Structure,  Evolution  et  Fonctionnement  des  Ecosystèmes  Aquatiques  (BING-­‐F-­‐410)  Rapport  des  travaux  pratiques  MA1-­‐STE  2013  

Deman  Florian  

Deremince  Bruno  

Dutoy  Adrien  

Van  Leeckwyck  Robin  

SOURCE : Robert Van Roozendael Année académique : 2012-2013

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Table  des  matières  

1.   Introduction  ....................................................................................................................................  3  

2.   Matériel  et  méthodes  ....................................................................................................................  4  2.1.   Echantillonnage  et  mesures  sur  site  ..............................................................................................  4  2.2.   Mesures  au  laboratoire  ......................................................................................................................  5  2.2.1.   Paramètres  physico-­‐chimiques  .................................................................................................................  5  2.2.1.1.   Matière  en  suspension  (MES)  ...............................................................................................................................  5  2.2.1.2.   Nutriments  ....................................................................................................................................................................  5  

2.2.2.   Abondances  et  biomasses  des  microorganismes  ..............................................................................  7  2.2.2.1.   Phytoplancton  .............................................................................................................................................................  7  2.2.2.2.   Bactérioplancton  ........................................................................................................................................................  9  

2.2.3.   Activités  biologiques  ....................................................................................................................................  10  2.2.3.1.   Photosynthèse  ..........................................................................................................................................................  10  2.2.3.2.   Production  bactérienne  .......................................................................................................................................  12  

3.   Résultats  ........................................................................................................................................  13  3.1.   Propriétés  physiques  .......................................................................................................................  13  3.2.   Nutriments  ...........................................................................................................................................  18  3.2.1.   Azote  ...................................................................................................................................................................  18  3.2.2.   Silice  ....................................................................................................................................................................  19  3.2.3.   Phosphore  .........................................................................................................................................................  20  3.2.4.   Rapports  de  Redfield  ...................................................................................................................................  20  

3.3.   Phytoplancton  ....................................................................................................................................  21  3.3.1.   Biomasse  ...........................................................................................................................................................  21  3.3.2.   Microscopie  et  biométrie  ...........................................................................................................................  22  3.3.3.   Processus  ..........................................................................................................................................................  25  

3.4.   Bactérioplancton  ...............................................................................................................................  26  4.   Discussion  .....................................................................................................................................  27  4.1.   Comparaison  des  niveaux  de  productivité  en  fonction  des  variables  environnementales  ......................................................................................................................................  27  4.2.   Calcul  de  la  consommation  de  carbone  par  le  bactérioplancton  et  comparaison  avec  la  production  primaire  ................................................................................................................................  29  

5.   Conclusions  et  perspectives  ....................................................................................................  31  

6.   Références  bibliographiques  ..................................................................................................  32  

7.   Table  des  figures  .........................................................................................................................  33  8.   Table  des  tableaux  .....................................................................................................................  34  

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1. Introduction  

Un écosystème aquatique est un système d’interactions entre espèces, mais également entre celles-ci et le milieu. Ce système est caractérisé par une composante vivante (les espèces présentes dans le milieu), une composante abiotique (les paramètres environnementaux), et par les interactions de ces deux composantes entre elles et également avec le milieu.

Divers méthodes d’analyse permettent de quantifier les différentes composantes des

écosystèmes aquatiques ainsi que leur fonctionnement. Ce rapport de travaux pratiques a ainsi pour but de nous confronter directement à certaines de ces méthodes.

En effet, ces séances ont visé l’étude expérimentale du fonctionnement printanier d’un

écosystème lentique (eaux calmes) de début mars à mi-avril, et cela sur base des mesures de biomasses et d’activités de deux groupes fonctionnels des écosystèmes aquatiques : le phyto- et le bactérioplancton. Les activités mesurées sont la production primaire (ou photosynthèse) et la production bactérienne.

Ces mesures ont ensuite été mises en relation avec des mesures de variation de paramètres

environnementaux essentiels pour ces processus biologiques. Ces paramètres sont la température, l’irradiance solaire, le coefficient d’extinction vertical de l’irradiance Ke, les concentrations en nutriments majeurs (𝑁𝐻!!, 𝑁𝑂!!, 𝑁𝑂!!, 𝑃𝑂!!!, 𝑆𝑖(𝑂𝐻)!) et l’oxygène dissous. Pour ces mesures, différentes techniques ont été utilisées. Ce travail pratique a donc également permis la manipulation de microscopes à épifluorescence, spectrophotomètres, sondes et autres.

Pratiquement, les étudiants ont été répartis en trois groupes. Il y a eu une séance de prise

de mesures in situ attribuée à chaque groupe (le 6 et le 20 mars ainsi que le 17 avril). Par après, les échantillons ont été analysés par différentes techniques pour déterminer certains paramètres (cités ci-dessus). Ces techniques sont détaillées par la suite dans la partie « Matériel et méthodes ». Pour finir, les résultats ont été rassemblés et analysés lors de deux séances communes aux trois groupes.

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2. Matériel  et  méthodes    

2.1. Echantillonnage  et  mesures  sur  site   Les échantillonnages ont été réalisés depuis le ponton situé en aval de l’étang des Clabots au Rouge-Cloître à trois dates différentes : le 6 mars, le 20 mars et le 17 avril 2013. Cet étang est alimenté par la Woluwe, un des principaux affluents de la Senne. Pour chacun des trois échantillonnages, un bidon d’une dizaine de litres, préalablement rincé avec l’eau de l’étang, a été rempli afin d’effectuer, par la suite au laboratoire, les mesures qui ne peuvent être réalisées sur le terrain. D’autres mesures, quant à elles, sont réalisées directement sur le site, ce sont les mesures in situ :

• Des mesures de la concentration en oxygène dissous et du pourcentage de saturation en O2 sont effectuées via un oxymètre (WWR DO200) calibré précédemment par les encadrants, à l’aide d’une solution d’électrolyte (la lecture de ces deux paramètres se fait directement sur l’oxymètre) ;

• Une mesure de la température de l’eau peut également être réalisée grâce à l’oxymètre qui est également équipé d’une sonde de température (la lecture de la température est également immédiate) ;

• Le coefficient d’extinction vertical de la lumière Ke [m-1] est également mesuré. Il permet de déterminer la quantité de lumière disponible pour les microorganismes présents dans la colonne d’eau. Cette quantité de lumière est variable car, lorsqu’elle parcourt la colonne d’eau, elle est interceptée par la matière en suspension, la matière dissoute et le phytoplancton. Sa détermination se fait à partir d’un relevé d'intensités lumineuses réalisé à l’aide d'un quantamètre (LiCor). On a effectué ces mesures tous les 10 cm de la colonne d’eau et cela dans les deux sens (aller-retour entre la surface et le fond). On a donc deux valeurs pour chaque profondeur, ce qui a impliqué le calcul d’une moyenne pour chacune des profondeurs. Notons que l’on ne considère que la lumière photosynthétiquement active (PAR). Le coefficient est ensuite calculé à partir de la loi de Beer-Lambert:

𝐼! = 𝐼!  . 𝑒!!!  .    !

Où I0 est l’intensité lumineuse sous la surface de l’eau Ke est le coefficient d’extinction vertical z est la profondeur

Pour déterminer Ke, il faut linéariser la loi de Beer-Lambert :

ln(𝐼!) = ln(𝐼!) −  𝐾!  .    𝑧

En traçant ln(Iz) en fonction de z, on trouve Ke qui représente l’opposé de la pente de la droite obtenue.

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• L'irradiance solaire (aussi appelée radiation photosynthétiquement active incidente [µmol quanta/m2.s1]) mesurée dans la région de Mons, a été enregistrée en continu de 5h à 23h chaque jour où ont eu lieu les échantillonnages (depuis le matin jusqu'à la tombée du jour), ainsi que les deux jours d'avant. En effet, pour étudier et comprendre les phénomènes photosynthétiques, on doit connaître le « passé » photosynthétique des organismes. Notons que la raison d’une prise de mesure de l’irradiance solaire dans une région éloignée de la zone d’échantillonnage provient de problèmes techniques concernant le spot habituel de relevé de l’irradiance à Bruxelles.

2.2. Mesures  au  laboratoire  

2.2.1. Paramètres  physico-­‐chimiques  

2.2.1.1. Matière  en  suspension  (MES)   La matière en suspension est constituée de particules solides se trouvant dans la colonne d'eau. Afin d’en déterminer sa quantité dans notre échantillon d’eau, on a filtré une quantité connue d’eau sur un filtre pré-pesé en polycarbonate, d'une porosité de 0,6 µm. Ceci nous a permis ensuite de mesurer la quantité de MES présente par gravimétrie, après séchage à l’étuve du filtre. Il a suffi, en effet, de peser ce filtre à l’aide d’une balance à précision. Notons qu’avant chaque mesure, quelle qu’elle soit, il faut bien secouer le bidon d’où l’on tire les échantillons, afin d’homogénéiser le contenu et éviter que toute la MES ne sédimente ou ne forme des agrégats.

2.2.1.2. Nutriments   Les concentrations en nutriments majeurs (𝑁𝐻!!, 𝑁𝑂!!, 𝑁𝑂!!, 𝑃𝑂!!!, 𝑆𝑖(𝑂𝐻)!) sont déterminées après filtration de l’eau sur une membrane de porosité 0,6 µm. Cette manipulation est réalisée dans un appareil de filtration en polysulfone car le verre contamine le filtrat pour l’analyse de Si(OH)4. Pour chacun des dosages en nutriments, une droite de calibration est établie au préalable à partir des mesures d’absorbance (à une longueur d’onde spécifique pour chacun des nutriments) d’une série d’étalons de concentration en nutriments connue. Ensuite, l’absorbance de la solution à concentration inconnue est déterminée spectrophotométriquement à la longueur d’onde spécifique de l’élément recherché, après réaction calorimétrique. Cette absorbance est ensuite placée sur le graphique d’étalonnage pour en déterminer sa concentration. La loi régissant ce principe est celle de Beer-Lambert (explicitée au point 2.1). Afin d’éviter toute contamination, le matériel est rincé avec de l’HCl 10% et plusieurs fois à l’eau Milli-Q.

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Les différentes réactions colorimétriques permettant le dosage sont détaillées pour chacun des éléments testés ci-dessous :

• Dosage  de  l’ammonium    En milieu alcalin et en présence de nitroprussiate (agissant ici comme un catalyseur), l’ammonium réagit avec l’hypochlorite et le phénol pour former un complexe bleu d’indophénol. Le dosage du complexe se fera à la longueur d’onde de 630 nm (Kloroleff, 1983a). Les étalons sont réalisés à base de NH4Cl. Il faut rester prudent dans les manipulations, car la contamination est facile par la peau, vapeur d’ammoniac, ...

• Dosage  des  nitrites  et  nitrates  Leur dosage est réalisé après réduction de tous les 𝑁𝑂!!  en 𝑁𝑂!!, par passage sur une colonne de cadmium-cuivre. Les 𝑁𝑂!! vont ensuite réagir avec le réactif de Griess en milieu acide pour former un complexe rosé (Grasshof, 1983). L’absorbance de ce complexe se fait à 540 nm. La réaction de transformation des nitrates en nitrites étant une opération complexe, elle est réalisée au laboratoire de ‘Analytische en Milieu Chemie’ (ANCH) de la VUB avec une chaîne automatique (Technicon) selon la méthode décrite par Elskens et Elskens (1989). Cependant, la spectrophotométrie se fait selon les mêmes principes que pour les autres nutriments.

• Dosage  des  silicates  D’abord, les silicates dissous sont mis en milieu acide en présence de molybtate et vont réagir pour former un composé silico-molybdique. Ensuite, on supprime l’interférence potentielle de phosphate en ajoutant de l’acide oxalique. Après cela, on réduit les composés silico-molybdique formés en molybdène par ajout d’acide ascorbique. C’est le molybdène qui est ensuite dosé par spectrophotométrie d’absorption à 830 nm (Kloroleff, 1983b). Les étalons sont préparés à partir d’une solution standard de Si TRITISOL afin d’obtenir une gamme de concentration de 0 à 200 µM.

• Dosage  des  phosphates  Le phosphate réagit avec le molybdate d’ammonium, l’acide ascorbique et le tartrate d’antimoine-potassium (Koroleff, 1983c). On détermine ensuite la concentration du complexe phosphomolybdique bleu ainsi formé, à une absorbance de 885 nm. Les étalons sont réalisés à partir d’une concentration de KH2PO4.

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2.2.2. Abondances  et  biomasses  des  microorganismes  

2.2.2.1. Phytoplancton  

Mesure  de  la  chlorophylle  a/phaeopigments   Dans un domaine comme l’océanographie, la mesure de la chlorophylle a (et de ses produits de dégradations, les phaeopigments) est un facteur primordial : en effet, la chlorophylle a est une caractéristique commune et spécifique du phytoplancton. Expérimentalement parlant, cette manipulation doit suivre plusieurs étapes :

-­‐ Filtration de l’échantillon sur membrane en fibre de verre (GF/F Whatlan de 47 mm de diamètre) ;

-­‐ Extraction de la chlorophylle a de la matière en suspension via l’utilisation d’acétone (solvant organique connu) ;

-­‐ Dosage via méthodes spectrophotométriques (avec une longueur d’onde λ comprise entre 600 et 750 nm), par rapport à deux filtres blancs qui ont suivi les mêmes étapes précédentes.

Cette manipulation est rendue possible par le fait que l’absorbance de chacun des phaeopigments est connue. Or comme on sait que l’acidification transforme la chlorophylle a en phaeopigments, il suffit d’effectuer une mesure de l’échantillon avant et après acidification pour pouvoir estimer la contribution de la chlorophylle a et de phaeopigments dans l’échantillon initial, via les équations de Lorenzen :

                   

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Mesure  de  la  biomasse  phytoplanctonique   La biomasse phytoplanctonique [µgC/l] est calculée à partir de

-­‐ la biomasse spécifique [pgC/cell] de chaque espèce/genre/groupe de phytoplancton (en fonction du niveau d’identification souhaité) ;

-­‐ la mesure de la densité cellulaire [cell/l].

Plus particulièrement, la biomasse spécifique est déterminée à partir du biovolume cellulaire de l’espèce/genre/groupe considéré [µm3/cell] en utilisant des facteurs de conversion appropriés. Les biovolumes cellulaires sont quant à eux calculés à partir des dimensions des organismes, mesurées au microscope, en assimilant les organismes à des modèles géométriques simples comme une sphère, un cylindre, un cône ou autres. On préférera estimer le biovolume des organismes les plus volumineux via le microscope optique, et on utilisera le microscope à épifluorescence pour les flagellés et autres cyanophycées, plus difficiles à observer (ce procédé utilise la faculté naturelle de fluorescence de la chlorophylle a, présente en quantité chez les organismes autotrophes).

Microscopie  photonique  ou  microscope  inversé     Un volume d’échantillon connu, préalablement traité au lugol-glutaraldehyde, est sédimenté dans une colonne (selon la méthode d’Utermöhl (Hasle, 1978)). Les cellules sont ensuite dénombrées au microscope, en fonction de leur taille moyenne et de la quantité de cellules présentes. On estime alors le biovolume cellulaire moyen pour chaque espèce via les médianes de chaque dimension linéaire considérée, et on calcule à partir de celui-ci la biomasse carbonée C en utilisant la relation établie par Menden-Deuer & Lessard (2000) qui exprime que le contenu en C dépend du biovolume.

 

Microscopie  à  épifluorescence   Un volume de 10ml d’échantillon, préalablement traité avec une solution de formadehyde, est filtré sur un filtre noir en polycarbonate. Ensuite, une certaine quantité du fluorochrome DAPI (4’,6 - DiAmidino - 2 – PhénylIndole) est rajouté. Celui-ci va se lier spécifiquement à l’ADN, et donc nous permettre d’observer et d’énumérer les flagellés autotrophes. En effet, grâce au filtre d’excitation de la chlorophylle a, seules les cellules qui contiennent de la chlorophylle a et qui ont été préalablement marquées au DAPI fluorescent en rouge. Les hétérotrophes ne fluorescent donc pas.

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Les dimensions linéaires sont mesurées par comparaison avec un réticule gradué au grossissement x1000. On distinguera trois grandes catégories de tailles : les cellules ayant un diamètre inférieur à 5 µm, celles avec un diamètre compris entre 5 et 10 µm et enfin celles dont le diamètre se situe entre 10 et 20 µm. Le biovolume cellulaire moyen des autotrophes est calculé à partir des médianes des dimensions linéaires. La biomasse carbonée est estimée, quant à elle, via la relation de Menden-Deuer explicitée au point précédent. On calculera la biomasse totale en effectuant le produit du nombre d’autotrophes et de la biomasse moyenne.  

2.2.2.2. Bactérioplancton   L’estimation de la biomasse bactérienne [µgC/l] est également déterminée sur base de la mesure de l’abondance bactérienne [cell/l] et de la biomasse spécifique des bactéries [fgC/cell], via la détermination du biovolume bactérien et les facteurs de conversion. Nous allons filtrer un volume bien déterminé d’échantillon, traité au préalable au formaldéhyde, sur un filtre noir en polycarbonate Nuclepore. Nous ajoutons ensuite le fluorochrome DAPI, qui va marquer l’ADN bactérien et permettre sa visualisation au microscope. Les bactéries sont alors énumérées au grossissement 1000X, sur le carré inscrit dans chaque champ. Le comptage s’effectue sur un minimum de 10 carrés différents choisis de façon aléatoire sur toute la lame. Le nombre de bactéries par litre N est alors estimé par l’équation suivante:

   

Les dimensions des bactéries sont alors analysées à l’aide du logiciel d’analyse d’images LUCIA, sur des photos prises à l’aide d’une caméra reliée au microscope à épifluorescence. Un programme associe ensuite les bactéries à une forme simple (bâtonnet ou sphère), via les formules suivantes :

   La biomasse carbonée est alors déterminée à partir du biovolume cellulaire selon l’équation :

 

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2.2.3. Activités  biologiques  

2.2.3.1. Photosynthèse   L’activité photosynthétique est caractérisée par les paramètres photosynthétiques Pmax représentant la capacité photosynthétique maximale, α l’efficience photosynthétique et β l’index de photoinhibition des communautés phytoplanctoniques. Pour déterminer ces paramètres, nous avons d’abord étudié l’incorporation de carbone dans les cellules phytoplanctoniques soumises à de la lumière. Cette incorporation (𝑅𝐴é!!!"#$%%&") a pu être mesurée par l’incorporation dans ces mêmes cellules phytoplanctoniques de bicarbonate marqué au carbone 14 (𝐻 𝐶0!!  

!" ). L’incorporation a eu lieu lors d’une photosynthèse induite par l’incubation à courte durée des cellules à différentes intensités lumineuses (mesurées préalablement) dans un photosynthétron (mécanisme permettant d’éclairer 24 fioles avec des intensités différentes). La fixation de carbone non biologique (𝑅𝐴!!) ainsi que la fixation au noir (𝑅𝐴!"#$%é!) sont aussi déterminées, afin de pouvoir déterminer par après la quantité exacte de radioactivité incorporée dans les cellules phytoplanctoniques. Pour déterminer la fixation non biologique, nous utilisons des étalons contenant l’échantillon et le radio-traceur, auxquels nous ajoutons également le gluteraldehyde pour bloquer la photosynthèse. La quantité de carbone 14 incorporé dans ces étalons représente donc la fixation de carbone autre que celle de la photosynthèse ; c’est-à-dire la fixation non biologique. Pour la fixation au noir, celle-ci est déterminée en maintenant dans le noir des échantillons contenant le radio-traceur, et ce dès le début de l’incubation. Cette fixation au noir est réalisée afin de définir précisément la quantité de radio-traceur introduite. Après une heure d’incubation, la photosynthèse est bloquée par l’ajout de gluteraldéhyde et les échantillons (et pas les étalons) sont ensuite acidifiés pour enlever le carbone 14 inorganique non incorporé dans les cellules. La radioactivité incorporée est mesurée par scintillation liquide après ajout d’un cocktail scintillant. Elle est mesurée en coups par minute (cpm) et convertie en désintégration par minute (dpm) en tenant compte du rendement de 90%. Pour chaque intensité lumineuse, la vitesse de photosynthèse P ([µgC/l.h] ou [mgC/m3.h]) est calculée via cette équation (Lancelot C., 2013):

𝑃 =  𝑅𝐴é!!!"#$%%&" − 𝑅𝐴!!  .𝑇𝐶  . 1,06

𝑅𝐴!"#$%é!  .𝑑𝑡

Où : 𝑅𝐴é!!!"#$%%&"= Radioactivité incorporée dans l’échantillon [dpm/ml] 𝑅𝐴!!= Radioactivité incorporée au T0 [dpm/ml] 𝑅𝐴!"#$%é!= Radioactivité ajoutée [dpm/ml] TC = CO2 contenu dans l’eau (= 40 000 [mgC/m3]) 1.06 = Facteur de discrimination isotopique entre 12C et 14C dt = Durée de l’incubation [h]

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A partir des vitesses de photosynthèse en fonction des différentes intensités lumineuses, il est possible de calculer les trois paramètres permettent de caractériser l’activité photosynthétique des communautés phytoplanctoniques : la capacité photosynthétique maximale (Pmax), l’efficience photosynthétique (α) et l’index de photoinhibition (β). La détermination de ces paramètres est réalisée par ajustement des données expérimentales avec un modèle décrivant la relation photosynthèse-lumière avec ou sans photoinhibition (voir figures 1 et 2 et équations ci-dessous) (Platt et al., 1980).    𝑃 = 𝑃!"#  . 1 − 𝑒𝑥𝑝

!!  .!!!"#

𝑃 = 𝑃!"#  . 1 − 𝑒𝑥𝑝!!  .!!!"#

  . 𝑒𝑥𝑝 !!  .!!!!"

Figures 1 et 2 : Représentations de l’évolution de la relation photosynthèse-lumière, respectivement sans et avec photoinhibition (Lancelot C., 2013)

Où, P = Vitesse de photosynthèse [mgC/m3.h] Pmax = Vitesse maximale de photosynthèse [mgC/m3.h] I = Intensité lumineuse [µmole quanta/m2.s] α = Efficience photosynthétique [mgC/m3.h]/[µmol quanta/m2.s]

β = Paramètre de photoinhibition [mgC/m3.h]/[µmol quanta/m2.s]

Enfin le calcul de la photosynthèse journalière intégrée [mgC/m2.j] est réalisé à l’aide du logiciel MATLAB qui intègre l’équation de Platt sur différentes variables. Les données d’intensité lumineuse étant enregistrées en continu, il a fallu un premier programme MATLAB pour réaliser la moyenne pour un pas de temps de 15 minutes. La variation de l’intensité dans la colonne d’eau a permis de déterminer la valeur du coefficient d’extinction de la lumière dans la colonne d’eau (Ke). Le programme utilise donc au final les données d’intensité lumineuse réduites à un pas de 15 minutes, les paramètres photosynthétiques déterminés préalablement (Pmax, α et β) et le coefficient d’extinction vertical dans la colonne d’eau.

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B- Relation photosynthèse-lumière et modèle (2) - Parameterisation

P = Pmax (1-e-�I/Pmax) e -�I/Pmax en (mgC m-3 h-1) (Platt et al., 1980)

14C

fixé

O

2 pr

odui

t

Pmax: vitesse maximale de photosynthèse (mgC m-3 h-1) �: coefficient d’adaptation à la lumière (mgC m-3 h-1/ �mole quanta m-2 s-1)

� : coefficient de photoinhibition (mgC m-3 h-1/ �mole quanta m-2 s-1)

Pmax, �, � sont obtenus par ajustement mathématique des données expérimentales �caractéristiques de la communauté

Irradiance (PAR)

Sans photoinhibition Avec photoinhibition

2000 1000

Irradiance (PAR)

P P

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B- Relation photosynthèse-lumière et modèle (2) - Parameterisation

P = Pmax (1-e-�I/Pmax) e -�I/Pmax en (mgC m-3 h-1) (Platt et al., 1980)

14C

fixé

O

2 pr

odui

t

Pmax: vitesse maximale de photosynthèse (mgC m-3 h-1) �: coefficient d’adaptation à la lumière (mgC m-3 h-1/ �mole quanta m-2 s-1)

� : coefficient de photoinhibition (mgC m-3 h-1/ �mole quanta m-2 s-1)

Pmax, �, � sont obtenus par ajustement mathématique des données expérimentales �caractéristiques de la communauté

Irradiance (PAR)

Sans photoinhibition Avec photoinhibition

2000 1000

Irradiance (PAR)

P P

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2.2.3.2. Production  bactérienne   Nous allons dans cette section mesurer le taux de synthèse du matériel génétique bactérien, qui est lui-même proportionnel au taux de division cellulaire. Pour cela, nous incorporons dans les échantillons un radiotraceur, de la thymidine tritiée, qui a donc un des atomes d’hydrogène remplacé par un atome de tritium (méthode de Fuhrman & Azam, 1982). On incube ensuite ces échantillons pendant une heure in situ, au noir. Par la suite, l’ajout d’acide trichloroacétique (TCA) va précipiter l’ADN, l’ARN et les protéines, et va solubiliser les constituants cellulaires. La fraction insoluble est recueillie via filtration. Le filtre est, par la suite, placé dans une fiole à scintillation. Remarquons que trois blancs ont également été préparés dans les conditions citées plus haut, mais sans incubation. On peut dès lors estimer la vitesse d’incorporation de la thymidine tritiée via la formule suivante :

Pour convertir cette vitesse d’incorporation de thymidine tritiée en production cellulaire, il suffit de suivre un facteur de conversion, déterminé de manière expérimentale : pour les eaux douces, il a été estimé que 1,2*108 bactéries sont produites par mole de thymidine incorporée. On peut dès lors calculer la production bactérienne en carbone en utilisant ce facteur et la vitesse d’incorporation de la thymidine :

𝑝𝑟𝑜𝑑𝑢𝑐𝑡𝑖𝑜𝑛  𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑒𝑛𝑛𝑒   = 𝑓𝑐 ∗ 𝑉!"#$%&

Où pb = production bactérienne [µgC/l.h], fc est le facteur de conversion [µgC/nmole] et Vincorp est la vitesse d’incorporation de la thymidine tritiée [nmoles/l.h].

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3. Résultats   La présente section expose les résultats obtenus pour les trois dates d'échantillonnage : le 6 mars, le 20 mars et le 17 avril 2013. La comparaison des trois échantillons permet de mettre en évidence la transition de cet écosystème aquatique entre des conditions hivernales et printanières. Chaque tableau et graphique reprennent les résultats à ces trois dates. Ceci permet d'observer une tendance entre les dates. Il est important de souligner que les résultats entre ces dates ne sont pas connus, les divers tableaux et graphiques révèlent uniquement la tendance générale. Les résultats sont présentés en quatre parties. La première s'attarde sur les propriétés physiques du milieu lors de l'échantillonnage. La seconde met en évidence la quantité de nutriments du milieu. Finalement, les deux dernières parties mettent en exergue les populations d'organismes en prenant soin de séparer le phytoplancton du bactérioplancton.

3.1. Propriétés  physiques     Voici les propriétés physiques du milieu aux trois dates d'échantillonnage : Tableau I: Propriétés physiques du milieu

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013

Température (°C) 7,8 6 15,4

Oxygène dissous (mg/l) 16 / 16,8

% de saturation (%) 139,5 / 169

MES (mg/l) 6,26 8,68 7,33

Ke (m-1) 1,30 1,70 1,68

Ensoleillement moyen dans l'eau (µmol/m2 s) 133 80,14 224,13

Ek (µmol/m2 s) 173,00 61,70 96,80

Afin d’interpréter correctement l’ensemble de ces résultats, nous voyons qu’il nous manque des informations quant à la situation météorologique avant et après les relevés de mesure. C’est pourquoi nous nous sommes procuré des données de températures et de précipitations complètes pour les mois de mars et d’avril (Météo Belgique, 2013).

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Figures 3, 4 et 5 : Relevé des températures, précipitations et de l’insolation à Uccle pour le mois de mars 2013

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Figures 6, 7 et 8 : Relevé des températures, précipitations et de l’insolation à Uccle pour le mois d’avril 2013

Nous pouvons voir qu’il y a une bonne corrélation entre ces mesures réalisées à Uccle et nos mesures réalisées à Auderghem. Nous estimons donc que ces mesures réalisées par Météo Belgique pourront nous aider dans l’interprétation de nos données.

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Pour en revenir aux données de température du tableau I, ces dernières permettent d'illustrer la transition peu classique que la Belgique a connue entre l'hiver et le printemps. En effet, le mois de mars a commencé avec de hautes températures par rapport aux normales saisonnières. Et très vite, la température a chuté pour revenir à des valeurs moyennes vers avril. Nous pouvons émettre les mêmes observations grâce aux données de météo Belgique.

Figure 9 : Evolution de la température de l'eau entre les différentes prises d'échantillons

Malgré le fait que les valeurs en oxygène dissous et en pourcentage de saturation n'ont pas été notées lors du relevé du 20/03, il est notable qu'une tendance à l'augmentation se dégage entre la première date et la dernière date. De plus, les pourcentages sont supérieurs à 100% ce qui montre une sursaturation en oxygène. Ceci veut donc dire que les photoautotrophes sont en pleine activité et que la photosynthèse produit plus d'oxygène que les hétérotrophes n’en consomment. La première valeur pour le 6 mars peut paraître élevée pour la saison mais il s'agissait d'une période fort chaude et ensoleillée ce qui explique la donnée. En effet, sur la figure 5, nous pouvons voir que le 6 mars succède à un période de 4 jours de forte insolation. La matière en suspension analysée contient toutes les particules vivantes ou minérales, étant donné que la maille du filtre est très petite (0,6 𝜇𝑚). On peut voir, toujours sur le tableau I, que son évolution au cours de la période d’échantillonnage est inverse par rapport à celle de la température. En effet, entre le 6 mars et le 17 avril, il pourrait s'agir d'une augmentation en organismes autotrophes (due à l'augmentation d'ensoleillement et à la température). Par contre, en date du 20 mars, la valeur de la matière en suspension semble fort élevée et ne peut s'expliquer uniquement par un quelconque bloom en organismes autotrophes. Deux hypothèses peuvent être émises. La première est que les conditions météorologiques (voir figures 3 et 4) étaient propices au mélange des eaux du bassin (turbulences dues au vent ou à la pluie par exemple). La seconde voudrait qu'il y ait un pic en matière minérale due au lessivage d’éléments minéraux durant les pluies du 19 et du 20 mars.

7,80  

6,00  

15,40  

0,00  

2,00  

4,00  

6,00  

8,00  

10,00  

12,00  

14,00  

16,00  

18,00  

6/03/13   13/03/13   20/03/13   27/03/13   3/04/13   10/04/13   17/04/13  

Température  [°C]  

Date  d'échantillonage  

Températures  de  l'eau  lors  des  échantillonnages  

17

Le coefficient d'extinction verticale de la lumière (Ke) suit la même tendance que la concentration en MES. Il dépend essentiellement des particules et des matières colorées présentes dans la colonne d’eau c’est-à-dire la MES. Notons que les valeurs de Ke sont également influencées par les mouvements d’eau causés par divers phénomènes météorologiques notamment. Il est alors normal d’avoir une évolution du Ke qui soit similaire à celle de la MES. La valeur du 6 mars est plus basse que les deux autres ce qui signifie que la lumière pénétrait sur une grande profondeur. Ce passage plus aisé de la lumière peut être dû aux conditions précédant l’échantillonnage. En effet, la semaine avant le 6 mars fut ensoleillée et sans précipitations pouvant provoquer des vagues/remous dans le milieu. A l'inverse, les deux dernières valeurs sont plus grandes et s'expliquent sans doute de deux manières différentes. Le 20 mars, les pluies ont sans doute lessivé le pourtour de l'étang. De plus, le vent et la pluie ont remis en suspension les particules sédimentées. Ces deux effets provoquent alors une extinction de la lumière plus rapide en fonction de la profondeur. A ces deux effets, peuvent se rajouter les éventuels organismes photoautotrophes présents dans la colonne d’eau, qui peuvent capter la lumière incidente. En date du 17 avril, la valeur est plus ou moins la même et peut s’expliquer par les mêmes raisonnements. Notons que les relevés d’intensités lumineuses peuvent provoquer un remous dans la zone échantillonnée, ce qui fausserait les analyses. Les deux dernières valeurs correspondent à l'ensoleillement moyen et à Ek qui représente l'efficacité́ d'utilisation de la lumière par le phytoplancton (calculé en faisant le rapport Pmax/α). En ce qui concerne l'ensoleillement moyen, il est encore une fois minimum pour le 20 mars et bien plus grand au 17 avril qu'au 6 mars. Cette valeur est calculée à l'aide du Ke. Nous voyons ensuite que l’allure de Ek est similaire à celle de l’ensoleillement moyen. Lorsque le Ek est inférieur à l’ensoleillement moyen (le 20 mars et le 17 avril), on peut estimer que les populations photoautotrophes sont bien adaptées car elles atteignent leur valeur de Pmax pour une valeur d’intensité lumineuse inférieure à l’ensoleillement moyen. Tandis qu’un Ek supérieur à l’ensoleillement moyen (le 6 mars), traduit une sous-adaptation. En effet, le Pmax est atteint pour une valeur supérieure à l’ensoleillement moyen. Si des populations phytoplanctoniques ne sont pas bien adaptées, cela veut dire qu’elles ne sont pas encore arrivées à leur maximum de rendement photosynthétique et vice versa. Au terme de cette discussion sur les propriétés physiques du milieu, nous pouvons émettre l’hypothèse qu’au fil des 3 dates d’échantillonnage, la quantité d’organismes photoautotrophes est en augmentation. D’autres études nous permettront de corroborer ou d’infirmer cette hypothèse.

18

3.2. Nutriments   Le tableau ci-dessous reprend les concentrations en nutriments mesurées expérimentalement pour les trois différentes dates d’échantillonnages. Tableau II : Concentrations en nutriments mesurées dans les différents échantillons

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 NH4

+(µM) 0,86 4,26 0,39 NO3

-(µM) 88,20 89,60 7,20 Si(OH)4(µM) 331,90 330,40 321,10

PO43-(µM) 0,14 0,03 0,04

De manière générale, on peut voir que les concentrations en nitrates et en silice sont plus importantes que celles des phosphates et de l’ammonium.

3.2.1. Azote  

Les deux graphiques ci-dessus nous montrent l’évolution des concentrations en nitrates et en ammonium dans les différents échantillons. On peut tout d’abord remarquer que les concentrations en ammonium sont nettement plus faibles que les concentrations en nitrates. En effet, on peut facilement voir que les concentrations en nitrates sont de l’ordre de 20 à 100 fois plus élevées que les concentrations en ammonium. Ensuite, nous pouvons observer que la concentration en nitrates est restée stable entre les deux premiers échantillonnages alors que la concentration en ammonium a augmentée durant cette même période. Entre la deuxième et la troisième prise d’échantillons, les concentrations en nitrates et en ammonium ont toutes les deux fortement diminuées. Ceci peut s’expliquer par le fait qu’il y a eu

0,86  

4,26  

0,39  

0,00  0,50  1,00  1,50  2,00  2,50  3,00  3,50  4,00  4,50  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  

Concentration  NH4+  [μM]  

Concentration  en  NH4+  dans  les    

échantillons  88,20   89,60  

7,20  

0,00  10,00  20,00  30,00  40,00  50,00  60,00  70,00  80,00  90,00  100,00  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  

Concentration  NO3-­‐  [μM]  

Concentration  en  NO3-­‐  dans  les  échantillons  

Figures 10 et 11 : Evolution des concentrations en nitrates et en ammonium lors des différents échantillonnages

19

une forte consommation des nutriments, probablement due à l’augmentation de la quantité de phytoplancton ce qui confirme l’hypothèse soulevée à la fin du point 3.1. Le pic de NH4

+ lors du deuxième échantillonnage peut être causé par un rejet ponctuel de déchets biologiques azotés comme de l’urine (éventuellement dégradé par des uréases en 𝑁𝐻!!) des organismes supérieurs présents sur le milieu lentique (canards, oies, ouettes,…). Ces rejets ponctuels seront par la suite dilués dans le reste du milieu. Nous pouvons émettre une nouvelle hypothèse de minéralisation du 𝑁𝑂!!  𝑒𝑛  𝑁𝐻!! par des bactéries présentes dans la colonne d’eau. Cette hypothèse permet d’expliquer le pic de 𝑁𝐻!!, mais devrait être couplée avec une baisse de 𝑁𝑂!! durant cette même période. Néanmoins, la valeur du 𝑁𝑂!! n’a pas baissé, mais est restée constante. Ceci peut être dû à un lessivage important du 𝑁𝑂!!  (qui est un composé facilement lessivable). En effet, la figure 4 montre qu’il y a eu beaucoup de précipitations entre le 6 et le 20 mars.

3.2.2. Silice  

En ce qui concerne la silice, on peut voir sur le graphique présenté ci-dessus que la concentration en acide silicique dans l’étang est relativement élevée par rapport aux autres nutriments étudiés et que celle-ci diminue très légèrement lors des différents échantillonnages. La concentration en silice dans le milieu est à mettre en relation avec la présence ou l’absence de diatomées. En effet, celles-ci en consomment pour former leur frustule siliceux. Entre les deux premiers échantillonnages, on voit que la concentration en silice est plus ou moins constante ce qui pourrait s’expliquer par le fait qu’elle n’est alors pas consommée par des organismes siliceux. Au contraire, lorsque l’on regarde ce qui se passe entre le deuxième et le troisième échantillonnage, on remarque que la concentration en acide silicique diminue ce qui pourrait signifier que la silice est consommée par des organismes siliceux. Cette hypothèse sera confirmée ou non lorsqu’on commentera l’évolution des organismes siliceux dans le milieu.

331,90  330,40  

321,10  

314,00  316,00  318,00  320,00  322,00  324,00  326,00  328,00  330,00  332,00  334,00  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  Concentration  Si(OH) 4  [μM]  

Concentration  en  Si(OH)4  dans  les  échantillons  

Figure 12 : Evolution de la concentration en acide silicique lors des différents échantillonnages

20

3.2.3. Phosphore   Le graphique ci-dessous nous renseigne sur l’évolution de la concentration en phosphates relevée dans les différents échantillons.

Les concentrations en phosphates qui ont été calculées lors des différents échantillonnages sont très faibles. On peut noter que ces concentrations ont diminuées au cours de la saison et que cela est probablement dû à sa consommation par des microorganismes pour la formation d’acides nucléiques. Le phosphore est généralement l’élément limitant la croissance du phytoplancton dans la plupart des écosystèmes aquatiques. Nous verrons dans le point 3.2.4 comment cela peut être mis en évidence à l’aide des rapports de Redfield.

3.2.4. Rapports  de  Redfield   Ces rapports ont été mis au point par une océanographe américain, Alfred Clarence Redfield, qui a montré pour la première fois en 1934 que le rapport entre les nutriments dans le plancton et l’eau de mer était sensiblement constant, et ce un peu partout dans le monde. Il a établi la relation empirique suivante : C/N/P = 106/16/1. Ce rapport a par la suite été affiné et amélioré. En particulier, un rapport a été proposé pour les diatomées, il s’agit du rapport Redfield-Brzezinski qui a été proposé en 1985. Ce rapport est C/Si/N/P = 106/15/16/1. A partir de nos mesures expérimentales, nous pouvons donc calculer les différents rapports entre ces nutriments. Tableau III : Rapports de Redfield calculés pour les différents échantillons

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 N/P (16) 636,14 3128,67 189,75 N/Si (±1) 0,27 0,28 0,02 Si/P (16) 2370,71 11013,33 8027,50

0,14  

0,03  0,04  

0,00  

0,02  

0,04  

0,06  

0,08  

0,10  

0,12  

0,14  

0,16  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  

Concentration  PO

43-­‐   [μM

]  

Concentration  en  PO43-­‐  dans  les  échantillons  

Figure 13 : Evolution de la concentration en phosphate lors des différents échantillonnages

21

En effet, lorsque l’on observe les valeurs des rapports de Redfield, on voit que le phosphate est le nutriment limitant du milieu. En effet, les valeurs des rapports N/P et Si/P sont très élevées par rapport à la valeur théorique de 16 établie par Redfield. Ceci suggère que les quantités de phosphates sont insuffisantes dans l’étang étudié. De plus, on peut remarquer que le rapport N/Si est bien en-deçà de 1 et que le rapport Si/P est très largement supérieur à 16. Ceci reflète particulièrement les concentrations élevées d’acide silicique mesurées dans les eaux. On peut donc conclure que l’hypothèse d’un bloom phytoplanctonique siliceux n’est pas une hypothèse à garder étant donné que le bloom n’est pas dû à des organismes siliceux comme les diatomées.

3.3. Phytoplancton  

3.3.1. Biomasse   Tableau IV : Mesures de la concentration en chlorophylle A et de la biomasse totale en phytoplancton pour les différents échantillons

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 Chl a (µg/l = mg/m3) 13,96 39,30 32,86

Biomasse  totale  de  phytoplancton  (µgC/l  =  mgC/m3) 271,30 794,86 925,54

C/Chl a 19,43 20,23 28,17

13,96  

39,30  

32,86  

0,00  

5,00  

10,00  

15,00  

20,00  

25,00  

30,00  

35,00  

40,00  

45,00  

6/03/2013   20/03/2013   17/04/2013  

Concentration  en  chlorophylle  A    

[μg/l]  

Date  d'échantillonnage  

Concentration  en  chlorophylle  A  dans  la  colonne  d'eau  

271,32  

794,86  

942,53  

0,00  100,00  200,00  300,00  400,00  500,00  600,00  700,00  800,00  900,00  1000,00  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  Biom

asse  totale  de  phyto  (µg  C  L-­‐1  =  mgC  

m-­‐3)  

Date  d'échantillonnage  

Biomasse  totale  de  phytoplancton  

Figures 14 et 15 : Evolution de la concentration de chlorophylle A et de la biomasse totale de phytoplancton

22

Le tableau IV ainsi que les figures 14 et 15 ci-dessus nous montrent que la concentration en chlorophylle A augmente dans un premier temps avant de diminuer pour le troisième échantillon. La chlorophylle A étant une mesure rapide de la présence de phytoplancton, nous voyons qu’il y a ici une petite contradiction entre la diminution de la concentration en chlorophylle A et l’augmentation de la biomasse phytoplanctonique pour le dernier échantillonnage. En effet, comme la biomasse phytoplanctonique a augmenté durant cette période, on s’attendait à avoir aussi une augmentation de la concentration en chlorophylle A. En ce qui concerne les rapports C/Chl a, nous observons une augmentation de ce rapport au cours de la saison. Ceci est tout à fait dans les normes. En effet, en fin d’hiver ce rapport est généralement proche de 15 et augmente progressivement pour atteindre une valeur d’environ 60 en plein été. Dès lors, les valeurs calculées expérimentalement situées entre 20 et 30 semblent tout à fait logiques pour cette saison.

3.3.2. Microscopie  et  biométrie   Le tableau ci-dessous reprend les valeurs du dénombrement ainsi que les biomasses calculées à l’aide du microscope à épifluorescence. Tableau V : Dénombrement et mesure de la biomasse au microscope à épifluorescence en fonction de la taille

Ces résultats montrent pour les deux classes de taille une diminution du nombre d’organismes entre les deux premiers prélèvements, suivie d’une augmentation entre le 20/03 et le 17/04. Cette augmentation est particulièrement marquée pour la classe 0 à 5 µm. Cette augmentation correspond en fait au bloom de Synura observé pour cette période. D’autre part, lorsque l’on observe le biovolume moyen pour les organismes de 5 à 20 µm, on peut voir que celui-ci est particulièrement élevé pour le 20/03. Ceci explique que, même si le nombre de cellules dénombrées pour cet échantillon est le plus faible, c’est tout de même à cette date que la biomasse totale est la plus importante.

Taille des cellules

6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013

0-5 µm

Nombre (106 cell/l) 5,88 0,86 268,00 Biovolume  moyen  (µm3/cell)   33,51   8,18   14,14  

Biomasse moyenne (pgC/cell) 5,84 1,55 2,60 Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 34,40 1,34 695,13

5-20 µm

Nombre (106 cell/l) 4,16 2,60 19,05 Biovolume moyen (µm3/cell) 268,08 1415.80 65.45

Biomasse moyenne (pgC/cell) 41,17 196,45 10,95 Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 171,12 510,31 208,68

23

Tableau VI : Dénombrement et mesure de la biomasse au microscope optique inversé

6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013

Euglène Nombre (106 cell/l) 0,02 0,03 0,09

Biovolume moyen (µm3/cell) 3835,20 6629,00 3030,30 Biomasse moyenne (pgC/cell) 500,76 837,00 191,81

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 8,23 211,00 17,51

Nitzschia

sigmoïdes

(Diatomée)

Nombre (106 cell/l) 0,11 - - Biovolume moyen (µm3/cell) 5690,10 - - Biomasse moyenne (pgC/cell) 319,77 - -

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 33,87 - -

grandes petites

Fragilaria

(Diatomée)

Nombre (106 cell/l) 0,09 0,09 0,12 0,3 Biovolume moyen (µm3/cell) 320,57 2003,57 2051,67 51,93 Biomasse moyenne (pgC/cell) 31,02 137,14 199,8 7,09

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 2,84 12,73 16,59 2,09

Pennularia sp

(Diatomée)

Nombre (106 cell/l) 0,09 - - Biovolume moyen (µm3/cell) 3945,69 - - Biomasse moyenne (pgC/cell) 237,6 - -

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 20,39 - -

Asterionella

formosa

(Diatomée)

Nombre (106 cell/l) 0,02 0,10 0,06 Biovolume moyen (µm3/cell) 309,06 411,40 431,02 Biomasse moyenne (pgC/cell) 30,12 38,00 39,44

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) 0,47 4,00 2,53

Peridinium sp.

(Dinoflagellé)

Nombre (106 cell/l) - 0,06 - Biovolume moyen (µm3/cell) - 7424,20 - Biomasse moyenne (pgC/cell) - 931,00 -

Biomasse totale (µgC/l = mgC/m3) - 55,48 - Le tableau ci-dessus nous montre les différentes espèces qui ont été observées et dénombrées dans les échantillons. 6 genres ont été identifiés : Euglena, Nitzschia, Fragilaria, Pennularia, Asterionella, Peridinium. Remarquons déjà que tous ces organismes n’ont pas été observés simultanément lors d’un même prélèvement. De plus, ceci reflète uniquement ce qui se passe au niveau du microphytoplancton et ces conclusions que l’on pourrait tirer de ces résultats ne reflètent pas exactement ce qui se déroule globalement pour l’ensemble du phytoplancton.

24

Figure 16: Répartition de la biomasse des différentes classes dans le microphytoplancton

A l’aide du graphique et du tableau ci-dessus, on peut voir que ce sont les diatomées qui semblent être les plus abondantes lors du premier échantillonnage, plus particulièrement les Nitzschia et les Pennularia. En effet, la biomasse totale de ces deux genres est nettement supérieure à la biomasse des deux autres genres de diatomées. Lorsque l’on passe au second échantillon, on peut voir que les genres Nitzschia et Pennularia ont complètement disparu et que ce ne sont plus les diatomées qui semblent dominer le milieu (Fragillaria et Asterionella) mais bien les euglènes. Il faut aussi noter l’apparition assez importante de dinoflagellés du genre Peridinium. Ceci peut s’expliquer par l’augmentation de la MES et de la turbulence au sein de la colonne d’eau. Ce type d’environnement est bien plus favorable aux dinoflagellés (Lancelot C., 2013). Pour le troisième échantillon, on peut voir qu’il y a une biomasse comparable de diatomées et d’euglènes. Notons que ces biomasses ne prennent pas des valeurs très grandes du fait que le microphytoplancton ne représente plus que 4,11% de la biomasse totale de phytoplancton, comme on peut le voir sur la figure 17 ci-dessous.

Figure 17 : Répartition de la biomasse totale de phytoplancton en fonction de la taille

87,49  

5,91  

54,78  

12,51  

74,50  

45,22  

0,00  19,59  

0,00  

0%  

10%  

20%  

30%  

40%  

50%  

60%  

70%  

80%  

90%  

100%  

6/03/2013   20/03/2013   17/04/2013  

Répartition  de  la  biomasse  des  différentes  classes  dans  le  microphytoplancton  

Non-­‐silicieux  (sans  les  euglènes)  

Euglènes  

Diatomées  

63,07  64,20  

22,14  

12,68  0,17  

73,75  

0%  10%  20%  30%  40%  50%  60%  70%  80%  90%  100%  

6/03/2013   20/03/2013   17/04/2013  

Répartition  de  la  biomasse  totale  de  phytoplancton  en  fonction  de  la  taille  

Picophytoplancton  (0-­‐5μm)  Nanophytoplancton  (5-­‐20μm)  Microphytoplancton  (>20μm)  

25

3.3.3. Processus   Tableau VII : Evolution de la photosynthèse et des différents paramètres lumineux

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 Pmax (µgC/l.h) 26 58 91

α ((µgC/l.h) /(µmol/m2.s)) 0,15 0,94 0,94 Ek (µmol/m2.s) 173,33 61,7 96,8

Photosynthèse journalière intégrée (mgC/m2.j) 192,93 556,77 1317,85

Pour rappel, on obtient le coefficient Ek en faisant le rapport Pmax/α. Ek représente l'efficacité d'utilisation de la lumière par le phytoplancton.

Les figures 18 et 19 ci-dessus montrent les évolutions de la biomasse phytoplanctonique et de l'activité photosynthétique. On remarque que les deux évolutions ont la même tendance croissante. Nous pouvons remarquer que l’augmentation de la biomasse totale de phytoplancton va de paire avec l’augmentation de la photosynthèse journalière intégrée. Entre le 6 et le 20 mars, l’augmentation de la photosynthèse intégrée est à mettre en relation avec les concentrations en chlorophylle A (relation directe). Cette photosynthèse a permis une nette augmentation de la biomasse totale phytoplanctonique (voir figure 19). Par la suite (entre le 20 mars et le 17 avril), le phytoplancton s’est adapté aux changements des conditions physiques. Ainsi, il est important de signaler que l’augmentation de photosynthèse intégrée n’est plus à mettre en relation avec le taux de chlorophylle A mais plutôt à l’efficacité photosynthètique (Ek). Au regard du tableau VII, en date du 17 avril, il suffit d’une intensité lumineuse de 96,8 µmol/m2.s pour atteindre un Pmax de 91 µgC/l.h. Cette fois-ci, la part d’énergie produite par la photosynthèse a permis d’accroître le nombre de phytoplancton et non la biomasse.

192,93  

556,77  

1317,85  

0  

200  

400  

600  

800  

1000  

1200  

1400  

6/03/2013   20/03/2013   17/04/2013  

Photosynthèse  journamière  intégrée    

[mgC/m

2 .j)]  

Date  d'échantillonnage  

Photosynthèse  journalière  intégrée  

271,32  

794,86  

942,53  

0,00  100,00  200,00  300,00  400,00  500,00  600,00  700,00  800,00  900,00  1000,00  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  Biom

asse  totale  de  phyto  (µg  C  L-­‐1  =  mgC  

m-­‐3)  

Date  d'échantillonnage  

Biomasse  totale  de  phytoplancton  

Figures 18 et 19 : Evolution de la photosynthèse et de la biomasse totale de phytoplancton

26

3.4. Bactérioplancton   Biomasse Tableau VIII : Evaluation de la biomasse et du nombre de cellules en fonction du moment de prélèvement

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 Nombre (109 cellules/l) 5,04 3,31 5,20

Biomasse moyenne (fg C/cellule) 11,70 11,47 12,55

Biomasse totale (µg C/l = mg C/m³) 58,97 37,97 65,26

Le nombre de bactéries évolue de manière inhabituelle. En effet, il y a presque autant de bactéries en fin d'hiver qu'au tiers du printemps. Ces données permettent de mettre en avant une certaine discontinuité dans la transition de l'hiver au printemps. En ce qui concerne la biomasse moyenne, elle est relativement constante mais reste dépendante des conditions environnementales. La chute de biomasse moyenne en date du 20 mars correspond donc à un stade de latence où les bactéries consomment plus de carbone qu'elles n'en produisent. Dès fin mars, la biomasse totale en bactérioplancton a chuté (absence de matière à décomposer). Cette phase correspond donc bien à la phase de latence. Finalement, au tiers du printemps (le 17 avril 2013), le bactérioplancton n'a atteint que le niveau de fin d'hiver. Ce qui voudrait dire qu'à cette date, le bloom phytoplanctonique n'est pas encore terminé. La minéralisation va sans doute bientôt commencer car la biomasse totale du bloom phytoplanctonique est considérable. Il semble important de signaler qu'il est très difficile d'interpréter ce qui a pu se passer entre le 20 mars et le 17 avril. En effet, les taux de renouvellement phytoplanctoniques et bactérioplanctoniques sont tels qu'il est fort possible que de nombreux changements n'ont pu être constatés. Production Tableau IX : Evaluation de la production bactérienne (également intégrée) en fonction du moment de prélèvement

Date 6/03/2013 20/03/2013 17/04/2013 Production bactérienne (106 bactéries/l h)

23,13 47,15 66,06

Production bactérienne (mg C/m³ j)

6,49 12,98 19,90

Production bactérienne intégrée (mg C/m² j)

9,09 18,17 27,86

Contrairement aux valeurs de dénombrement et de biomasse, les données de production bactérienne sont en constante évolution et suivent une relation linéaire qui décroit au fil du temps. Le 6 mars, les bactéries se portent bien (comme en témoignent les résultats sur la biomasse). Elles se divisent donc à un taux relativement élevé pour la saison. Pour le 20 mars, la production a augmenté. Alors qu'en date de mi-avril, il est attendu que les bactéries soient en phase de minéralisation intensive, la production bactérienne n'a même pas doublé en un mois. Ceci est évidemment dû aux conditions environnementales qui n'ont pas permis la productivité phytoplanctonique moyenne pour la saison.

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4. Discussion    4.1. Comparaison  des  niveaux  de  productivité  en  fonction  des  variables  

environnementales   Phytoplancton Tableau X : Mesures de la photosynthèse, biomasse totale phytoplanctonique, productivité phytoplanctonique et du taux de renouvellement de la biomasse phytoplanctonique

Date 6/03 20/03 17/04

Photosynthèse journalière intégrée (mgC m-2 j-1) 192,93 556,77 1317,85 Biomasse totale de phyto intégrée (mgC m-2) 379,82 1112,80 1295,76

Productivité phytoplanctonique (j-1) 0,51 0,50 1,02

Taux de renouvellement de la biomasse phyto (j) 1,97 2,00 0,98 La photosynthèse est un processus dépendant des variables environnementales telles que la température et l'ensoleillement. Les données des dates d'échantillonnages du 6 et du 20 mars sont fort similaires. En effet, même si les valeurs de photosynthèse et de biomasse sont différentes, elles le sont dans un même rapport. Ainsi, la productivité (calculée comme le rapport de la photosynthèse sur la biomasse) est la même pour les deux dates. Le taux de renouvellement (l'inverse de la productivité) suit évidemment la même logique. Malgré la ressemblance de ces résultats, les causes sont totalement différentes. En effet, les conditions de température et d'ensoleillement ont chuté du 6 au 20 mars (voir figures 3 et 5). Même le coefficient d'extinction verticale de la lumière est plus grand pour le 20 mars. Et pourtant, que ce soient le taux de chlorophylle a dans l'eau, la photosynthèse intégrée ou la biomasse phytoplanctonique, tout a augmenté entre ces deux dates. La seule différence réside dans la taille de ce phytoplancton et les différentes espèces qui le compose. La figure 17 montre bien que tout le picophytoplancton a disparu au détriment du microphytoplancton. Cette différence de taille est non négligeable et explique en partie le gain de biomasse entre ces deux dates. Mais cela ne suffit pas à expliquer cette différence. Une autre différence non négligeable réside dans la répartition des différentes espèces de microphytoplancton. Le 6 mars, la grande majorité de celui-ci est constituée de diatomées alors que le 20 mars, il s'agit d'euglènes. Et la différence entre ces deux espèces est primordiale. En effet, les diatomées sont des organismes autotrophes entourés d'un frustule siliceux. A l'inverse, les euglènes sont des autotrophes capable de changer de mode de nutrition en devenant hétérotrophe. Elles sont pourvues d'un flagelle leur permettant de se déplacer à des endroits propices à leur activité métabolique. Néanmoins, le taux de chlorophylle a augmenté dans les

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mêmes proportions que la photosynthèse intégrée ; ce qui laisse supposer qu'aucun changement n'est à constater dans le mode de nutrition des euglènes. En date du 17 avril, il est clair que l'augmentation de température et d'ensoleillement dans l'eau ont nettement contribué à cette hausse de photosynthèse intégrée. Les organismes constituant la totalité du phytoplancton font partie du picophytoplancton (rapport surface sur volume plus grand que les autres). Une légère diminution de chlorophylle a est a constaté. Mais celle-ci est contrebalancée par l’augmentation d’efficacité photosynthétique. Cette augmentation peut être qualifiée de bloom phytoplanctonique (principalement de Synura) et est d'ailleurs à mettre en relation avec la diminution des stocks en azote. Une dernière constatation de grande importance réside dans le pourcentage d'oxygène dissous. Pour les deux données (du 6 mars et du 17 avril), l'eau est sursaturée en oxygène. Ceci signifie que le printemps n'a réellement commencé qu'aux environs de mi avril après un mois d'état de quasi latence. Bactérioplancton Tableau XI : Evolution de la photosynthèse et des différents paramètres lumineux

Date 6/03 20/03 17/04

Production bactérienne intégrée (mgC m-2 j-1) 9,09 18,17 27,86

Biomasse bactérienne intégrée (mgC m-2) 82,56 53,16 91,36

Productivité bactérienne (j-1) 0,11 0,34 0,30

Renouvellement de la biomasse bacterienne (j) 9,08 2,93 3,28 La même constatation que pour le phytoplancton s'applique à la production bactérienne : elle augmente avec le temps. Par contre, la biomasse bactérienne va chuter du 6 au 20 mars. Ceci peut s'expliquer par un changement de comportement des bactéries. Dans un premier temps, les bactéries sont nombreuses et grosses (et ne se divisent donc pas rapidement). Par la suite, la productivité bactérienne a augmentée alors que la biomasse et le nombre d’organismes ont chuté. Ce changement brusque de comportement trouve une explication dans le changement des conditions physiques. En effet, une période de mauvais temps a suivi une période de beau temps (pour la saison). Les bactéries sont donc entrées dans une période de stress intense. Pour le 17 avril, une augmentation en production bactérienne et en biomasse sont à constater. Il faut bien considérer que cette augmentation n'est pas terminée. Deux résultats permettent de le dire. D'une part, les chiffres ne sont pas significativement plus grands que pour les deux premières dates. D'autre part, la concentration en nutriments n'a pas augmenté. De plus, les données phytoplanctoniques laissent supposer que le bloom de Synura est à son point le plus

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haut. Il faut donc attendre le déclin de ce bloom pour voir arriver la reminéralisation intense des nutriments. Les chiffres de productivité sont fort étonnants et laissent supposer qu'un inhibiteur bactérien quelconque soit présent dans l'étang. Cette hypothèse semble à rejeter mais il n'en reste pas moins un problème. En effet, des productivités allant de 0,1 à 0,3 et des taux de renouvellement allant jusqu'à presque 10 jours semblent exceptionnelles. Les conditions environnementales semblent avoir fortement perturbé le cycle du bactérioplancton. Pourtant, ces mêmes conditions environnementales n’ont pas perturbé le phytoplancton (rentré en phase de latence).

4.2. Calcul  de  la  consommation  de  carbone  par  le  bactérioplancton  et  comparaison  avec  la  production  primaire  

Une partie de la matière organique produite par le phytoplancton peut servir à l’augmentation de la biomasse des bactéries hétérotrophes. Cette partie est appelée la production bactérienne intégrée. Pour obtenir la consommation de carbone des bactéries, il a fallu diviser cette production bactérienne intégrée par le rendement de croissance des bactéries (= 25%). En effet, la part de carbone photosynthétique assimilée par les bactéries est égale à ce qu’elles consomment moins ce qu’elles rejettent dans le milieu, ce qui correspond au rendement d’assimilation. Celui-ci est généralement compris entre 0,1 et 0,5 mais nous prenons arbitrairement la valeur de 0,25. La consommation bactérienne correspond donc à quatre fois la production de biomasse. On a fait ensuite le rapport de la consommation de carbone des bactéries sur la photosynthèse journalière intégrée afin de les comparer et d’avoir, ainsi, une idée de la dominance autotrophe ou hétérotrophe. Comme pour la production et le taux de renouvellement des organismes, la photosynthèse utilisée ici est la photosynthèse brute, les résultats auraient été́ plus exacts si l’on avait pu soustraire la respiration. Les 3 données sont reprises dans le tableau ci-dessous : Tableau XII : Relevé de la consommation de carbone des bactéries, de la photosynthèse journalière intégrée et leur rapport.

Date 6/03 20/03 17/04

Consommation de carbone des bactéries (mgC m-2 j-1) 36,37

72,68 111,42 Photosynthèse journalière intégrée (mgC m-2 j-1) 192,93 556,77 1317,85

Rapport de consommation de C des bactéries/photosynthèse (%) 18,85 13,05 8,46

Nous avons également mis en graphique la consommation de carbone des bactéries et la photosynthèse journalière intégrée.

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Figure 20 : Production primaire journalière intégrée et consommation de carbone par les bactéries

Lors des 3 relevés, nous constatons que la production primaire journalière intégrée est de plus en plus supérieure à la consommation de carbone par les bactéries. Il y a donc de plus en plus un excès de nutriments pour les bactéries bien que la consommation par les bactéries augmente également. Les résultats du tableau XII montrent que le rapport diminue tout au long des 3 périodes d’échantillonnage en passant de 19% le 6 mars à 13% pour le 20 mars pour enfin terminer à 8% le 17 mars, confirmant ainsi que les processus autotrophes se sont largement développés pendant toute la durée des échantillonnages. Ces résultats corroborent ceux obtenus précédemment, et sont la conséquence du bloom de Synura décrit auparavant.

36,4   72,7   111,4  192,93  

556,77  

1317,85  

0  

200  

400  

600  

800  

1000  

1200  

1400  

6/03/13   20/03/13   17/04/13  

mgC  m

-­‐2  j-­‐1    

Dates  de  prélèvement  

Comparaison  de  la  production  primaire  jounalière  intégrée  et  de  la  consommation  de  

carbone  par  les  bactéries      

Consommation  de  carbone  des  bactéries  (mgC  m-­‐2  j-­‐1)  

Photosynthèse  journalière  intégrée  (mgC  m-­‐2  j-­‐1)  

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5. Conclusions  et  perspectives   Cette étude expérimentale du fonctionnement printanier nous a permis de mettre en évidence les différents processus prenant place dans un écosystème aquatique et d’étudier leurs interactions. Nous avons pu constater que les conditions environnementales ont un impact important sur ces différents processus. Cependant, les paramètres climatiques rencontrés durant la période d’échantillonnages ne correspondent pas aux normales saisonnières. C’est pourquoi la plupart de ces processus sont plus difficiles à interpréter. En effet, les processus caractéristiques de la période hivernale ainsi que la transition vers l’état printanier ont été fortement retardés dans l’année. Le bloom phytoplanctonique a effectivement été observé pour la dernière date de prélèvement. En ce qui concerne le bactérioplancton, on peut voir que la biomasse n’a pas encore atteint l’état attendu à cette date. En théorie, la phase de minéralisation réalisée par le bactérioplancton devrait suivre. Cette étude nous a également permis de mettre en pratique et de mieux comprendre les concepts vus au cours, ainsi que les différentes méthodes d’analyse. Porter un regard critique sur les résultats obtenus nous a également paru très important. En effet, cette démarche nous a permis d’écarter ou confirmer certaines de nos hypothèses. Une plus longue période d’étude et des échantillonnages plus réguliers, permettront respectivement de caractériser globalement la transition d’un système hivernal à un système printanier et de préciser la succession des différents processus en action. En outre, d’autres mesures de certaines propriétés physico-chimiques devraient être réalisées comme le pH (indicateur d’activité biologique et la forme du carbone), la DBO/DCO,… De plus, une étude plus détaillée du pico- et du nanophytoplancton pourrait être réalisée afin d’affiner les proportions des différentes espèces présentes dans la colonne d’eau. Enfin, il aurait été intéressant d’étudier l’impact des ces différents processus sur les maillons supérieurs de la chaîne trophique.

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6. Références  bibliographiques   Elskens I. et M. Elskens. 1989. Handleiding voor de bepaling van nutrienten in zeewater met een Autoanalyser II system. Vrije Universiteit Brussel, pp. 50. Fuhrman J.A. and F. Azam. 1982. Thymidine incorporation as a measure ofheterotrophic bacterioplankton production in marine surface water: evaluation and field results. Marine Biology. 66: 109-120. Grasshoff K. 1983. Determination of nitrate. . In : Methods of seawater analysis. Grasshoff K., Ehrhardt M. and K. Kremling (eds). Verlag Chemie. Basel : 143-150 Hasle G.R. 1978. The inverted microscope method. Monographs on Oceanographic Methodology. 6. Phytoplankton manual (A. Sournia ed.) UNESCO, PARIS. pp 88-96. Koroleff F. 1983a. Determination of ammonia. In : Methods of seawater analysis. Grasshoff K., Ehrhardt M. and K. Kremling (eds). Verlag Chemie. Basel : 150-157 Koroleff F. 1983b. Determination of silicon. In : Methods of seawater analysis. Grasshoff K., Ehrhardt M. and K. Kremling (eds). Verlag Chemie. Basel : 174-183 Koroleff F. 1983c. Determination of phosphorus. In : Methods of seawater analysis. Grasshoff K., Ehrhardt M. and K. Kremling (eds). Verlag Chemie. Basel : 125-139 Lancelot C. 2013. Structure, Evolution et Fonctionnement des Ecosystèmes Aquatiques: Manuel des travaux pratiques (BING-F-410). Université Libre de Bruxelles. Lancelot C. 2013. Notes du cours de «Structure, évolution et fonctionnement des écosystèmes aquatiques : théorie et applications » (BING-F-410). Université Libre de Bruxelles. Lorenzen G.J. 1967. Determination of chlorophyll and phaeopigments: spectrophotometric equations. Limnology and Oceanography 12 : 343-346 Menden-Deuer S. and E.J. Lessard. 2000. Carbon to volume relationships for dinoflagellates, diatoms and other protist plankton. Limnology and Oceanography. 45(3): 569-579. Platt T., C.L. Gallegos and W.G. Harrison. 1980. Photoinhibition of photosynthesis in natural assemblages of marine phytoplankton. Journal Marine Research. 38 :687-701 Sites internets: http://www.meteobelgique.be/article/85-annee-2013/1881-releves-mars-2013.html http://www.meteobelgique.be/article/85-annee-2013/1888-releves-avril-2013.html

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7. Table  des  figures   Figures 1 et 2 : Représentations de l’évolution de la relation photosynthèse-lumière,

respectivement sans et avec photoinhibition .......................................................................... 11 Figures 3, 4 et 5 : Relevé des températures, précipitations et de l’insolation à Uccle pour le mois

de mars 2013 .......................................................................................................................... 14 Figures 6, 7 et 8 : Relevé des températures, précipitations et de l’insolation à Uccle pour le mois

d’avril 2013 ............................................................................................................................ 15 Figure 9 : Evolution de la température de l'eau entre les différentes prises d'échantillons ............ 16 Figures 10 et 11 : Evolution des concentrations en nitrates et en ammonium lors des différents

échantillonnages ..................................................................................................................... 18 Figure 12 : Evolution de la concentration en acide silicique lors des différents

échantillonnages ..................................................................................................................... 19 Figure 13 : Evolution de la concentration en phosphate lors des différents échantillonnages ....... 20 Figures 14 et 15 : Evolution de la concentration de chlorophylle A et de la biomasse totale de

phytoplancton ......................................................................................................................... 21 Figure 16: Répartition de la biomasse des différentes classes dans le microphytoplancton .......... 24   Figure 17 : Répartition de la biomasse totale de phytoplancton en fonction de la taille ............... 24 Figures 18 et 19 : Evolution de la photosynthèse et de la biomasse totale de phytoplancton ........ 25 Figure 20 : Production primaire journalière intégrée et consommation de carbone par

les bactéries ............................................................................................................................ 30

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8. Table  des  tableaux   Tableau I: Propriétés physiques du milieu ..................................................................................... 13 Tableau II : Concentrations en nutriments mesurées dans les différents échantillons ................... 18 Tableau III : Rapports de Redfield calculés pour les différents échantillons ................................. 20 Tableau IV : Mesures de la concentration en chlorophylle A et de la biomasse totale en

phytoplancton pour les différents échantillons ....................................................................... 21 Tableau V : Dénombrement et mesure de la biomasse au microscope à épifluorescence en

fonction de la taille ................................................................................................................. 22 Tableau VI : Dénombrement et mesure de la biomasse au microscope optique inversé ............... 23 Tableau VII : Evolution de la photosynthèse et des différents paramètres lumineux .................... 25 Tableau VIII : Evaluation de la biomasse et du nombre de cellules en fonction du moment de

prélèvement ............................................................................................................................ 26 Tableau IX : Evaluation de la production bactérienne (également intégrée) en fonction du

moment de prélèvement ......................................................................................................... 26   Tableau X : Mesures de la photosynthèse, biomasse totale phytoplanctonique, productivité phytoplanctonique et du taux de renouvellement de la biomasse phytoplanctonique ................... 27 Tableau XI : Evolution de la photosynthèse et des différents paramètres lumineux ..................... 28 Tableau XII : Relevé de la consommation de carbone des bactéries, de la photosynthèse

journalière intégrée et leur rapport. ........................................................................................ 29