Bio Mol 27-09

Mécanismes de transcription et de traduction

Procaryotes

Chez les procaryotes, les gènes sont souvent regroupés sous forme d'opérons.

Des séquences RBS (Ribosome Binding Site) (ou Shine Dalgarno) permettent aux ribosomes de se fixer sur

l'ARN a traduire en protéine.

Schéma de transcription de l'ADN :

Orientation 5' et 3'

Eucaryotes

Les gènes eucaryotes sont composés de séquences introniques et exoniques.

L'initiation de la traduction se fait sur une séquence ATG.

A la suite de la transcription d'un gène, un ARN pré-messager est créé, il comporte encore des séquences

introniques, une coiffe 5' ainsi qu'une queue poly-Adénylée en 3'.

L'épissage permet d'exciser les introns, on obtient un ARN messager mature qui ne comporte que les

séquences exoniques mises bout à bout, la coiffe 5' ainsi que la queue poly-Adénylée sont conservées.

La traduction aboutit à la création d'une protéine découlant indirectement du codage des séquences

exoniques.

Préambulelundi 8 septembre 2008

09:23

Bio Mol 2

Une bactérie doit être très économe, la multiplication, la nutrition, l'adaptation doivent être efficientes.

Bio Mol 2

Initiation•

Elongation•

Terminaison•

Parties de cours abordées :

Les Procaryoteslundi 8 septembre 2008

20:54

Bio Mol 2

Box Séquence

-35 TGACA

-10 TATAAT

Le début de la transcription commence au niveau du nucléotide +1.

Il est nécessaire de contrôler la fixation de l'ARN polymérase sur le promoteur.

Création du complexe fermé par la fixation de l'ARN polymérase sur toute la zone promotrice, englobant le

nucléotide +1 et les séquences -35 et -10.

1-

Création du complexe ouvert par la dénaturation des deux brins d'ADN pour permettre d'atteindre les bases.

Cette ouverture se fait au niveau du nucléotide +1 jusqu'à environ la moitié de la séquence -10.

2-

La synthèse de l'ARN peut débuter.3-

Chapitre 1 : Initiation de la transcriptionlundi 8 septembre 2008

10:00

Bio Mol 2

Phase d'élongation : la polymérase quitte le promoteur et progresse vers l'extrémité 5'. La polymérase a une

forte affinité au promoteur et une affinité plus faible aux séquences suivantes.

4-

Terminaison de la traduction : arrivé en région terminatrice, le site de reconnaissance de Rho qui a été

transcrit permet la liaison du facteur Rho impliqué dans le relargage de l'ARN polymérase :

5-

Il y a formation d'une boucle terminative :

Rho progresse le long du brin d'ARN formé et éjecte in fine l'ARN polymérase :

4 points de contrôles :

Bio Mol 2

Contrôle de la fixation de l'ARN polymérase sur le promoteur.•

Contrôle de l'ouverture de l'ADN.•

Contrôle du début de la synthèse d'ARN.•

Contrôle du départ de la polymérase du promoteur pour contrôler en réalité l'élongation.•

4 points de contrôles :

Nous traiterons en général du cas d'E. coli.

La structure de la polymérase d'E. coli est de type : α2ββ'ωσ

Une protéine peut acquérir plusieurs conformations spatiales. Par exemple, elle peut se replier de telle sorte

que des domaines NTD (N-Terminal Domain) et CTD s'agrègent de leur côtés respectifs et restent reliés par

une séquence d'AA sans conformation particulière.

La polymérase qui nous intéresse ici a juste ses deux sous-unités α qui comportent des domaines NTD et CTD

reliés par un bras flexible.

La polymérase a une affinité forte pour une séquence particulière qui est promotrice. Elle peut toutefois se

fixer autre part sur l'ADN, cependant cette fixation est à faible affinité et généralement l'initiation ne s'y fera

pas : l'ARN polymérase va avoir tendance à se détacher successivement pour atteindre enfin la séquence

promotrice.

σ2 qui reconnait la séquence -10 : TATAAT•

σ4 qui reconnait la séquence -35 : TGACA•

La sous-unité σ70 contient 2 parties impliquées dans la reconnaissance des séquences promotrices :

Reconnaissance du site -10.1-

Ouverture de l'ADN autour de ce site -10.2-

La région σ2 a un second rôle car c'est à son niveau (séquence -10) que l'ADN doit être ouvert.

Elément UP

Certains promoteurs comportent un élément UP responsable d'une meilleure reconnaissance pour la

transcription.

L'élément UP est reconnu par les domaines CTD des sous unités α.

Promoteurs dits "efficaces".>La stabilité conférée par la séquence UP permet une meilleure transcription.

Intervention de la région σ3

Donc σ4 ne reconnait pas -35>Certains promoteurs ont une séquence -35 qui n'a rien a voir avec la séquence normalement reconnue par σ4.

Si on essaye d'installer la polymérase sur ce promoteur, seul l'interaction σ2 - -10 assure la stabilité.

Bio Mol 2

Condition instable, la polymérase aurait tendance à se détacher.>Si on essaye d'installer la polymérase sur ce promoteur, seul l'interaction σ2 - -10 assure la stabilité.

La somme des interactions entre σ3 et l'ADN avant -10 ainsi que σ2 - -10 confèrent une stabilité

suffisante.

>Mais une région σ3 est présente juste à côté de σ2 impliquée dans la reconnaissance de la séquence -10.

La présence de la séquence -10 est indispensable étant donnée que c'est cette dernière qui est impliquée

dans l'ouverture de l'ADN.

Contrôles de la transcription

Pour commencer l'élongation., il faut dissocier σ70 de l'holoenzyme. Le reste de l'enzyme (ββ') n'a pas une

affinité spécifique pour le promoteur, elle peut quitter le promoteur.

Contrôle de la fixation de l'ARN polymérase sur le promoteur.>Contrôle de l'ouverture de l'ADN.>Contrôle du début de la synthèse d'ARN.>Contrôle du départ de la polymérase du promoteur pour contrôler en réalité l'élongation.>

Des Activateurs/Répresseurs peuvent assurer une régulation à divers niveaux :

Cas de la régulation de l'expression du gène merT en fonction de la présence ou absence de

mercure (Hg2+)

Production de la protéine merT capable de capter et "détoxifier" le mercure.>

Dans le cas du mercure, la bactérie doit mettre en place un système de défense qui nécessite de l'énergie et

doit être finement régulé (en fonction de la présence ou absence d'un taux dangereux de mercure dans le

milieu).

Normalement, la bactérie ne produit pas merT mais lorsqu'un taux trop important de mercure est présent, la

transcription se déclenche.

Les séquences -35 et -10 sont présentes et pourront être reconnues (par σ4 pour -35 et σ2 pour -10).

L'écart entre la séquence -35 et -10 est de 15 à 17 pb en règle générale.

σ4 et -35 peuvent se lier.>

Instabilité de la fixation de la polymérase>σ2 et -10 ne peuvent pas se lier.>

La particularité du promoteur du gène merT est que l'écart entre -35 et -10 est de 19 pb.

Bio Mol 2

En absence de mercure, la polymérase ne peut pas se fixer sur le promoteur du gène.

La présence d'une concentration élevée en mercure induit une fixation d'un ion mercure sur une protéine

activatrice "merR". Cette fixation s'accompagne d'un changement de conformation.

Répression de la transcription de merT

En absence de mercure, la protéine merR peut se fixer sur un site spécifique du promoteur du gène merT. La

fixation de merR stabilise la structure tridimensionnelle de l'ADN et interdit toute fixation simultanée des

régions -35 et -10 du promoteur par la sous unité σ de la polymérase.

Activation de la transcription de merT

Les sites -35 et -10 se rapprochent.

En présence de mercure, la protéine merR acquiert une nouvelle conformation. Cette nouvelle conformation

permet de tordre l'ADN au niveau du site de fixation.

Bio Mol 2

Transcription.>La polymérase peut se fixer sur le promoteur du gène.>

Les sites -35 et -10 se rapprochent.>

Une même protéine peut donc être un répresseur ou un activateur en fonction de la concentration du

composé qui la contrôle.

Un promoteur fort est principalement contrôlé par des répresseurs car augmenter son activité est

difficile.

>

Les promoteurs qui comportent des séquences -35 et -10 de type TTgACA et TATAAT proches ne peuvent être

contrôlés que par répression.

On peut donc utiliser des activateurs pour augmenter l'efficacité du promoteur.>On peut aussi utiliser des répresseurs pour diminuer encore plus l'efficacité du promoteur.>La combinaison Répresseur/Activateur est aussi envisageable.>

L'efficacité de l'initiation de la transcription est plus faible "au départ".>

Un promoteur plus faible, par exemple avec des séquences -35 et -10 respectivement AgCACA et TAgCAT,

rendra plus difficile la fixation de la polymérase ainsi que l'ouverture de l'ADN.

Répresseur

Opérateur dans le promoteur

Un répresseur reconnait une séquence spécifique de l'ADN appelée Opérateur.

Il empêche la fixation de la polymérase.>Cet opérateur est entre les séquences -35 et -10.

Opérateur après le promoteur

Logiquement, ce type de répresseur ne peut pas bloquer la fixation de la polymérase, par contre il peut

bloquer l'ouverture de l'ADN.

>D'autres répresseurs peuvent se fixer plus loin dans l'ADN, après le promoteur

Bio Mol 2

Activateur

Activateurs de classe I sur site -61

Un activateur peut se fixer sur le site -61 en amont de la séquence -35.

Cette protéine activatrice se lie aussi avec les domaines CTD des sous unités α de la polymérase.

L'activateur de classe I peut lier une ou les deux sous unités α.

En partant d'un promoteur faible, la somme des interactions confère une bonne stabilité grâce à l'activateur.

Activateurs de classe II sur site -41

D'autres promoteurs faibles peuvent avoir un site -41 où se fixera une protéine activatrice.

Une avec un domaine CTD d'une sous unité α.>Une avec un domaine NTD de la même sous unité α.>

Activation de la transcription.>La somme des interactions stabilise la fixation de la polymérase.>

La dernière avec la protéine σ70.>

L'activateur qui se lie sur le site -41 peut réaliser 3 liaisons :

L'activateur de Classe II, comme le classe I est susceptible d'avoir des interactions différentes (une seule ou

deux sous unités α considérées par exemple) étant donné la variabilité des cas qui peuvent se présenter.

Faciliter la fixation de la polymérase sur le promoteur en multipliant les interactions et donc en

renforçant la stabilité.

>

Favoriser l'ouverture de l'ADN à l'issue de cette fixation. (Ce qui n'est pas possible pour un activateur de

classe I sur -61 étant donné qu'il est trop loin de la protéine σ70 )

>

Un activateur de classe 2 fait deux choses :

On cherche à augmenter la fixation de la polymérase, fragilisée par des bases atypiques.>On cherche aussi à aider l'ouverture de l'ADN étant donné que la séquence changée confère une

meilleure liaison entre les deux brins (CG).

>

Si on revient sur notre exemple de promoteur faible avec des bases changées, il est plus judicieux d'imaginer

un activateur de classe II car :

Le dimère d'activateur peut se fixer sur l'ADN :

Bio Mol 2

Chaque monomère se fixe sur un demi site similaire.

Activateur de classe I :

Exemple de la protéine CRP (ou CAP) :

L'adénylate cyclase nécessite d'être phosphorylée pour devenir réellement active.

Si du glucose est en cours de transport, l'adénylate cyclase ne sera pas phosphorylée.

Utilisation de l'ATP, rejet d'AMPc.>Activation de l'adénylate cyclase.>

Dans le cas d'une bactérie dans un milieu pauvre en glucose, le phosphate du transporteur passe sur

l'adénylate cyclase étant donné que le transporteur n'a pas d'activité.

Normalement, la protéine CRP n'est active. Lorsqu'elle fixe une molécule d'AMPc, elle devient active.

Bio Mol 2

Le dimère de CRP formé, vient se fixer sur l'ADN et stabilise la liaison entre la polymérase et le promoteur

faible.

Exemple du lactose :

L'opéron lac ne sera exprimé que si il y a du lactose disponible et que du glucose n'est pas disponible.

La protéine CRP est impliquée pour tester la concentration en glucose. En ce qui concerne la concentration en

lactose, elle est contrôlée par l'opéron LacI.

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LacI peut se dimériser, chaque extrémité des deux monomères interagissent avec l'ADN. Chaque monomère

se fixe sur à peu près la même séquence d'ADN.

En présence de lactose, LacI ne se fixe pas sur l'ADN.>

Si il y a du lactose de disponible, le lactose va se fixer sur le dimère de LacI et changer sa conformation : les

bras forment un angle tel que les têtes s'éloignent de l'ADN et ne peuvent plus être fixées simultanément.

En réalité, LacI existe sous forme de tétramère car un dimère génère un site d'interaction pour un autre

dimère.

Le tétramère est susceptible de reconnaître 2 séquences, pour cela il faut former une boucle avec l'ADN.

Quand on introduit une boucle près d'un promoteur chez la bactérie, on a tendance à diminuer l'activité de

transcription.

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Répression du promoteur.>LacI est mis en place sur O1 et O2.>

En absence de lactose, on n'exprime pas l'opéron :

Le promoteur ici étudié est faible.

L'affinité totale est importante.>Il y a des interactions entre LacI et la polymérase.>

La fixation de LacI sur les deux opérateurs augmente l'affinité de la polymérase pour le promoteur.

En empêchant l'ouverture des brins (dimère du bas).>Met en place une boucle (dimère du haut).>

Cependant, LacI réprime la transcription :

LacI ne peut plus se fixer sur l'ADN.>LacI capte du lactose, les bras s'éloignent.>

En présence de lactose, on exprime l'opéron

Transcription possible.>LacI quitte l'ADN, il n'y a plus de boucle ni de stabilité renforcée de l'ADN.

Le promoteur est faible et pose un problème pour une transcription efficace. Un activateur de classe I va

entrer en jeu : activateur CRP.

Si la concentration en glucose est forte, CRP ne fixe pas d'AMPc et ne change donc pas de conformation lui

permettant de se fixer sur l'operateur.

Si il n'y a pas assez de glucose disponible, CRP devient active par liaison à de l'AMPc et peut se lier à l'ADN

pour stabiliser la fixation de la polymérase.

Le dimère de CRP se fixe sur le site -61 et stabilise l'association de la polymérase avec le promoteur faible.

CRP activé>Production de LacZ, LacY et LacA>

Si lactose et concentration faible en glucose :

En réalité, LacI ne fixe pas le lactose mais un isomère du lactose : l'allo-lactose.

L'allo-lactose est un isomère de lactose formé à partir de l'enzyme LacZ.

Cependant, le système ne peut pas être initié puisqu'il n'y a pas de LacZ pour former de l'allo-lactose en

absence de lactose.

Bien sûr il y a une activité basale du gène.

Quant à l'opéron Gal, il sera exprimé lorsque la concentration en galactose est élevée et que la concentration

en glucose est faible.

La protéine CRP n'est pas limitée à l'opéron Lac, elle va être utilisée pour contrôler une expression en fonction

de la concentration en glucose.

Bio Mol 2

La protéine CRP peut aussi agir en tant qu'activateur de classe II.

Acides gras :

Si beaucoup d'AG disponibles : dégradation possible pour fabriquer de l'ATP>Si peu d'AG disponibles : biosynthèse possible.>

La bactérie peut faire la biosynthèse et dégradation des acides gras.

Si beaucoup d'AG : FabR fixe une molécule d'AG et s'inactive en changeant de formation.>Si peu d'AG : FabR reste active et peut se fixer sur une séquence de l'ADN.>

La régulation des protéines Fab se fait avec FabR :

Promoteur faible Promoteur fort

Peu de production de FabA Beaucoup de production de FabL

Si beaucoup d'AG :

Promoteur faible Promoteur fort

FabR se fixe sur le site -41.

Joue un rôle d'activateur de classe II

On obtient beaucoup de FabA

FabR se fixe sur l'opérateur mais ne peut pas

activer.

Il joue un rôle de répresseur en empêchant la

fixation de la polymérase.

On obtient peu de FabL

Si peu d'AG :

FabR peut donc avoir un rôle activateur ou répresseur en fonction de l'endroit où il se fixe.

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Cas de la bactérie V. Fischeri : "Homard m'a tuer"

Cette bactérie est capable de dégager de la lumière car un de ses opérons code pour plusieurs protéines qui

s'agrègent pour former l'enzyme Luciférase.

Cette enzyme est capable de catalyser une réaction chimique tout en dégageant de la lumière.

En effet, le Homard a un organe qui sera colonisé par la bactérie Vibrio Fischeri.>En retour, le Homard entretient la bactérie en lui fournissant tous les nutriments dont elle a besoin.>

L'intérêt pour la bactérie repose dans la relation de symbiose qu'elle entretient avec son hôte : le homard.

Prenons le cas d'une bactérie V. Fischeri seule sans son hôte, dans la mer. Dans ce cas, elle n'a aucun intérêt à

fournir de la lumière.

Lorsque la densité de bactéries est importante (dans le homard), V. Fischeri fournit de la lumière.

Capacité de détecter la densité bactérienne environnante.

Quorum Sensing :

La région promotrice ne comporte pas de séquence -35 reconnaissable par σ4.

Cependant, une région en amont de -10 permet de stabiliser la polymérase via σ3.

Bactérie libre :

Le schéma 2 montre une bactérie qui ne transcrit pas la luciférase.

Dans cet état, l'enzyme LuxI produit la molécule Y à partir de X.

Cette molécule Y est larguée dans le milieu et joue le rôle de molécule de communication.

Bio Mol 2

Cette molécule Y est larguée dans le milieu et joue le rôle de molécule de communication.

Groupe de bactéries :

Lorsque la densité en bactéries est importante, la concentration en Y augmente énormément.

Cette concentration joue un rôle dans la transcription de la luciférase.

En effet, des molécules d'Y peuvent rentrer dans la bactérie puis se fixer sur l'activateur LuxR qui changera de

conformation.

L'activateur devient actif et est susceptible de se lier à une zone activatrice -42.

Il y a interaction entre les domaines CTD des sous unités α et l'activateur qui a pu se fixer : LuxR.

LuxR augmente la stabilité de la polymérase qui peut débuter la transcription : activateur de classe II.

Cas des opérons Mal :

Les opérons Mal codent pour les enzymes qui permettent de transformer le maltose en glucose.

Il y a du maltose disponible.>Il n'y a pas de glucose.>

Bien sûr, les opérons Mal seront exprimés si :

La concentration en glucose sera encore une fois testée à l'aide de l'activateur CRP.

Pour prendre en compte la disponibilité du maltose, ce n'est pas un répresseur qui est utilisé, mais un

activateur : malT

Quelquefois il faut plusieurs activateurs qui travaillent ensemble, c'est le cas ici.

Bio Mol 2

Rôle d'activateur de classe II>Si malT se fixe sur le promoteur en zone -41, on peut activer la transcription.

Mais ce site en -41 est de faible affinité et est en compétition avec le site de fixation de forte affinité, zones

oranges.

Le site -41 ainsi que le site fort un peu en amont ne peuvent pas être utilisés conjointement car ils se

chevauchent.

Activation de malT>Beaucoup de maltose :•

Seul malT est activé.⇒

CRP inactif>Beaucoup de glucose :•

Dans le cas d'une bactérie avec :�

On remplit les deux sites à forte affinité.•

Le site -41 n'est pas occupé, pas de stabilisation de la polymérase, pas de transcription.>Le site à faible affinité n'est pas rempli puisque le site à forte affinité adjacent est occupé.•

Si on cherche à fixer 2 molécules de malT :

Activation de malT>Beaucoup de maltose :•

CRP actif>Peu de glucose :•

Dans le cas d'une bactérie avec :

Bio Mol 2

Quand CRP se fixe sur l'ADN, il réalise un pli (sorte de boucle).

Transcription⇒

Fixation possible d'un malT sur le site de faible affinité -41.⇒

Ejection d'un malT du site d'affinité proche du site faible.>Ce pli d'ADN provoque un encombrement stérique entre les deux molécules malT.

L'éjection du malT peut aussi se faire sur le site à forte affinité de gauche, dans ce cas la transcription n'est pas

possible puisque le malT du site fort de droite est toujours présent. (le site -41 doit rester accessible).

Certains activateurs fonctionnent donc en changeant la conformation de l'ADN, le contact avec la polymérase

n'est pas indispensable comme dans le cas des activateurs plus conventionnels.

L'activateur de classe II augmente la stabilité de la polymérase. Ces interactions peuvent ne pas être

suffisantes pour permettre une initiation efficace.

>

La somme des interactions est suffisante.⇒

l'activateur de classe I augmente la stabilité de la polymérase en faisant des interactions avec les

domaines CTD des sous-unités α.

>

C'est ici un gène qui nécessite un activateur de Classe I et un activateur de Classe II pour être activé.

Bio Mol 2

La somme des interactions est suffisante.⇒

Dans ce cas, il y a un site de fixation faible pour une protéine X en -41.

Seule, la protéine X se fixe difficilement sur son site et ne permet pas la stabilisation de la polymérase.

La somme permet la stabilisation in fine de la polymérase.>Par contre, si Y se fixe sur son site alors la fixation de X est stabilisée.

Accepteurs d'électrons :

O2•

Nitrate•

Fumarate•

La bactérie a plusieurs accepteurs possibles :

En présence des trois accepteurs, les électrons iront exclusivement sur l'oxygène, c'est l'accepteur le plus fort.

Si seulement les deux autres accepteurs sont disponibles, les électrons iront sur le nitrate.

Le fumarate est donc l'accepteur le plus faible.

Le rendement en terme d'ATP créé est dans le même sens que l'acceptation.

Vers le Nitrate NO3- : Nitrate réductase.•

Vers le Fumarate : Fumarate réductase.•

Passage des électrons :

Chez la bactérie il y a un opéron pour les sous unités Nitrate réductase et un autre pour les sous unités de la

Fumarate reductase. La transcription se fera donc sélectivement en fonction de la présence ou absence de la

nitrate réductase.

Pour contrôler cette transcription, on peut utiliser des répresseurs ou activateurs.

Premier test : Pour savoir si il y a oui ou non de l'oxygène disponible, la bactérie utilise la protéine FNR.

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La protéine FNR contient un centre fer-souffre avec 4 atomes de fer et souffre : forme active.

Ce centre peut être oxydé très facilement en présence d'oxygène et on aboutira à une protéine FNR avec

seulement 2 atomes de fer et de souffre : forme inactive.

Donc si il y a du de l'O2, FNR est inactive.

Second test : quantité de nitrate disponible.

NARX est capable de fixer le nitrate et ainsi de phosphoryler NARL qui passe sous forme active.

Troisième test :

IHF se fixe sur une séquence spécifique d'ADN en avant de la région promotrice de l'opéron Nitrate reductase

et pli l'ADN.

Les deux promoteurs sont faibles et nécessitent donc des activateurs.

FNR inactif>Si O2 disponible1)

Optimisation de la production d'ATP.⇒

Utilisation de l'oxygène.⇒

Donc si il y a de l'oxygène, FNR est inactif, pas de transcription des deux opérons.>Or FNR est un activateur indispensable pour les deux opérons.

Pas d'oxygène2)

Nitrate présent

Fumarate présent

NARL-P est active.>NARX phosphoryle NARL

Bio Mol 2

FNR se fixe à -41 et jouera une rôle d'activateur de classe II.

Pas de transcription de l'opéron Fumarase réductase.⇒

Cette fixation empêche l'approche de l'ARN polymérase.>Cependant NARL-P peut aussi se fixer sur son site.

Pour le nitrate, FNR se fixe sur son site -41.

Le promoteur ne peut pas être activé par FNR seul.

Trop loin de la polymérase pour favoriser sa stabilité.>Vers -200, NARL-P peut se fixer sur son site.

IHF va provoquer le pliage de l'ADN.

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Avec NARL•

Transcription de l'opéron nitrate⇒

Avec FNR•

Ce pli va permettre de générer un grand nombre d'interactions au profit de la polymérase :

Pas d'oxygène3)

Pas de nitrate

Fumarate présent

On doit donc transcrire l'opéron Fumarate.

Transcription de l'opéron Fumarate.⇒

Fixation possible de la polymérase⇒

NARL se détache de son site•

NARL est inactive étant donné qu'il n'y a pas de nitrate.

En ce qui concerne l'opéron Nitrate, le détachement de NARL limite les interactions avec l'ARN polymérase

qui ne pourra pas se fixer et y rester.

Système à deux composants :

Le Sensor comporte un résidu Histidine accessible nécessaire à l'auto-phosphorylation.

Cette structure sera impliquée dans la réponse au signal.>Le Response Regulator comporte un résidu Aspartate qui portera un phosphate.

Dans l'exemple du test de la concentration en nitrate, NARX est le Sensor, NARL est le Response Regulator.

Par exemple l'osmolarité est testée par un Sensor EMVZ et le Response Regulator est OMPR.

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Par exemple l'osmolarité est testée par un Sensor EMVZ et le Response Regulator est OMPR.

La concentration en glutamine est testée par un Sensor NTR B et l'information est transmise à un Response

Regulator NTR C.

Un Sensor qui n'a pas capté de signal peut interagir avec son Response Regulator et lui prendre son

phosphate.

σ32 par exemple, n'a pas la même séquence que σ70 et reconnait donc d'autres types de promoteurs.>σ54 reconnait encore d'autres promoteurs.>σE en reconnait encore d'autres, etc…>

La bactérie E. coli comporte d'autres facteurs σ :

σ32

σ32 est nécessaire pour contrôler la réponse à un choc thermique.

Le passage d'une température de 30°c à 42°c est un choc thermique qui induira la synthèse de nouvelles

protéines de protection vis-à-vis de la température.

Avant le choc :

L'ARNm peut se replier et acquérir une bonne stabilité en cachant le codon initiateur dans une structure

double brin.

1.

Il y a une dégradation des σ32 produites via chaperonnes à destination des protéases.2.

La protéine n'est pas présente dans la bactérie avant le choc thermique car :

Mais il n'y a qu'une partie infime de σ32 du fait du second contrôle.>Un petit nombre d'ARNm σ32 ne se replient pas et peuvent être traduits.

Après le choc :

Transcription des gènes de protection thermique⇒

Beaucoup de molécules σ32. ⇒

Les σ32 échappent à l'attention des chaperonnes et ne seront pas détruites.⇒

Cependant, les protéines chaperonnes doivent réparer toutes les autres protéines mal

repliées

>Logiquement, les protéines chaperonnes captent les σ32 et les envoient vers la dégradation.>

Beaucoup de protéines σ32 produites.>La proportion d'ARNm susceptibles d'être traduits est plus importante.>

L'augmentation de la température déstabilise la formation secondaire en épingle de l'ARNm de σ32.

L'augmentation de la température induit un plus grande proportion de protéines incorrectement repliées,

c'est ce qui permet à σ32 de ne pas être captées puisque les chaperonnes ont d'autres protéines à contrôler.

σE :

Bio Mol 2

σE :

σE n'est normalement pas accessible à α2ββ' car elle est complexée à une protéine dans la membrane interne.

Les porines dans la membrane externe sont impliquées dans la détection du stress.

Un stress externe provoque la dénaturation des pores, cela aboutit à des protéines dénaturées dans l'espace

intermembranaire.

Transcription possible des gènes.>Complexation avec α2ββ'>

Ensuite, ces protéines dénaturées peuvent interagir avec la protéine ancrée dans la membrane interne :

changement de conformation et libération de σE.

σ54 :

C'est un facteur particulier :

σE , σ70 et σ32 reconnaissent la même structure globale (-35 puis 18 pb puis -10).1)

-24•

Ces deux sites sont plus proches>-12•

Par contre, σ54 est atypique car reconnait deux blocs de séquences :

Un promoteur qui utilise σ54 a toujours besoin d'un activateur, mais celui-ci se fixe loin dans l'ADN.2)

Deux activateurs nécessaires

Un site IHF est présent entre le site activateur et le bloc -24.

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Deux activateurs nécessaires>

En absence de l'activateur :

L'ADN polymérase se fixe efficacement sur le promoteur, mais il n'y a pas d'initiation parce qu'il n'est pas

possible d'ouvrir les brins de l'ADN.

En présence de l'activateur :

Un multimère de protéine activatrice se fixe sur le site -200.

IHF se fixe et plie l'ADN.

Le multimère d'activateur va interagir avec σ54 et favoriser la séparation des brins. 3)

Initiation de la transcription>Ce phénomène nécessite de l'ATP.

σ54 est spécialisé dans le métabolisme et gestion de stock d'azote chez la bactérie.

Pour fabriquer des AA, Vitamines, Nucléotides, …>La bactérie utilise la glutamine comme source de groupement NH2.

Contrôle de l'expression du gène de la Glutamine Synthase qui utilise σ54.>La bactérie va uniquement produire la Glutamine Synthase si le taux en glutamine est faible.

Pour activer le gène de la Glutamine Synthase, il faudra l'activateur NTRC.

Activation de la transcription du gène Glutamine Synthase.>NTRC-P jouera le rôle de protéine activatrice.>

Si le taux de glutamine est faible, NTRC sera phosphorylée.>La protéine NTRC est active uniquement sous forme phosphorylée.

C'est un système à deux composants pour déclencher la phosphorylation de NTRC.

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NTRC est phosphorylée : NTRC-P.>Le Sensor transmet son phosphate au Response Regulator : NTRC.>

NTRB s'autophosphoryle sur résidu histidine.>Si la concentration en glutamine est faible, le Sensor NTRB capte le signal.

Pas de transcription.>Pas de rôle d'activateur.>

NTRC reste inactive.>

Si la concentration en glutamine est forte, le Sensor reste non phosphorylée, in fine NTRC n'est pas

phosphorylée.

Cet azote peut ensuite servir à la production de glutamine.>Fixation de N2 et production de NH4

+.>

Certaines bactéries peuvent fixer l'azote (exemple : Klebsiella Pneumoniae) car elles expriment l'enzyme

Nitrogénase.

L'enzyme Nitrogénase est complexe et composée d'un grand nombre de sous unités.

Chez K. Pneumoniae, il y a 7 opérons distincts qui codent pour l'ensemble des sous unités Nitrogénase.

Si la concentration en glutamine est forte, il n'y aura pas transcription.>Si la concentration en glutamine est faible, il y aura transcription.>

la transcription de ces opérons dépendra de ces facteurs :

Transcription des opérons.>Rôle d'activateur.>

NTRC est activée.>Si la concentration en glutamine est faible :

Fabriquer la Nitrogénase si il y a de l'O2 est du gaspillage.

Cependant, l'enzyme Nitrogénase est très rapidement inactivée en présence d'O2.

Peu de Glutamine.•

Pas d'O2.•

Les deux conditions pour la transcription sont donc :

Si la concentration en glutamine est faible :

NIFL•

NIFA•

Activation de la transcription sur certains gènes.>Rôle activateur.>

NTRC activé.>Activation du système à 2 composants :

Bio Mol 2

NIFA et NIFL sont regroupés dans un opéron comportant un site activateur -200 sensible aux multimères de

NTRC.

Cela aboutit à la production de NIFL et NIFA.

Dès sa synthèse, NIFL capte une molécule de FADH2 : NIFL-FADH2

En présence d'oxygène, NIFL devient NIFL-FAD>Ce FADH2 est capable de tester la présence d'oxygène :

En présence d'oxygène :

La protéine NIFL-FAD n'a pas la même structure tridimensionnelle qu'avec du FADH2 et acquiert la capacité de

se fixer sur la protéine NIFA.

NIFA seule est activatrice.

NIFA complexée à NIFL n'est plus activatrice.

En absence d'oxygène :

Pour les opérons Nitrogénase, l'activateur est la protéine NIFA multimérisée sur le site -200.

Si NIFA est sous forme active (seule), elle forme un multimère qui se fixe sur le site -200.

Transcription

Ouverture des brins possible>NIFA interagit avec σ54 de la polymérase.>

IHF permet de plier l'ADN

Bio Mol 2

Formation de Glutamine⇒

Enzyme active.⇒

Transcription>

NIFA activé.>Si [Gln] faible :

NIFA inactivé par NIFL.>Et si [O2] important :

La transcription implique l'absence de Gln et d'O2.

Bio Mol 2

Dans le cadre d'un terminateur dans la partie codante : pour générer ou non un ARNm qui code pour une

protéine fonctionnelle (ou différente).

>Intérêts du contrôle de la terminaison :

Rho dépendant.•

Rho indépendant.•

Il y a 2 classes de terminateurs chez la bactérie :

On s'intéresse surtout aux terminateurs Rho-indépendants.

Terminateur Rho-indépendant.>Palindrome interrompu suivit d'une zone riche en T-A.>

La séquence A est complémentaire à la séquence B, c'est un palindrome car A' est complémentaire à B'.

Chapitre 2 : Terminaison de la transcriptionmardi 23 septembre 2008

12:01

Bio Mol 2

Terminaison provoquée.>Arrachement de la fin de l'ARN.>

l'ARN est tenu faiblement par des paires A-U à ce moment là.>Cela tire sur l'ARN.>

Lorsque les segments A et B ont été transcrits en ARN, ils peuvent s'apparier puisqu'ils sont palindromiques.

Bloquer l'appariement grâce à une protéine qui se fixe autour de la séquence A.>Pour contrôler ce type de terminaison, il faut limiter l'appariement entre A et B.

Le répresseur peut être spécifique d'un seul gène du génome.>Le répresseur peut ne reconnaître qu'un motif d'ARNm.

On peut contrôler la terminaison de la transcription pour un seul gène du génome.>Le répresseur peut être sous forme active ou inactive :

Bio Mol 2

Bio Mol 27-09

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Transcript of Bio Mol 27-09