Métabolisme et fonctions des acides gras oméga-3...

N° d’ordre 2010ISAL0130 année 2010

THESE

Présentée devant

L’INSTITUT NATIONAL DES SCIENCES APPLIQUEES DE LYON

Pour obtenir

LE GRADE DE DOCTEUR

Formation doctorale : Biochimie

Ecole Doctorale Interdisciplinaire Sciences-Santé

MÉTABOLISME ET FONCTIONS DES ACIDES

GRAS OMÉGA-3 À LONGUE CHAÎNE AU

NIVEAU DE L’ADIPOCYTE

par

Jennifer LEFILS-LACOURTABLAISE

Soutenance le 16 Décembre 2010

Directeurs de thèse : Pr. M. LAGARDE / Dr. N. BERNOUD-HUBAC

Jury de thèse: Mme le Dr Nathalie BERNOUD-HUBAC, Directrice de thèse

M. le Pr Jacques DELARUE, Examinateur

M. le Dr Claude FOREST, Rapporteur

M. le Pr Michel LAGARDE, Directeur de thèse

M. le Dr Mario OLLERO, Rapporteur

M. le Dr Hubert VIDAL, Président du jury

Cette thèse a été préparée au laboratoire Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes,

l’INSA de Lyon (INSERM UMR 870)

1

INSA Direction de la Recherche - Ecoles Doctorales – Quadriennal 2007-2010

SIGLE ECOLE DOCTORALE NOM ET COORDONNEES DU RESPONSABLE

CHIMIE

CHIMIE DE LYON

http://sakura.cpe.fr/ED206

M. Jean Marc LANCELIN

Insa : R. GOURDON

M. Jean Marc LANCELIN Université Claude Bernard Lyon 1

Bât CPE 43 bd du 11 novembre 1918 69622 VILLEURBANNE Cedex Tél : 04.72.43 13 95 Fax :

[email protected]

E.E.A.

ELECTRONIQUE,

ELECTROTECHNIQUE, AUTOMATIQUE

http://www.insa-lyon.fr/eea M. Alain NICOLAS

Insa : C. PLOSSU [email protected] Secrétariat : M. LABOUNE AM. 64.43 – Fax : 64.54

M. Alain NICOLAS Ecole Centrale de Lyon Bâtiment H9

36 avenue Guy de Collongue 69134 ECULLY Tél : 04.72.18 60 97 Fax : 04 78 43 37 17 [email protected]

Secrétariat : M.C. HAVGOUDOUKIAN

E2M2

EVOLUTION, ECOSYSTEME, MICROBIOLOGIE, MODELISATION

http://biomserv.univ-lyon1.fr/E2M2 M. Jean-Pierre FLANDROIS

Insa : H. CHARLES

M. Jean-Pierre FLANDROIS CNRS UMR 5558

Université Claude Bernard Lyon 1 Bât G. Mendel 43 bd du 11 novembre 1918 69622 VILLEURBANNE Cédex

Tél : 04.26 23 59 50 Fax 04 26 23 59 49 06 07 53 89 13 [email protected]

EDISS

INTERDISCIPLINAIRE SCIENCES-

SANTE

Sec : Safia Boudjema M. Didier REVEL

Insa : M. LAGARDE

M. Didier REVEL

Hôpital Cardiologique de Lyon

Bâtiment Central 28 Avenue Doyen Lépine 69500 BRON

Tél : 04.72.68 49 09 Fax :04 72 35 49 16 [email protected]

INFOMATHS

INFORMATIQUE ET MATHEMATIQUES

http://infomaths.univ-lyon1.fr M. Alain MILLE

M. Alain MILLE Université Claude Bernard Lyon 1

LIRIS - INFOMATHS Bâtiment Nautibus 43 bd du 11 novembre 1918

69622 VILLEURBANNE Cedex Tél : 04.72. 44 82 94 Fax 04 72 43 13 10 [email protected] - [email protected]

Matériaux

MATERIAUX DE LYON

M. Jean Marc PELLETIER

Secrétariat : C. BERNAVON 83.85

M. Jean Marc PELLETIER

INSA de Lyon MATEIS Bâtiment Blaise Pascal 7 avenue Jean Capelle

69621 VILLEURBANNE Cédex Tél : 04.72.43 83 18 Fax 04 72 43 85 28 [email protected]

MEGA

MECANIQUE, ENERGETIQUE, GENIE

CIVIL, ACOUSTIQUE

M. Jean Louis GUYADER

Secrétariat : M. LABOUNE PM : 71.70 –Fax : 87.12

M. Jean Louis GUYADER INSA de Lyon Laboratoire de Vibrations et Acoustique Bâtiment Antoine de Saint Exupéry

25 bis avenue Jean Capelle 69621 VILLEURBANNE Cedex Tél :04.72.18.71.70 Fax : 04 72 43 72 37

[email protected]

ScSo

ScSo*

M. OBADIA Lionel

Insa : J.Y. TOUSSAINT

M. OBADIA Lionel

Université Lyon 2 86 rue Pasteur 69365 LYON Cedex 07 Tél : 04.78.77.23.88 Fax : 04.37.28.04.48

[email protected]

*ScSo : Histoire, Geographie, Aménagement, Urbanisme, Archéologie, Science politique, Sociologie, Anthropologie

2

Ce travail a été réalisé au sein de l’unité :

"Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes"

INSERM U870 ; UCBL ; INSA; INRA U1235 ; HCL

IMBL, 11 Av. Jean Capelle

69621 Villeurbanne, France

Il a donné lieu à la rédaction des articles suivants :

Lefils J, Géloën A, Vidal H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. Dietary DHA: time course of

tissue uptake and effects on cytokine secretion in mice. Br. J. Nutr. 2010, 21:1-9.

Lefils-Lacourtablaise J, Socorro M, Géloën A, Dominguez Z, Vidal H, Lagarde M and

Bernoud-Hubac N. 15-Deoxy-12,14

-prostaglandin J3 : a novel eicosapentaenoic acid-derived

prostaglandin that increases adiponectin secretion by adipocytes. Manuscrit en préparation.

Bernoud-Hubac N, Alam DA, Lefils J, Davies SS, Amarnath V, Guichardant M, Roberts LJ

2nd

and Lagarde M. Low concentrations of reactive gamma-ketoaldehydes prime

thromboxane-dependent human platelet aggregation via p38-MAPK activation. Biochim.

Biophys. Acta. 2009, 1791:307-313.

Et à la présentation des communications suivantes :

Lefils-Lacourtablaise J, Géloën A, Chen P, Guichardant M, Socorro M, Dominguez Z, Vidal

H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Effects of omega-3 PUFA and their oxygenated

derivatives on cytokines secretion ». Poster, 9th

Conference of the International Society for the

Study of Fatty Acids and Lipids (ISSFAL), Juin 2010, Maastricht, Pays-Bas.

Lefils-Lacourtablaise J, Géloën A, Chen P, Guichardant M, Socorro M, Dominguez Z, Vidal

H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Effects of omega-3 PUFA and their oxygenated

derivatives on cytokines secretion ». Poster, 10e journée de l’IMBL, Juin 2010, Lyon, France.

Lefils J, Géloën A, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Alimentation enrichie en DHA:

effets sur la composition lipidique de tissus murins et sur la sécrétion de cytokines

plasmatiques ». Poster, Congrès annuel de la SFD, Mars 2010, Lille, France.

Lefils-Lacourtablaise J. « Sécrétion d’adiponectine en réponse aux acides gras oméga-3 à

longue chaîne. ». Présentation orale, 3e journée thématique de LISA (« Lipides

fonctionnels »), Mars 2010, Bordeaux, France.

3



plasmatiques ». Poster, 9e journée de l’IMBL, Novembre 2009, Marseille, France.



plasmatiques ». Poster, 6e Congrès annuel de la NSFA, Juin 2009, Avignon, France.



plasmatiques ». Poster, 8e journée de l’IMBL, Janvier 2008, Lyon, France.

Remerciements

4

Remerciements C’est au sein de l’unité mixte de recherche 870 INSERM / INSA / INRA / UCBL /

HCL de Lyon de « Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes » dirigée par le Dr.

Hubert VIDAL qu’ont été réalisés l’ensemble des travaux présentés dans ce mémoire.

Avant toute chose, je tiens à remercier le Dr. Hubert VIDAL et le Pr. Michel

LAGARDE pour m’avoir accueillie, respectivement, au sein de leur unité et équipe de

recherche, pour leurs conseils et leurs encouragements tout au long de ses années.

Je voudrais témoigner ma reconnaissance au Dr. Nathalie BERNOUD-HUBAC sans

qui cette thèse n’aurait pu être réalisée. Je la remercie particulièrement pour avoir cru en moi,

pour m’avoir soutenue durant ces années en me faisant partager son expérience et ses

connaissances scientifiques et pour avoir rédigé de nombreux projets pour financer ma thèse.

Merci également pour sa disponibilité, sa patience et sa bonne humeur constantes qui ont

rendu ce travail très agréable et enrichissant, et ainsi que pour sa rigueur scientifique.

J’exprime ensuite mon estime et mes remerciements aux membres de mon jury :

Au Pr. Jacques DELARUE, au Dr. Claude FOREST et au Dr. Mario OLLERO

qui m’ont fait l’honneur de juger ce travail de thèse et de me faire ainsi bénéficier de leurs

compétences et de leurs connaissances.

Je souhaite également remercier très chaleureusement tous les membres du laboratoire

pour leur bon accueil, leur disponibilité et plus particulièrement:

Remerciements

5

Le Dr. Alain GÉLOËN, pour m’avoir permis de faire l’étude in vivo chez la souris;

pour m’avoir guidé dans le monde des souris, pour ses connaissances colossales, pour sa

rigueur scientifique, pour nos petites discussions scientifiques très enrichissantes et

passionnantes mais surtout pour sa très grande sympathie et sa bonne humeur communicative.

Ne m’oubliez pas pour le prix Nobel !

Le Pr. Michel GUICHARDANT pour ses précieuses aides pour « dompter » l’HPLC,

la GC ou encore la GC-MS ; pour ses conseils techniques et scientifiques. Je remercie aussi

son ancienne thésarde le Dr. Ping CHEN, fournisseur officiel de PDX et d’acide punicique.

Les Dr Madeleine PICQ et Sabine MICHAUD pour leur aide, leur disponibilité et

leur gentillesse.

Les Dr. Christophe SOULAGE, Nicolas PILLON et Bader ZARROUKI de pour

m’avoir fait partager leurs expériences, avoir pris le temps de répondre à toutes mes questions

plus ou moins intelligentes et pour leur très grande sympathie.

Patrick MOLIERE et Valérie PRUNETA-DELOCHE pour leurs conseils

techniques ainsi que pour leur gentillesse qui ont contribué à une bonne entente.

Magali PEREZ, Fabienne LAUGERETTE, Rami JAAFAR, Romain COLAS,

Lilas HADJI pour avoir partagé avec moi ces quelques années.

Les membres de l’équipe 1 pour m’avoir bien accueillie chez eux et pour m’avoir

formée sur leur appareillage.

Ma famille qui m’a soutenue pendant ces années.

Et enfin mon mari Marc pour m’avoir supportée et soutenue pendant cette thèse, pour

m’avoir accompagnée les week-ends pour l’entretien de mes cellules, avoir fait semblant de

comprendre mes travaux pour me soutenir et tout simplement avoir été à mes cotés ! Sans

oublier notre petit bout qui peut être un jour tombera sur ce manuscrit…

Table des matières

6

Table des matières

Remerciements ..................................................................................... 4

Table des matières ............................................................................... 6

Index des figures et des tableaux ...................................................... 11

Abréviations ....................................................................................... 15

Résumé ................................................................................................ 17

Summary ............................................................................................. 19

Introduction ........................................................................................ 21

Rappels Bibliographiques ................................................................. 24

Chapitre 1 - Les Acides gras ............................................................. 24

I.1 Généralités .................................................................................................. 24

I.2 Les Acides Gras Polyinsaturés (AGPI) ...................................................... 25

Table des matières

7

Chapitre 2 - Métabolisme oxygéné des AGPI ................................. 28

II-1 Les prostanoïdes........................................................................................ 28

II.1.1 Prostanoïdes issus de l’AA ..................................................................................... 28

II.1.1.a) Voie de synthèse ......................................................................................................... 28

II.1.1.b) Biologie fonctionnelle des prostanoïdes ..................................................................... 30

II.1.2 Prostanoïdes issus de l’EPA ................................................................................... 32

II.1.3 Prostanoïdes et adipocytes ...................................................................................... 34

II-2 Les résolvines, les protectines et les marésines ........................................ 36

II.2.1 Les résolvines ......................................................................................................... 36

II.2.2 Les protectines ........................................................................................................ 38

II.2.3 Les marésines ......................................................................................................... 40

Chapitre 3 - Le tissu adipeux ............................................................ 41

III.1 Le tissu adipeux blanc .............................................................................. 41

III.2 Le tissu adipeux brun ............................................................................... 42

Chapitre 4 - L’adipocyte blanc ......................................................... 44

IV.1 La morphologie ........................................................................................ 44

IV.2 L’adipogenèse .......................................................................................... 45

IV.3 La lipogenèse ........................................................................................... 46

IV.3.1 Les acides gras dans l’adipocyte ........................................................................... 46

IV.3.2 La synthèse des triglycérides ................................................................................ 47

IV.4 La lipolyse ............................................................................................... 49

Chapitre 5 - Les adipokines .............................................................. 51

V.1 L’adiponectine .......................................................................................... 51

V.2 La leptine ................................................................................................... 54

V.3 Le TNF-α .................................................................................................. 56

V.4 L’IL-6 ........................................................................................................ 57

Chapitre 6 - De l’obésité au diabète de type 2. ............................... 59

VI.1 Situation actuelle de la pathologie ........................................................... 59

VI.2 Lien entre l’obésité et le diabète de type 2 .............................................. 59

VI.3 Relation entre les acides gras libres et l’insuline .................................... 60

Table des matières

8

Chapitre 7 - Rôles des AGPI n-3 dans l’obésité et le diabète de

type 2 ................................................................................................... 62

VII.1 Effets des AGPI n-3 sur la croissance et la prolifération du tissu adipeux

.......................................................................................................................... 63

VII.2 Modulation du métabolisme du tissu adipeux par les AGPI-LC n-3 ..... 64

VII.3 Modulation de la sécrétion des adipokines par les AGPI-LC n-3 ......... 66

Matériels & Méthodes ....................................................................... 68

I- Protocole cellulaire ........................................................................ 68

I-1 Les adipocytes 3T3-L1 ............................................................................... 68

I-2 Culture cellulaire ........................................................................................ 68

I-3 Comptage des cellules ................................................................................ 69

I-4 Différenciation des fibroblastes 3T3-L1 en adipocytes ............................. 69

I-5 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les AGPI n-3 .............................. 70

I-6 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les dérivés oxygénés des AGPI n-3

.......................................................................................................................... 70

II- Dosages protéiques ....................................................................... 70

II-1 Dosage des protéines du milieu de culture par la méthode de Bradford

(1976) ............................................................................................................... 70

II-2 Dosage des protéines cellulaires par la méthode de Lowry (1951) .......... 71

III- Dosage des adipokines ................................................................ 71

IV- Mesure de l’expression génique par PCR quantitative en

temps réel ............................................................................................ 72

IV-1 Extraction des ARN ................................................................................ 72

IV-2 Transcription inverse (RT) ...................................................................... 72

IV-3 PCR quantitative en temps réel (qPCR) .................................................. 73

Table des matières

9

V- Analyse des prostaglandines ........................................................ 74

V-1 Formation de 15-désoxy-Δ12,14

-PGJ3 (15dPGJ3) ...................................... 74

V-2 Dosage des prostaglandines par HPLC et détection UV .......................... 74

V-3 Dérivation chimique de la PGD3 et de la 15dPGJ3 ................................... 75

V-4 Analyse des prostaglandines par GC-MS ................................................. 76

VI- Protocole animal ......................................................................... 77

VI-1 Animaux et régime alimentaire .............................................................. 77

VI-2 Sacrifices et prélèvement des tissus ....................................................... 79

VI-3 Analyse de la composition en acides gras des phospholipides des tissus

par chromatographie en phase gazeuse (GC) .................................................. 79

VI-4 Dosage des adipokines dans le plasma et les tissus adipeux ................. 81

VII- Analyse statistique .................................................................... 81

Résultats .............................................................................................. 82

I - Etude in vivo .................................................................................. 82

I.1 Masses corporelles des souris ..................................................................... 83

I.2 Incorporation du DHA dans le foie, le cœur et les tissus adipeux blancs .. 84

I.3 Effet d’une alimentation enrichie en DHA sur la sécrétion d’adipokines . 92

I.4 Contenu en adipokines des tissus adipeux blancs ...................................... 93

I.5 Effet d’une alimentation enrichie en EPA ou EPA/DHA sur la sécrétion

d’adipokines ..................................................................................................... 95

I.6 Discussion-Conclusion ............................................................................... 97

II - Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1 ......................................... 101

II.1 Effets du DHA et de l’EPA sur les adipocytes 3T3-L1 ......................... 101

II.1-1 Analyse de l’incorporation du DHA et de l’EPA dans les phospholipides

membranaires des cellules .............................................................................................. 101

II.1-2 Effet du DHA et de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-

L1 ................................................................................................................................... 104

II.2 Effets de divers triènes conjugués sur les adipocytes 3T3-L1 ................ 106

II.2-1 Effet de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1 ....... 107

Table des matières

10

II.2-2 Effets de molécules ayant une géométrie du triène conjugué différente de celle de

la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1 ............................... 108

II.2-2.a) Géométrie Z,E,E : Leucotriène B4 (LTB4) ............................................................... 108

II.2-2.b) Géométrie E,E,E : 5(S),12(S)-diHETE .................................................................... 110

II.2-3 Effets de molécule ayant une géométrie du triène conjugué similaire de celle de la

PDX : le 8(S),15(S)-diHETE, sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1.

........................................................................................................................................ 111

II.3 Effets de métabolites oxygénés dérivés de l’EPA sur les adipocytes 3T3-

L1 ................................................................................................................... 112

II.3-1 Synthèse de 15dPGJ3 à partir de PGD3 commerciale .......................................... 113

II.3-1.a) Mise au point des conditions expérimentales à partir de la PGD2 commerciale ...... 113

II.3-1.b) Synthèse de 15dPGJ3 à partir de la PGD3 commerciale. .......................................... 117

II.3-2 Effets des prostaglandines de la série 3 sur la sécrétion d’adiponectine par les

adipocytes 3T3-L1 .......................................................................................................... 121

II.3-2.a) Comparaison des effets de la PGD3 et de la PGD2. .................................................. 121

II.3-2.b) Comparaison des effets de la 15dPGJ3 et de la 15dPGJ2 ......................................... 122

II.4 Discussion – Conclusion ......................................................................... 123

Conclusion générale & Perspectives .............................................. 126

Références Bibliographiques .......................................................... 130

Annexes ............................................................................................. 160

Index des figures et des tableaux

11


Figure 1: Structure générale d’un acide gras ____________________________________ 24

Figure 2: Biosynthèse des acides arachidonique et docosahexaénoïque à partir des acides

gras essentiels _____________________________________________________________ 26

Figure 3: Voie de synthèse des prostanoïdes à partir de l’acide arachidonique __________ 29

Figure 4: Formation spontanée de la 15-désoxy-Δ12,14

-prostaglandine J2 à partir de PGD2 31

Figure 5: Voie de synthèse des prostanoïdes issues de l’EPA ________________________ 32

Figure 6: Schéma général de synthèse d’eicosanoïdes à partir d’acide arachidonique et

d’acide eicosapentaénoïque __________________________________________________ 34

Figure 7: Biosynthèse des résolvines de la série E (RvE) ___________________________ 37

Figure 8: Biosynthèse de la protectine D1 _______________________________________ 38

Figure 9: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX ______________________ 39

Figure 10: Schéma de biosynthèse de Marésine 1 (MaR1) __________________________ 40

Figure 11: Photo d’un adipocyte blanc _________________________________________ 44

Figure 12: Variations des concentrations d’adiponectine circulante dans différentes

situations _________________________________________________________________ 53

Figure 13: Représentation schématique des actions de la leptine _____________________ 55

Figure 14: Réactions de dérivation de la PGD3 (A) et de la 15dPGJ3 (B) ______________ 76

Figure 15: Représentation schématique de la séparation par chromatographie sur couche

mince (CCM) des différentes classes de phospholipides ____________________________ 80

Figure 16: Schéma général du plan expérimental de la partie In vivo chez la souris. _____ 82


12

Figure 17: Prise de poids (g) des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle

), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours

avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out »

(WO) ) ______________________________________________________________ 83

Figure 18: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidyléthanolamines du foie (A), du cœur

(B) et des tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris

nourries avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA

(groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16

jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) ___________________ 86

Figure 19: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidylcholines du foie (A), du cœur (B) et

des tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries

avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe

DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec

un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _____________________________ 87





jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) ____________________ 88



avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA

) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un

régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _______________________________ 89







13



avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA

) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un

régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _______________________________ 91

Figure 24: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris




Figure 25: Contenu en adiponectine (A) et en leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal,

sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe

contrôle ) ou avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours _______ 93

Figure 26: Expression génique de l’adiponectine (A) et de la leptine (B) dans les tissus

adipeux épididymal, sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime

standard (groupe contrôle ) ou avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4

jours. ____________________________________________________________________ 94

Figure 27: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris

nourries pendant 4 jours avec un régime standard (J4 Contrôle), enrichi en DHA (J4 DHA),

en EPA (J4 EPA) ou en mélange EPA/DHA (J4 EPA/DHA) _________________________ 96

Figure 28: Schéma général du plan expérimental de la partie In vitro sur des adipocytes 3T3-

L1 ______________________________________________________________________ 101

Figure 29: Cinétiques d’incorporation du DHA dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1 102

Figure 30: Proportions en DHA (A) et en EPA (B) dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1

incubées pendant 4h avec des concentrations variables en DHA et EPA (liés à l’albumine) 103

Figure 31: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec du DHA ou de

l’EPA pendant 2h et 4h _____________________________________________________ 104

Figure 32: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX ____________________ 106

Figure 33: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PDX

pendant 2h, 4h et 24h ______________________________________________________ 107

Figure 34: Représentation schématique du Leucotriène B4 _________________________ 108

Figure 35: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de LTB4

pendant 4h _______________________________________________________________ 109


14

Figure 36: Représentation schématique du 5(S),12(S)-diHETE _____________________ 110

Figure 37: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de

5(S),12(S)-diHETE pendant 4h _______________________________________________ 110

Figure 38: Représentation schématique du 8(S),15(S)-diHETE _____________________ 111

Figure 39: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de

8(S),15(S)-diHETE pendant 4h _______________________________________________ 111

Figure 40: Hypothèse de formation de la 15-désoxy-Δ12,14

-PGJ3 à partir de la PGD3 ____ 112

Figure 41: Chromatogramme montrant la séparation par HPLC des différentes

prostaglandines commerciales avec leurs spectres UV correspondants _______________ 114

Figure 42: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ2 à partir

de PGD2 _________________________________________________________________ 115

Figure 43: Séparation par HPLC de la PGD2 et de la PGD3 commerciales avec leurs

spectres UV correspondants _________________________________________________ 117

Figure 44: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ3 à partir

de PGD3 commerciale avec les spectres UV correspondants ________________________ 118

Figure 45: Chromatogramme et spectre de masse de la PGD3 obtenus en GC-MS après

dérivation de la prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime,

triméthylsilyl éther _________________________________________________________ 119

Figure 46: Chromatogramme et spectre de masse de la 15dPGJ3 obtenus en GC-MS après

dérivation de la prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester _______________ 120

Figure 47: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PGD2 ou

PGD3 pendant 2h et 4h _____________________________________________________ 121

Figure 48: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 100nM de

15dPGJ2 ou de 15dPGJ3 pendant 2h __________________________________________ 122

Figure 49: Schéma de conclusion générale du travail de recherche __________________ 128

Tableau 1: Amorces pour qPCR _______________________________________________ 73

Tableau 2A: Composition en nutriments du régime standard (A03) et du régime riche en

DHA (DHA) _______________________________________________________________ 78

Tableau 2B: Composition en acides gras du régime standard (A03) et du régime riche en

DHA (DHA). ______________________________________________________________ 78

Tableau 3: Pourcentage de prostaglandines formées à partir de 1mM de PGD2. ________ 116

Abréviations

15

Abréviations

AA Acide arachidonique ou 20:4n-6

AGPI Acides gras polyinsaturés

AGPI-LC Acides gras polyinsaturés à longues chaînes

ALA Acide α-linolénique ou 18:3n-3

ARNm Acide ribonucléique messager

BF3 Trifluorure de bore

BSTFA N,O-Bis(triméthylsilyl)-trifluroroacétamide

C/EBP « CCAT/Enhancer binding protein »

CCM Chromatographie sur couche mince

COX Cyclooxygénase

DAG Diacylglycérol

DGAT Diacylglycérol transférase

DHA Acide docosahexaénoïque ou 22:6n-3

EPA Acide eicosapentaénoïque ou 20:5n-3

FABP Protéine de liaison aux acides gras, « Fatty Acid Binding Protein »

FAS Acide gras synthase, « Fatty Acid Synthase »

FAT Acide gras translocase, « Fatty Acid Translocase »

FATP Protéine de transport des acides gras, « Fatty Acid Transport Protein»

GC Chromatographie en phase gazeuse

GC-MS Chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse

Glut1/4 Transporteur de glucose 1/4

HPLC Chromatographie liquide à haute performance

HLS Lipase hormono-sensible

Abréviations

16

IBMX 3-isobutyl,1-méthylxanthine

IL Interleukine

IMC Indice de masse corporelle

IRS-1 Substrat du récepteur de l’insuline 1, « Insulin Receptor Substrate -1 »

LPL Lipoprotéine lipase

LOX Lipoxygénase

LTB4 Leucotriène B4

MCP-1 Protéine chimiotactique-1 des monocytes, « Monocyte Chemotactic

Protein-1 »

NO Monoxyde d’azote

PC Phosphatidylcholine

PE Phosphatidyléthanolamine

PD1 Protectine D1

PDX Protectine DX

PGs Prostaglandines

PGI2 Prostacycline

PMN Leucocytes polynucléaires

PPAR « Peroxisome proliferator-activated receptor »

RvE/D Résolvine de la série E ou D

TG Triglycérides/ Triacylglycérols

TNFα Facteur de nécrose tumorale alpha, « Tumor Necrosis Factor alpha »

TxA2 Thromboxane A2

TxB2 Thromboxane B2

TZD Thiazolidinedione

SEM Erreur standard relative à la moyenne

SVF Sérum de veau fœtal

UCP-1 Protéine découplante-1

15dPGJ2 15-désoxy-delta12,14

-prostaglandine J2

15dPGJ3 15-désoxy-delta12,14

-prostaglandine J3

5(S),12(S)-diHETE Acide 5(S),12(S)- dihydroxy-eicosa-6E,8E,10E,14Z-tétraénoïque

8(S),15(S)-diHETE Acide 8(S),15(S)-dihydroxy-eicosa-5Z,9E,11Z,13E-tétraénoïque

Résumé

17

Résumé

Les acides gras polyinsaturés n-3 (AGPI n-3) d’origine marine, les acides

eicosapentaénoïque (EPA) et docosahexaénoïque (DHA), exercent des effets bénéfiques

potentiels sur la santé en particulier dans les maladies cardiovasculaires, l’obésité et le diabète

de type 2. Le DHA protégerait notamment contre l’insulino-résistance et l’obésité chez les

rongeurs et augmenterait la sensibilité à l’insuline chez l’Homme sain.

Notre étude vise à déterminer dans un premier temps, chez la souris, les cinétiques

d’incorporation du DHA dans les phospholipides de différents tissus ainsi que les effets d’une

supplémentation en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine plasmatiques, deux

cytokines connues pour participer à la régulation de la sensibilité à l’insuline. Nous montrons

une amélioration du profil d’adipokines sécrétées chez les souris ayant eu une alimentation

enrichie en DHA. Cet effet s’accompagne d’une augmentation rapide de l’incorporation du

DHA dans les phospholipides de tous les tissus analysés. Ces effets bénéfiques sont rapides

puisqu’ils sont observés dès le 4ème

jour de régime et durables puisqu’ils sont toujours

observés 16 jours après l’arrêt de la supplémentation en DHA. Nous montrons également une

augmentation de la sécrétion d’adiponectine chez des souris ayant été nourries avec une

alimentation enrichie en EPA.

Dans un second temps, nous avons étudié les effets de l’EPA et du DHA ainsi que de

leurs dérivés oxygénés respectifs sur la sécrétion d’adiponectine par des adipocytes 3T3-L1

en culture. Nous observons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après

enrichissement des cellules avec ces AGPI n-3. Nos résultats suggèrent que des métabolites

oxygénés, issus de ces deux acides gras, pourraient contribuer à cet effet. Concernant le DHA,

nous montrons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine après incubation

des cellules avec la protectine DX (PDX). Nous montrons également que seule la PDX, qui

possède dans sa structure un triène conjugué avec une géométrie E,Z,E, augmente la sécrétion

Résumé

18

d’adiponectine alors que des composés ayant une géométrie Z,E,E ou E,E,E sont inactifs. De

plus, la position du triène semble importante pour observer l’effet. Concernant l’EPA, nous

faisons l’hypothèse que la prostaglandine D3 (PGD3), un métabolite de l’EPA, pourrait être

métabolisée en 15-désoxy-delta12,14

-PGJ3 (15dPGJ3). Nous avons synthétisé de la 15dPGJ3 à

partir de PGD3 commerciale et avons vérifié sa structure. Nous observons une augmentation

de la sécrétion d’adiponectine en réponse à la PGD3 et à la 15dPGJ3.

Globalement, ces données montrent que la protection vasculaire attribuée aux acides

gras oméga-3 à longue chaîne (EPA et DHA) pourrait être liée, au moins en partie, à leur effet

positif sur la sécrétion d’adiponectine, adipocytokine active contre l’insulino-résistance et

l’athérothrombogenèse. Cet effet s’exercerait via certains métabolites oxygénés spécifiques de

ces deux acides gras.

Summary

19

Summary

N-3 polyunsaturated fatty acids (n-3 PUFA) of marine origin, eicosapentaenoic (EPA)

and docosahexaenoic (DHA) acids, potentially exert beneficial health effects, mainly in

cardiovascular diseases, obesity and type 2 diabetes. DHA protects against insulin resistance

and obesity in rodents and increases insulin sensitivity in healthy humans.

The first objective of our study was to determine the time course of DHA

incorporation into phospholipids of different tissues in mice and the effects of DHA

supplementation on plasma adiponectin and leptin secretions, two cytokines known to

participate in the regulation of insuline sensitivity. We showed an improvement of the

secreted adipokine profile in mice fed the DHA-rich diet. This effect was associated with a

significant increase in DHA incorporation into phospholipids of all analyzed tissues. The

beneficial effects on adipokines were fast, since they were observed as early as 4 days after

the initiation of the DHA-rich diet, and long lasting as they were still observed 16 days after

the arrest of DHA-rich diet feeding. We also showed an increased adiponectin secretion in

mice fed an EPA-rich diet.

We then studied the effects of EPA and DHA, and that of their oxygenated derivatives

on adiponectin secretion in 3T3-L1 adipocytes. We observed an increased adiponectin

secretion after cell enrichment with these n-3 PUFA. Our results suggest that oxygenated

metabolites could contribute to this effect. Regarding DHA, we showed a significant increase

in adiponectin secretion after cell incubation with protectin DX (PDX). We also showed that

only PDX, which has a E,Z,E-conjugated triene motif in his stucture, increased adiponectin

secretion, whereas Z,E,E trienes or E,E,E trienes were inactive. Moreover, the triene position

in the fatty chain seems to be important for the effect. Regarding EPA, we hypothesized that

prostaglandin D3 (PGD3), an EPA metabolite, may be metabolized to 15-deoxy-delta12,14

-PGJ3

Summary

20

(15dPGJ3). We synthesized 15dPGJ3 from a commercial PGD3 and we verified its structure.

We then studied the effects of these two prostaglandins on adiponectin secretion. We

observed an increased adiponectin secretion in response to PGD3 and to 15dPGJ3.

Overall, these data show that at least part of the vascular protection attributed to long-

chain omega-3 fatty acids (EPA and DHA) could result from a positive effect on the secretion

of adiponectin, an adipocytokine active against insulin-resistance and atherothrombogenesis.

Those effects might be due to some specific oxygenated metabolites from both fatty acids.

Introduction

21

Introduction L’absorption d’acides gras polyinsaturés oméga-3 (AGPI n-3) d’origine marine,

principalement l’acide eicosapentaénoïque (EPA, 20:5n-3) et l’acide docosahexaénoïque

(DHA, 22:6n-3), a des effets bénéfiques potentiels sur la santé, notamment dans les maladies

cardiovasculaires. L’obésité et le diabète de type 2 sont connus pour leur risque vasculaire. Si

les relations entre l’obésité, le diabète de type 2, l’inflammation et le risque vasculaire ont fait

l’objet de nombreuses études, il n’en est pas de même en ce qui concerne les liens entre les

AGPI n-3 et ces pathologies. Les AGPI n-3 peuvent protéger contre le développement de ces

maladies, améliorer la sensibilité à l’insuline avec des effets protecteurs contre l’obésité

(Delarue et al, 1996 ; Schmidt et al, 2000 ; Connor, 2000 ; Holub, 2002 ; Taouis et al, 2002 ;

Flachs et al, 2009 ; González-Périz et al, 2009). Ces pathologies constituent aujourd’hui un

enjeu de santé publique majeur.

Les mécanismes sous-jacents aux effets bénéfiques des AGPI n-3 sont nombreux,

notamment l’inhibition compétitive avec l’acide arachidonique (AA, 20:4n-6) pour sa

conversion en eicosanoïdes pro-inflammatoires. En effet, le DHA est un inhibiteur puissant de

la voie cyclooxygénase affectant la production d’eicosanoïdes (Calder, 2002) alors que l’EPA

est un substrat pour la synthèse d’eicosanoïdes (Yerram et al, 1989). Les eicosanoïdes dérivés

de l’AA ont en général des effets pro-inflammatoires alors que ceux dérivés de l’EPA ont des

effets anti-inflammatoires. Les AGPI n-3 entraînent également la modification de l’activité

d’enzymes membranaires (al-Shurbaji et al, 1991), la modulation de l’expression génique

(Flachs et al, 2005 ; Jump, 2004 ; Blouin et al, 2010 ; Duplus et al, 2002) et des modifications

des voies de sécrétion des adipokines. Le tissu adipeux est un tissu métabolique actif sécrétant

de multiples protéines nommées adipokines (Trayhurn & Wood, 2004 ; Bastard et al, 2006).

Parmi elles, l’adiponectine est sécrétée quasiment exclusivement par les adipocytes. Elle

Introduction

22

exerce des propriétés de sensibilisation à l’insuline ainsi que des propriétés anti-

inflammatoires et anti-athérogènes (Díez & Iglesias, 2003 ; Arita et al, 1999 ; Nawrocki et al,

2006 ; Shklyaev et al, 2003). Les concentrations plasmatiques d’adiponectine diminuent chez

les patients atteints de diabète de type 2, d’insulino-résistance et d’obésité (Arita et al, 1999 ;

Hotta et al, 2000 ; Ryan et al, 2003 ; Bruun et al, 2003). La réduction du rapport AGPI n-6/n-

3 dans l’alimentation a été associée à une diminution de cytokines pro-inflammatoires et à une

augmentation de l’adiponectine plasmatique chez des volontaires sains (Guebre-Egziabher et

al, 2008). L’absorption d’AGPI n-3 peut également modifier la sécrétion d’autres adipokines

comme la leptine, cette dernière étant suggérée faire aussi un lien entre l’inflammation,

l’insulino-résistance et l’obésité (Ahima & Flier, 2000 ; Sader et al, 2003). Contrairement à

l’adiponectine, la leptine a des effets pro-inflammatoires (Janik et al, 1997 ; Grunfeld et al,

1996 ; Francis et al, 1999). Il a été montré que les concentrations plasmatiques de leptine

diminuaient chez des souris ayant été nourries pendant 15 jours avec une alimentation

contenant de l’huile de poisson (Neschen et al, 2006).

Les études montrant les effets bénéfiques des AGPI n-3 à longue chaîne sur la santé

ont été pour la plupart réalisées en utilisant des huiles de poisson. Or, ces dernières

contiennent principalement de l’EPA et du DHA. Une autre préoccupation est qu’il n’était pas

connu si les effets protecteurs des AGPI n-3 étaient maintenus après l’arrêt de la

supplémentation. De plus, alors que l’apport en DHA est conseillé, les cinétiques

d’incorporation de cet acide gras restaient largement inconnues. Dans ce contexte, nos

premiers objectifs ont été de déterminer, chez la souris, les cinétiques d’incorporation

du DHA dans les phospholipides de différents tissus et les effets d’une supplémentation

en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine plasmatiques. Les souris ont été

nourries pendant 4, 8, 16 ou 32 jours avec une alimentation standard (sous forme de

croquettes) contenant 5% de lipides (groupe contrôle) ou avec une alimentation enrichie en

DHA (10% de TG-DHA) (groupe expérimental). Certaines souris ont été nourries pendant 16

jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis les 16 jours suivants avec l’alimentation

standard (période de « wash-out »). Nous avons également comparé l’effet du DHA et de

l’EPA sur la sécrétion de cytokines plasmatiques. Pour cela, des souris ont été nourries

pendant 4 jours avec une alimentation enrichie en EPA (10% de TG-EPA).

Introduction

23

Nous avons dans un second temps compléter l’étude in vivo précédemment décrite

par des études in vitro. Nous avons étudié plus particulièrement les effets d’un

enrichissement en AGPI n-3, DHA et EPA, sur la sécrétion d’adiponectine dans des

cultures de cellules (adipocytes 3T3-L1). Enfin, l’étude des mécanismes nous a amené à

examiner si des métabolites oxygénés issus de ces deux acides gras pouvaient contribuer

aux effets observés. Concernant le DHA, nous nous sommes intéressés à la protectine DX

(PDX), un isomère de la protectine D1, correspondant à l’acide 10(S),17(S)-dihydroxy-

docosa-4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque. De plus, afin de préciser si la géométrie du

triène conjugué de la PDX (E,Z,E) était importante dans l’effet observé sur la sécrétion

d’adiponectine, nous avons incubé les adipocytes 3T3-L1 avec des molécules possédant des

triènes conjugués avec des géométries différentes (Z,E,E ; E,E,E). Concernant l’EPA, nous

avons fait l’hypothèse qu’il pourrait être métabolisé en prostaglandine D3 (PGD3) puis en 15-

désoxy-delta12,14

-PGJ3 (15dPGJ3) comme cela a été montré pour la 15dPGJ2 issue de la PGD2

(Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ; Kikawa et al, 1984 ; Shibata et al, 2002). Il est intéressant de

noter que la 15dPGJ2 a été décrite comme une molécule ayant des propriétés anti-

inflammatoires. Nous avons dans un premier temps synthétisé de la 15dPGJ3 à partir de PGD3

commerciale et testé les effets de ces deux prostaglandines sur la sécrétion d’adiponectine

comparativement à la PGD2 et à la 15dPGJ2.

La première partie de ce mémoire, consacrée aux « Rappels bibliographiques »,

comporte 7 chapitres. Dans le premier chapitre, nous rapportons les données relatives aux

acides gras et détaillons dans le chapitre 2 les métabolites oxygénés dérivés des acides gras.

Les chapitres 3, 4 et 5 seront consacrés, respectivement, au tissu adipeux, aux adipocytes

blancs et aux adipokines. Enfin, les chapitres 6 et 7 rapportent les données concernant

l’obésité et le diabète de type 2 puis le rôle des AGPI n-3 dans ces pathologies. Le reste de ce

mémoire, réservé au travail personnel, s’articule autour de trois parties : la partie « Matériels

et méthodes » ; la partie « Résultats » scindée en deux chapitres : I) « Etude in vivo » et II)

« Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1 », chacun étant discuté en fin de chapitre. Enfin, le

mémoire se termine par la partie « Conclusion générale et perspectives ».

Rappels Bibliographiques

24

Rappels Bibliographiques Chapitre 1 - Les Acides gras

I.1 Généralités

Les acides gras ont un caractère structural commun ; ils sont tous constitués (Fig. 1):

- d’un groupement carboxyle –COOH, responsable du caractère acide et polaire au pH de la

cellule,

- d’une chaine linéaire hydrocarbonée de 2 à 22 atomes de carbones à caractère hydrophobe.

Figure 1: Structure générale d’un acide gras

Les acides gras existent rarement à l’état libre dans la cellule. L’oxydation complète

des acides gras fournit une grande part des besoins énergétiques nécessaires. La chaîne

hydrocarbonée peut être saturée, monoinsaturée ou polyinsaturée lorsqu’elle possède au

moins une double liaison.

Dans la suite de ce mémoire ne seront décrits que les acides gras polyinsaturés.


25

I.2 Les Acides Gras Polyinsaturés (AGPI)

Tous les acides gras ont des fonctions importantes, mais le terme « essentiel » est

appliqué seulement aux acides gras polyinsaturés (AGPI) qui sont nécessaires pour une bonne

santé (Spector, 1999). Les AGPI sont une part intégrale de la membrane cellulaire ; ils

impactent significativement sur la fluidité membranaire et la fonction cellulaire. Les AGPI

servent de constituants majeurs des phospholipides, des triglycérides et des esters de

cholestérol.

Il existe deux familles d’AGPI essentiels, nommées n-6 (ou oméga-6) et n-3 (ou

oméga-3) ; ces deux familles ne sont pas interconvertibles. Elles sont appelées ainsi car la

double liaison la plus proche du groupe méthyle terminal est portée par le 6e (n-6) ou le 3

e

carbone (n-3) à partir de cette extrémité.

Deux acides gras sont à l’origine de ces familles, l’acide linoléique (18:2n-6), celui de

la famille des oméga-6, et l’acide alpha-linolénique (18:3n-3) qui est le précurseur des oméga-

3. Ces deux acides gras sont indispensables car ils ne sont pas synthétisables par l’organisme.

Ils doivent donc être consommés dans l’alimentation. Beaucoup d’huiles alimentaires

d’origine végétale sont sources de 18:2n-6 alors que les huiles de poissons sont en général

riches en 18:3n-3.

Les animaux sont capables de désaturer et d’élonger ces deux acides gras

indispensables en homologues insaturés supérieurs (Fig. 2). Parmi eux, deux AGPI sont

importants en raison de leurs rôles structural et fonctionnel, l’acide arachidonique (AA,

20:4n-6) et l’acide docosahexaénoïque (DHA, 22:6n-3). En plus d’une synthèse à partir de

leur précurseur respectif, ces deux AGPI peuvent être également apportés par l’alimentation

(viandes pour l’AA et poissons pour le DHA, en particulier dans certains poissons gras).


26

Figure 2: Biosynthèse des acides arachidonique et docosahexaénoïque à partir des acides gras essentiels.

Δ et E : étapes catalysées respectivement par une désaturase (Δ) et une élongase (E).

Sous la forme estérifiée dans les phospholipides, les AGPI sont les constituants

universels des membranes cellulaires.

L’AA représente à lui seul 25% des acides gras présents dans les membranes. La

stéréochimie des acides gras permet de modifier la structure des phospholipides et donc

l’activité des protéines membranaires (enzymes, transporteurs, récepteurs). Les AGPI sont

également impliqués dans l’activation de facteurs de transcription nucléaires, dans la

transduction de signaux et dans la production d’eicosanoïdes (Spector, 1999).

Le DHA, issu de l’acide eicosapentaénoïque (EPA, 20:5n-3), est l’acide gras le plus

insaturé avec la plus longue chaîne carbonée trouvée dans les systèmes biologiques (Salem et

al, 1986) et plus spécialement dans certains tissus comme les synaptosomes (Breckenridge et

al, 1972), le sperme (Neill & Masters, 1973) et la rétine (Wiegand & Anderson, 1983).

Le DHA s’incorpore rapidement dans diverses cellules, principalement dans les

phospholipides des membranes plasmiques (Zerouga et al, 1996) et des mitochondries

(Stillwell et al, 1997 ; Tahin et al, 1981). Il n’est pas distribué de manière égale entre toutes

les classes de phospholipides. La plupart des études montrent que cet acide gras est

principalement incorporé dans les phosphatidyléthanolamines (PE), les plasmalogènes à

éthanolamine et dans de plus faible proportion dans les phosphatidylcholines (PC) et les

autres classes de phospholipides (Robinson et al, 1993 ; Stubbs & Smith, 1984 ; Yorek et al,

1984). Ceci suggère que le DHA peut affecter le trafic ou le métabolisme de ces


27

phospholipides ou produire des changements structurels dans la bicouche lipidique

membranaire (Applegat & Glomset, 1991).

Au travers d’études diététiques, le DHA a été lié de manière positive à une multitude

de pathologies humaines telles que le cancer, les maladies cardiovasculaires, l’obésité, le

diabète de type 2 et d’autres.


28

Chapitre 2 - Métabolisme oxygéné des AGPI

Une fois libérés des phospholipides membranaires par l’action des phospholipases, les

AGPI, et plus spécifiquement l’AA, peuvent être métabolisés par la voie de la

cyclooxygénase et la voie de la lipoxygénase conduisant à divers produits bioactifs. Si les

AGPI n-6, notamment l’AA, peuvent être associés à l’athérogenèse, les AGPI n-3 sont plutôt

décrits comme protecteurs cardiovasculaires. Le DHA est notamment un inhibiteur puissant

de la voie cyclooxygénase affectant la production d’eicosanoïdes (Calder, 2002).

II-1 Les prostanoïdes

Les prostaglandines sont des prostanoïdes qui modulent de nombreux processus

physiologiques et physiopathologiques tels que l’inflammation, la réponse immunitaire,

l’arthrite, les cancers. Les prostaglandines jouent un rôle important dans le développement du

tissu adipeux blanc. Des travaux récents montrent également qu’elles jouent un rôle

déterminant dans la différenciation des cellules en adipocytes. Les prostaglandines peuvent

être issues de l’AA ou de l’EPA.

II.1.1 Prostanoïdes issus de l’AA

II.1.1.a) Voie de synthèse

L’étape initiale de la voie de synthèse des prostaglandines est la libération d’AA des

phospholipides de la membrane plasmique par l’action d’une phospholipase A2 (Fig. 3).

L’AA libéré est ensuite converti en prostaglandine G2 (PGG2) puis en PGH2 intermédiaire,

par des activités cyclooxygénase et peroxydase au sein d’enzymes appelées PGH synthase ou

cyclooxygénase (COX).

Il existe deux formes de PGH synthase, une forme constitutive (PGH synthase 1 ou

COX-1) et une forme inductible (PGH synthase 2 ou COX-2). La COX-2 est un site d’action

majeur des anti-inflammatoires non stéroïdiens comme l’aspirine et l’indométhacine

(Herschman, 1999). Son expression est inductible par des cytokines pro-inflammatoires.


29

L’expression des deux isoformes de COX est régulée et ces dernières jouent un rôle essentiel

dans la synthèse à long terme des prostanoïdes (Smith et al, 1996). Leurs structures

cristallines ont été établies ; COX-2 possède un site actif plus large que celui de COX-1 ce qui

est en accord avec la moindre spécificité de COX-2 pour les substrats. En effet, COX-2

métabolise des substrats tels que l’anandamide et l’acide linoléique (Picot et al, 1994 ;

Kurumbail et al, 1996).

Les prostaglandines sont produites par l’action de synthases spécifiques (PGE2, PGD2,

PGF2α synthases). PGH2 peut également être convertie en thromboxane (TxA2) ou en

prostacycline (PGI2) (Fig. 3).

Figure 3: Voie de synthèse des prostanoïdes à partir de l’acide arachidonique. Libération de l’acide

arachidonique (AA) de la membrane biologique par l’action phospholipase A2 cytosolique (cPLA2). L’AA est

ensuite converti en prostaglandine G2 (PGG2) puis en PGH2 permettant d’une part la formation de

prostaglandines par l’action de synthases spécifiques et d’autre part la formation de thromboxane (Tx) et de

prostacycline (PGI2).


30

II.1.1.b) Biologie fonctionnelle des prostanoïdes

Lorsque les cellules sont au repos, elles expriment COX-1 tandis que COX-2 est

induite en réponse à une activation cellulaire ou par des stimuli pathologiques. Dès que PGH2

est produite, elle est rapidement convertie en prostaglandines plus stables telles que PGE2,

PGD2, PGI2, PGF2α par des isomérases spécifiques des différents tissus. Ces médiateurs sont

rapidement secrétés dans le milieu extracellulaire par des transporteurs spécifiques (Schuster,

1998).

Les prostaglandines exercent des effets autocrines ou paracrines par l’intermédiaire de

leurs récepteurs. La plupart agissent sur des récepteurs membranaires couplés aux protéines

G. Ces récepteurs vont interagir à leur tour avec des systèmes de signalisations cytosoliques

pour provoquer de nombreuses réponses physiologiques rapides comme l’agrégation

plaquettaire, la relaxation/contraction des muscles lisses, la plasticité neuronale ou la

perméabilité vasculaire.

Par exemple, la PGE2 est un facteur angiogénique puissant. Dans l’arthrite rhumatoïde,

l’activation de COX-2 est corrélée avec une angiogenèse synoviale importante, un processus

pathologique très destructeur. PGE2 active ses récepteurs sur les fibroblastes synoviaux et

augmente l’expression de VEGF (« vascular endothelial cell growth factor ») qui est un

angiogène puissant. Le récepteur de sous-type EP2 des récepteurs de PGE active des protéines

Gs/AMP-cyclique et les protéines kinases A, qui vraisemblablement augmentent la

transcription de VEGF (Ben-Av et al, 1995).

A l’inverse, il existe des prostaglandines comme la 15-désoxy-delta12,14

-prostaglandine

J2 (15dPGJ2) (Fig. 4), un produit de transformation de PGD2 (Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ;

Shibata et al, 2002), qui agissent à l’intérieur de la cellule en se fixant à des récepteurs

nucléaires comme les « peroxisome proliferator activated receptors » (PPARs).

Suite à l’activation des PPARs par des ligands endogènes telle que la 15dPGJ2, ces

derniers vont s’hétérodimériser avec les récepteurs rétinoïdes X (RXR) pour induire des

réponses transcriptionnelles spécifiques. Des études ont montré que l’activation nucléaire par

certaines prostaglandines inhibe la croissance tumorale (Negeshi et al, 1995) et la réplication

virale (Santoro et al, 1980). Plus récemment, il a également été mis en évidence le rôle des

PPARs et de la 15dPGJ2 dans la différenciation des cellules spumeuses en réponse aux LDL


31

oxydés (Tontonoz et al, 1998) et dans l’inhibition des gènes pro-inflammatoires, NFκB-

dépendants dans les monocytes (Jiang et al, 1998). Dans l’endothélium vasculaire,

l’activation de la voie des PPARs provoque l’apoptose suggérant que cette voie de

signalisation est un médiateur de la blessure vasculaire. Le fait que la 15dPGJ2 soit le ligand

endogène le plus efficace des PPARs suggère que la voie COX / PGD synthase est

responsable de l’activation des PPARs. Par ailleurs, d’autres acides gras et eicosanoïdes sont

également des ligands des PPARs.

Figure 4: Formation spontanée de la 15-désoxy-Δ12,14

-prostaglandine J2 à partir de PGD2 (d’après Shibata et

al, 2002). La PGD2 est convertie en PGJ2 puis en 15-désoxy-Δ12,14-PGJ2 par déshydratation et de manière

indépendante à l’albumine. Cette dernière n’étant impliquée que dans le processus menant à la formation de Δ12-

PGJ2 à partir de PGJ2.


32

II.1.2 Prostanoïdes issus de l’EPA

L’EPA est un substrat pour la synthèse d’eicosanoïdes (Yerram et al, 1989). C’est un

inhibiteur compétitif du métabolisme de l’AA pour les mêmes voies métaboliques (Yerram &

Spector, 1989 ; Williard et al, 1998) y compris pour l’étape de la libération d’acide gras à

partir des phospholipides membranaires des cellules impliquées.

L’EPA est transformé en eicosanoïdes analogues à ceux qui sont issus de l’AA mais

en conservant la double liaison supplémentaire en n-3. En effet, il est converti en PGG3 puis

en PGH3 via la voie de la cyclooxygénase (Fig. 5). Cet endoperoxyde de la série-3 est ensuite

converti enzymatiquement en différents composés.

Figure 5: Voie de synthèse des prostanoïdes issues de l’EPA. Libération de l’EPA de la membrane biologique

par l’action phospholipase A2 cytosolique (cPLA2). L’EPA est ensuite converti en prostaglandine G3 (PGG3) puis

en PGH3 permettant d’une part la formation de prostaglandines par l’action de synthases spécifiques et d’autre

part la formation de thromboxane (Tx) et de prostacycline (PGI3).


33

Les eicosanoïdes dérivés de l’AA ont en général des effets pro-inflammatoires alors

que ceux dérivés de l’EPA ont des effets anti-inflammatoires ; ces derniers contribuent à la

protection des artères et du cœur et ont des effets anti-allergiques reconnus (Coulhon, 2009).

Ces effets anti-inflammatoires peuvent inclure une diminution de la production de

substances inflammatoires comme le leucotriène B4 (LTB4) et les facteurs d’activation

plaquettaire (PAF) libérés par l’action de cytokines, une réduction de la synthèse de PGE2

induite par les cytokines et du TXB2 au niveau de la muqueuse du colon (Endres et al, 1989 ;

Lowry & Thompson, 1994). Alors que l’AA, la PGH2 et le TxA2 sont des puissants agrégants

plaquettaires, l’EPA, la PGH3, le TXA3 ainsi que la PGD3 ne provoquent pas l’agrégation

plaquettaire (Needleman et al, 1976 ; Raz et al, 1977 ; Whitaker et al, 1979).

Au niveau des pathologies cardiovasculaires, le risque d’arythmie ventriculaire induite

par ischémie s’est avéré être directement proportionnel à la balance entre TXA2 et PGI2

(prostacycline). Il a été montré que la PGI2 réduit la pression sanguine et inhibe l’agrégation

plaquettaire en diminuant les concentrations de calcium. La réduction du risque de fibrillation

ventriculaire est probablement due à la diminution du rapport AA/EPA et à un déplacement

de la production d’eicosanoïdes vers l’augmentation de TXA3 et de PGI3 aux dépens de TXA2

et de PGI2. De plus, dans les cellules endothéliales, la PGI3 est synthétisée à partir de l’EPA et

s’ajoute à la PGI2 (Fischer & Weber, 1984). La PGI3 est connue pour être un vasodilatateur

efficace, un anti-agrégant plaquettaire comme la PGI2 et pourrait contribuer à une réduction

des risques de maladies cardiovasculaires (Das, 2000).

Les drogues anti-inflammatoires non stéroïdiennes comme l’aspirine sont connues

pour diminuer la formation de TXA2 et TXA3 plaquettaires à partir de l’AA et de l’EPA. Ceci

aurait comme conséquence un déplacement de l'équilibre entre PGI2/PGI3 endothélial et

TXA2/TXA3 plaquettaire en faveur de PGI2/PGI3 qui est bénéfique dans la prévention de

l'athérosclérose et de la thrombose. Ceci pourrait expliquer les actions bénéfiques observées

avec l’aspirine dans les maladies cardiovasculaires (Das, 2005).


34

Figure 6: Schéma général de synthèse d’eicosanoïdes à partir d’acide arachidonique et d’acide

eicosapentaénoïque (d’après Le et al, 2009). L’acide arachidonique est le précurseur des prostanoïdes de la

série 2 et des leucotriènes de la série 4. L’acide eicosapentaénoïque est le précurseur des prostanoïdes de la série

3 et des leucotriènes de la série 5.

II.1.3 Prostanoïdes et adipocytes

Les prostaglandines ont un rôle important dans le processus de différenciation

adipocytaire. Leur rôle dépend notamment du stade de différenciation et il diffère d’une

prostaglandine à l’autre. La PGI2, par exemple, est associée positivement à la différenciation

terminale des adipocytes (Reichert & Eick, 1999). La PGI2 augmente également l’expression

de CCAT/enhancer binding proteins (C/EBP) β et δ des préadipocytes (Aubert et al, 2000).

Son analogue stable, la carbaprostacycline induit la différenciation terminale des adipocytes

en augmentant la concentration cellulaire en AMPc et la libération intracellulaire de calcium.

A l’inverse, la PGF2α inhibe fortement la différenciation adipocytaire en activant la protéine

Gq et la calcineurine, une phosphatase calcium dépendante. Elle diminue également les

facteurs de transcriptions indispensables à la différenciation adipocytaire, comme PPARγ et

C/EBP (Liu & Clipstone, 2007). De même, la PGE2 inhibe la différenciation adipocytaire par

l’intermédiaire de son récepteur EP4 (Sugimoto et al, 2004). Récemment, il a été montré que

la 15-céto-PGE2, un métabolite de la PGE2, se fixe sur PPARγ et favorise ainsi la

différenciation adipocytaire (Chou et al, 2007).


35

La 15dPGJ2 est également un ligand naturel de PPARγ (Forman et al, 1995 ; Soares et

al, 2005). Elle induit l’expression des gènes de la différenciation adipocytaire (Forman et al,

1995 ; Kliewer et al, 1995). Des études ont montré que la PGD2 synthase est exprimée en

parallèle à PPARγ durant la différenciation adipocytaire (Jowsey et al, 2003) et que son

expression augmente en fonction de la différenciation adipocytaire. La diminution de la

protéine PGD2 synthase, à l’aide de siRNA, inhibe l’accumulation de triglycérides et la

différenciation des fibroblastes 3T3-L1 (Fujimori et al, 2007). L’ensemble de ces résultats

suggère que les prostaglandines ont des effets extrêmement complexes sur la différenciation

adipocytaire.


36

II-2 Les résolvines, les protectines et les marésines

Récemment, il a été mis en évidence que les AGPI n-3, en particulier l’EPA et le

DHA, sont les précurseurs d’un nouveau genre de médiateurs lipidiques dotés de propriétés

anti-inflammatoires et protectrices « proresolving ». Parmi ces médiateurs lipidiques on

distingue trois familles : les résolvines, les protectines et les marésines.

II.2.1 Les résolvines

Le terme de résolvine (ou « resolution-phase interaction products ») se rapporte aux

médiateurs bioactifs endogènes biosynthétisés à partir des acides gras oméga-3 principaux,

l’EPA et le DHA. Par conséquent, il existe des résolvines de la série E (RvE) et de la série D

(RvD) (Serhan et al, 2002). Les résolvines sont également produites par la voie dépendante de

la cyclooxygénase (COX-2) en présence d’aspirine.

Les RvE (Fig. 7), dérivées de l’EPA, ont été initialement isolées in vivo à partir de

poches d’air dorsales murines traitées avec de l’aspirine et de l’EPA. Elles ont été également

générées in vitro à partir de co-incubation de cellules endothéliales humaines avec des

leucocytes polymorphonucléaires (PMN) (Serhan et al, 2000). La famille des RvE contient les

RvE1 et les RvE2.

La RvE1 (l’acide 5S,12R,18R-trihydroxy-eicosa-6Z,8E,10E,14Z,16E-pentaénoïque)

est le premier produit à avoir été isolé et étudié en détail. La RvE1 réduit, à des concentrations

nanomolaires, la migration trans-endothéliale des PMNs humains, l’inflammation cutanée, les

péritonites, la migration de cellules dendritiques et la production d’interleukine (IL)-12 dans

différents modèles de maladies inflammatoires (Serhan et al, 2000 ; Serhan et al, 2002 ; Arita

et al, 2005 ; Bannenberg et al, 2005). La RvE1 est spontanément produite chez les sujets sains

et sa concentration est augmentée chez les individus prenant de l’aspirine et/ou de l’EPA

(Arita et al, 2005).

La RvE2 (5S,18(R/S)-dihydroxy-eicosa-6Z,8E,10E,14Z,16E-pentaénoïque) est

synthétisée par les PMNs humains dans des proportions plus importantes que la RvE1. Elle


37

stoppe l’infiltration des PMNs induite par le zymosan et possède des propriétés anti-

inflammatoires efficaces dans les péritonites murines (Tjonahen et al, 2006).

Figure 7: Biosynthèse des résolvines de la série E (RvE) (d’après Kohli & Levy, 2009). L’EPA est converti en

18-hydroxy-EPE soit par le cytochrome P450 soit par la COX2 en présence d’aspirine. Cet intermédiaire est

alors transformé par la 5-LOX en 5S-hydropéroxy-18-hydroxy-EPE subissant ensuite soit une époxydation

enzymatique menant à RvE1 soit une réduction menant à RvE2.

Les RvD, dérivées du DHA, ont été initialement découvertes dans des exsudats de

souris prenant du DHA plus de l’aspirine. Elles présentent des actions anti-inflammatoires

efficaces (Serhan et al, 2002) et sont particulièrement intéressantes du fait que le cerveau, les

synapses et la rétine sont hautement enrichis en DHA (Bazan et al, 1984 ; Salem et al, 2001 ;

Marcheselli et al, 2003). Différentes résolvines peuvent être formées à partir du DHA, les

AT-RvD1~4 (pour « aspirin-triggered » Rv) et les RvD1~4, par des oxygénations

séquentielles, initiées, respectivement, par la COX-2 acétylée par l’aspirine ou le cytochrome

P450 ou bien par la 15-lipoxygénase (15-LOX). La RvD1 est l’acide 7S,8R,17S-trihydroxy-

docosa-4Z,9E,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque et l’AT-RvD1 est l’acide 7S,8R,17SR-

trihydroxy-docosa-4Z,9E,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque. Les Rv de la série D sont de

puissants régulateurs limitant l’infiltration des PMNs dans le cerveau, la peau ou le péritoine

(Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003 ; Marcheselli et al, 2003).


38

II.2.2 Les protectines

Les protectines se distinguent par la présence d’un triène conjugué dans leur structure

(Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003). Elles sont biosynthétisées via une enzyme

lipoxygénase-like qui converti le DHA en un intermédiaire, l’acide 17S-hydroperoxyde-

docosahexaénoïque. Celui-ci est rapidement converti en 16(17)-époxyde qui est

enzymatiquement transformé en acide 10R,17S-dihydroxy-docosa-4Z,7Z,11E,13E,15Z,19Z-

hexaénoïque (Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003) (Fig. 8).

Figure 8: Biosynthèse de la protectine D1 (d’après Kohli & Levy, 2009). Le DHA est converti en 17S-

hydroxy-DHA par une 15-LOX. Le 17S-hydroxy-DHA est ensuite transformé en Protectine D1 via un époxyde

intermédiaire.

Cette molécule initialement nommée 10,17-diHDHA ou 10,17S-docosatriène (Hong et

al, 2003) est maintenant connue sous le nom de protectine D1 (PD1) à cause de son activité

protectrice efficace dans l’inflammation (Serhan et al, 2006 ; Marcheselli et al, 2003 ; Lukiw

et al, 2005 ; Mukherjee et al, 2004). On l’appelle neuroprotectine D1 lorsqu’elle est produite

par les tissus neuronaux, le préfix neuro signifiant ainsi l’origine de biosynthèse (Serhan et al,

2006 ; Mukherjee et al, 2004).


39

La PD1 est synthétisée par des cellules mononucléaires du sang périphérique humain

et dans les cellules T CD4+ Th2 de manière LOX-dépendante (Hong et al, 2003 ; Serhan et

al, 2006). Elle a été également isolée à partir d’exsudats murins, de cellules cérébrales

murines, de cellules microgliales humaines (Serhan et al, 2002) et de sang périphérique

humain (Hong et al, 2003).

Diverses études montrent que la PD1 possèdent de puissantes actions

immunorégulatrices et neuroprotectives. Comme les résolvines, les protectines inhibent

l’infiltration des PMNs (Hong et al, 2003 ; Serhan et al, 2006). Dans la maladie d'Alzheimer,

la biosynthèse de NPD1 est activée par la protéine-α, précurseur de l’amyloïde soluble

(Lukiw et al, 2005). Il est intéressant de noter que les concentrations de DHA, de NPD1 et de

15-LOX sont sélectivement diminuées dans l’hippocampe de patients souffrant de la maladie

d’Alzheimer. Ceci fournit un mécanisme plausible pour expliquer la diminution de la

neuroprotection dans la maladie d'Alzheimer avec moins d'inhibition de l’apoptose et par

conséquent une augmentation de la mort des cellules neuronales (Marcheselli et al, 2003 ;

Mukherjee et al, 2004 ; Lukiw et al, 2005). Dans des modèles de souris, il a été montré que la

NPD1 diminue les préjudices rétiniens (Mukherjee et al, 2003), les dommages cérébraux dus

à un accident vasculaire cérébral notamment en inhibant l’infiltration des leucocytes et

l’expression de gènes pro-inflammatoires (Marcheselli et al, 2003).

Un isomère de la PD1 (Fig. 9), la PDX (l’acide 10S,17R-dihydroxy-docosa-

4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque), a été mis en évidence au laboratoire. Sa structure

diffère de celle de la PD1 avec une géométrie E,Z,E (PDX) au lieu de E,E,Z (PD1) au niveau

du triène conjugué ainsi qu’une configuration S du carbone 10 à la place de R pour la PD1. La

PDX inhibe l’agrégation plaquettaire du sang humain et ceci à des concentrations sub-

micromolaires (Chen et al, 2009).

COOH

HO

OH

COOH

OH

HO

Figure 9: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX. La PDX est un isomère de la PD1.

Z

E E

Z

E

E

PD1

PDX


40

II.2.3 Les marésines

Une nouvelle voie de biosynthèse de médiateurs issus du DHA a été mise en évidence

en 2009 dans les macrophages (Serhan et al, 2009) (Fig. 10). Le produit principal est la

marésine 1 (MaR1) ou l’acide 7,14-dihydroxy-docosa-4Z,8,10,12,16Z,19Z-hexaénoïque. Ce

produit est nommé marésine pour « macrophage mediator in resolving inflammation ». Il a

été mis en évidence dans des exsudats de liquides péritonéaux de souris contenant des

macrophages. MaR1 inhibe l’infiltration des PMNs et stimule la phagocytose des

macrophages. Ce nouveau médiateur lipidique possède une activité anti-inflammatoire et des

propriétés protectrices « proresolving » similaires à celle de la RvE1 et de la PD1 (Serhan et

al, 2009).

Figure 10: Schéma de biosynthèse de Marésine 1 (MaR1) (d’après Serhan et al, 2009). Le DHA est converti

par une 12/15-LOX en 14S-hydropéroxy-DHA puis en Marésine 1 via un époxyde intermédiaire.


41

Chapitre 3 - Le tissu adipeux

Le tissu adipeux est un acteur majeur de l’homéostasie énergétique de l’organisme.

Les Mammifères possèdent deux types de tissus adipeux : le tissu adipeux blanc et le tissu

adipeux brun. Le tissu adipeux blanc a un rôle de stockage d’énergie alors que le tissu

adipeux brun intervient essentiellement dans la thermogénèse.

III.1 Le tissu adipeux blanc

Le rôle principal du tissu adipeux blanc est le stockage d’énergie du surplus calorique

ingéré sous forme de triglycérides (TG) et le relargage d’acides gras lorsque la dépense

énergétique dépasse la prise d'énergie. Bien que le tissu adipeux blanc ait été longtemps

considéré comme un tissu métaboliquement inactif, nous savons maintenant qu'il participe

activement à la régulation du métabolisme énergétique. Cette régulation est réalisée par des

signaux endocrines, paracrines et autocrines.

Le tissu adipeux blanc remplit de nombreuses fonctions : 1) le métabolisme des lipides

comprenant la synthèse et le stockage des TG ; 2) la lipolyse et la mobilisation des acides gras

et du glycérol ; 3) l’extraction de la circulation des TG des lipoprotéines ; 4) la sécrétion

d’adipokines qui incluent des hormones, des cytokines et d’autres protéines ayant des

fonctions biologiques spécifiques ; 5) l’aromatisation des androgènes et des œstrogènes ; 6) la

conversion du glucose en lactate avec la libération du lactate ; 7) la régulation de la

température par l’isolation thermique.

Dans le tissu adipeux blanc, environ 70 à 80% des cellules sont des adipocytes. Le

reste est représenté par des fibroblastes, des macrophages, des cellules stromales, des

monocytes et des préadipocytes (Geloën et al, 1989). Le statut nutritionnel, l’activité

hormonale et les facteurs de transcription sont responsables de la différenciation des

préadipocytes en adipocytes (Farmer, 2006).

Le tissu adipeux est réparti de manière différente chez l’homme et la femme. En effet,

les hommes accumulent la majeure partie des graisses dans la région abdominale (au dessus


42

des vertèbres lombaires L4-L5). Une accumulation excessive décrit une obésité androïde,

aussi désignée comme obésité abdominale, plus fréquemment associée avec le diabète de type

2, l’hypertension et les maladies cardiovasculaires. Chez les femmes, le tissu adipeux blanc

est préférentiellement localisé dans la partie inférieure de l’organisme (en dessous des

vertèbres L4-L5 : hanches, bassin, cuisses). Une masse excessive de tissu adipeux chez la

femme est décrite comme une obésité gynoïde, non associée à des complications de l’obésité

(Vague, 1947).

Le tissu adipeux viscéral est associé à l’insulino-résistance périphérique et hépatique

(Cases & Barzilai, 2000). Bien qu'il ait été démontré qu’en l’enlevant mais en conservant le

tissu adipeux sous-cutané, la sensibilité à l'insuline s'améliore (Einstein et al, 2005), cela

n'implique pas que le tissu adipeux sous-cutané ne contribue pas à plusieurs anomalies

métaboliques, en particulier en cas de prise de poids (Smith et al, 2001). Ainsi, une

augmentation de la masse grasse viscérale ou sous-cutanée semble être importante pour les

pathogénies non seulement de l’insulino-résistance mais également de la dyslipidémie,

l’intolérance au glucose, l’hypertension et les risques cardio-vasculaires (Smith et al, 2001 ;

Brook et al, 2007 ; Jensen, 2006 ; Misra & Vikram, 2003).

III.2 Le tissu adipeux brun

La fonction principale du tissu adipeux brun est de brûler les graisses pour produire de

la chaleur, en particulier chez les nouveaux-nés Humains et les Mammifères de petites tailles.

Il a été récemment mis en évidence que le tissu adipeux brun est présent sous forme active

chez l’Homme adulte (Nedergaard et al, 2007). Cette observation prend toute son importance

car il a été montré chez les rongeurs qu’il est capable de brûler le surplus énergétique

consommé au cours d’un régime cafétéria et donc qu’il pourrait avoir un rôle décisif dans

l’homéostasie énergétique et la régulation de la masse corporelle.

L’oxydation des acides gras et la production de chaleur par les cellules adipeuses

brunes sont dues à l’activité métabolique intense grâce à la présence d’un grand nombre de

mitochondries et de l’expression de la protéine découplante 1 (UCP1) (Ricquier & Bouillaud,

2000). UCP1 permet la dissipation du gradient électrochimique de protons généré par la


43

chaîne respiratoire mitochondriale. Le découplage entre la consommation d’énergie et la

synthèse d’ATP favorise la dissipation de l’énergie en chaleur. Chez les Mammifères

nouveaux-nés, les hibernants et les rongeurs, la thermogénèse induite par le froid dans le tissu

adipeux brun contribue au maintien de la température corporelle. Le carburant est fourni en

tant qu’acides gras provenant de la lipolyse des tissus adipeux brun et blanc.


44

Chapitre 4 - L’adipocyte blanc

IV.1 La morphologie

L’adipocyte blanc est constitué pour l’essentiel d’une gouttelette lipidique riche en TG

tandis que le noyau est rejeté en périphérie de la cellule contre la membrane et que le

cytoplasme est limité à une mince couronne autour des lipides intracellulaires (Fig. 11). La

membrane plasmique possède de nombreux récepteurs dont les récepteurs α et β

adrénergiques, ces derniers étant lipolytiques alors que les récepteurs α2-adrénergiques sont

anti-lipolytiques.

Les adipocytes blancs constituent un réservoir énergétique car ils sont capables de synthétiser

les TG (lipogenèse), de les stocker dans une gouttelette lipidique et de les dégrader en cas de

besoin énergétique (lipolyse) en libérant du glycérol et des acides gras libres.

La taille des adipocytes est capable de varier grandement, jusqu’à 1000 fois. Les TG

représentent plus de 90% de la fraction lipidique. Le tissu adipeux contient également 5-15%

d’eau et une faible quantité de protéines cellulaires et de protéines formant la trame

conjonctive (Girard et al, 1988).

Figure 11: Photo d’un adipocyte blanc. (Photo A. Géloën). L’adipocyte blanc est composé d’une goutelette

lipidique. Le noyau est rejeté en périphérie de la cellule et le cytoplasme est limité à une mince couronne autour

des lipides intracellulaires.

Les adipocytes dérivent des cellules souches mésenchymateuses du mésoblaste intra-

embryonnaire qui donnent successivement :

- des adipoblastes, morphologiquement indistinguables des fibroblastes mais

fonctionnellement différents,

- des préadipocytes « indifférenciés »,

- des préadipocytes,

- des adipocytes.


45

IV.2 L’adipogenèse

La caractérisation des facteurs nutritionnels et hormonaux impliqués dans la

différenciation adipocytaire, l’adipogenèse, montre que les facteurs hormonaux requis sont

peu nombreux in vitro et que leurs concentrations circulantes ou locales pourraient être

associées in vivo soit à l’état nutritionnel (insuline, facteur insulino-mimétique [IGF-1]), soit à

l’activation de l’axe hypothalamo-hypophyso-surrénalien et/ou à une synthèse in situ

(glucocorticoïdes).

Les AGPI exercent des effets adipogéniques qui sont actifs aussi bien sur des

préadipocytes en lignée établie que sur les préadipocytes isolés à partir de tissu adipeux de rat

et d’Homme (Ailhaud & Hauner, 2004). Ces observations établissent un lien direct entre les

lipides alimentaires, le flux d’acides gras pénétrant le tissu adipeux et la formation

d’adipocytes. Un lien moléculaire a pu être établi grâce au clonage de récepteurs nucléaires de

la famille des PPARs (Hihi et al, 2002) qui se comportent comme des détecteurs à la fois

d’acides gras naturels et de certains métabolites de l’AA (Amri et al, 2002). PPARγ est le

régulateur central de l’adipogénèse et joue un rôle dominant dans le développement du tissu

adipeux.

Tous les acides gras n’apparaissent pas équipotents pour stimuler l’adipogénèse. Ainsi l’AA,

l’AGPI le plus représenté dans l’alimentation, est trois fois plus adipogénique que le DHA

(présent naturellement à l’état de traces) et plus puissant que les acides gras saturés

(palmitate) et mono-insaturés (oléate, palmitoléate). Le DHA se révèle même être anti-

adipogénique (Massiera et al, 2003 ; Kim et al, 2006). L’effet adipogénique de l’AA passe

par sa capacité à former de la prostacycline dans les préadipocytes. Après sa sécrétion, la

liaison de la prostacycline à son récepteur de surface IP-R qui est couplé à l’adénylate

cyclase, entraîne la production d’AMP-cyclique et l’activation de la voie dépendante de la

protéine kinase A (Gaillard et al, 1989 ; Vassaux et al, 1992). Cette dernière stimule alors

l’adipogénèse via l’expression des CCAT/enhancer binding proteins (C/EBP) β et δ

(Belmonte et al, 2001). Ces deux facteurs transcriptionnels modulent à leur tour l’expression

de PPARγ qui gouverne finalement la différenciation terminale et conduit à la formation

d’adipocytes (Ailhaud & Hauner, 2004).


46

IV.3 La lipogenèse

IV.3.1 Les acides gras dans l’adipocyte

La lipogenèse de novo est la synthèse de molécules d’acides gras à partir de substrats

non lipidiques, principalement des hydrates de carbones. Le glucose en est le substrat majeur.

Les deux sites pour cette synthèse sont le foie et le tissu adipeux. Les enzymes clés sont la

fatty acid synthase (FAS) et l’acétyl coenzyme A carboxylase 1 (ACC1), lesquelles sont

présentes dans le tissu adipeux humain (Letexier et al, 2003 ; Shrago et al, 1969 ; Shrago et

al, 1971 ; Angel & Bray, 1979). La lipogenèse de novo est régulée par des hormones

(insuline, glucagon) et par les nutriments (carbohydrates et AGPI). L’insuline et le glucose

stimulent la lipogenèse alors que le glucagon et les acides gras l’inhibent.

La plupart des acides gras utilisés par les adipocytes pour la synthèse des TG

proviennent du plasma, soit comme acides gras non estérifiés liés à l’albumine circulante, soit

comme TG incorporés dans les lipoprotéines (ex. les chylomicrons). Les acides gras sont

libérés par l’hydrolyse des TG par la lipoprotéine lipase (LPL). L’expression et l’activité de la

LPL du tissu adipeux sont augmentées pendant la prise alimentaire (Mead et al, 2002).

Quelque soit leur origine, les acides gras à longues chaines ne peuvent pas traverser librement

la membrane des adipocytes et leur capture nécessite des processus spécifiques (Bernlhor et

al, 1990). Le mécanisme de flux transmembranaire des acides gras reste controversé. Il est

probable qu’une diffusion passive par l’intermédiaire d’un processus flip-flop et un transport

par des transporteurs spécifiques de protéines coexistent dans toutes les cellules. Les

adipocytes blancs humains expriment différents transporteurs d’acides gras qui facilitent et

régulent le transport des acides gras à travers la membrane plasmique : la protéine CD36

(homologue à la protéine murine « Fatty Acid Translocase » FAT) (Abumrad et al, 1993), la

« Fatty Acid Transport Protein » (FATP) (Schaffer & Lodish, 1994) et la « Fatty Acid

Binding Protein plasma membrane » (FABPpm) (Isola et al, 1995). Des études chez le rat ont

montré qu’il existe un pool intracellulaire de CD36 dont la translocation sur la membrane

plasmique régule la capture des acides gras (Bonen et al, 2000).


47

Dans la cellule, les acides gras sont transportés de membrane à membrane ou au site

de réaction de l’acyl CoA synthetase par les « Lipid Binding Protein » cytoplasmiques (LBPs)

appelée aussi « Fatty Acid Binding Protein » (FABP). Le transfert d’acides gras de et à partir

de l’Adipocyte-LBP (ALBP) se produit seulement pendant l’interaction protéine-membrane.

Ce mécanisme est identique chez l’Homme, le rat et la souris (Storch et al, 2002 ; Weisiger,

2002). Les adipocytes blancs humains expriment deux LBPs différentes : l’ « Adipocyte Lipid

Binding Protein » (ALBP ou AFABP ou Ap2) et la « Keratinocyte Lipid Binding Protein »

(KLBP). L’aP2 est exprimée uniquement dans le tissu adipeux blanc alors que KLBP est

exprimée dans d’autres types cellulaires. Dans les adipocytes humains comme chez les

rongeurs, la protéine aP2 est plus abondante que KLBP et le ratio aP2/KLBP varie en fonction

des différents tissus adipeux et peut jouer un rôle sur la capacité métabolique de ces différents

dépôts (Fisher et al, 2002).

IV.3.2 La synthèse des triglycérides

La synthèse de TG nécessite du glycérol et des acides gras qui sont transformés en

glycérol-3P, par la première étape de la glycolyse et à partir de la glycérogenèse (Reshef et al,

2003), et en fatty acyl-CoA pour être utilisés comme substrats. Le glucose entre dans

l’adipocyte par diffusion facilitée grâce à deux protéines transmembranaires qui servent de

transporteurs, Glut1 et Glut4. Glut1 est situé de façon prédominante dans la membrane

plasmique et il permet le transport basal du glucose. Glut4 est en majorité situé dans la

membrane de vésicules intracytoplasmiques. Dans l’adipocyte, la fixation de l’insuline sur

son récepteur membranaire spécifique stimule la transcription du gène codant pour Glut4 et la

traduction de ses ARN messagers, et active la translocation vers la membranaire plasmique

des vésicules dont la membrane contient Glut4. Les vésicules s’amarrent à la membrane

plasmique et fusionnent avec elle, permettant ainsi l’entrée de glucose dans la cellule.

Dans les adipocytes, la biosynthèse de TG est une estérification successive des

fonctions alcool du glycérol-3P par différentes enzymes, nommées respectivement, les

glycérol-3-phosphate acyltransférases (GPATs) (Bell & Coleman, 1980), 1-acylglycérol-3-

phosphate acyltransférases (AGPATs) (Leung DW, 2001) et diacylglycérol acyltransférases


48

(DGATs) (Cases et al, 1998 ; Cases et al, 2001). Cette biosynthèse a lieu principalement dans

les microsomes où sont localisées toutes les enzymes impliquées dans cette voie. Cependant,

il a été montré chez la souris que l’isoforme mitochondriale de GPAT est impliquée dans le

stockage des TG dans l’adipocyte (Hammond et al, 2002). Les produits intermédiaires de

cette voie, l’acide lysophosphatidique, l’acide phosphatidique et le diacylglycérol (DAG) sont

impliqués dans d’importantes fonctions biologiques (Pages et al, 2001 ; Hla et al, 2001 ; Fang

et al, 2001 ; Sprong et al, 2001). Par conséquent, les modifications d’activité de ces enzymes

ont des effets non seulement sur le stockage des TG mais également sur d’autres évènements

de signalisation cellulaire et sur la biosynthèse de glycérophospholipides.

La régulation du stockage des lipides est très importante pour l’homéostasie de

l’organisme. La quantité de TG stockée dans le tissu adipeux dépend de la mise en réserve

mais également de la mobilisation. Cette mobilisation nécessite un processus appelé

« lipolyse ».


49

IV.4 La lipolyse

Pendant la lipolyse, une molécule de glycérol et trois molécules d’acides gras sont

libérées après l’hydrolyse enzymatique d’une molécule de TG.

Les TG stockés dans les gouttelettes lipidiques sont d’abord hydrolysés par l’« adipose

triglyceride lipase» (ATGL) aussi connue sous le nom de desnutrine, libérant du DAG et des

acides gras (Villena et al, 2004). Cette enzyme est induite dans la condition de jeûne et est

réprimée après alimentation ; elle est régulée négativement chez les souris ob/ob et db/db

(Villena et al, 2004).

D’autres enzymes peuvent hydrolyser les TG, la TG hydrolase (TGH) et l’adiponutrine, mais

leur rôle dans la lipolyse adipocytaire est secondaire (Jenkins et al, 2004 ; Lake et al, 2005 ;

Soni et al, 2004). Après l’hydrolyse par l’ATGL, les DAG sont ensuite hydrolysés

séquentiellement par la lipase hormono-sensible (HSL) et la monoglycéride lipase (MGL),

produisant ainsi des acides gras libres et du glycérol (Fredrikson et al, 1986 ; Holm, 2003).

Les différentes lipases accèdent à la gouttelette lipidique lorsque les protéines enveloppant la

vésicule (périlipines) sont phosphorylées. La périlipine A empêche normalement la lipolyse

des TG en entourant la gouttelette lipidique, empêchant ainsi l’accès aux lipases (Brasaemle

et al, 2000). La stimulation β-adrénergique des adipocytes, la phosphorylation de la HSL

dépendante de la protéine kinase A (PKA) et la périlipine déclenchent la translocation de la

HSL du cytoplasme à la gouttelette lipidique induisant l’hydrolyse des lipides neutres (Egan

et al, 1992).

La régulation de la lipolyse est essentielle pour les tissus utilisant les acides gras

libres. Elle se fait via diverses hormones para-endocrines et divers facteurs extra-hormonaux.

Les catécholamines stimulent la lipolyse chez l’Homme. Elles atteignent le tissu adipeux via

la circulation générale (principalement l’adrénaline) (Lönnqvist et al, 1995) ou par

l’innervation sympathique (la noradrénaline) (Dodt et al, 2003). Leurs effets sur la lipolyse

dépendent de l’équilibre fonctionnel entre les récepteurs β-adrénergiques (β-AR) stimulants et

les récepteurs adrénergiques α-2 inhibiteurs (α2-AR). Dans la plupart des études in vivo et in

vitro, la stimulation de β-AR dans le tissu adipeux domine sur l’effet inhibiteur α2-AR de la

lipolyse.


50

L’insuline est l’hormone anti-lipolytique la plus efficace dans le tissu adipeux.

L’insuline est centrale pour la régulation des actions anaboliques en stimulant la capture de

glucose et des acides gras via l’action de la LPL sur les TG circulants, en inhibant la lipolyse

et probablement en stimulant la synthèse d’acides gras de novo (revue dans Coppack et al,

1989).


51

Chapitre 5 - Les adipokines

Le tissu adipeux est un tissu métaboliquement actif qui secrète une multitude de

molécules biologiquement importantes appelées « adipokines » ou « adipocytokines »

(Trayhurn & Wood, 2004 ; Bastard et al, 2006) dont la liste ne cesse d’augmenter. Des

complications métaboliques sont en partie dépendantes d’un excès de tissu adipeux viscéral et

d’une variation de la production d’adipokines. Nous avons choisi de présenter quelques unes

des adipokines qui interviennent dans les pathologies de l’insulino-résistance et dans les

complications cardiovasculaires associées à l’obésité : l’adiponectine, la leptine, le facteur de

nécrose tumorale α (TNF-α) et l’Interleukine-6 (IL-6).

V.1 L’adiponectine

L’adiponectine a été découverte en 1995 et identifiée dans des préadipocytes 8 jours

après leur différenciation (Scherer et al, 1995). C’est une protéine de 30kDa, de 244 acides

aminés chez l’Homme, exprimée quasi exclusivement par le tissu adipeux. Parce qu’elle a été

identifiée chez la souris et chez l’Homme par plusieurs groupes, l’adiponectine est connue

sous des noms différents en relation avec sa structure ou ses propriétés. Chez la souris, elle est

appelée adipoQ ou ACRP30 (Adipocyte Complement-Related Protein of 30 kDa), chez

l’Homme, GBP28 (Gelatin-Binding Protein 28) ou AMP1 (Adipose Most Abundant Gene

Transcript 1). Ses concentrations circulantes sont élevées (0,5-30 mg/L), représentant 0,01%

des protéines plasmatiques totales.

L’adiponectine, en dehors d’un peptide signal pouvant être clivé, contient un domaine

globulaire et un domaine de type collagène, avec une structure en triple hélice. Sa structure

générale, et plus particulièrement le domaine globulaire, ont une grande homologie avec

certaines formes de collagènes, le facteur C1q du complément et les cytokines de la famille du

TNF. La protéine native n’existe pas sous forme isolée et s’assemble par la partie globulaire

en trimères. Ces trimères peuvent ensuite s’associer de manière plus complexe par les triples

hélices du domaine collagène et on retrouve ainsi dans le plasma des oligomères formés par

associations de 2 à 6 trimères (soit 6 à 18 unités) (Kadowaki et al, 2006 ; Ouchi et al, 2003).


52

Chez l’Homme, le gène de l’adiponectine est situé sur le bras long du chromosome 3

(région 3q27). A cet endroit a été localisée une susceptibilité au syndrome métabolique

(insulino-résistance, obésité, hypertension et maladies coronariennes) (Kissebah et al, 2000)

et au diabète de type 2 (Vionnet et al, 2000). Il faut cependant souligner que cette région

couvre une centaine de gènes autres que celui de l’adiponectine, le gène responsable pourrait

donc être en théorie n’importe lequel d’entre eux.

L’adiponectine agit principalement via 2 récepteurs, AdipoR1 et AdipoR2, trouvés

dans le muscle et dans le foie. Compatible avec un rôle bénéfique de l’adiponectine dans la

sensibilité à l’insuline, la perturbation d’AdipoR1 et AdipoR2 supprime la liaison de

l’adiponectine et son activité provoquant une insulino-résistance et une intolérance marquée

au glucose (Yamauchi et al, 2007). Il a été montré que la transduction du signal de

l'adiponectine par AdipoR1 et AdipoR2 implique l'activation de l'AMP-activated protein

kinase, PPARα et PPARγ ce qui augmente l’oxydation des acides gras et réduit la synthèse du

glucose dans le foie (Berg & Scherer, 2005).

L’IL-6 et le TNF-α sont des inhibiteurs puissants de l’expression et de la sécrétion

d’adiponectine dans les biopsies de tissus adipeux blancs humains ou les cultures de cellules

adipeuses (Bruun et al, 2003). La résistance à l’insuline chez des souris diabétiques lipo-

atrophiques (dépourvues de tissu adipeux) est complètement renversée par une combinaison

de doses physiologiques d’adiponectine et de leptine, mais seulement partiellement par

l’adiponectine seule ou la leptine seule (Yamauchi et al, 2001). Ceci suggère que

l’adiponectine et la leptine ont des effets synergiques pour sensibiliser les tissus périphériques

à l’insuline. Cependant, étant donné que l’adiponectine globulaire améliore l’insulino-

résistance mais pas l’obésité chez les souris ob/ob leptine déficientes (Yamauchi et al, 2003),

l’adiponectine et la leptine semblent avoir des fonctions distinctes mais partiellement

imbriquées.

Comme décrit précédemment, l’adiponectine est produite abondamment par le tissu

adipeux. Paradoxalement, et contrairement à la leptine, toutes les études montrent que sa

concentration plasmatique est diminuée chez les obèses et qu’elle est corrélée négativement à

l’indice de masse corporelle (Berg et al, 2002 ; Tsao et al, 2002 ; Arita et al, 1999). Elle est


53

également réduite chez les diabétiques de type 2 ainsi que chez les patients atteints de

pathologies coronariennes (Hotta et al, 2000). En revanche, chez les diabétiques de type 1, la

concentration d’adiponectine plasmatique est plus élevée que chez les témoins (Imagawa et

al, 2002). Même après ajustement sur l’indice de corpulence, l’adiponectine est corrélée

négativement à l’insulinémie et la triglycéridémie (Matsubara et al, 2002). In vivo, les

concentrations élevées d’adiponectine plasmatique sont associées avec la réduction du risque

d’infarctus du myocarde chez l’Homme (Pischon et al, 2004).

Les nouveaux agents anti-diabétiques de la classe des thiazolidinediones (TZD)

augmentent la concentration de l’adiponectine circulante (Maeda et al, 2001 ; Yu et al, 2002).

Il a été suggéré que l’effet thérapeutique de TZD serait médié par leur action sur

l’adiponectine. Les TZD sont des agonistes des PPARγ, facteurs de transcription et de

différenciation adipocytaire. Il n’existe pas de site de liaison à ce facteur dans le promoteur du

gène de l’adiponectine, mais l’activation pourrait être indirecte par les sites C/EBP. Une

seconde hypothèse serait que la diminution de l’insuline par les TZD augmenterait

l’adiponectine, puisque les deux sont inversement corrélés.

Figure 12: Variations des concentrations d’adiponectine circulante dans différentes situations (D’après

Scherer, 2006). Situations dans lesquelles les concentrations d’adiponectine circulante augmentent ou diminuent.


54

V.2 La leptine

L’équipe de Friedman a été la première à caractériser la leptine, une adipokine codée

par le gène ob. C’est une protéine non glycosylée de 16kDa, constituée de 167 acides aminés,

appartenant à la super famille des cytokines de classe 1 (Zhang et al, 1994).

Trois types de récepteurs à la leptine ont été identifiés : la forme longue (ObRb) qui

est la forme clé pour la signalisation du récepteur (Lee et al, 1996), la forme courte avec 4

isoformes (ObRa, ObRc, ObRd et ObRf) et la forme soluble (ObRe) (Ghilardi et al, 1996).

Les récepteurs de la leptine sont trouvés dans divers tissus (Hoggard et al, 1997), y compris

dans le tissu adipeux, suggérant que cette hormone ait une fonction autocrine ou paracrine sur

le tissu adipeux.

Le promoteur du gène de la leptine est positivement régulé par divers facteurs de

transcription qui sont importants dans la différentiation adipocytaire (He et al, 1995 ; Miller et

al, 1996 ; Masson et al, 1998 ; Kim et al, 1998). Les TZD diminuent la production de leptine

par les adipocytes humains in vitro (Kallen & Lazar, 1996) et in vivo dans des modèles

animaux sains (De Vos et al, 1996).

La leptine est principalement secrétée par des adipocytes différenciés. La production

de leptine est plus importante dans le tissu adipeux sous-cutané (près de 80% de la

production) que dans le tissu adipeux viscéral (Montague et al, 1997 ; Lönnqvist et al, 1997 ;

Lönnqvist et al, 1995 ; Ronnemaa et al, 1997). Les concentrations plasmatiques de leptine

augmentent exponentiellement avec l’augmentation de masse grasse (Considine et al, 1996 ;

Lönnqvist et al, 1995). En effet, chez une personne en bonne santé, les concentrations

plasmatiques de leptine sont d’environ 3-5ng/mL alors qu’elles sont de 90-95ng/mL chez une

personne souffrant d’obésité morbide (Shek et al, 1998). Les concentrations de leptine

reflètent non seulement la quantité de graisse stockée mais également le déséquilibre

énergétique; le jeûne prolongé diminue sensiblement les concentrations de leptine tandis

qu’une suralimentation les augmente considérablement (Tritos & Mantzoros, 1997 ; Flier,

1997 ; Kolaczynski et al, 1996 a ; Kolaczynski et al, 1996 b). La leptine augmente également

la consommation d’énergie en agissant sur des cellules de l’hypothalamus (Fig. 13), induisant


55

des facteurs anorexigéniques (transcrits régulés par la cocaïne et l’amphétamine et par la pro-

opiomélanocortine) et inhibant les neuropeptides orexigéniques (ex : neuropeptides Y et

orexine) (Ahima et al, 1996 ; Chan et al, 2003). La leptine est considérée comme un signal

fondamental de satiété dans le cerveau (Mantzoros, 1999). Sa synthèse est principalement

régulée par la prise alimentaire. Elle dépend du statut énergétique, des hormones sexuelles et

d’un éventail de médiateurs d'inflammation (Sarraf et al, 1997 ; Gualillo et al, 2000). En

raison des effets des hormones sexuelles, les concentrations de leptine sont plus élevées chez

les femmes que chez les hommes, même lorsqu’elles sont ajustées à l'index de masse de

corporelle (Blum et al, 1997) Chez les rongeurs et l’Homme, la concentration en leptine est

étroitement corrélée avec l’index de masse corporelle et un défaut du gène de la leptine et des

récepteurs cause une obésité sévère et le diabète de type 2 (Lago et al, 2007).

Figure 13: Représentation schématique des actions de la leptine (d’après Mantzoros, 1999). La leptine en

agissant sur des cellules de l’hypothalamus induit une augmentation de la dépense énergétique, du métabolisme

lipidique et du glucose et des fonctions neuroendocrines qu’elle peut également diminuer. La leptine diminue

aussi la prise alimentaire.


56

V.3 Le TNF-α

Le TNF-α est une cytokine pro-inflammatoire à effets multiples. Il est produit

principalement par les macrophages et les lymphocytes. Les adipocytes produisent également

du TNF-α chez les rongeurs et en faible quantité chez l’Homme.

Ses effets biologiques dépendent de sa concentration. A basse concentration, il agit

localement comme régulateur de l’immuno-inflammation (effets autocrines et paracrines). A

forte concentration, il entre dans la circulation et agit comme un facteur endocrine (Arner,

2003 ; Fasshauer & Paschke, 2003 ; Kopp et al, 2003). La production de TNF-α est

augmentée dans l’obésité et est impliquée dans le développement de l’insulino-résistance dans

les adipocytes d’obèses en altérant la signalisation de l’insuline par une action autocrine ou

paracrine (Hotamisligil et al, 1993 ; Hotamisligil, 2000). L’altération de la sensibilité à

l’insuline par le TNF-α est due à une phosphorylation anormale de l’IRS-1 (« Insulin

Receptor Substrate »).

Le TNF-α augmente la production des acides gras libres ainsi que l’expression de la

leptine dans le tissu adipeux, ce qui peut également avoir un rôle indirect dans le

développement de la résistance à l’insuline des muscles et du foie (Arner, 2003). Les effets

reliant la sensibilité à l’insuline et le TNF-α ont été bien démontrés chez les rongeurs. Chez

l’Homme, l’augmentation de la masse du tissu adipeux n’entraîne pas de modifications

significatives de la concentration de TNF-α. La neutralisation de son activité biologique n’a

pas non plus d’effet majeur sur la sensibilité à l’insuline chez des sujets diabétiques.

Cependant un polymorphisme génétique de TNF-α est associé à son expression et au risque

de diabète (Rosmond, 2003 ; Kubaszek et al, 2003). Chez les obèses, le tissu adipeux se

caractérise par une infiltration de macrophages, peut-être en raison de la sécrétion par les

adipocytes de MCP-1 (« Monocyte Chemotactic Protein-1 ») en réponse au TNF-α, ce qui

augmente la réponse inflammatoire (Tataranni & Ortega, 2005).

Le TNF-α et l’IL-6 interagissent, le TNF-α régulant l’expression d’IL-6 et IL-6

exerçant une régulation négative sur l’expression de TNF-α.


57

V.4 L’IL-6

Le tissu adipeux, et essentiellement le tissu adipeux viscéral (Fried et al, 1998 ; Fain et

al, 2004), secrète 30% d’IL-6 en absence de processus inflammatoire aigu (Mohamed-Ali et

al, 1997). La sécrétion d’IL-6 par certaines cellules comme les macrophages est induite par

d’autres cytokines comme l’IL-1 et le TNF-α. Elle est en revanche inhibée par l’IL-4 et l’IL-

10. Les concentrations plasmatiques d’IL-6 sont plus élevées chez les obèses et les insulino-

résistants (Vozarova et al, 2001 ; Bastard et al, 2000 ; Bastard et al, 2006). Une concentration

plasmatique élevée d’IL-6 est prédictive du risque de survenue d’un diabète de type 2 (Pickup

et al, 1997 ; Pradhan et al, 2001).

Il a été montré récemment que l’IL-6 diminue l’expression des récepteurs à l’insuline

dans les tissus périphériques. Il agit comme un inhibiteur de l’adipogénèse et inhibe la

sécrétion d’adiponectine (Gnacinska et al, 2009).

Les catécholamines stimulent la sécrétion d’IL-6, in vivo et in vitro, par des adipocytes

humains (Mohamed-Ali et al, 2001 ; Path et al, 2001 ; Vicennati et al, 2002). Il apparaît ainsi

que l’insulino-résistance induite par les agonistes β3 adrénergiques et le TNF-α serait due, en

partie, à une augmentation de l’expression d’IL-6 par les adipocytes. L’IL-6 agirait

essentiellement via une diminution de l’insulino-sensibilité avec pour principales cibles l’IRS-

1 et la PI3-Kinase, deux protéines intervenant dans la signalisation de l’insuline dans les

adipocytes. Ce mécanisme a été montré sur des cellules 3T3-L1 et des cultures primaires

d’hépatocytes murins.

Une des actions majeures de l’IL-6 est le contrôle de la production hépatique de

protéines inflammatoires comme la protéine C-réactive (CRP). Il y a une relation positive

entre les concentrations d’IL-6 dans le tissu adipeux et les concentrations circulantes de CRP

(Maachi et al, 2004) qui est un important facteur de risque cardiovasculaire (Ridker, 2003).

Le tissu adipeux viscéral produit trois fois plus d’IL-6 que le tissu adipeux sous-cutané (Fried

et al, 1998). Ceci peut expliquer, en partie, le rôle délétère de l’obésité centrale dans les

maladies cardiovasculaires. En effet, la production d’IL-6 du tissu adipeux viscéral pourrait

avoir un effet direct sur le métabolisme hépatique car son drainage veineux passe directement


58

dans le foie par la veine porte. Ainsi, l’IL-6 produit par le tissu adipeux intra-abdominal

pourrait directement contribuer à l’hypertriglycéridémie liée à l’obésité viscérale en stimulant

la sécrétion hépatique de TG (lipoprotéine à très basse densité [VLDL]) (Nonogaki et al,

1995). L’injection d’IL-6 recombinante chez des souris et chez l’Homme entraîne une

augmentation de la néoglucogenèse hépatique, favorisant ainsi l’hyperglycémie (Stith & Luo,

1994 ; Tsigos et al, 1997).


59

Chapitre 6 - De l’obésité au diabète de type 2.

VI.1 Situation actuelle de la pathologie

En 1995, le nombre de diabétiques dans le monde était estimé à 135 millions. En 2010,

il est estimé à plus de 220 millions selon l’OMS. L’évolution prévue est de 324 millions en

2025, ce qui représente environ 6,3% de la population mondiale (Simon et al, 2005). Le

diabète de type 2 – soit plus de 90% des diabétiques - représente un problème de santé

publique. L’augmentation du nombre de diabétiques est due essentiellement aux changements

de mode de vie : sédentarisation et surabondance de l’offre alimentaire favorisant ainsi le

surpoids et l’obésité.

Depuis 1980, on observe une augmentation de la prévalence du diabète de 3 à 5% par

an en France. Ce doublement de la fréquence du diabète accompagne également une

augmentation du nombre de personnes atteintes d’obésité. L’obésité étant évaluée par un

indice de masse corporelle supérieur ou égal à 30 chez des sujets de 18 ans ou plus. La

fréquence du surpoids (IMC à 25 ou plus) a elle aussi largement progressé. L’augmentation

du poids moyen étant de 1,7kg en 6 ans (entre 1997 et 2003) (Simon et al, 2005 ; Eschwège,

2005).

Le vieillissement de la population dans les pays occidentaux s’accompagne d’une

augmentation du nombre de diabétiques de type 2, mais l’épidémie d’obésité chez les jeunes

s’accompagne également d’une élévation ou plutôt de l’apparition de cas de diabète de type 2.

Jusqu’à récemment, le diabète des sujets jeunes était exclusivement le diabète de type 1,

insulino-dépendant.

VI.2 Lien entre l’obésité et le diabète de type 2

Le diabète de type 2 résulte d’une résistance à l’insuline et d’une diminution de la

capacité de sécrétion de l’insuline par les cellules β des îlots de Langerhans. En effet, avec la

résistance à l’insuline des tissus, l’homéostasie glucidique se maintient aux dépens d’une

sécrétion accrue d’insuline. Quand les cellules β ne peuvent plus augmenter leur production


60

d’insuline, la glycémie accroît. A terme, la capacité de sécrétion s’altère puis s’épuise,

nécessitant parfois la mise sous insuline des patients.

80% des diabétiques de type 2 sont obèses ou en surpoids. La perte ou le gain de poids

est étroitement corrélé à des variations de sensibilité à l’insuline, constituant ainsi un

argument fort en faveur d’une relation de cause à effet entre l’obésité et l’insulino-résistance

(Arner, 2003 ; Grundy, 2004). Celle-ci est particulièrement corrélée à l’obésité abdominale

(Carey et al, 1996). Le tissu adipeux est reconnu comme un acteur majeur dans la résistance à

l’insuline et le syndrome qui lui est associé, le syndrome métabolique, souvent précurseur

du diabète de type 2. Comme nous l’avons vu précédemment, le tissu adipeux est maintenant

considéré comme un organe endocrine métaboliquement actif capable de produire des

substances modifiant la sensibilité à l’insuline et impliquées dans le syndrome métabolique :

les acides gras libres, les cytokines pro- ou anti-inflammatoires (Arner, 2003 ; Grundy, 2004 ;

Ferré, 2005).

Le facteur de transcription PPARγ est indispensable au développement du tissu

adipeux et son activité peut être modulée par les acides gras. Un de ses polymorphismes

modifiant la protéine (Pro12Ala) est protecteur vis-à-vis du diabète de type 2. Des molécules

stimulant l’activité PPARγ, les thiazolidinediones (ou glitazones), forment une nouvelle

classe d’antidiabétiques. Ainsi, la stimulation de PPARγ est liée à une amélioration de la

résistance à l’insuline, avec entre autre, une augmentation de l’adiponectine circulante et une

diminution de TNF-α. Paradoxalement, un effet secondaire des glitazones est d’augmenter la

masse grasse. Ce paradoxe n’est qu’apparent. En effet l’activité PPAR stimule la prolifération

de petits adipocytes au niveau sous cutané, aux dépens des adipocytes de grande taille du tissu

viscéral, à l’activité lipolytique intense, ce qui montre l’importance de la localisation de la

graisse dans le risque diabétique.

VI.3 Relation entre les acides gras libres et l’insuline

Chez les sujets obèses, on observe une augmentation de la concentration circulante

d’acides gras libres provenant de la lipolyse des TG du tissu adipeux (Heptulla et al, 2001).

La lipolyse est augmentée malgré l’action anti-lipolytique de l’insuline qui est elle-même plus

élevée chez ces patients. Physiologiquement, ces acides gras libres sont la principale source


61

d’énergie chez les sujets à jeun. Avec l’obésité, le flux circulant excède les besoins des

différents tissus, mettant en jeu des mécanismes de défense contribuant aux troubles

métaboliques. L’importance du rôle des acides gras dans la résistance à l’insuline explique en

grande partie la relation entre l’obésité abdominale et le risque de diabète (Goldstein, 2002).

La graisse viscérale est elle-même plus résistante à l’action de l’insuline que la graisse sous-

cutanée. Elle est ainsi moins sensible à l’action anti-lipolytique de l’insuline et la production

d’acides gras à partir du tissu est plus prononcée qu’à partir des autres dépôts (Zierath et al,

1998). De plus, le tissu adipeux viscéral a un accès direct à la circulation portale ;

l’augmentation des acides gras dans la circulation portale est responsable de leurs effets.

Les acides gras qui jouent un rôle majeur dans la résistance à l’insuline pourraient

également jouer un rôle aussi important dans la perte de fonction des cellules β des îlots de

Langerhans (Girard, 2004), car ce sont des substrats énergétiques majeurs de la cellule β. A

court terme, les acides gras potentialisent la sécrétion d’insuline en réponse au glucose. A

long terme, ils inhibent la sécrétion d’insuline et provoquent une lipotoxicité. Plusieurs

hypothèses peuvent expliquer cet effet. Les acyl-coA qui s’accumulent dans la cellule β en

réponse à une exposition chronique à des concentrations élevées d’acides gras se lient au

canal K+ dépendant de l’ATP et empêchent sa fermeture, contribuant ainsi à la perte de

sensibilité de la cellule β au glucose. La 2e explication est la modification de l’expression des

gènes contrôlant le métabolisme du glucose et des acides gras (Glut 2, glucokinase, acétyl-

coA carboxylase,…) aboutissant à une diminution du métabolisme du glucose dans les îlots.

Les acides gras ont également un effet découplant sur les mitochondries (diminution de la

synthèse d’ATP) partiellement responsable de l’inhibition de l’insulino-sécrétion en réponse

au glucose, avec augmentation de la production de radicaux libres jouant certainement un rôle

dans les phénomènes d’apoptose. L’augmentation du contenu en lipides des îlots entraîne une

augmentation de la synthèse de céramides qui stimulerait la formation de monoxyde d’azote

(NO) et le déclenchement de l’apoptose.

La perte des cellules β observée dans le diabète de type 2 expliquant le passage d’une

insulino-résistance compensée à une insulino-requérance (Girard, 2004) serait donc une

conséquence de la lipotoxicité ajoutée à la glucotoxicité liée à l’exposition chronique à

l’hyperglycémie (Poitout & Robertson, 2002).


62

Chapitre 7 - Rôles des AGPI n-3 dans l’obésité et le diabète

de type 2

La qualité des lipides alimentaires est importante pour la prévention et le traitement du

syndrome métabolique. Les AGPI n-3, le DHA et l’EPA, qui sont abondants dans les poissons

de mer jouent un rôle particulièrement important. Ils diminuent les TG alors qu’ils

augmentent les concentrations de HDL-cholestérol dans le plasma de personnes diabétiques.

Ils préviennent également le développement des maladies cardiovasculaires et exercent des

propriétés anti-inflammatoires chez l’Homme (Ruxton et al, 2004 ; Calder, 2006 ; Singer et

al, 2008).

Des études chez des rats et des souris nourris avec un régime hyper-lipidique ou une

alimentation lipogénique riche en sucrose ont montré que les AGPI n-3 contrecarrent le

développement de l’obésité et de l’insulino-résistance (Ikemoto et al, 1996 ; Storlien et al,

1987 ; Libby & Plutzky, 2007 ; Ruzickova et al, 2004 ; Flachs et al, 2005 ; Kuda et al, 2009).

Chez l’Homme, les AGPI n-3 peuvent réduire l’accumulation de graisse chez les sujets obèses

et améliorer le métabolisme glucidique chez les individus minces en bonne santé (Mori et al,

1999 ; Couet et al, 1997 ; Kunesova et al, 2006). Bien que les AGPI n-3 semblent avoir peu

d’effets sur le contrôle de la glycémie chez des patients diabétiques de type 2, ces acides gras

sont considérés comme étant des constituants diététiques sains pour ces patients en raison de

leurs effets bénéfiques sur le profil lipidique plasmatique (Maclean et al, 2004 ; Nettleton &

Katz, 2005).

Les effets des AGPI n-3 dépendent du ratio diététique d’AGPI n-6/n-3 qui était bas

dans les régimes d’autrefois comparativement aux régimes modernes. Ce ratio ne cesse

d’augmenter dans les pays développés (Eaton et al, 1996 ; Massiera et al, 2003). Il est

également important de distinguer entre les AGPI n-3, le DHA et l’EPA, et leur précurseur

l’acide α-linolénique (ALA, 18:3n-3), ce dernier exerçant habituellement des effets moins

importants.

Le tissu adipeux blanc est le principal site de stockage des AGPI, dont les AGPI n-3,

représentant environ 15-25% du poids corporel chez un individu normal (ce pourcentage peut

augmenter à plus de 50% dans le cas de patients atteint d’obésité morbide). Environ 70% de


63

la masse du tissu adipeux est constitué de lipides (Covaci et al, 2002). Les AGPI n-3 affectent

le développement du tissu adipeux, aussi bien au niveau de son métabolisme que de sa

fonction sécrétrice.

VII.1 Effets des AGPI n-3 sur la croissance et la prolifération du

tissu adipeux

La masse du tissu adipeux peut augmenter soit par hypertrophie soit par hyperplasie

des adipocytes. Des études récentes ont montré chez des souris alimentées avec un régime

hyper-lipidique que la substitution de seulement 9% des lipides alimentaires par un mélange

d’EPA/DHA prévenait l’accumulation des graisses avec une réduction préférentielle du tissu

adipeux abdominal (Flachs et al, 2005 ; Ruzickova et al, 2004). Avec des concentrations

différentes d’EPA et de DHA dans le mélange apporté, il a été montré que les effets

protecteurs des AGPI n-3 étaient plus importants avec le DHA qu’avec l’EPA, ce qui résultait

en partie de l’inhibition de la prolifération des adipocytes (Ruzickova et al, 2004). Dans des

expériences utilisant des cultures de cellules, le DHA inhibe la différenciation des adipocytes

et induit l’apoptose de préadipocytes post-confluents (Kim et al, 2006). Le DHA induit

également l’apoptose dans plusieurs modèles de cancer, notamment le cancer du sein

(Stillwell et al, 2005).

Les effets des AGPI n-3 sur la prolifération et la maturation des adipocytes peuvent

être provoqués par l’altération de la composition des phospholipides membranaires avec par

conséquent des changements dans la biosynthèse d’eicosanoïdes issus de l’AA. Un régime

riche en AGPI n-3 provoque la diminution du contenu en AA dans les phospholipides

membranaires du tissu adipeux (Okuno et al, 1997 ; Lefils et al, 2010), tout en ralentissant la

synthèse d’eicosanoïdes.

Les effets anti-prolifératifs des AGPI n-3 peuvent être impliqués dans la diminution de

l’adiposité chez les souriceaux et les ratons nourris avec un régime supplémenté en AGPI n-3

(Korotkova et al, 2002) ou en ALA (Massiera et al, 2003) pendant la gestation et

l’allaitement. Il a été suggéré que les AGPI n-3 étaient impliqués dans les effets anti-obésité

(Arenz et al, 2004) et anti-diabétiques (Knip & Akerblom, 2005) de l’allaitement. Une prise


64

relativement élevée d’AGPI n-6 comparativement aux n-3 pendant la grossesse, l’allaitement

et la petite enfance pourraient mener à une obésité juvénile. Cela peut avoir une importance

particulière pour les sociétés modernes qui font face à une augmentation du ratio alimentaire

des AGPI n-6 / n-3 (Eaton et al, 1996 ; Massiera et al, 2003 ; Korotkova et al, 2002).

VII.2 Modulation du métabolisme du tissu adipeux par les AGPI-

LC n-3

L’EPA et le DHA modulent l’expression génique à travers divers facteurs de

transcription et leurs effets sont tissus-spécifiques. Une des cibles importantes, PPARγ, lie

non seulement les molécules lipidiques mais également les TZDs (Kintscher & Law, 2005 ;

Tontonoz et al, 1994 ; Forman et al, 1997). Après la liaison au ligand, PPARγ stimule

l’expression de gènes impliqués dans la différenciation des adipocytes, à savoir des gènes

codant pour des transporteurs d’acides gras et des gènes lipogéniques. De plus, d’autres

membres de la famille des PPARs, PPARα et δ, peuvent être activés dans les adipocytes,

stimulant alors l’oxydation des acides gras dans les mitochondries et les peroxysomes

(Madsen et al, 2005 ; Luquet et al, 2005).

L’équipe de Kopecky (Flachs et al, 2005) a trouvé un effet plus prononcé des AGPI n-

3 à longues chaînes (AGPI-LC n-3) dans la prévention de l’obésité induite par un régime

hyper-lipidique chez la souris, par rapport à leur précurseur, l’ALA, qui pourrait être dû à

l’induction des mitochondries dans le tissu adipeux blanc. Le remplacement de 15% du

régime lipidique dans l’alimentation hyper-lipidique par un concentré d’EPA/DHA (6% EPA

et 51% DHA) a pour conséquence une régulation positive des gènes codant pour les protéines

mitochondriales, principalement dans le tissu adipeux épididymal (Flachs et al, 2005). L’effet

de l’EPA/DHA dans le tissu adipeux abdominal a été associé à une augmentation de trois fois

de l’expression génique des facteurs régulateurs de la biogenèse mitochondriale et du

métabolisme oxydatif, à savoir PPARγ coactivator-1α (PGC-1α) et nuclear respiratory factor

1 (NRF-1), respectivement. A la différence du tissu adipeux blanc, aucun changement

d’expression des gènes mitochondriaux n’est observé dans le foie ou le muscle squelettique.

L’expression génique de PGC-1α et NRF-1 est également stimulée par les AGPI-LC n-3 dans


65

les adipocytes 3T3-L1 différenciés dans des cultures cellulaires (Flachs et al, 2005).

Étonnamment, un régime enrichi en AGPI-LC n-3 n’induit pas UCP-1 dans le tissu adipeux

brun ou dans le tissu adipeux blanc, ni augmente l’expression de UCP-2 dans le tissu adipeux

blanc (Flachs et al, 2005). Ainsi, l’effet anti-obésité des AGPI-LC n-3 pourrait résulter, au

moins en partie, de l’augmentation du catabolisme lipidique et de la diminution de la

lipogenèse dans les adipocytes, indépendamment du découplage respiratoire.

En accord avec l’augmentation du catabolisme des acides gras dans l’adipocyte, la

lipolyse basale, qui est significativement augmentée chez les rats obèses et insulino-résistants

nourris avec un régime riche en sucrose, a également été normalisée par les AGPI-LC n-3

mélangés au régime (Lombardo et al, 2007). Cet effet dépend probablement de l’amélioration

de la sensibilité à l’insuline du tissu adipeux et de la restauration de l’effet anti-lipolytique de

l’insuline. Contrairement à l’effet observé chez les animaux obèses, le DHA favorise la

lipolyse des adipocytes différenciés en culture (Kim et al, 2006). Cet effet paradoxal in vitro

pourrait être expliqué par la suppression de la formation de PGE2 en présence de DHA

(Okuno et al, 1997), PGE2 modulant négativement la lipolyse via son récepteur spécifique

EP4 (Smith, 2005). Par ailleurs, l’augmentation de l'oxydation des acides gras dans les

adipocytes due aux AGPI-LC n-3 contribue probablement à leur effet anti-obésité et à

l’hypotrophie des adipocytes, mais elle n'est pas associée à la prise accrue d'acides gras dans

le tissu adipeux.

Dans les adipocytes, les AGPI-LC n-3 affectent également l’expression génique du

transporteur Glut4 (Ruzickova et al, 2004) et, par conséquent, pourraient affecter la capture

du glucose dans la cellule (Lombardo et al, 2007). Chez les rongeurs, l’expression du Glut4 et

la capture de glucose dans les adipocytes sont inhibées par un régime hyper-lipidique en

parallèle avec l’induction de l’insulino-résistance. Le mélange d’EPA/DHA au régime hyper-

lipidique protège les animaux contre la régulation négative de Glut4 (Lombardo & Chicco,

2006).


66

VII.3 Modulation de la sécrétion des adipokines par les AGPI-LC

n-3

Plusieurs études montrent une induction de l’adiponectine en réponse aux AGPI-LC n-

3 dans le tissu adipeux épididymal, mais pas dans le tissu adipeux sous-cutané (Flachs et al,

2006 ; Neschen et al, 2006). Ainsi, le tissu adipeux abdominal est un producteur plus

important d’adiponectine que le tissu adipeux sous-cutané (Flachs et al, 2006 ; Einstein et al,

2005).

L’induction de la biogenèse mitochondriale dans les adipocytes par les AGPI-LC n-3

peut être directement impliquée dans la stimulation de la sécrétion d’adiponectine (Koh et al,

2007). A son tour, l’adiponectine pourrait induire la formation de monoxyde d’azote (NO)

dans l’endothélium des vaisseaux sanguins du tissu adipeux (Chen et al, 2003) et, par

conséquent, activer la voie de régulation de biogenèse mitochondriale (Nisoli et al, 2005)

aussi bien que la vasodilatation locale (Chen et al, 2003). Le NO est également impliqué dans

la boucle de régulation positive de la sécrétion d’adiponectine (Hattori et al, 2005). Ces

mécanismes peuvent être étroitement liés à la biodisponibilité défectueuse du NO chez les

patients atteints de syndrome métabolique (Piatti et al, 2000). Contrairement à l’adiponectine,

le TNF-α régule négativement l’activité de la voie de signalisation de NO, tout en diminuant

la biogenèse mitochondriale dans le tissu adipeux et le muscle de rongeurs obèses (Valerio et

al, 2006).

La sécrétion d’autres adipokines pourrait être affectée par l’administration d’AGPI-LC

n-3, ces acides gras étant capables de réduire l’état inflammatoire du tissu adipeux associé à

l’obésité. Ceci a été démontré chez des souris obèses diabétiques db/db (Todoric et al, 2006)

comme chez des souris C57BL/6 nourries avec un régime hyper-lipidique (Jilkova & Flachs,

travaux non publiés). Dans ces deux études, le remplacement partiel des lipides du régime par

des AGPI-LC n-3 empêche l’infiltration des macrophages dans le tissu adipeux et régule

négativement l’expression des gènes inflammatoires. Chez les souris db/db, l’effet anti-

inflammatoire des AGPI-LC n-3 n’est pas associé à une diminution de l’adiposité, ce qui

amène à distinguer leurs effets anti-obésité de leur action anti-inflammatoire (Todoric et al,


67

2006). Dans ces études, les AGPI-LC n-3 induisent l’adiponectine de manière similaire aux

TZDs, qui sont également capables de diminuer la sécrétion de résistine et de leptine des

adipocytes tout en contrecarrant l’inflammation du tissu adipeux (Tilg & Moschen, 2006 ;

Wang et al, 2007 ; Steppan & Lazar, 2002 ; Hallakou et al, 1997 ; Toruner et al, 2004 ; Kim

et al, 2004). Cependant, il n’a pas été observé d’effets des AGPI-LC n-3 sur les

concentrations plasmatiques de résistine (Neschen et al, 2006), d’IL-6 ou de MCP-1 chez les

souris obèses diabétiques db/db (Todoric et al, 2006). Quelques études chez l’humain ont

montré des réductions des cytokines pro-inflammatoires après un régime supplémenté en

huile de poisson (Krebs et al, 2006 ; James et al, 2000).

Matériels & Méthodes

68

Matériels & Méthodes I- Protocole cellulaire

I-1 Les adipocytes 3T3-L1

Les cellules utilisées sont des fibroblastes issus d’embryons murins. Elles proviennent

d’une lignée cellulaire 3T3-L1 obtenue chez American Type Culture Collection (ATCC #CL-

173). Ces fibroblastes sont capables de se différencier spontanément en adipocytes, c’est

pourquoi ils sont aussi appelés pré-adipocytes. Cette différenciation spontanée concerne 5%

des cellules au bout de 6 jours et plus de 60% à 28 jours. Les fibroblastes sont des cellules

polygonales qui adhèrent au fond des boîtes de culture et forment un tapis cellulaire

monocouche et jointif à confluence. Lorsque la confluence est atteinte, la différenciation en

adipocytes peut être stimulée. Les adipocytes sont caractérisés par la formation de gouttelettes

lipidiques dans le cytoplasme et la forme arrondie des cellules. Deux jours après la fin de la

stimulation de la différenciation, 50% des cellules présentent une à deux gouttelettes

lipidiques et, huit jours plus tard, 80% des cellules présentent cinq à dix gouttelettes

lipidiques.

I-2 Culture cellulaire

Les fibroblastes 3T3-L1 sont mis en culture dans un milieu constitué de DMEM

(Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium, Sigma #D6546), 10% de sérum de veau fœtal

(Invitrogen #10270106), 4mM de L-Glutamine (Sigma #G7513) et d’une solution

antibiotique et antimycotique (Sigma #A5955). Les cellules se divisent dans des flasques de

75cm² (Corning #3276) dans un incubateur (Bioblock Scientific) à 37°C sous une atmosphère


69

à 5% de CO2. Lorsque les cellules sont à confluence (arrêt de la division cellulaire dû à

l’inhibition de contact), elles sont rincées par 5mL de D-PBS (Dulbecco’s Phosphate-

Buffered Saline, Gibco #14190169) et trypsinées avec 5mL de trypsine (Trypsine-EDTA

25%, Gibco #25200) pour une flasque. La réaction a lieu pendant 5min sous agitation douce

et en vérifiant sous microscope le décollement des cellules. La réaction est arrêtée par l’ajout

de 5mL de milieu complet. Le milieu est récupéré et centrifugé à 1000t/min pendant 5min. Le

surnageant est enlevé et le culot est resuspendu dans du milieu de culture. Les cellules sont

comptées et sont réensemencées à raison de 50 000 cellules par puits de plaque de 6 puits

(Becton Dickinson #353046), dans 3mL de milieu par puits.

I-3 Comptage des cellules

Les cellules sont comptées à l’aide de la grille de Thoma. A partir de la suspension

cellulaire, suite à la trypsinisation et à la centrifugation des cellules, 20µL de cette suspension

est ajouté au même volume de Bleu de Trypan (Sigma #T8154) puis 10µL est utilisé dans la

grille de Thoma pour effectuer le comptage.

I-4 Différenciation des fibroblastes 3T3-L1 en adipocytes

Lorsque les fibroblastes sont à confluence, on induit leur différenciation en adipocytes

en les incubant pendant 48h dans du milieu de culture supplémenté en insuline (5µg/µL,

Novo-Nordisk Actrapid 100UI/mL), en IBMX (3-isobutyl,1-méthylxanthine, Sigma #I7018) à

0,5mM, en dexaméthasone (Sigma #D2915) à 25nM et en rosiglitazone (Molekula

#M34833109) à 10µM ; au terme de ces 48h, les cellules seront à J0. Les cellules sont ensuite

incubées dans un milieu contenant 10µM de rosiglitazone et 5µg/mL d’insuline pendant 48h

supplémentaires. L’état de différenciation des adipocytes est contrôlé au microscope optique

en vérifiant l’apparition de gouttelettes lipidiques très réfringentes dans le cytoplasme des

cellules en culture. Les cellules seront utilisées pour les traitements à J10. Toutes ces

manipulations doivent être réalisées stérilement sous une hotte à flux laminaire et les plaques

doivent être conservées dans un incubateur à 37°C sous une atmosphère à 5% CO2.


70

I-5 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les AGPI n-3

Les adipocytes 3T3-L1 sont incubés pendant 2h, 4h ou 24h avec différentes

concentrations de DHA (Sigma #D2534) ou d’EPA (Sigma #E2011) (1, 10 et 100µM) amené

par 50µM d’albumine sérique bovine (Sigma #A7030). Les complexes albumine-DHA et

albumine-EPA sont préalablement préparés à 37°C pendant 4h.

4h avant l’incubation des acides gras, le milieu de culture a été enlevé et remplacé par un

milieu sans sérum. Les cellules sont ensuite rincées avec du D-PBS puis incubées avec les

solutions d’albumine-DHA ou d’albumine-EPA. A la fin des incubations, les milieux sont

prélevés et conservés à -80°C en attendant d’effectuer les différents dosages. Les cellules,

après rinçage avec du D-PBS, sont récupérées par grattage.

I-6 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les dérivés oxygénés

des AGPI n-3

Les adipocytes 3T3-L1 sont préalablement incubés dans un milieu sans sérum pendant

4h puis sont incubés avec différents dérivés oxygénés des AGPI n-3 apportés dans 0,4%

d’éthanol dans du milieu sans sérum pendant 2h et 4h.

A la fin des incubations, les milieux sont prélevés et les cellules, après rinçage, sont

récupérées par grattage.

II- Dosages protéiques

II-1 Dosage des protéines du milieu de culture par la méthode de

Bradford (1976)

Le kit « BioRad’s protein assay » est utilisé pour réaliser ce dosage. Ce dernier est

basé sur le changement de coloration du bleu de Coomassie après liaison avec les acides

aminés aromatiques (tryptophane, tyrosine et phénylalanine) et les résidus hydrophobes des

acides aminés présents dans les protéines.

Le volume de milieu à doser est prélevé et ajusté à 10µL avec de l’eau ultrapure. On ajoute

200µL de solution « BioRad’s protein assay » (BioRad #500-0006) diluée 4 fois. Après


71

agitation, la densité optique est lue à 595nm en microplaque 96 puits à l'aide d'un lecteur

spectrophotométrique de plaques multipuits (PowerWave X, BIOTEK INTRUMENTS). La

concentration est déterminée grâce à une gamme étalon d’albumine sérique bovine (Sigma

#A6003) (0-10 µg de protéines) réalisée dans les mêmes conditions.

II-2 Dosage des protéines cellulaires par la méthode de Lowry

(1951)

Cette méthode combine une réaction au biuret (formation d'un complexe pourpre entre

le biuret (NH2-CO-NH-CO-NH2) et deux liens peptidiques consécutifs en présence de cuivre

en milieu alcalin) et une réaction au réactif de Folin-Ciocalteu. Ce dernier, à base de

phosphomolybdate et de phosphotungstate, réagit avec les tyrosines et les tryptophanes pour

donner une coloration bleue.

L’échantillon est hydrolysé au préalable pendant 15min dans une solution de NaOH 1N.

10µL d’échantillon sont prélevés et ajoutés à 1mL de mélange réactionnel contenant du

Na2CO3, du NaOH 5N, du tartrate de Na 2% et du sulfate du cuivre 1%. Après 10min, le

réactif de Folin (Merck #3934529) dilué au ½ est ajouté.

Après 30min, la densité optique est lue à 700nm à l'aide d'un lecteur spectrophotométrique de

plaques multipuits. La concentration est déterminée par comparaison à une gamme étalon

d’albumine sérique bovine réalisée dans les mêmes conditions.

III- Dosage des adipokines

Le surnageant dans lequel les adipocytes ont été incubés est utilisé pour doser

l’adiponectine sécrétée et libérée pendant les différentes périodes d’incubation.

L’adiponectine est dosée à l’aide d’un kit EIA (SPIBIO #A05187) selon les recommandations

du fabricant. Il en est de même pour le dosage de la leptine (SPIBIO #A05176).


72

IV- Mesure de l’expression génique par PCR quantitative

en temps réel

IV-1 Extraction des ARN

Les ARN totaux des cellules sont extraits à l’aide du kit QIAGEN RNeasy mini kit

(QIAGEN #74106) selon le protocole fourni par le fabriquant.

Les cellules sont au préalable rincées avec du D-PBS puis grattées dans du tampon de lyse

(Tampon RLT, fournis dans le kit) et 1% de β-mercaptoéthanol (Sigma #M7154). Suite à une

homogénéisation à la pipette, les échantillons sont laissés 10min à 30°C puis centrifugés 3min

à 10 000t/min à température ambiante. La phase intermédiaire est récupérée et mise dans un

tube propre puis un passage sur seringue est effectué afin de casser les ADN. De l’éthanol

70% « Rnase free » est ajouté à la phase intermédiaire. Le mélange est ensuite déposé au

milieu d’une colonne d’affinité (gel de silice) sous laquelle est placé un tube de collection.

Suite à une centrifugation d’1min à 10 000t/min pendant laquelle l’ARN se fixe à la colonne,

deux lavages avec différents tampons fournis dans le kit sont effectués. L’élution des ARN se

fait avec de l’eau « Rnase free » que l’on dépose sur la colonne suivie de plusieurs

centrifugations. Les ARN récoltés sont utilisés immédiatement pour leur quantification ou

placés au congélateur à -80°C.

IV-2 Transcription inverse (RT)

Avant d’effectuer la transcription inverse des ARN obtenus, il est nécessaire de

mesurer, à l’aide d’un Nanodrop NANO 001, leur densité optique et d’évaluer d’éventuelles

contaminations. La mesure se fait avec 2µL d’échantillon et elle permet ainsi d’utiliser la

même quantité d’ARN à transcrire en ADNc.

La RT se fait avec 250ng d’ARN dilués dans de l’eau qui sont préalablement dénaturés à

65°C pendant 5min. 8,5µL de mélange réactionnel de RT sont ajoutés à la solution d’ARN.

Le mélange réactionnel contient : 4µL de tampon (First Strand Buffer, 5X, Invitrogen

#18064-022) ; 2µL de DTT (0,1M, Invitrogen #18064-022) ; 1µL de dNTP (10mM,

Invitrogen ; mélange de dATP 10mM #18252-015, dCTP 10mM #18253-013, dGTP 10mM

#18254-011 et dTTP 10mM #18255-018) ; 0,5µL d’Oligo dT (0,5µg/µL, Promega #C1101) ;


73

0,5µL de Random hexamers (0,5µg/µL, Promega #C1181) et 0,5µL d’enzyme Superscript II

(Reverse Transcriptase, 200U/µL, Invitrogen #18064-022).

Le programme de RT est le suivant : 10min à 25°C, 60min à 42°C et 15min à 70°C. Les

produits de RT sont ensuite dilués au 1/10e avec de l’eau « RNase free » puis traités à la

Rnase H (5U, NEB #M0297S), à raison de 1µL dans 20µL de produit RT 1/10e pendant

20min à 37°C, ceci afin de supprimer les ARN résiduels.

IV-3 PCR quantitative en temps réel (qPCR)

Les ADNc des gènes codants pour l’adiponectine, la leptine et TBP (TATA-Binding

Protein ; gène de ménage) ont ensuite été quantifiés par PCR quantitative en temps réel

(qPCR). Dans un rotorgene 6000 (Corbett Research), la réaction de qPCR a été réalisée à

partir de 5µL de produit de RT dilué au 1/60e, 4µl d’eau, 0,5µL d’amorce sens (15µM), 0,5µL

d’amorce anti-sens (15µM) et 10µL d’Absolute qPCR Mix (Abgene #AB-1162/B) contenant

entre autres, les dNTP, la Taq polymérase et le SYBR Green. A l’issue des 40 cycles de

qPCR, une courbe de fusion, permettant de vérifier la pureté de l’amplification, est générée.

Pour chaque gène amplifié, une gamme étalon est également réalisée. Grâce à cette dernière,

la concentration d’ADNc peut être déterminée très précisément pour chaque gène.

L’expression des gènes est ensuite normalisée par rapport à l’expression du gène de ménage,

TBP.

Les amorces utilisées pour l’amplification de l’adiponectine, de la leptine et de TBP

sont les suivantes:

Gène Brin Amorces Taille

Adiponectine Sens

Anti-sens

5’-AGG-CCG-TGA-TGG-CAG-AGA-TG-3’

5’-CTT-CTC-CAG-GTT-CTC-CTT-TCC-TGC-3’ 161 pb

Leptine Sens

Anti-sens

5’-CAC-CAG-GAT-CAA-TGA-CAT-TTC-3’

5’-TGC-CAG-TGT-CTG-GTC-CAT-CTT-G-3’ 124 pb

TBP Sens

Anti-sens

5’-TGG-TGT-GCA-CAG-GAG-CCA-AG-3’

5’-TTC-ACA-TCA-CAG-CTC-CCC-AC-3’ 139 pb

Tableau 1: Amorces pour qPCR


74

V- Analyse des prostaglandines

V-1 Formation de 15-désoxy-Δ12,14

-PGJ3 (15dPGJ3)

La formation de 15dPGJ3 se fait à partir de PGD3 (Cayman #12990) qui est incubée

dans du D-PBS à pH7,4 pendant 72h à 37°C sous agitation douce. Après l’incubation, la

solution est acidifiée à pH3 avec de l’HCl 1N puis de l’acétate d’éthyle est ajouté. Le tube est

homogénéisé puis centrifugé 10min à 1700t/min (GR 4.11, Jouan). Deux extractions

supplémentaires sont réalisées. Les phases organiques sont réunies puis évaporées avant

d’être reprises avec de l’éthanol pour être injectées en chromatographie liquide à haute

performance (HPLC).

V-2 Dosage des prostaglandines par HPLC et détection UV

Les prostaglandines sont séparées par HPLC (Agilent Series 1100). La séparation est

réalisée sur une colonne de silice greffée C18 (Waters Xbridge, 4,6×250mm, 3,5µm) chauffée

à 50°C dans un four thermostaté. L’élution utilise un gradient constitué de deux solvants A et

B avec un débit de 1mL/min. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à

pH3 par de l’acide phosphorique. L’éluant B est de l’acétonitrile. L’éluant A est pompé seul

pendant 5min, puis il est remplacé progressivement par l’éluant B pour atteindre 100% à

30min jusqu’à 40min. L’élution se poursuit avec l’éluant A seul pendant 5min puis la colonne

est rééquilibrée avec le solvant A. Les prostaglandines sont détectées avec un détecteur à

barrette de diodes à λ = 195nm pour la PGD2 (Cayman #12010), la PGD3, la PGJ2 (Cayman

#18500) et la PGJ3 ; λ = 300nm pour la 15dPGD2 (Cayman #12700) et la 15dPGD3, et λ =

305nm pour la 15dPGJ2 (Cayman #18570) et la 15dPGJ3 (longueurs d’onde correspondantes

au λmax des molécules). La quantification des molécules est effectuée grâce à une gamme

étalon.


75

V-3 Dérivation chimique de la PGD3 et de la 15dPGJ3

La PGD3 va subir trois dérivations successives : 1) une dérivation de son groupement

carbonyle (C=O) ; 2) une dérivation de sa fonction carboxylique (COOH) ; et 3) une silylation

de son groupement hydroxyle (OH) (Fig. 14 (A)).

La 15dPGJ3 ne sera dérivée qu’au niveau de sa fonction carboxylique (Fig. 14 (B)).

Pour la dérivation du groupement C=O, l’échantillon sec est incubé 45min à

température ambiante avec 75µL d’acétonitrile et 300µL de méthoxylamine hydrochloride

(MOX) à 3% dans l’eau. Après avoir vérifié que le pH soit bien à 3, 1mL d’acétate d’éthyle

est ajouté. L’échantillon est ensuite agité vigoureusement puis centrifugé 10min à 1700t/min.

La phase aqueuse est éliminée et la phase organique restante est ensuite évaporée à sec.

Pour la dérivation de la fonction COOH, l’échantillon sec est incubé 20min à 37°C avec 40µL

de bromure de pentafluorobenzyle (PFBB) à 10% dans l’acétonitrile et 20µL de N-éthyl

diisopropylamine (DIPE) à 10% dans l’acétonitrile, ce qui permet de capter les protons

formés par la réaction.

Pour la silylation des groupements OH, l’échantillon sec est incubé avec 8µL de N,N-

diméthylformamide (DMF) et 20µL de N,O-bis(triméthyl)trifluoroacétamide (BSTFA)

pendant 20min à 37°C. Les échantillons sont ensuite évaporés à sec puis repris dans 20µL

d’hexane/BSTFA (9:1) et vigoureusement agités avant d’être transvasés dans des tubes

spécifiques pour l’injection en chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie

de masse (GC-MS) (Agilent Technologies).


76

Figure 14 : Réactions de dérivation de la PGD3 (A) et de la 15dPGJ3 (B). MOX : méthoxylamine

hydrochloride, dérivation du groupement C=O. PFBB : bromure de pentafluorobenzyle ; DIPE : N-éthyl

diisopropylamine, dérivation de la fonction COOH. DMF : N,N-diméthylformamide ; BSTFA : N,O-

bis(triméthyl)trifluoroacétamide, silylation du groupement OH.

A

B


77

V-4 Analyse des prostaglandines par GC-MS

Les échantillons ont été analysés par GC-MS en mode d’ionisation chimique négative

(NICI) afin d’obtenir une grande sensibilité de détection (de l’ordre du pg injecté). La colonne

capillaire DB17-MS utilisée à une longueur de 30m et un diamètre de 0,25µm. Elle est

recouverte intérieurement d’un film de phase stationnaire apolaire (phényl méthyl siloxane)

de 0,25µm d’épaisseur. Le gaz vecteur utilisé est l’hélium avec un débit de 1,2mL/min. Le

méthane est utilisé comme gaz réactant.

Les injections sont réalisées en mode split/splitless à 260°C. La température du four

est maintenue à 57°C pendant 2min puis elle augmente jusqu’à 180°C à raison de 20°C/min et

jusqu’à 280°C à raison de 4°C/min. Cette température est maintenue constante pendant

15min.

La température de la ligne de transfert entre la GC et la MS, la température à la source

de la MS, et celle du quadripôle sont respectivement fixées à 280°C, 150°C et 106°C. En

NICI, la fragmentation des prostaglandines dérivées sous forme d’esters

pentafluorobenzyliques conduit à la formation d’un seul ion à m/z : [M-181]- correspondant à

la perte du groupement PFB. Les ions m/z 522 et m/z 313 sont utilisés pour quantifier

respectivement la PGD3 et la 15dPGJ3 en mode de sélection d’ion (SIM).

VI- Protocole animal

VI-1 Animaux et régime alimentaire

Les expérimentations ont été réalisées sur des souris mâles CD1 « Swiss » (ICR,

Harlan France), âgées de 3 semaines et pesant 20g en moyenne. Les animaux avaient libre

accès à la nourriture (Aliment A03, SAFE, France) et à la boisson. Les animaux ont été

maintenus dans une animalerie en température et humidité contrôlées (25±1°C, 60-70%) avec

des cycles d’éclairage de 12 heures (lumière de 7h00 à 19h00). Préalablement aux

expérimentations, les animaux ont été habitués aux conditions de l’animalerie pendant au

minimum une semaine. Tous les protocoles expérimentaux ont été conduits en accord avec la

directive européenne du 24 novembre 1986 (86/609/EEC) et le décret du 19 avril 1988.


78

Les souris ont été réparties en deux groupes. Le premier groupe a reçu une

alimentation standard sous forme de croquettes contenant 5% de lipides ; ces animaux

constituent le groupe contrôle. Le groupe expérimental a reçu une alimentation sous forme de

poudre enrichie en DHA sous forme de triglycéride 0,5% (W/W), la quantité de lipides totaux

étant ajustée à 5% avec de l’huile de tournesol. La préparation et le changement de nourriture

sont effectués quotidiennement afin d’éviter l’oxydation des AGPI contenus dans la

préparation.

Nutriments standard (A03) DHA

masse %

Carbohydrates 51,7 52,2

Protéines 21,4 19,0

Lipides 5,0 5,0

Minéraux 5,7 6,6

Fibres 3,9 5,0

Humidité 12,2 12,0

Tableau 2A: Composition en nutriments du régime standard (A03) et du régime riche en DHA (DHA)

Tableau 2B: Composition en acides gras du régime standard (A03) et du régime riche en DHA (DHA).

tr: trace. nd: non detecté.

Acides gras standard (A03) DHA

mole %

16:0 22 5

16:1 2 tr

18:0 11 3

18:1 26 39

18:2 38 41

18:3 tr tr

22:6 nd 10


79

VI-2 Sacrifices et prélèvement des tissus

Les souris sont sacrifiées à J0 (premier jour de régime) puis à J4, J8, J16 et J32.

Certaines souris ont été nourries pendant 16 jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis

les 16 jours suivants avec l’alimentation standard (période de « wash-out »). Le jour du

sacrifice, les souris contrôles et les souris DHA sont choisies aléatoirement. Elles sont

anesthésiées par une injection intrapéritonéale de pentobarbital (30mg/kg) puis elles sont

pesées. Le sang est prélevé par ponction intracardiaque avant d’être centrifugé 5min à

10 000t/min à 4°C. Le plasma est récupéré puis aliquoté avant d’être mis dans de l’azote

liquide puis stocké à -80°C. Les différents organes et tissus sont prélevés puis pesés avant

d’être mis dans de l’azote liquide puis à -80°C jusqu’à l’analyse.

VI-3 Analyse de la composition en acides gras des phospholipides

des tissus par chromatographie en phase gazeuse (GC)

Pour l’analyse de la composition en acides gras, une étape d’extraction puis de

séparation des différentes classes de phospholipides tissulaires par chromatographie sur

couche mince (CCM) sont nécessaires.

Dans l’échantillon, ont été rajoutés au préalable des standards internes, le

diheptadécanoyl-glycérophosphoéthanolamine et le diheptadécanoyl-glycérophosphocholine.

L’extraction des lipides totaux est réalisée par un mélange chloroforme/éthanol (2:1 ; v/v).

Deux centrifugations successives (2000t/min, 10min) permettent de récupérer les lipides

totaux dans la phase organique inférieure. Les phases organiques sont évaporées puis reprises

avec un mélange chloroforme/éthanol (2:1; v/v) avant d’être déposées sur la plaque de gel de

silice (silica gel G60 ; 200×200×0,25 mm ; Merck #1.05721.0001).

La plaque est tout d’abord placée dans une cuve saturée en isopropyléther permettant la

migration des lipides neutres.

Les différentes classes de phospholipides sont séparées avec le système

chloroforme/méthanol/méthylamine à 40% dans l’eau (61:19:5 ; v/v/v) (Fig. 15). La plaque

est révélée par une solution de dichlorofluorescéine et la détection est réalisée sous UV.


80

Figure 15 : Représentation schématique de la séparation par chromatographie sur couche mince (CCM)

des différentes classes de phospholipides. Séparation avec un système chloroforme/méthanol/méthylamine à

40% dans l’eau (61:19:5 ; v/v/v). Révélation des phospholipides par une solution de dichlorofluorescéine. PE :

Phosphatidyléthanolamine ; PC : Phosphatidylcholine ; PS : Phosphatidylsérine ; PI : Phosphatidylinositol ;

SPM : Sphingomyéline.

Après l’identification des différentes classes de phospholipides par comparaison à

des standards de migration, les bandes de gel de silice correspondant aux

phosphatidylcholines (PC) et aux phosphatidyléthanolamines (PE), sont grattées. La

transestérification des phospholipides est réalisée directement sur la silice. Les phospholipides

sont transméthylés selon la technique décrite par Morrison & Smith (1964) en présence de

500µL de toluène/méthanol (2:3 ; v/v) et de 500µL de trifluorure de bore (BF3) (10% dans le

méthanol). Après 1h30 à 100°C, les tubes sont mis dans de la glace pour arrêter la réaction.

L’échantillon est alors neutralisé par 1,5mL d’une solution de carbonate de potassium

(K2CO3) préparée à 10% dans de l’eau. Les esters méthyliques sont extraits par 2mL

d’isooctane. Une centrifugation (1700t/min, 10min) est effectuée puis la phase supérieure

organique est évaporée et reprise par de l’isooctane. L’échantillon est analysé en GC.

Les molécules dérivées sont analysées avec un chromatographe HP 6890 équipé d’un

injecteur Split/Splitless. L’injecteur, chauffé à 230°C, permet la volatilisation des acides gras

qui sont entraînés par l’hélium utilisé comme gaz vecteur. Les acides gras sont séparés en

fonction de leur point d’ébullition et de leur polarité respective sur une colonne capillaire

SGE BPX70 de 60 m de long avec un diamètre interne de 0,25 mm. La température initiale du

four est maintenue à 80°C pendant 1,5min puis augmente jusqu’à 245°C par paliers


81

successifs. Les différents composés élués sont détectés en sortie de colonne grâce à un

détecteur à ionisation de flamme (FID) dont la température est fixée à 250°C. Les esters

méthyliques d’acides gras et les DMA (diméthylacétals) sont identifiés en comparant leur

temps de rétention avec celui de leurs standards correspondants connus et injectés dans les

mêmes conditions. Les fractions sont quantifiées grâce aux standards internes ajoutés en

quantité connue lors de l’extraction des lipides totaux.

Le même protocole a été utilisé pour l’analyse de l’incorporation des AGPI n-3 dans les

phospholipides des adipocytes 3T3-L1.

VI-4 Dosage des adipokines dans le plasma et les tissus adipeux

Les concentrations d’adiponectine et de leptine ont été mesurées dans le plasma des

souris en utilisant un kit Luminex (Millipore #MADPCYT-72K) selon les recommandations

du fabriquant.

Pour le dosage des adipokines tissulaires (adiponectine et leptine), 30mg de tissu

adipeux ont été broyés dans du tampon à pH7,4 (Tris-HCl 10mM, sucrose 250mM et

inhibiteurs de protéases) puis le mélange a été centrifugé 5min à 10 000t/min. La phase

intermédiaire est récupérée puis utilisée pour le dosage des adipokines avec les kits

précédemment décrits (cf. 3- Dosage des adipokines).

VII- Analyse statistique

Les résultats sont exprimés sous forme de moyenne ± SEM. La significativité a été

calculée au seuil de P<0,05 par une analyse de variance ANOVA suivie d’un test post-hoc

Fischer Protected Least Significant Difference (PLSD), à l’aide du logiciel Statview.

Résultats

82

Résultats I - Etude in vivo

Le premier objectif de ce travail a consisté à déterminer chez la souris, à travers une

alimentation enrichie en DHA, l’effet de cette alimentation sur la sécrétion de cytokines

plasmatiques, l’adiponectine (connue pour ses effets bénéfiques dans l’insulino-résistance) et

la leptine (décrite comme une hormone diminuant la prise alimentaire) ainsi que leur contenu

dans les différents tissus adipeux blancs. Nous avons également étudié les cinétiques

d’incorporation du DHA dans différents tissus. La composition en acides gras des

phospholipides membranaires majoritaires a été étudiée dans le foie, le cœur et les tissus

adipeux (Fig. 16).

Figure 16 : Schéma général du plan expérimental de la partie In vivo chez la souris.

Résultats

83

I.1 Masses corporelles des souris

Les souris ont été divisées en deux groupes. Elles ont reçu soit une alimentation

standard (groupe contrôle) soit une alimentation supplémentée en DHA (groupe DHA). La

prise de poids chez les souris nourries avec un régime enrichi en DHA est significativement

plus faible que chez les souris nourries avec le régime standard (Fig. 17).

Cette différence de prise de poids devient significative dès le 4ème

jour d’alimentation

riche en DHA. Après 16 jours de période de « wash-out » (WO) (c'est-à-dire lorsque les

souris ont été nourries 16 jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis les 16 jours suivants

avec l’alimentation standard), les masses corporelles des souris ne sont plus significativement

différentes comparativement à celles du groupe contrôle.

Figure 17: Prise de poids (g) des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ), avec

un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en

DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ). Les résultats sont

exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n= 60, 28, 20, 20 et 8 pour les jours 0, 4, 8, 16 et 32 pour le groupe

contrôle ; n= 28, 24, 20 et 8 pour les jours 4, 8, 16 et 32 pour le groupe DHA et n= 4 pour le groupe WO). Les

moyennes dont les lettres diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P<0,05.

Résultats

84

I.2 Incorporation du DHA dans le foie, le cœur et les tissus

adipeux blancs

Les figures 18 et 19 montrent l’incorporation du DHA dans les

phosphatidyléthanolamines (PE) et les phosphatidylcholines (PC) du foie, du cœur et des

tissus adipeux blancs sous-cutané, épididymal et rétropéritonéal. Les proportions de DHA

sont significativement augmentées dans les PE et les PC dans tous les tissus après seulement 4

jours de régime enrichi en DHA.

Dans le foie (Fig. 18(A) et 19(A)), les proportions de DHA dans les PE ne sont pas

devenues significativement plus élevées au-delà de 4 jours de régime, alors que dans les PC,

elles continuent d’augmenter au-delà de 8 jours de régime riche en DHA. Dans les deux cas, il

n’y a pas de différence dans les proportions observées à 8 et 16 jours. L’augmentation de la

proportion de DHA atteint +116% dans les PE (27,6±0,5 vs. 12,8±0,3 % molaire) et +118%

dans les PC (14,8±0,4 vs. 6,8±0,2 % molaire) après 4 et 8 jours de régime enrichi en DHA.

Après la période de 16 jours de WO, les proportions de DHA dans les PE et les PC ne

diffèrent pas des valeurs trouvées chez les souris du groupe contrôle.

Dans le cœur (Fig. 18(B) et 19(B)), les proportions de DHA dans les PE et les PC

augmentent en fonction du temps pendant les 32 jours d’alimentation riche en DHA,

atteignant, respectivement, +96% et +188% dans les PE et PC. Contrairement au foie, les

proportions de DHA restent significativement plus élevées dans les PE et PC après la période

de 16 jours de WO comparativement aux valeurs observées dans les PE et les PC du coeur

dans le groupe contrôle.

Dans les trois tissus adipeux blancs, sous-cutané (Fig. 18(C) et 19(C)), épididymal

(Fig. 18(D) et 19(D)) et rétropéritonéal (Fig. 18(E) et 19(E)), les proportions de DHA

atteignent leur maximum à 4 jours chez les souris du groupe DHA. Les figures 19(C-E)

montrent que les proportions de DHA ne diffèrent pas significativement entre les jours 4 et 16

dans les PC des tissus adipeux, et ils diminuent par la suite. La même observation peut être

faite pour l’incorporation du DHA dans les PE du tissu adipeux rétropéritonéal (Fig. 18(E)).

Dans les tissus adipeux sous-cutané et épididymal, les proportions de DHA ne différent pas

significativement au-delà de 4 jours (Fig. 18(C) et (D)). Comme il a été observé dans le foie,

Résultats

85

les proportions de DHA dans les PE et les PC ne différent pas de celles observées dans le

groupe contrôle après la période de 16 jours de WO.

Les figures 18 et 19 montrent également que les proportions de DHA dans les deux

classes de phospholipides des souris contrôles sont plus faibles dans les tissus adipeux blancs

que celles observées dans le foie et dans le cœur. Les différences les plus importantes sont

observées pour le cœur et le tissu adipeux sous-cutané, avec, respectivement, 6 et 7 fois plus

de DHA dans les PE et les PC du cœur, comparativement au tissu adipeux sous-cutané. Chez

les souris du groupe DHA, les proportions de DHA sont augmentées de 1,5 à 2,5 fois dans les

PE du foie et du cœur et de 2,5 à 5 fois dans les PE des tissus adipeux comparativement au

groupe contrôle. De plus, les proportions de DHA dans les PC des tissus adipeux chez les

souris du groupe DHA sont 5 fois plus élevées que celles observées chez les souris du groupe

contrôle, alors que les contenus en DHA dans les PC du foie et du cœur sont, respectivement,

2 et 3 fois plus élevés que ceux trouvés chez les souris du groupe contrôle.

Nos résultats montrent aussi que l'augmentation des proportions de DHA dans tous les

phospholipides des tissus chez les souris du groupe DHA est accompagnée d’une diminution

des proportions d'acide arachidonique (AA) (Fig. 20 et 21). Les proportions d'AA restent

significativement plus faibles dans les PE et les PC du tissu adipeux rétropéritonéal que celles

observées chez les souris du groupe contrôle après la période de 16 jours de WO, bien que le

DHA n'ait pas augmenté davantage.

Enfin, nous observons que l’EPA n'est pas détecté dans les tissus des souris du groupe

contrôle alors qu’il l’est dans les phospholipides des tissus des souris alimentées avec un

régime enrichi en DHA (Fig. 22 et 23).

Résultats

86

Figure 18: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidyléthanolamines du foie (A), du cœur (B) et des

tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries avec un régime

standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris

nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-

out » (WO) ). Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les moyennes dont les

lettres diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P<0,05.

D

Résultats

87

Figure 19: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidylcholines du foie (A), du cœur (B) et des tissus

adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries avec un régime

standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries

16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO)

). Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les moyennes dont les lettres

diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P<0,05.

Résultats

88







Résultats

89







Résultats

90







Résultats

91







Résultats

92

I.3 Effet d’une alimentation enrichie en DHA sur la sécrétion

d’adipokines

Nous avons ensuite analysé les effets du régime riche en DHA sur la sécrétion

d’adiponectine et de leptine plasmatiques.

Comme le montre la figure 24(A), les concentrations plasmatiques d'adiponectine sont

significativement augmentées (par 2,4 fois) dès le 4ème

jour après le début du régime riche en

DHA. Ces effets sont durables puisque la sécrétion d'adiponectine est toujours plus élevée que

celle observée chez les souris du groupe contrôle après la période de 16 jours de WO.

Au contraire, la sécrétion de leptine plasmatique est diminuée de 1,6 fois après 4 jours de

régime riche en DHA (Fig. 24(B)). Dans le groupe de souris WO, la diminution de la

sécrétion de leptine est toujours observée comparativement aux souris du groupe contrôle.

Figure 24: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris nourries avec

un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des

souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe

« wash-out » (WO) ). Les concentrations plasmatiques sont exprimées en ng/mL pour l’adiponectine et en

pg/mL pour la leptine. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les valeurs sont

significativement différentes du groupe contrôle pour : **P<0,01 et ***P<0,001.

Résultats

93

I.4 Contenu en adipokines des tissus adipeux blancs

Nous avons également mesuré le contenu en adipokines dans les trois tissus adipeux

(sous-cutané, épididymal et rétropéritonéal) au 4ème

jour de régime. Dans chacun des trois

tissus, le contenu en adipokines n’est pas significativement différent entre les souris du

groupe contrôle et celles du groupe DHA (Fig. 25). Cependant, le contenu en adiponectine est

dépendant du type de tissu adipeux ; en effet sa concentration est plus élevée dans le tissu

adipeux épididymal et ceci aussi bien chez les souris du groupe contrôle que chez celles du

groupe DHA.

Figure 25: Contenu en adiponectine (A) et en leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal, sous-cutané et

rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ) ou avec un régime

riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours. Les contenus en adiponectine et en leptine dans les tissus

adipeux sont exprimés, respectivement, en ng/mg de tissu adipeux et en pg/mg de tissu adipeux. Les résultats

sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=8). Les valeurs sont significativement différentes pour :

*P<0,05. TA : Tissu Adipeux.

Résultats

94

L’expression génique de l’adiponectine (Fig. 26(A)) est significativement augmentée

dans les tissus adipeux épididymal et sous-cutané des souris ayant reçu une alimentation riche

en DHA comparativement au groupe contrôle. L'augmentation de l’expression de

l'adiponectine est davantage prononcée dans le tissu adipeux épididymal que dans le tissu

adipeux sous-cutané (augmentation respective de 2,2 et 1,5 fois).

Dans le cas de la leptine (Fig. 26(B)), l’expression génique n’est pas significativement

différente dans chacun des trois tissus, chez les souris alimentées avec le régime riche DHA

comparativement aux souris alimentées avec le régime standard. Nous observons cependant,

chez les souris du groupe contrôle, une expression significativement différente en fonction du

type de tissu adipeux.

Figure 26: Expression génique de l’adiponectine (A) et de la leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal,

sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ) ou

avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours. L’expression de l’adiponectine et de la

leptine est normalisée par l’expression de TBP. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM

(n=4). Les valeurs sont significativement différentes pour : *P<0,05 ; **P<0,01 ; ***P<0,001. TA: Tissu

Adipeux, TBP: TATA Binding Protein.

Résultats

95

I.5 Effet d’une alimentation enrichie en EPA ou EPA/DHA sur la

sécrétion d’adipokines

Nous avons vu précédemment que la sécrétion plasmatique d’adipokines est

significativement modifiée dès le 4ème

jours de régime.

Nous avons par la suite étudié si un régime enrichi en EPA avait des effets comparables sur la

sécrétion d’adipokines après 4 jours de régime. Pour cela, nous avons soumis les souris à

différents régimes, un régime enrichi en EPA 0,5% (W/W), un régime enrichi en DHA 0,5%

(W/W), un régime contenant un mélange EPA/DHA 0,5% (W/W) et un régime standard

identitique à celui précédemment utilisé.

Les résultats montrent que les concentrations plasmatiques d’adiponectine (Fig. 27(A))

sont significativement augmentées chez les souris ayant été nourries pendant 4 jours avec une

alimentation enrichie en EPA (+17%) comparativement aux souris ayant eu une alimentation

standard, comme cela est observé avec le DHA (+22%). Aucune différence significative n’est

observée chez les souris nourries avec le régime enrichi avec le mélange EPA/DHA

comparativement aux souris du groupe contrôle.

Pour la leptine (Fig. 27(B)), les concentrations plasmatiques sont significativement diminuées

avec les trois types de régimes : -38%, -37% et -60% pour les régimes riches, respectivement,

en DHA, EPA et EPA/DHA.

Résultats

96

Figure 27: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris nourries

pendant 4 jours avec un régime standard (J4 Contrôle), enrichi en DHA (J4 DHA), en EPA (J4 EPA) ou

en mélange EPA/DHA (J4 EPA/DHA). Les concentrations plasmatiques sont exprimées en µg/mL pour

l’adiponectine et en ng/mL pour la leptine. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=8).

Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour : *P<0,05 ; **P<0,01 et ***P<0,001.

A

B

Résultats

97

I.6 Discussion-Conclusion

Dans cette étude, nous avons démontré que le DHA augmente la sécrétion

d’adiponectine chez les souris ayant reçu un régime enrichi en DHA comparativement aux

souris nourries avec une alimentation standard. La seule étude qui avait étudié l’effet du DHA

sur la sécrétion d’adiponectine avait été conduite pendant 8 semaines d’alimentation (Vemuri

et al, 2007). Nos résultats montrent que l’augmentation de la sécrétion est significative dès le

4ème

jour de régime. De plus, le régime riche en DHA diminue la sécrétion de leptine

plasmatique. De manière interessante, nous montrons pour la première fois que les effets

protecteurs du DHA sont maintenus même après l’arrêt du régime riche en DHA. En effet, les

concentrations d’adiponectine et de leptine restent augmentées et diminuées, respectivement,

comparativement aux sourris nourries avec l’alimentation standard.

Lorsque les souris reçoivent pendant 4 jours un régime enrichi en EPA ou en EPA/DHA, nous

observons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine plasmatique en

réponse à l’EPA mais pas en réponse au mélange. Ceci est en accord avec une étude réalisée

sur des adipocytes humains en culture (Tishinsky et al, 2010) où il a été montré qu’il y a une

augmentation de la sécrétion d’adiponectine en réponse à 100µM d’EPA mais pas avec un

mélange d’EPA/DHA. Par ailleurs, nous constatons une diminution de la sécrétion

plasmatique de leptine en réponse à l’EPA, diminution d’autant plus marquée avec le mélange

EPA/DHA.

L’adiponectine est une des adipokines les plus abondantes du plasma qui est esssentiellement

exprimée dans le tissu adipeux et qui est capable de protéger contre le développement de

l’athérosclérose et de l’insulino résistance. En effet, la concentration plasmatique

d’adiponectine est diminuée chez les patients ayant des risques de maladies artérielles

coronariennes dont le diabète de type 2 et l’obésité (Hotta et al, 2000 ; Ryan et al, 2003 ;

Ouchi et al, 1999).

Nous montrons que ces effets bénéfiques sont associés à une augmentation de

l’incorporation du DHA dans les PE et PC de tous les tissus analysés, bien que les tissus

adipeux aient montré une incorporation plus importante. Cette augmentation des proportions

de DHA dans les tissus est observée seulement 4 jours après le début du régime enrichi en

DHA. Contrairement aux tissus adipeux et au foie, dans le cœur, les proportions de DHA

restent significativement plus élevées dans les deux classes de phospholipides

Résultats

98

comparativement aux souris du groupe contrôle même après la période de 16 jours de WO,

suggérant un « turn-over » du DHA plus important dans les tissus adipeux.

L’augmentation du DHA est également accompagnée d’une augmentation de l’EPA.

Le régime donné aux souris étant exempt d’EPA, cela suggère qu’il y ait une rétroconversion

du DHA en EPA, comme il a déjà été montré auparavant dans d’autres études (Von Schacky

& Weber, 1985 ; Brossard et al, 1996 ; Stark & Holub, 2004). Ces modifications sont

également acccompagnées d’une diminution des proportions d’AA dans les phospholipides

des différents tissus analysés, ce qui est compatible avec des études précédentes indiquant que

l’incorporation du DHA dans les phospholipides membranaires des cellules se fait en partie

au dépend de l’AA (Lands et al, 1992 ; Sperling et al, 1993 ; Mebarek et al, 2009). Les

modifications du profil d’acides gras dans les phospholipides membranaires peuvent modifier

la fluidité membranaire des cellules ce qui peut affecter la structure tridimensionnelle des

protéines membranaires et de ce fait affecter leurs fonctions (Holte et al, 1996 ; Stubbs &

Smith, 1984 ; Hashimoto et al, 2006 ; Siener et al, 2010 ; Yehuda et al, 1999). Une altération

du profil d’eicosanoïdes produits à partir de l’AA pourrait également expliquer la

modification du profil de cytokines sécrétées. En effet, l’augmentation des quantités de DHA

dans les phospholipides diminue la synthèse des eicosanoïdes formés à partir de l’AA. En

général, les eicosanoïdes dérivés des AGPI-LC n-3 ont des propriétés anti-inflammatoires

alors que ceux produits à partir des AGPI n-6 ont des effets pro-inflammatoires (James et al,

2000). De plus, il a été montré que des nouveaux médiateurs lipidiques bioactifs issus des

AGPI-LC n-3, appelés les résolvines et les protectines, possèdent des effets anti-

inflammatoires et pouvaient être responsables des actions bénéfiques des AGPI-LC n-3

(González-Périz et al, 2009 ; Serhan et al, 2004). D’autre part, il a été montré que l’effet des

AGPI-LC n-3 sur la sécrétion d’adiponectine se fait via leur action comme ligands de PPARγ

(Neschen et al, 2006).

Nos résultats confirment aussi ceux obtenus par d’autres études montrant des

différences importantes des concentrations relatives de DHA dans les différents tissus

(Charnock et al, 1992) et montrent clairement que les tissus répondent différemment après la

prise de DHA. Les phospholipides du coeur ont des proportions basales en DHA plus élévées

que ceux des autres organes, tandis que les phospholipides des tissus adipeux ont les

proportions les plus faibles. Ceci pourrait expliquer pourquoi les tissus adipeux sont ceux qui

ont l’augmentation la plus importante de la proportion de DHA après un régime riche en

DHA. Ceci est en accord avec des études antérieures montrant, chez des rongeurs et des sujets

Résultats

99

humains, que malgré la quantité relativement faible de DHA dans les tissus adipeux

(Andersen et al, 1999 ; Geerling et al, 1999 ; Kopecky et al, 2009), ces derniers possèdent

une grande capacité de stockage des AGPI-LC n-3 (Kopecky et al, 2009). On peut noter que

le tissu adipeux contenant la plus grande proportion de DHA, le tissu adipeux épididymal, est

celui qui possède le contenu le plus important d’adiponectine, et ceci aussi bien chez les

souris du groupe contrôle que chez celles ayant reçu le régime enrichi en DHA. Notre étude

montre également que l’ingestion de DHA n’a pas d’effet sur le contenu en adiponectine ou

en leptine. Nous avons aussi clairement trouvé une expression génique de l’adiponectine

différente en réponse au DHA dans les trois tissus adipeux, avec une expression de

l’adiponectine plus importante dans le tissu adipeux épididymal que dans les tissus

rétropéritonéal ou sous-cutané en accord avec des études précédentes (Flachs et al, 2006 ;

Neschen et al, 2006 ; Einstein et al, 2005) (Fig. 26). Ceci suggère que la stimulation de

l’expression génique de l’adiponectine, spécialement dans le tissu adipeux épididymal, est

associée à l’augmentation de la sécrétion d’adiponectine. Des données contradictoires sur les

effets des AGPI-LC n-3 sur l’expression génique de l’adiponectine sont trouvées dans la

littérature. Ceci pourrait être expliqué par la composition du régime, la durée du traitement et

la quantité d’AGPI-LC n-3 dans le régime (Bueno et al, 2008).

Nous avons montré dans notre étude que les souris alimentées avec un régime riche en

DHA perdaient du poids comparativement aux souris du groupe contrôle. Ceci est en accord

avec des études précédentes qui montrent que l’ingestion d’huile de poisson ou qu’une

alimentation enrichie en EPA/DHA conduit à une perte de poids corporel significative des

souris (Mori et al, 2007 ; Ruzickova et al, 2004). De plus, chez l’Homme, Kunesová et al.

(2006) ont montré une perte de poids plus importante en réponse aux AGPI-LC n-3 chez des

femmes obèses suivant un régime faiblement énergétique. Une précédente étude a également

mis en évidence une réduction de la masse grasse corporelle après la consommation d’huile

de poisson chez des adultes sains (Couet et al, 1997). L’effet du DHA sur la perte de poids

corporel peut être provoqué par une augmentation de l’oxydation des acides gras et par la

suppression de la lipogenèse dans plusieurs tissus. En effet, des études montrent que les

AGPI-LC n-3 réduisent l’expression de gènes codant pour des enzymes lipogéniques dans les

cellules hépatiques ou dans le foie (Xu et al, 1999 ; Yahagi et al, 1999). Le DHA régule

négativement les gènes lipogéniques dans le tissu adipeux (Raclot et al, 1997 ; Azain, 2004 ;

Lapillonne et al, 2004 ; Takahashi & Ide, 1999). De plus, les AGPI-LC n-3 jouent un rôle

Résultats

100

important dans la régulation des gènes impliqués dans l’oxydation des acides gras dans le

muscle et le foie (Raclot et al, 1997 ; Lapillonne et al, 2004 ; Reddy & Mannaerts, 1994 ;

Nakatani et al, 2002). Il est intéressant de noter que la perte de poids donne lieu à des

augmentations de concentration plasmatique d’adiponectine (Hotta et al, 2000 ; Yang et al,

2001 ; Bruun et al, 2003)

L’étude confirme donc que l’ingestion d’AGPI n-3 peut être bénéfique pour la

prévention ou le traitement de maladies cardiovasculaires et de maladies associées à l’obésité.

Résultats

101

II - Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1

Le second objectif de ce travail a été de compléter l’étude in vivo précédemment

décrite par une étude in vitro sur des adipocytes en culture afin d’étudier les mécanismes par

lesquels les acides gras polyinsaturés n-3 (AGPI n-3), l’EPA et le DHA, peuvent modifier le

profil de cytokines sécrétées.

Figure 28 : Schéma général du plan expérimental de la partie In vitro sur des adipocytes 3T3-L1

II.1 Effets du DHA et de l’EPA sur les adipocytes 3T3-L1

II.1-1 Analyse de l’incorporation du DHA et de l’EPA dans les

phospholipides membranaires des cellules

Nous avons avant tout vérifié que les AGPI n-3, l’EPA et le DHA, s’incorporent

correctement dans les deux classes de phospholipides majoritaires des cellules 3T3-L1, les

phosphatidyléthanolamines (PE) et les phosphatidylcholines (PC).

Une cinétique de temps a été réalisée (Fig. 29). Les adipocytes 3T3-L1 ont été incubés en

présence de 10µM de DHA, lié à l’albumine sérique bovine (rapport DHA/albumine = 0,2),

pendant 15min, 30min, 45min, 1h, 2h, 4h, 8h et 24h.

Résultats

102

Figure 29: Cinétiques d’incorporation du DHA dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1. Les adipocytes

3T3-L1 sont incubés avec 10µM de DHA (lié à l’albumine) pendant différents temps. Les milieux sont

prélevés, les cellules sont récupérées par grattage. Après extraction des lipides totaux, les différentes classes de

phospholipides sont séparées par CCM et la composition en acides gras est déterminée par GC.

Nous observons une accumulation, dépendante du temps, du DHA dans les PE (+77%

à 24h). Dans les PC, l’incorporation du DHA atteint un plateau à 2h (+95%).

Les adipocytes 3T3-L1 ont été également incubés avec différentes concentrations de

DHA ou d’EPA (1µM, 10µM et 100µM) pendant 4h. Nous montrons une accumulation,

dépendante de la concentration, du DHA (Fig. 30(A)) dans les PE (+10% pour 1µM, +52%

pour 10µM, +170% pour 100µM) et dans les PC (+4% pour 1µM, +75 % pour 10µM, +576%

pour 100µM). Une accumulation dépendante de la concentration en EPA est également

observée après incubation des adipocytes 3T3-L1 pendant 4h (Fig. 30(B)) avec différentes

concentrations d’EPA (dans les PE: +27% pour 1µM, +71% pour 10µM, +140% pour

100µM; dans les PC: +10% pour 1µM, +99% pour 10µM, +298% pour 100µM).

+20%

+50%

+95%

+77%

+93% +80%

Résultats

103

Figure 30: Proportions en DHA (A) et en EPA (B) dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1 incubées

pendant 4h avec des concentrations variables en DHA et EPA (liés à l’albumine). Les adipocytes 3T3-L1

sont incubés avec 1µM, 10µM ou 100µM de DHA ou d’EPA pendant 4h. Les milieux sont prélevés, les cellules

sont récupérées par grattage. Après extraction des lipides totaux, les différentes classes de phospholipides sont

séparées par CCM et la composition en acides gras est déterminée par GC.

A

B

+140%

+298%

+27%

+10% +99%

+71%

+170%

+576%

+10%

+4% +75%

+52%

Résultats

104

II.1-2 Effet du DHA et de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine par

les adipocytes 3T3-L1

Les adipocytes 3T3-L1 ont ensuite été incubés en présence de différentes

concentrations de DHA et d’EPA (1µM, 10µM et 100µM) pendant 2h et 4h. La sécrétion

d’adiponectine a été mesurée par EIA (Fig. 31).

Figure 31: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec du DHA ou de l’EPA pendant

2h et 4h. Les adipocytes 3T3-L1 sont incubés avec 1µM, 10µM ou 100µM de DHA ou d’EPA (liés à

l’albumine). L’adiponectine est dosée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés

en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P<0,05 ;

***P<0,001.

Nous montrons, après seulement 2h d’incubation des cellules avec différentes

concentrations de DHA ou d’EPA, une modification du profil d’adiponectine sécrétée. La

sécrétion est augmentée significativement de +45% et +34%, respectivement, après

incubation des cellules avec 10µM et 100µM de DHA. Avec l’EPA, l’augmentation de la

sécrétion d’adiponectine est significative dès 1µM (+23%).

Résultats

105

L’augmentation de la sécrétion d’adiponectine est également observée après 4h

d’incubation avec le DHA et l’EPA. Cependant, l’augmentation est plus importante en

réponse à l’EPA comparativement au DHA, en effet, elle est de +115%, +108% et +119%

pour 1µM, 10µM et 100µM d’EPA et de +40% et +20% après incubation, respectivement

avec 10µM et 100µM de DHA.

L’analyse de l’expression génique a été faite en qPCR et nous n’observons pas de

modification d’expression de l’adiponectine en réponse aux incubations aux différents temps

et aux différentes concentrations.

Résultats

106

II.2 Effets de divers triènes conjugués sur les adipocytes 3T3-L1

Il a été récemment montré que le DHA peut être oxygéné spécifiquement par la voie

de la 15-lipoxygénase en protectine D1 (encore nommée neuroprotectine D1 dans les tissus

neuronaux). Sa structure a été caractérisée comme étant l’acide 10(R),17(S)-dihydroxy-

docosa-4Z,7Z,11E,13E,15Z,19Z-hexaénoïque (Serhan et al, 2006 ; Ariel et al, 2005 ; Bazan

et al, 2005). La protectine D1 est un médiateur anti-inflammatoire puissant (Serhan & Chiang,

2008). Ce médiateur possède une structure triène conjuguée qui serait une caractéristique clé

de cette nouvelle famille de composés dérivés du DHA. Des études du laboratoire ont

identifié un isomère de la PD1 appelé PDX, correspondant à l’acide 10(S),17(S)-dihydroxy-

docosa-4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque (Chen et al, 2009) (Fig. 32). Sa structure

diffère donc de celle de la PD1 avec une géométrie E,Z,E (PDX) au lieu de E,E,Z (PD1) au

niveau du triène conjugué. La PDX est obtenue par incubation de DHA avec une

lipoxygénase de soja suivie d’une extraction solide-liquide puis purification par HPLC.

COOH

HO

OH

COOH

OH

HO

Figure 32: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX.

Z

E E

Z

E

E

PD1

PDX

Résultats

107

II.2-1 Effet de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les

adipocytes 3T3-L1

Afin de rechercher si un métabolite oxygéné du DHA pouvait être responsable de

l’effet observé du DHA sur la sécrétion d’adiponectine, nous avons incubé les cellules avec

1µM de PDX pendant différents temps : 2h, 4h et 24h. La sécrétion d’adiponectine a été

ensuite mesurée dans le milieu de culture des cellules (Fig. 33).

Figure 33: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PDX pendant 2h, 4h et

24h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés en %

du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P<0,05.

Nous montrons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine de +60%

et +75%, respectivement, après 4h et 24h d’incubation des cellules avec la PDX. Nous

n’avons pas observé de modification de l’expression génique de l’adiponectine.

Résultats

108

II.2-2 Effets de molécules ayant une géométrie du triène conjugué

différente de celle de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les

adipocytes 3T3-L1

Dans une molécule, la géométrie d’un triène conjugué est importante pour son activité

biologique. En effet, il a été montré au laboratoire que seules les molécules avec une

géométrie E,Z,E au niveau du triène conjugué inhibent l’agrégation plaquettaire (Chen et al,

2010 ; Croset & Lagarde, 1983).

La PDX possède une géométrie E,Z,E et nous avons analysé si la géométrie de ce

triène conjugué était importante dans l’effet observé sur la sécrétion d’adiponectine. Pour

cela, nous avons incubé les adipocytes 3T3-L1 avec différentes molécules possédant des

géométries différentes (Z,E,E ; E,E,E), puis avec une molécule ayant la même géométrie que

la PDX.

II.2-2.a) Géométrie Z,E,E : Leucotriène B4 (LTB4)

Le leucotriène B4 (LTB4) (Fig. 34) ou l’acide 5(S),12(R)-dihydroxy-eicosa-

6Z,8E,10E,14Z-tétraénoïque, dérivé de l’acide arachidonique par la voie de la 5-lipoxygénase,

présente des homologies de structure avec la PDX mais il possède une géométrie Z,E,E au

niveau de son triène conjugué.

OH

COOH

OH

Figure 34: Représentation schématique du Leucotriène B4.

Z E E

Résultats

109

Etant donné que les effets sur la sécrétion d’adiponectine ont été observés notamment

après l’incubation des cellules avec 1µM de PDX pendant 4h, nous avons decidé d’incuber les

cellules pendant le même temps d’incubation et la même concentration de LTB4 (Fig. 35).

Figure 35: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de LTB4 pendant 4h.

L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés en % du

contrôle ± sem (n=3).

Après 4h d’incubation des cellules 3T3-L1 avec 1µM de LTB4, nous n’observons pas

d’effet sur la sécrétion d’adiponectine.

Résultats

110

II.2-2.b) Géométrie E,E,E : 5(S),12(S)-diHETE

Le 5(S),12(S)-diHETE (Fig. 36) ou l’acide 5(S),12(S)-dihydroxyeicosa-

6E,8E,10E,14Z-tétraénoïque, possède une géométrie tout trans au niveau de son triène

conjugué.

OH

OH

E E E

Figure 36: Représentation schématique du 5(S),12(S)-diHETE

La sécrétion d’adiponectine a été mesurée après avoir incubé les cellules 4h avec 1µM

de 5(S),12(S)-diHETE (Fig. 37). Les résultats montrent que le 5(S),12(S)-diHETE n’a pas

d’effet sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1.

Figure 37: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 5(S),12(S)-diHETE

pendant 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont

exprimés en % du contrôle ± sem (n=3).

Résultats

111

II.2-3 Effets de molécule ayant une géométrie du triène conjugué

similaire de celle de la PDX : le 8(S),15(S)-diHETE, sur la sécrétion

d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1.

La géométrie des doubles liaisons du triène conjugué du 8(S),15(S)-diHETE (Fig. 38)

ou l’acide 8S,15S-dihydroxyeicosa-5Z,9E,11Z,13E-tétraénoïque est similaire à celle de la

PDX, c’est-à-dire qu’elle est E,Z,E. Par contre, le motif triène est positionné différemment sur

la chaîne comparativement à la PDX et ce composé ne possède pas de double liaison en

dehors de celles du triène conjugué à la différence de la PDX.

COOH

OH

OH

E

Z

E

Figure 38: Représentation schématique du 8(S),15(S)-diHETE

Les cellules ont été incubées 4h avec 1µM de 8(S),15(S)-diHETE (Fig. 39).

Figure 39: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 8(S),15(S)-diHETE

pendant 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont

exprimés en % du contrôle ± sem (n=3).

Les résultats obtenus après le dosage par EIA ne montrent pas de modification de la

sécrétion d’adiponectine en réponse au 8(S),15(S)-diHETE.

Résultats

112

II.3 Effets de métabolites oxygénés dérivés de l’EPA sur les

adipocytes 3T3-L1

Concernant l’EPA, nous faisons l’hypothèse qu’il pourrait être métabolisé en

prostaglandine D3 (PGD3), qui est un produit du métabolisme de l’EPA par la voie des COX,

puis en 15-désoxy-delta12,14

-PGJ3 (15dPGJ3) (Fig. 40).

Figure 40: Hypothèse de formation de la 15-désoxy-Δ12,14

-PGJ3 à partir de la PGD3. (Adapté des travaux de

Shibata et al, 2002, sur la formation de la 15dPGJ2 à partir de PGD2)

Pour rappel, la PGD2 issue de l’acide arachidonique est le précurseur de la 15dPGJ2,

molécule ayant des proprités anti-inflammatoires et décrite comme un ligand endogène de

PPARγ (Forman et al, 1995). PPARγ régule l’expression des gènes impliqués dans la

sensibilisation à l’insuline et l’adipogenèse. Des études récentes proposent aussi un rôle de

PPARγ en tant que médiateur anti-inflammatoire. Des résultats d’une autre équipe de notre

unité montrent que l’EPA est le seul AGPI n-3 capable d’activer l’expression de PPARγ1

dans le tissu adipeux humain (Chambrier et al, 2002).

Résultats

113

II.3-1 Synthèse de 15dPGJ3 à partir de PGD3 commerciale

II.3-1.a) Mise au point des conditions expérimentales à partir de la PGD2

commerciale

L’équipe de Shibata (Shibata et al, 2002) a mis en évidence la formation in vitro de

15dPGJ2 après incubation de PGD2 commerciale dans du tampon phosphate pendant 24h à

37°C. Dans un premier temps, nous avons reproduit cette expérience afin de tester nos

conditions expérimentales (notamment pour le dosage des prostaglandines par HPLC) dans le

but de transposer par la suite le protocole à la PGD3.

Nous avons tout d’abord injecté en HPLC un mélange de différents standards

commerciaux : PGD2, PGJ2, 15dPGD2 et 15dPGJ2. Nous obtenons le chromatogramme

suivant (Fig. 41) qui nous montre que le système HPLC utilisé permet de séparer

correctement les différentes molécules. Pour chacunes d’elles, nous obtenons un temps de

rétention et un spectre UV caractéristique de chacune des prostaglandines.

Résultats

114

min16 18 20 22 24 26

mAU

10

20

30

40

50

60

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D)

16

.78

4

17

.93

5

20

.18

2

21

.91

8

24

.53

1

min16 18 20 22 24 26

mAU

10

20

30

40

50

60

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D)

16

.78

4

17

.93

5

20

.18

2

21

.91

8

24

.53

1

Figure 41: Chromatogramme montrant la séparation par HPLC des différentes prostaglandines

commerciales avec leurs spectres UV correspondants. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v)

acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée

C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un détecteur à barrette de diodes.

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

200

400

600

800

1000

*DAD1, 17.806 (1068 mAU,Apx) Ref =17.653 & 18.073 of MELANGE.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

200

400

600

800

*DAD1, 19.947 (973 mAU, - ) Ref =19.747 & 20.320 of MELANGE.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

*DAD1, 21.667 (1775 mAU, - ) Ref =21.534 & 22.027 of PGD2H1.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

500

1000

1500

2000

*DAD1, 24.133 (2366 mAU, - ) Ref =23.953 & 24.460 of MELANGE.D

15dPGJ2

15dPGD2

PGJ2

PGD2

18 20 22 24 26 min

PGD2 PGJ2 15dPGD2 15dPGJ2

200 225 250 275 300 325 200 225 250 275 300 200 225 250 275 300 325 350 200 225 250 275 300 325 350 375

Résultats

115

Après avoir vérifié que notre système HPLC permettait une séparation correcte des

différentes prostaglandines, nous avons incubé 1mM de PGD2 dans du tampon phosphate

pendant 24h à 37°C ; la solution a été acidifiée à pH3, extraite puis injectée en HPLC (Fig.

42).

min16 17 18 19 20 21 22 23 24 25

mAU

0

200

400

600

800

1000

1200

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JENNIFER\JL070410\PGD2H1.D)

17

.83

1

19

.99

7

21

.67

0

24

.18

5

min16 17 18 19 20 21 22 23 24 25

mAU

0

200

400

600

800

1000

1200

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JENNIFER\JL070410\PGD2H1.D)

17

.83

1

19

.99

7

21

.67

0

24

.18

5

Figure 42: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ2 à partir de PGD2.

1mM de PGD2 a été incubé à 37°C pendant 24h dans 200µL de tampon phosphate pH7,4. Après acidification à

pH3, la solution a été extraite puis injectée en HPLC. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v)

acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée

C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un détecteur à barrette de diodes.

Par comparaison avec les temps de rétention et les caractéristiques spectrales (UV) des

prostaglandines commerciales, nos résultats confirment la formation de PGJ2, 15dPGD2 et

15dPGJ2 à partir de PGD2.

min

PGD2

15dPGJ2 15dPGD2

PGJ2

17 18 19 20 21 22 23 24

Résultats

116

Nous avons ensuite optimisé les conditions expérimentales dans le but d’augmenter la

quantité de 15dPGJ2 formée à partir de PGD2. Pour cela, nous avons incubé la PGD2 dans du

tampon phosphate pendant différents temps : 3h, 6h, 18h, 24h, 48h et 72h (Tableau 3).

PGJ2 15dPGD2 15dPGJ2

3h 17 8 0,6

6h 26 15 1

18h 36 27 10

24h 32 30 22

48h 27 34 34

72h 19 32 48

Tableau 3: Pourcentage de prostaglandines formées à partir de 1mM de PGD2. 1mM de PGD2 a été incubé

à 37°C dans 200µL de tampon phosphate pendant différents temps. Après acidification à pH3, la solution a été

extraite puis injectée en HPLC. La quantification est réalisée grâce à une gamme étalon de chacune des

prostaglandines.

La PGD2 a été presque complètement métabolisée à 72h. Nous avons donc utilisé par

la suite un temps d’incubation de 72h pour la synthèse de 15dPGJ3 à partir de PGD3.

Cependant, il est intéressant d’observer que la quantité maximale de PGJ2 est obtenue après

18h d’incubation.

Résultats

117

II.3-1.b) Synthèse de 15dPGJ3 à partir de la PGD3 commerciale.

Les prostaglandines PGJ3, 15dPGD3 et 15dPGJ3 n’existent pas dans le commerce.

Nous ne savons donc pas quels sont les temps de rétention de chacune des molécules. Les

prostaglandines de la série 3 ont des structures similaires à celles de la série 2 ; pour cela nous

supposons que leurs spectres UV seront similaires avec des temps de rétention légèrement

différents.

Nous avons injecté simultanément de la PGD3 et de la PGD2 afin d’apprécier la différence des

temps de rétention des deux prostaglandines (Fig. 43).

min16 18 20 22 24 26

mAU

10

20

30

40

50

60

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D)

16

.78

4

17

.93

5

20

.18

2

21

.91

8

24

.53

1

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

10

20

30

40

50

60

70

80

*DAD1, 16.783 (89.7 mAU,Apx) Ref =16.543 & 17.017 of 09101501.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

20

40

60

80

100

120

140

*DAD1, 17.937 (163 mAU,Apx) Ref =17.743 & 18.310 of 09101501.D

Figure 43: Séparation par HPLC de la PGD2 et de la PGD3 commerciales avec leurs spectres UV

correspondants. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à pH3 et l’éluant B de

l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée C18 (Water Xbridge). L’HPLC

est couplée à un détecteur à barrette de diodes.

Les deux prostaglandines se séparent correctement avec moins de 2min d’élution de

différence entre elles deux. Leurs spectres UV sont identiques.

PGD3

PGD2

min

PGD3

16 18

200 225 250 275 300 325 350 375 nm

PGD2

200 225 250 275 300 325 350 375 nm

Résultats

118

Nous avons ensuite suivi le même protocole qu’avec la PGD2 en incubant 1mM de

PGD3 pendant 72h à 37°C. Après acidification, extraction puis injection en HPLC, nous

obtenons le chromatogramme suivant (Fig. 44) avec les spectres UV correspondants :

min17 18 19 20 21 22 23

mAU

0

100

200

300

400

500

600

700

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL070610\PGD372H.D)

16

.73

8

18

.99

4

20

.34

2

22

.89

7

min17 18 19 20 21 22 23

mAU

0

100

200

300

400

500

600

700

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL070610\PGD372H.D)

16

.73

8

18

.99

4

20

.34

2

22

.89

7

Figure 44: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ3 à partir de PGD3

commerciale avec les spectres UV correspondants. 1mM de PGD3 a été incubé à 37°C pendant 24h dans

200µL de tampon phosphate pH7,4. Après acidification à pH3, la solution a été extraite puis injectée en HPLC.

L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les

prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un

détecteur à barrette de diodes.

Par analogies avec les prostaglandines de la série 2 (temps d’élution et spectres UV),

nos résultats suggèrent la formation de PGJ3, 15dPGD3 et 15dPGJ3 à partir de la PGD3

commerciale.

PGD3 15dPGD3

15dPGJ3

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

25

50

75

100

125

150

175

200

*DAD1, 16.737 (211 mAU, - ) Ref =16.543 & 16.943 of PGD372H.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

200

400

600

800

1000

1200

*DAD1, 18.997 (1338 mAU,Apx) Ref =18.657 & 23.323 of PGD372H.D

nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

100

200

300

400

500


nm200 225 250 275 300 325 350 375

mAU

0

50

100

150

200

250

300


PGJ3

17 18 19 20 21 22 23 min

PGD3 PGJ3 15dPGD3 15dPGJ3

200 225 250 275 300 200 225 250 275 300 325 200 225 250 275 300 325 350 375 200 225 250 275 300 325 350 375

Résultats

119

La formation de la 15dPGJ3 a été confirmée par analyse de la molécule en

chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS).

La PGD3 a été dérivée sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime, triméthylsilyl

éther. L’ion moléculaire de la PGD3 ainsi dérivée est m/z 522. Les deux pics observés

représentent les isomères O-méthyloxime syn et anti (Fig. 45) de la PGD3.

1 9 . 9 0 2 0 . 0 0 2 0 . 1 0 2 0 . 2 0 2 0 . 3 0 2 0 . 4 0 2 0 . 5 0 2 0 . 6 0 2 0 . 7 0 2 0 . 8 0 2 0 . 9 0 2 1 . 0 0

1 0 0

2 0 0

3 0 0

4 0 0

5 0 0

6 0 0

7 0 0

8 0 0

9 0 0

1 0 0 0

1 1 0 0

T im e - - >

A b u n d a n c e

I o n 5 2 2 . 0 0 ( 5 2 1 . 7 0 t o 5 2 2 . 7 0 ) : P G D 3 . D \ d a t a . m s

2 0 . 2 4 8

2 0 . 7 7 0

m/z

PGD3

5 1 2 5 1 4 5 1 6 5 1 8 5 2 0 5 2 2 5 2 4 5 2 6 5 2 8 5 3 0 5 3 2 5 3 4 5 3 6 5 3 8 5 4 00

1 0

2 0

3 0

4 0

5 0

6 0

7 0

8 0

9 0

1 0 0

1 1 0

1 2 0

1 3 0

1 4 0

1 5 0

m / z - - >

A b u n d a n c e

S c a n 1 3 8 2 ( 2 0 . 2 2 8 m in ) : P G D 3 . D \ d a t a . m s ( - 1 3 7 3 ) ( - 1 4 0 1 ) ( - )

5 2 2 . 0

Abundance

Time

522

(CH3)3SiO

CH3ON

COO

OSi(CH3)3

CH2

F F

F

FF

522

Figure 45: Chromatogramme et spectre de masse de la PGD3 obtenus en GC-MS après dérivation de la

prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime, triméthylsilyl éther. L’analyse est

effectuée en mode d’ionisation chimique négative.

Résultats

120

La 15dPGJ3 a été dérivée sous forme de pentafluorobenzyl ester. Son

chromatogramme révèle un pic correspondant à l’ion moléculaire m/z 313 (Fig. 46).

2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0 3 0 . 0 0 3 2 . 0 0 3 4 . 0 0 3 6 . 0 00

1 0 0 0

2 0 0 0

3 0 0 0

4 0 0 0

5 0 0 0

6 0 0 0

7 0 0 0

8 0 0 0

9 0 0 0

1 0 0 0 0

1 1 0 0 0

1 2 0 0 0

1 3 0 0 0

1 4 0 0 0

1 5 0 0 0

T im e -->

A b u n d a n c e

I o n 3 1 3 . 0 0 (3 1 2 . 7 0 t o 3 1 3 . 7 0 ) : 1 5 d P G J 3 S . D \ d a t a . m s

15dPGJ3

1 5 0 2 0 0 2 5 0 3 0 0 3 5 0 4 0 0 4 5 0 5 0 0 5 5 0 6 0 0 6 5 0 7 0 00

1 0 0 0

2 0 0 0

3 0 0 0

4 0 0 0

5 0 0 0

6 0 0 0

7 0 0 0

8 0 0 0

9 0 0 0

m / z -->

A b u n d a n c e

S c a n 1 4 4 9 (2 6 .4 6 1 m in ): 1 5 d P G J3 S .D \ d a ta .m s (-1 3 7 8 ) (-1 5 0 3 ) (-)3 1 3 .1

1 8 0 .74 2 5 .2 5 7 2 .22 6 5 .8 5 0 3 .31 2 5 .8 7 1 8 .73 7 9 .0 6 2 3 .1

313

m/z

Time

Abundance

O

COO CH2

F F

F

FF

313

Figure 46: Chromatogramme et spectre de masse de la 15dPGJ3 obtenus en GC-MS après dérivation de la

prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester. L’analyse est effectuée en mode d’ionisation chimique

négative.

Résultats

121

II.3-2 Effets des prostaglandines de la série 3 sur la sécrétion

d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1

Comme nous l’avons fait pour le DHA, nous avons étudié si un métabolite oxygéné

dérivé de l’EPA pouvait être responsable de l’effet observé de cet AGPI sur la sécrétion

d’adiponectine. Nous avons donc incubé les cellules avec de la PGD3 commerciale et de la

15dPGJ3 synthétisée par comparaison à la PGD2 et à la 15dPGJ2.

II.3-2.a) Comparaison des effets de la PGD3 et de la PGD2.

Nous avons incubé les cellules 3T3-L1 avec 1µM de PGD2 ou de PGD3 commerciale

pendant 2h et 4h. La sécrétion d’adiponectine a été mesurée par EIA (Fig. 47).

Figure 47: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PGD2 ou PGD3 pendant

2h et 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés

en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P<0,05 ;

**P<0,01.

Nous observons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine en

réponse aux deux prostaglandines après 2h d’incubation (+60% et +55% pour la PGD2 et la

PGD3, respectivement). Après 4h d’incubation, nous avons également observé que seule la

PGD3 augmente significativement la sécrétion d’adiponectine (+12%).

Résultats

122

II.3-2.b) Comparaison des effets de la 15dPGJ3 et de la 15dPGJ2

Comme nous l’avons fait pour la PGD2 et la PGD3, nous avons incubé les cellules

avec 100nM de 15dPGJ2 commerciale ou 100nM de 15dPGJ3 synthétisée à partir de PGD3

commerciale. L’adiponectine a été mesurée dans le milieu par kit EIA (Fig. 48).

Figure 48: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 100nM de 15dPGJ2 ou de

15dPGJ3 pendant 2h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats

sont exprimés en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle

pour *P<0,05.

La 15dPGJ2 n’a pas d’effet significatif sur la sécrétion d’adiponectine après 2h

d’incubation, alors que la 15dPGJ3 augmente significativement la sécrétion de +26%.

Résultats

123

II.4 Discussion – Conclusion

Nous montrons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après un

enrichissement des cellules 3T3-L1 par du DHA ou de l’EPA. Cependant, l’augmentation est

plus importante après incubation des cellules avec l’EPA comparativement au DHA (ex :

+115%, +108% et +119% après 4h d’incubation des cellules avec, respectivement, 1µM,

10µM et 100µM d’EPA ; +40% et +20% après 4h d’incubation des cellules avec 10µM et

100µM de DHA). En parallèle, nous observons une accumulation du DHA et de l’EPA dans

les phospholipides cellulaires, accumulation qui est dépendante du temps et de la

concentration en acide gras. L’effet des AGPI n-3 sur la sécrétion d’adiponectine par les

adipocytes 3T3-L1 en culture est donc compatible avec celui que nous avons observé in vivo

chez les souris nourries avec une alimentation enrichie en DHA ou en EPA. Le fait que l’EPA

soit un inducteur plus puissant de l’adiponectine que le DHA dans les adipocytes 3T3-L1 est

en accord avec l’étude de Tishinsky et al (2010) réalisée sur des adipocytes humains en

culture. L’étude de Itoh et al (2007) montre que l’incubation de cellules 3T3-L1 avec de

fortes concentrations d’EPA (200µM) n’a pas d’effet sur la sécrétion d’adiponectine. Il est

possible que les doses utilisées soient trop importantes et qu’elles aient un effet toxique sur la

sécrétion d’adiponectine. En effet, il a été démontré que des concentrations trop élevées

d’acides gras polyinsaturés peuvent entraîner un stress oxydant dans les adipocytes en culture

(Furukawa et al, 2004) qui est associé à un déréglement de la sécrétion d’adiponectine

(Soares et al, 2005). Des études réalisées au laboratoire montrent également que les AGPI n-3

ont un effet anti-oxydant ou pro-oxydant en fonction des concentrations (Croset et al 1990,

Véricel et al 1999, Guillot et al 2009). Par conséquent, l’exposition des cellules à de fortes

concentrations d’acides gras pourrait perturber le fonctionnement normal des adipocytes

entraînant ainsi l’incapacité des AGPI n-3 à stimuler la sécrétion d’adiponectine.

Comme nous l’avons vu précédemment dans la première discussion, différents

mécanismes cellulaires et moléculaires ont été proposés pour expliquer les effets bénéfiques

des AGPI n-3 sur la santé dont la modification de la structure des membranes, de la

transduction de signaux, la régulation de l’expression génique et la conversion en

eicosanoïdes anti-inflammatoires. Nous nous somme plus particulièrement intéressés à ce

dernier point. Nous montrons que de nouveaux métabolites oxygénés issus du DHA et de

l’EPA induisent une modification du profil de cytokines sécrétées.

Résultats

124

Concernant le DHA, nos résultats suggèrent que la PDX pourrait être en partie

responsable de l’effet observé avec le DHA sur la sécrétion d’adiponectine. La PDX, isomère

de la protectine D1, a été découverte très récemment au laboratoire (Chen et al, 2009 ; 2010) ;

elle possède un triène conjugué E,Z,E. Une étude récente de l’équipe montre que la géométrie

d’un triène conjugué est importante pour une activité biologique. En effet, seules les

molécules avec une géométrie E,Z,E au niveau du triène conjugué, comme la PDX, inhibent

l’agrégation plaquettaire alors que toutes les molécules testées avec un triène ayant une

géométrie E,E,Z ou tout trans (E,E,E) sont inactives (Chen et al, 2010). Nous montrons que le

LTB4 (Z,E,E) et le 5(S),12(S)-diHETE (E,E,E) qui possèdent un triène conjugué ayant une

géométrie différente de celle de la PDX, n’ont pas d’effet sur la sécrétion d’adiponectine.

Cependant, le 8(S),15(S)-diHETE (E,Z,E), dont la géométrie de triène est identique à celle de

la PDX mais dont la position du triène est différente, est inactif.

Concernant l’EPA, nous avons fait l’hypothèse que la PGD3, issue de l’EPA, pourrait

être métabolisée en 15dPGJ3, comme cela avait été montré pour la 15dPGJ2 issue de la PGD2

(Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ; Kikawa et al, 1984 ; Shibata et al, 2002). Nous avons

identifié et caractérisé, par chromatographie liquide à haute performance et par

chromatographie gazeuse associée à la spectrométrie de masse, la 15dPGJ3 après incubation

de PGD3. La 15dPGJ3 est donc produite par conversion non enzymatique de la PGD3. Nous

détectons trois produits formés à partir de PGD3 correspondant à la PGJ3, à la 15dPGD3 et à la

15dPGJ3, comme cela avait été décrit pour les métabolites formés à partir de la PGD2 (Shibata

et al, 2002). La fonction cétone de la PGD3, présent sur le carbone 11, faciliterait la -

élimination du groupe hydroxyle du carbone 9 formant ainsi la PGJ3. Un proton présent au

niveau du carbone 12, qui est simultanément allylique et en du carbonyle 11, faciliterait

l’isomérisation de l’énone -insaturée en énone -insaturée plus stable, suivie d’une

déshydratation formant ainsi la 15dPGD3. Par analogie à ce qui a été montré à partir de la

PGD2, la 15dPGJ3 serait directement formée à partir de la PGJ3, la formation d’une cétone

-insaturée dans le cycle cyclopenténone facilitant la 12

-isomérisation suivie d’une

déshydratation de l’hydroxyle présent sur le carbone 15. Nos résultats sont également en

faveur de cette voie de synthèse étant donné que la quantité de 15dPGD2 formée ne varie plus

à partir de 48h d’incubation alors que celle de 15dPGJ2 augmente au cours du temps en

parallèle à la diminution de PGJ2.

Nous montrons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après incubation des

cellules avec de la 15dPGJ3. A la différence de la 15dPGJ3, la 15dPJ2, décrite comme une

Résultats

125

molécule possédant des propriétés anti-inflammatoires (Strauss & Glass, 2001 ; Mendez &

LaPointe, 2003 ; Garg & Chan, 2004), n’a pas d’effet significatif sur la sécrétion

d’adiponectine. Nous observons également une augmentation de la sécrétion d’adiponectine

après incubation des cellules avec de la PGD3. Une partie de cet effet pourrait être dû à la

formation de 15dPGJ3 dans le milieu d’incubation des cellules.

Nos résultats suggèrent donc que les prostaglandines issues de l’EPA pourraient être

responsables, en partie, de l’effet observé de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine.

Conclusion générales & Perspectives

126

Conclusion générale & Perspectives

L’ensemble de nos travaux supporte un rôle bénéfique des AGPI n-3, l’EPA et le

DHA, in vivo chez la souris à travers une alimentation enrichie en AGPI n-3, notamment sur

la sécrétion de cytokines, mais également in vitro dans des adipocytes 3T3-L1.

Dans notre étude in vivo chez la souris, les objectifs principaux étaient de déterminer

les cinétiques d’incorporation du DHA dans les phospholipides des différents tissus et les

effets d’une supplémentation en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine

plasmatiques, deux adipokines plasmatiques connues pour participer à la régulation de la

sensibilité à l’insuline. Nous montrons un rôle du DHA dans la diminution de la masse

corporelle associée à une amélioration du profil d’adipokines secrétées. Nos résultats

montrent que le DHA exerce des effets bénéfiques sur la production d’adipokines dès le 4ème

jour de régime enrichi en DHA. Cette étude confirme qu’une alimentation enrichie en DHA

peut avoir des effets bénéfiques dans la prévention ou le traitement de maladies

cardiovasculaires et des maladies associées à l’obésité en apportant des données nouvelles

importantes sur les cinétiques d’enrichissement du DHA. Nous montrons en effet que

l’incorporation du DHA dans les phospholipides membranaires des différents tissus analysés

se fait très rapidement, seulement 4 jours après le début du régime. Nos résultats montrent

donc que l’enrichissement du DHA et ses effets bénéfiques sont rapides, puisqu’ils sont

observés dès le 4ème

jour de régime, et de longue durée puisqu’ils sont toujours observés 16

jours après l’arrêt de la supplémentation en DHA. Nous montrons également une

augmentation de la sécrétion d’adiponectine chez des souris ayant été nourries pendant 4 jours


127

avec une alimentation enrichie en EPA. Ces résultats expliqueraient, en partie, les effets anti-

diabétiques décrits pour les AGPI n-3.

Les résultats de nos études sur les adipocytes 3T3-L1 en culture sont en accord avec

ceux trouvés in vivo chez la souris. Nous montrons en effet une augmentation de la sécrétion

d’adiponectine après enrichissement des cellules en DHA ou en EPA. Il est à noter que, dans

les conditions d’incubation réalisées, l’effet observé est plus marqué avec l’EPA. En parallèle,

nous observons une accumulation, dépendante du temps, du DHA et de l’EPA dans les

phospholipides cellulaires. Nos résultats révèlent que des métabolites oxygénés dérivés du

DHA et de l’EPA pourraient être responsables, en partie, des effets observés des deux acides

gras sur la sécrétion d’adiponectine. D’une part, nous montrons que la PDX, un métabolite

oxygéné du DHA et isomère de la protectine D1, augmente significativement la sécrétion

d’adiponectine. La géométrie E/Z/E des doubles liaisons du triène conjugué est requise pour

observer cet effet et la position de ce triène dans la chaîne carbonée serait importante. D’autre

part, nous avons identifié la 15dPGJ3 synthétisée à partir de PGD3, et toutes deux pourraient

être aussi, en partie, responsables de l’effet observé avec l’EPA.


128

Figure 49 : Schéma de conclusion générale du travail de recherche.


129

Nos études apportent donc des données nouvelles dans le domaine de la nutrition et du

métabolisme des AGPI n-3 et permettent de préciser le mécanisme d’action de ces lipides

d’intérêt nutritionnel. De nombreuses perspectives de recherche peuvent être envisagées suite

à ce travail. Notamment, in vivo, la formation putative de métabolites oxygénés dérivés de

l’EPA ou du DHA pourrait être recherchée dans les différents tissus analysés ainsi que le

plasma suite à un régime alimentaire enrichi en AGPI n-3 comparativement à des groupes

contrôles. La recherche de la présence de ces métabolites est également en cours dans les

adipocytes 3T3-L1 et des résultats préliminaires suggèrent une production de PGD3 et de

15dPGJ3 après incubation des adipocytes 3T3-L1 avec l’EPA. Concernant la PDX, il est

intéressant de noter que des résultats non publiés de l’unité montrent que les adipocytes 3T3-

L1 possèdent l’activité 15-lipoxygénase. De plus, les relations moléculaires entre les

métabolites oxygénés et l’adiponectine pourraient être approfondies, notamment via

l’intervention de PPARγ. La 15dPGJ2, molécule ayant des propriétés anti-inflammatoires, a

été décrite comme un ligand endogène de PPARγ (Forman et al, 1995 ; Soares et al, 2005).

PPARγ régule l’expression de gènes impliqués dans la sensibilité à l’insuline et

l’adipogénèse. Des études récentes proposent aussi un rôle de PPARγ en tant que médiateur

anti-inflammatoire (Neschen et al, 2006). Des résultats d’une autre équipe de notre unité

montrent que l’EPA est le seul AGPI n-3 capable d’activer l’expression de PPARγ1 dans le

tissu adipeux humain (Chambrier et al, 2002). De plus, PPARγ est exprimé abondamment

dans le tissu adipeux et son activation est associée à la stimulation de l’expression et de la

sécrétion de l’adiponectine (Maeda et al, 2001). Plusieurs perspectives s’ouvrent dans cette

direction. Dans un premier temps, les effets notamment de la 15dPGJ3 sur l’expression de

PPARγ pourraient être analysés dans les cellules en comparaison avec ceux de la 15dPGJ2.

Des résultats préliminaires suggèrent une augmentation de l’expression de PPARγ après

incubation des cellules avec de la 15dPGJ3. De plus, l’utilisation d’un antagoniste irréversible

de PPARγ, en combinaison avec les différents métabolites oxygénés, puis l’analyse de la

sécrétion d’adiponectine, nous permettraient de préciser davantage le mécanisme d’action.

D’autre part, il avait été montré que la 15dPGJ2 induit l’expression des gènes de la

différenciation adipocytaire (Forman et al, 1995 ; Kliewer et al, 1995). Il serait donc

intéressant d’étudier la capacité de la 15dPGJ3 à induire la différenciation des cellules.

Références Bibliographiques

130

Références Bibliographiques Abumrad NA, El-Maghrabi MR, Amri EZ, Lopez E and Grimaldi PA. Cloning of a rat

adipocyte membrane protein implicated in binding or transport of long-chain fatty acids that

is induced during preadipocyte differentiation. J. Biol. Chem. 1993, 268: 17665-17668.

Ahima RS, Prabakaran D, Mantzoros C, Qu D, Lowell B, Maratos-Flier E and Flier JS.

Role of leptin in the neuroendocrine response to fasting. Nature. 1996, 382: 250-252.

Ahima RS & Flier JS. Leptin. Annu. Rev. Physiol. 2000, 62: 413-437.

Ailhaud G & Hauner H. Development of white adipose tissue. In : Bray AG, Bouchard C,

eds. Handbook of Obesity : Etiology and Pathophysiology, Second Edition. New York:

Marcel Dekker, Inc., 2004 : 481-514 (chapter 17).

al-Shurbaji A, Larsson-Backström C, Berglund L, Eggertsen G and Björkhem I. Effect

of n-3 fatty acids on the key enzymes involved in cholesterol and triglyceride turnover in rat

liver. Lipids. 1991, 26: 385-389.

Amri EZ, Ailhaud G and Grimaldi P. Fatty acids as signal transducing molecules:

involvement in the differentiation of preadipose to adipose cells. J. Lipid Res. 1994, 35: 930-

937.

Andersen LF, Solvoll K, Johansson LR, Salminen I, Aro A and Drevon CA. Evaluation

of a food frequency questionnaire with weighed records, fatty acids, and alpha-tocopherol in

adipose tissue and serum. Am. J. Epidemiol. 1999, 150: 75-87.

Angel A & Bray G. Synthesis of fatty acids and cholesterol by liver, adipose tissue and

intestinal mucosa from obese and control patients. Eur. J. Clin. Invest. 1979, 9: 355-362.

Applegate KR & Glomset JA. Effect of acyl chain unsaturation on the conformation of

model diacylglycerols: a computer modeling study. J. Lipid Res. 1991, 32: 1635-1644.


131

Arenz S, Rückerl R, Koletzko B and von Kries R. Breast-feeding and childhood obesity: a

systematic review. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2004, 28: 1247-1256.

Ariel A, Li PL, Wang W, Tang WX, Fredman G, Hong S, Gotlinger KH and Serhan CN.

The docosatriene protectin D1 is produced by TH2 skewing and promotes human T cell

apoptosis via lipid raft clustering. J. Biol. Chem. 2005, 280: 43079-43086.

Arita M, Bianchini F, Aliberti J, Sher A, Chiang N, Hong S, Yang R, Petasis NA and

Serhan CN. Stereochemical assignment, anti-inflammatory properties, and receptor for the

omega-3 lipid mediator resolvin E1. J. Exp. Med. 2005, 201: 713-722.

Arita Y, Kihara S, Ouchi N, Takahashi M, Maeda K, Miyagawa J, Hotta K, Shimomura

I, Nakamura T, Miyaoka K, Kuriyama H, Nishida M, Yamashita S, Okubo K,

Matsubara K, Muraguchi M, Ohmoto Y, Funahashi T and Matsuzawa Y. Paradoxical

decrease of an adipose-specific protein, adiponectin, in obesity. Biochem. Biophys. Res.

Commun. 1999, 257: 79-83.

Arner P. The adipocyte in insulin resistance: key molecules and the impact of the

thiazolidinediones. Trends Endocrinol. Metab. 2003, 14: 137-145.

Aubert J, Saint-Marc P, Belmonte N, Dani C, Négrel R and Ailhaud G. Prostacyclin IP

receptor up-regulates the early expression of C/EBPbeta and C/EBPdelta in preadipose cells.

Mol. Cell. Endocrinol. 2000, 160: 149-156.

Azain MJ. Role of fatty acids in adipocyte growth and development. J. Anim. Sci. 2004, 82:

916-924.

Bannenberg GL, Chiang N, Ariel A, Arita M, Tjonahen E, Gotlinger KH, Hong S and

Serhan CN. Molecular circuits of resolution: formation and actions of resolvins and

protectins. J. Immunol. 2005, 174: 4345-4355. Erratum in: J. Immunol. 2005, 174: 5884.

Bastard JP, Jardel C, Bruckert e, Blondy P, Capeau J, Laville M, Vidal H and Hainque

B. Elevated levels of interleukin 6 are reduced in serum and subcutaneous adipose tissue of

obese women after weight loss. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2000, 85: 3338-3342.

Bastard JP, Maachi M, Lagathu C, Kim MJ, Caron M, Vidal H, Capeau J and Feve B.

Recent advances in the relationship between obesity, inflammation, and insulin resistance.

Eur. Cytokine Netw. 2006, 17: 4-12.

Bays HE, Gonzalez-Campoy JM, Bray GA, Kitabchi AE, Bergman DA, Schorr AR,

Rodbard HW and Henry RR. Pathogenic potential of adipose tissue and metabolic

consequences of adipocyte hypertrophy and increased visceral adiposity. Expert Rev.

Cardiovasc. Ther. 2008, 6: 343-368.


132

Bazan NG, Marcheselli VL and Cole-Edwards K. Brain response to injury and

neurodegeneration: endogenous neuroprotective signaling. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2005, 1053:

137-147.

Bazan NG, Birkle DL and Reddy TS. Docosahexaenoic acid (22:6, n-3) is metabolized to

lipoxygenase reaction products in the retina. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1984, 125:

741–747.

Bell RM & Coleman RA. Enzymes of glycerolipid synthesis in eucaryotes. Annu. Rev.

Biochem. 1980, 2: 504-513.

Belmonte N, Phillips BW, Massiera F, Villageois P, Wdziekonski B, Saint-Marc P,

Nichols J, Aubert J, Saeki K, Yuo A, Narumiya S, Ailhaud G and Dani C. Activation of

extracellular signal regulated kinases and CREB/ATF-1 mediate the expression of

CCAAT/enhancer binding proteins beta and -delta in preadipocytes. Mol. Endocrinol. 2001,

15: 2037-2049.

Ben-Av P, Crofford LJ, Wilder RL and Hla T. Induction of vascular endothelial growth

factor expression in synovial fibroblasts by prostaglandin E and interleukin-1: a potential

mechanism for inflammatory angiogenesis. FEBS Lett. 1995, 372: 83-87.

Berg AH, Combs TP and Scherer PE. ACRP30/adiponectine: an adipokine regulating

glucose and lipid metabolism. Trends Endocrinol. Metab. 2002, 13: 84-89.

Berg AH & Scherer PE. Adipose tissue, inflammation and cardiovascular disease. Circ. Res.

2005, 96: 939-949.

Bernlhor DA, Ribarik-Coe N and LiCata VJ. Fatty acid trafficking in the adipocyte. Cell &

Developmental Biology. 1990, 10: 43-49.

Blouin JM, Bortoli S, Nacfer M, Collinet M, Penot G, Laurent-Puig P and Forest C.

Down-regulation of the phosphoenolpyruvate carboxykinase gene in human colon tumors and

induction by omega-3 fatty acids. Biochimie. 2010. (Sous presse)

Blum WF, Englaro P, Hanitsch S, Juul A, Hertel NT, Müller J, Skakkebaek NE,

Heiman ML, Birkett M, Attanasio AM, Kiess W and Rascher W. Plasma leptin levels in

healthy children and adolescents: dependence on body mass index, body fat mass, gender,

pubertal stage, and testosterone. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1997, 82: 2904-2910.

Bonen A, Luiken JJ, Arumugam Y, Glatz JF and Tandon NN. Acute regulation of fatty

acid uptake involves the cellular redistribution of fatty acid translocase. J. Biol. Chem. 2000,

275: 14501-14508.


133

Brasaemle DL, Rubin B, Harten IA, Gruia-Gray J, Kimmel AR and Londos C. Perilipin

A increases triacylglycerol storage by decreasing the rate of triacylglycerol hydrolysis. J. Biol.

Chem. 2000, 275: 38486-38493.

Breckenridge WC, Gombos G and Morgan IG. The lipid composition of adult rat brain

synaptosomal membranes. Biochim. Biophys. Acta. 1972, 266: 695-707.

Brook RD, Bard RL, Bodary PF, Eitzman DT, Rajagopalan S, Sun Y and Depaoli AM.

Blood pressure and vascular effects of leptin in humans. Metab. Syndr. Relat. Disord. 2007, 5:

270-274.

Brossard N, Croset M, Pachiaudi C, Riou JP, Tayot JL and Lagarde M. Retroconversion

and metabolism of [13C]22:6n-3 in humans and rats after intake of a single dose of

[13C]22:6n-3-triacylglycerols. Am. J. Clin. Nutr. 1996, 64: 577-586.

Bruun JM, Lihn AS, Verdich C, Pdersen SB, Toubro S, Astrop A and Richelsen B.

Regulation of adiponectin by adipose tissue-derived cytokines: in vivo and in vitro

investigations in humans. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2003, 285 : E527-E533.

Bueno AA, Oyama LM, de Oliveira C, Pisani LP, Ribeiro EB, Silveira VL and Oller do

Nascimento CM. Effects of different fatty acids and dietary lipids on adiponectin gene

expression in 3T3-L1 cells and C57BL/6J mice adipose tissue. Pflugers Arch. 2008, 455: 701-

709.

Calder PC. Polyunsaturated fatty acids, inflammation, and immunity. Lipids. 2001, 36: 1007-

1024.

Calder PC. Dietary modification of inflammation with lipids. Proc. Nutr. Soc. 2002, 61: 345-

358.

Calder PC. n-3 polyunsaturated fatty acids, inflammation, and inflammatory diseases. Am. J.

Clin. Nutr. 2006, 83: 1505S-1519S.

Carey DG, Jenkins AB, Campbell LV, Freund J and Chisholm DJ. Abdominal fat and

insulin resistance in normal and overweight women: Direct measurements reveal a strong

relationship in subjects at both low and high risk of NIDDM. Diabetes. 1996, 45: 633-638.

Cases JA & Barzilai N. The regulation of body fat distribution and the modulation of insulin

action. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2000, 24: S63-66.


134

Cases S, Smith SJ, Zheng YW, Myers HM, Lear SR, Sande E, Novak S, Collins C,

Welch CB, Lusis AJ, Erickson SK and Farese RV Jr. Identification of a gene encoding an

acyl CoA:diacylglycerol acyltransferase, a key enzyme in triacylglycerol synthesis. Proc.

Natl. Acad. Sci. U S A. 1998, 95: 13018-13023.

Cases S, Stone SJ, Zhou P, Yen E, Tow B, Lardizabal KD, Voelker T and Farese RV Jr.

Cloning of DGAT2, a second mammalian diacylglycerol acyltransferase, and related family

members. J. Biol. Chem. 2001, 276: 38870-38876.

Chambrier C, Bastard JP, Rieusset J, Chevillotte E, Bonnefont-Rousselot D, Therond P,

Hainque B, Riou JP, Laville M and Vidal H. Eicosapentaenoic acid induces mRNA

expression of peroxisome proliferator-activated receptor gamma. Obes. Res. 2002, 10: 518-

525.

Chan JL, Heist K, DePaoli AM, Veldhuis JD and Mantzoros CS. The role of falling leptin

levels in the neuroendocrine and metabolic adaptation to short-term starvation in healthy men.

J. Clin. Invest. 2003, 111: 1409-1421.

Charnock JS, Abeywardena MY, Poletti VM and McLennan PL. Differences in fatty acid

composition of various tissues of the marmoset monkey (Callithrix jacchus) after different

lipid supplemented diets. Comp. Biochem. Physiol. Comp. Physiol. 1992, 101: 387-393.

Chen H, Charlat O, Tartaglia LA, Woolf EA, Weng X, Ellis SJ, Lakey ND, Culpepper J,

Moore KJ, Breitbart RE, Duyk GM, Tepper RI and Morgenstern JP. Evidence that the

diabetes gene encodes the leptin receptor: identification of a mutation in the leptin receptor

gene in db/db mice. Cell. 1996, 84:491-495.

Chen H, Montagnani M, Funahashi T, Shimomura I and Quon MJ. Adiponectin

stimulates production of nitric oxide in vascular endothelial cells. J. Biol. Chem. 2003, 278:

45021-45026.

Chen P, Fenet B, Michaud S, Tomczyk N, Véricel E, Lagarde M and Guichardant M.

Full characterization of PDX, a neuroprotectin/protectin D1 isomer, which inhibits blood

platelet aggregation. FEBS Lett. 2009, 583: 3478-3484.

Chen P, Véricel E, Lagarde M and Guichardant M. Poxytrins, a class of oxygenated

products from polyunsaturated fatty acids, potently inhibit blood platelet aggregation. FASEB

J. 2010 Sep 10. Sous presse.

Chou WL, Chuang LM, Chou CC, Wang AH, Lawson JA, FitzGerald GA and Chang

ZF. Identification of a novel prostaglandin reductase reveals the involvement of prostaglandin

E2 catabolism in regulation of peroxisome proliferator-activated receptor gamma activation.

J. Biol. Chem. 2007, 282: 18162-18172.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Chambrier%20C%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Bastard%20JP%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Rieusset%20J%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Chevillotte%20E%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Bonnefont-Rousselot%20D%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Therond%20P%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Hainque%20B%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Riou%20JP%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Laville%20M%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Vidal%20H%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus


135

Connor WE. Importance of n-3 fatty acids in health and disease. Am. J. Clin. Nutr. 2000, 71:

171S-175S.

Considine RV, Sinha MK, Heiman ML, Kriauciunas A, Stephens TW, Nyce MR,

Ohannesian JP, Marco CC, McKee LJ, Bauer TL and Caro JF. Serum immunoreactive-

leptin concentrations in normal-weight and obese humans. N. Engl. J. Med. 1996, 334: 292-

295.

Coppack SW, Frayn SM, Humphreys HD and Hockaday TDR. Effects of insulin on

human adipose tissue metabolism in vivo. Clin. Sc. 1989, 77: 663-670.

Couet C, Delarue J, Ritz P, Antoine JM and Lamisse F. Effect of dietary fish oil on body

fat mass and basal fat oxidation in healthy adults. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 1997,

21: 637-643.

Coulhon B. Les acides gras polyinsaturés (A.G.P.I) des series oméga-3 (AAL EPA DHA) et

omega-6 (AL GLA DGLA AA). Collège Européen de Nutrition et de Traitement de l’Obésité

(C.E.N.T.O.). 2009.

Covaci A, de Boer J, Ryan JJ, Voorspoels S and Schepens P. Distribution of

organobrominated and organochlorinated contaminants in Belgian human adipose tissue.

Environ. Res. 2002, 88: 210-218.

Croset M & Lagarde M. Stereospecific inhibition of PGH2-induced platelet aggregation by

lipoxygenase products of icosaenoic acids. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1983, 112: 878-

883.

Croset M, Véricel E, Rigaud M, Hanss M, Courpron P, Dechavanne M and Lagarde M.

Functions and tocopherol content of blood platelets from elderly people after low intake of

purified eicosapentaenoic acid. Thromb. Res. 1990, 57: 1-12.

Das UN. Beneficial effect(s) of n-3 fatty acids in cardiovascular diseases: but, why and how?

Prostaglandins Leukot. Essen. Fatty Acids. 2000, 63: 351-362.

Das UN. COX-2 inhibitors and metabolism of essential fatty acids. Med. Sci. Monit. 2005, 11:

RA233-237.

Delarue J, Couet C, Cohen R, Bréchot JF, Antoine JM and Lamisse F. Effects of fish oil

on metabolic responses to oral fructose and glucose loads in healthy humans. Am. J. Physiol.

1996, 270: E353-E362.


136

De Vos P, Lefebvre AM, Miller SG, Guerre-Millo M, Wong K, Saladin R, Hamann LG,

Staels B, Briggs MR and Auwerx J. Thiazolidinediones repress ob gene expression in

rodents via activation of peroxisome proliferator-activated receptor gamma. J. Clin. Invest.

1996, 98: 1004-1009.

Díez JJ & Iglesias P. The role of the novel adipocyte-derived hormones adiponectin in

human disease. Eur. J. Endocrinol. 2003, 148: 293-300.

Dodt C, Lonnroth P, Wellhoner JP, Fehm HL and Elam M. Sympathetic control of white

adipose tissue in lean an obese human. Acta Physiol. Scand. 2003, 177: 351-357.

Duplus E, Glorian M, Tordjman J, Berge R and Forest C. Evidence for selective

induction of phosphoenolpyruvate carboxykinase gene expression by unsaturated and

nonmetabolized fatty acids in adipocytes. J. Cell. Biochem. 2002, 85: 651-661.

Eaton SB, Eaton SB 3rd, Konner MJ and Shostak M. An evolutionary perspective

enhances understanding of human nutritional requirements. J. Nutr. 1996, 126: 1732-1740.

Egan JJ, Greenberg AS, Chang MK, Wek SA, Moos MC Jr and Londos C. Mechanism

of hormone-stimulated lipolysis in adipocytes: translocation of hormone-sensitive lipase to

the lipid storage droplet. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992, 89: 8537-8541.

Einstein FH, Atzmon G, Yang XM, Ma XH, Rincon M, Rudin E, Muzumdar R and

Barzilai N. Differential responses of visceral and subcutaneous fat depots to nutrients.

Diabetes. 2005, 54: 672-678.

Endres S, Ghorbani R, Kelley VE, Georgilis K, Lonnemann G, van der Meer JW,

Cannon JG, Rogers TS, Klempner MS, Weber PC, et al. The effect of dietary

supplementation with n-3 polyunsaturated fatty acids on the synthesis of interleukin-1 and

tumor necrosis factor by mononuclear cells. N. Engl. J. Med. 1989, 320: 265-271.

Eschwège E. Diabète de type 2: l’épidémie mondiale, données françaises. Officiel santé

2005, 29: 60-62.

Fang Y, Vilella-Bach M, Bachmann R, Flanigan A and Chan J. Phosphatidic acid-

mediated mitogenic activation of mTOR signalling. Science. 2001, 294: 1942-1945.

Fain JN, Madan AK, Hiler ML, Cheema P and Bahouth SW. Comparison of the release

of adipokines by adipose tissue, adipose tissue matrix, and adipocytes from visceral and

subcutaneous abdominal adipose tissues of obese humans. Endocrinology. 2004, 14: 52273-

52282.


137

Fantuzzi G. Adipose tissue, adipokines and inflammation. J. Allergy Clin. Immunol. 2005,

115: 911-919.

Farmer SR. Transciptional control of adipocytes formation. Cell. Metab. 2006, 4: 263-273.

Fasshauer M & Paschke R. Regulation of adipocytokines and insulin resistance.

Diabetologia. 2003, 46: 1594-1603.

Ferré P. Tissu adipeux et insulino-résistance. In Traité de Diabétologie, coordonnateur

Grimaldi A. Médecine- Sciences Flammarion. 2005 ; 271-276.

Fischer S & Weber PC. Prostaglandin I3 formed in vivo in man after dietary

eicosapentaenoic acid. Nature. 1984, 307: 165- 168.

Fisher RM, Thorne A, Hamsten A and Arner P. Fatty acid binding protein expression in

different human adipose tissue depots in relation to rates of lipolysis and insulin concentration

in obese individuals. Mol. Cel. Biochem. 2002, 239: 95-100.

Fitzpatrick FA & Wynalda MA. Albumin-catalyzed metabolism of prostaglandin D2.

Identification of products formed in vitro. J. Biol. Chem. 1983, 258: 11713-11718.

Flachs P, Horakova O, Brauner P, Rossmeisl M, Pecina P, Franssen-van Hal N,

Ruzickova J, Sponarova J, Drahota Z, Vlcek C, Keijer J, Houstek J and Kopecky J.

Polyunsaturated fatty acids of marine origin upregulate mitochondrial biogenesis and induce

beta-oxidation in white fat. Diabetologia. 2005, 48: 2365-2375.

Flachs P, Mohamed-Ali V, Horakova O, Rossmeisl M, Hosseinzadeh-Attar MJ, Hensler

M, Ruzickova J and Kopecky J. Polyunsaturated fatty acids of marine origin induce

adiponectin in mice fed a high-fat diet. Diabetologia. 2006, 49: 394-397.

Flachs P, Rossmeisl M, Bryhn M and Kopecky J. Cellular and molecular effects of n-3

polyunsaturated fatty acids on adipose tissue biology and metabolism. Clin. Sci. (Lond). 2009,

116: 1-16.

Flier JS. Leptin expression and action: new experimental paradigms. Proc. Natl. Acad. Sci.

USA. 1997, 94: 4242-4245.

Forman BM, Tontonoz P, Chen J, Brun RP, Spiegelman BM and Evans RM. 15-Deoxy-

delta 12, 14-prostaglandin J2 is a ligand for the adipocyte determination factor PPAR gamma.

Cell. 1995, 83: 803-812.


138

Forman BM, Chen J and Evans RM. Hypolipidemic drugs, polyunsaturated fatty acids, and

eicosanoids are ligands for peroxisome proliferator-activated receptors α and δ. Proc. Natl.

Acad. Sci. U.S.A. 1997, 94: 4312-4317.

Francis J, MohanKumar PS, MohanKumar SM and Quadri SK. Systemic administration

of lipopolysaccharide increases plasma leptin levels: blockade by soluble interleukin-1

receptor. Endocrine. 1999, 10: 291-295.

Fredrikson G, Tornqvist H and Belfrage P. Hormone-sensitive lipase and

monoacylglycerol lipase are both required for complete degradation of adipocyte

triacylglycérol. Biochim. Biophys. Acta. 1986, 876: 288-293.

Fried SK, Bunkin DA and Greenberg AS. Omental and subcutaneous adipose tissues of

obese subjects release interleukin-6: depot difference and regulation by glucocorticoid. J.

Clin. Endocrinol. Metab. 1998, 83: 847-850.

Fujimori K, Aritake K and Urade Y. A novel pathway to enhance adipocyte differentiation

of 3T3-L1 cells by up-regulation of lipocalin-type prostaglandin D synthase mediated by liver

X receptor-activated sterol regulatory element-binding protein-1c. J. Biol. Chem. 2007, 282:

18458-18466.

Furukawa S, Fujita T, Shimabukuro M, Iwaki M, Yamada Y, Nakajima Y, Nakayama

O, Makishima M, Matsuda M and Shimomura I. Increased oxidative stress in obesity and

its impact on metabolic syndrome. J. Clin. Invest. 2004, 114: 1752-1761.

Gaillard D, Negrel R, Lagarde M and Ailhaud G. Requirement and role of arachidonic

acid in the differentiation of pre-adipose cells. Biochem. J. 1989, 257: 389-397.

Garg TK & Chang JY. 15-deoxy-delta 12, 14-Prostaglandin J2 prevents reactive oxygen

species generation and mitochondrial membrane depolarization induced by oxidative stress.

BMC Pharmacol. 2004, 4: 6.

Geerling BJ, v Houwelingen AC, Badart-Smook A, Stockbrügger RW and Brummer

RJ. Fat intake and fatty acid profile in plasma phospholipids and adipose tissue in patients

with Crohn's disease, compared with controls. Am. J. Gastroenterol. 1999, 94: 410-417.

Geloën A, Roy PE and Bukowiecki LJ. Regression of white adipose tissue in diabetic rats.

Am. J. Physiol. 1989, 257: E547-553.

Ghilardi N, Ziegler S, Wiestner A, Stoffel R, Heim MH, and Skoda RC. Defective STAT

signalling by the leptin receptor in diabetic mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996, 93: 6231-

6235.


139

Girard J. Acides gras et résistance à l’insuline. Métabolisme, Hormones, Diabètes et

Nutrition. 2004, VIII: 14-20.

Girard JP, Bout J and Salort D. Lipides et qualités du tissue adipeux, facteurs de variation.

I. Lipides et qualité du tissu adipeux. II. Lipides et qualité du tissu musculaire. Journées Rech.

Porcine en France. 1988, 20 : 255-278.

Gnacińska M, Małgorzewicz S, Stojek M, Łysiak-Szydłowska W and Sworczak K. Role

of adipokines in complications related to obesity: a review. Adv. Med. Sci. 2009, 54: 150-157.

Goldstein BJ. Insulin resistance as the core defect in type 2 diabetes mellitus. Am. J. Cardiol.

2002, 90: 3G-10G.

Grossmann ME, Mizuno NK, Schuster T and Cleary MP. Punicic acid is an omega-5 fatty

acid capable of inhibiting breast cancer proliferation. Int. J. Oncol. 2010, 36: 421-426.

Grundy SM. Obesity, metabolic syndrome, and cardiovascular disease. J. Clin. Endocrinol.

Metab. 2004, 89: 2595-2600.

Grunfeld C, Zhao C, Fuller J, Pollack A, Moser A, Friedman J and Feingold KR.

Endotoxin and cytokines induce expression of leptin, the ob gene product, in hamsters. J.

Clin. Invest. 1996, 97: 2152-2157.

Gualillo O, Eiras S, Lago F, Diéguez C and Casanueva FF. Elevated serum leptin

concentrations induced by experimental acute inflammation. Life Sci. 2000, 67: 2433-2441.

Guebre-Egziabher F, Rabasa-Lhoret R, Bonnet F, Bastard JP, Desage M, Skilton MR,

Vidal H and Laville M. Nutritional intervention to reduce the n-6/n-3 fatty acid ratio

increases adiponectin concentration and fatty acid oxidation in healthy subjects. Eur. J. Clin.

Nutr. 2008, 62: 1287-1293.

Guillot N, Caillet E, Laville M, Calzada C, Lagarde M and Véricel E. Increasing intakes

of the long-chain omega-3 docosahexaenoic acid: effects on platelet functions and redox

status in healthy men. FASEB J. 2009, 23: 2909-2916.

Hallakou S, Doaré L, Foufelle F, Kergoat M, Guerre-Millo M, Berthault MF, Dugail I,

Morin J, Auwerx J and Ferré P. Pioglitazone induces in vivo adipocyte differentiation in

the obese Zucker fa/fa rat. Diabetes. 1997, 46: 1393-1399.

Hammond LE, Gallagher PA, Wang S, Hiller S, Kluckman KD, Posey-Marcos EL,

Maeda N and Coleman RA. Mitochondrial glycerol-3-phosphate acyltransferase-deficient

mice have reduced weight and liver triacylglycerol content and altered glycerolipid fatty acid

composition. Mol. Cell. Biol. 2002, 22: 8204-8214.


140

Hashimoto M, Hossain S and Shido O. Docosahexaenoic acid but not eicosapentaenoic acid

withstands dietary cholesterol-induced decreases in platelet membrane fluidity. Mol. Cell.

Biochem. 2006, 293: 1-8.

Hattori S, Hattori Y and Kasai K. Hypoadiponectinemia is caused by chronic blockade of

nitric oxide synthesis in rats. Metabolism. 2005, 54: 482-487.

Hel Y, Chen H, Quon MJ and Reitman M. The mouse obese gene. Genomic organization,

promoter activity, and activation by CCAAT/enhancer-binding protein α. J. Biol. Chem. 1995,

270: 28887-28891.

Heptulla R, Smitten A, Teague B, Tamborlane WV, Ma YZ and Caprio S. Temporal

patterns of circulating leptin levels in lean and obese adolescents: relationships to insulin,

growth hormone, and free fatty acids rhythmicity. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001, 86: 90-

96.

Herschman HR. Function and regulation of prostaglandin synthase 2. Adv. Experimental

Med. And Biol. 1999, 469: 3-8.

Hihi AK, Michalik L and Wahli W. PPARs: transcriptional effectors of fatty acids and their

derivatives. Cell. Mol. Life. Sci. 2002, 59: 790-8.

Hla T, Lee MJ, AncellinN, Paik JH and Kluk MJ. Lysophospholipids receptor revelations.

Science. 2001, 294: 1875-1878.

Hoggard N, Mercer JG, Rayner DV, Moar K, Trayhurn P and Williams LM.

Localization of leptin receptor mRNA splice variants in murine peripheral tissues by RT-PCR

and in situ hybridization. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997, 232: 383-387.

Holm C. Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive lipase and lipolysis. Biochem.

Soc. Trans. 2003, 31: 1120-1124.

Holte LL, Separovic F and Gawrisch K. Nuclear magnetic resonance investigation of

hydrocarbon chain packing in bilayers of polyunsaturated phospholipids. Lipids. 1996, 31:

S199-203.

Holub BJ. Clinical nutrition: 4. Omega-3 fatty acids in cardiovascular care. CMAJ. 2002,

166: 608-615.

Hong S, Gronert K, Devchand P, Moussignac RL and Serhan CN. Novel docosatrienes

and 17S-resolvins generated from docosahexaenoic acid in murine brain, human blood and

glial cells: autacoids in anti-inflammation. J. Biol. Chem. 2003, 278: 14677-14687.


141

Hotamisligil GS. Molecular mechanisms of insulin resistance and the role of adipocyte. Int.

J. Obes. 2000, 24: S23-S27

Hotamisligil GS, Shargill NS and Spiegelman BM. Adipose expression of tumor necrosis

factor-alpha: direct role in obesity-linked insulin resistance. Science. 1993, 259: 87-91.

Hotta K, Funahashi T, Arita Y, Takahashi M, Matsuda M, Okamoto Y, Iwahashi H,

Kuriyama H, Ouchi N, Maeda K, Nishida M, Kihara S, Sakai N, Nakajima T, Hasegawa

K, Muraguchi M, Ohmoto Y, Nakamura T, Yamashita S, Hanafusa T and Matsuzawa

Y. Plasma concentrations of a novel, adipose-specific protein, adiponectin, in type 2 diabetic

patients. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2000, 20: 1595-1599.

Ikemoto S, Takahashi M, Tsunoda N, Maruyama K, Itakura H and Ezaki O. High-fat

diet-induced hyperglycemia and obesity in mice: differential effects of dietary oils.

Metabolism. 1996, 45: 1539-1546.

Imagawa A, Funahashi T, Nakamura T, Moriwaki M, Tanaka S, Nishizawa H, Sayama

K, Uno S, Iwahashi H, Yamagata K, Miyagawa J and Matsuzawa Y. Elevated serum

concentration of adipose-derived factor, adiponectin, in patients with type 1 diabetes.

Diabetes Care. 2002, 25: 1665-1666.

Isola LM, Zhou SL, Kiang CL, Stump DD, Bradbury MW and Berk PD. 3T3 fibroblasts

transfected with a cDNA for mitochondrial aspartate aminotransferase express plasma

membrane fatty acid-binding protein and saturable fatty acid uptake. Proc. Natl. Acad. Sci.

USA. 1995, 92: 9866-9870.

Itoh M, Suganami T, Satoh N, Tanimoto-Koyama K, Yuan X, Tanaka M, Kawano H,

Yano T, Aoe S, Takeya M, Shimatsu A, Kuzuya H, Kamei Y and Ogawa Y. Increased

adiponectin secretion by highly purified eicosapentaenoic acid in rodent models of obesity

and human obese subjects. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2007, 27: 1918-1925.

James MJ, Gibson RA and Cleland LG. Dietary polyunsaturated fatty acids and

inflammatory mediator production. Am. J. Clin. Nutr. 2000, 71: 343S-348S.

Janik JE, Curti BD, Considine RV, Rager HC, Powers GC, Alvord WG, Smith JW 2nd,

Gause BL and Kopp WC. Interleukin 1 alpha increases serum leptin concentrations in

humans. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1997, 82: 3084-3086.

Jenkins CM, Mancuso DJ, Yan W, Sims HF, Gibson B and Gross RW. Identification,

cloning, expression, and purification of three novel human calcium-independent

phospholipase A2 family members possessing triacylglycerol lipase and acylglycerol

transacylase activities. J. Biol. Chem. 2004, 279: 48968-48975.


142

Jensen MD. Is visceral fat involved in the pathogenesis of the metabolic syndrome? Human

model. Obesity. 2006, 14: 20S-24S.

Jiang C, Ting AT and Seed B. PPAR-gamma agonists inhibit production of monocyte

inflammatory cytokines. Nature. 1998, 391: 82-86.

Jowsey IR, Murdock PR, Moore GB, Murphy GJ, Smith SA and Hayes JD.

Prostaglandin D2 synthase enzymes and PPARgamma are co-expressed in mouse 3T3-L1

adipocytes and human tissues. Prostaglandins Other Lipid. Mediat. 2003, 70: 267-284.

Jump DB. Fatty acid regulation of gene transcription. Crit. Rev. Clin. Lab. Sci. 2004, 41: 41-

78.

Kadowaki T, Yamauchi T, Kubota N, Hara K, Ueki K and Tobe K. Adiponectin and

adiponectin receptors in insulin resistance, diabetes, and the metabolic syndrome. J. Clin.

Invest. 2006, 116: 1784-1792.

Kallen CB & Lazar MA. Antidiabetic thiazolidinediones inhibit leptin (ob) gene expression

in 3T3-L1 adipocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996, 93: 5793-5796.

Kikawa Y, Narumiya S, Fukushima M, Wakatsuka H and Hayaishi O. 9-Deoxy-delta 9,

delta 12-13,14-dihydroprostaglandin D2, a metabolite of prostaglandin D2 formed in human

plasma. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1984, 81: 1317-1321.

Kim H, Haluzik M, Gavrilova O, Yakar S, Portas J, Sun H, Pajvani UB, Scherer PE and

LeRoith D. Thiazolidinediones improve insulin sensitivity in adipose tissue and reduce the

hyperlipidaemia without affecting the hyperglycaemia in a transgenic model of type 2

diabetes. Diabetologia. 2004, 47: 2215-2225.

Kim HK, Della-Ferra MA, Lin J and Baile CA. Docosahexaenoic acid inhibits adipocyte

differentiation and induces apoptosis in 3T3-L1 preadipocytes. J. Nutr. 2006, 136: 2965-2969.

Kim JB, Sarraf P, Wright M, Yao KM, Mueller E, Solanes G, Lowell BB and

Spiegelman BM. Nutritional and insulin regulation of fatty acid synthetase and leptin gene

expression through ADD1/SREBP1. J. Clin. Invest. 1998, 101: 1-9.

Kintscher U & Law RE. PPARγ-mediated insulin sensitization: the importance of fat versus

muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2005, 288: E287-E291.


143

Kissebah AH, Sonnenberg GE, Myklebust J, Goldstein M, Broman K, James RG,

Marks JA, Krakower GR, Jacob HJ, Weber J, Martin L, Blangero J and Comuzzie AG.

Quantitative trait loci on chromosomes 3 and 17 influence phenotypes of the metabolic

syndrome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000, 97: 14478-14483.

Kliewer SA, Lenhard JM, Willson TM, Patel I, Morris DC and Lehmann JM. A

prostaglandin J2 metabolite binds peroxisome proliferator-activated receptor gamma and

promotes adipocyte differentiation. Cell. 1995, 83: 813-819.

Knip M & Akerblom HK. Early nutrition and later diabetes risk. Adv. Exp. Med. Biol. 2005,

569: 142-150.

Koh EH, Park JY, Park HS, Jeon MJ, Ryu JW, Kim M, Kim SY, Kim MS, Kim SW,

Park IS, Youn JH and Lee KU. Essential role of mitochondrial function in adiponectin

synthesis in adipocytes. Diabetes. 2007, 56: 2973-2981.

Kohli P & Levy BD. Resolvins and protectins: mediating solutions to inflammation. Br. J.

Pharmacol. 2009, 158: 960-971.

Kolaczynski JW, Considine RV, Ohannesian J, Marco C, Opentanova I, Nyce MR,

Myint M and Caro JF. Responses of leptin to short-term fasting and refeeding in humans: a

link with ketogenesis but not ketones themselves. Diabetes. 1996a , 45: 1511-1515.

Kolaczynski JW, Ohannesian JP, Considine RV, Marco CC and Caro JF. Response of

leptin to short-term and prolonged overfeeding in humans. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1996b,

81: 4162-4165.

Kopecky J, Rossmeisl M, Flachs P, Kuda O, Brauner P, Jilkova Z, Stankova B, Tvrzicka

E and Bryhn M. n-3 PUFA: bioavailability and modulation of adipose tissue function. Proc.

Nutr. Soc. 2009, 68: 361-369.

Kopp HP, Kopp CW, Festa A, Krzyzanowska K, Kriwanek S, Minar E, Roka R and

Schernthaner G. Impact of weight loss on inflammatory proteins and their association with

the insulin resistance syndrome in morbidly obese patients. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol.

2003, 23: 1042-1047.

Korotkova M, Gabrielsson B, Lönn M, Hanson LA and Strandvik B. Leptin levels in rat

offspring are modified by the ratio of linoleic to alpha-linolenic acid in the maternal diet. J.

Lipid Res. 2002, 43: 1743-1749.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16137119


144

Krebs JD, Browning LM, McLean NK, Rothwell JL, Mishra GD, Moore CS and Jebb

SA. Additive benefits of long-chain n-3 polyunsaturated fatty acids and weight-loss in the

management of cardiovascular disease risk in overweight hyperinsulinaemic women. Int. J.

Obes. (Lond). 2006, 30: 1535-1544.

Kubaszek A, Pihlajamaki J, Komarovski V, Lindi V, Lindstrom J, Eriksson J, Valle TT,

Hamalainen H, Ilanne-Parikka P, Keinanen-Kiukaanniemi S, Tuomilehto J, Uusitupa M

and Laakso M. Promoter polymorphisms of the TNF-alpha (G-308A) and IL-6 (C-174G)

genes predict the conversion from impaired glucose tolerance to type 2 diabetes: the Finnish

Diabetes Prevention Study. Diabetes. 2003, 52: 1872-1876.

Kuda O, Jelenik T, Jilkova Z, Flachs P, Rossmeisl M, Hensler M, Kazdova L, Ogston N,

Baranowski M, Gorski J, Janovska P, Kus V, Polak J, Mohamed-Ali V, Burcelin R,

Cinti S, Bryhn M and Kopecky J. n-3 fatty acids and rosiglitazone improve insulin

sensitivity through additive stimulatory effects on muscle glycogen synthesis in mice fed a

high-fat diet. Diabetologia. 2009, 52: 941-951.

Kunesová M, Braunerová R, Hlavatý P, Tvrzická E, Stanková B, Skrha J, Hilgertová J,

Hill M, Kopecký J, Wagenknecht M, Hainer V, Matoulek M, Parízková J, Zák A and

Svacina S. The influence of n-3 polyunsaturated fatty acids and very low calorie diet during a

short-term weight reducing regimen on weight loss and serum fatty acid composition in

severely obese women. Physiol. Res. 2006, 55: 63-72.

Kurumbail RG, Stevens AM, Gierse JK, McDonald JJ, Stegeman RA, Pak JY,

Gildehaus D, Miyashiro JM, Penning TD, Seibert K, Isakson PC and Stallings WC.

Structural basis for selective inhibition of cyclooxygenase-2 by anti-inflammatory agents.

Nature. 1996, 384: 644-648. Erratum in: Nature. 1997, 385:555

Lafontan M & Berlan M. Fat cell adrenergic receptors and the control of white and brown

fat cell function. J. Lip. Res. 1993, 34: 1057-1091.

Lafontan M & Berlan M. Fat cell a2-adenoceptors: the regulation of fat cell function and

lipolysis. Endocrine Rev. 1995, 16: 716-738.

Lago F, Dieguez C, Gómez-Reino J and Gualillo O. The emerging role of adipokines as

mediators of inflammation and immune responses. Cytokine Growth Factor Rev. 2007, 18:

313-325.

Lake AC, Sun Y, Li JL, Kim JE, Johnson JW, Li D, Revett T, Shih HH, Liu W, Paulsen

JE and Gimeno RE. Expression, regulation, and triglyceride hydrolase activity of

Adiponutrin family members. J. Lipid Res. 2005, 46: 2477-2487.


145

Lands WE, Libelt B, Morris A, Kramer NC, Prewitt TE, Bowen P, Schmeisser D,

Davidson MH and Burns JH. Maintenance of lower proportions of (n-6) eicosanoid

precursors in phospholipids of human plasma in response to added dietary (n-3) fatty acids.

Biochim. Biophys. Acta. 1992, 1180: 147-162.

Langin D, Holm C and Lafontan M. Adipocyte hormone-sensitive lipase: a major regulator

of lipid metabolism.Proceed. Nutr. Soc. 1996, 55: 93-109.

Lapillonne A, Clarke SD and Heird WC. Polyunsaturated fatty acids and gene expression.

Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2004, 7: 151-156.

Le HD, Meisel JA, de Meijer VE, Gura KM and Puder M. The essentiality of arachidonic

acid and docosahexaenoic acid. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids. 2009, 81: 165-

170.

Lee GH, Proenca R, Montez JM, Carroll KM, Darvishzadeh JG, Lee JI and Friedman

JM. Abnormal splicing of the leptin receptor in diabetic mice. Nature. 1996, 379:632-635.

Lefils J, Géloën A, Vidal H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. Dietary DHA: time

course of tissue uptake and effects on cytokine secretion in mice. Br. J. Nutr. 2010, 21: 1-9.

Letexier D, Pinteur C, Large V, Fréring V and Beylot M. Comparison of the expression

and activity of the lipogenic pathway in human and rat adipose tissue. J. Lipid Res. 2003, 44:

2127-2134.

Leung DW. The structure and functions of human lysophosphatidic acid acyltransferases.

Front. Biosci. 2001, 6: d944-953.

Libby P & Plutzky J. Inflammation in diabetes mellitus: role of peroxisome proliferator-

activated receptor-alpha and peroxisome proliferator-activated receptor-gamma agonists. Am.

J. Cardiol. 2007, 99: 27B-40B.

Liu L & Clipstone NA. Prostaglandin F2alpha inhibits adipocyte differentiation via a G

alpha q-calcium-calcineurin-dependent signaling pathway. J. Cell. Biochem. 2007, 100: 161-

173.

Lombardo YB & Chicco AG. Effects of dietary polyunsaturated n-3 fatty acids on

dyslipidemia and insulin resistance in rodents and humans. A review. J. Nutr. Biochem. 2006,

17: 1-13.

Lombardo YB, Hein G and Chicco A. Metabolic syndrome: effects of n-3 PUFAs on a

model of dyslipidemia, insulin resistance and adiposity. Lipids. 2007, 42: 427-437.


146

Lönnqvist F, Arner P, Nordfors L and Schalling M. Overexpression of the obese (ob) gene

in adipose tissue of human obese subjects. Nat. Med. 1995, 1: 950-993.

Lönnqvist F, Nordfors L, Jansson M, Thorne A, Schalling M and Arner P. Leptin

secretion from adipose tissue in women. Relationship to plasma levels and gene expression. J.

Clin. Invest. 1997, 99: 2398-2404.

Lönnqvist F, Thörne A, Nilsell K, Hoffstedt J and Arner P. A pathogenic role of visceral

fat β3-adrenoreceptors in obesity. J. Clin. Invest. 1995, 95: 1109-1116.

Lowry SF & Thompson WA. Nutrient modification of inflammatory mediator production.

New Horiz. 1994, 2: 164-174.

Lukiw WJ, Cui JG, Marcheselli VL, Dodker M, Botkjaer A, Gotlinger K, Serhan CN

and Bazan NG. A role for docosahexaenoic acid acid-derived neuroprotectin D1 in neural

cell survival and Alzheimer desease. J. Clin. Invest. 2005, 115: 2774-2783.

Luquet S, Gaudel C, Holst D, Lopez-Soriano J, Jehl-Pietri C, Fredenrich A and

Grimaldi PA. Roles of PPAR delta in lipid absorption and metabolism: a new target for the

treatment of type 2 diabetes. Biochim. Biophys. Acta. 2005, 1740: 313-317.

Maachi M, Piéroni L, Bruckert E, Jardel C, Fellahi S, Hainque B, Capeau J and

Bastard JP. Systemic low-grade inflammation is related to both circulating and adipose

tissue TNFalpha, leptin and IL-6 levels in obese women. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord.

2004, 28: 993-997.

MacLean CH, Mojica WA, Morton SC, Pencharz J, Hasenfeld Garland R, Tu W,

Newberry SJ, Jungvig LK, Grossman J, Khanna P, Rhodes S and Shekelle P. Effects of

omega-3 fatty acids on lipids and glycemic control in type II diabetes and the metabolic

syndrome and on inflammatory bowel disease, rheumatoid arthritis, renal disease, systemic

lupus erythematosus, and osteoporosis. Evid. Rep. Technol. Assess. (Summ). 2004, 89: 1-4.

Madsen L, Petersen RK and Kristiansen K. Regulation of adipocyte differentiation and

function by polyunsaturated fatty acids. Biochim. Biophys. Acta. 2005, 1740: 266-286.

Maeda N, Takahashi M, Funahashi T, Kihara S, Nishizawa H, Kishida K, Nagaretani H,

Matsuda M, Komuro R, Ouchi N, Kuriyama H, Hotta K, Nakamura T, Shimomura I

and Matsuzawa Y. PPARgamma ligands increase expression and plasma concentrations of

adiponectin, an adipose-derived protein. Diabetes. 2001, 50: 2094-2099.

Mantzoros CS. The role of leptin in human obesity and disease: a review of current evidence.

Ann. Intern. Med. 1999, 130: 671-680.


147

Marcheselli VL, Hong S, Lukiw WJ, Tian XH, Gronert K, Musto A, Hardy M, Gimenez

JM, Chiang N, Serhan CN and Bazan NG. Novel docosanoids inhibit brain ischemia-

reperfusion-mediated leukocyte infiltration and pro-inflammatory gene expression. J. Biol.

Chem. 2003, 278: 43807-43817.

Mason MM, He Y, Chen H, Quon MJ and Reitman M. Regulation of leptin promoter

function by Sp1, C/EBP, and a novel factor. Endocrinology. 1998, 139: 1013-1022.

Massiera F, Saint-Marc P, Seydoux J, Murata T, Kobayashi T, Narumiya S, Guesnet P,

Amri EZ, Negrel R and Ailhaud G. Arachidonic acid and prostacyclin signaling promote

adipose tissue development: a human health concern? J. Lipid Res. 2003, 44: 271-279.

Matsubara M, Maruoka S and Katayose S. Decreased plasma adiponectine concentrations

in women with dyslipidemia. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2002, 87: 2764-2769.

Mead JR, Irvine SA and Ramji D. Lipoprotein lipase: structure, fonction, regulation and

role in disease. J. Mol. Med. 2002, 80: 753-769.

Mebarek S, Ermak N, Benzaria A, Vicca S, Dubois M, Némoz G, Laville M, Lacour B,

Véricel E, Lagarde M and Prigent AF. Effects of increasing docosahexaenoic acid intake in

human healthy volunteers on lymphocyte activation and monocyte apoptosis. Br. J. Nutr.

2009, 101: 852-858.

Mendez M & LaPointe MC. PPARgamma inhibition of cyclooxygenase-2, PGE2 synthase,

and inducible nitric oxide synthase in cardiac myocytes. Hypertension. 2003, 42: 844-850.

Miller SG, De Vos P, Guerre-Millo M, Wong K, Hermann T, Staels B, Briggs MR and

Auwerx J. The adipocyte specific transcription factor C/EBPalpha modulates human ob gene

expression. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1996, 93: 5507-5511.

Misra A & Vikram NK. Clinical and pathophysiological consequences of abdominal

adiposity and abdominal adipose tissue depots. Nutrition. 2003, 19: 457-466.

Mohamed-Ali V, Goodrick S, Rawesh A, Katz DR, Miles JM, Yudkin JS, Klein S and

Coppack SW. Subcutaneous adipose tissue releases interleukin-6, but not tumor necrosis

factor-alpha, in vivo. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1997, 82: 4196-4200.

Mohamed-Ali V, Flower L, Sethi J, Hotamisligil G, Gray R, Humphries SE, York DA

and Pinkney J. Beta-Adrenergic regulation of IL-6 release from adipose tissue: in vivo and in

vitro studies. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001, 86: 5864-5869.


148

Montague CT, Prins JB, Sanders L, Digby JE and O’Rahilly S. Depot- and sex-specific

differences in human leptin mRNA expression: implications for the control of regional fat

distribution. Diabetes. 1997, 46: 342-347.

Mori T, Kondo H, Hase T, Tokimitsu I and Murase T. Dietary fish oil upregulates

intestinal lipid metabolism and reduces body weight gain in C57BL/6J mice. J. Nutr. 2007,

137: 2629-2634.

Mori TA, Bao DQ, Burke V, Puddey IB, Watts GF and Beilin LJ. Dietary fish as a major

component of a weight-loss diet: effect on serum lipids, glucose, and insulin metabolism in

overweight hypertensive subjects. Am. J. Clin. Nutr. 1999, 70: 817-825.

Morrison RF & Farmer SR. Hormonal signalling and transcriptional control of adipocytes

differentiation. J. Nutr. 2000, 130: 3116S-3121S.

Morrison WR & Smith LM. Preparation of fatty acid methyl esters and dimethylacetals

from lipids with boron fluoride-methanol. J. Lipid Res. 1964, 53: 600-608.

Mukherjee PK, Marcheselli VL, Serhan CN and Bazan NG. Neuroprotectin D1: a

docosahexaenoic acid-derived docosatriene protects human retinal pigment epithelial cells

from oxidative stress. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004, 101: 8491-8496.

Nakatani T, Tsuboyama-Kasaoka N, Takahashi M, Miura S and Ezaki O. Mechanism for

peroxisome proliferator-activated receptor-alpha activator-induced up-regulation of UCP2

mRNA in rodent hepatocytes. J. Biol. Chem. 2002, 277: 9562-9569.

Nawrocki AR, Rajala MW, Tomas E, Pajvani UB, Saha AK, Trumbauer ME, Pang Z,

Chen AS, Ruderman NB, Chen H, Rossetti L and Scherer PE. Mice lacking adiponectin

show decreased hepatic insulin sensitivity and reduced responsiveness to peroxisome

proliferator-activated receptor gamma agonists. J. Biol. Chem. 2006, 281: 2654-2660.

Needleman P, Minkes M and Raz A. Thromboxanes: selective biosynthesis and distinct

biological properties. Science. 1976, 193: 163-165.

Nedergaard J, Bengtsson T and Cannon B. Unexpected evidence for active brown adipose

tissue in adult humans. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2007, 293: E444-E452.

Negishi M, Koizumi T and Ichikawa A. Biological actions of delta 12-prostaglandin J2. J.

Lipid. Mediat. Cell. Signal. 1995, 12: 443-448.

Neill AR & Masters CJ. Metabolism of fatty acids by ovine spermatozoa. J. Reprod. Fertil.

1973, 34: 279-287.


149

Neschen S, Morino K, Rossbacher JC, Pongratz RL, Cline GW, Sono S, Gillum M and

Shulman GI. Fish oil regulates adiponectin secretion by a peroxisome proliferator-activated

receptor-gamma-dependent mechanism in mice. Diabetes. 2006, 55: 924-928.

Nettleton JA & Katz R. n-3 long-chain polyunsaturated fatty acids in type 2 diabetes: a

review. J. Am. Diet. Assoc. 2005, 105: 428-440.

Nisoli E, Tonello C, Cardile A, Cozzi V, Bracale R, Tedesco L, Falcone S, Valerio A,

Cantoni O, Clementi E, Moncada S and Carruba MO. Calorie restriction promotes

mitochondrial biogenesis by inducing the expression of eNOS. Science. 2005, 310: 314-317.

Nonogaki K, Fuller GM, Fuentes NL, Moser AH, Staprans I, Grunfeld C and Feingold

KR. Interleukin-6 stimulates hepatic triglyceride secretion in rats. Endocrinology. 1995, 136:

2143-2149.

Okuno M, Kajiwara K, Imai S, Kobayashi T, Honma N, Maki T, Suruga K, Goda T,

Takase S, Muto Y and Moriwaki H. Perilla oil prevents the excessive growth of visceral

adipose tissue in rats by down-regulating adipocyte differentiation. J. Nutr. 1997, 127: 1752-

1757.

Ouchi N, Kihara S, Arita Y, Maeda K, Kuriyama H, Okamoto Y, Hotta K, Nishida M,

Takahashi M, Nakamura T, Yamashita S, Funahashi T and Matsuzawa Y. Novel

modulator for endothelial adhesion molecules: adipocyte-derived plasma protein adiponectin.

Circulation. 1999, 100: 2473-2476.

Ouchi N, Kihara S, Funahashi T, Matsuzawa Y and Walsh K. Obesity, adiponectin and

vascular inflammatory disease. Curr. Opin. Lipidol. 2003, 14: 561-566.

Pages C, Simon MF, Valet P and Saulnier-Blanche JS. Lysophosphatidic acid synthesis

and release. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2001, 64: 1-10

Path G, Bornstein SR, Gurniak M, Chrousos GP, Scherbaum WA and Hauner H.

Human breast adipocytes express interleukin-6 (IL-6) and its receptor system: increased IL-6

production by beta-adrenergic activation and effects of IL-6 on adipocyte function. J. Clin.

Endocrinol. Metab. 2001, 86: 2281-2288.

Piatti PM, Monti LD, Zavaroni I, Valsecchi G, Van Phan C, Costa S, Conti M, Sandoli

EP, Solerte B, Pozza G, Pontiroli AE and Reaven G. Alterations in nitric oxide/cyclic-

GMP pathway in nondiabetic siblings of patients with type 2 diabetes. J. Clin. Endocrinol.

Metab. 2000, 85: 2416-2420.


150

Pickup JC, Mattock MB, Chusney GD and Burt D. NIDDM as a disease of the innate

immune system: association of acute-phase reactants and interleukin-6 with metabolic

syndrome X. Diabetologia. 1997, 40: 1286-1292.

Picot D, Loll PJ and Garavito RM. The X-ray crystal structure of the membrane protein

prostaglandin H2 synthase-1. Nature. 1994, 367: 243-249.

Pischon T, Girman CJ, Hotamisligil GS, Rifai N, Hu FB and Rimm EB. Plasma

adiponectin levels and risk of myocardial infarction in men. J. Am. Med. Ass. 2004, 291:

1730-1737.

Poitout V & Robertson RP. Secondary b-cell failure in type 2 diabetes. A convergence of

glucotoxicity and lipotoxicity. Endoncrinology. 2002, 143: 339-342.

Pradhan AD, Manson JE, Rifai N, Buring JE and Ridker PM. C-reactive protein,

interleukin 6, and risk of developing type 2 diabetes mellitus. JAMA. 2001, 286: 327-334.

Raclot T, Groscolas R, Langin D and Ferré P. Site-specific regulation of gene expression

by n-3 polyunsaturated fatty acids in rat white adipose tissues. J. Lipid Res. 1997, 38: 1963-

1972.

Raz A, Minkes MS and Needleman P. Endoperoxides and thromboxanes. Structural

determinants for platelet aggregation and vasoconstriction. Biochim. Biophys. Acta. 1977,

488: 305-311.

Reddy JK & Mannaerts GP. Peroxisomal lipid metabolism. Annu. Rev. Nutr. 1994, 14: 343-

370.

Reichert M & Eick D. Analysis of cell cycle arrest in adipocyte differentiation. Oncogene.

1999, 18: 459-566.

Reshef L, Olswang Y, Cassuto H, Blum B, Croniger CM, Kalhan SC, Tilghman SM and

Hanson RW. Glyceroneogenesis and the triglyceride/fatty acid cycle. J. Biol. Chem. 2003,

278: 30413-30416.

Ricquier D & Bouillaud F. Mitochondrial uncoupling proteins: from mitochondria to the

regulation of energy balance. J. Physiol. 2000, 529: 3-10.

Ridker PM. Clinical application of C-reactive protein for cardiovascular disease detection

and prevention. Circulation. 2003, 107: 363-369.


151

Ronnemaa T, karonen SL, Rissanen A, Koskenvuo M and Koivisto VA. Relation between

plasma leptin levels and measures of body fat in identical twins discordant for obesity. Ann.

Intern. Med. 1997, 126: 26-31.

Rosmond R. Association studies of genetic polymorphisms in central obesity: a critical

review. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2003, 27: 1141-1151.

Ruxton CH, Reed SC, Simpson MJ and Millington KJ. The health benefits of omega-3

polyunsaturated fatty acids: a review of the evidence. J. Hum. Nutr. Diet. 2004, 17: 449-459.

Ruzickova J, Rossmeisl M, Prazak T, Flachs P, Sponarova J, Veck M, Tvrzicka E,

Bryhn M and Kopecky J. Omega-3 PUFA of marine origin limit diet-induced obesity in

mice by reducing cellularity of adipose tissue. Lipids. 2004, 39: 1177-1185.

Ryan AS, Berman DM, Nicklas BJ, Sinha M, Gingerich RL, Meneilly GS, Egan JM and

Elahi D. Plasma adiponectin and leptin levels, body composition, and glucose utilization in

adult women with wide ranges of age and obesity. Diabetes Care. 2003, 26: 2383-2388.

Sader S, Nian M and Liu P. Leptin: a novel link between obesity, diabetes, cardiovascular

risk, and ventricular hypertrophy. Circulation. 2003, 108: 644-646.

Salem N Jr, Kim HY and Yergey JA. Docosahexaenoic acid: membrane function and

metabolism. In: Simopolous AP, Kifer RR, Martin RE (Eds.), Health Effects of

Polyunsaturated Fatty Acids in Seafoods. Academic Presse, New York, 1986 : 319-351.

Salem N Jr, Litman B, Kim HY and Gawrisch K. Mechanisms of action of

docosahexaenoic acid in the nervous system. Lipids. 2001, 36: 945-959.

Santoro MG, Benedetto A, Carruba G, Garaci E and Jaffe BM. Prostaglandin A

compounds as antiviral agents. Science. 1980, 209: 1032-1034.

Sarraf P, Frederich RC, Turner EM, Ma G, Jaskowiak NT, Rivet DJ 3rd, Flier JS,

Lowell BB, Fraker DL and Alexander HR. Multiple cytokines and acute inflammation raise

mouse leptin levels: potential role in inflammatory anorexia. J. Exp. Med. 1997, 185: 171-

175.

Schaffer JE & Lodish HF. Expression cloning and characterization of a novel adipocytes

long chain fatty acid transport protein. Cell. 1994, 79: 427-436.

Scherer PE. Adipose tissue: from lipid storage compartment to endocrine organ. Diabetes.

2006, 55: 1537-1545.


152

Scherer PE, Williams S, Fogliano M, Baldini G and Lodish HF. A novel serum protein

similar to C1q, produced exclusively in adipocytes. J. Biol. Chem. 1995, 270: 26746-26749.

Schmidt EB, Skou HA, Christensen JH and Dyerberg J. N-3 fatty acids from fish and

coronary artery disease: implications for public health. Public Health Nutr. 2000, 3: 91-98.

Schuster VL. Molecular mechanisms of prostaglandin transport. Annu. Rev. Physiol. 1998,

60: 221-242.

Serhan CN, Clish CB, Brannon J, Colgan SP, Chiang N and Gronert K. Novel functional

sets of lipid-derived mediators with anti-inflammatory actions generated from omega-3 fatty

acids via cyclooxygénase 2-nonsteroidal anti-inflammatory drugs and transcellular

processing. J. Exp. Med. 2000, 192: 1197-1204.

Serhan CN, Hong S, Gronert K, Colgan SP, Devchand PR, Mirick G and Moussignac

RL. Resolvines: a family of bioactive products of omega-3 fatty acid transformation circuits

initiated by aspirin treatment that counter pro-inflammation signals. J. Exp.Med. 2002, 196:

1025-1037.

Serhan CN, Gotlinger K, Hong S and Arita M. Resolvins, docosatrienes, and

neuroprotectins, novel omega-3-derived mediators, and their aspirin-triggered endogenous

epimers: an overview of their protective roles in catabasis. Prostaglandins Other Lipid

Mediat. 2004, 73: 155-172.

Serhan CN, Gotlinger K, Hong S, Lu Y, Siegelman J, Baer T, Yang R, Colgan SP and

Petasis NA. Anti-inflammatory actions of neuroprotectin D1/protectin D1 and its natural

stereoisomers: assignments of dihydroxy-containing docosatrienes. J. Immunol. 2006, 176:

1848-1859.

Serhan CN. Resolution phase of inflammation: novel endogenous anti-inflammatory and

proresolving lipid mediators and pathways. Annu. Rev. Immunol. 2007, 25: 101-137.

Serhan CN & Chiang N. Endogenous pro-resolving and anti-inflammatory lipid mediators: a

new pharmacologic genus. Br. J. Pharmacol. 2008, 153: S200-S215.

Serhan CN, Chiang N and Van Dyke TE. Resolving inflammation: dual anti-inflammatory

and pro-resolution lipid mediators. Nat. Rev. Immunol. 2008, 8: 249-261.

Serhan CN, Yang R, Martinod K, Kasuga K, Pillai PS, Porter TF Oh SF and Spite M.

Maresins: novel macrophage mediators with potents anti-inflammatory and pro-resolving

actions. J. Exp. Med. 2009, 206: 15-23.


153

Shek EW, Brands MW and Hall JE. Chronic leptin infusion increases arterial pressure.

Hypertension. 1998, 31: 409-414.

Shibata T, Kondo M, Osawa T, Shibata N, Kobayashi M and Uchida K. 15-deoxy-delta 12,14

-prostaglandin J2. A prostaglandin D2 metabolite generated during inflammatory

processes. J. Biol. Chem. 2002, 277: 10459-10466.

Shklyaev S, Aslanidi G, Tennant M, Prima V, Kohlbrenner E, Kroutov V, Campbell-

Thompson M, Crawford J, Shek EW, Scarpace PJ and Zolotukhin S. Sustained

peripheral expression of transgene adiponectin offsets the development of diet-induced

obesity in rats. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2003, 100: 14217-14222.

Shrago E, Spennetta T and Gordon E. Fatty acid synthesis in human adipose tissue. J. Biol.

Chem. 1969, 244: 905-912.

Shrago E, Glennon J and Gordon E. Comparative aspects of lipogenesis in mammalian

tissues. Metabolism. 1971, 20: 54-62.

Siener R, Alteheld B, Terjung B, Junghans B, Bitterlich N, Stehle P and Metzner C.

Change in the fatty acid pattern of erythrocyte membrane phospholipids after oral

supplementation of specific fatty acids in patients with gastrointestinal diseases. Eur. J. Clin.

Nutr. 2010, 64: 410-418.

Simon D, Fagot-Campagna A, Eschwège E and Balkau B. Diabète: definition, dépistage et

épidémiologie. In traité de diabétologie, coordinateur Grimaldi A. Médecine-Sciences

Flammarion. 2005, 3-21.

Singer P, Shapiro H, Theilla M, Anbar R, Singer J and Cohen J. Anti-inflammatory

properties of omega-3 fatty acids in critical illness: novel mechanisms and an integrative

perspective. Intensive Care Med. 2008, 34: 1580-1592.

Smith SR, Lovejoy JC, Greenway F, Ryan D, deJonge L, de la Bretonne J, Volafova J

and Bray GA. Contributions of total body fat, abdominal subcutaneous adipose tissue

compartments, and visceral adipose tissue to the metabolic complications of obesity.

Metabolism. 2001, 50: 425-435.

Smith WL. Cyclooxygenases, peroxide tone and the allure of fish oil. Curr. Opin. Cell Biol.

2005, 17: 174-182.

Smith WL, Garavito RM and DeWitt DL. Prostaglandin endoperoxide H synthases

(cyclooxygenases)-1 and -2. J. Biol. Chem. 1996, 271: 33157-33160.


154

Soares AF, Guichardant M, Cozzone D, Bernoud-Hubac N, Bouzaïdi-Tiali N, Lagarde

M and Géloën A. Effects of oxidative stress on adiponectin secretion and lactate production

in 3T3-L1 adipocytes. Free Radic. Biol. Med. 2005, 38: 882-889.

Soares AF, Nosjean O, Cozzone D, D'Orazio D, Becchi M, Guichardant M, Ferry G,

Boutin JA, Lagarde M and Géloën A. Covalent binding of 15-deoxy-delta12,14-

prostaglandin J2 to PPARgamma. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005, 337: 521-525.

Soni KG, Lehner R, Metalnikov P, O'Donnell P, Semache M, Gao W, Ashman K,

Pshezhetsky AV and Mitchell GA. Carboxylesterase 3 (EC 3.1.1.1) is a major adipocyte

lipase. J. Biol. Chem. 2004, 279: 40683-40689.

Spector AA. Essentiality of fatty acids. Lipids. 1999, 34: S1-S3.

Sperling RI, Benincaso AI, Knoell CT, Larkin JK, Austen KF and Robinson DR. Dietary

omega-3 polyunsaturated fatty acids inhibit phosphoinositide formation and chemotaxis in

neutrophils. J. Clin. Invest. 1993, 91: 651-660.

Sprong H, Van Der Sluijs P and Van Meer G. How proteins move lipids and lipids move

proteins. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2001, 2: 504-513.

Starck KD & Holub BJ. Differential eicosapentaenoic acid elevations and altered

cardiovascular disease risk factor responses after supplementation with docosahexaenoic acid

in postmenopausal women receiving or not receiving hormone replacement therapy. Am. J.

Clin. Nutr. 2004, 79: 765-773.

Steppan CM & Lazar MA. Resistin and obesity-associated insulin resistance. Trends


Stillwell W, Jenski LJ, Crump FT and Ehringer W. Effect of docosahexaenoic acid on

mouse mitochondrial membrane properties. Lipids. 1997, 32: 497-506.

Stillwell W, Shaikh SR, Zerouga M, Siddiqui R and Wassall SR. Docosahexaenoic acid

affects cell signaling by altering lipid rafts. Reprod. Nutr. Dev. 2005, 45: 559-579.

Stith RD & Luo J. Endocrine and carbohydrate responses to interleukin-6 in vivo. Circ.

Shock 1994, 44: 210-215.

Storch S, Veerkamp JH and Hsu KT. Similar mechanisms of fatty acid transfer from

human and rodent fatty acid-binding proteins to membranes: liver, intestine, heart muscle and

adipose tissue FABPs. Mol. Cel. Biochem. 2002, 239: 25-33.


155

Storlien LH, Kraegen EW, Chisholm DJ, Ford GL, Bruce DG and Pascoe WS. Fish oil

prevents insulin resistance induced by high-fat feeding in rats. Science. 1987, 237: 885-888.

Straus DS & Glass CK. Cyclopentenone prostaglandins: new insights on biological activities

and cellular targets. Med. Res. Rev. 2001, 21: 185-210.

Stubbs CD & Smith AD. The modification of mammalian membrane polyunsaturated fatty

acid composition in relation to membrane fluidity and function. Biochem. Biophys. Acta.

1984, 779: 89-137.

Sugimoto Y, Tsuboi H, Okuno Y, Tamba S, Tsuchiya S, Tsujimoto G and Ichikawa A.

Microarray evaluation of EP4 receptor-mediated prostaglandin E2 suppression of 3T3-L1

adipocyte differentiation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004, 322: 911-917.

Tahin QS, Blum M and Carafoli E. The fatty acid composition of subcellular membranes of

rat liver, heart and brain: diet-induced modifications. Eur. J. Biochem. 1981, 121: 5-13.

Takahashi Y & Ide T. Effect of dietary fats differing in degree of unsaturation on gene

expression in rat adipose tissue. Ann. Nutr. Metab. 1999, 43: 86-97.

Taouis M, Dagou C, Ster C, Durand G, Pinault M and Delarue J. N-3 polyunsaturated

fatty acids prevent the defect of insulin receptor signaling in muscle. Am. J. Physiol.

Endocrinol. Metab. 2002, 282: E664-E671.

Tataranni PA & Ortega E. A burning question: does an adipokine-induced activation of the

immune system mediate the effect of overnutrition on type 2 diabetes? Diabetes. 2005, 54:

917-927.

Tchernof A. Visceral adipocytes and the metabolic syndrome. Nutr. Rev. 2007, 65: S24-S29.

Tilg H & Moschen AR. Adipocytokines: mediators linking adipose tissue, inflammation and

immunity. Nat. Rev. Immunol. 2006, 6: 772-783.

Tishinsky JM, Ma DW and Robinson LE. Eicosapentaenoic Acid and Rosiglitazone

Increase Adiponectin in an Additive and PPARgamma-Dependent Manner in Human

Adipocytes. Obesity. 2010 Sep 2. Sous presse.

Tjonahen E, Oh SF, Siegelman J, Elangovan S, Percarpio KB, Hong S, Arita M and

Serhan CN. Resolvin E2: identification and anti-inflammatory actions: pivotal role of human

5-lipoxygenase in resolving E series biosynthesis. Chem. Biol. 2006, 13: 1193-1202.


156

Todoric J, Löffler M, Huber J, Bilban M, Reimers M, Kadl A, Zeyda M, Waldhäusl W

and Stulnig TM. Adipose tissue inflammation induced by high-fat diet in obese diabetic mice

is prevented by n-3 polyunsaturated fatty acids. Diabetologia. 2006, 49: 2109-2119.

Tontonoz P, Hu E and Spiegelmen BM. Stimulation of adipogenesis in fibroblasts by

PPARγ2, a lipid-activated transcription factor. Cell. 1994, 79: 1147-1156.

Tontonoz P, Nagy L, Alvarez JG, Thomazy VA and Evans RM. PPARgamma promotes

monocyte/macrophage differentiation and uptake of oxidized LDL. Cell. 1998, 93: 241-252.

Törüner F, Akbay E, Cakir N, Sancak B, Elbeg S, Taneri F, Aktürk M, Karakoç A,

Ayvaz G and Arslan M. Effects of PPARgamma and PPARalpha agonists on serum leptin

levels in diet-induced obese rats. Horm. Metab. Res. 2004, 36: 226-230.

Trayhurn P & Wood IS. Adipokines: inflammation and the pleiotropic role of white adipose

tissue. Br. J. Nutr. 2004, 92: 347-355.

Tritos N & Mantzoros CS. Leptin: its role in obesity and beyond. Diabetologia. 1997, 40:

1371-1379.

Tsao TS, Lodish HF and Fruebis J. ACRP30, a new hormone controlling fat and glucose

metabolism. Eur. J. Pharmacol. 2002, 440: 213-221.

Tsigos C, Papanicolaou DA, Kyrou I, Defensor R, Mitsiadis CS and Chrousos GP. Dose-

dependent effects of recombinant human interleukin-6 on glucose regulation. J. Clin.


Vague J. La différence sexuelle, facteur déterminant des formes de l’obésité. Presse Med.

1947, 30: 339-340.

Valerio A, Cardile A, Cozzi V, Bracale R, Tedesco L, Pisconti A, Palomba L, Cantoni O,

Clementi E, Moncada S, Carruba MO and Nisoli E. TNF-alpha downregulates eNOS

expression and mitochondrial biogenesis in fat and muscle of obese rodents. J. Clin. Invest.

2006, 116: 2791-2798.

Vassaux G, Gaillard D, Ailhaud G and Négrel R. Prostacyclin is a specific effector of

adipose cell differentiation. Its dual role as a cAMP- and Ca(2+)-elevating agent. J. Biol.

Chem. 1992, 267: 11092-11097.

Vemuri M, Kelley DS, Mackey BE, Rasooly R and Bartolini G. Docosahexaenoic Acid

(DHA) But Not Eicosapentaenoic Acid (EPA) Prevents Trans-10, Cis-12 Conjugated Linoleic

Acid (CLA)-Induced Insulin Resistance in Mice. Metab. Syndr. Relat. Disord. 2007, 5: 315-

322.


157

Véricel E, Calzada C, Chapuy P and Lagarde M. The influence of low intake of n-3 fatty

acids on platelets in elderly people. Atherosclerosis. 1999, 147: 187-192.

Vicennati V, Vottero A, Friedman C and Papanicolaou DA. Hormonal regulation of

interleukin-6 production in human adipocytes. Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2002, 26:

905-911.

Villena JA, Roy S, Sarkadi-Nagy E, Kim KH and Sul HS. Desnutrin, an adipocyte gene

encoding a novel patatin domain-containing protein, is induced by fasting and

glucocorticoids: ectopic expression of desnutrin increases triglyceride hydrolysis. J. Biol.

Chem. 2004, 279: 47066-47075.

Vionnet N, Hani EH, Dupont S, Gallina S, Francke S, Dotte S, De Matos F, Durand E,

Leprêtre F, Lecoeur C, Gallina P, Zekiri L, Dina C and Froguel P. Genomewide search

for type 2 diabetes-susceptibility genes in French whites: evidence for a novel susceptibility

locus for early-onset diabetes on chromosome 3q27-qter and independent replication of a type

2-diabetes locus on chromosome 1q21-q24. Am J Hum Genet. 2000 67: 1470-1480.

Von Schacky C & Weber PC. Metabolism and effects on platelet function of the purified

eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids in humans. Clin. Invest. 1985, 76: 2446-2450.

Vozarova B, Weyer C, Hanson K, Tataranni PA, Bogardus C and Pratley RE.

Circulating interleukin-6 in relation to adiposity, insulin action, and insulin secretion. Obes.

Res. 2001, 9: 414-417.

Wang P, Renes J, Bouwman F, Bunschoten A, Mariman E and Keijer J. Absence of an

adipogenic effect of rosiglitazone on mature 3T3-L1 adipocytes: increase of lipid catabolism

and reduction of adipokine expression. Diabetologia. 2007, 50: 654-665.

Weisiger RA. Cytosolic fatty acid binding proteins catalyze two distinct steps in intracellular

transport of their ligands. Mol. Cel. Biochem. 2002, 239: 35-42.

Whitaker MO, Wyche A, Fitzpatrick F, Sprecher H and Needleman P. Triene

prostaglandins: prostaglandin D3 and icosapentaenoic acid as potential antithrombotic

substances. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979, 76: 5919-5923.

Wiegand RD & Anderson RE. Phospholipid molecular species of frog rod outer segment

membranes. Exp. Eye Res. 1983, 37: 159-173.

Williard DE, Kaduce TL, Harmon SD and Spector AA. Conversion of eicosapentaenoic

acid to chain-shortened omega-3 fatty acid metabolites by peroxisomal oxidation. J. Lipid

Res. 1998, 39: 978-986.


158

Xu J, Nakamura MT, Cho HP and Clarke SD. Sterol regulatory element binding protein-1

expression is suppressed by dietary polyunsaturated fatty acids. A mechanism for the

coordinate suppression of lipogenic genes by polyunsaturated fats. J. Biol. Chem. 1999, 274:

23577-23583.

Yahagi N, Shimano H, Hasty AH, Amemiya-Kudo M, Okazaki H, Tamura Y, Iizuka Y,

Shionoiri F, Ohashi K, Osuga J, Harada K, Gotoda T, Nagai R, Ishibashi S and Yamada

N. A crucial role of sterol regulatory element-binding protein-1 in the regulation of lipogenic

gene expression by polyunsaturated fatty acids. J. Biol. Chem. 1999, 274: 35840-35844.

Yamauchi T, Nio Y, Maki T, Kobayashi M, Takazawa T, Iwabu M, Okada-Iwabu M,

Kawamoto S, Kubota N, Kubota T, Ito Y, Kamon J, Tsuchida A, Kumagai K, Kozono

H, Hada Y, Ogata H, Tokuyama K, Tsunoda M, Ide T, Murakami K, Awazawa M,

Takamoto I, Froguel P, Hara K, Tobe K, Nagai R, Ueki K and Kadowaki T. Targeted

disruption of AdipoR1 and AdipoR2 causes abrogation of adiponectin binding and metabolic

actions. Nat. Med. 2007, 13: 332-339.

Yamauchi T, Kamon J, Waki H, Imai Y, Shimozawa N, Hioki K, Uchida S, Ito Y,

Takakuwa K, Matsui J, Takata M, Eto K, Terauchi Y, Komeda K, Tsunoda M,

Murakami K, Ohnishi Y, Naitoh T, Yamamura K, Ueyama Y, Froguel P, Kimura S,

Nagai R and Kadowaki T. Globular adiponectin protected ob/ob mice from diabetes and

ApoE-deficient mice from atherosclerosis. J. Biol. Chem. 2003, 278: 2461-2468.

Yamauchi T, Kamon J, Waki H, Terauchi Y, Kubota N, Hara K, Mori Y, Ide T,

Murakami K, Tsuboyama-Kasaoka N, Ezaki O, Akanuma Y, Gavrilova O, Vinson C,

Reitman ML, Kagechika H, Shudo K, Yoda M, Nakano Y, Tobe K, Nagai R, Kimura S,

Tomita M, Froguel P and Kadowaki T. The fat-derived hormone adiponectin reverses

insulin resistance associated with both lipoatrophy and obesity. Nat. Med. 2001, 7: 941-946.

Yang WS, Lee WJ, Funahashi T, Tanaka S, Matsuzawa Y, Chao CL, Chen CL, Tai TY

and Chuang LM. Weight reduction increases plasma levels of an adipose-derived anti-

inflammatory protein, adiponectin. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001, 86: 3815-3819.

Yehuda S, Rabinovitz S and Mostofsky DI. Essential fatty acids are mediators of brain

biochemistry and cognitive functions. J. Neurosci. Res. 1999, 56: 565-570.

Yerram NR, Moore SA and Spector AA. Eicosapentaenoic acid metabolism in brain

microvessel endothelium: effect on prostaglandin formation. J. Lipid Res. 1989, 30: 1747-

1757.


159

Yerram NR & Spector AA. Effects of omega-3 fatty acids on vascular smooth muscle cells:

reduction in arachidonic acid incorporation into inositol phospholipids. Lipids. 1989, 24: 594-

602.

Yorek MA, Bohnker RR, Dudley DT and Spector AA. Comparative utilization of n-3

polyunsaturated fatty acids by cultured human retinoblastoma cells. Biochim. Biophys. Acta.

1984, 795: 277-285.

Yu JG, Javorschi S, Hevener AL, Kruszynska YT, Norman RA, Sinha M and Olefsky

JM. The effect of thiazolidinediones on plasma adiponectin levels in normal, obese, and type

2 diabetic subjects. Diabetes. 2002, 51: 2968-2974.

Zerouga M, Stillwell W, Stone J, Powner A, Dumaual AC and Jenski LJ. Phospholipid

class as a determinant in docosahexaenoic acid’s effect on tumor cell viability. Anticancer

Res. 1996, 16: 2863-2868.

Zierath JR, Livingston JN, Thörne A, Bolinder J, Reynisdottir S, Lönnqvist F and

Arner P. Regional difference in insulin inhibition of non-esterified fatty acid release from

human adipocytes: relation to insulin receptor phosphorylation and intracellular signalling

through the insulin receptor substrate-1 pathway. Diabetologia. 1998, 41: 1343-1354.

Zhang Y, Proenca R, Maffei M, Barone M, Leopold L and Friedman JM. Positional

cloning of the mouse obese gene and its human homologue. Nature. 1994, 372: 425-432.

Annexes

160

Annexes

Lefils J, Géloën A, Vidal H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. Dietary DHA: time course of tissue uptake and effects on cytokine secretion in mice. Br. J. Nutr. 2010, 21: 1-9. Bernoud-Hubac N, Alam DA, Lefils J, Davies SS, Amarnath V, Guichardant M, Roberts LJ 2nd and Lagarde M. Low concentrations of reactive gamma-ketoaldehydes prime thromboxane-dependent human platelet aggregation via p38-MAPK activation. Biochim. Biophys. Acta. 2009, 1791:307-313.

Métabolisme et fonctions des acides gras oméga-3...

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