Identification de rickettsies pathogènes chez les tiques...

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP

FACULTE DES SCIENCES ET TECHNIQUES

Département de Biologie Animale

Année : 2011 numéro : 103

Mémoire de Diplôme de Master II en Biologie Animale

Spécialité : PARASITOLOGIE

Présenté et soutenu en Février 2012

Par

Masse SAMBOU

Né le 15 décembre 1985 à Cadjinolle Kagnao (Sénégal)

JURY

Président : Professeur Bhen Sikina TOGUEBAYE (FST/UCAD)

Membres : Docteur Franselyse CLOTILDE BA (FST/UCAD)

Docteur Cheikhna DIEBAKATE (FST/UCAD)

Professeur Ngor FAYE (FST/UCAD)

Docteur Oleg MEDIANNIKOV (IRD/Marseille)

IDENTIFICATION DE RICKETTSIES PATHOGENES

CHEZ LES TIQUES IXODIDES DE LA ZONE DE KEUR

MOMAR SARR (LOUGA), SENEGAL

REMERCIEMENTS

A Monsieur le représentant de l’IRD au Sénégal Georges De NONI, pour avoir accepté de nous

accueillir au sein de votre institut et de mettre à notre disposition le matériel nécessaire à notre

travail. Nous vous en remercions.

Au Docteur Cheikh SOKHNA, vous avez bien voulu nous accueillir dans votre laboratoire. Nous

vous exprimons notre profonde gratitude.

Au Docteur Oleg MEDIANNIKOV, vous avez proposé et accepté de diriger ce travail en vous

mettant entièrement à notre disposition malgré vos multiples occupations. Vous êtes pour nous un

modèle scientifique dans le travail. Ce travail est le vôtre et nous vous serons toujours

reconnaissant.

Au Professeur Ngor FAYE, pour l’intérêt que vous avez porté à notre travail et pour avoir accepté

de suivre sa réalisation et de veiller à sa rédaction.

A Monsieur Bhen Sikina TOGUEBAYE, pour avoir accepté de nous faire l’honneur d’être le

président du jury.

Au Docteur Franselyse CLOTILDE BA, pour avoir accepté de juger notre travail.

Au Docteur Cheikhna DIEBAKATE, pour avoir accepté de juger notre travail.

Au Docteur Georges DIATTA, pour la rigueur, la franchise, l’amour, la qualité du travail et la

disponibilité avec lesquelles vous avez accompagné toutes mes études depuis les premières heures

de recherche à la rédaction de ce mémoire. Ce travail est également le votre.

A Monsieur Hubert BASSENE, vous avez été toujours disponible et compréhensible. Nous vous

remercions pour n’avoir aménagé aucun effort à la réalisation de ce travail.

A l’ensemble du personnel de l’UMR 198 URMITE de l’IRD de Dakar. Soyez en remerciés.

A l’ensemble des éleveurs des villages de collecte, votre compréhension a permis de réaliser ce

travail. Soyez en remerciés.

A mes professeurs et camarades de promotion.

DEDICACES

A ma mère Kouloumy et mon père Elisse, pour avoir mis vos moyens à notre éducation. Votre

affection et votre soutien sont le fruit de ce travail. Que le tout puissant soit toujours avec vous.

A ma grande sœur Diminga Ango, tu as été toujours un modèle pour la famille et une confidente

pour moi. Merci pour ton soutien et amour. Et à mon grand frère Jonas Silonor, pour ta gentillesse

et l’intérêt que tu accordes à mes études.

A mes cousins Thomas N. MANGA, Jeannot SAMBOU pour votre soutien.

A Flora D. SAMBOU, pour ta compréhension et ton amour. Que le tout puissant soit avec toi.

A mes oncles et tantes.

A César BASSENE, Paulin SAMBOU, Boubacar KEITA, Hyacinth SAMBOU, Abdoulaye

DIALLO, Basil Z. SAMBOU, Simon Jr SAMBOU, Ampa D. DIATTA, Jacques S. SAMBOU.

SOMMAIRE INTRODUCTION ................................................................................................................................... 1

CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE .............................................................................. 3

I.1. Généralités sur les rickettsioses .................................................................................................... 3

I.2. Les fièvres boutonneuses à tiques ................................................................................................. 5

I.2.1. Eléments d’épidémiologie ......................................................................................... 6

I.2.1.1. Vecteurs et réservoirs des Rickettsia du groupe boutonneux ................................ 6

I.2.1.2. Importance .............................................................................................................. 7

I.2.1.3. Répartition géographique des rickettsioses à tiques ............................................... 7

I.2.2. Signes cliniques ......................................................................................................... 8

I.3. Généralités sur les tiques ixodides vectrices des rickettsies ........................................................ 9

I.3.1. Bio-écologie ............................................................................................................. 10

I.3.2. Position systématique .............................................................................................. 10

I.3.3. Morphologie générale ............................................................................................. 12

I.3.4. Cycles des tiques ixodides ....................................................................................... 14

I.3.4.1. Cycle de développement ...................................................................................... 14

I.3.4.2. Cycles parasitaires ................................................................................................ 15

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES .................................................................................... 16

II.1. Zone d’étude .............................................................................................................................. 16

II.2. Matériel biologique .................................................................................................................... 18

II.3. Matériel de collecte .................................................................................................................... 18

II.4. Matériel de laboratoire ............................................................................................................... 18

II.5. Méthodes de collecte des tiques ixodides .................................................................................. 20

II.6. Méthodes d’étude au laboratoire................................................................................................ 21

II.6.1. Lavage des tiques ixodides ..................................................................................... 21

II.6.2. Détermination morphologique ............................................................................... 21

II.6.3. Analyses moléculaires ............................................................................................ 21

II.6.3.1. Extraction de l’ADN de tiques ............................................................................ 21

II.6.3.2. Amplification par PCR ........................................................................................ 22

II.6.3.3. Migration et révélation des produits PCR amplifiés ........................................... 23

II.6.3.4. Le séquençage ..................................................................................................... 23

CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION .............................................................................. 24

III.1. Résultats ................................................................................................................................... 24

III.1.1. Echantillonnage et détermination morphologique des tiques ............................... 24

III.1.2. Détection des Rickettsia par PCR ........................................................................ 26

III.1.3. Caractérisation génétique des Rickettsia .............................................................. 26

III.2. Discussion ................................................................................................................................ 27

III.2.1. Prévalences de l’infection chez des tiques ixodides ............................................. 27

III.2.2. Circulation des rickettsies dans la zone d’étude ................................................... 28

CONCLUSION ET PERSPECTIVES .................................................................................................. 30

BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................................ 31

Identification de rickettsies pathogènes chez des tiques ixodides de la Zone de Keur Momar Sarr (Louga), Sénégal

1 Mémoire de Master II en Parasitologie, FST-UCAD, 2011

INTRODUCTION

Les rickettsies sont des bactéries intracellulaires obligatoires, gram négatif, répandues

dans le monde entier (Raoult & Parola, 2008). Celles du genre Rickettsia sont en général de

très petits bacilles (500 nm) associés à des arthropodes comme les tiques qui jouent le rôle de

vecteurs et/ou de réservoirs invertébrés (Renvoisé & Raoult, 2009). Ces Rickettsia sont des

agents pathogènes de rickettsioses à tiques du groupe boutonneux (Lagier et al., 2009). Leur

diagnostic est difficile à cause de leur croissance strictement intracellulaire. Beaucoup de

rickettsies du genre Rickettsia sont transmises par des tiques ixodides et seulement quelques

unes d’entre elles étaient connues en médecine humaine avant l’utilisation des techniques de

biologie moléculaire. Avec l’avènement de la biologie moléculaire et grâce à la mise au point

d’une nouvelle technique de culture cellulaire dérivée des cultures virales, le diagnostic des

rickettsioses a connu des progrès décisifs au cours des 20 dernières années (Ngwamidiba et

al., 2006). La technique de séquençage basée sur la comparaison des séquences des gènes

ompA, ompB et sca4 a permis d’identifier des rickettsies du genre Rickettsia et de déterminer

leur appartenance phylogénétique. De nouvelles rickettsies pathogènes qui étaient encore mal

connues des cliniciens au Sénégal ont été identifiées par cette technique, parmi lesquelles on

peut citer Rickettsia africae, l’agent de la fièvre à tiques africaine, Rickettsia conorii,

Rickettsia aeschlimannii, agents de la fièvre boutonneuse méditerranéenne, Rickettsia

massiliae et Rickettsia sibirica mongolitimonae (Mediannikov et al., 2010)

Pour ces raisons, l’Unité de Recherche sur les Maladies Infectieuses et Tropicales

Émergentes (URMITE) de l’Institut de Recherche pour le Développement (IRD) de Dakar a

initié une étude pour «déterminer les agents pathogènes responsables de fièvres non palustres

au Sénégal». Cette étude est réalisée dans cinq zones représentatives des différents faciès éco-

épidémiologique du pays et vise à diagnostiquer et identifier par des techniques de biologie

moléculaire les causes de fièvre chez des malades consultant dans des structures sanitaires. La

région de Louga et notamment la zone de Keur Momar Sarr est l’une des cinq zones

d’intervention de URMITE Dakar où les infections à Rickettsia et leur fréquence n’avaient

pas été explorées ni connues tant chez les tiques ixodides vectrices que chez l’homme.



Nos investigations sur les rickettsies pathogènes chez les tiques ixodides de la zone de

Keur Momar Sarr s’inscrit donc dans le cadre des objectifs sus-évoqués visant à identifier les

causes de fièvre chez des sujets fébriles.

Dans ce travail, nous présenterons dans le premier chapitre une synthèse

bibliographique, décrirons dans le deuxième chapitre le matériel et les méthodes avant de

présenter et discuter nos résultats dans le troisième chapitre.



CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I.1. Généralités sur les rickettsioses

Les rickettsioses représentent des maladies infectieuses causées par des rickettsies.

Elles sont associées aux arthropodes, essentiellement les tiques, mais aussi les poux, les puces

(Aubry, 2009 et 2010).

D’après Aubry (2009 et 2010), on distingue trois grands groupes :

Le groupe Typhus comprend Rickettsia prowazekii et Rickettsia typhi ;

Le groupe Orientia qui comprend des rickettsies proches de la bactérie Orientia

tsutsugamushi ;

Le groupe Boutonneux regroupant des pathogènes du genre Rickettsia, responsables

de la fièvre boutonneuse méditerranéenne, de la fièvre pourprée des montagnes rocheuses, de

la fièvre à tiques africaine, de la fièvre vésiculeuse ou rickettsialpox et de la fièvre

boutonneuse à puces.

La taxonomie des rickettsies a été modifiée par le développement des techniques de

biologie moléculaire (Aubry, 2009 et 2010). En 1989, il a été montré que le genre Rickettsia

appartient la classe alpha des protéobactéries (Weisburg et al., 1989) et à la famille des

Rickettsiaceae (Renvoisé & Raoult, 2009) (Tableau 1). Sur la base des caractères

phénotypiques, les rickettsies pathogènes du genre Rickettsia sont classiquement séparées en

deux groupes (Halos, 2005) :

- les bactéries du groupe typhus qui ont une localisation exclusivement intra-

cytoplasmique,

- celles du groupe boutonneux localisées dans le cytoplasme et le noyau des

cellules infectées.

Des études génomiques ont montré que les rickettsies du groupe boutonneux possèdent

le gène ompA qui est absent ou non exprimé chez celles du groupe typhus (Halos, 2005).

Du fait de leur développement strictement intracellulaire (Figure 1), la culture des Rickettsia

sur milieu inerte n’est pas possible, mais la plupart des espèces poussent en cultures

cellulaires (Raoult & Roux, 1997).



Figure 1 : Cellule infectée par des Ricckettsia

Source : http://ifr48.timone.univ-mrs.fr/Fiches/FBM.html

Tableau 1 : Position systématique des rickettsies du genre Rickettsia

Domaine Bacteria

Phylum Proteobacteria

Classe Alpha-proteobacteria

Ordre Rickettsiales

Famille Rickettsiaceae

Genre Rickettsia

Les premiers cas de rickettsioses ont été rapportés en Afrique du Nord par Conor &

Bruch (1910) et en Afrique du Sud par McNaught (1911) puis Sant’Anna (1912). Tous les cas

de fièvre pourprée observés en Afrique sub-saharien étaient considérés comme des cas de

fièvre boutonneuse méditerranéenne encore appelée «Spotted Fever Mediterrenean (SFM) »

due à Rickettsia conorii (Gear, 1938), malgré l’avis contraire de Pijper (1936). Pendant

longtemps, on a pensé que la fièvre boutonneuse méditerranéenne était la seule rickettsiose

connue en Afrique (Socolovschi et al., 2008). Cependant, un nouveau cas de rickettsiose due

à Rickettsia africae affilié au groupe de la fièvre pourprée ou «Spotted Fever Group (SFG) » a

été décrit au Zimbabwe chez une femme de 36 ans (Kelly et al., 1992). Cet agent pathogène

R. africae était identique aux souches de Rickettsia isolées chez les tiques Amblyomma

variegatum collectées en Ethiopie (Philip et al., 1966) et Ambryomma hebraeum, provenant

du Zimbabwe (Beati et al., 1995). R. africae a été, par la suite, identifiée par la technique de

Polymérase Chain Reaction (PCR) dans plusieurs pays d’Afrique sub-saharienne notamment

http://ifr48.timone.univ-mrs.fr/Fiches/FBM.html



au Niger, Mali, Burundi et Soudan (Parola et al., 2001), au Tchad et en Ethiopie (Mura et al.,

2008) et dans beaucoup de pays d’Afrique Equatoriale et du Sud (Cazorla et al., 2008).

Rickettsia aeschlimannii isolée chez la tique Hyalomma marginatum marginatum

collectée au Maroc en 1997, a été considérée comme un agent pathogène du groupe de la

fièvre pourprée (Beati et al., 1997 ; Parola et al., 2005). Cet agent pathogène avait été détecté

par PCR au Zimbabwe chez la tique Hyalomma marginatum rufipes, au Portugal chez H.

marginatum marginatum (Béati et al., 1995), en Egypte chez H. impeltatum (Loftis et al.,

2006), au Sénégal chez les tiques H. marginatum rufipes, H. truncatum et Rhipicephalus

evertsi evertsi (Mediannikov et al., 2010). Rickettsia conorii l’agent pathogène de la fièvre

boutonneuse méditerranéenne est un complexe de quatre sous-espèces génétiquement

identiques (Renvoisé & Raoult, 2009). Il s’agit de Rickettsia conorii conorii, R. israelensis, R.

caspia et R. indica (Zhu et al., 2005). Cette rickettsie est transmise par la tique brune du

chien, Rhipicephalus sanguineus. R. israelensis est l’agent étiologique de la fièvre

boutonneuse d’Israël (Zhu et al., 2005), mais de nouveaux cas isolés en Italie et au Portugal

font penser que sa distribution géographique est beaucoup plus large (Renvoisé & Raoult,

2009). La fièvre d’Astrakhan est causée par R. caspia (Zhu et al., 2005). La maladie sévit

autour de la mer caspienne, mais sa distribution pourrait être plus vaste. La bactérie R. indica

est l’agent suspecté de la fièvre à tiques indienne «Indian tick typhus» (Renvoisé & Raoult,

2009). Rickettsia felis est l’agent causal de la fièvre boutonneuse à puces (Desenclos &

Lecollinet, 2009). Il a été identifié pour la première fois en 1918 chez des puces de chat,

Ctenocephalides felis, puis en 1990 (Aubry, 2009 et 2010). R. felis a été détecté chez des

puces dans de nombreuses régions du monde telles que l’Europe (Capelli et al., 2009), l’Asie

(Jiang et al., 2006), l’Afrique du Nord et Sub-saharienne (Bitam et al., 2006 ; Sakal et al.,

2008), l’Amérique du Nord et du Sud (Labruna et al., 2007 ; Reif & Macaluso, 2009), et

plusieurs cas de rickettsiose à R. felis ont d’ailleurs été récemment décrits en Afrique

(Socolovschi et al., 2010).

I.2. Les fièvres boutonneuses à tiques

Elles ont en commun l’apparition d’une fièvre et d’une escarre (lésion cutanée en

plaque) après une piqûre de tiques (Aubry, 2009 et 2010 ; Renvoisé & Raoult, 2009), de

frissons, de myalgies et de céphalées (Socolovschi et al., 2008).

Les tiques vectrices sont des ixodides (ou tiques dures) qui sont les vecteurs des

rickettsies du groupe boutonneux. Ce sont des acariens hématophages. Chacun des 3 stades de

développement de ces tiques (larves, nymphes, adultes mâle et femelle) ne prend qu'un repas



sanguin. L'épidémiologie des rickettsioses à tiques est liée aux caractéristiques écologiques et

comportementales des tiques vectrices.

Les fièvres boutonneuses à tiques comprennent près de 20 espèces de rickettsies qui peuvent

infecter l’homme (Aubry, 2009 et 2010). On distingue :

La fièvre boutonneuse méditerranéenne, encore appelée « mediterranean spotted

fever » (MSF) due à R. conorii (Renvoisé & Raoult, 2009), est une maladie urbaine et péri-

urbaine, endémique dans le pourtour méditerranéen, mais elle peut aussi survenir en Europe

centrale et en Afrique centrale et du Sud. C'est une maladie saisonnière estivale. Les

symptômes durent 12 à 20 jours et l’amélioration clinique survient après 48 heures de

traitement.

La fièvre à tiques africaine, Elle est la principale rickettsiose en Afrique sub-

saharienne (Renvoisé & Raoult, 2009). Le plus souvent les patients atteints sont des hommes

adultes. La fièvre à tiques africaine est donc une des étiologies de fièvre au retour de voyage,

à évoquer systématiquement après un séjour en zone d’endémie (Renvoisé & Raoult, 2009). Il

est important de préciser que l’élévation des titres sérologiques est plus tardive que dans les

autres rickettsioses (Brouqui et al., 2007).

La Fièvre pourprée des montagnes rocheuses, est due à Rickettsia rickettsii. Elle

est décrite dans tous les Etats-Unis et dans certains pays d'Amérique centrale et du sud

(Estripeaut et al., 2007). Les cas surviennent à la fois dans les zones rurales et urbaines,

pendant la période d’avril à septembre. Il n’y a généralement pas d’escarre au niveau de la

zone de piqûre (Aubry, 2009 et 2010). La fièvre pourprée des montagnes rocheuses est la plus

sévère des rickettsioses à tiques et reste potentiellement mortelle (Aubry, 2009 et 2010).

I.2.1. Eléments d’épidémiologie

I.2.1.1. Vecteurs et réservoirs des Rickettsia du groupe boutonneux

Les Rickettsia se maintiennent dans les populations de tiques par la transmission

transtadiale et transovarienne. Ainsi, la tique joue le rôle de vecteur et de réservoir de la

bactérie. Les Rickettsia se multiplient dans pratiquement tous les organes de leur hôte

invertébré y compris les ovaires et les oocytes chez la femelle (Aubry, 2009 et 2010). Le taux

d’œufs infectant d’une femelle de tique infectée par une souche de Rickettsia varie sous

l’influence de facteurs encore inconnus (Raoult & Roux, 1997). Chaque espèce de rickettsie

est étroitement liée à son vecteur et l'identification morphologique des tiques est d’une grande

importance.



La tique du chien, Rhipicephalus sanguineus, est le principal vecteur du complexe

Rickettsia conorii agent pathogène de la fièvre boutonneuse méditerranéenne (R. conorii

subsp. conorii, israelensis, caspia et indica) (Renvoisé & Raoult, 2009). Récemment, les

travaux de Mediannikov et collaborateurs (2010) ont montré la présence de R. conorii chez la

tique Rhipicephalus evertsi evertsi, au Sénégal. La tique Rh. evertsi evertsi a été également

impliquée dans le maintien de certaines rickettsies telles que, Rickettsia africae et Rickettsia

aeschlimannii (Mediannikov et al. 2010). R. aeschlimannii a pour vecteur principal les tiques

Hyalomma marginatum marginatum, H. marginatum rufipes (Renvoisé & Raoult, 2009) et H.

impeltatum (Loftis et al., 2006). Le genre Amblyomma est un vecteur potentiel (A.

variegatum, A. hebraeum et A. lepidum) de R. africae (Socolovschi et al., 2008).

I.2.1.2. Importance

L’importance des rickettsioses, comme celle de la plupart des maladies à tiques, reste

mal connue. Des données ponctuelles provenant de campagnes d’épidémiosurveillance

permettent d’avoir un aperçu de l’importance de ces maladies. Au Sénégal, une étude récente

a montré une prévalence élevée de Rickettsia africae chez la tique A. variegatum

(Mediannikov et al., 2010). Des données en provenance de divers pays d’Afrique (Mali,

Burkina Faso, République Centrafricaine, Zimbabwe) ont montré une forte prévalence

d’anticorps chez le malade (Aubry, 2009 et 2010). De plus, une rickettsie récemment

reconnue pathogène, Rickettsia aeschlimannii a été détectée à Dielmo et Ndiop, chez la tique

Hyalomma marginatum rufipes avec une incidence supérieure à 51,3% (Mediannikov et al.,

2010). Les tiques Rhipicephalus evertsi evertsi et Boophilus annulatus pouvaient être

porteuses de cette nouvelle rickettsie pathogène très peu connue (Mediannikov et al., 2010).

Ces tiques (A. variegatum, H. marginatum rufipes, Rh. evertsi evertsi et B. annulatus) peuvent

piquer accidentellement l’homme (Walker et al., 2003). L’incidence connue de la fièvre

boutonneuse méditerranéenne chez l’homme est de 0,7% des cas de rickettsioses observés

dans les villages de Dielmo et Ndiop (Mediannikov et al., 2010).

I.2.1.3. Répartition géographique des rickettsioses à tiques

Les hypothèses expliquant la dissémination des rickettsioses transmises par les tiques

reposent sur le concept de coévolution entre micro-organismes pathogènes, la tique et de

l’animal hôte (Parola & Raoult, 2001). Les rickettsioses à tiques sévissent dans des zones

optimales pour le développement de la tique vectrice et des hôtes réservoirs. Le maintien des

infections dans de nouvelles régions dépend de la présence de tiques et d’hôtes susceptibles

de porter l’infection et qui peuvent assurer la survie de l’agent pathogène (Halos, 2005).



L’homme peut aussi jouer un rôle important dans la dispersion des rickettsioses en

modifiant l’habitat des tiques ou par le transport d’animaux sur de longues distances. Ainsi,

l’introduction de bétail en Guadeloupe et en Inde, en provenance du Sénégal a entrainé la

présence d’A. variegatum, vecteur de R. africae agent de la fièvre à tiques africaine, dans ces

pays où la maladie est devenue endémique dans les années 30 (Hoogstraal, 1956). En Afrique,

la répartition des rickettsioses (Figure 2) est peu connue surtout en Afrique de l’Ouest, plus

particulièrement au Sénégal où des études récentes ont montré la présence de certains

Rickettsia dont Rickettsia aeschlimannii, Rickettsia mongolitimonae, Rickettsia massiliae et

Rickettsia conorii (Mediannikov et al., 2010).

Figure 2: Répartition géographique des différentes espèces de rickettsies du groupe

boutonneux en Afrique (Socolovschi et al., 2008).

I.2.2. Signes cliniques

Les rickettsioses à tiques ont des manifestations cliniques communes (Socolovschi et

al., 2008). Lors de leur transmission à l’Homme ou à l’hôte mammifère, les Rickettsia

pathogènes se multiplient à leur point d’inoculation pour donner une escarre (Figure 3) suivie

de vascularité, d’inflammation péri-vasculaire et de thrombose et, éventuellement, d’atteintes

viscérales (Brouqui et al., 2004). Les rickettsioses se manifestent aussi par une fièvre

importante (> 39 °C), des myalgies, arthralgies, et céphalées (Halos, 2005). La sévérité

dépend de l’espèce pathogène (Socolovschi et al., 2008). La fièvre à tiques africaine en

Afrique subsaharienne est plutôt bénigne. La rickettsiose historiquement la plus connue en

Afrique est la fièvre boutonneuse méditerranéenne qui, jusqu’à récemment, était considérée



comme la seule rickettsiose prévalente en Afrique. Cette maladie est causée par R. conorii,

qui a été détectée au Sénégal chez la Tique, Rhipicephalus evertsi evertsi (Mediannikov et al.,

2010).

Figure 3 : Escarres d'inoculation de rickettsies

Source : http://www.liebertonline.com/doi/abs/10.1089/vbz.2011.0653

I.3. Généralités sur les tiques ixodides vectrices des rickettsies

Les tiques ixodides sont des Arthropodes hématophages impliquées dans la

transmission de nombreux agents bactériens, viraux, et parasites, pathogènes pour l’homme et

l’animal. Certaines de ces tiques ixodides provoquent des maladies chez l'être humain. Elles

seraient apparues il y a environ 225 millions d’années, à une époque où elles parasitaient

exclusivement les reptiles et ont subi, depuis, une longue évolution (Klompen et al., 1996). La

première démonstration de leur capacité à transmettre des maladies a été faite à la fin du 19ᵉ

siècle par Smith et Kilbourne qui ont montré que Boophilus annulatus pouvait transmettre un

protozoaire, Babesia begimina, l’agent de la maladie « Texas cattle fever » (Goodman et al.,

2005). Les tiques dures ont été impliquées dans la transmission de maladies bactériennes à

l’homme au début du 20ᵉ siècle (Socolovschi et al., 2008). Plusieurs virus, parasites ou

bactéries transmis par les tiques ont été rapportés chez l’homme et l’animal, après la

deuxième guerre mondiale (Goodman et al., 2005). Leur impact en matière de santé publique

a été réévalué avec la description en 1982 de Borrelia burgdorferi comme agent de la maladie

de Lyme aux Etats Unis et en Europe (Goodman et al., 2005). Ces dernières années, beaucoup

http://www.liebertonline.com/doi/abs/10.1089/vbz.2011.0653



de nouvelles maladies humaines transmises par les tiques ixodides ont été décrites à travers le

monde. Les tiques sont considérées comme le deuxième groupe de vecteurs de maladies

humaines après les moustiques (Goodman et al., 2005). A l'inverse des moustiques, elles

restent longtemps en contact (7 à 10 jours) avec des hôtes diversifiés par lesquels elles vont

assurer la diffusion des agents pathogènes. Ainsi, les germes circulent d’une population

réservoir d’hôtes vertébrés aux tiques qui vont les transmettre à d’autres hôtes vertébrés. La

longévité exceptionnelle de la tique en fait à la fois un bon vecteur et un excellent réservoir.

I.3.1. Bio-écologie

Les tiques dures vivent dans un écosystème particulier où leur vie est influencée par la

végétation, les conditions climatiques et les interactions qu’elles entretiennent avec les autres

êtres vivants. La distribution géographique de ces tiques, leur cycle de vie, la variation

saisonnière de leur activité, la dynamique des populations et leur comportement sont

essentiellement influencés par les facteurs climatiques (Daniel & Dusbabek, 1994).

Cependant, chaque espèce de tique vectrice présente une distribution géographique

particulière (Socolovschi et al., 2008).

I.3.2. Position systématique

Les tiques appartiennent à l’embranchement des arthropodes, à la sous-classe des

acariens et à l’ordre des ixodida (Figure 4). La classification des tiques fait toujours l’objet de

discussions parmi les écoles de systématique, américaine, française et russe. Ainsi, la lecture

des différentes publications concernant les tiques est rendue difficile par le nombre important

de noms qui ont pu être attribués aux différents taxa à travers l’histoire (Socolovschi et al.,

2008). Cependant, Camicas et al. ont publié une synthèse des différents noms et synonymes

utilisés dans la littérature avec 869 espèces ou sous-espèces répertoriées au 1ᵉʳ janvier 1996.

Cette publication constitue la référence majeure francophone en taxonomie (Camicas et al.,

1998 ; Socolovschi et al., 2008). Il existe 223 espèces de tiques en Afrique dont 180 sont des

tiques dures et 43 des tiques molles (Socolovschi et al., 2008).



Figure 4: classification des tiques d'après Camicas et al., 1998 (le nombre d’espèces présentes

dans la région afro tropicale est indiqué en astérisque).



I.3.3. Morphologie générale

Les tiques dures sont des acariens de grande taille, au corps globuleux. Le dimorphisme

sexuel est plus ou moins accentué, le mâle étant plus petit que la femelle. Les adultes et les

nymphes ont 4 paires de pattes alors que les larves en ont 3. Les adultes se distinguent des

nymphes par l’ouverture de leur appareil génital. Contrairement aux insectes, les tiques n’ont

pas d’antennes. Leur corps (Figure 5) n’est pas divisé en tête, thorax et abdomen. Mais, il se

compose d’un gnathosoma et d’un idiosoma. Le gnathosoma est composé d’un capitulum de

forme rectangulaire ou hexagonale (Figure 7) constituant la zone de liaison au corps, et d’un

rostre qui porte les pièces buccales comprenant des organes sensoriels (les pédipalpes), des

organes perforateurs (les chélicères) et un organe médian immobile (hypostome) avec de

nombreuses dents qui ancrent les tiques dans la peau de l’hôte. L’idiosoma (corps) porte les

organes locomoteurs (Halos, 2005 ; Pérez-Eid, 2007). Les tiques ixodides sont caractérisées

par la présence d’une plaque dorsale très dure, le scutum. Le reste du corps est recouvert d’un

tégument extensible qui se distend lors du repas sanguin (Halos, 2005). Chez le mâle, le

scutum recouvre l’intégralité de la surface dorsale, alors qu’il recouvre seulement la partie

antérieure chez la femelle de même que chez les formes immatures, ce qui rend aisée la

différentiation du sexe (Socolovschi et al., 2008). Les pattes (Figure 6) sont formées de 6

segments : coxa, trochanter, fémur, patelle, tibia, tarse terminé par une ventouse (pulville) et 2

griffes.

Figure 5: Morphologie d'une tique ixodide (Hyalomma impeltatum femelle, vue dorsale)



Figure 6: Patte d'une tique (anonyme)

Figure 7: Capitulum des Ixodides

Source : http : www maladies-a-tiques.com/tiquecapitulum.jpg

Face dorsale Face ventrale



I.3.4. Cycles des tiques ixodides

I.3.4.1. Cycle de développement

Les tiques ixodides ont 3 stades de développement actifs (Figure 8) : larvaire, nymphal

et adulte. Les stades sont séparés par un repas sanguin qui peut durer plusieurs jours et qui est

suivi d’une mue. Après copulation, la femelle pond environ 1 000 à 20 000 œufs dans un abri.

La durée de l’incubation est de 20 à 50 jours selon les espèces, la température et l’humidité.

La larve éclot 2 à 4 semaines après la ponte. Son repas sanguin dure 3 à 5 jours. Quand

la larve est bien gorgée, elle se laisse tomber au sol, y cherche un abri pour effectuer la mue

qui a une durée de 2 à 8 semaines. Le même comportement est répété par la nymphe (c’est-à-

dire les déplacements, la quête de l’hôte, le repas sanguin de 3 à 5 jours). La métamorphose

en adulte est en général plus longue, jusqu’à 20 à 25 semaines dans les conditions les plus

défavorables (Socolovschi et al., 2008). L’accouplement des adultes se déroule au sol ou sur

l’hôte selon les espèces. La durée du repas sanguin est de 5 à 10 jours. Certaines femelles

commencent leur repas avant l’accouplement et le terminent après la fécondation. La femelle

se détache de l’hôte après son repas de sang, se laisse tomber au sol et recherche une zone

ombragée où elle reste pendant 3 à 4 semaines avant d’entamer la ponte qui dure 10 à 30

jours. La durée d’un cycle est en moyenne de 2 à 4 ans, pouvant aller jusqu’à 7 ans si les

conditions climatiques ne sont pas favorables. Les tiques dures sont très sensibles à la

dessiccation. Si les conditions climatiques ne sont pas favorables, la tique entre en diapause,

un état caractérisé par une chute du métabolisme et un développement retardé.

Figure 8 : Cycle de développement des ixodides

Source: http : //upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/a/a5/



I.3.4.2. Cycles parasitaires

Les cycles parasitaires des ixodides (Figure 9) sont de trois types :

Le type monophasique dont les stades se succèdent sur un même et unique hôte

vertébré.

Le type diphasique pour lequel les trois stades se déroulent sur deux hôtes : un premier

hôte où se développent la larve et la nymphe, et un second hôte parasité par l’adulte.

Le type triphasique où les trois stades parasitent trois hôtes différents. La plupart des

espèces de tiques d’intérêt médical et vétérinaire ont un cycle parasitaire triphasique.

Le type de cycle parasitaire est caractéristique de l’espèce de tique (Bussieras & Chermette,

1991).

On distingue des cycles triphasiques monotropes dans lesquels les trois hôtes font partie

du même groupe zoologique. D’autres espèces de tiques ont des préférences de nutrition

propres à chaque stade évolutif et la spécificité d’hôte varie entre les différents stades dans la

même espèce. Dans les cycles triphasiques ditropes, les stades immatures parasitent des

micromammifères, les adultes, des carnivores ou des ongulés.

Enfin, certaines espèces ont une faible spécificité d’hôte. On parle alors de tiques

télotropes. Ainsi les différents stades d’Ixodes ricinus peuvent se nourrir sur plus de 300

espèces d’hôtes qui vont des oiseaux aux grands mammifères. Si les larves se nourrissent de

préférence (90 %) sur les micromammifères et les oiseaux de petite taille, les nymphes sont

plus ubiquistes et se nourrissent indifféremment sur les petits et grands mammifères

(ruminants sauvages ou domestiques) et ce sont elles qui sont les principaux vecteurs de

maladies humaines à tiques. Les adultes, eux, se nourrissent de préférence sur des animaux de

grande taille (Parola & Raoult, 2001 ; Estrada-Peña et al., 2004).

Figure 9 : Cycle parasitaire des Ixodides



CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES

II.1. Zone d’étude

Le village de Keur Momar Sarr (15°55’N, 15°57’W), chef lieu d’arrondissement, est

dans la communauté rurale de Keur Momar Sarr. La communauté rurale de Keur Momar Sarr

est située au Nord-Ouest du Sénégal, à 52 kilomètres de la région de Louga. Elle est limitée

au Nord par la communauté rurale de Ross Béthio, au Sud par celle de Nger Malal, à l'Est par

celle de Syer et à l'Ouest par celle de Sakal (Figures10). Keur Momar Sarr couvre une

superficie d’environ 760 kilomètres carrés, pour 84 villages. Cette communauté rurale

appartient à la région écologique sahélienne caractérisée par une alternance de deux saisons

annuellement contrastées (hivernage et saison sèche) (Plan d’Action Environnemental

Régional (PAER) de Louga, 2007).

Les températures moyennes annuelles sont très élevées avec des variations

interannuelles très importantes (PAER Louga, 2007). Par ailleurs, le climat est fortement

influencé par le microclimat relativement doux du complexe lac de Guiers-Bas Ferlo. La

végétation est dominée par un tapis herbacé bien fourni après les années de bonne

pluviométrie et une strate arbustive, arborée peu dense (PAER, Louga, 2007).

Selon le Programme d'eau potable et d'assainissement du Millénaire (PEPAM), Keur

Momar Sarr compte 1 774 habitants et 171 ménages. Cette population est constituée en

majorité de 54 % de wolofs, de 43 % de peuls et de 3 % de maures et autres ethnies.

Entre autres aspects du développement local, on peut signaler l’existence d’un Collège

d’Enseignement Moyen, d’un marché hebdomadaire influent, d’un foyer des jeunes et

récemment d’un détachement de la gendarmerie nationale du fait de la dynamique actuelle des

populations rurales. On note aussi l’existence d’une station de traitement et de pompage d'eau

potable pour l’approvisionnement de l'agglomération dakaroise, d’un poste de santé et d’une

pharmacie.

L’élevage est l’une des principales activités des populations, avec un cheptel composé

de bovins, caprins, équins et camelins. La transmission de pathogènes à l’homme par les

tiques dures est facilitée par la cohabitation avec le bétail. Notre étude a été réalisée dans

quatre villages de la communauté rurale de Keur Momar Sarr : Ganket, Loboudou, Ndour

Roba et Ndimb (Figure 11).

Le village de Ganket est séparé de Keur Momar Sarr village par le lac de Guier. Il est

situé au Nord Est (15°58’ N ; 15°55’ W) de Keur Momar Sarr et compte 872 habitants et 84

http://fr.wikipedia.org/wiki/Dakar



ménages selon le programme d’eau potable et d’assainissement du millénaire (PEPAM). Le

village abrite un poste de santé et une mosquée.

Le village de Loboudou se trouve à l’Est (15°57’ N ; 15°55’ W) de Keur Momar Sarr, et

il est séparé de ce dernier par le lac de Guier. L’élevage traditionnel est une des activités les

plus pratiquées par les habitants majoritairement composés de peuls. Il possède aussi un poste

de santé.

Ndour Roba village est situé au Nord Ouest (15°54’ N ; 15°59’ W) de Keur Momar Sarr

village. Il est en majorité peuplé de peuls, qui vivent dans des baraques en carton et/ou en

paille. L’élevage et la culture de l’arachide sont les activités principales qui y sont pratiquées.

Le village de Ndimb est situé au Nord (16°02’ N ; 16°00’ W) de Keur Momar Sarr. Il

est majoritairement habité par des Wolofs. On y trouve également un poste de santé.

L’élevage pratiqué est de type traditionnel.

Figure 10: Carte du Sénégal montrant la zone d'étude



Figure 11: Vue aérienne de Keur Momar Sarr montrant les sites d'étude.

Source : GoogleEarth

II.2. Matériel biologique

Le matériel biologique est représenté par des tiques ixodides collectées à partir des

animaux domestiques (ânes, bovins, chevaux, chèvres et moutons).

II.3. Matériel de collecte

Pour la collecte de tiques dures nous avons utilisé des :

Pots à urine ;

Autocollants ;

Marqueurs ;

Désinfectant ;

Sachets plastique.

II.4. Matériel de laboratoire

Le matériel utilisé pour les études de laboratoire est composé de matériel de lavage,

d’identification et de biologie moléculaire.

Matériel de lavage (Figure 12) :

- Eau de javel ;

- Savon ;



- Bacs ;

- Tamis ;

- Pinces souples ;

- Papier serviette.

Figure 12: Matériel de lavage des tiques dures collectées

Matériel d’identification :

- Aiguille à disséquer ;

- Boites de pétri ;

- Loupe binoculaire ;

- Clé d’identification ;

- Tubes eppendorf (1,5ml) ;

- Boites de rangement.

Matériel destiné à la biologie moléculaire

- Solutions (cetyl trimethyl ammonium bromide à 2%, chloroforme, isopronol, éthanol70°) ;

- Bain marie ;

- Centrifugeuse ;

- Speed bac ;

- Portoirs tubes eppendorf (1,5ml et 0,2ml) ;

- Tubes eppendorf (1,5ml et 0,2ml) ;



- Pipettes (P10µl, P200µl, P1000µl) ;

- Lames de bistouri ;

- Réfrigérateur (T : +2 à +8°c) ;

- Congélateur (T : -20°c) ;

- Gants ;

- Poubelles ;

- Hotte.

Le port de la blouse est obligatoire.

II.5. Méthodes de collecte des tiques ixodides

La technique de collecte des tiques (Figure 13) consiste à maitriser l’animal, puis à

examiner les parties sensibles susceptibles d’être parasitées par les tiques comme la région

anale, les mamelles, les oreilles. Les tiques collectées sont placées dans un pot à urine sur

lequel les indications suivantes sont mentionnées : type d’animal (cheval, bovin etc.), lieu ou

zone de collecte et la date. Pour maintenir les tiques vivantes, le bouchon de chaque pot est

percé (d’un trou d’environ 1,5 cm de diamètre) et fermé avec un tissu en soie. Les tubes sont

mis dans un sachet plastique dans lequel nous introduisons un papier serviette imbibé d’eau

pour y maintenir l’humidité.

Figure 13: Collecte de tiques ixodides



II.6. Méthodes d’étude au laboratoire

II.6.1. Lavage des tiques ixodides

Afin de limiter les contaminations de l’ADN par des micro-organismes présents à la

surface des tiques, toutes les tiques collectées sont lavées dans un bac contenant une solution

de savon, d’eau de javel diluée et un peu d’alcool.

La méthode consiste à vider le contenu du pot à urine dans un tamis, puis les tiques sont

immergées dans la solution contenue dans le bac. Avec une pince souple nous prenons chaque

tique que nous nettoyons soigneusement avec du papier serviette. Après nettoyage, la tique est

conservée dans un tube falcon contenant de l’alcool 70°. Sur le tube falcon nous mentionnons

les mêmes indications figurant sur le pot à urine correspondant. Les tiques sont ainsi

conservées dans l’éthanol jusqu’à leur détermination morphologique.

II.6.2. Détermination morphologique

Chaque tique a été identifiée et le sexe a été déterminé à la loupe binoculaire grâce à la

clé d’identification taxonomique standard des tiques adultes (Hoogstraal, 1956 ; Mathysse et

al., 1987 ; Walker et al., 2000 ; Walker et al., 2003 ).

Le contenu de chaque tube falcon est vidé dans une boite de pétri. Avec des pinces

souples, nous prélevons chaque tique puis nous l’étalons dans le couvercle de la boite de pétri

pour l’examiner à la loupe. Nous procédons à la détermination du sexe, du genre, de l’espèce

et l’âge selon les instructions de la clé d’identification utilisée (Hoogstraal, 1956 ; Mathysse et

al., 1987 ; Walker et al., 2000 ; Walker et al., 2003 ). Après identification, les tiques sont

conservées à sec dans des tubes eppendorfs. Pour chaque espèce identifiée, est attribué un

code mentionné sur son tube. Le code est une référence de base de données où sont notés :

code, nom de l’espèce, sexe, lieu de collecte, animal, âge. Les tubes eppendorfs sont rangés

dans des boites de rangement à température ambiante jusqu’à l’extraction de l acide

désoxyribonucléique(ADN).

II.6.3. Analyses moléculaires

L’objectif principal des études moléculaires vise à détecter la présence de rickettsies

par la technique de Polymerase chain reaction (PCR), après avoir broyé les tiques afin d’en

extraire leur ADN et de déterminer les espèces de Rickettsia des tiques infectées par le

séquençage.

II.6.3.1. Extraction de l’ADN de tiques

L’extraction de l’ADN des tiques ixodides semble être difficile du fait de la présence

d’une cuticule rigide qui rend difficile l’accès aux tissus internes colonisés par les pathogènes.



La technique d’extraction consiste à broyer finement les tissus de la tique entière dans

du Cetyl Trimethyl Ammonium Bromide (CTAB) à 2%, avec une lame de bistouri. Une lame

de bistouri est utilisée par tique. Le broyat a été digéré par chauffage au bain-marie à 65°C

pendant 5 minutes, pour débarrasser les échantillons d’un maximum de protéines pouvant

interférer dans les étapes ultérieurs. Nous avons ajouté au broyat un volume de 200

microlitres (µl) de chloroforme et avons récupéré le surnageant après centrifugation à 12000

tours par minute (trs/minute) pendant 5 minutes. Les acides nucléiques ont été précipités par

200µl d’isopropanol après 15 minutes de centrifugation à 12000 trs/minute. Le culot a été

séché au speed bac pendant 3 à 4 minutes et a été repris par élution avec 200µl d’eau pure. La

solution d’ADN est conservée au réfrigérateur à une température comprise entre 2° et 8°C.

II.6.3.2. Amplification par PCR

Le principe de la PCR consiste à amplifier de façon spécifique une séquence d’acide

nucléique ADN ou ARN dans un échantillon biologique défini par des amorces. Nous

produisons ainsi en grande quantité cet acide nucléique pour le rendre plus facilement

détectable même lorsque l’échantillon d’origine est pauvre en matériel biologique.

Nous avons réalisé toutes les réactions PCR dans un thermocycleur mastercycler.

Chaque réaction a été conduite dans un volume final de 25µl, contenant 2,5µl de tampon PCR

10X (buffer), 2,5µl de désoxyribonucléotides (dNTP), 0,75µl de chlorure de magnésium

(MgCl2), 0,5µl de chaque amorce, 0,1µl de Taq polymérase, 15,15µl d’eau pure et 3,0µl

d’ADN. Deux témoins, positif Rickettsia conorii et négatif eau stérile, ont été inclus à chaque

expérience.

La présence de l’ADN de Rickettsia sp. a été testée en utilisant un couple d’amorces

permettant d’amplifier spécifiquement un fragment d’environ 330 paires de bases du gène de

l’ARNr 16S de Rickettsia sp. (Regnery et al., 1991). Dans nos premiers tests nous avons

amplifié le gène gltA, avec le couple d’amorces (Rp877 - Rp1258), mais sa sensibilité à nos

échantillons était faible. Nous avons repris nos tests avec le gène ompA (couple d’amorces

190.70 - 190.701) qui est un gène rencontré chez toutes les rickettsies du groupe boutonneux.

Ce gène a une longueur d’environ 632 paires de bases. Le témoin positif était un extrait

d’ADN de Rickettsia conorii aimablement fourni par le Docteur Mediannikov de l’Unité des

Rickettsies de Marseille en France.



II.6.3.3. Migration et révélation des produits PCR amplifiés

Les fragments d’ADN amplifiés ont été séparés en fonction de leur taille sur un gel

d’agarose à 1,5% dans du tampon 1mole par litre (X). Le Biothium, utilisé comme révélateur

des acides nucléiques émet une fluorescence lorsqu’il est exposé à une lumière ultra-violette.

Un prélèvement de 10µl de chaque échantillon amplifié est mélangé avec une goutte de

tampon de charge (10X), dont le rôle est d’augmenter la densité du mélange, donc de faciliter

le dépôt de l’échantillon dans les puits, et de pouvoir suivre la migration grâce au bleu de

bromophénol.

Un marqueur de taille, choisi pour donner des bandes de 100 à 1000 paires de bases, est

déposé dans un puits à raison de 2,5µl dans chaque gel. La migration est effectuée sous 100

volts pendant 25 minutes, suivi d’une photographie du gel en lumière ultraviolette.

II.6.3.4. Le séquençage

Le séquençage des amplicons a été réalisé à Marseille, en utilisant le BigDye Teminator

Cycle Sequencing Kit (Perkin Elmer Applied Biosystems) avec séquenceur automatisé ABI

(Applied Biosstems). Les séquences obtenues ont été assemblées (ChromasPro 1.49 beta,

technelysium Pty Ltd, Tewantin, Australia), puis éditées par BioEdit Sequence alignement

editor v. 7.0.9.0 (Hall, 1999) et comparées avec celles disponibles dans GenBank par NCBI

BLAST (http://blast.ncb.nlm.nih.gov/Blast.cgi). Les séquences des gènes gltA et ompA des

Rickettsia choisies dans GenBank pour comparaison ont été concaténées et alignées avec le

programme ClustalW.



CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION

III.1. Résultats

III.1.1. Echantillonnage et détermination morphologique des tiques

Au total nous avons collecté 1169 tiques dures qui appartiennent à 5 espèces différentes,

ectoparasites des animaux domestiques (âne, bovin, cheval, chèvre et mouton). Les résultats

de ces collectes sont présentés dans le tableau 2. A Ganket et à Loboudou respectivement 240

et 268 tiques ont été collectées appartenant à 3 espèces : Hyalomma impeltatum, Hyalomma

marginatum rufipes et Rhipicephalus evertsi evertsi. A Ndour Roba, nous avons prélevé 345

individus constitués de 4 espèces différentes (H. impeltatum, H. marginatum rufipes, Rh.

evertsi everts et Rhipicephalus guilhoni) et 316 individus proviennent du village de Ndimb

répartis en 4 espèces (H. impeltatum, H. marginatum rufipes, Rh. evertsi evertsi et

Amblyomma variegatum) (Planche1).

Tableau 2 : Espèces de tiques dures collectées chez le bétail à Keur Momar Sarr.

Espèce Sexe Ane bovin cheval Chèvre mouton Sous-total Total

Amblyomma

variegatum

Mâle 3 3 3

(0,2%)

Hyalomma

impeltatum

Mâle 4 216 35 2 81 338 557

(47,6%) Femelle 1 161 25 2 30 219

Hyalomma

marginatum

rufipes

Mâle 1 100 19 3 123 131

(11,2%) Femelle 6 2 8

Rhipicephalus

evertsi evertsi

Mâle 21 23 58 7 211 320

477

(40,8%)

Femelle 5 32 65 3 43 148

Nymphe 2 2 3 1 1 9

Rhipicephalus

Guilhoni

Mâle 1 1 1

(0,08%)

Total tiques/animal 34 543 207 15 369 1169



Planche 1: Différentes espèces de tique ixodides collectées et étudiées (vue dorsale) :

(A) Amblyomma variegatum, mâle ; (B) Rhipicephalus guilhoni, mâle ; (C) & (D) Hyalomma

impeltatum, femelle et mâle ; (E) & (F) Hyalomma marginatum rufipes, femelle et mâle ; (G)

& (H) Rhipicephalus evertsi evertsi, mâle et femelle ;



III.1.2. Détection des Rickettsia par PCR

Nous avons analysé 617 échantillons de tiques. Parmi ces 617 échantillons de tiques

nous avons détecté par PCR 53 (8,5%) individus de tiques infectés par des rickettsies. Les

résultats de l’amplification des gènes gltA et ompA par PCR sont présentés dans le tableau 3.

III.1.3. Caractérisation génétique des Rickettsia

Le séquençage des individus de tiques positifs a conduit à l’identification de 2 espèces

de rickettsies du genre Rickettsia : Rickettsia africae agent de la fièvre à tiques africaine et

Rickettsia aeschlimannii récemment reconnu comme un agent de la fièvre boutonneuse

méditerranéenne (Tableau 3). Chez les H. marginatum rufipes infectés, nous avons trouvé

chez un individu l’espèce Rickettsia africae et chez les autres Rickettsia aeschlimannii. Le

bovin est l’animal domestique où nous avons rencontré le plus de tiques infectées par des

rickettsies (83%).

Tableau 3 : Résultats des analyses PCR et du séquençage

Espèces PCR Séquençage Animal examiné

A. variegatum 2/2 (100%) 1/2 Rickettsia africae BV

H. impeltatum 17/ 364 (4,6%) 14/17 Rickettsia aeschlimannii BV, CV

H. marginatum

rufipes

28/82 (34,1%) 26/28 R. aeschlimannii, R. africae BV, CV

Rh. evertsi evertsi 6/169 (3,5%) 5/6 Rickettsia aeschlimannii CV, MT

Total 53/617 (8,5%) R. africae, R. aeschlimannii 3 (BV, CV et MT)

NB : BV = Bovin ;

CV = Cheval

MT = Mouton



III.2. Discussion

III.2.1. Prévalences de l’infection chez des tiques ixodides

Les études que nous avons réalisées dans le Nord du Sénégal confirment que quatre

espèces de tiques ixodides (tiques dures), impliquées dans la transmission des fièvres

boutonneuses et d’autres maladies infectieuses, sont très répandues chez les animaux

domestiques et en contact permanent avec l’homme.

H. impeltatum, est l’une des tiques les plus abondantes et les plus fréquemment

rencontrées. Elle se nourrit sur une grande variété d’animaux sauvages et domestiques ainsi

que l’homme (Hoogstraal, 1956). Au cours de notre étude, nous avons obtenu une prévalence

élevée de H. impeltatum (47,65%). Cela pourrait s’expliquer par son aire de répartition qui

s’étend de l’Afrique du Nord en passant par le Soudan, l’Erythrée, la Somalie, le Nord du

Kenya, la Tanzanie et les pays de l’Afrique de l’Ouest où le climat est steppique (Walker et

al., 2003). Cette espèce bien que très commune et répandue dans l’Afrique du Nord n’a pas

été souvent étudiée comme un vecteur d’agents pathogènes humain et animal. Elle est plus

connue comme vecteur de maladie humaine dans la transmission du virus de la fièvre

hémorragique de Criminée Congo (VFHCC). Des études faites par Loftis et al. (2006) en

Egypte, ont permis d’identifier chez cette tique Rickettsia aeschlimannii. Au Sénégal, nos

études ont montré pour la première fois la présence de Rickettsia aeschlimannii chez cette

tique. Rickettsia aeschlimannii est récemment connue comme rickettsie pathogène du groupe

de la fièvre boutonneuse méditerranéenne ou « Mediterranean spotted fever » (MSF) (Parola

et al., 2005), montrant ainsi le rôle que H. impeltatum pourrait jouer dans l’épidémiologie des

fièvres boutonneuses. Malgré son faible taux d’infection (lequel est en fait toujours faible

pour tous les vecteurs de MSF) (Rovery et al., 2008), l’abondance de cette tique et son contact

avec l’homme qui vit à proximité du bétail dans les zones rurales, augmentent

considérablement la probabilité de contamination.

La tique Rh. evertsi evertsi se nourrit non seulement sur les animaux domestiques, mais

aussi sur beaucoup d’animaux sauvages en Afrique (Socolovschi et al., 2010). Cette tique est

restreinte à l’Afrique sub-saharienne (Walker et al., 2003). Ce qui explique sa forte

prévalence dans le Nord et le Sud du Sénégal (Mediannikov et al., 2010). Les principaux

pathogènes connus à ce jour et associés à cette tique sont le protozoaire Babesia bigemina

(Hove et al., 1998), le virus de la fièvre hémorragique de Criminée Congo (Zeller et al.,1997)

et Ehrlichia ruminantium en Afrique du Sud ( Allsopp et al., 2007). Des études récentes, de

Mediannikov et collaborateurs (2010) ont montré l’infection de cette tique par des rickettsies



du groupe boutonneux (R. africae, R. aeschlimannii, R. conorii) dans le Sud du Sénégal. Nos

résultats confirment ainsi le portage de R. aeschlimanni au Sénégal, par la tique Rh. evertsi

evertsi avec un pourcentage relativement faible.

Hyalomma marginatum rufipes est largement distribuée dans presque tous les pays de

l’Afrique ; cependant sa répartition est inégale et elle est plus fréquente dans les zones sèches

(Walker et al. 2003). Cette tique est la plus importante en Afrique du Sud dans la transmission

de VFHCC. Elle est également connue dans le portage de R. aeschlimannii en Ethiopie, au

Tchad (Mura et al., 2008) et très récemment au Sud du Sénégal (Mediannikov et al., 2010).

Amblyomma variegatum est une tique connue des régions tropicales et subtropicales

(www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/pdfs/amblyomma_variegatum.pdf). La tique se nourrit sur

des animaux domestiques ainsi que sur l’homme. Elle est le principal vecteur de Rickettsia

africae (Mediannikov et al., 2010), agent de la fièvre à tiques africaine ou « African Tick-Bite

Fever » (ATBF) (Kelly et al., 1996 ; Jensenius et al., 2003). Au Sud du Sénégal, Mediannikov

et collaborateurs ont rapporté une prévalence élevée de cette tique en 2010. Au Nord du

Sénégal la prévalence de cette tique est très faible. Nous pensons que cette différence

significative pourrait être due aux facteurs climatiques, car le Nord du Sénégal (Keur Momar

Sarr) est une région appartenant à la zone sahélienne (PAER Louga, 2007). Si nous nous

référons à la littérature classique, la tique A. variegatum exige des conditions climatiques

humides (Mediannikov et al., 2010). Ce qui pourrait expliquer la faible prévalence de la tique

dans le Nord du Sénégal.

III.2.2. Circulation des rickettsies dans la zone d’étude

Rickettsia africae

Nos enquêtes épidémiologiques, nous ont permis de détecter R. africae au Nord du

Sénégal. Cette rickettsie est l’agent de la fièvre à tiques africaine ou « african tick-bite fever »

(ATBF) (Kelly et al., 1996 ; Jensenius et al., 2003). Cet agent pathogène transmis par la tique

A. variegatum, a été décrit dans les années 30 par Pijper en Afrique du Sud, qui distingue

clairement la maladie de la fièvre boutonneuse méditerranéenne due à Rickettsia conorii, tant

sur le plan clinique qu’épidémiologique (Parola et Barre, 2004). Cet agent fut nommé R.

africae après les travaux de Kelly en 1990 au Zimbabwe (Kelly et al., 1996). En 2001, Raoult

et al. ont rapporté la présence d’une rickettsiose à tiques dans le monde, due à Rickettsia

africae chez des touristes européens provenant principalement de l’Afrique (Brouqui et al.,

2007). Très récemment Mediannikov et al. (2010) ont détecté par la technique de biologie

moléculaire (PCR), R. africae chez des tiques A. variegatum comme partout en Afrique et Rh.

http://www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/pdfs/amblyomma_variegatum.pdf



evertsi evertsi dans des zones rurales (Dielmo/Ndiop) du Sénégal. La rickettsie a été

auparavant détectée par PCR, dans plusieurs pays d’Afrique dont le Niger, le Mali, le Burundi

et le Soudan (Parola et al., 2001) et aussi dans des pays d’Afrique Equatoriale (Mediannikov

et al., 2010). L’histoire de R. africae dans les différentes régions où elle a été détectée est

comparable aux résultats que nous avons obtenus dans la région Nord du Sénégal. D’après

nos résultats une seule souche de R. africae a été isolée chez deux espèces de tiques

différentes A. variegatum comme partout en Afrique et H. marginatum rufipes.

L’identification de R. africae chez H. marginatum rufipes augmenterait l’aire de répartition de

cette rickettsie dans le nord, car la distribution du pathogène est fonction de l’aire de

répartition de son vecteur et de son hôte.

Rickettsia aeschlimannii

R. aeschlimanni, agent de la fièvre boutonneuse méditerranéenne ou « spotted fever

mediterranean » (SFM) (Parola et al., 2005), a été détectée chez H. impeltatum, H.

marginatum rufipes et Rh. evertsi evertsi. Après sa première détection chez H. impeltatum en

Egypte (Loftis et al., 2006), Afrique Nord-Est, nous rapportons ici sa deuxième détection chez

H. impeltatum en Afrique et la première en Afrique de l’Ouest. La bactérie a été considérée

comme un pathogène appartenant au groupe de la fièvre pourprée « spotted fever group »

(SFG), après son isolement chez la tique H. marginatum marginatum au Maroc (Beati et al.,

1997). Des souches identiques ont été auparavant isolées chez H. marginatum rufipes au

Zimbabwe, et chez H. marginatum marginatum au Portugal (Beati et al., 1995). R.

aeschlimannii a été aussi détectée plus tard au Niger et au Mali (Parola et al., 2001). Au

Sénégal elle a été détectée chez H. marginatum rufipes, Rh. evertsi evertsi et chez H.

truncatum collectées à partir des animaux domestiques à Dielmo / Ndiop (Mediannikov et al.,

2010). D’après nos résultats le nombre élevé d’espèces de tiques infectées par R.

aeschlimannii dans le Nord du Sénégal est comparable à celui du Sud. Avec le comportement

des éleveurs, vivant à proximité de leurs animaux, nous pensons que des cas d’infections

humaines sont possibles, d’autant plus que les travaux de Mokrani et al. (2008) ont confirmé

la pathogénicité de cette rickettsie. Les travaux de Matsumoto et al. (2004) ont montré la

transmision transtadiale et transovarienne de cette rickettsie chez la tique Hyalomma et qui

joue à la fois le rôle de vecteur et réservoir.



CONCLUSION ET PERSPECTIVES

L’étude des tiques dures dans le Nord du Sénégal comparée à celle de Dielmo/Ndiop,

nous permet de noter une prévalence très élevée de la population de tique Hyalomma

impeltatum, impliquée dans la transmission de nombreux pathogènes comme Rickettsia

aeschlimannii (Loftis et al., 2006). Cette tique est absente dans le sud (Walker et al., 2003).

De plus cette étude nous a permis de noter l’existence de la tique Amblyomma variegatum

dans le nord du Sénégal (région sahélienne) bien que sa prévalence et son abondance soient

faibles par rapport au sud du Sénégal. Les tiques Hyalomma marginatum rufipes et

Rhipicephalus evertsi evertsi ont des prévalences comparables aux résultats obtenus dans le

Sud du Sénégal. La tique Rhipicephalus guilhoni a été collectée bien qu’elle n’était pas

infectée comme c’était le cas à Dielmo/Ndiop. Nos résultats montrent la présence de tiques

ixodides de bétail fréquemment infectées par des rickettsies pathogènes. Ce qui nous amène à

penser qu’il pourrait y avoir des cas d’infections humaines.

Nos travaux nous ont permis de détecter 2 espèces de rickettsies du groupe boutonneux,

Rickettsia africae et R. aeschlimannii. R. africae agent de la fièvre à tiques africaine, a été

identifiée non seulement chez la tique A. variegatum comme partout en Afrique, mais aussi

chez H. marginatum rufipes. Il s’agit d’une première identification de R. africae chez cette

tique H. marginatum rufipes. Ce qui est très intéressante dans la connaissance de la

distribution de la fièvre à tiques africaine. R. aeschlimannii a été identifiée chez la tique H.

impeltatum qui est une première identification en Afrique de l’Ouest et chez H. marginatum

rufipes et Rh. evertsi evertsi comme le cas à Dielmo/Ndiop. Les prévalences élevées des

infections à Rickettsia évoquent un risque majeur de contamination des populations rurales.

Notre étude nous a permis de noter en outre une faible diversité des rickettsies dans le

Nord en comparaison avec les résultats des études réalisées dans le Sud (Dielmo/Ndiop).

Cependant, nos travaux doivent être complétés par une enquête séroépidémiologique

afin d’apprécier le degré d’exposition des populations à R. africae et à R. aeschlimannii. De

plus, la sensibilisation des cliniciens devrait permettre de décrire les premiers cas humains de

rickettsiose dans le Nord du Sénégal.



BIBLIOGRAPHIE

1. ALLSOPP MT, VAN STRIJP MF, FABER E, JOSEMANS AI & ALLSOPP BA, 2007.

Ehrlichia ruminantium variants which do not cause heartwater found in

South Africa. Vet Microbiol, 120: p. 158-166.

2. AUBRY P, Rickettsioses: Actualités 2009. 2009, 2010, Diplôme en

médecine tropicale de l'océan indien.

3. BEATI L, KELLY PJ, MATTHEWMAN LA, MASON P and RAOULT D, 1995.

Prevalence of Rickettsia-like organisms and spotted fever group

Rickettsiae in ticks (Acari : Ixodidae) from Zimbabwe. J Med Entomol, 32:

p. 787–792.

4. BEATI L, MESKINI M, THIERS B & RAOULT D, 1997. Rickettsia aeschlimannii

sp. nov., a new spotted fever group rickettsia associated with Hyalomma

marginatum ticks. Int J Syst Bacteriol., 47(2): p. 548-554.

5. BITAM I, PAROLA P, DE LA CRUZ KD, MATSUMOTO K & AL., 2006.First

molecular detection of Rickettsia felis in fleas from Algeria. Am J Trop Med

Hyg, 74: p. 532-535.

6. BROUQUI P, BACELLAR F, BARANTON G, BIRTLES RJ, BJOERSDORFF A,

BLANCO JR, CARUSO G, RAOULT D & AL., 2004. Guidelines for the diagnosis

of tick-borne bacterial diseases in Europe. Clin Microbiol Infect, 10(10): p.

1108-1132.

7. BROUQUI P, PAROLA P, FOURNIER PE & RAOULT D, 2007. Spotted fever

rickettsioses in southernand easternEurope. FEMS Immunol Med

Microbiol, 49: p. 2–12.

8. BUSSIERAS J and CHERMETTE R, 1991. Entomologie vétérinaire (Abrégé de

parasitologie vétérinaire, fascicule IV). Service de Parasitologie de

l'E.N.V.A :163p.

9. CAMICAS JL, HERVY J, ADAM F & MOREL PC, 1998. Les tiques du Monde

(Acarida, Ixodidea) : nomenclature stades décrits, hôtes, répartition.

Orstom Paris: p. 233 pp.

10. CAPELLI G, MONTARSI F, PORCELLATO E, MAIOLI G & AL., 2009. Occurrence

of Rickettsia felis in dog and cat fleas (Ctenocephalides felis) from Italy.

Parasit Vectors, 2: p. Suppl 1:S8.

11. CAZORLA C, SOCOLOVSCHI C, JENSENIUS M & PAROLA P, 2008. Tick-borne

diseases: tick-borne spotted fever rickettsioses in Africa. Infect Dis Clin

North Am, 22: p. 531–544.

12. CONOR A & BRUCH A, 1910.Une fièvre eruptive observée en Tunisie. Bull

Soc Pathol Exot Filial, 8: p. 492–496.

13. DANIEL M & DUSBABEK F, 1994. Micrometeorological and microhabitats

factors affecting maintenance and dissemination of tick-borne diseases in

the environment. In: Sonenshine DE, Mather TN eds. Ecological dynamics

of tick-borne zoonoses. NewYork: Oxford University Press: p. 91-138.



14. DESENCLOS J-C and LECOLLINET S, 2009.Les zoonozes transmises par les

vecteurs. Lutte antivectorielle en France: p. 92-195.

15. ESTRADA-PEÑA A, BOUATTOUR A, CAMICAS JL & WALKER AR, 2004. Ticks of

domestic animals in the Mediterranean region: a guide to identification of

species. University of Zaragoza, ITG Library, Zaragoza, Espagne: p. 131.

16. ESTRIPEAUT D, ARAMBURÚ MG, SÁEZ-LLORENS X, THOMPSON HA, DASCH GA,

PADDOCK CD & al., 2007. Rocky Mountain spotted fever, Panama. Emerg

Infect Dis, 13: p. 1763-1765.

17. GEAR JHS, 1938.South African typhus. S Afr J Med Sci, 3: p. 134-160.

18. GOODMAN JL, DENNIS DT & SONENSHINE DE, 2005. Tick-borne diseases of

humans. ASM Press,Washington, DC, USA.

19. HALL TA, 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment

editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl Acids Symp Ser,

41: p. 95–98.

20. HALOS L, 2005, Détection de bactéries pathogènes dans leur vecteur, les

tiques dures (Acarien : Ixodidae). Paris-Grignon, L’Institut National

Agronomique, 175p.

21. HOOGSTRAAL H, 1956.Ticks of the Sudan (With Special Reference to

Equatoria Province and with Preliminary Reviews of the Genera Boophilus,

Magaropus, and Hyalomma). 3.

22. HOVE T, SITHOLE N, MUNODZANA D & MASAKA S, 1998. Isolation and

characterization of a Babesia species from Rhipicephalus evertsi evertsi

ticks picked off a sable antelope (Hippotragus niger) which died of acute

babesiosis. Onderstepoort J Vet Res, 65: p. 75-80.

23. IBARRA V, OTEO JA, PORTILLO A, SANTIBÁ˜NEZ S, BLANCO JR, METOLA L &

AL. , 2006. Rickettsia slovaca infection: DEBONEL/TIBOLA. Ann N Y Acad

Sci., 1078: p. 206-214.

24. JENSENIUS M, FOURNIER PE, VENE S, HOEL T, HASLE G, HENRIKSEN AZ & AL.,

2003. African tick bite fever in travelers to rural sub-equatorial Africa. Clin

Infect Dis., 36: p. 1411-1417.

25. JIANG J, SOEATMADJI DW, HENRY KM & RATIWAYANTO S, 2006. Rickettsia

felis in Xenopsylla cheopis, Java, Indonesia. Emerg Infect Dis, 12: p. 1281-

1283.

26. KELLY PJ, BEATI L, MASON PR, MATTHEWMAN LA, ROUX V & RAOULT D,

1996. Rickettsia africae sp. nov., the etiological agent of African tick bite

fever. Int J Syst Bacteriol, 46: p. 611-614.

27. KELLY PJ, MATTHEWMAN LA, BEATI L, RAOULT D, MASON P & AL., 1992.

African tick-bite fever: a new spotted fever group rickettsiosis under an old

name. Lancet, 340: p. 982–983.

28. KLOMPEN JHS, BLACK WC, KEIRANS JE & OLIVER JH, 1996. Evolution of

ticks. Annu Rev Entomol, 41: p. 141-161.

29. LABRUNA MB, OGRZEWALSKA M, MORAES-FILHO J, LEPE P & AL.,

2007.Rickettsia felis in Chile. Emerg Infect Dis, 13: p. 1794-1795.



30. LAGIER JC, DOUDIER B & PAROLA P, 2009. Rickettsioses. Elsevier Masson

SAS, 4-1110: p. résumé.

31. LOFTIS AD, REEVES WA, SZUMLAS DE, ABBASSY MM, HELMY IM, MORIARITY

JR & DASCH GA, 2006. Rickettsial agents in Egyptian ticks collected from

domestic animals. Exp Appl Acarol, 40: p. 67–81.

32. MATSUMOTO K, PAROLA P, BROUQUI P & RAOULT D, 2004. Rickettsia

aeschlimannii in Hyalomma ticks from Corsica. Eur. J. Clin. Microbiol.

Infect. Dis, 23: p. 732-734.

33. MCNAUGHT JG, 1911.A tick-bite in the Union of South Africa. J R Army Med

Corps, 16: p. 505.

34. MEDIANNIKOV O, DIATTA G, FENOLLAR F, SOKHNA C, TRAPE JF & RAOULT D,

2010. Tick-borne rickettsioses, neglected emerging diseases in rural

Senegal. PLoS Negl Trop Dis, 4(9): p. e821.

35. MOKRANI N, PAROLA P, TEBBAL S, DALICHAOUCHE M, AOUATI A & AL.,

2008.Rickettsia aeschlimannii infection, Algeria. Emerg Infect Dis, 14: p.

1814-1815.

36. MURA A, SOCOLOVSCHI C, GINESTA J, LAFRANCE B, MAGNAN SE, ROLAIN JM,

DAVOUST B, RAOULT D & PAROLA P, 2008. Molecular detection of spotted

fever group rickettsiae in ticks from Ethiopia and Chad. sciences direct,

102: p. 945—949.

37. NGWAMIDIBA M, RAOULT D & FOURNIER PE, 2006. Les Rickettsies :

caractères microbiologiques, identification, relations avec les arthropodes,

pathogénie des infections (2e partie). Elsevier Masson SAS, 8(3): p. 166-

174.

38. PAROLA P & BARRE N, 2004. Rickettsia africae, agent de la fièvre à tique

africaine : un pathogène émergent dans les Antilles et l’Ile de La Réunion.

Bull Soc Pathol Exot, 97(3): p. 193-198.

39. PAROLA P, INOKUMA H, CAMICAS JL, BROUQUI P and & RAOULT D, 2001.

Detection and identification of spotted fever group Rickettsiae and

Ehrlichiae in African ticks. . Emerg. Infect. Dis., 7: p. 1014-1017.

40. PAROLA P & RAOULT D, 2001. Ticks and Tickborne Bacterial Diseases in

Humans: An Emerging Infectious Threat. Clinical Infectious Diseases, 32:

p. 897–928.

41. PAROLA P, PADDOCK CD & RAOULT D, 2005. Tick-borne rickettsiosis around

the world: emerging diseases challenging old concepts. Clin Microbiol Rev,

18(4): p. 719-756.

42. PÉREZ-EID C, 2007. Les tiques. Identification, biologie, importance médicale

et vétérinaire. Coll. Monographies de microbiologie: p. 314 p.

43. PHILIP CB, HOOGSTRAAL H, REISS-GUTFREUND R & CLIFFORD CM, 1966.

Evidence of rickettsial disease agents in ticks from Ethiopian cattle. Bull

World Health Organ, 35: p. 127–131.

44. PIJPER A, 1936. Etude expérimentale comparée de la Fièvre boutonneuse

et de la tick-bite-fever. Arch Inst Pasteur Tunis, 25: p. 388-401.



45. RAOULT D & PAROLA P, 2008. Rocky Mountain spotted fever in the USA: a

benign disease or a common diagnostic error? Lancet Infect Dis Clin North

Am, 8(10): p. 587–589.

46. RAOULT D & ROUX V, 1997. Rickettsioses as paradigms of new or emerging

infectious diseases. Clin Microbiol Rev., 10: p. 694-719.

47. REGNERY R, SPRUILL C and PLIKAYTIS B, 1991.Genotypic identification of

Rickettsiae and estimation of intraspecies sequence divergence for

portions of two rickettsial genes. J Bacteriol, 173(5): p. 1576-1589.

48. REIF KE & MACALUSO KR, 2009. Ecology of Rickettsia felis: a review. J Med

Entomol, 46: p. 723-736.

49. RENVOISÉ A & RAOULT D, 2009. An update on rickettsiosis. Medecine et

maladies infectieuses, 39: p. 71-81.

50. ROVERY C & RAOULT D, 2008. Mediterranean spotted fever. Infect Dis Clin

North Am, 22(3): p. 515-530.

51. SACKAL C, LAUDISOIT A, KOSOY M, MASSUNG R & AL., 2008. Bartonella spp.

and Rickettsia felis in fleas, Democratic Republic of Congo. Emerg Infect

Dis, 14: p. 1972-1974.

52. SANT’ANNA JF, 1912. On a disease in man following tick-bites and

occurring in Lourenco Marques. Parasitology, 4: p. 87–88.

53. SOCOLOVSCH C, MEDIANNIKOV O, SOKHNA C, TALL A, DIATTA G, BASSENE H

and AL E, 2010. Rickettsia felis-associated uneruptive fever, Senegal.

Emerg Infect Dis, 16(7): p. 1140-1142.

54. SOCOLOVSCHI C, DOUDIER B, PAGES F & PAROLA P, 2008. Tiques et

maladies transmises à l’homme en Afrique. Med Trop, 68(2): p. 119-133.

55. WALKER A-R, BOUATTOUR A, ESTRADA-PEÑA A, HORAK I-G, LATIF A-A,

PEGRAM R-G and PRESTON P-M, 2003.Ticks of Domestic Animals in Africa:

a Guide to Identification of Species.

56. WALKER J-B, KEIRANS J-E and HORAK I-G, 2000.The Genus Rhipicephalus

( Acari, Ixodidae): a Guide to the Brown Ticks of the World.

57. WEISBURG WG, DOBSON ME, SAMUEL JE, DASCH GA, MALLAVIA LP, BACA O

& AL., 1989. Phylogenetic diversity of the Rickettsiae. J Bacteriol, 171: p.

4202–4206.

58. ZELLER HG, CORNET JP, DIOP A & CAMICAS JL, 1997. Crimean-Congo

hemorrhagic fever in ticks (Acari: Ixodidae) and ruminants: field

observations of an epizootic in Bandia, Senegal (1989-1992). J Med

Entomol, 34: p. 511-516.

59. ZHU Y, FOURNIER PE, EREMEEVA M & RAOULT D, 2005. Proposal to create

subspecies of Rickettsia conorii based on multi-locus sequence typing and

an emended description of Rickettsia conorii. BMC Microbiol, 5: p. 11.



Annexe 1

Protocol d’extraction d’ADN au CTAB, à partir d’une tique entière

Les tiques ou tissus doivent être nettoyés dans l’alcool et à secs.

1- Broyer chaque tique dans 200µl de CTAB à 2%,

2- Mettre au Bain-Marie à 65°c pendant 5 minutes,

3- Ajouter 200µl de chloroforme – Mélanger par vortex/inversion.

4- Centrifuger 5 minutes à 12000tours/munite (trs/mn),

5- Prélever la phase supérieure et la mettre dans un autre tube,

6- Ajouter 200µl d’isopropanol dans le surnageant - Bien mélanger par vortex/inversion

7- Centrifuger 15 minutes à 12000trs/mn,

8- Vider l’isopropanol, bien égoutter et ajouter 200µl d’éthanol 70%,

9- Centrifuger à 5 minutes à 12000trs/mn,

10- Vider l’éthanol,

11- Sécher le culot 5 minutes maximum au speed-vac,

12- Reprendre dans 200µl de tampon d’élution (ou l’eau distillée DNase/RNase free),

13-stocker la solution à T (+2 - +8)



Annexe 2

Préparation du Gel d’agarose

Préparer un gel à 1,5% d’agarose

1- Peser 1,5 g d’agarose pour 100 ml de tampon TAE.

2- Mélanger puis chauffer à la micro-onde jusqu’à la dissolution complète de l’agarose (le

mélange doit être clair sans bulle) environ 2 minutes.

3- Laisser se refroidir un peu et ajouter 5µl de BIOTIUM pour 100ml environ une goutte.

Préparer la cuve et couler le gel dans le portoir

1- Attendre que le gel soit bien sec avant de retirer les peignes environ 15 minutes.

2- Placer le portoir dans la cuve, remplir de tampon TAE à 1X, ôter les arrêtoirs

3- Charger les puits de 10µl d’amplicons mélangés au tampon de charge (sur PARAFILM)

4- Mettre 2,5 µl de marqueur de taille (small larder) à une extrémité

5- Couvrir la cuve

6- Laisser migrer le gel 25 minutes à 100V

7- A la fin de la migration, éteindre le courant, enlever le couvercle et sortir le portoir, le

placer sur le trans-illuminateur, et visualiser les bandes fluorescentes à l’obscurité.



Annexe 3

Amplification du gène ompA spécifique du groupe boutonneux des rickettsies

Identification de rickettsies pathogènes chez les tiques...

Documents

Transcript of Identification de rickettsies pathogènes chez les tiques...