Croissance de la coque (Cerastoderma edule) en baie de Somme ...

Direction des Opérations [1] Laboratoire Environnement Littoral & Ressources Aquacoles, Ifremer [2] Laboratoire Ressources Halieutiques, Pôle de Sclérochronologie, Ifremer [3] Laboratoire Biominéralisation & Environnements Sédimentaires, Université Pierre et Marie Curie, Paris VI Bellamy Elise[1] Lefebvre Alain[1] Mahé Kélig[2] De Rafélis Marc[3]

Juin 2009 //Ifremer/RST/LER.BL/09.04

Croissance de la coque (Cerastoderma edule) en baie de Somme Morphométrie et Marquage

Observation d’une coque marquée à la calcéine (E. Bellamy, Ifremer).

juin 2009

Croissance de la coque (Cerastoderma edule) en baie de Somme

Morphométrie et Marquage

juin 2009

Fiche documentaire Numéro d'identification du rapport : Diffusion : libre : � restreinte : � interdite : � Validé par : Alain Lefebvre, Kélig Mahé, Marc De Rafélis

date de publication : 06/2009 nombre de pages : 54 bibliographie : oui illustration(s) : oui langue du rapport : français

Titre de l’article : Croissance de la coque (Cerastoderme edule) en baie de Somme : morphométrie et marquage. Rapport intermédiaire � Rapport définitif � Auteur(s) principal(aux) : Elise Bellamy[1] Alain Lefebvre[1] Kélig Mahé[2]

Marc de Rafélis[3] Collaborateurs : J.M. Petit[4]

P. Desmaret[4] A. Meirland[5]

Destinataires : Ifremer, Affaires Maritimes, CRPMEM[4], SRC[6], GEMEL[5], DDE[7].

Organisme / Direction / Service, laboratoire [1] Ifremer-Laboratoire Environnement & Ressources Aquacoles de Boulogne sur mer [2] Ifremer-Laboratoire Ressources Halieutiques de Boulogne sur Mer [3] Laboratoire de Biominéralisations & Paléoenvironnements, Université Pierre & Marie Curie [4] Comité Régional des Pêches Maritimes et des Elevages Marins (CRPMEM), Nord-Pas-de-Calais [5] Groupe d’Etude du Milieu Estuarien et du Littoral (GEMEL) Picardie [6] Section Régionale Conchylicole (SRC) [7] Direction Départementale de l’Equipement (DDE)

Résumé : La baie de Somme est le premier site français de production de coques (Cerastoderma edule) avec une moyenne de 3000 tonnes par an. Afin de mieux gérer cette exploitation, il est nécessaire de mieux comprendre la biologie de cette espèce. L’objet de cette étude est la croissance de la coque. Dans un premier temps, une analyse morphométrique comparative des valves gauche et droite a permis de mettre en évidence une symétrie parfaite des valves et d’établir de fortes corrélations entre les différents paramètres morphométriques. Dans un deuxième temps, une étude de marquage à la calcéine et au manganèse a été réalisée afin d’obtenir la croissance avec exactitude. Le marquage à la calcéine a montré une strie fluorescente pour un temps de balnéation de seulement 30 minutes à 150 mg.L-1. De même pour le manganèse, où le marquage est révélé pour un temps de balnéation d’1 heure à 120 mg.L-1. Néanmoins, l’analyse numérique effectuée sur 4 coques marquées a permis de dénombrer en moyenne 23 stries entre le marquage et le bord ventral des valves, correspondant aux 12 jours de l’expérience pendant lesquels se sont produites 23 marées. La périodicité de formation des incréments est validée et est par conséquent de rythme tidal.

Abstract : The bay of Somme is the first French field of cockles (Cerastoderma edule) with a production amounting to 3000 tons per year on average. In order to improve the stock management, it is necessary to increase our knowledge of this species. This study is looking at the growth of the common cockle. First, was carried out a morphometric analysis of the two left and right valves, which has revealed a perfect symmetry of the shell and has allowed us to establish strong correlations among the morphometric parameters. Then, a chemical marking study has been realized with calcein and manganese in order to obtain the exact growth. Calcein marking has showed a fluorescent stria only for an half hour immersion time at 150 mg.L-1. Likewise, the manganese marking has worked for one hour immersion time at 120 mg.L-1. Nevertheless, a numerical analysis performed on 4 marked cockles permitted to count 23 striae on average between the mark and the ventral margin, corresponding to the 12 days of experience during which 23 tides happened. The periodicity of increments formation is validated for a tidal frequency.

Mots-clés : coque, Cerastoderma edule, croissance, baie de Somme, marquage, calcéine, manganèse, fluorescence, cathodoluminescence.

Words keys : cockle, Cerastoderma edule, growth, bay of Somme, marker, calcein, manganese, fluorescence, cathodoluminescence .

Sommaire

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INTRODUCTION ................................................................................................6

1. PRESENTATION DE L’ESPECE ...................................................................7

1.1. Systématique.............................................................................................................7

1.2. Localisation...............................................................................................................7

1.3. Anatomie générale....................................................................................................8 1.3.1. La coquille...........................................................................................................8 1.3.2. Le corps...............................................................................................................8

1.4. Alimentation .............................................................................................................9

1.5. Reproduction ............................................................................................................9

1.6. Recrutement............................................................................................................10

1.7. La croissance ..........................................................................................................12 1.7.1. Etude de la structure externe.............................................................................12 1.7.2. Etude de la structure interne..............................................................................13

1.8. Biominéralistation de la coquille ..........................................................................14

1.9. Pêche........................................................................................................................16

2. METHODOLOGIE DU MARQUAGE ............................................................17

2.1. Types de marquages...............................................................................................17

2.2. Choix des marqueurs .............................................................................................17

2.3. La cathodoluminescence........................................................................................19

3. MATERIELS ET METHODES ......................................................................20

3.1. Symétrie des valves ................................................................................................20 3.1.1. Site d’étude........................................................................................................20 3.1.2. Plan d’échantillonnage......................................................................................21 3.1.3. Mesures et pesées..............................................................................................22

3.2. Marquage de coques ..............................................................................................22 3.2.1. Site expérimental...............................................................................................22 3.2.2. Structure expérimentale ....................................................................................23 3.2.3. Marquage...........................................................................................................25 3.2.4. Marqueurs utilisés .............................................................................................26 3.2.5. Analyse des échantillons...................................................................................29

3.2.5.1. Préparation des échantillons................................................................29 3.2.5.2. Traitement chimique : solution de Mutvei ..........................................30 3.2.5.3. Analyse par fluorescence ....................................................................31

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3.2.5.4. Analyse par cathodoluminescence ......................................................31

4. RESULTATS ................................................................................................32

4.1. Morphologie des valves..........................................................................................32 4.1.1. Relation entre la Longueur, la Largeur, le Poids et la Surface .........................32 4.1.2. Symétrie des valves...........................................................................................34

4.1.2.1. Test de la normalité de distribution (Q-Q Plot) ..................................34 4.1.2.2. Test de rang de Spearman ...................................................................35

4.2. Marquage................................................................................................................36 4.2.1. Temps et concentrations des marqueurs ...........................................................36

4.2.1.1. Calcéine...............................................................................................36 4.2.1.2. Manganèse...........................................................................................38

4.2.2. Validation de la périodicité des incréments ......................................................40 4.2.3. Croissance de la coque......................................................................................42

5. DISCUSSION................................................................................................43

6. PERSPECTIVES ..........................................................................................44

BIBLIOGRAPHIE .............................................................................................45

ANNEXE 1........................................................................................................53

ANNEXE 2........................................................................................................54

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Introduction

En France, la baie de Somme est la première zone d'exploitation de la coque commune. Cette production a connu de fortes variabilités inter-annuelles, avec des années de crise comme en 1976 et 1984 (Desprez et al., 1987).

Afin de mieux appréhender ces évènements et d’améliorer la gestion de cette ressource, il convient d’approfondir nos connaissances sur la biologie et l’écologie de cette espèce. Ainsi, une synthèse bibliographique, qui se veut exhaustive, a été réalisée révélant des manques de connaissances, notamment concernant la croissance de la coque.

Pourtant, l’âge est un paramètre primordial pour caractériser une population, suivre son évolution, mais aussi pour étudier sa dynamique à travers le recrutement, la reproduction… Pour l'estimer, la coquille, structure calcifiée, est utilisée. De ce fait, cette étude présente plusieurs objectifs :

� Une analyse morphométrique comparative entre les valves droite et gauche permettant d'identifier si la croissance peut être suivie indifféremment sur l'une ou l'autre valve

� Une étude de marquage permettant de connaître avec exactitude l'âge des coques :

o La faisabilité d'une telle expérimentation in situ

o La validation de la périodicité de formation des incréments de croissance

Les expériences de marquages étant peu courantes et jamais réalisées sur la coque, ni en baie de Somme, il fallut un lourd travail préliminaire afin d’élaborer une structure pouvant accueillir les coques marquées dans leur milieu naturel sans les perturber, ni modifier les conditions environnementales dans lesquelles elles évoluent habituellement.

L'ensemble de ces résultats devrait contribuer à la connaissance de la croissance de la coque commune et plus précisément en baie de Somme.

Présentation de l’espèce 7

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1. Présentation de l’espèce

1.1. Systématique

La coque, Cerastoderma edule, reçoit selon les régions, diverses dénominations telles que hénon, bucarde, rigardeau, sourdon ou bien encore demoiselle.

Dans la classification, elle appartient à l’embranchement des Mollusques, décliné dans le tableau 1.

Tableau 1 : Systématique de la coque Cerastoderma edule (Linné 1758).

Embranchement Mollusques

Classe Bivalves

Ordre Veneroïda

Famille Cardiidae

Sous-famille Laevicardiinae

Genre Cerastoderma

Espèce edule

1.2. Localisation

L’aire de répartition de la coque, indiquée en rouge sur la figure 1, s’étend de la mer de Barents au Nord jusqu’aux côtes mauritaniennes au Sud. De même, elle est présente de la Russie à l'Est jusqu'à la Mauritanie.

Figure 1 : Distribution mondiale de la coque commune (source : FAO, 2008).

Cette espèce est dite "estuarienne" car elle se trouve majoritairement à l’embouchure d’estuaires ou en baies protégées. Son habitat est caractérisé par un milieu intertidal sur un sol sableux plus ou moins vaseux dont la granulométrie peut varier entre 100 et 400 µm (Guillou et al., 1989). La coque, euryhaline, peut vivre dans des eaux de salinité s’échelonnant entre 18 et 40 (MarLIN, 2008).


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1.3. Anatomie générale

1.3.1. La coquille

La coque présente deux valves identiques légèrement dissymétriques, ce qui permet de distinguer la valve gauche de la valve droite (Fig. 2), dont l’ouverture est contrôlée par un ligament externe ainsi que deux muscles adducteurs internes.

Figure 2 : Anatomie comparée des valves gauche et droite de la coque.

La longueur d’une coque est définie comme étant la distance antéro-postérieure de la coquille (Fig. 2).

1.3.2. Le corps Le corps est délimité par le manteau qui se soude dans la région postéro-ventrale pour former deux siphons dirigés vers l’arrière, d’un centimètre de long environ chez l’adulte (Fig. 3). Le siphon ventral permet le passage de l’eau dans la cavité palléale. Il est pourvu de nombreux petits tentacules et est ouvert en permanence. Le siphon dorsal, un peu plus court, est le siphon exhalant qui permet le rejet de l’eau et des excréments. Il s’ouvre périodiquement (Hennebelle, 1975 ; FAO, 2008).

Le pied, organe locomoteur, est long et coudé en son milieu. A sa base, se trouve un rudiment de glande à byssus (plus fonctionnel à l’état larvaire). Il peut être ramené en arrière par deux muscles rétracteurs qui s’insèrent au dessus des deux muscles adducteurs.

Les branchies sont reliées à la base de la masse viscérale par l’axe brachial.

L’appareil reproducteur n’est constitué que d’une gonade, en forme de grappe, située à la surface et à la base du pied, s’étendant dans le corps par de multiples ramifications ciliées débouchant sur de nombreux sacs, les follicules, contenant les cellules germinales, lieux de formation des gamètes.

Anatomiquement parlant, la gonade ne forme pas un organe dissociable du reste de la masse viscérale, ce qui induit un dimorphisme sexuel quasi inexistant.

En période de repos sexuel, les gonades peu volumineuses sont indiscernables à l’œil nu ; une légère différence de couleur peut être distinguée à maturation, au travers du pied, où les ramifications oranges ou blanches tuméfiées indiqueront le sexe de l’animal, respectivement femelle ou mâle. Outre ce stade particulier, la différenciation sexuelle nécessite une coupe histologique ou un frottis gonadique (Hennebelle, 1975 ; FAO, 2008).

Valve Gauche Valve droite

ligament

Longueur

Po

stérieur

An

téri

eur


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Figure 3 : Anatomie interne d'un bivalve (FAO, 2008).

1.4. Alimentation

La coque vit continuellement enfouit dans le sable à quelques centimètres sous la surface. Dès que la marée la recouvre, elle lance ses deux siphons à la surface et filtre l’eau de mer. Elle est filtreur suspensivore ; elle se nourrit en captant l’eau de mer chargée en matière en suspension par son siphon ventral tout en rejetant eau et excréments par son siphon dorsal.

Son alimentation est constituée principalement de phytoplancton (dinoflagellés, diatomées), de zooplancton (ciliés, gamètes et larves), de zoospores, de bactéries et de détritus organiques ou non. Des particules fines telles que du sable ou des débris coquilliers peuvent venir se mêler à cet ensemble (Hennebelle, 1975 ; FAO, 2008).

1.5. Reproduction La coque est une espèce méroplanctonique, gonochorique dont la fécondation externe s’effectue par pontes. La coque a un cycle sexuel composé d’une phase de repos pendant l’hiver et d’une phase d’activité sexuelle (gamétogenèse et ponte) de mars à octobre selon le site étudié (Desprez et al., 1987 ; Guillou et al., 1989 ; Guillou & Tartu, 1992 ; Honkoop & Meer, 1997 ; Cardoso et al., 2006). Au début du printemps, la reprise de l’activité sexuelle consiste à une maturation gonadique progressive, dont l’initiation et la vitesse sont principalement conditionnées par une hausse significative de la température de l’eau de mer (Gimazane & Lubet, 1972 ; Desprez et al., 1987 ; Guillou & Tartu, 1992 ). Par ailleurs, des températures hivernales basses se traduisent par une phase de repos sexuel favorable à une bonne reprise du cycle gonadique, contrairement à un hiver doux qui retarde et ralentit la gamétogenèse par absence de phase de repos sexuel efficace (Guillou et al., 1989 ; Guillou & Tartu, 1992 ; Honkoop & Meer, 1997 ; Dare et al., 2004). En effet, de basses températures réduisent la consommation énergétique de C. edule pendant l’hiver, ce qui réduit aussi sa perte de masse viscérale, et offre donc plus d’énergie disponible pour le développement gonadique (Honkoop et al., 1995 ; Honkoop & Meer, 1997). De plus, un hiver rigoureux influe


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positivement sur la fertilité en permettant un meilleur synchronisme lors des émissions de gamètes de chaque sexe (Hancock, 1973 ; Desprez et al., 1987 ). Le niveau de maturation gonadique peut être reconnaissable au travers différents stades (Desprez et al., 1987 ; Guillou et al., 1989 ; Guillou & Tartu, 1992) :

• Stade A : glande génitale non discernable. Trois états possibles chez l’adulte : repos sexuel, prévitellogenèse ou régression gonadique.

• Stade B : glande génitale observable, mais sexe difficilement discernable à l’œil nu. Peu d’éléments mûrs.

• Stade C : glande génitale bien évidente et sexe déterminable à l’œil nu : pied du mâle rose saumon, pied blanc nacré chez la femelle. Il existe deux sous-stades :

� C1 : éléments génitaux abondants. Spermatozoïdes peu mobiles et ovocytes encore pédonculés en majorité.

� C2 : spermatozoïdes très mobiles, ovocytes sphériques et libres dans les follicules.

• Stade D : phase de « restauration » post-ponte : coexistence d’acini vides et d’acini présentant des poussées ovocytaires rapides.

Plusieurs pontes d’intensité différente peuvent avoir lieu pendant la phase d’activité sexuelle. On distingue des pontes partielles ou massives en fonction des réserves énergétiques de l’animal et de l’intensité de la ponte précédente (Guillou et al., 1989). Cet étalement de la période de reproduction est aussi une stratégie à caractère opportuniste, en réduisant le risque de décalage avec la production primaire et en supprimant celui de surpopulation d’une ponte trop importante (Mileikovsky, 1971 In Guillou & Tartu, 1992).

1.6. Recrutement

Fécondation faite, l’œuf se segmente jusqu’à devenir, en moins de 48 heures, une larve trocophore pélagique, s’alimentant par ses réserves lipidiques initialement contenues dans l’œuf. Celle-ci évolue vers un autre stade larvaire, formant une larve véligère en stade D, due à sa forme caractéristique, toujours planctonique, mais capable de s’alimenter par elle-même en captant le phytoplancton sur son velum. Pendant 3 à 4 semaines, la larve D croît jusqu’à devenir une larve mature umbonée (FAO, 2008). Des températures hivernales basses, allouant une économie d’énergie aux adultes, ont pour conséquence d’augmenter les réserves lipidiques des œufs. Ceci permet un meilleur développement larvaire, et favorise donc la survie des larves dans cette étape où la mortalité est importante (Honkoop et al., 1995, 1998 ; Honkoop & Meer, 1997 ; Dare et al., 2004). Par ailleurs, la température de l’eau au moment du développement larvaire joue aussi un rôle essentiel, présentant une corrélation positive avec la vitesse de maturation des larves ainsi que la production primaire dont les larves se nourrissent (Guillou & Tartu, 1992 ; Honkoop et al., 1995 ; Honkoop & Meer, 1997 ; Chicharo & Chicharo, 2001). Cette phase larvaire est marquée par une sédentarisation de la véligère, qui se métamorphose et devient une coque juvénile. La survie à cette sédentarisation ainsi qu’aux premiers temps de la vie benthique marque le recrutement car la mortalité y est conséquente (Guillou & Tartu , 1994 ; Strässer & Günther, 2001 ; Dare et al., 2004). En effet, les juvéniles de coques représentent une source d’alimentation pour nombreux prédateurs tels que les juvéniles de crabes, de crevettes ou de poissons plats. Selon la période de reprise de l’activité sexuelle et les conditions hydroclimatiques, la sédentarisation est plus ou moins concomitante avec la production des juvéniles des prédateurs, ce qui influence principalement le recrutement (Jensen & Jensen, 1985 ; Sanchez-Salazar et al., 1987 ; Guillou & Tartu , 1994 ; Honkoop


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et al., 1995 ; Honkoop & Meer, 1998 ; Strässer & Günther, 2001 ; Strässer et al., 2002 ; Flach, 2003 ; Dare et al., 2004). De plus, de fortes densités de coques adultes peuvent accentuer la mortalité par ingestion des larves en cours de sédentarisation ou par compétition alimentaire intra-spécifique (André & Rosenberg, 1991 ; Honkoop & Meer, 1997 ; Flach, 2003 ; Dare et al., 2004)

Les facteurs influençant chaque étape du cycle de la vie de la coque sont synthétisés sur la figure 4.

Figure 4 : Facteurs influençant les différentes étapes du cycle de vie de la coque, Cerastoderma edule (d'après : Gimazane & Lubet, 1972 ; Hennebelle, 1975 ; Desprez et al., 1987 ; Guillou et al., 1989 ;

Guillou & Tartu, 1992 ; Honkoop et al., 1995, 1998 ; Honkoop & van der Meer, 1997 ; Dare et al., 2004 ; Cardoso et al., 2006 ; FAO, 2008 ; MarLIN, 2008).

Adulte

Longueur > 13mm

Larve véligère

pélagique

Larve sédentarisée 250-300 µm

Juvénile

• T° de l’eau de mer • Température de l’air • Prolifération algale • Parasitisme

Gamétogenèse & Fécondation externe

Recrutement

• Prédation • Nature du

sédiment • Hydrodynamisme • Bioturbation • T° de l’eau de mer • Densité de

population

Métamorphose

• Prédation • Température de

l’eau • Hydrodynamisme • Prolifération algale

Croissance

• Densité de population • Compétition • Hydrodynamisme • Temps d’immersion • Niveau marégraphique • Prolifération algale • Salinité

Cycle de vie de

Cerastoderma edule


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1er hiver 2ième hiver 3ième hiver

1.7. La croissance

La croissance est un paramètre nécessaire pour suivre la dynamique des populations marines. Celle-ci est étudiée à partir des pièces calcifiées (Sclérochronologie). Chez les poissons, les pièces calcifiées utilisables sont les otolithes, les écailles, les vertèbres (Panfili et al., 2002).

Secor et ses collaborateurs (1995) ont indiqué que le suivi de la croissance chez les bivalves est similaire à celui chez les poissons avec l'analyse des pièces calcifiées. Chez les bivalves, la seule pièce calcifiée disponible est la coquille. L'estimation de l'âge peut être réalisée soit à partir de l'observation de la structure externe, soit à partir de la structure interne. Chez la coque (Cerastoderma edule), si les 2 méthodes ont été employées, l'analyse de la structure interne permet d'obtenir une plus grande précision dans l'estimation de l'âge.

1.7.1. Etude de la structure externe

Chez de nombreux bivalves, la surface de la coquille présente une succession de stries, qui peut permettre d’estimer l'âge. Selon l'espèce étudiée, la formation des stries externes peut avoir une périodicité journalière (famille des Pectinidés, Clark, 1975) ou annuelle (Clinocardium ciliatum, Tallqvist & Sundet, 2000). Cependant, les stries observables peuvent être des marques de croissance ou de traits de vie. Ainsi, pour Pecten irradians, il a été établi que l’activité reproductrice prend le pas sur la croissance ce qui donne lieu, annuellement, à un anneau visible sur la face externe de la coquille (Gutsell, 1930).

Chez Cerastoderma edule, la striation viendrait du fait que l’hiver, la nourriture étant moins disponible et les températures basses, la croissance est très faible, et se traduirait par une strie épaisse, résultant de la succession d’incréments très petits (non visibles sur la face externe ; Fig. 5). Ainsi, une étude concernant l'estimation de l'âge, a été réalisée en mesurant des épaisseurs par interpolation des plus petites stries se situant entre deux zones hivernales permettant d'identifier le nombre d'hivers écoulés (Monfort, 1967 ; Fig. 1).

Figure 5 : Surface externe d’une coquille de coque, présentant de larges stries qui seraient associées

à des chutes de croissance hivernales (In Dabouineau & Ponsero 2004, Monfort, 1967).

Des études menées sur le suivi des coques en Angleterre (Franklin, 1972), en Irlande (Fahy et al., 2005) et en mer des Wadden (Cardoso et al., 2007) se sont basées sur l'analyse externe de la coquille. Cependant, les auteurs indiquent que les stries de croissance


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annuelles ne sont pas toujours visibles et qu'à l'inverse, beaucoup de stries visibles ne sont pas des marques de croissance (Franklin, 1972 ; Cardoso et al., 2007). De plus, Cole (1956) note que le premier anneau est souvent très peu visible voir absent. Ainsi, l'étude de la croissance des coques par l'observation de la coquille externe peut être difficile. Les résultats en baie de Somme n’ont pas permis d’obtenir des résultats satisfaisants.

1.7.2. Etude de la structure interne

Depuis quelques années, l'étude de la croissance chez de nombreux bivalves est réalisée en analysant les structures internes. Celles-ci sont observables à partir de coupes sagittales de coquilles (Fig. 6).

Figure 6 : Axe de coupe (ligne en pointillée) chez Spisula solida (Almeida & Sheehan, 1997).

Selon les espèces, l'analyse des structures internes permet soit de valider l'estimation de l'âge observé sur la coquille externe (Fig. 7) soit d'estimer l'âge car les structures externes ne le permettent pas.

Figure 7 : Exemple d'estimation d'âge de bivalves par l'observation des structures externes validées

par les structures internes (a : Clinocardium nuttallii, b : Saxidomus giganteus, c: Protothaca staminea) (In Brooks, 2001).

Les études réalisées sur la structure externe des coques (Montfort, 1967 ; Franklin, 1972 ; Fahy et al., 2005, Cardoso et al., 2007) présentent des estimations d'âge avec une précision


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d'1 an. Des études réalisées sur les microstructure internes (Fig. 8) permettent d'obtenir une précision à la journée (House & Farow, 1968). Les incréments observables chez les bivalves sont similaires à ceux observés chez les otolithes (Kalish et al., 1995). Cependant, si chez les poissons les incréments sont journaliers dus à l'alternance du jour et de la nuit (Campana & Neilson, 1985), chez les bivalves intertidaux, la marée a une influence sur la formation des incréments (Evans, 1972; Richardson et al., 1979, 1980, 1981; Richardson, 1987a, b, 1988a, b, 1989; Cerrato et al., 1991 ; Cerrato, 2000).

Figure 8 : Exemple de microstructures observées sur une coque (ligne d'échelle de 100 µm) (Lonne & Gray, 1988).

Différentes études menées sur l'estimation de l'âge des coques à partir des structures internes montrent que les incréments seraient plutôt dus à la marée (stress d'émersion irrégulière) qu'à l'alternance jour/nuit (Cole, 1956 ; Richardson et al., 1979, 1980 et 1981 ; Bourget & Brock, 1990).

1.8. Biominéralistation de la coquille

La coquille des bivalves est composée d’une fraction minérale comptant pour plus de 95 % du poids de la coquille et d’une fraction organique inférieure à 5 % (Hennebelle, 1975 ; Marin & Luquet, 2004 ; Lartaud, 2005 ; Jacob et al., 2008). La fraction minérale est essentiellement constituée de carbonate de calcium. Polymorphe, il peut cristalliser sous diverses formes selon le système cristallin : la plupart du temps, il formera de la calcite en système rhomboédrique et/ou de l’aragonite en système orthorhombique. La coquille de la coque est exclusivement aragonitique (Bubel, 1973 ; Neri et al., 1978 ; Richardson et al., 1991). Elle s’organise en trois principales couches : le périostracum, l’ostracum et l’hypostracum élaborés à différentes régions du manteau (Timmermans, 1969 ; Neri et al., 1978 ; Richardson et al., 1981 ; Wilbur and Saleuddin, 1983 & Wheeler, 1992 In. Mc Connaughey & Gillikin, 2008) (Fig. 9).


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Figure 9 : Biominéralisation de la coquille (modifié d’après : Mc Connaughey & Gillikin, 2008).

De l’extérieur vers l’intérieur, on trouve :

• Le périostracum : organique, composé de protéines, glycoprotéines et polysaccharides, il prend naissance au niveau des cellules basales du repli périostracal situé entre les lobes externe et moyen du manteau. Il recouvre entièrement la coquille et participe donc, avec le manteau et la coquille, à la délimitation de la cavité extra-palléale contenant le fluide extra-palléal. Outre cette compartimentation, le périostracum fournit une protection imperméable à l’ensemble de la coquille et joue un rôle essentiel lors de la biominéralisation de la coquille en servant à la fois de trame (nucléation, orientation) et de stabilisateur lors de l’agencement des microcristaux (Bubel, 1973 ; Richardson et al., 1981 ; Chateigner et al., 2000 ; Tong et al., 2001 ; Marin & Luquet, 2004 ; Kobayashi & Samata, 2006 ; Carré et al., 2006).

• L’ostracum : couche prismatique constituée, comme son nom l’indique, de prismes aragonitiques hexagonaux empilés, perpendiculaires à la surface de la coquille et enrobés par une matrice protéique de conchyoline (Timmermans, 1969 ; Hennebelle, 1975). La précipitation des minéraux de cette couche s’effectuerait dans la cavité extra-palléale externe (Wilbur and Saleuddin, 1983 & Wheeler, 1992 In. Mc Connaughey & Gillikin, 2008).

• L’hypostracum : dite couche foliée. Elle présente un enchevêtrement régulier de feuillets parallèles d’aragonite et de conchyoline (Timmermans, 1969 ; Hennebelle, 1975). La précipitation des minéraux de cette couche s’effectuerait dans la cavité extra-palléale interne (Wilbur and Saleuddin, 1983 & Wheeler, 1992 In. Mc Connaughey & Gillikin, 2008).

Le calcium utilisé pour la sécrétion de la coquille, n’étant retrouvé ni dans la glande digestive, ni dans le manteau de Cerastoderma edule, proviendrait directement de l’environnement et ne serait pas d’origine alimentaire. Si aucune rétention de calcium ne se fait dans les tissus, cela suggère que les micro-incréments calciques de la structure interne de la coquille correspondraient aux temps d’immersion de la coque (Richardson et al., 1981).

Par ailleurs, d’après Néri et al.(1978), il semblerait que l’épaisseur de la coquille soit inversement proportionnelle à la salinité.


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19 50 1 95 5 19 60 1 96 5 19 70 1 97 5 19 80 1 98 5 1 99 0 1 99 5 20 00 20 05

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A llem agne Danem ark E spagne France Irlande

Norvège P ay s -B as P ortugal Roy aum e-Uni S énégal

1.9. Pêche

La France est le troisième producteur mondial de coques (Fig. 10) après les Pays-Bas et le Royaume-Uni. En France, les gisements sont répartis le long du littoral Atlantique de la frontière belge à l'Espagne. La baie de Somme est la première zone de production française (Fig. 11).

Figure 10 : Production mondiale de coques par pays entre 1950 et 2006 (FishStat ; FAO, 2008).

Figure 11 : Zones françaises de production de coques (Quéro & Vayne, 1998).

Méthodologie du marquage 17

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2. Méthodologie du marquage

2.1. Types de marquages

Plusieurs types de marquage ont été effectués pour étudier la croissance d’un bivalve. Il existe 2 grands types de marquage de la coquille :

� le marquage externe physique : par un simple coup de scie au bord ventral de la coquille (Henocque, 1977 ; Ropes, 1985 ; Sejr et al., 2002) , par une tâche colorée à l’extrémité des valves en utilisant diverses peintures, des encres spéciales ou de l’époxy-résine (O’Keeffe, 1985 ; Kracuter et al., 1989 ; Cain et al., 1990 ; Brooks, 1991 ; Boulding & van Alstyne, 1993 ; Tablado et al., 1994)

� le marquage interne :

1) physique, par « choc de froid », où les bivalves sont maintenus pendant trois jours à 4°C en air humide (Richardson et al., 1979 & 1980),

2) ou chimique, en immergeant l’animal dans une solution enrichie en calcium en vue d’obtenir un incrément anormalement épais (Bourget & Crisp, 1975b ; Crisp & Richardson, 1975), en immergeant les mollusques dans divers fluorochromes (Day et al., 1995 ; Kaehler & McQuaid, 1999 ; Moran & Marko, 2005), en utilisant des isotopes du carbone et de l’oxygène ou autres (Witbaard et al., 1994 ; Kilada et al., 2006) ou par marquage au manganèse (Langlet et al., 2006 ; Lartaud, 2007).

Les méthodes physiques présentent des désavantages, tout d’abord en terme de stress de l’animal lors du marquage ce qui influence négativement la croissance, mais aussi en terme d’indice de condition et de prédation, où le poids du marqueur dans le cas de la résine par exemple, peut engendrer une plus grande dépense énergétique de l’animal ou gêner le bivalve lors de son enfouissement pour échapper à un prédateur. De plus, les méthodes physiques ne sont généralement pas applicables à des bivalves de trop petite taille ou lors de périodes sensibles de leur vie. Enfin, il existe une grande variabilité dans l’efficacité et la durabilité de ces types de marquage (Brooks, 2001 ; Henry & Jarne, 2007), c’est pourquoi cette étude en baie de Somme a été réalisée à partir de marquages chimiques internes.

2.2. Choix des marqueurs

L’usage de fluorochromes est la méthode la plus répandue pour le marquage chimique de pièces calcifiées de nombreuses espèces (Panfili et al., 2001) : adultes et larves de poissons (Monaghan, 1993 ; Bashey, 2004), échinodermes (Purcell et al., 2008), brachiopodes (Rowley & MacKinnon, 1995), cnidaires (Marshal et al., 2004), adultes, juvéniles et larves de mollusques (Day et al. 1995 ; Moran, 2000 ; Moran & Marko, 2005 ; Thébault et al., 2006 ; Riascos et al., 2007 ; Lucas et al., 2008). Couramment employés, les fluorochromes de type tétracycline, alizarin et calcéine ont démontré une certaine efficacité dans les études de marquages de mollusques (Pirker & Schiel, 1993 ; Kaehler & McQuaid, 1998 ; Bashey, 2004 ; Moran & Marko, 2005 ; Purcell et al., 2006 ; Lucas et al., 2008 ;


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Herrmann, In Press). Cependant dans la littérature, il est possible de trouver des avis divergents quant à la fiabilité de ceux-ci (Monaghan, 1993 ; Day et al., 1995 ; Carré, 2005 ; Riascos et al., 2007). Un marqueur chimique fiable doit présenter certaines caractéristiques, comme d’être facilement détectable dans la structure calcique, ne pas altérer la viabilité des individus marqués, être conserver pendant une durée suffisante pour l’expérience (Riascos et al., 2007)... La calcéine (Fig. 12), parmi les fluorochromes cités, a été retenue dans cette étude car elle semble réunir un plus grand nombre d’avantages : elle produit des marques nettes et durables, pendant un temps d’exposition relativement court (3 heures) (Thébault et al., 2006 ; Riascos et al., 2007). Elle est applicable à tous les stades du cycle de vie de nombreuses espèces, elle est non toxique pour l’environnement, et n’engendre ni mortalité, ni variation du taux de croissance (Monaghan, 1993 ; Day et al., 1995 ; Kaehler & MacQuaid, 1998 ; Moran, 2000 ; Moran & Marko, 2005 ; Thébault et al., 2006 ; Riascos et al., 2007 ; Herrmann, In. Press).

Plus récemment, des études de croissance sur des mollusques ont été menées avec succès par marquage au manganèse (Fig. 13) (Barbin, 1991 ; Barbin & Gaspard, 1995 ; Hawkes et al., 1996 ; Bettiol et al., 1999 ; Habermann et al., 2001 ; Tomasovych & Farkas, 2005 ; England et al., 2006 ; Langlet et al., 2006 ; Lartaud et al., 2006 ; Cardoso et al., 2007 ; Lartaud, 2007). Cette technique met en jeu de très faibles concentrations de marqueurs comparées à celles dont nécessite le marquage par fluorochromes ainsi que des temps de balnéation courts, et ce, sans affecter la survie des bivalves marqués. De plus, l’étude de la cathodoluminescence naturelle et induite par le marquage, permet une analyse plus fine de la croissance coquillière tant en terme de sclérochronologie, de suivi de la croissance, mais aussi de compréhension des processus de biominéralisation et du contexte environnemental dans lequel elle s’effectue. En effet, la cathodoluminescence peut présenter différents niveaux de cyclicités, liées au taux d’incorporation et à la biodisponibilité du manganèse, ce en fonction de la température et du taux d’oxygène dissous de l’eau de mer (Langlet et al., 2006 ; Lartaud et al., 2006 ; Lartaud, 2007). Ainsi, cette seconde méthode a également été retenue dans le cadre de cette étude.

Figure 12 : Poudre de calcéine.

Figure 13 : Poudre de chlorure de manganèse (MnCl2).


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2.3. La cathodoluminescence

La cathodoluminescence correspond à l’émission de photons dans le domaine visible d’un ion activateur (impureté) au sein d’un cristal, excité par un bombardement électronique. Ainsi, la longueur d’onde de la luminescence est caractéristique du minéral et de l’ion activateur (Amieux, 1982 ; Machel et al., 1991 ; de Rafélis et al., 2000).

Un activateur est un ion (ou atome) dont la différence énergétique entre la couche de valence et les orbitales de niveaux supérieurs est suffisante pour permettre l’émission d’un photon dans le domaine visible après excitation, tels que les métaux de transition (Machel et al., 1991). Pour les carbonates, le principal ion activateur de la luminescence est le manganèse : Mn2+ (Barbin et al., 1991 ; Barbin et al., 1995 ; Bettiol et al., 1999 ; Barbin, 2000 ; Götte & Richter, 2009). Pour les deux polymorphes du CaCO3, on obtient une bande d’émission de luminescence activée par le manganèse à 600-620 nm pour la calcite (couleur rouge/orangée) et à 540-575 nm pour l’aragonite (couleur jaune/verte ; Fig.14). Par ailleurs, alors qu’un cristal pur de CaCO3 est optiquement inerte, il existe une luminescence naturelle bleutée, toujours très faible, de ces biominéraux, dite intrinsèque, essentiellement due aux défauts du réseau cristallin (déformations, interstices…), de bande d’émission à 350-400 nm pour la calcite et à 440-520 nm pour l’aragonite (Machel et al., 1991 ; El Ali et al., 1993 ; Barbin, 2000 ; Götte & Richter, 2009).

Figure 14 : Observation en cathodoluminescence d’une section de coquille d’Anondonte. A droite,

cathodoluminescence (CL)-optique montrant l’aragonite (verte) et la calcite (orange) de la structure

lamellaire de la coquille. A gauche, les spectres-CL correspondants acquis au microscope électronique à

balayage (clichés M. de Rafélis, UPMC).

Cependant, d’autres phénomènes influencent la cathodoluminescence. La « sensitization » tout d’abord : des ions tels que le fer III (Fe3+), le chrome (Cr3+) ainsi que les Terres rares (Rare Earth Elements, REE2+/3+) peuvent co-activer la luminescence en absorbant l’énergie disponible et en la transférant à un activateur, ce qui induit une luminescence plus élevée

Matériels et méthodes 20

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que celle liée à la seule concentration en activateur. Plus encore, un sensitizer peut absorber une radiation à laquelle une impureté serait restée en dormance, et activer celle-ci en lui transférant l’énergie sous forme disponible. A l’inverse le « quenching » ou inhibition, impliquant principalement le fer II (Fe2+) pour les carbonates, mais aussi le cobalt (Co2+), le nickel (Ni2+) consiste en une atténuation du signal, parfois jusqu’à extinction du signal de luminescence, par réabsorption de l’énergie d’émission de l’activateur. Un inhibiteur étant caractérisé par de faibles différences énergétiques entre l’état fondamental et les niveaux supérieurs, il ré-émet l’énergie dans l’infrarouge (Machel et al., 1991 ; Bettiol et al., 1999 ; Habermann et al., 1999 ; Götte & Richter, 2009) et ne sera donc pas observé.

La concentration en activateur conditionne l’intensité lumineuse, dans la mesure où une quantité minimum est nécessaire à la détection, mais aussi dans le fait qu’une trop forte concentration induirait un « selfquenching » par résonance électromagnétique (Machel et al., 1991). Dans l’aragonite, la cathodoluminescence semble corrélée de façon linéaire avec la concentration en manganèse, pour autant que celle-ci n’excède pas 1500 ppm et que la concentration en Fe2+, principal quencher, ne dépasse pas 2000 ppm (Götte & Richter, 2009).

3. Matériels et méthodes

3.1. Symétrie des valves

3.1.1. Site d’étude

Cette étude a été réalisée en baie de Somme située en Manche orientale. La baie de Somme constitue une vaste zone intertidale de 72 km2 (Duhamel, 1994) entre le Pays de Caux et le détroit du Pas-de-Calais. La Somme draine un bassin versant de 5560 km² et son débit moyen est de 33,5 ± 11,7 m3.s-1 (moyenne de 1963 à 1997). D’autres cours d’eau alimentent la baie mais leurs débits sont négligeables par rapport à celui de la Somme. Le bassin versant est occupé par des activités agricoles de culture (65 % du territoire est occupé par les céréales) et aussi par des activités industrielles (secteur agro-alimentaire).

Les courants de marée affectant la zone d’estuaire sont légèrement giratoires avec des intensités maximales en surface orientées nord-est au flot et sud-ouest à ouest au jusant. L’orientation est la même sur toute la colonne d’eau mais l’intensité est plus faible au fond.

En ce qui concerne la circulation des masses d’eau, on peut mettre en évidence un courant résiduel au jusant orienté vers l’ouest pour la surface et vers le nord-ouest au fond (Loquet, 2001). La salinité peut varier de 18 à 35 en fonction de la zone (Rybarczyk, 1993). Les sédiments sont du type sables fins et vases.

Cette zone comprend 4 gisements de coques, deux principaux au nord du chenal et deux au sud de celui-ci (Fig. 15).


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Figure 15 : Localisation des gisements de coques de la baie de Somme ; en mauve les secteurs Nord,

en rouge les secteurs Sud.

3.1.2. Plan d’échantillonnage

524 coques ont été échantillonnées aléatoirement sur les différents gisements de la baie de Somme à une fréquence bimensuelle entre le 26 mars et le 26 juin 2008 (Tab. 2).

Tableau 2 : Calendrier d’échantillonnage des coques de baie de Somme.

Date Secteur Nombre de coques

26 mars nord 29

28 mars sud 40

09 avril nord 27

10 avril sud 118

22 avril nord 24

23 avril sud 133

06 mai nord 10

07 mai sud 54

22 mai sud 6

24 juin nord 51

26 juin nord 32


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3.1.3. Mesures et pesées

Les coquilles ont été soigneusement lavées, séchées, puis chacune des valves a été identifiée et répertoriée. Chaque valve a été pesée à l'aide d'une balance de précision au dixième de milligramme (Fig. 16) et analysée avec le logiciel TNPC (Traitement Numérique des Pièces Calcifiées) développé par l'Ifremer, nécessitant l’utilisation d’une loupe binoculaire associée à une caméra numérique, permettant d’obtenir la longueur, la largeur et la surface avec une précision de 0,01mm (Fig. 17).

Figure 16 : Pesée de la valve à l'aide d'une balance de précision.

Figure 17 : Analyse numérique des paramètres

morphométriques d’une valve à partir du logiciel

TNPC.

3.2. Marquage de coques

3.2.1. Site expérimental

Le site expérimental est situé dans la partie nord de la baie de Somme où sont présents 2 gisements exploités de coques (Fig. 18). Le gisement appelé CH4 a été retenu pour implanter le site expérimental car il présente toutes les classes de taille de coques.

Figure 18 : Localisation du dispositif expérimental pour le marquage des coques.

X


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3.2.2. Structure expérimentale

La structure expérimentale consiste en un quadrillage de 9 cubes de 50 cm d’arête, fermé sur le haut et les côtés afin d’isoler les différents lots de coques (Fig. 19). Le bas des cubes reste ouvert car les coques ne s’enfouissent pas au-delà de 10 cm. La structure est enfouie sur 30 cm pour ne pas que les coques ne s’échappent par le fond et émerge de 20 cm pour garder une marge en cas d’ensablement.

Figure 19 : Schéma de la structure expérimentale. Préalablement, des réunions ont été effectuées avec les professionnels et une fiche d’information (Annexe 1) a été envoyée à tous les acteurs de la baie de Somme. La réalisation s’est effectuée en plusieurs étapes. Tout d’abord, grâce à la contribution des professionnels (Charles Derosière et sa famille ; Michel Nicolay) et des garde-jurés (Philippe Desmaret, Jean-Michel Petit) du CRPMEM (Comité Régional des Pêches Maritimes et des Elevages Marins), huit pieux de 2,50 m ont ainsi pu être installés à l’aide d’une grue afin de faire le cadre de la structure externe (Fig. 20).


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Figure 20 : Mise en place des pieux de mytiliculture à l’aide d’une grue.

Puis, l’intérieur de la zone a été creusée, d’une part pour enlever les coques, d’autre part pour installer le grillage galvanisé à maille carrée de 6,4 mm, cloué sur les pieux, qui délimite le périmètre du cadre extérieur (Fig. 21).

Figure 21 : Mise en place du grillage pour délimiter le périmètre extérieur de la zone.

Dans un deuxième temps, neuf pieux biseautés de 60 cm ont été plantés, reliés aux pieux de 2,50 m par du grillage galvanisé afin de réaliser neuf compartiments distincts de 50 cm2 (Fig. 22). La zone a été remblayée et soigneusement inspectée pour ôter toute coque de la structure.


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Figure 22 : Réalisation des 9 compartiments au sein de la structure.

Enfin, une fois le marquage effectué à St Valéry sur Somme dans les locaux du GEMEL (Groupe d’Etude du Milieu Estuarien et du Littoral) et les coques replacées dans les différents compartiments de la zone d’étude, la structure a été recouverte par le même grillage à maille carrée sur sa totalité (Fig. 23).

Figure 23 : Fermeture de la structure par du grillage galvanisé à maille carrée.

3.2.3. Marquage Le marquage a été effectué le 8 avril 2009. 900 coques ont été prélevées aléatoirement autour de la structure expérimentale puis amenées au GEMEL où elles ont été séparées en 9 lots de 100 coques (Fig. 24).

Figure 24 : Sélection des 9 lots de 100 coques réalisés au GEMEL.


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Chaque lot a été identifié selon le traitement chimique qu’il allait subir et toutes les coques du lot ont été préalablement mesurées en longueur et en largeur à l’aide d’un pied à coulisse d’une précision au 0,5 mm (Fig. 25).

Figure 25 : Mesures des coques d’un lot au pied à coulisse.

3.2.4. Marqueurs utilisés Aucune étude de marquage ayant été réalisée sur la coque, le comportement des marqueurs vis à vis de cette espèce, et inversement, reste incertain. Ainsi, différentes concentrations ont été testées selon plusieurs temps de balnéation, en accord avec la littérature, afin de mieux appréhender cette technique sur la coque. Sur les 9 lots, 3 ont été marqués à la calcéine (Tab. 3), 4 au manganèse (Tab. 4) et 2 sont des lots témoins.

Tableau 3 : Marquages à la calcéine selon la concentration et le temps d’exposition.

Concentration (mg.L-1) Temps de balnéation 50 03h00 150 00h30 06h00

Tableau 4 : Marquages au manganèse selon la concentration et le temps d’exposition.

Concentration (mg.L-1) Temps de balnéation 90 00h30 04h00 120 00h30 01h00


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Les 9 lots de coques sont donc immergés dans une solution d’eau de mer prélevée aux abords de la zone d’étude, dans laquelle ont été ajoutées les différentes quantités de marqueurs chimiques, et ce, pendant la durée de balnéation (Fig. 26).

Figure 26 : Marquages de coques à la calcéine (A) et au manganèse (B). Quelques instants après l’immersion des coques dans l’eau de mer contenant le marqueur , elles commencent à filtrer (C).

Les différents lots de coques sont réintégrés dans leur milieu naturel au sein de la structure expérimentale et identifiés dans les 9 compartiments (Fig. 27 & 28).

Figure 27 : Implantation des coques marquées dans la structure expérimentale.

C

B A

28

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Figure 28 : Répartition des lots de coques marquées dans la structure expérimentale avec leur numéro d’identifiant (MarqueurConcentration_Temps de balnéation).

Ca150_600150 mg.L -1 6h00

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

T2 Témoin 2

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

T1 Témoin 1

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2Longueur (mm)

N

Mn90_400

90mg.L -1 4h00

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

Mn120_30

120mg.L -1 0h30

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

Ca150_030

150mg.L -1 0h30

0

5

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15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

Mn90_30

90mg.L -1 0h30

0

5

10

15

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30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2

N

Ca50_300

50mg.L -1 3h00

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2Longueur (mm)

N

Mn120_100

120mg.L -1 1h00

0

5

10

15

20

25

30

35

1 1,4 1,7 2 2,3 2,6 2,9 3,2Longueur (mm)

N

29

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3.2.5. Analyse des échantillons

3.2.5.1. Préparation des échantillons

Chaque coque de chaque lot est identifiée ainsi que ses valves gauche et droite. L’analyse morphométrique est la même que celle présentée dans le paragraphe 3.1.3. Par la suite, une valve est préparée pour analyser la croissance. Elle est coulée dans une résine époxy avant d’être découpée en lame mince grâce à une tronçonneuse de précision (Fig. 29).

Figure 29 : Mise en résine des valves.

Un polissage préalable est réalisé pour obtenir des lames minces exploitables en utilisant une granulométrie décroissante de 600 à 4000, afin d’enlever les rayures résultant du tronçonnage. Dans le cas du polissage de précision, les 2 faces de la lame sont polies jusqu’au quart de micron et l’épaisseur finale de celle-ci est inférieure à 100 microns.


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3.2.5.2. Traitement chimique : solution de Mutvei

La solution de Mutvei, du nom de son inventeur Harry Mutvei, est une technique chimique permettant la visualisation des microstructures par coloration. Elle se compose d’acide acétique, de glutéraldéhyde et de bleu d’alcian (Fig. 30)

Figure 30 : Composants de la solution de Mutvei.

Le principe consiste à effectuer une attaque acide ménagée des carbonates de calcium tout en fixant la matrice organique et colorant les mucopolysaccharides qui la composent (Schöne et al., 2005). Ainsi, il est possible d’observer, sous lumière réfléchie, le squelette teinté bleu des incréments de croissance. D’une manière générale, l’observation d’une coquille traité à la solution Mutvei sera une sorte de « négatif » de l’observation faite par cathodoluminescence (marquage de la trame organique vs squelette minéral).

Ces analyses ont été effectuées en collaboration avec Franck Lartaud à l’Institut Universitaire Européen de la Mer (IUEM). Pour 200 mL de solution de Mutvei, 100 mL d’acide acétique à 1%, 100 mL de glutéraldéhyde à 25% et 1,0 g de bleu d’alcian ont été associés. Des lames de coques ont été préalablement préparées, polies jusqu’au quart de micron à l’aide d’une solution d’alumine, puis plongées dans la solution de Mutvei maintenue à 40°C (Fig. 31).

Figure 31 : Balnéation d’une lame de coque dans la solution de Mutvei.


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3.2.5.3. Analyse par fluorescence

La calcéine (CAS 1461-15-0) est un fluorochrome qui se lie au calcium et s’incorpore donc dans la coquille. Elle est révélée sous microscopie à épifluorescence par excitation en lumière bleue (460-490 nm) et ré-émission à 520 nm (Fig. 32) de couleur verte (Kaehler & MacQuaid, 1998 ; Moran & Marko, 2005 ; Riascos et al., 2007 ; Herrmann, In. Press.).

Figure 32 : observation d’un échantillon sous microscopie à épifluorescence.

3.2.5.4. Analyse par cathodoluminescence

L’analyse par cathodoluminescence s’est effectuée en collaboration avec Marc de Rafélis au laboratoire « Biominéralisations et Paléoenvironnements » de l’université de Pierre & Marie Curie. Le dispositif utilisé a été développé avec la société OPEA (Fig. 33). Il s’agit d’une cathodyne (cathode froide) associée à un microscope optique Nikon (objectifs x3.5, x5 et x20). L’acquisition d’image est numérique (boîtier Réflex Nikon D70). Le système de pompage est assuré par une pompe à palette.

Voltage (kV)

Ampérage (µA.mm -2)

Contrôle du vide (mTorr)

Canon à électrons

Pompe à vide

Microscope

RéflexNikon D70

Platine étanche

Voltage (kV)

Ampérage (µA.mm -2)

Contrôle du vide (mTorr)

Canon à électrons

Pompe à vide

Microscope

RéflexNikon D70

Platine étanche

Figure 33 : Cathodoluminescence d’un échantillon par bombardement électronique contrôlé.

L’échantillon préalablement poli est placé au sein de la platine étanche, puis une fois un vide suffisant obtenu (60 milliTorrs), le canon à électrons peut être démarré. Afin d’obtenir une cathodoluminescence optimale, le voltage doit atteindre 12 à 20 kV et 200 à 400 µA.mm-2. Il est possible de modifier la vitesse d’obturation afin de capter au mieux le signal lumineux.

Résultats 32

juin 2009

4. Résultats

4.1. Morphologie des valves

4.1.1. Relation entre la Longueur, la Largeur, le Poids et la Surface

La longueur étant le paramètre morphométrique déterminant la taille commerciale des coques, celle-ci a été choisie en abscisse dans cette étude comparative.

Pour comparer les valves gauche et droite, 524 coques, prélevées en 2008, ont été étudiées.

L’analyse des relations longueur/largeur, longueur/poids et longueur/surface montrent qu’elles sont comparables entre la valve gauche et la valve droite (Fig.34). De plus, il est à remarquer que les courbes longueur/largeur montrent des relations linéaires, alors que celles des courbes longueur/surface et longueur/poids sont de forme exponentielles.

N = 524 N = 524

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0 5 10 15 20 25 30 35

Longueur (mm)

Larg

eur

(mm

)

N = 524N = 524

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

0 5 10 15 20 25 30 35 40Longueur (mm)

Sur

face

(m

m²)

Résultats 33

juin 2009

N = 524 N = 524

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

0 5 10 15 20 25 30 35 40Longueur (mm)

Poi

ds (

mg)

Figure 34 : Relation entre la longueur et les autres paramètres morphométriques (largeur, poids, surface) des valves

gauche (bleu) et droite (rouge).

Les relations longueur/largeur, longueur/surface et longueur/poids présentent des coefficients de corrélations proches de 1 avec un nombre d'échantillons important (N=524) ce qui traduit de fortes relations entre ces différents paramètres (Tab. 5).

Tableau 5 : Relations entre la longueur et la largeur, la surface et le poids (R² : coefficient de corrélation, N : nombre

d'échantillons) pour les valves gauche et droite.

Relation

Longueur/Largeur R²

Relation Longueur/Surface

R² Relation

Longueur/Poids R² N

Valve Gauche

y = 1,2203x -0,2729 0,9981 y =0,6829x1,969 0,9997 y =0,0236x3,320 0,993 524

Valve Droite

y = 1,2131x -0,2214 0,9979 y =0,6821x1,971 0,9997 y =0,0237x3,323 0,993 524

Par ailleurs, si la relation longueur/poids présente un coefficient d’allométrie « b » proche de 3 ce qui indique une croissance de type isométrique ce qui signifie que le poids de la valve s’accroît proportionnellement au cube de sa longueur. Dans cette étude, le coefficient d’allométrie est majorant car supérieure à 3 pour les valves droite et gauche (b = 3,32), indiquant une croissance légèrement plus rapide en poids qu’en longueur.

Résultats 34

juin 2009

4.1.2. Symétrie des valves

Des analyses statistiques ont été utilisées pour tester la symétrie des 2 valves d’une même coquille à partir de 4 descripteurs que sont le poids, la longueur, la largeur et la surface.

4.1.2.1. Test de la normalité de distribution (Q-Q Plot)

Le Quantile-Quantile plot (Q-Q plot ; Fig.35) est le traçage des quantiles d'une distribution versus les quantiles d'une autre distribution. Il permet de comparer la distribution d’un même descripteur entre la valve gauche et la valve droite.

Surface (mm²)

100 300 500 700

0

200

400

600

800

SD

Largeur (mm)

Longueur (mm)

0 5 10 15 20 25 30

0

5

10

15

20

25

30

HD

Poids (mg)

0 5 10 15 20 25 30 35

0

10

20

30

LD

0 1000 2000 3000 4000

0

1000

2000

3000

4000

PD

Figure 35 : Test de normalité de distribution entre les valves gauche (axe des abscisses) et droite (axe des ordonnées) pour les 4 paramètres morphométriques testés.

Valve droite Valve droite

Val

ve g

auch

e V

alve

gau

che

Résultats 35

juin 2009

4.1.2.2. Test de rang de Spearman

Ce test analyse l'existence de liens entre deux variables X et Y quantitatives mesurées sur une même série d’individus.

Le coefficient de corrélation r’ est ainsi calculé et une matrice de corrélation est obtenue pour les 4 descripteurs de la valve gauche et de la valve droite (Tab.6).

Tableau 6 : Matrice de corrélation du test de rang de Spearmann. Valve droite SURFACE HAUTEUR LONGUEUR POIDS

SURFACE 1,000 0,999 0,999 0,993 LONGUEUR 0,999 0,998 1,000 0,992 HAUTEUR 0,999 0,999 0,998 0,994

valve gauche

POIDS 0,993 0,994 0,992 1,000

Le test de normalité de distribution (Fig. 36) et la matrice de corrélation du test de rang de Spearman (Tab. 6) montrent qu’il existe une symétrie significative entre la valve gauche et la valve droite d’une coque.

Ces résultats ont fait l’objet d’un poster présenté lors d’un colloque international Physiomar en septembre 2008 (Annexe 2).

36

juin 2009

4.2. Marquage

Avant la recapture finale des coques marquées du 4 mai, un premier prélèvement de 10 coques par type de marquage a été réalisé au bout de 12 jours. La structure expérimentale était alors intacte, sans creusement, ensablement ou accumulation d’algues. Cependant, entre le 13ième et le 30ième jour (recapture finale), le sédiment s’est progressivement creusé autour de la structure, découvrant le grillage par le fond. Par conséquent, les lots de coques témoins sont inutilisables. Néanmoins, tout au long de l’expérience, aucune mortalité particulière n’a été constatée parmi les différents lots.

Les résultats présentés ci-dessous concernent les coques issues du premier prélèvement.

4.2.1. Temps et concentrations des marqueurs

4.2.1.1. Calcéine

L’observation sous microscopie à épifluorescence montre que les différents marquages à la calcéine ont tous été concluants, sans variation d’intensité, et ce, quelque soit le temps de balnéation (6, 3 et 0,5 heures) et la concentration (respectivement 150, 50 et 150 mg.L-1) (Fig. 36-38).

Figure 36 : Observation de la strie fluorescente d’une coque marquée pendant 6 heures à 150 mg.L-1 de calcéine.

Résultats 37

juin 2009

Figure 37 : Observation de la strie fluorescente d’une coque marquée pendant 3 heures à 50 mg.L-1 de calcéine.

Figure 38 : Observation de la strie fluorescente d’une coque marquée pendant 30 minutes à 150 mg.L-1 de calcéine.

38

juin 2009

4.2.1.2. Manganèse

Quatre marquages ont été réalisés au manganèse selon des concentrations (90, 120 mg.L-1) et des temps de balnéation différents (4, 1, 0,5 heures). Les 2 marquages effectués pendant des temps d’immersion de 30 minutes ne montrent pas de résultats probants (Fig. 39). Par contre, les deux autres marquages (120 mg.L-1 pendant 1 heure et 90 mg.L-1 pendant 4 heures) présentent une marque nette (Fig. 40-41), d’intensité légèrement plus forte pour ce dernier(Fig. 41). Il semblerait donc que le temps d’immersion des coques dans la solution de manganèse soit le facteur limitant.

Figure 39 : Observation en cathodoluminescence d’une coque marquée au manganèse pendant 30 minutes

Résultats 39

juin 2009

Figure 40 : Observation en cathodoluminescence de la strie d’une coque marquée au manganèse pendant 1 heure à la

concentration de 120 mg.L-1.

Figure 41 : Observation en cathodoluminescence de la strie d’une coque marquée au manganèse pendant 4 heures à la

concentration de 90 mg.L-1.

40

juin 2009

4.2.2. Validation de la périodicité des incréments

Pour valider la périodicité de formation des incréments, des lames ont été préparées selon 2 méthodes, d'une part un polissage de précision et d'autre part une attaque acide par la solution de Mutvei.

La solution de Mutvei a été testée avec plusieurs temps d'immersion de la lame : 10, 20, 25, 35 minutes. Ces tests n'ont pas permis d'accroître la précision obtenue par le polissage de précision (Fig. 42).

A

B.

Figure 42 : Coupe de coques observée après un polissage de précision (A.) et après une attaque acide à la solution de

Mutvei (B.).

Pour estimer le nombre d'incréments entre le marquage et la recapture (le bord postérieur de valve), les nuances de gris sont observées tout le long de la radiale (A) parallèle à l'axe de croissance (Fig. 43) à l’aide du logiciel TNPC. En suivant simultanément la courbe du graphique (B) obtenu et le pointeur le long de la radiale, il est possible de valider les pics représentatifs de niveaux de gris (D) en terme d’anneaux de croissance. Ce procédé est plusieurs fois répété pour une même valve. Une dizaine d’individus ont ainsi été analysés.

En moyenne, 23 anneaux ont pu être dénombrés correspondant aux 23 marées survenues entre le 08 avril PM (date de marquage) et le 20 avril midi (date de recapture). Après avoir calculé les distances inter-anneaux, il a été établi qu’un incrément mesurait en moyenne 6,7 µm avec un écart-type de 1,9 µm.

41

juin 2009

40

45

50

55

0 10,2 20,3 30,5 40,6 50,8 60,9 71,1 81,2 91,4 101,6 111,7 121,9 132 142,2 152,3

Distance (0.001 mm)

Ech

elle

de

gris

Figure 43 : A) Traçage de la radiale. B) Graphique des niveaux de gris. C) Visualisation de la strie fluorescente. D) Dénombrement des incréments par une échelle de

niveaux gris à l’aide du logiciel TNPC.

A B

C D

42

juin 2009

4.2.3. Croissance de la coque

Durant ce travail, la croissance en longueur et en largeur de deux coques a été mesurée à l'aide du logiciel TNPC entre la date de marquage et la date de recapture (12 jours) (Fig. 44).

Ceci dans le but d'avoir des premiers résultats de la croissance ou de la "pousse" des coques fortement attendus par les professionnels. Pour la croissance en largeur, l'angle entre l'axe de croissance et le plan horizontal a été mesuré sur l'image de la valve entière et retranscrit sur l'image du bord de la coquille marquée. La deuxième étape a consisté à projeter la distance entre la marque de fluorescence et le bord de la valve dans le plan horizontal. En obtenant ainsi les largeurs, les longueurs ont été calculées à partir des équations obtenues entre ces 2 paramètres.

Ces résultats montrent que pour des coques de 18,52 et 18,36 mm, la croissance en 12 jours est de 2,58 et 2,81% (Tab. 7). La croissance étant de type exponentielle, le taux de croissance des coques de petite taille serait plus élevé, alors qu’à l'inverse il serait plus faible pour des coques de grande taille.

Figure 44 : Mesure de la largeur de la valve et de la distance entre la zone de marquage et le bord de la valve sur un axe

commun.

Tableau 7 : Croissance mesurée en largeur et en longueur pour 2 coques entre le marquage et la recapture soit 12 jours.

Marquage (08/06/09) Recapture (12/06/09) Croissance mesurée en

largeur (mm) N° Coques

Largeur(mm) Longueur(mm) Largeur(mm) Longueur(mm) Distance Pourcentage

1 18,52 15,48 19,01 15,88 0,49 2,58 %

2 18,36 15,35 18,89 15,78 0,53 2,81 %

Discussion 43

juin 2009

5. Discussion

A ce jour, aucune étude de marquage chimique interne utilisant des fluorochromes ou du manganèse n’avait été réalisée sur Cerastoderma edule. Des essais effectués sur la coquille externe ont montré qu’il n’était pas possible de mettre en évidence des structures de croissance. De ce fait, la morphométrie des valves droite et gauche a été comparée à travers 4 paramètres que sont le poids, la longueur, la largeur et la surface afin de caractériser chacune d’elles. Aucune différence significative n'a été observée, la coque est un bivalve parfaitement symétrique, contrairement à ce qui peut être indiqué dans la littérature où la coquille de ce mollusque est qualifiée de légèrement dissymétrique. La valve droite ou la valve gauche peut donc être utilisée sans distinction dans l’étude de la coquille. De plus, cette analyse morphométrique a permis de mettre en évidence de très fortes corrélations entre ces 4 paramètres.

Pour observer la croissance des coques, il a été nécessaire d'analyser les structures internes de la coquille. Pour cela, une étude de marquage est optimale. Elle permet non seulement d’identifier précisément ces structures, mais aussi de connaître avec exactitude la croissance des individus marqués. Cette étude avait 2 objectifs : d’une part, sa faisabilité, d’autre part, la validation de la périodicité des incréments de croissance. La faisabilité d'une étude de marquage est décrite par la structure expérimentale et par l'observation du marquage dans la structure interne de la coquille.

La structure expérimentale choisie est un cube fixé au niveau du sédiment de 50 cm de côté ouvert dans sa partie basse. Cette structure, permettant de positionner les coques après marquage sans qu'elles soient enfermées, a montré des taux de mortalité très faibles dans les différents lots. Après 12 jours, la structure n'avait pas subi de modifications et un premier prélèvement de 10 coques de chaque lot a été effectué. Entre le 13ième et le 30ième jour, une dépression tout autour de la structure s'était formée emportant beaucoup de sédiment sableux. Ainsi, la hauteur de 50 centimètres, limitant la structure par le fond, devrait être fortement augmentée pour agir pendant des durées d'un mois ou plus. Cependant, la structure étant fixée avec des pieux ensablés de 2 mètres, n'a pas été éprouvée pendant le marquage.

Cette étude de marquage chimique in situ a été réalisée à l'aide de calcéine et de manganèse. Les échantillons ont été répartis en 9 lots égaux et homogènes comprenant 2 témoins et 7 lots présentant des marquages à la calcéine ou au manganèse avec des temps de balnéation et des concentrations différents. Les 3 lots marqués à la calcéine présentent une nette strie de marquage alors qu'il est très difficile de l'observer pour 2 des 4 lots marqués avec le manganèse. En conclusion, le marquage est réalisable pour la calcéine avec un temps de balnéation de 30 minutes et une concentration de 150 mg.L-1, alors que pour le manganèse, le temps minimum de balnéation est d’une heure pour une concentration de 120 mg.L-1. Les expériences au manganèse montrent que le temps de balnéation semble être un facteur beaucoup plus limitant que la concentration.

Lorsque la strie de marquage est observable, la largeur de celle-ci est comparable aux largeurs des autres stries ce qui signifie que le phénomène de diffusion des marqueurs est très limité. Enfin, on peut noter que ces 2 marqueurs chimiques ne semblent pas influencer la mortalité des coques, que ce soit pendant le marquage ou après jusqu’à la recapture.

Perspectives 44

juin 2009

Parmi les mollusques, certaines espèces présentent des stries journalières, d'autres, des stries tidales soit 2 par jour. L'identification des incréments entre le marquage et le bord de la coquille a permis de mettre en évidence une moyenne de 23 stries pendant une durée de 12 jours comprenant 23 marées. En conclusion, la croissance de la coque s’effectue par biominéralisation d’incréments de rythmicité tidale.

Cette étude a permis de mettre en oeuvre une première étude de marquage chez la coque, de valider la périodicité des stries de croissance et de confirmer la structure aragonitique de la coquille.

6. Perspectives

Il serait nécessaire de continuer cette étude selon plusieurs axes de travail :

� Analyser la totalité de la valve des coques marquées pour en déterminer l’âge et ainsi établir un modèle de croissance.

� Coupler les marquages au manganèse avec, d’une part des analyses chimiques permettant de mieux comprendre les mécanismes de biominéralisation de la coquille ; d’autre part, avec le suivi des différents paramètres environnementaux afin de caractériser l’influence du milieu sur la croissance de la coque.

� Réaliser un modèle d’estimation d’âge à partir des les 4 paramètres morphométriques que sont le poids, la longueur, la largeur et la surface d'une valve. Ce modèle pourrait être un bon compromis entre la précision de l'âge et les moyens nécessaires à sa réalisation. Deux principales utilisations pourraient lui être applicables :

• Scientifiquement, il permettrait d’inclure facilement l’âge dans des études portées sur d’autres problématiques telles que l’âge de première maturité sexuelle, le pouvoir reproducteur, l’âge au recrutement,…

• En terme de gestion de la ressource, en permettant de prédire la taille qu’aurait une coque à court ou moyen terme, il constituerait un outil incontournable pour une gestion optimale des gisements de coques. Les périodes d’ouverture des gisements pour une pêche professionnelle pourraient ainsi être définies par anticipation de l’atteinte de la taille commerciale. Par ailleurs, cette anticipation de la période d’ouverture permettrait de planifier la mise en œuvre du réseau de surveillance REMI, support officiel pour l’estimation de la qualité microbiologique des zones de production conchylicole.

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juin 2009

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Annexes

Annexe 1 53

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Annexe 1

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Annexe 2

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