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Compléments de Biologie Moléculaire et Cellulaire 1° année de Licence Annexes des cours de biologie moléculaire et cellulaire afin de parfaire leur compréhension. Par Chringel 2011
BIO202 Rédigé par Chringel
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LA MICROSCOPIE
SOMMAIRE
La Microscopie ................................................................................................................................................... 3
Principe ........................................................................................................................................................... 3
Notions liées à la Microscopie ......................................................................................................................... 3
La Transmission ........................................................................................................................................... 3
Le Pouvoir Séparateur ................................................................................................................................. 3
Profondeur de Champ.................................................................................................................................. 4
Grossissement ............................................................................................................................................. 4
La Microscopie Photonique ou Optique à Transmission .................................................................................... 4
Principe ........................................................................................................................................................... 4
Les Différents Types de Microscopie Photonique ............................................................................................ 5
Microscopie à Fond Clair ............................................................................................................................. 5
Microscopie à Fond Noir .............................................................................................................................. 5
Microscopie à Contraste de Phase ............................................................................................................... 5
Microscopie à Fluorescence ......................................................................................................................... 5
Microscopie Confocale................................................................................................................................. 6
Préparation des Echantillons ........................................................................................................................... 7
Microscopie Electronique à Transmission .......................................................................................................... 7
Principe ........................................................................................................................................................... 7
Visualisation des Structures ............................................................................................................................ 7
Préparations Spécifiques ................................................................................................................................. 8
Coloration Négative .................................................................................................................................... 8
Ombrage Métallique ................................................................................................................................... 8
Cryofracture ................................................................................................................................................ 8
Préparation des Echantillons ........................................................................................................................... 9
Microscopie Electronique à Balayage ................................................................................................................. 9
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La microscopie désigne l’ensemble des techniques permettant l’image de la structure biologique. On observe
toujours du niveau macroscopique au niveau microscopique.
LA MICROSCOPIE
PRINCIPE
Une onde envoyée sur la préparation ou émise par cette dernière est captée par un objectif qui la concentre
puis, passe par un oculaire pour donner une image.
NOTIONS LIEES A LA MICROSCOPIE
LA TRANSMISSION
L’observation de l’objet traversé par la lumière nécessite :
Aucune structure massive
Peu d’échantillon sur les lames.
LE POUVOIR SEPARATEUR
Le Pouvoir Séparateur définit et caractérise la puissance du microscope.
Le pouvoir séparateur est la distance minimale entre deux éléments d’un objet qui permet d’en obtenir deux
images séparées.
Le pouvoir séparateur correspond à la limite de détection.
Cette limite varie selon la technique employée :
Limite de l’œil : 0.1mm
Limite de la microscopie optique ou photonique : 0.1µm
Limite de la microscopie électronique : 0.1nm
On le calcule grâce à la loi d’Abbé.
LOI GENERALE D’ABBE:
d= (0.61 x λ) / (n x sin u)
d : pouvoir séparateur
λ : longueur d’onde de la source lumineuse
n : indice de réfraction
u : ouverture mécanique
Plus le pouvoir séparateur est petit est plus la résolution est bonne et le microscope sera puissant.
Donc, si la longueur d’onde est faible et l’ouverture mécanique grande, alors le pouvoir séparateur sera grand.
COMMET AUGMENTER LA RESOLUTION OU DIMINUER LE POUVOIR SEPARATEUR?
diminuer λ : utilisation de filtres bleu λ=0.4nm
augmenter n : utilisation d’huile n=1.5 c’est l’observation à l’immersion
augmenter u : utilisation d’objectif à grand angle.
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PROFONDEUR DE CHAMP
La profondeur de champ correspond à l’épaisseur de l’objet qui donne l’information dans l’image résultante.
Celle-ci doit être la plus petite possible et dépend de l’ouverture numérique : plus l’ouverture numérique est
grande et plus la profondeur de champ est faible.
Par exemple :
obj x10 profondeur de champ 25µm
obj x100 profondeur de champ 1µm
GROSSISSEMENT
Le grossissement est le grandissement de l’objectif multiplié par le grossissement de l’oculaire.
Par exemple :
obj x40 avec ocu x10 grossissement = 40 x 10 = 400
LA MICROSCOPIE PHOTONIQUE OU OPTIQUE A TRANSMISSION
PRINCIPE
Le principe de la Microscopie Photonique à Transmission est contenu dans le nom :
Photonique: utilisation de la lumière donc des photons.
A transmission: lumière transmise par l’échantillon donc elle traverse l’échantillon.
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LES DIFFERENTS TYPES DE MICROSCOPIE PHOTONIQUE
MICROSCOPIE A FOND CLAIR
Microscopie classique
La lumièr
e passe directement à travers l’échantillon
On obtient une image peu contrastée, le colorant est donc souvent utilisé en complément.
MICROSCOPIE A FOND NOIR
La lumière passe à travers l’échantillon en oblique
Les zones ne diffusant pas la lumière sont noires et les zones diffusant la lumière sont blanches
On obtient une image lumineuse sur fond noir
Cette microscopie est utilisée pour l’observation d’objets à l’état frais sans coloration.
MICROSCOPIE A CONTRASTE DE PHASE
Il y a un système de canalisation de la lumière par un diaphragme ce qui permet de transformer les
différents indices des milieux traversés par la lumière en différents niveaux d’amplitude lumineuse.
On obtient une image en dégradé de gris
Cette microscopie est très utilisée en biologie cellulaire.
MICROSCOPIE A FLUORESCENCE
Correspond à la microscopie électronique à épi fluorescence
Utilisation obligatoire de fluorochrome
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On éclaire uniquement les structures qui nous intéressent :
o On couple les fluorochromes avec des anticorps venant se fixer sur la partie que l’on souhaite
observer
o On attend un peu puis on observe la partie souhaitée maintenant fluorescente
Fluorochrome : molécule qui, excitée par une lumière UV réémet une lumière dans le visible.
MICROSCOPIE CONFOCALE
Même principe que la microscopie à fluorescence
La lampe UV est remplacée par un laser UV qui permet de mieux focaliser la lumière.
On obtient ainsi un faisceau de lumière très fin qui peut être déplacé le long et dans l’épaisseur de
l’échantillon.
On réalise une coupe optique par balayage de l’échantillon.
o On éclaire les fluorochromes par le côté avec le laser UV
o On prend une photo.
o On monte sur l’axe Oz (haut) de quelques µm avec le laser.
o On éclaire à nouveau les fluorochromes avant de prendre une photo.
o Une fois que tout l’échantillon a été parcouru, on assemble les photos prises et on obtient
alors une image précise de l’échantillon.
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PREPARATION DES ECHANTILLONS
1. Prélèvement de l’échantillon
2. Fixation
On arrête toute vie cellulaire, on fige et consolide l’objet comme un arrêt sur image en le plongeant
dans l’azote ou un liquide.
3. Déshydratation
On enlève l’eau de l’objet et on la remplace par un solvant de la paraffine : le toluène. Comme le
toluène n’est pas soluble dans l’eau, on remplace d’abord l’eau par de l’éthanol avant de remplacer
l’éthanol par le toluène.
4. Inclusion
On plonge l’échantillon dans de la paraffine fondue. On passe ensuite ce mélange au four avant de
mettre la paraffine avec l’échantillon à refroidir dans un moule.
5. Coupe au microtome
On réalise des coupes de l’ordre du µm en ruban grâce au microtome.
6. Etalement et Collage des Coupes sur une lame
7. Déparaffinage
On enlève la paraffine en plongeant la lame dans le toluène puis dans l’éthanol puis dans l’eau.
8. Coloration (si nécessaire)
9. Déshydratation
10. Montage et Observation des lames
MICROSCOPIE ELECTRONIQUE A TRANSMISSION
PRINCIPE
Le faisceau de photons utilisé en microscopie photonique est remplacé par un faisceau d’électrons dont la
vitesse peut être accélérée sous vide.
Du fait de la suppression des photons, il n’y a plus de longueur d’onde λ pour entrer dans la loi d’Abbé : le
pouvoir séparateur d est donc faible.
VISUALISATION DES STRUCTURES
La couleur de visualisation va changer selon le niveau d’énergie des électrons arrivant dessus :
Energie maximale = excitation maximale : l’électron laisse une tâche blanche
Energie plus faible = excitation plus faible : l’électron laisse une
tâche grise
On obtient alors une image en noir et blanc.
L’image obtenue peut aussi apparaître noire et blanche si on utilise des
contrastants.
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PREPARATIONS SPECIFIQUES
COLORATION NEGATIVE
Dépôt de métaux lourds sur la coupe posée sur un film transparent.
On obtient alors une image inverse :
o Si l’électron passe : image blanche
o Si l’électron est stoppé : image noire
OMBRAGE METALLIQUE
Pulvérisation de métaux opaques selon un angle donné
On obtient une image avec un effet de 3D.
CRYOFRACTURE
On obtient une image de cellule comme en feuillets.
Principe :
o Congélation rapide de l’échantillon à -160°C dans de l’azote ou du fréon liquide.
o Fracture de l’échantillon avec un couteau froid suivant les plans de moindre résistance.
o Décapage des surfaces.
o Ombrage métallique avec du carbone afin de confectionner une réplique.
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PREPARATION DES ECHANTILLONS
1. Prélèvement de l’échantillon
2. Fixation
On utilise uniquement la fixation chimique grâce au formol.
3. Dessiccation
On dessèche l’échantillon au lieu de le déshydrater.
4. Inclusion
On plonge l’échantillon dans de la résine fondue. On passe ensuite ce mélange au four avant de
mettre la résine avec l’échantillon à refroidir dans un moule. On utilise de la résine au lieu de la
paraffine car elle est plus dure.
5. Coupe au microtome
On réalise des coupes de l’ordre de 50 à 90 nm en ruban grâce au microtome.
6. Etalement et Collage des Coupes sur une lame
7. Dérésinage
On enlève la résine.
8. Montage et Observation des lames
Il n’y a pas de coloration ni de déshydratation lors de la préparation des lames observées au microscope
électronique. De plus, on ne peut pas observer d’êtres vivants car l’observation se déroule sous vide (en
quelque sorte).
MICROSCOPIE ELECTRONIQUE A BALAYAGE
Le principe est un peu semblable à celui utilisé par la microscopie électronique à transmission.
On bombarde d’électrons l’échantillon à observer. Cet échantillon est placé sous une cloche recouverte de
capteurs reliés à un ordinateur. Suite à une analyse de l’ordinateur, l’objet est reconstitué de façon précise
avec une apparence 3D.
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TECHNIQUES DE LOCALISATION ET DE
SEPARATION DES ORGANITES ET
MACROMOLECULES EN BIOLOGIE
CELLULAIRE
SOMMAIRE
Cytochimie ....................................................................................................................................................... 12
Colorants Vitaux ............................................................................................................................................ 12
Colorants Spécifiques .................................................................................................................................... 12
Coloration de Feulgen................................................................................................................................ 12
Coloration Acide Périodique et Réactif de Schiff ou APS ............................................................................. 13
Immunocytochimie .......................................................................................................................................... 13
Anticorps....................................................................................................................................................... 13
Immunofluorescence .................................................................................................................................... 14
Immunofluorescence Directe ..................................................................................................................... 14
Immunofluorescence Indirecte................................................................................................................... 14
Autre Marquage ........................................................................................................................................ 15
Cytoenzymologie .............................................................................................................................................. 15
Radioisotopes ................................................................................................................................................... 16
Définition ...................................................................................................................................................... 16
Pulse Chase ................................................................................................................................................... 17
Autoradiographie .......................................................................................................................................... 17
Tris Cellulaire : Cytométrie en Flux ................................................................................................................... 18
Fractionnement des Cellules, Séparation des Organites .................................................................................. 18
Coefficient de Sédimentation ........................................................................................................................ 19
En fonction de la Vitesse de Sédimentation................................................................................................... 19
Centrifugation Différentielle ...................................................................................................................... 19
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Centrifugation Zonale ................................................................................................................................ 20
En fonction de la Densité .............................................................................................................................. 20
Centrifugation Isopycnique ou à l’Equilibre ................................................................................................ 20
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CYTOCHIMIE
COLORANTS VITAUX
Ils permettent la mise en évidence des constituants cellulaires.
Les colorants vitaux permettent des colorations réalisées sur du matériel vivant grâce à des colorants non
toxiques, basiques.
En voici quelques uns :
Bleu de Toluidine : colore les composés acides tel l’ADN en bleu.
Rouge Neutre : indicateur du pH permettant de différencier les cellules mortes des cellules vivantes
selon son relargage.
o Rouge : forme acide
o Zone de virage : pH 8 à 8.8
o Jaune orangé : forme basique
Bleu de Coomassie : colore les protéines présentes dans un gel ou une cellule.
Il est spécifique aux protéines : il reconnait la forme d’une protéine, il localise donc toutes les
protéines présentes sans distinction.
Vert de Méthyl : colore l’ADN en vert.
Vert de Janus: colore les mitochondries en vert.
COLORANTS SPECIFIQUES
COLORATION DE FEULGEN
La coloration de Feulgen permet la localisation directe de l’ADN qui est alors coloré en rouge.
Cette réaction correspond à la coloration par le réactif de Schiff (fuschine décolorée par oxyddation) des acides
désoxyribonucléiques après une hydrolyse ménagée par l’HCl.
En effet : un traitement à l’HCl à 60° hydrolyse les bases puriques A et G.
Le réactif de Schiff se fixe alors sur les fonctions aldéhydes et forme un précipité rouge.
PROTOCOLE:
Incuber les racines d’Oignon fixées en éthanol dans de l’HCl 5N durant 20 minutes
Rincer avec de l’eau
Incuber avec du réactif de Schiff durant 15 à 20 minutes
Ecraser délicatement dans une goutte d’eau sur une lame
Monter une lamelle et observer au microscope
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COLORATION ACIDE PERIODIQUE ET REACTIF DE SCHIFF OU APS
La coloration APS permet de colorer de façon spécifique les polysaccharides en rouge. Elle va donc colorer
par exemple le glycogène pour les cellules animales et l’amidon pour les cellules végétales.
Cette réaction correspond à la coloration par le réactif de Schiff des molécules de glucose présentes dans ces
macromolécules, après hydrolyse par l’acide périodique. Cette dernière permet de présenter des fonctions
aldéhydes, reconnues par le réactif de Schiff, qui réagit en formant un précipité rouge.
Lorsque l’on utilise la microscopie électronique, on utilise le Thiocarbohydrate au lieu du réactif de Schiff. Il y a
alors réduction de proléinate d’argent qui est opaque aux électrons.
PROTOCOLE:
Incuber les racines d’Oignon fixées en éthanol dans de l’acide périodique 1% durant 20 minutes
Rincer avec de l’eau
Incuber avec du réactif de Schiff durant 15 à 20 minutes
Ecraser délicatement dans une goutte d’eau sur une lame
Monter une lamelle et observer au microscope
IMMUNOCYTOCHIMIE
ANTICORPS
On peut localiser des macromolécules dans des structures cellulaires à l’aide d’anticorps dirigés contre ces
molécules.
STRUCTURE D’UN ANTICORPS
Un anticorps est composé de :
2 chaînes lourdes : 3-4 domaines constants et 1 domaine variable.
2 chaînes légères : 1 domaine constant et 1 domaine variable.
La partie de l’antigène reconnue par un anticorps s’appelle l’Epitope du déterminant génique.
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IMMUNOFLUORESCENCE
IMMUNOFLUORESCENCE DIRECTE
Fixation de l’échantillon
Perméabilisation de l’échantillon pour permettre l’entrée d’anticorps dans les cellules
Incubation de l’échantillon avec des anticorps anti-X couplés à des fluorochromes
Anticorps se fixe sur la protéine X
Lavage : élimination des anticorps non-fixés
Montage de la lame
Visualisation au microscope à fluorescence ou confocal
IMMUNOFLUORESCENCE INDIRECTE
Fixation de l’échantillon
Perméabilisation de l’échantillon pour permettre l’entrée d’anticorps dans les cellules
Incubation avec des anticorps anti-X
Anticorps se fixe sur la protéine X
Lavage : élimination des anticorps non-fixés
Incubation avec des anticorps secondaires anti-souris couplés à des fluorochromes
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Montage de la lame
Visualisation au microscope à fluorescence ou confocal
Cette technique, contrairement à l’immunofluorescence directe, permet d’augmenter le signal émis par les
structures visualisées.
AUTRE MARQUAGE
Le fluorochrome peut être remplacé par :
Une enzyme : microscopie à fond clair
Une bille d’or colloïdale : microscopie électronique
CYTOENZYMOLOGIE
La Cytoenzymologie est l’ensemble des techniques permettant de localiser in situ des réactions
enzymatiques spécifiques.
Une Enzyme est une protéine ou un ARN qui permet de catalyser une réaction métabolique.
Enzyme + Substrat < > Enzyme + Produit
PRINCIPE
Ce sont des méthodes de détection des enzymes in situ qui les révèlent par leur activité et non pas par leur
présence. La visualisation permet de préciser la localisation intracellulaire de l'enzyme: soit directement
(oxydo-reductases), soit indirectement par coloration (hydrolases).
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L’expérimentateur fournit un substrat qui sera à l’origine de l’activité de l’enzyme. Grâce à la mise en activité
de celle-ci, on réussit à la repérer dans le milieu intracellulaire.
Le substrat peut :
Etre un perméant
Donner un prduit coloré : changement de couleur entre le substrat et le produit
Devenir insoluble : le produit formé va précipiter
In situ : dans son milieu naturel
RADIOISOTOPES
DEFINITION
Des Isotopes sont deux atomes ayant les mêmes propriétés chimiques, le même nombre d’électrons mais un
nombre de neutrons différent.
Les isotopes sont dit lourds du fait de leur différente de masse.
Certains isotopes sont instables ce qui entraîne une désintégration de la molécule: ce sont les isotopes
radioactifs.
TABLEAU DE ½ DES RADIOISOTOPES UTILISES EN BIOLOGIE
Isotope Durée de ½ vie 131I 8,1 jours 32P 14 jours 35S 87 jours 3H 12,3 jours 14C 5570 ans
Ceux-ci sont utilisés pour marquer :
L’ADN
Les os
Les organes observés en médecine IRM
Les acides aminés
Etc.
On parle alors de traceurs. L’utilisation des précurseurs radioactifs en biologie permet de suivre la synthèse et
le devenir des macromolécules.
Nous nous intéressons aux molécules biologiques permettant de mieux comprendre le fonctionnement de la
cellule, les précurseurs utilisés peuvent être :
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Pour l’ADN : la Thymidine radioactive
Pour l’ARN : l’Uridine radioactive
Pour les Protéines : un acide aminé souvent la Méthionine.
PULSE CHASE
On utilise l’expérience de Pulse Chase ici pour déterminer comment se déroule la synthèse des protéines.
1. Un isotope radioactif 35S est utilisé pour marquer les cellules.
2. On incube la culture cellulaire avec du 35S pendant quelques minutes : c’est le Pulse.
3. On les enlève ensuite du milieu pour les mettre dans un milieu contenant du S non radioactif avant
d’effectuer des prélèvements toutes les 10 minutes : c’est le Chase.
On a ainsi pu déterminer le transit d’une protéine dans la cellule :
Réticulum Endoplasmique Cys-Golgi Médian-Golgi Trans-Golgi Vésicule d’exocytose
AUTORADIOGRAPHIE
Il existe plusieurs moyens de détection des radioisotopes :
Compteur Geiger
Compteur à scintillation
Autoradiographie :
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TRIS CELLULAIRE : CYTOMETRIE EN FLUX
Il peut être nécessaire de trier des cellules pour analyser un type cellulaire particulier.
Ce tri peut se faire par :
Centrifugation différentielle
Utilisation de caractères spécifiques des cellules que l’on souhaite étudier
Trieur cellulaire : cytométrie
La cytométrie en flux permet l’analyse de nombreux constituants cellulaires, d’organites isolés
(mitochondries, noyau), de certaines fonction cellulaires ou encore le comptage des cellules.
PRINCIPE
On marque les cellules à trier grâce à un marquage fluorescent.
Les cellules fluorescentes vont être chargées positivement par l’appareil. Un champ électrique va alors
permettre de trier les cellules en fonction de leur charge.
FRACTIONNEMENT DES CELLULES, SEPARATION DES ORGANITES
Le fractionnement cellulaire consiste à décomposer les cellules de manière à isoler les principaux organites
afin de pouvoir les étudier.
La centrifugation permet de séparer des constituants de taille variable depuis des molécules jusqu’au
constituants cellulaires. Tous les constituants contenus sont soumis à la force de Gravité ainsi qu’à la poussée
d’Archimède.
En dehors du cas où les deux forces sont équilibrées (centrifugation isopycnique), on pourrait croire que les
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constituants vont tomber au fond du récipient dans lequel ils se trouvent ou remonter à la surface. Cela arrive
pour certain mais pour la majorité d’entre eux, l’agitation moléculaire empêche ce résultat. Elle n’a pas de
direction privilégiée et, à l’échelle macroscopique, l’agitation moléculaire est beaucoup plus importante que la
force de Gravité ou la poussée d’Archimède ce qui rend ses dernières négligeables.
Les centrifugations se font en fonction de deux critères : la vitesse de sédimentation (donc la masse) ou la
densité des particules.
COEFFICIENT DE SEDIMENTATION
Le coefficient de sédimentation v d’une particule va être fonction de son volume, de la densité du solvant
(détermine la poussée d’Archimède), de l’accélération et des frottements F.
Il est mesuré et exprimé en Svedberg S qui correspondent à 10-13s.
Plus sa valeur est élevée et plus la vitesse de sédimentation est importante.
On peut accélérer ce processus en utilisant la centrifugation : on remplace alors la force de gravité par la force
centrifuge.
EN FONCTION DE LA VITESSE DE SEDIMENTATION
CENTRIFUGATION DIFFERENTIELLE
La centrifugation différentielle consiste en la rupture/broyage mécanique des cellules à étudier. On sépare
les différents éléments à l’aide de cycles de centrifugation croissante.
Dans une première centrifugation à faible accélération, les éléments les plus massifs vont sédimenter et
former un culot au fond du tube. Les éléments pour lesquels le temps de centrifugation a été trop court ou
ceux dont l’accélération a été trop faible pour contrebalancer l’agitation moléculaire vont rester dans la
fraction liquide appelée surnageant.
Le surnageant et le culot sont récupérés séparément : les éléments les composants sont alors séparés.
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On peut ensuite réaliser une seconde centrifugation avec une accélération moyenne avec le surnageant. On
sépare ainsi progressivement les différents constituants en terminant par les éléments les plus petits et ayant
le moins de différence avec la densité du solvant.
Les fractions obtenues ne sont pas pures : elles sont enrichies.
En effet, les échantillons initiaux sont souvent complexes. L’intérêt de la centrifugation est de pouvoir traiter
des échantillons très complexes sur des volumes important.
CENTRIFUGATION ZONALE
La centrifugation zonale consiste en la séparation des particules sur un gradient de densité préformé de
saccharose en fonction de leur coefficient de sédimentation.
Les différents éléments s’accumulent entre les différents gradients de densité différente en fonction de leur
densité.
Les centrifugations différentielles et zonales correspondent à des sédimentations accélérées où la masse des
particules à trier va être un paramètre prépondérant.
Si la centrifugation est trop longue, les particules se retrouvent alors toutes dans le culot.
EN FONCTION DE LA DENSITE
CENTRIFUGATION ISOPYCNIQUE OU A L ’EQUILIBRE
Lors d’une centrifugation isopycnique, les particules sont séparées sur un gradient de densité non préformé
au chlorure de césium en fonction de leur densité de flottaison quelles que soit leurs formes ou tailles.
Cela permet la séparation d’organites de taille similaire mais de densité différente.
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Même avec une centrifugation trop longue, les particules s’arrêtent de migrer une fois qu’elles ont atteint leur
niveau de flottaison.
Cette méthode est assez précise pour séparer différents types de membranes ou des macromolécules
marquées par un isotope différent d’un même atome.
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LA MITOSE
CONTENU
Etude de la Mitose Animale ............................................................................................................................. 23
Etude de la Mitose Végétale ............................................................................................................................ 23
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La Mitose correspond à la division cellulaire.
Elle est présente chez l’ensemble des espèces vivantes.
ETUDE DE LA MITOSE ANIMALE
INTERPHASE
Réplication de l’ADN
Croissance et préparation à la mitose
PROPHASE
Condensation de la chromatine pour donner des chromosomes à deux chromatides
Fragmentation du noyau (membrane nucléaire)
Les centrioles ou centrosomes se placent chacun à un pôle de la cellule
Alignement des microtubules
MÉTAPHASE
Alignement des chromosomes sur le plan équatorial/mitotique de la cellule
Disparition du noyau
Chaque chromatide de chaque chromosome est reliée à un pôle différent de la cellule par le
centromère
ANAPHASE
Séparation de chaque chromatide des chromosomes
Les chromatides sont tirés par le fuseau mitotique vers chaque pôle de la cellule
TÉLOPHASE
Les chromosomes à une chromatide se remettent vers la place du futur noyau
Reformation du noyau
Les microtubules lâchent les chromosomes
Les composants cellulaires et organites reprennent leur place de façon équitable
CYTODIÉRÈSE
Elle se fait de l’extérieur vers l’intérieur à la manière d’un goulet : c’est la segmentation
ETUDE DE LA MITOSE VEGETALE
Les étapes sont les mêmes que chez la mitose animale exceptée pour quelques petits détails :
Il n’y a ni centriole ni aster lors de la mitose
La séparation cellulaire lors de la cytodiérèse se fait de l’extérieur vers l’intérieur
Il y a formation d’une plaque cellulaire avec des vésicules de Golgi qui formeront la future paroi. Les
microtubules formeront eux la future membrane plasmique.