Mémoire de fin d’études Pour l’obtention du Diplôme d’Agronomie Approfondie (DAA)

Spécialisation Halieutique

L’oursin comestible Paracentrotus lividus :

optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles benthiques en écloserie

en vue d’opérations de réintroduction après état des lieux de la ressource

sur plusieurs sites tests varois

Photo : DELVIL Marina

Présenté par : DELVIL Marina Soutenu le : 9 septembre 2009

Mémoire de fin d’études

Pour l’obtention du Diplôme d’Agronomie Approfondie (DAA) Spécialisation Halieutique

L’oursin comestible Paracentrotus lividus :

optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles benthiques en écloserie

en vue d’opérations de réintroduction après état des lieux de la ressource

sur plusieurs sites tests varois

Présenté par : DELVIL Marina Soutenu le : 9 septembre 2009 Devant le Jury : M. Le Bris Hervé, Agrocampus Ouest M. Martin Yvan, Institut Océanographique Paul Ricard M. Sabatié Richard, Agrocampus Ouest

Diffusion du mémoire

Aucune confidentialité ne sera prise en compte si la durée n’en est pas précisée.

Préciser les limites de la confidentialité (1) :

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Si oui, l’auteur complète l’autorisation suivante :

Je soussigné , propriétaire des droits de reproduction dudit résumé, autorise toutes les sources bibliographiques à le signaler et le publier.

Date : Signature :

___________________________________________________________________________

Rennes, le

Le Maître de stage (3), L’auteur,

L’Enseignant responsable (3), (1) L’administration, les enseignants et les différents services de documentation du Pôle Agronomique de Rennes s’engagent à respecter cette confidentialité. (2) La durée maximale de confidentialité est fixée à 10 ans. (3) Signature et cachet de l’organisme.

REMERCIEMENTS

Je tiens tout d’abord à remercier personnellement Monsieur Yvan Martin, mon maître

de stage. Il a su m’offrir l’immense chance de réaliser ce stage très enrichissant au sein de

l’Institut Océanographique Paul Ricard, dans un cadre de travail et une équipe des plus

agréables. Je le remercie pour son accueil chaleureux au sein de l’Institut, sa sympathie et

pour les conseils qu’il m’a donné lors de la réalisation de ce projet. Son encadrement m’a

beaucoup appris, aussi bien sur le plan scientifique qu’humain. Je le remercie pour sa

confiance, et la grande liberté qu’il m’a laissée dans mon travail. Il m’a apporté

encouragement et soutien tout au long du déroulement de mon projet.

Je tiens aussi à remercier également Monsieur Jean-Luc Bonnefond pour avoir

accepté de m’aider et de me donner des conseils, ce qui m’a beaucoup fait progresser dans

mon projet. Je le remercie pour sa gentillesse et surtout sa bonne humeur quotidienne qui

ont facilité mon intégration au sein du laboratoire, et qui ont rendu mon travail efficace.

Je remercie également Sylvain Couvray, avec qui j’ai énormément appris et qui m’a

tous les jours accompagné dans mon travail en ayant la patience de répondre, toujours avec

pertinence, à mes nombreuses questions.

Je tiens enfin à témoigner toute ma reconnaissance à Philippe Aublanc qui m’a

beaucoup aidé et avec qui j’ai passé beaucoup de temps, mais aussi Marion Perrache,

Elodie Rouanet, Rija Rakotoarisoa, Mathieu Guillemin, Caroline Lecallard et Elian Pouilloux,

pour m’avoir soutenu dans mon travail, et pour avoir tout fait pour que les conditions soient

optimales.

Un grand merci a toute l’équipe de l’Aquarium-musée Paul Ricard qui m’ont fait

partager leur expérience et ont pris le temps de m’expliquer avec précision les différentes

étapes de leur travail.

TABLE DES MATIERES

Introduction …………………………………………………………………..............................p.1

Partie I : Etat des lieux de la ressource de Paracentrotus lividus

sur huit sites tests choisis en région toulonnaise …………………….………………p.2

1. Présentation…….…………………………………………………………………….. p.2

2. Matériel…………………………………………………………….………………….. p.2

2.1. Matériel biologique : l’oursin comestible Paracentrotus lividus….……... p.2

2.2. Matériel technique…………………………………………….………………p.2

2.2.1. Traits de zooplancton……………………………..……………………...p.2

2.2.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain……………………..……..p.2

3. Méthode…………………………….…………………………………………………..p.3

3.1. Traits de zooplancton………………………….……………………………..p.3

3.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain………………………….…….p.4

3.2.1. Plongeur 1………………………..………………………………………..p.4

3.2.2. Plongeur 2………………………………………..………………………..p.4

4. Résultats et discussion………………………………………..………………………p.5

4.1. Traits de zooplancton…………………………………….…………………..p.5

4.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain…………………………….….p.6

Partie II : Optimisation des conditions de producti on de larves et de juvéniles

de Paracentrotus lividus pour des opérations de réintroduction …………...…….p.9

1. L’élevage expérimental de Paracentrotus lividus : présentation…………….….p.9

1.1. La culture d’algues……………………….…………………………………...p.9

1.1.1. Préparation du milieu de culture……………………………..………...p.10

1.1.2. Ensemencement et repiquage des algues………………………..…..p.10

1.2. Démarrage de l’élevage larvaire : fécondation et comptage des œufs..p.11

1.2.1. Fécondation…...………………………………………………………….p.11

1.2.2. Comptage des œufs fécondés……………..…………………………..p.12

2. Essais d’optimisation des conditions d’élevage larvaire………………..………p.13

2.1. Expérience 1 :

bullage et renouvellement d’eau dans les bacs d’élevage…………….. p.13

2.1.1. Matériel et méthode…..…………………………………………………p.13

2.1.2. Résultats……………..…………………………………………………...p.14

2.1.3. Discussion………………..………………………………………………p.16

2.2. Expérience 2 : qualité de l’alimentation des larves…………………..…..p.18

2.2.1. Matériel et méthode……..………………………………………………p.18

2.2.2. Résultats…………………..……………………………………………...p.18

2.2.3. Discussion………………………..………………………………………p.20

2.3. Expérience 3 :

bullage, renouvellement d’eau et qualité de l’alimentation des larves………….p.21

2.3.1. Matériel et méthode……. ;...……………………………………………p.21

2.3.2. Résultats……………………..…………………………………………...p.22

2.3.3. Discussion……………………..…………………………………………p.23

3. Mise en élevage des œufs………………………………………….……………..p.24

3.1. Alimentation des larves…………………………….……………………….p.26

3.2. Elevage des juvéniles………………………….……………………………p.26

3.3. Suivi de l’élevage………………………….………………………………...p.27

3.4. Difficultés rencontrées lors de l’élevage………………………….……….p.28

3.4.1. Gestion du volume/dates des repiquages du phytoplancton

en gaines……………………..…………………………………………..p.28

3.4.2. Obtention de géniteurs sauvages……………………..……………….p.28

3.4.3. Estimation des densités larvaires…………………..………………….p.29

3.4.4. Mortalité pré-métamorphose……………………..…………………….p.29

3.4.5. Détection de la phase de métamorphose

et transfert en « pochons de lâchés »………….……………………..p.31

3.4.6. Alimentation des juvéniles…………………..………………………….p.31

4. Essais de réintroduction……………………………..……………………………..p.32

4.1. Choix des lieux de réintroduction………………………..…………………p.32

4.2. Organisation des lâchers…………………………….……………………..p.32

4.3. Rôles du laboratoire EB2M………………………………..………………..p.32

Conclusion ........................................................................................................................p.33

Bibliographie …………………………………………………….……………………………...p.34

Annexes

[ Remarque : toutes les figures (photos, schémas) et tableaux sont de l’auteur ]

GLOSSAIRE EMF = eau de mer filtrée

GPS = Global Positioning System

IC = indice de condition somatique

IFREMER = Institut Français de Recherche pour l’Exploitation de la Mer

IG = indice gonadique

IOPR = Institut Océanographique Paul Ricard

PVC = polychlorure de vinyle

TPM = Toulon Provence Méditerranée

LISTE DES ANNEXES

Annexe 1 : L’institut Océanographique Paul Ricard

Annexe 2 : L’oursin comestible Paracentrotus lividus

Annexe 3 : Fiche immergeable transects

Annexe 4 : Biotopes des sites tests

Annexe 5 : Résultats obtenus pour les traits de zooplancton, entre janvier et juillet 2009

Annexe 6 : Analyse qualitative des échantillons recueillis sur les sites tests, entre février et

mai 2009

Annexe 7 : Analyse quantitative des échantillons recueillis sur les sites tests, entre février et

mai 2009

Annexe 8 : Relations allométriques et biométriques obtenues sur les sites tests, entre février

et mai 2009

Annexe 9 : Milieu de Conway

Annexe 10 : Solutions mères de substances nutritives utilisées pour le milieu de culture de

Skeletonema costatum

Annexe 11 : Inauguration de l’écloserie expérimentale de l’Institut, visite de Monsieur Borloo,

Ministre de l’Écologie, de l’Énergie, du Développement durable et de la Mer

Annexe 12 : « Méditerranée, l’espoir renaît », Le Figaro Magazine, 18 juillet 2009

INTRODUCTION

La diminution des stocks d’oursins comestibles Paracentrotus lividus (Lamark, 1816) semble s’observer depuis 1987 sur les côtes méditerranéennes. Dès cette année, le Syndicat des Oursiniers de Marseille sonnait l’alerte « avec une pêche journalière de 5 000 douzaines et de 10 à 15 000 douzaines prélevées par les braconniers, la surexploitation des oursins entraîne leur disparition ». Ce phénomène est particulièrement frappant dans la baie de La Ciotat (Bouches du Rhône) où certains sites, anciennement connus pour leur abondance par les pêcheurs, sont aujourd’hui presque dépourvus d’oursins comestibles (jusqu’à 70% de la ressource a disparu). L’oursin subit donc une forte pression due à la pêche amateur et professionnelle (Gras, 1985) malgré les réglementations, sans écarter la destruction des habitats par les aménagements du littoral, la pollution urbaine et industrielle. Les populations devenant de moins en moins importantes, l’activité de pêche est en danger (Allain, 1972 ; Le Direac’h, 1987 ; Le Gall, 1987 ; Regis, 1987).

Afin de compenser la diminution des populations d’oursins constatée dans ces

secteurs, une démarche scientifique de production en écloserie et de lâchés d’oursins comestibles P. lividus dans les eaux du littoral méditerranéen a été envisagée. Sollicités et subventionnés par la Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence Méditerranée), le Conseil Général du Var, la Prud’homie de La Ciotat, l’Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse et le Conseil Général des Bouches du Rhône, les chercheurs de l’Institut Océanographique Paul Ricard (Annexe 1) dirigent ce projet pilote qui s’étend sur trois ans.

L’élevage des oursins, ou échiniculture, reste très peu développé à l’échelle

mondiale. Cependant quelques systèmes aquacoles ont été testés à plus large échelle, comme le confirme la littérature : semis et mise en jachère sur zone naturelle identifiée (sea urchin ranching décrit par Fernandez en 1994), polyculture en cage avec poissons (Kelly et al, 1998). Cependant, seul l’élevage en écloserie, indépendant des conditions naturelles et n’apportant pas de pression supplémentaire sur l’usage des eaux littorales semblerait être la solution. Cette solution nécessite une maîtrise complète du cycle d’élevage des larves et des juvéniles d’oursins comestibles P. lividus.

Notre projet se décompose en trois volets. Tout d’abord, un état des lieux de la

ressource par comptage sur le terrain permettra d’estimer le niveau général des stocks d’oursins, en quantité mais aussi en qualité (tailles des oursins et indices gonadiques). Ensuite des essais de maîtrise d’élevage de larves et de juvéniles d’oursins sera faite en écloserie, en utilisant des petites unités d’élevage expérimentales. Nous tenterons ainsi d’optimiser les conditions d’élevage dans ces structures (nourriture, renouvellement d’eau…), celui-ci étant à l’heure actuelle peu maîtrisé car différant fortement des élevages de poissons, mollusques et crustacés. Enfin, des lâchés de juvéniles seront effectués en région toulonnaise, sur des sites sélectionnés, en s’efforçant de proposer un protocole de suivi pour les années à venir, afin de pouvoir estimer l’efficacité de notre démarche.

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PARTIE I Etat des lieux de la ressource de Paracentrotus lividus

sur huit sites tests choisis en région toulonnaise 1. Présentation

Depuis de nombreuses années, les pêcheurs ciotadens déplorent la diminution des populations d’oursins dont la pêche est une tradition en Méditerranée depuis des générations. En effet, alors que cette pêche artisanale était pratiquée par des pêcheurs seuls sur leur barque dans les années 60, l’action de nombreux « oursiniers » professionnels s’est développée, tandis que la pêche amateur est devenue au fil du temps de plus en plus importante. Dans les années 80-90, des études en région marseillaise avaient montré que les stocks étaient passés de 17-20 individus/m2 à 7-2 individus/m2 en à peine deux ans (Regis, 1989). Depuis ces années là, la disparition de la maladie chauve et les rappels réguliers de la réglementation auraient permis aux stocks de se reconstituer partiellement. Malheureusement, les données sur les réelles quantités d’oursins des sites fortement pêchés restent très difficiles à obtenir. Dans le but d’avoir une première idée de l’état des stocks d’oursins de Paracentrotus lividus en région toulonnaise, nous avons choisi, avec les moyens techniques et humains du laboratoire, de mettre en place un protocole d’évaluation de l’état général de la ressource, pendant toute la durée du stage. Ce protocole se décompose en deux parties. La première tente d’évaluer le recrutement des larves d’oursins, via une méthode de traits de zooplancton réalisée en bateau. La seconde consiste en un comptage visuel en plongée, un échantillonnage et une analyse au laboratoire des échantillons prélevés.

2. Matériel 2.1. Matériel biologique : l’oursin comestible Paracentrotus lividus (Annexe 2)

2.2. Matériel technique 2.2.1. Traits de zooplancton - filet immergeable (maille 400 microns, ouverture de 1750cm2). Fabriqué au sein du

laboratoire, sa résistance lui permet d’être tracté par un bateau muni d’une corde de 15m, à la vitesse maximale de 1 à 2 nœuds. Au bout du filet, un réservoir de 1ℓ à maille très fine permet de concentrer le zooplancton capturé.

- thermomètre et salinomètre électroniques - GPS pour enregistrer le trait réalisé par le bateau - flacon plastique 1,5ℓ, rouge neutre en poudre et loupe binoculaire x15 2.2.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain - 2 équipements complets de plongée - triple décamètre (30m) et règle plastique de 2m, marquée en son milieu par un trait noir - tablette immergeable (Annexe 3) où les données de comptage seront inscrites au fur et à

mesure de l’évolution du plongeur le long du transect - calibreur permettant de savoir à quelle classe de taille appartient l’oursin observé - thermomètre et salinomètre électroniques, profondimètre

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- seau pour le ramassage des gros oursins, paire de ciseaux pour le découpage des tests, balance de précision à 0,1mg près

3. Méthode

3.1. Traits de zooplancton

Figure 1 : Schéma de la méthode du trait de plancton

La méthode utilisée (Figure 1) consiste à se déplacer en bateau sur des sites d’étude choisis, localisés autour de l’Ile des Embiez : site Rix-cauvelle ou site Gaou-Embiez. - Rix-cauvelle (200m) = départ : 43°04’36 N, 5°4 6’34 E, arrivée : 43°04’29 N, 5°46’33 E - Gaou-Embiez (300m) = départ : 43°04’17 N, 5°47 ’06 E / arrivée : 43°04’11 N, 5°46’54 E

Les biotopes de ces sites sont quasi-identiques : éboulis, gros blocs rocheux, tombants mais aussi zones de graviers et d’herbiers clairsemés. De nombreuses algues photophiles sont présentes sur les roches. La zone est assez poissonneuse, avec une eau claire (visibilité >20m). Toutes les classes d’oursins sont présentes : juvéniles (diamètre test <2cm), petits (2 à 3,5cm), moyens (3,5 à 5cm) et gros individus (>5cm).

Ces sites, réputés pour leur abondance en P. Lividus, nous ont été indiqués par les pêcheurs professionnels d’oursins (à la grapette ou en apnée), ayant coutume de pêcher autour de l’île. Selon ces pêcheurs, il semblerait que depuis quelques années les stocks d’oursins aient diminués. Afin de vérifier cette constatation, nous tentons d’évaluer l’abondance larvaire.

Arrivés sur le site, nous réalisons une mesure de salinité et de température à 1m de profondeur. La météo des trois derniers jours est notée. Nous repérons le trait de zooplancton à réaliser grâce aux amers et au GPS du bateau. Le filet est mis à l’eau pendant quelques minutes le temps de parcourir la distance de 200m ou 300m à très faible vitesse. Une fois le trait effectué, le bateau ralentit et nous remontons le filet avec précaution. Le contenu du réservoir situé en bout de filet est ouvert puis vidé dans un flacon propre de 1,5ℓ. Au laboratoire, nous colorons la solution de zooplancton avec du rouge neutre (concentration : 1g/ℓ). L’observation des larves se fait à la loupe binoculaire (x15). Nous dénombrons le nombre de larves d’oursins au stade plutéus, et rapportons cela aux mètres cubes d’eau filtrés. Cela nous permet de détecter des périodes de blooms.

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3.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain

L’échantillonnage se fait sur 8 sites sélectionnés (Annexe 4), pour la majorité réputés pour leur haute fréquentation par les oursiniers professionnels : Coudoulière, Gaou-Embiez, St Mandrier, Mitre, Rix-cauvelle, Garonne, Bau Rouge et Cap Sicié. Le déplacement se fait en voiture pour les sites les plus éloignés, ou en bateau pour les plus près. Sur le site, deux plongeurs équipés se mettent à l’eau : 3.2.1. Plongeur 1

Figure 2 : Schéma de la méthode de comptage et échantillonnage sur le terrain

Après avoir déroulé le triple décamètre sur le fond (Figure 2), le plongeur se déplace en faisant glisser une règle en plastique de 2m le long de cette ligne matérialisée (1m à droite, 1m à gauche). La surface visualisée par le plongeur le long de son parcours est alors de 60m2. Muni d’une tablette immergeable et du calibreur à oursins, celui-ci observe le transect et note : - nature du biotope et cotation (exemple : tombants 25%, herbiers 50%, éboulis rocheux 25%) - nombre d’oursins dans chaque classe de taille en fonction du biotope (juvéniles < 2cm, petits 2 à

3,5cm, moyens 3,5 à 5cm et gros > 5cm) - profondeurs maximale et minimales - présence ou non de l’oursin Arbacia lixula

Cette méthode de quantification a fréquemment été utilisée par Azzolina (1988). L’analyse des résultats nous permettra d’estimer l’abondance qualitative (nombre) et qualitative (tailles) de P. lividus sur chaque site, et nous indiquera si il existe des différences entre les zones de pêche étudiées sur la région toulonnaise. Un rapport entre l’abondance de P. lividus et la présence d’A. lixula pourra être fait. A. lixula est un oursin de couleur noire, non ramassé par les pêcheurs car non comestible. Il ne subit pas de pression anthropique directe par pêche/ramassage, et pourrait dans certains cas rares, rentrer en compétition spatiale et alimentaire avec P. lividus. 3.2.2. Plongeur 2

Celui-ci à pour rôle de ramasser de manière aléatoire 14 oursins de taille supérieure à 5cm. Ce choix de 14 se veut représentatif du quart d’une pêche journalière autorisée (12 oursins), plus 2 oursins supplémentaires au cas où il y en aurait d’abimés. Au laboratoire, des mesures seront réalisées sur ces gros oursins : poids total de l’animal (en g), diamètre

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du test sans les piquants (en cm), sexe (M ou F), poids des gonades (en g) et maturité des gonades (notation A = peu mature, gonades de petites taille et peu granuleuses, B = mature, gonades de taille moyenne, assez granuleuses, C = très mature, gonades de grosse taille, les canaux gonadiques sont déjà remplis, l’oursin émet ses gamètes au moindre stress).

Avant de quitter le site, ce plongeur mesure la température de l’eau et sa salinité. Ces résultats nous permettront de donner une appréciation générale sur l’état de maturité des individus de grosse taille prélevés au sein de chaque site, grâce au calcul des indices gonadiques.

4. Résultats et discussion

4.1. Traits de zooplancton

Figure 3 : Résultats des traits de zooplancton réalisés sur les sites Rix-cauvelle et Gaou-Embiez entre janvier et juillet 2009. Les astérisques indiquent qu’à ces dates là, les données proviennent du site Gaou-Embiez.

Le graphique (Figure 3) nous montre les résultats obtenus pour les traits réalisés entre janvier et juillet 2009 (Annexe 5). Les deux sites étudiés autour de l’Ile des Embiez sont proches l’un de l’autre de seulement quelques centaines de mètres. Nous observons 3 phases successives :

9 février – 12 mars : Les densités de plutéi de P. lividus varient entre 0,09 et 0,61 individus/m3 d’eau filtrée.

Les densités d’échinodermes « autres » (ophiures, holoturies…) dépassent largement celles des P. lividus : entre 0,57 et 1,37 individus/m3. Le ratio « plutéi de P. lividus/autres échinodermes» oscille alors entre 0,07 et 0,51. A cette période là, aucun oursin en métamorphose ou métamorphosé n’est observé. La température de l’eau varie entre 13 et 14°C, et la salinité moyenne est de 37,8PSU. La météo est plutôt stable : beau temps, parfois couvert, vent faible à moyen.

16 mars – 27 avril : Les densités de plutéi de P. lividus sont quasi nulles (entre 0,00 et 0,03 individus/m3).

Les densités des autres échinodermes dépassent toujours celles des P. lividus mais restent très faibles : entre 0,00 et 0,09 individus/m3. Le ratio « plutéi de P. lividus/autres échinodermes» atteint au maximum la valeur de 0,3 pour le 16 mars et le 2 avril. Là non plus, aucun oursin en métamorphose ou métamorphosé n’est observé. La température de l’eau varie entre 14 et 15°C, et la salinité moyenne est de 37,8 PSU. La météo est plutôt changeante : beau temps,

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mais aussi pluies et coups de mistral relativement forts. L’ensemble des traits réalisés pendant cette période révèlent la présence d’autres zooplanctons très abondants et peu diversifiés (copépodes), ainsi que quelques larves de poissons et d’hydroméduses.

26 mai – 1er juillet : Nous observons une période de bloom de zooplancton, où les densités de P. lividus

varient entre 0,03 et 1,60 individus/m3. Les densités des autres échinodermes dépassent encore celles des P. lividus : entre 0,03 et 2,20 individus/m3. Le ratio « plutéi de P. lividus/autres

échinodermes» évolue entre 0,72 et 1,00. Dès le 3 juin et ce jusqu’au 1er juillet, de nombreux oursins en métamorphose ou métamorphosés sont observés (entre 0,14 et 3,37 individus/m3). La température de l’eau varie entre 19 et 21°C, et la salinité moyenne est de 37,8PSU. La météo est homogène et clémente. L’ensemble des traits réalisés pendant cette période révèlent la présence d’autres zooplanctons très diversifiés, ainsi que la présence d’hydrozoaires. La période de bloom semble se ralentir nettement à partir du 15 juillet.

La première fois où nous observons un changement radical (bloom) dans les densités de plutéi correspond à la période du 27 avril au 26 mai. En l’espace de 4 semaines, nous voyons les densités évoluer de 0 à plus de 1,50 individus/m3. Cela laisse penser que la période de reproduction sauvage des oursins P. lividus s’est produite moins de 25 jours auparavant, c'est-à-dire début mai (métamorphose de l’espèce entre le 25 et le 30ème jour). La première fois que nous observons des oursins métamorphosés ou en métamorphose correspond à la date du 3 juin, ce qui correspondrait aux larves issues des reproductions de début mai. Entre le 3 et le 18 juin, le nombre d’oursins en métamorphose ou métamorphosés ne cesse de chuter, passant de 3,37 à 0,14 individus/m3. Les oursins métamorphosés passent alors en phase benthique, ils se déposent sur les substrats ce qui expliquerait qu’on ne les retrouve plus dans le filet. Dès le 25 juin, aucun plutéi de P. lividus n’est compté et nous observons seulement 0,03 à 1,03 oursins métamorphosés/m3 : la période de bloom est terminée. Les données acquises permettent ainsi de savoir que c’est au début du mois de mai que s’est effectué le bloom printanier des larves de P. lividus. Cette période correspond au moment où nous avons constaté que la température de l’eau augmentait assez rapidement (+ 4°C en 4 semaines, dépassant les 19°C), accompag né d’une météo stable et clémente.

4.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain (Annexe 6 et Annexe 7)

Figure 4 : Nombres moyens de P. lividus et de A. lixula par m2 observés sur les transects, toutes classes de tailles confondues (février-mai 2009)

Pour l’oursin comestible P. lividus (Figure 4), nous constatons que la plus forte densité est atteinte sur le site Cap Sicié avec en moyenne 8,03 individus/m2, suivi par les

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sites Gaou-Embiez (4,35/m2) et Rix-cauvelle (3,15/m2). Pour les autres sites, cette densité est faible et varie entre 1,93 et 0,45 individus/m2. Nous pouvons remarquer que ces valeurs de densités sont toutes très inférieures à celles décrites par Régis (1989) en région marseillaise dans les années 80-90 (17 à 20 individus/m2).

Figure 5 : Nombres moyens de P. lividus/m2 dans chaque classe de taille, observés sur les transects des sites tests (février- mai 2009)

La forte densité observée au Cap Sicié peut s’interpréter par le fait que ce soit un site faiblement pêché, du à sa proximité avec l’émissaire de la station d’épuration du Cap Sicié (quelques dizaines de mètres seulement) et du à son accessibilité limitée (inaccessible à pied, et trajet de 20 minutes en bateau). Lorsqu’on regarde le graphique de la Figure 5, on constate que les gros individus (>5cm) sont largement représentés par rapport aux moyens (3,5 à 5cm), petits (2 à 3,5cm) et juvéniles (<2cm), ce qui laisse encore penser que la pêche n’est pas ou très peu pratiquée sur cette zone. Le ratio « densité de gros individus»/ « densité totale

moyenne, toutes tailles confondues» est de 0,78. D’autres hypothèses doivent aussi être prises en compte : substrat rocheux adapté au développement de l’espèce, température de l’eau, hydrodynamisme… Les densités observées à Gaou-Embiez et Rix-cauvelle sont en moyenne deux fois moins élevées que la densité observée à Cap Sicié. Cependant, elles restent plus élevées que celles des autres sites. Il faut remarquer que les sites situés autour de l’Ile des Embiez subissent un impact de la pêche moindre que les sites situés en bordure de littoral « continental ». En effet, leur accessibilité reste limitée : pour pêcher ces oursins, il faut posséder un bateau ou bien venir sur l’île via le bateau-navette. Par rapport aux pêcheurs amateurs et aux touristes, les pêcheurs professionnels en bateau (munis d’une « grapette ») fréquentent souvent ces zones et peuvent avoir un impact plus ou moins important sur l’évolution des densités d’oursins. Le ratio « densité de gros individus»/ « densité totale

moyenne, toutes tailles confondues» varie de 0,41 à 0,63, ce qui est nettement plus faible que le ratio du Cap Sicié. Pour les autres sites (Coudoulière, St Mandrier, Garonne, Bau Rouge, Mitre), les densités moyennes observées sont très faibles (< 2 individus/m2 en moyenne). L’impact de la pêche loisir est plus marqué (forte fréquentation touristique), l’accès étant facile à pied comme en bateau. Mais ces variations de densités inter-sites peuvent avoir d’autres causes variées et complexes : température de l’eau, type d’hydrodynamisme, disponibilité de l’alimentation des larves, intensité de la prédation naturelle sur les juvéniles…

Si l’on s’intéresse au graphique de la Figure 6, on remarque que les Indices Gonadiques (IG) et les Indices de Condition Somatiques (ICS) sont les plus élevés pour les oursins des sites Cap Sicié, Rix-Cauvelle, Mitre et Bau Rouge. Les plus faibles indices sont obtenus pour les sites Garonne, Coudoulière, St Mandrier. Les gonades étant des organes de stockage, nous pourrions faire l’hypothèse que les oursins issus du Cap Sicié

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bénéficieraient d’une disponibilité alimentaire supérieure à celles des autres sites, due en partie à la proximité de l’émissaire de la station d’épuration. En effet, en plus de l’assimilation de composants nutritifs des végétaux broutés, P. lividus peut apparemment utiliser le matériel dissous dans l’eau comme source d’énergie, notamment le matériel particulaire récolté grâce à la microstructure de ses piquants (Regis, 1981).

Figure 6 : Indices Gonadiques et Indices de Condition Somatique des P. lividus prélevés sur les sites tests (moyenne février-mai 2009)

Pour l’oursin noir A. lixula (Figure 4), nous remarquons que c’est sur le site Gaou-Embiez que la plus forte densité est observée (en moyenne 1,32/m2), suivi par le site St Mandrier (1,05/m2). Les densités observées sur les autres sites sont plus faibles, voire nulles (entre 0,00 et 0,60 individus/m2). Cela laisse penser que les biotopes des sites Gaou-Embiez et St Mandrier se prêtent bien au développement de cette espèce (nature rocheuse des fonds et accessibilité de la nourriture). L’oursin noir apprécie les faces verticales des rochers. Le site Mitre, par exemple, de par la nature du fond qu’il possède (herbiers de Posidonia oceanica) n’a révélé aucun A. lixula lors des comptages. Dans l’ensemble, les densités de P. lividus dépassent largement les densités d’A. lixula. Cependant, nous remarquons que sur les sites St Mandrier, Bau Rouge et Garonne, le ratio A. lixula / P. lividus varie entre 0,80 et 0,85, ce qui est relativement élevé. Il n’est pas à exclure que le développement de l’espèce A. lixula soit facilité sur les sites où P. lividus est régulièrement soumis à une pression de pêche importante.

Pour chaque transect (Figure 7), les données issues des oursins prélevés et disséqués nous ont permis d’établir des relations biométriques (Annexe 8) entre le LOG(poids

total de l’individu) et LOG(diamètre du test de l’individu, sans les piquants). Cependant, rares sont les droites de régression qui possèdent un R2 supérieur à 0,95.

Figure 7 : Exemple d’une relation biométrique obtenue sur le lot de 14 oursins prélevés le site de St Mandrier le 30 mars 2009.

Ainsi, les comptages ont pu révéler des différences entres les sites étudiés : densités d’oursins mais aussi nature des biotopes. Cela nous donne des pistes sur les futurs lieux où des lâchers de juvéniles pourront être réalisés, les sites où l’impact de la pêche est le plus marqué étant à privilégier (tout en tenant compte d’un éventuel facies de surpâturage).

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PARTIE II Optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles

de Paracentrotus lividus pour des opérations de réintroduction

1. L’élevage expérimental de Paracentrotus lividus : présentation

L’élevage d’oursins comestibles en circuit semi-fermé, basé sur des structures aquacoles localisées à terre s’oppose aux systèmes en mer fortement dépendants des conditions extérieures : semis et mise en jachère sur zone naturelle identifiée (sea urchin ranching, selon Fernandez (1994)) ou polyculture en cage avec poissons (Kelly et al, 1998). L’objectif d’un élevage en écloserie est de maîtriser au maximum chaque phase du cycle de vie de l’animal (Figure 1), en contrôlant la majorité des paramètres environnementaux (température, photopériode, qualité de l’eau, qualité et quantité de nourriture, densité d’élevage, bullage…). L’avantage est que les animaux produits en élevage ne dépendent pas du milieu extérieur, et que leurs chances de survie sont largement augmentées avant la phase de lâchés. Dans la littérature, de nombreux rapports scientifiques traitent de l’optimisation de la croissance des gonades d’oursins adultes, en vue d’une commercialisation. Peu de rapports décrivent les méthodes d’élevage de juvéniles. Notre travail est inspiré en partie des travaux de Le Gall (1990) et de Grosjean et al. (1998). Figure 1 : Etapes successives de l’élevage de Paracentrotus. lividus

1.1. La culture d’algues Pour nourrir les plutéi pélagiques, plusieurs souches de phytoplancton ont été cultivées

au sein du laboratoire de l’IOPR : - Pavlova lutheri (haptophycées, flagellés). Largement utilisée en aquaculture (exemple :

Crassostrea Gigas), dû à sa richesse en acides gras polyinsaturés EPA et DHA et à sa facilité de culture (20 à 24% de lipides et entre 40 et 50µm3de volume cellulaire moyen).

- Nannochloropsis (eustigmatophyceae). Utilisée en écloserie de bivalves et pour les cultures de rotifères, cette souche est riche en EPA, ARA et Oméga 3.

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Mais aussi : Skeletonema costatum, Porphyridium, Tetraselmis… Ces souches d’algues sont commandées à la SATMAR (Société Atlantique de

Mariculture) puis reçues par voie postale sous forme de tubes à essais de 15mℓ stockés dans les frigos du laboratoire.

1.1.1. Préparation du milieu de culture Afin d’enrichir l’eau de mer naturelle, des milieux de culture sont préparés. Pour P. lutheri, Nannochloropsis, Porphyridium et Tetraselmis nous nous sommes référés au milieu de Conway détaillé par le rapport « Production d’algues unicellulaires » de l’Ifremer Palavas (Annexe 9). Ce milieu donne des bons résultats. Pour S. costatum, nous nous sommes référés aux solutions mères de substances nutritives citées dans le recueil « Essais Toxicologiques » de 1998 (Annexe 10). Nos essais ont montré que ce milieu de culture conviendrait mieux à la souche que le milieu de Conway de l’Ifremer. Après filtration de l’eau de mer naturelle (sur filtre microfibre Whatman 1,2µm), nous vérifions et ajustons sa salinité à 30PSU avec de l’eau distillée (conseillé par le recueil « Essais écotoxicologiques », 1998), ce qui optimise au maximum la pousse du phytoplancton.

Nous réalisons le dosage suivant : 1mℓ de solution de Conway pour 1ℓ d’eau de mer filtrée (EMF). La stérilisation des flacons se fait à l’autoclave (20 minutes à 120°C). Cette étape permet de limiter l’entrée de contaminants pathogènes provenant du milieu extérieur (virus, procaryotes, protozoaires). Après passage à l’autoclave, nous ajoutons ensuite une solution de vitamines B1 et B12, stérilisée au préalable par filtration (seringue avec filtre 0,2µm Minisart). De cette façon, les vitamines ne sont pas dénaturées par la chaleur de l’autoclave. Notons que pour S. costatum il faut prendre soin d’ajouter une solution silicatée de Métasilicate de Sodium dans le milieu de culture. Cela permet à cette diatomée de mieux pousser et d’être plus compétitive dans son milieu (selon Andineau & Blancheton, 1985-86).

1.1.2. Ensemencement et repiquage des algues Dans le laboratoire de l’IOPR, la culture des algues en petits ballons de 1ℓ se fait dans

une salle spéciale, disposant de panneaux isolants sur les murs, limitant les fluctuations de lumière et de température. Les faibles variations de température restantes sont compensées par une climatisation/chauffage à l’intérieur de la pièce. Les ballons sont placés à 15/20cm de néons (15 à 25 klx) disposés horizontalement contre le mur. Un ensemble de tubes plastiques amène de l’air filtré en permanence (non enrichit en CO2, la culture se voulant expérimentale).

Tout d’abord, la production est mise en place dans des flacons de 50mℓ (10% d’apport en phytoplancton, soit 5mℓ pour 45mℓ d’EMF, stérilisée, enrichie). Lors de nos cultures d’algues, nous avons cherché à faire tendre les souches phytoplanctoniques vers une phase de production exponentielle, voire stationnaire. Ainsi, lorsque les concentrations deviennent suffisamment importantes (saturation et opacité du milieu pouvant conduire au début de la phase de mortalité), les algues sont repiquées dans des ballons de volume supérieur. En parallèle, nous avons pris soin d’entretenir nos souches d’algues originelles (repiquages réguliers et stockage au frigo) afin de pouvoir éventuellement les utiliser en cas de problème. Après la multiplication des souches d’algues dans les flacons de 50mℓ (en quelques jours, généralement 4), celles-ci sont repiquées dans des ballons de 500mℓ, 1ℓ, puis 10ℓ, avec un bullage régulier placé le plus possible au centre du flacon, pour un brassage homogène (Figure 2). Dès que l’algue dans les ballons atteint une concentration suffisamment importante, nous les repiquons dans des gaines de 150ℓ à 200ℓ afin d’en avoir une quantité suffisante pour les apports journaliers destinés à nourrir les plutéi. Les gaines (Figure 3) sont

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entretenues dans une autre salle spécialement aménagée (à température et luminosité maîtrisées) située contre la salle d’écloserie-nurserie que nous détaillerons ultérieurement. Lorsque la multiplication de la culture dans ces pochons génère une concentration de phytoplancton assez élevée, nous pouvons envisager de démarrer une reproduction d’oursins.

Dans le but de fournir une quantité journalière en algues suffisante pour les besoins des plutéi, il est nécessaire de connaître la concentration des algues mises en culture. Pour ce faire, nous déposons une goutte de la solution à analyser sur une Cellule de Malassez, et nous comptons le nombre de cellules algales observées sous microscope. Cette méthode de comptage permet aussi de vérifier que les souches ne sont pas contaminées par des bactéries. A partir des concentrations calculées, nous en déduisons le volume de solution d’algues à distribuer aux larves.

Figure 2 : Salle d’entretien des souches de phytoplancton (1 à 10 ℓ) Figure 3 : Salle des gaines (150 à 200 ℓ)

1.2. Démarrage de l’élevage larvaire : fécondation et comptage des œufs 1.2.1. Fécondation

Pour la fécondation au laboratoire, il est nécessaire d’aller prélever des géniteurs dans le milieu naturel. Les meilleures périodes de prélèvement se situent à la fin du printemps et au début de l’automne, moments où les populations sauvages se reproduisent (Fenaux, 1968 & Regis, 1979). Il faut récupérer un nombre suffisant d’oursins ayant un diamètre d’au moins 5cm, pour être sûrs de récupérer les gonades d’au moins une femelle mature et d’au moins un mâle mature (différentiation des sexes à l’œil nu impossible, pas de dimorphisme sexuel apparent). Il existe différents moyens pour obtenir les gamètes des géniteurs : - méthode de stimulation électrique (quelques volts passent à travers le corps de l’animal) - méthode chimique : injection de 0,5 à 5mℓ de KCℓ à 0,53M par le pôle oral (acétylcholine, H202) - méthode physique de prélèvement des gonades - méthode de ponte artificielle en bécher, après découpage des tests

Nous avons choisis la quatrième méthode. Cela nous permet d’être quasi sûrs que les gamètes qui seront émis sont bien développés et matures, ayant ouvert l’animal et observé ses gonades auparavant. Nous avons procédé en plusieurs étapes : - Avec une paire de ciseaux, les oursins sont ouverts par la

bouche, et le test est découpé de manière circulaire, sans abîmer les gonades (Figure 4). La partie orale des oursins est jetée. Une observation minutieuse de la partie aborale des oursins candidats à la fécondation est alors nécessaire. Nous choisissons un unique géniteur femelle dont les gonades sont rouges/orangées et de grosse taille, et présentant un aspect général très granuleux. Le choix Figure 4 : Préparation des géniteurs

candidats

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de l’unique géniteur mâle se base quant à lui sur des gonades granuleuses blanches/jaunâtres. Pour la fécondation, nous avons fait le choix d’utiliser une seule femelle et un seul mâle, dans le but de pouvoir réaliser ultérieurement des tests de paternité via un laboratoire partenaire.

- Les hémisphères femelles sont posés sur des béchers de 250mℓ remplis aux trois quarts d’EMF afin d’éliminer les impuretés. Les pores génitaux sont au contact de l’eau. Pendant une trentaine de minutes, nous laissons les gonades femelles pondre au dessus du récipient : par gravité, les ovocytes s’égouttent peu à peu par le pole aboral des oursins et décantent au fond du bécher. La ponte peut être accélérée en frottant légèrement les gonades avec une spatule.

- Les hémisphères mâles sont posés sur des béchers vides. Le sperme s’écoule par gravité à travers les pores génitaux. Il est récupéré à sec dans les béchers ce qui permettra de faciliter son dosage pour réaliser la fécondation. De même que chez les femelles, il est possible d’accélérer la ponte en frottant légèrement les gonades avec une spatule. Grâce à une pipette automatique, le sperme est placé dans un tube en verre placé dans la glace fondante ; il garde ainsi son pouvoir fécondant pendant plusieurs heures. Nous vérifions la mobilité des gamètes sous microscope.

- Apres 30 minutes de ponte, les gamètes de la femelle sélectionnée sont tamisés sur une maille de 170µm et recueillis dans une éprouvette de 500mℓ complétée avec de l’EMF. Le tamisage des œufs permet l’élimination des débris qui gêneraient la fécondation, voire le développement larvaire. Un bullage permet d’homogénéiser le contenu de l’éprouvette sans abîmer les ovocytes. Pendant 10 minutes, nous retirons le système de bullage puis laissons décanter les ovocytes. Nous prélevons alors les trente premiers millilitres en surface, puis réajustons le volume manquant de l’éprouvette avec de l’EMF. L’opération est réitérée une seconde fois et permet l’élimination des ovules les moins denses, de moins bonne qualité pour la fécondation.

- A partir des gamètes femelles sélectionnés, nous pouvons faire la fécondation. Certains mécanismes cellulaires protègent l’œuf fécondé contre la polyspermie, cependant une concentration excessive en spermatozoïdes peut provoquer l'entrée simultanée de plusieurs d’entre eux, ayant pour conséquence de perturber les divisions cellulaires qui suivent la fécondation. L’ensemble des gamètes de l’oursin femelle est fécondé avec seulement 100µℓ de sperme. Dans certains ouvrages, les auteurs utilisent parfois des dilutions plus importantes. Le volume de l’éprouvette est en suite réajusté avec de l’EMF.

Nous laissons la fécondation se produire pendant une à deux heures dans l’éprouvette, avec un bullage homogène. Le temps écoulé, nous commençons à observer une membrane de fécondation au microscope, suivi des premières divisions cellulaires.

1.2.2. Comptage des œufs fécondés Les différentes fécondations effectuées au sein du laboratoire au cours du stage ont

démontré que généralement le taux de fécondation avoisinait les 100% avec la méthode utilisée (confirmé par San Martin, 1995). Cependant, afin d’estimer de manière rigoureuse le nombre d’œufs fécondés mis en élevage, il faut les compter.

Apres fécondation, le nombre d’œufs libérés dans l’éprouvette est très important, environ 1 million d’œufs pour une femelle oursin (Fenaux, 1968). La méthode de comptage consiste à faire une dilution au dixième (1mℓ de la solution d’ovocytes + 9mℓ d’EMF). Ensuite, 1mℓ de

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la dilution est prélevé et réparti sur une lame à puis pour comptage à la loupe binoculaire. L’opération est reproduite trois fois de suite afin d’augmenter la fiabilité de la moyenne.

2. Essais d’optimisation des conditions d’élevage larvaire

2.1 Expérience 1 : bullage et renouvellement d’eau dans les bacs d’élevage 2.1.1 Matériel et méthode Le matériel utilisé pour cette expérience est composé de :

- Pompe avec rampe munie de 15 embouts plastiques : 3 sont bouchés, 3 sont laissés tels quels, et les 3x3 autres sont munis d’un « sucre » d’aquarium (bullage très fin)

- 15 béchers/bacs de 1ℓ (Figure 5), lames à puis de comptage, propipette de 1mℓ, micropipette avec tubes de 10mℓ, loupe binoculaire (x 12), microscope (x 100), EMF, phytoplancton pour assurer l’alimentation des larves

- Larves de P. lividus issues d’une fécondation réalisée au laboratoire le même jour

La méthode mise en place s’opère en trois phases : la réalisation de la fécondation, la mise en place des œufs fécondés dans les bacs expérimentaux, et le comptage et observation des larves sur 2 semaines. La fécondation se déroule de la même manière que la fécondation destinée à la production d’oursins d’écloserie (cf §1.2.1.). Nous réalisons ensuite un comptage précis des œufs fécondés sous loupe binoculaire. A partir de cette donnée, nous

répartissons environ 4000 larves dans chacun des 15 bacs d’élevage (soit une densité de 8 larves/ml). Ces 15 bacs on

été préalablement remplis de 500mℓ d’EMF à 22°C dont la salinité à été ajustée à 38 PSU. Ils sont répartis en 5 groupes de 3 bacs (triplicats) qui diffèrent par leurs types de bullages et leurs types de renouvellements quotidiens en eau :

- Groupe A : pas de bullage, 10% de renouvellement en eau par jour - Groupe B : bullage fin (1,2mℓ /seconde), 10% de renouvellement en eau par jour

- Groupe C : bullage classique (3,7mℓ /seconde), 10% de renouvellement en eau par jour - Groupe D : bullage fin et aucun renouvellement en eau - Groupe E : bullage fin et 30% de renouvellement en eau par jour

Remarque : Pour que l’expérience soit complète, il aurait fallu faire des groupes supplémentaires avec {pas de bullage et aucun renouvellement}, {pas de bullage et 30% de renouvellement}, {bullage classique et aucun renouvellement}, {bullage classique et 30% de renouvellement}, soit 12 bacs de plus. Cela n’était pas possible, tant dans l’organisation matérielle que dans la gestion du nombre de comptages à réaliser par une seule personne.

L’expérience dure 14 jours. Les larves sont nourries quotidiennement à partir de J2, avec Nannochloropsis, en se basant sur une densité de 105 cellules algales par larve, ceci étant progressivement ajusté à l’évolution des densités d’élevage dans les bacs (inspiré des travaux de GROSJEAN et al, 1998). Les renouvellements en eau sont effectués à partir de J4, grâce à un siphon muni d’une maille de 250µm. Le contrôle de la salinité est réalisé toutes les 48 heures. Les larves sont comptées et observées à J0, J3, J6, J8, J10, J12, J14. Après une homogénéisation du milieu, nous prélevons 4mℓ dans chacun des 15 bacs que nous plaçons dans des lames à puis de comptage. Sous loupe binoculaire, nous effectuons un comptage des larves et donnons une appréciation de leur homogénéité. Sous

Figure 5 : Mise en place des béchers

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microscope, nous observons plus précisément les larves (taille en microns, développement des baguettes somatiques et squelettiques, malformations éventuelles, mobilité, aliments visibles par transparence, coloration…) et la qualité du milieu (résidus algaux, traces de baguettes cassées, contaminants mobiles…).

2.1.2 Résultats

Figure 6 : Résultats de l'expérience 1 Groupe A : Au cours des 14 jours d’élevage, les larves comptées dans ce groupe sont relativement homogènes entre elles : tailles et stades de développement quasi-similaires. Par rapport aux autres groupes, elles ont des formes plutôt allongées (baguettes squelettiques branchiales longues), et sont de petite taille (500x400µm à J6 vs 600x500 pour les autres groupes le même jour). Au bout du 10ème jour (stade 6 bras), les larves sont pigmentées, mobiles et par transparence nous pouvons voir les cellules algales à travers chaque larve. Nous n’observons pas de malformation récurrente au sein du lot. Au fil du temps, le milieu d’élevage dans lequel évoluent les plutéi se charge en baguettes cassées et en résidus d’algues. A J10, nous comptons une densité moyenne de larves supérieure à celle des jours précédents, surement dû à une erreur d’échantillonnage. Il semble prudent d’écarter cette donnée pour nos interprétations. Au 12ème jour, le taux de mortalité est d’environ 60%, taux le moins élevé des 5 groupes étudiés, puis au 14ème jour, la mortalité des larves atteint 100%. Seuls des plutéi moribonds (Figures 7 et 8) sont visibles (dont la densité est estimée à 5,6/mℓ) : ils sont entiers, immobiles et recouverts par un dépôt vert de cellules algales. Apres arrêt de l’expérience et filtration des 3x500mℓ des bacs d’élevage, nous retrouvons une cinquantaine de plutéi très bien développés (Figure 9) et un nombre important (estimé à 8000) de plutéi morts encore entiers.

Figure 7 : Un plutéus moribond Figure 8 : Restes de baguettes Figure 9 : Un plutéus au stade 6 bras à J14

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Groupe B : Dans l’ensemble, les larves de ce groupe présentent une certaine hétérogénéité observable dès le début de l’élevage, tant dans leur taille que dans leur stade de développement. A J6, les larves commencent à s’arrondir. Elles présentent une légère pigmentation et les algues ingérées sont visibles par transparence. Cependant, on commence à observer des malformations : baguettes squelettiques branchiales tordues ou absentes, baguettes antéro-latérales de tailles différentes… Certaines larves semblent être en retard de développement par rapport à celles du groupe A. Pour J6, la valeur de la densité moyenne mesurée est très basse, dû probablement aux aléas de l’échantillonnage. A J10, nous observons de grandes disparités entre les larves : certaines sont grosses (600x600µm) mobiles et bien développées, tandis que les autres sont malformées (Figures 10 et 11) quasi-statiques et très petites. A J12, le taux de mortalité est d’environ 70%, puis passe à 100% à J14. Par comparaison au groupe A, ici aucun plutéus entier n’est visible, ni vivant ni mort, le comptage permet seulement d’observer des résidus d’algues et de baguettes cassées. Apres arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons une quinzaine de plutéi très bien développés. Le reste du milieu est composé de déchets. Figures 10 et 11 : Exemples de malformations chez les plutéi du groupe B

Groupe C : Comme dans le groupe B, les larves de ce groupe présentent une certaine hétérogénéité (taille / stade de développement). Dès J6, des plutéi de grosse taille (600x500µm), arrondis et pigmentés coexistent avec des petits plutéi, en retard de développement (début de stade 4 bras), malformés ou moribonds. A J12, le taux de mortalité est d’environ 95%. Comme dans les groupes A et B, ce taux atteint 100% à J14. Là aussi, aucun plutéi entier n’est visible, ni vivant ni mort, le comptage permet seulement d’observer des résidus d’algues et de baguettes cassées. Après arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons environ 5 plutéi assez bien développés, ce qui est très faible par rapport aux résultats des autres bacs. Le reste du milieu est composé de déchets.

Groupe D : Assez homogène, et jusqu’à J8 les larves semblent se développer de manière normale en atteignant des tailles de 600x500µm, tout en s’arrondissant et se colorant. Cependant, dès J10, une légère hétérogénéité apparait dans le lot avec la présence de petites larves moribondes (400x300µm). A J12, nous observons environ 80% de mortalité. Les quelques larves que nous avons pu compter sont toutes très bien développées et en pleine forme. Le reste du milieu est composé de résidus d’algues, de squelettes de plutéi complètement vides et de baguettes cassées. Au 14ème jour, la mortalité atteint 100%. Apres arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons une soixantaine de plutéi très bien développés et un nombre important (estimé à 1300) de plutéi morts encore entiers.

Groupe E : L’hétérogénéité apparait dès J6 dans ce groupe, où certaines larves se développent de manière normale tandis que d’autres restent très petites. Au cours de l’élevage, l’hétérogénéité se marque de plus en plus : à J8, environ 50% des larves sont bien développées et arrondies (6 bras), le reste des larves sont certes encore vivantes, mais très petites, et peu mobiles. En moyenne, jusqu’à J10, les plutéi de ce groupe sont plus petits que ceux des autres groupes. Les comptages à J12 montrent un taux de mortalité d’environ 80% : la majorité des plutéi sont morts : très petits et vides. Lors du 14ème jour, nous constatons 100% de mortalité. Nous observons seulement des résidus d’algues et des

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baguettes cassées. Après arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons une cinquantaine de plutéi vivants mais de petite taille (400x300µm) et un nombre important (estimé à 700) de plutéi morts encore entiers. 2.1.3 Discussion

Dans l’ensemble des groupes, pour 12 jours d’élevage expérimental, la mortalité des larves est très élevée, variant entre environ 60 et 95% en fonction des groupes. Elle atteint 100% à J14, tous groupes confondus. L’interprétation de ces taux de mortalités élevés repose sur deux points : tout d’abord les conditions d’élevage testées (bullage et renouvellement d’eau), mais aussi de nombreux autres paramètres qui ont joué de manière plus ou moins importante sur la survie des larves, rendant parfois l’interprétation de cette expérience délicate. En effet, pour tous les bacs, nous avons pu constater une forte fluctuation de la salinité. Cette fluctuation serait en relation directe avec les bullages imposés, les renouvellements d’eau pratiqués, mais aussi une évaporation due à la chaleur de la pièce (dont les fluctuations n’ont pas pu être maîtrisées). En moyenne, sur chaque période de 48 heures, la salinité des bacs du groupe C passait de 38 à 41,5PSU, tandis que celle des autres bacs passait de 38 à 39,5PSU. Toutes les 48 heures, les salinités étaient contrôlées et réajustées à 38PSU par ajout d’eau distillée. Le brassage des milieux d’élevage avant chaque échantillonnage a lui aussi pu jouer sur la mortalité des larves : stress physique des larves par choc mécanique contre les parois des bacs, déchets remis en suspension affectant temporairement la qualité du milieu. Il en est de même pour les opérations de renouvellement d’eau quotidiennes et pour les bullages fins ou classiques. Quand aux fluctuations des volumes des bacs dues aux apports quotidiens de phytoplancton, celles-ci n’ont pu avoir qu’un effet minime sur les échantillonnages, étant donné que ces variations ne dépassaient pas 1 à 2% du volume des bacs (5 à 10mℓ de phytoplancton pour 500mℓ de milieu). Autre paramètre à prendre en compte : la densité d’élevage lors de l’expérimentation (8 larves/mℓ à J0, ce qui correspond à une densité environ 4 fois plus élevée que celle pratiquée en élevage). Celle-ci a pu jouer sur la mortalité des larves, mais cette condition était nécessaire pour pouvoir avoir un nombre suffisant de larves à compter lors de nos échantillonnages sur 4mℓ. On peut aussi penser que l’alimentation proposée aux larves pendant les 14 jours d’élevage (100% Nannochloropsis) n’était pas forcément la plus adaptée, ce paramètre n’ayant pas encore fait l’objet d’une expérience.

Globalement, nous pouvons constater que pour 12 jours d’élevage, le taux de mortalité le moins élevé (environ 60%) est obtenu pour le groupe A, suivi par le groupe B avec environ 70% de mortalité. Les groupes D et E ont le même taux de mortalité : environ 80%. C’est le groupe C qui a le plus fort taux de mortalité, atteignant environ 95%. Ces observations ne sont que des ‘tendances’, à cause du recoupement des barres d’erreurs entre les groupes.

Au vu des résultats, il semblerait les groupes A et B se distinguent des autres groupes par leurs taux de mortalité en moyenne plus faibles que les autres groupes, à chaque jour de l’élevage expérimental. Ces deux groupes ont chacun 10% de renouvellement en eau, et aucun bullage pour le groupe A, et un bullage fin pour le groupe B. Le 10% de renouvellement en eau est un intermédiaire entre l’absence totale de renouvellement et 30% de renouvellement. De la même manière, le bullage fin est un intermédiaire entre l’absence totale de bullage et le bullage classique, plutôt fort. Ainsi, les groupes D et E, se distinguent des deux précédents par le fait qu’ils associent un bullage fin avec deux « extrêmes » du renouvellement, à savoir absence (pratiqué pour le groupe D) ou

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30% (pratiqué pour le groupe E). Le groupe C quand à lui associe un renouvellement intermédiaire avec un bullage classique. Nous pouvons émettre une première hypothèse : en début d’élevage (2 premières semaines), le bullage classique provoque une plus grande mortalité sur les larves qu’une absence de renouvellement ou qu’un fort taux de renouvellement (30%). Rappelons cependant que le premier renouvellement d’eau n’est pas réalisé avant J4 (larves trop petites par rapport à la maille du filtre), alors que le bullage est mis en route dès la fécondation.

Comparons maintenant l’effet des deux autres types de bullage sur des bacs à 10% de renouvellement en eau par jour : {aucun bullage + 10% de renouvellement, groupe A} et {bullage fin + 10% de renouvellement, groupe B}. Les résultats sont difficilement interprétables entre ces deux groupes, étant donné que les valeurs de densités obtenues (et donc de mortalité) se croisent. Par exemple, entre J3 et J8, la mortalité est la plus élevée pour les larves du groupe A, puis cette tendance s’inverse entre J10 et J12, où la mortalité est la plus élevée pour le groupe B. Nous ne pouvons pas conclure sur cette expérience. Cependant, au vu des appréciations qualitatives notées pour chaque groupe, il apparaitrait que les larves du groupe A n’ayant reçu aucun bullage, formeraient un lot assez homogène et sans malformation, avec des formes allongées et des tailles plus petites que celles des autres groupes. Les larves du groupe B, ayant reçu un bullage fin, formerait un lot marqué d’une certaine hétérogénéité, ou de belles larves de plus grande taille, mobiles, colorées et arrondies coexisteraient avec des larves malformées voire moribondes. Soulignons aussi que les aliments sont visibles au travers des larves dès J6 pour ce groupe B, ce qui n’est pas le cas du groupe A. Nous pouvons émettre une seconde hypothèse : en début d’élevage, le bullage fin, par rapport à une absence de bullage, causerait un stress mécanique à l’origine de malformations et de ralentissements de croissance pour une partie des larves. Or, ce bullage fin autoriserait en même temps une meilleure oxygénation de l’eau, et un léger brassage, facilitant peut être l’accès des larves aux cellules algales dispersées dans le milieu.

Si l’on compare à présent l’effet du renouvellement d’eau sur les bacs possédant un bullage fin, on constate que la mortalité des larves est la moins élevée (environ 70%) dans le cas suivant : {bullage fin + 10% de renouvellement, groupe B}. Cette mortalité s’élève à environ 80% dans les deux cas suivants : {bullage fin + aucun renouvellement, groupe D} et {bullage fin + 30% de renouvellement, groupe E}. Notons qu’avec les résultats obtenus, les larves issues de la filtration finale des bacs du groupe D étaient plus nombreuses (environ 1300 vs 700 pour le groupe E) et en meilleure santé que celles issues des bacs du groupe E. Nous pouvons émettre une troisième hypothèse : en début d’élevage, pour des bacs d’élevage possédant un bullage fin, l’application de 10% de renouvellement en eau par jour causerait moins de mortalité qu’une absence totale ou que 30% de renouvellement.

En conclusion de cette expérience, Il s’avérerait intéressant de réaliser un essai

d’élevage dans les conditions suivantes : - De J0 à J4 : aucun bullage et aucun renouvellement en eau dans les bacs. Cela

permettrait de limiter les stress mécaniques sur les jeunes larves fragiles (dont les deux premiers jours sont endotrophes).

- De J5 à J14 : bullage fin et 10% de renouvellement en eau par jour. Cela permettrait de renouveler l’oxygène du milieu, et de permettre aux larves exotrophes un accès facilité aux cellules algales, tout en autorisant une évacuation partielle des déchets lors des renouvellements.

17

2.2. Expérience 2 : qualité de l’alimentation des l arves 2.2.1. Matériel et méthode (cf 2.1.1.)

Ici, nous avons choisi de ne tester qu’un seul paramètre : la qualité de l’alimentation via la souche de phytoplancton distribuée aux larves. Les paramètres suivants sont alors communs à l’ensemble des bacs d’élevage : température de l’eau 22°C, salinité 38 PSU, densité initiale de 8 larves/mℓ, bullage fin (1,2mℓ/seconde) et renouvellement quotidien en eau de 10% à partir de J4. L’ajustement des deux derniers paramètres (bullage et renouvellement) a été inspiré des meilleurs résultats obtenus lors de l’expérience 1. Les 15 bacs sont répartis en 5 groupes de 3 bacs (triplicats) qui diffèrent par la souche de phytoplancton distribuée :

- Groupe A : 105 cellules de Pavlova lutheri par larve et par jour - Groupe B : 105 cellules de Skeletonema costatum /larve/jour - Groupe C : 105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour - Groupe D : 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.105 cellules de S. costatum /larve/jour - Groupe E : 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour

L’expérience dure 10 jours. Les larves sont nourries quotidiennement à partir de J2, avec leurs souches d’algues ou mélanges de souches respectives, les quantités étant progressivement ajustées à l’évolution des densités d’élevage dans les bacs (inspiré des travaux de GROSJEAN et al, 1998). Les renouvellements en eau sont effectués à partir de J4, grâce à un siphon muni d’une maille de 250µm. Le contrôle de la salinité est réalisé toutes les 48h. Les larves sont comptées et observées à J0, J1, J3, J6, J8, J10. La méthode d’échantillonnage, les observations sous loupe binoculaire et sous microscope se font de la même façon que pour l’expérience 1.

2.2.2. Résultats

Figure 12 : Résultats de l'expérience 2

Groupe A : Durant toute la durée de l’élevage, de J3 à J10, les plutéi de ce groupe présentent des tailles et des stades de développement homogènes. A J3, ils sont mobiles, assez allongés (stade 4 bras), et des cellules algales sont visibles par transparence. Cependant, les larves sont de petite taille par rapport a celles de l’ensemble des groupes, et ce jusqu’à J8. Pendant toute la durée de l’élevage, nous n’observons ni malformation, ni larves moribondes, ni restes de baguettes cassées. Si l’on regarde les bacs d’élevage, on remarque que le

Figure 13 : Plutéus à J10 issu du groupe A

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milieu est relativement coloré (vert kaki), sans dépôt au fond. L’observation microscopique du milieu montre que celui-ci reste chargé en cellules algales, malgré l’ajustement des quantités distribuées aux densités de larves existantes. A J10, nous constatons environ 95% de mortalité, les larves survivantes ayant atteint le stade 6 bras avec des tailles de 700x600µm en moyenne (Figure 13). La filtration des 3x500mℓ des bacs de ce groupe permet d’observer environ 500 plutéi très bien développés, et des amas d’algues. Groupe B : Dès J3, les larves de ce groupe ont un taux de mortalité qui avoisine les 90%. Les plutéi comptés comme vivants sont mobiles, avec des formes plutôt allongées (500x300µm en moyenne au stade 4 bras, Figure 14). Il n’y a pas de malformation apparente, et les cellules algales ingérées sont visibles par transparence. Pour les comptages au-delà de J3, nous n’observons aucun plutéi vivant, seulement des plutéi morts et entiers, et des baguettes cassées. La densité des plutéi morts est estimée à 3,7/mℓ, ils sont très peu décomposés et du même ordre de taille que les survivants. La mortalité s’élève alors à 100%, alors que pour les autres groupes, la mortalité varie environ entre 40 et 60% à ce même jour. Au microscope, nous observons beaucoup de résidus de S. costatum dans le milieu, qui est très chargé. L’observation des bacs d’élevage montre que l’eau est translucide, avec un dépôt marron important au fond. La filtration finale des bacs permet d’observer des amas d’algues, sans trace de plutéi vivant.

Groupe C : De J3 à J10, les plutéi de ce groupe forment un lot très homogène. Les larves comptées ont des tailles qui dépassent celles des autres groupes jusqu’à J8, elles sont colorées, mobiles et ne présentent pas de malformation. L’observation des bacs d’élevage montre un milieu légèrement coloré en vert, sans dépôt. Au microscope, seulement quelques cellules de Nannochloropsis sont présentes, sans saturation du milieu. A J10, la mortalité s’élève à environ 95%, les larves vivantes étant de petite taille par rapport aux larves des autres groupes le même jour (600x300µm vs 700x600µm pour A et 800x600µm pour E, les groupes B et D ayant 100% de mortalité après J3). La filtration finale des bacs permet d’observer environ 150 plutéi très bien développés (stade 6 bras), et des amas d’algues.

Groupe D : Dès J3, nous notons une hétérogénéité de taille assez marquée : la moitié des larves mesurent en moyenne 400x300µm, l’autre moitié mesurant en moyenne 200x100µm. Une malformation récurrente est apparente : de nombreuses larves n’ont pas développé de baguettes squelettiques branchiales et antéro-latérales (Figure 15). A partir de J6, le taux de mortalité est de 100% alors que pour les autres groupes, la mortalité varie environ entre 40 et 60% à ce même jour. Nous observons uniquement des restes de baguettes cassées, et des plutéi morts encore entiers, très hétérogènes entre eux, petits et malformés. Au microscope, le milieu est très chargé en cellules algales. Si l’on regarde les bacs d’élevage, on remarque que le milieu est coloré en vert kaki, avec un dépôt au fond. La filtration finale des bacs permet d’observer des amas d’algues, sans trace de plutéi vivant. Groupe E : Pendant toute la durée de l’élevage (J3 à J10), les larves comptées sont très homogènes entre elles. Elles atteignent le stade 4 bras à J3 et le stade 6 bras à J8/J10, avec

Figure 14 : Plutéus au stade 4 bras issu du groupe B à J3

Figure 15 : Exemple de plutéus malformé, pour le groupe D à J3

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des tailles à chaque fois supérieures à celles des larves des autres groupes, tous jours d’élevage confondus. Tous les plutéi comptés sont mobiles, colorés, sans malformation, et les aliments sont visibles par transparence. A la fin de l’expérience (J10), nous constatons environ 50% de mortalité. Nous n’observons ni plutéi moribonds, ni baguettes cassées. Au microscope, le milieu est propre, seules quelques cellules algales sont visibles. Dans les bacs d’élevage, le milieu est faiblement coloré en vert, avec un léger dépôt au fond. La filtration finale des bacs permet d’observer environ 2500 plutéi très bien développés, et des amas d’algues. 2.2.3. Discussion

Au vu des résultats de cette expérience, il semblerait y avoir trois ‘tendances’ (à cause du recoupement des barres d’erreurs entre les groupes) :

- Groupe E (régime 50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis) : lot homogène, larves de tailles normales et en bonne santé, milieu d’élevage assez propre et mortalité de 50% à J10.

- Groupes A et C (régime 100% P. lutheri ou 100% Nannochloropsis) : lots homogènes, larves en bonne santé, milieu d’élevage assez propre pour le Groupe C, et relativement chargé pour le groupe A, et taux de mortalité à J10 avoisinant les 95%.

- Groupes B et D (régime 100% S. costatum ou 50% S. costatum + 50% Nannochloropsis) : larves formant de groupes hétérogènes avec présence de malformations, milieux d’élevage très chargés, et taux de mortalité avoisinant les 100% au-delà de J3.

Nous pouvons émettre une première hypothèse : dans des conditions d’élevage avec un bullage fin et 10% de renouvellement d’eau par jour, et pour une durée d’élevage de 10 jours, le régime alimentaire 50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis serait celui qui occasionnerait le moins de mortalité et le meilleur développement larvaire de P. lividus, par rapport aux autres régimes testés. Cela pourrait s’expliquer par l’équilibre qualitatif de ce régime, ou par la petite taille des cellules algales qu’il contient, facilitant l’ingestion par les larves. De plus, le milieu d’élevage reste de bonne qualité pendant toute la durée de l’élevage par rapport aux autres régimes : peu de résidus algaux, pas de baguettes cassées.

A l’inverse, les deux régimes alimentaires contenant la souche S. costatum à 100% (Groupe B) ou à 50% (Groupe E) ont tous les deux générés des taux de mortalité anormalement élevés au-delà de J3 (100%). Nous pouvons émettre une seconde hypothèse : la souche S. costatum ne conviendrait pas aux jeunes stades larvaires (de J0 à J10). Cela pourrait s’expliquer par sa composition ou par sa taille, les cellules algales de S. costatum (5-8µm) étant en moyenne deux fois plus grosses que celle de P. lutheri (2-3µm) ou Nannochloropsis (1-2µm). Nous ne devons pas non plus écarter l’hypothèse de la présence d’un contaminant microscopique dans cette souche d’algue, qui aurait été responsable de tout ou partie de la mortalité larvaire constatée. Nous pouvons aussi remarquer que les milieux d’élevage contenant cette souche étaient chargés en résidus algaux, générant un dépôt plus ou moins important au fond des bacs, ce qui a pu contribuer de manière indirecte à la mortalité des plutéi.

Pour les régimes A et C, il est intéressant de les comparer au régime E. Nous pouvons en effet constater une différence entre le fait de donner aux larves 100% d’une souche unique de phytoplancton, par rapport à un mélange à 50%-50% de 2 souches différentes. Pour les groupes A et C, dans les deux cas, la distribution d’une souche unique permet aux larves un bon développement, mais génère malgré tout un taux de mortalité de 95% environ à J10. Pour le Groupe E, la mortalité à ce même jour est estimée à 50%, tout en permettant aux larves de bien se développer, les tailles atteintes étant en moyenne plus élevées pour le ce régime varié, par rapport aux régimes A et C. Nous pouvons émettre une troisième

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hypothèse : par rapport à deux régimes « uniques » ayant déjà obtenus des résultats satisfaisants sur la croissance des larves et sur leur taux de mortalité, la conception d’un régime plus varié, reposant sur le mélange des deux régimes précédents, permettrait d’abaisser de manière significative le taux de mortalité, et permettrait aux larves d’atteindre des stades de développement identiques, mais avec des tailles relativement plus grandes que dans les cas des deux régimes « uniques ». Notons que cette troisième hypothèse repose sur l’exemple unique de notre expérience, et il serait intéressant de la confirmer ou de l’infirmer en réalisant des tests utilisant d’autres souches d’algues. Nous pourrions proposer par exemple : [100% Tetraselmis, 100% P. lutheri, et 50% Tetraselmis + 50% P. lutheri], ou [100% Porphyridium, 100% P. lutheri, et 50% Porphyridium + 50% P. lutheri]…

En conclusion de cette expérience, il semblerait que le régime du Groupe E soit le

plus adapté aux larves de P. lividus, pour les 10 premiers jours d’élevage, sous des conditions de bullage fin et de renouvellement d’eau léger (10%/jour). Bien entendu, cette hypothèse serait à vérifier en analysant les résultats d’un nouveau test réalisé dans les mêmes conditions. Pour la souche S. costatum, son effet sur le développement larvaire et la mortalité pourrait faire l’objet d’un nouveau test afin de pouvoir éventuellement écarter l’hypothèse d’un contaminant propre à la souche (partir d’une nouvelle souche). Comme proposé plus haut, nous pourrions aussi élargir l’expérimentation à d’autres souches de phytoplancton, afin de vérifier la troisième hypothèse sur le régime dit « varié ».

2.3 Expérience 3 : bullage, renouvellement d’eau et qualité de l’alimentation

des larves 2.3.1 Matériel et méthode (cf 2.1.1.)

Tableau 1 : Détails des caractéristiques des groupes étudiés lors de l’expérience 3

Alimentation des larves Type de bullage

Taux de renouvellement en eau par jour

Groupe 1 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour

aucun 5%

Grou pe 2 105 cellules de P. lutheri /larve/jour aucun 5%

Groupe 3 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour

aucun 15%

Groupe 4 105 cellules de P. lutheri /larve/jour aucun 15%

Groupe 5 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour

fin 5%

Groupe 6 105 cellules de P. lutheri /larve/jour fin 5%

Groupe 7 0,5.105 cellules de P. lutheri /larve/jour

+ 0,5.105 cellules de Nannochloropsis /larve/jour fin 15%

Groupe 8 105 cellules de P. lutheri /larve/jour fin 15%

Cette expérience cherche à confirmer ou infirmer les hypothèses émises lors des essais précédents, par la réalisation d’un plan factoriel de 3 facteurs à 2 niveaux. Les paramètres suivants sont communs à l’ensemble des bacs d’élevage : température de l’eau 22°C, salinité 38 PSU, et densité initiale de 8 larves/mℓ. Ici, 16 bacs sont répartis en 8 groupes de 2 bacs (Tableau 1). L’expérience dure 10 jours. Les larves sont nourries quotidiennement à partir de J2. Les renouvellements en eau sont effectués à partir de J4 et un contrôle de la salinité est réalisé toutes les 48h. Les larves sont comptées et observées à J0, J3, J6, J8, J10. La méthode d’échantillonnage, les observations sous loupe binoculaire et sous microscope se font de la même façon que pour les expériences 1 et 2.

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2.3.2 Résultats Groupe 1 : Nous observons environ 80% de mortalité à J10. Dans l’ensemble, les larves forment un lot homogène : mêmes tailles et stades de développement à chaque comptage. Les plutéi observés au cours des 10 jours d’élevage ne présentent aucune malformation apparente et semblent avoir un développement normal (stade 4 bras puis début de 6 bras, mobilité, pigmentation, bonne morphologie interne). La croissance semble régulière : de 500x300µm à J3, on passe progressivement à 600x300µm à J8, puis à 700x400µm à J10. De J0 à J6, le milieu reste très propre avec peu de cellules algales résiduelles, puis de J6 à J10 nous remarquons la formation de petits amas d’algues. Jusqu’à J8, il y a absence totale de baguettes cassées et de plutéi moribonds dans le milieu. A J10, on constate la présence de copépodes et de ciliés dans le milieu. La filtration des 2x500mℓ des bacs de ce groupe permet d’observer environ 200 plutéi très bien développés, et des amas d’algues.

Figure 16 : Résultats de l'expérience 3

Groupe 2 : Au bout de 10 jours d’élevage, nous observons environ 100% de mortalité. Le lot présente une hétérogénéité qui s’accentue surtout dès J8, où des larves de 400x200µm coexistent avec des larves de 700x400µm. Les larves survivantes sont normales et tendent à s’arrondir. Le milieu d’élevage est chargé en résidus algaux dès J3, avec quelques baguettes cassées et la présence de nombreux plutéi moribonds. A J10, on constate la présence de copépodes et de ciliés. La filtration finale permet d’observer environ 20 plutéi et des amas d’algues.

Groupe 3 : La mortalité est d’environ 100% à J10. Jusqu’à J6, le milieu reste propre avec des larves à 4 bras formant un lot homogène avec une croissance normale. A J6, nous constatons une hétérogénéité en taille (500x300µm vs 300x200µm). Au-delà de J6, le milieu devient de plus en plus chargé en algues, avec quelques baguettes cassées et quelques plutéi moribonds. A J10, on constate la présence de copépodes et de ciliés. La filtration finale des bacs permet d’observer environ 20 plutéi et des amas d’algues.

Groupe 4 : La mortalité est d’environ 100% à J10. Le lot de larves est hétérogène, certaines sont très petites (300x200µm à J6) et peu développées. Le taux de croissance est faible par rapport aux larves des autres groupes. Nous observons de nombreux plutéi moribonds à J3. Le milieu d’élevage est sale dès J3 (cellules algales, baguettes…). La filtration finale ne permet d’observer que des amas d’algues (Figure 17).

Figure 17 : Amas d'algues observés sous loupe binoculaire

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Groupe 5 : La mortalité est d’environ 100% à J10. Dès J3 le lot est hétérogène en tailles (400x200µm vs 300x100µm). Les plutéi survivants sont peu mobiles. La croissance est faible, atteignant 400x300µm pour J6. Le milieu est très riche en cellules algales (Figure 18) et se charge progressivement en baguettes cassées. La filtration finale des bacs ne permet d’observer que des amas d’algues.

Groupe 6 : La mortalité est d’environ 100% à J6. Le lot est hétérogène (à J3 500x300µm vs 300x200). Le milieu est peu chargé : quelques cellules algales mais pas de baguettes, ni de moribonds. La filtration finale des bacs ne permet d’observer que des amas d’algues.

Groupe 7 : La mortalité est d’environ 100% à J8. Le lot semble homogène, les plutéi observés présentent des tailles et un développement normal. Le milieu est clair, avec peu d’algues, et une absence de moribonds. La filtration finale des bacs permet d’observer environ 20 plutéi vivants, 20 moribonds et de nombreux amas d’algues.

Groupe 8 : La mortalité est d’environ 100% à J6. Les larves comptées à J3 se développent normalement (stade 4 bras) mais paraissent plus petites que celles des autres groupes (400x300µm à J3). Le milieu est peu chargé : quelques cellules algales mais pas de baguettes, ni de moribonds. La filtration finale ne permet d’observer que des amas d’algues.

2.3.3 Discussion

Les résultats obtenus montrent seulement des grandes tendances, la fiabilité étant faible par manque de répliquas (seulement 2 bacs par groupe).

Le groupe 1 se distingue nettement des autres groupes de par son taux de mortalité de 80% à J10 et la qualité de ses larves (homogénéité, croissance et développement). Les groupes 2, 3, 4, 5 atteignent 100% de mortalité à J10. Le groupe 7 atteint 100% de mortalité dès J8, puis les groupes 6 et 8 atteignent 100% de mortalité dès J6. Nous pouvons émettre l’hypothèse que les conditions d’élevage du groupe 1 sont celles qui causent le moins de mortalité chez les larves entre 0 et 10 jours d’élevage, à savoir : régime {50% Pavlova lutheri + 50% Nannochloropsis}, aucun bullage et renouvellement d’eau de 5% par jour. Nous pouvons difficilement conclure sur les résultats des autres groupes, les différences obtenues étant très peu marquées, ce qui ne nous donne pas d’informations concrètes sur les interactions possibles entre les 3 paramètres testés.

Comme pour les expériences précédentes, nous devons prendre en compte certains paramètres qui ont pu affecter de manière plus ou moins importante les résultats obtenus au sein de chaque groupe : densités d’élevage imposées (8 larves/mℓ), fluctuations de température et de salinité, opérations de renouvellement d’eau, brassage des bacs pour homogénéisation avant prélèvements, présence de copépodes/ciliés en fin d’élevage pour certains bacs… De plus, la distribution du phytoplancton a pu causer des stress d’intensités différentes entres les bacs. En effet, de par sa facilité de culture, Nannochloropsis a toujours été disponible à des concentrations élevées. Ainsi, les volumes à ajouter aux bacs concernés étaient très faibles. Au contraire, la souche Pavlova lutheri n’atteint jamais des concentrations aussi élevées Nannochloropsis, ce qui a impliqué la distribution de plus grands volumes :

- Régime {100% P. lutheri}: 200mℓ /jour

- Régime {50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis}: 100mℓ/jour P. lutheri et 5mℓ/jour Nannochloropsis

Figure 18 : Milieu chargé en cellules algales et autres déchets sous microscope

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Ces fluctuations de volumes se sont ajoutées aux fluctuations des volumes issus des renouvellements d’eau quotidiens, qui ont dû être compensés par des retraits d’eau lors des prélèvements avant comptage afin que tous les bacs soient à 500mℓ précisément. Ainsi, les fluctuations journalières de volumes les plus importantes ont été obtenues pour les groupes 4 et 8 (∆V = 200 + 75 = 275mℓ/jour) et les moins importantes pour les groupes 1 et 5 (∆V = 100 + 5 + 25 = 130mℓ/jour). Rappelons aussi que le phytoplancton distribué possède une salinité qui avoisine les 30 à 32%0, ce qui abaisse rapidement la salinité des bacs au moment de la distribution des algues. De plus, le phytoplancton apporté contient des milieux de culture (Milieu de Conway et vitamines) qui ne sont pas forcément favorables au bon développement des plutéi.

En conclusion, les résultats de cette expérience ne contredisent pas les résultats obtenus pour l’expérience 1 et l’expérience 2. En effet, en début d’élevage larvaire, il semblerait préférable de minimiser les perturbations physiques du milieu comme le bullage ou le renouvellement en eau, les meilleurs résultats étant obtenus avec le groupe 1 qui ne possède aucun bullage et qui applique seulement un renouvellement léger en eau de 5%/jour. Concernant l’alimentation, le régime {P. lutheri + Nannochloropsis} conviendrait le mieux aux larves par rapport au régime {P. lutheri}, comme l’avait montré l’expérience 2.

3. Mise en élevage des œufs

Figure 19 : Schéma récapitulatif du système d’élevage expérimental de P. lividus

L’élevage des œufs, tout comme l’élevage des juvéniles se réalise sous les serres du laboratoire (400m2), à l’intérieur d’une salle écloserie-nurserie (20m2) parfaitement isolée.

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Pour la mise en élevage des œufs (Figure 19), nous utilisons six bassins cylindro-coniques (2x400ℓ + 4x80ℓ), remplis d’eau de mer (Figures 20 et 21). Avant d’arriver dans ces six bassins d’élevage larvaire, l’eau de mer, en provenance de la lagune localisée à coté du laboratoire, subit différents traitements. Une pompe amène l’eau de la lagune jusqu’au bassin de décantation de 20m3. Après décantation, l’eau est filtrée sur filtre à sable et filtre biologique (dénitrification) puis est ensuite dirigée vers un bac de charge de 2m3. L’eau issue du bac de charge est de nouveau pompée pour être dirigée sur un filtre à cartouche 30µm, pour arriver dans un bassin tampon de 100ℓ, propre à l’élevage larvaire (l’élevage des juvéniles possède lui aussi son propre bassin tampon).

Ce système de traitement de l’eau ressemble à celui des systèmes piscicoles actuels. Il a été construit à partir de matériel neuf pour la majeure partie, et pour le reste, de matériel ayant déjà servi pour d’autres projets. Figures 20 et 21 : Bacs d’élevage larvaire, de gauche à droite : 2x400ℓ puis 4x80ℓ

C’est à partir du bassin tampon que sont surveillés les paramètres d’élevage : température, salinité (pH, O2)… La salinité est réglée immédiatement par un ajout d’eau douce. La température du milieu, tout comme la salinité, jouent un rôle important dans la durée du cycle larvaire, comme le décrit Mc Edward (1985). Une salinité mal réglée peut créer un stress osmotique chez les larves, affectant leur développement (thèse de Cowart, 2008). L’eau est maintenue à une température de 19°C ± 1°C (température optimale de croissance pour l’espèce). Les bassins cylindro-coniques sont initialement remplis avec l’eau épurée provenant du bassin tampon, 24h avant l’introduction des œufs. Un système de bullage avec de l’air filtré aère l’eau et permet une homogénéisation du milieu (circulation des larves). Au cours de l’élevage, l’eau est ensuite renouvelée partiellement dans ces bassins, à hauteur de 5 à 10% par jour. Les bassins d’élevages larvaires seront conservés tout du long de la croissance des larves, jusqu’à la métamorphose.

Les travaux de Grosjean et al. (1998), précisent qu’une densité de 250 embryons/ℓ est envisageable dans des bassins d’élevage larvaire sans renouvellement d’eau. Le nombre total de larves étant trop faible par rapport aux besoins de notre projet, nous avons opté pour un renouvellement partiel de l’eau d’élevage, à hauteur de 5 à 10%, afin d’augmenter les rendements. Ce renouvellement nous autorise alors à augmenter les densités d’élevage à 2,5 œufs/mℓ (Fenaux L., Cellario C. & M. Etienne, 1985), soit un total d’environ 3 000 000 œufs en début d’élevage. Ce chiffre, supérieur au nombre d’oursins voulus pour le repeuplement, correspond à une marge assez large pour prendre en compte la mortalité. Nous avons fait le choix de 5 à 10% de renouvellement en eau pour deux raisons : d’une part, les larves restent dans une eau dont les paramètres sont quasi-constants, ce qui limite le stress et donc les pertes. D’autre part, le phytoplancton apporté aux algues n’est pas éliminé par le filtre à cartouche, il reste dans le milieu et est disponible pour les larves. Bien entendu, de nombreuses précautions doivent être prises pour maintenir la qualité du milieu : bullage d’air suffisant et apport en nourriture calculé, afin de limiter les excès et la « pollution » des bacs. La salinité est abaissée à 36,5PSU en début d’élevage pour compenser l’évaporation au cours du temps (salinité finale de 38PSU). La salle d’élevage est correctement aérée, et sa température est maintenue à 19°C ± 1°C (salle au sous-sol +

25

climatisation). Une photopériode de 24h est assurée par des tubes Sylvania Grolux (pouvant être munis d’un programmateur). Selon une étude de Grosjean et al, (1998), la photopériode n’a pas d’incidence dans le développement larvaire, c’est donc pour des raisons pratiques que nous avons choisi de laisser la salle d’élevage éclairée en continu (+ lumière pour le phytoplancton distribué dans les bacs). 3.1. Alimentation des larves

Le nourrissage des larves se fait avec des microalgues dès l’apparition des plutéi, au bout de 24h à 48h après la fécondation (Rassoulzadegan & Fenaux, 1979). Le mélange équilibré {50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis} est le régime qui correspond le mieux aux larves (issu des résultats de l’expérience 2). Tous les deux jours, les quantités nécessaires de P. lutheri et Nannochloropsis à introduire dans les bacs sont calculées en fonction des quantités restantes non ingurgitées, et en fonction de l’évolution des densités larvaires, avec toujours la même référence de 105 cellules/larve/jour. Il permet aux plutéi d’atteindre la métamorphose autour du 25ème jour (passage de la phase pélagique à la phase benthique). 3.2. Elevage des juvéniles

Quelques jours avant la métamorphose, nous apportons aux larves des facteurs stimulants : algue Corallina elongata, fortement incrustée de calcaire et qui stimule le métabolisme calcique des larves. Cet apport est mentionné dans les travaux de Harrold et al. (1991), auxquels nous nous sommes référés. Une surveillance quotidienne des larves au microscope permet de déceler le moment optimal pour les transférer dans les structures de prégrossissement (toboggans avec tamis).

Lorsque environ 80% des larves sont compétentes, nous les transvasons dans des tamis (40x40x15cm et fond en soie de 250µm), eux-mêmes placés dans un système de bacs en toboggans (215x40x15cm, capacité totale = 258ℓ). Les densités appliquées sont de 6,5.104 juvéniles par mètre carré de tamis (Grosjean et al, 1998). Au total, trois toboggans (Figure 22) placés les uns au dessus des autres reçoivent chacun quatre tamis de 16 000 larves environ. Les tamis sont surélevés de 1,5cm par rapport au fond incliné des toboggans pour que l’eau circulante puisse évacuer matières fécales et métabolites.

La métamorphose est une phase délicate. A partir de cette étape, nous ne nourrissons pas les juvéniles jusqu’au 6ème jour. Cette phase d’endotrophie décrite par Gosselin et Jangoux (1998) correspond à une phase de réorganisation du tractus digestif où la bouche et l’anus du futur juvénile terminent de se former. Au 7ème jour, nous commençons à ré-apporter des aliments sous forme de lit/tapis homogène. Grammarus Locusta, un arthropode détritivore, est aussi introduit dans un but d’élimination des matières en suspension issues de la décomposition des algues (Grosjean et al., 1998).

Lorsque les post-larves excèdent 2mm, nous devons les transférer dans des tamis de maille 500 microns. Lorsqu’elles excèdent 5mm, un tamis de 1mm doit être utilisé.

Les toboggans reçoivent de l’eau filtrée (en système de dérivation), ayant subit le même traitement que celui décrit dans le paragraphe « 1.2.3. Mise en élevage des œufs ». Seule différence : après traitements préliminaires, l’eau est récupérée dans un bassin tampon de 100ℓ, propre à l’élevage des juvéniles. Là aussi, les paramètres de l’eau (température, pH, salinité) sont surveillés et éventuellement réajustés (ajout d’eau douce, chauffage ou refroidissement si besoin). L’eau issue du bassin tampon passe ensuite dans

Figure 22 : Toboggans expérimentaux

26

un filtre à sable, puis un filtre à cartouche 30µm. Elle arrive enfin dans un bassin réservoir de 100ℓ. Les trois toboggans sont alimentés en eau à partir de ce bassin réservoir. L’eau qui sort des toboggans est recyclée. Elle est d’abord pompée, puis passe par le filtre à sable et le filtre à cartouche de l’écloserie, avant de retomber dans le bassin réservoir. Le débit de la pompe centrifuge varie de 5 à 10m3/h (ajusté selon la taille des oursins). La circulation d’eau se fait alors en circuit semi-fermé (renouvelée à 150%/jour).

Trois régimes alimentaires préparés au laboratoire et ont été testés (Figure 23) : - Régime 1 : Ulva (Enteromorpha) Linza mixée finement. Dosage : 15g par jour pour le lot L1. - Régime 2 : Pâte « Spiruline (1g) + Agar-agar (6g) ». Dosage : une pâte par jour pour le lot L2. - Régime 3 : Pâte « Spiruline (0,5g) + Ulva (Enteromorpha) Linza mixée finement (7g) + Agar-agar (6g)».

Dosage : une pâte par jour pour le lot L3.

L’Ulve est ramassée au bord de l’eau et immédiatement mixée. Elle est un des régimes classiques utilisés par Grosjean et al. en 1998. L’idée de l’utilisation de la Spiruline est inspirée de tests alimentaires sur les Artémia salina issus des travaux de Persoone (1998). Dans cet ouvrage, de très bon résultats sont obtenus avec la Spiruline, particulièrement riche en protéines végétales (55 à 70% de son poids) et qui possède une teneur exceptionnelle en

acides aminés essentiels, B-carotène, vitamine B12, et vitamine E. La Spiruline est concentrée sur un tamis fin avant d’être utilisée

comme base alimentaire. Ces aliments ont été proposés à 3 lots de juvéniles dès leur premier repas post métamorphose.

Malheureusement, aucun résultat n’a pu être tiré de ce test alimentaire. Il a été très difficile d’évaluer l’évolution des densités de juvéniles au cours du temps, la méthode de prélèvement ayant consisté en un raclage (par siphon) d’une petite surface du tamis prise au hasard. Avec cette technique, une semaine après le passage des larves en tamis, seulement très peu de juvéniles ont pu être observés malgré l’augmentation de la surface de prélèvement. Face à cette constatation, nous avons choisi de prendre un tamis au hasard parmi les 12 dont nous disposions et de réaliser une vidange totale dans un bécher, puis une observation sous loupe binoculaire. Résultats : seuls 5 juvéniles parfaitement en forme ont été observés, le reste du milieu contenait des copépodes, des hydroméduses et des résidus de macroalgues. Rappelons qu’initialement, chaque tamis a reçu environ 16 000 larves à 30 jours : il semblerait qu’en l’espace d’une semaine, les juvéniles placés dans les tamis soient quasiment tous morts pour des raisons non identifiées. 3.3. Suivi de l’élevage

Le suivi se fait quotidiennement. Nous estimons que 50% des larves survivent à la métamorphose et que seulement 25% atteignent la phase juvénile (Figure 24) (essais réalisés dans notre laboratoire, complétés par les essais réalisés par Grosjean et al. en 1998). Pour minimiser cette mortalité, il est important d’apporter aux oursins des conditions de milieu stables. Nous suivons alors certains paramètres quotidiennement dans les bacs : salinité, température, (pH et O2), ainsi que : - débit d’eau approprié aux structures d’élevage (oxygénation et élimination des déchets solides) - renouvellement d’eau fixé suffisant permettant de minimiser l’accumulation de pollution

Figure 24 : Juvénile de P. lividus à 25 jours

Figure 23 : De gauche à droite, Régime 2, Régime 1 et Régime 3

27

- adaptation des densités en fonction des différents stades de l’élevage - surface du sol des toboggans adaptée pour que les juvéniles puissent évoluer/brouter sans gêne - distribution ab libitum d’aliments appropriés aux stades de l’élevage afin de permettre une

croissance somatique optimale

3.4. Difficultés rencontrées lors de l’élevage des larves

Tableau 2 : Bilan des élevages effectués dans l’écloserie/nurserie Essai 1 Essai 2 Essai 3 Essai 4

Date fécondation 15/05/09 16/06/09 03/07/09 29/07/09

Origine géniteurs Rix-cauvelle Cap Sicié Cap Sicié Aquarium test

Densité d’élevage

2000 larves/ℓ

dans 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4),

soit environ 640 000 larves

2500 larves/ℓ dans 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4) + 2 bacs de 400ℓ

(B5 et B6), soit environ

2 800 000 larves

2500 larves/ℓ dans 4 bacs de 80ℓ

(B1, B2, B3, B4) + 2 bacs de 400ℓ

(B5 et B6), soit environ

2 800 000 larves

500 larves/ℓ dans 4 bacs de 80ℓ

(B1, B2, B3, B4) + 2 bacs de 400ℓ

(B5 et B6), soit environ

500 000 larves Alimentation

B1 et B2 : 100% P. lutheri

B3 et B4 : 50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis

50% P. lutheri + 50%

Nannochloropsis

50% P. lutheri + 50%

Nannochloropsis

100% Nannochloropsis (car problème de

contamination sur P. lutheri)

Bullage Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min)

Renouvellement d’eau

5 à 10% à partir de J4 5 à 10% à partir de J4 5 à 10% à partir de J7 5 à 10% à partir de J7

Remarques

Métamorphose prise trop tard le 10/06/09, passage des larves

restantes (non fixées aux parois) dans les

toboggans. Abandon de l’élevage le 01/07/09 car

100% de mortalité

B1, B2, B3, B4, B5 : 95% de mortalité à J15.

B6 : 50% de mortalité à J25, passage de 11x18 000

larves en toboggans et 80 000 larves en pochons pour

opérations de lâchers. A J35, 100% de mortalité

dans les toboggans.

B1, B3, B4 : 95% de mortalité à J15.

B2 : 75% de mortalité à J15.

B5 et B6 : 50% de mortalité à J15.

A J18, 100% de mortalité dans tous les bacs

(copépodes).

B1, B2, B3, B4, B5, B6 : 90% de mortalité à J15

A J25, passage des 4 000

larves restantes en pochons en vue d’une nouvelle

opération de lâché.

3.4.1. Gestion des volumes/dates de repiquages du p hytoplancton en gaines

La gestion des dates de repiquages des souches d’algues en gaines de 150ℓ, ainsi que la gestion de leurs volumes (via le nombre de gaines) est essentielle à l’élevage. Un des pièges étant que la demande en algues des larves soit supérieure aux volumes concentrés disponibles. Il est alors indispensable d’anticiper les besoins, le facteur limitant le plus important étant le ∆t que les souches algales nécessitent pour devenir suffisamment concentrées. Une solution a été de travailler avec 4 gaines de P. lutheri et 2 gaines de Nannochloropsis, la salle de culture pour le phytoplancton ne pouvant accueillir que 6 gaines. D’une part, P. lutheri met en moyenne 50% de plus de temps à se concentrer que Nannochloropsis (environ 10 jours vs 6 jours), et d’autre part, les besoins en volumes de P. lutheri sont trois fois plus élevés que ceux de Nannochloropsis, car elle se concentre moins facilement. Ce travail repose essentiellement sur le repiquage et l’entretien des souches en flacons de 1ℓ (dans la salle d’entretien du phytoplancton), qui nécessite de la même façon une organisation rigoureuse. 3.4.2. Obtention des géniteurs sauvages

Chaque jour où nous souhaitions réaliser une fécondation, il fallait prélever dans le milieu naturel une quinzaine de géniteurs sauvages d’oursins de plus de 5cm de diamètre (piquants

28

non compris). Pour des raisons de facilité, la majorité des prélèvements a été effectuée sur le site Rix-cauvelle, le plus proche du laboratoire. Malheureusement, il est arrivé plusieurs fois des situations qui n’ont pas permis de faire la fécondation : lot entièrement femelle, lot avec femelles matures et males non matures… Afin de corriger cela, nous avons parfois du aller chercher des géniteurs sur d’autres sites comme le Cap Sicié, où nous avions observé des IC/IG satisfaisants lors des comptages. Cependant, cela n’a pas été sans conséquence sur la qualité des larves obtenues.

3.4.3. Estimation des densités larvaires Grâce à un siphon, nous prélevons 1ℓ du bac d’élevage à analyser que nous versons

dans une éprouvette. Le contenu de l’éprouvette est concentré dix fois grâce à un second système de siphon (tuyau équipé d’un tamis de 40 microns, qui laisse passer l’eau, et non les larves). Le volume de l’éprouvette passe de 1ℓ à 100mℓ. Il suffit alors de déposer ces 100mℓ dans 4 boites de pétri pour évaluer sous loupe binoculaire le nombre de plutéi présents dans 1ℓ d’eau. L’obtention d’une valeur approximative des densités d’élevage dans les bacs larvaires permet d’optimiser les rations d’algues à ajouter chaque jour.

3.4.4. Mortalité pré-métamorphose

Une mortalité élevée, avoisinant les 80% pré-métamorphose a été constatée lors du premier élevage larvaire mené dans l’écloserie. Si certains paramètres ont pu faire l’objet d’un contrôle à 100% fiable (comme le bullage, le renouvellement d’eau, le phytoplancton distribué…), d’autres peuvent être mis en cause. Par exemple, après 10 jours d’élevage, un changement de salinomètre a du être effectué, révélant à ce moment que le salinomètre utilisé auparavant était défectueux et donnait par moment une salinité de trois points et demi supérieure à celle réellement constatée. En effet, souhaitant maintenir une salinité de 36,5PSU dans les bacs, la salinité réelle était en fait de 33PSU. Progressivement, nous avons tenté de rétablir cette salinité, afin de préparer les larves compétentes à passer dans les structures toboggans (dont la salinité est maintenue à 38PSU). Selon Le Gall et al. (1989), une salinité basse proche de 30PSU en début d’élevage larvaire n’est pas gênante. Par contre, nous pouvons penser que des fluctuations quotidiennes de salinité dues à un dysfonctionnement temporaire du salinomètre utilisé a pu être à l’origine d’un stress osmotique chez les larves. Autre paramètre à prendre en compte : la présence marquée de copépodes dans les bacs d’élevage, en nombre largement supérieur au nombre de larves de P. lividus présentes. Ces copépodes sont issus de l’eau d’élevage distribuée dans les bacs. Il est possible qu’ils soient arrivés sous forme d’œufs, passant à traves le filtre à sable et le filtre à cartouche pour se développer ensuite dans les bacs d’élevage. Cette hypothèse tient du fait qu’entre les différents bacs, les copépodes ont atteint des densités et des stades de développement quasi identiques au même moment. Il est possible que ces copépodes soient entrés en compétition alimentaire avec les larves d’oursins, les quantités de phytoplancton distribuées aux larves étant calculées au plus juste, en fonction de leurs densités (pour limiter l’excès, la pollution de bacs). Lors du second élevage (Tableau 2), une mortalité anormale de 95% environ est apparue dans les 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4) et dans le bac B5 de 400ℓ au cours du 15ème jour d’élevage. Au même moment, le dernier bac de 400ℓ (B6) ne présentait seulement que 50% de mortalité. Les quelques larves survivantes des bacs B1, B2, B3, B4, B5 présentaient de nombreuses malformations (Figure 25), alors que les larves du bac B6 étaient toutes parfaitement bien formées (Figure 26). Les paramètres d’élevage étant

29

parfaitement identiques entres les deux lots de bacs, la raison d’une telle mortalité reste difficile à identifier. L’hypothèse d’une pollution chimique propre à certains bacs et aux matériaux utilisés n’est pas à exclure. En effet, au total les 6 bacs utilisés diffèrent les uns des autres, et ont subis quelques réparations/aménagements utilisant : PVC, plastiques non alimentaires, colle néoprène, silicone acétique… Autre hypothèse : la différence « biologique » entre les larves des deux lots. Deux couples différents de géniteurs ont étés utilisés, un couple pour les bacs de 80ℓ et un autre pour les bacs de 400ℓ, ce qui laisserait penser ferait que les larves issues d’un des deux couples étaient naturellement non viables. Notons que les deux couples utilisés proviennent tous les deux du site Cap Sicié (à quelques mètres de l’émissaire de la station d’épuration).

Lors du troisième élevage, là aussi une mortalité anormale est apparue autour de J15, avec des observations quasi similaires à l’élevage précédent. Mortalité très élevée (allant jusqu’à 95%) dans les 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4), et mortalité à hauteur de 50% dans les bacs B5 et B6 de 400ℓ. L’observation des larves a montré que : - Les larves issues des bacs B5 et B6 de 400ℓ présentent un développement et des tailles

tout à fait normales (800x500µm en moyenne). Elles sont mobiles, l’estomac est rempli de phytoplancton, et possèdent 6 bras. Le milieu d’élevage est propre, quelques rares copépodes peuvent être observés ainsi que quelques cellules algales vivantes, sans déchets particuliers.

- Les larves issues des bacs B1, B2, B3 et B4 de 80ℓ sont toutes de très petites tailles (500x300µm en moyenne), au stade 4 bras, ce qui ne correspond pas à un développement normal. Le milieu d’élevage est extrêmement chargé en amas d’algues, qui se révèlent être en fait des excréments (au microscope). Nous avons remarqué la présence abondante de copépodes dans ces 4 bacs, et avons cherché à les quantifier. A J15, la mortalité des plutéi des 4 bacs de 80ℓ est estimée à 95%, ce qui correspond à 4x10.000 plutéi survivants (par rapport aux 4x200.000 larves mises en élevage à J0 dans les 4 bacs au total). Les copépodes dans ces bacs ont une densité 4 fois supérieure à celles des larves survivantes, ce qui correspond à environ 4x40.000 copépodes. Notons que 10% des copépodes observés étaient de petite taille (500x300µm en moyenne), colorés et vivants. Les 90% de copépodes restants sont de grande taille (900x500µm en moyenne), transparents et morts.

La cause potentielle de la mortalité importante des 4 bacs de 80ℓ serait due à l’abondance de copépodes. Comme précédemment, ceux-ci seraient passés à l’état d’œufs à travers les filtres. Arrivés dans les bacs, ils se sont développés en atteignant des tailles jusqu’à 3 fois plus grandes que celles des plutéi survivants (Figure 27). Ils sont entrés en compétition alimentaire avec les plutéi (Figure 28), et ont contribué à la pollution du milieu par leurs excréments (Figure 29). Ceci pourrait expliquer les fortes mortalités et le quasi arrêt de croissance des larves d’oursins survivantes.

Figure 25 : Exemples de malformations observées à J16 Figure 26 : Un plutéus à J16 parfaitement formé

30

3.4.5. Détection de la phase de métamorphose et tra nsfert en « pochons de lâchés » La détection du moment idéal pour passer les larves compétentes dans les tamis des

toboggans reste une étape assez délicate. C’est autour du 20 au 25ème jour d’élevage qu’il faut être les plus vigilants. Prises trop tôt, les larves sont encore pélagiques et de petite taille. Prise trop tard, elles se sont déjà métamorphosés et se sont accrochées aux parois des bacs d’élevage. Dans cette situation là, il est très difficile des les décrocher sans causer de stress important à l’origine d’une forte mortalité. Il est donc indispensable de suivre l’évolution morphologique des larves à intervalles de temps régulier, afin de pouvoir les passer dans les tamis de pré-grossissement ou dans les « pochons de lâchés » dans des conditions optimales. La récupération des larves en pré-métamorphose s’est faite à l’aide d’un siphon.

Pour le transfert des larves jusqu’aux tamis des toboggans, une étape préalable d’ajustement des paramètres de l’eau des toboggans a ceux de l’eau d’élevage a été effectuée. Par la suite, après calcul des concentrations larvaires, nous avons délicatement déposé dans chaque tamis le volume nécessaire d’eau contenant le nombre de plutéi compétents souhaité.

Pour le transfert des larves jusqu’aux pochons de lâchés, nous avons siphonné les bacs d’élevage larvaire tour à tour. Les différents pochons destinés aux lâchés étaient entre-ouverts dans des bailles de 75ℓ (Figure 30), initialement replies au quart par l’eau d’élevage (ni choc thermique ni choc osmotique). L’arrivée du siphon se fait dans les bailles, et a nécessité un contrôle du volume versé afin de placer dans les pochons un nombre connu de plutéi compétents. Dans chaque baille munie d’un pochon, nous avons rajouté un bullage fin, et avons distribué du phytoplancton en quantité suffisante afin de pouvoir alimenter les plutéi encore non métamorphosés. 3.4.6. Alimentation des juvéniles

Concernant l’alimentation des juvéniles, l’objectif était de concevoir des régimes différents qui coulent au fond des bacs, et qui se répartissent sur le fond de manière homogène. L’idée de la pate à l’Agar-agar était une solution. Cependant certaines fois les aliments ne coulaient pas, du sûrement à la teneur en Agar-agar de la solution d’Agar ou l’état plus ou moins sec de la pate distribuée.

Toutes les difficultés rencontrées au cours des différents élevages ont permis de faire progresser et d’optimiser les nouvelles productions relancées. Ainsi, après multiples tentatives, un lot de larves a pu être mené à la maturité désirée (jeunes oursins benthiques

Figure 30 : Bailles munies de "pochons à lâchés"

Figure 27 : Comparaison taille copépode vs taille plutéus

Figure 28 : Plutéus de taille anormalement petite et qui ne s'alimente pas

Figure 29 : Excréments de copépodes

31

de 1mm). Après la récupération des juvéniles de taille souhaitée dans les filets, cette production a été lâchée dans le milieu marin.

4. Essais de réintroduction

4.1. Choix des lieux de réintroduction

Le choix des lieux de réintroduction s’est fait parmi les 8 sites tests que nous avons étudiés. Le promoteur n=°1 du projet étant la Commu nauté d’Agglomération TPM, le site prioritaire est celui situé à St Mandier. Ensuite, le choix des autres sites prioritaires s’est fait sur des critères de facilité d’accès pour la réalisation future d’études génétiques, comme par exemple les sites Rix-cauvelle et Gaou-Embiez. Les 5 autres sites n’étant pas prioritaires, les opérations de lâchers seront réalisés lorsque les productions en écloserie le permettront.

4.2. Organisation des lâchers

Les larves compétentes sont placées dans les pochons de lâchers, situés dans des bailles. Pour des raisons pratiques, le jour du lâcher, les pochons sont placés deux par deux par baille. En bateau, nous nous dirigeons sur le site choisi. Un plongeur en scaphandre autonome se met à l’eau et observe le biotope afin de repérer l’endroit idéal pour lâcher les larves : faible profondeur (<5m), éboulis rocheux et petits galets recouvert d’une fine couche d’algues. Il réceptionne délicatement un des pochons avant de l’immerger. Au fond, le plongeur retourne le pochon avec précaution (Figure 31) et l’agite afin d’en décrocher les juvéniles. Il quitte ensuite la zone en évitant de brasser le milieu, ce qui aurait tendance à attirer les prédateurs potentiels (sparidés…).

Pour le transport des juvéniles des toboggans, ceci a fait l’objet d’une réflexion sur la

manière de les amener sur les sites de lâchers. Un couvercle sur chaque bac/tamis reste la solution, afin qu’ils ne soient expulsés de ceux-ci par les courants d’eau avant d’être amenés par les plongeur sur le lieu précis du lâcher. Cette technique n’a pas été testée, car les conditions de production n’ont pas permis de lâcher des oursins au stade juvénile >1mm.

4.3. Rôles du laboratoire EB2M

Le laboratoire EB2M (La garde, 83) est composé d’une Equipe spécialisée en Biologie Marine et Moléculaire. Il participe au projet oursin sur le volet génétique. En effet, dans le but d’analyser l’efficacité des lâchers, chaque couple de géniteur utilisé pour les différentes productions destinées aux lâchers a fait l’objet d’une identification génétique (prélèvements de 5 podias par individu, les podias sont placés dans un épendorf rempli d’alcool). Ces épendorfs ont été envoyés au laboratoire EB2M pour analyse génétique. Ainsi, le premier lâcher (à géniteurs identifiés) a été effectué sur le site Rix-cauvelle. C’est un site situé à coté de l’Institut, ce qui facilitera les études. L’Institut a pour objectif de suivre le devenir des oursins relâchés au fil des années à venir, et ainsi d’évaluer l’efficacité des opérations de repeuplement. Des prélèvements d’oursins seront effectués sur le lieu de lâcher, en s’assurant que les tailles correspondent bien à celles que les oursins relâchés pourraient avoir à ce moment la. Le laboratoire EB2M permettra de savoir si les oursins prélevés sont issus des géniteurs génétiquement identifiés (tests de paternité).

Figure 31 : Retournement du pochon contenant les larves

32

CONCLUSION

Le projet expérimental de production de larves et de juvéniles d’oursins comestible P.

lividus a, à l’origine, été souhaité par plusieurs pêcheurs professionnels de la région toulonnaise soucieux du déclin de cette ressource. En effet, dans une première partie, le bref état des lieux réalisé au cours de ce stage a montré que le niveau des stocks d’oursins était nettement inférieur à celui décrit par certains auteurs dans les années 80-90 (Regis, 1989). Cet état des lieux à aussi révélé l’influence de l’activité de pêche sur l’état général des stocks d’oursins sur certains sites par rapport à d’autres. Afin de poursuivre cette étude, il serait intéressant d’obtenir des données sur l’évolution des stocks entre les périodes autorisées de pêche et les périodes interdites, sur les huit sites tests auxquels nous nous sommes déjà intéressés.

Dans une seconde partie, les essais de production d’oursins en écloserie-nurserie se

sont révélés moyennement satisfaisants. Cela est essentiellement dû à des fortes mortalités pré et post-métamorphose dont les causes potentielles sont multiples : fluctuations de salinité dans les bacs d’élevage larvaire, présence redondante de copépodes et de ciliés, géniteurs en provenance de la station d’épuration du Cap Sicié, réalisation des fécondations au laboratoire à des périodes de l’année où les oursins ne se reproduisent pas naturellement… Ces essais demandent à être poursuivis et améliorés, en mettant l’accent sur le soin apporté aux larves compétentes lors de leur passage des bacs cylindro-coniques vers les structures en toboggans. Les expériences menées au laboratoire sur les conditions d’élevage ont permis d’orienter puis d’optimiser les différents élevages expérimentaux menés dans l’écloserie. De nombreux tests peuvent encore être réalisés sur la nature du phytoplancton proposé (Porphyridium, tetraselmis…), la distribution des aliments en une ou deux fois par jour ou la nature/texture des aliments distribués aux juvéniles en toboggans… De plus, ayant constaté les difficultés d’obtention de géniteurs sauvages matures sur la période juin-juillet-août, il pourrait s’avérer utile de réaliser des essais de conditionnement de géniteurs par l’utilisation d’une température, d’une photopériode et d’une alimentation adaptée (travaux de Grosjean, 1998).

Dans une troisième partie, un lâcher de 80 000 juvéniles d’oursins de 1mm a pu être

effectué autour de l’Ile des Embiez. Les géniteurs utilisés ont été génétiquement identifiés par le laboratoire partenaire EB2M, ce qui permettra à l’Institut de réaliser un suivi des peuplements dans les 3 années à venir. Il s’agira de juger l’efficacité des opérations de lâchés et leurs conséquences sur le milieu : effets sur la biodiversité, risques de sur-broutage et risques sur la diversité génétique des populations.

D’une manière générale, l’objectif n’est pas de promouvoir la réintroduction, mais

d’en analyser les avantages et inconvénients afin de mieux cerner les éléments d’une gestion efficace pour optimiser le devenir de la filière. Rappelons que d’autres solutions sont envisageables pour la reconstitution des stocks et le retour au bon équilibre des écosystèmes marins : aménagements de zones de pêche interdites, pose de récifs artificiels favorables au recrutement, sensibilisation du public ou repeuplement par importation d’individus prélevés dans des zones plus riches (San Martin, 1995)…

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35

ANNEXE 1 : L’institut Océanographique Paul Ricard

L’institut Océanographique Paul Ricard (IOPR) a été crée en 1966 par Monsieur Paul Ricard, chef d ‘entreprise et entrepreneur français né à Marseille le 9 juillet 1909 et décédé le 7 novembre 1997. Il est le créateur du Pastis du même nom et son entreprise est actuellement intégrée dans le groupe Pernod Ricard.

C’est suite à l’affaire des « boues rouges » et des pollutions des usines Pechiney qui défraya la chronique dans les années 60 que Paul Ricard fit édifier l’Institut sur l’Ile des Embiez. L’Ile est située dans la baie de Sanary, entre Toulon et Marseille dans le département du Var. L’IOPR est composé de deux parties : un aquarium-musée qui permet au public de découvrir la diversité de la faune et de la flore méditerranéenne, et un centre de recherche comprenant laboratoires et bassins d’expérimentation. Les laboratoires de l’IOPR sont installés au bord d’anciennes salines de l’Ile et d’une lagune encore préservée, ce qui constitue un site d’études privilégiées des populations végétales et animales du milieu. Depuis sa création, l’IOPR met en œuvre de nombreux programmes de recherche sur la biodiversité et la protection de l’environnement, et mène de nombreuses actions pour sensibiliser le public.

Coté laboratoire, depuis 1972, les chercheurs en biologie marine et océanologie

développent des partenariats et des programmes nationaux et internationaux. Les premiers travaux étaient consacrés à l’écologie littorale et à l’aquaculture expérimentale.

La reconnaissance du travail et des investissements de l’Institut est obtenue en 1995 lorsque l’Académie des Sciences décerne le prix Alexandre Johanides à l’équipe scientifique de l’Institut pour l’ensemble des ses travaux. Exemple de travaux entrepris :

♦ 1980 - 2004 : Partenariat avec le Parc National Régional de Port-Cros et Natura 2000 pour la protection des espèces dans les réserves marines et les zones humides.

♦ 1981 : Création d’une station expérimentale d’aquaculture sur l’Ile, pour le prégrossissement d’alevins de loups et de daurades. L’Institut intègre le groupe « Aquaculture en région méditerranéenne ».

♦ 1988 : Suivi des populations de certaines espèces menacées de disparition (Epinephelus marginatus, Pinna nobilis).

♦ 1989 : Partenariat avec ELF aquitaine pour la mise au point de l’Inipol-EAP 22 qui favorise la dégradation naturelle des hydrocarbures (produit utilisé avec succès pour nettoyer certaine plages de l’Alaska après l’échouage du pétrolier Exxon Valdez). La Seatrade Annual Award, un oscar international de lutte contre la pollution, est décerné à l’Institut.

♦ 1999 : Etude du phénomène de mortalité massive affectant les gorgones et les communautés d’organismes fixés.

♦ 2002-2005 : Participation au projet européen I-Marq (Information on Marine Environment Quality). L’objectif est de favoriser l’accès aux technologies de l’information et de la communication à l’ensemble des citoyens et des entreprises européennes dans le

domaine de la qualité des eaux marines côtières, pour la mise en place de SIG pilotes (Systèmes d’Information Géographique) en différents sites.

♦ 2003 : Partenariat avec les Grands Travaux de Marseille pour l’étude d’un nouveau type d’aménagement côtier destiné à remplacer l’enrochement traditionnel (avec apport de gravats) qui détruit la vie marine. Il s’agit de plaques de béton sur pilotis spécialement adaptés. Projet récompensé par le Grand Prix de l’innovation Vinci.

♦ 2005 : Intégration de l’Institut dans le comité de pilotage du réseau européen d’Espaces Naturels Natura 2000.

♦ 2006-2009 : Projet pilote en partenariat avec l’Agence de l’Eau Rhône Méditerranée et Corse, et le conseil Général des Bouches du Rhône pour la production expérimentale d’oursin comestible P. lividus pour le repeuplement de certains zones côtières.

L’IOPR est né, s’est développé, et vit aujourd’hui grâce au mécénat de la société

Ricard. C’est une association à but non lucratif (loi juillet 1901) et dont la totalité des bénéfices est réinvestie dans le matériel et l’entretien des structures. Le budget est très variable d’une année à l’autre, car il dépend des contrats de recherche obtenus par l’Institut et des subventions et investissements accordés par la Société Ricard. Les ressources de l’association se composent ainsi de : - subventions de la Société Paul Ricard (75%) - ressources de la recherche (13%) - sommes fournies par les prestations de l’association (musée, aquarium…) (9,8%) - cotisations et souscriptions des membres (correspondants, actifs ou donateurs) (1,5%) - subventions accordées soit par l’état, soit par les collectivités publiques (0,7%) Les dépenses sont ordonnées par le présidente Patricia Ricard et les paiements sont effectuées par le trésorier. Elles concernent : - salaire du personnel (chercheurs, administration, secrétariat général) (58%) - entretien et le fonctionnement des structures (18,5%) - édition (18%) - entretien des véhicules et les frais divers (5,5%)

Le conseil d’administration de l’association est composé de 16 membres élus pour 3 ans à l’Assemblée Générale, choisis parmi les membres de cette assemblée. Le conseil choisit ensuite un président, un vice-président, un secrétaire général et un trésorier. Il peut également nommer un responsable scientifique. Le conseil se réunit une fois par an ou plus si cela est nécessaire. Les décisions sont prises à la majorité des voix représentées.

ANNEXE 2 : l’oursin comestible Paracentrotus lividus

1. Taxonomie

Paracentrotus lividus (Lamark, 1816) ou « oursin violet », appartient à l’embranchement des échinodermes, animaux marins comprenant aussi les étoiles de mer, les holothuries… Les échinodermes ont des caractères communs : symétrie radiaire de base cinq, squelette interne constitué de plaques calcaires jointives, système ambulacraire rempli d’eau de mer et stade larvaire nageur suivi d’une métamorphose complexe. La position systématique de P. lividus est la suivante :

Embranchement : Echinodermata = Echinodermes

Classe : Echinoidea = Echinides

Sous-classe : Regularia = oursins réguliers

Ordre : Echinoida = Echinoïdes

Famille : Echinidae = Echinidés

Genre : Paracentrotus

Espece : lividus, Lamarck 1810

2. Mode de vie

Figure 1 : Section longitudinale d’un oursin P. lividus

Cette espèce se rencontre en Méditerranée en en Atlantique, sa limite de répartition vers le nord semblant correspondre à une ligne isotherme de 8°C pour le mois de février. Son test est globuleux, avec un diamètre moyen de 5cm pouvant atteindre les 8cm. Les piquants sont forts, de longueur inégale, mais toujours très courts sur la face orale. La couleur générale du test et des piquants varie du violet au vert foncé, avec parfois des nuances brunâtres.

Les plus grandes densités d’oursins se rencontrent à faible profondeur (Harmelin et al., 1980). Ils adhèrent à leur support grâce à un appareil ambulacraire composé de podias (Figure 1) ou pieds ambulacraires, répartis selon cinq zones. Chaque podia est formé d’un tube souple terminant par une petite ventouse, permettant l’accrochage sur des surfaces rigides. Les podias de la face aborale (opposée au support) ne servent pratiquement qu’à

capturer et retenir des éléments mobiles, éléments qui serviront à l’oursin de protection ou de réserve alimentaire. Les podias de la face orale (près de la bouche) permettent de fixer l’animal et de retenir les aliments pendant le broutage (raclage des surfaces).

Les déplacements sont lents, environ 2m/24h selon Dance (1987), mais permettent aux oursins d’aller chercher leur nourriture ou d’adapter leur position par rapport aux conditions de l’environnement.

3. Respiration

Les oursins réguliers vivent généralement dans des milieux agités, donc très oxygénés. La respiration est permise par 10 branchies situées sur le cercle péribuccal.

4. Alimentation

Macrophages, les oursins P. lividus se déplacent sur les surfaces pour effectuer un tri des aliments en fonction de leurs besoins (Kempf, 1962) : ils raclent le substrat et déchiquettent des macroalgues (Posidonia oceanica, Ulva lactuca…) et des algues calcaires par prélèvement direct. Un prélèvement indirect peut être effectué, grâce aux piquants qui capturent des éléments mobiles qui passent à proximité, et aux podias qui amènent ces éléments jusqu’à la bouche s’ouvrant au centre d’une membrane souple, en contact direct avec le substrat. Juste en arrière de cette ouverture, le tube digestif est différentié en une structure complexe : la lanterne d’Aristote (pièces calcaires, dents, muscles, ligaments). Dans cette zone, le tube digestif se divise longitudinalement en deux parties : l’estomac (se poursuivant par l’intestin puis l’anus), et le siphon (avec eau qui accompagne les aliments).

5. Croissance

Le squelette de l’oursin est composé de plaques calcaires jointives, qui se mettent en place dès le début du développement selon vingt rangées méridiennes. L’accroissement en taille de l’animal s’opère selon deux processus : - augmentation de la taille de chacune des plaques du test, par des dépôts de calcaire sur

toute la périphérie des plaques. Ce phénomène fait apparaître des stries concentriques. - formation de nouvelles plaques sur chaque rangée méridienne, à l’opposée de la région

buccale. Tout comme la régénération des piquants et des dents, la croissance globale du test

requiert un métabolisme calcique très important.

6. Reproduction

P. lividus est gonochorique, sa reproduction a lieu à la fin du printemps et à l’automne. Son appareil génital est constitué par cinq gonades communiquant avec le milieu extérieur par des canaux qui traversent le test au niveau de l’anus. Chaque gonade (mâle ou femelle) est une poche limitée par une paroi (tissu de soutien et musculaire) qui permettra l’évacuation des produits génitaux.

La première étape du cycle correspond à une phase d’accroissement du volume des gonades pendant laquelle de grosses cellules internes accumulent des éléments nutritifs. Durant la seconde étape, certaines cellules de la lignée sexuelle se multiplient et subissent une maturation utilisant une partie des réserves accumulées. Lorsque les conditions du milieu sont favorables, une première évacuation de gamètes se produit, laissant la place

pour qu’une deuxième série de gamètes se différentient et soient émis. Fenaux (1968) montre qu’en Méditerranée, le nombre de pontes est toujours de deux par an. Les produits génitaux sont expulsés directement dans l’eau, l’évacuation se faisant indépendamment pour chaque gonade. La simultanéité des émissions de gamètes est permise par des substances chimiques reconnues à distance décrites par Keckes et al. (1966). En règle générale, les gamètes sont activés au contact de l’eau de mer, puis dispersés par les mouvements de l’eau. Les ovocytes (0,1mm de diamètre) attirent les spermatozoïdes nageurs, dont un assurera la fécondation. Apres quelques dizaines d’heures, l’œuf jusqu’alors immobile, donne naissance à une larve ciliée nageuse ronde et creuse. La larve connaît alors une phase endotrophique, elle se nourrit de ses propres réserves vitellines pendant deux à trois jours. Puis, quatre expansions allongées se forment (« bras »), entre eux s’ouvrent la bouche. Ce stade larvaire appelé plutéus est exotrophe et nage activement à la recherche de sa nourriture composée de phytoplancton. La croissance des baguettes branchiales se met en place (Jangoux, 1987). Cette phase planctonique dure environ 18 jours. La larve grandit, des « bras » supplémentaires se forment, et un groupe de cellules apparaît à l’intérieur, près du tube digestif. C’est à partir de ce « bourgeon échinien » que va se différentier le jeune oursin : la larve est compétente et prête à se métamorphoser, à condition que le milieu soit favorable (Cameron & Hinergardner, 1974). Quelques piquants des podias se forment, et lorsqu’ils deviennent fonctionnels, le plutéus cesse de nager et de se nourrir et vient adhérer à un support. Une fois fixée, la post-larve connaît une période d’endotrophie de 8 jours. A l’issue de ces 8 jours, elle devient juvénile : un nouveau tube digestif se met en place, la bouche et l’anus s’ouvrent : le jeune oursin et né (vie benthique).

7. Maladie

Chez le P. lividus, la « maladie chauve » est un facteur de déclin périodique des populations, connu depuis de nombreuses années (Boudouresque et al. 1980). Elle se caractérise par une perte progressive des piquants et une ulcération des téguments. En phase aiguë, les piquants tombent par plaques, et en phase finale l’oursin meurt. La bactérie responsable de cette maladie à été identifiée par Jangoux en 1967. Non dangereuse pour l’homme, elle meurt au delà de 24°C. Cependant, ell e se transmet très facilement : la prophylaxie à adopter en élevage est l’écartement immédiat des individus touchés (antibiotiques éventuels).

ANNEXE 3 : Fiche immergeable transects

ANNEXE 4 : BIOTOPES DES SITES TESTS

N°=

Nom Localisation Point GPS

Description du biotope

Profondeur

Remarques

1

« Rix-cauvelle » ILE DES EMBIEZ

43°04’36 N 05°46’34 E

site hétérogène gros blocs, gros galets

dalles et éboulis tombants

petites zones de graviers herbiers clairsemés

faciès de roches à algues photophiles

zone poissonneuse eau claire, bonne visibilité

2 à 4m

Accès facile en bateau Pêché par les pêcheurs professionnels

2

« Gaou-Embiez » ILE DES EMBIEZ

43°04’17 N 05°47’06 E

site hétérogène gros blocs et tombants

quelques zones de graviers herbiers clairsemés

faciès de roches à algues photophiles

poissonneux, poissons de petite taille

eau claire, bonne visibilité

1 à 4m

Accès facile en bateau Pêché par les pêcheurs professionnels

3

« Coudoulière » SIX FOURS

herbiers de posidonies quelques zones de graviers

éboulis rochers/dalles taches de sables

zone moyennement poissonneuse eau claire, bonne visibilité

1 à 6m

Accès facile en bateau

Pêché par les pêcheurs professionnels Fréquenté par les touristes

Accès à pied facile

4

« St Mandrier »

LA SEYNE 44°04’479N 05°47’802E

dalles, rochers, gros blocs herbiers photophiles (Posidonies)

bonne visibilité taches de sable

Poissonneux

5 à 6m

Accès facile en bateau Pêché par les pêcheurs professionnels

Moyennement fréquenté par les touristes

Accès moyennement facile à pied

5

« Cap Sicié » SIX FOURS 43°02’907N 05°50’759E

éboulis et gros blocs algues rouges en abondance, ulve

vase visibilité moyenne très poissonneux

3 à 6m

Accès moyennement facile en bateau Non pêché par les pêcheurs

professionnels car situé contre une station d’épuration

Non accessible à pied

6

« Mitre » TOULON

dalles très abondantes rochers, galets et cailloux

herbiers en touffes sable

2 à 3m

Accès facile en bateau Pêché par les pêcheurs professionnels

Fréquenté par les touristes Accès très facile à pied

7

« Garonne » LE PRADET

herbier dense

roches, galets, éboulis et dalles

4m

Accès facile en bateau Pêché par les pêcheurs professionnels

Accès à pied moyennement facile

8

« Bau Rouge »

CARQUEIRANNE 43°04’742N 06°02’585 E

gros blocs, rochers et dalles

petites touffes d’herbier entre les roches

5 à 7m

Accès facile en bateau si temps calme Pêché par le pêcheurs professionnels

Accès à pied assez difficile

ANNEXE 9 : MILIEU DE CONWAY (Walne, 1966)

Source : Andineau & Blancheton. (1985-86). Production d’Algues unicellulaires , Station Ifremer de Palavas.

Le milieu de Conway est utilisé essentiellement pou r l’enrichissement de l’eau

de mer naturelle et convient à l’ensemble des souch es d’algues cultivées.

♦ Solution principale : - H20 = 1ℓ - Na2 EDTA = 45 mg (Chélateur) - Na NO3 = 100 mg (Nitrate de Sodium) - H3 BO3 = 33,6 mg (Acide Borique) - NaH2 PO4 = 20 mg (Dihydrogénophosphate de Sodium) - MnCl2 4H20 = 0,36 mg (Chlorure de Manganèse) - FeCl3 6H20 = 1,3 mg (Chlorure Ferrique) ♦ Solution trace de métaux : - Zn Cl2 = 2,1 g - Co Cl2 6H20 = 2,0 g - (NH4)6 Mo7 024 4H20 = 0,9 g - Cu SO4 5H20 = 2,0 g - Eau distillée = 100 mℓ Dosage : 1mℓ/ℓ de solution principale

+ HCl pour dissoudre les sels et obtenir une solution limpide.

♦ Solution vitaminique : - Thiamine aneusine Hydrochloride (B1) = 200 mg - Cyanoccobalamine (B12) = 10 mg - Eau distillée = 100 mℓ Dosage : 0,1 mℓ/ℓ d’eau de mer ♦ Solution silicatée pour diatomées : 4 mg de Na2 SiO3 5H2O (Métasilicate de Sodium) pour 100 mℓ d’eau distillée. Dosage : 2,5mℓ/ℓ d’eau de mer

ANNEXE 10 : Solutions mères de substances nutritive s

utilisées pour le milieu de culture de Skeletonema costatum

Source : Essais écotoxicologiques (1998). Recueil environnement. Editions AFNOR.

ANNEXE 11 : Inauguration de l’écloserie expérimenta le de l’Institut,

visite de M. Borloo, Ministre de l’Écologie, de l’É nergie, du

Développement durable et de la Mer, Var Matin, 14 j uin 2009

ANNEXE 12 : « Méditerranée, l’espoir renaît »,

Le Figaro Magazine, 18 juillet 2009

Spécialisation ou spécialité : Halieutique

Dominante : Aquaculture

Enseignant responsable : M. Hervé Le Bris

Cadre réservé à la bibliothèque centrale

Auteur : Marina DELVIL

Organisme d'accueil : Institut Océanographique Paul Ricard

Adresse : Ile des Embiez, Le Brusc, 83 140 Six-Fours-Les-Plages

Maître de stage : M. Yvan Martin Nb pages : 35 Annexes : 12

Année de soutenance : 2009

Titre : L’oursin comestible Paracentrotus lividus : optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles benthiques en écloserie, en vue d’opérations de réintroduction après état des lieux de la ressource sur plusieurs sites tests varois. Résumé : Depuis 1987, la diminution des stocks d’oursins comestibles Paracentrotus lividus semble s’observer sur les côtes méditerranéennes. Ce phénomène est particulièrement frappant dans la baie de La Ciotat où l’oursin subit une forte pression due à la pêche amateur et professionnelle malgré les réglementations, sans écarter la destruction des habitats par les aménagements du littoral et la pollution urbaine. Plus récemment, c’est en 2006 que la diminution des stocks de P. lividus a été la plus remarquée.

Afin de compenser la diminution des populations d’oursins, une démarche scientifique de production en écloserie et de lâchés d’oursins comestibles P. lividus dans les eaux du littoral méditerranéen a été envisagée. A l’initiative de la Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence Méditerranée), le Conseil Général du Var, la Prud’homie de La Ciotat, l’Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse et le Conseil Général des Bouches du Rhône, un projet pilote sur trois ans est engagé avec les chercheurs de l’Institut Océanographique Paul Ricard.

Ce projet a été mené selon trois volets. Après un bref état des lieux des populations sur quelques site-tests varois

sélectionnés, un élevage de larves et de juvéniles d’oursins a été entrepris au de l’écloserie expérimentale de l’Institut, en nous efforçant d’optimiser au maximum certains paramètres de production afin de minimiser les taux de mortalité : bullage dans les bacs d’élevage, taux de renouvellement en eau quotidien et qualité de l’alimentation... L’optimisation de ces conditions d’élevage à été permise grâce à la réalisation d’expériences en parallèle, sur des larves au laboratoire. Enfin, des lâchés de juvéniles ont été effectués en région toulonnaise, en nous efforçant de proposer un protocole de suivi pour les années à venir, afin de pouvoir estimer l’efficacité de notre démarche.

Abstract : Since 1987, the declining stocks of edible sea urchin Paracentrotus lividus seem to occur on the Mediterranean coast. This phenomenon is particularly striking in the Bay of La Ciotat where urchin are threatened due to recreational and professional fishing, despite the regulations, while allowing the destruction of habitats by coastal development and urban pollution. More recently, it was in 2006 that the declining stocks of P. lividus was the highest. To compensate this, a scientific production in hatchery and restocking operations of edible sea urchin P. lividus on the Mediterranean coast were undertaken. At the initiative of the Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence Méditerranée), the Conseil Général du Var, the Prud’homie de La Ciotat, the Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse and the Conseil Général des Bouches du Rhône, a three-year pilot project was initiated with researchers of the Paul Ricard Oceanographic Institute. This project was conducted in three parts. After a brief overview of the populations of sea urchins on some varois test sites, breeding of larvae and juveniles of sea urchins has been undertaken at the experimental hatchery of the Institute. We tried to optimize some production parameters to minimize the mortality rate : airflow in vats of animal husbandry, daily renewal rate of water and food quality... Optimizing the conditions of livestock was permitted through experiments on larvae conducted in parallel in the laboratory. Finally, releasing of juveniles were made in the Toulon region, and we strived to propose a short monitoring protocol for the coming years in order to assess the effectiveness of our approach.

Mots-clés : Paracentrotus lividus, état des lieux de la ressource, production en écloserie, opérations de lâchés

Key-words : Paracentrotus lividus, overview of the populations, breeding in hatchery, restocking operations

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