INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE DANS
116
ANDRIAMIRAHO Nasandratra INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE DANS L’ALIMENTATION DU POULET DE CHAIR Thèse pour l’obtention du Diplôme d’État de Docteur en Médecine Vétérinaire
Transcript of INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE DANS
ANDRIAMIRAHO Nasandratra
INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE DANS
L’ALIMENTATION DU POULET DE CHAIR
Thèse pour l’obtention du Diplôme d’État de Docteur en Médecine Vétérinaire
UNIVERSITÉ D’ANTANANARIVO
FACULTÉ DE MÉDECINE
DÉPARTEMENT D’ENSEIGNEMENT DES SCIENCES ET DE MÉDECINE
VÉTÉRINAIRES
Année : 2018 N° : 0275VET
INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE DANS
L’ALIMENTATION DU POULET DE CHAIR
THÈSE
Présentée et soutenue publiquement le 19 Septembre 2018 à Antananarivo
Par
Madame ANDRIAMIRAHO Nasandratra
Née le 21 Janvier 1993 à Befelatanana
Pour obtenir le grade de
DOCTEUR EN MÉDECINE VÉTÉRINAIRE
(Diplôme d'État)
Directeur de la Thèse : Professeur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène
MEMBRES DU JURY
Président : Professeur RASAMINDRAKOTROKA Andriamiliharison
Jean
Juges : Professeur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël
: Professeur RATSIMBAZAFIMAHEFA RAHANTALALAO
Henriette
Rapporteur : Professeur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène
DÉDICACES ET REMERCIEMENTS
DÉDICACES
À Dieu tout puissant,
Pour avoir exaucé mes prières au-delà de mes rêves.
À ma mère RALIMANANA Vololomihanta,
Qui nous a quittés trop tôt. Nous te garderons toujours en mémoire.
À mon père ANDRIAMPARANY Tahina,
Pour ses efforts sans relâche, et qui nous a appris la valeur des études.
À mes deux sœurs Faniry et Fy,
Pour leur amour, dévouement etsurtout leurs aimables encouragements.Trouvez en ce
travail l’expression de ma profonde reconnaissance.
À mon époux et mon fils,
Qui étaient toujours là pour moi. Je vous aime tant.
À toute ma famille RASOLONJATOVO et RALIMANANA,
À la famille RABEMANANTSOA,
Aux éclaireuses de l’ANTOKO HABAKABAKA,
À la promotion FANTSY,
Les moments passés ensemble resteront gravés dans ma mémoire.
À NOTRE MAITRE ET PRÉSIDENT DE THÈSE
Monsieur le Docteur RASAMINDRAKOTROKA Andriamiliharison Jean
- Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en
Immunologie à la Faculté de Médecine d’Antananarivo
- Ancien Ministre de la Santé Publique.
Vous nous avez accordé un grand honneur en acceptant de présider le jury de notre
thèse malgré vos multiples occupations.
Veuillez trouver ici l’expression de notre profonde reconnaissance.
À NOS MAITRES ET HONORABLES JUGES DE THÈSE
Monsieur le Docteur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël
- Professeur Titulaire Honoraire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en
Microbiologie et de Parasitologie à l’École Supérieure des Sciences
Agronomiques
- Enseignant à la Faculté de Médecine d’Antananarivo et au Département
d’Enseignement des Sciences et de Médecine Vétérinaires
Nous sommes particulièrement honorés que vous avez accepté de juger notre travail.
Veuillez trouver ici l’expression de notre profonde reconnaissance et de nos sentiments
respectueux.
Madame le Docteur RATSIMBAZAFIMAHEFA RAHANTALALAO Henriette
- Professeur Titulaire d'Enseignement Supérieur et de Recherche en Santé
Publique à la Faculté de Médecine d’Antananarivo
- Ancien Ministre de la Santé Publique
Pour avoir accepté de juger ce travail malgré votre emploi du temps chargé et vos
responsabilités. Veuillez accepter toute notre reconnaissance.
À NOTRE MAITRE, DIRECTEUR ET RAPPORTEUR DE THÈSE
Monsieur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules Mbolatianarizao
- Professeur d’Enseignement Supérieur et de Recherche en Sciences
Agronomique à l’École Supérieure des Sciences Agronomiques Antananarivo
- Chef de Département de Science animale à l’École Supérieure des
Sciences Agronomiques Antananarivo
Vous avez encadré ce travail avec rigueur et attention. Votre simplicité, votre
disponibilité et surtoutvos qualités intellectuelles nous ont beaucoup marqués. Et
malgré vos occupations multiples, vous avez acceptéencorede rapporter ce travail de
thèse. Veuillez accepter nos sincères remerciementset profonde reconnaissance.
À NOTRE MAITRE ET DOYEN DE LA FACULTÉ DE MÉDECINE
D’ANTANANARIVO
Monsieur le Professeur SAMISON Luc Hervé
Veuillez recevoir notre haute et respectueuse considération.
À NOTRE MAITRE ET RESPONSABLE DE LA MENTION VÉTÉRINAIRE
Monsieur le Professeur RAFATRO Herintsoa
Nous vous exprimons nos hommages respectueux.
À TOUS NOS MAITRES ET ENSEIGNANTS DE LA FACULTÉ DE
MÉDECINE ET DU DÉPARTEMENT D’ENSEIGNEMENT DES SCIENCES ET
DE MÉDECINE VÉTÉRINAIRES, A TOUS CEUX QUI ONT PARTICIPÉS A
NOTRE FORMATION
Nous vous adressons un vif remerciement pour avoir partagé ces connaissances durant
toutes ces longues années.
À TOUS LES PERSONNELS ADMINISTRATIFS ET TECHNIQUES DE LA
FACULTÉ DE MÉDECINE ET DU DÉPARTEMENT D’ENSEIGNEMENT DES
SCIENCES ET DE MÉDECINEVÉTÉRINAIRES
Nos respects et sincères remerciements.
REMERCIEMENTS
Ce travail est le fruit des efforts conjugués de nombreuses personnes.
Ainsi, nous tenons à remercier sincèrement :
- GRET et DRZV de m’avoir soutenu financièrement jusqu’au boutà travers le
projet HOBA/ASARA.
- Tous les responsables du Département de Recherches Zootechniques et
Vétérinaire DRZV/ FOFIFA :
Madame le Dr RALINIAINA Modestine le Chef de Département du DRZV,
Madame le Dr RAKOTOMANANA Olga, Monsieur RAZAFINDRALAMBO
Joseph Roger, Monsieur RAZAFINDRALAMBO Jean Erick et surtout
Monsieur RAZAFINARIVO Tsirinirina Donnah
- Toute l’équipe duCentre de Recherches Zootechniques et Fourragères de
Kianjasoa,
Particulièrement, à Monsieur RAKOTOZANDRINY Hajanirina et Monsieur
RAKOTOMALALA Sylvain, techniciens d’élevage de la station, pour leur aide,
leur générosité, leur hospitalité et surtout pour ces partages intellectuels.
- Monsieur RANDRIANANDRASA Alain Michel
- Madame RAMAROSON Vonimihaingo, responsable LAS Ambatobe.
- A ceux qui ont contribués de près ou de loin à la réalisation de ce travail
Mes vifs remerciements.
SOMMAIRE
Pages
INTRODUCTION ........................................................................................................... 1
PREMIÈRE PARTIE : RAPPELS ............................................................................... 1
I. ALIMENTATION DES VOLAILLES .................................................................. 3
1. Classification scientifique du poulet .......................................................................... 3
2. Anatomie et physiologie digestive du poulet ............................................................. 3
3. Besoin nutritionnel et recommandation alimentaire des poulets de chair ................. 5
II. Mucuna .................................................................................................................... 11
1. Classification systématique ...................................................................................... 11
2. Description ............................................................................................................... 11
3. Caractéristiques nutritionnelles du Mucuna pruriens .............................................. 12
4. L-DOPA ................................................................................................................... 15
5. Procédés de réduction des Facteurs Anti-Nutritionnels ........................................... 17
6. Utilisation du Mucuna .............................................................................................. 19
III. ANALYSE SENSORIELLE ................................................................................. 19
1. Principe de l’analyse sensorielle .............................................................................. 19
2. Méthodes d’analyse sensorielle ............................................................................... 20
3. Test triangulaire ou test A-nonA .............................................................................. 21
4. Effet de l’alimentation sur la qualité organoleptique de la viande .......................... 21
DEUXIÈME PARTIE : MÉTHODES ET RÉSULTATS ......................................... 22
I. MÉTHODES .......................................................................................................... 22
1. Cadre de l’étude ....................................................................................................... 22
2. Type d’étude ............................................................................................................ 22
3. Période étudiée et durée de l’étude .......................................................................... 22
4. Matériel animal ........................................................................................................ 23
5. Préparation du Mucuna ............................................................................................ 24
6. Matériels d’élevage .................................................................................................. 24
7. Conduite alimentaire ................................................................................................ 25
8. Prophylaxie .............................................................................................................. 28
9. Mesure des valeurs ................................................................................................... 29
10. Détermination des paramètres étudiés .......................................................... 30
11. Analyses statistiques ..................................................................................... 32
12. Analyses sensorielles .................................................................................... 32
13. Considérations éthiques ................................................................................ 35
14. Limites .......................................................................................................... 35
II. RÉSULTATS .......................................................................................................... 36
1. Paramètre d’ambiance .............................................................................................. 36
2. Poids moyen ............................................................................................................. 36
3. Gain Moyen Quotidien ............................................................................................ 38
4. Consommation Alimentaire Individuelle ................................................................. 40
5. Indice de Consommation ......................................................................................... 41
6. Taux de mortalité ..................................................................................................... 42
7. Coût de production ................................................................................................... 42
8. Qualité organoleptique ............................................................................................. 43
TROISIÈME PARTIE : DISCUSSION ...................................................................... 45
CONCLUSION .............................................................................................................. 56
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
LISTE DES FIGURES
Pages
Figure 1 : Schéma de l’appareil digestif du poulet ....................................................... 4
Figure 2 : Représentation schématique du mécanisme de la digestion chez le poulet . 5
Figure 3 : Schéma de la répartition de l’énergie dans l’organisme .............................. 7
Figure 4 : Variétés de la graine de Mucuna ................................................................ 12
Figure 5 :Structure chimique de la L-DOPA .............................................................. 16
Figure 6 : Métabolisme de la L-DOPA....................................................................... 16
Figure 7 : Évolution de la température (°C) à l’intérieur du bâtiment d’élevage….
suivant les moments de la journée en fonction du temps .......................... 36
Figure 8 : Évolution du poids vif moyen (g) des poulets de chair dans chaque lot .... 37
Figure 9 : Gain Moyen Quotidien total (g/j) des poulets dans chaque lot jusqu’à……
la fin de l’expérimentation ......................................................................... 39
Figure 10 : Quantité d’aliment consommé (g/j/poulet) durant l’étude expérimentale 40
Figure 11 : Indice de Consommation des poulets de chair en fonction du régime……
alimentaire durant l’expérience ................................................................. 41
Figure 12 : Fréquences de bonne et mauvaise réponse au test triangulaire .................. 44
LISTE DES TABLEAUX
Pages
Tableau I : Apports recommandés à différents stades de vie en protéines, …….
acides aminés et en minéraux en fonction du niveau énergétique de……
la ration (kcal d’EM/Kg) chez le poulet de chair….……..........…..……10
Tableau II : Caractéristiques nutritionnelles de la graine Mucuna pruriens…………
de l’Androy …………………………………………………………..14
Tableau III : Composition (en %) en matières premières des différentes rations ….
ayant servi à nourrir les poulets de chair durant la phase de croissance et
phase de finition de l’expérimentation….………………………...…….26
Tableau IV : Valeurs bromatologiques théoriques des différentes rations ayant serv à
nourrir les poulets de chair durant la période de l’expérimentation…....27
Tableau V : Quantité d’aliment distribué par poulet par jour durant chaque …..
semaine ………………………………………………………………28
Tableau VI :.Programme de vaccination des poulets de chair avant …………….
l’étude expérimental …………………………………………………..29
Tableau VII : Effectif d’échantillon de viande pour le test sensoriel ………………..33
Tableau VIII : GMQ partiel (g/j) des poulets de chair en fonction de la période..
d’élevage …………………………………………………………...38
Tableau IX : Prix des rations alimentaires en Ariary par kilogramme ……………...42
Tableau X : Coût global de production (Ar/Kg de poids vif) ………………………43
LISTE DES ANNEXES
Annexe 1 : Différents types de traitement du Mucuna
Annexe 2 : Caractéristiques nutritionnelles de certaines matières premières utilisées
pour la fabrication de provendes des poulets de chair.
Annexe 3 : Préparation de l’aliment avant leur distribution
Annexe 4 : Différentes fiches de collecte de données
Annexe 5 : Ordre des échantillons de viande présenté aux jurys lors du test
triangulaire
Annexe 6 : Table statistique au test triangulaire
Annexe 7 : Fiche des participants au test organoleptique
Annexe 8 : Test de Tukey: Analyse des différences entre les poids moyens des
poulets à la fin de la croissance des groupes avec un intervalle de
confiance à 95%
Annexe 9 : Tukey (HSD) / Analyse des différences entre les poids moyens à terme
des poulets des groupes avec un intervalle de confiance à 95%
Annexe 10 : Classement décroissant et regroupements des groupes ayant des poids
moyens à terme non significativement différentes à un intervalle de
confiance de 95% d’après le test de Tukey.
Annexe 11 : Test de Dunnett / Comparaison des GMQ des poulets durant la phase
de croissance des groupes expérimentaux avec le groupe de contrôle
témoin avec un intervalle de confiance à 95%
Annexe 12 : Test de Dunnett / Comparaison des GMQ cumulésdes groupes
expérimentaux avec le groupe de contrôle témoin avec un intervalle de
confiance à 95%
Annexe 13 : Consommation Alimentaire Individuelle hebdomadaire (g/j/poulet)
pendant l’expérimentation
Annexe 14 : Classement décroissant et regroupements des groupes ayant des CAI
totale non significativement différentes à un intervalle de confiance de
95% d’après le test de Tukey.
Annexe 15 : Indice de Consommation hebdomadaire pendant l’expérimentation
Annexe 16 : Résultats de l’analyse discriminative
LISTE DES SIGLES ET ABRÉVIATIONS
°C : Degré Celsius
CAI : Consommation Alimentaire Individuelle
CMV : Complément Minéral Vitaminé
CRZF : Centre de RecherchesZootechnique et Fourragère
DRZV : Département de Recherche Zootechnique et Vétérinaire
EM : Énergie Métabolisable
FANs : Facteurs Anti-Nutritionnels
FAO : Food and Agriculture Organization
FOFIFA : FOibem-pirenena momban’ ny FIkararohana ampiharina amin’ny
FAmpandrosoana eny ambanivohitra
GMQ : Gain Moyen Quotidien
GRET : Groupe de Recherche et d’Échanges Technologiques
h : Heure
IC : Indice de Consommation
IEMVT : Institut d’Élevage et de Médecine Vétérinairedes pays Tropicaux
ITAVI : Institut Technique de l’AVIculture
j : Jour
K : Kalium (Potassium)
Kg : Kilogramme
Km : Kilomètre
LAS : Laboratoire d’Analyse Sensorielle
L-DOPA : 3,4-dihydroxy-L-phenylalanine ou le 3-hydroxy-L-trypsine
Mg : Magnésium
MS : Matière Sèche
mn : Minute
M. : Mucuna
Na : Natrium (Sodium)
INTRODUCTION
1
INTRODUCTION
Le développement des performances de production et de consommation de
produits avicoles sévit dans tous les continents [1]. La valorisation des ressources
alimentaires constitue en effet l’un des piliers pour obtenir une bonne performance en
aviculture[2]. Aujourd’hui, les aliments destinés aux volailles, y compris les poulets de
chair, couvrent à peu près tous les besoins nutritionnels et des progrès dans la nutrition
et l’alimentation ont été observés. En effet, une alimentation équilibrée fait aussi
disparaître certains risques pathologiques dus à des carences en protéines, vitamines et
minéraux [1]. Dans les pays en développement, les sources de protéines
conventionnelles sont rares, coûteuses. Des études ont été faites sur l’utilisation, dans
l’alimentation des poulets de chair, des protéines d’origine animale et végétale
disponibles localement [3]. Mucuna est une légumineuse annuelle cultivée pour son
fourrage de bonne qualité et surtout de ses graines, et utilisée comme source de protéine
non conventionnelle. Il existe plusieurs variétés cultivées dans le monde (Amérique,
Australie, Afrique et Asie) parmi ces variétés est Mucuna pruriens var. utilis noir [4]. Il
est répandu dans les pays tropicaux et plusieurs variétés sauvages sont rencontrées dans
les régions tropicales [5]. Ces graines sont intéressantes pour l’alimentation des
animaux. Plus précisément, les graines du Mucuna représentent une source intéressante
de protéines et de matières grasses [6]. Leurs compositions en acides aminés et de
minéraux (calcium, le Mg et le fer) sont relativement importantes [7].
En Afrique, l’élevage des animaux à cycle court, surtout des volailles,
représente une source financière importante [2, 8]. Au Sénégal, l’aviculture moderne est
un secteur économique dynamique [9]. La population africaine représente 11,5% de la
population mondiale et forme avec l’Inde les deux régions du monde les plus pauvres,
mais sa production avicole constitue les 4% de la production mondiale de volailles [10].
Mais l’alimentation représente une contrainte majeure dans le développement de
l’aviculture [1]. La concurrence alimentaire entre l’homme et les monogastriques
devient préoccupante en raison de l’augmentation de la population humaine et de
l’industrialisation du secteur avicole moderne en Afrique [8].
À Madagascar, l’aviculture est en extension. Le poulet de chair représente
32% du marché de poulet de l’île contre 56% pour le poulet de race locale et 12% pour
le poulet reformé [11]. La disponibilité des matières premières pour l’alimentation des
2
animaux dépend de la région et de la saison. Ce qui entraine des problèmes de sous-
alimentation et de diminution des performances des poulets [12].
Mucuna pruriens var. utilis noir est une plante disponible en grande
importance dans les terres arides dans le sud (Ambovombe et Moyen-Ouest) de
Madagascar. Cependant malgré les importantes valeurs nutritionnelles, les graines
Mucuna présentent des contraintes nutritionnelles dues à des Facteurs Anti-
Nutritionnels dont le principalest la L-DOPA.Etant donné que l’incorporation de ces
graines dans la ration des poulets de chair est limitée par ces FANs, la question se pose :
quelles sont les effets de l’incorporation de la graine Mucuna pruriens var. utilis noir
traitée sur les performances et la qualité organoleptique du poulet de chair ? Les
hypothèses de cette recherche sont : Mucuna traitée améliore les performances
zootechnico-économiques du poulet de chair ;la qualité organoleptique du poulet nourri
par du Mucuna est identique à la qualité organoleptique originale du poulet de chair
nourri sans Mucuna.
Le présent travail a pour objectif général d’évaluer les effets de
l’incorporation de la graine Mucunapruriens var. utilis noir traitée dans l’alimentation
du poulet de chair sur les performances zootechnico-économiques et sensorielles.
Comme objectifs spécifiques, l’étude vise à déterminer les performances zootechniques
des poulets de chair, puis à établir le coût de production des poulets nourris et non
nourris par duMucuna,enfinà analyser l’effet de l’incorporation du Mucuna sur la
qualité organoleptique de la viande de poulet de chair.
Le présent document comportera trois parties. La première partie est une
synthèse bibliographique. La deuxième décrit les matériels et les méthodes utilisées
ainsi que les résultats. La troisième partie regroupe la discussion, les perspectives et la
conclusion.
PREMIÈRE PARTIE : RAPPELS
3
I. ALIMENTATION DES VOLAILLES
1. Classification scientifique du poulet
Selon la classification scientifique, le poulet est classé dans [13] :
- Règne : Animal
- Classe : Oiseaux
- Embranchement : Vertébrés
- Sous-embranchement : Carinates
- Ordre : Galliformes
- Famille : Phasianidés
- Genre : Gallus
- Espèce : domesticus
- Sous espèce : domesticus
2. Anatomie et physiologie digestive du poulet
L’appareil digestif des volailles est relativement court (Figure 1) et apparaît
très adapté pour transformer les aliments concentrés en éléments nutritifs. Il possède
une grande efficacité digestive et d’absorption, ce qui lui permet de bien valoriser la
ration qui séjourne 10 h dans le tube digestif [14] (Figure 2).
Les aliments, après préhension par le bec, sont transférés dans le
proventricule, avec un stockage préalable dans le jabot [15]. Ce stockage est régulé par
l’état de remplissage du gésier : si le gésier est plein, le chyme est stocké dans le jabot
[16].
Le proventricule et le gésier jouent respectivement les rôles
complémentaires de l’estomac chimique et de l’estomac mécanique [17]. Le gésier est
séparé du proventricule et du duodénum respectivement par l’isthme et le pylore. La
région pylorique permet de réguler le passage du chyme du gésier vers le duodénum, et
joue un rôle de filtre en ne laissant passer que des particules de très faible taille [18],
sans être un sphincter [19], c’est à dire que le pylore chez le poulet, autorise les reflux
du duodénum vers le gésier.
L’intestin grêle des oiseaux est divisé en 3 parties anatomiques plus ou
moins distinctes : duodénum, jéjunum et iléon. Les caeca sont accolés à la jonction
iléon-colon [20, 21]. L’entrée dans les cæca est sélective : seule la fraction liquide ou
4
les particules très fines, provenant du chyme ou de l'urine par rétro péristaltisme [22]
entrent dans les cæca [21,23]. Chez le poulet, les fermentations digestives microbiennes
ont lieu dans les caeca, essentiellement [24].
Le gros intestin, ou rectum, est très court chez le poulet [25]. Le gros
intestin est le siège de fermentations microbiennes intenses [26] qui sont négligeables
chez le poulet au niveaudu colon.
L’originalité de la partie terminale encore appelée cloaque est
l’aboutissement à la fois du rectum et des voies uro-génitales. Cette particularité
anatomique rend difficile la détermination de l’énergie digestible chez les oiseaux,
conduisant ainsi dans la pratique à la mesure de l’Énergie Métabolisable [20].
Figure 1 : Schéma de l’appareil digestif du poulet
Source : Gadoud R. Nutrition et alimentation des animaux d’élevage.
Foucher. INRAP. 1992. [27]
5
Figure 2: Représentation schématique du mécanisme de la digestion chez le
poulet
Source : Surdeau, Henaff. Quelques rappels sur les mécanismes
physiologiques. In : Bordeaux C, Antoine R, dir. Alimentation des volailles en
agriculture biologique. INRA : Paris ; 2015. p.7-12 [28].
3. Besoin nutritionnel et recommandation alimentaire des poulets de
chair
Le besoin alimentaire chez l’animal se définit par la quantité d’aliment
équilibré qui est nécessaire pour une production maximale, en viande chez le poulet de
chair. Les éléments nutritionnels à apporter dans la ration sont :
ALIMENT ET EAU
BEC
Préhension de l’aliment
Mastication faible
PROVENTRICULE
Jabot - humidification
GÉSIER
INTESTIN GRÊLE
Début de digestion de
protéine
Broyage- poursuite de la
digestion des protéines
Bile digestion
Enzyme
CLOAQUE
Urine
FIENTES
Fèces + urine
SANG
NUTRIMENTS +
EAU + SELS
MINÉRAUX
6
L’énergie
Matières azotées ou protéines brutes
Les acides aminés essentiels
Les minéraux : Calcium et Phosphore
3.1. Besoins en énergie
Les dépenses énergétiques des oiseaux sont de deux types : les dépenses
d’entretien et celles qu’exige la production [14]. Les besoins d’entretien sont les
dépenses nécessaires au métabolisme de base, la thermogénèse adaptative, la
thermogénèse alimentaire et l’activité physique. Les besoins de production
correspondent à l’énergie des produits et de la thermogénèse liée aux synthèses (Figure
3).
Chez la volaille, l’énergie métabolisable est la seule forme d’expression des
besoins. Les besoins recommandés en énergie chez les poulets oscillent entre 2800 et
3200 kcald’EM/Kg MS d’aliment [29] (Tableau I).
Pour éviter une décroissance des performances zootechniques de la volaille,
il est recommandé que le rapport Énergie/Protéine garde une valeur optimum dans les
régimes alimentaires. Ce rapport varie entre 125 à 150 [30]. L’accroissement du niveau
énergétique conduit toujours à une amélioration de l’Indice de Consommation et de la
vitesse de croissance [31].
7
Figure 3 : Schéma de la répartition de l’énergie dans l’organisme
Source : Labrier M, Lerclercq B. Nutrition et alimentation de volailles.
INRA : Paris ; 1992. 335p [14].
ÉNERGIE BRUTE DE L’ALIMENT (EB)
ÉNERGIE DIGESTIBLE (ED)
ÉNERGIE MÉTABOLISABLE (EM)
ÉNERGIE NON DIGESTIBLE
(fécale)
(3-30% de EB)
ÉNERGIE URINAIRE
(5-15% de ED)
ÉNERGIE
D’ENTRETIEN
(40%-100% de EM)
ÉNERGIE DE PRODUCTION
(EP)
(0-60% de EM)
EXTRA CHALEUR
D’ENTRETIEN
(25% de EM)
EXTRA CHALEUR
DE PRODUCTION
(10-60% de EP)
ÉNERGIE NETTE
D’ENTRETIEN
MÉTABOLISME DE BASE
THERMOGENÈSE
ADAPTATIVE
ACTIVITÉ PHYSIQUE
ÉNERGIE NETTE DE
PRODUCTION
ÉNERGIE DES PRODUITS
8
3.2. Besoins en protéines et en acides aminés essentiels
Les protéines constituent la majeure partie de la viande de poulet et des
œufs. Les besoins en protéines sont donc importants chez la volaille. Les protéines
constituent 20% à 25% de la carcasse dégraissée de la volaille [32].
Un apport abondant et continu des protéines est nécessaire à la croissance
du poulet de chair, pour entretenir et développer leurs tissus ainsi que pour fournir
diverses productions qui en sont attendues. Les espèces aviaires sélectionnées sur le
critère d’une vitesse de croissance élevée présentent un développement précoce du
système digestif. Contrairement, aux volailles sélectionnées pour la ponte qui présentent
une croissance lente des organes [33].
Les protéines sont constituées d’acides aminés essentiels et non-essentiels.
Les acides aminés essentiels (lysine, méthionine, thréonine, tryptophane, isoleucine,
leucine, valine, phénylalanine, histidine et arginine) sont ceux qui ne peuvent être
synthétisés par la volaille et qui doivent être impérativement apportés par l’alimentation.
Chez le poulet de chair, la recommandation en protéines totales est de 180 à
240 grammes par kilogramme d’aliment, soit 18 à 24% [30] (Tableau I). Les apports
recommandés pour ces acides aminés varient de 1,15 à 1,3 g/100g et 0,65 à 0,75 g/100 g
d’aliment respectivement pour la lysine et la méthionine [34].
Les quantités quotidiennes de méthionine et de lysine ingérées influencent
directement les performances de croissance de l’animal dans la mesure où ces acides
aminés servent principalement au dépôt de protéines corporelles. Chez le poulet de chair
en croissance lorsque le besoin énergétique est couvert, les excès de protéines réduisent
modérément l’appétit sans altérer la croissance. En moyenne, l’élévation de la teneur en
protéines de 1% entraîne une réduction de la consommation d’aliment de 3%.
L’élévation du taux de protéines dans l’aliment améliore l’Indice de Consommation qui
est la conséquence d’une meilleure rétention globale d’azote, quand la consommation
d’azote augmente [31].
9
3.3. Besoins en matières grasses et acides gras essentiels
L’addition de lipides au régime augmente l’ingestion d’énergie.
L’augmentation de la proportion lipidique dans la ration est utilisée pour l’élevage des
poulets en pays tropicaux pour augmenter la densité énergétique de la ration [14, 35].
L’acide linoléique a une place importante dans l’alimentation du poulet du
fait de l’incapacité de l’organisme à le synthétiser [14]. Les besoins varient de 0,8% à
1,2% pour les animaux en croissance et pour les poulets reproducteurs [29].
3.4. Besoins en minéraux
Les minéraux remplissent différentes fonctions : maintien de la pression
osmotique (Sodium), maintien de l’équilibre ionique (Chlore) ou encore constitution du
squelette et/ou de la coquille de l’œuf (Calcium, Phosphore). La carence en chlore
conduit au ralentissement de la croissance et à une forte mortalité. Les minéraux sont
apportés en quantités suffisantes par l’aliment pour éviter les carences préjudiciables au
bon fonctionnement physiologique de l’organisme [17].
Les cas du phosphore et du calcium sont particuliers. Le rôle de calcium est
surtout lié à la production, notamment chez les poules pondeuses. La qualité de
squelette et de la coquille nécessite un bon équilibre phosphocalcique. L’absorption de
Calcium a lieu dans le duodénum et le jéjunum et diminue en cas de carence en
vitamine D [17].
3.5 Besoins en eau
L’eau est le constituant le plus abondant dont 62% chez le poulet et 53%
chez les pondeuses. L’eau dans l’organisme provient de l’abreuvement, de l’aliment et
du métabolisme. Le rapport en eau diminue avec l’âge, lié à l’augmentation du rapport
de lipide [17].
L’eau régule l’homéostasie cellulaire et assure le transport des nutriments,
hormones et des gaz et l’élimination des déchets. Une température ambiante élevée,
l’alimentation riche en protéine, une concentration élevée de l’aliment en Na et K ainsi
que la restriction alimentaire augmentent la consommation d’eau [17].
10
Tableau I: Apports recommandés à différents stades de vie en protéines, acides aminés et en minéraux en fonction du niveau
énergétique de la ration (kcal d’EM/Kg) chez le poulet de chair
Concentration énergétique Démarrage Croissance Finition
2900 3000 3100 2900 3000 3100 2900 3000 3100
Protéines brutes (%) 21,5 22,2 23,0 19,6 20,4 21,0 18,2 18,9 19,5
Lysine (g) 1,12 1,16 1,20 0,98 1,02 1,05 0,84 0,87 0,90
Méthionine (g) 0,47 0,48 0,50 0,43 0,44 0,46 0,38 0,39 0,40
Acides aminés soufrés (g) 0,84 0,87 0,90 0,75 0,77 0,80 0,69 0,71 0,73
Tryptophane(g) 0,20 0,21 0,22 0,19 0,20 0,21 0,16 0,16 0,17
Thréonine (g) 0,77 0,80 0,83 0,68 0,70 0,72 0,58 0,60 0,62
Calcium (g) 1,00 1,03 1,06 0,90 0,93 0,97 0,80 0,83 0,87
Phosphore total (g) 0,67 0,68 0,69 0,66 0,67 0,68 0,60 0,61 0,62
Sodium (g) 0,16 0,16 0,17 0,16 0,16 0,17 0,16 0,16 0,17
Chlore (g) 0,14 0,14 0,15 0,14 0,14 0,15 0,14 0,14 0,15
Source : Blum JC. L'alimentation des animaux monogastriques : porc, lapin, volaille. Paris : Ouvrage collectif de l’élevage des
Monogastriques INRA ; 1984. 282p [29].
10
11
II. Mucuna
1. Classification systématique
Le Mucuna pruriens var. utilis noir appartient au :
- Règne : VEGETAL
- Sous règne : TRACHEOBIONTA
- Division : MAGNOLIOPHYTA
- Classe : DICOTYLEDONES
- Ordre : FABALES
- Famille : FABACEAE
- Ss/Famille : FABOIDEAE
- Tribu: PHASEOLAE
- Sous tribu: PHASEOLINEA
- Genre : Mucuna
- Espèce : pruriens
- Varieté : utilis noir
Noms vernaculaires :
- Français : Mucuna, Pois de velours, Pois mascate, Nescafe[2]
- Malagasy : Mokona, Kabarontsoavaly
2. Description
Mucuna est une légumineuse annuelle, à distribution pantropicale [36]. Ilest
bien adapté aux zones tropicales humides et subhumides de l'Afrique de l'Ouest avec
une pluviométrie comprise entre 1000 et 2500 mm et en dessous de 1600 m d'altitude
[37].
Mucuna pruriens est une plante grimpante. Sa longueur est de 3 à 18 m. Elle
présente des fleurs suspendues de couleur blanche à violette foncée. Ses gousses, en
forme de haricot, sont couvertes de longs poils urticants [38]. Une gousse contient 3 à 5
graines. Les graines sont elliptiques à réniformes selon les variétés. La plante produit
souvent une quantité importante de graines dont le rendement varie entre 2,9 à 6,9
tonnes / ha [39].
12
Le genre Mucuna compte approximativement 100 espèces [40].
Les différences morphologiques des variétés sont associées à la présence de
poils pubescents sur les gousses, à la couleur des téguments et à la durée de cycle de
production [36, 41]. Les variétés couramment citées dans la littérature sont les
suivantes: M. pruriens var. cochinchinensis, M. pruriens var. utilis, M. sp. var. georgia,
M. sp.var. ghana, M. sp. var. jaspadea, M.sp. var. preta, M. sp.var. rajada, M. sp. var.
veracruz, M. sp.var. deeringiana, M. sp.var. Nagaland [4].
A Madagascar, les 7 varietés de Mucuna pruriens répertoriées sont M.
pruriens pruriens, M. pruriens cochinchiniensis, M. pruriens IRZ, M. pruriens rajada,
M. pruriens utilis jaune, M. pruriens utilis noir, M. pruriens yardghana [42] (Figure 4).
Figure 4 : Variétés de la graine de Mucuna
Source : Auteur
3. Caractéristiques nutritionnelles du Mucuna pruriens
3.1 Composition chimique et valeurs nutritionnelles
Mucuna est un aliment de bonne valeur nutritive pour l’homme et pour les
animaux. Les valeurs nutritionnelles déterminées pour les graines de Mucuna sont
comparables à celles des légumineuses conventionnelles. Elles contiennent des
proportions comparables en protéines, acides aminés, lipides, énergie, minéraux et
autres nutriments [41] (Tableau II). Ces caractéristiques nutritionnelles varient selon les
auteurs et en fonction des variétés de Mucuna.
Les valeurs protéiniques sont généralement entre 22 et 35% [43]. Les
graines de M. utiliscontiennent 32,4% de protéines brutes [44]. Les graines de M.utilis
13
sont de bonnes sources de tous les acides aminés essentiels recommandés par la FAO
[45] excepté la cystéine et la méthionine. Les acides aminés soufrés sont les acides
aminés limitant dans la variété noire de Mucuna [46]. Les valeurs lipidiques de 12
variétés de Mucuna spp.sont comprises entre 4 et 7% [47]. Les teneurs en fibres brutes
sont situées entre 4% [47] et 8% [48, 49]. Les hydrates de carbone non pariétaux sont
un composant majeur des légumineuses et représentent entre 50 et 70% des graines de
Mucuna en terme de matière sèche [41, 47]. Ces valeurs sont supérieures à celles
trouvées dans les graines de soja (22%) et suggèrent que le Mucuna est approprié pour
l’alimentation de la volaille [47]. L’amidon des graines crues de Mucuna est contenu
dans les granules qui le rendent indisponible à l’hydrolyse enzymatique. De ce fait, il
présente une faible digestibilité. Le traitement hygrothermique améliore toutefois la
biodisponibilité de l’amidon dans les graines de Mucuna [41], ce qui justifie leur
traitement thermique avant toute incorporation dans l’aliment. La teneur en sucres
solubles dans les graines entières de Mucuna est comprise entre 9 et 11% tandis que les
graines dépelliculées en contiennent 10 à 12% [50].
En raison des faibles teneurs en constituants pariétaux, Mucuna constitue
une source énergétique appréciable, avec des valeurs comprises entre 3500 et 4600 kcal
d’EM/Kg [44, 51].
La composition en matières minérales des graines de Mucuna est faible par
rapport à celle des autres graines de légumineuses. Les graines de Mucuna possèdent
des taux élevés en fer, manganèse, zinc et cuivre [52]. Le potassium est le minéral le
plus abondant dans les graines de Mucuna [47].
14
Tableau II: Caractéristiques nutritionnelles de la graine Mucuna pruriens de
l’Androy
Désignation Teneur
Matière Sèche (%) 89,41
Valeurs énergétiques (kcal/100g MS) 370,64
protéines (g/100g MS) 25,87
Lipide (g/100g MS) 4,20
Glucides (g/100g MS) 57,34
Lysine (g/100g MS) 1,49
Thréonine (g/100g MS) 0,99
Glycine (g/100g MS) 0,80
Méthionine-cystéine (g/100g MS) 1,39
Cendres brutes (en g pour 100g de MS) 2,00
Calcium (en mg pour 100g de MS) 45,02
Phosphore (en mg pour 100g de MS) 350
Potassium (en mg pour 100g de MS) 500
Source : Andrianirina J. Caractérisation nutritionnelle et anti nutritionnelle
des graines de légumineuses consommées dans l’Androy [Mémoire]. Sciencesde la vie :
Antananarivo ; 2015. 53p. [53]
3.2. Les Facteurs Anti-Nutritionnels
Mucuna comme les autres légumineuses contient un certain nombre de
FANs limitant son utilisation dans l'alimentation animale et humaine. Ces FANs
15
présents dans la graine de M. pruriens perturbent le tractus digestif ainsi que le
fonctionnement des organes [54].
Ces composés inclus les tannins qui forment des complexes avec les
protéines, les carbohydrates et les enzymes digestives interférant ainsi avec la digestion
[55]. La trypsine (protéase), les inhibiteurs de l'amylase [56], l'acide phytique et les
glycosides cyanogenies[52, 55, 57] font partie des FANs présents dans Mucuna surtout
dans les graines.
Le plus important de ces facteurs est le L-DOPA (3,4-dihydroxy-L-
phenylalanine ou le 3-hydroxy-L-trypsine), un composé utilisé dans le traitement de la
maladie de Parkinson [58-60]. Tous les appareils végétatifs (tiges, feuilles, racines, et
graines) contiennent de la L-DOPA de la sérotonine, ainsi que de la nicotine. Parmi une
gamme de 1000 espèces de plantes provenant de 160 familles, seules les graines de
Mucuna ont un taux de L-DOPA>0,5% avec des concentrations comprises entre 3,1 et
6,7% [58, 59]. D'autres études ont rapporté un taux compris entre 1,5% et 9% deL-
DOPA dans les graines de Mucuna gigantea en Inde [7].
4. L-DOPA
4.1. Métabolisme
La L-DOPA, ou 3,4-dihydroxy-L-phenylalanine ou le 3-hydroxy-L-trypsine,
est un acide aminé non protéique (Figure 5), substance intermédiaire dans la synthèse
des catécholamines, qui possède deux isomères optiques, les L-DOPA et D-DOPA.
Seule, la forme stéréo-isométrique lévogyre est métabolisable par l’organisme. La L-
DOPA est soit synthétisée au niveau de l’organisme (L-DOPA endogène) ou peut être
d’origine exogène comme le cas de la L-DOPA contenue dans les graines de
Mucuna[61].
La tyrosine est le précurseur direct des catécholamines et la tyrosine
hydroxylase est l’enzyme limitante de la voie de biosynthèse des catécholamines ; elle
agit comme une oxydoréductase pour transformer la L-tyrosine en L-DOPA. Sa
décarboxylation par la dopa-décarboxylase produit la dopamine. La chaîne latérale de la
dopamine subit une hydroxylation (b-hydroxylase) pour donner la noradrénaline qui, à
son tour, produit l’adrénaline par N-méthylation (Figure 6).
16
La L-DOPA exogène est administrée per os, sa résorption est complète mais
la majeure partie (80%) de la L-DOPA est transformée par une dopa-décarboxylase des
tissus périphériques en dopamine ; celle-ci est métabolisée soit en noradrénaline, soit en
acide dihydroxyphényl acétique. Ultérieurement, sous l’influence de la mono-
aminoxydase et de la catéchol-O-méthyl-transférase, la noradrénaline est métabolisée en
acide vanillylmandélique, qui est éliminée dans l’urine [62]. Le reste passe dans le sang
par un mécanisme de transport commun à plusieurs acides aminés et saturable [62].
Source: St Laurent L, Livesey J, Arnason JT, Bruneau A. Variation in L-
DOPA concentration in accessions of Mucuna pruriens (L.) DC and in Mucuna
brachycarpa Rech. In: Flores M, Eilittä M, Myhrman R, Carew LB, Carsky RJ (Eds.).
Food and feed from Mucuna: current uses and the way forward. Centro Internacional de
Informacion sobre Cultivos de Cobertura (CIDICCO) : Tegucigalpa ; 2002 : 352-75
[63].
Source : Dossa CS, Mensah GA, Dossa AD, Adoun C. Influence de divers
traitements physico-chimiques de graines de Mucuna pruriens sur leur composition
chimique en nutriments. Tropicultura. 2009 ; 16 : 141-6. [64]
Figure 6: Métabolisme de la L-DOPA
Figure 5:Structure chimique de la L-DOPA
17
4.2. Mode d’action et effets du L-DOPA
Les produits d’oxydation de la L-DOPA se conjuguent avec les résidus
sulfhydriles des protéines pour former le complexe 5-S-cysteinyL-DOPA conduisant à
la polymérisation des protéines. Ce complexe pourrait constituer un des facteurs
limitant la digestibilité des protéines et de l’amidon du Mucuna [65].
La L-DOPA est une substance toxique qui provoque des nausées et des
maux de tête [66]. Elle entraîne des troubles gastro-intestinaux (nausée, vomissement et
anorexie) et neurologiques tels que des délires paranoïdes, des hallucinations, de la
démence et une sévère dépression [60]. Chez les oiseaux, elle conduit à un
ralentissement de la croissance et à une baisse de la consommation alimentaire [67].
5. Procédés de réduction des Facteurs Anti-Nutritionnels
La L-DOPA est soluble dans l’eau et il est possible de réduire ses
concentrations en employant des méthodes domestiques classiques telles que le
trempage suivi d’extraction dans l’eau bouillante [50]. La chaleur sèche et l’autoclavage
ont été également rapportés comme étant efficaces pour éliminer la L-DOPA[68]. La
chaleur sèche serait très efficace pour la réduction des teneurs en L-DOPA [56] en
raison de la racémisation de la molécule. Pour maximiser l’extraction des facteurs
antinutritionnels, la plupart des méthodes recourent préalablement au broyage des
graines [69].
5.1. Trempage
Le trempage s’effectue à grande eau, environ trois fois le volume des
graines. Il dure en moyenne 8 à 12 h à la température ambiante. Cette opération permet
en premier lieu d’attendrir la matière première pour faciliter le broyage ultérieur, et en
sec solubiliser et même d’éliminer les protéines responsables de la flatulence ainsi que
celles produisant l’amertume propre chez les légumineuses [70].
Les taux d’extraction des facteurs antinutritionnels par trempage sont
généralement faibles, même avec ajout d’additifs, surtout lorsque les graines entières
sont employées. Le trempage pendant 24 h dans l’eau des graines entières ou broyées
18
n’a aucune incidence sur la concentration en L-DOPA[68, 71]. Lorsque le trempage est
réalisé dans des solutions de chlorure de sodium, de bicarbonate de sodium et d’acide
citrique, les réductions sont comprises entre 9 et 14%. Le trempage dans une solution
d’hydroxyde de calcium permet d’obtenir un meilleur effet : 26% de réduction des
teneurs en L-DOPA. Par ailleurs, une extraction élevée de tannin (43-65%) a été
rapportée pour des graines trempées dans une solution de NaHCO3 [72].
Au cours du trempage, des transferts de matière ont lieu entre le
compartiment alimentaire et l’eau de trempage : une partie des minéraux diffuse dans le
milieu environnant [73], ainsi que les activateurs et/ou inhibiteurs de biodisponibilité
[74].
5.2. Cuisson
La cuisson des graines entières de Mucuna pruriens permet de réduire la
teneur en L-DOPA de 39% [75]. En 30 min, la perte avoisine les 23% [69].
Le traitement thermique humide est la méthode la plus utilisée pour traiter
les graines de Mucuna en raison du fait que la plupart des composés nocifs sont
thermolabiles. La teneur en L-DOPA est significativement réduite par la chaleur humide
[76] même lorsque les graines sont entières [69].
Les graines bouillies ont permis de produire de bonnes performances chez
les poulets de chair en fin de croissance [77].
5.3. Traitement par du bicarbonate de sodium
L’imbibition de Mucuna dans 0,2% de solution de bicarbonate de soude et
le traitement de stérilisation à l'autoclave a causé une réduction substantielle aux
niveaux de divers composés antinutritionnels sans affecter la qualité alimentaire des
graines d'haricot de velours. Le teneur en L - Dopa est réduit à 79% [78]. La cuisson et
le trempage dans différentes solutions (l'eau, extrait de tamarinier, bicarbonate de soude,
et acide citrique) de graines de Mucuna ont réduit de manière significative le contenu
des composés antinutritionnels. D'ailleurs, parmi les différentes techniques de
traitement, le trempage dans la solution de bicarbonate de soude suivie de la cuisson
(29,6 – 34,8%) ou de la stérilisation à l'autoclave (33,0 – 37,2%) a semblé être la
meilleure méthode pour améliorer la digestibilité d'amidon [79].
19
6. Utilisation du Mucuna
L’utilisation médicinale de cette légumineuse est le plus souvent rapportée
dans la littérature pour de nombreuses régions du monde. Toutes les parties de cette
plante renferment des composés à activités pharmacologiques [80].
- Utilisation contre la maladie de Parkinson [41, 81].
- Propriétés anthelminthiques et helminthiques [41, 82].
- Propriétés aphrodisiaques sont reconnues au Mucuna et, il est également
utilisé pour la stimulation des contractions utérines et pour améliorer l’ovulation chez la
femme [82].
- Les soies sur les gousses sont utilisées dans le traitement de morsures de
serpents en Inde [56].
- Mucuna est utilisé comme expectorant dans le traitement de la toux,
l'asthme et l'infection de la langue. Dans ce dernier cas, c'est le Mucuna monosperma
qui est utilisé [6].
Mucuna pruriens par sa grande production en biomasse et en graines et sa
richesse en protéines, constitue une bonne source d'aliment potentiel pour les animaux ;
il est considéré comme un excellent aliment aussi bien pour les ruminants que pour les
non-ruminants qui n'utiliseraient que les graines préalablement traitées [4]. Mucuna
pruriens est utilisé comme fourrage à Madagascar [40].
III. ANALYSE SENSORIELLE
1. Principe de l’analyse sensorielle
L’analyse sensorielle est une discipline scientifiqueutilisée pour évoquer,
mesurer, analyser et interpréter la perception d'un produit par les sens de la vue, du
toucher, de l'odorat, de l'ouïe et du goût [83].
Cette mesure peut être confiée à un jury restreint ou nombreux. Des jurys
non entrainés sont désignés à déterminer les réactions des consommateurs typiques.
20
Mais en utilisant des jurys sophistiqués et entrainés, l’évaluation sensorielle peut fournir
des données objectives [84].
Les jurys peuvent se repartir en quatre groupes [85] :
Les jurys d’experts, jusqu’ au nombre de 3 dégustateurs, évaluent la
qualité à un degré très élevé de précision et de constance dans les jugements.
Les jurys de laboratoire, de 10 à 20 dégustateurs, possèdent une certaine
formation, et peuvent être utiles à l’évaluation de la variation des caractéristiques d’un
produit pour lesquelles il n’y a pas d’instrument satisfaisant.
Les évaluations des jurys d’experts et des jurys de laboratoire aident à la
vérification, à l’orientation de la mise au point d’un produit et à son amélioration ainsi
qu’à l’évaluation de sa qualité.
Les jurys d’acceptation, de 25 à 50 dégustateurs, prédirent les réactions
des consommateurs à un produit, utilisés pendant le test triangulaire.
Les grands jurys de consommateurs, plus de 100 dégustateurs, servent à
déterminer la réaction des consommateurs à un produit.
2. Méthodes d’analyse sensorielle
Les trois catégories fondamentales d’essais sensoriels sont :
Les essais de discrimination permettent de réaliser une comparaison
entre plusieurs produits pour déterminer s’il existe des différences (ou similitude)
perceptibles entre produits sans décrire la nature de celle-ci ; de positionner des produits
différents en fonction d’une caractéristique sensorielle précise.
Les essais descriptifs permettent de qualifier et quantifier une ou
plusieurs caractéristiques organoleptiques des échantillons ; de décrire et d’évaluer en
intensité et en qualité des produits sur un ensemble de descripteurs sensoriels
Les essais subjectifs ou épreuves hédoniques ont pour principe
de mesurer le plaisir et la satisfaction par un produit ; évaluer l’acceptabilité des
produits ; identifier les préférences des consommateurs [85].
21
3. Test triangulaire ou test A-nonA
Le test triangulaire ou test A-nonA est un type d’épreuve discriminative,
servant à déterminer s’il existe des différences sensorielles entre deux produits. Cette
épreuve est communément utiliséequand les différences entre produits sont faibles et
que la nature des différences n’est pas connue. Elle sert à déterminer si le remplacement
d’un ingrédient ou tout autre changement dans le procédé de fabrication se traduit par
une différence décelable dans le produit [85].
4. Effet de l’alimentation sur la qualité organoleptique de la viande
L’introduction dans l’alimentation de sous-produits - soit issus de
l’agriculture… a un impact plutôt négatif sur les caractéristiques sensorielles des
muscles. Cependant, l’effet dépend du sous-produit utilisé et de son niveau
d’introduction dans l’alimentation[86]. Le rationnement protéique a un effet sur les
caractéristiques sensorielles des muscles. Les poulets qui consommentdes taux élevés
en protéine ont les muscles plus tendres, plus juteux avec plus de flaveur et une note de
préférence plus élevée que ceux qui consomment des taux de protéines plus bas (21
g/Kg d’aliment contre 80 à 60% de cet apport). Le rationnement énergétique n’a pas
d’effet sur les caractéristiques sensorielles des muscles du moins pour des aliments
contenant de 10,5 MJ/Kg à 13,8 MJ/Kg. En dessous de 10,5 MJ/Kg, les muscles
deviennent plus durs, plus secs et ont moins deflaveur. La baisse conjointe du niveau
énergétique et du taux protéique conduit à des résultats dépendant des souches. Ainsi,
les poulets issus de souche à croissance rapide ont des muscles plus tendres lorsqu’ils
sont alimentés avec un aliment contenant 13,2 MJ d’énergie et de 234 à 196 g de
protéines/Kg que lorsqu’ils sont alimentés avec un aliment plus pauvre (12,3 MJ/Kg et
216 à 171 g/Kg de protéines). Les muscles des poulets issus de souche à croissance
rapide rayonnés de telle sorte que leur courbe de croissance suive celle de poulets
issus de souche à croissance lente (jusqu’à 7 semaines) sont plus juteux et sont
préférés aux muscles de poulets issus de la même souche rapide ad. libitum [87].
DEUXIÈME PARTIE : MÉTHODES ET RÉSULTATS
22
I. MÉTHODES
1. Cadre de l’étude
L’étude a été réalisée sur un site expérimental localisé dans le Moyen-
Ouest de Madagascar. Administrativement, le site se trouve dans la région de
Bongolava, dans le district de Tsiroanomandidy, commune rurale de Mahasolo, et
fokontanyKianjasoa. Le Centre de Recherches Zootechnique et Fourragère de Kianjasoa
a été créée en 1928 par le Dr Jean Baptiste RANDRIAMBOLOLONA. La mission
principale a été de développer la région rurale du Moyen-Ouest de Madagascar. Il se
trouve à 190 Km de la capitale en prenant la route nationale n°1 et la déviation sur la
ville de Sakay, à 63 Km au Sud-Est de la ville de Tsiroanomandidy. Ses coordonnées
géographiques sont : 19,1° latitude Sud et 47,8° longitude Est. La superficie de la
station est de 4200 ha.
Avec une altitude de 950 m, les précipitations atteignent une hauteur
moyenne de 1500 mm et se repartisse du mois de Novembre au mois d’Avril. Le climat
est de type tropical comprenant :
- Une saison chaude et pluvieuse à environ 31°C, du mois de Novembre
jusqu’ en Avril ;
- Et une saison froide et sèche à température moyenne de 25°C du mois de
Mai jusqu’ en Octobre.
2. Type d’étude
Il s’agit d’une étude évaluative de type essai clinique, prospective,
d’intervention, par échantillonnage.
3. Période étudiée et durée de l’étude
La période étudiée a duré 56 j, a commencé le 12 Avril 2016 jusqu’ au 06
Juin 2016. La rédaction du protocole de recherche a commencé le mois de Mars 2016 et
le document final de restitution de l’expérimentation est finalisé le mois de Septembre
2018, ainsi la durée de l’étude sera de 31 mois.
23
4. Matériel animal
4.1. Population d’étude
Le test a concerné 40 poussins d’un jour de race importée ou poulets de
chair. Les poussins sont tirés au hasard pour former trois lots de 10 têtes de poussins
chacun tel que :
- Lot n° 1 ou lot témoin : 10 poussins recevant 0% de Mucuna dans leur alimentation
- Lot n°2: 10 poussins recevant 10% de Mucuna traitée par ébullitionpendant 30 mn,
avec 0,2% de bicarbonate de sodium, séchage au soleil pendant 24 h et
broyage
- Lot n°3: 10 poussins recevant 20% de Mucuna traitée par ébullition pendant 30 mn,
avec 0,2% de bicarbonate de sodium, séchage au soleil pendant 24 h et
broyage
- Lot n°4 : 10 poussins recevant 10% de Mucuna traitée par trempage à l’eau froide
pendant 24 h, dépelliculage, ébullition pendant 30 mn, séchagedurant 24 h,
broyage
4.2. Critère d’inclusion
Les poulets de race importée âgés de 1 j sont inclus dans l’étude.
4.3. Critère de non inclusion
Les poulets de race importée qui ne sont pas âgés de 1 jsont non inclus dans
l’étude.
4.4. Critère d’exclusion
Les poulets de race importée âgés de 1 j malades ou décédés pendant l’étude
expérimentale sont exclus de l’étude.
4.5. Mode d’échantillonnage
L’unité d’échantillonnage et l’unité d’analyse sont le poussin.
Les 40 poussins ont été identifiés chacun par un numéro et sont répartis dans
chaque lot par un échantillonnage aléatoire simple.
24
5. Préparation du Mucuna
Les graines de Mucuna pruriensutilis noir ont été recueillies et séchées à
Ambovombe dans le Sud de Madagascar par les personnels du DRZVet transportées
vers le Centre de Recherches Zootechnique et Fourragère de Kianjasoa.
Des traitements physico-chimiques ont été effectués sur la graine de
Mucuna afin de diminuer les taux des FANs, parmi ces facteurs est la L-DOPA. Deux
types de traitement ont été réalisés (Annexe 1).
La farine de graine de Mucuna traitée par le premier traitement ou T1a été
incorporée à 10% et 20%, la farine de Mucuna traitée par le deuxième traitement ou T2
est incorporée à 10% dans la ration alimentaire des poulets.
6. Matériels d’élevage
Le bâtiment d’élevage est constitué de 4 box ayant une surface de 4
m2chacun, où se répartissent les quatre lots expérimentaux ; et d’une salle de stockage
d’aliment et de matériels. Le sol est en dallage, et a été couvert par du coupeau de bois à
l’entrée des animaux.Chaque box est équipé de :
- Deux mangeoires linéaires en bois de 50 cm de longueur
et de 15 cm de largeur
- Un abreuvoir siphoïde de couleur rouge et blanc dont la
hauteur est réglée selon l’âge des animaux
- Un système d’éclairage avec un panneau solaire pendant la
nuit,assuré par une lampe de 250W de puissance suspendue à 40 cm de la
litière
- Un système de chauffage adapté pour les poussins durant
la phase de démarrage
Un thermomètre (minimal : 0°C et maximal : 45°C ; précision 0,5°C), placé
au milieu du bâtiment d’élevage, a permis de suivre l’évolution de l’environnement de
chaque lot. La température a été mesurée trois fois par jour.
Le matériel de pesage de l’aliment concentré et du poulet de chair est une
balance électronique de précision de marque SF-400, de portée de 5 Kg à précision de
0,1.
25
7. Conduite alimentaire
7.1. Recommandation alimentaire
Les volailles sont nourries par rationnement qualitatif. Il consiste à donner
les quantités d’aliments recommandées mais sous forme de farine [88].
La formulation a été faite au service de nutrition du
DRZVAmpandrianomby et la fabrication a été réalisée à la ferme de Kianjasoa. La
formulation des aliments a été tirée du Microsoft Excel couplée de l'option "Solver".
Elle consiste à combiner les matières premières et compléments afin de satisfaire les
besoins des poulets de chair en croissance et en finition tout en garantissant le prix le
plus faible par Kg d’aliment fabriqué. Les besoins de base sont l’énergie métabolisable,
les protéines, le calcium, le phosphore disponible et les acides aminés essentiels la
lysine et de la méthionine.
En phase de démarrage (du 1er jour au 14ème jour), les poussins ont été tous
nourris par une provende démarrage chair type commercial. La composition en matière
première et les valeurs bromatologiques calculées de chaque ration ayant servi à nourrir
les poulets de chair durant la phase de croissance (du 15ème au 28èmejour) et phase de
finition (du 29ème jour au 56ème jour) est représentée dans le tableau III et tableau IV.
Les matières premières incorporées dans les rations expérimentales sont
constituées d’aliment dont leur valeur alimentaire est récapitulée en annexe 2:
Source d’énergie : maïs, son fin de riz
Source de protéine : tourteau d’arachide artisanal, poisson
Diégo, le poisson artisanal
Source de minéraux : os calciné, coquillage
Compléments : CMV, lysine, méthionine.
Des transitions alimentaires ont été réalisées avant chaque phase
d’expérimentation. Après leurs préparations, les aliments sont présentés aux poulets en
miettependant l’essai (Annexe 3).
26
Tableau III: Composition (en %) en matières premières des différentes rations ayant servi à nourrir les poulets de chair durant la phase de
croissance et phase de finition de l’expérimentation
Matières premières Croissance Finition
Lot n °1
0%
Lot n° 2
10% T1
Lot n° 3
20% T1
Lot n°4
10%T2
Lot n °1
0%
Lot n° 2
10% T1
Lot n° 3
20% T1
Lot n°4
10%T2
Maïs 36,80 40,00 35,26 30,36 43 43,48 39,56 45,23
Son fin de riz 25,10 13,99 15,02 22,75 21,90 10,00 10,00 10
Tourteau d’arachide artisanal 30,00 25,00 19,61 30,00 30,00 30,00 25,00 30
Poisson Diego 3,40 3,68 1,00 1,00 1,5 3,42 0,70 2,03
Poisson artisanal 1,00 4,36 6,18 2,64 0 0,78 2,72 0
Farine de graine de Mucuna traitée T1 0 10,00 20,00 0 0 10,00 20,00 0
Farine de graine de Mucuna traitée T2 0 0 0 10,00 0 0 0 10,00
Os calciné 1,90 0,28 0,32 0,97 1,60 0,50 0,50 1,00
CMV 0,20 0 0 0 0,20 0,20 0,20 0,10
Coquillage 0 2,00 2,00 1,00 0,40 0,40 0,40 0,40
Sel 0,50 0,50 0,50 0,50 0,50 0,50 0,50 0,50
Méthionine 0,50 0,14 0,11 0,33 0,45 0,27 0,13 0,29
Lysine 0,60 0,06 0 0,45 0,45 0,45 0,28 0,45
Total 100 100 100 100 100 100 100 100
26
27
Tableau IV: Valeurs bromatologiques théoriques des différentes rations ayant servi à nourrir les poulets de chair durant la
période de l’expérimentation
Compositions chimiques Croissance Finition
Lot n °1
0%
Lot n° 2
10% T1
Lot n° 3
20%T1
Lot n° 4
10%T2
Lot n °1
0%
Lot n° 2
10% T1
Lot n° 3
20% T1
Lot n° 4
10% T2
Énergie Métabolisable (kcal/Kg)
3081,80
3100
3100
3100
3097,10
3200
3200
3194,25
Protéine brute (%) 19,46 21 21 21 17,71 20 20 19,23
Matière grasse (%) 10,12 8,59 7,78 9,72 9,65 8,84 8,00 8,69
Cellulose brute (%) 6,42 5,30 5,19 6,29 6,02 4,93 4,76 4,86
Lysine (%) 1,33 1,20 1,20 1,30 1,02 1,28 1,20 1,15
Méthionine (%) 0,88 0,70 0,70 0,75 0,73 0,75 0,65 0,70
Calcium (%) 0,76 0,95 0,95 0,79 0,76 0,43 0,41 0,57
Phosphore (%)
0,83 0,76 0,47 0,45 0,50 0,7 0,4 0,55
27
28
7.2. Distribution
Le repas des poulets est rationné en fonction de leur âge (Tableau V). Avant
la distribution d’aliment et de l’eau, les abreuvoirs sont préalablement nettoyés et lavés
puis remplis d’eau.
La quantité d’aliment à distribuer est pesée et est repartieen deux prises tous
les jours : le matin à 8 h et l’après-midi à 16 h.
L’eau servant à l’abreuvement des poulets est distribué ad. libitum. Elle
précède la distribution des provendes. L’eau est présente dans chaque lot en quantité
suffisante. Elle est puisée dans un puits propre à l’exploitation.
Tableau V: Quantité d’aliment distribué par poulet par jour durant chaque
semaine
Âge (j) Quantité d’aliment
(g/poulet/j)
7 22
14 42
21 75
28 95
35 115
42 135
49 155
Source : Larbier M. et Leclercq B. Nutrition et alimentation des volailles.
INRA : Paris ; 1992. 355p [14].
8. Prophylaxie
8.1. Prophylaxie médicale
Les oiseaux ont été déparasités et vaccinés contre les maladies de
Newcastle, Bronchite Infectieuse et Gumboro, avant l’expérimentation effectué par le
29
fournisseur des poussins (Tableau VI). Une poudre d’antistress est versée dans l’eau de
boisson des poulets. L’antistress est à base de multivitamine.
Tableau VI: Programme de vaccination des poulets de chair avant l’étude
expérimental
Âge (j) Maladie Vaccin Mode
d’administration
1 Newcastle et Bronchite
Infectieuse
CEVAC VITABRON L Inhalation
1 Gumboro CEVAC TRANSMUNE
IBD
Sous-cutanée
8.2. Prophylaxie sanitaire
Le bâtiment d’élevage a été nettoyé puis désinfecté avant l’arrivée des
poussins. Le changement de la litière est effectué tous les 15 jours. Les matériels
d’élevage sont nettoyés, lavés chaque jour.
9. Mesure des valeurs
Technique de marquage des animaux :
Chaque individu a été identifié par un anneau coloré mis autour de la patte
gauche de l’oiseau.
- Les quantités d’aliment distribué et refusé de chaque lot sont pesées tous
les jours. Le pesage des aliments refusés est effectué avant la distribution de la ration
suivante du lot. Les données relatives aux quantités d’aliment distribué et d’aliment
refusé sont recueillies sur la fiche de consommation d’aliment des oiseaux (Annexe 4).
- Tous les poulets de chair sont pesés toutes les semaines, à jeun avant la
distribution matinale de la ration alimentaire, et à heure fixe à 7h30. Les pesées sont
effectuées à l’aide d’une balance électronique de précision de marque SF-400. Les
données relatives aupoids ont été recueillies sur la fiche de pesée hebdomadaire des
oiseaux (Annexe 4).
30
- La température ambiante du bâtiment d’élevage est prélevée trois fois par
jour à 8h, 12h et à 18h à l’aide d’un thermomètre électronique dans la fiche de collecte
de paramètre d’ambiance (Annexe 4).
- Les effectifs d’animaux décédés et malades sont prélevées tous les jours.
La durée de chaque phase d’élevage est de :
- Démarrage : 1ère à la 2ème semaine
- Croissance : 3ème à la 4ème semaine
- Finition : 5ème à la 8èmesemaine
10. Détermination des paramètres étudiés
Les données enregistrées ont permis de calculer les différents paramètres :
10.1. Poidsmoyen
Les poulets de chair sont tous pesés toutes les semaines, à jeun avant la
distribution de la ration alimentaire le matin, et à heure fixe à 7h30. Les pesées sont
effectuées à l’aide d’une balance électronique de précision de marque SF-400, de portée
de 5 Kg à précision de 0,1. Les données relatives aupoids ont été recueillies sur la fiche
de pesée hebdomadaire des oiseaux.
Lepoids moyendu lot est calculé en faisant la moyenne des poids individuels
des poulets présents à chaque pesé.
10.2. Gain Moyen Quotidien
Le Gain Moyen Quotidien (g/j) hebdomadaire ou cumulé à la fin de
l’expérimentation est calculé selon la formule suivante :
GMQ =Poids moyen au dernier pesage − Poids moyen du pesage précédent
Effectif de jours entre les deux pesages
10.3. Consommation Alimentaire Individuelle
La Consommation Alimentaire Individuelle hebdomadaire se fait par calcul
de rapport entre la quantité totale consommée par semaine et l’effectif de poulets
31
présents. La quantité journalière d’aliment consommé par lot est calculée en soustrayant
la quantité d’aliment distribué et la quantité d’aliment refusé.
10.4. Indice de Consommation
L'efficacité alimentaire est l'aptitude de la volaille à transformer les aliments
en production. L’Indice de Consommationcorrespond à la quantité d’aliment consommé
(Kg) par un animal pour produire un Kg de viande en vif. Il a été calculé à la fin de
chaque période d’élevage, toutes les semaines et dans chaque bâtiment sur la base de la
formule suivante :
IC =Quantité d′aliment total consommé
Gain de poids total des animaux
10.5. Taux de mortalité
Le taux de mortalité est calculé selon la formule suivante :
Taux de mortalité =Effectif de poulets décédés durant l′expérience
Effectif total des poulets au début de l′experiencex 100
10.6. Coût de production
Le coût de production est calculé en fin d’élevage. Seul le prix de l’aliment
est pris en considération, cela est dû au fait que les autres éléments intervenant dans le
coût de production, comme les produits sanitaires, les ouvriers, et autres peuvent varier
d’un élevage à un autre.
Coût de production = coût démarrage + coût croissance + coût finition
Pour le calcul du coût à la fin de chaque période d’élevage, le coût du Kg de
ration est calculé, puis multiplié par la quantité d’aliment consommé durant la phase
d’élevage correspondante, ce dernier est divisé sur lepoids total des poulets.
32
11. Analyses statistiques
Les différentes valeurs mesurées ont été enregistrées et traitées dans le
tableur du Microsoft Excel 2013. Les différents paramètres zootechniques
précédemment cités (lepoids moyen, le GMQ, l’Indice de Consommation, les quantités
d’aliments consommés) ont été calculés. Elles ont été soumises ensuite au test d’analyse
de variance (ANOVA) à un facteur (type de rationnement) suivi ou non de tests de
comparaison multiple (test de DUNNET et test de TUKEY) au seuil de 5%à l’aide du
logiciel XLSTAT 2004.
Analyses de la variance
- Pose d’une hypothèse :
Hypothèse nulle ou hypothèse d’égalité (H0) : il n'y a pas de différence entre
les moyennes des quatre types de rationnement.
Hypothèse alternative (H1) : il existe une différence entre les moyennes des
quatre types de rationnement.
- Calculs des tests et conclusion
Si la valeur de p est supérieure à 0,05, l'hypothèse nulle est acceptée. Donc,
il n'y a pas de différence significative entre les quatre types de rationnement, le type de
rationnement n’influence pas les performances zootechniques des poulets de chair.
Si la valeur de p du test est inférieure à 0,05, d'abord l'hypothèse nulle est
rejetée. Donc il y a une différence significative entre les quatre types de rationnement.
Puis des testsde comparaisons multiples sont effectués pour savoir laquelle des
comparaisons de groupes, pris deux à deux, est significativement différente.
12. Analyses sensorielles
12.1 Cadre et principe de l’analyse sensorielle
L’analyse sensorielle de la viande des poulets de chair s’est déroulée au sein
du Laboratoire du département de recherches technologiques du FOFIFA
Antananarivo : le Laboratoire d’Analyse Sensorielle sis à Ambatobe. L’analyse s’est
effectuée le 23 Juin 2016 et a débuté à 10h la matinée.
33
L’épreuve sensorielle effectuée était le test triangulaire. C’est un test qui
permet de rechercher la présence ou non d’une différence entre la viande de poulet de
chair nourri par la graine de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium et de la
viande de poulet témoin ou sans Mucuna.
12.2 Préparation de la viande de poulet
Trois têtes de poulets de chair vif du lot témoin et trois poulets de chair du
lot 2 recevant 10% comme taux d’incorporation de la graine de Mucuna traitée T1 sont
choisis au hasard pour l’analyse sensorielle. L’échantillonnage est aléatoire simple.
Les muscles pectoraux (Pectoralissuperficialis) et des cuisses (Semi
membranosus) du poulet ont été pris comme échantillon pour le test, parties
anatomiques de compositions différentes et jugées représentatives de la carcasse [89].
Le blanc des deux lots a été mis au feu dans deux marmites de part et d’autre, en même
temps de cuisson. La même procédure a été effectuée pour la viande de la cuisse de
poulet de chaque lot. Une quantité d’eau identique a été ajoutée à chaque cuisson.
Deux numéros de code ont été affectés à chaque échantillon selon le lot de
provenance de la viande :
- Viande de poulet sans Mucuna ou lot n°1 : 255 ou 584
- Viande de poulet 10% de Mucuna ou lot n°2 : 027 ou 926
Les 30 dégustateurs reçoivent chacun trois échantillons codés, ce qui a
permis d’obtenir l’effectif d’échantillon de viande durant l’analyse.
Tableau VII: Effectif d’échantillon de viande pour le test sensoriel
Numéro de lot Numéro de Code Effectif d’échantillon de viande
1 255 23
1 584 21
2 027 23
2 926 22
Total 89
L’ordre des échantillons de viande présenté aux jurys est différent pour
chacune des trois séries, cela de façon aléatoire (Annexe 5).
34
12.3. Déroulement du test
Trente jurys volontaires sont informés du déroulement du test triangulaire
avant la dégustation.
Trois échantillons codés ont été servis dans des plats à 30 dégustateurs : 15
dégustateurs reçoivent deux échantillons de viande de poulet du lot témoin et un
échantillon du lot nourri à 10% d’incorporation de graine de Mucuna traitée ; les 15
autres jurys reçoivent un échantillon du lot nourri sans Mucuna et deux échantillons du
lot nourri avec Mucuna. Apres dégustation, le jury fait entrer dans l’ordinateur le
numéro de l’échantillon qui est différent des deux autres.
12.4. Analyses statistiques des analyses sensorielles
L'interprétation se fait sur la base de l’effectif de réponses correctes
comparée à la table de valeur.
Le principe consiste à comparer l’effectif des identifications justes à
l’effectifdes identifications attendu du seul fait du hasard si aucune différence n'existait
entre les échantillons. La valeur critique de réponse correcte au test triangulaire est tirée
à partir de la table statistique (Annexe 6).
- Si la valeur de réponse correcte entre les échantillons est supérieure ou
égale à la valeur critique de bonne réponse de la table, la différence entre la viande de
poulet de chair nourri par la graine de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium et
de la viande de poulet témoin est significative ;
- Si elle est inférieure, il n’y a pas de différence significative.
Le Test χ2a été utilisé pour analyser la relation entre le type de rationnement
et la qualité organoleptique des poulets de chair. Le seuil de probabilité ou le risque
d’erreur α est de 0,05 :
- Pose d’une hypothèse :
Hypothèse nulle ou hypothèse d’égalité (H0) : il n'y a pas de différence entre
la qualité organoleptique des deux types de rationnement.
35
Hypothèse alternative (H1) : il existe une différence entre la qualité
organoleptique des deux types de rationnement.
- Calcul du test et conclusion :
- si p≤ 0,05 alors H0 est fausse et rejetée.
- si p ˃ 0,05 alors H0 est vraie et acceptée.
13. Considérations éthiques
Comme l’étude est de type expérimental, chaque individu est manipulé
selon l’éthique animale comme définie par le code de santé animale de l'OIE pour
l'usage des animaux dans la recherche et l'enseignement [90]. En outre, tous les animaux
ont étébien nourris et ont reçu de l’eau à volonté. Toutes les manipulations lors de
l’expérimentation ont veillé au bien-être des animaux.
La confidentialité de l’identité et celle des données fournies par les équipes
du DRZV, les assistants d’élevage et les ouvriers de Kianjasoa ont été respectées.
L’analyse sensorielle a nécessité des volontaires comme outil de mesure, et a proposé
ainsileur consentement avant la réalisation de l’étude.
14. Limites
Cette étude est limitée par des biais :
- De confusion :
Les paramètres zootechniques peuvent être influencés par le type de souche
du poulet, par la condition d’ambiance, par la qualité nutritionnelle des matières
premières incorporées dans la ration qui peuvent biaiser l’appétibilité du Mucuna, par
l’état sanitaire de l’animal dans le cas où le poulet présente des pathologies qui
diminuent la consommation alimentaire et le GMQ.
- D’information
Lors de l’analyse sensorielle, les jurys peuvent donner leur appréciation
comme bien leur semble sans se fier à leur organe de sens.
- De sélection
L’effectif des poulets mis en expérience qui est de 10 poulets de chair par
lot est faible.
36
II. RÉSULTATS
1. Paramètre d’ambiance
La température ambiante moyenne hebdomadaire tout au long de
l’expérience varie de 16,2°C à 32,8°C (Figure 7).
Figure 7 : Évolution de la température (°C) à l’intérieur du bâtiment
d’élevage suivant les moments de la journée en fonction du temps
Une diminution de température ambiante a été observée durant la période
expérimentale.
2. Poids moyen
Lepoids moyen de chaque lot ne cesse de croître jusqu’ à la fin de
l’expérimentation (Figure 8).
0
5
10
15
20
25
30
35
1 2 3 4 5 6 7 8
Tem
pér
atu
re (
°C)
Semaine
Matin Midi Soir
37
Figure 8: Évolution dupoids vifmoyen(g) des poulets de chair dans
chaque lot
A la fin du démarrage, les poulets nourris par la ration témoin ont unpoids
moyen le plus élevé (254,900 ± 40,750 g) suivi par les poulets du lot n°3 (214,200 ±
35,850 g), les poulets du lot n°4 (212,200 ± 54,790 g) et du lot n°2 (208,500 ± 34,900
g). Cependant, durant le démarrage, les poids vifs obtenus pour les lots n’ont pas été
significativement différents (p = 0,084).
Les poids moyens obtenus en fin de croissance ont été pour le lot témoin, lot
n° 2, lot n°3 et lot n°4 respectivement de 597,500 ± 97,960 g, 442,500 ± 113,160 g,
365,900 ± 85,820 g et 489,000 ± 71,390 g. Les différences de poids moyens en fin de
croissance du groupe « témoin et lot n° 2 » et « témoin et lot n°3 » ont été significatives
avec un intervalle de confiance de 95% (Annexe 8).
0
200
400
600
800
1 000
1 200
1 400
1 2 3 4 5 6 7 8
poid
s (g
)
Semaine
Lot n°1 Lot n°2 Lot n°3 Lot n°4
Linéaire (Lot n°1) Linéaire (Lot n°2) Linéaire (Lot n°3) Linéaire (Lot n°4)
38
Le lot n°1 qui reçoit une ration n’incorporant pas la graine de Mucuna
obtient un poids moyen à terme de 1294,300 ± 228,105 g, comparativement à 1096,900
± 103,405 g pour le lot n°2 incorporant 10% de farine de Mucuna traitée par T1, et
827,500 ± 123,162 g pour le lot n°3 incorporant 20% de Mucuna traitée par T1, et
1263,000 ± 115,209 g pour le lot n°4 incorporant 20% de Mucuna traitée par T2.La
différence des poids moyens à terme des quatre lots est significative (F = 3,784, ddl =
28, p = 0,023). Le Test de Tukey révèle que seule la différence dupoids moyen à 56
jours d’élevage des poulets du lot témoinet du lot n°3 est significative, avec un risque de
se tromper de 5%(Annexe 9). Le groupe homogène présentant lepoids à 56 jours le plus
élevé est composé du témoin, lot n°4 et lot n°2 (Annexe 10).
3. Gain Moyen Quotidien
Aucune perte de poids des sujets n’a été enregistrée durant
l’expérimentation. (Tableau VIII).
Tableau VIII: GMQ partiel (g/j) des poulets de chair en fonction de la
période d’élevage
Période d’élevage Lot n °1
0%
Lot n° 2
10%T1
Lot n° 3
20%T1
Lot n° 4
10%T2
Démarrage
15,64±2,91
12,32±2,49
12,73±2,56
12,59±3,91
Croissance 24,47±4,50 16,71±6,42 10,83±7,62 19,77±2,78
Finition 23,55±6,76 22,20±8,67 14,95±6,94 26,69±5,81
Aucune perte de poids des sujets n’a été enregistrée durant
l’expérimentation.Aucune différence significative, avec risque de se tromper de 5%, n’a
été observée pendant le démarrage, de même durant la période de finition. Durant la
période de croissance, les analyses statistiques ont montré des différences significatives
39
(F = 9,735, ddl = 33, p = 0,000) entre les GMQ des sujets nourris aux rations à base
degraines par rapport aux sujets témoin au seuil de significativité de 5% (Annexe 11).
Les poulets de chair nourris par l’aliment témoin ont présenté une
croissance supérieure à celle des animaux nourris aux aliments expérimentaux (Figure
9).
Figure 9: Gain Moyen Quotidien total (g/j) des poulets dans chaque lot
jusqu’à la fin de l’expérimentation
Les poulets recevant 0% de Mucuna dans leur ration ont un gain de 22,07
g/j. Les poulets recevant la ration contenant 10% de Mucuna traitée par T2 et 10% traité
par T1 ont réalisé une croissance intermédiaire respectivement de 21,53 g/j et 18,61 g/j.
L’analyse de la variance montre que la probabilité Pr>F (=0,023) est inférieure au seuil
de signification.
Les GMQ des sujets du lot témoin, du lot n°2 recevant 10% de Mucuna
traitée par T1 et lot n°4 nourri par 10% de Mucuna traitée par T2 sont restés sans
différence significative avec un intervalle de confiance de 95%. Tandis
quel’incorporation de la farine de graines de Mucuna dans la ration des poulets de chair,
0
5
10
15
20
25
30
Lot n°1 Lot n°2 Lot n°3 Lot n°4
GM
Q (
g/j
)
GMQ
40
a significativement diminué, sur toute la durée de l’expérimentation (de la 1ère à la
8èmesemaine d’âge), le GMQ cumulé des sujets du lot n°3 (13,89 g/j) par rapport au lot
témoin (22,07 g/j) (Annexe 12).
4. Consommation Alimentaire Individuelle
La prise alimentaire durant toute l’expérimentation est plus forte chez les
animaux du lot témoin, avec 98,110 g/j par sujet (Figure 12).
Figure 10 : Quantité d’aliment consommé (g/j/poulet) durant l’étude
expérimentale
Les tests statistiques indiquent une corrélation entre la Consommation
Alimentaire Individuelle des poulets de chair et le type de rationnement (F = 5,580, ddl
= 223, p = 0,001). Et 7,1% de la variabilité est expliquée par le type de rationnement
(Annexe 13).
Seul le groupe « témoin et lot n°3 » est significativement différent avec
risque de se tromper de 5% (Annexe 14). L’incorporation de la farine de Mucuna dans
la ration, a significativement avec un intervalle de confiance de 95%, diminué sur toute
0
20
40
60
80
100
120
Lot n °1 Lot n° 2 Lot n° 3 Lot n° 4
Qu
an
tité
d'a
lim
ent
con
som
mé
(g/j
/pou
let)
Quantité d'aliment consommé
41
la durée de l’expérimentation, la consommation alimentaire chez les sujets du lot n°3
(64,900 g/j), par rapport au lot témoin (98,110 g/j). Toutefois, les consommations
alimentaires chez les oiseaux nourris aux rations à base de farine de Mucunadu lot n°2
et lot n°4 plus basses que celle des sujets du témoin sont restées significativement
similaires avec un intervalle de confiance de 95%.
5. Indice de Consommation
Les Indices de Consommation alimentaire moyens obtenus pendant toute
l’expérimentation sont de 4,75, 4,78, 5,57 et 4,26 respectivement pour les sujets du lot
n°1, lot n°2, lot n°3 et lot n°4 (Figure 11).
Figure 11: Indice de Consommation des poulets de chair en fonction du
régime alimentaire durant l’expérience
Une légère détérioration de l’Indice de Consommation moyen avec
l’inclusion des graines de Mucuna dans la ration du lot n°3 est notée. Cependant, les
analyses statistiques n’ont montré aucune différence significative des Indices de
Consommation des sujets nourris aux rations à base de la graine par rapport aux sujets
témoin au seuil de 5%, sur toute l’expérimentation (Annexe 15).
0
1
2
3
4
5
6
7
Lot n °1 Lot n° 2 Lot n° 3 Lot n° 4
IC
IC
42
6. Taux de mortalité
D’une manière globale, aucun effet néfaste du par l’incorporation du
Mucunapruriens var. utilis noir n’a été observé sur la santé et la mortalité des poulets
de chair durant toute l’expérimentation. Cependant, la consommation d’eau a augmenté
surtout chez les poulets du lot n°3 qui sont nourris par du Mucuna traitée par du
bicarbonate de sodium et incorporé à 20% plus précisément, chez les sujets qui ont reçu
le taux d’incorporation de la farine des graines de Mucuna le plus élevé.
7. Coût de production
Les prix alimentaires par Kg de rations expérimentales sont calculés sur la
base des prix d’acquisition des diverses matières premières sur le marché (Tableau X)
Tableau IX: Prix des rations alimentaires en Ariary par kilogramme
Ration Lot n°1
0%
Lot n°2
10%T1
Lot n°3
20%T1
Lot n°4
20%T2
Démarrage 1600 1600 1600 1600
Croissance 1324 1102 997 1089
Finition 1244 1138 1004 1076
Le prix du Kg des aliments en croissance et finition contenant 20% de farine
des graines de Mucuna traitées par T1 était moins élevé : 997 Ariary en croissance et
1004Ariary en finition par rapport aux autres lots.
Le coût global de production est obtenu par la somme du coût de production
à la fin de chaque période (Tableau XI).
43
Tableau X: Coût global de production (Ar/Kg de poids vif)
Période d’élevage Lot n°1
0%
Lot n°2
10%T1
Lot n°3
20%T1
Lot n°4
10%T2
Démarrage 322 381 720 458
Croissance 1330 1279 1733 998
Finition 4142 4079 3505 3383
Coût global de production 5795 5739 5958 4840
Le prix alimentaire par kilo de poids vif de poulet de chair du lot n°4 est le
moins coûteux qui est de 4840 Ariary.
8. Qualité organoleptique
Les sujets qui ont perçus une différence de goût entre les poulets sont de
37% et que ceux qui n’ont pas perçus sont de 63% (Figure 14 et Annexe 16).
44
Figure 12: Fréquences de bonne et mauvaise réponse au test triangulaire
Onze dégustateurs parmi trente ont identifié l’échantillon qui diffère. A un
intervalle de confiance 95%, il n’y a pas de différence significative de goût entre les
deux échantillons de viande de poulet de chair nourri avec et sans la graine de Mucuna
(χ2=1,29 ;ddl=01 ; p= 0,26).
37%
63%
Bonne réponse Mauvaise réponse
TROISIÈME PARTIE : DISCUSSION
45
I. Réflexion sur la méthodologie
L’analyse du protocole expérimental met en question le dispositif mis en
place qui a permis d’obtenir les résultats souhaités chez le poulet de chair et de valider
les hypothèses de recherche émises au début de l’expérience, qui étaient que :
- Mucuna traitée améliore les performances zootechnico-économiques du
poulet de chair.
- La qualité organoleptique du poulet nourri par du Mucuna est identique à
la qualité organoleptique originale du poulet de chair nourri sans Mucuna.
La discussion sur le protocole expérimental permettra aussi de connaitre
sous quelles conditions et limites les résultats obtenus sont à recevoir et quelles sont les
perspectives d’amélioration du protocole expérimental.
Tout d’abord, la formulation alimentaire a été effectuée en utilisant la table
de valeurs nutritionnelles de matières premières incorporées lors de l’expérience. Alors
que ces valeurs nutritionnelles peuvent varier selon la région, la condition de stockage et
la saison de production. C’est ainsi que lors de la formulation alimentaire, les besoins
des poulets ont été augmentés afin de remplir les possibilités de pertes dues à la
variation de teneur en composition chimique. La notion d’apports recommandés
alimentaires a été donc prise en compte.
La comparaison des aliments témoin et expérimentaux est basée sur les
valeurs nutritionnelles purement théoriques. Des possibilités de biais en ressortent donc.
Quoique la formulation alimentaire ait été basée sur la valeur des apports recommandés
des poulets de chair, la comparaison théorique des valeurs nutritionnelles des aliments
peut donc être acceptable.
Deuxièmement, les procédés d’élimination des FANs utilisés dans
l’expérimentation sont à discuter. L’usage des additifs pour l’extraction de la L-DOPA
entraîne des coûts supplémentaires. Mais, le choix du bicarbonate de sodium est
favorable en tant que produit local facilement accessible et se justifie dans le contexte
des éleveurs ruraux à faible revenu. Cette étude est identique à l’essai réalisé par
Wanjekeche en 2003 [69] utilisant la solution alcaline de Magadi ou trona (solution de
bicarbonate de sodium obtenue dans le lac Magadi au Kénya) pour faciliter l’extraction
46
de la L-DOPA. La méthode de trempage compte à elle est adaptée à la pratique
paysanne. Elle est cependant fastidieuse car lente. En général, les types de traitements
utilisés permettant de réduire les teneurs en composés toxiques de la graine de Mucuna,
sont pratiques sur terrain.
D’autres techniques d’élimination des facteurs toxiques moins coûteuses et
faciles à effectuer sont donc à prédire.
La population d’étude a été constituée de 40 poulets. L’effectif de 10 poules
par lot est faible. Malgré ce faible effectif, l’étude a permis de mettre en évidence
significativement les effets de la graine de Mucuna notamment chez les sujets nourris
par du Mucuna traitéedu bicarbonate de sodium incorporé à 20% par rapport aux sujets
du lot témoin.
Quelques aspects de la conduite d’élevage sont aussi discutables :
- La prophylaxie médicale est indispensable pour un élevage de poulet de
chair. La vaccination contre les trois maladies de Newcastle, Bronchite infectieuse et
Gumboro a été effectuée à 1 jour d’âge des poussins par les fournisseurs de poussins.
Cependant, les rappels vaccinaux au 12ème jour pour la maladie de Newcastle et au 21ème
jour d’élevage pour la bronchite infectieuse et le Gumboro n’ont été pas réalisés. Malgré
cela, les oiseaux n’ont pas extériorisé des signes pathognomoniques de ces maladies
jusqu’à la fin de l’expérience.
- Des options n’ont été pas envisagées lors de la pénurie et de
l’insuffisance de certaines matières premières. Telle est le cas du tourteau d’arachide et
de la farine de poisson Diego vers la 6ème semaine. Le manque en acide aminé essentiel
a été aussi fait face durant l’expérimentation. Or, plusieurs options sont possibles à
envisager comme la réalisation d’une autre formule alimentaire basée sur les matières
premières disponibles.
En somme, des biais peuvent influencer les résultats obtenus lors de l’étude.
Ces biais sont dus :
- Aux conduites d’élevage dont les conditions d’ambiance qui peuvent
affecter la quantité d’aliment ingéré par les poulets de chair
47
- Aux conduites de l’alimentation dont la variabilité de la qualité
nutritionnelle des autres matières premières incorporées dans la ration qui peuvent
biaiser l’appétibilité du Mucuna
- Au degré de précision des instruments de mesure de pesée des poulets
et/ou des aliments, et mesure de la température ambiante.
- A l’état sanitaire de l’animal dans le cas où le rappel de la vaccination
des poulets n’a été pas réalisé.
II. Discussion sur les résultats
A travers les résultats obtenus, des discussions sont à relever :
1. Discussion sur la température ambiante
La variation des températures ambiantes moyennes mesurées durant
l’expérimentation qui est de 16,2°C à 32,8°C dépasse aux deux bornes les normes de
19°C à 27°C préconisées pour l’élevage de poulets de chair par ITAVI en 2003 [91].
L’évolution de la température ambiante moyenne tend à décroître au cours du temps.
Cette variation etdiminution de température peuvent s’expliquer par le fait que
l’expérimentation a eu lieu entre la saison chaude et la saison froide, du mois d’Avril au
mois de Juin.
2. Discussion sur les performances zootechniques du poulet de
chair
2.1. Poids vif
Les poids vifs obtenus au cours des 56 jours d’expérimentation sont
inférieurs à ceux enregistrés par Smith en 1990, qui dit que le poussin peut passer de 38
g à 1 jour à 2 Kg voir plus à 7 semaines d'âge [92]. Ces faibles performances pondérales
pourraient s’expliquer en partie par la conduite alimentaire. En effet, l’apport
alimentaire pourrait ne pas combler les vrais besoins des poulets.
La performance pondérale la plus importante, sur la durée de l’essai est
observée dans le lot témoin recevant 0% de farine de graine de Mucuna. Le poids
moyen des sujets nourris 10% T1 (1096,9 g) est significativement similaire (p>0,05) à
48
celui du lot témoin (1294,3 g). Cependant, cepoids moyen n’est suffisant pour atteindre
celle de la ration témoin en dépit de la teneur théorique en protéines brutes plus
concentrée dans la ration expérimentale : 19,46% en croissance et 17,71% en finition
pour le lot témoin contre 21% en croissance et 20% en finition pour le lot nourri par la
graine de Mucuna 10% T1. Contrairement dans une autre étude, des meilleures
performances ont été obtenues par Vadivel et Pugalenthi en 2010 [78] chez des poulets
nourris avec un aliment dont les taux d’incorporation de graines de Mucuna pruriens
traitées par trempage 0,2% de bicarbonate de sodium puis mis à l’autoclave étaient de
11% et 15,7% en remplacement de la farine de soja.
L’incorporation de 20% de graines de Mucuna traitées par T1 dans
l’alimentation des poulets de chair a fait diminué significativement (p<0,05) de 34,33%
lepoids moyen à 56 jours d’élevage par rapport à celui du témoin. Cette observation
corrobore avec celle de Del Carmen en 1999 [67] qui conclut que des taux
d’incorporation plus élevés que 10% de Mucuna chauffé par la chaleur sèche dans la
ration alimentaire réduisent les performances chez le poulet de chair. Par contre, Tuleun
et Igba en 2008 a observé un accroissement du taux de croissance quand la graine de
Mucuna trempée et cuite de 40 à 60 mn est incorporée à un taux de 20% dans la ration
alimentaire des poulets de chair [93].
Le poids vif moyen à terme diminue avec l’accroissement du taux
d’incorporation de la farine de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium, pour le lot
témoin, 10% et 20% respectivement 1294 g ; 1096,9g ; 827,5 g. De pareille diminution
chez les sujets nourris à la farine de graines de Mucuna pruriens a été observée par
Aboh en 2011 chez les poulets de chair. Cet auteur a mis en expérience 4 niveaux
d’incorporation de 0 à 30% de graines de Mucuna dans la ration des poulets de chair
[94]. Par contre, Rakotomalalaen 2013 [42] arapporté que l’évolution pondérale chez les
poulets de race locale nourris par la farine de Mucuna traitée par la chaleur humide est
proportionnelle avec le taux d’incorporation dans la ration alimentaire. Cette baisse
depoids vif peut être expliquée par la présence de FANsdans la graine de Mucuna [44,
47, 95].
Lepoids vif obtenu chez les oiseaux nourris par du Mucuna traitée par T2
incorporé à 10% est quasi-similaire à celui du lot témoin, et a donné une meilleure
performance par rapport au lot traité par T1. Avec la méthode de traitement des graines
49
utilisée, cette observation concorde avec l’incorporation de taux pas plus de 12,5% de
graines de Mucuna pruriens à tremper les graines de Mucuna pruriens dans de l’eau
potable pendant 24 h, dépélliculer, bouillir dans l’eau pendant 1 h, laisser refroidir et
sécher pendant 48 h à la température ambiante dans la ration alimentaire suggérée pour
obtenir un effet positif sur la croissance pondérale de poulet par Aboh [94]. De plus,
selon Tuleun en 2008, la combinaison des procédés de traitement : trempage et cuisson
de 40 à 60 mn augmentent significativement la croissance similaire au lot témoin nourri
par du tourteau de soja [93]. Contrairement chez les pintades, l’expérimentation a révélé
que l’aliment à base des graines de Mucuna pruriens ayant subi une ébullition des
graines décortiquées à l’issue d’un premier trempage, et incorporé à 10,62% dans la
ration ont induit les meilleures performances de croissance chez les pintades comparées
à l’aliment témoin [96].
Il est recommandé donc d’incorporer la graine de Mucuna dans la ration des
poulets de chair à taux optimal pour les capacités de croissance des oiseaux. Dans notre
étude, ce taux optimal est de 10%.
2.2. GMQ
Concernant le GMQ cumulé, le GMQ (22,07 g/jr) enregistré chez les sujets
témoins est inférieur à ceux (34,30 g/jr) obtenu par Aboh en 2011 chez les poulets de
chair de même nourris sans la farine de graine de Mucuna [94]. Le GMQ cumulé
maximal des lots expérimentaux a été enregistré chez les animaux du lot nourri par la
farine de graines de Mucuna traitées T2 incorporé à 10% qui a réalisé une croissance de
21,53 g/j, significativement similaire de celle du lot témoin (22,07g/j). Ce résultat a été
supérieur par rapport au gain moyen trouvé par Aboh en incorporant 12,5% de farine de
Mucuna traitée (18,70 g/j). Selon le même auteur, les poulets de chair obtiennent un
gain moyen de 23 g/j si les oiseaux sont nourris par du Mucunadépelliculées à sec,
trempées, bouillies, retrempées et séchées et incorporé à 12,5% [94]. De plus, selon
Tuleun en 2008, les accroissements du taux de croissance et de l’Indice de
Consommation sont observés quand la graine de Mucuna est trempée et cuite [93].
Cette observation est rapportée par Nyirendaen 2003 et Emiolaen 2003[68, 97].
La diminution significative du GMQ de l’ordre de 37,06% des poulets de
chair nourri par de la graine de Mucuna traitée par T1 et incorporé à 20% par rapport
50
aux sujets témoins a été aussi constatée quand la graine crue de Mucuna a été incorporé
à 20% dans la ration alimentaire des poulets [67]. L’effet négatif du Mucuna sur la
croissance des poulets pourrait s’expliquer en grande partie par un ou plusieurs FANs
présents dans la graine. Ces facteurs toxiques incluent les anti-trypsines, tannins et
cyanide [52], anticoagulants [98], des facteurs analgésiques, antipyrétique et anti
inflammatoires [99], L-DOPA [58, 100] et d’autres facteurs possibles [101].
Le mode de traitement T1 incorporé à 20% n’est pas aussi efficace pour
induire un aliment capable d’améliorer la performance pondérale similaire à celle
induite par la ration témoin sans farine de graine de Mucuna pruriens. D’autres
procédés d’extraction des Facteurs Anti-Nutritionnels des graines de Mucuna plus
pratiques sur terrain, autre que le traitement par du bicarbonate de sodium devraient être
entrepris pour des recherches en alimentation animale. En effet, la torréfaction des
graines pendant 8 min est plus efficace sur l’élimination de la L-DOPA, tout en
préservant le plus la valeur nutritionnelle des graines de Mucuna pruriens utilis noir
[102].
2.3. Consommation alimentaire
La consommation alimentaire du lot témoin obtenue est moins bonne que
celle obtenue par Abohen 2011 (110 g/j), mais supérieure à la performance de
consommation alimentaire cumulée en 56 jours typique en climat chaud qui est de 69,64
g/j à 75 g/j [103]. Cette surconsommation alimentaire pourrait s’expliquer par la
variation saisonnière : durant la saison sèche et froide correspondant à une partie de
notre période d’étude, la consommation alimentaire devient plus élevée. En effet, s’il
fait trop chaud les poussins ne mangeront pas suffisamment et prendront ainsi du retard
dans leur croissance. Par contre s’il fait trop froid les poussins mangeront plus mais ne
prendront pas plus de poids pour autant [104]. Il est recommandé ainsi pour
lesprochainesétudes expérimentalessur les poulets de s’assurer que la température
ambiante correspond à leurs besoins,plus précisément en prenant la température rectale
des poussins pris au hasard.Encas d’éventuelle forte élévation et de diminution de la
température, des mesures devraient être mis en place.
Beaucoup d'auteurs aussi ont rapporté un effet significatif du génotype sur la
consommation alimentaire [105]. La concentration en énergie de l'aliment a une grande
51
influence sur l'appétit des oiseaux [106]. Le manque d'un acide aminé essentiel comme
la méthionine peut induire une consommation supplémentaire [106]. Cette
augmentation de consommation alimentaire peut s’expliquer aussi par le remplissage
des conditions d’élevage. Le programme lumineux conditionne l’activité des animaux
avec un pic d’activité en début et en fin de période éclairée [107], les volailles
consomment très peu durant la phase d’obscurité.
La CAI maximale obtenue toute au long de l’expérience a été observé chez
les poulets témoin (98,110 g/j/poulet). Les consommations alimentaires des lots nourris
par 10% T1 et 10% T2 ne différent pas significativement par rapport au témoin. De
même, Del Carmen en 1999 [67] a noté que la consommation alimentaire des poulets
nourris par des graines de Mucuna crues ou chauffées incorporées à 10% dans l’aliment
ne diffère pas significativement à celle du témoin. Dans notre étude, cette observation
peut s’expliquer par le niveau énergétique et la teneur en protéine théorique des
aliments contrôle en croissance et en finition qui sont faibles par rapport aux aliments
expérimentaux. En effet, les animaux monogastriques comme le poulet de chair, règlent
en grande partie leur consommation d’aliment de façon à couvrir leurs dépenses
énergétiques. L’accroissement de la concentration énergétique de l’aliment entraine
donc toujours une réduction de l’ingestion. La consommation est influencée aussi par la
teneur en protéines du régime, en cas de subcarence, les poulets tendent à
surconsommer de l’aliment pour tenter par ce moyen d’assurer tout de même une
ingestion suffisante d’acides aminés [108].
L’incorporation de la farine des graines de Mucuna dans la ration des
poulets de chair a diminué de façon significative la consommation alimentaire chez les
sujets recevant dans leur ration 20% de T1 par rapport aux sujets témoin. De même,
Tuleun en 2008 a rapporté que l’incorporation de 20% de graine de Mucuna trempée et
cuite pendant 20 mn a diminué significativement la consommation alimentaire des
poulets de chair en finition par rapport au témoin nourri sans la farine de Mucuna [93].
Mais, à un taux d’incorporation de 30%, la graine de Mucuna cru réduit la
consommation alimentaire [67]. Ce refus alimentaire ou l’inappétence des sujets du lot
nourri par de la graine de Mucuna traitée par T1 incorporé à 20% peut s’expliquer par
l’effet du déséquilibre alimentaire rapporté par Gietzen et Magrum en 2001. Dans le cas
d’un aliment particulièrement déséquilibré en acide aminé, un mécanisme de détection
52
des déséquilibres alimentaires en acides aminés permet de déclencher une réponse
comportementale de rejet de l'aliment. Ce phénomène représenterait un mécanisme
protecteur évitant les effets métaboliques délétères d’une ingestion en trop grande
quantité d’un régime disproportionné en Acides Aminés Essentielles [109].
Afin de savoir si les aliments composés destinés aux poulets de chair
remplissent les besoins de ces derniers, des analyses bromatologiques minutieuses de
chaque ration alimentaire reçu par les poulets devraient être envisagées dans les études à
venir. L’analyse bromatologique des aliments concentrés témoin et expérimentaux
devrait donc faire suite à la présente étude. Une étude comparant des rations à base
de Mucuna et de provende commerciale comme ration témoin sans Mucuna est aussi à
suggérer pour un résultat plus pertinent par rapport à l’élevage de poulet de chair actuel.
2.4. Indice de Consommation
Les Indices de Consommation des sujets ayant reçu une ration à base de
Mucuna ne sont pas affectés par rapport aux sujets témoins. La différence des indices de
consommation enregistrés n’est pas significative avec un intervalle de confiance de
95%. Donc, les sujets ayant reçu de l’aliment expérimental ont valorisé leur aliment au
même titre que les sujets témoins. Une légère diminution de l’Indice de Consommation
(4,26) chez les sujets nourris à base de Mucuna traitée par T2 et incorporé à 10% par
rapport au lot témoin (4,72) est à noter, malgré la similarité des indices de
consommations des lots expérimentales par rapport au témoin statistiquement.
Les Indices de Consommation obtenu lors de la présente étude sont
supérieurs selon IEMVT en 1991 qui rapporte que l'Indice de Consommation est
compris entre 1 et 2 avant 3 semaines d'âge et peut dépasser 3 en fin de croissance
[110]. Cette détérioration de l'Indice de Consommation peut être due, entre autres, à
l'augmentation de la part relative du gras dans le croît [111], du fait que les poulets ont
été abattus tardivement à 56 jours au lieu de 45 jours. Le bas niveau énergétique des
aliments peut expliquer aussi cette observation. En effet, l’accroissement du niveau
énergétique conduit toujours à une amélioration de l’Indice de Consommation. Son effet
sur la croissance, variable selon les croisements, est perceptible jusqu’à 3000kcal
d’EM/Kg pour les poulets âgés de 4 à 8 semaine, en dessous de ces valeurs, la réduction
dupoids vif à 56 jours est voisine de 30g pour chaque diminution de 100kcal d’EM/Kg
53
du niveau énergétique de l’aliment [112]. Cette observation peut s’expliquer aussi par le
fait que les oiseaux ont surconsommé les aliments durant l’expérience sans que les
apports alimentaires comblent leurs besoins. Cette situation est expliquée en partie par
des défauts de conduite alimentaire durant l’expérimentation :
- La qualité nutritionnelle de certaines matières premières est redoutable :
moisissure du maïs vers la 6eme semaine alors que des céréales humides ou moisies
conservées dans de mauvaises conditions auront une forte incidence sur l’appétence de
l’aliment et la consommation à cause de la possibilité de développement des
mycotoxines provenant de champignons [67].
- Pénurie de certaines matières premières
- Insuffisance de quantité en certaines matières premières (farine de
poisson Diégo et tourteau d’arachide) due par la difficulté du transport des matières
premières lors de l’approvisionnement
- Absence de certains éléments essentiels (Lysine, Méthionine)
Pour pouvoir bien approfondir les impacts de l’incorporation du Mucuna,
étudier sur un effectif d’échantillon plus grand et maîtriser au maximum les conduites
d’élevage et de l’alimentation seraient nécessaires ; vu que le non-respect des
parametres d’élevage pourrait entrainer de déficits de croissance chez les poulets de
chair. Il est ainsi envisageable de réaliser une prochaine étude dans un élevage de poulet
de chair à grande échelle où ces parametres d’élevage et d’alimentation sont déjà
respectés au maximum.
2.5. Taux de mortalité
Dans le contexte de la présente étude, l’incorporation de la farine de graine
de Mucuna semble ne pas avoir un effet sur l’état de santé des animaux et sur la
mortalité des poulets. De même à cette observation, Andrianiony MI a rapporté que
d’une manière globale, l’incorporation de la farine de graine de Mucuna pruriens var.
utilis noir dans la ration n’a pas induit d’effets néfastes sur l’état sanitaire de poules
pondeuses [113].
3. Discussion sur le coût de production
Le coût de production lors de l’étude est basé sur le coût de l’alimentation.
Les prix des rations expérimentales sont inférieurs à celui de la ration témoin. La
54
réduction du prix du Kg d’aliment avec l’inclusion des graines de Mucuna peut
s’expliquer par la qualité nutritionnelle de ces graines en protéine et en acide aminés
essentiels aux poulets de chair dont l’augmentation réduit fortement l’incorporation de
ces acides aminés limitant dans la ration. Les résultats sont en accord avec ceux de
Vonona en 2017 qui en incorporant les graines traitées de Mucuna a enregistré une
diminution du coût de l’aliment chez les poulets de race locale [114].
Le prix alimentaire par kilo de poids vif de poulet de chair du lot nourri par
10% de T2 est le moins coûteux (4840 Ariary). Cette observation peut s’expliquer par le
fait que ces sujets ont bien valorisé leur ration alimentaire au profit d’un bon gain de
poids par rapport aux autres lots durant l’étude expérimentale.
L’évaluation économique montre donc que l’utilisation des graines de
Mucuna pruriens trempé, dépélliculé, cuit et séché incorporé à 10% dans l’alimentation
des poulets de chair apparait opportun par rapport au témoin. Certes, malgré les résultats
positifs enregistrés chez les poulets nourris par de la graine de Mucuna traitée par T2
incorporé à 10% durant cette phase d’élevage, le gain de poids et Indice de
Consommation reste toujours inférieure aux valeurs recommandées.
4. Discussion sur l’effet de l’incorporation du Mucuna sur la
qualité organoleptique de la viande de poulet de chair
Comme rappel, la méthode utilisée pour rechercher la différence de qualités
organoleptiques entre la viande des poulets nourris par du Mucuna et celle du témoin
sans Mucuna est le test A-nonA ou le test triangulaire. Durant le test, une série
d’échantillons a été présentée à chaque juge, l’un étant doublé et l’autre pas. Les juges
indiquent l’échantillon qui est diffèrent.
Le résultat obtenu est que la qualité organoleptique de la viande du poulet
nourri avec du Mucuna est perçue identique de celle du poulet témoin. Les goûts de la
viande de poulet nourri sans et avec Mucuna ne diffèrent pas significativement avec un
Odds Ratio (OR) 0,42[95% IC 0,09 – 1,92 ; p= 0,26]. En effet, les sujets qui ont perçu
une différence de goût entre les poulets sont de 37% contre ceux qui n’ont pas perçu est
de 63%. Une étude sur l’utilisation de farine de graines de Mucunapruriens var.utilis
noir dans l’alimentation des poules pondeuses à Madagascar a montré aussi que
l’incorporation de farine de graine de Mucuna n’induit pas de changement de qualité sur
55
le blanc d’œuf comparé aux œufs du lot témoin [113]. Ainsi, l’incorporation de la farine
de graine de Mucuna pruriens var. utilis noir dans l’alimentation du poulet de chair ne
change pas les qualités organoleptiques d’origine de la viande.
Les effets de la graine de Mucuna sur les rendements en carcasse de poulets
de chair, le devenir de la L-DOPA au niveau des différents tissus du poulet et les effets
probables chez le consommateur humain seraient intéressants comme étude à venir.
Les perspectives et recommandations à apporter à partir des résultats
obtenus sont donc :
Dans les études à venir, d’autres procédés d’extraction des Facteurs Anti-
Nutritionnels des graines de Mucunadevraient être entrepris pour des recherches en
alimentation des poulets ; la torréfaction du Mucuna est suggérée.
Des analyses bromatologiques des provendes expérimentales distribuées aux
poulets devraient être envisagées afin d’établir les vraies valeurs nutritionnelles de ces
dernières et d’en conclure si les matières premières mélangées remplissent les besoins
des poulets.
Une ration témoin de type commercial comparée aux rations expérimentales
est aussi à suggérer pour des résultats plus pertinents dans les prochaines études.
Concernant les conduites d’élevage des poulets, il est recommandé de :
- S’assurer que la température ambiante correspond aux besoins des oiseaux, du fait
que la variation de la température ambiante influence les performances de croissance
surtout chez les poulets de chair.
- Maîtriser au maximum les conduites d’élevage et de l’alimentation selon les
normes posées. Pour des études sur l’efficacité du Mucuna, il est ainsi envisageable de
réaliser une prochaine étude dans un élevage de poulet de chairà grande échelle où ces
parametres d’élevage et d’alimentation sont déjà respectés.
D’autres études des effets duMucuna sur les rendements en carcasse des
poulets de chair,le devenir des FANsdans la viande du poulet nourri par duMucuna,ses
effets chez le consommateur humain seraient intéressants comme étude à venir.
56
CONCLUSION
Les observations faites au cours de cette expérimentation montrent que le
fait d’incorporer 10% de graine de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium dans
l’alimentation des poulets de chair ne change pas leur qualité organoleptique
d’origine toutefois, n’améliore pas les performances de croissance pas plus que la ration
témoin sans Mucuna. De même incorporée à 20%, la graine de Mucuna traitée par du
bicarbonate de sodium n’améliore pas les performances zootechniques chez le poulet de
chair. En effet, le poids vif moyen à terme diminue avec l’accroissement du taux
d’incorporation du Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium. Le taux optimal pour
l’incorporation de la graine de Mucuna est de 10% dans la ration alimentaire. Les
performances zootechniques chez les oiseaux nourris par du Mucunadépélliculé et
incorporé à 10% donne une meilleure performance par rapport au lot traité par du
bicarbonate de sodium. La graine de Mucuna semble ne pas avoir d’effet néfaste sur la
santé et la mortalité.
D’autres procédés d’extraction des Facteurs Anti-Nutritionnels des graines
de Mucuna plus pratiques sur terrain seraient à promouvoir. Puis, l’effet de la graine de
Mucuna sur les rendements en carcasse de poulets de chair, le devenir de la L-DOPAau
niveau des différents tissus du poulet et les effets probables chez le consommateur
humain seraient à approfondir. Dans l’avenir, la valorisation de ressources alimentaires
non conventionnelles disponibles localement autres que le genre Mucuna dans
l’alimentation du poulet serait également intéressante.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1- El-Khroub. Les sojas dans l’alimentation du poulet de chair : Aspects qualitatif et
quantitatif [Mémoire]. Médecine, pathologie, spécialité aviculture et pathologie
aviaire: Benin; 2008. 73 p.
2- Dahouda M, Toléba SS, Senou M, Youssao AKI, Hambuckers A, Hornick JL. Les
ressources alimentaires non-conventionnelles utilisables pour la production aviaire
en Afrique : valeurs nutritionnelles et contraintes. Ann Méd Vét. 2009;153:5-21.
3- D’Mello JPF. Nutritional potentialities of fodder trees and fodder shrubs as protein
sources in monogastric nutrition. In: Speedy A, Pugliese P L (Eds.), Legume trees
and other fodder trees as protein sources for livestock. Rome: FAO. 1992. 339p.
4- . Kantiono DE. Production et valorisation du fourrage de Mucuna dans l’alimentation
des ruminants domestiques [Thèse]. Gestion Intégrée des ressources Naturelles
(GIRN), productions animales: Burkina Faso; 2012. 38 p.
5- Leger-Cresson N. Introduction d'une légumineuse fourragère (Mucuna aterrimaHolI)
dans la culture du maïs pluvial à Colina (Mexique) [Thèse]. Biologie et Physiologie
végétale: France; 1989. 100 p.
6- Prakash DP, Misra PS. Protein and aminoacid composition of sorne wild leguminous
seeds. Plant Food Hum Nutr. 1987;37:29-32.
7- Rajaram N, Janardhanan K. The biochemical composition and nutritional potential of
the tribal pulse, Mucuna gigantean (Willd). Plant Food Hum Nutr. 1991;41:45-51.
8- Dahouda M. Contribution à l’étude de l’alimentation de la pintade locale au Bénin, et
perspectives d’améliorations à l’aide de ressources non conventionnelles [Thèse].
Sciences vétérinaires, santé et productions animales: Liège; 2009. 170p.
9- Dossa AD. Effets de divers traitements physico-chimiques de Mucuna pruriens var.
utilissur leur composition chimique et le comportement alimentaire des poulets
[Thèse]. LAMS: Benin; 1996. 53 p.
10- Traoré EH. Première évaluation de la situation et de l’importance du secteur avicole
commercial et familial en Afrique de l’Ouest : Rapport du Sénégal. Rome: FAO.
2006.
11- ATW consultants Madagascar. Situation actuelle et perspectives d’avenir du marché
de produits agricoles (Poulet de chair et poule pondeuse). ATW; Mai 1999.
12- Andriamasinandraina M. Étude de la consommation et de la valeur nutritionnelle
des graines de légumineuses de l’Androy [Mémoire]. Biochimie Appliquée aux
sciences de l’alimentation et de la nutrition: Antananarivo; 2012.
13- Villate D. Maladies des volailles. Fr Agri. 1997. 399 p.
14- Labrier M, Lerclercq B. Nutrition et alimentation de volailles. INRA : Paris ; 1992.
335p.
15- Klasing KC. Comparative Avian Nutrition. Welington : CabiPublishing ; 1998.
16- Champ M, Szylit O. The influence of microflora on the breakdown of maize starch
granules in the digestive tract of chicken. Poult Sci.1981;60:179-87.
17- Léonie D. Quelques rappels sur les mécanismes physiologiques. In : Bordeaux C,
Antoine R, dir. Alimentation des volailles en agriculture biologique. Paris : INRA ;
2015 :7-12.
18- Ferrando C, Vergara P, Jimenez M and Gonalons E. Study of the rate of passage of
food with chromium-mordanted plant cells in chickens (Gallus gallus). Q J Exp
Psychol. 1987;72:251-9.
19- Turk DE. The anatomy of the avian digestive tract as related to feed utilization.
Poult Sci. 1982;61:1225-44.
20- Villate D. Les maladies des volailles : l'appareil digestif. INRA; 2001:27-38.
21- McNab JM. The avian caeca: A review. Worlds Poult Sci J. 1973;29:251-63.
22- Thomas DH, Skadhauge E. Transport function and control in bird caeca.
Comparative Biochemistry and Physiology - Part A: Molecular & Integrative
Physiology. 1988; 90: 591-6.
23- McLelland J. A colouratlas of avian anatomy. Wolfe Pub. 1990.
24- Apajalahti J. Comparative gut microflora, metabolic challenges, and potential
opportunities. J App Poult Res. 2005;14:444-53.
25- Denbow M. Gastrointestinal anatomy and physiology. In: Sturkie's avian
physiology. ed Press A. 2000.
26- Cranwell PD. Microbial fermentation in the alimentary tract of the pig.Nutr Abstr
Rev, A and B. 1968;38:721-30.
27- Gadoud R. Nutrition et alimentation des animaux d’élevage. Foucher. INRAP.
1992.
28- Surdeau, Henaff. Quelques rappels sur les mécanismes physiologiques. In :
Bordeaux C, Antoine R, dir. Alimentation des volailles en agriculture biologique.
INRA : Paris ; 2015. p.7-12
29- Blum JC. L'alimentation des animaux monogastriques : porc, lapin, volaille. Paris :
Ouvrage collectif de l’élevage des Monogastriques INRA ; 1984. 282p.
30- Institut Technique de l’AVIculture (ITAVI). L’alimentation rationnelle des poulets
de chair et des pondeuses. Paris : ITAVI ; 1980. 37p.
31- Azzouz H. Alimentation du poulet de chair. ITPE; 1997. p.7-9
32- Rékhis J. Nutrition avicole en Afrique du Sud. Rivonia SPESFEED ; 2002. 324p.
33- Lilja C. A comparative study of postnatal growth and organ development in some
species of birds. Growth.1983;47:317-39.
34- Dayon FJ, Arbelot B. Guide d’élevage des volailles au Sénégal. Montpellier :
CIRAD-EMVT ; 1997.
35- Hofman A. Amélioration de l’aviculture traditionnelle aux îles Comores : impact de
la semi-claustration et de la complémentation par une provende locale sur la
productivité de la volaille locale[Mémoire]. Médecine Vétérinaire: Liège; 2000. 71
p.
36- Eilittä M, Bressani R, Carew LB, Carsky R.J, Flores M, Gilbert R, et al. Mucuna as
a food and feed crop: an overview. In: Flores M, Eilittä M, Myhrman R., Carew
LB, Carsky RJ, (Eds.). Food and feed from Mucuna: current uses and the way
forward. Centro Internacional de Informaci¢n sobre Cultivos de Cobertura
(CIDICCO) : Tegucigalpa ; 2003 : 18-46.
37- Vissoh P, Manyong VM, Carsky JR, Osei-bonsu P, Galiba M. Experiences with
Mucuna in West Africa. In: Buckles D, Eteka A, Osiname 0, Galiba M, Galiano G,
(Eds.). Cover crops in West Africa: contributing to sustainable agriculture.
International Development Research Centre (IDRC): Ottawa ; 1998.
38- Carsky RJ, Tarawali SA, Becker M, Chikoye D, Tian G, Sanginga N. MUCUNA -
herbacée couverture de légumineuses avec un potentiel pour des usages multiples.
Des ressources et de monographies en recherche gestion des cultures ; 1998. 25p.
39- Pugalenthi M, Vadivel V. Agro biodiversity of eleven accessions of Mucuna
pruriens(L.) DC. var. utilis(Wall. ex Wight) Baker ex Burck (velvet bean) collected
from four districts of South India. Gen Res Crop Evol. 2007;54:1117-24.
40- Buckles D. Velvetbean: A "new" plant with a history. Econ Bot. 1995;49:13-25.
41- Pugalenthi M, Vadivel V, Siddhuraju P. Alternative food/feed perspectives of an
underutilized legume Mucuna pruriens var. utilis. Plant Food Hum Nutr. 2005
Decembre;60:201-18.
42- Rakotomalala HA. Utilisation de la farine de graines de Mucunapruriensirz dans
l’alimentation des poulets de race locale « Akohogasy » [Mémoire].Sciences de la
vie: Antananarivo; 2013. 55p.
43- Costa GEA, Queiroz-Monici KS, Machado RS, Oliveira AC. Chemical
composition, dietary fiber and resistant starch contents of raw and cooked pea,
common bean, chickpea and lentil legumes. Food Chem. 2006;94:327-30.
44- Tuleun CD, Carew SN, Ajiji I. Feeding value of velvet beans (Mucuna utilis) for
laying hens. LivestRes Rural Dev. 2008. 20p. [En ligne] Consultable sur l’URL :
http://lrrd.org/lrrd20/5/tule20081.htm
45- Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture.ProteinQuality
Evaluation: report of Joint FAO/WHO Expert Consultation. FAO : Rome. 1990. 23
p.
46- Mohan VR, Janardhanan K. Chemical analysis and nutritional assessment of lesser
known pulses of the genus, Mucuna. Food Chem. 1995;52: 275-80.
47- Ezeagu IE, Maziya-dixon B, Tarawali G. Seed characteristics and nutrient and
antinutrient composition of 12 Mucuna accessions from Nigeria. Trop Subtrop
Agroecosyst. 2003;1:129-39.
48- Emenalom O, Udedibie AB. Evaluation of different heat processing methods on the
nutritive value of Mucuna pruriens (Velvet Bean) seed meals for broilers. Int J
Poult Sci. 2005;4:543-48.
49- Vadivel V, Pugalenthi M. Effect of soaking in sodium bicarbonate solution
followed by autoclaving on the nutritional and antinutritional properties of velvet
bean seeds. J Food Process Preserv. 2009;33:60-73.
50- Siddhuraju P, Becker K, Makker HS. Studies on the nutritional composition and
antinutritional factors of three different germplasm seed materials of an under-
utilized tropical legume, Mucuna pruriens var. utilis. JAgric Food Chem. 2000;48:
6048-60.
51- Agbede JO, Aletor VA. Studies of the chemical composition and protein quality
evaluation of differently processed Canavalia ensiformis and Mucuna pruriens seed
flours. J Food Compos Anal. 2005;18:89-103.
52- Ravindran V, Ravindran G. Nutritional and anti-nutritional characteristics of
Mucuna (Mucuna utilis) bean seeds. J Sci Food Agric. 1988;46:71-9.
53- Andrianirina J. Caractérisation nutritionnelle et anti nutritionnelle des graines de
légumineuses consommées dans l’Androy [Mémoire].Sciences de la vie:
Antananarivo; 2015. 53p.
54- Iyayi EA, Taiwo VO. The effects of diets incorporating Mucuna (M. pruriens) seed
meal on the performance of laying hens and broilers. Trop Subtrop Agroecosyst.
2003;1:239-46.
55- Mitjavila S, Lacombe C, Carrera G, Derache R. Tannic acid and oxidized tannic
acid .on the functional state of rat intestinal epithelium. J Nutr. 1977;107:2113-20.
56- Siddhuraju P, Vijayakumari K, Janardhanan K. Chemical composition and protein
quality of the little known legume Velvet bean (Mucuna pruriens L.DC.). J Agric
Food Chem. 1996;44:2636-41.
57- Laurena AC, Revill1eza MJR, Mendoza EMT. Polyphenols, phytate, cyanogenic
glycosides, and trypsin inhibitor activity ofseveral Philippine indigenous food
legumes. J Food Compost Anal. 1994;7:194-202.
58- DaxenbicWer ME, VanEtten CH, Hallianan EA, Earle FR, Barclay AS. Seed as
sources of L-DOPA. J Med Chem. 1971;14:463-5.
59- DaxenbicWer ME, VanEtten CH, Earle FR, Tallent WH. L-DOPA recovery from
Mucuna seed. J Agric Food Chem. 1972; 20(5): 1046-8.
60- Lorenzetti, MacIsaac FS, Amason JT, Awing DVC, Buckles D. The
phytochemistry, toxicology, and food potential of velvetbean (Mucuna
adans.spp.,Fabaceae). In: Cover Crops in West Africa: Contributing to Sustainable
Agriculture. Ed by D. Buckles, AEteka, O. Osiname, M. Galiba, and G.Galiano.
Ottawa, Canada: IDRC; 1998. p. 67-84.
61- Murray RK, Granner DH, Mayes PA, Rodwell VW. Biochimie de Harper. De
Boeck Université : Bruxelles ; 2002. 933 p.
62- Cohen Y, Jacquot C. Pharmacologie. Elsevier; 2008. 487 p.
63- St Laurent L, Livesey J, Arnason JT, Bruneau A. Variation in L-DOPA
concentration in accessions of Mucuna pruriens (L.) DC and in Mucuna
brachycarpa Rech. In: Flores M, Eilittä M, Myhrman R, Carew LB, Carsky RJ
(Eds.). Food and feed from Mucuna: current uses and the way forward. CIDICCO:
Tegucigalpa; 2002. p. 352-75.
64- Dossa CS, Mensah GA, Dossa AD, Adoun C. Influence de divers traitements
physico-chimiques de graines de Mucuna pruriens sur leur composition chimique
en nutriments. Tropicultura. 2009;16:141-6.
65- Takasaki S, Kawakishi S. Formation of protein bound 3,4 dihydroxyphenylalanine
and 5-S-cysteinyl-3,4-dihydroxyphenylalanine as new cross linkers in gluten. J
Agric Food Chem. 1997;45:3472-5.
66- Spore. Le Mucuna, une plante fourragère bientôt vivrière. SPORE; 1996.
67- Del Carmen J, Gernat AG, Myhrman R, Carew LB. Evaluation of raw and heated
velvet beans (Mucuna pruriens) as feed ingredients for broilers. Poult Sci. 1999;78:
866-72.
68- Nyirenda D, Musukwa M, Jonsson LO. The effects of different processing methods
of velvet beans (Mucuna pruriens) on L-DOPA content, proximate composition
and broiler chicken performance. Trop Subtrop Agroecosyst. 2003;1:253-60.
69- Wanjekeche E, Wakasa1 V, Mureithi JG. Effect of germination, alkaline and acid
soaking and boiling on the nutritional value of mature and immature Mucuna
(Mucuna pruriens) beans. Trop Subtrop Agroecosyst. 2003;1:183-92.
70- Fredlund K, Asp NG, Larsson M, Marklinder I, Sandberg AS. Phytate reduction in
whole grains of wheat, rye, barlye and oats after hydrothermal treatment. J Cereal
Sci. 1997;25:83-91.
71- Gurumoorthi P, Janardhanan K, Myhrman RV. Effects of differential processing
methods on L-DOPA and protein quality in velvet bean, an underutilized pulse.
Lebensm Wiss Technol. 2008;41:588-96.
72- Vijayakumari K, Pugalenthi M, Vadivel V. Effect of soaking and hydrothermal
processing methods on the levels of antinutrients and in vitro protein digestibility of
Bauhinia purpurea L seeds. Food Chem. 2007;103:968-75.
73- Purchas RW, Simcock DC, Knight TW, Wilkinson BHP. Variation in the form of
iron in beef and lamb meat and loses of iron during cooking and storage. Int J Food
SciTechnol. 2003;38:827-37.
74- Gibson R, Hötz. Dietery diversification/modification strategies to enhance
micronutrient content and bioavailability of diets in developing countries. Br J
Nutr. 2001; 85: S159-S66.
75- Vadivel V, Pugalenthi M. Biological value and protein quality of raw and processed
seeds of Mucuna pruriens var. utilis. Livest Res Rural Dev. 2007. 19 p.
76- Myhrma NR. Detection and removal of L-DOPA in the legume Mucuna. In: Flores
M, Eilittä M, Myhrman R, Carew LB, Carsky RJ (Eds.). Food and feed from
Mucuna: current uses and the way forward. Centro Internacional de Informaci¢n
sobre Cultivos de Cobertura (CIDICCO) : Tegucigalpa. 2002 : 142-63.
77- Emenalom 00, Udebidie ABI. Effect of dietary raw, cooked and toasted
Mucunapruriensseeds (velvet bean) on the perfonnance of finisher broilers.
Nigerian JAnim Prod. 1998; 25(2): 115-9.
78- Vadivel V, Pugalenthi M. Studies on the incorporation of velvet bean (Mucuna
pruriens var. utilis) as an alternative protein source in poultry feed and its effect on
growth performance of broiler chickens. Trop Anim Health Prod. 2010 Oct; 42
(7):1367-76.
79- Siddhuraju P, Becker K. Effect of various domestic processing methods on
antinutrients and in vitro protein and starch digestibility of two indigenous varieties
of Indian tribal pulse, Mucuna pruriens Var. utilis. J Agric Food Chem. 2001
Jun;49(6):3058-67.
80- Warrier PK, Nambiar VPK, Ramankutty C. Indian medicinal plants: a compendium
of 500 species. Sangam Books. 1996; 4: 68-72.
81- Manyam RV. An alternative medicine treatment for Parkinson's disease. J Altern
Complement Med. 1995; 1: 249-55.
82- Sridhar KR, Bhat R. Agrobotanical, nutritional and bioactive potential of
unconventional legume: Mucuna. Livest Res Rural Dev. 2007, 19 [en ligne]
Adresse URL : http://lrrd.org/lrrd19/9/srid19126.htm
83- SidelP, Stone I. The role of sensory evaluation in the food industry. Food Qual
Prefer. 1993; 4 (1): 65-73.
84- Wheeler TL, Papadopoulos LS, Miller RK. Research Guidelines for Cookery,
Sensory Evaluation, and Instrumental Tenderness Measurements of Meat.
MeatSci.2015.100p.
85- Poste LM, Mackie DA, Butler G, Larmond E. Méthodes d’analyse sensorielle des
aliments en laboratoire. Agriculture canada. 1991. 80p.
86- Rabot C.Vitesse de croissance et caractéristiques lipidiques et sensorielles des
muscles de poulet [Mémoire]. Agronomie : Paris ; 1998.
87- Delpech P. Les volailles : une viande maigre pour tous les jours ou pour faire la
fête.Cah Nutr Diet. 1988;23:309-14.
88- Rossilet A. Conseils pratiques pour l’élevage des poulets de chair. Globaledit. Rev
Afr Agric. Mai 2003. p. 24-6.
89- Rajosefa J. Etude comparative des caractéristiques physico-chimiques, des qualités
organoleptique et technologique de la viande et des propriétés bouchères des
carcasses du poulet de chair et de l’Akoho gasy [Mémoire]. Sciences
Agronomiques: Antananarivo; 2003. 94p.
90- Organisation Mondiale de la Santé Animale. Protection des animaux et commerce.
OIE. 2009. Consultable sur l’URL:
www.oie.int/fileadmin/Home/fr/Animal_Welfare. Consulté le 14 Juillet 2016.
91- ITAVI, Cirad et Ofival. Le marché mondial des viandes de volailles (6-20). In: La
production de poulets de chair en climat chaud. -Rennes. ITAVI. 2003. 110 p.
92- Smith AJ. The Poultry tropical agriculturalist. CTA. 1990. 218 p.
93- Tuleun CD, Igba F. Growth and carcass characteristics of broiler chickens fed
water soaked and cooked velvet bean (Mucuna utilis) meal. Afr J Biotechnol. 2008;
7: 2676-81.
94- ABOH AB, Serge EP, Mensah, Atchade GST, Mensah GA. Performance pondérale
et caractéristiques des carcasses des poulets de chair alimentés avec des rations
alimentaires à base de graines de Mucuna pruriens. Int J Biol Chem Sci. Decembre
2011 ; 5(6): 2306-16.
95- Siddhuraju P, Becker K. Nutritional and antinutritional composition, in vitro amino
acid availability, starch digestibility and predicted glycemic index of differentially
processed Mucuna beans (Mucuna pruriens var. utilis): an under-utilised legume.
Food Chem. 2005; 91:275-86.
96- Farougou SF, Kpodekon M, Tokannou R, Djossou VD, Akoutey A, Youssao IAK.
Utilisation de la farine de Mucuna pruriens (L.) DC dans l’aliment de croissance
des pintades (Numida meleagris). Rev Méd Vét. 2006;157(10): 502-8.
97- Emiola IA, Ologhobo AD, Akinlade J, Adedeji OS, Bamigbade OM. Effects of
inclusion of differently processed Mucuna seed meal on performance
characteristics of broilers. Trop Anim Prod Investig. 2003;6:13 -21.
98- Houghton PJ, Skari KP. The effect on blood clotting of some West African plants
used against snakebite. J Ethnopharm. 1994; 44:99–108.
99- Iauk L, Galati EM, Kirjavainen S, Forestieri AM, Trovato A. Analgesic and
antipyretic effects of Mucuna pruriens. Int J Pharmacog. 1993; 31:213–6.
100- Bell EA, Janzen DH. Medical and ecological considerations of L-DOPA and 5-
HTP in seeds. Nature. 1971; 229: 136–7.
101- Olaboro G, Okot MW, Mugerwa JS, Latshawa JD. Growth-depressing factors in
velvet beans fed to broiler chicks. E Afr Agri cFor J. 1991; 57:103–10.
102- Razafindahy BMJ. Effets des traitements physico-chimiques sur la qualité
nutritionnelle et sur la teneur en L-DOPA du Mucuna pruriens var. utilis noir
[Mémoire]. Sciences de la Vie : Antananarivo ; 2016. 52p.
103- Rudeaux F, Bastianelli D. In : La production de poulets de chair en climat chaud.
Paris : ITAVI; 1999. p. 71-7
104- SOCODEVI. Guide d’élevage semi-intensif de poulets de chair. SOCODEVI.
2013. 130p.
105- Okwuosa RN, Anugwa FO, Uwaegbute HO, Ogbakoba AM. Performance of
different genotypes of broiler chicks fed varying proteins levels in their starter and
finisher diets. Bull Anim Health Prod Afr. JB; 1990. p. 69-76.
106- Smith AJ. L'élevage de la volaille. Collection Le Technicien de l'Agriculture
tropicale. France : Maisonneuve et Larosse; 1992.
107- Richard P, VilarinoM, Faure JM, Leon A, Picard M. Étude du comportement du
poulet de chair dans un élevage tropical au Vénézuela. Rev Élev Méd Vet Pays
Trop .1997 ; 50 (1) : 65-74.
108- BlumJ. Développement et nutrition du poulet de chair, travaux réalisés dans le
cadre de l’aide au développement technologique de l’OFIVAL, ITAVI. 2002.
109- Gietzen DW, Magrum LJ. Molecular mechanisms in the brain involved in the
anorexia of branched-chain amino acid deficiency. J Nutr. 2001 ; 131 : 851S-5S.
110- IEMVT. Aviculture en zone tropicale. Maisons Alfort: IEMVT. 1991. 186 p.
111- Leclercq B. Possibilités d'obtention et intérêt des génotypes maigres en aviculture.
ProdAnim. 1989 ; (4) : 275-86.
112- Larbier M, Leclercq B. Nutrition et alimentation des volailles. Paris : INRA ;
1991. 355p.
113- Andrianiony MI. Utilisation de farine de graines de Mucuna pruriens dans
l’alimentation de poules pondeuses [Thèse]. Médecine vétérinaire :Antananarivo ;
2017. 66 p.
114- Vonona A. Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium dans l’alimentation du
poulet ‘‘gasy’’ amélioré [Thèse]. Médecine vétérinaire : Antananarivo; 2017. 58p.
ANNEXE
Annexe 1:Différents types de traitement du Mucuna
Avant chaque traitement, les graines ont été nettoyées au chiffon pour enlever les
tâches se trouvant sur leur tégument.
Premier traitement ou T1 :
- Ébullition des graines de Mucuna telle que 1 Kg de Mucuna dans
2 litres d’eau, pendant 30 mn, avec 0,2% de bicarbonate de sodium.
- Séchage au soleil pendant 24 h
- Broyage mécanique pour être réduites en farine
Deuxième traitement ou T2 :
- Trempage à l’eau froide pendant 24 h
- Dépelliculage
- Ébullition pendant 30 mn
- Séchage durant 24 h
- Broyage mécanique
Photo des Graines de Mucuna après traitement au bicarbonate de sodium
séchées au soleil
Annexe 2:Caractéristiques nutritionnelles de certaines matières premières utilisées pour
la fabrication de provendes des poulets de chair.
Matières
premières
EMv
(Kcal/Kg)
PB
(%)
Lysdv
(g/Kg)
Methdv
(g/Kg)
Ca
(g/Kg)
P
(g/Kg)
Maïs 3130 8,10 2,10 3,50 0,40 0,60
Son fin de
riz
2740 13,80 4,50 4,30 0,80 1,90
Farine de
poisson
3000 29,60 28,10 12,70 42,80 16,10
Os calciné 0,00 0,00 0,00 0,00 365 33,50
Fiche de collecte de données : quantité d’aliment
Numéro du lot :
Date Âge
(Jours)
Effectif Quantité d’aliment (g)
Distribuée Refusée Consommée
Annexe 3:Préparation de l’aliment avant leur distribution
La préparation des rations alimentaires a consisté
- Pesage de chaque ingrédient du mélange
- Mélange manuelle les quantités des différentes matières premières.
Les ingrédients de petite quantité ont été ajoutés en premier lieu suivi des matières
premières de grande quantité
Annexe 4:Différentesfiches de collecte de données
Fiche de collecte de données : quantité d’aliment
Numéro du lot :
Date Âge
(Jours)
Effectif Quantité d’aliment (g)
Distribuée Refusée Consommée
Fiche de pesée hebdomadaire des poulets de chair
Numéro du lot :
Date Numéro S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8
Fiche de collecte de paramètre d’ambiance : température (°C)
Date jour Matin Midi Soir
Température Température Température
Fiche de collecte de données : mortalité
Numéro de lot :
Date Age Mortalité Date Age Mortalité Date Age Mortalité
M1 M2 M1 M2 M1 M2
S1 1 S4 22 S7 43
2 23 44
3 24 45
4 25 46
5 26 47
6 27 48
7 28 49
Totaux Totaux Totaux
S2 8 S5 29 S8 50
9 30 51
10 31 52
11 32 53
12 33 54
13 34 55
14 35 56
Totaux Totaux Totaux
S3 15 S6 36
16 37
17 38
18 39
19 40
20 41
21 42
Totaux Totaux
Totaux
S : Semaine
M1 : Mortalité de 08 :00 à 18 :00
M2 : Mortalité de 18 :00 à 08 :00
Annexe 5: Ordre des échantillons de viande présenté aux jurys lors du test triangulaire
NJ C1 C2 C3 R1 R2 R3
1 027 926 255 2 2 1
2 027 255 926 2 1 2
3 255 027 926 1 2 2
4 255 027 584 1 2 1
5 255 584 926 1 1 2
6 027 255 584 2 1 1
7 926 027 255 2 2 1
8 584 926 255 1 2 1
9 584 027 926 1 2 2
10 027 255 926 2 1 2
11 027 584 255 2 1 1
12 584 255 926 1 1 2
13 584 027 926 1 2 2
14 027 926 255 2 2 1
15 027 584 255 2 1 1
16 584 255 926 1 1 2
17 027 584 926 2 1 2
18 255 027 584 1 2 1
19 926 255 584 2 1 1
20 255 027 584 1 2 1
21 255 926 027 1 2 2
22 584 255 926 1 1 2
23 027 584 926 2 1 2
24 027 926 255 2 2 1
25 584 255 027 1 1 2
26 926 584 027 2 1 2
27 255 926 584 1 2 1
28 255 027 926 1 2 2
29 027 926 584 2 2 1
30 027 255 584 2 1 1
NJ : Numéro de jury
1 : chair sans Mucuna255/584
2 : 10% Mucuna027/926
Annexe 6:Table statistique au test triangulaire
Annexe 7:Fiche des participants au test organoleptique
DATE :
Numéro Numéro de
plateau
Numéro de
cabine
Nom et
prénom
Numéro de
téléphone et
émargement
Annexe 8:Test de Tukey: Analyse des différences entre les poids moyens des poulets à
la fin de la croissance des groupes avec un intervalle de confiance à 95%
Modalités Différence
Différence
réduite
Valeur
critique Pr. >Diff Significatif
témoin ~ Lot 3 231,611 4,913 2,719 0,000 Oui
témoin ~ Lot 2 155,000 3,378 2,719 0,010 Oui
témoin ~ Lot 4 108,500 1,931 2,719 0,237 Non
Lot 4 ~ Lot 3 123,111 2,151 2,719 0,160 Non
Lot 4 ~ Lot 2 46,500 0,827 2,719 0,841 Non
Lot 2 ~ Lot 3 76,611 1,625 2,719 0,380 Non
Valeur critique du d de Tukey : 3,845
Annexe 9: Tukey (HSD) / Analyse des différences entre les poids moyens à terme des
poulets des groupes avec un intervalle de confiance à 95%
Modalités Différence
Différence
réduite
Valeur
critique
Pr.
>Diff Significatif
témoin ~ Lot 3 466,500 3,162 2,751 0,020 Oui
témoin ~ Lot 2 197,111 1,494 2,751 0,456 Non
témoin ~ Lot 4 31,000 0,199 2,751 0,997 Non
Lot 4 ~ Lot 3 435,500 2,569 2,751 0,073 Non
Lot 4 ~ Lot 2 166,111 1,064 2,751 0,714 Non
Lot 2 ~Lot 3 269,389 1,826 2,751 0,285 Non
Valeur critique du d de Tukey : 3,890
Annexe 10:Classement décroissant et regroupements des groupes ayant des poids
moyens à terme non significativement différentes à un intervalle de confiance de 95%
d’après le test de Tukey.
Modalités Moyenne Regroupements
TEMOIN 1294,000 A
Lot n°4 1263,000 A B
Lot n°2 1096,889 A B
Lot n°3 827,500 B
Moyenne : Moyenne des poids à terme des poulets de chair
Annexe 11 :Test de Dunnett / Comparaison des GMQ des poulets durant la phase de
croissance des groupes expérimentaux avec le groupe de contrôle témoin avec un
intervalle de confiance à 95%
Modalités Différence
Différence
réduite
Valeur
critique d
Différence
critique Significatif
Lot 4 ~
Témoin -4,700 -1,535 2,487 7,615 Non
Lot 2 ~
Témoin -7,757 -3,103 2,487 6,218 Oui
Lot 3 ~
Témoin -13,638 -5,309 2,487 6,388 Oui
Annexe 12 :Test de Dunnett / Comparaison des GMQ cumulésdes groupes
expérimentaux avec le groupe de contrôle témoin avec un intervalle de confiance à
95%
Modalités Différence
Différence
réduite
Valeur
critique d
Différence
critique Significatif
lot 4 ~ témoin -0,544 -0,199 2,517 6,893 Non
lot 2 ~ témoin -3,458 -1,494 2,517 5,826 Non
lot 3 ~ témoin -8,184 -3,162 2,517 6,513 Oui
Annexe 13:Consommation Alimentaire Individuelle hebdomadaire (g/j/poulet) pendant
l’expérimentation
Semaine Lot n°1
0%
Lot n°2
10% T1
Lot n°3
20% T1
Lot n°4
10% T2
1 14,91 14,86 14,81 14,6
2 44,54 44,5 43,94 41,29
3 63,19 61,09 42,83 55,6
4 78,04 76,79 68,6 80,91
5 113 111,11 100,22 107,74
6 147,04 126,95 61,02 126,83
7 162,1 151,89 93,91 158,09
8 162,1 151,89 93,91 158,69
Coefficients d'ajustement :
R (coefficient de corrélation) 0,266
R² (coefficient de détermination) 0,071
R²aj. (coefficient de détermination ajusté) 0,058
SCR 497763,837
Source ddl Somme des carrés
Carré
moyen
F de
Fisher Pr > F
Modèle 3 37873,444 12624,481 5,580 0,001
Résidus 220 497763,837 2262,563
Total 223 535637,281
Annexe 14:Classement décroissant et regroupements des groupes ayant des CAI totale
non significativement différentes à un intervalle de confiance de 95% d’après le test de
Tukey.
Modalités Moyenne Regroupements
Témoin 98,116 A
Lot 4 92,968 A
Lot 2 92,384 A
Lot 3 64,905
B
Moyenne : Moyenne de la Consommation Alimentaire Individuelle par poulet de chair
Annexe 15: Indice de Consommation hebdomadaire pendant l’expérimentation
Semaine Lot n °1
0%
Lot n° 2
10% T1
Lot n° 3
20%T1
Lot n° 4
10% T2
1 1,61 1,89 1,72 1,47
2 2,02 2,65 2,64 2,99
3 2,44 3,63 3,36 2,74
4 3,39 4,63 7,69 4,20
5 8,97 5,84 13,28 4,03
6 8,76 7,25 5,90 7,30
7 6,83 8,01 5,65 7,92
8 4,00 4,34 4,31 3,41
IC Moyen 4,72 4,78 5,57 4,26
Coefficients d'ajustement :
R (coefficient de corrélation) 0,175
R² (coefficient de détermination) 0,030
R²aj. (coefficient de détermination ajusté) -0,070
SCR 224,420
Source ddl
Somme
des carrés
Carré
moyen
F de
Fisher Pr > F
Modèle 3 7,050 2,350 0,304 0,822
Résidus 29 224,420 7,739
Total 32 231,470
Annexe 16: Résultats de l’analyse discriminative
A/NON
A
Modalités Oui No Non No
Poulet nourri avec du Mucuna 4 11
Poulet nourri sans Mucuna 7 8
Total 11 19
Tableau des statistiques testant l'indépendance lignes/colonnes :
Valeur ddl p-value
Khi² 1,292 1 0,256
Tableau des coefficients :
Coefficient Valeur
Odds Ratio 0,416
Intervalle de confiance à 95% de l' Odds Ratio: 0,090 à 1,918
VELIRANO
« Eto anatrehan’i ZANAHARY, eto anoloan’ireo mpikambana ao amin’ny Holafitra
Nasionalin’ny Dokotera Veterinera Malagasy sy ireo mpampianatra ahy, mianiana aho
fa hitandro lalandava ary hatraiza hatraiza ny haja amam-boninahitry ny Dokotera
Veterinera sy ny asa.
Noho izany dia manome toky ary mianiana aho fa:
- Hanatanteraka ny asako eo ambany fifehezan’ny fitsipika misy ary hanaja ny rariny sy
ny hitsiny;
- Tsy hivadi-belirano amin’ny lalàn’ny voninahitra, ny fahamendrehana, ny fanajana ny
rariny sy ny fitsipi-pitondran-tena eo am-panatanterahana ny asa maha Dokotera
Veterinera. Hanaja ireo nampianatra ahy, ny fitsipiky ny hai-kanto. Hampiseho ny
sitraka sy fankatelemana amin’izy ireo ka tsy hivaona amin’ny soa nampianarin’izy ireo
ahy;
- Hanaja ny ain’ny biby, hijoro ho toa ny andry hiankinan’ny fiarovana ny
fahasalaman’izy ireo sy ho fanatsarana ny fiainany ary hikatsaka ny fivoaran’ny
fahasalaman’ny olombelona sy ny toe-piainany;
- Hitazona ho ahy samirery ny tsiambaratelon’ny asako;
- Hiasa ho an’ny fiarovana ny tontolo iainana sy hiezaka ho an’ny fisian’ny fiainana
mirindra ho an’ny zavamanan’aina rehetra ary hikatsaka ny fanatanterahana ny fisian’ny
rehetra ilaina eo amin’ny fiaraha-monina tsy misy raoraon’ny olombelona sy ny biby;
- Hiezaka ahafehy ireo fahalalana vaovao sy hai-tao momba ny fitsaboana biby ary
hampita izany ho an’ny hafa ao anatin’ny fitandroana ny fifanakalozana amin’ny
hairaha mifandray amin’izany mba hitondra fivoarana ho azy;
Na oviana na oviana aho, tsy hanaiky hampiasa ny fahalalako sy ny toerana misy ahy
hitondra ho any amin’ny fahalovana sy hitarika fihetsika tsy mendrika.
Ho toavin’ny mpiara-belona amiko anie aho raha mahatanteraka ny velirano nataoko.
Ho rakotry ny henatra sy horabirabian’ireo mpiray asa amiko kosa aho raha mivadika
amin’izany. »”
PERMIS D’IMPRIMER
LU ET APPROUVÉ
Le Directeur de Thèse,
Signé : Professeur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules Mbolatianarizao
VU ET PERMIS D’IMPRIMER
Le Doyen de la Faculté de Médecine d’Antananarivo
Signé : Professeur SAMISON Luc Hervé
Name and first name : ANDRIAMIRAHO Nasandratra
Thesis title :«INCORPORATION OF TREATED Mucuna SEED IN THE
BROILER FEED»
Heading : Animal feed
Number of figures : 12 Number of pages : 56
Number of appendices: 16 Number of tables : 10
Number of references bibliographical: 114
ABSTRACT
Introduction: The valorizationoffood resources constitutes the base to acquire a good
performance in poultry farmy. This study allows to value the effects of incorporation of
treated Mucuna pruriens black var. utilisin broiler feed on the zootechnico-economics
and sensories performances.
Methods:The type of study is prospective evaluative of intervention of theclinical trial
type by sampling. According to the incorporation rate and the treatement type of
Mucuna, fourty chickens were divided into 4 lots of 10: 0% of Mucuna, 10%, 20% of
Mucuna treated by sodium bicarbonate and 10% of depelliculed Mucuna. After the
experimentation, a sensory analysis of meat was realized.
Results: Including 20% Mucuna seed treated by the sodium bicarbonate in the broiler
feed reduce significantly at 34,33% the body mass and 31,96% the feed consumption
compared to the control ration. Although, the incorporation of 10% treated Mucuna by
the sodium bicarbonate do not modify the authentic organoleptic qualities of the meat.
The growth performances of the chicken feeded by depelliculed Mucuna incorpored at
10% are quasi-similar to the control, and are significantly different from that of the
chicken receiving Mucuna treated by sodium bicarbonate.
Conclusion: The incorporation of treated Mucunadoes not improve the performance
ofbroiler chicken more than the control ration without Mucuna.
Keywords:food, breeding, Mucuna, performance,chicken.
Director and reporter of thesis: Professor RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène
Author’s address e-mail:[email protected]
Nom et Prénom : ANDRIAMIRAHO Nasandratra
Titre de thèse : « INCORPORATION DE LA GRAINE DE Mucuna TRAITÉE
DANS L’ALIMENTATION DU POULET DE CHAIR »
Rubrique : Alimentation animale
Nombre de figures : 12 Nombres de pages: 56
Nombre d’annexes : 16 Nombre de tableaux: 10
Nombre deréférences bibliographiques : 114
RÉSUME
Introduction : En aviculture, la valorisation des ressources alimentaires constitue un
pilier pour obtenir une bonne performance. Cette étude permet d’évaluer les effets de
l’incorporation du Mucuna pruriens var. utilis noir traitée sur les performances
zootechnico-économiques et sensorielles des poulets de chair.
Méthodes : Le type d’étude est prospective évaluative d’intervention de type essai
clinique par échantillonnage. Selon le taux d’incorporation et le type de traitement du
Mucuna, quarante poulets de chair sont répartis en 4 lots de10 sujets : 0% de Mucuna,
10%,20% de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium et 10% de Mucuna
dépélliculé. Une analyse sensorielle des viandes a été réalisée après l’expérimentation.
Résultats :L’incorporation de 20% de graine de Mucuna traitée par du bicarbonate de
sodium réduit significativement de 34,33% lepoids moyen et de 31,96% la
consommation alimentaire par rapport à celles de la ration témoin. Quoique
l’incorporation à 10% de Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium ne change pas
les qualités organoleptiques d’origine de la viande. Les performances de croissance
obtenues chez les poulets nourris par du Mucuna dépélliculé incorporé à 10% sont
quasi-similaires à celles du témoin et sont significativement différentes des lots recevant
du Mucuna traitée par du bicarbonate de sodium.
Conclusion : L’incorporation du Mucuna traitée n’améliore pas les performances du
poulet de chair pas plus quela ration témoin sans Mucuna.
Mots-clés :aliment, élevage, Mucuna, performance, poulet.
Directeur et rapporteur de thèse : Professeur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène
Adresse e-mail de l’auteur :[email protected]
![Incorporation of a Biocompatible Nanozyme in Cellular ...Sep 23, 2020 · [1] Communication Incorporation of a Biocompatible Nanozyme in Cellular Antioxidant ... 30, Mother Teresa](https://static.fdocuments.fr/doc/165x107/60dcc9441f679421487e36c9/incorporation-of-a-biocompatible-nanozyme-in-cellular-sep-23-2020-1-communication.jpg)
