III

Le rôle des Cellules « Natural Killer » (NK) dans

l’Immunité anti-pathogènes

Elie Mavoungou Professeur d’Immunologie

Résumé

Les cellules “tueuses naturelles” ou natural killer (NK) sont des cellules lymphoïdes qui

catalysent une importante activité cytotoxique et produisent de forts taux de cytokines

pro-inflammatoires en réponse aux infections. Au cours d’une infection virale, il est

admis que la cytotoxicité des cellules NK et la production de cytokines sont induites

principalement par les monocytes/macrophages et par les cellules dendritiques. Les

ligands codant virtuellement pour les cellules NK sont actuellement en cours de

description. La production d’interféron gamma (IFNγ) provenant des cellules NK est en

outre essentielle pour le contrôle de plusieurs infections par les protozoaires responsables

de la toxoplasmose, la trypanosomiase, la leishmaniose et du paludisme.

L’activation des cellules NK par les pathogènes protozoaires est également

mobilisée par les cytokines, bien que certaines études récentes suggèrent qu’une

reconnaissance directe des parasites par les cellules NK dérivant des cellules accessoires

ainsi que la signalisation directe, vraisemblablement par l’intermédiaire des récepteurs

NK, soient nécessaires dans le cas des parasites du paludisme (Plasmodium spp.) à

stimuler efficacement ces cellules.

1. Introduction

La résistance de l’hôte contre les virus, les bactéries et les protozoaires

pathogènes dépend d’une interrelation complexe entre les mécanismes de l’immunité

innée et ceux de l’immunité spécifique ou acquise. En intervenant en première ligne de la

défense de l’organisme, le système de l’immunité innée contribue au contrôle des

infections aiguës par l’augmentation des réponses protectrices contre les parasites qui

2

envahissent l’organisme, avant la mise en place de la riposte de l’immunité à médiation

cellulaire par les lymphocytes T et B, communément appelée : l’immunité spécifique. Les

réponses innées stimulent et modulent aussi les réponses de l’immunité spécifique. Les

cellules NK sont bien connues pour jouer un rôle clé dans ces réponses innées rapides [1].

Dans le présent article, nous relatons brièvement la biologie des cellules NK, la

structure de leurs récepteurs, et nous discutons les connaissances actuelles concernant

leur fonction, dans la mise en œuvre de l’immunité innée contre les infections pathogènes

en nous focalisons plus particulièrement sur l’infection palustre due à Plasmodium

falciparum.

2. Biologie des cellules NK

L’identification de la souche lymphocytaire ayant la capacité d’exercer une

activité cytolytique contre certaines cellules tumorales sans aucune stimulation préalable

a conduit à l’utilisation du terme « cellule tueuse naturelle » (en anglais natural killer

cells, ou cellules NK ) [2, 3].

La capacité des cellules NK à percevoir les modifications dans l’expression des

molécules du complexe majeur d’histocompatibilité de classe I (CMH I) à la surface des

cellules infectées avait été rapportée il y a plusieurs décennies déjà, par Klaus Kärre et

ses collaborateurs à l’Institut Karolisnka de Stockholm. Dans leur étude, ces auteurs

avaient remarqué que des cellules tumorales de souris n’exprimant pas d’antigènes du

CMH I étaient plus facilement détruites par les cellules NK que d’autres cellules

tumorales qui exprimaient un niveau normal d’antigènes de classe I.

Il est maintenant bien connu qu’en plus de la destruction des cellules transformées

encore dites lignées cellulaires transformées [4], les cellules NK peuvent aussi jouer un

rôle dans le rejet d’allogreffes [5] et dans le contrôle d’une grande variété de pathogènes,

et plus spécialement ceux qui infectent directement les cellules hôtes [6].

3

Les cellules NK sont des cellules dites grands lymphocytes granulaires ou LGL de

l’anglais « Large Granular Lymphocytes » qui dérivent de la moelle osseuse et qui chez

l’homme, sont classiquement définies par l’expression à leur surface membranaire de

l’antigène CD56 (une isoforme de la molécule d’adhésion neurale [N-CAM]). Les

cellules NK sont caractérisées également par l’absence de l’expression du marqueur des

thymocytes, l’antigène CD3, et celle des sous unités αβ et γδ du récepteur T (TCR) des

lymphocytes. L’expression d’autres molécules de surface tels le marqueur 7 des

leucocytes (Leu7 encore dénommé CD57), la chaîne β de l’interleukine 2 (IL-2 ou

CD122), et le récepteur B1 des cellules « Killer lectin like » (KLRB1 ou CD61) a été

également utilisé comme marqueur de certaines souches de cellules NK. Toutefois, ces

différentes molécules sont aussi exprimées sur certaines autres sous populations de

cellules T et des cellules NK-T. La caractérisation phénotypique des cellules NK de

souris est plus complexe. Les marqueurs les plus communément utilisés sont, la sous

unité α2 de l’intégrine (DX5 ou CD49b), l’asialo-ganglioside M1 (ASGM1) et le

récepteur P1C des cellules NK (NKR-P1C encore appelé NK1.1). Cependant, les

lymphocytes T CD4+ et T CD8+ peuvent aussi exprimer ces marqueurs [7, 8]. L’ASGM1

par exemple est exprimé par 20 à 30 % de cellules lymphocytaires naïves et par environ

90% de cellules activées [7]. Les anticorps anti-ASGM1 et anti-NK1.1 sont typiquement

utilisés pour la déplétion des cellules NK chez la souris. Cela peut aboutir par mégarde, à

la déplétion simultanée de lymphocytes T exprimant ces marqueurs. Les données des

études testant la déplétion des cellules NK chez la souris nécessitent à cet effet, une

interprétation très prudente.

Les cellules NK représentent approximativement 10 % de cellules mononuclées

du sang périphérique (PBMC), et de 0,4 à 5% de cellules mononuclées des organes

lymphoïdes secondaires [9].

Les mécanismes de cytotoxicité naturelle sont semblables à ceux utilisés par les

lymphocytes T cytotoxiques (CTL) i.e. sécrétion de la protéine formant des pores à la

surface des cellules cibles : la perforine et les protéines induisant l’apoptose : les

granzymes, et/ou l’obligation des récepteurs de mort des cellules cibles [10]. La lyse

4

catalysée par les cellules NK a été démontrée dans plusieurs infections virales humaines

et chez les rongeurs [11], cependant, la signification physiologique de la cytotoxicité

naturelle au cours des infections bactériennes et parasitaires est encore matière à débat

[12, 13]. La seconde fonction effectrice majeure des cellules NK est la sécrétion de

cytokines pro-inflammatoires et de chémokines, tels le facteur activateur des

macrophages : l’IFN-γ, le facteur α de nécrose des tumeurs (TNF-α), la lymphotoxine

(LT-α), le facteur stimulant les colonies de granulocyte-monocytes (GM-CSF) et la

protéine inflammatoire des macrophages CCL3 [14, 15].

L’IFN-γ a un rôle crucial dans la résistance de l’hôte contre plusieurs infections.

Il régule plusieurs centaines de gènes associés aux fonctions du système immunitaire et

draine d’autres cellules effectrices vers le site de l’infection [16]. L’IFN-γ active les

macrophages et les neutrophiles, stimule la différenciation des lymphocytes Th1 CD4+,

augmente la présentation des antigènes par les cellules présentatrices en régulant

positivement le CMH et les molécules associées au CMH ; il induit aussi la commutation

des sous classes d’immunoglobuline G (IgG) dans les lymphocytes B, et de ce fait établit

le lien entre les deux principaux acteurs du système immunitaire notamment, l’immunité

innée et de l’immunité spécifique [16]. Désormais, la sécrétion d’IFN-γ par les cellules

NK est considérée comme ayant un rôle important dans la mobilisation de puissantes

réponses immunes contre des classes variées de pathogènes [13, 17].

Les pathogènes envahissants ou les antigènes viraux, et des protozoaires d’origine

bactérienne sont capturés par les cellules dendritiques (DCs) ou les

monocytes/macrophages qui libèrent ensuite des cytokines activatrices des cellules NK

[18-22]. L’IL-2, l’IL-12, l’IL-15, l’IL-18, le TNF-α et l’IFN-α/β contribuent tous à

l’activation des cellules NK alors que l’IL-4, l’IL-10 et le TGF-β suppriment la fonction

cellulaire de ces mêmes cellules [18, 23]. L’IL-12, qui est une cytokine pro-

inflammatoire principalement produite par des cellules présentatrices d’antigènes

professionnelles, i.e. les macrophages et les cellules dendritiques, est un puissant

inducteur de l’activité cytotoxique des cellules NK, et de la sécrétion d’IFN-γ qui, avec

5

l’IL-18 jouent un rôle crucial dans la mobilisation des réponses immunes catalysées par

les cellules NK [24, 25].

3. Les récepteurs des cellules NK

Alors que la stimulation par les cytokines contribue de façon significative à leur

activation, les cellules NK ont aussi la capacité de détecter directement les cellules

transformées ou les cellules infectées et de répondre immédiatement à de tels stimuli.

L’engagement d’un répertoire élaboré de ligands via un répertoire complexe similaire de

récepteurs de surface permet aux cellules NK de différencier les cellules hôtes normales

des cellules anormales potentiellement dangereuses et cela sans immunisation préalable.

Une fine balance des signaux inhibiteurs et stimulateurs est maintenue en association

avec l’état d’activation des cellules NK [26].

Un aspect de ce processus est la reconnaissance de la perte de soi, « missing-

self », proposé pour la première fois par Klaus Kärre dans les années 1980. Ce processus

par lequel les cellules NK scrutent la surface cellulaire des cellules cibles potentielles, et

s’activent si les cellules cibles ne peuvent pas fournir des signaux suffisamment forts en

retour [27]. Il est maintenant bien compris que cela serait due au fait que, dans les

conditions physiologiques normales, les cellules NK ont besoin de recevoir un signal

négatif fourni par l’engagement des récepteurs inhibiteurs spécifiques au CMH de classe

I en vue de prévenir leur activation [26, 29]. La régulation négative ou la perte des

molécules du CMH de classe I à la surface des cellules cibles peut rompre la balance des

signaux inhibiteurs et activateurs en faveur de la mobilisation de l’activation des cellules

NK.

Plus récemment, il a été reconnu que les cellules NK reconnaîtraient aussi les

modifications du soi, « altered-self » pour lesquelles les cellules NK peuvent aussi être

activées par les cellules exprimant pourtant un complément de CMH de classe I normal

s’il est suffisamment bien engagé dans les récepteurs d’activation NK par les néo

antigènes. Ces modifications peuvent être induites par le stress, la transformation

6

tumorale ou l’infection [29]. Il est maintenant bien connu que les récepteurs activateurs et

inhibiteurs des cellules NK (Voir Tableau 1) reconnaissent un large éventail de molécules

du soi et du non soi. A l’inverse des lymphocytes du système immunitaire spécifique, les

cellules NK n’utilisent pas de réarrangements des gènes somatiques pour générer des

clones ayant la capacité de reconnaissance de divers antigènes ; elles réalisent plutôt leurs

potentialités variées par l’expression simultanée de multiple récepteurs, inhibiteurs et

activateurs ayant différentes spécificités [30, 31].

Il y a trois grandes familles de récepteurs des cellules NK. Les récepteurs

membres de la superfamille des immunoglobulines (G) [(e.g. les récepteurs killer Ig-like)

(KIR), et les récepteurs LIR/ILT, Siglec-7], les récepteurs membres de la famille des

lectines de type C qui sont représentés par les molécules hétéro dimériques

(CD94/NKG2) et les récepteurs de cytotoxicité naturelle (NCR) [31, 32, 33]. Alors que la

plupart des récepteurs présente très peu de polymorphisme, une remarquable diversité a

été trouvée dans le gène de la famille de KIR chez les primates et parmi les gènes du

récepteur équivalent, LY49 chez les rongeurs. Certains récepteurs KIR sont activateurs,

c’est le cas par exemple de KIR2DS et KIR3DS. D’autres comme KIR2DL, KIR2DL4 et

KIR3DL sont des récepteurs inhibiteurs. Les récepteurs KIR inhibiteurs contiennent dans

leur domaine intracytoplasmique des motifs inhibiteurs appelés ITIMs (pour immuno

receptor tyrosine-based inhibitory motifs) tandis que les récepteurs activateurs

contiennent eux des motifs activateurs ITAMs. A chaque ligand du CMH I correspond un

récepteur KIR exprimé à la surface des cellules NK.

Le locus du gène KIR humain sur le chromosome 19q13.4 s’étend sur

approximativement 150 KB codant pour plus de 15 gènes KIR [34]. Les variabilités

haplotypique et allélique sont responsables de la grande hétérogénéité trouvée dans le

génotype de KIR dans une population où chaque individu exprime un ensemble de

caractéristiques de KIR inhibiteurs et activateurs. En outre, des variations dans les loci de

KIR exprimés par différents clones de cellules NK entraînent un répertoire polyclonal

NK au sein d’un même individu. La diversité des génotypes KIR individuel au sein d’une

population est comparable à la diversité trouvée dans les génotypes des antigènes de

7

leucocytes humains (HLA) [35]. Cela suggère que des pressions sélectives similaires de

diversification pourraient être activées dans l’ensemble des loci. Il n’est pas surprenant

que la reconnaissance spécifique des molécules CMH de classe I par des KIR inhibiteurs

forme une part essentielle du mécanisme de discrimination soi/non soi des cellules NK.

A l’inverse, l’identité des ligands physiologiques de KIR activateurs demeure

encore matière à intense investigation. Malgré le fait que les interactions des molécules

HLA avec les KIR activateurs aient été décrites [36], les interactions fonctionnelles avec

des molécules non CMH ne peuvent être exclues.

Les récepteurs polymorphiques lectine de type C de la famille multigène de Ly49

sont des analogues murins du récepteur KIR humain puisqu’ils reconnaissent les

molécules de CMH de classe I. De plus, les molécules de CMH de classe I-like et des

haplotypes individuels de Ly49 varient en nombre de gènes des récepteurs activateurs et

inhibiteurs [33].

La famille des récepteurs de type leucocytaire immunoglobulin like

(LIR/ILT) présente des similarités structurales avec certaines molécules KIR mais

seulement une faible variation allélique et génique n’est conservée à travers les

haplotypes [37, 38]. C’est ainsi par exemple qu’un minimum de récepteurs inhibiteurs

polymorphiques LIR-1/ILT-2 (LILRB1) n’est exprimé sur les cellules NK et fixe une

large gamme de molécules du CMH de classe I et de molécules CMH-I like [38, 39]. La

molécule multigénique NKG2 de la famille des lectines de type C est présente aussi bien

chez l’homme que chez les rongeurs. Les hétérodimères de NKG2A, -B, -C ou –E avec

CD94 sont connus pour reconnaître les molécules CMH-I non classiques (HLA-E/Qa-1)

et contribuent ainsi à la discrimination entre le soi et le non soi [40, 41].

8

Tableau 1. Propriétés des récepteurs des cellules NK

Récepteur Famille Espèces Gènes Fonction Ligands connus Références

Killer Ig Ig H, Hd, Ro Multigène Activateur CMH I, autres spécificités ? 34, 36 et/ou Récepteurs Inhibiteur KIR Ig H Multigène Activateur CMH I, gpUL18 38 et/ou Inhibiteur NKp30 Ig H, Hd, Ro Seul Activateur ? 30 NKp44 Ig H Seul Activateur Haemagglutinines virales 30 NKp46 Ig H, Hd, Ro Seul Activateur Haemagglutinines virales 30 NKp80 Ig H Seul Activateur ? 30 Siglec-7 Ig H Seul Inhibiteur Acide sialique 59, 60 LAIR Ig H Seul Inhibiteur Ep-CAM 2B4 Ig H, Ro Seul Activateur CD48 29 NKG2D CLD H, Hd, Ro Seul Activateur MICA/B, ULBP1/2/3, Rae-1, H60 Ly49 CLD H, Hd, Ro Multigène Activateur HLA I, m157, Hm1-C4, autres? 33 et/ou Inhibiteur CD94- CLD H, Hd, Ro Multigène Activateur HLA-E, Qa-1b 40, 41 NKG2 et/ou Inhibiteur KLRB1 CLD H, Hd, Ro Multigène Activateur Molécules liées aux 65 et/ou lectines de type C Inhibiteur TLR Toll Rc A, V Multigène Activateur Molécules associées Aux pathogènes

Ig : Superfamille des immunoglobulines ; CDL : Domaine de la famille de lectines de

type C ; H : Humain ; Hd : Humanoïdes ; Ro : Rongeurs ; A : Arthropodes ; V :

Vertébrés.

Chez l’homme, l’homodimère correspondant NKGD2 est un récepteur activateur

qui reconnaît les molécules qui se fixent aux protéines du cytomégalovirus (CMV), les

protéines UL16-binding (ULBP), ainsi que les molécules CMH like appelées MICA et

MICB [42, 43].

Les ligands de NKGD2 chez la souris sont les membres de la famille du transcrit

1 précoce de l’acide rétinoïque (Rae 1), la molécule du complexe mineur

d’histocompatibilité H-60, et le transcrit Mult1 de la molécule ULBP-like [1, 44, 45].

9

Les ligands de NKGD2 ne sont pas généralement exprimés par les tissus

normaux, mais l’expression de MICA, MICB, Rae 1, ULBP et des protéines ULBP-like

est positivement régulée en réponse au stress cellulaire dans les cellules transformées

[44,45, 46-48] et les cellules infectées [49-52] ; c’est ainsi que NKGD2 a été considéré

comme étant impliqué dans l’immunité contre les tumeurs et dans la défense anti-virale

[29]. Le récepteur inhibiteur killer lectine like KLRG1 a été récemment montré comme

pouvant être positivement régulé par l’activation des cellules NK in vivo et pouvant

supprimer la sécrétion d’IFN-γ de la cytotoxicité des cellules NK in vitro, agissant ainsi

comme un avaliseur de l’activité NK [53]. Toutefois, le rôle exact de KLRG1 et l’identité

de ses ligands ne sont pas encore très clairs.

Jusqu’ici, la famille non polymorphique des NCR activateurs est composée de

quatre membres chez la souris et chez l’homme, NKp30, NKp44, NKp46 et NKp80 qui

sont encore tous des récepteurs « orphelins », dans la mesure où leurs ligands ne sont pas

encore connus. Toutefois, Mandelboim et ses collaborateurs ont récemment rapporté

l’engagement de NKp46 par les protéines d’hémagglutinines virales [54], et que NKp30

semblerait être impliqué dans l’activation des cellules NK par les cellules dendritiques ;

le ligand restant cependant à identifier [55]. Les récepteurs NCR sont capables de

déclencher l’activité cytotoxique en dehors de tout contexte de molécule du CMH. Ils ont

été décrits comme étant responsables de la reconnaissance de cellules tumorales.

L’importance des récepteurs de reconnaissance de motif (PRR) dans la régulation

de l’activité des cellules NK est encore très peu comprise. Les récepteurs Toll-like (TLR)

fixent les motifs CpG, les lipopolysaccharides et plus fréquemment des molécules

associées aux pathogènes [56]. Ils sont particulièrement impliqués dans l’activation des

macrophages et des cellules dendritiques et participent dans les réponses immunes

précoces aux infections virales, bactériennes, parasitaires [57]. Néanmoins, puisque les

TLRs exprimés à la surface des cellules NK et sur les lipophosphoglycanes purifiés à

partir des parasites protozoaires ont été trouvés engagés avec des cellules infectées [58],

il est difficile d’écarter la possibilité que l’engagement NK-TLRs ne soit relevant dans

10

l’immunité innée. L’inhibiteur spécifique du récepteur Siglec-7, l’α-2,8-acide di-sialique

a été impliqué dans la reconnaissance des molécules de glycoconjugués non CMH I [59,

60]. La protection de cellules hôtes déficientes en molécules CMH I ou n’en exprimant

que très faiblement (e.g. les neurones ganglionnaires de la racine dorsale et les

érythrocytes) [61, 62], contre la cytotoxicité des cellules NK par la fixation des molécules

du soi au Siglec-7 pourrait être une partie d’un nouveau mécanisme important de la

discrimination entre le soi et le non soi. Il est probable que l’interaction de Siglec-7 avec

les glycoprotéines de surface contenant de l’acide sialique permette à certains parasites

extracellulaires d’échapper à la cytotoxicité NK alors que les pathogènes n’exprimant

pas d’acide sialique (e.g. Trichophyton spp., [63]) seraient sensibles à l’attaque médiée

par les cellules NK.

4. L’activation des cellules NK par les virus et les parasites

pathogènes

Des avancées significatives ont été réalisées au cours de ces deux dernières

décennies dans la compréhension de la fonction des cellules NK dans différentes

maladies infectieuses variées [13, 64]. Bien que la grande majorité des données

proviennent d’études in vitro et in vivo sur les infections virales [18, 65], il y a une

accumulation rapide de preuves soutenant le rôle des cellules NK dans le contrôle des

maladies causées par les protozoaires.

4-1/ Les infections virales

Il est maintenant bien établi que la cytotoxicité des cellules NK et la production

d’IFN-γ joue un rôle crucial dans la résolution des infections causées par le virus de

l’herpès, de papillomavirus et par le virus de l’influenza [18]. De plus, des interactions

des cellules NK avec le virus de l’immunodéficience humaine de type 1 (VIH-1) et le

virus de la leucémie des cellules humaines T (HTLV) ont été démontrées [66, 67].

L’activation des cellules NK au cours des infections virales semble généralement être

médiée de manière indirecte par des cytokines, le plus souvent par l’IL-12 et l’IFN-α/β

11

sécrétées par les monocytes/macrophages [18]. Toutefois, un grand nombre de récentes

études rapportent l’engagement des récepteurs des cellules NK avec les antigènes viraux

in vitro. Par exemple, les protéines d’hémagglutinine des virus de l’influenza et le

complexe hémagglutinine-neuraminidase du virus para influenza sont démontrés comme

étant capables de mobiliser directement la cytotoxicité. Cette cytotoxicité est catalysée

par les cellules NK in vitro par l’interaction spécifique avec le récepteur activateur

NKp46 [54]. Toutefois, la relevance physiologique des interactions directes cellules NK

et virus dans le contrôle de l’infection n’est pas encore complètement démontrée de façon

convaincante in vivo. Plus récemment le groupe de Vidal, Lanier et Yokohama a apporté

une preuve irréfutable que la résistance au cytomégalovirus (CMV) murin dépend de la

stimulation par une glycoprotéine viral CMH like [68-70]. Cela donne une explication

très plausible de la sensibilité différentielles in vivo de différentes souches de souris au

CMV [71].

4-2/ La Leishmaniose

Les cellules NK fournissent aussi la base de la résistance précoce contre la

leishmaniose comme le suggère le fait qu’au cours de l’infection par Leishmania major,

la maladie est plus sévère chez les souris ayant subi une déplétion des cellules NK, et que

la parasitémie de Leishmania amazonensis ne peut pas être efficacement limitée en

absence de cellules NK [72-74].

Bien que la cytotoxicité contre les lignées cellulaires tumorales soit augmentée

chez les animaux résistants, comparé aux animaux sensibles dans l’infection précoce, et

que les macrophages infectés par L. major et L. amazonensis soient détruits par les

cellules NK in vitro, la lyse catalysée par les cellules NK ne semble pas être essentielle à

la résistance, puisque la capacité de contrôler l’infection est seulement faiblement réduite

chez les souris beiges infectées par Leishmania tropica [73, 75-77]. La mutation beige

perturbe sélectivement la voie lytique des cellules NK mais n’a pas modifié la voie de la

sécrétion de cytokines [78]. Pris ensemble, ces données indiquent que la fonction

effectrice des cellules NK dans la leishmaniose est catalysée par la voie à médiation

12

cytokinique plutôt que par celle à médiation cytolytique. Compatible avec cette idée, il a

été montré qu’une production rapide d’IFN-γ au cours des premières heures et des

premiers jours de l’infection par L. major était cruciale pour la survie. De plus les cellules

NK sont la première source de production de cette cytokine [73, 79]. En outre, les souris

sévèrement immunodéprimées (SCID) qui n’ont pas de cellules T mais présentent une

fonction NK normale, sont capables de contenir les parasites de L. major dans le drainage

de ganglions lymphatiques, prouvant l’existence d’un mécanisme indépendant de cellules

T qui limite la propagation des parasites ; la neutralisation de l’IFN-γ ou la déplétion des

cellules NK avant l’infection des souris SCID abolit leur capacité à contrôler la

propagation des parasites [80]. De même, la guérison spontanée et la protection contre la

leishmaniose chez l’homme semblent être associées à la capacité de répondre rapidement

à l’infection à Leishmania aethiopica par la prolifération cellulaire des cellules NK et la

sécrétion de cytokine [81]. La richesse de ces données est le fait que l’activation des

cellules NK au stimulus de la leishmaniose est généralement un phénomène indirect

médié par les cytokines/chémokines, plutôt que par un phénomène direct. L’IL-12 et l’IL-

18 sont les régulateurs majeurs des réponses immunes innée et spécifique contre

l’infection par L. major [25, 82].

Les souris sensibles aux infections par Leishmania major et Leishmania donovani

sont efficacement traitées avec un apport exogène d’IL-12 [83, 84]. L’absence

d’activation des cellules NK par les chémokines conduit en une défense sub-optimale par

les cellules NK [85]. Des études supplémentaires chez les rongeurs ont permis de

suggérer que les cellules dendritiques seraient importantes dans la protection catalysée

par les cellules NK. Elles constitueraient la principale source d’IL-12 précoce au cours de

la leishmaniose, puisqu’une production transitoire de cette cytokine par les cellules

dendritiques dans les premières 24 heures semblerait être l’événement initial requis pour

la mobilisation de l’activation des cellules NK [21, 86, 87].

Il a été récemment démontré que les promastigotes vivants de L. donovani et L.

aethiopiaca stimulent les cellules NK purifiées à secréter l’IFN-γ en absence d’autres

cellules présentatrices d’antigènes [88]. On sait aussi qu’une stimulation directe de TLR-

13

2 de la surface des cellules NK par un lipophosphoglycan (LPG) de L. major entraîne une

régulation positive de TLR-2. Cela augmente la production d’IFN-γ et de TNF-α [58]

suggérant l’existence d’une activation supplémentaire des cellules NK par une voie

indépendante de celle des cellules accessoires. Toutefois, le niveau de production d’IFN-γ

par les cellules NK pures dans cette étude était faible (détectable par ELISPOT mais pas

par ELISA ni par marquage intracellulaire [88]), suggérant que les cytokines provenant

des cellules accessoires pourraient être requises à l’amplification de la réponse directe.

4-3/ La trypanosomiase

L’activité précoce des cellules NK influence aussi le cours de la maladie dans les

trypanosomiases américaines et africaines. La déplétion des cellules NK des souches de

souris résistant à Trypanosoma cruzi provoque une forte parasitémie, une augmentation

de la mortalité très précoce dans l’infection et un décalage dans la production d’IFN-γ par

les cellules T [89-91]. L’analyse ex-vivo des phénotypes de lymphocytes dans la maladie

de Chagas aiguë chez l’homme soutient l’idée que les cellules NK sont activées par T.

cruzi avant que l’immunité des cellules T ne se développe [92].

L’importance des mécanismes de cytotoxicité dans la résistance aux parasites

Trypanosoma est encore discutée. Au début des années 1980, des études ex vivo chez la

souris ont révélé une augmentation de l’activité cytolytique des cellules NK, dans les 24

heures suivant l’infection à T. cruzi, et une destruction directe à médiation NK des formes

épimastigotes et trypomastigotes extracellulaires de T. cruzi et Trypanosoma lewisi in

vitro [93-95]. Curieusement, les parasites de Trypanosoma musculi ne sont pas sensibles

à la lyse par les cellules NK et n’augmentent pas non plus la lyse des lignées cellulaires

tumorales par les cellules NK [95]. Cependant, comme observé pour l’activité des

cellules NK in vivo au cours de l’infection par Leishmania, la mutation beige n’a pas

d’effet majeur sur l’issue de l’infection de T. cruzi [93]. En accord avec cette observation,

une autre étude plus récente indique que la cytotoxicité des cellules NK n’est pas

essentielle au contrôle de l’infection par T. cruzi ni à la survie des souris déficientes en

IFN-α/β [96]. Bien que les souris déficientes, aussi bien pour la voie perforine/granzyme

14

que celle de Fas/sFasL succombent très précocement à l’infection par T. cruzi,

témoignant d’un rôle crucial de la cytotoxicité dans le contrôle de l’infection, il n’est pas

possible, à partir des expériences rapportées dans la littérature, de déterminer si la

cytotoxicité est catalysée par les cellules cytotoxiques T ou par les cellules NK [97].

Comparables aux données sur les mécanismes de résistance dans la leishmaniose précoce,

plusieurs études in vitro et in vivo ont montré que les cellules NK stimulées par l’IL-12

peuvent contrôler la parasitémie en sécrétant l’IFN-γ dans les premiers jours de

l’infection par T. cruzi [89, 91, 98-100]. D’une part, les cellules NK semblent être

activées principalement de façon indirecte par les cytokines produites par les

macrophages et les cellules dendritiques. Le glycosylphosphatidylinositol (GPI) de T.

cruzi et de Trypanosoma brucei active les macrophages de souris in vitro [101, 102, 103]

et la protéine Tc52 libérée par T. cruzi a été montrée comme étant capable d’activer les

cellules dendritiques humaines via TLR-2 [104]. D’autre part, les glycolipides de T. cruzi

stimulent directement l’activité des cellules NK [105]. Il reste à établir quelles sont les

voies de reconnaissance et d’activation qui sont physiologiquement relevant in vivo.

4-4/ La Toxoplasmose

Il est maintenant bien établi que les cellules NK participent aussi dans la

résistance précoce à l’infection par Toxoplasma gondii [106]. La cytotoxicité des cellules

NK contre les cellules tumorales YAC-1 induite par T. gondii est dépendante des

macrophages et les cellules NK présentent une augmentation de la cytotoxicité contre les

macrophages infectés par T. gondii et contre les formes extracellulaires des tachyzoites

[107-110]. Cependant, encore une fois, la cytotoxicité semble être d’une importance

mineure dans la résistance puisque le défaut sélectif de la cytotoxicité des cellules NK

des souris beiges n’aurait pas un effet apparent sur leur survie [111, 112]. A l’inverse,

l’issue sévère de la maladie chez les souris infectées par T. gondii dont les cellules NK

ont été déplétées, laisse supposer une importante fonction protectrice des cellules NK

autre que la fonction cytotoxique [113]. En conséquence, il a été démontré que les

tachyzoites intactes aussi bien que les extraits parasitaires stimulent la production d’IFN-

γ par les cellules NK et que la survie des animaux est entièrement dépendante de cette

15

cytokine [114-117]. Dans les travaux initiaux, il avait été observé qu’au cours de

l’activation indirecte des cellules NK in vitro les étapes de développement extracellulaire

et intracellulaire de T. gondii étaient totalement dépendantes de l’IL-12 produite par les

macrophages [115]. Des travaux plus récents suggèrent aussi un rôle physiologique des

cellules dendritiques dans la reconnaissance de T. gondii et dans la stimulation initiale

des cellules NK [106, 118-120]. De nouveau, les protéines GPI dérivant du parasite

semblent être parmi les facteurs responsables de l’induction de l’IL-2 comme suggéré par

l’activation de la voie de NF-κB dans les macrophages [121].

4-5/ Le Paludisme

Une grande perspective du rôle des cellules NK dans l’immunité contre le

paludisme a été donnée par les études sur les mécanismes liés à l’IL-12 au cours des

stades précoces de la maladie [122]. L’infection des souris A/J normalement sensibles à

Plasmodium chabaudi chabaudi AS (P.chabaudi AS) peut être résorbée de façon

significative par l’administration d’IL-12 exogène très précocement au cours de

l’infection, entraînant le développement de l’immunité dépendant de l’IFN-γ , de TNF-α

et de NO [123]. En outre, la déplétion in vivo des cellules NK, après un traitement avec

un anticorps anti-AGM1 chez la souris C57BL/6 résistant à l’infection par P. chabaudi

AS aboutit en une augmentation de la sévérité de la pathologie. De plus les souris A/J

traitées à l’IL-12 mais déplétées en cellules NK sont totalement incapables de contrôler

l’infection [124]. De même, l’auto-contrôle des infections par P. chabaudi AS et

Plasmodium yoelii est caractérisé par la capacité de l’hôte à mobiliser une forte réponse

IFN-γ dès les 24 heures suivant le challenge [125]. Les animaux privés de leurs cellules

NK ont une diminution significative de la réponse IFN-γ et sont incapables de contrôler

l’infection par P. chabaudi AS. Ils sont de même, incapables de contrôler l’infection par

une souche non létale de P. yoelii. Cela suggère une contribution majeure de l’IFN-γ

dérivé des cellules NK à la résolution de l’infection dans les premiers stades de la

pathologie [125, 126]. Bien que l’interprétation de ces résultats pourrait être compliquée

par l’éventuelle déplétion des souches de cellules T exprimant les marqueurs identiques à

ceux exprimés par les cellules NK (comme expliqué dans l’article « Le paludisme et le

16

système immunitaire humain »), le fait que les souris SCID ayant subi une déplétion de

leurs cellules NK succombent à l’infection non létale par P. yoelii même bien avant les

souris SCID n’ayant subi aucune déplétion, ni les souris traitées avec l’anticorps anti-Thy

1.1 [126], confirme que le rôle des cellules NK ne dépendrait pas des cellules T.

Le rôle in vivo de la cytotoxicité des cellules NK, comme opposé à la production

d’IFN-γ, dans la résistance au paludisme de la souris n’est pas encore très clair. Toutefois

les souris beiges présentent une parasitémie significativement forte dans les stades

précoces de l’infection par Plasmodium berghei, et la lyse catalysée par les cellules NK

des érythrocytes parasités par P. berghei rend les parasites incapables d’infecter

efficacement les souris naïves [12, 122, 127]. Toutes les études citées ci-dessus étaient

réalisées au cours des stades sanguins de l’infection palustre. Toutefois, les sporozoïtes

irradiés par les rayonnements γ sont aussi capables d’induire la production d’IFN-γ in

vitro et in vivo. Les sporozoïtes peuvent aussi entraîner la lyse des cellules tumorales

murines par les cellules NK de la rate dans les 24 heures qui suivent leur inoculation

[128].

Il a été montré plus récemment que l’immunité protectrice dépendant de l’IFN-γ

et de NO et catalysée par les lymphocytes T CD8+ et par la vaccination avec des

sporozoïtes irradiés de P. yoelii ou des constructions d’ADN, requiert à la fois, l’IL-12 et

les cellules NK [129]. Cette étude est un excellent exemple de l’interrelation qui existe

entre l’immunité innée et l’immunité acquise. Au cours de ces dernières années, le rôle

des cellules NK dans le contrôle de l’infection palustre chez l’homme a commencé à être

exploré. Des travaux ont révélé que chez des sujets non immuns, les cellules NK sont

parmi les premières cellules du sang périphérique à produire l’IFN-γ en réponse à

l’infection des érythrocytes par P. falciparum [130].

Dans le cadre de cette étude in vitro, il a été observé que les cellules NK sont

activées au cours des 18 heures d’exposition aux érythrocytes parasités, alors que les

cellules γ/δ T et les cellules NK-T, deux autres populations cellulaires productrices

d’IFN-γ, répondaient plus tard, après 24 ou 48 heures d’exposition au pathogène. Cette

17

activation était dépendant de l’IL-12, et à une moindre mesure de l’IL-18 produits par les

cellules accessoires [130]. Les résultats d’une étude réalisée chez des enfants ayant une

infection aigue à P. falciparum a suggéré une corrélation positive entre l’activité lytique

des cellules NK envers les cellules de la lignée leucémique humaine K562 ex vivo, et le

niveau de parasitémie [131]. Orago et Facer avaient donné la preuve que les cellules NK

de sujets sains et celles des sujets infectés par P. falciparum détruisent directement les

érythrocytes parasités par P. falciparum in vitro [132]. Cette étude avait cependant été

réalisée avec, non pas une population homogène de cellules NK mais avec un mélange

de cellules mononucléaires du sang périphérique encore dénommé PBMC [132].

Nous avons, pour la première fois, clairement démontré le rôle des cellules NK

dans la cytotoxicité des érythrocytes humains parasités par P. falciparum. Nous avons

testé la capacité de lyse des cellules NK purifiées sur des érythrocytes parasités in vitro

par P. falciparum [133]. Dans cette étude, nous avons apporté la preuve que les cellules

NK purifiées inhibaient la croissance des parasites dans des cultures in vitro, et que

l’activité de lyse des cellules NK était probablement réalisée via le système Fas/sFasL et

celui de perforine/granzymes. De plus, nous avons montré que les cellules NK purifiées

stimulées par des érythrocytes parasités par P. falciparum produisent non seulement de

l’IFN-γ, mais aussi du TNF-α et pour la première fois de l’IL-12 [133]. (Ces résultats

seront détaillés dans notre prochain article).

Dans les infections expérimentales de P. falciparum chez des sujets non immuns

réalisées au cours d’une évaluation de vaccin, des taux élevés d’IFN-γ et de granzyme A

soluble ont été détectés au moment de la libération des parasites du foie vers la

circulation générale périphérique, indiquant un possible rôle des cytokines

inflammatoires et de la cytotoxicité, dans la défense initiale de l’organisme contre le

stade sanguin de l’infection in vivo [134]. Les érythrocytes parasités élaborent de grandes

modifications structurales au cours du développement de trophozoïtes et de schizontes

[135] ; ces modifications sont caractérisées par une exposition anormale à la surface de la

membrane des érythrocytes, de protéines telles que la spectrine et la bande 3 [136], et des

néo antigènes exprimés à la surface des parasites [137]. Il est ainsi intéressant de noter

18

que la lyse par les cellules NK, des érythrocytes exprimant à leur surface des antigènes du

stade schizonte de P. falciparum fût significativement plus efficiente que celle des

érythrocytes non parasités. Cela suggère une éventuelle reconnaissance spécifique de la

surface modifiée des érythrocytes par les cellules NK activées [132].

En soutien à cette idée, il a été démontré qu’une activation optimale de la

production d’IFN-γ dérivée des cellules NK in vitro requiert le contact entre les cellules

NK et les érythrocytes parasités par P. falciparum [130, 138]. Ainsi, l’activation des

cellules NK par les stades sanguins asexués de P. falciparum semble dépendre au moins

de deux signaux. La production de cytokines par des cellules « spectatrices » telles les

monocytes/macrophages ou les cellules dendritiques, et la reconnaissance directe des

érythrocytes parasités par les récepteurs des cellules NK (Figure 1).

La capacité de reconnaissance spécifique des érythrocytes pourrait être expliquée

par une expression anormale de ligands de récepteurs activateurs des cellules NK, e.g. les

KIR activateurs, les récepteurs de cytotoxicité naturelle (NCRs), ou des récepteurs Toll-

like, ou alternativement par la régulation négative ou la perte complète d’un ligand des

récepteurs inhibiteurs tel que Siglec-7. De façon très intéressante, la capacité des cellules

NK à répondre aux érythrocytes parasités in vitro par la production d’IFN-γ est un

phénotype stable au niveau individuel de donneurs mais qui varie significativement entre

les individus [130]. Les différences observées dans la réactivité des cellules NK ne sont

pas le résultat de niveau variable de production d’IL-12 et d’IL-18 par les cellules dites

spectatrices puisque l’administration de cytokines exogènes n’augmente pas la réponse

aux érythrocytes parasités par P. falciparum par les cellules NK de sujets non répondeurs

[130].

19

Figure 1 : Modèle d’activation des cellules NK par les érythrocytes parasités par P.

falciparum.

Il est proposé ici que, très précocement dans le stade sanguin de l’infection, les

cellules dendritiques et les monocytes-macrophages sont activés par les érythrocytes

parasités par Plasmodium falciparum. Les cellules matures activées produisent et libèrent

des cytokines dont l’IL-12, l’IL-18 et certainement l’IL-15 qui à leur tour, activent les

cellules NK pour produire des cytokines pro-inflammatoires telle que l’IFN-γ et libérer

des protéines cytotoxiques comme les granzymes et la perforine. En plus de l’activation

de ces cellules dites spectatrices (bystander), l’activation optimale des cellules NK

semble nécessiter la reconnaissance directe des érythrocytes infectés, probablement par

les récepteurs NK. La sécrétion de l’IFN-γ par les cellules NK stimule les macrophages à

phagocyter les érythrocytes parasités. De plus, l’IFN-γ associe l’immunité innée contre le

paludisme à l’immunité spécifique en induisant une maturation des cellules dendritiques

et la différentiation des cellules Th1.

Ce schéma a été emprunté à Korbel et al. Int. J. Parasitol. 2004.

20

Les cellules NK de sujets semi immuns tels des adultes Africains vivant depuis

toujours en zone d’endémie palustre, produisent significativement moins d’IFN-γ en

réponse aux érythrocytes parasités par P.falciparum, que les cellules de sujets caucasiens,

non immuns [130]. L’hypothèse que l’hétérogénéité dans la réponse aux érythrocytes

parasités par P. falciparum serait due aux différences des répertoires exprimés des

récepteurs inhibiteurs ou activateurs des cellules NK a été avancée. Selon cette

hypothèse, cela pourrait refléter une variation haplotypique du génotype de KIR au

niveau individuel, ou d’importants polymorphismes alléliques fonctionnels de KIR et de

TLR [139-141]. Dans ce contexte, il est intéressant de noter que l’analyse génétique d’un

faible nombre d’individus ait révélé une association significative entre les réponses des

cellules NK aux érythrocytes parasités par P. falciparum et le génotype de KIR [138],

suggérant, comme récemment démontré dans la susceptibilité au VIH et au virus de

l’hépatite C [142, 143], qu’il y aurait des différences intrinsèques, génétiquement

déterminées, dans la susceptibilité au paludisme, ce qui pourrait expliquer la variation de

la réponse immune innée. A la suite de la stimulation des PBMC, par des érythrocytes

parasités par P. falciparum, il a aussi été observé une augmentation significative de

l’expression de CD94 et de NKG2A sur les cellules NK des sujets répondeurs, suggérant

l’existence d’une fonction régulatrice pour le récepteur inhibiteur hétérodimérique

CD94 /NKG2A dans la restriction de la pathologie potentielle causée par une activation

continue des cellules NK [138].

Si ces résultats sont confirmés, cela laisserait supposer que l’activation des

cellules NK par les érythrocytes parasités par P. falciparum, et par d’autres protozoaires

pathogènes, est le résultat de l’intégration par les cellules l’ensemble complexe des

signaux émanant à la fois des récepteurs activateurs et inhibiteurs. À cet égard, les stades

finaux de l’activation des cellules NK provoquée par les pathogènes pourraient être

semblables à ceux déjà décrits pour les cellules transformées et les cellules n’exprimant

pas ou peu d’antigènes du CMH I. Toutefois, la confirmation de la fonction protectrice

des cellules NK au cours du paludisme chez l’homme, et la détermination du rôle de KIR

21

ou d’autres polymorphismes dans l’influence de la sensibilité au paludisme nécessite une

évaluation plus importante de populations exposées à l’infection par P. falciparum.

5. Conclusion

Les cellules NK semblent jouer un rôle important dans la réponse immune

précoce contre une grande variété de pathogènes, notamment contre un grand nombre

d’infections parasitaires. Dans tous les cas, l’activation des cellules NK dépend de la

libération de cytokines par les cellules accessoires telles que les macrophages et les

cellules dendritiques et des preuves encourageantes commencent à émerger des

interactions directes entre les protozoaires, ou les cellules infectées par les protozoaires et

les récepteurs exprimées à la surface cellules NK activées. Il est vraisemblable que des

ligands dérivés des pathogènes activateurs des récepteurs des cellules NK existent.

Plusieurs travaux de recherches dans le domaine sont actuellement en cours. Cela

permettra de les identifier dans les prochaines années. L’éventualité que les

polymorphismes, au niveau des récepteurs des cellules NK, et peut être aussi au niveau

des ligands exprimés par les parasites, influenceraient l’issue des interactions cellules

NK-pathogènes, intervenant ainsi dans le cours de l’infection, demeure une possibilité

intéressante.

Références bibliographiques

1. Carayannopoulos LN, Yokoyama WM. Recognition of infected cells by natural killer cells.

Curr. Opin. Immunol. 16, 26-33, 2004. 2. Herberman R, Nunn M, Lavrin D. Natural cytotoxicity reactivity of mouse lymphoid cells

against syngeneic acid allogeneic tumors. I. Distribution of reactivity and specificity. Int. J. Cancer 16:216-229, 1975.

3. Kiessling R, Klein E, Wigzell H. Natural killer cells in the mouse. I. Cytotoxic cells with specificity for mouse Moloney leukemia cells. Specificity and distribution according to genotype. Eur. J. Immunol. 5:112-117, 1975.

4. Wu J, Lanier LL. Natural killer cells and cancer. Adv. Cancer Res. 90:127-156, 2003. 5. Ruggeri L, Capanni M, Tosti A, Urbani E, Posati S, Aversa F, Martelli MF, Velardi A.

Innate immunity against hematological malignancies. Cytotherapy 4:343-346, 2002. 6. Robbins SH, Brossay L. NK cell receptors: emerging roles in host defense against

infectious agents. Microbes Infect. 4:1523-1530, 2002. 7. Slifka MK, Pagarigan RR, Whitton JL, NK markers are expressed on a high percentage of

virus-specific CD8+ and CD4+ T cells. J. Immunol. 164:2009-2015, 2000.

22

8. Assarsson E, Kambayashi T, Sandberg JK, Hong S, Taniguguchi M, Van Kaer L, Ljunggren HG, Chambers BJ. CD8+ T cells rapidly acquire NK1.1 and NK cell-associated molecules upon stimulation in vitro and in vivo. J. Immunol. 165:3673-3679, 2000.

9. Robertson MJ, Ritz J. Biology and clinical relevance of human natural killer cells. Blood 76: 2421-2438, 1990.

10. Lieberman J. The ABCs of granule-mediated cytotoxicity: new weapons in the arsenal. Nat. Rev. Immunol. 3:361-370, 2003.

11. French A, Yokohama W. Natural killer cells and viral infections. Curr. Opin. Immunol. 15: 45-51, 2003.

12. Mohan K, Moulin P, Stevenson M. Natural killer cell cytokine production, not cytotoxicity, contributes to resistance against blood-stage Plasmodium chabaudi AS infection. J. Immunol. 159:4990-4998, 1997.

13. Scharton-Kersten TM, Sher A. Role of natural killer cells in innate resistance to protozoan infections. Curr. Opin. Immunol. 9:44-51, 1997.

14. Trinchieri G. Biology of natural killer cells. Adv. Immunol. 47:187-376, 1989. 15. Robertson MJ. Role of chemokines in the biology of natural killer cells. J. Leukoc. Blood

76:2421-2438, 2002. 16. Boehm U, Klamp T, Groot M, Howard JC. Cellular responses to interferon-gamma. Annu.

Rev. Immunol. 15:749-795, 1997. 17. Shtrichman R, Samuel C. The role of gamma interferon in antimicrobial immunity. Curr.

Opin. Microbiol. 4:251-259, 2001. 18. Biron CA, Nguyen KB, Pien GC, Cousens LP, Salazazar-Mather TP. Natural killer cells in

antiviral defense: function and regulation by innate cytokines. Annu. Rev. Immunol. 17:189-220, 1999.

19. Ferlazzo G, Morandi B, D’Agostino A, Meazza R, Melioli G, Moretta A, Moretta L. The interaction between NK cells and dendritic cells in bacterial infections results in rapid induction of NK cell activation and in the lysis of uninfected dendritic cells. Eur. J. Immunol. 33:306-313, 2003.

20. Lande R, Giacomini E, Grassi T, Remoli ME, Iona E, Miettinen M, Julkunen I, Coccia EM. IFN-alpha beta released by Mycobaterium tuberculosis-infected human dendritic cells induces the expression of CXCL10: selective recruitment of NK and activated T cells. J. Immunol. 170:1174-1182, 2003.

21. Sher A, Pearce E, Kaye P. Shaping the immune response to parasites: role of dendritic cells. Curr. Opin. Immunol. 15:421-429, 2003.

22. Cooper MA, Fehniger TA, Fuchs A, Colonna M, Caligiuri MA. NK cell and DC interactions. Trends Immunol. 25:47-52, 2004.

23. Colucci F, Caligiuri M, Di SJ. What does it take to make a natural killer? Nat. Rev. Immunol. 3:413-425, 2003.

24. Trinchieri G. Interleukin-12: a cytokine at the interface of inflammation and immunity. Adv. Immunol. 70:83-243, 1998.

25. Wei XQ, Leung BP, Niedbala W, Piedrafita D, Feng GJ, Sweet M, Dobbie L, Smith AJ, Liew FY. Altered immune responses and susceptibility to Leishmania major and Staphylococcus aureus infection in IL-18-deficient mice. J. Immunol. 163:2821-2828, 1999.

26. Lanier LL. Natural killer cell receptor signaling. Curr. Opin. Immunol. 15:308-314, 2003. 27. Kärre K. Role of target histocompatibility in regulation of natural killer activity: a

reevaluation and a hypothesis, in: Callewaert D, Herbeman RB. (Eds), Mechanisms of cytotoxicity by NK cells. Academic Press, San Diego, pp. 81-91, 1985.

28. Moretta L, Moretta A. Unravelling natural killer cell function: triggering and inhibitory human NK receptors. Eur. Mol. Biol. J. 23:255-259, 2004.

29. Raulet D. Roles of the NKG2D immunoreceptor and its ligands. Nat. Rev. Immunol. 3:781-790, 2003.

30. Moretta A, Bottino C, Vitale M, Pende D, Cantoni C, Mingari M, Biassoni R, Moretta L. Activating receptors and coreceptors involved in human natural killer cell-mediated cytolysis. Annu. Rev. Immunol. 19:197-223, 2001.

23

31. McQueen K, Parham P: Variable receptors controlling activation and inhibition of NK cells. Curr. Opin. Immunol. 14:615-621, 2002.

32. Shilling HG, Young N, Guethlein LA, Cheng NW, Gardiner CM, Tyan D, Parham P. Genetic control of human NK cell repertoire. J. Immunol. 169: 239-247, 2002.

33. Yokohama W, Plougastel B. Immune functions encoded by the natural killer gene complex. Nat. Rev. Immunol. 3:304-316, 2003.

34. Carrington M, Norman P. The KIR gene cluster. National Library of Medicine, Bethesda, MD.

35. Hsu K, Chida S, Geraghty D, Dupont B. The killer cell immunoglobulin-like receptor (KIR) genomic region: gene-order, haplotypes and allelic polymorphism. Immunol. Rev. 190:40-52, 2002.

36. Winter CC, Gumperz JE, Parham P, Long EO, Wagtmann N. Direct binding and functional transfer of NK cell inhibitory receptors reveal novel patterns of HLA-C allotype recognition. J. Immunol. 161:571-577, 1998.

37. Young N, Canavez F, Uhrberg M, Shum B, Parham P. Conserved organization of the ILT/LIR gene family within the polymorphic human leukocyte receptor complex. Immunogenetics 53:270-278, 2001.

38. Martin AM, Kulski JK, Witt C, Pontarotti P, Christiansen FT. Leukocyte Ig-like receptor complex (LRC) in mice and men. Trends Immunol. 23:81-88, 2002.

39. Natarajan K, Dimasi N, Wang J, Mariuzza RA, Margulies DH. Structure and function of natural killer cell receptors: multiple molecular solutions to self, nonself discrimination. Annu. Rev. Immunol. 20:853-885, 2002.

40. Braud VM, Allan DS, O’Callaghan CA, Soderstrom K, D’Andrea A, Ogg GS, Lazetic S, Young NT, Bell JI, Phillips JH, Lanier LL, McMichael AJ. HLA-E binds to natural killer cell receptors CD94/NKG2A, B and C. Nature 391:795-799, 1998.

41. Vance RE, Kraft JR, Altman JD, Jensen PE, Raulet DH. Mouse CD94/NKG2A is a natural killer cell receptor for the nonclassical major histocompatibility complex (MHC) class I molecule Qa-1(b). J. Exp. Med. 188:1841-1848, 1998.

42. Bauer S, Groh V, Wu J, Steinle A, Philips JH, Lanier LL, Spies T. Activation of NK cells and T cells by NKG2D, a receptor for stress-inducible MICA. Science 285:727-729, 1999.

43. Cosman D, Mullberg J, Sutherland CL, Chin W, Armitage R, Fanslow W, Kubin M, Chalupny NJ. ULBPs, novel MHC class I-related molecules, bind to CMV glycoprotein UL16 and stimulate NK cytotoxicity through the NKG2D receptor. Immunity 14:123-133, 2001.

44. Cerwenka A, Bakker AB, McClanahan T, Wagner J, Wu J, Philipps JH, Lanier LL. Retinoic acid early inducible genes define a ligand family for the activating NKG2D receptor in mice. Immunity 12:721-727, 2000.

45. Dienfach A, Jamieson AM, Liu SD, Shastri N, Raulet DH. Ligands for the murine NKG2D receptor: expression by tumor cells and activation of NK cells and macrophages. Nat. Immunol. 1:119-126, 2000.

46. Groh V, Rhinehart R, Secrist H, Bauer S, Grabstein K, Spies T. Broad tumor-associated expression and recognition by tumor-derived gamma delta T cells of MICA and MICB. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96:6879-6884, 1999.

47. Girardi M, Oppenheim D, Steele C, Lewis J, Glusac E, Filler R, Hobby P, Sutton B, Tigelaar R, Hayday A. Regulation of cutaneous malignancy by gamma delta T cells. Science 294:605-609, 294, 2001.

48. Jinushi M, Takehara T, Tatsumi T, Kanto T, Groh V, Spies T, Kimura R, Miyagi T, Mochizuki K, Sasaki Y, Hayashi N. Expression and role of MICA and MICB in human hepatocellular carcinomas and their regulation by retinoic acid. Int. J. Cancer 104:354-361, 2003.

49. Das H, Groh V, Kuijl C, Sugita M, Morita C, Spies T, Bukowski J. MICA engagement by human V gamma 2Vdelta 2T cells enhances their antigen-dependent effector function. Immunity 15:83-93, 2001.

50. Groh V, Rhinehart R, Randolph-Habecker J, Topp M, Riddell S, Spies T. Costimulation of CD8 alpha beta T cells by NKG2D via engagement by MIC induced on virus-infected cells. Nat. Immunol. 2:255-260, 2001.

24

51. Tieng V, Le BC, Du ML, Bertheau P, Desreumaux P, Janin A, Charron D, Toubert A. Binding of Escherichia coli adhesin AfaE to CD55 triggers cell-surface expression of the MHC class I-related molecule MICA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99:2977-2982.

52. Welte S, Sinzger C, Lutz S, Singh-Jasuja H, Sampaio K, Eknigk U, Rammensee H, Steinle A. Selective intracellular retention of virally induced NKG2D ligands by the human cytomegalovirus UL16 glycoprotein. Eur. J. Immunol. 33:194-203, 2003.

53. Robbins SH, Nguyen KB, Takahashi N, Mikayama T, Biron CA, Brossay L. Cutting edge: inhibitory functions of the killer cell lectin-like receptor G1 molecule during the activation of mouse NK cells. J. Immunol. 168:2585-2589, 2002.

54. Mandelboim O, Lieberman N, Lev M, Paul L, Arnon TI, Bushkin Y, Davis DM, Strominger JL, Yewdell JW, Porgador A. Recognition of haemagglutinins on virus-infected cells by NKp46 activates lysis by human NK cells. Nature 409, 1055-1060, 2001.

55. Ferlazzo G, Tsang ML, Moretta L, Melioli G, Steinman RM, Münz C. Human dendritic cells activates resting natural killer (NK) cells and are recognized via the NKp30 receptor by activated NK cells. J. Exp. Med. 195:343-351, 2002.

56. Kopp E, Medzhitov R. Recognition of microbial infection by toll-like receptors. Curr. Opin. Immunol. 15:396-401, 2003.

57. Aderem A, Ulevitch RJ. Toll-like receptors in the induction of the innate immune response. Nature 406:782-787, 2000.

58. Becker I, Salaiza N, Aguirre M, Delgado J, Carrillo-Carrasco N, Kobeh LG, Ruiz A, Cervantes R, Torres AP, Cabrera N, Gonzalez A, Maldonado C, Isibasi A. Leishmania lipophosphoglycan (LPG) activates NK cells through toll-like receptor-2. Mol. Biochem. Parasitol. 130:65-74, 2003.

59. Crocker P. Siglecs: sialic-acid-binding immunoglobulin-like lectins in cell-cell interactions and signaling. Curr. Opin. Struct. Biol. 12:609-615, 2002.

60. Nicoll G, Avril T, Lock K, Furukawa K, Bovin N, Crocker P. Ganglioside GD3 expression on target cells can modulate NK cell cytotoxicity via siglec-7-dependent and –independent mechanisms. Eur. J. Immunol. 33:1642-1648, 2003.

61. Botto M, So A, Giles C, Mason P, Walport M. HLA class I expression on erythrocytes and platelets from patients with systemic lupus erythromatosus, rheumatoid arthritis and from normal subjects. Br. J. Haematol. 75:106-111, 1990.

62. Backström E, Chambers BJ, Ho EL, Naidenko OV, Mariotti R, Fremont DH, Yokoyama WM, Kristensson K, Ljunggren HG. Natural killer cell-mediated lysis of dorsal root ganglia neurons via RAE1/NKG2D interactions. Eur. J. Immunol. 33:92-100, 2003.

63. Esquenazi D, Rozental S, Alviano CS, Travassos LR, Schauer R. Sialic acid are absent from the dermatophytes Trichophyton mentagrophytes and Trichophyton rubrum. Mycoses 46:197-202, 2003.

64. Bancroft GJ. The role of natural killer cells in innate resistance to infection. Curr. Opin. Immunol. 5:503-510, 1993.

65. Yokoyama WM, Seaman WE. The Ly-49 and NKR-P1 gene families encoding lectin-like receptors on natural killer cells: the NK gene complex. Annu. Rev. Immunol. 11:613-635, 1993.

66. Ruscetti FW, Mikovits JA, Kalyanaraman VS, Overton R, Stevenson H, Stromberg K, Herberman RB, Farrar WL, Ortaldo JR. Analysis of effector mechanism against HTLV-I and HTLV-III/LAV-infected lymphoid cells. J. Immunol. 136:3619-3624.

67. Tasca S, Tambussi G, Nozza S, Capiluppi B, Zocchi MR, Soldini L, Veglia F, Poli G, Lazzarin A, Fortis C. Escape of monocyte-derived dendritic cells of HIV-1 infected individuals from natural killer cell-mediated lysis. AIDS 17:2291-2298, 2003.

68. Lee SH, Girard S, Macina D, Busa M, Zafer A, Belouchi A, Gros P, Vidal SM. Susceptibility to mouse cytomegalovirus is associated with deletion of an activating natural killer cell receptor of the C-type lectin superfamily. Nat. Genet. 28:42-45, 2001.

69. Arase H, Mocarski ES, Campbell AE, Hill AB, Lanier LL. Direct recognition of cytomegalovirus by activating and inhibitory NK cell receptors. Science 296:1323-1326, 2002.

25

70. Voigt V, Forbes CA, Tonkin JN, Degli-Esposito MA, Smith HR, Yokoyama WM, Scalzo AA. Murine cytomegalovirus m157 mutation and variation leads to immune evasion of natural killer cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:13483-13488, 2003.

71. Lee SH, Webb JR, Vidal SM. Innate immunity to cytomegalovirus: the Cmv1 locus and its role in natural killer cell function. Microbes Infect. 4:1491-1503, 2002.

72. Lasky T, Rollinghoff M, Solbach W. Natural killer cells participate in the early defense against Leishmania major infection in mice. Eur. J. Immunol. 23:2237-2241, 1993.

73. Scharton TM, Scott P. Natural killer cells are a source of interferon gamma that drives differentiation of CD4+ T cell subsets and induces early resistance to Leishmania major in mice. J. Exp. Med. 178:567-577, 1993.

74. Laurenti MD, Gilund M, Ura DM, Sinhorini IL, Corbett CE, Goto H. The role of natural killer cells in the early period of infection in murine cutaneous leishmaniasis. Braz. J. Med. Biol. Res. 32:323-325, 1999.

75. Kirkpatrick CE, Farrell JP. Leishmaniasis in beige mice. Infect. Immun. 38:1208-1216, 1982.

76. Resnick M, Roguel N, Bercovier H, Enk C, Frankenburg S, Kedar E. Lysis of murine macrophage infected with intracellular pathogens by interleukin 2-activated killer (LAK) cells in vitro. Cell. Immunol. 113:214-219, 1988.

77. Brodskyn CI, Barral A, Boaventura V, Carvalho E, Barral-Netto M. Parasite-driven in vitro human lymphocyte cytotoxicity against autologous infected macrophages from mucosal leishmaniasis. J. Immunol.. 159:4467-4473, 1997.

78. Roder J, Duwe A. The beige mutation in the mouse selectively impairs natural killer cell function. Nature 278:451-453, 1979.

79. Scharton-Kersten T, Scott P. The role of the innate immune response in Th1 cell development following Leishmania major infection. J. Leukoc. Biol. 57:515-522, 1995.

80. Lasky T, Rollinghoff M, Solbach W. Early parasite containment is decisive for resistance to Leishmania major infection. Eur. J. Immunol. 25:2220-2227, 1995.

81. Maasho K, Sanchez F, Schurr E, Hailu A, Akuffo H. Indications of the protective role of natural killer cells in human cutaneous leishmaniasis in an area of endemicity. Infect. Immun. 66:2698-2704, 1998.

82. Scharton-Kersten T, Afonso LC, Wysocka M, Trinchieri G, Scott P. IL-12 is required for natural killer cell activation and subsequent T helper 1 cell development in experimental leishmaniasis. J. Immunol. 154:5320-5330, 1995.

83. Heinzel FP, Schoenhaut DS, Rerko RM, Rosser LE, Gately MK. Recombinant interleukin 12 cures mice infected with Leishmania major. J. Exp. Med. 177:1505-1509, 1993.

84. Murray HW, Hariprashad J. Interleukin 12 is effective treatment for an established systemic intracellular infection: experimental visceral leishmanias. J. Exp. Med. 181:387-391, 1995.

85. Vester B, Müller K, Solbach W, Lasky T. Early gene expression of NK cell-activating chemokines in mice resistant to Leishmania major. Infect. Immun. 67:3155-3159, 1999.

86. Gorak PM, Engwerda CR, Kaye PM. Dendritic cells, but not macrophages, produce IL-12 immediately following Leishmania donovani infection. Eur. J. Immunol. 28:687-695, 1998.

87. Berberich C, Ramirez-Pineda JR, Hambrecht C, Albert G, Skeiky YA, Moll H. Dendritic cell (DC)-based protection against an intracellular pathogen is dependent upon DC-derived IL-12 and can be induced by molecularly defined antigens. J. Immunol. 170:3171-3179, 2003.

88. Nylen S, Maasho K, Soderstrom K, Ilg T, Akuffo H. Live Leishmania promastigotes can directly activate primary human natural killer cells to produce interferon-gamma. Clin. Exp. Immunol. 131:457-467, 2003.

89. Rottenberg M, Cardoni RL, Andersson R, Segura EL, Orn A. Role of T helper/inducer cells as well as natural killer cells in resistance to Trypanosoma cruzi infection. Scand. J. Immunol. 28:573-582, 1988.

90. Sakai T, Hisaeda H, Ishikawa H, Maekawa Y, Zhang M, Nakao Y, Takeuchi T, Matsumoto K, Good RA, Himeno K. Expression and role of heat-shot protein 65 (HSP65) in macrophages during Trypanosoma cruzi infection: involvement of HSP65 in prevention of apoptosis of macrophages. Microbes Infect. 1:419-427, 1999.

26

91. Une C, Andersson J, Eloranta ML, Sunnemark D, Harris RA, Orn A. Enhancement of natural killer (NK) cell cytotoxicity and induction of NK cell-derived interferon-gamma (IFN-gamma) display different kinetics during experimental infection with Trypanosoma cruzi. Clin. Exp. Immunol. 121:499-505, 2000.

92. Sathler-Avelar R, Lemos EM, Reis DD, Medrano-Mercado N, Araujo-Jorge TC, Antas PR, Correa-Oliveira R, Teixeira-Carvalho A, Eloi-Santos SM, Favato D, Martin-Filho OA. Phenotypic features of peripheral blood leucocytes during early stages of human infection with Trypanosoma cruzi. Scand. J. Immunol. 58:655-663, 2003.

93. Hatcher FM, Kuhn RE Cerrone MC, Burton RC. Increased natural killer cell activity in experimental American trypanosomiasis. J. Immunol. 136:313-319, 1981.

94. Hatcher F, Kuhn R. Destruction of Trypanosoma cruzi by natural killer cells. Science 218:295-296, 1982.

95. Albright JW, Hatcher FM, Albright JF. Interaction between murine natural killer cells and trypanosomes of different species. Infect. Immun. 44: 315-319, 1984.

96. Une C, Andersson J, Orn A. Role of IFN-alpha/beta and IL-12 in the activation of natural killer cells and interferon-gamma production during experimental infection with Trypanosoma cruzi. Clin. Exp. Immunol. 134:195-201, 2003.

97. Müller U, Sobeck V, Balkow S, Hölscher C, Müllbacher A, Museteanu C, Mossmann H, Simon MM. Concerted action of perforin and granzymes is crucial for the elimination of Trypanosoma cruzi from mouse tissues, but prevention of early host death is an addition dependent on the FasL/Fas pathway. Eur. J. Immunol. 33:70-78, 2003.

98. Aliberti JC, Cardoso MA Martins GA, Gazzinelli RT, Vieira LQ, Silsa JS. Interleukin-12 mediates resistance to Trypanosoma cruzi in mice and is produced by murine macrophages in response to live trypomastigotes. Infect. Immun. 64:1961-1967, 1996.

99. Cardillo F, Voltarelli JC, Reed SG, Silva JS. Regulation of Trypanosoma cruzi infection in mice by gamma interferon and interleukin 10: role of NK cells. Infect. Immun. 64:128-134, 1996.

100. Hunter CA, Slifer T, araujo F. Interleukin-12-mediated resistance to Trypanosoma cruzi is dependent on tumor necrosis factor alpha and gamma interferon. Infect. Immun. 64:2381-2386, 1996.

101. Tachado SD, Schofield L. Glycosylphosphatidylinositol toxin of Trypanosoma brucei regulates IL-1 alpha and TNF-alpha expression in macrophages by protein tyrosine kinase mediated signal transduction. Biochem. Biophys. Res. Commun. 205:984-991, 1994.

102. Carmago M, Almeida I, Pereira M, Fergusson M, Travassos L, Gazzinelli R. Glycosylphosphatidylinositol-anchored mucin-like glycoproteins isolated from Trypanosoma cruzi trypomastigotes initiate the synthesis of proinflammatory cytokines by macrophages. J. Immunol. 158:5890-5901, 1997.

103. Carmago M, Andrade A, Almeida I, Travassos L, Gazzinelli R. Glycoconjugates isolated from Trypanosoma cruzi but not from Leishmania species membranes trigger nitric oxide synthesis as well as microbicidal activity in IFN-gamma-primed macrophages. J. Immunol. 159:613-6139, 1997.

104. Ouassi A, Guilvard E, Delneste Y, Caron G, Magistrelli G, Herbault N, Thieblemont N, Jeannin P. The Trypanosoma cruzi Tc52-released protein induces human dendritic cell maturation, signals via Toll-like receptor 2, and confers protection against lethal infection. J. Immunol. 168:6366-6374, 2002.

105. De Arruda Hinds LB, Previato LM, Previato JO, Vos Q, Mond JJ, Pecanha LM. Modulation of B-lymphocyte and NK cell activities by glycoinositolphospholipid purified from Trypanosoma cruzi. Infect. Immun. 67:6177-6180, 1999.

106. Sher A, Collazo C, Scanga C, Jankovic D, Yap G, Aliberti J. Induction and regulation of IL-12-dependent host resistance to Toxoplasma gondii. Immunol. Res. 27:521-528, 2003.

107. Hauser Jr. WE, Tsai V. Acute Toxoplasma infection of mice induces spleen NK cells that are cytotoxic for T. gondii in vitro. J. Immunol. 136:313-319, 1986.

27

108. Kamiyama T, Hagiwara T. Augmented followed by suppressed levels of natural cell-mediated cytotoxicity in mice infected with Toxoplasma gondii. Infect. Immun. 36:628-636, 1982.

109. Hauser Jr. WE, Sharma SD, Remington JS. Natural killer cells induced by acute and chronic Toxoplasma infection. Cell. Immunol. 69:330-346, 1982.

110. Subauste CS, Dawson L, Remington JS. Human lymphokine-activated killer cells are cytotoxic against cells infected with Toxoplasma gondii. J. Exp. Med. 176:1511-1519, 1992.

111. Hughes HP, Kasper LH, Little J, Dubey JP. Absence of a role for natural killer cells in the control of acute infection by Toxoplasma gondii oocysts. Clin. Exp. Immunol. 72:394-399, 1988.

112. Jonhson LL, Sayles PC. Strong cytolytic activity of natural killer cells is neither necessary nor sufficient for preimmune resistance to Toxoplasma gondii infection. Nat. Immun. 14:209-215, 1995.

113. Hunter CA, Candolfi E, Subauste C, Van Cleave V, Remington JS. Studies on the role of interleukin-12 in acute murine toxoplasmosis. Immunology 84:16-20, 1995.

114. Denkers EY, Gazzinelli RT, Martin D, Sher A. Emergence of NK1.1+ cells as effectors of IFN-gamma dependent immunity to Toxoplasma gondii in MHC class I-deficient mice. J: Exp. Med. 178:1465-1472, 1993.

115. Gazzinelli RT, Hieny S, Wynn TA, Wolf S, Sher A. Interleukin 12 is required for the T-lymphocyte-independent induction of interferon gamma by an intracellular parasite and induces resistance in T-cell-deficient hosts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90:6115-6119, 1993.

116. Sher A, Oswald IP, Hieny S, Gazzinelli RT. Toxoplasma gondii induces a T-independent IFN-gamma response in natural killer cells that requires both adherent accessory cells and tumor necrosis factor-alpha. J. Immunol. 150:3982-3989, 1993.

117. Scharton-Kersten TM, Wynn TA, Denkers EY, Bala S, Grunvald E, Hieny S, Gazzinelli RT, Sher A. In the absence of endogenous IFN-gamma, mice develop unimpaired IL-12 responses to Toxoplasma gondii while failing to control acute infection. J. Immunol. 157:4045-4054, 1996.

118. Ries e Sousa C, Sher A, Kaye P. The role of dendritic cells in the induction and regulation of immunity to microbial infection. Curr. Opin. Immunol. 113:214-219, 1999.

119. Aliberti J, Reis e Sousa C, Schito M, Hieny S, Wells T, Huffnagle GB, Sher A. CCR5 provides a signal for microbial induced production of IL-12 by CD8 alpha+dendritic cells. Nat. Immunol. 1:83-87, 2000.

120. Scanga CA, Aliberti J, Jankovic D, Tilloy F, Bennouna S, Denkers EY, Medzhitov R, Sher A. Cutting edge: MyD88 is required for resistance to Toxoplasma gondii infection and regulates parasite-induced IL-12 production by dendritic cells. J. Immunol. 168:5997-60011, 2002.

121. Debierre-Grockiego F, Azzouz N, Schmidt J, Dubremetz JF, Geyer H, Geyer R, Weingart R, Schmidt RR, Schwarz RT. Roles of glycosylphosphatidylinositols of Toxoplasma gondii: induction of tumor necrosis factor alpha production in macrophages. J. Biol. Chem. 278:32987-32993, 2003.

122. Stevenson MM, Su Z, Sam H, Mohan K. Modulation of host responses to blood-stage malaria by interleukin-12: from therapy to adjuvant activity. Microbes Infect. 3:49-59, 2001.

123. Stevenson MM, Tam MF, Wolf SF, Sher A. IL-12-induced protection against blood-stage Plasmodium chabaudi AS requires IFN-gamma and TNF alpha and occurs via a nitric oxide-dependent mechanism. J. Immunol. 155:2545-2556, 1995.

124. Mohan K, Moulin P, Stevenson M. Natural killer cell cytokine production and not cytotoxicity, contributes to resistance against blood-stage Plasmodium chabaudi AS infection. J. Immunol. 159:4990-4998.

125. De Souza JB, Williamson KH, Otani T, Playfair JH. Early gamma interferon responses in lethal and nonlethal murine blood-stage malaria. Infect. Immun. 65:1593-1598, 1997.

28

126. Choudhury H, Sheikh N, Bancroft G, Katz D, De Souza JB. Early nonspecific immune responses and immunity to blood-stage nonlethal Plasmodium yoelii malaria. Infect. Immun. 68:6127-6132, 2000.

127. Solomon J. Natural cytotoxicity for Plasmodium berghei in vitro by spleen cells from susceptible and resistant rats. Immunology 59:277-281, 1986.

128. Ojo-Amaize E, Vilcek J, Cochrane A, Nussenzweig R. Plasmodium berghei sporozoites are mitogenic for murine T cells, induce interferon and activate natural killer cells. J. Immunol. 133:1005-1009, 1984.

129. Doolan D, Hoffman S. IL-12 and NK cells are required for antigen-specific adaptive immunity against malaria initiated by CD8+ T cells in the Plasmodium yoelii model. J. Immunol. 163:884-892, 1999.

130. Artavanis-Tsakonas K, Riley E. Innate immune response to malaria: rapid induction of IFN-gamma from human NK cells by live Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. J. Immunol. 169:2956-2963, 2002.

131. Ojo-Amaize E, Salimonu L, Williams A, Akinwolere O, Shabo R, Alm G, Wigzell H. Positive correlation between degree of parasitémie interferon titers, and natural killer cell activity in Plasmodium falciparum-infected children. J. Immunol. 127:2296-2300, 1981.

132. Orago A, facer C. Cytotoxicity of human natural killer (NK) cell subsets for Plasmodium falciparum erythrocytic schizonts: stimulation by cytokines and inhibition by neomycin. Clin. Exp. Immunol. 86:22-29, 1991.

133. Mavoungou E, Luty A, Kremsner PG. Natural killer (NK) cell-mediated cytolysis of Plasmodium falciparum-infected human red blood cells in vitro. Eur. Cytokine. Netw. 14:134-142, 2003.

134. Hermesen CC, Konijnenberg Y, Mulder L, Loe C, van Deuren M, van der Meer JW, van Mierlo GJ, Eling WM, Hack CE, Sauerwein RW. Circulating concentrations of soluble granzyme A and B increase during natural and experimental Plasmodium falciparum infections. Clin. Exp. Immunol. 132:467-472, 2003.

135. Cooke BM, Mohandas N, Coppel RL. The malaria-infected red blood cell: structural and functional changes. Adv. Parasitol. 50:1-86, 2001.

136. Crandall I, Sherman IW. Cytoadherence-related neoantigens on Plasmodium falciparum (human malaria)-infected human erythrocytes result from the exposure of normally cryptic regions of the band 3 protein. Parasitology 108 (Pt 3), 257-267, 1994.

137. Craig A, Scherf A. Molecules on the surface of the Plasmodium falciparum infected erythrocyte and their role in malaria pathogenesis and immune evasion. Mol. Biochem. Parasitol. 115:129-143, 2001.

138. Artavanis-Tsakonis K, Riley E. Innate immune response to malaria: rapid induction of IFN-gamma from human NK cells by live Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. J. Immunol. 169:2956-2963, 2003.

139. Uhrberg M, Valiante N, Shum B, Shilling H, Lienert-Wiedenback K, Corliss B, Tyan D, Lanier LL, Parham P. Human diversity in killer cell inhibitory receptor genes. Immunity. 7:753-763, 1997.

140. Arbour N, Lorenz E, Schutte B, Zabner J, Kline J, Jones M, Frees K, Watt J, Schwartz D. TLR4 mutations are associated with endotoxin hyporesponsiveness in humans. Nat. Genet. 25:187-191, 2000.

141. Rajalingam R, gardiner CM, Canavez F, Vilches C, Parham P. Identification of seventeen novel KIR variants : fourteen of them from two non-Caucasian donors. Tissue antigens 57:22-31, 2001.

142. Martin M, Gao X, Lee J, Nelson G, Detels R, Goedert J, Buchbinder S, Hoots K, Vlahov D, Trowsdale J, Wilson M, O’Brien S, Carrington M. Epistatic interaction between KIR3DS1 and HLA-B delays the progression to AIDS. Nat. Genet. 31:429-434, 2002.

143. Khakoo SI, Thio CL, Martin MP, Brooks CR, Gao X, Cheng J, Goedert JJ, Vlahov D, Hilgartner M, Cox S, Little AM, Alexander GJ, Cramp ME, O’Brien SJ, Rosenberg WMC, Thomas DL, Carrington M. HLA and NK cell inhibitory genes in resolving genes in resolving hepatitis C virus infection. Science 305:872-874, 2004.