Mémoire obtention du diplôme de Master en Chimie Option ...
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REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET LA
RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE ABOU BEKR BELKAID –TLEMCEN
Faculté des Sciences
Département de chimie
LABORATOIRE DE CHIMIE ORGANIQUE SUBSTANCES NATURELLES ET ANALYSES
-COSNA-
Mémoire
En vue de l’obtention du diplôme de
Master en Chimie
Option : Chimie Bio-Organique &
Thérapeutique
Thème
Détermination des indices de l’huile et les polyphénols de l’huile des
graines de figues de barbarie
Soutenu publiquement le 10 juin 2015 devant le jury composé de :
Latifa NEGADI Pr Présidente de jury
Joseph KAJIMA MULENGI Pr Examinateur
Bachir MOSTEFA KARA Pr Examinateur
Djamel BENDIABDELLAH MAA Examinateur
Abdelmoumin MEZRAI Dr Examinateur
Wassila DRICI MCA Examinatrice
Wafaa LEMERINI MAA Examinatrice
Assia KENICHE Dr Examinatrice
Zoheir ARRAR MCA Encadreur
Présenté par : Mr Mohammed Abdelkarim TALEB BENDIAB
Année Universitaire : 2014/2015
I
REMERCIEMENTS
Avant toute chose, je remercie Dieu, Le Tout Puissant, pour m’avoir
donné la santé, le courage et la volonté pour achever ce travail.
Ce travail n’aurait pas vu le jour sans le soutien financier de la DGRSDT que
je tiens vivement à remercier.
Ce travail a été réalisé au Laboratoire de Chimie Organique, Substances
Naturelles et Analyses (COSNA) de la Faculté des Sciences, Département de Chimie,
de l’Université de Tlemcen sous la direction de Monsieur Zoheir ARRAR, à qui je lui
adresse ma profonde gratitude pour les conseils éclairés et les encouragements qu’il
n’a cessé de me prodiguer tout au long de ce travail.
Mes Vifs remerciements vont tout naturellement à Monsieur Joseph KAJIMA
MULENGI, Professeur à L’université de Tlemcen et directeur du laboratoire COSNA,
celui qui m’a permis d’approfondir un des vastes domaines de la Science. Vous m’avez
appris à poser les bonnes questions et y répondre avec le maximum de rigueur. Vos
qualités scientifiques et humaines, votre écoute, votre patience, votre optimisme et
votre extraordinaire force de travail font de vous un exemple dont j'espère pouvoir
suivre dans ma carrière.
De même que je tiens à remercier vivement les membres du jury :
Melle
Latifa NEGADI, qui m’a honoré en assurant la présidence.
Mrs : Bachir MOSTEFA KARA ; Djamel BENDIABDELLAH ;
Abdelmoumin MEZRAI et Mmes
: Wassila DRICI ; Wafaa SEBA ; Assia
KENICHE, d’avoir accepté d’être parmi les membres du jury et de consacrer
un temps précieux pour examiner ce mémoire.
II
Aussi, Mes remerciements vont à tous
Les enseignants de département de chimie qui ont assuré mon cursus
universitaire jusqu’au Master;
Les étudiants du Laboratoire COSNA pour leur présence, encouragement et
leur amitié; en particulier Melle
Farah BENATTIA qui m’a aidé à réaliser la partie
pratique étape par étape et Mr Hassan BENARIBA, Ingénieur de laboratoire, pour
son soutien généreux durant toute l’année.
Je remercie également Mrs Choukri BEGHDAD, Mustapha AINED TABET et
Mme
Nouria BABA AHMED pour les précieux conseils et les encouragements qu'ils
m'ont prodigués durant la réalisation de ce travail.
Pour finir, mes remerciements vont à tous ceux qui ont contribué de près ou de
loin à la confection de ce mémoire aussi qu’à toutes les personnes qui prendront la
peine de lire cet humble document.
MERCI
III
DEDICACE
Je dédie ce mémoire
À
La mémoire de ma chère tante Nafissa dont je prie Dieu Tout Puissant pour que son
âme repose en paix.
À
Mes Très Chers PARENTS qui tiennent une place exceptionnelle dans mon
cœur, et qu’ils trouvent ici toute ma gratitude pour leur soutien tout le long de mes
études. Vous resterez la plus enrichissante école de ma vie dont je ne cesse
d’apprendre tous les jours avec vous. Que ce travail soit dédié à eux en témoignage de
ma profonde affection et tendresse.
À
Mes Sœurs Kamila, Samira, Wassila
Mes beaux-frères Hami & Hafid
Mes Neveux Iyad, Racim, Mokhtar
Ma nièce Lilya
À
Mes cousins, cousines et Toute ma famille
À
Tous mes amis en particulier mes frères Nidal & Mourad
Mes sentiments les plus sincères d’amitié s’adressent à mes collègues de la promo
Imene, Rihab, Nadjiya, Wassila, Amine, Hadi,… pour leur présence, leur soutien
moral et tous les moments inoubliables que nous avons passés ensemble.
A tous ceux qui me sont chers
IV
Liste des abréviations
AG : Acide Gras
AGE : Acide Gras Essentiel
CAM : Crassulacean Acid Metabolism
CPG : Chromatographie en Phase Gazeuse
EAG : Equivalent d’Acide Gallique
EQ : Equivalent de Quercétine
J.C : Jésus-Christ
MS : Matière Sèche
Liste des unités
cm : centimètre
g : gramme
ha : hectare
M : mol/l
mg : Milligramme
mn : Minute
% : Pourcentage
°C : Degré Celsius
V
Liste des figures
Figure 1 : Distribution géographique du figuier de barbarie………………………………..…….7
Figure 2 : Répartition du figuier de barbarie en Algérie……………………………………….….8
Figure 3 : Le figuier de barbarie : a) la plante, b) les cladodes, c) les fleurs, d) le fruit……….…9
Figure 4 : Différentes particules d’Opuntia ficus-indica……………………..………………..…10
Figure 5 : Structure chimique du Catéchol…………………………………………………….....17
Figure 6 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxybenzoïques…………...18
Figure 7 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxycinnamique…………...18
Figure 8 : Structure chimique de l’Esculétine……………………………………………………18
Figure 9 : Structure chimique de base des Stilbènes…………………………………………..…18
Figure 10 : Structure chimique de base des flavonoïdes………………………………………....19
Figure 11 : Structures chimiques de différents types des flavonoïdes…………………………..19
Figure 12 : Structure chimique du Pinorésinol…………………………………………………...19
Figure 13 : Structure chimique d’une lignine………………………………………………….…20
Figure 14 : Structures chimiques de quelques tanins…………………………………………….20
Figure 15 : Déséquilibre de la balance entre antioxydants et pro-oxydants…………………..….23
Figure 16 : Poudre des graines de figue de barbarie……………………………………………...25
Figure 17 : Montage d’un extracteur de Soxhlet………………………………………………....26
Figure 18 : Photo de l’appareil Rotavapor………………………………………………………..27
Figure 19 : Photo d’un montage de macération…………………………………………………..27
Figure 20 : Classes d’acides gras………………………………………………………………....35
Figure 21 : Photo d’un montage Soxhlet…………………………………………………………38
Figure 22 : Photo de l’huile des graines de figue de barbarie………………………………...….38
Figure 23 : Photo d’un dosage acido-basique…………………………………………………....39
Figure 24 : Photo d’un bain marie bouillant…………………………………………………...…39
Figure 25 : Photo de la solution avant l’incubation………………………………………………40
Figure 26 : Photo de la solution après dosage……………………………………………………40
VI
Figure 27 : Les différentes étapes de détermination d’indice d’iode………………………….…41
Figure 28 : Photo de réfractomètre utilisé…………………………………………………..……41
Figure 29 : Courbe d’étalonnage de l’acide gallique……………………………………………..45
Figure 30 : Courbe d’étalonnage de Quercetine……………………………………………..…...47
Figure 31 : Chromatogramme des esters méthyliques d’acides gras de l’huile de figue…….....51
Liste des schémas
Schéma 1 : Réaction de neutralisation acido-basique………………………………………….....28
Schéma 2 : Réaction de saponification des Triacylglycérols………………………………….…29
Schéma 3 : Réaction d'addition électrophile d'un dihalogène sur un alcène………………......…31
VII
Liste des tableaux
Tableau 1 : Composition de la figue de barbarie ‘Opuntia ficus-indica’……………………......11
Tableau 2 : Domaine d’utilisation des différents composants de l’Opuntia ficus-indica.……….12
Tableau 3: Les acides gras essentiels dans l’huile des graines de figue de barbarie................…..13
Tableau 4 : Les stérols contenant dans l’huile des graines de figue de barbarie …………......….14
Tableau 5 : Composition chimique des graines de figue de barbarie ………………………...….15
Tableau 6 : Les principales classes des composés phénoliques …………………………............17
Tableau 7 : Activités biologiques des composés phénoliques …………………………………..21
Tableau 8 : Les indices de saponification des principaux corps gras………………………...…..39
Tableau 9 : Les indices d’ester de certaines huiles végétales………………………………….…40
Tableau 10 : Rendements des extraits en changeant le mode d’extraction………………..……..42
Tableau 11 : Rendements des extraits en variant le pourcentage de solvant………………….…43
Tableau 12 : Rendements des extraits en variant le temps d’extraction………………………....43
Tableau 13 : Rendements des extraits en changeant le solvant………………………………..…44
Tableau 14 : La teneur en polyphénols totaux de différents extraits……………………………..45
Tableau 15 : La teneur en flavonoïdes totaux de différents extraits …………………………….47
Tableau 16 : Temps de rétention des esters méthyliques étalons………………………………...50
VIII
Sommaire
Introduction générale
Introduction générale………………………...…………………………………………..…….2
Partie bibliographique
Chapitre I : Etude botanique d’Opuntia ficus-indica
I.1. Histoire et usages traditionnels …………………………………..……………………….5
I.2. Nomenclature ………………………………………………………………………...…...6
I.3. Répartition ………………………………………………………………………..........….7
I.4. Biologie du figuier de barbarie ……………………………………………………………8
I.5. Exigences écologiques du figuier de barbarie ……………………………………………..9
I.6. Composition chimique des Cladodes, fruits, mucilages, peau et graines…………………10
I.7. Utilisation …………………………………………………………………...……………..11
Chapitre II : L’Huile des graines de figue de barbarie
II.1. Généralités sur les huiles……………………………………………………………..…13
II.2. Composition chimique de l’huile des graines de figue de barbarie ………………....…13
II.3. Utilisation de l’huile des graines de figue de barbarie ………………………….……...15
Chapitre III : Les polyphénols, Structures et Activités
III.1. Introduction ………………………………………………………………………...….16
III.2. Les composés phénoliques …………………………………………………………….16
III.3. Intérêts biologiques des polyphénols ………………………………………………….20
III.4. Activité antioxydante …………………………………………………………………..21
III.5. Le stress oxydatif…………………………………………………………………...…..22
Partie expérimentale
Chapitre I : Matériel et méthodes
I.1. Matériel végétal (Méthode d’obtention des graines de figue de barbarie)………….…25
I.2. Méthodes d’extraction des huiles …………………………………………………..…..25
a. Extraction par SOXHLET …………………………………....25
b. Macération………………………………………………….…27
I.3. Propriétés chimique et physique de l’huile…………………………….……………….28
IX
a- Indice d’acide……………………………………………..…..28
b- Indice de saponification……………………………………....29
c- Indice d'estérification……………………………………...…..30
d-Indice de peroxyde…………………………………………….30
e- Indice d’iode………………………………………………......31
f- Indice de réfraction ……………………………………………32
g- Densité…………………………………………………............32
I.4. Quantification des composés phénoliques…………………………………………...…33
I.4.1. Dosage des polyphénols totaux…………………….......….33
I.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux………………………...…..34
I.5. Analyse des acides gras …………………………………………………………………35
Chapitre II : Résultats et discussion
II.1. Extraction Soxhlet…………………………………………………………………...….38
II.2. Propriétés chimique et physique de l’huile………………………………………….....38
a-Indice d’acide…………………………………………….…39
b-Indice de saponification…………………………………….39
c-Indice d'estérification…………………………………….…40
d-Indice de peroxyde………………………………………….40
e-Indice d’iode………………………………………………...41
f-Indice de réfraction ………………………………………....41
g-Densité ……………………………………………………...42
II.3. Rendements des extractions …………………………………………………………....42
II.4. Quantification des composés phénoliques……………………………………………..44
II.4.1. Dosage des polyphénols totaux……………………..….44
II.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux…………………………47
II.5.Méthode d’identification des acides gras ……………………………………………..…48
Conclusion Générale Conclusion Générale………………………………………………………………………………52
Références bibliographiques
Références bibliographiques ....................................................................................................54
X
« Le Nopal est un don de Dieu.
C’est l’une des plantes
les plus utiles que la nature
ait offerte aux hommes.
Elle pousse toute seule,
dans les régions les plus arides.
Elle ne coûte rien.
Elle est la providence des pauvres
qu’elle soigne et nourrit.
Son tronc est amusant,
sa fleur est belle, son fruit exquis.
Sa racine n’épuise pas le sol mais l’enrichit.
C’est l’une des rares plantes
qui donne à la terre d’avantage
qu’elle ne lui prend.
Mais le Nopal se mérite.
Il ne se donne pas à l’impatient,
à l’inconscient, à l’impie, au méchant.
Il se donne à celui qui a la foi, au juste,
et à celui qui l’aime. »
JOSÉ DE ACOSTA
(1539-1600)
1
Introduction Générale
2
Un grand nombre de plantes, aromatiques, médicinales, des plantes épices et autres,
possèdent des propriétés biologiques très intéressantes, qui trouvent application dans divers
domaines à savoir en médecine, pharmacie, cosmétologie et agriculture.
Le continent africain est un des continents doté d'une biodiversité la plus riche dans le
monde, avec une avalanche de beaucoup de plantes utilisées comme herbes, aliments naturels
et pour des buts thérapeutiques. C'est en grande partie dû à la géographie vaste englobant une
masse de terre approximativement de 216. 634.000 hectares de secteurs forestiers fermés. Plus
de 5.000 substances naturelles différentes ont été identifiées et beaucoup d'entre elles se sont
avérées utiles dans la médecine traditionnelle pour la prophylaxie et le traitement des
maladies. Malgré la nature hétérogène du continent, il y a eu peu d’efforts consacrés au
développement des agents chimio thérapeutiques et prophylactiques de ces plantes. [1]
Depuis la plus haute antiquité, les hommes se sont soignés avec les plantes qu'ils avaient à
leur disposition. Qu'est-ce qui les a guidés à employer une plante plutôt qu'une autre : Le
hasard ? La religion ? La superstition ? L'expérience, certainement. Plusieurs théoriciens ont
entrepris d'expliquer l'action des plantes sur l'organisme. [2]
A côté de ces plantes médicinales, les fruits et légumes forment une autre ressource
phytogénétique qui ne cesse de susciter l’intérêt de la communauté scientifique. Ces dernières
années, la consommation des aliments d’origine végétale constitue un enjeu de santé
publique. Ce phénomène social est certainement lié à la prise de conscience quant à la relation
de cause à effet entre la qualité des aliments et la santé.
En effet, beaucoup d’études ont démontré qu’une alimentation riche en aliments d’origine
végétale réduit considérablement plusieurs maladies comme les accidents cardiovasculaires et
certains types de cancer. Les propriétés préventives des aliments d’origine végétale sont dues
à la présence de vitamines C, E et A, et des composés phénoliques qui sont des molécules
dotées d’un pouvoir antioxydant. [3]
De par sa situation géographique, l’Algérie bénéficie d’une flore très diversifiée par des
espèces appartenant à différents éléments géographiques. [4] Dans cette flore diversifiée, se
trouve le figuier de barbarie, objet de notre étude.
3
Nopal est le nom aztèque de cet arbre, se trouve dans les régions arides et semi-arides du
Mexique. Il a été introduit en Afrique du Nord vers le 16ème siècle. Il est utilisé pour la
production de fourrage et surtout pour la production de fruits exotiques qui sont
commercialisés à travers le monde. C’est une plante riche, originale et très utile. Sa sobriété et
son incroyable vitalité lui permettent, de prospérer jusque dans des contrées désertiques
souvent inhospitalières où il offre à l’homme et aux animaux domestiques ses vertus
nourricières et thérapeutiques. On en compte plus de 400 espèces et d’innombrables variétés.
D'autre part, on note que l'huile végétale des graines de figue de barbarie présente un taux
élevé d'acides gras polyinsaturés, près de 50 %, par rapport aux autres huiles végétales comme
l’huile d’Argan. La richesse particulière de la figue de barbarie en oligo-éléments, acides
aminés et flavonoïdes fait de ce cactus l’une des plantes les plus intéressantes pour protéger
les cellules et la peau, régénérer les organes et lutter contre le vieillissement.
La recherche médicale moderne redécouvre avec un intérêt grandissant la plante et ses
propriétés. Elle étudie les molécules actives qui la composent et lui permettent de lutter
efficacement contre quelques-unes des affections les plus graves de notre temps : l’angoisse,
l’artériosclérose, le cholestérol, le diabète, l’obésité, la spasmophilie, le stress. [5]
Ce thème a été choisi pour enrichir encore plus la littérature scientifique car peu de travail
a été effectué sur les figues de barbarie (variété algérienne) dans le domaine de la recherche
scientifique. De plus, il est connu par ses bienfaits dans le traitement traditionnel des
maladies. Notre but dans ce travail est d’utiliser une substance naturelle à moindre coût et
dont l’usage à un objectif d’ordre thérapeutique et cosmétologique.
Notre travail sera donc divisé en deux parties, la première consiste à la recherche
bibliographique ensuite la deuxième partie englobe le travail expérimental réaliser et nous
terminerons par une conclusion générale.
4
Partie Bibliographique
5
Chapitre I : Etude botanique d’Opuntia ficus-indica
L’Opuntia ficus-indica ou figuier de barbarie, est une plante de type CAM qui
présente des adaptations physiologiques et morphologiques, lui permettant de résister aux
conditions difficiles des régions arides et semi arides. Elle est actuellement intégrée dans les
stratégies de lutte contre la désertification dans différents pays. [6]
En effet, c'est une plante dont toutes les parties peuvent être consommées : les tiges
(ou cladodes) et les fruits. En plus de leur apport nutritionnel dû à leur richesse en sucres,
vitamines et minéraux et leur apport en substances bioactives -fibres, polyphénols et
pigments- les cladodes ont un potentiel médicinal intéressant. Il est reconnu à cette plante un
effet antioxydant, anti ulcère, diurétique, anti inflammatoire et cicatrisant. Un effet
hypoglycémique et hypocholestérolémiant a été également observé. [7]
I.1. Histoire et usages traditionnels
Le nopal, plus communément appelé "Figuier de Barbarie", est un cactus originaire du
Mexique. Après avoir été découvert au 16è siècle par les espagnols, le nopal a été implanté en
Europe, sur le pourtour méditerranéen. On le retrouve également en Afrique du Sud, sur l'île
de la Réunion, ou encore en Inde et en Australie. Les usages de cette plante sont multiples:
Tout d'abord, le figuier de barbarie est cultivé principalement pour la production de ses fruits.
En effet ces derniers sont comestibles, et naturellement riches en vitamine C. Ils sont donc
largement utilisés dans l'alimentation humaine au Mexique. On connait également son utilité
industrielle, comme colorant naturel, et comme anticorrosif.
On retrouve de plus, l'huile de figue de barbarie dans de nombreux cosmétiques au
Mexique. En effet celle-ci aurait des propriétés anti-oxydantes et agirait sur le ralentissement
du vieillissement cutané.
Enfin, le nopal est très utilisé dans la médecine traditionnelle au Mexique. Il est connu
pour ses vertus cicatrisantes. La poudre de la raquette est utilisée pour limiter l'absorption des
graisses. Certains praticiens au Mexique l'utiliseraient actuellement dans le traitement
antidiabétique, comme hypoglycémiant. Chez les Indiens d’Amérique, le Nopal appartient
depuis toujours aux plantes médicinales les plus utilisées. Pour les populations
précolombiennes, il est une plante sacrée, au même titre que l’Agave, le Chocolat, le Maïs, le
Cereus et le Peyotl (deux autres cactus).
6
I.2. Nomenclature
La classification systématique ayant été initiée en Suède, par Carl Von Linné, les
premiers scientifiques font néanmoins référence à des espèces européennes, comme le
terme « cactus » qui vient du grec « kaktos », désignant le chardon. De même, ficus indica
signifie clairement la figue des indes. Le terme Opuntia a probablement un rapport aux
« Opuntes », ou « Opunces » peuple de la Grèce antique, de la région de Béotie. [8]
I.2.1. Noms commun
En français : Figuier d’inde, Figuier de barbarie, Nopal, Cactus raquette, Oponce, Figuier du
chrétien.
En Anglais : Prickly- pear cacti, Cactus pear, Indian-fig prickly-pear, Nopal, Cactus flower.
I.2.2. Classification : [9]
Règne : Végétal
Embranchement : Phanérogames
Sous-embranchement : Angiospermes
Classe : Dicotylédones
Sous-classe : Dialypétales
Ordre : Caryophyllacées
Famille : Cactacée
Genre : Opuntia
Espèce : Opuntia ficus-indica
Le genre Opuntia est le plus important et le plus répandu de la famille des cactacées. Il
comprend environ 300 espèces réparties en quatre sous‐genres, dont trois sont plus connues :
Brasiliopuntia : tronc non articulé, articles cylindriques et aplatis.
Cylindropuntia : articles cylindriques portant des épines.
Platyopuntia : articles aplatis en raquettes, feuilles petites, épines non gainées.
7
L’Opuntia ficus‐indica, plus connue sous le nom de figuier de barbarie, appartient au
dernier sous genre. [10]
I.3. Répartition
Le genre Opuntia, originaire du Mexique comme on l’a vu, figure d’ailleurs sur
l’emblème du drapeau mexicain. Sa distribution géographique est très large : Mexique, Sicile,
Chili, Brésil, Turquie, Corée, Argentine et Afrique du Nord (Figure 1). Il a été introduit
d’abord en Espagne et plus tard au 16e siècle au Nord et au Sud de l’Afrique. Il s’est diffusé
rapidement dans le bassin méditerranéen et s’y est naturalisé au point de devenir un élément
caractéristique du paysage [11]. Il est par essence développé sur la partie Ouest de la
Méditerranée : Sud de l’Espagne, le Portugal, et l’Afrique du Nord (Tunisie, Algérie et
Maroc) [12]. A titre d’exemple, la superficie cultivée dans la région du WANA (Ouest d’Asie
et le Nord-africain) est d’environ 900.000 ha [13].
Dans certains pays tels que l’Italie, l’Espagne ou le Mexique; la culture du cactus est
pratiquée de façon intensive et moderne avec des programmes de recherche-développement
pour la production du fruit ou de fourrage et même pour des usages industriels. En revanche,
en Australie et en Afrique du Sud, ce végétal, en particulier la variété asperme est considérée
comme une mauvaise herbe à cause de la facilité avec laquelle, elle se propage. [14]
Figure 1 : Distribution géographique du figuier de Barbarie [18]
8
Zone de répartition du
figuier de barbarie
En Algérie, les plantations du figuier de barbarie sont réparties dans les hauts plateaux,
à Batna, Biskra et Bordj-bou-Arrérij, Constantine, sur les hauts plateaux Algérois à 550
mètres, aux environs de Mascara, M’sila à 750 mètres, Laghouat et même à 1100 mètres Ain-
Sefra (Figure 2). [15]
A l’exception des montagnes et des zones sahariennes, la culture algérienne du cactus
est largement représentée dans le paysage rural en plantation plus au moins régulières, autour
des villages, en haies limitant les parcelles de culture ou de vergers. La culture de cactus se
trouve parfaitement intégrée dans le système d’exploitation traditionnel. [16]
I.4. Biologie du figuier de barbarie
Le figuier de barbarie est une plante robuste qui peut mesurer jusqu’à 5 mètres de
hauteur (Figure 3.a), avec un tronc épais et ligneux. Ses articles aplatis en forme de raquettes
(cladodes) (Figure 3.b) de couleur vert mat, ayant une longueur de 30 à 50 cm et une largeur
de 15 à 30 cm, sont couverts de petites aréoles, d’épines et de glochides blancs. Ses fleurs,
marginales sur le sommet des cladodes, de couleur jaune et deviennent rougeâtres à
l’approche de la sénescence de la plante (Figure 3.c). Ses fruits sont des baies charnues
ovoïdes ou piriformes pourvues d’épines (Figure 3.d). Ils sont généralement verdâtres ou
jaunes à maturité. La pulpe est toujours juteuse, de couleur jaune‐oranger, rouge ou pourpre,
parsemée de nombreuses petites graines. [17]
Figure 2 : Répartition du figuier de barbarie en Algérie [12]
9
Figure 3 : Le figuier de barbarie : a) la plante, b) les cladodes, c) les fleurs, d) le fruit
Traditionnellement, le figuier de Barbarie est multiplié végétativement par bouturage
de raquettes. Les jeunes plantes peuvent entrer en floraison à partir de la 2ème
ou de la 3ème
année. La durée et la période du cycle annuel dépendent de la variété et de la zone
géographique. [18]
I.5. Exigences écologiques du figuier de barbarie
I.5.1. Facteurs édapho‐climatiques
Le figuier de barbarie possède une grande adaptation aux conditions les plus hostiles
(aridité du climat, salinité des sols, terrains de faible potentiel agricole). Son extension est
limitée surtout par les basses températures hivernales, son seuil de tolérance étant de ‐10°C.
Le cactus s’accommode mal des sols hydromorphes et asphyxiants. Les sols préférés sont les
sols légers, sablonneux‐limoneux. Il s’agit de sols légèrement pauvres en matière organique
(0,1‐1,8 %), ayant des pH légèrement acides (5,1‐6,7). Pour plusieurs espèces Opuntia le pH
du sol est un facteur limitant, mais l’Opuntia ficus‐indica est rencontré même sur des sols
calcaires. [19]
10
I.5.2. Facteurs biotiques
De nombreux parasites et maladies sont rencontrés dans le cactus : [20]
La rouille (Phillostica opuntiae): se manifeste par de petites taches de couleur jaune‐
rouille, circulaires, pouvant s’étendre en plaques irrégulières d’un blanc sale ou
cendré. Ce sont surtout les cladodes de deux ans qui, une fois attaquées, n’émettent
que peu de cladodes, et finissent par se dessécher. Maladie des zones humides, elle est
efficacement combattue par des traitements à base de cuivre et l’ablation des raquettes
parasitées.
Le mildiou des cactus (Phytophtora cactorum Schr., P. omnivera De Bary): les
symptômes de la maladie se présentent sous forme de cloques soulevant l’épiderme,
d’état chlorotique prononcé et de taches brunâtres qui envahissent les fruits et les
raquettes.
La cératite (Ceratitis capitata Weid): une mouche méditerranéenne des fruits qui peut
occasionner des dégâts importants dans les plantations mal entretenues.
Les cochenilles : bien que généralement polyphages, certaines espèces de cochenilles
sont des parasites spécifiques et inféodées à l’espèce Opuntia.
I.6. Composition chimique des cladodes, fruits, mucilages, peau et graines
Il est à signaler que les différentes particules d’Opuntia ficus-indica : Cladode, fruit,…
(Figure 4) contiennent essentiellement une grande quantité d’eau et sont riches en minéraux
tels que le calcium, magnésium, potassium et cuivre mais elles ont une faible teneur en
phosphore. Elles sont également une excellente source de protéines, y compris les acides
aminés essentiels, en particulier la proline et la sérine. [21 ; 22]
Fruit Aspect général et coupe Graine
Figure 4 : Différentes particules d’Opuntia ficus-indica
11
Ce fruit se distingue par une teneur très élevée en fibres (une valeur parmi les plus
élevées pour un fruit frais). Il s’agit en très grande majorité de fibres insolubles (cellulose,
hémicellulose, lignine), formant en particulier la trame de graines présentes dans la pulpe,
tandis que la peau contient essentiellement du glucose et elle est riche en cellulose. Le
mucilage est composé d’arabinose, de galactose, de rhamnose, de xylose et d’acide
galacturonique à des teneurs variables. [18]
Les graines qui sont l’objet de notre travail sont riches en sels minéraux et acides
aminés soufrés et elles sont caractérisées par une grande teneur en acide glucuronique, huile
brute, protéine, fibre brute ; cendres et glucides. [23]
Tableau 1 : Composition de la figue de barbarie ‘Opuntia ficus-indica’ [18]
Constituants Fruit (%) Pulpe et graines (%) Pulpe sans graines (%)
Eau 80.0 84.5 83.6
Protéine 1.0 1.3 0.8
Lipides totaux 0.7 1.3 0.3
Glucides
disponibles 14.8 8.0 10.8
Fibres brutes 2.3 4.4 3.6
I.7. Utilisation
L’Opuntia ficus-indica s’est naturalisé et prospère dans le monde entier. Selon les pays, il
est utilisé dans divers domaines tel que : le domaine de l’industrie, l’alimentation, ou bien
encore dans le domaine pharmaceutique, cosmétologique, médicinal, environnemental, … Le
tableau suivant (Tableau 2) englobe les intérêts les plus utilisés.
Tableau 2 : Domaine d’utilisation des différents composants de l’Opuntia ficus-indica
12
Composants de la
plante
Intérêt
Cladodes
Fleurs
Fruits
Alimentaire
- Préparation de conserve de légumes ;
- Les jeunes cladodes appelées ‘Napolitos’
au Mexique sont considérées comme un
légume traditionnel car elles sont tendres et
fibreuses, elles sont consommées à l’état
frais ou après cuisson. [24]
- En Sicile, le thé préparé avec des fleurs
d’Opuntia ficus-indica, et est utilisé
comme un traitement contre les maux des
reins. [27]
- Fruits frais juteux type poire, oranges ;
- Utilisés pour la production : Jus
concentrés, boissons alcoolisées,
confiture, bonbons, source de vitamine C
avec un apport énergétique important.
[28]
Médicinal
- Ont un rôle hypoglycémiant et
hypocholestérolémiant [25] ;
- Le suc extrait par pression à partir des
cladodes est conseillé pour le traitement du
foie, des rhumatismes et des maladies du
rein [26].
- Astringentes et réduisent les saignements
- Soigne les troubles de l’appareil digestif
tels que les diarrhées, colites et irritations
intestinales chroniques ;
- Traite les affections de la prostate ;
- Utilisées comme des substances
antidiurétiques.
- Utiles pour réparer : le diabète, niveau
élevé de cholestérolémie, inflammation
et obésité [29] ;
- Le mucilage joue un rôle prédominant
dans la mise en réserve du Ca2+ [30].
Cosmétique
- La figue de barbarie est utilisée en Mexique pour la fabrication de champoing, d’assouplissant de cheveux, de savon, de crème et de
lait hydratant pour le visage ainsi que les graines sont écrasées pour en extraire une crème pour la peau [31] ;
- Les pouvoirs de cette huile dépasseraient ceux de l’huile d’argan, hydratante, nourrissante et adoucissante. Elle possède, entre autres,
65% d’acides gras polyinsaturés (nourrissants) contre 33% pour l’argan, ainsi qu’un taux de vitamine E (anti oxydante) supérieur à
100mg/100g contre 65mg pour l’argan [32].
13
Chapitre II : L’huile des graines de figue de barbarie
II.1. Généralités sur les huiles
Les premières preuves de fabrication et d'utilisation des huiles datent de l'an 3000
avant J.C. Les huiles semblent donc avoir accompagné la civilisation humaine depuis ses
premières genèses. Les égyptiens puis les grecs et les romains ont employé diverses matières
premières végétales ainsi que les produits qui en découlent, notamment les huiles. Ces
utilisations concernaient différents domaines : médecine, rites religieux, coutumes païennes,
alimentation,... [33]. Par définition, une huile végétale est un corps gras extrait d'une plante,
c'est-à-dire une plante dont les graines, noix ou fruits contiennent des lipides [34]. En d’autres
termes, il s’agit d’un liquide concentré ayant un caractère visqueux, très complexe et
hydrophobe, obtenu par différentes méthodes d’extraction.
Parmi les principaux constituants de l’huile sont les triglycérides ou lipides, les Vitamines
(E, A, B, C,), les polyphénols, des phytostérols qui sont l’équivalent du cholestérol du monde
animal; les acides aminés, des oligoéléments : cuivre, zinc, manganèse...
II.2. Composition chimique de l’huile des graines de figue de barbarie
L’huile, qui est obtenue à partir des graines des figues de barbarie, appartient à la
catégorie des huiles « polyinsaturées » comme la plupart des huiles végétales. Elle est
composée de 65% d’acides gras essentiels, principalement, l’acide linoléique, alpha-
linolénique, et l’acide arachidonique accompagnés de l’acide palmitique, stéarique et oléique
(Tableau 3). Parmi ces acides, l’acide linoléique est le majoritaire (de 56,1 à 77%). Les stérols
dans cette huile sont composés de β-sitostérol qui est le marqueur stérol, suivi par le
campestérol et le stigmastérol (Tableau 4). [24]
Tableau 3: Les acides gras essentiels dans l’huile des graines de figue de barbarie
Acide gras Nom
systématique Structure
Acide
linoléique
Acide (9Z,12Z)-
octadéca-9, 12-
diénoïque
14
alpha-
linolénique
acide
(9Z,12Z,15Z)-
octadéca-
9,12,15-
triénoïque
acide
arachidoniq
ue
acide
5Z,8Z,11Z,14Z-
éicosatétraènoiq
ue
Acide
palmitique
acide
hexadécanoïque
Acide
stéarique
acide
octadécanoïque
Acide
oléique
Acide cis-
octadéc-9-
énoïque
Tableau 4 : Les stérols contenant dans l’huile des graines de figue de barbarie
stérols Nom systématique structure
β-sitostérol
17-(5-éthyl-6-méthylheptan-
2-yl)-10,13-diméthyl-
2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-
dodécahydro-1H-
cyclopenta[a]phénanthrén-3-
ol
Campestérol
(3S,8S,9S,10R,13R,14S,17R)
-17-[(2R,5R)-5,6-
diméthylheptan-2-yl]-10,13-
diméthyl-
2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-
dodécahydro-1H-
cyclopenta[a]phénanthrène-3-ol
15
Stigmastérol
(3S,8S,9S,10R,13R,14S,17R)
-17-
[(E,2R,5S)-5-éthyl-6-
méthylhept-3-én-2-yl]-10,13-
diméthyl-
2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-
dodécahydro-1H-
cyclopenta[a]phénanthrén-3-ol
Une analyse élémentaire à partir des graines entières des figues de barbarie a été
menée à déterminer la composition chimique, le tableau ci-dessous regroupent les résultats
obtenus : [35]
Tableau 5 : Composition chimique des graines de figue de barbarie [35]
II.3. Utilisation de l’huile des graines de figue de barbarie
La graine peut être utilisée dans une vaste gamme de produits fabriqués à la maison, ou
dans des petites entreprises et même à l’échelle industrielle comme les confitures, gélatines,
sirops et comme huile de table à cause de sa teneur élevée en acides gras polyinsaturés [36].
L’huile obtenue à partir des graines de ce fruit peut être utilisée comme antioxydant.
Son activité anti oxydante renforce ses propriétés protectrices anti-pollution et anti-stress
solaire. Elle peut être utilisée de plus par l’industrie cosmétique, car elle a une exceptionnelle
richesse en acides gras essentiels dont l’acide linoléique, qui est idéal pour les peaux
desséchées car il favorise la reconstitution des lipides de la peau et il limite les pertes
hydriques tout en favorisant la fluidité membranaire. L’huile de figue de barbarie ralentit
donc le vieillissement cutané, antiride naturel, elle est cicatrisante, nourrissante,
raffermissante et hydratante [37].
Constituants Pourcentage
Eau 5-6 %
Huile 7-8.5 %
Minéraux (cendre) 1.3 %
Lignine 18%
Protéine 11-12%
Cellulose 30%
16
Chapitre III : Les Polyphénols, Structures et Activités
III.1. Introduction
Une des originalités majeures des végétaux réside dans leur capacité à produire des
substances naturelles très diversifiées. En effet, à côté des métabolites primaires classiques
(glucides, protides et lipides), les végétaux accumulent fréquemment des métabolites dits
« secondaires » dont la fonction physiologique n’est pas toujours évidente mais qui représente
une source importante de molécules utilisables par l’homme dans des domaines aussi
différents que la pharmacologie ou l’agroalimentaire. Les métabolites secondaires
appartiennent à des groupes chimiques très variés tels les alcaloïdes, les terpènes, les
composés phénoliques,… [38 ; 39]
III.2. Les composés phénoliques
Ces composés ont tous en commun la présence d’un ou de plusieurs cycles
benzéniques portant une ou plusieurs fonctions hydroxyles. La structure des composés
phénoliques varie depuis les molécules simples (acides phénoliques) vers les molécules les
plus hautement polymérisées (tanins condensés), avec plus de 8000 structures phénoliques
identifiées. [40]
Les polyphénols peuvent constituer des signaux de reconnaissance entre les plantes, ou
bien lui permettent de résister aux diverses agressions vis-à-vis des organismes pathogènes.
Ils participent de manière très efficace à la tolérance des végétaux à des stress variés, donc ces
composés jouent un rôle essentiel dans l'équilibre et l’adaptation de la plante au sein de son
milieu naturel. D'un point de vue thérapeutique, ces molécules constituent la base des
principes actifs que l'on trouve dans les plantes médicinales. [38]
Le tableau suivant regroupe les principales classes des composés phénoliques.
17
Tableau 6 : Les principales classes des composés phénoliques [41]
Squelette
carboné Classe Exemple Origine (exemple)
C6 Phénols simple Catéchol
C6-C3
Acides phénoliques
Acides
hydroxybenzoïques p-Hydroxybenzoïques Epices, fraise
Acides
hydroxycinnamique
Acide caféique, acide
férulique
Pomme de
terre,pomme
Coumarines Scopolétine, esculétine Citrus
C6-C2-
C6 Stilbènes Resvératrol Vigne
C6-C3-
C6
Flavonoïdes
Flavonols Kamphérol, quercétine
Fruits, légumes,
fleurs
Anthocyanes Cyanidine, pélargonidine
Fleurs, fruits rouges
Flavanols Catéchine, épicatéchine Pomme, raisin
Flavanones Naringénine Citrus
Isoflavonols Daidzéine Soja
(C6-C3)2 Lignanes Pinorésinol Pin
(C6-
C3)n Lignines Bois, noyau de fruits
(C15)n
Tanins
Tannins
hydrolysables Raisin rouge, kaki
Tannins condensés
Quelque structure des polyphénols :
Phénol simple
Figure 5 : Structure chimique du Catéchol
18
Acides phénoliques
Acides hydroxybenzoïques
Figure 6 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxybenzoïques
Acides hydroxycinnamique
Figure 7 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxycinnamique
Coumarines
Figure 8 : Structure chimique de l’Esculétine
Stilbènes
Figure 9 : Structure chimique de base des Stilbènes
HO
HO
HO
O
OH
acide gallique
HO
O
HO
acide salicylique
O
HO
Acide benzoïque
O
HO
acide cinnamique
OH
OH
O
HO
acide cafféique
O
Me
HO
O
OH
acide férulique
R1
R2
R3
R'2
R'3
R'1
19
Flavonoïdes
Figure 10 : Structure chimique de base des flavonoïdes
Figure 11 : Structures chimiques de différents types des flavonoïdes
Lignanes
Figure 12 : Structure chimique du Pinorésinol
O
1
2
2'
3'
4'
5'
6'
3
45
6
7
8
A C
B
20
Lignines
Figure 13 : Structure chimique d’une lignine
Tanins
Figure 14 : Structures chimiques de quelques tanins
III.3. Intérêts biologiques des polyphénols
Les polyphénols présentent plusieurs activités telles que l’activité antioxydante,
antivirale, anti-inflammatoire et anticancéreuse,… Ces activités sont attribuées en partie à la
capacité de ces composés à réduire les radicaux libres mais aussi à leur affinité pour une
grande variété de protéines dont certains enzymes et récepteurs.
Les différentes activités biologiques sont résumées dans le tableau ci-dessous :
21
Tableau 7 : Activités biologiques des composés phénoliques [42]
Polyphénols Activités
Acides Phénoliques
Antibactériennes
Antifongiques
Antioxydantes
Coumarines Vasoprotectrices et antioedémateuses
Flavonoïdes
Anti tumorales
Anti carcinogènes
Anti-inflammatoires
Hypotenseurs et diurétiques
Antioxydantes
Anthocyanes Protectrices capillaro-veineux
Proanthocyanidines
Effets stabilisants sur le collagène
Antioxydantes
Antitumorales
Antifongiques
Anti-inflammatoires
Tannins Antioxydantes
De nos jours, les propriétés antioxydantes ou anti-inflammatoires des polyphénols
participent à la prévention de diverses pathologies impliquant le stress oxydant et le
vieillissement cellulaire, les maladies cardiovasculaires ou dégénératives, l’ostéoporose. [38 ;
43 ; 44 ; 45]
III.4. Activité antioxydante
Il existe un intérêt croissant vis-à-vis la chimie des radicaux libres. Ce n’est pas
seulement dû à leur rôle dans des phénomènes aigus tels que le traumatisme ou l’ischémie,
mais aussi à leur implication dans de nombreuses pathologies chroniques associées au
vieillissement tels que le cancer, les maladies cardiovasculaires et inflammatoires et la
dégénérescence du système immunitaire. [46]
22
Les antioxydants
Un antioxydant est défini comme étant toute substance qui peut retarder ou empêcher
l’oxydation [47], ce sont des composés qui réagissent avec les radicaux libres et les rendent
ainsi inoffensifs [48].
D'un point de vue chimique, un antioxydant n'est qu'un composé réducteur ; il va donc
pouvoir réagir avec un oxydant pour le neutraliser.
Les antioxydants naturels
Plusieurs substances peuvent agir en tant qu'un antioxydant in vivo. Elles incluent le
bêta carotène, l'albumine, l'acide urique, les œstrogènes, les polyamines, les flavonoïdes,
l'acide ascorbique, les composés phénoliques, la vitamine E…etc [49]
Parmi les antioxydants naturels, les composés phénoliques, et plus particulièrement les
acides phénoliques et les flavonoïdes, suscitent un intérêt grandissant. Ce sont des composés,
naturels, qui permettent de ralentir le phénomène d’oxydation qui favorise le vieillissement
cellulaire en interrompant le passage du stress oxydatif et interceptant le « message » de
l’apoptose (mort cellulaire programmé). [38]
Les différents constituants végétaux de notre ration alimentaire quotidienne sont
généralement riches en polyphénols à forte activité antioxydante et selon les habitudes
alimentaires, nous pouvons en ingérer 100 mg par jour. Cela est particulièrement vrai dans les
régimes dits « méditerranéens » où la consommation de fruits, de légumes, céréales et huiles
est importante. [50]
III.5. Le stress oxydatif
Le stress oxydatif est défini comme étant un déséquilibre entre la génération des
espèces réactives de l’oxygène et la capacité du corps à neutraliser et à réparer les dommages
oxydatifs. [51]
Ce déséquilibre peut avoir diverses origines, telle que l’exposition aux radiations
ionisantes (exposition importante au soleil, radioactivité artificielle ou naturelle), la pollution,
le contact avec certains pesticides et solvants, la consommation de tabac et d’alcool, la prise
de certains médicaments, la pratique du sport intensif … [52 ; 53]
23
Figure 15 : Déséquilibre de la balance entre antioxydants et pro-oxydants
Dans les circonstances normales, on dit que la balance antioxydants / pro-oxydants est
en équilibre. Si ce n'est pas le cas, et on a une surproduction énorme des radicaux, cela
implique une pro-oxydation qui provoque le «stress oxydant». [54]
Les radicaux libres
Un radical libre est défini comme toute molécule possédant un ou plusieurs électrons
non appariés [55]. Les radicaux libres peuvent être considérés comme des déchets du
métabolisme cellulaire. Ce sont des atomes et des molécules dotés d'une forte énergie et qui,
avant d'être neutralisés détruisent ce qu'ils rencontrent. Ils sont produits dans toutes les
cellules de l'organisme tout à fait normalement. L'organisme sait cependant se défendre contre
eux, grâce aux enzymes antioxydantes contenues dans nos cellules. Ces enzymes sont aidées
dans leur action antiradicalaire par la vitamine E, C,… [56]
Différents types des radicaux libres
Parmi toutes les espèces réactives oxygénées (ERO), on peut citer les radicaux
primaires à savoir : l’anion superoxyde (O2•-), le radical hydroxyle (•OH), le monoxyde
d'azote (NO•), le radical peroxyle (ROO•) et le radical alkoxyle (RO•). Les autres radicaux,
dits secondaires tels que l’oxygène singulet O2, le peroxyde d’hydrogène (H2O2) et le
nitroperoxyde (ONOOH), se forment par réaction de ces radicaux primaires sur les composés
biochimiques de la cellule. [57]
Conséquences du stress oxydatif
Le principal danger des radicaux libres vient des dommages qu’ils peuvent provoquer
lorsqu’ils réagissent avec des composants cellulaires importants, tels que l’ADN, les lipides,
les protéines…etc. Cette oxydation provoque des dommages sur tout l’organisme et
accélérant le vieillissement (maladies cardiovasculaires et neuro-dégénératives, cancer,
diabète…). [58]
Antioxydants
Pro-oxydants
24
Partie Expérimentale
25
Chapitre I : Matériel et méthodes
I.1. Matériel végétal (Méthode d’obtention des graines de figue de barbarie)
Afin d’obtenir les graines, nous avons épluché le fruit pour récupérer la pulpe, laquelle
est parsemée de plusieurs petites graines qui sont empilées de façon assez régulière. La
cohésion entre les graines est assurée par le mucilage et les fibres contenus dans la pulpe. Afin
d’isoler ces graines, nous avons mixé la pulpe pendant cinq minutes. Après, les graines sont
facilement séparées du jus. Nous avons lavé les graines obtenues avec l’eau et les enveloppés
dans un papier absorbant pendant quelques heures, à l’abri de la lumière en changeant le
papier filtre à chaque mouillage du papier. [11]
Les graines ainsi récupérées doivent être très dures,
de forme plate, plus au moins réniformes ou
lenticulaires. Elles vont être broyées en utilisant un
mixeur pour avoir une poudre.
I.2. Méthodes d’extraction des huiles
L’obtention des huiles à partir des substances naturelles se fait par différentes
techniques d’extraction, qui consistent à retirer une ou plusieurs espèces chimiques d’un
milieu solide ou liquide. Le procédé de l’extraction repose sur les différences de solubilité des
composés d’un mélange dans un solvant.
Il existe plusieurs techniques d’extraction, parmi ces dernières nous pouvons mentionner
les deux types utilisés lors de la partie expérimentation pour une extraction solide-liquide.
a. Extraction par SOXHLET
L’extraction par Soxhlet est une méthode simple et convenable permettant de répéter
infiniment le cycle d’extraction avec un solvant frais jusqu'à épuisement complet du soluté
dans la matière première. [59]
Le schéma d’un appareil Soxhlet est représenté sur la figure 17, il est composé d'une
colonne en verre, dans laquelle est placée une cartouche en papier-filtre épais, d’une matière
Figure 16 : Poudre des graines de figue de barbarie
26
pénétrable pour le solvant, d'un tube siphon et d'un tube de distillation. Dans le montage,
l'extracteur est placé sur un ballon contenant le solvant d'extraction. Le ballon est chauffé afin
de pouvoir faire bouillir son contenu. La cartouche contenant le solide à extraire est insérée
dans l'extracteur, au-dessus duquel est placé un réfrigérant servant à liquéfier les vapeurs du
solvant.
Figure 17 : Montage d’un extracteur de Soxhlet
Mode opératoire
Lors de cette manipulation, les étapes suivantes sont à distinguer :
- Pesons une masse de poudre puis remplir la cartouche, fermons avec un bouchon ensuite
plaçons la cartouche dans la colonne en verre et remplissons le ballon avec le solvant ;
- Mettons en marche le chauffe ballon ;
- Ouvrons le robinet d’eau passant dans le réfrigérant;
- Le solvant est porté à ébullition, les vapeurs de solvant se condensent dans le réfrigérant ;
- Les gouttelettes de solvant s’écoulent dans le récipient du Soxhlet et entrent en contact avec
la poudre ;
- Quand le solvant condensé atteint son plus haut niveau, il retourne par le siphon ;
- La condensation se poursuit jusqu’à épuisement de la matière végétale.
1. Agitateur magnétique
2. Ballon à col rodé
3. Retour de distillation (tube d'adduction)
4. Colonne en verre
5. Cartouche en papier-filtre
6. Haut du siphon
7. Sortie du siphon
8. Adaptateur d'expansion
9. Condensateur (réfrigérant)
10. Entrée de l'eau de refroidissement
11. Sortie de l'eau de refroidissement
27
La séparation du solvant de l’extrait est faite à l’aide d’un rotavapor. Dans cet appareil, on
réalise une évaporation sous vide en utilisant une
trompe à eau. Pendant l’évaporation, le ballon est
mis en rotation et plongé dans un bain d’huile de
silicone chauffé. L’appareil est muni d’un réfrigérant
avec un ballon-collecteur de condensat. La rotation
du ballon crée une surface d’échange plus grande et
renouvelée permettant donc d’effectuer une
évaporation rapide (Figure 18).
Figure 18 : Photo de l’appareil Rotavapor
Calcul du rendement
Le rendement en huile est défini comme étant le rapport entre la masse d’huile obtenue
et la masse de la matière végétale sèche.
100
Où m : Masse en gramme de l’huile obtenue.
m0 : Masse de la matière végétale sèche.
b. Macération
La macération est un procédé discontinu qui consiste à laisser tremper le solide dans
un solvant à température ambiante, pour en extraire les constituants solubles; après filtration,
le résidu peut être remis dans le récipient d’extraction avec une nouvelle potion de solvant.
Au besoin, le processus est répété plusieurs fois mais il n’est pas toujours efficace. La quantité
de solvant nécessaire est environ dix à vingt fois la masse de l’échantillon traité. [60]
Mode opératoire
- Nous mettons une masse de poudre des graines de figue de
barbarie dans un erlenmeyer que nous remplissons avec un
volume de solvant (un mélange de solvant).
- L’échantillon est laissé se macérer pendant quelques heures à
température ambiante avec une agitation.
Figure 19 : Photo d’un montage de macération
28
- A la fin, la solution va subir une filtration sous vide afin d'obtenir une solution limpide et
une évaporation pour avoir un extrait.
Calcul du rendement
Le rendement est défini comme étant le rapport entre la masse d’extrait obtenu et la
masse de la matière végétale sèche (poudre).
100
Où m : Masse en gramme de l’extrait obtenu.
m0 : Masse de la matière végétale sèche.
I.3. Propriétés chimiques et physiques de l’huile : [61]
Le calcul de ces indices permet de faire quelques estimations sur les masses
moléculaires moyennes des acides gras et des triglycérides déterminés par l’indice de
saponification, sur le nombre des insaturations par la mesure de l’indice d’iode et sur la teneur
en acides gras libres par la détermination de l’indice d’acide et également déterminer la teneur
de l’huile en matières insaponifiables et quelques caractéristiques physiques telles que l’indice
de réfraction et la densité.
a- Indice d’acide
C’est la masse de potasse, exprimée en milligramme, nécessaire pour
neutraliser l’acidité libre contenue dans un gramme de corps gras.
Principe
Le principe de la détermination de l’acidité d’une huile consiste en un dosage acido-
basique correspondant à la neutralisation dont le schéma réactionnel est le suivant :
R-COOH + KOH RCOOK + H2O
(Acide gras) (Base) (Savon) (Eau)
Mode opératoire
L’acidité est déterminée par la méthode titrimétrique en utilisant une solution
d’hydroxyde de potassium éthanolique.
Schéma 1 : Réaction de neutralisation acido-basique
29
CH2OCOR1 R1COOK CH2OH
CHOCOR2 + 3 KOH R2COOK + CHOH
CH2OCOR3 R3COOK CH2OH
Dans un erlenmeyer, nous avons pesé une masse environ 0,4 g d’huile et versé
successivement 10 ml d’éthanol (96%), 10 ml de cyclohexane et 2 gouttes de
phénolphtaléine (1g 100 ml d’éthanol). Nous avons agité avec un agitateur magnétique
jusqu’à dissolution; ensuite nous avons réalisé un dosage avec une solution de potasse
alcoolique à 0,01 M jusqu’à l’apparition d’une coloration rose persistante.
Expression des résultats
Le calcul de cette valeur est comme suit :
IA=
avec mb= C.V.M
mh: masse de l’huile ; mb: masse du potasse ;
C: concentration du KOH ; V: volume de KOH au point équivalent ; M: masse molaire du KOH.
b- Indice de saponification
Il correspond à la masse de potasse en mg nécessaire pour neutraliser les acides gras
libres et pour saponifier les acides gras combinés dans un gramme de corps gras.
Principe
Triacylglycérol sels d’acide gras glycerol
Schéma 2 : Réaction de saponification des Triacylglycérols
Mode opératoire
Les corps gras étant insolubles dans l'eau, il faut les dissoudre dans un solvant organique
approprié. Nous avons commencé par peser une masse connue et voisine de 4 g dans un
bécher. Nous avons ajouté 100 ml de solvant constitué de 50 ml d'éthanol et 50 ml de
cyclohexane et agité pour dissoudre le corps gras. Dans un bécher, nous avons introduit 10 ml
de cette solution puis ajouté 25 ml de potasse alcoolique de concentration 0,5 mol/l et mis au
bain marie bouillant pendant 45 à 60 minutes.
30
Nous avons ensuite ajouté 2 à 3 gouttes de phénolphtaléine et dosé l'excès de potasse par
l'acide chlorhydrique à une concentration de 0,5 mol/L en agitant jusqu'à la disparition de la
coloration de la phénolphtaléine. Nous avons effectué dans les mêmes conditions un essai à
blanc.
Expression des résultats
IS= ( )
VT : volume à blanc ; VE : volume de l’échantillon ;
CHCl : concentration de HCl ; MKOH : masse molaire du KOH ; mh : masse de l’huile.
c- Indice d'estérification
C'est la quantité en mg de KOH nécessaire pour saponifier 1 g d'huile dépourvue d'acide gras
IE = IS – IA
IE : Indice d'estérification
IS : Indice de saponification
IA : Indice d’acide
d- Indice de peroxyde
L’indice de peroxyde d’un corps gras est le nombre de milliéquivalent d’oxygène
contenu dans un kilogramme de produit qui permet d’oxyder l’iodure de potassium avec
libération d’iode. [62]
Principe
Ce principe repose sur le traitement du corps gras en solution dans de l’acide acétique et
du chloroforme par une solution d’iodure de potassium, suivi d’un titrage de l’iode libéré par
une solution titrée de thiosulfate de sodium.
Mode opératoire
Dans un erlenmeyer de 100 ml, nous avons fait passer de l’azote pur et sec pendant
environ 10 minutes et fermé l’erlenmeyer immédiatement. Ensuite, nous avons pesé
exactement 2 g du corps gras, ajouté 25 ml d’un mélange de 10 ml de chloroforme et de 15 ml
d’acide acétique privé d’oxygène; et dissous le tout en agitant. Après dissolution, nous avons
ajouté 1 ml d’iodure de potassium, agité et abandonné au placard 5minutes puis ajouté
rapidement environ 75 ml d’eau pour arrêter la réaction.
31
Nous avons ajouté l’indicateur et titré immédiatement avec le thiosulfate de sodium
jusqu’à disparition de la coloration violette. Nous avons aussi effectué un essai à blanc.
Expression des résultats
Ip= 5(VE-Vb)
VE : volume de l’échantillon
Vb : volume à blanc
e- Indice d’iode
L’indice d’iode est la masse de diode (I2) exprimée en gramme capable de se fixer sur
les insaturations des acides gras de 100g de matière grasse. [63]
Principe
Expérimentalement, nous pouvons déterminer l'indice d'iode par la méthode de Wijs ;
ce réactif s'additionne quantitativement sur les insaturations selon la réaction :
R-CH=CH-R’ + ICl R-CHI-CHCl-R’
Schéma 3 : Réaction d'addition électrophile d'un dihalogène sur un alcène
Le réactif de Wijs qui n'est pas fixé sur les doubles liaisons, c'est-à-dire en
excès, est détruit lors de l'addition d'une solution d'iodure de potassium pour former le
diode. Le I2 formé est alors titré par une solution de concentration connue de
thiosulfate de sodium.
Mode opératoire
Dans un erlenmeyer, nous avons introduit une masse d’huile environ 0,15 g,
puis ajouté dans l’ordre : 25 ml de cyclohexane, 10 ml de réactif de WIJS 0,1 M (ICl
dans l’acide acétique).
Le mélange obtenu est bouché, agité et placé à l’obscurité pendant 45 minutes.
Nous avons ajouté 100 ml d’eau distillée et 15 ml d’iodure de potassium et agité à
l’obscurité pendant quelques minutes. Ensuite, nous avons titré avec le thiosulfate de
sodium (0,1 M) jusqu’à ce que la coloration devienne pâle, ajouté 1 ml d’empois
d’amidon et continué le dosage jusqu’à ce que la coloration bleue disparaisse. Nous
avons effectué dans les mêmes conditions un essai à blanc.
32
Expression des résultats
II = ( )
Cso4 : concentration de thiosulfate ; VE1 : volume à blanc ; VE2 : volume de l’échantillon ;
MI2 : masse molaire d’I2 ; m : masse exacte d’huile.
f- Indice de réfraction : [64]
La mesure de l’indice de réfraction consiste à déterminer le rapport entre le sinus de
l’angle d’incidence et le sinus de l’angle de réfraction d’un rayon lumineux de longueur
d’onde déterminée passant de l’air dans l’huile à une température constante (souvent 20°C),
en utilisant un réfractomètre par lecture directe.
Principe
Le réfractomètre est conçu pour donner par lecture directe l’indice de réfraction et ceci
après l’avoir étalonné par l’eau distillée à la même température.
Mode opératoire
Nous avons dirigé le réfractomètre vers la lumière, ouvert et orienté convenablement
le volet d’éclairage de l’échelle des indices. Nous avons réglé le tirage des oculaires pour
avoir une vision nette du réticule et de l’échelle de lecture, relevé le prisme mobile d’éclairage
et nettoyé soigneusement les deux faces. Nous avons déposé 2 à 3 gouttes de liquide à l’aide
d’une pipette sur la face horizontale du prisme de référence et rabattre doucement le prisme
mobile. En regardant dans l’oculaire, nous avons agi sur le bouton moleté de droite de façon à
amener dans le champ de vision la limite de séparation des deux zones (claire et obscure).
Nous avons agi sur le bouton moleté de gauche pour rendre nette cette ligne de séparation et
ajusté cette ligne à l’intersection du réticule par action sur le bouton moleté de droite. En
regardant dans l’oculaire, nous avons lu la valeur de l’indice de réfraction ηDT °C
.
g- Densité : [64]
La densité consiste à déterminer le rapport de la masse d’un volume donné d’huile et
la masse d’un volume égal d’eau distillée à la même température.
Généralement, la mesure de la densité est déterminée à l’aide d’un pycnomètre.
33
I.4. Quantification des composés phénoliques
Les métabolites secondaires constituent une large gamme de molécules végétales, dont
leur nature chimique et teneur sont extrêmement variables d’une espèce à une autre. Cette
analyse permet d’avoir une estimation sur la teneur en phénols de chaque échantillon.
I.4.1. Dosage des polyphénols totaux
Principe
Plusieurs méthodes analytiques peuvent être utilisées pour la quantification des
phénols totaux. L’analyse par le réactif de Folin Ciocalteu est la plus utilisée. Ce réactif
est constitué par un mélange d’acide phosphotungstique (H3PW12O40) et
phosphomolibdique (H3PMo12O40), il est réduit par les phénols en un mélange d’oxydes
bleus de tungstène (W8O23) et de molybdène (Mo8O23). Cette coloration bleue dont
l’intensité est proportionnelle aux taux de composés phénoliques présents dans le milieu
donne un maximum d’absorption à 760 nm. [65]
Mode opératoire
Nous mettons 0,5 ml de chaque extrait dans des tubes à essais, ajoutons 1,5 ml
de réactif de Folin-Ciocalteu 10 fois dilué dans H2O distillée (1ml de Folin dans 9ml
d’eau); agitons vigoureusement puis laissons pendant 5 minutes d’incubation avant
d’ajouter 1,5 ml de carbonate de sodium à 6 %. Après 1 heure d’incubation à
température ambiante et à l’abri de la lumière, nous avons lu les absorbances à partir
du spectrophotomètre UV-visible à 760 nm, toutes les mesures sont répétées 3 fois.
[66]
La courbe d’étalonnage est effectuée par l’acide gallique à des différentes
concentrations, en suivant les mêmes étapes du dosage. Le blanc est représenté en
remplaçant le volume d’acide gallique par l’eau distillée additionné du Folin-Ciocalteu et
de carbonate de sodium.
Expression des résultats : [11]
La quantité des polyphénols totaux contenus dans les extraits est calculée en se
référant à la courbe d’étalonnage obtenue et en utilisant l’équation suivante :
34
T=
T : Teneur en polyphénols (mg équivalent acide gallique / g de matière sèche) ;
C : Concentration d’extrait équivalente à l’acide gallique (mg/ml) ;
m : Masse de la matière sèche (g) ;
V : Volume de l’extrait (ml).
I.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux
L’estimation de la teneur en flavonoïdes totaux contenus dans des extraits est
réalisable en utilisant la méthode de Bahorun. [67]
Principe : [65]
Les flavonoïdes possèdent un groupement hydroxyle (OH) libre, en position 5 qui est
susceptible de donner avec le groupement CO, un complexe coloré avec le chlorure
d’aluminium. Les flavonoïdes forment des complexes jaunâtres par chélation des métaux
(fer et aluminium). Ceci traduit le fait que le métal (Al) perd deux électrons pour s’unir à
deux atomes d'oxygène de la molécule phénolique agissant comme donneur d’électrons.
Mode opératoire
Au début, nous avons mis 1 ml de chaque extrait dans un tube à essai; puis
ajouté 1 ml de solution méthanolique de chlorure d’aluminium à 2 % ; nous avons
laissé incuber 10 min à température ambiante puis avons lu les absorbances à partir du
spectrophotomètre UV-visible à 430 nm. Nous avons effectué la même opération pour
la quercétine à différentes concentrations en introduisant 1 ml de ces dernières dans
une série de tubes et ajout de 1 ml d’AlCl3.
Le blanc est représenté par 1 ml d’eau additionné à AlCl3, toutes les opérations
sont réalisées en triplicata.
Expression des résultats : [11]
Les concentrations des flavonoïdes contenus dans les extraits sont calculées en
se référant à la courbe d’étalonnage obtenue en utilisant la quercétine comme standard,
et l’équation suivante :
35
T’=
T’: Teneur en flavonoïdes (mg équivalent en quercétine / 100 g de matière sèche) ;
C : Concentration d’extrait équivalente en quercétine (mg/ml) ;
m : Masse de la matière sèche (g) ;
V : Volume de l’extrait (ml).
I.5. Analyse des acides gras
Les corps gras naturels sont constitués essentiellement par des triglycérides, triesters
d’acides gras et du glycérol accompagnés en petites quantités de diglycérides, de
monoglycérides, et de phospholipides. Dans cette partie, nous nous intéresserons à déterminer
la composition de l’huile des graines de figues de barbarie en acides gras.
I.5.1. Revue de la littérature
Les acides gras (AG) n’existent pratiquement pas à l’état libre dans les cellules et les
tissus, mais combinés sous forme d’esters. Ce sont des acides organiques à longue chaîne,
généralement à nombre pair d’atomes de carbone, possédant une seule fonction carboxylique
et une chaîne carbonée (queue), leurs propriétés d’insolubilité dans l’eau et leur consistance
graisseuse ou huileuse.
Ces acides gras, généralement non ramifiés, diffèrent entre eux par la longueur de leur
chaîne, la présence, le nombre et la position de leurs doubles liaisons. Nous observons une
prédominance très marquée des acides de 16 à 18 atomes de carbone dans le règne végétal. La
double liaison, lorsqu’ elle existe, est plus généralement de configuration cis. La plupart des
organismes vivants sont capables de synthétiser des AG mono-insaturés par désaturation des
AG saturés correspondants. [68]
On distingue 3 classes qui se différencient par leur degré d'insaturation : les acides gras
saturés, mono insaturés et polyinsaturés.
Figure 20 : Classes d’acides gras
36
Les AG poly-insaturés sont intéressants sur le plan nutritionnel. Certains d’entre eux
jouent un rôle vital dans la cellule, d’où leur dénomination d’acides gras essentiels (AGE) : il
s’agit des acides linoléiques (série n-6) et -linolénique (série n-3) et arachidonique et de leurs
dérivés supérieurs. Ces AGE doivent être apportés par l’alimentation car ils ne sont pas
synthétisés par l’organisme humain; un manque de ces acides gras essentiels chez les jeunes
entraîne un retard de croissance et des troubles cutanés [69]. Ceci explique l’intérêt croissant
des AGE en pharmacologie et en agroalimentaire.
I.5.2. Méthode d’analyse des acides gras
Les acides gras étant les constituants essentiels des triglycérides, c'est par leur connaissance
que l'analyste peut déterminer les caractéristiques d'identité des corps gras selon:
la présence ou non de certains acides gras.
les proportions des acides gras entre eux.
Les acides gras ne sont généralement analysés qu’après leur transformation en leurs
esters méthyliques, qui sont plus volatils. Les méthodes d'estérification sont nombreuses. Le
choix s'effectuera en fonction des acides gras à analyser : présence d'acides gras libres,
d'acides gras à chaîne courte, acides gras à fonction alcools ou acides.
La plupart des méthodes d'estérification se réalise en présence d'un excès d’alcool. Il
est possible d'utiliser l'alcool méthylique, éthylique, propylique, isopropylique, ou encore
butylique, de façon à former des esters ayant des températures d'ébullition moins élevées.
L'alcool le plus généralement utilisé étant le méthanol, on parle des esters méthyliques
d'acides gras.
I.5.3. Transformation des acides gras en esters méthyliques : [70]
L’estérification par le méthanol est faite en transformant les triesters du glycérol qui
constituent le corps gras en des monoesters du méthanol ayant des points d'ébullition moins
élevés. On cite les deux méthodes les plus utilisées :
Estérification par le méthanol en présence de trifluorure de bore
L’estérification est réalisée en ajoutant par le haut de réfrigérant 25ml d’une solution
méthanolique à 20 % de fluorure de bore BF3 dans un ballon contenant déjà une masse de 1g
d’huile.
37
Le mélange est maintenu encore à reflux pendant 2 minutes. Après refroidissement, on
ajoute un volume d’eau égal au volume de solution méthanolique de trifluorure de bore.
Après décantation, les esters méthyliques sont récupérés par une extraction liquide-
liquide en utilisant l’hexane (3 fois 20 ml d’hexane). La phase organique est lavée plusieurs
fois par de l’eau distillée jusqu’à la neutralisation. Après, nous avons procédé à un séchage
sur sulfate de sodium anhydre, le solvant est filtré puis évaporé sous pression réduite.
Estérification par le méthanol en présence d’un acide fort
Au début, nous pesons 5g d’acide gras dans un ballon de 100 ml puis ajoutons 50 ml
de méthanol sulfurique (Méthanol contenant environ 1 % en volume d’acide sulfurique
obtenu en ajoutant lentement et en agitant l’acide sulfurique dans le méthanol) ; ensuite,
portons à ébullition sous réfrigérant à reflux pendant 25 mn. L’extraction des esters est faite
par le chloroforme ou l’hexane, comme il a été indiqué précédemment.
Les esters méthyliques d'acides gras ainsi obtenus sont repris dans l’hexane et
conservés au réfrigérateur jusqu’à leur analyse par chromatographie en phase gazeuse (CPG).
38
Chapitre II : Résultats et discussion
II.1. Extraction Soxhlet
L’extraction a été réalisée avec un volume de 380 ml de cyclohexane
pendant 6 heures sur une masse de 42 g de poudre des graines de figue de
barbarie (récolté dans la région de Relizane). A la fin de l’extraction, le solvant
est évaporé dans un évaporateur rotatif sous vide.
L’huile obtenue de masse 2,53 g est de couleur jaune et
d’odeur caractéristique, elle est récupérée dans un flacon, bien
fermé et conservé dans un congélateur à une température de
-18 °C.
Le rendement en huile est défini comme étant le rapport entre la masse d’huile obtenue et la
masse de la matière végétale sèche.
R= 6,02 %
On remarque l’obtention d’un rendement faible et c’est pour cette raison que c’est l’huile la
plus chèrement vendue. On a besoin d’une grande quantité de graines pour pouvoir extraire un
volume remarquable d’huile.
II.2. Propriétés chimiques et physiques de l’huile
Les huiles occupent une place considérable sur les marchés de la pharmacie, de
l’industrie cosmétique ainsi que dans de nombreux secteurs de l’industrie agroalimentaire.
Pour le contrôle de leur qualité, on prescrit la détermination d’un certain nombre de
constantes physiques : densité et indice de réfraction, ainsi qu’une étude chimique qui
concerne la détermination des indices : d’acide, de peroxyde, d’iode, de saponification et
d’estérification.
Figure 21 : Photo d’un montage Soxhlet Figure 22 : Photo de l’huile des
graines de figue de barbarie
39
a) Indice d’acide
Pour déterminer l’indice d’acide, nous avons procédé à un dosage
d’une solution contenant l’huile, le cyclohexane et l’éthanol par du KOH
jusqu’à l’apparition d’une coloration rose persistance [71].
La valeur obtenue pour l’indice d’acide de notre huile est 2,66 mg
KOH/g. Plus cet indice est élevé, plus le taux d’acides libres est important.
Une bonne huile possède un faible taux d’acidité qui contribue à lui donner
une forte stabilité face à l’oxydation.
b) Indice de saponification
Pour déterminer l’indice de saponification, nous avons fait réagir une solution
d’huile avec un excès de KOH qui est dosé par la suite avec du HCl. L’indice de
saponification nous informe sur la longueur de la chaîne carbonée des
acides gras qui constituent les triglycérides (fraction majoritaire d’un
corps gras) ; il est d’autant plus élevé que la chaine des acides gras est
courte.
La détermination de l’indice de saponification de notre huile a
donné la valeur égale à 113,1 mg KOH/g d'huile ; en comparant avec
d’autres huiles, on a obtenu une valeur plus ou moins inférieur à celles
trouvées dans le tableau, cela montre que notre huile contient des acides
gras de moyenne et de longue chaîne hydrocarbonées.
Tableau 8 : Les indices de saponification des principaux corps gras [72]
Corps gras L’huile de
colza
L’huile
d’olive
L’huile de
tournesol
L’huile de
soja
Graisse de
palme
Indice de
saponification (mg
KOH/g d’huile)
168-181 185-196 188-193 188-195 195-205
Figure 23 : Photo d’un dosage
acido-basique
Figure 24 : Photo d’un bain
marie bouillant
40
c) Indice d'estérification
Des deux indices précédents nous pourrons déduire l’indice d’ester de cette
huile qui est égale à 110,44 mg KOH/g. L’indice d’ester est normalement élevé,
puisqu’il indique la teneur en triglycérides. [71]
Le tableau suivant représente les valeurs des indices d’ester de certaines huiles
végétales étudiées en bibliographie.
Tableau 9 : Les indices d’ester de certaines huiles végétales
Corps gras Huile d’Argania
spinosa Huile d’Olive
Huile d’Aloysia
triphylla
Indice d’ester (mg KOH/g) 192,45 180 84,15
Référence bibliographique [73] [74] [75]
Nous avons constaté que notre huile se trouve entre l’huile d’Olive et celle
d’Aloysia triphylla. Cet indice est utilisé pour évaluer la masse molaire moyenne des
esters présents et déduire donc la longueur moyenne des chaines des acides gras. Notre
résultat vient de confirmer le résultat obtenu à partir de l’indice de saponification qui
nous montre que les acides gras que renferme notre huile sont de longues chaines.
d) Indice de peroxyde
L’indice de peroxyde est un critère de qualité, il permet de voir l’état d’oxydation
des huiles et de contrôler les premières étapes de l’altération oxydative. [76]
Pour déterminer cet indice, nous avons
traité la solution de l’huile par l’iodure de
potassium ; l’iode libéré est titré ensuite avec le
thiosulfate de sodium.
La valeur obtenue pour l’indice de peroxyde de notre huile est 1,5 meq
d’O2/kg, cette valeur est inférieure à 10 ce qui montre que l’huile obtenue n’a pas été
trop altérée par l’oxydation.
Figure 25 : Photo de la solution avant
l’incubation
Figure 26 : Photo de la solution après
dosage
41
e) Indice d’iode
Pour déterminer cet indice, nous avons préparé une solution d’huile dans le
cyclohexane et le réactif de Wijs (ICl dans l’acide acétique). Après un certain moment
d’agitation, nous avons ajouté l’eau distillée et l’iodure de potassium, ensuite nous
avons procédé au dosage avec du thiosulfate de sodium.
Cet indice détermine le degré d’insaturation des acides gras d’une huile. Pour
notre huile, nous avons obtenu la valeur de 145,1 g I2/100 g d'huile. Cette valeur est
élevée, ce qui nous indique que notre huile contient surtout des acides gras insaturés.
f) Indice de réfraction
L’indice de réfraction est particulièrement utile car il nous renseigne sur l’état
de dégradation d’une huile. En effet, la présence d’acides gras libres abaisse fortement
l’indice de réfraction [71]. La mesure de l’indice de réfraction a été faite à une
température de 22,7 °C avec un réfractomètre par lecture directe.
La valeur lue est la suivante : ηD 22,7 c
= 1,4705
Figure 27 : Les différentes étapes de détermination d’indice d’iode
Figure 28 : Photo de réfractomètre utilisé
42
g) Densité
C’est une grandeur physique qui caractérise les corps liquides par unité de volume.
Elle permet le contrôle de la pureté de l’huile extraite. Sa mesure à donner la valeur de 0,877.
Cette valeur est proche des valeurs des huiles pures trouvées dans la littérature, donc on peut
conclure que notre huile est pure.
II.3. Rendements des extractions
Afin d’optimiser le rendement, nous avons procédé à plusieurs essais d’extractions en
changeant à chaque fois un paramètre et en utilisant les modes opératoires des deux
extractions décrits dans le chapitre « Matériel et Méthodes ».
II.3.1. Changement du mode d’extraction
Tableau 10 : Rendements des extraits en changeant le mode d’extraction
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Masse de
l’extrait
obtenu
Rendement
1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%
Eau 6 h 0,24 g 3%
2 Macération 8 g 50%EtOH + 50%
Eau 6 h 0,19 g 2,37%
L’extraction par macération de la poudre des graines d’Opuntia ficus-indica dans un
mélange de solvant (EtOH, Eau) a permis d’obtenir un résidu d’extrait sec de couleur jaune
avec un rendement de 2,37 % (m/m) ; en comparant avec l’extraction faite par Soxhlet dans
les mêmes conditions, nous avons obtenus 3%. Pour cela nous pouvons conclure que
l’extraction à chaud est meilleure que celle à froid.
43
II.3.2. Changement de pourcentage de solvant
Tableau 11 : Rendements des extraits en variant le pourcentage de solvant
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Masse de
l’extrait
obtenu
Rendement
3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 0,13 g 6,5%
4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%
Eau 2 h 0,22 g 11%
5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%
Eau 2 h 0,16 g 8%
6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 2 h 0,20 g 10%
7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 0,10 g 5 %
Vu les rendements obtenus lors de l’utilisation soit d’un alcool (extrait 3) soit
de l’eau (extrait 7) comme solvant, l’éthanol a donné un rendement légèrement
supérieur à celui de l’eau.
Aussi, en faisant varier le pourcentage de solvant, la valeur la plus élevée est
obtenue par le mélange (80% EtOH + 20% Eau) avec un pourcentage de 11%. Pour
50% d’éthanol nous avons obtenu une valeur de 10% et la valeur la plus basse était
pour le mélange (70% EtOH + 30% Eau) avec un rendement de 8%.
De cela nous pouvons dire que :
- Le solvant hydro alcoolique est meilleur.
- les meilleurs pourcentages de solvant sont 80 et 50% d’EtOH, c’est possible
de choisir celui de 50% d’éthanol puisqu’on a eu pratiquement le même rendement.
II.3.3. Changement de temps d’extraction
Tableau 12 : Rendements des extraits en variant le temps d’extraction
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Masse de
l’extrait
obtenu
Rendement
8 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 1h 0,04 g 2 %
44
6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 2 h 0,20 g 10%
9 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 4 h 0,21 g 10,5%
Dans cette partie, nous avons procédé à un changement du temps d’extraction
en gardant les autres paramètres constants. La valeur la plus élevée était pour 4 heures
d’extraction ; mais en dépassant les 2 heures d’extraction il n’y’a pas eu un grand
changement dans le rendement ; donc pour 2 h d’extraction, c’est largement suffisant
pour avoir un rendement appréciable.
II.3.4. Changement de solvant
Tableau 13 : Rendements des extraits en changeant le solvant
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Masse de
l’extrait
obtenu
Rendement
4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%
Eau 2 h 0,22 g 11%
10 Macération 2 g 80% MeOH + 20%
Eau 2 h 0,19 g 9,5%
Dans la dernière étape, nous avons changé carrément le solvant, en utilisant le
méthanol au lieu de l’éthanol. Nous avons obtenu un rendement supérieur lors de
l’utilisation de l’éthanol avec un rendement de 11 % en comparaison avec celui du
méthanol qui est 9,5 %.
II.4. Quantification des composés phénoliques
Cette analyse nous a permis d’avoir une estimation sur la teneur en phénols de
l’échantillon. Après avoir pesé les extraits secs, on les dissout dans 100 ml d’eau distillée et
c’est à partir de cette solution qu’on va prélever pour réaliser le dosage.
II.4.1. Dosage des polyphénols totaux
La quantité des composés phénoliques totaux dans les extraits a été déterminée par
spectrophotométrie selon la procédure de Folin-Ciocalteu et calculée en équivalent d’acide
45
gallique. La courbe d’étalonnage est effectuée par l’acide gallique à différentes
concentrations.
La courbe montre une linéarité de l’absorbance en fonction des concentrations. A
partir de l’équation de la courbe d’étalonnage (y = 18,696x ; R2
= 0.99) et en utilisant
l’absorbance de chaque extrait (à 760 nm) nous avons pu déterminer la concentration
équivalente à l’acide gallique de chaque extrait. En remplaçant ces valeurs de concentrations
obtenues dans la formule de calcul des polyphénols, nous aurons la quantité des polyphénols
correspondante à chaque extrait (Tableau 14).
Tableau 14 : La teneur en polyphénols totaux de différents extraits
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Teneur en polyphénols
(mg EAG / 100 g de MS)
1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%
Eau 6 h 68,20
2 Macération 8 g 50%EtOH + 50%
Eau 6 h 47,40
3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 68,46
4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%
Eau 2 h 95,21
5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%
Eau 2 h 85,31
y = 18,696x R² = 0,9935
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
0 0,05 0,1 0,15
Concentration de l'acide gallique (mg/ml)
Ab
sorb
ance
à 7
60
nm
Figure 29 : Courbe d’étalonnage de l’acide gallique
46
6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 2 h 113,39
7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 14,98
8 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 1 h 85,58
9 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 4 h 117,67
10 Macération 2 g 80% MeOH +
20% Eau 2 h 107,78
EAG : Equivalent d’Acide Gallique
MS : Matière Sèche
En premier lieu, il paraît clairement qu’une extraction à chaud (extrait 1) permet
d’avoir un taux de polyphénols totaux plus élevé qu’une macération à froid.
Si on compare la teneur obtenue à partir de l’éthanol (extrait 3) et l’eau (extrait 7), on
remarque que pour l’éthanol on a une quantité presque 5 fois plus grande que celle d’eau.
En changeant les proportions de solvant hydro alcoolique, la valeur la plus élevé
obtenue est celle de l’extrait 6 (50% EtOH + 50% d’Eau) avec une teneur de 113,39 mg
équivalent d’acide gallique /100 g de matière sèche. Pour les deux autres extraits (80% et 70
% d’EtOH), nous avons obtenu une bonne teneur pour l’extrait 4 (80% EtOH + 20% Eau)
avec 95,21 mg EAG / 100 g de MS.
Cette étape consiste à déterminer la quantité des composés phénoliques en faisant
varier le temps d’extraction. La teneur la plus élevée est celle de l’extrait 9 (4 heures) et la
plus basse se situe dans l’extrait 8 (1 heure) ; donc en augmentant le temps d’extraction de 1h
à 2h, nous avons eu une teneur plus importante ; mais entre 2h et 4h il n’y’a pas eu un grand
changement. Il est donc inutile de prolonger le temps d’extraction au-delà de 2h, ce qui nous
donne une économie énergétique.
Le dernier cas, c’est en changeant l’éthanol par le méthanol ; on a eu pratiquement la
même quantité de polyphénols, donc il est préférable de travailler avec le solvant le moins
coûteux.
47
II.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux
Pour le dosage des flavonoïdes, nous avons soumis les solutions préparées aux
analyses par spectrophotomètre UV-Visible, et déterminer la teneur des flavonoïdes d’extrait
en utilisant les mêmes procédures que pour la détermination des polyphénols totaux.
La courbe montre une linéarité de l’absorbance en fonction des concentrations. On
calcule la teneur à partir de l’équation de la courbe d’étalonnage (y = 18,067x ; R2
=0.98) et
en utilisant la formule de calcul des flavonoïdes. Les résultats de nos échantillons sont donnés
dans le tableau ci-dessous.
Tableau 15 : La teneur en flavonoïdes totaux de différents extraits
N° Mode
d’extraction
Masse
de
poudre
Solvant Temps
d’extraction
Teneur en flavonoïdes
(mg EQ/100g de MS)
1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%
Eau 6 h 7,89
2 Macération 8 g 50% EtOH + 50%
Eau 6 h 5,05
3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 30,44
4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%
Eau 2 h 30,44
5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%
Eau 2 h 22,42
y = 18,067x R² = 0,98
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
0 0,02 0,04 0,06 0,08
Concentration de Quercétine (mg/ml)
Ab
sorb
ance
à 4
30
nm
Figure 30 : Courbe d’étalonnage de Quercetine
48
6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%
Eau 2 h 29,89
7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 9,69
8 Macération 2 g 50% EtOH +
50% Eau 1 h 8,86
9 Macération 2 g 50% EtOH +
50% Eau 4 h 13,28
10 Macération 2 g 80% MeOH + 20%
Eau 2 h 25,18
EQ : Equivalent de Quercétine
A partir des teneurs en flavonoïdes de chaque extrait, nous pouvons dire que tout ce
qui a été dit pour les polyphénols est valable pour les flavonoïdes, puisque les flavonoïdes est
une classe des polyphénols.
L’obtention d’une teneur élevée lors de l’extraction à chaud en comparant avec celle
de la macération à froid, ainsi que la teneur en flavonoïdes de l’extrait éthanolique est plus
importante que dans le cas d’extraits aqueux.
Les extraits 4 et 6 donnent une bonne teneur lors de changement de proportion du
solvant hydro alcoolique.
Lorsqu’on change le temps d’extraction, nous avons la meilleure teneur dans le cas de
2 heures d’extraction ; et lors du changement de l’éthanol par le méthanol, on a une légère
différence, ce qui nous oriente à travailler avec le solvant le moins cher.
II.5.Méthode d’identification des acides gras
L’analyse par Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG); permet l’individualisation
des constituants et leur quantification. L’identification est ensuite réalisée par comparaison
des temps de rétention obtenus à partir de chromatogramme avec les temps de rétention des
étalons. [77]
Les analyses ont été réalisées à l’aide d’un chromatographe de type GC 17-A
(SHIMADZU) avec un détecteur à ionisation de flamme (FID), selon les conditions
suivantes :
49
Gaz vecteur : N2 (Azote)
Type de colonne : colonne capillaire type TR-CN100
Structure de la colonne utilisée : Poly (bicyanopropyl) siloxane
Température maximum de la colonne : 220°c
Température de l’injecteur : 250°c
Température du détecteur : 280°c
Longueur : 30m
Diamètre intérieur : 0,25 mm
Epaisseur du film : 0,20μm
Vitesse du gaz vecteur : 34cm/sec
Débit total du gaz vecteur : 25mL/min
Débit du gaz vecteur dans la colonne : 1,5 mL/min
Mode d’injection : Split
Rapport split : 14 :1
Débit du gaz dans le split : 20mL/min
Débit de la purge : 3mL/min
Fuite du septum : 2mL/min
Pression : 600 kPa
La programmation de la température est faite comme suit :
210°c
10min
4°c/min
40°c
4min
Temps totale de l’analyse : 60 min
50
Tableau 16 : Temps de rétention des esters méthyliques étalons
N° Ester d’acide Temps de rétention ‘TR’
minute
1 Butyrique (C4) 03,58
2 Hexanoïque (C6) 08,12
3 Heptanoïque (C7) 13,33
4 Octanoïque (C8) 14,09
5 Nonanoïque (C9) 17,01
6 Décanoïque (C10) 19,61
7 Laurique (C12) 24,47
8 Tridécanoïque (C13) 26,76
9 Palmitique (C16) 28,09
10 Tétradécanoïque (C14) 29,12
11 Pentadécanoïque (C15) 30,91
12 Heptadécanoïque (C17) 35,45
13 Oléique (C18 :1) 37,86
14 Linoléique (C18 :2) 38,46
15 Stéarique (C18 :0) 38,72
16 Arachidique (C20 :0) 42,33
17 Heneicosanoique (C21) 45,29
Le chromatogramme ci-dessous représenté est le résultat d’une huile estérifiée par le
méthanol en présence de trifluorure de bore ‘BF3’.
51
L’analyse de l’huile des graines de figue de barbarie par chromatographie en phase
gazeuse nous a permis d’observer que notre huile contient les acides gras habituellement
rencontrés dans les huiles végétales, comme les acides : palmitique, stéarique, oléique -qui est
l’acide gras le plus répandu dans les lipides végétaux- et linoléique.
Nous pouvons dire que le chromatogramme obtenu est conforme à ce qui a été dit dans
la partie bibliographique, c’est-à-dire par la présence des acides gras polyinsaturés tels que
l’acide linoléique.
Aussi, en comparant les pics obtenus selon la longueur, nous avons trouvé que les
deux acides majoritaires sont l’acide laurique et l’acide oléique.
Figure 31 : Chromatogramme des esters méthyliques d’acides gras de l’huile de figue de barbarie
Solvant
C9
C12
C13 C16
C17
C18 :1
C18 :2
C18 :0 C20 :4
52
Conclusion Générale
53
Après une étude bibliographique sur le côté botanique du Nopal (Opuntia ficus-
indica ) ainsi que sur l’état de l’art en matière d’extraction d’huile à partir de plantes, notre
travail expérimental a porté sur :
- La détermination de tous les indices qui ne révèle aucune toxicité particulière de notre
huile ;
- L’optimisation du mode d’extraction et surtout celle des solvants d’extraction et du
temps d’extraction (efficacité vs économie) ;
- La détermination des teneurs en polyphénols avec différents modes d’extraction en
faisant varier les solvants et les temps d’extraction ;
- La détermination des teneurs en flavonoïdes avec modification de ces mêmes
paramètres ;
- L’estérification des acides gras présents dans l’huile de graines de figues de barbarie
ainsi que leur analyse par chromatographie en phase gazeuse.
Il apparait, à partir des résultats obtenus et dans un premier temps, que cette huile ne
présente pas de danger quant à son utilisation.
Ces résultats ne sauraient être concluants et satisfaisants qu’à partir du moment où une
identification stricte (CPG, CPG/SM, etc..) des composés la constituant est faite.
Nous suggérons alors, comme suite logique à ce travail cette identification ainsi
qu’une série de tests biologiques afin de déterminer tous les bienfaits de cette plante.
54
Références Bibliographiques
55
1. E.O. Farombi. African indigenous plants with chemotherapeutic potentials and
biotechnological approach to the production of bioactive prophylactic agents. African
Journal of Biotechnology. 2 (12), 662-671. 2003.
2. P. Iserin, M. Masson, J-P Restellini. Encyclopédie des Plantes Médicinales, Larousse,
2001.
3. C. Guo, J. Yang, Y. Li, J. Xu, Y. Jiang, Antioxydant activities of peel pulp, and see
fractions of common fuits as determined by FRAP assay. Nutr. Res, 23, 1719-1726.
2003.
4. Document, INFRA/FAO. Deuxième rapport national sur l’état des ressources.
Phytogénétiques, 92p. 2006.
5. M. Schweizer, Docteur nopal le médecin du bon dieu, 5-6. 1997.
6. R. Kartez, Le livre de Paris hachette imprimé en Italie par G.GANA. Nature. 1996.
7. E. M. Galati, M. T. Monforte, N. Miceli1, M. R. Mondello, M. F. Taviano, M. Galluzzo
and M. M. Tripodo, Opuntia ficus indica (L.) Mill. Mucilages. 2007.
8. M.A. Anaya-Perez, History of the use of Opuntia as forage in Mexico. In C. Mondragon-
Jacobo and S. Perez-Gonzalez (Eds), Cactus (Opuntia spp) as forage. FAO plant
production and protection, p.169. 2001.
9. R S. Wallace et A.C Gileson. Evolution and systematic. Biology and Uses ; P.S.Nobel Ed,
pp 1-21. 1997.
10. M. Arba, Les opuntias à fruits comestibles .Dans 2ème
journée nationale sur la culture du
cactus. El Kelaa Des Sraghna-Maroc. 2000.
11. S. Oumiloud. Contribution à l’étude phytochimique des extraits des graines et de
l’huile de figuier de barbarie de la région de Tlemcen .Mémoire de master : Biochimie
appliquée. Université de Tlemcen, Algérie. 2012.
12. M. Arba, Le cactus, Opuntia, une espèce fruitière et fourragère pour une agriculture
durable au Maroc. Symposium International «Agriculture durable en région
Mediterranéenne (AGDUMED)», Rabat, Maroc, 14-16 mai 2009.
13. A. Nefzaoui, & H. Bensalem, In: M. Mulas, & G. Mulas. Potentialités d'utilisation
stratégique des plantes des genres Atriplex et Opuntia dans la lutte contre la
désertification. Short and Medium-Term Priority Environnemental Action Programme
(SMAP). Université des études de SASSAR. 112 p. 2004.
14. M. Mulas, & G. Mulas, Potentialités d'utilisation stratégique des plantes des genres
Atriplex et Opuntia dans la lutte contre la désertification. Short and Medium-Term
Priority Environnemental Action Programme (SMAP). Université des études de
SASSAR, 112 p. 2004.
56
15. A. Piédallu. Le figuier de barbarie sans épines (Opuntia Ficus-indica Miller var. Inermis
Weber) en Algérie, pp 128-145. 1990.
16. M. Arba, A. Elaich, B. Sarti, L.L. Belbahri, A. Boubekraoui, A. Zemmouri et H. Sbaa.
Valorisation du figuier de barbarie en élevage. Bull. Mens.Inf.et de liaison du
PNTTA., 68,1-4. 2000.
17. B.C Sutton, I.P Ting ; R. Sutton ; Plant Physiol., 1981,68(3), 784-787. 1981.
18. Y. HABIBI. Contribution à l’étude morphologique, ultra structurale et chimique de la
figue de barbarie. Faculté des sciences Semlalia – Marrakech et Université Joseph
Fourier – Grenoble I sciences & geographie. 2004.
19. A. Nerd, A. Karadi, Y. Mizhari, Plant soil, 137 (2), 201-207.1991.
20. G.Z. Helmuth, Granata, G.Insect Pests and Diseases. Dans Cacti Biology and Uses ; P.S.
Nobel Ed ; pp.235-254.1997.
21. A. Piga. Cactus pear, a fruit of nutraceutical and functional importance. J. Prof. Assoc.
Cactus. Dev., 6, 9-22. 2004.
22. F.C. Stintzing et R. Carle. Cactus stems (Opuntia spp) : Areview on their chemistry,
technology, and uses. Mol. Nutr. Food. Res., 49, 175-194. 2005.
23. Y. Habibi, M. Mahrouz et M.R. Vignon. An arabinogalactam from the skin of
Opuntia ficus indica, prickly pear fruits. Carbohydrates research, 339(6), 1201-
1205.2004.
24. E. Pimienta-Brrios. Ciencia, 1993, 44(3) ,339-350. 1993.
25. M. Boujanh. L’utilisation du cactus dans l’alimentation : Actes de la deuxième
journée nationale sur la culture du cactus ; El Kalaa des sraghna, 30 Mais 1988. 2000.
26. Cardenas Medellin, S. Serna Saldivar et J. Velazco dela Garza. Efecto de la ingestion de
nopal crudo y cocido (Opuntia ficus-indica) en el crecimiento y perfil de colesterol
total, lipoproteina y glucosa en sangre de ratas, Archivos Latinoamericanos de
Nutricion, 48, 316-323. 1998.
27. E.H Park ; J.H Kahng ; H.L.K.H Sang ; K.H. Shin. An anti-inflammatory principle
frome cactus. Fitoterapia, 72(3), 288-290. 2001.
28. MADRPM. La culture de cactus ; situation actuelle et perspectives de son
développement. MADRPM DVP Rabat. 1998.
29. E. M. Galati, M.M. Tripodo, A. Aquino et M.R. Mondello. Biological effects of
opuntia ficus indica (L) Mill (Cactaceae) waste matter. Notel : Diuretic activity.
Journal of Ethnopharmacology, 79, 17-21. 2001.
57
30. S. Trachtenberg et A.M. Mayer. Biophysical proprieties of Opuntia ficus indica
mucilage. Phytochemestry, 21(12), 2835-2843. 1982.
31. MADRPM. La culture de cactus ; situation actuelle et perspectives de son
développement. MADRPM DVP Rabat. 1998.
32. R.N Barbagallo et G. Spagna. Inde ALIMENT. Enz. Microb. Technol. 38(383),
815-817. 1999.
33. K.H.C. Baser and G. Buchbauer, Handbook of essential oils: Science, Technology, and.
Ed. Taylor and Francis Group, LLC. United States of America. 994p. 2010.
34. ‘Les Huiles Végétales c'est Malin’. Julien Kaibeck ; Broché ; 224 p, Ed. LEDUC.S.2013.
35. J.C. Vaughan. Seed anayomy and feed microscopy. Research in plant anatomy.
P 61-62.1970.
36. D. Butera, L. Tesoriere, F. D.I Gaudio, A. Bongiorno, M. Allergra, A.M. Pintaudi, M.A
Betancourt-Dominguez, T. Hernandez-Pérez, P. Garcia-Saucedo, A. Cruz-Hernandez
et O. Paredes-Lopez. Physico-chemical changes in cladodes (napolitos) from
cultivated and wild cacti (Opuntia). Plant. Foods. Hum. Nutr. 61, 115-119. 2006.
37. El Mannoubi, S. Barrek, T. Skanji, H. Zarrouk. Etude de la composition de la
fraction volatile des graines du figuier de barbarie (Opuntia ficus-indica). Journal de
la Société Chimique de Tunisie, 10,61-67. 2008.
38. J.J. Macheix, A. Fleriet et A. Christian. Les composés phénoliques des végetaux: un
exemple de métabolite secondaire d'importance économique. PPTUR Lausane. 2005.
39. A. Maarouf. Dictionnaire botanique Pp 129. 2000.
40. I. N. E. S. Urquiaga and Leighton F. E. D. E. Plant Polyphenol Antioxidants and
Oxidative Stress. Biol. Res. 33: 55-64. 2000.
41. J.J. Macheix, A. Fleuriet, P. Sarni-Manchado. Les Polyphénols en agroalimentaire,
Lavoisier, 1-28. 2006.
42. Z. Mohammedi. Etude du pourvoir antimicrobien et antioxydant des huiles essentielles
et flavonoïdes de quelques plantes de la région de Tlemcen. Thèse de Magister.
Tlemcen.2005.
43. J. Wang, G. Mazza. Effect of Anthcyanins and other phenolic compounds on the
production of Tumor Necrosis Factors α in LPS/IFN-y-Activated
RAW.264.7.Macrophages.J.Agric.Food.Chem.50.4183-4189. 2002.
44. P. Sarni-Manchado ; V. Cheynier. Les polyphénols en agroalimentaire, Tec et Doc
Lavoisier-Paris. 2006.
58
45. F. Visioli, A. Romani, N. Mulinacci, S. Zarini, D. Conte, F. Vincieri, et C. Galli,
Antioxidants and other biological activities of olive mill waste waters. J.Agric.Food
Chem, 47, Pp. 3397-3401. 1999.
46. E. Guinebert, P. Durand, M. Prost, R. Grinand and R. Bernigault. Mesure de la résistance
aux radicaux libres. Sixièmes Journées de la Recherche Avicole; 554-558. 2005.
47. B. BOYD, C. Ford, C. Koepke Michael, K. Gary, E. Horn, S. McAnalley et B.
McAnalley. Etude pilote ouverte de l’effet antioxydant d’Ambrotose AOTM sur des
personnes en bonne santé. GlycoScience & Nutrition. 4 (6), 7p. 2003.
48. G. Vansant. Radicaux libres et antioxydants : principes de base. Symposium
«Antioxydants et alimentation ». Institut Danone. 2004.
49. K.P. Svoboda et J.B. Hampson. Bioactivity of essential oils of selected temperate
aromatic plants: antibacterial, antioxidant, anti-inflammatory and other related
pharmacological activities. Plant Biology Department, SAC Auchincruive, Ayr,
Scotland, UK., KA6 5HW. 1999.
50. P. Besançon. Effets bénéfiques pour la santé des fruits et des légumes. Alimentation
méditerranéenne et santé : actualité et perspectives. Monpellier. John libbey.
p 99- 108. 2000.
51. B. Boyd, C. Ford, M.C. Koepke, K. Gary, E. Horn, S. McAnalley and B. McAnalley.
Etude pilote ouverte de l’effet antioxydant d’Ambrotose sur des personnes en
bonne santé. Glycoscience & Nutrition. 4 (6): 7. 2003.
52. J. Poirier. L’indispensable pour vivre en santé, Edition Merlin, p 72. 2004.
53. J. Médart. Manuel pratique de nutrition: L'alimentation préventive et curative.
Editions De Boeck Supérieur, p 49. 2009.
54. A. Favier. Le stress oxydant. Intérêt conceptuel et expérimental dans la
compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L’actualité
chimique. 108- 115. 2003.
55. B. Jacques et R. André. Biochimie métabolique Ed ellipses .Paris. p: 217-219-220-223-
225. 2004.
56. M. HADI. La Quercétine et ses dérivés: molécules à caractère pro-oxydant ou
capteurs de radicaux libres; études et applications thérapeutiques. Pharmaco chimie.
Thèse de Doctorat. Université Louis Pasteur. 155p. 2004.
57. A. Favier. Le stress oxydant. Intérêt conceptuel et expérimental dans la
compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L’actualité
chimique, 108-115. 2003.
58. C. BOUBEKRI. Etude de l’activité antioxydante des polyphénols extraits de Solanum
melongena par des techniques. Thèse de doctorat. 2014.
59
59. L. Wang, C. L. Waller, Recent advances in extraction of nutraceuticals from
plants,Trends in Food Science & Technology, 17, 300 – 312. 2006.
60. A. Haouchi, Extraction des corps gras de la Malvasylvenstris, Université Abou Bekr
Belkaid, Tlemcen. 1999.
61. A. KADARI. Etude exploratoire des acides gras polyinsaturés des aiguilles de Pin.
Mémoire master, chimie bio-organique et thérapeutique. Université de Tlemcen. 2012.
62. N. Nia, Suivi et comparaison des paramètres physico-chimiques de l'huile de soja
raffinée chimiquement et enzymatiquement, produites par Cevital, Université
Abderrahmane Mira, Béjaîa. 2008.
63. M. Faye, Nouveau procédé de fractionnement de la graine de Neem (Azadirachta indica
A.Jussi) senegalais : production d’un bio-pesticide d’huile de tourteau, institut
national de polytechnique de Toulouse : sciences des agro ressources. 2010.
64. W. Bouazzaoui. Etude exploratoire des acides gras des pépins de melon. Mémoire master,
chimie bio-organique et thérapeutique. Université de Tlemcen. 2012.
65. J. Ribéreau-Gayon, M. Peynaud, P. Ribéreau-Gayon and P. Sudraud. Sciences et
techniques du vin. Tome 1, analyse et contrôle des vins. Ed. Dunod, Paris,
p. 671. 1972.
66. A. HARRAR, Magister Biochimie et physiologie expérimentale, Activités antioxydante et
antimicrobienne d’extraits de Rhamnus alaternus L. Faculté des sciences de la nature
et de la vie, Sétif. 2012.
67. T. Bahorun, B. Gressier, F. Trotin, C. Brunet, T. Dine, M. Luyckx, J. Vasseur, M. Cazin,
J. C. Cazin and M. Pinkas. Oxygen species scavenging activity of phenolic
extracts from hawthorn fresh plant organs and pharmaceutical preparations.
Arznei. Forschung. 46: 1086-1089. 1996.
68. J.L. Guingnard, Abrégé de Phytochimie, Ed .Masson, Paris, 25-29. 1985.
69. Helme, J.P., Chirouze, J., "Les Acides Gras Polyinsaturés a Longue chaîne, Application
en Cosmétologie", Association Française de Cosmétologie, Symposium Bordeaux.
107. 1984.
70. J.P. WOLF. Manuel d'analyse des corps gras, Ed. Azoulay, Paris. 1968.
71. D. Bereau. Huiles et fractions insaponifiables de huit espèces de palmiers amazoniens.
Thèse Doctorat. Institut National Polytechnique de Toulouse. Sciences des agro
ressources.France. 2001.
72. ISO NF3657- corps gras d’origine animale – végétale- Détermination de l’indice de
saponification (indice de classement : TGO-206) J.O n° 290 du 16 Décembre 2003.
Texte n° 118 paru au Jor F/LD. pp 21429.
60
73. D. Khaldi. Etude chimique et nutritive d’Argania Spinosa. Thèse de Magister. Université
de Tlemcen. 2007.
74. A. Bouchefra et T. Idoui. Effet nutritionnel de l’huile d’olive vierge « variété Sigoise » sur
les performances de croissance, les lipides plasmatiques et la flore endogène du rat
Wistar. Laboratoire de Biotechnologie, Environnement et Santé, Université de Jijel.
Algérie. 26(7), 1-7. 2012.
75. K. Toudert, K. Bellanteur, N. Haddad, T. Ouazzoug et A. Kellouche. Extraction et
caractérisation de l’huile essentielle d’Aloysia triphylla. Evaluation in vitro de son
effet sur la croissance de certains agents pathogènes de l’homme, pp1-14. 2004.
76. H. Chimi, Conservations comparées de l’huile d’argan et de l’huile d’olive. Cahiers
Agricultures vol, 14, n° 5, septembre-octobre. 467-471. 2005.
77. P. Julien. Caractérisation des huiles essentielles par CPG/Ir, CPG/SM-(IE et IC) et RMN
du carbone-13 de cistus albidus et de deux asteraceae endémiques de corse:
eupatorium cannabinum subsp. corsicum et doronicum corsicum .Doctorat.
Université de Corse. 2005.
61
Résumé
Le figuier de barbarie « Opuntia ficus-indica », est une plante originaire du Mexique qui s’adapte bien
aux climats arides et semi-arides comme celui de l’Algérie. Différentes parties de cette plante ont été
étudiées (raquettes, fruits, fleurs) mais peu de travaux ont été consacrés aux graines et leur huile. C’est
dans ce contexte que s’inscrit notre travail.
Cette étude a permis l’analyse physico-chimique de notre huile par la détermination de tous les
indices. De même, qu’elle a permis une optimisation du mode et du temps d’extraction, la
détermination des teneurs en polyphénols totaux et flavonoïdes et enfin, l’estérification des acides gras
présents dans l’huile de graines de figues de barbarie ainsi que leur analyse par chromatographie en
phase gazeuse.
Mots clés
Opuntia ficus-indica, figuier de barbarie, graines, huile, polyphénols, indices, acides gras.
Summary
The prickly pear « Opuntia ficus indica » is a plant native to Mexico and is well suited to arid and
semi-arid climates such as in Algeria. Different parts of this plant were studied (snowshoeing, fruits,
flowers) but little work has been devoted to seed and its oil. It is in this context that our work fits.
This study allowed physico-chemical analysis of our oil by determining all the clues. It also allowed
an optimization of method and time of extraction, the determination of content of total polyphenols
and flavonoids and finally, the esterification of fatty acids in oil seed of prickly pears and their
analysis by gas chromatography.
Keywords
Opuntia ficus-indica, prickly pear, seed, oil, polyphenols, clues, fatty acids.
ملخص
قذ. انجشائز يثم انقاحهت شب انقاحهت اناخت انظزف يع جذ بشكم خكف ان انكظك نبزبزا انخ باث عد أصم
.عها خك انظاق ذا ف. سخا انبذر عه انعم ي انقهم حكزض حى نك ،انباث ذا ي يخخهفت أجشاء دراطت حى
، انزدد بخحظ طحج أضا. ؤشزاثان كم ححذذ خلال ي نشخا انكائت انفشائت نماانخحب بانقاو انذراطت ذطحج
انشج انظخخهصت ي بذر ف انجدة انذت الأحاض أطخزة أخزا، انفلافذ، انبنفن انحخ انكه ححذذ
.انغاست انكزياحغزافا باطخعال اححهه نبزبزا انخ
المفتاحية لكلمات ا
.انذت الأحاض ، يؤشزاث ، بنفل ، سج ،بذر ، نبزبزا انخ ،فكص اذكاابخا