Microbiologie Alimentaire et Industrielle Thème

UNIVERSITE D’Oran Es Sénia

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

Mémoire présenté pour l’obtention du diplôme

Microbiologie Alimentaire et Industrielle

Pouvoir antagonistPouvoir antagonistPouvoir antagonistPouvoir antagonistvisvisvisvis----àààà----chez les souris chez les souris chez les souris chez les souris

Présenté

M. BELKHODJA. M Président de jury

M AOUES. A Examinateur

M. CHEKROUN. A Examinateur

M. BENSOLTANE. A Co

M. CHERIGUENE. A Rapporteur

Année universitaireAnnée universitaireAnnée universitaireAnnée universitaire

UNIVERSITE D’Oran Es Sénia FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

Mémoire présenté pour l’obtention du diplômeDE MAGISTER

ENENENEN


ThèmeThèmeThèmeThème

Pouvoir antagonistPouvoir antagonistPouvoir antagonistPouvoir antagonisteeee dedededessss probiotiquesprobiotiquesprobiotiquesprobiotiques----vis vis vis vis Salmonella typhimuriumSalmonella typhimuriumSalmonella typhimuriumSalmonella typhimuriumchez les souris chez les souris chez les souris chez les souris NMRINMRINMRINMRI SWISSSWISSSWISSSWISS

Présenté Par Melle : MENAD Nadjet

Devant le Jury composé de :

Président de jury Professeur U. Es Sénia Oran

Examinateur Professeur U. Es Sénia Oran

Examinateur MC. A

Co-Rapporteur Professeur U. Es Sénia Oran

Rapporteur MC. A U.Mostaganem

Année universitaireAnnée universitaireAnnée universitaireAnnée universitaire : : : : 2009/2010

Mémoire présenté pour l’obtention du diplôme


probiotiquesprobiotiquesprobiotiquesprobiotiques Salmonella typhimuriumSalmonella typhimuriumSalmonella typhimuriumSalmonella typhimurium

SWISSSWISSSWISSSWISS

Professeur U. Es Sénia Oran


U. Es Sénia Oran


MC. A U.Mostaganem

2009/2010

Remerciement Au nom de dieu clément et miséricordieux, grâce lui est faite pour avoir

permis à notre peuple de recouvrir son existence à travers les nations et

nous avoir guidé de l’obscure vers la luminescence.

Certes, le développement exige à la fois la récupération des richesses

naturelles, leur valorisation, l’établissement de bases industrielles et le

relèvement des niveaux de formation, cette épargne collective implique des

efforts et des sacrifices de chacun de nous.

Tous d’abord je remercie DIEUDIEUDIEUDIEU de m’avoir donnée la force et le courage de

terminer mes études.

Ce travail a été réalisé au laboratoire de l'institut national de la médecine

vétérinaire région de Mostaganem. Et au laboratoire: groupe avicole de

l’ouest « ORAVIO » de Mostaganem sous la direction de Monsieur

CHERIGUENE Abderrahim maître de conférence classe A à l’université

d’Abdalhamid Ibn Badis dont je ne saurais taire les qualités humaines et

pédagogiques, ni surtout l’immense compétence scientifique. La quintessence

de mes remerciements ne sera jamais que fadeur à la fierté que

j’éprouve d’avoir pu travaillé dans son équipe.

Que Monsieur BENSOLTANE Ahmed Professeur à l’université d’Es Sénia

Oran trouve ici mes sincères remerciements pour m’avoir guidée pour le

savoir scientifique qu’il n’a cessé de me prodiguer.

Que Monsieur BELKHODJA Moulay Professeur à l’université d’Es Sénia

Oran, soit assuré de ma profonde reconnaissance pour l’honneur qu’il me fait

d’avoir accepter de présider le jury de ce mémoire.

J’adresse mes sincères remerciements à Monsieurs AOUES Professeur à

l’université d’Es Sénia Oran et CHEKROUN Abdellah maîtres de conférences

classe A à l’université d’Es Sénia Oran pour l’honneur qu’ils me font en

acceptant de juger ce travail.

Mes plus vifs remerciement vont également à Monsieur NEMICHE maître de

conférence classe A à l’université d’Abdalhamid Ibn Badis qui m'a aidé toute

la période de mon stage.

A tous, merci du fond du cœur

A tous ceA tous ceA tous ceA tous ceux que j’aimeux que j’aimeux que j’aimeux que j’aime

Je dédie ce mémoireJe dédie ce mémoireJe dédie ce mémoireJe dédie ce mémoire

Les abréviaLes abréviaLes abréviaLes abrévia

Lb delbrueckii ssp bulgaricus

Lb paracasei : Lactobacillus paracasei

Lb acidophilus : Lactobacillus

S.thermophilus : Streptococcus thermophilus

ml : millilitre.

PBS : phosphate buffer saline.

MRS : Man, Rogosa, Sharpe.

Fig : figure.

°C : degré Celsius.

UFC : unité forma colonie.

Les abréviaLes abréviaLes abréviaLes abréviatiotiotiotionsnsnsns ::::

Lb delbrueckii ssp bulgaricus : Lactobacillus delbrueckii sous espèce bulgaricus

paracasei.

Lactobacillus acidophilus.

Streptococcus thermophilus.

: phosphate buffer saline.

: Man, Rogosa, Sharpe.

Lactobacillus delbrueckii sous espèce bulgaricus.

Liste deListe deListe deListe des s s s Figure 01: Coupe transversale de la paroi du tube digestif.Figure 02: Représentation schématique générale de la structure de l’épithélium digestif.Figure 03: (A) : L’entérocyte, (B) Figure 04: Les cellules caliciformes. Figure 05: Les différents éléments de l’estomac humain.Figure 06: Les différentes parties de l’intestin grêle.Figure 07: La rate. Figure 08: Composition de la microflore digestive humaine.Figure 09: Vue générale sur la microflore du côlon humain. Figure 10: Représentation schématique des différentes étapes de la pathogénie après infection orale par

salmonella. Figure 11: Pathogénie de la diarrhée. Figure 12: Formation de pores à travers la membrane cytoplasmique. Figure 13: Adhésion de Lactobacillus bulgaricusFigure 14: Fermentation du glucose par la voie du bifidFigure 15: Schéma illustrant l’interaction

cellule immunitaire Figure 16: La mise en lots des souris testées.Figure 17: Antagonisme in vivo

acidophilus, Lb paracaseityphimurium lors d’un traitement préventif et thérapeutique

Figure 18: La coloration des tissus.Figure 19: Observation macroscopique des colonies isolées sur milieu Columbia modifié.Figure 20: Observation microscopique de la bactérie isolée après coloration de Gram (×100).Figure 21: L’antibiogramme de la bactérie isolé.Figure 22: Le profil fermentaires des glucides de Figure 23: Les trois souches de Lactobacillus spFigure 24: L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des 6 Lots pendant la duré

d’expérience. Figure 25: Le pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des souris testées.Figure 26: Degré d’implantation des souches

souris de 6 Lots sacrifiées durant et après 14 joursprobiotiques.

Figure 27: Evolution de Salmonella typhimuriumFigure 28: Le pourcentage de Salmonella typhimuriumFigure 29: Taux de Salmonella typhimurium Figure 30: Taux des coliformes totaux au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours.Figure 31: Taux de mortalité des souris infectées par

l’expérience. Figure 32: Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot témoin

Lot 5 (x100). Figure 33: Foie d’une souris du Lot témoinFigure 34: Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5 (x100).Figure 35: Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot

(x100).

s s s s figuresfiguresfiguresfigures :::: Coupe transversale de la paroi du tube digestif. Représentation schématique générale de la structure de l’épithélium digestif.

: Détail de la partie apicale des cellules épithélialeses caliciformes.

Les différents éléments de l’estomac humain. Les différentes parties de l’intestin grêle.

Composition de la microflore digestive humaine. Vue générale sur la microflore du côlon humain. Représentation schématique des différentes étapes de la pathogénie après infection orale par

Pathogénie de la diarrhée. Formation de pores à travers la membrane cytoplasmique.

Lactobacillus bulgaricus à l'épithélium intestinal. Fermentation du glucose par la voie du bifid-shunt. Schéma illustrant l’interaction entre les composants bactériens (Lactobacillus grasseri

TLR, Toll-like receptor. La mise en lots des souris testées.

in vivo de 3 espèce du genre Lactobacillus (Lb delbrueckii ssp bulgaricussacidophilus, Lb paracasei) seul ou en association avec Bifidobacterium sp

lors d’un traitement préventif et thérapeutique. La coloration des tissus. Observation macroscopique des colonies isolées sur milieu Columbia modifié.Observation microscopique de la bactérie isolée après coloration de Gram (×100).L’antibiogramme de la bactérie isolé. Le profil fermentaires des glucides de la bactérie isolé.

Lactobacillus sp utilisés dans notre étude. L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des 6 Lots pendant la duré

Le pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des souris testées.Degré d’implantation des souches probiotiques au niveau des différents organes digestifs de

souris de 6 Lots sacrifiées durant et après 14 jours d’administration de ces souches

Salmonella typhimurium et les coliformes totaux dans les crottes des souris testées.Salmonella typhimurium dans les crottes des souris testées.

Salmonella typhimurium au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours.Taux des coliformes totaux au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours.Taux de mortalité des souris infectées par Salmonella typhimurium pendant 14 jours de

Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot témoin, Lot 1

Foie d’une souris du Lot témoin, Lot 1 (x40). Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5 (x100).Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot

Représentation schématique générale de la structure de l’épithélium digestif. Détail de la partie apicale des cellules épithéliales.

Représentation schématique des différentes étapes de la pathogénie après infection orale par

à l'épithélium intestinal.

Lactobacillus grasseri) et la

Lb delbrueckii ssp bulgaricuss, Lb Bifidobacterium sp envers Salmonella

Observation macroscopique des colonies isolées sur milieu Columbia modifié. Observation microscopique de la bactérie isolée après coloration de Gram (×100).

L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des 6 Lots pendant la duré

Le pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des souris testées. au niveau des différents organes digestifs de

d’administration de ces souches

et les coliformes totaux dans les crottes des souris testées. dans les crottes des souris testées.

au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours. Taux des coliformes totaux au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours.

pendant 14 jours de

Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4,

Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5 (x100). Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot témoin, Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5

Liste des tableauxListe des tableauxListe des tableauxListe des tableaux

Tableau 01: Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la microflore.Tableau 02: Liste des différents agents et fréquence de rapportage dans les TIA déclarées en 2007.Tableau 03: Tableau récapitulatif des principales causes de t

d’incubation, des symptômes et des produits à risque. Tableau 04: Aperçu des épisodes de Tableau 05: Bactériocines produites par les bactéries lactiques.Tableau 06: Les micro-organismes Tableau 07 : Les différentes espèces du genre lactobacillus utilisés.Tableau 08: Différenciation de quelques espèces de

des sucres. Tableau 09: Principaux critères utilisés pour la sélection des souches probiotiques.Tableau 10 : Quelques souches probiotiques commerciales utilisées en santé humaine.Tableau 11: Effets des bifidobactéries aux différents stades du cancer. Tableau 12: Études in vitro, in vivo

probiotiques. Tableau 13: Origine des différentes souches étudiées.Tableau 14: Les dilutions utilisées pour l’ensemencement des différents milieux de culture spécifiques.Tableau 15: Profil fermentaire des sucres obtenu avec la souche étudiée.

Liste des tableauxListe des tableauxListe des tableauxListe des tableaux ::::

Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la microflore.Liste des différents agents et fréquence de rapportage dans les TIA déclarées en 2007.Tableau récapitulatif des principales causes de toxi-infections alimentaires, du temps

d’incubation, des symptômes et des produits à risque. Aperçu des épisodes de Salmonella en 2007. Bactériocines produites par les bactéries lactiques.

organismes considérés comme probiotiques. es différentes espèces du genre lactobacillus utilisés.

Différenciation de quelques espèces de Bifidobacterium sp grâce à la fermentation spécifique

Principaux critères utilisés pour la sélection des souches probiotiques.Quelques souches probiotiques commerciales utilisées en santé humaine.Effets des bifidobactéries aux différents stades du cancer.

in vivo et cliniques récentes sur les effets immuno-modulateurs des

Origine des différentes souches étudiées. Les dilutions utilisées pour l’ensemencement des différents milieux de culture spécifiques.Profil fermentaire des sucres obtenu avec la souche étudiée.

Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la microflore. Liste des différents agents et fréquence de rapportage dans les TIA déclarées en 2007.

infections alimentaires, du temps

grâce à la fermentation spécifique

Principaux critères utilisés pour la sélection des souches probiotiques. Quelques souches probiotiques commerciales utilisées en santé humaine.

modulateurs des

Les dilutions utilisées pour l’ensemencement des différents milieux de culture spécifiques.

SommaireSommaireSommaireSommaire

Résumé Introduction PARTIE.1.Données bibliographiquesCHAPITRE .1. Tube digestif et leurs microflores1. Tube digestif et leurs microflores……………………………………………………………………………………

1.1. Introduction………………………………………………………………………………………………………………1.2. Le tube digestif……………………………………………………………………………………………………

1.2.1. L’architecture du tube digestif1.2.1.1. La paroi digestive…………………………………………………………………

1.2.1.1.1. La séreuse……………………………………………………………1.2.1.1.2. La musculeuse1.2.1.1.3. La sous-muqueuse1.2.1.1.4. La muqueuse

1.2.1.1.4.1. La m1.2.1.1.4.2. La l1.2.1.1.4.3. L’épithélium

1.2.1.1.4.3.1. Les 1.2.1.1.4.3.2. Les villosités

1.2.1.2. Les cellules épithéliales1.2.1.2.1. L’entérocyte1.2.1.2.2. Les cellules caliciformes1.2.1.2.3. Les cellules endocrines1.2.1.2.4. Les cellules de paneth1.2.1.2.5. Les plaques de peyer

1.2.2. Les différents organes du tube digestif1.2.2.1. Estomac……………………………………………………………………………………

1.2.2.1.1. Zone œsophagienne1.2.2.1.2. Zone cardiale1.2.2.1.3. Zone fundique1.2.2.1.4. Zone pylorique

1.2.2.2. Intestin…………………………………………………1.2.2.2.1. Intestin grêle1.2.2.2.2. Le cæcum………………1.2.2.2.3. Le côlon………………………

1.2.2.3. Le foie……………………………………………………………………………………………………………………………………….1.2.2.4. La rate…………………………………………………………………………………………………………………………………..

1.3. La microflore digestive……………………………………………………………………………………………………1.3.1. Généralités……………………………………………………………………………………………………………1.3.2. Les facteurs d’influence de la microflore

1.3.2.1. Les facteurs intrinsèques1.3.2.1.1. La flore maternelle1.3.2.1.2. La compétition inter1.3.2.1.3. La physiologie de l’hôte

1.3.2.2. Les facteurs extrinsèques1.3.2.2.1. Les facteurs de l’environnement1.3.2.2.2. L’alimentation1.3.2.2.3. La médication (l’effet des

1.3.3. Localisation de la microflore digestive1.3.3.1. Localisation selon les facteurs digestifs environnants

SommaireSommaireSommaireSommaire ::::

bibliographiques CHAPITRE .1. Tube digestif et leurs microflores

……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………..1.2.1. L’architecture du tube digestif…………………………………………………………………………………………………………….

……………………………………………………………………..…………………………………………………………………………………………………………….……………………………………………

1.2.1.1.2. La musculeuse……………………………………………………..…………………………………………………muqueuse…………………………………………………………………………………………

1.2.1.1.4. La muqueuse……………………………………………………………………………………………muscularis mucosae……………………………………………………lamina propria…………………………………………………………….pithélium de type monostratifié……………………….……………………………………

1.2.1.1.4.3.1. Les crypte.………………………………..……………………………………………1.2.1.1.4.3.2. Les villosités…………………………………………………………………

1.2.1.2. Les cellules épithéliales……………………………………………………………………………………1.2.1.2.1. L’entérocyte……………………………………………………………………………………1.2.1.2.2. Les cellules caliciformes……………………………………………………………………………1.2.1.2.3. Les cellules endocrines………………………………………………………………………1.2.1.2.4. Les cellules de paneth…………………………………………………………………1.2.1.2.5. Les plaques de peyer……………………………………………………………………

1.2.2. Les différents organes du tube digestif…………………………………………………………………………………………..………………………………………………………………………………………….………………………………………..

1.2.2.1.1. Zone œsophagienne…………………………………………………………………………………………………..1.2.2.1.2. Zone cardiale……………………………………………………….……………………………………………………..1.2.2.1.3. Zone fundique…………………………………………………………………………………………………………….1.2.2.1.4. Zone pylorique…………………………………..………………………………………………………………………

…………………………………………………….………………………………………………………………………………1.2.2.2.1. Intestin grêle…………………………..………………………………………………………………………………….

…………………….…….………………………………………………………………………………………..…………………………….………………………………………………………………………………………..

………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………………………………………..……………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………1.3.2. Les facteurs d’influence de la microflore……………………………………………………..

1.3.2.1. Les facteurs intrinsèques……………………………………………………………………………………………………...1.3.2.1.1. La flore maternelle………………………………………………………..…………………………………………..1.3.2.1.2. La compétition inter-microbienne………………………………………………………………………….1.3.2.1.3. La physiologie de l’hôte………………………………………………………………………………

extrinsèques……………………………………………………………………………………1.3.2.2.1. Les facteurs de l’environnement…………………………………………………1.3.2.2.2. L’alimentation…………………………………………………………………………1.3.2.2.3. La médication (l’effet des antibiotiques)…..………………………………………………

1.3.3. Localisation de la microflore digestive…………………………………………………………………………1.3.3.1. Localisation selon les facteurs digestifs environnants……………………………………

………………………………………………………………………………………..…………………………... 1 ………………………………………………………………………………………………………………….……………………………….. 1

…..…………………………………….. 1 …………………………………………. 1

………………………………………….… 1 …………………………………………….…. 1

………………………………………………….…. 1 ………………………………………………………………………………………….………..… 2

…………………………………………………………………………………………………….…………. 2 ucosae………………………………………………………………………….………. 2

………….………………………….… 2 ……………………………………... 2

…………………………………………….……. 2 ……………………………………………………………………………….... 2

………………………………………………………………………………………….……………… 2 ………………………………………………………………………………………………………………… 2

…………………………………………………………………………………………… 3 …………………………………………………………………………………………….. 4

……………………………………………………………………….……………………… 4 …………………………………. 4 ………………………………….. 4

……………………………………….. 4 …………………………………………….. 5

…………………………………………………….. 5 ………………………………………………………………. 5

……………………………………………………………………… 5 ……………………………………………………………………………… 5

…………………………………………………………………………………. 5 ……………………………………………………………………………………….. 6 ……………………………………………………………………………………….. 6

…………………………………………………………………………………………………………………………………. 6 …………………………………………………………………………………………………………………………..…. 6 …………………………………………………………………………………………………………………………………. 7

………………………………………………………………………………………………………………..…………………………… 7 …..……………………………….. 7 …………………………………... 8

………………………………………….. 8 ………………………………………. 8

……………………………………………………………………………………..…….. 8 …………………………………………………………………………………………..……………… 8

………………………………………………………….………………………. 8 …………………………………………………………………………….…………………………….. 8

…..……………………………………………………….….. 9 ……………………………………………………………………………..………….. 9

………………………………………..………………… 9

1.3.3.1.1. La température1.3.3.1.2. Le potentiel d'oxydoréduction1.3.3.1.3. Le pH…………………………………………………………………………………1.3.3.1.4. Le transit alimentaire

1.3.3.2. Localisation selon les segments digestifs1.3.4. Fonction de la microflore d

1.3.4.1. Actions sur les caractéristiques

1.3.4.2. Rôle physiologique1.3.4.3. Stimulation du système immunitaire

CHAPITRE.2. Infections digestives d’o2. Infections digestives d’origine bactérienne et l’activité antagoniste des probiotiques

2.1. Introduction………………………………………………………………………………………………………………………………………………2.2. Les infections digestives d’origine bactériennes

2.2.1. Définition…………………………………………………………………………………………………………………………………2.2.2. Les différentes infections

2.2.2.1. Salmonellose……………………………………………………………………………………………………2.2.2.1.1. La gastro-entérite

2.2.2.1.1.1. Définition2.2.2.1.1.2. Classification2.2.2.1.1.3. Mode de contamination

2.2.2.1.1.3.1. L2.2.2.1.1.3.2. L2.2.2.1.1.3.3. A2.2.2.1.1.3.4. L

2.2.2.1.1.4. Le développement de la maladie2.2.2.1.1.4.1. P2.2.2.1.1.4.2. I2.2.2.1.1.4.3. D2.2.2.1.1.4.4. G

2.3. L’activité antagoniste des probiotiques2.3.1. Généralités……………………………………………………………………………………………………………2.3.2. Nature des substances antagonistes

2.3.2.1. Les substances d’origine non protéiques2.3.2.1.1. Les acides organiques2.3.2.1.2. Les antibiotiques2.3.2.1.3. Le peroxyde d’2.3.2.1.4. Le dioxyde d2.3.2.1.5. Le diacétyle

2.3.2.2. Les substances protéiques (bactériocines)2.3.3. Autres critères ont un effet antagoniste2.3.4. Actions sur l’anatomie du tube digestif

CHAPITRE.3. Les probiotiques 3. Les probiotiques……………………………………………………………………………………………………………………………………………

3.1. Définition…………………………………………………………………………………………………………………………………………………3.2. Les microorganismes probiotiques

3.2.1. Les bactéries lactiques…………………………………………………………………………………………………………………3.2.1.1. Le genre lactobacillu

3.2.2. Les bifidobactéries……………………………………………………………………………………………………………………3.2.2.1. Habitat naturel des bifidobactéries3.2.2.2. Morphologie cellulaire3.2.2.3. Les différentes espèces de Bifidobactérium3.2.2.4. Sensibilité a l’oxygène3.2.2.5. Tolérance a l’acidité et a la

1.3.3.1.1. La température………………………………………………………………………………Le potentiel d'oxydoréduction………………………………………………

……………………………………………………………………………………….…………………………………..Le transit alimentaire…………………………………………………….…………………………………………

1.3.3.2. Localisation selon les segments digestifs…………………………..……………………………………………Fonction de la microflore digestive……………………………………………………………………………………………

1.3.4.1. Actions sur les caractéristiques physico-chimiques du tube digestif

Rôle physiologique…………………………………………………………………………………………………1.3.4.3. Stimulation du système immunitaire…………………………………………………………………

d’origine bactérienne et l’activité antagoniste des probiotiquesactérienne et l’activité antagoniste des probiotiques

………………………………………………………………………………………………………………………………………………2.2. Les infections digestives d’origine bactériennes………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………………………………………2.2.2. Les différentes infections d’origine bactérienne……………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………entérite…………………………………………………………………………….

2.2.2.1.1.1. Définition…………………………………………………………..……………………………………………2.2.2.1.1.2. Classification……………………………………..……………………………………………………………2.2.2.1.1.3. Mode de contamination………………………………………………………

2.2.2.1.1.3.1. La contamination interhumaine……………………………2.2.2.1.1.3.2. La contamination par les aliments……….………………2.2.2.1.1.3.3. Animaux familiers……….………………………………………..2.2.2.1.1.3.4. Les vecteurs……………………………………………………………

2.2.2.1.1.4. Le développement de la maladie………………………………………………2.2.2.1.1.4.1. Phase d’adhésion des salmonelles…………………………2.2.2.1.1.4.2. Invasion des entérocytes………………………………………2.2.2.1.1.4.3. Dissémination systémique………………………………2.2.2.1.1.4.4. Genèse des signes cliniques……………………………

2.2.2.1.1.4.4.1. La diarrhée………………………………………2.2.2.1.1.4.4.2. Le choc…………………………………………………2.2.2.1.1.4.4.3. L’avortement……………………………………..

2.3. L’activité antagoniste des probiotiques……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

2.3.2. Nature des substances antagonistes………………………………………………………………2.3.2.1. Les substances d’origine non protéiques……………………………………………..

rganiques…………………………………………………………….ntibiotiques……………………………………………………………………………………

eroxyde d’hydrogène et l’ion superoxyde…………………………………de carbone CO2………………………………………………………………

iacétyle et L'acétaldéhyde…………………………………………………………………2.3.2.2. Les substances protéiques (bactériocines)……………………………………………………

2.3.3. Autres critères ont un effet antagoniste…………………………………………………………………………………………Actions sur l’anatomie du tube digestif……………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

microorganismes probiotiques……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

lactobacillus………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

3.2.2.1. Habitat naturel des bifidobactéries………………………………………………………………………3.2.2.2. Morphologie cellulaire…………………………………………………………………………………………………3.2.2.3. Les différentes espèces de Bifidobactérium…………………………………………………………………3.2.2.4. Sensibilité a l’oxygène………………………………………………………………………………………………………3.2.2.5. Tolérance a l’acidité et a la température……………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………….……….…………… 9 …………………………………………………….……………..…………… 9

………………………………….. 10 ………………………………………… 10

………………………………………………. 10 ……………………………………………………………………………………………….…... 11

chimiques du tube digestif……………………………….… 11

…………………………………………………………………………………………………..…….…….. 12 ……………………………………………………………………….………… 12

actérienne et l’activité antagoniste des probiotiques actérienne et l’activité antagoniste des probiotiques……………………..… 13

………………………………………………………………………………………………………………………………………………….. 13 ………………………………………………………………………………….….. 14

……………………………………………………………………………………………………………………………………….……… 14 …………………………………………………………………………….. 15

……………………………………………………………………………………………………………………………….. 15 ……………….……………………….. 16 …………………………………………… 16

…………………………………………………………… 16 ……………………………………………………………………..…….. 17

………………….…………….……… 17 ……….…………………………………….. 17

………………..……………………. 18 ……………………………….….. 18

……………………………………………………………..…. 18 …………………………………………….…. 18

……………………………………….. 18 ystémique………………………………………………………….. 18

……………………………………………… 19 ………………………………………………………….….. 19

………………………………………………………………………. 20 ………………..……………………..… 20

………………………………………………………………………..………………………... 20 ……………………………………………………………………………………………………………..………………………… 20

…………………………………………………………………………………………….… 21 …..………………………..…… 21

……….………………………….……… 21 …………………………………………………………………………………….………………… 21

……………………………………………………..… 22 ……………………………………………………………….……………………… 22

……………………………………………………………………..…………… 22 …………………………………………………………….…………… 22

………………………………………………………………………………………… 25 ……………………………………………….. 26

……………………………………………………………………………………………………………………………………………….… 27

…………………………………………………………………………………………………………………………………………………….… 27 ………………………………………………………………………………………………………….… 27

……………………………………………………………………………………………………………………….… 27 ………………………………………………………………………………………………………….… 28

…………………………………………………………………………………………………………………………… 29 ……………………………………………………………………………..……… 29

……………………………………………………………………………………………………….… 29 ……………………………………………………………………..… 30

…………………………………………………………………………………………………………… 30 …………………………………………………………………………….. 30

3.2.2.6. Les besoins en acides amines3.2.2.7. Métabolisme glucidique3.2.2.8. Les besoins en vitamines3.2.2.9. La résistance aux différents antibiotiques3.2.2.10. Différents types de facteurs bifidigènes

3.2.3. Les différentes levures………………………………………………………………………………………………………………3.2.4. Les autres bactéries sporulées

3.3. Critères de sélection des souches probiotiques3.3.1. Critères de sécurités…………………………………………………………………………………………………………………………

3.3.1.1. Désignation du genre/espèce/souche3.3.1.2. Innocuité de souches probiotiques3.3.1.3. Dépistage des probiotiques potentiels par des tests 3.3.1.4. Etudes in vivo sur des animaux et humains3.3.1.5. Allégations-sante et marque du produit

3.3.2. Critères d'ordre technologique3.3.2.1. Croissance sur milieu lait3.3.2.2. Fiabilité pendant le processus3.3.2.3. Resistance aux phages3.3.2.4. Bonnes propriétés de flaveur et de texture3.3.2.5. Stabilité dans le produit au cours du stockage

3.4. formes vectrices des probiotiques a l’état vivant3.4.1. Les aliments fermentés……………………………………………………………………………………………………..………

3.4.1.1. Les produits laitiers3.4.1.2. Les produits carnés

3.4.2. Les aliments non ferment3.4.3. Les encapsulations……………………………………………………………………………………………………………………

3.5. Effet des probiotiques sur la sante humaine3.5.1. Les probiotiques ont un rôle 3.5.2. Les probiotiques ont un r

3.5.2.1. Traitement des diarrhées3.5.2.1.1. Traitements des diarrhées infantiles3.5.2.1.2. Traitement des diarrhées dites du voyageur3.5.2.1.3. Traitement de

3.5.2.2. Activité anti cancérigène3.5.2.3. Effet sur l’intolérance au lactose3.5.2.4. Effet sur la constipation3.5.2.5. Effet sur la perméabilité intestinale3.5.2.6. Effet sur la motilité de l’intestin3.5.2.7. Effet hypocholestérolémiant3.5.2.8. Effet sur les allergies3.5.2.9. Effet immuno-stimulateur

3.5.2.9.1. Ils ont un effet sur de défense non spécifique

3.5.2.9.2. Ils ont un effet sur les cellules impliquées dans les mécanismes de réponse immunitaire spécifique

3.6. Combinaison des souches probiotiques PARTIE.2.Expérimentation CHAPITRE .4. Matériels et méthodes4. Matériels et méthodes………………………………………………………………………………………………………………………………

4.1. Nature et origine des souches…………………………………………………………………………………………………………4.1.1. Les souches probiotiques…………………………………………………………………………………….…………………

4.1.1.1. La souche isolée………………………………………………………………………………………………………….…4.1.1.2. Les souches de références

4.1.2. La souche pathogène………………………………………………………………………………………………………………4.2. Procédures de contrôle de l’identité

4.2.1. Identité de la souche de Bifidobactérium 4.2.1.1. La pré-identification

3.2.2.6. Les besoins en acides amines…………………………………………………………………………………………3.2.2.7. Métabolisme glucidique…………………………………………………………………………………………………3.2.2.8. Les besoins en vitamines……………………………………………………………………………………………3.2.2.9. La résistance aux différents antibiotiques……………………………………………………………………3.2.2.10. Différents types de facteurs bifidigènes……………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………………3.2.4. Les autres bactéries sporulées……………………………………………………………………………………………………

3.3. Critères de sélection des souches probiotiques…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

3.3.1.1. Désignation du genre/espèce/souche………………………………………………………………………………3.3.1.2. Innocuité de souches probiotiques………………………………………………………………………………3.3.1.3. Dépistage des probiotiques potentiels par des tests in vitro……………………………………

sur des animaux et humains……………………………………………………………………sante et marque du produit…………………………………………………………………………

3.3.2. Critères d'ordre technologique……………………………………………………………………………………………………3.3.2.1. Croissance sur milieu lait……………………………………………………………………………………………3.3.2.2. Fiabilité pendant le processus………………………………………………………………………………………3.3.2.3. Resistance aux phages……………………………………………………………………………………………………3.3.2.4. Bonnes propriétés de flaveur et de texture………………………………………………………………3.3.2.5. Stabilité dans le produit au cours du stockage……………………………………………………………

formes vectrices des probiotiques a l’état vivant………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..………

3.4.1.1. Les produits laitiers……………………………………………………………………..………………………………s…………………………………………………………………………………………………..……

3.4.2. Les aliments non fermentés……………………………………………………………………………….……………………………………………………………………………………………………………………………………

probiotiques sur la sante humaine……………………………………………………………………………………ôle nutritionnel……………………………………………………………………………

rôle thérapeutique………………………………………………………………………Traitement des diarrhées…………………………………………………………………………………………

3.5.2.1.1. Traitements des diarrhées infantiles……………………………………………………………3.5.2.1.2. Traitement des diarrhées dites du voyageur………………………………………3.5.2.1.3. Traitement de diarrhées consécutives a une antibiothérapie

3.5.2.2. Activité anti cancérigène…………………………………………………………………………………………………3.5.2.3. Effet sur l’intolérance au lactose…………………………………………………………………………………

constipation………………………………………………………………….………………………3.5.2.5. Effet sur la perméabilité intestinale…………………………………………………………………3.5.2.6. Effet sur la motilité de l’intestin…………………………………………………………………

hypocholestérolémiant……………………………………………………………………………………………allergies…………………………………………………………………………………..…………………

stimulateur……………………………………………………………………………………………3.5.2.9.1. Ils ont un effet sur les cellules immunitaires impliquées dans des mécanismes

de défense non spécifique (l’immunité innée)…………………………………………………….3.5.2.9.2. Ils ont un effet sur les cellules impliquées dans les mécanismes de réponse

immunitaire spécifique……………………………………………………….……………………………………souches probiotiques……………………………………………………………………………………………………

CHAPITRE .4. Matériels et méthodes ………………………………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………

………………………………………………………………………………………………………….…4.1.1.2. Les souches de références……………………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………………4.2. Procédures de contrôle de l’identité des souches utilisées……………………………………………………

Bifidobactérium sp……………………………………………………………………identification……………………………………………………………………………………………..…

………………………………………………………………………………………………. 30 ……………………………………………………………………………………………………….. 30 …………………………………………………………………………………………………..… 32

…………………………………………………………………………. 32 …………………………………………………………………………… 32

…………………………………………………………………………………………………………………..… 32 …………………………………………………………………………………………………….…. 32

…………………………………………………………………………………… 32 ………………………………………………………………………………………………………………………… 33

………………………………………………………………………………..… 33 ……………………………………………………………………………………... 33

………………………………………….… 33 ……………………………………………………………………………. 33

……………………………………………………………………………….... 34 …………………………………………………………………………………………………………… 34 ………………………………………………………………………………………………….…. 34

……………………………………………………………………………………………... 34 ………………………………………………………………………………………………………….. 34

…………………………………………………………………..…… 34 ………………………………………………………………….. 35

………………………………………………………………………………… 35 ……………………………………………………………………………………………………..………….… 35

……………………………………………………………………..…………………………………..…… 35 …………………………………………………………………………………………………..…………… 35

……………………………………………………………………………….…………………..……… 35 ………………………………………………………………………………………………………………………….. 35

……………………………………………………………………………………..… 36 …………………………………………………………………………………… 37

………………………………………………………………………………… 37 ……………………………………………………………………………………………………… 37

……………………………………………………………………… 37 ……………………………………………….………… 37

diarrhées consécutives a une antibiothérapie………………………………… 37 …………………………………………………………………………………………………….… 38

……………………………………………………………………………………..…… 38 ………………………………………………………………….………………………………………… 39

……………………………………………………………………..………………… 39 ……………………………………………………………………………………………… 39

……………………………………………………………………………………………….. 39 …………………………………………………………………………………..………………………… 39

…………………………………………………………………………………………….……… 40 mpliquées dans des mécanismes

……………………………………….……….40

3.5.2.9.2. Ils ont un effet sur les cellules impliquées dans les mécanismes de réponse ……………………………………

40

…………………………………………………………………………………………………… 43

…………………………………………………………………………………………………………………………………..…… 44 ……………………………………………………………………………………………………………..……… 44 …………………………………………………………………………………….……………………….……… 44

………………………………………………………………………………………………………….……….……… 44 ………………………………………………………………………………………………….……… 45

…………………………………………………………………………………………………………………….……… 45 ……………………………………………………….…………… 45

………………………………………………………………………….………… 45 ……………………………………………………………………………………………..…………………… 45

4.2.1.2. La purification……………………………………………………………………………………………….………4.2.1.3. Effet de pH…………………………………………………………………………………………………………………4.2.1.4. Effet de température4.2.1.5. L’antibiogramme……………………………………………………………………………………………………4.2.1.6. Test de la fermentation des sucres

4.2.2. Identité les trois souches de 4.2.3. Identité de la souche pathogène (

4.3. Animaux d’expérience…………………………………………………………………………………………………..………………4.3.1. Les souris conventionnelles4.3.2. La mise en lots des animaux4.3.3. Contrôle de l’axénie des souris

4.3.3.1. La recherche des coliformes totaux4.3.3.2. La recherche de Salmonella 4.3.3.3. La recherche de la flore lactique4.3.3.4. La recherche des levures et moisissures

4.4. Essais in vivo de l’expression du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris testées…………………………………………………………

4.4.1. Gavage des souris testées du Lot4.4.2. Gavage des souris testées du Lot4.4.3. Infection des souris testées du 4.4.4. Poursuite de l’administration de 4.4.5. Poursuite de l’administration des souches probiotiques aux

4.5. Le dénombrement des différentes souches bactériennes dans les crottes des souris testées et leurs différents organes avec ses contenus à des différents

4.5.1. Dénombrement de colifor4.5.2. Dénombrement de Salmonella typhimurium 4.5.3. Dénombrement de la flore

4.6. Contrôle des symptômes visuels et pesée des souris infectées à J0, J4, J10 et J144.7. Détermination du taux de mortalité chez les souris infectées par

Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5, Lot témoin)4.8. Les coupes histologiques à J2, J5, J7, J12, J9, J14 des différents organes

4.8.1. Fixation………………………………………………………………………………………………………………………………………4.8.2. Déshydratation……………………………………………………………………………………………………………….………4.8.3. Clarification…………………………………………………………………………………………………….……………………………4.8.4. Imprégnation dans la paraffine4.8.5. Inclusion………………………………………………………4.8.6. Préparation des coupes………………………………………………………………………4.8.7. Coloration………………………………………………………………………………………………4.8.8. Montage……………………………………………………………………………………………………4.8.9. La lecture microscopique

CHAPITRE .5. Résultats et discussion5. Résultats et discussion…………………………………………………………………………………………………

5.1. Résultats……………………………………………………………………………………………………………………5.1.1. Caractérisation des souches utilisées

5.1.1.1. La souche de Bifidobacterie5.1.1.2. Les souches de références5.1.1.3. La souche pathogène

5.1.2. Confirmation de l’axénie des souris utilisées5.1.3. Evolution de l’implantation des souches probiotiques chez les souris testées

et au niveau des organes et leurs contenus pendant la duré d’expérience5.1.3.1. Généralités……………………………………………………………………………………………………5.1.3.2. Modifications observées dans la composition de la flore microbienne digestive des

souris ayant reçu les souches probiotiques5.1.3.3. Le contrôle de l’implantation des souches probiotiques utilisées au niveau des organes

et leurs contenus des souris testées5.1.4. Résultats du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris infectées par

Salmonella typhimurium

……………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………………………………………

4.2.1.4. Effet de température…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

4.2.1.6. Test de la fermentation des sucres………………………………………………………..……………4.2.2. Identité les trois souches de Lactobacillus sp…………………………………………….…………………

pathogène (Salmonella typhimurium)………………….…………………………………………………………………………………………………………………………..………………

4.3.1. Les souris conventionnelles…………………………………………………………………………………………………animaux………………………………………………………………………………………………

4.3.3. Contrôle de l’axénie des souris…………………………………………………………………………………………4.3.3.1. La recherche des coliformes totaux…………………………………………....………………………

Salmonella sp………………………………………….…………………………………4.3.3.3. La recherche de la flore lactique………………………………………….………………………………4.3.3.4. La recherche des levures et moisissures…………………………………………..

l’expression du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris ………………………………………………………………………………….……………………………………………………………

Gavage des souris testées du Lot2 et Lot3 par les 4 souches probiotiquesGavage des souris testées du Lot4 et Lot5 par Salmonella typhimurium………………………Infection des souris testées du Lot 1 par Salmonella typhimurium…………….Poursuite de l’administration de Salmonella typhimurium aux souris du Lot Poursuite de l’administration des souches probiotiques aux souris infectées

4.5. Le dénombrement des différentes souches bactériennes dans les crottes des souris testées et leurs différents organes avec ses contenus à des différents jours J2, J4, J7, J10, J14………………

4.5.1. Dénombrement de coliformes totaux à J2, J4, J7, J10, J14…………………………………………………Salmonella typhimurium à J2, J4, J7, J10, J14………………………………………

4.5.3. Dénombrement de la flore lactique à J2, J4, J7, J10, J14………………………………………………………symptômes visuels et pesée des souris infectées à J0, J4, J10 et J14

Détermination du taux de mortalité chez les souris infectées par Salmonella typhimurium, Lot témoin)………………..…………………………………………………..

. Les coupes histologiques à J2, J5, J7, J12, J9, J14 des différents organes des souris testées………………………………………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………………………….……………………………

4.8.4. Imprégnation dans la paraffine……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..……………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………….……………………………………………………………………………………………………………………………………….………………………….…………

………………………………………………………………………………………………………………………………………………4.8.9. La lecture microscopique…………………………………………………………………………….……………………………………

CHAPITRE .5. Résultats et discussion …………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………………5.1.1. Caractérisation des souches utilisées………………………………………………………………

La souche de Bifidobacterie……………………………………………………………………5.1.1.2. Les souches de références……………………………………………………………………………5.1.1.3. La souche pathogène……………………………………………………………………………………

5.1.2. Confirmation de l’axénie des souris utilisées………………………………………………………5.1.3. Evolution de l’implantation des souches probiotiques chez les souris testées

et au niveau des organes et leurs contenus pendant la duré d’expérience……………………………………………………………………………………………………

5.1.3.2. Modifications observées dans la composition de la flore microbienne digestive des souris ayant reçu les souches probiotiques…………………………………………………….

l’implantation des souches probiotiques utilisées au niveau des organes et leurs contenus des souris testées…………………………………………………………

5.1.4. Résultats du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris infectées par typhimurium……………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………….………………….………… 45 …………………………………………………………………………………………………………………………………… 45

…………………………………………………………………………………………………..…………….. 45 ………………………………………………………………………………………………………………………… 46

………………………………………………………..………………………………… 47 …………………………………………….……………………….…………… 47

………………….…………………………..………… 47 …………………………………………………………………………………………………..…………………..………… 47

………………………………………………………………………………………………………………… 47 ……………………………………………………………………………………………………..………… 48

……………………………………………………………………………………………….………..… 49 …………………………….…………… 50

………………………………………….………… 51 ……………………………………...………… 51

…………………………………………..…………………………………… 52 l’expression du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris

……………………………………………………………..………… 52

par les 4 souches probiotiques…………………………..………… 52 ………………………………………..52

…….………………………..………… 52 aux souris du Lot 2 et Lot 3……………… 53

souris infectées (Lot 4 et Lot 5)…… 53 4.5. Le dénombrement des différentes souches bactériennes dans les crottes des souris testées et leurs

………………………….…………… 53

……………………………………………………….….………. 54 ………………………………………….……….…. 54

………………………………………………………….…..…….. 54 symptômes visuels et pesée des souris infectées à J0, J4, J10 et J14………………………….…….. 55

Salmonella typhimurium (Lot 1, ……..…….. ................. .............

55

des souris testées………..………… 55 …………………………………………………………………………………………………………………………………………..……… 55

……………………………………………………………………………………………………………….…………….……… 55 …………………………………………………………………………………………………….………………………………….… 55

………………………………………………………………………………………………………..… 56 …………………………………………………………………………………… 56

…………………………………………… 56 ………………………….……………… 56 ………………………………………… 56

…………………………………….. 56

……………………………………………………………………………………………………..……………………………….… 58 ………………………………………………………………………………………………………………………..…………………….………… 58

………………………………………………………………………………...……………..… 58 ……………………………………………………………………………….…………………….… 58

………………………………………………………………………………………..……………….… 61 ………………………………………………………………………………………………..………………….. 61

………………………………………………………………………………..…… 61 5.1.3. Evolution de l’implantation des souches probiotiques chez les souris testées dans les crottes

et au niveau des organes et leurs contenus pendant la duré d’expérience…………………………………..62

……………………………………………………………………………………………………………………...……………..62 5.1.3.2. Modifications observées dans la composition de la flore microbienne digestive des

……………….…………………..… 62

l’implantation des souches probiotiques utilisées au niveau des organes ……………………………………………………………………………………...

64

5.1.4. Résultats du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris infectées par ……………………………………………………………………………………………………….……………

65

5.1.4.1. Généralités……………………………………………………………………………………………………5.1.4.2. Evolution de Salmonella 5.1.4.3. Etude de la flore intestinale après dissection des souris5.1.4.4. Dénombrement des coliformes totaux

5.1.5. Le taux de mortalité……………………………………………………………………………………………………5.1.6. Les coupes histologiques…………………………………………………………………………

5.2. Discussion………………………………………………………………………………………

Conclusion Référence bibliographiques

……………………………………………………………………………………………………Salmonella typhimurium au cours de l’infection………………

intestinale après dissection des souris……………………………5.1.4.4. Dénombrement des coliformes totaux…………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………..…………………………………………………….……

………………………………………………………………………………………………………………………..……………65 ……………………………………………… 65

……………………………………….………….…… 68 …………………………………………………………………………………..… 69

……………………………………………………………………………………………………………………………….. 70 …………………………………..……….. 70

…………………………………………………….…….. 75

RésuméRésuméRésuméRésumé : : : : La présente étude a été menée sur des souris de souche NMRI SWISS dans le but de mettre en

évidence l’effet des micro-organismes, dénommés probiotiques ou agents biothérapeutiques, et proposer les différentes possibilités thérapeutiques non antibiotiques de notre situation, vis-à-vis des complications intestinales liées à un agent pathogène à savoir Salmonella typhimurium.

Des souches de références, Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus et Lb paracasei en association avec Bifidobacterium sp une souche isolée par nous même au laboratoire ont été testées pour leurs activités bénéfiques sur la santé. Le taux de diminution de Salmonella typhimurium dans les crottes était de 10.82% pour le Lot 2 en cas d’un traitement préventif et de 45.94% pour le Lot 4 et de 44.28% pour le Lot 5 en cas d’un traitement thérapeutique et la mortalité n’a été observée qu’au niveau du Lot 3 avec un taux de diminution de l’agent pathogène de 10.46%. Par ailleurs, au niveau du Lot 1 il a été enregistré deux cas de mortalité avec un taux d’augmentation de 17.19%. La diminution de Salmonella typhimurium était plus importante en cas d’une culture mixte (Bifidobacterium sp, Lactobacillus sp), où nous avons enregistré des taux d’implantation élevés des probiotiques au niveau des organes, Intestin, Estomac, Côlon et dans les crottes de Lot 2: (25.44%), 3: (16.44%), 4: (27.19%), 5: (16.13%) en comparaison avec le Lot témoin (2%).

Enfin le traitement biothérapeutique a été confirmé par des observations macroscopiques et microscopiques des différents organes cibles après et avant le traitement pendant la durée d’expérience.

Les mots clés: Bifidobacterium sp, Lactobacillus sp, Salmonella typhimurium, probiotiques, antagonisme in vivo.

AbstractAbstractAbstractAbstract :::: In this experience, our study was conducted on mice of strain NMRI SWISS in order to know the

effect of micro-organisms, called probiotics or biotherapeutic agents, and presented the different possibilities of our situation, most characteristic of intestinal complications related to a pathogen Salmonella typhimurium.

Strains for their beneficial health effects have been selected from, Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei reference strains in combination with Bifidobacterium sp strain isolated in the laboratory, in case of preventive treatment the percentage decrease of Salmonella typhimurium in faeces was of 10.82% (Lot 2) and 45.94% (Lot 4) and 44.28% for Lot 5 in case of therapeutic treatment, mortality was observed at Lot 3 with a decline rate of pathogen of 10.46%. Moreover, at the Lot 1 there were two deaths with a rate of increase 17.19%. The reduction of Salmonella thyphimurium was higher in case of a mixed culture (Bifidobacterium sp, Lactobacillus sp), where we recorded high rate of implantation of probiotics in the organs: Intestine, Colon, Stomach, Liver, Spleen, Lymph nodes and in feces of Lot 2 (25.44%), 3 (16.44%), 4 (27.19%), 5 (16.13%) compared with the control group (2%).

The treatment was finally confirmed by macroscopic and microscopic observations of different target organs before and after treatment for the duration of the experiment.

Key words: Bifidobacterium sp, Lactobacillus sp, Salmonella typhimurium, probiotics, antagonism in vivo.

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NMRI SWISS

INTRODUCTION.

IntroductionIntroductionIntroductionIntroduction : : : : L’homme à l’instar des animaux vit continuellement en association avec une

population de microorganismes complexes habitant son tractus digestif. Ce vaste écosystème héberge plus de 400 espèces différentes, cela signifie que l’on héberge dans notre tube digestif 10 fois plus de bactéries que de cellules que compte notre organisme, ces micro-organismes s’appellent, entre autres, Lactobacillus, Bacillus, Bifidobacterium, Fusobacterium ou Clostridium, Bactéroïdes, Coliformes, Entérobactéries, Eubactéries, et Streptocoques (Chaalal, 2005).

Un déséquilibre de cette flore peut notamment se traduire par des désordres intestinaux (diarrhée, syndrome du côlon irritable), une sensation de fatigue ou, encore, une plus grande sensibilité aux infections provoquées par des agents bactériens pathogènes (Chaalal, 2005).

Ces maladies ont mis en évidence le rôle crucial que joue la microflore intestinale dans l’amélioration de la santé. Cette microflore est fortement influencée par l’alimentation (Lin et al., 2005).

En effet, l’alimentation est susceptible de moduler diverses fonctions de l’organisme, et peut aussi contribuer à diminuer le risque de certaines pathologies. Ces dernières années plusieurs études ont été entreprises afin d’évaluer l’impact sur la santé de certaines composantes de l’alimentation à caractère non nutritionnel telles que les probiotiques (Ait-Belgnaoui et al., 2006).

Les probiotiques utilisés sont des souches vivantes, productrices d’acide lactique tels que les Lactobacilles. Ces lactobacilles présentent une capacité à produire des substances qui s’avèrent avoir une activité antagoniste impressionnante vis-à-vis d’autres espèces bactériennes pathogènes (Lin et al., 2005).

Mis à part les lactobacilles qui sont très utilisées en industrie alimentaire, il y a un nouveau genre probiotique qui suscite un intérêt croissant chez les professionnels de l’alimentation et de la diététique ; il s’agit de Bifidobactéries. La microflore bifide a été particulièrement étudiée pour son pouvoir de protection contre les diarrhées et les diverses affections (Akao et al., 1994). Les bifidobactéries ont un effet antagoniste vis-à-vis des germes pathogènes (Bertazzoni et al., 1995).

Notre étude a été réalisée sur quelques bactéries utilisées comme probiotiques dans le but de mieux maîtriser leurs effets bénéfiques, par ce qu’on ne sait pratiquement que peu de leur devenir après ingestion et de leur mécanisme d’action et est nécessaire de réaliser des études chez l’animal pour mieux comprendre leur devenir (Lin et al., 2005). Les modèles in vivo ont l’avantage de permettre d’observer la survie des probiotiques dans l’environnement réel, soit le tube digestif (Denis et Ph, 2006).

Dans ce travail, nous nous proposons de tester in vivo le pouvoir de colonisation et d’implantation dans le tube digestif ainsi la translocation en utilisant des souris comme modèle animal, des souches de références appartenant au genre Lactobacillus sp en association avec une souche bifide isolée et de tester leurs activités antagonistes vis-à-vis d’une bactérie pathogène Salmonella typhimurium, a été effectuée par la mesure de la viabilité de cette dernière.

INTRODUCTION.

Ainsi le manuscrit s’articule autour de cinq chapitres dont le contenu est brièvement résumé ci-dessous.

Le chapitre I présente un bref historique sur l’architecture du tube digestif de l’homme ainsi leur composition en micro-organismes et le rôle qu’elles jouent pour l’amélioration de la santé contre les agressions bactériennes qui touchent l’équilibre de ce système digestif ; ces infections d’origine bactériennes ont été résumés dans le deuxième chapitre. Dans le chapitre III, nous avons définit les probiotiques, leurs mécanismes d’action, leurs effets sur la santé, ce qui permettrait de les utiliser comme solution alternative et comme un traitement biothérapeutique.

Le chapitre IV (Matériel et Méthodes) regroupe les différentes étapes de notre étude ; l’isolement de Bifidobacterium sp et leur identification, confirmation de la pureté des trois souches de référence utilisées, la mise en lots des souris testées et le contrôle et le dénombrement de la flore initiale composante de leurs tube digestif puis le contrôle de l’effet thérapeutique et préventif des souches probiotiques choisis soit seul ou en culture mixte envers la souche pathogène Salmonella typhimurium par la mesure de leur survie dans les crottes et les différentes organes et leurs contenus, et les coupes histologiques des différentes organes cibles.

Le chapitre V regroupe les résultats obtenus ainsi que la discussion.

La conclusion générale de ce travail est présentée à la suite de ces cinq chapitres.

PARTIE1 DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES

CHAPITRE .1. TUBE DIGESTIF ET LEURS MICROFLORES.

1. Tube digestif et leurs microflores. 1.1. Introduction. 1.2. Le tube digestif.

1.2.1. L’architecture du tube digestif. 1.2.1.1. La paroi digestive.

1.2.1.1.1. La Séreuse. 1.2.1.1.2. La Musculeuse. 1.2.1.1.3. La Sous-Muqueuse. 1.2.1.1.4. La Muqueuse.

1.2.1.1.4.1. La muscularis mucosae. 1.2.1.1.4.2. La lamina propria. 1.2.1.1.4.3. L’épithélium de type monostratifié.

1.2.1.1.4.3.1. Les crypte. 1.2.1.1.4.3.2. Les villosités.

1.2.1.2. Les cellules épithéliales. 1.2.1.2.1. L’entérocyte. 1.2.1.2.2. Les cellules caliciformes. 1.2.1.2.3. Les cellules endocrines. 1.2.1.2.4. Les cellules de paneth. 1.2.1.2.5. Les plaques de Peyer.

1.2.2. Les différents organes du tube digestif. 1.2.2.1. Estomac.

1.2.2.1.1. Zone œsophagienne. 1.2.2.1.2. Zone cardiale. 1.2.2.1.3. Zone fundique. 1.2.2.1.4. Zone pylorique.

1.2.2.2. Intestin. 1.2.2.2.1. Intestin grêle. 1.2.2.2.2. Le cæcum. 1.2.2.2.3. Le côlon.

1.2.2.3. Le foie. 1.2.2.4. La rate.

1.3. La microflore digestive. 1.3.1. Généralités. 1.3.2. Les facteurs d’influence de la microflore.

1.3.2.1. Les facteurs intrinsèques. 1.3.2.1.1. La flore maternelle. 1.3.2.1.2. La compétition inter-microbienne. 1.3.2.1.3. La physiologie de l’hôte.

1.3.2.2. Les facteurs extrinsèques. 1.3.2.2.1. Les facteurs de l’environnement. 1.3.2.2.2. L’alimentation. 1.3.2.2.3. La médication (l’effet des antibiotiques).

1.3.3. Localisation de la microflore digestive. 1.3.3.1. Localisation selon les facteurs digestifs environnants.

1.3.3.1.1. La température. 1.3.3.1.2. Le potentiel d'oxydoréduction. 1.3.3.1.3. Le pH. 1.3.3.1.4. Le transit alimentaire.

1.3.3.2. Localisation selon les segments digestifs. 1.3.4. Fonction de la microflore digestive.

1.3.4.1. Actions sur les caractéristiques physico-chimiques du tube digestif. 1.3.4.2. Rôle physiologique. 1.3.4.3. Stimulation du système immunitaire.

CHAPITRE I : TUBE DIGESTIF ET LEURS MICROFLORES.

1

1. Tube digestif et leurs microflores : 1.1. Introduction :

Les cellules de tout organisme ont besoin de nutriments qui ne sont pas présents dans les aliments sous une forme directement assimilable. La plupart des aliments naturels doivent être digérés avant d’être assimilés, ils vont être transformés par actions physique et chimique, en fonction de leurs natures, le processus de digestion dure entre 24 et 72 heures (Benbouziane, 2005).

1.2. Le tube digestif : L'appareil digestif est un long tube où circulent les aliments en cours de digestion, il

représente un ensemble des organes : les organes creux (cavité buccale, une partie du pharynx, l'œsophage, l'estomac, l'intestin grêle, le gros intestin) et des organes pleins (les glandes salivaires, le foie, le pancréas) (Young et Heath, 2000).

1.2.1. L’architecture du tube digestif :

1.2.1.1. La paroi digestive : La paroi présente une architecture caractéristique, quatre tuniques successives: la

séreuse, la musculeuse, la sous-muqueuse et la muqueuse (Fig.01) (Young et Heath, 2000).

Fig.01. Coupe transversale de la paroi du tube digestif. (Ait-Belgnaoui et al., 2006)

1.2.1.1.1. La séreuse : La séreuse est une tunique fine, formée de cellules mésothéliales en continuité avec

le mésentère, recouvrant un tissu lâche, et adhérant de façon intime à la musculeuse sur les faces et le bord libre du conduit (Fig.01) (Young et Heath, 2000).

1.2.1.1.2. La musculeuse : La musculeuse est constituée de fibres musculaires lisses disposées en deux couches:

une longitudinale externe et une circulaire interne. Entre les deux couches s’insère le plexus nerveux mysentérique ou plexus d’Auerbach (Fig. 01) (Young et Heath, 2000).


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La couche musculaire est bien développée dans le duodénum, le jéjunum et le côlon, elle est plus mince dans l’iléon et le cæcum (Bernier, 1984).

1.2.1.1.3. La sous-muqueuse : La sous-muqueuse se compose d’un tissu conjonctif lâche à fibres de collagène et

quelques fibres élastiques, permettant le glissement de la muqueuse par rapport à la musculeuse. Elle abrite un riche réseau artériel, veineux et lymphatique, ainsi qu’un important plexus nerveux sous-muqueux ou plexus de Meissner (Fig. 01) (Young et Heath, 2000).

1.2.1.1.4. La muqueuse : La muqueuse diffère considérablement d’un segment intestinal à l’autre, reflétant

ainsi des activités fonctionnelles différentes. Elle est constituée de trois couches successives:

1.2.1.1.4.1. La musculaire muqueuse:

Elle constituée de deux couches musculaires minces orientées de façon longitudinale puis circulaire (Ait-Belgnaoui et al., 2006).

1.2.1.1.4.2. La lamina propria :

Elle est composée d’un tissu conjonctif fin et réticulé, chargé en lymphocytes et en polynucléaires éosinophiles. Les lymphocytes s’y accumulant souvent sous forme de nodules (Ait-Belgnaoui et al., 2006).

1.2.1.1.4.3. L’épithélium de type monostratifié :

L’épithélium monostratifié est un mince revêtement qui s’étale sur les villosités, que dans les glandes de la muqueuse. Il est constitué d’une seule assise d’entérocytes, entre lesquels s’intercalent, en nombre plus restreint, les cellules caliciformes à mucus, les cellules endocrines sécrétrices, et les cellules de Paneth exocrines. L’épithélium peut être subdivisé en deux compartiments morphologiquement et fonctionnellement distincts (Fig. 02) (Ait-Belgnaoui et al., 2006) :

1.2.1.1.4.3.1. Les cryptes :

Les cryptes sont des invaginations de l’épithélium, contenant les cellules souches donnent naissance à de nouvelles cellules épithéliales, les cellules en prolifération et les cellules de Paneth (Fig. 02) (Ait-Belgnaoui et al., 2006).

1.2.1.1.4.3.2. Les villosités :

Les villosités sont des invaginations de l’épithélium de 0,5 mm de long qui tapissent la paroi interne de l'intestin grêle. Leur nombre considérable plus de 10 millions, crée une grande surface de contact entre les aliments et la paroi intestinale: 140 m2 chez un adulte (Fig. 02) (Ait-Belgnaoui et al., 2006).

1.2.1.2. Les cellules épithéliales:

1.2.1.2.1. L’entérocyte: La cellule la plus importante de l’épithélium intestinal (Madara et Thrier, 1987),

tapissés de microvillosités (environ 2000 à 3000 par cellules). Ce sont les principales cellules impliquées dans le processus d’absorption (Fig.03) (Young et Heath, 2000).


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Fig.02. Représentation schématique générale de la structure de l’épithélium digestif. (Ait-Belgnaoui et al., 2006)

Fig.03. (A) : L’entérocyte, (B) : Détail de la partie apicale des cellules épithéliales. (Bernier, 1984)

1.2.1.2.2. Les cellules caliciformes : Les cellules caliciformes dispersées parmi les entérocytes se retrouvent surtout dans

les deux tiers supérieurs des cryptes (Fig. 04), dont le cytoplasme renferme de nombreux granules sont responsables de la sécrétion de la mucine lubrifiant le contenu intestinal et protégeant l’épithélium (Young et Heath, 2000).


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Fig.04. Les cellules caliciformes. (Bureau, 2006)

1.2.1.2.3. Les cellules endocrines : Les cellules endocrines (Fig. 04) produisent des hormones agissant localement sur la

motilité intestinale et la sécrétion (Young et Heath, 2000). 1.2.1.2.4. Les cellules de Paneth : Les cellules de Paneth, localisées à la base des cryptes (Fig. 02), contiennent des

substances appelées défensines qui sont sécrétées et ont un rôle anti-infectieux (Young et Heath, 2000).

1.2.1.2.5. Les plaques de peyer : Dans la lamina propria, les lymphocytes de type T sont présents entre les

entérocytes, à la base de l’épithélium, soit dispersés dans le tissu, soit regroupés en amas lymphoïdes denses appelés plaques de Peyer où sont également présents des macrophages (Benbouziane, 2005).

1.2.2. Les différents organes du tube digestif:

Le tube digestif est développé sur toute la longueur du corps, depuis la tête où se trouve la bouche jusqu'à la région pelvienne où il se termine par le rectum et l’anus (Grasset, 1973), il est formé de plusieurs organes :

1.2.2.1. Estomac : L’estomac est une simple poche ovoïde, située entre l'œsophage et le duodénum, en

forme de J (Young et Heath, 2000), d'une contenance de 1 à 1,5 litre dont la capacité varie selon l’espèce et qui représente un peu moins du tiers de celle de l’ensemble du tube digestif (Benbouziane, 2005). Anatomiquement, l’estomac est divisé en quatre régions: le cardia, le fundus, le corps de l’estomac et le pylore (Fig. 05) (Young et Heath, 2000).


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Fig.05. Les différents éléments de l’estomac humain. (Young et Heath, 2000)

1.2.2.1.1. Zone œsophagienne : C’est une zone sans glandes, peu étendue autour du cardia (Fig. 05) (Benbouziane,

2005). 1.2.2.1.2. Zone cardiale : C’est une zone riche en glandes à mucus mais ne secrétant aucune enzyme

(Benbouziane, 2005; Young et Heath, 2000). 1.2.2.1.3. Zone fundique: Elle rassemblant des éléments sécrétoires libérant l’acide chlorhydrique et la

pepsine (Benbouziane, 2005; Young et Heath, 2000). 1.2.2.1.4. Zone Pylorique : C’est une zone riche en glandes à mucus, entourant l’orifice de vidange de l’estomac

(Fig. 05) (Benbouziane, 2005).

1.2.2.2. Intestin : Il comporte 3 parties distinctes : l’intestin grêle, le cæcum et le côlon; les deux

dernières forment le gros intestin (Benbouziane, 2005). 1.2.2.2.1. Intestin Grêle : L’intestin grêle, est le site principal de l’absorption des produits de digestion (Young

et Heath, 2000). Cet intestin est un tube replié dans l’abdomen qui mesure 4 - 6 mètres de long chez l’homme, il comporte trois sections (Fig. 06): le duodénum (50cm), le jéjunum (5m) et l’iléon (1m) (Benbouziane, 2005).

Fig.06. Les différentes parties de l’intestin grêle (Young et Heath, 2000).


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Chez la souris, la paroi de l’intestin grêle est plus mince, moins riche en eau et en tissu conjonctif (Combe et al., 1976; Saquet, 1979). Les villosités sont plus longues et comptent davantage d’entérocytes dans le duodénum ou la partie antérieure du jéjunum, alors que l’inverse est vrai dans l’iléon (Benbouziane, 2005).

1.2.2.2.2. Le Cæcum : Le cæcum est la partie proximale du côlon (Benbouziane, 2005), c'est une poche

dans la fosse iliaque droite (Choukri, 2007).

1.2.2.2.3. Le Côlon : Il mesure 1,5 mètre, il fait suite à l'intestin grêle et forme un cadre (cadre colique) et

qui va se terminer par l'anus. Il y a plusieurs segments : �� Le côlon ascendant (ou côlon droit) qui monte verticalement, pour former l'angle droit

du côlon et va se poursuivre par le côlon transverse (Young et Heath, 2000). �� Le côlon transverse est à hauteur de la rate. Il est mobile et il mesure 40 à 80 cm

(Young et Heath, 2000). �� Le côlon descendant (dans le flanc gauche) et va se transformer en côlon sigmoïde qui

va ensuite former le rectum (Young et Heath, 2000). Le gros intestin ne produit pas d’enzymes mais renferme une flore bactérienne très

importante et variée qui participe à la digestion (Choukri, 2007).

1.2.2.3. Le foie : Le foie joue le rôle d’une vaste usine chimique, synthétisant de grosse molécules

complexes à partir de substances de faible poids moléculaire que lui amène le sang, en particulier des substances absorbées par l’intestin et véhiculées par le système porte (la veine porte). Le foie dégrade aussi les substances toxiques qui lui parviennent par l’artère hépatique et synthétise la bile qui est trasportée par un système de canaux (voies biliaires) au duodénum (Stevens et Lowe, 1997).

Les composants structuraux du foie sont représentés par des travées de cellules hépatiques, appelées hépatocytes, séparées par de larges canaux vasculaires appelés sinusoides. Dans les sinusoides, le flux sanguin provient des branches terminales de la veine porte et de l’artère hépatique. Les branches les plus volumineuses de ces deux vaisseaux cheminent côte à côte dans des tractus fibreux, appelés espaces portes, accompagnés par les canaux biliaires (Young et Heath, 2000).

Le sang issu de la veine porte et de l’artère hépatique circule dans les sinusoides dans lesquels il est en contact étroit avec les hépatocytes pour l’échange de nutriments et de produits métaboliques (Young et Heath, 2000).

1.2.2.4. La rate : La rate est un organe lymphoïde, situé dans l’étage sous-mésocolique, au niveau de

l’hypochondre gauche, sous la coupole diaphragmatique, en situation thoraco-abdominale (Fig.7). En fait, nous verrons qu’elle est de situation plus thoracique qu’abdominale puisqu'à l'état normal, elle est entiérement cachée sous le gril costal. Elle à 2 rôles principaux: �� Elle régule la formation et la destruction des éléments figurés du sang �� Elle participe à la défense immunitaire de l'organisme.


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Fig.07. La rate (Young et Heath, 2000).

1.3. La microflore digestive : 1.3.1. Généralités :

La microflore digestive constitue un écosystème dont l’activité métabolique vis à vis des aliments est loin d’être négligeable. À la naissance, le tube digestif est stérile et il est vite colonisé par une population bactérienne qui dépend en partie de la flore vaginale et fécale maternelle où prédominent des germes anaérobies facultatifs (Rasic et Kurmann, 1983) et est indépendante de l’alimentation pendant les premières 48 heures et elle est retardée chez les enfants nés par césarienne (Gonzalez et al., 1990), la mise en place de la flore microbienne se stabilise d’un point de vue fonctionnel vers l’âge de deux ans (Mackie et al., 1999).

Toutefois, avec l’âge, on observe une modification de la flore qui serait en partie imputable à l’évolution du régime alimentaire (Molkhou, 2004) et des circonstances environnementales (contamination par des pathogènes, antibiothérapie, hygiène…) (Mitsuaka, 1989), mais très variable d’un individu à un autre (Drasar et Barrow, 1985).

1.3.2. Les facteurs d’influence de la microflore:

La composition et les fonctions de la microflore sont influencées par divers facteurs: endogènes associés à l’hôte, aux bactéries et à l’environnement.

Parmi ces facteurs endogènes, on retrouve le pH ou le potentiel d’oxydoréduction, les interactions microbiennes, la muqueuse épithéliale intestinale, les sécrétions acides et biliopancréatiques (Holzapfel et al., 1998). Les facteurs exogènes tels que la composition du régime alimentaire et des circonstances environnementales (contamination par des pathogènes, antibiothérapie, hygiène…) (Mitsuaka, 1989 ; Hopkins et al., 2002). Les facteurs majeurs influençant cette microflore sont résumés dans le tableau 01.

Tableau 01: Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la microflore.

(Holzapfel et al., 1998) Facteurs médiés par l’hôte Facteurs microbiens

pH, secrétions (immunoglobulines, bile, sels, enzymes). Adhésion. Motilité (péristaltisme). Motilité. Physiologie (variable selon les compartiments). Flexibilité nutritionnelle. Cellules détachées, mucines, exsudats de tissus. Spores, capsules, enzymes, composants antimicrobiens.

/ Temps de génération. Interactions microbiennes

Synergie Antagonisme/ stimulation

Coopération métabolique. Acides gras de courte chaîne, amines.


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Tableau 01(suite): Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la microflore. (Holzapfel et al., 1998)

Excrétion de vitamines et facteurs de croissance. Changement d’Eh, pH et tension d’O2. Changement d’Eh (potentiel d’oxydoréduction), pH et tension d’O2.

Composants antimicrobiens, sidérophores.

/ Besoins nutritionnels, etc. Régime alimentaire

Composition, fibres non digestibles, drogues, etc.

1.3.2.1. Les facteurs intrinsèques : 1.3.2.1.1. La flore maternelle :

L’intestin est stérile, il est néanmoins rapidement colonisé par une communauté microbienne provenant de la mère (flores: vaginale, fécale, buccale), c’est pourquoi le mode d’accouchement influence le développement de la flore intestinale du nouveau-né. Un accouchement de durée prolongée favorise la présence de bactéries viables dans l’estomac et la cavité buccale du nouveau-né (Langhendries et al., 1998; Langhendries et al., 2001).

1.3.2.1.2. La compétition inter-microbienne : L’intestin du nouveau-né représente pour les bactéries un milieu de culture frais,

très riche en nutriments et favorable pour leur croissance, ceci les oblige à entrer en compétition pour la colonisation de milieu de culture toujours plus vaste, cette compétition se joue sur deux points essentiels, qui sont la surface de colonisation et les nutriments (Lievin et al., 2000).

1.3.2.1.3. La physiologie de l’hôte : La physiologie de l’hôte représente un facteur important dans la colonisation de

l’intestin, car elle exerce un effet direct sur la croissance bactérienne. Une augmentation ou une diminution dans les sécrétions physiologiques du tube digestif, les sucs gastrique ou pancréatique, et les sels biliaires, entraînent un changement dans le degré d’hostilité du tractus digestif vis-à-vis des populations microbiennes (Tahri et al., 1995).

1.3.2.2. Les facteurs extrinsèques :

1.3.2.2.1. Les facteurs de l’environnement : La colonisation bactérienne du tube digestif du nouveau-né est influencée

également par des facteurs environnementaux: hôpital (bactéries véhiculées par le personnel soignant), hygiène, l’entourage, etc. (Langhendries et al., 1998), qui peuvent modifier la nature des premiers germes rencontrés à la fin de la 1ère semaine de vie.

Une naissance par césarienne favorise l’exposition à des germes de l’environnement et de l’entourage, c’est pourquoi l’hygiène joue un rôle essentiel dans le devenir de la santé du nouveau-né (Chaalal, 2005).

1.3.2.2.2. L’alimentation : Deux périodes apparaissent critiques pour la colonisation de l’intestin: la période

allant de la naissance à la diversification alimentaire et la période se situant autour de la diversification alimentaire (Chaalal, 2005).

Pendant la première période, le nourrisson peut être allaité exclusivement au sein ou alimenté exclusivement avec des préparations lactées, une troisième possibilité étant une alimentation mixte dans laquelle la préparation lactée remplace progressivement le lait maternel (Chaalal, 2005).


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Chez les enfants allaités au sein, le pourcentage moyen de bifidobactéries était inférieur à 40% à la naissance, les Bacteroides étaient compris entre 0 et 80% et E. coli entre 0 et 30%. Dès le 4ème jour, la flore de tous les enfants nourris au sein était dominée par des bifidobactéries qui représentaient entre 60 et 91% de la flore totale. Les autres genres bactériens occupaient une position sous-dominante dans le même temps. Trois espèces de bifidobactéries sont fréquemment trouvées dans la flore des nourrissons nourris au sein : Bf. breve, Bf. infantis, Bf. longum (Matsuki et al., 1999).

Chez les enfants nourris avec une préparation lactée, la composition initiale de la flore était comparable à celle des nourrissons au sein. En revanche, l’évolution était différente, les bifidobactéries ne devenaient pas dominantes, elles représentaient entre 28 et 75%, avec une moyenne d’environ 50%. Chez la majorité des enfants, les Bacteroides diminuaient à partir du 4ème jour, mais augmentaient à nouveau vers le 20ème jour, atteignant un niveau compris entre 35 et 61% (Cherbut et al., 2003).

1.3.2.2.3. La médication (l’effet des antibiotiques): Les antibiotiques, par leur effet bactéricide et/ou bactériostatique, déséquilibrent la

flore et peuvent induisent une diarrhée, en particulier par le fait de l’émergence de souches pathogènes. Certaines de ces souches, habituellement saprophytes, peuvent devenir pathogènes comme Klebsiella, Candida, E. coli (Chaalal, 2005).

1.3.3. Localisation de la microflore digestive:

Chez un individu donné, il existe également des variations quantitatives et qualitatives, les populations bactériennes présentes dans la lumière du tube digestif augmentent progressivement de l’estomac jusqu’aux selles (Ait-Belgnaoui, 2006).

La flore microbienne forme avec l’hôte qui l’héberge un écosystème dont l’équilibre dépend de la nature des interactions entre différents composants : d’une part, des composants biotiques comme cellules du tractus intestinal qui délimitent le biotope et, d’autre part, des composants abiotiques tels que le pH, le degré d’anaérobiose, la disponibilité de substrats, les sites d’adhérence potentiels des micro-organismes à l’épithélium ou au mucus et les sécrétions endogènes (salive, sécrétions gastriques, hépatiques et intestinales) (Ait-Belgnaoui et al., 2006). A l’intérieur du tube digestif, les microorganismes peuvent adopter trois situations : �� Etre libres dans la lumière du tractus digestif. �� Etre fixés sur les fibres végétales ou les débris alimentaires. �� Etre fixés sur l’épithélium de la muqueuse.

1.3.3.1. Localisation selon les facteurs digestifs environnants : 1.3.3.1.1. La température : C’est l’un des paramètres les plus importants concernant la multiplication

bactérienne. La température de l’intestin est constante et identique à la température interne du corps, ceci favorise les fermentations (Benbouziane, 2005).

1.3.3.1.2. Le potentiel d'oxydoréduction : Les gaz présents dans le tube digestif sont, à part l’oxygène et l’azote, d’origine

microbienne. La composition des gaz digestifs varie selon les animaux et la région du tube digestif. D’une façon générale, le potentiel d’oxydoréduction diminue de l’estomac vers le cæcum (Benbouziane, 2005).


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1.3.3.1.3. Le pH : Les portions du tube digestif où la flore microbienne est la plus dense ont un pH

variant entre 5 et 7.5. Le pH va progressivement augmenter au fur et à mesure que l’on s’éloigne de l’estomac, pour atteindre son maximum dans le cæcum (Benbouziane, 2005).

1.3.3.1.4. Le transit alimentaire : L’ingestat de l’animal sert de source de nutriments pour l’hôte et pour la microflore.

Le transit alimentaire varie selon les espèces animales, leur anatomie, leur physiologie, leurs habitudes alimentaires et leurs besoins (Benbouziane, 2005).

1.3.3.2. Localisation selon les segments digestifs :

Chez un adulte, la distribution des espèces bactériennes diffère dans les compartiments du tube digestif (Fig.08). Il est par ailleurs établi que la composition de la flore est modifiée chez le sujet âgé (Mitsuoka, 1990) avec une diminution des bifidobactéries, une augmentation des entérobactéries et des bactéries lactiques qui deviennent dominantes et des clostridies.

Une population moins dense est observée dans l’estomac et le duodénum (103-105 UFC/g de contenu), héberge sélectivement les microorganismes comme les lactobacilles, streptocoques, levures, etc. en raison des conditions acides et la présence d’oxygène apporté par la déglutition (Cummings et al., 1989; Gournier-Château, 1994).

Les premiers segments de l’intestin grêle comportent une flore très faible limitée par le transit rapide, les bactériocines des cellules de Paneth (Porter et al., 2002) et les sécrétions biliaires et pancréatiques (Salminen et al., 1998) constituée seulement par les bactéries gastriques en transit. Au fur et à mesure que l’on se rapproche de l’extrémité distale de l’iléon, une augmentation importante de la flore en nombre et en variété a été observée (Gorbach et al., 1967). Cette microflore est constituée essentiellement les lactobacilles, les streptocoques et les entérobactéries, et les bifidobactéries, les bactéroides et les clostridies (Cummings et al., 1989; Gournier-Château, 1994).

Fig.08. Composition de la microflore digestive humaine.

(Ouwehand et al., 2003; Holzapfel et al., 1998)


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La microflore du côlon est très complexe et dominée par les bactéries anaérobies strictes (Bacteroides spp, Clostridium spp, Bifidobacterium spp…). Tandis que les bactéries anaérobies facultatives sont moins nombreuses et représentées par les lactobacilles, les entérocoques, les streptocoques et les Enterobacteriaceae. Les levures (Candida albicans) sont relativement faiblement représentées. Les principaux composants de la flore du côlon ainsi que leurs effets sur l’hôte sont présentés dans la figure 09 (Ait-Belgnaoui, 2006).

Fig.09. Vue générale sur la microflore du côlon humain. (Gibson et Roberfroid, 1995)

Les principales populations cultivables de la flore fécale du nouveau-né entre 0 et 3

jours incluent des entérobactéries (dont E. coli), des streptocoques ainsi que des staphylocoques transitoirement dominants, et quelquefois mais pas systématiquement des bifidobactéries et des lactobacilles (Stark et Lee, 1982 ; Hudault, 1996).

1.3.4. Fonction de la microflore digestive :

Parmi les actions multiples de la microflore, il convient de citer celles sur l’anatomie du tube digestif, leur physiologie, leurs caractéristiques physico-chimiques et enfin sur les mécanismes de défense immunitaire (Roberfroid et al., 1995).

1.3.4.1. Actions sur les caractéristiques physico-chimiques du tube

digestif : La présence de la microflore modifie les caractéristiques physico-chimiques du

tractus digestif. Ainsi une prolifération des lactobacilles produira une acidification du contenu digestif, de même, la colonisation successive par les bactéries anaérobies facultatives puis les anaérobies strictes, traduit l’augmentation progressive de l’anaérobiose jusqu’à l’état d’équilibre dans les différents segments (Benbouziane, 2005).


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1.3.4.2. Rôle physiologique : En effet, ces bactéries participent à la décomposition de substances non digérées, en

particulier les glucides alimentaires (fibres, amidons, sucres non absorbés) (Gibson et Roberfroid, 1995) et de substances endogènes telles que le mucus. Les sucres sont essentiellement transformés en acides organiques et acides gras à chaîne courte (acétate, propionate et butyrate) (Rumney et Rowland, 1992), ces derniers, particulièrement le butyrate, sont absorbés par le côlon et sont utilisés comme source d’énergie par les colonocytes (Pryde et al., 2002).

1.3.4.3. Stimulation du système immunitaire :

Une autre fonction importante exercée qui est la maturation et la stimulation du système immunitaire de l’hôte. Le système immunitaire local associé à la muqueuse digestive ainsi que le système immunitaire général est fortement stimulés ou parfois inhibés, par certaines bactéries de la flore du tube digestif. Plusieurs études ont montré que la flore intestinale stimule l’activité phagocytaire (Nicaise et al., 1993), la sécrétion des cytokines par les macrophages (Nicaise et al., 1999), les lymphocytes intra-épithéliaux (Bandeira et al., 1990), ou encore le nombre de plaques de Peyer (Ducluzeau et Raibaud, 1979).

La reconnaissance de la microflore endogène par le système immunitaire de l’hôte se traduit en effet par la production d’anticorps locaux et systémiques (Apperloo-Renkema et al., 1993). En atteignant la lumière intestinale, les IgA de la lamina propria exercent une action protectrice contre les antigènes microbiens (Matsunaga et Rahman, 1998) par régulation de l’adhésion et la croissance bactérienne (Brandtzaeg et al., 1989).

CHAPITRE.2. INFECTIONS DIGESTIVES D’ORIGINE BACTERIENNE ET L’ACTIVITE ANTAGONISTE DES

PROBIOTIQUES. 2. Infections digestives d’origine bactérienne et l’activité antagoniste des probiotiques.

2.1. Introduction. 2.2. Les infections digestives d’origine bactérienne.

2.2.1. Définition. 2.2.2. Les différentes infections d’origine bactérienne.

2.2.2.1. Salmonellose. 2.2.2.1.1. La gastro-entérite aigue.

2.2.2.1.1.1. Définition. 2.2.2.1.1.2. Classification. 2.2.2.1.1.3. Mode de contamination.

2.2.2.1.1.3.1. La contamination interhumaine. 2.2.2.1.1.3.2. La contamination par les aliments. 2.2.2.1.1.3.3. Animaux familiers. 2.2.2.1.1.3.4. Les vecteurs.

2.2.2.1.1.4. Le développement de la maladie. 2.2.2.1.1.4.1. Phase d’adhésion des salmonelles. 2.2.2.1.1.4.2. Invasion des entérocytes. 2.2.2.1.1.4.3. Dissémination systémique. 2.2.2.1.1.4.4. Genèse des signes cliniques.

2.2.2.1.1.4.4.1. La diarrhée. 2.2.2.1.1.4.4.2. Le choc. 2.2.2.1.1.4.4.3. L’avortement.

2.3. L’activité antagoniste des probiotiques. 2.3.1. Généralités. 2.3.2. Nature Des Substances Antagonistes.

2.3.2.1. Les substances d’origine non protéiques. 2.3.2.1.1. Les acides organiques. 2.3.2.1.2. Les antibiotiques. 2.3.2.1.3. Le peroxyde d’hydrogène et l’ion superoxyde. 2.3.2.1.4. Le dioxyde de carbone CO2. 2.3.2.1.5. Le diacétyle et l'acétaldéhyde.

2.3.2.2. Les substances protéiques (bactériocines). 2.3.3. Autres critères ont un effet antagoniste. 2.3.4. Actions sur l’anatomie du tube digestif

CHAPITRE II : INFECTIONS DIGESTIVES D’ORIGINE BACTERIENNE ET

L’ACTIVITE ANTAGONISTE DES PROBIOTIQUES.

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2. Infections digestives d’origine bactérienne et l’activité antagoniste des probiotiques :

2.1. Introduction : Chez l’homme sain, la très grande diversité d’espèces bactériennes et une certaine

coopération métabolique permettent la stabilité écologique et l’homéostasie de la flore digestive. Dans leur état d’équilibre optimal les colonies bactériennes intestinales constituent une barrière efficace contre les invasions pathogènes. Il est communément admis qu’un certain nombre de fonctions biologiques associées à la flore intestinale en relation avec son environnement jouent un rôle dans la protection contre la colonisation de l’intestin par des microorganismes pathogènes. Parmi ces fonctions on peut citer la compétition pour les nutriments et pour les sites d’adhésion à la muqueuse intestinale, la production de substances antimicrobiennes (bactériocines ou antibiotiques), l’abaissement du pH par production de métabolites acides gras à chaînes courtes et enfin la stimulation du système immunitaire. Certaines de ces activités peuvent avoir un effet direct sur la santé de l’hôte (Choukri, 2007).

La microflore intestinale exerce un rôle protecteur contre les germes pathogènes, ce rôle est appelé: effet de barrière (Lievin et al., 2000). La muqueuse intestinale joue un rôle fondamental dans la constitution d’une barrière physique entre le milieu externe (aliments, antigènes, bactéries…) et le milieu interne (Lievin et al., 2000 ; Mullie et al., 2003), elle assure deux fonctions de base qui sont opposées, la première c’est permettre le passage des nutriments, la deuxième, bloquer le passage des composés toxiques et de la flore nuisible (Catto-Smith , 1996).

Le bon fonctionnement de cette barrière assure le contrôle de la perméabilité intestinale dont les altérations, dans certains cas, peuvent être délétères (tableau 02). Par exemple, des études ont montré que des bactéries comme Salmonelles sont capables de perturber le fonctionnement de cette barrière et par conséquent d’induire l’augmentation de la perméabilité intestinale (Sable et al., 2000). Souvent l’antagonisme est observé par des effets bactéricides, bactériostatiques, ou bactériolytiques. Les mécanismes d’interactions diffèrent et dépendent des propriétés et de l’activité des bactéries, leur nombre de population, et les conditions environnementales (Fuller, 1989).

Il serait donc impératif de rechercher des solutions alternatives permettant la restauration de l’équilibre de la microflore intestinale de l’hôte. L’utilisation des probiotiques s’est avérée une alternative prometteuse.

Tableau 02: Liste des différents agents et fréquence de rapportage dans les TIA déclarées en 2007. (Collard et al., 2005 ; Humphrey et al., 2007 ; Swaminathan et Gerner-Smidt, 2007 ; Kérouanton et al., 2007 ;

Bettelheim, 2007 ; De Schrijver et al., 2008) Agents causals Nombre d’épisodes % Agents causals Nombre d’épisodes %

Algues 0 0 Histamine 0 / Bacillus cereus 7 9 Toxines microbiennes 0 / Campylobacter 2 3 Norovirus 10 13

Produits chimiques 0 / DSP-PSP 0 / Clostridium botulinum 0 / Salmonella 8 11 Clostridium perfringens 0 / Shigella 0 /

E.coli VTEC 2 3 Staphylococcus aureus 5 7 Giardia 0 / Yersinia 1 1

Hépatite A 0 / Inconnu 35 53 DSP-PSP: Diarrhetic shellfish poison -Paralytic shellfish poison.



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2.2. Les infections digestives d’origine bactériennes : 2.2.1. Définition :

Différentes espèces bactériennes sont capables de provoquer des dysfonctionnements digestifs et surtout des dysfonctionnements intestinaux dont l’intensité dépend d’une part, de la pathogénicité de ces bactéries, et d’autre part de la réaction de l’hôte à l’infection (Choukri, 2007). Il est possible de classer ces modifications digestives en trois grands types : �� les affections touchant essentiellement l’intestin grêle proximal. �� les affections touchant principalement la zone iléo-caeco-colique. �� les affections résultant d’une diminution de la résistance à la colonisation.

Les affections du 2ème type correspondent à des atteintes inflammatoires du segment iléocaeco-colique, dues à des bactéries invasives capables de pénétrer dans les entérocytes, puis dans les ganglions lymphatiques mésentériques et ensuite éventuellement dans le foie, la rate, la circulation générale (Choukri, 2007).

Cette translocation est donc responsable d’infections systématiques. Parmi les bactéries responsables de ces phénomènes invasifs (tableau 03), ont été décrites sérovars de Salmonella en particulier Salmonella typhimirium (Contrepois et al, 1986; De Rycke et al, 1988).

L’abondance de ces bactéries est en relation directe avec l’hygiène, dans la plupart des cas c’est à l’origine d’intoxication alimentaire, en fait il existe deux catégories: l’infection alimentaire et l’intoxication alimentaire. Elles se différencient par la manière dont la maladie se manifeste (Collard et al., 2005; Humphrey et al., 2007; Swaminathan et Gerner-Smidt, 2007; Kérouanton et al., 2007; Bettelheim, 2007; De Schrijver et al., 2007).

Tableau 3: Tableau récapitulatif des principales causes de toxi-infections alimentaires, du temps

d’incubation, des symptômes et des produits à risque. (Collard et al., 2005 ; Humphrey et al., 2007 ; Swaminathan et Gerner-Smidt, 2007 ; Kérouanton et al., 2007 ;

Bettelheim, 2007 ; De Schrijver et al., 2007)

Microorganisme ou toxine

Temps d’incubation

Symptômes Produits à risque

Salmonella 6-48 heures à 72 heures

(généralement24)

Diarrhée, fortes fièvres, frissons, maux de tête, maux de ventre, vomissements. Les symptômes durent 2 à 3 jours, parfois plus.

Volaille, préparations à base d’œufs crus, viande de porc, produits laitiers, chocolat.

Campylobacte jejuni et coli

1 à 5 jours Crampes d’estomac, selles liquides et abondantes (parfois sanguinolentes), douleurs musculaires, maux de tête, fièvre, nausées; durée : 7 à 10 jours.

Volaille, viande de porc, lait cru.

Listeria monocytogenes

3 à 70 jours Etat grippal (fièvre et maux de tête), diarrhée, empoisonnement du sang, méningite, avortement spontané.

Fromage au lait cru, saumon cru et fumé, charcuterie : pâté, salami, jambon, crèmes glacées, beurre.

E.coli Vérotoxinogène

(VTEC)

3 à 9 jours Symptômes qui peuvent persister plus d’une semaine; CH : colite hémorragique : d’abord une diarrhée très aqueuse, et ensuite diarrhée sanguinolente SHU : syndrome hémolytique urémique : diarrhée avec présence de sang, insuffisance rénale, mort.

Haché de bœuf, lait cru, fromage au lait cru.

Yersinia enterocolitica

3 à 7 jours Syndromes de gastro entérocolite, diarrhée aqueuse sévère, fièvre, maux de tête, pseudo-appendicite, inflammation articulaire.

Viande de porc, haché de porc, lait, eau.



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Tableau 3 (suite): Tableau récapitulatif des principales causes de toxi-infections alimentaires, du temps d’incubation, des symptômes et des produits à risque.

(Collard et al., 2005 ; Humphrey et al., 2007 ; Swaminathan et Gerner-Smidt, 2007 ; Kérouanton et al., 2007 ; Bettelheim, 2007 ; De Schrijver et al., 2007)

Histamine Quelques minutes à quelques heures

Rougeurs faciales, œdème du visage, nausées, vomissements, diarrhée, maux de tête, vertiges, goût de poivre dans la bouche, sensation de brûlure dans la gorge, démangeaisons, picotements de la peau, palpitations cardiaques.

Thon, anchois, maquereau, hareng, sardines.

Vibrio parahaemolyticus

12 heures Inflammation gastro-intestinale caractérisée par des diarrhées et des maux de ventre, parfois accompagnées de nausées, vomissements, fièvre et maux de tête.

Poissons crus ou insuffisamment cuits et produits de la mer.

Shigella 12-50 heures Crampes au ventre, diarrhée sanguinolente, purulente ou glaireuse.

Crustacés, légumes, eau (produits de consommation manipulés par des hommes)

Toxines de Staphylococcus

aureus

2-4 heures Nausées, vomissements violents, pas de fièvre, maux de ventre, diarrhée, chute de tension.

Lait, fromage, crèmes glacées, viande, volaille, charcuterie, poisson, plats préparés, pâtisseries (aliments manipulés par des hommes).

Toxine émétique de

Bacillus cereus

1-5 heures Vomissements. Céréales, riz, pâtes alimentaires (produits riches en amidon), plats préparés à base de pommes de terre

Toxine de diarrhée de

Bacillus cereus

8-16 heures Diarrhée et crampes au ventre. Produits laitiers, poudre de lait, plats étuvés, épices et produits alimentaires fortement épicés (aliments riches en protéine).

Toxines de Clostridium perfringens

8-24 heures Affections intestinales marquées par des coliques soudaines et diarrhée ensuite; généralement pas de nausées, de vomissements ni de fièvre; affection bénigne de courte durée.

Aliments refroidis trop lentement après cuisson, plats préparés, principalement à base de viande.

Toxines de Clostridium botulinum

12-48 heures à 8 jours

Vision double (diplopie), soif, constipation, étourdissements, difficulté de déglutition et d’élocution, problèmes respiratoires, paralysie, mort.

Conserves maison mal stérilisées, poisson, miel, charcuterie fine sans nitrites.

Norovirus ou Norwalkvirus

24 à 48 heures Diarrhée soudaine non sanguinolente, nausées et crampes au ventre, maux de tête, nausée, faible fièvre.

Crustacés, mollusques, aliments manipulés par des hommes.

2.2.2. Les différentes infections d’origine bactérienne:

2.2.2.1. Salmonellose: En pathologie humaine, les salmonelloses comprennent deux principaux types

d'affections: Les salmonelloses humaines ou encore les fièvres typhoïde et paratyphoïdes due à S. typhi, S. paratyphi A, B et C, et Les salmonelloses d’origine animale, elles se présentent sous deux formes : �� La gastro-entérite à Salmonella: forme qui constitue un risque en animalerie

d’expérimentation. �� La Toxi-infection Alimentaire Collective (TIAC).



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2.2.2.1.1. La gastro-entérite aigue: 2.2.2.1.1.1. Définition :

C’est une salmonellose, l'une des toxi-infections alimentaires la plus courante et la plus répandue. Elle représente une charge importante pour la santé publique.

Les signes cliniques de la gastro-entérite aiguë surviennent entre 8 et 48 h après l’ingestion de l’aliment contaminé, le plus souvent dans la journée (Leclerc et Mossel, 1989). Cette gastro-entérite est provoquée par des Salmonelles (tableau 04) dites mineures (S. typhimurium, S. enteridis, S. dublin).

Tableau 04: Aperçu des épisodes de Salmonella en 2007.

(Collard et al., 2005 ; Humphrey et al., 2007 ; Swaminathan et Gerner-Smidt, 2007 ; Kérouanton et al., 2007 ; Bettelheim, 2007 ; De Schrijver et al., 2007)

Province Personnes Malades/hospitalisées

Lieu d’exposition Origine Sérotype/lysotype

Luxembourg 5/2 A la maison Œufs/tiramisu Enteritidis Brabant wallon 10/0 Au travail Œufs /tiramisu Enteritidis PT23

Antwerpen 60/3 Restaurant Œufs /tiramisu Enteritidis Brabant flamand 3/2 Restaurant Œufs /chocolat Enteritidis Brabant flamand 12/3 Catering institutionnel Inconnue Enteritidis PT1

Bruxelles 3 Voyage à l’étranger Inconnue Enteritidis Flandre occidentale 4/4 A la maison Haché Enteritidis PT12

Luxembourg 2/0 A la maison Viande Typhimurium var CopenhagenPT193

C’est un germe ubiquiste, la plupart sont des parasites intestinaux des animaux

vertébrés et des oiseaux transmis à l'homme par le biais d'aliments contaminés. Salmonella peut survivre plus de 300 jours dans le sol, plus de 30 mois dans les crottins et plus de 9 mois dans l’eau (Salmonellose et al., 2002).

C’est un bacille gram négatif de 1 à 2 μ de long, généralement mobiles grâce à une ciliature péritriche. Le génome de la bactérie est composé d’un ADN chromosomique et d’un ou plusieurs plasmides (Amélie, 2006).

Les salmonelles se multiplient entre 7°C et 45°C avec un optimum à 35°C / 37°C. Elles supportent une gamme de pH allant de 4.5 à 9.0 avec un optimum de 6.5 à 7.5 (Amélie, 2006). En fonction des acides utilisés, les sensibilités variables peuvent s'observer, ainsi l'utilisation d'acide citrique ou d'acide chlorydrique autorise la croissance à pH 4.05 (en bouillon), pH 5.50 pour l'acide propionique; avec l'acide lactique cette limite s'établit à 4.40. Les salmonelles résistent parfaitement à la dessiccation et se développent bien dans des valeurs d'Aw de 0.945 à 0.999 (Amélie, 2006); pour des valeurs très faibles correspondant à des produits déshydratés (0.20), leur survie est de longue durée dans les aliments, les salmonelles peuvent se multiplier jusqu'à des valeurs d'Aw égales à 0.93. Les salmonelles sont assez sensibles au NaCl, mais néanmoins leur présence a été reconnue dans des saumures à 3.2 %. La concentration maximale tolérée serait de 5.8 %. Elles sont sensibles aux nitrites. Ce sont des bactéries aéro-anaérobies facultatif (Choukri, 2007).

2.2.2.1.1.2. Classification :

Classe : Gammaproteobacteria Ordre : Entérobacteriales Famille : Enterobacteriaceae Genre : Salmonella



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L’intérêt porté aux salmonelles n’est pas récent. Dès 1875, Koch et Pasteur s’y sont intéressés en mettant en place les bases de la bactériologie (Le Minor, 1992). Le bacille d’EBERTH (ou Salmonella typhi) fut décrit par Schroeter en 1886 comme agent de la fièvre typhoïde chez l’homme. Puis Klein isola en 1889 l’agent de la typhose aviaire (S. Gallinarum). Le bacille de Loeffler (S. typhimurium) a ensuite été isolé à partir de sang de souris atteintes de salmonellose en 1890. Enfin, en 1894 Smith a décrit Bacillus cholerae, l’agent responsable du cholera du porc et l’a nommé S. Cholerasuis. Le terme de Salmonella ne fut créé qu’en 1900 par Lignières, en l’honneur de Salmon, directeur des services vétérinaires des Etats-Unis à cette époque.

White en 1925 et Kauffmann à partir de 1930 établirent un système de classification basé sur l’identification antigénique des Salmonelles. De nos jours, il est démontré que le genre Salmonella comprend 3 espèces (Popoff et Bockemuhl, 2004): �� Salmonella enterica : composée de 6 sous-espèces (Le Minor, 1992) :

I- Salmonella enterica subsp enterica II- Salmonella enterica subsp salamae IIIa- Salmonella enterica subsp arizonae IIIb- Salmonella enterica subsp diarizonae IV- Salmonella enterica subsp hautenae VI- Salmonella enterica subsp indica

�� Salmonella bongori : qui correspond à l’ancienne sous-espèce V bongori de S. enterica.

�� Salmonella subterranea. La principale (longtemps considérée comme la seule), Salmonella enterica

comprend plus de deux-mille sérotypes, elle-même divisée en de nombreux sérovars (actuellement environ 2500 sont reconnus) sur la base de la diversité des antigènes (O) des lipopolysaccharidiques (LPS) et des protéines flagellaires (H) (enteritidis, derby, hadar, infantis, paratyphi, typhi, typhimurium, virchow, etc.) (Popoff et al., 1994; Popoff, 2001; Brown, 1935).

2.2.2.1.1.3. Mode de contamination : La contamination se fait selon des modalités variables, dont les principales sont les

suivantes :

2.2.2.1.1.3.1. La contamination interhumaine : Elle se produit à partir d’un malade ou d’un porteur sain. Les germes éliminés par

les selles souillent les langes, et sont disséminés par les mains du personnel soignant, et peut-être aussi par voie aérienne. Ainsi s’explique la possibilité d’épidémies de crèches, d’hôpitaux d’enfants (Perelman et al., 1990).

Un simple contact des doigts, par exemple avec une personne ayant manipulé des aliments contaminés peut transmettre la bactérie (Shaffer, 2000).

2.2.2.1.1.3.2. La contamination par les aliments :

De nombreux animaux peuvent être infectés, en particulier les volailles, et transmettre les salmonelles par leur viande, les œufs... ils peuvent souiller les eaux par leurs excréments, d’où la contamination d’eau de boisson, de légumes ou de fruits lavés avec une telle eau (Perelman et al., 1990).

Beaucoup d'animaux, particulièrement les volailles et les porcs peuvent aussi être infectés sans présenter de signes cliniques (Wray C. et Wray A., 2000); ces animaux



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jouent un rôle important dans la diffusion de l'infection entre les différents élevages

(FAO/WHO, 2002; Wray C. et Wray A., 2000).

2.2.2.1.1.3.3. Animaux familiers : Dans les dernières années, beaucoup de cas de salmonellose chez les enfants ont été

associés à des reptiles (lézards, tortues ou iguanes) qui leur servaient d'animaux familiers. D'habitude, la contamination s'effectue en touchant ces animaux, mais ce n'est pas toujours le cas, un contact indirect peut suffire à causer la contamination (Friedman et al., 1998).

2.2.2.1.1.3.4. Les vecteurs : insectes.

2.2.2.1.1.4. Le développement de la maladie : 2.2.2.1.1.4.1. Phase d’adhésion des salmonelles :

Les germes pénètrent par voie digestive (la dose infectante est de 105) et doit être ingérées en très grand nombre pour déclencher la maladie chez l'adulte sain. La durée d’incubation est généralement de 1 à 2 jours et dépend de la dose ingérée, de la santé de l’hôte et des caractéristiques de souche de Salmonella (Brown, 1935).

Ce sont des bactéries entéro-pathogènes invasives (Bonjean-Tremolet, 1978), pénétrant l’intestin surtout à la terminaison de l’iléon, mais aussi au niveau du cæcum, après adhésion à la bordure en brosse à leurs récepteurs (RME, receptor-mediated endocytosis) (Fig.10).

2.2.2.1.1.4.2. Invasion des entérocytes :

Cette phase, cliniquement silencieuse, commence quinze minutes après l’infection, c’est le temps nécessaire pour que les salmonelles sécrètent les molécules impliquées dans l’invasion (Santos et coll, 2002). Elle débute par un effacement des microvillosités, une ondulation de la membrane plasmique de la cellule hôte, la formation d’une vacuole et un réarrangement du cytosquelette (accumulation d’actine) (Fig.10) (Sansonetti, 1992).

2.2.2.1.1.4.3. Dissémination systémique : Après avoir franchi la barrière épithéliale, les salmonelles sont phagocytées par les

macrophages de la lamina propria, leurs multiplication à ce niveau entraînent une réaction inflammatoire à polynucléaires neutrophiles, libérant des médiateurs (prostaglandines probablement) qui stimulent la sécrétion d’électrolytes et d’eau ainsi que la motilité intestinale, d’où la diarrhée (Wilmes-Reisinberg et al., 1996).

Les bactéries sont transportées jusqu’aux nœuds lymphatiques, d’après Yrlid (2001), les cellules dendritiques transporteraient également les salmonelles jusqu’à ces nœuds lymphatiques. Leur dissémination peut s’arrêter là avec destruction de la bactérie. Inversement, les salmonelles peuvent gagner, via le système réticuloendothélial, le foie et la rate où elles se multiplient (Fig.10).

Ces deux étapes nécessitent l'assimilation de certains composants, systèmes de sécrétion de type HI 1 et 2 (TTSS), qui sont codées par des loci de l'ADN chromosomique, désigné comme îlots de pathogénicité de Salmonella (SPI) 1 et 2. Le génome de Salmonella typhimurium contient neuf îlots de pathogénicité (Parkhill et al., 2001; Chiu et al., 2005; McClelland et al., 2001).



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Fig.10. Représentation schématique des différentes étapes de la pathogénie après infection orale par Salmonella.

(Millemann, 2005)

L'invasion de l'épithélium intestinal par Salmonella typhimurium est dépond de SPI 1, une région de 40 kb de l'ADN chromosomique (Wallis et Galyov, 2000) qui code pour TTSS 1 et des protéines effectrices translocation (Zhou et Galan, 2001) qui sont directement contrôlés et activés par le gène hilA, qui est considéré comme l'organisme de réglementation générale de la transcription de SPI 1 (Altier et al., 2000 ; Bajaj et al., 1995 ; Lostroh et al., 2000).

En dehors de la colonisation épithéliale intestinale et processus d'invasion qui est régi par SPI 1, une autre fonction importante est d'attirer les leucocytes phagocytaires au site d'invasion de Salmonella (Gewirtz et al., 1999 ; Hensel et al., 1998 ; Hersh et al., 1999 ; Jones et Falkow, 1996).

Pour une infection systémique, SPI2 est l'élément essentiel, permettant à Salmonella Typhimurium prolifèrent à l'intérieur des macrophages et de s'étendre à différents organes sensibles (Bispham et al., 2001 ; Everest et al., 1999 ; Hensel et al., 1995 ; Shea et al., 1996).

2.2.2.1.1.4.4. Genèse des signes cliniques : La physiopathologie des salmonelloses est assez mal connue.

2.2.2.1.1.4.4.1. La diarrhée : Les troubles diarrhéiques les plus fréquents lors de salmonellose, sont assez mal

expliqués dans leurs mécanismes intimes (Fig.11). Les phénomènes inflammatoires peuvent être particulièrement sévères dans certains cas comme le prouvent les lésions observées à l’autopsie. Ces lésions semblent liées au caractère invasif des salmonelles et au recrutement dans la paroi intestinale de cellules inflammatoires (Amélie, 2006).



20

Fig.11. Pathogénie de la diarrhée.

(Millemann, 2005)

2.2.2.1.1.4.4.2. Le choc : Le choc est expliqué par l’action du LPS à activité endotoxinique. Il est relayé par

une cascade de médiateurs (cytokines, lipides vasoactifs, amines vasoactives, complément, système de la coagulation…) (Schelcher et Valarcher, 1997). En phase d’état, une diminution de la pré-charge, liée à une redistribution du volume intra vasculaire, conduit à une chute de la pression artérielle avec hypoperfusion et hypoxémie tissulaire (Amélie, 2006).

Les conséquences respiratoires sont une hypertension pulmonaire et une augmentation du gradient en oxygène artério-alvéolaire. La réponse rénale est caractérisée par une anurie avec diminution de la réabsorption d’eau (Amélie, 2006).

2.2.2.1.1.4.4.3. L’avortement :

Deux hypothèses expliqueraient les avortements salmonelliques. La première hypothèse s’appuie sur la multiplication des bactéries dans le placenta ayant pour conséquence la naissance prématurée d’un veau porteur de salmonelles. La seconde hypothèse est fondée sur la production d‘endotoxines par les salmonelles (Foley et Schlafer, 1994).

Les endotoxines induiraient la production de prostaglandines lutéolytiques ayant pour conséquence une concentration en progestérone insuffisante pour maintenir la gestation (Foley et Schlafer, 1994).

2.3. L’activité antagoniste des probiotiques : 2.3.1. Généralités :

On admet généralement que la résistance des bactéries aux antimicrobiens se traduit par un échec du traitement, c'est-à-dire que la maladie provoquée par une souche résistante peut s’aggraver considérablement, voire conduire a une issue fatale, en raison de l’absence d’effet de l’antimicrobien utilisé. De telles données sont maintenant disponibles pour une principale bactérie transmise par voie alimentaire : Salmonella spp (Helms et al., 2005 ; Helms et al., 2004 ; Helms et al., 2003 ; Helms et al., 2002).



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Les salmonelloses gastro-intestinales ne requièrent habituellement pas de traitement. Pourtant, depuis le début des années 90, des souches résistantes à une série d’antimicrobiens, y compris les antimicrobiens d’importance critique, sont apparues et posent un grave problème de santé publique.

Les salmonelles sont présentes de manière endémique chez de nombreuses populations animales et aviaires. Le risque de contracter une salmonellose existe donc toujours, quels que soient le pays, la saison ou les pratiques de manipulation des aliments

(Helms et al., 2005). En effet, l’alimentation est susceptible de moduler diverses fonctions de l’organisme,

et peut aussi contribuer à diminuer le risque de certaines pathologies (Ait-Belgnaoui et al., 2006). Les probiotiques jouent un rôle dans la résistance de l’hôte aux infections microbiennes, les bactéries lactiques classiques exercent une activité antagoniste contre les pathogènes (Lievin et al., 2000). Certaines espèces de bifidobactéries exercent une inhibition sur des espèces appartenant aux genres Salmonella, Escherichia coli, Listeria, Campylobacter, Shigella, ainsi que Vibrion choléra (Gibson et Wang, 1994).

Ces effets reposent sur les fonctions spécifiques à chaque probiotique: d’une part leur capacité d’adhérence aux cellules épithéliales, au mucus ou à la matrice extracellulaire, d’autre part leur capacité à produire des substances antimicrobiennes (Clancy, 2003).

2.3.2. Nature des substances antagonistes : Les bactéries peuvent synthétiser des substances antagonistes non protéiques pouvant

être des acides organiques, du peroxyde d’hydrogène, l’ion superoxyde d’hydrogène ou des antibiotiques (Klaenhammer, 1994), des acides gras à chaînes courtes (acétate, butyrate et propionate) (MacFarlane, 2008), dioxyde de carbone CO2 (Drider, 2004), diacétyle, acétaldéhyde (Drider, 2004) et autre de nature protéiques (Chaalal, 2005).

2.3.2.1. Les substances d’origine non protéiques :

2.3.2.1.1. Les acides organiques : Les acides organiques les plus synthétisés par les bactéries lactiques et les

bifidobactéries sont les acides lactique et acétique. C’est la forme moléculaire non dissociée de l’acide lactique qui est le facteur toxique pour les bactéries pathogènes (Klaenhammer, 1994).

Cette forme diffuse librement dans la cellule où elle s’ionise, ce qui entraîne une diminution du pH interne inférieur à 4 et par conséquent, le blocage de certains mécanismes de transport (Klaenhammer, 1994). Ainsi, l’accumulation d’acides organiques inhibe directement les microorganismes nuisibles ayant un seuil bas de résistance aux changements de pH intracellulaire (Chaalal, 2005).

Il faut noter que l’acide acétique est nettement plus toxique, et que les bifidobactéries sont réputées pour leur plus forte production d’acide acétique par apport à l’acide lactique (Gibson et Roberfroid, 1995).

2.3.2.1.2. Les antibiotiques : De tous ces supposés antibiotiques, le seul composé qui ait été correctement purifié

et caractérisé est la reutérine. Cet inhibiteur à large spectre est produit par Lactobacillus reuteri en présence de glycérol. La reutérine se présente comme un mélange de monomères hydratés et de dimères cycliques du 3 hydroxy-propionaldéhyde (Talarico et



22

Dobrogosz, 1989). La synthèse de la reutérine a lieu lorsque le glycérol est utilisé comme accepteur (alternatif) d’électrons par Lb. reuteri (Talarico et al., 1990).

2.3.2.1.3. Le peroxyde d’hydrogène et l’ion superoxyde : Les bactéries lactiques et les bifidobactéries sont catalase-négatives et certaines

souches peuvent accumuler du peroxyde d’hydrogène lorsqu’elles sont cultivées en aérobiose ou en micro aérobiose (Dubey et Mistry, 1996).

Le peroxyde d’hydrogène est, depuis longtemps, reconnu comme un agent majeur de l’activité antimicrobienne des bactéries lactiques en particulier celle des lactobacilles (Klaenhammer, 1994).

En plus de son effet bactéricide direct, le peroxyde d’hydrogène active le système lactoperoxydase-thyocyanate présent dans le lait des mammifères, et génère par oxydation deux puissants inhibiteurs microbiens, à savoir l’hypothyocyanate (OSCN) et l’acide hypothyocyaneux (HOSCN) (Reiter et Harnulv, 1989).

Il permet aussi d’inhiber les germes pathogènes potentiellement présents dans des aliments (Siragusa et Johnson, 1989).

2.3.2.1.4. Le dioxyde de carbone CO2 : Le dioxyde de carbone exerce également une action inhibitrice sur plusieurs

bactéries, cette action est non spécifique, et en présence des autres substances inhibitrices elle contribue à amplifier l'action inhibitrice globale (Drider, 2004).

Les mécanismes d’action antimicrobienne du CO2 produit lors des fermentations sont encore mal connus (Ammor et al., 2005a); peut aussi jouer un rôle en créant un environnement anaérobique qui inhibe la décarboxylation enzymatique et son accumulation dans les lipides membranaires cause un dysfonctionnement de la perméabilité de la membrane (Eklund, 1984).

2.3.2.1.5. Le di-acétyle et l'acétaldéhyde : Le di-acétyle et l'acétaldéhyde sont produits par de nombreuses bactéries lactiques,

ce sont des inhibiteurs non spécifiques qui accentuent l'action antagoniste en milieu acide. Les bactéries à Gram négatif sont plus sensibles que celles à Gram positif (Bourgeois et Larpent, 1989).

2.3.2.2. Les substances protéiques (bactériocines) :

Ils sont des protéines douées d’une activité bactéricide (Klaenhammer, 1994), les molécules appelées bactériocines répondent aux 6 critères suivants (Frey, 1993; Bourgeois et Larpent, 1989): �� Spectre d’action étroit: Seules les espèces taxonomiquement proches de la souche

productrice sont inhibées. �� Elles comportent une partie protéique nécessaire à leur activité. �� Leur effet est bactéricide. �� Pour agir, une bactériocine doit se fixer sur un récepteur spécifique localisé sur la

cellule cible. �� La bactérie productrice synthétise également une molécule auto-immunisante contre

sa propre bactériocine (autoprotection). �� Le support génétique des 2 molécules (bactériocine et molécule auto-immunisante) est

plasmidique.



23

Ces substances protéiques sont des petites molécules à faible poids moléculaire, et par conséquent, peuvent pénétrer facilement à l’intérieur des entérocytes. Ceci constitue un moyen direct d’inhiber les germes pathogènes qui pénètrent dans ces cellules (Klaenhammer, 1994).

Elles peuvent cibler spécifiquement certaines souches ou espèces et est d’éliminer ou d’empêcher l’installation d’un pathogènes spécifiques, de façon à ne pas altérer la flore microbienne endogène de l’hôte (Klaenhammer, 1994).

Le tableau 05 regroupe les différentes bactériocines rencontrées chez les bactéries lactiques, ainsi que leurs caractéristiques et spectres d’action.

Tableau 05: Bactériocines produites par les bactéries lactiques (Frey, 1993).

Espèce productrice Bactériocine Spectre d’activité Caractéristiques

Lactococcus lactis ssp lactis

Nisine Bactéries Gram+ L’antibiotique 3,5KDa. Laclostrepcine Lactococcus, Streptocoques, B-

hémolytîque, Lactobacillus helveticus, Leuconostoc

Active à pH 4,6, Inactive à pH 7.

Bactériocines V & VII

Lactococcus, Lactobacillus, Streptococcus sanguis,

Leuconostoc, Clostridium

Protéinique.

Bac Lactococcus Clonée, exprimée à niveau accru, 2 bactériocines clonées à partir d’un plasmide.

Lacticine 481 Clostridium, Lactococcus, Lactobacillus, Leuconostoc

Protéinique, purifiée et estimée à 1,5KDa par SDS-PAGE.

Lactococcine G / Activité par association de 2 peptides, purifiés et séquencés, structure en hélice.

Lactococcus lactis ssp cremoris

Diplococcine Lactococcus Sans l’anthionine, 5,3KDa.

Lactobocillus acidophilus

Lactococcine A Lactococcus Purifiée, séquencée et clonée, 54 acides aminés.

Lactacine B Lactobacillus delbrueckii, Lactobacillus helveticus

Purifiée, 6,3KDa, formant un complexe de haut poids moléculaire.

Lactacine F Lactobacillus fermentum, Enterococcus faecalis,

Lactobacillus delbrueckii lactobacillus helveticus

Purifiée, clonée, exprimée, séquencée 57 aminoacides, peptide 6,3KDa, formant un complexe de haut poids moléculaire, thermostable à 121°C/15 min.

Acidophilucine A Lactobacillus Protéinique, perte d’activité : 60°C/10 min. Lactobacillus brevis Brévicine 37 Pediococcus damonosus,

Lactobacillus brevis, Leuconostoc oenos

Protéinique, thermostable à 121° C/1h. active entre pH 2 et 10. Inactivée par le chloroforme.

Loctobacillus casei

Caséicine 80 Lactobacillus casei Protéinique, thermosensible à 60 C/10 min, active entre pH 3 et 9 ; 40KDa, induction par mitomycine C.

Lactobacillus curvatus

Curvacine A Lactobacillus, Listeria monocytogenes,

Entrerococcus faecalis

Purifiée et séquencée, 38 à 41 acides aminés.

Carnobacterium pisciola

(Lactobacillus carnis)

Bactériocine S

Lactobacillus, Carnibacterium, Pediococcus, Entérococcus,

Listeria

Protéinique, thermostable à l00 C/30 min, stable ente pH 2 et 11, active sur membrane, liée à un plasmide.



24

Tableau 05 (suite): Bactériocines produites par les bactéries lactiques. (Frey, 1993) Lactobacillus

fermentum Bactériocine Lactobacillus fermentum Complexe macromoléculaire, fraction

glicolipidique. Lactobacillus

helveticus Lactocine 27 Lactobacillus acidophilus,

Lactobacillus helveticus Glicolipoprotéinique, complexe, >200KDa, purifiée jusqu’à 12,4KDa.

Helvéticine J Lactobacillus helviticus, Lactobacillus delbruechii ssp/

lactis & bulgaricus

Agrégat complexe, >300KDa, purifiée jusqu’à 37KDa, clonée, exprimée, séquencée. Inductible par la mitomycine C.

Lactobacillus plantarum

Plantacine B Laciobacillus pfantarurn, Leuconostoc msenteroides

Pediococcus damnosus

Protéinique.

Bactériocine Leuconstoc, Lactobocillus, Pediococcus, Lactococcs,

Strctococcus

Sensible aux protéases. ci-amylase et lipases, thermostable à 100° C/30 min, phénotype instable suggérant une localisation plasmidique.

Lactobacillus sake

Sakacine A Curnobaterium piscicola, Enterococcus sp, Lactobacillus sake, Lactobacallus curvalus,

Leuconostoc paromesenteroides,

Listeria monocitogenes

Protéinique, liée à un plasmide.

Ladocines Lactobacillus, Leuconostoc, Pediococcus

Sensible aux protéases, active entre pH 4,5 et 7,5 liée à un plasmide.

Sakacine P Lactobacillus, Lisieria monocytogenes,

Entrecoccus faeccalis

Purifié, 41 acides aminés.

Lactobacillus sp Bactériocine Clostridium ramosum H1 Protéinique >12KDa. Leuconostoc Leucocine

A-UAL 187 Bactéries lactiques,

Listeria monocytogenes, Enterococcus faecalis

Protéinique, 2,5-3,0KDa séquence de 37 acides aminés, clonée.

Leuconostoc mesenteroides

Mesentéricine 5 Listeria monocytogenes Protéine d’environ 4,5KDa, stable à 100° C/30 min.

Mésentérocine Y 105

Listeria monocytogenes Isolée, purifiée, séquence de 36 acides aminés, clonée, action sur membrane.

Pediococcus pentasaceus

Pédiocune A Bactéries Gram-positif Protéinique, liée à un plasmide.

Pediococcus Pédiocune PA 1 Pediococcus, Lactobacillus plantarum, Lactobacillus casei,

Lactobacillus bifermentans, Leuconostoc mesenteroides,

Listeria monocytogenes

16,5KDa, liée à un plasmide, séquence de 44 acides aminés.

Pédiocine ACH Lactobacillus plantarum, Pediococcus

2,7KDa, liée à un plasmide conjugatif.

Les bactériocines possèdent un mécanisme commun, après son adsorption sur la

paroi cellulaire, le mode d’action des bactériocines est surtout membranaire est la formation de pores à travers la membrane cytoplasmique (Ocana et Nader-Macias, 2004; Klaenhammer, 1994). Une oligomérisation latérale des monomères de peptides se déclenche du côté de la partie hydrophobe, alors que la partie hydrophile forme le pore (Klaenhammer, 1994) il contribue à la modification du potentiel membranaire provoquant des pertes d’ATP et d’ions K+. Ceci entraîne des perturbations dans le pH intracellulaire et, par conséquent, l’inhibition de la production d’énergie avec l’altération de la synthèse des protéines et des acides nucléiques (Fig.12) (Anderson et al., 1988) qui par conséquent, entraîne la destruction de la cellule cible (Klaenhammer, 1994).

CHAPITRE II

Fig.12. Formation de pores à travers la membrane cytoplasmique

2.3.3. Autres critères ont un effet antagonisteLes premières démarches pour comprendre les modes d’action des probiotiques se

sont focalisées sur la colonisation intestinale et l’induction de la suppression de la croissance et de l’invasion des microorganismes pathogènes (Clancy

Aujourd’hui, la capacité deun des principaux critères de sélection des bactéries probiotiques souches probiotiques pourraient également agir en inhibant l’implantation des germes pathogènes par compétition pour la colonisation (par inhibition compétitive). largement accepté que plus une bactérie passe du temps dans le tractus gastroplus elle aura de chances d’exercer un effet bénéfique pour l’hôte. La capacité d’adhésion au mucus ou aux cellules épithéliales conditionne le temps de résidence intestinale et par conséquent la capacité de colonisation, au moin(Alander et al., 1999).

Ainsi les bactéries adhérentes peuvent séjourner dans l’intestin plus longtemps que ce que permettrait le transit normal, contrairement aux bactéries non adhérentes qui sont facilement évacuées à cause du péristaltisme. bifidobactéries passe également par leeffet, l'adhésion des bifidobactéries à laentérocytes et leur rôle dans l'inhibition de la(Salmonella) à ce site a été rapportéeOuwehand et al., 1999). Par ailleurs, Fujiwara espèces de bifidobactéries peuvent sécréter un facteur protéique, qui inhibe l'adhésion d'une souche pathogène de

Plusieurs Lactobacillus les bifidobactéries, la figure

CHAPITRE II : INFECTIONS DIGESTIVES D’ORIGINE


25

Formation de pores à travers la membrane cytoplasmique(Drider, 2004)

2.3.3. Autres critères ont un effet antagoniste : démarches pour comprendre les modes d’action des probiotiques se

sont focalisées sur la colonisation intestinale et l’induction de la suppression de la croissance et de l’invasion des microorganismes pathogènes (Clancy, 2003).

Aujourd’hui, la capacité des souches à adhérer à la muqueuse gastroun des principaux critères de sélection des bactéries probiotiques (FAO/WHO, 2002)souches probiotiques pourraient également agir en inhibant l’implantation des germes pathogènes par compétition pour la colonisation (par inhibition compétitive). largement accepté que plus une bactérie passe du temps dans le tractus gastroplus elle aura de chances d’exercer un effet bénéfique pour l’hôte. La capacité d’adhésion au mucus ou aux cellules épithéliales conditionne le temps de résidence intestinale et par conséquent la capacité de colonisation, au moins temporaire, du tractus gastro

Ainsi les bactéries adhérentes peuvent séjourner dans l’intestin plus longtemps que

ce que permettrait le transit normal, contrairement aux bactéries non adhérentes qui sont ées à cause du péristaltisme. L'expression de l'antagonisme bactérien des

bifidobactéries passe également par le processus de leur adhésion aux entérocytes. En effet, l'adhésion des bifidobactéries à la bordure en brosse de la surface apicale des entérocytes et leur rôle dans l'inhibition de la fixation d'espèces bactériennes pathogènes

) à ce site a été rapportée par plusieurs chercheurs (Par ailleurs, Fujiwara et al. (1997), ont montré que c

espèces de bifidobactéries peuvent sécréter un facteur protéique, qui inhibe l'adhésion d'une souche pathogène de salmonella.

Lactobacillus possèdent la même capacité d'adhésion aux entérocytes que les bifidobactéries, la figure N°13 en illustre un exemple (Fujiwara et al.,

RIGINE BACTERIENNE ET

E ANTAGONISTE DES PROBIOTIQUES.

Formation de pores à travers la membrane cytoplasmique.

démarches pour comprendre les modes d’action des probiotiques se sont focalisées sur la colonisation intestinale et l’induction de la suppression de la

2003). s souches à adhérer à la muqueuse gastro-intestinale est

FAO/WHO, 2002). Les souches probiotiques pourraient également agir en inhibant l’implantation des germes pathogènes par compétition pour la colonisation (par inhibition compétitive). Il est largement accepté que plus une bactérie passe du temps dans le tractus gastro-intestinal, plus elle aura de chances d’exercer un effet bénéfique pour l’hôte. La capacité d’adhésion au mucus ou aux cellules épithéliales conditionne le temps de résidence intestinale et par

actus gastro-intestinal

Ainsi les bactéries adhérentes peuvent séjourner dans l’intestin plus longtemps que ce que permettrait le transit normal, contrairement aux bactéries non adhérentes qui sont

L'expression de l'antagonisme bactérien des processus de leur adhésion aux entérocytes. En

bordure en brosse de la surface apicale des fixation d'espèces bactériennes pathogènes

par plusieurs chercheurs (Bernet et al., 1993; . (1997), ont montré que certaines

espèces de bifidobactéries peuvent sécréter un facteur protéique, qui inhibe l'adhésion

possèdent la même capacité d'adhésion aux entérocytes que et al., 1997).

CHAPITRE II

Fig.13. Adhésion de

2.3.4. Actions sur l’anatomie du tube digestifModifient la glycosylation apicale

l’inhibition observée avec certains probiotiquesdivers micro-organismes pathogènes. La colonisation de la flore conventionnelle de l’intestin est nécessaire à la fucolysentérocytes (Bry et al., 1996).

De plus, certains probiotiques augmentent l’expression de mucines sur des lignées intestinales humaines, et modifient ainsi la glycosylation apicale des cellules pouvant êreliée aussi à l’inhibition de l’adhérence intestinale de certains microal. ont montré que l’adhésion de l’augmentation de la sécrétion extracellulaire de mucines prédominantes de l’iléon et du côlon) et une inhibition de l’adhésion d’entéroinvasive (Mack et al.,

Par ailleurs, d’autres études ont montré que l’ingestion de certaines souches de lactobacilles ou de bifidobactéries pouvaient modifiactivités enzymatiques endogènes (

CHAPITRE II : INFECTIONS DIGESTIVES D’ORIGINE


26

Adhésion de Lactobacillus bulgaricus à l'épithélium intestinal. (Danone, 2002)

Actions sur l’anatomie du tube digestif :

Modifient la glycosylation apicale des cellules épithéliales, pervée avec certains probiotiques de l’adhérence apicale intestinale de

organismes pathogènes. La colonisation de la flore conventionnelle de l’intestin est nécessaire à la fucolysation complète des glycoprotéines des membranes des

1996). De plus, certains probiotiques augmentent l’expression de mucines sur des lignées

intestinales humaines, et modifient ainsi la glycosylation apicale des cellules pouvant êreliée aussi à l’inhibition de l’adhérence intestinale de certains micro-

. ont montré que l’adhésion de L. plantarum aux cellules épithéliales se traduit par l’augmentation de la sécrétion extracellulaire de mucines MUC2 prédominantes de l’iléon et du côlon) et une inhibition de l’adhésion d’

1999). Par ailleurs, d’autres études ont montré que l’ingestion de certaines souches de

lactobacilles ou de bifidobactéries pouvaient modifier de manière reproductible certaines activités enzymatiques endogènes (Marteau, 1993).

RIGINE BACTERIENNE ET

E ANTAGONISTE DES PROBIOTIQUES.

à l'épithélium intestinal.

des cellules épithéliales, peut être associé à de l’adhérence apicale intestinale de

organismes pathogènes. La colonisation de la flore conventionnelle de ation complète des glycoprotéines des membranes des

De plus, certains probiotiques augmentent l’expression de mucines sur des lignées intestinales humaines, et modifient ainsi la glycosylation apicale des cellules pouvant être

-organismes. Mack et aux cellules épithéliales se traduit par

MUC2 et MUC3 (mucines prédominantes de l’iléon et du côlon) et une inhibition de l’adhésion d’E.coli

Par ailleurs, d’autres études ont montré que l’ingestion de certaines souches de er de manière reproductible certaines

CHAPITRE.3. LES PROBIOTIQUES.

3. Les probiotiques. 3.1. Définition. 3.2. Les microorganismes probiotiques.

3.2.1. Les bactéries lactiques. 3.2.1.1. Le genre lactobacillus.

3.2.2. Les bifidobactéries. 3.2.2.1. Habitat naturel des bifidobactéries. 3.2.2.2. Morphologie cellulaire. 3.2.2.3. Les différentes espèces de bifidobactérium. 3.2.2.4. Sensibilité a l’oxygène. 3.2.2.5. Tolérance a l’acidité et a la température. 3.2.2.6. Les besoins en acides amines. 3.2.2.7. Métabolisme glucidique. 3.2.2.8. Les besoins en vitamines. 3.2.2.9. La résistance aux différents antibiotiques. 3.2.2.10. Différents types de facteurs bifidigènes.

3.2.3. Les différentes levures. 3.2.4. Les autres bactéries sporulées.

3.3. Critères de sélection des souches probiotiques. 3.3.1. Critères de sécurités.

3.3.1.1. Désignation du genre/espèce/souche. 3.3.1.2. Innocuité de souches probiotiques. 3.3.1.3. Dépistage des probiotiques potentiels par des tests in vitro. 3.3.1.4. Etudes in vivo sur des animaux et humains. 3.3.1.5. Allégations-sante et marque du produit.

3.3.2. Critères d'ordre technologique. 3.3.2.1. Croissance sur milieu lait. 3.3.2.2. Fiabilité pendant le processus. 3.3.2.3. Résistance aux phages. 3.3.2.4. Bonnes propriétés de flaveur et de texture. 3.3.2.5. Stabilité dans le produit au cours du stockage.

3.4. Formes vectrices des probiotiques a l’état vivant. 3.4.1. Les aliments fermentés.

3.4.1.1. Les produits laitiers. 3.4.1.2. Les produits carnes.

3.4.2. Les aliments non fermentes. 3.4.3. Les encapsulations.

3.5. Effet des probiotiques sur la sante humaine. 3.5.1. Les probiotiques ont un rôle nutritionnel. 3.5.2. Les probiotiques ont un rôle thérapeutique.

3.5.2.1. Traitement des diarrhées. 3.5.2.1.1. Traitements des diarrhées infantiles. 3.5.2.1.2. Traitement des diarrhées dites du voyageur. 3.5.2.1.3. Traitement de diarrhées consécutives a une antibiothérapie.

3.5.2.2. Activité anti cancérigène. 3.5.2.3. Effet sur l’intolérance au lactose. 3.5.2.4. Effet sur la constipation. 3.5.2.5. Effet sur la perméabilité intestinale. 3.5.2.6. Effet sur la motilité de l’intestin. 3.5.2.7. Effet hypocholestérolémiant. 3.5.2.8. Effet sur les allergies. 3.5.2.9. Effet immuno-stimulateur.

3.5.2.9.1. Ils ont un effet sur les cellules immunitaires impliquées dans

des mécanismes de défense non spécifique (l’immunité innée).

3.5.2.9.2. Ils ont un effet sur les cellules impliquées dans les mécanismes de réponse immunitaire spécifique.

3.6. Combinaison de souches probiotiques.

CHAPITRE III : LES PROBIOTIQUES.

27

3. Les probiotiques : 3.1. Définition :

La notion de probiotiques a été développée principalement grâce aux travaux de Metchnikoff ayant suggéré que l’ingestion de bactéries lactiques vivantes accroît la longévité en réduisant dans le tube digestif la population de bactéries putréfiantes ou produisant des toxines (Metchnikoff, 1907).

De nos jours, c’est la définition de Fuller qui prédomine : « un probiotique est un microorganisme vivant apporté sous forme de supplément alimentaire qui affecte de façon bénéfique la santé de l’hôte en améliorant l’équilibre de sa microflore intestinale » (Fuller, 1989; Saarela et al., 2000; Percival, 1999 ; Wagner et al., 1998; Donohue et Salminen, 1996). Cette définition a, par la suite, évolué et s’étend maintenant à d’autres effets tels que l’immunomodulation (Takagi et al., 2001).

La FAO (Food and Agriculture Organization) et l’OMS (Organisation mondiale de la santé; WHO) ont établi récemment des lignes directrices pour l’utilisation du terme « probiotiques » dans les aliments (FAO/WHO, 2002); il s'agit le plus souvent de bactéries ou de levures présentes soit dans des aliments, notamment les produits laitiers fermentés, soit dans des compléments alimentaires sous forme lyophilisée (Robin et Rouchy, 2001).

3.2. Les microorganismes probiotiques : Différentes souches bactériennes principalement des bactéries lactiques et des

bifidobactéries ainsi que les levures sont considérés comme probiotiques. Il existe 4 grands groupes de probiotiques (tableau 06) (Robin et Rouchy, 2001).

En alimentation humaine, les genres microbiens les plus utilisés comme probiotiques sont Lactobacillus, Bifidobacterium et Streptococcus (Ishibashi et Yamazaki, 2001 ; Holzapfel et Schillinger, 2002; Goldin et Gorbach, 1992; Berg, 1998; Sanders, 2000; Sullivan et Nord, 2002; Borriello et al., 2003; Saito et al., 2004). Par contre, en alimentation animale de nombreux genres bactériens et fongiques sont utilisés, comme Lactobacillus, Bifidobacterium, Bacillus, Streptococcus, Pediococcus, Enterococcus, Propionibacterium, Saccharomyces, Aspergillus et Torulopsis (Tannock, 1997; Tannock, 1999; Huang et al., 2003).

3.2.1. Les bactéries lactiques : Les bactéries lactiques sont des cellules procaryotes, hétérotrophes et chimio-

organotrophes. Il s’agit un groupe phylogénétiquement diversifié de genres de bactéries à Gram +, généralement immobiles, asporulées et ont des exigences nutritionnelles complexes pour les acides aminés, les peptides, les vitamines (Marschall et Law, 1984), les sels, les acides gras et les glucides fermentescibles (Dellaglio et al., 1994), ces bactéries sont aérotolérantes et tolèrent un pH acide (Novel, 1993).

Elles sont partout dans la nature, et se trouve aussi dans le système digestif de l’homme. Si elles sont surtout connues pour le rôle qu’elles jouent dans la préparation des laitages ferments, elles sont également utilisées dans le saumurage des légumes, la boulangeries, la fabrication du vin, le saurissage des poissons, des viandes, et des salaisons (El soda et al., 2000; Chekroun et Bensoltane, 2007), elles sont employées pour la fabrication, la conservation d'aliment, la production de divers produits laitiers (Chougrani et al., 2008). Cependant quelques bactéries lactiques font partie de la flore buccale et peuvent causer des caries dentaires, le tractus intestinal, le vagin (Holzapfel et Schillinger, 2002).


28

Les bactéries lactiques décrites pour la première fois par Orla –Jensen au début du siècle, elles forment un groupe hétérogène composés des coques et des bacilles (Rouissat et Bensoltane, 2006).

Tableau 06: Les micro-organismes considérés comme probiotiques.

(Vaughan et al., 2002; Holzapfel et al., 1998)

* : Espèce d’origine humaine.

3.2.1.1. Le genre lactobacillus: Les lactobacilles regroupent de nombreuses espèces bactériennes, en forme de

bâtonnets courts ou coccobacilles isolées ou en chaîne, quelquefois très longues et immobiles, non flagellés, non sporulés et Gram positifs. Elles sont anaérobies et

Les ferments lactiques Bifidobactéries Les levures Autres micro organismes Lactobacilles Les coques

L.acetotolerans L.johnsonii Enterococcus faecalis

B. adolescentis* Saccharomyces cerevisae

Bacillus spp

L.acidophilus* L.kandleri Enterococcus faecium

B. angulatum* Saccharomyces bourlardii

Escherichia coli strain Nissle

L.agilis L.kefir Lactococcus lactis B.animalis Propionibacterium freudenreichii

L.alimentarius L.kefiranofaciens Leuconostoc mesenteroides

B.asteroides

L.amylophilus L.malefermentans Pediococcus acidilactici

B.bifidum*

L.amylovorus L.mali Sporolacto-bacillus inulinus

B.boum

L.avarius L.minor Streptococcus thermophilis

B.breve*

L.bifermentans L.murinus Streptococcus diacetylactis

B.catenulatum

L.brevis* L.oris* Streptococcus intermedius

B.choerinum

L.buchneri* L.parabuchneri* B.coryneforme L.casei ssp. casei* L.paracasei* B.cuniculi L.collinoides L.pentosus B.dentium*

L.confusus L.pontis B.gallicum L.crispatus* L.plantarum* B.gallinarum L.curvatus* L.reuteri* B.globosum* L.delbrueckii* L.rhamnosus* B.indicum L.farciminis L.ruminis* B.infantis* L.fermentum* L.sakei* B.lactis L.fructivorans* L.salivarius* B.longum* L.fructosus L.sanfrancisco B.magnum L.gallinarum L.sharpeae B.merycicum L.gasseri* L.suebicus B.minimum L.graminis L.vaccinostercus B. pseudocatenulatum* L.halotolerans L.vaginalis* B.pseudolongum L.hamsteri L.viridescens B.pullorum L.helveticus B.ruminantium L.hilgardii B.saeculare L.homohiochii B.subtile L.intestinalis B.suis L.jensenii* B.thermophilum


29

obtiennent leur énergie du métabolisme fermentatif, mais elles peuvent survivre en présence d’oxygène grâce à leur activité peroxydase capable d’inactiver le peroxyde d’hydrogène (Collins et Aguirre, 1992).

Elles ont un métabolisme soit homo fermentaire soit hétéro fermentaire avec production d’acide lactique, d’acide acétique et parfois de CO2. Les isomères de l’acide lactique produit sont selon les souches DL, L(+) ou D(-). En outre ces bactéries ont un large spectre de température de croissance (2 à 35°C), elles sont acidophiles avec un pH optimal de croissance de 5.5 à 6.2. Leur contenu de G+C varie selon les espèces (32 à 35%) (Collins et Aguirre, 1992).

Une grande variété de lactobacilles sont utilisés comme probiotiques (tableau 07), parmi lesquels Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei et Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus (Klein, 1998; Bouhnik, 2002; Sanders, 1999; Holzapfel et al., 1998; Ahmed et al., 2007).

Tableau 07 : Les différentes espèces du genre Lactobacillus sp utilisés.

(Mattila-Sandholm et al., 1999)

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3.2.2. Les bifidobacteries :

3.2.2.1. Habitat naturel des bifidobactéries : D’origine humaine ou animale (Robin et Rouchy, 2001). Chez l’hôte, les

bifidobactéries se logent au niveau du côlon et précisément dans l’iléon et le cæcum (Hoover, 1993), mais on peut les trouver également dans la cavité buccale (Ventura et al., 2004) et le vagin (Scardovi, 1986), l’intestin de l’homme, le tractus gastro-intestinal de l’animal, l’intestin de l’insecte et les eaux résiduaires (Ventura et al., 2004).

3.2.2.2. Morphologie cellulaire :

Ces bactéries se présentent sous forme de bâtonnets aux formes variées (coccoïde allongée, à extrémités spatulées), elles sont souvent disposées en chaînes étoilées, en V ou en palissades, non mobiles, non sporulant (Scardovi, 1986). Les colonies obtenues après


30

incubations à 37°C en anaérobioses sont lisses, convexes, à contour régulier, de couleur blanche ou crème et leur diamètre est d’environ 1 à 2 mm (punctiformes) (Romond et al., 1992).

3.2.2.3. Les différentes espèces de bifidobacterium :

Le genre Bifidobacterium comprend plusieurs espèces de niches écologiques différentes (Scardovi, 1986). En 1970, seulement 11 espèces ont été identifiées et regroupées dans la famille des actinomycetaceae (Romond M. B et Romond C, 1989). En effet, l'évolution des techniques utilisées à des fins taxonomiques y compris l'hybridation ADN-ADN, a permis jusqu'à 1992, l'identification de 29 espèces. Depuis, 1994 trois nouvelles espèces ont été différenciées, il s’agit de Bf. lactis, Bf. donticolens et Bf. Inopinatum, ce qui fait qu'actuellement un total de 32 espèces sont répertoriées (tableau 6) (Kaufmann et al., 1997).

3.2.2.4. Sensibilité a l’oxygène : Les bifidobactéries sont classées comme des organismes anaérobies stricts, toutefois

quelques espèces peuvent tolérer l’oxygène. Généralement, la toxicité de l’oxygène résulte des effets de différents composés actifs oxygénés comme par exemple le superoxyde, les radicaux hydroxyles et l’oxyde d’hydrogène. Deux enzymes, le superoxyde dismutase et la catalase, sont très importantes dans l’élimination des effets toxiques du superoxyde et du peroxyde d’hydrogène. Mais, celles ci sont absentes ou rarement présentes en très faible quantité chez la plupart des espèces (Shimamura et al., 1992).

3.2.2.5. Tolérance a l’acidité et a la température : Les conditions optimales de croissance des bifidobactéries se situent à des

températures comprises entre 37°C et 41°C, aucune croissance n’est observée à des températures inférieures à 25°C et supérieures à 45°C (Ballongue et al., 1993).

Les bifidobactéries sont des germes plutôt acidophiles car ils se développent mieux à des valeurs de pH comprises entre 6.5 et 7. Toutes les espèces ont un contenu en G+C compris entre 55 et 67% (Scardovi, 1986).

3.2.2.6. Les besoins en acides amines :

Plusieurs souches de bifidobactéries sont capables d’utiliser les sels d’ammonium comme source d’azote à l'exception de quelques espèces d'origine animale (Rao, 2002). Mais d’autres bifidobactéries telles que : Bf. suis et Bf. uniculi ont besoin d’azote organique. In vitro, Bf. bifidum produit environ 150 mg/ l, d’acides aminés (alanine, valine, aspartate et thréonine) (Matteuzzi et al., 1987; Scardovi, 1986 ; Romond et Romond, 1990).

3.2.2.7. Métabolisme glucidique :

Les bifidobactéries empruntent une voie métabolique originale et spécifique à elles pour dégrader les hexoses, cette voie est appelée « le shunt bifide » ou shunt du fructose-6- phosphate (F-6-P). L’enzyme clé de cette voie est la Fructose-6-phosphocetolase (Meile et al., 2001) (Fig.14). Dans cette voie, le glucose est transformé en F-6-P sous l’action de l’hexokinase et de la glucose-6-P-isomérase. Le F-6-P est transformé en érythrose-4-P et en acétyle phosphate par la Fructose-6- phosphocétolase. La réaction aboutit à la formation de 3 moles d’acétate et de 2 moles de lactate (Tamime et al., 1995 ; Romond et Romond, 1992).

Cette enzyme caractérise essentiellement les bifidobactéries provenant de l’humain, alors que les bifidobactéries isolées des animaux se distinguent par le duo de substrat :


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xylulose-5- phospate/fructose-6-phosphate phosphocétolase (Meile et al., 2001). Une autre enzyme clé intervenant dans la fermentation des sucres a été identifiée chez les bifidobactéries, il s’agit de la β-galactosidase qui catalyse les réactions d’hydrolyse et de transgalactosylation (Zarate et al., 1990; Hughes et Hoover, 1995; Tannock et al., 2004).

Fig.14. Fermentation du glucose par la voie du bifid-shunt. (Larpent et Bourgeois, 1996)

L’espèce différente principalement par leur profil fermentaire de différents sucres et

qui sont illustrés sur le tableau 08.

Tableau 08: Différenciation de quelques espèces de Bifidobacterium grâce à la fermentation spécifique des sucres. (Scardovi, 1986; Biavati et al., 1992)

Sucres Bifidobacterium spp adolescentis bifidum breve infantis longum

Arabinose + - - - + Cellubiose + - (+) - - Fructose + + + + + Galactose + + - + +

Gluconate + - (+) - -

Inuline (+) - + + - Lactose + + + + + Maltose + - (+) + +

Mannitol (+) - + - - Mannose (+) - (+) (+) (+)

Melezitose + - + + + Melibiose + (+) + + + Raffinose + - + + +

Ribose + - + + + Salicine + - + - - Sorbitol (+) - (+) - -


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Tableau 8 (suite): Différenciation de quelques espèces de Bifidobacterium grâce à la fermentation spécifique des sucres. (Scardovi, 1986; Biavati et al., 1992)

Amidon + - - - - Sucrose + (+) + + +

Tréhalose (+) - (+) - - Xylose + - - (+) (+)

+ : réaction positive de 90% des cas ou plus; - : réaction négative de 90% des cas ou plus; (+) : réaction positive, mais une fermentation lente.

3.2.2.8. Les besoins en vitamines : La production de certaines vitamines par les bifidobactéries (groupe B : Thiamine,

pyridoxine et la riboflavine) peut améliorer les propriétés nutritionnelles des produits laitiers, et assurer la disponibilité de ces vitamines dans l’intestin de l’homme (Tamime et al., 1995).

3.2.2.9. La résistance aux différents antibiotiques :

La croissance de certaines souches de bifidobactéries d’origine humaine peut être inhibée par certains antibiotiques (Tamime et al., 1995; Lim et al., 1993). Néanmoins, les bifidobactéries ont l’aptitude de résister aux divers antibiotiques, comme par exemple la kanamycine, néomycine, streptomycine, polymixine, gentamycine, acide nalidixique et le nitronidazole (Lim et al., 1993). L’oléandomycine, la lincomycine, la vancomycine, la pénicilline G, l'ampicilline, le chloramphénicol et la nitrofurantoine étaient sans action sur les bifidobactéries. Ces résultats ont été confirmés pour les espèces : Bf. bifidum, Bf. longum, et Bf. Adolescentis (Tamime et al., 1995; Lim et al., 1993).

3.2.2.10. Différents types de facteurs bifidigènes : Ces facteurs ne se trouvent que dans le lait maternel (Petschow et Tablott, 1991 ;

Bullen et al., 1977), ou bien additionnés dans un lait maternisé (Romond et al., 1980). Les principales sources de ces facteurs sont microbiennes ou végétales et leur rôle consiste à stimuler la croissance des bifidobactéries. Ces facteurs sont représentés principalement par les glycoprotéines, les oligosaccharides et certains facteurs spécifiques (BB et BL) à certaines espèces bifides (Chaalal, 2005).

3.2.3. Les différentes levures :

De type Saccharomyces : Elles sont principalement utilisées par l’industrie agroalimentaire (Robin et Rouchy, 2001).

3.2.4. Les autres bactéries sporulées : Dont Bacillus subtilis et cereus (Robin et Rouchy, 2001).

3.3. Critères de sélection des souches probiotiques : La base théorique de sélection des microorganismes probiotiques comporte un

certain nombre de critères liés à la sécurité de leur emploi en alimentation humaine, à leur fonctionnalité chez l’hôte et enfin à leurs aptitudes technologiques (tableau 09) (Saarela et al., 2000; Biadaiolo et Rubatelli, 1998; Katelaris, 1996; Donohue et Salminen, 1996).


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Tableau 09: Principaux critères utilisés pour la sélection des souches probiotiques. (FAO/WHO, 2002)

Critère de sécurité Historique de non pathogénicité (GRAS).

Souche d’origine humaine ou alimentaire. Souche caractérisée par des méthodes phénotypiques et génotypiques. Souche déposée dans une collection de cultures internationale. Aucune possibilité de transmission de gènes de résistance aux antibiotiques. Pas de déshydroxylation des sels biliaires.

Critères fonctionnels Tolérance à l’acidité gastrique. Tolérance à la bile Antagonisme vis-à-vis des pathogènes et production de substances antimicrobiennes Adhésion à diverses lignées de cellules intestinales et/ou au mucus. Stimulation du système immunitaire.

Critères technologiques Stabilité au cours des procédés de production et dans le produit fini. Conservation des propriétés probiotiques après production.

Selon le rapport de la FAO/WHO (2002), pour qu’un produit soit reconnu comme

étant probiotique doit être effectuée suivant les recommandations suivantes:

3.3.1. Critères de sécurités : 3.3.1.1. Désignation du genre/espèce/souche :

Il est nécessaire de connaître le genre et l’espèce de la souche utilisée, car les effets probiotiques sont spécifiques à la souche microbienne. Le probiotique doit porter un nom reconnu scientifiquement et son identification doit être effectuée à l’aide de méthodes récentes et valides combinant les tests phénotypiques et génotypiques (Chaalal, 2005).

3.3.1.2. Innocuité de souches probiotiques :

Les probiotiques utilisés dans les produits alimentaires sont des microorganismes appartenant à la flore normale intestinale doivent être de préférence d'origine humaine (Saarela et al., 2000).

3.3.1.3. Dépistage des probiotiques potentiels par des tests in vitro :

Les tests in vitro sont réalisés afin de déterminer les mécanismes par lesquels les microorganismes probiotiques exercent leurs effets bénéfiques. Les principaux tests in vitro réalisés pour étudier les probiotiques sont : �� Résistance à l’acidité gastrique (Rao, 2002). �� Résistance aux acides biliaires, présence d’une activité de l’hydrolase sur les sels

biliaires (dissociation des sels biliaires), et la résistance à la salive (Holzapfel et al., 1998).

�� Adhérence au mucus et/ou cellules épithéliales humaines (Alander et al., 1999). �� Activité antimicrobienne contre les bactéries potentiellement pathogènes tels que :

Helicobacter pylori, Salmonella sp, Listeria monocytogénes et Clostridium difficile

(Saarela et al., 2000). �� Capacité de réduire l’adhésion des pathogènes aux surfaces. �� Résistance aux spermicides (application vaginale des probiotiques).

3.3.1.4. Études in vivo sur des animaux et humains : Afin de confirmer ou valider les résultats des tests in vitro, il serait nécessaire de

réaliser des essais in vivo sur des animaux de laboratoire ou, de préférence, sur des sujets humains dans des conditions expérimentales appropriées (Benbouziane, 2005).


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3.3.1.5. Allégations-sante et marque du produit : La mention d’allégations-santé générales est actuellement autorisée sur les produits

contenant des probiotiques dans certains pays. Par exemple, mentionner « réduit l’incidence et la sévérité des diarrhées à rotavirus chez les enfants » au lieu de «améliore la santé de l’intestin ». La marque (étiquette) doit porter : Genre/espèce/souche, nombre minimal de cellules viables, allégation santé, conditions de stockage, etc. (Benbouziane, 2005).

3.3.2. Critères d'ordre technologique :

Les probiotiques doivent répondre à un certain nombre de critères technologiques comme la croissance sur milieu lait, la fiabilité, la résistance aux phages, les bonnes propriétés de texture et de flaveur et une stabilité dans le produit au cours de son stockage (Saarela et al., 2000).

3.3.2.1. Croissance sur milieu lait :

Le lait constitue une source importante de calcium, protéines, lipides phosphore et vitamines. De nombreuses espèces microbiennes sont utilisées dans la fabrication des laitages: laits fermentés, crèmes, beurres et fromages. La longue histoire de laits fermentés est associée non seulement à leur goût agréable, légèrement acide, mais également à leur durée de conservation plus longue que le lait (Tamime et al., 1995).

Cependant, les souches pobiotiques destinées à l'industrie laitière doivent être douées d’un pouvoir d'acidification et de croissance sur milieu lait. Ce critère est absent chez les bifidobactéries, mais étant donnée leur importance probiotique, elles sont cultivées généralement en culture mixte avec les starters (Dubey et Mistry, 1996).

3.3.2.2. Fiabilité pendant le processus :

Le choix des espèces et des souches probiotiques en technologie laitière s'effectue en fonction de leurs propriétés de telle sorte que celles-ci permettent au mieux les transformations souhaitées et donnent au produit les caractères physico-chimiques recherchés. Par ailleurs, la souche qui fermente le lait en moins de temps possible sera la plus favorable pour une meilleure production et par conséquent une bonne rentabilité (Saarela et al., 2000).

3.3.2.3. Résistance aux phages :

Les phages représentent un grand problème dans l'industrie agro-alimentaire utilisant des souches probioptiques; ce qui nécessite une sélection et une utilisation de souches très résistantes aux phages (Saarela et al., 2000).

3.3.2.4. Bonnes propriétés de flaveur et de texture :

La qualité organoleptique est un critère essentiel dans les produits laitiers fermentés par les bactéries lactiques. Le diacétyl et l'acétaldéhyde sont des composés intervenant fortement dans l'arôme des produits fermentés. En plus, la protéolyse due aux bactéries lactiques va surtout conduire à des peptides courts et à des acides aminés libres. Ces derniers sont des précurseurs pour de nombreux produits d'arôme (Saarela et al., 2000). Donc, les souches désignées pour l'industrie laitière doivent aboutir à un lait fermenté présentant une bonne odeur et viscosité, ainsi qu'un meilleur goût (Saarela et al., 2000).


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3.3.2.5. Stabilité dans le produit au cours du stockage : La stabilité et la viabilité du probiotique dans le produit durant la chaîne de

production et au cours du stockage est un critère important dans l'industrie (Saarela et al., 2000). De plus, un probiotique doit être tolérant aux additifs alimentaires et aux antibiotiques (Alander et al., 1999).

3.4. Formes vectrices des probiotiques a l’état vivant : L’acidité gastrique et les sécrétions bilio-pancréatiques constituent les principales

causes endogènes d’inactivation des probiotiques ingérées. La protection contre l’acidité gastrique peut se faire par un passage rapide dans l’estomac ou en protégeant les bactéries en les couvrant par une forme vectrice. Les vecteurs de probiotiques sont généralement divisés en deux grandes catégories : la première est celle des produits fermentés et la deuxième est représentée par l’encapsulation de bactéries (Leverrier et al., 2005). Mais ceci n’exclue pas l’existence sur le marché d’aliments renfermant des probiotiques mais qui ne sont pas fermentés (Choukri, 2007).

3.4.1. Les aliments fermentés :

Les produits alimentaires fermentés véhiculant des probiotiques appartiennent à deux grands groupes : Les produits laitiers et les produits carnés (Choukri, 2007).

3.4.1.1. Les produits laitiers :

Des bactéries considérées comme probiotiques et comprenant: L. acidophilus, Bifidobacterium ssp ; Lactobacillus casei ; Lactobacillus rhamnosus et Propionibacterium sont incorporées aux produits laitiers. Etant donné que ces bactéries croissent lentement dans le lait destiné à être fermenté, elles sont utilisées en association avec les starters du yoghurt: Streptococcus thermophillus et Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus (Thamaraj et Shah, 2004).

3.4.1.2. Les produits carnés : Parmi ces produits on cite jambon, saucisses…etc. Selon Lücke (2000), l’addition de

micro-organismes désirables aux produits carnés peut avoir 4 objectifs: �� Amélioration de l’innocuité du produit carné (par l’inactivation des pathogènes). �� Amélioration de la stabilité du produit carné (augmentation de la durée de

conservation par inhibition des changements indésirables causés par les microorganismes putréfiant).

�� Diversification des propriétés sensorielles du produit carné par modification de la matière brute.

3.4.2. Les aliments non fermentes : Dans une étude réalisée par Heenan et al. (2004), des microorganismes probiotiques

sont incorporés à un dessert congelé de soja sans laisser le temps de fermentation à un taux initial supérieur à 106 UFC/g qui a révélé une excellente survie de ces microorganismes et des caractéristiques sensorielles acceptables de ce produit, et aussi utilisé dans les produits de la mer tel poissons fumés, filet frais...

3.4.3. Les encapsulations : L’encapsulation confère aux probiotiques une protection contre les taux élevés

d’oxygène, le procédé de fabrication et les hostilités du tube digestif lorsqu’ils sont


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ingérés (Plummer et al., 2004). La technique d’encapsulation utilise un bio-polymère non toxique pour les bactéries lactiques et pouvant assurer un taux de viabilité et une productivité cellulaire élevé.

3.5. Effet des probiotiques sur la sante humaine : Les effets bénéfiques exercés par les probiotiques sur l’hôte sont complexes souvent

multiples (tableau 10) et dépendent de la souche bactérienne considérée (Rambaud et al., 1993).

Tableau 10: Quelques souches probiotiques commerciales utilisées en santé humaine.

(Ait-Belgnaoui et al., 2006) Souches Producteur Produits Allégations Références

Lactobacillus

rhamnosus GG

Valio Dairy (Finlande)

Yaourts à boire Prévention des allergies. (Kalliomaki et al.,2003).

Yaourts à boire Traitements des allergies. (Majamaa et Isolauri, 1997).

Compléments alimentaires

Stimulation de la production d’IL-10. Diminution de l’incidence des diarrhées. Diminution des diarrhées à rotavirus.

(Pessi et al., 2000; Vanderhoof et al., 1999; Majamaa et Isolauri, 1997).

Lactobacillus johnsoni La1 (Lj1)

Nestlé (Suisse)

Yaourts à boire Inhibition du développement de Helicobacter pylori

(Michetti et al., 1999).

Yahourts Stimulation de l’activité phagocytaire. (Schiffrin et al., 1997).

Lactobacillus casei Shirota

Yakult (Japon)

Laits fermentés Diminution des diarrhées infantiles. (Nagao et al., 2000).

Yaourts Facilite la digestion de lactose. (Marteau et al., 2001b).

Formules infantiles

/ /

Compléments alimentaires

/ /

Lactobacillus

acidophilus NCFM

Rodhia

(Etats-Unis)

Laits fermentés Diminution des diarrhées infantiles. (Sanders et Klaenhammer, 2001).

Yaourts Facilite la digestion du lactose. (Sanders et Klaenhammer, 2001).

Formule infantiles

/ (Sanders et Klaenhammer, 2001).

Capsule / (Sanders et Klaenhammer, 2001).

Lactobacillus plantarum 299v

ProViva (Suède)

Jus de fruits Prévention des maladies cardiovasculaires.

(Naruszewicz et al., 2002).

Lactobacillus casei DN-114001

Danone (France)

Yaourts à boire Stimulation de la production d’IgA. Diminution de l’incidence des diarrhées.

(Faure et al., 2001; Pedone et al., 2000).

Lactobacillus casei Bb12

Chr.Hansen (Etats-Unis)

Formules infantiles

Stimulation de la production d’IgA. Diminution de l’eczéma atopique. Stimulation de l’activité phagocytaire. Stimulation de la croissance des bébés. Modulation de la composition de la flore. Préventions des diarrhées à rotavirus.

(Fukushima et al., 1998; Schiffrin et al., 1997; Nopchinda et al., 2002; Kirjavainen et al., 2002; Saavedra et al., 1994).

VSL≠3 (mélanges de 7 souches) :L.casei ;

L.plantarum ; L.acidophilus ; L.bulgaricus ;

B.longum ; B.breuve ; B.infantis ;

S.thermophilus.

CSL (Italie) Compléments alimentaires

Prévention de la pouchite. Prévention des rechutes de pouchite.

(Gionchetti et al., 2003).


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3.5.1. Les probiotiques ont un rôle nutritionnel : Des bénéfices nutritionnels ont surtout été observés en utilisant des produits

alimentaires fermentés par des souches de bactéries lactiques et particulièrement de Lactobacillus, La composition totale en acides aminés des yaourts et des laits fermentés ne diffère pas de celle du lait, mais il y a une grande quantité d’acides aminés libres du fait d’une hydrolyse partielle des protéines par les bactéries lactiques. De plus, il semblerait que la disponibilité des minéraux comme le calcium ; le zinc, le fer ;…soit augmenté dans les produits laitiers fermentés par rapport au lait (Choukri, 2007).

Les Lactobacillus sont capables de synthétiser, dans certain cas de la vitamine B : B1, B2, B9…. Les Bifidobacterium agissent sur la digestion, elles sont capables de synthétiser de nombreuses vitamines et acides aminés : l’alanine, la thréonine, la valine (Choukri, 2007).

3.5.2. Les probiotiques ont un rôle thérapeutique :

Les Lactobacillus et les Bifidobacterium sembleraient avoir un rôle bénéfique sur la santé de l’homme (Gill, 2003; Surawicz et al., 1989; Matsumoto et al., 2001; Gupta et al., 2000; Venturi et al., 1999; Ishikawa et al., 2003; Borruel et al., 2002).

3.5.2.1. Traitement des diarrhées :

3.5.2.1.1. Traitements des diarrhées infantiles : L’administration de Lactobacillus casei ou GG (souche d’origine humaine) (tableau

10), que ce soit sous forme lyophilisée ou sous forme de lait fermenté, permet de réduire la durée des diarrhées provoquées par des rotavirus (Sarker et al., 2005; Szajewska et Mrukowicz, 2001; Szymanski et al., 2006; Mercenier et al., 2002; Turchet et al., 2003; Wang et al., 2004; Tursi et al., 2004; Plummer et al., 2004) chez les nourrissons. Au niveau intestinal, la souche induirait une réponse immunitaire se traduisant par une augmentation d’anticorps anti-rotavirus (Sarker et al., 2005).

L’administration de lait fermenté par des souches Bifidobacterium breve diminue les diarrhées chez les jeunes enfants. Tandis que Rosenfeldt et al. (2002) ont mentionné que des souches de L. rhamnosus et L. reuteri ont permis de traiter des gastro-entérites à rotavirus chez des enfants hospitalisés.

3.5.2.1.2. Traitement des diarrhées dites du voyageur : La diarrhée du voyageur, est une situation clinique le plus souvent due à un

mécanisme infectieux (Fooks et Gibson, 2002; Marteau et al., 2002). La souche de Lactobacillus GG (tableau 12) est efficace en prévention des diarrhées

survenant chez les touristes. L’administration du probiotique durant la période à risque a permis de réduire l’apparition des diarrhées (Mercenier et al., 2002, Turchet et al., 2003; Wang et al., 2004; Tursi et al., 2004, Plummer et al. 2004).

3.5.2.1.3. Traitement de diarrhées consécutives a une antibiothérapie : Les traitements antibiotiques provoquent souvent l’apparition de désordres

intestinaux s’accompagnant de diarrhées. Les préparations probiotiques contenant des bactéries lactiques sont proposées en traitement prophylaxiques des diarrhées consécutives à une antibiothérapie (Hickson et al., 2007; Fooks et Gibson, 2002; Cremonini et al., 2002), Lactobacillus GG permet de traiter l’apparition de diarrhées à Clostridium difficile consécutives à un traitement antibiotique (Mercenier et al., 2002, Turchet et al., 2003; Wang et al., 2004; Tursi et al., 2004, Plummer et al., 2004).


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3.5.2.2. Activité anti cancérigène : Le risque du cancer pouvait être réduit (Lo et al., 2004) soit par la diminution du

pH de l'intestin (La production d’acides organiques) car cet abaissement empêcherait la colonisation de l'intestin par les bactéries putréfiantes (Modler et al., 1990; Rasic et Kurmann, 1983; Rafter, 2002) et aurait pour conséquence la réduction de composés potentiellement carcinogènes tels que les produits N-nitrosamines, les produits phénolés, etc. Soit en inhibant des bactéries présentes dans le tractus digestif productrices d’enzymes tells que la β- glucosidase, la β-glucuronidase, l’azoréductase et la nitroréductase qui catalysent la conversion de substances pré-cancérigènes en substances cancérigènes (Goldin et Gorbach, 1992; Rafter, 2002).

Elles peuvent également contribuer à la diminution des substances toxiques (Moller et al., 2001) telles que les aflatoxines B1 (mycotoxines) qui possèdent des propriétés mutagéniques, carcinogéniques et immunosuppressives, et qui sont produites par Aspergillus flavus, Aspergillus parasiticus et Aspergillus nomius (Peltonen et al., 2001).

Plusieurs études ont également rapporté que les bifidobactéries pouvaient avoir un effet anti cancérigène (tableau 11) (Matsumoto et Benno, 2004).

Tableau 11: Effets des bifidobactéries aux différents stades du cancer.

(Le Leu et al., 2005) Différents stades de cancer Etudes menées Effets des bifidobactéries

Initial

In vitro Inhibition des nitrites et nitrosamines. In vitro Fixation des amines hétérocycliques.

In vitro (animal) Prévention des modifications de l’ADN induites par des carcinogènes dans les cellules du côlon.

Initial

In vivo (homme) Diminution de l’activité de l’enzyme fécale β-glucoronidase. Diminution des taux de métabolites de putréfaction: p-Crésol, Indole, Ammoniac.

Lésion précancéreuses In vitro (homme) Réduction de la formation de foyers glandulaires aberrants. Cancer In vitro Inhibition de la croissance de lignée cellulaire de cancer du sein.

In vivo (animal) Diminution de la fréquence des tumeurs du côlon.

3.5.2.3. Effet sur l’intolérance au lactose:

L’intolérance au lactose est due à l’absence de synthèse de la lactase ou β-galactosidase par les cellules en brosse de la surface épithéliale de l’intestin. Le lactose non digéré dans l’intestin grêle est fermenté dans le côlon par les bactéries coliques conduisant à la production d’acides organiques à chaîne courte et de gaz tels que l’hydrogène, le méthane et le gaz carbonique. Ces produits présents en quantités excessives dans le côlon peuvent provoquer des flatulences, des spasmes intestinaux, des douleurs abdominales, des ballonnements et des diarrhées osmotiques (De Villiers, 1995). Trois hypothèses ont été proposées sur l’effet bénéfique du yoghurt par rapport au lait : �� Une digestion du lactose dans la lumière intestinale par la lactase des bactéries

lactiques du yoghyurt. Plusieurs auteurs suggèrent que la bile contenue dans l’intestin grêle augmenterait la perméabilité des cellules bactériennes, permettant au lactose d’y entrer et pour y être dégradé (Noh et Gilliland, 1995).

�� Cet effet bénéfique du yoghurt à un ralentissement de la vidange gastrique et du transit gastro-intestinal dus à la texture plus épaisse et visqueuse du yoghurt par rapport au lait (Marteau et al., 1990). Ceci laisserait plus de temps à la lactase intestinale résiduelle et aux bactéries lactiques du yoghurt pour agir.

�� La troisième hypothèse met en avant une stimulation de l’activité lactasique de la muqueuse intestinale par les bactéries lactiques du yoghurt (Besnier et al., 1983).


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3.5.2.4. Effet sur la constipation : La supplémentations de l’alimentation avec des souches de Lactobacillus influence

favorablement le transit digestif. Chez des individus hospitalisés depuis longtemps, les muscles abdominaux se relâchent causant souvent des problèmes de constipations. L’administration de yaourts contenant une souche de Lactobacillus acidophilus permet de réduire les problèmes de constipation chez les personnes âgées hospitalisées et réduire l’utilisation des laxatifs. En effet, les laxatifs ont l’inconvénient d’éliminer, en plus du bol fécal, différentes substances essentielles comme les minéraux (Besnier et al., 1983).

3.5.2.5. Effet sur la perméabilité intestinale :

L’altération de la perméabilité intestinale (fonction-barrière) causée par une infection, toxines ou autre facteur (Baumgart et Dignass, 2002; Gill, 2003). Des études récentes ont montré que la consommation de probiotiques stabilise la fonction barrière de l’épithélium intestinal. Par exemple Isolauri et al. (1993) ont démontré que Lactobacillus GG normalise le processus de perméabilité intestinale chez le rat. En outre, une étude récente de Rosenfeldt et al. (2004) a démontré qu’une administration de probiotiques (Lactobacillus rhamnosus et Lactobacillus reuteri) permet de stabiliser la fonction-barrière de l’intestin et de diminuer les symptômes gastro-intestinaux chez des enfants souffrant d’une dermatite atopique. Cependant les mécanismes impliqués dans cette normalisation ne sont pas encore bien connus.

3.5.2.6. Effet sur la motilité de l’intestin :

La motilité intestinale joue un rôle important dans la réduction de la croissance des microorganismes pathogènes dans l’intestin (Takiguchi et al., 1998). Une étude de Grimaud et al. (1993) a montré que l’ingestion de lait fermenté avec Bifidobacterium animalis entraîne une réduction significative du temps du transit du contenu gastro-intestinal chez des volontaires. Tandis que Verdu et al., 2004, ont rapporté que l’effet de Lactobacillus paracasei (probiotique) sur la motilité de l’intestin se traduit par une atténuation de l’hyper contractilité post-infection du muscle.

3.5.2.7. Effet hypocholestérolémiant:

Plusieurs hypothèses ont été émises pour expliquer ce fait, comme l’assimilation du cholestérol et sa précipitation avec des sels biliaires dé-conjugués (Grill et al., 1995 ; Tahri et al., 1997).

Des études préliminaires ont révélé que la consommation de yogourt ou de lait fermenté contenant des probiotiques entraînent une diminution du taux de cholestérol dans le sang, et par conséquent la réduction des risques d’hypercholestérolémie responsable des maladies coronariennes (Draouelt et Corthier, 2001). Les bactéries lactiques possèdent également cette caractéristique en produisant de l’hydroxyméthyl glutarate qui inhibe l’hydroxyméthyl glutaryl COA réductase, (EC.1.1.1.34), enzyme impliquée dans la synthèse du cholestérol (Modler et al., 1990).

3.5.2.8. Effet sur les allergies : De nombreux travaux de recherches sont actuellement focalisés sur les maladies

allergiques à cause de l’augmentation de la prévalence des allergies observée particulièrement dans les pays occidentaux (Sheikh et Strachan, 2004).

L’émergence de ces maladies s’explique en partie par l’hypothèse d’hygiène, selon laquelle la présence d’hygiène diminue l’exposition du corps aux agents infectieux en


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réduisant l’activité du système immunitaire et augmentant les risques d’apparition des désordres allergiques atopiques (Sheikh et Strachan, 2004).

Les études rapportées ont démontré l’effet anti-prolifération des souches probiotiques sur les cellules immunitaires impliquées dans les réactions allergiques (dermatite et allergies alimentaires), l’expression des récepteurs et la production de cytokines. Une administration quotidienne d’un mélange (1 x 109 bactéries vivantes) de Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus delbrueckii et Streptococcus thermophilus permet de réduire significativement le taux de précurseurs circulants de lymphocytes CD34+ impliqués dans l’inflammation allergique systémique (Mastrandrea et al., 2004). l’ingestion de lait fermenté contenant Lactobacillus paracasei-33 (2 x 109 UFC/pot) pendant 30 jours, permet d’améliorer la qualité de vie chez des patients souffrant d’une rhinite allergique (Wang et al., 2004).

3.5.2.9. Effet immuno-stimulateur :

En effet, les bactéries présentes dans la lumière intestinale sont capables d’adhérer aux cellules épithéliales, de libérer des composés dans la lumière intestinale susceptibles d’être absorbés par l’épithélium intestinal et d’agir sur les cellules immunitaires. L’intensité de la réponse étant souche et dose-dépendantes (Marin et al., 1998; Miettinen et al., 1996).

Le système immunitaire répond par deux types de mécanismes : l’immunité non spécifique (ou naturelle ou innée) et l’immunité spécifique (ou acquise ou adaptative). Les cellules du système immunitaire inné permettent l’initiation de la réponse immunitaire de l’hôte et l’orientation du système immunitaire adaptatif (Choukri, 2007).

La plupart des probiotiques stimulent généralement le système immunitaire de l’hôte de façon non spécifique et d’une façon spécifique, en stimulant l’activité phagocytaire et la production d’immunoglobulines A sécrétoires (IgA) (Berg, 1998).

3.5.2.9.1. Ils ont un effet sur les cellules immunitaires impliquées dans des

mécanismes de défense non spécifique (l’immunité innée): La phagocytose réalisée essentiellement par les macrophages est le principal

mécanisme de défense immunitaire non spécifique de l’organisme, en réponse à la pénétration d’une substance étrangère (Choukri, 2007).

Certaines études ont confirmé également la capacité de différentes souches de lactobacilles (L. acidophilus, L. casei, L. johnsonii LA1) aussi bien que des bifidobactéries (B. bifidum, B. lactis) (Arunachalam et al., 2000; Perdigon et al., 1988) à entraîner une réponse immunitaire et une activation de mécanismes de défense non spécifiques (Choukri, 2007).

3.5.2.9.2. Ils ont un effet sur les cellules impliquées dans les mécanismes de

réponse immunitaire spécifique : Le système immunitaire spécifique comprend en fait deux systèmes : l’un agit par

l’intermédiaire des anticorps sécrétés par les lymphocytes B; c’est l’immunité humorale. L’autre agit par l’intermédiaire direct des lymphocytes T; immunité à médiation cellulaire.

Les deux systèmes communiquent entre eux par l’intermédiaire de substances chimiques telles les interleukines (II). L’augmentation de la réponse immunitaire spécifique se traduit par une activation des lymphocytes T et B, provoquant une augmentation du taux d’interleukines et des anticorps circulants (IgM et IgG) (Choukri, 2007).


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De nombreuses études ont en effet rapporté que la prolifération des lymphocytes et la production de cytokines par les cellules du système immunitaire peuvent être sensiblement modifiées par l’ingestion de probiotiques. Selon la nature de leurs constituants cellulaires, les probiotiques influencent sélectivement la fonction immunitaire en induisant la réponse humorale, cellulaire ou non spécifique (Prioult et al., 2003; Tanaka et Ishikawa, 2004).

Le processus de modulation immunitaire est amorcé grâce à l’interaction entre le composé bactérien actif et des récepteurs cellulaires de signal bactérien se trouvant sur les cellules immunitaires. Ces récepteurs sont appelés Toll like receptors (TLR)s. Comme le montre la figure N°15, cette interaction génère un signal qui est transmis au noyau de la cellule immunitaire en induisant la transcription du gène codant pour la synthèse des cytokines.

Fig.15. Schéma illustrant l’interaction entre les composants bactériens (Lactobacillus grasseri) et la cellule immunitaire. TLR, Toll-like receptor. (Saito, 2004)

Les bactéries et leurs produits sont capables de stimuler le processus de sécrétion

des cytokines par activation des récepteurs cellulaires spécifiques et par conséquent la translocation nucléaire des facteurs de transcription (Mastrandrea et al., 2004). Les TLRs influencent le développement de la réponse immunitaire adaptative par activation des cellules CPA (Dabbagh et Lewis, 2003).

Le peptidoglycane, élément majeur de la paroi bactérienne (Peeters et al., 1975) décorée avec des protéines, des acides teichoïques, des polysaccharides et entourée, chez certaines espèces, par une couche para cristalline de protéines de la couche S (Delcour et al., 1999).

Par ailleurs, des études ont montré que le peptidoglycane, l’acide teichoïque et le contenu cytoplasmique (acides nucléiques, peptides, protéines) de bactéries lactiques stimulent la production de certaines cytokines (IL-1, IFN-γ, IL-6, TNF-α…), l’activité du macrophage et la prolifération des cellules de plaques de Peyer (Iribe et al., 1981; Yamamoto et al., 1985; Meydani et Ha, 2000; Kankaanpa et al., 2003), d’anticorps (IgG) chez l’hôte (Grogono-Thomas et al., 2003).

Certaines souches de probiotiques du genre Lactobacillus et Bifidobacterium stimulent l’activité des macrophages et des cellules mononuclées en induisant la sécrétion de plusieurs cytokines (TNF-α, IFN-γ, Il-10, etc.) (tableau 12) (Choukri, 2007).


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Tableau 12: Études in vitro, in vivo et cliniques récentes sur les effets immuno-modulateurs des probiotiques.

Méthodologie Effets observés Références Etudes in vitro Cellules de Lactobacillus casei testées sur les macrophages RAW264.7.

Activation de NF-κB et production de TNF-α: protoplaste > paroi cellulaire >> complexe peptidoglycane – polysaccharide. Activation de l c-Jun N-terminal kinase par l’acide lipotéichoique.

Pathmakan than et al., 2004

Lactobacillus plantarum 299 testé sur les cellules mononuclées du côlon.

Augmentation d’IL-1β, TNF-α et IFN-γ (en présence d’E. coli pathogène). Augmentation d’IL-10 produite par les cellules de colon en inflammation.

Pathmakan than et al., 2004

Un phosphopolysaccharide extracellulaire neutre produit par Lb bulgaricus OLL 1073R-1.

Stimule la fonction phagocytaire des macrophages. Kitazawa et al., 2000

Lb GG, Bifidobacterium Bb-12 et Lb. acidophilus.

Inhibent la prolifération des cellules mononuclées du sang périphérique humain.

Kankaanpa et al., 2003

Études ex vivo et in vivo Ingestion (14 jours) par les souris B6C3F1 de: Streptococcus thermophilus, Lb bulgaricus, Lb. acidophilus et Bifidobacterium.

Absence d’effet sur CD8+ (cellules Tc), B220 + (cellules B), IgA, ni IgM+ dans la rate et les plaques de Peyer. Augmentation significative du nombre de cellules CD4+ (Th).

Pestka et al.,2001

Co-culture: Muqueuse (iléon humain: maladie de Crohn) + Lb. casei et Lb. bulgaricus.

Réduction du nombre de cellules CD4+. Inhibition de l’expression de TNF-α par les lymphocytes intra épithéliaux.

Borruel et al., 2002

Co-culture : Cellules de côlon (humain et murin) + Lb rhamnosus GG.

Activation de la protéine anti-apoptotique Akt/protéine kinase. Inhibition de la protéine proapoptotique p38/protéine kinase.

Yan et Polk, 2002

Ingestion par des souris de Lb. casei shirota après infection à Helicobacter pylori.

Réduction significative du taux de colonisation de H. pylori dans la muqueuse et diminution de l’inflammation de la muqueuse gastrique.

Sgouras et al., 2004

Administration par voie orale Bifidobacterium lactis (HN019) à des souris Balb/c.

Une réduction de la translocation du pathogène Salmonella typhimurium aux tissus viscéraux (rate et foie) et une amélioration significative des paramètres immunologiques comme la prolifération des lymphocytes, l’activité macrophagique sanguine et péritonéale, la production des anticorps anti-S. typhimurium.

Shu et al., 2000

des fractions cytoplasmiques de : Lb acidophilus, Lb casei, Bifidobacterium longum

Augmentation du nombre de cellules T, cellules NK, cellules CMH classe II+ et cellules T CD4 −CD8+ (effet immunomodulateur).

Lee et al., 2004

Un composant polysaccharidique isolé de la membrane cellulaire de Bifidobacterium adolescentis

Une forte prolifération des lymphocytes. Hosono et al., 1997

ADN issu d’un mélange de 8 souches probiotiques (Lb. acidophilus MB 443, Lb. bulgaricus MB 453, L. casei MB 451, L. plantarum MB 452, B. longum Y10, B. infantis Y1, B. breve Y8 et S. salivarius subsp. thermophilus MB 455), sur des mono couches de cellules épithéliales HT-29, des segments de colon, des splénocytes murins, et des souris déficientes en IL-10 en présence de stimulus pro-inflammatoire.

Une réduction de la sécrétion d’IL-8 par HT-29 Une inhibition des mécanismes pro-inflammatoires (protéine kinase, facteur kappa B) La sécrétion d’IFN-γ dans le colon. Une diminution de la production de TNF-α et IFN-γ au niveau de la muqueuse. Une amélioration de l’état histologique des souris.

Jijon et ses collaborateurs (2004)

Études cliniques

Ingestion de L. rhamnosus HN001 ou B. lactis HN019. Volontaires âgés (70 ans).

Augmentation de lymphocytes CD56+ dans le sang. Elévation ex vivo de l’activité antitumorale.

Gill et al., 2001

Administration orale de Lactobacillus rhamnosus subspecies GG à des volontaires sains (5 semaines).

Activation des lymphocytes T CD4+ Diminution significative de TNF-α, IL-6 et IFN-γ Augmentation de IL-10 et IL-4.

Schultz et al., 2003

Ingestion de L. rhamnosus GR- 1 et L. fermentum RC-14 par des femmes (60 jours).

Réduction de la colonisation vaginale due aux coliformes et levures.

Reid et al., 2003

Lactobacillus reuteri ATCC 55730, à raison de 4 x 108 cfu/jour pendant 28 jours (19 volontaires).

Une forte colonisation du tractus gastro-intestinal. Une diminution du nombre d’histiocytes dans la muqueuse gastrique. Une augmentation significative du nombre de lymphocytes B dans le duodénum et de lymphocytes T CD4+ dans l’épithélium de l’iléon.

Valeur et al., 2004


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3.6. Combinaison de souches probiotiques: L’efficacité de la combinaison des souches probiotiques est plus effective et

consistante envers les pathogènes que l’utilisation d’une seule souche probiotique. Cela est due à l’utilisation de l’association de la diversité des propriétés antimicrobiennes de chacune d’elles (les acides organiques, peroxydes d’hydrogène et les bactériocines) (Timmerman et al., 2004).

En plus de la combinaison de l’efficacité des souches contre les pathogènes, il y a l’effet symbiotique entre elles car les lactobacilles sont capables de produire des facteurs de croissance bifidogènes sous forme de polysacharides extracellulaires (Bello et al., 2001) qui peuvent former une capsule autour des cellules bactériennes et les couvrir contre les facteurs antimicrobiens (Timmerman et al., 2004).

PARTIE 2

EXPERIMENTALE

CHAPITRE .4. MATERIELS ET METHODES.

4. Matériels et méthodes. 4.1. Nature et origine des souches.

4.1.1. Les souches probiotiques. 4.1.1.1. La souche isolée. 4.1.1.2. Les souches de références.

4.1.2. La souche pathogène. 4.2. Procédures de contrôle de l’identité des souches utilisées.

4.2.1. Identité de la souche de Bifidobacterium sp. 4.2.1.1. La pré-identification. 4.2.1.2. La purification. 4.2.1.3. Effet de pH. 4.2.1.4. Effet de température. 4.2.1.5. L’antibiogramme. 4.2.1.6. Test de la fermentation des sucres.

4.2.2. Identité les trois souches de Lactobacillus sp. 4.2.3. Identité de la souche pathogène (Salmonella typhimurium).

4.3. Animaux d’expérience. 4.3.1. Les souris conventionnelles. 4.3.2. La mise en lots des animaux. 4.3.3. Contrôle de l’axénie des souris.

4.3.3.1. La recherche des coliformes totaux (dénombrement à jour 0). 4.3.3.2. La recherche de Salmonella SP (dénombrement à jour 0). 4.3.3.3. La recherche de la flore lactique (dénombrement à jour 0). 4.3.3.4. La recherche des levures et moisissures (dénombrement à jour 0).

4.4. Essais in vivo de l’expression du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris testées.

4.4.1. Gavage des souris testées du Lot2 et Lot3 par les 4 souches probiotiques. 4.4.2. Gavage des souris testées du Lot4 et Lot5 par Salmonella typhimurium. 4.4.3. Infection des souris testées du Lot1 par Salmonella typhimurium. 4.4.4. Poursuite de l’administration de Salmonella typhimurium aux souris du Lot 2 et Lot 3. 4.4.5. Poursuite de l’administration des souches probiotiques aux souris infectées (Lot 4 et Lot 5).

4.5. Le dénombrement des différentes souches bactériennes dans les crottes des souris testées et leurs différents organes avec ses contenus à des différents jours J2, J4, J7, J10, J14.

4.5.1. Dénombrement de coliformes totaux à J2, J4, J7, J10, J14. 4.5.2. Dénombrement de Salmonella typhimurium à J2, J4, J7, J10, J14. 4.5.3. Dénombrement de la flore lactique à J2, J4, J7, J10, J14.

4.6. Contrôle des symptômes visuels et pesée des souris infectées à J0, J4, J10 et J14. 4.7. Détermination du taux de mortalité chez les souris infectées par Salmonella typhimurium (Lot 1,

Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot témoin, Lot 5). 4.8. Les coupes histologiques à J2, J5, J7, J12, J9, J14 des différents organes des souris testées.

4.8.1. Fixation. 4.8.2. Déshydratation. 4.8.3. Clarification. 4.8.4. Imprégnation dans la paraffine. 4.8.5. Inclusion. 4.8.6. Préparation des coupes. 4.8.7. Coloration. 4.8.8. Montage. 4.8.9. La lecture microscopique.


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4. Matériels et méthodes :

4.1. Nature et origine des souches :

Les souches lactiques expérimentales proviennent de l’unité de recherches en

Technologie et Analyses Laitières de l’INRA de Poligny (France). Elles étaient

conservées dans une température de -80°C. Il s’agit de des souches indiquées dans le

tableau N°13.

Tableau 13: Origine des différentes souches étudiées.

Souches Origine

Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus Souche de référence (CNRZ 208T).

Lactobacillus acidophilus Souche de référence (LMG 11430).

Lactobacillus paracasei Souche de référence (ATCC 334T).

Quant à la souche Bifidobacterium sp elle a été isolée par nous même au laboratoire

de l'institut national de la médecine vétérinaire région de Mostaganem, Algérie.

Concernant la souche pathogène Salmonella enterica sérovar typhimurium, elle nous

a été fournie par le laboratoire: groupe avicole de l’ouest « ORAVIO » de Mostaganem.

4.1.1. Les souches probiotiques:

4.1.1.1. La souche isolée:

Avant d’effectuer l’isolement, nous avons réalisé une coloration de Gram pour la

détection de bactéries à Gram positif.

La souche de Bifidobacterium sp a été isolée à partir d’échantillons de yaourt

fabriqué et commercialisé en ALGERIE. La marque Danone bioactivia aromatisé et à la

préparation de fruit d’abricot.

Le yaourt est homogénéisé avant ouverture, puis une série de dilutions décimales

jusqu’à 10-7 ont été réalisées dans une solution de Ringer ¼ additionnée de 0.05% du

chlorhydrate de cystéine, 1 ml de la suspension à été ensemencé (10-4, 10-5, 10-6, 10-7) en

profondeur sur milieu Columbia–agar modifié.

Au départ, l’isolement sélectif de Bifidobacterium sp a été réalisé sur le milieu

sélectif acide à pH 5.0, une gélose Columbia supplémentée en chlorhydrate de cystéine

(0.5g/l) et glucose (5g/l), acidifié par l’acide propionique (5ml/l) (Beerens, 1990 ; Larpent,

1997). Le repiquage a été effectué sur milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl solide (MRS avec


45

5% lactose + 0.05% chlorhydrate de cystéine), et liquide pour mettre les bactéries en

culture (De Man et al., 1960; Bonaparte et al., 2001).

L’acide propionique inhibe les champignons et de nombreuses bactéries autres que

les bactéries bifidus. La cystéine joue le rôle d'agent réducteur. Le glucose a été ajouté en

tant que sucre universel pour accélérer la croissance initiale (Nebra et Blanch, 1999). Le

pH a été légèrement augmenté, de 5,0 à 5,5, afin d'améliorer la résistance du gel de la

gélose et de stimuler la croissance des Bifidobacterium sp.

L’incubation à été effectuée en anaérobiose dans une jarre contenant un système

créant l’anaérobiose « Anaéroculte C » (Merck KGaA, Daemstadt, Germany) + bougie à

37°C pendant 48 heures à 3 jours (Larpent, 1997).

L'utilisation de « l'anaéroculte C » (Merck KGaA, Daemstadt, Germany) consiste à

répartir 6 ml d'eau sur papier absorbant qui entoure l'anaéroculte juste avant l'incubation.

Dans ce système, l'oxygène de l'atmosphère n'est pas transformé en eau, mais il est

combiné chimiquement et finement réparti dans le mélange de réactifs. Il y a dégagement

simultané de CO2 qui favorise la croissance des bifidobactéries.

4.1.1.2. Les souches de références :

Trois souches de références ont été utilisées pour cette étude : Lactobacillus

delbrueckii sp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei, ont été

gracieusement fournies par le Professeur Françoise Berthier Chercheur à la station INRA

de Poligny (France). Elles ont été revivifiées et repiquées dans le milieu MRS-lactosé à pH

5.5, incubées à 30°C et 45°C en aérobiose (Larpent, 1997).

4.1.2. La souche pathogène :

Salmonella typhimurium, la souche pathogène testée provient du laboratoire de

l’ORAVIO d’AIN NOUISSY (W. Mostaganem).

4.2. Procédures de contrôle de l’identité des souches utilisées :

4.2.1. Identité de la souche de Bifidobacterium sp :

4.2.1.1. La pré-identification :

La pré-identification nécessite la description des aspects macroscopique et

microscopique des colonies apparues sur le milieu d'isolement Columbia-agar modifiée,


46

nous avons effectué une coloration de Gram et une recherche de la catalase.

4.2.1.2. La purification :

Les colonies à Gram positif donnant une réaction négative avec le test de catalase

ont été repiquées sur MRS-lactosé-cystéine.HCl liquide additionné d’huile de paraffine

pour assurer les conditions d’anaérobiose (Samelis et al., 1994) et incubées à 37⁰C pendant

48 heures, puis purifiés sur milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl solide incubées en

anaérobiose jusqu'à l'obtention de colonies identiques sur le plan de la forme, de la taille

et de la couleur (Young kim et al., 2000 ).

La purification est faite par des repiquages successifs (prendre à chaque fois une

seule colonie pour l'ensemencer), et ceci jusqu'à l'obtention de culture homogène,

sachant que l'étude macroscopique et microscopique est nécessaire pour réussir cette

étape.

4.2.1.3. Effet du pH :

La possibilité de croissance de la souche de Bifidobactérie isolée a été testée sur

milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl à pH 3 et pH 7 (Grill et al., 2000) incubées en

anaérobiose à 37°C pendant 48 heures.

4.2.1.4. Effet de la température :

La souche isolée à été testée pour d'autres tests d'identification tel que la croissance

à différentes températures dans un milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl, les boites ont été

incubées en anaérobiose à 37°C et à 45°C pendant 48 heures.

4.2.1.5. L’antibiogramme :

La résistance de Bifidobactérie isolée aux antibiotiques a été déterminée par la

technique de diffusion en milieu MRS-lactosé-cystéine-HCl solide avec un pH 7 par

l'utilisation de disques d'antibiotiques (Bio-Mérieux): Acide nalidixique (30µg), Colistine

(50µg), Kanamycine (30µg), Néomycine (30UI), incubée en anaérobiose à 37°C pendant

48 heures.


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4.2.1.6. Test de la fermentation des sucres :

Les colonies isolées à partir d’une culture pure ont été mis en suspension dans 10 ml

de milieu MRS-lactosé-cystéine-HCl liquide après incubation pendant 48 heures à 37⁰C.

Les cultures ont été ensuite centrifugées à 3000 tours/min pendant 15 minutes (Samelis et

al., 1994 ; Saidi et al., 2002).

Le culot une fois récupéré à été rincé 3 fois à l’eau physiologique, une suspension

épaisse a été obtenue après l’addition de 2ml d’eau physiologique.

Des tubes qui contiennent 2ml de MRS-cystéine.HCl sans sucre additionné

d’indicateur de pH le bromocrésol pourpre à raison de 0.004% dans les quelles on ajoute

les sucres à tester (Arabinose, Cellobiose, Galactose, Lactose, Mannose, Maltose,

Mannitol, Mellibiose, Mellidiose, Raffinose, Rhamnose, Saccharose, Tréhalose, Xylose) à

une concentration finale de 1% et ensemencer avec 0,2ml de la suspension bactérienne

par tube (Mannu et al., 2002; Guessas et Kihal, 2004).

Les tubes ont été ensuite incubés en anaérobiose en présence d’huile de paraffine

stérile à 37°C pendant 48 heures (Samelis et al., 1994 ; Saidi et al., 2002; Guessas et Kihal,

2004).

Ainsi, Le profil fermentaire d'une souche donnée est comparé aux profils-types

données par la littérature, ce qui permet l'identification de la bactérie (Halm et al., 1993).

On a ensemencé comme témoin un tube de milieu correspondant sans sucre.

4.2.2. Identité les trois souches de Lactobacillus sp:

Après avoir obtenu des cultures homogènes, les 3 souches de Lactobacillus sp, ont

été confirmées par une voie microscopique à partir d’une coloration de Gram.

4.2.3. Identité de la souche pathogène (Salmonella typhimurium) :

Après la réception de la souche pathogène Salmonella typhimurium du laboratoire

de l’ORAVIO (W. Mostaganem), nous avons confirmé son identité par un test

sérologique.

4.3. Animaux d’expérience :

4.3.1. Les souris conventionnelles :

La seule méthode qui permet d’entreprendre une étude correcte des interactions


48

bactériennes probiotiques dans le tube digestif (Luquet et De Roissart, 1994) et leurs

bénéfice dans le traitement ou la prévention des inflammations intestinales a été montrée

dans différents modèles animaux (Madsen et al., 2001; Schultz et al., 2002).

La souris blanche en fait l’animal de laboratoire le plus communément utilisé et

c’est certainement le mammifère qui a le plus contribué aux progrès de nos connaissances

dans les domaines de la bactériologie. Bien que plus sensible à diverses infections, elle

s’élève très facilement et peut donner, dès l’âge de 3 mois, 4 portées annuelles de 4-12

petits. Au bout de 2 années de reproduction (7-8 portées), les portées sont moins

abondantes et l’allaitement plus difficile. A l’âge de 3 ans, elles deviennent stériles et

meurent vers 3 ans et demi ou 4 ans (Beaumont et Pierre, 1998).

La souris, Mus domesticus sous-ordre des myomorphes, est un omnivore, mais

préfère les grains, utilisé en raison de sa petite taille, sa prolificité et sa polyvalence. Les

animaux albinos (blancs aux yeux roses), sont beaucoup moins nerveux que les animaux à

pelage coloré.

Les souris conventionnelles utilisées dans ce protocole étaient des souris albinos

conventionnelles de souche NMRI SWISS âgées de 6 - 9 semaines et fournies par le

service d’animalerie de l’institut Pasteur d’Alger.

4.3.2. La mise en lots des animaux :

L’effet antagoniste in vivo de Bifidobacterium sp, Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb

acidophilus, Lb paracasei à été étudié sur une souche pathogène Salmonella typhimurium.

La 1ère partie consiste au préalable en l’étude de la flore digestive des souris testées. La 2ème

partie concerne des souris infectées qui sont soumises à différents traitements

comportant les 4 espèces bactériennes seules ou associées afin de suivre leur évolution au

niveau des crottes et leurs installation au niveau des organes et leurs contenus et de

contrôler leurs effets envers le pathogène.

Pour cela nous avons prévu 5 Lots de 7 souris chacun, un reçoive la souche

pathogène et les quatre restes recevait le traitement (préventif, thérapeutique) et un Lot

témoin de 7 souris soit 48 au total (Fig.16 et N°17). Les conditions d’élevage de ces souris

sont les suivantes :

�� Habitat : cages métaboliques en métal d’une surface au sol de 180 cm2 et une hauteur

de 12cm abritant chacune 7 souris conventionnelles.

�� Température : maintenue entre 20°C et 24°C.


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�� L’aération : locale aérée par 1 fenêtre vitrée.

�� Eclairement : local éclairé pendant 12 heures par jour.

�� Abreuvement : eau (Messerghine) fournie par biberon, une souris boit environ 7 à 8

cm3 par jour.

�� Aliment : aliment de croissance fournis par l’office national d’aliment de bétail (ONAB

de Mostaganem). L’aliment est administré selon le poids des animaux : 4 à 6g/jours

d’aliment pour une souris qui pèse 10 à 20 g et 6 à 10 g d’aliment pour une souris de 20

à 50g.

�� La litière : constituée de copeaux de sciure dépoussiérée, doit être changée

régulièrement.

��

��

Fig.16. La mise en lots des souris testées.

4.3.3. Contrôle de l’axénie des souris :

Le contrôle de l’axénie a été effectué vis-à-vis des bactéries lactiques, des coliformes

totaux, des salmonelles, des levures et des moisissures.

Ces contrôles ont en commun, on prélève les crottes des souris de chaque Lot et l’on

dilue et l’homogénéise dans l’eau peptonné tamponnée (pré-enrichissement) permet aux

germes de revivifier et de se multiplier en abondance et deviennent ainsi facilement

détectables par la suite, puis placée à l’étuve à 37°C pendant 2 – 18 heures. Nous utilisons

cette préparation pour ensemencer les différents milieux de culture d’enrichissement

spécifiques à chaque groupe de microorganismes.

Les animaux à tester ont été sacrifiés et autopsiés, les organes ciblent comme le foie,

la rate, l’estomac et son contenu, l’intestin et son contenu, le côlon et son contenu, les

ganglions mésentéroides ont été prélevés dans des conditions d’asepsie les plus

rigoureuses. Les organes ont été lavés 8 fois avec du PBS stérile.


50

Fig.17. Antagonisme in vivo de 3 espèces du genre Lactobacillus (Lb delbrueckii ssp bulgaricuss, Lb acidophilus, Lb paracasei) seules ou en association avec Bifidobacterium sp vis-à-vis de Salmonella typhimurium lors d’un traitement préventif et thérapeutique.

4.3.3.1. La recherche des coliformes totaux:

La mise en évidence de l’absence des coliformes totaux à été effectué par un pré-

enrichissement (mentionner en dessus), puis on reprend 2 ml de cette culture on la

cultiver dans du bouillon au sélénite additionné à l’azide de Na à raison de 2 gouttes par 5

ml, puis l’incubation à 37 °C pendant 24 heures (Institut national de la médecine

vétérinaire), puis l’isolement dans un milieu sélectif VRBG incubé à 37°C pendant 24

heures.

En cas de la recherche au niveau des organes et ses contenus, après leurs lavages ils

ont subit un broyage dans le bouillon au sélinite-cystéine; l’homogénéisation ainsi

préparé puis l’incubation à 37°C pendant 24 heures (Institut national de la médecine

vétérinaire) et l’isolement à été effectuer sur milieu VRBG incubée à 37°C pendant 24

heures.

Antagonisme in vivo

Lot 1 : Les 7 souris reçoivent 28ml

d’eau de boisson ensemencé avec

Salmonella typhimurium (108

bactérie. j-1) pendant 7 jours.

Lot témoin : Les 7 souris ne

reçoivent rien (non traitées). Traitement

Essez du traitement thérapeutique Traitement préventif

Lot 2: On administre aux 7 souris 28 ml d’eau de

boisson ensemencé avec Bifidobacterium sp (108

bactérie. j-1) en culture mixte avec Lactobacillus

delbrueckii ssp bulgaricus (108 bactérie. j-1) +

Lactobacillus acidophilus (108 bactérie. j-1) +

Lactobacillus paracasei (108 bactérie. j-1) pendant

une semaine. Puis on leur donne 28 ml d’eau de

boisson ensemencé avec Salmonella typhimurium

durant la 2ème semaine.

Lot 3: On administre aux 7 souris 28 ml d’eau de boisson avec les trois souches de Lactobacillus sp seules : Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus acidophilus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus paracasei (108 bactérie. j-1) pendant une semaine puis 28 ml d’eau de boisson ensemencé avec Salmonella typhimurium durant la 2ème semaine.

Lot 4 : Les 7 souris reçoivent 28 ml d’eau de boisson ensemencé avec Salmonella typhimurium (108 bactérie. j-1) pendant 48 heures. Puis 28 ml d’eau de boisson cultivée avec Bifidobacterium sp (108 bactérie. j-1) en culture mixte avec Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus acidophilus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus paracasei (108 bactérie. j-1) durant une semaine.

Lot 5 : On administre aux 7 souris 28 ml d’eau de boisson ensemencé avec Salmonella typhimurium (108 bactérie. j-1) pendant 48 heures. Puis 28 ml d’eau de boisson cultivée avec les trois souches de Lactobacillus sp seules Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus acidophilus (108 bactérie. j-1) + Lactobacillus paracasei (108 bactérie. j-1) durant une semaine.


51

4.3.3.2. La recherche de Salmonella sp:

La mise en évidence de l’absence de Salmonella à été effectué par différentes étapes :

après le pré-enrichissement, l’enrichissement en milieu sélectif liquide permet de

multiplier sélectivement les Salmonelles. Deux milieux ont été ensemencés :

�� 0.1 ml de la culture obtenue (pré-enrichissement) dans un tube contenant 10 ml de

bouillon Rappaport vassiliadis incuber à 41.5°C pendant 24 heures (AFNOR, 2008).

�� 1 ml de la culture obtenue (pré-enrichissement) dans un tube contenant 10 ml de

bouillon au sélénite-cystine incubé à 37°C pendant 24 heures (AFNOR, 2008).

Après incubation des deux milieux d’enrichissement liquides utilisés, à partir de

chacun on a ensemencé 100µl sur une gélose XLD de manière à obtenir des colonies

correctement isolées, l’incubation à été fait à 37°C pendant 24 heures (AFNOR, 2008).

L’identification à été effectuée par prélèvement à partir du milieu d’isolement au

minimum deux colonies correctement isolées, considérées comme caractéristiques, des

tests sérologiques ont été réalisé (AFNOR, 2008).

Les organes ont été broyés dans l’eau peptonnée tamponnée puis une incubation à

37°C pendant 2-18 heures (AFNOR, 2008) suivie par les étapes d’enrichissement,

d’isolement et d’identification.

4.3.3.3. La recherche de la flore lactique:

Ainsi l’axénie des souris vis-à-vis des bactéries lactiques à été contrôlée par

ensemencement de 10 ml de milieu MRS-lactosé liquide à partir de la culture de pré-

enrichissement, incubé en anaérobiose à 37°C pendant 48 heures, puis un isolement sur le

milieu MRS-lactosé solide, ce milieu est fréquemment employé sous forme gélosée pour

l'isolement sélectif des lactobacilles (Carr et al.,2002). Il nécessite souvent des conditions

semi anaérobies; on mettant les cultures dans des jarres avec des anaérocultes,

additionnées de 6ml d'eau distillée.

Les organes et leurs contenus ont subit un broyage dans un milieu d’enrichissement

sélectif MRS-lactosé liquide (10ml), et l’incubation à 37°C pendant 48 heures en aérobiose,

puis l’isolement sur milieu solide MRS-lactosé et l’incubation à 37°C pendant 48 heures en

anaérobiose.

Pour le cas de Bifidobactéries, leurs recherche dans les crottes et au niveau des

organes et leurs contenus à été effectuer dans les mêmes conditions que les bactéries

lactiques sauf que le milieu d’enrichissement utilisée été MRS-lactosé-cystéine.HCl


52

liquide, et pour l’isolement on a ensemencée 1ml de la culture d’enrichissement en

profondeur sur milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl solide.

4.3.3.4. La recherche des levures et moisissures:

L’axénie vis-à-vis des levures et moisissures à été révélée par l’ensemencement de 10

ml du milieu d’enrichissement Sabouraud liquide pH 6,7 (à partir de la culture de pré-

enrichissement) incubé à 25°C pendant 4 jours. Puis l’isolement a été effectué sur milieu

Sabouraud solide.

4.4. Essais in vivo de l’expression du pouvoir protecteur des

souches probiotiques chez les souris testées :

4.4.1. Gavage des souris testées du Lot2 et Lot3 par les 4 souches

probiotiques:

L'administration des probiotiques à été faite par intubation d’une quantité d’une

solution issue d’une culture de la souche utilisée (la dose de 1 x 108 bactéries/jour)

auxquels sont ajoutés 28 ml d’eau de boisson stérile dans des biberons stériles donnés un

jour sur deux pendant une semaine aux souris testées : Lot 2 et Lot 3 (Fig.17), ont été

préalablement assoiffées pendant 24 heures avant d’être gavées avec cette eau de boisson

renfermant les probiotiques.

4.4.2. Gavage des souris testées du Lot4 et Lot5 par Salmonella

typhimurium:

L’infection par la souche Salmonella typhimurium à été effectuée par gavage avec

une dose initiale de 1 x 108 bactéries/jour pendant deux jours aux souris des deux Lot 4 et

5 qui ont été préalablement assoiffées pendant 24 heures (Fig.17).

4.4.3. Infection des souris testées du Lot 1 par Salmonella

typhimurium :


une dose initiale de 1 x 108 bactéries/jour pendant 7 jours aux souris préalablement

assoiffées pendant 24 heures (Fig.17).


53

4.4.4. Poursuite de l’administration de Salmonella typhimurium aux

souris du Lot 2 et Lot 3 :


une dose initiale de 1 108 bactéries/jour à des souris de Lot 2 et Lot 3 pendant la deuxième

semaine (Fig.17).

4.4.5. Poursuite de l’administration des souches probiotiques aux

souris infectées (Lot 4 et Lot 5) :

L'inoculation des probiotiques se poursuit dans les mêmes conditions que celles

définies dans le 4.4.1 durant une semaine (Fig.17).

4.5. Dénombrement des différentes souches bactériennes dans

les crottes des souris testées et leurs différents organes avec

leurs contenus à des différents jours J2, J4, J7, J10, J14:

La méthode la plus utilisée pour détecter et dénombrer les bactéries est le

dénombrement sur gélose. Le dénombrement des souches probiotiques administrées

consiste à vérifier le nombre et l’implantation durant les différents jours qui suivent

l’inoculation par prélèvement des crottes et des organes avec leurs contenus et

numération des bactéries à différentes dilutions finales (tableau 14).

Ces dénombrements ont en commun, le prélèvement des crottes des souris de

chaque Lot que l’on dilue et homogénéise dans une solution de 0,1% d’eau-peptonée

simple dilution (Klaver et al., 1993). Une série de dilutions décimales à été effectuée. Pour

cela, 1 ml (en cas d’ensemencement en profondeur et 0.1 ml pour ensemencement en

surface) des différentes dilutions (tableau 14) été utilisée pour ensemencées les différents

milieux de culture spécifiques à chaque groupe de microorganismes.

Les organes et leurs contenus ont été recueillis dans des conditions stériles, puis

lavés 8 fois avec du PBS stérile. Ils ont été ensuite broyés dans un broyeur type ultraturax

dans une solution Ringer ¼, ensuite des dilutions décimales successives ont été effectuées

(tableau 14) puis le dénombrement sur des différentes milieux de culture spécifiques à

chaque groupe de microorganismes.


54

En cas de bifidobactéries, Ringer ¼ + chlorhydrate de cystéine 0.05% c’été la

solution utilisées pour effectuer les différentes dilutions.

Les boîtes de pétri contenant un certain nombre de colonies se situant entre 30 et

300 sont retenus pour le dénombrement (Badis et al., 2004). Les résultats des analyses

ont été exprimés en valeur moyenne des U.F.C.

Tableau 14: Les dilutions utilisées pour l’ensemencement des différents milieux de culture spécifiques.

Organes et leurs contenus

Dilutions finales Coliformes totaux Salmonella typhimurium Les bactéries lactiques Bifidobactéries

Estomac 10-5/10-7 10-2 10-3/ 10-5 10-2 Intestin 10-5/10-7 10-2 10-4 / 10-6 10-2 Côlon 10-5/10-7 10-2 10-4 / 10-6 10-2 Foie 10-2 10-2 10-2 / Rate 10-2 10-2 10-2 / Ganglions mésentéroides 10-2 10-2 10-2 / Crottes 10-5/10-7 10-2 10-5/10-7 10-2

4.5.1. Dénombrement de coliformes totaux à J2, J4, J7, J10, J14:

Le dénombrement des coliformes à partir l’échantillon des crottes et les organes et

leurs contenus de chaque Lot, a été réalisé par l’ensemencement des boites de gélose

VRBG à partir des différentes dilutions (tableau 14) puis incubation à 37°C pendant 24

heures.

4.5.2. Dénombrement de Salmonella typhimurium à J2, J4, J7, J10, J14:

Le dénombrement de Salmonella typhimurium, est réalisé à partir d'une série de

dilutions puis l’ensemencement sur des boites de gélose XLD pour chaque dilution

(tableau 14) puis les incubées à 37°C pendant 24 heures.

4.5.3. Dénombrement de la flore lactique à J2, J4, J7, J10, J14:

Les boites sont ensemencées sur milieu MRS-Lactosé solide puis incubées à 37 °C

pendant 48 heures en anaérobiose. Le dénombrement de Bifidobacteries, à été réalisé à

partir d'une série de dilutions (tableau 14) puis 100 µl de chaque dilutions choisie ont été

ensemencés par étalement sur des boites contenant le milieu MRS-lactosé-cystéine.HCl.

L'incubation s'effectue en anaérobiose à 40°C pendant 48 heures à 3 jours (Larpent, 1997).


55

4.6. Contrôle des symptômes visuels et pesée des souris infectées

à J0, J4, J10 et J14 :

Ce contrôle s’appuie sur l’observation du comportement des souris, leur état de

santé et leurs pesés.

4.7. Détermination du taux de mortalité chez les souris infectées

par Salmonella typhimurium (Lot 1, Lot 2, Lot 3, Lot 4, Lot 5,

Lot témoin):

Il se fait par le contrôle quotidien des souris des six Lots pour déterminer le taux de

mortalité.

4.8. Les coupes histologiques à J2, J5, J7, J12, J9, J14 des différents

organes des souris testées:

Cette technique est utilisée dans le but de conserver le tissu des différents Lots à

examiner dans un état aussi proche que celui d’origine et d’obtenir à partir de ce tissu des

coupes minces et colorées qui permettent la lecture histopathologie.

Les souris de chaque Lot ont subit un sacrifice qui permet de recueillir les organes

infectés par les étapes suivantes:

4.8.1. Fixation :

Après un examen macroscopique, les organes ont été fixés dans une solution de

Bouin pendant cinq jours. Cette fixation permet d’éviter l’apparition des altérations

cadavériques.

4.8.2. Déshydratation :

Elle a été effectuée par passage des organes dans deux bains d’alcool de degré

croissant ce qui permet la sortie d’eau progressive qui sera remplacée par de l’alcool. 1er

Bain : alcool 70° pendant 7 heures. 2ème Bain: alcool 90° pendant 17 heures.

4.8.3. Clarification :

Effectuée dans deux bains de chloroforme qui remplace l’alcool par un solvant


56

miscible. Bain 1 : 50% alcool et 50% chloroforme pendant 4 heures. Bain 2 : chloroforme

pur pendant 4 heures.

4.8.4. Imprégnation dans la paraffine :

Imprégnation dans la paraffine réglée à 58°C pendant 15 heures.

4.8.5. Inclusion :

Les prélèvements ont été mis dans des moules dans une atmosphère chauffée, puis

on laisse refroidir sur la paillasse ensuite dans le congélateur. Après refroidissement, on

se trouve en présence d'un bloc de paraffine, dur, à l'intérieur duquel la pièce prélevée est

incluse a pour but de permettre la réalisation de coupes fines et régulières.

4.8.6. Préparation des coupes :

Les coupes histologiques ont été réalisées grâce à un microtome permettant de

réaliser des tranches de section avec une épaisseur de 5µm. Les coupes sont recueillies sur

des lames de verre.

4.8.7. Coloration :

A été réalisées sur lames et effectuée par le passage dans différents bains, les coupes

doivent d'abord subir une réhydratation. Celle-ci est effectuée après déparaffinage des

coupes en immergeant les lames dans des bains d'alcool de degré décroissant (Fig.18).

4.8.8. Montage :

Les lames ont été retirées du Xylène 3 puis ont les prépare avec une goutte du

Baume de Canada, coller les lames sur les lamelles et mettre dans une étuve à 56 °C

pendant une nuit.

4.8.9. La lecture microscopique :

Elle est réalisée en utilisant un microscope optique à x40.


57

Fig.18. La coloration des tissus.

Le passage dans deux bains de xylène (pour élimination du reste de la

paraffine) : Xylène 1pendant 15 minutes, Xylène 2pendant 15 minutes.

Réhydratation des tissus dans deux bains d’alcool :

Bain 1 : 96° pendant 5 minutes, Bain 2 : 70°pendant 3 minutes.

Coloration des lames dans l’Hématoxyline pendant 30 minutes.

Noircissement dans l’eau du robinet pendant 15 minutes.

Différencier pendant 1 à 3 secondes dans 1% d’acide chlorhydrique pure + 100% alcool.

Coloration par l’éosine pendant 15 minutes.

Laver les lames par de l’eau.

Déshydratation dans deux bains d’alcool :

Bain 1 : alcool 70° pendant 10 minutes, Bain 2 : alcool 96° pendant 5 minutes.

Séchez les lames avec du papier hygiénique.

Immerger les lames dans du Xylène 3 pendant 15 minutes.

CHAPITRE .5. RESULTATS ET DISCUSSION.

5. Résultats et discussion. 5.1. Résultats.

5.1.1. Caractérisation des souches utilisées. 5.1.1.1. La souche de Bifidobacterie. 5.1.1.2. Les souches de références. 5.1.1.3. La souche pathogène.

5.1.2. Confirmation de l’axénie des souris utilisées. 5.1.3. Evolution de l’implantation des souches probiotiques chez les souris testées dans les

crottes et au niveau des organes et leurs contenus pendant la duré d’expérience. 5.1.3.1. Généralités. 5.1.3.2. Modifications observées dans la composition de la flore microbienne digestive

des souris ayant reçu les souches probiotiques. 5.1.3.3. Le contrôle de l’implantation des souches probiotiques utilisées au niveau des

organes et leurs contenus des souris testées. 5.1.4. Résultats du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez les souris infectées par

Salmonella typhimurium. 5.1.4.1. Généralités. 5.1.4.2. Evolution de Salmonella typhimurium au cours de l’infection. 5.1.4.3. Etude de la flore intestinale après dissection des souris. 5.1.4.4. Dénombrement des coliformes totaux.

5.1.5. Le taux de mortalité. 5.1.6. Les coupes histologiques

5.2. Discussion.


58

5. Résultats et discussion :

5.1. Résultats :

5.1.1. Caractérisation des souches utilisées :

5.1.1.1. La souche de Bifidobacterie :

Les colonies pré-identifiées ont été de type punctiforme, de couleur blanche opaque

et de contours réguliers et de diamètre 0.5 à 2mm après 48 heures sur gélose Columbia-

agar modifiée (Fig.19). Le test de la catalase s’est révélé négatif.

Il est nécessaire de vérifier la morphologie des cellules, les formes observées sur des

frottis fixés et colorés à partir des colonies décrites sont des bacilles à Gram positif,

incurvés et enflées sur les 2 extrémités et au centre, bifurquées ou spatulées regroupé en

palissade à contours irréguliers souvent ondulés et en forme Y (Fig.20).

Aucune croissance n’était observée à pH 3, par ailleurs une croissance normale a été

notée à pH 7 et à des températures de 37°C et 45°C.

La lecture de l’antibiogramme, a été effectuée par la mesure du diamètre de la zone

d’inhibition, la souche bactérienne isolées été sensible aux : colistine, Néomycine,

Kanamycine et résiste au : Acide nalidixique (Fig.21).

Les résultats obtenus après la culture de la souche isolée en présence de 14sucres

différents et après 48 heurs d'incubation, ont a révélé que la bactérie été capable de

dégrader : l’Arabinose, Lactose et Galactose, Maltose, Mannose, Mellidiose, Raffinose,

Rhamnose, Xylose, la fermentation d’un sucre donné par la souche bactérienne testée se

traduit par la formation d’acide que se manifeste par le virage de la coloration rouge en

jaune. La bactérie isolée était immobile, on remarque également qu’elle n’utilise pas le

Cellobiose, Mellibiose, Saccharose, Mannitol, Tréhalose dans leur métabolisme. Les

résultats concernant le profile fermentaire été mentionné dans le tableau 15 et la figure 22.

Tableau 15: Profil fermentaire des sucres obtenus avec la souche étudiée.

+ : résultat positif ; - : résultat négatif ; (+) : réaction lente.

Souche Sucre

La bactérie isolée Souche Sucre

La bactérie isolée

Arabinose + Mellibiose - Cellobiose - Mellidiose + Galactose + Raffinose + Lactose + Rhamnose + Mannitol - Saccharose - Mannose + Tréhalose - Maltose + Xylose (+)

Fig.19. Observation macroscopique des colonies

Fig.20. Observation microscopique de a: forme Y; b: bifurquée dans les deux extrémités; c

a


59

Observation macroscopique des colonies isolées sur milieu Columbia modifié(x 40).

Observation microscopique de la bactérie isolée après coloration de Gram (×100).uée dans les deux extrémités; c: association en palissade;

au centre.

b

RESULTATS ET DISCUSSION.

sur milieu Columbia modifié

après coloration de Gram (×100). : association en palissade; d: bifurquée

c

d


60

Fig.21. L’antibiogramme de la souche isolé. CS : Colistine, K : Kanamycine, N : Néomycine, NA : Acide Nalidixique.

Fig.22. Le profil fermentaires des glucides de la bactérie isolée.

Après

l’incubation

Avant

l’incubation


61

5.1.1.2. Les souches de références :

L'étude microscopique par coloration de Gram nous a révélé que toutes les souches

sont Gram positifs (coloration violet). Cette étude nous a permis de distinguer également

la morphologie des bactéries lactiques qui peut se présenter en forme bacilles plus ou

moins longues, qui peuvent se disposés en singuliers simples comme ils peuvent être en

paires ou en longues chaînettes (Fig.23).

Lactobacillus acidophilus Lactobacillus paracasei Fig.23. Les trois souches de Lactobacillus sp utilisés dans notre étude.

5.1.1.3. La souche pathogène :

Les salmonelles donnent sur milieu solide XLD des colonies de 2 à 4 mm de

diamètre avec centre noir, ayant généralement un aspect lisse. Le résultat du test

sérologique montre que notre bactérie appartient au groupe : O4Hi-1, 2

5.1.2. Confirmation de l’axénie des souris utilisées :

L’absence de microorganismes dans les crottes et au niveau des différents organes

analysés a été le critère de confirmation de l’axénie des souris utilisées dans cette

expérience.

L’analyse bactériologique des crottes des souris et ces différents organes avec leurs

contenus des 5 Lots avant toute expérimentation ne révèle aucune présence de

Salmonella typhimurium. Ceci a été confirmé pour le Lot témoin (Fig.26 et 27).

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris des Lots 1, 2, 3, 4, 5 et

témoin, nous avons noté une présence de la flore lactique et des coliformes totaux le jour

0 (Fig.24 et 28) et même au niveau des organes et leurs contenus de chaque Lot (Fig.25 et

28).

Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus


62

5.1.3. Evolution de l’implantation des souches probiotiques chez les

souris testées dans les crottes et au niveau des organes et leurs

contenus pendant la duré d’expérience:

5.1.3.1. Généralités :

Les probiotiques utilisés, doivent d’abord résister aux hostilités digestives lors de

leur transit intestinal (pH acide, sels biliaires et enzymes). A ce critère de survie, fait suite

un élément déterminant; c’est la possibilité que peuvent présenter ces probiotiques à

coloniser les muqueuses du tractus digestif et qui est liée à leur capacité d’adhésion

(Charteris et al., 1998; Bezkorovainy, 2001).

5.1.3.2. Modifications observées dans la composition de la flore

microbienne digestive des souris ayant reçu les souches

probiotiques :

La flore lactique est composée généralement de lactobacilles et de bifidobactéries

(Leclerc et Mossel, 1989).

Au jour 0, nous avons évalué la flore lactique initiale dans les crottes des souris

destinées à recevoir les souches probiotiques. Nos observations ont montré qu’elles

étaient en moyenne de 10.127 106 U.F.C / g dans les différents lots d’animaux testées. Les

résultats de la présente étude sont comparables à ceux de plusieurs auteurs

(Benbouziane, 2005).

Après l’administration de deux souches probiotiques différentes (les lactobacilles et

Bifidobacterium sp) à raison de 108 bactéries / jours pendant les 7 premiers jours à des

souris du Lot 2 et Lot 3. Quelques jours plus tard (J2, J4 et J7), nous avons procédé à la

vérification de leurs nombres par analyse microbiologique (dénombrement sur milieu

solide) des crottes; nous avons noté une augmentation du nombre du Log des U.F.C / ml

pour le Lot 2 de 7.415 à 9.301 soit un accroissement de 25.44% et de même pour le Lot 3 de

6,431 à 7,488 soit un accroissement de 16.44% (Fig. 24 et 25).

Pour les Lots 4 et 5, nous avons enregistré après administration de deux souches

probiotiques (les lactobacilles, bifidobactéries) à raison de 108 bactéries / ml pendant les 7

jours qui suivent les 2 jours d’inoculation de la souche pathogène, une augmentation du

nombre du Log U.F.C / ml de 7 à 8,903 soit un accroissement de 27.19% et de 6.201 à 7.201

soit un accroissement de 16.13%, pour les deux Lots respectivement (Fig. 24 et 25).

0

2

4

6

8

10

12

0 2

Log U.F.C/ml

2%

0

5

10

15

20

25

30Acroisseme

nt

Les résultats reportés sur la figure N°2

taux de la flore lactique des souris ayant reçu des souches probiotiques (Lot 2, 3, 4, 5) par

rapport au taux de la flore lactique représentée chez le Lot témoin 2%.

De même, on a observée que le taux d’accroissement de la flore lactique au niveau

des deux Lots 2 et 4 est plus élevée par rapport aux deux Lots 3, 5; ceci est du à

l’association des deux types

souches de Lactobacillus sp

Fig.24. L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des duré d’expérience.

Fig.25. Le pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des


63

4 7 10 14

%

25,44%

16,44%

27,19%

16,13%

Lot témoinLot Lot Lot Lot

Les résultats reportés sur la figure N°25 montrent qu’il y a une


ux de la flore lactique représentée chez le Lot témoin 2%.



probiotiques différentes, Bifidobacterium

(Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus

L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des duré d’expérience. Valeurs= X± 0,836 (n = 3).

e pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des souris testées.


Jours

Lot témoin

Lot 2

Lot 3

Lot 4

Lot 5

Lot témoinLot 2Lot 3Lot 4Lot 5

montrent qu’il y a une augmentation du


ux de la flore lactique représentée chez le Lot témoin 2%.



Bifidobacterium sp ainsi que les trois

Lb acidophilus, Lb paracasei).

L’évolution de la flore lactique dans les crottes des souris des 5 Lots pendant la

e pourcentage d’accroissement de la flore lactique dans les crottes des


64

5.1.3.3. Le contrôle de l’implantation des souches probiotiques utilisées

au niveau des organes et leurs contenus des souris testées :

Les aliments sont fortement transformés durant leur transit dans le tube digestif et

une grande quantité des bactéries ingérées y est détruite, ce qui a amené les chercheurs à

supposer que les effets des probiotiques soient influencés par leur survie dans l’intestin. Il

est actuellement largement admis que pour être efficaces, les bactéries lactiques utilisées

comme probiotiques doivent être vivantes dans le tube digestif, mais cela signifie aussi

qu’elles doivent s’implanter in vivo dans le tube digestif ou bien qu’elles doivent

seulement survivre durant le transit (Ducluzeau, 2001).

Les souris testées ont été sacrifiées pour la récupération des différents organes ainsi

que leurs contenus qui ont également fait l’objet d’un dénombrement des souches

lactiques administrées aux souris pendant la période d’expérimentation.

D’après la figure N°26, nos observations indiquent que les probiotiques utilisées ont

été trouvées dans l’estomac, l’intestin, le côlon mais avec des taux différents et un degré

d’implantation élevé par rapport au Lot témoin; par ailleurs, ils ont été absents au niveau

des 3 organes foie, rate, ganglions.

Au niveau de ces organes, on remarque une augmentation en nombre de germes au

niveau de l’estomac des souris de 0.442 106, 0.049 106, 0.775 106 et 0.157 106 pour les Lots 2,

3, 4 et 5 respectivement si l’on compare avec le Lot témoin 0.007 106 (Fig.26). Une

augmentation en nombre au niveau de l’intestin et son contenu de 0.419 106, 0.047 106,

0.562 106 et 0.260 106 pour les Lots 2, 3, 4 et 5 respectivement en comparaison avec le Lot

témoin 0,002 106 (Fig.26). Au niveau du côlon et son contenu, une augmentation en

nombre de 1.237 106, 0.045 106, 2.337 106 et 0.110 106 par rapport au Lot témoin 0.038 106.

0,0

07

0,0

02

0,0

38

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

Lot témoin

Nombre de bactérie en U.F.C /

g d'organe et leur contenu

Mil

lio

ns

106

Fig.26. Degré d’implantation des souches probiotiques au niveau des différents organes

digestifs et leurs contenus

d’administration de ces souches

5.1.4. Résultats du pouvoir protecteur des souches probiotiques chez

les souris infectées par

5.1.4.1. Généralités :

Les bactéries probiotiques telles que les bifidobacteries et

dotées de plusieurs propriétés thérapeutiques intéressantes (Mill

et al., 1997). Il a été en effet démontré que les probiotiques utilisés dans le traitement de

certaines infections microbiennes chez l’ho

améliorent l’état de santé et assurent le maintien de l’équilibre écologique de la

microflore intestinale.

A cet effet, nous rappelons que la présente expérimentation a pour but de mettre en

évidence in vivo l’effet protecteur de trois souches de

bulgaricus, Lb acidophilus,

par Salmonella typhimurium

5.1.4.2. Evolution de

Dans un souci de confirmer l’efficacité des souches probiotiques dans leur effet

protecteur vis-à-vis des infections intestinales, en cas d’un traitement préventif (Lot


65

0,4

42 0,0

49

0,775

0,4

19 0,0

47

0,56

2

0,0

45

2,337

1,237

Lot 2 Lot 3 Lot 4

Degré d’implantation des souches probiotiques au niveau des différents organes

et leurs contenus de souris de 5 Lots sacrifiées durant et après 14 jours

d’administration de ces souches probiotiques. Valeurs = X ± 0.66910


les souris infectées par Salmonella typhimurium

Les bactéries probiotiques telles que les bifidobacteries et certains lactobacilles sont

dotées de plusieurs propriétés thérapeutiques intéressantes (Miller et

1997). Il a été en effet démontré que les probiotiques utilisés dans le traitement de

certaines infections microbiennes chez l’homme et chez certaines populations animales,



l’effet protecteur de trois souches de Lactobacillus s

, Lb paracasei) et Bifidobacterium sp chez les souris infectées

typhimurium.

5.1.4.2. Evolution de Salmonella typhimurium au cours de


vis des infections intestinales, en cas d’un traitement préventif (Lot


0,157

0,26

0 0,110

2,337

Lot5

EstomacIntestinCôlon

Degré d’implantation des souches probiotiques au niveau des différents organes

Lots sacrifiées durant et après 14 jours

669106 (n = 3).


typhimurium :

certains lactobacilles sont

r et al., 1993 ; Hudault

1997). Il a été en effet démontré que les probiotiques utilisés dans le traitement de

mme et chez certaines populations animales,



sp (Lb delbrueckii ssp

chez les souris infectées

au cours de l’infection:


vis des infections intestinales, en cas d’un traitement préventif (Lot 2, 3)


66

les souris ayant reçu préalablement par voie orale les souches Lb delbrueckii ssp

bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei, Bifidobacterium sp pendant 7 jours, ont été

infectées par Salmonella typhimurium avec une dose initiale de 108 bactéries/jours

pendant la deuxième semaine. Les souris des deux Lots 4 et 5 en cas du traitement

thérapeutique ont été infectés par la souche pathogène pendant les deux jours premiers à

raison de 108 bactéries/jours.

Les résultats des analyses bactériologiques des crottes des souris indiquent une

absence de Salmonella typhimurium le jour J0 pour toutes les souris testés dans les 6 Lots.

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris du Lot 1 administré de la

souche pathogène à raison de 108 bactéries / jours pendant 7 jours, nous avons noté une

augmentation du nombre du Log des U.F.C/ml de 0 à 6.899 soit un accroissement de

17.19%. Si l’on compare les résultats obtenus au niveau des Lots 2 et 3 (Fig. 27), grâce à un

traitement préventif, on constate que le taux de diminution de Salmonella typhimurium

était plus important en présence de Bifidobacterium sp en culture mixte avec les trois

souches de Lactobacillus sp (Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei)

par rapport à la culture des trois souches de Lactobacillus sp seules.

En effet, le taux de diminution de Salmonella typhimurium au niveau du Lot 2 est de

10.82% soit une diminution du nombre du Log des U.F.C/ml de 4.176 à 3.724 plus

importante par rapport au Lot 3 de 5 à 4.477 soit une diminution de 10.46%.

On constate une diminution du nombre de Salmonella typhimurium après 2 jours de

la prise de l’eau de boisson ensemencée au Bifidobacterium sp en culture mixte (Lot 4)

avec un pourcentage de diminution de 45.94%. Or cet effet est observé après le 14ème jour

(44.28%) de la prise de l’eau de boisson ensemencée aux trois souches de Lactobacillus sp

(Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei) seules (Lot 5).

Comme la montre les résultats illustrés par les figures N°27 et 28, il apparaît

clairement que l’administration des souches Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus,

Lb paracasei, Bifidobacterium sp aux souris du Lot 2, 3, 4, 5 entraîne une diminution de

l’excrétion fécale de Salmonella typhimurium par rapport au Lot 1. De telles observations

ont été récemment rapportées par Benbouziane (2005).

Le taux le plus élevé d’implantation de ces souches probiotiques a été observé au

niveau des deux Lots 2 et 4 ce qui traduit en fait l’action protectrice développée contre

Salmonella typhimurium et montre également que la colonisation du tube digestif par ces

souches permet aux souris de diminuer significativement le taux de Salmonella

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 2 4

Log U.F.C/ml

0%

17

-60

-50

-40

-30

-20

-10

0

10

20

30Accroissement

Abaissement

typhimurium et de modifier le cours de l’infection

avec ceux de nombreux auteurs (Hudault et

que l’efficacité d’un traitement probiotique réside dans la capacité d’accroissement et

d’implantation de ce probiotique.

Ces résultats sont confirmés grâce à l’analyse de la

des comptes fécaux de Salmonella typhim

montre qu’il y a une différence

avec les trois souches de Lactobacillus

paracasei) que lorsqu’elles

cours du traitement thérapeutique

d’une association de deux souches probiotiques différentes.

Fig.27. Evolution de Salmonella

Salmonella typhimurium: Valeurs

Fig.28. Le pourcentage de


67

7 10 14Jours

17,19%

-10,82% -10,46%

-45,94% -44,28%

et de modifier le cours de l’infection (Fig.28). Nos résultats sont en accord

avec ceux de nombreux auteurs (Hudault et al., 1997 ; Lievin et al., 2000), ayant


d’implantation de ce probiotique.

Ces résultats sont confirmés grâce à l’analyse de la variance appliquée

Salmonella typhimurium au niveau des six

montre qu’il y a une différence significative entre Bifidobacterium sp

Lactobacillus sp (Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb

ont été en culture seules soit en traitement préventif ou au

cours du traitement thérapeutique, l’effet antagoniste est plus important

d’une association de deux souches probiotiques différentes.

Salmonella typhimurium et les coliformes totaux dans les crottes des souris testées.

Valeurs X ± 2,379 (n =3); Coliformes totaux: Valeurs

Le pourcentage de Salmonella typhimurium dans les crottes des souris testées.


Lot témoin (Salmonella typhimurium)Lot 1 (Salmonella typhimurium)Lot 2 (Salmonella typhimurium)Lot 3 (Salmonella typhimurium)Lot 4 (Salmonella typhimurium)Lot 5 (Salmonella typhimurium)Lot témoin (les coliformes totaux)Lot 1 (coliformes totaux)Lot 2 (coliformes totaux)Lot 3 (coliformes totaux)Lot 4 (coliformes totaux)Lot 5 (coliformes totaux)

Lot témoinLot 1Lot 2Lot 3Lot 4Lot 5

. Nos résultats sont en accord

., 2000), ayant démontré


variance appliquée à l’évolution

six Lots. Cette analyse

p en culture associée

p bulgaricus, Lb acidophilus, Lb

ont été en culture seules soit en traitement préventif ou au

est plus important en présence

et les coliformes totaux dans les crottes des

Valeurs= X ± 0,722 (n =3).

dans les crottes des souris testées.

0 0

0.1

00

0

0,1

27

0,1

27

0,2

280

,10

40

,44

5

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0,35

0,4

0,45

0,5

Lot 1 Lot

Nombres de bactéries

en U.F.C / g d'organe

et leur contenu

x 1

00

00

Ganglions

5.1.4.3. Etude de la flore intestinale après dissection des souris

Avant et après arrêt du traitement, les souris de chaque Lots sont disséquées à des

différents jours afin d’étudier la flore

l’estomac, l’intestin, côlon, foie, rate, ganglions.

D’après les résultats d’analyse bactériologique au jour 0, ont observe que le

pathogène isolée était absent au niveau de touts les organes ainsi que de leurs c

chez toutes les souris testées (Lot 1, 2, 3, 4, 5 et Lot témoin).

Les résultats de la dissection des souris montrent que

présent en nombre important (0.445 10

niveau du côlon, intestin, foie et de l’estomac des souris du Lot

Cette espèce est absente dans tous les organes des souris du Lot témoin, et elle est

moins abondante (en diminution) au niveau des organes et leurs contenus des Lots

4, 5 ayant reçu du l’eau de boisson ensemencée avec

avec les trois souches de Lactobacillus

(lots 3 et 5).

Le taux de diminution au niveau des organes et leurs contenu

est plus élevé qu’au niveau Lot

Fig.29. Taux de Salmonella typhimurium des souris de 6 lots pendant 14 jours.


68

0 0 0,0

05

0

0.0

20

0 0

0,1

27

0.0

20

0 0

0,2

28

0,0

83

0

0,1

04

0 0

0,4

45

0,2

27

0

Lot 3 Lot 5 Lot témoin Lot

Ganglions Rate Foie Intestin

5.1.4.3. Etude de la flore intestinale après dissection des souris


différents jours afin d’étudier la flore digestive en dénombrant les bactéries vivantes dans

l’estomac, l’intestin, côlon, foie, rate, ganglions.


pathogène isolée était absent au niveau de touts les organes ainsi que de leurs c

chez toutes les souris testées (Lot 1, 2, 3, 4, 5 et Lot témoin).

Les résultats de la dissection des souris montrent que Salmonella typhimurium

présent en nombre important (0.445 104, 0.228 104, 0.127 104 et 0.104 10

du côlon, intestin, foie et de l’estomac des souris du Lot 1 (Fig.

espèce est absente dans tous les organes des souris du Lot témoin, et elle est

moins abondante (en diminution) au niveau des organes et leurs contenus des Lots

ayant reçu du l’eau de boisson ensemencée avec Bifidobacterium

Lactobacillus sp (Lots 2 et 4) ou les trois Lactobacillus

Le taux de diminution au niveau des organes et leurs contenus des deux Lots

est plus élevé qu’au niveau Lot 3 et 5.

Salmonella typhimurium au niveau de tous les organes et leurs contenus de 6 lots pendant 14 jours. Valeurs = X ± 0.125 10


00

,016

0

0,0

16

0,0

07

0,0

38

0,0

78

0,0

15

0,3

53

0,0

75

Lot 4 Lot 2

Estomac Côlon

5.1.4.3. Etude de la flore intestinale après dissection des souris :


en dénombrant les bactéries vivantes dans


pathogène isolée était absent au niveau de touts les organes ainsi que de leurs contenus

Salmonella typhimurium est

et 0.104 104 U.F.C / ml) au

(Fig. 29).

espèce est absente dans tous les organes des souris du Lot témoin, et elle est

moins abondante (en diminution) au niveau des organes et leurs contenus des Lots 2, 3,

Bifidobacterium sp en culture mixte

Lactobacillus sp seules

s des deux Lots 2 et 4

au niveau de tous les organes et leurs contenus 0.125 104 (n = 3).

0,0

10 1

0

0,0

05

0,0

137

0,0

06

0,0

00

2 00

,09

3

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

Lot témoin

Nombre de bactéries

en U.F.C / g d'organe

et leur contenu

Mil

lio

ns

106

Estomac

5.1.4.4. Dénombrement des coliformes totaux

Les coliformes englobent toutes les espèces appartenant à la famille des

entérobactéries y compris le genre

En ce qui concerne les coliformes, au jour 0 nous avons enregistré un

l’ordre de 2.043.107 U.F.C /

lots d’animaux (Fig.27).

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris pour les 6 Lots

des organes et leurs contenus

totaux augmente avec l’augmentation du taux de

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris du Lot 1 nous avons noté une

augmentation du nombre du Log des U.F.C/ml de 8.301 à 8.651 soit un accroissement de

3.71% et était en parallèle au nombre du Log des U.F.C/ml de

(Fig.27).

Au niveau des organes et leurs contenus, l

durée d’expérience était plus

Fig.30. Taux des coliformes totaux au niveau de tous les organes

jours.


69

0 0

0,0

11

0,0

137

0,0

21

0,0

15

0,0

03

0,0

05 0

0,0

00

02 0

0,0

00

3 0 0

0,0

00

03 0 0 0

0,0

46

0,0

21

0,20

3

Lot 1 Lot 2 Lot 3 Lot

Estomac Intestin Foie Rate Ganglions

Dénombrement des coliformes totaux :


entérobactéries y compris le genre Salmonella (Leclerc et Mossel, 1989).

En ce qui concerne les coliformes, au jour 0 nous avons enregistré un

g de crottes et constaté l’absence de Salmonella

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris pour les 6 Lots

des organes et leurs contenus, nos observations indiquent que le taux des coliformes

totaux augmente avec l’augmentation du taux de Salmonella typhimurium



3.71% et était en parallèle au nombre du Log des U.F.C/ml de Salmonella typhimurium

Au niveau des organes et leurs contenus, le taux des coliformes pendant toute la

durée d’expérience était plus élevée que le taux de Salmonella typhimurium

Taux des coliformes totaux au niveau de tous les organes de 6 lots pendant 14 jours. Valeurs = X ± 0.0410 106 (n = 3).


0,0

013

0,0

120

0,0

00

2

0,0

00

03

0,0

00

3

0,0

00

05 0

0,0

38

0,121

Lot 4 Lot 5

Ganglions Côlon


Mossel, 1989).

En ce qui concerne les coliformes, au jour 0 nous avons enregistré un taux moyen de

Salmonella dans tous les

D’après l’analyse bactériologique des crottes des souris pour les 6 Lots et au niveau

nos observations indiquent que le taux des coliformes

Salmonella typhimurium (Fig.27 et 29).



Salmonella typhimurium

e taux des coliformes pendant toute la

Salmonella typhimurium (Fig.30).

de 6 lots pendant 14


70

0

2

0

1

0 0

0

0,5

1

1,5

2

2,5

Nombre des souris mort

Lot témoin Lot 1 Lot 2 Lot 3 Lot 4 Lot 5

5.1.5. Le taux de mortalité :

Seules les souris ayant reçu de l’eau de boisson aux Bifidobacterium sp en culture

mixte ont survécu durant toute la période expérimentale (Lots 2 et 4).

Un taux de mortalité quasiment nul a été observé chez les souris du Lot 5 ayant reçu

les trois souches de Lactobacillus sp (Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb

paracasei) seules.

Chez le Lot 1 ayant été contaminé par la souche pathogène, la mortalité était

observée après 7 jours de prise de l’eau de boisson, où nous avons enregistré un taux de

mortalité de 28.57% soit 2 souris mortes parmi les 7 souris du Lot. Ce qui est

significativement élevé par rapport aux Lot 3 (17.28 %) qui reçoive le l’eau de boisson

avec Lb delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei en cas d’un traitement

préventif (Fig.31).

Fig.31. Taux de mortalité des souris infectées par Salmonella typhimurium pendant 14 jours de l’expérience.

5.1.6. Les coupes histologiques :

Les résultats des analyses histopathologiques ont révélé qu’au niveau de l’intestin

grêle des souris du Lot 1, nous avons détecté une entérite avec présence des cellules

neutrophiles, et au niveau des villosités on a observé un amas sous forme bacillaire

rougeâtre (Fig.32.b). En cas du Lot 2, on a observé la présence des neutrophiles à cause de

la présence de corps étrangers (Salmonella typhimurium, Bifidobacterium sp, Lb

delbrueckii ssp bulgaricus, Lb acidophilus, Lb paracasei), de même nous avons noté une


71

mobilisation des lymphocytes (pour la sécrétion des IgA) (Fig.32.c) et pas d’effet

immunostimulante grâce à la présence de quatre probiotiques qui entre en compétition

avec Salmonella typhimurium.

Pour le Lot 3, nous avons enregistré une sécrétion et mobilisation des lymphocytes

au niveau de la lamina propria. Nous avons également noté un effet immunostimulant

traduit par le gonflement des plaques de Payer grâce à la germination des cellules

immunitaires (Fig.32.d). Au niveau de l’intestin d’une souris du Lot 4 (Fig.32.e) le tissu

reste tel qu’il est avec une architecture identique à l’intestin du Lot témoin (Fig.32.a) ; par

contre, pour le Lot 5, nous avons enregistré une présence d’un amas bacillaire rougeâtre

(Fig.32.f).

a b c d

e Fig.32. a) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot témoin b) Une coupe transver c) Apparence tissulaire normale de l’intestin grêle d) Présence de formation nodul e) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 4 (x100). f) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 5 (x100).

Au niveau du foie d’une souris du Lot 1 et après infection par

typhimurium, à partir d’une étude

volumineuse par rapport au

Fig.33.

L’observation microscopique d’une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 1,

indique qu’il y a des lésions hépatiques

Au niveau du foie d’une souris

neutrophiles mais en nombre moins (Fig.34.c) par rapport au Lot 3, là où le nombre

estplus important au niveau des sinusoïdes (Fig.34.d)

Salmonella typhimurium au niveau du foie

probiotique au niveau de l’intestin.

absence totale du germe pathogène, et le tissu reste normale (Fig.34.e) et identique au Lot

témoin (Fig.34.a). Par contre au niveau du Lot 5, on note la présence des neutrophiles.


72

f Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot témoin

b) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 1 (x100).c) Apparence tissulaire normale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 2 d) Présence de formation nodulaire lymphocytaire de la souris du Lot 3

Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 4 (x100).f) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 5 (x100).

d’une souris du Lot 1 et après infection par

à partir d’une étude macroscopique on a observé que la taille dev

par rapport au foie d’une souris du Lot témoin (Fig.33).

a b a) Foie d’une souris du Lot témoin (x40). b) Foie d’une souris du Lot 1 (x40).


a des lésions hépatiques avec présence des neutrophiles

d’une souris du Lot 2, le tissu reste normale et il ya présence des


u niveau des sinusoïdes (Fig.34.d) c’est un indicateur

au niveau du foie, ce qui suppose qu’il n’y a eu lieu d’effet

au niveau de l’intestin. Au niveau du foie d’une souris du Lot 4, on à une

e du germe pathogène, et le tissu reste normale (Fig.34.e) et identique au Lot



Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot témoin (x100).

sale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 1 (x100). d’une souris du Lot 2 (x100).

aire lymphocytaire de la souris du Lot 3 (x100). Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 4 (x100).

f) Une coupe transversale de l’intestin grêle d’une souris du Lot 5 (x100).

d’une souris du Lot 1 et après infection par Salmonella

observé que la taille devienne

.


avec présence des neutrophiles (Fig.34.b).

2, le tissu reste normale et il ya présence des


c’est un indicateur de présence de

, ce qui suppose qu’il n’y a eu lieu d’effet

Au niveau du foie d’une souris du Lot 4, on à une

e du germe pathogène, et le tissu reste normale (Fig.34.e) et identique au Lot



73

a b c d e f

Fig.34. a) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot témoin (x100). b) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 1 (x100).

c) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 2 (x100). d) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 3 (x100). e) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 4 (x100). f) Une coupe transversale du foie d’une souris du Lot 5 (x100).


74

La rate, organe situé en haut et à gauche de l’abdomen (ventre), dont le rôle est de

produire des lymphocytes (globules blancs jouant un rôle important dans la défense

immunitaire de l’organisme). D’après nos résultats microscopiques des coupes

transversales de la rate, on a une splénite avec présence des neutrophiles au niveau de la

rate d’une souris du Lot 1 (Fig.35.b), pour la rate d’une souris du Lot 3 (un nombre réduit

des probiotiques) et Lot 5 on a une forte présence des neutrophiles (Fig.35.d et f) si l’on

compare avec Lot 2, on a une réduction de la population lymphocytaire avec une

stimulation immunitaire (Fig.35.c) et au niveau du Lot 4 on a observé qu’il ya absence des

cellule immunitaire (Fig.35.e) avec une architecture tissulaire identique au Lot témoin

(Fig.35.a).

a b

c d


75

e f

Fig.35. a) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot témoin (x100). b) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot 1 (x100). c) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot 2 (x100). d) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot 3 (x100). e) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot 4 (x100). f) Une coupe transversale de la rate d’une souris du Lot 5 (x100).

5.2. Discussion :

La première étape de cette étude consiste à isoler et caractériser une souche bifide,

dont l'appartenance au genre Bifidobacterium a été préalablement recherchée sur la base

de critères morphologiques et biochimiques décrits par Scardovi (1986) et Tamime et al.

(1995).

Les étapes de la pré-identification basée sur les aspects morphologiques montrent

que les colonies isolées se développent mieux sur le milieu Columbia-agar modifiée avec

des pléomorphismes observées et souvent associées à la composition du milieu de

culture. L’absence de catalase indique l’anaérobie strict de cette bactérie. Les cellules

sont des bactéries Gram positifs et ont des formes caractéristiques aux bifidobactéries

(Scardovi, 1986; Beerens, 1990), tel qu’une association cellulaires de type palissade, selon

Tamime et al. (1995), ce polymorphisme cellulaire est typique aux bifidobactéries.

Le caractère punctiforme et l'absence de catalase sont en effet des caractères

typiques aux bifidobactéries et utilisés pour leur identification par de nombreux auteurs

(Scardovi, 1986; Gavini et al., 1990; Crociani et al., 1994).

L'effet de la source de carbone montre que l'activité métabolique dans les

bifidobactéries a été clairement appuyée par la présence d'une adéquate source tel le

glucose (Tamime et al., 1995), le lactose à été utilisé pour stimuler la croissance des


76

bifidobactéries (Gibson et Wang, 1994; Gibson et Roberfroid, 1995; Gibson et al., 1995;

Bouhnik et al., 1999; Perrin et al., 2000). Cette souche isolée a montré une aptitude de la

croissance sur MRS-lactosé.

Les bifidobactéries ont une résistance très significative contre certains groupes des

antibiotiques comme les aminosides et le groupe des bêta-lactamines (Rasic et Kurmann,

1983). Cette résistance a été observée dans notre souche isolée. La sensibilité à la

Colistine, à la néomycine, au kanamycine et la résistance à l’acide nalidixique a été

annoncée par plusieurs auteurs (Scardovi, 1986). Ce critère d'antibio-résistance est

utilisé comme marqueur de sélection des bifidobactéries.

L'optimisation des conditions de croissance de bifidobactéries constitue un point

essentiel dans la production de biomasse. Par conséquent, l'étude de certains paramètres

de croissance (tels que la température et le pH) peut fournir une grande information sur

la physiologie de la bactérie.

Le pH optimal de croissance des diverses souches de bifidobactéries a été

déterminé par plusieurs auteurs (Rasic et Kurmann, 1983; Beerens, 1990). L’effet du pH

sur la croissance microbienne agit sur trois niveaux: l'activité enzymatique de la

membrane, la perméabilité et la biodisponibilité de certains nutriments qui dépend de

l'équilibre ionique.

En effet, nos résultats obtenus montrent que le pH optimum de croissance de notre

souche est de 7 et que la croissance est complètement inhibée sur milieu de pH 3. Selon

certains auteurs (Marisa et al., 1994 ; Passerat et Desmaison, 1995; Wang et Gibson, 1993),

le pH faible (acide) a une influence sur la phase de latence en affectant l'activité de

certaines enzymes comme la β-galactosidase. Toutefois, le pH basique (8) provoque une

diminution du niveau de la phase de croissance. Ces observations indiquent que les

bifidobactéries préfèrent le milieu neutre ou légèrement acide (Biavati et al., 1992), et

d'autre part, l'activité enzymatique semble être très importante à un pH voisin de 5.8 et

6.0 (Bouhnik et al., 1992 ; Passerat et Desmaison, 1995).

La température d'incubation est un paramètre important qui définit la croissance de

bifidobactéries, elle affecte également la composition de la paroi cellulaire en acides gras

(Biavati et al., 1992), qui perturbent le transport membranaire et le métabolisme

cellulaire (Rasic et Kurmann, 1983). D’après les résultats obtenus, l’optimum de la

température été à 37°C et ça correspond à la température de croissance de

Bifidobacterium sp.


77

D’après nos résultat de la fermentation des sucres et en se basant sur critères cités

par la littérature (Scardovi, 1986 ; Biavati et al., 1992, Gavini et al., 1990 ; Biavati et al.,

1982) notre espèce correspond à Bifidobacterium longum. En effet, les bifidobactéries sont

connues pour leur haute affinité vis-à-vis de ces sucres (Scardovi, 1986 ; Tamime et al.,

1995). Cette bactérie fermente le galactose en présence d’alpha galactosidase et ça permet

de différencier rapidement les Bifidobacterium des Lactobacillus.

L'étude microscopique par coloration de Gram des trois espèces de Lactobacillus sp

nous a révélé que toutes les souches sont Gram positifs (coloration violet), ce qui est

conforme aux caractéristiques des bactéries lactiques (Dellaglio et al., 1994).

La mise en évidence de l'activité antagoniste in vivo des souches probiotiques:

Bifidobacterium sp isolée et les trois espèces de Lactobacillus sp vis-à-vis de Salmonella

typhimurium était l'objectif de cette étude, ces probiotiques utilisés ont une résistance

aux hostilités digestives lors de leur transit intestinal (pH acide, sels biliaires et enzymes),

à ce critère de survie fait suite un élément déterminant; c’est la possibilité que peuvent

présenter ces probiotiques à coloniser les muqueuses du tractus digestif et qui est liée à

leur capacité d’adhésion (Charteris et al., 1998 ; Bezkorovainy, 2001).

En raison de l’extrême complexité de la microflore, aucune analyse quantitative et

qualitative complète n’existe à ce jour. Les analyses les plus poussées effectuées chez le

rat et la souris ont permis d’identifier plus d’une certaine d’espèces bactériennes

différentes (Freter et al., 1983 ; Raibaud et al., 1966).

Les Lactobacilles sont généralement présents et occupent même une position

dominante dans la microflore de l’intestin grêle et du gros intestin de certains animaux

comme les rongeurs (Smith, 1965a ; Ducluzeau, 1969). Elles sont généralement associées à

la surface de l’épithélium intestinal mais on ne sait pas exactement quel rôle elles jouent

(Savage, 1980). En effet nous avons noté les mêmes observations le jour 0.

L’étude de la survie des bactéries lactiques dans le tractus gastro-intestinal est

importante pour une meilleure connaissance du devenir des bactéries lactiques ingérées

avec l'aliment et une meilleure compréhension de l’action des probiotiques chez l’homme

et l’animal, par ce que tous les effets des probiotiques seraient influencés par leur survie

et gardent une certaine viabilité lors du transit intestinal. Ainsi ils doivent pouvoir passer

sans dommage irréversible la barrière acide de l’estomac, puis l’effet inhibiteur éventuel

des sels biliaires. Cette capacité de survie est très variable selon, genres, espèces et

souches microbiennes et peut aussi être influencée par des facteurs autres, comme la dose


78

ingérée, les caractéristiques spécifiques de l’hôte (Afssa, 2005; Gibson et al., 2005) c’est

pour cette raison on a déjà fait un dénombrement de nos probiotiques utilisées pendant

l’expérience pour confirmer leurs présence.

Après l’ingestion des probiotiques choisis pendant la durée d’expérimentation nous

avons observé une augmentation du nombre de la flore lactique dans les crottes ainsi

qu’au niveau des organes et leurs contenus. Les lactobacilles administrés sont capables de

modifier quantitativement la microflore intestinale chez le jeune animal au cours de

sevrage et ceci est due vraisemblablement à la capacité de survie de Lactobacillus

acidophilus dans des conditions acides qui est généralement meilleure (Marteau et

Shanahan, 2003) que celle des souches de Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus ayant

une faible résistance à l’acidité et sont par conséquent rapidement détruites au niveau

stomacal (Conway et al., 1987 ; Benbouziane, 2005).

La capacité de survie varie beaucoup entres les genres Bifidobacterium, Lactobacillus

acidophilus traversent l’intestin grêle et parfois le côlon à hautes concentrations (Marteau

et Vesa, 1998).

L'étude bactériologique des crottes, reflétant la composition de la flore intestinale et

montrant une modification par rapport aux témoins non inoculés, permet aussi

d'apprécier la colonisation.

Il y a une trentaine d’années, il a été montré que des bactéries de la flore indigène,

telles que les Lactobacilles, étaient fortement attachées à l’estomac des souris (Kotarski et

Sauvage, 1979), mais d’après les résultats obtenus nos souches utilisées sont moins

abondantes par rapport à la dose initiale administrée. Une grande quantité de ces

bactéries ingérées y est détruite, ces résultats sont similaires à ceux rapportés par Esther

(2009).

L’intestin n’est que peu colonisé dans notre cas, les conditions et variations de pH

étant peu favorables, de même que le transit qui laisse peu de temps aux bactéries pour

s’accrocher. La population bactérienne augmente en revanche dans les portions plus

éloignées de l’intestin grêle (0.293 106 cellules/g d’organe et son contenu en moyenne) qui

est l’endroit le plus important pour la digestion et l’absorption et aussi pour l’activité des

probiotiques; la sécrétion pancréatique électrolytique est riche en bicarbonates, elle

permet de tamponner l’acidité provenant de l’estomac et ainsi d’obtenir un pH optimal,

c’est vraisemblablement pour cette raison que nos souches probiotiques sont présentes

(Esther, 2009).


79

Et encore d’avantage au niveau du côlon avec des concentrations maximales

pouvant atteindre 0.753 106 cellules/g d’organe et son contenu en moyenne, qui est un

lieu de fermentation intense provoquant des changements qualitatifs et quantitatifs de la

flore colique (Zareie et al., 2006).

Les bactéries lactiques ingérées sont généralement excrétées dans les selles après

leur ingestion (Bouhnik et al., 1992; Klijn et al., 1995; Marteau et al., 1993), mais la survie

dans les selles des bactéries lactiques du yaourt Lb delbrueckii ssp bulgaricus est très faible

(Lindwall et Fonden, 1984). Des études ont démontré que les bifidobactéries traversent

l’iléon terminal et sont viables une fois rendues dans les selles, mais leur présence

diminue dès que cesse l’administration par voie orale (Roberfroid et al., 1998).

Après 14 jours nous avons remarqué une diminution en nombre de la flore lactique,

ceci est important car des souches de lactobacilles adhérant à la muqueuse intestinale,

donc ayant colonisé la lumière intestinale, peuvent spontanément disparaître en 7 jours

(Fuller, 1990).

L’étude des modèles animaux a apporté la preuve que certaines bactéries

probiotiques pouvaient inhiber la croissance de bactéries pathogènes telles Salmonella

tiphymurium (Silva et al., 1999; Hudault et al., 1997).

En effet, les résultats obtenus indiquent une diminution en nombre de la bactérie

pathogène dans les crottes et au niveau des organes avec leurs contenus en cas

d’association de quatre souches différentes par rapport au Lot 1. La répression du

développement de ce germe pathogène peut se faire de plusieurs façons et selon le

nombre et le type de probiotiques; par des mécanismes tels que certaines activités

microbiennes spécifiques (production de certaines enzymes ou facteurs de croissance),

des interactions microbiennes (production de composants antimicrobiens comme le

peroxyde d'hydrogène, des acides organiques faibles (Lievin et al., 2000) et des peptides

antibactériens), des interactions avec l'épithélium intestinal (concurrence pour les

récepteurs situés sur l'épithélium intestinal) et des interactions avec le système

immunitaire (De Vuyst, 2004), par la sécrétion directe de bactériocines (Cotter et al.,

2005), la production de protéases (Castagliuolo et al., 1999) dirigées contre les toxines

bactériennes.

Ces propriétés expliquent sans doute les effets positifs observés chez les souris où

l’activité antibactérienne des probiotiques pourrait bien jouer un rôle dans la diminution

du taux se Salmonella dans les Lots.


80

Il est aussi extrêmement important de souligner que toutes les souches de bactéries

lactiques probiotiques ne possèdent pas toutes les propriétés citées plus haut (De Vuyst,

2004) c’est pour cette raison l’ingestion d’un mélange de probiotiques induit un retour à

une flore intestinale plus équilibrée et diminue le nombre de la bactérie pathogène (Gori

et al., 2008), ceci a été constaté au niveau des résultats des deux Lots 2 et 4 en

comparaison avec 3 et 5.

La production d’acides organiques (lactique et acétique) exerce une activité

antimicrobienne efficace. Le premier effet de l’acide lactique produit correspond à une

diminution de pH qui est préjudiciable à de nombreux micro-organismes, alors que le

second est lié aux activités spécifiques des formes dissociées (ioniques) on non dissociées

(moléculaires) des acides organiques. En général, c’est la forme moléculaire de l’acide

lactique qui est le facteur toxique pour les bactéries (Tamime et al., 1995). L’acide lactique

est un acide plus fort que l’acide acétique mais à pH 4,5 l’acide acétique aurait aussi une

action antimicrobienne plus importante car la proportion de sa forme moléculaire serait

plus importante.

Sachant que les bifidobactéries produisent plus d’acide acétique que d’acide lactique

(rapport molaire = 3/2) (Araya-Kojima, 1995); on peut admettre qu’elles exercent une

action en tant que flore de barrière dans un environnement poly-microbien tel que le

côlon (Gibson et Roberfroid, 1995), ces acides devenir les principaux métabolites a de

l’importance, leurs présences peut en effet réduire le pH du gros intestin et sont

bactériostatiques empêcher la croissance de nombreux microorganismes pathogènes

présents dans le côlon tel les Salmonelles et diminuent le pH fécal qui à son tour facilite

la multiplication des bifidobactéries (Chevalier, 1998).

Les lactobacilles produisent surtout de l’acide lactique mais aussi un peu d’acide

acétique et butyrique. L’acide formique agit plus rapidement contre les entérobactéries

que les acides acétique, lactique et propionique. L’acide lactique est un métabolite final

de la fermentation des glucides plus abondant que l’acide formique. L’acide pénètre dans

la bactérie sous sa forme « non dissociée » et, après dissociation, détruit l’ADN bactérien,

tuant ainsi la bactérie. L’acide propionique et l’acide butyrique agiraient donc non

seulement comme agents antibactériens, mais aussi comme inhibiteurs des facteurs de

virulence exprimés par Salmonella, combattant ainsi efficacement la capacité d’invasion

cellulaire de ces dernières. Chaque acide possède son propre spectre anti-bactérien, plus

ou moins large. Mais la combinaison de plusieurs acides présente un effet additif, voire


81

synergique et ça ce qu’on voit après l’association des quatres souches probiotiques un

taux de diminution élevé de Salmonella typhimurium.

Beaucoup d’auteurs se sont intéressés à l’adhésion des bactéries lactiques au tractus

digestif (Bernet et al., 1993 ; Chauvière et al., 1992). L’idée générale est qu’une forte

adhésion des bactéries lactiques à l’épithélium intestinal interférerait avec celle des

agents pathogènes par saturation des sites de fixation (Bernet et al., 1993 ; Bernet et al.,

1994 ; Coconnier et al., 1992). D’après les résultats obtenus, on observe que

l’administration de Bifidobacterium sp et les lactobacillus sp (Lb acidophilus) est

susceptible d’inhiber l’adhésion de Salmonella typhimurium qui est en concurrence avec

le pathogène pour l’adhésion aux cellules épithéliales. Au niveau du côlon, ces souches

pourraient également agir par inhibition compétitive en inhibant l’implantation des

germes pathogènes par compétition pour la colonisation. L’adhésion des probiotiques à la

muqueuse intestinale de l’hôte est un processus multifactoriel et complexe dans lequel

interviennent de nombreuses molécules de nature différentes (Collado et al., 2005;

Esther, 2009).

Ainsi, la capacité de différentes souches de Lactobacillus à adhérer à des cellules

épithéliales et à inhiber l’adhérence de pathogènes tels que Salmonella typhimurium serait

probablement liée à un encombrement stérique des récepteurs entérocytaires de

pathogènes (Chauvière, 1992). Roos et Jonsson (2002) ont caractérisé une protéine de

surface de grande taille de type lectine Mub de Lactobacillus acidophilus (Buck et al.,

2005) étant identifiées comme adhésines du mucus (Esther, 2009).

Au niveau des selles nous avons constaté la présence de Salmonella sp durant le

traitement, ces germes potentiellement pathogènes (Salmonella,…) ne se fixent pas sur la

paroi intestinale, sont éliminés avec les selles.

Parmi les probiotiques utilisées les souches de Lb acidophilus, ayant survécu au

passage gastrique et s’étant installées au niveau du tractus intestinal, puissent produire

leurs bactériocines in situ. Ces bactéries bactériocinogènes (Cocconier et al., 1998)

pourraient également réprimer la croissance de la bactérie pathogène gastro-intestinale,

Salmonella sp (Esther, 2009). Le site d’action des bactériocines se localise au niveau

membranaire en modifiant le potentiel de la membrane, ce qui entraîne des pertes d’ATP

et d’ions K+, par conséquent l’impossibilité de la cellule cible à maintenir leur pH

intracellulaire stable, elle est plus sensible en phase exponentielle qu’en phase

stationnaire (Benbouziane, 2005).


82

Certaines de ces souches probiotiques utilisées possèdent également la capacité de

déconjuguer les sels biliaires ; ces formes déconjuguées ont un pouvoir inhibiteur

important sur le développement des bactéries pathogènes surtout Salmonella sp.

Il est enfin possible que les probiotiques aient une influence sur la structure de la

muqueuse intestinale, sur le fonctionnement de l’épithélium intestinal et enfin une action

immuno-modulante via une stimulation du système immunitaire non spécifique (Simon

et Jadamus, 2002). Ceci a été constaté dans les résultats obtenus.

La diminution du nombre de Salmonella typhimurium peut se faire par plusieurs

mécanismes parmi lesquelles on peut est proposée notamment la modulation du

fonctionnement du système immunitaire et la stimulation du chimiotactisme des

macrophages, permettant l’élimination des agents pathogènes au niveau du site de

migration (Kitazawa et al., 2002). La stimulation de la réponse immune aboutit à une

sécrétion d’IgA sécrétoire. De même, Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus stimule la

fonction phagocytaire des macrophages in vivo par la production d’un

phosphopolysaccharide extracellulaire neutre (Kitazawa et al., 2000), et certaines

Lactobacillus induisant in vivo une production significative de cytokines anti-

inflammatoires notamment IL-10 (Ulisse et al., 2001). Le traitement avec une suspension

de souches probiotiques augmente le taux des immunoglobulines A anti-Salmonella et

diminue le nombre des Salmonella au niveau du foie et la rate (Perdignon et al., 1992).

Le nombre de Salmonella typhimurium est presque nul au niveau de la rate, de foie,

et des ganglions, ce qui est du probablement à la consommation de Bifidobacterium sp

qui a un effet de diminuer la translocation du pathogène dans le sang, puis les organes.

Ces effets sont accompagnés d’une augmentation de la capacité phagocytaire ainsi que de

l’accroissement du titre des anticorps IgA spécifiques dirigés contre Salmonella

typhimurium de même, que Bifidobacterium sp intervient dans l’apparition des

immunoglobulines type G dans le cas des salmonelloses observées chez certains animaux

(Bezkorovainy, 2001). Ces résultats sont comparables à ceux obtenus par Zareie et al.

(2006), ayant récemment montré que les probiotiques diminuaient la translocation

bactérienne aux cellules épithéliales et prévenait ainsi de l’activation du système

immunitaire, et d’après Li et al (2003) une administration orale de probiotiques

(Lactobacillus paracasei) a montré une régression de l’état inflammatoire au niveau de

site éloigné de l’intestin comme le foie. Par ailleurs, Mizutani et Mitsuoka (1979) avaient

rapporté que l’administration orale chez la souris d’une souche de bifidobactéries


83

diminuait la population de Salmonella typhimurium. Ceci a été confirmé également par

Bevilacqua et al. (2003).

La résistance des souris traitées par les souches probiotiques à l’infection confirme

les résultats obtenus quand à la translocation de ces souches au niveau des ganglions

mésentériques car ces derniers représentent un site important dans les défenses

immunitaires (Saxelin et al., 1996 ; Takashi et al., 2001).

Le matériel histologique provenant de la dissection d'organes en expérimentation

animale et l’histopathologie a pour but la mise en évidence des différents aspects de la

structure tissulaire.

Elle comporte une observation macroscopique des organes des animaux

expérimentaux de chaque Lot, c’est une étude qualitative et se limite aux caractéristiques

externes de l’organe (couleur, consistance et texture), et un examen microscopique des

tranches de chaque organe qui ont été prélevées à partir des animaux, et colorées avec la

coloration topographique classique à l’hématéine-éosine.

Les organes de la souris du lot témoin se sont apparus normaux, présentant un foie

à aspect régulier, couleur marron clair, mou et ferme au toucher, de taille moyenne et les

coupes observées montrent l'organisation histologique d'un foie normal. L’intestin

présente des villosités et des cryptes et une muqueuse d’état normale.

Le phénomène inflammatoire provoqué par Salmonella typhimurium se manifeste

par des lésions observées à l’autopsie des organes d’une souris du Lot 1. Ces lésions

semblent être liées au caractère invasif de Salmonella typhimurium. Au niveau de

l’intestin nous avons observé un amas sous forme bacillaire rougeâtre probablement du à

la présence de Salmonella typhimurium, lorsqu’elle multipliée, entraînent une réaction

inflammatoire à polynucléaires neutrophiles stimulées par les chémokines (Mc

CORMICK, 1995), libérée par les cellules intestinales (Skjolaas et al., 2006). Cet afflux de

polynucléaires est associé à une expression croissante d’IL-8, GRO (Growth Related

Onchogene), GCP2 (Granulocyte Chemotactic Protein 2), IL1 et IL4 (Olsen, 2005).

Après la traversée de la barrière intestinale, les bactéries arrivent au niveau du

ganglion mésentérique où elles se multiplient activement; une partie passe dans le

courant sanguin par voie lymphatique, ce qui explique la présence d’une infection au

niveau du foie et de la rate (Brouquip et Raoult, 1992). Au niveau du foie, l'observation des

coupes réalisées montrent un aspect du foie d’hépatite toxique (Acar et Francouals, 1990)

ce qui est vraisemblablement du à la translocation de l’agent pathogène qui représente un


84

modèle d'infection entéro-invasive (Bonjean-tremolet, 1978), et au niveau de la rate on a

une splénite.

Les animaux qui reçoivent une phase d’infection, grâce aux administrations

préventives d’une préparation de quatre souches probiotiques pendant 7 jours (Lot 2), le

phénomène inflammatoire dû par Salmonella typhimurium devient moins grave avec une

diminution de leur nombre, ces souches bactériennes probiotiques empêchent leur

installation et leur croissance au niveau de l’intestin de la souris. On a une mobilisation

des lymphocytes pour la sécrétion des IgA, son rôle principal au cours des infections

intestinales est d'arbitrer la neutralisation de l'envahissement des bactéries et des toxines,

ce qui empêche la translocation vers les organes internes. Cette mobilisation peut être

due à la reconnaissance de la microflore par le système immunitaire de l’hôte qui se

traduit en effet par la production d’anticorps locaux et systémiques (Apperloo-Renkema

et al., 1993).

Si l’on compare avec le Lot 3, le nombre et la nature des probiotiques administrées

n’a pas inhibé l'installation et la croissance de l'agent pathogène dans l’intestin, ce qui

induit à sa présence au niveau du foie, rate.

On a une stimulation immunitaire au niveau de l’intestin, c’est un autre mécanisme

indirect par lesquels les probiotiques (L. acidophilus) sont capables d'inhiber Salmonella

typhimurium envahissement des organes de la souris (Lin et al., 2006). Le processus de

modulation immunitaire est amorcé grâce à l’interaction entre le composé bactérien actif

et des récepteurs cellulaires de signal bactérien se trouvant sur les cellules immunitaires.

Ces récepteurs sont appelés Toll like receptors (TLR)s, Cette interaction génère un signal

qui est transmis au noyau de la cellule immunitaire en induisant la transcription du gène

codant pour la synthèse des cytokines (Mastrandrea et al., 2004 ; Dabbagh et Lewis,

2003).

Par ailleurs, des études ont montré que le peptidoglycane, l’acide teichoïque et le

contenu cytoplasmique (acides nucléiques, peptides, protéines) de bactéries lactiques

stimulent la production de certaines cytokines (IL-1, IFN-γ, IL-6, TNF-α…), l’activité du

macrophage et la prolifération des cellules de plaques de Peyer (Meydani et Ha, 2000;

Kankaanpa et al., 2003), d’anticorps (IgG) chez l’hôte (Grogono-Thomas et al., 2003).

Plusieurs études ont montré que les probiotiques stimulent l’activité phagocytaire

(Nicaise et al., 1993), la sécrétion des cytokines par les macrophages (Nicaise et al., 1999),


85

les lymphocytes intra-épithéliaux (Bandeira et al., 1990), ou encore le nombre de plaques

de Peyer (Ducluzeau et Raibaud, 1979).

La rate contient un grand nombre de macrophages, cellules dendritiques et les

lymphocytes B et T, et fonctionne comme un filtre pour les micro-organismes et les

antigènes circulant dans le sang. Les macrophages de la pulpe rouge sont responsables de

la phagocytose. D’après nos résultats obtenus au niveau de la rate de chaque Lot (2, 3, 5)

on observe une présence des neutrophiles, c’est un indicateur qu’il y’a une translocation

de Salmonella typhimurium en présence des traitements avec différentes souches de

Lactobacillus sp, stimulant la capacité phagocytaire des macrophages de l’hôte (Neumann

et al., 1998; Perdigon et al., 1986).

Par contre, et grâce à un traitement thérapeutique avec quatre probiotiques au

niveau de ces organes du Lot 4, il apparait que ces derniers ont un aspect des organes du

Lot témoin. La présence de Bifidobacterium sp affecte la croissance de Salmonella

typhimurium ce qui est probablement du à la production d'acides organiques et en

conséquence l'abaissement du pH (Makras et De Vuyst, 2006), et à la présence de galacto-

oligosaccharides, produits par l'activité galactosyl transférase ce qui réduit l’attachement,

l'invasion, et la pathologie associée à cet agent pathogène aux entérocytes, et par

conséquence la réduction de son colonisation dans divers tissus associés (Searle et al.,

2009).

Au niveau des deux Lots 2 et 4, les lésions observées étaient moins graves, ces

résultats sont identiques au dénombrement de Salmonella typhimurium au niveau des

organes, la présence de Bifidobacterium sp réduit considérablement l'attachement et

l'invasion de Salmonella typhimurium (Searle et al., 2009).

La motilité intestinale joue un rôle important dans la réduction de la croissance des

microorganismes pathogènes dans l’intestin. Les probiotiques pourraient avoir des effets

positifs sur la motilité de l’intestin en réduisant le temps de transit des microorganismes

pathogènes (Takiguchi et al., 1998). L’utilisation de Lactobacillus paracasei a un effet sur

la motilité de l’intestin se traduit par une atténuation de l’hyper contractilité post-

infection du muscle (Verdu et al., 2004).

L'expression de l'antagonisme bactérien des bifidobactéries passe également par le

processus de leur adhésion aux entérocytes. En effet, l'adhésion des bifidobactéries à la

bordure en brosse de la surface apicale des entérocytes et leur rôle dans l'inhibition de la

fixation d'espèces bactériennes pathogènes (Salmonella) à ce site a été rapportée par


86

plusieurs chercheurs (Bernet et al., 1993; Ouwehand et al., 1999). Par ailleurs, Fujiwara et

al. (1997), ont montré que certaines espèces de bifidobactéries peuvent sécréter un facteur

protéique, qui inhibe l'adhésion d'une souche pathogène de Salmonella sp.

CONCLUSION

CONCLUSION.

ConclusionConclusionConclusionConclusion ::::

La première étape de cette étude consiste à isoler et à caractériser d’une souche bifide, dont l'appartenance au genre Bifidobacterium a été préalablement recherchée sur la base de critères morphologiques et biochimiques décrits par Scardovi (1986) et Tamime et al. (1995). La confirmation de l’appartenance des souches isolées au genre Bifidobacterium a été obtenue par la mise en évidence des formes typiques des bifidobactéries (bifurcation, forme Y, agencement en palissade), la négativité du test catalase. Toutes ces caractéristiques représentent les principaux critères de la pré-identification du genre Bifidobacterium.

L'identification des espèces a été réalisée par l’étude des profils fermentaires des sucres qui a révélé l'appartenance des souches étudiées aux espèces longum qui font partie des espèces du yaourt bioactivia.

Nous avons conclut que les probiotiques ou les agents biothérapeutiques utilisés dans le traitement de certaines infections microbiennes chez l’homme et chez certaines populations animales, améliorent l’état de santé et assurent le maintien de l’équilibre écologique de la microflore intestinale, ces intérêts bénéfiques ont été nettement observés dans la présente étude.

La mise en évidence de l'activité antagoniste des souches probiotiques : Bifidobacterium sp, Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei vis-à-vis de Salmonella typhimurium était l'objectif de cette étude.

Pour être efficaces, il faut que les bactéries lactiques et les bifidobactéries utilisées comme probiotiques doivent être vivantes dans le tube digestif, mais cela signifie aussi qu’elles doivent s’implanter in vivo dans le tube digestif ou bien qu’elles doivent seulement survivre durant le transit.

Avant l’infection, nous avons noté des modifications dans le nombre de germes de la flore lactique et bifide. En post-infection, le taux de ces germes a augmenté par rapport au jour 0 (J0), cette observation va dans le même sens de l’idée établie qu’un apport exogène des microorganismes probiotique modifie la composition de la flore intestinale. Les résultats indiquent clairement que les souches probiotiques testées s’implantent à haut niveau dans les différents organes du tube digestif, et il a été conclu que la rapidité de cette implantation est un critère de sélection des souches probiotiques.

Le taux le plus élevé d’implantation de nos souches probiotiques traduisent en fait l’action protectrice développée par les souches testées contre Salmonella typhimurium et montrent également que la colonisation du tube digestif par ces souches permet aux souris de diminuer significativement le taux des Salmonelles et de modifier le cours de l’infection qui ont démontré que l’efficacité d’un traitement probiotique réside dans la capacité d’accroissement et d’implantation de lui même.

Concernant l’étude in vivo, l’analyse de l’évolution des comptes fécaux de Salmonella

typhimurium dans les crottes des souris montre qu’il y a une augmentation du nombre de germes exprimés en U.F.C / ml de l’ordre de 17.19 % avec une mortalité de 2 souris (Lot 1).

CONCLUSION.

L’effet antagoniste de ces quatre probiotiques utilisées envers Salmonella

typhimurium est observé par la diminution des comptes fécaux de la souche pathogène lui même. On constate une diminution de 10.82 % (Lot 2) de Salmonella typhimurium en présence de Bifidobacterium sp en culture mixte avec Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei et de 10.46 % (Lot 3) en cas d’utilisation des 3 souches de Lactobacillus sp seules. L’effet antagoniste est plus important en présence de plusieurs espèces associées.

Au niveau des Lots 4 et 5, il s’agit d’un traitement thérapeutique. On constate une diminution du nombre de Salmonella typhimurium au terme du 2ème jour après la prise de l’eau de boisson au Bifidobacterium sp en culture mixte (Lot 4) avec un pourcentage de diminution de 45.94 %. Cet effet n’est observé qu’après le 14ème jour de la prise de l’eau de boisson ensemencé aux Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei seules (Lot 5).

Les résultats des comptes de la flore des différents organes après dissection des souris montrent que Salmonella typhimurium est présente en grand nombre au niveau de l’intestin grêle, côlon, ceacum des souris n’ayant reçu que cette souche pathogène (Lot 1). Ainsi que d’après l’évaluation du degré de translocation de cette souche pathogène a montré qu’elles migrent vers le foie et la rate provoque deux mortalités grâce à leur grand pouvoir pathogène.

Cette souche pathogène, est absente dans les organes des souris du Lot témoin et moins abondante au niveau des organes des souris ayant reçu le l’eau de boisson avec les trois espèces du genre Lactobacillus sp seules (Lots 3 et 5) ou en culture mixte avec Bifidobacterium sp (Lots 2 et 4).

D’après les résultats d’histopathologie, on a conclure que nos souches probiotiques

utilisées sont installés au niveau de l’intestin et le côlon stimule l’immunité des souris, jouant ainsi leur rôle protecteur à l’égard de Salmonella typhimurium responsable des gastro-entérites.

L'ensemble de ces résultats dévoile clairement l'existence d'une puissante activité antagoniste des souches probiotiques testées vis-à-vis de Salmonella typhimurium, ceci confirme la présence d'un des critères les plus importants dans la sélection de souches probiotiques, ce qui ouvre la voie à l'introduction de ces souches dans l'alimentation humaine afin de prévenir les maladies générées par cette bactérie pathogène.

L’efficacité de la combinaison des souches probiotiques (Bifidobacterium sp, Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei) est plus effective, présente un effet thérapeutique supérieur et consistant envers le pathogène Salmonella typhimurium que l’utilisation de : Lactobacillus delbrueckii ssp bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei seules dans le traitement, augmente plus efficacement le taux de survie des souris infectées. Cela est dû à l’association de la diversité des propriétés antimicrobiennes de chacune d’elles et parce que le genre Bifidobactérium sp peuvent modifier considérablement la flore intestinale en inhibant la flore pathogène, que plusieurs auteurs le considère comme le probiotique le plus fiable et le plus intéressant.

En plus de l’efficacité de la combinaison de ces souches contre le pathogène, il y a l’effet symbiotique entre elles car les lactobacilles sont capables de produire des facteurs de croissance bifidogènes sous forme de polysacharides extracellulaires qui peuvent

CONCLUSION.

former une capsule autour des cellules bactériennes et les couvrir contre les facteurs antimicrobiens.

Compte tenu de l'existence de plusieurs théories pour expliquer le mode d'action des probiotiques, l'objectif de cette étude était d'explorer la capacité des probiotiques à diminuer la pathogénicité de Salmonella typhimurium malgré la présence d'un nombre abondant dans la lumière intestinale.

Notre étude concernant les effets bénéfiques des probiotiques et de leurs utilisations dans le contrôle des micro-organismes pathogènes, nous a permis de confirmer la validité de nombreuses théories, y compris l'exclusion compétitive (Alvarez-Olmos et Oberhelman, 2001; Collado et al., 2007; Dahan et al., 2003; Mack et al., 1999, Sherman et al., 2005), l'inhibition de la croissance des pathogènes (Bernet-Camard et al., 1997; Coconnier et al., 1997; Lievin-Le Moal et al., 2002; Mack et al., 1999; Van de Guchte et al., 2001), immunomodulation hôte (Buts et al., 1994; Dahan et al., 2003; Neeser et al., 2000; Pothoulakis et al., 1993; Reid et al., 2002).

En effet, les bactéries présentes dans la lumière intestinale sont capables d’adhérer aux cellules épithéliales, de libérer des composés dans la lumière intestinale susceptibles d’être absorbés par l’épithélium intestinal et d’agir sur les cellules immunitaires. L’intensité de la réponse étant souche et dose-dépendantes (Marin et al., 1998; Miettinen et al., 1996).

On a conclut que plus une bactérie passe du temps dans le tractus gastro-intestinal, plus elle aura de chances d’exercer un effet bénéfique pour l’hôte. La capacité d’adhésion au mucus ou aux cellules épithéliales conditionne le temps de résidence intestinale et par conséquent la capacité de colonisation, au moins temporaire, du tractus gastro-intestinal.

Une autre fonction importante exercée est la maturation et la stimulation du système immunitaire de l’hôte. Le système immunitaire local associé à la muqueuse digestive ainsi que le système immunitaire général sont fortement stimulés par certaines bactéries probiotiques.

La plupart des probiotiques stimulent généralement le système immunitaire de l’hôte de façon non spécifique (immunité innée) et d’une façon spécifique, en stimulant l’activité phagocytaire et la production d’immunoglobulines A sécrétoires (IgA) (Berg, 1998). On a confirmé également la capacité de différentes souches de lactobacilles (Lb. acidophilus) aussi bien que des Bifidobacterium sp à entraîner une réponse immunitaire et une activation de mécanismes de défense non spécifiques. Ces observations sont comparables aux résultats d’Arunachalam et al., 2000.

L’ingestion des probiotiques peuvent modifier la prolifération des lymphocytes et la production de cytokines par les cellules du système immunitaire. Selon la nature de leurs constituants cellulaires, les probiotiques influencent sélectivement la fonction immunitaire en induisant la réponse humorale, cellulaire ou non spécifique.

Il a été conclut également que les modes d’action des probiotiques utilisés se sont

focalisées sur la colonisation intestinale et l’induction de la suppression de la croissance

et de l’invasion des microorganismes pathogènes.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES.

Références BibliographiquesRéférences BibliographiquesRéférences BibliographiquesRéférences Bibliographiques

Acar J.F., Francouals S. the clinical problems of bacterial resistance to the new quinolones. Mèd. Mal. Inf., 1990, 20, 207-13.

AFNOR, 2008. Association Française de normalisation. Méthodes d’analyse en santé animale isolement et identification de tout sérovar ou de sérovar (s) spécifié (s) de Salmonelles chez les mammifères. ISSN 0335-3931. ICS: 11.220; 65.020.30.

Agence française de sécurité sanitaire des aliments (afssa). 2005. Effets des probiotiques et prébiotiques sur la flore et l’immunité de l’homme adulte.

Ahmed M., Prasad J., Gill H., Stevenson L., Gopal P., 2007. Impact of consumption of different levels of Bifidobacterium lactis HN019 on the intestinal microflora of elderly human subjects. J Nutr Health Aging, 11:26-31.

Ait-Belgnaoui A., Han W., Lamine F., Eutamene H., Fioramonti J., Bueno L., Theodorou V. Lactobacillus farciminis treatment suppresses stress-induced visceral hypersensitivity: a possible action through an interaction with epithelial cells cytoskeleton contraction in rats. Gut 2006; 55(8): 1990-4.

Akao T., Che Q.M., Kobashi K., Yang L., Hottari M.H., Namba T. Isolation of a human intestinal anaerobie Bifidobacterium sp strain SEN, capable of hydrolysing sennosides to sennidins. Appl. Environ. Microbiol. 60, 3, (1994), pp. 1041 – 1043.

Alander M., Satokari R., Korpela R., Saxelin M., Vilpponen-Salmela T., Mattila-Sandholm T., Von wright A., 1999. Persistence of colonization of human colonic mucosa by a probiotic strain, Lactobacillus rhamnosus GG, after oral consumption. Applied and Environmental Microbiology 65 : 351-354.

Alander M., De Smet I., Nollet L., Verstraete W., Von Wright A & Mattila-Sandholm T. The effect of probiotic strains on the microbiota of the Simulator of the Human Intestinal Microbial Ecosystem (SHIME). J. Food Microbiology 1999; 46: 71-79.

Altier C., Suyemoto M., Ruiz A.I., Burnham K.D., Maurer R., 2000. Caractérisation de deux nouveaux gènes de régulation affectant l'expression du gène de Salmonella invasion. Mol. Microbiol. 35: 635-646.

Alvarez-Olmos M. L. R., Oberhelman A., 2001. Agents probiotiques et des maladies infectieuses: une perspective moderne sur une thérapie traditionnelle. Clin. Infect. Dis. 32:1567-1576.

Amann M. M., Kullen M. J., Martini M. C., Busta F. F & Brady L. J. Consumption of exogenous Bifidobacteria does not alter fecal Bifidobacteria and breathe hydrogen excretion in humans. J. Nutr. 1997; 128: 996-1002.

Amélie C.P., 2006. Salmonella, salmonelloses bovines : état des lieux, épidémiologie en France. Ecole Nationale Vétérinaire D’alfort.

Ammor S., Tauveron G., Dufour E., Chevallier I., 2005a: Antibacterial activity of lactic acid bacteria against spoilage and pathogenic bacteria isolated from the same meat small-scale facility. 1-Screening and characterization of the antibacterial compound. Food Control. 17(6): 454-461.


Anderson R. E., Daeshel M. A., Hassen H. M. Antibacterial activity of plantarcin SIK-83, a bacteriocin produced by Lactobacillus platarum. Biochimie 1988; 70: 381-390.

Apperloo-Renkema H.Z., Jagt T.G., Tonk R.H., Van Der Waaij D. Healthy individuals possess circulating antibodies against their indigenous faecal microflora as well as against allogenous faecal microflora: an immunomorphometrical study. Epidemiol Infect 1993; 111:273-85.

Araya-Kojima T. Inhibitory effects of bifidobacterium longum BB536 on harmful intestinal bacteria, Bifidobacteria and Microflora, 1995, 14(2): 59-66.

Arunachalam K., Gill H.S. and Chandra R.K. Enhancement of natural immune function by dietary consumption of Bifidobacterium lactis (HN019). Eur J Clin Nutr 2000; 54:263-7.

Badis A., Guetarni D., Moussa B., Henni D.E., Tornadijo E., Kihal M., 2004. Caractéristiques des bactéries d'acide lactique cultivable, isolés à partir de lait cru de chèvre algérienne et l'évaluation de leurs propriétés technologiques. Food Microbiol. 21 (3): 343-349.

Ballongue J., Grill J. P., Baratte–Euloge P. Action sur la flore intestinale des laits fermentés aux Bifidobacterium. Lait 1993; 73: 249-256.

Balows A., Truper H., Workin M.D., Harder W., Scleiferk. 1992. The procaryotes 2 end ED, vol N°02.

Bandeira A., Heusser C, Tonegawa S, Coutinho A. Localization of gamma/delta T cells to the epithelial epithelium is independent of normal microbial colonization. J Exp Med 1990; 172:239-244.

Baumgart D. C., Dignass A. U., 2002. Intestinal barrier function. Current Opinion in Clinical Nutrition & Metabolic Care, 5, 685-94.

Bajaj V., Hwang C., Lee C.A., 1995. Hila est un roman OmpR/ membre de la famille ToxR qui active l’expression des gènes de Salmonella typhimurium invasion. Moi. Microbiol. 18:715-727.

Beaumont A., Pierre C. 2ème cycle. CAPES. AGREGATION / travaux pratiques de biologie animale. Zoologie, Embryologie Histologie 3ème édition. DUNOD ; paris ; 1998. ISBN : 2 10 00 36 49 1

Beerens H., 1990. An elective and selective isolation medium for Bifidobacterium spp. Lett. Appl. Microbiol. 11: 155-157.

Bello F.D., Walter J., Hertel C., Hammes W.P., 2001: In vitro study of prebiotic properties of levan-type exopolysaccharides from Lactobacilli and non-digestible carbohydrates using denaturing gradient gel electrophoresis. Syst. Appl. Microbiol. 24: 232–237.

Benbouziane B. Etude in vivo des effets protecteurs des bifidobacteries chez des souris conventionnelles infectees par salmonella enteritidis. 2005, Université de Mostaganem.

Berg R. D. Probiotics, prebiotics or ‘’conbiotics’’. Trends in Microbiology, 1998; 6, 89-92. Bernet M. F., Brassart D., Neeser J. R., Servin A. L. Adhesion of human bifidobacterial

strains to cultured human intestinal epithelial cells and inhibition of enteropathogens, all interactions. Appl. Environ. Microbiol. 1997; 59(12): 4121-8.

Bernet-Camard M.F., Lievin V., Brassait D., Neeser J.R., Servin A.L., Hudault S., 1997. L'être humain souche Lactobacillus acidophilus LAL sécrète une substance antibactérienne nonbacteriocin (s) active in vitro et in vivo. Appi. Environ. Microbiol. 63: 27472753.


Bernet M. F., Brassart D., Neeser J. R., 1994: Lactobacillus acidophilus LA1 binds to cultured human intestinal cell lines and inhibits cell-attachment and cell-invasion by enterovirulent bacteria. Gut. 35:483–489.

Bernier J. J. Physiologie de la digestion chez l’homme normal et opéré du tube digestif. Ed. Doins, Paris: 1984; 157-162.

Bernet M. F., Brassart D., Neeser J. R., Servin A. L. Adhesion of human bifidobacterial strains to cultured human intestinal epithelial cells and inhibition of enteropathogens, all interactions. Appl. Environ. Microbiol. 1993; 59(12): 4121-8.

Bertazzoni M.E., Benini A., Vicentini L. Intestinal microflora in premenstrual syndrome and effect of Lactobacillus acidophilus and Bifidobacterium bifidum administration. Microecol. Ther. 25, (1995), pp. 223 – 230.

Besnier M. O., Bourlioux P., Fourniat J., Ducluzeau R., Aumaitre, A., 1983: Influence de l’ingestion de yogurt sur l’activité lactasique intestinale chez des souris axéniques ou holoxéniques. Ann. Microbiol.134: 219-230.

Bettelheim KA. The non-O157 Shiga-toxigenic (verocytotoxigenic) Escherichia coli; under-rated pathogens. Crit Rev Microbiol. 2007; 33(1): 67-87.

Bevilacqua L., Ovidi M., Di Mattia E., Trovatelli L. D., Canganella F., 2003. Screening of Bifidobacterium stains isolated from human faeces for antagonistic activities against potentially bacterial pathogens. Microbiol. Res. 158: 179-185.

Bezkorovainy A., 2001. probiotics: determinants of survival and growth in the gut. J. Clin. Nut. 73: 3995-4055.

Bezkorovainy A., Miller Catchpole R. Biochemistry and physiology of bifidobacteria, Boca ratonn, FL: CRC press 1989; 29: 34-53.

Biadaiolo R., Rubatelli F. F. Probiotics. Asia Pacific J. Clin. Nutr. 1998; 1: 4-11. Biavati B., Matarelli P., Crociani F. Bifidobacterium saeculare: a new species isolated from

feces of rabbit. Int. J. Syst. Bacteriol. 1992; 14: 389-392. Biavati B., Sozzi T., Mattarelli P., Trovatelli D.L., 1992. La survie de bifidobactéries de

l'habitat humain dans le lait acidifié. Microbiologica 15: 197-200. Biavati B., Scardovi V., Loore W. E. C., 1982. Electrophoretic patterns of proteins in the

genus of Bifidobacterium and proposal of four news species. Int. J. Sys. Bacteriol. 32: 368-373.

Bispham J., Tripathi B.N., Watson P.R., Wallis-TS., 2001. îlot de pathogénicité de Salmonella 2 influences à la fois systémique et de salmonellose à Salmonella induit entérite chez les veaux. Infect Immun. 69: 367-377.

Bonaparte C., Klein G., Kneifel W., Reuter G., 2001. Développement d’un milieu sélectif pour le dénombrement des bifidobactéries dans les laits fermentés. Lait 81 227–235 227. INRA, EDP Sciences.

Bonjean-tremolet B., 1978. Contribution à l’étude des infections à Salmonella arizonae. Thèse Mèd. Lyon, n° 101.

Borriello S. P., Hammes W. P, Holzapfel W., Marteau P., Schrezenmeir J., Vaara M., Valtonen V. Safety of probiotics that contain Lactobacilli or Bifidobacteria.

Clinical Infectious Diseases, 2003; 36, 775-780. Borruel N., Carol M., Casellas F., 2002. Increased mucosal tumour necrosis factor alpha

production in Crohn's disease can be down regulated ex vivo by probiotic bacteria. Gut, Vol. 51, pp. 659 - 664.

Bouhnik Y., 2002. Traitements non antibiotiques des entérocolites Infectieuses. Gastroenterol Clin Biol. 26:B32-B39.


Bouhnik Y., Vahedi K., Achour L., Attar A., Salfati J., Pochart P., Marteau P., 1999. Shorts-Shain fructo-oligosaccharides administration Montant - augmente dépendante bifidobactéries fécale chez l'homme sainement. J. Nutr. 129: 3-6.

Bouhnik Y., Pochart P., Marteau P., Arlet G., Goderel I., Rambaud J.C., 1992. Fécale chez l'homme de récupération viable Bifidobacterium Sp ingéré dans le lait fermenté. Gastroenterology 102: 875-878.

Bourgeois CM., Larpent J. P., 1996. Microbiologie alimentaire, 2th edition, Technique & Documentation, Paris.

Bourgeois C. M, Larpent J. P. Microbiologie alimentaire: Les fermentations alimentaires. Edition Lavoisier, collection Tech et Doc. Paris: 1989; 282-293.

Brandtzaeg P., Halstensen T.S., Kett K., Krajci P., Kvale D., Rognum T.O., Scott H., Sollid L.M. Immunobiology and immunopathology of human gut mucosa: humoral immunity and intraepithelial lymphocytes. Gastroenterology 1989; 97:1562-84.

Brouquip., Raoult D. fièvre typhoide. Encycl. Mèd. Chir. (Paris-France) F.r. 8-019-A-10, 1ère éd., 1992, 4p.

Brown J.H., « Theobald Smith 1859-1934 », dans J Bacteriol, vol. 30, no 1, 1935, p. 1–3. Bry L., Falk P.G., Midtvedt T., Gordon J.I. A model of host-microbial interactions in an

open mammalian ecosystem. Science 1996; 273:1380-3. Buck B.L., Altermann E., Svingerud T., Klaenhammer T. R., 2005. Functional analysis of

putative adhesion factors in Lactobacillus acidophilus NCFM. Applied and Environmental Microbiology 71: 8344-8351.

Bullen C. L., Tearle P. V., Stewart M. G. The effect of humanized milks and supplemented breast feeding on the faecal flora of infants. J. Med. Microbiol. 1977; 10: 408-413.

Bureau C., Péron J.M., Vinel J.P., Elsevier E.d. Tube digestif : interface avec l’environnement”, thème 2006 de l’école d’été, organisé par le département Alimentation Humaine;Hépato-gastro-entérologie.

Buts J.P., De Keyser N., De Raedemaeker L., 1994. Saccharomyces boulardii améliore expression de l'enzyme intestinale de rat par la libération endoluminale des polyamines. Pediatr. Res. 36:522-527.

Canducci F., Armuzzi A., Cremonini F., Cammarota G., Bartolozzi F., Pola P., Gasbarrini G. et Gasbarrini A., 2000. A lyophilized and inactivated culture of Lactobacillus acidophilus increases Helicobacter pylori eradication rates. Aliment. Pharmacol. Ther., Vol. 14, pp. 1625 – 1629.

Catto-Smith A. G. Gut flora and mucosal function. Asia Pacific J. Clin. Nutr. 1996; 5: 36-39.

Carr F.J., Chill D., Maida N., 2002. The Lactic Acid Bacteria: A Literature Survey. Critical Reviews in microbiology, 28(4):281-370.

Castagliuolo I., Riegler M.F., Valenick L., Lamont J.T. Pothoulakis C. Saccharomyces boulardii protease inhibits the effects of Clostridium difficile toxins A and B in human colonic mucosa. Infect Immun 1999; 67:302-7.

Chaalel A. Antagonisme de quelques souches de bifidobactéries vis-à-vis de S. paratyphi A et E. coli entéropathogène. 2005, université de Mostaganem.

Charteris W. P., Kelly P. M., Morelli L., 1998. Ingredient selection criteria for probiotic microorganims infunctional dairy foods. Int. J Dairy Technol. Vol 51.N°4.

Chauvière G., Coconnier M.H., Kerneis S., Darfeuille- Michaud A., Joly B., Servin A.L. Competitive exclusion of diarrheagenic Escherichia coli (ETEC) from


human enterocyte-like Caco-2 cells by heat-killed Lactobacillus. FEMS Microbiol.Lett. 1992; 70(3):213-7.

Chauvière G., Coconnier M.H., Kernéis S., Fourniat J., Servin A.L., Adhesion of human Lactobacillus acidophilus strain LB to human enterocyte-like Caco-2 cells, J. Gen. Microbiol. 138 (1992) 1689-1696.

Chekroun A., Bensoltane A., 2007. Nutritional characterization of fermented cow's milk at 45°C by Lactobacillus acidophilus and bifidobacteria. Egypt. J. App. Sci. 22: (12A), 188-202.

Cherbut C., Beaufer M. B. M., Ghisolfi M. J., Turck D., Vidailhet M.M., 2003. Rapport du groupe de travail: Alimentation infantile et modification de la flore intestinale. Agence française de sécurité sanitaire des animaux AFSSA. 1-15.

Chevalier B. Diététique du nourrisson et du jeune enfant. Ed Masson Paris, 1996)( Langhendries JP, Paquay T, Hannon M, Darimont J : Acquisition de la flore intestinale néonatale : rôle sur la morbidité et perspectives thérapeutiques. Arch Pediatr 1998; 5 : 644-53.

Chiu C.H., Tang P., Chu C., Hu S., Yu Q.J., Chou Y.Y., Wang H.S., Lee Y.S., 2005. La séquence du génome de Salmonella enterica sérotype Choleraesuis, un agent pathogène très envahissantes et résistantes zoonotiques. Nucleic. Acids Res. 33:1690-1698.

Chougrani F., Cherigene A., Bensoltane A., 2008. Use of lactic strains from Algeria ewe’s milk in the manufactore of a natural yogurt. African. J. Biotech., 7(8): 1181-1186.

Choukri T. Antagonisme de quelques souches de bifidobacteries vis-a-vis de staphylococcus aureus et bacillus cereus. 2007, universite de Mostaganem.

Clancy R., 2003. Immunoiotics and the probiotic evolution. FEMS Immunol. Med. Microbiol., Vol. 38, pp. 9.

Cocconier M. H., Lievin V., Hemery E., Servin A. L. Antagonistic activity against Helicobacter infection in vitro and in vivo by the human Lactobacillus acidophilus strain LB. Appl. and Environ. Microbiol. 1998; 64(11): 4573-4580.

Coconnier M.H., Lievin V., Bernet-Camard M.F., Hudault S., Servin A.L. Antibacterial effect of the adhering human Lactobacillus acidophilus strain LB. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41:1046-52.

Coconnier M.E., Klaenhammer T.R., Kernéis S., Bernet M.F., Servin A.L. Protein-mediated adhesion of Lactobacillus acidophilus BG2FO4 on human enterocyte and mucus-secreting cell lines in culture, Appl. Environ. Microbiol. 58 (1992) 2034-2039.

Collado M. C., Meriluoto J., Salminen S., 2007. L'analyse in vitro de la souche probiotique combinaisons d'inhiber l'adhésion des agents pathogènes pour l'homme mucus intestinal. Food Res. Int. 40:629-636.

Collado M.C., Gueimonde M., Hernandez M., Sanz Y., Salminen S., 2005. Adhesion of selected Bifidobacterium strains to human intestinal mucus and the role of adhesion in enteropathogen exclusion. Journal of food protection 68: 2672-2678.

Collard JM., Bertrand S., Dierick K., Godard C., Wildemauwe C., Vermeersch K., Duculot J., Van Immerseel F., Pasmans F., Imberechts H., Quinet C. Drastic decrease of Salmonella Enteritidis isolated from humans in Belgium in 2005, shift in phage types and influence on foodborne outbreaks. Epidemiol Infect. Jul 24; 1-11.


Collins MD., Aguirre M. 1992. Lactic acid bacteria and human clinical infection.J. Appl. Bacterio.

Combe E., Demarne Y., Guegen L., Szylit O., Meselin J. C., et Sacquet E., 1976. Some aspects of relations ships between gastrointestinal flora and host nutrition. World Rev. Nut.Diet. 24: 1-57.

Contrepois M., Dubourguier H. C., Parodi A. L., Girardeau J. P., Ollier J. L., 1986. Septicaemic Escherichia coli and experimental infection of calves.Vet. Microbiol. 12(2): 109-118.

Conway P. L., Gorbach S. L., Goldin B. R., 1987. Survival of lactic acid bacteria in the human stomach and adhesion to intestinal cells. Journal of Dairy Science 70: 1-12.

Cotter P.D., Hill C., Ross R.P. Bacteriocins: developing innate immunity for food. Nat Rev Microbiol 2005; 3:777-88.

Cremonini F., Di Caro S., Nista E.C., Bartolozzi F., Capeli G., Gasbarrini G., Gasbarrini A., 2002. Meta-analysis: the effect of probiotic administration on antibiotic-associated diarrhoea. Alimentary Pharmacology and Therapeutics 16 :1461-1467.

Crociani F., Ambra A., Marta M., Bruno, Biavati, 1994. Degradation of complex carbohydrates by Bifidobacterium sp. Int. J. food Microbiol. 24: 199-210.

Cummings J. H., Gibson G. R., Macfarlane G. T., 1989. Quantitative estimates of fermentation in the hind gut of man. Acta Veterinaria Scandinavica, 86, 76-82.

Dabbagh K., Lewis D. B., 2003. Toll-like receptors and T-helper-1/T-helper-2 responses. Current Opinion in Infectious Diseases, 16, 199-204.

Dahan S., Dalmasso G., Imbert V., Peyron J.F., Rampal P., Czerucka D., 2003. Saccharomyces boulardii interfère avec Escherichia coli entéro-indnced voies de signalisation dans les cellules T84. Infect. Immun. 71:766-773.

Danone Nutritropics., 2002. Les trois lignes de défense dans l’intestin huma In: Effet des probiotiques sur les défenses naturelles de l’organisme. Revue danone. 25.

Delcour J., Ferain T., Deghorain M., Palumbo E., Hols P., 1999. The biosynthesis and functionality of the cell wall of lactic acid bacteria. Antonie van Leeuwenhoek, 76, 159-184.

Dellaglio F., Felis G.E, Torriani S., 1994. Reclassification of pediococcus. Dellaglio F., de Roissard H., Torriani S., Curk M.C., Janssens D., 1994. Caractéristiques

générales des bactéries lactiques. Dans : Bactéries lactiques. Vol 1. De Roissard H et Luquet FM (ed). Lorica : Uriage. 25-116.

De Man J.C., Rogosa M., Sharpe M.E. A medium for the cultivation of lactobacilli, Applied Bacteriology, 23 (1960) 130-135.

Denis R., Ph D., 2006-08-31. Innocuité, Qualité et Efficacité des Probiotiques. De Rycke J., Guillot J.F., Boivin R., 1988. An in vivo assay for the detection of cytotoxic

strains of Escherichia coli. Ann Rech Vet. 20(1): 39-46. De Schrijver K., Buvens G., Possé B., Van den Branden D., Oosterlynck C., De Zutter L.,

Eilers K., Piérard D., Dierick K., Van Damme-Lombaerts R., Lauwers C., Jacobs R. Outbreak of verocytotoxin-producing E. coli O145 and O26 infections associated with the consumption of ice cream produced at a farm, Belgium, 2007 Euro Surveill 2008; 13(7).

De Villiers V., 1995: The effect of lactose maldigestion on the stools of young Tswana children. J. Trop. Pediatr. 41: 54-56.


De Vuyst L., Avonts L., Makras E., 2004. Probiotics, prebiotics and gut health. In C. Remacle & B. Reusens (Eds), Functional Foods: Ageing and Degenerative Disease, pp. 416-482. Cambridge, United Kingdom, Woodhead Publishing Ltd.

Donohue D. C., Salminen S. Safety and probiotic bacteria. Asia. Pacific. J. Clin. Nutr. 1996; 5: 25-28.

Drouault S., Corthier G., 2001: Effets des bactéries lactiques ingérées avec des laits fermentés sur la santé. Vet. Res. 32: 101–117.

Drasar B.S., Barrow P. Intestinal microecology. Van Nostrand reinhold, Workingham 1985.

Drider D., 2004. Bioconservation des produits marins : Les principes de la biopreservation et le panorama des bactériocines d'origine bactérienne. (Séminaire Québec mai 2004).

Ducluzeau R., 2001. Forum on bacterial resistance. Press Med. 27(35): 1796-1800. Ducluzeau R. and Raibaud P. Écologie microbienne du tube digestif : ces microbes qui

nous protègent. Ducluzeau R et Raibaud P (Eds). Masson, Paris. 1979; 95p. Ducluzeau R., 1969. Influence of the zoological species on the microflore of the gastro-

intestinal tract. Rev. Immunol. 33: 345. Dubey U. K., Mistry V. V., 1996. Growth characteristics of bifidobacteria in infant

formulas. J. Dairy Sci. 79:1145-1155. Eklund T., 1984: The effect of carbon dioxide on bacterial growth and on uptake

processes in the bacterial membrane vesicles. Int. J. Food Microbiol. 1: 179–185.

El Soda M., Madkor S.A., Tong P.S., 2000: Adjunct cultures: recent developments and encoded determinants for bacteriocin production and immunity a lactococcus lactis strain and enrichment procedur enchances the performance of bacteriocinogenic Lactococcus lactis meat fermented. Food Microbiol. Res. 154:4, 321-331.

Esther I.A., 2009. Les protéines bactériennes en tant que biomarqueurs de l’activité probiotique. Université de Strasbourg. N° d’ordre 136.

Everest P., Ketley J., Hardy S., Douce G., Khan S., Shea J., Holden D., Maskell D., Dougan G., 1999. Évaluation des mutants Salmonella Typhimurium dans un modèle expérimental de gastro-entérite. Infect. Immun. 67:2815-2821.

FAO/WHO. Guidelines for the Evaluation of Probiotics in Food, Report of a joint FAO/WHO Working Group on Drafting Guidelines for the Evluation of Probiotics in Food, London Otario, Canada 2002.

Faure G.C., Morisset M., Gobert B., Guerin C., Pedone C., Bouley C., Bene M.C. Specific IgA to lactic acid bacteria in feces of children consuming milk fermented by yoghurt symbiosis and Lactobacillus casei (Danone strain DN 114 001). Adv Exp Med Biol 2001; 501:385-9.

Foley G.L., Schlafer D.H. Bacterial endotoxemia and reproductive effects in ruminants, Vet. Clin. North. Am. Food. Anim. Pract. 1994; 10(3), 491-501.

Fooks L.J., Gibson G.R., 2002. Probiotics as modulators of the gut flora. British Journal of Nutrition 88: S39-S49.

Freter R., Stauffer E., Cleven D., Holdman L.V., Moore W. E. C., 1983. Experimental and mathematical models of Escherichia coli plasmid transfer in vitro and in vivo. Infect Immun. 39(1): 60-84.

Frey L. Les bactériocines des bactéries lactiques. Bull. Soc. Fr. Microbiol. 1993; 8 (4): 245-250.


Friedman CR., Torigian C., et al. An outbreak of salmonellosis among children attending a reptile exhibit at a zoo. J Pediatr, 1998 May; 132(5):802-7.

Fujiwara S., Hashiba S., Hirota T & Forstner J. F. Pertinacious factors in culture supernatant fluids of bifidobacteria which prevents the binding of interotoxigenic E. coli to gangliotetraosy L ceramide. Appl. Environ. Microbio. 1997; 77: 412-420.

Fukushima Y., Kawata Y., Hara H., Terada A., Mitsuoka T. Effect of a probiotic formula on intestinal immunoglobulin A production in healthy children. Int J Food Microbiol 1998; 42:39-44.

Fuller R., 1990. Modification of the intestinal microflora using probiotics and prebiotics. Scand. J. Gastroenterol. 222: 28-31.

Fuller R. Probiotics in man and animals. J. Appl. Bacteriol. 1989; 66: 365-378. Gavini F., Pourcher A. M., Bahaka D., Freney J., Romond C., Izard. Classification,

identification, aspect critique. Med. Mal. Infect 1990; 20:53-62. Gewirtz A.T., Siber A.M., Madara J.L., McCormick B.A., 1999. Orchestration de

mouvement des neutrophiles par les cellules épithéliales intestinales en réponse à Salmonella Typhimurium peut être découplée de l'internalisation bactérienne. Infect. Immun. 67:608-617.

Gibson G. R., Rouzaud G., Brostoff J., Rayment N., 2005. An evaluation of probiotic effects in the human gut: microbial aspects. Final Technical report for FSA project ref G01022.

Gibson G.R., Roberfroid M.B. Dietary modulation of the human colonic microbiota: introducing the concept of prebiotics. J Nutr 1995; 125:1401-1412.

Gibson G.R., Beatty E.R., Wang X., Cummings J.H., 1995. Selective stimulation of bifidobacteria in the human colonist by oligofructose and inulin. Gastroenterology 108 (4): 975-982.

Gibson G. R., Wang X. Regulatory effects of bifidobacteria on the growth of other colonic bacteria. J. Appl. Bacteriol. 1994; 77: 412- 420.

Gill H.S. Probiotics to enhance anti-infective defences in the gastrointestinal tract. Best Pract Res Clin Gastroenterol 2003; 17:755-73.

Gill H. S., Rutherfurd K. J., Cross M. L., 2001. Dietary probiotic supplementation enhances natural killer activity in the elderly: An investigation of age-related immunological changes. Journal of Clinical Immunology, 21, 264-271.

Gionchetti P., Rizzello F., Helwig U., Venturi A., Lammers Km., Brigidi P., Vitali B., Poggioli G., Miglioli M., Campieri M. Prophylaxis of pouchitis onset with probiotic therapy: a double-blind, placebo-controlled trial. Gastroenterology 2003; 124:1202-9.

Grasset P.P., 1973. Traité de zoologie, Masson ed, Paris, Tome 6, Vol 4, Fasc 2: 34 -42. Grill J.P., Perrin S., Schneider F., 2000. Bile salt toxicity to some bifidobacteria strains:

role of conjugated bile salt hydrolase and pH. Edge J. Microbiol. 46 (10): 878-884.

Grill J. P., Gociani J., Ballongue J., 1995. Effects of Bifidobacterium on nitrites and nitrosamine. Lett. Appl. Microbiol. 20: 328-330.

Grimaud J. C., 1993. Chronic gastric ulcer. Epidemiology, diagnosis, clinical course, treatment Rev. Prat. 43(2): 233-236.

Grogono-Thomas R., Blaser M. J., Ahmadi M., Newell D. G., 2003. Role of S-layer protein antigenic diversity in the immune responses of sheep experimentally challenged with Campylobacter fetus subsp fetus. Infection and Immunity, 71, 147-154.


Goldin B. R., Gorbach S. L. Probiotics for humans. in: Fuller R, editor. Probiotics. The scientific basis. London: Chapman and Hall. 1992; 76-355.

Gonzalez S., Albarracin G., Locoscio P.M. Prevention of infantile diarrhoea by fermented milk. Microbial. Aliment. Nutr. 1990; 8 : 349-54.

Gorbach S.I., Plaut A.G., Nahas L., Weinstein L., Spanknebel G., Levitan R. Studies of intestinal microflora. II. Microorganisms of the small intestine and their relations to oral and fecal flora. Gastroenterology 1967; 53:856-67.

Gori A., Tincati C., Rizzardini G., Torti C., Quirino T., Haarman M., Ben Amor K., van Schaik J., Vriesema A., Knol J., Marchetti G., Welling G., Clerici M. Early impairment of gut function and gut flora supporting a role for alteration of gastrointestinal mucosa in human immunodeficiency virus pathogenesis. J Clin Microbiol. 2008 Feb;46(2):757-8.

Gournier-château N., Larpent J. P., Castillanos M. I., Larpent J. L., 1994. Les probiotiques en alimentation animale et humaine. Édition Technologie et documentation Lavoisier pp. 1-192, Paris, France.

Guessas B., Kihal. M., 2004. Characterization of lactic acid bacteria isolated from raw goat’s milk in Algeria arid zone. African journal of biotechnology Vol.3, (6), pp.339-342.

Gupta P., Andrew H., Kirschner B.S., Guandalini S. Is lactobacillus GG helpful in children with Crohn's disease? Results of a preliminary, open-label study. J Pediatr Gastroenterol Nutr 2000; 31:453-7.

Halm M., Lillie A., S_rensen A.K., Jakobsen M., 1993. Microbiological and aromatic characteristics of fermented maize dough for kinkey production in Ghana. International Journal of Food Microbiology, 19, 134-143.

Heenan C. N., Adams M. C., Hosken R. W., Fleet G. H., 2004: Survival and sensory acceptability of probiotic microorganisms in a nonfermented frozen vegetarian dessert. Lebensm.-Wiss. U.-technol. 37: 461-466.

Helms M., Simonsen J., Olsen K.E., Molbak K. Adverse health events associated with antimicrobial drug resistance in campylobacter species : a registry-based cohort study. J. Infect. Dis. 2005; 191 (7) : 1050-5.

Helms M., Simonsen J., Molbak K., 2004. Quinolone resistance is associated with increased risk of invasive illness or death during infection with Salmonella serotype Typhimurium. J. Infect. Dis. 190 (9): 1652-4.

Helms M., Vastrup P., Gerner –Smidt P., Molbak K., 2003. Short and long term mortality associated with foodborne bacterial gastrointestinal infections: registry based study. BMJ. Feb 15; 326 (7385): 357.

Helms M., Vastrup P., Gerner –Smidt P., Molbak K., 2002. Excess mortality associated with antimicrobial drug-resistant Salmonella typhimurium. Emerg Infect. Dis (5): 490-5.

Hensel M., Shea J.E., Waterman S.R., Mundy R., Nikolaus T., Banks G., Vazquez-Torres A., Gleeson C., Fang F.C., Holden D.W., 1998. Gènes codant des protéines effectrices putatif du système de sécrétion de type HJ d’îlot de pathogénicité de Salmonella sont pour la virulence des bactéries et la prolifération dans les macrophages. Moi. Microbiol. 30:163-174.

Hensel M., Shea J.E., Gleeson C., Jones M.D., Dalton M.D.E., Holden D.W., 1995. l'identification simultanée des gènes de virulence bactérienne par une sélection négative. Science.


Hersh D., Monack D.M., Smith M., Ghori N., Falkow S., Zychlinsky, 1999. L’ invasine Salmonella SIPB induit l'apoptose des macrophages en se liant à la caspase-1. Pr oc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 2396-2401.

Hickson M., D’Souza A.L., Muthu N., Rogers T.R., Want S. Rajkumar C., Bulpitt C.J., 2007. Use of probiotic Lactobacillus preparation to prevent diarrhoea associated with antibiotics: Randomised double blind placebo controlled trial. British Medical Journal 335: 80-83.

Holzapfel W.H., Schillinger U., 2002. Introduction to pre- and probiotics. Food Research International, 35, 109-116.

Holzapfel W.H., Haberer P., Snel J., Schillinger U., Huis In't Veld J.H. Overview of gut flora and probiotics. Int J Food Microbiol 1998; 41:85-101.

Hoover D. G., 1993. Bifidobacteria: Activity and potentiel benefits. Food. Technol. 74(6):120.

Hopkins M. J., Mc Farlane G. T. Changes in predominant bacterial population in human's faeces with Clostridium dificile. J. Med. Microbiol. 2002; 51: 448-454.

Hosono J. L., Amenati A., Natsume M., Hirayama M., Adachi T., Kaminogawa S., 1997. Characterization of a water-soluble polysaccharide fraction with immunopotentiating activity from Bifidobacterium adolescentis M101-4. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry, 61, 312-316.

Huang, C., Huang, C. J., 2003: Production of yoghurt by Bifidobacteria- (m) flavor components ofyoghurt. J. Taiwan Lives. Res. 30:135-141.

Hudault S., Lievin V., Bernetcamamrd M. F., Servin A. L., 1997. Antagonistic activity exerted in vivo by Lactobacillus casei (GG) against Salmonella typhimrium C5 infection. .Appl. Environ. Microbiol. 63: 513- 518.

Hudault S., 1996. Microbial colonization of the intestine of the newborn. In « Recent developments in infant nutrition », Bindels JG et al Editors. pp. 307-317. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers.

Hughes D. B., Hoover D. G. Viability and enzymatic activity of bifidobacteria in milk. J. Dairy Sci. 1995; 78. 2: 268-276.

Humphrey T., O'Brien S., Madsen M. Campylobacters as zoonotic pathogens: a food production perspective. Int J Food Microbiol. 2007; Jul 15;117(3): 237-57.

Institut national de la médecine vétérinaire. Les techniques d’analyses bactériologiques et sérologiquesde la brucellose. A.F.S.S.A. Maisons Alfort.

Ishibashi N., Yamazaki S., 2001. Probiotics and safety. American Journal of Clinical Nutrition, 73 (suppl.), 465S-470S.

Ishikawa H., Akedo I., Umesaki Y., Tanaka R., Imaoka A., Otani T., 2003. Randomized controlled trial of the effect of bifidobacteria-fermented milk on ulcerative colitis. J Am Coll Nutr, Vol. 22, pp.56 -63.

Isolauri E., Majamaa H., Arvola T., Rantala I., Virtanen E., Arvilommi H. Lactobacillus casei strain GG reverses increased intestinal permeability induced by cow milk in suckling rats. Gastroenterology 1993; 105: 1643-50.

Iribe H., Koga T., Onoue K., Kotani S., Kusumoto S., Shiba T., 1981. Macrophagestimulating effect of synthetic muramyl dipeptide and its adjuvant-active and –inactive analogs for the production of T cell activating monokines. Cellular Immunology, 64, 73-83.

Jijon H., Backer J., Diaz H., Yeung H., Thiel D., Mckaigney C., De Simone C., Madsen K. DNA from probiotic bacteria modulates murine and human epithelial and immune function. Gastroenterology 2004; 126:1358-73.


Jones B.D., Falkow S., 1996. Salmonellose: les réponses immunitaires de l'hôte et les déterminants de la virulence bactérienne. Annu. Rev Immunol. 14:533-561.

Kabir A.M., Aiba Y., Takagi A., Kamiya S., Miwa T., Koga Y., 1997. Prevention of Helicobacter pylori infection by lactobacilli in a gnotobiotic murine model. Gut, Vol. 41, pp. 49 – 55.

Kalliomaki M., Salminen S., Poussa T., Arvilommi H., Isolauri E. Probiotics and prevention of atopic disease: 4-year follow-up of a randomised placebo-controlled trial. Lancet 2003; 361:1869-71.

Kankaanpa P., Sutasb Y., Salminena S., Isolaurib E. Homogenates derived from probiotic bacteria provide down-regulatory signals for peripheral blood mononuclear cells. Food Chemistry, 2003; 83, 269-277.

Katelaris P.H., 1996. Probiotic control of diarheal disease. Asia. Pacific. J. Clin .Nutr. 5: 39-43.

Kaufmann P., Peeferkorn A., Teuber M., Meril L. Identification and quantification of Bifidobacterium species isolated from food with genus specific 16S RNA. Targeted probes by colony hybridation and PCR. Appl. Environ. Microbiol. 1997; 63: 1268-1273.

Kérouanton A., Hennekinne J.A., Letertre C., Petit L., Chesneau O., Brisabois A., De Buyser M.L. Characterization of Staphylococcus aureus strains associated with food poisoning outbreaks in France.Int J Food Microbiol. 2007; Apr 20;115(3):369-75.

Kitazawa H., Ino T., Kawai Y., Itoh T., Saito T.A. novel immunostimulating aspect of Lactobacillus gasseri: induction of «Gasserokine» as chemoattractants for macrophages. Int.J.Food Microbiol. 2002; 77(1-2):29-38.

Kitazawa H., Ishii Y., Uemura J., Kawai Y., Saito T., Kaneko T., Noda K., Itoh T. Augmentation of macrophage functions by an extracellular phosphopolysaccharide from Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus. Food Microbiology, 2000; 17, 109-118.

Kirjavainen P.V., Arvola T., Salminen S.J., Isolauri E. Aberrant composition of gut microbiota of allergic infants: a target of bifidobacterial therapy at weaning? Gut 2002; 51:51-5.

Klaenhammer T. R., 1994. Activité antimicrobienne des bactéries lactiques. in « Bactéries lactiques, aspects fondamentaux et technologiques» DE ROISSART H., LUQUET F. M. Editeurs Lorica. Uriage. 245-280.

Klaver F. A. M., Kingma F., Weerkamp A. H., 1993. Growth and survival of bifidobacteria in milk. Neth. Milk Dairy J. 47: 151-164.

Klein G., 1998. Int. J. Food Microbiol. 41:747-748. Klijn N., Weerkamp A.H., de Vos W.M., 1995. Genetic marking of Lactococcus lactis

shows its survival in the human gastrointestinal tract, Appl. Environ. Microbiol. 61. 2771-2774.

Kotarski S. F., Savage D.C., 1979. Models for study of the specificity by which indigenous lactobacilli adhere to murine gastric epithelia. Infection and Immunity 26 : 966-975.

Kruis W., Schutz E., Fric P., Fixa B., Judmaier G., Stolte M. Double-blind comparison of an oral Escherichia coli preparation and mesalazine in maintaining remission of ulcerative colitis. Aliment Pharmacol Ther 1997; 11:853-8.

Langhendries J. P. Prévention de l’allergie : et si tout (ou presque) se jouait à la naissance ? Arch. Pédiatr. 2001; 8: 1037-1041.


Langhendries J. P., Paquay T., Hannon M., Darimont J. Acquisition de la flore intestinale néonatale: rôle sur la morbidité et perspectives thérapeutiques. Arch. Ped. 1998; 5: 644-53.

Larpent J. P., Larpent-Gourgaud M., 1997. Memento technique de microbiologie, chapitreVII: Les microorganismes utiles. Lavoisier Tec et Doc. Paris. 753-877.

Leclerc H., Mossel D. A. A., 1989. Microbiologie du tube digestif. Ed. Doin. Paris.139-260. Lee J. W., Shin J. G., Kim E. H., Kang H. E., Yim I. B., Kim J. Y., Joo H. G., Woo H. J.

Immunomodulatory and antitumor effects in vivo by the cytoplasmic fraction of Lactobacillus casei and Bifidobacterium longum. Journal of Veterinary Sciences 2004; 5, 41-48.

Le Leu R. K., Brown I. L., Hu Y., Bird A. R., Jackson M., Esterman A., Young G. P. A Symbiotic combination of resistant starch and Bifidobacterium lactis facilitates apoptotic deletion of carcinogen-damaged cells in rat colon J. Nutr. 2005; 135: 996 – 1001.

Le Minor L. Taxonomie et nomenclature des Salmonella, Med. Mal. Infect, 1992; 22, 246-248.

Leverrier P., Fremont Y., Rouault A., Boyaval P., Jan G., 2005: In vitro tolerance to digestive stresses of propionibacteria: influence of food matrices. Food Microbiol. 22: 11–18.

Lievin-Le Moal V., Amsellem R., Servin A.L., Coconnier M.H., 2002. Lactobacillus acidophilus (souche LB) de l’adulte résident de l’homme exerce une activité de la microflore gastro-intestinale contre les dommages bordure en brosse promu par un Escherichia coli diarrhoeagenic dans les cellules des entérocytes-like. Gut 50 : 803-811.

Lievin V., Peiffer I., Hudault S., Rochar F., Neeser J. R., Servin A. Bifidobacterium strains from resident infant human gastrointestinal microflora exert antimicrobial activity. Gut. 2000; 47: 646-652.

Lim K. S., Huh C. S., Baek Y. J., 1993. Antimicrobial susceptibility of Bifidobacteria. J. Dairy Sci. 76: 2168-2174.

Lin W.H., Yu B., Lin CK., Hwang W.Z., Tsen H.Y., 2006. Effet de la chaleur immunitaire tué multisouches oi Lactobacillus acidophilus contre Salmonella typhimurium invasion de souris. Appi. Microbiol. 102:22-31.

Lin H. C., Su B. H., Chen A. C., Lin T. W., Tsai C. H., Yeh T. F. et Oh W., 2005. Oral probiotics reduce the incidence and severity of necrotizing enterocolitis in very low birthweight infants. Pediatrics, 115: 1-4.

Lindwall S., Fonden R., 1984. Passage and survival of L. acidophilus in the human gastrointestinal tract, Annu. Bull. Int. Dairy Fed. 21-179.

Li Z., Yang S., Lin H., Huang J., Watkins P.A., Moser A.B., Desimone C., Song X.Y., Diehl A.M. Probiotics and antibodies to TNF inhibit inflammatory activity and improve nonalcoholic fatty liver disease. Hepatology 2003; 37:343-50.

Lo P. R., Yu R. C., Chou C. C., Huang E. C., 2004: Determinations of the antimutagenic activities of several probiotic bifidobacteria under acidic and bile conditions against benzo[a]pyrene by a modified Ames test. Int. J. Food Microbiol. 93: 249– 257.

Lostroh C.P., Bajaj V., Lee C.A., 2000. L'EIE pour l'activation transcriptionnelle par HUA, un facteur de virulence codés sur SPI-I. Mol. Microbiol.

Lücke F. K., 2000: Utilization of microbes to process and preserve meat. Meat Science. 56: 105-115.


Luquet F.M., De Roissart H. “Les bactéries lactiques. Aspects fondamentaux et technologies”. Ed. Lorica, Paris, 2, (1994), 614 p.

Macfarlane G. 2008. Existing knowledge of the human gut microbiota. J Pediatr Gastroenterol Nutr 46 Suppl 1: E10.

Mack D.R., Michail S., Wei S. Mcdougall L., Hollingsworth M.A. Probiotics inhibit enteropathogenic E. coli adherence in vitro by inducing intestinal mucin gene expression. Am J Physiol 1999; 276:G941-50.

Mackie R.I., Sghir A., Gaskins H.R., 1999. Developmental microbial ecology of the neonatal gastrointestinal tract. Am. J. Clin. Nutr. Vol. 69, pp. 1035 S – 1045 S.

Madara J. C., Thrier J. S. Fonctional morphology of the mucosa of the small intestine. In physiology of the gastro-intestinal tract johson LR ed, Raven Press N.Y: 1987; 1209-1249.

Madsen K., Cornish A., Soper P., Mc Kaigney C., Jijon H., Yachimec C., Doyle J., Jewell L., De Simone C., 2001. Probiotic bacteria enhance murine and human intestinal epithelial barrier function. Gastroenterology 121:580-91.

Majamaa H., Isolauri E. Probiotics: a novel approach in the management of food allergy. J Allergy Clin Immuno 1997; 99:179-85.

Makras L., De Vuyst L., 2006. L'inhibition in vitro de bactéries pathogènes gram-négatives par des bifidobactéries est causée par la production d'acides organiques. Int. J. Dairy 16:1049-1057.

Mangell P., Nejdfors P., Wang M., Ahrne S., Westrom B., Thorlacius H., Jeppsson B. Lactobacillus plantarum 299v inhibits Escherichia coli-induced intestinal permeability. Dig Dis Sci 2002; 47:511-6.

Mannu L., Paba A., Pes, M., Scintu, M.F., 2002. Genotypic and phenotypic heterogeneity among lactococci isolated from traditional Pecorino Sardo cheese. J. Appl. Microbiol. 89:191-197.

Marin M.l., Tejada-Simon M.V., Lee J.H., Murtha J., Ustunol Z., Pestka J. Stimulation of cytokine production in clonal macrophage and T-cell models by Streptococcus thermophilus: comparison with Bifidobacterium sp. and Lactobacillus bulgaricus. J Food Prot 1998; 61: 859-64.

Marisa S., Garro G., de Giori G., de Valdez F., Oliver G.N., 1994. α-galactosidase(ec 3.2.1.22) from Bifidobacterium longum. Letl. Appl. Microbial. 19: 16-19.

Marschall V.M.E., Law B.A. 1984. The physiology and growth of dairy lactic acid bacteria. In advenceds in microbiology and the Biochimistry of cheese and fermented milk. F.L. Davies et B.A.Law. Eds Elsevier Appl Sci. Pub, london. 67-98.

Marteau P., Shanahan F., 2003. Basic aspects and pharmacology of probiotics : An overview of pharmacokinetics, mechanisms of action and side-effects. Bailliere’s Best Practice and Research in Clinical Gastroenterology 17 : 725-740.

Marteau P., Seksik P., Jian R., 2002. Probiotics and intestinal health effects: a clinical perspective. British Journal of Nutrition 88: S51-S57.

Marteau P.R., De Vrese M., Cellier C.J., Schrezenmeir J. Protection from gastrointestinal diseases with the use of probiotics. Am J Clin Nutr 2001b; 73:430S-436S.

Marteau P., Vesa T. Pharmacokinetics of probiotics and biotherapeutic agents in humans. Bioscience Microflora 1998; 17 : 1-6.

Marteau P., Pochart P., Bouhnik Y., Rambaud J.C. The fate and effects of transiting, nonpathogenic microorganisms in the human intestine. World Rev Nutr Diet 1993; 74:1-21.


Marteau P., Flourie B., Pochart P., Chastang C., Desjeux J.F., Rambaud J.C. Effect of the microbial lactase (EC 3.2.1.23) activity in yoghurt on the intestinal absorption of lactose: an in vivo study in lactase-deficient humans. Br J Nutr 1990; 64:71-9

Mastrandrea F., Coradduzza G., Serio G., Minardi A., Manelli M., Ardito S., Muratore L. Probiotics reduce the CD34+ hemopoietic precursor cell increased traffic in allergic subjects. Allergy and Immunology (Paris), 2004; 36, 118-122.

Matsuki T., Watanabe K., Tanaka R., Fukuda M., Oyaizu H. Distribution of bifidobacterial species in human intestinal microflora examined with 16S rRNA-gene-targeted species-specific primers. Appl. Environ. Microbiol.65: 1999; 4506-4512.

Matsumoto M., Benno Y. Consumption of Bifidobacterium lactis LKM512 yogurt reduces gut mutagenicity by increasing gut polyamine contents in healthy adult subjects. Mutation Research, 2004; 568, 147-153.

Matsumoto S., Watanabe N., Imaoka A., Okabe Y. Preventive effects of Bifidobacterium- and Lactobacillus-fermented milk on the development of inflammatory bowel disease in senescence-accelerated mouse P1/Yit strain mice. Digestion 2001; 64:92-9.

Matsunaga T., Rahman A. What brought the adaptive immune system to vertebrates? —The jaw hypothesis and the seahorse. Immunol Rev 1998; 166:177-86.

Matteuzzi D., Crociani F., Zani G., Trovatelli L. D., 1987. Bifidobacterium suis n. sp.: a new species of the genus Bifidobacterium isolated from pig feces. Zeitschrift Fur Allgemeine Mikrobiologie, 11, 387-395.

Mattila-Sandholm T., Matto J., Saarela M., 1999. Lactic acid bacteria with health claimsinteraction and interference with gastrointestinal flora. International Dairy Journal, 9, 25-35.

Mc Clelland M., Sanderson K.E., Spieth J., Clifton S.W., Courtney P.L., Porwolik S., Ah J., Dante M., Du F., Layman D., Leonard S., Nguyen C., Scott K., Holmes A., Grewald N., Ryan E.E., Sun H., Florea L., Miller W., Stoneking T., Nhan M., Waterston R., Wilson R.K., 2001. Séquence complète du génome de Salmonella enterica Typhimurium LT2 sérovar. Nature.

Mc Cormick B.A. Transepithelial signaling to neutrophils by Salmonellae : a novel virulence mechanism for gastroenteritis, Infect. Immun., 1995. 63, 2302-2309.

Mc Gillivray P. C., Finlay H. V. L., Binns T. B. Use of lactulose to create a preponderance of Lactobacilli in the intestine of bottle-fed infants. Scot. Med. J. 1959; 4: 9- 128.

Meile L., Rohr L. M., Geissmann T. A., Herensperger M., Teuber M. Characterization of the D-Xylulose5-Phosphate/D-Fructose-6-Phosphate phosphocetolase gene (xfp) from Bifidobacterium lactis. J. Bacteriol. 2001; 183(9): 2929-2936.

Metchnikoff E. The prolongation of life. Dans: Optimistic studies. Butterworth-Heinemann, London. 1907.

Mercenier A., Pavan S., Pot B., 2002. Probiotics as biotherapeutic agents: Present knowledge and future prospects. Current Pharmaceutical Design, 8, 99-110.

Meydani S. N., Ha N. K., 2000. Immunological effects of yogourt. American Journal of Clinical Nutrition, 71, 861-872.

Michetti P., Dorta G., Wiesel P.H., Brassart D., Verdu E., Herranz M., Felley C., Porta N., Rouvet M, Blum A.L., Corthesy Theulaz I. Effect of whey-based culture


supernatant of Lactobacillus acidophilus (johnsonii) La1 on Helicobacter pylori infection in humans. Digestion 1999; 60:203-9.

Miettinen M., Vuopio-Varkila J., Varkila K. Production of human tumor necrosis factor alpha, interleukin-6, and interleukin-10 is induced by lactic acid bacteria. Infect Immun 1996; 64:5403-5.

Millemann Y. Gastro-entérites néonatales du veau: conduite à tenir. Polycopié. Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort, Unité pédagogique de pathologie du Bétail, 2005, 10p.

Miller A.H., Spencer R.L., Husain A., Rhee R., Mcewen B.S. Stein M. Differential expression of type I adrenal steroid receptors in immune tissues is associated with tissue-specific regulation of type II receptors by aldosterone. Endocrinology 1993; 133:2133-40.

Mitsuoka T. Intestinal flora and aging. Nutr. Rev. 1992; 50: 438-446. Mitsuoka T. Bifidobacteria and their role in human health. Society for Microbiology,

1990; 288, 263-267. Mitsuaka T. Microbes in Intestine. Dans: Ed. Yakult Honsha Co., Tokyo, J. 1989. Mizutani T., Mitsuoka T., 1979. The effect of intestinal bacteria on incidence of liver

tumors in gnotobiotic C3H/He male mice. J. Natl. Cancer Inst. (JNCI). 1365- 1370.

Modler H. W., Mckellar R. C., Yaguchi M. Bifidobacteria and bifidogenic factors. Can. Int. Food. Sci. Technol. J. 1990; 23: 29-41.

Molkhou P. Atopie maternelle et sensibilisation précoce. Rôle du lait maternel. J.pédiatrie et de puériculture. 2004; 17: 267–272.

Moller P.L., Jorgensen F., Hansen O. C., Madsen S.M., Stougaard P. Intra and extra cellular B-galactosidases from Bifidobacterium bifidum and B. infantis drug and alcohol dependence. Appl and Envir. Microbiol. 2001; 67 (05): 2275-2283.

Mullie C., Odou M. F., Singer E., Romond M. B., Izard D. Multiplex PCR using 16S r RNA gene-targeted primers for the identification of bifidobacteria from human origin. FEMS Microbiol. Lett. 2003; 222 (1): 36-129.

Nagao F., Nakayama M., Muto T., Okumura K. Effects of a fermented milk drink containing Lactobacillus casei strain Shirota on the immune system in healthy human subjects. Biosci Biotechnol Biochem 2000; 64:2706-8.

Naruszewicz M., Johansson M.L., Zapolska-Downar D., Bukowska H. Effect of Lactobacillus plantarum 299v on cardiovascular disease risk factors in smokers. Am J Clin Nutr 2002; 76:1249-55.

Nebra Y., Blanch A.R., 1999. A new selective medium for Bifidobacterium spp. Appl. Env. Microbiol. 65: 5173-5176.

Neeser J. R., Granato D., Rouvet M., Servin A., Teneberg S., Karlsson A., 2000. Lactobacillus johnsonii LaI shares carbohydratebinding specificities with several enteropathogenic bacteria. Glycobiologie.

Neumann E., Oliveira M.A.P., Cabral C.M., Moura L.N., Nicoli J.R., Vieira C.E., Cara D.C., Podoprigora G.I., Vieira L.Q., 1998. Monoassociation avec Lactobacillus acidophilus H2B20 stimule les mécanismes de défense immunitaire des souris axéniques. Brazilian Journal of Médical Research and biological. 31 de 1565 à 1573.

Nicaise P., Gleizes A., Sandre C., Kergot R., Lebrec H., Forestier F., Labarre C. The intestinal microflora regulates cytokine production positively in spleen-derived macrophages but negatively in bone marrow-derived macrophages. Eur Cytokine Netw 1999; 10:365-72.


Nicaise P., Gleizes A., Forestier F., Queno A.M., Labarre C. Influence of intestinal bacterial flora on cytokine (IL-1; IL-6; TNF-alpha) production by mouse peritoneal macrophages. Eur Cytokine Netw 1993; 4: 133-138.

Noda H., Akasaka N., Ohsugi M. Biotin production by bifidobacteria. J. Nutr. Sci. & Vita. 1994; 40: 181- 188.

Noh D. O., Gilliland S.E., 1995: Influence of bile on ß-galactosidase activity of component species of yogurt starter cultures. J. Dairy Sci. 77: 3532-3537.

Nopchinda S., Varavithya W., Phuapradit P., Sangchai R., Suthutvoravut U., Chantraruksa V. Haschke F. Effect of bifidobacterium Bb12 with or without Streptococcus thermophilus supplemented formula on nutritional status. J Med Assoc Thai 2002; 85 Suppl 4:S1225- 31.

Novel G. Les bactéries lactiques. In Microbiologie industrielle, les microorganismes d’intérêt industriel, eds. J. Y. Leveau et M.Bouix. Tec et Doc. Lavoisier, Paris. 1993; 1-11.

Ocana V., Nader-Macias M. Production of antimicrobial substances by lactic acid bacteria II: screening bacteriocin-producing strains with probiotic purposes an characterization of Lactobacillus bacteriocin. Methods in Molecular Biology 2004; 268:347-354.

Olsen J.E. Studies of zoonotic salmonellae: taxonomy, detection and typing and pathogenesis, ed: Samfundsgrafik, Denmark, 2005, 146 p.

Ouwehand A. C., Vesterlund S., 2003. Health aspects of probiotics. Drugs, 6, 573-580. Ouwehand A., Isolauri E., Salminen S., 2002. The role of the intestinal microflora for the

development of the immune system in early childhood. European of Journal Nutrition, 41, 32- 37.

Ouwehand A. C., Isolauri E., Kirjavainen P. V., Salminen S. J., 1999. Adhesion of four Bifidobacterium strains to human intestinal mucus from subjects in different age groups. J. Dairy Sci. 172: 61-64.

Parkhill J., Dougan G., James K.D., Thompson NR.., Pickard D., Wain C., Churcher K., Mungali S.D., Bentley, Holden M.T.G., Sebaihia M., Baker S., Bashman D., Brooks K., Chillingworth T., Connerton P., Cronin A., Davis P., Davies R.M., Dowd L., White N., Farrar J., Fettwell T., Hamlin N., Haque A., Hien T.T., Holroyd S., Jagels K., Krogh A., Larsen T.S., Leather S., Moule S., O'Gaora P., Parry C., Quail M., Rutherford K., Siinmonds M., Skelton J., Stevens K., Whitehead S., Barrel B.G., 2001. Complete genome sequence of a multiple drug resistant Salmonella enterica serovar Typhi CT 18. Nature 413:848-852.

Pathmakanthan S., Li C. K., Cowie J., Hawkey C. J., 2004. Lactobacillus plantarum 299: beneficial in vitro immunomodulation in cells extracted from inflamed human colon. Journal of Gastroenterology and Hepatology, 19, 166-173.

Paubert-Braquet M., Gan X.H., Gaudichon C., Hedef N., Serikoff A., Bouley C., Bonavida B., Braquet P., 1995: Enhancement of host resistance against Salmonella Typhimurium in mice fed a diet supplemented with yogurt or milks fermented with various Lactobacillus casei strains. Int. J. Immunol. 11 : 153– 161.

Passerat B., Desmaison A.M., 1995. Lactate activity of Bifidobacterium bifidum . Nutr. Seek 15.9 1287-1295.

Pedone C.A., Arnaud C.C., Postaire E.R., Bouley C.F., Reinert P. Multicentric study of the effect of milk fermented by Lactobacillus casei on the incidence of diarrhoea. Int J Clin Pract 2000; 54:568-71.


Peeters T., Vantrappen G., 1975. The paneth cell: a source of intestinal lysozyme. Gut, 16, 553-558.

Peltonen K., El-Nezami H., Haskard C., Ahokas J., Salminen S. Aflatoxin B1 binding by dairy strains of lactic acid bacteria and Bifidobacteria. J.Dairy Sci. 2001; 84: 2152-2156.

Percival M. Intestinal health. Applied nutritional science reports (ANSR). 1999; 05: 1-5. Perdignon G., Nader M. E., Apella M. C., Alvarez S., Oliver G., Pesce Deruis Holgadon A.

A., 1992. Prevention of gastrointestinal infection using immunobiological methods with milk fermented by Lactobacillus casei and Lactobacillus acidophilus. J. Dairy Res. 57: 255- 264.

Perdigon G., De Macias M.E., Alvarez S., Oliver G., De Ruiz Holgado A.P. Systemic augmentation of the immune response in mice by feeding fermented milks with Lactobacillus casei and Lactobacillus acidophilus. Immunology 1988; 63:17-23.

Perdigon G., Nader de Macias M.E., Alvarez S., Oliver A.A.P., Holgado Ruiz. 1986. Maladies infectieuses et immunitaires, 53 404 à 410.

Perelman R., Lagardere B., Gallet J. P., Durquet-Perelman C. Pédiatrie pratique II: Maladies infectieuses. Editiion Maloine. Paris. 1990; 2: 1313-1337.

Perrin S., Grill J.P., Schneider F., 2000. Effects of fructo-oligosaccharides and to their monomeric components one bile salt resistance in three species of bifidobacteria: J. Appl. Microbiol. 88(6): 968-74.

Pessi T., Sutas Y., Hurme M., Isolauri E. Interleukin-10 generation in atopic children following oral Lactobacillus rhamnosus GG. Clin Exp Allergy 2000; 30:1804-8.

Pestka J. J., Ha C. L., Warner R. W., Lee J. H., Ustunol Z., 2001. Effects of ingestion of yogurts containing Bifidobacterium and Lactobacillus acidophilus on spleen and Peyer's patch lymphocyte populations in the mouse. Food Protection., 64, 392-395.

Petschowb. R., Talbot R. D., 1991. Responses of Bifidobacterium species to growth promoters in human milk and cow's milk. Ped. Res. 29: 208-213.

Plummer S., Weaver M. A., Harris J. C., Dee P., Hunter J., 2004. Clostridium difficile pilot study: effects of probiotic supplementation on the incidence of C. difficile diarrhoea. International Microbiology, 7, 59-62.

Porter E.M., Bevins C.L., Ghosh D., Ganz T. The multifaceted Paneth cell. Cell Mol Life Sci 2002; 59:156-70.

Popoff M.Y., Bockemuhl J., Supplement 2002 to the Kauffmann-White scheme, Res. Microbiol., 2004, 155(7), 568-570.

Popoff M.Y., 2001. Antigenic Formulas of the Salmonella Serovars. World Health Organization Collaborating Centre for Reference and Research on Salmonella. Pasteur Institute, Paris, France.

Popoff M.Y., Bockemuhl J., Mcwhorter-Murlin A. World Health Organization Collaborating Centre for Reference and Research on Salmonella, Unite des Enterobacteries, U389 INSERM, Institute Pasteur, Paris. Res. Microbiol., 1994; 145, 711–716.

Pothoulakis C., Kelly C.P., Joshi M.A., Gao N., O'Keane C.J., Castagliuolo I., Lamont J.T., 1993. Saccharomyces boulardii inhibits Clostridium difficile toxin A binding and enterotoxicity in rat ileum. Gastroenterology 104:1108-1115.


Prioult, G., Fliss, I., Pecquet, S., 2003. Effect of probiotic bacteria on induction and maintenance of oral tolerance to β-lactoglobulin in gnotobiotic mice. Clinical Diagnostic and Laboratory Immunology, 10, 787-792.

Pryde S.E., Duncan S.H., Hold G.L., Stewart C.S., Flint H.J. The microbiology of butyrate formation in the human colon. FEMS Microbiol Letters 2002; 217: 133-139.

Rafter J., 2002. Lactic acid bacteria and cancer: Mechanistic perspective. British Journal of Nutrition 88 :S89-S94.

Raibaud P., Dickinson A. B., Saquet E., Charlier H., Macquot G., 1966. Influence the zoological species on the microflora of the gastrointestinal tract. Rev. Immunol. Antimicrob. 33(6) : 345-383.

Rao A. V. Prébiotiques et probiotiques: Nouvelles théories en matière de nutrition et de santé. Documentation. 2002; 19 (2): 1-4.

Rambaud J.C., Bouhnik Y., Marteau P., Pochart P. Manipulation of the human gut microflora. Proc Nutr Soc 1993; 52:357-66.

Rasic, J. L. J., Kurmann, J. A., 1983: Bifidobacteria and their role. Microbiological, nutritional-phy siological, medical and technological aspects and bibliography. Birkhauser Verlag ed. Basel, Boston, Stuttgart.

Reid G., Charbonneau D., Erb J., Kochanowski B., Beuerman D., Poehner R., Bruce A. W., 2003. Oral use of Lactobacillus rhamnosus GR-1 and L. fermentum RC-14 significantly alters vaginal flora: randomized, placebo-controlled trial in 64 healthy women. FEMS Immunology and Medical Microbiology, 35, 131-134.

Reid G., Charbonneau D., Gonzalez S., Gardiner G., Erb J., Bruce A.W., 2002. Ability of Lactobacillus GR-I and RC-14 to stimulate host defences and reduce gut translocation and infectivity of Salmonella Typhimurium. Nutraceut. Food 7:168-173.

Reiter B., Harnulv G., 1989. Thyocyanate-lactoperoxydase system in mammal's milk. J. Food. Prot. 47: 724.

Roberfroid M. B., Van Loo J. A. E., Gibson G. Ra., 1998. The bifidobenic nature of chicory inulin and its hydrolysis products. J Nutr. 128: 1-9.

Roberfroid M.B., Bornet F., Bouley C., Cummings J.H. Colonic microflora: nutrition and health. Summary and conclusions of an International Life Sciences Institute (ILSI) [Europe] workshop held in Barcelona, Spain. Nutr Rev 1995; 53:127-30.

Robin J. M., Rouchy A., 2001. Les probiotiques. Centre d’étude et de développement de la nutrithérapie.

Romondm. B., Romond C., Izard D., 1992. Les Bifidobacterium. In: HERMIER J., LENOIR J., ET WEBER F., 1992. Les groupes microbiens d'intérêt laitier. Lavoisier, collection Tec. et Doc, Paris, PP. 61-80.

Romond M.B., Hamze M., Romond C., Bourlioux P. Host-Bifidobacterium interactions in the axenic mouse: partial characterization of bifidogenic factors in the intestinal contents. Can J Microbiol 1990; 36:286-91.

Romond M. B., Romond C., 1989. Les effets du Bifidobacterium dans les diarrhées : Approche des mécanismes d’action. In << Les laits fermentés >>. Actualités de la recherche. 1: 215-222. John Libbey Eurotext LTD.

Romond C., Beerns H., Neut C., Montreuil J., 1980. Contribution à l’étude et de la maternisation des laits: Influence in vitro du lait maternel, du lait de vache et du lait maternisé sur la croissance de Bifidobacterium. Ann. Microbiol. (Inst- Pasteur). 131: 309- 314.


Roos S., Jonsson H., 2002. A high-molecular-mass cell-surface protein from Lactobacillus reuteri 1063 adheres to mucus components. Microbiology (Reading, United Kingdom) 148: 433-442.

Rosenfeldt V., Benfeldt E., Valerius N. H., Paerregaard A., Michaelsen K. F., 2004. Effect of probiotics on gastrointestinal symptoms and small intestinal permeability in children with atopic dermatitis. Journal of Pediatry, 145, 612-616.

Rosenfeldt V., Michaelsen K. F., Jakobsen M., Larsen C.N., Moller P. L., Pedersen P., Tvede M., Weyrehter H., Valerius N. H., Paerregaard A., 2002. Effect of probiotic Lactobacillus strains in young children hospitalized with acute diarrhea. Pediatry and Infectious Diseases Journal, 21, 411-416.

Rouissat L., Bensoltane A., 2006. Physico-chemical, microbiological and biotechnological studies of lactic acid bacteria isolated from ewe’s milk of Algerian tow breeds (Ouled Djellal and El Hamra). Egypt.J.App. Sci. 21: (2B), 567-582.

Rowland I. R., Tanaka R., 1993. The effect of transgalactosylated oligosaccharides on gut flora metabolism in rats associated with a human faecal microflora. J. Appl. Bacteriol. 74: 74-667.

Rumney C.J., Rowland I.R. In vivo and in vitro models of the human colonic flora. Crit Rev Food Sci Nutr 1992; 31:299-331.

Saarela M., Mogensen G., Fonden R., Matto J., Mattila –Sandholm T., 2000. Probiotic bacteria: Safety, functional and technological properties. J. Bacteriol. 84: 197-215.

Saavedra J.M., Bauman N.A., Oung I, Perman J.A., Yolken R.H. Feeding of Bifidobacterium bifidum and Streptococcus thermophilus to infants in hospital for prevention of diarrhoea and shedding of rotavirus. Lance 1994; 344:1046-9.

Sable S., Pons A. N., Gendron-Gaillard S., Cottenceau G., 2000. Antibacterial activity evaluation of microcin J25 against diarrheagenic Escherichia coli. Environ. Microbiol. 66(10): 4595-4597

Sacquet E., 1979. Intera in rats. appl. Environ. Microbiol. 37(6): 1127-1131. Saidi N., Guessas B., Bensalah F., Badis A., Hadadji M., Henni D.E., Prevost H., Kihal M.,

2002. Caractérisation des bactéries lactiques isolées du lait cru de chèvre des régions arides. J. Alg. Reg. Arides 1: 01-11.

Saito T. Selection of useful probiotic lactic acid bacteria from the Lactobacillus acidophilus group and their applications to functional foods. Animal Science Journal, 2004; 75, 1-13.

Salminen S., von Wright A., 1998. Lactic acid bacteria : Microbiology and functional aspects. 2th edition. Marcel Dekker, Inc. New York.

Salminen S., Bouley C., Boutron-Ruault M.C., Cummings J.H., Franck A., Gibson G.R., Isolauri E., Moreau M.C., Roberfroid M.B., Rowland I. Functional food science and gastrointestinal physiology and function. Br J Nutr 1998; 80 Suppl 1:S147-71.

Salminen E., Salminen S., 1986. Lactulose and lactucol induced caecal enlargement and microflora changes in mice. Proceed. Eur. Food. Tox. 313-317.

Salmonellose H., Hartwick H., Gerber. p.425-428 in Les Maladies du Cheval H.JWINTZER 1989, Salmonellosis, Michael J. Marray p.940-943 in 5- Minute Veterinary Consult C. Brown, J. Bertone 2002.


Samelis J., Maurogenakis F., Metaxopoulos J., 1994. Caractérisation of lactic acid bacteria isolated from naturally fermented Greek dry salami. Inter. J. Food Microbiol. 23: 179-196.

Sanders M.E., Klaenhammer T.R. Invited review: the scientific basis of Lactobacillus acidophilus NCFM functionality as a probiotic. J Dairy Sci 2001; 84:319-31.

Sanders M. E. Considerations for use of probiotic bacteria to modulate human health. Journal of Nutrition, 2000; 130, 384-390.

Sanders M.E., 1999. Food Technol. 11:67-77. Sansonetti P.J. Physiopathologie de l’infection intestinale par les salmonelles, Rev. Prat,

1992; 42, 2263-2267. Santos R.L., Zhang S., Tsolis R.M., Baumler A.J., Adams L.G. Morphologic and molecular

characterization of Salmonella Typhimurium infection in neonatal calves, Vet.Pathol., 2002; 39(2), 200-215.

Sarker S.A., Sultana S., Fuchs G. J., Alam N. H., Azim T., Bruessow H., Hammarstroem L., 2005. Lactobacillus paracasei strain ST11 has no effect on rotavirus but ameliorates the outcome of nonrotavirus diarrhea in children from Bangladesh. Pediatrics 116 : e 221- e 228.

Savage D., 1980. The microbiol flora in the gastro-intestinal tract. In bacterial adherence. Ed. E. Beachy. Chapman Publishers. London. 31.

Savage D.C. Microbial ecology of the gastrointestinal tract. Annu Rev Microbiol 1977; 31:107-33.

Saxelin M., Rautelin H., Salminen S., Makela P. H., 1996. The safety of commercial products with viable Lactobacillus strains. Infect. Dis. Clin. Pract. 5: 331-335.

Scardovi V., 1986. Genus bifidobacterium oral 1924-472. In : bergey’s manual of systematic bacteriology. Vol 2; 1418-1434. Williams et Wilkins, Baltimore.

Schelcher F., Valarcher J.F., Physiopathologie des salmonelloses bovines, Bull. GTV, 1997 ; 2, 25-30.

Schiffrin E.J., Brassart D., Servin A.L., Rochat F., Donnet-Hughes A. Immune modulation of blood leukocytes in humans by lactic acid bacteria: criteria for strain selection. Am J Clin Nutr 1997; 66:515S-520S.

Schultz M., Linde H. J., Lehn N., Zimmermann K., Grossmann J., Falk W., & Scholmerich J., 2003. Immunomodulatory consequences of oral administration of Lactobacillus rhamnosus strain GG in healthy volunteers. Journal of Dairy Research, 70, 165-173.

Schultz M., Veltkamp C., Dieleman L.A., Grenther W.B., Wyrick P.B., Tonkonogy S.L., Sartor R.B., 2002. Lactobacillus plantarum 299V in the treatment and prevention of spontaneous colitis in interleukin-10- deficient mice. Inflamm Bowel Dis 8 :71-80.

Searle L.E.J., Best A., Nunez A., Salguero F.J., Johnson L., Weyer U., Dugdale A .H., Cooley W.A., Carter B., Jones G., Tzortzis G., Woodward M.J., La Ragione R.M., 2009. A mixture containing galactooligosaccharide, produced by the enzymic activity of Bifidobacterium bifidum, reduces Salmonella enterica serovar typhimurium infection in mice. J. Med. Microbiol. 58:37-48.

Sgouras D., Maragkoudakis P., Petraki K., Martinez-Gonzalez B., Eriotou E., S. Michopoulos, Kalantzopoulos G., Tsakalidou E., & Mentis A., 2004. In vitro and in vivo inhibition of Helicobacter pylori by Lactobacillus casei strain shirota. Applied and environmental microbiology, 70, 518 - 526.

Shaffer Marjorie. Is Your Child Safe From Salmonella? Medscape Health for Consumers, février 2000.


Shea J.E., Hensel M., Gleeson C., Holden D.W., 1996. Identification of a virulence locus encoding a second type ?? secretion system in Salmonella Typhimurium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93:2593-2597.

Sheikh A., Strachan D., 2004. The hygiene theory: fact or fiction. Current Opinion in Otolaryngology & Head & Neck Surgery, 12, 232-236.

Sherman P.M., Johnson-Henry K.C., Yeung H.P., Ngo P.S.C., Goulet J., Tompkins T.A., 2005. Probiotics reduce enterohemorrhagic Escherichia coli 0157:H7- and enteropathogenic E. coli 0127:H6-induced changes in polarized T84 epithelial cell monolayers by reducing bacterial adhesion and cytoskeletal rearrangements. Infect. Immun. 73:5183-5188.

Shimamura S., Abe F., Ishibashi N., Miyakawa H., Yaeshima T., Araya T., Tomita M., 1992. Relationship between oxygen sensitivity and oxygen metabolism of Bifidobacterium species. J. Dairy Sci. 75: 3296-3306.

Shu Q., Gill H.S. A dietary probiotic (Bifidobacterium lactis HN019) reduces the severity of Escherichia coli O157:H7 infection in mice. Med Microbiol Immunol (Berl) 2001; 189:147-52.

Shu Q., Lin H., Rutherfurd K. J., Fenwick S. G., Prasad J., Gopal P. K., Gill H. S., 2000. Dietary Bifidobacterium lactis (HN019) enhances resistance to oral Salmonella typhimurium infection in mice. Microbiology and Immunology, 44, 213-222.

Silva A.M., Bambirra E.A., Oliveira A.L., Souza P.P., Gomes D.A., Vieira E.C., 1999. Protective effect of bifidus milk on the experimental infection with Salmonella enteritidis subsp typhimurium in conventional and gnotobiotic mice. J Appl Microbiol; 86:331-6.

Siragusa G. R., Johnson M. G., 1989. Inhibition of potential pathogens by hydrogen peroxyde. Appl. Environ. Microbiol. 55: 1901.

Skjolaas K.A., Burkey T.E., Dritz S.S., Minton J.E. Effects of Salmonella enterica serovars typhimurium and cholerasuis on chemokine and cytokine expression in swine ileum and jejunal epithelial cells, Vet. Immunol. Immunopathol., 2006, 44, 36-37.

Smith H. W., 1965a. Development of the flora alimentary tract in young animals. J. Pathol. Bacteriol. 90(2): 495-513.

Stark P. L., Lee A., 1982. The microbial ecology of the large bowel of breast-fed and formula fed infants during the first year of life. J. Med. Microbiol. 15: 189-203.

Stevens A., Lowe J., 1997. Human Histology, Second Edition. ISBN: 0 7234 2485 3. Sullivan A., Nord C. E., 2002. The place of probiotics in human intestinal infections.

International Journal of Antimicrobial Agents, 20, 313-319. Surawicz C.M., Elmer G.W., Speelman P., McFarland L.V., Chinn J., van Belle G.

Prevention of antibiotic-associated diarrhea by Saccharomyces boulardii: a prospective study. Gastroenterology 1989; 96:981-8.

Suzuki T., Itoh K., Kaneko T., Suzuki H. Inhibition of bacterial translocation from the gastrointestinal tract of mice by oral administration of a culture condensate of Bifidobacterium longum. J Vet Med Sci 1997; 59:665-9.

Swaminathan B., Gerner-Smidt P. The epidemiology of human listeriosis. Microbes Infect. 2007 Aug; 9(10):1236-43.

Szajewska H., Mrukowicz J.Z., 2001. Probiotics in the treatment and prevention of acute infectious diarrhea in infants and children : A systematic review of


published randomized, double-blind, placebo-controlled trials. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition 33: S17-S25.

Szymanski H., Pejcz J., Jawien M., Chmielarczyk A., Strus M., Heczko P.B., 2006. Treatment of acute infectious diarrhoea in infants and children with a mixture of three Lactobacillus rhamnosus strains-A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Alimentary pharmacology and therapeutics 23: 247-253.

Tahri K., Grill J. P; Schneider F., 1997. Involvement of trihydroxy conjugated bile salts in cholesterol assimilation by Bifidobacteria. Current Microbiol. 34: 79-84.

Tahri K., Crociani F., Ballongue. J., Schneider F., 1995. Effects of three strains of bifidobacteria on cholesterol. Lett. Appl. Microbiol. 21: 149-151.

Takagi A., Matsuzaki T., Sato M., Nomoto K., Morotomi M., Yokokura T., 2001: Enhancement of natural killer cytotoxicity delayed murine carcinogenesis by a probiotic microorganism. Carcinogenesis. 22(4):599 -605.

Takashi A., Kensuke S., Koji N., Masaaki, Ryuichiro T., 2001. Antibacterial effect of fermented milk containing Bifidobacterium breve, Bifidobacterium bifidum and Lactobacillus acidophilus against indigenous Escherichia coli infection in mice. Yakult Central Institute for Microbiological Research. 13: 16-24.

Takiguchi R., Miyamoto M., Ohem., Toyoda S., Nakajima I., Benno Y., 1998. Effects of fermented milk administration on fecal microflora and putrefactive metabolites of healthy adults and healthy persons. Bifidus-Flores, Frucius and Semina. 9: 135-140.

Tamime A., Marshall V. M. E., Richard K. R., 1995. Microbiological and technological aspects of milks fermented by bifidobacteria. J. Dairy research.62:151-187.

Tanaka K., Ishikawa H., 2004. Role of intestinal bacterial flora in oral tolerance induction. Histology and Histopathology, 19, 907-914.

Tannock G. W., Munro K., Bibiloni R., Simon M. A., Hargreaves P., Gopal P., Harmsen H., Welling G., 2004. Impact of consumption of oligosaccharide-containing biscuits on the fecal microbiota of humans. Applied and Environmental Microbiology, 70, 2129-2136.

Tannock G.W. Analysis of the intestinal microflora: a renaissance. Antonie Van Leeuwenhoek 1999; 76:265-78.

Tannock G. W., 1997. Probiotic properties of lactic-acid bacteria: plenty of scope for fundamental R & D. Trends in Biotechnology, 15, 270-274.

Talarico T. L., Axelsson L. T., Novotny J., Fiuzat M., Dobrogosz W. J., 1990. Production of reuterine by Lactobacillus reuteri. Appl. Environ. Microbiol. 56: 943.

Talarico T. L., Dobrogosz W. J., 1989. Antimicrobiol agents. Appl. Environ. Microbiol. 33: 614.

Terada A., Hara H., Kataoka M., Mitsuoka T., 1992. Effect of lactulose on the composition and metabolic activity of the human faecal microbiota. Microb Ecol Health Dis., Vol. 5, pp. 43 - 50.

Tharmaraj N., Shah N. P., 2004: Survival of Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus paracasei subsp. paracasei, Lactobacillus rhamnosus, Bifidobacterium animalis and Propionibacterium in cheese-based dips and the suitability of dips as effective carriers of probiotic bacteria. Int. Dairy J. 14: 1055–1066.

Timmerman H.M., Koning C.J.M., Mulder L. Rombouts F.M., Beynen A.C., 2004: Monostrain, multistrain and multispecies probiotics —A comparison of functionality and efficacy. Int. J. Food Microbiol. 96: 219– 233.


Turchet P., Laurenzano M., Auboiron S., Antoine J. M., 2003. Effect of fermented milk containing the probiotic Lactobacillus casei DN-114001 on winter infections in free-living elderly subjects: a randomised, controlled pilot study. Journal of Nutrition and Health Aging, 7, 75-77.

Tursi A., Brandimarte G., Giorgetti G. M., Modeo M. E., 2004. Effect of Lactobacillus casei supplementation on the effectiveness and tolerability of a new second-line 10-day quadruple therapy after failure of a first attempt to cure Helicobacter pylori infection. Medical Science Monitor, 10, 662-666.

Ulisse S., Gionchetti P., D’Alo S., Paola Russo F., Pesce I., Ricci G., Rizzello F., Helwig U., Grazia Cifone M., Campieri M., De Simone C., 2001. Expression of cytokines, inducible nitric oxide synthase, and matrix metalloproteinases in pouchitis: Effects of probiotic treatment. The americain Journal of Gastroenterology, 96, 2691-2699.

Valeur N., Engel P., Carbajal N., Connolly E., & Ladefoged K., 2004. Colonization and immunomodulation by Lactobacillus reuteri ATCC 55730 in the human gastrointestinal tract. Applied and Environmental Microbiology, 70, 1176-1181.

Van de Guchte M., Ehrlich S.D., Maguin E., 2001. Production of growth-inhibiting factors by Lactobacillus delbrueckii. J. Appl. Microbiol. 91:147-153.

Vanderhoof J.A., Whitney D.B., Antonson D.L., Hanner T.L., Lupo J.V., Young R.J. Lactobacillus GG in the prevention of antibiotic-associated diarrhea in children. J Pediatr 1999; 135: 564-8.

Vaughan E. E., De Vries M. C., Zoetendal E. G., Ben-Amor K., Akkermans A. D. L., De Vos, W. M., 2002: The intestinal LABs. Int. J. Food Microbiol. 82: 341-352.

Ventura M., van Sinderen D., Fitzgerald G. F., Zink R., 2004. Insights into the taxonomy, genetics and physiology of bifidobacteria. Antonie van Leeuwenhoek, 86, 205-223.

Venturi A., Gionchetti P., Rizzello F., Johansson R., Zucconi E., Brigidi P., Matteuzzi D., Campieri M. Impact on the composition of the faecal flora by a new probiotic preparation: preliminary data on maintenance treatment of patients with ulcerative colitis. Aliment Pharmacol Ther. 1999; 13(8):1103-8.

Verdu E.F., Bercik P., Bergonzelli G.E., Huang X.X., Blennerhasset P., Rochat F., Fiaux M., Mansourian R., Corthesy-Theulaz I. and Collins S.M. Lactobacillus paracasei normalizes muscle hypercontractility in a murine model of postinfective gut dysfunction. Gastroenterology 2004; 127:826-37.

Wallis T.S., Galyov E.E., 2000. Molecular basis of Salmonella induced enteritis. MoI. Microbiol. 36:997-1005.

Wang L.H., Fang X.C., Pan G.Z. Bacillary dysentery as a causative factor of irritable bowel syndrome and its pathogenesis. Gut 2004; 53:1096-101.

Wang X., Gibson G. R., 1993. Effects of the in vitro fermentation of oligofructose and inulin by bacteria growing in the human large intestine. J. Appl. Bacteriol. 75: 373-380.

Wagner R. D., Warner T., Pierson C., Roberts L., Farmer J., Dohnalek M., Hilty M., Balish E., 1998. Biotherapeutic effects of Bifidobacterium spp. on orogastric and systemic candidiasis in immunodeficient mice. Rev. Iberoam. Micol. 15: 265-270.

Wilmes-Reisinberg M. R., Bearson B., Foster J. W., Curtiss R., 1996. Role of acid tolerance response in virulence of Salmonella typhimurium. Infect.Immun. 1085-1092.


Wray C., Wray A., EDS, 2000. Salmonella in Domestic Animals. CAB International, Wallingford, Oxon, UK.

Yamamoto A., Usami H., Nagamuta M., Sugawara Y., Hamada S., Yamamoto T., Kato K., Kokeguchi S., Kotani S., 1985. The use of lipoteichoic acid (LTA) from Streptococcus pyogenes to induce a serum factor causing tumour necrosis. British Journal of Cancer, 51, 739-742.

Yan F., Polk D. B., 2002. Probiotic bacterium prevents cytokine-induced apoptosis in intestinal epithelial cells. The journal of biological chemistry, 27, 50959-50965.

Young kim H., Min J. H., Lee J. H., Ji G. E., 2000. Growth of lactic acid bacteria and bifidobacteria in natural media using vegetables, seaweeds, grains and potatoes. Food Sci. Biotechnol. 9(5): 322-324.

Young B., Heath J. W., 2000. Weather’s Fonctional Histology. ISBN 2-7445-0126-3. Yrlid U.Y., In vivo activation of dendritic cells ad T cells during Salmonella enterica

serovar Typhimurium infection, Infect. Immun., 2001, 69, 5726-5735. Zarate S., Lopez-Leiva M. H., 1990. Oligosaccharide formation during enzymatic lactose

hydrolysis: a literature review. Journal of Food Protection, 53, 262-268. Zareie M., Johnson-Henry K.C., Jury J., Yang P.C., Ngan B.Y., Mckay D.M., Soderholm

J.D., Perdue M.H., Sherman P.M. Probiotics prevent bacterial translocation and improve intestinal barrier function in rats following chronic psychological stress. Gut 2006.

Zhou D., Galan J., 2001. Salmonella entry into host cells: the work in concept of type UI secreted effector proteins. Microbes Infect. 3:1293-1298.

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