Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le développement de réseaux de

capteurs de spores sentinelles

PV-3.2-DP-PHYT-22

DURÉE DU PROJET : AVRIL 2016 / MARS 2019

RAPPORT FINAL

Réalisé par : Hervé Van der Heyden, Phytodata

Dre Odile Carisse, Agriculture et Agroalimentaire Canada

Collaborateurs : Dre Sylvie Rioux, Centre de recherche sur les grains

Mme Evelyne Bariault, MAPAQ Mme Karine Bergeron, MAPAQ M. Raphael Fonclara, Duraclub

Mme Amélie Lepage (Poussée de croissance, Lanaudière) Dr Pierre Lafontaine, Carrefour industriel et expérimental de Lanaudière

DATE

31 mars 2019

Les résultats, opinions et recommandations exprimés dans ce rapport émanent de l’auteur ou des auteurs et n’engagent aucunement le ministère

de l’Agriculture, des Pêcheries et de l’Alimentation.

Table des matières Table des matières .............................................................................................................. 2

RÉSUMÉ DU PROJET ............................................................................................................ 4

OBJECTIFS ET APERÇU DE LA MÉTHODOLOGIE ..................................................................... 6

Revue de littérature (Collaboratrice : Odile Carisse, AAC). ........................................................... 6

Réseaux sentinelles pilotes. ......................................................................................................... 6

Réseaux polycultures. (Collaborateurs : Amélie Lachapelle et Marie-Justine Thouin-Léveillé (Innovterra), Amélie Lepage (Poussée de croissance) et Patrice Thibault (Réseau de lutte intégrée Orléans (RLIO)). ............................................................................................................. 7

Dispersion par les éclaboussures. (Collaborateurs : Pierre Lafontaine et Roxane Pusnel (Carrefour industriel et expérimental de Lanaudière (CIEL)). ........................................................ 8

Importance du vent, dispersion verticale et flux horizontaux (Collaborateurs : Odile Carisse, Louis Longchamp et Bernard Panneton, (AAC)). ........................................................................... 8

Résultats significatifs obtenus ............................................................................................. 9

Revue de littérature; ................................................................................................................... 9

Réseaux sentinelles pilotes; ......................................................................................................... 9

Réseaux polycultures. ............................................................................................................... 13

Dispersion par les éclaboussures : Colletotrichum acutatum ...................................................... 14

Flux horizontaux et dispersion verticale. ................................................................................... 15

DIFFUSION DES RÉSULTATS ............................................................................................... 17

Applications possibles pour l’industrie ............................................................................... 18

Annexe 1 : Revue de littérature ......................................................................................... 20

Aérobiologie et surveillance de l’inoculum aérien ..................................................................... 21

Introduction .............................................................................................................................. 21

Types de dispositif d’échantillonnage. ....................................................................................... 24

Périodicité et durée d’échantillonnage. ..................................................................................... 27

Hauteur d’échantillonnage. ....................................................................................................... 29

Patrons de distribution spatiale et dispersion. ........................................................................... 30

Réseaux de capteurs de spores. ................................................................................................. 33

Comptage des spores. ............................................................................................................... 36

Seuils et interprétations des données aérobiologiques .............................................................. 38

Perspectives .............................................................................................................................. 40

Littérature citée ........................................................................................................................ 42

Annexe 2 : Résumé des résultats obtenus dans la vigne .................................................... 48

Annexe 3 : Résumé des résultats obtenus dans la laitue .................................................... 50

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Annexe 4 : Résumé des résultats obtenus pour le blé. ....................................................... 51

Annexe 5 : Résumé des résultats obtenus dans les réseaux polycultures ........................... 53

Annexe 6 : Résumé des résultats obtenus pour Colletotrichum acutatum dans la fraise. ... 56

Annexe 7. Cahier de charge. .............................................................................................. 57

Annexe 8 : Freins à l’adoption et au transfert .................................................................... 71

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Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le développement de réseaux de capteurs de spores sentinelles

PV-3.2-DP-PHYT-22

RÉSUMÉ DU PROJET La gestion des ravageurs est de plus en plus complexe en raison de leur adaptation aux pratiques agricoles (ex. pesticides) et aux changements climatiques. Les agronomes et les producteurs doivent donc considérer de nombreux facteurs et disposer du plus d’informations possible pour faire des recommandations ou prendre la meilleure décision. La dissémination aérienne est l'un des mécanismes de propagation utilisés par les champignons phytopathogènes pour atteindre les plantes sensibles dans un même champ ou dans un champ voisin. Cette dispersion de courte distance s'avère être primordiale dans le développement des épiphyties saisonnières pour un grand nombre de maladies d'importance économique. C'est d’ailleurs pour maîtriser ces maladies à dispersion aérienne que les producteurs agricoles utilisent le plus grand nombre d'applications de fongicides. Depuis la fin des années '90, l'équipe de Phytodata en collaboration avec l'équipe de la Dre Odile Carisse (Agriculture et agroalimentaire Canada (AAC)), élabore des stratégies de lutte intégrée basées sur l'utilisation des concentrations obtenues à l'aide des capteurs de spores. Ainsi, il a été démontré que l'utilisation de cette approche de lutte raisonnée permettait une réduction de l'utilisation des fongicides, notamment pour lutter contre Botrytis squamosa dans la culture de l'oignon sec et contre Phytophthora infestans, responsable du mildiou de la pomme de terre (Carisse et Van der Heyden 2017, Fall et al. 2015b). Ce projet visait à standardiser et universaliser l'utilisation des capteurs de spores pour d’autres pathosystèmes afin d’améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise. Grâce à l’installation de capteurs de spores dans différents systèmes (cultures annuelles courtes, annuelles longues et pérennes), nous décrivons les conditions qui sous-tendent la mise en place de réseaux de capteurs de spores à différentes échelles. Les approches de suivi par capteurs de spores, que ce soit individuellement ou en réseau, sont exigeantes sur le plan opérationnel. Ces approches sont donc longues à déployer et nécessitent un encadrement rigoureux à toutes les étapes d’implantation. La section qui suit vise à identifier les principaux obstacles rencontrés lors de l’implantation des approches de surveillance par capteurs de spores. Nous proposons, entre autres choses, une série de recommandations pour aider le déploiement de l’approche de surveillance de l’inoculum aérien sur le territoire agricole québécois. Tout d’abord, nous suggérons une fréquence minimale de trois relevés de capteurs par semaine. Il est également important de compter sur une main-d’œuvre fiable tant pour la collecte que pour l’identification et le dénombrement des spores. Lorsque les échantillons ont été recueillis au champ, ils doivent être envoyés le plus rapidement possible au laboratoire qui fera l’identification et le dénombrement des spores, il est donc primordial de pouvoir compter sur un transporteur fiable et régulier. L’adoption de ces approches nécessite un changement dans la façon de percevoir les seuils d’intervention et d’intégrer, en plus des quantités de spores mesurées, le moment où les captures de spores ont lieu, la variation entre deux relevés, le stade de la culture, etc. Comme le suivi des concentrations de spores doit être utilisé en combinaison avec d’autres outils d’aide à la décision (OAD) (modèles prévisionnels, dépistage, etc.), il est nécessaire de favoriser l’accès à des données météos locales pouvant être utilisées pour générer les indices de risques météo. Tel que mentionné antérieurement, les approches de surveillance de l’inoculum aérien nécessitent d’importants efforts en termes d’organisation. De plus, les gains en matière de réduction de l’utilisation des pesticides sont optimisés lorsque ces approches sont organisées en

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réseau, puisque les concentrations aériennes de spores mesurées aux alentours sont connues des utilisateurs et servent à anticiper les risques pour la culture visée. Pour les régions avec des cultures plus diversifiées, nous avons tenté de contourner cette limite en étudiant le concept de réseau polycultures, qui vise à organiser les capteurs de spores en fonction du territoire, de sorte qu’il soit possible d’optimiser la collecte et l’envoi des échantillons vers le laboratoire. Le positionnement des capteurs doit toutefois être planifié rigoureusement pour maximiser l’information que l’on retire du réseau. Dans la mesure où le suivi est fait individuellement à la ferme, il est nécessaire d’avoir recours à plusieurs échantillonneurs pour estimer le risque adéquatement. De plus, il est également recommandé d’utiliser au moins deux hauteurs de captage pour pouvoir distinguer l’inoculum arrivant de l’extérieur de l’inoculum local.

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OBJECTIFS ET APERÇU DE LA MÉTHODOLOGIE Ce projet visait à standardiser et universaliser l'utilisation des capteurs de spores afin d’améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise. Plus précisément, les objectifs spécifiques consistaient à 1) documenter, préciser les conditions d'utilisation et répertorier les seuils d'interventions liés aux concentrations de spores, 2) développer les connaissances transversales nécessaires à l'utilisation optimale des capteurs de spores1 à l'aide d'organismes de référence (Sclerotinia sclerotiorum, Fusarium graminearum, Botrytis cinerea, Erysiphe necator et Plasmopara viticola f.sp. riparia et aestivalis, 3) implanter quatre réseaux sentinelles pilotes, 4) évaluer le potentiel de différents types de capteurs pour les maladies dispersées par les éclaboussures d’eau (anthracnose dans la fraise) et 5) identifier les obstacles liés à l'implantation de réseaux de capteurs de spores.

Revue de littérature (Collaboratrice : Odile Carisse, AAC). Ce sous-objectif visait à regrouper les connaissances existantes et à documenter l'utilisation des capteurs de spores comme outil d'aide à la décision. La première étape de ce sous-objectif visait la préparation d’une revue de littérature à travers laquelle l’utilisation des capteurs de spores a été répertoriée pour différentes productions horticoles. La deuxième étape consistait à combiner les informations recueillies au cours de l’exercice de revue de littérature et les résultats obtenus au cours des trois années d’essais champs. Les informations recueillies à travers ce sous-objectif ont servi à préparer un cahier de charge destiné à l’implantation de réseaux de capteurs de spores dans différents pathosystèmes.

Réseaux sentinelles pilotes. Vigne (Collaborateurs : Odile Carisse (AAC), Raphael Fonclara (Duraclub), Evelyne Barriault (MAPAQ) et Karine Bergeron (MAPAQ)). Dans la vigne, des capteurs de spores à impaction de type Rotorod ont été installés sur 11, 14 et 15 sites en 2016, 2017 et 2018, à raison de 1 capteur par site. Les sites de biosurveillance des maladies aérotransportées de la vigne étaient répartis sur un territoire s’étendant de Havelock à Bromont, représentant deux zones de production de 600 (entre 5 et 6 capteurs) et 800 km2 (entre 7 et 9 capteurs). Les capteurs de spores étaient en opération de la mi-mai (17 mai 2016, 14 mai 2017 et 20 mai 2018) jusqu’au début septembre (11 septembre 2016, 6 septembre 2017 et 30 août 2018). Ils étaient installés au centre de la canopée, à environ 1 m du sol. Après leur installation, les capteurs échantillonnaient trois fois par semaine (les dimanche, mardi et jeudi) de 8h00 à 14h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt). Les bâtonnets des capteurs étaient également collectés trois fois par semaine (les lundi, mardi et jeudi) et dénombrés par amplification en chaîne par polymérase (PCR) en temps réel (qPCR) le même jour que leur collecte. Les concentrations aériennes de spores de B. cinerea (moisissure grise), P. viticola f.sp. riparia et aestivalis (mildiou) et E. necator (blanc) étaient diffusées aux conseillers des clubs, aux avertisseurs du MAPAQ et aux producteurs concernés, trois fois par semaine. La dispersion spatiale à petite échelle a également été mesurée à trois reprises au total grâce à un dispositif en quadrats, composé de 25 quadrats de 36 m2 chacun. Au centre de chaque quadrat était placé un capteur de spores, programmé tel que décrit précédemment. Laitue. (Collaboratrices : Odile Carisse (Agriculture et Agroalimentaire Canada (AAC) et, Katie Blondeau (Productions en Régie Intégrée du Sud de Montréal (PRISME)).

1 Tout au long du texte, les termes spores, conidies et sporanges ont été regroupés sous le terme « spores » pour alléger le texte et faciliter la lecture du document.

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Dans la laitue, 10 capteurs de spores ont été installés en 2016, 2017 et 2018, chez 10 producteurs de la MRC des Jardins-de-Napierville. Les capteurs de spores étaient en fonction du 17 mai 2016, 28 mai 2017 et 10 juin 2018 au 27 septembre de chaque année. Après leur installation, les capteurs échantillonnaient trois fois par semaine (les dimanche, mardi et jeudi) de 8h00 à 14h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt). Les capteurs de spores étaient installés au-dessus de la canopée, à environ 0,5 m du sol. Les bâtonnets étaient également collectés trois fois par semaine et dénombrés par PCR en temps réel (qPCR) le même jour. Les concentrations aériennes de spores de S. sclerotiorum et de B. lactucae étaient transmises aux conseillers de PRISME et aux producteurs concernés trois fois par semaine. La dispersion spatiale à petite échelle a également été mesurée à trois reprises grâce à un dispositif en quadrats composé de 25 quadrats de 36 m2 chacun. Au centre de chaque quadrat était placé un capteur de spores, programmé tel que décrit précédemment. Haricot. (Collaborateurs : Myriam Gagnon (Fédération québécoise des producteurs de fruits et légumes de transformation (FQPFLT)), Robert Deschamps (Bonduelle) et Amélie Lachapelle (Innovterra)). Le réseau haricot a été implanté en 2017 et 2018 durant le mois de juillet (période correspondant à la production de haricots dans la région) dans les sables irrigués de Lanaudière, selon les recommandations de la direction agronomique de Bonduelle Canada (i.e. Robert Deschamps). Les capteurs de spores étaient en fonction du 15 juillet au 30 août 2017 et du 10 juillet au 30 août 2018. Après leur installation, les capteurs étaient en fonction deux jours par semaine et échantillonnaient de 6h00 à 18h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt). Les capteurs de spores étaient installés au-dessus de la canopée, à environ 0,5 m du sol. Les bâtonnets étaient également collectés deux fois par semaine et les concentrations aériennes de spores de S. sclerotiorum étaient dénombrées par qPCR le lendemain de la collecte. Blé. (Collaboratrice : Sylvie Rioux (CÉROM)). Pour le blé, deux sites d’étude des patrons de dispersion spatiale ont été installés à la ferme expérimentale du CÉROM à Saint-Mathieu-de-Beloeil en 2016 et 2017. Les capteurs de spores (24 en 2016 et 12 en 2017) étaient disposés selon un dispositif en quadrats de 100 m2 chacun. Les capteurs échantillonnaient 5 min par demi-heure, entre midi et minuit, tous les jours, du 21 juin au 14 juillet 2016 et du 30 juin au 14 juillet 2017, pour un total de 120 minutes d’échantillonnage par jour. Dans chacune des parcelles, le rendement, l’incidence de la fusariose au champ et les concentrations de vomitoxine (DON) des grains récoltés à maturité ont été évalués par les professionnels du CÉROM. Les bâtonnets étaient recueillis une fois par jour dans le cadre de cette expérience et analysés par qPCR une fois par semaine.

Réseaux polycultures. (Collaborateurs : Amélie Lachapelle et Marie-Justine Thouin-Léveillé (Innovterra), Amélie Lepage (Poussée de croissance) et Patrice Thibault (Réseau de lutte intégrée Orléans (RLIO)). Des essais de réseaux polycultures ont été réalisés en 2017 et 2018 dans Lanaudière et sur l’Île d’Orléans. Pour Lanaudière, 10 capteurs de spores à impaction de type Rotorod ont été installés en 2017, entre le 18 juin et le 10 octobre (quatre dans l’oignon, trois dans la fraise et trois dans le concombre), et 7 capteurs ont été installés en 2018 et étaient en fonction entre le 24 mai et le 4 octobre (trois dans l’oignon et quatre dans la fraise). À l’Île d’Orléans, pour le second réseau polyculture pilote, 6 capteurs de spores étaient en opération en 2017, du 22 juin au 3 août, dans la fraise (trois capteurs) et la pomme de terre (trois capteurs) et 11 capteurs étaient en fonction

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du 3 juin au 23 août 2018 dans la fraise, la vigne, la pomme de terre et l’oignon. Les capteurs étaient installés dans les champs à proximité d’une bordure, à 1.2 m du sol. Pour les réseaux polycultures, les concentrations de B. squamosa, Peronospora destructor et Stemphylium vesicarium ont été mesurées pour l’oignon, les concentrations de B. cinerea, Colletotrichum acutatum et Podosphaera aphanis ont été mesurées pour la fraise, les concentrations de Pseudoperonospora cubensis ont été mesurées pour le concombre, les concentrations de P. infestans et Alternaria spp. ont été mesurées pour la pomme de terre tandis que les concentrations de B. cinerea, P. viticola f.sp. riparia et aestivalis et E. necator étaient mesurées pour la vigne. Comme pour les autres réseaux, les capteurs échantillonnaient trois fois par semaine (les dimanche, mardi et jeudi) de 8h00 à 14h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt), les bâtonnets étaient comptés par qPCR le lendemain de la collecte et les concentrations aériennes de spores étaient transmises aux conseillers responsables des fermes échantillonnées. Dans le cas des réseaux polycultures, ce sont eux qui étaient responsables de transmettre les résultats des comptages de spores aux producteurs participants.

Dispersion par les éclaboussures. (Collaborateurs : Pierre Lafontaine et Roxane Pusnel (Carrefour industriel et expérimental de Lanaudière (CIEL)).

Afin de développer une approche de suivi de l'inoculum pour les maladies qui se dispersent par les éclaboussures, Colletotrichum acutatum, responsable de l'anthracnose dans la fraise, a été utilisé comme modèle de développement. Cet objectif a été réalisé en 2017 et 2018 chez un producteur de Lanaudière, pour un total de deux sites. Cet essai visait principalement à évaluer la distribution spatiale des spores à dispersion par éclaboussures et déterminer s’il existe une relation entre les symptômes et la concentration aérienne de spores. Le site a été installé selon un dispositif en quadrats identique à celui utilisé pour le blé, du 17 août au 29 septembre 2017 et du 26 juillet au 13 septembre 2018. L’échantillonnage des concentrations aériennes de spores était réalisé trois fois par semaine et l’évaluation des symptômes au champ a été réalisée une fois par semaine par les professionnels du CIEL. Les spores de C. acutatum ont été comptées à l'aide d'un test qPCR. Comme pour les autres réseaux, les capteurs échantillonnaient trois fois par semaine (les dimanche, mardi et jeudi) de 8h00 à 14h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt), les bâtonnets étaient comptés par qPCR une fois par semaine.

Importance du vent, dispersion verticale et flux horizontaux (Collaborateurs : Odile Carisse, Louis Longchamp et Bernard Panneton, (AAC)). Enfin, afin de documenter l’effet des vents sur les patrons de captures de spores au champ, un essai a été réalisé dans un champ d’oignon contaminé par P. destructor, situé à l’est de la zone de production d’oignons en Montérégie-Ouest. Dans cet essai, 11 capteurs de spores ont été installés, dont neuf étaient disposés en quadrats à l’intérieur du champ, à 15 cm au-dessus du couvert végétal, et deux à l’extérieur du champ, à deux mètres de hauteur, un à l’ouest et l’autre à l’est du dispositif. Ces capteurs étaient programmés pour échantillonner trois fois par semaine entre 8h00 et 15h00, 50 % du temps (10 minutes de marche, suivie de 10 minutes d’arrêt) pendant une période d’un mois (du 15 juin au 13 juillet). Une station météo complète était également installée dans le champ afin de recueillir la direction et la vitesse des vents sur une base horaire. Pour compléter les analyses de dispersion verticale et des flux horizontaux, un jeu de données recueillies à la ferme expérimentale de Sainte-Clothilde en 2015 dans une parcelle d’oignon de

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30 m par 182 m à l’intérieur de laquelle 20 capteurs de spores étaient installés sur deux lignes parallèles, a été utilisé. De plus, deux tours sur lesquelles des capteurs de spores étaient installés à intervalles d’un mètre avaient également été placées aux extrémités du site. Lors de cette expérience, les capteurs de spores ont échantillonné pendant 17 périodes de 2 h, réparties sur 13 jours, entre le 13 juin et le 15 juillet 2017.

Résultats significatifs obtenus Revue de littérature; La revue de littérature présentée à l’annexe 1 comprend neuf sections qui traitent de l’aérobiologie et de la surveillance de l’inoculum aérien, des types de dispositifs d’échantillonnage, de la périodicité et de la durée d’échantillonnage, de la hauteur d’échantillonnage, des patrons de distribution spatiale et de la dispersion, des réseaux de capteurs de spores, des seuils d’intervention et de l’interprétation des données, ainsi qu’une section sur les perspectives en matière de surveillance.

Réseaux sentinelles pilotes; Vigne. Au total, 1793 échantillons ont été recueillis pour la vigne durant les trois saisons du projet (530, 644 et 619 échantillons en 2016, 2017 et 2018, respectivement), chacun d’entre eux ayant été testé pour B. cinerea, E. necator, P. viticola f.sp. riparia et P. viticola f.sp. aestivalis. Globalement, 89,9 % des échantillons étaient positifs pour B. cinerea, 26,7 % pour E. necator, 37,8 % pour P. viticola f.sp. riparia et 21,4 % pour P. viticola f.sp. aestivalis. La distribution des concentrations aériennes de spores (CAS) par année et par site est présentée à l’annexe 2. La vigne s’est avérée être un excellent système pour illustrer les usages potentiels des capteurs de spores. Dans un premier temps, le suivi des CAS peut servir à l’initiation des régies de traitements fongicides. Dans le cas de P. viticola par exemple, les premiers symptômes sont généralement observés 5 à 7 jours après avoir mesuré des CAS d’environ 10 spores / m3 d’air (7,2 spores / m3 d’air pour P. viticola f.sp. riparia et 13,3 spores / m3 d’air pour P. viticola f.sp. aestivalis) (Figure 1A). Il est généralement difficile de dériver un seuil d’intervention à l’aide de données recueillies en conditions commerciales et pour y arriver, il est essentiel de recueillir le plus d’échantillons possibles. Les données de dépistages, combinées aux concentrations de spores recueillis dans le cadre de ce projet, ont permis de calculer la probabilité d’apparition des symptômes en fonction des concentrations de spores mesurées. Ainsi, le résultat de l’ajustement du modèle probabiliste aux données suggère une probabilité d’infection de 10, 27, 50 et 74% pour des CAS de 5, 10, 15 et 20 spores / m3 d’air, respectivement (Figure 1A). Globalement, le modèle logistique permet une précision globale de 83.3% (AUC = 0.833) (Figure 1A). La CAS peut également être utilisée en complément à des modèles prévisionnels, comme c’est le cas pour la gestion du blanc de la vigne (E. necator), dont l’initiation des traitements fongicides est généralement basée sur un modèle de degrés-jours. Ce modèle décrit la proportion de l’inoculum aérien saisonnier en fonction des degrés-jours en base 6 cumulés depuis le stade pousse verte (Carisse et al. 2009) : l’initiation des traitements fongicides est recommandée lorsqu’on atteint une valeur de 500 à 700 degrés-jours cumulés. Il a cependant été démontré que ce seuil de degrés-jours, combiné à une CAS de 50 spores/m3 d’air, permettait de garder le contrôle sur la maladie, tout en réduisant l’utilisation des fongicides de 40 à 55 % (Carisse et al. 2009). Pour les sites suivis dans le cadre du projet entre 2016 et 2018, le seuil de 600 degrés-jours a été atteint dans un intervalle de 5 jours, soit entre le 27 juin et le 1er juillet (178e et 182e jours de l’année, respectivement) (Figure 1B). Cependant, pendant cette période,

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seulement deux sites ont atteint le seuil de 50 spores/ m3 d’air (en 2018). Au niveau du dépistage, aucun symptôme de blanc n’a été observé dans les parcelles suivies dans le cadre du projet. Des symptômes ont toutefois été rapportés en périphérie des parcelles par les agronomes collaborateurs dans 3 des 14 vignobles suivis en 2017 et dans 5 des 15 vignobles suivis en 2018. Ainsi, le seuil de 50 spores/m3 d’air devra sans doute être adapté pour une utilisation en conditions commerciales et différents seuils devront être testés formellement.

Figure 1: Exemples d’utilisation et de méthodes d’interprétation des concentrations aériennes de spores obtenues en 2016, 2017 et 2018 dans la vigne pour A) Plasmopara viticola f.sp. riparia (PVA) et f.sp. aestivalis (PVB), B) Erysiphe necator et C) Botrytis cinerea.

L’interprétation des CAS peut également varier en fonction du stade de la plante hôte, et c’est particulièrement vrai pour B. cinerea dans la vigne. Les infections ont généralement lieu soit par les pétales en début de saison, par la contamination de tissus sénescents (fleurs ou fruits avortés) emprisonnés dans la grappe lorsqu’elle se referme, ou encore lorsque les fruits mûrissent et que leur taux de sucre atteint 5 à 10 % (Gonzalez-Dominguez et al. 2015), les stades floraison et maturation des baies (véraison) étant les plus critiques (Carisse et al., 2014). Des CAS de 30 spores/m3 d’air pourraient être utilisées comme seuil d’intervention durant ces

Jours de l'année

130 140 150 160 170 180 190 200 210 220 230 240 250 260

Con

cent

ratio

n aé

rienn

e de

sp

ores

de

B. c

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0

20

40

60

80

100

120

140

160 B. cinerea 2017B. cinerea 2016B. cinerea 2018

Jours de l'année

125 150 175 200 225 250

Deg

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0

200

400

600

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0

10

20

30

DJ6C 2016DJ6C 2017DJ6C 2018CAS 2016CAS 2017CAS 2018

Concentration aérienne de sporanges

0 5 10 15 20 25 30

Prob

abili

té d

'infe

ctio

n

0.0

.2

.4

.6

.8

1.0Observations Intervalle de confianceRégression logistique

n = 569R2 = 0.82AUC = 0.833 1- spécificité

0.0 .2 .4 .6 .8 1.0

Sens

ibili

té

0.0

.2

.4

.6

.8

1.0

Floraison Véraison

A) B)

C)

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périodes (Figure 1C). À l’extérieur de ces plages de risque, il est possible de tolérer de plus grandes concentrations de spores avant d’avoir recours à l’application d’un fongicide. Laitue. Au total, 1131 échantillons ont été recueillis pour la laitue durant les trois saisons du projet (425, 412 et 392 échantillons en 2016, 2017 et 2018, respectivement), chacun d’entre eux ayant été testé pour Bremia lactucae et Sclerotinia sclerotiorum. Globalement, 59,6 % des échantillons étaient positifs pour B. lactucae (85 % en 2016, 63 % en 2017 et 28 % en 2018) et 41,7 % pour S. sclerotiorum (37 % en 2016, 45 % en 2017 et 44 % en 2018). La distribution des CAS par année et par site est présentée à l’annexe 3. Pour le mildiou de la laitue (B. lactucae), des indices de risques basés sur l’inoculum aérien ont été élaborés. Le risque est considéré comme étant faible lorsque la CAS est comprise entre 0 et 10 spores/m3 d’air, modéré entre 10 et 50 spores/m3 d’air et élevé lorsque supérieure à 50 spores/m3 d’air. Ainsi, le seuil d’initiation des régies de fongicides a été fixé à 10 spores/m3 d’air. Cette valeur est d’ailleurs similaire à celle utilisée récemment en Californie (8,6 spores/m3 d’air) lors d’un essai visant à réduire l’utilisation des fongicides dans la culture (Dhar et al. 2019). Historiquement, les régies de traitements anti-mildiou sont initiées dans la laitue vers la mi-juin et s’intensifient à partir de la mi-juillet. L’utilisation du seuil d’initiation a permis régionalement de décaler le début des régies de traitements vers le 29 juillet en 2016, le 9 juillet en 2017 et le 28 août en 2018 (Figure 2). Ainsi, les capteurs de spores déployés en réseau ont permis de moduler considérablement l’initiation des régies de traitements, soit un décalage de 22 jours, 13 jours et 61 jours entre les traitements conventionnels et initiés à l’aide des capteurs de spores pour 2016, 2017 et 2018, respectivement.

Figure 2: Concentrations de spores de B. lactucae pour 2016, 2017 et 2018. Les flèches rouge, noire et grise indiquent l’initiation des régies de traitement pour ces mêmes années. La ligne pointillée correspond au seuil d’initiation des traitements.

Pour S. sclerotiorum, les CAS mesurées étaient typiques des maladies monocycliques. En 2016, elles étaient caractérisées par une distribution bimodale avec un premier pic le 25 mai (145e jour de l’année) et un second pic, moins important, le 19 juin (170e jour de l’année). En 2017, les CAS étaient généralement plus faibles et le premier pic décalé au 14 juillet (195e jour de l’année) et un second pic à la fin de la saison. En 2018, les CAS étaient également faibles sauf pour deux dates d’échantillonnage, soit le 4 et le 14 août (Figure 3). Actuellement, il n’existe aucun seuil d’intervention pour ce pathosystème. Toutefois, en production de laitue les traitements fongicides contre S. sclerotiorum sont fait à des stades phénologiques approximatifs

Jours de l'année

140 160 180 200 220 240 260

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n aé

rienn

e de

spo

res

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10

100

1000

10000

B lactucae 2016B lactucae 2017B lactucae 2018Seuil 10 spores

12

(aux stades 7 feuilles à 10 feuilles et/ou 12 à 14 feuilles), la fenêtre d’intervention est donc un peu plus permissive. Ainsi, les résultats obtenus suggèrent qu’il est possible d’utiliser les patrons temporels (présence/absence et tendances) pour évaluer les risques et cibler les périodes où un traitement fongicide est nécessaire.

Figure 3: Concentrations de spores de S. sclerotiorum dans la laitue pour 2016, 2017 et 2018.

Haricot. Dans la culture du haricot, des essais ont été réalisés en 2017 et 2018 chez 10 producteurs de la rive nord de Montréal pour un total de 120 et 140 échantillons en 2017 et 2018, respectivement. Bien que la région échantillonnée ait été identifiée par les collaborateurs comme étant une région à risque pour la pourriture sclérotique causée par Sclerotinia sclerotiorum, la pression de maladie était relativement faible, tant pour les CAS que pour les symptômes au champ. Toutefois, les résultats obtenus suggèrent une relation significative linéaire entre la CAS et la proportion de pétales contaminés (R2=0,78) (Figure 4).

Figure 4: Relation entre les concentrations aériennes de spores de S. sclerotiorum dans le haricot et la proportion de pétales infectés.

Jours de l'année

140 160 180 200 220 240 260

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100

S. sclerotiorum 2016S. sclerotiorum 2017S. sclerotiorum 2018

13

Blé. Au total, 588 échantillons ont été recueillis en 2016 et 2017, chacun d’entre eux ayant été testé pour Fusarium graminearum, responsable de la fusariose de l’épi. En 2016, 68 % des échantillons étaient positifs, tandis que 98 % des échantillons étaient positifs en 2017. La CAS mesurée entre l’émergence complète de l’épi et la mi- floraison (Z59-65) était fortement corrélée avec les concentrations de DON (désoxynivalénol, aussi appelé vomitoxine) dans les grains récoltés à maturité (R2=0,80) (Figure 5). La CAS était corrélée négativement avec le rendement (R2=0,59-0,66), mais n’était pas corrélée avec l’indice de fusariose ((% d’épis fusariés / pourcentage d’épillets fusariés) /100). Les résultats complets sont présentés à l’annexe 4. Les résultats de l’analyse de la distribution spatiale suggèrent une distribution légèrement agrégée, avec un indice de dispersion moyen de 1,52. Comme ces résultats indiquent un patron de dispersion similaire à d’autres maladies aérotransportées (par exemple, pour le blanc du fraisier l’indice de dispersion associé aux spores est près de 1,6 alors que pour P. infestans dans la pomme de terre, il se situe autour de 2,15 (Fall et al. 2015b, Van der Heyden et al. 2014b)), le positionnement des capteurs de spores dans ce système pourrait être similaire aux autres pathosystèmes.

Figure 5: Relation entre les concentrations de DON mesurés à la récolte et la CAS de F. graminearum moyenne A) pour toute la période d’échantillonnage, en B) pour la période couvrant les stades Z60 à Z69 (floraison) et en C) pour la période couvrant les stades Z70 à Z79 (stade laiteux).

Réseaux polycultures. Comme l’approche de suivi de l’inoculum aérien organisée en réseau a été développée pour des zones de production à haute densité de production (i.e. production d’oignons dans la Montérégie-Ouest), cette activité visait à adapter l’approche pour les régions avec une densité de production plus faible, mais plus diversifiée. Des réseaux de suivi de l’inoculum aérien ont donc été organisés en 2017 et 2018 à l’Île d’Orléans et dans Lanaudière, afin de réaliser une première évaluation de l’approche dans un contexte de polyculture et étudier les aspects de logistique pour ce type de réseaux. Dans l’oignon, dans Lanaudière, les concentrations de spores de B. squamosa sont restées faibles tant en 2017 qu’en 2018, en moyenne en dessous des 10 spores / m3 d’air. Les concentrations de spores de S. vesicarium étaient plus fréquentes en 2017 avec des concentrations maximales de près de 130 spores / m3 d’air. En 2018, des spores de S. vesicarium ont été captées seulement au début du mois d’août avec une concentration maximale de près de 650 spores / m3. Des spores de P. destructor ont été captées au début du mois d’août en 2017 ce qui correspondait aux observations des premiers symptômes au champ. En 2018, des

Commenté [BL((1]: Explication d’Hervé : la corrélation entre les indices de fusariose et les concentrations de spores n’est pas significative, parce que les indices ne variaient par beaucoup d’un quadrat à l’autre, contrairement à la concentration de DON.

14

sporanges de P. destructor ont été captés beaucoup plus tôt, soit au début du mois de juillet, près de deux semaines avant l’apparition des symptômes au champ (Figures 25 et 27). Pour la fraise, les spores de B. cinerea suivaient une distribution bimodale avec un premier pic entre la mi-juin et le 1er juillet et un second pic entre le 1er et le 15 septembre (Figures 25 et 27). Les concentrations de spores de C. acutatum étaient très faibles en début de saison pour les deux années. Elles ont augmenté à partir du 1er septembre en 2017, mais sont restées faibles en 2018, tout comme le développement des symptômes. Dans le concombre, très peu de sporanges ont été captés, et aucun symptôme n’a été observé au champ en 2017 (Figures 25 et 27). Sur l’Île d’Orléans, le réseau polyculture était à l’essai de façon préliminaire en 2017, mais a été complètement déployé en 2018. La distribution des spores était similaire à celle observée dans Lanaudière, avec un certain décalage. Pour B. cinerea, le premier pic était retardé de près de 15 jours et le second semble avoir été devancé de près de 15 jours, rapprochant ces deux pics et réduisant la période au cours de laquelle le risque est moins élevé en été, tant dans la fraise que dans la vigne (Figure 28). L’expérience des réseaux polycultures semble être une approche prometteuse pour les producteurs et conseillers œuvrant dans des régions à plus faible densité de production ou dans des régions où la production est plus diversifiée. Le résumé des résultats est présenté à l’annexe 5, et les aspects de logistique sont abordés à l’annexe 8 : freins à l’adoption de l’approche de surveillance par capteurs de spores.

Dispersion par les éclaboussures : Colletotrichum acutatum Afin de vérifier si les capteurs de spores pouvaient être utilisés pour les maladies dispersées par les éclaboussures, nous avons choisi le complexe Colletotrichum acutatum – fraise comme modèle. Au total, 624 échantillons ont été recueillis en 2017 et 2018, chacun d’entre eux ayant été testé pour C. acutatum, champignon responsable de l’anthracnose. En 2017, 58 % des échantillons étaient positifs, tandis que 69 % des échantillons étaient positifs en 2018. Pour les deux saisons d’essais, la pression de maladie était relativement faible, cela se reflétant tant par les CAS que par les symptômes au champ, les symptômes n’ayant pas excédé 1 % (Figure 29, annexe 6). Malgré la faible pression, les capteurs de spores semblent être prometteurs pour le suivi de l’inoculum, puisqu’une relation exponentielle significative a été obtenue entre la CAS et la proportion de fruits atteints (R2 = 0,66) (Figure 6). Des essais complémentaires devront être réalisés pour confirmer les tendances observées dans le cadre de ce projet.

Figure 6: Relation entre la concentration aérienne de spores de C. acutatum dans la fraise et la proportion de fruits infectés. Les points noirs représentent les observations recueillies en 2017 et les blancs celles recueillies en 2018.

Concentration d'inoculum (pg d'ADN/ m3 d'air)

0.00 .05 .10 .15 .20 .25 .30

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0.000

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.016

Régression exponentielle20172018

y = 0.0028e(3.6655x)

R2 = 0.66

15

Flux horizontaux et dispersion verticale. Les paramètres de dispersion horizontale et verticale des spores sont essentiels pour comprendre les épidémies de maladies des plantes, pour élaborer des modèles de prédiction des risques à différentes échelles et pour sélectionner adéquatement l’emplacement (x, y, z) dans l’espace des échantillonneurs dans un contexte de réseaux. Pour illustrer l’importance de la position verticale et horizontale, des données collectées antérieurement pour B. squamosa dans l’oignon, ont été utilisées2. Dans un premier temps, deux lignes de capteurs de spores ont été installées dans une parcelle d’oignon de 182 m par 30 m, chaque ligne de spores ayant chacune 10 capteurs de spores à impaction de type Rotorod. Une tour de 10 mètres de hauteur sur laquelle des capteurs de spores étaient installés à intervalles d’un mètre (de 0,5 à 9,5 m) a également été placée à chaque extrémité du site (schéma présenté à l’annexe 7). Les CAS mesurées à l’aide des capteurs placés en aval des vents dominants étaient systématiquement plus élevés que celles des capteurs placés en amont (Figure 7A) (P>0,0001). Les capteurs situés entre 0 et 20 mètres de la bordure située en amont des vents dominants captaient significativement moins de spores que le reste des capteurs (P>0,0001). Un modèle de puissance sans asymptote a également été ajusté avec succès aux données (R2 =0,89-0,90), suggérant une augmentation possible du panache de spores au-delà de la bordure en aval du site d’essai (Figure 7A). C’est effectivement ce que les résultats obtenus à l’aide des capteurs de spores de la tour en aval du site dans la direction des vents dominants suggèrent, puisque des spores ont été mesurées jusqu’à 9,5 mètres de hauteur (Figure 7B). Pour la tour en amont, les CAS mesurées entre 0,5 m et 9,0 m de hauteur n’étaient pas différentes significativement, seules les CAS mesurées à 9,5 m étaient différents de celles mesurées à 0,5 m (Figure 7B). Toutefois, les CAS mesurées en amont du site étaient significativement plus bas que les CAS mesurées en aval du site (Figure 7B-C). En aval, les CAS mesurées à 0,5 m étaient significativement plus élevées que celles mesurées plus haut (Figure 7B-C) et les capteurs placés à 1,5 m captaient significativement plus de spores que ceux installés à plus de 2,5 m (Figure 7B). Bien que le capteur installé à 0,5 m captait plus de spores, cette hauteur est généralement située sous la canopée, ce qui restreint l’utilité de cette position. L’ajustement d’un modèle de puissance aux données suggère une réduction exponentielle du log de la CAS en fonction de la hauteur (R2 =0,87-0,97) (Figure 7C). Ainsi, les captures de spores semblent être optimisées entre 1,5 et 2,5 m de hauteur en aval de la bordure du champ source, dans le sens des vents dominants.

Figure 7: Distribution horizontale (A) et verticale (B-C) de l’inoculum aérien. En A), les spores ont été mesurées à partir de la bordure en amont du champ source à l’aide de capteurs de spores disposés sur deux transects et espacés 20 m; des capteurs étaient également installés à 5 et 10m. En B-C), les concentrations de

2 Ces données ont été recueillies en 2015 dans le cadre d’un projet en collaboration avec AAC et Phytodata (Carisse, Panneton et Van der Heyden), mais n’avaient pas été valorisées à cette époque. Elles sont utilisées ici pour démontrer l’importance de la position du capteur et seront utilisées ultérieurement pour développer un modèle de dispersion des spores à l’échelle du paysage.

Distance de la bordure aval du champ source (m)

0 20 40 60 80 100 120 140 160

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0

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10 Tour amontTour aval Canoppée

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0 2 4 6 8 10

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Tour amontTour aval Régression aval (R2 = 0.97)Régression amont (R2 = 0.87)Canoppée

A) B) C)

16

spores sont présentées en fonction de la hauteur pour les tours situées en amont et en aval du site par rapport aux vents dominants. La ligne verte dans les graphiques B et C indique le sommet de la canopée pour la culture de l’oignon.

Il a été démontré que la dispersion des maladies à dissémination aérienne est fortement influencée par la vitesse et la direction des vents. Ainsi, il est important de tenir compte de cette variable le plus possible, afin d’optimiser le positionnement des capteurs de spores localement. Pour démontrer l’importance de cette variable sur le captage des spores, une expérience supplémentaire a été réalisée pendant une période d’un mois (du 15 juin au 13 juillet 2017) dans un champ d’oignon affecté par P. destructor. Dans cet exemple, les capteurs situés à l’est du champ, à hauteur du couvert végétal, ont capturé plus de spores que ceux installés au centre du champ ou à l’ouest (Figure 8). D’un point de vue statistique, seuls les capteurs 1 et 3 situés à l’est et au sud-est du dispositif n’étaient pas significativement différents de la moyenne (P = 0,706 et P = 0,586) et représentaient donc un bon indicateur de la moyenne. À titre d’exemple, les concentrations de spores recueillies le 9 juillet étaient supérieures pour le capteur installé dans la direction des vents (Figure 8).

Figure 8: Exemple de l’effet de la direction des vents sur les captures de spores intra-champ pour (gauche) toute la durée de l’expérience et (droite) pour le 9 juillet 2017.

1

3

2

4

6

5

7

9

8

1

11

17

DIFFUSION DES RÉSULTATS No. PROJET RESPONSABLE ACTIVITÉ Type Lieu DATE NOMBRE DE

PARTICIPANTS

1 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles

Hervé Van der Heyden Présentation au comité recherche de l'APMQ PPT Longueuil Mars 2016 10

2 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles

H. Van der Heyden et Odile Carisse Présentation au Réseau vigne du RAP PPT Drummondville Avril 2016 30

3 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation au comité de suivi: état d'avancement PPT Sherrington Juillet 2016 4

4 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation des projets à la chambre d'Agriculture de

l'Alsace et à Planète légume PPT Sherrington Juillet 2016 10

5 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles O. Carisse Présentation des résultats du réseau vigne au 17e

symposium international Botrytis PPT Chili Octobre 2016 350

6 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles

H. Van der Heyden et O. Carisse

Présentation au Réseau vigne du Réseau d’avertissements phytosanitaires PPT Drummondville Novembre

2016 30

7 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles

H. Van der Heyden et Thérèse Wallon

Présentation des projets de recherche aux South Australian Research and Development Institute PPT Adélaïde,

Australie Novembre

2016 5

8 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation aux Journées Horticoles 2016 section petits

fruits PPT Saint-Rémi Décembre 2016 80

9 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation à l'AGA de l'association des producteurs de

fruits et légumes de transformation PPT Boucherville Décembre 2016 100

10 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le déploiement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation à l'AGA de l'association des producteurs de

fraises et framboises du Québec PPT Trois-Rivières Février 2017 100

11 Améliorer la surveillance phytosanitaire québécoise par le développement de réseaux de capteurs de spores sentinelles H. Van der Heyden Présentation au comité de suivi: état d'avancement PPT Drummondville Mai 2017 15

12 Surveillance phytosanitaire et estimation régionale des risques grâce au déploiement d’un réseau de capteurs de spores H. Van der Heyden Journée Lutte intégré PELI Affiche Napierville Juillet 2017 60

13 Improving Surveillance of Airborne Diseases Through the Implementation of a Regional Scale Spore Trap Network H. Van der Heyden Troisième sommet Mondial sur les usages mineurs Affiche Napierville Octobre

2017 100

14 Raisonner la lutte aux maladies O. Carisse et H. Van der Heyden Journée Duraclub PPT Dunham Décembre

2017 30

15 Retour sur capteurs de spores et modèles prévisionnels H. Van der Heyden Journées Prisme PPT Sherrington Mars 2018 40 16 Retour sur les capteurs de spores H. Van der Heyden RAP pomme de terre PPT Québec Avril 2018 30

17 Améliorer la surveillance phytosanitaire grâce aux réseaux de capteurs de spores H. Van der Heyden Présentation au comité de suivi: état d'avancement PPT Trois-Rivières Avril 2018 10

18 Retour sur capteurs de spores et modèles prévisionnels H. Van der Heyden Conférencier invité PPT Saint-Pol de Léon, Bretagne

Novembre 2018 40

19 BIOSURVEILLANCE en productions maraîchères: Détection, Suivi et Mitigation H. Van der Heyden Visite du comité SPQA Affiche Napierville Juillet 2019 60

20 Atelier sur l’utilisation des capteurs de spores et des réseaux de surveillance de l’inoculum aérien

H. Van der Heyden et O. Carisse Atelier de transfert Présentation Napierville Avril 2019 60

21 Aérobiologie et surveillance de l’inoculum aérien H. Van der Heyden et O. Carisse CJPP Article

soumis

22

18

Applications possibles pour l’industrie Au cours de la dernière décennie, il a été démontré que l’utilisation des capteurs pouvait permettre une réduction substantielle des fongicides en production maraîchère, particulièrement dans un contexte d’utilisation en réseaux (Carisse et Van der Heyden, 2019). Ce projet a permis de mieux définir le contexte d’utilisation dans différents pathosystèmes de production (culture annuelle courte, culture annuelle longue, culture pérenne), de sensibiliser les producteurs et les conseillers sur l’importance de structurer l’approche en réseau, de répondre à des questions de logistique et de structurer des collaborations à l’extérieur de la région desservie par Phytodata pour rendre l’approche disponible au plus grand nombre de groupes. Recommandations 1. Le déploiement des réseaux de capteurs de spores devrait être planifié en fonction des objectifs fixés par les utilisateurs et des ressources disponibles. Ainsi, il est important de déterminer si les réseaux de capteurs de spores auront comme vocation un suivi des populations, la surveillance phytosanitaire qui se traduit par des recommandations aux producteurs, la détection d’agents pathogènes émergents (Biovigilance), etc. Les paramètres qui régiront la mise en place des réseaux (type de capteurs, fréquence d’échantillonnage, délai de réponse, etc.) pourraient changer en fonction de la vocation des réseaux. 2. Pour planifier l’implantation d’un réseau de capteurs de spores, il est important de prendre connaissance du territoire (emplacement des champs en culture) et des vents. Il pourrait même être envisageable de réorganiser, dans certaines cultures, les réseaux de capteurs en cours de saison. À titre d’exemple, les vents soufflent principalement d’ouest en est pour le mois de juin, alors qu’ils soufflent principalement du sud-ouest en juillet et août. Les capteurs devraient être installés en aval des champs ou zones en production, dans la direction des vents dominants. 3. Un des principaux facteurs limitant l’efficacité des réseaux de capteurs de spores est la disponibilité de personnel dédié aux opérations sur le terrain. Ainsi il est primordial, pour assurer le bon fonctionnement des réseaux de capteurs de spores, de pouvoir compter sur une ressource (par exemple étudiant d’été) responsable de recueillir les échantillons selon un horaire fixe et prioritaire. 4. Puisque le délai entre la cueillette de l’échantillon et l’obtention du résultat doit être le plus court possible, il est important de mettre en place un système de collecte régulier et fiable. 5. Comme les capteurs de spores sont fixes et installés au champ pour toute la saison, des bris mécaniques sont possibles et plusieurs facteurs peuvent empêcher la personne responsable d’accéder au champ (climat, applications de pesticides, etc.). Ainsi, une fréquence d’échantillonnage de trois fois par semaine semble être un minimum pour s’assurer d’avoir au moins deux lectures par semaine, lorsque des données sont manquantes. 6. Lors de l’implantation initiale des réseaux de capteurs de spores, il est important de transférer les résultats aux producteurs et à leurs conseillers afin que ceux-ci s’approprient les résultats et pour favoriser les échanges entre producteurs et agronomes, et ce même si aucune recommandation n’est effectuée la première année. 7. Il est difficile d’affirmer avec certitude quel est le nombre minimum de capteurs de spores nécessaire pour chaque réseau, car le nombre de capteurs peut dépendre de la mission du réseau, du système de production, etc. Toutefois, un minimum de 10 capteurs de spores devrait être envisagé pour réduire les coûts d’analyses qPCR par échantillon.

19

POINT DE CONTACT POUR INFORMATION Hervé Van Der Heyden Phytopathologie et épidémiologie quantitative Phytodata 291 rue de la Coopérative Sherrington 514-617-4986 hvanderheyden@phytodata.ca

REMERCIEMENTS AUX PARTENAIRES FINANCIERS Ce projet a été réalisé en vertu du sous-volet 3.2 du programme Prime-Vert 2013-2018 et il a bénéficié d’une aide financière du ministère de l’Agriculture, des Pêcheries et de l’Alimentation (MAPAQ) par l’entremise du Fonds vert. L’équipe de réalisation souhaite également remercier tous les producteurs participants, les collaborateurs impliqués à tous les niveaux ainsi que les membres du comité de suivi, pour leurs commentaires et leur implication dans le projet.

20

Annexe 1 : Revue de littérature

21

Aérobiologie et surveillance de l’inoculum aérien

HERVÉ VAN DER HEYDEN1 ET ODILE CARISSE2 1Compagnie de recherche Phytodata, 291 rue de la Coopérative, Sherrington, QC, Canada J0L 2N0 2Agriculture et Agroalimentaire Canada, Centre de recherche et de développement de Saint-Jean-sur-Richelieu, 430 boul. Gouin, Saint-Jean-sur-Richelieu, QC, Canada J3B 3E6

Auteur de correspondance : Hervé Van Der Heyden, courriel: hvanderheyden@phytodata.ca

Résumé. Plusieurs champignons phytopathogènes se propagent dans l’air sur de très courtes distances (quelques mètres) ou sur de grandes distances (des centaines de kilomètres). L’atmosphère, particulièrement en milieux agricoles, est donc composée d’une grande diversité d’organismes phytopathogènes ou non. L’aérobiologie est la discipline qui vise à étudier la dynamique de ces organismes dans l’air. En agriculture, les premiers travaux débutent dans les années 30 et concernent l’étude des spores de Phytophthora infestans, responsable du mildiou de la pomme de terre. Bien que l’importance de connaître la taille des populations d’agents phytopathogènes présentes dans l’air soit reconnue, des contraintes techniques freinent le développement de l’aérobiologie agricole. Parmi ces contraintes, la reconnaissance et le comptage des spores sur les surfaces de captage est de loin la plus importante, dans la mesure où plusieurs spores ne présentent pas de caractères morphologiques distincts permettant de les identifier avec précision. C’est donc l’avenue des méthodes moléculaires dans les années 2000 qui a donné son essor à l’aérobiologie agricole. Toutefois, plusieurs facteurs affectent la fiabilité des données aérobiologiques, dont le type de capteur et le protocole d’échantillonnage. Cette revue fait écho à l’engouement pour l’utilisation des données aérobiologique à des fins de vigilance, de surveillance ou de monitorage et a pour objectif de faire le point sur les facteurs importants à considérer lors de la mise en place de réseaux de suivi de l’inoculum aérien et de l’interprétation des données aérobiologique. Introduction L’air est le moyen de transport de plusieurs agents phytopathogènes dont certains peuvent voyager sur des milliers de kilomètres tout en conservant leur viabilité et leur capacité à causer de nouvelles épidémies (Stakman et Christensen, 1946). De nombreux champignons phytopathogènes sont remarquablement bien adaptés à la dissémination aérienne. Le fait que les spores de champignons soient disséminées par les courants d'air est connu depuis presque aussi longtemps que les spores elles-mêmes. En 1729, Micheli publia les résultats de recherches sur la production de spores et démontra que des ‘nuages’ de spores pouvaient être libérés dans l’air. L’atmosphère en milieux agricoles est donc gorgée de particules dont la taille varie de 0,1 µm pour les virus à 100 µm pour les pollens. Le suivi des spores dans l’air fait appel à un champ d’expertise scientifique particulier que l’on nomme l’aérobiologie. L’aérobiologie s’est développée dans une large mesure en réponse aux besoins de connaître la quantité de l’air dans les bâtiments et de pollen responsable des allergies chez l’humain. Dans le domaine agricole, Philip Herries Gregory est le pionnier de l’aérobiologie, déjà à la fin des années 30, il étudiait le déplacement des spores de champignons dans l’air, dont Phytophthora infestans, responsable du mildiou de la pomme de terre (Gregory, 1945, 1973). Le Dr Gregory est l’instigateur du programme de recherche en aérobiologie du centre de recherche de Rothamsted en Angleterre, qui depuis des décennies contribue à l’avancement des connaissances en aérobiologie, notamment l’étude des processus impliqués dans la dissémination aérienne des agents phytopathogènes (A. McCartney), les spores disséminées

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dans les aérosols (Bruce D.L. Fitt) et l’utilisation de l’information sur l’inoculum aérien comme indicateurs de risque (Jon S. West). Depuis les premiers travaux du Dr Gregory, l’utilisation de capteurs de spores pour l’étude de l’inoculum aérien n’a cessé de se développer (Lacey, 1996), qu’il s’agisse de maladies affectant les céréales (Hemmati et al., 2001), les cultures industrielles (Bashan et al., 1991; Alderman, 1993), les productions maraîchères (Chawda et Rajasab, 1994; Carisse et al. 2005) et les productions fruitières (Aylor et Kiyomoto, 1993; Charest et al., 2002, Carisse et al. 2009). Bien que du point de vue de la gestion des maladies, l’importance de considérer l’inoculum aérien semble évidente, les spores de champignons phytopathogènes sont très petites, plusieurs sans couleur ou formes distinctives et en conséquence très difficiles à dénombrer. De ce fait, la difficulté liée aux comptages des spores dans les échantillons d’air a longtemps limité l’utilisation de l’information sur l’inoculum aérien dans la gestion des mycoses aériennes. Au fil des années, différentes méthodes de comptage ont été évaluées, mais c’est l’utilisation de la réaction en chaine par polymérase (PCR) qui a vraiment permis d’entrevoir l’utilisation des capteurs de spores à grande échelle avec des comptages standardisés (Carisse et al., 2009, Falacy et al., 2007; West et al., 2008). Les travaux de recherche en aérobiologie menés au Québec sont considérés par la communauté scientifique comme un point tournant dans la mesure où ces travaux ont permis de démontrer qu’il était possible d’utiliser l’information sur l’inoculum aérien pour améliorer la gestion des maladies (Carisse et al., 2012; Van der Heyden et al., 2012). L'échantillonnage de l'air à la recherche de spores peut être utilisé pour des fins de biovigilance et ainsi permettre de mesurer les impacts des changements climatiques et de pratiques ou systèmes de production sur les populations d’agents phytopathogènes et bénéfiques; d’étudier la dispersion d'agents pathogènes nouveaux, émergents, colonisant de nouveaux milieux agricoles, l’apparition de nouvelles espèces (génotypes), et/ou de la diversité génétique des agents phytopathogènes. L'échantillonnage de l'air pour des fins de surveillance sert à mesurer un risque généralement régional concernant des agents phytopathogènes qui sont présents, mais qui causent des dommages que sporadiquement. Également, la surveillance des agents phytopathogènes qui ne survivent pas sous nos conditions hivernales, mais dont les spores peuvent provenir de régions plus au sud est importante pour détecter leur arrivée sur notre territoire et réagir de façon efficace. Le mildiou de la pomme de terre (Phytophthora infestans) et le mildiou du concombre (Pseudoperonospora cubensis) sont des exemples de ce type d’agents phytopathogènes (Cohen and Rotem 1971; Fall et al. 2015b). La surveillance est typiquement une activité à long terme, idéalement sur les mêmes sites afin de faciliter la comparaison d’une année à l’autre. Pour les agents phytopathogènes capables de survivre sous nos conditions hivernales et pour ceux qui émigrent via l’air, les transplants ou la semence, être en mesure de déterminer quand l’inoculum secondaire est produit et en quelle quantité est un élément clef de la lutte. Le monitoring de l’air combiné à des données agronomiques et météorologiques sert à préciser les risques et à optimiser les interventions phytosanitaires. Les activités de monitoring de l’inoculum aérien sont typiquement fréquentes et à une échelle spatiale fine (un champ, une ferme ou une région). Les données aérobiologiques permettent donc d’améliorer les systèmes prévisionnels et d’optimiser la prise de décision quant à l’utilisation des fongicides. L’aérobiologie est une discipline scientifique et donc exige une bonne compréhension des phénomènes impliqués, dans ce cas-ci la production d’inoculum (spores), le détachement des spores du site de production, leur sortie du couvert végétal, la dispersion (transport) dans l’air sur de plus ou moins grandes distances, la viabilité des spores, et leur déposition sur de nouveaux sites d’infection. La trajectoire des spores dans l’air (Figure 9) illustre les différentes

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étapes du mouvement des spores, de leur source au site d’infection. La description de la trajectoire des spores dans l’air pourrait à elle seule faire l’objet d’une revue de littérature, seulement les grandes lignes sont discutées. La ou les sources d’inoculum primaire varient selon le champignon phytopathogène et le système de production. Ces sources peuvent être la semence, les transplants, des plants volontaires, débris de culture ou provenant d’entrepôts, des structures de survie (ex. sclérotes, cléistothèces, oospores), ou des structures de croissance en repos (mycélium). Selon les sources d’inoculum primaire, les premiers sites de production d’inoculum peuvent être répartis sur de plus ou moins grands territoires ou confinés à des endroits précis avec une distribution spatiale aléatoire ou agrégée. Pour l’inoculum secondaire, généralement, le nombre de sites de production augmente avec la progression de la maladie. Les champignons phytopathogènes ont différents mécanismes de libération de leurs spores, passifs ou actifs (Ingold, 1971). La libération passive des spores est dépendante de l’exposition au vent ou aux gouttelettes de pluie. Il s’agit souvent de champignons sporulant sur des parties de plantes exposées au vent (Ingold, 1999). Cependant, de nombreux champignons ont mis au point des méthodes actives de libération de spores, qui, peu importe l’exposition au vent, permettent aux spores de sortir de la zone d’air calme. La sortie des spores du couvert végétal (zone laminaire d'air calme) est essentielle pour que les spores puissent s'échapper et se disperser dans la zone de turbulence et voyager sur de plus ou moins grandes distances (Gregory, 1973).

Figure 9: Postulat central de l’aérobiologie en phytopathologie.

Une fois les spores libérées dans l’air, elles se dispersent et leur concentration diminue à mesure que l'on s'éloigne du point de libération (Aylors, 2017; Gregory, 1973). La dispersion des spores à l'intérieur et à l'extérieur du couvert végétal est difficile à mesurer puisque le mouvement de l'air affecte la libération, la dispersion et la déposition des spores sur de nouveaux sites d’infection (Legg, 1983). Dans un contexte de monitoring de l’inoculum aérien, la concentration de spores est généralement mesurée à la sortie du couvert végétal, durant la phase de dispersion (transport) ou de déposition. Dans un contexte de surveillance, la concentration de spores est généralement mesurée durant la phase de déposition.

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L’aérobiologie comprend également l’étude de l’influence des conditions météorologiques, de l’architecture du paysage et du couvert végétal et des pratiques culturales sur toutes les étapes, de la production des spores à leur déposition sur de nouveaux sites d’infection. L’aérobiologie est multidisciplinaire dans la mesure où des connaissances en phytopathologie, épidémiologie des maladies, écologie des agents phytopathogènes, mycologie, biologie moléculaire, mathématique, et modélisation sont nécessaires afin de bien mesurer et interpréter les données aérobiologiques.

Types de dispositif d’échantillonnage. Le captage des spores peut être réalisé à l’aide de différents types de capteurs, en fonction de l’objectif visé par l’utilisateur. Chaque type de capteur comporte son lot d’avantages et d’inconvénients.

La première catégorie d’appareils utilisés pour collecter les spores peut être qualifiée de capteur passif. Leur fonctionnement repose sur la déposition passive des spores sur une surface adhésive, à travers un filtre ou un entonnoir (West and Kimber 2015). L’exemple le plus simple consiste à installer sur un support vertical, horizontal ou incliné, des lames de microscope enduites d’une substance adhésive (graisse de silicone, gelée de pétrole, etc.) (Figure 10 A-B). L’avantage évident de ce type de dispositif est son faible coût et le fait que les lames peuvent être montées directement sur microscope. Toutefois, il ne permet pas de calculer la

Encadré 1 : L'aérobiologie est l’étude de la dynamique des particules biologiques en suspension dans l'air, dont les virus, les bactéries, les spores de champignons, les insectes et le pollen. Le suivi des spores dans l’air, dans un contexte de biovigilance en agriculture, vise à détecter, identifier et à atténuer les menaces potentielles avant qu’elles n’aient une incidence sur le secteur agricole. Ces menaces peuvent être de nouvelles espèces, génotypes, résistances, etc. La biosurveillance de l’inoculum est un processus officiel de collecte et enregistrement des données sur la présence ou l'absence d’inoculum au moyen d'enquêtes, de suivis ou d'autres procédures. Le monitoring (dépistage) de l’inoculum consiste à prendre des mesures de l’inoculum de façon fréquente et à une échelle fine afin d’orienter des décisions phytosanitaires.

Figure 10 : Exemples de capteurs passifs utilisés pour recueillir des spores au champ. A-B) capteurs composés de quatre lames de microscope enduites de silicone; C) capteur entonnoir utilisé pour recueillir des spores présentes dans l'eau de pluie ou dans les éclaboussures d’eau et D) capteur composé d’un cylindre installé sur une rotule permettant de recueillir des spores sur un filtre installé au fond du cylindre (Barreira, 2013; https://www.plantmanagementnetwork.org/infocenter).

C D

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concentration de spores dans l’air et la lecture des lames de microscope peut être ardue dépendamment de l’épaisseur de la couche de silicone utilisée et la quantité de débris présents à la surface de la lame. Ce type de dispositif peut s’avérer utile pour réaliser un suivi dans des régions difficiles d’accès ou lorsque les ressources sont limitées. Les capteurs de type entonnoir appartiennent également à la catégorie des capteurs passifs. Ils sont constitués d’un cylindre vertical surmonté d’un entonnoir à la base duquel est installé un filtre qui recueille les spores captées par le piège (Figure 10C). Ce type de piège est adapté pour les spores voyageant sur de grandes distances et déposées lors d’événements de pluie comme la rouille du soya Phakopsora pachyrhizi (Isard et al. 2011; Paul et al. 2004) ou pour les spores dispersées par les éclaboussures comme Fusarium graminearum (Paul et al. 2004). Il est possible de quantifier l’inoculum présent dans l’eau lorsqu’une station météo est installée à proximité ou lorsqu’un compteur d’eau est installé directement sur le dispositif d’échantillonnage. Le troisième type de capteurs passifs est composé d’un cylindre se terminant par une dérive (ou aileron) installé sur une rotule afin que celui-ci soit constamment orienté dans le sens du vent (Figure 10D). La collecte des spores est effectuée grâce à un filtre installé au fond du cylindre. Ce type de dispositif a l’avantage d’être peu coûteux, ce qui permet un déploiement à grande échelle, mais ne permet pas d’obtenir une concentration d’inoculum. De plus, le comptage des spores sur le filtre peut être laborieux : il n’est pas possible de les lire directement, il est d’abord nécessaire de déloger les spores des mailles du filtre. Ce type de dispositif est notamment utilisé dans le cadre de suivi à grande échelle, lorsqu’une donnée binaire (présence ou absence) est suffisante. Ce type de capteur a d’ailleurs été utilisé pour suivre la progression de la rouille du soya, P. pachyrhizi, à travers l’Amérique du Nord, depuis la Floride jusqu’à nos portes (von Qualen et Yang 2006). Ils sont également utilisés en Ontario pour le suivi du mildiou de la pomme de terre Phytophthora infestans (Eugenia Banks, communication personnelle).

Les capteurs de spores actifs, ou capteurs volumétriques (Figure 11), sont beaucoup plus utilisés, principalement parce qu’il est possible de calculer une concentration aérienne de spores (spores/m3 d’air). On peut les classer en trois grandes catégories : les capteurs à impaction, les capteurs de type cyclone et les capteurs ioniques (West et al. 2008; West and Kimber 2015). Les capteurs à impaction incluent l’impaction sur des pétris recouverts de milieu de culture, sur des surfaces adhésives (ruban, lames, bâtonnets) ou encore dans un milieu liquide (Lacey and

Figure 11: Exemples de capteurs actifs A) Rotorod, B) Burkard 7 day et C) Cyclone de Burkard.

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West 2006). Les capteurs de type cyclone recueillent les spores directement dans un tube Eppendorf afin de faciliter la prise en charge de l’échantillon. Les capteurs électrostatiques, quant à eux, captent les spores sur une électrode de microscope électronique à l’aide d’un puissant champ électrique. Les spores peuvent donc être dénombrées directement à l’aide d’un microscope à balayage électronique. Ce type de capteur est relativement peu utilisé en raison de son coût, mais aussi de la nécessité de recourir à une source de courant externe. Il est important de considérer un certain nombre de facteurs pour effectuer le choix du capteur actif le plus approprié : le volume d’échantillonnage, son efficacité, la durée de la période d’échantillonnage, la durée durant laquelle les capteurs peuvent être laissés au champ, la facilité à traiter les échantillons, la taille des particules que l’on souhaite échantillonner et la périodicité de l’agent pathogène que l’on souhaite suivre. Les caractéristiques de chacun des capteurs volumétriques sont rapportées par West et Kimber (2015) et un résumé de cette comparaison est fournie au Tableau 1. Tableau 1 : Description des principaux types de capteurs de spores volumétriques (adapté de West et Kimber (2015)).

Catégorie Échantillonneur1 Débit (l/min)

Efficacité d50 (µm)2

Surface de collecte

Période d’échantillonnage Référence

Impaction

Burkard Seven Day 10 2,2 Ruban 7 jours, horaire (Lacey et West 2006)

Andersen, Marple Series 290, AirTrace environmental

2-28,6 0,43-21,3 Milieu de culture sur pétri

2 à 20 minutes

www.newstarenvironmental.com www.pmeasuring.com (West et Kimber 2015)

Rotorod 100-150 >10 Bâtonnets Typiquement 2 à 4 heures (Lacey et West 2006)

Air-O-Cell (ou équivalent) 4-15 > 1 Lame 5-15 minutes www.zefon.com

Cyclone

Burkard cyclone 16-20 > 20 Tube de 1.5 ml 24 heures (Bock and Cotty 2006)

Coriolis u (ou équivalent) 10-630 1 Tube de 20

ml 1-10 minutes (Carvalho et al. 2008)

CIP 10-M 10 1,8 NA 1-200 minutes (Nieguitsila et al. 2011) Électrostatique Ionic spore trap 660 > 2 Électrode 48 heures www.ionicsporetrap.com

Impaction virtuelle

Burkard Jet spore 850 > 2 NA 24 heures et plus (Limpert et al. 1999)

Miniature virtual impactor 20 > 2 NA 24 heures et plus (West et Kimber 2015)

1 Les principaux instruments sont décrits dans ce tableau. Il existe d’autres échantillonneurs, voir West et Kimber 2015 pour une liste plus complète 2 La d50 correspond au diamètre des spores au-delà duquel plus de 50 % des particules sont collectées et en dessous duquel moins de 50 % sont collectées. Il existe plusieurs études comparatives portant sur l’efficacité des différents types de capteurs de spores. Il a notamment été démontré que l’efficacité d’échantillonnage des capteurs de spores de type Rotorod était supérieure à 80 % (par rapport à la concentration de spore théorique) lorsque la taille des particules était supérieure à 10 µm, et que les performances de ce dernier

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étaient supérieures ou égales au capteur de type Burkard dans ces conditions (Frenz 1999). Dans une autre étude, les capteurs de type Burkard ont été comparés à un capteur de type Air-O-Cell et un capteur à filtre (Button aerosol sampler : https://www.skcltd.com/products2/9-uncategorised/204-button-sampler). Dans cette étude, la Burkard recueillait significativement plus de spores que la cassette Air-O-Cell, mais l’efficacité de collecte du capteur à filtre Button était supérieure aux deux autres (Aizenberg et al. 2000). Ce dernier était également supérieur aux capteurs Rotorod pour les particules de petite taille (< 5 µm) mais équivalent aux Rotorods pour des spores de champignons et certains pollens (Adhikari et al. 2003). De façon générale, les capteurs à impaction de type Rotorod et les capteurs Burkard-7day sont bien adaptés au suivi des spores de champignons et de péronosporales ayant une taille supérieure à 10 µm; ce sont d’ailleurs les types de capteurs les plus fréquemment utilisés en agriculture (Carisse et al. 2012; Carisse et al. 2005; Carisse et al. 2013; Carisse et al. 2007, 2008; Carisse et al. 2009b; Choudhury et al. 2016; Fall et al. 2015c; Fall et al. 2015a; Fall et al. 2015b; Friedrich et al. 2003; Hellin et al. 2018; Klosterman et al. 2014b; Kunjeti et al. 2016; Reich et al. 2016; Van der Heyden et al. 2012b; Van der Heyden et al. 2014b). Pour des particules de plus petite taille, un capteur à filtre comme le Button aérosol sampler ou encore un capteur à impaction virtuelle comme le Jet spore de Burkard pourraient être plus appropriés. Périodicité et durée d’échantillonnage. Un des paramètres les plus importants à considérer pour effectuer un suivi par capteurs de spores est sans contredit la périodicité à laquelle les spores sont relâchées dans l’air. Cette caractéristique permet notamment de choisir le meilleur moment de la journée pour procéder à l’échantillonnage. Le terme sporulation inclut généralement la production et la dispersion des spores dans l’air; la production des spores ayant lieu la nuit pour plusieurs espèces tandis que la dispersion des spores a lieu généralement le jour. La périodicité a notamment été étudiée dès

1953 pour Alternaria sp., Cladosporium sp., Ustilago sp., Erysiphe sp., Polythrincium trifolii et Phytophthora infestans (Hirst 1953). Dans cet ouvrage de référence, il est suggéré que, de façon générale, l’émission des spores est maximale autour de midi, plus près de 11h pour P. infestans et P. trifolii et plus près de 13h pour Alternaria sp., Cladosporium sp., Ustilago sp., Erysiphe sp. (Hirst 1953). Par la suite, avec l’avancement des connaissances techniques et pratiques, les patrons de dispersion ont été décrits avec plus de précision pour différents agents pathogènes et pollens. Par exemple, les patrons circadiens de dispersion ont été décrits spécifiquement pour P. infestans et bien que les résultats demeurent cohérents avec les travaux de Hirst (pic d’émission vers 11h), l’étude révèle que des spores pourraient être captées entre 8h00 et 20h00 (Aylor et al. 2001). Hildebrand et Sutton (1982) ont quant à eux rapporté que, bien que les premiers sporanges de Peronospora destructor soient captés en moyenne 1,5 h après le lever du soleil,

Encadré 2 : Éléments à considérer lors du choix du type d’échantillonneur :

1. Taille des particules à échantillonner; 2. Le débit de l’instrument (l/min); 3. Durée de la période d’échantillonnage maximale; 4. La facilité de manutention (collecte et analyse); 5. L’objectif du suivi.

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la périodicité des pics d’émission pouvait varier en fonction de l’humidité relative de l’air, de l’assèchement du feuillage et de la vitesse des vents. En fait, dans cette étude, les spores étaient captées principalement lorsque les vents se situaient entre 0,3 et 1,0 m/s (Hildebrand and Sutton 1982). Conséquemment, des pics d’émission ont été mesurés entre 10h00 et 14h00. Similairement, les concentrations aériennes de spores de Bremia lactucae (responsable du mildiou de la laitue) sont également variables, avec des pics d’émission entre 8h00 et 14h00 (Fall et al. 2015a; Fall et al. 2016). Alors que certains organismes pathogènes ont des patrons de dispersion relativement clairs, d’autres sont moins caractéristiques. Dans la culture de la carotte par exemple, les patrons d’émission des spores d’Alternaria dauci décrivent plutôt une courbe normale avec une concentration de spores quasi constante entre 10h00 et 16h00 (Strandberg 1977). Similairement, les résultats d’une étude sur les sources d’inoculum d’Alternaria spp. suggèrent une périodicité s’étalant de 9h00 à 17h00 (Fernández-Rodríguez et al. 2015). Les patrons de dispersion des spores de Botrytis cinerea dans la framboise seraient majoritairement situés entre 10h et 14h avec des pics occasionnels entre 14h00 et 17h00 (Jarvis 1962), alors que dans la fraise, les pics d’émission ont été observés entre 8h00 et 14h00 (Blanco et al. 2006). Pour B. fabae dans le haricot, la majorité de l’émission semble également se situer entre 8h00 et 14h00 (Fitt et al. 1985). Afin de contourner cette variation dans les patrons circadiens de dispersion des spores, plusieurs études suggèrent une fragmentation de la période d’échantillonnage. Dans l’oignon par exemple, l’échantillonnage des spores a été fixé initialement à une période fixe de 2 heures entre 10h00 et 12h00 (Carisse et al. 2012; Carisse et al. 2005; Carisse et al. 2007, 2008; Carisse et al. 2009b; Van der Heyden et al. 2012b), mais l’expérience d’une décennie a permis de démontrer l’importance de fractionner l’échantillonnage, qui est désormais réparti entre 8h00 et 14h00, 50 % du temps (Carisse and Van Der Heyden 2017). Dans une étude réalisée au Québec, visant à caractériser les patrons de distribution spatiale de Podosphaera aphanis dans la fraise, la période d’échantillonnage a également été fractionnée à 30 % du temps entre 10h00 et 15h00 (Van der Heyden et al. 2014b). De la même façon, dans une étude conduite au Nouveau-Brunswick, l’échantillonnage de l’inoculum aérien de P. infestans a été fractionné à 10 % du temps entre 6h00 et 15h00 (Fall et al. 2015b). Cette plage d’échantillonnage a également été utilisée pour le suivi de B. lactucae dans la laitue (Fall et al. 2015a). Pour plusieurs autres systèmes, la plage d’échantillonnage n’est malheureusement pas fournie par les

Encadré 3 : Fractionner l’échantillonnage pour plus de représentativité.

http://www.plosone.org/article/fetchSingleRepresentation.action?uri=info:doi/10.1371/journal.pone.0144573.s001

- La périodicité peut être définie comme étant la description des cycles circadiens d’émission des spores.

- Les pics d’émission sont influencés par : l’humidité relative de l’air, l’assèchement du feuillage et la vitesse des vents.

- Fractionner l’échantillonnage dans le temps permet d’allonger la durée d’échantillonnage et par conséquent d’être plus représentatif.

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auteurs (Choudhury et al. 2016; Klosterman et al. 2014b; Klosterman et al. 2014a; Kunjeti et al. 2016). Hauteur d’échantillonnage. Lorsque la période d’échantillonnage a été déterminée, la hauteur à laquelle placer le capteur de spores devient le critère le plus important à considérer. L’effet de la hauteur du capteur sur la concentration de spores mesurée à l’aide de capteurs à impaction a été étudié pour certains organismes phytopathogènes. L’objectif de ces études consiste notamment à estimer la proportion des spores qui s’échappe de la canopée à partir d’une source ponctuelle. Pour y arriver, des capteurs de spores sont installés à distances régulières au-dessus d’une source et dénombrés à intervalle régulier afin de caractériser les gradients de dispersion verticaux. Dans un essai réalisé en 1981, les concentrations de spores de P. tabaccina par exemple, variaient de 384,6 m-3 d’air à 0,75 m du sol et 0,9 m-3 d’air à 4 m du sol (Aylor and Taylor 1983). En moyenne, les concentrations mesurées à 4,0 m du sol représentaient seulement 12 % des concentrations de spores mesurées à 0,75 m du sol (Aylor and Taylor 1983). Dans le cas de V. inaequalis, la concentration de spores diminuait aussi rapidement en fonction de la hauteur, les concentrations mesurées à 3 m représentant seulement 6 % de la concentration mesurée à 0.15m du sol (Aylor 1995). Le cas de Phytophthora infestans a également été très étudié à ce chapitre. Dans un essai réalisé en 1999 et 2000 dans l’état de New York, la distribution verticale des spores de P. infestans a également permis de démontrer encore une fois que la concentration de spores diminue significativement avec la hauteur, passant de près de 6000 spores m-3 d’air à 0,75 m du sol à moins de 10 spores m-3 d’air à 3 m du sol en 1999 et de 2000 à 10 spores m-3

d’air en 2000 (Aylor et al. 2001). Autrement dit, la concentration de l’inoculum provenant d’une source ponctuelle au champ s’estompe rapidement et n’est plus détectable à partir de 3 m du sol. L’effet de la hauteur de l’appareil sur la concentration de spores captées à partir de sources multiples est beaucoup moins documenté. Dans le cas d’une source ponctuelle, l’effet du panache de spores qui s’échappe de la canopée se dilue rapidement et la probabilité de capter des spores diminue également avec la distance. Toutefois, en conditions de champs, on peut assumer que les sources d’inoculum sont multiples et que dans ce cas, le flux horizontal de spores dans la direction des vents est égal à la concentration cumulative des spores qui s’échappe de la canopée (pour chacune des sources) entre la bordure du champ (ou la première source) et l’emplacement de l’échantillonneur. Autrement dit, à l’échelle du champ, les concentrations de spores augmentent en fonction de la distance de la source la plus éloignée et du nombre de sources entre cette dernière et l’emplacement de l’échantillonneur. De plus, les concentrations de spores deviennent quasi-constantes à une distance d’un point X0 situé en bordure du champ (ou de la parcelle) par rapport à la position de l’échantillonneur (X1) (encadré 4) (Aylor 1995; Chamecki et al. 2011). Dans un essai réalisé dans l’oignon en 2016, les concentrations aériennes de spores ont été mesurées à hauteur du couvert végétal (1 m) à l’aide de capteurs de spores de type Rotorods placés à 10 m d’écart. Un modèle non linéaire a été ajusté aux données et les résultats obtenus suggèrent une augmentation logarithmique (rapide) dans les premiers 40 mètres du champ, et une augmentation constante et linéaire dans le reste de la parcelle (40 m à 160 m) (Van der Heyden et al., manuscrit en préparation). Dans le même essai, des tours de 10 m sur lesquelles des capteurs de spores placés à des hauteurs de 0,5m (sous le couvert végétal), 1,0, 1,5, 2,5, 3,5, 4,5, 5,5, 6,5, 7,5, 8,5 et 9,5m du sol étaient installés en amont ainsi qu’en aval du site. Les résultats obtenus pour la tour en aval suggèrent que les concentrations de spores mesurées a 1,5 et 2,5 m du sol n’étaient pas significativement différents, mais elles étaient significativement plus élevées que les concentrations mesurées

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entre 3,5 et 9,5 m de hauteur par rapport au sol (Van der Heyden et al., manuscrit en préparation).

Dans l’oignon, la hauteur des échantillonneurs déployés dans le cadre du réseau de surveillance de l’inoculum aérien de la brûlure de la feuille (Botrytis squamosa) a été fixée à 1,0m au début de la saison et la hauteur est ajustée en fonction de la croissance des plants (Carisse et al. 2012; Carisse and Van Der Heyden 2017; Van der Heyden et al. 2012b). Pour le blanc de la fraise, les capteurs installés à 1m du sol étaient plus représentatifs d’une parcelle que ceux installés à 0,35 m (Van der Heyden et al. 2014b). Dans le cadre de recherches réalisées dans l’épinard et la laitue en Californie, les capteurs de spores étaient installés à 0,53 m du sol, mais cette hauteur n’était pas justifiée par des essais visant à optimiser la position de ceux-ci (Choudhury et al. 2016; Klosterman et al. 2014b; Kunjeti et al. 2016). En Belgique, la relation entre les concentrations aériennes de spores de Fusarium graminearum et les concentrations de désoxyavénol (DON) a été caractérisée grâce à l’utilisation de capteurs de spores installés à 1 m du sol (Hellin et al. 2018). Dans la vigne, le suivi des concentrations de spores de blanc en Oregon et au Québec est réalisé à l’aide de capteurs de spores situés à des hauteurs d’environ 1,0 m (Carisse et al. 2009a; Thiessen et al. 2016), tout comme les concentrations de spores de B. cinerea dans la vigne, la fraise et la framboise (Carisse et al. 2014). La connaissance des patrons de distribution verticaux peut également être exploitée à l’avantage de l’utilisateur, notamment pour distinguer l’inoculum provenant du champ par rapport à celui qui proviendrait de l’extérieur. Cette caractéristique a notamment été valorisée entre 2009 et 2012 pour l’implantation d’un réseau de surveillance de l’inoculum de P. infestans dans la pomme de terre, visant à caractériser les patrons de dispersion régionaux ainsi qu’à identifier les sources d’inoculum exogènes (Fall et al. 2015b). Patrons de distribution spatiale et dispersion. Lors de la mise en place d’un réseau de surveillance par capteur de spores, il est essentiel d’en connaître le plus possible sur la distribution spatiale de l’agent pathogène que l’on souhaite suivre. Plus précisément, l’étude des patrons de distribution spatiale permet de déduire la nature des processus de dispersion des agents pathogènes ou des maladies à l’étude. Est-ce que l’agent pathogène se disperse sur de courtes distances, d’une plante voisine à l’autre? Ou sur de grandes distances, d’un champ à l’autre, d’une région à l’autre? En d’autres mots, on cherche à savoir quelle est la portée spatiale des mécanismes impliqués dans les processus de dispersion de

Encadré 4 : Les flux horizontaux de spores dans la direction des vents correspondent à la concentration cumulative des spores qui s’échappe de la canopée (pour chacune des sources) entre la bordure du champ (ou la première source) et l’emplacement de l’échantillonneur.

- Les concentrations de spores deviennent quasi-constantes à une distance d du point X0 situé en bordure du champ (ou de la parcelle) dans la direction des vents par rapport à l’emplacement de l’échantillonneur (X1).

Adapté de (Aylor 2017)

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l’inoculum pour les espèces faisant l’objet d’une surveillance. Au champ, la répartition des plantes malades peut présenter trois types de répartition dans l’espace : régulier, aléatoire et agrégé (Encadré 5). Le type de distribution spatiale a beaucoup d’incidence sur l’efficacité des stratégies de dépistage. Dans le cas d’un dépistage visuel traditionnel (dépistage des symptômes), la probabilité de trouver une plante malade est plus élevée lorsque la répartition de la maladie au champ est aléatoire par rapport à une répartition agrégée (Madden and Hughes 1999; Mahaffee and Stoll 2016). La distribution spatiale des symptômes au champ a été caractérisée pour différents pathosystèmes, révélant des patrons de distribution variables d’un pathosystème à l’autre. La distribution spatiale des symptômes de Sclerotinia sclerotiorum dans la culture du haricot, par exemple, est largement dominée par un patron aléatoire, tant au niveau des gousses que du feuillage (Jones et al. 2011). Les patrons de distribution du blanc du houblon (Podosphaera macularis) suivent également un patron de distribution généralement aléatoire (Turechek and Mahaffee 2004), et une étude réalisée au Québec suggère également un patron de distribution spatiale aléatoire pour le blanc de la fraise, pour 72 % des dates d’échantillonnage visées par l’étude (Van der Heyden et al. 2014b). Dans le cas du dépistage visuel, les parcours d’échantillonnage et le nombre d’échantillons peuvent être adaptés en fonction de la distribution spatiale, ce qui fait de cette caractéristique épidémiologique un facteur qui n’est pas limitant. Par exemple, c’est en tenant compte des patrons de distribution

spatiale qu’une courbe d’échantillonnage a été proposée pour évaluer la proportion d’individus résistants aux fongicides au champ (Van der Heyden et al. 2014a). En résumé, plus le niveau d’agrégation local est élevé, plus le nombre d’échantillon doit être élevé. Contrairement au dépistage visuel des symptômes, l’échantillonnage de l’air est plus susceptible de détecter le début d’une épidémie si la répartition des sources d’inoculum est agrégée et que l’échantillonneur est positionné de sorte qu’il intercepte le panache de spores en provenance de la ou des sources d’inoculum (Aylor and Irwin 1999; Mahaffee and Stoll 2016). Pour cette raison, une bonne connaissance des patrons de distribution devient donc incontournable pour parvenir à développer un système de surveillance de l’inoculum par capteurs de spores. Toutefois, malgré l’importance de cette caractéristique propre à chaque agent pathogène, il n’existe que très peu d’études qui décrivent ces patrons de distribution spatiale des spores à l’échelle d’un champ.

Encadré 5 : Types de distribution spatiale :

Régulier ou uniforme: Les plantes malades sont réparties à intervalles réguliers. Aléatoire : Chaque endroit dans le champ a la même probabilité de contenir une plante malade. Agrégé : Les plantes malades sont regroupées en foyers.

Régulier Aléatoire Agrégé

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À l’échelle du champ ou de la parcelle, une des premières études consacrées à la description des patrons de dispersion spatiale pour des spores visait la tavelure du pommier, causée par Venturia inaequalis. Les résultats obtenus dans le cadre de cette étude, réalisée sur 40 parcelles de 108 m2 au Québec, suggéraient un patron de distribution agrégé pour la majorité des dates d’échantillonnage et une distance d’autocorrélation variant de 25 à 53 m (Charest et al. 2002). Similairement, la distribution spatiale des spores de P. aphanis dans la fraise est caractérisée par un patron agrégé sans foyer distinct (Van der Heyden et al. 2014b). Les patrons de distribution spatiale peuvent toutefois varier en fonction du temps et de l’intensité de la maladie. Pour Botrytis squamosa dans l’oignon par exemple, les concentrations de spores mesurées sur de petites surfaces révèlent des patrons de dispersion aléatoire en début de saison ou lorsque l’inoculum est faible et des patrons plus agrégés lorsque les concentrations d’inoculum au champ sont plus importantes (Carisse et al. 2007). Pour certains agents pathogènes, les patrons de distribution spatiale ont également été caractérisés à plus grande échelle (régionale ou nationale). À cette échelle, la connaissance des patrons de distribution/dispersion prend tout son sens car il s’agit de prévoir les risques de développement des épidémies non plus à l’échelle d’un champ, mais à l’échelle d’un territoire. Encore une fois, le mildiou de la pomme de terre causé par P. infestans est probablement le mieux documenté à ce chapitre. Au Nouveau-Brunswick, les patrons de distribution spatiale des spores de P. infestans ont été caractérisés grâce à une approche distributionnelle, et les résultats suggèrent une distribution hétérogène, avec une augmentation de la concentration de spores en saison (Fall et al. 2015b). De plus, les auteurs suggèrent que cette caractéristique peut être exploitée pour guider la prise de décision avec un nombre limité de capteurs de spores. Les résultats obtenus dans le cadre de cette étude suggèrent également que les épidémies de mildiou réagissent peu à la taille de la charge initiale de spores et nécessitent un suivi de l'inoculum tout au long de la période de production. Les patrons de distribution spatiale des spores de P. effusa dans l’épinard ont été caractérisés dans la vallée de Salinas en Californie. Les auteurs de cette étude concluent à des patrons de distribution spatiale très agrégés et des distances d’autocorrélation très courtes (5,6 m en moyenne) (Choudhury et al. 2016). Toutefois, dans cette étude, les capteurs de spores étaient installés à seulement 0,53 m du sol, ce qui est probablement plus représentatif de la parcelle que de la région.

Les patrons d’agrégation décrits à l’échelle du champ et obtenus dans ces différentes études sont généralement le résultat de processus d’auto-infection (Mundt 2009). Les concepts d’auto- et d’allo-infection sont importants en épidémiologie car ils sont largement associés à la dispersion de l’agent pathogène. Ce concept a d’abord été introduit par Robinson (1976), qui considérait que l’auto-infection survenait lorsqu’une plante ou partie de plante infectée (donneur) contaminait la même plante ou partie de plante (receveur). Réciproquement, l’allo-infection est considérée lorsque le donneur et le receveur sont différents (Robinson 1976).

Encadré 7 : Auto- et Allo-infection Les patrons d’agrégation décrits à l’échelle du champ sont généralement le résultat de processus d’auto-infection Auto-infection survient lorsqu’une plante ou partie de plante infectée (donneur) contamine la même plante ou partie de plante (receveur) Allo-infection est considérée lorsque le donneur et le receveur sont différents

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L’auto-infection est donc un processus qui a lieu sur de courtes distances par rapport au processus d’allo-infection (Mundt 2009; Zawolek and Zadoks 1992). Par exemple, dans certaines études, l’auto-infection est considérée comme une infection résultant de propagules produites à partir de la même unité de plantes contiguës appartenant au même génotype, tandis que l'allo-infection est considérée comme une infection résultant de propagules produites à partir d'autres unités génotypiques dans la population (Mundt and Browning 1985; Zawolek and Zadoks 1992). L’auto-infection et l’allo-infection surviennent généralement simultanément et leur nombre peut être exprimé en proportion de la somme des infections. Ainsi, le ratio d’allo- et d’auto-infection varie au fil de l’épidémie : la proportion d’auto-infection étant plus importante au début de l’épidémie. De façon générale, la maladie s’accumule localement jusqu’à l’atteinte d’un seuil de dispersion, au-delà duquel la transmission de la maladie vers un autre endroit devient probable (Aylor 2017). Les taux d’auto- et d’allo-infection sont notamment influencés par le mode de libération des spores. De façon générale, les spores peuvent être divisées en 2 catégories : type 1 et type 2 (Figure 12). Les spores de type 1, comme les conidies de Botrytis spp. par exemple, sont libérées passivement de leur structure d’attache (ex. conidiophores) par les vents, lorsque ceux-ci sont turbulents et instables (Aylor 2017). La vitesse du vent nécessaire pour détacher et disperser les spores de type 1 est spécifique à chaque espèce. Contrairement aux spores de type 1, la libération des spores de type 2 est indépendante de la vitesse du vent. Celles-ci peuvent être relâchées de façon active comme c’est le cas pour Peronospora destructor, qui utilise un mécanisme de torsion hygroscopique pour relâcher ses sporanges (Leach 1982; Leach et al. 1982). Dans d’autres cas, les spores peuvent être entraînées par gravité lorsque celles-ci arrivent à maturité ou être si faiblement liées à leur structure d’attache que n’importe quelle brise peut les emporter (Aylor 2017). L’architecture de la canopée (hauteur, densité) et la position des infections sur la plante influencent également les taux d’auto- et d’allo-infection. En effet, plus la culture est haute et plus la canopée est dense (ex. pomme de terre, haricot), plus la probabilité que les spores s’échappent de la canopée sera faible. Similairement, lorsque les infections sont situées à la base des plants par rapport aux infections situées à la cime, la quantité de spores qui s’échappera de la canopée sera également inférieure. Ainsi, tous ces facteurs font en sorte que les phases d’auto-infection sont difficiles à quantifier. C’est seulement à l’atteinte d’un seuil de dispersion, correspondant aux allo-infections, et propre à chaque pathosystème, qu’il est possible d’intercepter les spores à l’aide des capteurs de spores. Réseaux de capteurs de spores. Les résultats obtenus lors du suivi par capteurs de spores doivent être interprétés avec beaucoup de considération, car les spores captées peuvent provenir d’une source importante mais distante, ou encore d’une faible source située à proximité (West and Kimber 2015). Pour cette raison, les concepts d’auto- et d’allo-infection doivent également être définis à l’échelle du paysage (d’une région ou d’un plus grand territoire). Le semis, la parcelle ou le champ devient l’unité

Figure 12: Types de spores selon leur mécanisme de libération : A) libération passive (type 1) et B) libération active (type 2). (Adapté de Aylor (2017)).

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de base, l’accumulation locale de l’inoculum a ainsi lieu à l’échelle de la plus petite unité du système et l’auto-infection est également définie à l’intérieur de cette unité (Mundt 2009). À partir d’un niveau critique, les spores sont transportées à l’extérieur des frontières de cette unité de base (le semis, la parcelle ou le champ) et il devient possible de tirer avantage de cette caractéristique des épidémies pour des fins de surveillance épidémiologique. À l’échelle du paysage, il devient possible de mesurer l’allo-infection à petite échelle, et l’auto-et l’allo-infection à l’échelle du paysage, grâce à l’utilisation des capteurs de spores organisés en réseau. Il existe assez peu d’exemples de réseaux de capteurs de spores dans la littérature, bien que le concept ait été évalué dans différentes conditions. Parmi les exemples répertoriés, le réseau de capteurs passifs installés à travers l’est des États-Unis pour surveiller la progression sud-nord des spores de rouille asiatique du soya (Phakopsora pachyrhizi) est certainement parmi les plus vastes (Figure 13a). Ce réseau, implanté à travers la plateforme d’information ipmPIPE, visait à modéliser la progression de la maladie à travers le continent américain et au Canada et démontrer que l’utilisation des capteurs de spores était une méthode moins coûteuse et aussi efficace que le suivi de parcelles sentinelles, utilisées par le réseau jusqu’alors (Isard et al. 2011). Les résultats obtenus dans le cadre de ce projet suggèrent que l’utilisation de l’information recueillie à l’échelle du continent permet de limiter le nombre de sources d’inoculum, mais surtout de retarder la progression de la maladie dans l’axe nord-sud (Isard et al. 2011). En Belgique, les réseaux de capteurs de spores ont également été étudiés pour le suivi de l’inoculum aérien de la rouille jaune du blé (Puccinia striiformis f.sp. tritici) (Dedeurwaerder et al. 2011). L’approche a été étudiée en Wallonie en 2008-2009 à l’aide de capteurs actifs (Burkhard 7-day). Les résultats de cet essai suggèrent également que l’utilisation de réseaux de capteurs de spores permettrait d’estimer la concentration de spores de P. striiformis et de prédire les épidémies de rouille (Dedeurwaerder et al. 2011). Similairement, un réseau de surveillance incluant l’utilisation de capteurs de spores est déployé en Angleterre pour surveiller différentes maladies, dont certaines maladies du blé, du canola et de la pomme de terre (Figure 13b). Dans cet exemple, les résultats des capteurs de spores sont couplés à l’utilisation de parcelles sentinelles (non traitées), à un réseau connexe de stations météo (permettant l’utilisation de modèles prévisionnels) et à des observations de maladies fournies par un réseau de collaborateurs (Fera, Crop Monitor). Par ailleurs, ce réseau est opéré conjointement entre un organisme de recherche privé (Fera) et le gouvernement. Les données sont accessibles à travers une plateforme web et les producteurs peuvent également s’abonner à un service d’alerte par message texte.

Figure 13 : Exemples de réseaux de surveillance déployés dans différentes régions et pour différentes maladies (de gauche à droite : Surveillance par capteurs de spores dans l’est des États-Unis, en Angleterre et en Australie)

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Une approche légèrement différente est actuellement évaluée en Australie pour le suivi de certaines maladies du blé (Pyrenophora tritici-repentis) et du canola (ex : Leptosphaeria maculans). Le groupe de travail est composé de l’institut de recherche et développement du Sud de l’Australie (qui détient l’expertise locale), en collaboration avec le ministère de l’agriculture et les regroupements de producteurs. L’approche est basée sur l’utilisation de deux types de capteurs de spores: des capteurs fixes de type Burkard et un capteur de spores mobile de type Jet Spore, fixé sur le toit d’un camion léger (Figure 13c). L’approche est toujours en développement, mais une nouvelle initiative vient de voir le jour pour ajouter la vigne, la canne à sucre, le coton et les pépinières forestières à la liste des plantes faisant l’objet d’un suivi. L’évaluation de cette approche est en cours et durera 5 ans (2017-2022). En Bretagne, l’initiative Vigispore initiée par l’organisme de recherche privé Végénov, a démarré en janvier 2017. Cette initiative vise à évaluer l’utilisation de capteurs de spores fixes de type Burkhard cyclone pour le suivi des concentrations aériennes de spores de P. destructor, B. squamosa et B. allii dans la culture de l’échalote (Hamon, communication personnelle). L’utilisation des capteurs de spores combinée aux prévisions de modèles prévisionnels a été identifiée comme étant une avenue potentielle pour parvenir à réduire l’indice de fréquence de traitements (IFT) associé aux fongicides dans la région. Cette initiative, déployée sur deux sites en 2017 et 2018 et six sites en 2019 est inspiré du réseau de capteurs de spores déployé au

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Québec dans la MRC des Jardins-de-Napierville pour l’oignon (Hamon, communication personnelle). Figure 14 : Exemple de résultats distribués aux producteurs d’oignons ainsi qu’à leurs conseillers de ferme dans le cadre du réseau de capteurs de spores opéré par Phytodata depuis 2008. Ce réseau québécois de captage de spores implanté annuellement en Montérégie depuis 2008 (Van der Heyden et al. 2012b) est unique en son genre, puisqu’il s’agit d’un réseau destiné à une surveillance régionale, à une échelle spatiale modérée (30 km par 30 km), contrairement aux autres exemples qui visent une surveillance à des échelles spatiales plus vastes (état, pays ou continent). Ce réseau de capteurs de spores constitue un exemple de biosurveillance durable, impliquant des chercheurs affiliés à des organismes privés, des chercheurs d’organismes fédéraux, des collaborateurs provinciaux, des clubs d’encadrement technique, des producteurs d’oignons et même, dans une certaine mesure, des transformateurs. Le captage des spores est réalisé à l’aide de capteurs de type Rotorods installés dans une vingtaine de champs (entre 19 et 24 en fonction de la répartition des champs en production). Les capteurs de spores sont en opération trois fois par semaine et échantillonnent l’air entre 8h00 et 14h00 50 % du temps, et chaque capteur de spores est également relevé trois fois par semaine. Les comptages de spores, systématiquement accompagnés des résultats de modèles de prévision des risques, sont transmis en temps quasi-réel aux producteurs et à leurs conseillers de ferme, afin que la meilleure décision soit prise quant aux traitements phytosanitaires appropriés (Figure 14). Les travaux réalisés grâce à cette initiative de surveillance ont permis une réduction considérable des indices de risques sur l’environnement (IRE), sur la santé (IRS) et sur l’indice de fréquence de traitements (IFT) (Carisse and Van Der Heyden 2017). Plus précisément, cette approche a permis de diminuer l’IRS de 32 %, l’IRE de 14 % et l’IFT de 28 % en 2015-2017, par rapport à la période de référence (2007-2009). Comptage des spores. L’efficacité des systèmes de surveillance par capteur de spores repose notamment sur la rapidité du comptage des spores et la précision quant à l’identification des spores en question. La concentration des spores est généralement exprimée en spores par mètre cube d’air. La méthode de dénombrement la plus simple et la moins coûteuse en termes d’équipement est certainement le comptage par microscope. De façon générale, les échantillons contiennent tellement de spores différentes et autres particules qu’il est essentiel de déterminer ce qui doit être dénombré avant de débuter. Bien que cette méthode ait été abondamment utilisée, elle peut être longue et fastidieuse même pour du personnel expérimenté. Plusieurs paramètres doivent être considérés avant de débuter : la taille des particules à identifier, le grossissement, la coloration (aniline bleue, safranine, etc.).

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Figure 15: Exemples d’échantillons aériens collectés à l’aide de cateurs à impaction de type Rotorods, contenant plus ou moins de débris. Cette méthode de dénombrement a abondamment été utilisée, notamment pour B. squamosa dans l’oignon (Carisse et al. 2012; Carisse et al. 2005; Carisse et al. 2008; Van der Heyden et al. 2012a), P. aphanis dans le fraisier (Carisse et al. 2013; Van der Heyden et al. 2014b), P. infestans dans la pomme de terre (Fall et al. 2015b), B. lactucae dans la laitue (Fall et al. 2015a; Fall et al. 2016), V. inequalis dans la pomme (Charest et al. 2002) et bien d’autres. Toutefois, l’identification visuelle et le dénombrement des spores par microscopie ne sont pas aisés. Les spores retrouvées sur les échantillons aériens présentent généralement un aspect différent de leur aspect en solution aqueuse ou lorsqu’issues d’une culture pure. Elles sont généralement déshydratées et peuvent être déformées en raison de l’impact sur la surface de collecte. Dans plusieurs cas, les caractères morphologiques des spores sont très semblables entre les espèces, ce qui rend l’identification à l’espèce très difficile pour certaines spores. C’est notamment le cas des blancs (Erysiphe necator, Podosphaerea aphanis, etc.), qui sont relativement difficiles à identifier lorsque d’autres espèces du même genre provenant de mauvaises herbes à proximité peuvent être présentes sur l’échantillon. De plus, la présence de particules de sol, de poussière, de pollen et autres débris peut compliquer l’identification des spores (Figure 15). Ainsi, il est généralement nécessaire de mesurer les dimensions de chaque particule, de comparer avec des spécimens de référence ou de faire la mise au point régulièrement pour trouver toutes les particules et les quantifier adéquatement (Lacey and West 2006). Toutes ces contraintes peuvent allonger substantiellement le temps nécessaire à l’identification des spores. Pour contourner les lacunes de la microscopie, tant en termes de spécificité que pour standardiser les méthodes de comptage et accélérer le délai de réponse, différentes approches ont été développées au fil des années. Parmi les méthodes alternatives, l’utilisation des anticorps monoclonaux combinée à un dispositif à flux latéral a été évaluée pour certains agents pathogènes. Toutefois, la sensibilité de ces méthodes était très faible et, bien qu’elles semblent spécifiques, la limite de détection de ces dernières était inadéquate pour cet usage. Pour Peronospora destructor par exemple, la limite de détection d’un tel système était d’environ 500 sporanges (Kennedy and Wakeham 2008). Les approches moléculaires faisant appel aux méthodes de PCR et qPCR ont rapidement été évaluées et se sont avérées être des outils plus appropriés pour cette fin. Les premiers essais en phytopathologie ont été réalisés au début des années 2000, avec Penicillium roqueforti comme organisme modèle. Cet essai développé à l’aide d’un PCR classique combiné à une électrophorèse sur gel d’agarose permettait la détection spécifique de 10 spores, une avancée considérable par rapport au dosage immunologique (Williams et al. 2001). Bien que l’utilisation de ce type de méthode PCR ne permettait pas d’obtenir une concentration de spores dans l’échantillon, cet essai a permis de paver la voie pour les développements subséquents. Des méthodes de PCR dites quantitatives (qPCR) ont par la suite été développées pour différents systèmes, notamment pour Sclerotinia sclerotiorum (Rogers et al. 2009) et Erysiphe necator (Falacy et al. 2007). C’est toutefois après la publication du marqueur destiné à l’identification et la quantification de B. squamosa en conditions réelles de champ (Carisse et al. 2009b), que l’utilisation de l’approche par qPCR s’est intensifiée. En effet, des marqueurs moléculaires ont par la suite été développés notamment pour Botrytis cinerea (Carisse et al. 2014; Suarez et al. 2005), Peronospora effusa (Klosterman et al. 2014b), P. infestans (Fall et al. 2015c) B. lactucae (Kunjeti et al. 2016), P. cubensis et P. humuli (Summers et al. 2015) et F. graminearum (Hellin et al. 2018).

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Seuils et interprétations des données aérobiologiques Dans un contexte de gestion optimale des maladies, il est essentiel de pouvoir prédire le risque d'épidémie (pertes importantes). L’utilisation de seuils est un donc un outil important de la lutte raisonnée ou intégrée, dans la mesure où cela permet de choisir le meilleur moment pour intervenir et le type d'intervention. Peu importe le type de seuil (voir encadré 8), ce sont des indicateurs qui réduisent la fréquence de mauvaises décisions (intervenir lorsque ce n’est pas nécessaire et ne pas intervenir lorsque nécessaire). Les seuils sont établis selon la relation entre la valeur de l’indicateur (incidence ou sévérité de la maladie, concentration de spores) et les dommages (pertes de rendement, qualité…) (Figure 16). Lorsque cette relation, ainsi que l’intensité des dommages acceptables sont connues, il est assez simple d’établir le seuil. Toutefois, en pratique, le seuil varie selon le stade de développement de la culture, la date de récolte prévue, le type de marché (frais, entreposage, transformation) et le niveau de tolérance du producteur.

Dans le cas des mycoses (maladies) à dispersion aérienne, il s’agit généralement de maladies dites ‘polycycliques’, c’est-à-dire que la population du champignon phytopathogène augmente à chaque cycle de reproduction secondaire. Le nombre de cycles de reproduction est difficile à prédire puisqu’il varie selon le champignon, la sensibilité de la plante, les conditions météorologiques et la durée de la saison de croissance.

Figure 16 : Représentation de la relation entre la sévérité sur feuilles du blanc du fraisier, la concentration aérienne des spores de Podosphaera aphanis et les pertes de récolte (gauche) et le nombre de feuilles de pommier tavelées (Venturia inaequalis) en début de saison et les dommages de tavelure sur les fruits à la récolte (droite) (Carisse et al., 2009; Carisse et al., 2012; Carisse et al., 2013).

Encadré 8 : Types de seuil

Le seuil économique correspond au niveau de sévérité d’une maladie à partir duquel le coût du traitement devient inférieur au coût des pertes estimées.

Le seuil d’intervention (traitement) correspond au niveau de sévérité d’une maladie à partir duquel les traitements perdront de leur efficacité (sous seuil $)

Le seuil de nuisibilité (tolérance) correspond au niveau de sévérité d’une maladie à partir duquel les pertes estimées à la récolte seront supérieures au niveau acceptable (ex. Vigne 5% sévérité moisissure grise).

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Les seuils d’intervention basés sur la concentration de spores dans l’air sont difficiles à définir puisque cette concentration varie selon le nombre et la proximité des sources de spores. C’est la raison pour laquelle l’information sur la concentration de spores est souvent interprétée en termes du moment des premières captures de spores (Thiessen et al., 2016; Van Der Heyden et al., 2012a) et de la progression de la concentration de spores dans l’air (Carisse et al., 2012). Dans le cas de la brûlure de la feuille de l’oignon, les premiers seuils ont été développés en se basant sur la relation entre la concentration de spores de Botrytis squamosa et un seuil existant correspondant à un nombre de taches par feuille (Carisse et al., 2005) (Figure 17a). Dans plusieurs situations, les seuils sont établis en fonction de la stratégie d’intervention pour déterminer le moment d’initier un programme de traitement et/ou l’intervalle entre les traitements (Van Der Heyden et al., 2012a) (Figure 17b).

Figure 17. Relation entre la concentration aérienne des spores de Botrytis squamosa et un seuil économique de traitement (Carisse et al., 2005) (gauche) et relation entre la progression de la brûlure de la feuille de l’oignon selon l’indicateur utilisé pour initier le programme de traitement (Van Der Heyden et al., 2012a) (droite). Peu importe l’approche choisie, les seuils sont très dépendants de la méthode de dépistage et de la stratégie d’intervention. Lorsque les conditions d’utilisation des capteurs sont bien définies et validées en fonction du développement des maladies (risque), il faut déterminer le seuil. En d’autres mots, comment traduire le nombre de spores capturées en risque et nécessité de traiter ou non avec un fongicide. Encore une fois, chaque champignon a sa propre stratégie de survie; certains produisent une grande quantité de spores parce que chacune d’elle n’a que peu de chance d’infecter une plante; dans ce cas le seuil sera assez élevé, c’est le cas des blancs (oidium) du fraisier ou de la vigne. D’autres au contraire produisent peu de spores parce que celles-ci sont très agressives, c’est le cas des mildious (pomme de terre, vigne); dans ces cas les seuils sont plus bas. Les seuils doivent être déterminés à partir d’essais en conditions contrôlées et d’observations en champ.

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Les données des capteurs de spores doivent être interprétées en tenant compte des deux autres facteurs de risque; la météo et la sensibilité de la culture (Carisse et al. 2012; Fall et al. 2015b). Une grande quantité de spores en conditions peu favorables au développement de la maladie peut être moins dangereuse qu’une faible quantité de spores en conditions favorables. Les seuils doivent aussi être interprétés en fonction du stade de croissance de la culture. Donc, la présence de spores ne signifie pas nécessairement qu’il faut traiter!

Perspectives Au cours des dernières décennies, le commerce mondial des produits végétaux a contribué à la dissémination de nombreux agents pathogènes. De plus, les changements climatiques tendent à favoriser un allongement de la durée de la saison de croissance. Conséquemment, ces changements pourraient influencer les épidémies saisonnières de certains agents pathogènes résidents (endogènes), favoriser la production et la survie de l’inoculum hivernant et augmenter la fréquence et l’importance des épidémies saisonnières pour certains agents pathogènes exogènes. Par ailleurs, l’utilisation des pesticides est sous haute surveillance et les producteurs subissent des pressions de la part de l’opinion publique, des acheteurs et des consommateurs pour diminuer leur dépendance aux pesticides. L’industrie a donc besoin d’outils permettant de préciser les moments les plus appropriés pour appliquer les mesures phytosanitaires. Dans ce contexte, la surveillance du territoire, notamment grâce aux réseaux de capteurs de spores, est parfaitement cohérent. L’essor récent des approches moléculaires quantitatives a permis le développement et le déploiement de réseaux de capteurs de spores à différentes échelles au Québec (Carisse et al. 2012; Carisse et Van Der Heyden 2017; Fall et al. 2015c; Van der Heyden et al. 2012a). La combinaison de ces approches permet notamment de suivre avec précision un nombre prédéterminé d’agents pathogènes, généralement un à quatre. Les méthodes moléculaires évoluent toutefois rapidement et de nouvelles approches prometteuses sont en développement. Parmi ces exemples de nouveaux développements, des équipes tentent actuellement de coupler des technologies de PCR isothermes (LAMP-PCR et RPA-PCR) et des instruments de captage de spores automatisés pour émettre, en temps réel, des alertes de risque aux producteurs et conseillers/agronomes (West et al. 2018). Ce type d’appareil est toutefois extrêmement dispendieux (près de 50 000$ par unité), sa disponibilité est restreinte et le nombre d’agents pathogènes qui peuvent être suivis simultanément est actuellement limité. Ceci-dit, plusieurs

Encadré 9 : Représentation classique du triangle épidémiologique

Pour qu’une maladie apparaisse, trois éléments doivent être présent :

• Hôte sensible • Environnement favorable • Agent pathogène

Le facteur temps devrait également s’ajouter au triangle épidémiologique, puisque le délai d’apparition d’une infection et la durée pendant laquelle les conditions restent favorables au développement de la maladie jouent un rôle épidémiologique important.

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équipes travaillent à développer des outils moléculaires compatibles avec ces approches de captage des spores et transmission des données en temps réel (Lees et al. 2019; Si Ammour et al. 2017). Il est impossible de passer sous silence les technologies émergentes de séquençage mono-moléculaire (single molecule sequencing), également appelé séquençage de troisième génération, qui possèdent un potentiel élevé pour améliorer les approches de biosurveillance réalisées à différentes échelles. Cette approche pourrait rapidement devenir une référence en matière de diagnostic et présente plusieurs avantages sur les approches précédentes. Tout d’abord, elle permet la « lecture » de longs fragments d’ADN, plus faciles à assembler et à aligner à des génomes de référence, et permet de séquencer des génomes entiers de petites et moyennes tailles comme chez les bactéries et certains champignons. Actuellement, il existe deux plateformes de séquençage de troisième génération : Pacific Biosystems (Pacbio) et Oxford Nanopore Technologies (ONT). La plateforme ONT offre un temps de réaction plus rapide (entre 3 et 5 h), ne nécessite qu’une faible quantité d’ADN de départ, et les coûts d’acquisition (son principal avantage par rapport à l’autre plateforme) et d’opération sont faibles par rapport aux méthodes de séquençage (Hu et al. 2019). En 2014, ONT a lancé le premier séquenceur portable de troisième génération : le MinION. La petite taille du MinION et la possibilité de le connecter à un ordinateur local le rendent apte à une utilisation dans tous les laboratoires. Plusieurs outils bio-informatiques ont été adaptés pour le MinION et permettent d’identifier, en temps réel, les espèces présentes dans un échantillon. Malgré son développement récent, il a été démontré que cette nouvelle technologie pouvait être utilisée à des fins de biosurveillance phytosanitaire (Chalupowicz et al. 2018; Bronzato Badial et al. 2018). Au cours de ces essais, différentes espèces végétales (tomate, poivron, melon, gypsophile, fraisier, citron, etc.) présentant des symptômes inconnus, ou sciemment inoculées avec 16 agents pathogènes bactériens, fongiques et viraux, ont été analysées avec les outils de Nanopore. Pour tous les plants inoculés ou présentant des symptômes, les agents pathogènes ont été identifiés à l’espèce, en moins de 2 h (Chalupowicz et al. 2018). Au Québec, différentes équipes travailleront afin de développer ce genre d’approche pour des fins de diagnostics. Ces approches pourraient également être utilisées pour la détection de la résistance aux fongicides. De plus, une équipe (Carisse, Fall et Van der Heyden) évaluera le potentiel de ces méthodes novatrices pour des fins de surveillance de l’inoculum aérien.

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Annexe 2 : Résumé des résultats obtenus dans la vigne Pour les trois années, les premières spores de B. cinerea étaient captées dès l’installation des capteurs. La concentration aérienne de spores (CAS) variait de 0 à 526 spores/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 15,7), de 0 à 1142,7 spores/m3 en 2017 (�̅�𝑥 =20,4) et de 0 à 752 spores/m3 en 2018 (�̅�𝑥 = 10,5). Pour E. necator, les premières spores ont été captées le 2 juin, le 29 juin et 24 mai en 2016, 2017 et 2018, respectivement. La CAS variait de 0 à 38,5 spores/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 1,2), de 0 à 9,7 spores/m3 en 2017 (�̅�𝑥 =0,1) et de 0 à 414,8 spores/m3 en 2018 (�̅�𝑥 = 1,4). Pour P. viticola f.sp. riparia, les premières spores ont été captées le 29 mai, le 16 mai et 24 mai en 2016, 2017 et 2018, respectivement. La CAS variait de 0 à 199,5 spores/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 2,2), de 0 à 1310 spores/m3 en 2017 (�̅�𝑥 =8,7) et de 0 à 325 spores/m3 en 2018 (�̅�𝑥 = 1,1). Pour P. viticola f.sp. aestivalis, les premières spores ont été captées le 26 juillet, le 8 juin et le 20 mai en 2016, 2017 et 2018, respectivement. La CAS variait de 0 à 64,4 spores/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 0,5), de 0 à 4790 spores/m3 en 2017 (�̅�𝑥 =19) et de 0 à 2580,5 spores/m3 en 2018 (�̅�𝑥 = 22.4) (Figures 18 à 20).

Figure 18. Concentration de spores de A) Botrytis cinerea, B) Erysiphe necator, C) Plasmopara viticola f.sp. riparia et D) Plasmopara viticola f.sp. aestivalis mesurées sur onze sites pour la saison 2016.

Figure 19. Concentration de spores de A) Botrytis cinerea, B) Erysiphe necator, C) Plasmopara viticola f.sp. riparia et D) Plasmopara viticola f.sp. aestivalis mesurées sur quatorze sites pour la saison 2017.

A) B) C) D)

A) B) C) D)

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Figure 20. Concentration de spores de A) Botrytis cinerea, B) Erysiphe necator, C) Plasmopara viticola f.sp. riparia et D) Plasmopara viticola f.sp. aestivalis mesurées sur quinze sites pour la saison 2018.

A) B) C) D)

50

Annexe 3 : Résumé des résultats obtenus dans la laitue Les premières spores de B. lactucae ont été captées le 24 mai, le 28 mai et le 10 juin en 2016, 2017 et 2018, respectivement. La CAS variait de 0 à 10 988 spores/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 199.8), de 0 à 29 148 spores/m3 en 2017 (�̅�𝑥 =263,4) et de 0 à 5000 spores/m3 en 2018 (�̅�𝑥 = 56,5) (Figure 21A-C). Pour S. sclerotiorum, les premières spores ont été captées le 17 mai, le 8 juin et le 10 juillet en 2016, 2017 et 2018, respectivement. La CAS variait de 0 à 120,3 ng d’ADN/m3 d’air en 2016 (�̅�𝑥 = 1,15), de 0 à 12,1 ng d’ADN/m3 d’air en 2017 (�̅�𝑥 =0,67) et de 0 à 40 ng d’ADN/m3 d’air en 2018 (�̅�𝑥 = 0.71) (Figure 22 A-C).

Figure 21: Concentration de spores de Bremia lactucae selon les différents sites pour A) 2016, B) 2017 et C) 2018.

Figure 22: Concentration de spores de Sclerotinia sclerotiorum selon les différents sites pour A) 2016, B) 2017 et C) 2018.

51

Annexe 4 : Résumé des résultats obtenus pour le blé.

Figure 23: Distribution des concentrations aériennes de spores de F. graminearum par date pour A) 2016 et B) 2017.

Date

26-06 30-06 04-07 08-07 12-07

Con

cent

ratio

n de

spo

res

de F

. gra

min

earu

m

(spo

res/

m3 d

'air)

0

200

400

600

800

1000

2016

Date

26-06 30-06 04-07 08-07 12-07

Con

cent

ratio

n de

spo

res

de F

. gra

min

earu

m

(spo

res/

m3 d

'air)

0

200

400

600

800

1000

2017

A)

B)

52

Figure 24: Relation entre les indices de fusariose mesurés 21 jours après la floraison et la CAS de F. graminearum moyenne A) pour toute la période d’échantillonnage, B) pour la période couvrant les stades Z60 à Z69 et C) pour la période couvrant les stades Z70 à Z79 et relation entre les rendements mesurés à la récolte et la CAS de F. graminearum moyenne D) pour toute la saison, E) pour la période couvrant les stades Z60 à Z69 et F) pour la période couvrant les stades Z70 à Z79.

0 20 40 60 80 100 120

Indi

ces d

e fu

sario

se

0

1

2

3

4

5

6

CAS moyenneRegressionIntervalle de confiance

Concentration de spores de F. graminearum (spores/m3 d'air)

0 20 40 60 80 100 120

CAS période Z60-69R²adj= 0.11

0 20 40 60 80 100 120 140

CAS période Z70-79R²adj= 0.19

R²adj= 0.14

0 20 40 60 80 100 120

Ren

dem

ents

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

4500

CAS moyenneRegressionIntervalle de confiance

Concentration de spores de F. graminearum (spores/m3 d'air)

0 20 40 60 80 100 120

CAS période Z60-69R²adj= 0.59

0 20 40 60 80 100 120 140

CAS période Z70-79R²adj= 0.65

R²adj= 0.65

A) B) C)

D) E) F)

53

Annexe 5 : Résumé des résultats obtenus dans les réseaux polycultures

Figure 25: Concentrations de spores (spores/m3 d’air) pour le réseau polyculture de Lanaudière en 2017. Le graphique de gauche décrit les concentrations de spores pour les maladies de l’oignon, celui du centre pour la fraise et celui de droite pour le concombre.

Figure 26: Concentrations de spores (spores/m3 d’air) pour le réseau polyculture de l’Ile d’Orléans en 2017. Le panneau de gauche décrit les concentrations de spores pour les maladies de la fraise et celui de droite pour la pomme de terre.

54

Figure 27: Concentrations de spores (spores/m3 d’air) (+/- erreur type) pour le réseau polyculture de Lanaudière en 2018. Les concentrations de spores de A) B. cinerea, B) C. acutatum C) P. aphanis dans la fraise et D) S. vesicarium, E) P. destructor et F) B. squamosa dans l’oignon.

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

100

200

300

400

500

B. cinerea

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

10

20

30

40

P. aphanis

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20C. acutatum

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

100

200

300

400

500

600

700S. vesicarium

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

2

4

6

8

10

12

14 B. squamosa

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

5

10

15

20

25

30

35P. destructor

A) B) C)

D) E) F)

55

Figure 28: Concentrations de spores (spores/m3 d’air) (+/- erreur type) pour le réseau polyculture de l’île d’Orléans en 2018. Les concentrations de spores A) d’Alternaria sp. dans la pomme de terre (aucune sporange de P. infestans n’ayant été captée en 2018); B) B. cinerea, C) C. acutatum et D) P. aphanis dans la fraise; E) B. squamosa, F) P. destructor et G) S. vesicarium dans l’oignon; ainsi que H) B. cinerea et I) E. necator dans la vigne (P. viticola n’ayant pas été détecté en 2018).

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

50

100

150

200

250

300

Alternaria spp.

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

1

2

3

4

5

C. acutatum

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

50

100

150

200

250

300

350B. cinerea (fraise)

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

5

10

15

20P. aphanis

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

2

4

6

8

10

12

14 P. destructor

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

1

2

3

4

5B. squamosa

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

5

10

15

20

25S. vesicarium

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

20

40

60

80

100

120

140

E. necator

Date

06-01 07-01 08-01 09-01 10-01

Con

cent

ratio

n de

spo

res

0

20

40

60

80

100B. cinerea (vigne)

A) B) C)

D) E) F)

G) H) I)

56

Annexe 6 : Résumé des résultats obtenus pour Colletotrichum acutatum dans la fraise.

Figure 29: Concentrations de spores de C. acutatum (A et C) et symptômes d’anthracnose observés sur fruits (B et D) en 2017 et 2018.

17/8/

2017

21/8/

2017

24/8/

2017

28/8/

2017

31/8/

2017

7/9/20

17

11/9/

2017

14/9/

2017

18/9/

2017

21/9/

2017

25/9/

2017

29/9/

2017

Con

cent

ratio

n d'

inoc

ulum

(pg

d'A

DN

/ m3 d

'air)

0.0

.2

.4

.6

.8

1.0CAS 2017

17/8/

2017

24/8/

2017

31/8/

2017

7/9/20

17

14/9/

2017

21/9/

2017

29/9/

2017

Prop

ortio

n de

frui

ts a

ttein

ts

0.00

.05

.10

.15

.20

.25DEP 2017

26-07

-2018

30-07

-2018

02-08

-2018

06-08

-2018

10-08

-2018

13-08

-2018

16-08

-2018

20-08

-2018

23-08

-2018

27-08

-2018

30-08

-2018

07-09

-2018

10-09

-2018

13-09

-2018

Con

cent

ratio

n d'

inoc

ulum

(pg

d'A

DN

/ m3 d

'air)

0.0

.2

.4

.6

.8

1.0

CAS 2018

26/7/

2018

2/8/20

18

10/8/

2018

16/8/

2018

23/8/

2018

30/8/

2018

7/9/20

18

13/9/

2018

Prop

ortio

n de

frui

ts a

ttein

ts

0.00

.05

.10

.15

.20

.25DEP 2018

A) B)

C) D)

57

Annexe 7. Dispositif expérimental utilisé pour étudier la distribution

58

Annexe 8. Cahier de charge.

59

Avant-propos Le monitoring de l’inoculum aérien des champignons phytopathogènes à l’aide de capteurs de spores comme outil d’aide à la décision est une approche de lutte intégrée qui permet de mieux gérer les maladies fongiques à dispersion aérienne. Cette approche suscite un intérêt grandissant depuis une dizaine d’années, alors que la résistance aux fongicides et la pression pour réduire l’usage des pesticides augmentent et qu’apparaissent de nouvelles épidémies (pathogènes émergents ou nouveaux). Le Québec est un chef de file dans le domaine de la surveillance de l’inoculum fongique aérien et une expertise en aérobiologie, monitoring et épidémiologie moléculaire s’est développée au fil des dernières années. L’utilisation judicieuse de l’inoculum aérien comme outil d’aide à la gestion des maladies agricoles repose sur des concepts scientifiques bien documentés. Comme tout outil, s’il est utilisé sans tenir compte de ces concepts de base, il peut induire de mauvaises décisions qui auront un impact sur la gestion des maladies, sur la productivité des cultures et sur l’environnement. Par contre, si les capteurs de spores sont utilisés de façon rationnelle en tenant compte des caractéristiques des champignons phytopathogènes, de la culture et des conditions environnementales, l’expérience démontre que cet outil peut permettre une réduction significative de l’usage des fongicides, sans compromettre la production (diminution des rendements ou de la qualité) et le niveau de confiance des producteurs quant à leur stratégie de gestion des maladies. Le succès des réseaux de suivi de l’inoculum aérien repose sur un grand nombre de facteurs. L’objectif de ce guide est d’aider à l’implantation de services ou réseaux de suivi de l’inoculum aérien fiables et basés sur de solides connaissances en épidémiologie des maladies et en aérobiologie des champignons phytopathogènes à l’aide de capteurs de spores. Ce guide présente un cadre générique ayant pour objectif de structurer et guider l’application des principes d’aérobiologie et l’analyse des risques en matière de gestion des maladies. Comment utiliser ce guide. Afin de faciliter la mise en œuvre de réseaux de suivi de l’inoculum aérien, ce guide comprend une série de questions à considérer. Ce guide est accompagné d’un document de référence (revue de littérature) qui contient toutes les informations nécessaires pour bien comprendre les enjeux liés au suivi de l’inoculum aérien et faciliter la prise de décisions éclairées. De plus, ce guide comprend un aide-mémoire qui permettra d’avoir une vision détaillée du réseau de capteurs et d’identifier les ressources requises et le cas échéant, l’information manquante.

Aérobiologie. Le monitoring de l’inoculum aérien fait appel à un champ d’expertise scientifique particulier que l’on nomme l’aérobiologie. L'aérobiologie est l’étude de la dynamique, dans le temps et l'espace, des particules biologiques qui sont en suspension dans l'air, dont les virus, les bactéries, les spores de champignons, les insectes et le pollen.

60

Questions sur le contexte du suivi de l’inoculum aérien Avant de mettre en place un service de suivi de l’inoculum aérien des champignons phytopathogènes à l’aide de capteurs de spores, il est primordial de réfléchir aux éléments suivants : Q1. Quel est l’objectif du suivi de l’inoculum aérien des champignons phytopathogènes?

• Obtenir de l’information sur la présence d’un champignon phytopathogène dans une région

• Détecter l’introduction de nouveaux champignons phytopathogènes • Mesurer l’impact des pratiques de protection • Mesurer la population d’un champignon phytopathogène (concentration de spores) • Autre

Q2. À quelle échelle spatiale le suivi de l’inoculum aérien doit-il être fait?

• De la province • D’une région • D’une ferme • D’un champ

Q3. Qu’elles-sont les ressources disponibles pour le suivi de l’inoculum aérien?

• Qu’elles sont les ressources humaines pour la collecte des échantillons • Est-ce que la collecte des échantillons se fera par une personne responsable du site • Y a-t-il un laboratoire d’analyse à proximité • Les échantillons seront-ils acheminés par la poste ou par d’autres moyens au laboratoire

d’analyse? Quels sont les délais prévus? • Est-ce qu’une personne expérimentée fera l’analyse des échantillons

Q4. Quelle sera la structure de financement du réseau de suivi de l’inoculum aérien?

• Le service sera payant et à but lucratif • Les coûts du service seront assumés par les utilisateurs (sans but lucratif) • Les coûts du service seront assumés par un organisme gouvernemental • Les coûts du service seront assumés dans le cadre d’une subvention • Une combinaison de différents modes de financement mentionnés plus haut

Q5. Quelle est la longévité prévue du suivi de l’inoculum aérien?

• Une initiative ponctuelle • Court terme; évaluation de la pertinence du suivi de l’inoculum aérien • C’est une initiative qui se veut à long terme

Q6. Est-ce la quantité (spores/m3 air) ou la présence d’inoculum aérien qui est recherchée?

• Détection (sans quantification) d’un ou de quelques agents pathogènes • Détection (sans quantification) d’un grand nombre de champignons • Quantification d’un ou de quelques champignons • Quantification d’un grand nombre de champignons

61

Q7. Est-ce le mouvement (déplacement) de l’inoculum qui est recherché? • L’objectif est de détecter l’arrivée d’un inoculum venu d’une autre région et/ou la

propagation dans une région ou d’une région à une autre (territoire)? • L’objectif est de détecter l’arrivée d’un champignon phytopathogène dans une région • L’objectif est de suivre la quantité d’inoculum aérien pour un ou plusieurs champignons

phytopathogènes au cours de la saison de croissance Q8. Comment les données seront-elles colligées, interprétées et conservées? Questions sur les maladies ciblées Q9. Quelles sont les cultures ou systèmes de production ciblés?

• Polyculture pérenne • Monoculture : grandes cultures (soya, maïs, céréales…) • Polyculture : grandes cultures (soya, maïs, céréales…) • Monoculture annuelle • Polyculture annuelle • Production en serre

Q10. Quels sont les champignons phytopathogènes et les maladies ciblés?

• Une seule maladie • Plusieurs maladies • Une maladie dans plusieurs cultures

Q11. Les maladies ciblées sont-elles à dispersion aérienne?

• Durant une partie du cycle de vie du champignon phytopathogène • Durant tout le cycle de vie du champignon phytopathogène

Q12. Quel est le mode de dispersion des spores du champignon phytopathogène?

• Les spores sont dispersées essentiellement par le vent • Les spores sont dispersées essentiellement par la pluie • Les spores sont dispersées essentiellement par le vent et la pluie

Le suivi de l’inoculum aérien s’applique aux maladies causées par des organismes, généralement des champignons pathogènes, dont la dispersion de l’inoculum est en partie ou uniquement aérien. Puisque ces maladies se développent plus ou moins rapidement selon la quantité d’inoculum déposé sur le couvert végétal, la mesure de l’inoculum aérien est un bon prédicteur du risque de développement de la maladie. De fait, l’utilisation de la concentration de l’inoculum aérien comme outil d’aide à la décision d’intervenir ou non avec un fongicide permet de mieux cibler les interventions phytosanitaires.

62

Questions sur les différents types d’échantillonneurs de spores (capteurs) Q13. Est-ce que les capteurs passifs répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien?

• Vous avez peu de ressources financières et vous désirez avoir de l’information à plusieurs endroits.

• L’objectif est de détecter la présence ou l’arrivée du champignon phytopathogène dans une région donnée, donc des mesures de type présence/absence ou concentration faible/moyenne/élevée répondent aux besoins.

• Vous n’avez pas besoin de connaître le volume d’air échantillonné (Litre/minute, m3).

• L’observation des surfaces de captage se fera-t-elle au microscope ou par PCR ?

Q14. Est-ce que les capteurs volumétriques de type 7-jours répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien?

• Vous avez des ressources financières de l’ordre de 3 000 à 5 000 $ par capteur et désirez avoir de l’information locale (1 seule ferme, ou quelques champs sur une ferme).

• L’objectif est de détecter ou de quantifier le champignon phytopathogène à des moments précis de la journée et/ou à chaque jour de la semaine.

• Vous avez accès à une source d’énergie pour le fonctionnement des capteurs • Vous avez besoin de connaître le volume d’air échantillonné (Litre/minute, m3) • L’observation des surfaces de captage se fera au microscope ou par PCR

Q15. Est-ce que les capteurs par impaction de type bras rotatifs répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien?

• Vous avez des ressources financières de l’ordre de 1 000 à 1 500 $ par capteur et désirez avoir de l’information provenant de plusieurs endroits.

• L’objectif est de détecter ou de quantifier le champignon phytopathogène durant une période donnée.

Types de capteurs. Il existe plusieurs types de capteurs de spores, chacun comportant des avantages et des désavantages au niveau de l’utilisation, de l’entretien, du prix et de la fiabilité. L’important est de choisir le bon capteur pour l’usage que l’on souhaite en faire.

Figure 30 : Exemples de capteurs passifs utilisés pour recueillir des spores au champ. A-B) capteurs composés de quatre lames de microscope enduites de silicone; C) capteur entonnoir utilisé pour recueillir des spores présentes dans l'eau de pluie ou dans les éclaboussures d’eau et D) capteur composé d’un cylindre installé sur une rotule permettant de recueillir des spores sur un filtre installé au fond du cylindre (Barreira, 2013; https://www.plantmanagementnetwork.org/infocenter).

C D

63

• Vous n’avez pas accès à une source d’énergie autre que batteries ou panneaux solaires • Vous avez besoin de connaître le volume d’air échantillonné (Litre/minute, m3) • L’observation des surfaces de captage se fera au microscope ou par PCR

Note. Il existe d’autres types de capteurs (voir revue de littérature). Questions sur le nombre d’échantillonneurs requis et leur emplacement Q16. À quelle échelle spatiale le suivi de l’inoculum aérien doit-il être fait?

• Moins de 1 hectare • De 1 à 10 hectares • De 10 à 50 hectares • De 50 à 100 hectares • Plus de 100 hectares

Q17. Est-ce que de l’information sur les sources d’inoculum est disponible? Si oui :

• L’inoculum est-il produit dans le champ suivi?

• L’inoculum est-il produit à l’extérieur du champ suivi?

• Il y a une seule source importante d’inoculum (rejets produits entreposés, bois de taille) • Il y a un gradient d’inoculum connu • Il y a possiblement plusieurs sources d’inoculum

Q18. Est-ce que de l’information sur la distribution spatiale de l’inoculum est disponible? Si oui :

• L’inoculum est-il distribué de façon uniforme à l’échelle du champ suivi? • L’inoculum est-il distribué de façon aléatoire à l’échelle du champ suivi?

Nombre de capteurs requis. Plus le volume d’air échantillonné est grand, plus l’échantillon est représentatif. Toutefois, la plupart des capteurs de spores permettent d’échantillonner moins de 100 litres d’air par minute, ce qui représente, toute proportion gardée, un très petit échantillon. Plus le capteur est proche d’une source d’inoculum, plus l’inoculum sera détecté tôt dans l’épidémie. En pratique, ce sont les ressources financières disponibles qui dictent le nombre de capteurs à utiliser.

Figure 31 : Capteur volumétrique de type 7-jours permettant de mesurer la concentration d’inoculum toutes les heures durant 7 jours sans avoir à remplacer la surface de captage (gauche). Capteurs par impaction de type bras rotatifs permettant de mesurer la concentration d’inoculum durant une période d’échantillonnage, généralement de moins de 8 heures (droite).

64

• L’inoculum est-il distribué de façon agrégée à l’échelle du champ suivi? Q19. Compte tenu des ressources disponibles, quel est le nombre maximum de capteurs pouvant concrètement être mis en opération? Q20. Est-ce envisageable d’utiliser différents types de capteurs?

• Des capteurs passifs en grand nombre pour la détection • Des capteurs à bras rotatifs ou autres types de capteurs pour la quantification

Choisir la hauteur d’échantillonnage Q21. Quelle est la hauteur et l’architecture du couvert végétal de la culture pour laquelle le suivi de l’inoculum aérien doit être fait?

• Uniforme avec un couvert végétal bas, par exemple un champ d’oignons ou de soya • Uniforme avec un couvert végétal haut, par exemple un champ de maïs • En rangs avec un couvert végétal bas, par exemple un champ de fraises • En rangs avec un couvert végétal haut, par exemple un verger ou un vignoble

Q22. Si les sources d’inoculum sont connues, à quelle hauteur se situent-elles principalement?

• Au niveau du sol • Dans le milieu du couvert végétal • Dans le haut du couvert végétal • L’inoculum provient de l’extérieur du champ

Note : les populations d’agents pathogènes ne sont généralement pas distribuées uniformément dans un champ ou sur une ferme. La probabilité de capturer des spores n’est donc pas la même partout. Il est généralement souhaitable de de choisir l’emplacement du capteur de spores. Ainsi, si des informations sur la distribution spatiale de l’agent pathogène ou de la maladie sont disponibles, elles devraient être utilisées pour choisir le meilleur emplacement. Une autre approche consiste à installer le capteur à l’endroit où historiquement la maladie est la plus sévère ou apparaît en premier. Il est également possible de choisir un emplacement moins représentatif du risque, mais plus pratique pour la collecte des données. L’emplacement du capteur influence la quantité de spores capturées et les seuils de traitement!

65

Q23. Est-il possible de placer le capteur de spores au-dessus du couvert végétal?

• Oui, et le capteur pourra être ajusté en fonction de la croissance de la culture • Non, ça pourrait nuire aux passages de la machinerie • Non, les capteurs seront placés en périphérie des champs

Choisir la durée et la période d’échantillonnage

La quantité de spores est plus élevée près de la source d’inoculum et diminue avec la hauteur de capture. Par contre, puisque généralement les sources de spores ne sont pas distribuées uniformément, plus on augmente la hauteur de capture, plus la distribution est uniforme à cause du brassage de l’air causé par le vent. Donc, il faut trouver le meilleur compromis entre la probabilité de capturer des spores près de la source et la représentativité plus élevée en hauteur. La hauteur de capture influence la quantité de spores capturées et les seuils de traitement!

Figure 32 : Schéma du mouvement des spores dans un couvert végétal.

Figure 33: Patron quotidien de libération des spores (mildiou de la laitue; Bremia lactucae).

Pour

cent

age

des

capt

ures

de

la

jour

née

66

Q24. Est-ce que la périodicité de la production de spores du champignon phytopathogène est connue?

• Les spores sont libérées le matin • Les spores sont libérées à n’importe quel moment de la journée • Les spores sont libérées en réponse à des conditions météorologiques particulières

(pluie, chute d’humidité relative, etc.) Q25. Pour les capteurs à surface d’échantillonnage unique (la même surface de captage pour toute la durée), quelle est la durée maximum d’échantillonnage?

• Moins de 60 minutes • De 60 à 120 minutes • Plus de 120 minutes

Q26. Est-ce possible de brancher les capteurs sur une minuterie et/ou une sonde d’humidité ou de pluie? Si oui est-il possible de :

• Démarrer le capteur selon les conditions météorologiques (sonde) • Limiter la durée d’échantillonnage en continu • Échantillonner seulement durant un pourcentage de la durée, par exemple 50 % du

temps (30 min en marche/30 min à l’arrêt) • S’assurer de connaître le volume d’air échantillonné par unité de temps

Questions sur le comptage des spores Q27 Quelles sont les ressources disponibles pour le comptage?

• Des microscopes avec grossissement d’au minimum 250x • Des appareils de biologie moléculaire (PCR, qPCR, autres)

Q28. Est-ce que de l’information sur la diversité génétique de l’inoculum est recherchée?

• Oui, la résistance aux fongicides (mutations) • Oui, les différents groupes génétiques (sous-espèces, biotypes, races, etc.)

Q29. Si le comptage est fait au microscope :

• Avoir en main une description détaillée des spores : forme, taille, couleur, et texture • Avoir en main des photos des spores recherchées représentant l’éventail de

morphologies possibles • Est-il possible de colorer les spores, par exemple les spores d’oomycètes peuvent être

colorées avec du bleu d’aniline Q30. Si les comptages sont faits à la PCR : Les comptages seront faits par une tierce personne (laboratoire public ou privé)

- Disposer de protocoles de laboratoire détaillé et validé - S’assurer que le test comprend un contrôle interne, un témoin positif et un négatif - S’informer sur la sensibilité du test, nombre minimum de spores et marge d’erreur - S’informer de la possibilité de détecter différents génotypes - S’informer sur le nombre de champignons qui peuvent être détectés ou quantifiés

simultanément

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L’interprétation des données et seuils d’intervention L’information sur l’inoculum aérien comme outil d’aide à la décision n’est utile que s’il existe un lien entre la détection ou la quantité d’inoculum et le risque de développement de la maladie ciblée. Q31. Est-ce que de l’information sur le lien entre l’inoculum aérien et le risque de maladie existe?

• L’important c’est le moment où l’inoculum est détecté pour la première fois de la saison • L’important c’est la présence d’inoculum avant la prochaine pluie • Il y a un seuil bien défini en nombre de spores par m3 d’air • Le seuil varie selon la sensibilité du cultivar • Le seuil varie selon le stade phénologique (âge) de la plante

Q32. Est-ce que le lien entre l’inoculum aérien et le risque de maladie existe et varie-t-il au cours de la saison?

• Non, il est constant tout au long de la saison • Oui, un seuil plus bas sera utilisé durant une partie de la saison • Oui, un seuil différent sera utilisé selon le stade de croissance de la culture dû à une

réceptivité moindre de la culture • Le seuil sera ajusté selon les produits phytosanitaires préconisés

Puisque les spores de champignons sont minuscules, il est impossible de les compter à l’œil nu. Pour le comptage, il faut donc soit utiliser un microscope ou une méthode moléculaire. Le comptage au microscope est difficile et long puisque plusieurs spores de différents champignons ont la même apparence. Identifier et compter au microscope uniquement les spores du champignon que l’on cherche est hasardeux et ne peut être fait que par une personne expérimentée. De plus, de la poussière sur la surface de captage peut cacher les spores, rendant peu fiable le comptage au microscope. Par contre, comme tout être vivant, les champignons ont une empreinte génétique qui leur est propre et qui peut être utilisée pour identifier et compter avec précision les spores.

Seuils. Lorsque les conditions d’utilisation des capteurs sont bien définies et validées en fonction du développement des maladies (risque), il faut déterminer le seuil. En d’autres mots, comment on peut traduire le nombre de spores capturées en termes de risque et déterminer la nécessité d’intervenir ou non. Chaque champignon a sa propre stratégie de survie. Certains produisent une grande quantité de spores, parce que chacune d’elle n’a que peu de chance d’infecter une plante; dans ce cas, le seuil sera assez élevé. C’est le cas des blancs (oïdium) du fraisier ou de la vigne. Au contraire, d’autres champignons produisent peu de spores parce que celles-ci sont très agressives, c’est le cas des mildious (pomme de terre, vigne); dans ces cas, les seuils sont plus bas.

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Q33. Est-ce que l’information sur l’inoculum aérien sera utilisée conjointement avec d’autres indicateurs de risque?

• Le risque de développement de la maladie sera estimé uniquement à partir de l’inoculum aérien

• Le risque de développement de la maladie sera estimé à partir de l’inoculum aérien et des conditions météorologiques prévues dans les prochains jours

• Le risque de développement de la maladie sera estimé à partir de l’inoculum aérien, des conditions météorologiques prévues dans les prochains jours et de la sensibilité de la culture (stades de développement de la culture, cultivars et/ou réceptivité de certaines parties de la plante-hôte)

Q34. Est-ce que les capteurs de spores pour le suivi de l’inoculum aérien sont organisés en réseaux?

• Non, l’information sur l’inoculum aérien sera interprétée uniquement selon le site • Oui, l’information sur l’inoculum aérien sera interprétée en tenant compte des données

recueillies sur d’autres sites dans le réseau • Oui, l’information sur l’inoculum aérien sera interprétée en tenant compte des données

recueillies sur d’autres sites provenant d’autres réseaux

Figure 34: Il y a trois facteurs qui déterminent le risque de maladie et de pertes de récoltes : 1) les conditions météorologiques; 2) la sensibilité de la culture (cultivar et partie ou âge de la plante); 3) l’agent pathogène (quantité, agressivité, résistance aux fongicides). Une grande quantité de spores en conditions peu favorables au développement de la maladie peut être moins dangereuse qu’une faible quantité de spores en conditions favorables!

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Récapitulatif (aide-mémoire) Questions sur le contexte du suivi de l’inoculum aérien 58 Q1. Quel est l’objectif du suivi de l’inoculum aérien des champignons phytopathogènes? 58 Q2. À quelle échelle spatiale le suivi de l’inoculum aérien doit-il être fait? 58 Q3. Quelles-sont les ressources disponibles pour le suivi de l’inoculum aérien? 58 Q4. Quelle sera la structure de financement du réseau de suivi de l’inoculum aérien? 58 Q5. Quelle est la longévité prévue du suivi de l’inoculum aérien? 58 Q6. Est-ce la quantité (spores/m3 air) ou la présence d’inoculum aérien qui est recherché? 58 Q7. Est-ce le mouvement (déplacement) de l’inoculum qui est recherché: arrivé d’un inoculum venu d’une autre région et/ou propagation dans une région ou d’une région à une autre (territoire)? 59 Q8. Comment les données seront-elles colligées, interprétées et conservées? 59 Questions sur les maladies ciblées 59 Q9. Quelles sont les cultures ou systèmes de production ciblés 59 Q10. Quels sont les champignons phytopathogènes et les maladies ciblées? 59 Q11. Les maladies ciblées sont-elles à dispersion aérienne? 59 Q12. Quel est le mode de dispersion des spores du champignon phytopathogènes 59 Questions sur les différents types d’échantillonneurs de spores (capteurs) 60 Q13. Est-ce que les capteurs passifs répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien? 60 Q14. Est-ce que les capteurs volumétriques de type 7-jours répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien? 60 Q15. Est-ce que les capteurs par impaction de type bras rotatifs répondent aux besoins de suivi de l’inoculum aérien? 60 Questions sur le nombre d’échantillonneurs requis et leurs emplacements 61 Q16. A quelle échelle spatiale le suivi de l’inoculum aérien doit-il être fait? 61 Q17 Est-ce que de l’information sur les sources d’inoculum est disponible, si oui : 61 Q18 Est-ce que de l’information sur la distribution spatiale inoculum est disponible, si oui : 61 Choisir la hauteur d’échantillonnage 62 Q19. Est-il possible de placer le capteur de spores au-dessus du couvert végétal? 62 Choisir la durée et la période d’échantillonnage 62 Q20. Est-ce que la périodicité de la production de spores du champignon phytopathogène est connue? 62 Q21. Pour les capteurs à surface d’échantillonnage unique (la même surface de captage pour toute la durée), quelle est la durée maximum? 62 Q22. Est-ce possible de brancher les capteurs sur une minuterie et/ou une sonde d’humidité ou de pluie? Si oui est-il possible de : 62

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Choisir la durée et la période d’échantillonnage Q24. Est-ce que la périodicité de la production de spores du champignon phytopathogène est connue? 63 Q25. Pour les capteurs à surface d’échantillonnage unique (la même surface de captage pour toute la durée), quelle est la durée maximum? 63 Q26. Est-ce possible de brancher les capteurs sur une minuterie et/ou une sonde d’humidité ou de pluie? 64 Questions sur le comptage des spores 64 Q27. Quelles sont les ressources disponibles pour le comptage? 64 Q28. Est-ce que de l’information sur la diversité génétique de l’inoculum est recherchée? 63 Q29. Si les comptages seront faits au microscope : 64 Q30. Si les comptages seront faits au PCR : 64 L’interprétation des données et seuils d’intervention 64 Q31. Est-ce que de l’information sur le lien entre l’inoculum aérien et le risque de maladie existe? 65 Q32. Est-ce que le lien entre l’inoculum aérien et le risque de maladie existe varie au cours de la saison? 65 Q33. Est-ce que de l’information sur l’inoculum aérien sera utilisé conjointement avec d’autres indicateurs de risque? 66 Q34. Est-ce que les capteurs de spores pour le suivi de l’inoculum aérien sont organisés en réseaux? 66

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Annexe 9 : Freins à l’adoption et au transfert Les approches de suivi par capteurs de spores, qu’ils soient utilisés individuellement ou en réseau, sont exigeantes sur le plan opérationnel. Ces approches sont donc longues à déployer et nécessitent un encadrement rigoureux à toutes les étapes de l’implantation. La section qui suit vise à identifier les principaux obstacles rencontrés lors de l’implantation des approches de surveillance par capteurs de spores.

1. Encadrement : L’introduction de ces nouvelles approches dans les processus décisionnels nécessite une période d’appropriation, tant pour les conseillers qui recevront les données, interpréteront l’information et feront les recommandations aux producteurs, que pour les producteurs eux-mêmes qui doivent apprendre à faire confiance au système. Dans un premier temps, l’encadrement pourrait, par exemple, être assuré par l’organisation de groupes de travail et d’échanges interrégionaux, impliquant conseillers et chercheurs impliqués dans le suivi, la mise en commun de données (inoculum, dépistage, registre, etc.) pour analyses, discussion et préparation d’études de cas. Par la suite, il pourrait également y avoir un programme de mentorat pour les plus « jeunes » conseillers. L’encadrement au niveau des producteurs passe nécessairement par des services-conseils appropriés, mais aussi par des activités de vulgarisation.

2. Partage de l’information : La gestion des maladies devrait comporter une composante collective afin d’améliorer et d’optimiser le positionnement des applications pour éventuellement réduire l’utilisation des fongicides. De plus, cette mise en commun de l’information peut également servir à optimiser l’utilisation des fongicides à différentes échelles (champ, ferme, région), par exemple pour limiter la dispersion des agents pathogènes aérotransportés en avals des zones à risque. Toutefois, les producteurs sont souvent réticents à partager les résultats recueillis sur leur ferme, même lorsque ceux-ci reçoivent en échange l’information recueillie sur toutes les autres fermes du réseau. Il est important de faire valoir auprès des producteurs participants la valeur ajoutée de ce partage (permet d’anticiper les risques à l’échelle de la région, de favoriser une approche de gestion collective des maladies, de partager les coûts d’opération, de permettre aux conseillers d’avoir une meilleure vision d’ensemble et d’améliorer la prise de décision).

3. Fréquence d’échantillonnage : La surveillance de l’inoculum aérien doit être perçue comme une forme de dépistage réalisé à haute fréquence. C’est en effet cette fréquence d’échantillonnage élevée qui permet aux conseillers et producteurs de réajuster les stratégies d’intervention rapidement et de réaliser des gains en matière de réduction de l’utilisation des pesticides. Pour l’essentiel des cultures, nous suggérons une fréquence minimale de trois relevés par semaine, notamment parce que l’accès aux sites pourrait être empêché suite, par exemple, à une application de pesticides, entraînant inévitablement des données manquantes. Cette fréquence pourrait être adaptée pour certains pathosystèmes (par exemple pour le blé qui pourrait nécessiter une fréquence d’échantillonnage plus élevée, mais à des stades spécifiques) ou en fonction du contexte de surveillance.

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4. Main d’œuvre : Les approches de surveillance par capteurs de spores nécessitent, à plusieurs étapes, un recours à du personnel dédié. Dans un premier temps, pour effectuer la cueillette des échantillons il est important de compter sur une main-d’œuvre fiable qui a cette tâche au sommet de sa liste de priorités. Cette étape du processus est sans aucun doute la plus importante puisque la rapidité avec laquelle la cueillette des échantillons est réalisée influence les délais de traitement et en bout de ligne, l’utilité de l’information. Il est également essentiel de disposer d’une main-d’œuvre technique possédant l’expertise pour réaliser les comptages de spores, que ce soit en microscopie ou par qPCR. L’identification au microscope des spores à l’espèce peut être fastidieuse et prendre entre 15 min et 45 min pour chaque échantillon recueilli. Lorsqu’un seul agent pathogène est ciblé, le comptage au microscope reste une approche envisageable pour une réponse à la ferme ou des réseaux de proximité. Toutefois, les résultats en microscopie devraient être confirmés par des professionnels ou à l’aide de méthodes moléculaires : dans les deux cas, la disponibilité de la ressource peut être un facteur limitant.

5. Délais de traitements : Lorsque les échantillons ont été recueillis au champ, ils doivent être envoyés le plus rapidement possible au laboratoire qui fera l’identification et le dénombrement des spores. Un des facteurs limitants les plus importants est certainement l’accès à des transporteurs fiables, capables d’acheminer les échantillons au laboratoire le plus rapidement possible. Dans le meilleur des mondes, le délai de traitement devrait être inférieur à 24 h lorsque l’information est requise pour la prise de décision. Lors des expériences de réseaux polycultures, le principal obstacle rencontré était la variabilité des délais d’expédition avec les différentes méthodes d’expédition utilisées. En effet, les délais variaient non seulement entre les régions, mais aussi entre deux dates de livraisons pour le même transporteur. L’impact des délais de traitement est évident pour les conseillers et producteurs qui souhaitent prendre rapidement la meilleure décision, mais des délais dans la transmission des échantillons ont également un impact au niveau des routines de laboratoire. Par exemple, le traitement d’un échantillon par qPCR, de la réception au résultat, nécessite une période d’environ 3 h. Ainsi, si les échantillons arrivent tardivement (après 15 h 00 par exemple) il est possible que ceux-ci soient traités seulement le lendemain, ce qui induit un délai de réponse supplémentaire. Il est donc important de fixer une limite claire avec les participants en ce qui concerne la réception des échantillons. Les délais de traitements pourraient être diminués en mettant sur pied un réseau de laboratoire ayant la capacité de fournir des services d’identification et de dénombrement d’échantillons. Les méthodes d’identification et de comptage devraient alors être standardisées et un système de validation inter-laboratoire pourrait être mis sur pied afin de s’assurer d’homogénéiser les résultats.

6. Changement de paradigme : La prise de décision en matière de phytoprotection est souvent associée à l’utilisation de seuils d’intervention fixes. Ces derniers sont généralement employés dans le cadre de stratégies de phytoprotection basées sur un dépistage traditionnel (généralement hebdomadaire) des

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symptômes. Or, les stratégies de gestion basées sur la surveillance de l’inoculum aérien doivent être adaptées à la situation, bien qu’il s’agisse également d’une forme de dépistage. Ainsi, dans certains cas, le stade phénologique de la plante, les conditions météorologiques, le cultivar et/ou la fréquence des captures influent sur la susceptibilité de la culture aux agents pathogènes. Il est donc important d’intégrer, en plus des quantités de spores mesurées, le moment où les captures de spores ont lieu, la variation entre deux relevés, le stade de la culture, etc. Une fréquence d’échantillonnage élevée permet également de prendre le temps de bien planifier la gestion puisque les relevés sont générés à toutes les 48 h. Les approches de surveillance de l’inoculum aérien permettent donc aux utilisateurs d’attendre les résultats du prochain relevé plutôt que de prendre des décisions précipitées et/ou non fondées.

7. Doit être combinée à d’autres outils d’aide à la décision (OAD) : Comme tous les autres outils d’aide à la décision, le suivi des concentrations de spores doit être utilisé en combinaison avec d’autres OAD (données météorologiques, modèles prévisionnels, dépistage, etc.). Toutefois, l’accès à ces OAD peut être limité, particulièrement l’accès à des données météos locales pouvant être utilisées pour générer les indices de risques météo. De plus, les modèles prévisionnels disponibles doivent souvent être adaptés afin de performer dans nos conditions de production.

8. Densité de production suffisante : Tel que mentionné antérieurement, les approches de surveillance de l’inoculum aérien nécessitent d’importants efforts en termes d’organisation. De plus, les gains en matière de réduction de l’utilisation des pesticides sont optimisés lorsque ces approches sont organisées en réseau, puisque les concentrations aériennes de spores mesurées aux alentours sont connues des utilisateurs et servent à anticiper les risques. Pour les régions plus diversifiées, nous avons tenté de contourner cette limite en étudiant le concept de réseaux polycultures, qui vise à déployer l’approche par capteurs de spores en fonction du territoire, de la distribution et de la diversité des cultures de sorte qu’il soit possible d’optimiser la collecte et l’envoi des échantillons vers le laboratoire. Le positionnement des capteurs doit toutefois être planifié rigoureusement pour maximiser l’information que l’on retire du réseau. Dans la mesure où le suivi est fait individuellement à la ferme, il est nécessaire d’avoir recours à plusieurs échantillonneurs pour estimer le risque adéquatement. De plus, il est également recommandé d’utiliser au moins deux hauteurs d’échantillonnage pour pouvoir distinguer l’inoculum arrivant de l’inoculum local.

9. Coûts d’opération : Le coût est généralement le plus important frein à l’adoption de l’approche de surveillance par capteurs de spores par les producteurs et conseillers. Le tableau 2 présente un exemple de coûts pour l’opération d’un réseau de capteurs de spores. Les coûts d’opération sont basés sur les saisons 2016-2017 et 2018 du réseau mis en place dans la vigne en Montérégie et sont considérés comme étant des coûts de base (c.-à-d. que ce calcul ne comprend pas de marge bénéficiaire et qu’ils devraient être indexés selon les salaires du personnel et selon les distances parcourues par l’étudiant responsable de la collecte).

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Tableau 2: Description des coûts annuels pour l'opération du réseau vigne entre 2016 et 2018, 14 capteurs couvrant une superficie d’environ 700km2, pendant environ 16 semaines.

Poste Étape Taux Nombre Total

Main d’œuvre étudiante Collecte 16.5$/h 384h 6 336$

Main d’œuvre technique

Identification et dénombrement

27$/h 192h 5 184$

Main d’œuvre technique

Validation et diffusion 27$/h 48h 1 296$

Équipement (location) Capteurs 162$ 14 2 268$

Déplacement Collecte 0.44$/km 15 000 km 6 600$

Matériel de laboratoire Identification et dénombrement

8 000$

Total 29 684$

Total unitaire 2 120,28$

L’utilisation des réseaux de capteurs de spores permet notamment de réduire et rationnaliser l’utilisation des fongicides ce qui représente des bénéfices pour les producteurs, les consommateurs et les décideurs. De plus, les données qui pourraient être recueillies dans le cadre de ce modèle de surveillance peut aussi représenter une source très intéressante d’information pouvant être utilisée par les chercheurs phytopathologistes et épidémiologistes travaillant par exemple en modélisation des épidémies botaniques. Considérant la portée et les avantages que peuvent avoir ces types de réseaux, on pourrait considérer partager les coûts d’opération entre les producteurs (principaux bénéficiaires) et les programmes de subventions du MAPAQ. De plus, on pourrait penser à une plateforme d’accès à la base de données, à travers laquelle les chercheurs intéressés pourraient obtenir une copie de ces jeux de données, moyennant une contribution monétaire à définir. Il est à noter qu’à partir du moment où les producteurs payent pour une adhésion à un réseau de capteurs de spores, la diffusion de l’information à un plus large publique, qui inclus des producteurs qui n’adhèrent pas au dit réseau, devient plus délicate et il devient important de définir des règles encadrant la divulgation des résultats, particulièrement en saison de production.