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République de Côte d'Ivoire

Ministère de l'Agriculture

Ecole Nationale Supérieure Agronon1ique ( ENSA ) d'Abidjan

Département de Défense de Cultures

PrésentéPour l'obtention du Diplôme d'Agronomie Approfondie (D.A.A)

Protection des Végétaux - Option Phytopathologie

par

TIA Enunanuel

Sous la Direction de Monsieur Jean-Gaude THüUVEI'.TEL

MODALITES DE LA TRANSMISSIONDU VIRUS DE LA MARBRURE DU NIEBE

(CO\,yPEA MOTTLE VIRUS (CMeV)EN COTE DI IVOIRE

Institut Français de Recherche Scientifique pour leDéveloppen1ent en Coopération

(OR5TOM)

Laboratoire de Phyto-VirologieCentre d'Adiopodoumé

BP: V 51 Abidjan

Octobre 1987

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SOMMAIRE

AVANT-PROPOSRESUMEINTRODUCTION GENERALE

CHAPITRE 1DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES

1. Le niébé et son Importance économique2. La maladie

2. 1. l'agent pathogène: le CMeV2. 2. les vecteurs2. 3. la transmission

CHAPITRE IlETUDE DE L'ENTOMOFAUNE DU NIEBE ET DE LA

TRANSM!SS!ON DU CMeV AU NIEBE

1. Introduction2. Milieu physique3. Matériel et méthodes

3. 1. Matériel végétal3. 2. Méthodes d'études

3.2.1. Identification de l'entomofaune du niébé et étude dela transmission du CMeV au niébé par insectes

3.2.2. Etude de la transmission du CMeV au niébé pargraine

3.2.3. Recherche de quelques plantes réservoirs du CMeVparmi les Légumineuses

4. RésuItats

4. 1. Entomofaune du niébé et vecteurs du CMeV

4.1.1. Entomofaune du niébé4.1.2. Vecteurs du CMeV

4. 2. Transmission par graine4.3. Quelques plantes réservoirs du CMeV parmi les

Légumineuses

5. Discussion

CHAPITRE IIIETUDE DE L'IMPACT DU CMeV SUR LA PRODUCTION DU

NIEBE

1. Objet de l'étude2. Méthodes d'études3. Mesures

3. 1. Contraintes3. 2. Mesures3.3. Méthodes statistiques

4. Résultats

4. 1. Nombre de gousses par lot4.2. Poids des graines par lot4. 3. Evaluation de la perte de production

5. Discussion

CONCLUSION GENERALEBIBLIOGRAPHIEANNEXE ET ILLUSTRATIONS

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AVANT-PROPOS

A l'ENSA d'ABIDJAN, la dernière étape de la formation avantl'attribution du Diplôme d'Ingénieur Agronome est un stage pratique desix mois, à l'issue duquel l'élève-ingénieur rédige un mémoire de find'études.

Le présent mémoire rapporte les travaux que j'ai effectuéspendant mon stage au laboratoire de PHYTOVIROLOGIE de l'ORSTOM(Institut Français de Recherche Scientifique pour le Développement enCoopération) à Adiopodoumé du 15 Avril au 20 Octobre 1987.

Mon séjour dans ce laboratoire a été très agréable, et je nepeux rester insensible à l'hospitalité chaleureuse dont j'ai bénéficié.

Mr. J.-C. THOUVENEL a dirigé ces travaux. Il m'a fait bénéficiernon seulement de sa grande expérience en matière de virologie, maisaussi de son aide matérielle. Jamais auparavant, je n'avais supposépareille disponibilité pour un stagiaire. Je lui adresse mes sincèresremerciements.

Mr. D. FARGETTE a manifesté une attention particulière pourmon travail, qu'il a du reste jugé. Ses encouragements constants ont étépour moi un support moral. Je tiens à l'en remercier vivement.

Mr. C. FAUQUET m'a accordé son soutien matériel st sasympathie, qu'il soit assuré de ma très profonde gratitude.

Mr. P. N'GUESSAN, Ingénieur Agronome, m'a été d'une utilitéinestimable. Son soutien moral, sa disponibilité et ses conseilsjudicieux d'aîné ne m'ont jamais fait défaut tout au long de mon stage.Je le remercie pour sa collaboration.

J'adresse un remerciement particulier à Mlle N. BERTI duMuseum de Paris qui a identifié très rapidement les Chrysomelidae,ainsi que MM. G. COUTURIER, D. DAUTHUILLE et L.D.C. FISHPOOL,entomologistes à l'ORSTOM qui m'ont aidé à déterminer les insectes surlesquels nous avons travaillés. Qu'ils soient tous très vivementremerciés.

Je suis particuliérement reconnaissant à MM. FOUA-BI KOHOUet BEKON KOUASSI, responsables du département de Défense descultures de l'ENSA dont les conseils m'ont été utiles lors de larédaction de ce mémoire.

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MM. C. BURBAN et P. BLiZOUA-BI se sont intéressés à ce travailen me faisant des critiques constructives. Je leur témoigne ici mareconnaissance.

Je remercie MM. J. KOULA, A. KIMOU (ENSA) et A. POLLET(ORSTOM) pour certaines difficultés qu'ils m'ont aidé à résoudre.

Mes remerciements vont également à MM. Klao GASTON, FattoSAGOU, Aho KOUAKOU et Djako EDOUARD qui m'ont aidé dans toutes lesmanipulations.

Je ne saurais oublier MM. Gabriel NIBLO, Adama DOUMBIA etDiarassouba MORITIE dont l'amitié m'a été constamment exprimée toutle long de mon stage.

Je remercie enfin tous ceux qui d'une manière ou d'une autre ontcontribué à la confection de ce mémoire et que je ne puis citerindivid uellement.

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RESUME

La marbrure du niébé est une maladie virale existant sur le niébé(Vigna unguiculata (L) WALP) en Afrique, et nouvellement trouvée en Côted'Ivoire. L'agent causal de cette maladie est le "Cowpea Mottle Virus"(CMeV).

L'entomofaune du niébé, la transmission du CMeV par insectes ètpar graine, ses sources d'infection, son impact sur la production du niébéen relation avec la date de contamination ont été étudiés.

27 familles d'insectes ont été capturées sur le niébé parmilesquelles les Chrysomelidae. Deux espèces de cette famille ont étéreconnues comme étant vectrices du CMeV : Medythia quaterna FAIRMAIREdéjà signalé comme vecteur au Nigeria, et Monolepta tenuicornis JACOBYqui est reporté comme vecteur pour la première fois.

La transmission par la graine du CMeV au niébé n'a pas étéobservée.

Les réservoirs (ou hôtes) possibles du CMeV pourraient être Vignasinensis et Desmodium plasiocarprin

La maladie entraînerait une réduction du nombre des gousses etdu poids des graines. Nous n'avons pas noté une relation constante entrel'importance des pertes provoquées et la date de contamination.

MOTS CLES : Malnutrition protéique - Afrique - Niébé - Marbrure du niébé- Cowpeâ mottle virus - CMeV -entornofaune- CrlFysornelidae - Vecteurs ­Medythia quaterna FAIRMAIRE - Monolepta tenuicornis JACOBYGalerucinae - Transmission - Durée de rétention - Plantes réservoirsVigna sinensis - Desmodium plasiocarprin - Impact.

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INTRODUCTION GENERALE

Une grande partie de la population mondiale etparticulièrement celle de l'Afrique souffre de la malnutrition protéique.En Afrique, en effet, des centaines de milliers d'enfants meurent chaqueannée du Kwashiorkor et du marasme suite à une carence protéique(AYKROYD and DOUGHRTY, 1964). Cette malnutrition protéique est duenon seulement à l'insuffisance quantitative des protéines animalesdisponibles, mais aussi à leur coût élevé qui les rend inacessibles auxplus démunis. Pour résoudre ce problème, une attention particulièredevrait être portée aux Légumineuses qui constituent, pour les hommeset les animaux, un aliment riche en protéines de bonnes qualités.Celles-ci représentent en effet 20 à 40 % du poids sec des graines etdes fourrages de ces plantes, soit deux fois la teneur en protéines descéréales. Les Légumineuses sont les plantes les plus riches en protéines(THURSTON, 1984). Elles présentent de plus, entre autres avantages,celui d'avoir un prix d'achat inférieur à celui des protéines animales(AYKROYD and DOUGHRTY, 1964).

Cependant, la production de ces plantes est limitée pardiverses contraintes, dont les maladies virales, contre lesquelles ilimporte d'envisager des possibilités de 1utte. Le niébé (V i 9 n aunguiculata (L.) Walp.) est une Légumineuse contaminée par au moins 8virus (ALLEN et al, 1981), Parmi eux le Cowpea Mottle Virus (CMeV),responsable de la marbrure de cette plante et décrit pour la premièrefois par ROBERTSON en 1966 au Nigeria. Contrairement aux autres virus,plusieurs fois étudiés en ce qui concerne leurs propriétés, leur mode detransmission et les méthodes de contrôle, le CMeV a fait l'objet de peude travaux, limités au Nigeria. Ces travaux ont révélé d'une part que cevirus est transmis par deux Coléoptères de la famille des Chrysomelidae(liTA, 1977 ; SHOYINKA et al, 1978), d'autre part qu'il cause 75 % de laperte de récolte du niébé (BOZARTH and SHOYINKA, 1979). Et pourtant,au-delà du Nigeria où il a été d'abord signalé, le CMeV se répand cesdernières années à d'autres pays tropicaux dont la Côte d'Ivoire. En Côted'Ivoire en effet, le laboratoire de Virologie de L'ORSTOM à Adiopodouméqui avait déjà fait un inventaire partiel des virus des Légumineuses(FAUQUET et THOUVENEL, 1987) vient d'identifier sur le niébé ce virusqui s'est montré particulièrement virulent (THOUVENEL, communicationpersonnelle). Dès lors se pose la question de sa prévention ou de lalimitation de ses dégâts éventuels. La connaissance des modalités de sa

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transmission, de ses propriétés, des mécanismes de sa propagationsemble être un préliminaire indispensable à la mise en place d'uneméthode de contrôle. Certes, ces études ont déjà été abordées au Nigéria(liTA, 1977 ; SHOYINKA et al, 1978), mais le développement d'unemaladie virale variant en fonction de l'environnement, les travaux sur latransmission du CMeV au niébé dans d'autres pays s'avèrent alorsnécessaires.

Notre travail a pour objectif, dans un premier temps et enpriorité d'identifier l'entomofaune du niébé et de connaître lesmodalités de la transmission du CMeV au niébé en Côte d'Ivoire. Lacompréhension de la propagation de la maladie impliquant ladétermination des sources d'infection, il nous a semblé important deconnaître aussi les plantes réservoirs de ce virus. Nous chercheronsensuite à évaluer l'impact du CMeV sur la production du Niébé.

Il est auparavant nécessaire de rappeler brièvement lesconnaissances acquises sur le Niébé, la maladie, le CMeV et lemécanisme de la transmission de ce virus par les Coléoptères. Cettecourte synthèse bibliographique fera l'objet d'un premier chapître. Lesdeux dernières parties de ce travail seront consacrées respectivement àl'approche des deux objectifs que nous nous sommes fixés. Nous tireronsenfin une conclusion générale à partir des résultats de nosexpéri menta tions.

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CHAPITRE 1

DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES

1. Le niébé et son importance économique

Le niébé (Vigna unguiculata (L.) Walp) est une planteautogame herbacée annuelle, de la famille des Papilionacées (Photo 1).Son cycle varie de 67 à 150 jours. Son lieu d'origine est très contesté.Le Mémento de l'agronome (M.A.C., 1980) le situe avec certitude en Asie.Ainsi, le Nigeria du nord, qui renferme actuellement l'essentiel descultures mondiales de cette Légumineuse, ne serait en fait qu'un centrede diversification très secondaire de Vigna unguiculata .. A l'opposé, pourquelques auteurs, bien que beaucoup de Vigna spp soient effectivementoriginaires de l'Asie, le niébé serait sans doute plus spécialement uneplante africaine (POLLET et al, 1987; BLACKHURST and MILLER,1980 ).

Le niébé subit les attaques de nombreux agents : bactéries,champignons, insectes, nématodes, virus, etc ... Les principaux virus duniébé sont résumés dans le tableau 1.

Le niébé est cultivé pour ses graines mais aussi pour sesfeuilles, consommées dans de nombreuses régions et données au bétaildans d'autres (M.A.C., 1980). Le niébé est la Légumineuse dont les grainessont le plus consommées en Afrique. Ces graines ont un taux plus élevéen méthionine (un des trois acides aminés essentiels) que les autresgraines de Légumineuses (THURSTON, 1984). Cette plante constitue pourdes milliers de personnes vivant sous les tropiques la source principalede protéines entiant dans l'alimentation (SiRD and MARAMOROSCH,1974).

En Côte d'Ivoire, les graines de niébé sont très consommées ettrès recherchées par des allogènes(Nigérians, Burkinabès, etc... ) et lesautochtones du nord. La production du niébé ne figure pas dans lalittérature, mais elle serait inférieure à la demande des consommateurs(KIMOU, communication personnelle). Le pays en importe alors du Sahel(POLLET, communication personnelle).

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Tableau 1 Les principaux virus du niébé

VIRUS TYPE DE VIRUS VECTEURS PAYS REFERENCES

Cowpea Mosaic Virus Comovlrus Coléoplères NIGERIA(CYMV) Thrips K8'NA ALLEN el VAN DAMME(1981)

TANZANIE CHANT(1959)FAUOUET el THOUVENEl (1987)

Tobacco Mosaic Virus, cowpea strair Tobamovirus Graine ?(TMV-C) CHANT(1959

WAlTERS(1969)FRANCKl el al (1985)

Cowpea Aphid-Borne Virus Polyvirus Aphides KENYA(CABMV) NIGERIA FAUOUETet THQUVENEL (1987)

Cowpea golden mosaic Virus Geminivlrus AJelXCldes NIGERIA(CGMV)

FAUQUET el THOUVENEL (1987)

Southem Bean Mosaic Virus Sobemovlrus Coléoplère~ AMERKlUE du NOPD(SBMV) Graine f'RAl'..CE FAUOUET et THOUVENEL (1987)

GiANo\NIGERIA ALLEN el al(1981)COTE D'IVOIRE

Cowpea Ringspol Virus (CRV) Cucumovirus Aphides ?FRANCKI el al (1985)

Cowpea Chlorolic Mollie Virus Bromovirus Coléoplères ?(CCMV) Aphides FRANCKI et al (1985)

Cowpea Mild Mollie Virus (CMMV) Carlavirus Graine COTE D'IVOIREMouches blanches <Ji6NtI FAUOUET et THOUVENEL (1987)

NIGERIAKENYA FRANCKI et al (1985)THAIlANDE BRUNT et KENTEN (1974)INDE

Cowpea MoMie Virus(CMeV} ? ColéoPlères NIGERIA FAUOUET ET THOUVENElIl9871

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2. La maladie

Les études bibliographiques donnent très peu d'informationssur la marbrure du niébé. Les symptômes caractéristiques de cettemaladie sont les suivants : mosa'ique jaune-verte, décoloration desfeuilles et particulièrement le long des nervures ; déformation etréduction des feuilles (BOZARTH & SHOYINKA, 1979) (Photo 2).

2.1. L'agent pathogène : le CMeV

Le groupe de virus auquel appartient le CMeV n'est pasdéterminé avec certitude, cependant BOZARTH et al en 1979 l'ontrattaché au groupe des Sobemovirus. Ce virus se présente sous la formede particules isométriques de 30 nm* (Photo 3). Chaque particulerenferme un acide ribonucléique (ARN) unique en simple brin (BOZARTHet SHOYINKA, 1979 ; ROBERTSON, 1966). Le CMeV sédimente à 122 S..,et a environ 20 % d'ARN (SHOYINKA et al, 1978). Il est inactivé entre 70et 75°C (WALTERS, 1969).

2.2. Les vecteurs

Des études faites au Nigéria ont révélé que le CMeV esttransmis au niébé par les Chrysomelidae Ootheca mutabilis SAHLB etMedythia quaterna FAIRMAIRE ou Paraluperodes quaternus (BOZARTH &SHOYINKA, 1979). O. mutabilis est un petit coléoptère de 5,5 à 7,2 mmde long, brun brillant, noir ou orangé, appartenant à la sous- famille desGalerucinae. Les Galerucinae constituent une sous-famille trèshomogène. La forme générale du corps est allongée . La tête se dégagebien du pronotum, jamais cachée par celle-ci, et porte des antei1nesfiliformes composées invariablement de 11 articles. Les tarses sontpseudopentamères (SINGH and ALLEN, 1980 ; ROTH, 1974 ; LACOSTE1970 ; BONNEMAISON, 1962).

Medythia quaterna FAIRMAIRE est aussi une Galerucinae. C'estun petit coléoptère de 3 à 4 mm de long, ovale ou allongé, à corps brunbrillant. Les élytres portent deux rayures longitudinales noires. Lesantennes sont composées de 11 articles ( SINGH and ALLEN, 1980).

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2.3. La transmission

La transmission du CMeV par ces deux Chrysomelidae n'a pasété étudiée spécifiquement. Cependant, par analogie avec d'autresmaladies virales transmises par Coléoptères, il semble que le vecteuracquiert le virus lors de la prise du repas sur une plante virosée.Plusieurs études ont montré que l'hémolymphe est l'un des endroits où levirus ingéré est stocké pendant sa rétention dans l'insecte, après sonpassage de l'intestin dans l'hémocœle (FULTON et al, 1980). Le CMeV estretenu pendant 5 et 9 jours respectivement par Ootheca mutabilis etMedythia quaterna (ALLEN et al, 1981). A cause de cette persistance, satransmission ne se ferait donc pas immédiatement à la suite du repasd'acquisition, mais après une période de latence pouvant varier d'uneheure à plusieurs jours (SOMMEREYNS, 1967).

La transmission du virus à la plante n'est pas seulement due àune simpie contamination de celle-ci par les pièces buccales del'insecte, elle fait intervenir également le processus biologique de larégurgitation. En effet, les Coléoptères qui n'ont pas de glandessalivaires régurgitent, durant le repas, leur fluide intestinal contenantle virus (WALTERS, 1969 ; DEN BOER, 1976 ; SOMMEREYNS, 1967). Cefluide est mis au contact de la feuille, le virus entre et l'infection alieu. SMITH en 1924 a, le premier, démontré la nature infectieuse des'fIu ides régu rgités par les Coléoptères vecteu rs.

\1 n'y a pas de preuve que le virus transmis par les Coléoptèresse multiplie dans leurs vecteurs (GIBBS and HARRISSON, 1976 ; DENBOER, 1976).

-9*nm= nanomètre. 1nm= 10 m.

**La constance de sédimentation S(Svedberg) est la vitesse

de sédimentation(en cm/s) des particules virales soumises à l'action

d'une accélération unitaire. 1s=1 0-13cm/s .

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CHAPITRE II

ETlJDE DE L'ENTOMOFA~TE DU NIEBE ET DELA TRANSMISSION DU CMeV AU NIEBE

1. Introduction

Il existe plusieurs modalités de transmission d'un virus à uneplante : transmission par greffe, par cuscute, par le sol, par la graine,par les insectes etc... (SOMMEREYNS, 1967). Nous nous sommesintéressés aux transmissions du CMeV par insectes et par graines quisont en fait les voies de transmission naturelles, alors que les autresvoies, à l'exception de la transmission par le sol, sont artificielles. Cesdeux modes de transmission du CMeV ont été déjà étudiées au Nigeria(ALL EN et al, 1981), et notre étude se propose de vérifier si lesrésultats obtenus sont applicables en Côte d'Ivoire. Les autresmodalités de cette transmission seront probablement étudiéesultérieurement.

2. Milieu physique

Nos expérimentations se sont effectuées au Centre OASrOMd'Adiopodoumé à 19 km d'Abidjan. Ce centre est situé dans une zoneclimatique caractérisée par deux saisons sèches en alternance avec deuxsaisons de pluies. Les saisons sèches s'étendent de Décembre à Mars(grande saison sèche) et d'Août à Septembre (petite saison sèche). Lespériodes pluvieuses se répartissent sur les mois d'Avril à Juillet(grande saison des pluies) et les mois d'Octobre à Novembre (petitesaison des pluies). La pluviométrie annuelle de la basse Côte d'ivoire esten moyenne de 2 500 mm avec une température moyenne fluctuant entre21 et 32°C durant le jour.

La végétation est une forêt secondaire.Au plan pédologique, le sol est un sable tertiaire issu de grès

ferrugineux à grains de quartz anguleux (HINE, 1986).Ces expérimentations ont duré d'Avril à Août.

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Figure 1. Plan de la parcelle de capture

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3. Matériel et méthodes

3.1. Matériel végétal

California blackeye, variété de niébé provenant des USA, a étéutilisée dans toutes nos expérimentations. Les graines ont été seméesdans une serre d'isolement étanche aux insectes (Photo 4) et sur laparcelle destinée à la capture des insectes. En serre, elles sont seméesdirectement en pots dans un mélange de terre allégée par du sable et dela bourre de coco pour faciliter le drainage. Avant utilisation, cetteterre est stérilisée par chauffage dans un four à 160°C pendant 24 h,puis refroidie au moins 24 h. Les plants se développent sous lesconditions naturelles de la station (température moyenne 28 à 35°Cdurant le jour, humidité relative de 95-100 %). Les plants défaillantssont éliminés au fur et à mesure et les plants sains sont utilisés à l'âgede 8 jours.

La parcelle de capture (100 x 31 m) est divisée en troissous-parcelles élémentaires A, B et C (100 x 9 m) sur lesquelles lesemis a été fait à différentes dates (11 Février, 10 Mars, 6 Avril) afind'y avoir en permanence des plants de niébé (fig. 1). La parcelle estrégulièrement nettoyée par sarclage manuel et ne subit aucuntraitement chimique

3.2. Méthodes d'études

3.2.1. Identification de l'entomofaune du niébé et étude dela transmission du CMeV au niébé par insectes

Nous faisons des capture de tous les insectes inféodés auniébé, et nous cherchons pârmi eux, les vecteurs du CMeV.

1) La capture des insectes

La capture des insectes est faite successivement, sur lessous-parcelles. Chaque sous-parcelle est constituée de cinq billons de100 m de long. La distance entre les billons est de 1 m. Chaque billoncomporte 120 plants de niébé. Le matériel de capture comprend :

- un filet fauchoir,

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.. fermeture en tergal

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• aspiration d'air

eHtrêmité libre

tube soupleFigure 3

Figure 2 : boite cylindrique

- un sac transparent en polyéthylène,- des boîtes cylindriques de 1 cm de diamètre et de 2,8 cm de

hauteu r (fig. 2).

- un tube souple de 1 cm de diamètre et de 30 cm de long.L'une des extrémités de ce tube est fermée avec du voile de tergal,l'autre extrémité restant ouverte (fig. 3).

Afin de connaître le moment de grande pullulation desChrysomelidae dans la journée, nous avons effectué trois captures de20 mn chacune à différentes heures : 7 h 30, 11 h 30, et 17 h. Après

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fauchage, les insectes sont déversés dans le sac transparent d'où ilssont récupérés par aspiration et placés dans les tubes cylindriquesgrâce au tube souple. Le nombre de Chrysomelidae a été noté pour chaquecapture. La capture des insectes a duré d'Avril à Août et chaque moisnous capturons pendant 20 jours. Chaque mois, le nombre des insectescapturés est noté dans le souci d'aborder, en plus de la transmission, ladynamique des populations des vecteurs éventuellement identifiés, enrelation avec les données climatiques et la contamination dans le champ.Les différentes observations sont comparées par un test de x2.

2) Détermination des insectes

Les insectes capturés au champ sont divisés en deux groupes :un groupe servira dans l'expérience de transmission en serre, et lesinsectes qui meurent au cours de la transmission sont collectés chaquejour et conservés sur couches. Les insectes de l'autre groupe sontimmédiatement tués au froid après la capture et conservés commeprécédemment. La détermination de ces insectes a été faite par Mlle N.BERTI au Museum de Paris pour les Chrysomelidae, et par L.D.C. FISHPOOLet D. DAUTHUILLE, à l'ORSTOM-Adiopodoumé pour tous les autres.

3) Essai de transmission du CMeV par insectes

Nous avons utilisé des cages cylindriques (Photo 5) pour nosexpériences de transmission. Ces cages sont faites avec des bouteillesd'eau minérale en plastique transparent. dont le goulot est coupé demanière à obtenir un cylindre de 22 cm de hauteur et de 8,5 cm dediamètre. Afin d'assurer leur aération, une fenêtre est confectionnée ausommet de ces cages et elle est fermée par du voile de tergalimpemléable aux insectes.

Nous avons adopté deux méthodes dans cette étude:Dans un premier temps, nous avons cherché à mettre en

évidence le pouvoir virulifère des insectes capturés, c'est à dire leuraptitude naturelle à transmettre le CMeV.

La seconde méthode a consisté à identifier les vecteurs aprèsavoir placé ces insectes dans les mêmes conditions de nourriture surdes plants de niébé malades suite à une contamination artificielle. Cettedernière méthode sert aussi à vérifier les résultats de la première. Dans

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chaque cas, la responsabilité du CMeV dans les symptômes apparus surles plants tests est confirmée par un test sérologique. Les insectesvecteurs et leur pourcentage de transmission sont notés.

a) Mise en évidence du pouvoir virulifère des insectes

Après la capture, toutes les Chrysomelidae et quelquesinsectes à grande pullulation ou présumés phytophages (Apalachrusazureus ,Zonocerus variegatus ,Dryadocoris sp., Phonoctonus fasciatus,Dysdercus sp., Myla sp.) sont directement placés en cage sur des plantssains de niébé pendant 24 h (Photo 6), c'est ce que nous appellerons parla suite : "transmission naturelle". Ces plants sont renouvelés chaquejour pendant 5 jours (méthode ALLEN & VAN DAMME, 1981) et sontobservés pendant trois semaines. Ceux qui présentent des symptômessont soumis à un test sérologique.

b) Recherche des vecteurs après contamination artificielle

b 1) Contamination artificielle

Les feuilles virosées sont prélevées au champ (parcelle decapture) sur des plants révélés infectés par le CMeV après un testsérologique. L'extrait brut est obtenu en broyant ces feuilles dans unmortier de porcelaine en présence d'une solution tampon contenant duchlorhydrate de cystéïne (0,35%), du phosphate dipotassique (K2HP04 ,

1,5%), de la bentonite (0,25%). Ce tampon a pour rôle d'éviter lesinhibitions du virus par les tanins et les systèmes oxydants quecontiennent certaines plantes. Une goutte du broyat est déposée sur lespremières feuilles saines (à partir du sommet de la plante)préalablement saupoudrées de Carborandum, un abrasif qui crée denombreuses et légères blessures sur les feuilles lorsqu'on frottecelles-ci. La goutte est étalée sur l'ensemble de la feuille par unfrottement doux réalisé avec des doigts. L'excès de Carborandum et defiltrat est éliminé par rinçage de la feuille avec de l'eau distillée pouréviter des nécroses. Les symptômes apparaissent 7 à 14 jours après sur

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les plants. Ces plants de niébé malades sont destinés au repasd'acquisition des insectes, lors des expériences de transmission.

b2) Recherche des vecteurs et étude de la durée derétention du CMeV par ses vecteurs

Après avoir été placés sur des plants sains de niébé pendant24 h, les insectes sont déposés sur des plants malades, les feuilles sanssymptômes étant supprimées. Il y a un insecte par cage. Le repasd'acquisition dure 24 h. La rétention du virus, après 24 h de repasd'acquisition, est testée par une série de transferts de l'insecte surplants sains toutes les 24 h pendant 10 jours (méthode SHOYINKA et al ,1978) . Ce transfert se fait à l'aide du tube souple. L'apparition dessymptômes de la marbrure du niébé est observée tous les jours pendanttrois semaines. On identifie les vecteurs et on note le temps pendantlequel ceux-ci restent infectieux et la fréquence de transmission, nousappelerons cette méthode : "transmission artificielle".

c) Test sérololJique

Nous avons effectué ce test par double diffusion(méthoded'OUTCHTERLONY, 1968) en agarose dans du NaCI 0,9% additionné d'azidede sodium. L'antisérum utilisé a été obtenu par une série d'injections àun lapin, de suspension virale purifiée.

On broie les feuilles et on dilue les jus avec quelques gouttesd'eau. Ces jus sont recueillis dans différents tubes. On dépose dans lefond de la boîte de Pétri une couche d'agarose dans laquelle on découpepar la suite 7 trous. Les 6 trous périphériques sont remplis avec 100 ~I

de jus brut et le trou central de 100 ~I d'antiserum dilué au 1/4. Aprèsquelques heures, il y a diffusion convergente des deux éléments(antiserum et jus brut) à travers le gel. Au point de rencontre entreceux-ci, on voit apparaître un arc de précipitation (fig. 4). Cet arc est lapreuve d'une réaction spécifique entre l'antisérum et le jus brut quicontient donc bien le CMeV.

16

1 7

e) Evolution de la maladie dans le temps

d) Population des vecteurs et données climatiques

111111111111111111111

~~Jus brut de feuilles

uirosées

---4--arc de précipitation

~----antisérum

o

Figure 4 : méthode de double diffusion, dispositiondes réactifs dans la boîte sérologique

La température et la pluviométrie sont les plus importantsfacteu rs de régulation de \a population des insectes dans lesclimats tropicaux (DE WIJS, 1974). Nous avons recherché les relationsentre ces deux facteurs et la dynamique de la population des vecteurs.Les données climatiques nous ont été fournies par le laboratoire deBioclimatologie de la Station OR8rOM d'Adiopodoumé.

Afin d'avoir une idée de l'évolution de la maladie dans letemps, nous avons choisi arbitrairement les mois de Mai et de Juin aucours desquels les observations ont été effectuées. A cet effet, le 11Mai et le 11 Juin tous les plants de la sous-parcelle A de capture ontété testés en sérologie pour détecter le CMeV. Les plants malades ontété comptés. Le pourcentage d'infection de la sous-parcelle pour chacunde ces mois a été relevé.

111111111111111111111

3.2.2. Etude çe la transmission çu CMeV au niébé par graine

140 graines de niébé récoltées sur des plants infectés par leCMeV ont été semées en pots. La transmission par graine est déterminéepar le comptage des plants malades 3 à 4 semaines après la germination.Le pouvoir germinatif des graines a été également noté.

3.2.3. Recherche de quelques plantes réservoirs du CMeV

parmi les Légumineuses

Dans la nature, les feuilles de Légumineuses de la collectionde l'ORSTOM ont été collectées au hasard, de préférence celles portantdes symptômes de viroses. Elles ont été testées, pour la présence deCMeV, par sérologie. Les espèces testées ont été:

Ga/opogonium mucunoïdesGanava/ia ensiformisGassia obtusifo/iaGassia occidentalisGlitoria ternateaGrota/aria giant striataGrota/aria intermediaGrota/aria /ongithyrsaGrota/aria mucronataGrota/aria usaramoïdesDesmodium biarticu/atumG/ycine javanica/ndigofera triton/ndigofera endecaphyllaP,haseo!us atropurpurensPhaseo/us /athyroïdesPhaseo/us (sp. indet)Sesbania sp.Vigna sinensis

De plus. en serre, nous avons cherché des plantes hôtespotentielles en inoculant mécaniquement des jeunes plants deLégumineuses avec le CMeV. Les espèces utilisées ont été: Grota/aria

18

anagyroïdes ,Grota/aria retusa 1 Grota/aria usaramoïdes 1 Gyamopsiss p. 1 Desmodium p/asiocarprin ,Pueraria sp., Tephrosia sp.. Lasensibilité des plants a été déterminée en suivant l'apparition dessymptômes typiques de la virose deux à trois semaines aprèsl'inoculation. Pour chaque espèce, le nombre de plants malades a éténoté.

4. Résultats

4.1. Entomofaune du niébé et vecteurs du CMeV.

4.1.1. Entomofaune du niébé

La liste des insectes capturés sur le niébé et de ceuxidentifiés comme vecteurs du CMeV est rapportée dans ce chapitre.

Dermoptera

- Forficu lidae

Orthoptera

- Acrididae- Gryllidae- Pyrgomorphidae

Zonocerus variegatus L1NNAEUSPyrgomorpha cognata KRAUSS

Heteroptera

- Coreidae :Hydara sp.Riptortus sp.My/a sp.Anop/ecnemis curvipesAcanthonia tomentosicolliset plusieurs autres espèces

19

111111111111111111111

11Il111111111111111111

- JassidaeEmpoasca spp

- Miridae- Pentatomidae :

Carbula melacanthaDryadocoris sp.et plusieurs autres espèces

- Plataspidae

- PyrrhocoridaeDysdercus fasciatuset plusieurs autres espèces

- ReduviidaePhonoctonus fasciatus

Coléoptera

- BruchidaeCallosobrochus maculatus

- Carabidae- Chrysomelidae :

Smaragdina sp.Monolepta tenuicornis JACOBYMedythia quaterna FAIRMAIREAsbecesta cyanipennis HAROLDExosoma dalmani JACOBYLema sp.

- Cicindelidae- Coccinellidae- Curculionidae- Lampyridae- Malacodermoidae

Apalachrus azureus ER- Nitidulidae

Lepidoptera

- Olethreutidae

20

. De toutes les espèces de Chrysomelidae capturées, Monoleptatenuicornis (Photo 7) et Medythia quaterna (Photo 8) sont les plus

Les vecteurs du CMeV ont été identifiés parmi lesChrysomelidae.

Le nombre d'individus capturés par espèce de Chrysomelidaeest rapporté dans le tableau 2.

21

4.1.2. Vecteurs du CMeV

111111111111111111111

666182

31273037

Nombre

Tableau 2: Nombre de Chrysomelidae capturées par

- Asilidae- Calliphoridae

Diptera

Hymenoptera

Cydia ptychoraet plusieurs autres espèces.

- Braconidae- Chrysidae- Scoliidae- Tenthredinidae

Chrysomelidae

Monolepta tenuicornis JACOBYMedythia quaterna FAIRMAIREAsbecesta cyanipennis HAROLDExosoma dalmani JACOBYSmaragdina sp.Lema sp.

espèce

111111111111111111111

. De toutes les espèces de Chrysomelidae capturées, Monoleptatenuicornis (Photo 7) et Medythia quaterna (Photo 8) sont les plus

nombreuses.. Medythia se nourrit en perforant la feuille (Photo 9)

Les Chrysomelidae identifiées comme vecteurs sontMonolepta tenuicornis JACOBY et Medythia quaterna FAIRMAIRE. En effetau cours de l'expérience de transmission naturelle (repas d'acquisitionau champ), Medythia quaterna (4,5%) et Monolepta tenuicornis (8,1%)ont montré leur aptitude à transmettre le CMeV au niébé (Tableau 3) :

Tableau 3 : Pourcentage de transmission du CMeV parles insectes

TRANSMISSION NATUREllE TRANSMISSION ARTIFICiEllE~

CHRYSOMELIDAE CHRYSOMELIDAEInsectes Transmission % de transmission Transmission %de transmission Rétention du virusMono/epta tenuicomis 11/247 4,5 61/120 50,8 7 joursMedythia quaterna 6/74 8,1 34/47 72,3 6 joursAsbecesta cyanipennis 0/17 0/7Exosoma da/mari 0/20 0/8 -Srnaragdina sp. 0/22 0/7

LemasD. 0/19 0/8

AUTRES INSECTES AUTRES INSECTESZonocerus vaJiegatus 0/50 - 0/40Dryadocoris sp. 0/50 0/40

Phonoctonus tasciatus 0/50 - 0/46 -Dysdercus sp. 0/50 0/48

My/a sp. 0/50 0/40 -ADa/achrus azureus 0/50 0/80

22

11

Translert (J.A.R.A 1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 0Nombre de transmissions (N) 43 30 21 21 11 0 2 0 0 0

Nbt Insectes vivt (V) 113 98 94 85 73 56 49 25 18 9réquence de Iransmission(F=NN) 0,38 0,31 0,22 0,25 0,15 0 0,04 0 0 0

Transmission artificielle du CUeV Dllr MonoleDta tenuicornls.

Tableautransmission duquaterna

4CMeV

Durée deau niébé

rétentionpar M.

et fréquence detenuicornis et M.

111

Transfert(J.A.Cl 1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 0Nombre de transmissions (N) 1 1 1 1 0 0

Nbr Insectes vivi (V) 201 144 102 50 33F 0,05 0,01 0,01 0,00 0,00

Transmission naturelle du CUeY Dar MonoleDla tenulcornls.

Tran sfert (J.A.R.A 1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 0Nombre de transmissions (N) 20 15 1 1 4 2 1 0 0 0 0

Nbt insectes vivi (V) 45 38 34 31 28 23 18 13 10 8F 0,44 0,39 0,32 0,13 0,07 0,04 0 0 0 0

Transmission artificielle du CMeY Dar tledvthlll Quaterna

TransfertCJ.A.C 1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 0Nombre de transmissions I.N) 6 1 1 0 0

Nbt insectes vivt (V) 62 52 47 37 26F 0,09 0,02 0,03 0 0

Transm Isslon naturelle du CUeY Dar M, Quaterna

11111111111

.•- FMn

'0- FMa

.•- FM)a

'0- Ftvt:ln

naturelle

FMa= fréquence de transmission artificielle duCMeV par M. tenuicornis

FMn= • naturelle·

FMOa= fréquence de transmission artificielle parptM. quaterna

0,45 ."0,4 ~ •

0,35 " "'.0,3 O\..

0,25 "CFMOn·o \.

0,2 \.

0,15 0

0,10 -" \

0,05 ~~ .,\_ 0

a C2~-'~0-0--0><0"'0--0-0--01 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

TransfertUa.r.a. ou j.a.c.) j.a.r.a.= jours aprèsrepas d'acquisition(transmission artificielle).

j.a.c.= jours après capture(transmissionnaturelle).

j.s.c: JOurs apres capture

Fr ré aq nu se mn ic se s

id

0e n

Figure 5 : Evolution comparéefréquence de transmission artificiellepar M. tenuicornis et M. quaterna

au cours du temps de laet naturelle du CMeV 1

123 1

11

111111111111111111111

Après acquisition du virus sur des plants de niébé contaminésartificiellement, Le CMeV a pu être transmis à 50,8% et à 72,3%respectivement par M. tenuicornis (61/120 plants infectés) et M.quaterna (34/47 plants infectés) (Tableau 4). Le taux de transmissionnaturelle et le taux de transmission artificielle par chaque vecteur sontsignificativement différents (tableau 2, en annexe). La transmissionartificielle est en effet plus intense (61/120 plants tests infectés soit50,8% par M. tenuicornis , et 34/47 plants tests infectés soit 72,3% parM. quaterna ) que la transmission naturelle (11/247 plants testsinfectés soit 4,5%, et 6/74 plants tests infectés soit 8,1%,respectivement par M. tenuicornis et M. quaterna ). La figure 5 montrepar ailleurs un rapport moyen de 1 à 6 entre les fréquences (F) de cesdeux types de transmission : F est respectivement égal à 0,10 et 0,44 (M.quaterna ) , 0,05 et 0,38 (M. tenuicornis ) pour la transmission naturelleet la transmission artificielle un jour après le repas d'inoculation.

Cependant les deux vecteurs transmettent le CMeV avec desfréquences (F) statistiquement identiques (tableau 3 en annexe).

M. tenuicornis et M. quaterna peuvent rester infectieuxrespectivement pendant 7 jours et 6 jours comme on peut le voir dans letableau 4, (fig. 6 et 7). Ces deux vecteurs survivent pourtant après 6 et 7jours.

1) Evolution de la population des vecteurs

Le nombre de vecteurs capturés à différentes heures de lajournée est noté dans le tableau ci-dessous.

Tableau 5 Nombre total de vecteurs capturés àdifférentes heures de la journée pendant 20 mn

Horaire de TOTALcapture

7 H 30 14111 H 30 32517 H 00 382

24

45 120 f-l

i\._. 0

40 m100 b

r 35N a '. ao n 30 \ ". 80 vms

di

b m 25 ·0- Nombra da transmissions(N) vr

0-0 \. 60 aa .•• Nbr Insectas vivt (V) i

s 20 \ '.n

nts

d 15 40 si

o \s

a a0 c10 \ .,n t., 20s 5 a

o •s

0 0< ""r>o+-O-+-O 0

2 3 4 5 6 7 8 9 10t ransfert(J .a.r .a.) J.a.r.a.= jours après le repas d'acquisilior

Figure 6 durée de rétention du CMeV par M.ten uicornis au cours de la transmission artificielle

N20 .'., 45 0

18 40 m

N b16 35a o ............0 n 14 \ ............ em 30 vs1 2b im 0\ ". 25 ·0- Nombre de Iransmissions(N) d

i 10 ve ". 20 ".- Nbr insecles vivI (V) as 8 i". ns 15 nd 6 1

'. se4 10 s

0 0, .......... en

2 0 ......... 5 cs 0 1

0 ~o-+-o-+-o-+-o 0 e2 3 4 5 6 7 8 9 10 s

1r ansfe rI (j "a. r. a. ) j.a.r.a. = jours après le repas d'acquisilion

Figure 7 : durée de rétention du CmeV par M. quaternaau cours de la transm ission artificielle

25

111111111111111111111

2) Evolution comparée de la population des vecteurs et desfacteurs climatiques

Les données climatiques sont rapportées dans le tableau 7.Tableau 7 : températures moyennes, et hauteur des

précipitations mensuelles

Il Y a une différence significative entre les effectifs deChrysomelidae capturées à différentes heures de la journée ( X2 =112,33*, dodo!. = 2 ; X2t= 5,99 ; P<0,05). Ce nombre augmente au cours de

la journée : 141 insectes à 7h30, 325 à 11 h30, 382 à 17h.Le tableau 6 et la figure 8 représentent l'évolution de la

population totale des vecteurs du CMeV identifiés. Il y a une différencesignificative entre les populations de vecteurs capturés au cours des

mois (X 2 = 122,61*, d.do!. = 4 ; X2t = 9,49 ; P<O,05). L' allure de la courbe

représentative de cette évolution montre une augmentation rapide de lapopulation totale des vecteurs dans le temps jusqu'en Juin (276 insectescontre 128 en Avril, 190 en Mai). A partir de ce mois on note unediminution rapide (84 insectes en Juillet) et à nouveau une augmentationen Août (170 insectes). La population de chacun des deux vecteurs suit lamême évolution (fig. 8).

Tableau 6 : Evolution de la population des vecteurs

-------------_._-_._-----

Monolepta tenuicornis

128190276

84170

Population des vecteurs

135,5189,5323,5

84,5159,5

Précipitations (mm)

1438742630

Medythia quaterna

26

28,2727,9126,5325,6525,99

Température(°C)

11415220258

140

Av rilMaiJuinJuilletAoût

Mois

Mois

AvrilMaiJuinJuilletAoût

111111111111111111111

Figure 8 évolution au cours du temps de lapopulation des vecteurs

PPopulation totale des vecteurs

300 350r

1-~ é Te 250 300

ci m m 250p P 0 200 '0- Température(Oc)i é

Y 200t r e .~- '.- Population totale desa a 150

vecteursnt t 150

n ei u e 100 '.- Pluviométrie(mm)

0 r 100sn e

s 50 50s0 0 0 0 0

0 0Avril Mai Juin Juillet Août

111111111111111111111

'0- M. quatema

.•- Population totale desvecteurs

.•- M.tenuicornis

AoûtJuilletJuin

27

: évolution comparée au cours du temps de lavecteurs, de la température et de la

Mai

300P

~ 250 /8u v

1 e 200 .' /ea c /',/

~ ~ 150.~- /:

n ~ 100le o.~~ 50 o~~e

~ 0-_-0s o~o +-1 -+ -+- -+- -4

Avril

Fjgure 9population despluviométrie

28

• temps.Le tableau 8 rend compte de l'évolution de la maladie dans le

3) La contamination de la parcelle

39,50%

84,50%

Pourcentage d'infection

237

507

Tableay 8 : Evolution de la maladie

Nombre de plants maladesMOIS

Mai

Juin

La courbe représentative de la pluviométrie a une allurecroissante d'Avril (135 mm) à Juin (323 mm), de Juillet (84,5 mm) àAoût (159,5) et décroissante de Juin à Juillet (fig. 9).

En faisant une comparaison entre l'évolution de la populationtotale des vecteurs et la pluviométrie, les résultats montrent que lesdeux courbes représentatives ont une même allure (fig. 9). Les picsrespectifs de ces deux courbes se situent dans le même mois : Juin quiest le mois le plus humide (325,5 mm de pluie). Cette observation donnel'impression d'une régression de la population des vecteurs selon lapluviométrie. Mais l'insuffisance des données (cinq) ne permet pas deprocéder à un essai de corrélation entre ces deux facteurs.

La figure 9 montre également l'évolution de la températuremoyenne dans le temps. La courbe représentative de cette température aune allure légérement décroissante d'Avril à Juillet et légèrementcroissante de Juillet à Août et n'a pas la même allure que celle de lapopulation des vecteurs (fig. 9).

L'infection serait plus élevée en Juin (507/600 plantsmalades soit 84,5% d'infection) qu'en Mai (237/600 plants malades soit39,5% d'infection).

111111111111111111111

Plantes testées Réponse

Tableau 9 Liste des espèces testées en sérologie

Le tableau 9 rapporte la réponse des Légumineuses testéespour la présence du CMeV en sérologie.

4.3. Quelques plantes réservoirs du CMeV parmi lesLégumineuses

111111111111111111111

+

29

4.2. Transmission par graine

Ca/opogonium mucunoïdesCanava/ia ensiformisCassia obtusifoliaCassia occidenta/isC/itoria ternateaCrota/aria giant striataCrota/aria intermediaCrota/aria /ongithyrsaCrata/aria mucronataGrota/aria usaramoïdesDesmodium biarticu/atumG/ycine javanica/ndigofera endecaphylla/ndigofera tritonPhaseo/us atropurpurensPhaseo/us /athyroïdesPhaseo/us (sp. indet.)Sesbania sp.Vigna sinensis

Sur les 140 graines de niébé semées, 137 ont germé soit unpouvoir germinatif de 98 %. Le test sérologique n'a révélé aucuneinfection des plants par le CMeV,

111111111111111111111

Seul Vigna sinensis a donné un test positif (+).

Le tableau 10 présente le pourcentage des Légumineusesinfectées par le CMeV après inoculation mécanique.

Tableay 10 Pourcentage de plants Infectés aprèsinoculation mécanique par le CMeV

Plants Nbre de plants testés Nbre de plants malades % de plants infectés

Crota/aria anagyroides 1 6 0Crota/aria retusa 1 6 0Crota/aria usaramoïdes 1 6 0Cyamopsis sp. 1 6 0Desmodium p/asiocarprin 1 6 1 4 87,5 %Tephrosia sp. 1 6 0Pueraria sp. 1 6 0

On observe que seulement une espèce a répondu positivementà l'inoculation mécanique avec le CMeV. II s'agit de Desmodiumplasiocarprin (14/16 plants infectés soit 86,7 % d'infection).

5. Discussion

Nous avons identifié 27 familles d'insectes sur le niébé . Lesfamilles les plus importantes sont : Malacodermoidea, Chrysomelidae,Carabidae (Coleoptera), Pyrgomorphidae (Orthoptera), Jassidae,Pyrrhocoridae, Reduviidae (Heteroptera).

Les expériences de transmission en cage ont permis demontrer que les vecteurs du CMeV au niébé sont des Coléoptères de lafamille des Chrysomelidae ; il s'agit de Monolepta tenuicornis Jacoby etMedythia quaterna Fairmaire après 24 h de repas d'acquisition. Ces deuxespèces ont la même efficacité de transmission et les résultats de latransmission artificielle montrent qu'elles ont une grande disposition àtransmettre le CMeV au niébé. Cette observation révèle que ces vecteurs

30

sont capables de provoquer une contamination sévère d'un champ deniébé. De ces deux vecteurs, des études antérieures n'avaient fait étatque de Medythia quaterna Fairmaire (ou Paraluperodes quaternus)(ALLEN et al, 1981). Ootheca mutabilis avait été aussi révélé commevecteur du CMeV (ALLEN et al, 1981, BOZARTH and SHOYINKA, 1979).Cette espèce signalée en région de savane au Nord de la Côte d'ivoire (N.BERTI, comm. pers.) semble être absente en basse Côte d'Ivoire car noncapturée sur notre parcelle pendant cinq mois de chasse. Nos résultatsmettent donc en évidence l'existence d'un nouveau vecteur du CMeVMonolepta tenuicornis Jacoby qui reste infectieux pendant 7 jours.

La non transmission du CMeV par les autres espèces deChrysomelidae et par les autres insectes peut être expliquée parplusieurs hypothèses :

- La transmission est le résultat d'un processus : acquisitionde la particule virale par le vecteur, conservation de l'infectivitépendant l'association virus-vecteur, enfin inoculation du virus auxplantes entraînant l'infection (GIBBS and HARRISON, 1976). Il a étémontré que les virus transmis par les Coléoptères sont déposés parceux-ci sur les surfaces endommagées par le repas (SCOTT, 1979). Uninsecte est non vecteur quand il n'acquiert pas le virus, du fait qu'il ne

~

mange pas sur les tissus appropriés, c'est à dire qu'il mangesuperficiellement et n'atteint pas le phloème où se trouvent lesparticules virales (GIBBS and HARRISON, 1976). Selon FULTON (1979),plus le virus est ingéré, plus la transmission est effective.

- Les particules virales sont prélevées par les insectes nonvecteurs sur les plants malades, mais ne sont pas transmis parce queces virus ne sont pas placés sur certains sites spécifiques ditsrécepteurs (SCOTT, 1979).

- Enfin selon FULTON (1979), l'aptitude d'un insecte àtransmettre un virus serait relative à son aptitude à régurgiter le virus.La régurgitation est donc nécessaire pour la transmission (WALTERS,1969 ; DEN BOER, 1976). On peut affirmer à priori que les insectes qui netransmettent pas ne régurgitent pas. Cependant, un insecte peutrégurgiter et déposer le virus sur les feuilles pendant le repas sans qu'il

31

111111111111111111111

111111111111111111111

y ait infection (FULTON, 1979). En effet, de récentes études rapportentla présence, dans les régurgitants des coléoptères, d'un inhibiteur quiempêcherait l'infection par les virus non transmissibles par lescoléoptères mais qui n'aurait aucun effet sur les virus transmissibles(FULTON et al, 1980).

Le suivi de la population des vecteurs dans le temps a permisde mettre en évidence que le nombre de ceux-ci augmente régulièrementdans la journée. Très peu de travaux ont été consacrés à la dynamique dela population des Chrysomelidae en général et de M. quaterna et M.tenuicornis en particulier. Pour tenter d'expliquer nos résultats, nousavons utilisé des informations relatives à certains insectes largementétudiés tel que Bemisia tabaci. Selon ces informations, la pluviométrie,la température, la végétation, et le vent constituent les facteursessentiels de la dynamique des populations de ces insectes (VAN HELDENand VAN HALDER, 1986). Notre étude nous a fait soupçonner une relationétroite entre la pluviométrie et la pullulation des vecteurs. En effet,elle a révélé que la période de forte pullulation se situe en Juin qui estle mois le plus humide. Par conséquent la taille de la population desChrysomelidae serait essentiellement déterminée par la pluviométrie,ceci est en accord avec l'observation faite au Nigeria que lesChrysomelidae adultes émergent pendant les périodes de grandes pluies

~ qui ramollissent le sol (OCHIENG, 1977). Cependant nous nous garderonsd'être catégorique en raison de la faible durée du stage et du manque detemps pour multiplier les observations, car l'importance de latempérature, du rayonnement global, de la tension de vapeur d'eau, dustade de développement de la plante sur la régulation de la populationdes insectes a été révélée par plusieurs études et nous n'avons pusuivre l'évolution de tous ces facteurs.

L'accroissement considérable de l'infection de la parcelleobservé de Mai à Juin est certainement le fait d'une contaminationsecondaire entre pieds de niébé adjacents. Cette contamination est liéeà la mobilité des vecteurs, mais surtout au cycle du virus, c'est à dire autemps qui s'écoule entre l'inoculation du virus à la plante par le vecteur,et l'instant où cette plante devient à son tour apte à redonner le virus auvecteur. Ainsi chez le manioc où ce cycle est relativement long, lacontamination secondaire dans la parcelle est faible ; en revanche chezle niébé où il est court (de l'ordre d'une à deux semaines) la

32

contamination de plante à plantes dans le champ est importante en trèspeu de temps.

Nos résultats montrent que les semenoes de niébé issues desplants malades conservent leur capacité de germination. De plus, leCMeV n'est pas transmis par ces graines. Ce résultat est en accord avecles observations de THOUVENEL en 1986 (comm. pers.) et rejoint lesconclusions d'une étude menée par SMITH en 1947 à savoir que latransmission par graine est rare. La raison de cette rareté n'est pasconnue. Cependant, quelques hypothèses pourraient expliquer la non­transmission du CMeV par graine :

- soit qu'une plante infectée produise des graines indemnes duvirus, celui-ci n'ayant probablement pas pu franchir les parois del'ovaire ou du pollen pour se retrouver dans l'embryon. La plante peutêtre aussi infectée tardivement si bien que l'infection n'ait pas eud'effet sur les graines,

- soit que cette plante donne effectivement des grainesinfectées par le CMeV hébergé dans les téguments ou dans l'embryon,mais que ce virus soit inactivé par l'accumulation d'acide dans la grainelors de la dormance (GIBBS and HARRISSON, 1976)...

Cependant au Nigéria, une étude en champ a mis en évidenceune transmission par les graines de niébé du CMeV atteignant 10%(BOZARTH and SHOYINKA, 1979).

Ces résultats contradictoires pour une même étude pourraientêtre imputés à la différence entre les variétés de niébé utilisées.

La recherche des plantes réservoirs du CMeV parmi lesLégumineuses montre que Vigna sinensis héberge naturellement cevirus. Les autres Légumineuses testées ne semblent pas en être desplantes réservoirs. Parmi les Légumineuses inoculées mécaniquement,Desmodium plasiocarprin est un hôte potentiel du CM eV. Ces résultatssont à vérifier.

33

1111111111111-11111111

111111111111111111111

CHAPITRE III

ETUDE DE L'IMPACT DU CMeV SUR LAPRODUCTION DU NIEBE

1. Objet de l'étude

Nous nous proposons d'évaluer la perte de production entraînéepar le CMeV en relation avec la date d'infection de la plante.

2. Méthode d'étude

Cette étude a été menée en serre, dans les mêmes conditionsclimatiques et avec le même matériel végétal que ceux décrits dans leparagraphe 2.3.1. Nous avons en effet semé du niébé dans 288 potsrépartis en 12 lots de 24 pots chacun. L'essai a été mis en place le 30Avril 1987. Au cours du semis, chaque pot comportait 1 poquetrenfermant 2 graines. La germination a été bonne ; ce qui a conduit à unpeuplement assez homogène. Nous avons procédé à un démariage de façonà conserver un seul plant par pot. Les lots étaient distants entre eux de1 m afin d'éviter une éventuelle contamination des sains par lesmalades. A l'intérieur des lots les pots sont disposés de sorte que lesplants soient distants les uns des autres de 15 cm. Nous avons procédé àdes inoculations à différentes dates afin d'étudier l'effet du momentd'infection sur la production. Deux lots sont inoculés à la fois tous les15 jours à partir du semis. Les témoins (2 lots) n'ont pas été inoculés.

Les lots ont été pulvérisés une fois par semaine avec unesolution de Décis (1/1000) pour protéger les plants contre lesdéprédâteurs. L'arrosage est effectué 3 fois par semaine. Deux moisaprès le semis, le jaunissement et la chute abondante des feuilles, l'étatde dépérissement des plants et l'étalement de filaments blancsentrecroisés dans les pots nous a fait soupçonner l'attaque des plantspar un champignon. Des isolements de racines réalisés au Laboratoire dePhytopathologie de l'OR8TOM-Adiopodoumé par le professeur DECLERTont confirmé cette hypothèse. Il s'agissait en effet d'un champignonzygomycète: Cunninghamella qui a provoqué le pourrissement desracines. Nous avons alors arrêté les inoculations.

34

lot.

35

3.1. Contraintes

3.2. Mesures

111111111111111111111

lot témoin non inoculélot inoculé 15 jours après semis (15 JAS)lot inoculé 3D JASlot inoculé 45 JAS.moyenne des paramètres observés dans INOC.O

" ft ft IN~.1

" ft" IN~.2

" "" IN~.3

INoe.OINoe. 1INoe.2INoe.3

xox1

x2

x3

3.3. Méthode statistique

Les mesures ont été effectuées sur les 24 plants de chaque

- le nombre de gousses par lot- le poids sec total des graines par lot.

3. Mesures

Nous utiliserons par la suite les abréviations suivantes

Nous avons suivi, pour chaque lot, l'impact de la maladie sur laproduction des plantes. Les mesures ont été effectuées deux mois aprèssemis. Deux paramètres ont été retenus dans cette étude

Les résultats obtenus ont été traités par la méthode d'analysede variance. On a utilisé la méthode de la plus petite différencesignificative (PPDS) pour localiser la différence entre les moyenneslorsqu'à l'issue de l'analyse de variance on a été amené à rejeter

Compte tenu de l'apparition du champignon, nous avons étécontraints d'une part d'arrêter l'étude plus tôt que prévu et d'anticiper larécolte afin d'en éviter la perte totale ; d'autre part, d'effectuer nosmesures sur seulement 4 des 12 lots qui présentaient apparemment unmême degré d'attaque du champignon et dont la population de plants

"était conservée malgré cette infection.

36

4. Résultats

La localisation de la différence entre les moyennes desparamètres observés a donné les résultats suivants :

Le tableau 11 ci-dessous rapporte les mesures des différentsparamètres observés. Les résultats des tests statistiques figurent dansle tableau 1 (annexe).

Id d

Effet du CMeV sur la production du niébéTableau 11

Nombre de ROusses Dar lot •N es .Iantes

noculatlon 10 1 11 13 14 15 16 1 18 l'ii 20 121 23 124 Tou moyennenoe.a 4 3 3 O~ z.DOC.T ~ T 1 4' 1.DOc:2- 2 T T 2 :55 2.noc.3 T 1 T T 1 30 1.

pol • es Kra Des par otN' es antes

noculat on 1 S y 1 y- I 1 16 1 1 l' 2 2: ~J' ota mo ennenoc. 2. .44 . '6 .~ 1 2. .8 .4 4.noc. O.~ 1.16 .6 J.16 0.111 .6 1.4 1. .91 1noc. O. 1. 18 .4 J. 1. 1.56 .2: T.4'noc. 1.1 2~4 2.7 . )6 .7, ().5) 1. .9é . ;0 D. D.llc 0.116 .6 .9 1.7· 1.041.

L'analyse de variance indique une différence significativeentre les quatre traitements sur le nombre des gousses et sur le poidsdes graines (tableau 1a1' 1b1) (Fobs .. 19,26 ; 7.02 >Ft::o: 2,74 ; ddl : 3 et

69).

l'hypothèse de l'égalité des moyennes. Les moyennes qui ne diffèrent passignificativement sont soulignés d'un même trait. Les niveaux designification retenu sont 5 % et 1%.

111111111111111111111

37

111111111111111111111

2,832,291,751,25

4.3. Evaluation de la perte de production

No ... poids total de graines dans le lot témoin INoe.O - 50,86 gNi = poids total de graines dans le lot INOe."i"

Les nombres moyens des gousses par plante observés dans leslots diffèrent sig nificativement les uns des autres (Tableau 1a2) et

leurs moyennes peu~ent être ~assées de la manière suivante:x3 x1 x2 xo

4.2. Le poids des graines par lot

Le lot témoin a produit plus de gousses (62 gousses) que leslots inoculés. La production de gousses par rapport au témoin est plusfaible à la suite de l'inoculation tardive (INOe. 3 : 31 gousses contre 39et 52 gousses respectivement dans INOe.1 et INOe.2) (Tabl. 1 annexe)

% de perte = No - Ni x 100No

4.1. Le nombre des gousses par lot

-xo2,11

Si nous considérons le poids des graines, on peut calculer,pour chaque lot inoculé, le pourcentage de la perte de poids de graine parrapport à la production du lot témoin (INOe.O) (Tableau 12) suivant laméthode ci-dessous :

Les poids moyen de graines par plant observés dans les lotssont significativement différents (1 b2). Dans INOe.O (témoins) , le poids

des graines est plus important (50,86g) que dans les lots inoculés.Parmi ces lots, le poids de graine le plus faible s'observe dans Inoc.1(18,46g contre 27,64 g dans INOe.3 et 38.11 g dans INOe.2). Leclassement des moyennes par ordre croissant se fait de la manière

'> suivante:

38

5. DISCUSSION

La perte de production est plus élevée dans INOC.1 (63,70%) quedans INOC.3 (45,65%) et INOC.2 (25,06%).

Tableau 12 : Evaluation de la perte de production duniébé infecté par le CMeV à différentes dates

63,70%25,06%45,65%

% de perte

18,4638,1127,64

poids total des graines/lotLot

INOC.1INOC.2INOC.3

Les résultats de l'inoculation des plants à différentes datesrévèlent que l'évolution de l'impact de la maladie en relation avec l'âgede la plante diffère suivant qu'on s'intéresse au nombre des gousses, ouau poids des graines. Cet impact est effectif à toute périoded'inoculation et varie en fonction de l'âge de la plante. En effet !aproduction de gousses est moindre dans le cas de l'infection tardive (45JAS) par rapport à celle observée à la suite d'une infection précoce (15JAS) . Le poids des graines produites est par contre plus faible après uneinfection précoce.

L'effet de l'infection précoce sur le nombre de gousses neprédominerait donc pas systématiquement sur celui de J'infectiontardive. Pourtant, la littérature mentionne une variation de l'effet de lamaladie telle que les infections précoces provoquent de sévères pertesde récoltes comme on l'a observé au niveau du poids des graines, alorsque les inoculations tardives n'ont pas d'effets sur la production. Les

Notre étude révèle que l'infection du niébé par le CMeV a uneffet néfaste sur la production de cette plante : réduction du nombre degousses, du poids des graines. Cette réduction déjà reportée parplusieurs auteurs (SINGH & SINGH, 1985 ; MATTHEWS, 1981) seraitessentiellement due à une baisse de la photosynthèse suite à une

~ diminution de la surface foliaire et de la production de la chlorophylle,les plants infectés utilisent moins d'espace et d'éléments nutritifs queles plants sains. (DIENER, 1963 ; BAWOEN, 1964 ; TU et al, 1968).

111111111111111111111

plantes sont généralement plus sensibles à l'infection quand elles sontjeunes et plus elles vieillissent, plus elles deviennent résistantes (BOS,1970 ; MATTHEWS, 1981). L'incidence de l'attaque de notre essai par lechampignon peut expliquer cette divergence entre ces résultatsantérieurs et le n6tre. En effet, cette incidence a certainement été plusforte sur le lot à inoculation tardive (INOC3) dont la perte de goussesest plus grande que celle des lots à inoculation précoce (INOC.1 etINOC.2). Ce champignon provoquerait, en synergie avec le virus.l'avortement des fleurs et la pourriture des gousses.

Cependant, il serait souhaitable de recommencer cetteexpérience car l'attaque de champignon ne nous permet pas de mettre enévidence l'impact réel du CMeV sur la production du niébé, nos résultatsétant probablement le fait soit d'une synergie, soit d'un antagonismeentre le champignon et ce virus.

CONCLUSION GENERALE

En raison du temps court pour traiter un sujet aussi vaste quele nôtre et du suivi journalier des expériences sur la parcelled'Adiopodoumé, il ne nous a pas été possible de travailler dans plusieurslocalités à la fois, et nous sommes conscients que des expériencesco mpléme ntaires sont nécessai res pou r vérifier nos rés uItats.Cependant ceux-ci mettent en évidence, en Côte d'Ivoire, les principaux

o modes de transmission du CMeV au niébé et caractérisent deux vecteursde ce virus : Medythia quaterna FAI RMAIRE et Monolepta tenuicornisJACOBY (Chrysomelidae). C'est la première fois que Monoleptatenuicornis JACOBY est reporté comme vecteur du CMeV. L'étude de ladynamique de la population de ces vecteurs et l'analyse des conditionsclimatiques permettrait de préciser les relations entre ces facteurs.

Il n'a pas été possible de transmettre le CMeV par graine.Vigna sinensis et Desmodium plasiocarprin ont été identifiés

comme pouvant servir de plantes réservoirs à ce virus.En ce qui concerne l'effet du CMeV sur la production du niébé,

notre étude révèle certes, que ce virus réduit le nombre de gousses desplantes et le poids des graines. Mais nous ne sommes pas en mesured'affirmer que ce sont là les seuls effets néfastes qu'il cause et dechiffrer cet impact du fait du champignon zygomycète Cunninghamellaapparu dan s notre essai.

Nous pouvons, de façon générale, suggérer une liste nonexhaustive des possi~ilités de réduire les pertes de production due auCMeV. Cette lutte peut être soit préventive, soit curative.

39

111111111111111111111

111111111111111111111

La lutte préventive consiste à :- utiliser des semences saines de niébé pouvant être obtenues

à partir d'une récolte saine ou si nécessaire par traitement de semencesinfectées au moyen de détergents ou d'acides, afin d'inactiver le virus(GIBBS and HARRISSON, 1976 ; UMECHURUBA, 1985).

- Utiliser des plants sains obtenus par culture de méristèmes.-Adopter une bonne pratique culturale : l'influence de la

densité de la population sur l'infection virale est bien connue. Il a étémontré dans le cas de la mosaïque africaine du manioc que l'incidence dela maladie est plus élevée avec une faible densité de plantation. Celasuggère un effet de l'espacement des pieds sur le comportement duvecteur (FARGETTE, 1987). Cette méthode pourrait être efficace contrele CMeV.

- Procéder à un labour profond pour arracher les repousses dela culture précédente ou les rhizomes des mauvaises herbes, dégager lesabords de la parcelle cultivée de toutes les mauvaises herbes annuellesou pérennes pouvant servir de plantes réservoirs au virus

- Associer des cultures. En effet la dispersion du virus estplus lente dans une polyculture que dans une monoculture ; en particuliersi dans la polyculture, toutes les plantes ne sont pas hôtes du virus. Parexemple, on peut associer le niébé et le maïs, le niébé et le sorgho(GAMEZ & MORENO, 1983).

- Pratiquer la rotation de cultures. Cela permet d'éliminer lesvirus car les virus sont souvent spécifiques d'une famille donnée deplantes.

- Utiliser des variétés résistantes au virus.

La lutte curative consiste à :- Arracher du champ les plants infectés. Cet arrachage doit se

faire tôt et peut être suivi de la replantation de plants sains.-Utiliser la voie de la lutte biologique pou r le contrôle de

vecteurs.La lutte contre les virus en général et le CMeV en particulier,

nécessite la combinaison de beaucoup de méthodes d'intervention à tousles niveaux. C'est ce qu'on désigne par le terme de contrôle intégré.

Notre étude se situe en amont d'éventuels projets dedéveloppement du niébé et fournit des informations sur le mode detransmission du CMeV. les plantes réservoirs de ce virus, la période depullulation de ses vecteurs, et son impact sur la production du niébé. Cesrésultats, sans toutefois être définitifs, constituent des informations

40

importantes pour les prochains travaux.

La connaissance du mode de transmission, de l'influence del'âge de la plante sur l'effet de la maladie, ainsi que des périodes depullulations des vecteurs du virus en relation avec divers éléments duclimats. peut suggérer des méthodes et l'opportunité de la lutte contrela maladie. Elle constitue d'ailleurs un critère de décision de la mise enplace de la culture, en fonction du cycle de celle-ci.

La connaissance des plantes reservoirs du virus, permetd'évaluer les risques d'infection de la culture dans un environnementdonné.

Notre étude a montré à une échelle réduite (en serre), l'impactdu CMeV sur la production du niébé. Certes on ne sait rien de ce qui sepasse dans la nature. Mais à partir de nos résultats, on peut supposer queles dégats dus au CMeV sont, dans la réalité, importants d'où l'intérêt del'étude que nous avons menée.

Le niébé est une Légumineuse qui entre de plus en plus dansles habitudes alimentaires en Côte d'Ivoire. Ainsi une étude visant àéliminer un facteur limitant sa production est à encourager.

Au terme de notre étude, nous voudrions suggérer quelquesidées et possibilités pour des futures recherches.

Reprendre l'étude de l'impact du CMeV sur la production duniébé en envisageant le cas où l'inoculation se fait très tôt comme cequi se passe généralement en cours de saison de pluies. Il s'agira alorsde contaminer la plante dès l'apparition des premières feuilles etd'inoculer toutes les semaines. Il serait important de suivre aussi lemoment de la floraison des plants malades par rapport aux plantessaines et l'âge de la plante auquel l'infection est sans effet sur larécolte.

Une étude multilocale des modalités du CMeV au niébé pourraitfournir des données complémentaires pour ce sujet. 1/ faudrait pour celachoisir des lieux d'essais aussi bien dans la zone de savane que dans lazone de forêt.

Une étude précise du cycle des vecteurs et une captureétendue sur toute l'année pourrait aider à connaître l'évolution réelle deleur population et l'influence des facteurs climatiques sur celle-ci.

41

111111111111111111111

111111111111111111111

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44

111111111111111111111

ANNEXEET

ILLUSTRATIONS

Tableau 1a2 : localisation de la différence entre les moyennes: méthode de la PPDS

Tableau 1a: Comparaison des nombres de gousses observés àdifférentes dates d'inoculation

Tableau 1: Effet du CMeV sur la production du niébécomparaison des traitements.

Tableau 1a1: tableau de l'analyse de variance

source de variation degré de somme des carré Feal.liberté carrés des écarts moyen

répétition 23 9,16 0,39 0,39traitement 3 33,62 11,21 19,26"résiduel 69 40,14 0,58

total 95 82,92

0,439"0,439"0,439"0,439"0,439"0,439'

FISHER PPDS

1,080,541,59

- 0.540,501,04

différence des moyennes

• significatif à 5%

INOC.O· INOC.1INOC.O - INOC.2INOC.O - INOC.3INOC.1 ·INOC.2INOC.1 - INOC.3INOC.2 - INOC.3

Comparaison

111111111111111111111

;épét~~~---------------23----------24~21------------1~05-------~O3:-

traitements 3 17,20 5,73 7,02-résiduel 69 56,33 0,82

Tableau 1b2: localisation de la différence entre les moyennes: méthode de la PPDS

Tableau 1b1: tableau de l'analyse de variance

Tableau 1b comparaison desdifférentes dates d'inoculation

à

Feal

observés

0,16­0,16­0,16­0,16­0,16­0,16-

FISHER PPDS

carré moyen

grainespoids des

97,75

somme des carrésdes écarts

1,080,550,97

- 0,53- 0,11

0,41

95

degré delibe rté

différence des moyennes

source de variation

* significatif à 5%

total

Comparaison

INOC.O - lNOC.1INOC.O - INOC.2INOC.O - INOC.3INOC.1 - INOC.2INOC.1 - INOC.3INOC.2 - INOC.3

111111111111111111111

Tableau 2 : comparaison des taux de transmission naturelle etartificielle par Monolepta tenuicornis et Medythia quaterna

trO+: Nombre d'insectes ayant transmistr°-: Nombre d'insectes n'ayant pas transmistrO nat : transmission naturelletrD art : transmission artificielle

X? =X2 donné par la table des fréquences cumulées du X2

Tableau 3 : Comparaison de l'efficacité de transmissionartificielle de M. tenuicornis et M. quaterna

34

13

X2calculé

tr<' art.

42,59*,

0,570,951,31

252323

M. quaterna

6

68

M. quaternatr<'+ trO

-

201511

59

61

• significatif à 5%

trO art.

110,15*

706873

M. tenuicornis

tr<' nat.

236

11

M. tenuicornistro+ tr°-

433021

2X calculé

d.d.l.= 1 ; Xt2 = 3,84 (p<O,050)

transfertU·a.r.a)

12

3

d.d.I.=1 ; "1..( = 3,84 p<0,050J.a.r.a.= Jours après le repas d'acquisition

111111111111111111111

Photo 2: symptômes de la marbrure du niébé,décoloration et déformation des feuilles.a) observés après inoculation b) observés en.

mécanique champ

111111111111111111111

Photo 1: feuille de niébé sain

a) b)

111111111111111111111

Photo 3: particules virales du CMeV

Photo 4: serre d'isolement étanche aux insectes

111111111111111111111

Photo 5: cages cylindriques utilisées dans les expériences detransmission

photo 6: insectes en cage sur des plants de niébé malades pour lerepas d'acquisition du virus

111111111111111111111

Photo 7: Monolepta tenuicornis JACOBV

Photo 8: Medythia quaterna sur feuille de niébé.

11111111111 Photo 9: M. quaterna se nourrit en perforant les feuilles

1111111111