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AGREGATIONDE

SCIENCES DE LA VIESCIENCES DE LA TERRE ET DE L’UNIVERS

Concours externe 2002

Épreuves d’admissionDate : Samedi 15 juin 2002Nom : Prénom :

Travaux pratiques de Spécialité B : Biologie et physiologie des organismeset biologie des populations, en rapport avec le milieu de vie.

Ces travaux pratiques comprennent trois parties indépendantes.

La première partie est l’étude comparative, descriptive et fonctionnelle, des stomates de troisAngiospermes (haricot, maïs et blé). Pour une gestion correcte du temps de travail,réaliser en début de séance le pré-traitement du matériel végétal (suivre le protocole n°1fourni en annexe).

La deuxième partie propose d’illustrer, à partir d’échantillons animaux, différentescaractéristiques ayant trait à l’organisation corporelle; elle comprend deux parties (2a et 2b).

La troisième partie consiste en une analyse de biologie évolutive.

Pour chaque partie, une durée est conseillée et le barème est indiqué. Une évaluation decertaines préparations sera réalisée en cours de séance.

Les comptes-rendus seront ramassés à la fin des six heures.

Répondre directement dans les espaces prévus à cet effet. Ne pas séparer les feuillesagrafées.Même en cas de non réponse à un exercice, rendre la totalité des feuilles en indiquantvos nom, prénom et numéro de salle en tête de chaque partie.

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ANNEXE (à utiliser pour la première partie)

RENDRE CE DOCUMENT EN FIN D’EPREUVE.

Protocole n°1

Pré-traitement des feuilles.

Deux boîtes A contiennent chacune une solution de KCl. Des pastilles de NaOH ont été placéesà l’intérieur dans une petite boîte (voir schéma ci-dessous).

FeuilleSolution de KClpastilles de NaOH

Lumière

Déposer avec une pipette environ 3 mL d’eau distillée sur les pastilles de NaOH. La solutionobtenue ne doit pas contaminer la boîte principale.

Faire flotter sur la solution de KCl contenue dans chaque boîte, 1 ou 2 feuilles de haricot et 2feuilles de maïs, face inférieure (abaxiale) orientée vers la lumière.

Refermer les 2 boîtes A.

Deux boîtes B contiennent du NaHCO3 solide en lieu et place des pastilles de NaOH.Placer comme dans le cas précédent, un lot de feuilles dans chacune de ces boîtes et remettre les

couvercles.

FeuilleSolution de KClcristaux de NaHCO3

Lumière

Entrouvrir les boîtes, déposer avec une pipette 2mL de solution d’HCl sur le bicarbonate etrefermer immédiatement.

Après disparition de l’effervescence, verser une nouvelle quantité d’HCl et renouvelerl’opération 3 fois. Prendre soin de ne pas faire tomber d’HCl dans la solution de flottaison.Placer les 4 boîtes sous la loupe éclairante à une distance de 20 cm environ pendant 2h avantobservation .Attention : Prendre soin de bien éclairer les feuilles.

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Protocole n°2

Obtention de lambeaux d'épiderme quels que soient la plante, le traitement, la face foliaire.

Collage de l’échantillon

Pour le haricot, la feuille limbe à plat, sur la paillasse. Prélever un fragment de ruban adhésif(matériel fourni) de 3 cm de longueur environ.

Coller le ruban sur le limbe parallèlement à l'axe principal de la feuille (étape n°1). Bien noterla face étudiée : inférieure (abaxiale) ou supérieure (adaxiale). Sectionner le limbe le long du ruban etutiliser la partie collée (étape n°2). Le reste de la feuille conservée en milieu humide peut servir pourune deuxième préparation.

Etape n°1 Etape n°2

Pour le maïs ou le blé, couper un fragment foliaire de 4 cm de longueur environ et coller le rubanadhésif sur toute la largeur du fragment.

Plonger l’ensemble limbe et ruban adhésif dans la boîte C qui contient une solution de KCl. La feuilledoit être appliquée contre le fond du récipient, ruban adhésif vers le haut. En le maintenant par l’une deses extrémités, frotter uniformément le ruban adhésif avec l'ongle en exerçant une pression modérée(étape n°3). Une destruction partielle du tissu foliaire est observée avec une libération de cellules dansla solution.

solution de KCl

ruban adhésiflimbe foliaire (contre le fond de la boîte)

Etape n°3

(mouvement de grattage)

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Mise à nu de l’épiderme

Retourner l’échantillon, avec le limbe foliaire du côté de l'observateur. Gratter, avec unepression modérée, la surface foliaire avec une lame de verre inclinée jusqu’à enlèvement de la majeurepartie du parenchyme chlorophyllien (étape n°4). L'épiderme ainsi mis à nu reste collé, avec quelquescellules du mésophylle (traces vertes) sur le ruban adhésif.

solution de KCl

ruban adhésif

limbe foliaire (vers le haut)

Etape n°4

lame de verre (vue en épaisseur)

(mouvement de grattage)

Retirer la préparation de la boîte C et sécher rapidement la face externe du ruban adhésif en l’étalantsur du papier absorbant (étape n°5). Attention : Le matériel végétal adhérent au ruban doit resterhumide.

ruban adhésiflimbe foliaire humide

papier absorbant Etape n°5

Montage de l’échantillon et observation

Placer l’échantillon sur une lame de verre (épiderme du côté de l’observateur). Le fixer sur lalame à ses deux extrémités avec du ruban adhésif.

Monter dans la solution de KCl et recouvrir d’une lamelle (étape n°6).

Etape n°6

Lame porte objetlamelle

solution de KCl

épiderme

ruban adhésif

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Nom : Prénom :

Numéro de salle :

Matin ou Après-midi : Entourez la mention utile

Première partieA RENDRE IMPERATIVEMENT EN FIN D’EPREUVE, MEME SI LE SUJET N’EST PASTRAITE

Étude comparative, descriptive et fonctionnelledes stomates de trois Angiospermes

Durée conseillée : 2 h 30 min ; note : 17 / 40

• Matériel végétal fourni Plants de haricot, de maïs et de blé

• Équipement fourniMicroscope avec objectifs x10, x40 et x100 (à immersion). Le diamètre en µm du champ d’observationpour les différents objectifs est indiqué en séance).Huile pour observation en immersion4 grandes boîtes de Pétri (2 marquées A et 2 marquées B)1 boîte de Pétri marquée C2 boîtes de Pétri en plastique contenant un disque de papier-filtre humidifié.Loupe éclairante (illumination des boîtes)Papier absorbant.Ruban adhésif.Pissette d’eau distillée.6 pipettes poires en plastique.Annexe (2 feuilles de protocole).Calculatrice• Réactifs fournisSolution de KCl 5 mM (500mL).HCl 2N (15 mL).NaHCO3 solide.NaOH en pastilles

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A) Étude descriptive Elle se fera sur les feuilles non prétraitées des 3 plantes fournies.

A1) Préparation d’épiderme et observations microscopiquesPour chaque plante, réaliser une préparation d’épiderme de la face inférieure, en suivant le protocolen°2. Observer avec un grossissement approprié. Dessiner, dans chaque cas, un complexe stomatique enindiquant sa taille en µm, et en montrant ses rapports anatomiques avec les cellules épidermiquesvoisines, ainsi que la disposition et le nombre d’organites cellulaires identifiables. Préciser le degréd’ouverture stomatique.Conserver en atmosphère humide les préparations dans les boîtes prévues à cet effet. En cours deséance, à la demande des examinateurs, certaines préparations seront présentées et évaluées.

A1.1) Au plan de l’observation, en quoi la technique imposée diffère-t-elle de celle des empreintes plusclassiquement utilisée?

A1.1) Réponse :

A1.2) Dessins d’observationA1.2.1) Dessin d’observation pour le haricot

Commentaire :

A1.2.2) Dessin d’observation pour le maïs

Commentaire :

A1.2.3) Dessin d’observation pour le blé

Commentaire :

A2) Coupe de la feuille de maïs et observation microscopiqueRéaliser à main levée plusieurs coupes transversales. Observer directement ces coupes sans faire detraitement et repérer les stomates. Dessiner la coupe choisie et faire évaluer la préparation en séancepar l’examinateur.

A2.1) Dessin de la coupe transversale du stomate et indication des différents plans de coupe possiblessur une vue schématique à plat du stomate. Intérêt de la réalisation de plusieurs plans de coupe ?

Commentaire :

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A3) Étude de la répartition des stomates à la surface des feuillesAvec les préparations réalisées, préciser dans les 3 cercles ci-dessous représentant un champd’observation à l’objectif (x10), la distribution spatiale des stomates et l'orientation de l’ostiole enréférence à la direction principale de la lame porte objet. Une représentation stylisée simple desstomates et des nervures (le cas échéant) sera utilisée.A3.1) Étude de la face inférieureA3.1) Face inférieure

haricot

maïs

blé

Orientation de la lame porte objet

Orientation de la lame porte objet

Orientation de la lame porte objet

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A3.2) Étude de la face supérieure :

A3.2) Face supérieure

haricot

maïs

blé

Orientation de la lame porte objet

Orientation de la lame porte objet

Orientation de la lame porte objet

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A3.3) Calcul approximatif de la densité stomatique moyenne par unité de surface de feuille.Compter, pour chaque face de la feuille, le nombre total de stomates dans le champ d’observation del’objectif (x10). En utilisant l’indication fournie du diamètre du champ, calculer la densité stomatiquepar cm2 de feuille. Détailler le calcul sur un exemple seulement.

haricot :

maïs

blé

B) Étude fonctionnelle Elle se fera uniquement sur l’épiderme inférieur (abaxial) des feuilles de haricot et de maïs prétraitéesen suivant le protocole n°1.

B1) Définition du facteur environnemental faisant la différence entre les boîtes A et BB1) Réponse

B 2) Représentation de l’état stomatiqueUtiliser le matériel foliaire placé dans les boîtes de Pétri A et B.Dans chacun des cas, faire les observations sur 3 régions distinctes de la préparation.Pour un bon repérage des stomates et une identification précise de leur état d’ouverture utiliser lesgrossissements qui conviennent. Repérer d’une manière conventionnelle, dans les 6 cerclesreprésentant des champs distincts, chaque stomate par une croix (+) affectée d’un des signes (oo) pourun stomate pleinement ouvert, (o) pour un stomate entrouvert et (f) pour un stomate fermé.Avec un effectif suffisant, représenter les trois catégories (oo), (o) ou (f) sous forme d’un histogrammeafin de faire un bilan comparatif.

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B 2.1) Représentation conventionnelle des observationsharicot

Boîte A Boîte B

Un exemple dereprésentation

+(oo) +(o)

+(f)

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maïsBoîte A Boîte B

Un exemple dereprésentation

+(oo) +(o)

+(f)

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B2.2) Représentation des résultats de B2.1 sous forme d’histogrammes.

B2.2) Histogrammes :

haricot maïs

B2.3) Calcul de la surface libre d’échanges gazeux à travers l’ostiole à pleine ouverture.

B2.4) Résultats et interprétation

Conclusion générale

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Nom : Prénom :

Numéro de salle :

Matin ou Après-midi : Entourez la mention utile

Deuxième partie

A RENDRE IMPERATIVEMENT EN FIN D’EPREUVE, MEME SI LE SUJET N’EST PASTRAITE

Étude comparative morpho-anatomique de l’organisation corporelle

Partie 2a : Morpho-anatomie. Durée conseillée : 2 h; note : 13 / 40

Cet exercice est libre de consignes précises pour ce qui concerne l’exploitation del’échantillon. Le jury souhaite pouvoir évaluer des présentations démonstratives. Des schémassimples de situation et des commentaires sont également attendus.

Matériel à disposition :- Langoustine (2 animaux frais)- une cuvette à dissection- des épingles- une loupe binoculaire- À partir des échantillons proposés, illustrer à l’aide d’observations et de schémas(morphologie externe, traits anatomiques), ceux des termes suivants qui vous paraissentpertinents: céphalisation, cérébralisation, métamérisation, régionalisation, segmentation,« tagmatisation ».

Partie 2b : Reconnaissance comparée. Durée conseillée : 30 min ; Note : 4 / 40

Matériel à disposition :

- 10 échantillons et/ou document numérotés de 1 à 10.- 1 feuille pour la reconnaissance systématique.- 2 feuilles pour un commentaire raisonné des échantillons, seuls ou associés comme suit :

[1 et 2], [3], [2 et 4], [6 et 7], [8 et 9], [10]

Identifier(partie 2 b1) et comparer (partie 2 b2) les échantillons proposés vous appuyant surles termes cités dans la partie 2a.

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Partie 2a

A RENDRE IMPERATIVEMENT EN FIN D’EPREUVE, MEME SI LE SUJET N’EST PASTRAITE

Partie 2b1 : Identification.

Échantillonsou photo

Nom Position systématique

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Partie 2b2 : Comparaisons raisonnées.

1 et 2

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2 et 4

Suite :

6 et 7

8 et 9

10

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Troisième partie

A RENDRE IMPERATIVEMENT EN FIN D’EPREUVE, MEME SI LE SUJET N’EST PASTRAITE

Analyse de biologie évolutive

Durée conseillée : 1 h ; note : 6 / 40

Les figuiers (genre Ficus) comptent environ 800 espèces tropicales et subtropicales,très diversifiées pour leur habitat et leur architecture (arbres, arbustes, lianes, hémi-épiphytes).Ils sont caractérisés par la production d’inflorescences / infrutescences originales, les figues.Ce sont des structures en forme d’urne, tapissées à l’intérieur de fleurs femelles uniovulées, etparfois de fleurs mâles suivant le sexe fonctionnel de l’individu (hermaphrodite, mâle oufemelle). Une fleur femelle donne soit une graine de figuier (disséminée grâce aux animaux senourrissant des figues fruits) soit une galle où se développe une larve d’insecte. Lespollinisateurs sont des Hyménoptères de la famille des Agaonidés. Dans la plupart des cas, larelation est spécifique : à chaque espèce de Figuier est associée une espèce d’Agaonidé.Les figuiers sont dioïques ou monoïques. On s’intéressera seulement au cas des espècesmonoïques.Dans ces espèces, les figues produisent à la fois pollinisateurs et graines. L’insecte femellepollinisateur chargé de pollen entre dans une figue en fleur (fonctionnellement femelle) parune petite ouverture gardée par des bractées, l’ostiole, située à l’apex de la figue. A l’intérieurde l’inflorescence, elle dépose du pollen et pond dans certaines fleurs femelles. Pendantplusieurs semaines, les larves se développent dans des galles dérivées de ces fleurs femelles.Les insectes mâles sortent d’abord de leur galle, et gagnent la lumière de la figue. Ilsfécondent les femelles, puis celles-ci émergent dans la lumière de la figue. Ces femelles sechargent du pollen des fleurs mâles qui sont alors mûres, puis sortent de la figue à larecherche d’un lieu de ponte. Dans le même temps, certaines fleurs femelles, nontransformées en galles mais pollinisées, produisent des graines. On distingue deux modes de pollinisation par les insectes :Dans le cas de la pollinisation active (figure 1), la pollinisatrice possède sur le thorax depetites poches qui se remplissent de pollen lorsqu’elle émerge dans la lumière de la figue.Arrivée dans la figue où elle pond, elle étale activement ce pollen avec ses pattes antérieuressur les stigmates. Des études expérimentales montrent qu’une larve se développe mieux dansune fleur qui a été pollinisée.Dans le cas de la pollinisation passive, c’est du pollen accroché aux soies ou piégé dans lessoufflets de la cuticule qui féconde les fleurs. La pollinisation active est plus efficace que lapollinisation passive et les espèces de figuier pollinisées par pollinisation active produisentmoins de pollen que ceux pollinisés passivement.

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Fig 1 : Ceratosolen arabicus femelle en train de pondre et de déposer activement du pollen.

1) Quel est le mode de pollinisation le plus avantageux pour le Figuier ?Quel est l’inconvénient pour l’insecte de pondre dans une fleur qui ne serait pas pollinisée ?Est-il logique, à ce stade de l’analyse, de supposer que la sélection naturelle ait pu amener àpasser de la pollinisation active à la pollinisation passive ?

La figure 2a représente l’évolution du mode de pollinisation replacé sur l’arbrephylogénétique des figuiers construit à partir de données moléculaires indépendantes descaractères morphologiques étudiés.

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Fig 2a : Évolution du mode de pollinisation et phylogénie des figuiers. Le figuré des branchesreprésente l’état obtenu par reconstruction parcimonieuse.

2) D’après la figure 2a quel est le nombre minimum de passages de la pollinisation active àla pollinisation passive ? Les indiquer sur la figure 2a.

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Fig 2b : Évolution de la structure des stigmates et phylogénie des figuiers. Le figuré des branchesreprésente l’état obtenu par reconstruction parcimonieuse.

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1a : Ficus glumosa 1b : Ficus maximaFigure 1 : C.L. de figues de figuiers monoïques (x 10)

Chez les figuiers, on trouve deux types de configuration possibles pour les stigmates àl’intérieur d’une figue (Fig. 3a et fig. 3b de la planche en couleurs). Dans certaines espèces,les stigmates sont tous collés ensemble et forment une sorte de plateau commun (stigmatescohésifs, 3a). Dans d’autres cas, les stigmates sont bien individualisés (stigmates libres, 3b).L’évolution de la structure des stigmates en relation avec la phylogénie des figuiers estmontrée par la figure 2b.

3) D’après les données présentées, est-il légitime de penser que l’évolution des stigmates estcorrélée à l’évolution du mode de pollinisation ?

On tente d’expliquer l’évolution du système figuier-pollinisateur observée dans lesquestions précédentes. Pour cela, on se focalise sur le fait qu’une fleur donne soit un insectepollinisateur, soit une graine de figuier, ce qui induit un conflit d’intérêt entre le pollinisateuret le figuier. La teinte du fond de la figure 4 rend compte des zones favorables pour l’un oul’autre des partenaires. Dans la partie droite de la figure, les figuiers ont des stigmatescohésifs et le pollen déposé à un endroit peut être détourné vers d’autres fleurs. Dans la partiegauche, les stigmates du figuier sont libres. Si le pollinisateur dépose activement le pollen, ilpeut donc le déposer sur le stigmate de la fleur dans laquelle il pond.

4.1) Préciser, en vous aidant de la figure 4, quelles situations sont favorables et défavorablesà l’insecte d’une part, au figuier d’autre part ?

4.2 ) Proposer un scénario de co-évolution entre figuier et pollinisateurs, permettant decomprendre l’acquisition puis la perte du comportement actif de pollinisation (on pourra lereprésenter sous forme d’un chemin co-évolutif à dessiner sur la figure 4. On devra justifierle trajet suivi en indiquant les pressions de sélection subies). Si la réponse diffère de celledonnée à la question 1 (troisième point), expliquer pourquoi.

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Comportement actifde dépôt de pollensur les stigmates

Transport passifdu pollen

Caractèresde l’insecte

Stigmateslibres

Stigmates cohésifsCaractèresdu figuier

�

�A

B

Fig. 4 :Co-

évolutionentre le

figuier etle

pollinisateur.

Hypothèse du

conflit.

B