III Effet de la contrainte hydrique sur la photosynthèse foliaire : l ...

Effet de la contrainte hydrique sur la photosynthèse foliaire: De l'utilisation expérimental des relation A/Ci et ACc

1-Introduction ............................................................................................................................................................... 3 2-Mesure de l’état hydrique des plantes.................................................................................................. 4 a-Le contenu en eau........................................................................................................................................................... 4 b-Le potentiel hydrique ..................................................................................................................................................... 5 3-L’ajustement osmotique : maintien du contenu en eau en condition de sécheresse ........................................................................................................................................................................ 6 4-Les stomates se ferment chez les plantes lorsque le potentiel hydrique foliaire diminue................................................................................................................................................................................ 7 5-Alimentation en eau des tissus. Liaison entre la photosynthèse et la conductivité hydraulique des feuilles......................................................................................................... 8 a-La conductance hydraulique du système sol/plante/atmosphère (SPA) .................................................... 8 b-La résistance hydraulique de la feuille est la plus grande résistance hydraulique de la plante ....... 8 c-La résistance hydraulique principale de la feuille se trouve dans la partie non vasculaire.................. 9 d-De quoi dépend l’état d’hydratation d’une feuille ? ............................................................................................ 9 e- Chez des plantes ne souffrant pas de sécheresse, la conductance stomatique est corrélée à Kf.. 10 f- L’assimilation nette du CO2 mesurée sous lumière saturante dans les conditions normales est corrélée à Kf ....................................................................................................................................................................... 10 g-Durant une sécheresse, la conductance hydraulique des feuilles est corrélée avec ψf....................... 11 6-potentiel hydrique de base .......................................................................................................................... 12 7-La diminution de la production végétale durant une sécheresse est causée principalement par la diminution de la croissance foliaire ..................................................... 12 8-Effet stomatique et effet non stomatique d’une contrainte hydrique ...................... 13 a-Comment détecter un effet stomatique et comment savoir s'il contribue seul, ou bien avec des effets non-stomatiques, à la baisse de la photosynthèse foliaire d'une plante soumise à contrainte ?................................................................................................................................................................................................. 14 b-Peut-on apprécier l’importance relative de la fermeture des stomates dans l'inhibition de la photosynthèse foliaire par le manque d'eau? ......................................................................................................... 15 c-De l’attention que l’on doit porter aux artéfacts lorsque l’on fait des mesures ..................................... 16 9- La suppression de l’épiderme de la feuille : une autre façon d’aborder le problème .......................................................................................................................................................................... 17 a-Arrachage de l’épiderme inférieur........................................................................................................................... 18 b-Mesure à teneurs ambiantes de CO2 très élevées ............................................................................................ 18 10-Les apports de la mesure de l’émission de fluorescence de la chlorophylle sur une feuille intacte. .......................................................................................................................................... 21 a-Le Photosystème II est résistant à la déshydratation ..................................................................................... 21 b-Variation du flux photosynthétique d’électrons lors d’une sécheresse : la teneur en CO2 dans les chloroplastes (Cc) diminue durant la déshydratation d’une feuille................................................................. 22 c-Estimation de Cc, la fraction molaire de CO2 dans les chloroplastes ......................................................... 23 11-Le métabolisme de la plante est profondément affecté par le manque d’eau.................................................................................................................................................................................................. 24 a-Signal sécheresse .......................................................................................................................................................... 25 b-La sécheresse induit une accumulation d’ABA ................................................................................................... 25 c-La sécheresse déclenche la synthèse de nouvelles protéines....................................................................... 28 d-La sécheresse induit une synthèse de molécules « protectrices » et osmotiquement actives ........ 28

Gabriel Cornic. Janvier 2008 1

e-La faible teneur de CO2 qui prévaut dans les chloroplastes durant la sécheresse est probablement l’un des signaux qui modulent le métabolisme foliaire ....................................................................................... 30 12-Et chez les plantes poïkilohydriques ?............................................................................................. 31 a-Les plantes reviviscentes récupèrent rapidement leur activité même après une forte sécheresse31 b-Les plantes reviviscentes en condition hydrique limitante perdent leur eau beaucoup plus vite que leur proche parentes non reviviscentes .................................................................................................................... 31 c-La contrainte hydrique induit de fortes variations de surface foliaire chez les plantes reviviscentes................................................................................................................................................................................................. 32 13-Résumé ..................................................................................................................................................................... 33 14-Bibliographie ........................................................................................................................................................ 34

Abréviations courantes : A : assimilation nette de CO2 par la feuille ; Ca, Ci et Cc : respectivement fraction molaire de CO2 dans l’air, les espaces intercellulaires d’une feuille et dans les chloroplastes ; DFQP : densité de flux quantique ; DH : déficit hydrique ; gsCO2 et gsH2O : respectivement la conductance stomatique pour la diffusion du CO2 et de la vapeur d’eau ; KP et Kf : respectivement la conductance hydraulique de la plante et de la feuille ; PPNA : production primaire nette des parties aériennes ; RWC : relative water content ; SPA : Sytème sol/plante/atmosphère ; WUE : water use efficiency (efficience de l’utilisation de l’eau) εC, εmatière sèche : respectivement le rendement hydrique de l’assimilation du CO2 et de la production de matière sèche ;

Ψw, Ψs,Ψt,ΨsolΨa Ψf : respectivement le potentiel hydrique de l’eau, le potentiel osmotique, le potentiel de turgescence, le potentiel hydrique dans le sol, l’air et la feuille.


Effet de la contrainte hydrique sur la photosynthèse foliaire : De l’utilisation expérimentale des relation A/Ci et A/Cc

1-Introduction. La sécheresse affecte considérablement la croissance des plantes : c’est, sans doute (avec le température), l’un des facteurs majeurs qui limite la production végétale en conditions naturelles : que l’on songe, par exemple, aux grands déserts du centre de l’Australie, ou bien, en Afrique, au Sahara ou à la Namibie. Les végétations y sont parcimonieuses, alimentées par des précipitations donnant moins de 300 mm d’eau par an, et soumises à une forte évaporation. Même dans les zones tropicales, où les pluies fournissent en moyenne 2600 mm d’eau annuellement, la réserve en eau du sol peut diminuer fortement durant la saison sèche et limiter la croissance de la végétation (Cornic et Massacci, 1996).

Précipitation annuelle (mm an-1)

0 100 200 300 400 500 600

A titre d’exemple la Figure 1 montre que la production des parties aériennes (PPNA) des zones herbacées du sud ouest africain varie linéairement avec les précipitations annuelles. L’équation de la droite qui est ajustée à ces données montre que PPNA = 0 lorsque les précipitations sont de 37,2 mm an-1. La pente de la relation (0,0105 T ha-1 mm-1 = 10,5 kg ha-1 mm-1) permet le calcul du rendement hydrique maximum de la production de matière sèche (εmatière sèche, appelé aussi efficacité de l’utilisation de l’eau ou water use efficiency (WUE)) de la façon qui suit. Le volume d’eau que représente une précipitation de 1 mm (0,001 m) sur 1 ha (10 000 m2) est de 0,001 m x 10 000 m2 = 10 m3 c'est-à-dire 10 000 L. D’où εmatière sèche = 10,5 kg/10 000 L = 0,00105 kg L-1 = 1,05 g L-1. Dans cette zone africaine, un litre d’eau, c'est à dire 1 kg d’eau, est nécessaire pour produire 1 g des parties aériennes végétales. Cette valeur donne un ordre de grandeur utile à retenir. On admet qu’en moyenne la matière végétale sèche contient 45% de carbone. On peut donc calculer à partir de εmatière sèche, εC, le rendement hydrique de la fixation nette de carbone sachant que masse moléculaire du carbone et 12 g et la masse molaire de l’eau est 18 g : εC

= (1,05 x 0,45/12)/(1000/18) = 0,00071 mole mole-1 C’est à dire 71 µmoles de C (ou de CO2) par mole d’eau reçue via les précipitations. Si l’on considère la matière sèche totale produite, les valeurs données ci-dessus sont à multiplier par 2 ou par 3 : en effet le rapport (masse des parties aériennes)/(masse des parties souterraines) peu varier de 0,5 à 0,3, surtout dans les zones arides où les plantes investissent beaucoup de matière dans la production de racines. Enfin, ce que l’on prend en compte ici est la consommation d’eau par des écosystèmes : seule une partie des précipitations est utilisée par les plantes, l’autre fraction étant perdue par évaporation.

Figure 1. Relation entre la productivité primaire nette aérienne (PPNA) de zones herbacées du sud ouest africain en fonction des précipitations annuelles (PPa). Dans cette zone les températures courantes ne présentent pas de grandes différences d’un point à un autre (d’après Breckle, 2002). Equation de la droite ajustée aux données : PPNA = 0.0105PPa – 0.391 R2 =0.982

Prod

uctiv

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(T h

a-1 a

n-1)

0

1

2

3

4

5

6


La relation entre la PPNA des grands écosystèmes terrestres (Fig.2) en fonction des précipitations qu’ils reçoivent, ne montre pas de saturation. Cela suggère que la partie terrestre de notre biosphère est sèche : les forêts tropicales ne reçoivent pas suffisamment d’eau pour atteindre leur potentiel de production. En fait dans ce cas, la strate foliaire productrice (la canopée) intercepte non seulement efficacement la lumière mais aussi l’eau des précipitations dont une bonne partie s’évapore avant de toucher le sol. D’autre part, cette canopée, portée par de grands arbres, se trouve entre 30 et 50 m de hauteur. La couche la pus productive est donc alimentée par une colonne d’eau de 30 à 50 représentant une pression de 3 à 5 atmosphères : il suffit d’une petite augmentation de la demande évaporative pour produire un déficit hydrique. Des résultats de Ehlers (1996, cités par Breckle, 2002), mettant en relation la PPNA de peuplements forestiers dans une grande gamme d’environnements et les précipitations incidentes, permettent d’aboutir à des conclusions analogues. On remarque aussi, qu’à partir des données de la Fig.2 on peut calculer un εmatière sèche tout à fait semblable à celui calculé à partir de la Fig.1. Les deux jeux de donnés paraissent bien cohérents, ce qui est intéressant à remarquer compte tenu des incertitudes sur les estimations de la PPNA au niveau des grands écosystèmes terrestres.

Précipitations annuelles, (mm an-1)

0 1000 2000 3000 4000

PP

NA

(g m

-2 an

-1).

0

500

1000

1500

2000

1

2

3

45

67

89

Figure 2. Relation entre la PPNA estimées dans les grands écosystèmes terrestres et les précipitations annuelles. 1-Forêts tropicales semper virente ; 2-Forêts tropicales décidues ; 3-Forêts tempérées de conifères ; 4-Forêts tempérées décidues ; 5-Savannes ; 6-Forêts boréales ; 7- Prairies tempérées ; 8-Toundra et milieux alpins ; 9 Déserts et zones arides. Les valeurs sont de Atjay et al. (1979) similaires à celles de Saugier et al. (2001).

2-Mesure de l’état hydrique des plantes. a-Le contenu en eau. L’état hydrique des plantes peut être mesuré simplement. Dans la suite il sera donné surtout (1) par le contenu relatif en eau des tissus, très connu par son sigle anglais : RWC (Relative Water Content). RWC = (masse d’eau actuelle dans le tissu)/(Masse d’eau à saturation dans le tissu) 1 (2) ou par leur déficit hydrique, DH : DH = [(Masse d’eau à saturation dans le tissu) - (masse d’eau actuelle dans le tissu)]/ (Masse d’eau à saturation dans le tissu) 2 La variation de ces paramètres donne une idée du changement relative du volume cellulaire. Si un tissu perd 1g d’eau le volume de l’ensemble de ses cellules, non compris les parois cellulosiques, a diminué de 1ml. Une diminution de 10% du RWC d’un tissu indique que son volume cellulaire a décru d’environ 10%. Cela correspond à une augmentation de 10% du DH. Dans un tissu bien hydraté les parois squelettiques des cellules sont soumises à une pression : la pression de turgescence (voir section suivante pour l’explication de l’origine de cette pression). Cette pression maintient


la rigidité du tissu ; elle diminue lors d’une déshydratation. On peut faire une analogie avec un ballon baudruche dont la paroi est rigide lorsqu’il est bien gonflé et flasque lorsqu’il a perdu l’air qu’il contenait. On appelle symplasme l’ensemble des cellules (moins la paroi cellulosique qui les entoure) d’un tissu reliés entre eux par les plasmodesmes. L’apoplasme est tout ce qui n’est pas le symplasme : xylème, parois cellulaires cellulosiques. La sécheresse peut induire une contrainte mécanique au niveau cellulaire. Les parois cellulosiques des cellules (portant éventuellement des formations secondaires) sont rigides et, chez la grande majorité des plantes, ne suivent que partiellement les diminutions de volume durant la déshydratation. Aussi, lorsque la déshydratation d’un tissu atteint un seuil critique, le plamalesme peut-il se décoller des parois cellulosiques : la cellule est alors plasmolysée et la pression qu’elle exerce sur son cadre cellulosique est nulle. Dans cet état le plasmaslesme, et aussi les plasmodesmes qui relient les cellules d’un même tissu en elles, peuvent se rompre : la déshydratation induit une contrainte mécanique.

Perte d’eau

Turgescence plasmolyse

Plasmodesmes

Perte d’eau

Turgescence plasmolyse

Plasmodesmes

Figure 3. Lorsqu’une cellule turgescente perd suffisamment d’eau elle est plasmolysées : le plasmalesme demeure retenu au niveau de la paroi cellulosique (ici en trait noir épais) par les plasmodesmes. Le plasmalesme et les plasmodesmes peuvent se rompre, si la perte d’eau est trop grande. La cellule, entourée par un cadre cellulosique plus ou moins rigide, diminue aussi de volume (disparition de la pression de turgescence) ; mais cette diminution est beaucoup plus faible que celle du volume délimité par le plasmalesme (en vert ici).

b-Le potentiel hydrique. Le potentiel hydrique,Ψw, est défini à partir du potentiel chimique de l’eau, µw (Pour une analyse détaillée voir Nobel, 1999). Le potentiel chimique de l’eau est l’énergie libre (c'est-à-dire l’énergie capable de fournir un travail) dans une mole d’eau, par exemple. Elle est exprimée en joule mole-1. Le potentiel chimique d’une substance, maximum lorsqu’elle est à l’état pure, diminue lorsqu’elle se trouve dans un mélange. Si µow est le potentiel chimique de l’eau pure, on définit le potentiel hydrique d’une solution aqueuse comme : Ψ = (µw - µow)/VMw 3 où VMw est le volume d’une mole d’eau liquide. A température et pression normales VMw = 18 mL mole-1. comme on a µow > µw , Ψw est négatif. Le potentiel hydrique a les dimensions d’une pression. En effet les dimensions de la relation 3 sont : J mole-1/m3 mole-1 = J/m m2 = force/surface = pression exprimée en Pascal. (1)-Le potentiel de l’eau dans une cellule est la somme de plusieurs composantes. On écrit souvent Ψw = Ψs + Ψt 4 où Ψs et Ψt sont respectivement le potentiel osmotique et le potentiel de turgescence (l’indice s tient pour soluté, tandis que l’indice t signifie turgescence). -Parfois on fait intervenir le potentiel matriciel, mais dans la grande majorité des études il est négligé ; il rend compte des interactions de l’eau avec les molécules organiques. -Lorsque l’on considère de grands arbres on fait intervenir également l’expression mgh, où m est la masse d’eau, g l’accélération de la pesanteur et h la hauteur de la masse d’eau considérée : il faut fournir un travail pour déplacer une masse d’eau d’une hauteur donnée. Incluse dans l’expression du potentiel hydrique, cette expression devient : mgh/VMw = ρwgh ou ρw est la densité de l’eau.


(2)-La pression osmotique dépend de la concentration en solutés dans la cellule. Elle est estimée par la relation Ψs = NORT/Vol 5 où NO est le nombre d’osmoles, Vol le volume cellulaire, R la constante des gaz parfaits, et T la température absolu. Une osmole est une particule ayant un pouvoir osmotique. Une mole de Na+Cl-, qui se dissocie complètement en solution dans l’eau, contient 2 osmoles. Un composé dont la masse moléculaire est élevée, comme pour l’exemple extrême de l’amidon, a un faible pouvoir osmotique (un petit nombre de leurs molécules suffit à saturer le compartiment cellulaire où ils s’accumulent). A contrario les composés de faible masse moléculaire ont un pouvoir osmotique élevé. Certaines grosses molécules peuvent être in vivo des réservoirs de composés osmotiquement actifs : ainsi l’hydrolyse de l’amidon, dans les cellules de garde des stomates, donne des molécules de glucose (masse moléculaire n’est que de 192) osmotiquement actives. (3)-La pression de turgescence et le mouvement d’eau entre une cellule et son milieu. Supposons une cellule dont le potentiel osmotique est plus faible que celui de son environnement : sa concentration en solutés est plus élevée (et donc sa concentration en eau plus faible) que dans ce dernier. L’eau passe donc du milieu dans la cellule, jusqu’à ce que, son volume augmentant, sa pression de turgescence s’oppose à cette entrée : Le potentiel de turgescence est de signe opposé au potentiel osmotique. Dans ce système la paroi cellulaire se comporte comme une membrane semi perméable (laisse passer l’eau mais exclut les composés de masse moléculaire plus élevée). Ce qui contrôle la quantité d’eau qui entre dans la cellule est donc la somme Ψw = Ψs + Ψt. Dans la plante l’eau passera d’un point ou Ψw est élevée (moins négatif) à un autre point où il est bas (plus négatif). On montre que ce qui est valide pour une cellule l’est aussi pour le symplasme pour lequel il est possible de mesurer une valeur moyenne des potentiels osmotique et de turgescence. Le potentiel hydrique d’un tissu diminue lorsque le RWC diminue. 3-L’ajustement osmotique : maintien du contenu en eau en condition de sécheresse. Le potentiel osmotique, Ψs, diminue lorsque la concentration de solutés augmente dans la cellule. L’augmentation de la concentration de solutés dans la cellule se produit lorsqu’elle perd de l’eau (augmentation passive de la concentration des solutés), lorsqu’elle synthétise activement des composés osmotiquement actif (petites molécules) lorsqu’elle importe ces composés osmotiquement actifs. Dans les deux derniers cas cela donne lieu a ce qui est appelé un ajustement osmotique. La Fig.4 sert de support pour illustrer ce phénomène. Une plante bien hydratée a des cellules turgescentes ; ses cellules sont schématisées par 1. La plante subit une sécheresse et ses cellules perdent leur turgescence (schématisées par 2). Le passage de 1 à 2 est caractérisé, entre autres, par une diminution de la quantité d’eau relativement aux solutés : le potentiel hydrique diminue (voir § ci-dessus). Une pluie recharge le sol en eau. La concentration des solutés se trouvant dans ce dernier diminue et devient plus faible que celle dans la plante : le potentiel hydrique de l’eau dans le sol est donc supérieure (moins négatif) au potentiel hydrique de l’eau dans la plante. L’eau passe du sol à la plante dont les cellules regagnent leur turgescence (passage de 2 à 3). Lorsque la sécheresse persiste, il y a, chez beaucoup de plantes, une synthèse de molécules osmotiquement actives (état 4) : la concentration en solutés augmente dans les cellules dont le potentiel hydrique diminue et devient plus négative que celui de l’eau dans le sol. L’eau peut alors passer du sol à la plante qui regagne sa turgescence (état 5), et ce malgré l’absence de pluie (voir aussi §11 d).


Une plante vivant en condition hydrique limitante (une xérophyte dans une zone désertique) peut être bien hydratée et être turgescente, tout comme une plante vivant dans un milieu humide. Cependant son potentiel hydrique est plus négatif car ses cellules contiennent plus de solutés. Ses parois cellulaires sont également plus rigides, ce qui limite rapidement l’expansion en volume du cytoplasme lorsque l’eau est disponible. 4-Les stomates se ferment chez les plantes lorsque le potentiel hydrique foliaire diminue (Fig.5). Dans un cas, celui de Simarouba glauca, la conductance stomatique (gs) décroît rapidement avec ψf: pour un ψf d’environ 2 MPa les stomates sont fermés ; dans l’autre, celuis de Quercus oleoides, gs commence à diminuer lorsque ψf = 1 MPa pour devenir très faible aux alentours de 3 MPa (Brodribb et Holbrook, 2003). Ces deux exemples permettent quelques commentaires généraux. -Le cas de Q. oleoides montre qu’il faut un ψf critique (ici 1 MPa) pour induire la fermeture stomatique. -Il illustre aussi la grande variabilité de la réponse de gs à la diminution de ψf : comme on peut le voir pour un ψf d’environ 2,5 MPa, la conductance stomatique varie entre 600 et 200 mmol m-2s-1. Cette variabilité montre que le potentiel hydrique foliaire n’est pas seul en cause dans le contrôle de l’ouverture stomatique : d’autres signaux sont aussi à l’œuvre, probablement surtout via l’acide abscissique ABA (voir plus bas).

Figure 4 : Schéma illustrant comment une plante subissant une déshydratation (flèche de 1 à 2) peut regagner sa turgescence : après une pluie, (flèche de 2 à 3), ou après une synthèse de soluté, si la sécheresse persiste (flèches de 2 à 4 et de 4 à 5). La taille des caractères composant les mots Eau et solutés est proportionnelle à la quantité d’eau et de solutés dans les cellules de la plante et dans le sol.

Eau + solutés

Eau + solutés

Eau

Eau +

solutésSynthèse de solutés Eau du sol + solutés

Eau +

solutés

Eau + lutésso

Pluie

Sécheresse

Sécheress

12

3

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e

Sécheresse

Eau + solutés

Eau + solutés

Eau

Eau +

solutésSynthèse de solutés Eau du sol + solutés

PluieEau + lutésso

Sécheresse

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solutés

Figure 5. Variation de la conductance stomatique à la diffusion de la vapeur d’eau (gs) en fonction du potentiel hydrique foliaire (Ψfeuille). Mesures faites sur Simarouba glauca et sur Quercus oleoides, deux arbres du parc national de Santa Rosa (côte nord du Costa Rica). D’après Brodribb et Holbrook (2003). La flèche bleue et la flèche rouge indiquent la valeur du potentiel hydrique foliaire au point de plasmolyse commençante respectivement pour S. glauca et Q. oleides.

Gabriel Cornic. Janvier 2008 7−Ψf (MPa)

0 1 2 3 4 5

gs (m

mol

H2O

m-2

s-1)

0

200

400

600

800

1000Simarouba glaucaQuercus oleoides

-Dans les deux cas la baisse de gs vers 0 est faite dans un intervalle de 1MPa environ. -Dans les deux cas aussi, la fermeture des stomates est complète (gs proche de 0) lorsque les cellules foliaires sont au point de plasmolyse commençante (elle est indiquée par les flèche sur la Fig.5). 5-Alimentation en eau des tissus. Liaison entre la photosynthèse et la conductivité hydraulique des feuilles. a-La conductance hydraulique du système sol/plante/atmosphère (SPA). L’eau circule du sol dans la plante où elle passe à l’état gazeux dans la feuille au niveau des parois cellulaires des cellules du mésophylle avant de s’échapper dans l’air ambiant en traversant l’épiderme, principalement par les stomates. Dans ce système, elle se déplace du sol, où le potentiel hydrique est élevé, à l’air ambiant où il est le plus faible. A l’état stationnaire, on écrit la transpiration (TR en µmol H2O m-2 s-1) comme suit : TR = (ψsol - ψa)/Rsol-air 6 où Rsol-air est la résistance du système au passage de l’eau sous forme liquide et gazeuse et, respectivement, ψsol et ψa le potentiel hydrique de l’eau dans le sol au contact des racines et dans l’air. Si l’on écrit : TR = (ψsol - ψf)/Rp 7 où ψf est le potentiel hydrique l’eau dans les feuilles, Rp = (ψsol - ψf) /TR est la résistance hydraulique de la plante. La conductance hydraulique de la même voie de passage est : KP = TR/(ψsol - ψf) 8 KP est exprimée en flux d’eau par unité de surface foliaire et par unité de pression : µmol H2O m-2 s-1 MPa-1. Lorsque le sol est humide, on a ψsol ≅ ψracine. On estime aussi la conductivité d’un organe isolé, ou d’un fragment d’organe isolé, en mesurant le flux d’eau qui le traverse lorsque ses deux extrémités sont soumises à des pressions différentes (voir par exemple Kolb et al., 1996). La détermination de la conductance hydraulique des feuilles (Kfeuille) est délicate, mais au moins 3 des méthodes utilisées actuellement donnent sensiblement le même résultat lorsque les feuilles sont maintenues à l’obscurité (Sack et al., 2002). b-La résistance hydraulique de la feuille est la plus grande résistance hydraulique de la plante (Sack et Holbrook, 2006). Cette résistance hydraulique, Rf (= 1/Kf) représente 25 à 80% de la résistance hydraulique de la plante entière : à cause de cela, Rf apparaît comme un élément majeur contrôlant les relations hydriques des plantes. Les feuilles présentent des nervures principales et des nervures secondaires qui peuvent, elles aussi, se subdiviser en nervures de rang inférieur. Chaque nervure est constituée de tissus conducteurs entourés de cellules formant une gaine périvasculaire. Pour alimenter les cellules de la feuille, l’eau qui circule dans ce système hydraulique, doit traverser les gaines périvasculaires, cheminant à la fois, à travers les cellules et autour d’elles, dans leur paroi squelettique. A partir de gaines périvasculaires, elle passe de cellules en cellules, suivant la voie apoplastique (parois squelettiques) ou symplasmique. L’importance entre les deux voies étant régulé par de petites variations locales de potentiel hydrique. Une partie de l’eau circulant dans les parois squelettiques change d’état et passe dans les espaces intercellulaires sous forme de vapeur. Ce processus est régulé par l’ouverture des stomates, qui en retour influence l’état d’hydratation des cellules foliaires. En effet, l’ouverture, comme la fermeture des stomates, affecte directement l’humidité de l’air dans leur voisinage, à l’intérieur de la feuille, et par conséquent le gradient de concentration en vapeur d’eau des sites évaporant jusqu’à l’ostiole. On note chez certaines espèces, comme Prunus laurocerasus, que les veines majeures sont largement perméables permettant un mouvement radial important de l’eau. Chez d’autres espèces, comme Juglans regia, le mouvement


d’eau dans les veines principales est majoritairement axial (Sallea et al. , 2003), l’eau sortant principalement à l’extrémité des veines mineures. c-La résistance hydraulique principale de la feuille se trouve dans la partie non vasculaire. Elle représente jusqu’à 80% de Rp (voir Cochard et al., 2004, pour une discussion). La résistance importante de ce chemin extra vasculaire minimise les variations de la conductance hydraulique lorsqu’il se produit une embolie dans le système vasculaire (voir encadré II plus bas). La conductance hydraulique de la feuille resterait d’autre part constante ou ne montrerait que peu de variations chez les plantes présentant un mouvement radial important de l’eau dans les veines principales : une coupure de la fourniture d’eau dans ces nervures principales, due à une embolie lors d’une sécheresse, n’arrêterait pas (ou pas complètement) l’alimentation en eau de la partie non vasculaire du système hydraulique de la feuille. Les aquaporines se trouvant sur le plasmalesme, (ce sont des protéines membranaires ; voir encadré I) permettant un passage rapide des molécules d’eau d’un compartiments exercent probablement un contrôle sur la conductivité hydraulique foliaire (Cochard et al., 2007).

Encadré I : aperçu sur les aquaporines. Les aquaporines sont des protéines qui sont incluses dans les membranes dont elles accroissent

la perméabilité à l’eau. Elles font partie d’une famille appelée « major intrinsic proteins » (MIPs) que l’on trouve bien réparties dans tout le règne vivant. Ces MIPs sont aussi impliquées dans le passage d’autres composés à travers les membranes, comme le glycérol, le CO

2, l’urée, la silice chez les graminées etc. Les aquaporines montrent une grande variété d’isoformes. Considérant les homologies

de séquences on peut en distinguer 4 grand groupes : Les PIPs (Plama membrane intrinsic proteins) situées principalement sur la membrane

plasmique. Les TIPs (Tonoplast intrinsic proteins) sur la membrane entourant les vacuoles (le

tonoplasme). Les NIPs dans la membrane péri-bactéroïde (membrane entourant les rhyzobium qui

sont dans les nodules des légumineuses). Les SIPs qui sont des MIPs de petite masse moléculaire (Small intrinsic proteins). PIPs et TIPs sont les aquaporines les plus abondantes. Leur masse moléculaire est de 30 kDa

environ. Elles présentent 6 hélices α transmembranaires. Elles sont bien exprimées dans les organes en croissance où la pression de turgescence doit être maintenues élevées. Leur rôle dans l’alimentation en eau des plantes est certain lorsque l’on considère la circulation dans les racines. Leur rôle dans la circulation apoplastique de l’eau dans la feuille est très probable. Elles sont également présumées importantes dans le transfert du CO

2 lorsque ce dernier passe

dans le cytoplasme des cellules du mésophylle, à travers le plasmalesme, et dans le chloroplaste, à travers la membrane chloroplastique. Leur activité peut être modulée via la régulation de la synthèse des transcrits ou de l’abondance des protéines. Une régulation rapide se fait en particulier par leur phosphorylation : leur activité s’abaisse quand leur phosphorylation diminue.

Le lecteur intéressé trouvera deux mises au point récentes sur ces protéines : Maurel et al.

(2008) ; Chaumont et al. (2005).

d-De quoi dépend l’état d’hydratation d’une feuille ? On peut écrire en suivant Sack et Holbrook (2006) à partir de l’équation (8) plus haut ψf = ψsol – TR/KP 9 qui met en évidence que ψf dépend à la fois de ψsol , de la transpiration et


de la conductance hydraulique de la plante. Pour une humidité édaphique donnée (un ψsol donné) ψf diminue lorsque la transpiration augmente ; l’effet de la transpiration sur ψf dépendant de la valeur de la conductance hydraulique. Si KP est grande, la transpiration peut être élevée (une large ouverture stomatique, par exemple) sans incidence importante sur ψf. En se souvenant que la conductance foliaire, Kf, est la conductance la plus faible du SPA, on voit qu’une grande Kf est nécessaire dans ce cas. Si KP est petite l’incidence de la transpiration est élevée, et la régulation stomatique primordiale (= réduction de la transpiration) pour le maintien de ψf. Dans le système hydraulique foliaire, les stomates se trouvent placés en série avec le xylème : l’état hydrique de leur environnement interne direct, et donc leur ouverture, dépend en partie au moins des performances de la plomberie foliaire. Comme les stomates contrôlent à la fois les échanges de CO2 et de vapeur d’eau ente la feuille et son milieu on doit s’attendre à ce que les valeurs de conductance hydraulique soient reliées à celles de l’assimilation du CO2. e- Chez des plantes ne souffrant pas de sécheresse, la conductance stomatique est corrélée à Kf. Comme le montrent Brodribb et al. (2005) il y a bien une relation entre la conductance hydraulique de feuilles d’espèces variées de Fougères, de Gymnospermes et d’angiospermes et leur conductance stomatique (Fig. 6).

Kf, (mmol m-2 s-1 MPa-1)

0 10 20 30 4

0

gsH

2O (m

mol

H2O

m-2

s-1

)

0

100

200

300

400

500

600

700

Figure 6. Relation entre la conductance stomatique à la diffusion de vapeur d’eau (gsH2O) et la conductance hydraulique(Kf) de la feuille établie chez de conifères ( ) et des angiospermes ( ) de conditions tempérées et chez des angiospermes ( ) et des Fougères ( ) tropicales (Brodribb et al., 2005). La conductance stomatique est mesurée sur le terrain sur des individus aux heures les plus ensoleillées.

Les plantes utilisées dans cette études ont des provenances diverses : des arbres, comme Calycophyllum candidissimum (Rubiaceae) et Quercus oleoides (Fagaceae), et quelques petites Fougères pérennes, comme Blechnum occidentale (Blechnaceae) et Gleichenea bifida (Gleicheniaceae), viennent du Costa Rica. Une dizaine d’autres arbres comme l’Araucaria araucana (Araucariaceae) et Nothofagus alpinus (Nothofagaceae) viennent du Chili. f- L’assimilation nette du CO2 mesurée sous lumière saturante dans les conditions normales est corrélée à Kf (Brodribb et al.2007). La Fig. 7 montre cette relation. Il est frappant de voir que des végétaux allant des bryophytes aux angiospermes se trouvent sur cette relation. L’hydraulique de la feuille est bien l’un des facteurs principaux qui fixent l’activité photosynthétique maximum dans les conditions normales. De plus, les résultats présentés par ces auteurs suggèrent le rôle crucial de la distance entre la terminaison des nervures et l’épiderme à travers lequel se font les échanges gazeux : cela indique bien qu’une limitation importante est exercée par la voie symplasmique de la circulation de l’eau. Lorsque cette distance est importante, Kf est petit, et l’alimentation en eau des cellules du mésophylle plus difficile, ce qui limite la photosynthèse.


g-Durant une sécheresse, la conductance hydraulique des feuilles est corrélée avec ψf. C’est ce que montre la Fig.8B dans le cas de S. glauca (trait bleu) et Q. oleoides (trait rouge ; voir aussi Fig.5). Cette diminution est probablement due à un accroissement de la cavitation (apparition de bulle d’air dans le xylème ; voir encadré II ci-dessous) bien qu’on ne puisse exclure une régulation de l’activité des aquaporines (voir encadré I) dans la voie symplasmique des feuilles. A noter : dans les deux cas que la valeur de Kf est divisée par deux environ lorsque le point de plasmolyse commençante est atteint. Dans les deux cas aussi la valeur Kf est encore élevée lorsque les stomates sont déjà bien fermés. Ces résultats, avec d’autres du même type, suggèrent que la fermeture stomatique lors d’une sécheresse protège la plante contre une diminution de sa conductivité hydraulique (augmentation de la cavitation).

Kf (mmol m-2 s-1 MPa-1)

0 3 6 9 12 15 18 21

A (µ

mol

CO

2 m-2

s-1

)

0

3

6

9

12

15

18

Fougères

bryophytesLycopodesConifèresGymnospermes à slcéréides lignifiéesAngiospermes

Figure 7. Relation entre A et Kf (la conductance hydraulique des feuilles) établie sur des fougères, des bryophytes, des lycopodes, des conifères des gymnospermes contenant des scléreides lignifiés dans le mésophylle et des angiospermes. Voir la figure pour les figurés. Les mesures de A sont faites en pleine lumière dans les conditions naturelles. Chaque point représente la moyenne d’au moins une dizaine de mesures. L’erreur standard de la moyenne n’est pas représentée pour la clarté (d’après Brodribb et al.2007)

−Ψf (MPa)

gsH

2O (m

mol

H2O

m-2

s-1)

0

200

400

600

800

1000Simarouba glaucaQuercus oleoides

0 1 2 3 4 5

Kf (

mm

ol m

-2s-1

MPa

-1)

0

5

10

15

20

25

30

A

B

Figure 8. A : voir la Fig. 5. B : variation de la conductance hydraulique des feuilles en fonction Ψf chez S. glauca (bleu) et Q. oleoides (rouge). Seules les fonctions ajustées à cette variation sont représentées. Les flèches en trait plein indiquent dans les deux cas le point de plasmolyse commençante. Les flèches en tirêts la valeur de Kf lorsque gsH2O est négligeable (stomates fermés). D’après Brodribb et Holbrook (2003).


Encadré II : aperçu sur la cavitation

L’eau se déplace du sol vers l’atmosphère parce que la plante transpire. Comme l’admet la théorie la plus populaire, la transpiration abaisse le potentiel hydrique dans la feuille et cette diminution se propage de proche en proche mettant la colonne d’eau (du sol au contact des racines, aux sites évaporant dans les feuilles) sous tension (la transpiration « tire » sur la colonne d’eau). Lorsque les tensions sont trop élevées, comme cela peut être le cas lorsque l’alimentation est limitante, il se forme des bulles de vapeurs dans le xylème, due à la baisse de pression trop importante dans ces conditions : c’est ce que l’on appelle la cavitation. A cela s’ajoute alors une entrée d’air à travers d’orifices minuscules qui se trouve le long du xylème -La formation de ces bulles de vapeur diminue la conductivité hydraulique du xylème : les vaisseaux embolisés ne conduisent plus l’eau. -La diminution de la conductivité hydraulique du xylème limite l’alimentation en eau du mésophylle entraînant une fermeture des stomates. -La cavitation participe ainsi à la conservation de l’eau dans la plante. La cavitation s’observe souvent chez les arbres en condition hydrique limitante, mais aussi chez les espèces herbacées où on peut la détecter aux premières heures de la matinée lorsque la demande évaporative est importante. Elle disparaît la nuit si les conditions hydriques ne sont pas trop limitantes. Par exemple, Canny (1997) constate chez le Tournesol que 4% des vaisseaux sont seulement embolisés vers 9H du matin. Cependant l’embolie peut disparaître dans la journée lorsque la transpiration est maximum, posant le problème d’un remplissage actif des vaisseaux embolisés dans le xylème. Il a été proposé qu’il se produirait une augmentation de la pression de turgescence dans des groupes de cellules séparés du reste du mésophylle et situés à la périphérie du pétiole. L’augmentation locale de la pression forcerait l’eau proche des vaisseaux conducteurs à passer dans le xylème. L’augmentation de la pression de turgescence viendrait de l’abaissement du potentiel osmotique de ces cellules, résultant de l’hydrolyse de l’amidon (Canny 1997).

6-potentiel hydrique de base. L’équation 9, ψf = ψsol – TR/Kp, montre que lorsque la transpiration est nulle ψf = ψsol . Le ψf mesuré dans cette situation est le potentiel hydrique de base. Sa mesure est une façon d’estimer le potentiel hydrique du sol. Il y a au moins deux conditions dans lesquelles la transpiration est nulle ou très faible. (1) La nuit, avant le levé du soleil. Les stomates sont alors fermés et la différence entre les pressions partielles de vapeur d’eau aux sites évaporants et dans l’air ambiant est minimale. Le potentiel de base se mesure effectivement en fin de nuit car la transpiration s’abaisse progressivement après le couché du soleil pour être minimum juste avant son levé. Durant la nuit le gradient de potentiel hydrique dans le SPA s’estompe (la plante se recharge en eau) et la valeur du ψf rejoint progressivement celle du ψsol. (2) Durant la journée. On place la plante dans un sac en plastique. La transpiration sature rapidement en vapeur d’eau l’air contenu dans le sac. Comme il n’y a plus de gradient de pression partielle de vapeur d’eau entre les sites évaporants dans la feuille et l’air ambiant la transpiration s’arrête. Il suffit d’attendre assez longtemps pour que ψf tende vers ψsol. 7-La diminution de la production végétale durant une sécheresse est causée principalement par la diminution de la croissance foliaire. La croissance foliaire est inhibée dès qu’une sécheresse s’installe. De plus, le cas du Soja (Fig.9), que l’on arrête d’irriguer, montre que la croissance des feuilles est très fortement diminuée pour des potentiels hydriques auxquels l’assimilation du CO2 (A) n’est pas encore touchée (Boyer, 1970).


A des degrés divers c’est ce que l’on observe chez les herbacées. La surface foliaire plus faible développée dans les cultures manquant d’eau se traduit par une baisse de la quantité de lumière qu’elles absorbent, ce qui entraîne, in fine, un ralentissement de leur production.

Potentiel hydrique foliaire (bars)-36-27-18-90

Agra

ndis

sem

ent (

% s

urfa

ce in

itial

e en

24h

)

0

3

6

9

12

15

18

A (µ

mol

es C

O2 m

-2 s

-1)

0

4

8

12

16

20

24Agrandissement foiaireA

Figure 9. Variation de l’assimilation nette de CO2 (A) et de l’agrandissement foliaire en fonction du potentiel hydrique foliaire (10 bars = 1 MPa). Les mesures sont faites sur du Soja, en lumière saturante et à la température foliaire de 25°C. (d’après Boyer, 1970)

Nous n’examinerons pas ici ce problème que le lecteur peut trouver traiter, par exemple, chez Boyer (1976), Granier et Tardieux, (1999) et Tardieux et al. (2000). Nous essaierons de comprendre pourquoi l’assimilation de CO2, exprimée par µmoles ou µg de CO2 m-2 s-1 décroît lorsque l’alimentation hydrique est limitante. Ce faisant nous appliquerons les connaissances données dans les chapitres « effets du CO2 sur la photosynthèse » et « diffusion du CO2 dans les feuilles ». 8-Effet stomatique et effet non stomatique d’une contrainte hydrique.

A (µ

mol

m-2

s-1)

0

2

4

6

8

10

gsC

O2 (

mm

s-1

)

0

1

2

3

4

5

6

Ags

Temps (heures)0 20 40 60 80

Ci/C

a

0.2

0.4

0.6

0.8

A

B

Figure 10. Variations de A (bleu), de gsCO2 (rouge, la conductance stomatique à la diffusion du CO2) et du rapport Ci/Ca durant une déshydratation rapide de Haricot. La déshydratation est obtenue en arrêtant l’arrosage des plantes. Les mesures sont faites dans un air contenant 350 ppm de CO2, sous une densité de flux quantique de 450 µmol m-2s-1 à une température foliaire

L'assimilation de CO2 par les feuilles de plantes soumises à une contrainte (une sécheresse, une période de froid ou de chaleur excessive etc...) est inhibée. Cette inhibition va toujours de pair avec une fermeture des stomates (diminution de gs). La Fig.10A donne une illustration de la baisse concomitante de A et de gsCO2 sur des feuilles


cotylédonaires de Haricot lors d'une contrainte hydrique rapide, obtenue par l’arrêt de l'arrosage. A la fin de l'expérience, qui dure trois jours, les feuilles ont perdu environ 30% de leur eau (Cornic et al., 1987).

Deux causes principales peuvent expliquer la baisse de A.

(1) L’assimilation du CO2 diminue parce que la fermeture des stomates freine l’entrée du CO2 dans la feuille : c’est l’effet stomatique de la contrainte. (2) La photosynthèse diminue parce que les mécanismes photosynthétiques sont endommagés. Les stomates se ferment aussi mais ce n'est pas leur fermeture qui contrôle la baisse de l’assimilation du CO2. L'effet de la contrainte sur la photosynthèse foliaire est expliqué par des effets non-stomatiques. Des effets stomatiques et non-stomatiques agissant ensemble peuvent aussi expliquer la baisse d'activité produite par le manque d'eau. a-Comment détecter un effet stomatique et comment savoir s'il contribue seul, ou bien avec des effets non-stomatiques, à la baisse de la photosynthèse foliaire d'une plante soumise à contrainte ? Les variations de Ci durant la contrainte ont été souvent utilisées pour répondre à cette question. La feuille peut être considérée, très schématiquement (Fig.11A), comme étant constituée d'un épiderme, percé de stomates, et d'une masse de cellules qui photosynthétisent, le mésophylle. On admet ici que Ci est la teneur moyenne de CO2 directement en contact avec le mésophylle.

Lorsque cette feuille est soumise à une contrainte (une sécheresse par exemple) les stomates se ferment (gs diminue) et A est inhibée (Fig.11C). Quand la contrainte est bien installée, le mésophylle est enfermé dans un système clos dont les parois sont constituées par l'épiderme portant les stomates fermés (Fig.11B). Deux cas extrêmes sont considérés

Figure 11. Schéma expliquant comment utiliser les valeurs de Ci pour savoir si la fermeture des stomates est responsable ou non de la baisse de l’assimilation de CO2 chez une feuille soumise à une contrainte. Voir le texte pour les explications

Temps0

A (µ

mol

CO

2 m-2

s-1)

0 gsH

2O (m

ol H

20 m

-2 s

-1)

0

Temps0

Ci (

ppm

)

0Temps0

Ci (

ppm

)

0

StomateEpiderme

Mésophylle

Contrainte Les stomates sont fermés

Stomatique non-stomatique

A

B

C

D E


(1) premier cas : Les mécanismes photosynthétiques ne sont pas endommagés : A diminue exclusivement parce que les stomates se ferment suffisamment : l’alimentation des chloroplastes en CO2 est progressivement réduite. In fine le mésophylle est enfermé dans un système clos et n’est plus alimenté par le CO2 de l’air ambiant. Il épuise alors tout le CO2 qui se trouve à sa disposition dans la feuille. En théorie, Ci diminue jusqu'à ce que l'assimilation de CO2 et les pertes respiratoires du mésophylle s’équilibrent exactement. Ci représente à ce moment là le point de compensation pour le CO2 de la feuille. L’observation d’une diminution de Ci parallèle à une baisse de A durant une contrainte permet de conclure que la fermeture stomatique intervient dans l'inhibition de la photosynthèse foliaire (Fig.11D). (2) Deuxième cas : Les mécanismes photosynthétiques sont endommagés, voire détruits par la contrainte. Le mésophylle, comme précédemment, se trouve enfermé dans un système clos lorsque la contrainte est bien établie. Cependant il ne peut plus utiliser le CO2 qui se trouve dans la feuille. Ci reste donc élevée, ou même augmente si la respiration du mésophylle n'est pas affectée. Lorsqu’il n'y a pas de changement de Ci, ou bien que Ci augmente, tandis que A diminue, des processus non-stomatiques interviennent pour inhiber la photosynthèse foliaire (Fig.11E). (3) Retour à la réalité. La Fig.10B montre que le rapport Ci/Ca, calculé sur les feuilles cotylédonaires de Haricot, durant une déshydratation, diminue de 0.7 au moment de l'arrêt de l'arrosage à 0.25 après 48H, pour remonter à 0.47 à la fin de la série de mesures. Comme Ca varie peu, on conclut donc que la fermeture des stomates intervient dans la baisse de la photosynthèse en début de sécheresse. En fin de sécheresse le métabolisme paraît endommager (cependant voir la discussion plus bas, §4). b-Peut-on apprécier l’importance relative de la fermeture des stomates dans l'inhibition de la photosynthèse foliaire par le manque d'eau? La Fig.12 représente la variation de A en fonction de Ci (courbe en trait plein) établie sur des feuilles bien hydratées, similaires à celles utilisées pour obtenir les résultats de la fig.10A. Elle montre la variation de l’assimilation du CO2 par le mésophylle en fonction de la fraction molaire de CO2, avant l'arrêt de l'arrosage des plantes. Il est possible de tracer la relation entre A et Ci durant la déshydratation à partir des Figs. 10A et B, puisque l'on calcule Ci pour chaque valeur de A mesurée. 4- Les limites du modèle utilisé. Cette relation (courbe en tiretés, Fig.12) s'ajuste bien jusqu’au deuxième jour de la sécheresse (lorsque Ci/Ca = 0.25) à celle obtenue, avant l’application de la contrainte, sur des feuilles semblables bien hydratées : on conclut que seule la fermeture des stomates explique alors la baisse de A. En effet, il n'y a pas de modification de la réponse du mésophylle aux variations de la teneur en CO2.

Ci, (ppm)

0

2

4

6

8

10

12

A, (μ

mol

es m

-2 s

-1)

Figure 12. Relation entre A et Ci avant (trait plein) et durant (tiretés) la déshydratation de plants de Haricots. La relation en tiretés a été tracée à partir des résultats de la figure 10. Voir le texte (d’après Cornic et al, 1987).

0 50 100 150 200 250 300


Au troisième jour de déshydratation la relation A/Ci s’écarte considérablement de ce que l’on a mesuré avant la sécheresse : les mécanismes photosynthétiques peuvent être endommagés (la photosynthèse du mésophylle est modifiée ; cependant voir la discussion qui suit).

c-De l’attention que l’on doit porter aux artéfacts lorsque l’on fait des mesures. (1) Effet d’une fermeture hétérogène des stomates sur le calcul de Ci. On ne doit pas perdre de vu

que Ci est une valeur calculée, et comme telle, repose sur la validité du modèle utilisé pour son évaluation. Entre autres, les trois hypothèses suivantes sont faites :

-la fermeture des stomates, lorsqu’elle se produit, n’est pas hétérogène : elle se fait de la même façon

sur toute la surface de la feuille ; -la diffusion du dioxyde de carbone dans la feuille est rapide : il y a un équilibre rapide de la fraction

molaire de CO2 dans les espaces intercellulaires. -Le chemin utilisé dans la feuille par la transpiration (qui sert au calcul de la conductance stomatique) à

la lumière suit un chemin exactement inverse à celui de l’assimilation du CO2.

Downton et al. (1988) réalisent une expérience destinée à vérifier les points (1) et (2) en utilisant des feuilles de vigne. Cette plante possède des feuilles hétérobariques (voir chapitre « diffusion du CO2 dans la feuille ») : elles ont des extensions vasculaires qui délimitent des volumes plus ou moins indépendants à l’intérieur du mésophylle.

(a) Une feuille, dont le pétiole coupé se trouve dans l’eau, est placée à la lumière dans un système d’échange gazeux.

(b) lorsque sa photosynthèse est stationnaire, elle est balayée pendant 30 secondes par un air

contenant du 14CO2 . (c) On la congèle alors rapidement (arrêt de l’activité), puis on la place sur une plaque

photographique sensible.

Après une semaine, on constate que le marquage est réparti uniformément. (d) Lorsque la photosynthèse d’une feuille similaire est stable, on met de l’acide abscissique (ABA) dans l’eau où se trouve plongé son pétiole. L’ABA est un acide synthétisé rapidement chez les plantes soumises à sécheresse. Il provoque en particulier la fermeture rapide des stomates (voir Fig.23, §11b(3)). L’ABA ne cause aucun dommage aux mécanismes photosynthétiques et la baisse de A qu’il provoque est due exclusivement due à la fermeture des stomates. (e) On soumet cette feuille durant 30 secondes à un air contenant du 14CO2 avant que les stomates ne se ferment complètement. Puis, selon la procédure utilisée précédemment, on la place pendant une semaine sur une plaque photographique sensible. On constate que le marquage est très hétérogène. Les plages marquées au 14C jouxtent des plages non marquées. On conclut donc que la fermeture des stomates est hétérogène et que la diffusion du CO2 dans la feuille n’a pas été rapide : durant 30 secondes le dioxyde de carbone, entré dans la feuille en empruntant les stomates ouverts, n’a pas eu le temps de diffuser dans l’ensemble du mésophylle. Dans le cas présent elle est probablement freinée par les extensions vasculaires et la résistance des chemins sous les stomates fermés (voir chapitre « diffusion du CO2 dans la feuille »). Ce problème est moins important chez les feuilles homobariques comme les feuilles de pois par exemple. En quoi la fermeture hétérogène des stomates affecte la valeur calculée de Ci. ? Voir le calcul de Ci au chapitre « diffusion du CO2 dans la feuille ». Supposons, dans le cas de la feuille de vigne traitée à l’ABA, que la moitié des stomates s’est fermée tandis que l’autre moitié est restée ouverte. Avant le traitement on a :


assimilation de CO2 = A ; transpiration = Tr ; conductance stomatique pour le CO2 =gsCO2. Après le traitement on a : assimilation de CO2 = A/2 : le dioxyde de carbone ne passe pas à travers la cuticule ; transpiration ≈ Tr/2 : la transpiration cuticulaire est habituellement faible devant la transpiration stomatique ; d’où la conductance stomatique est ≈ gsCO2/2 Si l’on considère négligeable la résistance de la couche limite, On calcule avant le traitement Ci = Ca - A/gsCO2On calcule après le traitement Ci = Ca - (A/2)/ (gsCO2/2) On voit, dans les deux cas, que Ci a, à peu près, la même valeur. On va conclure que l’ABA endommage les mécanismes photosynthétiques, ce que l’on sait être faux ! On observe des fermetures hétérogènes des stomates lorsque les conditions de l’environnement changent rapidement (passage lumière/obscurité ; accroissement brutal de la fraction molaire de CO2 ; déshydratation rapide). Cette hétérogénéité disparaît totalement ou en partie lorsque les conditions redeviennent stationnaires. (2)- Importance relative de la transpiration cuticulaire et de la transpiration stomatique lorsque les flux de CO2 et de vapeur d’eau sont faibles. Pour comprendre ce point, il est nécessaire de se rappeler

-que le CO2 ne peut pas pénétrer dans la feuille en traversant la cuticule lorsque sa fraction molaire

dans l’air ambiant est proche de la normale (il ne rentrera pas dans la feuille lorsque les stomates seront fermés) -et que la feuille possède une transpiration cuticulaire parfois non négligeable (voir Fig.D3, chapitre

« diffusion du CO2 dans la feuille). Cette transpiration cuticulaire peut atteindre 10 à 25% de la transpiration totale.

Dès lors le biais introduit par la transpiration cuticulaire se comprend ainsi :

(a) La conductance stomatique pour la diffusion de la vapeur d’eau, gsH2O, est calculée à partir des données de la transpiration (cuticulaire et stomatique)

(b) La conductance stomatique pour le CO2, gsCO2, est calculée à partir de la conductance

stomatique pour la diffusion de la vapeur d’eau en considérant le rapport des coefficients de diffusion de la vapeur d’au et du CO2 : gsCO2 peut ne pas être nulle alors que les stomates sont fermés et que le CO2 ne peut plus rentrée dans la feuille ; la transpiration cuticulaire est vue par les appareils de mesure comme une ouverture des stomates. Comme Ci = Ca - A/gsCO2, si on néglige la résistance de la couche limite, on voit, lorsque la plante transpire bien (stomates largement ouverts), que l’erreur due à la transpiration cuticulaire est négligeable. On voit aussi que Ci sera d’autant plus surestimée que les stomates seront fermés (gsCO2 surestimée à cause de la transpiration cuticulaire). On sous-estime donc les effets stomatiques lorsque les flux de vapeur d’eau et de dioxyde de carbone sont faibles en raison d’une fermeture stomatique. L’augmentation de Ci/Ca visible en fin de sécheresse sur la Fig. 10B est probablement due (au moins en partie) à un effet de ce style. 9- La suppression de l’épiderme de la feuille : une autre façon d’aborder le problème. Il y a deux façons de supprimer l’épiderme de la feuille :


(1) En l’enlevant à l’aide d’une pince fine. On étudie les variations de A lors d’une contrainte sur une feuille dépourvue d’épiderme inférieur : l’épiderme inférieur est toujours le plus facile à enlever et l’opération est aisé chez quelques plantes comme l’Epinard, le Pois, Primula palinuri, Ramonda mykoni…

(2) En plaçant les feuilles dans un air dont la teneur en CO2 est très élevée : dans ce cas, comme on l’a

vu Fig.C11 (chapitre « effets du CO2 sur la photosynthèse »), la résistance stomatique ne limite plus l’activité et l’on mesure la capacité photosynthétique. a-Arrachage de l’épiderme inférieur. La Fig.13 montre l’effet du déficit hydrique sur la photosynthèse mesurée dans un air normal (21% de O2 et environ 380 ppm de CO2), sur des feuilles intactes et des feuilles dépourvues d’épiderme inférieur de Ramonda mykoni (plante endémique des Pyrénées). Pour une perte en eau de 30% (flèche sur la Fig.13), l’inhibition de A n’est que de 20% environ en l’absence d’épiderme inférieur, tandis qu’elle est de 80% lorsque la feuille est intacte. Cela montre que la fermeture des stomates durant la déshydratation limite considérablement la photosynthèse.

DH (%)0 20 40 60 80 100

0

10

20

30

40

A (

A, dans les deux cas s’annule pour une perte d’eau de proche de 80%, ce qui représente une déshydratation avancée.

On voit, en l’absence d’épiderme inférieur, que la photosynthèse diminue graduellement jusqu’à ce que le déficit hydrique atteigne 60%. Cette diminution graduelle peut s’expliquer en supposant une fermeture des espaces intercellulaires dans le mésophylle, due à une perte de turgescence des cellules lors du dessèchement. La diffusion du dioxyde de carbone de l’air ambiant vers les sites de carboxylation se trouve alors freiné : il y a une possibilité pour que la diminution de la photosynthèse soit encore due dans cette situation à un problème diffusionnel. b-Mesure à teneurs ambiantes de CO2 très élevées. On utilise pour cela des électrodes à oxygène permettant de mesurer dans un système clos le dégagement de O2 qui dépend de la présence de CO2.

Dans de tels systèmes les teneurs en CO2 nécessaires pour saturer la photosynthèse sont beaucoup plus élevées que dans les systèmes d’échanges gazeux habituels.

Ainsi, dans le cas de l'Epinard présenté Fig.14, l'activité photosynthétique d'une feuille non déshydratée (figurés blancs) est saturée lorsque la teneur en CO2 atteint 0.5% (5000 ppm; à comparer avec les Figs C1 et C2, chapitre « effets du CO2 sur la photosynthèse »). Les raisons de cette différence sont mal comprises. L'une d'elles pourrait être l'importance de la résistance de la couche limite dans ces systèmes de mesures (ces dernières se font en effet dans un air complètement calme) et bien sûr la fermeture totale des stomates dans ces conditions.

L'activité maximum de la feuille qui a perdu 30% de son eau est identique à celle que l'on mesure sur la feuille bien hydratée (Fig.14).

Cependant il faut que la teneur en CO2 dans l'air autour de la feuille soit de 15% environ. Là aussi la perte de turgescence des cellules du mésophylle pourrait provoquer la fermeture des espaces intercellulaires, qui

Figure 13. Relations entre A mesurée sur feuille intacte (pointillés bleus) ou sur feuille dont l’épiderme inférieur a été enlevé (trait plein rouge) en fonction du déficit hydrique (DH) .La flèche indique 30% de DH. Ca, la fraction molaire ambiante de CO2 ≅ 380 ppm ; température de la feuille : 22°C ; la lumière est saturante. Les mesures sont faites sur Ramonda mykoni (D’après Schwab et al., 1989).

μmol

CO

2 mg

chl-1

h-1

)


ralentirait la diffusion du CO2 dans la feuille, augmentant le gradient nécessaire entre l’air ambiant et les sites de carboxylation pour obtenir leur saturation.

.

Si l'on répète cette mesure sur des feuilles de Haricot, présentant différents degrés de déshydratation, on constate que l'activité photosynthétique, obtenue lorsque la teneur en CO2 est saturante, ne change pas significativement jusqu'à ce qu'elles aient perdu environ 25/30% de leur eau (ronds noirs Fig.15).

Par contre, une telle perte d'eau entraîne l'inhibition presque totale de l'assimilation du CO2 chez des

feuilles semblables maintenues dans un air normal (dans ce cas : 350 ppm de CO2 et 21% de O2, Fig.15, ronds blancs). On conclut donc que l'activité photosynthétique du Haricot est résistante au manque d'eau : la baisse de

Ca, (%)

0

4

8

12

16

20

24

28

Dég

agem

ent d

e O

2, (µ

mol

es m

-2s-1

)

Figure 14. Variation du Dégagement de O2 mesuré à l’aide d’une électrode à oxygène en fonction de la fraction molaire ambiante de CO2 (Ca). Feuille bien hydratée : ; feuille présentant un déficit hydrique d’environ 30% : . Les mesures sont faites sur des feuilles d’Epinard à la température de 25°C. La DFQP est de 1200 µmoles m-2s-1 (d’après Cornic et al., 1992).

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Dég

agem

ent d

e O

2, (µ

mol

es m

-2s-1

)

Figure 15. Relations entre le dégagement de O2 ( ) ou A (o) et le déficit hydrique de feuille de Haricot. Les mesures du dégagement de O2 sont faites à l’aide d’une électrode à oxygène lorsque Ca est saturant (voir Fig. 15), la DFQP de 900 µmoles m-2s-1 et la température des fragments de feuilles de 25°C. A est mesurée lorsque Ca est de 340 ±10 ppm. La température des feuilles et la DFQP sont les mêmes que précédemment. La flèche indique 25% de déficit hydrique (D’après Cornic et al. 1989).

Déficit hydrique, (%)0 20 40 60 80

0

4

8

12

16

20

24

0

4

8

12

16

20

24

A, (

µmol

es C

O2m

-2s-1

)


l'activité photosynthétique dans la gamme des déficits hydriques compris entre 0 et 30% est due à la fermeture des stomates qui limite la disponibilité du CO2 dans les Chloroplastes.

Le manque d’eau exerce un effet direct sur la photosynthèse lorsque le déficit en eau est supérieur à 30%. Des expériences similaires, faites sur des plantes originaires de milieux écologiques très différents, ont donné des résultats très semblables Dans tous les cas présentés Fig.15, la relation entre la capacité photosynthétique et le déficit hydrique présente les mêmes caractéristiques. Il est difficile de ranger les plantes selon leur degré de résistance à la sécheresse, et ce qui frappe est la réponse très proche d’une xérophyte, Arbustus unedo, de 3 mésophytes, l’Epinard, le Tournesol et le Haricot, et d’une plante reviviscente (c'est-à-dire capable de redémarrer son activité photosynthétique très rapidement – en un ou deux jours - après avoir subi des déficits hydriques très sévères de 75 à 80%), Haberlea rhodopensis. De même la sensibilité au manque d’eau de la capacité photosynthétique d’Elatostema repens, plantes des sous bois du sud est asiatique, ne se distingue guère de celle des autres espèces. Trois remarques sont possibles.

(1) La sensibilité des mécanismes photosynthétiques à la déshydratation est la même chez des plantes en C3 d’écologie et de milieux divers. Le volume cellulaire, directement liée au contenu en eau des cellules (voir §2a ci-dessus), gouverne probablement la réponse de la capacité photosynthétique pour des déficits hydriques supérieurs à 25% environ. La baisse observée peut être en effet liée à la concentration passive, jusqu’à des valeurs toxiques, des ions dans les chloroplastes, à la cristallisation, survenant après une perte d’eau de 40 à 50% de certaines protéines, la Rubisco par exemple, comme cela a été observé en microscopie électronique, à la rupture mécanique du plasmalesme et des plasmodesmes, comme il peut s’en produire lorsque les cellules sont plasmolysées (voir §2a).

Dès lors il apparaît que le maintien du volume cellulaire à un niveau proche de la turgescence est crucial pour les plantes : un ajustement osmotique durant une sécheresse remplit ce rôle (voir §2, ci-dessus)

(2) Dans nos régions, les plantes de culture présentent souvent, durant leur saison de croissance, des déficits hydriques qui fluctuent entre 0 et 25/30%. Il est certain que la fermeture des stomates est de loin ce qui explique, dans les conditions naturelles, la baisse de la photosynthèse foliaire lorsque que les précipitations sont rares. De plus, comme l’appareil photosynthétique n’est pas endommagé dans ces circonstances, les feuilles peuvent répondre rapidement lorsque les conditions redeviennent favorables.

(3) L’expression de l’état hydrique de la plante en utilisant la mesure du potentiel hydrique, au lieu de celle du déficit hydrique, aurait fait apparaître des relations très différentes entre la xérophytes et les

Déficit hydrique (%)

0

20

40

60

80

100

Cap

acité

pho

tosy

nthé

tique

(%

de

la v

aleu

r max

imum

)

0 20 40 60 80

Figure 16. Relation entre la capacité photosynthétique, mesurée par le dégagement de O2 dépendant du CO2 à CO2 saturant, et le déficit hydrique. Dans tous les cas l’éclairement est proche de la saturation. La capacité photosynthétique est exprimée en prenant comme unité les valeurs mesurées sur les feuilles saturées en eau (DH (déficit hydrique) = 0). Arbustus unedo est une xérophyte. Haberlea rhodopensis est une plante reviviscente de Bulgarie. Elatostema repens est une plante des sous bois du sud est asiatique. Les trois autres plantes sont des mésophytes communes (D’après Cornic et Massacci, 1996).

Elatostema repensPhaseolus vulgarisHelianthus annuusSpinacia oleraceaArbutus unedoHaberlea rhodopensis


mésophytes (Fig.16bis). En effet il est bien connu que les premières accumulent des solutés et ont par conséquent un potentiel osmotique inférieur aux deuxièmes (relation 5 §1b) : pour un même déficit hydrique on attend un potentiel hydrique foliaire,Ψf, inférieur chez les xérophytes.

10-Les apports de la mesure de l’émission de fluorescence de la chlorophylle sur une feuille intacte. La lecture du chapitre « Emission de fluorescence chlorophyllienne-mesure et utilisation » est nécessaire aux débutants pour suivre le développement ci-dessous.

a-Le Photosystème II est résistant à la déshydratation. Les mesures faites par des méthodes destructives dans les années 1970/80, en utilisant des thylacoïdes isolés de plantes soumises à sécheresse, indiquaient une grande sensibilité de l’activité du PSII à la déshydratation (Boyer, 1976). Par contre, les premières mesures du rendement quantique maximum du PSII, mesuré par le rapport Fv/Fm après une longue période d’obscurité, indiquaient au contraire sa grande résistance au manque d’eau. A titre d’exemple La Fig.17 montre la variation de Fv/Fm en fonction du déficit hydrique chez le Haricot et l’Haberlea rhodopensis.

On peut voir la remarquable résistance du PSII, capable de faire encore une séparation de charge chez H. rhodopensis lorsque la feuille a perdu 80% de son eau. De même l’activité du PSI est aussi résistante au déficit hydrique (Cornic et al., 1987, Cornic et al. 1989). Le PSII et PSI se trouvent insérées dans une membrane lipidique très hydrophobe, et, pour cette raison, le résultat des mesures non destructives n’est peut être pas si surprenant. La baisse de l’activité PSII mesurée antérieurement à ces mesures non destructives est probablement le résultat d’artéfacts survenant lors de l’isolement des membranes photosynthétiques. Elle peut être aussi due parfois à un éclairement élevé durant la période de sécheresse (voir chapitre «Effets de la lumière sur la photosynthèse et l’appareil photosynthétique »). En effet dans ces conditions il peut se produire des photoinhibitions endommageant le centre réactionnel de ce photosystème.

DH (%)0 20 40 60 80 100

Fv/F

m

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

Haberlea rhodopensisPhaseolus vulgaris

Figure 17. Relation entre Fv/Fm et le déficit hydrique. Les mesures sont faites à la fin de la période nocturne, sur le haricot (Phaseolus vulgaris) et Haberlea rhodopensis. D’après Cornic et al.,1989 ; Peeva et Cornic, 2008). Les plantes étaient soumises à une déshydratation lente s’étalant sur 15/3 semaines.

Figure 16bis : Schéma montrant les variations de la capacité photosynthétique en fonction de Ψf (traits épais), et du déficit hydrique (traits fins). Traits rouges : cas des xérophytes ; traits bleus : cas des hygrophytes. Voir texte ci-dessus et comparer avec la Fig.16.

−Ψf (MPa)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5

Cap

acité

pho

tosy

nthé

tique

(v

aleu

rs re

lativ

es)

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

Déficit hydrique (%)

0 20 40 60 80 100


La résistance des photosystèmes à la déshydratation est confirmée (Cornic, 1989) par la mesure du rendement quantique maximum du dégagement de O2 (ΦmO2) sur des feuilles placées dans un air dont la teneur en CO2 est élevée (pente à l’origine de la relation entre la photosynthèse et l’éclairement). Dans ce type de mesures on considère en fait l’activité totale de la chaîne de transport d’électrons puisque de fortes fractions molaires de CO2 inhibent la photorespiration. ΦmO2 est inhibé lorsque la feuille a perdu 30 à 40% de son eau (Cornic et Massacci, 1996). Cela veut bien dire que les transferts d’électrons dans la membrane thylacoïdienne et les processus qui lui sont liés (transferts de protons, synthèse d’ATP) ne sont pas fonctionnellement affectés en de ça de cette limite supérieure. Le consensus actuel admet la grande résistance des processus primaires de la photosynthèse à la déshydratation (Cornic 2000). Noter : Ce qui vient d’être exposé ci-dessus ne signifie pas que les photosystèmes et la chaîne de transfert d’électrons ne sont pas modifiés par un manque d’eau. Ils peuvent l’être, traduisant un ajustement à des conditions nouvelles. Cela veut seulement dire que fonctionnellement ils restent identiques, même s’ils ont subi des modifications structurelles durant un ajustement.

b-Variation du flux photosynthétique d’électrons lors d’une sécheresse : la teneur en CO2 dans les chloroplastes (Cc) diminue durant la déshydratation d’une feuille.

(1)-Préliminaire. La mesure de l’émission de fluorescence chlorophyllienne sur des feuilles intactes est utilisée pour savoir si la teneur en CO2 dans les chloroplastes est faible durant une contrainte. Le rendement quantique opérationnel du PSII, ΦPSII, permet l’estimation du flux d’électrons sur une feuille intacte : C’est l’utilisation de ce paramètre qui peut donner une réponse.

Mais il faut d’abord s’assurer que le fonctionnement du PSII chez les plantes utilisées n’est pas modifié par la sécheresse.

Un exemple de cette vérification est donné dans le cas du Haricot Fig.7 du chapitre « Emission de fluorescence chlorophyllienne-mesure et utilisation ». Comme la relation entre ΦPSII et ΦCO2 mesurée dans une atmosphère pauvre en O2 (= photorespiration négligeable) est la même avant et durant une contrainte hydrique, on conclut que fonctionnement du PSII n’est effectivement pas modifié par le manque d’eau.

On peut donc utiliser ΦPSII (1) comme une mesure relative du flux d’électrons photosynthétique, durant une expérience où une

plante est soumise à sécheresse sous un éclairement constant. (2) pour estimer le flux actuel d’électrons et, si l’on prend en compte en même temps l’assimilation

nette de CO2, son partage entre les réactions de carboxylation et d’oxygénation.

La même Fig. 7 montre aussi que le flux d’électrons sur des accepteurs autres que le dioxyde de carbone et le dioxygène est faible : en effet ΦPSII est inférieur à 0,05 quand ΦCO2 = 0. Il est probable que la réaction de Mehler est négligeable, conclusion confirmée par l’utilisation d’autre technique comme la mesure de l’absorption de l’isotope 18O2 (Badger et al, 2000).

(2)-Etude de la déshydratation d’une feuille de Tournesol. Des feuilles intactes de Tournesol

(Helianthus annuus) sont placées dans un récipient d’assimilation à la lumière. On mesure A et ΦPSII, en fonction du temps, après avoir coupé leur pétiole : la feuille, qui n’est plus alimentée en eau, se déshydrate (Fig. 18).

Cette mesure est faite sur deux feuilles semblables l’une placée dans un air contenant 21% de O2 (+ N2) et 350 ppm de CO2 et l’autre dans une atmosphère pourvue de 1% de O2 (+ N2) et 350 ppm de CO2. Dans cette dernière condition la photorespiration est inhibée.

Dans les deux cas A diminue de la même façon en fonction du temps. Par contre, ΦPSII, qui varie peu dans un air normal (21% de O2 (+ N2) et 350 ppm de CO2), diminue parallèlement à A dans 1% de O2 (+ N2). On conclut que les électrons qui ne sont plus utilisés par l’assimilation de CO2, servent à réduire l’O2. D’autre part, comme la réaction de Mehler est faible in vivo, on déduit que Cc diminue au cours du temps : le flux d’électrons ne changeant pas chez la feuille placée dans 21% de O2 (+ N2), la photorespiration doit augmenter, ce qui n’est possible que si le rapport C/O diminue dans les chloroplastes (on sait que la fermeture des stomates ne modifie pas, ou très peu, la teneur en dioxygène dans la feuille (Chapitre « diffusion du CO2 dans la feuille »).


On observe ici un changement d’activité des fonctions carboxylase et oxygénase comparable à ce qui a été décrit Figs.C6 et C10 du chapitre « Effets du CO2 sur la photosynthèse ».

c-Estimation de Cc, la fraction molaire de CO2 dans les chloroplastes.

(1)-Théorie : La mesure concomitante de l’assimilation du CO2 et de l’émission de la fluorescence chlorophyllienne permet le calcul de Jo et de Jc (les flux d’électrons réduisant respectivement le CO2 et l’O2) qui autorisent l’estimation de la vitesse de carboxylation et la vitesse d’oxygénation du RuBP respectivement vc = Jc/4 et vo = Jo/4 (il faut 4 électrons pour oxygéner ou carboxyler le RuBP). L’absorption de O2 chez les plantes en C3 est principalement due à l’oxygénation du RuBP. On écrit considérant les propriétés cinétiques de la Rubisco (voir chapitre « assimilation photosynthétique du CO2 ») : Jc/Jo = S(Cc/O) où S est le facteur de spécificité pour le CO2 et l’O2 de la Rubisco, Cc et O respectivement les teneurs en CO2 et en O2 dans les chloroplastes. Cette relation met en évidence que Jc/Jo est linéairement relié à Cc, si S et O sont constants. -O ne change pas significativement durant la fermeture des stomates qui accompagne la fanaison de la feuille (voir chapitre « diffusion du CO2 et de l’H2O dans la feuille ». -S n’est probablement pas modifié dans ces conditions (Brestic et al. 1996). Etudier la relation entre A et Jc/Jo revient donc à examiner la relation entre A et Cc. (2)-La déshydration rapide d’une feuille de Lavatera trimestris. La Fig.19 donne deux relations entre A et Ci. L’une est déterminée d’abord sur une feuille bien hydratée en modifiant Ca l’autre sur la même feuille durant sa déshydratation à Ca constant (360 ppm) ; la déshydratation est obtenue en coupant le pétiole (voir l’expérience décrite Figs. 10 et 11 pour les détails) Les relations A/Ci sont identiques lorsque Ci décroît entre 400 et 250 ppm, indiquant qu’alors la diminution de la photosynthèse induite par l’arrêt de l’alimentation en eau est complètement causée par la fermeture des stomates. Lorsque Ci est inférieure à 250 ppm la relation A/Ci durant la déshydratation s’écarte beaucoup de celle obtenue avant la déshydratation (voir aussi Fig.C15). On a discuté plus haut des incertitudes qui pèsent sur le calcul de Ci lorsque les flux de dioxyde de carbone et de vapeur d’eau se réduisent.

A e

t ΦP

SII (

vale

urs

rela

tives

)

Temps (minutes)

Figure 18. Variations de ΦPSII ( , : rendement quantique opérationnel du PSII) et de A ( , ) en fonction du temps sur des feuilles de Tournesol coupées qui se déshydratent rapidement. Mesures faites sous lumière limitante (340 µmol m-2 s-1 ) dans un air contenant 350ppm de CO2 + 21% de O2 ( , ) ou 350 ppm de CO2 dans 1% de O2 + N2 ( , ). Température des feuilles durant les mesures : 25°C. Dans tous les cas les mesures sont rapportées à la valeur du paramètre étudié observé au temps 0 (d’après Cornic 1994).

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

0 50 100 150 200 250


La Fig 20 montre que la relation entre A et Jc/Jo est la même lorsque A est mesurée à des Ca différents sur la feuille bien hydratée et à Ca constant lorsque la feuille se déshydrate. On conclut que seuls l’augmentation de la résistance à la diffusion du CO2 de l’air ambiant vers les chloroplastes, c’est à dire -la fermeture des stomates, -la fermeture des espaces intercellulaires due à la perte de turgescence des cellules du mésophylle, -les modifications éventuelles de la diffusion en milieu liquide, explique la baisse de A lorsque la feuille se déshydrate. Il est intéressant de noter quand A = 0 que Jc/Jo est très voisin de 0,5, ce que l’on attend si la valeur C* est atteinte dans ces conditions. Le tout donne quelque crédit aux mesures réalisées et au modèle utilisé. D’autre part cela suggère également, comme supposé probable ici, que S ne varie pas ou peu pendant la déshydratation. 11-Le métabolisme de la plante est profondément affecté par le manque d’eau. Ce qui vient d’être exposé ne signifie pas que le manque d’eau soit sans effet sur le métabolisme foliaire ni qu’aucunes modifications ne se produisent dans l’appareil photosynthétique. Une plante soumise à des déficits

Ci (ppm)

0

4

8

12

16

20Figure 19. Relations entre A et Ci mesurées sur des feuilles coupées de Lavatera trimestris L,. avant (feuille bien hydratée,

) ou durant un dessèchement rapide ( )(voir aussi les Figs.10 et 11 pour d’autres explications sur la façon dont ces deux relations sont obtenues). Conditions durant les mesures : DFQP = 900 µmoles m-2s-1 : Température de la feuille = 25°C ; Ca = 350 ppm (d’après Cornic et Fresneau, 2002)

A (µ

mol

CO

2 m-2

s-1

)

0 100 200 300 400

Jc/Jo0 1 2 3 4 5

A (µ

mol

CO

2 m-2

s-1

Figure 20. Relations entre A mesurée sur une feuille avant ( ) ou durant ( ) une déshydratation rapide en fonction de Jc/Jo qui est proportionnel à Cc, la fraction molaire de CO2 dans les chloroplastes. (voir texte ci-dessus). Les résultats sont obtenus à partir de ceux de la Fig.19 et des mesures d’émission de fluorescence chlorophyllienne par les feuilles (d’après Cornic et Fresneau, 2002).

20

)

0

4

8

12

16


hydriques successifs s’ajuste à son environnement. Suivant Zhu (2002) on peut distinguer trois aspects de la réponse des plantes à la sécheresse. (1) Le maintien de l’alimentation en eau et du volume cellulaire lorsque l’environnement devient sec. Cela peut se faire de deux façons.

Par le maintien des entrées d’eau. C’est l’un des rôles de l’ajustement osmotique (voir §1b, ci-dessus).

Par la restriction des sorties d’eau. Les stomates se ferment parce que ψf diminue, mais aussi sous l’action de signaux racinaires impliquant en grande partie l’acide abscissique (ABA). La synthèse d’ABA est accrue dans les racines qui se déshydratent (les racines sont en effet les premiers capteurs du dessèchement du sol) puis véhiculé vers les parties aériennes via le courant transpiratoire. D’autres signaux comme l’humidité atmosphérique contribuent aussi à la modulation de la transpiration. (2) Des dommages qui vont mettre en route des processus de réparation ; notamment l’apparition de stress oxydatifs va déclencher une stimulation des processus visant à éliminer les espèces actives d’oxygène ; l’augmentation de la concentration en ions, consécutive à la diminution de la quantité d’eau dans les cellules, lorsque les cellules ne parviennent plus à maintenir leur volume, va stimuler l’apparition de protéines chaperonnes visant à maintenir la conformation des structures protéiques perturbées par les modifications des charges électriques dans leur environnement. (3) Une reprise modérée de la croissance après une période initiale d’inhibition. Les plantes qui vivent en conditions stressantes ont généralement une faible croissance.

a-Signal sécheresse. Le signal est probablement une diminution de la pression de turgescence qui modifie la conformation d’un ou de plusieurs récepteurs membranaires. Ces changements de conformation sont à l’origine de cascades de signalisations faisant intervenir des phosphorylations de protéines, ou/et l’activation de phospholipases.

Le résultat est l’activation de facteurs de transcription, qui modulent ou allument l’expression de gènes. De nouvelles protéines sont alors synthétisées ; des protéines synthétisées en condition normale ne le sont plus etc…. L’activité de certaines d’entre elles oriente le métabolisme pour assurer la protection de l’organisme et l’homéostasie de son milieu cellulaire (voir plus bas, la synthèse de composés osmotiquement actifs). Se greffent sur ces signaux primaires des signaux secondaires : ainsi l’apparition d’espèces actives de O2 durant le stress oxydatif chez une plante qui se déshydrate va produire des signaux activant, entre autres, les systèmes de détoxication adéquats. b-La sécheresse induit une accumulation d’ABA. Cette accumulation est observée chez toutes les plantes souffrant d’un manque d’eau.

Sa synthèse est réalisée dans les plastes, les chloroplastes par exemple. Le point de départ est un caroténoïde oxydé dont l’ossature est formée par 40 carbones : la violaxanthine. L’époxydation de ce composé en anthéra- puis en violaxanthine est catalysée par la zéaxanthine époxydase (ZE) ; la violaxanthine pouvant redonner de la zéaxanthine sous l’action de la violaxanthine déshydrogénase (VDE). L’ensemble de ces réactions constitue le cycle des xanthophylles, dont le rôle dans la dissipation de l’énergie captée par les antennes collectrices du PSII est détaillé dans le chapitre « Effets de la lumière sur la photosynthèse. » La violaxanthine sous forme trans donne de la trans néoxanthine (Fig.21) qui donne à son tour un isomère cis : la 9’-cis-néoxanthine.

La violaxanthine peut donner par isomérisation une molécule voisine de la la 9’-cis-néoxanthine: la 9-cis-violaxanthine.

C’est à partir de ces deux molécules qu’est formé dans les (chloro)plastes un composé à 15 carbones, la xanthoxine. La xanthoxine est transférée dans le cytoplasme où elle est transformée en ABA.

L’accumulation d’ABA dans un organe, chez les plantes en conditions hydriques limitantes, est due d’abord à une augmentation de sa synthèse, mais peut être aussi le résultat d’une diminution de sa dégradation ou d’une augmentation de son importation à partir d’un autre compartiment.


(1)-Catabolisme de l’ABA. L’ABA peut être inactivé (Fig.22) en étant hydroxylé (1) en une forme très instable, le 8’-Hydroxy ABA, qui se transforme spontanément (2) en acide phaséique. L’acide phaséique peut être à son tour réduit (3) en acide dihydrophaséique. Les acides phaséique et dihydrophaséique auraient encore une petite activité ressemblant à celle de

l’ABA et pourraient avoir un rôle physiologique.

Figure 21. La synthèse d’ABA se fait à partir de la violaxanthine dans un état trans. Cette xanthophylle peut être dé-époxydée en anthéra- et puis en Zéaxanthine par une violaxanthine dé-époxydase. En retour la zéaxanthine peut être époxydée en anthéra- puis violaxanthine sous l’action d’une Zéaxanthine époxydase. Ces réactions constituent le cycle des xanthophylles qui est central dans la protection du photosystème II contre l’excès de lumière. 1 : Néoxanthine synthase, catalysant la formation de néoxanthine (sous forme trans) à partir de la violaxanthine. 2 : Néoxanthine isomérase, qui permet la rotation de 180 degrés d’une partie de la molécule à partir du carbone indiqué par les tirets. 3 : violaxanthine isomérase, qui permet la rotation de 180 degrés d’une partie de la molécule à partir du carbone indiqué par les tirets. 4 : 9-cis-epoxycaroténoïdes dioxygénase, NCDE, catalysant la formation de xanthoxine. 5 : Alcool déshydrogénase. 6 :Aldéhyde abscissique oxydase (d’après Nambara et Marion-Poll, 2005)

ABA

8’-Hydroxy ABA

Acide phaséique

Acide dihydro phaséique

1

2

3

Figure 22. Catabolisme de l’ABA. Une hydroxylation initiale (1) qui donne une molécule instable qui se transforme spontanément (2) en acide phaséique. Ce dernier peut être réduit (3) donnant de l’acide dihydro phaséique (d’après Cutler et Krocho, 1999).

Il est à noter que la synthèse d’acide phaséique à partir de l’ABA est stimulée lors d’une réhydratation suivant une période de sécheresse : cela contribue probablement à diminuer la quantité d’ABA dans les tissus.


L’ABA peut former des esters de glucose et d’autres formes conjuguées qui sont séquestrées dans les vacuoles (Cutler et Krochko, 1999).

Les formes conjuguées de l’ABA sont inactives. La plus commune est celle produite par l’estérification entre le groupe carboxyle de l’ABA et la

fonction alcool portée par le carbone 1 du glucose (ABA-G). Mais d’autres conjugaisons sont possibles sur les groupes hydroxyles de l’ABA ou des produits de son

catabolisme. L’ABA-G s’accumule dans les vacuoles. Chez Arabidopsis thaliana soumis à une sécheresse, l’ABA-G

donne à nouveau de l’ABA sous l’action d’une β-glucosidase. Cet enzyme jouerais un rôle régulateur dans la réponse des plantes au manque d’eau (Seki et al., 2007). (2)-Transport de l’ABA. Il est possible qu’il y ait un transporteur d’ABA sur la membrane plasmique. Mais l’ABA, sous forme protonée, peut aussi traverser librement la membrane.

L’ABA est un acide faible dont le pKa est de 4,8. Son transport dans la plante, d’un compartiment à un autre, se fait surtout par voie xylémique, suivant le courant de la transpiration. On estime souvent que le pH de la solution circulant dans le xylème est compris entre 5,5 et 6. Une large fraction de l’ABA y est donc sous forme protonée. Comme le pH du cytoplasme est estimé à 7, on voit que le passage de l’apoplasme dans le symplasme peut se faire sans problème.

Le pH de la sève augmente durant la sécheresse pouvant monter jusqu’à 6,8 et même 7. Ces variations peuvent potentiellement réguler l’action de l’ABA en modulant sa disponibilité dans la cellule. D’autre part, tous changements de pH des compartiments cellulaires entraînent des changements de la répartition de l’ABA. (3)-Les stomates se ferment rapidement lorsque l’ABA passe dans la feuille. Dans l’expérience Fig.23, une feuille de Pois coupée est enfermée dans le récipient d’assimilation d’un système d’échanges gazeux. Son pétiole, à l’extérieur de ce récipient, est placé dans de l’eau contenue dans un tube à essai. La transpiration et A atteignent un état stationnaire après 90 minutes dans les conditions de mesures. On ajoute alors dans le tube à essai une quantité suffisante d’ABA pour que sa concentration soit de 0,2 µM. L’ABA, pris par le courant de la transpiration, passe dans la feuille. La transpiration diminue rapidement pour atteindre une valeur stable en 30 minutes environ (Fig.23B) ; elle est alors deux fois plus faible environ que la transpiration mesurée en l’absence d’ABA. Cette baisse de la transpiration est due à une fermeture stomatique (baisse de gsCO2, Fig.23A) qui entraîne une diminution de A.

A (µ

mol

CO

2 m-2

s-1

)

02468

10121416

gsC

O2 (

mol

m-2

s-1

)

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

AgsCO2

Temps (min)0 10 20 30 40 50 60

TR (m

mol

m-2

s-1

) et

ε H2O

(µm

ol C

O2/m

mol

H2O

)

0

1

2

3

4

5

Ci (

ppm

)

240

250

260

270

280

290

300

TRεH2O

Ci

A

B

Figure 23. A : Effet de l’ABA sur la conductance stomatique (gsCO2) et l’assimilation net de CO2 d’une feuille intacte de Pois (A). B : effet de l’ABA sur Ci, la transpiration et le rendement hydrique de l’assimilation photosynthétique du CO2 εC. Les mesures sont faites en conditions contrôlées : température de la feuille, 25 °C ; DFQP, 800 µmol m-2s-

1 ; Ca, 400 ppm ; Déficit de pression de saturation de la vapeur d’eau dans l’atmosphère 1,2 kPa. L’expérience est faite sur une feuille de Pois coupée dont le pétiole est placé dans un tube à essai. Au début des mesures, une solution d’ABA dont la concentration est de 0,2 µM passe dans la feuille via lde courant transpiratoire (D’après Peisker et Cornic, résultats non publiés).

Puisque la transpiration (avec l’ouverture stomatique) atteint une valeur stationnaire on conclut que l’ABA qui continue d’arriver dans la feuille, véhiculée par le courant xylémique, est séquestré ou dégradé : en effet, le fait


que la conductance stomatique reste constante suggère que la concentration d’ABA sur les récepteurs stomatiques ne varie pas. On remarque aussi que Ci diminue comme la conductance stomatique.

Cette diminution est liée à une augmentation « en miroir » de εC (encore appelée WUE = Water Use Efficiency) le rendement hydrique de l’assimilation du CO2. On a en effet (voir relation d32§D3 du chapitre « diffusion du CO2 et de la vapeur d’eau entre l'air ambiant et les cellules chlorophylliennes »). εC = (Ca-Ci) /K(Ei-Ea) où K est le rapport des coefficients de diffusion de la vapeur et du CO2 dans l’air, Ei et Ea la pression partielle de vapeur d’eau respectivement aux sites d’évaporation dans la feuille et dans l’air. Lorsque (Ei-Ea) est constant ou change peu et que Ci diminue ε augmente effectivement. H2O La fermeture des stomates en présence d’ABA est très spectaculaire. Il faut cependant garder à l’esprit cette hormone à des fonctions multiples dans le fonctionnement cellulaire des plantes sous stress.

c-La sécheresse déclenche la synthèse de nouvelles protéines. Cette synthèse peut dépendre

strictement de la présence de l’ABA, ou strictement de l’établissement d’un déficit hydrique. Parfois ces deux facteurs agissent indifféremment. Peut être, d’ailleurs, dans certains cas, la stimulation des gènes n’est que secondaire et ne se fait qu’à la suite d’une contrainte additionnelle induite par la sécheresse. Par exemple, chez Arabidopsis soumis à une contrainte hydrique sévère et rapide environ 10% des gènes dont l’expression est stimulée, codent pour des enzymes impliquées dans la détoxication des espèces actives d’oxygène (Cu- et Zn-SOD, Ascorbate peroxydase, Catalase…..). Comme on l’a indiqué plus haut, les plantes qui se déshydratent sont fréquemment exposées à un stress oxydatif qui pourrait stimuler l’expression de ces gènes.

Le rôle de ces protéines est largement inconnu, bien que leur séquençage et la comparaison avec les banques de données permettent souvent de leur supposer une fonction. Outre les systèmes anti-oxydants qui paraissent renforcés, le transport semble aussi facilité (aquaporines, transporteurs de sucres….), la résistance aux pathogènes accrue (protéine anti-fongique, chitinase..) et la synthèse des enzymes impliquées dans l’ajustement osmotique augmentée. Le système maintenant la structure des protéines est aussi stimulé (chaperonnes, voir aussi section 7(2)). Peut être que l’apparition de protéines portant de nombreuses charges négatives peut-elle permettre la séquestration des cations dont la teneur atteindrait, sans leur présence, des valeurs proches de la toxicité en raison de leur concentration passive due à la déshydratation? Le lecteur intéressé par cet aspect en trouvera un compte rendu assez complet dans un article de Bray (2000). d-La sécheresse induit une synthèse de molécules « protectrices » et osmotiquement actives. Ces petites molécules sont, notamment, des composés ammonium quaternaire, comme la glycine bétaïne, la proline bétaïne et la β-alanine bétaïne, des polyoles, comme le sorbitol, le mannitol et le pinnitol, et un acide aminé : la proline (voir Fig. 24). Tous ces composés sont dits compatibles, c'est-à-dire que leur accumulation n’inhibe pas l’activité des enzymes présentes dans la cellule; pour des pH proches de la neutralité ils ne sont pas ou seulement très peu chargés. Ils participent certainement à l’ajustement osmotique en conditions hydriques limitantes. Mais ils peuvent aussi jouer le rôle d’antioxydants comme le polyoles, ou maintenir l’équilibre redox de la cellule comme la proline et peut être la β-alaninebétaïne et la glycinebétaïne (Yancey, 2005). (1)-La proline. Son accumulation dans les feuilles de plantes qui souffrent d’un manque d’eau a été décrite très anciennement. Sa concentration peut aussi augmenter dans les grains de pollen au court de leur maturation (ils perdent alors leur eau) et dans les pointes de racines chez les semences qui se développent sur un substrat sec. L’activation de sa synthèse et l’inhibition de son oxydation par les mitochondries contribuent ensemble à cette augmentation. Il peut être aussi transporté dans la plante : l’accumulation de proline dans les apex racinaires de jeunes plants de maïs est due à son transport à partir du caryopse (Voetberg et Sharp, 1991).

On pense que l’accumulation se fait dans le cytoplasme où sa concentration atteint parfois 230 à 250 mM. Elle peut à cette concentration participer effectivement à l’ajustement osmotique de la plante. Mais elle contribue aussi, certainement, à l’osmorégulation du cytoplasme en contrebalançant la diminution du potentiel osmotique qui se produit dans les vacuoles lorsqu’elles séquestrent des composés non compatibles (toxiques pour la cellules) comme le Na+ et le Cl-. A côté de ses fonctions décrites plus haut, la proline peut stabiliser les membranes, en interagissant avec les phospholipides, et augmenter la solubilité des protéines. Son accumulation s’observe aussi à basse température ou lorsque la salinité du milieu est élevée : conditions toujours associée à une contrainte hydrique. L’accumulation de proline est une réponse au stress très répandue dans le monde végétale ; elle s’observe aussi dans le monde des bactéries (Samaras et al, 1995).


Proline Glycine bétaïne

Proline bétaïne β-Alanine bétaïne

Mannitol Sorbitol

Fig.24. Quelques composés dits compatibles, susceptibles de s’accumuler dans le symplasme lors d’une sécheresse : ils participent à l’ajustement osmotique.

(2)-Composés ammonium quaternaire. En moyenne, l’accumulation de ces composés lors de l’établissement d’une contrainte demande plusieurs jours. Par comparaison la concentration de proline augmente très rapidement dans ces conditions. D’ailleurs, chez l’avoine, une application d’ABA exogène qui déclanche une synthèse de proline, ne provoque pas d’accumulation de glycine bétaïne (GB) : ce ne sont pas les mêmes signaux qui gouvernent la réponse dans les deux cas. L’importance des composés ammonium quaternaire est bien établie dans l’adaptation au manque d’eau (et à la salinité) de nombreux organismes incluant les plantes supérieures, les animaux, mais aussi les algues, les bactéries et les cyanobactéries.

Le rôle de la glycine bétaïne (GB) dans la résistance à la sécheresse des plantes supérieures a été particulièrement étudié et il a été reporté que des pulvérisations de GB sur des cultures avaient un effet positif sur leur production en conditions hydriques limitantes. La GB se trouve surtout dans les chloroplastes. Elle contribue probablement à l’osmorégulation des chloroplastes. Son accumulation est due à l’augmentation de sa synthèse, sa vitesse de dégradation étant toujours très faible. Cependant, si cette accumulation peut se produire chez la Betterave, l’Epinard, l’Orge, le Blé et le Sorgho, elle ne s’observe jamais dans la Laitue, le Colza, la Tomate et le Tabac. Il est a noté que dans une même famille il y a des genres où l’accumulation se produit et d’autres où elle ne se produit pas. A côté de ses effets positifs, il faut mentionner que la GB est un stimulant efficace de la croissance de certains pathogènes comme Fusarium gramineum, et que son accumulation parait stimuler les attaques de pucerons. Cela peut expliquer pourquoi certaines plantes n’accumulent pas de la GB. Une liste des plantes accumulatrices et non accumulatrices est donnée dans une revue par Rhodes et Hanson (1993).

(3)-Les polyoles. Les polyoles ont un rôle plus large que celui qu’ils peuvent jouer dans l’ajustement osmotique et comme antioxydant. En effet ils constituent aussi une forme de stockage du carbone réduit courante chez beaucoup d’espèces. Par exemple, le sorbitol peut représenter 60 à 90% du carbone directement issu de la photosynthèse et exporté au reste de la plante chez de nombreuses espèces appartenant aux rosacées, incluant des pommiers, des poiriers et des pruniers. Il représente jusqu’à 10% du poids frais des pommes, poires, coings, raisins et dates. Le mannitol joue un rôle similaire chez des céleris (Ombellifères), des caféiers (Rubiaceae) et chez des oliviers (Oalaceae) (Loescher, 1987). Ils sont synthétisés dans le cytoplasme à partir des trioses phosphates exportés hors des chloroplastes et des sucres en C6, fructose et glucose, dont la synthèse suit rapidement (voir chapitre « assimilation photosynthétique du carbone ».) Pour la petite histoire, le sorbitol doit son nom au fait qu’on l’a trouvé originellement surtout dans le genre Sorbus ; il porte aussi le nom de glucitol parce qu’il dérive directement du glucose en remplaçant la fonction aldéhyde par un fonction alcool. Le mannitol dérive de la même façon du mannose et le ribitol du ribose. Quant à l’adonitol, sa source primitive se trouvait dans les espèces du genre Adonis (Loesher, 1987).


e-La faible teneur de CO2 qui prévaut dans les chloroplastes durant la sécheresse est probablement l’un des signaux qui modulent le métabolisme foliaire. La Fig. 25 résume ce qui a été dit plus haut : la sécheresse provoque un déficit en eau et une synthèse d’ABA, qui ensemble ou séparément modulent ou allument l’expression de gènes conduisant à des changements métaboliques. Cela provoque aussi une fermeture des stomates qui est la cause de l’établissement à la lumière d’une faible teneur en CO2 (Cc) dans les chloroplastes.

ChangementsMétaboliques

metabolic changesof new genes.

expression

ABA...déficit en eau

DROUGHT

?

Augmentation de laphotorespiration

Cette faible Cc est vraisemblablement un signal induisant des changements dans le métabolisme foliaire. -L’activité de la nitrate réductase, inhibée chez une feuille soumise à sécheresse, est restaurée si on la place dans un air où la Ca est suffisamment élevée pour pénétrer jusqu’aux chloroplastes malgré la fermeture des stomates (voir aussi Fig.12). Cette restauration est totale après environ une heure dans cet environnement (Kaiser et Förster, 1989). De même, l’activité saccharose phosphate synthase, souvent modulée à la baisse par le déficit hydrique, retrouve sa valeur initiale lorsque l’on place la feuille contrainte dans un air dont la Ca est élevé (Vassey et al., 1991). La baisse de la réduction des nitrates, comme celle de la synthèse de saccharose, durant une période de manque d’eau, résulte en fait de la résistance même de l’appareil photosynthétique à ce stress, car c’est pour cette raison que la concentration de CO2 diminue dans la feuille à la lumière (voir sections 4, 5 et 6). -Il se produit aussi une augmentation de la photorespiration qui contribue à maintenir les plastoquinones oxydées (voir Figs. 18, plus haut, et Fig.C10, au chapitre « effet du CO2 à court et à long terme sur la photosynthèse »). Sous faible lumière (RuBP saturant) elle augmente en valeur absolue car le flux d’électrons dans la membrane photosynthétique ne change pas (Fig.C6, au chapitre « effet du CO2 à court et à long terme sur la photosynthèse ») tandis qu’en lumière saturante (RuBP limitant) elle augmente relativement à la fixation du CO2 car le flux d’électrons est alors freiné par la quantité d’accepteurs disponibles. On s’attend aussi dans des conditions de faibles teneurs en CO2 à une diminution de l’activité de la Rubisco. De fait Meyer et Genty (2000) ont montré sur le Rosier, in vivo, que l’activité de la Rubisco était légèrement inhibée (10 à 20%) durant une sécheresse. Enfin le point d’interrogation sur la Fig.C20 indique qu’il y a probablement d’autres enzymes dont l’activité est modulée par les faibles teneurs en CO2. Par exemple l’activité de la xanthine déshydrogénase, enzyme clef dans le métabolisme des purines et dont l’activité est augmentée dans un air pauvre en CO2 (Nguyen et al. 1980). (3)-Enfin La dissipation thermique de l’énergie lumineuse capturée par le PSII augmente de la même façon lorsque A diminue à cause d’un défaut d’alimentation en eau ou à cause d’une baisse de Ca (Cornic et Briantais, 1991). Cette dissipation thermique de l’excitation captée par PSII, est l’un des mécanismes principaux protégeant l’appareil photosynthétique de la photoinhibition (chapitre « Effets de la lumière sur la photosynthèse »). Naturellement, l’appareil photosynthétique est finalement endommagé par une sécheresse persistante induisant des déficits hydriques supérieures à 30% (voir Fig.10). Cependant dans la gamme des contenus relatifs en eau mesurés dans nos régions durant les périodes de manque d’eau, la fermeture des stomates explique bien la baisse

Figure 25. Schéma simplifié résumant les évènement qui peuvent se produire dans les cellules chlorophylliennes des plantes en C3 durant une sécheresse. Le point d’interrogation inique qu’il y a probablement des changements métaboliques induits par les faibles teneurs en CO2 qui restent à explorer (d’après Cornic, 1994).

Faible teneur en CO2 dans les chloroplastes

Augmentationde la dissipationThermique dans le PSII

Fermeture des stomates

Diminution des activités NR et SPS


de la photosynthèse. La machinerie photosynthétique reste intacte et prête à fonctionner à « plein rendement » dès que les conditions redeviennent favorables. 12-Et chez les plantes poïkilohydriques ?

a-Les plantes reviviscentes récupèrent rapidement leur activité même après une forte sécheresse. Les premières plantes terrestres devaient être des poïkilohydriques : c'est-à-dire des plantes tolérantes à la sécheresse, mais dont la teneur en eau est très dépendante des conditions environnementales. Leurs ancêtres se trouvent probablement chez des algues vertes de la classe des Charophycées. Ces algues possèdent quelques caractères remarquables qui les différencient des autres algues et qui les rapprochent des plantes terrestres.

Comme les plantes terrestres elles ont de la Chl a et b, de la cellulose dans les parois cellulaires. Elles accumulent de l’amidon dans des plastes. Quelques unes synthétisent des flavonoïdes, dont le rôle dans la protection contre les UVs est établi, et

qui ne se trouvent chez aucune autre algue : Cette protection n’est pas indispensable en effet pour des organismes qui vivent constamment immergées.

Quelques unes aussi, comme Nitella gracilis, ont une cuticule sur l’épiderme. Cette cuticule freine les pertes d’eau par transpiration, ce qui encore n’est pas indispensable pour des organismes entourés en permanence par de l’eau.

Ces caractères, en particulier, sont bien en faveur de la position « ancêtres des plantes terrestres » qu’on leur attribue.

Les mécanismes permettant l’évitement de la sécheresse se sont développés progressivement, avec l’apparition

d’une cuticule freinant les pertes d’eau, des stomates permettant, malgré la présence de la cuticule la diffusion du CO2 vers les chloroplastes à

partir de l’air ambiant, des racines et des tissus conducteurs assurant une absorption efficace de l’eau se trouvant dans un

environnement où elle est souvent parcimonieuse etc.. (Oliver et al., 2000).

Les plantes poïkilohydriques sont reviviscentes : elles tolèrent des déshydratations très grandes et récupèrent leur activité rapidement lorsqu’elles se réhydratent. On trouve actuellement les plantes reviviscentes parmi les algues, les lichens et les Bryophytes, mais aussi chez 60 à 70 espèces de fougères et alliées et chez une soixantaine d’espèces d’angiospermes : principalement chez les Gesneriaceae, les Scrophulariaceae, les cyperaceae et les Graminae. Il y en a quelques représentants chez les Hamamelidales et les liliales, deux ordres comprenant des angiospermes apparues très tôt lors de l’évolution. Il n’y en a pas chez les gymnospermes. Dans ce cas le problème est probablement la dimension des individus, le diamètre et la structure des vaisseaux du xylème.

On remarque en effet que les plantes reviviscentes sont de petite taille. La plus grande connue à ce jour, Xerophyta eglandulosa (Velloziaceae), a une hauteur de 1,30 m au maximum. Les arbres sont alimentés en eau par une colonne d’eau (dans le xylème) qui atteint couramment 10 à 30 m (et bien plus parfois). Leurs vaisseaux sont de large diamètre et cela les rend vulnérable à la cavitation en condition hydrique limitante. La conséquence est une diminution de leur conductivité hydraulique, rendant difficile la réalimentation en eau des tissus déshydratée.

On comprend dès lors qu’une plante reviviscente doit éviter au maximum la cavitation et par conséquent limiter les tensions sur la colonne d’eau alimentant les feuilles, donc sa hauteur. Cependant, lorsque sa déshydratation est poussée le xylème ne contient plus d’eau : une étude faite sur Myrothamnus flabellifolia montre que cette plante possède des vaisseaux très étroits et réticulés, dans lesquelles l’eau peut monter assez loin par capillarité, et qui peuvent se remplir à nouveaux rapidement après déshydratation grâce à la capillarité et à la poussez racinaire quand l’eau devient disponible.

b-Les plantes reviviscentes en condition hydrique limitante perdent leur eau beaucoup plus vite

que leur proche parentes non reviviscentes. La Fig.26 montre, comme exemple, la variation du contenu relatif


en eau de feuille et de A chez deux Gesneriaceae : Boea hygrometrica qui est une plante reviviscente et Chririta heterotrichia qui est l’une de ses proches parentes non reviviscente. Des feuilles coupées sont placées en conditions contrôlées pendant une semaine, puis mise sur de l’eau au huitième jour. Les feuilles de B. hygrometrica perdent plus de 95% de leur eau en 1 jour tandis que, dans le même temps, celles de C. heterotrichia retiennent encore 90% de leur eau Ce n’est qu’après une semaine de déshydratation que le contenu relatif devient similaire chez les deux plantes. La réhydratation des feuilles de B. hygrometrica est presque complète en 4 jours alors qu’elle est impossible chez C. heterotrichia. L’activité photosynthétique diminue dans les deux cas durant la déshydratation ; elle n’est réactivée que chez B. hygrometrica lors de la réhydratation.

c-La contrainte hydrique induit de fortes variations de surface foliaire chez les plantes reviviscentes. La surface des feuilles de B. hygrometrica diminue considérablement lorsqu’elles perdent leur eau, atteignant rapidement seulement 20% de leur surface initiale : c’est comme un ballon baudruche qui se dégonfle rapidement !. Une telle diminution de surface dans ces conditions est remarquable ! Elle est caractéristique des plantes reviviscentes. La surface foliaire des plantes non reviviscentes ne diminue que de 10 à 20% au plus durant une contrainte hydrique, même extrême. C’est ce qui est observé dans le cas présent pour C heterotrichia. Comme un ballon que l’on gonfle, les feuilles de B. hygrometrica regagnent rapidement leur surface lors de la réhydratation. Cette diminution de surface foliaire pourrait être l’un des points importants de la tolérance.

Jill Farrant (2000) observe, chez Craterostigma wilmsii, que la diminution de la surface foliaire est

accompagnée par repliement des parois cellulaires. Le volume total des cellules diminue (jusqu’à 78%), évitant ainsi le décollement du plasmalesme de la paroi cellulosique et, de cette façon, les dommages qui résulteraient de la rupture de la membrane plasmique (voir Fig.3). De fait, lors de la réhydratation de la plante les cellules regagnent leur volume d’origine sans dommages apparents.

Figure 26. A : Variation du contenue relatif en eau durant la déshydratation et la réhydratation de Boea hygrometrica (plante réviviscente) et Chririta hygrometrica (plante non réviviscente qui lui est très proche). Le réarrosage se fait au jour 8. B : variation de l’assimilation nette de CO2 par les feuilles de Boea hygrometrica et de Chririta heterotrica durant les mêmes périodes de déshydratation et de réhydratation. A est exprimée en valeur relative en % de la valeur maximum observée chez les plantes bien hydratées. (D’après Deng et al., 2003).

Con

tenu

rela

tif e

n ea

u (%

)

0

100

120

20

40

60

80

Boea hygrometricaChririta heterotrichia

Temps (jours)0 2 4 6 8 10 12

A (%

de

la v

aleu

r max

imum

)

0

100

120

A

B

80

60

40

20


Il est intéressant de remarquer que chez les graines qui se déshydratent beaucoup les parois cellulaires forme de nombreux replies durant leur maturation. Cela contribue au maintient de l’intégrité cellulaire. La majorité des graines sont reviviscentes.

Quelle est la raison de cette propriété physique des parois ? L’analyse biochimique des parois de C. wilmsii montre que leur contenu en pectine est celui que l’on mesure sur d’autres dicotylédones. Cependant la sécheresse induit une diminution et une modification de la structure des polysaccharides entrant dans la composition de la parois squelettique (Vicré et al., 2004) qui pourraient être cruciaux (sans qu’une démonstration en soit apportée). 13-Résumé. La disponibilité en eau est l’un des facteurs principaux qui limitent la productivité des écosystèmes terrestres. La baisse de productivité des plantes sous contraintes est d’abord due à une diminution de la croissance foliaire responsable d’une réduction de la quantité de lumière absorbée par les peuplements végétaux. L’assimilation de CO2 décroît ensuite lorsque la sécheresse persiste. Cette décroissance est due principalement à la fermeture des stomates dont l’ouverture limite alors la diffusion du CO2 de l’air ambiant vers les sites de carboxylation. La fermeture des stomates mitige aussi la cavitation permettant le maintien de la conductivité hydraulique du xylème. Lorsque les plantes ont perdu environ 30% de leur eau ils peut se produire des dommages dus probablement à la concentration passive des cations consécutives à la perte d’eau dans les cellules et à de problèmes de photoinhibition. Les plantes sous contrainte hydrique présentent fréquemment un ajustement osmotique qui permet le maintien de l’absorption d’eau dans un sol où elle est parcimonieuse. Elles présentent aussi une synthèse de nouvelles protéines qui participe aux maintiens des structures cellulaires, à la synthèse d’osmolites impliqués dans l’ajustement osmotique, à la détoxication d’espèces chimiques oxydantes qui sont alors fréquemment produites, et de façon générale à l’ajustement du métabolisme aux nouvelles conditions. Le chapitre décrit en particulier la démarche qui à conduit à conclure que l’appareil photosynthétique était résistant au manque d’eau. Cette résistance au manque d’eau est mise en lumière par le comportement des plantes reviviscentes.


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III Effet de la contrainte hydrique sur la photosynthèse foliaire : l ...

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