ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE · Remerciements En mon nom personnel, Mes premiers remerciements...

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR

ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE D’ORAN ES-SENIA

FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

LABORATOIRE DE MICROBIOLOGIE APPLIQUEE

MEMOIRE

Présenté par

Mr. BENADA Mhamed

POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE MAGISTER

Spécialité : Microbiologie

Option : Phytiatrie Phytopathologie

Soutenu le : Devant le jury composé de :

Année Universitaire : 2009 - 2010

Mr : KIHEL Mebrouk Professeur à l'Université d'Oran Président

Mr : SLIMANI Miloud Professeur à l'Université d'Oran Examinateur

Mme : SADKI Keira Maître de Conférences à l'Université d'Oran Examinateur

Mr : HENNI Jamal Eddine Professeur à l'Université d'Oran Rapporteur

Melle : BENICHOU Soumaya lalia Maître Assistante Classe A à l'Université d'Oran Co-rapporteur

« Etude de la variabilité phénotypique du champignon

Alternaria dauci pathogènes des Apiacées en vue d’améliorer

les méthodes de lutte.»

Résumé

Les maladies fongiques, transmissibles par les semences, sont responsables d’importantes

pertes souvent difficiles à estimer à ce stade de la culture. Parmi celles-ci les alternarioses

sont particulièrement redoutées dans la mesure où elles concernent un nombre important de

plantes de grande culture et ont, de ce fait, un impact économique non négligeable. On trouve

notamment sur les semences de carottes et autres Apiacées (persil, cerfeuil, celeri…), un

complexe d’espèces du genre Alternaria responsables de brûlures foliaires et de taches

racinaires (Alternaria dauci, A. radicina, A. petroselini). Ces espèces sont présentes de façon

récurrente sur les Apiacées et elles peuvent, selon le stade d’attaque, affecter la qualité

germinative des semences, provoquer la mort des plantules issues de la germination des

graines (baisse de rendement) ou bien provoquer des taches nécrotiques sur différents organes

des plantes adultes les rendant ainsi impropres à la commercialisation.

Dans notre travail, qui se divise en trois parties ; nous avons élaboré :

En premier partie, une caractérisation biométrique, et cela pour retrouver les meilleures

conditions physico-chimiques de la croissance mycélienne.

En deuxième partie, est une lutte chimique en a utilisant deux substances chimiques (triazole)

synthétisées au sein du laboratoire de synthèse organique appliquée (université d’Oran).

En troisième partie, une étude du pouvoir pathogène de notre champignon, en comparant le

degré d’agressivité entre trois souches consernant des variétés différentes.

L’étude des conditions physico-chimiques a montré que : nous obtenons meilleur croissance

1) sur milieu PSA (Pomme de Terre Saccharose) dont la source de carbone est le saccharose,

par rapport aux autres milieux utilisés.

2) sur un pH de milieu situé à 06.

3) sur une température d’incubation comprise entre 22°C et 28°C.

L’étude du polymorphisme par la révélation de trois systèmes isoenzymatique à savoir : les

estérases, les phosphatases acides, le catalase et la peroxydase, montre une similarité des

profils électrophorétiques chez les souches d’Alternaria dauci.

Nos souches ont montré une sensibilité envers les substances chimiques testées.

Le test de la pathogénicité a révélé la virulence de ces souches vis-à-vis des trois variétés de

la carotte avec un degré qui se diffère d’une variété à l’autre et d’une souche à l’autre.

Mots clés : Alternaria dauci, Alternariose, triazol, polymorphisme isoenzymatique.

i

Abstract

The fungal diseases, transmissible by the seeds, are responsible of huge loses which are

frequently difficult the estimate (evaluate) at this stage of culture. Among these, the

alternariose are particularly feared because they concern a great number of large scale culture

plants and have therefore a considerable economic impact.

We find, mainly in the seeds of carrots and other Apiacèes (parsley, chervil, celery), a

complexe of species of the type Alternaria responsible of foliar burnings and root stains

(Alternaria dauci, A. radicina, A. petrosilini).

These species are found in a recurrent way in the Apiacèe and can, according to the stage of

attack, affect the germinative quality of seeds, cause the dearth of seedlings resulting from the

germination or cause necrotic stains improper for commercialization.

In our work, which is divided in three parts, we proceeded:

First to a biometrical characterization to find the best physicals-chemicals conditions of

mycotic development.

The second part is dedicated to the chemical fight where we used two synthetised chemical

substances in the laboratory of organic and applied synthesis of the universite of Oran Es-

Senia (Triazol).

The third part consists of the study of pathogenic ability of the fungus, companing the degree

of aggressiveness of the three different varieties.

The study of physical chemical conditions showed that:

1) In the environnement PSA, where the saccharose is the best source of carbon.

2) The pH is 06

3) The optimal temperature between 22°C and 28°C.

The stady of isoenzymatic polymorphism of three systems nomely: The esterases, the

phosphatase acids, the peroxydase and catalisis showed a similarity of the electrophoretic

profiles of the strain of Alternaria dauci showing a sensibility towards the chemical

substances used.

The pathogenecity test revealed the virulence of our strain towards the two varieties of carrot

with different degrees between the varieties and strains.

Key words: Alternariose dauci, Alternariosis, triazol, phytopathology.

ii

الملخص

، مه تيه هزي نهمحصىل مهمح خسائش ػه انمسؤونح ذؼذ انثزوس تىاسؽح انمرىمهح انفؽشيح األمشاض

، وانري ذؤدي إنً خسائش انىثاذاخ أوىاع مه كثيش ػذد ذعش انري ، Alternariose وجذاألمشاض

. Alternariaمضيج مه وىع.... الرصاديح كثيشج، حيس وجذ ػهً تزوس انجضس،انكشفس وانثمذووس

: انجزسيح انثمغ و األوساق احرشاق ػه انمسؤونح

. (Aternaria dauci, A. radicina, A. petroselini)

خالل دساسرىا انري ذىمسم إنً شالز مشاحم لمىا في انمشحهح األونً تذساسح انفضيىنىجيح و رنك

، وانمشحهح انصاويح مخصصح نهمكافحح انكيماويح ظذ انفؽشياخ إليجاد انظشوف انمالئمح نىمى انفؽش

وانمشحهح انصانصح هي دساسح انمذسج , Triazol) ( ذؽثيمي ذشكية مخثش في مشكثح تاسرؼمال مادج كيماويح

. انرمشيعيح نهفؽش ػهً شالشح أوىاع مه انجضس

مصذس ػهً انمحرىيPSA وسػ انضسع دومى جي انذساسح انفيضيىنىجيح نهفؽش، كشفد ػه

. C22 °C2°8 ننهىمى تي، و دسجح حشاسج مىاسثح pH 6 في دسجح حمىظح سكاسوص شكم ػهً كشتىن

، إوضيم األسرشج و حمط إوضيم األستؼحدساسح ذؼذد انىشاغ اإلوضيمي، ػه ؼشيك إظهاس األوظمح

.Alternaria dauci مه و انثيشوكسيذاص، أظهش ذىاسك األشكال نهؼيىاخ انمؼضونح و انكراالصانفىسفىس

in مثيذ انفؽش2تاسرؼمال Alternaria dauci مه جهرها ذجاسب انمكافحح انكيميائيح، ظذ

vitro مذمجح في انىسػ PSAجامذ ترشكيض مخرهفح (500 و 250-100-50ppm ) ذكشف وجىد ،

. مصثػ نهزي انمىاد ػهً ومى انفؽش

شالشح أوىاع مه ي دساسح انمذسج انرمشيعيح نهفؽش أظهشخ اخرالف في دسجح ػذائيح انفؽش ػم

. انجضس

مفتاحيةال الكلمات

.اإلوضيمي انىشاغ انمكافحح انكيميائيح، انمذسج انرمشيعيح . Alternaria dauci, Alternariose, triazol,

iii

Remerciements

En mon nom personnel,

Mes premiers remerciements iront à Dieu le tout puissant pour m’avoir

aidé à suivre mes études universitaires et à les corroborer par le présent mémoire.

Mes vifs remerciements s’adressent à ma très chère mère qui a été toujours

présente quand il le faut ainsi que mes sœurs.

Que Mr. HENNI J.E., Professeur à la Faculté des Sciences, Département

de Biologie à l’Université d’Oran, veuille bien accepter mes remerciements les

plus sincères pour l’accueil qu’il m’a réservé durant la réalisation de ma thèse au

sein de son Laboratoire de Phytopathologie, à l’Université d’Oran au

Département de Biologie, et la mise à ma disposition des moyens nécessaires

pour le déroulement correct de mon travail.

Je remercie Melle. BENICHOU S.L., Maître assistant à l’Université

d’Oran, pour son suivi efficace et rigoureux. Je la remercie chaleureusement pour

son guide précieux et ses conseils judicieux. Qu’il trouve ici l’expression de ma

gratitude et de mon profond respect.

Je remercie chaleureusement Mr. KARKACHI N., Maître assistant à

l’Université d’Oran, pour son aide, sa disponibilité qu’il a constamment montrée

à mon égard et ses conseils judicieux.

Je tiens à remercier vivement Mme KEDAR Née HAMINI N Maître

assistant à l’Université d’Oran et Mme GHARBI KARKACHI. S, Maître

assistante à l’Université Mohamed Boudiaf d’Oran (U.S.T.O.) pour leurs aides

précieuses, ses rigueurs scientifiques, ses conseils avisés et ses encouragements

permanents.

Je suis très sensible à l’honneur que me fait Mr. KIHAL. M., Professeur à

l’Université d’Oran, qui a bien voulu accepter de présider ce Jury. Qu’il veuille

bien accepter l’expression de mes sincères remerciements.

Je remercie Mr. SLIMANI M., Professeur à l’Université d’Oran et Mme.

SADKI.K., Maître de Conférences à l’Université d’Oran, qui ont acceptés

d’examiner ce travail. Qu’ils trouvent ici le témoignage de mon profond respect.

Je tiens à remercier tout particulièrement Mr. GUESSAS B., Maître de

Conférences à l’Université d’Oran, qui m’a toujours aidé par ces conseils.

Mes remerciements s’adressent également à toute l’équipe du Laboratoire

de microbiologie appliquée et tous mes encouragements à ma promotion de

Magister.

Je suis particulièrement reconnaissant à mes collègues Mohamed D., Yezli

W, Zabouri Y, Si mohamed A, Amina A., Fouzia T, Narimenne B pour leur

disponibilité exceptionnelle, leur aide physique, leurs encouragements et surtout

leur soutien moral.

Je remercie enfin, tout ce qui ont contribué de prés ou de loin et qui ont

pris une part active à la réalisation de ce travail, ainsi que tous ceux qui j’aurais

pu oublier et qui se reconnaitront dans la collaboration apportée à la réalisation

de ce travail.

Benada M’hamed

Dédicace

Au nom d’ALLAH ;

Celui qui fait miséricorde, le très miséricordieux, qui m’a donné la

force de concevoir ce travail et que le salut et la bénédiction de dieu soit

sur notre prophète Mohamed.

Je dédie ce travail à la mémoire de mon père qui sont départ a

laisser un grand vide dans ma vie que dieu bénit son âme, je le dédié à la

femme la plus chère du monde, la plus proche de mon cœur « ma mère »

que dieu la garde pour moi, à mes adorables sœurs ainsi leurs enfants et

à mes beau frères, à mes amis : Boualem, Djamel , Mansour, Mourad,

Filalli, Kamel, Mohamed et Youssef.

Une grande dédicace s’adresse à Melle BENICHOU S.L (co-

encadreur) en qui j’ai trouvé aide et encouragements.

A tous que j’aime et qui m’aiment.

Merci

Liste des Abréviations

% : pourcent

°C : Degré Celsius

µl : microlitre

µm : micromètre

Cm : centimètre

CMI50 : Concentration Minimale Inhibitrice

Est : Estérase

g/L : grammes / Litre

M : Molaire

mA : milliampère

mg : milligramme

ml : millilitre

mm : millimètre

nm : nanomètre

PAC : Phosphatase Acide

PAGE : Poly Acrylamide Gel Electrophoresis

PSA : Potato Saccharose Agar

pH : potentiel d'Hydrogène

Pox : Peroxydase

ppm : partie par million

q.s.p. : quantité suffisante pour

Glu : Glucose

Sac : Saccharose

Fru : Fructos

Lac : Lactose

Tém : Témoin

L.C : Lumiére continu

O. C : Obscurité continue

Photo. 12h : Photopériode de 12 heures

A.dauci : Alternaria dauci

vi

Tables des Matières

Résumé .................................................................................................................................................... i

Abstract .................................................................................................................................................. ii

iii .................................................................................................................................................. انمهخص

Liste des abréviations ............................................................................................................................vi

Liste des tableaux ............................................................................................................................... xiii

Liste des Planches ............................................................................................................................. xiv

Liste des Histogrammes ................................................................................................... xv

Glossaire ............................................................................................................................................ xvi

Introduction....................................................................................................................................... 2

Première Partie : Synthèse Bibliographique

Chapitre I : La carotte……………………………………………………………………………. 5

I. Carotte (Daucus carota)……………………………………………………………………………. 6

I.1 Origine et classification (systématique)………………………………………………………. 6

I.2 Production mondial de la carotte …………………………………………………………… 7

I.3 Caractéristique de la plante…………………………………………………………………. 7

I.4 Valeurs nutritif de la carotte…………………………………………………………………. 7

I.5 Principales maladies fongique de la carotte…………………………………………………. 8

Chapitre II : L’agent pathogène………………………………………………………………… 10

II. Alternariose …………………………………………………………………………………… 11

II.1 Historique du genre Alternaria ..................................................................................................1 11

II.2 Généralité sur le genre Alternaria …………………………………………………………… 11

II.3 Classification du genre Alternaria caractéristiques distinctives ………………………….. 13

II.4 Caractéristiques distinctives …………………………………………………………………. 13

II.5 Systématique du genre Alternaria : position taxonomique et morphologie des conidies et des

colonies……………………………………………………………………………………….

13

II.6 Le genre Alternaria ………………………………………………………………………….. 14

II.7 Mode d’infection de la plante ………………………………………………………………. 15

II.8 Déterminants du pouvoir pathogène des champignons appartenant au genre Alternaria…….. 15

II.8.1 Fixation du champignon à la cuticule de la plante

……………………………………………

15

II.8.2 Pénétration des tissus végétaux par le champignon…………………………………. 16

II.8.3 Colonisation de la plante et protection vis à vis des défenses de l’hôte…………….. 16

II.8.4 Colonisation de la plante et production de facteurs nécrogènes par le

Champignon………………………………………………………………………………

17

II.9 Symptomatologie de la maladie des brûlures foliaires…………………………………….. 18

II.10 Cycle parasitaire et gamme d’hôtes d’A. dauci……………………………………………. 18

II.11 Importance économique de la maladie des brûlures foliaires …………………………… 22

II.12 Méthode de lutte contre Alternaria dauci…………………………………………………. 22

II.12.1 Les méthodes culturales……………………………………………………………. 22

II.12.2 L’utilisation des agents antagonistes ………………………………………………. 22

II.12.3 La lute génétique……………………………………………………………………. 23

II.12.4 L’utilisation des fongicides ……………………………………………………….. 25

II.12.5 La lutte intégrée……………………………………………………………………... 27

III. Connaissances actuelles sur les déterminants du pouvoir pathogène d’A. dauci…………….. 27

V. Objectifs de l’étude.…………………………………………................................................... 28

Deuxième Partie : Matériels et Méthodes

Chapitre I : Etude du parasite et de la plante hôte…………………………………................ 30

I. Origine des souches ………………………………………………………………………... 31

II. Étude des caractères culturaux …………………………………………………………… 31

III. Conditions de culture ………………………………………………………………………. 32

III.1 Influence de la température d’incubation ………………………………………... 32

III.2 Photopériodicité………………………………………………………………….. 32

III.3 Estimation e la croissance mycélienne sur le milieu gélosé ……………………… 32

IV. Etude physiologique des souches d’Alternaria dauci …………………………………….…. 34

IV.1 Influence du pH du milieu ...………………………………………………………... 34

IV.2 Influence des sources carbonées sur la croissance mycélienne …………………. 34

IV.3 Influence des sources azotées sur la croissance mycélienne …………………….. 34

IV.4 Conservation des souches ………………………………………………………… 35

V. Evaluation du pouvoir pathogène ………………………………………………....................... 35

V.1 Conditions de culture de Daucus carota ……………………………………………. 35

V.2 Culture d’Aternaria dauci …………………………………………………………. 35

V.3 Préparation de l’inoculum…………………………………………………………... 35

V.4 Inoculation des plantes hôtes ……………………………………………………….. 36

V.5 Réisolement du parasite……………………………………………………………… 36

Chapitre II : Etude du polymorphisme isoenzymatique ……………………………………. 37

I. L’étude des polymorphismes isoenzymatiques d’Alternaria dauci ……………………….. 38

I.1 Préparation des extraits mycéliens ………………………………………………....... 38

I.1.1 Culture du champignon ……………………………………………………………... 38

I.1.2 Obtention des extraits ……………………………………………………………… 38

I.1.3 Électrophorèse ………………………………………………………………………. 38

I.1.3.* Préparation des gels pour le système PAGE………………………………… 38

I.1.3.* Le dépôt des échantillons …………………………………………………… 39

I.1.3.*La migration et mise sous tension …………………………………………… 39

I.1.3.*.Révélation des systèmes isoenzymatiques ………………………………….. 39

I.1.3.* Isoenzymes étudiés…………………………………………………………... 39

-Les Estérases …….……….…………………………………………………... 39

- Les Phosphatases Acides ….………………….……………………………... 40

- Les Peroxydases……………………………………………………………... 40

- Les Catalases………………………………………………………………… 40

Chapitre III : Essais in vitro de recherche de moyen de lutte ……………………………… 42

I. Lutte chimique contre Alternaria dauci ……………………………………………………… 43

I.1 Les fongicides testés ………………………………………………………………… 43

I.2 Préparation des solutions de fongicides ……………………………………………... 44

Troisième partie : Résultats et Discussions

I. Aspect morphologique ……………………………………………………………………….. 47

II. Caractères microscopiques…………………………………………………………………… 47

III. Effet des différents milieux de culture …………………………………………………….. 47

IV. Etude physiologique d’Alternaria dauci. …………………………………………………… 50

IV.1 Influence de la température ………………………………………………………... 50

IV.2 Influence du pH du milieu …………………………………………………………. 50

IV.3 Influence des sources carbonées…………………………………………………. 50

IV.4 Influence des sources azotées ……………………………………………………... 50

IV.5 Influence de la lumière …………………………………………………………….. 51

V. Pouvoir pathogènes…………………………………………………………………………... 57

VI Électrophorèse …………………………………………………………………………......... 61

VI.1 Estérases …………….……………………………………………………………… 61

VI.2 Phosphatases ………………………………………………………………………… 61

VI.3 Peroxydases ………………………………………………………………………... 61

VI.4 catalases……………………………………………………………………………... 61

VII Lutte chimique contre les souches d’Alternaria dauci ………………………………………. 64

Discussions ……………………………………………………………………………………... 69

Conclusion………………………………………………………………………………………. 72

Perspectives……………………………………………………………………………………... 73

Références Bibliographiques………………………………………………………………. 75

Annexe ………………………………………………………………………………………… 83

Liste des Tableaux

Tableau n° 01 – Production mondiale des carottes ……………………………………................ 07

Tableau n° 02 – Collection des souches utilisées………………………………………………... 31

Tableau n° 03 – Echelle de notation des lésions nécrotiques après inoculation d’Alternaria

dauci sur les feuilles 2 et 3 de carotte ……………………………………………………………

58

Tableau n° 04 – Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la

substance A……………….……………………………………………………………………….

65

Tableau n° 05 – Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la

substance B………………………………………………………………………………………...

66

Liste des Planches

Planche n° 01 – Aspect des conidies de quelque espèce appartenant au genre Alternaria ……………. 12

Planche n° 02 – : Cycle parasitaire des champignons du genre Alternaria en interaction avec

différentes plantes-hôtes …………………………………………………………………………….

20

Planche n° 03 – symptôme d’Alternariose sur les feuilles de la carotte …………………………………. 21

Planche n° 04 – Aspect microscopique de spore d’Alternaria dauci…………………………………… 21

Planche n° 05 – Schéma de la méthode de mesure du diamètre dans l es deux sens

perpendiculaires …………………………………………………………………………………...

33

Planche n° 06 –Aspect macroscopique d’Alternaria dauci ……………………………………………. 48

Planche n° 07 – Aspect microscopique d’Alternaria dauci grossissement (X 40)………………………. 48

Planche n° 08 – Aspect du mycélium d’Alternaria dauci sur les quatre milieux différents ………… 49

Planche n° 09 – Effet des différentes températures sur la croissance mycélienne ……………………… 53

Planche n° 10 – Effet du différents pH sur la croissance mycélienne………………………………. 53

Planche n° 11 – Influence de la source de carbone sur la croissance d’Alternaria dauci ……………… 55

Planche n° 12 – Influence de la source d’azote sur la croissance d’Alternaria dauci ………………….. 55

Planche n° 13 – Influence d’éclairage sur la croissance d’Alternaria dauci ……………………………. 56

Planche n° 14 - symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la

soucheP2……………………………………………………………………………………………

59

Planche n° 15 – symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la

souche B4…………………………………………………………………………………………..

14

59

Planches n° 16 – symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la

souche WAL1 …………………………….……………………………………………………….

15

59

Planches n° 17 – résultat de réisolement à partir des feuilles …………………………………….. 60

Planches n° 18 – observation microscopique de résultat de réisolement à partir des feuilles ……… 60

Planche n° 19 – Profil électrophorétique des estérases chez les souches d’Alternaria dauci …..…. 62

Planche n° 20 – Profil électrophorétique des phosphatases chez les souches

d’Alternaria dauci …………………………………………………………………………………...

16

62

Planche n° 21 – Profil électrophorétique des catalase chez les souches d’Alternaria dauci….…… 63

Planche n° 22 – Profil électrophorétique des catalase chez les souches d’Alternaria dauci …………….. 63

Planche n° 23 – Effet de la substance A à différentes concentrations sur la croissance

mycélienne des souches d’Alternaria dauci ………………………………..……………………….

67

Planche n° 24 – Effet de la substance B à différentes concentrations sur la croissance

mycélienne des souches d’Alternaria dauci ……………………………………….…………………

19

67

Liste des Histogrammes

Histogramme n° 01 – Représentation graphique de l’influence des différents milieux de

culture sur la croissance d’Alternaria dauci apres 7jours d’incubation ………………………….

49

Histogramme n° 02 – Représentation graphique de l’influence des températures sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 joursd’incubation ……………………………………………….

52

Histogramme n° 03 – Représentation graphique de l’influence du pH du milieu sur la croissance

d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation …………………………………………………………….

52

Histogramme n° 04: Représentation graphique de l’influence de la source de carbone sur

la croissance d’Alternaria dauci après 7 joursd’incubation….……………………………………....

54

Histogramme n° 05: Représentation graphique de l’influence de la source d’azote sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation ……………………………………………...

54

Histogramme n° 06: Représentation graphique de l’influence d’éclairage sur la croissance

d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation ……………………………………………………….

56

Histogramme n° 07: Représentation graphique du % d’inhibition des souches d‘Alternaria

dauci confronté à la substance A. ……………………………………………….………………….

65


dauci confronté à la substance B …………………………………………………………………..…

66

Glossaire

Ombelle : Mode d’inflorescence dans le quel les pédoncules floraux partent tout

d’un même point et arrive à peu prés au même niveau

Bisannuelle : Qui se produit tout les deux ans.

Bipennatiséquées : Pourvu de deux ailes.

Oblongues: Plus long que large.

Ellipsoïde : Solide engendré par la révélation d’une ellipse autour de l’un de ses

axes.

Purpurine: Matière colorante rouge que contient la garance.

Introduction

Introduction

La carotte est le légume racine le plus consommé dans le monde à cause de son intérêt

énergétique, parmi les maladies fongiques qui touchent la carotte, on trouve l’Alternariose qui

est due au champignon Alternaria dauci.

Alternaria dauci est mondialement présent dans toutes les zones de production de la

carotte. Il s’agit aujourd’hui de la maladie la plus destructive de cette culture (Farrar et al.,

2004).

A. dauci est fréquent sur les semences de carotte en France, mais aussi dans de nombreux

autres pays (Champion, 1997). Il peut infecter la carotte à tous les stades de développement.

Bien que les semences, parfois fortement contaminées, sont à l’origine des « manques à la

levée », cependant, ce n’est souvent que lorsque les plantes sont bien développées, que la

maladie est la plus visible, au début les taches sur les feuilles sont petites, brunâtres et

entourées d’un halo de décoloration jaune (Champion, 1997), ainsi les infestations sévères

peuvent engendrer une défoliation complète de la plante (Farrar et al., 2004).

Parmi les moyens de lutte, la lutte chimique est la plus disponible, la plus rapide, la plus

efficace et la plus économique (Henni, 1987).

L’objectif de ce travail est d’évaluer l’efficacité de deux nouvelles substances chimiques

(des triazol), synthétisés au sein du laboratoire de Synthèse organique Appliquée, Université

d’Oran Es-Senia.

Notre étude est subdivisée en trois parties :

La première partie, nous avons effectués une caractérisation biométrique :

a/ pour déterminer les meilleures, conditions physico-chimiques de la croissance mycélienne,

en utilisant différentes températures d’incubation, pH du milieu, lumière, source de carbone

du milieu.

b/ la caractérisation culturale sur les différents milieux de culture.

c/ l’étudie du profils isoenzimatiques d’Alternaria dauci en se qui concerne : les estérase, les

phosphatase, les peroxydase et les catalase.

La deuxième partie est consacrée à la lutte chimique sur milieu solide, des laquelle on a étudié

le taux d’inhibition des différentes souches, et voir l’efficacité de ces deux substances de

triazol.

-2-

Introduction

La troisième partie : nous avons testé l’agressivité de trois souches sur trois variétés de

carotte presto et boléro (variété sensible) et texto (variété plus ou moins résistante).Ces trois

souches sont la P2, la B4 et la WAL1. D’autre part, on a étudié le taux d’agressivité de ces

trois souches en faisant une comparaison entre les souches WAL1 (souche algérienne) avec

les deux autres souches (P2 considéré comme très agressive et la B4 comme agressivité

moyenne).

-3-

Première Partie :

Synthèse Bibliographique

Chapitre I :

La carotte

Synthèse Bibliographique Chapitre I : La carotte

I. Carotte (Daucus carota) :

I.1 Origine et classification (systématique) :

L'ancêtre sauvage de la carotte (Daucus carota) provient d'Afghanistan, qui reste le

centre de la diversité de cette plante. la carotte sauvage est une parente de la carotte du jardin.

Au début la carotte du jardin produit sa partie comestible la première année, fruits, fleurit la

deuxième année. Si on la laisse monter en graine, elle retourne rapidement à son prototype

sauvage qui est théoriquement comestible, mais trop amer et fibreux pour être mangé. Au

mésolithique final, elle est non différenciée du panais. On peut distinguer deux variétés de

carotte : la carotte de l'Est et la carotte de l'Ouest. (Péron 2006).

La carotte de l'Est a été domestiquée au Xe siècle et même peut-être plus tôt en Asie

Centrale, probablement dans ce qui est l'Afghanistan présent. Les carottes de l'Est, qui sont

encore présentes aujourd'hui, sont souvent violettes ou jaunes et ont parfois une racine

branchée. La couleur violette est due à la présence d'anthocyanes. (Péron 2006).

La carotte de l'Ouest est apparue à la Renaissance, au XVIIe siècle, en Hollande, suite à

des sélections naturelles. Cette première carotte charnue, appelé la « Longue Orange ».

Les variétés maraîchères sont cultivées comme des plantes annuelles, car ce qui

intéresse le jardinier est la racine tubérisée et non la graine. La plupart des variétés présentent

une couleur orange caractéristique. Il existe aussi des carottes fourragères blanches. Des

variétés anciennes, actuellement en voie d'extinction, sont aussi de couleur rouge, violette ou

jaune.

Classification : Systématique (Guignard j.L, 2001).

Règne : Plantae.

Emb: Spermaphytes.

S/emb: Angiospermes.

Classe : Eudicots ou Eudicotylèdones.

S/Classe : Astèridèes.

Ordre : Apiales.

Famille : Apiacèes ou Ombellifères.

Genre : Daucus.

Espèce : carota.

-6-

http://fr.wikipedia.org/wiki/Afghanistan

http://fr.wikipedia.org/wiki/Jardin

http://fr.wikipedia.org/wiki/Graine

http://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9solithique

http://fr.wikipedia.org/wiki/Panais

http://fr.wikipedia.org/wiki/Vari%C3%A9t%C3%A9_%28botanique%29

http://fr.wikipedia.org/wiki/Xe_si%C3%A8cle

http://fr.wikipedia.org/wiki/Anthocyane

http://fr.wikipedia.org/wiki/Renaissance_:_p%C3%A9riode_de_l%27histoire

http://fr.wikipedia.org/wiki/Hollande

http://fr.wikipedia.org/wiki/Plante_annuelle

http://fr.wikipedia.org/wiki/Racine_%28botanique%29

http://fr.wikipedia.org/wiki/Graine


I.2 Production mondial de la carotte :

Tableau n° 01 : Production mondiale des carottes (statistiques de la F.A.O., 2007).

Production en tonnes. Chiffres 2004 et 2007 Données de FAOSTAT

(FAO)

Chine 8 292 500 35 % 9105 000 33,8 %

Fédération de Russie 1 825 000 8 % 1900 000 7,1 %

États-Unis 1 900 110 8 % 1600 000 6,0 %

Pologne 800 000 3 % 902 100 3,4 %

Royaume-Uni 650 000 3 % 859 300 3,2 %

Japon 660 000 3 % 750 000 2,8 %

France 469 280 2 % 710 000 2,6 %

Ukraine 500 000 2 % 625 000 2,3 %

Espagne

605 000 2,3 %

Italie 580 000 2 % 548 537 2,0 %

Autres pays 9 747 500 34 % 9304 007 32,1 %

Total 23601214 100 %

I.3 Caractéristique de la plante :

Plante bisannuelle de 30-80 cm., à rameaux étalés ; feuilles molles, les inférieures

oblongues, bipennatiséquées, à segments ovales ou oblongs, incisés-dentés ; fleurs blanches

ou rosées, celles de la circonférence rayonnantes, la centrale presque toujours purpurine ;

ombelles grandes,à 20-40 rayons grêles, arqués-convergents à la maturité ; involucelle à

folioles linéaires-acuminées, membraneuses au bord, entières ou trifides; fruit ellipsoïde, à

aiguillons en alêne, distincts à la base, égalant environ sa largeur. (Péron, 2006).

-7-

http://fr.wikipedia.org/wiki/Organisation_des_Nations_unies_pour_l%27alimentation_et_l%27agriculture

http://fr.wikipedia.org/wiki/R%C3%A9publique_populaire_de_Chine

http://fr.wikipedia.org/wiki/F%C3%A9d%C3%A9ration_de_Russie

http://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89tats-Unis

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pologne

http://fr.wikipedia.org/wiki/Royaume-Uni

http://fr.wikipedia.org/wiki/Japon

http://fr.wikipedia.org/wiki/France

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ukraine

http://fr.wikipedia.org/wiki/Espagne

http://fr.wikipedia.org/wiki/Italie


I.4 Valeurs nutritif de la carotte :

L'apport énergétique de la carotte crue est de 31 kilocalories par 100 g (= 130 kilojoules

par 100 g). Elle contient 89.2g d'eau, 0.8 g de protéines, 0,3g de lipides et jusqu'à 6.6g de

Glucide dont 6.4g de sucre et 0.2g d’Amidon.

Les carottes sont riches en Béta carotène (provitamine A) 10000µg et 7µg de vitamine C.

Avec 25 g. on touvre plus de la moitié du besoin quotidien de vitamine A (204% pour 100g).

Elle contient aussi de la vitamine B1 et B2.

Les minéraux apportés sont principalement calcium 27mg, magnésium 10mg, potassium

286mg phosphore 16mg et fer 0.3mg.

La teneur en fibres alimentaires est importante 2.6g. Celles-ci sont composées en majorité de

pectine et de cellulose.

I.5 Principales maladies fongiques de la carotte :(Messian, 1991).

Les principales maladies cryptogamiques sont le mildiou, l'oïdium et l'alternariose.

Maladie

Agent causal Symptômes

I. Maladie des

feuilles

Bactériose américaine =bactérial

light

Xanthosomas

campesti pv

.carota

Taches graisseuses entourés

d’un halo jaune.

Mildiou Plasmospora

crustosa

Taches jaunes sur feuilles et

desséchement.

Septoriose Septoria carota Jaunissement du feuillage et

desséchement

Oïdium Erisphe heracki. Poudre blanche sale constituée

de conidies.

Cercosporiose Cercospora carota Taches circulaires claires et

bordées de brun.

Alternariose Alternaria dauci Taches brunâtres sur les bords

des feuilles.

-8- -8-

http://fr.wikipedia.org/wiki/Kilocalorie

http://fr.wikipedia.org/wiki/Kilojoule

http://fr.wikipedia.org/wiki/Prot%C3%A9ine

http://fr.wikipedia.org/wiki/Lipide

http://fr.wikipedia.org/wiki/B%C3%A9tacarot%C3%A8ne

http://fr.wikipedia.org/wiki/Vitamine_A

http://fr.wikipedia.org/wiki/Vitamine_A

http://fr.wikipedia.org/wiki/Vitamine_B1

http://fr.wikipedia.org/wiki/Vitamine_B2

http://fr.wikipedia.org/wiki/Min%C3%A9raux

http://fr.wikipedia.org/wiki/Calcium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Magn%C3%A9sium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Potassium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fer

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fibre_alimentaire

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pectine

http://fr.wikipedia.org/wiki/Cellulose

http://fr.wikipedia.org/wiki/Maladies_cryptogamiques

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mildiou

http://fr.wikipedia.org/wiki/O%C3%AFdium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Alternariose


I. Maladie des racines

Cavity-spot Pythium violae Nécrose sous forme de lésions

cicatrisées+ fendillement puis

éclatement longitudinales.

Rhizoctone violet ou bleu Rhizoctonia

violaceae

Formation d’un réseau, puis

feutrage velouté de couleur

pourpre ou bleuâtre

Pourriture blanche Sclerotinia

xclerotiorum

Feutrage blanc.

Pouriture noire Alternaria tenuis Nécrose noire dans la racine.

-9-

Chapitre II :

L’agent pathogène

Synthèse Bibliographique Chapitre II : L’agent Pathogène

II. Alternariose :

II.1 Historique du genre Alternaria :

En 1816, Ness décrit pour la première fois un champignon présentant des spores

produites en chaîne portant un bec filiforme qu’il appelle Alternaria tenuis. Le genre

Alternaria a été successivement décrit par Groves et Skolko (1944), Neergaard (1945), Joly

(1964) et Simmons (1967, 1986, 1992).

Wiltshire en 1993, propose de regrouper dans le genre Alternaria toutes les espèces

dont les spores présentent un bec, sans tenir compte de la formation ou non des chaines

(Koenig,1995).

II.2 Généralité sur le genre Alternaria :

Les Alternaria, hyphomycetes dèmaties, sont caractérisés par la production des spores

d’un type particulier, les « dictyospores ».Les espèces correspondantes à ce genre produisent,

au moins théoriquement, leurs dictyospores en chaines, selon un mode centrifuge ; chaque

spore bourgeonnant une spore fille montre à sa partie apical, un rétrécissement en forme de

bec.

Ce caractère n’existe pas obligatoirement chez toutes les spores ; la dernière formée de

chaque chaine en étant généralement dépourvue (Joly, 1964).

A l’exception de quelques espèces aux conidies produitent en chaines, exemple :

Alternaria tenuis sur tomate.

La plupart des Alternaria, parasites des plantes maraichères, ont de très grandes spores

solitaires, pourvues le plus souvent d’un appendice filiformes c’est le cas des Alternaria

parasites des Allium (ail, oignon), de la carotte et de la tomate. Les conidies d’Alternaria sont

très résistantes à la sècheresse, elles résistent à plus d’un an à l’état sec et sont doués d’une

très grande longétivité (Messiaen et al ,1991).

-11-


Planche 01 : Aspect des conidies de quelques espèces appartenant au genre Alternaria

(Carillo, 2002).

a : Alternaria dauci.

b : Alternaria tenuissima.

c : Alternaria tenuis.

-12-


II.3 Classification du genre Alternaria :

La classification chez les Alternaria est fondée, sur la longueur des chaines de spores

et la taille de cette derniere d’après Neergaard(1945) in Joly (1964), Grillot(1981),

Nechev(1989), Ainsworth et Al (1961) :

Embranchement : Thallophytes.

Sous-embranchement : Septomycetes.

Classe : Deutéromycètes.

Ordre : Mucèdinales.

Famille : Dèmatiaceae.

Genre : Alternaria.

Espèces : dauci.

II.4 Caractéristiques distinctives :

Regroupé dans le tableau suivant, d’après Viennot, 1949 ; Joly, 1964 et Chou et Wu, 2002. :

Classe : Deutéromycètes =

Champignon imparfait =

Adélomycètes

Organisme dont la reproduction sexuée inconnue se présente

sous deux formes :

L’appareil végétatif constitué par un mycélium cloisonné et

l’appareil de reproduction asexué qui forme des spores de

dissémination.

Ordre : Mucédinales =

Moniliales = hyphes.

Caractérisé par des conidiophores généralement bien développé,

séparé les uns des autres.

Mycélium et conidies hyalins ou blanchâtres

Famille : Dematiacès. Conidies et conidiophores, colorés de teinte sombre et fortement

pigmentée, mycélium et spores de couleur brune.

Sous famille :

Dictyospores

Conidiophores simples ou ramifiés, spores muriformes.

Genre : Alternaria Caractérisé par des conidies pluricellulaires en masse fortement

colorée et pédiculée, regroupe de nombreuse espèces saprophytes

ou parasites.

-13-


II.5 Systématique du genre Alternaria : Position taxonomique et morphologie des

conidies et des colonies

Alternaria dauci (Kühn) Groves & Skolko 1944 appartient à la famille des

Pléosporacées, à l’ordre des Pleosporales et à la classe des Ascomycètes. A. dauci possède

une reproduction exclusivement asexuée sous forme de conidies produites en abondance par

un conidiophore érigé. Les conidiophores sont de couleur brun-olive, flexueux et produisent

généralement une seule conidie. Comme chez toutes les espèces d’Alternaria, les conidies

d’A. dauci sont mélanisées. Elles sont cloisonnées transversalement et longitudinalement

(Planche 03.). Les conidies matures possèdent un long bec terminal (80 – 250 x 5 µm)

pouvant se ramifier en 2 ou 3 branches (Champion, 1997).

Les colonies d’A. dauci sur milieu gélosé sont pourvues d’un mycélium aérien court

gris foncé au centre et plus clair à la périphérie. Le contour des colonies est d’aspect ondulé.

Une pigmentation brun-rougeâtre, plus ou moins intense peut apparaître dans le milieu de

culture (Champion, 1997).

II.6 Le genre Alternaria :

Le genre est devisé en trois sections sur la base de la formation ou non de dictyospores en

chaines, et si ces chaines sont courtes ou longues (Chou et Wu ,2002).

-Caractéristiques afférentes aux trois sections :

-première section : comprend les espaces phytopathogénes qui forment des conidies

isolées avec des long filaments, on observe rarement la formation de 2 ou 3 conidies.

Exemple d’Alternaria dauci (Konstantinovka, 2002), (Planche 01 : 1a).

-deuxième section : regroupe les espèces qui forment les conidies en chaines non

ramifiées. L’exemple d’Alternaria gaisen qui forment les conidies en charnues et

ovoïdes en chaines par rapport à un court conidiospore secondaire, né dans la base de

la chaine d’une cellule intercalé dans une conidie. En culture les chaines se tiennent en

position verticale (Robert, 2002), (Planche 01: 1b).

-troisième section : Les espèces produisent des conidies en chaines ramifiées.

L’exemple d’Alternaria alternata qui produit des chaines de 10 ou plusieurs conidies

à partir de cellules conidiales fondamentales ou apicales (Andersen ,2001).Les chaines

en cultures paraissent denses et isolées en paquets (Robert ,2002), (Planche 01: 1c).

-14-


II.7 Mode d’infection de la plante :

En dépit des taxonomies et les différences pathogènicites entre les espèces

d’Alternaria, elles causent des modèles d’infections semblables.

Les dictyospores sont facilement disséminées par le vent .Leur introduction dans de

nouveaux sols, ne se réalise qu’en partie grâce aux déplacements aériens (Joly, P, 1964).

Les spores conservées dans des conditions favorables, produisent un ou plusieurs

tubes de germination. Par la suite, ces tubes pénètrent dans des stomates, cuticule ou blessures

avec ou sans la formation du petit appressorium. Pour les espèces moins virulentes, les

blessures et stomates sont indispensables, en revanche, les espèces plus virulentes peuvent

pénétrer directement (Rotem, 1994).

Les processus enzymatiques dans les infections des Alternaria sont essentiellement

semblables à ceux des autres maladies fongiques. Les cuticules, qui consistent en une

combinaison de cutine (un polyester de l’acide gras de l’hydroxyle) et cires, comprend la

premières ligne de défense, qui ne résiste pas à la pénétration du pathogène fongique (Bart et

Thomma, 1999).

II.8 Déterminants du pouvoir pathogène des champignons appartenant au genre

Alternaria :

Les champignons du genre Alternaria appartiennent à la catégorie des nécrotrophes.

Ils tuent les cellules végétales (notamment par l’action de toxines) en avant du front de

développement de la lésion qu’ils provoquent et colonisent les tissus végétaux morts en quasi-

saprophytes (Agrios, 1997). Le processus infectieux mis en place par les champignons du

genre Alternaria pour infecter leur plante-hôte peut se diviser en 3 stades : la fixation, la

pénétration, la colonisation (protection vis à vis des défenses de l’hôte et production de

facteurs nécrogènes).

II.8.1 Fixation du champignon à la cuticule de la plante :

L’hydrophobicité de la cuticule est indispensable pour l’adhésion des spores, mais la

nature des propriétés physiques de surface intervenant dans ce phénomène est encore mal

connue. Chez les champignons du genre Alternaria, l’adhésion à la plante-hôte passe par la

formation d’un mucilage fibreux au niveau du tube germinatif, constituté de polysaccharides

(mannose et rhamnose) ou de glycoprotéines (Hatzipapas et al., 2002). Des lipases identifiées

à la surface des spores non germées d’A. brassicicola seraient impliquées dans les

mécanismes d’adhésion à la plante-hôte (Berto et al., 1999).

-15-


II.8.2 Pénétration des tissus végétaux par le champignon :

Les champignons phytopathogènes, possèdent deux stratégies non exclusives de

pénétration dans les tissus végétaux : mécanique et enzymatique. Chez Alternaria spp., la

formation d’appressoria vrai n’a pas été mise en évidence (McRoberts et Lennard, 1996). La

formation de structures de type « appressoria-like » non mélanisées (Otani et al., 1998 a et b ;

Cramer et Lawrence, 2003) semble indiquer que la pénétration enzymatique est la plus

évidente chez les champignons du genre Alternaria. Le rôle crucial de lipases de type sérine

estérase dans la dégradation de la cuticule semble clairement établi chez A. brassicicola

(Berto et al., 1997). L’addition d’anticorps anti-lipases, à une suspension de conidies, a pour

effet de supprimer presque totalement l’apparition des symptômes (Berto et al., 1999).

Différentes cutinases induites, par la présence de monomères de cutines en surface du végétal,

semblent également impliquées dans la pénétration du champignon dans sa plante-hôte (Trail

et Köller, 1993, Yao et Köller, 1995). A. citri semble dépendant de la présence

d’endopolygalacturonases pour pénétrer son hôte, puisque le mutant déficient en cette enzyme

est altéré dans sa capacité à établir une infection. (Isshiki et al., 2001).

II.8.3 Colonisation de la plante et protection vis à vis des défenses de l’hôte :

Pour se protéger des phytoalexines et phytoanticipines synthétisées par la plante-

hôte, les espèces d’Alternaria mettent en place différents mécanismes de détoxication

(enzymatique, par conjugaison, systèmes d’efflux). A. solani possède des enzymes à activité

tomatinase qui le protège de la tomatine (phytoanticipine), une saponine synthétisée par la

tomate (Sandrock et vanEtten, 1998). A. brassicicola possède un mécanisme de dégradation

enzymatique faisant intervenir des enzymes de type cyanide hydratase. Ces enzymes

protègent le champignon vis à vis des isothiocyanates en les transformant en produits moins

toxiques donc tolérables (Cramer et Lawrence, 2003). La modification, par conjugaison, est

un autre mécanisme de détoxication des phytoanticipines, réalisée par la gluthation S-

transférase. Cette enzyme, mise en évidence chez A. brassicicola, métabolise les

isothiocyanates pour les rendre moins toxiques (Sellam et al., 2005). La surexpression de

gènes codant pour des pompes, à efflux de type ABC transporteur, a été observée chez A.

brassicicola en présence de phytoalexines (camalexine, brassinine) de Brassicacées. Ces ABC

transporteurs empêchent l’accumulation de phytoalexines à des niveaux toxiques pour la

cellule fongique (Sellam et al., 2005).

-16-


II.8.4 Colonisation de la plante et production de facteurs nécrogènes par le

champignon :

La mort des cellules hôtes est provoquée par des toxines, produites par le

champignon, qui affecte généralement la perméabilité membranaire ou le fonctionnement de

certaines enzymes. Ces toxines sont des métabolites secondaires, de faible poids moléculaire,

efficaces à de très faibles concentrations. Deux catégories de toxines sont synthétisées par les

champignons du genre Alternaria : toxines non spécifiques de l’hôte (TNSH) et toxines

spécifiques de l’hôte (TSH).

Les toxines non spécifiques de l’hôte (TNSH0) :

Les TNSH sont des déterminants secondaires du pouvoir pathogène et interviennent

dans la composante quantitative du pouvoir pathogène (agressivité). Elles ne sont pas

nécessaires à l’initiation du processus infectieux mais contribuent à augmenter l’intensité des

symptômes de la maladie (Thomma, 2004). Les TNSH les plus courantes se répartissent en 4

groupes : dérivés du dibenzo-a-pyrone (alternariol : A. alternata), dérivés du pérylène

(altertoxine : A. alternata), dérivés de l’acide tétramique (acide ténuazonique : A. alternata, A.

tenuissima), polyketide (zinniol : présent chez tous les Alternaria à grandes spores et long bec

dont A. dauc ; les gènes impliqués dans la biosynthèse de ces NHST ne sont pas identifiés à

ce jour (Cotty et Misaghi, 1984).

Les toxines spécifiques de l’hôte (TSH)

Les toxines spécifiques de l’hôte sont les déterminants primaires du pouvoir

pathogène. Elles représentent la composante qualitative du pouvoir pathogène (virulence) et

sont indispensables à l’initiation de la maladie. Les TSH sont également nommées « agent de

compatibilité », car elles sont directement à l’origine du spectre d’hôte du champignon

(Walton, 1996). L’espèce Alternaria alternata comprend plus d’une dizaine de pathotypes

producteurs de TSH. Les TSH sont généralement des peptides cycliques ou des polyketides.

La biosynthèse des peptides cycliques ne se fait généralement pas par la voie ribosomique

classique mais par le biais d’enzymes de type Peptide Synthase Non Ribosomique (NRPS).

Les NRPS sont des enzymes géantes monomériques, modulaires et multifonctionelles. De

même, les polyketides sont synthétisés par des enzymes modulaires nommées polyketides

synthases. Les gènes codant pour la synthèse et la sécrétion de certaines TSH sont regroupés

en clusters et portés par un petit chromosome surnuméraire appelé « chromosome

dispensable » (Johnson et al., 2001 ; Hatta et al., 2002). Ce type de chromosome ne porte pas

de gènes nécessaires à la croissance basale du champignon, mais des gènes conférant un

avantage adaptatif vis à vis de l’expression du processus infectieux ou des conditions

environnementales.

-17-


II.9 Symptomatologie de la maladie des brûlures foliaires :

La maladie des brûlures foliaires a été décrite pour la première fois en 1855 en

Allemagne. A. dauci peut infecter la carotte à tous les stades de développement. Les

semences, parfois fortement contaminées, sont à l’origine de « manques à la levée ».

Cependant ce n’est souvent que lorsque les plantes sont bien développées, que la maladie est

la plus visible. Les taches sur les feuilles sont d’abord petites, brunâtres et entourées d’un halo

de décoloration jaune (Champion, 1997) (Planche.03). Les infestations sévères peuvent

engendrer une défoliation complète de la plante (Farrar et al., 2004). Sur porte-graines, la

brûlure des feuilles apparaît au stade de la floraison. Les feuilles les plus âgées se dessèchent,

se crispent alors que les extrémités prennent une teinte grisâtre. Dès que la floraison est

accomplie, on retrouve le champignon sur les enveloppes florales à partir desquelles il

contamine les graines. Des contradictions existent en ce qui concerne la localisation d’A.

dauci dans les tissus de la graine. D’après Strandberg (1983), le champignon reste dans les

téguments et ne pénètre pas dans l’embryon, ni dans l’albumen. Or d’après Champion (1997),

la localisation du champignon dans la graine est parfois très profonde et l’albumen ainsi que

l’embryon peuvent être envahis.

II.10 Cycle parasitaire et gamme d’hôtes d’A. dauci :

Le cycle d’A. dauci est similaire à ceux des autres espèces d’Alternaria responsable

de maladies foliaire (Farrar et al., 2004). Un temps pluvieux ou la présence de rosée sont des

facteurs clés pour l’initiation de l’épidémie (Strandberg, 1977 ; Strandberg, 1987).

Les sources d’inoculum peuvent avoir plusieurs origines (carottes sauvages,

adventices, repousses de carotte ou semences) mais se sont les débris de carotte infectées qui

constituent la source d’inoculum prédominante (Farrar et al., 2004). A. dauci peu survivre

dans les débris de carotte infectées au champ pendant près d’un an si le sol est maintenu sec.

Les conidies des Alternaria sont capable de germer sans apport de nutriments

extérieurs cependant la sécrétion d’exsudats par la plante peu faciliter l’installation du

champignon. Ces exsudats sont composés d’acides organiques, d’amino-acides, de substances

de croissance, de vitamines, de composés phénoliques et de carbohydrates. La sécrétion

d’exsudats s’effectue au niveau de blessures dues aux insectes, à la pluie ou la rosée (Rotem,

1994).

Les conidies et les conidiophores sont produits dans des intervalles de températures

compris entre 8 et 28°C, en présence d’une humidité relative de 96 à 100% ou en présence

d’eau libre (rosée) en surface des organes végétaux (Strandberg, 1977). Les conidiophores

produits ressortent souvent par les stomates (c’est le cas notamment d’A. helianthi sur

-18-


tournesol) mais il peuvent également se développer en d’autres site de la feuille tels

que les vaisseaux, trichomes ou à partir de mycélium croissant de façon sous-cuticulaire

(Allen et al., 1983 dans Rotem, 1994). Witsh et Wagner (1955) ont démonté que la

sporulation d’A. dauci s’effectuait en deux phases. Tout d’abord, la lumière stimule la

formation des conidiophores et deuxièmement les conidies sont formées à l’obscurité et sont

inhibées par la lumière (Rotem, 1994).

Une fois les conidies libérées, elles sont dispersées par des vents (Roy, 1969). La

dispersion des spores augmente lorsque l’humidité relative diminue et elle peut être

interrompue par une période prolongée de vents forts, d’humidité sur les feuilles et de

températures fraîches (Langenberg et al., 1977).

Les conidies déposées en surface des feuilles de carotte vont germer et infecter la

plante en conditions favorables de température et d’humidité. A 24°C, les dégâts sont plus

sévères si la feuille reste humide (Roy, 1969) pendant une période prolongée (72 heures

d’humidité en conditions saturées). A l’inverse, le taux d’infection est fortement réduit par des

températures nocturnes inférieures à 12°C (strandberg, 1988).

La période infectieuse est définie par le nombre de jours durant lesquels les conidies

sont produites. La période infectieuse des Alternaria est longue car elle commence sur feuilles

vivantes et se poursuit après la mort des tissus infectées (Rotem, 1994). Des conditions

environnementales favorables à la maladie qui se prolongent sur une longue période peuvent

conduire à un développement rapide de la maladie et engendrer des pertes de rendement

importantes.

-19-

Pla

nch

e 02 : C

ycle p

arasitaire des c

ham

pig

nons d

u g

enre A

lternaria en

interac

tion av

ec

différen

tes plan

tes-hô

tes (insp

irer d

u cy

cle d’A

grio

s, 1997).


Planche n° 03 : symptôme d’Alternariose sur les feuilles de la carotte.

Planche n° 04 : Aspect microscopique de spore d’Alternaria dauci. (Gr400).

-20-


II.11 Importance économique de la maladie des brûlures foliaires :

A. dauci est mondialement présent dans toutes les zones de production de la carotte. Il

s’agit aujourd’hui de la maladie la plus destructive sur cette culture (Farrar et al., 2004). A.

dauci est fréquent sur semences de carotte en France et aussi dans de nombreux autres pays

(Champion, 1997). En France, A. dauci est chaque année responsable du refus de lots de

semences pour la certification. Cependant, l’impact économique de la brûlure foliaire dans

notre pays n’a jamais fait l’objet d’étude complète, et le nombre d’hectares touchés par la

maladie n’est pas évalué. En cultures de carottes de consommation, A. dauci entraîne des

pertes de rendements importantes en perturbant la récolte mécanique par préhension des fanes

lorsque la plante est atteinte par la brûlure foliaire, les feuilles fragilisées se cassent au

moment de la récolte et la racine reste dans le sol. En 2003, environ 80% des champs de

carotte de la région de Hatay en Turquie étaient infectés par A. dauci (Soylu et al., 2005). En

Israël, A. dauci est responsable de perte de rendement allant de 40 à 60% (Ben-Noon et al.,

2001).

II.12 Méthode de lutte contre Alternaria dauci :

Différents moyens de défense sont utilisés :

II.12.1 Les méthodes culturales :

Elles consistent, d’une part a éliminer les refuges parasitaires, les mauvaises herbes et

les débits végétaux, que l’on considère comme des sources de contamination et qui permettent

le suivi des organes de conservation du parasites en l’absence de l’hôte. D’autre part, la

pratique d’assolement de longue rotation permettant de réduire l’activité pathogénique du

parasite (Williams et al.,1989 in Henni, 1998).

Ce sont surtout les méthodes d’irrigation qui peuvent influer sur la propagation des

maladies foliaires (Blancard, 1988). L’irrigation par aspersion favorisera l’épidémie si elle se

pratique tôt le matin, ou tard le soir. Par contre une irrigation entre 11h et 15h ne favorisera

pas l’infection, si le feuillage sèche rapidement au soleil et pourra même freiner la

dissémination des Alternaria (Messiaen et al.,1991).

-21-


II.12.2 L’utilisation des agents antagonistes :

Appeler aussi la lutte biologique, c’est une méthode alternative a la lutte chimique

qui domine encore largement le marché, cette lutte propose de combattre les ravageurs des

cultures en introduisant dans le milieu où il se développe un de leurs ennemis, un organisme

antagoniste. Souvent couplée à des techniques de conduite culturale, elle constitue une arme

efficace et écologique (Trotin-Caudal et Millot, 1993).

L’activité biologique des antagonistes vis-à-vis des champignons phytopathogénes

peut s’exprimer sous trois formes :

Une action destructrice ou inhibitrice de la germination des spores :

Owens et al., (1969) ont repartie certaines substances provenant de la décomposition

des matériaux organiques dans le sol par des saprophytes détruisent apparemment le

pathogène.

Une élimination des refuges parasitaires :

Selon Leach (1939), certains saprophytes contribueraient à l’élimination de ces

refuges en favorisant la décomposition des débits végétaux matériaux organiques, ce

qui réduit les disponibilités en éléments nutritifs nécessaires à la multiplication et à

l’extension du parasite dans le sol.

Une stimulation de la résistance chez la plante hôte :

Cette activité biologique efficace est basée sur la prémunition, un phénomène de

résistance induit ou acquis, par lequel une plante inoculée par une souche peu ou pas

pathogènes se trouve protégée des effets d’une deuxième inoculation par une autre

souche virulente. L’inoculation par une souche peu pathogène, stimule et déclenche

chez la plante la synthèse des phytoalexines (Rucci, 1986).

Selon Henni (1987), malgré les résultats prometteurs, la lutte biologique ne peut être

applicable en grande culture ou considérée comme une fin en soi, mais peut être

envisagée comme une action complémentaire à l’utilisation des variétés résistantes en

premier lieu ou éventuellement associée à une lutte chimique, vue que :

- L’action biologique est habituellement tardive et restreinte aux sols dans lesquels

des facteurs favorables à l’antagoniste utilisé sont réunis.

-22-


- L’importation d’agents antagonistes dans un sol conduit à long terme à une

stabilisation de leur action, un équilibre biologique naturel entre partenaires.

- Leur utilisation rotationnelle est liée aux possibilités de leur culture artificielle et à

l’intensité de leur fructification, conditions nécessaires à leur vulgarisation en

masse à un moment donné.

II.12.3 La lutte génétique :

Les premiers travaux dans ce domaine remontent au début des années 90 chez la

pomme de terre et la tomate. Les gènes qui étaient utilises et qui le sont, encore

probablement aujourd’hui, sont des gènes qui code pour des enzymes impliqués dans la

dégradation des parois cellulaires des champignons : la chitinase et la glucanasec (Rioux et

Voldeng ,1999).

Etant donné que la majorité des résistances génétiques des plantes ne dépend que de

quelques gènes. Bien que la transgénèse semble tout indiquée pour développer des plantes

résistantes aux maladies, toutefois, ce n’est qu’avec une meilleure compréhension des

différents mécanismes impliqués en pathogènes et l’isolement de gènes de résistances des

plantes que nous pouvons réaliser de réelle progrès dans le développement de plantes

résistantes aux maladies que se soit à l’aide de la transgénèse ou autres méthodes (Rioux et

Voldeng, 1999).

Les sélectionneurs visent à cumuler le maximum de résistances, déjà bien connues et

utilisées avec des caractères agronomiques et de qualité des fruit .Cependant des défauts

affectant la fertilité des plantes résistantes à certaines maladies sont connus (Philouze et

Laterrot, 1992).On constate aussi qu’en très peu d’années, après la vulgarisation des variétés

résistantes, l4 de nouvelles races plus virulentes du parasite sont apparues (Messiaen,1981).

La création de variétés de carottes résistantes à A. dauci par sélection classique est

l’un des objectifs majeurs des sélectionneurs. L’analyse de croisements diallèliques révèle que

la résistance à A. dauci est surtout de type horizontal avec quelques gènes dominants (Simon

et Strandberg, 1998). Plus récemment, les travaux de thèse de Pawelec (2005) à l’UMR

GenHort ont permis d’identifier 10 QTL potentiellement impliqués dans la résistance de la

carotte à la brûlure foliaire lors des stades précoces de l’interaction hôte-pathogène.

-23-


Certains auteurs ont eu recours à la transgénèse pour la création de variétés de carottes

résistantes à A. dauci. Takaichi et Oeda (2000) ont mis au point une lignée L12-1 transformée

avec un gène de lysozyme humain, protéine capable de cliver les liaisons ß-glycosidiques

de la chitine de la paroi fongique. Cette lignée de carotte transgénique produit abondamment

le lysoszyme (0,5% des protéines solubles totales) et possède un haut niveau de résistance à A.

dauci (Takaichi et Oeda, 2000). Récemment, des carottes transgéniques résistantes à A. dauci

ont été obtenues par transformation avec une protéine « thaumatin-like » (PR protéine)

identifiée chez le riz. Deux lignées ont été obtenues avec cette méthode et leur niveau de

résistance est bien corrélé au niveau d’expression de la protéine « thaumatin-like » (Punja,

2005) dont la localisation extracellulaire lui confère un rôle dans les réactions précoces de la

résistance à d’A. dauci. Toutefois dans le contexte actuel, l’utilisation de telles variétés

transgéniques pour la consommation humaine est difficilement envisageable.

II.12.4 L’utilisation des fongicides :

Malgré tout ce qui ce dit de nos jour sur les fongicides, ils constituent néanmoins de

outil indispensables à l’’agriculture. Avant la 2eme

guerre mondiale, le rendement était plus

faible que lui que l’on obtient aujourd’hui. Les causes sont multiples : manque de

mécanisation, cultivars à faible productivité, sans oublier la quantité limitée de fongicides

disponibles .De la fin des années 40 jusqu’au années 80, suite à la mise en place de pratiques

culturales de plus en plus mécanisées, de l’apparition de cultivars à productivité élevée et de

fongicides organiques, possédant un effet curatif, il a été possible d’accroitre de manière

substantielle les rendements agricoles (Bacon,2002).

La lutte chimique contre les maladies des plantes provoquée par les champignons

parasites est aussi vieille que l’algriculture. L’historique peut être essentiellement distingué

en trois époques :

1 -La période du <<soufre>>qui va des temps anciens à 1882.

2- La période du <<cuivre>> de 1882 à 1934 environ.

3- La période des <<fongicides organiques>> de 1934 à nos jours.

Bien que le terme fongicide dérive de : fongique (champignon) et cid (tuer ou

détruire), néanmoins, actuellement, sur pouvoir fongicide ou fongistatique (inhiber la

germination ou la sporulation) désigne tout composé ayant le pouvoir de détruire (action

-24-


fongicide) ou d’inhiber la germination ou la sporulation (action fongistatique) des

champignons.

Beaucoup de ces produits n’agissent efficacement que de façon préventive c’est –à –

dire en empêchant la pénétration du parasite dans l’hôte; en agissant sur le métabolisme

énergétique ou sur la biosynthèse des glucides, des protéinés, des lipides et des acides

nucléiques (Bacon, 2002).

On distingue deux classes de fongicides (Deyson et Delcourt, 1980) :

1-Fongicides de contact ou inhibiteur (non systématiques) : se sont des fongicides qui ne

pénètrent pas dans l’hôte .Ils détruisent les champignons externes avant que ceux –ci ne

pénètrent dans l’hôte.

2—Fongicides systémiques : se sont des fongicides qui pénètrent dans les cellules,

circulent à l’intérieure de l’hôte pour tuer ou inhiber les champignons.

Selon Erwin 1977 (in Henni,1998), les fongicides curatifs peuvent agir de trois

façons :

a. En neutralisant la toxine émise par le parasite ;

b. En modifiant le métabolisme de l’hôte de telle manière qu’il devient plus résistant à

l’infection ou à la progression de parasite ;

c. En agissant directement sur le parasite après avoir pénétrer dans la plante et avoir été

transporté vers les tissus infectés.

Les fongicides offrent une longue protection, néanmoins, il faut recourir le plus

souvent à l’autres types de fongicides dans le traitement, car les organismes pathogènes

réussissent à développer une résistance contre les fongicides (Messiaen et al ; 1991).

Les stratégies pour la gestion des fongicides, selon Bacon (2002)

Ne pas utiliser un fongicides seul, (jamais un uni site seul) ;

Favoriser la diversité des produits, utiliser des fongicides de classes différentes ;

Réduire le nombre d’application des fongicides, en appliquant les fongicides aux

périodes propices, suite au dépistage de la maladie ;

Maintenir les doses préscrites par le manufacturier ;

Eviter tant que possible l’utilisation d’éradiquant (la plupart du temps uni site).

-25-


On utilisera de préférence des fongicides d’efficacité générale : mancozébe,

propinébe, chlorothalonil… l’Alternaria est spécialement sensible à l’iprodione (Messiaen et

al ., 1991).

Cependant selon Henni (1987), malgré l’efficacité de ces produit chimiques, des

contingences socio-économiques de chaque pays ne permettent pas leur génération.

En effet

leur utilisation fait l’objet de législations qu’il convient de respecter en vue de protéger

l’homme, les animaux utiles et les microorganismes qui contribuent à l’équilibre du milieu.

Nous pensons que la lutte chimique se présente plus comme complément à la recherche de

variétés résistantes que comme une alternative en soi. En règle générale, la dose et le nombre

de traitements sont liés à :

-la sensibilité de la plante et à l’agressivité du parasite. Une variété plus résistante

permet de diminuer la dose et le nombre de traitements, ce qui fait baisser le cout de

la culture ;

-L’environnement, Walter (1971) a remarqué que la sensibilité de certains

champignons phytopathogénes est plus élèvées à des températures inférieures à 27

°C, qu’à des températures supérieures à 27°C, bien que les champignons se

développent optimalement à des températures supérieures à 27°C.

II.12.5 la lutte intégrée :

En cultures de tomate sous serre, il existe des risques permanents d’attaques par des

champignons pathogènes et des insectes piqueurs telles Aleurodes .En effet, la serre, milieu

confiné et climatisé, est très propice au développement de ravageurs et pathogènes.

Pour lutter contre les maladies provoquées par ces organismes, la protection intégrée

est largement utilisée depuis une quinzaine d’année .Elle consiste à associer différents

moyennes de lutte en réservant l’usage des produits chimiques aux situations pour lesquelles

il n’existe pas d’autres solutions ; elle intègre les moyens « naturels » de protection des

cultures comme la lutte biologique , l’action sur les facteurs climatiques sous serre , les

techniques culturales (Trottin-Caudal et Millot,1993).

-26-


IV. Connaissances actuelles sur les déterminants du pouvoir pathogène d’A. dauci

A. dauci est un champignon nécrotrophe et contrairement à d’autres champignons du

même genre (A. brassicae, A. brassicicola, A. alternata).peu d’information sont disponibles

en ce qui concerne l’expression de son pouvoir pathogène malgré l’importance économique

de la maladie. Aucune étude n’a été conduite sur le mode de fixation d’A. dauci sur sa plante-

hôte. Aucune information n’est disponible concernant les mécanismes de protection et/ou de

détoxication mis en œuvre par ce champignon envers les composés de défense produits par la

carotte (Boedo, 2006). En présence d’A. dauci, la carotte produit une phytoalexine appelée 6-

méthoxymelléine (Dugdale et al., 2000 ; Fan et al., 2000 ; Mecier et al., 2000),

dihydroisocoumarine hautement toxique envers les bactéries et champignons phytopathogènes

(Kurosaki, 1996 ; Marinelli et al., 1996). Les données bibliographiques concernant le mode de

pénétration des hyphes mycéliennes d’A. dauci dans les tissus végétaux sont divergentes.

La bibliographie et littérature donne peu d’informations sur la production de toxines

spécifiques de l’hôte (TSH) par A. dauci. Une TNSH appelée zinniol qui altère la perméabilité

des membranes plasmiques et chloroplastiques (Thuleau et al., 1998) a été identifiée chez A.

dauci. L’application de zinniol purifié sur des feuilles de carotte provoque des symptômes

similaires à ceux causés par A. dauci (Barash et al., 1981). Les travaux de thèse de Montillet

(1986) montrent que le zinniol est présent dans les tissus infectés de la carotte pendant le

développement de l’alternariose. Au cours de la cinétique d’infection, lorsque la teneur en

zinniol augmente les symptômes s’aggravent. Cependant, l’importance de cette toxine dans le

processus d’installation du champignon sur son hôte n’est pas connue. Aucun dosage du

zinniol n’a été réalisé sur des spores en germination et on ne sait pas à quel moment du

processus infectieux cette toxine est synthétisée par A. dauci (germination, percée de la

cuticule, colonisation des tissus).

-27-


V. Objectifs de l’étude :

La présente thèse a été réalisée à l’université d’Oran au sein de l’unité de phytopathologie du

laboratoire de microbiologie appliquée dirigée par le professeur KIHAL.les travaux réalisés

ont été dirigés par le professeur HENNI Jamel Eddine et co-dirigés par Melle BENICHOU

Soumaya Lalia maître Assistante classe A.

Les objectifs de la présente thèse s’articulent autour de trois axes :

1- L’analyse de la variabilité phénotypique au sein de l’espèce A.dauci par l’analyse de la

sensibilité aux fongicides.

2- Mises en évidence du profil enzymatique de nos souches.

3- L’étude du pouvoir pathogènes sur différentes variétés de carotte.

Les expérimentations pour les deux premiers axes ont été réalisées avec une collection de

souche d’A.dauci d’origine géographique différente avec une souche Algérienne afin de faire

une comparaison (P2, B4, CBS1, CBS2, 10631, C5356-7, C5356-3, ALL, B7, WAL1).

En ce qui concerne le troisième axe, trois souches ont été utilisée P2 pour sa forte sporulation

et agressivité, la B4 pour sa faible sporulation et la WAL1 souche originaire de walhassa,

pour évaluer le facteur provenance géographique.

A terme, l’objectif majeur serait l’acquisition de connaissances fondamentales et leur

application au sein de travaux de recherche appliqué.

-28-

Deuxième Partie :

Matériels et Méthodes

Chapitre I :

Etude du parasite et de la

plante hôte

Matériels et Méthodes Chapitre I : Etude du parasite et de la plante hôte

I. Origine des souches :

Les souches d’Alternaria utilisées dans ces travaux proviennent de plusieurs pays du

monde, la majorité des isolats utilisés par l’analyse sont issue d’isolements effectués par le

GEVES-SNFS à partir des semences. Ces isolats nous ont été procurés de l’UMR PaVé de la

faculté des sciences à l’université d’Angers en France sous la direction du Pr Philippe

SIMONEAU. La souche wal1 à été isolé au sein de notre laboratoire de microbiologie

appliquée, à partir de feuille de carotte contaminée provenant de walhassa.

Tableau n°02 : Collections des souches utilisées.

code souche Origine géographique Identification morphologique

P2 France Alternaria dauci

B4 France Alternaria dauci

10631 Australie Alternaria dauci

CBS1 Souche de référence Alternaria dauci

B7 France Alternaria dauci

CBS2 Souche de référence Alternaria dauci

ALL Allemagne Alternaria dauci

C-5356-3 France Alternaria dauci

C-5356-7 France Alternaria dauci

WAL1 Walhassa W.A.Témouchent

(Algérie)

Alternaria dauci

II. Etude des caractères culturaux :

La culture sur différents milieux est nécessaire pour savoir sur le quel on aura une bonne

croissance mycélienne. Cette étude est réalisée par le dépôt d’un implant mycélien de 6 mm

de diamètre (de chaque isolat âge de 5 jours), au centre des boites de Petri, contenant chacune

un milieu différent. 3 répétitions de chaque souche pour chaque milieu ont été effectuées. Les

différents milieux utilises (Annexe) sont :

un milieu organique (PSA),

un milieu minéral (Czapeck),

un milieu riche (Mathur).

un milieu malth agar.


L’examen des boites s’effectue à l’œil nu, des caractères culturaux observés selon

Koenig 1995 ; Guiraud et Galzy, 1980, sont la vitesse de croissance mycélienne, la surface, la

consistance, la pigmentation et sa variation du mycélium en fonction du temps de la colonie.

Cette étude est réalisée pour toutes les souches.

III. Conditions de culture :

III.1 la température d’incubation des cultures :

La température influence la croissance du champignon ainsi que son métabolisme

(action sur la vitesse de réactions chimiques et biochimiques) (Henri et al, 1995).

Pour déterminer la température optimale, des fragments mycéliens d’une préculture âgée

de 5 jours de 5 mm de diamètre sont posés au milieu de la boite de Pétri contenant un seul

milieu choisi : milieu PSA. Les boites sont incubées à différentes températures : 04 °C, 28 °C,

37 °C et 45 °C pendant 7 jours. La lecture des diamètres est effectuée à l’ordre de : 3, 7 et 14

éme jour.

Sauf indication, contraires, pour toutes nos expérimentations, nous avons utilisé une

température à 22°C.

III.2 Photopériodicité :

Le type et la durée d’éclairement joue un rôle important sur le développement des

champignons phytopathogènes. Les cultures sont incubées sous : un éclairage, une

photopériode continu de 12heures et une obscurité. La mesure de la croissance mycélienne a

été effectuée le : 3, 7 et 14 ème jours.

III.3 Estimation e la croissance mycélienne sur le milieu gélosé :

L’évaluation de la croissance mycélienne de chaque souche est mesurée

quotidiennement par deux diamètres perpendiculaires (Planche n°5) pendant 3, 7 et 14jours

d’incubation.

-32-


Planche n° 05 : Schéma de la méthode de mesure du diamètre dans les deux sens

perpendiculaires (Blaise et al., 2001).

Boite de Pétri

contenant le

milieu de culture

Implants du

mycélium

-33-


IV. Etude physiologique des souches d’Alternaria dauci :

Les champignons se multiplient à partir des aliments ou nutriments présents dans les

milieux de cultures, ils ont tous un certain nombre de besoins communs : nécessité d’eau, de

source d’énergie, de source de carbone, de source d’azote et d’élément minéraux (Henri et al,

1995).

Tous ces facteurs sont testés pour toutes les souches, à l’ordre de 3 répétitions pour

chaqu’une et pour chaque facteur.

IV.1 Influence du pH du milieu :

Le pH optimal de la croissance mycélienne des moisissures se situe entre : 2 et 9 (Regnault,

1990).

Pour préciser le pH optimal de la croissance mycélienne d’Alternaria dauci, les souches

sont cultivées sur milieu PSA solide tamponné à différents pH : 4 par le Tampon Acétate de

Sodium, 8 par le Tampon Phosphate ainsi que le pH 6 (annexe).

IV.2. Influence de source carbonée sur la croissance mycélienne :

Pour assurer leur développement (croissance et reproduction), les moisissures comme tout

microorganismes, utilisent les sources de carbone et d’énergie qu’elles trouvent dans leur

environnement et qu’elles dégradent à l’aide d’enzymes exocellulaires appropriées (Rosse,

1978).

De nombreux auteurs tel que : Moreau (1968), ont montré que la plupart des sources

carbonées peuvent être utilisé par les champignons. Jacquet (1979), a montré que la nature de

la source carbonée à une influence sur la croissance et la reproduction des champignons.

Pour chercher la source de carbone la plus assimilable par nos souches, le milieu utilisé

est le milieu PSA dans lequel le saccharose utilisé pour les boites témoins, était remplacé par

d’autres sources de carbone : le Glucose comme monosaccharide, le Lactose et le Fructose

comme disaccharide.

IV.3. Influence des sources azotées sur la croissance mycélienne :

Selon Jacquet (1979), la plupart des organismes fongiques utilisent les sources azotées

sous forme d’azote nitrique ou d’azote ammoniacal, ce qui nous a conduit à rechercher la

meilleure source azotée pour la croissance de nos souches.

Le milieu utilisé est le milieu Czapek, dont la source d’azote NaNo3 (Nitrate de Sodium)

est remplacée par le KNO3 (Nitrate de Potassium) et le NH4SO4 (Sulfate d’Ammonium),

comme deux sources d’azote.

-34-


IV.4 Conservation des souches :

La conservation des souches d’Alternaria dauci se fait dans des tubes à essai contenant

milieu incline (PSA), à une température de -4°C et ceci pour une utilisation ultérieure.

V. Evaluation du pouvoir pathogéne :

V.1 Conditions de culture de Daucus carota :

Les semis de carotte sont réalisés en serre dans des pots contenant un substrat spécial

pour jeunes semis compose de tourbe. Dans chaque pot on a réalisé 6 puits de profondeur

d’environ de 2 a 3 cm. Dans chaque puits, on met 5 graines, ensuite on recouvre avec de la

tourbe, les pots sont ensuite recouvrés par des sachets humides pendant 48heures pour que

l’atmosphère reste humide. La température se situe entre 22 et 23°c avec une photopériode,

selon le besoin.

L’arrosage est effectué manuellement chaque jour avec de l’eau du robinet. Les variétés de

carottes utilisées sont boléro, presto et texto. Presto possède un rendement élevé et elle est

sensible à la brulure foliaire causée par A. dauci, alors que texto est reconnue pour sa

tolérance à ce genre de champignon.

V.2 Culture d’Aternaria dauci :

Pour l’ensemble de nos expériences nous avons utilisé les souches P2, B4 et WAL1

d’A .dauci (la WAL1 est une souche algérienne, elle est utilisée pour faire une comparaison

avec les souches P2 qui est connue pour son agressivité et la B4 avec une agressivité

moyenne). Ces souches sont cultivées sur milieu PSA (voir annexe). Les boites ensemencées

sont placées sous une photopériode à 22°c.

V.3 Préparation de l’inoculum :

10 ml d’eau distillé sont mis sur la surface de la culture, puis le mycélium est racle (cette

suspension est filtrée à travers une double épaisseur de gaz. La concentration est calibrée à

l’aide d’une cellule Malassez jusqu’à obtention de 105 spores/ml).

La suspension obtenue est filtrée à travers une double épaisseur de gaze. La concentration est

calibrée à l’aide d’une cellule Malassez jusqu'à obtention de 105 spores/ ml.

V.4 Inoculation des plantes hôtes :

Les plantes sont inoculées manuellement par pulvérisateur, l’atmosphère doit être saturé en

humidité, pour cela les pots sont recouverts par des sachets et il est nécessaire de repasser 2

fois par jours pendant les 2 jours qui suivent, pour asperger les plantes.

Parallèlement et pour les deux lots de plantes témoins, sont pulvérisés avec de l’eau distillée

stérile.

-35-


V.5 Réisolement du parasite :

Après l’inoculation, la recherche du parasite dans la plante infectée a pour objectif de

s’assurer que les symptômes notés sont l’effet du pathogène. Ce contrôle est effectué sur

toutes les plantes inoculées, le champignon est recherché dans les feuilles présentant les

symptômes. Ces derniers sont rincées avec une solution d’Hypochlorite de Sodium diluée à

2% pendant 03 minutes, pour une désinfection superficielle et suivie de trois bains successifs

d’eau distillée stérile, ensuite, elles sont déposées en boites de Pétri contenant le milieu PSA.

-36-

Chapitre II :

Etude du polymorphisme

isoenzymatique

Matériels et Méthodes Chapitre II : Etude du polymorphisme isoenzymatique

I. L’étude des polymorphismes isoenzymatiques d’Alternaria dauci :

I.1 Préparation des extraits mycéliens :

I.1.1 Culture du champignon :

Des erlenmeyers de 250 ml, contenant 100 ml de milieu PSA liquide, sont ensemencées

par 5 boutures mycéliennes (de 6 mm de diamètre), prélevées de la zone périphérique d’une

préculture de 5jours du champignon sur milieu PSA. Les cultures à raison de 2 fioles pour

chaque isolat sont incubées pendant 10 jours sous photopériodicité.

I.1.2 Obtention des extraits :

Le mycélium est récupéré après filtration du milieu de culture à l’aide d’une passoire

stérile. Il est ensuite broyé dans un mortier maintenu au froid dans de la glace, additionné du

sable de Fontaine bleu et du Tampon Phosphate (0,1 M - pH 7,1) (P/P/V), jusqu’à l’obtention

d’une pâte fine et homogène. Le broyât est récupéré dans des tubes puis centrifugé à10 000 g

pendant 20 minutes dans une centrifugeuse réfrigérée (4 °C) (type Biofuge).

Le surnageant est réparti rapidement dans des tubes eppendorf par fraction de 100 µl. Il

peut être utilisé directement pour l’électrophorèse, comme il peut être conservé au

congélateur.

I.1.3 Électrophorèse :

I.1.3.* Préparation des gels pour le système PAGE :

L’électrophorèse se fait sur gel de polyacrylamide. Les deux gels (de séparation à 10% et

de concentration à 5%) sont préparés selon la méthode de Laemmli (1970), modifiée de la

manière suivante (Annexe)

La composition des tampons utilisés pour la préparation des gels et pour la migration est

donnée en Annexe.

Le gel se présente sous forme de matériel gélifié, formé par la polymérisation d’un

mélange d’acrylamide et de bis-acrylamide. Le gel de concentration est coulé en haut du gel

de séparation, pour permettre une entrée homogène de l’échantillon dans le gel de séparation.

Des pistes individuelles (puits) sont réalisées à l’aide d’un peigne, qui sépare le gel de

concentration en portions égales, destinées à la migration de chaque échantillon.

I.1.3.* Le dépôt des échantillons :

En terme de polymérisation des 02 gels , le peigne est enlevé délicatement sans

avoir à déchirer les gels .Les plaques en verre sont placées dans la cuve de

l’électrophorèse contenant le tampon de migration .On à 02 plaques de verre , et dans

chaque plaques on à 10 puits , On met les 10 extraits enzymatiques dans une plaque pour

-38-


chaque révélation d’enzyme. On dépose 20 µl du tampon de charge dans chaque puits

sur lequel on ajoute 50 µl de chaque extrait enzymatique .

Chaque extrémité du gel sera mise en contact avec le tampon de migration qui est

soumis dans un potentiel électrique, permettant la propagation d’un courant dans le

gel ; ce courant entrainera les molécules constituant l’échantillon.

I.1.3* La migration et la mise sous tension :

La migration doit se dérouler en chambre froide à 4°C sous tension constante de 150 v

avec une intensité de 50 ma , durant 2 à 3 heures.

La migration est jugée suffisante lorsque l’un des composants du tampon de charge, le

bleu de bromophénol, atteint le front de migration du gel .

I.1.3.* Révélation des systèmes isoenzymatiques :

La révélation des isoenzymes est effectuée par incubation du gel (après démoulage) dans

un mélange réactionnel, contenant le substrat de l’enzyme étudiée. Trois systèmes

enzymatiques sont étudiés : Estérases (Est), Phosphatases acide (PAC) et Peroxydases (Pox).

L’annexe, nous indique les mélanges réactionnels pour la révélation de ces dernières.

I.1.3.* Isoenzymes étudiés :

Le terme Isoenzyme a été introduit en premier par Markert et Moller (1959), pour faire

référence à de multiples formes moléculaires d'une enzyme, avec une semblable ou identique

spécificité du substrat, qui se produit dans le même organisme.

- Les Estérases :

Une estérase est une enzyme de l'hydrolase qui fait les esters en un acide et un alcool,

sous une réaction chimique avec l'eau appelée l'hydrolyse.Il existe une grande gamme

d’estérases, mais qui diffèrent entre elles par la spécificité du substrat, la structure de la

protéine et la fonction biologique (Baaziz, 2000).

- Les Phosphatases Acides:

Sous le terme de Phosphatase Acide, sont regroupées des hydrolases. Ces hydrolases

catalysent la déphosphorylation d'esters orthophosphoriques organiques dont le pH d'activité

optimale est inférieur à 7. Elles possèdent également une activité transférasique, assurant le

transfert d'un phosphate sur le groupement hydroxyle d'un alcool (Moss, 1984).

-39-


- Les Peroxydases :

Une Peroxydase est une enzyme, qui contient parfois un hème, qui catalyse une réaction

de la forme : ROOR' + donneur d'électrons (2 e-) + 2H

+ → ROH + R'OH

Ce type d'enzyme a notamment pour fonction de décomposer les peroxydes, dérivés toxiques

de l'oxygène (comme par exemple l'eau oxygénée ou peroxyde d'hydrogène), ce qui lui vaut

son nom. Se sont des enzymes très répondues chez les êtres vivants. Chez les plantes, elles

catalysent l’oxydation de différents substrats (des amines aromatiques, des phénols,...), elles

interviennent ainsi dans différents phénomènes physiologiques tels que l’enracinement, la

lignification, et la résistance aux stress biotiques et abiotiques (Qacif et al., 2006).

Certaines interviennent dans le métabolisme de l'iode et sont nécessaires à l'élaboration des

hormones thyroïdiennes. D'autres participent au transfert du chlore dans certaines cellules du

système immunitaire, permettant ainsi la production d'hypochlorite (la vulgaire eau de Javel),

servant à la destruction des microorganismes ingérés. D'autres microorganismes utilisent des

Peroxydases pour fabriquer des antibiotiques. Ces enzymes sont donc parmi les plus

universelles du monde vivant.

- Les Catalase :

La catalase est une enzyme catalysant la dismutation de l'eau oxygénée (peroxyde

d'hydrogène) : 2H2O2 → O2 + 2H2O

Elle est formée de quatre chaînes polypeptidiques d’environ 500 acides aminés, comportant

chacune un groupe hème. Ces hèmes et leur environnement protéique sont les sites actifs de

cette enzyme. Pour catalyser la réaction, l’atome de fer du groupement hème de la catalase

réalise une coupure hétérolytique de la liaison O-O du peroxyde d'hydrogène, créant de ce fait

une molécule d’eau et un groupement Fe(IV)=O hautement oxydant ; ce dernier peut ensuite

oxyder une autre molécule de peroxyde d'hydrogène pour donner du dioxygène. Ce processus

est illustré plus spécifiquement par les équations suivantes :

H2O2 + Fe (III)-E → H2O +O=Fe (IV)-E (1)

H2O2 + O=Fe (IV)-E → O2 + Fe (III)-E +H2O (2)

-40-

http://fr.wikipedia.org/wiki/Enzyme

http://fr.wikipedia.org/wiki/H%C3%83%C2%A8me

http://www.didier-pol.net/1CATALA.html



http://fr.wikipedia.org/wiki/Enzyme

http://fr.wikipedia.org/wiki/Catalyse

http://fr.wikipedia.org/wiki/Dismutation

http://fr.wikipedia.org/wiki/Eau_oxyg%C3%83%C2%A9n%C3%83%C2%A9e

http://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_amin%C3%83%C2%A9

http://fr.wikipedia.org/wiki/H%C3%83%C2%A8me

http://fr.wikipedia.org/wiki/Oxydant

Chapitre III :

Essais in vitro de recherches

de moyens de lutte

Matériels et Méthodes Chapitre III : Essais in vitro de recherches de moyens de lutte

I. Lutte chimique contre ALternaria dauci. :

Les méthodes du laboratoire qui permettent d’estimer les propriétés d’un produit in vitro

sont nombreuses, mais reposent toutes sur le même principe, celui de confronter le fongicide

et le champignon sur un support artificiel (Henni, 1987).

I.1 Les fongicides testés :

Deux substances antifongiques récemment synthétisées par le Laboratoire de Synthèse

Organique Appliquée de l’Université Es-sénia Oran ont étaient testées vis-à-vis les souches

d’Alternaria dauc. Ces substances sont des triazol.

Les Formules des deux substances utilisées sont les suivantes :

o

1[4-methoxyphenol].4methyl alcool [1, 2,3]-triazol. (Substance A).

o

1[4-Bromophenol].4methyl alcool [1, 2,3]-triazol. (Substance B).

Substance Fongicide Laboratoire Solubilité

Produit A Laboratoire de Chimie

Université ES-Sénia Oran

Acétone

Produit B Laboratoire de Chimie

Université ES-Sénia Oran

Acétone

H3CO NO

OH

N

N

Br NO

OH

N

N

-42-

Matériels et Méthodes Chapitre III : Essais in vitro de recherches de moyens de lutte

I.2 Préparation des solutions de fongicides :

Chaque produit à tester est soluble dans un solvant organique qui est l’acétone. (Tableau

ci-dessus).

Dans un premier temps, une solution mère de chaque produit est préparée à une concentration

de 105 ppm (partie par million), puis des dilutions seront effectuées avec un milieu liquide à

base de pomme de terre (PSA), pour arriver à chaque fois à la concentration voulue (50, 100,

250 et 500 ppm). Le 0 ppm comme étant le témoin, ne contient que le solvant incorporé dans

le milieu PSA.

Les différentes dilutions sont obtenues en respectant la loi suivante :

Le test est effectué sur un milieu solide. Après avoir calculé le V1, ce dernier sera complété

avec milieu PSA jusqu'à l’obtention du V2, ensuite le complexe (PSA-substance) sera

autoclave à une atmosphère 20 minutes à 120°c, sachant que, les fongicide se dénature à une

température supérieure à 120°c. en suite on coule ce milieu dans des boite de Petri à raison de

15ml par boite. Après solidification ; des implants mycéliens de 6 mm de diamètre sont

prélevés de la périphérie d’une préculture de 7 jours de nos souches d’Alternaria dauci, et

sont déposés au centre de la boite de Pétri contenant le mélange avec les 04 concentrations

pour chaque substance active à étudier (Braffio et al., 2004).

Pour chaque concentration et chaque produit, trois répétitions sont réalisées. L’incubation a

été pendant 7 jours et la lecture est réalisée les 3 éme et 7 éme jours.

Le pourcentage d’inhibition se calcule selon la formule suivante (Diallo et Diouf, 2000) :

C1 V1 = C2 V2

C1 : Concentration de la solution mère V1 : Volume pris de la solution mère

C2 : Concentration à préparer V2 : Volume final voulu du milieu PSA

Taux d’inhibition (%) = ((D témoin – D test) / D témoin) x 100

D : Diamètre

-43-

Troisième Partie :

Résultats et Discussions

Résultats

Résultats

I. Aspect morphologique de nos souches :

Après quelques jours d’incubation, l’aspect des colonies est circulaires, le mycélium aérien

cotonneux à duveteux de couleur vert olive, sombre ou noire, la face inferieur des colonies est

de la même pigmentation. (Planche : 06).

II. Caractères microscopiques :

L’observation microscopique des souches a révélé la présence de conidie de type

dictyospores de couleur brune avec de longue appendice, ce qui confirme que les souches

isolées appartiennent à l’éspece Alternaria dauci. (Planche : 07).

III. Effet des différents milieux de culture :

Nos souches ont une meilleure croissance sur le milieu PSA avec un aspect du

mycélien aérien cotonneux et une pigmentation naturelle verte olive foncée. La pigmentation

de la colonie au verso est plus sombre. On note ici que les souches P2 et 10631 ont une

meilleur croissance après 7 jours d’incubation (Histogramme : 01 et planche : 08).

Pour le milieu GZAPECK on a une croissance mycélienne de vitesse moyenne sauf pour

la souche 10631 qui a une forte croissance de 5.9cm après 7jours d’incubation, la

pigmentation de la colonie est noire au centre et vert jauni au contour ce qui montre la perte

de la sporulation.

Pour le milieu mathure on trouve une vitesse de croissance moyenne, sauf pour la P2 qui

atteint 6.13cm aprés 7 jours d’incubation avec pigmentation verte au centre et plus claire tout

autour.

Les résultats sur milieu malt gélosé agar ont révèlé que la vitesse de croissance est faible

par rapport aux autres milieux, sauf pour la P2 (6.1cm après 7 jours d’incubation), la

pigmentation de la colonie est verte foncée au centre et claire tout autour.

-46- -46-

-46-

Résultats

Planche n°06 : Aspect macroscopique d’Alternaria dauci.

1 : conidie cloisonné 2 : appendice

Planche n°07 : Aspect microscopique d’Alternaria dauci. (GR400).

1

2

7.15 µm

Histogramme n° 01 : Représentation graphique de l’influence des différents milieux de

culture sur la croissance mycélienne d’Alternaria dauci après 7jours d’incubation.

(Résumé des donnés, annexe2).

Planche n°08 : Aspect de colonie d’Alternaria dauci sur les quatre milieux de culture après 7

jours d’incubation.

Résultats

0

1

2

3

4

5

6

7

8

PDA

Malt

Czapeck

Mathur

Gzapeck

Malth agar

PDA

Mathur

-48-

Résultats

IV. Etude physiologique d’Alternaria dauci :

IV.1 Influence de la température :

La croissance mycélienne est nulle à 37°C et 45°C et elle est faible à 4°C, elle se situe

entre 1.5cm à 2cm (après 7jours incubation), la colonie est de couleur blanche, qui indique la

perte de sporulation.

Par contre nous avons une meilleure croissance mycélienne entre 22°C et 28°C, pour

toutes les souches avec un diamètre qui atteint jusqu'à 6.78cm après 7 jours d’incubation,

ceci se rapproche de la bibliographie qui fixe la température optimale à la croissance des

Alternaria à 30°C (Koeing, 1995). (Hist. : 02 et planche : 09).

IV.2 Influence du pH du milieu :

On remarque qu’à pH 4 la croissance mycélienne est nulle après 3 jours d’incubation, et

après 7 jours d’incubation on a eu une croissance faible pour la P2 et la 10631.

Pour pH 6 on remarque une bonne croissance mycélienne pour toutes les souches avec une

gamme allant de 5.4cm à 6.85cm après 7 jours d’incubation.

Pour pH 8 on a une faible croissance mycélienne entre 2cm à 4.5cm après 7 jours

d’incubation. (Hist. : 03 et planche : 10).

IV.3 Influence des sources carbonées :

Les résultats représentés dans Histogramme : 04 et planche : 11) montrent que la

croissance mycélienne est presque identique sur le milieu PSA avec différentes sources de

carbones (Glucose, Fructose et Lactose) avec un diamètre qui atteint presque 7cm après 7

jours d’incubations.

IV.4 Influence des sources azotées :

La croissance mycéliennes de nos souches est presque identiques sur le milieu Gzapeck

avec comme sources d’azotes le nitrates de sodium (NaNO3) et le nitrate de potassium avec

un diamètre qui atteint jusqu'à 6cm après7jours d’incubation avec même aspect

morphologique, ce qui correspond à la bibliographie dont les meilleurs aliments décris pour

les champignons sont constitués de l’azote nitrique et de certaines substances azotées

organiques (Joly, 1964). (Hist. : 05 et planche : 12).

Pour Gzapeck modifié par l’addition du sulfate d’ammonium (NH 4SO4 ), il a donné des

colonies presque identiques pour toutes les souches, de couleur vert clair avec alentour de

couleur rosâtre, due à une absence de sporulation, cela peut s’expliquer par le fait que les

aliments azotés, plus complexes, vent entrainer une variation du pH non négligeable,

-49-

Résultats

provoquant des irrégularités de croissances et un arrêt de la sporulation dès que le pH décent

au dessous d’une valeur proche de pH3.2 (Joly, 1964) avec un diamètres de croissances qui

est faible.

IV.5 Influence de la lumière :

Nous avons obtenue une bonne croissance mycélienne dans les différentes conditions de

lumière (lumière continue, obscurité continue et photopériode) avec un diamètre jusqu'à 8cm

après 7 jours d’incubations avec même couleur de colonies sauf qu’elle est un peu claire dans

l’obscurité continue. (Hist. : 06 et planche : 13).

-50-

Résultats

Histogramme n° 02: Représentation graphique de l’influence des températures sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 joursd’incubation. (Résumé des donnés, annexe2).

Planche n°09 : Effet des différentes températures sur la croissance mycélienne d’A.dauci.

0

1

2

3

4

5

6

7D

iam

étr

e

Les souches

4°C

22°C

28°C

37°C

45°C

T=45°C

T=37°C

T=22°C

T=28°C

T=4°C

-51-

Résultats

Histogramme n° 03: Représentation graphique de l’influence du pH du milieu sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation. (Résumé des donnés, annexe2).

Planche n°10 : Effet du différents pH du milieu sur la croissance mycélienne d’A.dauci.

0

1

2

3

4

5

6

7D

iam

étr

e

Les souches

pH04

pH06

pH08

pH=4

pH=6

pH=8

-52-

Résultats

Histogramme n° 04: Représentation graphique de l’influence de la source de carbone sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 joursd’incubation. (Résumé des donnés, annexe2).

Planche n° 11 : Influence de la source de carbone sur la croissance mycélienne d’A. dauci.

0

1

2

3

4

5

6

7

dia

métr

e

Les souches

Glucose

Saccharose

Lactose

Fructose

Lactose Saccharose

Fructose Glucose

-53-

Résultats

Histogramme n° 05: Représentation graphique de l’influence de la source d’azote sur la

croissance d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation. (Résumé des donnés, annexe2).

Planche n°12 : Influence de la source d’azote sur la croissance mycélienne d’A.dauci.

0

1

2

3

4

5

6

NaNO3

KNO3

NH4SO4

NaNO3 KNO3

(NH4)2SO4

-54-

Résultats

Figure n° Influence de la source d’azote sur la croissance d’Alternaria dauci.

Histogramme n° 06: Représentation graphique de l’influence d’éclairage sur la croissance

d’Alternaria dauci après 7 jours d’incubation. (Résumé des donnés, annexe2).

Planche n°13: Influence d’éclairage sur la croissance mycélienne d’A. dauci.

L.C : lumière continue. O.C : obscurité continue. Photo 12h : photopériode de 12 heures.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Dia

métr

e

Les souches

L continue

O continue

photoperiode

Photo

12h

L.C O.C

-55-

Résultats

V. Pouvoir pathogène :

Les symptômes de brûlure foliaire sont petites, d’une couleur brunâtre et entouré d’un

halo de décoloration jaune (Champion, 1997). (Planche : 14, 15,16).

Nous avons débuté les notations des symptômes, 01 mois après l’inoculation, en utilisant

l’échelle de notation des lésions nécrotiques après inoculation d’Alternaria dauci (Pawelec et

al.,2006) (tableau n° 05 ) qui se base sur la recherche de surface foliaire nécrosée, la notation

exprimée en pourcentage:

Pour la variété Presto :

Inoculée avec la souche P2, on a plus de 60% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 5.

Inoculée avec la souche B4, on a < 50% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 3.

Inoculée avec la souche WAL1, on a presque 20% de la surface foliaire nécrosée ce qui

donne une échelle 1.

Pour la variété Boléro :

Inoculée avec la souche P2, on a > 50% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 5.

Inoculée avec la souche B4, on a environ 30% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne

une échelle 3.

Inocule avec la souche WAL1, on a presque 20% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne

une échelle 1.

Pour la variété texto :

Inoculée avec la souche P2, on a > 40% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 3.

Inoculée avec la souche B4, on a >25% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 3.

Inoculée avec la souche WAL1, on a < 20% de la surface foliaire nécrosée ce qui donne une

échelle 1.

-56-

Résultats

Les symptômes de brulure foliaire constatée sur nos plantules, sont dus à la

contamination de ces derniers par nos souches inoculées.

Le réisolement à partir des feuilles infectées, confirme qu’il s’agit bien du champignon

Alternaria dauci, et que ce sont bien nos souches que l’on retrouve P2, B4 et WAL1.

(Planche :17,18).

Tableau n°03 : Echelle de notation des lésions nécrotiques après inoculation d’Alternaria

dauci sur les feuilles 2 et 3 de carotte (D’après Pawelec et al. , 2006 modifie).

Note Critères de classification

0 Absence de symptôme

1 Moins de 25% de la surface foliaire nécrosée

3 25% à 50% de la surface foliaire nécrosée

5 50% à 75%de la surface foliaire nécrosée

7 Plus de 75% de la surface foliaire nécrosée

9 Feuilles entièrement détruites

-57-

Résultats

Planche n°14:symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la souche P2

après 21jours.

Planche n°15:symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la souche B4

après 21jours.

Planche n°16:symptômes d’Alternariose sur les feuilles de carotte causé par la souche WAL1

après 21jours.

-58-

Résultats

A : souche P2. B : souche B4. C : souche WAL1

Planche n°17:résultat de réisolement du champignon à partir des feuilles contaminée.

1 : conidie cloisonné 2 : appendice

Planche n°18:observation microscopique des résultats de réisolement du champignon à partir

des feuilles contaminée (GR400).

A B

1

2 6,9 µm

C

-59-

Résultats

VI. Électrophorèse :

Le gel de polyacrylamide a servi pour l’étude isoenzymique des souches isolées

d’Alternaria dauci (WAL1, C5356-7, C5357-3, CBS2, B4, 10631, ALL, P2, CBS1, B7).

Quatre systèmes enzymatiques ont été étudiés.

VI.1 Estérases :

Ce système révèle un profil électrophorétique de 02 bandes chez tous les isolats

d’A.dauci Les bandes sont visibles, d’une intensité variable et d’une couleur mauve (Planche

n°19)

VI.2 Phosphatases :

Le profil électrophorétique des phosphatases des isolats d’A.dauci révèle la présence de deux

bandes lisibles et visibles d’une intensité variable et d’une couleur bleu (Planche n°20).

VI.3 Peroxydases :

Le profil électrophorétique des peroxydases des isolats d’A.dauci révèle la présence d’une

bande lisible et visible d’une intensité variable et d’une couleur rouge brique (Planche n°21).

VI.4 Catalase :

Le résultat positive des catalases se manifeste par l’apparition des bulles d’airs, donc le profil

électrophorétique des catalases des isolats d’A.dauci révèle la présence, de deux bandes

lisibles et visibles, constituée de bulle d’air (Planche n°22).

-60-

Résultats

Planche n°19: Profil électrophorétique des estérases Alternaria dauci

Planche n°20: Profil électrophorétique des phosphatases Alternaria dauci

WAL1 C5356-7 C5356-3 CBS2 B4 10631 ALL P2

CBS1 B7 B7

WAL1 C5356-7 C5356-3 CBS2 B4 10631 ALL P2 CBS1

B7

-61-

Résultats

Planche n°21: Profil électrophorétique des peroxydases Alternaria dauci

Planche n°22: Profil électrophorétique des catalase Alternaria dauci.

WAL1 C-7 C-3 CBS2 B4 10631 ALL P2 CBS1 B7

WAL1 C-7 C-3 CBS2 B4 10631 ALL P2

CBS1 B7

-62-

Résultats

VII. Lutte chimique contre les souches d’Alternaria dauci :

Les 02 substances chimiques testés in vitro contre A.dauci ont révèle l’efficacité de ces

substances, déterminée par le calcul du diamètre moyen de la colonie, pendant les 07 jours

d’incubation (Tableaux n°06) ainsi que par le calcule du taux d’inhibition de chaque produit

et à chaque concentration testée (voir annexe).

Les résultats obtenus sont illustrés par les Histogramme n°07 et 08 et Planche n° 19 et 20.

L’histogramme n°07 montre l’efficacité de la substance A, ainsi que L’histogramme n°08

pour la substance B.

Dans le cas des deux substances, les résultats montrent qu’en augmentant la concentration

on a une augmentation du taux d’inhibition qui est supérieur à 50% pour la majorité des

souches à la concentration 500ppm et qui peut atteindre jusqu'à 80% pour certaines souches.

Néanmoins, il est noté qu’en plein champ, les concentrations, utilisées sont inférieures à

10ppm.

En effet, les concentrations >, nécessitent des quiritaux de fongicides pour 1 hectare et

beaucoup de solvant.

-63-

Résultats

Tableau n°04 : Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté à la

substance A

Substance A [0] [50] [100] [250] [500]

P2 5,2 4,4 4,2 3,2 2,6

B4 4,8 4 3,6 3 1,8

10631 5,3 4,6 4,4 2,7 2,2

CBS1 5 4,2 3,5 2,5 1,2

B7 3,7 3,1 2,8 2,2 1,1

CBS2 4 3,1 3 2,1 1,5

ALL 2,5 2 1,6 1,3 1

C5356-3 3,7 3,5 3,2 2,5 1,3

C5356-7 3,2 3,1 2,8 2,1 1,6

WaL1 5 4,8 4,5 3,1 1,7


dauci confronté à la substance A. (Résumé des donnés, annexe2).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

% d

'inhib

itio

n

les souches

%in[0]

%in[50]

%in[100]

%in[250]

%in[500]

-64-

Résultats

Tableau n°05 : Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté à la

substance B

Substance B [0] [50] [100] [250] [500]

P2 5,5 5 3,7 3 2

B4 4,5 4,2 3,2 2,2 1,7

10631 5,6 5,5 3,4 2,8 1,9

CBS1 5 4,6 4,1 2,9 1

B7 3,7 3,1 2,8 2,2 1,1

CBS2 4 3,1 3 2,1 1,1

ALL 2,4 2,2 2,3 1,6 1,2

C5356-3 3,2 2,8 2,7 1,9 1,5

C5356-7 3,6 2,9 2,3 2,2 1,7

WAL1 5 4,6 4 2,6 2


dauci confronté à la substance B. (Résumé des donnés, annexe2).

0

20

40

60

80

% d

'inhib

itio

n

Les souches

%in[0]

%in[50]

%in[100]

%in[250]

%in[500]

-65-

Résultats

Planche n°23 : Effet de la substance A à différentes concentrations sur la croissance

mycélienne des souches d’Alternaria dauci. (souche P2).

Planche n°24 : Effet de la substance B à différentes concentrations sur la croissance

mycélienne des souches d’Alternaria dauci (souche P2).

Témoin [50] ppm [100] ppm

[250] ppm [500] ppm

Témoin [50] ppm [100] ppm

[250] ppm [500] ppm

-66-

Discussions

Discussions

Notre travail de recherche s’inscrit dans le cadre de l’étude de la caractérisation

morphologique et physiologique de l’espèce Alternaria dauci, l’agent causal de

l’ Alternariose de la carotte, où on a cherché les meilleures conditions de croissance selon les

conditions qu’on peut favoriser, avec comme objectif : essayer un moyen de lutte in vitro,

par des substances chimiques (Synthétisées au laboratoire de Chimie de synthése organique et

appliquée à l’université d’Oran Es-senia ) d’un côté et de faire une étude de degré de

l’agréssivité et faire une comparaison entre les souches d’un autre côté.

1. L’étude morphologique : , l’aspect des colonies est circulaire, couleur vert olive sombre

ou noire, le mycélium aérien est rampant, la face inférieur des colonies est vert olive sombre

ou noire.

2. L’étude microscopique des souches nous a démontrés que le mycélium est cloisonné, les

conidies de type dictyospores de couleur brune avec de longue appendic,e ce qui confirme que

ces souches isolées sont Alternaria dauci (Konstantinovka, 2002).

Du point de vue morphologique, les variations s’avèrent importantes vis-à-vis des quatre

milieux utilisés (PSA, Czapeck, Mathur, Malt gélosé), avec une meilleure croissance et

meilleur sporulation sur le milieu PSA, ce qui a été décrit comme étant un très bon milieu par

Joly 1964.

3. S’agissant de l’étude physiologique,

3.1 Le test d’influence de la source carbonée sur la croissance mycélienne d’Alternaria

dauci a montré que le champignon se développe sur les quatre substrats et que la croissance

est presque la même, avec une légère préférence pour le saccharose.

3.2 L’influence de la source azotée sur la croissance mycélienne d’Alternaria dauci a montré

que la croissance mycélienne de nos souches isolées est presque identique sur le milieu

Gzapeck avec comme sources d’azotes le nitrate de sodium (NaNO3) et le nitrate de

potassium, ce qui correspond à la bibliographie dont les meilleurs aliments décris pour les

champignons sont constitués par l’azote nitrique et certaines substances azotées organiques

(Joly, 1964).

3.3 Influence de la température : La croissance mycélienne est nulle à 37°C et 45°C et

faible à 4°C, de couleur blanche, ce qui indique la perte de sporulation. La croissance est

bonne entre 22°C et 28°C pour toutes les souches avec un diamètre qui atteint jusqu'à 6.78cm,

-68-

Discussions

ceci se rapproche de la bibliographie qui fixe la température optimale à la croissance des

Alternaria à 30°C (koeing, 1995).

3.4 Influence du pH du milieu : On remarque qu’à pH=4 la croissance mycélienne est nulle

après 3 jours d’incubation, et après 7 jours on a eu une croissance faible pour la P2 et 10631.

Pour pH=6 on remarque une bonne croissance mycélienne pour toutes les souches et elle est

faible pour pH=8.

3.5 Influence de la lumière : La croissance mycélienne est bonne dans les 3 conditions de la

lumière (lumière continue, obscurité continue, et photopériodicité) avec la même couleur des

colonies, sauf qu’elle est un peu claire dans l’obscurité continue.

4. L’étude du pouvoir pathogène : a révèle que notre souche (WAL1) est moins virulente

par rapport à la souche P2 et elle a la même échèle que la soucheB4 (même résultat pour les

trois variétés de la carotte, presto, boléro et texto), avec une échelle qui est 5 pour la P2, 3

pour la B4 et 3 pour la WAL1ce qui confirme la virulence de notre souches vis-à-vis de la

carotte.

5. L’étude du polymorphisme isoenzymatique, par la révélation des estérases, des

phosphatases acides, des peroxydases ainsi que les catalases de nos souches d’Alternaria

dauci, nous a montré une similarité des profils électrophorétiques entre ces derniers pour

chaque système révélé.

A la lumière des résultats obtenus dans l’étude morphologique, microscopique et

physiologique (citées précédemment), nous avons lancé nos essais de lutte chimique contre

Alternaria dauci où on a utilisé deux substances chimiques qui sont synthétisé au sein du

laboratoire de synthèse organique et appliqué université d’Oran Es-senia et on a eu les

résultats suivants :

Dans le cas des deux substances, les résultats montre qu’en augmentant la concentration on a une

augmentation du taux d’inhibition, qui est supérieur à 50% pour la majorité des souches à la

concentration 500ppm et qui peut atteindre jusqu'à presque 80% pour certaines souches. Pour la

souche WAL1 elle est inhibé à 66% pour substance A et à 60% pour la substance B.

-69-

Conclusion et Perspectives

Conclusion et perspective

Alternaria dauci, agent de la brûlure foliaire peut détruire jusqu’à 99% du feuillage de la

plante entraînant une diminution du rendement pouvant atteindre 78% (Ben-Noon et al.,

2001).

Alternaria dauci est un véritable fléau pour les cultures. Il est indéniable que ces dégâts se

répercutent au niveau économique. L’approfondissement des connaissances sur Alternaria

dauci est un enjeu majeur de la recherche dans le but d’apporter des solutions de lutte contre

cette maladie que pourront utiliser les producteurs.

Les diverses expériences menées durant cette thèse ont permis de compléter l’analyse de la

diversité phénotypique des isolats de notre collection de souches, celles-ci sont réalisées à

différents stades du développement du champignon :

- Nous avons obtenu une meilleur croissance mycélienne et germination conidial sur

milieu de culture PSA, le mycélium est rampant de couleur vert olive allant jusqu’au

noir, les conidies sont cloisonnées avec un long appendice.

- L’étude des facteurs physico-chimiques nous a montré que la température optimale

pour la croissance de nos souches est comprise entre 22°C et 28°C, la croissance est

optimale à pH 6. Pour la source de carbone où nous avons eux une croissance

semblable dans les quartes sources de carbone utilisées. La meilleure source d’azote

pour la croissance de nos souches est le nitrate de sodium (NaNO3) et pour la lumière

on a la même croissance dans les trois temps d’exposition à la lumière.

- L’agressivité différentielle a été estimés sur trois variétés de carotte avec trois souches

(P2, B4 et WAL1), nos souches se sont montrés virulente vis-à-vis de ces variétés

avec un degré qui diffère d’une variété à l’autre et d’une souche à l’autre.

- L’étude du polymorphisme isoenzymatique, par la révélation des estérases, des

phosphatases acides, des peroxydases ainsi que les catalases de nos isolats

d’Alternaria dauci, nous a montré une similarité des profils électrophorétiques entre

les souches pour chaque système révélé.

- En ce qui concerne l’activité des deux substances chimiques sur la croissance

mycélienne de nos souches, les résultats obtenue montrent que ces substances ont un

effet croissant en augmentant les concentrations où on a l’augmentation du taux

d’inhibition, à [500] ppm on a un taux d’inhibition de 50% est plus, la souche WAL1

est inhibé à 66% par la substance A et 60% par la substance B.

-71-

Conclusion et perspective

En perspectives pour approfondir et compléter cette étude il serait intéresse de réaliser:

Une étude de l’efficacité des substances chimiques sur la sporulation du champignon.

Passer à l’étape in vivo pour voir leur effet sur la plante et voir s’il agit de manière

néfaste sur la plante et s’il a le même effet sur le champignon que le test in vitro.

Utiliser des techniques de biologie moléculaire qui nous permetent de détecté le

champignon dans les semences avant de les utilisées.

Faire appel à la génétique pour nous permettre de rechercher des variétés de carotte

résistantes à ce type de champignon.

La quantification des paramètres étudiés dans notre thèse en utilisant des outils

moléculaires permettant d’apprécier le degré de colonisation des tissus végétaux

infectés.

-72-

Références Bibliographiques


1. Agrios, G. N. (1997). Plant pathology. 4ème

édition. Academic Press, USA. 635 pp.

2. Ainsworth, b et Hawksworth, D.L. (1961). A dictionary of the fungy. Ed.

hawksworth.c.a.b. 747p.

3. Andersen, B. (2001). Chemical and morphological segregation of Alternaria tenuis, A.

gaisen and A. longipes. Mycological Research 105 :291-299.

4. Baaziz, M., 2000. Date palm culture in the Maghreb countries. Constraints and scientific

researches. Date palm International Symposium. Windhoek, Namibia, 22-25

5. Bacon, R. (2002).gestion de la résistance aux fongicides. Agriculture et agroalimentaire

Canada

6. Barash, I., Mor, H., Netzer, D., Kashman, Y. (1981). Production of zinniol by Alternaria

dauci and its phytotoxic effet on carrot. Physiological Plant Pathology. 19 : 7-16.

7. Bart, P. et Thomma, H.J. (1993). Alternaria sp. From general saprophyte te specific

parasite. Molecukar plant pathology (4), 225-236.

8. Ben-noon, E., Shtienberg, D., Shelvin, E., Vintal, H., Dinoor, A. (2001). Optimization of

chemical suppression of Alternaria dauci, the causal agent of Alternaria leaf blight in

carrots. Plant Disease. 85 : 1149-1156.

9. Berto, P., Belingheri, L., Dehorter, B. (1997). Production and purification of a novel

extracellular lipase from Alternaria brassicicola. Biotechnology Letters. 19 (6) : 533-536.

10. Berto, P., Commenil, P., Belingheri, L., Dehorter, B. (1999). Occurrence of a lipase in

spores of Alternaria brassicicola with a crucial role in the infection of cauliflower

leaves. FEMS Microbiology Letters. 180 : 183-189.

11. Blaise, K., Couture, L., Dostaler, D., et Berner, L., (2001). Variabilité phénétique du

Colletotrichum graminicola du sorgho. Can.J.Plant Pathol. 23.

12. Blancard, D. (1988). Maladies de la tomate : Observer, identifier et lutter. Ed. INRA,

Paris. P : 119, 125, 131, 164-165.

13. Boedo, C. (2006). Caractérisation des étapes précoces de la brûlure foliaire due à

Alternaria dauci, chez une variété de carotte sensible et une variété tolérante à la maladie

mémoire de Master.

14. Braffio, C.A., Kivrak, E. et Heller, W.E., (2004). Vulgarisation en cultures maraîchères,

Mise en évidence de champignon du genre Alternaria résistants à l’iprodione utilisé pour

la désinfection des semences de carottes. Le Marîcher.

15. Carillo, L. (2002). Los hongos de los Alimentos y forrajes :Alternaria.

-74-

http://bbplaboratory.ifrance.com/Maghreb.html


16. Champion, R. (1997). Identifier les champignons transmis par les semences. Editions

INRA, Paris. 391 pp.

17. Chou, H.H et Wu, W.S. (2002). Phylogenetic analysis of internal transcriber spacer

regions of the genus Alternaria and the significance of filament-beaked conidia.

106 :164-169.

18. Cotty, P.J. et Misaghi, I. J. (1984). Zinniol production by Alternaria species.

Phytopathology. 74 : 785-788.

19. Cramer. R. A. et Lawrence, C. B. (2003). Identification of Alternaria brassicicola genes

expressed in planta during pathogenesis of Arabidopsis thaliana. Fungal Genetics and

Biology. 41 : 115-128.

20. Deyson, G et Delcourt, A. (1980). Cryptogamie (mycologie) générale et appliqué. Ed.

Sedes et C.D.U.

21. Diallo, B., et Diouf, A., (2000). Etude de l’activité analgésique du Pilostigma reticulatum

(Nguiguis). Odontostomatologie tropicale 92.

22. Dugdale, L. J., Mortimer, A. M., Isaact, S., Collin, H. A. (2000). Disease response of

carrot and carrot somaclones to Alternaria dauci. Plant Pathology. 49 : 57-67.

23. Erwin, C.D. (1977). Control of vascular pathogens. Antifungal compounds vol. 1, M.R.

Siegel et H.D. Sister, Ed. Marcel Dekker inc., New york, 163-2230.

24. Fan, X., Mattheis, J. P., Roberts, R. G. (2000). Biosynthesis of phytoalexin in carrot root

requires ethylene action. Physiologia plantarum. 110: 450-454.

25. Farrar, J. J., Pryor, B. M., Davis, R. M. (2004). Alternaria diseases of carrot. Plant

Disease. 88: 776-784.

26. Grillot, A. (1981). Protection des végétaux. Cour semestre 4, tome1, 95p.

27. Groves, J.W.and Skolko, A.J.(1944).Notes on seed-bome fungi ;II.Alternaria.Can. j.

bot.221, 219-234.

28. Guignard, J.L. (2001):Systématique moléculaire, Ed :Masson, Paris.

29. Guiraud, H et Glazy, P. (1980). L’analyse microbiologie dans l’industrie

alimentaire.Collection Génie Alimentaire.Ed. Usine nouvelle.Paris.P :43-53.

30. Hatta, R., Ito, K., hosaki, Y., Tanaka, T., Tanaka, A., Yamamoto, M., Akimitsu, K. et

Tsuge, T. (2002). A conditionally dispensable chromosome controls host-specific

pathogenicity in the fungal pathogen Alternaria alternata. Genetics. 161 : 59-70.

-75-


31. Hatzipapas, P., Kalosaka, K., Dara, A. and Christias, C. (2002). Spore germination and

appressorium formation in the entomophagic Alternaria alternata. Mycologycal

Research. 106 : 1349-1359.

32. Henni, J..E. (1998). Morphologie, pouvoir pathogène et diversité génétique chez

Fusarium oxysporium f.sp.lycopersici.172p.

33. Henni. J.E. (1987). Evaluation de l’efficacité de certains champignons antagonistes vis-à-

vis de Verticillium dahliae. Crypt. Mycol. P :8,203-207.

34. Henri, L., Alponse, M et jose, D. (1995). Cours de microbiologie générale. P7, 8,91-100,

163-167.

35. Isshiki,A.,Akimitsu, K., Yamamoto, M. et Yamamoto, H. (2001). Endopolygalacturonase

is essential for Citrus Black Rot caused by Alternaria citri but not Brown Spot caused by

Alternaria alternata. The American Phytopathological Society. 14 : 749-757.

36. Jacquet, M., (1979): Journée française d’étude et d’information .Acta. ENGPC.les

maladies des plantes. 745 p.

37. Johnson, L. J., Johnson, R. D., Akamatsu, H., Salamiah, A., Otani, H., Kohmoto, K. et

Kodama, M. (2001). Spontaneous loss of a conditionally dispensable chromosome from

Alternaria alternata apple pathotype leads to loss of toxin production and pathogenicity.

Currents of Genetics. 40 : 65-72.

38. Joly, P. (1964). Le genre Alternaria. Ed.P . le chevalier. Paris. P : 7, 8, 91-100, 163-167.

39. Koeing, H.(1995).Guide de mycologie médicale.Ellipdes.P :13, 171, 172.

40. Konstantinova, P. (2002). Development of secific primers for detection and identification

of Alternaria sp in carrot material by PCR and comparaison with blotter and plating

assays. Mycological research. 106 : 23-33.

41. Kurosaki, F. (1996). Partial purification and characterization of 6-hydroxymellein-O-

methyltransferase from elicitor treated carrot cells. Phytochemistry. 4 : 1023-1027.

42. Laemmli, U.K. (1970): Cleavage of structural proteins during the assembly of

bacteriophage T4. Nature 227: 680-685.

43. Langenberg, W. J., Sutton, J. C. et Gillespie, T. J. (1977). Relation of weather variables

and periodicities of airborne spores of Alternaria dauci. Phytopathology. 67: 879-883.

44. Leach, R. (1939).Biologie control and ecology of Amillaria mella (Vah1) Fr.

Trans.br.Myc. Soc. 23, 320-329.

45. Marinelli, F., Zanelli, U., Nutironchi, V. (1996). Toxicity of 6-methoxymellein and 6-

hydroxymellein to the producing carrot cells. Phytochemistry. 3 : 641-643.

-76-


46. Markert, C.L., Moller, F., (1959). Proc. Nat. Acad. Sci. USA 45:753-63.

47. Mcroberts, N. et Lennard, J. H. K. (1996). Pathogen behaviour and plant cell reactions in

interactions between Alternaria species and leaves of host and nonhost plants. Plant

Pathology. 45: 742-752.

48. Mecier, J., Roussel, D., Charles, M. T., Arul, J. (2000). Systemic and local responses

associated with UV and pathogen induced resistance to Botryits cinerea in stored carrot.

Phytopathology. 90: 981-986.

49. Messiaen, C.M. (1981).Les variétés résistantes : Méthode de lutte contre les maladies de

la plante maraichère. Paris.

50. Messiaen, C.M., Blancard, D., Rouxel, F., Laform.R. (1991).Les maladies des plantes

maraichéres, 3éme Edition, I.N.R.A.,Paris.

51. Montillet, J-L. (1986). Dosage radioimmunologique du zinniol : application à l’étude de

cette toxine dans l’alternariose de la carotte. Thèse de doctorat, Université de Toulouse.

73 pp.

52. Moreau, C., (1968) : Moisissures toxiques dans l’alimentation. Encyclopédie

mycologique t.xxxv.p : 10-37.

53. Moss, D.W., (1984). Acid phosphatases. In Methods of enzymatic analysis. Volume IV.

Enzymes 2: esterases, glycosidases, lyases, ligase (Bergmeyer J ed) Verlag Chemie,

Weinheim, 92-106.

54. Nechev, G. (1989). Cours de phyopathologie.Netzer, D., Kenneth, R. G. (1969).

Persistance and transmission of Alternaria dauci (Kuhn) Groves & Skolko in the semi-

arid conditions of Israel. Annual Applied of Biology. 63 : 289-294.

55. Neergaard, P. (1945). Danish Species of Alternaria and stremphylium. London, UK :

Oxford University Press.

56. Nees, V.E. (1817).System der pilze and Schwamme.234p.In Joly.(1964).

57. Netzer, D.,Kenneth,R. G.(1969). Persistance and transmission of Alternaria dauci (Kuhn)

Groves & Skolko in the semi-arid conditions of Israel. Annual Applied of Biology. 63:

289-294.

58. Otani, H., Kohnobe, A., Kodama, M. and Kohmoto, K. (1998b). Production of a host-

specific toxin by germinating spores of Alternaria brassicicola. Physiological and

Molecular Plant Pathology. 52 : 285-295.

59. Otani, H., Kohnobe, A., Kodama, M. et Kohmoto, K. (1998a). Involvement of host

factors in the production of a protein host-specific toxin produced by Alternaria

brassicicola. Molecular Genetics of Host Specific Toxins in Plant Disease. 13: 63-69.

-77-


60. Owens,L.D., Cilbert, R.C., Griebel, C.E et Menzies, J.D. (1969). Sooty molde infecting

citrus in chile : Identification of plant volatiles that stimulate microbes respiration an

growth in soil. Phytopathology 59, 1468-1472.

61. Pawelec A., Dubourg C. et Briard M. (2006). Evaluation of carrot resistance to Alternaria

leaf blight in controlled environments. Plant Pathology. 55 : 68-72.

62. Pawelec, A. (2005). Caractérisation des déterminants génétiques et moléculaires de la

résistance à Alternaria dauci chez la carotte. Thèse de doctorat, Université d’Angers. 98

pp.

63. Peron, J-Y, (2006).Production légumières. Edition Lavoisier, 2eme

edition. Page 198-205.

64. Philouzr, J et Laterrot, H. (1992). La tomate amélioration des espéces végétales cultivés :

Objevtifs et critéres de seléction. Ovrage collectifs coordpnées par : Gallais, A et

bannterot, H. Ed .INRA. paris : 379-391.

65. Pryor, B. M., Strandberg, J. O., Davis, R. M., Nunez, J. J., Gilbertson, R. L. (2002).

Survival and persistence of Alternaria dauci in carrot cropping systems. Plant Disease.

86: 1115-1122.

66. Punja, Z. K. (2005). Transgenic carrots expressing a thaumatin-like protein display

enhanced resistance to several fungal pathogens. Canadian Journal of Plant Pathology.

27: 291-296.

67. Qacif, N., Bendiab, K. et Baaziz, M., (2006). Enzymologie et métabolisme. Aspects

qualitatif des peroxydases du palmier dattier (Phoenix dactylifera L.) étudiés chez des

pieds mâles et femelles. Deuxième Congrés Internationalde Biochimie. Agadir, Maroc. 9-

12.

68. Regnault, J.P., (1990) : Microbiologie générale .Ed, Vigot, Paris et Décarie, Montréal,

844p.

69. Rioux,S., Voldeng, S.F. (1999). Des plantes résistantes aux maladies : mythe ou réalité ?.

Cerom n°99.01.

70. Robert, R.G. (2002). Fragment pattern analysis and morphological segregation of small-

spored Alternaria species and species group. Mycological Research. 104 :151-160.

71. Rose, A.H. (1978). Responses to the chemical environnement. Academic Press.Londes

72. Rotem, J. (1994).The Genus Alternaria: Biology, Epidemiology and pathogenicity. St

Paul, MN, USA: APS press.

73. Rucci, T. (1986). Study of pathogenicity of causal agents wilt in tomate. Bulletin ;

Shkenkave Bujqesore, 25(2) : 91-97.

-78-


74. Sandrock, R. W. et vanetten, H. D. (1998). Fungal sensitivity to and enzymatic

degradation of the phytoanticipin alpha-tomatine. Phytopathology. 88 : 137-143.

75. Sellam, A., Poupard, P. et Simoneau, P. (2005). Physiological and molecular responses of

Alternaria brassicicola to exposure to host plant antimicrobial compounds. The 23th

Fungal Genetics. USA Californie. Fungal Genetics Newletters. 52.

76. Simmons E. G. (1967). Typification of Alternaria, Stemphylium and Ulocladium.

Mycologia. 59: 67-92

77. Simmons E. G. (1986). Alternaria themes and variations (22-26). Mycotaxon 25: 287-309

78. Simmons E. G. (1992). Alternaria taxonomy : current status, viewpoint ; challenge. In

Alternaria biology, Plant Diseases and Metbolites, EDS. J. Chekkovsci and A. Visconti.

Elsevier Science Publishers, Amsterdam. 135 p.

79. Simmons, E. G. (1995). Alternaria themes and variations. Mycotaxon. 55: 55-163.

80. Simon, P. W. et Strandberg, J. O. (1998). Diallel analysis of resistance in carrot to

Alternaria leaf blight. Journal of American Society of Horticultural. 123: 412-415.

81. Soteros, J. J. (1979). Pathogenicity and control of Alternaria radicina and A. dauci in

carrots. New Zealand Journal of Agricultural Research. 22 : 191-196.

82. Soylu, S., Kurt, S., Soylu, E. M. et Tok, F. M. (2005). First report of Alternaria leaf

blight caused by Alternaria dauci on carrot in Tukey. Plant pathology. 54 : 252.

83. Stranberg, J. O. (1977). Spore production and dispersal of Alternaria dauci.

Phytopathology. 67: 1262-1266.

84. Strandberg, J. O. (1983). Infection and colonization of inflorescences and mericarps of

carrot by Alternaria dauci. Plant Disease. 67 : 1351-1353.

85. Strandberg, J. O. (1987). Isolation, storage and inoculum production methods for

Alternaria dauci. Phytopathology. 77: 1008-1012.

86. Takaichi, M., oeda, K. (2000). Transgenic carrots with enhanced resistance against two

major pathogens, Erysiphe heraclei and Alternaria dauci. Plant Science. 153 : 135-144.

87. Thomma, B. P. H. J. (2004). Alternaria spp. : from general saprophyte to specific

parasite. Molecular Plant Pathology. 4 : 225-236.

88. Thuleau, P., Graziana, A., Rossignol, M., Kauss, H., Auriol, P., Ranjeva, R. (1998).

Binding of the phytotoxin zinniol stimulates the entry of calcium into plant protoplasts.

Proceedings of the National Academy of Science of the USA. 85: 5932-5935.

-79-


89. Trail, F. et Köller, W. (1993). Diversity of cutinases from plant pathogenic fungi:

purification and characterization of two cutinases from Alternaria brassicicola.

Physiological and Molecular Plant Pathology. 42 : 205-220.

90. Trottin-Caudal, Y et Millot, P. (1993). Lutte intégrée contre les ravageurs sur tomate sous

abri. Situation et perspectives. Infos-ctifl. n°96.33.

91. Viennot, B. (1949). Les champignons parasites des plantes cultivés. Ed. Masson. et Cie,

Paris.

92. Walter, J.C. (1971). Fusarium wilts of tomato. Ann. Phyt. Soc. St Paul, Minnesta monog.

n°6.

93. Walton, J. (1996). Host-selective toxins: agents of compatibility. The Plant Cell. 8: 1723-

1733.

94. Yao, C. et Köller, W. (1995). Diversity of cutinases from plant pathogenic fungi :

different cutinases are expressed during saprophytic and pathogenic stages of Alternaria

brassicicola. Physiological and Molecular Plant Pathology. 8 : 122-130.

-80-

Annexes

Annexes

Annexe I : Composition des milieux de culture

- Tous les milieux de culture sont stérilisés à l’autoclave à 120 °C pendant 20 minutes sous

une pression de 1 bar.

* Milieu PSA (g/ l) : (pomme de terre saccharose agar) d’après Larpent et Gourand, 1985.

Pomme de terre …………………….. 200 g

Saccharose …………………….. 20 g

Agar agar …………………….. 20 g

Eau Distillée q.s.p. …………………….. 1000 ml

- La pomme de terre est épluchée, coupée en petits dés puis cuite dans un litre d’eau distillée.

Après cuisson, le filtrat est récupéré, ajusté à 1000 ml puis ajuster le pH à 5,5.

* Milieu Czapek (g/ l): d’après Loquin1984.

Saccharose …………………….. 30 g

KH2PO4 …………………….. 1 g

KCl …………………….. 0,5 g

Na2No3 …………………….. 2 g

MgSO4 7H2O …………………….. 0,5 g

FeSO4 …………………….. 0,1 g

Agar agar …………………….. 20 g


pH = 5,6

* Milieu Mathur (g/ l):

Extrait de levure …………………….. 0,5 g

KH2PO4 …………………….. 2,72 g

Peptone …………………….. 1,5 g

MgSO4 7H2O …………………….. 1,23 g

Glucose …………………….. 2,8 g

Agar agar …………………….. 20 g


pH = 5,6

-82-

Annexes

* Milieu Malth agar : d’après Koenig 1995.

Extrait de Malth …………………….. 20 g

Glucose …………………….. 20 g

Peptone …………………….. 1 g

MgSO4 7H2O …………………….. 1,23 g

Glucose …………………….. 2,8 g

Agar …………………….. 20 g


pH = 5,6

* Gélose 2 % :

Agar agar …………………….. 20 g


Les sources de carbone utilisé :

Sucres : Formules :

Glucose C6H12O6

Saccharose C12H22O11

Fructose C6H12O6

Lactose C12H22O11

Les sources d’azote utilisé :

Sources d’azote : Formules :

Nitrate de sodium NaNO3

Nitrate de potassium KNO3

Sulfate d’ammonium NH4SO4

-83-

Annexes

Annexe II : Composition des solutions d’électrophorèse

Composition des gels de polyacrylamide.

Solutions

Gel de séparation

10%

Gel de concentration

5%

Solution d’acrylamide 30%

Solution de bis-acrylamide 1%

Tampon de séparation pH = 8,8

Tampon de concentration pH = 6,8

Solution SDS 10% (pour le système SDS-

PAGE)

Eau distillée

Temed

Persulfate d’Ammonium 10%

5 ml

5 ml

1,95 ml

/

0,15 ml

4,1 ml

50 µl

100 µl

2,5 ml

3,9 ml

/

3,75 ml

0,15 ml

4,65 ml

50 µl

100 µl

* Tampon de charge (PAGE) :

Glycérol …………………….. 5 g

Bleu de bromophénol 1% …………………….. 1 g


Le tampon est réparti à raison de 0,5 ml par tube à hémolyse avant d’être conservé au

congélateur jusqu’au moment de l’emploi.

Solution d’acrylamide : 30 % :

Acrylamide …………………. 30g

Eau distillée ………………… 1000ml

-84-

Annexes

Solution de bis –acrylamide 1% :

bis –acrylamide………………. 1g

Eau distillée ………………… 1000ml

* Tampon de migration :

(Tris : 0,25 M ; Glycine : 1,92 M ; SDS : 0,1 % ; pH=8,3)

Tris …………………….. 3,03 g

Glycine …………………….. 14,4 g

SDS (pour le système SDS-PAGE) …………………….. 1 g


Le tampon est conservé au réfrigérateur.

* Tampon de séparation (Tris-HCl : 1,5 M ; pH = 8,8) :

Tris …………………….. 36,3 g


Le pH est ajusté avec environ 24 ml d’HCl 1N, puis complété à 200 ml avec de l’eau

distillée. Après filtration la solution est conservée à 4°C.

* Tampon de concentration (Tris-HCl : 0,5 M ; pH = 6,8) :

Tris …………………….. 3 g


Le pH est ajusté avec environ 24 ml d’HCl 1N, puis complété à 200 ml avec de l’eau

distillée. Après filtration la solution est conservée à 4°C.

-85-

Annexes

Les mélanges réactionnels pour les révélations enzymatiques.

NB : Les chiffres écrits en gras entre parenthèses (1 à 6) renvoient à la liste des solutions de

révélation en Annexe.

Enzyme

Mélange réactionnel

Estérases Scandalios (1969)

Un ester carboxylique + H2O

Est un alcool + un anion

acide carboxylique

Fast Blue RR 40 mg

Tampon Phosphate (0,1 M; pH = 7,1) (1) 50 ml

Bien dissoudre, Ajouter:

β-Naphtyl Acétate 2% (0,02g dans 1 ml Acétone) 2

ml

α-Naphtyl Acétate 2% (0,02g dans 1 ml Acétone) 2

ml

Rincer et Fixer.

Phosphatase Acide (PAC)

Pai, Endo et Oka (1975)

α-Naphtyl Phosphate

PAC α-Naphtol Acétate

α-Naphtyl Acide Phosphate 50 mg

Fast Garnet GBC 50 mg

Tampon Acétate (0,05 M; pH = 5) (2) 50 ml

Incuber 3 heures à 40° C, Rincer et Fixer.

Peroxydase

Shaw et Prasad

Pox

2 H2O2 2 H2O2 + O2

3 Amino, 9 Ethyl Carbazole 40 mg

Diméthyl formamide 5 ml

Tampon Acétate (0,05 M ; pH = 5) 92,5 ml

Solution de Ca Cl2 (0,1 M) (3) 2 ml

Solution de H2O2 à 30% 30 µl

Incuber 30 à 60 minutes, Rincer et Fixer.

Catalase

Brewer (1970)

Cat

2 H2O2 2 H2O2 O2

H2O2 I-

I2

Solution Thiosulfate (0,06 M) (4) 30 ml

Solution H2O2 à 1% (5) 70 ml

Mélanger les deux solutions puis les verser sur le gel

et attendre 2 minutes.

Ajouter la solution IK (0,09 M) (6)

Photographier immédiatement.

-86-

Annexes

* Tampon Na-phosphate 0,1 M – pH = 7,1 (1) :

Solution A : KH2PO4, H2O …………… 2,76 g dans 100 ml H2O

Solution B : Na2HPO4, 2 H2O …………… 7,12 g dans 100 ml H2O

Ajuster le pH de la solution A à 7,1 avec la solution B.

* Tampon Acétate 0,05 M – pH = 5 (2) :

Acétate de Sodium, 3H2O …………………….. 3,4 g


Ajuster à pH = 5 avec HCl 1N, Compléter à 500 ml avec H2O.

* Solution CaCl2 0,1 M (3) :

CaCl2 …………………….. 1,1 g


* Solution thiosulfate de Na 0,06 M (4) :

thiosulfate de Na …………………….. 0.075 g


*H2O2 (5): H2O2 …………………….. 3.3 ml

H2O …………………….. 100 ml

* Solution IK 0,09 M (6) :

IK …………………….. 0.15 g


-87-

Annexes

Annexe III : Calculs des diamètres

I/ Etude morphologique des souches d’Alternaria dauci :

1/ Diamètre quotidien des souches d’Alternaria dauci sur différents milieux : après 03jours

d’incubation

3° Jour PDA Malt Czapek Mathur

B7 2,1 1,15 1,68 1,67

CBS2 2,25 1,32 1,75 1,9

ALL 2,5 1,2 1,8 1,5

10631 3,1 2 2,6 2,55

WAL1 2,58 1,88 1,83 1,3

C5356-3 2,48 1,65 2,3 1,48

C5356-7 2 1,5 1,8 1,5

P2 3,43 2,63 2,15 2,6

CBS1 2,5 1,6 2,3 2,34

B4 2,42 1,4 1,7 1,85

1I/ Diamètre quotidien des souches d’Alternaria dauci sur différents milieux : après 07jours

d’incubation

7° Jour PDA Malt Czapeck Mathur

B7 5,25 1,95 4,6 3,68

CBS2 5,95 2,68 3,92 4,55

ALL 5,5 2,2 4,7 3,1

10631 7,33 4,77 6,1 5,83

WAL 5,23 2,85 3,23 3

C5356-3 5,8 3,03 4,48 2,93

C5356-7 5,5 3 3,5 3,4

P2 7,1 6,13 3,93 5,9

CBS1 5 5,43 3,9 5,05

B4 6,2 2,73 4,28 4,48

I1I/ Diamètre quotidien des souches d’Alternaria dauci sur différents milieux : après

14jours d’incubation

14° Jour PDA Malt Czapeck Mathur

B7 8 4,48 7,6 7,13

CBS2 8,5 5,37 7,47 7,25

ALL 7,5 4,1 7,8 6,3

10631 8,5 7,8 8,35 7,68

WAL 8,08 4,2 5,63 5,93

C5356-3 8,5 4,2 5,98 5,23

C5356-7 8,3 5 6 6,5

P2 8,5 8,5 6,68 8,5

CBS1 8,5 8,5 6,3 8,5

B4 8,5 5,2 7,58 7,13

-88-

Annexes

II. Etude des caractères physico-chimiques des souches d’Alternaria dauci :

1/a. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources de carbone : après

03jours

3° Jour Glucose Saccharose Lactose Fructose

B7 2,53 1,23 2,45 2,4

CBS2 2,45 2,48 2,62 2,45

ALL 2,45 2,22 2,25 2,33

10631 2,97 3,1 3,08 2,9

WAL1 2,8 2,43 2,13 1,73

C5356-3 2,15 2,6 1,8 1,75

C5356-7 2,2 1,8 2 1,9

P2 3,18 3,35 2,65 2,73

CBS1 2,6 2,7 2,6 2,6

B4 2,6 2,65 2,78 2,65

1/b. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources de carbone : après

07jours


B7 4,53 3,08 4,52 4,82

CBS2 5,62 4,77 5,48 4,8

ALL 4,65 4,05 4,88 4,47

10631 6,8 6,88 6,67 6,72

WAL1 5,68 5,23 4,78 3,08

C5356-3 4,2 5,6 3,55 2,83

C5356-7 4,9 4,3 4,3 3,6

P2 6,78 6,95 5,78 5,5

CBS1 5,4 5,1 5,4 5

B4 5,18 5,57 5,42 5,18

1/c. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources de carbone : après

14jours


B7 6,87 6 6,85 7,3

CBS2 8,07 7,7 7,97 7,93

ALL 7,78 6,8 7,75 7,68

10631 8,5 8,5 8,5 8,5

WAL1 8,5 8,5 8 5,3

C5356-3 5,88 7,85 6,13 5

C5356-7 8 7,1 7,7 7

P2 8,5 8,5 8,5 8,5

CBS1 8 7,6 7,9 7,8

B4 7,93 8,5 7,78 7,93

-89-

Annexes

2/a. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources d’azote: après

03jours

3° Jour NaNO3 KNO3 NH4SO4

B7 2,3 2,23 1,12

CBS2 2,63 2,7 1,23

ALL 2,32 2,37 1

10631 2,58 2,53 1,15

WAL1 1,2 1,23 1,08

C5356-3 1,65 1,8 1,03

C5356-7 1,6 1,5 0,9

P2 2,05 1,95 1,18

CBS1 1,9 1,9 1

B4 2,52 2,62 1,08

2/b. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources d’azote: après

07jours


B7 4,45 4,53 1,35

CBS2 4,45 4,3 1,57

ALL 4,87 4,87 1,45

10631 6 5,82 1,53

WAL1 2 2,33 1,28

C5356-3 3,38 4 1,5

C5356-7 2,9 2,6 1,3

P2 4,4 3,95 1,88

CBS1 3,9 4,3 1,1

B4 5,3 5,35 1,43

2/c. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes sources d’azote: après

14jours


B7 7,33 7,68 2,23

CBS2 7,43 7,48 2,23

ALL 8 7,53 2,25

10631 8,5 8,5 2,27

WAL1 4,5 4,7 1,48

C5356-3 5,45 5,7 1,73

C5356-7 5,4 5,3 1,7

P2 6,48 6,38 2

CBS1 7,3 6,8 1,5

B4 8,18 7,93 1,97

-90-

Annexes

3/a. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes températures: après 03jours

3° Jour 4°C 28°C 37°C 45°C

B7 0,75 2,3 0 0

CBS2 0,65 2,13 0 0

ALL 0,7 2,5 0 0

10631 0,75 3 0 0

WAL1 0,65 2,58 0 0

C5356-3 0,85 2,28 0 0

C5356-7 0,8 2,1 0 0

P2 0,7 3,13 0 0

CBS1 0,7 2 0 0

B4 0,8 2,5 0 0

3/b. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes températures: après 07jours

7° Jour 4°C 28°C 37°C 45°C

B7 1,53 5,5 0 0

CBS2 1,5 5,23 0 0

ALL 1,4 6,2 0 0

10631 2 6,78 0 0

WAL1 1,48 6,15 0 0

C5356-3 1,78 4,4 0 0

C5356-7 1,8 4,3 0 0

P2 2,4 6,53 0 0

CBS1 1,5 4 0 0

B4 1,45 5 0 0

3/c. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes températures: après 14jours

14° Jour 4°C 28°C 37°C 45°C

8,5 2,68 8,25 0 0

CBS2 2,2 8,5 0 0

ALL 2 8,5 0 0

10631 4,4 8,5 0 0

WAL1 3,3 8 0 0

C5356-3 2,8 8,5 0 0

C5356-7 2,9 7,3 0 0

P2 3,3 8,5 0 0

CBS1 3,38 7,58 0 0

B4 2,5 8,1 0 0

-91-

Annexes

4/a. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différent pH: après 03jours

3° Jour pH04 pH06 pH08

B7 0 2,4 2,1

CBS2 0 2,08 2,08

ALL 0 2,7 1,9

10631 0 2,03 2,03

WAL1 0 3,03 1,08

C5356-3 0 2,83 1,1

C5356-7 0 2 1,3

P2 0 3,35 1,13

CBS1 0 2,88 2

B4 0 3 1,78

4/b. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différent pH: après 07jours


B7 0 5,4 3,7

CBS2 0 5,65 4,08

ALL 0 5,4 3,9

10631 0 6,2 4,5

WAL1 0 6 2,55

C5356-3 0 6,08 2,08

C5356-7 0 5,5 3,1

P2 1,95 6,85 2,1

CBS1 0 5,95 4,38

B4 0 6,25 3,5

4/c. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différent pH: après 14jours


B7 0 8 5,6

CBS2 0 8,5 7

ALL 0 7,3 6,1

10631 6 8,5 8

WAL1 2,45 8,5 4,75

C5356-3 1,8 8 4

C5356-7 0 8,3 5,8

P2 3,2 8,5 5

CBS1 0 8,5 7

B4 1,5 7,3 7,2

-92-

Annexes

5/a. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes lumières: après 03jours

3° Jour L continue O continue photopériode

B7 2,4 2,4 2,1

CBS2 2,63 2,73 2,25

ALL 2,8 2,2 2,5

10631 3,75 2,98 3,1

WAL1 2,73 2,28 2,58

C5356-3 2,9 2,5 2,48

C5356-7 2,4 1,9 2

P2 3,98 3,1 3,43

CBS1 3,5 2,5 2,5

B4 3,05 2,58 2,42

5/b. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes lumières: après 07jours


B7 5 5,3 5,25

CBS2 5,13 5,15 5,95

ALL 5,5 4,3 5,5

10631 8,25 7,03 7,33

WAL1 5,75 4,88 5,23

C5356-3 5,73 5,3 5,8

C5356-7 6,1 5,5 5,5

P2 8,15 7,05 7,1

CBS1 7 5,7 5

B4 6 5,5 6,2

5/c. Diamètre des souches d’Alternaria dauci avec les différentes lumières: après 14jours


B7 7,6 7,5 8

CBS2 8 7,78 8,5

ALL 8,1 7,6 7,5

10631 8,5 8,5 8,5

WAL1 8,5 8 8,08

C5356-3 8,25 7,5 8,5

C5356-7 8,5 8,5 8,3

P2 8,5 8,5 8,5

CBS1 8,5 7,68 8,5

B4 8,25 7,88 8,5

-93-

Annexes

III/ Lutte chimique contre Alternaria dauci :

1/a. Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la substance A

Substance A [0] [50] [100] [250] [500]

P2 5,2 4,4 4,2 3,2 2,6

B4 4,8 4 3,6 3 1,8

10631 5,3 4,6 4,4 2,7 2,2

CBS1 5 4,2 3,5 2,5 1,2

B7 3,7 3,1 2,8 2,2 1,1

CBS2 4 3,1 3 2,1 1,5

ALL 2,5 2 1,6 1,3 1

C5356-3 3,7 3,5 3,2 2,5 1,3

C5356-7 3,2 3,1 2,8 2,1 1,6

WaL1 5 4,8 4,5 3,1 1,7

1/b. Taux d’inhibitions (%) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la substance A

%in [0] %in [50] %in [100] %in [250] %in [500]

P2 0 15,38 19,23 38,46 50

B4 0 16,67 25 37,5 62,5

10631 0 13,21 16,98 49,06 58,49

CBS1 0 16 30 50 76

B7 0 16,22 24,32 40,54 70,27

CBS2 0 22,5 25 47,5 62,5

ALL 0 20 36 48 60

C5356-3 0 5,405 13,51 32,43 64,86

C5356-7 0 3,125 12,5 34,38 50

WaL1 0 4 10 38 66

-94-

Annexes

2/a. Diamètre moyen (cm) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la substance B

Substance B [0] [50] [100] [250] [500]

P2 5,5 5 3,7 3 2

B4 4,5 4,2 3,2 2,2 1,7

10631 5,6 5,5 3,4 2,8 1,9

CBS1 5 4,6 4,1 2,9 1

B7 3,7 3,1 2,8 2,2 1,1

CBS2 4 3,1 3 2,1 1,1

ALL 2,4 2,2 2,3 1,6 1,2

C5356-3 3,2 2,8 2,7 1,9 1,5

C5356-7 3,6 2,9 2,3 2,2 1,7

WAL1 5 4,6 4 2,6 2

2/b. Taux d’inhibitions (%) des souches d’Alternaria dauci confronté avec la substance B

%in [0] %in [50] %in [100] %in [250] %in [500]

P2 0 9,09 32,72 45,45 63,64

B4 0 6,667 28,89 51,11 62,22

10631 0 1,786 39,29 50 66,07

CBS1 0 8 18 42 80

B7 0 16,22 24,32 40,54 70,27

CBS2 0 22,5 25 47,5 72,5

ALL 0 8,333 4,167 33,33 50

C5356-3 0 12,5 15,63 40,63 53,13

C5356-7 0 19,44 36,11 38,89 52,78

WAL1 0 8 20 48 60

-95-

ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE · Remerciements En mon nom personnel, Mes premiers remerciements...

Documents

Transcript of ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE · Remerciements En mon nom personnel, Mes premiers remerciements...