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Etude de la toxicité sub-chronique d’Argemone mexicana

Thèse de Pharmacie Caleb Guirou 1

Ministère des Enseignements République du Mali Secondaire, Supérieur et de la Un Peuple – Un But – Une Foi Recherche Scientifique

UNIVERSITE DE BAMAKO *******************

FACULTE DE MEDECINE, DE PHARMACIE ET D’ODONTO-STOMATOLOGIE Année universitaire : 2008-2009 N˚………..

THESE :

Présentée et soutenue publiquement le………………..devant la Faculté de

Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie du Mali Par Monsieur Caleb Guirou Pour obtenir le grade de DOCTEUR en Pharmacie (Diplôme d’Etat) JURY Président : Pr Amagana Dolo Membres : Pr Ababacar Maïga Dr Cheick Traoré Directrice de Thèse : Pr Rokia Sanogo

TITRE : ETUDE DE LA TOXICITE SUB-CHRONIQUE DE ARGEMONE MEXICANA UTILISEE DANS LE TRAITEMENT

TRADITIONNEL DU PALUDISME



Je dédie ce travail :

A ma mère Yacouni Perou, toi qui me portas sur le dos, toi qui

m’allaitas, toi qui gouvernas mes premiers pas, toi qui supportas mes

caprices, toi qui te levais très tôt pour que je puisse être à l’école ventre

plein, toi qui t’es sacrifié pour que moi ton fils puisse réussir, voilà le

courenement des années de sacrifices, de souffrances, à travers ce travail

ton fils te demande pardon pour tous les chagrins causés maman,

j’espère que ce travail sera l’infloraison de l’espoir que tu as semé !

A mon père Tigué Guirou, merci de m’avoir mis à l’école, merci pour tes

conseils, tes mots d’encouragement, merci pour l’éducation reçut, que

DIEU vous prête longue vie.

A Karim Traoré, dans ce monde si difficile qui peut s’occuper de l’enfant

d’autrui comme le tien, merci pour le soutien matériel, financier et

moral, merci pour ton apport si grand dans mon éducation scolaire et

dans la vie de société, que DIEU te paie pour ta gratitude, ton amour

pour les autres.

A ma petite fille adorée Awa Amaga, que DIEU te prête longue vie.

DEDICACES



Je remercie tout d’abord le bon DIEU, le Miséricordieux, l’Homnipotant,

pour tous ses bien faits envers nous.

Je remercie le Mali ma chère patrie.

Mes remerciements vont ensuite à l’endroit de :

Tous les enseignants qui m’ont encadré de l’école Maternelle à la

Faculté,

Tous mes parents : Papa, Maman, mes frères Pierre, Emma Noël,

Amadimé, Lazare, Josué, Ali, Etienne Dougnon, mes sœurs Nèma,

Dorkas, Marie, ma grande mère Awa Perou, mon tonton Alassane

Perou.

Fatoumata Kamoko, chère amie et confidente, merci pour ton soutient.

Tous les grands frères académiques : Ibrehim Guindo pour son soutient

indéfectible, Souley Ongoïba, Kirya Koné.

Tous mes camarades de promotion : Tidiany Siby, Minétou Siby,

Mamadou K Konaté pour leurs soutients dans les moments les plus

difficiles, Mory Dounbouya, Abdoulaye dit Aïgorou Guindo, Tiocri,

Dramane Koné, Abdoul Salam Bah, Amadou Guindo.

Tous mes collègues représentants des étudiants à l’ensemblée de Fac :

Harira Cissé, Modibo Doumbia, Ibrehim G Diall.

Tous mes camarades de la chambre B11.

Tous mes camarades thésards du DMT : Salimata Dagnogo, Ester

Coulibaly, Wassa Dembélé, Amed Dafolo Koné, Lamine Diarasouba,

Philipe Traoré.

REMERCIEMENTS



Pr Rokia Sanogo pour sa disponibilité, son courage, son amour pour le

travail bien fait, félicitation pour votre réussite au concours du CAMES.

Pr Ababacar Maïga pour son apport à la réalisation de la thèse, Dr

Sékou Bah pour ces explications.

Pr Drissa Diallo pour sa disponibilité, son encadrement, son travail sans

faille dans la revalorisation de la médecine traditionnelle.

Tout le personnel du DMT particulièrement à Monsieur Fagnan Sanogo,

Tonton Kassim.

Tout le personnel des services de biochimie, hémato, anapath de

l’INRSP.

Rectorat de l’université de Bamako pour son financement.

Tout le personnel de la Pharmacie Djiguiya à Bamako au Banconi

Razel : Docteur Aïssata Kodio pour sa contribution dans ma formation,

Moussa Kodio, Saydou Dougnon, Moctar Kodio, Oumar Kodio,

Antoine Dougnon.

Mes remerciements vont à l’endroit de toutes les personnes qui de près

ou de loin ont contribué à ma formation depuis la maternelle jusqu’à

maintenant.



A notre maître et Président du jury professeur Amagana Dolo,

Maître de conférence agrégé en Parasitologie-Mycologie, au

Département d’Epidémiologie des Affections Parasitaires (DEAP), vous

êtes une référence pour nous au sein de votre département et par la

qualité des enseignements reçus. Vous nous faites un grand honneur en

acceptant de présider ce jury de thèse malgré vos multiples occupations,

Trouvez ici, cher maître, l’expression de notre profonde gratitude.

Hommage aux membres

du jury



A notre maître et juge professeur Ababacar Maïga,

Maître de conférence en Toxicologie, Directeur Adjoint à la Direction de

la Pharmacie et du Médicament, nous nous souvenons de vos cours de

toxicologie bien dispenser, vous avez participé à améliorer ce travail,

votre présence dans ce jury nous honore beaucoup, trouvez ici nos

sincères remerciements.



A notre maître et juge Docteur Cheick Traoré,

Maître assistant en Anatomie-Pathologie, Chef de service d’Anatomie-

Pathologie à l’INRSP, la spontanéité avec laquelle vous avez accepté de

contribuer à ce travail et d’être parmi ce jury, malgré vos multiples

occupations nous est allée droit au cœur, trouvez ici nos sincères

remerciements.



A notre maître et directrice de thèse professeur Rokia Sanogo,

Maître de conférence agrégé en Pharmacognosie, Votre désir pour le

travail bien fait, votre ponctualité, votre sens élevé pour le respect de la

dignité humaine, votre courage et votre rigueur scientifique, sont entre

autres des qualités enviées de tous, vous avez accepté de diriger ce

travail malgré vos multiples occupations et malgré que vous prépariez le

concours du CAMES, trouvez ici chère maître nos sincères sentiments de

reconnaissance.



SIGLES ET ABREVIATIONS DMT : Département Médecine Traditionnelle

DL50 : Dose Létale à 50%

INRSP : Institut National de Recherche en Santé Publique

MTA : Médicament Traditionnel Amélioré

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

IC50 : Concentration Inhibitrice à 50%

PIB : Produit Intérieur Brut

GB : Globules Blancs (mm3)

GR : Globules Rouges (mm3)

HGB : Hémoglobine (g/l)

HCT : Hématocrite (%)

VGM : Volume Globulaire Moyen (mm3)

TGMH : Taux Globulaire Moyen en Hémoglobine (pg)

CCMH : Concentration Corpusculaire Moyenne en Hémoglobine (g/dl)

IDR : Indice de Distribution érythrocytaire (%)

PLA : Plaquettes (mm3)

VMP : Volume Plaquettaire Moyen (mm3)

LYM% : Pourcentage de Lymphocytes

LYM# : Nombre de Lymphocytes (mm3)

MON% : Pourcentage de Monocytes

MON# : Nombre de Monocytes (mm3)

GRA% : Pourcentage de Granulocytes

GRA# : Nombre de Granulocytes (mm3)

IDP : Indice de Distribution Plaquettaire (%)

THT: Plaquettocrite (%)



L1: Lot 1

L2: Lot 2

L3: Lot 3

L4: Lot 4

$ US: Dollars des Etats Unis d’Amérique.

CHU : Centre Hospitalo Universitaire.



Sommaire Introduction…………………………………………………………………...6 Motivation……………………………………………………………………..8 Objectifs………………………………………………………………………..8 Généralités 1-Généralités sur le paludisme……………………………………………..10 1.10-MTA contre le paludisme……………………………………………..15 1.11-Plantes antipaludiques………………………………………………...15 2-Généralités sur A. mexicana………………………………………………16 3-Notion de toxicité………………………………………………………....25 Travaux personnels 5-Méthodologie……………………………………………………………..30 5.1-Lieu d’étude…………………………………………………………….30 5.2-Matériel végétal………………………………………………………...30 5.3-Etude botanique………………………………………………………..31 5.4-Préparation des extraits……………………………………………….32 5.5-Etude phytochimique………………………………………………….33 5.6-Etude de la toxicité sub-chronique…………………………………...41 6-Résultats………………………………………………………………….43 6.1-Caractères organoleptiques…………………………………………..43 6.2-Macroscopie……………………………………………………………43 6.3-Microscopie…………………………………………………………….43 6.4-Rendement des extractions…………………………………………...45 6.5-Etudes phytochimiques……………………………………………….46 6.6-Données de la toxicité sub-chronique……………………………….56 6.7-Effet sur la diurèse de base…………………………………………...67



Commentaires et discussions……………………………………………..70 Conclusion…………………………………………………………………..76 Recommandations………………………………………………………….77 Références Bibliographiques………………………………………………79 Annexes……………………………………………………………………..81



INTRODUCTION



Introduction Le paludisme est une maladie parasitaire causée chez l’homme par un

protozoaire du genre Plasmodium transmis par le moustique du genre

Anopheles.

Selon le rapport de l’OMS 2005 on estime que 350 à 500 millions de

personnes soufrent de paludisme chaque année. Le paludisme est une

maladie qui tue un enfant toutes les 30 secondes en Afrique

subsaharienne. Plus d’un million de personnes meurent chaque année de

paludisme dans le monde, dont une majorité d’enfants de moins de 5 ans

et 90% de décès ``due˝ au paludisme surviennent en Afrique. On estime à

plus de 12 milliards de $ US la perte annuelle de PIB due au paludisme en

Afrique alors qu’une fraction de cette somme suffirait à le maîtriser

(OMS, 2005).

Au Mali le paludisme occupe 48% des consultations quotidiennes des

centres de santé et est responsable de 26,77% de morbidité et de 11,64%

de mortalité dans le service de pédiatrie du CHU Gabriel Touré. (Diabaté,

2006)

Ces chiffres nous montrent combien le paludisme reste encore un

problème de santé publique dans le monde, particulièrement en Afrique

et au Mali.

Les accessibilités économiques et géographiques aux soins de santé

moderne, l’insuffisance et la mauvaise répartition des personnels de santé

modernes de même que les habitudes socioculturelles sont des facteurs

qui font que 80% de la population en Afrique fait recours à la médecine

traditionnelle.



Cette médecine traditionnelle est tenue pour une grande part par les

thérapeutes traditionnels. Il existe un tradithérapeute pour 2000 à 4000

habitants contre un agent de santé moderne pour 20000. (Traoré, 1999 ;

Sangaré, 2003)

La recherche sur les plantes antipaludiques a pris une ampleur

particulière depuis l’isolement de la quinine, de l’écorce de Cinchona spp,

et surtout de l’artémesinine d’une plante médicinale de la pharmacopée

traditionnelle Chinoise : Artemisia annua L.

Au Mali, le traitement de première intention pour 60% des enfants

atteints de forte fièvre due au paludisme fait appel aux plantes

médicinales administrées à domiciles.

Parmi les 7 médicaments traditionnels améliorés du DMT le Malarial seul

est utilisé pour le traitement du paludisme et est surtout actif contre les

symptômes que sur les schizontes, d’où la nécessité de trouver d’autre

médicament traditionnel amélioré contre le paludisme.

Argemone mexicana est une plante traditionnellement utilisée dans le

traitement du paludisme (Sangaré, 2003). L’activité anti-paludique in vitro

mise en évidence avec 7 autres plantes utilisées traditionnellement pour le

traitement du paludisme. Parmi ces 8 plantes Argemone mexicana a été la

plus efficace avec une IC50=1µg/ml pour l’extrait méthanolique même

meilleure à celle de la chloroquine témoins à l’époque mais actuellement

retirée du marché à cause de la chimiorésistance. L’étude de ``Sidibé˝ en

2006 a permis de montrer l’efficacité du décocté avec une réduction de la

parasitemie supérieure au Malarial, et l’étude clinique menée par

``Florent˝ en 2008 sur A.mexicana et les combinaisons thérapeutiques à

base d’artémisinine a montré que l’évolution vers un paludisme grave

dans les deux groupes d’étude était inférieure à 5%.



Notre étude sur Argemone mexicana porte sur la toxicité sub-chronique.

Après administration de la dose du thérapeute pendant une certaine

période aux animaux, leurs organes d’éliminations ont été examinés.

Motivation :

Notre travail est motivé par :

- Le désir de lutter contre le paludisme en contribuant à l’amélioration

d’un médicament traditionnel antipaludique.

- Le souci de valoriser les médicaments traditionnels améliorés.

Objectif Général : Etudier la toxicité sub-chronique des feuilles d’Argemone mexicana.

Objectifs spécifiques

- Rechercher les éléments microscopiques de la poudre des feuilles de

Argemone mexicana.

:

- Caractériser les groupes chimiques présents dans le décocté des

feuilles de Argemone mexicana.

- Déterminer le rendement des extractions.

- Déterminer l’activité antioxydante du décocté.

- Déterminer l’impact du décocté sur les paramètres biochimiques,

hématologiques, histopatologiques des animaux traités.



GENERALITES



1-Généralités sur le paludisme :

1.1-Définition :

Le paludisme, encore appelé malaria est une parasitose due à un

protozoaire transmis par la piqûre d’un moustique femelle, l’anophèle,

provoquant des fièvres intermittentes.

1.2-Historique :

La cause de la maladie a été découverte le 6 novembre 1880 à l’hôpital

militaire de Constantine (Algérie) par un médecin de l’armée française,

Alphonse Laveran, qui reçut le prix Nobel de médecine et de physiologie

en 1907.

C’est en 1897 que le médecin anglais Ronald Ross (prix Nobel 1902) prouva

que les moustiques (Anopheles) étaient les vecteurs de la malaria.

Auparavant, c’était, le mauvais air (male aria en italien) émanant des

marécages qui était incriminé. Palud (zone de marécages en France) est à

l’origine du terme <<Paludisme>>.

1.3-Agents pathogènes

:

L’agent pathogène est le genre Plasmodium qui comporte quatre espèces

dont :

-Plasmodium falciparum : à l’origine de la fièvre tierce maligne (espèce

prédominante et responsable de 90% de la mortalité due au paludisme).

-Plasmodium vivax : à l’origine de la fièvre tierce bénigne avec des rechutes

à long terme.

-Plasmodium ovale à l’origine de la fièvre tierce bénigne avec des rechutes à

long terme.

-Plasmodium malariae à l’origine de la fièvre quarte.

-Plasmodium Paknowlesi.



1.4-vecteurs :

Les moustiques sont les vecteurs, ils appartiennent au genre Anopheles.

Une soixantaine d’espèces d’anopheles a été identifiée comme vecteurs du

paludisme.

En Afrique les principales espèces sont : A.gambiae sensu lato et A.funestus.

A.gambiae et A.funestus se relayent dans la transmission du paludisme à

P.falciparum. Les mâles se nourrissent de nectars de fleurs et des sucs de

végétaux et les femelles utilisent le sang des mammifères pour la

maturation des œufs qu’elles portent, car les protéines sanguines y sont

indispensables. (Sidibé, 2006)

1.5-Symptomatologie

Le paludisme grave est causé quasi exclusivement par les infections de

P.falciparum et survient généralement 6-14 jours après infection. Ce type

de paludisme peut entraîner le coma et la mort s’il n’est pas traité. Les

enfants et les femmes enceintes sont particulièrement vulnérables. On

:

Les symptômes du paludisme incluent la fièvre, des tremblements

intermittents, des arthralgies, des nausées et vomissement, de l’anémie

causée par l’hémolyse, l’hémoglobinurie, et des convulsions. Des

sensations de picotements peuvent apparaître dans la peau notamment

quand le paludisme est causé par P.falciparum. Le symptôme le plus

classique du paludisme est la répétion cyclique d’une sensation de froid

soudaine suivie de frissons, de fièvre et de sudation durant quatre à six

heures, survenant tous les deux jours avec les infections dues à P.vivax et

P. ovale, tous les trois jours pour celles dues à P.malariae, P.falciparum peut

entraîner des fièvres toutes les 36-48 heures ou une fièvre continue et

moins prononcée.



note d’autres symptômes : Splénomégalie, céphalées sévères, ischémie

cérébrale, hypoglycémie, nausées, vomissements. (OMS, 2005)

1.6-Clinique du paludisme :

Les manifestations cliniques n’apparaissent qu’au cours de la

multiplication asexuée des plasmodiums à l’intérieur des hématies faisant

du paludisme au sens propre, une érythrocytopathie parasitaire. Cette

dernière aboutit à :

- des accès fébriles violents rythmés,

- une destruction massive d’hématies qui entraîne une anémie

hémolytique,

- une biligenie pigmentaire, d’où subictère,

- une détérioration de l’état général pouvant aboutir à la cachexie.

1.7-Diagnostic :

La méthode de diagnostic la moins chère, la plus fiable et la plus

répandue est l’examen au microscope de frottis sanguin, ce qui permet

d’identifier les caractéristiques uniques de chacune des quatre espèces de

parasites. Deux types de frottis sont utilisés traditionnellement. Les

plaques fines sont similaires aux autres frottis sanguins et permettent

d’identifier l’espèce de parasites, car l’aspect du parasite est mieux

conservé. Le test par goutte épaisse permet de parcourir un volume

sanguin plus large d’où une sensibilité environ 11 fois plus élevée qu’avec

une plaque fine.

1.8-Traitement

Le traitement repose sur l’utilisation de molécules antipaludiques qu’on

peut classer selon leurs propriétés pharmacologiques, leurs propriétés

chimiques, et leurs origines. Ces molécules sont utilisées en fonction du

stade de la maladie et de la sensibilité du parasite aux antipaludiques.

:



1.8.1-Classification :

1.8.1.1-Classification selon leurs propriétés pharmacologiques :

-Les schizonticides : ils sont actifs sur les schizontes, inactifs sur les

gamètes. Ils sont utilisés dans le traitement curatif des accès palustres,

mais n’empêchent pas la transmission de la maladie. Ce sont : la quinine,

et ses sels, les amino-4 quinoléines, les biguanides et dérivés, les

diaminopyridines, et les sulfamides.

-Les gametocides : ils ont peu d’intérêts thérapeutiques pour le paludéen

car ne sont actifs que sur les gamètes. Mais intéressant sur le plan de la

prévention au niveau de la collectivité car empêchent la transmission de

la maladie. Ce sont principalement les amino-8 quinoléines.

Certains antipaludiques comme l’artémisinine et ses dérivés auraient à la

fois les activités schizonticides et gamétocides.

1.8.1.2-Classification selon la famille chimique

:

-Les méthanol quinoléines : la quinine et la méfloquine

-Les amino-4 quinoléines : la chloroquine (retiré du marché) et

l’amodiaquine

-Les amino-8 quinoléines : la primaquine

-Les antifoliniques : les biguanides et les diaminopyrimidines

(pyriméthamine et triméthoprime).

-Les antifoliques : sulfadoxine, sulfalène, dapsone.

-Les phénanthrènes méthanols : halofantrine

-Les aryles-amino-alcool : artémisinine et dérivés (artemether,

artesunate)



1.8.1.3-Classification selon l’origine :

-Origine naturelle : quinine, artemisinine et dérivés.

-Origine synthétique : la méfloquine, chloroquine, amodiaquine,

primaquine, halofantrine, les antifoliques et les antifoliniques.

1.8.2-Résistances aux antipaludiques

:

Les antipaludiques en monothérapie (traitement fondé sur un seul

médicament) perdent rapidement leur efficacité. A certains endroits, le

paludisme est résistant à toutes les thérapies de première intention qui

sont financièrement accessibles. Il importe de suivre l’ampleur et la

propagation de la pharmacorésistance pour parvenir à la juguler. La

résistance à un médicament n’est pas nécessairement uniforme à l’échelle

d’un pays et il peut subsister des poches régionales où la résistance

l’emporte, où le médicament reste efficace. Toute fois, les victimes du

paludisme et les dispensateurs de soins ignorent trop souvent si le

paludisme auquel ils ont à faire est résistant ou non. Par conséquent il

faut cerner les zones de pharmacorésistances et, le cas échéant,

recommander et fournir des médicaments de substitution. Pour ce faire,

l’OMS aide les pays à cartographier la pharmacorésistance et leur

recommande de s’orienter vers un nouveau traitement efficace lorsque ou

avant que le niveau de résistance aux médicaments utilisés dépasse 15%,

et de ne pas les laisser excéder 25% (OMS, 2005).

Actuellement on assiste à l’utilisation de combinaison thérapeutique à

base d’artemisinine et d’amodiaquine appelée CTA pour éviter la

résistance.



1.9-Prophylaxie :

La prévention du paludisme repose sur la chimioprophylaxie et la

protection contre la piqûre des moustiques. Elle est individuelle et

collective.

1.10-Médicament traditionnel améliore (MTA) contre le paludisme :

Actuellement le Malarial reste le seul MTA disponible contre le

paludisme, c’est un mélange de poudre de Cassia occidentalis les feuilles

(activité antipyrétique) Lippia chevalieri les feuilles (aromatisant) Spilantes

oleracea les fleurs (activité antiparasitaires).

Présentation : Paquets de 11 sachets de 10g chacun,

Posologie : Adultes : 2 sachets/jour pendant 4 jours et 1 sachet/jour

pendant 3 jours. Enfants : ½ sachets 2 fois/jour pendant 4 jours et ½

sachet/jour pendant 3 jours.

1.11-Plantes antipaludiques

En Afrique il existe une importante ressource naturelle qui englobe près

de 5000 espèces de plantes supérieures vascularisées sur les 25000 espèces

du monde entier (Traoré, 1999).

:

Dans les différents documents consultés les auteurs ont signalé environ

710 espèces de plantes utilisées comme fébrifuges et/ou antipaludiques.

Elles sont contenues dans 120 familles, seulement 35 contiennent 72,96%

des espèces citées (518 espèces). Un peu plus de la moitié (55,92% soit 397

espèces) est concentré dans 18 familles. Sept familles représentent à elles

seules 35,07%(249 espèces) ce sont : les Verbenaceae (20 espèces), les

Mimosaceae (21 espèces), les Compositeae (32 espèces), les Ceasalpiniaceae (39

espèces), les Euphorbiaceae (41 espèces), les Papilionaceae (44 espèces) et

enfin les Rubiaceae (52 espèces). Les espèces les plus fréquemment

rencontrées sont Cassia occidentalis, Azadirachta indica, Combretum



micrantum, Cassia sieberiana, Carica papaya, Nauclea latifolia, Guiera

senegalensis, Mitragyna inermis, Securinega virosa, Anogeisus leicarpus,

Ximenia americana, Tamarindus indica, Vitex ferruginea (Sangaré, 2003).

2-Généralités sur Argemone mexicana :

2.1-Systématique

Embranchement : Spermaphytes

: Règne : Végétal

Sous règne : Eucaryotes

Sous embranchement : Angiospermes

Classe : Dicotylédones

Ordre : Rannuculales

Famille : Papavéracée

Genre : Argemone

Espèce : Mexicana

Le genre Argemone comporte 12 espèces les principales sont A.alba,

A.platyceras, A.grandiflora, A.mexicana.

2.2-Nomenclature

Peulh : Simsimji

:

Français : Argémone mexicaine

Anglais : Mexican prickly ; Yellow poppy

Bambara: Bozobo; Nienidjeni

Dogon (cercle de koro) : Aignètawa, Sonkeriai

Indien : Satyanashi

Senoufo : Kakontapia

Malinké : Tonbo sama



2.3-Description botanique :

A. mexicana est une herbe annuelle ramifiée et dressée, qui atteint 1 m de

hauteur (Figure N°1). La base est ligneuse, les feuilles sont alternes

sessiles et glabres lancéolées avec le bord lobé et dentellé, ces dents sont

terminées par des pointes épineuses, les nervures sont alternes, étalées

d’un blanc laiteux sur le limbe, on rencontre des épines à la partie

inférieure du limbe. Les fleurs sont terminales, ils peuvent atteindre 2,5 à

5 cm de diamètre avec des sépales verts et des pétales jaune vif. Les

fruits sont des capsules rectangulaires et ovoïdes avec de nombreuses

épines dressées ou étalées. Le latex est jaune, la graine est brun-noirâtre,

ronde et nette. Ces graines ressemblent aux graines de moutarde

(Brassica compestris) qui fournissent l’huile de moutarde avec lesquelles

des falsifications sont possibles.

Argemone mexicana est originaire de la partie méridionale de l’Amérique

du nord.

Elle vit en petit peuplement en général près des villages et campement,

c’est une espèce anthropogène.

Au Mali elle est retrouvée dans différentes régions (Sangaré, 2003).



Figure N°1 : Argemone mexicana

2.4-Utilisations traditionnelles :

Les feuilles sont traditionnellement utilisées dans les entéralgies,

douleurs musculaires, la gonorrhée, constipation, mal fonctionnement

hépatique et jaunisse, paludisme simple, toux, inflammation.

Les tiges utilisées en infusion comme diurétique.

Les racines sont utilisées en infusion comme stimulant voir excitant, anti-

helminthique, en décoction contre le mal de dent, douleur des yeux,

écoulement urétral, en macération dans les blennorragies, troubles

hépatobiliaires, fièvres bilieuses hématurique.

Le suc est utilisé comme sédatif, antiémétique, dans les otites, les

affections oculaires.

Les graines infusées étaient utilisées comme diurétiques purgatifs.



L’huile dans les constipations, insomnies, infections cutanées, plaies.

La partie aérienne en décoction utilisée comme diurétique, purgative,

diaphorétique, on l’utilise dans les maladies oculaires, eczéma, etc.

(Sidibé, 2006).

Les Indiens fumaient les feuilles de la plante à la manière de l’opium.

(Plante médicinale du monde).

2.5-Composition chimique : On note la présence des hétérosides

cardiotoniques, des composés réducteurs des tanins, benzoquinones,

coumarines, mucilages, stérols, triterpènes et les alcaloïdes.

Tableau I

Groupes

: Répartition des alcaloïdes en fonction des organes de

Argemone mexicana.

Alcaloïdes Organes

Protoberberine Berbérine Feuilles, tiges, graines

Coptisine Racines

Protopine Protopine Feuilles, tiges, graines

Allocryptopine Racines

Benzophenanthridine

Sanguinarine Huile de graines

Dihydrosanguinarine Huile de graines

Chelerythrine Racines

Dihydrochelerithrine Racines

Dihydrosanguinarine : 87%

Sanguinarine : 5%

Berbérine : 0,5%

Protopine : 0,12%

Chelerythrine : 0,03%



Coptisine : 0,13%

En plus des alcaloïdes signalés, on retrouve également :

-dans les graines : Huile 22 á 40% du poids sec, matières azotés, amidon,

eau, sels minéraux, cellulose, sucres, gommes.

-dans la plante entière : les racines contiennent du saccharose et les

feuilles de la vitamine C ; la poudre de feuilles séchées et la tige

renferme : des corps gras (alcool cérylique, bêta sistostérol…), des acides

organiques solubles dans l’eau (acide tartrique, acide succinique, acide

citrique, acide malique), des aminoacides libres et combinés, des

monosaccharides (glucose et fructose) et des sels minéraux.

-dans les fleurs : trois dérives flavonoïques ont été retrouvés

(isorhamnetine, isorhamnetine-3-glucose et isorhamnetine-3-7

diglucosides) (Sangaré, 2006 ; Kerharo).

2.6-Pharmacologie :

2.6.1-Les organes

Les racines antiblenoragiques, stimulantes voir excitantes.

: la plante entière est réputée hypotenseur, narcotique,

diaphorétique, diurétique.

Les graines sont toxiques pour les animaux mais aussi pour l’Homme.

Elles sont utilisées à doses thérapeutiques pour leurs propriétés

diurétique et purgative.

Les feuilles et la tige ont également des propriétés antibactérienne,

antivirale, hypotensive, spasmodique et stimulante. Les feuilles sont

laxatives, anti-inflammatoires pour les yeux, cicatrisantes pour les

ulcères mais également embryotoxique.

La tige a des propriétés diurétiques.

L’extrait de ses capsules constitue un excellent hypnotique et antitussif.

Le latex a des propriétés anticoagulantes.



2.6.2-Les alcaloïdes totaux : stimulent tous les muscles lisses et se

comportent comme antagoniste de l’acétylcholine, l’histamine et de la 5-

hydroxytryptamine. Ils possèdent une action ocytocique….

2.6.3-Les alcaloïdes : ce sont probablement les principes actifs

d’Argemone mexicana :

La berbérine : est douée de propriétés bactériostatiques à faible dose,

bactéricide à dose plus forte. Elle est aussi fongicide et toxique à l’égard

des plasmodiums, les leishmanies et divers protozoaires …

Elle n’est pas toxique, elle déprime l’activité respiratoire et stimule les

muscles lisses de différents organes : intestin, utérus, bronches…

La protopine : est spasmolytique, anticholinergique, anti-arythmique

anti-bactérienne, elle augmente la fixation de l’acide gamma-

aminobutyrique sur ses récepteurs centraux.



Allocryptopine : L’alpha-allocryptopine ralenti le cœur du rat et de la

grenouille et prolonge la systole.

Elle ralentit aussi les battements du cœur chez les chats et les lapins aux

doses de 10-20 mg/kg, provoque le blocage du cœur de la grenouille á

des doses élevées.

La sanguinarine : est en partie responsable de la toxicité de l’huile de la

plante. Elle stimule le cœur isolé de la grenouille, du cobaye et d’autres

mammifères, mais n’à aucun effet sur la pression sanguine du chien sur

l’intestin isolé, et sur l’utérus gravide du cobaye. Ses 3 actions sont : anti-

adrénaline, effets histopathologique sur la cornée, l’angle de filtration, la

rétine et la peau, et des effets sur l’équilibre tissus fluides.

La sanguinarine possède des propriétés : antimicrobienne, antifongique

et anti-inflammatoire.

L’hydro sanguinarine : Même á forte dose n’est pas toxique. Le chlorure



de Sanguinarine est utilisé en bain de bouche et dentifrice, surtout aux

Etats-Unis.

(Kerharo et Adams, 1974 Bruneton, 1993 Burkill, Sidibé, 2006)

2.7-Toxicité de Argemone mexicana :

Beaucoup d’étude sur A. mexicana ont surtout porté sur la toxicité de

cette plante qui est signalé à diverses reprises comme étant toxique pour

l’homme et les animaux. Elle peut entraîner la mort par hémorragies

intestinales qui serait due principalement à la consommation du latex et

des graines. En effet, l’huile de moutarde qui est utilisé pour la cuisson

des aliments se trouvait très souvent contaminée par l’huile de la graine

de A. mexicana ou la graine qui contamine les céréales comme le blé.

Beaucoup de cas d’intoxication ont été signalés à travers le monde ; la

première a été signalée à Calcutta en Inde en 1877, puis s’en est suivi

d’autres cas au cap, Afrique du sud entre 1946 et 1947 qui a fait 4

victimes sur 12 intoxiqués, chez les poules en Australie. Deux épidémies

touchant Delhi et alentours avec 65 morts pour la seule ville de Delhi en

1998, à Saptari au Népal en 1996.

Le mécanisme de la toxicité de l’huile de A.mexicana n’est pas encore clair

mais différentes hypothèses ont été émises, elle est plus ou moins liée à

la Sanguinarine :



inhibition de Na+ et K+ ATPase

dégradation de la membrane cellulaire par des réactions

d’oxydation et la peroxydation des lipides

inhibition de l’activité de l’ADN polymérase

accumulation de pyruvate due à une glucogénolyse accrue.

L’empoisonnement qui débute brutalement sans signes avant coureurs

se traduit rarement par les symptômes diarrhées, vomissement, mais

plus souvent par de la constipation et par des troubles de la vision .Les

premiers symptômes de l’empoisonnement sont caractérisés par des

douleurs et des œdèmes, mais la véritable épidémie commence avec

l’apparition de sarcoïdes, légères diarrhées et légers œdèmes des

jambes. Il a été montré chez le rat que la DL50 du chlorure de

sanguinarine est de 1,66g/Kg (per os) ; ce même animal ne semble pas

souffrir d’une dose quotidienne de 0,6 mg/Kg de sanguinarine pendant

30 jours.

La toxicité est beaucoup plus marquée par voie IV (29 mg/Kg) (Kerharo

et Adam, 1974 ; Sidibé, 2006).

2.8-Cytotoxicité :

Ces tests réalisés à l’institut des maladies tropicales de Bâle (Suisse) ont

été effectués sur tous les extraits aqueux. La méthode de cytotoxicité L6

a été utilisée et la drogue de référence était la podophyllotoxine. Selon

les résultats obtenus ils ont trouvé des IC50

toujours supérieures à

90 µg/ml pour tous les extraits quel que soit le solvant de dilution utilisé

(eau ou le diméthyl sulfoxide) et la drogue de référence variait de 0, 009-

0.01 µg/ml. (Sidibé, 2006)



2.9-Toxicité aigue: Elle a été déterminée au DMT (département médecine

traditionnelle de l’INRSP) sur des souris pendant 72 heures. La DL50

obtenue était supérieure à 3,205g/kg.

2.10-Activité antipaludique : Elle a été déterminée avec sept autres

plantes qui sont: Canthium acutiflorium (Rubiaceae), Cassia sieberiana

(Caesalpiniaceae), Feretiaapodanthera (Rubiaceae), Opilia celtidifolia

(Opiliaceae), Securidaca longepedunculata (Polyalaceae), Securinega virosa

(Euphorbiaceae), Spondias mombin (Anacardiaceae). Les parties utilisées sont

respectivement : feuilles et écorces, racines, feuilles et écorces, feuilles et

écorces, racines, feuilles et racines, feuilles. L’extrait méthanolique

d’Argemone mexicana a été le plus actif avec une IC50 d’un µg/ml contre

0,05 µg/ml pour la chloroquine qui était le témoin à l’époque. (Sangaré

2003).

3-Notion de toxicité

Il existe des drogues dont l’administration peut provoquer des

phénomènes d’intolérance ou d’allergie, d’autres plantes exercent leurs

effets thérapeutiques à des doses voisines de celles pour lesquelles on

observe des phénomènes on dit que la marge thérapeutique est réduite.

L’usage clinique d’une drogue est toujours précédé d’un test de toxicité

:

Les effets toxiques d’une substance varient considérablement selon sa

nature, l’organe cible et son mécanisme d’action. Ces effets constituent la

résultante d’interactions biochimiques entre la substance toxique et/ou

ses métabolites et les structures de l’organisme. Une meilleure

connaissance de ces caractéristiques permet d’améliorer l’évaluation des

risques potentiels pour la santé et facilite le développement de mesures

rationnelles dans la prévention et le traitement (Timbo, 2003).



afin d’établir le risque encouru par l’homme lors de l’administration du

produit (Fané, 2002).

L’étude de la toxicité aiguë permet d’exprimer la dose qui tue 50% des

animaux d’expérience (DL50) ainsi que la dose minimale létale (DML) la

plus petite dose qui tue un animal, ou encore la dose minimale sans effet

toxique (DME) c’est à dire la dose la plus élevée pour laquelle aucun

effet toxique n’est relevé par rapport au lot témoin (Traoré, 1999).

Il est à signaler que des troubles de toxicité se manifestent souvent après

une longue imprégnation de l’organisme.

Des essais de toxicité par administration réitérée chez l’animal sont

toujours effectués lorsqu’une molécule présente un éventuel intérêt

thérapeutique.

Certains risques thérapeutiques qui apparaissent que dans des

conditions particulières, font l’objet d’essais spéciaux à savoir

l’évaluation des effets tératogènes, cancérigènes et mutagènes (Rehaba,

2002).

3.1-Méthodes d’études :

3.1.2-Toxicité par administration unique : Toxicité aiguë :

C’est l’étude qualitative et quantitative des phénomènes toxiques, qu’il

est possible de rencontrer après administration unique de la ou des

substances actives, contenues dans le médicament. Cette étude décrit les

symptômes observés y compris les phénomènes locaux et fournit pour

autant que cela soit possible, l’indication de la dose létale (DL50

) avec ses

limites de confiance (95/100).



Détermination de la DL50 :

Définition : La DL50 est la dose d’une substance chimique qui

administrée à des animaux de laboratoire provoque la mort de la moitié

d’entre eux.

Différentes méthodes de détermination de la DL50

Méthodes de Miller et Tainter :

:

Principe : On dispose d’un papier logarithme-probabilité sur lequel on

porte en abscisse (échelle logarithme) les doses et en ordonnée (échelle

probits) les pourcentages de mortalité.

En général il se trouve dans chaque série d’essais une dose assez faible

pour laisser en survie tous les animaux et une dose assez élevée pour

tuer tous les animaux dans les lots assignés respectivement à chacune

des doses.

Pour ces 2 résultats la valeur des probits est infiniment grande.

Méthodes de Karber et Behrens :

Principe : On administre des doses croissantes de substances à des lots

de souris de masses uniformes, la dose administrée en mg/kg ou en

ml/kg de masse corporelle.

La différence entre les doses voisines doit être constante pour chaque lot,

on note aussi le pourcentage de mortalité dans l’heure qui suit ou au

bout du temps imparti. La DL50 est obtenue par la formule :

DL50=DL100-Σ(a.b)/n

NB:

DL100

Σ : somme.

: plus petite dose tuant tous les animaux

a : moyenne de la somme des morts à deux doses

b : différence entre 2 choses successives par lot



3.1.2-Toxicité par administration répétée : Toxicité subaiguë et toxicité

chronique

:

Ces épreuves ont pour objet de mettre en évidence les altérations

fonctionnelles et/ou pathologiques consécutives aux administrations

répétées de la substance active examinée et d’établir les conditions

d’apparition de ces altérations en fonction de la posologie.

Les expérimentations se font sur deux espèces de mammifères dont un

rongeur. Une des épreuves durera deux à quatre semaines l’autre trois

à six semaines.

Il est utile de choisir la dose la plus élevée de façon à faire apparaître des

effets nocifs. Les doses inférieures permettent alors de situer la marge de

tolérance du nouveau produit chez l’animal.

L’appréciation des effets toxiques est faite sur la base de l’examen du

comportement, de la croissance, de la numération formule sanguine et

des épreuves fonctionnelles particulièrement celles qui se rapportent

aux organes excréteurs ainsi que les comptes rendues microscopiques,

accompagnés des examens histopatologiques qui s’y rattachent. (Nana,

2007)



TRAVAUX PERSONNELS



5-Méthodologie :

5.1-Lieu d’étude

Cartographier les zones de peuplement naturel des plantes

médicinales,

:

Nous avons mené nos travaux au DMT (Département Médecine

Traditionnelle) de l’INRSP (institut national de recherche en santé

publique) sise à Sotuba à côté de la gare marchandises.

Le DMT a pour objectif de:

Produire des médicaments traditionnels améliorés.

Le DMT comprend :

Un laboratoire de biologie clinique

Un laboratoire de phytochimie

3 sales de consultation

Un bureau de vente des médicaments traditionnels améliorés

Une sale de séchage des plantes

Une unité de production des médicaments traditionnels améliorés

Un laboratoire de pharmacodynamie

Un jardin de culture des plantes.

5.2-Matériel végétal :

Nous avons travaillé sur SUMAFOURAR

de Tiemogo Bengaly, à base

des feuilles de Argemone mexicana.

SUMAFOURA se présente sous la forme d’un paquet de 21 sachets de

30g chacun, utilisé pour le traitement du paludisme (Figure N°2).



Figure N°2 : Etiquette de SUMAFOURA

Caractères organoleptiques : Nous avons procédé à une analyse

de l’aspect, de la couleur et de l’odeur de SUMAFOURA.

R

5.3-Etude botanique :

Caractères macroscopiques : Nous avons également procédé à une

observation macroscopique.

Caractères microscopiques :

Matériel :

- Microscope électrique

- Lame et lamelle

- Poudre de la drogue

- Aiguille

- Un flacon de réactif de Gazet du Chatelier



Mode opératoire :

Une petite quantité de poudre a été mise en suspension dans quelques

gouttes du réactif universel (réactif de Gazet du Chatelier). Une goutte

de la suspension a été déposée sur la lame et couverte avec la lamelle.

Pour l’observation au microscopique, la mise au point a été faite avec

l’objectif 10xn avant de passer à l’objectif 40xn. Nous avons dessiné les

éléments caractéristiques.

5.4-Préparation des extraits :

Matériel :

• Eprouvettes graduées

• Balance analytique de précision (type SARTORIUS)

• Plaque chauffante

• Tasse inoxydable

• Entonnoir, bêcher

• Compresses, flacons

• Eau distillée

• Rotavapor

• Ballon de lyophilisation

• Lyophilisateur

Mode opératoire :

La préparation a été faite selon la méthode du thérapeute : à 30g de

poudre ont été mise dans 500 ml d’eau distillée et l’ensemble a été porté

à ébullition pendant 30 mn. Après refroidissement, le décocté a été filtré

sur compresse, concentré puis lyophilisé. Le lyophilisat a été recueilli

dans des flacons bien propres.



5.5-Etude Phytochimique :

5.5.1-Les réactions en tubes :

Les réactions de caractérisation en tube ont été effectuées sur le décocté

obtenu selon la méthode du thérapeute.

5.5.1.1-Alcaloïdes :

Nous avons prélevé 10cc du décocté auquel nous avons ajouté 40cc

d’acide sulfurique à 10%.

Dans 2 tubes différents nous avons introduit 1 ml de ce décocté acidifié

par l’acide sulfurique. Les tubes ont été portés au bain-marie pendant 5

minutes. Après nous avons ajouté dans le premier tube le réactif de

Dragendorff et dans le second le réactif de Mayer, l’apparition d’un

précipité montre la présence d’alcaloïdes, qui est confirmée par une

extraction.

5.5.1.2-Composés polyphénoliques :

Dans un tube à essais, introduire 5 ml du décocté et ajouter 1 ml de

solution aqueuse de FeCl3

A 30 ml du décocté, ajouter 15ml de réactif de Stiasney (10 ml de formol

à 40% et 5 ml de HCl concentré) et chauffer au bain-marie à 90°C

pendant 15 minutes environ. Le filtrat est ensuite saturé par 5g d’acétate

de sodium pulvérisé ; ajouter goutte à goutte 1ml d’une solution de

à 1%. La présence des tanins se matérialise par

une coloration verdâtre ou bleue noirâtre.

5.5.1.2.1-Tanins catéchiques :

A 5 ml du décocté, ajouter 5 ml d’HCl concentré. Ce mélange est porté à

l’ébullition pendant 15 minutes. L’apparition d’un précipité rouge

soluble dans l’alcool isoamylique, indique la présence de tanins

catéchiques.

5.5.1.2.2-Tanins galliques :



FeCl3 à 1%. L’obtention d’un précipité montre la présence de tanins

galliques.

Filtrer et saturer 10 ml du filtrat d’acétate de sodium obtenu. Ajouter

quelques gouttes de FeCl3 à 1%. L’apparition d’une teinte bleue noire

indique la présence de tanins galliques non précipités par le réactif de

Stiasney.

5.5.1.3-Mucilages :

Introduire 1 ml du décocté dans un tube à essai et ajouter 5 ml d’éthanol

à 95°C. Après une dizaine de minutes, l’obtention d’un précipité

floconneux par mélange, indique la présence de mucilages.

5.5.1.4-Dérivés anthracéniques :

Introduire 2 ml du décocté dans un tube à essai, puis ajouter 10 ml

d’H2SO4

-Les O-hétérosides : prélever encore 5 ml du décocté acidifié par l’acide

sulfurique à 10% auquel nous avons ajouté 3 à 4 gouttes de FeCl

à 10%.

5.5.1.4.1-Anthraquinones libres : Prélever 5 ml du décocté acidifié,

auquel nous avons ajouté 5 ml de chloroforme puis agiter. Soutirer la

phase organique auquel nous avons ajouté 1 ml d’ammoniaque dilué au

½. La présence de précipité rouge indique la présence d’anthraquinones

libres.

5.5.1.4.2-Anthraquinones combines :

3 à 10%

chauffé au bain-marie pendant 5minutes. Puis refroidit à l’eau. Nous

avons ajouté 5 ml de chloroforme, après nous avons procédé à la

séparation des 2 phases. La phase organique est introduite dans un tube

à essai auquel on ajoute 1 ml de NH4OH dilué au ½. La présence

d’anthranols ou des anthrones est révélée par présence de coloration

rouge intense.



-C-hétérosides : A la phase aqueuse de la première étape, ajouter 1 ml de

FeCl3 à 10% et 10 ml d’eau. Le tout porté au bain-marie pendant 30

minutes. Après refroidissement dans l’eau nous avons agité avec 5 ml de

chloroforme. Nous avons soutiré la phase chloroformique dans un tube à

essai et on ajoute 1 ml de NH4OH dilué au ½. La présence de coloration

rouge plus ou moins intense indique la présence de C-hétérosides.

5.5.1.5-Hétérosides cardiotoniques :

-10 ml du décocté + 1 ml d’acétate de Pb, chauffé pendant 2 minutes,

-Refroidir et filtrer,

-Extraire le filtrat avec le même volume de chloroforme,

-Evaporer la phase chloroformique à sec,

-Reprendre le résidu avec 3 ml d’une solution à 3,5% de FeCl3 dans

l’acide acétique glacial,

-Laisser reposer une minute et mettre dans un tube à essai,

-Ajouter 1,5 ml de H2SO4

concentré en faisant glisser le long de la paroi

du tube à essai.

Une coloration brune à l’interface indique la présence de désoxysucres,

vert pâle de la couche supérieure : stéroïdes.

5.5.1.6-Composés réducteurs :

Diluer le décocté au 1/10, après prélever 5 ml de ce décocté dilué qu’on

introduit dans un creuset et évaporer à sec. Le résidu a été repris avec de

la Liqueur de Fehling (mélange extemporané de 0,5 ml de réactif A et 0,5

ml de réactif B). Un précipité rouge brique indique la présence de

composés réducteurs.



5.5.1.7-Oses et holosides :

Introduire 5 ml de décocté dans un creuset et évaporer à sec. Après on

ajoute 2 à 3 gouttes d’acide sulfurique concentré. Après 5 minutes ajouter

3 à 4 d’alcool saturé avec du thymol.

Le développement d’une coloration rouge qui révèle la présence d’oses

et holosides.

5.5.1.8-Amidon :

Introduire 1 ml du décocté dans un creuset et évaporer à sec. Ajouter 2 à

3 gouttes d’une solution iodo-iodurée. La présence de coloration bleue

indique la présence de grains d’amidon.

5.5.1.9-Coumarines :

Introduire 1 ml du décocté dans un tube à essai, ajouter 4 ml d’éther,

agiter légèrement ; laisser reposer pendant 15 minutes. La solution est

séparée en 2 phases ; la phase etherique mise dans un creuset est

évaporée à sec. Reprendre le résidu avec 2 ml d’eau chaude et partager

entre 2 tubes à essai. Ajouter au contenu du premier tube 0,5 ml de

NH4

Laisser reposer pendant 15minutes et mesurer ensuite la hauteur de la

mousse dans chaque tube.

OH à 25% et observation sous UV à 366 nm.

La présence d’une fluorescence intense dans le tube ou il a été ajouté de

l’ammoniaque indique la présence de coumarines.

5.5.1.10-Saponosides :

Dans une série de 10 tubes à essais de 160.16 mm, numérotés de 1 à 10,

repartir successivement 1,2,…..10 ml de notre décocté.

Ajuster le volume dans chaque tube à 10 ml avec de l’eau distillée.

Agiter chaque tube dans le sens de la longueur pendant 15 secondes en

raison de 2 agitations par seconde.



Le tube dans lequel la hauteur de mousse est de 1 cm indique la valeur

de l’indice de mousse : 1000/n du tube

5.5.1.11-Flavonoïdes :

Au décocté, ajouter 5 ml de H2SO4 à 10%, puis, une base (NH4

. Ballon de concentration

OH). Si la

coloration s’accentue par acidification, puis vire au bleu violacé en

milieu basique, nous sommes en présence des anthocyanes.

5.5.1.11.1-Réaction à la cyanidine : Introduire dans un tube 5 ml du

décocté, et ajouter 5 ml d’alcool chlorhydrique (éthanol à 95º alcoolique,

eau distillée, HCl concentré à parties égales en volumes) ; puis, quelques

copeaux de magnésium et 1 ml d’alcool isoamylique.

L’apparition d’une coloration, rose orangée (flavones) ou rose violacée

(flavonones) ou rouge (Flavonols, flavanonols) rassemblée dans la

couche surnageante d’alcool isoamylique indique la présence d’un

flavonoïde libre (génines). Les colorations sont moins intenses avec les

hétérosides flavoniques.

5.5.1.11.2-Leucoanthocyanes : Effectuer la réaction à la cyanidine sans

ajouter les copeaux de magnésium et chauffer au bain marie pendant

15minutes.

La présence d’une coloration rouge cerise ou violacée indique une

réaction positive. En présence des catéchols nous avons une teinte brune

rouge.

5.5.2-Dosage de certains constituants :

5.5.2.1-Substances extractibles par l’eau :

Matériels :

. Balance analytique de précision (type SARTORIUS)

. Un Rotavapor



Mode opératoire :

Nous avons fait une décoction pendant 15 minutes avec 1g de poudre et

20 ml d’eau. Le filtrat est introduit dans un ballon préalablement taré et

concentré à sec au rotavapor. Le ballon est ensuite pesé et la masse du

résidu déduit.

5.5.2.2-Dose de l’eau par entraînement azéotropique :

Matériels :

. Ballon de 250 millilitres

. Réfrigérant à reflux tube droit de 20 cm de long

. Tube cylindre gradué

. Chauffe ballon

Mode opératoire : 5g de poudre sont portés à ébullition pendant une

heure dans un système de réfrigérant à reflux avec 100 ml de toluène et

1ml d’eau distillée. Apres 30minutes de repos, le niveau de l’eau N1 est

noté. L’ébullition est reprise à nouveau pendant une heure puis 30 mn de

repos. Le niveau N2

. Dessiccateur

est encore noté. L’augmentation du niveau d’eau

correspond à la quantité d’eau contenue dans la prise d’essai qui est

ensuite rapportée à 100g.

5.5.2.3-Dosage de l’eau par gravimétrie :

Matériels :

. Balance analytique de précision (type SARTORIUS)

. Four

. Verre de montre

. Pince

. Spatule métallique

. Capsules en verre



Mode opératoire : 5 prises d’essais de masse variant entre 1 et 2g de

poudre sont introduits dans 5 creusets tarés et sont placés dans le four à

la température de 105ºC pendant 24 heures. Après refroidissement dans

un dessiccateur nous les avons pesés et la perte de masse observée

correspond à la quantité d’eau perdue. La moyenne est calculée et

rapportée à 100g.

5.5.2.4- Dosage des cendres :

5.5.2.4.1-Dosages des cendres totales : Les prises d’essais du dosage de

l’eau par gravimétrie ont été réintroduites dans le four et calcinées à

600ºC pendant 6 heures. Après refroidissement dans un dessiccateur

nous les avons pesés. La quantité de cendre obtenue est pesée et la

moyenne rapportée à 100g de prise d’essai.

5.5.2.4.2- Dosage des cendres insolubles dans l’acide chlorhydrique à

10% : La cendre totale de la prise d’essai est receueillie dans une capsule.

On y ajoute 20 ml d’acide chlorhydrique à 10% puis on porte l’ensemble

à l’ébullition au bain-marie pendant 15 minutes. Le résidu est alors

recueilli sur un filtre sans cendre dans un creuset taré et calciné au four à

600ºC pendant 6 heures. Après refroidissement dans un dessiccateur

nous l’avons pesé et la masse de cendre obtenue est rapportée à 100g de

prise d’essai.

5.5.2.4.3- Dosage des cendres sulfuriques à 50% : Tarer un creuset, y

mettre 3g de poudre, peser, noter le poids, ajouter 5cc d’H2SO4

dilué au

1 /2 (la quantité nécessaire pour mouiller la poudre) mélanger et mettre

à l’étuve pour le séchage pendant 24 heures. Après séchage on met au

four pour calcination. Après les 6 heures de calcination refroidir, et peser

jusqu’à poids constant.



5.5.3-Chromatographie sur couche mince :

5.5.3.1-Matériels et réactifs :

- Balance analytique de précision type SARTORIUS

- Plaque chromatographique de silicagel G

- Cuve et couvercle

- Micropipettes de 10 ml

- Séchoir de type Solis

- Lampe UV type DESAGA Min UVIS

- Pulvérisateur, règle et crayon

- Système de solvant : BAW (butanol-acide acétique-eau) (60-15-25)

- Révélateur : réactif de Godin, AlCl3, FeCl3

5.5.3.2-Mode opératoire : Nous avons dissout 10mg de notre lyophilisat

dans un ml d’un mélange de méthanol et d’eau à volume égal, et

procéder à la décoction selon la méthode du thérapeute, après nous

avons effectué le dépôt de 10 µl de chaque extrait sur la plaque qui a été

placée dans une cuve contenant le solvant d’élution. Après migration les

plaques ont été séchées et les substances chimiques identifiées sous UV

254 ont été encerclées en traits pleins et celles identifiées à 366 nm ont été

encerclée en pointillés.

Les plaques ont été enfin révélées avec le réactif de Godin puis chauffées

à l’aide du séchoir jusqu’à la mise en évidence des substances chimiques

sous diverses colorations et avec FeCl

, Dragendorff, DPPH.

3, AlCl3

, et le réactif de

Dragendorff.

Chaque substance a été identifiée par son facteur de rétention (Rf) dans

le BAW, sa fluorescence sous UV et sa coloration après révélation.



5.6-Etude de la toxicité sub-chronique :

Matériel animal :

Nous avons travaillé sur 24 rats albinos, provenant du Centre Muraz de

Bobo-Dioulasso de poids variant de 165,15 à 312,68g.

Phase d’observation :

Les animaux ont été pesés quotidiennement pendant un mois avant de

commencer l’administration.

Evaluation de la toxicité :

Mode opératoire :

Les animaux (rats) ont été repartis en 4 lots comportant un nombre égal

de males et de femelles :

Lot 1 : recevait de l’eau distillée 6 ml/kg de poids corporels et

comportait 2 mâles et 2 femelles.

Lot 2 : recevait 100 mg/kg (1 ml/kg, 3 fois moins la dose du thérapeute)

de notre extrait et comportait 3 mâles et 3 femelles.

Lot 3 : recevait 300 mg/kg (3 ml/kg, la dose du thérapeute) de l’extrait

et comportait 3 males et 3 femelles.

Lot 4 : recevait 1500 mg/kg (15 ml/kg, 5 fois la dose du thérapeute) de

l’extrait, constitué de 3 mâles et 3 femelles.

La concentration de l’extrait était 100 mg (lyophilisat)/ml. Les animaux

recevaient leurs doses par gavage chaque matin 5 jours sur 7 pendant 4

semaines, après avoir été pesés. Ils étaient observés après administration

et en fin de journées, le samedi aussi ils étaient observés.

Au J15 sept rats ont été sacrifiés selon les recommandations de l’OMS sur

les animaux pour prélever leurs sangs pour des analyses hématologiques

et biochimiques. A la fin de l’administration sept autres rats ont été

sacrifiés toujours selon les recommandations de l’OMS sur les animaux



et prélever leurs sangs pour des analyses hématologiques et

biochimiques, et les organes tels que les 2 reins et le foie (qui sont les

principaux organes d’élimination) ont été prélevés pour l’analyse

histopathologique.

Effet sur la diurèse de base :

Nous avons pris 2 rats un mâle et femelle de poids respectifs 260g et

190g sur lesquels cette activité a été déterminée en utilisant une cage

métabolique. Nous avons utilisé de l’eau distillée comme témoins en

raison de 50 ml/kg de poids corporels, le volume d’urine a été lu à la

première heure et à la deuxième heure. Après avoir procéder à la

décoction selon la méthode du thérapeute nous avons effectué

l’administration en raison de 50 ml/kg de poids corporels, le volume

d’urine a été lu de la même manière aussi.

Le total des urines recueillies pour chaque rat a été analysé avec le

Cromatest Linear URS-10.



6-Résultats :

6.1-Caractères organoleptiques : La poudre était rugueuse au touché et

présentait une odeur qui ressemble à l’odeur des feuilles de tabac, elle

était sans saveur.

6.2-Macroscopie : Les sachets avaient pour couleur le vert moyen et se

présentaient sous forme de poudres grossières.

6.3-Microscopie : Les éléments caractéristiques de la poudre de feuilles

d’Argemone mexicana sont représentés dans les figures suivantes :

Figure N°3

a : Groupe de fibres avec des cristaux d’oxalate de calcium,

b : Fragment de tissus vasculaires,

c : Fragment d’épiderme,

d : Poil tecteur,



Figure N°4

e : Vaisseaux spiralés,

f : Cellules laticifères,

Figure N°5

g : Vaisseaux de bois,

h : Parenchyme a cellule polyédrique,

i : Epiderme avec stomates,

j : Cristaux d’oxalate de calcium,



Figure N°6

k : Une épine,

l, m, n : Poils tecteurs.

Nous avons constaté lors de la microscopie que les groupes de fibres

avec cristaux d’oxalate de calcium, les vaisseaux spiralés, les cristaux

d’oxalate de calcium étaient très nombreux ; les fragments d’épidermes

un peu nombreux.

6.4-Rendement moyen de l’extraction :

Tableau II : POURCENTAGE DE RENDEMENT PAR SACHET.

Sachets Rendements

1er Sachet 22%

2e Sachet 25%

3e Sachet 23%

Rendement moyen 23,33%

La décoction dégage une odeur caractéristique qui rappelle l’odeur du

tabac et le décocté à une couleur de terre de sienne claire (Marron), il est

amère.



6.5-Résultats de l’étude phytochimique :

6.5.1-Réactions en tubes :

Tableau III: GROUPES CHIMIQUES CARACTERISES DANS LE DECOCTE.

Recherches Résultats Interprétations

Tanins Précipités brun verdâtre + + +

Tanins galliques Coloration bleu noire + + +

Tanins catéchiques Précipités rouges + + +

Oses et holosides Coloration rouge + + +

Coumarines Fluorescence verte + +

Flavonoïdes Coloration bleu violacée +

Saponosides Indice de mousse <1cm

Réaction positive : + + +

Réaction peu positive : + +

Réaction très peu positive : +

Dans le décocté nous avons retrouvé, les tanins (galliques et

catéchiques), oses et holosides, les coumarines, les flavonoïdes. Les

groupes chimiques tels que les alcaloïdes, mucilages, anthracenosides,

hétérosides cardiotoniques, composés réducteurs, amidons et les

saponosides ont donné des réactions négatives.



6.5.2-Dosage de certains constituants :

Tableau IV : POURCENTAGE DES CONSTITUANTS DANS LA POUDRE.

Méthode de dosage Pourcentage

Eau par la méthode gravimétrique 6,53%

par la méthode azéotropique 6%

Substance extractible par l’eau 20%

Cendre totale 16,51%

Cendre chlorhydrique 1,26%

Cendre sulfurique 17,33%

Il n’ya pas de différence significative entre la teneur en eau par la

méthode gravimétrique et la méthode azéotropique.



6.5.3-Chromatographie sur couche mince (CCM):

Dans le système de solvant : Butanol-Acide acétique-Eau (60-15-25).

Tableau V : LA SEPARATION DES CONSTITUANTS DU DECOCTE EN FONCTION DES

FACTEURS DE RETENTION, PLAQUE REVELE AVEC DU GODIN

Extraits Tâches Rf 254 nm 366 nm Godin

Lyophilisat 0,7 - bleu violet - 0,13 - bleu -

0,18 - bleu - 0,25 - bleu violet - 0,31 - bleu - 0,36 - bleu violet - 0,41 - bleu Jaune 0,46 - bleu - 0,51 - bleu violet - 0,57 Visible jaune - 0,75 - bleu violet - 0,88 - rouge -

Décocté 0,06 Visible rouge jaune 0,11 - rouge jaune

0,17 - bleu jaune 0,29 - bleu violet jaune 0,30 - bleu jaune 0,35 - bleu sienne clair 0,40 - bleu violet sienne clair 0,45 - bleu jaune 0,50 - rouge chair tirant sur le gris 0,57 Visible jaune chair tirant sur le gris 0,75 - rouge chair tirant sur le gris 0,80 - bleu chair tirant sur le gris 0,87 Visible rouge chair tirant sur le gris



Figure N°7 : Chromatogramme des extraits (Lyophilisat et Décocté)

révélé avec le Godin.

Le Godin colore tous les composés, nous constatons qu’il y a plus de

tâches avec le décocté qu’avec le lyophilisat. Les tâches jaunes avec le

Godin sont des flavonoïdes.



Tableau VI : PLAQUE REVELE AVEC DU FECL

3

Extraits Tâches Rf 254 nm 366 nm

Lyophilisat 0,10 - Bleu violet 0,16 - Bleu

0,21 - Bleu 0,27 - Bleu violet 0,33 - Bleu 0,38 - Bleu violet 0,43 - Bleu violet 0,48 - Bleu 0,52 - Rouge 0,58 Visible Jaune 0,96 - Rouge

Décocté 0,07 Visible Rouge 0,15 Visible Bleu

0,21 - Bleu 0,26 - Bleu violet 0,31 - Bleu 0,36 - Bleu 0,41 - Bleu violet 0,45 - Bleu 0,52 - Rouge 0,57 Visible Jaune 0,65 - Bleu 0,71 - Bleu 0,76 - Rouge 0,82 - Bleu 0,88 - Rouge



Figure N°8: Chromatogramme des extraits (Lyophilisat et Décocté)

révélé avec du FeCl3.

C’est au niveau des 2 dépôts que nous avons observé des tâches noires

qui indiquent la présence des tanins après révélation par le FeCl3

.



Tableau VII : PLAQUE REVELE AVEC DE L’ALCL

Extraits

3

Tâches Rf 254 nm 366 nm AlCl3

Lyophilisat 0,18 - Bleu - 0,26 - Bleu violet -

0,36 - Bleu - 0,40 - Bleu - 0,46 - Bleu - 0,56 - Bleu violet - 0,61 Visible Jaune - 0,91 - Rouge -

Décocté 0,07 Visible Rouge Jaune 0,15 - Rouge Jaune

0,21 - Bleu - 0,27 - Bleu violet - 0,33 - Bleu - 0,38 - Bleu - 0,43 - Bleu violet - 0,48 - Bleu - 0,55 - Rouge - 0,60 Visible Jaune Jaune 0,80 - Rouge - 0,85 - Bleu - 0,92 Visible Rouge -




révélé avec de l’AlCl3.

La présence de tâches jaunes après révélation par l’AlCl3 indique la

présence de flavonoïdes, ainsi nous avons noté la présence de tâches

jaunes aux Rf : 0.07 ; 0.15 ; 0.60 avec le décocté, et pour le lyophilisat c’est

au niveau du dépôt.



Tableau VIII : PLAQUE REVELE AVEC DU DPPH

Extraits Tâches Rf 254 nm 366 nm DPPH

Lyophilisat 0,18 - Bleu - 0,36 - Bleu -

0,42 - Bleu - 0,60 - Bleu violet - 0,66 Visible Jaune - 0,82 - Bleu violet - 0,96 - Rouge -

Décocté 0,10 Visible Rouge - 0,16 Visible Bleu violet -

0,22 - Bleu - 0,26 - Bleu - 0,30 - Bleu - 0,36 - Bleu Jaune 0,41 - Bleu - 0,47 - Bleu violet - 0,53 - Bleu - 0,60 - Rouge - 0,63 - - Jaune 0,65 Visible Jaune - 0,83 - Bleu violet - 0,88 - Bleu - 0,96 Visible Rouge -




révélé avec du DPPH.

La présence de tâches jaunes après révélation par le DPPH indique la

présence d’antioxydants, ainsi nous avons constaté la présence de 2

tâches jaunes aux Rf : 0.36 ; 0.63 avec le décocté, mais pas de tâches avec

le lyophilisat.



6.6-Etude de la toxicité sub-chronique :

Tableau IX : POIDS (G) MOYENS DES RATS UN MOIS AVANT L’ADMINISTRATION

Nous avons enregistré un gain de poids des rats au niveau de chaque lot.

Tableau X : POIDS (G) MOYENS DES RATS DURANT LA PERIODE D’ADMINISTRATION DU

MEDICAMENT

Nous avons enregistré une perte de poids des rats au niveau de chaque

lot.

Lots/sexes Poids Première

semaine

Poids Quatrième

semaine

Variation de

poids

Lot 1 Mâles

femelles

212,58

171,07

228,00

222,59

+15,42

+ 51,52

Lot 2 Mâles

femelles

270,10

151,73

313,06

179,28

+ 42,96

+27,55

Lot 3 Mâles

femelles

214,98

147,31

250,48

177,65

+35,50

+30,34

Lot 4 Mâles

femelles

238,79

178,54

281,32

194,50

+42,53

+15,96

Lots/sexes Poids Première

semaine

Poids Quatrième

semaine

Variation de

poids

Lot 1 Mâles

femelles

237,77

237,63

216,77

237,77

-21.00

-0.14

Lot 2 Mâles

femelles

325,82

184,68

253,22

189,42

-72.60

+04.74

Lot 3 Mâles

femelles

258,36

180,84

223,94

181,35

-34.42

+00.51

Lot 4 Mâles

femelles

287,77

198,24

288,06

189,96

+0.29

-08.28



Tableau XI: VOLUME (ML) D’EAU CONSOMME PENDANT L’ADMINISTRATION A J15

Lots/sexes Traitements/doses Première

semaine

Deuxième

semaine

Variation

de volume

Lot 1 Mâles

femelles

Eau distillée

186

145

328

165

+142

+ 20

Lot 2 Mâles

femelles

Décocté 100mg/kg

345

308

445

328

+ 100

+20

Lot 3 Mâles

femelles

Décocté 300mg/kg

140

290

285

368

- 20

+78

Lot 4 Mâles

femelles

Décocté 1500mg/kg

305

240

175

295

+35

+55

Nous avons constaté une augmentation de la quantité d’eau consommée

à la fin de la deuxième semaine sauf chez les mâles du lot 3 où nous

avons observé une baisse.

Tableau XII : VOLUME (ML) D’EAU CONSOMME PENDANT L’ADMINISTRATION A J30

Lots/sexes Traitements/doses Troisième

semaine

Quatrième

semaine

Variation

de volume

Lot 1 Mâles Eau distillée 120 160 +40

Lot 2 Mâles

femelles

Décocté 100mg/kg

267

129

290

227

+ 23

+98

Lot 3 Mâles

femelles

Décocté 300mg/kg

155

260

210

218

+55

- 42

Lot 4 Mâles

femelles

Décocté 1500mg/kg

120

130

125

150

+5

+20

Nous avons constaté une augmentation de la quantité d’eau consommée

à la fin de la quatrième semaine sauf chez les femelles du Lot 3 où nous

avons observé une baisse.



Tableau XIII : QUANTITES (G) DE NOURRITURES CONSOMMEES PENDANT

L’ADMINISTRATION A J15

Lots/sexes Traitements/doses Première

semaine

Deuxième

semaine

Variation

de volume

Lot 1 Mâles

Femelles

Eau distillée

56,22

70,56

99,24

137,39

+43,4

+ 66,83

Lot 2 Mâles

Femelles

Décocté 100mg/kg

222,12

163,48

268,34

244,66

+ 46,22

+81,18

Lot 3 Mâles

Femelles

Décocté 300mg/kg

194,90

173,48

300,00

176,07

+105,10

+03,04

Lot 4 Mâles

Femelles

Décocté 1500mg/kg

76,08

90,57

64,63

112,62

-11,45

+22,45

Nous avons constaté une augmentation de la quantité de nourritures

consommées à la fin de la deuxième semaine sauf chez les mâles du Lot 4

où nous avons observé une baisse.

Tableau XIV : QUANTITES (G) DE NOURRITURES CONSOMMEES PENDANT

L’ADMINISTRATION A J30

Lots/sexes Traitements/doses Troisième

semaine

Quatrième

semaine

Variation

de volume

Lot 1 Mâles Eau distillée 27,03 74,98 +47,95

Lot 2 Mâles

femelles

Décocté 100mg/kg

150,26

175,87

185,58

125,22

+ 35,32

-43,54

Lot 3 Mâles

femelles

Décocté 300mg/kg

91,62

111,18

133,49

125,22

+41,87

+14,04

Lot 4 Mâles

femelles

Décocté 1500mg/kg

71,58

51,69

82,96

64,49

+11,38

+12,80

Nous avons constaté une augmentation de la quantité de nourritures

consommées à la fin de la quatrième semaine sauf chez les femelles du

Lot 2 où nous avons observé une baisse.



Tableau XV : POIDS (G) DES RATS SACRIFIES AU J15

(*)Poids relatif du foie = (Poids du foie/Poids corporel).100

Nous constatons qu’il n’ya pas de différence significative entre les rats

du lot témoins et les rats des lots qui ont reçu le décocté.

Poids en gramme

Lots/doses Corporel Foie (*) Rate Reins

Lot1 (Eau distillée) M: 237.49 4.96 (2.08) 0.62 0.58

F: 176.58 4.09 (2.31) 0.59 0.42

Lot2 (100mg /kg) M: 328.08 7.56 (2.30) 0.65 0.75

F: 162.68 4.65 (2.85) 0.49 0.36

Lot3 (300mg/kg) M: 265.35 6.45 (2.43) 0.48 0.68

F: 178.91 4.55 (2.54) 0.58 0.43

Lot4 (1500mg/kg) M: 288.06 5.80 (2.01) 0.58 0.50

F: 185.95 3.90 (2.09) 0.46 0.40



Tableau XVI : POIDS (G) DES RATS SACRIFIES AU J30

(*)Poids relatif du foie = (Poids du foie/Poids corporel).100

Nous constatons qu’il n’ya pas de différence significative entre les rats

du lot témoins et les rats des lots qui ont reçu le décocté.

Poids en gramme

Lots/doses Corporel Foie (*) Rate Reins

Lot1 (Eau distillée) M: 220.47 5.57 (2.52) 0.68 0.50

F: 186.50 4.29 (2.30) 0.50 0.48

Lot2 (100mg/kg) M: 327.18 8.05 (2.46) 0.77 0.81

F: 180.55 3.94 (2.18) 0.59 0.41

Lot3 (300mg/kg) M: 181.31 5.03 (2.77) 0.76 0.50

F: 174.03 4.20 (2.41) 0.44 0.38

Lot4 (1500mg/kg) M: 286.41 6.80 (2.37) 0.74 0.60

F:188.12 4.80 (2.55) 0.58 0.40



Tableau XVII : RESULTATS DES EXAMENS BIOCHIMIQUES AU J15

Examens Eau distillée Mâles Femelles

100 mg/kg Mâles Femelles


1500mg/kg Femelles

Glycémie 4.43 4.04 5.75 4.30 4.39 4.78 4.22 Urée 5.56 4.56 6.27 6.00 4.86 5.71 4.44 Acide urique 8.25 46.64 32.35 104.9 15.91 74.08 66.78 Cholestérol 1.19 1.45 1.45 1.38 2.03 1.38 1.49 Triglycerides 0.30 0.19 0.28 0.90 0.27 0.36 0.28 Créatinine 77.44 71.72 90.22 73.70 77.33 75.14 75.74 Protides 72 62 74 65 75 71 48 Transa SGOT 186 243 269 493 269 233 262 Transa SGPT 55 63 59 86 105 57 55 Na 152 145 148 140 152 141 144 K 8.1 8.1 8.1 8.00 7.5 8.4 6.5

Nous avons constaté une augmentation de transaminases et d’acide

urique chez les rats ayant reçu le décocté.

Tableau XVIII : RESULTATS DES EXAMENS BIOCHIMIQUES AU J30

Examens Eau distillée Mâles




Glycémie 5.39 5.63 4.91 5.13 6.21 4.40 4.31 Urée 5.29 4.47 4.25 6.51 7.14 5.59 6.22

Acide urique 89.89 62.94 95.11 80,80 93.32 86.27 78.06 Cholestérol 1.56 1.15 0.78 1.41 1.23 0.90 1.34

Triglycérides 0.30 0.64 0.32 0.31 0.45 0.53 0.45 Créatinine 72.19 70.54 82.99 66.22 92.84 63.03 80.29 Protides 66 75 76 69 71 68 76

Transa GOT 230 292 200 231 281 293 311 Transa GPT 58 64 53 67 54 110 80

Na 145 150 144 151 149 145 145 K 8.4 8.4 7.0 8,0 8.2 6.4 7.4

Nous avons remarqué une augmentation de transaminases chez les rats

traités avec le décocté notamment les rats de la dose forte.



Figure N°11 : Variation des transaminases chez les rats mâles.

Figure N°12 : Variation des transaminases chez les femelles.



Tableau XIX : RESULTATS DES EXAMENS HEMATOLOGIQUES AU J15

Eléments Eau distillée

Mâles Femelles

100 mg/kg

Mâles Femelles

300 mg/kg

Mâles Femelles

1500 mg/kg

Femelles

GB(102 81 61 ) 40 79 70 49 39

GR(106 8.57 7.79 ) 7.98 8.21 8.15 7.71 7.38

HGB 14.2 14.0 13.2 15.0 13.7 14.8 14.9

HCT 46.5 44.7 43.6 46.9 44.7 44.3 43.0

PLA(103 625 819 ) 192 635 104 533 361

THT 542 499 203 446 077 349 272

VGM 54 57 55 57 55 57 58

TGMH 16.5 17.9 16.5 18.3 16.9 19.2 20.1

CCMH 30.5 31.3 30.2 32.1 30.7 33.5 34.5

IDR 16.4 15.3 15.9 15.5 14.9 14.5 14.8

VMP 8.7 6.1 10.5 7.0 7.3 6.5 7.5

IDP 4.1 9.6 0.0 10.0 0.0 9.4 11.0

%LYM 72.4 87.4 93.3 82.5 87.2 93.4 88.1

%MON 19.5 10.1 5.7 13.1 8.5 5.1 8.0

%GRA 8.1 2.5 1.0 4.4 4.3 1.5 3.9

#LYM 5800 5300 3600 6500 600 4500 3400

#MON 1500 600 200 1000 00 200 300

#GRA 800 200 200 400 100 200 200

Nous avons constaté ici une élévation du taux de plaquettes et une

diminution de monocytes et granulocytes chez les trois lots traités.



Tableau XX : RESULTATS DES EXAMENS HEMATOLOGIQUES AU J30

Eléments Eau

Mâles

100 mg/kg

Mâles Femelles

300 mg/kg

Mâles Femelles

1500 mg/kg

Mâles Femelles

GB (102 54 ) 52 40 123 41 41 54

GR(106 7,66 ) 8,87 8,02 7,89 7,97 8,28 7,93

HGB 15.1 15.6 15.0 15.3 15.7 14.9 15.7

HCT 43.9 48.9 47.2 42.8 47.2 45.5 46.7

PLA(103 570 ) 666 517 806 198 633 560

THT 432 508 336 628 161 431 379

VGM 56 55 59 54 59 55 59

TGMH 19.1 17.8 18.7 19.4 19.7 18.0 19.8

CCMH 34.3 32.3 31.8 35.7 33.3 32.7 33.5

IDR 17.1 16.1 14.2 16.1 13.4 16.0 14.4

VMP 7.6 7.6 6,5 7.8 8.1 6.8 6.8

IDP 9.0 6.7 10.4 8.8 5.0 8.6 10.6

%LYM 84.8 88.0 91.4 68.7 83.4 88.2 82.3

%MON 12.2 9.4 7.3 22.7 13.5 9.9 14.2

%GRA 3.0 2.6 1.3 8.6 3.1 1.9 3.5

#LYM 4500 4500 3600 8400 3300 3600 4400

#MON 600 400 200 2700 500 400 700

#GRA 300 300 200 1200 300 100 300

Nous avons observé une augmentation de plaquettes, de monocytes et

de granulocytes chez les mâles de la dose 300 mg/kg.



Figure N°13 : Variation du taux de globules rouges et de globules blancs

chez les mâles.

Figure N°14 : Variation du taux de globules rouges et globules blancs

chez les femelles.



Tableau XXI : LES RESULTATS DES ANALYSES HISTOPATHOLOGIQUES AU J30.

Sexes

Organes

Eau distillée

100 mg/kg

300 mg/kg

1500 mg/kg

Mâles

Foie normal hépatite

congestive

hépatite hépatite

congestive

Rein normal néphrite

congestive

néphrite néphrite

congestive

Femelles

Foie normal normal hépatite

congestive

hépatite

subaiguë

congestive

Rein normal néphrite

subaiguë

congestive

néphrite

congestive

néphrite

congestive

Nous avons observé une inflammation au niveau rénal et hépatique chez

tous nos rats ayant reçu le décocté sauf chez la femelle de la dose faible

(100 mg/kg) qui présentait un foie normal.



6.7-Effet du décocté sur la diurèse de base :

Tableau XXII : QUANTITE D’URINE RECUEILLIE AVEC L’ADMINISTRATION DE L’EAU

DISTILLEE ET DU DECOCTE.

Figure N°15 : Variation du volume d’urine recueillie après

administration du décocté et de l’eau distillée.

Nous avons constaté une baisse du volume d’urine avec le décocté par

rapport à l’eau distillée.

Rats Eau distillée

Volume urine

Décocté

Volume urine

Mâle 9ml 4.7ml

Femelle 7ml 5.5ml



Tableau XXIII : LES RESULTATS DU TEST DES URINES AVEC LE CROMATEST LINEAR URS-

10.

Rats Paramètres Eau distillée

Résultats

Décocté

Résultats

Mâle

Sang + + +Ca.300

Densité 1.005

pH 7

Glucose normal

+ + +Ca.300

1.005

8

normal

Femelle

Sang + +Ca.50

Densité 1.010

pH 5

Glucose normal

+ +Ca.50

1.010

7

normal

Figure N°16 : Variation du pH des urines recueillies avec l’eau distillée

et le décocté.

Nous avons constaté que le décocté augmentait le pH des urines des rats.



COMMENTAIRES ET DISCUSSIONS



Commentaires et discussions :

Dans le processus de mise au point d’un phytomédicament à base de

feuilles de Argemone mexicana, dans ce travail nous avons étudié la

toxicité sub-chronique du décocté lyophilisé de la plante.

Le contrôle de qualité de la matière première a été effectué par des essais

botaniques et physico-chimiques :

La microscopie nous a permis d’identifier des éléments caractéristiques

de la poudre des feuilles utilisables pour le contrôle de qualité du

phytomédicament. Ces éléments sont : groupe de fibres avec des cristaux

d’oxalate de calcium, des vaisseaux spiralés, des cellules laticifères et des

fragments d’épidermes avec stomates.

Pour les essais physico chimiques, la teneur en eau a été inférieure à 7%

ce qui montre le bon état de conservation de l’échantillon utilisé.

Les constituants chimiques du décocté, caractérisés par les réactions

colorées et par la CCM sont : les tanins, les oses et holosides, les

coumarines, les flavonoïdes. Alors qu’avec le décocté du thérapeute en

plus de ces groupes chimiques, Sidibé en 2006, avait caractérisé les

alcaloïdes, les hétérosides cardiotoniques (Baljet) et les mucilages. Cette

différence peut être due au temps de décoction du thérapeute pendant

d’au moins 3 heures contre les 30 minutes pour notre expérimentation.

La CCM nous a permis de confirmer la présence des groupes chimiques

rencontrés dans le décocté et de mettre en évidence la présence des

antioxydants dans le décocté. L’activité antioxydante des décoctés serait

un apport important pour la réussite du traitement antiplasmodial, car

les neutrophiles activés par les parasites déclenchent une destruction des

cellules endothéliales qui peut être prévenue par les antioxydants et les

inhibiteurs d’enzymes protéolytiques in vitro (Sidibé, 2006).



Avant de procéder à l’étude de la toxicité proprement dite, les animaux

ont été mis en observation pendant un mois, ce qui a permis de suivre

l’évolution de leur poids corporel, et également leur consommation

d’eau et de nourriture. C’est ainsi qu’il a été enregistré en général une

augmentation de poids chez des rats mâles et femelles.

Lors de l’étude de la toxicité sub-chronique avec l’administration

quotidienne du décocté aux différentes doses, nous avons constaté en

général une baisse de poids chez les rats mâles et femelles au bout des

quatre semaines. Nous avons cependant noté une augmentation de leurs

consommations de nourritures et d’eau par semaine.

La mort de trois rats qui recevaient la dose la plus élevée (1500 mg/kg)

pour raison d’indigestion nous a permis de revoir le protocole par

rapport à la durée du temps de 3 heures à 12 heures de jeun avant

l’administration. C’est ainsi que nous avons compris que la mort de ces

rats n’était pas causée par le décocté car nous n’avons pas enregistré de

perte d’animaux. L’augmentation de la consommation de nourritures et

d’eau chez tous les rats restés en expérimentation a été une ultérieure

confirmation.

Les résultats des analyses biochimiques réalisées au quinzième jour ont

montré une augmentation nette du taux d’acide urique chez les rats

femelles traités avec la dose de 100 mg /kg. L’acide urique est une

substance qui est normalement éliminée dans les urines, une

augmentation montre une insuffisance au niveau rénal. Il a été

également remarqué une élévation du taux de transaminases chez tous

les rats aux 15 ème et 30 ème jours. Les transaminases sont des enzymes

ayant une activité métabolique importante à l’intérieur des cellules. Leur

augmentation reflète une lésion cellulaire ; en particulier au niveau



hépatique, cardiaque, rénal ou musculaire. Ces élévations de

transaminases et d’acide urique sont confirmées par les résultats des

analyses histopatologiques qui ont montré chez les mâles (100 et 1500

mg/kg) une hépatite congestive (inflammation des cellules hépatiques

avec présence de sang) et une néphrite congestive (inflammation des

cellules rénales avec présence de sang). Pour la dose thérapeutique (300

mg/kg) nous avons seulement constaté une hépatite et une néphrite. A

part une seule femelle du lot 2 (100 mg/kg), qui avait le foie normal,

toutes les autres femelles présentaient une hépatite congestive ou sub-

aiguë et une néphrite congestive.

L’équipe du Pr Guissou de l’Université de Ouagadougou a montré que

ces hépatites et néphrites sont réversibles à l’arrêt du traitement (DMT,

2007). Et lors de l’étude de Sidibé en 2006 ils n’ont pas constaté une

augmentation significative de transaminases chez les patients traités

avec le décocté.

Les résultats des analyses hématologiques ont montré une baisse du taux

de plaquettes, de plaquetocrites chez les rats traités avec le décocté de

Argemone mexicana au bout de 15 jours ; une baisse du pourcentage de

monocytes, de granulocytes et une légère augmentation du pourcentage

de lymphocytes chez les rats traités qui ont reçu les doses de 100 et 300

mg/kg.

Au trentième jour, nous avons constaté une augmentation du nombre de

globules rouges et de plaquettes chez les 3 lots de rats; légère baisse de

lymphocytes et légère augmentation de monocytes, de granulocytes chez

le mâle traité avec 300 mg/kg. Cette augmentation du taux de

monocytes indique une lésion hépatique, la baisse du taux de plaquettes

montre une augmentation du temps de saignement.



Les autres paramètres biochimiques et hématologiques n’ont pas montré

de différence significative entre le lot témoin et les lots traités avec le

décocté.

L’effet du décocté sur la diurèse normale de rat a démontré une

diminution du volume d’urine et une augmentation du pH de l’urine par

rapport à l’eau distillée. Selon la littérature existante la plante entière est

réputée diurétique. (Kerharo et Adams, 1974). Des études

supplémentaires sont nécessaires pour confirmer l’effet diurétique ou

anti-diurétique du décocté de Argemone mexicana.

Il est à signaler que les femelles ont mieux supporté le décocté que les

mâles, car il y a eu 2 rats mâles morts contre une femelle et une femelle

du lot 2 (100 mg/kg) qui avait son foie normal après les analyses

histopathologiques à la fin de l’expérimentation.

Notre présente étude fait suite à celle réalisée par le DMT sur la prise en

charge du paludisme par les thérapeutes traditionnels dans les aires de

santé de Kendié (Badiangara) et de Finkolo (Sikasso). Ce travail a permis

d’identifier un certain nombre de plantes utilisées dans le traitement

traditionnel du paludisme dont A. mexicana (Sangaré, 2003). A. mexicana

a été la plante la plus active in vitro avec une concentration inhibitrice à

50% (IC50) de 1 µg/ml pour l’extrait méthanolique contre 0,05 µg/ml

pour la chloroquine (Sangaré, 2003). Une autre étude réalisée en 2006 sur

A. mexicana dans le traitement traditionnel du paludisme non compliqué

dans le village de Missidougou (Région de Sikasso) a permis de montrer

l’efficacité du décocté avec une réduction de la parasitemie supérieure au

Malarial entre J0 et J7 (98,83%pour le décocté et 69,39% pour le Malarial)

(Sidibé, 2006). Dans la même étude, la négativation de la parasitemie a

été obtenue chez 7 patients après 14 jours de traitement. Ces études ont



démontré une réelle activité du décocté de A.mexicana sur les parasites

du paludisme. L’étude de la toxicité aiguë a montré l’innocuité du

décocté de la partie aérienne sans graines de A. mexicana avec une DL50

supérieure 3000 mg/kg de décocté, correspondant 7730 mg de poudre

(Sidibé, 2006). Ces études sur des parties aériennes sans graine ont

montré l’absence de toxicité. Il faut cependant mentionner qu’il existe

une littérature abondante sur la toxicité des graines de Argemone

mexicana qui a eu à occasionner plusieurs épidémies d’hydropisies avec

de nombreux cas de décès en Asie et Amérique du Nord (Kerharo et

Adams, 197). Dans ces zones très peu d’auteurs ont rapporté l’activité

antipaludique (Sidibé, 2006).

Plus récemment, un essai clinique a permis de comparer l’activité

antipaludique du décocté de Argemone mexicana à celle des

combinaisons thérapeutiques à base d’Artémisinine dans la prise en

charge du paludisme simple à Missidougou, dont l’évolution vers un

paludisme grave dans les 2 groupes d’étude était inférieure à 5%.

Nos résultats et ceux de ces travaux vont permettre de compléter le

dossier d’autorisation de mise sur le marché (AMM) du

phytomédicament à base des feuilles de Argemone mexicana dans la prise

en charge du paludisme simple au Mali.



CONCLUSION ET

RECOMMANDATIONS



Conclusion Face aux problèmes économiques que le paludisme pose aux pays en

voie de développement et notamment les pays Africains,

Face aux problèmes de pharmacorésistance rencontrés dans le traitement

de cette maladie,

Face à l’absence de vaccin à l’heure actuelle,

Le développement de la recherche sur les plantes antipaludiques reste

un espoir pour diminuer le coût du traitement et aussi permettre la

découverte d’autres molécules provenant des plantes.

Au cours de cette présente étude nous avons apporté notre modeste

contribution pour une meilleure connaisance de la toxicité sub-chronique

de Argemone mexicana utilisée pour le traitement du paludisme simple.

C’est ainsi que nous avons identifié des éléments caractéristiques de la

poudre des feuilles utilisables pour le contrôle de qualité du

phytomédicament.

Les principaux constituants chimiques du décocté ont été les tanins, les

oses et holosides, les coumarines et les flavonoïdes.

La dose thérapeutique du décocté de Argemone mexicana, administrée

par voie orale par jour pendant un mois ne provoque pas de mort, ni

d’anémie chez les rats. Nous avons cependant constaté une légère

augmentation des transaminases confirmée par les résultats des analyses

histopathologiques.

Dans la perspective de faciliter la prise en charge du paludisme chez les

enfants, nous avons initié des essais de formulation de sirops à base du

décocté de Argemone mexicana qui feront l’objet de travaux ultérieurs.



Recommandations . Aux décideurs du DMT : La poursuite des investigations sur

A.mexicana et les sirops formulés pour mettre à la disposition de la

population un médicament traditionnel amélioré.

. Aux autorités politiques : D’investir encore plus dans la recherche

en générale et sur les plantes médicinales en particulier qui regorgent

beaucoup de potentialités.

. Aux thérapeutes et toutes autres personnes qui utiliseraient cette

plante: D’utiliser les parties aériennes sans les graines, bien séchées et

bien conservées.

Après un traitement de procéder à un contrôle de la fonction rénal et

hépatique.

Il est préférable de ne pas utiliser les extraits de cette plante pendant

longtemps.



REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES



Références Bibliographiques :

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toxicité aiguë de l’extrait aqueux des feuilles de Mangifera indica.L. Thèse

de Pharmacie (2002), P30.

2. DMT : Rapport d’expertise toxicologique : Evaluation de la toxicité et

du pouvoir irritant d’un décocté aqueux de feuilles de Argemone mexicana

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de toxicologie, Ouagadougou, Burkina Faso, mai 2007.

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l’infection palustre à Bandiagara. Thèse de médecine (2006).

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et de Phyllantus amarus (Schum et Thonn) Thèse de Pharmacie (2007). P7,

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8. Sangaré Drissa: Etude de la prise en charge du paludisme par les

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10. Traoré F: Evaluation de l’activité antimalarique de Glinus

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12. Bruneton, J (1993): Pharmacologie, phytochimie des plantes

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14. Burkill H.M, (1997):The useful plants of west tropical Africa Vol 4 2e

ed, Royal Botanic. Gardenskew(1997).P400-402.

15. Kerharo, J et Adam: La pharmacopée sénégalaise traditionnelle

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23. WWW.naturosante.com (13h20, 13/10/2008)

24. WWW.missouriplants.com (10h50, 14/10/2008)

http://www.vulgaris-medica.,com/�

http://www.sfdial.org/�

http://www.naturosante.com/�

http://www.missouriplants.com/�



Annexe

Composition des réactifs:

Réactif de Mayer

Iodure de potassium……………………….25 g

Chlorure mercurique………………………6.77 g

Eau distillée qsp…………………………...500 ml

Réactif de Dragendorff

Nitrate de bismuth pulvérisé………………20,80 g

Iode………………………………………..38,10 g

Iodure de sodium anhydre………………...200 g

Eau distillée qsp…………………………...1000 ml

Agiter pendant 30 mn.

Réactif de Keede

Acide dinitro 3-5 benzoïque……………….1 g

Ethanol á 95˚ qsp………………………….100 ml

Réactif de Raymond Marthoud

1-3 dinitro benzène………………………...1 g

Ethanol á 96˚ qsp…………………………..100 ml

Réactif de Baljet

Acide picrique……………………………..1 g

Ethanol á 50˚ qsp…………………………..100 ml



Réactif de Fehling

Solution A : CuSO4……………………….35 g

Eau distillée………………….500 ml

H2SO4……………………….5 ml

Laisser refroidir et compléter á un litre avec de l’eau distillée.

Solution B : Sel de Seignette………………150 g

Eau distillée……………………500 ml

Refroidir et ajouter 300 ml de lessive non carbonaté et compléter á un

litre avec l’eau distillée.

Réactif de Godin

Solution A : Vanilline……………………….1 g

Ethanol á 95%..........................1000 ml

Solution B : Acide perchlorique……………..3 ml

Eau distillée…………………….100 ml

Mélanger les 2 solutions au moment de l’emploi ensuite pulvériser les

plaques avec une solution se H2SO4 á 10%.

Réactif de DPPH

1-1 diphényle 2 picril hydrazyle 2 mg par ml de méthanol

Formule nutritionnelle des rats

Farine de maïs…………………………………50 kg

Pâte d’arachide………………………………...20 kg

Son de mil ou haricot niébé……………………17,5 kg

Lait en poudre………………………………….7 kg

Farine de poisson………………………………3 kg



Feuille de salade………………………………..2 kg

Sel (sel gemme)………………………………...0,5 kg

Eau qsp (100kg)…………………………………38 l.

La formule est calculée á 100 kg d’aliments.

Appareil et méthode utilisés pour les examens biochimiques :

Cobas Integra 400 Plus

Spectrophotomètre (visuel)

Photométrie de flamme

Glycémie………….mmol/l

Urée……………….mmol/l

Acide urique………µmol/l

Cholestérol total…..mmol/l

Triglycérides……….mmol/l

Créatinine………….mmol/l

Protides totaux…….g/l

Transa SGPT………URF/ml

Transa SGPT………URF/ml

Na………………….mmol/l

K…………………..mmol/l

Appareil de numération : Cell-Dyn 3200



Fiche Signalétique NOM : GUIROU

PRENOM : CALEB

TITRE DE LA THESE : ETUDE DE LA TOXICITE SUB-CHRONIQUE DE ARGEMONE MEXICANA

UTILISEE DANS LE TRAITEMENT TRADITIONNEL DU PALUDISME.

VILLE DE SOUTENANCE : BAMAKO

LIEU DE DEPOT : Bibliothèque de la Faculté de Médecine de Pharmacie et d’Odonto Stomatologie.

SECTEUR D’INTERET : Médecine Traditionnelle

Résumé de la thèse : Notre travail a porté sur l’étude de la toxicité sub-chronique de Argemone mexicana

utilisé dans le traitement traditionnel du paludisme.

Dans le processus de mise au point d’un phytomédicament à base de feuilles de

Argemone mexicana, dans ce travail nous avons étudié la toxicité sub-chronique du

décocté lyophilisé de la plante.

La microscopie nous a permis d’identifier des éléments caractéristiques de la poudre

des feuilles utilisables pour le contrôle de qualité du phytomédicament. Ces éléments

sont : groupe de fibres avec des cristaux d’oxalates de calcium, des vaisseaux

spiralés, des cellules laticifères et des fragments d’épidermes avec stomates. Les

principaux constituants chimiques du décocté ont été les tanins, les oses et holosides,

les coumarines et les flavonoïdes.

Pour l’étude de la toxicité sub-chronique nous avons utilisé 3 doses : 100 mg/kg, 300

mg/kg (dose du thérapeute), 1500 mg/kg, administrées par jour pendant un mois.

La dose thérapeutique du décocté de Argemone mexicana, administrée par voie orale

par jour pendant un mois n’a pas provoqué de mort, ni d’anémie chez les rats. Nous

avons cependant constaté une légère augmentation des transaminases confirmée par

les résultats des analyses histopathologiques.

Nos résultats et ceux des travaux antérieurs vont permettre de compléter le dossier

d’autorisation de mise sur le marché (AMM) du phytomédicament à base des feuilles

de Argemone mexicana dans la prise en charge du paludisme simple au Mali.

Mots clés : Argemone mexicana, Paludisme, Traitement, Toxicité sub-chronique,

Contrôle de qualité, Phytomédicament.



Je jure, en présence des maîtres de la faculté, des conseillers

de l’ordre des pharmaciens et de mes condisciples :

D’honorer ceux qui m’ont instruit dans les préceptes de

mon art et de leur témoigner ma reconnaissance en

restant fidèle à leur enseignement ;

D’exercer dans l’intérêt de la santé publique, ma

profession avec conscience et de respecter non

seulement la législation en vigueur, mais aussi les règles

de l’honneur, de la probité et du désintéressement.

De ne jamais oublier ma responsabilité et mes devoirs

envers le malade et de sa dignité humaine.

En aucun cas, je ne consentirai à utiliser mes

connaissances et mon état pour corrompre les mœurs et

favoriser les actes criminels.

Que les hommes m’accordent leur estime si je suis fidèle

à mes promesses.

Que je sois couvert d’opprobres et méprisé de mes

confrères si j’y manque.

Je le jure !

SERMENT DE GALIEN

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