ECOLE NATIONALE VETERINAIRE DE LYON

Année 2007 Thèse n°

DOSAGE DE L’ACTH POUR LE DIAGNOSTIC ETIOLOGIQUE DE L’HYPERCORTICISME CHEZ

LE CHIEN : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ET EXPERIMENTALE.

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD – LYON I (Médecine – Pharmacie)

et soutenue publiquement le 6 juillet 2007 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

TRANCHARD Amandine Née le 16 juin 1982

A Firminy

REMERCIEMENTS

A Monsieur le Professeur ANNAT Guy de la faculté de médecine Lyon Grange

Blanche qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse

A Monsieur le Professeur GARNIER François de l’Ecole Nationale Vétérinaire

de Lyon qui m’a aidé dans la réalisation et la rédaction de ce travail,

A Monsieur le Professeur BURONFOSSE Thierry de l’Ecole Nationale

Vétérinaire de Lyon qui nous a fait l’honneur de participer à notre jury de thèse,

Au Docteur PASTOR Mélanie, chargée de consultation à l’école vétérinaire de

Lyon pour son implication dans la réalisation des dosages et dans le suivi des cas

cliniques,

A toute l’équipe du laboratoire de biochimie de l’école vétérinaire de Lyon, en

particulier Edwige, pour nous avoir aidé en réalisant les dosages,

A toute ma famille, mes amis et à Pascal pour m’avoir soutenu durant mes

études et pendant la réalisation de ma thèse,

Sincères remerciements.

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INTRODUCTION

L’hypercorticisme spontané ou syndrome de Cushing est une dysendocrinie

fréquente chez le chien. Elle est due à une cortisolémie trop élevée, soit à cause

d’une stimulation excessive des glandes surrénales par l’hypophyse soit à cause

d’une sécrétion excessive de cortisol par les glandes surrénales. Les signes cliniques

sont variés et évocateurs. Cependant, le diagnostic doit être confirmé par des

examens complémentaires avant de mettre en place le traitement. Certains tests

permettent un diagnostic de l’hypercorticisme alors que d’autres permettent d’en

déterminer l’origine. Parmi ceux-ci, le dosage de l’ACTH présente un grand intérêt.

La faible stabilité de l’ACTH rend ce test difficile à mettre en œuvre. Notre étude a

pour objectif de déterminer si ce test est utilisable en pratique courante et dans

quelles conditions.

La première partie est une étude bibliographique de l’hypercorticisme

spontané chez le chien. Dans un premier temps, nous ferons des rappels sur le

fonctionnement de l’axe corticotrope et le rôle de l’ACTH. Ensuite, nous présenterons

l’hypercorticisme avec son épidémiologie, son étiologie, ses signes cliniques, les

moyens de diagnostic et les traitements.

La deuxième partie est une étude de la stabilité de l’ACTH. Tout d’abord, nous

expliquerons la méthode de dosage utilisée. Ensuite, nous exposerons les

paramètres influençant la stabilité de l’ACTH et comment nous les avons étudiés.

Deux cas cliniques de chiens atteints d’hypercorticisme spontané seront

exposés dans la dernière partie.

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1er partie: Etude bibliographique de la sécrétion d’ACTH et de l’hypercorticisme chez le chien --------------------------------------------------9

I) Rappels anatomiques, histologiques et fonctionnels sur l’axe corticotrope --------------------------------------------------------------------------9

A. Rappels anatomo-physiologiques sur le système hypothalamo-hypophysaire 9 1- L’hypothalamus ----------------------------------------------------------------------- 9 2- L’hypophyse---------------------------------------------------------------------------11 3- Le système vasculaire hypothalamo-hypophysaire -------------------------14

B. L’ACTH, dérivé de la proopiomélanocortine (POMC) ------------------------------14 1- Le gène de la POMC ---------------------------------------------------------------14 2- Structure de la POMC et ses dérivés-------------------------------------------15 3- Régulation de l’expression de la POMC ---------------------------------------17 4- Fonction des dérivés de la POMC-----------------------------------------------18

C. Rôle de l’ACTH dans la synthèse des glucocorticoïdes ---------------------------19 1- Synthèse des glucocorticoïdes---------------------------------------------------19 2- Régulation de l’axe corticotrope -------------------------------------------------20 3- Actions sur les glandes surrénales----------------------------------------------21

II) L’hypercorticisme chez le chien ----------------------------------------- 22 A. Epidémiologie---------------------------------------------------------------------------------22 B. Etiologie----------------------------------------------------------------------------------------22

1- L’hypercorticisme d’origine hypophysaire -------------------------------------23 2- L’hypercorticisme d’origine surrénale-------------------------------------------24 3- L’hypercorticisme iatrogène-------------------------------------------------------24

C. Tableau clinique des hypercorticismes ------------------------------------------------25 1- Polyuro-polydipsie -------------------------------------------------------------------25 2- Polyphagie-----------------------------------------------------------------------------25 3- Distension abdominale -------------------------------------------------------------26 4- Faiblesse et atrophie musculaire ------------------------------------------------26 5- Signes dermatologiques -----------------------------------------------------------26 6- Anoestrus permanent et atrophie testiculaire---------------------------------28 7- Signes neurologiques---------------------------------------------------------------28 8- Obésité ---------------------------------------------------------------------------------28 9- Signes respiratoires -----------------------------------------------------------------28 10- Paralysie faciale --------------------------------------------------------------------29 11- Syndrome de dégénérescence acquise de la rétine ----------------------29

D. Les complications de l’hypercorticisme ------------------------------------------------29 1- Les infections urinaires et les urolithiases -------------------------------------29 2- Le diabète sucré ---------------------------------------------------------------------30 3- L’hypertension systémique --------------------------------------------------------30 4- Les pancréatites aiguës------------------------------------------------------------30 5- L’insuffisance cardiaque congestive --------------------------------------------31 6- Les glomérulonéphrites ------------------------------------------------------------31 7- Les thromboembolies pulmonaires----------------------------------------------31

E. Diagnostic -------------------------------------------------------------------------------------31 1- Examens d’orientation--------------------------------------------------------------31

3

2- Exclusion de l’hypercorticisme : le rapport cortisol sur créatinine urinaire (RCCU)------------------------------------------------------------33 3- Confirmation de l’hypercorticisme -----------------------------------------------35 4- Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme-----------------------------------41 5- L’imagerie médicale dans le diagnostic de l’hypercorticisme-------------45

F. Traitement -------------------------------------------------------------------------------------48 1- Traitement de l’hypercorticisme hypophysaire -------------------------------48 2- Traitement de l’hypercorticisme surrénalien ----------------------------------53 3- Traitement de l’hypercorticisme iatrogène-------------------------------------54

2e partie: Etude expérimentale du dosage et de la stabilité de l’ACTH ---------------------------------------------------------------------------------- 55

I) Méthode de dosage de l’ACTH -------------------------------------------- 55 A. Dosage par radioimmunologie -----------------------------------------------------------55 B. Dosage par chimiluminescence (Immulite®) -----------------------------------------56

II) Etude bibliographique de la stabilité de l’ACTH-------------------- 58 A. Effet de l’anticoagulant utilisé-------------------------------------------------------------58 B. Effet des conditions de stockage : temps et température -------------------------59 C. Mode de prélèvement ----------------------------------------------------------------------60

III) Apport expérimental personnel ----------------------------------------- 60 A. Stabilité comparée selon la température de conservation et le milieu de prélèvement --------------------------------------------------------------------------------------61

1- Matériels et méthodes --------------------------------------------------------------61 2- Résultats -------------------------------------------------------------------------------62 3- Analyse des résultats et discussion---------------------------------------------63

B. Stabilité dans le temps sur benzamidine à 4°C --------------------------------------65 1- Matériels et méthodes --------------------------------------------------------------65 2- Résultats -------------------------------------------------------------------------------66 3- Analyse des résultats et discussion---------------------------------------------66

C. Stabilité dans le temps sur benzamidine à température ambiante--------------67 1- Matériels et méthodes --------------------------------------------------------------67 2- Résultats -------------------------------------------------------------------------------68 3- Analyse des résultats et discussion---------------------------------------------69

3e partie: Présentation de cas cliniques ------------------------------------ 72 I) Présentation du cas de Poppy -------------------------------------------- 72

A. Commémoratifs ------------------------------------------------------------------------------72 B. Anamnèse -------------------------------------------------------------------------------------72 C. Examen clinique -----------------------------------------------------------------------------72 D. Examens complémentaires ---------------------------------------------------------------72 E. Hypothèses diagnostiques ----------------------------------------------------------------73 F. Traitement -------------------------------------------------------------------------------------73 G. Evolution---------------------------------------------------------------------------------------73

II) Présentation du cas de Jyp------------------------------------------------ 74 A. Commémoratifs ------------------------------------------------------------------------------74 B. Examen clinique -----------------------------------------------------------------------------74

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C. Examens complémentaires ---------------------------------------------------------------74 D. Hypothèses diagnostiques ----------------------------------------------------------------75 E. Traitement -------------------------------------------------------------------------------------75 F. Evolution --------------------------------------------------------------------------------------75

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LISTE DES ABREVIATIONS

ACTH : AdrenoCorticoTropin Hormone

ADH: Hormone AntiDiurétique

AlAt: Alanine Aminotransférase

CLIP: Corticotropin-Like Intermediate lobe Peptide

CRH: Corticotropin Releasing Hormone

FSH: Follicle Stimulating Hormone

HCH: Hypercorticisme Hypophysaire

HCS: Hypercorticisme Surrénalien

LH: Luteinizing Hormone

LPH: Lipotropine

MSH: Melanotropine

PAL: Phosphatases Alcalines

POMC: ProOpioMelanoCortine

PUPD: PolyUro-PolyDipsie

TSH: Thyroid Stimulating Hormone

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LISTE DES FIGURES

FIGURE 1 : Relations neuronales entre l’hypothalamus et le lobe postérieur de

l’hypophyse.

FIGURE 2 : Représentation schématique des relations entre hypothalamus et

hypophyse chez les Mammifères.

FIGURE 3 : Schéma de la coupe médiane de l’hypophyse de chien.

FIGURE 4 : Organisation du gène de la POMC, de l’ARN messager et des peptides

issus de la POMC chez l’homme.

FIGURE 5 : Les peptides dérivés de la POMC

FIGURE 6 : Les étapes de la synthèses des stéroïdes.

FIGURE 7 : Démarche diagnostic lors de suspicion d’hypercorticisme.

FIGURE 8 : Représentation schématique des RCCU.

FIGURE 9 : Principe du test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH.

FIGURE 10 : Représentation schématique de la réponse de la cortisolémie à la

stimulation par l’ACTH.

FIGURE 11 : Principe du freinage de la cortisolémie par la déxaméthasone faible

dose.

FIGURE 12 : Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme par l’exploration biologique.

FIGURE 13 : Concentration en ACTH chez les chiens sains et chez les chiens

atteints d’hypercorticisme d’origine surrénale ou d’origine hypophysaire.

FIGURE 14 : Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme par imagerie.

FIGURE 15 : Les étapes de la synthèses des stéroïdes.

FIGURE 16 : Représentation schématique du dosage par RIA.

FIGURE 17 : Représentation schématique du dosage par IRMA.

FIGURE 18 : Représentation schématique du dosage par chimiluminescence.

FIGURE 19 : Principe de l’émission de la lumière.

FIGURE 20 : Structure de la benzamidine.

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LISTE DES PHOTOS

Photo n°1 : Chien présentant une distension abdominale.

Photo n°2 : Alopécie sur la croupe.

Photo n°3 : Pyodermite et peau mince.

Photo n°4 : Calcinose cutanée chez un chien atteint d’hypercorticisme iatrogène.

Photo n°5 : Halètement chez un chien atteint d’hypercorticisme.

Photo n°6 : Alopécie interscapulaire chez la chienne Jyp.

Photo n°7 : Abdomen pendulaire, peau fine et comédons observables chez la

chienne Jyp.

Voir en fin de manuscrit.

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1er partie: Etude bibliographique de la sécrétion d’ACTH et de l’hypercorticisme chez le chien

I) Rappels anatomiques, histologiques et fonctionnels sur l’axe corticotrope

A. Rappels anatomo-physiologiques sur le système hypothalamo-hypophysaire

Afin d’étudier la synthèse de l’ACTH (AdrenoCorticotropin Hormone) et sa sécrétion, il convient de faire un rappel sur l’anatomie de cette glande. L’hypophyse est en contact étroit avec l’hypothalamus. (MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Le système hypothalamo-hypophysaire intervient dans la croissance, la reproduction, la lactation, le métabolisme basal, le stress, la fonction immune et l’état d’hydratation. L’ACTH nous intéressera par la suite dans l’étude de l’hypercorticisme par le rôle qu’elle joue dans la synthèse des glucocorticoïdes.

1- L’hypothalamus a. Anatomie

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990a; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997)

L’hypothalamus est situé à la base du diencéphale au plancher du troisième ventricule ventral du thalamus. En partie crâniale se trouvent le chiasma optique et la lame intermédiaire ; caudalement se trouve le corps mamillaire.

L’hypothalamus comprend deux types de neurones. Certains présentent les mêmes fonctions que les neurones des autres centres nerveux autonomes. Les autres ont des fonctions supplémentaires qui sont celles de cellules endocrines. En effet, dans les axones de ces neurones se trouvent des peptides qui sont excrétés dans un système capillaire. Les messages transmis par l’hypothalamus à l’hypophyse transitent par ce système capillaire. Ces axones, issus en majorité de neurones des régions préoptique et suprachiasmatique, convergent dans l’éminence médiane.

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FIGURE 1: Relations neuronales entre l’hypothalamus et le lobe postérieur de l’hypophyse. La vasopressine et l’ocytocine sont synthétisées par les noyaux paraventriculaires et supraoptiques puis elles sont transportés par des axones longs jusqu’au lobe postérieur. Elles sont ensuite excrétées dans la circulation générale.

b. Fonction

(MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Les hormones hypophysiotropes sont produites dans différentes zones de l’hypothalamus. Une étude d’immunofluorescence menée sur l’hypothalamus de chiens a montré que la majorité de l’immunoréactivité de la corticolibérine (CRH : Corticotropin-Releasing Hormone) est présente dans la région des noyaux périventriculaire et paraventriculaire. On la trouve en moins grande quantité dans l’aire suprachiasmatique et supraoptique et dans la région cranio-dorsale du corps mamillaire.

La régulation des cellules produisant les neurohormones est assurée par différents messagers tels que des neurotransmetteurs et des hormones. Les neurotransmetteurs régulant les synthèses de l’hypothalamus sont des bioamines et des peptides. Ils sont produits dans les portions antérieure et médiane de l’hypophyse ventrale. Ils régulent la biosynthèse et la sécrétion des hormones hypophysiotropes. Ils sont souvent présents dans les cellules produisant les hormones hypophysiotropes et sont relargués dans le sang avec ces hormones. Ils modifient ainsi l’effet des hormones sur l’hypophyse.

(ALAZARD O. 1995) Les bioamines sont: - les catécholamines : la dopamine inhibe la sécrétion de CRH et d’ACTH.

L’adrénaline et la noradrénaline inhibent la sécrétion de CRH, - les indolamines : la sérotonine stimule la sécrétion de CRH, - l’acétylcholine stimule la sécrétion de CRH, - le GABA (acide gamma-aminobutyrique) inhibe la sécrétion de CRH, - l’histamine.

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(MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) On compte plus de 50 peptides agissant sur le système nerveux central dont de nombreux sont présents dans l’hypothalamus. Ils contrôlent la libération des hormones hypophysiotropes.

Les hormones produites, dont la CRH, sont stockées dans les terminaisons nerveuses de l’éminence médiane (10 à 100 fois plus concentrées que dans les autres régions de hypothalamus).

AL=Lobe antérieur ; IL=Lobe intermédiaire ; NL=Lobe postérieur FIGURE 2: Représentation schématique des relations entre hypothalamus et hypophyse chez les Mammifères. L’hypothalamus exerce un contrôle sur le lobe antérieur par des facteurs inhibiteurs et activateurs. Ces hormones atteignent les cellules du lobe antérieur par des capillaires du système porte hypophysaire. Le lobe postérieur de l’hypophyse est une projection de l’hypothalamus. Le lobe intermédiaire est sous contrôle direct via des neurotransmetteurs.

2- L’hypophyse a. Anatomie

(KOOISTRA HS. 2000; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) L’hypophyse est

une glande suspendue à la ligne médiane de l’hypothalamus par la tige hypophysaire. Cette tige est une expansion de l’éminence médiane de l’hypothalamus.

L’hypophyse comprend 2 organes : L’adénohypophyse qui se divise en trois parties:

- Le lobe antérieur (pars anterior) ou pars distalis, - Le lobe intermédiaire (pars intermedia), - Le lobe postérieur ou lobe tubéral (pars tuburalis).

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La neurohypophyse qui comprend l’éminence médiane, l’unfudibulum ou tige et le lobe nerveux.

FIGURE 3 : Schéma de la coupe médiane de l’hypophyse de chien. De l’intérieur vers l’extérieur : lobe postérieur, lobe intermédiaire et lobe antérieur.

b. Embryogénèse

(KOOISTRA HS. 2000; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) L’adénohypophyse est issue de la poche de Rathke provenant de l’ectoderme

buccal en contact avec le neuroectoderme de l’hypothalamus ventral. La poche de Rathke se sépare de la cavité orale par constriction.

Le lobe antérieur de l’adénohypophyse est séparé du lobe intermédiaire par la fente pituitaire qui est un vestige de la poche de Rathke.

Le lobe intermédiaire est bien développé chez la plupart des Mammifères dont les chiens.

Le lobe postérieur correspond à une fusion médiodorsale d’expansions latérales de la poche de Rathke. La tige hypophysaire et la neurohypophyse sont des expansions du diencéphale.

c. Fonction de l’adénohypophyse

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990a; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) L’organisation est celle d’une glande endocrine avec des cellules glandulaires, des capillaires sanguins en grande quantité et du tissu conjonctif.

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Le lobe antérieur de l’adénohypophyse

C’est la plus grande partie de l’hypophyse. Il est formé de cordons anastomosés séparés par des capillaires et du tissu conjonctif périvasculaire. Ces cordons sont constitués de différentes cellules que l’on identifie par immunohistochimie. On a ainsi identifié cinq groupes de cellules produisant des hormones :

- les cellules somatotropes qui produisent l’hormone de croissance : GH (Growth Hormone),

- les cellules lactotropes qui produisent la prolactine, - les cellules corticotropes qui produisent l’ACTH et ses dérivés, - les cellules thyréotropes qui produisent la TSH (Thyroid Stimulating Hormone), - les cellules gonadotropes qui produisent la LH (Luteinizing Hormone) et la

FSH (Follicle Stimulating Hormone).

Dans le développement embryonnaire, deux lignées de cellules sont issues des cellules souches : les cellules basophiles dont dériveront les cellules somatotropes et lactotropes et les cellules acidophiles qui formeront les cellules gonadotropes, thyréotropes et corticotropes.

A ces cinq groupes, on peut ajouter les cellules folliculaires qui ont un rôle dans la phagocytose et probablement dans les échanges ioniques.

La sécrétion des hormones se fait par exocytose de granules sécrétoires. Selon les conditions, des granules peuvent être sécrétés préférentiellement et donc libérer préférentiellement une hormone.

Les cordons contiennent plusieurs types de cellules qui sont dans des proportions variables. Les cellules corticotropes sont plutôt concentrées dans les portions antérieure et postérieure de la région moyenne, c’est-à-dire à proximité de la zone intermédiaire.

Le lobe intermédiaire de l’adénohypohyse

(HALMI NS., PETERSON ME., COLURSO GJ., LIOTTA AS. et KRIEGER DT. 1981; KOOISTRA HS. 2000; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Il est constitué de cellules destinées à produire de la ProOpioMélanocotine (POMC), prohormone dont dérive, entre autres, l’ACTH. On distingue deux lignées de cellules qui diffèrent par les dérivés de POMC produits. Les cellules majoritaires (90%) sont les cellules mélanotropes ou cellules A. Par immunohistochimie, il a été montré que ces cellules contiennent surtout de l’α-mélanotropine. L’ACTH et la β-lipotropine y sont présentes en moins grande quantité. Disséminées parmi les cellules A, on trouve les cellules B qui contiennent de l’ACTH et de la β-lipotropine. Les cellules B présentent les mêmes réactivités vis-à-vis des différentes molécules que les cellules corticotropes du lobe antérieur. Les expériences réalisées par Kooistra lui permettent de dire que le lobe intermédiaire contribue à la sécrétion basale de l’ACTH in vivo.

L’ACTH active est deux fois plus abondante dans le lobe intermédiaire que

dans le lobe antérieur. Ceci est du à la présence des cellules B. Les hypercorticismes hypophysaires peuvent donc être dus à des adénomes du lobe antérieur mais aussi du lobe intermédiaire. En effet, sur les 11 chiens étudiés, Halmi

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et al ont identifié 8 tumeurs du lobe antérieur et 3 du lobe intermédiaire (HALMI NS., PETERSON ME., COLURSO GJ., LIOTTA AS. et KRIEGER DT. 1981).

Le lobe intermédiaire est peu vascularisé. Les peptides sécrétés par celui-ci agissent par diffusion paracrine.

Le lobe postérieur de l’adénohypohyse Il est constitué de fibres nerveuses axonales et de cellules gliales.

3- Le système vasculaire hypothalamo-hypophysaire

(MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Il existe un système porte entre la base de l’hypothalamus et le lobe antérieur de l’hypophyse. Les médiateurs hypothalamiques peuvent donc exercer leur action sur les cellules du lobe antérieur après un trajet court.

La barrière hémato-méningée dans l’éminence médiane est incomplète ce qui

permet le passage de peptides, de protéines et d’autres molécules chargées qui ne pourraient traverser la barrière hémato-méningée. Ces éléments sont donc en contact avec les terminaisons nerveuses de l’hypothalamus. Celui-ci répond en sécrétant dans le système porte des facteurs inhibiteurs ou activateurs.

L’artère hypophysaire supérieure se jette dans des capillaires portes qui forment des vaisseaux qui descendent le long de la tige infudibulaire. Ils forment alors un nouveau réseau capillaire qui entoure l’hypophyse. Le système veineux rejoint la veine jugulaire interne.

Le flux sanguin issu du plexus primaire du lobe postérieur va dans la circulation systémique, le lobe antérieur de l’hypophyse et l’hypothalamus. La circulation dans l’hypophyse se fait : depuis le lobe antérieur vers le lobe postérieur puis vers l’infudibulum et enfin, retour au lobe antérieur. Le plexus primaire peut donc exercer un contrôle sur tout ce qui est afférent et sur une grande partie de ce qui est efférent à l’hypophyse.

Le lobe intermédiaire est peu vascularisé.

B. L’ACTH, dérivé de la proopiomélanocortine (POMC)

1- Le gène de la POMC

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b) Chez l’homme, le gène de la POMC est situé sur le chromosome deux. Il est constitué de trois exons et deux introns. L’exon un n’est pas traduit. L’exon deux code pour le peptide signal d’entrée dans le réticulum endoplasmique et pour le début du segment N-terminal de la POMC. Les dérivés de la POMC sont majoritairement codés par l’exon trois. Il code aussi le reste du fragment NT et le peptide de jonction.

Ce gène est très conservé entre les différentes espèces.

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FIGURE 4 : Organisation du gène de la POMC, de l’ARN messager et des peptides issus de la POMC chez l’homme.

L’hypothèse d’une régulation du gène de la POMC chez l’homme par un segment d’ADN de 21 bases localisées en amont de la séquence codant pour l’ARN messager a été émise.

L’organisation du gène de la POMC diffère de l’organisation habituelle des gènes du fait que :

- la plupart de la séquence codant la protéine est contenue dans un seul exon, - la séquence du segment NT de l’ARN messager est interrompue par un intron.

2- Structure de la POMC et ses dérivés

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) La POMC est un précurseur de 241 acides aminés et de poids moléculaire égal à 28500 Daltons. La POMC est formée de trois domaines structuraux précédés par la séquence signal (26 acides aminés). Ce sont : Le fragment N-terminal formé de 131 acides aminés, L’ACTH qui comporte 39 acides aminés, La β-lipotropine (β-LPH) qui comprend la séquence C-terminale.

Au sein de la POMC, des sites de coupures ont été identifiés et sont exprimés spécifiquement dans certains tissus. Dans les cellules corticotropes, l’ARN messager dirige la synthèse de la POMC et la production de dérivés biologiquement actifs.

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Deux fragments sont compris dans la structure de l’ACTH. Ce sont donc des sous-produits du métabolisme de l’ACTH. Ce sont :

- L’α mélanotropine (α-MSH) qui correspond aux acides aminés 1 à 13 de l’ACTH,

- Le corticotropin-like intermediate lobe peptide (CLIP) qui correspond aux acides aminés 18 à 39. Ces peptides ne sont jamais sécrétés comme des hormones propres ; ils

dérivent toujours de l’ACTH. On comprend donc l’importance pour le dosage de l’ACTH : il doit être assez spécifique pour ne prendre en compte ni les dérivés de l’ACTH ni son précurseur. De plus, il faut un milieu de prélèvement dans lequel l’ACTH est stable afin de ne pas sous-estimer sa concentration dans le plasma.

La β-LPH agit comme un opiacé endogène ; elle a donc un rôle dans la perception de la douleur. Elle a aussi un rôle dans la régulation d’autres hormones hypophysaires et dans le contrôle nerveux de la respiration. Ces dérivés sont la γ-LPH (1 à 58) et la β-endorphine (61 à 91) dont dérivent la β-MSH et la Met-enképhaline.

FIGURE 5 : Les peptides dérivés de la POMC

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3- Régulation de l’expression de la POMC

(BENTLEY PJ. 1998) La POMC est produite à différents endroits et principalement dans les cellules corticotropes du lobe antérieur, dans les cellules mélanotropes du lobe intermédiaire et dans l’hypothalamus. Les dérivés produits sont fonction du type de cellules.

Ainsi, les cellules corticotropes produisent majoritairement de l’ACTH, de la β-LPH et le fragment N-terminal. Les cellules mélanotropes produisent majoritairement de l’α-MSH, du peptide CLIP et de la β-MSH. La β-endorphine est produite dans les deux types de cellules à partir de la β-LPH.

Chez le chien, le lobe antérieur contient une concentration en ACTH deux fois plus élevée que celle présente dans le lobe intermédiaire.

L’expression du gène de la POMC est régulée par les mêmes promoteurs dans les cellules corticotropes et mélanotropes.

a. Dans le lobe antérieur de l’adénohypophyse

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b) Les cellules corticotropes sont régulées

par des substances d’origine neurale et périphérique. Des études in vivo et in vitro ont montré que plusieurs substances naturelles stimulent la sécrétion des dérivés de la POMC. Ce sont : la CRH (Corticotropin-Releasing Hormone), l’AVP (Arginine VasoPressine), les catécholamines (adrénaline et noradrénaline), l’ocytocine, l’angiotensine II… La présence de récepteurs pour certaines de ces molécules a été mise en évidence. Toutes ces substances sont présentes dans les terminaisons nerveuses de l’éminence médiane et peuvent donc atteindre les cellules corticotropes de l’adénophypophyse. Cependant, la sécrétion d’ACTH par l’hypophyse est régulée quasi exclusivement par la CRH.

(MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Dans le lobe antérieur de l’hypophyse, les cellules corticotropes sont soumises à deux actions :

- celle de la CRH qui joue un rôle activateur en induisant une augmentation de la production d’AMP cyclique. Des doses croissantes de CRH provoquent une augmentation dose dépendante de l’activité des protéines kinases AMPc dépendantes.

- celle des glucocorticoïdes qui inhibent l’expression du gène de la POMC par l’intermédiaire de récepteurs aux glucocorticoïdes de type II.

b. Dans le lobe intermédiaire de l’adénohypophyse

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) Dans les cellules mélanotropes du lobe intermédiaire, l’expression de la POMC est aussi stimulée par l’AMPc. Des expérimentations in vitro ont montrées que la CRH joue un rôle activateur. Cependant, une imbibition chronique par la CRH augmente la concentration d’ARN messager de la POMC dans le lobe antérieur alors qu’elle la fait diminuer dans le lobe intermédiaire.

L’expression du gène de la POMC est inhibée par les mécanismes dopaminergiques et GABAergique mais ne l’est pas par les glucocorticoïdes. Elle est stimulée par les mécanismes β-adrénergiques. Les catécholamines stimulent la

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sécrétion des dérivés de la POMC par une action sur les récepteurs β-adrénergiques des cellules mélanotropes, indépendamment de la CRH.

L’activité de la CRH a été démontrée sur le lobe intermédiaire car elle agit sur les cellules corticoptropes. Son action serait faible par rapport à celle de l’adrénaline.

Le lobe intermédiaire est peu vascularisé. La régulation est principalement sous contrôle nerveux. En effet, la sécrétion des dérivés de la POMC est majoritairement régulée par des neurotransmetteurs sécrétés par les neurones catécholaminergiques innervant ce tissu.

4- Fonction des dérivés de la POMC

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997)

L’ACTH a pour principale fonction la stimulation de la synthèse et de la sécrétion de glucocorticoïdes par les zones fasciculée et réticulée du cortex surrénal. Elle exerce aussi un effet trophique sur le cortex surrénal. Son rôle de stimulation de la sécrétion de minéralocorticoides et d’androgènes est moins important. C’est la portion terminale de l’ACTH (acide aminé 1 à 18) qui assure cette fonction.

Elle provoquerait aussi la lipolyse du tissu adipeux et la dégradation des protéines musculaires en acides aminés. Le rôle dans la lipolyse du tissu adipeux s’exerce grâce à la présence de la séquence 4-10 de l’ACTH, également présente dans la γ-LPH et la γ-MSH. L’action lipolytique de l’ACTH est 2 à 3 fois moins importante que l’action stimulatrice de la stéroïdogénèse.

Le fragment N-terminal potentialise l’action sur la stéroïdogénèse de l’ACTH. Il stimule la sécrétion d’aldostérone et a une action natriurétique. Il stimule aussi la mitose dans les glandes surrénales.

La β-LPH est faiblement lipolytique. Sa principale fonction est d’être le précurseur de la β-endorphine.

L’α-MSH a un rôle incertain mais la présence de récepteurs spécifiques sur de nombreux tissus suggère qu’il agirait sur différents organes. Il jouerait aussi un rôle dans la régulation de la croissance intra-utérine et stimulerait la stéroïdogénèse chez le fœtus.

In vitro, on a montré que le peptide CLIP stimule la synthèse d’ADN dans les glandes surrénales.

L’administration d’ACTH et d’autres peptides dérivés de la POMC a montré des effets sur l’homéostasie (pression sanguine, température) de la plupart des Mammifères. Ils ont des effets dose dépendants sur l’apprentissage et la mémoire. Souvent, l’ACTH et la β-endorphine ont des effets opposés.

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C. Rôle de l’ACTH dans la synthèse des glucocorticoïdes

1- Synthèse des glucocorticoïdes

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990c; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) Les hormones stéroïdes sont synthétisées à partir du cholestérol. Il est obtenu

par synthèse hépatique ou absorption intestinale. Il entre dans les cellules sous forme de complexes (LDL : Low Density Lipoproteins et HDL : High Density Lipoproteins) grâce à des récepteurs spécifiques. Dans la cellule, le cholestérol est directement utilisé ou bien stocké sous forme d’esters. Il subit des hydroxylations en C20 et C22 puis est soumis à l’action de la desmolase. Cette étape aboutit à la prégnénolone dont l’obtention possède une régulation spécifique dans les surrénales, les ovaires ou les testicules.

Dans les surrénales, la synthèses des glucocorticoïdes à lieu dans les cellules de la zone fasciculée. Les étapes de la synthèse sont détaillées dans le schéma suivant :

FIGURE 6 : les étapes de la synthèses des stéroïdes

La transformation de la prégénolone en progestérone fait intervenir deux enzymes dont la 3β-hydroxysteroid oxydoreductase. Celle-ci nous intéressera par la suite car elle est la cible de l’action du trilostane, molécule utilisée dans le traitement de l’hypercorticisme.

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2- Régulation de l’axe corticotrope

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990c; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) L’ACTH intervient en stimulant la synthèse des glucocorticoïdes par les glandes surrénales. La sécrétion d’ACTH par l’adénophypophyse est sous le contrôle de l’hypothalamus par l’intermédiaire de la CRH. La CRH n’est pas la seule hormone à stimuler la sécrétion d’ACTH mais elle reste la principale. L’ACTH et la CRH sont sécrétées de manière pulsatile.

La CRH est un peptide de 41 acides aminés qui agit en se fixant sur les récepteurs spécifiques des cellules corticotropes du lobe antérieur. Elle agit de la même manière sur les cellules du lobe intermédiaire mais de façon moins importante.

Chez le chien, le principal glucocorticoïde est le cortisol. Il exerce un rétrocontrôle négatif sur l’hypothalamus et l’hypophyse, inhibant ainsi les sécrétions de CRH et d’ACTH. Il existe deux composantes dans ce rétrocontrôle négatif : un rétrocontrôle rapide dû aux changements de concentrations plasmatiques du cortisol et un rétrocontrôle lent dû à la valeur absolue de la concentration en cortisol. Ce dernier fait appel à un mécanisme nucléaire c’est-à-dire une action sur la transcription de l’ARN messager de l’ACTH.

Il existe un rétrocontrôle négatif court de l’ACTH sur l’hypothalamus.

Les cinétiques de sécrétion de la β-LPH et de la β-endorphine sont identiques à celle de l’ACTH. En effet, leurs concentrations augmentent en réponse aux différents stress et sont diminuées par l’action des glucocorticoïdes. De plus, lors de maladie modifiant la concentration d’ACTH, les concentrations de ces hormones évoluent en parallèle à celle de l’ACTH.

La sécrétion d’ACTH est stimulée par la prise de nourriture et par différents types de stress : douleur, traumatisme, hypoxie, hypoglycémie aiguë, froid, chirurgie…).

(MOL JA. et RIJNBERK AD. 1997) La régulation fait appel à d’autres signaux provenant du système nerveux central. Ces signaux sont des facteurs extrinsèques : l’environnement avec la température et la luminosité, le stress ; et un facteur intrinsèque : le rythme circadien. Ils exercent leur action par l’intermédiaire de neurotransmetteurs et d’hormones dont la CRH.

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3- Actions sur les glandes surrénales

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b; CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987; HERRTAGE ME. 2004) Le cortex surrénal dérive du mésoderme et la médulla de l’ectoderme. Le cortex représente 80% des surrénales. Il synthétise environ 30 hormones que l’on divise en trois groupes : les glucocorticoïdes, les minéralocorticoïdes et les hormones sexuelles.

Il comprend trois zones qui sont, de la périphérie vers le centre : La zone glomérulée qui est constituée de cellules disposées en cercles et en

arcades. Elles produisent les minéralocorticoïdes (aldostérone) et ne régressent pas lorsqu’on réalise une hypophysectomie. Elle représente 25% du cortex. La zone fasciculée est la plus développée (60% du cortex). Elle est formée de

cellules disposées en colonne, longitudinalement. La zone réticulée représente les 15% restant.

Les zones fasciculée et réticulée sont sous le contrôle de l’ACTH. On a montré qu’elles régressaient lors d’hypophysectomie. Elles produisent les glucocorticoïdes (cortisol) et les hormones stéroïdiennes (androgènes).

(BAULIEU EE. et KELLY PA. 1990b; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; ROUSSEL R. 1994) La synthèse des glucocorticoïdes est stimulée par l’ACTH de manière immédiate et retardée : L’effet immédiat est du au couplage de la fraction 1-10 de l’ACTH avec

l’adénylcyclase. Il y a alors augmentation de la concentration d’AMPc qui active une protéine kinase. Cette dernière favorise la transformation du cholestérol en prégnénolone, étape de la synthèse des glucocorticoïdes. L’effet retardé est un mécanisme nucléaire par stimulation de la transcription.

L’ACTH exerce un effet trophique sur le cortex surrénal par son action

stimulante sur la synthèse protéique et par l’inhibition de la dégradation des protéines constituant les surrénales.

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II) L’hypercorticisme chez le chien

Dans cette partie, les points suivants seront exposés : l’épidémiologie de l’hypercorticisme, son étiologie, son tableau clinique, ses complications, ses méthodes de diagnostic et enfin, les traitements existants.

A. Epidémiologie Races: (HERRTAGE ME. 1998; MEIJER JC. 1980) L’hypercorticisme peut

toucher toutes les races de chiens mais certaines sont plus fréquemment atteintes. Parmi ces races prédisposées, on observe de nombreux HCH (HyperCorticisme Hypophysaire) chez les caniches, les teckels, et les terriers de petits formats : jack russel terrier, staffordshire bull terrier. D’après (ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006), 50% des chiens atteints d’hypercorticisme pèsent moins de 10kg ; et 75% pèsent moins de 20kg. Les tumeurs des surrénales (HyperCorticisme d’origine Surrénale : HCS) sont plus fréquentes dans les plus grandes races (50% des chiens atteints pesant plus de 20kg (REUSCH CE. et FELDMAN EC. 1991; ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006). Age : (HERRTAGE ME. 1998; MEIJER JC. 1980) Les HCH atteignent des

animaux d’âge moyen : 7 à 9 ans, les extrêmes étant observés à 2 et 16 ans. Les HCS touchent des animaux plus âgés : 11 à 12 ans avec des extrêmes de 6 à 16 ans (REUSCH CE. et FELDMAN EC. 1991). Sexe : Le HCH atteint autant les femelles que les mâles. L’HCS touche plus les

femelles que les mâles. 60%, voire 75%, des animaux atteints sont des femelles. (FELDMAN EC. 1995; MEIJER JC. 1980; ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006).

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987) Il ne semble pas y avoir de prédisposition de race, d’âge ou de sexe dans l’hypercorticisme iatrogène.

B. Etiologie

(HERRTAGE ME. 1998) L’hypercorticisme peut être iatrogène (apport excessif de glucocorticoïdes) ou spontané. L’hypercorticisme spontané résulte d’une sécrétion excessive d’ACTH par l’hypophyse (hypercorticisme hypophysaire HCH ou pituitary-dependent hyperadrenocorticism : PDH) ou d’un excès de production de cortisol par les surrénales (hypercorticisme surrénalien HCS ou adrenal-dependent hyperadrenocorticism : ADH).

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1- L’hypercorticisme d’origine hypophysaire

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998; ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006) Cette entité représente 80 à 85% des hypercorticismes spontanés. L’action trophique de l’ACTH sur le cortex surrénal aboutit à une hypertrophie bilatérale des glandes surrénales et à un excès de production de cortisol. L’hypophyse est insensible au rétrocontrôle négatif normalement exercé par le cortisol. La sécrétion d’ACTH est pulsatile et la concentration en cortisol n’est donc pas constante. A certaines périodes de la journée, la concentration plasmatique en cortisol peut être dans les valeurs usuelles. L’excès global de cortisol peut être apprécié selon son excrétion sur 24 heures par le rapport cortisol sur créatinine urinaire (RCCU : voir paragraphe E. Diagnostic).

Dans la plupart des cas, les HCH sont dus à des tumeurs. Les plus fréquentes sont des adénomes soit du lobe antérieur (majoritaire) soit du lobe intermédiaire.

Deux types de tumeurs sont responsables de HCH : (HERRTAGE ME. 1998) Les microadénomes font moins de 1 à 10 mm de

diamètre selon les auteurs (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004). Ils sont probablement sous estimés car leur diagnostic est difficile (microdissection, expériences, immunocytochimie). L’estimation de leur fréquence est donc très variable : de 20 à 100% (MEIJER JC. 1980). Ils sont tout de même considérés comme majoritaires (ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006). (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) Ces tumeurs sont composées de cellules, contenant de nombreux granules basophiles, arrangées de manière sinusoïdale. (HERRTAGE ME. 1998) Les macroadénomes font plus de 10 mm de diamètre.

On les observe dans 10 à 20% des cas de HCH. Ces tumeurs peuvent comprimer ou envahir les structures adjacentes notamment l’hypothalamus situé dorsalement. Des signes neurologiques peuvent alors être présents. Ils restent rares car ces tumeurs se développent lentement. On n’a cependant pas observé de destruction de la selle turcique chez les chiens.

Selon (ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006), les macrotumeurs représentent 20 à 30% des tumeurs hypophysaires et la majorité sont des macrocarcinomes.

Autres mécanismes responsables de HCH : (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) Le HCH peut aussi être dû a une

hyperplasie de l’hypophyse mais cela reste rare. Elle résulterait d’un excès de stimulation de l’hypophyse par l’hypothalamus par l’intermédiaire de la CRH. La plupart des cas observés avec une hypertrophie de l’hypophyse présentaient aussi une tumeur de l’hypophyse. L’absence de réponse au rétrocontrôle négatif conduirait aussi à un HCH.

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2- L’hypercorticisme d’origine surrénale

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998; ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006) L’hypercorticisme spontané est dû dans 15 à 20% des cas à une tumeur des surrénales (unilatérale ou plus rarement bilatérale). Ces tumeurs peuvent être bénignes ou malignes mais il est difficile de différencier histologiquement les adénomes des carcinomes.

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) La classification est difficile car il est difficile de distinguer :

- les tissus normaux des tissus hyperplasiques, - les hyperplasies des adénomes, - les tumeurs du cortex surrénal (adénomes) des tumeurs de la médulla

(phéochromocytomes). Les adénomes surrénaux sont généralement de petite taille (1 à 6 cm),

encapsulés (peu invasifs) et ne métastasent pas. 50% d’entre eux sont calcifiés. Les cellules de la zone fasciculée sont majoritaires (REUSCH CE. et FELDMAN EC. 1991). Les carcinomes peuvent devenir plus gros ; ils sont localement invasifs,

hémorragiques et nécrotiques. De même que pour les adénomes, 50% sont calcifiés. Ils peuvent métastaser au foie, aux poumons et aux reins par voie hématogène. L’invasion vasculaire et capsulaire signe le caractère malin. A l’histologie, ils peuvent apparaître bénins ou très pléomorphes (REUSCH CE. et FELDMAN EC. 1991).

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) L’hyperplasie bilatérale des cortex surrénaux est secondaire à une hypersécrétion d’ACTH dans le cas de HCH. On observe une hyperplasie identique des cellules compactes de la zone réticulée et des cellules claires de la zone fasciculée.

Il existe aussi des nodules hyperplasiques qui sont jaunes. Histologiquement, ils correspondent à des cellules claires de la zone fasciculée. Ils seraient eux aussi dus à une sécrétion importante d’ACTH

Ces cas sont décrits chez des chiens présentant à la fois un HCH et une tumeur surrénale.

3- L’hypercorticisme iatrogène

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987) Il est dû à un apport excessif de glucocorticoïdes. L’hypercorticisme iatrogène survient lors de traitements longs et répétés avec des corticoïdes exogènes et surtout chez les animaux sensibles.

Les effets secondaires à cet excès de corticoïdes sont les mêmes que ceux observés lors d’hypercorticisme spontané. L’excès de glucocorticoïdes exerce une inhibition importante de l’axe hypothalamo-hypophysaire. En conséquence, les synthèses par les surrénales sont inhibées.

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C. Tableau clinique des hypercorticismes

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) L’hypercorticisme n’est pas responsable de symptômes aigüs. Les propriétaires n’observent jamais d’anorexie, de vomissements, de diarrhées, de toux, d’éternuements, de douleurs… Sur les 2000 chiens de l’étude, aucun n’a présenté de pancréatite et les insuffisances rénales ont été très rares.

(HERRTAGE ME. 1998) Nous allons répertorier les signes cliniques associés à l’hypercorticisme en les classant par ordre décroissant de fréquence. Ces signes ne sont pas toujours présents, notamment dans les grandes races et en début de maladie. Polyuro polydipsie > polyphagie > abdomen pendulaire > hépatomégalie > faiblesse ou atrophie musculaire > léthargie ; intolérance à l’effort > signes dermatologiques > alopécie > anoestrus persistant ; atrophie testiculaire > calcinose cutanée > myotonie > signes neurologiques.

1- Polyuro-polydipsie

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998) La polyuro-polydipsie est observée chez 80 à 85 % des chiens atteints d’hypercorticisme alors qu’elle n’est pas observée chez l’homme. C’est un des premiers motifs de consultation dans le cas d’hypercorticisme puisque la prise de boisson peut être 2 à 10 fois supérieure à la normale. Plusieurs hypothèses ont été émises quant à l’origine de la polyurie :

- augmentation du taux de filtration glomérulaire, - diminution de la sécrétion d’Hormone AntiDiurétique (ADH), - inhibition de l’action de l’ADH sur les tubules rénaux par interférence avec le cortisol, - inactivation accélérée de l’ADH, - augmentation du débit de filtration glomérulaire par le cortisol.

La plupart des chiens atteints d’hypercorticisme et présentant de la polyurie

ont une forme de diabète insipide central qui répond favorablement à l’administration d’ADH. Le cortisol agirait par interférence avec la sécrétion d’ADH.

2- Polyphagie

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998) Souvent, les propriétaires ne s’inquiètent pas quand leur animal mange beaucoup car pour eux, c’est un signe de bonne santé. Cette polyphagie se traduit par du vol de nourriture, des animaux qui font les poubelles, une certaine agressivité pour défendre leur nourriture. Les glucocorticoïdes ont un effet catabolisant protéique et sont responsables de la diminution de l’amino-acidémie. L’augmentation du taux de glucocorticoïdes a donc pour conséquence la polyphagie. D’après Feldman, plus de 90% des chiens atteints d’hypercorticisme présentent de la polyphagie. Les rares chiens qui ont un appétit

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diminué ou qui sont anorexiques ont une tumeur hypophysaire de grosse taille qui comprime les structures voisines.

3- Distension abdominale

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998) Plus de 85% des chiens atteints d’hypercorticisme ont un abdomen pendulaire. Cela est dû à une redistribution de la graisse sur l’abdomen (augmentation du volume de graisse péritonéale), au volume abdominal augmenté du fait de l’hépatomégalie et à l’atrophie des muscles abdominaux ; parfois, la distension de la vessie du fait de l’augmentation du volume d’urine produite et l’impossibilité de vidanger complètement la vessie sont en cause. La faiblesse des muscles de l’abdomen rend l’hépatomégalie facilement palpable. Le foie est pâle, friable et ses bords sont arrondis. Photo n°1 : Chien présentant une distension abdominale

4- Faiblesse et atrophie musculaire

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1987; FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998) La faiblesse et l’atrophie musculaire sont présentes dans 50% des cas. L’intolérance à l’effort et le refus de sauter sont souvent mis sur le compte de l’âge par le propriétaire qui ne s’en inquiète pas. On observe ces signes chez 75 à 85% des chiens atteints d’hypercorticisme. Ils sont dus à un effet direct des glucocorticoïdes sur le catabolisme des protéines. Les glucocorticoïdes provoquent aussi de l’ostéoporose. La léthargie et l’intolérance à l’effort résultent de la faiblesse et de l’atrophie musculaire.

Les chiens restent alertes mais peu actifs. De rares cas ont présenté de la

pseudomyotonie avec des contractions actives permanentes et souvent irréversibles, surtout sur les membres postérieurs. Chez les grands chiens, on note parfois des ulcères de décubitus. Quelques cas de rupture de ligament croisé antérieur, de luxation de rotule, d’arthrite ou de dégénération articulaire chronique ont été mentionnés.

5- Signes dermatologiques

(HERRTAGE ME. 1998) Le symptôme dermatologique le plus fréquemment rencontré est l’alopécie qui est bilatérale et symétrique, principalement sur les flancs. Elle résulte du catabolisme protéique.

On observe aussi : - de l’hyperpigmentation qui peut être focale ou diffuse ; - une peau mince et qui perd de son élasticité ; - de la calcinose cutanée: la vitamine D3 est responsable de dépôts de

calcium sur la peau, mais aussi dans les viscères. La calcinose cutanée est présente dans 40% des cas et peut causer du prurit ;

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- des pétéchies ; des ecchymoses ; des télangiectasies ; des phlébectasies ; des comédons ; de la séborrhée ;

- L’évolution de pyodermites secondaires superficielles ou profondes est parfois décrite. Elles sont dues à la dépression immunitaire causée par l’excès de glucocorticoïdes.

Alopécie, prurit et comédons (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004)

Des dermatologistes ont rapporté que sur 60 chiens atteints d’hypercorticisme, 100% avaient des troubles dermatologiques. Cette observation peut être faussée par leur spécialisation dans ce domaine. Parmi ceux-ci, 80% présentaient de l’alopécie bilatérale et symétrique. 25% présentaient du prurit qui était dû à de la séborrhée, à de la calcinose cutanée, à une démodécie ou à une pyodermite. D’autres études ont cependant montré que l’hypercorticisme était rarement associé à du prurit. La chute des poils est lente et progressive : elle commence par les points de pression puis concerne les flancs, l’abdomen et la région périnéale. La tête et les extrémités ne sont pas concernées. Plus rarement, la queue est la seule atteinte (aspect de queue de rat). Souvent, les follicules pileux sont atrophiés. De la kératine s’y accumule formant alors des comédons. Des comédons ont été observés dans 5% des cas, le plus souvent autour des mamelles. L’atrophie des follicules pileux est responsable d’un déficit de repousse du poil.

L’alopécie d’origine endocrinienne peut être liée à des troubles concernant la

thyroïde, les ovaires, les testicules et l’hormone de croissance. Photo n°2 : Alopécie sur la croupe

Peau mince, pyodermite, séborrhée, démodécie (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004)

Dans une étude, on a observé que la peau était devenue mince chez 13% des

chiens atteints d’hypercorticisme. On voit alors les vaisseaux sous-cutanés par transparence : c’est le signe de l’araignée.

33% des chiens présentaient de la séborrhée. Des pyodermites ont été diagnostiquées chez 55% des chiens atteints

d’hypercorticisme. La dépression immunitaire favorise l’apparition de pyodermite. Les démodécies ont été notés mais restent rares.

Photo n°3 : Pyodermite et peau mince

Calcinose cutanée et métaplasie osseuse cutanée (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004)

Le dépôt de calcium est en général irrégulier, par plaques situées dans la

peau ou en sous-cutané. On l’observe fréquemment sur la région temporale de la tête, sur la ligne dorsale, sur le cou, sur l’abdomen et en région inguinale. Des dépôts de calcium peuvent avoir lieu dans les viscères (reins, poumons…) Les

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métaplasies osseuses cutanées sont rares : 2 cas ont été décrits dans des hypercorticismes iatrogènes. Photo n°4 : Calcinose cutanée chez un chien atteint d’hypercorticisme iatrogène

6- Anoestrus permanent et atrophie testiculaire

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; HERRTAGE ME. 1998) On constate que soit le propriétaire attribue ces changements à l’âge de l’animal, soit il n’y fait pas attention.

Souvent, les femelles non stérilisées ne présentent plus de cycle sexuel depuis plusieurs années. Cela reflète souvent la durée d’évolution de la maladie. Chez le mâle non castré, les testicules deviennent spongieux et petits. Le rétrocontrôle négatif sur l’hypophyse par le taux de cortisol élevé agit sur la sécrétion de cortisol ainsi que sur la sécrétion des hormones gonadotropes.

7- Signes neurologiques

(HERRTAGE ME. 1998) Des signes neurologiques peuvent être présents dans le cas de tumeur hypophysaire de grande taille. Le plus souvent, ce sont : la dépression, la perte des comportements acquis, l’anorexie, la marche en cercle, l’ataxie, la cécité… Parfois, les signes neurologiques apparaissent pendant la phase d’induction du traitement à l’Op’DDD : l’absence de rétrocontrôle négatif par le cortisol résulterait en un accroissement rapide de la tumeur hypophysaire.

8- Obésité

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) Les propriétaires constatent parfois une prise de poids. Elle peut n’être qu’apparente du fait de la redistribution des graisses. L’obésité réelle n’a été observée que chez moins de la moitié des chiens.

9- Signes respiratoires

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) Halètement :

Plusieurs facteurs interviennent dans l’essoufflement observé chez les chiens

atteints d’hypercorticisme : le dépôt de gras dans le thorax, la faiblesse et l’atrophie des muscles impliqués dans la respiration, la pression exercée sur le diaphragme par la graisse abdominale et l’hépatomégalie et la minéralisation pulmonaire interstitielle. La toux est rarement rapportée. Les difficultés respiratoires sont d’autant plus importantes si l’animal présente un collapsus trachéal, une insuffisance mitrale ou tricuspide ou un stress (exercice, excitation…).

La scintigraphie a permis de mettre en évidence une minéralisation pulmonaire interstitielle chez plus de 90% des chiens atteints d’hypercorticisme

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spontané. Quelques cas d’hypoxémie et de minéralisation bronchique sont rapportés. Photo n°5 : Halètement chez un chien atteint d’hypercorticisme

Détresse respiratoire :

Il est reconnu que les chiens atteints d’hypercorticisme peuvent présenter des thromboembolies pulmonaires (voir complications). En conséquence, il peut y avoir des troubles respiratoires chroniques ou aigus voire des détresses respiratoires sévères.

10- Paralysie faciale

Elle est relativement rare et peut être unilatérale ou bilatérale.

11- Syndrome de dégénérescence acquise de la rétine

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) La cause de ce syndrome n’est pas connue mais il entraîne une cécité brutale et permanente chez des chiens adultes. C’est une lésion non inflammatoire qui consiste en la perte des photorécepteurs de la rétine. Un lien avec l’hypercorticisme peut être envisagé. En effet, 16 des 44 chiens d’une étude présentaient des signes compatibles avec un hypercorticisme. Chez 8 de ces chiens, des tests de dépistage ont confirmé la suspicion d’hypercorticisme.

D. Les complications de l’hypercorticisme

Nous allons décrire les complications les plus fréquentes.

1- Les infections urinaires et les urolithiases

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; NICHOLS R. 1997) 40 à 50% des chiens présentent une infection du tractus urinaire lors du premier examen. On conseille donc de réaliser une bandelette urinaire et éventuellement de faire une culture d’urine obtenue par cystocentèse. Le cortisol circulant en excès ayant une action anti-inflammatoire, les chiens ne présentent pas de strangurie ni de pollakiurie. Souvent, des bactéries peuvent être mises en évidence par un examen microscopique. La grande fréquence des infections urinaires est due à l’effet immunosuppresseur des glucocorticoïdes et à la présence de glucose dans l’urine. En effet, les glucocorticoïdes inhibent la migration des neutrophiles et des macrophages au niveau du tractus urinaire. Les infections chroniques prédisposant alors l’apparition de calculs de struvite et d’infections ascendantes (pyélonéphrites, glomérulonéphrites).

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De plus, la polyurie (grands volumes d’urine présents dans la vessie) associée à la faiblesse musculaire sont responsables d’une distension chronique de la vessie et d’une rétention d’urine constante. L’urine diluée présente de manière chronique représente un substrat favorable au développement d’infections du tractus urinaire.

2- Le diabète sucré

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; NICHOLS R. 1997) 10% à 20% des chiens atteints d’hypercorticisme présentent un diabète sucré bien que 40 à 60% des chiens soient en hyperglycémie. Les glucocorticoïdes sont responsables d’une insulinorésistance (ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006). La perturbation du métabolisme du glucose est due à l’augmentation de la glucogénèse hépatique et à la diminution d’utilisation du glucose par les tissus périphériques. Les signes cliniques du diabète sucré sont communs à ceux de l’hypercorticisme (polyurie, polydipsie, polyphagie, hépatomégalie). De plus, lors de diabète, on a fréquemment une hyperactivité de l’axe corticotrope sans qu’il n’y ait de syndrome de Cushing. Pour établir le diagnostic différentiel entre diabète sucré et hypercorticisme, on réalise un test de tolérance à l’injection intraveineuse d’insuline. Dans le diabète sucré primaire, il n’y a pas d’insulinorésistance alors qu’elle est présente lors de diabète sucré secondaire à l’hypercorticisme (ROSENBERG D., DE FORNEL-THIBAUD P. et BENCHEKROUN G. 2006).

3- L’hypertension systémique

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; NICHOLS R. 1997) 50% des chiens non traités présentent une hypertension artérielle systémique. Les mécanismes qui pourraient intervenir sont : la sécrétion du substrat de la rénine conduisant à l’augmentation du taux d’angiotensine I, la diminution des prostaglandines vasodilatatrices, une augmentation de la réponse des vaisseaux aux catécholamines et à l’angiotensine II et la sécrétion de minéralocorticoïdes par la zone non glomérulée. La concentration d’aldostérone est fortement élevée chez les chiens atteints d’HCH non traité, modérément élevée lorsque l’HCH n’est pas tout à fait stabilisé par le traitement et quasiment normale lorsque l’HCH est bien contrôlé.

4- Les pancréatites aiguës

(NICHOLS R. 1997) Parmi les facteurs de risque d’apparition de pancréatite, on trouve l’hypercorticisme. Les signes observés sont identiques à ceux d’un surdosage en Op’DDD. Lors de surdosage, les symptômes cliniques se résolvent par l’administration de glucocorticoïdes. Si les signes persistent, il faut penser à une pancréatite.

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5- L’insuffisance cardiaque congestive

(NICHOLS R. 1997) On l’observe chez des chiens atteints d’une insuffisance tricuspide ou mitrale. Cette insuffisance est décompensée à cause de l’hypertension artérielle secondaire à l’hypercorticisme.

6- Les glomérulonéphrites

(FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004; NICHOLS R. 1997) Lors d’hypercorticisme, l’altération de la solubilité des complexes immuns, les infections chroniques et la diminution de la clearance des complexes immuns favorisent l’apparition de glomérulonéphrites.

7- Les thromboembolies pulmonaires

(NICHOLS R. 1997) La survenue de thromboembolie est favorisée par la stase ou les turbulences vasculaires, par les lésions de l’endothélium vasculaire et par l’hypercoagulabilité. Cette dernière est due à l’augmentation de synthèse des facteurs de coagulation et des plaquettes par le foie.

E. Diagnostic

(CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1988) Il est important de diagnostiquer l’hypercorticisme spontané car le pronostic peut être considérablement amélioré grâce à la mise en place d’un traitement. Sans traitement, la mort survient dans les deux ans. Pour les hypercorticismes iatrogènes, le pronostic est très souvent bon. Il n’est réservé que lors de traitements longs : une crise addisonienne pouvant survenir lors de la période de sevrage.

1- Examens d’orientation Augmentation de l’activité des phosphatases alcalines (PAL) :

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Elle est due à la

stimulation de la synthèse d’iso enzyme des phosphatases alcalines (PAL) par le foie. L’activité de ces dernières est prise en compte dans la majorité des techniques de dosage des PAL.

Certains auteurs (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; CROUAIL C. 2004; GROUX D. 2002) utilisent le dosage des PAL dans le diagnostic d’exclusion car une activité des PAL normale est peu compatible avec l’hypercorticisme. Cependant, l’augmentation des PAL n’est pas systématique lors d’hypercorticisme.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Ce test présente une sensibilité élevée puisque 90% des chiens ayant un hypercorticisme ont des PAL augmentées. Cependant, la spécificité est relativement basse puisque les PAL sont augmentées dans de nombreuses maladies. De même, le dosage de l’iso enzyme phosphatase

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alcaline cortico-induite a une spécificité faible (18%). La sensibilité quant à elle est de 95%.

Les valeurs prédictives positive et négative sont respectivement de 50% et 80%. Il y a donc 50% de faux positifs et 20% de faux négatifs. On risque donc d’exclure et par conséquent de ne pas traiter, 20% de chiens atteints. La densité urinaire est diminuée plus ou moins fortement du fait de la polyuro-

polydypsie. (PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) L’hémogramme peut

présenter des modifications telles qu’une lymphopénie (lympholyse), une éosinopénie (séquestration des polynucléaires éosinophiles), une monocytose ou une neutrophilie (démargination capillaire). (FELDMAN EC. et NELSON RW. 2004) 80% des chiens atteints d’hypercorticisme présentent une lymphopénie et une éosinopénie. Le nombre de globules rouges reste en général inchangé bien qu’une polycythémie soit possible. Elle serait due soit aux problèmes de ventilation soit à la stimulation de la moelle osseuse par les androgènes. Mesure de la cortisolémie basale

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002; PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) La cortisolémie basale est peu utilisée car sa sécrétion varie avec le stress et le moment de la journée. Chez un animal atteint d’hypercorticisme, la cortisolémie moyenne est augmentée mais une valeur à un temps donné peut être dans les valeurs usuelles (faux négatif). De plus, ce critère est peu spécifique puisque des chiens présentant d’autres maladies peuvent avoir une cortisolémie élevée.

En résumé, on observe une augmentation des PAL et une éosinopénie.

Selon la force de la suspicion clinique, la conduite diagnostic sera différente :

FIGURE 7 : Démarche diagnostic lors de suspicion d’hypercorticisme

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2- Exclusion de l’hypercorticisme : le rapport cortisol sur créatinine urinaire (RCCU)

Sensibilité et spécificité du RCCU

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Pour exclure

l’hypothèse d’hypercorticisme lors de suspicion clinique faible, on utilise des tests sensibles tels que le rapport cortisol sur créatinine urinaire. Ce test ayant une bonne valeur prédictive négative, un résultat en défaveur d’un hypercorticisme permet d’exclure cette hypothèse. Sa valeur prédictive positive est très faible. Un résultat en faveur de l’hypercorticisme ne permet pas de conclusion et on a alors recours à d’autres examens pour confirmer l’hypercorticisme.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002; HERIPRET D. 1995; RIJNBERK A., VAN WEES A. et MOL JA. 1988) La sensibilité du RCCU est élevée. Elle a été estimée, selon les études, entre 75 et 100%. La très haute sensibilité obtenue par Rijnberk (99%) peut être partiellement expliquée par le fait qu’il a réalisé deux mesures consécutives.

Les différences observées sont dues à la méthodologie employée tant pour la réalisation du dosage que pour la prise d’urine (influence du stress).

La spécificité varie de 20 à 27%. (FELDMAN EC. et MACK RE. 1992) Une

étude réalisée sur des populations de chiens ayant d’autres maladies (par exemple, animaux présentant une PUPD) donne une spécificité de 22%. La spécificité est améliorée si le stress est minimal: récolte des urines par le propriétaire chez lui. De plus, la période de recueil longue (urine du matin) permet d’obtenir la meilleure valeur moyenne possible.

Mise en œuvre du RCCU

(FELDMAN EC. et MACK RE. 1992; PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002; RIJNBERK A., VAN WEES A. et MOL JA. 1988) Le propriétaire recueille les premières urines du matin. Le prélèvement doit être réfrigéré.

La cortisolurie sur 24 heures permet d’apprécier la concentration plasmatique de cortisol libre et la quantité d’hormone produite par les surrénales en 24h. Ceci est donc plus fiable qu’un échantillon plasmatique pris à un temps t. Chez le chien, la cortisolurie sur 24 heures est techniquement difficile à mettre en œuvre. Il est plus facile de faire le rapport de la cortisolurie sur la créatininurie afin de tenir compte de la durée de production de l’urine analysée.

Résultats et interprétation du RCCU

Les chiens présentant un hypercorticisme spontané ou iatrogène ont un RCCU plus élevé que les animaux sains. Selon D. Groux (GROUX D. 2002) , le ratio serait normal lors d’hypercorticisme iatrogène. Il faut être prudent car lors de polyuro-polydypsie (d’origine autre que l’hypercorticisme) et de protéinurie, le RCCU tend vers 0/0 et devient alors indéterminable.

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(FELDMAN EC. et MACK RE. 1992) Une étude a mesuré les RCCU dans trois groupes de chiens : des chiens sains, des chiens atteints d’hypercorticisme et des chiens présentant une polyuro-polydispsie non reliée à un hypercorticisme. Elle a montré que: Les moyennes obtenues dans chacun des groupes sont significativement

différentes de celles obtenues dans les deux autres groupes. 50% des chiens atteints d’hypercorticisme ont un RCCU inférieur à la plus

haute valeur de RCCU obtenue dans le groupe de chien présentant une polyuro-polydispsie.

64% des chiens ayant une polyuro-polydispsie ont un RCCU supérieur à la plus

faible valeur obtenue dans le groupe de chiens présentant un hypercorticisme. En général, les auteurs considèrent que si le RCCU est :

<10.10-6 : le test est négatif et on peut exclure l’hypercorticisme >10.10-6 : le test est positif et l’hypercorticisme ne peut pas être exclu.

Différentes affections sont alors envisageables.

(HERIPRET D. 1995) Heripret nuance l’interprétation de ce test puisqu’il considère qu’entre 10.10-6 et 15.10-6 le test est douteux et doit être renouvelé. Le seuil de positivité est 15.10-6.

Chiens sains

Chiens atteints d’hypercorticisme

Chiens présentant une PUPD

FIGURE 8 : Représentation schématique des RCCU : test sensible mais peu spécifique permettant d’exclure un hypercorticisme mais pas de le diagnostiquer.

Par la suite, lorsque nous citerons des valeurs, elles se rapporteront à l’article d’où elles sont tirées (c’est-à-dire le dernier article cité). Pour interpréter des valeurs, il convient de se référer aux valeurs usuelles du laboratoire car elles sont variables selon les méthodes.

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3- Confirmation de l’hypercorticisme

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) En cas de suspicion clinique forte, on a recours à des tests spécifiques : test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH ou test de freinage à la dexaméthasone faible dose. Ces tests ayant une bonne valeur prédictive positive, un résultat en faveur d’un hypercorticisme permet, en association au tableau clinique, d’établir le diagnostic. Un résultat en défaveur de l’hypercorticisme ne permet pas de conclusion.

a. Test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH

Sensibilité et spécificité du test de stimulation (PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Cet examen rapide

est le seul qui permette de distinguer un hypercorticisme spontané d’un hypercorticisme iatrogène. Il sert non seulement dans le diagnostic mais aussi dans le suivi thérapeutique. (CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1988) L’inconvénient est l’existence de faux négatif lors de tumeur des surrénales car sa sensibilité est moyenne (moins bonne que celle du freinage à la dexaméthasone faible dose). De plus, il ne permet pas le diagnostique étiologique.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002) La sensibilité a été déterminée entre 73 et 95% dans des études incluant des animaux atteints de HCH et de HCS. En recoupant les données de différentes études, Behrend et Kemppainen obtiennent une sensibilité de 80,2%. Cependant, ils notent une différence de sensibilité selon l’origine de l’hypercorticisme : 87,4% pour les HCH et 61,3% pour les HCS. Cette différence peut être due :

- d’une part à la faible hyperplasie des glandes surrénales en début d’évolution, - d’autre part à l’absence de récepteurs à ACTH dans le tissu tumoral qui ne répond alors pas à la stimulation.

(HERIPRET D. 1995) Dans cette étude, la sensibilité est de 68% en prenant

comme valeur seuil de positivité : 500 nmol/L (avec un spécificité de 100%). S’il avait choisi un seuil de positivité à 400 nmol/L, la sensibilité aurait été de 80% et la spécificité de 87%. En diminuant le seuil de positivité, on augmente la sensibilité mais on diminue la spécificité. Heripret préfère utiliser un seuil élevé afin de limiter le nombre de faux positifs et ainsi ne pas traiter inutilement des animaux sains. Le diagnostic de tumeur surrénale n’est pas toujours posé avec ce test : la sensibilité est de seulement 56% pour les tumeurs surrénales.

Mise en œuvre du test de stimulation

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) On injecte du tétracosactide (ACTH de synthèse : Synacthène Immédiat®) en intramusculaire à raison de 0,25 mg (une ampoule) pour un poids vif de moins de 25 kg ; et 0,50 mg (2 ampoules) pour les chiens de plus de 25 kg. On utilise une dose élevée d’ACTH afin

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de stimuler au maximum la sécrétion de cortisol par la corticosurrénale. On dose le cortisol avant l’injection et 1h30 après.

(GROUX D. 2002) On peut également faire l’injection en intraveineuse. Le dosage de cortisol post-stimulation est alors réalisé à t+1h.

FIGURE 9 : Principe du test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH

Résultats et interprétation du test de stimulation

Chez un chien sain, on observe une augmentation de la cortisolémie plasmatique maximale après 1 à 2 heures. Chez un chien présentant un hypercorticisme spontané, l’augmentation de

la cortisolémie est supérieure à celle observée chez un chien sain. (GROUX D. 2002) Lors de HCH, l’excès constant d’ACTH provoque une hyperplasie du cortex surrénal qui présente alors des capacités sécrétoires plus élevées. De même, dans le cas de HCS, les capacités sécrétoires des surrénales sont augmentées. Le test de stimulation à l’ACTH ne permet pas de distinguer HCH de HCS. Lors d’hypercorticisme iatrogène, la cortisolémie reste basse à t0 et à

t+1h30. L’excès permanent de corticoïdes exerce un rétrocontrôle négatif sur la sécrétion d’ACTH. L’absence de stimulation conduit à une atrophie des surrénales. Remarque : on observe également une absence de réponse à l’ACTH dans l’hypocorticisme primaire qui se différencie par sa clinique.

Cortisolémie en nmol/l

t0 : 100 à 200 t+1h30 : 100 à 500

t0 : 100 à 200 t+1h30 : 500 à 700

t0 : <100 t+1h30 : <100

Interprétation Sujets sains Hypercorticisme spontané

Hypercorticisme iatrogène

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Stimulation

Temps

Cortisolémie

Chiens atteints d’hypercorticisme spontané Chiens sains Chiens atteints d’hypercorticisme iatrogène

FIGURE 10 : Représentation schématique de la réponse de la cortisolémie à la stimulation par l’ACTH Précautions particulières : des valeurs élevées en post-stimulation peuvent être

observées dans le cas de maladies très débilitantes. Il faut donc utiliser ce test en cas de forte suspicion d’hypercorticisme. Lorsque la valeur post-stimulation est comprise dans les valeurs normales et que la suspicion clinique est forte, on ne pourra pas conclure (absence d’hypercorticisme ou faux négatif ?).

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Parfois, la réponse à la

stimulation est inférieure à la normale, ce qui peut survenir dans différents cas: hypoadrénocorticisme spontané (antécédent de traitement avec des corticoïdes), HCS ou ACTH inactive. Le déficit d’ACTH lors de HCS se traduit par une atrophie de la corticosurrénale saine. On peut alors avoir une cortisolémie post-stimulation quasi-normale.

Utilisation dans le suivi thérapeutique : (PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE

FORNEL P. 2002) Après traitement, l’objectif est d’avoir une cortisolémie post-stimulation inférieure à 120-150 nmol/l. Des valeurs très basses associées à un mauvais état général doivent orienter vers une insuffisance surrénale iatrogène. Des valeurs très basses peuvent être mesurées chez des animaux en rémission (bon état général).

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b. Freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone à dose faible

Sensibilité et spécificité du test de freinage faible

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Ce test est simple mais long (8 heures). Il a une bonne valeur prédictive négative ce qui permet d’établir le diagnostic d’hypercorticisme. Il permet parfois le diagnostic étiologique mais ne permet pas de distinguer l’hypercorticisme spontané de l’hypercorticisme iatrogène.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; HERIPRET D. 1995) La sensibilité varie de 85 à 100% selon les études. Behrend et Kemppainen ont repris les résultats de différentes études et ont obtenu pour l’ensemble, une sensibilité de 95,1% (640 positifs sur 673 chiens atteints). Cette valeur est meilleure que celle obtenue avec le test de stimulation à l’ACTH pour lequel la sensibilité était de 80,2%.

La spécificité a été estimée à 44%, 70%, 73% voire 93% selon les études. On peut obtenir des faux négatifs lors d’insuffisance rénale ou hépatique car il

y a déficit de métabolisation de la dexaméthasone. Le freinage est alors prolongé.

Mise en œuvre du test de freinage faible

(FELDMAN EC., NELSON RW. et FELDMAN MS. 1996; MACK RE. et FELDMAN EC. 1990) On injecte 0,01 mg/kg de phosphate disodique de dexaméthasone en intraveineuse stricte (sinon attendre 48h avant de recommencer le test). On dose la cortisolémie avant injection (t0), à +8 heures (t8) et éventuellement à +4 heures (t4). (MACK RE. et FELDMAN EC. 1990) ont comparé deux protocoles : injection de 0,01 mg/kg de phosphate disodique de déxamethasone ou de 0,015 mg/kg de polyéthylène glycol de déxamethasone. Ils n’ont pas obtenu de différence significative entre ces deux protocoles. Les dosages de cortisolémie à + 8 heures quel que soit le protocole ont permis de différencier les chiens sains des chiens atteints. La mesure à + 4 heures permet dans certains cas d’établir un diagnostic étiologique.

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FIGURE 11 : Principe du freinage de la cortisolémie par la déxaméthasone faible dose

Résultats et interprétation du test de freinage faible

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; HERIPRET D. 1995) Chez le chien sain, on observe un freinage absolu : la cortisolémie est très

basse 8 heures après l’injection : <30-50 nmol/L. Behrend et Kemppainen prennent comme valeur seuil 30 nmol/L alors que Heripret, Mack et Feldman prend 40 nmol/L (soit 1,4 μg/dl). Lors d’hypercorticisme spontané, il n’y a pas de freinage absolu et la

cortisolémie est dans les valeurs usuelles ou augmentée 8 heures après l’injection.

L’absence de freinage lors d’hypercorticisme est due :

lors de HCH, à la résistance de la tumeur hypophysaire vis-à-vis du rétrocontrôle normalement exercé par les glucocorticoïdes (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002). lors de HCS, au fait que la tumeur sécrète de manière autonome le cortisol,

sans stimulation par l’axe hypothalamo-hypophysaire (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002).

à la métabolisation plus rapide de la dexaméthasone (MACK RE. et FELDMAN

EC. 1990; RIJNBERK A., VAN WEES A. et MOL JA. 1988).

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L’interprétation de ce test doit être faite en deux temps. 1er temps : Il permet d’établir le diagnostic d’hypercorticisme (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; HERIPRET D. 1995). Cortisolémie en nmol/L

t0 normale à augmentée t8 <30-50

t0 normale à élevée t8>30-50

t0<50 t8<50

Interprétation En défaveur d’un hypercorticisme

En faveur d’un hypercorticisme

Interprétation impossible

2e temps : (HERIPRET D. 1995; MACK RE. et FELDMAN EC. 1990) Il permet parfois le diagnostic étiologique. En effet, les adénomes hypophysaires, à la différence des tumeurs surrénales, peuvent répondre partiellement à ce test. Dans ce cas on observe un freinage sur le dosage intermédiaire (<40nmol/L) avec un échappement sur le dosage à t+8h (>40nmol/L). Heripret a ainsi obtenu un diagnostic étiologique d’HCH dans 30% des cas. Mack et Feldman ont réalisé des dosages à t+2, t+4 et t+6 heures. Certains chiens atteints d’HCH ont présenté un freinage à un ou plusieurs de ces dosages. La multiplication des prises de sang étant contraignante, ils conseillent un dosage intermédiaire à t+4 heures. Celui-ci leur a permis un diagnostique étiologique chez 28% des chiens atteints d’HCH.

(FELDMAN EC., NELSON RW. et FELDMAN MS. 1996) Les critères de suppression sont : cortisolémie à 4 heures < 40nmol/L ou cortisolémie à 4 heures <50% de la valeur à t0 ou cortisolémie à 8 heures < 50% de la valeur à t0. L’absence de ces 3 critères ne permet pas de déterminer l’étiologie de l’hypercorticisme. La suppression, définie par l’observation d’un des 3 critères, est une preuve d’HCH. En effet, aucun des 51% de chiens présentant une suppression n’était atteint d’HCS.

(MACK RE. et FELDMAN EC. 1990; RIJNBERK A., VAN WEES A. et MOL JA. 1988) La rapidité de métabolisation de la déxamethasone expliquerait cet échappement : la dexaméthasone exerce un effet inhibiteur sur la sécrétion de cortisol d’où le freinage. Celui-ci n’est que transitoire chez certains chiens atteints d’HCH car la dexaméthasone est métabolisée plus rapidement et n’exerce alors plus son effet inhibiteur. L’inhibition dure au-delà de 8 heures chez les chiens sains.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Lorsque les concentrations aux deux temps sont supérieures à 30-40 nmol/L ou supérieures à 1/2 t0, on ne peut pas conclure quant à l’étiologie de l’hypercorticisme. Le freinage faible ne permet donc pas un diagnostic étiologique dans tous les cas. Cortisolémie en nmol/L t4 <30-40

ou t4 et/ou t8 < 1/2t0 t4 et t8 > 30 et t4 et t8 > 1/2t0

Interprétation HCH HCH ou HCS

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c. Combinaison du test de freinage à la dexaméthasone et du test de stimulation à l’ACTH

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Les études donnent des temps

différents pour les dosages après injection de dexaméthasone. La sensibilité a été estimée ente 76 et 93% selon les études. Cette variabilité est due aux modalités d’interprétation. Si on estime qu’il faut que les deux tests soient positifs pour conclure à un animal atteint d’hypercorticisme, alors la sensibilité est inférieure à celle d’un test utilisé seul. Mais si on considère uniquement la réponse à la stimulation à l’ACTH alors on obtient des résultats voisins, qu’il y ait ou non injection de dexaméthasone.

Lorsqu’on combine les deux tests, la dexaméthasone est utilisée à forte dose (0,1 mg/kg). Cela permet de faire à la fois le diagnostic d’hypercorticisme et le diagnostic étiologique (HCH ou HCS).

4- Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme

L’hypercorticisme chez le chien est le plus souvent d’origine hypophysaire. Cependant, pour mettre en place le traitement adapté, il convient de poser un diagnostic étiologique.

L’origine de l’hypercorticisme peut être déterminée par l’exploration biologique ou grâce à l’imagerie médicale. Nous commencerons par détailler les méthodes d’exploration biologique : freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone à forte dose et dosage de l’ACTH. Les méthodes d’imagerie seront décrites dans le paragraphe suivant.

FIGURE 12 : Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme par l’exploration biologique

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a. Freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone à dose forte

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Ce test simple est

indiqué uniquement dans le diagnostic étiologique de l’hypercorticisme (donc après avoir établi le diagnostic de certitude d’hypercorticisme). Il présente une bonne valeur prédictive positive. Cependant, son interprétation est délicate lorsqu’il n’y a pas de freinage et il ne permet pas un bilan d’extension des tumeurs surrénales. De plus, on ne peut pas diagnostiquer avec certitudes les macroadénomes hypophysaires.

Mise en œuvre du test de freinage fort

(FELDMAN EC. 1983) Dans une étude menée en 1983, Feldman a utilisé différents protocoles pour le test de suppression à la dexaméthasone forte dose :

- une injection à 0,1 mg/kg en IV - une injection à 1 mg/kg en IV - trois injections à 0,2 mg/kg à 8 heures d’intervalle en IM

On dose le cortisol à t0 et à t + 8 heures.

Les résultats obtenus ont montré que le protocole qui donne les meilleurs résultats est celui où l’on injecte 0,1 mg/kg de dexaméthasone. Chez les chiens atteints d’HCS, il n’y a pas de freinage. Chez les chiens atteints d’HCH, 9 sur 10 présentent un freinage.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) On injecte 0,1 mg/kg de phosphate sodique de dexaméthasone par voie intraveineuse stricte (sinon attendre 72h avant de recommencer le test). On mesure la cortisolémie à t0, t4 et t8.

Résultats et interprétation du test de freinage fort

Lors d’hypercorticisme hypophysaire, la cortisolémie est fortement diminuée 4h ou 8h après l’injection. On constate que 20 à 25% des adénomes hypophysaires résistent à la dexaméthasone. Lors de tumeur surrénale, la cortisolémie à +4h et +8h est dans les

valeurs usuelles ou augmentée.

On définit le freinage par l’obtention des valeurs suivantes : - t4 < 1/2t0 ou < 30 à 50 nmol/L (valeur différente selon les

études), - t8 < 1/2t0 ou < 30 à 50 nmol/L.

L’absence de freinage ne permet pas le diagnostic étiologique ; on le définit

par : t4 et t8 > 40-50 nmol/L et > ½ t0. Le freinage quant à lui établit la présence d’un HCH. (BEHREND AN. et

KEMPPAINEN J. 2001; FELDMAN EC., NELSON RW. et FELDMAN MS. 1996) En effet, seuls 2 cas de freinage dus à un HCS ont été rapporté (les valeurs obtenues étant limites : 50% de t0 et proche de 30 nmol/L).

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L’utilisation de ce test présente tout de même un intérêt limité. En effet, sur 216 chiens de l’étude, le test de freinage à forte dose a apporté des informations complémentaires par rapport au freinage faible, pour seulement 26 chiens soit 12%.

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GROUX D. 2002) Chez 30% des chiens avec HCH, on n’observe pas de freinage. Dans ce cas, on aurait une tumeur du lobe intermédiaire de l’hypophyse qui n’est pas sensible au rétrocontrôle exercé par les corticoïdes.

50 % des cas où il n’y a pas de freinage sont dus à un HCS ; les 50% restant étant dus à un HCH. Ce test ne permet donc pas de confirmer un HCS. Il convient donc de faire un autre test ce qui montre la limite d’utilisation du test de freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone à dose forte.

b. Dosage de l’ACTH

(PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Ce test est actuellement utilisé pour le diagnostic étiologique uniquement.

Son utilisation est limitée par des contraintes liées à la conservation de

l’ACTH. Il faut une centrifugeuse réfrigérée ou des tubes EDTA associé à l’aprotinine, une congélation immédiate avec envoi sous couvert du froid. Les modalités de prélèvement et de conditionnement conditionnent l’interprétation du test car le non-respect de celles-ci provoque une dégradation de l’ACTH. Les tubes en verre ne doivent pas être utilisés car l’ACTH s’y fixe.

Afin de limiter la dégradation de l’ACTH, on suit l’un des 2 protocoles suivants :

Sang sur EDTA, centrifugation à froid immédiate, congélation du plasma puis acheminement sous couvert du froid.

Sang sur EDTA + aprotinine, centrifugation immédiate, congélation du plasma puis acheminement (de préférence à 4°C).

Lors d’HCS, le cortisol exerce un rétrocontrôle sur l’ACTH : sa synthèse est donc diminuée. Lors d’HCH, la synthèse d’ACTH est normale à augmentée.

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Concentration en ACTH en pg/mL

FIGURE 13 : Concentration en ACTH chez les chiens sains et chez les chiens atteints d’hypercorticisme d’origine surrénale ou d’origine hypophysaire

Chiens : sains atteints atteints d’HCH d’HCS

Les valeurs obtenues varient selon le laboratoire et la méthode utilisée. (PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) Certains auteurs

considèrent que le seuil de diagnostic est de 10 pg/mL (<10 lors de HCS et >10 lors d’HCH). D’autres (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001), considèrent qu’il existe une zone non diagnostique entre 10 et 15 pg/mL. Avec ces valeurs, ils ont obtenu un diagnostic étiologique dans 82,2% des cas. En répétant le dosage pour les valeurs comprises entre 10 et 15 pg/mL, le diagnostic a été établit dans 95,9% des cas.

(FELDMAN EC. 1983) Feldman a réalisé une étude sur 57 chiens. Il considérait que lorsque la concentration en ACTH était inférieure à 20 pg/mL les chiens étaient atteints d’HCS. Lorsque la valeur était supérieure à 40 pg/mL, les chiens présentaient un HCH. Ceci a permis de poser un diagnostic dans 91% des cas. En répétant le dosage pour les chiens ayant des valeurs intermédiaires, le diagnostic a été établi à 98%. Si la valeur obtenue était encore intermédiaire, le diagnostic n’était pas établi.

(GOULD SM., BAINES EA., MANNION PA., EVANS H. et HERRTAGE ME. 2001) Dans 93% des cas (27 chiens sur 29), la mesure de la concentration d’ACTH endogène et l’échographie ont donné le même diagnostique étiologique. L’intervalle de référence choisit pour la concentration en ACTH était de 13 à 46 pg/mL. Le diagnostic d’HCH était posé si la concentration en ACTH était comprise dans ces valeurs ou supérieure. Lorsqu’elle était inférieure, ils concluaient à un HCS. Tous les

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chiens atteints d’HCH avaient une concentration supérieure à 28 pg/mL. Ceux atteints d’HCS avaient une concentration inférieure à 5 pg/mL.

Le dosage de l’ACTH peut être fait par chimiluminescence (voir 2e partie). On peut aussi utiliser les trousses de dosage de l’ACTH humaine car elle est proche de l’ACTH canine. Le dosage est alors fait par immunoradiométrie.

5- L’imagerie médicale dans le diagnostic de l’hypercorticisme

FIGURE 14 : Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme par imagerie

a. Radiographie

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Des modifications non spécifiques peuvent être observées sur des clichés thoraciques ou abdominaux : hépatomégalie, calcinose cutanée, minéralisation bronchique, ostéopénie, masse surrénale… Ces dernières sont parfois observées grâce à leur calcification, celle-ci n’étant pas obligatoirement d’origine tumorale. Parfois, la minéralisation est présente lors d’HCH. Les tumeurs bilatérales sont rares et souvent, on n’observe qu’une seule glande surrénale.

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b. Echographie abdominale

(BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001; GOULD SM., BAINES EA., MANNION PA., EVANS H. et HERRTAGE ME. 2001; GROUX D. 2002) Les tumeurs surrénales de petites tailles ou non calcifiées ainsi que les hypertrophies bilatérales lors de HCH peuvent être visualisées. L’habileté du manipulateur influence les résultats car les glandes surrénales normales sont de petites tailles. D’autres anomalies telles qu’une masse abdominale ou une adénopathie abdominale rendent l’examen difficile.

La sensibilité d’un test utilisant les mesures de longueur et de diamètre varie de 18 à 77%. On observe de meilleurs résultats avec les méthodes d’exploration biologique précédemment décrites. La spécificité est comprise entre 80 et 100%.

Chez les chiens sains : La glande surrénale gauche est en forme de cacahouète dans un plan sagittal.

La glande droite est en forme de V dans un plan médio latéral. Cette dernière est plus difficile à mettre en évidence. Le contour est régulier. Le parenchyme est homogène et moins échogène que celui du rein. La longueur des deux surrénales n’est pas toujours identique.

Chez les chiens atteints d’HCH :

On observe une hypertrophie bilatérale des surrénales. Leur forme est normale. Parfois, des zones hyperéchogènes sont présentes dans le parenchyme.

Chez les chiens présentant une HCS :

L’échographie permet de localiser et d’évaluer la taille de la tumeur bien qu’elle ne soit pas toujours visible. (BEHREND AN. et KEMPPAINEN J. 2001) Une étude a permis d’identifier 86% des tumeurs surrénales. Les 14% restants apparaissaient normaux ou n’ont pas pu être visualisés.

Les tumeurs sont d’échogénicité variable (moins, autant ou plus que le rein). Une minéralisation, des zones de nécrose ou d’hémorragies sont parfois visibles. Il ne faut pas confondre une tumeur bilatérale des surrénales et une hypertrophie bilatérale due à un HCH. Lors d’HCS, la glande controlatérale est atrophiée mais la différence de taille avec une glande normale n’est pas significative.

Les adénomes et les carcinomes peuvent se ressembler.

Cet examen complémentaire permet aussi de faire un bilan d’extension local : métastases dans le foie ou invasion de la veine cave (en faveur d’un carcinome).

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La visualisation des glandes surrénales à l’échographie nécessite une grande habileté dans la conduite de l’examen qui n’est pas à la portée de tous. Les mesures des glandes à l’échographie ne peuvent pas être utilisées pour le diagnostic de l’hypercorticisme car il y a un recouvrement des valeurs de longueur et de largeur entre les chiens atteints et les chiens sains. De plus, une tumeur surrénale ne conduit à un hypercorticisme que lorsqu’elle est sécrétante. Or l’échographie ne permet pas de différencier les tumeurs sécrétantes des tumeurs non sécrétantes, des phaeochromocytomes, des métastases ou des granulomes.

c. Le scanner

C’est l’examen de choix pour établir le diagnostic et le pronostic lors d’hypercorticisme. Cependant, il est peu répandu en France ; son utilisation reste donc limitée.

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F. Traitement

Selon l’étiologie, le traitement de l’hypercorticisme le plus adapté n’est pas le même ; lors de traitement médical, les doses à utiliser ne sont pas les mêmes. Il est donc important d’établir un diagnostic étiologique afin de mettre en place un traitement efficace.

1- Traitement de l’hypercorticisme hypophysaire a. Le trilostane (Vetoryl®)

Le trilostane est une molécule qui a d’abord été utilisée comme anticancéreux

en médecine humaine dans le traitement des cancers du sein.

Le trilostane (Vetoryl®) ne doit pas être utilisé pour traiter le syndrome de Cushing iatrogène et les hypersécrétions de l’axe corticotrope secondaires à d’autres affections. Il est indiqué dans les traitements des hypercorticismes d’origine hypophysaire et surrénale.

Mode d’action

FIGURE 15 : Les étapes de la synthèses des stéroïdes

(SIEBER-RUCKSTUHL NS., BORETTI FS., WENGER M., MASER-GLUTH C. et REUSCH CE. 2006) L’étude a été réalisée sur 15 chiens atteints d’HCH qui ont reçu du trilostane une fois par jour per os (30 mg pour les chiens de moins de 5 kg, 60 mg pour ceux pesant entre 5 et 20 kg et 120 mg pour ceux pesant plus de 20 kg).

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Chez tous les chiens, une amélioration des signes cliniques est observée en 1 à 3 semaines.

On évalue l’action du trilostane grâce à des tests de stimulation à l’ACTH une à deux semaines après l’initiation du traitement et 3 à 7 semaines après. Ceci a mis en évidence des différences significatives des concentrations en cortisol et en aldostérone basales et post-stimulation avant et après traitement :

- la valeur basale de cortisol après une semaine de traitement est significativement inférieure à celle mesurée avant traitement. - la concentration en cortisol post-stimulation après traitement est diminuée par rapport à celle obtenue avant traitement. - la valeur basale de l’aldostérone est significativement supérieure après traitement. - la concentration en aldostérone après stimulation est diminuée après une semaine de traitement.

Cortisol X0<T0 X1<T1 Aldostérone X0>T0 X1<T1

T0 : concentration basale avant traitement T1 : concentration post-stimulation avant traitement X0 : concentration basale après traitement X1 : concentration post-stimulation après traitement

On mesure aussi les concentrations en précurseurs situés avant la 3β-

hydroxystéroïde déshydrogénase (3β-HSD) : les concentrations de la 17αOH-pregénolone et de la DHEA sont significativement augmentées après traitement (valeurs basales et post-stimulation).

On évalue aussi l’effet du traitement sur les précurseurs situés après la 3β-HSD :

- les concentrations de la 17αOH progestérone et de l’androstenedione ne présentent pas de changements significatifs. - avant stimulation, la concentration de la 21-deoxycortisol n’est pas modifiée mais elle est diminuée après stimulation. - avant stimulation, la concentration de la 11-deoxycortisol est augmentée mais ne change pas après stimulation.

La concentration d’ACTH est significativement augmentée après initiation du

traitement. ≅ pas de changement significatif X0 X1 17αOH-pregénolone

>T0 >T1

DHEA >T0 >T1 17αOH progestérone

≅T0 ≅T1

androstenedione ≅T0 ≅T1 21-deoxycortisol ≅T0 <T1 11-deoxycortisol >T0 ≅T1 ACTH >T0 >T1

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Le mode d’action du trilostane a ainsi pu être identifié : c’est un inhibiteur compétitif de la 3β-HSD. Il inhibe aussi la 11β-hydroxylase. Il agirait également sur la transformation du cortisol et de la cortisone par la 11β-HSD.

Traitement au trilostane

(HERRTAGE ME. 2004) Le trilostane est utilisé à la dose initiale de 2 à 12 mg par kg par jour, par voie orale. Il ne doit pas être utilisé chez les animaux souffrant d’insuffisance rénale ou de maladies hépatiques, ni chez les chiennes gestantes ou en lactation. Il est aussi déconseillé chez les chiens destinés à la reproduction.

(RUCKSTUHL NS., NETT SN. et REUSCH CE. 2002) Afin de déterminer l’efficacité du trilostane dans le traitement de l’HCH, des chiens atteints ont été traités avec cette molécule. Le trilostane est administré par voie orale. La dose initiale de traitement était :

- 30 mg/j pour les chiens pesant moins de 5 kg, - 60 mg/j pour les chiens pesant plus de 5 kg.

(HERRTAGE ME. 2004; RUCKSTUHL NS., NETT SN. et REUSCH CE. 2002) Le suivi de traitement passe par des examens cliniques, des analyses hématologiques et biochimiques et des tests de stimulation à l’ACTH réalisés régulièrement. Le test à l’ACTH est réalisé 4 à 6 heures après administration du traitement. En fonction de la cortisolémie mesurée 1h après injection d’ACTH, on ajuste la dose avec pour objectif d’obtenir une cortisolémie comprise entre 20 et 150nmol/L. L’objectif visé dans l’étude de Ruckstuhl et al était une cortisolémie post-stimulation comprise entre 30 et 70 nmol/L. La dose médiane de trilostane est restée stable au cours du traitement (6,25 mg/kg au début, 6,1 mg/kg après 6 mois).

On peut aussi faire des suivis par échographie. On constate alors que la taille du cortex surrénal augmente. En effet, l’absence de rétrocontrôle négatif par le cortisol conduit à une augmentation de la sécrétion d’ACTH. Il en résulte un effet trophique sur le cortex.

(HERRTAGE ME. 2004) 60 à 70% des chiens présentent une amélioration des signes cliniques ce qui est légèrement inférieur à l’amélioration obtenue par traitement à l’Op’DDD (80% d’amélioration). Cependant, le trilostane présente moins d’effets indésirables que l’Op’DDD. Certains chiens nécessitent une administration biquotidienne de trilostane.

(RUCKSTUHL NS., NETT SN. et REUSCH CE. 2002) Les 11 chiens de l’étude répondent bien au traitement avec une réduction rapide de la PUPD et de l’essoufflement et une augmentation de l’activité. La polyphagie a diminué chez 90% des chiens. La tonicité des muscles abdominaux s’est améliorée chez 5 des 6 chiens qui présentaient ce symptôme alors qu’elle s’est aggravée chez le sixième chien. Les signes dermatologiques se sont améliorés chez 82% des chiens.

Après 6 mois de traitement au trilostane, neuf propriétaires étaient satisfaits du traitement. Les deux autres étaient satisfaits de la diminution de la PUPD, de la

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polyphagie et de l’essoufflement mais déçus par l’absence d’amélioration des symptômes cutanés et de l’abdomen pendulaire.

Les analyses ont montré une diminution significative de l’éosinopénie, des PAl, de la cholestérolémie. La protéinurie et la bactériurie ont été résolues. La densité urinaire est remontée. Les tests de stimulation à l’ACTH ont donné des valeurs de cortisolémie de plus en plus basse. L’échographie a révélé une augmentation de taille des glandes surrénales.

(HERRTAGE ME. 2004) Des effets indésirables sont observés chez 10 à 15% des chiens traités. Ils sont très souvent peu marqués. Tout rentre dans l’ordre lorsqu’on ajuste la dose ou que l’on arrête le traitement. (RUCKSTUHL NS., NETT SN. et REUSCH CE. 2002) Un des chiens a présenté de la léthargie, un autre des vomissements. En ajustant la dose, ces effets indésirables ont régressé en quelques jours.

En cas de surdosage, l’hypocortisolémie est responsable de léthargie, de dépression, de vomissement et d’anorexie. Les signes d’hypoadrénocorticisme sont rares bien qu’il y ait souvent une diminution de la concentration en potassium et du rapport sodium/potassium.

Les complications possibles sont : diarrhées, pancréatites aiguës, signes neurologiques et morts subites (rare).

Le traitement étant récent, peu de données sur la durée de survie sont disponibles. Les études préliminaires suggèrent qu’elle serait similaire à celle obtenue avec le traitement avec l’Op’DDD. Le trilostane apparaît donc comme étant une molécule efficace et sûre pour le traitement de l’HCH.

b. L’Op’DDD (Mitotane®)

Cette molécule a un effet lytique sélectif sur les zones fasciculée et réticulée.

(BARLERIN L. 1997; CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1988; CROUAIL C. 2004; HERRTAGE ME. 2004; PETERSON ME. 2001) L’Op’DDD doit être utilisé si le trilostane donne des effets indésirables incontrôlables ou si une maladie intercurrente interdit son usage. On ne peut l’utiliser que si le diagnostic d’hypercorticisme est confirmé.

Avant de mettre en place le traitement, on mesure la prise de boisson afin d’avoir une valeur de référence pour le suivi de traitement. Le protocole le plus souvent utilisé est le suivant :

Phase d’induction à 50 mg/kg/j, par voie orale, dans un aliment gras. Les propriétaires doivent être informés des signes à surveiller. Ainsi, l’anorexie, les vomissements, la diarrhée, la léthargie et la dépression conduiront à l’arrêt du traitement. Cette phase dure en moyenne 10 jours avec des variations individuelles importantes (3 à 60 jours). Un test de stimulation à l’ACTH est réalisé à 10 jours. L’objectif est d’obtenir une cortisolémie après stimulation comprise entre 20 et 120 nmol/L (ou 50 à 200nmol/L selon les auteurs) Si elle est supérieure, il faut continuer la phase d’induction.

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(PETERSON ME. 2001) On peut faire une supplémentation en glucocorticoïdes (prednisone ou prednisolone à 0,15-0,25 mg/kg/j avec un maximum de 5 mg/j par chien).

Phase d’entretien à 50 mg/kg, un jour par semaine.

On effectue un suivi de traitement régulier : à la fin de l’induction puis à 6-8 semaines puis tous les 3 à 6 mois. L’amélioration des signes cliniques est rapide avec une diminution de la polyuro-polydipsie et de la polyphagie. La tonicité musculaire et la tolérance à l’effort s’améliorent en quelques semaines. Les signes dermatologiques mettent plus longtemps à se résoudre.

Le traitement doit être ajusté selon les résultats des tests de stimulation à l’ACTH. L’échappement (cortisolémie supérieure à 120 nmol/L) est fréquent (80% à un an) et nécessite une nouvelle induction ou une augmentation de la dose d’entretien. Le surdosage (cortisolémie inférieure à 20 nmol/L) conduit à une diminution de la fréquence d’administration ou de la dose.

Les effets indésirables les plus fréquemment rencontrés sont l’anorexie, les vomissements et la diarrhée qui sont contrôlés par un ajustement de la dose. L’administration de glucocorticoïdes pendant l’induction n’a pas prouvé qu’elle réduisait les effets indésirables. De rares signes neurologiques ont été observés. Ils sont dus à la croissance rapide de microadénomes hypophysaires par arrêt du rétrocontrôle négatif par le cortisol. D’autres signes peuvent être présents : dépression, désorientation, perte des comportements acquis… Une réponse favorable est souvent obtenue avec l’administration de glucocorticoïdes. Dans le cas contraire, il faut envisager une radiothérapie.

L’hypocorticisme primaire apparaît chez 5 à 17% des chiens pendant la phase d’entretien (dans la première année). On arrête alors le traitement à l’Op’DDD et on administre des minéralocorticoïdes et des glucocorticoïdes.

(BARLERIN L. 1997; HERRTAGE ME. 2004) La durée de survie est de 30 mois en moyenne (de quelques jours à 7 ans). La mortalité est maximale durant les 16 premières semaines.

c. Autres traitements

(CROUAIL C. 2004; HERRTAGE ME. 2004; PETERSON ME. 2001) D’autres traitements existent mais leur utilisation est moins intéressante du fait de leur coût, de leur efficacité ou de leur difficulté de mise en œuvre. Nous ne ferons que les citer. Les traitements chimiques sont la sélégiline, le kétoconazole, la cyproheptadine. Les traitements chirurgicaux sont l’hypophysectomie et la surrénalectomie bilatérale. La radiothérapie peut être utilisée pour les macroadénomes hypophysaires.

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2- Traitement de l’hypercorticisme surrénalien a. Surrénalectomie

(BARLERIN L. 1997; CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1988;

CROUAIL C. 2004; HERRTAGE ME. 2004) Les tumeurs surrénales présentent un meilleur pronostic à condition d’en faire une exérèse complète.

Il faut réaliser une radiographie thoracique et une échographie abdominale afin de contrôler la présence d’une éventuelle invasion vasculaire et de métastases. Certains auteurs recommandent d’administrer du trilostane ou de l’Op’DDD avant la chirurgie pour contrôler l’hyperadrénocorticisme.

La surrénalectomie demande une certaine expérience. On complémente avec

des glucocorticoïdes pendant et après la chirurgie car la surrénale controlatérale est atrophiée. On peut injecter de la dexaméthasone à 0,1 à 0,2 mg/kg en IV (KINTZER PP. et PETERSON ME. 1997). Un test de stimulation à l’ACTH peut être réalisé dans les 24-48 heures suivant la chirurgie afin de vérifier que la résection a été totale et qu’il n’y a pas de métastases. Après ce test, la complémentation en glucocorticoïdes se fait avec de la prednisone à 0,5 mg/kg deux fois par jour, pendant 3-4 jours. Cela est nécessaire jusqu’à ce que la deuxième surrénale fonctionne normalement c’est-à-dire pendant 3 à 8 semaines. On évalue son fonctionnement grâce à des tests de stimulation à l’ACTH.

(KINTZER PP. et PETERSON ME. 1997) Les complications possibles sont : arrêt cardiaque, thromboembolie pulmonaire, insuffisance rénale aiguë, pneumonie, pancréatite et insuffisance surrénale aiguë.

Les taux de morbidité et de mortalité sont élevés même si l’intervention est réalisée par un chirurgien expérimenté. La médiane de survie est de 2 ans avec des chiens qui survivent jusqu’à plus de 4 ans.

b. Op’DDD

(BARLERIN L. 1997; KINTZER PP. et PETERSON ME. 1997) Les chiens atteints de tumeurs surrénales sont plus résistants au traitement à l’Op’DDD. On peut être amené à utiliser ce traitement si la résection ne peut pas être totale ou si la chirurgie est refusée par les propriétaires.

Les doses nécessaires, tant à l’induction qu’à l’entretien, sont donc plus élevées. L’induction est réalisée avec 50 à 75 mg/kg par jour pendant au moins 14 jours. Certains rapportent même une utilisation à 200 mg/kg/j ou des durées d’induction bien plus longues: 6 semaines (BARLERIN L. 1997). Les doses d’entretien varient de 75 à 100 mg/kg par semaine. On peut éventuellement faire une supplémentation en glucocorticoïdes (prednisone à 0,2 mg/Kg/j).

Les modalités d’administration, les effets indésirables et le suivi de traitement sont similaires au traitement des HCH par l’Op’DDD. (KINTZER PP. et PETERSON ME. 1997) 60% des chiens ayant une tumeur surrénale traitée à l’Op’DDD présentent de l’anorexie, de la léthargie et de la diarrhée.

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L’effet cytotoxique de l’Op’DDD provoque souvent une diminution de taille de la tumeur et des éventuelles métastases. Parfois, la taille de la tumeur continue à augmenter malgré le traitement.

Une étude a publié une médiane de survie de 11 mois, les durées de survie variant de quelques semaines à plus de 5 ans.

c. Trilostane

(HERRTAGE ME. 2004) Ce traitement permet de contrôler les symptômes sans contrôler l’évolution de la tumeur surrénale.

3- Traitement de l’hypercorticisme iatrogène

(BARLERIN L. 1997; CARLOTTI D., LEGEAY Y. et AUDRY A. 1988; CROUAIL C. 2004) Il faut arrêter progressivement l’administration excessive de corticoïdes. On observe alors une amélioration clinique.

Le pronostic est bon pour les hypercorticismes iatrogènes.

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2e partie: Etude expérimentale du dosage et de la stabilité de l’ACTH

Deux techniques existent pour le dosage de l’ACTH chez le chien. Du fait de la fragilité de l’ACTH, des précautions doivent être prises lorsque l’on veut faire un dosage de l’ACTH. En effet, des facteurs tels que l’anticoagulant, la température, le temps influencent la conservation de l’ACTH. Ceux-ci seront présentés dans cette seconde partie.

I) Méthode de dosage de l’ACTH A. Dosage par radioimmunologie

(GRANGER NP. 2004; JAFFE BM. 1979a) Le dosage de l’ACTH était d’abord réalisé par radioimmunologie. Deux techniques existent :

La radioimmunologie sens stricte ou RIA : des anticorps anti-ACTH sont présents en solution ou fixés à un support. L’ACTH de l’échantillon à doser entre en compétition avec de l’ACTH marquée à l’iode 125. La quantité d’ACTH présente dans l’échantillon est inversement proportionnelle à la quantité d’ACTH marquée fixée à l’anticorps. Ce dosage est bien adapté aux hormones possédant un seul site de fixation.

Ac anti-ACTH Ag ACTH à doser Ag marqué Phosphatase alcaline

FIGURE 16 : Représentation schématique du dosage par RIA : défaut d’anticorps

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L’immunoradiométrie ou IRMA : pour l’ACTH, on préfère une méthode qui utilise deux sites de fixation de l’hormone afin d’augmenter la sensibilité du dosage. On utilise un anticorps fixé à un support et présent en excès. L’échantillon est mis en contact et l’ACTH se fixe dessus. Un deuxième anticorps est introduit dans le milieu. Celui-ci est marqué. Il se fixe à l’ACTH. La quantité d’ACTH est donc proportionnelle à la radioactivité.

Ac1 anti-ACTH Ag ACTH à doser Ac2 anti-ACTH marqué Phosphatase alcaline

FIGURE 17 : Représentation schématique du dosage par IRMA : excès d’anticorps

Un certain nombre de kits humains de dosage d’ACTH par radioimmunologie ont été validés chez le chien (HEGSTAD RL., JOHNSTOND SD. et PASTERNAK DM. 1990) D’autres études se basent sur la littérature et utilisent ces tests humains chez le chien (ELLIS MJ., LIVESEY JH. et EVANS MJ. 2003; EVANS MJ., LIVESEY JH., ELLIS MJ. et YANDLE TG. 2001; GOULD SM., BAINES EA., MANNION PA., EVANS H. et HERRTAGE ME. 2001).

B. Dosage par chimiluminescence (Immulite®)

C’est la méthode de dosage que nous avons utilisé pour réaliser notre travail. Cette méthode a été validée par comparaison avec les dosages réalisés par radiométrie (SCOTT-MONCRIEFF JC., KOSHKO MA., BROWN JA., HILL K. et REFSAL KR. 2003). En effet, il a été montré que les variations intra et inter essais étaient acceptables puisqu’elles sont inférieures à 10%. De même, les études de dilution avec du plasma canin ont prouvées que la chimiluminescence pouvait être utilisée pour le dosage de l’ACTH. Les résultats obtenus par radioimmunologie et par chimiluminescence présentent une haute corrélation. En effet, le coefficient de corrélation calculé à partir de 30 dosages réalisés avec les 2 méthodes, est de 0,925. Cependant, un biais négatif significatif est obtenu avec le dosage par chimiluminescence. L’interprétation clinique des résultats dans cette étude était similaire avec les deux méthodes. Une concentration en ACTH > 12pg/mL est interprétée comme étant un HCH ; lorsqu’elle est < 10 pg/mL, on conclut à un HCS.

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Principe du dosage par chimiluminescence.

On utilise l’Immulite® qui est un automate réalisant des immuno-analyses compétitives. La technique de révélation utilisée est la chimiluminescence. Des anticorps anti-ACTH sont fixés sur des billes de polystyrène. Ce sont des anticorps polyclonaux de lapin. Ces anticorps sont mis en contact des antigènes ACTH de l’échantillon à doser et d’antigènes ACTH marqués avec la phosphatase alcaline (PAL). Ils entrent alors en compétition. L’Immulite® utilise deux réactifs pour le dosage de l’ACTH.

Billes de polystyrène Ac anti-ACTH Ag ACTH à doser Ag marqué Phosphatase alcaline

FIGURE 18 : Représentation schématique du dosage par chimiluminescence

La révélation se fait par ajout du substrat (le dioxétane) : sa liaison à l’enzyme (la phosphatase alcaline) provoque l’émission de lumière. Cette dernière est captée par un luminomètre puis amplifiée par un photomultiplicateur. On obtient d’abord un résultat en coup par seconde. Un logiciel effectue la conversion en concentration à partir d’une courbe d’étalonnage « signal en fonction de la concentration d’antigène ». Au début de nos expérimentations, la conversion était réalisée pour les valeurs supérieures à 10 pg/mL. Par la suite, l’Immulite® a été reconfiguré pour transformer les coups par seconde en concentration jusqu’à un seuil de 5 pg/mL. En effet, dans le cadre du diagnostic étiologique de l’hypercorticisme chez le chien, on s’intéresse aux valeurs proches de 10 pg/mL. Il est donc utile d’avoir des valeurs d’ACTH jusqu’à 5 pg/mL afin d’établir un diagnostic plus précis et plus sûr.

Donc, plus il y a d’antigène ACTH à doser, moins l’antigène marqué par la PAL se fixe et moins l’émission de lumière sera importante. L’émission de lumière est donc inversement proportionnelle à la concentration en ACTH à doser.

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FIGURE 19 : Principe de l’émission de la lumière

II) Etude bibliographique de la stabilité de l’ACTH

L’ACTH est une hormone instable. Il faut donc la prélever dans des conditions particulières afin de limiter sa dégradation. Des études ont été menées afin de déterminer l’impact sur la concentration d’ACTH des paramètres suivant: le tube de prélèvement, les différents anticoagulants, les conditions de stockage telles que la température et le délai entre prélèvement et dosage.

A. Effet de l’anticoagulant utilisé

Différents milieux de prélèvement et de conservation ont été testés : l’EDTA et l’héparine seuls (EVANS MJ., LIVESEY JH., ELLIS MJ. et YANDLE TG. 2001; HEGSTAD RL., JOHNSTOND SD. et PASTERNAK DM. 1990) ou couplés avec l’aprotinine (HEGSTAD RL., JOHNSTOND SD. et PASTERNAK DM. 1990) et le sérum (EVANS MJ., LIVESEY JH., ELLIS MJ. et YANDLE TG. 2001).

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L’aprotinine (trasylol@) est une protéine qui agit comme inhibiteur compétitif des protéases sériques. Elle est couramment utilisée comme inhibiteur enzymatique pour la conservation de l’ACTH. On l’associe à l’EDTA pour le dosage de l’ACTH de manière à avoir une concentration finale de 500 KUI/mL (KUI : kallicréine Unit Inhibitor). Un des inconvénients de ce produit est son coût élevé.

Les conclusions qu’ils ont tirées de ces travaux sont que : La concentration obtenue est significativement supérieure lorsqu’on utilise

l’héparine ou l’héparine associée à l’aprotinine par rapport à l’EDTA ou à l’EDTA associée à l’aprotinine. Ceci est du au fait que l’héparine se lie à l’ACTH et forme des agrégats sur lesquels les anticorps ne peuvent plus se fixer. Le dosage étant réalisé par radioimmunologie avec défaut d’anticorps (RIA), une moins grande quantité d’anticorps marqué fixé donne une concentration en ACTH supérieure. Les concentrations obtenues sur héparine seule ou héparine avec aprotinine sont équivalentes. L’échantillon doit donc être prélevé sur EDTA ou EDTA et aprotinine puisque l’héparine fausse le dosage. L’aprotinine ne présente pas d’effet significatif sur la concentration en

ACTH.

Sur sérum, l’ACTH est stable entre 1 et 3 heures. Un échantillon de sérum sans inhibiteur de la protéolyse ne permet pas une bonne conservation de l’ACTH.

B. Effet des conditions de stockage : temps et température

(HEGSTAD RL., JOHNSTOND SD. et PASTERNAK DM. 1990) Les

prélèvements sur héparine, héparine associée à l’aprotinine, EDTA ou EDTA associée à l’aprotinine conservés à –20°C pendant une semaine ou un mois ont des concentrations non significativement différentes. Les concentrations obtenues 6 mois après sont significativement inférieures. Cependant, les échantillons qui présentent le moins de changement de concentration sont ceux prélevés sur EDTA ou EDTA associée à l’aprotinine. L’EDTA est donc un meilleur anticoagulant pour la conservation longue durée et congelée de l’ACTH.

(ELLIS MJ., LIVESEY JH. et EVANS MJ. 2003; EVANS MJ., LIVESEY JH., ELLIS MJ. et YANDLE TG. 2001) Des dosages sur EDTA et sur sérum ont été réalisés à différents temps et pour des tubes conservés à 4°C ou à 30°C. La concentration en ACTH est considérée stable si elle ne présente pas d’augmentation ou de diminution de plus de 10% par rapport à la valeur de référence. La valeur de référence est celle mesurée sur un échantillon conservé à -20°C. L’ACTH est stable :

18h à 4°C sur un tube EDTA, 3h à 4°C sur sérum, 8h à 30°C sur EDTA, 1h à 30°C sur sérum.

59

Un échantillon prélevé sur EDTA doit donc être conservé et transporté congelé. L’ACTH n’est pas stable dans le sérum, on évite donc ce mode de conservation.

C. Mode de prélèvement

(HEGSTAD RL., JOHNSTOND SD. et PASTERNAK DM. 1990) Le type de matériau dans lequel est fait le tube de prélèvement influe sur la concentration en ACTH. Dans ces expériences, le sang est prélevé sur EDTA, centrifugé puis mis dans des tubes soit en verre soit en plastique. Lorsque le plasma est conservé dans un tube en verre, la concentration obtenue est significativement plus élevée à celle mesurée sur le plasma conservé dans des tubes plastiques (deux types de plastiques ont été utilisés). La concentration en ACTH ne varie pas au court du temps lorsque les tubes en plastique ont été utilisés.

En conclusion de cette partie bibliographie sur la stabilité de l’ACTH, on retiendra que :

- Un tube conservé à –20°C donne une valeur de référence de la concentration en ACTH. - Un prélèvement réalisé sur EDTA associé à l’aprotinine garantit la stabilité de l’ACTH. - Il faut utiliser des tubes en plastique et non des tubes en verre.

III) Apport expérimental personnel

Les connaissances bibliographiques sur la stabilité de l’ACTH dans un prélèvement sanguin, nous amènent à fixer les objectifs de notre étude expérimentale.

- On testera la stabilité de l’ACTH sur des tubes contenant de l’EDTA associé à la benzamidine afin de diminuer le coût des tubes, l’aprotinine étant une molécule chère. - On testera la stabilité sur 4 jours afin de déterminer si un envoi postal est compatible avec le dosage de l’ACTH.

- Enfin, on testera la stabilité à 4°C et à température ambiante afin de déterminer les modalités d’envoi nécessaires à une bonne conservation de l’ACTH.

60

A. Stabilité comparée selon la température de conservation et le milieu de prélèvement

1- Matériels et méthodes

Les tubes de prélèvement utilisés (JAFFE BM. 1979b) La benzamidine peut être utilisée pour la conservation de

l’ACTH. La concentration finale dans les tubes doit être de 0,03 mmol/L. Nous avons donc préparé des tubes de façon à ce que cette concentration finale soit atteinte. Le poids moléculaire de la benzamidine est de 157 g/mol. Il faut donc 157 x 0,03=4,71 g/L de benzamidine. Les tubes de prélèvement doivent contenir 2 mL de sang, nous avons donc ajouté 10,5 mg de benzamidine dans chaque tube (la concentration finale est de 0,03 mmol/l avec 2,2 mL de sang ce qui nous assure une marge au cas où le tube serait plus rempli par les étudiants).

NH2

NH

FIGURE 20 : Structure de la benzamidine

Nous avons fait un test de stabilité en comparant des prélèvements réalisés sur héparinate de lithium seul ou sur EDTA associée à des inhibiteurs de la protéolyse : l’aprotinine et la benzamidine.

Ainsi, nous avions un témoin négatif (le tube héparine), un témoin positif (le tube EDTA/aprotinine) et le tube à tester (le tube EDTA/benzamidine).

Les dosages

Les prélèvements sont conservés sur glace jusqu’à ce qu’ils soient déposés au laboratoire. Les dosages sont réalisés par chimiluminescence. Ils sont réalisés 4 jours de suite. Entre chaque dosage, on conserve un échantillon à température ambiante, un échantillon à 4°C et un échantillon congelé. L’échantillon congelé sert de témoin positif.

Les chiens sur lesquels les prélèvements ont été réalisés

Ce test de stabilité est fait sur des chiens présentés à la clinique de l’école pour des problèmes autres que l’hypercorticisme. Pour faire toutes les mesures, nous avions besoin de 15 mL de sang total ce qui a considérablement réduit l’effectif

61

des chiens sur lesquels nous pouvions faire le prélèvement (leur taille devait être assez importante). De plus, le protocole étant assez lourd, les prélèvements devaient tous être réalisés le même jour. Nous n’avons donc pu faire que 2 prélèvements.

Les méthodes d’analyse

La répartition des dosages suit une loi normale. D’après les données fournies par le laboratoire fabricant les réactifs du dosage, le coefficient de variation intra essais du dosage de l’ACTH est de 10%. Selon la loi normale, 95% des valeurs seront comprises entre m-2s et m+2s, m étant la moyenne de ces valeurs et s l’écart type.

2- Résultats Chien n°1 présenté pour une pyodermite

J1 J2 J3 J4

T°C ambiante <10 <10 <10

4°C 18

14,4 11,1 12,7 Héparine

Congelé 21

T°C ambiante 21,5 17,8 19,4 EDTA+benzamidine

4°C 29,3

22 19 21,9

T°C ambiante 20 21,1 20,3 EDTA+ aprotinine

4°C 22,1

20,4 16,7 19,2 Chien n°2 présenté dans le suivi d’une ostéosynthèse

J1 J2 J3 J4

T°C ambiante <10 <10 <10

4°C 10,8

<10 <10 <10 Héparine

Congelé 13,3

T°C ambiante 11,2 <10 <10 EDTA+benzamidine

4°C 16

14,4 12,5 12,7

T°C ambiante <10 <10 <10 EDTA+ aprotinine

4°C 10,5

11,2 <10 <10

62

Le premier jour, la mesure a été faite immédiatement après le prélèvement et le facteur température n’intervient pas pour cette valeur là. C’est pourquoi nous avons une valeur commune pour le temps 0 à 4°C et à température ambiante. Afin de réduire le volume de sang à prélever, nous n’avons réalisé le dosage sur le tube congelé que le 4e jour et sur un seul type de tube. En effet, comme le froid inhibe les réactions enzymatiques, le dosage peut être effectué sur un tube sans inhibiteur des réactions enzymatiques.

3- Analyse des résultats et discussion

La limite de cet essai est que les chiens non atteints d’hypercorticisme hypophysaire ont une valeur en ACTH relativement basse. Il est donc difficile de faire un test de stabilité sur ces chiens là. De plus, le protocole étant lourd, les prélèvements sur les différents chiens doivent être faits le même jour, ce qui n’est pas réalisable sur les chiens atteints d’hypercorticisme qui ne viennent pas simultanément à l’école.

Les données obtenues pour le deuxième chien sont difficilement interprétables du fait que les valeurs de départ sont basses et que le dosage ne peut être fait si les concentrations sont inférieures à 10 pg/mL (l’Immulite® n’ayant pas encore été étalonné pour donner les valeurs jusqu’à 5 pg/mL).

Pour le chien 1, en considérant les données obtenues à 4°C sur les 3 types de

tubes et la valeur obtenue sur l’échantillon congelé, on obtient une moyenne de 20,7 pg/mL. L’écart type est donc de 2,1 pg/mL. On considère donc que les valeurs comprises entre 16,5 et 24,9 pg/mL ne sont pas significativement différentes de la valeur réelle.

On en conclut alors que : Le prélèvement sur héparine ne permet pas une bonne conservation de

l’ACTH, que ce soit à 4°C ou à température ambiante puisque les valeurs obtenues n’étaient pas comprises entre 16,5 et 24,9 pg/mL. La congélation de l’échantillon permet une bonne conservation de

l’ACTH.

Lorsqu’on utilise un inhibiteur de la protéolyse, la conservation sur 4 jours est équivalente à température ambiante et à 4°C. Cette conclusion étant tirée à partir d'une seule série de valeur, nous ferons des expériences complémentaires afin de la vérifier.

63

Représentation des concentrations mesurées pour le chien 1

05

101520253035

J1 J2 J3 J4Con

cent

ratio

n en

AC

TH e

n pg

/mL

Héparine 4°CBenza T°C ambBenza 4°CApro T°C ambApro 4°C

On note cependant qu’à J0, la valeur obtenue pour l’échantillon prélevé sur benzamidine est significativement plus élevée. Ceci est observé sur les 2 chiens. Plusieurs hypothèses peuvent être émises :

- Une interférence de la benzamidine avec le réactif servant dans le dosage (1,2 dioxétane) est possible. Cette interférence serait due à leur structure proche puisque tout deux comportent un cycle benzène.

- Le premier jour, la méthode de dosage ne différencie pas la benzamidine de l’ACTH. Elle est alors prise en compte dans le dosage. Comme c’est un inhibiteur enzymatique, il est possible qu’elle soit complexée les jours suivants et qu’elle ne soit alors plus dosée. Sa structure est alors modifiée et l’appareil peut la distinguer de l’ACTH.

Des dosages complémentaires visant à infirmer ou confirmer ces hypothèses ont été réalisés : dosage d’autres paramètres tels que la T4, la TSH et la TLI sur héparine et sur benzamidine+EDTA en même temps que le dosage de l’ACTH. On observe une différence lorsqu’on dose ces paramètres sur la benzamidine par rapport au dosage sur héparine mais cette différence est variable.

Ainsi, on observe : - un biais positif lors du dosage de la T4, - un biais négatif lors du dosage des TLI, - pas de différence significative lors du dosage de la TSH.

Cette expérience étant à la limite de notre étude, nous ne la détaillerons pas

plus. Elle ne permet pas de conclure à une augmentation de concentration systématique due à la benzamidine lors de dosage par Immulite®.

64

B. Stabilité dans le temps sur benzamidine à 4°C 1- Matériels et méthodes

Les tubes de prélèvement utilisés :

On utilise les tubes préparés de manière à avoir une concentration finale de

0,03 mmol/L de benzamidine. Ce sont des tubes EDTA dans lequel on a ajouté 10,5 mg de benzamidine.

Les dosages :

Les tubes sont amenés rapidement au laboratoire d’analyse biochimique. Ils

sont immédiatement centrifugés. Un premier dosage est réalisé le premier jour (noté temps 0). Le dosage sera répété deux fois : 3 ou 4 jours après le premier (temps 1) ; et 7 jours après le premier (temps 2). Entre chaque dosage, l’échantillon est conservé à 4°C.

Les chiens sur lesquels ont été réalisés les prélèvements :

Certains prélèvements sont réalisés sur des chiens présentés à la clinique de l’école vétérinaire pour hypercorticisme ou suspicion d’hypercorticisme. En effet, ces chiens peuvent avoir des concentrations en ACTH élevées ce qui permet de faire un test de stabilité. Nous avons également réalisé des prélèvements sur des chiens présentés pour différentes causes : vaccination, consultation de chirurgie, de dermatologie…

Les méthodes d’analyse

Nous utilisons la loi normale afin de calculer l’intervalle de confiance dans lequel 95% des valeurs sont comprises. L’écart type est de 10%. L’intervalle de confiance vaut : m-2s ; m+2s.

De plus, nous avons utilisé le test de Mann-Whitney-Wilcoxon de la somme

des rangs afin de comparer deux moyennes observées sur des échantillons indépendants. Le premier échantillon est constitué des valeurs mesurées au temps 0. Le deuxième comprend les valeurs mesurées au temps 1. On détermine alors si la différence entre ces deux échantillons est significative ou non. Nous avons répété ce test entre les temps 0 et temps 2 et entre les temps 1 et 2. Nous avons inclus à ce test, les valeurs obtenues à 4°C sur tube benzamidine pour les chiens 1 et 2 de l’expérience précédente.

Le principe de ce test consiste à classer l’ensemble des valeurs des deux échantillons par ordre croissant. Puis on attribue à chaque valeur un rang. On calcule ensuite la somme des rangs du plus petit échantillon (temps 2 qui ne comporte que 4 valeurs alors que les temps 0 et 1 en compte 6). La valeur du p est ensuite lue dans la table du test de Mann-Whitney-Wilcoxon.

65

2- Résultats Concentration en ACTH en pg/mL sur tube benzamidine

Temps 0 Temps 1 Temps 2

Chien A 65,1 40,1 47,6

Chien B 22,4 19,6 13,8

Chien C 86,5 64,4 65

Chien D 16,5 16 13

Evolution de la concentration en ACTH à +4°C

0102030405060708090

100

Chien A Chien B Chien C Chien DCon

cent

ratio

n en

AC

TH e

n pg

/mL

Temps 0Temps 1Temps 2

3- Analyse des résultats et discussion

Selon la loi normale :

Pour les chiens A à D, on réalise la moyenne (m) et on calcule l’écart type (s) à partir du coefficient de variation qui est de 10% pour le dosage de l’ACTH. L’intervalle dans lequel se situent les valeurs non significativement différentes de la valeur réelle est : [m-2s ; m+2s]

Moyenne m Ecart type s Intervalle de confiance

Chien A 50 5 40 ; 60

Chien B 18,6 1,9 14,8 ; 22,4

Chien C 72 7,2 57,6 ; 86,4

Chien D 15,2 1,5 12,2 ; 18,2

66

En comparant avec les valeurs mesurées, on constate que : Les valeurs au temps 0 se trouvent dans la partie haute de l’intervalle, voire

sont supérieures (chien A et C) ce qui confirme l’existence d’un biais positif lors de l’utilisation de benzamidine pour le dosage de l’ACTH sur Immulite®.

Les valeurs mesurées au temps 1 et au temps 2 sont comprises dans

l’intervalle, à l’exception d’une valeur qui a présenté une décroissance plus importante : 13,8 pour le chien B au temps 2 alors que la borne inférieure est de 14,8. Ceci peut être expliqué par le fait que la moyenne fait intervenir la valeur mesurée au temps 0 alors que celle-ci est surestimée. La moyenne étant surestimée, l’intervalle de confiance l’est aussi.

Selon le test de la somme des rangs : La différence n’est pas significative avec p > 0,01 que l’on compare :

- les valeurs du temps 1 à celle du temps 0 - les valeurs du temps 2 à celle du temps 0 - les valeurs du temps 2 à celle du temps 1

On en conclut donc que l’ACTH est stable sur la benzamidine pendant 7

jours à 4°C.

C. Stabilité dans le temps sur benzamidine à température ambiante

1- Matériels et méthodes

Les tubes utilisés et les dosages réalisés

Cette expérience a été menée de la même façon que celle étudiant la stabilité à 4°C sur benzamidine. Les tubes utilisés sont les mêmes, les dosages sont réalisés au temps 0, au temps 1 et au temps 2 définis comme dans l’expérience précédente. Le dosage au temps 1 permet de savoir si un envoi non réfrigéré par la poste est compatible avec cette technique de dosage de l’ACTH.

La différence avec l’expérience précédente réside dans la température de

conservation : les échantillons ont été conservés à température ambiante. En effet, dans une expérience décrite précédemment, nous avions constaté que l’ACTH était stable 4 jours à température ambiante dans un tube benzamidine. Cependant, cette étude préliminaire ne comptant que très peu de chiens, nous voulions vérifier cette observation. Nous voulions également évaluer sa conservation à température ambiante sur une plus longue durée.

Afin d’objectiver le biais positif observé lors de la première expérience avec la

benzamidine, des tubes héparinés ont été prélevés simultanément. Un dosage au temps 0 sur ces tubes a été réalisé pour déterminer la valeur basale de la concentration d’ACTH et pour confirmer l’observation du biais positif sur benzamidine.

67

Les chiens sur lesquels ont été réalisés les prélèvements

Les prélèvements ont été réalisés au hasard, sur des chiens présents à la clinique de l’école pour des consultations diverses. Nous avons ainsi réalisé 16 prélèvements.

Méthode d’analyse

Nous utiliserons la loi normale et le test de Mann-Whitney-Wilcoxon. Pour ce test, nous avons inclus les valeurs de J1 et J4 obtenues sur le tube benzamidine du chien 1 de la première expérience (utilisation de tube héparine, benzamidine et aprotinine avec dosage 4 jours de suite).

2- Résultats Concentration en ACTH en pg/mL : sur le tube benzamidine et (sur le tube hépariné) Temps 0 Temps 1 Temps 2

Chien 1 43,8 (32,5) 22,9 (<5) 16,4 (<5)

Chien 2 9,8 (<5) <5 (<5) <5 (<5)

Chien 3 17,0 (6,4) <5 (<5) <5 (<5)

Chien 4 18,6 (<5) 9,9 (<5) <5 (<5)

Chien 5 15,3 (12,3) 10,1 (<5) 13 (<5)

Chien 6 6,5 (<5) <5 (<5) <5 (<5)

Chien 7 24,5 (16,8) 12,5 (<5) 11,2 (<5)

Chien 8 21,9 (12,6) 7,2 (<5) 6,4 (<5)

Chien 9 26,5 (22,4) 9,5 (<5) 14,1 (<5)

Dans ce tableau, n’apparaissent pas les 7 chiens prélevés et pour lesquels les valeurs au temps 0 étaient <5 que ce soit sur héparine ou sur benzamidine.

68

Evolution de la concentration en ACTH à température ambiante

05

101520253035404550

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

hép

benz

a

chien 1 chien 2 chien 3 chien 4 chien 5 chien 6 chien 7 chien 8 Chien 9

Con

cent

ratio

n en

AC

TH e

n pg

/mL

Temps 3Temps 1 Temps 2

Cet histogramme présente pour chaque tube (héparine et benzamidine) les

concentrations au temps 0, 1 et 2.

3- Analyse des résultats et discussion

On constate que les chiens 3, 4, 8 et 9 présentent une valeur d’ACTH au temps 0 supérieure à 10 pg/mL et au temps 1 inférieure à 10 pg/mL. En utilisant la concentration d’ACTH obtenue grâce à cette méthode de dosage, les conclusions tirées quant au diagnostic étiologique auraient été les suivantes :

- Au temps 0, HCH - Au temps 1, HCS

Cette observation faite sur 4 des 9 chiens (44%) de cette expérience laisse

donc penser que la conservation de l’ACTH à température ambiante ne peut pas être utilisée pour le diagnostic étiologique de l’hypercorticisme.

69

Selon la loi normale

Nous confirmons ici que l’ACTH n’est pas stable sur héparine. Nous ne prendrons donc pas en compte les valeurs mesurées au temps 1 et au temps 2 sur héparine.

Les calculs ne peuvent être réalisés que sur les chiens pour lesquels les

valeurs ont pu être dosées, c’est-à-dire, les valeurs supérieures à 5 pg/mL. Les chiens ayant des valeurs basses au temps 0 n’ont donc pas pu être inclus dans l’étude.

Moyenne m Ecart type s Intervalle de confiance

Chien 1 28,9 2,9 23,1 ; 34,7

Chien 5 10,1 1,0 8,1 ; 12,1

Chien 7 13 1,3 10,4 ; 15,6

Chien 8 9,6 1 7,6 ; 11,6

Chien 9 14,5 1,5 11,5 ; 17,5

En comparant l’intervalle de confiance aux valeurs mesurées, on peut conclure que :

L’ACTH n’est pas stable à température ambiante pendant 4 jours. En

effet, les valeurs mesurées au temps 1 ne sont pas comprises dans l’intervalle de confiance (à l’exception de la valeur obtenue pour le chien 9).

Il n’est donc pas nécessaire d’étudier la stabilité de l’ACTH à température

ambiante pendant 7 jours.

70

Selon le test de Mann-Whitney-Wilcoxon

Le test a été réalisé en incluant les chiens pour lesquels la concentration en ACTH était < 5pg/mL. On leur a attribué la valeur 1 de manière à surestimer la dégradation de l’ACTH plutôt que de la sous-estimer. Le test a également été réalisé en excluant les chiens pour lesquels un dosage était < 5pg/mL. Les résultats obtenus sont les mêmes.

Lorsque l’on compare les dosages réalisés au temps 0 et au temps 1, on

obtient une différence significative avec p<0,05. Cette observation est compatible avec une dégradation de l’ACTH à température ambiante. On ne peut donc pas conserver un échantillon prélevé sur benzamidine pour le dosage de l’ACTH pendant 4 jours à température ambiante.

De même, lorsque l’on compare le temps 0 et le temps 2, la différence est

très significative avec p < 0,01. Des prélèvements sanguins réalisés sur benzamidine pour doser l’ACTH

ne peuvent pas être conservés à température ambiante. En effet, nous avons montré qu’il existe une dégradation significative de l’ACTH dans ces conditions. Dans 44% des cas, l’utilisation des valeurs d’ACTH obtenues au temps 1 donne un diagnostic étiologique différent de celui posé en utilisant les valeurs du temps 0.

71

3e partie: Présentation de cas cliniques

Dans cette partie, deux cas de chiens présentés à l’école vétérinaire seront exposés. (PRELAUD P., ROSENBERD D. et DE FORNEL P. 2002) La valeur seuil de concentration en ACTH choisie pour le diagnostic étiologique de l’hypercorticisme est 10 pg/mL.

I) Présentation du cas de Poppy A. Commémoratifs

Poppy est un caniche mâle né le 19 janvier 1995. Il n’est pas stérilisé. Il est

nourri avec une alimentation industrielle humide.

B. Anamnèse

Le 22/02/06, Poppy est présenté pour prise de boisson et appétit augmentés.

C. Examen clinique

Poppy boit 45 mL/kg/j. Il est en surpoids (9,2kg). Il est abattu et a un abdomen pendulaire et une ptose du fourreau.

D. Examens complémentaires

Une analyse d’urine est réalisée. La bandelette urinaire révèle la présence de leucocytes (++) et de protéines (++) Le pH urinaire est de 8. La densité urinaire est de 1,016.

L’analyse biochimique révèle que certains paramètres sont au-dessus des

valeurs usuelles : PAL=243 UI/L; AlAt=448 UI/L; cholestérolémie=14,3 mmol/L ; triglycéridémie=3,23 mmol/L; urée=9,2mmol/L ;

Le RCCU est de 42 sur les urines récoltées par le propriétaire. Le test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH ne permet pas d’établir de

diagnostic puisque les valeurs de cortisolémie obtenues sont les suivantes : à t0=134 nmol/l et à t1=299nmol/L. La suspicion d’hypercorticisme étant forte (symptômes, PAL augmentée, RCCU=42) et la sensibilité du test de stimulation variant de 70 à 95%, nous avons décidé de faire un test de freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone faible dose.

72

Le test de freinage de la cortisolémie par la dexaméthasone faible dose donne les résultats suivants : cortisolémie à to=74nmol/L ; à t4=224nmol/L ; à t8=168nmol/L.

La concentration en ACTH est de 54 pg/mL.

La pression artérielle a été mesurée entre180 à 270 mmHg. Le débit de filtration glomérulaire est de 2,7 mL/kg/min.

E. Hypothèses diagnostiques

Les hypothèses diagnostiques sont les suivantes : Hypercorticisme hypophysaire. En effet, on observe une absence de freinage à t4

et à t8 lors de l’injection de dexaméthasone à 0,01 mg/kg lors d’hypercorticisme. La concentration en ACTH supérieure à 10 pg/mL est en faveur d’une origine hypophysaire. Glomérulopathie hypertensive se traduisant par l’hypertension artérielle et la

protéinurie.

F. Traitement

L’hypercorticisme est traité au trilostane : 15 mg/j à partir du 16 juin 2006. Poppy doit être gardé au repos (sorties en laisse pour les besoins) et reprendre l’exercice progressivement.

G. Evolution

3 jours après la mise en place du traitement les propriétaires observent une amélioration clinique bien que Poppy reste fatigable.

On réalise des tests de stimulation à l’ACTH régulièrement afin de suivre

l’évolution biochimique. Le test de stimulation à l’ACTH montre un bon contrôle biologique de l’hypercorticisme ainsi que la concentration en ACTH qui est élevée. Ceci est dû à l’absence de rétrocontrôle par le cortisol sur l’hypophyse.

Exemple : le 5 mars 2007, la cortisolémie basale est de 86 nmol/mL, la cortisolémie post-stimulation est de 198 nmol/L ; la concentration en ACTH est 273 pg/mL.

73

II) Présentation du cas de Jyp A. Commémoratifs

Jyp est un chien yorkshire femelle née en 1995. Elle n’est pas stérilisée.

B. Examen clinique

L’auscultation cardiaque révèle un souffle apexien gauche de grade II sur VI. Jyp présente un abdomen pendulaire avec hépatomégalie, une alopécie

interscapulaire et une hyperpimentation. On observe des comédons et sa peau est fine. On note également une xérose de la truffe.

Jyp a une cataracte bilatérale. Photo n°6 : Alopécie interscapulaire chez la chienne Jyp Photo n°7 : Abdomen pendulaire, peau fine et comédons observables chez la chienne Jyp

C. Examens complémentaires

On réalise une analyse d’urine. La densité urinaire est de 1,016, le pH urinaire est de 8. La présence de protéines est mise en évidence par la bandelette urinaire (3 croix de protéines).

Des analyses biochimiques sont réalisées : l’urée est augmentée (16,2

mmol/L). La cholestérolémie (8,5 mmol/L) et la triglycéridémie (1,33 mmol/L) sont très légèrement supérieures aux valeurs usuelles.

La pression artérielle est de 240 mmHg. Le test de stimulation de la cortisolémie par l’ACTH donne les résultats

suivants : la cortisolémie à t0 est de 320 nmol/L et de 1380nmol/L à t1. La concentration en ACTH à t0 est inférieure à 5 pg/mL. On mesure le rapport protéine sur créatinine urinaires qui est de 9,4.

Quelques jours plus tard, afin de confirmer l’origine de l’hypercorticisme, un

freinage fort de la cortisolémie par la dexaméthasone est réalisé auquel on couple des dosages d’ACTH endogène. La cortisolémie est de : 295 nmol/L à t0, 254 nmol/L à t4 et 201 nmol/L à t8. A chaque fois, la concentration en ACTH est inférieure à 5 pg/mL.

L’échographie abdominale nous fait suspecter une masse sur la glande

surrénale gauche avec une adrénomégalie gauche. La radiographie de thorax met en évidence une cardiomégalie modérée, une

congestion veineuse pulmonaire et une opacification bronchique.

74

D. Hypothèses diagnostiques

On suspecte un hypercorticisme spontané. La concentration en ACTH très faible et l’adrénomégalie gauche sont en faveur d’un hypercorticisme d’origine surrénale.

Les signes radiographiques sont en faveur d’une insuffisance cardiaque.

E. Traitement

On prescrit à Jyp du trilostane (Vetoryl®): 30 mg matin et soir et du bénazépril à 0,4 mg/kg/j (Fortekor 5® ½ comprimé par jour)

F. Evolution

Peu de temps après la mise en place du traitement, les propriétaires de Jyp la trouvent morte. L’hypothèse la plus probable lors d’hypercorticisme d’origine surrénale est une thromboembolie.

75

DISCUSSION

L’objectif de l’étude expérimentale était de déterminer si le dosage de l’ACTH

pouvait être utilisé par les vétérinaires travaillant en clientèle canine et ne disposant

pas de moyen de dosage de l’ACTH. Nous utilisons des tubes contenant de l’EDTA

et de la benzamidine, un inhibiteur protéique. Les dosages sont réalisés par

chimiluminescence. Les conclusions que j’ai pu tirer des expériences menées dans

le cadre de cette thèse sont les suivantes :

L’ACTH ne peut être prélevée sur héparine car on observe alors

une décroissance importante et significative des concentrations

mesurées.

L’ACTH peut être conservée sur benzamidine associée à l’EDTA à 4°C. Nous avons comparé les valeurs obtenues aux

valeurs obtenues sur aprotinine associée à l’EDTA. Les différences

observées ne sont pas significatives. La stabilité a été étudiée sur 7

jours. Il apparaît qu’à 4°C, l’ACTH est stable pendant cette période.

A température ambiante, l’ACTH n’est pas stable pendant 4 jours. Si le dosage ne peut pas être réalisé rapidement, les tubes

de prélèvement destinés au dosage de l’ACTH doivent être

conservés à 4°C

76

En comparaison à un dosage sur héparine ou sur aprotinine, le dosage de l’ACTH sur benzamidine présente un biais positif lorsqu’il est réalisé rapidement après prélèvement. Les

hypothèses suivantes ont été émises sans avoir été confirmées : - Le premier jour, la méthode de dosage ne permet pas de

différencier la benzamidine de l’ACTH. Par la suite, la

benzamidine peut être complexée et elle n’est alors plus

prise en compte dans le dosage.

- La benzamidine a une structure proche du dioxétane. Elle

peut interférer avec celui-ci causant le biais positif.

D’après les résultats obtenus, nous recommandons de réaliser le prélèvement sur un tube EDTA associé à la benzamidine, de le conserver à 4°C jusqu’à son envoi au laboratoire. L’acheminement par la poste doit être fait à 4°C également. L’intérêt de l’utilisation de la benzamidine par rapport à l’aprotinine

est de diminuer le coût de façon considérable. La benzamidine est 10 fois moins

coûteuse que l’aprotinine.

77

- 78 -

CONCLUSION

L’hypercorticisme spontané est une des dysendocrinies majeures du chien

présentant deux modalités étiologiques et dont le traitement de choix diffère en

fonction de ces modalités. Le dosage de l’ACTH est une des possibilités d’établir

ce diagnostic étiologique. On peut l’associer à un test de freinage à la

dexaméthasone faible dose ou à un test de stimulation par l’ACTH, ce qui permet

alors d’établir le diagnostic étiologique en même temps que le diagnostic de

certitude de l’hypercorticisme spontané. Après confirmation du diagnostic

d’hypercorticisme, une concentration en ACTH inférieure à 10 pg/mL permet de

conclure à un hypercorticisme d’origine surrénale ; une concentration en ACTH

supérieure à 10 pg/mL permet de conclure à un hypercorticisme hypophysaire.

Le dosage de l’ACTH reste peu utilisé en pratique car il existe des

difficultés liées à la stabilité de l’ACTH dans les prélèvements sanguins.

Cependant, notre étude montre qu’une prise de sang réalisée sur un tube EDTA

associée à la benzamidine, centrifugée et envoyée à un laboratoire permet un

dosage fiable de l’ACTH par chimiluminescence par ailleurs validé chez le chien.

L’ACTH n’étant pas stable à température ambiante sur benzamidine, le

prélèvement doit être envoyé de manière réfrigérée. Le dosage de l’ACTH peut

donc être utilisé par les vétérinaires en clientèle grâce à l’utilisation de tubes

EDTA/benzamidine qui seront envoyés à 4°C à un laboratoire d’analyse

spécialisé.

Photo n°1 : Chien présentant une distension abdominale.

Photo n°2 : Alopécie sur la croupe.

79

Photo n°3 : Pyodermite et peau mince.

Photo n°4 : Calcinose cutanée chez un chien atteint d’hypercorticisme iatrogène.

80

Photo n°5 : Halètement chez un chien atteint d’hypercorticisme.

Photo n°6 : Alopécie interscapulaire chez la chienne Jyp.

81

Photo n°7 : Abdomen pendulaire, peau fine et comédons observables chez la

chienne Jyp.

82

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TRANCHARD AMANDINE DOSAGE DE L’ACTH POUR LE DIAGNOSTIC ETIOLOGIQUE DEL’HYPERCORTICISME CHEZ LE CHIEN : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ETEXPERIMENTALE. Thèse Vétérinaire : Lyon, le 6 juillet 2007 RESUME : Après avoir fait des rappels sur le fonctionnement de l’axehypothalamus-hypophyse-surrénales, nous présentons une étude bibliographiquede l’hypercorticisme chez le chien: épidémiologie, étiologie, expression clinique,complications possibles, moyens de diagnostic et traitements. Ensuite, nousexposons notre étude expérimentale sur l’utilisation du dosage de l’ACTH pour lediagnostic étiologique de l’hypercorticisme chez le chien. Elle permet de conclureque, sur benzamidine, l’ACTH n’est pas stable à température ambiante. L’envoipostal de prélèvements sanguins en vue du dosage de l’ACTH doit donc êtreréalisé à 4°C. Pour finir, deux cas cliniques de chiens atteints d’hypercorticismespontané sont exposés. MOTS CLES :

- hypercorticisme, - chien, - ACTH, - diagnostic, - étiologie.

JURY : Président : Monsieur le Professeur ANNAT Guy 1er Assesseur : Monsieur le Professeur GARNIER François 2e Assesseur : Monsieur le Professeur BURONFOSSE Thierry DATE DE SOUTENANCE : 6 JUILLET 2007

ADRESSE DE L’AUTEUR : Bouffeton 43 100 AUREC SUR LOIRE