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ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUEET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUEET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUEET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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FACULTE DES SCIENCES *****************

UNITE DE FORMATION PROFESSIONNALISANTE (UFP)

Mémoire de fin d’étude en vue de l’obtention Diplôme de

Licence professionnelle ès Science

Option : AQUACULTURE

Année : 2009 – 2010 N° : 048AQ/UM/SN/UFP/10

Présente publiquement le 06 Août 2010

Par

Monsieur: DINA SAFIDINAINA Tafitasoa Jaquis Elisé

Promotion: FANANTENANA

«« EEsstt iimmaatt iioonn ddee llaa bbiioommaassssee ddee PPeennaaeeuuss mmoonnooddoonn ddaannss ddeess bbaassssiinnss ddee

ggrr oossssiisssseemmeenntt :: CCaass ddee ll ’’ AAqquuaammaass SSooaallaallaa »»

UNIVERSITE DE MAHAJANGA

Facultés des Sciences Culture de l’excellence

LE SAVOIR FAIRE AU SERVICE DE L’ECONOMIE

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Culture de l’excellence

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Mémoire de fin d’études en vue de l’obtention Diplôme de Licence professionnelle ès Sciences

Option : AQUACULTURE

Année : 2009 – 2010 N° : 048AQ/UM/SN/UFP/10

Présente publiquement le 06 Août 2010

Par :

Monsieur: DINA SAFIDINAINA Tafitasoa Jaquis Eli sé

Tel : 032 44 760 22

EEEE----mailmailmailmail : [email protected]

Les membres du JURY :

� Président : Dr RANDRIAMIARISOA � Juge : Mr RAJAONARIVELO Mamy Nirina � Rapporteur : Dr RANDRIANODIASANA Julien

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LE SAVOIR FAIRE AU SERVICE DE L’ECONOMIE

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i

A Dieu l’Eternel ! A mes parents :

RAKOTONANDRASANA Nomenjanahary et RAZANAMPARANY Céline

Voici les fruits de vos sacrifices. Merci de tout cœur, pour vos prières, vos attentions, votre amour irremplaçable

« Que la paix et la bénédiction de Dieu soient sur vous » A mes sœurs : AVOTRA et SANDRA

L’unité familiale a été un réconfort moral durant mes études, ce lien qui nous unit n’a pas de paix.

A mes cousines et cousins :

« Ma profonde reconnaissance pour tout ce que nous vécu ensemble » Mercie !

A toute ma famille :

« Merci infiniment »

ii

REMERCIEMENTREMERCIEMENTREMERCIEMENTREMERCIEMENTSSSS ::::

J’adresse mes vifs remerciements à :

Monsieur Le Professeur RABESA Zafera Antoine, Président de l’Université

de Mahajanga,

Docteur, MILADERA Johnson Christian, Doyen de la Faculté de Sciences de

l’Université de Mahajanga

Monsieur TSITOMOTRA Arsène, Coordinateur de l’Unité de Formation

Professionnalisante (UFP), Chef d’Option AGRICULTURE, Enseignant à

l’Université de Mahajanga

Docteur RANDRIANJAFY Vololomboahangy, Chef d’Option

AQUACULTURE, Enseignante à l’Université de Mahajanga

Les membres du JURY :

Président : Docteur RANDRIAMIARISOA, vous avez accepté de présider la

soutenance de ce mémoire, je vous en remercie de tout mon cœur.

Juge : Docteur RANDRIANODIASANA Julien, vous avez bien voulu accepter de

juger ce travail. Veuillez recevoir nos sincères remerciements.

Rapporteur : Docteur RANDRIANJAFY Vololomboahangy, vos conseils

judicieux m’ont beaucoup aidée lors de l’élaboration de ce mémoire Veuillez

trouver ici ma profonde gratitude.

Je dédie encore mes grands remerciements à :

� Monsieur Christophe AH-THION, Directeur Général de l’AQUAMAS

SOALALA, pour son accueil et la confiance qu’il nous a accordé des notre arrivé

dans la société.

� Monsieur Leo MINOZA, Directeur des fermes de l’AQUAMAS, qui m’a donné

des document et conseils pour la réalisation de ce devoir.

� Monsieur Rey VALIDEZ, Responsable de l’Écloserie à Ampapamena Soalala

� Monsieur Michel VERITE, Directeur de l’usine de l’AQUAMAS, qui m’a

accepté de faire une visite à l’usine, pour améliorer la connaissance théorique

iii

� Monsieur RAKOTONDRAZAVA William Alexander et Monsieur

JAOVANONA Eugène qui m’a données des informations durant ce stage.

� Tous les personnels de la société AQUAMAS.

J’adresse mes sincères remerciements à tous :

Tous nos professeurs, tous les personnels administratifs.

Tous les amis qui des près ou de loin qui m’ont aidé à réaliser ce devoir.

Mes parents et toute ma famille.

A tous et à toutes, merci beaucoup !

iv

TABLE DES MATIERES

PPAAGGEESS SSOOMM MM AAII RREE .............................................................................................................................................................................................. iivv

LISTE DES TABLEAUX .......................................................................... viii LISTE DES FIGURES ............................................................................. ix

LISTES DES SIGLES ET ABREVIATIONS ........................................... vii

LISTES DES ANNEXES ........................................................................... x

GLOSSAIRES ............................................................................................ xi

RESUME - ABSTRACT............................................................................ xii INTRODUCTION ..................................................................................... 1

Première partie : GENERALITE .............................................................. 3

1- Présentation du site ................................................................................ 3

1.1-) Historique de l’AQUAMAS ................................................. 3

1.2-) Structure et Organigramme ................................................ 3

1.3 -) Problématique...................................................................... 5

2- COMPILATION BIBLIOGRAPHIQUE : ................... ......................... 6

2.1-) Rappel de la systématique ............................................................. 6

2.2-) BIOLOGIE de P.monodon.............................................................6

2.2.1-) BIOGEOGRAPHIE DE P.monodon...................................... 6

2.2.2-) MORPHOLOGIE EXTERNE DE Penaeus monodon ..........7

2.2.3 -) ANATOMIE .......................................................................... 8

2.2.4 -) CYCLE BIOLOGIQUE DE CREVETTE............................ 9

2.2.5 -) PRINCIPALES ÉTAPES DES CYCLES BIOLOGIQUES 10

2.3 -) CONDUITE D’ÉLEVAGE DE P.monodon à l’AQUAMAS ....... 10

2.3.1-) La production larvaire ........................................................... 10

2.3.2-) Cycles de production à l’écloserie.......................................... 11

2.3.3-) Département ferme................................................................. 11

2.3.4-) Grossissement de P.monodon .................................................12

2.3.4.1-) Préparation du bassin d’élevage..................................... 12

2.3.4.2-) Ensemencement............................................................... 12

2.3.4.3-) Transfert des juvéniles.................................................... 12

2.3.4.4-) Échantillonnage et dénombrement................................. 13

v

2.3.4.5-) Facteurs qui peuvent influencer l’estimation

de biomasse ...................................................................... 13

2.3.4.6-) Conduite d’élevage.......................................................... 14

Deuxième partie : MATERIELS ET METHODES................................... 16

II .1- MATERIELS :................................................................................... 16

1- Pirogue avec flotteurs......................................................................... 16

2 - Pagaie................................................................................................. 16

3 - Porte lanceur .....................................................................................16

4 - L’épervier.......................................................................................... 16

5 - Plaque écritoire et crayon ................................................................. 17

6 - Calculatrice ....................................................................................... 17

7- Caractéristiques de l’épervier ........................................................... 17

8 - Matériel biologique ........................................................................... 17

9 - Renseignement de bassin à tester ..................................................... 17

10 - Les matériels de prélèvement des paramètres physico-chimiques18

II.2- METHODOLOGIE :.......................................................................... 19

II.2.1-) Méthode de mesure de l’ouverture de l’épervier...................... 19

II.2.2-) Procédure à suivre durant le dénombrement ........................... 19

II.2.3-) Méthode d’estimation du taux de survie et de la biomasse ...... 20

1-) Estimation du taux de survie ....................................................... 20

2-) Définition des paramètres statistiques......................................... 20

3-) Estimation de la biomasse ............................................................ 21

III.2.4-) Méthode d’évaluation de la constante d’échappement :.............. 21

Troisième partie : RESULTATS ET DISCUSSIONS ................................ 21

III.1- RESULTATS : .................................................................................. 22

III.1.1 - Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées : ..... 22

1-) Corrélation entre les survies réelles et les survies

estimées au bassin D12-B............................................................................ 22


estimées au bassin E5 ................................................................................ 22


estimées au bassin E7 ................................................................................ 22

vi


estimées au bassin F1 ................................................................................ 22


estimées au bassin F8 ................................................................................ 23


estimées au bassin G2................................................................................ 23

III.1.2 - Corrélation entre les biomasses réelles et les

biomasses estimées ...................................................................................... 24

1 - Corrélation entre les biomasses réelles et les celles

estimées au bassin D12-B ..................................................................... 24

2- Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées au bassin E5 ......................................................................... 25


estimées au bassin E7 ......................................................................... 26


estimées au bassin F1.......................................................................... 26


estimées au bassin F8.......................................................................... 27


estimées au bassin G2......................................................................... 27

III.1.3 - Constante d’échapper en fonction du poids moyen

de chaque bassin................................................................................... 28

III.2- DISCUSSIONS :................................................................................ 30

1-) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées ....... 30

2-) Corrélation entre les biomasses réelles et les

biomasses estimées ............................................................................. 31

3 -) Constante d’échapper ................................................................. 32

RECOMMANDATIONS :..................................................................... 33

Quatrième partie : CONCLUSION .................................................. 34

BIBLIOGRAPHIE ................................................................................ xiv

WEBOGRAPHIE .................................................................................. xvi

ANNEXE ...............................................................................................xvi

vii

LISTELISTELISTELISTE DES TABLEAUX DES TABLEAUX DES TABLEAUX DES TABLEAUX :

Tableau N°1 : Noms vernaculaires .............................................................................. 6

Tableau N°2 : Condition d’élevage .............................................................................. 14

Tableau N°3 : Caractéristique du bassin à tester ...................................................... 18

Tableau N°4 : Matériels de prélèvement des paramètres physico-chimiques ........... 18

LISTES DES FIGURESLISTES DES FIGURESLISTES DES FIGURESLISTES DES FIGURES :

Figure N°1 : Organigramme de l’Aquamas ................................................................ 4

Figure N°2 : Morphologie externe de crevette ........................................................... 7

Figure N°3 : Anatomie d’une crevette ......................................................................... 8

Figure N°4 : Cycle biologique de crevette ................................................................... 9

Figure N°5 : Cycle de production à l’écloserie ............................................................ 11

Figure N°6 : Cycle de production de P .monodon .......................................................11

Figure N°7 : Porte lanceur ........................................................................................... 16

Figure N°8 : Collecte des données physiques des bassins à tester .............................. 17

Figure N°9: Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées

au bassin F1 .................................................................................................................................................23

Figure N°10: Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées

au bassin G2 ................................................................................................................................................24

Figure N°11: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées au bassin D12-B. ........................................................................ 25


estimées au bassin E5 ..........................................................................................................................25


estimées au bassin E7 ..........................................................................................................................26


estimées au bassin F1 ...........................................................................................................................26


estimées au bassin F8 ...........................................................................................................................27


estimées au bassin G2 .............................................................................................................................28

viii

LISTE DES DIAGRAMMES

Diagramme N°1 : Constante d’échapper « y » en fonction du poids

moyen « Pm » ................................................................................... 28

Diagramme N°2 : Constante d’échapper « y’ » en fonction du poids

moyen « Pm’» .................................................................................... 29

LISTE DES ANNEXES

Annexe N°1 : Corrélation entre les survies réelle et les survies estimées

au bassin D12-B ...........................................................................................................................................xvi


au bassin E5 .................................................................................................................................................xvii


au bassin E7 .................................................................................................................................................xvii


au bassin F1 ..................................................................................................................................................xviii


au bassin F8 ................................................................................................................................................xviii


au bassin G2 ............................................................................................. xix

Annexe N°7 : Corrélation entre les biomasses réelle et les biomasses

estimées au bassin D12-B .................................................................................................................xix

Annexes N°8 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées Bassin E5 .................................................................................................................................................................xx

Annexes N°10: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées Bassin F1 ................................................................................................................................................................xxi

Annexes N°12 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées Bassin G2 ................................................................................................................................................................xxii

Annexes N°13 : Tableau récapitulatif des constante d’échapper au niveau des six bassins .............................................................................................................. xxii

ix

Abréviation :

ACRONYME AQUAMAS : Aquaculture de Mascareignes

B : Biomasse

CDCC : Centre de Développement de Culture de Crevette

d : Densité

D : Dure

DQ : Dernier Quartier

DOC : Day of culture

FAO: Food Agriculture and Organization.

FOFIFA : Foibem-pirenena momban’ny Fikarohana ampiharina @

Fampandrosoan ny Ambanivohitra

H2S : Sulfure d’hydrogène

IFREMER : Institut Français de Recherche pour l’Exploitation de la Mer

M : Molle

NH3: Ammoniac

NL : Nouvelle Lune

NO2: Nitrite

O2 : Oxygène dissous

ORSTOM : Office de la Recherche Scientifique et Technique Outre-mer

PL : Pleine Lune

Pm : Poids moyen

PQ : Premier Quartier

S‰ : Salinité

SDC : Semi Dure Claire

SDR : Semi Dure Rouge

T° : Température

UFP : Unité de Formation Professionnalisante

x

UNITE DE MESURE :

°C : Degré Celsius

cm : Centimètre

g : Gramme

ha : Hectare

ind/m² : Individu par mètre carré

Kg : Kilogramme

L : Litre

m² : Mètre carré

mm : Millimètre

mn : Minute

%%%% : Pour cent

‰ : Pour mille

xi

GLOSSAIRE

Vives-eaux: Les marées sont d'amplitude la plus forte lors des pleines lunes et des

nouvelles lunes.

Mortes-eaux: L'amplitude de marée est plus faible lors des quartiers "montants" et

"descendants". (http://pst.chez-alice.fr/svtiufm/zoninter.htm, 2010)

Aquaculture : C’est l’ensemble des activités humaines concernant l’élevage aquatique

animal et végétal.

Zone intertidale: Portion du littoral subissant l'alternance des émersions et des

immersions consécutives aux marées et qui s'étend depuis le niveau des plus hautes mers

de vive-eau jusqu'à celui des plus basses mers de vive eau (grandes marées).

Synonymes : estran, zone tidale, zone intertidale.

(http://www.aquaportail.com/definition-398-balancement-des-marees.h, 2010)

xii

RESUME

L’Aquamas est une société exportatrice de P.monodon à Madagascar. Ce stage a été

débuté le 09 décembre 2009 jusqu’à mois de mars 2010. Le présent mémoire de fin d’étude

a été réalisé au sein de l’Aquamas Soalala au département élevage. Cette étude a été effectuée

dans le but de connaître le nombre de crevette dans le bassin de grossissement pour pouvoir

calculer la densité, et pour estimer le taux de survie et la biomasse de crevette. La

connaissance de la biomasse permet de faciliter la gestion alimentaire et la rectification à la

conduite d’élevage.

Le fruit de cette étude est basé sur l’analyse entre les survies réelles et les survies

estimées puis les biomasses réelles et les biomasses estimées au niveau des six bassins

d’élevage de Penaeus monodon. La détermination de constantes d’échappement en fonction

du poids moyen a été effectuée après le dénombrement. La connaissance de constante

d’échapper permet d’évaluer le degré de capture de crevette durant le dénombrement.

Quelques paramètres physico-chimiques comme la température et la salinité de l’eau, le

mouvement de la marée et son amplitude, la phase de la lune, la turbidité de l’eau ou la

luminosité sur le fond et à longue échéance la pluviosité annuelle ont été perturbé

l’estimation. Le dénombrement est très important pour la crevetticulture mais il engendre le

stress pour le P.monodon. Pour avoir un résultat fiable durant le dénombrement, il faut bien

maîtriser la technique et essayer de diminuer les facteurs qui peuvent influencer l’estimation.

Mots clés :

AQUAMAS – Penaeus .monodon – SOALALA – Biomasse - Crevetticulture –

Grossissement – dénombrement.

xiii

ABSTRACT The Aquamas is an exporter of P.monodon in Madagascar. The training course was

started from December, 2009 until March 2010.This dissertation study was conducted within

the department Aquamas Soalala livestock. This study was conducted to know the number of

shrimp in the pond grow in order to calculate the density, and to estimate the survival rate and

biomass of shrimp. The knowledge of biomass can help manage food and the correction to the

conduct of livestock.

The result of this study is based on the first hand on survival analysis between actual

and estimated survival, on the other hand actual biomass and the estimated one at six rearing

ponds of Penaeus monodon. The can ratio of the losses due to the way of catching towards

the average weight was carried out after the count. Knowing this ratio we can estimate the

degree of capture of shrimps during the count. Some physicochemical parameters such as

temperature and salinity of the water, the movement of the tide and its amplitude, phase of the

moon, the turbidity of water or light on substance and long-term annual rainfall were

disrupted estimate. The count is very important for the shrimp but it creates stress for the

P.monodon. To get a reliable result in the count, we must master the technique and try to

reduce the reason that can influence the estimate.

Key Word:

AQUAMAS - Penaeus .monodon – SOALALA – Biomass - Grossissement – Counting.

1

INTRODUCTION

L’exploitation des ressources marines vivantes en milieu aquatique a été débutée

depuis fort longtemps ; mais elle a été faite sous forme de cueillette au départ comme ce qui

s’est passé sur terre avant que l’agriculture ait été crée. Débutées seulement au milieu des

années 70 les industries de crevetticulture produisent actuellement 25 à 28 % des crevettes

livrés aux marchés mondiaux (Randriamiarisoa, 2008).

D’après CDCC (2001), la crevetticulture a été réalisée en Asie depuis plusieurs

années. Elle est devenue la meilleure solution pour limiter la surexploitation du stock naturel

d’une part et satisfaire le besoin alimentaire de la population d’autre part (FAO, 1976).

Selon FAO, (1976) cité par RANDRIAMIARISOA, (2008), les océans mondiaux

appelés également planète mer ne fournissent que 10 à 12% de protéines à l’alimentation

humaine et l’aquaculture est appelée à combler ce déficit avec son développement

spectaculaire ces dernières décennies. La production de l’aquaculture est passée de 6,2

millions de tonnes en 1975 ; 10,2 millions de tonnes en 1983 puis 25,5 millions de tonnes en

1996.

Une prise de conscience mondiale fait de l’aquaculture une activité prioritaire pour

accroître les productions alimentaires. Les océans qui reçoivent plus 70% de l’énergie solaire

(base de toute vie sur terre) produisent de 10% des protéines animales pour la nourriture

humaine et 13% de l’alimentation globale (Duvignaud, 1980).

La disponibilité annuelle en protéines d’origine animale est de l’ordre de 20 kilos par

individu, dont 6 kilos seulement d’origine halieutique (FOFIFA, 1989).

La crevetticulture à Madagascar constitue une des aquacultures récentes

(Randriamiarisoa, 2009).

Ce stage a été réalisé à l’Aquamas Soalala au département élevage. L’espèce choisie est

Penaeus monodon. En effet, elle présente une croissance rapide en milieu contrôlé et est

adapté aux conditions environnementales de Madagascar (Autrand, 2003).

Selon Barnabé, (1991), les progrès scientifiques et techniques offrent des moyens

indispensables à une nouvelle forme d’aquaculture basée sur les connaissances de la

biologie, de l’océanographie, et de beaucoup d’autres disciplines. L’aquaculture nouvelle qui

est née au carrefour des sciences et des techniques diverses est actuellement devenue une

discipline scientifique en soi avec ses congrès, ses revues, ses vulgarisateurs.

Mais, il faut faire attention à ne pas dépasser la capacité du milieu d’élevage et à

vouloir faire des élevages à des densités trop

2

fortes. Ce procédé risque de rendre stérile rapidement le milieu. Des maladies liées aux trop

fortes densités peuvent survenir (http://fr.wikipedia.org/wiki/ elevage_de_crevettes, 2010).

L’aquaculture des Mascareignes est l’un des grands exportateurs de crevettes

Pénaeides de Madagascar. La crevetticulture exige un certain nombre de techniques au

moment de l’élevage. L’une d’elles est l’échantillonnage. Afin d’évaluer la quantité de

crevettes dans le bassin, on peut manipuler la technique de dénombrement à l’aide d’un

épervier. Cette technique a pour but de rectifier la conduite d’élevage et de savoir la biomasse

du cheptel dans le bassin .La connaissance de la biomasse indique l’estimation et

l’évaluation de la production a la fin du cycle. Ce qui nous permet de prévoir les problèmes

financiers de l’entreprise (Anonyme, 1991).

C’est ce qui nous a amené à choisir le thème intitulé : « Estimation de la biomasse

de Penaeus monodon dans des bassins de grossissement : Cas de l’Aquamas Soalala »

L’objectif principal de cette étude est de maîtriser cette technique afin de bien

apprécier sa fiabilité à la production de crevettes.

Les objectifs spécifiques touchent la biologie de Penaeus monodon pour

éventuellement situer les goulots d’étranglement dans la production crevettière. A partir de la,

appréhender ses points forts et points faibles comparativement aux autres types d’aquaculture.

3

Première partie : GENERALITES

1- Présentation du site.

1.1-) Historique de l’AQUAMAS.

La société Aquamas a été créée en 1989. Elle fait partie du groupe Refrigepêche au

départ. L’écloserie a été créée en 1998. Au début, elle avait mis en place une petite

écloserie composée de trois salles d’élevage larvaire contenants six bassins ou bacs ; une

petite salle de culture d’artémia provisoire pour approvisionner la phase de démarrage, et en

2000 l’écloserie a obtenu une grande extension pour la construction de 08 bassins de

maturation ; 22 bassins d’élevage larvaire ; 10 bassins de nurseries ; une grande salle

d’artémia ; une salle d’algue, 03 bassins de stockage des géniteurs. La production est estimée

de 100millions à 150millions des post-larves par an.

En mai 1998: l’aménagement des bassins de grossissement a commencé. Les premiers

travaux de construction ont été terminés en 2000. Deux bassins ont été ensemencés en début

de l’année 2000.

En 2007, la société s’était détachée du groupe Refrigepêche et est devenue indépendante.

L’Aquamas est basé à 160km de Katsepy au Sud-Ouest de Mahajanga dans la baie de

Baly (Voir annexe figure N°4). L’écloserie se trouve dans ce Fokontany d’Ampapamena

commune rurale de Soalala (Voir annexe figure N°5).

1.2-) Structure et Organigramme.

L’Aquamas se subdivise en deux grands départements : le département écloserie et le

département ferme. Ce dernier se divise en trois grandes sections: la direction technique, la

direction usine, et la direction ferme.

Elle a pour objectif d’élever les crevettes d’espèce Penaeus monodon en système

d’élevage semi intensif amélioré. Le cycle de production annuelle est deux fois par an.

L’organigramme de la société peut être résumé comme suit :

4

Figure N°1 : Organigramme de l’Aquamas :

(Source : Aquamas ,2010)

Légende :

SRH : Ressources Humaines

Sce : Service

Dir Adjoint : Directeur Adjoint

Resp Ecloserie : Responsable Ecloserie

Mag Alim : Magasin Alimentation

Mag central : Magasin central

Ass Resp Ecloserie : Assistant Responsable Ecloserie

Mana : Transport maritime (Voir figure N°8 annexes).

ORGANIGRAMMEVue generale

Qualité Controle de Gestion

Secretariat

Sce Electricité

Sce Ateliermecanique

Sce Froid

Sce Transportroulant

Sce logistiqueet transp fluvial

Mana

Direction Technique

Sce production

Dir Adjoint

Direction Usine

Sce Elevage Sce Peche

Dir Adjoints

Ass RespEcloserie

Resp Ecloserie

Direction Ferme SRH

Sce Intendance

Sce Securité

Mag central

Mag Alim

Sce informatique

DirectionGénérale

5

1.3 -) PROBLEMATIQUE

Selon Autrand et Rafomanana, (1998), la technique d’élevage avec la filière semi

intensive est la méthode la plus exploitée à Madagascar, est bien maîtrisée actuellement.

La clé de la réussite de l’aquaculture réside dans le contrôle de la qualité d’eau. Les

facteurs physico-chimiques de l’eau de mer ont des influences sur la survie et la croissance

des crevettes. La productivité d’un milieu d’élevage en dépend car c’est son environnement

immédiat. La profondeur optimale de l’eau d’élevage est de 35 à 50 cm. Les valeurs au

dessous de 35 cm indiquent qu’il y a trop d’algues, il, faudra donc faire un changement d’eau

massif. Par contre, au dessus du 50 cm une fertilisation est nécessaire car la quantité d’algues

est insuffisante. De plus, quand la biomasse des crevettes est forte, cette turbidité minérale

augmente en raison de l’intense activité des animaux sur le fond. (Ratsimbazafy et al, 2005).

La plus grande partie des charges d’exploitation de la culture de crevettes est

représentée par l’achat d’aliments. Cette charge est estimée entre 35% à 50%, voire même

60% selon le système d’exploitation (Ratsimbazafy et al, 2006).

Les restes d’aliment se transforment lentement et engendrent des substances toxiques

telles que l’ammoniac (NH3), le sulfure d’hydrogène (H2S), le nitrite (NO2). Ces substances

inhibent la croissance des crevettes et le plancton, et diminuent surtout le taux d’oxygène.

Ces gaz entraînent dans le bassin d’élevage le stress ou même la mortalité. (Tahindrazana,

2006).

Pour moderniser les systèmes d’élevage en crevetticulture, on a besoin

d’échantillonnage et de dénombrement. Cette amélioration permet d’estimer la quantité de

ration journalière du cheptel.

6

2- COMPILATION BIBLIOGRAPHIQUE

Les crevettes sont des animaux principalement marins bien que certaines espèces

affectionnent les zones estuariennes. (Ravelo, 2008)

2.1-) Rappel de la systématique:

La classification de cette espèce a été réalisée par Liao en 1981. Elle appartient

au règne animal, embranchement des arthropodes, classe de crustacés, ordre de

décapodes, famille de Penaeidae, genre de Penaeus et espèce de Penaeus monodon.

Tableau N°1 : Noms vernaculaires

Makamba Malagasy

Camaron Français

Giant tiger prawn Anglais

Sugpo Thaïlandais

(Source : Ravelo, 2008)

2.2-) BIOLOGIE DE P.monodon:

Il est généralement admis que le comportement de base des crevettes pénéides est un

comportement nocturne : les crevettes sont actives sur le fond la nuit et enfouies le jour pour

fuir la lumière ou les prédateurs (Marcille, 1978)

2.2.1-) BIOGEOGRAPHIE DE P. monodon:

P.monodon est rencontrée sur toutes les régions situées entre 30°Est et 155°Est de

longitude et 35°Nord et 35°Sud de latitude. Cette espèce se trouve généralement dans la

région Indopacifique qui inclut le Nord du Japon et Taiwan, à l’Est le Tahiti, au Sud

l’Australie et à l’Ouest l’Afrique (Ravelo, 2008).

Cette espèce est rencontrée depuis la zone intertidale jusqu’à 45m de profondeur

(Crosnier, 1965). Selon, Marcille, (1978), elle n’est abondante que par petit fond (4 à 8 m) et

au voisinage des embouchures des rivières.

7

2.2.2 -) MORPHOLOGIE EXTERNE DE Penaeus monodon.

Figure N°2 : Morphologie externe de crevette.

(Source : http://www.crusta-fauna.org/dossier-articles / Anatomie-d’une-Crevette,

24 avril, 2010)

Légende de la morphologie de crevette :

Une crevette est un invertébré constitué d'une enveloppe externe solide (exosquelette),

des pattes articulées et elle respire au moyen de branchies. Les appendices de la queue

(abdomen), appelés pléopodes, confèrent à l'animal une mobilité impressionnante sur de

courtes ou longues distances.

1 : crevette 9 : uropode

2 : rostre 10 : pléopodes

3 : épine de rostre 11 : paraeopodes

4 : épine hépatique 12 : chelipedes

5 : carapace 13 : antennes

6 : 1er segment abdominal 14 : épine d'antenne

7 : 6ème segment abdominal 15 : lame d'antenne

8 : telson 16 : antennes flagellaire

8

2.2.3-) ANATOMIE :

Figure N°3 : Anatomie d’une crevette :

(Source : www.crusta-faune.org/gallery2/main.php? g2 vie, 24 avril, 2010)

La figure ci-dessus montre les détails concernant la morphologie des crevettes ainsi

que son système digestif .Nous pouvons suivre la disposition des organes internes, mais aussi

de comprendre le fonctionnement de la respiration, de la circulation sanguine, de la coloration

et de la digestion. Afin d’offrir des points de fixation aux organes vitaux et aux muscles, la

crevette possède un endosquelette

� Encéphale : Région principale du système nerveux constituée entre autre du cerveau.

� Cœur : Il s’agit d’un organe creux et musculaire qui pompe l’hémolymphe (sang des

Arthropodes) et permet sa circulation dans le corps du crustacé. Chez la crevette le

cœur est entouré par la cavité péricardique contenant le sang ;

� Gonade : Région qui regroupe les organes sexuels des mâles (testicules qui produisent

des spermatophores ) ou des femelles (ovaires qui produisent les ovules (œufs) ;

� Intestin : Tube digestif reliant l’estomac à l’anus poursuivant la digestion, permettant

aussi l’assimilation des nutriments dans le sang et l’élimination des déchets ;

� Anus : Orifice permettant l’évacuation des déchets ;

� Branchies : Organes internes permettant la respiration sous l’eau en absorbant

l’oxygène dissous ;

9

� Estomac et glande digestive : l’estomac est un organe en forme de poche permettant

d’accueillir les aliments et d’engager la procédure de digestion grâce aux dents

chitineuses (contribution mécanique) et aux sucs digestifs (contribution chimique).

Ces derniers sont fabriqués par la glande digestive, rattachée à l’estomac ;

� Œsophage : Tube reliant la bouche à l’estomac permettant de conduire les aliments

dans l’estomac pour la digestion ;

� Bouche : Orifice permettant à l’animal d’ingérer les aliments ;

� Glande verte : C’est un organe excréteur proche de la fonction des reins et de la

vessie chez les vertébrés, il permet au crustacé d’éliminer les déchets azotés sous

forme d’ammoniaque. Toutefois, la majorité des déchets azotés sont évacués par les

branchies. L’orifice de la glande verte est situé à la base du pédoncule antennaire ;

� Muscle fléchisseur : Muscle inférieur de l’abdomen permettant à la crevette de fléchir

la queue ;

� Muscle extenseur : Muscle supérieur de l’abdomen permettant à la crevette de réaliser

une extension de la queue.

2.2.4 -) CYCLE BIOLOGIQUE DES CREVETTES :

Figure N°4 : Cycle biologique de crevette :

(Source : Dominique, 2006)(IFREMER)

10

Le cycle biologique de toutes les espèces de Pénaeides de la zone littorale est en

général du même type, avec quelques variantes. En milieu naturel, L. stylirostris vit dans des

endroits peu profonds (de 0 à 30 mètres). Elle préfère les fonds vaseux ou sablonneux, mais

ne s'enfouit pas et nage. Les juvéniles vivent plutôt en milieu estuarien alors que les adultes

affectionnent la "Haute mer". Le cycle biologique de l'espèce comprend trois phases :

La phase méroplanctonique et planctonique, comprenant les différents stades

larvaires (Nauplius, zoé, et mysis), qui se déroule sur la côte en eau saumâtre. Durant

cette phase les larves sont planctoniques.

La phase post larvaire et juvénile qui se passe dans les estuaires et pendant laquelle

les larves se posent sur le fond (on dit qu’elles deviennent «benthiques»).

La phase de migration sexuelle durant laquelle les futurs géniteurs migrent vers le

large avant d'entamer le chemin inverse pour la ponte.

2.2.5-) PRINCIPALES ETAPES DES CYCLES BIOLOGIQUES :

Le cycle biologique de crevette pénéides se subdivise en 4 phases successives qui se

caractérisent par des changements morphologiques de comportement d’habitat très important:

la reproduction, le développement larvaire, la phase juvénile, la phase adulte. (Ravelo, 2008)

2.3 -) CONDUITE D’ELEVAGE DE P.monodon à l’AQUAMAS

2.3.1-) La production larvaire

Collecte des géniteurs :

Origine des géniteurs : les géniteurs ont été collecté par les petits pêcheurs de : Mahajanga ;

Soalala et Ampapamena.

L’élevage d’une population de géniteur dans des bassins ou des bacs de grands

volume lorsque les géniteurs ont la taille et le poids critique [D’après FAO, (2006), trois

ganguis sont utilisés pour pêcher les crevettes dans le bassin géniteur, les femelles et les

mâles sont ensuite triés en fonction de leur poids et de leur aspect extérieur. Ainsi, on a

retenu 15 mâles (poids moyen: 67,6 g) et 15 femelles (poids moyen : 114,5 g) pour constituer

la base du travail]pour la ponte, ils sont ensuite transférés dans la salle de maturation

(AQUACOP ,1977a Chamberlin et Lawrence 1981 a ;Primavera,1985 ;Chamberlin

1988,Brown et al 1990 ;Harrison 1990,Weidner et Rodembery 1992,Browdy

1992 ;Fegan1992,Wilkenfeld ,1992 ;Bray et Lawrence,1993).Les mâles et les femelles ont été

séparés dans le bassin de stockage ; sa densité est de 2,5 ind/m².

11

2.3.2-) Cycle de production a l’écloserie :

Figure N°5 : Cycle de production à l’écloserie de l’Aquamas :

(Source : AQUAMAS, 2010)

2.3.3-) Département ferme

Figure N°6 : Cycle de production de Penaeus monodon.

(Source : AQUAMAS, 2010)

COLLECTE DES GENITEURS

RECEPTION DES GENITEURS AUX BASSINS DE STOCKAGES

MATURATION TRAITEMENT-PONTE-ECLOSION-TRANSFERT DES NAUPLII

ELEVAGE LARVAIRE

NURSERIE

EXPEDITION ACCLIMATATION-COMPTAGE

CULTURE D’ARTEMIA-ELEVAGE DES POST-LARVES

CULTURE D’ALGUE-ELEVAGE DES NAUPLII

VIDE SANITAIRE

ECLOSERIE

ENSEMENCEMENT DIRECT

PECHE

PRE GROSSISSEMENT

GROSSISSEMENT

UNITE DE TRAITEMENT

ENSEMENCEMENT INDIRECT

TRANSFERT DES JUVENILES

12

Les post larves viennent de l’écloserie d’Ampapamena. Elles ont été ensemencées au

bassin de grossissement et pré grossissement. On parle de l’ensemencement indirect dans le

cas où les post larves ont été ensemencés au bassin de pré grossissement et on parle de

l’ensemencement direct dans le cas où ils ont été ensemencés au bassin de grossissement.

Après 5 mois d’élevage, la pêche était effectuée selon le besoin de la société.

2.3.4 -) Grossissement de P.monodon.

2.3.4.1-) Préparation du bassin d’élevage.

Selon FAO ,1991 : le bassin a été mis en assec seulement pendant 4 jours. Durant cet

assec, les parties du fond où s’étaient entassées les boues noires sont remuées à la pelle ; les

caniveaux et les drains sont nettoyés en enlevant les terres qui s’y sont accumulées. Avant le

remplissage effectué deux semaines avant l’ensemencement, le bassin est traité à la roténone

à raison de 5ppt/m3. Dès le début du remplissage, le bassin est fertilisé par 27 kg de poudre

d’aliment LIVESTOCK car l’engrais (TSP et Urée) est toujours suspecté d’être toxique. Le

but de ce remplissage progressif sur deux semaines est de développer une bonne production

naturelle de phytoplancton et de zooplancton utilisables par les post-larves dès

l’ensemencement.

2.3.4.2 -) Ensemencement.

Le transfert des post-larves de l’écloserie aux bassins doit se faire avec beaucoup de

précaution. L’ensemencement des post-larves dans les bassins représente un changement

assez grand des conditions d’élevage .Une acclimatation au nouveau milieu est nécessaire

pour limiter le stress dû aux différences de température et de salinité .La méthode

d’acclimatation dépend du moyen de transport utilisé (FAO ,1991).

L’analyse des résultats de la filière crevetticole calédonienne sur 17 ans confirme que

les survies finales obtenues en bassins dépendent du mois d’ensemencement (Patrona, 2005).

Cent post-larves ont été mises dans la cage de survie puis la vérification de taux de survie se

fait après 24h d’ensemencement (Rakotondrazava, 2009)

2.3.4.3 -) Transfert des juvéniles.

Le transfert des juvéniles était effectué à partir du 15h du soir et cette expérimentation

dépend de l’état des juvéniles. La gestion d’alimentation exige la connaissance du nombre de

crevettes dans le bassin. Elle est très importante pour la réussite de l’activité.

13

2.3.4.4 -) Échantillonnage et dénombrement

L’échantillonnage a été effectué après 30 jours d’élevage. Elle a pour but de d’évaluer

la quantité de ration journalière et l’état de crevettes. Une série d’échantillonnage permet de

suivre la croissance des crevettes et de les observer (aspect général, couleur, maladies).La

fréquence de l’échantillonnage est de l’ordre de 7 à 10 jours (FAO, 1991)

Selon, Randriamiarisoa, (2008) le poids moyen est estimé à partir de l’échantillonnage

régulier par semaine au moyen d’une petite senne de plage .Les deux paramètres (Poids

moyen, biomasse) permet d’ajuster la ration journalière.

Le poids moyen des crevettes est obtenu par l’échantillonnage de la population. Ces

crevettes sont capturées au moyen d’un filet de petite maille de 15mm dont la dimension

est de 10x1m .Le nombre minimum requis est d’environ 100 animaux par échantillon. Le

coup du filet fait depuis la berge où une de ses extrémités est maintenue. L’autre extrémité

est tirée tout en décrivant un demi-cercle dans le bassin puis remontée sur la berge et les

animaux sont regroupés dans la poche, (Autrand, 1991).

L’objectif final d’échantillonnage est la gestion de l’alimentation du cheptel.

2.3.4.5 -) Facteurs qui peuvent influencer l’estimation :

La mue est l'aboutissement d'une série de processus métaboliques et biologiques avec

le rejet de l'exosquelette (cuticule carapace, exuvie) qui permet la croissance du Crustacé

(Barnabé, 1991). Pour l'état général après la mue, les crevettes passent par différentes phases

de durcissement de la carapace : molle, semi dure claire (SDC), dure (D1, D2) et enfin rouge.

A cette dernière phase, les crevettes se préparent à muer (Rahasimana, 2006). La capture de

crevettes n'est pas le même à cause de l'inégalité de répartition par chaque phase de

durcissement.

Le lancement de l'épervier est au nombre de trente (30) tout en enlevant les données

maximales et minimales pour réduisez les erreurs durant l’estimation par bassin de

grossissement et de douze (12) par bassin de pré grossissement. Le vent est l'un des facteurs

à ne pas négliger au moment de l'échantillonnage ou du dénombrement car il peut apporter

des effets négatifs à la détermination de biomasse du fait qu'il gène l'ouverture de l'épervier

au moment de l'opération. Le lanceur d'épervier doit connaître la direction du vent avant de

réaliser le lancer sinon il peut y avoir une mauvaise ouverture. Alors que l'épervier doit

être ouvert le maximum possible même si les lanceurs en maîtrisant et non maîtrisant

l'orientation du vent (Anonyme, 1991).

14

En période de mortes eaux, les crevettes sont presque molles. La répartition de

crevettes dans le bassin est homogène. En période de vives eaux, les crevettes sont

totalement dures, ils sont très mobiles. La mobilité de crevettes dans le bassin est

hétérogène. Les crevettes font la ronde en période pleine lune ce qui correspond au période

de vives eaux. Selon Anonyme ,(1991)en période des vives eaux c'est à dire au moment de

pleine lune (PL) et de nouvelle lune (NL), les crevettes sont presque ou totalement dures et

elles sont très actives à ce moment. Et par conséquent, elles aiment contourner le bord du

bassin ; ce qui fait que les crevettes se concentrent rarement au centre du bassin. Par contre,

en période de mortes eaux ou en premier quartier (PL) et dernier quartier (DQ) dans la lune,

les crevettes ont tendance à faire la mue. D'une manière générale, elles regagnent l'endroit le

plus profond et le plus calme comme quoi elles tapissent le fond du centre du bassin.

L’échantillonnage doit être fait durant la période dure des crevettes, mais pour

confirmer la gestion alimentaire et la conduite d’élevage il a été faite par semaine.

2.3.4.6 -) Conduite d’élevage :

Tableau N°2 : Condition d’élevage :

Température

2 à 30°C

20 à 35°C

Salinité

15 à 40% admissible

24% optimale (salinité intérieure de l’animal)

Enceinte

d’élevage

Bassin en terre de 1,50m de profondeur maximum et de grande

surface (quelques milliers de m² à 1 ou 2ha) à fond de sable

Renouvellement d’eau : 10 à 15% par jour

Densité initiale

Densité finale

25 individus /m²

250 à 400 kg/ha

Oxygène 5mg/l d’02 en sortie de bassin

(Source : BURLOT et al, 1998)

15

Les conditions exigées pour chaque espèce des crevettes varient d’une région à une

autre. En fait, les deux principales caractéristiques du milieu d’élevage sont la salinité et la

température pour les espèces déjà testées les valeurs optimum sont salinité : 10 à 40 ppt et

température entre 18 à 33°C (Randriamiarisoa, 2008)

Les mesures de l’oxygène et la température ont été réalisées en deux temps : le matin

entre 5 à 6 heures et le soir entre 15 à 17 h on relève l’oxygène, la température le Secchi et la

salinité .Le pH est mesuré 2 à trois fois par semaines. La couleur (verte ; brune) et l’aspect

(transparence, turbidité) de l’eau ont également observés (FAO, 1991)

16

Deuxième partie : MATERIELS ET METHODES

II.1 - MATERIELS :

1 - Pirogue avec flotteur :

Durant le dénombrement, la pirogue avec flotteur a été utilisée pour suivre le trajet.

Elle a été utilisée pour mettre les crevettes capturés dans chaque lancé. Les pirogues utilisées

sont au nombre de six. C’est à dire une pirogue par bassin.

2 - Pagaie :

Au moment de l’échantillonnage, la pirogue a besoin de pagaie. La pagaie a été

utilisée pour véhiculer la pirogue.

3 - Porte lanceur :

Le porte lanceur est un cadre rectangulaire, qui a été mis entre la pirogue et le flotteur.

Il a été utilisé pour mettre le lanceur.

Figure N°7 : Porte lanceur :

(Source : Dina Safidinaina TJE, 2010�

4 - L’épervier:

L’épervier est un matériel pour la capturer de cheptel comme le Penaeus monodon

dans le bassin de grossissement.

17

5 - Plaquette écritoire et crayon :

Après comptage de cheptel, la plaquette écritoire et le crayon ont été utilisées pour

enregistrées le nombre de crevette .Cette plaquette est de forme rectangulaire dont sa surface

est de 30cm × 20 cm.

6 - Calculatrice :

L’utilisation de la machine a été faite après le dénombrement dans le bassin.

La machine a été utilisée pour calculer le poids moyen, la densité, le taux de survie, la

biomasse des crevettes.

7- Caractéristiques de l’épervier :

L’épervier est du type mono filament à maille de 12 dont son rayon est de1, 5m.

8 - Matériel biologique :

La réalisation de ce travail exige au minimum deux personnes dont l’un rame la

pirogue et l’autre lance l’épervier. L’espèce étudiée est le Penaeus monodon.

9 - Renseignement des bassins à tester :

Pour la réalisation de l’étude, six bassins de grossissement ont été mis à notre

disposition. Les caractéristiques de chacun des bassins sont présentées au tableau N°3, à noter

que quatre bassins ont la même superficie ; 2,1ha et les autres ont de superficie respective de

2,4 ha et 2,2 ha.

Figure N°8 : Collecte des données physiques des bassins à tester :

(Source : Dina Safidinaina TJE, 2010)

18

Les bassins à tester ont différentes superficies et qui sont présentées au tableau N°3.

Leur profondeur commune est de 1,5m. La place du moine d’entrée d’eau est à l’opposé du

moine sortie d’eau .En plus, six (6) aérateurs ont été mis dans chaque bassin durant un cycle

de production.

Tableau N°3 : Caractéristique du bassin à tester :

Bassin

Surface (en m²)

Profondeur moyenne

d’eau d’élevage (m)

D12-B 24000 1,45

E5 22000 1,45

E7 21000 1,45

F1 21000 1,45

F8 21000 1,45

G2 21000 1,45

(Source : Aquamas, 2010)

10 - Les matériels de prélèvement des paramètres physico-chimiques :

Tableau N°4 : Matériel de prélèvement des paramètres physico-chimiques :

Température Salinité Oxygène

dissous pH Transparence

Sonde de

l’oxymétre REFRACTOMETRE Oxymétre pH-mètre

Disque de

Secchi


19

II.2 - METHODES

L’épervier est facile à manipuler durant le dénombrement. En plus, la majorité

d’estimations du nombre de cheptel ; a été fait à l’aide d’un épervier.

II.2.1-) Méthode de mesure de l’ouverture de l’épervier :

Elle se fait en trois étapes qui consistent à :

Lancer l’épervier plusieurs fois sur terre, puis chaque lancée a été mesurée. Ensuite, on

calcule l’ouverture moyenne.

Lancer l’épervier plusieurs fois dans le bassin d’élevage, puis on estime le

pourcentage d’ouverture dans le fond, ensuite on calcule l’ouverture moyenne de

l’épervier.

Lancer l’épervier dans le bassin ainsi que le lanceur déjà dans cette pirogue. On

calcule l’ouverture moyenne après l’expérience de lancement. De même pour la

deuxième étape.

II.2.2-) Procédure à suivre durant le dénombrement :

En premier lieu, l’aérateur, le changement d’eau, ont été arrêtés avant le

dénombrement pour éviter le mouvement d’eau. Les paramètres physico-chimiques ont été

vérifiés, en principe le taux d’oxygène doit être supérieur ou égal à 4mg/l sinon la crevette va

être stressée encore plus. La profondeur de l’eau est ajustée à 1,20m.

L’état de crevette a été vérifié en particulier la dureté des carapaces. Le nombre de crevette

molle doit être inférieur à dix pour cent sinon le dénombrement sera reporté.

Le dénombrement a besoin d’échantillonnage par semaine pour connaître le poids moyen de

crevette. La préparation des matériels a été faite à 4h du matin. Pour la réalisation de ce

dénombrement, deux personnes ont été mises à la disposition dont l’un lance l’épervier et

l’autre rame la pirogue et enregistré le nombre de crevette. Trente prélèvements ont été

effectués pour chaque bassin. Pour le calcul de la biomasse les valeurs maximum et minimum

ont été annulées pour réduire l’erreur durant l’estimation. Le lanceur a effectué un

prélèvement au hasard dans un endroit déterminé du bassin. Les crevettes capturées ont été

mises dans la pirogue avec une certaine quantité d’eau de mer. Le comptage a été fait après

quelques instants de lancement suivant. Il a été fait très rapidement pour éviter les stress des

crevettes. Le nombre de crevette après comptage est enregistré.

20

II.2.3-) Méthode d’estimation du taux de survie et de la biomasse:

1-) Estimation de taux de survie:

Le taux de survie a été estimé à partir du dénombrement hebdomadaire du nombre de

crevette dans le bassin. Dans chaque ferme un taux de survie estimatif a été déjà établi au

préalable. Aussi, le taux de survie réel obtenu a été toujours testé par rapport à celui préétablie

par la ferme. L’analyse de la corrélation entre ces deux paramètres a été adoptée afin de voir

la différence si elle est significative ou non. L’analyse de corrélation exige la connaissance de

plusieurs paramètres statistiques.

2 -) Définition des paramètres statistiques d’après Randriamanohisoa, (2008):

• La moyenne arithmétique « x » :

X = Σxi (1/n) avec n = effectif total et xi = les valeurs de ce caractère pour les n

individus

• L’écart type « σσσσ » : σ = √σ²

• Le coefficient de corrélation « r » :

Le coefficient de corrélation, noter « r » est un nombre sans dimension, qui mesure

l’intensité de la liaison linéaire entre deux variables observées. La formule de « r »

s’écrit :

P

σx×σy

Où :

P : c’est la covariance avec P =1 /n Σnixi² – x ²

σx : C’est l’écart type des valeurs réelles

σy : C’est l’écart type des valeurs estimées

• Le coefficient de détermination « R² » :

Cette analyse de corrélation consiste à déterminer la relation entre les survies réelles et

les survies estimées puis les biomasses réelles et les biomasses estimées. Les

coefficients de corrélation permettent d’évaluer le degré de liaison linéaire entre les

deux variables. Sa valeur est comprise entre 1 et -1. Plus le coefficient de corrélation r

rapproche de -1 ou de 1, plus la corrélation n’est parfaite.

r =

21

r c = 0,707 est une valeur lue dans la table de significative de r , en tenant compte de

seuil de risque α égal à 5%.

Définition du taux de survie :

Nombre de crevette en vie après un intervalle de temps spécifié, divisé par le nombre

initial. Généralement exprimé sur la base d'une année ou pour la période d'élevage.

(http://www.aquaportail.com/definition-6858-taux-de-survie.html, 24 avril, 2010)

3-) Estimation de la biomasse.

Définition de la biomasse.

La biomasse (B) se définit comme l’abondance des organismes présents dans

l’écosystème au moment de l’observation. Elle peut s’exprimer en poids (de référence poids

sec), en contenu d’énergie (calories), par unité de surface (Duvignaud, 1980)

La biomasse a été estimée à partir du dénombrement de crevette dans le bassin. La

biomasse estimative a été établie au préalable. La biomasse réelle a été teste par rapport à

celle pré établie par la ferme. L’analyse de la corrélation entre les biomasses réelles et les

biomasses estimées a été adoptée afin de voir la différence si elle est significative ou non.

III.2.4-) Méthode d’évaluation de la constante d’échappement :

La constante d’échapper c’est le rapport entre les survies réelles et celles estimées

(Annexe N°13).

On note par : « y » la constante d’échapper par rapport au poids moyen « Pm »

« y’» la constante d’échapper par rapport au poids moyen « Pm’»

Cette méthode a pour objectif de présenter la capacité de capture de crevette durant le

dénombrement.

22

Troisième partie : RESULTATS ET DISCUSSIONS.

III.1- RESULTATS :

La collecte des données se fait dans six bassins de grossissement dans la ferme

AQUAMAS. Les résultats obtenus sont présentés en annexes.

Ces analyses consistent à présenter les corrélations sur les survies estimées et les survies

réelles puis les biomasses estimées et les biomasses réelles.

III.1.1) - Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées (en %):

1-) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au bassin D12-B.

Le taux de survie réelle diminue progressivement et dépend des paramètres physico-

chimiques du milieu. La droite d'équation : y = 0,254x + 36,82 présente une tendance

positive entre les survies réelles et les survies estimées avec un coefficient de corrélation

R² égal à 0,108. Cette valeur est faible, cela veut dire que la dépendance entre ces deux

survies est faible.

2-) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au bassin E5:

La droite d'équation: y = 0,488x + 27,09 présente une tendance positive entre les

survies réelles et les survies estimées avec un coefficient de régression linéaire R² égal à

0,106. Le coefficient de corrélation linéaire est un peu faible, cela veut dire que la

dépendance des survies réelles et survies estimées est faible.

3 -) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au bassin E7:

La droite d'équation : y = 0,227x + 35,23 avec un coefficient de régression linéaire R²

est égal à 0,192 montre une tendance positive entre les survies réelles et les survies estimées.

Cela prouve que la dépendance des survies réelles et celles estimées est faible.

4 -) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au niveau du bassin F1.

La figure N°9 renseigne la corrélation entre les survies réelles et les survies estimées

au basin F1.

23

Figure N°9: Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées.

Cette droite présente une tendance positive entre les survies réelles et les survies

estimées dont le coefficient de corrélation linéaire R² égal à 0,826 avec la droite d’équation :

y = 0,648x + 7,916. La dépendance entre les survies réelles et les survies estimées est forte.

5 -) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au bassin F8.

La droite d’équation y = 0,037x + 57,17 présente une tendance positive entre les

survies réelles et les survies estimées avec un coefficient de corrélation linéaire R² égal à

0,007. Cette valeur est plus faible par rapport à la valeur de coefficient de corrélation linéaire

aux autres bassins qu’on fait l’expérimentation. Cela signifie que la dépendance entre les

survies réelles et celles estimées est faible.

6 -) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au bassin G2 :

La figure N°10 représente la corrélation entre les survies réelles et les survies estimées

au bassin G2.

24

Figure N°10: Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées.

Cette droite montre une tendance négative entre les survies réelles et les survies

estimées avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,668 dont la droite d’équation y = -

0,822x + 135,0. Cette valeur est faible, ce qui fait que la dépendance entre ces deux survies

est faible.

En guise de conclusion, la corrélation entre les survies réelles et les survies estimées

aux niveaux des 5 bassins D12-B , E5 , E7, F8 , G2 sont faible, au niveau du bassin F1 seulement

est forte.

III.1.2- Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées (en kg)

1 -) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au niveau du

bassin D12-B.

La figure N°11 représente la corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées au bassin D12-B.

25

Figure N°11 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées.

Cette droite présente une tendance positive entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,949 dont la droite d’équation : y =

0,974x – 847,90.Cette valeur est forte, alors il y a une bonne corrélation entre les survies

réelles et celles estimées.

2 -) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au bassin E5 :

La figure N°12 renseigne la corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées au bassin E5.

Figure N°12: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées


estimées dont la droite d’équation y = 1,029x - 1433 avec le coefficient de corrélation R² égal

à 0,920. Cette valeur forte montre qu’il y a une bonne corrélation entre les biomasses réelles

et celles estimées.

26

3-) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au bassin E7:


estimées au bassin E7

Figure N°13: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées.

Cette droite montre une tendance positive entre les biomasses réelles et les biomasses

estimées. La valeur de coefficient de corrélation linéaire R² est égal à 0,981 dont la droite

d’équation y = 1,197x - 1853. La valeur de coefficient de corrélation est forte. Cela prouve

que la dépendance entre ces deux biomasses est faible.

4 -) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au bassin F1


estimées au bassin F1

Figure N°14 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées.

27


estimées avec un coefficient de corrélation linéaire R² égal à 0,973 dont la droite d’équation :

y = 0,91x - 434 ,1. Cette valeur est forte. Donc la dépendance entre les biomasses réelles et

les biomasses estimées est forte.

5 -) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au bassin F8.

La figure N°15 représente la corrélation entre les biomasses réelles et biomasses

estimées au bassin F8.

Figure N°15: Corrélation entre les biomasses réelles et biomasses estimées.

Cette droite présente une tendance positive entre les biomasses estimées et les

biomasses réelles avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,960 dont la droite d’équation

y = 1,389x - 3166. Il y a une bonne corrélation entre les biomasses réelle et celles estimées

avec cette valeur forte de R².

6 -) Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées au bassin G2


estimées au bassin G2.

28

Figure N°16: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées.

Cette droite présente une tendance positive entre les biomasses réelles et les

biomasses estimées avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,770 dont la droite

d’équation y = 1,099x - 1458. Cette valeur est faible pour la corrélation. La dépendance

entre ces deux biomasses est faible.

Pour conclure, la corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées aux

niveaux des bassins D12-B , E5 , E7, F1 , F8 sont fortes , au niveau du bassin G2 seulement est

faible.

III.1.3 - Constante d’échapper en fonction du poids moyen de chaque bassin.

Diagramme N°1 : Constante d’échapper « y » en fonction du poids moyen « Pm » dans les

six bassins d’élevage de crevette.

Y°

0

0,5

1

1,5

[6;11] [11;16] [16;21]

Poids moyen

Fact

eurs

d'é

chapper

Y°

29

Diagramme N°2 : Constante d’échapper « y’ » en fonction du poids moyen « Pm’ » dans les

six bassins de grossissement de P.monodon.

y

0

0,5

1

1,5

2

[6;8

,5]

[8,5;1

1]

[11;13

,5]

[13,5;

16]

[16;18

,5]

[18,5;

21]

poids moyen

Fact

eur d'é

chapper

y

Ce diagramme montre la variation de constante d’échapper dans les six bassins

d’élevage. L’augmentation du poids moyen de crevette dans le bassin d’élevage diminue la

valeur de constante d’échapper. Cela veut dire que les crevettes ne sont pas bien reparties à

ce moment. La répartition de crevette dépend de la phase du durcissement. La constante

d’échapper maximum correspond au poids moyen compris entre [11g, 13,5g]. Cela montre

que la répartition de crevette correspond à ce poids moyen est fiable pour déterminer la

constante d’échapper. En plus, les crevettes sont très actifs en période de pleine lune ce qui

correspond à la phase dure de crevette.

Ensuite, la constante d’échapper est diminue progressivement entre les poids moyen ci-après :

[13,5g ; 16g] ; [16g; 18,5g] ; [18,5g ; 21g].Cela dénote que la répartition de crevette

correspond au poids moyen n’est pas fiable pour déterminer la constante d’échapper.

30

III.2 - DISCUSSIONS :

1-) Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées au niveau des six bassins.

En premier lieu, les valeurs du coefficient de corrélation linéaire au niveau du bassin D12-

B ; E5 ; E7 sont presque semblables. Les valeurs respectives sont les suivantes :

Pour le bassin D12-B : la droite d’équation : y = 0,254x + 36,82 présente une tendance

positive entre les survies réelles et celles estimées. Avec un coefficient de corrélation

R² égal à 0,108.

Pour le bassin E5 : la droite d’équation : y = 0,488x + 27,09 avec un coefficient de

corrélation R² égal à 0,106 montre une tendance positive entre les survies réelles et les

survies estimées.

Pour le bassin E7 : le coefficient de corrélation R² égal à 0,192 avec la droite

d’équation y = 0,227x + 35,23 présente une tendance positive entre les survies réelles

et celles estimées.

Les valeurs au niveau de ces trois bassins sont faibles, car r est inferieur à r c. En plus ces

valeurs sont appartient à l’intervalle 0 à 0,8. Ce qui fait que la dépendance entre les survies

réelles et les survies estimées est faible.

En second lieu, la valeur de coefficient de corrélation au niveau du bassin F8 est faible

avec R² égal à 0,007 et la droite d’équation : y = 0,037x + 57,17. Cette droite présente une

tendance positive entre les survies réelles et les survies estimées. Cela prouve que la

dépendance entre ces deux survies est faible. Donc la corrélation entre les survies réelles et les

survies estimées est faible.

Ce qui est à cause des certaines paramètres physico-chimiques du milieu. Comme

l’indique Crosnier, (1965) il semble a priori que six facteurs au mois, puisent agir sur la

disponibilité. Ce sont la température et la salinité de l’eau, le mouvement de la marée et son

amplitude, la phase de la lune, la turbidité de l’eau ou la luminosité sur le fond et à long

échéance la pluviosité annuelle. Par les deux premiers facteurs nous ne ferons que reprendre

les observations et commentaires effectuées par Crosnier (1965) et Chabanne et Plante (1971).

L’exploitation intensive en saison chaude entraine une forte diminution de la biomasse

présente les rendements diminuent donc en saison froide sans que la température en soit le

facteur originel. La turbidité, en diminuant l’intensité lumineuse sur le fond permettrait aux

crevettes de garder une activité diurne (Marcille, 1978).

En troisième lieu, les valeurs respectives aux bassins F1 et G2 sont les suivantes : la

droite d’équation : y = 0,648x + 7,916 avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,826

31

montre une tendance positive entre les survies réelles et les survies estimées. La droite

d’équation : y = - 0,822x + 135 avec un coefficient de corrélation R² égal à 0,668 présente

une tendance positive entre les deux survies. On trouve que la valeur de r au niveau du bassin

F1 est forte et pour G2 est faible. Pour F1, cette valeur appartient à l’intervalle 0,8 à 1. Cela

démontre que la dépendance entre les survies réelles et les estimées est forte. Cela dénote que

qu’il y a une bonne corrélation entre les survies réelles et celles estimées. En 1972, les

meilleurs rendements pendants la journée ont été obtenu au moment de la nouvelle et de la

pleine lune ; 1973, pendant la nouvelle et le dernier quartier (Marcille, 1978).

Les résultats montrent que l’estimation de taux de survie de P.monodon dans le bassin

dépend de période d’échantillonnage. Car la capture de crevettes n’est pas la même à cause

de l’inégalité de répartition par chaque phase de durcissement. En plus, la phase lunaire qui

influe la mobilité de crevettes dans le bassin d’élevage.

Le signe négatif de l’équation de droite au bassin G2 montre que la relation entre les

survies réelles et les survies estimées est inversement proportionnelle. Le taux de survie est un

indicateur fiable de la réussite de l’opération. Plus le taux de survie est meilleur, plus la

méthode de production adoptée et la conduite d’élevage sont réussies (Mamonjy, 2007)

2-) Corrélation entre biomasse réelle et biomasse estimée au niveau des six bassins.

Les résultats obtenus au niveau du bassin D12-B ont donné le coefficient de corrélation

linéaire r égal à 0,949 dont la droite d’équation : y = 0,974x – 847,9. Ce qui implique la

corrélation entre les deux biomasses. Comme le coefficient de corrélation r est fort, puis r est

supérieur à r c. En plus r appartient à l’intervalle 0,8 à 1. Donc, la dépendance entre les

biomasses réelles et les biomasses estimées est forte. Cela démontre qu’il y au en bonne

corrélation entre les biomasses r réelles et celles estimées.

D’après les calculs dans l’annexe pour le bassin E5, le coefficient de corrélation r égal

à 0,920 dont la droite d’équation : y = 1,029x – 1433. Cette valeur est forte car r est supérieur

à r c et appartient à l’intervalle 0,8 à 1.Cela prouve que la dépendance entre les biomasses

réelles et celles estimées est forte. Donc, il y a une bonne corrélation entre ces deux

biomasses.

L’analyse des résultats mentionne une valeur de coefficient de corrélation r égal à

0,981 avec la droite d’équation y = 1,197x - 1853 entre les biomasses réelles et celles

estimées au niveau du bassin E7.Cette valeur est forte avec une tendance positive entre ces

deux biomasses, car r est strictement supérieur à r c. Ce qui implique la corrélation étroite

entre les biomasses réelles et les biomasses estimées. Cela démontre qu’il y a une bonne

corrélation entre les biomasses réelles et celles estimées.

32

Les résultats au figures N°9 présente une tendance positive entre les biomasses réelles

et celle estimées au niveau du bassin F1 avec la droite d’équation : y = 0,91x – 434,10.

Comme r appartient à l’intervalle 0,8 à 1, ensuite r est supérieur à r c. Donc cette valeur est

forte, cela prouve que la dépendance entre les biomasses réelles et celles estimées est forte.

Alors, il y a une bonne corrélation entre les deux biomasses.

Les résultats obtenue présenté au figure N°10 montre la présence de coefficient de

corrélation r égal à 0,960 et la droite d’équation : y = 1,389x – 3166 dans le bassin F8. La

dépendance entre les biomasses réelles et celles estimées est forte car r est supérieur à r c avec

r aussi appartient à l’intervalle 0,8 à 1. Donc, la bonne corrélation entre les biomasses réelles

et les biomasses estimées sont démontrées.

Les résultats obtenues au figure N°11 présente une tendance positive entre les

biomasses réelles et celles estimées au bassin G2 dont la droite d’équation : y = 1,099x – 1458

avec un coefficient de corrélation r égal à 0,770. Cette valeur est faible car r appartient à

l’intervalle 0 à 0,8 et supérieur à r c. Cela démontre que la dépendance entre les biomasses

réelles et celles estimées est faible. Donc, il y a une faible corrélation entre les biomasses

réelles et les biomasses estimées.

En un mot, les corrélations linéaires entre les biomasses réelles et celles estimés dans

les cinq bassins sont fortes. La biomasse d’une population à une instante t est proportionnelle

au nombre d’individu à l’instante t (Marcille, 1978).

3 -) Constante d’échapper :

La meilleure période pour déterminer la constante d’échapper durant l’expérience est

correspond à la phase dure de crevette. A ce moment la mobilité de crevette est hétérogène.

33

RECOMMANDATIONS L’échantillonnage de Penaeus monodon dans les bassins de grossissement a eu besoin

de technicité. Pour pouvoir bien maîtriser cette technique, il faut suivre la procédure ci-après :

� estimer l’ouverture moyenne de l’épervier avant le dénombrement,

� l’eau dans le bassin d’élevage doit être calme,

� le taux d’oxygène dissout doit être supérieur à 4mg/l,

� respecter la profondeur de l’eau au moment du dénombrement,

� fixer l’heure d’échantillonnage comme 4h 30 du matin,

� garder le nombre de lancement de l’épervier dans chaque bassin,

� arrêter l’aérateur et le changement d’eau au moment de l’expérience,

� l’état de crevette doit être respecté comme taux de crevette dure est supérieur à 85%.

En plus, il faut bien maîtriser aussi la méthode d’estimation du taux de survie et de la

biomasse comme l’application de l’analyse statistique au niveau de corrélation linéaire entre

les deux variables.

34

CONCLUSION

L’Aquaculture Mascareignes est une société qui produit et exporte des crevettes

d’espèce Penaeus monodon. La présente étude a été réalisée au sein de l’AQUAMAS Soalala

au département élevage.

Notre étude était basée sur l’analyse des données récoltées à partir de

l’échantillonnage et de dénombrement dans les six (06) bassins de grossissement dénommés

D12-B ; E5 ; E7 ; F1 ; F8 ; G2. L’étude des données était centrée sur l’analyse de corrélation

linéaire entre les survies réelles et les survies estimées puis entre les biomasses réelles et les

biomasses estimées ensuite la détermination de la constante d’échapper.

Au niveau des bassins D12-B ; E5 ; E7 ; F8 et G2 la corrélation linéaire est faible avec r

appartient à l’intervalle [-0,8; 0] et [0 ; 0,8]. Cela prouve que, la dépendance entre les survies

réelles et les survies estimées est faible. Cette valeur n’est pas fiable pour déterminer la

corrélation linéaire entre ces deux survies. Cela dénote que l’objectif au niveau de ces

bassins dans le cas de survie n’est pas atteint.

Au niveau du bassin F1 : r appartient à l’intervalle [0,8 ; 1], ce qui montre que la dépendance

entre les survies réelles et celles estimées est forte. Cela dénote que l’objectif pour déterminer

la corrélation linéaire entre les survies réelles et celles estimées est atteint.

Dans le cas de corrélation linéaire entre les biomasses réelles et les biomasses estimées

au niveau des six bassins :

La corrélation linéaire entre les biomasses réelles et les biomasses estimées aux bassins D12-

B ; E5 ; F1 ; E7 et F8 est forte. Cela dénote qu’il y a une bonne corrélation entre ces deux

biomasses. L’objectif est atteint dans le cas de détermination de corrélation entre les

biomasses réelles et celles estimées sauf dans le bassin G2 ou elle était faible.

L’aquaculture crevettière utilisant le P.monodon présente les avantages suivants :

-1) L’aquaculture jusqu’aujourd’hui est épargnée par les maladies qui affectent les

Black tiger des pays asiatiques.

-2) Nous restons et entendons rester dans l’exploitation semi artisanale pour éviter tout

risque afférant à l’explication intensive.

xiv

REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUEREFERENCE BIBLIOGRAPHIQUEREFERENCE BIBLIOGRAPHIQUEREFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE

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Annexes N°1 : Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin D 12-B

Survies estimées

Survies réelles

52,96 73,09

54,58 71,5

54,52 69,25

62,24 67,22

52,68 65,85

49,26 64,04

49,96 60,46

53,11 58,43

(Source : Auteur, 2010)

x = survies réelles y = réelles estimées _

x = 53,66 y = 66,23 _

x² = 2879,39 y² = 4386,41

σ²x = 14,15 σ²y = 23 σx = 3,76 σy = 4,79

Σ XY = 28479,96

p = 3559,99 – 3553,9 = 6,09

6,09

r =

3,76 x 4,79

r = 0,328 avec ax = 0,254 Y = 0,254x + 36,82

xvii

Annexes N°2 : Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin E5

Survies estimées

Survies réelles

67,52 79

74,34 76,58

58,55 75,54

56,35 73,82

55,42 72,61

64,60 71,06

64,14 68,64

60,75 66,22

(Source : Auteur, 2010) Annexes N°3 : Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin E7

Survies estimées

Survies réelles

44,17 69,79

53,88 67,90

51,31 64,66

53,4 61,42

49,68 57,64

45,67 51,16

44,30 48,73


X= survies réelles Y = réelles estimées _ _ X = 62,70 Y = 72,93 _ _ X² =3931,29 Y² = 5319,33 σ²x = 35,93 σ²y = 15,59 σx = 5,99 σy = 3,94

Σ XY = 36649,57

p = 4581,19 – (62,70 x 72,93) p = 4581,19 – 4572,70 ⇒ p = 8,48

8,48

r = 5,99 x 3,94

r = 0,325 avec ax = 0,488 Y = 0,488 x + 27,09

X= survies réelles Y = réelles estimées _ _

X = 48,91 Y = 60,18 _ _

X² = 2392,18 Y² = 3622,32

σ²x = 15,48 σ²y = 56,06 σx = 3,93 σy = 7,48

Σ XY = 20697,34

p = 2956,76 – 2943,40 = 13,36

13,36

r =

29,39

r = 0,438 avec ax = 0,227 Y = 0,227 x + 35,23

xviii

Annexes N°4 : Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin F1

Survies estimées

Survies réelles

43,65 53,70

39,82 52,17

42,10 49,68

36,3 47,19

37,88 44,32

35,58 41,64

32,46 38,96

(Source : Auteur, 2010) Annexes N°5 : Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin F8

Survies estimées

Survies réelles

58 ,62 87,93

57 ,64 85,31

64,10 83,33

59,52 73 ,81

66,55 70,55

54 ,13 66,59

63,97 63,97

55,56 60,01



X = 73,93 Y = 60,01 _ _ X² = 5466,75 Y² = 3601,20

σ²x = 96,51 σ²y = 17,31 σx = 9,82 σy = 4,16

Σ XY = 35532,25

p = 4441,53 – 4436,53 = 4,99

4,99

r =

9,82 x 4,16

r = 0,08 avec ax = 0,037 Y = 0,037x + 57 ,17


X = 38,25 Y = 46,80 _ _

X =1463,06 Y² = 2191,04

σ²x = 13,44 σ²y = 25,58 σx = 3,66 σy = 5,05

Σ XY = 12628,86

p = 1804 – (38,25 x 46,80) = 14,02

14,02

r =

3,66 x 5,05

r = 0,908 avec ax = 0,648 Y = 0,648x + 7,916

xix

Annexes N°6: Corrélation entre les survies réelles et les survies estimées Bassin G2 (Source : Auteur, 2010)

Annexe N°7 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées

Bassin D 12-B


Survies estimées

Survies réelles

59,46 90,38

64,05 89,68

63,57 86 ,46

66,92 83 ,66

63,06 81 ,98

69,70 80,16

67,79 79,32

74,60 78,34

Biomasses estimées

Biomasses réelles

2734,00 3773,19

3092,72 4005,14

3666, 36 4656,92

4898,03 5289,94

4779 ,12 5973,91

4905,11 6376,84

5830,93 7056,40

7188,96 7909,08

GENITEUR X= survies réelles Y = réelles estimées

_ _ X = 83,74 Y = 66,14

_ _ X² = 7012,38 Y² = 4374,49

σ²x = 20,18 σ²y = 19,58 σx = 4,49 σy = 4,42

Σ XY = 44190,86

p = 1804 – (38,25 x 46,80) = 14,02

14,02

r =

3,66 x 5,05

r = 0,817 avec ax = - 0,822 Y = - 0,822x + 135,00

X= biomasses réelles Y = biomasses estimées

X = 5630,17 Y = 4636,90

X² = 31698898,68 Y² = 21500876,39

σ²x = 1881969,25 σ²y = 1880817,24 σx = 1371,84 σy = 1371,42

Σ XY = 223519476,7

p = 27939934,59 – 26106535,27 = 1833399,31

1833399,31

r =

1881368,81

r = 0,974 avec ax = 0,974 Y = 0,974x - 847,90

xx

Annexes N°8 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées Bassin E5

(Source : Auteur, 2010) Annexes N°9: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées Bassin E7


Biomasses estimées

Biomasses réelles

4991,07 5909,20

6934,43 7143,38

5976,78 7711,12

6198,50 8120,20

6437,58 8434,37

8811,44 9692 ,58

10329,10 11053,78

11280,06 12295,72

Biomasses estimées

Biomasses réelles

2420,95 3825,18

3292,60 4149,36

3555,78 4480,93

4373,46 5030,29

4694,76 5446,98

5754,42 6446,16

5927,87 6520,66

GENITEUR X= biomasses réelles Y = biomasses estimées

_ _ X = 5128,50 Y = 4288,54

_ X² = 26301600,17 Y² = 18391648,85

σ²x = 980343,46 σ²y = 1432165,60

σx = 990,12 σy = 1196,73

Σ XY = 162175526,30

p = 23167932,33 – 21993777,39 = 1174154,936

1174154,936

r =

1184843,730

r = 0,990 avec ax = 1,197 Y = 1,197x - 1853,00

X= biomasses réelles Y = biomasses estimées

X = 8795,04 Y = 6458,62

X² = 77352794,56 Y² = 41713772,30

σ²x = 3872334,07 σ²y = 20805524,21 σx = 1371,84 σy = 4561,30

Σ XY = 223519476,7

p = 65377975,5 – 56803821,24 = 8574154,26

8574154,26

r =

8975227,02

r = 0,955 avec ax = 1,029 Y = 1,029x - 1433

xxi

Annexes N°10: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées Bassin F1


Annexes N°11: Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées Bassin F8


Biomasses estimées

Biomasses réelles

2933,28 3608,64

2910,04 3812,58

3642,49 4298,31

3963,96 5153,14

4900,15 5733,23

5170,48 6051,12

5226,96 6273,65

Biomasses estimées

Biomasses réelles

2740,25 4110,37

3090,25 4573,72

3957,52 5144,79

4649,70 5766,03

5811,01 6160,28

5272,15 6485,73

7274,34 7274,34

6430,01 6945,01

X= biomasses réelles Y = biomasses estimées _ _

X = 4990,09 Y = 4106,77 _ _ X² = 24901055,24 Y² = 16865559,83

σ²x =1017988,05 σ²y = 865814,58 σx = 1008,95 σy = 930,49

Σ XY = 149936303,4

p = 2141971,91 – 20493151,91 = 926320

926320

r =

938817,88

r = 0,986 avec ax = 0,910 Y =0 ,910x - 434,10


X = 5807,53 Y = 4903,15 _ _

X² =33727448,2 Y² = 24040879,92

σ²x =1109238,57 σ²y = 2229722,93 σx = 1053,20 σy = 1493,225

Σ XY =240132046,40

p = 30016505,80 – 28475150,72 = 1541315,081

1541315,081

r =

1572664,57

r = 0,979 avec ax = 1,389 Y = 1,389x - 3166

xxii

Annexes N°12 : Corrélation entre les biomasses réelles et les biomasses estimées Bassin G2


Annexes N°13 : Tableau récapitulatif des constante d’échapper au niveau des six bassins

Pm׳ Pm D12-B E5 E7 F1 F8 G2 Y Y׳

[6 ; 8,5] 1,34 1,17 1,58 1,23 1,50 1,46 1,38 [6 ; 11]

[8,5 ; 11] 1,17 1,03 1,26 1,15 1,39 1,30 1,21 1,29

[11 ; 13,5] 1,25 1,30 1,20 1,30 1,24 1,30 1,65 [11; 16]

[13,5 ; 16] 1,30 1,10 1,16 1,17 1,14 1,15 1,17

1,41

[16 ; 18,5] 1,21 1,07 1,12 1,17 1,04 1,17 1,13 [16 ; 21]

[18,5 ; 21] 1,10 1,09 1,20 1,05 1,11 1,12


Biomasses estimées

Biomasses réelles

2805,73 4264,76

3191,80 4469,02

4024,93 5474,21

4409,89 5513,02

5346,51 6951,74

6850,11 7878,12

7614,78 8909,93

9084,71 9540,16


X = 6625,12 Y = 5416,05 _ _ X² = 43892215,01 Y² = 29333597,60

σ²x = 3522052,18 σ²y = 5009046,84 σx = 2006,27 σy = 2238,09

Σ XY = 318225387

p = 39778173,38 – 35881951,18 = 3896192,20

3896192,20

r =

4490212,82

r = 0,877 avec ax = 1,099 Y = 1,099x -1458

xxiii

FIGURES N°1 : Pays principaux producteur de Penaeus monodon

(Source : Statistiques des pêches FAO, 2006)

Application numérique :

• Densité = Nombre de crevette capturé Surface balayée =2500 =15,88 ind/m² 157,43

• Survie estimée = densité actuel Densité estimée =15,88 30 = 52,96 %

• Constante d’échapper « Y » = survie réelle Survie estimée

Y = 1,34 + 1,17 + 1,58 + 1,23 + 1,50 +1,46 = 1,38 6

Y1,29= 1,21 + 1,38 = ׳ 2

xxiv

Figure N°2 : Mesure de l’ouverture de l'épervier sur terre et dans l’eau d’élevage Figure N°2a [Sur terre] Figure N°2b [Dans l’eau d’élevage]

: Lanceur à la digue : Lanceur dans la pirogue

Figure N°3 : Matériels d’échantillonnage et de dénombrement :

№1 : Tare №2 : Calculatrice №3 : Balance №4 : Pagaie №5 : crayon №6 : plaquette Photo : Dina (Source: Dina Safidinaina TJE, 2010) Figure N°4 : Plan du bassin de grossissement et pré grossissement à l’Aquamas :

(Source : http://www.geo-trotter.com/carte.php ,24 avril, 2010)

5 2 3 4 1 6

1 2

1 2

xxv

Figure N°5 : Localisation de la société Aquamas :

(Source : http://www.geo-trotter.com/carte.php , 24 avril, 2010)

Figure N°5 : ECLOSERIE A L’AQUAMAS (Vue aérienne)


xxvi

Figure N°7 : Station de pompage et vitrine

(Photo: Dina, 2010) (Source: Dina Safidinaina TJE, 2010) Figure N°8 : Mana (Transport maritime)

(Photo: Dina, 2010) (Source: Dina Safidinaina TJE, 2010)

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