Optimisation des conditions de fermentation et de préservation du ...

الجوهوريةالجزائريةالذيوقراطيةالشعبية

Republique Algerienne Democratique Et Populaire

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

LABORATOIRE DE MICROBIOLOGIE APPLIQUEE

THESE DE DOCOTRAT TROISIEME CYCLE (LMD)

Spécialité : Contrôle microbiologique et Hygiène alimentaire

présentée par:

Mme MERZOUK Yamina

Thème

Optimisation des conditions de fermentation et de

préservation du lait cru de chamelle par les bactéries

lactiques adaptées aux conditions de stress

Présentée et soutenue le 25/02/2015

Devant les membres du jury:

2014 - 2015

Président

Rapporteur

Examinateur

Mr. HEDDADJI Miloud

Mr. KIHAL Mebrouk

Mr. KABINE Mostafa Mr. GUESSAS Bettache

Mme. BELAHCEN Kheira

Professeur (Université d‘Oran)


Professeur (Université Ain Chok Casablanca Maroc)



Table des matières

Remerciements

Avant tout, Nous remercieons ALLAH de nous avoir donné la volonté et le courage de mener

à bien ce modeste travail.

Nous tenons particulièrement à remercier nos parents pour leur soutien permanent et le

réconfort qu‘ils nous ont prodigé tout au long de notre cursus universitaire.

nous adressons toute notre gratitude à Monssieur le Professeur KIHAL Mebrouk, qui nous a

suggéré ce sujet de thèse et qui a porté un intérêt tout particulier a la realisation de ce travail,

nous exprimons notre très grande reconnaissance et luis témoignons de notre profond

attachement pour l‘attention qu‘il a porté à cette thèse, pour les encouragements, et la

confiance qu‘il m‘a toujours témoignée, sa constante disponibilité et la gentillesse dont il a

fait preuve à notre égard.

Nous le remercions Monssieur le Professeur HEDDADJI Miloud qui nous a fait un grand

honneur de présider le jury.

Mille mercie Monssieur le Professeur GUESSAS Bettache, et madame Professeur

BELAHCEN Kheira qui ont accepté d‘examiner ce manuscrit.

Nos remerciements vont aussi à Monsieur KABINE Mostafa, Professeur à Université Ain

Chok Casablanca Maroc, d‘avoir ménagé son temps pour juger et critiquer ce travail. Nous

somes particulièrement reconnaissant et honorée par sa participation au jury de cette thèse.

Nos remerciements s‘adressent à Mr. Maamar Mohamed qui nous été d‘un grand secours

qu‘ant a la publication de l‘article, mille merci a Mr KIHAL Ahmed qui nous a beaucoup

aidée lors de la collècte des échantillons

Un petit clin d‘oeil a mons honorable petit oncle por son devouemant Mr Gherbi Djamaa.

Un grand merci à la téchnicienne de LMA Mme ZAIKH Nawel qui a répondu à toutes mes

demandes.

Nous exprimons également nos remerciements à nos camarades du laboratoire de

microbiologie Appliqué, en particulier Laref Nora et Chahrour Wassila.

Nos sincères remerciements s‘adressent à l‘homme qui nous a aidée tout au long de notre

travail Mr ZABOURI Younes.

Merci à toute personne, qui a de près ou de loin, contribué à la réalisation de ce

travail.

Dédicaces

Je dédie cette thèse …

À MES CHERS PARENTS Aucune dédicace ne saurait exprimer mon respect, mon

amour éternel et ma considération pour les sacrifices que vous avez consenti pour mon

instruction et mon bien être.

Je vous remercie pour tout le soutien et l‘amour que vous me portez depuis mon enfance et

j‘espère que votre bénédiction m‘accompagne toujours. Que ce modeste travail soit

l‘exaucement de vos vœux tant formulés, le fruit de vos innombrables sacrifices, bien que je

ne vous en acquitterai jamais assez. Puisse Dieu, le Très Haut, vous accorder santé, bonheur et

longue vie.

A MES CHERS ET ADORABLE SOURS Amel et Nesrine ET à mon FRERES

Mohamed son oublier mon beaux frère Sofiane.

MES AMIS: Nora, Wassila, Fatema, Soreya, Nawel et Meriem ….…

En souvenir de notre sincère et profonde amitié et des moments agréables que nous avons

passés ensemble.

Veuillez trouver dans ce travail l‘expression de mon respect le plus profond et mon affection

la plus sincère.

A MES CHERS BELLE PARENTS : En témoignage de mon affection fraternelle, de

ma profonde tendresse et reconnaissance, je vous souhaite une vie pleine de bonheur

et de succès et que Dieu, le tout puissant, vous protège et vous garde.

A MES CHERS BEAUX FRERE walid et Karim son oublier Chahra Puisse Dieu

vous garder, éclairer votre route et vous aider à réaliser à votre tour vos vœux les plus

chers.

UNE SPECIALE DEDICACE A CETTE PERSONNE QUI COMPTE ENORMEMENT

POUR MOI, ET POUR QUI JE PORTE BCP DE TENDRESSE ET DE RESPECT.

A TOI YOUNES

Sommaire

Abréviations .............................................................................................................................. I

Liste des tableaux ...................................................................................................................... I

Résumé ...................................................................................................................................... I

I .......................................................................................................................................... يهخض

Introduction 1

Chapitre I : 3

1-Synthèse bibliographique 3

1.1 Historique ............................................................................................................................. 3

1.2 Aperçu sur le dromadaire ..................................................................................................... 3

1.3 Morphologie générale du dromadaire .................................................................................. 5

1.4 Taxonomie ............................................................................................................................ 5

1.5 Répartition géographique et effectif ..................................................................................... 6

a- Dans le monde ..................................................................................................................... 6

b- En Algérie ............................................................................................................................ 7

1.6 Production laitière ................................................................................................................ 8

1.7 Caractéristiques du lait de chamelle ................................................................................... 10

1.8 Composition du lait de chamelle ........................................................................................ 11

1.8.1 Protéines ........................................................................................................................ 11

1.8.2 Caséines ........................................................................................................................ 11

1.8.3 Les protéines de lactosérum .......................................................................................... 12

1.8.4 Matière grasse ............................................................................................................... 13

1.8.5 Lactose .......................................................................................................................... 14

1.8.6 Teneur en minéraux ...................................................................................................... 14

1.8.7 Vitamines ...................................................................................................................... 15

1.9 Propriétés médicinales du lait de chamelle ........................................................................ 15

1.9.1 Traitement de la tuberculose humaine et les maladies du foie .................................... 16

1.9.2 Le traitement du diabète .............................................................................................. 16

1.9.3 Les allergies au lait ....................................................................................................... 16

1.9.4 La sclérose en plaques .................................................................................................. 17

1.9.5 La maladie de Crohn ..................................................................................................... 17

1.10 Les bactéries lactiques ...................................................................................................... 17

1.11 Les substances antimicrobiennes produites par les bactéries lactiques ............................ 24

1.11.1 Les acides organique ................................................................................................... 24

1.11.2 Peroxyde d‘hydrogène ................................................................................................ 24

1.11.3 Reutérine ..................................................................................................................... 25

1.11.4 Diacétyle .................................................................................................................... 25

1.11.5 Le dioxyde de carbone ............................................................................................... 25

1.11.6 Les bactériocines ........................................................................................................ 26

Chapitre II: 32

2-Matériel et méthodes 32

2.1 Provenance des échantillons et échantillonnage ................................................................ 31

2.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle .................................. 32

2.2.1. Dosage des protéines ................................................................................................... 32

2.3 Analyse microbiologiques .................................................................................................. 34

2.3.1 La qualité hygienique du lait cru de chamelle .............................................................. 34

2.3.2 L'isolement et le dénombrement des bactéries lactiques .............................................. 35

2.3.3 Conservation des bactéries lactiques ............................................................................ 35

2.3.4 Identifications des isolats .............................................................................................. 36

2.3.5 Détermination de l‘espèce............................................................................................. 37

2.3.6 Caractérisation technologique ....................................................................................... 37

2.4 Etude de la cinétique de croissance ................................................................................. 38

2.4.1 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d‘acidification ...................... 38

2.4.2 Effet de la source de carbone sur la Cinétique de croissance et d‘acidification ........... 38

2.5 Les inhibitions inter-bactériennes ...................................................................................... 39

2.5.1 Méthode de Flemming et al .......................................................................................... 39

2.5.2 Méthode de Barefoot et Klanenhamer .......................................................................... 39

2.5.3 Détermination de la nature de l‘agent inhibiteur .......................................................... 39

Inhibition due au eau oxygéné (H2O2) .................................................................................. 40

Inhibition due à l‘acide lactique ............................................................................................. 40

Recherche de la nature protéique de la substance antimicrobienne ....................................... 40

Traitement à différentes températures ................................................................................... 40

Traitement à différents pH ..................................................................................................... 40

2.5.4 Optimisation de l‘activité antimicrobienne : ................................................................ 41

L'activité antimicrobienne à différents pH ............................................................................. 41

L'activité antimicrobienne à différentes source de carbone ................................................... 41

Chapitre III : 0

3-Résultats et discussion 0

3.1 Les races camelines 43

3.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle .................................. 43

pH et Acidité .......................................................................................................................... 44

La densité ............................................................................................................................... 45

La matière grasse ................................................................................................................... 45

La matière sèche .................................................................................................................... 45

Les cendres ............................................................................................................................ 46

Les protéines totales ............................................................................................................... 46

3.3 Profil des protéines totales du lait cru de chamlelle ........................................................... 47

3.4 Qualité hygiéniques et microbiologique du lait cru de chamelle ....................................... 53

3.5 La flore lactique du lait de chamelle .................................................................................. 55

3.6 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d‘acidification ........................... 62

3.7 Effet de la source de carbone cinétique de croissance et d‘acidification ........................... 65

3.8 Activité antimicrobienne des isolats .................................................................................. 68

3.8.1 Caractérisation des composés antimicrobiens .............................................................. 68

3.8.2 Nature de la substance antimicrobienne ....................................................................... 69

3.9 Optimisation de l‘activité antimicrobienne ........................................................................ 72

3.9.1 L'activité antimicrobienne à différentes températures .................................................. 72

3.9.2 L'activité antimicrobienne à différents pH .................................................................... 73

3.9.3 L'activité antimicrobienne sur MRS modifié ............................................................... 73

Conclusion générale ………………………………………………………………………….76

Références bibliographiques..………………………………………………………………...79

Annexe………………………………..………………………………………………………96

Abréviation

Abréviations

% : pour cent.

°C : degré celsius.

°D : degré dornic.

ADH : arginine dihydrolase.

CO2 : Dioxyde de carbone

DO : densité optique.

EDTA : ethylene diamine tetra acetic acid

h : heure

H2O2 : peroxyde d‘hydrogène

HCl : Hydrochlorure

kDa : Kilodalton

Lc : Lactococcus

mg : milligramme.

MH: Muller Hinton

min : minute

ml : millilitre

mM: milli-molaire

MRS : milieu de Man, Rogosa and Sharpe

MRS-BCP : milieu MRS additionné de Pourpre de Bromocrésol.

NaCl : Chlorure de sodium.

NaOH : Hydroxide de sodium

nm : nanomètre

PAGE : PolyAcrylamyd Gel Electrophoresis

PCA : Plat Count Agar

pH : potentiel d'hydrogène

rpm : tour par minute

SBA : Serum Bovine Albumine

SDS : Sodium Dodecyl Sulfate

Subsp : sous espèce

UFC : unité formant colonie

UV : ultrat-violet

v/v : rapport volume à volume

w/v : rapport masse à volume

μg : microgramme

AWDA : Agar wel diffusion Agar

Fig : Figure

Tab : Tableau

Liste des tableaux et figures

Liste des tableaux

Tableau 01 : La production laitière cameline de différents pays 09

Tableau 02: Caractéristiques physico-chimiques et biochimiques du lait de chamelle 10

Tableau 03: Classification des grands groupes des bactéries lactiques 24

Tableau 04:Classification des bactériocines (bactéries à Gram positif) 30

Tableau 05: Date de prélèvement et provenance des échantillons de lait cru de

chamelle à partir de différentes régions de l‘ouest algérien

31

Tableau 06: Méthode de préparation de la gamme étalon pour le dosage des protéines

total du lait cru de chamelle

33

Tableau 07: Analyses physico-chimiques des échantillons de lait camelin collectés 43

Tableau 08. Les résultats de l‘électrophorèse des protéines totales 50

Tableau 09. Les taux de similitude entre les 10 échantillons de lait de chamelle

d‘Algérie

50

Tableau 10. Comparaison de la microflore du lait cru de chamelle en Février et

Septembre

53

Tableau 11 : Les caractéristiques morphologiques, physiologiques, et biochimiques des

bactéries lactiques thermophiles isolées du lait cru de chamelle algérien.

59

Tableau 12 : L‘activité protéolytique des bactéries lactiques sur milieu PCA au lait

avec le diamètre de la zone d‘hydrolyse

60

Tableau 13: les valeurs spécifiques de la cinétique de croissance à différents

température

64

Tableau 14 : les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de

carbone

67

Tableau 15: L‘activité antimicrobienne à différents température des bactéries lactiques

vis-avis Listeria innocua

72

Tbleau 16 : Composition physico-chimique du lait cru de chamelle a differents pays 107


Liste des figures

Figure 1 : Présence de dromadaire dans les différents pays arabe. 04

Figure 2 : Classification de la famille des camélidés et les espèces. 06

Figure 3 : Carte de distribution géographique des dromadaires dans le monde 07

Figure 4 : Aires de distribution du dromadaire en Algérie 08

Figure 5: Chronologie du développement de la vie sur Terre. 19

Figure 6 : Utilisations et le fonctionnement des ingrédients des bactéries lactiques 23

Figure 7: Etapes suivies pour l‘isolement des protéines totales 33

Figure 8 : Les chameaux d‘Ouled Sidi Cheikh et de Reguibi (Region Abadla Béchar). 43

Figure 9: Profils électrophorétique des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du

dromadaire

49

Figure 10 : Profils électrophorétique des protéines sériques par SDS-PAGE de lait cru du

dromadaire.

49

Figure 11 : Reproduction schematique des profils proteiques de lait cru de chamelle

d‘Algerie

51

Figure 12 : Dendrogramme permettant le rapprochement des différents échantillons du lait

cru de chamelle de différentes régions.

51

Figure 13 : Aspect morphologique des cultures isolées 54

Figure 14 : Bactéries lactiques thermophiles isolées du lait cru de chamelle 56

Figure 15 : Aspect morphologiques des colonies sur MRS solide et milieu MRS liquide 57

Figure 16: Caractère morphologique cellulaire des isolats des bactéries lactiques isolés du

lait cru de chamelle.

57

Figure 17 : Caractères d‘intêret technologiques des isolats de bactéries lactiques du lait cru

de chamelle.

61

Figure 18 : L‘activité protéolytique des différents isolats de bactéries 61

Figure 19 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches

lactiques à 30°C

63

Figure 20 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches

lactiques à 45°C

64

Figure 21 : Cinétique de croissance et évolution de Lactococcus lactis dans les differentes 66


sources de carbone.

Figure 22 : Activité antimicrobienne (1. Listeria innocua 2. Pseudomonas aerogenosa 3.

Staphylococcus aureus)

70

Figure 23 : Activité antimicrobienne par la méthode des puits 71

Figure 24 : Nature de la substance antimicrobienne 72

Figure 25 : Résultats des interactions à différents sources de carbones (Listeria innocua) 74

Figure 26: Activité antimicrobienne à différentes sources de carbone vis-à-vis Listeria

innocua

75

Figure 27 : Cinétique de croissance et evolution du pH de la chouche Lactococcus lactis 103

Figure 28 : Croissance et evolution du pH de la chouche Lactococcus lactis subsp : lactis

biovar diacetylactis

104

Figure 29 : Croissance et evolution du pH de la souche Lactococcus lactis subsp : lactis

biovar diacetylactis

105

Figure 30 : Croissance et evolution du pH de la chouche Weissella cibaria dans differentes 106

Résumé

Le lait de chamelle joue un rôle important dans l'alimentation des nomades du Sahara

algériènne. Vingt échantillons collectés ont été analysés par des méthodes physico-chimiques

et microbiologiques. Les résultats de l‘analyse physico-chimique obtenus à partir de deux

saisons chaudes et froides montrent une variation dans la composition du lait collecté le mois

de septembre et le mois de février plus particulièrement dans la matière grasse (30 et 52,1

g/L), matière sèche (93,4 et 144,8 g/L) et protéines totales (26,3 et 33,1 g/L) respectivement.

Le profil protéique obtenu par analyse électrophorétique (SDS-PAGE) montre que le lait de

chamelle contient plusieurs types de protéines qui possèdent un poids moléculaire identique à

celle des protéines de lait de vache. En revanche, la bande de la β-lactogobuline n‘a pas été

observée dans le lait de chamelle. Les résultats définitifs ont montré que le lait de chamelle a

généralement une composition comparable à celle du lait bovin. L'analyse microbiologique de

ces échantillons, a détecté un nombre important de la microflore totale, Staphylococcus

aureus et les coliforms totaux et l'absence de coliformes fécaux et de Clostridium.Les espèces

de bactéries lactiques détectées sont Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis

subsp. lactis biovar. diacetylactis, Weissella cibaria et Enteroccocus feacalis.Six souches

avec une forte activité antimicrobienne capables de se développé à 45°C, produisent des

arômes et possèdent une activité protéolytique. Elles ont une cinétique de croissance et

d‘acidification identiques, sur milieu MRS glucosé à 30°C. Ces souches ont inhibé presque

toutes les souches pathogènes étudiées mais les souches Lc.109, Lc. W 1 et Lc. 107 ont la

meilleure activité antibactérienne vis-à-vis Listeria innocua ATCC 33090 et Staphylococcus

aureus ATCC 43300. Les substances antimicrobiennes sécrétées par ces souches sont

sensibles aux protéases, thermostables et résistantes à une large gamme de pH.

Mots clés: Lait cru de chamelle, analyse physico-chimique, électrophorèse, la microflore,

thermorésistante, activité antimicrobienne, cinétique de croissance

Abstract Camel milk plays an important role in the diet in Algerian Sahara nomads. Twenty

samples collected were analyzed for physico-chemical and microbiological methods. The

results of physicochemical analysis obtained from both hot and cold seasons shows a

variation in the composition of milk collected in September and February, particularly in fat

(30 and 52.1 g/L) dry matter (93.4 and 144.8 g/L) and total protein (26.3 and 33.1 g/L)

respectively. The protein profile obtained by electrophoresis analysis (SDS-PAGE) showed

that camel milk contains several types of proteins and some have the same molecular weight

for most of the proteins of cow's milk. The definitive results showed that camel milk is

generally comparable to that of bovine milk composition. The microbiological analysis of the

samples, detected a significant number of the total microflora, Staphylococcus aureus and

total coliforms and the absence of faecal coliforms and Clostridium. Several species of lactic

acid bacteria were detected as Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp.

lactis biovar.diacetylactis, Weissella cibaria and Enterococcus feacalis. Six strains with high

antimicrobial activity can growth at 45 °C, produce the flavorings compounds and contain

proteolytic activity. The growth and acidification kinetics in MRS glucose medium at 30°C of

these strains are almost identical.Lactic acid bacteria strains inhibited all pathogenic strains

studied, but Lc. 109, W 1 and Lc. 107 have the best antibacterial activity toward Listeria

innocua ATCC 33090 and Staphylococcus aureus ATCC 43300. The antimicrobial

substances secreted by these strains are sensitive to protease, heat-stable and resistant to a

wide range of pH.

Key words: Raw Camel milk, physico-chemical analysis, electrophoresis, microflora,

thermoresistant, antimicrobial activity, growth kinetics.

هلخص

تم درا يا ف غذاء تذ انظحزاء انجشائزح، عشز عح ذى جعا ذحهها تأسانة هعة حهة الا

رائج انرحانم انفشائح انكائح انرحظم عها ي يس حار . فشائح كائح يكزتنجح

52.1)تارد ذظز ذغزا ف ذزكثح انحهة انجع ف شزسثرثز فثزاز خاطح ف انادج انذسح

عهى ( ل غ26.3 33.1) انثزذاخ انكهح ( ل غ93.4 144.8)انادج انجافح ( ل غ30

. انران

تد أ حهة اإلتم حري عهى عذج ( SDS-PAGE)رائج ذعزف انثزذ تطزقح انرحهم انكزتائ

أظزخ انرائج انائح أ حهة اإلتم . ئأاع ي انثزذاخ ياثهح نحهة انثقز ف انس انجشي

كشف انرحهم انكزتنج نهعاخ ع عذد كثز ي . تشكم عاو ياثم ف يكاذ نحهة انثقز

ثى .Clostridiumانكراخ انعقدح انذثح انقناخ غاب انقناخ انثزاسح ,انثكرزا انعايح

: انكشف ع عذج أاع ي تكرزا حغ انهث يثم

Lactococcus lactis subsp. Lactis

subsp. Lactis biovar diacetylactis Lactococcus lactis

Weissella cibaria

Enteroccocus feacalis

و ذرج انكاخ ° 45قادرج عهى ان ف درجح حزارج , سرح ساللخ نا شاؽ قي يؼاد نهكزتاخ

ذ . غهكسي MRS و °30ف MRS انثزذاخ نا حزكح ذحغ ف سؾ لذحم

نى .Lc.109, W1 Lc 107 انساللخ قادرج عهى ذثثؾ ذقزثا كم انساللخ انؼارج نك ساللخ

Listeria innocua ATCC 33090 Staphylococcus aureus ATCC 43300أحس خاطح ذثثؾ ػذ

اناد انؼادج نهكزتاخ انر ذرجا ذ انساللخ ذرأثز تاألشاخ انثزذح يقايح نجعح

.درجح انحػحلاسعح

يقايح , انكزفهرا, انرحهم انكزتائ, ذحانم فشائح كائح ,حهة اإلتم ˸ الكلوات الوفتاحية

.حزكح ان, شاؽ يؼاد نهجزاثى, انحزارج

Introduction

Introduction

Introduction

1

Introduction

L'image du dromadaire, symbole de la survie de l'homme dans le désert, est attachée à l'histoire

des grandes civilisations nomades des régions sèches et chaudes de l'hémisphère nord de notre

planète; il représente un des fondements de la culture et de l'agriculture des sociétés concernées.

Le dromadaire est utilisé à des fins multiples d'où son rôle essentiel; il est exploité principalement

pour le transport des marchandises, des personnes et pour la fourniture de lait; celui-ci représente

souvent la seule ressource alimentaire régulière. Sa viande, sa laine et son cuir sont également

largement utilisés. D'une manière générale, le dromadaire est très estimé et il représente pour son

propriétaire la concrétisation de sa réussite sociale.Le chameau (Camelus dromedarius) à une

importante socio-économique dans de nombreuses régions arides et semi-arides du monde. Le lait

constitue une composante indispensable de l'alimentation humaine dans ces régions, et la

principale source de nutrition pour les nouveau-nés, fournit tous les nutriments essentiels pour la

croissance et le développement (El-Hatmi et al., 2007).

Le lait de chamelle a été consommé depuis des siècles par les peuples nomades pour sa valeur

nutritive et leurs propriétés médicinales. Actuellement, le lait de chamelle pasteurisé est produit et

vendu uniquement dans quelques pays, dont l'Arabie saoudite, Emirats arabes unis, Kazakhstan, la

Mauritanie et l‘Algérie (Dell‘Orto et al., 2001 ; Lorenzena et al., 2011). Les populations des

nomades ont longtemps estimé que le lait de chamelle cru possède des propriétés thérapeutiques.

Cette observation empirique a été scientifiquement justifiée en démontrant la plus forte activité

antimicrobienne du lait de chamelle par rapport à celle des autres espèces animales et sa capacité à

inhiber les bactéries pathogènes Gram-positives et Gram-négatives et de préoccupation pour la

sécurité alimentaire. Néanmoins, le lait de chamelle est produit de manière traditionnelle, et

généralement collecté, manipulé et transporté dans des conditions d‘hygiènes insatisfaisantes. En

outre, les troupeaux de chameaux bénéficient rarement des soins vétérinaires et, par conséquent,

les maladies de la mammite sont fréquentes chez les chamelles qui allaitent (Konuspayeva et al.,

2009). Par conséquent, le lait produit est susceptible de causer des maladies d'origine alimentaire

et les facteurs antimicrobiens naturels ne peuvent que fournir une protection limitée contre les

agents pathogènes spécifiques et pour une courte période. Ce risque est plus élevé lorsque le lait

est consommé à l'état cru comme cela est couramment pratiqué par les producteurs locaux

(Benkerroum et al., 2003). Les bactéries lactiques caractérisés et utilisées comme ferments sont en

majorité isolées a partir de lait de vache et de chèvre par contre le lait de chamelle est peut étudier

Introduction

2

en Algérie. La caractérisation des bactéries lactiques isolées à partir de cet écosystème a débuté au

maroc (Benkerroum et al., 2003 ; Khedid et al., 2009 ; EL Ouardy et al., 2011).

En Algerie et au laboratoire de microbiologie appliquée de l‘université d‘Oran, Drici et al., (2009)

ont isolés des lactocoques protéolytiques à partir du lait cru de chamelle. Les souches de

Lactococcus lactis identifiées par des méthodes phénotypiques et génotypiques ont montré une

thermoresistance particulière car elles poussent à 55°C.

Notre objectif de recherche est la caractérisation physico-chimique et microbiologique du lait cru

de chamelle collecté à différent régions du sud Algérien, l‘étude électrophorétique des protéines

totale du lait de chamelle, l‘isolement et caractérisation phénotypique des bactéries lactiques

dominantes qui ont la capacité de se développé a 45°C. L‘étude de leur cinétique de croissance à

différent température d‘incubation et à différent source de carbones. La selection des souches

lactiques productrices de substances antimicrobiennes est aussi realisée dans ce travail.

Synthèse bibliographique

Chapitre I :

1-Synthèse bibliographique


3

1.1 Historique

L‘histoire de la domestication du dromadaire reste à élucider. Toutefois, elle apparaît fort récente

au regard de l‘apparition plus ancienne des autres espèces actuellement domestiques. Les

arguments s‘accumulent d‘ailleurs en faveur d‘un scénario de domestication unique (Faye, 1997 ;

Wilson, 1998). En effet, il est probable que le dromadaire fut domestiqué par l‘homme dans le Sud

de la péninsule arabique environ 2000 ans avant J.-C à partir d‘une population sauvage occupant

les vallées arides de l‘actuel Hadramaout (Ripinsky, 1985 ; Saber, 1998). Le chemin suggéré

d'entrée camelin en Afrique se fait soit par la route du sud traversant la Mer Rouge, ou la route du

nord, en traversant le Sinaï environ 2200-2100avant J.-C., ou par les deux voies. De nombreuses

découvertes archéologiques ont été repérées en Palestine, le désert du Néguev, la Jordanie, la

Syrie, l'Irak et le Sinaï, ainsi que la Libye, l'Algérie et le Maroc confirmant la route au nord de

l'entrée de chameau via le Sinaï puis elle s'est répandue en Afrique du Nord. Au Soudan, la

Somalie et l'Ethiopie ainsi que le Yémen, Oman, région du Golfe (Koweït, Bahreïn, Qatar, Abo-

Dabi) et l'Arabie saoudite, de nombreuses découvertes archéologiques et grottes encavions et

chiffres ont été aperçus. Cela indique l'entrée de route du sud de dromadaire en Afrique et sa

présence dans le dessin roche Saoudite (Saber, 2012) (Fig. 1).

1.2 Aperçu sur le dromadaire

La famille des camélidés comprend deux sous-familles: Camelinae (camélidés de l'Ancien

Monde) et les lamelles (Nouvelles du Monde camélidés) (Kadim et al., 2008). Il ya deux espèces

de chameaux, le genre Dromedarius qui a une seule bosse dromadaire (Camelus dromedarius) et

le genre Bactriane (Camelus bactrianus) à deux bosses. Quatre espèces de camélidés du nouveau

monde se trouvent en Amérique du Sud: le guanaco (Lama guanacoe) et la vigogne (Vicugna

vicugna) sont sauvages, tandis que le lama (Lama glama) et l'alpaga (Lama pacos) sont

domestiqués (Skidmore, 2005; Kadim et al., 2008). Le Chameau est un animal unique ayant la

capacité de survivre et de produire à faible coût de l'alimentation dans des conditions difficiles par

rapport aux autres animaux d'élevage (Abdelhadi et al., 2013), dans les zones arides et semi-arides

où la chaleur, le manque d'eau et de nourriture affectent sévèrement les vaches laitières, les

camélidés jouent un rôle important dans la fourniture de lait pour la population (Knoess, 1977;

Yagil, 1982; Yousif et Babiker, 1989; Kadim et al., 2008; Elhaj et al., 2014).


4

Jordani Syrie Iraq Lybie

Egypt

Algérie Somali Soudan statue

Yémen Yémen Oman

Figure 1 : La présence de dromadaire dans les différents pays arabe (Saber, 2012)

Le chameau a une grande tolérance à des températures élevées, forte rayonnement solaire et

manque d'eau. Il peut bien survivre sur un terrain de sable avec végétation pauvre et peut

consommer la nourriture non utilisée principalement par d'autres espèces domestiques (Shalah,

1983 ; Kadim et al., 2008)

Ces deux noms « dromadaire » et chameau, ne désignent pas deux espèces différent mais

indiquent seulement deux races distinctes, et subsistante de temps immémorial dans l‘espèce du

chameau (Claudia, 2002). Le dromadaire, qui seule, parmi la trentaine d‘espèces animales

domestiquées par l‘homme, est parfaitement adaptée aux conditions rudes de l‘aridité : la

féralisation et l‘intensification (Faye et al., 2004).


5

Le dromadaire (Camelus dromedarius), le chameau à une bosse est l‘animal adapté par excellence

aux parcours des zones arides qui ne cessent de s‘élargir sous l‘effet de l‘avancement du désert est

l'animal d'élevage le plus important dans les zones semi-arides du Nord et l‘Afrique de l'Est ainsi

que dans les déserts de la péninsule arabique. Il est un animal polyvalent, utilisé pour son

approvisionnement en lait, viande, cuirs et des transports (Kappeler et al., 1998).

1.3 Morphologie générale du dromadaire

Wilson (1989) a rapporté que le dromadaire est très distinct des autres animaux domestiques,

notamment par la présence d‘un long cou, de la bosse et de la callosité au niveau de sternum. La

tête est large, le cou large et fin, coussinet sternal maintenant l‘abdomen légèrement au-dessus du

sol, le dromadaire ne possède pas de cornes, les oreilles sont petites, les yeux larges et saillants, les

narines longues peuvent être réformées pour les besoins de l‘animal, la lèvre supérieure est

divisée, fondue, poilue, extensible et très sensitive, la lèvre inférieure est large et pendante, les

membres sont puissants. L‘animal a des glandes derrière la tête qui servent à la transpiration. La

peau est souple recouverte de poils. Le rallongement est souvent au niveau des épaules et de la

bosse, la couleur des poils est généralement brune variant au chocolat foncé à presque noir à rouge

ou rouille fauve à presque blanche chez quelques types. La femelle a quatre quartiers au niveau de

la mamelle, les testicules du mâle sont positionnés haut derrière les cuisses (comme chez le chat et

le chien) et le début du fourreau est dirigé vers l‘arrière. Ces particularités morphologiques et

anatomiques pourraient expliquer la capacité d‘adaptation du dromadaire en milieu désertique que

les autres herbivores domestiques. A propos de l‘anatomie digestive du dromadaire (Kayouli et

al., 1995; Jouany, 2000., Al Aboudi et al., 2005 ) ont signalé que celle-ci diffère de celle des

autres ruminants quant à la forme, la structure et la fonction. Elle a la particularité de valoriser les

ressources végétales naturelles de zones désertiques (Ould Ahmed; 2009)

1.4 Taxonomie

La taxonomie et le classement des camélidés est actualisée par Mukassa-Mugerma (1985) qui les

répartie en deux grandes genres Lama et Camelus. Le genre Lama est representé par quatre

espèces L. glama (Lama), L. pocos (type alpaga), L guanicoe (guanoco) et L vicugna, en revanche

le genre camelus ne possède que deux espèces C. dromedarius et C. bactrianus (Fig. 2)


6

Classe Mammifères

Sous-classe Placentaires

Ordre Artiodactyles

Sous Ordre Ruminants

Groupe des Tylopodes

Famille Camelidés

Genre Lama Camelus

Espèce 1- L. glama (Lama)

2- L. pocos (type alpaga)

1)Suri

2)Huacaya

3- L guanicoe (guanoco)

4- L vicugna, vicugna vicugna (vigogne)

1- C. dromedarius

2- C. bactrianus

Figure 2 : Classification de la famille des camélidés et les espèces (Mukassa-Mugerma, 1985)

1.5 Répartition géographique et effectif

a- Dans le monde

L‘aire de répartition géographique du dromadaire, se situe, aux niveaux des zones tropicales et

subtropicales et s‘étend, des régions arides et semi-arides du nord de l‘Afrique (Mauritanie)

jusqu‘au nord-ouest du continent asiatique (Chine) (Fig. 3).

Le Bactriane se trouve en Chine, la Mongolie et la Russi avec un taux de 1,89 millions de têtes

tandis que le dromadaire se trouve en Afrique et en Asie avec un taux de 15,1 millions de races

(Dorman, 1986, Gorban et Izzeldin., 2001; Al Haj et al., 2010), au Soudan a été estimée à 3,724

millions de tête selon le ministère de l'animal des ressources et de la pêche (Shuiep et al.,, 2008),

alors la population totale de chameaux dans le monde est estimé à 24,1 millions d'animaux

(Shuiep et al., 2013) (Fig. 3).


7

Figure 3 : carte de distribution géographique des dromadaires dans le monde (Shuiep et al., 2013).

(Zones vertes Camelus dromedarius et zones rouge Camelus bactrianus).

b- En Algérie

En Algérie, le Sahara couvre plus de 85% de la superficie totale. Le dromadaire est la seule espèce

capable de valoriser l'écosystème du désert. Le nombre total camelin est estimé par le ministère

Algérien de l'Agriculture en 2010 à plus de 300000 têtes. La population cameline algérienne est

mal décrite et les seules indications sont fondées sur des études réalisées à l'époque coloniale

(OuladBelkhir et al., 2013). L'effectif camelin Algérien est réparti sur 17 wilayas, avec 75% du

cheptel dans huit wilayas sahariennes : Ouargla, Ghardaïa, El-Oued, Tamanrasset, Illizi, Adrar,

Béni-Abbès, Abadla, Tabelbala, Tindouf et Béchar et 25% du cheptel dans neuf wilaya

steppiques: Biskra, Tebessa, Khenchela, Batna, Djelfa, El-Bayad, Naâma, Laghouat et M'sila (Ben

Aissa, 1989) (Fig. 4).


8

Figure 4 : Aires de distribution du dromadaire en Algérie (Ben Aissa, 1989)

1.6 Production laitière

Le lait de chamelle est l'or blanc du désert,le dromadaire étant le meilleure des animaux

domestiques adaptés aux zones arides, la production de lait de chamelle est étroitement liée à la

région désertique de l'ancien monde de la Mauritanie à la Mongolie, mais avec une production

prédominante dans la Corne de l'Afrique (Somalie, Soudan, Ethiopie et Kenya), où 60% de la

population mondiale cameline et où 10% du lait produit est d'origine camelin (Faye, 2008; Faye et

Konuspayeva, 2012 et Nagy et al., 2013).

Les camélidés produisent du lait pour une plus longue période, même pendant la saison sèche. En

raison de leur performance exceptionnelle où de navigation et de l'eau sont limitées, les éleveurs

comptent principalement sur les chameaux pour leur subsistance (Farah et al., 2007; Seifu et al.,

2012).

Le nombre total de chameaux utilisés pour la production laitière, principalement Camelus

dromedarius, est en constante augmentation, ainsi que le rapport annuel de production (Shuiep et

al., 2013). Donc le dromadaire est plus nombreux que le Bactriane et représente près de 90% du

genre Camelus (Kadim et al., 2008). En 2010, environ 5,25 millions de chameaux ont produit 2,12

millions de tonnes de lait. La plus grande population mondiale de lait de chamelle se trouve dans


9

les pays du Nord-Est d‘Afrique, y compris la Somalie, l'Éthiopie et le Soudan, (El Agamy, 2006 .,

Shuiep et al., 2013).

Les premières études réalisées sur les capacités de production du lait de chamelle datent de la fin

des années cinquante avec les travaux de Rosetti et al (1955) cités par Yagil, (1982) ; Yasin et al.,

(1957) qui marquent véritablement le point de départ du mouvement d‘exploration de ce produit

dont l‘objectif premier était sa valorisation. Par la suite, d‘autres recherches ont été réalisées sur

cette production en liaison avec les populations et races inventoriées et leur biotope.

Les résultats de ces travaux peuvent être répartis en deux principaux lots reflétant deux

populations de dromadaires qui diffèrent par le type d‘élevage pratiqué :

- les dromadaires soumis à un élevage traditionnel type extensif, dont la production varie

de 4 à 14 kg avec un maximum de 19 kg par femelle laitière par jour ;

- les dromadaires soumis à un élevage de type intensif, dont la production varie de 15 à 35

kg, avec un maximum estimé selon Field (1979), à 50 kg par chamelle et par jour. La moyenne de

la durée de lactation est de 14 mois, alors que la production totale par lactation est estimée à

3931kg par chamelle en élevage extensif contre 7869 kg en élevage intensif (Yagil, 1982).

Globalement, si la population mondiale de dromadaires est estimée à 20 millions de têtes dont les

femelles laitières représentent 18 % avec une production moyenne de 1500 litres par an, la

production mondiale de lait de chamelles serait de l'ordre de 5.4 millions de tonnes dont 55 %

environ est prélevée par les chamelons (Siboukeur, 2008) (Tab.1).

Tableau 1: La production laitière cameline de différents pays (Farah, 2011).

Pays Moyenne de production

journalière du lait (kg/j)

Durée de lactation

(mois)

Rendement

(kg/an)

Algérie 3.0 9–16 1460

Ethiopie 5.0 12–18 1825

Inde 6.8 18 2482

Kenya 4.5 11–16 1643

Pakistan 10.0 16–18 2920

Somalie 5.0 9–18 1825

Tunisie 4.0 9–16 1460


10

1.7 Caractéristiques du lait de chamelle

Le lait de chamelle est de couleur blanche, opaque en raison notamment de la structure et de la

composition de sa matière grasse, relativement pauvre en β-carotène. Il est légèrement sucré, avec

un goût acide, parfois même salé et/ou amère. Les changements de goût sont principalement

causés par le type de fourrage et la disponibilité de l'eau potable (Al haj et al., 2010).

La composition du lait de chamelle est très différente de celle des ruminants, ainsi que leur

physiologie (Yosef et al., 2005). Le lait de chamelle contient peu de matière grasse (2%); cette

graisse est principalement constituée d'acides gras polyinsaturés qui sont complètement

homogénéisé et le lait donne un aspect lisse et blanc. Le lactose est présent dans des

concentrations de 4,8%, mais ce sucre du lait n‘est pas facilement métabolisé par les personnes

souffrant d'intolérance au lactose (Mona et al., 2010).

Les protéines du lait de chamelle sont les éléments décisifs pour prévenir et guérir les allergies

alimentaires, car le lait de chamelle ne contient pas de β-lactoglobuline et de β-caséine. Le lait de

chamelle contient un certain nombre d'immunoglobuline qui est compatible avec les humains

(Merin et al., 2001).

Tableau 2: Caractéristiques physico-chimiques et biochimiques du lait de chamelle (valeur

moyennes ± écart-type) (Alloui-Lombarkia et al., 2007).

Caractéristiques Région saharienne

(n=8)

Région steppique

(n=6)

Densité

pH

Acidité (°D)

Matières sèche (g / l)

Lactose (g / l)

Matière grasse (g / l)

1029 ± 3,92

6,51 ± 0,31

15,12 ± 1,74

109,20 ± 6,36

34,20 ± 9,04

37,44 ± 5,40

1030 ± 0,81

6,69 ± 0,04

14,83 ± 0,23

129,98 ± 4,75

42,69 ± 2,58

50,50 ± 8,73

Protéines totales (g / l)

• Caséines

• Protéines solubles

29,42 ± 3,25

19,80 ± 2,46

08,40 ± 0,74

29,48 ± 3,30

21,30 ± 1,25

08,20 ± 1,55

Cendres (g / l)

• Ca

• P

• K

• Na

6,79 ± 1,48

1,28 ± 0,05

0,92 ± 0,02

1,36 ± 0,45

0,53 ± 0,03

7,26 ± 1,16

1,29 ± 0,03

0,91 ± 0,01

1,54 ± 0,27

0,57 ± 0,02


11

1.8 Composition du lait de chamelle

1.8.1 Protéines

Le lait de chamelle joue un rôle important en tant que source de protéines pour les humains, en

particulier pour les personnes vivant dans les régions arides du monde (Shuiep et al., 2013).

La teneur en protéines total du lait de chamelle s‘étend de 2,15 à 4,90% la moyenne est de 3,1 ±

0,5 %. La variation de la composition du lait de chamelle est dû a la variation saisonnière et la race

cameline (Konuspayeva et al., 2009). La teneur en protéines (caséine et protéines de lactosérum) a

été jugée similaire pour le lait de chamelle de la même race, mais varie pour les autres races. On a

également rapporté que la teneur en protéines varie selon la saison pour la même race ; la teneur

en protéines s'est avérée plus basse (2,48%) en août et plus élevé (2,9%) en décembre et janvier

(Al Haj et al., 2010). Les protéines du lait de chamelle peuvent être classées en deux principaux

composants, comme décrit dans les sections suivantes:

1.8.2 Caséines

La caséine (CN) est la principale protéine de lait de chamelle. Le lait de chamelle a environ 1.63-

2,76% de caséine égale environ 52-87% des protéines totales (Khaskheli et al., 2005). La β-CN est

la principale caséine du lait de chamelle suivie par αs1-CN, et constitue environ 65% et 21% de la

caséine totale, respectivement (Kappeler et al., 2003), comparativement à 36% et 38% dans le lait

de vache, respectivement (Al Haj et al.,2010).

Seuls 3,47% de la caséine totale correspond à la κ-caséine dans le lait de chamelle (Kappeler et

al., 2003) comparativement à 13% dans le lait de vache (Al Haj et al., 2010). En outre, d'autres

chercheurs ont indiqué que κ-CN éventuellement échappé à la détection ou a été masqué par

d'autres composants de la caséine en raison de sa faible concentration (Farah et Atkins, 1992). En

outre, aucune bande n'a été détectée pour κ-CN après électrophorèse (Farah et Farah-Riesen,

1985). Pour estimé des masses moléculaires de β-CN et α-CN dans le lait de chamelle en utilisant

la technique SDS-PAGE s'est établi à 28,6 kDa (Ashiq, 1993) et 35 kDa (Farah, 1996),

respectivement. La séquence d'acides aminés de la caséine du lait de dromadaire a été étudiée par

Kappeler et al. (1998). Le nombre de résidus d'acides aminés dans les séquences caséines était

quatre: αs1-CN, 207; αs2

-CN, 178; β-CN, 217; κ-CN, 162.codée par les quatre gènes

respectivement CSN1S1, CSN1S2, CSN2 et CSN3 (Kappeler et al., 1998 ., Shuiep et al., 2013).

Cette étude a signalé que la structure de caséine du lait de dromadaire est similaire à celle du lait

de vache, et seulement quelques différences marquées ont été observées. Ces différences étaient


12

très visibles dans la structure primaire de αs1-CN, tandis que des similitudes ont été observées

dans la structure secondaire de la caséine, quand toutes les deux ont rivalisé avec la structure

primaire de caséine bovine. La composition en acides aminés de lait de dromadaire a été signalé à

être similaire à celle du lait de vache; seulement la glycine et cystine ont été significativement plus

faible dans la caséine du lait de dromadaire (Farah et Rüegg, 1989).

L‘étude comparatives des caséines camelins (Camelus dromedarius) et bovins montre que le lait

de chamelle referme principalement des caséines αs1 et β, et une teneur très faibles en κ-caséine et

aucune protéine homologue à la caséine αs2 n‘a été détecté (Chaoui et Attia, 2008).

La κ-CN de lait de chamelle s'est révélé avoir un site différent pour l'hydrolyse par la chymosine

par rapport aux κ-CN de lait de vache. La chymosine est connue pour hydrolyser la κ-CN du lait

de vache au lien Phe105-Met106, tandis que son site d'hydrolyse sur κ-CN du lait chamelle est

Phe97-Ile98 (Kappeler et al., 1998). D'ailleurs, ont rapporté que κ-CN de lait de chamelle contient

un résidu supplémentaire de proline dans sa séquence (Pro95). Ce résidu de proline

supplémentaire devrait jouer un rôle important dans la stabilité de l'ordre de κ-CN de lait de

chamelle comparé à l'ordre de κ-CN de lait de vache (Kappeler et al., 1998). Toutefois, la présure

bovine a été signalée pour coaguler le lait de chamelle moins facilement que la présure de

chamelle (Wangoh et al., 1993). La coagulation du lait de chamelle par l'action des deux présures

a été attribuée au contenue de pepsine dans la préparation de présure utilisé (Wangoh et al., 1993).

Une teneur plus élevée de pepsine en présure a comme conséquence un temps plus rapide de

coagulation. D'autres propriétés des protéines du lait de chamelle (caséine et les protéines de

lactosérum) ont également été significativement différentes des protéines du lait de vache

comprennent une mobilité électrophorètique plus faible (Farah, 1986; Farah and Farah-Riesen,

1985) .Comparé au lait de vache, le lait de chamelle a montré un degré inférieur d'hydrolyse après

la réaction à des enzymes pancréatiques (Al Haj et al., 2010).

1.8.3 Les protéines de lactosérum

Les protéines de lactosérum sont les deuxièmes composantes principales de protéines du lait de

chamelle et constituent 20-25% des protéines totales. Le contenu de protéine de lactalbumine de

lait de chamelle s'étend entre 0.63 et 0.80% du lait (Khaskheli et al., 2005).

Généralement la composition des protéines de lactalbumine de lait de chamelle est différente à

celle du lait de vache, où le lait de chamelle est déficient en β-lactoglobuline, comme également

observé pour le lait humain (Al Haj et al., 2010). Les protéines de lactalbumine de lait de vache, la


13

β-lactoglobuline est le composant principal (50%) et α-lactalbumine est le second (25%), alors que

dans le lactosérum du lait de chamelle, β-lactoglobuline est déficiente (Farah, 1986; Farah and

Atkins, 1992; Kappeler et al., 2003; Merin et al., 2001 et Konuspayeva et al., 2009) et α-

lactalbumine est la principale composante.

De grandes différences ont été trouvées dans la séquence d'acides aminés de l‘α-lactalbumine de

lait de chamelle par rapport à d'autres espèces, y compris des espèces bovine et caprine.

Le lactosérum du lait de chamelle contient des composants principaux comme l'albumine sérique,

la lactoferrine, des immunoglobulines et les protéines de reconnaissance du peptidoglycane Farah,

1993; Kappeler et al., 2004 ; Merin et al., 2001). La lactoferrine de différentes sources de lait est

connue pour maintenir le fer au pH plus bas de 3-4 (Al Haj et al., 2010). En revanche, la

lactoferrine dans le lait de chamelle a été trouvé à perdre de fer de son N-lobe à pH 3-4 et de son

C-lobe à pH 6-7 (Al Haj et al., 2010).

1.8.4 Matière grasse

La teneur en matière grasse du lait de chamelle est comprise entre 1,2 et 6,4% (Konuspayeva,

2007 ; Konuspayeva et al., 2009) et la moyenne est de 3,5 ± 1,0 %. Une forte corrélation positive

a été trouvée entre les teneurs en matières grasses et en protéines (Al Haj et al., 2010). La teneur

en matière grasse du lait de chamelle a été signalée à la diminution de 4,3 à 1,1 % dans le lait

produit par les chameaux assoiffés.

Par rapport au lait de vache, la graisse du lait de chamelle contient de petites quantités de chaîne

d'acides gras et une faible teneur en carotène, cette faible teneur en carotène pourrait expliquer la

couleur blanche de la graisse du lait de chamelle (Al Haj et al., 2010). Des teneurs plus élevées

d'acides gras à longue chaîne ont également été signalés pour la matière grasse du lait de

dromadaire par rapport aux matières grasses du lait de vache (Konuspayeva et al., 2008). De

même, les valeurs moyennes de la teneur en acides gras insaturés (43%) étaient plus élevés dans le

lait de chamelle, en particulier les acides gras essentiels (Al Haj et al., 2010). La matière grasse du

lait humain contient une teneur élevée en acides gras insaturés par rapport aux bovins et la graisse

du lait de chamelle (Al Haj et al., 2010). Il a été rapporté que le pourcentage d'acides gras saturés

est plus élevé dans la matière grasse de lait de vache (69,9%) que dans les matières grasses du lait

de chamelle (67,7%) (Konuspayeva et al., 2008).

La moyenne de la teneur en cholestérol de la matière grasse du lait de chamelle (34.5 mg/100g)

s'est avérée plus élevé que celui rapporté pour la matière grasse du lait de vache (25.63 mg/100g)


14

(Konuspayeva et al., 2008). Néanmoins, il a également été jugé qu‘il est inférieur à celle rapportée

pour certain lait de vache. En outre, la matière grasse du lait de chamelle est plus visqueuse

(Konuspayeva, 2007;Konuspayeva et al., 2009 ;Al Haj et al., 2010).

1.8.5 Lactose

La teneur en lactose de lait de chamelle varie de 2,40 à 5,80%, la moyenne est de 4,4 ±0,7 %

(Konuspayeva et al., 2009). La grande variation de la teneur en lactose peut être dû au type de

plantes consommées dans les déserts (Khaskheli et al., 2005). Les chameaux préfèrent

généralement les plantes halophiles comme Atriplex, Acacia salosa pour répondre à leurs besoins

physiologiques des sels (Yagil, 1982). Ainsi, le lait de chamelle est parfois décrit comme sucré,

salé et à d'autres moments aussi amers. Il a été signalé que la teneur en lactose est le seul élément

qui reste presque pratiquement inchangé au cours d'une saison et sous conditions hydratés ou

déshydratés (Al Haj et al., 2010).

1.8.6 Teneur en minéraux

La teneur totale en sels minéraux est généralement exprimée en cendres totales, varie de 0,60 à

0,90% en lait de chamelle et la moyenne est de 0,79±0,07 % (Konuspayeva et al., 2009.). Les

variations de la teneur en minéraux ont été attribuées à la variabilité des races, d'alimentation, les

procédures analytiques et la consommation d'eau (Al Haj et al., 2010). Les valeurs moyennes et

écart-type de minéraux du lait de dromadaire sont les suivants: Calcium, 114 ± 13 mg/100g; de

Potassium, 156 ± 38 mg/100g; de Sodium, 59 ± 16 mg/100g; de Fer, 0,29 ± 0,09 mg/100g; de

Magnésium, 10,5 ± 1,8 mg/100g; Manganèse, 0,05 ± 0,03 mg/100g et de Zinc, 0,53 ± 0,08

mg/100g. Les valeurs de ces éléments sont utilisées comme indices dans la recherche et la

detection du fonctionnement du métabolisme du dromadaire. La concentration du sodium dans le

serum du dromadaire est la valeur la plus élevée chez les animmaux domestique (Aichouni et al.,

2013).

Le lait de chamelle est une source riche en chlorure (Khaskheli et al.,.2005) en raison de fourrages

consommés par les chameaux, comme Atriplex et Acacia, qui contient habituellement une forte

teneur en sel (Yagil, 1982). La réduction des composants du lait et la grandes augmentations de la

teneur en chlorure de lait de chamelle déshydraté peut être une autre cause pour le goût salé de lait

de chamelle. Les minéraux Na, K, Fe, Cu et Mn dans le lait de chamelle ont été sensiblement plus

élevé que celui rapporté pour le lait de vache. Le Fer joue un rôle essentiel dans certain nombre de

systèmes biologiques, y compris le transport de l'oxygène et de stockage ainsi que la synthèse

d'ADN (Aichouni et al., 2013). Le Mn est un élément clé qui participe activement dans le


15

métabolisme cellulaire, où la présence de cet élément est important pour le fonctionnement d'un

certain nombre d‘enzymes (Al Haj et al., 2010), y compris les enzymes de la protection cellulaire

contre les dommages des radicaux libres. En outre, la teneur en Ca, P et Mg de lait de chamelle

sont similaires à celui du lait de vache (Al Haj et al., 2010). Aichouni et al. (2013) ont comparé la

composition chimique de certains éléments minéraux dans le sang des chameaux durant la période

estivale et hevernal et ils ont constaté que le taux du phosphore et du calcium trouvé dans le sang

est significativement elevé en hivers par rapport à la saison séche.

1.8.7 Vitamines

Les differents travaux ont rapporté que le lait de chamelle contient de diverses vitamines, telles

que la vitamine C, A, E, D et le groupe B. Le lait de chamelle contient une quantité de vitamine A

et B2 beaucoup moins que le lait de vache, alors que la teneur en vitamine E était identique par

contre le taux et la concentration de la vitamine C dans le lait de chamelle est trois fois plus élevé

que le lait de vache (Farah et al., 1992). La concentration moyenne de la vitamine C dans le lait de

chamelle est 34,16 mg/L (Farah et al., 1992). Par conséquent, le lait cru et fermenté de la chamelle

pourrait être une bonne source de vitamine C pour les personnes vivant dans le désert où les

légumes et les fruits ne sont pas toujours disponibles (Al Haj et al., 2010, El-Agamy, et al., 1998).

Comparé au lait de vache, Il a eté rapporté que la teneur en niacine (B3) est plus élevée dans le lait

de chamelle (Al Haj et al., 2010). Farah et al. (1992) ont signalé que le contenu de la vitamine A

et de la riboflavine (B2) dans le lait de chamelle est inférieur à celui du lait de vache. Les

concentrations moyennes d'acide pantothénique, acide folique et B12 dans le lait de chamelle en

provenance de Jordanie ont été signalés à être beaucoup plus élevé que celui rapporté pour le lait

de vache (Al Haj et al., 2010). Cependant, les concentrations de thiamine (B1) et de la pyridoxine

(B6) dans le lait de chamelle ont été comparables à ceux de lait de vache (Al Haj et al., 2010),

tandis que la concentration de vitamine E était très proche à celle du lait de vache (Farah et al.,

1992).

1.9 Propriétés médicinales du lait de chamelle

L‘utilisation du lait de chamelle contre la famine et aussi comme remède pour différents types de

maladies a été mentionnée en premier lieu dans le musulman Saintes Ecritures, Bukhari, Paroles

du prophète. Cette affirmation est toujours valable aujourd'hui, il peut être de plus en plus motivé

par les résultats de la recherche de la médecine moderne. Un nombre croissant de publications

scientifiques se concentrent sur l‘étude de la vertu médicinale du lait de chamelle qui possède des


16

composants spéciaux. Actuellement, trois maladies courantes que rencontrent les personnes à

travers le monde dans des proportions épidémiques, qui sont les allergies alimentaires, l'autisme et

la maladie de Crohn, qui sont probablement associés à la consommation de lait de vache et de ses

produits. Nous donnons un aperçu de l‘état actuel des connaissances sur les propriétés médicinales

de lait de chamelle.

Le lait de chamelle est très adapté aux besoins nutritionnels de l‘homme, et sa composition a des

similitudes avec le lait maternel. Beaucoup de contes folkloriques ainsi que l'accent de la

recherche scientifique réalisé sur le mythe de propriétés médicinales très puissants de lait de

chamelle ont été portées à l'attention du public au début des années soixante-dix. Ces premièrs

traitements ont été principalement menés dans les pays asiatiques, où les chameaux de Bactriane

prédominent. Recherche sur l‘aspect thérapeutique du lait de dromadaire a débuté tardivement par

apport au lait du chameau bactriane (Yagil et van Creveld, 2000).

1.9.1 Traitement de la tuberculose humaine et les maladies du foie

Urazakov et Bainazarov (1974) et Yagil (1982) ont rapporté que les cliniques de la tuberculose à

Kazaksthan traités avec du lait de chamelle. Les patients, qui ont reçu des thérapies standard avec

le lait de chamelle cru de 1l/j comme supplément, ont pris du poids du corps dû à l‘augmentation

de l‘appétit. En outre, l'amélioration radiologique en termes d'expansion du poumon sans

formation de passe a également été observée. Le traitement a été particulièrement bénéfique pour

les patients atteints de la résistance multiple aux médicaments. Des observations similaires ont été

signalées par Sharmanov et al. (1978); Zagorski et al. (1998) et Zhangabilov et al. (2000).

1.9.2 Le traitement du diabète

Le lait de chamelle contient le double de la quantité d'insuline de lait de vache (Wernery et al.,

2006). Le traitement du diabète discutés lors d'une conférence internationale en Mauritanie (Yagil

et al., 1994), et les études en Inde ont indiqué fermement que le diabète sucré insulino dépendant

(DID ) des patients a considérablement bénéficié de l'apport quotidien de 500 ml de lait de

chamelle, en ayant leur glycémie réduite de manière significative (Agrawal et al., 2002) .

1.9.3 Les allergies au lait

L'allergie au lait est une maladie auto-immune et se produit à l'échelle mondiale dans 1-7 % de

tous les nourrissons. Le lait de chamelle manque la ß-lactoglobuline, un allergène puissant dans le


17

lait de vache, le lait de chamelle fait une alternative puissante pour les enfants souffrant d‘allergies

au lait (Makinen – Kijunen et Palovsvo, 1992).

1.9.4 La sclérose en plaques

Le succès du traitement de la SEP peut être expliqué par une enquête récente décrite par El -

Agamy (2010). Matière grasse du lait de chamelle ne contient pas seulement des acides gras à

longue chaîne (85%), comparativement à des acides gras à chaîne courte (15%), mais aussi la

matière grasse contient de la sphingomyéline, avec une proportion élevée d'acide nervonique, qui

joue un rôle important dans la biosynthèse des cellules nerveuses de la myéline, qui peuvent

prévenir ou même de guérir la SEP.

1.9.5 La maladie de Crohn

Un lien entre la maladie de Crohn et Mycobacterium avium sp. paratuberculosis (MAP) semble

exister. Par conséquent, l'effet du lait de chamelle peut avoir une influence positive sur la gravité

des symptômes de la maladie. Le PAM pourrait entrer la muqueuse humaine comme un

saprophyte, car il n'est pas toujours complètement détruit par la pasteurisation. Stress sévère peut

conduire à une réponse auto-immune secondaire, ouvrant la voie à la maladie de Crohn. Comme

les bactéries appartient à la famille de la tuberculose et que le lait de chamelle a été utilisé pour

traiter la tuberculose, il devient évident que les propriétés bactéricides puissantes de lait de

chamelle, combinées avec PGRP (peptidoglycane protéine recognitian) ont un effet rapide et

positif sur le processus de guérison. En outre, la consommation de lait de chamelle semble

renforcer le système immunitaire du patient. Composants du lait ont été décrits dans diverses

publications par différents auteurs, en définissant clairement les activités bactériostatiques et

virucides que d'autres attributs remarquables de lait de chamelle, générés par les activités de

protéines protectrices (Kappler, 1998).

1.10 Les bactéries lactiques

L‘essor des bactéries lactiques a bénéficié de celui des grands mammifères, producteurs de lait,

commencé il y a 65 millions d‘années.Il s‘est accentué lorsque l‘homme est passé du statut de

chasseur-cueilleur à celui d‘éleveur, il y a environ 8000 ans avant J.-C. Les premiers vases

perforés de petits trous, retrouvés sur les rives du lac de Neuf châtel, datent de 3 000 ans avant J-C

(Tailliez, 2001) (Fig. 5)


18

Le concept des bactéries lactiques comme un groupe d'organismes mis au point au début des

années 1900. Les interactions des bactéries lactiques dans les aliments bénéficié d'une attention

précoce des scientifiques et ils ont abouti à la contribution significative de Pasteur sur la

fermentation d'acide lactique en 1857, suivi par le premier isolement d'une culture bactérienne

pure, Bacterium lactis, par Listeren 1873. L'utilisation de ferments lactiques pour la production de

fromage et de lait caillé a été introduite presque simultanément en 1890 par Weigrnann (Stiles et

Holzapfel, 1997).

Les bactéries lactiques sont des cellules gram-positif, ayant une forme de coques, de bacille ou de

coccobacille. Les cellules sont généralement immobiles, non-sporulées et micro-aérophiles. Elles

ne possèdent ni catalase, ni nitrate-réductase, ni cytochrome-oxydase. Les bactéries lactiques

constituent un groupe de micro-organismes, assez hétérogènes sur les plans physiologiques et

morphologiques, qui ont la particularité de produire, des quantités importantes d‘acide lactiques à

partir de l‘hydrolyse du lactose et de la fermentation du glucose et/ou du galactose. Ces bactéries

montrent des exigences nutritionnelles complexes en glucides fermentescibles, en acides aminés,

peptides, en vitamines et en sels. Leur classification est réalisée en fonction de leur morphologie,

de leur type de fermentation et de leur température optimale de croissance (Cintas et al., 2001;

Renault, 2002; Nair et Surendran, 2005; Patil et al., 2009).


19

Figure 5: Chronologie du développement de la vie sur Terre. Ma, milliards d‘années ; Mo,

Millions d‘années ; M, milliers d‘années (Tailliez, 2001).


20

Les bactéries lactiques sont capables de fermenter les glucides pour l'énergie et la production

d'acide lactique. La voie métabolique du glucose peut être homofermentaire ou

hétérofermentaires. Dans le premier cas, deux molécules de lactates ont généré (comme dans

Streptococcus et Lactococcus), et dans la seconde, le lactate, l'éthanol ou l‘acetate et le dioxyde de

carbone sont produits, comme dans certaines espèces de Lactobacillus et les Leuconostoc. Les

bactéries lactiques sont également capables de produire de petites substances organiques qui

contribuent à donner l'arôme et des attributs organoleptiques spécifiques aux produits (Djadouni et

Kihal, 2012).

Les bactéries lactiques possèdent un système protéolytique complexe qui assure leur croissance

dans des milieux à faibles concentrations en acides aminés libres et oligopeptides comme le lait.

Ce système comprend des protéases situées à la surface cellulaire et une large gamme de

peptidases intracellulaires (Drici et al., 2009 ; Lozo et al.,2011)

Le système protéolytique des lactobacilles reste moins documenté par rapport à celui des

lactocoques qui est bien caractérisé. Les lactobacilles montrent généralement une activité

protéolytique plus prononcée que les lactocoques (Moulay et al., 2008; Roudj et al., 2009).

Des études phylogénétiques basées sur des comparaisons de séquences d'ADN ribosomal séparent

ces bactéries dont le contenu GC s'étend de 33 à 67%. Par exemple, Lactococcus lactis

subsp.cremoris (Lc. cremoris) et Lactococcus lactis subsp. lactis (Lc. lactis) sont caractérisées par

un GC de 34 et 35%, respectivement, alors que celui de Lactobacillus (Lb. bulgaricus) est de 50 %

et que les bifidobactéries peuvent atteindre 67% (Renault, 2002; Françoise, 2010).

Les bactéries lactiques sont des cellules procaryotes, hétérotrophes et chimio-organotrophes. Elles

sont Gram +, généralement immobiles, asporulées et ont des exigences nutritionnelles complexes

pour les acides aminés, les peptides, les vitamines, les sels, les acides gras et les glucides

fermentescibles (Dellaglio et al., 1994).

Il est possible de les classer suivant la nature des produits du métabolisme bactérien obtenus à

partir des glucides. En effet les bactéries homolactiques strictes produisent uniquement de l‘acide

lactique, alors que les bactéries hétérolactiques peuvent produire de l‘acide acétique, de l‘éthanol

et du CO2 en plus de l‘acide lactique.

Les divers genres principaux des bactéries lactiques sont: Lactobacillus, Lactococcus,

Carnobacterium, Enterococcus, Lactosphaera, Leuconostoc, Melissococcus, Oenococcus,

Pediococcus, Streptococcus, Tetragenococcus, Vagococcus et Weissella. D'autres genres sont:

Aerococcus, Microbacterium, Propionibacterium et Bifidobacterium (Atlan, 1996; Carr et al.,

2002; Françoise, 2010; Djadouni et Kihal, 2012). Les bactéries du genre Bifidobacterium ne sont


21

pas considérées comme des bactéries lactiques typiques, mais leur usage se répand en industrie

laitière (Tab. 3).

Les bactéries lactiques sont utilisées pour la fermentation d‘un grand nombre de produits d‘origine

animale ou végétale. Seuls les cinq genres Bifidobacterium, Lactobacillus, Lactococcus,

Leuconostoc et Streptococcus sont communément propagés dans les salles à ferments des

industries laitières ou employés dans la fermentation lactique des produits laitiers (Champagne,

1998). Le rôle principal des bactéries lactiques est la production d‘acide lactique qui influence la

texture, le goût et la qualité microbiologique du fromage. En effet, la production d‘acide facilite la

coagulation des protéines par la présure ainsi que la synérèse. L‘abaissement du pH limite aussi la

croissance des bactéries indésirables (Gilliland, 1985, Mami et al., 2012; Djadouni et Kihal,

2010). Enfin, la production d‘acide lactique intervient également dans le goût des produits

fermentés, soit directement dans les produits frais, soit indirectement en agissant sur les activités

enzymatiques pendant l‘affinage.

Les bactéries lactiques sont des microaérophiles et tolèrent de petites quantités d‘oxygène, mais de

trop grandes teneurs peuvent leur être néfastes. Ceci peut probablement être relié au peroxyde

d‘hydrogène (H2O2) qui est produit dans les cellules en présence d‘air. Le H2O2 doit être éliminé

sinon son accumulation devient toxique. Le système le plus efficace d‘élimination du H2O2 est une

enzyme nommée catalase dont les bactéries lactiques sont déficientes. Les bactéries lactiques

possèdent plutôt une peroxydase, moins efficace que la catalase. Ainsi, comme les bactéries

lactiques n‘éliminent pas facilement le peroxyde, elles sont considérées comme micro-aérophiles.

Les bactéries lactiques aromatisantes comme Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis

produisent des composés aromatisants qui contribuent au goût des produits frais et à la production

de CO2 responsable d‘ouvertures dans le fromage. Enfin, certaines bactéries lactiques tel que les

leuconostocs produisent des exopolysaccharides qui influencent l‘aspect et la texture des produits

fermentés, ainsi que du peroxyde d‘hydrogène et des bactériocines inhibant la croissance de

bactéries indésirables.

Les lactocoques, leuconostocs, lactobacilles et les streptocoques thermophiles se trouvent

principalement dans laits et les crèmes fermentés ainsi que dans les fromages où ils sont en

quantité dominante et dans lesquels ils jouent un rôle irremplaçable en contribuant à la structure et

au goût et en assurant la conservation et la salubrité des produits.

Les lactocoques se présentent sous forme de coques et forment des chaînes de longueur variable.

Ce sont des bactéries homofermentaires ne produisant que de l‘acide lactique L(+), anaérobies

facultatives à micro-aérophiles. Leur température de croissance optimale est proche de 30°C. Ces


22

bactéries sont thermosensibles et ne peuvent pas croître en présence de 6.5% de NaCl, ou lorsque

le pH est supérieur à 9.6 (Dellaglio et al., 1994). Le genre Lactococcus comporte plusieurs espèces

et sous espèces dont les trois types suivants sont utilisés en fabrication fromagère : Lactococcus

lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. cremoris et Lactococcus lactis subsp. lactis biovar.

diacetylactis.

Le type Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis possède un plasmide encodant la

dégradation du citrate en diacétyle, molécule aromatique responsable de l‘arôme du beurre. Les

autres caractères biochimiques sont une croissance à 40°C, en présence de NaCl 4%, et à pH 9,2

(Kihal et al., 1996).

Les leuconostocs se présentent sous forme de coques légèrement ovale généralement des

dilpocoques et forment des chaînes de longueur variable. Chez les cultures jeune moins de 18 h les

chaines sont généralement longues par rapport aux vieilles cultures. Ce sont des bactéries

hétérofermentaires produisant de l‘acide lactique D(+), de l‘acide acétique de l‘éthanol et surtout

du CO2, anaérobes facultatives à micro-aérophiles. Leur température de croissance optimale est

proche de 30°C.

Un lactobacille, encore appelé bacille de Döderlein, est un genre de bactéries à Gram-positif

anaérobies facultatives ou microaérophiles en forme de batonnet. Les espèces du genre

Lactobacillus, forment une partie importante du groupe de bactéries lactiques qui convertissent le

lactose et les autres sucres en acide lactique. Chez les humains, ils sont présents dans le vagin et le

tractus gastro-intestinal, dont ils sont symbiotiques et constituent une petite partie de la flore

intestinale. Ils sont généralement bénins, sauf dans la bouche où ils ont été associés avec des cas

de carie dentaire. De nombreuses espèces sont prédominantes dans le matériel végétal en

décomposition. La production d'acide lactique crée un environnement acide, qui inhibe la

croissance de certaines bactéries nocives. Plusieurs membres du genre ont eu leur génome

séquencé. Certaines espèces de Lactobacillus sont utilisées pour la production de yaourt, fromage,

choucroute, les cornichons, la bière, le vin, le cidre le cacao, et d'autres aliments fermentés, ainsi

que les aliments pour animaux, tels que l'ensilage. Certaines souches de Lactobacillus spp.et

d'autres bactéries lactiques peuvent posséder des propriétés thérapeutiques potentielles, y compris

les anti-inflammatoires et anti-cancers, ainsi que d'autres caractéristiques d'intérêt. Des rapports

ont aussi indiqué que certaines cultures administrées à des animaux ont inhibée des tumeurs du

foie, du côlon, de la vessie et les tumeurs mammaires, en soulignant les effets systémiques des

probiotiques avec des anti-néoplasiques.

http://www.aquaportail.com/definition-1844-bacille.html

http://www.aquaportail.com/definition-380-genre.html

http://www.aquaportail.com/definition-435-bacterie.html

http://www.aquaportail.com/definition-787-gram.html

http://www.aquaportail.com/definition-324-anaerobie.html

http://www.aquaportail.com/definition-3959-microaerophile.html

http://www.aquaportail.com/definition-1100-tige.html

http://www.aquaportail.com/definition-10840-lactose.html

http://www.aquaportail.com/definition-10671-vagin.html

http://www.aquaportail.com/definition-1481-symbiotique.html

http://www.aquaportail.com/definition-3540-flore.html

http://www.aquaportail.com/definition-4256-carie.html

http://www.aquaportail.com/definition-11423-dentaire.html

http://www.aquaportail.com/definition-1987-espece.html

http://www.aquaportail.com/definition-5980-decomposition.html

http://www.aquaportail.com/definition-9038-environnement.html

http://www.aquaportail.com/definition-825-genome.html

http://www.aquaportail.com/definition-11620-yaourt.html

http://www.aquaportail.com/definition-4024-ensilage.html

http://www.aquaportail.com/definition-3276-souche.html

http://www.aquaportail.com/definition-9821-foie.html

http://www.aquaportail.com/definition-1551-vessie.html

http://www.aquaportail.com/definition-6851-systemique.html

http://www.aquaportail.com/definition-12022-probiotique.html


23

MEDECINE

INDUSTRIES

ALIMENTAIRES ET

ALIMENTS POUR

ANIMAUX

CHIMIE

UTILISE

BACTERIES LACTIQUES

INGREDIENTS FONCTIONNELS PROBIOTIQUES ENZYMES

VITAMINES

EXOPOLYSACCHARIDES

EDULCORANTS

HYPOCALORIQUES

CULTURES STARTERS

PRODUITS LAITIERS PRODUITS NON LAITIERS

AGENTS ANTIMICROBIENS

SECTEUR DE LA MEDECINE BIOCONSERVATEURS

Les bactéries lactiques constituent un groupe bactérien largement utilisé dans l'industrie

alimentaire dont les principaux genres utilisés sont Lactococcus, Lactobacillus, Leuconostoc,

Pediococcus et Streptococcuss (Carr et al., 2002) (Fig 6).

Figure 6 : Utilisations et le fonctionnement des ingrédients des bactéries lactiques

(Florou-Paneri et al., 2013)


24

Tableau 3: Classification des grands groupes des bactéries lactiques (Stiles et Holzapfel, 1997,

Carr et al., 2002 )

Genres Formes Catalase Nitrate

réductase Fermentation Genres bactériens

Betabactérium

Thermobacterium

Streptobacterium

Streptococcus

Betacoccus

Tetracoccus

Bacille

Bacille

Bacille

coque

coque

coque

-

-

-

-

-

+

-

-

-

-

-

+

Hétérofermentaire

Homofermentaire

Homofermentaire

Homofermentaire

Hétérofermentaire

Homofermentaire

Lactobacillus

Weissella

Lactobacillus

Lactobacillus

Carnobacterium

Streptococcus

Enterococcus

Lactococcus

Vagococcus

Leuconostoc

Oenococcus

Weissella

Pediococcus

Tetragenococcus

1.11 Les substances antimicrobiennes produites par les bactéries lactiques

1.11.1 Les acides organique

L'effet antimicrobien primaire exercé par les bactéries lactiques est la production d'acide lactique

et de réduction du pH (Daeschel, 1989). Les acides organiques sont produits soit par la voie

homofermentaire, soit par la voie hétérofermentaire. Le métabolisme du pyruvate conduit à la

formation uniquement d‘acide lactique chez les homofermentaires tandis qu‘il conduit à la

formation d‘acide lactique, acétique et formique, d‘éthanol et de dioxyde de carbone chez les

hétérofermentaires (Liu, 2003).

L‘effet antagoniste des acides organiques résulte de l‘action de leur forme non dissociée. En effet,

la forme non dissociée de l‘acide peut traverser passivement la membrane et acidifier le

cytoplasme par libération du proton, ce qui affecte le métabolisme cellulaire en inhibant certaines

fonctions (Klaenhammer, 1993; Janssen et al., 2007).

1.11.2 Peroxyde d’hydrogène

Le peroxyde d'hydrogène (H2O2) est produit par les bactéries lactiques en présence d'oxygène à la

suite de l'action des oxydases ou des flavoprotéine dinucléotide (NADH), le nicotinamide adénine

peroxydase. L'effet antimicrobien de H2O2 peut résulter de l'oxydation de groupes sulfhydrile

provoquant la dénaturation d'un certain nombre d'enzymes, et de la peroxydation des lipides


25

membranaires qui augmentent la perméabilité de la membrane. H2O2 peut être aussi un précurseur

pour la production des radicaux libres bactéricides tels que les superoxydes (O2) et les radicaux

hydroxyles (OH) qui peuvent endommager l'ADN (Ammor et al., 2006)

1.11.3 Reutérine

La reutérine (β-hydroxypropionaldéhyde) est une molécule ayant une activité antimicrobienne à

un large spectre vis-à-vis des bactéries pathogènes d'origine alimentaire et des microorganismes de

détérioration. La reutérine est soluble dans l'eau, résistant à la chaleur, aux enzymes protéolytiques

et lipolytiques et elle est stable sur une large gamme de pH. L‘utilisation de la reutérine pour

contrôler les germes pathogènes Gram-positives et Gram-négatif a été étudiée dans le lait, les

produits laitiers et les produits carnés (Arqués et al., 2011).

1.11.4 Diacétyle

Le diacétyle, est un composant d'arôme, produit par des souches lactiques qui fermentent le

citrate. Ce composant inhibe la croissance des bactéries Gram-négatives en réagissant avec

l'utilisation d‘arginine. Jay (1982) a montré que les bactéries Gram-négatives étaient plus sensibles

au diacétyle que les bactéries Gram-positives.Le diacétyle à 34,4 µg/ml inhibe les souches de

Listeria, Salmonella, Yersinia, E. coli et Aeromonas (Ammor et al., 2006)

1.11.5 Le dioxyde de carbone

Le dioxyde de carbone est produit principalement par les bactéries lactiques hétérofermentaires

des espèces de Leuconostoc et de Lactobacillus hétérofermentaires. Le mécanisme de son action

antimicrobienne est méconnu. Cependant, le CO2 peut jouer un rôle dans la création d'un

environnement anaérobie qui inhibe la décarboxylation enzymatique, et l'accumulation de CO2

dans la bicouche lipidique de la membrane peut entraîner un dysfonctionnement de la

perméabilité. Le CO2 peut inhiber efficacement la croissance de nombreux micro-organismes

d'altération des aliments, en particulier des bactéries psychrotrophes Gram-négatives (Farber,

1991). Le degré d'inhibition de CO2 varie considérablement entre les organismes. CO2 à 10% (v/v)

pourrait réduire le nombre de bactéries totales par 50% (v/v), et à 20-50%, il avait une forte

activité antifongique (Ammor et al., 2006).


26

1.11.6 Les bactériocines

1.11.6.1 Définition des bactériocines

Les bactéries lactiques produisent une variété de peptides ou des protéines ayant une activité

antibactérienne. Ces molécules appelées bactériocines pourraient être mieux utilisées dans

diverses transformations laitières, notamment pour assurer la sécurité hygiénique de certains

fromages (Benhamouche et al., 2012).

Différentes définitions des bactériocines ont été données au cours du temps. Cependant, la

définition qui reste la plus largement acceptée est celle de Klaenhammer (1988) qui définit les

bactériocines comme des protéines, ou complexes protéiques. Le spectre d'action des bactériocines

est plutôt étroit, limité aux espèces taxonomiquement proches du producteur. La synthèse d'une

protéine d'immunité protège l'organisme contre sa propre bactériocine (Héchard et al., 1993).

Les bactériocines représentent une large classe de substances antagonistes qui varient

considérablement du point de vue de leur poids moléculaire, de leurs propriétés biochimiques, de

leur spectre d‘action et de leur mode d‘action (Klaenhammer, 1988). Toutes les bactériocines

produites par des bactéries lactiques décrites jusqu‘à présent ont une activité dirigée contre les

bactéries à Gram+. Aucune bactériocine produite par des bactéries lactiques avec une activité

contre des bactéries à Gram- n‘a été décrite, la membrane externe des bactéries à Gram

- ne

permettant pas aux bactériocines d‘atteindre la membrane interne, siège de leur activité (Dortu et

Thonart, 2009).

Les bactériocines diffèrent de la plupart des antibiotiques thérapeutiques, sont des agents

protéiniques qui sont digérés rapidement par les protéases dans le tractus digestif humain (Parada

et al., 2007).

Les bactériocines présentent un spectre d‘activité étroit envers des espèces pathogènes. Elles ont

un optimum de stabilité, de solubilité et d'activité à pH acide. Elles sont inactivées par les

protéases et sont thermostables (Labioui et al., 2005)

Ces substances représentent un intérêt dans la conservation des denrées alimentaires par leur

capacité à réguler la microflore existant dans les produits fermentés et inhibent la croissance des

germes pathogènes (Dortu et Thonart, 2008).

En agro-alimentaire seule la nisine synthétisée par Lactococcus lactis est utilisée comme additif

alimentaire afin d‘inhiber la croissance des espèces nuisibles responsables des intoxications

(Doumandji et al., 2010). La nisine est efficace contre les germes pathogènes tels que Listeria

monocytogenes, Staphylococcus aureus, Clostridium tyrobutiricum (Kalchayanand et al., 2008).


27

1.11.6.2 Le spectre d’activité des bactériocines

Les bactériocines ont un mécanisme d'action commun sur les cellules sensibles par la formation de

complexes de poration transitoires ou des canaux ioniques dans la membrane cytoplasmique qui

provoque la dissipation totale ou importante de la force motrice de protons (Arqués et al., 2011).

Les bactériocines sont des peptides ribosomaux (Benmechernene et al., 2013). Leur action est

généralement inactive contre les bactéries à Gram négatif en raison de la présence de la membrane

externe (Dortu, 2008; Benhamouche et al., 2012) et présentent un spectre d‘activité

antimicrobienne à large spectre étroit au sein de la même espèce ou d'un large spectre à travers les

genres, ils peuvent donc créer un avantage sélectif pour la souche productrice et contribuer à

l'inhibition des micro-organismes d'altération et pathogènes (Jans et al., 2012).

1.11.6.3 La biopréservation :

Les bactéries lactiques ont été réalisées comme un groupe de bactéries bio- préservatif au début

des années 1900 (Narayanapillai et al., 2012).

Nisine, la seule bactériocine autorisée comme agent de conservateur alimentaire dans plus de 50

pays, est produite par certains Lactoccocus lactis et il est actif contre les bactéries à Gram

positives indésirables associés aux aliments. La combinaison des bactériocines avec d'autres

agents antimicrobiens, afin de réduire la sélection pour la résistance aux bactériocines des souches

cible ou pour prolonger son activité inhibitrice de bactéries gram-négatives ont été rapportés

(Amoor et al., 2006; Arqués et al., 2011).

L‘intérêt des agents antimicrobiens produits naturellement, comme les bactériocines, est en

augmentation, puisque les consommateurs de nos jours demandent des aliments ‗‗ naturels‘‘ et peu

transformés (Herreros et al., 2005). Les bactériocines produites par les bactéries lactiques ont reçu

une attention considérable au cours des dernières années pour leur possible bio-préservative dans

les aliments, avec une réduction résultante de l'utilisation de conservateurs chimiques

(Narayanapillai et al., 2012).

Plusieurs bactériocines de bactéries lactiques offrent des applications potentielles dans la

conservation des aliments et l'utilisation des bactériocines dans l'industrie alimentaire peuvent

aider à réduire l'ajout de conservateurs chimiques ainsi que l'intensité des traitements thermiques,

qui peuvent produire des aliments qui ne sont plus naturellement préservés et riches en

organoleptique et qui réduisent les propriétés nutritionnelles (Mami et al., 2008).

Néanmoins, les propriétés chimiques et physiques de l'aliment, comme le pH, enzymes, graisses et

additifs peuvent limiter l'activité antimicrobienne des composés naturels. La recherche sur les


28

effets synergiques de l'action combinée des agents de conservation naturels pour augmenter a

létalité microbienne pourrait atteindre un meilleur niveau de sécurité des produits selon le concept

d'obstacle de conservation des aliments qui serait bénéfique pour les consommateurs et les

producteurs (Arqués et al., 2011).

1.11.6.4 Classification des bactériocines

Les bactériocines produites par les bactéries lactiques sont réparties en quatre classes, comme

proposé par Klaenhammer (1993). Ces quatre classes sont :

Classe I. Les lantibiotiques : peptides de taille inférieure à 5 kDa, stables à la chaleur et qui

contiennent des acides aminés inhabituels soufrés formés post traductionnellement, c‘est-à-dire la

lanthionine, la β-méthyl lanthionine, la déhydrobutyrine et la déhydroalanine (Rajaram et al.,

2010) (T ab.4).

La classe Ia qui comprend des peptides cationiques hydrophobes allongés contenant

jusqu‘à 34 acides aminés.

La classe Ib qui comprend les peptides globulaires chargés négativement ou sans charge

nette et contenant jusqu‘à 19 acides aminés. Certains lantibiotiques sont par ailleurs

constitués de deux peptides agissant ensemble pour avoir une activité comme la lacticine

3147(Dortu et Thonart, 2009).

Classe II. Peptides de taille inférieure à 10 kDa, stables à la chaleur (Rajaram et al., 2010), ne

contenant pas d‘acides aminés modifiés. Leur point isoélectrique varie entre 8 et 10 (Dortu et

Thonart, 2009).

Cette classe est divisée en trois sous-classes :

Classe IIa : contiennent entre 27 et 48 acides aminés et ont toutes une partie N-terminale

hydrophobe contenant la séquence consensus YGNGV ainsi qu‘un pont disulfure et une partie

C-terminale moins conservée, hydrophobe ou amphiphile qui détermine la spécificité d‘action.

Elles ont toutes une activité contre Listeria monocytogenes. Certaines bactériocines de cette

sous-classe contiennent également un deuxième pont disulfure dans leur domaine C-terminale

qui semble être important dans la stabilisation de la structure tertiaire. Il semble par ailleurs

qu‘il leur conférerait une meilleure activité antimicrobienne, une meilleure résistance à

l‘exposition à des hautes températures et un spectre d‘action plus large (Dortu et Thonart,

2009).

La sous-classe IIb : comprend les bactériocines ayant besoin de deux peptides pour avoir

une activité. Deux types de classe IIb peuvent être distingués :


29

Le type E (Enhancing) où la fonction d‘un des deux peptides est d‘augmenter l‘activité de

l‘autre et le type S (Synergy) où les deux peptides sont complémentaires (Dortu et Thonart,

2009).

La sous-classe IIc contient les bactériocines ne pouvant pas être classées dans les autres

sous-classes.

Classe III. Protéines de taille supérieure à 30 kDa et sensibles à la chaleur (Khay et al.,2011).La

structure et le mode d‘action de ces bactériocines diffèrent complètement des autres bactériocines

produites par les bactéries lactiques.Cette classe ne contient que quatre bactériocines :

L‘helveticin J produite par Lactobacillus helveticus A, l‘enterolysin A produite par Enterococcus

faecium, la zoocin A produite par Spreptococcus zooepidemicus et la millericin B produite par

Streptococcus milleri (Dortu et Thonart, 2009).

Classe IV. Peptides requérant une partie carbohydratée ou lipidique pour avoir une activité. Ils

sont relativement hydrophobes et stable à la chaleur. Aucune bactériocine de cette classe n‘a été

décrite (Dortu et al., 2008 ; Rajaram et al., 2010).

Récemment, un certain nombre de bactériocines de bactéries lactiques ont été biochimiquement et

génétiquement caractérisés (Domínguez-Manzano et Jiménez-Díaz, 2013)


30

Tableau 4: Classification des bactériocines (bactéries à Gram positif) (Garneau et al., 2002).

Classe Caractéristiques et sous-classes

I. Lantibiotiques: Des peptides produits ribosomiaux qui subissent d'importantes

modifications post-traductionnelles

Les petits peptides (<5 kDa) contenant lanthionine et méthyl

lanthionine

Ia. Molécules flexibles par rapport à Ib

Ib. Peptides globulaires sans charge nette ou une charge négative

nette

II. Non

Lantibiotiques:

a

Faible poids moléculaire (<10 kDa), les peptides thermostables

exclusivement constituée par des acides aminés non modifiés

Les Ribosomes synthétisés comme prepeptides inactifs qui sont

activées par clivage post-traductionnelle du peptide de tête N-

terminale

IIa. Les peptides simples anti-listeria qui contiennent motif d'acides

aminés YGNGVXC près de leurs extrémités N-terminales

IIb. Deux peptides de Bactériocines

IIc. Bactériocines produites par des cellulesde pauvre-parcours

III.Non

Lantibiotiques:

De hauts poids moléculaires (> 30 kDa), des protéines faibles chaleur

IVb

Complexes de Bactériocines portant des fractions de lipides ou de

glucides

Matériel et méthodes

Chapitre II:

2-Matériel et méthodes


31

2.1 Provenance des échantillons et échantillonnage

Durant les trois années d‘étude (2011 à 2013) nous avons prélévé et analysé quarante échantillons

(40) du lait de chamelle qui ont été recueillis dans trois régions différentes du sud ouest algérien

EL bayadh (Elkhietar), Bechar (Abadla) et Naâma. Les échantillons du lait de chamelle d‘Abadla

provient de la race Oueld sidi cheikh (pelage foncé) d‘où on a collecté quatre échantillons le 23

septembre 2011, les‘échantillons d‘El Bayad proviennent de race Rguibi (pelage claire de couleur

blanche ou pie (blan, noir) ou on a collecté six échantillon le 26 septembre 2011 et 10 échantillons

du lait de chamelle de Naâma ont été collectés le 09 février 2012. Les échantillons prélevés dans

des flacons stériles ont été soumis aux analyses de température, pH puis ils ont été transportés au

laboratoire de microbiologie appliquée (Faculté des Sciences, Université d'Oran, es-senia) dans un

récipient isotherme pour l'analyse physico-chimique et microbiologique (Tab. 5).

Les chamelles de ces trois régions, leur alimentation est basée essentiellement sur les plantes des

parcours sahariens: Acacia raddiana Savi (Talha), Artemisia herba alba Asso (Chih), Euphorbia

guyoniana Boiss. Rent. (Moulbina), Trananurn nudatum Del. (Damrane), Retanta retarn Webb.

(Rtam) (Maiza et al 1993).

Tableau 5:Date de prélèvementet provenancedes échantillonsdelaitcru de chamelle à partir de

différentes régions de l‘ouest algérien.

Régions Race Nombre

d’échantillon

Date

Bechar (Abadla) Ouled sidi Cheikh

Rguibi

04

04

23 Septembre, 2011

22 mars 2012

Al-Bayadh (Elkheitar) Rguibi 06

06

26 Septembre, 2011

23 mars 2012

Naama(Bouktab) Rguibi

10

10

09 Février, 2012

23 mars 2012

Total 40 06


32

2.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle

Les analyses physico-chimiques ont consisté à mesurer: la température (avec un thermomètre

électronique); le pH (pH mètre Hanna instruments), la densité (avec un thermo-lactodensimètre

réglé à une température de 20 °C) ; l‘acidité dornic par titration à l‘aide d‘une burette graduée, un

mélange de 10 mL de lait et 2 à 3 gouttes de phénolphtaléine à 1 % (w/v) dans de l‘éthanol, puis

titration par solution de NaOH (N/9); la matière sèche, après dessiccation par évaporation à 103°C

pendant 4 h, de 5 g de lait déposé dans une capsule séchée à 103 °C pendant 4h puis tarée ; les

cendres totales, après incinération au four à Moufle à 500 °C pendant 3 h de 5 g de lait déposé

dans une capsule sèche et tarée ; le taux de matière grasse par la méthode de Gerber ; dans un

butyromètre ont introduits 10 mL d‘acide sulfurique concentré, puis 11 mL de lait et 1 mL

d‘alcool amylique ; le butyromètre est bouché puis retourné 3 à 4 fois pour bien mélanger les trois

produits ; la lecture directe du taux de matière grasses est faite sur la branche graduée du

butyromètre retourné après centrifugation pendant 3 à 5 min à 1000 g (Koussou et al., 2007 ;

Javaid et al., 2009).

2.2.1. Dosage des protéines

2.2.1.1 Préparation des échantillons

La préparation des échantillons destinés à l'analyse spéctrophotométrique et électrophorétique,

s'effectue selon les étapes présentés sur la figure (7).

L'écrémage, est réalisé par centrifugation du lait à 3500xg/20 min à 4°C. Le lait est préalablement

porté pendant 10 min au bain marie à 30 - 35°C, en utilisant une agitation douce, afin de permettre

la remontée de la matière grasse en surface. La centrifugation à basse température permet ainsi

d‘avoir une bonne prise en masse de cette matière grasse en surface.


33

Figure 7: Étapes suivies pour l‘isolement des protéines totales

2.2.1.2 Étapes de dosage des protéines

Le dosage des protéines est déterminé selon la méthode de Bradford (1976).

Une courbe étalon est élaborée en utilisant une solution sérum bovine albumine (1mg/ml)

préparé dans 10 ml d‘eau distillée. Une série de tube en triple exemplaire doit être préparée

comme suit (Tab. 6).

Tableau 6 : Méthode de préparation de la gamme étalon pour le dosage des protéines total du lait

cru de chamelle

Dilution ½ 1/3 ¼ 1/5 1/6 1/7 1/8 1/9

SBA µl 100 100 100 100 100 100 100 100

Eau distillée µl 200 300 400 500 600 700 800 900


34

2 ml de réactif de Bradford est ensuite ajouté à 100 µl d‘échantillon dans chaque tube. Les

tubes sont laissés à température ambiante pendant 2 min.

La lecture de l‘absorbance effectuée à 595 nm permet de tracer la courbe d‘étalon de la

densité optique en fonction de la concentration protéique.

Pour le dosage des protéines totales dans nos échantillons on mélange 2 ml de réactif

Bradford à 100µl de chaque échantillon .Après mesure de la densité optique la

concentration protéique était déduite graphiquement à partir de courbe étalon.

2.2.1.3 Le profil protéique

La diversité des protéines sont détermines par électrophorèse sur gel de Polyacrilamide selon les

conditions décrites par Laemmli, (1970). Les échantillons ainsi que les marqueurs, repris volume à

volume dans le tampon échantillon sont séparés sur gel de polyacrylamide constitué d‘un gel de

séparation à 10 % et d‘un gel de concentration à 5 % (Ghazi et al., 2009). La migration

électrophorètique est réalisée grâce à un système d‘électrophorèse «Max Fill Bioblock Scientific».

La révélation des protéines ainsi séparées se fait par la coloration du gel au bleu de Coomassie (R-

250) pendant deux heures.

La détermination du poids moléculaire des bandes séparées s‘effectue en faisant migrer dans un

puits, et dans les mêmes conditions, des protéines étalons de PM connus. Un mélange de marqueur

de taille a été préparé avec sérum bovine albumine de (68 kDa), la caséine (24 kDa), α-

lactalbumine (14 kDa), ovalbumine (45 kDa), la lactoferrine (72 kDa) et β-lactoglobuline (18

kDa) (Buffoni et al., 2011).

2.3 Analyse microbiologiques

2.3.1 La qualité hygienique du lait cru de chamelle

Dix (10) mL d'échantillon de lait de chamelle ont été homogénéisés avec 90 mL d'eau

physiologique stérile pour réaliser une première dilution (10-1

). La suspension mère a été utilisée

pour réaliser une série de dilutions décimales appropriées jusqu'à 10-8

en incorporant 1 ml de la

dilution primaire dans des tubes stériles contenant 9 ml d'eau physiologiques stérile (Khedid et al

2009). La flore mésophile aérobie totale (FMAT), est dénombrée sur gélose PCA (Annexe)

incubée 24 h à 30°C. Les coliformes sont recherchés sur gélose lactosée et citratée au

désoxycholate (DCL) (Annexe) incubée 24 heures à 37°C pour les coliformes totaux et à 44°C

pour les coliformes fécaux. Les staphylocoques sont dénombrés sur milieu Chapman (Annesxe) et

incubée 48 heures à 37°C. Les Clostridium sulfito-réducteurs sont dénombrés sur milieu VF


35

(Viande Foie) Agar (Annexe) en tubes pour favoriser les conditions d‘anaérobiose, avec un

traitement thermique 10 min à 80°C àfin d‘activer les spores, Les tubes sont incubés 48 h à 37°C.

Seules les colonies noires sont comptées. La flore fongique est dénombrée sur milieux gélosé

Extrait de Malt (Annexe) incubée 72 h à 30°C.

2.3.2 L'isolement et le dénombrement des bactéries lactiques

1 ml de chaque dilution doit être utilisé pour l‘ensemencement en profondeur de milieu de

culture spécifique pour la croissance des bactéries lactiques MRS et M17 (anexe).

Les milieux de culture de base utilisés sont des milieux MRS (de Man et al., 1960)

(Annexe), M17 (Terzaghi et Sandine, 1975) (Annexe) soit liquides, soit solides par addition d‘agar

2% pour les milieux solides décrits par la Fédération Internationale du Lait (FIL, 1996). Après

incubation (30°C, 24 à 48h), un examen microscopique est effectué après coloration de Gram. La

forme des cellules et leur mode d‘association sont notés.

Les isolats à Gram+ et catalase - sont repiqués de façon alternée sur milieu MRS liquide et

solide (ou M17 liquide ou solide) jusqu‘à purification. A chaque fois, 7 à 10 colonies bien isolées

sont prélevées du milieu MRS solide (ou M17 solide) et transférée sur MRS liquide (ou M17

liquide) et vice versa. La pureté de la souche est vérifiée par une observation microscopique;

l‘aspect des colonies (forme, couleur, taille) et l‘aspect caractéristique de la culture des bactéries

lactiques en milieu liquide. La pureté de la souche doit être obligatoirement contrôlée par un

examen microscopique.

2.3.3 Conservation des bactéries lactiques

2.3.3.1 La conservation à court terme

La conservation des isolats purifiés est réalisée par ensemencement sur gélose inclinée. Après

incubation à 30°C pendant 18 heures, les tubes sont conservés à + 4°C. Le renouvellement des

cultures se fait tous les trois semaines (Saidi et al., 2002).

2.3.3.2 La conservation à long terme

A partir des jeunes cultures (18 h) sur milieu liquide, les cellules sont récupérées par

centrifugation à 4000 t/min pendant 10 min. Une fois le surnageant éliminé, on ajoute le milieu de

conservation sur le culot. Le milieu de conservation contient du lait écrémé 0,2% d‘extrait de levure

et 30% de glycérol. Les cultures sont conservées en suspension dense et en tubes Eppendorfs à -


36

20°C. En cas de besoin, les cultures sont repiquées dans le lait écrémé à 0,5% d‘extrait de levure,

avant utilisation (Saidi et al., 2002, Guessas et Kihal 2004 ).

2.3.4 Identifications des isolats

Les analyses entamées nous permettent de classer les isolats en différents genres. Pour

l‘identification au niveau espèce et sous espèces, les tests biochimiques s‘avèrent nécessaires pour

mener à bien cette tache.

L'identification des isolats de bactéries lactiques a été réalisée en plusieurs étapes:

La croissance en présence de NaCl (4% et 6,5%) et à pH 9,6.

L‘habilité à croître sur milieu M17 en présence de NaCl à différentes concentrations de

NaCl (4% et 6,5%) et à pH de 9,6 a été observé pendant 2 à 3 jours d‘incubation. Les lactocoques

ne poussent pas en présence de 6,5% de NaCl; ce test permet de séparer les lactocoques

(streptocoques lactiques), des entérocoques (streptocoques fécaux) (Devriese et al., 1993, Badis et

al., 2004).

La thermorésistance est réalisé uniquement pour les cocci, sur MRS liquide et

solide (ou M17 liquide et solide) à une température de 60°C pendant 30 min (Samelis et al. 1994).

Pour les souches qui se sont développées après ce traitement le test a été refait à 63,5 °C pendant

30 min (Stiles et Holtzapfel, 1997; Klein et al., 1998; Badis et al., 2005).

La croissance à 10°C et à 45°C a été effectuée.

L‘hydrolyse de l‘esculine détectée par le noircissement du bouillon MRS modifié

contenant 0,5 % d‘esculine et 0,05 % de citrate ferrique ammoniacal la lecture est faite après 24 h

à 48 h, par rapport a un témoin non ensemencé.

Le type fermentaire, par définition, l‘hétérofermentation est la capacité des

bactéries lactiques à produire des molécules différentes du lactate telles que le CO2, l‘acétate,

l‘éthanol à partir de la dégradation des sucres.

L‘ensemencement des souches s‘effectue dans un milieu liquide (M17 ou MRS)

contenant au préalable une cloche de Durham (Harrigan et McCance, 1976; Garvie, 1984;

Schillinger et Lücke, 1987). Le bouillon contenant la souche est recouvert de paraffine et

l‘ensemble est mis à incuber à 30°C. Les tubes sont observés pendant 3 à 5 jours en fonction de

l‘aspect du milieu (trouble), le décollement de la paraffine, et le dégagement gazeux dans la


37

cloche. La production du gaz dans la cloche indique que la souche est hétérofermentaire, dans le

cas contraire elle est homofermentaire.

Recherche de l‘arginine dihydrolase (ADH). Le milieu M16 BPC de (Thomas,

1973) permet la détection de la dégradation de l‘arginine par les bactéries lactiques possédant une

arginine dihydrolase et la libération de NH3 se manifeste par une réalcalinisation du milieu et une

neutralisation de l‘acidité produite par les souches lactiques.

2.3.5 Détermination de l’espèce

2.3.5.1 Profil fermentaire des carbohydrates

La fermentation des carbohydrates en galeries classiques de tubes sur milieu liquide MRS (voir

annexe) contenant le pourpre de bromocrésol (0,04 g/l) comme indicateur de pH et additionné

avec 1% de carbohydrates. Les carbohydrates testés sont : (arabinose, ribose, xylose, galactose,

fructose, mannitol, sorbitol, cellobiose, maltose, lactose, melibiose, succrose, trehalose, raffinose,

esculin). Ce test est réalisé dans des mini préparations en plaque ELISA (Boumehira et al., 2011;

Guessas et al., 2012).

2.3.6 Caractérisation technologique

2.3.6.1 Production des composés aromatiques

La production d‘acétoïne (acétylméthylcarbinol) est testée sur milieu Clark et Lubs (voir annexe).

Les souches sont cultivées sur ce milieu; Après 24h d‘incubation, le test se fait par la réaction de

Voges-Proskaeur dite réaction de V.P (Avril et al., 1992).

Dans un tube à hémolyse, 2 ml de cette culture sont transvasés, 0,5 ml d‘une solution de soude

(NaOH) à 16% dans l‘eau distillée (VP1) et 0,5 ml de réactif α-naphtol à 6% dans l‘alcool absolu

(VP2). On agite soigneusement les tubes et on laisse au repos 5 à 10 min à température ambiante. La

production d‘acétoïne se traduit par l‘apparition d‘un anneau ou la diffusion de la couleur rose à la

surface du milieu. (Zourari et al., 1992 et Djadouni et Kihal, 2012).

2.3.6.2 Production de dextrane

La production du dextrane à partir du saccharose est mise en évidence sur milieu solide MSE (voir

annexe) qui est ensemencé par striation puis incubé pendant 48 h à 30°C. (Zarour et al., 2012). Les

souches productrices de dextrane sont caractérisées par la formation de colonies larges, visqueuses et

gluantes


38

2.3.6.3 Utilisation du citrate en présence de sucre fermentescible (glucose)

L‘utilisation du citrate est étudiée sur milieu Kempler et Mc Kay (1980) (voir annexe). Ce milieu

contient une solution de ferricyanide de potassium et une solution de citrate ferrique. La présence

du citrate dans le milieu inhibe la réaction entre l‘ion ferrique et le ferricyanide de potassium. La

fermentation du citrate est recherchée sur le milieu de Kempler et McKay (KMK) qui est

ensemencé par striation puis incubé pendant 48h à 30°C. La capacité de fermenter le citrate par les

souches testées est révélé par l‘obtention de colonies bleues.

2.3.6.4 Etude de l’activité protéolytique

L'aptitude à la protéolyse des caséines du lait des différentes espèces est recherchée sur milieu

PCA lait (voir annexe), L'appréciation de l'activité protéolytique se fait par l'apparition d'un Halot

claire autours de la colines (Badis et al., 2004, Moulay et al., 2006; Drici et al., 2009,).

2.3.6.5 La détermination de l’acidité dornic

Un prélèvement de 10 ml de la culture est transféré dans une fiole conique de 100 ml et 5 gouttes

d'une solution de phénophtaléine (2 mg/ml dans l'éthanol 60°) sont ajoutées. La neutralisation de

l'acidité par NaOH 1/9N jusqu'à apparition d'une couleur rose persistante et le volume est noté à

partir de la solution titrante indiquant ainsi l'acidité produite estimée en degré dornic (Kihal et al.,

1996, Rahli et al., 2013, Mami et al., 2014).

2.4 Etude de la cinétique de croissance

2.4.1 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d’acidification

La cinétique de croissance des six souches a été réalisée sur milieu MRS pH 6,8. A partir d‘une

culture jeune sur milieu MRS pH 6,8, 100µl est prélevé et mise dans un tube stérile contenant

10ml de MRS pH 6,8. Les tubes étaient incubés à différentes températures (30, 37 et 45°C). A

chaque point d‘observation choisis (0, 2, 4, 6, 8, 18, 24 et 48h), la croissance bactérienne était

suivie par mesure de la densité optique à 600 nm etl‘acidification du milieu par pH mètre.

2.4.2 Effet de la source de carbone sur la Cinétique de croissance et d’acidification

La cinétique de croissance des six souches a été réalisée sur milieu MRS modifié à pH 6,8 (voir

annexe). Le culot cellulaire est obtenu par centrifugation des cultures jeune en milieu MRS des

souches retenus (après 18 h d'incubation). Le culot est lavé dans du Eau physiologique (EP) par

centrifugation 4000 g pendant 5 min. Le culot ainsi obtenu est dilué dans 2 ml d‘EP, 100µl de

cette solution est répartie dans 10 ml de milieu MRS sans: extrait de viande, extrait de viande et


39

glucose, Un milieu MRS avec glucose et ou le milieu MRS glucose a été remplacé par le fructose,

galactose, amidon et glycérol. L'incubation se fait à 30°C. Une lecture de la densité optique à 600

nm et du pH est faite à intervalle de temps.

2.5 Les inhibitions inter-bactériennes

Les inhibitions inter- bactérienne étaient mises en évidence par différentes méthodes :

2.5.1 Méthode de Flemming et ces collaborateurs

Après 18 h d‘incubation à 30°C, les bactéries étaient ensemencées en touches à l‘aide d‘un

inoculateur multipoint sur la surface du milieu MRS solide. Les touches sont mises à sécher à

température ambiante pendant 30 min, puis à 30°C pendant 18h. 7 ml de gélose molle (0,7 %

d‘agar) contenait 100 µl d‘une culture de 18 h de la souche considéré comme indicatrice est coulé.

Après solidification, les boites de Pétri est met à incubé à 37°C pendant 24h. L‘inhibition de

croissance de la souche indicatrice conduit à la formation d‘une zone claire autour des souches

ensemencées en touches.

2.5.2 Méthode de Barefoot et Klanenhamer

Elle repose sur la diffusion d‘agent inhibiteur dans des puits creusés dans une gélose contenant

dans sa masse une souche indicatrice. Des boites de Pétri contenant 15ml de gélose MRS (voir

anexe) étaient recouvertes de 7 ml de gélose molle de MH (voir annexe) ensemencée de la souche

indicatrice. Après solidification, des puits de 4 mm de diamètre étaient creusés dans la gélose (à

travers la couche supérieure) à l‘aide d‘une cloche de durham stérile. Les boites étaient ensuite

séchées à température ambiante pendant 15 min avant que les puits soient remplis d‘extrait de

culture. Après diffusion de l‘extrait brut de la culture dans la gélose (deux à quatre heures à

température ambiante), les boites sont incubées pendant 24h à 37°C puis examinées pour la

présence des zones d‘inhibitions (zone claire dans une nappe trouble formée par la croissance de la

bactérie indicatrice).

2.5.3 Détermination de la nature de l’agent inhibiteur

Afin de déterminer la nature de la substance inhibitrice produite par les bactéries lactiques, il est

impératif de réaliser une série de test.


40

Inhibition due au eau oxygéné (H2O2)

Pour écarter l‘effet du peroxyde d‘hydrogène dans l‘inhibition des souches pathogènes, les

surnagents des cultures des bactéries lactiques sont traités par 1 mg/ml de catalase puis incubée à

37°C pendant 1 heure. Le surnageant est stérilisé par filtration et testé par la méthode des puits sur

les bactéries pathogènes.

Inhibition due à l’acide lactique

L‘acide lactique est un facteur majeur dans les inhibitions par les bactéries lactiques. Afin

d‘éliminer son effet, les bactéries lactiques sont cultivées dans du MRS liquide tamponné; ainsi

l‘acide lactique produit par la souche lactique sera neutralisé et seule la substance antimicrobienne

si elle est produite exprime son action sur les souches pathogènes.

Recherche de la nature protéique de la substance antimicrobienne

La recherche de substances antimicrobiennes comme les bactériocines, nécessitent la recherche de

la nature de cette substance si elle appartenait aux bactériocines devrait avoir une nature protéique.

Pour ce faire le surnageant de culture de la bactérie lactique productrice est traité par des enzymes

protéolytiques. Ainsi, 1 ml du filtrat de culture est traité par 1mg/ml de pepsine et chymotrypsine

et incubé à 37°C pendant 1 heure. Le filtrat ainsi traité est stérilisé par filtration sur filtre millipore

de 45 μm de diamètre. L‘action de ce filtrat est testée par la méthode des puits sur milieu MH et

incubé à 37°C pour 24 à 48 heures.

Traitement à différentes températures

Dans le but d‘étudier la thermostabilité des substances antimicrobienne, les surnageants de culture

de ces dernières ont été chauffés à différentes température (100 et 120 °C pendant 20 min) puis

testé par la methodes de diffusion en puits.

Traitement à différents pH

Afin d‘étudier la stabilité des substances antimicrobiennes ont été ajustés à différentes valeurs de

pH (2,3, 4, 6, 7, 8, 9, 10 et 12) à l‘aide des solutions de NaOH 1M et de HCl 1M puis maintenus 2

heures à 30°C.


41

Les volumes ainsi traités sont divisés en deux parties, les aliquotes de la première partie sont testés

par la méthode de diffusion en puits après neutralisation à pH7, alors que les aliquotes de la

deuxième partie sont utilisées tel qu‘ils sont .Après 24 h d‘incubation à 37°C, les boîtes sont

récupérées et les différences dans l‘activité antimicrobienne des échantillons traités à différents pH

sont notées pour chaque souche et comparés entre eux et avec leur témoin.

2.5.4 Optimisation de l’activité antimicrobienne :

L'activité antimicrobienne à différentes températures

Les bactéries ont été ensemencées sur milieu MRS liquide puis incubées à 30°C, 37°C et 45°C

pendant 48 heures. Puis la croissance des bactéries ont été stoppée par centrifugation 8000g

pendant 20 min à 4°C. L‘activité antimicrobienne est évaluée par la méthode des puits

L'activité antimicrobienne à différents pH

Les bactéries ont été ensemencées sur MRS liquide avec différentes valeurs de pH (2, 3, 4, 5, 6 et

7) et incubées à 37°C, pendant 48 heures. L‘activité antimicrobienne est évaluée par la méthode

des puits.

L'activité antimicrobienne à différentes source de carbone

La composition du milieu MRS a été modifiée, on utilise MRS sans: extrait de viande, extrait de

viande et glucose, pour évaluer l'effet de ces composés sur la production de composés

antimicrobien. Un milieu MRS avec glucose et ou le milieu MRS glucose a été remplacé par le

fructose, galactose, amidon et glycérol, L‘activité antimicrobienne a été évaluée par la méthode

des puits après 24,48 et 72 heures d‘incubation.

Résultats et discussion

Chapitre III :

3-Résultats et discussion


43

3.1 Les races camelines

Les prélevements du lait ont été faite à partir de race cameline suivantes, race Reguibi et la race

Oulad Sidi Cheikh qui se trouve dans les régions sud ouest de l‘algérie (Fig. 8)

Figure 8 : Les chameaux d‘Ouled Sidi Cheikh et de Reguibi (Region Abadla Béchar).

Suite à une enquête avec les éleveurs de chameau, une chamelle peut produire environ 4,5 litres de

lait par jour dans les régions du sahara (Abadla) .Dans les hauts plateaux (Elkheitar et Naâma) est

légèrement élevée oû la chamelle produit une moyenne de 7 à 8 litres par jour.

3.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle

Les résultats des paramètres physico-chimiques des laits collectés à travers les régions considérées

sont présentés dans le Tableau (7).

Tableau 7 : Analyses physico-chimiques des échantillons de lait camelin collectés.

aEcart-Type

Race Ouled Sidi Cheikh Race Reguibi

Paramétres pH Acidité

Dornic

(°D)

Densité Matière

sèches

(g/l)

Matière

grasse

(g/l)

Cendres

(g/l)

Protéine

(g/l)

T

(°C)

Moyenne ± ETa

(Septembre)

6,369

±

0,049

18,6

±

0,069

1,031

±

0,001

93,4

±

5,42

30

±

3,36

7,46

±

0,28

26,3

±

2,23

35,83

±

0,58

Moyenne± ETa

(Février)

6,493

±

0,052

18,3

±

0,082

1,032

±

0,001

144,88

±

17,058

52,1

±

4,121

8,667

± 0,557

33,1

±

2,13

33,95

±

0,770


44

pH et Acidité

Le pH de l‘échantillon de lait camelin Algérien ayant fait l‘objet de la présente étude à l‘état frais

est égal 6,36 au mois de Septembre et 6,49 au mois de Février. Les travaux d‘Omer et Eltinayal

(2009) ont trouvés des valeurs similaires chez le lait cru de chamelle collectée au Sudan et en

Tunisie par Bornaz et al. (2009). 6,5. Plusieurs auteurs ont révélés des valeurs de pH de lait de

chamelle différentes de ce résultat. Parmi ces auteurs, on peut citer, Mahboub et al., (2010) à

Ouargla et Kihal et al. (1999) à Bechar, qui ont enregistrés des valeurs de pH supérieures soient

6,65 ± 0,132 et 6,57 ± 0,32, respectivement. En revanche, Sboui et al. (2009) en Tunisie,

Siboukeur (2005) à Ouargla et Sawaya et al. (1984) en Arabie Saoudite ont trouvé des valeurs de

pH inférieures, soient 6, 41, 6,31 ± 0,15 et 6,49 ± 0,024 respectivement.

Le lait frais est légèrement acide. Cette acidité provient essentiellement, des protéines, des

phosphates et du CO2 dissous. Il acquièrt ensuite une acidité, dite acidité développée car elle est

provoqué par l‘acide lactique et autres acides issus de la dégradation des sucres par des micro-

organismes (Badaoui, 2000). L‘acidité mesurée au cours de cette étude est égale à 18.6 °D. Elle

est comparable à celle obtenue par Abidi (2001) et Mahboub et al. (2010) à Ouargla qui est de

l‘ordre de 19 °D, 21,3 ± 1,44 °D et par Sboui et al. (2009) en Tunisie qui est égale à 17,2 °D et les

variations dans la valeur de l‘acidité sont généralement dues à la variation de l‘alimentation des

animaux, aux conditions environnementales ainsi qu‘à la période de lactation (Abutarboush,

1996).

L‘acidité Dornic du lait cru de chamelle est de 18,6°D et 18,3°D en Septembre et Février

respectivement. Les valeurs de l‘acidité dornic observées par Meiloud et al. (2011) en Mauritanie

sont inférieures. En revanche, les travaux d‘Omer et Eltinayal (2009) en Jordanie ont noté des

valeurs supérieures qui se rapprochent de 20°D.

Cette variation de pH et d'acidité dornic du lait cru de chamelle pourrait être due aux conditions

d'hygiène, de la traite et de la charge initiale de la flore microbienne trouvée dans le lait cru de

chamelle (Al-Haj et Al-Kanhal 2010). Le pH, l'acidité dornic sont présentés dans le tableau (7).

Les analyses du pH et de l‘acidité dornic des échantillons de lait cru de chamelle prélevés en

différentes régions et saisons (Septembre et Février) sont sensiblement similaires à ceux observés

par Kamoun (1996) en Tunisie, et Alloui-Lombarkia et al. (2007) en Algérie.


45

La densité

La densité du lait de chamelle collecté à partir du sud ouest algérien est de 1,031 g/cm3 et 1,032

g/cm3 en septembre et février respectivement, ces résultats sont presque sémilaires à ceux obtenus

par Alloui-lombarkia et al. (2007) dans les régions steppiques d‘Algérie et Meiloud et al. (2011)

en Mauritanie. En revanche, Khaskheli et al. (2005) en Pakistan ont enregistré des valeurs

moyennes légerement inférieures qui sont estimé à 1.015 g/cm3

La densité d‘échantillons de lait camelin frais est égale à 1.025 alors que celle du lait bovin est

égale à 1,032. Elle est comparable à celles rapportées par Kamoun (1995), Abidi (2001),

Siboukeur (2007) et Mahboub (2010) soit respectivement 1,028±0,002, 1.020±0,004,

1.023±0.0045 et 1,027±0,006. La densité dépend directement de la teneur en matière sèche qui est

liée fortement à la fréquence de l‘abreuvement.

La matière grasse

La teneur en matière grasse du lait camelin algérien est comprise entre 30 g/L et 52,1 g/L en

Septembre et Février, respectivement. Ces résultats sont identiques à ceux trouvé par (Sawaya et

al., 1984, Meiloud et al., 2011, Alloui-Lombarkia et al., 2007 et Kamal et al., 2007). En revanche,

Hadaddin et al. (2008) en Jordanie ont trouvé des valeurs de 30g/l le mois de février et 25,5 g/l le

mois de septembre. On remarque que les valeurs de la matière grasse sont plus elevées durant le

mois de février par rapport au mois de septembre dans tous les cas etudiés.

La matière sèche

La teneur moyenne en matière sèche totale des laits collectés est de l‘ordre de 144,88 g/L le mois

de Février et 93,4 g/L le mois de Septembre. Cette teneur est proche aux valeurs rapportées dans

d‘autres travaux par Omer et al. (2009) au Soudan, et Kamal et al. (2007) en Egypte. Nous avons

enregistré un taux de matière sèche qui varie entre 150 g/l en Egypte en hiver (Kamal et al., 2007)

et 88,5 g/L chez le lait camelin en Chine (Zhao, 1998).

Le taux de matières sèches du lait camelin est plus faible que celui du lait bovin (Kamoun, 1989).

Ce qui explique la densité enregistrée dans la présente étude et qui est de l‘ordre de 1,032.

Similaire à celle obtenue par Sboui et al. (2009) dans le lait de chamelle, elle est aussi similaire à

celles rapportées pour le lait de vache (de 1,028 à 1,035) par Vignola et al. (2002).


46

Les cendres

Le taux des cendres obtenus dans le lait de chamelle est de l‘ordre de 7,46 g/L et 8,66 g/L le mois

de septembre et Février respectivement. L‘analyse du taux des cendres dans le lait camelin cité

dans les differents travaux varie entre 7 g/L en Pakistan (Abdel-Rahim, 1987) et 9,4 g/L au

Soudan (Omer et Etinay, 2009). Nos résultats sont identiques à ceux trouvés par Haddadin et al.

(2008) en Jordanie (8,4 g/L le mois de février et 7,8 g/L le mois de septembre)

Selon Haddadin et al. (2008) et Shuiep et al. (2008) la teneur moyenne en matière grasse, la

matière sèche et les cendres (Tab. 7) dans le lait de chamelle Algérien marque un écart en saison

chaude et hivernale, cette écart est dû à une variation saisonnière (période chaude) lorsque les

animaux subissent un stress hydrique qui accroît la teneur en eau du lait, les périodes de lactation,

l'état de déshydratation et l‘apport alimentaire des animaux, le rang de la traite influent aussi sur le

taux de la matière grasse, en effet, la traite du matin donne un lait relativement pauvre en matière

grasse par rapport à celui des autres traites ( Kamoun, 1996).

Les protéines totales

Comme indiqué dans le Tableau (7), la teneur moyenne en protéines totales est égale à 26,3 g/l et

33,1 g/l durant le mois de septembre et février respectivement. Ces valeurs sont proches à celles

des valeurs obtenue par Haddadin et al (2008) le mois de septembre en jordanie et Kouniba et al

(2005) en Maroc, El-Hatmi et al (2007) en tunisie et Konuspayeva et al.(2009) en Kazakhstan.

La composition du lait de chamelle trouvé à être moins stables que d'autres espèces telles que le

lait de vache. Cependant, les variations observées dans la composition du lait de chamelle pourrait

être attribué à plusieurs facteurs tels que les procédures analytiques de mesure, l'emplacement

géographique, les conditions d'alimentation et les échantillons étant prélevés à partir de différentes

races, en plus d'autres facteurs, y compris le stade de lactation, et l‘âge (Khaskheli et al., 2005).

L'origine géographique et les variations saisonnières ont été jugées également des facteurs les plus

efficaces dans la composition du lait de chamelle. Konuspayeva et al. (2009) ont étudié l'effet de

l'origine géographique sur le lait de chamelle, la composition du lait de chamelle et ont montré que

la composition du lait de chamelle qui vivent dans l'Est d‘Afrique ont un contenu élevé de

matières grasses que le lait de chamelle vivant en Afrique et en Asie occidentale.

La variation de la composition du lait de chamelle a également été observée pour les chameaux de

la même race (dromadaire), mais domestiqués dans différentes parties du monde Mehaia et al.

(1995). Une relation inverse a été constatée entre la matière solide totale dans le lait de chamelle et


47

la consommation d'eau par les chameaux. Nos résultats indiquent que tous les composants à

l'exception du lactose ont atteint leur maximum au mi-hiver et étaient plus faibles dans la saison

estivale. Par exemple, le taux de la matière sèche est de 13,9% en décembre et Janvier, et de

10,2% en Août en raison de la disponibilité de l'eau potable (Kamal et al., 2007). Dans une autre

étude, la teneur en matière grasse du lait de chamelle a diminué, passant de 4,3% à 1,1% en raison

de l'augmentation de la teneur en eau du lait produit par les chameaux assoiffés (Yagil et Etzion,

1980). L'augmentation observée de la teneur en eau pourrait être attribuée à la diminution totale de

matières sèches produites par les chameaux assoiffés. Le lait de chamelle de la région sud ouest

de l‘Algérie est de couleur blanche mâte, goût légèrement salé et d‘un aspect plus visqueux que le

lait de vache, qui est de couleur jaunâtre. Ces caractéristiques et surtout le goût du lait de chamelle

diffère selon l‘alimentation des animaux et la disponibilité en eau (Farah, 1993). L‘ingestion de

fourrages comme la luzerne, donne un goût sucré, certaines plantes halophytes le rendent salé

(Farah et Bachmann, 1987). Dans notre cas le pâturage des chamelles collecté de ces trois régions,

leur alimentation est basée essentiellement sur les plantes des parcours sahariens: Acacia raddiana

Savi (Talha), Artemisia herba alba Asso (Chih), Euphorbia guyoniana Boiss. Rent. (Moulbina),

Trananurn nudatum Del. (Damrane), Retanta retarn Webb. (Rtam) (Maiza et al 1993) est riche en

plantes halophiles d‘où vient le goût salé du lait.

Le lait de chamelle, en dépit de ses qualités naturelles (c‘est un produit riche en lysozymes aux

propriétés bactéricides, par exemple), n‘échappe pas aux problèmes de contamination. En outre, la

production laitière n‘est pas régulière tout au long de l‘année et les pics de production ne

correspondent pas aux pics de consommation. Le pH du lait de chamelle peut dépendre de la

nature des fourrages et de la disponibilité de l‘eau (Gorban et Izzeldin ,1997), de la teneur en

citrates et en caséines ainsi que de l‘état sanitaire de la mamelle. Il est également influencé par la

force des acides présents dans le lait (Mathieu ,1998). De plus la teneur relativement élevée en

vitamine C du lait camelin, est à l‘origine du pH bas comparé au lait bovin (Saley, 1993). Enfin,

Yagil (1985) estime que le pH bas du lait camelin peut être attribué à la forte concentration en

acide gras volatils (Siboukeur, 2008).

3.3 Profil des protéines totales du lait cru de chamlelle

Le profil électrophorétique par SDS- PAGE des protéines totales du lait chamelle, vache et de

chèvre (Figure. 9) montrent l'apparition de trois fractions diffèrentes dans leurs positions de

migration. L'une de ces fractions a été la fraction majeure de la caséine et les deux autres étaient

des fractions mineures, comme indiqué dans la Figure (9).


48

Différentes fractions de caséine ont été identifiées sur le gel comme décrit précédemment par El-

Agamy et al. (1997). L‘analyse électrophorétique de lait de chamelle algérien révèle plusieurs

bandes qui sont identiques à celles du lait de vache et lait de chèvre (Figure. 9) présence d'α-

lactalbumine à 14 kDa, (Alloui-lombarkiaet al., 2007), lactoferrine à 72 kDa est présente dans les

échantillons de lait de chamelle (C1 et C2) et lait de vache et lait de chèvre. Nos résultats montrent

la présence de SBA et l'ovalbumine dans tous les échantillons. La fraction de caséine est présente

dans tous les échantillons de lait de chamelle, lait de chèvre et lait de vache, mais la β-

lactoglobuline à 18 kDa est présente uniquement dans le lait de vache et lait de chèvre (El-Agamy

et al., 2009).

Comparés aux données bibliographiques, ces résultats correspondent à ceux rapportés par Farah

(1986), qui en examinant les protéines sériques du lait de dromadaire en SDS-PAGE, a révélé

quatre bandes protéique nettement séparées. L‘une de PM égale à 66000 Da serait équivalente à

l‘Albumine sérique et une autre de PM égale à 14000 serait équivalente à l‘α-La. Les deux autres

protéines de masse moléculaire : 23000 et 43000 n‘ont pas été identifiées. Par ailleurs,

Ochirkhuyag et al (1998) dans une étude sur les protéines sériques du lait de dromadaire d'Egypte,

ont séparé 7 fractions protéiques par chromatographie échangeuse d'anions qu'ils ont par la suite

caractérisés par électrophorèse SDS-PAGE. L‘analyse de leur séquence N terminal montre que

trois protéines (14000, 67000 et 78000) correspondraient respectivement à l‘α-Lactalbumine,

l‘Albumine sérique et à la Lactoferrine. Ereifej et al. (2011) montrent que la β-lactoglobuline qui

induit des effets allergiques pour les enfants n‘a pas été détecté dans le lait camelin collectés de

différentes régions de Jordanie, ces résultats sont similaires a ceux obtenue par nos échantilons du

lait camelin Algérien.

Chaoui-Kherouatou et Attia (2008) ont noté dans ces travaux la présence d‘une faible absorbance

da la caséine κ, et sa migration éléctrophorétique a fait apparaître une bande diffuse d‘intensité

négligeable ; ce qui suggère que le lait camelin renferme une très faible quantité en κ-caséine. Il

est à noter que cette dernière protéine joue plusieurs rôles très spéciaux ; elle représente le facteur

de stabilité de la fraction colloïdale ainsi que la cible principale de la chymosine lors de la

transformation enzymatique du lait. Sa faible représentation dans le lait camelin, pourrait

expliquer les problèmes technologiques liés à la production de certains dérivés lactés.


49

ki

te

1 2 3 4 5 6 7 8

CM GM a

b

c

d

e

f

Figure 9: Profils électrophorétiques des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du

dromadaire. Kit = poids moléculaires (PM) le standards contient: a. Lactoferine (PM 72,000 Da),

b. Serum bovine albumin (PM 68,000 Da), c. Ovalbumine (PM 45,000 Da), d. caseine (PM 24,000

Da), e. β-lactoglobuline (α-Lg, PM 18,000 Da) et f. α-lactalbumine (α-La, PM 14,000 Da). C1 et

C2, lait de chamelle; B1, lait de vache et G1, lait de chèvre.

Figure 10 : Profils électrophorétique des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du

dromadaire. Kit = poids moléculaires (PM) de (1 à 8) lait de chamelle; CM, lait de vache et GM,

lait de chèvre.

Kit C1 C2 B1 G1


50

L‘analyse des profils protéiques de chacune des échantillons de lait étudiées nous a permis

d‘établir le tableau sur lequel la présence d‘une protéine à un niveau S est indiquée par le signe

(+) et l‘absence est indiquée par le signe (−).

Tableau 8. Les résultats de l‘électrophorèse des protéines totales

A partir des résultats illustrés dans le tableau 7, on a pu calculer le taux de similitude entre les 10

échantillons selon la loi suivante :

(Chung et al., 1991)

Les différents taux de similitude obtenus dans le type de bandes du lait sont représentés dans le

tableau (9)

Tableau 9. Les taux de similitude entre les 10 échantillons de lait de chamelle d‘Algérie

LD1 LD2 LD3 LD4 LD5 LD6 LD7 LD8 LV LCH

LD 1 100%

LD2 100% 100%

LD3 88,89% 88,88% 100%

LD4 75% 75% 87,50% 100%

LD5 85,71% 85,71% 85,71% 73,68 100%

LD6 80% 80% 90% 87,50% 95,65 100%

LD7 84% 84% 95% 82,35% 90,90% 95,23% 100%

LD8 94,73% 94,73% 94,73% 82,35 90,90% 85,71% 90% 100%

LV 57,14% 57,14% 57,14% 66,66% 58,82% 62,50% 66,66% 53,33% 100%

LCH 82,35% 82,35% 70,58% 66,66% 59% 73,68% 77,77% 77,77% 76,92% 100%

Bandes Echantillons

LD1 LD2 LD3 LD4 LD5 LD6 LD7 LD8 LV LC

S1 - - + + + + + + - -

S2 - - - - + + - - - -

S3 + + + + + + + + + +

S4 + + + - + + + + - +

S5 + + + + + + + + + +

S6 + + - - + + + + - +

S7 + + + + + - + + - -

S8 + + + - + + + + - -

S9 + + + + + + + + + +

S10 - - - - + + + - + +

S11 + + + + + + + + + +

S12 + + + + + + + + - +


51

Figure 11: Reproduction schématique des profils protéiques de lait cru de chamelle d‘Algérie

LD1 LD2 LD3 LD4 LD5 LD6 LD7 LD8 CM GM

S1

S2

S3

S4

S5

S6

S7

S8

S9

S10

S11

S12

Tree Diagram for 10 Variables

Single Linkage

Euclidean distances

30 40 50 60 70 80 90 100 110

(Dlink/Dmax)*100

LCH

LV

LD8

LD4

LD5

LD7

LD6

LD3

LD2

LD1

Figure 12 : Dendrogramme permettant le rapprochement des différents échantillons du lait cru de

chamelle de différentes régions


52

Ces analyses ont montré que le lait de chamelle collecté présente absolument une composition très

semblable à celle du lait bovin, notamment en nutriments de base (protéines, matière grasse et

lactose) où son apport protéique est important (33,1 ± 2,6 g/l). Les protéines ont été isolées et

caractérisées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (SDS-PAGE). Les diagrammes ont

montré que des homologues aux protéines importantes du lait bovin sont identifiés excepté pour la

β-Lactoglobuline qui est absente dans les echantillons du lait camelin. Les profils des laits de

chamelle se singularisent en outre par l‘existence de bandes supplémentaires, attribuées pour

certaines aux variants génétiques de la caséine β et à l‘α-lactalbumine (Si Boukeur, 2008).

Retenant la β-Lactoglobuline, qui est la protéine majoritaire dans le sérum du lait de la plupart des

espèces laitières, elle semble absente dans le lait humain et camelin. En effet, en dehors de

Liberatori et al., (1979) qui avaient mis en évidence sa présence dans le lait camelin, les autres

auteurs concluent plutôt à l‘absence de cette protéine dans le lait de chamelle (Farah, 1993 ; Smail

et al., 2002 ; Siboukeur, 2008). Des Immunoglobulines du lait de chamelle ont été isolées et

caractérisées : IgG, IgM, IgA avec une prédominance de la classe G composée par plusieurs sous

classes (El-Agamy et al., 1996 ; El-Agamy, 2000).

Dans ce cadre, une étude portant sur l‘activité antivirale et antibactérienne du lait de chamelle a

révélé que les Immunoglobulines ont un faible effet contre les bactéries mais une activité

antivirale élevée notamment contre les rotavirus (El-Agamy et al, 1992).

Les nanobodies se sont des anticorps à chaîne lourde, ont été découverts dans le sérum des

camélidés dans les années 1990. Ces anticorps ont un seul domaine variable dénommé VHH,

anticorps à domaine unique, ou nanobodie. Les nanobodies ont une meilleure pénétration dans les

tissus et avec une pharmacodynamie efficace, moins d'interférences avec la plus grande variété du

système thérapeutique. La défense immunitaire de l'hôte par les nanobodies est due à leur petite

taille (2,5 nm de diamètre et de près de 4 nm élevées), avec une grande stabilité aux différents

facteurs exogènes biotique et abiotiques. Les nanobodies possèdent une grande capacité de

repliement, et la liaison aux épitopes uniques inaccessibles aux anticorps conventionnels

(Ardekani et al., 2013)

A partir du dendrogramme présentée dans la figure 12 il existe tout d‘abord une classe constituée

de deux échantillons (LD1 et LD2) ; ensuite apparètre une deuxiemme classe inclut quatre

échantillons (LD3, LD6, LD7 et LD5), cette dernière regroupée à une distance d‘agrégation de

67, après cette classe surviennent la classe trois (LD4) qui rejoint les deux classe précédente par


53

une distance de 69, l‘échantillon LD8 appartient à la classe quatre et qui rejoint la classe trois par

une distance d‘agrégation de 74,enfin la classe cinq et six regroupe l‘échantillon LV et LCH à une

distance d‘agrégation de 90 et 100 respectivement.

Les échantillons de la classe 1 colléctés à partir de la région d‘Abadla et les échantillons de la

classe 2 et 3 collécté de la wilaya d‘El-bayadh et Naâma.La distance de classe 1 est de 41 elle est

eloigneé a celle de groupe 2 et 3 ces souches appartiennent au cheptel du dromadaire donc cette

variation est dû au type de fourage, la région et la race camelline

Pour les classes 5 et 6 sont étroitement hétérogènes des classes 1, 2, 3 et 4 vu la variation du

cheptêl la région et le types de fourage, la classe 5 appartienne au lait de vache et la classe 6 au lait

de chèvre ces deux échantillons sont colecté de la région de Messereghine wilaya d‘Oran.

3.4 Qualité hygiéniques et microbiologique du lait cru de chamelle

Nous avons procédé dans cette étude à l‘isolement et au dénombrement de la flore de

contamination des échantillons du lait cru de chamelle collecté le mois de sptembre et le mois de

février, les résultats obtenus sont présentés dans le tableau (10).

Tableau 10. Comparaison de la microflore du lait cru de chamelle en Février et Septembre)

Microorganismes Max (Février)

cfu/ml

Max (septembre)

cfu/ml

FTAM 30 ± 3 104 40 ± 2,2 10

5

Staphylococcus aureus 35 ± 3,4 10 290 ± 13

Coliformes totaux 20 ± 2,4 102 140 ± 4,2 10

Coliformes fécaux 00 00

Clostridium 00 00

Flore fongique 00 37± 3,3 104


54

Figure 13 : Aspect morphologique des cultures isolées:(a) Aspect macroscopique des colonies et

(b) observation microscopiques des Staphylococcus aureus

La qualité hygiénique des échantillons de lait cru de chamelle provenant de différentes régions

indique la présence de germes totaux aérobies mésophiles avec un taux moyen de 40 ± 2,2 105

ufc/

mL le mois de septembre et 3 104 ufc/ mL le mois de février. Ces résultats sont similaires à ceux

obtenus par El-Ziney et Al-Turki (2007) en Arabie Saudite.Benkerroum et al. (2003) indiquent

que le taux de la microflore aérobie mésophile varie de 3 log à 7 log .Hassan et al. (2008) ont

compté un nombre de 7,5 log de la FTAM

La présence des coliformes totaux a une moyenne de 140 et 20 102 ufc/mL le mois de septembre

et le mois de février respectivement, le taux de coliformes totaux trouvés dans le lait de chamelle

par El Ziney et Elturky (2007) en jordanie qui est de 106 ufc/ml et par Benkaroum et al. (2003) au

Maroc 7 106 ufc/ml sont largement superieur à nos résultats ce qui indique que le lait de chamelle

en Algérie à une qualité sanitaire supérieure par rapport aux deux pays cités. La présence des

coliformes signale l‘absence des règle d‘hygiéne.Cette présence indique une forte contamination

fécale d'origine animale ou humaine (Benkerroum et al., 2003). La présence de coliformes dans

les produits laitiers témoigne de mauvaises conditions d‘hygiène au niveau des procédés de la

traite, et d‘un environnement insalubre. Ce problème est amplifié par les conditions climatiques,

car la chaleur et l‘humidité ambiante ne favorisent pas la conservation (Koussou et al., 2007).

La présence de Staphylococcus aureus (Fig 13) dans plusieurs échantillons a une moyenne de 280

± 13 ufc/ mL le mois de Septembre et 350 ±34 ufc/ml le mois de Février. La présence d'agents

pathogènes toxicogène pourrait causer une intoxication au consommateur et des maladies liées aux

mammites dans les troupeaux camelins (Shuiep et al., 2009). L'absence des coliformes fécaux et

les spores de Clostridium sulfito-réducteurs, indique l'absence de contamination fécale.

(a) (b)


55

Généralement la présence de cette diversité de microflore, quelle soit fécale ou pathogène, n‘est

que le résultat logique d‘un mauvais encadrement de nos éleveurs par les vétérinaires, l‘absence

des mesures d‘hygiène, ainsi que le non-respect et la méconnaissance des conditions d‘élevage, en

particulier celles liées à la propreté des animaux et leur environnement.

Benyagoub et al. (2013) ont enquêté sur la présence des germes d‘indication de contamination

dans le lait cru de chamelle vendu dans la région de Béchar et Abadla, leurs résultats sont non

satisfaisantes à cause de la présence des germes pathogènes comme Clostridium sulfuto réducteur.

Les résultats du dénombrement des levures et des moisissures dans les échantillons de lait de

chamelle indiquent un taux de 37 ± 3,3 104

ufc /ml le mois de septembre uniquement. Ces résultats

montrent un taux légèrement élevé par El-Ziney et Al-Turki (2007) et similaires à ceux trouvés par

Benkerroum et al. (2003). En revanche Hassan et al. (2008) ont obtenu un taux de levure dans le

lait de chamelle au soudan qui est de 107

ufc/ml. Cette charge microbienne peut être influencée par

les méthodes de production de lait (Beukes et al., 2001). La présence de ces microflores est aussi

l'expression d'une forte contamination externe et des ustensiles (Bonfoh et al., 2002).

3.5 La flore lactique du lait de chamelle

A partir de 40 échantillons de lait cru de chamelle de deux races nomades provenant du sud

Algérien, nous avons isolé 80 souches dont 30 souches sont thermophiles. L‘étude macroscopique

réalisée sur milieu de culture solide nous a permis d‘observer de petites colonies blanchâtres,

transparentes, lisses, lenticulaires et régulières. L‘examen microscopique nous a permis d‘observer

des bactéries qui présentent une forme bacillaire ou sphérique, qui se colorent positivement à la

coloration de Gram, et qui sont immobiles, catalase négative et asporulées.

Les bactéries sous forme de cocci se disposent en petittes chaînettes ou en diplocoques et sont

parfois isolées.

Les analyses morphologiques, physiologiques et biochimiques ont révélé une diversité de

bactéries lactiques qui a été répartis en quatre groupes :

Lactococcus lactis subsp. lactis (36,66%), Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis

(30%), Weissella cibaria sp. Nov (13,13%) et Enterococcus faecalis (20%) (Figure 14 et Tableau

12). L'identification des isolats a été réalisée conformément aux recommandations de Carr et al.

(2002), Bjorkroth et al. (2002), Khedid et al. (2009) et Dicks et Endo (2009). Les résultats sont

présentés dans le Tableau (12).


56

Groupe 1 : 11 isolats homofermentaires, ADH positifs, acétoïne négatifs, ils ne poussent

pas à 6,5% NaCl mais croître à 4% NaCl.

Groupe 2 : neuf isolats homofermentaires, ADH positifs, acétoine positif, croître à 4% de

NaCl.utilise l‘acide citrique

Groupe 3 : quatre isolats hétérofermentaires, ADH positif, croître à 15°C, 37°C, 45°C et à

4% de NaCl;

Groupe 4 : six isolats homofermentaires, ADH positifs, croître à 45 ° C, 15 ° C, pH 9,6,

ADH positif, ne fermente pas arabinose.

Les bactéries lactiques dominent la microflore totale du lait cru de chamelle sont les Lactocoques,

dans notre études, l'absence de Lactobacillus peut s'expliquer par leur faible concentration dans le

lait cru de chamelle, par leur exigence nutritionnel et le milieu de culture qui favorise d‘autre

éspèces cette observation a été déjà signalé par Saidi et al. (2005). Cependant, ces souches se

développent à 45°C. La littérature indique que les éspèces de Lc. lactis subsp. lactis et

Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis ne poussent pas à cette température. Pour la

première fois en 2009 Drici et collaborateurs ont isolé à partir du lait cru de chamelle une éspèce

de Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis qui se développe à 50°C à partir du lait

cru de chamelle d‘Algérie. L‘identification de cette espèce a été réalisée par des méthodes

moléculaires. Cette tolérance à une température élevée reflète sans doute une adaptation aux

conditions climatiques des zones arides algériennes.

Figure 14: Bactéries lactiques thermophiles isolées à partir du lait

cru de chamelle

Lc. lactis subsp. lactis

Lactococcus lactis ssp diacetylactis

Weissella cibaria sp. nov

Enterococcus feacalis36.66%

30%

20%

13.13%


57

Figure 15 : Aspect morphologiques (a) Aspet des colonies sur MRS solide et (b) culture sur

milieu MRS liquide avec un zone claire à la surface indiquant le caractére microaérophile de

nos souches.

Figure 16: Caractére morphologique cellulaire des isolats des bactéries lactiques isolés du cru de

chamelle.

(a) (b)


58

La distribution des BL a montré une grande diversité d'espèces qui sont dominantes et souvent

décrites dans divers produits laitiers. L'abondance de certaines espèces telles que Lactococcus

lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis et Weissella cibaria peut

conduire à leur utilisation possible comme levain dans la fabrication des produits laitiers

camelines. En effet, un procédé pour la production d'un fromage au lait de chamelle est à l'étude

dans plusieurs laboratoires. Khedid et al. (2009) ont décrit plusieurs espèces de bactéries lactiques

isolées à partir de lait cru de dromadaire au Maroc, mais toutes les espèces prédominantes sont

thermophiles.

Le tableau 11 illustre les résultats de l‘analyse microbiologique qui ont pèrmis l‘identification

phénotypiques des isolats selon le genre et l‘espèce. Les 11 isolats du premier groupe sont

homofermentaires, ADH positifs, acétoïne négatifs, ils ne poussent pas à 6,5% NaCl mais croître

à 4% NaCl. Le profil fermentaire des sucres montre que l‘espèce la plus proche est Lactococcus

lactis subsp lactis. Le profile des sucres et l‘utilisation des citrates nous a orienté vers la sous-

espèce de Lactococcus lactis subsp lactis biovar diacetylactis qui sont representés par le deuxième

groupe. Les quatre isolats du Groupe 3 sont hétérofermentaires, ADH positif, croître à 15°C,

37°C, 45°C et à 4% de NaCl; et utilisent le raffinose et le tréhalose appartiennent au genre

Weissella et le profile fermentaire est très proche de l‘espèce Weissella cibaria (Drici et al., 2009 ;

Zarour et al., 201 ; Djadouni et Kihal 2012). L‘arabinose confirme l‘appartenance à l‘espèce

Enterococcus feacalis (Carr et al, 2002 ; Dicks et Endo. 2009)

Les six isolats du groupe 4 sont homofermentaires, ADH positifs, croître à 15 °C et à 45°C et elles

se developpent à un pH alcalin. Le profil fermentaire qui indique l‘incapacité de métaboliser Il y a

trois groupes d'isolats en fonction de leurs activités protéolytiques (Tab. 12 et Fig 18) : le premier

groupe contient 04 souches (1, 2, 20 et 24) qui ont une forte zone d’activité protéolytique (= 20

mm de diamètre). Le deuxième groupe contient 16 souches (Tab. 12 et Fig 18) qui ont une

activité protéolytique moyenne dont le diamètre est compris entre 10 et 18 mm, tandis que le

troisième groupe contient les quatre souches (7, 9, 14 et 15) qui ont une faible zone d‘hydrolyse

des caséines dont le diamètre de la zone d‘hydrolyse est inférieur à 10 mm.


59

Tableau 11 : Les caractéristiques morphologiques, physiologiques, et biochimiques des bactéries lactiques

thermophiles isolées du lait cru de chamelle algérien.

Groupe Cocci

1 2 3 4

Nombre d‘isolats 9 11 4 6

Coloration de Gram G+ G+ G+ G+

Formation des spores - - - -

Test de Catalase - - - -

CO2 à partir de

glucose

- - + -

Hydrolyse de

l‘arginine

+ + + +

Croissance à

température (oC)

15

37

45

+

+

+

+

+

+

+

+

+

-

+

+

pH 6.5

9.6

+

-

+

-

+

-

+

+

NaCl (%) 4

6.5

+

-

+

-

+

-

+

+

Production de

Dextrane

Acétoine

Citrate

-

-

-

-

+

+

-

-

+

-

+

+

Fermentation des sucres:

Arabinose

Ribose

Xylose

Galactose

Fructose

Mannitol

Sorbitol

Cellobiose

Maltose

Lactose

Melibiose

Saccharose

Trehalose

Raffinose

Esculine

+

+

+

+

+

+

-

+

+

+

-

+

+

+

+

-

+

+

+

+

+

-

+

+

+

+

+

-

-

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

-

-

-

+

+

+

+

+

+

+

-

+

+

-

+

éspèces

Lc. lactis

subsp.

lactis

Lc. lactis subsp.

diacetylactis

Weissella

cibaria sp. nov. Enterococcus

feacalis


60

Tableau 12 : L‘activité protéolytique des bactéries lactiques sur milieu PCA au lait avec le

diamètre de la zone d‘hydrolyse

N° isolat Code d’isolats PCA + Lait 1% Diamètre de la zone protéolytique (mm)

1 Lc101 = (8) + 20

2 W1 = (36) + 20

3 Lc102 = (28) + 10

4 Lcd1 = (4.25) + 10

5 Lcd2 = (4.17) + 10

6 W2 = (2) + 15

7 Lcd3 = (4.2) + 9

8 Lcd4 = (16.16) + 10

9 Lcd5 = (14.13) + 8

10 Lcd6 = (14.2) + 15

11 Lc103 = (23) + 16

12 W3 = (35) + 13

13 Lcd7 = (31) + 18

14 Lc104 = (17) + 5

15 Lc105=(16.19) + 7

16 Lc106 = (34) + 15

17 Lcd8 = (4.5) + 12

18 Lcd9 = (14.16) + 11

19 Lc107=(4.18) + 17

20 Lcd10 =(5) + 20

21 W4 = (10) + 10

22 Lc108 = (14.1) + 16

23 Lc109 = (4.19) + 18

24 Lcd11 = (28) + 20


61

Figure 17 : Caractères d‘intêret technologiques des isolats de bactéries lactiques (a.Test de citrate

b. Test d‘esculine c. Test d‘acétoine) du lait cru de chamelle.

Figure 18 : L‘activité protéolytique des différents isolats de bactéries lactiques presenté par une

zone d‘hydrolyse transparante autour de la colonie.

a c

b


62

3.6 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d’acidification

La cinétique de croissance des souches lactiques à 30°C

L‘analyse de régression des courbes fournit des valeurs de taux spécifique de croissance qui varie

entre les 4 souches; Lc104 présente une valeur max de µ=0,4 h-1

avec une Do max de 1, W1

présente une valeur de μ=0.133 h-1

avec Do max de 1,287 et présente une valeur minime par

apport à Lc103 avec μ=0.411 h-1

(Fig. 19 et Tab. 13). Donc la température 30°C favorise le

développement des souches Lc103 et Lc104.

La cinétique de croissance des souches lactiques à 45°C

L‘analyse des courbes de croissance des isolats à une température de 45°C (Fig. 20 et Tab. 13)

montre un taux de croissance qui varie de 0,16 h-1

pour la souche Lcd107 à 0,4 h-1

pour Lc104, les

isolats W1 et Lc103 présentent une vitesse spécifique de croissance de 0,27 et 0,218 h-1

respectivement. Nous constatons que la vitesse spécifique de croissance n‘est pas fixe et change

avec le changement de la température d‘incubation. Pour la souche Lcd7 la vitesse de croissance

diminue avec un pourcentage de 41,39% et 46, 9% a été observée pour la souche Lc103. En

revanche la vitesse de croissance de la souche W1 a doublé à 45°C pour atteindre 0,278h-1 .

La

vitesse de croissance de la souche Lc104 reste stable et élevée 0,400 h-1

.

Le taux de croissance enregistré pour les souches lactiques isolées du lait cru de chamelle

d‘Algérie montre un comportement différent selon les souches.

Les éspèces de Lactococcus lactis donnent une vitesse spécifique de croissance qui varie entre

0,37 h-1

(Habimana et al., 2011), et 1 h-1

à 1,2 h-1

lorsque le milieu de culture est enrichit ( Razvi et

al., 2008). Une vitesse maximale de croissance de 0,93 h-1

pour Lactococcus cremoris a été

obtenue à pH 6,3 (Bibal et al ., 1988).

Les espèces lactiques thermophiles en particulier Lactobacillus bulgaricus donne un taux de

croissance spécifique qui varie de 0,49 à 1,03 h-1

selon la richesse du milieu de culture (Berry et

al., 1999 ; Vasiljevic et Jelen 2001).

Mercier et al., 1992 ; Wenge. et Mathews (1999) ont indiqué que la vitesse de croissance des

souches lactiques dépend du pH du milieu de culture.

Les résultats des vitesses de croissance de nos souches lactiques sont variables certaines souches

sont stimulés par une température de 45°C (W1), ce sont des thermophiles. La croissance des

souches Lc103 et Lcd7 est ralentie ce qui prouve leur caractère mésophile. La croissance de la

souche Lc104 reste inchangée dans les deux températures d‘incubation.


63

La cinétique d‘évolution du pH enregistré montre généralement que le pH diminue en fonction du

temps d‘incubation. Les vitesses maximales moyennes d‘évolution du pH des souches retenues est

de 0,26 upH/h à 30°C. L‘incubation à 45°C donne une vitesse moyenne maximale de 0,116 upH/h.

Figure 19 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches lactiques à

30°C


64

Figure 20: Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches lactiques à

45°C

Tableau 13: les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de carbone

30°C 45°C

µ h-1

Do max

Vmax pH

pH f µ h-1

Do max

Vmax pH

pH f

Lcd7 0,273 1 -0,03 4,18 0,160 0,76 -0,09 5,18

W1 0,133 1,287 -0,07 4,18 0,278 0,734 -0,08 5,6

Lc 103 0,411 1 -0,176 4,36 0,218 0,714 -0,122 5,56

Lc 104 0,400 1 -0,132 4,27 0,4 1 -0,04 5,86


65

3.7 Effet de la source de carbone cinétique de croissance et d’acidification

La cinétique de croissance et d‘acidification des bactéries lactiques thermophiles ont été étudiées

en milieu MRS liquide à différentes source de carbones (glucose, fructose, glycérol, amidon,

saccharose, et MRS sans glucose et sans extraits de viande).

La croissance bactérienne et d‘acidification est estimée par la mesure de la densité optique, et du

pH respectivement les résultats obtenus sont présentés dans la figure 21 et les figures 27, 28, 29 et

30 (annexe) et le Tableau 14.

L‘influence de differentes types de source de carbone a été testée sur la croissance de cinq isolats

retenus. Les sucres utilisés sont le glucose et le fructose qui sont des hexoses, le sacharose qui est

un diholoside, l‘amidon qui est un polysacharides et le glycérol

Nous avons remaqué que le glucose donne une vitesse de croissance la plus elevée pour les cinq

souches (0,22 à 0,38 h-1

). En revanche l‘amidon donne des valeurs de vitesse de croissance les

plus faibles pour toutes les souches (0,017 à 0,14 h-1

)

Le fructose et le saccharose donnent des valeurs maximales de croissance de 0,211 et 0,11 h-1

respectivement. Les valeurs de la vitesse moyenne de croissance sur milieu MRS- glycérol varient

de 0,07 h-1

pour Weissella cibaria et 0,162 pour Lactococcus lactis subsp. lactis (Lc 107).

Bibal et al. (1988) ont étudie l‘influence de la concentration du lactose sur Lactococcus cremoris

ils ont observé que la vitesse est maximale (0,9 h-1

) lorsque la concentration de lactose est de 6

g/L. Ils ont aussi noté que le pH 6,3 est la valeur optimale pour la croissance de Lactococcus

cremoris.

Shepers et al. (2002) ont évalué l‘effet du pH sur la croissance de Lactobacilus helveticus qui

pousse à un pH optimal de 5,5 avec un taux de croissance de 0,7 h-1

. Sur milieu MRS Levoy et

Devuyst (2001) ont enregistré une vitesse de croissance qui varie de 0,45 h-1

à 0,67 h-1

chez

Lactobacillus sakei. Lactobacillus rhamnosus donne un µ de 0,49 h-1

(Berry et al., 1999).

Habinama et al. (2011) ont signalé une vitesse de croissance de 0,37 h-1

chez Lactococcus lactis,

cette valeur est très proche aux valeurs obtenue par nos souches sur milieu à base de glucose.

Razvi et al. (2008) et Fu et Muthens (1999) ont montré que la vitesse spécifique de croissance de

Lactococcus lactis et Lactobacillus plantarum sur milieu MRS est influencée par la concentration

de glucose, la concentration élévée de glucose ralentisse la croissance bacterienne (+ de 60 g/L).

Mall et al. (2010) indiquent que le taux de croissance spécifique moyen de Lactococcus. lactis

atteint 0,59 h-1

, 0,58 h-1

à 4 et 6% MRS glucosé, respectivement. Les concentrations supérieures et

inférieures au bouillon MRS standard aboutissent à une croissance lente. Le pH initial du milieu

est ajusté à 6,3, mais au cours de la croissance de Lactococcus lactis, le pH des milieux de cultures


66

a radicalement changé. Le pH final du bouillon a été mesuré et atteint de 4,0, 4,3, 4,7, 5,0, 5,2 et

5,7 pour 1, 2, 4, 6, 8 et un bouillon de MRS à 10%, respectivement

Figure 21 : Cinétique de croissance (A) et évolution de la souche Lactococcus lactis dans les

differentes sources de carbone.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Cro

issa

nce

D0

60

0 n

m

Temps (Heure)

Lcd6

sacharose Amidon GlycerolFructose Glucose sans E.V et GLU

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Ev

olu

tio

n d

e p

H

Temps (Heures)

Lcd6

sacharose Amidon GlycerolFructose Glucose Sans E.V et Glu


67

Tableau 14: les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de carbone

souche Lc 109

Lactococcus lactis subsp. lactis

souche Lc 107


Souche Lcd2


biovar. Diacetylactis

souche Lcd6


biovar. diacetylactis

souche W2

Weissella cibaria

µ h-1 Do

max

Vmax pH

pH

final µ h-1

Do

max

Vmax pH

pH

final µ h-1

Do

max

Vmax pH

pH

final µ h-1

Do

max

Vmax pH

pH

final µ h-1

Do

max

Vmax pH

pH

final

Glucose 0,38 2,192 -0,253 4,15 0,34 2,19 -0,225 4,13 0,211 2,713 -0,016 4,13 0,23 2,192 -0,25 4,15 0,223 2,105 -0,13 4,13

Fructose 0,12 1,541 -0,05 4,72 0,17 1,6 -0,068 4,86 0,211 1,54 -0,042 4,73 0,2 1,541 -0,05 4,72 0,096 1,564 -0,04 4,77

Glycérol 0,13 0,74 -0,025 5,63 0,162 0,878 -0,016 6,1 0,054 1,01 -0,046 5,33 0,125 0,74 -0,026 5,63 0,07 0,918 -0,045 5,85

Amidon 0,03 1,119 -0,006 6,15 0,14 1 ,059 -0,006 5,82 0,07 1,05 -0,014 5,87 0,017 1,119 -0,006 5,84 0,036 0,935 -0,002 5,88

sacharose 0,11 1,233 -0,023 5,17 0,045 0,552 -0,010 6,12 0,044 1,183 -0,010 5,75 0,11 1,233 -0,02 5,17 0,033 1,143 -0,025 5,89

Sans E.V 0 ,19 2,163 -0,4 4,49 0,198 2,14 -0,340 4,57 0,054 2,17 -0,141 4,59 0,21 2,163 -0,4 4,49 0,191 2,105 -0,059 4,53

Sans E.V et

Glu 0,10 0,628 -0,028 4,49 0,12 0,504 -0,032 6,45 0,072 0,658 -0,0191 6,17 0,11 0,486 -0,016 6,23 0,098 0,498 -0,023 5,85


68

3.8 Activité antimicrobienne des isolats

Un total de 30 souches lactiques ont été retenues pour réaliser l'activité antagoniste contre

Listeria.innocua ATCC 33090, Listeria ivannovi ATCC 19119, Staphylococcus aureus ATCC

43300, Pseudomonas aerogenosa ATCC 27853 et Echerechia coli ATCC 25922 par la méthode

de confrontation en touches. Parmi, les souches testées 25 souches ont produit une zone

d'inhibition contre les souches pathogènes. Dans cette étape, l'effet inhibiteur possible peut être dû

soit aux acides organiques, le peroxyde d'hydrogène ou à une autre substance produite par la

souche lactique. Le test préliminaire sur milieu solide a permis la sélection des souches

potentiellement productrices de substances inhibitrices. La détermination de la nature de la

substance inhibitrice doit passer par plusieurs étapes. Les cultures doivent être effectués en milieu

liquide et les surnageant acellulaires des 25 souches sont recueillis. Afin d‘éliminer l‘effet du

peroxyde d‘hydrogène de l‘acide lactique, les surnageant sont traités avec la catalase, et neutralisé.

L‘activité est testée par la méthode de diffusion en puits sur milieu solide. La présence de la zone

d‘inhibition après traitement nous oriente vers une autre voie pour déterminer la nature de l‘agent

inhibiteur. Une proportion de 24% des souches ont produit des zones d‘inhibition après traitement.

Les six isolats produisant des zones d‘inhibition sont les suivants : Lc 109, Lc 107, Lcd2, Lcd6,

W4 et W2. Ces souches lactiques isolées à partir du lait de dromadaire ont révélés une forte

activité inhibitrice contre Listeria innocua ATCC 33090 et Staphylococcus aureus ATCC 43300,

donc nous constatons que le spectre d‘activité antibactérien est orienté vers les bactéries gram

positif.

3.8.1 Caractérisation des composés antimicrobiens

Les six isolats de bactéries lactiques sélectionnés, présentent des activités antagonistes très

importantes contre Listeria.innocua ATCC 33090 et Staphylococcus aureus ATCC 43300, ont été

caractérisés pour leurs composés antimicrobiens. Afin de révéler les inhibitions qui sont dues au

pH et à la production de peroxyde d‘hydrogène (H2O2). Nous avons testé l‘activité antibactérienne

des six souches inhibitrices par la méthode de Fleming et al. (1975) en milieu tamponné

additionné de catalase à la concentration finale de 1 mg/ml. Cette enzyme est capable d‘inhiber

l‘activité du peroxyde d‘hydrogène éventuellement produit par les souches testées. Les résultats

obtenus par ce test sont présentés dans la (Fig. 24)


69

Tous les isolats présentent des zones d'inhibition pour l'échantillon 1 (surnageant de culture). Ils

ont également affichées des zones d‘inhibitions presque similaires ou inférieures à l'échantillon 2

(surnageant neutralisé avec l'addition de NaOH et de la catalase).

Ce traitement signifie que les inhibitions observées ne sont pas dues à la production de peroxyde

d‘hydrogène et du pH.

Il a déjà été démontré par plusieurs auteurs que l‘inhibition par le peroxyde d‘hydrogène est

souvent moins fréquente chez les bactéries lactiques (Labioui et al., 2005 ;Gong et al.,2010)

En effet, la production de peroxyde d‘hydrogène par les bactéries lactiques est rare et se fait le

plus souvent en faible concentration pour ne pas provoquer l‘auto-inhibition de la souche

productrice, et cela dans des conditions particulières en présence d‘oxygène (Juillard et al., 1987).

3.8.2 Nature de la substance antimicrobienne

Les effets des enzymes protéolytiques sur l'agent inhibiteur ont été étudiés (Fig.24). Les composés

antimicrobiens des souches (Lc109, Lc107, Lcd2, Lcd6, W4 et W2) ont été complètement

inactivés avec Listeria innocua. Par contre les souches (Lcd6 et Lc109) ont une inhibition totale

vis-a-vis de Staphylococcus aureus ATCC 43300, l‘activité exprimée par ces souches est sensible

aux enzymes protéolytiques, indiquant que les composés actifs sont de nature protéique qui ont

une caractéristique générale des bactériocines. En revanche les souches Lcd2, Lc107, W4 et W2

après l‘utilisation des enzymes protéolytiques provoque une diminution de l‘activité

antimicrobienne. Le chauffage pendant 30 minutes à 100 °C et 15 min à 121 °C (autoclavage) n'a

pas affecté l'activité antimicrobienne puisque l'activité résiduelle a été détectée par l‘AWDA (Fig

29). Les résultats suggèrent que nos souches produisent des composés thermostables.

Benhamouche et al (2012) ont isolé une souche de Lactococcus lactis (8b) à partir de lait cru de

chèvre qui a un effet anti-Listeria et qui inhibe aussi Staphylococcus aureus avec un diamètre

d‘inhibition de 15 mm. L'action des enzymes protéolytiques, la trypsine, la chymotrypsine

montrent que la substance antimicrobienne sécrété est de nature protéique

Rodriguez et al. (2000) ont caractérisé des substances antimicrobiennes isolées a partir du lait cru

produite par des lactocoques et des entérocoques ces substances antimicrobiennes ont un effet

contre les micro-organismes d'altération. Benkerroum et al. (2004) ont démontré que le lait de

chamelle a un effet bactériostatique sur les germes pathogènes Listeria monocytogenes et

Echerichia.coli


70

Lü et al. (2014) ont purifié et caractérisé une nouvelle bactériocine produite par Lactobacillus.

casei isolée à partir de lait de chamelle, qui a été désigné comme caseicin TN-2 et ils ont constaté

que caseicin TN-2 pourrait inhiber à la fois les souches pathogènes d'origine alimentaire, y

compris même des souches résistantes aux antibiotiques Gram positif et Gram-négatif. En outre,

caseicin TN-2 a montré une bonne stabilité à la chaleur et aux différents pH et elle est sensible aux

enzymes protéolytiques.L'activité antimicrobienne des bactéries lactiques isolées à partir du lait

cru de chamelle du Maroc montre une modification de cette activité après traitement avec la

trypsine, Chymotrypsine, pepsine ou la papaïne qui confirme la nature protéique de cette

inhibition.Cette substance Elle est stable à la chaleur, même à la température d'autoclavage (121

°C pendant 15 min) et également actif sur une large gamme de pH (2 à 10) ( Khay et al., 2011) les

résultats obtenue sont sémilaire à ceux de notre travaille. Khay et al. (2013) ont isolé une bactérie

Enterococcus durans E204 à partir du lait cru de chamelle et cette souche à un rôle de préservation

par l'inhibition des germes d'altération et les germes pathogènes d'origine alimentaire dans le JBen

de la chèvre. Cette souche produit une substance inhibitrice de type bactériocine-like. La souche

E. durans E 204 a un effet contre Listeria monocytogenes CECT 4032.

La stabilité de l'activité antimicrobienne, à différentes valeurs de pH, tous les échantillons

conserve l‘activité antimicrobienne complète contre Listeria. innocua ATCC 33090 et

Staphylococcus. aureus ATCC 43300, dans la gamme de pH (2 à 6) et au pH (7 à 10) la substance

antimicrobienne perdre son activité. L‘inhibition des germes pathogènes à gram positif tel que

Listeria innocua et Staphylococcus aureus ouvre une voie de recherche sur l‘étude des composés

responsables de cette inhibition et de tracer des axes de recherches pour détérminer les differents

effets de ces composés du metabolismes microbien et sur les cellules eucaryotes. La determination

de l‘action spécifique des composés est indispensable. Le mécanisme d‘action des composés

inhibiteur doit être précisé pour prevenir les effets secondaires sur les consomateurs. Après ces

précisions, ces composés antimicrobiens peuvent être utilisés dans la bioconservation des

aliments.


71

Figure 22 : Activité antimicrobienne (1. Listeria innocua 2. Pseudomonas aerogenosa 3

Staphylococcus aureus)

Figure 23 : Activité antimicrobienne par la méthode des puits

1 3 2


72

Figure 24: La nature de la substance antimicrobienne

3.9 Optimisation de l’activité antimicrobienne

3.9.1 L'activité antimicrobienne à différentes températures

La température d‘incubation influe sur le métabolisme de Lactococcus lactis subsp. lactis biovar.

diacetylactis Lc 107 et Lcd2 qui ont montré une production maximale de composés

antimicrobienne lorsqu'elles sont cultivées à 37°C (Tab. 15). Une zone d'inhibition similaire

produite a une température 30°C et 37°C pour les souches Lc 105 et Lcd3, par contre à 45°C les

substances antimicrobienne sont inactives dans cette températures d‘incubation pour toutes les

souches testées.

Tableau 15: L‘activité antimicrobienne à différents température des bactéries lactiques avec

Listeria innocua

Temperatures Souches

Lc109 Lc 107 Lcd2 Lcd3 W4 W2

Zone d’ inhibition (mm)

30°C 18 12 7 10 6 6

37°C 18 18 10 11 10 4

45°C 0 0 0 0 0 0


73

3.9.2 L'activité antimicrobienne à différents pH

Toutes les souches montrent une forte activité antimicrobienne à pH 5, 6 et 7 et une diminution de

l‘activité à des pH 2, 3 et 4. La meilleure zone d'inhibition a été observée à pH 6, et même pour le

pH 7 chez la souche Lc109.

3.9.3 L'activité antimicrobienne sur MRS modifié

Tous les isolats ont la capacité de se développer sur MRS sans extrait de viande et quand le

glucose a été remplacé par le saccharose (Fig. 25 ,26), amidon, fructose, et glycérol. La meilleure

inhibition a été obtenue lorsque le glucose est remplacé par le fructose. Aucune inhibition n'a été

observée par tous les isolats lorsque le glucose a été remplacé par l‘amidon et le saccharose, car la

plupart de ces bactéries ne le fermentent pas. Aucune inhibition n'a été observée sur le milieu

MRS sans glucose et sans extrait de viande. Generalement l'activité antimicrobienne produite

varie en fonction de la source de carbone. L‘agent inhibiteur devient détectable par la méthode de

diffusion seulement après 4 heures d'incubation. Ce temps d‘attente pour le déclenchement de la

synthèse de la bactériocine peut avoir comme explication. La présence d‘un système de perception

chez la bactérie productrice va déclencher l‘expression des gènes codants la protéine de sonde et le

régulateur de réponse (Nes et Eijsink, 1999; Miller et Bassler, 2001). Cette induction provoque un

signal qui va déclencher le début de la biosynthèse de la bactériocine (Chandrapati et O´Sullivan,

1999). Après 10 h d'incubation 85% de la quantité totale de la bactériocine est produite. Les 15%

restants sont produits durant la phase stationnaire de croissance. La majorité de la bactériocine est

produite durant la phase exponentielle.

Les bactéries lactiques du genre Lactococcus se développent rapidement sur milieu contenant du

glucose. Les polysaccharides telle que l‘amidon ne favorise pas leur croissance par rapport aux

diholosides et au glycérol. Nous avons remarqué que le glucose est le sucre qui stimule la

production des composés antimicrobienne vis-à-vis Listeria innocua ATCC 33090 chez la

majorité des isolats testés.


74

Figure 25: Les résultats des interactions à différents sources de carbones (Listeria innocua)

ATCC 33090

02468

101214161820

24 48 72A

ctiv

ité

anti

mic

robie

nne

(mm

)

Temps (Heures)

Souche 4.19

Sacharose

Amidon

Glycérol

Fructose

MRS /E.V et GLU

MRS GLU

MRS/E.V

02468

101214161820

24 48 72

Acti

vit

é a

nti

mic

rob

ien

ne

(mm

)

Temps (Heure)

Souche 14.2

Sacharose

Amidon

Glycérol

Fructose

MRS/E.V et GLU

MRS GLU

MRS /E.V


75

Figure 26: Activité antimicrobienne a différentes sources de carbone vis-à-vis Listeria innocua

ATCC 33090

.

Conclusion générale



76


Lait frais de dromadaire et leurs produits sont une bonne source nutritionnelle pour les habitants

vivant dans les zones arides et urbaines. En Algerie, la production de lait de chamelle augmente

progressivement en raison d'un intérêt accru par les consommateurs au cours des dernières années.

Le lait de chamelle diffère légèrement dans certains aspects du lait d'autres espèces animales,

telles que le lait de vache. Variations observées dans la composition du lait de chamelle ont été

attribués à plusieurs facteurs, tels que les différentes procédures d'analyse, les lieux

géographiques, les variations saisonnières, les conditions d'alimentation et l'élevage des

chameaux. Divers derivés du lait ont été produit à partir de lait de chamelle. En revanche des

difficultés ont été signalées dans la production de fromage. Le lait de chamelle fermenté fournit

les prestations de santé pour le consommateur en fonction des substances bioactives dans le lait.

Des recherches plus approfondies sont nécessaires pour confirmer ces avantages pour un objectif

thérapeutique. Des études doivent être réalisées pour étudier la membrane des globules gras, et la

composition et la structure de la protéine (Nanobodies). D'autres travaux sont également

nécessaires sur les protéines du lait de chamelle visant la coagulation enzymatique par la

chymosine pour résoudre les problèmes liés à la fabrication du fromage.

La présente étude a pour objectif d‘évalué les caractéristiques physico-chimique et

électrophorétique du lait cru de chamelle collectée à partir de la région d‘ouest Algérien,

l‘isolement des bactéries lactiques thermophiles, l‘évaluation de cinétique de croissance des

bactéries lactiques à différent température d‘incubation (30°C et 45°C) et à différente source de

carbonne, et enfin l‘utilisation de ces bactéries dans la biopréservation

L‘isolement des protéines et leur caractérisation par électrophorèse sur gel de polyacrylamide

(SDS-PAGE) a permi de montrer que les profils obtenus sont très proches entre eux, malgré

l‘origine varié des échantillons (zones géographiques, populations de dromadaires, périodes de

l‘année).Nous pouvons conclure que le lait de chamelle présente des homologues aux protéines

majeures du lait bovin, excepté pour la β-Lactoglobuline qui est absente des profils

Les protéines de lactosérum du lait de chamelle telle que la sérum-albumine et une α-lactalbumine

semblent posséder des poids moléculaires similaires à des protéines de lactosérum bovin

respectifs. Le lactosérum du lait de chamelle montre une carence en β-lactoglobuline et se

compose d'une grande quantité de sérum-albumine, par rapport au lactosérum bovin. Les

principales composantes de protéines de lactosérum dans le lait de chamelle et le colostrum sont

similaires à ceux des bovins, à l'exception de l'absence de β-lactoglobuline. L'albumine sérique est

la principale protéine de lactosérum dans le lait de chamelle. Le lait de chamelle pourrait être une


77

nouvelle source de protéines pour les enfants allergiques au lait bovin. Il est susceptible de causer

des petites réactions d'hypersensibilité, car la teneur en protéines du lait de chamelle sont

similaires à celle trouvée dans le lait maternel.

L‘indice de difference calculé à partir des bandes de protéines indique clairement que le lait de

chamelle diffère du lait caprin et ovin.

La présente étude a montré que la flore microbienne du lait de chamelle d‘Algérie comprend une

diversité de bactéries lactiques. Les bactéries lactiques isolées en condition thèrmophile sont

représentées par Lactococcus, Weissella et Enterococcus.

Le lait de chamelle a été signalé à avoir un effet antimicrobien contre les bactéries à Gram positif

et Gram négatif, y compris Escherichia coli, Listeria monocytogenes, Staphylococcus aureus et

Salmonella typhimurium. Cette activité inhibitrice a été attribuée à la présence de substances

antimicrobiennes dans le lait de chamelle, y compris le lysozyme, le peroxyde d'hydrogène, la

lactoferrine, la lactoperoxydase, et les immunoglobulines. L'action inhibitrice de lait de chamelle

contre L. monocytogenes, S. aureus et E. coli peut être attribuée à la présence de la

lactoperoxydase, le peroxyde d'hydrogène et du lysozyme, respectivement. La croissance de

Salmonella typhimurium a été inhibée par la lactoferrine dans le lait de chamelle par chelation du

fer et de le rendre indisponible pour sa croissance bactérienne.

L‘analyse physico-chimique a montré que le lait cru de chamelle a une composition très similaire

à celle du lait bovin mais cette composition varie selon la période de lactation et la saison, en

particulier la teneur en matière grasse et la matière sèche qui est très élevé en saison hivernale que

la saison estivale.

L‘étude de souches bactériennes isolées du lait cru de chamelle a révélé des nouvelles

caractéristiques physiologique, biochimique pour l‘espèce Lactococcus lactis .Toutes ces

caractéristiques font de ces souches bactériennes des ferments intéressants pour une utilisation en

technologie laitière et dans les applications biotechnologiques en Algérie.

La cinétique de croissance et d‘acidification des souches lactiques étudiées révèle une meilleurs

vitesse de croissance à une température de 30°C en revanche la souche (W1) à une meilleure

vitesse de croissance à 45°C mais la souche (Lcd8) leur vitesse de croissance est stable à 45°C et

30°C.

L‘evaluation de la cinétique de croissance et d‘acidification à différente source de carbone montre

que la vitesse de croissance est meilleure sur milieu MRS glucosé pour tous les isolats.

Les substances antimicrobienne produites par les six souches lactiques est isolées à partir de lait

de chamelle dans cette étude sont themostable, garde leurs effet à une large gamme de pH et un


78

large spectre d'inhibition. Ces caractéristiques offrent une protection utile contre une éventuelle

contamination de lait avec des micro-organismes pathogènes ou de décomposition. Ces composés

antimicrobiens peuvent être utilisés dans les aliments, car elles sont stables à des pH et

températures choisies sur la base de leurs niveaux habituels dans les aliments et les opérations de

traitement. Nos souches Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. lactis biovar

diacetylactis et Weissella cibaria se developpent mieux sur milieu contenant des sucres simples

telle que le glucose. Les autres types de sucres ralentissent la croissance. Le glucose a stimulé la

croissance des isolats et la production des subsatnces antimicrobiennes vis-à-vis de Listeria

innocua.

La composition du lait de chamelle d‘Algérie que nous avons étudié possède tous les caractères

spécifiques qui contient plusieurs protéines avec une qualité physicochimique convenable et une

qualité sanitaire satisfaisante. Les bactéries lactiques thermophiles isolées ont montré une

difference de croissance dans deux temperatures differentes (30 et 45°C). Les résultats nous

montrent que la vitésse de croissance de certaines souches sont stimulées à 45°C ce qui prouve

leur thermophilie. En revanche d‘autres souches sont stables ou bien leur croissance est ralentit ce

qui laisse ponser que ces souches sont termotolerantes.

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Annexe

Annexe

Annexe

96

Annexe

Milieux de culture utilisés

Milieu MRS (De Man, Rogosa and Sharpe, 1960)

Extrait de levure 5 g

Extrait de viande 10 g

Peptone 10 g

Acétate de sodium 5 g

Citrate de sodium 2 g

Glucose 20 g

KH2PO4 2 g

MgSO4 0,25 g

MnSO4 0,05 g

Eau distillée 1000 ml

pH = 6,2

Autoclavage : 121°C pendant 15 minutes.

Milieu MRS-BCP sans extrait de viande

MRS sans extrait de viande (milieu liquide) 1000 ml

Pourpre de Bromocrésol 0,025 mg

pH = 7.0

Milieu M16 BCP (Thomas, 1973)

Extrait de levure 2,5 g


Lactose 2 g

Biopolytone 5 g

Peptone papainique de soja 5 g

Acide ascorbique 0,5 g

Acétate de sodium 1,8 g

L-Arginine 4 g

Pourpre de bromocrésol 0,05 g

Annexe

97

Agar 10 g


pH 6,5

Autoclavage : 121°C pendant 15 minutes.

Eau physiologique

Chlorure de sodium 8,5 g

Peptone 0,5 g


pH=7 Autoclavage 121°C, 15 minutes.

Lait écrémé

Lait écrémé 100 g



pH=7

Autoclavage 110°C, 10 minutes.

Milieu MSE (Mayeux, Sandine et Elliker, 1962)

Tryptone 10 g


Saccharose 100 g

Citrate de sodium 1 g

Glucose 5 g

Gélatine 2,5 g

Azothydrate de sodium 0,075 g


pH 6,5


Annexe

98

Milieu KMK (Kempler et Mc Kay, 1980)


Biopolytone 2,5 g

Glucose 5 g


pH=6.6

Le milieu est réparti à raison de 100 ml par flacon, puis autoclavé (121°C, 15min).Au momentde

l‘emploi, 1 ml d‘une solution aqueuse de ferricyanide de potassium 10 % (p/v) et 1 mld‘une

solution aqueuse à 2.5 % (p/v) de citrate ferrique et citrate de sodium (p/p) sont ajoutés.

Ces solutions sont stérilisées par filtration (millipores 0.22 µm) et sont conservées à

l‘obscurité à +4°C.

Milieu Mueller-Hinton (Mueller et Hinton, 1941)

Infusion de viande de boeuf 3000 cm3

Peptone de caséine 17,5 g

Amidon de mais 1,5 g

Agar-agar 17 g

pH=7.4


Bouillon nutritif


Peptone 10 g

Chlorure de sodium 5 g

pH = 7.4


Annexe

99

Gélose nutritive


Peptone 10 g

Chlorure de sodium 5 g

Agar 15 g


pH = 7.4


Milieu Chapman

Tryptone 5,0 g

Peptone pepsique de viande 5,0 g

Extrait de viande 1,0 g

Mannitol 10,0 g

Chlorure de sodium 75,0 g

Rouge de phénol 25,0 mg

Agar agar 15,0 g


pH = 7.4

Autoclavage 121°C, 15 minutes

Milieu PCA (Plat Count Agar)

Peptone 5,0 g

Extrait de levure 2,5 g

Glucose 1,0 g

Agar 15,0 g


pH = 7,2

Autoclavage 121°C, 15 minutes

Milieu DLS (Desoxycholate de Sodium)

Peptone 10g

Lactose 10g

Citrate de sodium 1g

Rouge neutre 0,03g

Désoxycholate de sodium 1g

Annexe

100

Chlorure de sodium 5g

Hydrogénophosphate de potassium 2g

Agar 15g


pH = 7,2

A ne pas autoclavez

Milieu VF (Viande Foie)

Base viande foie 30,0 g

Glucose 2,0 g

Agar 6,0 g


pH = 7,4


Milieu E.M (Extrait de Malt)

Extrait de malt 30,0 g

Agar 15,0 g


pH = 5,5


Tampon phosphate 0,1 M pH 7

On mélange un volume de phosphate monopotassique 0,1M (13,617 g/l) avec deux volumes de

phosphate disodique 0,1 M (17,814 g/l).

Composition des solutions utilisées en électrophorèse système SDS-PAGE

Tampon de charge

Tris 0.15 g

SDS 0.4 g

Glycérol 5 ml

β- mercaptoethano 0.5 ml

Bleu de Bromophénol 0,01 .g

Annexe

101

E.D q.s.p 5.ml

Le tampon est réparti à raison de 0,5 ml par tube à hémolyse avant d‘être conservé au

congélateur jusqu‘au moment de l‘emploi

Tampon de migration : (Tris : 0,25 M ; Glycine : 1,92 M ; pH=8,3)

Tris 3,03 g

Glycine 14,4 g

SDS 1 g

E.D q.s.p 1000 ml

Le tampon est conservé au réfrigérateur.

Solution d’acrylamide 30 %

Acrylamide 15 g

E.D q.s.p 50 ml

Solution de bis – acrylamide 1 %

N‘N‘ - bis - methylene – acrylamide 0,5 g

E.D q.s.p 50 ml

Tampon de séparation : (Tris HCl : 1,5 ; pH=8,8)

tris 36,3 g

E.D q.s.p 100 ml

Le pH de la solution est ajusté avec environ 24 ml HCl (1N), le volume est complété à 200 ml

avec de l‘eau distillée. Après filtration, la solution est conservée à 4°C.

Tampon de concentration : (Tris – HCl : 0,5 M ; pH=6,8)

Tris 3 g

E.D q.s.p 20 ml

Le pH de la solution est ajusté avec environ 24 ml HCl (1N), le volume est complété à 200 ml

avec de l‘eau distillée. Après filtration, la solution est conservée à 4°C.

Annexe

102

Solution de fixation

Acide acétique 200 ml

ED qsp 1000 ml

Solution de coloration

Bleu de coomasie G250 1.5 g

Ethanol 250 .ml

Acide Acétique 40 ml

ED qsp 1000 .ml

Solution de décoloration

Ethanol 250 ml


ED qsp 1000 ml

Solution de conservation


ED qsp 1000 ml

Annexe

103

Figure 27: Cinétique de croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis .

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Ev

olu

tio

n d

u p

H

Temps (Heurs)

Souche 4.19

Sacharose Amidon GlycerolFructose Glucose Sans E.v et GluSans E.V

Annexe

104

Figure 28 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis subsp. lactis biovar

diacetylactis.

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

7,5

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Ev

olu

tio

n d

u p

H

Temps (Heures)

Souche 4.17

Sacharose Amidon Glycerol

Fructose Glucose Sans E.V et GLU

Sans E.V

Annexe

105

Figure 29 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis. subsp.lactis biovar

diacetylactis.

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

7,5

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Ev

olu

tio

n d

u p

H

Temps (Heures)

Souche 4.18

Sacharose Amidon Glycerol Fructose

Glucose Sans E.V et GLU Sans E.V

0

0,5

1

1,5

2

2,5

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Cro

issa

nce

DO

(600 n

m)

Temps (Heures)

Souche 4.18


Fructose Glucose Sans E.V et GLUC

Sans E.V

Annexe

106

Figure 30 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Weissella cibaria.

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Ev

olu

tio

n d

u p

H

Temps (Heurs)

Souche 2


Fructose Glucose Sans E.V et GLUC

Sans E.V

0

0,5

1

1,5

2

2,5

0 6 12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72

Cro

issa

nce

DO

(6

00

nm

)

Temps (Heures)

Souche 2

Sacharose Amidon Glycerol Fructose

Glucose Sans E.V et GLU Sans E.V

Annexe

107

Tableaut 16. Composition physico-chimique du lait cru de chamelle à différents pays

Auteurs pH Acidité

Dornic (°D)

Densité Matière sèches

(g/l)

Matière

grasse (g/l)

Cendres

(g/l)

Protéine

(g/l)

T

(°C)

Pays

Nos resultats

(mois de

septembre)

6,369

18,6

1,031

93,4

30

7,46

26,3

35,83

Regions ouest

Algeriennes

Nos resultats

(mois de

septembre)

6,493

18,3

1,032

144,88

52,1

8,667

33,1

33,95

Regions ouest

Algeriennes

Obaid et al.,

2014

6,57 0,16 - 12,46 3 ,02 0,78 3,19 - Libye

Bahobail et al .,

2014

6,6 0,133 - 11,08 3,2 0,88 3,83 - Arabie Saoudite

Benyagoub et al

., 2013

5,87±0.67 0,49±0,30 1,0274±0,0026 100,58±11,38 2,86±0,53 - - 11,91 Algérie

Igwegbe et al .,

2014

12,43±0,11 2,57±0,22 0,77±0,03 2,89±0,23 - Nigeria

Bornaz et al.,

2009

6,51 15,35 117,50 - - 30,30 - Tunisie

Kamoun ,1996 6,5 15,6 1,028 116 35 - 27,6 - Tunisie

Alloui-

lombarkia et al.,

2007

6,51 15,12 1,029 109,20 37,44 6,79 29,42 - Algérie

Meiloud et al.,

2011

_ 16,1 1,031 130 29,2 - 25 - Mauritanie

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