Classe de BCPST-841 du lycee masséna

Rapport TIPECroissance des algues et chlore

BONNET Rémy, LOPEZ Cyril, WECKEL Antonin

Année 2009-2010

Professeurs :

Mme BRONDEX, Mme ISOPPO, Mr ABBRUGIATI

Rapport TIPE

SOMMAIRE

Préliminaires .......................................................... page 1 Démarches initiales Problématique Hypothèses Conséquences Vérifiables

Expérience .............................................................. page 1 Principe Protocole expérimental

Déroulement de l'expérience et critiques ............. page 5 Phase de préparation Phase de mesures

Résultats .................................................................. page 6 Résultats Interprétations Conclusion

BIBLIOGRAPHIE

- http://www.acheter-piscine.com/entretien-piscine/algues-piscine/causes-de-l-apparition-des-algues-dans-la-piscine.html

- http://www.cstfelicien.qc.ca/scinat/cyberexpojournal2004/w04b09.pdf

- http://www.jebatis.com/piscine/chlore.php

http://www.piscinazur.com/PBSCCatalog.asp?ActionID=67174912&PBCATID=161300&PBCATName=%E2%96%BAChlore%20choc%20pastilles%2020g

- http://www.lenntech.fr/biocide.htm

- http://www.decofinder.com/decofinder/_daz/_PISCINE/piscine_traitement_apreghen.htm

- http://www.snv.jussieu.fr/vie/dossiers/culturedecellules/chlorelles.htm

Rapport TIPE

IntroductionDémarches initiales :

Dans la majorité des cas, tout individu possédant une piscine sait qu'il doit y mettre du chlore pour une multitude de raisons dont la principale est d'éviter la prolifération d'algues non-désirables. A partir de cette observation, nous nous sommes interrogés sur l’action du chlore sur les algues.

Les études bibliographiques nous ont renseignés sur le caractère biocide du chlore. Dès lors, nous nous sommes fixés d’étudier expérimentalement l’effet de ce produit. L’idée était de vérifier in vitro les effets du chlore sur des algues et comparer les résultats obtenus avec différentes concentrations et avec les indications des piscinistes. Ils prescrivent une dose précise et des conditions d’utilisation particulière. Par exemple, ils conseillent l’utilisation du chlore à un pH constant. Est-ce que le chlore isolé a un effet sur les algues ? La dose conseillée est-elle particulièrement efficace ?

Problématique :

Quels sont les effets du chlore sur la prolifération des algues ?

Hypothèses :1) Nous supposons qu’à faible dose le chlore restreint la prolifération des algues.2) Nous supposons que le chlore en doses élevées a un effet biocide.

Conséquences Vérifiables :Si nos hypothèses se confirment, nous devrions observer :

Une diminution de la prolifération des algues dans un milieu chloré. La mort des algues avec une concentration très élevée en chlore.

Corollaire : Nous devrions pouvoir déterminer une dose létale pour les algues en question.

ExpériencePrincipe :

Le principe général de l'expérience est d'associer, à des milieux favorables au développement des chlorelles, diverses concentrations de chlore. Ainsi, en quantifiant le développement des algues dans chaque milieu nous pourrons évaluer l’efficacité du chlore.

Il est logique que la concentration en chlore soit le seul paramètre variable de notre expérience.Les mesures de concentration des chlorelles seront obtenues indirectement par le biais de la

spectrophotométrie. En effet, nous voulions d’abord vérifier une relation entre absorbance et concentration, mais de nombreuses raisons techniques nous ont fait perdre beaucoup de temps et ne nous a permis de vérifier cette relation. Cependant, d’anciens TIPE l’avaient au préalable vérifiée :

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Rapport TIPE

ainsi nous admettrons que l’augmentation de l’absorbance d’un milieu s’interprète comme une augmentation du nombre de chlorelles dans le milieu.

Chaque mesure d'absorbance sera réalisée à une longueur d'onde précise que l'on aura déterminée au préalable ; la longueur d’onde optimale.

Protocole :

1) Choix du support expérimental : les algues et le chlore

LES ALGUES : Les chlorelles ne sont pas des algues de piscine mais possèdent cependant les mêmes propriétés métaboliques que celles-ci. Partant du principe (qui sera vérifier par de la documentation) que l’action du chlore agit au niveau du métabolisme cellulaire des algues (le chlore est un biocide) nous considérons que les résultats établis sur des chlorelles sont généralisables à toute algue chlorophyllienne (entre autre les algues de piscine).LE CHLORE : Derrière l’appellation « chlore de piscine » se cachent plusieurs produits. L’un d’eux est particulièrement disponible, facile d’utilisation : c’est le Trichloroisocyanure qui fait partie de la famille des chloro-isocyanurates. D’après le site internet http://www.lenntech.fr/biocide.htm « Il s'agit de composés organo-chlorés qui s'hydrolyse en acide hypochloreux » et puis à propos des acides hypochloreux : « L'acide hypochloreux est responsable des réactions d'oxydation avec le cytoplasme des micro-organisme, après diffusion à travers les membranes cellulaires. Le chlore perturbe ensuite la production d'ATP (adénosine triphosphate), une molécule importante intervenant dans les mécanismes de respirations. Les bactéries qui sont présentes dans l'eau meurent suite à des problèmes respiratoires, provoqués par l'activité du chlore. »

2) Préparation du milieu de vie

L’objectif était de s’appuyer sur 3 conditions expérimentales nous permettant de répondre à notre problématique. A partir des doses conseillées par les piscinistes (5mg /m^3) nous avons fait un milieu de vie sous-chloré de concentration en chlore de 2mg/m^3, un milieu avec une concentration de 5mg/m^3 et enfin un milieu hyper chloré à 50mg/m^3.

Nous avons décidé de procéder à trois répétitions afin d’affiner nos mesures tout en limitant le nombre de répétitions à 3 en raison du nombre d’erlenmeyer disponible. La fréquence des mesures d’absorbance sera d’une par jour, considérant que la multiplication des algues n’est pas aussi rapide que celles de bactéries. Les mesures seront faites à intervalles réguliers tous les matins à la même heure. Enfin les mesures s’étalent sur une durée de 14 jours (avec 2 fois 2 jours de week-end).Il nous fallait dans un premier temps concevoir un milieu de vie pour nos algues. Nous l’avons d’abord acheté, mais celui-ci était de nature organique et malgré tous nos efforts de stérilisation une contamination importante se manifestait rapidement.

Pour assurer le bon développement des algues nous avons donc procédé à la création de nos propres milieux de vie, uniquement de nature minérale. Certes le développement des chlorelles risquait d’être moins important, mais cela nous évitait d’avoir à maintenir une stérilisation permanente qui sur une durée de 14 jours aurait surement conduite à un échec. Ainsi lors de la préparation de nos milieux de vie aucune stérilisation n’a été faite.

De plus, une cuve pour faire les mesures de spectrophotométrie a un volume de 3mL. Comme nous voulions faire 11 mesures il nous fallait au minimum 33mL de milieu de vie. De cette observation nous avons décidé de créer 50mL de milieu de vie que nous entreposerons dans des erlenmeyers de 50mL.

Sur le site internet « http://www.snv.jussieu.fr/vie/dossiers/culturedecellules/chlorelles.htm » nous avons trouvé une composition optimale pour nos milieux de vie. Voici le détail précis des composants et leur concentration finale dans chaque milieu de vie :

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Rapport TIPE

Substances nutritives Concentration finale des milieux de vie NH4Cl 15 mg/L MgCl2 6H2O 12 mg/L CaCl2 2H2O 18 mg/L MgSO4 7H2O 15 mg/L KH2PO4 1,6 mg/L FeCl3 6H2O 80 g/L Na2EDTA 2H2O 100 g/L

Nous avons d’abord fait une solution de 1L concentrée 100 fois. Puis nous avons sous-divisé ce litre en 4 fois 200mL dans des fioles jaugées. Chaque fiole correspondant à une condition expérimentale. Puis nous avons ajouté le chlore en concentration centuplée (il nous était impossible de rajouter à la solution finale le chlore car pour la solution à 2mg/l de chlore il nous aurait fallu ajouter 0.4mg de chlore). Ainsi nous avions 4 fioles de 200mL ayant la concentration de tous les composants pour chaque milieu de vie en quantités centuplées. Il ne nous restait plus qu’à diluer 100 fois les solutions. Au final nous avons reparti les 200mL dans des erlenmeyer de 50mL, pour obtenir les 3 répétitions.

Photo des milieux de vie : en premier plan les 3 témoins, puis derrière le milieu à 2mg/L etc…A droite le réceptacle à chlore et derrière les chlorelles dans leur milieu de vie initial.

Les erlenmeyers ont été bouchés grâce à du coton cardé qui ne rend pas le milieu hermétique mais évite aux poussières, bactéries, de polluer nos milieux. Comme on peut le constater sur cette image les erlenmeyers ont été numérotés de 1 à 3 pour que les mesures soient toujours faites dans le même ordre. Une cuve sera utilisée pour chaque condition pour éviter toute pollution ou dilution tout au long des mesures.

3) Mise en culture et mesures d'absorbance

Les milieux de vie prêts, nous avons pu commencer la mise en culture. Les chlorelles que nous utiliserons sont des chlorelles acquises via Sordalab. La quantité de chlorelles a été déterminée grâce aux indications sur les chlorelles achetées : 1 à 2 mL de chlorelles pour 100mL de milieux de vie. Ainsi nous avons ajouté sur chaque milieu 1mL de chlorelles.

Les milieux ont été stockés dans le râtelier du laboratoire de SVT du Lycée Masséna, mêmes conditions de luminosité pour chaque milieu, et température ambiante idéale pour le développement des chlorelles.

3

Rapport TIPE

Nos mesures sont faites par absorbance. Il nous a donc fallu déterminer plusieurs paramètres : avec quel produit faire le blanc ? A quelle longueur d’onde ? Pour la longueur d’onde, nous avons établi un spectre d’absorption des différents milieux avec chlorelle et nous avons déterminé quel était le pic le plus élevé : celui-ci se situait à une longueur d’onde de 686 nm.Le blanc a lui été fait grâce à de l’eau distillée.

Ce pic correspond à un maximum d’absorption de la chlorophylle : les chlorelles étant des algues chlorophylliennes et sachant que la chlorophylle se désagrège vite après la mort des cellules chlorophylliennes, prendre comme repère le pigment chlorophylle est pertinent car une diminution de l’absorbance à cette longueur d’onde signifiera moins de chlorophylle, d’où moins de chlorelles vivantes.

Déroulement de l'expérience et critiques

Autant que possible, l’expérience a été conduite de manière à rester fidèle au protocole qui vient d’être exposé. Cependant, le contact avec le matériel proprement dit nous a fait prendre conscience d’imperfections manipulatoires notables, car susceptibles d’entrer en compte dans les résultats finaux. Avant présentation de ces résultats, on se propose d’anticiper les possibles incohérences générées par les maladresses des manipulations.

Première phase : la préparationLa première critique porte sur la mise en place de l’expérience et, plus précisément, sur

l’élaboration du milieu de vie. Effectivement, si chaque composant est soigneusement pesé de façon à obtenir les concentrations idéales, il n’en demeure pas moins que les transferts successifs et les dilutions répétées des produits sont peut-être la cause d’un milieu de vie non optimal. D’autant que certaines substances, avant même d’être diluées, doivent être insérées dans des proportions très minimes (exemple le FeCl3 6H2O dont la concentration souhaitée dans le produit final est de 80 µg/L). Nous admettons cependant que ces imprécisions, auxquelles il est difficile d’échapper, sont compensées par les propriétés particulières des chlorelles, dont les conditions de croissance sont très peu exigeantes. Le milieu ainsi fabriqué est à la fois trop pauvre pour subir une propagation bactérienne (contrairement au milieu de vie Sordalab), mais aussi suffisamment riche pour ne pas bloquer le développement des chlorelles. Des observations au microscope, en fin d’expérience, ont d’ailleurs confirmé l’absence de contamination bactériologique dans le milieu.

Seconde phase : les mesuresLes critiques suivantes ne portent plus sur la préparation de l’expérience, mais bien sur les

conditions dans lesquelles les mesures ont été effectuées. Comme cela a été détaillé dans le protocole, la nature de ces mesures est une absorbance. Ainsi les relevés, à force de répétitions, s’organisent rapidement de la manière suivante : tandis que l’un transfère un volume précis de l’erlenmeyer jusqu’à la cuve qu’il place dans le spectrophotomètre, l’autre agite le contenu de l’erlenmeyer dans lequel aura

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Rapport TIPE

lieu le prélèvement suivant. Le dernier, enfin, rebouche les erlenmeyers, les range et relève les valeurs d’absorbance dans un tableau.

Or, l’observation de cet automatisme, au cours des relevés, nous fait rendre compte de certains défauts :

*Le premier, et le moins négligeable d’entre eux, concerne un facteur clé, à savoir celui de l’agitation des chlorelles. Effectivement, dans un milieu au repos, comme c’est le cas dans nos erlenmeyers, les chlorelles ont très nettement tendance à sédimenter. L’agitation a bien entendu pour but de contrer ce phénomène et d’opérer à des mesures reflétant la concentration en chlorelles dans le milieu. Toutefois, nous remarquons que les chlorelles sédimentées se fixent parfois solidement au fond du récipient ; et les agitations des huit premiers jours, qui consistent en de brefs mouvements manuels, ne suffisent pas à les détacher du fond. Durant une période, les prélèvements ont donc été effectués dans des milieux non homogénéisés. A la fois les mesures d’absorbances n’ont peut-être pas reflété la réelle concentration de l’ensemble des erlenmeyers, mais aussi le milieu lui-même n’était pas réellement homogène. Suite à cela, nous décidons d’utiliser une tige en verre afin de rendre les agitations plus efficaces, n’hésitant pas à frotter délicatement le fond des erlenmeyers pour décoller les chlorelles en accrétion. Il ne faut donc pas s’étonner si les courbes affichent, à partir d’une certaine date, une brusque ré-augmentation des mesures d’absorbance. Afin d’éviter le contact potentiellement destructeur entre la tige en verre et les chlorelles, la solution idéale aurait été d’utiliser des agitateurs magnétiques activés en permanence. Un réglage délicat aurait permis l’homogénéisation des mélanges sans entraver la reproduction des chlorelles ; mais pour des questions évidentes de matériel et compte tenu de la quantité d’erlenmeyers, un tel dispositif n’est pas envisageable.

*Une autre critique réside dans les conditions environnantes de l’expérience : en dehors de l’utilisation de coton cardé, aucune précaution rigoureuse n’est prise en ce qui concerne la stérilité des cultures ; puisque que le milieu de vie fabriqué n’est pas de nature organique. Si les observations finales au microscope ne révèlent, en dehors des chlorelles, le développement d’aucune espèce, il n’est peut-être pas exclu que l’absence de conditions stériles ait des conséquences au niveau d’une partie des solutions contenues dans les erlenmeyers.

*Signalons un détail relatif à la verrerie : pour des motifs de disponibilité, nous n’avons pas pu regrouper douze erlenmeyers strictement identiques. Les chlorelles, selon le récipient dans lequel elles ont été placées, évoluent donc dans des espaces aux dimensions différentes. Il se peut que ces variations influencent la croissance des algues.

*Pour terminer, nous pouvons remettre en question le choix des concentrations sélectionnées. Une diversité plus importante de concentrations aurait permis des résultats plus élaborés ; cependant ce choix impliquait le sacrifice des répétitions et a donc été rejeté.

RésultatsRésultats :

Voici tout d’abord les données brutes récoltées et les moyennes calculées. Puis 4 ensembles de courbes correspondant aux comparaisons des résultats des répétitions pour

chaque condition.Enfin la dernière page correspond aux courbes finales des moyennes de chaque condition avec

sur la même page des histogrammes avec barres d’erreur à 2% pour les différentes conditions à plusieurs moments de l’expérience.

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Rapport TIPE

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1 2 3 Moyenne 1 2 3 Moyenne

Jour 0 0,087 0,086 0,086 0,086 0,088 0,085 0,089 0,087

Jour 1 0,082 0,082 0,070 0,078 0,087 0,082 0,082 0,084

Jour 2 0,129 0,124 0,137 0,130 0,121 0,114 0,138 0,124

Jour 3 0,144 0,108 0,129 0,127 0,120 0,133 0,140 0,131

Week-End Jour 4

Week-End Jour 5

Jour 6 0,131 0,090 0,110 0,110 0,102 0,097 0,113 0,104

AGITATION Jour 7 0,130 0,109 0,120 0,120 0,112 0,124 0,125 0,120

Jour 8 0,157 0,123 0,134 0,138 0,134 0,142 0,124 0,133

Jour 9 0,172 0,152 0,166 0,163 0,168 0,151 0,159 0,159

Jour 10 0,183 0,159 0,174 0,172 0,160 0,179 0,187 0,175

Week-End Jour 11

Week-End Jour 12

Jour 13 0,204 0,184 0,200 0,196 0,185 0,156 0,160 0,167

Jour 14 0,186 0,171 0,192 0,183 0,192 0,174 0,179 0,182

1 2 3 Moyenne 1 2 3 Moyenne

Jour 0 0,089 0,091 0,091 0,090 0,093 0,095 0,093 0,094

Jour 1 0,086 0,080 0,082 0,083 0,066 0,068 0,064 0,066

Jour 2 0,138 0,138 0,130 0,135 0,092 0,105 0,098 0,098

Jour 3 0,106 0,131 0,130 0,122 0,095 0,114 0,111 0,107

Week-End Jour 4

Week-End Jour 5

Jour 6 0,055 0,098 0,095 0,083 0,044 0,105 0,094 0,081

AGITATION Jour 7 0,105 0,125 0,118 0,116 0,086 0,111 0,110 0,102

Jour 8 0,113 0,130 0,116 0,120 0,093 0,117 0,115 0,108

Jour 9 0,135 0,153 0,152 0,147 0,140 0,147 0,146 0,144

Jour 10 0,151 0,165 0,161 0,159 0,146 0,151 0,150 0,149

Week-End Jour 11

Week-End Jour 12

Jour 13 0,133 0,165 0,144 0,147 0,145 0,144 0,145 0,145

Jour 14 0,135 0,144 0,149 0,143 0,131 0,142 0,143 0,139

Témoin 2 mg/L

5 mg/L 50 mg/L

Rapport TIPE

7

0,000

0,020

0,040

0,060

0,080

0,100

0,120

0,140

0,160

0,180

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Absorbance

Temps (jours)

Répétitions 5mg/L

Série1

Série2

Série3

0,000

0,050

0,100

0,150

0,200

0,250

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Absorbance

Temps (jours)

Répétitions témoin

Série1

Série2

Série3

0,000

0,050

0,100

0,150

0,200

0,250

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Absorbance

Temps (jours)

Répétitions 2mg/L

Série1

Série2

Série3

0,000

0,020

0,040

0,060

0,080

0,100

0,120

0,140

0,160

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Absorbance

Temps (jours)

Répétitions 50mg/L

Série1

Série2

Série3

Rapport TIPE

0,000

0,050

0,100

0,150

0,200

0,250

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Absorbance

Temps (jours)

Résultats Finaux

Témoin

2 mg/L

5 mg/L

50 mg/L

0,163 0,159 0,147 0,1440,0800,0900,1000,1100,1200,1300,1400,1500,1600,1700,1800,1900,200

absorbance moyenne au jour 9

Histogramme des moyennes au jour 9

témoin

2mg/l

5mg/l

50mg/l

0,183 0,182 0,143 0,1390,0800,0900,1000,1100,1200,1300,1400,1500,1600,1700,1800,1900,200

absorbance moyenne au jour 14

Histogramme des moyennes au jour 14

témoin

2mg/L

5mg/L

50 mg/L

0,086 0,087 0,090 0,0940,0800,0900,1000,1100,1200,1300,1400,1500,1600,1700,1800,1900,200

absorbance moyenne au jour 0

histogramme des moyennes au jour 0

témoin

2mg/l

5mg/l

50mg/l

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Rapport TIPE

Interprétations :

1) Comparaison des répétitions pour une condition fixée

Pour une concentration en chlore fixée, les trois courbes correspondantes aux trois répétitions ont globalement la même allure : aucune différence majeure n’est observable à partir de nos résultats. Mis à part pour quelques valeurs, on observe une continuité dans les résultats : aucune dispersion ou incohérence n’est relevable entre les diverses répétitions d’une même condition.

Certains points paraissent éloignés des autres valeurs des autres répétitions et pourtant les jours suivants la valeur redevient cohérente. Ceci nous permet donc d’interpréter que ces incohérences ont uniquement été engendrées par des défauts de manipulation et/ou de mesure.

Nous pouvons donc continuer et étendre notre interprétation à des comparaisons des moyennes des différentes conditions.

2) Comparaison des différentes moyennes de chaque condition

On observe que globalement les courbes ont la même allure qui n’est aucunement linéaire. Nous allons donc essayer d’expliquer les nombreuses inflexions observables sur nos courbes. Une première observation tient sur l’absorbance initiale de nos milieux : les absorbances de nos milieux sont quasi identiques ce qui indique qu’au départ tous les milieux ont la même quantité de chlorelles.

On observe entre le jour de la mise en culture et le 1er jour de mesure (jour 0 et jour 1) une baisse de l’absorbance dans tous les milieux. Ceci peut être vu comme un temps d’adaptation des chlorelles à leur nouveau milieu de vie moins riche.

Après le jour 1 on observe une croissance uniforme de l’absorbance dans chaque milieu : les chlorelles se sont développées quelque soit le milieu considéré avec une croissance légèrement moindre pour les milieux chlorés.

Le jour 3 correspond au vendredi : notre mesure suivante a été faite le lundi (jour 5) après deux jours où les chlorelles se sont développées sans intervention extérieure. On observe dans tous les milieux que l’absorbance a baissé entre le vendredi et le lundi. Notre première observation fut que les chlorelles ont sédimenté très fortement au fond des erlenmeyers. Dès lors vient l’idée que nous avons peut-être mal agité les milieux, les rendant non homogènes. De plus, nous supposons que l’absence d’agitation lors des week-ends peut avoir eu une influence négative sur le développement des algues : le milieu n’était pas oxygéné, ni homogénéisé.

Du lundi au vendredi suivant (jour 6 à jour 10), quelque soit le milieu considéré on observe une augmentation de l’absorbance : les chlorelles se sont développées dans tous les milieux.

De même on observe une inflexion après le jour 10 : à nouveau ce fut un week-end sans mesures et sans interventions.

3) Interprétations générales

Pour cette interprétation générale et finale, nous allons principalement utiliser le graphe final des différentes moyennes de chaque condition et les différents histogrammes de la page 1. A première vue les courbes sont dans l’ordre prévu : la courbe correspondant au milieu hyperchloré est la courbe inférieure, au dessus il y a la courbe de 5mg/L puis celle de 2mg/L et enfin celle du témoin. De même au niveau des histogrammes on observe une cascade des valeurs au jour 9.

Cependant, en portant un regard critique et plus minutieux sur ces courbes, et en revenant à notre hypothèse initiale, nous pouvons aisément nous rendre compte qu’aucune conclusion ne peut être tirée.

D’une part en mettant des barres d’erreurs à 2% sur les histogrammes, nos valeurs se chevauchent : on ne peut donc pas poser de conclusion catégorique à la lumière de nos résultats.

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Rapport TIPE

D’autre part, nos valeurs d’une répétition à une autre fluctuent autour de valeurs très proches. Malgré un milieu hyperchloré, les différences constatées ne sont aucunement importante et il n’y a pas de proportionnalité dans les résultats : les différences entre le milieu 2mg/L et 5mg/L sont les mêmes que celles entre le 5mg/L et le 50mg/L en dépit d’une différence de chloration 5 fois plus importante. Dès lors aucune conclusion quant à une efficacité du chlore proportionnelle à la concentration en chlore ne peut être tirée. Enfin, notre expérience visait à démontrer l’effet biocide du chlore sur les algues, et notre problématique se focalisait sur le développement des algues. Les vitesses de développement des algues, quelque soit le milieu, sont quasiment les mêmes : le chlore n’a pas ralenti le développement des chlorelles. De plus, les algues se développent quand même dans le milieu hyperchloré : le chlore à forte dose et seul, d’après nos observations, n’est pas un biocide.

Conclusion :

Mais alors comment expliquer nos résultats alors que la bibliographie nous indique clairement que le chlore est un biocide et que cela se vérifie en piscine (in vivo). La première explication tient de la variabilité engendrée par le déroulement même du protocole (cf critiques).

Cependant, cela n’est pas suffisant pour expliquer la différence entre l’ontologique et le théorique. Les chlorelles ont été choisies pour leur facilité d’achat et d’utilisation, cependant ce sont des algues plutôt résistantes à des conditions extrêmes comme l’atteste leur capacité à se développer un peu partout. Malgré un métabolisme similaire à celui des algues de piscine, les chlorelles ne sont peut-être pas autant représentatives de l’ensemble des algues aquatiques. Enfin, nous avons utilisé du trichloroisocyanure, et sur les notices d’utilisation il est précisé que le pH doit constamment se situer aux alentours de 7-7,4. Nous pensions que ce pH facilitait l’action du chlore, ou plutôt ralentissait et fragilisait les algues. Peut-être même le chlore est inefficace à un pH autre que 7-7,4 et nos recherches bibliographiques sur l’intervention du pH dans l’action du chlore ont été infructueuses. Cependant, nous avions fait l’hypothèse que le chlore seul était efficace, et nous ne pouvons rien conclure avec nos résultats.

A partir de ces constatations nous avons construit un nouveau protocole qui permettrait d’abaisser considérablement la variabilité des mesures, d’avoir des données plus exploitables et enfin tenant compte des derniers aspects constatés.

Tout d’abord, augmenter les concentrations initiales en chlorelles, pour augmenter d’éventuelles différences de développement et donc ôter une certaine variabilité lors de la mesure d’absorbance. Puis avoir une agitation uniforme et continue des milieux pour les homogénéiser. Améliorer nos milieux de vie : ces milieux étaient prévus pour des expériences de courtes durées, et bien que l’on ait observé un développement des algues plus d’un mois après la mise en culture, un meilleur milieu entraine nécessairement un développement plus important. Nous pourrions espacer les mesures et étaler la durée sur lesquelles on les effectue : les algues ne se développent pas aussi vite que des bactéries et peut-être n’est-il pas nécessaire de mesurer tous les jours, et une durée plus importante permettrait un nombre de valeurs plus important et une évaluation statistique plus pertinente. De même augmenter le nombre de répétitions permettrait des comparaisons statistiques (à l’aide de tests par exemple). Pour finir, il serait approprié d’observer l’évolution du pH pour vérifier si c’est l’action du chlore ou la présence des algues qui le fait varier. On pourrait alors possiblement étudier l’efficacité du chlore en fonction du pH.

Remerciements : Nous remercions grandement pour leur aide et soutien :

- Alain du laboratoire de biologie pour ses nombreux conseils.- Les dames du laboratoire de chimie pour nous avoir fourni tout le matériel nécessaire.- Nos professeurs : Mme ISOPPO, Mme BRONDEX et Mr ABBRUGIATI.

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