

Les changements métaboliques et hormonaux liés aux apports alimentaires n’affectent

pas seulement la croissance et le développement folliculaire mais aussi la qualité des

ovocytes (Dominguez, 1995). Ainsi, le nombre d’ovocyte obtenu par aspiration des

follicules est significativement supérieur (1.53) chez les vaches recevant un régime

riche en énergie par rapport à celles recevant une ration faible en énergie (1.37)

(Kendrick et al., 1999).

En effet, L’énergie exerce une action cruciale sur la production d’hormones reliées à la

reproduction. Une balance énergétique positive stimule la production de toutes les hormones

reliées au développement folliculaire, à l’ovulation et à l’apparition des chaleurs.

120

Le rôle du bilan énergétique et la mobilisation des réserves adipeuses sur la fonction de

reproduction en l’occurrence sur la dynamique ovarienne ont clairement été démontrés (Butler,

2000).

Les relations entre l'état nutritionnel de la femelle et la fonction de reproduction sont très

particulières car les besoins énergétiques pour la reproduction stricto sensu, c'est-à-dire

l'ovulation et la fécondation, sont pratiquement négligeables. En revanche, l'initialisation d'une

gestation est lourde de conséquences pour la survie de la femelle si les apports nutritionnels et/ou

si ses réserves corporelles sont insuffisantes. En effet, ses besoins vont s'accroître au cours de la

gestation et surtout, après l'enclenchement de la lactation. Les régulations de la reproduction par

l'état nutritionnel supposent donc à un moment donné, la mise en œuvre de mécanismes

particuliers d'évaluation simultanée du bilan énergétique et de l'état des réserves adipeuses. Une

telle évaluation, à des phases clés du processus reproductif (jours suivant le vêlage chez la vache

laitière), pourrait constituer un moyen de remettre en cause l'engagement de la femelle dans une

nouvelle gestation et de limiter ainsi le risque associé à la reproduction (Chilliard et al., 2000 ;

Butler, 2003), mécanismes physiologiques en jeu impliquent un effet mémoire, sont très

complexes et demeurent encore mal connus (Butler, 2003). La leptinémie (et d'autres signaux

venant des tissus adipeux) intervient probablement dans cet effet mémoire, car elle est liée à la

fois au niveau des réserves et à l'état nutritionnel présent et elle semble pouvoir limiter la

reproduction lorsqu'elle est inférieure à un seuil d'environ 4 à 5 ng/ml (Liefers et al., 2003,

Meikle et al., 2004).

Pour l’effet saison, Dewulf et Lahlou-Kassi (1983), révèlent que l’activité sexuelle chez la race

locale est fortement élevée (plus de 90% des femelles en œstrus) aux mois de juin, juillet, août et

janvier. A l’opposé, elle est fortement réduite aux mois de mars et avril où 50% des femelles sont

en anœstrus, ce qui pourrait expliquer en partie le rendement en ovocytes noté chez la race locale

par rapport à la race exotique et le produit de leur croisement.

Dans notre étude, les ovocytes nus c'est-à-dire sans cumulus sont considérés comme des

ovocytes anormaux. Des ovocytes de la même qualité ont été maturés, fertilisés in vitro

et ont aboutit au stade d’embryons viables (Moreno et al., 1992). Ceci laisse suggérer

que certains ovocytes perdent partiellement leur cumulus durant l’aspiration des

follicules tout en restant viables.

Un complexe cumulus ovocyte (CoC) isolé d’un follicule non atrétique garantie un taux

élevé de formation de blastocyste et serait à l’origine d’un embryon de bonne qualité

(Wurth et Kruip, 1992).

121

En effet, la compétence de l’ovocyte à se développer in vitro ou in vivo s’acquière

graduellement et augmente avec le développement du follicule qui le contient.

L’ovocyte qui a déjà reçu les instructions du follicule avant d’être collecté devrait être

utilisé pour la P.I.V. (Gandolfi et Gandolfi, 2001).

La capacité de l’ovocyte à se développer en embryon dépend des informations

spécifiques et suffisantes qu’il a eues sous forme de RNAm ou protéines du follicule,

(Sirard, 2001). Si ces informations sont insuffisantes, la maturation nucléaire et/ou

cytoplasmique serait affectée et perturberait le développement in vitro.

L’état nutritionnel de nos animaux a été jugé par : les protéines totales, l’albumine, urée

et le β-hydroxybutyrate et l’A.S.A.T. Le dosage de ces paramètres montre que 78% des

vaches ont une protéinémie s’insérant dans l’intervalle des valeurs usuelles (60 à 85g/l)

(Fontaine et Cadore, 1995), 48.75% ont une albuminémie normale (30.3 à 35.5g/l)

(Kaneko, 1989). Les valeurs de l’urée et du β-hydroxybutyrate sont dans l’intervalle des

valeurs normales pour la majorité des vaches (Fontaine et Cadore, 1995 ; Dargel, 1987).

100% des vaches ont une A.S.A.T. normale (Fontaine et Cadore, 1995) suggérant une

intégrité hépatique de ces animaux.

Cependant, l’urémie chez la race Exotique (E) (3,88 mmol/l ± 0,23) et chez le produit de

croisement entre la race Locale avec la race Exotique (LxE) (4,34 mmol/l ± 0,42), est

significativement inférieure (P<0.05) à celle de la race locale (Blonde Oulmès des Zaer)

(5,08mmol/l ± 0,38). Ce résultat pourrait être en lien avec la dynamique ovarienne notée

inférieure chez la race Locale par rapport à la race exotique et le produit de leur

croisement.

En effet, Fergusson et Chalupa, (1989) ont observé que le taux de réussite de l’IA

(Insémination Artificielle) est 3 fois plus faible chez les vaches dont l’urémie était

supérieure à 0,43 g/l comparativement aux vaches à urémie normale. En effet, l’urée est

toxique pour le sperme et l’ovocyte (Greenhalf et Doggory, 1971). Ceci pourrait

expliquer la baisse du taux de réussite à l’I.A. et les mortalités embryonnaires.

De sa part, Butler (1998) révèle l’effet négatif de l’urée sur la fonction ovarienne et la

fertilité de la vache en agissant sur le pH utérin. Une concentration en urée plasmatique

supérieure à 19 mg/dl est associée à une altération du pH utérin et réduction de la fertilité

chez la vache. Le pH utérin de façon dynamique est inversement corrélé avec la concentration

plasmatique en urée.

122

Parmi les mécanismes impliqués dans la réduction de la fertilité, la balance énergétique négative

en relation avec l’excès protéique.

En effet, Butler (2003), montre qu’une balance énergétique négative retarde l’ovulation en

inhibant la fréquence des pulses de LH, induit une diminution de glycémie, d’insuline plasmatique

et de l’insuline growth factor-I (IGF-I) qui réduisent la production d’œstrogène par le follicule

dominant.

Le dosage du β- hydroxybutyrate (β-OH) qui est un indicateur de la mobilisation des réserves

corporelles montre que ce corps cétonique est plus élevé chez la race exotique par rapport aux

autres races (race locale et le produit de croisement de la race locale et la race exotique). Ceci

signifie que la race exotique est moins adaptée aux conditions climatiques et environnementales

locales.

Ceci signifierait aussi que ces animaux sont plus exposés au déficit énergétique car donnent plus

de lait et ne reçoivent pas suffisamment de concentré après le part.

Pour la race locale, elle profite plus des pâturages et donc a un accès plus important à l’azote

quand les conditions climatiques le permettent bien entendu.

123

Conclusion

L’impact d’une restriction alimentaire sur la reproduction des mammifères est admis.

Chez la vache, elle implique de nombreuses perturbations du profil hormonal, et de

l’activité ovarienne, en raison essentiellement du disfonctionnement de l’axe

hypotalamo-hypophysaire. En conséquence, la stéroïdogenèse est altérée, la dominance

folliculaire modifiée, une dépression de la compétence ovocytaire et donc une altération

de l’aptitude au développement in vitro.

L’interaction entre la nutrition et la reproduction repose sur plusieurs liens complexes. D’un point

de vue nutritionnel, l’énergie, les protéines, les minéraux et les vitamines affectent tous la

reproduction à leur façon.

Sur le plan pratique, cela mène à tenir compte du fragile équilibre qui existe entre la nutrition et la

reproduction pour maîtriser la reproduction des vaches face à la régie alimentaire afin de produire

au moins un veau vivant en santé par année.

D’autre part, les résultats de notre étude préliminaire pour la pratique de P.I.V. d’embryons in

vitro ont permis de conclure que :

1/ La nutrition a un effet sur la population folliculaire, le rendement en ovocytes ainsi

que leur qualité. En rapport avec ce dernier point, le taux de maturation des ovocytes collectés

pendant une année à tendance sèche est significativement plus bas que celui des ovocytes issus de

vaches ayant bénéficié d’une année humide et donc un pâturage abondant.

2/ La mesure du score des conditions corporelles de la donneuse de gamètes est un bon

outil pour le choix des femelles donneuses d’ovocytes. Le BCS de la vache a révélé un effet sur

la folliculogenèse, le rendement en ovocytes et aussi leur qualité.

3/ L’âge des donneuses doit être pris en considération : Pour notre étude, plus de la moitié

des vaches considérées abattues dans les abattoirs de l’axe Kenitra-Casablanca sont âgées de plus

de 5 ans, tranche d’âge où la population folliculaire et le rendement en ovocytes déclinent

significativement par rapport aux âges plus jeunes : inférieurs à 5 ans.

124

4/ L’exploration histologique des ovaires de la race Oulmès Zaer a montré une répartition et

une population folliculaire comparables à celles du produit de croisement entre cette dernière et

une race exotique : Pie noire ou Holstein, chez les femelles âgées de 3 ans et plus.

A jeune âge (moins de 3 ans), la race locale Oulmès Zaer présente une population folliculaire

significativement moins importante que celle du produit du croisent de la vache Oulmès- Zaer

avec la vache Pie noire ou la Holstein.

L’épaisseur des couches externes du cortex ovarien (la tunique albuginée) contribue également à

cacher les follicules sous jacents.

L’importance de ce résultat réside dans la nécessité d’utiliser la technique appropriée à cette

structure qui permet l’accès aux follicules indépendamment de leur localisation dans le cortex

afin d’optimiser la quantité de matériel recherché.

5/ Par ce travail, qui constitue les premiers essais de la technologie de production d’embryons

bovins in vitro dans notre pays, on peut considérer qu’elle est en phase d’expérimentation.

A l’issu de cette étude, nous pouvons affirmer qu’un certain nombre de problèmes doivent être

reconsidérés, il s’agit de :

� l’optimisation de la récupération d’ovocytes à partir de femelles à haut niveau

génétique.

� l’importante variabilité de la qualité et la quantité d’ovocytes entre donneuses.

� le jugement de la qualité de la maturation cytoplasmique de l’ovocyte.

� l’efficacité des systèmes de culture in vitro qui constituent une étape à problèmes en

rapport avec l’acquisition des ingrédients et le fonctionnement de l’appareillage.

Nos perspectives,

1/ Essayer de réaliser toutes les étapes restantes de la technique de P.I.V. d’embryons: la

capacitation des spermatozoïdes, la fécondation des ovocytes maturés in vitro et le

développement des œufs jusqu’au stade blastocyste.

2/ Utiliser cette technique pour promouvoir les races Marocaines en voie d’extinction.

3/ Instaurer cette technique dans l’enseignement pratique (niveau Master).

4/ Tenter d’appliquer la technique à des espèces domestiques ou sauvages en voie

d’extinction.

125

Abdellaoui M.M. (1972). Contribution à l’étude des perturbations protidiques des états de malnutrition.Thèse doctorat. Méd., Rabat.

Abdoon A.S. et Kandil O.M. (2001). Factors affecting number of surface ovarian

follicles and oocytes yield and quality in Egyptian buffaloes. Reprod. Nutr. Dev., 41 (1): 71-77.

Adams G.P., Kot k., Smith C.A. et Ginther O.J. (1993). Effect of the dominant follicle

on regression of its subordinates in heifers. Canadian Journal of Animal Science., 73: 267-275.

Agabriel J., Grenet N. et Petit M. (1992). Etat corporel et intervalle entre vêlage chez la

vache allaitante. Bilan de deux années d’enquêtes en exploitation. INRA Prod. Anim. 5 (5): 355 –369.

Alderman G. (1970). Nutrition as a possible cause of infertility in cattle. Vet. Rec. 87:

35. Algriany O., Bevers M., Schoevers E., Colenbrander B., Dieleman S. (2004). Follicle

size-dependent effects of sow follicular fluid on in vitro cumulus expansion, nuclear maturation and blastocyst formation of sow cumulus oocytes complexes. Theriogenology., 62(8):1483-97.

Al-Katanani Y.M., Paula-Lopes F.F. et Hansen P.J. (2002). Effect of season and

exposure to heat stress on oocyte competence in Holstein cows. J. Dairy. Sci., 85: 390-396.

Allison R.D. et Laven R.A. (2000). Effect of vitamin E supplementation on the health

and fertility of dairy cows: a review. Vet. Rec., 147(25): 703- 8. Al Mandri A. (1986). Contribution à l’étude de la puberté chez les génisses de la race

locale et Pie-Noire: effet du niveau de nutrition post- sevrage. Thèse Doctorat Véterinaire, I.A.V. Hassan II, Rabat.

Annemarie Z., Karin M., Karen R. et Katarina J.(2003). Apoptosis within bovine

follicular cells and its effect on oocyte development during in vitro maturation. Theriogenology, 59:1421-1433.

Archbald L.F., Sumrall D.P., Tram T., Klapstein E., Risco C. et Chavatt P. (1993).

Comparaison of pregnancy rates of repeat breeder dairy cows given gonadotropin releasing hormone at or prior the time of insemination. Theriogenology. 39: 1081-1091.

Armstrong D.G., McEvoy T.G., Baxter G., Robinson J.J., Hogg C.O., Woad K.J., Webb

R. et Sinclair K.D. (2001). Effect of dietary energy and protein on bovine follicular dynamics and embryo production in vitro: associations with the ovarian insulin-like growth factor system. Biol. Reprod. 64 (6): 1624-32.

Armstrong D.G., Gong J.G., Gardner J.O., Baxter G., Hogg C.O. et Webb R. (2002).

Steroidogenesis in bovine granulosa cells: the effect of short- term changes in dietary intake. Reproduction, 123 (3): 371- 378.

126

Asri A. (1984). Contribution à l’étude de la pubereté et de la mise en reproduction des bovines de la race locale dans les conditions d’élevage Marocain. Thèse Doctorat Vétérinaire, I.A.V. Hassan II, Rabat.

Atherton D. (1994). The effect of mineral nutrition on bovine fertility with particular

reference to embryo transfer. 10e Réunion A.E.T.E –Lyon, 9-10 Septembre. Austin E.J., Mihm M., Evans A.C.O., Ireland J.L.H. Ireland J.J. et Roche J.F. (2002)

"Effects of oestradiol and progesterone on secretion of gonadotrophins and health of first wave follicles during the oestrous cycle of beef heifers."

Reproduction,124: 531-541. Avery B., strobech L., Jacobsen T., Bogh I.B. et Greve T. (2003). In vitro maturation of

bovine cumulus-oocyte complexes in undiluted follicular fluid: effet on nuclear maturation, pronucleus formation and embryo development. Theriogenology, 59 (3-4): 987- 99.

Badinga L., Thatcher W., Diaz T., Drost M. et Wolfenson D. (1993). Effect of

environmental heat stress on follicular development and steroidogenesis in lactating Holstein cows. Theriogenology, 39: 797-810.

Baldwin D.M. (1979). The effect of glucocorticoides on estrogen- dependent luteinizing

hormone release in the ovariectomized rat and gonadotropin secretion in the intact female rat. Endocrinology, 105: 120 – 128.

Baird G.D. (1982). Primary ketosis in the high producing dairy cow: clinical and

suclinical disorders, treatment, prevention, and outlook. J. of Dairy Sci., 65 (1): 1-10.

Bao B., Garverick H.A., Smith G.W., Smith M.F., Salfen B.E. et Youngquist R.S.

(1997). Changes in mRNA encoding LH receptor, cytochrome P450 side chain cleavage and aromatase are associated with recruitment and selection of bovine ovarian follicles. Biology of reproduction, 56: 1158-1168.

Barb C.R. et Kraeling R.R. (2004). Role of leptin in the regulation of gonadotropin

secretion in farm animals. Animal Reproduction Science. 82: 155- 167. Barone R. (1987). Anatomie compare des mammifères doméstiques, Ed. Vigot, Lyon,

Tome III, pp : 283-309. Bartolome J.A., Melendez P., Kelbert D., Swift K., Mchale J., Hernandez J., Silvestre

F., Risco C.A., Arteche A.C.M., Thatcher W.W. et Archbald L.F. (2005). Strategic use of gonadotrophin-releasing hormone (GnRH) to increase pregnancy rate and reduce pregnancy loss in lactating dairy cows subjected to synchronization of ovulation and timed insemination. Theriogenology, 63: 1026- 1037.

Beam S.W. et Butler W.R. (1999). Energy balance effects on follicular development and

first ovulation in post-partum cows. J. Repod. Fert. 54:411–424. Beker A.R.C.L., Colenbrander B. et Bevers M.M. (2002). Effet of 17- estradiol on the in

vitro maturation of bovine oocytes. Theriogenology, 58 (9) :1663-73.

127

Benlekhal A. (1996). L’amélioration génétique des bovins laitiers dans la stratégie d’élevage; séminaire sur le programme national d’amélioration génétique des bovins laitiers. ANPA. 24-25 Mai 1996, Taroudant.4-18.

Benoit A.M., Swanchara K. et Schoppee P. (1996). Insulin- like growth factor-I (IGFI)

and IGF binding proteins: potential mediators of the influence of nutrition on ovarian function in the heifer and gilt. Reprod. Domest. Anim., 31: 549-553.

Bensaleh Zemrani A. et Oukassou L. (1978). Eléments pour la contribution au

développement de la production de viande bovine au Maroc. Détermination d’un certain nombre de paramètres zootechniques relatif à la race Oulmès et ses produits de croisements. Al Awamia 54: 1-72.

Berry D.P., Buckley F., Dillon P., Evans R.D., Rath M. et Veerkamp R.F. (2003).

Genetic Parameters for Body Condition Score, Body Weight, Milk Yiel and Fertility Estimated Using Random Regression Models. J. Dairy Sci. 86: 3704-3717.

Berthelot X. et Bergonier D. (1995). Température et reproduction chez la vache. Point

vét. 26 (166): 1149-1155. Bevers M.M., Dieleman S.J. et Van den Hurk R. (1997). Regulation and modulation of

oocyte maturation in the bovine. Theriogenology, 47:13-22. Blondin P. et Sirard M.A. (1995). Oocyte and follicular morphology as determining

characteristics for developmental competence in bovine oocytes. Mol. Reprod. Dev. 41(1) : 54-62.

Bocquier F., Bonnet M., Faulconnier Y., Guerre-Millo M., Martin P. et ChilliarY.

(1998). Effects of photoperiod and feeding level on perirenal adipose tissue metabolic activity and leptin synthesis in the ovariectomized ewe. Reprod. Nutr. Dev.38(5) :489-98.

Bocquier F., Guillouet P., Barillet F. et Chilliard Y. (1999). Comparison of three

methods for the in vivo estimation of body composition in dairy ewes. Annales de Zootechnie. 48 (4) : 297-308.

Boland M.P., Lonergan P. et O’Callaghan D. (2001). Effect of nutrition on endocrine

parameters, ovarian physiology and ovocyte and embryo development. Theriogenology. 55: 1323-1340.

Bols P.E.J., Van Soom A., Ysebaert M.T., Vandenheede J.M.M. et De Kruif A. (1996).

Effects of aspiration vacuum and needle diameter on cumulus-oocyte complex morphology and developmental capacity of bovine oocytes. Theriogenology. 45: 1001-1014.

Bonnes G., Desctaude J., Drogoul C., Gadoud R., Le Loc’h A., Montmeas L. et RobinG.

(1988). Reproduction des mammifères d’élevage, 1ère édition, Paris. Boujenane I. (2002). Les races bovines au Maroc. Actes Editions, Rabat. Bounab M. (1970). Race bovine d’Oulmes-Zaer. Mémoire Fin d’Etudes, E.N.A. Meknes.

128

Bormann C.L., Ongeri E.M. et Krisher R.L. (2003). The effect of vitamins during maturation of caprine oocytes on subsequent developmental potential in vitro. Theriogenology, 59(5-6):1373-80.

Bourche J.H. et Saporta G. (1983). Analyse des données. Coll “Que sais- je” Puf (ed),

pp 16-107. Brachett B.G., Bausquet D. ,Boice M.I. , Donawick W.J. , Evans J.U. et Dressel M.A.

(1982). Normal development following in vitro fertilization in the cow. Biol.Reprod., 27:147-158.

Brachett B.G. et Zuelke K.A. (1993). Analysis of factors involved in the vitro

production of bovine embryos. Theriogenology, 39: 43-64. Brachett B.G., Bausquet D. Boice M.I., Donawick W.J. , Evans J.U.F. et Dressel M.A.

(1982). Normal development following in vitro fertilization in the cow. Biol.Reprod. 27:147-158.

Braun R.K., Donovan G.A., Tran T.Q., Shearer J.K., Bliss E.L., Webb D.W., Beede

D.K. et Harris B. (1986). Body condition scoring dairy cozs as a herd management tool. Comp. Contin. Educ.Pract.Vet. 10: 62-67

Britt J.H. et Williams E.I. (1992). Impacts of early postpartum metabolism on follicular

development and fertility. Proceedings of the Twenty Fourth Annuel Convention American Association of Bovine Practitioners. September, Florida. 39-43.

Burns P.D., Spitzer J.C. et Henricks D.M. (1997). Effect of dietary energy restriction on

follicular development and luteal function in non lactating Beef Cows. J. Anim. Sci., 75: 1078-1088. Busato A., Faissle D., Kupfer U. et Blum J.W. (2002). Body condition scores in dairy

cows: associations with metabolic and endocrine changes in healthy dairy cows. J.Vet.Med. 49(9):455-60

Butler W.R. et Smith R.D. (1989). Interrelationships between energy balance, milk

production and ovulation in postpartum reproductive function in dairy cattle. J. Dairy Sci. 72: 767-783. Butler W.R. (1998). Review: effect of protein nutrition on ovarian and uterine

physiology in dairy cattle. J. Dairy Sci. 81(9):2533-9.

Butler W.R. (2000). Nutritional interactions with reproductive performance in dairy cattle. Anima. Reprod. Sci., 60-61:449-457.

Butler W.R. (2003). Energy balance relationships with follicular development, ovulation

and fertility in postpartum dairy cows. Livestock Production Science, 83: 211- 218. Butler S.T., Marr A.L., Pelton S.H., Radcliff R.P., Lucy M.C. et Butler W.R. (2003).

Insulin restores GH responsiveness during lactation-induced negative energy balance in dairy cattle: effects on expression of IGF-I and GH receptor 1A. J. Endocrinol. 176(2):205-17

129

Canfield R.W., Sniffen C.J. et Butler W.R. (1990). Effects of excess degradable protein on postpartum reproduction and energy balance in dairy cattle. J. Dairy Sci., 73 (9) : 2342-9.

Canfield R.W. et Butler W.R. (1991). Energy balance, first ovulation and the effects of

naloxone on LH secretion in early postpartum dairy cows.J. Dairy. Sci., 69: 740-746.

Canty M.J., Boland M.P. et Crowe M.A. (2003). “Insulin-like growth factor binding

protein 3 localisation in bovine ovarian follicles.” Reproduction in Domestic Animals, 38 : 333.

Caraty A., Duittoz A., Pelletier J., Thiéry JC., Tillet Y. et Bouchard P. (2001).

Libération pulsatile des gonadotropines, de la prolactine et de la GH. Le contrôle de la pulsatilité de LH. Dans : Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp.85-107.

Carolan C., Lonergan P., Monget P., Monniaux D. et Mermillod P. (1996). Effet of

follicle size and quality on the ability of follicular fluid to support cytoplasmic maturation of bovine oocytes. Molecular reproduction and development, 43: 477-483.

Cecconi S. et Colonna R. (1996). Influence of granulosa cells and of different somatic

cell types on mammalian oocyte development in vitro. Zygote; 4: 305-7. Chaffaux S., et Bazile C. (2001). La reproduction du chat et du chien Dans: Thibault et

Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp. 816- 839.

Chalupa W. et Fergusson J.D., (1989). The impact of nutrition on reproduction of dairy

cows. 50th Anniversary Mn. Nutr. Conf. And Heartland Lysine Tech. Symp., 59-80.

Chastant S. et Maillard R. (1999). BVD et troubles de la reproduction. Point Vét. 30:

59- 66. Cheng W.T.K., Moor R.M. et Plage C. (1986). In vitro fertilization of pig and sheep

oocytes maturated in vivo and in vitro. Theriogenology; 25: 146. Chian R.C., Chung J.T., Downey B.R. et Tan S.L. (2002). Maturational and

developmental competence of immature oocytes retrieved from bovine ovaries at different phases of folliculogenesis. Reproductive BioMedicine Online; 4: 127-132.

Chilliard Y., Remond B., Savant D. et Vermarel M. (1983). Particularités du

métabolisme énergétique. Bull. Tech. CRZV. Theix INRA, 53: 37- 64. Chilliard Y., Bocquier F. et Doreau M. (1998). Digestive and metabolic adaptations of

ruminants to undernutrition, and consequences on reproduction. Reprod. Nutr Dev.; 38 (2): 131- 152.

Chilliard Y., Ferlay A., Faulconnier Y., Bonnet M., Rouel J. et Bocquier F. (2000).

Adipose tissue metabolism and its role in adaptations to undernutrition in

130

ruminants. Proc Nutr Soc.,59(1):127-34.

Choi K.C. et Auersperg N. (2003). The ovarian surface epithelium: simple source of a complex disease. Minerva Ginecol; 55(4): 297-314.

Colazo M.G., Martinez M.F., Small J.A., Kastelic J.P., Burnley C.A., Ward D.R. et

Mapletoft R.J. (2005). Effect of oestradiol valerate on ovarian follicle dynamics and superovulatory response in progestin- treated cattle. Theriogenology, 63: 1454- 1468.

Colleau J.J., Heyman Y. et Renard J.P. (1998). Les biotechnologies de la reproduction

chez les bovines et leurs applications réelles ou potentielles en selection. INRA Prod. Anim., 11 (1) : 41- 56

Cognié Y. et Baril G., (2002). Le point sur la production et le transfert d’embryons

obtenus in vivo et in vitro chez la brebis et la chèvre. INRA Prod. Anim., 15(3): 199- 207.

Coscioni A.C., Reichenbach H.D., Schwartz J., Lafalci V.S.N., Rodriguers J.L. et

Brandelli A. (2001). Sperm function and production of bovine embryos in vitro after swin-up with different calcium and caffeine concentration. Animal Reproduction Science, 67: 59-67.

Cosgrove J.R., Tilton J.E. et Hunter M.G. (1992). Gonadotropin-independant

mechanisms participate in ovarian responses to realimentation in feed-restricted prepubertal gilts. Biol. Reprod., 47: 736- 745.

DanForth D.R., SinoSich M.J. et Anderson T.L. (1987). Identification of gonadotrophin

Surge – Inhibiting Factor (GnSIF) in follicular fluid and its differentiation from inhibine. Biol. Reprod. 37 : 1075-1082.

Dargel D. (1987). Zur enzymatishen Bestimmung von Acetacetat und D-3

hydroxybutyrat imblut und der Milch von kuhen. Mh. Vet.-Med. 42 : 244 – 247. Dauzet H., et Marquant-Le Guienne B. (1994). Intérêt économique de la fécondation in

vitro en élevage laitier et allaitant. El. & Ins., 264: 1-8. Delavaud C., Ferlay A., Faulconnier Y., Bocquier F., Kann G. et Chilliard Y. (2002).

Plasma leptin concentration in adult cattle: effects of breed, adiposity, feeding level, and meal intake. im. Sci., 80 (5):1317-28.

De Loos F., VanVlirt C., Van Mawik P. et Kruip T.A.M. (1989). Morphology of

immature bovine oocytes. Gametes Res. 24: 197-204. De Loos F., Kastrop, P. , Van Maurik, P., Van Beneden, TR. H. , et Kruip Th. A.M.

(1991). Heterologous cell contacts and metabolic coupling in Bovine cumulus oocyte complexes. Molecular reproduction and development, 28: 255 – 259.

De Rensis F., Marconi P., Cappeli T., Gatti F., Faciollongo F., Franzini S.et Scaramuzzi

RJ. (2002). Fertility in post partum dairy cows in winter or summer following estrus synchronization and fixed time AI after the induction of an LH surge with GnRH or hCG. Theriogenology, 58: 1675 – 1687.

131

De Rensis F. et Scaramuzzi R.J. (2003). Heat stress and seasonal effects on reproduction

in the dairy cow- a review. Theriogenology, 60 (6): 1139-1151. Derivaux J. et Ectors F. (Eds.) (1989). Reproduction chez les Animaux Domestiques.

Vol. I, ACADEMIA, Edition et Diffusion, Louvain-la-Neuve, pp: 57-506. De Smedt V., Crozet N. et Gall L. (1994). Morphological and functional changes

accompanying the acquisition of meiotic competence in ovarian goat oocyte. J. Exp. Zool. 269: 128-39. Dewit, A.A.C., Cesar, M.L. et Kruip T.A.M., (2001). Effect of urea during in vitro

maturation on nuclear maturation and embryo development of bovine Cumulus -Oocyte -complexes. J. Dairy Sci., 84 : 1800-1804.

Dewulf M. et Lahlou-Kassi A. (1983). La production de la race bovine marocaine Brune

de l’atlas (race locale). Hommes, Terre et Eaux., 51: 83-92. Diarra K., (1994). Profils métaboliques et évaluation du métabolisme protéo-

énergétique chez la vache laitière. Thèse Doct. Vét., I.A.V. Hassan II, Rabat. Dielman S.J., Kruipt A.M. et Fontijn E.P. (1983). Changes in oestradiol, progesterone

and testosterone concentration in follicular fluid and the micromorphology of preovulation bovine follicules relative to the peak of luteinizing hormone. J. Endocrinol. 97: 31-42.

Diskin M.G., Mackey D.R., Roche J.F. et Sreenan J.M. (2003). Effects of nutrition and

metabolic status on circulating hormones and ovarian follicle development in cattle. Animal Reproduction Science., 78: 345- 370.

Domecq J.J., Skidmore A.L., Lloyd J.W. et Kaneen J.B. (1995). Validation of body

condition scores with ultrasound measurements of subcutaneous fat of dairy cows. J. Dairy Sci. 78 (10): 2308- 13.

Dominguez M.M. (1995). Effects of body condition, reproductive status and breed on

follicular population and oocyte quality in cows. Theriogenology, 43 : 1405 – 1418.

Dominko T. et First N.L., (1997). Timing of meiotic progression in bovine oocytes an

dits effect on early embryo development. Mol Reprod Dev , 47 (4): 456-67. Driancourt M.A., Gougeon A. et Royere D. (1991). La fonction ovarienne. Dans : la

reproduction chez les mammifères et l’homme. Thibault C., Levasseur MC. Eds Ellipses INRA, pp: 273- 298.

Driancourt M.A. (1997). Folliculogenèse in vitro : la femme n’est pas une souris !

Contraception, Fertilité, Sexualité. (2ème journées de la fédération Française d’étude de la reproduction, 24-26 septembre 1997, Clermont-Ferrand). 25 (7-8): 543-548.

132

Driancourt M.A., Gougeon A., Monniaux D., Royère D. et Thibault C. (2001a). Folliculogenèse et ovulation. Dans : la reproduction chez les mammifères et l’homme. Thibault C., Levasseur MC. Eds Ellipses INRA, pp : 316- 322.

Driancourt M.A., Reynaud K. et Smitz J. (2001b). Differences in follicular function of

3-month-old calves and mature cows. Reproduction, 121(3): 463-74. Driancourt M.A. et Levasseur M.C. (2001c). Cycles estriens et cycles menstruels. Dans :

La reproduction chez les mammifères et l’homme. Thibault C.et Levasseur MC. (Edits) Ellipses, INRA, Paris, pp : 680- 698.

Drion P.V., Ectors P.J., Hanzen C., Houtain J.Y., Lonergan P. et Beckers J-F., (1996).

Regulation de la croissance folliculaire et lutéale. Le point veterinaire, Vol. 28, numéro spécial «Reproduction des ruminants».

Eaerle D.F. (1976). A guide to scoring dairy coz condition. Aust. Dep. Agric. J.

Victoria, 74: 228. Edde P., Florin B., Khodja S., Ponsart C. et Humblot P. (1999). Effect of the puncture of

the largest follicle on embryo yield after superovulation in dairy cattle. In: Proceedings XVth AETE meeting. Lyon France; 1999; 148 (abstract).

Edmonson A.J., Lean I., Weavs L.D., Farver T. et Webster G. (1989). A body condition

scoring chart of Holstein dairy cows. J. Dairy Sci., 72: 68. El Aidi L., Ectors F. et Lakhdissi H. (1995).Transfert Embryonnaire chez la race locale

Oulmès-zaer. IIIème Journées Scientifiques du réseau Biotechnologies Animales de l’AUPELF- UREF. Septembre 1995, Rabat.

El Hazzab A. (1997). La vache locale Tidili: Performances et perspectives de

développement. Mémoire pour l’obtention du Grade d’Ingénieur en Chef, ORMVA de Ouarzazate, Ouarzazate.

Elrod C.C. et Butler W.R. (1993). Reduction of fertility and altération of uterine pH in

heifers fed excess ruminally degradable protein. J. Anim. Sci., 71 (3): 694-701. Elvin J.A., yan C. et Matzuk M.M. (2000). Oocyte-expressed TGF-β superfamily

members in female fertility. Mol. Cell. Endocrinol., 159: 1-5. Enjalbert F., (1998). Alimentation et reproduction chez les bovins. Journées Nationales

des G.T.V. Enjalbert F., (1994). Relation alimentation – Reproduction chez la vache laitière. Le

point vétérinaire., 25: 984-991. Eppig J.J., O’Brien M. et Wigglesworth K. (1996). Mammalian oocyte growth and

development in vitro. Mol. Reprod. Dev., 44: 260-273. Erickson G.F. et Danforth D.R. (1995). Ovarian control of follicle development.

American Journal of Obstetrics and Gynecology. 172: 736-747.

133

Ezzo O.H. et Hegazy M.A. (1999). Effect of dietary fat on ovarian and metabolic response of heifers suffering from ovarian inactivity. Veterinary Medical Journal Giza, 47: 45- 57.

Ferguson J-D. et Chalupa W. (1989). Impact of protein nutrition on reproduction in

dairy cows. J. dairy Sci. 72: 746-766. Ferguson J-D. (1996). Diet, production and reproduction in dairy cows. Anim. Feed Sci.

Technol., 59 : 173-184. Ferguson J-D. (2005). Nutrition and reproduction in dairy herds. Vet. Clin. North. Am.

Food. Anim. Pract. 21(2):325-47. Filicori M., Flagmigni C. et Dellai P. (1994). Treatment of anovulation with pulsatile

gonatropin-releasing hormone: Prognostic factors and clinicals results in 600 cycles. J. Clin. Endocrinol. Metab. 79: 1215-1220.

Fontaine M. et Cadorej L. (1995). Vade Mecum du vétérinaire, Edition Anim. Reprod.

Sci Vigot Paris. Freret S. (2000). - Variation du niveau d'apport nutritionnel et production d'ovocytes et

d'embryons chez les ruminants : étude bibliographique. Elevage et Insémination, 297: 3-25.

Gandolfi B. et Gandolfi F. (2001). The maternal legacy to the embryo: cytoplasmic

components and their effects on early development. Theriogenology. 55: 1255-76. Garcia M., (1993). Reproductive features of domestic ruminant species. 1-23. Vienne Gazal O.S., Leshin L.S., Stanko R.L., Thomas M.G., Keisler D.H., Anderson L.L.et

Williams G.L. (1998). Gonadotropin- releasinghormone secretion into third-ventricle cerebrospinal fluid of cattle: correspondence with the tonic and surge release of luteinizing hormone and its tonic inhibition by suckling and neuropeptide Y. Biol.Reprod. 59: 676-683.

Gibbons W.J., Catcoti E.J. et Smithcors J.F. (1974). Médecine des bovins. Editionets

Vigot Frères, Paris. Ginther O.J., Kastelic J.P. et Knopf L. (1989). Composition and characteristics of

follicular waves during the bovine estrous cycle. Anim. Reprod. Sci. 20: 187-200. Graham J.D. et Clarke C.L. (1997). Physiological action of progesterone in target

tissues. Endocr. Rev., 18 :502- 519. Grainger C. et McGowan A.A. (1982). The significance of pre-calving nutrition of the

dairy cow. Anim. Prod., 8: 134-171. Greenhalf J.O. et Doggory P.L.C. (1971). Induction of therapeutique abortion by intra-

amniotique injection of urea. Br.Med.J., 1: 281-286.

134

Greenwald G.S. et Roy S.K. (1994). Follicular development and its control. In: Knobil E., Neill J.D., editors. Physiology of reproduction. New York: Raven Press; p. 629-724.

Gilchrist R.B., Ritter L.J. et Armstrong D.T. (2004). Oocyte-somatic cell interactions

during follicle development in mammals. Anim. Reprod. Sci. 82-83:431-46.

Gougeon A. (1996). Regulation of ovarian follicular development in primates: Facts and Hypotheses. Endocrine Reviews, 17 (2): 121-155.

Gosden R., Krapez J. et Briggs D. (1997). Growth and development of the mammalian

oocyte. BioEssays, 19: 875-82. Grimad B.P., Humblot A.A., Ponter J.P. Mialot D. Sauvant et M.,Thibier (1995).

Influence of post partum energy restriction on energy status, plasma LH and oestradiol secretion and follicular developpement in suckled beef cows. J. Reprod. Fertl. 104:173 –179.

Gruyter W. (1988). Dictionary of Obstetrics and Gynecology. Pschyrembel ed. P: 277. Guraya S.S. (1983). Recent progress in the structure, origin, composition and function

of cortical granules in animal egg. Int. Rev. cytol., 75: 257 - 360. Hafez E.S.E. (1993). Hormones, growth factors and reproduction. In: Hafez (Edit).

Reproduction in Farm Animals. pp. 94-113. Haliloglu S., Baspinar N., Serpek B., Erdem H. et Bulut Z. (2002). Vitamin A and β-

carotene levels in plasma, corpus liteum and follicular fluid of cyclic and pregnant cattle. Reprod. Domest. Anim., 37(2): 96-9.

Hanton G. et Tumba K.N. (1985). Influence de l’âge, de la race et du sexe sur les

protéines des bovins élevés en ranching ou shaba, Zaire. Rev. Elev. Vet. Pays trop. 38: 149- 152.

Harrenstien L.A., Munson L., Chassy L.M., Liu I.K. et Kirkpatrick J.F. (2004). Effects

of porcine zona pellucida immunocontraceptives in zoo felids. J. Zoo. Med. 35(3):271-9.

Hashimoto S., Takakura R., Kishi M., Sudo T., Minami N. et Yamada M. (1999). Ultrasound-guided follicle aspiration: the collection of bovine cumulus-oocyte complexes from ovaries of slaughtered or live cows. Theriogenology. 51: 757- 765.

Hasler J.F., Henderson W.B., hurtgen A.J., Jin Z.Q., M.C. Cauley A.D., Mower S.A.,

Neely B., Shuey L.S., Stokes J.E. et Trimmer S.A., (1995). Production, freezing and transfer of bovine IVF embryos and subsequent calving results. Theriogenology, 43: 141-152.

Heinrichs A.J. et Ishler V.A. (1989). Body-condition scoring as a tool for dairy herd

management. Extension Circular 363, College of Agriculture Cooperative Extension, University of Pennsylvania.

135

Hemingway R.G. (2003). The influences of dietary intakes and supplementation with selenium and vitamin E on reproduction diseases and reproductive efficiency in cattle and sheep.Vet. Res. Commun. Feb;27(2):159-74.

Herdt T.H. et Emery R.S. (1992). Therapy of diseases of ruminants intermediairy

metabolism. Vet . Clin. Of North America: Food Anim. Practice, 8 (1): 91-106. Heyman Y., Chesne P., Garnier V., Thuard J.M. et renard J.P. (1990). Le clônage

embryonnaire chez les mammifères doméstiques. BTIA Génétique, 56:33– 36. Hibbitt- K.G. et Haresign-W. (1988). Effect of protein on the health of dairy cows.

Recent-developments-in-ruminant-nutrition. 43:184- 195. Hidiroglou M., (1979). Trace elements deficiency and fertility in ruminants: a

review.J. dairy Sci., 62: 1195 – 1206. Hochi-S., Choi Y.H., Braun J.W., Sato K. et Oguri N. (1993). Factors affecting the

recovery of follicular oocytes from horses and their in vitro maturation. Japanese-journal-of Equinine-Science. 4 (2): 145-150. Hoffman B., Schams D. et Bopp R. (1974). Luteotrophic factors in the cow: evidence for

LH rather than prolactin. J. Reprod. Fertil. 40: 77-85. Holm P. et Callesen H. (1998). In vivo versus in vitro produced ova: similarities and

differences relevant for practical application. Reprod. Nutr. Dev. 38 (6): 579 – 94. Hossaini-Hilali J. (1986).Traits de la puberté et de l’activité sexuelle post-pubertaire

chez les génisses de race Pie-noire, locale et leur produit de croisement. Thèse Doctorat Vétérinaire, I.A.V. Hassan II, Rabat.

Hostetler C.E., Kincaid R.L. et Mirando M.A. (2003). The role of essential trace

elements in embryonic and fetal development in livestock. Vet. J., 166(2):125-39. Hulshof S.C.J., Figuereido J.R. et Bekers J.F. (1994). Isolation and characterization of

preantral follicles from foetal bovine ovaries. Vet. Quartely; 16(2): 78-80. Hurley W.L. et Doane R.M. (1989). Recent developments in the roles of vitamins and

minerals in reproduction. J. Dairy Sci. 72: 784 – 804. Humblot P., Holm P., Lonergan P., Wrezycki C., Lequarré A.S., Guyader C., Hermann

D., Lopes A., Rizos D., Niemann H. et Callesen H. (2005). Effect of stage of follicular growth during superovulation on developmental competence of bovine oocytes. Theriogenology, 63: 1149- 1166.

Hunter R.H.F. (Ed) (1980).Physiology and Technology of reproduction in Female

Domestic Animals. Academic Press, 1- 225. Hunter M.G., Hundle J. et Mc Leos B. (1988). Treatment with bovine follicular fluid

suppresses follicular developpment in gonadotropin- releasing hormone-treated anœstrus ewes. J.Endocrinol., 119: 95-100.

136

Ingrid L., van Wezel, Raymond J. et Rodgers. ( 1996). Morphologica characterization of bovine primordial follicles and their environment in vivo. Biology of reproduction. 55: 1003-1011.

INRAP. (1988). Les hormones de la reproduction. In: Fourchet (Edit). Reproductions

des mammifères d’Elevage. pp.29- 41. Izadyar F., Van Tol H.T.A., Colenbrander B. et Bevers M.M. (1996). Stimulatory effect

of growth hormone on in vitro maturation of bovine oocytes is exerted through cumulus cells and not mediated by IGF-I. Mol. Reprod. Dev. 47: 175-80.

Izadyar F., Hage W.J., Colenbrander B. et Bevers M.M. (1998). The promontory effect

of growth hormone on the developmental competence of in vitro matured bovine oocytes is due to improved cytoplasmic maturation. Mol. Reprod. Dev., 49: 444-453.

James O., Ferguson D., Galligan T. et Thomson T. (1994). Principal descriptors of body

condition score in Holstein cows. J. Dairy Sci., 77: 2695-2703. Jeff A. Parott et Michael K. Skinner (2000). Expression and action of hepatocyte growth

factor in human and bovine normal ovarian surface epithelium and ovarian cancer. Biology of Reprod., 62 : 491-500.

Jefferies B.C. (1961). Body condition scoring and its use in management. J.Agric. 32:

19-21. Jordan E.R., et Swanson L.V. (1979). Effect of crude protein on reproductive efficiency,

serum total protein, and albumin in the high-producing dairy cow. J. Dairy. Sci. 62:58. Jorio A. (1999). Etude comparative de la dynamique folliculaire ovarienne avant la

puberté chez des races ovines Marocaines de prolificité différente. Thèse d’Etat es-Science, Faculté des sciences de Fès.

Kafi M., Mcgowan M.R., Kirkland P.D. et Jillella D. (1997). The effect of bovine

pestivirus infection on the superovulatory response of Friesian heifers. Therigenology. 48 (6): 985 – 996.

Kaneko J. J. (1989). Clinical biochemistry of domestic animals. I.V.Ed.. New York.

Academic, Press. Kendrick K.W., Bailey T.L., Garst A.S., Pryor A.W., Ahmadzadeh A., Akers R.M.,

Eyestone W.E., Pearson R.E. et Gwazdauskas G. (1999). Effects of energy balance on hormones, ovarian activity, and recovered oocytes in lactating Holstein cows, using transvaginal follicular aspiration. J. Dairy Sci., 82: 1731-1740.

Knopf L., Kastelic J.P., Schallenberger E. et Ginther O.J. (1989). Ovarian follicular

dynamics in heifers: test of two wave hypothesis by ultrasonically monitoring individual follicles. Domestic Anim. Endocrinol., 6: 111- 119.

137

Kumar A., Solanki S.K., Tripathi V.N. et Jain G.C. (1997). Oocyte retrieval and histological studies of follicular population in buffalo ovaries. Animal Reproduction Science, 47: 189-195.

Koyama H., Suzuki H., Yang X. et Foote R., (1994). Analysis of polarity of bovine and

Rabbit Embryos by scanning electron microscopy. Biology of reproduction, 50: 163- 170.

Kruip T.A.M., Boni R., Wurth Y.A., Roelofsen M.W.M. et Pieterse M.C. (1994).

Potential use of ovum pick-up for embryo production and breeding in cattle. Theriogenology, 42: 675-684.

Kruip, T.A.M., Van Beek, H., Dewit, et Postma, A. (1996). Influence of food intake

antepartum on the qualiy of oocytes postpartum in dairy cows. Reprod. Anima. Breed. Adv. Strategy , 327- 331.

Kruip-T.A.M., Werf-JHJ-van-der, Wensing-T., Groen-A.F. (ed); Bruchem-J-van.(b).

(1996). Energy balance in early lactation of high producing dairy cows and its relation to reproduction, health and welfare. Proceeding of the Wageningen Institute of Animal Sciences Symposium, Wageningen, Netherlands. 45-57.

Laizeau J. – S, (2003). Facteurs de variation de la production d'embryons chez la vache

laitière de race Montbeliarde. Thèse de Doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine de Créteil.

Lamand M., (1975). Utilisation métabolique et digestive des oligo – éléments, les

besoins de l’adulte et du jeune dans « les minéraux et les vitamines ». Ed le point vét., maison Alfort. Paris., 1.

Lamire E. (1952). Les bovins. In : J. Vaysse (Ed) « L’élevage au Maroc ». Publication

du Service de l’Elevage, Direction de l’Agriculture, du Commerce et des Forêts, Rabat. pp : 18-62.

Langeron M. (1949). Methodes d’inclusion. In Masson et Cie, Edt. Précis de

Microscopie. Collection, Précis Medicaux. Edition Masson et Cie. 452-453. LaPolt P.S. et Lu J.K. (2001). Effects of aging on luteinizing hormone secretion,

ovulation, and ovarian tissue-type plasminogen activator expression. Exp. Biol. Med., 226(2): 127- 32.

Lean I.J., Edmonson AB. et Versteeg J. (1989). Body Condition Scoring in dairy cattle.

J. Dairy Sci., 72 : 68-69. LeBlanc S.J., Duffield T.F., Leslie K.E., Bateman K.G., TenHag J., Walton J.S. et

Johnson W.H. (2002). The effect of prepartum injection of vitamin E on health in transition dairy cows. J. Dairy Sci., 85(6): 1416- 26.

LeBlanc S.J., Herdt TH., Seymour WM., Duffield TF. et Leslie KE. (2004). Peripartum

serum vitamin E, retinol, and β-carotene in dairy cattle and their associations with disease. J. Dairy Sci., 87(3): 609-19.

138

Lesbouyries G. (Ed.) (1949) Reproduction des mammifères Domestiques – (Sexualité). Chap. Appareil Génital femelle. Vigot Frères Editeurs, Paris, pp : 135-163.

Le Stum H. (1974). Premiers résultats d’un essai d’intensification de l’élevage d’une

race bovine locale marocaine la Brune de l’Atlas. Hommes, Terre et Eaux 11 : 64-83

Leug P.C.K. et Steele G.L. (1992). Intracellulaire signalling in the gonads. Endocr. Rev.

13: 472- 498. Leymarie P. et Martal J. (2001). Du cprps jaune cyclique au corps jaune gestatif. Dans:

Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp. 477- 503.

Li P.S. et Wagner W.C. (1983). In vivo and in vitro studies on the effect of

adrenocortocotropic hormone or cortisol on the pituitary response to gonadotropin release hormone. Biol. Reprod., 29: 25 – 37.

Liefers S.C., Veerkamp R.F., Te Pas M.F., Delavaud C., Chilliard Y. et van der Lende T.

(2003). Leptin concentrations in relation to energy balance, milk yield, intake, live weight, and estrus in dairy cows. J. Dairy Sci. 86(3):799-807.

Liou S.S., Lim J. M., Blair R. M. et Hansel W. (1997). Leptin causes the release of LH

and FSH from perfused murine and bovine pituitary glands. Biol. Reprod. 56(Suppl. 1):354. Abstr.

Looney C.R., Lindsey B.R., Gonseth C.L. et Johnson D.L. (1994). Commercial aspects

of oocytes retrieval and in vitro fertilization (IVF) for embryo production in problem cows. Theriogenology, 41 : 67-72.

Lowman B.G., Scott N.A. et Somervikke S.H. (1976). Condition scoring of cattle

revised edition. East of Scotland College of agriculture. Anim. Prod. Advosory Comm. Dep. Bull N6.

Lucy C.M., Staples C.R. et Michel F.M. (1991). Energy balance and size and number of

ovarian follicles detected by ultrasonography inearly postpartum dairy cows. J. Dairy Sci. 74: 473-482.

Lucci C.M., Rumpf R., Figueiredo J.R. et Bao S.N. (2002). Zebu (Bos indicus) ovarian

preantral follicles: morphological characterization and development of an efficient isolation method. Theriogenology. 57 (5): 1467- 1483.

Machatkova M., Jokesova E., Horkey F. et Krepelova A. (2000). Utilization of the

growth phase of the first follicular wave for bovine oocyte collection improves blastocyst production. Theriogenology. 54: 543-550.

Machatkova M., Krausova K., Jokesova E. et Tomanek M. (2004). Developmental

competence of bovine oocytes: effects of follicle size and the phase of follicular wave on in vitro embryo production. Theriogenology. 61: 329-335.

139

MackeyD.R., Sreenan J.M., Roche J.F. et Diskin M.G. (1999). The effect of acute nutritional restriction on incidence of anovulation and periovulatory estradiol and gonadotropin concentrations in beef heifers. Biol. Reprod. 61: 1601- 1607.

Mackey D.R., Wylie A.R., Sreenan J.M., Roche J.F., Diskin M.G. (2000)

The effect of acute nutritional change on follicle wave turnover, gonadotropin, and steroid concentration in beef heifers. J Anim Sci. 78(2):429-42

M.A.D.R.P.M., Direction d’élevage, (1998). Etude sur l’analyse et l’évaluation génétique des reproducteurs bovins laitiers. Rapport 3 : évaluation génétique, 3-11.

M.A.D.R.P.M. (2000). Élevage en chiffres, Service du suivi et de l’Évaluation,

Direction de l’Élevage, Ministère de l’Agriculture, du développement Rural et des pêches Maritimes, Rabat.

Magre S. et Vigier B. (2001). Développement et différenciation sexuelle de l’appareil

génital. Dans Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp: 235- 255.

Mahin L. et Lamand M. (1982) : Similitude de certains aspects cliniques de la

malnutrition proteino-énergétique avec les carences en cuivre, Zinc et cobalt chez les ruminants. Ann. Rech. Vét. 13: 171-175.

Maneesh Taneja, Peter E.J. Bols, Anneleen Van de Velde, Jyh-Cherng Ju, David

Schreiber, Mark William Tripp, Howard Levine, Yann Echelard, John Riesen et Xiangzhong Yang (2000). Developmental Competence of juvenile Calf Oocytes In Vitro and In Vivo: Influence of Donor Animal Variation and Repeated Gonadotropin Stimulation. Biology of reproduction, 62: 206-213.

Mariana J.C. et Machado J. (1976). Etude de la formation de l’antrum dans les follicules

de l’ovaire de rate et de vache normales ou stimulées par PMSG. Ann. Biol. Anim. Bioch. Biophys. 16: 545-559.

Mariana J.C., Monniaux D., Driancourt M.A. et Mauléon P. (1991). Folliculogenesis.

Dans : « Reproduction in Domestic Animals », Fourth Ed. Cole H.H. & Cupps P.T., Ac. Press, New York. 119-171.

Marion G.B., Gier H.T. et Choudary J.B. (1968). Micromorphology of the bovine

ovarian follicular system. Journal of Animal Science. 27: 451-465. Mariana J.C., Monniaux D., Driancourt M.A. et Mauléon P. (1991). Folliculogenesis.

Dans : « Reproduction in Domestic Animals », Fourth Ed. Cole H.H. & Cupps P.T., Ac. Press, New York. 119-171.

Marion G.B., Gier H.T. et Choudary J.B. (1968). Micromorphology of the bovine

ovarian follicular system. Journal of Animal Science. 27: 451-465. Marie M., (1996). Use of monitoring for assessment of reproductive status in postpartum

cows. Application of an ELISA technique. FAO-IAEA, Second Research Coordination Meeting, Rabat, 1-5 April 1996.

140

Marquant-Le Guienne B., (1986). La fécondation chez les bovins. Revue bibliographique. Elevage et insémination, 211: 4-5.

Marquant-Le Guienne, (1991). La fécondation in vitro : l’exemple des bovins. Rec. Med.

Vet. (N° spécial) « Reproduction des ruminants », Mars Avril 1991. p. 303-312. Martinet L. et Mondain – Monval M. (1991). Rythmes de reproduction et facteurs de

l’environnement. Dans: Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp. 71 – 87.

Martin G.B., Oldham C.M. et Lindsay D.R. (1981). Effect of stress due to laparoscopy

on plasma cortisol levels, the preovulatory surge of LH, and ovulation in the ewe. Theriogenology, 16: 39 – 44.

Maurasse C., Matton P. et Dufour J.J. (1985). Ovarian follicular populations at two

stages of an estrous cycle in heifers given high energy diets. Journal of animal science, 61 (5): 1194-1200.

Mc Donald L.E., (1980). Reproductive Patterns of cattle. Veterinary Endocrinology and

Reproduction. Third Edition: 377-396. Medan M.S., Watanabe G., Sasaki K., Groome N.P., Sharawy S. et Taya K., (2005).

Follicular and hormonal dynamics during the estrous cycle in goats. J. Reprod. Dev. Aug; 51(4): 455-63.

Meikle A., Kulcsar M., Chilliard Y., Febel H., Delavaud C., Cavestany D. et Chilibroste

P. (2004). Effects of parity and body condition at parturition on endocrine and reproductive parameters of the cow. Reproduction, 127(6):727-37.

Mermillod P., Wils C., Massip A. et Dessy F. (1992). Collection of oocytes and

production of blastocysts in vitro from individual, slaughtered cows. J. Reprod. Fertil. 96(2):717-23.

Mermillod P., Oussaid B. et Cognie Y. (1999 a) Aspects of follicular and oocyte

maturation that affect the developmental potential of embryos. J. Reprod Fertil Suppl., 54: 449-460.

Mermillod P. et Marchal R. (1999 b). La maturation de l’ovocyte de mammifères.

Médecine/Sciences. 15 : 148- 156. Mermillod P. (2001). Croissance et maturation de l’ovocyte in vivo et in vitro. Dans:

Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp: 348- 366.

Miettinen P.V. (1990).Metabolic balance and reproductive performance in Finnish dairy

cows. Zentralbl Veterinarmed A. 37(6):417-24.

Miettinen P.V., Rainio V.A., Kukkonen S.A. et Setala J.J. (1991). Finnish dairy cows: energy balance and seasonal variation in fertility. Zentralbl Veterinarmed A.; 38(6) :427-32.

141

Mihm M., Curran N., Hyttel P., Knight P.G., Boland P. et Roche J.F. (1999). Effect of dominant follicle persistence on follicular fluid oestradiol and inhibin and oocyte maturation in heifers. J. Reprod. Fertil., 116: 293-304.

Miyamura M., Kuwayama M., Hamawaki A.et Eguchil Y(1996). Total number of

follicles in the ovaries of Japanese black cattle. Theriogenology, 45 : 300. Moberg G.P., Watson J.G., Stoebel D.P. et Cook R. (1981). Effectof cortisol and

dexamethasone on the oestrogen- induced release of luteinizing hormone in the anoestrus ewe. J. Endocr., 90: 221 – 225.

Monget P. et Martin G.B. (1998). Involvement of insulin-like growth factors in the

interactions between nutrition and reproduction in female mammals. Human Reprod., 12 : 33-52.

Monget P., Etienne M. et Rosetta L. (2001). Métabolisme énergétique et reproduction.

Dans: Thibault et Levasseur (Edits). La reproduction chez les mammifères et l’homme. Ellipses, INRA, Paris, pp: 749- 769.

Moenter S.M., Caraty A., Locatelli A. et Karsch.F.J. (1991). Pattern of gonadotropin-

releasing hormone (GnRH) secretion leading up to ovulation in the ewe: existence of a preovulatory GnRH surge. Endocrinology, 129 (3): 1175-82.

Montiel F. et Ahuja C. (2005). Body condition and suckling as factors influencing the

duration of postpartum anestrus in cattle: a review. Animal Reproduction Science, 85: 1-26.

Moreno J.F., Turczynski C.J., Flores-Foxworth G. et Kraemer D.C. (1992). Influence of

parity of donor and presence of a.C.L on quantity and quality of bovine oocyte from ovarian follicles aspirated post-mortem. Bio. Reprod., 46 : p 65.

Murphy M.G. , Enright W.J., Crowe M.A., McConnell K., Spicer L.J., Boland M.P. et

Roche J.F. (1991). Effect of dietary intake on pattern of growth of dominant follicles during the oestrus cycle in beef heifers. J. Reprod. Fertil. 92: 333-338.

Naitlho A. (1973). Etude de la croissance des veaux Oulmès Zaer. Journée d’étude de la

station de Recherche Zootechnique, El Koudia. Nibart M. (1991). Le transfert embryonnaire et les biotechnologies et les

biotechnologies appliqués : bissection et sexage. Rec. Med. Vet. N° Spécial « Reproduction des ruminants », 261-290.

Nibart M. et Marquant– Leguienne B., (1995). Productions d'embryons et de veaux par

OPU – FIV chez les bovins. Elevage et insémination, 266: 1 – 23. Niswender G.D., Juengel J.L. et Silva P.J. (2000). Mechanisms controlling the function

and life span of the corpus luteum. Physiol Rev., 80: 1-29. O’Collaghan D.et Boland M.P. (1999). Nutrition and early embryonic development.

Reproduction in domestic animals. 34 : 127 – 132.

142

O’Collaghan D., Yaakub H., Hyttel P., Spicer L.J.et Boland M.P. (2000). Effect of nutrition and superovulation on oocyte morphology, follicular fluid composition and systemic hormone concentration in ewes. Journal of reproduction and fertility. 118 (2): 303-313.

Oussaid B., Mariana J-C., Poulin N., Fontaine J., Lonergan P., Bekers JF. et Cognié Y.

(1999). Reduction of developmental competence of sheep oocytes by inhibition of LH pulses during the follicular phase with a GnRH antagonist. J. Reprod. Fert., 117: 71- 77.

Owen E. (1979). Processing of roughages. In Recent Advances in animal Nutrition, Eds.,

W. Haresign et D. Lewis, Butterworths, London, pp: 127-148. Papadopoulos S., Lonergan P., Gath V., Quinn K.M., Evans A.C., O'Callaghan D. et

Bolan M.P. (2001). Effect of diet quantity and urea supplementation on oocyte and embryo quality in sheep. Theriogenology. 55(5):1059-69.

Patterson D.J., Pery R.C., Kiracofe G.H., Bellous R.A., Staigmiller R.B. et Corah L.R. , (1992). Managment considerations in heifer development and puberty.

J. Animal Sci. 70 : 4018-4035 Pearse A.G.E. (1969). Histochemistry, Theroretical and applied, Ed. Churchill, London,

Vol.I. pp.607-611. Peters A.R. et Ball P.S.H. (1994). Reproduction in cattle. Eds., Butter Worths- UK, pp:

130-143. Plant T.M. (1988).“Puberty in primates”. In: The physiology of reproduction, Knobil E,

Neil Jdcoord., Raven Press, New York, 1988, 1763-1788. Pelletier J. (1983). Le “Pulse” de LH: un quantum d’énérgie hormonale. Ann Endocr,

Paris, 44: 305-308. Peters H. et McNatty K.P. (1980). The Ovary. In Reproductive Biology Handbooks

175pp Ed Elek. Granada Press, New York. Peters J.K., Milliken G. et Davis D.L. (2001). Development of porcine embryos in vitro:

effects of culture medium and donor age. J. Anim. Sci. 79(6): 1578- 83. Pullan N.B. (1978). Condition scoring of white fulani cattle trop. Ani.,Health Prod. 10:

118-120. Pushpakumara P.G.A., Gardner N.H., Reynolds C.K., Beever D.E. et Wathes D.C.

(2003). Relationships between transition period diet, metabolic parameters and fertility in lactating dairy cows. Theriogenology, 60 (6): 1165-1185.

Ponsart C., Ponter A.A. et Humblot P. (2004). Canicule, sécheresse et reproduction chez

les bovines. Bulletin des GTV. 26: 40 – 45. Rajakoski E.1960.The ovarian follicular system in sexually mature heifers with special

reference to seasonal, cyclical and left-right variations. Acta. endocrinol., 34 : 6-68.

143

Reksen O. et Rospostad E. (2002). Influence of dietary energy and protein on

reproductive performance in dairy cattle. Norsk eterinaertidsskrift 114: 21 - 25. Revel F., Mermillod P., Peynot N., Renard JP. et Heyman Y. (1995) Low developmental

capacity of in vitro matured and fertilized oocytes from calves compared with that of cows. J. Reprod. Fertil; 103:115-120.

Rhind S.M., Mc Millen S., Mc Kelvey W.A.C., Redriguez-Herrejon F.F. et Mc Neilly

A.S. (1989). Effect of body condition of ewes on the secretion of LH and FSH and the pituitary response to gonadotrophin-releasing hormone. J. Endocrinol. 120: 497-502.

Richards M.W., Spicer L.J. et Wettermann R.P. (1995) Influence of diet and ambient

temperature on bovine serum insulin-like growth factor I and thyroxine: relationships with non-esterifid fatty-acids, glucose, insulin, luteinizing hormone and progesterone. Anim. Reprod. Sci. 37: 267- 279.

Rivière R. (1991). Manuel d’alimentation des ruminants domestiques en milieu tropical.

Paris: Pub. de l’inst. d’ El. Et de Méd. Vét. des Pays Trop., Coll. manuels et précis d’élevage, 529 p.

Rocha A., Randel R.D., Broussard J.R., Lim J.M., Blair R.M., Roussel J.D., Godk R.A.

et Hansel W. (1998). High environmental temperature and humidity decrease oocyte quality in Bos taurus but not in Bos indicus cows. Theriogenology, 49 (3): 657-665.

Rhodes F.M., Fitzpatrick L.A., Entwistle K.W. et De’ath G. (1995). Sequential changes

in ovarian follicular dynamics in Bos Indicus heifers before and after nutritional anoestrus. J. Reprod. Fertil. 104: 41-49.

Ryan D.P, Spoon R.A, Williams G.L. (1992). Ovarian follicular characteristics, embryo

recovery, and embryo viability in heifers fed high-fat diets and treated with follicle-stimulating hormone. J. Anim. Sci. 70(11):3505-13.

Ryan D.P., Spoon R.A., Griffith M.K. et Williams G.L. (1994). Ovarian follicular recruitment, granulosa cell steroidogenic potential and growth hormone/insulin-like growth factor-I relationships in suckled beef cows consuming high lipid diets: effects of graded differences in body condition maintained during the puerperium. Domest. Anim. Endocrinol. Apr; 11(2):161-74.

Sakaguchi M., Dominko T., Yamauchi N., Leibfried-Rutledge M.L. et Nagai T. (2002).

Possible mechanism for acceleration of meiotic progression of bovine follicular oocytes by growth factors in vitro. Reproduction, 123 (1): 135-142.

Salustri A., Camaioni A. et Alessandris C. (1996). Endocrine and paracrine regulation of

cumulus expansion. Zygote, 4: 313-315. Savio J.D., Boland M.P. et Roche J.F. (1990). Development of dominant follicles and

length of ovarian cycles in post partum dairy cows. J. Reprod. Fertil. 88: 581-591.

144

Scaramuzzi R.J., Adams N.R., Baird D.T., Campbell B.K., Downing J.A., Findlay J.K., et Henderson K.M. (1993). A model for follicle selection and determination of ovulation rate in the ewe. Reprod. Fert. Dev. 5: 459-478.

Scaramuzzi R.J. et Murray J. F., (1994). The nutrient requirements for the optimum

production of gametes in assisted reproduction in ruminant animals. 10ème Reunion A.E.T.E. – Lyon 9 –10 Sept.

Schmidt K.L.T., Byskov A.G.B., Nyboe Andersen A., Muller J., Yding et Andersen C.

(2003). Density and distribution of primordial follicles in single pieces of cortex from 21 patients and in individual pieces of cortex from three entire human ovaries. Human Reproduction 18 (6): 1158-1164.

Sforza C., Vizzoto L., Ferrario V.F. et Forabosco A. (2003). Position of follicles in

normal human ovary during definitive histogenesis. Early Hum Dev.74 (1): 27-35. Short R.E. et Adams D.C., (1988). Nutritional and hormonal interrelationships in beef

cattle reproduction. Can. J. Anim. Sci. 68: 29-39. Sirard M.A. (2001). Resumption of meiosis: mechanism involved in meiotic progress

and its relation with developmental competence. Theriogenology. 55: 1241- 54. Sirois J. et Fortune J.E. (1988). Ovrian follicular dynamics during the oestrus cycle in

heifers monitored by real time ultrasonography. Biol. Reprod. 39: 308- 317. Snijders S.E., Dillon P., O’Callaghan D. et Boland M.P. (2000). Effect of genetic merit,

milk yield, body condition and lactat number on in vitro oocyte development in dairy cows. Theriogenology, 53 (4) : 981-9.

Snow M.H.L. et Monk M. Emergence and migration of mouse primordial germ cells.

Dans: McLaren A., Wylie CC. Eds. Current problems in germ cell differentiation. Cambridge University Press, 1983: 115-135.

Spicer L.J., Tucker W.B. et Adams G.D. (1990). Insulin-like growth factor-I in dairy

cows: relationships among energy balance, body condition, ovarian activity and estrous behavior. J. Dairy Sci. 73: 929-937.

Spitzer J.C. (1986). Influences of nutrition on reproduction in beef cattle. In: DA

Morrow Editor, Current Therapy in Theriogenology, 2: 320-341. Stenbak T.K., Redmer D.A., Berginski H.R., Erickson A.S., Navanukraw C., Toutges

M.J., Bilski J.J. et Kirsch J.D. (2001). Effects of follicle stimulating hormone (FSH) on follicular development, oocyte retrieval and in vitro fertilization (IVF) in ewes during breeding season and seasonal anestrus. Theriogenology,

56 (1): 51-64. Stock A.E. et Fortune J.E. (1993). Ovarian follicular dominance in cattle: relationship

between prolonged growth of the ovulatory follicle and endocrine parameters. Endocrinology, 132: 1108- 14.

Studer E.A. (1998). Veterinary perspective of on-farm evaluation of nutrition and

reproduction. J. Dairy Sci. 81: 872-876.

145

Takaji Y., Mori K., Takahashi T., Sugawara S. et Masaki J. (1992). Differences in

development of bovine oocytes recovred by aspiration or by mincing. J Anim Sci. 70(6): 1923-7.

Tanaka Y., Nakada K., Moriyoshi M. et Sawamukai Y. (2001). Appearance and number

of follicles and change in the concentration of serum FSH in female bovine fetuses. Journals of Reproduction and fertility. 121: 777-782.

Tartaglia L.A. (1997). The leptin receptor. J. Biol. Chem. 272: 6093-6096. Taylor C. et Rajamahendran R. (1991). Follicular dynamics, corpus luteum growth and

regresión in lactating dairy cattle. An. J. Anim. Sci. 71: 61-68. Terqui M., Chupin D. et Ghautier D. (1982). Influence of management and nutrition on

postpartum endocrine function and ovarian activity in cows. Factors influencing fertility in the postpartum cow. Martinus Nijhoff publ. 20: 384- 408.

Thibault C. et Levasseur MC. (2001). La reproduction chez les mammifères et l’homme.

Chap. Métabolisme et reproduction. INRA Editions, Paris, pp : 749-767. Thibier M. (1990). New biotechnologies in cattle production. - In:” 7th Congress of the

F.A.V.A.” 4-7 Novembre 1990, Pattaya (Thailand). P: 513- 524. Thibier M. et Nibart M. (1995), The sexing of bovine embryos in the field.

Theriogenology 43: 71-80. Tiboni G.M., Bucciarelli T., Giampietro F., Sulpicio M. et Di Ilio C. (2004). Influence

of cigarette smoking on vitamin E, vitamin A, β-carotene and lycopene concentrations in human pre-ovulatory follicular fluid. Int J. Immunopathol Pharmacol. 17(3):389-394.

Torner H., Heleil B., Alm H., Ghoneim I.M., Srsen V., Kanitz W., Tuchscherer A. et

Fattouh E.M. (2003). Changes in cumulus-oocyte complexes of pregnant and non-pregnant camels (Camelus dromedaries) during maturation in vitro. Theriogenology, 60(5): 977-987.

Trinder N., Woodhouse C.D. et Renton C.P. (1969). The effect of vitamin E and

selenium on the incidence of retained placentae in dairy cows. Vet. Rec. 85: 550- 553.

Velilla E., Fenech M., Rodriguez E., Lopez Belar M., Vidal F. et Paramio M.T. (2000).

Mitochondrial reorganisation during IVM and IVF of prepubertal goat oocytes. 16ème Réunion A.E.T.E.-Santander, 08-09 Septembre 2000.

Visek W.J. 1984. Ammonia: its effects on biological systems, metabolic hormones and

reproduction. J. Dairy Sci. 67: 481- 498. Vigne J-L., Halburnt L.L. et Skinner M.K. (1994). Characterization of bovine surface

epithelium and stromal cells: identification of secreted proteins. Biol Reprod . 51:1213-1221.

146

Villa-Godoy A., Hughes T.L. et Emery R.S. (1988). Association between energy balance and luteal function in lactating dairy cows. J. Dairy Sci. 71: 1063-1072.

Vizcara J.A., Wettemann R.P., Spitzer J.C. et Morrison D.G. (1998). Body condition at

parturition and post-partum weight gain influence luteal activity and concentrations of glucose, insulin, and nonesterifed fatty acids in plasma of primiparous beef cows. J. Anim. Sci. 76: 927-936.

Wallace R.J. (1991). Rumen Proteolysis and its control. Jouany ed, INRA Paris, p:131-

150. Walter R., Bouquet G., Genin F., Vicaire R. et Amiz T. A. (1979). Contrôle

expérimental de l’intérêt pratique des profils métaboliques. Rec. Méd. Vét. 155 (10): 763-766. Wandji S.A., Pelletier G.et Sirard M.A. (1992). Ontogeny and cellular localization of

125-I- labeled basic fibroblast growth facto rand 125-I- labeled epidermal growth factor binding sites in ovaries from bovine fetuses and neonatal calves.

Biol. Reprod. 47 (5): 807-813. Ward F.A., Lonergan P., Enright B.P. et Boland M.P. ( 2000). Factors affecting recovery

and quality of oocytes for bovine embryo production in vitro using ovum pick-up technology. Theriogenology, 54 (3): 433-46.

Ward F., Rizos D., Corridan D., Quinn K., Boland M. et Lonergan P. (2001). Paternal

influence on the time of first embryonic cleavage post insemination and the implication for subsequent bovine embryo development in vitro and fertility in vivo. Molecular Reproduction and development, 60 : 47-55.

Wathes D.C., Taylor V.J. et Cheng Z. (2001). Metabolic interactions with fertility.

Cattle – Practice. 9 (4): 291- 296. Weaver L.D. (1987). Effects of nutrition on reproduction in dairy cows. Vet. Clinics.

North America . Food alim. Pract. 3 : 513- 532. Wehrman M.E., Welsh TH. J.R. et Williams G.L. (1991). Diet-induced hyperlipidemia

in cattle modifies the intrafollicular cholesterol environment, modulates ovarian follicular dynamics, and hastens the onset of postpartum luteal activity. Biol Reprod. 45(3):514-22.

Westergaard L., Callesen H. et Hyttel P. (1985). Meiosis inducing substances (MIS) in

bovine preovulatory follicles. Zuchthygiene, 20: 217- 221.

Wezel I.L., Umapathysivam K., Tilley W.D. et Rodgers R.J. (1995). Immunohistochemical localization of basic fibroblast growth factor in bovine ovarian follicles. Mol Cell Endocrinol. 115: 133-140.

Whitaker DA., Smith EJ., Rosa GO., Kelly JM., Da Rosa GO. (1993). Some effects of

nutrition and managment on the fertility of dairy cattle. Veterinary – Record. 133 (3): 61 – 64.

Whittingham DG. (1971). Culture of Mouse Ova. J. Reprod. Fert. 14 : 7-21.

147

Wichtel J.J., Keefe G.P., Van Leeuwen J.A., Spangler E., McNiven M.A., Ogilvie T.H.

(2004). The selenium status of dairy herds in Prince Edward Island. Can. Vet. J. 45 (2):124-32.

Wilson S.J., Marion R.S., Spain J.N., Spiers D.E., Keisler D.H. et Lucy M.C. (1998).

Effects of controlledheat stress on ovarian function of dairy cattle. J. Dairy. Sci. 81: 2124-2131.

Witschi E. (1948). Migration of the germ cells of human embryos from the yolksac to

the primitive gonadal fold. Contrib. Embryol. 32:67-80. Wolfensen D., Lew B.J., Tatcher W.W., Graber Y. et Meidan R. (1997). Seasonal and

acute heat stress effects on steroid production by dominant follicles in cows. Anim. Reprod. Sci. 47 : 9-19.

Wolter R., (1973). Alimentation et fécondité de la vache. Revue de médecine

vétérinaire, Tome XXXVI, n° 3 Mars 1973, 297-325. Wright I.A. et Russel A.J.F. (1984). Partition of fat body composition and body

condition score in mature cows. Anim. Prod. 38: 23-32. Wurth Y.A. et Kruip T.A.M. (1992). Bovine embryo production in vitro after selection

of the follicles and oocytes. In: Proceedings of the Twelfth International Congress Animal Reproduction, The Hague, The Netherlands. I: 387-9.

Yang X., Kubota C., Suzuki H., Taneja M., Bols P.E. et Presicce G.A. (1998). Control

of oocyte maturation in cows- biological factors. Theriogenology , 49: 471-82. Yoshida M., Ishizaki y. et Kawagishi H. (1990). Blastocyst formation by pig embryos

resulting from in vitro fertilisation of oocytes matured in vitro. J. Reprod. Fertil. 88: 1-8. Yoshida M., Cran D.G. et Pursel V.G. (1993). Confocal and fluorescence microscopic

study using lectins of the distribution of cortical granules during the maturation and fertilization of pig oocytes. Mol. Reprod. Dev. 36: 462-468.

Yung M.C., Vandehaar M.J., Fogwell R.L. et Sharm B.K. (1996). Effect of energy

balance and somatotropin on insulin growth factor I in serum and on weight and progesterone of corpus luteum in heifers. J. Animal. Sci. 74: 2239- 2244.

Zakaria D. (2001). Insémination artificielle des bovins : Réalisations, failles et attentes.

L’Espace Vétérinaire, 31 : 3-5. Zarco L. (1993). Efectos del balance energetico sobre la reproduccion en la vacalechera

de alta produccion. Mecanismos, importancia y prevencion. Memorias del V Curso Internacional de Reproduccion Bovina. Mexico, D.F: 147 – 176.

Zheng J., Redmer D.A. et Reynolds L.P. (1993). Vascular development and heparin-

binding growth factors in the bovine corpus luteum at several stages of the estrous cycle. Biol. Reprod. 49: 1177-1189.

148

ANNEXES

149

Annexe 1

Description des races considérées

A. Description de la race locale : Blonde d’Oulmès-Zaer.

La race Blonde d’ Oulmès-Zaer est l ’une des principales races bovines locales

Marocaines. D’après Lamire (1952), el le a des aptitudes mixtes. alors que

Nait lho (1973), Bensalah Zemrani et Oukassou(1978) la quali fient de race

bouchère.

1. Réparti t ion géographique :

Il y a quelques décennies, le berceau de la race Oulmès-Zaer englobait les

plateaux des Zaer (Romani) et la part ie montagneuse des Zemmour ayant Oulmès

pour centre et débordait quelque peu sur la région des Zaians (Mrirt). La race

s’était même répandue un peu dans le Nord du pays, essentiel lement dans la

région du Gharb (Girard et Sail lard, 1938; Bernard et Fournier, 1955).

D’après l ’arrêté du Ministère de l ’Agriculture, du développement rurale et de la

pêche marit ime n° 1064-84 du 15 safar1405 (9 novembre1984) établissant la

l iste des zones dites « Berceaux des races » pour les espèces bovines, ovine et

équine, la race Blonde d’Oulmès Zaer est dans la région de Khmisset (Oulmès),

plateau de Romani, plateau de Kenitra et la préfecture de Salé, avec 70% de la

population et sur le plateau de la Maamora.

Selon les statist iques du Ministère de l ’Agriculture et de la Réforme Agraire,

l ’effecti f de la race Blonde d’ Oulmès-Zaer est estimé à 80 000 têtes

(Benlekhal, 1996).

2. Description phénotypique

Le bovin de race Blonde d’Oulmès-Zaer a une tête assez longue, un front large

et convexe, un chignon légèrement sail lant, des arcades orbitaires peu

proéminentes, des orei l les larges dirigées vers l ’arrière et fortement garnies de

poils longs, des cornes bien plantées, de grandeur moyenne, partant d’abord

horizontalement pour se diriger vers le haut puis en avant, de couleur claire à

extrémités foncées.

150

A la naissance, certains sujets ont des muqueuses foncées qui s’éclaircissent au

cours des premières années, passant d’abord par une couleur marbrée, gris et

rose pour devenir complètement dépigmentées par la suite.

Le tronc présente une poitr ine bien descendue. Les côtes sont longues. La l igne

dorsolombaire est droite. Le bassin est assez large. Les membres sont à canons

assez forts. La couleur de la robe est acajou chez le taureau, foncé chez la

vache. Elle s’éclaircit avec l ’âge.

La tai l le des bovins de race Blonde Oulmès-Zaer varie généralement de 120 à

135 cm. Le poids moyen est de 300 à 325 kg pour la vache (Karamat, 1975).

Cependant, les critères les plus importants qui forment les caractérist iques d’une

sélection primaire de la race Blonde Oulmès-Zaer sont la couleur de la robe

(claire non tachetée), des muqueuses, des cornes et des ongles.

3. Performances de reproduction

a. âge à la puberté

L’âge à la puberté di ffère selon la définit ion qui lui est donnée. Ainsi, chez les

génisses de race locale, l ’âge à la puberté indiqué par la première ovulation

varie de 13.6 mois (Almandri, 1986) à 21.5mois (Hossaini-Hilal i , 1986). Indiqué

par le premier œstrus, cet âge varie de 13,4 mois (Almandri, 1986) à 23.6 mois

(Hossaini-Hilal i , 1986). Il est de 17.8 mois lorsqu’i l est indiqué par le premier

œstrus ovulatoire (Dewulf et Lahlou-Kassi, 1983).

L’âge à la puberté est influencé par le régime alimentaire pendant la phase de

croissance de la génisse. Ainsi, 80% des génisses atteignent la puberté avant

l ’âge de 15 mois lorsque les condit ions al imentaires sont favorables (Al Mandri ,

1986).

b. âge à la 1 è re sai l l ie fécondante

Chez les génisses de race locale, la première sail lie fécondante survient à 22,2

mois en moyenne (16 à 26.1mois) et à un poids moyen de 242.3 Kg (Hossaini-

Hilal i , 1986).

Chez la race brune de l ’Atlas, l ’âge à la première sail l ie fécondante est de 19,3

mois (Le Stum, 1974). Chez la race Tidi l i , l ’âge à la première sail l ie fécondante

est de 24,6 mois (El Hazzab, 1997). Il est de 29,0 mois chez la race Blonde

Oulmès-Zaer (Bounab, 1970).

4. Réparti t ion saisonnière de l ’activ ité sexuelle

151

Chez les vaches de race locale, les vêlages sont étalés sur toute l ’année. Il y a

20% des naissances en octobre- novembre- décembre, 60% en janvier - février-

mars, 20% en avri l pratiquement 0% en période de sécheresse de jui l let- août-

septembre.

A l ’échelle nationale, 81% des vêlages de vaches de race locale ont l ieu de

janvier à avri l . Ceci indique que la période des sail l is fécondantes se situe entre

les mois d’avri l et jui l let (Enquête Elevage, 1977). Dewulf et Lahlou-Kassi

(1983), révèlent que l ’activité sexuelle est fortement élevée (plus de 90% des

femelles en œstrus) aux mois de juin, jui l let, août et janvier. A l ’opposé, el le est

fortement réduite aux mois de mars et avri l où 50% des femelles sont en

anœstrus.

Chez les vaches de race locale dont les cycles sont réguliers, la durée du cycle

œstral est en moyenne de 21 jours (Dewulf et Lahlou-Kassi, 1983).

B. Description et performances de reproduction des races

Pie-noire et Holstein

La race Pie noire représente 85% des bovins importés (Boujnane, 2002).

Les études entreprises ont souligné la modestie des performances réalisées par

ces races dans les condit ions Marocaines vu leur potentiel génétique (Boujnane

et al. , 2000).

La tai l le de la vache bretonne de Cornouail le est donc peu élevée : el le varie

entre 1 mètre et 1.40mètre.

Comme physionomie, l 'aspect de la Bretonne est des plus séduisants. La tête est

finement sculptée et portée assez haut par une encolure souple et émaciée. Les

yeux sont t rès mobiles. La face est eff i lée vers la base avec un mufle plutôt

étroit. Le profi l est très nettement recti l igne et la tête est du type

dolichocéphale, c 'est à dire que la distance des yeux dépasse comme dimension

la largeur du front aux cornes. Celles-ci sont plantées dans la l igne du chignon

et se recourbent gracieusement vers l 'avant pour se relever ensuite vert icalement

en une haute lyre ou un beau croissant dont la pointe s' incurve en arrière.

Le tronc est porté par des membres d'apparence délicate, mais qui rachètent leur

manque d'épaisseur par une grande solidité, avec des onglons petits et très durs.

Il faut souligner la grande souplesse de la peau et la finesse du poil court et

soyeux, la couleur est noire et blanche. Le plus souvent, la tête est noire avec

152

l 'étoi le au front : le mufle est également pigmenté, de même que le bord des

paupières, les cornes (sauf à la base) et les onglons.

Dans le type pur de la race, le manteau recouvrant l 'encolure et le dos est noir

avec une écharpe blanche sur les épaules et aussi sur les hanches descendant,

dans la majorité des cas, jusqu'au ventre qui est presque entièrement blanc ainsi

que les jambes et le fouet.

L’âge à la puberté, indiqué par la première ovulation, des génisses de la race

Pie-noire élevée au Maroc est de 14,8 mois (Al Mandri , 1986). En revanche,

lorsqu’i l est indiqué par le 1er œstrus, cet âge varie de 10,1 à 16,6 mois (Al

Mandri, 1986).

L’âge à la puberté est influencé par le niveau de nutri t ion des génisses pendant

la période d’élevage. Chez les génisses de race pie-noire soumises à un régime

alimentaire pauvre, l ’âge de la première ovulation est de 18,4 mois. L’âge au

premier œstrus est de 21.3mois (Hossaini-Hilal i , 1986).

L’âge à la première sail l ie fécondante des génisses de la race Pie-noire est en

moyenne de 20,8 mois (Hossaini-Hilal i , 1986).

La gestation de la vache Holstein dure environ neuf mois.

Bien que certaines vaches vivent considérablement plus longtemps, la période

normale de productivi té d'une Holstein est de six ans.

153

ANNEXE 2 1/ Composition de Boin Holland Sublimé Acétate de cuivre______________________________________________2,5 g Acide Picrique________________________________________________4 g Formol______________________________________________________10 ml Acide Acétique_______________________________________________1,5 ml Eau distillée_________________________________________________100 ml Au moment de l’emploi du Boin Holland, 10 g de Hgcl2 (Sublime) dissoute dans 100 ml d’eau distillée est ajouté au Boin. 2/ Composition du colorant : Hematoxyline Eosine

• Hématoxyline de Harris : Hématoxyline de Harris _________________________________________19 g Alcool méthylique____________________________________________ 10 ml Alur de Potasse ________________________________________________20 g Eau Distillée________________________________________________ 200 ml Oxyde jaune de Mercure _______________________________________0,5 g Acide Acétique glocial _________________________________________4 ml

• Eosine 10% de la solution mère

154

ANNEXE 3

Techniques de dosages des paramètres biochimiques considérés

1. Dosage des protéines totales

La mesure des protéines totales a été effectuée directement à l’aide d’un réfractomètre

clinique de type ERMA (série 13776, Tokyo, Japon).

La technique repose sur une lecture directe au niveau de l’oculaire de réfractomètre où

on observe des graduations allant de 0 à 120. Après le réglage du 0 de l’appareil avec

l’eau distillée, on fait passer successivement les échantillons de sérum. Un rinçage

régulier, avec l’eau distillée, après chaque mesure a été effectué. Les valeurs sont

converties en g/l.

2. Dosage de l’Albumine

a/ Principe

A pH : 4.2, le 3,3’, 5,5’-tétrabromo-m crésol sulphonphthaléïne (vert de bromocrésol) se

fixe sélectivement sur l’albumine sérique formant un complexe albumine-Vert de

Bromocrésol qui absorbe à 578 nm en donnant une coloration bleue. L’addition de

Brij 35 augmente la sensibilité de la réaction. L’intensité de l’absorbance est

directement proportionnelle à la concentration en albumine dans l’échantillon.

b/ Réactifs (RANDOX)

-Vert de bromocrésol concentré

Tampon succinate ……………………75 mmol/l ; pH 4,2

Vert de bromocrésol ……………………. 0.15 mmol/l

Brij 35…………………………………. Traces

Conservateur……………………………. ----

- Etalon

Albumine sérique humain…………………………… 45 g/l

Tampon Tris…………………………100 mmol/l : pH 7,3

• Préparation des solutions

- Dans 3 tubes à essais, on introduit :

Blanc Réactif Etalon Echantillon

155

Eau distillée

Etalon

Sérum

Réactif

0.01 ml

--

--

3.00 ml

--

0.01 ml

--

3.00 ml

--

--

0.01 ml

3.00 ml

- Le mélange est incubé 5 minutes à 20 – 25°C. La longueur d’onde utilisée est de 630

nm (600-650 nm). La cuvette de mesure en quartz est de 1 cm de trajet optique. La

mesure se fait dans un spectrophotomètre UV-Visible. La lecture de l’absorbance de

l’échantillon (A échantillon) et de l’étalon (A étalon) contre le blanc réactif a été effectuée.

c/ Résultats

La concentration en albumine de l’échantillon est obtenue par la formule suivante :

3. Dosage de l’urée

Le dosage de l’urée sérique a été effectué par la méthode à l’uréase.

a/ Principe :

L’urée est hydrolysée par l’uréase en produisant de l’ammonium et du dioxyde de

carbone. Les ions ammoniums réagissent en milieu alcalin avec le salicylate et

l’hypochlorite, en présence de la nitroprusside pour former un complexe coloré, le vert

d’indophénol. L’intensité de la coloration formée est proportionnelle à la concentration

de l’urée présente dans l’échantillon.

b/ Réactifs (Linear Chemicals)

� Réactif 1

� Tampon phosphate pH 6.7………………… 50 mmol/l

� Salycilate …………………………………… 60 mmol/l

� Nitroprusside …………………………………3.2 mmol/l

� EDTA…………………………………………. 2 mmol/l

� Réactif 2

� Hypochlorite de sodium…………………...….140 mmol/l

A échantillon

Concentration en albumine = ------------------- x Concentration de l’étalon (g/l ou g/dl) A étalon

156

� NaOH…………………………………………..150 mmol/l

• Réactif 3

� Uréase….…………………………….……….. 30.000 U/l

� Etalon : Urée à 50 g/l (0,50 g/dl)

c/ Préparation des solutions

- Dans 3 tubes à essais, on introduit :

Blanc Etalon Echantillon

Etalon

Sérum

Réactif 1 + 3

--

--

1.00 ml

0.01 ml

--

1.00 ml

--

0.01 ml

1.00 ml

- Le mélange est incubé 5 minutes à 37°C (ou 10 minutes à 15 –

25°C).

- Ensuite on ajoute le réactif 2, à raison de 1ml par tube

- Lecture de l’absorbance de l’échantillon (A échantillon) et de l’étalon (A étalon) contre le

blanc réactif.

- La longueur d’onde utilisée est de 580 nm. La cuvette de mesure en quartz est de 1cm de

trajet optique. La mesure se fait dans un spectrophotomètre UV-Visible.

d/ Résultats

La concentration en urée de l’échantillon est obtenue par la formule

suivante :

4/ Dosage du β- hydroxybutyrate (Ranbut)

- a/ Principe

A échantillon Concentration en albumine = ------------------- x Concentration de l’étalon

(mg/dl ou mmol/l) A étalon

157

Le dosage du β-hydroxybutyrate sérique est réalisé grâce à la méthode cinétique

enzymatique. Cette technique est basée sur l’oxydation du β-hydroxybutyrate en

acétoacétate. Cette réaction est catalysée par l’enzyme 3-hydroxybutyrate

déshydrogénase. Durant cette oxydation, le cofacteur NAD+ est réduit en NADH

s’accompagnant ainsi d’un changement d’absorbance corrélée directement à la

concentration du β-hydroxybutyrate présente dans l’échantillon.

- b/ Réactifs (RANDOX)

• Tampon

� Tampon tris…………..……………100 mmol/l, pH 8,5

� EDTA………………………………………… 2 mmol/l

� Acide oxalique…………………………………20 mmol/l

• Enzyme/Coenzyme

� NAD+ …………….……………….………… 2,5 mmol/l

� 3-HBDH…………………………………………0.12 U/ml

• Etalon

� β-3-Hydroxybutyrate….………………………1 mmol/l

• Etalon

• β -3-Hydroxybutyrate….……………………… 4 mmol/l

c/ Préparation des solutions

Dans 3 tubes à essai, on introduit :

Etalon Blanc Réactif Echantillon

Etalon

Sérum

Eau distillée

Réactif

75 µ l

--

--

3.00 ml

--

--

75 µ l

3.00 ml

--

75 µ l

--

3.00 ml

Le mélange a été incubé 30 secondes à 37° C puis la première lecture est effectuée. Puis

une 2ème lecture à nouveau après 1, 2 et 3 minutes pour déterminer la ∆A/min moyen

pour les calculs ultérieurs.

La cuvette de mesure en quartz est de 1 cm de trajet optique. La mesure se fait dans un

spectrophotomètre UV-Visible.

d/ Résultat

∆A échantillon

Concentration en β-hydroxybutyrate = ------------------- x Concentration de l’étalon (mmol/l) ∆A étalon

158

5/ Dosage de la G.O.T

a/ Principe

La Glutamique-Oxaloacétique Transaminase est déterminée en suivant la concentration

de l’oxaloacétate hydrazone formé à partir de 2,4-dinitrophényl-hydrazine. La réaction

est comme suit :

GOT

α-Oxoglutarate + L-aspartate � L-glutamate + oxaloacétate

* Réactifs (RANDOX)

-Tampon

� Tamponphosphate………..…………100 mmol/l, pH 7.4

� L-aspartate……………………………………100 mmol/l

� α-oxoglutarate……………………………… 2 mmol/l

-2,4-dinitrophénylhydrazine……….……………….… 2 mmol/l

-Hydroxyde de sodium….…………………………… 0,4 mmol/l

b/ Préparation des solutions

Mesure contre le blanc réactif :

Blanc Réactif Echantillon

Sérum

Solution 1

--

0,5 ml

0,1 ml

0,5 ml

Après avoir mélanger la solution 2 à raison de 0.5ml par tube, on attend exactement 30

minutes à 37°C.

L’incubation dure exactement 20 minutes à 20 - 25°C. L’hdroxyde de sodium est ajouté

aux tubes (0.5/tube).

Puis la lecture de l’absorbance de l’échantillon contre le blanc réactif

après 5 minutes.

La longueur d’onde utilisée est de 546 nm (530-550 nm). La cuvette de mesure en quartz

est de 1 cm de chemin optique. La mesure se fait dans un spectrophotomètre UV-

Visible.

c/ Résultats

L’activité du G.O.T. sérique est obtenue par la table suivante :

159

Absorbance U/l Absorbance U/l

0,020

0,030

0,040

0,050

0,060

0,070

0,080

0,090

7

10

13

16

19

23

27

31

0,100

0,110

0,120

0,130

0,140

0,150

0,160

0,170

36

41

47

52

59

67

76

89

A partir des valeurs de référence données, on établie une droite de régression

pour déterminer la fonction linéaire :

Y = a + bx (a et b sont des constantes).

Droite de régression de l'évolution de la GOT

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

00,

010,

020,

030,

040,

050,

060,

070,

080,

09 0,1

0,11

0,12

0,13

0,14

0,15

0,16

0,17

0,18

Absorbance

[U/l]

D’après le calcul, on établie les valeurs de a et b.

a= -10.1235 b= 509.8529

Connaissant les valeurs des constantes a et b et les valeurs des absorbances [X], on

détermine alors les concentrations [Y] de nos échantillons.

160

Annexe 4

1. Composition du milieu de collecte

• 45 ml milieu 199 avec 25 mM Hepes

• 5 ml sérum de vache en œstrus (SVE)

• 500 µl gentamycine stock

• 50 µl peni-strepto stock

• filtrer sur filtre 0.22 µm stérile dans un flacon

2. Composition du milieu de maturation

• 8.5 ml 199 Hepes

• 1.5 ml sérum de veau fœtal

• 100 µl gentamycine stock

• 10 µl E2 17 β

• 100 µl FSH / LH

• filtrer sur filtre 0.22 µm stérile puis mettre à gazer dans l’étuve 5% CO2.

3. Composition du PBS de Dulbecco (Whittingham, 1971).

(PH : 4.2 à 7.4 Osmolarité : 290 à 320 milli – osmoles).

161

Pour un litre de solution

Eau déionisée

CaCl2, 2H2O

MgCl2, 6H2O

200 ml

0.200 g

0.0823 g

Eau déionisée

NaCl

KCl

Na2HPO4

KH2PO4

Pyruvate de Na

Glucose anhydre

Pénicilline G

Dihydrostreptomycine Sulfate

Albumine bovine lyophilisée (BSA)

800ml

8.000g

0.200g

1.1485g

0.200g

0.036g

1.000g

100.000 U.I.

62.5 mg

2.000 g

162

Travaux Scientifiques

Publications :

Fassi Fihri A., Hajji Kh. et Lakhdissi H. (2004).

Histological exploration of follicular population of the Moroccan bovine

(Oulmes Zaer) breed.

African Journal of Biotechnology, 3(5): 294-298.

Fassi Fihri A., Lakhdissi H., Derquaoui L., Hajji K H., Naciri M. et Goumari A.

(2005).

Genetic and nongenetic effects on the number of ovarian follicles and oocytes

yield and quality in the bovine local (Oulmes Zaer), exotic breeds and their

crosses in Morocco.

African Journal of Biotechnology, 4(1): 9-13.

Communication :

Fassi Fihri A., Hajji KH., Lakhdissi H., Kherrati B . et El Aidi L. (2002).

Niveau alimentaire et capacité des ovocytes bovins au développement in vitro.

Colloque international, « Les Biotechnologies : Quelles opportunités pour le

Maroc ». Regroupement des Biologistes Marocains au Canada, 3 – 5 Juin 2002,

Faculté des Sciences de Rabat.

163

Résumé de la Thèse

Au Maroc, l’élevage des bovins occupe une place importante dans le système agropastoral et représente une spéculation animale très importante, la productivité reste basse malgré la diversité de ses races. Jusqu’à présent, les seules biotechnologies pratiquées au Maroc sont l’I.A et le T.E.. Cependant, le transfert d’une technologie doit débuter par une phase d’adaptation aux conditions spécifiques du nouveau milieu. Les méthodes de reproduction assistée : Insémination Artificielle (I.A.), Transfert Embryonnaire (T.E.) et surtout la Production d’Embryons in Vitro (P.I.V.) constituent des moyens très efficaces pour accroître la population d’animaux d’intérêt économique ou en voix d’extinction. L’objet de cette étude est d’évaluer la quantité et la qualité morphologique des ovocytes issus de femelles locales et leur aptitude à maturer in vitro ; avec une exploration histologique des ovaires de cette race d’une part et d’autre part, l’impact du niveau alimentaire sur ce type de cellules ou gamètes. Cette étude a été menée pendant deux années successives qui se distinguaient par une pluviométrie différente : respectivement très faible et abondante, et de là, un pâturage différent. Les ovaires prélevés sur 259 vaches appartenant à 3 races : une locale (Oulmes-Zaer), une exotique (Frissone ou Pie Noir) et des vaches issues de leur croisement. Les ovaires sont prélevés de vaches abattues aux abattoirs de l’axe Kenitra-Casablanca. Lors des examens anté mortem, les femelles sont alors identifiées et marquées, les informations suivantes sont relevées : l’âge, la race, la note de l’état corporel (body condition score-B.C.S.) et leur provenance.Une prise de sang est effectuée pour le dosage ultérieur de certains paramètres indicateurs du métabolisme protéo-énergétique. Les ovaires sont ramenés au laboratoire dans du liquide physiologique à 0.9% et à une température de 32 à 35°C et dans les deux heures qui suivent l’abattage. Sur chaque ovaire, les follicules apparents de 2 à 8mm ont été comptés et aspirés à l’aide d’une seringue de 2 ml reliée à une aiguille de 20 G. Après l’aspiration folliculaire, les ovocytes et le liquide folliculaire sont placés dans des boites de pétri contenant le milieu P.B.S. (Phosphate Buffered Saline). Les ovocytes sont recherchés et examinés sous une loupe binoculaire puis classés selon leur aspect morphologique. Les ovocytes de qualité 1, 2 et 3 ont été sélectionnés pour la maturation in vitro ; les ovocytes matures présentaient un cumulus expansé. Pour l’exploration histologique, un ovaire de chaque vache (15 locales et 15 exotiques) a été considéré. La préparation des lames histologiques pour microscopie photonique a obéit à la technique classique. Les résultats ont montré que : 1- la population folliculaire de 2 à 8mm des ovaires prélevés aux abattoirs est plus importante pendant l’année 2000(année pluvieuse) que l’année précédente (année à tendance sèche). 2- Le rendement en ovocytes est plus important pendant l’année pluvieuse par rapport à l’année à tendance sèche. Le taux de maturation des ovocytes in vitro pendant l’année pluvieuse est plus élevé que celui obtenu au cours de l’année à tendance sèche. 3- Le B.C.S. moyen est de 2,94 ± 0,89; 52.5% de la population a plus de 5 ans. 4- Les résultats du dosage des protéines totales (77.83±0.98g/l), de l’albuminémie (32.40±4.41g/l), de l’urémie (4.43±0.23mmol/l), du β-hydroxy butyrate sanguin (0.83±0.48mmol/l) et du GOT sanguin (45.55±11.95UI/l) montrent des moyennes qui s’insèrent dans l’intervalle des valeurs usuelles. 5- Le nombre de follicules est plus élevé chez les vaches à B.C.S. 4 et 5 ; de race exotique et à âge moins de 3 ans. Le même résultat est révélé pour le rendement en ovocytes. 6- aucun effet significatif des paramètres dosés indicateurs de l’état nutritionnel n’a été détecté sur le nombre de follicules ni sur le rendements en ovocytes. 7- Les follicules sont observés dans la zone 4 du cortex ovarien. Les zones 1, 2 et 3 ont des épaisseurs variables. 8- Le pourcentage d’aire ovarienne occupé par le tissu folliculaire est plus faible chez la race locale par rapport à la race croisée à un âge moins de 3 ans. Ce pourcentage est pratiquement le même pour les deux races à des âges de 3 à 5 ans et plus de 5 ans mais à des niveaux différents : 17% et 9.4%. Au terme de cette étude, on peut conclure qu’il existe une relation évidente entre la race, le B.C.S., l’âge et la fonction ovarienne des vaches. Mots clés : vache– race- âge - profil métabolique – population folliculaire – rendement en

ovocytes – note de l’état corporel – histologie de l’ovaire.

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