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Points de surveillance DCE en Côte Basque : Macroalgues et Zostères

Contrat de prestation N° 2007 5 535 26134

Florence Sanchez Marie Noëlle de Casamajor

Muriel Lissardy

Novembre 2007

SOMMAIRE

Introduction .......................................................................................................................................................... 1 1 Abbadia : macro-algues intertidales....................................................................................................................... 2

1.1 Protocole d’échantillonnage .......................................................................................................................... 2 1.1.1 Matériel mis en oeuvre..................................................................................................................... 2 1.1.2 Site et Conditions environnementales.............................................................................................. 2 1.1.3 Méthode ........................................................................................................................................... 3

1.2 Résultats ....................................................................................................................................................... 4 1.2.1 Quadrat de 100 m2 ........................................................................................................................... 4 1.2.2 Colonisation par quadrat .................................................................................................................. 7

1.3 Bilan des comptages réalisés sur les quadrats de 1 m2 .............................................................................. 11 2 Herbier à Zostera noltii dans la baie de Txingudi ................................................................................................. 12

2.1 Matériel et méthodes................................................................................................................................... 12 2.1.1 Site ................................................................................................................................................. 12 2.1.2 Paramètres suivis et protocoles ..................................................................................................... 13

2.2 Résultats ..................................................................................................................................................... 16 2.2.1 Macroalgues - Macrobrouteurs ...................................................................................................... 16 2.2.2 Zostères – Microbrouteurs ............................................................................................................. 16

2.2.2.1 Densité de l’herbier ........................................................................................................................ 16 2.2.2.2 Biométrie foliaire (Vitalité de l’herbier)............................................................................................ 16

2.2.2.2.1 Résultats sur les 9 sous stations............................................................................................. 17 2.2.2.2.2 Résultats de la récolte manuelle de 10 pieds sur 3 points de prélèvements........................... 19

2.2.2.3 Biomasse foliaire............................................................................................................................ 21 2.2.2.4 Microbrouteurs ............................................................................................................................... 21

2.2.3 Prélèvements sédimentaires .......................................................................................................... 22 2.2.3.1 Analyse granulométrique ............................................................................................................... 22 2.2.3.2 Taux de matière organique ............................................................................................................ 22

Conclusion.......................................................................................................................................................... 23

Points de surveillance DCE en Côte Basque : Macroalgues et Zostères

Introduction La mise en place de la Directive Cadre sur l’Eau (DCE) implique l’application de points de contrôle pour l’évaluation

de l’état écologique des masses d’eau côtières et de transition. L’objectif final étant l’atteinte au bon état écologique en 2015. Les Masses d’eau concernées pour ce présent rapport sont :

- FRFC11- Côte basque – Type C14, côte rocheuse mésotidale peu profonde. - FRFT8 – Bidassoa - Type T03, petit estuaire à petite zone intertidale et à faible turbidité.

Ce travail s’articule autour des recommandations DCE concernant les paramètres biologiques à prendre en compte

(Guillaumont et Gauthier, 2006). Un des objectifs de ce document élaboré par un groupe d’experts (domaines « végétation » et « invertébrés ») est d’harmoniser les points de surveillance pour aboutir à une définition homogène des états de référence au niveau du territoire (métropole). Parmi les paramètres biologiques qui permettent de définir l’état écologique des masses d’eau côtières, le paramètre étudié concerne la composition et l’abondance de la flore aquatique.

Ainsi, pour la masse d’eau FRFC11, le point de surveillance concerne les macroalgues intertidales fixées (fiche n°3 - Macroalgues intertidales Substrats durs Manche / Atlantique). Une adaptation s’avère nécessaire compte tenu du contexte particulier de la côte basque et de l’absence de ceinture de Fucales.

Pour la masse d’eau FRFT8, elle concerne l’herbier à Zostera noltii. (fiche n°7 - Phanérogames Herbiers à Zostera noltii). Pour préciser les éléments contenus dans ce document, un protocole de caractérisation de l’herbier a été défini par l’Ifremer d’Arcachon (Auby, 2007) et a été appliqué dans le cadre de ce travail.

Les macroalgues et herbiers marins sont considérés comme de bons indicateurs et intégrateurs des conditions du milieu. Leur surveillance selon les modalités ci-dessus peut être révélatrice en cas de perturbations du milieu.

Dans le cadre de la réalisation de ces points de contrôle, les deux types d’habitats ont été définis sur la commune d’Hendaye sur le site dit des « Deux Jumeaux » au niveau du domaine d’Abbadia pour les macroalgues et sur les « vasières de Beltzenia » au niveau de la baie de Txingudi pour l’herbier à Zostera noltii (Figure 1).

Figure 1- Carte de localisation des stations d’échantillonnage Macroalgues et Zostères en Côte Basque.

1

1 Abbadia : macro-algues intertidales Ce travail consiste à réaliser, pour la première fois, un point de contrôle de surveillance des eaux côtières à partir

d’un relevé des macroalgues intertidales (Guillaumont et Gauthier, 2005). Il s’inspire donc de la fiche DCE n°3 réalisée pour les substrats durs Manche et Atlantique. Comme il est indiqué dans le document, « une procédure particulière devra être mise en œuvre pour le suivi des macroalgues intertidales pour les masses d’eau du pays basque ». En effet, le document de référence se base principalement sur la colonisation du substrat par les Fucales comme cela est le cas en Bretagne mais ces dernières sont faiblement représentées sur la côte basque (Gorostiaga et al., 2004 ; Borja et Collins, 2004).

Le caractère méridional de ce secteur, au fond du golfe de Gascogne, l’importance du régime de houle (milieu perpétuellement battu) et un marnage modéré se traduisent par des caractéristiques algales tout à fait particulières :

- faible colonisation par les macroalgues ; - faible colonisation par les algues brunes ; - forte diversité des algues rouges… Ces éléments ont été pris en compte dans l’adaptation du protocole d’échantillonnage pour l’obtention d’une image,

la plus représentative possible de l’état de colonisation du secteur d’étude.

1.1 Protocole d’échantillonnage

1.1.1 Matériel mis en oeuvre Le matériel de terrain mis en œuvre pour la réalisation de la prospection vise d’une part à localiser la station et

d’autre part à caractériser sa colonisation biologique. Pour le positionnement de la station et des répliquats : - d’un GPS (modèle Garmin 76 ® pour la localisation exacte des points d’échantillonnage) ; - d’un appareil photo numérique avec son caisson étanche pour la prise de photos (® Olympus C-5000) ;

- d’un quadrat de 100 m2 ; - de trois quadrats de 1 m2 ;

Pour les prélèvements des échantillons : - grattoirs ; - sceau, flacons, bocaux et sacs plastiques ; - règle et mesureur ; - ouvrage d’aide à la détermination.

1.1.2 Site et Conditions environnementales La station a été déterminée dans la zone intertidale inférieure, dans un secteur homogène du point de vue du

substrat mais en milieu battu et protégé des houles dominantes par la présence d’îlots rocheux appelés les « deux jumeaux » (figure 2). Ce site a également été choisi en raison de son accessibilité limitée. Il est nécessaire d’effectuer ½ heure de marche pour parvenir au site ce qui limite l’impact de la fréquentation par le public.

Tableau 1- Conditions d’échantillonnage de la station.

Commune : Hendaye Lieu dit : Deux jumeaux Date : 14/06/2007 Coefficient : 84 BM : 10h22 – Marnage : 3,05 m Houle : < 0,5 m

Vent : nul Température mer : 17°C Température air : 20 °C Conditions climatiques : ciel couvert, faible pluie à tendance orageuse.

2

.

0 100 20050 MètresQuadrat 10 x 10 mètres

Deux Jumeaux

Figure 2- Carte de localisation (SIG- © ortholittorale 2000).

La date d’échantillonnage était initialement prévue le vendredi 15 juin avec un coefficient de 89. En raison des

prévisions de houle (figure 3) l’échantillonnage a été avancé de 24 heures afin de se situer dans une fenêtre plus favorable même si le coefficient est plus faible (tableau 1). La prospection s’est déroulée entre 9h40 et 11h00.

Source : http://www.wavewatch.com/

Figure 3- Prévisions de houle au moment de l’échantillonnage.

1.1.3 Méthode Après l’arrivée sur zone, le quadrat de 10 m * 10 m est positionné en zone médiolittorale, dans un secteur où le

recouvrement algal est relativement homogène. La position GPS est relevée (en WGS84 exprimé en degrés minutes décimales) à chaque angle du quadrat et des photos sont réalisées. Ensuite, les trois quadrats de 1 m2 sont positionnés aléatoirement au sein de la zone ainsi délimitée. Le point GPS est relevé et une photo du quadrat dans son ensemble est réalisé.

Dans un second temps, se déroulent les comptages au sein de chaque quadrat. L’analyse d’un quadrat

supplémentaire a été possible dans l’intervalle de temps disponible, soit au total 4 quadrats. Les différentes espèces d’algues sont répertoriées ainsi que la macro-faune associée. Les algues identifiées au niveau du genre sont prélevées pour une éventuelle identification ultérieure plus précise. La superficie occupée par les trois groupes biologiques d’algues (rouge, verte et brune) est notée. Des photos et prélèvements sont réalisés.

3

Une prospection sur l’ensemble des 100 m2 est réalisée pour déterminer la présence d’autres algues qui n’auraient

pas été observées au sein des quadrats. Les invertébrés observés sont également répertoriés. Certains sont prélevés pour l’identification de l’espèce.

1.2 Résultats

1.2.1 Quadrat de 100 m2

• Description morphologique de la station

Le site de 100 m2 se localise entre les deux jumeaux, dans un secteur relativement homogène et légèrement protégé des houles dominantes de secteur ouest. Le recouvrement en macroalgues reste peu développé comme en témoigne les photos (Photo 1).

La zone est composée majoritairement de dalles planes avec la présence de dépressions qui restent en eau au moment de la basse mer. Les corallines sont particulièrement bien développées à ce niveau alors que les entéromorphes se développent d’avantage dans les zones soumises à l’exondation. Les ulves sont présentes mais peu développées.

La zone est majoritairement colonisée par les entéromorphes et les corallines. On trouve ponctuellement de petits surplombs créés par la superposition de dalles, ces zones abritées sont propices au développement des algues.

© Cereca

Photo 1- Localisation du quadrat de 100 m2 sur le site d’échantillonnage.

(un jumeau en arrière plan).

Au sein de cette surface, les quadrats de 1 m2 sont positionnés de façon aléatoire. Une approche quantitative est

réalisée sur ces 4 quadrats en évaluant le pourcentage de recouvrement des différents types d’algues.

4

Angle 1

43°23’00.7 W 01°45’18.3 N

Angle 2

43°23’00.6 W 01°45’17.9 N

Angle 3

43°23’00.7 W 01°45’17.7 N

Angle 4

43°23’00.9 W 01°45’18.0 N

Photo 2- Position des 4 angles du quadrat de 100 m2.

• Colonisation de l’ensemble de la zone

Une approche qualitative a été développée sur l’ensemble de la zone prospectée. Sur la totalité de la zone, 12 espèces d’algues ont été répertoriées. Elles sont mentionnées dans la tableau 2.

Tableau 2- Synthèse des macroalgues observées sur Abbadia.

Genre Espèce Algue verte Enteromorpha sp

Ulva sp Algue brune Dictyota dichotoma

Colpomenia sp. Algue rouge Chondria coerulescens

Corallina sp Lithophyllum sp. Gelidium corneum Chondrus crispus Jania rubens Stypocaulon scoparium Falkenbergia rufolanosa

En parallèle, les principales espèces animales associées ont été identifiées. 17 espèces de vertébrés et

d’invertébrés sont dénombrées principalement des mollusques et crustacés (tableau 3). On note également la présence de nombreux goélands sur le site.

5

Tableau 3- Bilan des principales espèces animales vertébrés et invertébrés observées sur le quadrat de 100 m2.

Quadrat 100 m2 Identification

Cnidaire Anemonia viridis Cnidaire Actinia fragacea Cnidaire Actinia equina

Mollusque Patella vulgata Mollusque Hinia incrassata Mollusque Gibbula umbilicalis Mollusque Ocenabra erinacea Mollusque Hypselodoris cantabrica Crustacé Porcellana platycheles Crustacé Paguridae Crustacé Palaemon elegans Crustacé Pachygrapsus marmoratus Annélide Eulalia viridis Annélide Spirorbis sp.

Echinoderme Paracentrotus lividus Vertébré Lipophrys pholis Vertébré Lepadogaster candollei

TOTAL 17

6

1.2.2 Colonisation par quadrat QUADRAT 1

Corallina sp. 80 %

• Taux de recouvrement macroalgues 80 % d’algues rouges – 20 % d’algues vertes – 0 % d’algues brunes • Identification des principales espèces d’algues

Absence d’algues brunes Algues vertes

Enteromorpha sp. Ulva sp.

Algues rouges Chondria coerulescens Corallina sp. Lithophyllum sp.

• Identification des principales espèces associées

Invertébrés associés Porcellana platycheles Ocenabra erinacea Palaemon elegans Hinia incrassata Spirorbis sp. Patella vulgata

Position : 43°23’00.8 W 01°45’17.8 N
Ulva sp. 2 %
Enteromorpha sp. 18 %

7

QUADRAT 2

Gelidium corneum 3 %

Ulva sp. Enteromorpha sp. 2 %

Corallina sp. 95 %

• Taux de recouvrement en macroalgues 95 % d’algues rouges – 5 % d’algues vertes – 0 % d’algues brunes • Identification des principales espèces d’algues

Algues brunes Dictyota dichotoma

Algues vertes Enteromorpha sp. Ulva sp.

Algues rouges Gelidium corneum (13 pieds) Chondria coerulescens Chondrus crispus Corallina sp. Lithophyllum sp.


Invertébrés associés Paracentrotus lividus Patella vulgata Paguridae Hinia incrassata Gibbula umbilicalis Patella vulgata Lipophrys pholis

8

QUADRAT 3

Corallina sp. 98 %

Position 43°23’00.6 W 01°45’18.0 N

Ulva sp Enteromorpha sp. 2 %


Algues brunes Colpomenia sp. Algues vertes


Algues rouges Gelidium corneum (jeunes pousses) Chondria coerulescens Corallina sp. Lithophyllum sp.


Invertébrés associés Eulalia viridis Patella vulgata Paguridae Hinia incrassata Gibbula umbilicalis

9

QUADRAT 4

Enteromorpha sp. 30 %

Corallina sp. Gelidium sp. 70 %

Position 43°23’00.5 W 01°45’18.1 N


Algues brunes Colpomenia sp. Algues vertes


Algues rouges Gelidium corneum (jeunes pousses) Chondria coerulescens Corallina sp. Lithophyllum sp.


Invertébrés associés Pachygrapsus marmoratus Patella vulgata Paguridae Hinia incrassata Gibbula umbilicalis

10

1.3 Bilan des comptages réalisés sur les quadrats de 1 m2 Le site présente une diversité spécifique faible. Sur les 4 quadrats réalisés, 9 espèces de macroalgues ont été

dénombrées. Les algues brunes sont faiblement représentées sur l’ensemble de la zone prospectée (toujours < à 1 %). Les algues rouges dominent aussi bien en terme de pourcentage de recouvrement, que de la diversité spécifique. Les quadrats 1 et 4 diffèrent des deux autres par un taux de recouvrement d’algues vertes plus important. On note

sur les différents quadrats un dépôt de fines particules de sédiment sur les algues. Ce dépôt est probablement lié aux conditions hydrologiques (fréquentes et importantes précipitations) des semaines précédentes avec de forts apports d’eau douce chargés en alluvions.

Figure 4- Taux de recouvrement algal des différents quadrats.

11

2 Herbier à Zostera noltii dans la baie de Txingudi

2.1 Matériel et méthodes

2.1.1 Site La zone d’étude se situe dans la baie de Txingudi, à l’embouchure de la Bidassoa, entre la France et l’Espagne (cf

Figure 1). Située au fond du golfe de Gascogne, entre 3 communes riveraines (Hendaye/Irun/Fontarrabie) elle est composée de milieux naturels très différents (estuaire , vasières, marais, rivières…) et permet l’accueil d’oiseaux marins, d’oiseaux des eaux continentales et terrestres (http://abbadia.fr/rubriques/lieux/pages_baie). La baie a obtenue le statut « Zone de grand Intérêt pour la Conservation des Oiseaux sauvages dans la Communauté Européenne » (ZICO ) en 1992 et le statut « Zone de Protection Spéciale » (ZPS) Natura 2000 en 2006 (Arrêté du 24 mars 2006).

Les prélèvements ont été effectués fin août, dans les vasières de Beltzenia à Hendaye, où l’on peut distinguer un slikke et un schorre séparés par des chenaux (Figure 5).

Figure 5- Localisation de la station d’échantillonnage « Zostères » dans la baie de Txingudi à Hendaye.

(Orthophotographie juillet – sept 2004)

La station d’échantillonnage se situe sur une zone homogène représentative de l’herbier localisée à 43°21.814 N et

à 1°46.457 W (WGS 84 degré min. décimal). L’herbier principal présente une surface de 9211 m² avec un taux de recouvrement estimé à 25 – 75 %. L’herbier se présente sous la forme d’un tapis clairsemé.

La station a été définie de la façon suivante :

- centrage par GPS et marquage par un piquet - 3 lignes tracées autour de la station (angle 120°), notées lignes A, B, C. Sur chaque ligne, 3 sous-stations

espacés de 5 m à partir du piquet. Au total, nous avons 9 points de prélèvements notés A1, A2, A3, B1, B2, B3 et C1, C2, C3 (Figure 6).

12

http://abbadia.fr/rubriques/lieux/pages_baie

Figure 6- Zoom sur la station d’échantillonnage et points de prélèvements.

2.1.2 Paramètres suivis et protocoles

Le protocole et les paramètres suivis sont résumés dans le tableau 4.

Tableau 4- Protocole et paramètres suivis (Auby, 2007).

Paramètres Protocole Analyse / traitement des échantillons

Macrobrouteurs

Macroalgues

• Biomasse

• Biomasse

Prèlèvements des gros gastéropodes brouteurs (peigne

à grosses dents) et des macroalgues sur le sédiment

dans 3 quadrats de 0,05 m² par station

- Tamisage sur maille 1 mm - Conservation mollusques dans une

solution formolée 4 % - Tri et dénombrement des gastéropodes

par espèce ; décalcification à HCl 10 % ; regroupement des individus pour le poids sec après 48 h à l’étuve à 60°C.

- Si possible, mesure du poids de cendres (après 4 h au four à 450°C)

- Congélation des macroalgues - Séparation des macroalgues par

groupe ; mesure du poids sec après 48 h à l’étuve à 60°C.

- Si possible, mesure du poids de cendre (après 4h au four à 450°C)

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Zostères

Microbrouteurs

• Densité

• Biométrie foliaire

(Vitalité de

l’herbier) • Biomasse des

feuilles, des gaines et des rhizomes

• Densité

• Biomasse

Prélèvement par carottage dans les sous stations (soit 9

points) avec une carotte de 9 cm de diamètre / 5 cm de hauteur

- Tamisage sur maille de 1 mm - Congélation des zostères - Dénombrement des pieds (densité) - Biométrie foliaire sur 10 pieds par

échantillon (nombre de feuilles par pied, longueur totale et largeur de la feuille, longueur de la gaine)

- Biomasses : mesure du poids sec de l’ensemble des feuilles et de l’ensemble des gaines des 10 pieds mesurés par échantillon ; mesure du poids sec du reste des pieds et des rhizomes + racines de l’ensemble de l’échantillon

- Conservation dans une solution

formolée 4 % - Tri et dénombrement des individus par

espèce - Décalcification à HCl 10 % et

regroupement des individus pour la mesure du poids sec (48 h à l’étuve à 60°C)

- Si possible, mesure du poids de cendres (4h au four à 450°C)

Epiphytes de zostères

• Biomasse Prélèvement manuel de 10 pieds accrochés aux rhizomes à

proximité de 3 points

- Raclage des feuilles pour récupérer les épiphytes

- Mesure du poids sec des feuilles et des épiphytes de chaque réplicat de 10 pieds (48 h à l’étuve à 60°C)

- Mesure du poids de cendres (après 4h au four à 450°C)

Sédiment

• Granulométrie

• Matière organique

Prélèvement par carottage (carotte de 9 cm de diamètre sur

5 cm de hauteur) sur 3 points

Prélèvement par carottage (carotte de 3 cm de diamètre sur 5 cm de hauteur) dans les sous

stations (soit 9 carottes)

- Tamisage sur colonne humide (1 mm, 500 µ, 250 µ, 125 µ, 63 µ)

- Retirer les débris végétaux et la faune

du sédiment - Mesure du poids sec (après 48 h à

l’étuve à 60°C) et du poids de cendres (après 4 h au four à 450°C)

• Mesures sur les prélèvements "zostères"

Les différentes mesures effectuées sur les prélèvements de zostères sont essentiellement : - La densité qui est le nombre de pieds ou faisceaux présents par m² de substrat. Le comptage est réalisé en

recensant le nombre de pieds inclus dans des carottes de 9 cm de diamètre (surface de 0,0063 m²) ; - La biométrie foliaire qui consiste à mesurer la longueur totale et largeur de la feuille (cm), et la longueur de la

gaine (mm) ; - La biomasse qui est déterminée par les mesures de poids sec des différentes parties de la plante : biomasse

épigée et biomasse hypogée (gPS.m-2). Biomasse épigée (gPS.m-2) = Poids sec total de l’ensemble des feuilles + gaines de l’échantillon (g) /

surface échantillonnée (m²)

La biomasse endogée est calculée à partir du poids sec des rhizomes et racines.

14

Tous ces paramètres permettent d’évaluer la vitalité de l’herbier.

• Mesures sur les prélèvements "sédimentaires" Sur le compartiment sédimentaire, les paramètres mesurés sont la granulométrie et la matière organique. Les sédiments ont été analysés par le laboratoire UMR/CNRS 5805 EPOC de l’Université de Bordeaux I. L’analyse granulométrique est réalisée sur 3 échantillons (carotte de 9 cm de diamètre sur 5 cm de hauteur) par voie

humide sur une colonne de tamis de 5 mm à 63 µm. Chaque fraction obtenue est pesée. Les résultats sont exprimés en % par rapport à la masse totale de sédiment analysé.

Les classes granulométriques suivantes, basées sur la classification de Buchanan (1984) sont rassemblées en 5 catégories sédimentaires (Tableau 5).

Tableau 5- Classification granulométrique des sédiments selon leur classe de taille. Diamètre des particules (µm) Classification

< 63 pélites 63 à 125 Sables très fins 125 à 250 Sables fins 250 à 500 Sables moyens

> 500 Sables grossiers

Pour la mesure du taux de matière organique, des échantillons de sédiments sont séchés à l’étuve (48 heures à 60°C) puis passés au four (450°C, 4 h + dessicateur). Les résidus sont pesés. La teneur, exprimée en % du poids sec de sédiment, est calculée de la manière suivante :

(Poids sec de sédiment au départ – Poids de sédiment après calcination)/Poids sec de sédiment au départ *100

15

2.2 Résultats

2.2.1 Macroalgues - Macrobrouteurs

Les prélèvements sur 3 quadrats de 0,5 m² ont révélé l’absence de macrobrouteurs et de macroalgues sur la station

échantillonnée. 2.2.2 Zostères – Microbrouteurs

2.2.2.1 Densité de l’herbier La densité est le nombre de pieds présents par m² de substrat. Les comptages ont été réalisés sur 9 points à partir

de carottes de 9 cm de diamètre (Tableau 5). La surface échantillonnée par point est de 0,0064 m². La densité de pieds mesurée dans les prélèvements varie entre 2043 et 6130 pieds.m-². Les plus fortes densités se

situent sur le transect C. La densité moyenne calculée est de 4034 pieds par m² . Tableau 5- Densité calculée sur 9 points de la station.

Prélèvements Nombre de pieds Densité (nombre pied.m-²) A1 28 4401 A2 28 4401 A3 14 2201 B1 13 2043 B2 21 3301 B3 20 3144 C1 31 4873 C2 37 5816 C3 39 6130

Moyenne 26 4034 Ecart-type 9,3 1466 Erreur-type 3,1 489

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3

Nom

bre

de p

ieds

.m-2

Figure 7- Densité calculée (nombre de pied.m-2) par point.

2.2.2.2 Biométrie foliaire (Vitalité de l’herbier)

La vitalité de l’herbier a été évaluée sur 9 points de prélèvements correspondant aux sous stations des lignes A, B et C.

Les mesures effectuées sur les 10 pieds sont : le nombre de feuilles par pied de zostère, la longueur totale des feuilles (du nœud basal à l’extrémité de la feuille, en cm) la longueur de la gaine (en cm) et la largeur des feuilles (en mm).

16

La majorité des prélèvements présente des feuilles coupées, c’est pourquoi, nous avons également réalisé des mesures biométriques sur les prélèvements manuels de 10 pieds à proximité de 3 points (1 point par ligne A, B, C) soit 3 x 10 pieds (protocole épiphytes/zostères). Les données brutes des mesures morphométriques sur les zostères sont reportées en annexe 1.

2.2.2.2.1 Résultats sur les 9 sous stations Le nombre de feuilles par pied observé dans les 9 échantillons varie entre 2 et 4. Les feuilles (en majorité coupées)

présentent une longueur totale moyenne comprise entre 8 et 10 cm et une largeur moyenne comprise entre 1,2 et 1,4 mm (Figures 8 à 11). Les moyennes, des différents paramètres mesurés, calculées à partir des 9 échantillons sont indiquées dans le tableau 6.

• Nombre moyen de feuilles par pied

0

1

2

3

4

5

6

A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3

Nom

bre

moy

en d

e fe

uille

s

Figure 8- Nombre moyen de feuilles par pied calculé sur 10 pieds par point de prélèvement (± 2* erreur type).

• Longueur totale moyenne des feuilles

0

2

4

6

8

10

12

14

A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3

Long

ueur

tota

le m

oyen

ne c

m

Figure 9- Longueur totale moyenne des feuilles (cm) mesurée sur 10 pieds par point de prélèvement (± 2* erreur type).

17

• Longueur moyenne des gaines

0

1

2

3

4

A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3

Long

ueur

moy

enne

de

la g

aine

cm

Figure 10- Longueur moyenne (cm) des gaines mesurée sur 10 pieds par point de prélèvement (± 2* erreur type).

• Largeur moyenne des feuilles

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3

Larg

eur m

oyen

ne d

es fe

uille

s m

m

Figure 11- Largeur moyenne des feuilles (mm) mesurée sur 10 pieds par point de prélèvement ((± 2* erreur type).

Tableau 6- Paramètres morphométriques calculés sur l’ensemble des 9 échantillons (moyenne ± erreur type).

Nombre de feuilles totales mesurées 277 Nombre moyen de feuilles par pied 3,1 (±0,1) Longueur totale moyenne des feuilles(cm) 8,49 ((±0,19) Longueur moyenne des gaines (cm) 2,31 (±0,04) Largeur moyenne des feuilles (mm) 1,34 (±0,01)

18

2.2.2.2.2 Résultats de la récolte manuelle de 10 pieds sur 3 points de prélèvements Les mesures réalisées sur les récoltes manuelles montrent que les zostères possèdent en moyenne 3 à 4

feuilles par pied (Tableau 7 et figures 12 à 13). La longueur moyenne des feuilles par pied est comprise entre 6 et 20 cm (Figure 14). Les feuilles les plus longues sont observées dans le prélèvement A avec une moyenne de 12,7 cm (Figure 15). Les gaines mesurées présentent des longueurs moyennes comprises entre 1,65 et 4,35 cm (Figures 16 et 17). La largeur moyenne des feuilles mesurées varie entre 1,35 et 1,85 mm (Figures 18 et 19).

Les mesures ont été réalisées sur 103 feuilles en bon état (non coupées). Les caractéristiques moyennes des 103 feuilles sont reportées dans le tableau 8.

• Nombre de feuilles par pied

Tableau 7- Nombre de feuilles par pied pour 3 points.

N° pieds A B C 1 4 3 4 2 2 3 3 3 6 3 3 4 4 5 3 5 4 3 3 6 3 4 2 7 3 3 4 8 4 3 6 9 4 3 3

10 3 3 2 moyenne 3,7 3,3 3,3 écart-type 1,06 0,67 1,16 erreur type 0,33 0,21 0,37

0

1

2

3

4

5

6

7

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° pieds

nom

bre

de fe

uille

s

ABC

Figure 12- Nombre de feuilles par pied pour chaque prélèvement.

00,5

1

1,52

2,53

3,5

44,5

5

A B C

Nom

bre

moy

en d

e fe

uille

s

Figure 13- Nombre moyen de feuilles par pied (± 2* erreur type).

19

• Longueur totale des feuilles par pied

0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° pied

Long

ueur

tota

le m

oyen

ne c

m

ABC

Figure 14- Longueur totale moyenne des feuilles par pied (cm) pour chaque prélèvement.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

A B C

Long

ueur

tota

le m

oyen

ne c

m

Figure 15- Longueur totale moyenne des feuilles (cm) par prélèvement (± 2* erreur type).

• Longueur de la gaine

0,000,501,001,502,002,503,003,504,004,505,00

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° pieds

Long

ueur

gai

ne c

m

A

B

C

Figure 16- Longueur moyenne des gaines (cm) mesurée sur 10 pieds pour chaque prélèvement.

0,00,51,01,52,02,53,03,54,04,55,0

A B C

Long

ueur

moy

enne

de

la g

aine

cm

Figure 17- Longueur moyenne des gaines (cm) par prélèvement (± 2* erreur type).

• Largeur des feuilles

0,00,20,40,60,81,01,21,41,61,82,0

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° pieds

Larg

eur f

euill

e m

m

ABC

Figure 18- Largeur moyenne des feuilles (mm) mesurée sur 10 pieds pour

chaque prélèvement.

0,00,20,40,60,81,01,21,41,61,82,0

A B C

Larg

eur m

oyen

ne d

e la

feui

lle m

m

Figure 19- Largeur moyenne des feuilles (mm) par prélèvement (± 2* erreur type).

20

Tableau 8- Caractéristiques morphométriques des feuilles de zostères des 3 échantillons (moyenne ± erreur type). Nombre de feuilles totales mesurées 103 Nombre moyen de feuilles par pied 3,43 (±0,18) Longueur totale moyenne des feuilles(cm) 11,17 ((±0,37) Longueur moyenne des gaines (cm) 3,16 (±0,08) Largeur moyenne des feuilles (mm) 1,58 (±0,02)

2.2.2.3 Biomasse foliaire Les poids secs des feuilles, des gaines, des rhizomes + racines, exprimé en grammes, pour les 9 points de

prélèvements sont reportés en annexe 2. Le développement foliaire n’est pas très élevé avec une biomasse épigée de 31 g.m-² et une biomasse hypogée de

23,4 g.m-² (Tableau 9). Le rapport biomasse des éléments épigés sur biomasse des éléments hypogés est de 1,3.

Tableau 9- Caractéristiques morphométriques et biomasse de l’herbier calculées à partir des 9 carottes

(valeurs moyennes ± erreur type).

août-07 Densité (nombre pied.m-2) 4035 (± 488,7)

Biomasse épigée (gPS.m-2) 31,46 (± 2,63)

Biomasse hypogée (gPS.m-2) 23,39 (± 3,66) Nombre de feuilles par pied 3,1 (±0,1)

Longueur totale feuille (cm) 8,49 (±0,19)

sur feuilles en majorité coupées

11,17 (±0,37) sur feuilles

entières Longueur de la gaine (cm) 2,31 (±0,04) Largeur de la feuille (mm) 1,34 (±0,01)

2.2.2.4 Microbrouteurs Les microbrouteurs sont peu abondants dans les prélèvements (Tableau 10). Seul le genre Hydrobia est observé

dans les échantillons. Des coquilles vides de l’espèce Bittium reticulatum ont été trouvées en très faible nombre. Tableau 10- Densité et biomasse des microbrouteurs.

N° point Nbre d'individus densité nbre ind.m-² Poids sec mg biomasse gPS.m-²

A1 2 314 0,004 0,6 A2 13 2043 0,034 5,3 A3 16 2515 0,055 8,6 B1 11 1729 0,018 2,8 B2 7 1100 0,009 1,4 B3 19 2987 0,032 5 C1 4 629 0,003 0,5 C2 9 1415 0,025 3,9 C3 18 2829 0,037 5,8

La densité moyenne de microbrouteurs est de 1729 individus par m² (± 316) pour une biomasse moyenne de

3,8 g.m-2 (± 0,90).

21

2.2.3 Prélèvements sédimentaires

2.2.3.1 Analyse granulométrique L’analyse granulométrique met en évidence un taux important de sables fins (75 à 78,9 %). Le taux de sables

très fins (63 – 125 µm) s’élève à 10 % alors que le taux de pélites (< 63 µm) est compris entre 6,8 et 9 % (Figure 20 et tableau 11).

0

5

10

15

20

25

3050

0031

5020

0012

48 800

630

500

400

315

250

200

160

125

100 63

<63

µm

fraction granulométrique µm

% fr

actio

n

050

100

% c

umul

é

% granulo A % granulo B % granulo C% cum granulo A % cum granulo B % cum granulo C

Figure 20- Analyse sédimantaire des échantillons.

Tableau 11- Taux en % des classes granulométriques dans les échantillons.

Pourcentages par classes choisies ECHANTILLON >500 µm 250-500 µm 250-125 µm 125-63 µm <63 µm

Granulo1 1,4 2,9 75,8 10,8 9,0 Granulo2 1,7 3,5 77,1 10,3 7,5 Granulo3 1,7 3,8 78,9 8,8 6,8 moyenne 1,6 3,4 77,3 10,0 7,8 écart-type 0,2 0,4 1,6 1,1 1,1

2.2.3.2 Taux de matière organique La matière organique représente en moyenne 1,23 % du poids sec de sédiment (Tableau 12).

Tableau 12- Taux de matière organique (%) dans les sédiments.

n° échantillon % Matière organique A1 0,96 A2 1,10 A3 1,12 B1 1,28 B2 1,33 B3 1,34 C1 1,44 C2 1,21 C3 1,33

moyenne 1,23 écart-type 0,15

22

Conclusion Les résultats présentés dans ce rapport constituent un premier bilan sur la Côte Basque. Le site des « Deux

Jumeaux » présente une diversité spécifique faible. Sur les 4 quadrats échantillonnés, 9 espèces de macroalgues ont été dénombrées. Les algues brunes sont faiblement représentées sur l’ensemble de la zone prospectée (toujours < à 1 %). Les algues rouges dominent aussi bien en terme de pourcentage de recouvrement, que de la diversité spécifique.

Les données disponibles sur la colonisation algale en zone intertidale sur la côte basque française sont ponctuelles. On note les travaux de Ficher-Piette dans les années 1960 et plus récemment une étude menée en 2002-2003 (Anonyme, 2003). La majorité des travaux sur ce sujet a été réalisée du côté espagnol, principalement par l’AZTI (Institut Océanographique du pays basque). Les résultats de l’ensemble de ces études ont été synthétisés dans (Borja et Collins, 2004).

Les résultats de l’étude « Zostères » dans la baie de Txingudi en août 2007 ont permis d’établir un premier bilan des

caractéristiques de l’herbier Zostera noltii en terme de densité et de vitalité. Avec une surface de 9211 m², l’herbier forme un tapis clairsemé (taux de recouvrement estimé à 25-75 %). Sa densité moyenne est de 4034 pieds par m². Le nombre de feuilles par pied varie entre 3 et 4. L’herbier est caractérisé par des feuilles courtes (longueur moyenne de 11,2 cm (non coupées) et une largeur comprise entre 1,34 et 1,58 mm). Les valeurs de biomasses et les caractéristiques morphométriques de l’herbier de Txingudi restent inférieures à celles décrites sur d’autres sites comme le bassin d’Arcachon ou l’étang de Thau (Auby, 1991 ; Bachelet & al., 2000 ; Plus & al., 2001).

Les observations montrent l’absence de macrobrouteurs, de macroalgues et d’épiphytes sur le site échantillonné avec la présence d’un faible nombre de microbrouteurs (Hydrobia spp). Le sédiment est composé de sables moyens à fins (77%) avec un taux faible de particules fines (7,8 %). Le taux de matière organique est bas avec une valeur de 1,3 %, comparable à celle de l’étang de Thau (Plus & al., 2001). L’étude sur la macrofaune benthique intertidale du bassin d’Arcachon par Blanchet (2004) indique que la macrofaune est stimulée dans les herbiers bien développés. Il constate la raréfaction de cette faune ainsi que d’Hydrobia ulvae sur les herbiers moins denses, caractérisés par une faible biomasse d’épiphytes. Ces herbiers très peu denses, localisés dans la partie la plus interne des chenaux, reposent sur des sédiments de sables moyens avec une faible fraction de pélites. Les conditions du milieu sont très fluctuantes (température, salinité, émersion). En conséquence, la macrofaune est très pauvre en espèces, en abondance et en biomasse (Blanchet, 2004 ; Blanchet & al., 2004).

23

BIBLIOGRAPHIE ANGULA R. 1980.- Sistematica de las algas marinas de la costa vasca.- Sociedad cultural Insub n°1, 45 p. ANONYME, 2003.- Étude des estrans rocheux et du milieu marin de la côte basque.- Rapport final IMA-CREOCEAN, 130

p. + annexes AUBY I., 1991.- Contribution à l’étude des herbiers de Zostera noltii dans le bassin d’Arcachon : dynamique,

production et dégradation, macrofaune associée. Thèse de l’Université de Bordeaux I, France. BACHELET G., DE MONTAUDOUIN X., AUBY I. & LABOURG P., 2000.- Seasonal changes in macrophyte and

macrozoobenthos assemblages in three coastal lagoons under varying degrees of eutrophication. ICES Journal of Marine Science, 57: 1495-1506.

Blanchet H., 2004.- Structure et fonctionnement des peuplements benthiques du Bassin d’Arcachon. Thèse

Université de Bordeaux I, 220 pages + annexes. Blanchet H., De Montaudouin X., Lucas A. & Chardy P., 2004.- Heterogeneity of macrozoobenthic assemblages

within a Zostera noltii seagrass bed : diversity, abundance, biomass and structuring factors. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 61: 111-123.

BORJA A. COLLINS M., 2004.- Oceanography and marine environment of the basque country.- Ed. Elsevier

oceanography series, 616 p. BUCHANAN J.B., 1984. -Sediment analysis, In: Methods for the study of marine benthos, N. A. Holmes and A. D.

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et de Rech. Scient., Biarritz 3 : 403-419. GORASTIAGA J.M., SANTOLARIA A., SECILLA A., CASARES C. DIEZ I, 2004.- Check-list of the Basque coast benthic

algae (North of Spain).- Anales del Jardin Botanico de Madrid, 61(2) : 155-180. GUILLAUMONT B., GAUTHIER E., 2005.- Recommandations pour un programme de surveillance adapté aux objectifs

de la DCE. Recommandations concernant le benthos marin. Rapport Ifremer Dyneco/Vigies, 27p + annexes. PLUS M., DESLOUS-PAOLI J.M., AUBY I. & DAGAULT F., 2001.- Factors influencing primary production of seagrass beds

(Zostera noltii Hornem.) in the Thau lagoon (French Mediterranean coast). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 259 (1) : 63-84.

24

ANNEXE 1

Données brutes des mesures morphométriques des zostères sur 9 prélèvements. n°

échantillon N° pieds n° feuille longueur totale cm

longueur gaine cm

largeur feuille mm

A1 1 1 8,5 2,5 1,52 A1 1 2 7 2,5 1,37 A1 2 1 6,9 2 1,12 A1 3 1 8,5 2,2 1,63 A1 4 1 7,5 1,8 1,47 A1 5 1 6 2 1,55 A1 5 2 7 1,6 1,80 A1 5 3 8,5 2 1,83 A1 6 1 7,9 3,5 1,30 A1 6 2 6,2 3 1,75 A1 6 3 8,4 3,2 1,55 A1 7 1 10,7 2 1,17 A1 7 2 7,7 2 1,45 A1 8 1 9,5 3 1,45 A1 8 2 8,2 3 1,37 A1 9 1 9,3 3,5 1,17 A1 9 2 7,3 3,5 1,12 A1 9 3 9,3 3,5 1,04 A1 10 1 4,6 2 1,55 A1 10 2 7,3 2,4 1,83 A2 1 1 10,6 2,8 1,32 A2 1 2 11,2 3,1 1,15 A2 1 3 9,6 3,1 1,11 A2 2 1 13,4 2,3 1,16 A2 2 2 9,5 2,3 1,29 A2 2 3 8,6 2,3 1,28 A2 3 1 8,1 2,5 1,59 A2 3 2 8,3 2,4 1,7 A2 3 3 11,5 1,5 1,39 A2 4 1 10,7 2,9 1,36 A2 4 2 15,9 2,9 1,31 A2 4 3 11 2,9 1,39 A2 5 1 10,5 2,6 0,91 A2 5 2 9,7 2,6 1,12 A2 6 1 15,8 1,8 1,37 A2 6 2 11,5 2,8 1,2 A2 6 3 8 2,8 1,1 A2 7 1 7 1,3 1,06 A2 7 2 8,1 2,2 1,07 A2 7 3 6,5 2,2 1,15 A2 7 4 6,4 1,5 1,16 A2 8 1 15 2,5 0,9 A2 8 2 5,5 2,5 0,99 A2 8 3 14,8 1,2 1 A2 9 1 8,6 2 1,47 A2 9 2 9,1 2 1,19 A2 9 3 4,5 1,5 1,23 A2 10 1 6,8 2,1 1,54 A2 10 2 4,8 2,1 1,26 A2 10 3 6,3 2,1 1,34

25

A3 1 1 15,5 4,1 1,56 A3 1 2 9,4 4,1 1,59 A3 1 3 8,8 3,5 1,7 A3 2 1 12 2,5 1,43 A3 2 2 12,4 2 1,54 A3 2 3 6,9 2 1,12 A3 3 1 9,3 2,1 1,14 A3 3 2 8,3 2,1 1,25 A3 3 3 5,7 1,5 1,35 A3 4 1 16,5 2,1 1,35 A3 4 2 8,9 2,1 1,45 A3 5 1 11 2,2 1,16 A3 5 2 8,4 2,3 1,06 A3 6 1 14,7 3 1,35 A3 6 2 16,2 3 1,45 A3 7 1 10,4 1,6 1,37 A3 8 1 7,2 1,6 1,37 A3 8 2 5,8 1,2 1,35 A3 8 3 3,7 1,3 1,37 A3 8 4 4 1,3 1,31 A3 9 1 9,5 2 1,09 A3 9 2 6,3 2,2 1,34 A3 9 3 3,9 1,6 1,12 A3 10 1 7,3 2,2 1,44 A3 10 2 5,5 2,2 1,44 A3 10 3 3,4 2,2 1,13 B1 1 1 15,6 3,4 1,37 B1 1 2 9,5 3 1,52 B1 1 3 10,8 2,5 1,21 B1 1 4 5 2,5 0,87 B1 2 1 7,5 2,6 1,81 B1 2 2 6 2,8 1,67 B1 2 3 12 1,2 1,46 B1 2 4 6,8 1,2 1,23 B1 3 1 10,3 3,9 1,38 B1 3 2 16,2 2,6 1,32 B1 3 3 8,3 2,6 0,97 B1 4 1 12,3 1,5 1,49 B1 4 2 9,6 2,6 1,33 B1 4 3 8,9 2,6 1,21 B1 5 1 16,2 1,4 1,35 B1 5 2 8,6 1,4 1,34 B1 5 3 11,1 2,9 1,4 B1 5 4 6,5 2,5 1,32 B1 6 1 10,5 2,5 1,21 B1 6 2 8,8 2,5 1,33 B1 6 3 15,2 3 1,18 B1 6 4 16,3 2,9 1,73 B1 7 1 13,1 2 1,18 B1 7 2 9,5 2,3 1,04 B1 8 1 7 2,4 1,84 B1 8 2 13,3 2,9 1,69 B1 8 3 10,8 2,9 1,34 B1 9 1 11 1,3 1,35

26

B1 9 2 6,5 1,3 1,17 B1 9 3 13,2 3,7 1,42 B1 10 1 13,6 2,4 1,45 B1 10 2 8,1 1,5 1,49 B2 1 1 8,7 2,5 1,05 B2 1 2 14,5 3,8 1,26 B2 1 3 12,5 3,8 1,17 B2 2 1 11,8 2,6 1,3 B2 2 2 7,3 2,6 0,93 B2 2 3 6,9 2,6 1,11 B2 2 4 8 2,3 1,6 B2 3 1 7,3 3,1 1,43 B2 3 2 13,6 3,4 1,28 B2 3 3 9,6 3,4 0,91 B2 4 1 10,1 3,7 1,71 B2 4 2 17,5 3,7 1,45 B2 5 1 5,8 3,1 1,54 B2 5 2 13,3 3,4 1,35 B2 5 3 12,1 3,4 1,51 B2 6 1 12,8 3,9 1,08 B2 6 2 12 3,9 1,36 B2 6 3 9,2 1,1 1,35 B2 7 1 12,3 3,2 1,46 B2 7 2 21,4 3,4 1,67 B2 8 1 10,5 2,4 1,6 B2 8 2 10,6 2,4 1,53 B2 8 3 4,5 2,4 1,11 B2 8 4 6,8 2,4 1,66 B2 8 5 4 ? 1,22 B2 9 1 14,2 3,2 1,53 B2 9 2 5,6 3 1,56 B2 9 3 4,7 3,5 1,31 B2 10 1 4,7 1,5 1,33 B2 10 2 7,2 1,6 1,51 B2 10 3 7,2 1,6 1,39 B2 10 4 4,5 1,6 1,45 B3 1 1 4,5 2 0,98 B3 1 2 7,1 2 1,18 B3 1 3 8,9 1,5 1,16 B3 1 4 7,1 1,5 1,2 B3 2 1 7 2 1,44 B3 2 2 10,8 2,3 1,09 B3 2 3 10,8 2,3 1,28 B3 3 1 7,9 1,6 1,06 B3 3 2 5,4 1,6 1,11 B3 3 3 9,7 2,5 1,29 B3 3 4 8,8 2,5 1,5 B3 3 5 6,3 2,5 1,41 B3 3 6 6,3 2 1,22 B3 3 7 5,9 1,5 1,62 B3 4 1 4 2 1,13 B3 4 2 8,2 2 1,26 B3 4 3 8,8 2 1,3 B3 4 4 3 1,3 0,86

27

B3 4 5 5,7 1,6 1,52 B3 5 1 13,9 1,9 1,48 B3 5 2 9,5 1,9 1,64 B3 5 3 14,8 3,3 1,67 B3 5 4 8,1 3 1,46 B3 6 1 13,2 1,5 1,41 B3 6 2 7,5 1,5 1,18 B3 6 3 10 1,9 1,34 B3 6 4 5,8 1,9 1,04 B3 7 1 5,1 1,3 1,19 B3 7 2 2,5 1,3 1,02 B3 7 3 7 1,9 1,22 B3 7 4 5,7 1,9 1,22 B3 7 5 6,8 1,3 1,23 B3 7 6 3,1 1,3 1,05 B3 8 1 11,7 2 1,17 B3 8 2 5 2 1,01 B3 8 3 7,3 2 1,13 B3 8 4 8,7 2 1,28 B3 9 1 6,3 2 1,05 B3 9 2 10,1 2 1,23 B3 9 3 8,1 2 1,06 B3 10 1 7,9 2,4 1,13 B3 10 2 13,3 2,4 1,08 B3 10 3 12 2,4 1,3 C1 1 1 12,1 2,1 C1 1 2 10,3 2,1 1,42 C1 1 3 3,2 2,1 1,05 C1 1 4 11,1 2,2 1,53 C1 1 5 8,6 2,2 1,13 C1 2 1 14,7 3,2 1,51 C1 2 2 11,1 3,2 1,34 C1 2 3 13 3,5 1,52 C1 3 1 7,3 4,5 1,52 C1 3 2 8,9 4,5 1,52 C1 3 3 8,8 4,5 1,65 C1 4 1 5,4 2 1,61 C1 4 2 6,8 1,7 1,1 C1 5 1 4,9 2,2 1,53 C1 5 2 5,7 1 1,64 C1 5 3 5,7 1 1,27 C1 6 1 6,7 2 1,52 C1 6 2 7,6 2,5 1,42 C1 6 3 7,5 2,5 1,42 C1 6 4 7,2 1,7 1,49 C1 6 5 4 1,7 1,15 C1 7 1 9,9 2,3 1,5 C1 7 2 9,9 2,3 1,39 C1 8 1 6,4 1,7 1,11 C1 8 2 6,9 1,7 1,19 C1 8 3 3,5 1,7 0,99 C1 9 1 8,7 3,5 1,5 C1 9 2 5,5 3,9 1,16 C1 9 3 8,4 3,9 1,37

1,4

28

C1 10 1 5,5 1,8 1,28 C1 10 2 6,5 1,8 1,42 C1 10 3 4,4 2 1,3 C2 1 1 8,3 2,3 1,58 C2 1 2 4,4 2,6 1,79 C2 1 3 4,1 2,6 1,37 C2 1 4 4,8 1,2 1,52 C2 2 1 9,3 1,2 1,36 C2 2 2 5,5 2 1,32 C2 2 3 4,5 1,3 1,17 C2 3 1 7,2 1,6 1,11 C2 3 2 5,6 1,6 1,05 C2 3 3 2,8 1,6 1 C2 4 1 10,5 2 1,3 C2 4 2 8,4 1,3 1,08 C2 5 1 4,5 2,2 1,31 C2 5 2 6,6 2,4 1,29 C2 5 3 7 2,6 1,45 C2 5 4 5,8 2,6 1,28 C2 6 1 4,4 1,9 1,57 C2 6 2 6 2,2 1,49 C2 6 3 8,9 0,6 1,42 C2 7 1 6,5 2 1,34 C2 7 2 8,3 2,3 1,32 C2 7 3 7,3 2,3 1,47 C2 8 1 3,6 1,5 1,16 C2 8 2 6,4 1,8 1,55 C2 8 3 8 1,8 1,64 C2 8 4 4,5 0,5 C2 9 1 8 2,2 1,13 C2 9 2 5,8 2,8 1,63 C2 10 1 7,5 2,4 1,48 C2 10 2 7,2 4 1,63 C2 10 3 6,2 2,4 1,33 C3 1 1 7,6 2,1 1,62 C3 1 2 6,8 2,1 1,29 C3 1 3 5,7 1,7 1,58 C3 1 4 3,4 1,7 1,29 C3 1 5 6 1,6 1,43 C3 2 1 8,8 2 1,24 C3 2 2 6,3 2 1,07 C3 3 1 13,8 2 1,33 C3 3 2 12,9 4 1,33 C3 3 3 6,5 4 1,12 C3 4 1 10,9 2,5 1,38 C3 4 2 7,5 2,5 1,53 C3 4 3 8,6 2,5 1,39 C3 5 1 10,5 2,5 1,5 C3 5 2 5,7 2,5 1,67 C3 5 3 5 2,5 1,67 C3 5 4 7,4 1,5 1,23 C3 6 1 11 2 1,22 C3 6 2 3,9 2 1,44 C3 7 1 10,5 2 1,61

29

C3 7 2 9,8 2 1,39 C3 7 3 7,8 2 1,58 C3 7 4 6,5 1,5 1,39 C3 8 1 5,5 2 1,19 C3 8 2 6,6 2 1,48 C3 8 3 8,5 2 1,48 C3 8 4 5,7 2 1,4 C3 9 1 13 3,2 1,36 C3 9 2 5,1 3,2 1,36 C3 10 1 5 3,2 1,06 C3 10 2 11,9 2 1,2

moyenne 8,49 2,31 1,34 écart-type 3,24 0,74 0,20 erreur type 0,19 0,04 0,01

Données brutes morphométriques des zostères sur 3 récoltes manuelles n°

échantillon N° pieds n° feuille longueur totale cm

longueur gaine cm

largeur feuille mm

A 1 1 15,5 0,6 1,22 A 1 2 6,5 1,5 1,34 A 1 3 19,7 2,5 1,49 A 1 4 9,6 2 1,35 A 2 1 11,4 4,5 1,35 A 2 2 18,2 4,2 1,42 A 3 1 16,2 5,1 1,96 A 3 2 15,1 3,7 1,71 A 3 3 11,2 3,2 1,44 A 3 4 11,3 4,2 1,5 A 3 5 10,7 4,1 1,39 A 3 6 11,4 3,5 1,61 A 4 1 9,4 2,8 1,61 A 4 2 16,2 4,6 1,61 A 4 3 8,2 4,5 1,28 A 4 4 11,8 4,8 1,45 A 5 1 16,8 4,1 1,7 A 5 2 12,3 4,3 1,7 A 5 3 11,6 4,5 1,7 A 5 4 7,2 2,3 1,4 A 6 1 14,1 4,3 1,4 A 6 2 13,6 4,5 1,5 A 6 3 7,7 2,4 1,5 A 7 1 27,2 2,8 1,6 A 7 2 11,2 2,7 1,4 A 7 3 22 2,9 1,6 A 8 1 12,1 3,1 1,8 A 8 2 9,1 3,2 1,5 A 8 3 10,1 3,2 1,7 A 8 4 12 3,2 1,6 A 9 1 7,2 2,5 1,2 A 9 2 11,5 4 1,7 A 9 3 10,7 3,4 1,6 A 9 4 8,4 3 1,7 A 10 1 13,5 3,6 1,7 A 10 2 18,6 3,3 1,7 A 10 3 10,6 3,5 1,7 B 1 1 13,1 3 1,7

30

B 1 2 11,1 3 1,7 B 1 3 9,2 3 1,8 B 2 1 16,8 3 1,5 B 2 2 11 3 1,5 B 2 3 6,5 3 1,5 B 3 1 13,6 3,3 1,6 B 3 2 11,7 3,2 1,8 B 3 3 10,6 2,7 1,5 B 4 1 18,2 3,7 1,8 B 4 2 11,7 5,2 2 B 4 3 6,2 5,2 2 B 4 4 6,8 3,7 1,8 B 4 5 6,2 2,8 1,8 B 5 1 12,7 3,2 1,7 B 5 2 11,7 2,6 1,6 B 5 3 9,5 2,6 1,6 B 6 1 7 2,6 1,7 B 6 2 11,1 3,8 1,7 B 6 3 10,1 3,8 1,6 B 6 4 8 3,8 1,7 B 7 1 19,8 3,6 1,7 B 7 2 11,5 4,5 1,8 B 7 3 11,5 4,4 1,8 B 8 1 11,8 2,8 1,6 B 8 2 8,8 2,8 1,6 B 8 3 6,6 2,8 1,6 B 9 1 9,2 2,9 1,6 B 9 2 13,6 3 1,6 B 9 3 12,1 2,9 1,6 B 10 1 15,4 3,8 1,3 B 10 2 6,4 2,2 1,4 B 10 3 11,8 3,3 1,4 C 1 1 10,4 2,2 1,7 C 1 2 13,8 2,2 1,8 C 1 3 6,8 1,7 2,2 C 1 4 10,2 2,4 1,7 C 2 1 9,1 3,2 1,6 C 2 2 13,7 3,2 1,7 C 2 3 10,8 3,2 1,7 C 3 1 14,3 3,4 1,7 C 3 2 9,2 3,3 1,6 C 3 3 8,8 3,4 1,6 C 4 1 13,2 3,2 1,6 C 4 2 9 3,1 1,6 C 4 3 9 3 1,3 C 5 1 8,2 2,1 1,2 C 5 2 12,3 3,2 1,7 C 5 3 12,1 3,2 1,6 C 6 1 11 3,1 1,5 C 6 2 9 2,8 1,3 C 7 1 5 1,4 1,2 C 7 2 8,5 3 1,4 C 7 3 5,4 3,2 1,5 C 7 4 7,5 3,2 1,6 C 8 1 7,5 2 1,5 C 8 2 6,2 1,8 1,2

31

C 8 3 7,8 1,8 1,5 C 8 4 12,2 1,8 1,6 C 8 5 6,6 2 1,6 C 8 6 8,9 1,7 1,6 C 9 1 13,2 2,8 1,5 C 9 2 8,1 3,1 1,6 C 9 3 10,9 3,8 1,5 C 10 1 9,2 3,2 1,5 C 10 2 11 3,2 1,5

moyenne 11,17 3,16 1,58 écart-type 3,75 0,85 0,18

erreur-t pe y 0,37 0,08 0,02

32

33

ANNEXE 2

Poids sec (g)

N° prélèvement Densité (nombre de pied. m-²)

Poids sec des feuilles (g) prélevées sur 10 pieds

A1 4401,3 0,028 A2 4401,3 0,055 A3 2200,7 0,049 B1 2043,5 0,076 B2 3301,0 0,055 B3 3143,8 0,062 C1 4872,9 0,05 C2 5816,0 0,038 C3 6130,4 0,045

Moyenne 4034,55 0,051 Ecart-type 1466,17 0,014

N° prélèvement Densité

(nombre de pied. m-²)

Poids sec des gaines (g) prélevées sur 10 pieds

A1 4401,3 0,019 A2 4401,3 0,022 A3 2200,7 0,027 B1 2043,5 0,018 B2 3301,0 0,034 B3 3143,8 0,025 C1 4872,9 0,031 C2 5816,0 0,029 C3 6130,4 0,019




Poids sec des feuilles + gaines (g) des autres

pieds A1 4401,3 0,147 A2 4401,3 0,173 A3 2200,7 0,049 B1 2043,5 0,042 B2 3301,0 0,095 B3 3143,8 0,093 C1 4872,9 0,191 C2 5816,0 0,153 C3 6130,4 0,176




Poids sec des rhizomes + racines (g) des autres

pieds A1 4401,3 0,171 A2 4401,3 0,176 A3 2200,7 0,046 B1 2043,5 0,142 B2 3301,0 0,049 B3 3143,8 0,135 C1 4872,9 0,275 C2 5816,0 0,168 C3 6130,4 0,177


Points de surveillance DCE en Côte Basque : Macroalgues et ...€¦ · 2.1 Matériel et méthodes...

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