BURKINA FASO Unité-Progrès-Justice

Soutenu par WERME Karidia

Université Catholique de l’Afrique de l’Ouest Unité Universitaire à Bobo-Dioulasso

UCAO/UUB

CERBA/LABIOGENE

THEME : Diagnostic Moléculaire de Helicobacter pylori par PCR au Centre Médical Saint Camille et au CERBA/LABIOGENE

(OUAGADOUGOU).

MASTER EN BIOLOGIE APPLIQUEE

OPTION: Bactériologie Virologie

Président du jury :

Membres :

Directeur du Mémoire: Pr Jacques SIMPORE

Décembre 2012

i

EDICACE

A mes parents bien aimés, ce travail est le votre.

ii

REMERCIEMENTS…

Ce travail a été réalisé au Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro ANNIGONI

(CERBA/LABIOGENE) et au laboratoire biomédical du Centre Médical Saint Camille.

Nous exprimons nos profondes gratitudes :

A notre Directeur de mémoire, le Professeur Jacques SIMPORE, Professeur Titulaire

de Biologie Moléculaire et de Génétique moléculaire à l’Université de Ouagadougou,

Directeur du Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro Annigoni (CERBA/LABIOGENE),

Directeur du Laboratoire Biomédical Saint Camille et Recteur de l’Université Saint Thomas

d’Aquin (USTA) pour m’avoir acceptée dans son laboratoire. Il a encadré avec bienveillance

ce mémoire de Master, financé entièrement sa réalisation et donné les moyens nécessaires

pour mener à bien cette étude. Vos qualités sociales ainsi que votre rigueur dans le travail sont

des leçons pour nous. Merci encore pour le support financier de cette recherche. Puisse ce

travail de recherche être à la hauteur de votre attente.

A l’ensemble du personnel de l’Université Catholique de l’Afrique de l’Ouest

(UCAO) et plus particulièrement au vice président, Abbé Novat KPODA et au directeur de

l’Unité de Formation et de Recherche en Science et Technologie (UFR/ST), Dr SALOU

Hamidou pour ces années formidables passées au sein de l’université.

A tous mes Professeurs qui nous ont enseignés durant ces années du Master : merci

chers professeurs.

Aux personnels du service de gastroentérologie du Centre Médical Saint Camille de

Ouagadougou:

Dr OUEDRAOGO Issiaka médecin Gastroentérologue, frère Camille LAGWARE et

aux deux Filles de salle (Adèle DANGOURGA et Blandine OUEDRAOGO) pour l’obtention

des prélèvements qui ont permis de réaliser ces travaux. Merci infiniment.

Aux patients qui ont accepté de participer à cette étude, que le Tout-Puissant vous

bénisse et qu’il vous accorde une meilleure santé.

Au Dr BISSEYE Cyrille. Pour sa patience à nous former aux techniques de la PCR

pour lesquelles nous ne présentions pas de dispositions particulières. Pour le temps qu’il a

iii

consacré à rendre ce travail de qualité ainsi que de sa disponibilité constante. Profonde

reconnaissance.

A la Conférence Épiscopale Italienne (CEI), pour leur soutien financier dans la

réalisation de nos travaux de recherches.

Un merci particulier au « Programme d’Appui et de développement des Centres

d’Excellence Régionaux (PACER) » de l’UEMOA qui nous a soutenu au dernier moment

pour que nous puissions terminer ce mémoire de Master.

Aux chercheurs du CERBA/LABIOGENE :

Aux Docteurs OUERMI Diane Djénèba, DJIGMA W Florencia et SAGNA Tani pour

leurs précieuses contributions à ce travail et pour le temps qu’ils ont consacré pour ce

mémoire. Merci infiniment.

Aux Doctorants du Laboratoire du Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro

Annigoni (CERBA) pour leur franche collaboration et soutien.

A tous les étudiants de DEA /MASTER du Centre de Recherche Biomoléculaire,

CERBA pour le partage, le soutien mutuel et la fraternité qu’ils entretiennent.

A tous les techniciens et personnels du laboratoire du Centre Médical Saint Camille

pour leur franche collaboration. Puisse le Seigneur vous récompense au centuple.

iv

TABLE DES MATIERES

REMERCIEMENTS… .............................................................................................................. ii

LISTE DES ACRONYMES .................................................................................................... vii

LISTE DES TABLEAUX ....................................................................................................... viii

LISTE DES FIGURES .............................................................................................................. ix

RESUME ................................................................................................................................... xi

ABSTRACT .............................................................................................................................. xi

INTRODUCTION ...................................................................................................................... 1

CHAPITRE I: GENERALITES ................................................................................................. 3

I: L’appareil digestif ............................................................................................................... 3

I. 1-Généralités sur l’appareil digestif ................................................................................ 3

I.2-L’estomac ......................................................................................................................... 4

I.2.1-Anatomie descriptive de l’estomac ............................................................................ 4

I.2.2-Histologie de l’estomac ............................................................................................. 5

I.2.3-Rôles de l’estomac ..................................................................................................... 6

I.2.4-Physiologie de l’estomac ........................................................................................... 7

I.3-Mécanisme de contrôle de la sécrétion gastrique ............................................................. 9

I.3.1-Stimulation nerveuse ................................................................................................. 9

I.3.2-Stimulation hormonale .............................................................................................. 9

I.4-Mécanisme de protection de la muqueuse gastrique ...................................................... 10

II: Helicobacter pylori .............................................................................................................. 12

II.1-Définition ...................................................................................................................... 12

v

II.2-Historique ...................................................................................................................... 13

II.3-Epidémiologie de l’infection à H. pylori ....................................................................... 15

II.3.1-Habitat de H. pylori ................................................................................................ 15

II.3.2-Transmission de l’infection .................................................................................... 16

II.3.3-Prévalence de l’infection ........................................................................................ 17

II.4.-Morphologie ................................................................................................................. 19

II.5-Croissance et caractéristiques biochimiques ................................................................. 21

II.6-Caractéristiques génotypiques ....................................................................................... 21

II.7-Clinique et Pathogenèse de l’infection .......................................................................... 22

II.7.2-Cancer gastrique ..................................................................................................... 25

II.7.3-Lymphome gastrique du MALT .................................................................................... 27

II.7.4-Autres pathologies associées à une infection à H. pylori ....................................... 28

II.8-Traitement de l’infection ............................................................................................... 28

II.9-Prévention ...................................................................................................................... 29

III- Diagnostic d’une infection à H. pylori ............................................................................... 29

III.1-Diagnostic par des méthodes de prélèvements invasifs ............................................... 30

III.1.1-Examen anatomopathologique (histologie) .......................................................... 30

III.1.2-Test rapide à l’Uréase ........................................................................................... 30

III.1.3-Culture bactérienne ............................................................................................... 31

III.1.4-Biologie moléculaire ............................................................................................. 31

III.2-Diagnostic par des méthodes de prélèvements non-invasifs. ....................................... 32

III.2.1-Sérologie ............................................................................................................... 32

III.2.2-Test respiratoire à l’urée marquée ......................................................................... 32

III.2.3-Recherche d’antigène dans les selles .................................................................... 33

CHAPITRE II:METHODOLOGIES ....................................................................................... 34

II.1-Cadre de l’étude ............................................................................................................ 34

vi

II.1.1-Centre Médical Saint Camille ................................................................................ 34

II.1.2-Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro Annigoni (CERBA/LABIOGENE) . 35

II.2-Déroulement de l’étude ................................................................................................. 36

II.2.1-Période et type d’étude ........................................................................................... 36

II.2.2-Collecte des données et des échantillons ................................................................ 36

II.2.3-Mode de recrutement .............................................................................................. 36

II.3-Considération éthique .................................................................................................... 36

II.4-Matériel ......................................................................................................................... 37

II.4.1-Appareil de fibroscopie .......................................................................................... 37

II.5-Méthodes pour les techniques utilisées ......................................................................... 39

II.5.1-Technique de Diagnostic Rapide ............................................................................ 39

II.5.1.1-Procédure du test rapide ¨Acon¨ .......................................................................... 39

II.5.1.2-Technique Immunocomb II (mini chaine ELISA) .............................................. 40

II.5.1.3-Sensibilité et Spécificité des tests ........................................................................ 41

II.5.2-Technique d’extraction d’ADN .............................................................................. 43

II.5.3-PCR (Polymerase Chain Reaction) pour la détection de H. pylori ........................ 43

II.5.4-Analyses des données ............................................................................................. 44

CHAPITRE III: RESULTATS ET DISCUSSION .................................................................. 45

III.1-Résultats ....................................................................................................................... 45

III.2-Discussion ........................................................................................................................ 52

Conclusion et Perspectives ....................................................................................................... 54

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ................................................................................. 55

vii

LISTE DES ACRONYMES

ADN : Acide Désoxyribonucléique ARN : Acide Ribo Nucléique BCIP : 5 Bromo-4 Chloro-3 Indolyl Phosphate BET : Bromure d’Ethidium CagA : Cytotoxin Associated Gene A CERBA : Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro Annigoni CLO : Campylobacter Like Organisme CMSC : Centre Médical Saint Camile DO : Densité Optique EDTA : Ethylène Diamine Tétra Acétique ELISA : Enzyme Linked Immunosorbent Assay IL : Interleukine IPP : Inhibiteur de la Pompe à Proton LABIOGENE : Laboratoire de Biologie Moléculaire et de Génétique Moléculaire NBT : Nitro Blue Tetrazolium NHPH : Non – H .pylori Helicobacter OMS : Organisation Mondiale de la Santé PBS : Phosphate Buffered Saline PCR : Polymerase Chain Reaction PED : Pays en Développement PTI : Purpura Thrombocytopénique Idiopathique TDR : Technique de Diagnostic Rapide TBE : Tris Borate EDTA TE : Tris EDTA UCAO : Université Catholique d’Afrique de l’Ouest UFR/ST : Unité de Formation et de Recherche en Science et Technologie UUB : Unité Universitaire à Bobo Dioulasso UV : Ultra Violet VacA : Vacuolating Cytotoxin Agent A

viii

LISTE DES TABLEAUX Tableau I: Mélange Réactionnel de la PCR. ............................................................................ 44

Tableau II: Programme d’amplification de la PCR .................................................................. 44

Tableau III: Statuts sociodémographiques des patients ........................................................... 46

Tableau IV: Répartition des pathologies gastriques dans les différents groupes sociodémographiques. .............................................................................................................. 47

Tableau V: Répartition des pathologies gastriques en fonction des différents tests utilisés. ... 50

Tableau VI: Comparaison des résultats de la PCR et de l’Immunocomb. ............................... 50

Tableau VII: Comparaison des résultats de la PCR et Acon. .................................................. 51

ix

LISTE DES FIGURES

Figure 1: Organes du tube digestif et organes annexes (Marieb, 1999) ..................................... 4

Figure 2: Musculature de l'estomac (Marieb, 1999). ................................................................. 6

Figure 3: Habitat de H. Pylori .................................................................................................. 16

Figure 4: Répartition géographique de la prévalence de l’infection à H. Pylori ..................... 17

Figure 5: H. pylori en microscopie électronique ...................................................................... 20

Figure 6: Examen microscopique d’une culture après coloration de Gram. H. pylori apparait

sous diverses formes: bacillaire, incurvé, en U en C ou en O. ................................................. 20

Figure 7: Ulcère gastrique pré pylorique (A), Multiple ulcère bulbaires (B) .......................... 23

Figure 8: Implication de H. pylori dans la genèse de la gastrite et de la maladie ulcéreuse

peptique. ................................................................................................................................... 24

Figure 9: Adénocarcinome gastrique visualisé par endoscopie ............................................... 25

Figure10: Représentation schématique de la physio- pathogénie de l'infection à H. pylori dans

le cancer gastrique et l'ulcère duodénal. ................................................................................... 26

Figure11:Lymphome gastrique du MALT, chez une patiente de 46 ans, visualisé par

endoscopie et histologie (Suzuki et al., 2009). ........................................................................ 27

Figure12: Visualisation de H. pylori sur coupe histologique ................................................... 30

Figure 13: Culture de H. pylori obtenue après trois jours d'incubation sur boite au sang. ...... 31

Figure 14: Principe du test respiratoire à l'urée marquée au 13C .............................................. 33

Figure15: Thermocycleur 9700 (Applied Biosystems) ............................................................ 37

x

Figure16: Système d’électrophorèse ........................................................................................ 37

Figure17: Système photo gel doc ............................................................................................. 38

Figure18: Centrifugeuse réfrigérée .......................................................................................... 38

Figure 19: Photo de test rapide (Acon) .................................................................................... 39

Figure 20: Photo du test ELISA (Immunocomb) ..................................................................... 41

Figure 21: Electrophorèse sur gel d’agarose à 2% d’échantillons positifs et négatifs de H.

pylori. ....................................................................................................................................... 49

xi

RESUME Helicobacter pylori est une bactérie répandue dans tous les pays et dans tous les

continents. A l’échelle mondiale, sa prévalence est supérieure à 50%. Cette bactérie constitue

un problème de santé publique notamment dans les pays en développement. L’infection

entraine une gastrite pouvant évoluer vers des formes sévères d’ulcération et de

transformation maligne.

Cette étude avait pour objectif de diagnostiquer H. pylori par des techniques

sérologique et moléculaire. Une étude prospective a été conduite de mars à juin 2012 sur 70

patients en consultation dans le service de gastroentérologie au Centre Médical Saint Camille.

Le diagnostic de H. pylori a été réalisé par le test ELISA Immunocomb (ORGENICS Ltd,

Yavne, Israël) et le test de détection rapide Acon (Acon Laboratories, INC, USA). La

sérologie des patients a été confirmée par PCR sur des biopsies gastriques en utilisant le kit H.

pylori 520 (Sacace Biotechnologie, Italie).

Les malades étaient majoritairement des Adultes dont l’âge était supérieur à 40 ans

(44,28%) et les femmes représentaient 57,1%. La majorité des patients provenaient de la zone

urbaine (75,7%) et était issue du groupe ethnique mossi (65,7%).

La totalité des 70 échantillons ont été analysés par la PCR. Les prévalences de H. pylori

identifiées chez les patients étaient de : 27,14% par la sérologie Acon ; 88,57% par la

sérologie Immunocomb et 91,43% par PCR. La performance de la PCR a été comparée à celle

de la technique Immunocomb et Acon. Les résultats ont montré une sensibilité et une

spécificité respectivement de 92,2% et 50% pour la technique Immunocomb et une sensibilité

et spécificité de 28,1% et 83,3% pour la technique Acon.

Le taux de l’infection de H. pylori était d’une part similaire chez les patients ayant une

biopsie normale et d’autre part chez ceux présentant une pathologie gastrique. Il a été trouvé

que les pathologies gastroduodénales étaient plus fréquentes chez les patients de plus de 45

ans comparativement à ceux de la tranche d’âge de 16 à 25 ans. Le diagnostic de H. pylori par

PCR est plus sensible et plus spécifique que les tests sérologiques (Immunocomb et Acon).

Ainsi pour une efficacité de dépistage, cette technique moléculaire devrait être introduite,

malgré son coût plus élevé, dans le diagnostic de routine de cette bactérie pathogène qui

induit des pathologies gastriques telles que les gastrites, les ulcères et les cancers gastriques.

Mots clés : Helicobacter pylori, Prévalence, PCR, Immunocomb, Acon.

xii

ABSTRACT

Helicobacter pylori is a bacterium common in all countries and in all continents. Globally, the

prevalence is greater than 50%. This bacterium is a public health problem especially in

developing countries. The infection causes gastritis which may progress to severe ulceration

and malignant transformation.

This study aimed to diagnose H. pylori through serological and molecular techniques.

A prospective study was conducted from March to June 2012 on 70 patients in consultation in

the division of gastroenterology at Saint Camille Medical Center. The diagnosis of H. pylori

was performed by the ELISA Immunocomb test (Orgenics Ltd, Yavne, Israel) and the Acon

rapid detection test (Acon Laboratories, Inc., USA).The serology of the patients was

confirmed by PCR in gastric biopsies by using the H. pylori 520 kit (Sacace Biotechnology,

Italy).

The patients were mostly adults whose age was over 40 (44.28%) and females

accounted for 57.1%. The majority of the patients was from urban areas (75.7%) and from the

Mossi ethnic group (65, 7%).

All the 70 samples were analyzed by PCR. The prevalence of H. pylori identified on patients

was: 27.14% through the Acon serology, 88.57% through Immunocomb serology and 91.43%

through PCR. The performance of the PCR was compared with that of the Immunocomb and

Acon technique. The results showed a sensitivity and specificity were respectively 92.2% and

50% for the Immunocomb technique and a sensitivity and specificity of 28.1% and 83.3% for

the Acon technique.

The rate of infection of H. pylori was similar proportion in patients with normal

biopsy and also in those with gastric pathology. It was found that gastroduodenal diseases

were more frequent in patients aged over 45 as compared to those of the age group of 16 to

25. The diagnosis of H. pylori by PCR is more sensitive and specific than the serological tests

(Immunocomb and Acon). Thus, for an efficient screening, this molecular technique should

be introduced, despite its higher cost in the routine diagnosis of that pathogenic bacterium

which induces gastric diseases such as gastritis, ulcers and gastric cancers.

Keywords : Helicobacter pylori, Prevalence, PCR, Immunocomb, Acon.

1

INTRODUCTION

Jusqu’au début des années 80, une éventuelle implication bactérienne dans les

pathologies gastriques n’avait jamais été envisagée. Seul le rôle de l’hyperacidité gastrique

liée au stress et à d’autres facteurs environnementaux et génétiques était pris en considération,

avec comme conséquence la prescription d’antiacide à de très nombreux patients durant des

générations, sans jamais parvenir à éviter les rechutes. La récente découverte (1983) de

l’implication de Helicobacter pylori dans l’étiologie des pathologies gastriques par Barry

James Marshall et John Robin Warren (Marshall et Warren, 1984) a révolutionné le monde

de la gastro-entérologie avec en prime l’attribution, en 2005 du prix Nobel de médecine et de

physiologie à ces imminents chercheurs Australiens.

Enoncé du problème

H. pylori est l’un des agents pathogènes humains dont la prévalence mondiale est la

plus élevée. A l’échelle mondiale, sa prévalence est supérieure à 50% (The Eurogast Study

Group, 1993; Brown, 2000). Particulièrement dans les pays en développement, des personnes

peuvent être aux prises avec une infection chronique à l’âge adulte. Le taux de prévalence de

H. pylori varie selon les pays et les continents: 30% en France; 70% en Asie du Sud-est; 30%

en Amérique; 78% en Algérie; 69% en Côte d’Ivoire (Fauchere, 1994); 81.3% (Ilboudo et al.,

1997) et 96.1% (Cataldo et al., 2004) au Burkina Faso. Il est aujourd’hui clairement établi que

toute colonisation de la muqueuse de l’estomac par H. pylori entraine une gastrite pouvant

évoluer vers des formes plus sévères d’ulcération ou de transformation maligne. H. pylori est

la seule espèce bactérienne reconnue par l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) comme

étant cancérigène pour l’homme (www.Pasteur.fr/ip/.../fr. /). L’infection est généralement

acquise dans l’enfance et perdure pendant des dizaines d’années.

2

Justification de l’étude

Au Burkina Faso, très peu d’études ont été faites sur l’infection à H. pylori en utilisant

la technique de la PCR. Ce microorganisme pathogène demeure encore mal connu dans le

pays. Ainsi, le diagnostic de H. pylori se fait essentiellement par la sérologie ou d’autres

techniques non moléculaires. Ces techniques présentent des limites telles que faible sensibilité

et spécificité. Elles ne permettent pas aussi de distinguer les infections guéries des infections

actives. Le diagnostic peut se faire également par des techniques moléculaires. La PCR est

donc une technique de choix pour confirmer le diagnostic sérologique de H. pylori chez les

patients.

Objectifs de la recherche

Objectif principal

L’objectif principal de cette étude est le diagnostic moléculaire de H. pylori par PCR,

chez les patients en consultation au service de gastro-entérologie du Centre Médical Saint

Camille de Ouagadougou.

Objectifs spécifiques

1 - Déterminer le taux de prévalence de l’infection à H. pylori effectué par des tests

sérologiques au Centre Médical Saint Camille chez les patients en consultation de

gastro-entérologie ;

2 - Confirmer par PCR les tests sérologiques effectués ;

3 - Evaluer la sensibilité et la spécificité des deux tests sérologiques utilisés pour

dépister H. pylori: Immunocomb et Acon.

3

CHAPITRE I: GENERALITES

I: L’appareil digestif

I .1-Généralités sur l’appareil digestif

L’appareil digestif est composé de l'ensemble des organes qui assurent la digestion des

aliments.

Le tube digestif est un long tube où circulent les aliments en cours de digestion. Il

comprend la bouche, le pharynx, l'œsophage, l'estomac et l'intestin divisé en intestin grêle,

côlon et rectum (figure 1).

Les glandes digestives sont des glandes situées dans la paroi ou à proximité du tube digestif et

qui produisent un suc digestif:

� Les glandes salivaires produisent la salive ;

� La paroi de l’estomac produit du suc gastrique ;

� Le pancréas produit du suc pancréatique ;

� Le foie produit la bile ;

� La paroi de l’intestin produit du suc intestinal.

4

Figure 1: Organes du tube digestif et organes annexes (Marieb, 1999)

I.2-L’estomac

I.2.1-Anatomie descriptive de l’estomac

L’estomac est la portion du tube digestif en forme de poche, situé entre l’œsophage et

le duodénum. Chez l’être humain, l’organe est en forme de J majuscule. A l’âge adulte il fait

environ 15 cm de haut, contient 0,5 litre à vide, et peut contenir jusqu’à 4 litres. L’estomac est

en rapport anatomique avec le foie (à droite), la rate (à gauche), le pancréas (en arrière), le

diaphragme (en haut) et les intestins (en bas) (Sherwood, 2006 ; Marieb, 1999). Il présente

une ouverture en haut, le cardia qui permet la jonction avec l'œsophage.

Le fundus de l'estomac ou grosse tubérosité est mince et moins épais que les autres

parties. Il a une principale fonction sécrétrice et comporte des glandes gastriques sur un quart

de son épaisseur. L’antre , ne sécrète ni enzymes ni acide chlorhydrique, mais reçoit ces

produits avec les aliments, continuant la décomposition commencée plus haut. Sa musculature

est beaucoup plus importante, ce qui fait que son action est beaucoup plus mécanique que

sécrétoire. (Samsong, 1980).

5

La partie inférieure, pylore, comprend le muscle sphincter pylorique, qui permet la

sortie cadencée du chyme gastrique dans le duodénum. Tout comme le cardia, un sphincter

qui empêche le reflux du contenu duodénal vers l’estomac.

I.2.2-Histologie de l’estomac

Comme toutes les parties du tube digestif, l’estomac a quatre tuniques qui sont

constituées de l’extérieur vers l’intérieur par:

- La séreuse qui est formée de péritoine; elle recouvre la quasi-totalité de la surface de

l’estomac et est constituée de trois couches musculaires (longitudinale, oblique et

circulaire). (Marieb, 1999).

- La musculeuse, faite de fibres longitudinales, circulaires et obliques. La contraction

simultanée de ces muscles intervient dans la digestion mécanique des aliments.

- La sous muqueuse faite de tissu conjonctif riche en vaisseaux.

Pour commander le travail de ses muscles, l'estomac comme toutes les autres parties du

tube digestif possède son système nerveux pariétal propre : le plexus nerveux intrinsèque

constitué principalement du plexus myentérique et du plexus sous-muqueux situés tous dans

la sous-muqueuse. Ce pace maker contient autant de neurones que la moelle épinière et donne

au tube digestif la possibilité de régler dans une large mesure son propre fonctionnement

(Sherwood, 2006).

- La muqueuse contenant de nombreuses glandes. La muqueuse gastrique tapisse la

totalité de la cavité de l’estomac. Elle est constituée par un épithélium de recouvrement

dont la surface est parsemée de nombreuses cryptes glandulaires (Marieb, 1999).

Le revêtement épithélial de la muqueuse de l’estomac est un épithélium simple

entièrement constitué de cellules qui produisent un mucus protecteur. Ce revêtement lisse est

parsemé de millions de cryptes de l’estomac. Celles-ci plongent jusqu’aux glandes gastriques

qui secrètent le suc gastrique. Les cellules qui tapissent la paroi de l’estomac sont

généralement semblables à celles de la muqueuse, mais les cellules qui forment les glandes

gastriques varient selon les régions de l’estomac (figure 2).

6

Figure 2: Musculature de l'estomac (Marieb, 1999).

I.2.3-Rôles de l’estomac

Il joue plusieurs rôles :

Stérilise le bol alimentaire : il détruit les microbes et empêche la prolifération de ceux-ci à

l’intérieur de l’estomac.

Commence la digestion des protéines alimentaires: Floculation des protéines, les protéines

perdent une partie de leurs caractéristiques, destruction de la structure quaternaire, tertiaire

voire secondaire. Les protéines sont alors sous forme d’un filament ce qui favorise, l’activité

des enzymes peptidiques (Sherwood, 2006).

Active les enzymes protéolytiques : Il provoque notamment l’activation des fragments

protéolytiques, il transforme le pepsinogène inactif en pepsine active.

Ralentis le vidange gastrique: Il déclenche le fonctionnement pylorique. En effet c’est

lorsque le suc gastrique devient très acide à la fin de la digestion gastrique que le pylore

commence son fonctionnement (Sherwood, 2006).

7

Facilite la dégradation des lipides (émulsion) : Le Chlorure d’Hydrogène (HCl) contribue à

la fragmentation des lipides, diminuant ainsi leur taille. De plus, l’estomac secréterait une

lipase qui commence la digestion des lipides (Marieb, 1999).

Stimule la sécrétion pancréatique: en effet, c’est lorsque l’estomac atteint une certaine

acidité que la sécrétion pancréatique est déclenchée (Sherwood, 2006).

I.2.4-Physiologie de l’estomac

I.2.4.1-Dégradation et mobilité:

L'estomac poursuit le travail de dégradation des aliments commencé par la cavité

buccale, à la fois physiquement, grâce à sa couche de muscle lisse oblique, mais aussi

chimiquement. La pepsine est l'enzyme protéolytique la plus importante élaborée dans

l'estomac. Elle procède à la digestion des protéines.

Le relâchement du muscle lisse qui permet la dilatation de l'estomac, est assuré par

deux phénomènes: le relâchement réflexe du muscle et la déglutition coordonnée par le bulbe

rachidien.

Le péristaltisme brassant et dégradant physiquement les aliments n'est pas le même

dans tout l'estomac. En effet, celui-ci est de plus en plus ample et fort, de la grosse tubérosité

à l'anse pylorique. La fréquence des contractions est d'environ 3 minutes, grâce à des cellules

surnommées cellules "pace maker", se dépolarisant de façon spontanée à ce rythme.

En général, l'estomac est totalement vidangé en moins de 4 heures après un repas, mais

la vitesse d'évacuation est plus liée au contenu du duodénum qu'au contenu de l'estomac lui-

même. Les lipides provoquent un ralentissement de la vidange, une couche huileuse

recouvrant le chyme étant digérée plus lentement par les enzymes intestinales. Aussi, un repas

très riche en graisses peut nécessiter plus de 6 heures avant vidange complète.

I.2.4.2 - Le facteur intrinsèque:

Bien que l'estomac joue un rôle central dans la progression de la digestion du bol

alimentaire, il ne possède qu'une fonction essentielle au maintien de la vie. C'est la sécrétion

du facteur intrinsèque. En effet, ce facteur est indispensable à l'absorption intestinale de la

vitamine B12, nécessaire à l'érythropoïèse. Son déficit cause l'anémie pernicieuse.

8

I.2.4.3 - Régulation de la sécrétion gastrique:

Les stimuli provoquant ou inhibant la sécrétion gastrique agissent en trois points, au

niveau de l'encéphale, de l'estomac lui-même et au niveau intestinal.

La phase céphalique: c'est une phase de sécrétion des sucs gastriques se mettant en

branle avant que le bol alimentaire ne parvienne à l'estomac. Elle est déclenchée par la vue,

l’odorat ou même l'idée de la nourriture. Les informations parviennent à l'hypothalamus, qui

stimule alors les noyaux des nerfs vagues du bulbe rachidien, envoyant des influx moteurs

vers les glandes gastriques. Il s'agit d'un réflexe conditionné, se mettant en place par le désir

de la nourriture.

La phase gastrique: elle est la plus complexe. Une fois le bol alimentaire dans

l'estomac, des mécanismes nerveux et hormonaux mettent en action cette phase gastrique

durant laquelle environ 2/3 des sucs seront libérés.

La distension de l'estomac causée par la présence de nourriture active des mécanorécepteurs,

conduisant à la libération d'acétylcholine, stimulant alors la libération du suc.

Les protéines partiellement digérées activent les cellules sécrétrices de gastrine, stimulant à

son tour la libération de suc et d'enzymes. Une rétro-inhibition de la sécrétion de gastrine se

fait dès lors que l'estomac a atteint un certain seuil d'acidité.

La régulation des cellules sécrétrices du Chlorure d’hydrogène (HCl) est dépendante de trois

substances chimiques: l'acétylcholine et la gastrine, mais aussi de l'histamine.

Ainsi, dans certaines formes d'ulcères liées à l'hyperacidité, les antihistaminiques se révèlent

être efficaces.

La phase intestinale se passe en deux étapes:

La phase excitatrice: lorsque des aliments partiellement digérés parviennent au

duodénum, les cellules de la muqueuse intestinale libèrent une substance similaire à la

gastrine, nommée gastrine entérique, stimulant de façon brève la sécrétion gastrique.

La phase inhibitrice: il s'agit d'un réflexe d'inhibition entérogastrique, déclenché par

la distension mécanique de l'intestin par le chyme:

•Elle exerce une inhibition des nerfs vagues du bulbe rachidien;

9

•Inhibe les réflexes locaux;

•Active les neurofibres sympathiques resserrant le muscle pylorique et stoppant ainsi

la libération de chyme.

I.3-Mécanisme de contrôle de la sécrétion gastrique

La mise en jeu de la sécrétion est déclenchée par un double mécanisme: la stimulation

nerveuse et la stimulation hormonale.

I.3.1- Stimulation nerveuse

Elle emprunte la voie des nerfs pneumogastriques qui transmettent les excitations

sensorielles et psychiques (sécrétion déclenchée par le goût, l’odeur, la vue d’un aliment). La

stimulation nerveuse entraîne une réponse sécrétoire riche en acide chlorhydrique; c’est

d’ailleurs la raison pour laquelle on peut ressentir les douleurs abdominales si, après on ne

mange pas quelque chose (Lacombe, 2007). Par ailleurs le contrôle de la sécrétion acide des

cellules pariétales est principalement assuré par le nerf vague (Keith et Arthur, 2006). Le nerf

vague ou nerf pneumogastrique ou encore nerf cardio-pneumo-entérique ou également nerf

parasympathique est la Xe paire des nerfs crâniens. La stimulation du nerf pneumogastrique X

entraîne une sécrétion riche en pepsine et en Chlorure d’hydrogène (HCl). Son action s'exerce

par 3 mécanismes:

� Action directe sur les cellules principales (plus importante que celle de la

gastrine);

� Stimule les cellules à gastrine;

� Sensibilise les cellules pariétales à l'action de la gastrine.

I.3.2- Stimulation hormonale

Elle est assurée par plusieurs hormones: l’acétylcholine, l’histamine, la gastrine qui est

l’hormone principale. Sa sécrétion est déclenchée et influencée par des facteurs locaux. Le

contact des aliments, distension de l’antre, nature des aliments (alcool, viande). La présence

d’aliment entraine à partir de la muqueuse de l’antre pylorique la libération d’une hormone, la

gastrine, dans le sang veineux gastrique. Repassant dans le sang artériel, la gastrine stimule

les cellules bordantes du corps de l’estomac. La période de latence entre l’introduction de

nourriture dans l’estomac et la sécrétion gastrique sous cette influence hormonale est de

l’ordre de 30-60 minutes. La réponse dure environ deux heures (Samsong, 1980). Cette

hormone entraine une sécrétion gastrique très acide mais pauvre en pepsine. L’action

10

physiologique principale de la gastrine est la stimulation de l’acide et du facteur intrinsèque

(Samsong, 1980).

L’histamine, l’acétylcholine et la gastrine sont de puissants stimulants de la sécrétion

du suc gastrique ; elles agissent sur leurs récepteurs situés à la surface des cellules bordantes

entrainant la sécrétion d’un volume élevé du suc gastrique très acide avec une faible

concentration en pepsine (Samsong, 1980).

Les facteurs stimulant la sécrétion gastrique sont:

� La distension mécanique de l'antre;

� L'alcalisation de l’antre;

� Les aliments riches en protéines tels que le lait, la viande;

� Le nerf pneumogastrique;

Elle est inhibée par plusieurs facteurs:

� L'acidification du contenu gastrique (rétrocontrôle négatif pH dépendant);

� L’introduction du HCl dans la grêle;

� Certaines hormones telles que la sécrétine, le glucagon, et la somatostatine.

Cette dernière inhibe l’hormone somatotrope, connue comme étant capable de stimuler la

libération de la gastrine (Samsong, 1980).

A l’état physiologique normal, les mécanismes nerveux et hormonaux agissent en association

(Lacombe, 2007).

I.4-Mécanisme de protection de la muqueuse gastrique

La concentration d’acide chlorhydrique dans l’estomac est un million de fois supérieure à

celle du plasma (Samsong, 1980;Marieb, 1999). Comment l’estomac peut-il contenir un acide

fort et une enzyme protéolytique sans en être lui-même victime. D’où le rôle protecteur de la

couche de mucus qui s’effectue de plusieurs manières :

• La membrane liminale des cellules de la muqueuse est imperméable aux ions H+ qui

ne peuvent donc pas entrer dans les cellules et les endommager.

11

• Les faces latérales des cellules sont réunies près de la lumière gastrique par des

jonctions étanches de sorte que l’acide ne peut traverser la muqueuse et gagner la sous

muqueuse par diffusion entre les cellules.

• Les cellules de la muqueuse se renouvellent entièrement tous les trois jours. Elles sont

donc immédiatement remplacées avant d’être exposées longtemps aux conditions

agressives de l’estomac.

• La face interne du mucus est riche en ions bicarbonates, avec un pH d’environ 7. Cette

valeur du pH élevée constitue une barrière chimique aux sécrétions acide de l’estomac.

• L’ensemble de ces dispositifs qui permettent à l’estomac d’être plein d’acide sans être

lésé porte le nom de barrière muqueuse gastrique (Samsong, 1980).

Le mucus assure une barrière physique et chimique contre les sécrétions acide et peptique

de l’estomac. En outre, un autre système de cyto-protection est constitué par:

o Les prostaglandines, jouent un rôle capital. En plus de stimuler la synthèse du mucus

protecteur, ces hormones bloquent la production de l’acide gastrique.

o Le réseau capillaire qui produit les ions bicarbonates, assurant une barrière chimique

en neutralisant l’acidité du suc gastrique (Marieb, 1999).

12

II: Helicobacter pylori

II.1-Définition

H. pylori est une bactérie de forme hélicoïdale découverte dans une zone de l’estomac

proche du pylore, d’où son nom Helicobacter pylori. Elle est classée dans le règne des

bacteria, la division Proteobacteria, la classe epsilonproteobacteria, l’ordre des

campylobacterales, la famille Helicobacteraceae, le genre Helicobacter et l’espèce

Helicobacter pylori (Garrity et al., 2005).

Autres espèces du genre Helicobacter

A ce jour, on dénombre une quarantaine de Helicobacter autres que H. pylori (NHPH

= Non-H. pylori Helicobacter). Certaines espèces ont un tropisme gastrique; la majorité est

cependant constituée d’espèces entéro-hépatiques.

Espèces gastriques

Des NHPH avec une morphologie spiralée ont été détectés chez de très rares patients

(< 0,5%) ayant subi une endoscopie (Holck et al., 1997; Solnick et al.,1993).Initialement tous

regroupés sous le vocable H. heilmanii, le séquençage à permis de caractériser 5 principales

espèces que l’on retrouve aussi au niveau de l’estomac des animaux (Haesebrouck et

al.,2009):

H. suis, espèce la plus fréquente chez l’homme, isolée pour la première fois par une

équipe vétérinaire belge à partir de l’estomac d’un porc (Baele et al., 2008).

H. felis, retrouvé chez les chats et les chiens. L’homme serait un hôte occasionnel.

H. bizzozeronii, cultivé pour la première fois en 1996 (Andersen et al., 1996) et

identifié comme tel, quelques années plus tard (Jalava et al., 2001).

H. salomonis, isolé également de l’estomac des chiens et Candidatus Helicobacter

heilmanii, nom proposé par l’équipe du Professeur Ducatelle (Belgique), en cours de

reconnaissance (Smet et al., 2011).

Espèces entéro-hépatiques

Elles sont retrouvées dans le tractus intestinal et le foie des mammifères et des

oiseaux. Elles peuvent occasionner des inflammations ou des affections malignes chez des

individus présentant un déficit immunitaire.

13

Les principales espèces retrouvées chez l’homme sont:

H. canadensis, H. canis, H. cinaedi, H. fennelliae, H. pullorum, H. rappini et H.

winghamensis. (Jay et al., 2001, Laharie et al., 2009).

II.2-Historique

La présence de micro-organismes spiralés au niveau de la muqueuse gastrique

humaine n’a été prise au sérieux qu’à la fin des années 70, suite aux travaux du pathologiste

Australien John Robin Warren qui décrit la présence abondante de bactéries spiralées dans le

mucus recouvrant la muqueuse gastrique de patients présentant une gastrite.

En réalité, l’histoire remonte à un siècle plus tôt. En 1893, Giulio Bizzozero, jeune

chercheur italien, avait observé des images en forme de « bactéries spiralées » au niveau du

tractus gastro-intestinal des chiens (Bizzozero, 1893). Malheureusement ses résultats ont été

considérés comme une simple curiosité microbiologique. Trois ans plus tard, Salomon

confirma cette observation au niveau de la muqueuse stomacale de chats et de chiens et

poussa plus loin les observations en démontrant que ces bactéries spiralées pouvaient être

transmises à des souris (phénomène actuellement utilisé dans le développement de la

vaccination contre Helicobacter) (Salomon, 1896). Ce fut suivi en 1899 par une observation

semblable au niveau du liquide de lavage gastrique humain par un polonais Walery Jaworski

(Jaworski, 1899). Ce dernier aurait donc été le premier à suggérer une relation possible entre

une bactérie spiralée (qu’il dénomma ”Vibrio rugula”) et les pathologies gastriques.

Malheureusement, ses observations, publiées en langue polonaise dans un livre de pathologie

infectieuse, ne furent clairement mises en lumière qu’un siècle plus tard (Kristner, 1994;

Konturek et al., 1996). La première observation de bactéries spiralées au niveau même de la

muqueuse gastrique humaine remonte à 1906 et est attribuée à Krienitz (Krienitz, 1906); elle

fut confirmée par d’autres chercheurs dans les années 40. Doenges a décrit la présence de

spirochètes dans environ 40% d’estomacs humains en post-mortem (Doenges, 1938). En plus

de la confirmation de l’observation post-mortem qui pourrait être reliée à une contamination,

l’équipe de Freedberg a démontré la présence de ces bactéries dans de prélèvements

chirurgicaux frais, faisant ainsi penser à de réels agents pathogènes (Freedberg, 1940).

Malheureusement, ces études, menées principalement en Europe, n'étaient pas

soutenues par la communauté scientifique américaine. Elles tombèrent en désuétude suite à la

publication de l’imminent chercheur américain Palmer qui stipulait, en 1954, qu’il n’avait pu

14

mettre en évidence aucune trace de bactérie dans des prélèvements de biopsies gastriques de

1180 personnes (Palmer, 1954).

A ce stade, les progrès de la recherche dans la genèse de la pathologie gastroduodénale

se sont limités à la thèse d’hypersécrétion acide par l’estomac pour garder sa lumière stérile;

l'acidité provoquerait alors des lésions des muqueuses, conformément à la citation de Schwarz

en 1910: « pas d'acide, pas d'ulcère » (Schwarz, 1910).

L’activité uréasique au niveau de l’estomac a été décrite pour la première fois en 1924

(Luck et Seth, 1924). En 1950, deux irlandais démontrent que chez les patients présentant un

ulcère gastroduodénal, l’uréase neutralise l’acidité gastrique via la production d’ammoniac

(Fitzgerald et Murphy 1950). Malgré le fait qu’on ait noté la disparition de cette activité

enzymatique avec un traitement antibiotique, le lien entre l’activité uréase et des bactéries n’a

pu être mis en évidence qu’en 1984 (Langenberg et al., 1984).

Le facteur limitant de la recherche restait l’impossibilité de cultiver la bactérie spiralée

observée dans la muqueuse gastrique. C’est ainsi qu’en 1975, ayant également observé des

bactéries au niveau de l’épithélium gastrique, Steer a essayé de les isoler et s’est

malheureusement retrouvé avec une culture pure de Pseudomonas aeruginosa, un

contaminant probable (Steer, 1975).

En 1979, la bactérie fut redécouverte par deux chercheurs australiens Barry Marshall

et Robin Warren de l’hôpital « Royal de Perth ». La publication de leur recherche fut d’abord

refusée en 1983 par la société Australienne de Gastroentérologie, mais ensuite acceptée lors

du deuxième (2ème) congrès international sur les infections à Campylobacter (2nd International

Microbiology Workshop on Campylobacter infections) organisé à Bruxelles, la même année.

Le 14 avril 1982, par un heureux hasard (fin du weekend prolongé de Pâques qui dura 5 jours

en Australie), ces mêmes chercheurs parvinrent enfin, après de nombreuses tentatives avortées

pour cause d’incubation trop courte, à cultiver la bactérie spiralée à partir d'une biopsie

gastrique d'un patient souffrant d’ulcère duodénal. Ils la baptisèrent initialement

Campylobacter-like organisme (CLO) car ils pensaient que c’était une nouvelle espèce du

genre Campylobacter (Marshall et Warren, Lancet 1983). La bactérie fut ensuite appelée

Campylobacter pyloridis (Marshall et al., 1984) sur base de la suggestion de Skirrow

(Skirrow, 1983). Pour des raisons de grammaire latine, elle fut ensuite dénommée

Campylobacter pylori (Marshall and Goodwin, 1987) puis Helicobacter pyloridis, et enfin

Helicobacter pylori vu les caractéristiques morphologiques, structurelles et génétiques

15

spécifiques à ce nouveau genre (Goodwin et al., 1989; Marshall et Goodwin, 1989). Derrière

le fabuleux travail de Marshall et Warren, se cachent également de précieux collaborateurs,

notamment, Amstrong et Wee (première (1ère) image en microscopie électronique de H. pylori

en juin 1982) et les membres du laboratoire de microbiologie de Goodwin (Pearmann,

Kosaras, Royce et Annear) pour leur coup de pouce indispensable à l’isolation et au maintien

des cultures (Goodwin, 1993).

Marshall et Warren ont continué leurs travaux en démontrant une forte association

entre la présence de H. pylori et l'inflammation gastrique des patients souffrant de gastrite et

de maladie ulcéreuse peptique (Marshall et Warren, 1984).

Malgré ces travaux, la communauté scientifique (et particulièrement les américains),

réfutait ces observations. Marshall procéda alors à une auto ingestion d’une solution

concentrée de bactérie pour prouver les effets sur son propre estomac et la disparition des

symptômes par administration d’un traitement incluant un antibiotique et des sels de Bismuth,

remplissant ainsi les postulats de Koch pour la description d’un nouvel agent infectieux

(Marshall et al.,1985). Dans la foulée, leurs observations furent confirmées durant cette même

période par d’autres études (Rollason et al., 1984; Steer, 1984).

C’est ainsi que les antibiotiques firent leur apparition dans le domaine de la pathologie

gastroduodénale, découverte couronnée en décembre 2005 par l’attribution du Prix Nobel de

Médecine et de Physiologie à Marshall et Warren pour leurs travaux sur H. pylori.

II.3-Epidémiologie de l’infection à H. pylori

II.3.1-Habitat de H. pylori

Le réservoir naturel de H. pylori est l'estomac humain. C’est le microorganisme le plus

fréquemment retrouvé dans la muqueuse gastrique humaine en association avec les cellules

épithéliales. Il vit préférentiellement au niveau de l’antre gastrique (figure 3).

16

Figure 3: Habitat de H. Pylori (http://nobelprize.org/nobel_prizes/medicine/laureates/2005/press.html)

II.3.2-Transmission de l’infection

Le mode de transmission de H. pylori est l'un des domaines les plus controversés dans

l'étude de cet agent pathogène. L’homme est le principal réservoir de H. pylori. L’estomac

humain est son principal habitat, néanmoins la bactérie a été retrouvée au niveau du

duodénum, de l’œsophage, du rectum, des selles, de la salive et de la plaque dentaire. A ce

jour, contrairement à l’estomac humain, l’isolation de H. pylori à partir des selles (Haggerty

et al., 2003 ; Kelly et al., 1994 ; Thomas et al., 1992), du vomissement (Parsonnet et al.,

1999) ou de l’eau contaminée (Lu et al., 2002) a pu être effectuée dans de très rares cas. Par

conséquent le mécanisme par lequel elle colonise l'estomac humain reste assez méconnu. La

plus forte prévalence étant observée dans les communautés (familles ou institutions) de

personnes ayant des contacts rapprochés souligne avant tout l’importance de la transmission

directe de personne à personne. Les sources les plus probables de transmission directe de

l’infection sont la voie oro-orale, la voie Gastro-orale et la contamination féco-orale. La

maman est considérée comme la figure clé de transmission à la descendance (Kivi et al.,

2006; Vale et al., 2010).

L’homme pourrait aussi s’infecter indirectement via l’alimentation, les eaux non

traitées, les animaux; cependant, il n'est pas encore prouvé que ce soient des véhicules

naturels ou primaires de la transmission (Malaty et al., 2007; Vale et al., 2010).

17

II.3.3-Prévalence de l’infection

H. pylori est l’un des agents infectieux les plus fréquents. A l’échelle mondiale sa

prévalence est supérieure à 50% (The EUROGAST Study Group, 1993; Brown, 2000). Elle

dépend du taux d’acquisition, de la clairance de l’infection et de la durée entre les 2 étapes

précédentes. Aussi la prévalence de l’infection varie d’un pays à l’autre et même au sein d’un

même pays, en fonction de plusieurs facteurs, entre autres, l’âge, le statut socio-économique,

les appartenances ethniques et les relations interfamiliales (Brown, 2000 ; Goh, 1997 ; Mataty

et al., 1992 ; Malaty et al., 1999; Mitchell et al., 1992; Miendje Deyi et al., 2011;

Rothenbacher et al., 1998…).

Influence du pays

Comme l’illustre la figure ci-dessous, la prévalence de l’infection est plus élevée dans

les pays en développement (Mégraud et al., 1989 ; Graham et al., 1991 ; Mandeville, 2009 ;

Perez-Perez et al., 2004, Vale et al., 2010). (Figure 4). Etre né dans un pays en

développement constitue donc un facteur de risque d’infection (Kivi et al., 2006).

Figure 4: Répartition géographique de la prévalence de l’infection à H. Pylori (www.helicobacter.com/h_epidemiology.html)

18

Influence de l’âge

Les différences géographiques dans la prévalence de l’infection à H. pylori ont été

attribuées aux fortes variations du taux d'acquisition de la bactérie pendant les premières

années de la vie. Dans les pays en développement, l’acquisition a généralement lieu très tôt

dans l’enfance, et dans certains pays la prévalence maximale (80 à > 90%) peut-être atteinte

avant l’âge de 5 ans (Frenck et al., 2003; Mitchell et al., 1992). Dans les pays développés,

seule une minorité d'enfants est infectée pendant l'enfance, mais la prévalence de l'infection

augmente avec l'âge; elle est de l’ordre de 20% à 20 ans et de 60 % à 60 ans (Delport et al.,

2007; Malaty, 2007 ; Rothenbacher et al., 2003).

Influence du statut social

Le niveau d’études des parents, le lieu de résidence, le revenu des parents semblent

affecter la prévalence de l’infection chez les enfants. Cet impact est souvent renforcé par les

conditions d’hygiène. Bref, la prévalence de l’infection est nettement plus élevée dans les

populations défavorisées (Brown, 2000 ; Delport et al., 2007 ; Malaty et al., 1996 ;

Mandeville et al., 2009).

Influence du cadre de vie

La prévalence de l’infection est plus élevée dans des familles lorsqu’ un parent ou un

des enfants est déjà infecté, les membres de la famille sont en contact avec des personnes

vivantes dans la zones à haute prévalence et aussi dans des familles nombreuses (Kivi et al.,

2006; Koch et al., 2005; Rothenbacher et al., 1998).

D’une façon générale, le risque d’infection est accru lorsque plusieurs personnes sont

en contact étroit.

Influence de la profession

Le travail de groupe est également un facteur de risque d’acquisition de l’infection (De

Schryver et al., 2001; Delport et al., 2007; Hildebrand et al., 2000; Mastromarino et al., 2005;

Trianfallidis et al., 2002). De nombreuses études ont révélé des proportions de personnes

infectées beaucoup plus élevées chez certains professionnels de santé: le personnel de gastro-

entérologie, notamment ceux effectuant les endoscopies (De Schryver et al., 2001;

Hildebrand et al., 2000; Lin et al., 1994; Mitchell et al., 1989; Velasco Elizalde et al., 2007),

les infirmières, particulièrement en unité de soins intensifs (De Schryver et al., 2001;

19

Mastromarino et al., 2005; Triantafillidis et al., 2002), les ambulanciers (Birkenfeld et al.,

2004), les chirurgiens (Upile et al., 2009) et les personnes travaillant dans des centres pour

handicapés (Angtuaco et al., 2002 ; Böhmer et al., 1997; de Schryver et al., 2008).

Influence du sexe

L’influence du sexe sur la prévalence de l’infection est controversée. Néanmoins il

ressort d’une méta-analyse que la prévalence serait plus élevée chez les adultes de sexe

masculin (de Martel et al., 2006).

Influence des facteurs héréditaires

L’influence des facteurs génétiques sur l'acquisition de l’'infection à H. pylori a été

mise en évidence par une étude originale de Malaty et ses collègues effectuée sur les jumeaux

suédois monozygotes et dizygotes. Le taux de concordance de l’infection à H. pylori était plus

élevé dans les paires de jumeaux monozygotes (81%) que dans les paires de jumeaux

dizygotes (63%), qu’ils soient élevés séparément ou non (Malaty et al., 1994).

Influence de l’ethnie

L’acquisition et la disparition de l’infection par H. pylori varie en fonction des ethnies.

Dans une étude comparant des enfants blancs et noirs vivant dans un même pays et ayant un

statut socio-économique équivalent, Malaty et ses collègues ont observé un taux d’acquisition

4 fois plus élevé dans la communauté noire. Par ailleurs, lors des 12 années de suivi, une

clairance sans traitement de l’infection a été observée chez 4% des noirs et 50% chez les

blancs (Malaty et al., 1999).

II.4.-Morphologie

Helicobacter pylori est un bacille à Gram négatif spiralé non sporulé. Il mesure 0,5 à

1µm de largeur sur 2,5 à 5 µm de longueur (Goodwin et al., 1989). Il est très mobile grâce à

la présence de 4 à 7 flagelles (figure 5), gainés en ciliature lophotriche, qui lui permettent de

se mouvoir dans le suc gastrique (Hazell et al., 1986). La forme hélicoïdale (d'où le nom «

Helicobacter ») lui permet de s’encrer dans la paroi stomacale par des mouvements

hydrodynamiques.

20

Figure 5: H. pylori en microscopie électronique (Photo du prof.Yutaka Tsutsumi, université de Fujita, Japon).

Après l’isolement de la bactérie par la culture in vitro, la morphologie peut varier entre

une forme bacillaire, en U, en C ou en O (figure 6). De plus lorsque les cultures sont vieilles,

apparaissent des formes coccoïdes non viables. La bactérie peut, en effet, devenir coccoïdes si

elle pousse sur un milieu pauvre ou dans d’autres conditions défavorables (Kuster et al., 1997;

van der Hulst et al., 1996; Vandenbroucke-Grauls et al., 1999).

Figure 6: Examen microscopique d’une culture après coloration de Gram. H. pylori apparait sous diverses formes: bacillaire, incurvé, en U en C ou en O.

(Photo de VY. Miendje, CHU-Brugmann)

21

II.5-Croissance et caractéristiques biochimiques

H. pylori est une bactérie micro-aérophile avec un optimum de croissance à 37°C. En

effet, elle est sensible à l’oxygène au taux de l’air et requiert pour vivre une atmosphère

appauvrie en oxygène. Elle requiert une concentration en O2 de 3 à 6% (optimum de l’ordre

de 5%) et une concentration en CO2 de 6 à 10%. (Goodwin et al., 1989).

Elle possède une catalase (Hazell et al., 1991), une oxydase (Maier et al., 1996) et un

super oxyde dismutase (Pecsi et Pickett., 1994). La bactérie synthétise également un gamma

glutamyl transférase, une leucine aminopeptidase et une phosphatase alcaline (Mégraud et al.,

1985). Son activité enzymatique la plus caractéristique est son uréase qui lui permet de

résister à l’acidité gastrique, en créant un environnement alcalin par l’hydrolyse de l’urée

(Marshall et al., 1990 ; Mégraud et al., 1985). L’uréase est une métallo-enzyme secrétée en

quantité abondante par toutes les souches ; elle représente 6 à 10% des protéines synthétisées

par H. pylori (Mobley et al., 1988). Les mutants non uréolytiques sont incapables de coloniser

la muqueuse gastrique (Tsuda et al., 1994).

II.6-Caractéristiques génotypiques

Le génome complet (souche H. pylori 26695) a été séquencé pour la première fois en

1997 chez un patient anglais présentant une gastrite chronique (Tomb et al., 1997). A notre

connaissance, quelques autres souches ont été complètement séquencées notamment la J99

chez un patient américain souffrant d’ulcère duodénal (Alm et al., 1999) ; la HPAG1, isolée

chez une patiente suédoise présentant une atrophie gastrique chronique (Oh et al., 2006) ; La

G27 chez un patient italien (Baltrus et al., 2009) ; la Shi470, chez une femme péruvienne

présentant une atrophie glandulaire modérée (Kersulyte et al., 2010); la P12 a été isolée d’un

ulcère duodénal (Fisher et al., 2010), la B38 issue d’un cas de lymphome du MALT en France

(Thiberge et al., 2010) et la souche HP908 isolée chez un patient africain souffrant d’ulcère

duodénal récidivant (Devi et al., 2010).

Il en ressort que H. pylori est composé d'un seul chromosome circulaire dont le

nombre de paires de bases varie entre 1 549 666 et 1 667 867. Le corps du génome contient

environ 1200 gènes. Le contenu en G+C (Guanine + Cytosine) de toutes ces souches est en

moyenne de 39%. Néanmoins les génomes séquencés présentent des régions ayant des

contenus en % G+C différents. L’une de ces régions correspond à l’îlot de pathogénicité

dénommé « cag » dont le contenu en G+C est de 35% (Censini et al., 1996). La souche B38

22

est dépourvue de cet îlot (Thiberge et al., 2010) (macro diversité). Contrairement au

monomorphisme phénotypique observé, H. pylori est l'une des bactéries pathogènes montrant

d’importantes variations génétiques entre les souches et ce particulièrement au niveau de

gènes spécifiques (micro diversité) (Dong et al., 2009; Gressmann et al., 2005; Salama et al.,

2000; Suerbaum et al., 2007). La séquence génomique des différentes souches de H. pylori

varie en fonction des régions géographiques (Falush et al., 2003; Linz et al., 2007).

II.7-Clinique et Pathogenèse de l’infection

Chez toutes les personnes infectées, la colonisation de la muqueuse de l’estomac par

H. pylori entraîne une inflammation de la muqueuse gastrique dénommée gastrite. Le plus

souvent, elle est asymptomatique (> 70% de cas) et persiste aussi longtemps que la bactérie

est présente dans la muqueuse, c'est-à-dire des années, voire toute une vie (Falonne et al.,

1999) sous forme de gastrite chronique. Elle est caractérisée par l’existence d’un infiltrat

mono et poly nucléé dans la muqueuse gastrique et d’une diminution de la hauteur des

glandes gastriques. Dans 10 à 20% de cas, la gastrite chronique évoluera vers des formes

aiguës avec notamment des pathologies gastroduodénales telles que l’ulcère gastroduodénal

(Marshall et al., 1984), le cancer gastrique (Correa et al., 1990) ou le lymphome du MALT

(Mucosa-Associated Lymphoid Tissue) à faible degré de malignité (Wotherspoon et al.,

1991).

L’évolution de la gastrite chronique va varier en fonction de la localisation de

l’infection (Correa, 1992 ; Graham, 1989 ; Uemera et al., 2001): une gastrite à prédominance

antrale est caractérisée par une hypersécrétion acide (el Omar et al., 1995). Elle évoluera dès

lors vers un risque accru d’ulcère duodénal (pas de cancer gastrique). Une infection du fundus

entraînera une hyposécrétion acide due à une raréfaction des cellules pariétales; elle évoluera

vers l’ulcère gastrique, puis vers une gastrite atrophique chronique avec risque de cancer

gastrique. Dans ce cas, l’hypergastrinémie réactionnelle jouerait un rôle essentiel dans la

croissance tumorale par son effet trophique (Hansson et al., 1996). Le risque de lymphome

gastrique n’est, quant à lui, pas rattaché à une localisation particulière.

23

II.7.1-Ulcère gastroduodénal

Figure 7 : Ulcère gastrique pré pylorique (A), Multiple ulcère bulbaires (B) (Photo de R. Ntounda, CHU-Saint Pierre)

L’ulcère est défini comme une perte de substance interrompant la paroi au

moins jusqu'à la musculeuse (figure 7). Le lien entre H. pylori et la maladie ulcéreuse

peptique a été clairement établi (Marshall et al., 1984). C’est ainsi qu’on retrouve H.

pylori dans plus de 90% et 70% des cas d’ulcères duodénaux et gastrique,

respectivement, avec une prépondérance masculine.

Symptômes évocateurs: douleur épigastrique, lourdeurs, nausées, ballonnements,

brûlures, crampes nocturnes (début ou milieu de nuit) au niveau de l'hypocondre. Il

n’y a pas de rapport avec la qualité ou la quantité des aliments ingérés, néanmoins, les

douleurs sont souvent calmées par l'alimentation.

Complications : hémorragie, perforation ulcéreuse, sténose pylorique, récidives et

rare évolution vers un cancer gastrique (figure 8).

L’éradication de H. pylori de la muqueuse gastrique chez ces patients diminue

de manière significative le risque de récidives d’ulcères (Ford et al., 2004).

24

Figure 8: Implication de H. pylori dans la genèse de la gastrite et de la maladie ulcéreuse peptique. (http://nobelprize.org/nobel prizes/medicine/laureates/2005/press.html)

25

II.7.2-Cancer gastrique

Figure 9: Adénocarcinome gastrique visualisé par endoscopie (Photo de R Ntounda, CHU- Saint Pierre)

Le cancer gastrique est le plus fréquent des cancers digestifs recensés dans le monde

(Kamangar et al., 2006). Au XIXème siècle, il constituait à lui seul 40 % des cancers chez

l’homme (Osler et Mc Crae, 1900). Son incidence varie en fonction des pays; actuellement

des cas de l’ordre de 10 à 70 sont observés par 100 000 habitants par an. Il est plus fréquent

au Japon, en Chine et en Amérique du Sud (Parsonnet et al., 1997).

Selon leur localisation, on distingue 2 types d’adénocarcinomes gastriques :

� L’adénocarcinome du cardia se développe indépendamment de l’infection par H.

pylori et serait favorisé par le reflux gastro-œsophagien. Son incidence reste stable ou

en légère augmentation.

� L’adénocarcinome de l’estomac distal est lié à la gastrite atrophique induite par H.

pylori (figure 9). Son incidence diminue nettement. Le cancer de type intestinal, de

loin la forme la plus fréquente, est associée à des lésions de métaplasie intestinale sur

la muqueuse adjacente à la tumeur, contrairement au cancer de type diffus (forme plus

rare de cancer gastrique).

26

Figure10: Représentation schématique de la physio- pathogénie de l'infection à H. pylori dans le cancer gastrique et l'ulcère duodénal.

Le mécanisme de passage au cancer gastrique n’est pas bien élucidé. C’est

l’inflammation prolongée et les lésions précancéreuses qui en suivent qui seraient à l’origine

de l’adénocarcinome gastrique observé (figure 10). Des arguments sont en faveur d’un

envahissement des cellules gastriques endommagées par des cellules souches

mésenchymateuses médullaires qui seraient alors à l’origine du processus cancéreux

(Houghton et al., 2004). Le délai d'établissement du cancer est variable; dans la majorité de

cas, il apparaît après une quinzaine d'années et parfois il n’est diagnostiqué que lorsque

l'infection à H. pylori a disparu, suite à une éradication ou à des modifications induites par les

lésions précancéreuses (Kuipers, 1999). L’éradication a un effet favorable sur la survenue du

cancer gastrique (Correa et al., 2000; Nozaki et al., 2003) notamment en l’absence de lésions

précancéreuses initiales (Wong et al., 2004).

Par ailleurs, un supplément d’antioxydants dans l’alimentation aurait un effet

favorable sur la régression des lésions (Correa, 2000). Plusieurs facteurs interviennent dans le

processus de cancérisation.

27

II.7.3-Lymphome gastrique du MALT

Figure11:Lymphome gastrique du MALT, chez une patiente de 46 ans, visualisé par endoscopie et histologie (Suzuki et al., 2009).

(A) Endoscopie réalisée 1 mois après éradication de H. pylori. Lésions nodulaires montrant des spots rouges dans le fond de l’image. (C) Image histologique correspondante, coloration Hématoxyline éosine. Infiltrat de cellules lymphocytaires formant des lésions lympho-épithéliales. (B) Endoscopie réalisée 22 mois après éradication. Régression des lésions. (D) Image histologique correspondante. Nette régression de l’infiltrat de cellules mononuclées.

Le pronostic du lymphome gastrique du MALT à faible degré de malignité (figure 11)

a été sensiblement amélioré depuis la découverte de l’implication de H. pylori en 1991

(Wotherspoon et al., 1991). En effet, une éradication précoce fait régresser le processus

tumoral (Wotherspoon et al., 1993). Elle est sans effet sur les formes à haut degré de

malignité résultant de l’acquisition d’altérations génétiques supplémentaires.

28

II.7.4-Autres pathologies associées à une infection à H. pylori

La prévalence de l’infection à H. pylori est élevée (58%) chez les patients présentant

un purpura Thrombocytopénique idiopathique (PTI). L’éradication de H. pylori entraîne une

amélioration clinique du PTI, suggérant une implication de la bactérie dans la genèse de cette

pathologie dont la physiopathologie n’est pas bien élucidée (Franchini et al., 2007). Une

récente revue, incluant 25 études, a ainsi rapporté des remissions partielles ou complètes de

PTI après éradication de la bactérie (Stasi et al., 2009).

L'anémie ferriprive inexpliquée : Plusieurs facteurs contribueraient à l’installation de

ce type d’anémie. Un pH moins acide n’est pas favorable à l’absorption de fer au niveau

stomacal. Une association a été mise en évidence entre la gastrite fundique (pH élevé) et la

carence en fer (Capurso et al., 2001). H. pylori entre en compétition avec l’organisme pour

l’absorption du fer. L’érosion ou l’ulcération provoquée par l’infection entraîne de pertes de

fer. Enfin, l’infection entraîne une diminution de concentration de vitamine C dans le suc

gastrique, ce qui entraînerait la diminution de l'absorption du fer (Annibale et al., 2003). Ici

aussi, l’éradication de H. pylori procure une nette amélioration clinique, même en l’absence

de toute supplémentation en fer (Choe et al., 1999).

De nombreuses autres pathologies ont été attribuées à H. pylori, sans association

directe de causes à effets : dyspepsie fonctionnelle, troubles cardiovasculaires, pathologies

auto-immunes, migraines, retard de croissance,… (Atherton et Blaser, 2009).

II.8-Traitement de l’infection

Le traitement de H. pylori associe un Inhibiteur de la Pompe à Protons (IPP) comme

Caprazole, Oméprazole, Lansoprazole, Rabeprazole (…) à 2 antibiotiques choisis parmi

l’amoxicilline (100mg/kg/j), le métronidazole (20-30mg/kg/j) ou la clarithromycine (15

mg/kg/j). Il a été démontré que le taux d’éradication dépend largement de la sensibilité de la

bactérie aux antibiotiques prescrits. La résistance à la clarithromycine et au métronidazole

représente donc un facteur d’échec thérapeutique plus marqué pour l’un que pour l’autre

(Kalach N et al., 2007; Raymond J et al.,1998). En cas d’échec d’éradication bactérienne, une résistance bactérienne secondaire doit être recherchée. Un échec persistant peut justifier une

enquête familiale (Kalach et al.,1999).

29

Plus récemment, des taux plus élevés d'éradication ont été rapportés avec un traitement

séquentiel, chez l’adulte et chez l’enfant. Ce traitement combine un premier traitement de 5

jours incluant un IPP et l'amoxicilline suivi d’un second traitement incluant un IPP, la

clarithromycine et le métronidazole les 5 jours suivants. Nous avons obtenu chez l’enfant un

taux d’éradication de (84,61 %) vs (80%) pour la triple thérapie standard adaptée d’après les

résultats de l’antibiogramme (Kalach et al., 2008). Ce traitement séquentiel permet d’obtenir

un taux d'éradication de l’infection comparable à celui d’une triple thérapie standard adaptée

aux résultats bactériologiques.

Chez l’adulte, la réinfection est rare, variant de 0,19 % à 2 % par an. Chez l’enfant,

des taux de réinfection variant de 2 % à 12,8 % ont été rapportés (Halitim et al., 2006).

II.9-Prévention

L'incidence élevée de cette infection dans la population et les conséquences qu'elle

implique, notamment le risque de développer un cancer de l'estomac, justifient la recherche

soit d'un vaccin contre cette bactérie soit de nouvelles molécules capables de l'éradiquer tels

les gènes comme l'uréase dont les deux sous-unités, UreA et UreB administrées à des souris,

ont permis de protéger 70% d'entre elles contre l'infection.

L'infection à Helicobacter n'est pas une infection à déclaration obligatoire. Elle fait

l'objet actuellement d'une surveillance en France par l'Institut de Vieille Sanitaire (INVS)

(Surveillance nationale des maladies infectieuses, 1998-2000,

http://www.invs.sante.fr/publications/index.html#mi).

III- Diagnostic d’une infection à H. pylori

L’infection à Helicobacter pylori peut être mise en évidence par des méthodes de

prélèvements invasifs, c'est-à-dire nécessitant une endoscopie et une biopsie gastrique, ou par

des techniques de prélèvements non invasifs, c’est-à-dire sans endoscopie.

30

III.1-Diagnostic par des méthodes de prélèvements invasifs

III.1.1-Examen anatomopathologique (histologie)

Historiquement, le diagnostic initial d’une infection par H. pylori était effectué par une

analyse histologique (Warren et Marshall, 1983). Cette méthode diagnostic reste l'une des

plus couramment utilisées. La sensibilité augmentant avec le nombre de biopsies, il est

conseillé de prélever 2 biopsies de l’antre et 2 au niveau du fundus (Bayerdorffer, 1989).

Après coloration des coupes de biopsies, H. pylori apparaît sous forme de bactéries incurvées

à la surface de l'épithélium de la muqueuse (figure 12).

Figure12: Visualisation H. pylori sur coupe histologique (Marshall et al, 1985)

Le gros avantage de l’analyse anatomo-pathologique est qu’elle permet conjointement

le dépistage de la gastrite et la recherche de complications, telles qu’atrophie, métaplasie,

lymphome ou cancer.

III.1.2-Test rapide à l’Uréase

Ce test, utilisé pour la première fois en 1995 (McNulty et al., 1995) est basé sur la

puissante activité uréasique produite par H. pylori. Pour réaliser le test, la biopsie gastrique

est placée dans un milieu contenant de l'urée. Suite à la production d'ammonium associée à

l’activité de l’uréase, un changement de pH est mis en évidence par le virage colorimétrique

d'un indicateur de pH.

31

Les gros avantages du test rapide à l’uréase sont sa simplicité, son faible coût et sa

facilité d’exécution. Il s’effectue facilement dans une salle d'endoscopie. Lors d’un premier

dépistage et en dehors de tout traitement, la positivité de ce test peut être suffisante pour

démarrer le traitement (Malfertheiner et al., 2007). C’est ainsi qu’il occupe une place de choix

dans le diagnostic de l’infection à H. pylori dans les pays en développement.

III.1.3-Culture bactérienne

La culture nécessite des conditions particulières de transport de la biopsie et un

broyage. Elle est effectuée sur un milieu enrichi (figure 13) contenant des antibiotiques pour

inhiber les contaminants, maintenu 7 jours à 37°C en atmosphère micro aérobie.

L'identification de H. pylori est basée sur des tests biochimiques (oxydase, catalase, uréase +).

Elle permet l'étude de la sensibilité aux antibiotiques.

Figure 13 Culture de H. pylori obtenue après trois jours d'incubation sur boite au sang. (Photo de B.Marshall)

III.1.4-Biologie moléculaire

Comparée à la culture, l’un des principaux avantages de la Polymerase Chain Reaction

(PCR) est l’absence de contraintes quant aux conditions pré analytiques. En effet, il n’est pas

indispensable que les bactéries soient viables.

Dans un premier temps, des techniques moléculaires de type PCR standard ont été

proposées. Après extraction de l’ADN à partir des biopsies, l’amplification est effectuée en

32

utilisant l’une ou l’autre amorce issue de différents gènes spécifiques de la bactérie : ARNr

16S, ARNr 23S, UreA, CagA, VacA etc. (Megraud et Lehours, 2007). Ces techniques ont une

sensibilité comparable à celle de la culture mais sont plus rapides. En outre, les produits PCR

peuvent être utilisés à des fins de caractérisation moléculaire.

Actuellement les techniques de PCR en temps réel sont largement utilisées dans les

pays industrialisés. Elles permettent une détection et une quantification rapide de la bactérie

grâce à l’adjonction d’une sonde marquée.

Une technique alternative attrayante est l'hybridation in situ sur des séquences du gène

ARNr 16S avec une sonde marquée à la fluorescéine (FISH : Fluorescence In Situ

Hybridization). C’est une méthode qui sans amplification génique, mais couplée à

l’histologie, entraîne un gain de spécificité par rapport à l’histologie classique. L’utilisation

des sondes recouvrant les mutations impliquées dans l’acquisition de la résistance à certains

antibiotiques, permet également de déterminer la sensibilité des souches, notamment aux

macrolides (Rüssmann et al., 2001).

III.2-Diagnostic par des méthodes de prélèvements non-invasifs.

Soulignons d’emblée que ces types de méthodes ne nécessitent pas l’obtention, au préalable

de biopsie pour effectuer le test de dépistage de H. pilori.

III.2.1-Sérologie

C’est une méthode simple et très accessible qui consiste en la recherche des anticorps

anti H. pylori dans le sang. La persistance, parfois prolongée, des anticorps dirigés contre H.

pylori, ne permet pas de distinguer une infection encore active d’une infection

asymptomatique. La sensibilité et la spécificité varient de 80% à 95%, selon les kits

commercialisés (Mégraud et Lehours, 2007). Son principal usage consiste en des études

épidémiologiques.

III.2.2 -Test respiratoire à l’urée marquée

Le test respiratoire fut le tout premier des tests non-invasifs (Graham et al., 1987). Il

consiste à faire absorber au patient de l'urée marquée au 13C puis à rechercher cet isotope dans

le CO2 expiré (figure 14). Si le patient est infecté, l’urée est métabolisée par H. pylori et le 13C

expiré peut être détecté. Ce test, incontestablement le plus sensible (98%), présente l'avantage

de rechercher la présence de la bactérie dans la totalité de l'estomac. Il est recommandé pour

le contrôle d’éradication 4 semaines après l’arrêt d’un traitement (Malfertheiner et al., 2007).

33

Figure 14: Principe du test respiratoire à l'urée marquée au 13C

(http://umvf.univ-nantes.fr/hepato-gastro-enterologie/enseignement/item 290/side/html/1_14_1.html).

III.2.3-Recherche d’antigène dans les selles

Basée sur l’élimination de H. pylori par les selles, cette méthode de diagnostic a été

proposée en 1998 (Makristathis et al., 1998). La recherche d'antigène spécifique de H. pylori

s’effectue sur selles fraîches ou conservées à basse température ou même congelées à –70°C.

Différents kits sont proposés à cet effet; ceux utilisant les anticorps monoclonaux offrent de

meilleurs résultats (Blanco et al., 2008).

En pratique, ce test peut servir au diagnostic primaire de l’infection mais s’avère

surtout utile pour le contrôle de l’efficacité du traitement d'éradication. Assez pratique en

pédiatrie, il pourrait être utilisé comme alternative au test respiratoire pour le contrôle

d’éradication (Malfertheiner et al., 2007).

34

CHAPITRE II : METHODOLOGIES

II.1 – Cadre de l’étude

L’étude a été menée au Centre Médical Saint Camille et au CERBA/LABIOGENE.

II.1.1 – Centre Médical Saint Camille

Le Centre Médical Saint Camille est situé à Ouagadougou dans la commune de

Bogodogo (secteur 14), sur l’avenue Babangida. Ce centre a été crée en 1974 par l’ordre des

religieux camilliens. C’est un centre médical privé qui comporte plusieurs services:

• Un service de consultation générale (Adulte et pédiatrie);

• Un service de néonatologie;

• Un laboratoire d’analyse biomédical ;

• Un service de radiologie (Scanner, Radio numérique, Mammographie…) ;

• Un service de cardiologie;

• Un service de Neurologie (consultation + EEG + EMG);

• Un service optique;

• Un service de Gastro-entérologie;

• Un service de Dermatologie;

• Un service d’ophtalmologie;

• Un service de Kinésithérapie;

• Un service de Gynécologie;

• Un service ORL;

• Un service d’Endocrinologie;

• Un service de Santé Maternelle et Infantile (SMI);

• Un service de Récupération Nutritionnelle

35

II.1.2 - Centre de Recherche Biomoléculaire Pietro Annigoni

(CERBA/LABIOGENE)

Le CERBA est un centre de recherche comprenant:

• Un laboratoire de biologie et de génétique moléculaires (LABIOGENE) chargé de

l’extraction de matériel nucléaire, de la PCR simple, de la PCR en temps réel, du

séquençage et du génotypage ;

• Un laboratoire de biologie cellulaire chargé des cultures cellulaires et des bio-essais y

afférant notamment les tests de cytotoxicité, les tests anti-protozoaires et les tests

d’immunomodulation;

• Un laboratoire de microbiologie chargé des tests antimicrobiens;

• Un laboratoire d’enzymologie chargé de l’extraction et de la purification des enzymes

et d’activité enzymatique;

• Un laboratoire de phytochimie chargé de l’extraction et de la purification des principes

actifs des plantes;

• Un laboratoire de biochimie clinique pour les analyses de routine;

• Un laboratoire d’hématologie pour les examens de routine;

• Un laboratoire de parasitologie et de bactériologie;

• Un laboratoire d’immunologie et d’endocrinologie.

Les principaux axes de recherche du CERBA se situent au niveau de la recherche

fondamentale et les sciences du génome, de la mise en valeur de la médecine traditionnelle et

l’identification des composants actifs des produits naturels et au niveau de la recherche

clinique, notamment dans les essais pharmaco-cliniques.

La PCR et la lecture des résultats ont été réalisées dans le laboratoire de biologie

moléculaire.

36

II.2- Déroulement de l’étude

II.2.1-Période et type d’étude

C’est une étude prospective qui s’est déroulée sur une période de 4 mois (mars- juin

2012).

II.2.2-Collecte des données et des échantillons

Nous avons collecté au total 70 échantillons et sur chaque patient deux types de

prélèvements étaient réalisés: une biopsie gastrique et un prélèvement sanguin.

Chez chaque patient, quatre biopsies ont été prélevées par le médecin

gastroentérologue: deux biopsies au niveau antrale et deux au niveau du fundus gastrique.

Ces prélèvements ont été congelés à -20°C dans des pots stériles pour l’extraction d’ADN.

Les biopsies des patients qui présentaient une suspicion de gastrite ont été transportées dans le

laboratoire d’anatomopathologie pour une confirmation par l’examen histologique.

Les prélèvements sanguins ont été réalisés. La sérologie H. pylori a été effectuée par

un test de détection rapide Acon (ACON Laboratories, INC, USA), et un test ELISA

Immunocomb (ORGENICS Ltd, Yavne, Israël). Les prélèvements sanguins ont été effectués

dans les tubes EDTA et des tubes secs. Les plasmas et les sera ont été séparés par

centrifugation à 2000 rpm pendant 10 minutes et conservés à -20°C dans des cryotubes de

1,8ml pour les tests sérologiques.

II.2.3-Mode de recrutement

Le but et la nature de l’étude ont été expliqués à l’ensemble des patients en

consultation de gastroentérologie.

Seuls 70 patients ayant consenti librement à participer à l’étude ont été recrutés et leurs

données sociodémographiques et clinique ont été répertoriés dans une fiche d’enquête dûment

remplie.

II.3- Considération éthique

Tous les patients ont consenti à participer à cette étude. Le protocole de cette

recherche a été approuvée par le comité d’éthique institutionnel du Centre Médical Saint

Camille/ CERBA, Ouagadougou, Burkina Faso.

37

II.4-Matériel

II. 4. 1-Appareil de fibroscopie

Les fibroscopies ont été réalisées au Centre Médical Saint Camille par un fibroscope

du type Olympus GIF 100 Prémédication/Xylo gel.

II.4.2-Appareil de diagnostic utilisé

Figure15: Thermocycleur 9700 (Applied Biosystems) (CERBA)

Figure16: Système d’électrophorèse (CERBA)

38

Figure17: Système photo gel doc (CERBA)

Figure18: Centrifugeuse réfrigérée (CERBA)

39

II.5-Méthodes pour les techniques utilisées

II.5.1-Technique de Diagnostic Rapide

II.5.1.1- Procédure du test rapide ¨Acon¨

La technique consiste à:

1-Déposer la bandelette sur une surface plate et horizontale après avoir enlevé sa protection

plastique;

2-Pipeter 100µl du sérum à l’aide d’une micropipette;

3-Déposer sur la bandelette du sérum dans la zone de dépôt désignée par une flèche;

4-Laisser migrer 10-15 minutes;

5-Lire le résultat;

6-Interpréter et valider les résultats.

E

C

Figure 19: Photo de test rapide (Acon) � Enregistrement des résultats.

40

II.5.1.2-Technique Immunocomb II (mini chaine ELISA)

La trousse Immunocomb II Helicobacter pylori IgG est un test immunoenzymatique

indirect en phase solide (EIA), réalisé à partir des antigènes de H. pylori immobilisés ou

inactivés.

La trousse est composée de 3 peignes, de trois bacs de développement constitué de 6

compartiments (A-F) chacun. Chaque compartiment contient les réactifs suivants:

Compartiment A: diluant échantillon, réaction Ag-Ac;

Compartiment B: solution de lavage, premier lavage;

Compartiment C: conjugué; Ac de chèvre anti IgG humain;

Compartiment D: solution de lavage, second lavage;

Compartiment E: Solution de lavage, troisième lavage;

Compartiment F: Révélation avec du 5 Bromo-4Chloro-3Indolyl Phosphate (BCIP) et du

Nitro Blue Tetrozoluim (NBT);

Elle contient aussi des réactifs de contrôle (contrôle positif et contrôle négatif), un diluant

échantillon, un perforateur et un comb scale TM pour la lecture des résultats.

Mode opératoire

Pré incubé le Bac de développement 3 heures à Température ambiante ou 20 minutes à

37°C dans une étuve.

Prélever et pré diluer les échantillons (plasma) et contrôles au 1/10.

1-Distribuer 25 µl des contrôles et des échantillons dans le compartiment A, homogénéiser

puis insérer le peigne et agiter. Incuber pendant 30 min;

2-Insérer le peigne dans le compartiment B après les 30 min agiter et incuber pendant 2 min;

3-Insérer le peigne dans le compartiment C, agiter et incuber pendant 20 min;

4-Insérer le peigne dans le compartiment D, agiter et incuber pendant 2 min;

5-Insérer le peigne dans le compartiment E, agiter et incuber pendant 2 min;

6-Insérer le peigne dans le compartiment F, agiter et incuber pendant 10 min;

41

7-Insérer le peigne dans le compartiment E, agiter et incuber pendant 1 min pour la réaction

d’arrêt;

Interprétation et validation des résultats.

Le résultat du test est validé et interprété de la manière suivante:

a-Résultat positif

� Apparition de deux spots dans la fenêtre-contrôle et dans la fenêtre-patient.

b-Résultat négatif

� Apparition d’un spot dans la fenêtre contrôle.

c-Résultat non validé ou indéterminé

� Absence de spot dans la fenêtre-contrôle et dans la fenêtre-patient;

� Absence de spot dans la fenêtre-contrôle et présence de spot dans la fenêtre-patient.

Figure 20: Photo du test ELISA (Immunocomb)

� Enregistrement des résultats.

NB: À chaque étape, le liquide résiduel est absorbé à l’aide d’un papier buvard.

II.5.1.3-Sensibilité et Spécificité des tests

Formule de la sensibilité:

42

Formule de la spécificité:

VP (Vrais positifs) représente le nombre de cas positifs à la PCR et positifs à l’Immunocomb

et/ou à Acon.

VN (Vrais négatifs) représente le nombre de cas négatifs à la PCR et négatifs à

l’Immunocomb et/ou à Acon.

FP (Faux Positifs) représente le nombre de cas positifs à l’Immunocomb et/ou à Acon et

négatifs à la PCR.

FN (Faux négatifs) représente le nombre de cas négatifs à Acon et/ou à Immunocomb et

positifs à la PCR.

43

II.5.2-Technique d’extraction d’ADN

L’extraction d’ADN à partir des biopsies gastriques s’est faite en utilisant le kit Sacace TM DNA- Sorb-B (Sacace biotechnologie, Como, Italie).

Le protocole expérimental était le suivant:

Les biopsies ont été mélangées dans 100 µl de tampon PBS 1X stérile pendant 15 minutes.

1-Ajouter 300µl de la solution de lyse dans chaque tube contenant les biopsies;

2-Vortexer et incuber à 65°C pendant 5 minutes. Centrifuger 7-10 secondes et transférer le

surnageant dans de nouveaux tubes d’extraction d’ADN;

3-Vortexer vigoureusement et ajouter 20µl de sorbent (rôle de fixation d’ADN);

4-Vortexer 5-7 secondes et incuber les tubes pendant 3 minutes à la température ambiante

(Répéter cette étape);

5-Centrifuger les tubes 30 secondes à 5000g et jeter le surnageant sans perturber le culot;

6-Ajouter 300µl de la solution de lavage 1, Vortexer vigoureusement et centrifuger 30

secondes à 8000g. Jeter le surnageant;

7-Ajouter 500µl de la solution de lavage 2, Vortexer vigoureusement et centrifuger 30

secondes à 8000g. Jeter le surnageant;

8-Répéter l’étape 8 et incuber les tubes ouverts à 65°C pendant 5 minutes;

9-Ajouter 50 µl de solution d’élution de l’ADN. Incuber 5 minutes à 65°C et Vortexer

périodiquement;

10-Centrifuger les tubes à 12000g pendant 1 minute;

11-Le surnageant contient de l’ADN prêt à être amplifier;

II.5.3-PCR (Polymerase Chain Reaction) pour la détection de H. pylori

La PCR a été faite dans un Thermocycleur 9700 (Applied Biosystems) dans un

volume réactionnel de 20 µl selon les instructions du fabricant avec le kit Helicobacter pylori

520 (Sacace Biotechnologie, como, Italie) (Tableau I). La PCR a été réalisée selon le

programme d’amplification décrit dans le tableau II.

44

Tableau I: Mélange Réactionnel de la PCR.

Constituants Volume µl

PCR mix 2 10 µl

ADN 10 µl

Total 20 µL

Tableau II: Programme d’amplification de la PCR

Etape Temps Température Nombres de cycles

Dénaturation 5 minutes 95°C 1

Dénaturation 15 secondes 95°C

42 Hybridation 25 secondes 65°C

Elongation 25secondes 72°C

Elongation finale 1 minute 72°C 1

II.5.4-Analyses des données

Nous avons utilisé le logiciel Microsoft Word Version 2007 pour le traitement du texte

et des tableaux. La saisie des données et des analyses statistiques ont été faite en utilisant le

logiciel SPSS Version 17 et Epi info Version 6.

45

CHAPITRE III: RESULTATS ET DISCUSSION

III.1-Résultats

III.1.1-Caractéristiques sociodémographiques des patients

Le tableau III présente les données sociodémographiques des patients.

Soixante dix (70) patients âgés de 16 à 78 ans ont accepté librement de participer à

l’étude du diagnostic moléculaire de H. pylori par PCR. La majorité des sujets étaient des

adultes âgés de plus de 40 ans (44,28%). Les femmes représentaient 57,1%. La plupart des

patients provenaient des zones urbaines (75,7%); 65,7% appartenaient au groupe ethnique

mossi et 37,1% étaient des ménagères. Le tableau III résume le statut sociodémographique

des patients.

III.1.2- Répartition des pathologies gastriques dans les différents groupes

sociodémographiques.

Le tableau IV présente la répartition des pathologies gastriques en fonction des

caractéristiques sociodémographiques des patients.

Les pathologies gastroduodénales n’étaient pas également reparties dans les

différentes tranches d’âges.

Les biopsies ont révélé respectivement 50% et 22,73% d’examens normaux chez les

patients âgés de 16 à 25 ans et de 26 à 35 ans. Seuls 4,35% des patients âgés de plus de 45 ans

présentaient un examen normal de biopsie.

Les gastrites représentaient 23,64% chez les patients âgés de 16 à 35 ans et 61,74%

chez ceux de plus de 36 ans. La fréquence des ulcères était plus élevée chez les patients âgés

de plus de 45 ans (21,72%) comparativement aux patients âgés de 26 à 35 ans (13,64%).

Aucun cas d’ulcère n’a été détecté dans la tranche d’âge de 16 à 25 ans.

Un seul cas de cancer a été détecté chez un patient de plus de 45 ans.

46

Tableau III: Statuts sociodémographiques des patients

Population Générale

Catégorie Effectifs Pourcentage (%)

Total

Age 16 – 25ans 26 – 35ans 36 – 45ans > 45

10 22 15 23

14,3 31,4 21,4 32,9

70(100%)

Sexe Masculin Féminin

30 40

42,9 57,1

70(100%)

Ethnie Mossi Non Mossi

46 24

65,7 34,3

70(100%)

Profession Ménagères Cultivateurs Elève-Etudiants Fonctionnaires Particuliers

26 10 8 8 18

37,1 14,3 11,4 11,4 25,7

70(100%)

Résidence Zone urbaine Zone rurale

53 17

75,7 24,3

70(100%)

Il n’y avait pas d’association d’une part entre sexe et pathologies gastroduodénales et d’autre

part entre ethnie et pathologies gastroduodénales. Cependant, une fréquence plus élevée

d’ulcère a été observée chez les hommes (23,33%) comparativement aux femmes (5%).

Le tableau IV résume la répartition des pathologies gastriques en fonction des

caractéristiques sociodémographiques des patients.

47

Tableau IV: Répartition des pathologies gastriques dans les différents groupes sociodémographiques.

Pathologies gastriques

Groupes sociodémographiques

Examen

Normal

N%)

Gastrite

N(%)

Ulcère

N(%)

Lymphome

N(%)

Cancer

N(%)

Hernie

N(%)

Gastrite

+Ulcère

+ Hernie

N(%)

Total

N(%)

Age

16 - 25 5(50) 1(10) 0(0) 0(0) 0(0) 2(20) 2(20) 10(100)

26 - 35 5(22,73) 3(13,64) 3(13,64) 1(4,54) 0(0) 4(18,18) 6(27,27) 22(100)

36 - 45 3(20) 6(40) 1(6,67) 0(0) 0(0) 3(20) 2(13,33) 15(100)

> 45 1(4,35) 5(21,74) 5(21,74) 0(0) 1(4,35) 3(13,04) 8(34,78) 23(100)

Sexe Masculin 6(20) 6(20) 7(23,33) 0(0) 0(0) 3(10) 8(26,67) 30(100)

Féminin 8(20) 9(22,50) 2(5) 1(2,50) 1(2,50) 9(22,50) 10(25) 40(100)

Ethnie

Mossi 11(23,91) 9(19,56) 5(10,87) 0(0) 1(2,17) 10(21,74)) 10(21,74) 46(100)

Non Mossi 3(12,50) 6(25) 4(16,67) 1(4,17) 0(0) 2(8,33) 8(33,33) 24(100)

Ménagère 4(15,38) 6(23,08) 1(3,85) 1(3,85) 1(3,85) 6(23,08) 7(26,92) 26(100)

Profession

Cultivateur 3(30) 3(30) 2(20) 0(0) 0(0) 1(10) 1(10) 10(100)

Elève-Etudiant 2(25) 1(12,50) 0(0) 0(0) 0(0) 2(25) 3(37,50) 8(100)

Fonctionnaire 1(12,50) 2(25) 1(12,50) 0(0) 0(0) 1(12,50) 3(37,50) 8(100)

Particuliers 4(22,22) 3(16,67) 5(27,78) 0(0) 0(0) 2(11,11) 4(22,22) 18(100)

Résidence

Zone urbaine 11(20,75) 11(20,75) 7(13,21) 1(1,89) 1(1,89) 9(16,98) 13(24,53) 53(100)

Zone rurale 3(17,65) 4(23,53) 2(11,76) 0(0) 0(0) 3(17,65) 5(29,41) 17(100)

48

III.1.3-Répartition des pathologies gastriques en fonction des différents

tests de dépistage utilisés.

Le tableau V présente la répartition des pathologies gastriques en fonction des

différents tests de dépistage utilisés.

La fréquence de H. pylori détecté par sérologie Immunocomb (20,97%) et par PCR

(21,87%) était similaire chez les patients présentant des gastrites. Cependant cette fréquence

était moins élevée avec le test Acon (15,79%).

La fréquence de H. pylori détectée par sérologie Acon (15,79%) et par Immunocomb

(14,52%) était similaire chez les patients présentant des ulcères. Cependant cette fréquence

était moins élevée avec la PCR (12,50).

La fréquence de H. pylori détecté par sérologie Immunocomb (25,81%) et Acon

(26,31%) et par PCR (25%) était similaire chez les patients présentant des infections mixtes:

gastrite, ulcère et hernie.

III.1.4- Détection de H. pylori par PCR

Un fragment de 520 paires de base correspondant à H. pylori a été amplifié par PCR

avec des échantillons de biopsies (figure 21).

49

PM CN CP + + + + + + + + + + + + - + PMPM-

PM ═ Marqueur de poids moléculaire (GeneRuler TM DNA Ladders, SM0333; Fermentas); CN═ Contrôle négatif; CP═ Contrôle positif; le signe (-): échantillons négatifs pour H. pylori. Le signe (+) : échantillons positifs pour H. pylori. Les fragments d’ADN attendus de 520 paires de bases (pb) correspondent aux échantillons positifs pour H. pylori. C’est la région 16S rRNA gene du génome de H. pylori qui a été amplifiée.

Figure 21: Electrophorèse sur gel d’agarose à 2% d’échantillons positifs et négatifs de H. pylori.

Tableau V: Répartition des pathologies gastriques en fonction des différents tests utilisés.

Pathologies gastriques

Tests

utilisés

Examen Normal

Gastrite Ulcère Lymphome

Cancer Hernie Gastrite +Ulcère + Hernie

Total

N(%) N(%) N(%) N(%) N(%) N(%) N(%) N(%)

Immunocomb

Positif

12(19,35) 13(20,97) 9(14,52) 0(0) 1(1,61) 11(17,74) 16(25,81) 62(100)

Négatif 2(25) 2(25) 0(0) 1(12,50) 0(0) 1(12,50) 2(25) 8(100)

Acon

Positif

2(10,53) 3(15,79) 3(15,79) 0(0) 0(0) 6(31,58) 5(26,31) 19(100)

Négatif 12(23,53) 12(23,53) 6(11,76) 1(1,96) 1(1,96) 6(11,76) 13(25,49) 51(100)

PCR

Positif 13(20,31) 14(21,87) 8(12,50) 1(1,56) 1(1,56) 11(17,19) 16(25) 64(100)

Négatif 1(16,67) 1(16,67) 1(16,67) 0(0) 0(0) 1(16,67) 2(33,33) 6(100)

50

III-1-5-Prévalence de H. pylori et performance de la PCR

La totalité des 70 échantillons (prélèvements sanguins et biopsies) de patients

suspectés d’infection à H. pylori ont été analysés par la PCR. Les prévalences de H. pylori

diagnostiquées par les techniques sérologiques (Acon et Immunocomb) et par PCR étaient

respectivement de 27,14% ; 88,57et 91,43%. Les prévalences obtenues par Immunocomb et

PCR étaient plus élevées comparativement à celle observée avec le test sérologique Acon

(P<0,001). L’efficacité de la PCR a été comparée à celle des techniques Immunocomb et

Acon. Sur les 70 échantillons diagnostiqués par la technique Immunocomb 62 (88,57%)

étaient positifs contre 64 (91,43%) échantillons positifs à la PCR (Tableau VI). La technique

de Acon faite sur 70 échantillons a mis en évidence les infections à H. pylori sur 19 (27,14%)

échantillons tandis que la PCR a permis de détecter 64 (91,43%) cas de positifs sur ces mêmes

échantillons. La performance de la PCR a été comparée à celle de la technique Immunocomb

et d’Acon. Les résultats montrent une sensibilité et une spécificité de 92,2% et 50% et de

28,1% et 83,3%, respectivement pour la technique Immunocomb et d’Acon par rapport à la

PCR (Tableaux VI et VII).

Tableau VI: Comparaison des résultats de la PCR et de l’Immunocomb.

Immunocomb

PCR Total

N(%)

Positif

N(%)

Négatif

N(%)

Positif N(%) 59(84,28) 3(4,28) 62(88,57)

Négatif N(%) 5(7,14) 3(4,28) 8(11,43)

Total N(%) 64(91,43) 6(8,57) 70(100)

Sensibilité = 92,2% (95% IC = 82; 97,1); Spécificité = 50% (95% IC =13,9; 86,1); Vpp =

95,2%; VPN = 37.5%.

51

Tableau VII : Comparaison des résultats de la PCR et Acon.

Acon

PCR Total

N(%)

Positif

N(%)

Négatif

N(%)

Positif N(%) 18(25,71) 1(1,43) 19(27,14)

Négatif N(%) 46(65,71) 5(7,14) 51(72,86)

Total N(%) 64(91,43) 6(8,57) 70(100)

Sensibilité = 28,1% (95% IC = 17,9; 41,0); Spécificité = 83,3% (95% IC = 36,5; 99,1);

VPP = 94,7%; VPN = 9,8%

52

III.2- Discussion

L’objectif principal de cette étude était l’usage de l’outil moléculaire (PCR) dans le

diagnostic de H. pylori chez les patients en consultation de gastroentérologie au Centre

Médical Saint Camille (Ouagadougou).

Cette étude prospective portait sur 70 patients avec une prédominance féminine

(57,1%). La majorité des patients étaient des adultes dont l’âge était supérieur à 40 ans et

appartenant au groupe ethnique mossi. Nous avons montré une prévalence élevée de H. pylori

chez les patients en consultation de gastroentérologie au Centre Médical Saint Camille. Le

diagnostic de H. pylori a été effectué par les tests sérologiques Immunocomb et Acon qui ont

donné respectivement les prévalences de 88,57% (62/70) et 27,14% (19/70). Ensuite, nous

avons réalisé des tests PCR qui nous ont permis d’dentifié H. pylori chez 64 sur 70 patients

soit une prévalence de 91,43%. Ainsi, le diagnostic de H. pylori par PCR et par Immunocomb

a permis d’observer respectivement les prévalences de 91,43% et 88,57%. La prévalence

identifiée par le test PCR est nettement supérieur à celle obtenu par Ilboudo et al, 1997

(81,3%) au Burkina Faso et à celle identifiée par Fauchere (1994) en Côte d’Ivoire (69%).

Cependant le taux de prévalence de H. pylori de cette recherche est comparable à l’étude

effectuée par Cataldo et al, 2004 (96,1%) avec un P= 0,25.

De nos jours, la tendance de la transmission est à la hausse dans presque tous les pays

du tiers monde (Malaty et al., 2007; Vale et al., 2010), ceci est dû aux conditions

socioéconomiques des populations, à l’hygiène, à la promiscuité.

Un autre problème augmentant la prévalence est le pouvoir asymptomatique de la

bactérie dans le tube digestif pendant des années. En effet, nous avons isolé H. pylori chez

20% de patients ne présentant aucun problème gastrique par la fibroscopie. Une stratégie de

prévention contre l’infection préconise un diagnostic précoce de la bactérie. Dans de

précédentes études, il a été montré que la prévalence de H. pylori augmentait avec l’âge

(Delport et al., 2007; Malaty, 2007 ; Rothenbacher et al., 2003). Nos résultats montrent que

les patients de la tranche d’âge de 16 à 25 ans et de 26 à 35 ans étaient les moins infectés par

H. pylori et que les gastrites, les ulcères et les pathologies mixtes (gastrite, hernie, ulcère)

étaient plus observés chez les patients les plus âgés (> 45ans). Ce qui est en accord avec les

53

études antérieures. En effet, l’infection est contractée généralement très tôt dans l’enfance

mais elle génère des complications pendant l’âge adulte car la bactérie reste asymptomatique

pendant des décennies.

Au Burkina Faso, le diagnostic de H. pylori se fait en routine essentiellement par les

tests de dépistage rapide (TDR) tels que Acon dont la sensibilité est très faible, ou le test

sérologique Immunocomb qui a une spécificité faible. Ces deux types de tests de diagnostics

présentent l’inconvénient de ne pouvoir discriminer une infection active d’une infection

guérie de H. pylori. Aussi, avons-nous introduit la PCR comme méthode de diagnostic chez

les patients en consultation de gastroentérologie. En effet, la PCR a déjà été utilisée dans le

diagnostic de H. pylori, dans d’autres études, et a montré une grande sensibilité (94%) et une

spécificité élevée (100%) (Weiss et al, 1994). Dans cette présente étude, nous avons

également comparé la sensibilité et la spécificité des tests de dépistage rapide Acon et

sérologique Immunocomb par rapport à la PCR. Les sensibilités et les spécificités des deux

tests (Immunocomb et Acon) étaient respectivement de 92,2% et 50% et de 28,1% et 83,3%.

Nous avons comparé la concordance des résultats de la PCR à ceux de l’Immunocomb: parmi

les 70 patients diagnostiqués pour H. pylori, 64 étaient positifs à la PCR et 62 Positifs à

l’Immunocomb. La concordance entre ces deux tests était de 84,28% (59/70) et une

discordance de 11,42%. Cette comparaison a été aussi faite entre le test Acon et la PCR. Une

discordance plus élevée de 74,28% et une concordance de 25,71% ont été observées. Dans

cette étude, la discordance et la concordance des résultats des méthodes utilisées: PCR par la

méthode moléculaire et les méthodes sérologiques (Immunocomb, IgG) étaient similaires à

ceux de Abdulqawik et al., (2012) qui avaient comparé une méthode de prélèvement invasif

(Test Rapide à l’urease) à une méthode sérologique (sérologie pour la recherche des anticorps

IgG) et avaient trouvé une concordance de 88% et une discordance de 12%.

En résumé, il ressort que la PCR est plus sensible que les deux techniques sérologiques

(Immunocomb et Acon) utilisées pour le diagnostic de H. pylori.

Cependant les résultats de la technique de diagnostic par Immunocomb est comparable

à ceux de la PCR car les prévalences entre les deux techniques n’étaient pas significative (P =

0,573), contrairement à la technique Acon qui offre des prévalences nettement inférieurs à

ceux de la technique du diagnostic moléculaire (PCR).

Cette différence pourrait être due à une faible sensibilité et spécificité du test Acon ou

à un lot défectueux du réactif Acon.

54

Conclusion et Perspectives

Cette étude nous a permis de diagnostiquer, par trois techniques, Helicobacter pylori

chez 70 patients venus en consultation de gastroentérologie au Centre Médical Saint Camille :

deux méthodes sérologiques (Acon et Immunocomb) et une méthode moléculaire par la PCR.

Ces trois techniques ont permis de déterminer la prévalence de H. pylori. La sensibilité et la

spécificité des deux techniques (Immunocomb et Acon) ont été évaluées par rapport à la PCR.

Ainsi, selon nos résultats obtenus, le diagnostic de H. pylori par PCR est plus spécifique que

les tests sérologiques (Immunocomb et Acon) et devrait être introduit, malgré son coût plus

élevé, dans le diagnostic de routine de cette bactérie pathogène. Ou à défaut de faire recourt à

la PCR, il serait souhaitable d’utiliser la technique de l’Immunocomb.

En perspectives, il serait intéressant de:

- Déterminer les résistances de H. pylori aux antibiotiques;

- Élucider les mécanismes d’induction du cancer gastrique par H. pylori;

- Étudier le polymorphisme génétique de H. pylori (identification des souches

circulantes de H. pylori au Burkina Faso).

55

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

ALM, R. A., LING, L. S., MOIR, D. T., KING, B. L., BROWN, E. D., DOIG, P. C., SMITH, D. R., NOONAN, B., GUILD, B. C., DEJONGE, B. L., CARMEL, G., TUMMINO, P. J., CARUSO, A., URIA-NICKELSEN, M., MILLS, D. M., IVES, C., GIBSON, R., MERBERG, D., MILLS, S. D., JIANG, Q., TAYLOR, D. E., VOVIS, G. F. & TRUST, T. J. (1999) Genomic-sequence comparison of two unrelated isolates of the human gastric pathogen Helicobacter pylori. Nature, 397, 176-80.

ANDERSEN, L. P., NORGAARD, A., HOLCK, S., BLOM, J. & ELSBORG, L. (1996) Isolation of a "Helicobacter heilmanii"-like organism from the human stomach. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 15, 95-6.

ANNIBALE, B., CAPURSO, G., LAHNER, E., PASSI, S., RICCI, R., MAGGIO, F. & DELLE FAVE, G. (2003) Concomitant alterations in intragastric pH and ascorbic acid concentration in patients with Helicobacter pylori gastritis and associated iron deficiency anaemia. Gut, 52, 496-501.

ATHERTON, J. C. & BLASER, M. J. (2009) Co adaptation of Helicobacter pylori and humans: ancient history, modern implications. J Clin Invest, 119, 2475-87.

BAELE, M., DECOSTERE, A., VANDAMME, P., CEELEN, L., HELLEMANS, A., MAST, J., CHIERS, K., DUCATELLE, R. & HAESEBROUCK, F. (2008) Isolation and characterization of Helicobacter suis sp. nov. from pig stomachs. Int J Syst Evol Microbiol, 58, 1350-8.

BALTRUS, D. A., AMIEVA, M. R., COVACCI, A., LOWE, T. M., MERRELL, D. S., OTTEMANN, K. M., STEIN, M., SALAMA, N. R. & GUILLEMIN, K. (2009) The complete genome sequence of Helicobacter pylori strain G27. J Bacteriol, 191, 447-8.

BAYERDORFFER, E., OERTEL, H., LEHN, N., KASPER, G., MANNES, G. A., SAUERBRUCH, T. & STOLTE, M. (1989) Topographic association between active gastritis and Campylobacter pylori colonisation. J Clin Pathol, 42, 834-9.

BIRKENFELD, S., KETER, D., DIKMAN, R., SHEVAH, O., SHIRIN, H. & NIV, Y. (2004) Prevalence of Helicobacter pylori infection in health-care personnel of primary care and gastroenterology clinics. J Clin Gastroenterol, 38, 19-23.

BLANCO, S., FORNE, M., LACOMA, A., PRAT, C., CUESTA, M. A., LATORRE, I., VIVER, J. M., FERNANDEZ, G., MOLINOS, S. & DOMINGUEZ, J. (2008) Comparison of stool antigen immunoassay methods for detecting Helicobacter pylori infection before and after eradication treatment. Diagn Microbiol Infect Dis, 61,150-5.

BLASER, M. J., CHEN, Y. & REIBMAN, J. (2008) Does Helicobacter pylori protect against asthma and allergy? Gut, 57, 561-7.

BOHMER, C. J., KLINKENBERG-KNOL, E. C., KUIPERS, E. J., NIEZEN-DE BOER, M. C., SCHREUDER, H., SCHUCKINK-KOOL, F. & MEUWISSEN, S. G. (1997) The prevalence of Helicobacter pylori infection among inhabitants and healthy employees of institutes for the intellectually disabled. Am J Gastroenterol, 92, 1000-4.

BROWN, L. M. (2000) Helicobacter pylori: epidemiology and routes of transmission. Epidemiol Rev, 22, 283-97.

CAPURSO, G., LAHNER, E., MARCHEGGIANO, A., CARUANA, P., CARNUCCIO, A., BORDI, C., DELLE FAVE, G. & ANNIBALE, B. (2001) Involvement of the corporal mucosa and related changes in gastric acid secretion characterize patients with iron deficiency anaemia associated with Helicobacter pylori infection. Aliment Pharmacol Ther, 15, 1753-61.

CATALDO, F., SIMPORE, J., GRECO, P., ILBOUDO, D. & MUSUMECI, S. (2004) Helicobacter pylori infection in Burkina Faso: an enigma within an enigma. Dig Liver Dis, 36, 589-93.

56

CENSINI, S., LANGE, C., XIANG, Z., CRABTREE, J. E., GHIARA, P., BORODOVSKY, M., RAPPUOLI, R. & COVACCI, A. (1996) cag, a pathogenicity island of Helicobacter pylori, encodes type I-specific and disease-associated virulence factors. Proc Natl Acad Sci U S A, 93, 14648-53.

CHOE, Y. H., KIM, S. K., SON, B. K., LEE, D. H., HONG, Y. C. & PAI, S. H. (1999) Randomized placebo-controlled trial of Helicobacter pylori eradication for iron-deficiency anemia in preadolescent children and adolescents. Helicobacter, 4, 135-9.

CORREA, P. (1992) Human gastric carcinogenesis: a multistep and multifactorial process--First American Cancer Society Award Lecture on Cancer Epidemiology and Prevention. Cancer Res, 52, 6735-40.

CORREA, P., FONTHAM, E. T., BRAVO, J. C., BRAVO, L. E., RUIZ, B., ZARAMA, G., REALPE, J. L., MALCOM, G. T., LI, D., JOHNSON, W. D. & MERA, R. (2000) Chemoprevention of gastric dysplasia: randomized trial of antioxidant supplements and anti-helicobacter pylori therapy. J Natl Cancer Inst, 92, 1881-8.

DE SCHRYVER, A., CORNELIS, K., VAN WINCKEL, M., MOENS, G., DEVLIES, G., DERTHOO, D. & VAN SPRUNDEL, M. (2008) The occupational risk of Helicobacter pylori infection among workers in institutions for people with intellectual disability. Occup Environ Med, 65, 587-91.

DE SCHRYVER, A. A. & VAN WINCKEL, M. A. (2001) Helicobacter pylori infection: epidemiology and occupational risk for health care workers. Ann Acad Med Singapore, 30, 457-63.

DELPORT, W. & VAN DER MERWE, S. W. (2007) The transmission of Helicobacter pylori: the effects of analysis method and study population on inference. Best Pract Res Clin Gastroenterol, 21, 215-36.

DEVI, S. H., TAYLOR, T. D., AVASTHI, T. S., KONDO, S., SUZUKI, Y., MEGRAUD, F. & AHMED, N. Genome of Helicobacter pylori strain 908. J Bacteriol, 192, 6488-9.

DONG, Q. J., WANG, Q., XIN, Y. N., LI, N. & XUAN, S. Y. (2009) Comparative genomics of Helicobacter pylori. World J Gastroenterol, 15, 3984-91.

EL-OMAR, E. M., PENMAN, I. D., ARDILL, J. E., CHITTAJALLU, R. S., HOWIE, C. & MCCOLL, K. E. (1995) Helicobacter pylori infection and abnormalities of acid secretion in patients with duodenal ulcer disease. Gastroenterology, 109, 681-91.

FALLONE, C. A. (1999) Determinants of ethnic or geographical differences in infectivity and transmissibility of Helicobacter pylori. Can J Gastroenterol, 13, 251-5.

FALUSH, D., WIRTH, T., LINZ, B., PRITCHARD, J. K., STEPHENS, M., KIDD, M., BLASER, M. J., GRAHAM, D. Y., VACHER, S., PEREZ-PEREZ, G. I., YAMAOKA, Y., MEGRAUD, F., OTTO, K., REICHARD, U., KATZOWITSCH, E., WANG, X., ACHTMAN, M. & SUERBAUM, S. (2003) Traces of human migrations in Helicobacter pylori populations. Science, 299, 1582-5.

FAUCHERE, J. L. (1994) [Gastric infections with Helicobacter pylori]. Gastroenterol Clin Biol, 18, 212-6.

FISCHER, W., WINDHAGER, L., ROHRER, S., ZEILLER, M., KARNHOLZ, A., HOFFMANN, R., ZIMMER, R. & HAAS, R. Strain-specific genes of Helicobacter pylori: genome evolution driven by a novel type IV secretion system and genomic island transfer. Nucleic Acids Res, 38, 6089-101.

FORD, A. C., DELANEY, B. C., FORMAN, D. & MOAYYEDI, P. (2004) Eradication therapy in Helicobacter pylori positive peptic ulcer disease: systematic review and economic analysis. Am J Gastroenterol, 99, 1833-55.

57

FRANCHINI, M., CRUCIANI, M., MENGOLI, C., PIZZOLO, G. & VENERI, D. (2007) Effect of Helicobacter pylori eradication on platelet count in idiopathic thrombocytopenic purpura: a systematic review and meta-analysis. J Antimicrob Chemother, 60, 237-46.

FRENCK, R. W., JR. & CLEMENS, J. (2003) Helicobacter in the developing world. Microbes Infect, 5, 705-13.

GOH, K. L. (1997) Prevalence of and risk factors for Helicobacter pylori infection in a multi-racial dyspeptic Malaysian population undergoing endoscopy. J Gastroenterol Hepatol, 12, S29-35.

GRAHAM, D. Y. (1989) Campylobacter pylori and peptic ulcer disease. Gastroenterology, 96, 615-25.

GRAHAM, D. Y., ADAM, E., REDDY, G. T., AGARWAL, J. P., AGARWAL, R., EVANS, D. J., JR., MALATY, H. M. & EVANS, D. G. (1991) Seroepidemiology of Helicobacter pylori infection in India. Comparison of developing and developed countries. Dig Dis Sci, 36, 1084-8.

GRAHAM, D. Y., KLEIN, P. D., EVANS, D. J., JR., EVANS, D. G., ALPERT, L. C., OPEKUN, A. R. & BOUTTON, T. W. (1987) Campylobacter pylori detected noninvasively by the 13C-urea breath test. Lancet, 1, 1174-7.

GRESSMANN, H., LINZ, B., GHAI, R., PLEISSNER, K. P., SCHLAPBACH, R., YAMAOKA, Y., KRAFT, C., SUERBAUM, S., MEYER, T. F. & ACHTMAN, M. (2005) Gain and loss of multiple genes during the evolution of Helicobacter pylori. PLoS Genet, 1, e43.

HAESEBROUCK, F., PASMANS, F., FLAHOU, B., CHIERS, K., BAELE, M., MEYNS, T., DECOSTERE, A. & DUCATELLE, R. (2009) Gastric helicobacter in domestic animals and non human primates and their significance for human health. Clin Microbiol Rev, 22, 202-23, Table of Contents.

HAGGERTY, T., SHMUELY, H. & PARSONNET, J. (2003) Helicobacter pylori in cathartic stools of subjects with and without cimetidine-induced hypochlorhydria. J Med Microbiol, 52, 189-91.

HANSSON, L. E., NYREN, O., HSING, A. W., BERGSTROM, R., JOSEFSSON, S., CHOW, W. H., FRAUMENI, J. F., JR. & ADAMI, H. O. (1996) The risk of stomach cancer in patients with gastric or duodenal ulcer disease. N Engl J Med, 335, 242-9.

HAZELL, S. L., EVANS, D. J., JR. & GRAHAM, D. Y. (1991) Helicobacter pylori catalase. J Gen Microbiol, 137, 57-61.

HAZELL, S. L., LEE, A., BRADY, L. & HENNESSY, W. (1986) Campylobacter pyloridis and gastritis: association with intercellular spaces and adaptation to an environment of mucus as important factors in colonization of the gastric epithelium. J Infect Dis, 153, 658-63.

HILDEBRAND, P., MEYER-WYSS, B. M., MOSSI, S. & BEGLINGER, C. (2000) Risk among gastroenterologists of acquiring Helicobacter pylori infection: case-control study. Bmj, 321, 149.

HOLCK, S., INGEHOLM, P., BLOM, J., NORGAARD, A., ELSBORG, L., ADAMSEN, S. & ANDERSEN, L. P. (1997) The histopathology of human gastric mucosa inhabited by Helicobacter heilmannii-like (Gastrospirillum hominis) organisms, including the first culturable case. Apmis, 105, 746-56.

58

HOUGHTON, J., STOICOV, C., NOMURA, S., ROGERS, A. B., CARLSON, J., LI, H., CAI, X., FOX, J. G., GOLDENRING, J. R. & WANG, T. C. (2004) Gastric cancer originating from bone marrow-derived cells. Science, 306, 1568-71.

http://www.invs.sante.fr/publications/index.html#mi:Site consulté le 3 mai 2012. http://nobelprize.org/nobel.prizes/medicine/Laureates/2005/press.html:site consulté le 5

Janvier 2012. http://umvf.univ-nantes.fr/hepato-gastro-enterologie/enseignement/idem

290/side/html/1_14_1.html: site consulté le 13 Avril 2012. JALAVA, K., ON, S. L., HARRINGTON, C. S., ANDERSEN, L. P., HANNINEN, M. L. &

VANDAMME, P. (2001) A cultured strain of "Helicobacter heilmannii," a human gastric pathogen, identified as H. bizzozeronii: evidence for zoonotic potential of Helicobacter. Emerg Infect Dis, 7, 1036-8.

KALACH, N., RAYMOND, J., BENHAMOU, P. H., BERGERET, M. & DUPONT, C. (1999) Managing intrafamilial dissemination of Helicobacter pylori gastric infection improves eradication rate in children. J Pediatr Gastroenterol Nutr, 28, 356.

KALACH, N., SERHAL, L., BERGERET, M., SPYCKERELLE, C., DUPONT, C. & RAYMOND, J. (2008) [Sequential therapy regimen for Helicobacter pylori infection in children]. Arch Pediatr, 15, 200-1.

KAMANGAR, F., DORES, G. M. & ANDERSON, W. F. (2006) Patterns of cancer incidence, mortality, and prevalence across five continents: defining priorities to reduce cancer disparities in different geographic regions of the world. J Clin Oncol, 24, 2137-50.

KELLY, S. M., PITCHER, M. C., FARMERY, S. M. & GIBSON, G. R. (1994) Isolation of Helicobacter pylori from feces of patients with dyspepsia in the United Kingdom. Gastroenterology, 107, 1671-4.

KERSULYTE, D., KALIA, A., GILMAN, R. H., MENDEZ, M., HERRERA, P., CABRERA, L., VELAPATINO, B., BALQUI, J., PAREDES PUENTE DE LA VEGA, F., RODRIGUEZ ULLOA, C. A., COK, J., HOOPER, C. C., DAILIDE, G., TAMMA, S. & BERG, D. E. Helicobacter pylori from Peruvian amerindians: traces of human migrations in strains from remote Amazon, and genome sequence of an Amerind strain. PLoS One, 5, e15076.

KIVI, M. & TINDBERG, Y. (2006) Helicobacter pylori occurrence and transmission: a family affair? Scand J Infect Dis, 38, 407-17.

KOCH, A., KRAUSE, T. G., KROGFELT, K., OLSEN, O. R., FISCHER, T. K. & MELBYE, M. (2005) Seroprevalence and risk factors for Helicobacter pylori infection in Greenlanders. Helicobacter, 10, 433-42.

KUIPERS, E. J. (1999) Review article: exploring the link between Helicobacter pylori and gastric cancer. Aliment Pharmacol Ther, 13 Suppl 1, 3-11.

KUSTERS, J. G., GERRITS, M. M., VAN STRIJP, J. A. & VANDENBROUCKE-GRAULS, C. M. (1997) Coccoid forms of Helicobacter pylori are the morphologic manifestation of cell death. Infect Immun, 65, 3672-9.

LAHARIE, D., ASENCIO, C., ASSELINEAU, J., BULOIS, P., BOURREILLE, A., MOREAU, J., BONJEAN, P., LAMARQUE, D., PARIENTE, A., SOULE, J. C., CHARACHON, A., COFFIN, B., PEREZ, P., MEGRAUD, F. & ZERBIB, F. (2009) Association between entero-hepatic Helicobacter species and Crohn's disease: a prospective cross-sectional study. Aliment Pharmacol Ther, 30, 283-93.

LIN, S. K., LAMBERT, J. R., SCHEMBRI, M. A., NICHOLSON, L. & KORMAN, M. G. (1994) Helicobacter pylori prevalence in endoscopy and medical staff. J Gastroenterol Hepatol, 9, 319-24.

59

LINZ, B., BALLOUX, F., MOODLEY, Y., MANICA, A., LIU, H., ROUMAGNAC, P., FALUSH, D., STAMER, C., PRUGNOLLE, F., VAN DER MERWE, S. W., YAMAOKA, Y., GRAHAM, D. Y., PEREZ-TRALLERO, E., WADSTROM, T., SUERBAUM, S. & ACHTMAN, M. (2007) An African origin for the intimate association between humans and Helicobacter pylori. Nature, 445, 915-8.

LU, Y., REDLINGER, T. E., AVITIA, R., GALINDO, A. & GOODMAN, K. (2002) Isolation and genotyping of Helicobacter pylori from untreated municipal wastewater. Appl Environ Microbiol, 68, 1436-9.

MAIER, R. J., FU, C., GILBERT, J., MOSHIRI, F., OLSON, J. & PLAUT, A. G. (1996) Hydrogen uptake hydrogenase in Helicobacter pylori. FEMS Microbiol Lett, 141, 71-6.

MAKRISTATHIS, A., PASCHING, E., SCHUTZE, K., WIMMER, M., ROTTER, M. L. & HIRSCHL, A. M. (1998) Detection of Helicobacter pylori in stool specimens by PCR and antigen enzyme immunoassay. J Clin Microbiol, 36, 2772-4.

MALATY, H. M. (2007) Epidemiology of Helicobacter pylori infection. Best Pract Res Clin Gastroenterol, 21, 205-14.

MALATY, H. M., ENGSTRAND, L., PEDERSEN, N. L. & GRAHAM, D. Y. (1994) Helicobacter pylori infection: genetic and environmental influences. A study of twins. Ann Intern Med, 120, 982-6.

MALATY, H. M., EVANS, D. G., EVANS, D. J., JR. & GRAHAM, D. Y. (1992) Helicobacter pylori in Hispanics: comparison with blacks and whites of similar age and socioeconomic class. Gastroenterology, 103, 813-6.

MALATY, H. M., GRAHAM, D. Y., WATTIGNEY, W. A., SRINIVASAN, S. R., OSATO, M. & BERENSON, G. S. (1999) Natural history of Helicobacter pylori infection in childhood: 12-year follow-up cohort study in a biracial community. Clin Infect Dis, 28, 279-82.

MALATY, H. M., PAYKOV, V., BYKOVA, O., ROSS, A., GRAHAM, D. P., ANNEGER, J. F. & GRAHAM, D. Y. (1996) Helicobacter pylori and socioeconomic factors in Russia. Helicobacter, 1, 82-7.

MALFERTHEINER, P., MEGRAUD, F., O'MORAIN, C., BAZZOLI, F., EL-OMAR, E., GRAHAM, D., HUNT, R., ROKKAS, T., VAKIL, N. & KUIPERS, E. J. (2007) Current concepts in the management of Helicobacter pylori infection: the Maastricht III Consensus Report. Gut, 56, 772-81.

MANDEVILLE, K. L., KRABSHUIS, J., LADEP, N. G., MULDER, C. J., QUIGLEY, E. M. & KHAN, S. A. (2009) Gastroenterology in developing countries: issues and advances. World J Gastroenterol, 15, 2839-54.

MARSHALL, B. J., ARMSTRONG, J. A., MCGECHIE, D. B. & GLANCY, R. J. (1985) Attempt to fulfil Koch's postulates for pyloric Campylobacter. Med J Aust, 142, 436-9.

MARSHALL, B. J., BARRETT, L. J., PRAKASH, C., MCCALLUM, R. W. & GUERRANT, R. L. (1990) Urea protects Helicobacter (Campylobacter) pylori from the bactericidal effect of acid. Gastroenterology, 99, 697-702.

MASTROMARINO, P., CONTI, C., DONATO, K., STRAPPINI, P. M., CATTARUZZA, M. S. & ORSI, G. B. (2005) Does hospital work constitute a risk factor for Helicobacter pylori infection? J Hosp Infect, 60, 261-8.

MEGRAUD, F., BONNET, F., GARNIER, M. & LAMOULIATTE, H. (1985) Characterization of "Campylobacter pyloridis" by culture, enzymatic profile, and protein content. J Clin Microbiol, 22, 1007-10.

MEGRAUD, F., BRASSENS-RABBE, M. P., DENIS, F., BELBOURI, A. & HOA, D. Q. (1989) Seroepidemiology of Campylobacter pylori infection in various populations. J Clin Microbiol, 27, 1870-3.

60

MEGRAUD, F. & LEHOURS, P. (2007) Helicobacter pylori detection and antimicrobial susceptibility testing. Clin Microbiol Rev, 20, 280-322.

MIENDJE DEYI, V. Y., VANDERPAS, J., BONTEMS, P., VAN DEN BORRE, C., DE KOSTER, E., CADRANEL, S. & BURETTE, A. Marching cohort of Helicobacter pylori infection over two decades (1988-2007): combined effects of secular trend and population migration. Epidemiol Infect, 139, 572-80.

MITCHELL, H. M., LEE, A. & CARRICK, J. (1989) Increased incidence of Campylobacter pylori infection in gastroenterologists: further evidence to support person-to-person transmission of C. pylori. Scand J Gastroenterol, 24, 396-400.

MITCHELL, J. D., MITCHELL, H. M. & TOBIAS, V. (1992) Acute Helicobacter pylori infection in an infant, associated with gastric ulceration and serological evidence of intra-familial transmission. Am J Gastroenterol, 87, 382-6.

MOBLEY, H. L., CORTESIA, M. J., ROSENTHAL, L. E. & JONES, B. D. (1988) Characterization of urease from Campylobacter pylori. J Clin Microbiol, 26, 831-6.

NOZAKI, K., SHIMIZU, N., IKEHARA, Y., INOUE, M., TSUKAMOTO, T., INADA, K., TANAKA, H., KUMAGAI, T., KAMINISHI, M. & TATEMATSU, M. (2003) Effect of early eradication on Helicobacter pylori-related gastric carcinogenesis in Mongolian gerbils. Cancer Sci, 94, 235-9.

O'CONNOR, H. J., BUCKLEY, M. J. & O'MORAIN, C. A. (2002) Gastric urease and peptic ulcer disease in Ireland in the 1940s--the Fitzgerald connection. Ir J Med Sci, 171, 231-4.

OH, J. D., KLING-BACKHED, H., GIANNAKIS, M., XU, J., FULTON, R. S., FULTON, L. A., CORDUM, H. S., WANG, C., ELLIOTT, G., EDWARDS, J., MARDIS, E. R., ENGSTRAND, L. G. & GORDON, J. I. (2006) The complete genome sequence of a chronic atrophic gastritis Helicobacter pylori strain: evolution during disease progression. Proc Natl Acad Sci U S A, 103, 9999-10004.

PALMER, E. D. (1954) Investigation of the gastric mucosa spirochetes of the human. Gastroenterology, 27, 218-20.

PARSONNET, J., FRIEDMAN, G. D., ORENTREICH, N. & VOGELMAN, H. (1997) Risk for gastric cancer in people with CagA positive or CagA negative Helicobacter pylori infection. Gut, 40, 297-301.

PARSONNET, J., SHMUELY, H. & HAGGERTY, T. (1999) Fecal and oral shedding of Helicobacter pylori from healthy infected adults. Jama, 282, 2240-5.

PEREZ-PEREZ, G. I., ROTHENBACHER, D. & BRENNER, H. (2004) Epidemiology of Helicobacter pylori infection. Helicobacter, 9 Suppl 1, 1-6.

PESCI, E. C. & PICKETT, C. L. (1994) Genetic organization and enzymatic activity of a superoxide dismutase from the microaerophilic human pathogen, Helicobacter pylori. Gene, 143, 111-6.

ROLLASON, T. P., STONE, J. & RHODES, J. M. (1984) Spiral organisms in endoscopic biopsies of the human stomach. J Clin Pathol, 37, 23-6.

ROTHENBACHER, D., BODE, G., BERG, G., GOMMEL, R., GONSER, T., ADLER, G. & BRENNER, H. (1998) Prevalence and determinants of Helicobacter pylori infection in preschool children: a population-based study from Germany. Int J Epidemiol, 27, 135-41.

ROTHENBACHER, D. & BRENNER, H. (2003) Burden of Helicobacter pylori and H. pylori-related diseases in developed countries: recent developments and future implications. Microbes Infect, 5, 693-703.

SALAMA, N., GUILLEMIN, K., MCDANIEL, T. K., SHERLOCK, G., TOMPKINS, L. & FALKOW, S. (2000) A whole-genome microarray reveals genetic diversity among Helicobacter pylori strains. Proc Natl Acad Sci U S A, 97, 14668-73.

61

SMET, A., FLAHOU, B., D'HERDE, K., VANDAMME, P., CLEENWERCK, I., DUCATELLE, R., PASMANS, F. & HAESEBROUCK, F. Helicobacter heilmannii sp. nov., isolated from feline gastric mucosa. Int J Syst Evol Microbiol, 62, 299-306.

SOLNICK, J. V., O'ROURKE, J., LEE, A., PASTER, B. J., DEWHIRST, F. E. & TOMPKINS, L. S. (1993) An uncultured gastric spiral organism is a newly identified Helicobacter in humans. J Infect Dis, 168, 379-85.

SOLNICK, J. V. & SCHAUER, D. B. (2001) Emergence of diverse Helicobacter species in the pathogenesis of gastric and enterohepatic diseases. Clin Microbiol Rev, 14, 59-97.

STASI, R., SARPATWARI, A., SEGAL, J. B., OSBORN, J., EVANGELISTA, M. L., COOPER, N., PROVAN, D., NEWLAND, A., AMADORI, S. & BUSSEL, J. B. (2009) Effects of eradication of Helicobacter pylori infection in patients with immune thrombocytopenic purpura: a systematic review. Blood, 113, 1231-40.

STEER, H. W. (1975) Ultrastructure of cell migration throught the gastric epithelium and its relationship to bacteria. J Clin Pathol, 28, 639-46.

STEER, H. W. (1984) Surface morphology of the gastroduodenal mucosa in duodenal ulceration. Gut, 25, 1203-10.

SUERBAUM, S. & JOSENHANS, C. (2007) Helicobacter pylori evolution and phenotypic diversification in a changing host. Nat Rev Microbiol, 5, 441-52.

SUZUKI, H., SAITO, Y. & HIBI, T. (2009) Helicobacter pylori and Gastric Mucosa-associated Lymphoid Tissue (MALT) Lymphoma: Updated Review of Clinical Outcomes and the Molecular Pathogenesis. Gut Liver, 3, 81-7.

The EUROGAST Study Group. (1993) Epidemiology of, and risk factors for, Helicobacter pylori infection among 3194 asymptomatic subjects in 17 populations. Gut, 34, 1672-6. THIBERGE, J. M., BOURSAUX-EUDE, C., LEHOURS, P., DILLIES, M. A., CRENO, S.,

COPPEE, J. Y., ROUY, Z., LAJUS, A., MA, L., BURUCOA, C., RUSKONE-FOUMESTRAUX, A., COURILLON-MALLET, A., DE REUSE, H., BONECA, I. G., LAMARQUE, D., MEGRAUD, F., DELCHIER, J. C., MEDIGUE, C., BOUCHIER, C., LABIGNE, A. & RAYMOND, J. From array-based hybridization of Helicobacter pylori isolates to the complete genome sequence of an isolate associated with MALT lymphoma. BMC Genomics, 11, 368.

THOMAS, J. E., GIBSON, G. R., DARBOE, M. K., DALE, A. & WEAVER, L. T. (1992) Isolation of Helicobacter pylori from human faeces. Lancet, 340, 1194-5.

TOMB, J. F., WHITE, O., KERLAVAGE, A. R., CLAYTON, R. A., SUTTON, G. G., FLEISCHMANN, R. D., KETCHUM, K. A., KLENK, H. P., GILL, S., DOUGHERTY, B. A., NELSON, K., QUACKENBUSH, J., ZHOU, L., KIRKNESS, E. F., PETERSON, S., LOFTUS, B., RICHARDSON, D., DODSON, R., KHALAK, H. G., GLODEK, A., MCKENNEY, K., FITZEGERALD, L. M., LEE, N., ADAMS, M. D., HICKEY, E. K., BERG, D. E., GOCAYNE, J. D., UTTERBACK, T. R., PETERSON, J. D., KELLEY, J. M., COTTON, M. D., WEIDMAN, J. M., FUJII, C., BOWMAN, C., WATTHEY, L., WALLIN, E., HAYES, W. S., BORODOVSKY, M., KARP, P. D., SMITH, H. O., FRASER, C. M. & VENTER, J. C. (1997) The complete genome sequence of the gastric pathogen Helicobacter pylori. Nature, 388, 539-47.

TRIANTAFILLIDIS, J. K., GIKAS, A., HYPHANTIS, T., CHERACAKIS, P., ROKKAS, T., KONSTANTELLOU, E., ANTONIOU, A., MALLAS, H. & ANDROULAKIS, G. (2002) Helicobacter pylori infection in hospital workers over a 5-year period: correlation with demographic and clinical parameters. J Gastroenterol, 37, 1005-13.

TSUDA, M., KARITA, M., MORSHED, M. G., OKITA, K. & NAKAZAWA, T. (1994) A urease-negative mutant of Helicobacter pylori constructed by allelic exchange mutagenesis lacks the ability to colonize the nude mouse stomach. Infect Immun, 62, 3586-9.

62

UEMURA, N., OKAMOTO, S., YAMAMOTO, S., MATSUMURA, N., YAMAGUCHI, S., YAMAKIDO, M., TANIYAMA, K., SASAKI, N. & SCHLEMPER, R. J. (2001) Helicobacter pylori infection and the development of gastric cancer. N Engl J Med, 345, 784-9.

VALE, F. F. & VITOR, J. M. Transmission pathway of Helicobacter pylori: does food play a role in rural and urban areas? Int J Food Microbiol, 138, 1-12.

VAN DER HULST, R. W., VERHEUL, S. B., WEEL, J. F., GERRITS, Y., TEN KATE, F. J., DANKERT, J. & TYTGAT, G. N. (1996) Effect of specimen collection techniques, transport media, and incubation of cultures on the detection rate of Helicobacter pylori. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 15, 211-5.

WONG, B. C., LAM, S. K., WONG, W. M., CHEN, J. S., ZHENG, T. T., FENG, R. E., LAI, K. C., HU, W. H., YUEN, S. T., LEUNG, S. Y., FONG, D. Y., HO, J., CHING, C. K. & CHEN, J. S. (2004) Helicobacter pylori eradication to prevent gastric cancer in a high-risk region of China: a randomized controlled trial. Jama, 291, 187-94.

WOTHERSPOON, A. C., DOGLIONI, C., DISS, T. C., PAN, L., MOSCHINI, A., DE BONI, M. & ISAACSON, P. G. (1993) Regression of primary low-grade B-cell gastric lymphoma of mucosa-associated lymphoid tissue type after eradication of Helicobacter pylori. Lancet, 342, 575-7.

WOTHERSPOON, A. C., ORTIZ-HIDALGO, C., FALZON, M. R. & ISAACSON, P. G. (1991) Helicobacter pylori-associated gastritis and primary B-cell gastric lymphoma. Lancet, 338, 1175-6.

WWW.helicobacter.com/h_epidemiology.html site consulté le 6 juin 2012. WWW.Pasteur.fr/ip/.../fr./ site consulté le 10 Novembre 2012.