GUIDE DE PRELEVEMENT DES ECHANTILLONS … · 22-Prélèvement de liquide articulaire .63...

HIA BEGIN

Fédération de Biologie Médicale

Fiche technique Code : B-PR1-PREA-F11 Version n°3

Guide des prélèvements Date d'application : 15/06/2017

Page : 1 / 92

VERSION COMMENTAIRE DATE 1 Création 25/03/2016 2 Ajout fiches réflexes de

bactériologie 15/09/2016

3 Ajout fiche réflexe prescription d'un examen urgent

15/06/2017

Rédaction Vérification Approbation Validation Date : 24/02/2017 Fonction : Apprentie qualité Nom : ZIDANI Amel Visa : Informatique

Date : 10/05/2017 Fonction : Adjoint Nom :LARRECHE Sebastien Visa : Informatique

Date : 14/06/2017 Fonction : Chef de service Nom : MERENS Audrey, CEPPA Franck Visa : Informatique

Date : 15/06/2017 Fonction : RAQ Nom : RIPPERT Sophie Visa : Informatique

HIA BEGIN

FEDERATION DES LABORATOIRES

GUIDE DE PRELEVEMENT DES ECHANTILLONS BIOLOGIQUES

HIA BEGIN




Page : 2 / 92

Sommaire

1-Textes réglementaires et documents de référence……………………………………………………………………..……..….3 2-Consignes générales préalables à tout prélèvement…………………………………………………………………….…..…..4 2.1 Modalités d’accès intranet/internet aux examens de biologie……………………………………………………………..….4 2.2 Prescription d’un bilan pour les unités extérieures ou en mode dégradé (panne SIH)…………………………………..…6 2.3 Prise en charge des examens provenant des Centres médicaux des Armées (CMA)……………………………………..7 2.4 Conduite à tenir avant tout prélèvement………………………………………………………………………………….…..….8 2.5 Conduite à tenir devant un incident lié au prélèvement………………………………………………………………………..9 2.6 Motifs de non réalisation des analyses liées au prélèvement………………………………………………………………..10 2.7 Plan d’accueil des prélèvements au laboratoire…………………………………………………………………..………..…11 2.8 Utilisation du pneumatique………………………………………………………………………………………….………..…..12 3-Prélèvements sanguins…………………………………………………………………………………………………………..…15 3.1-Prélèvement veineux……………………………………………………………………………………………………………..15 3.1.1-Exigences pré-analytiques spécifiques à l’hémostase…………………………………………………………………...…17 3.2-Prélèvement artériel pour gaz du sang………………………………………………………………………..………………..18 3.3-Prélèvement capillaire………………………………………………………………………………….…………………………22 3.4-Hémocultures………………………………………………………………………………………………………………………22 4-Prélèvement d’urines pour ECBU………………………………………………………………………………………………….26 5-Recueil des urines de 24 h…………………………………………………………………………………………………………31 6-Recueil des urines de 24h pour dosage des métanéphrines urinaires………………………………………………………..33 7-Recueil des urines – compte d’Addis……………………………………………………………………………………………...36 8-Prélèvements vaginal, uréthral, de chancre, recherche d’IST………………………………………………………………….37 9-Prélèvement de liquide céphalorachidien…………………………………………………………………………………………48 10-Biopsie cutanée……………………………………………………………………………………………..……….…….………51 11-Biopsie cutanée exsangue – recherche de microfilaires d’Onchocerca volvulus…………………………………………..52 12-Biopsie osseuse……………………………………………………………………………………………………………………53 13-Biopsie autres tissus……………………………………………………………………………………………………………….53 14-Prélèvement de pus………………………………………………………………………………………………………………..54 15-Prélèvement superficiel cutané pour recherche virologique (HSV, VZV)……………………………………………………56 16-Prélèvement nasopharyngé-coqueluche et virus respiratoire type grippe…………………………………………………..57 17-Prélèvement respiratoire………………………………………………………………………………………………………….59 18-Prélèvement bactériologique ORL………...……………………………………………………………………………………..60 19-Prélèvement oculaire………………………………………………………………………………………………………………61 20-Prélèvement de cathéter…………………………………………………………………………………………………………..61 21-Prélèvement pour dépistage de bactéries multirésistantes (BMR)…………………………………………………………..62 22-Prélèvement de liquide articulaire……………………………………………………………………………………………….63 23-Prélèvement liquide de séreuse (plèvre, péritoine, péricarde)……………………………………………………………….65 24-Prélèvement liquide d’ascite………………………………………………………………………………………………………67 25-Prélèvement bile……………………………………………………………………………………………………………………69 26-Recueil des selles pour réalisation d’un examen bactériologique……………………………………………………………70 27-Recueil des selles pour réalisation d’un examen parasitologique……………………………………………………………71 28-Prélèvement urinaire pour recherche d’œuf de Bilharzie………………………………………………………………….…..72 29-Scotch test anal-recherche d’œufs d’oxyure…………………………………………………………………………….……...73 30-Recherche de gale : ectoparasite Sarcoptes scabei………………………………………………………………………..….74 31-Recherche de Demodex…………………………………………………………………………………………………….…….76 32-Prélèvement mycologique des ongles…………………………………………………………………………………..………77 33-Prélèvement mycologique des lésions cutanées, des plis et des muqueuses………………………………………..…….79 34-Prélèvement mycologique des régions pileuses…………………………………………………………….…………………81 35-Ponction médullaire-myélogramme……………………………………………………………………………………………...84 36-Récapitulatif contenant, nom, lieu où se le procurer et modalités de stockage………………………………….…………86 37- Fiche réflex : Prescription d’un exament Urgent au laboratoire………………………………………………………...……87 POUR FACILITER VOTRE RECHERCHE : CTRL-F et taper le mot clef

HIA BEGIN




Page : 3 / 92

1. TEXTES REGLEMENTAIRES ET DOCUMENTS DE REFERENCE TEXTES REGLEMENTAIRES - Décret n° 2002-660 du 30 avril 2002 relatif aux conditions de transmission de prélèvements biologiques aux laboratoires d’analyse de biologie médicale : « Les prélèvements destinés à être transmis à un laboratoire de biologie médicale doivent être parfaitement identifiés . Ils le sont par le nom patronymique, le nom marital ou usuel, le prénom la date de naissance et le sexe du patient, mentionnés par le professionnel de santéau moment du prélèvement » « Les personnes impliquées dans le prélèvement et sa transmission se conforment aux procédures que le laboratoire qui réceptionne l’échantillon a établies en application des dispositions du GBEA. Le directeur ou le directeur adjoint du laboratoire à qui a été transmis l’échantillon le refuse s’il n’est pas conforme aux procédures pré-citées » - Arrêté du 20 juin 2003 fixant la présentation de la fiche de prélèvement de biologie médicale. - Circulaire n°2006-90 du 2 mars 2006 relative aux droits des personnes hospitalisées : « Un dépistage ne peut être réalisé qu’avec le consentement préalalable de la personne, sauf dans certains cas exceptionnels ou ce dépistage est obligatoire (don de sang, d’organes…). Aucun dépistage ne peut être fait à l’insu du patient, ce qui constituerait une violation de sa vie privée. Un dépistage volontaire peut être proposé au patient, dans le respect des règles rappelées par la circulaire n) 684 bis du 28 octobre 1987 relative au dépistage du VIH, dont celle du libre consentement après information personnalisée » - Code du travail - Partie réglementaire. Titre II : Prévention des risques biologiques (applicable juin 2012) - Ordonnance n° 2010-49 relative à la biologie médicale « « Art. L. 6211-15. − Lorsque la totalité ou une partie de la phase pré-analytique de l’examen est réalisée en dehors du laboratoire et dans un établissement de santé dont relève ce laboratoire et que le professionnel de santé qui réalise cette phase n’appartient pas au laboratoire mais exerce au sein de l’établissement de santé, les procédures applicables sont déterminées par le biologiste-responsable du laboratoire de biologie médicale. Le directeur de l’établissement veille à leur application. DOCUMENTS DE REFERENCE - Norme NF EN ISO 15189 Décembre 2012 chapitre 5.4 - Document du Cofrac SH REF 02 version en cours : « Recueil des exigences spécifiques pour l’accréditation des laboratoires de biologie médicale » - Référentiel HAS V2010 Critères 21.a et 21.b « La prise en charge des analyses de biologie médicale »*

HIA BEGIN




Page : 4 / 92

2. CONSIGNES GENERALES PREALABLES A TOUS PRELEVEMEN TS 2.1 Modalités d’accès intranet/internet aux examens de biologie INTRANET Sur la page de l’HIA Bégin, accéder au site spécifique du laboratoire via « services médico techniques – Fédération des laboratoires »

HIA BEGIN




Page : 5 / 92

Pour accéder au guide des examens

Recherche alphabétique

HIA BEGIN




Page : 6 / 92

INTERNET : site du labatoire www.docvadis.fr/biologie-medicale-begin/urgences.html

2.2 Prescription d’un bilan pour les unités extérieures ou en mode dégradé (panne SIH) Bons de prescription sur la base du site de la fédération (cf ci-dessous)

- Veillez à remplir tous les items demandés :

- Identification du service ou de l’unité avec les coordonnées pour joindre rapidement le prescripteur en cas de résultat jugés alarmant. - Identification précise et univoque du patient (nom, nom de naissance, prénom, date de naissance). - Date et heure du prélèvement. - Identité claire et signature du médecin prescripteur et du préleveur. - Renseignements cliniques pertinents.

- Cocher les cases correspondantes aux examens souhaités. - Noter dans la partie «autres demandes» les examens ne figurant pas sur le bon. - Remplir si besoin un consentement patient dans le cas des examens de génétiques moléculaires, un bon de commande pour les examens sous-traités ou un bon de renseignement clinique si demandé pour les examens particuliers.

HIA BEGIN




Page : 7 / 92

2.3 Prise en charge des examens provenant des Centres Médicaux des Armées

2.3.1 - Prise en charge administrative Le jour du prélèvement, et en dehors d’une visite d’aptitude s’assurer de détenir les documents suivants : - Attestation de la carte vitale, - Carte vitale, - Justificatif de domicile et copie de mutuelle. Ces documents permettent de vérifier l’identité du patient, sa couverture sociale ainsi que son adresse. Ces renseignements sont indispensables à la saisie unique des données dans le Système Informatique. Cas particulier : le patient n’est pas en possession de son attestation de carte vitale : * Si l’antenne médicale possède le lecteur de carte Vitale : lire la carte vitale et imprimer l’attestation. * Si l’antenne médicale ne peut pas éditer l’attestation : lors du dépôt des prélèvements au laboratoire, le transporteur, en possession des cartes vitales et autres documents nécessaires devra effectuer les formalités administratives au SHSE de l’hôpital. 2.3.2 - Envois des tableaux prévisionnels des prélèvements Dans le cadre de la prise en charge optimale des examens biologiques, il est demandé aux Antennes Médicales d’envoyer par voie informatique, le tableau prévisionnel des prélèvements dument renseigné. Cette liste doit être acheminée, par voie informatique, 48 heures à l’avance ou le jour même avant 09 heures si la liste n’excède pas 8 personnes. IMPORTANT : vérifier si les adresses personnelles sont à jour Pour les bilans VMP (visite médicale périodique) indiquer G = gratuit. Pour les bilans hors VMP (ex : prescription médecin traitant) indiquer P = payant. Concernant les bilans d’incorporation BSPP cette liste doit être fournie 48 heures avant en jours ouvrés (afin qu’elle soit transmise au S.H.S.E de l’hôpital) Contacter le secrétariat de la fédération des laboratoires pour tous renseignements concernant l’envoi par fax des tableaux au 01.43.98.47.12. 2.3.3 – Accueil au laboratoire 1- Passage au SHSE pour les formalités administratives, muni des justificatifs suivants : copie

pièce d’identité, carte vitale, copie justificatif de domicile et mutuelle. 2- Passage à la réception du laboratoire pour le dépôt des bons de prescriptions avec les tubes. 3- Emargement de la feuille de présence. 4- Horodatage de chaque bon de prescriptions. 5- Passage au secrétariat du laboratoire pour vérification des couvertures des patients et

récupération éventuelle des résultats effectués dans les pochettes navettes pour chaque antenne médicale concernée.

HIA BEGIN




Page : 8 / 92

2.4 Conduite à tenir avant tout prélèvement

Règles générales - Indiquer au patient les raisons de la ponction veineuse. - Installer confortablement le patient (assis ou couché) dans la position requise de façon à ce que la zone à prélever soit dégagée, non comprimée et bien éclairée et veiller tout au long des opérations au confort physique et psychique du patient. - Proposer un produit anesthésique contre la douleur si besoin. - Respecter les conditions d’hygiènes (se référer aux modes opératoires du CLIN disponibles sur le site intranet de l’HIA Bégin). - Vérifier que le patient est bien dans des conditions permettant d’effectuer les examens prescrits (jeûne, repos, régime alimentaire particulier pour certaines analyses, absence de thérapeutique pouvant interférer sur les résultats…) - Vérifier l’identité du patient (nom, prénom, date de naissance) ainsi que la concordance de cette identité sur la prescription. - Vérifier la prescription. - Préparer les feuilles de demande d’examen et les étiquettes : - via Amadeus (cf prescription bilan via AMADEUS) - manuellement si en conditions dégradées ou externes (cf 2.2) - Vérifier les modalités de prélèvement et d’acheminement. - Vérifier si besoin l’existence du consentement. - Respecter les conditions de prélèvement. - Préparer le matériel et vérifier sa conformité (date de péremption, aspect…). - Identifier les échantillons au moment du prélèvement Si nécessaire consulter le guide des examens ou les fiches à la fin du guide des prélèvements LE NON RESPECT DES CONDITIONS PREANALYTIQUES PEUT E TRE RESPONSABLE DE RESULTATS ERRONES - Mettre en œuvre les précautions standards d’hygiène (hygiène des mains, port des gants, collecteur à objets piquants coupants)…

Recommandations pour la conservation et le transport

Après le prélèvement, des altérations de l'échantillon peuvent être induites par le délai ou les conditions de stockage. - Respecter les règles générales suivantes :

- Éviter de secouer les tubes (risque d'hémolyse) mais les mélanger par retournements doux. - Stocker les tubes verticalement. - Éviter l'effet de la lumière pour les paramètres sensibles : bilirubine, vitamines C, A et E, porphyrines, folates - Conserver les prélèvements pour cryoglobulines à 37°C jusqu'à leur arrivée au laboratoire

Délais à respecter entre prélèvement et prise en charge par le laboratoire à voir pour chaque paramètre dans le répertoire des analyses.

HIA BEGIN




Page : 9 / 92

2.5 Conduite à tenir devant un incident lié au prélèvement 2.5.1. Incident ou accident concernant le patient :

Incident ou Accident

Cause Conduite à tenir

Malaise du patient qui reste cependant conscient

Anxiété, jeûne, … Rassurer le patient. Arrêter le prélèvement et faire comprimer par le patient le point de prélèvement. Incliner le dossier du fauteuil de manière à ce qu’il soit le plus allongé possible. Relever les jambes du patient de manière à ce qu’elles soient plus hautes que la tête et le couvrir si nécessaire. Eviter la perte de connaissance en retenant l’attention du patient. Faire prévenir un biologiste ou un médecin sans laisser le patient seul. Tracer l’incident dans le logiciel informatique de soin.

Hématome au point de prélèvement

Garrot trop serré, veine trop fine ou mobile, ponction hésitante, patient agité…

Rassurer le patient. Compresser le point de prélèvement. Poser une compresse alcoolisée.

Perte de connaissance du patient

Anxiété, jeûne +/- causes médicales

Arrêter le prélèvement Incliner le dossier du fauteuil de manière à ce qu’il soit le plus allongé possible Relever les jambes du patient de manière à ce qu’elles soient plus hautes que la tête et le couvrir si nécessaire. Si ces mesures sont insuffisantes, débuter l’oxygénothérapie à 12L/mn (si disponible). Faire prévenir un médecin sans laisser le patient seul. Si nécessaire appeler le SAU (92.5001). Remarque : en cas de crise convulsive mettre le patient en position latérale de sécurité et débuter l’oxygénothérapie à 12L/mn (si disponible). Appeler le SAU (92.5001). Tracer l’incident dans le logiciel informatique de soin.

Chute du patient consécutive au prélèvement

Anxiété, jeûne +/- causes médicales

Si le patient est inconscient, le mettre en position latérale de sécurité et vérifier les constantes. S’il est conscient, Relever les jambes du patient de manière à ce qu’elles soient plus hautes que la tête et le couvrir si nécessaire. Faire prévenir un médecin ou un biologiste sans laisser le patient seul. Si nécessaire appeler le SAU (92.5001). Tracer l’incident dans le logiciel informatique de soin.

2.5.2. Accident concernant le préleveur :

En cas d’AES, se référer à la procédure transversale de l’hôpital QUA-MO-172 Prise_en_charge_médicale_des_personnels_lors_d'un_AES

HIA BEGIN




Page : 10 / 92

2.6 Motif de non réalisation des analyses liées au prélèvement

Les critères de rejet des prélèvements sont disponibles au laboratoire dans le document B-PR1-PREA-Q04 version en cours « Arbre décisionnel des non conformités » 2.7 Plan d’accueil des échantillons au laboratoire.

Le laboratoire se trouve en face du Centre de Consultations Centralisées – Aile Sud – Rez de chaussée.

Les différents flux au sein du laboratoire sont résumés sur le schéma ci-dessous.

HIA BEGIN




Page : 11 / 92

Vestiaire

Anatomo-cyto-pathologie

Zone technique

Zone de stockage

Anatomo-cyto-pathologie

Anatom

o-cyto-pathologie

Zone administrative

Réception centralisée

Zone technique

Zone technique

Zone réfrigérée

Sanitaire

local détente

Zone technique

Accès au laboratoire, entrée :

; Issus de secours : ; Flux des livraisons ; Flux des patients ; Flux des échantillons biologiques

HIA BEGIN




Page : 12 / 92

2.8 Utilisation du pneumatique Le réseau pneumatique fonctionne 24h sur 24, il achemine certains prélèvements par l’intermédiaire de « sacs parachutes » depuis le Service d’accueil des urgences vers la fédération des laboratoires.

A partir de 00h00 jusqu’à 8 heures, appeler systématiquement le technicien de garde au 925032 ou 925131 pour avertir les techniciens d’un envoi

� Prélèvements particuliers :

Prélèvements pour urgence vitale, Hémocultures, LCR, OS, gaz du sang, Groupage sanguin et RAI en vue de transfusion urgente……

Acheminement par voie pédestre uniquement

1. REGLES DE BONNE PRATIQUE

� Les prélèvements sont insérés dans des sachets de transport avec un biobuvard et accompagnés du bon de prescription.

Le respect des couleurs des sachets de transport doit être conservé : BLEU : Dépôt de sang ROUGE : Bilans urgents – Immédiat sur Amadeus TRANSPARENT : Routine

� Conditionner les sachets dans les sacs parachutes � Envoi régulier tous les 3 ou 4 patients prélevés, � 10 tubes maximum par sac « parachute », � Si tube isolé, rajouter 1 ou 2 essuie-tout dans le sac afin de créer du volume et faciliter le départ du sac. � Contenants hermétiquement fermés.

2. LES RISQUES DE BLOCAGE

Attention, il y a un risque de blocage si :

� Le sac est mal introduit, � Le sac est mal collé, mal conditionné : trop petit, trop gros, les ailettes mal ouvertes.

HIA BEGIN




Page : 13 / 92

3. L’UTILISATION Départ vers le haut Départ vers le bas flèche du sac flèche du sac vers le haut vert le bas � Placer plusieurs sachets (contenant au total une dizaine de tubes) dans le « sac parachute » � Enlever la bandelette protectrice, fermer le sac le long du pointillé noir � Présenter la clef accrochée sur la gare devant le bouton de la destination choisie, la porte s’ouvre � Introduire le « sac parachute » dans la gare une main dans l’un des cotés du parachute afin de bien ouvrir

l’ailette � Fermer la porte en la poussant jusqu’à ce qu’elle soit verrouillée � Vérifier que le voyant jaune de présence du « sac parachute » est allumé, sinon replacer le sac correctement � Le voyant vert d’occupation s’allume au bout de quelques secondes, l’envoi du sac est pris en compte. Si la

ligne est occupée l’envoi peut mettre plusieurs minutes. 4. LES ALARMES

� Jaune fixe : présence d’une pochette dans la gare (s’éteint dès que la pochette est envoyée) � Vert fixe : présence d’une pochette dans le réseau, mise en instance possible � Rouge clignotant : pochette restée dans la station, la vérifier, la remettre en place � Si alarmes : Vert clignotant ou rouge fixe téléphoner

Au 924706 ou 925131de 17h à 8h et samedi, A partir de 20h00 au 5926 ou 4939.

5. MAINTENANCE DE LA GARE

Prévoir une fois par mois, le nettoyage de la gare pneumatique avec un essuie-tout enduit d’anti-adhésif

puis rinçage à l’alcool à 70°.

6. AFFICHAGE SYNTHETIQUE

Présence

Occupation

Alarme

HIA BEGIN




Page : 14 / 92

14

Prélèvement autorisés dans le pneumatique

Prélèvement interdits dans le pneumatique

Couleur du sachet à respecter : Groups sanguin RAI « Immédiat » Routine

Lien avec le laboratoire : De 8h30 à Minuit : Ne pas signaler l’envoi De Minuit à 8h : Envoi à signaler obligatoirement Contacts : 925032 (Biochimie/sérologie)

925131 (Biologie/bactériologie/dépôt de sang)

Groupe RAI pour transfusion

HIA BEGIN




Page : 15 / 92

15

3. PRELEVEMENTS SANGUINS 3.1 Prélèvement veineux Préparation du patient Expliquer au patient l’indication et l’intérêt du geste ;

Vérifier que le patient soit bien dans les bonnes conditions (à jeun si nécessaire, …)

Recueil des renseignements Indiquer sur la feuille de demande d’analyses tout renseignement clinique nécessaire à la prise en charge optimale des demandes d’examens (type de traitement anticoagulant, bilan initial…)

Matériel - Plateau de prélèvement (compresses, antiseptiques, garrot,…) - Chlorhexidine alcoolique 0,5 % - Tubes pour prélèvements (se référer aux recommandations de la feuille de prescription « Amadeus » pour le choix et le nombre de tubes à prélever) - Corps de pompe - Aiguilles sécurisées - Gants à usage unique - Container d’élimination des déchets piquants, coupants, tranchants - Sacs d’élimination DASRI - Sac de transport pour prélèvements biologiques de couleur appropriée - Bons d’examens ou demande d’analyses et étiquettes patients

Réalisation du prélèvement - Préparer le matériel ; - Vérifier l’identité du patient et la prescription médicale : recueillir et/ou vérifier les informations administratives, physiopathologiques et thérapeutiques ; - Installer confortablement le patient ; - Fixer le garrot ; - Demander au patient de serrer le poing ; - Repérer le site de ponction ; - Appliquer l’antiseptique recommandé selon le protocole en vigueur dans l’établissement ; - Adapter l’aiguille au corps de pompe ; - Retirer le capuchon ; - Piquer avec un angle de 15° par rapport au plan cutané, biseau tourné vers le haut, en tendant la peau ; - Prendre le premier tube selon l’ordre préconisé sur la page suivante et l’insérer au niveau du corps de pompe en exerçant une légère pression sur le fond du tube tout en maintenant le corps de pompe. - Retirer le tube lorsque l’écoulement sanguin a cessé en veillant bien au bon remplissage de celui-ci ; - L’homogénéiser par 5 retournements lents. Cette étape est particulièrement importante pour le tube citraté d’hémostase + remplissage jusqu’au trait ; - Poursuivre avec les tubes suivants comme indiqué ci dessous ; - Retirer le garrot ; - Retirer l’aiguille et la sécuriser ; - Comprimer le site de ponction pendant au moins 30 secondes à l’aide d’une compresse sèche, le bras tendu (si le patient est sous anticoagulant, on augmentera ce temps) ; - Couvrir le site de ponction à l’aide d’un pansement sec ; - Etiqueter les tubes au nom du patient sans cacher la limite de

HIA BEGIN




Page : 16 / 92

16

remplissage ; - S’identifier : le nom du préleveur doit figurer sur le bon AMADEUS ou sur la demande d’analyses ; - Déposer les tubes, accompagnés des bons d’examens, dans un sac de transport prévu à cet effet (sachet rouge : bilan urgent, sachet transparent : bilan de routine) ;

Identito-vigilance Vérification de la concordance de l’identité du patient et celle de l’étiquette collée sur le tube et du bon de prescription.

Transport � Respecter les conditions de transport indiquées sur le bon de demande « Amadeus » (glace, abri de la lumière,...)

� Transporter dans une mallette rigide identifiée « Prélèvements biologiques » et UN 3373

� A l’arrivée au laboratoire, sortir le sachet de la mallette. Horodater la feuille de prescription sur une zone blanche. Déposer le prélèvement

HIA BEGIN




Page : 17 / 92

17

3.1.1 Exigences pré-analytiques spécifiques à l’hémostase L’étape pré-analytique est particulièrement critique pour les analyses d’hémostase. Le prélèvement Les conditions idéales requièrent un patient à jeun au repos depuis plus de 5 minutes, le matin à jeun, voire après un déjeuner léger sans matière grasse. La caféine et le tabac sont déconséillés. L’exercice physique provoque une élévation des globules blancs par démarginalisation et une augmentation des plaquettes. Une activation statistiquement significative de la coagulation et de la fibrinolyse peut être constatée par une augmentation des D-dimères. Pendant le prélèvement Si une perfusion est posée, le site de prélèvement choisi en est éloigné. Le garrot doit être peu serré et posé peu longtemps (< 1minute) afin d’éviter toute activation des cellules endothéaliales et de la fibrinolyse. L’ordre des tubes est fondamental, le tube citraté doit être prélevé en 2e position après un tube dit de purge. Si la ponction veineuse est franche et que la prescription ne comporte que des analyses courantes d’hémostase, le premier tube peut être le tube citraté. Si un prélèvement sur cathéter est réalisé il faudra veiller à rejeter un volume de sang qui tient compte de l’espace mort que représente le cathéter (environ 5 à 10 mL). Le remplissage à plus de 90% est impératif pour conserver le rapport citrate/sang du patient. Après le prélèvement Les échantillons doivent être transportés en position verticale au laboratoire afin d’éviter le contact avec le bouchon et à température ambiante. Une température de +2 à + 4°C est proscrite. Les échantillons doivent être achéminés rapidement au laboratoire.

HIA BEGIN




Page : 18 / 92

18

3.2 Prélèvement artériel pour gaz du sang Préparation du patient Expliquer au patient l’indication du prélèvement en le

sensibilisant à son caractère parfois douloureux. Lui indiquer la position à prendre suivant le site de la ponction artérielle et l’installer confortablement. Si la ponction est réalisée en radial, retourner la main en hyperextension.

Renseignements cliniques à fournir

Demander au patient s’il a un traitement anticoagulant ou antiagrégant. Mentionner sur le bon AMADEUS la température du patient, sa FiO2 et le mode de ventilation.

Matériel Plateau, protection, compresse stérile, crème anesthésique, antiseptique, sérum physiologique, seringue sécurisée spécifique pour gazométrie.

Pansement compressif, collecteur pour objet piquants/tranchants, gants stériles non poudrés à usage unique. Sac de transport pour prélèvement biologique urgent (sachet rouge), bon d’examen, étiquettes patient.

Personne réalisant le prélèvement Infirmier ou médecin

Réalisation du prél èvement Préparer le matériel. Vérifier l’identité du patient et recueillir les renseignements cliniques précédemment cités. Nettoyer et désinfecter le plan de travail. Placer éventuellement une protection sous le site de prélèvement. Pratiquer une hygiène des mains. Repérer le site de ponction (artère radiale dans la gouttière radiale à l’aide de deux doigts). Mettre es gants stériles. Réaliser l’antisepsie en trois temps. Vérifier que l’aiguille est bien montée sur la seringue de prélèvement. Pré-positionner le piston de la seringue à 1,5 mL. Enlever le capuchon d’aiguille en maintenant bien le corps de la seringue (Figure 1). Prendre la seringue et piquer tangentiellement à 45° de l’artère. Lorsque l’aiguille est dans la lumière de l’artère, la pression artérielle fait monter le piston. Prélever 1 à 2 mL de

HIA BEGIN




Page : 19 / 92

19

sang (Figure 2). Retirer le dispositif de prélèvement. En tenant la seringue d’une main, poser le pouce sur la sur la saillie. Sans appuyer sur la saillie, faire coulisser la protection d’aiguille. Le déclic indique le verrouillage de la protection d’aiguille (Figure 3). De l’autre main et en même temps, comprimer immédiatement l’artère pendant 2 à 5 min (10 min si le patient à un traitement anticoagulant ou antiagrégant) avec un pansement compressif imbibé d’antiseptique. Enlever l’aiguille de la seringue en maintenant la seringue par les ailettes. En la tenant par les ailettes, dévisser la seringue pour la dégager du manchon de sécurité (Figure 4). Bien enfoncer le bouchon puis le tourner d’un quart de tour (Figure 5). Tapoter le corps de la seringue positionnée verticalement pour libérer les bulles d’air (Figure 6). Purger les bulles d’air jusqu’à remplir complètement de sang la base du bouchon. Pousser doucement sur le piston jusqu’à sentir une résistance. Important sinon résultats faussés et échantillon rejeté par le laboratoire (Figure 7). Toujours bien homogénéiser la seringue par retournements lents pendant au moins 20 secondes pour dissoudre l’héparine. Important sinon formation de caillots entraînant des résultats faussés et un risque de mi se hors service de l’analyseur (Figure 8). Identifier la seringue de prélèvement avec l’étiquette patient. Renseigner les éléments indispensables sur la feuille de prélèvement. Eliminer l’ensemble des déchets selon les recommandations en vigueur.

Identito -vigilance Vérifier la concordance entre l’identité du patient et celle mentionnée sur les étiquettes collées sur la seringue et la feuille de prescription.

Transport Amener immédiatement à température ambiante l’échantillon au laboratoire. Délai inférieur à 30 min sinon résultats faussés et échantillon rejeté par le laboratoire.

HIA BEGIN




Page : 20 / 92

20

HIA BEGIN




Page : 21 / 92

21

3.3 Prélèvement capillaire

HIA BEGIN




Page : 22 / 92

22

3.4 Hémocultures Préparation du patient Prélever les hémocultures avant ou à distance de l’administration d’antibiotique ou d’antifongique.

Désinfection en 5 temps selon le protocole en vigueur à l’HIA Bégin (cf modes opératoires du CLIN). Une bonne désinfection cutanée est nécessaire pour diminuer les souillures par le microbiote cutané (staphylocoques à coagulase négative, corynébactéries…) et permettre l’interprétation.

Recueil des renseignements Site de prélèvement, température, date et heure de prélèvement, numéro de l’hémoculture. Ces informations sont primordiales notamment pour le diagnostic de bactériémie où le point de départ est le cathéter.

Matériel - Plateau de prélèvement (compresses, garrot…) - Gants stériles - Chlorhexidine alcoolique 0,5 % - Eau stérile/sérum physiologique - Hibiscrub - Bétadine® alcoolique à 5% - Container d’élimination des déchets piquants, coupants, tranchants - Sacs d’élimination DASRI - Sacs de transport de couleur appropriée, bons d’examens ou demande d’analyses, étiquettes patient - Dispositif de prélèvement à hémoculture et flacons nécessaires (ne pas utiliser de flacon dont le fond est jaune ou la date de péremption est dépassée).

Pré requis, cas particulier En cas de prélèvements autres (tube hépariné, citraté…), les hémocultures sont prélevées en premier. Les hémocultures sont prélevées avant la mise en route des antibiotiques. Respecter l’ordre AEROBIE puis ANAEROBIE . En cas de suspicion d’endocardite ou de dispositif intravasculaire, prélever les 3 paires à des temps différents sur une période totale de 24 heures.

Pour la mise en évidence de la responsabilité d’un cathéter central contaminé, à l’origine de bactériémie procéder comme suit : au même moment prélever sur le cathéter central incriminé et sur une voie périphérique. Mentionner précisément les heures de prélèvement. Si la pousse de l’hémoculture sur cathéter périphérique survient au moins 2 heures après celle sur cathéter central, cela incrimine le cathéter central.

HIA BEGIN




Page : 23 / 92

23

Réalisation du prélèvement - Mettre un masque de type chirurgical - Pratiquer un lavage antiseptique des mains ou une désinfection par friction avec une solution hydro-alcoolique

(FHA) - Retirer la capsule de protection située sur le dessus des flacons d’hémoculture et désinfecter le bouchon avec une

compresse stérile imbibée de Bétadine® alcoolique à 5% (compresse laissée en place pendant 2 minutes puis retirée pour laisser sécher)

- Relier l’adaptateur au dispositif utilisé pour le prélèvement en le vissant à fond. - Ouvrir le sachet de gants stériles et l’utiliser comme champ stérile, déposer les compresses sur le champ, déposer le

dispositif à hémoculture - Poser le garrot - Enfiler les gants après une FHA - Réaliser une détersion large de la zone de ponction repérée puis rincer et sécher à l’aide d’une compresse stérile - Désinfecter largement la zone de ponction repérée - Piquer de façon franche avec le dispositif à hémoculture et aspirer 10 mL de sang (volume optimal) - Retirer le garrot - Retirer l’aiguille en faisant un point de compression à l’aide d’une compresse sèche - Etiqueter le flacon avec l’identité du patient sans masquer le code barre détachable, noter la date et l’heure de prélèvement ainsi que la température du patient sur le bon de demande Amadeus. - Coller le(s) code(s) barre(s) détachable(s) du(des) flacon(s) prélevé(s) sur le bon de prescription.

Identitovigilance Vérification de la concordance de l’identité du patient et celle de l’étiquette collée sur le flacon et du bon de prescription. Transport Selon les recommandations du guide des examens

HIA BEGIN




Page : 24 / 92

24

HIA BEGIN




Page : 25 / 92

25AUT

HIA BEGIN




Page : 26 / 92

26

4. Prélèvement d’urines pour ECBU

Préparation du patient Faire le prélèvement d’urine si possible au moins 4 heures après la miction précédente. Recueil des renseignements Type d’échantillon : milieu de jet, échantillon sur sonde, cathéter sus pubien, urines pyéliques…

Motivation de la demande : signes cliniques évocateurs d’infection urinaire ? Bilan pré-opératoire ?

Terrain : grossesse, immunodépression, manœuvres récentes sur l’arbre uriniare… Antibiothérapie préalable

Matériel

Pot à ECBU stérile, ou Monovette® à urine (verte)

ou

Système de prélèvement urinaire BD Hemogard avec tube à bouchon vert

HIA BEGIN




Page : 27 / 92

27

Personne réalisant le prélèvement

Patient

Personnel infirmier si patient sondé

Chirurgien si prélèvement per opératoire

Réalisation du prélèvement Cf fiche réflexe ci dessous

Patient non sondé :

- Lavage hygiénique des mains

- Toilette soigneuse au savon de la région vulvaire chez la femme et du méat chez l’homme, suivi d’un rinçage à l’eau (cf fiche « préparation du patient- ECBU »)

- Identifier le pot à urine par identité patient

- Manipuler le pot stérile en évitant de toucher le bord supérieur

- Uriner un 1er jet (20ml) d’urines dans les WC

- Recueillir ensuite dans le pot stérile les 20 à 30 ml suivants

- Fermer hermétiquement le flacon

- Identifier rapidement le pot (étiquette patient, ou Nom, prénom, DDN)

Transfert de l’urine dans une Monovette® verte ou un tube BD à bouchon vert (à réaliser par l’infirmier) :

- Coller l’étiquette patient

- Monovette : Déballer la Monovette® verte stérile et retirer le petit bouchon vert en le déposant sur une compresse stérile. Insérer un embout jaune et prélever en tirant le piston jusqu’à l’anneau vert . Redresser la Monovette® et tirer le piston à fond pour purger l’urine dans l’embout. Retirer l’embout, casser la tige du piston et les jeter dans un récipient jaune à DASRI.Reboucher la Monovette® avec le petit bouchon vert

HIA BEGIN




Page : 28 / 92

28

- Système BD : cliper le tube BD Hemogard à bouchon vert sur le système adapté du pot à urine BD. Laisser le tube se remplir grâce au vide. Le volume d’urine doit dépasser la limite « MIN » indiquée sur l’étiquette BD (sinon, risque d’inhibition de la culture par l’acide borique).

Dans les 2 cas, homogénéiser l’échantillon par 5 retournements (homogénéisation de l’urine avec le stabilisateur (acide borique) +++ pour une bonne conservation).

- Placer le tube dans un sachet de transport, accompagné de la demande d’examen.

Patient sondé : ne jamais prélever sur le sac collecteur. Toujours prélever au niveau du site dédié sur la sonde.

- Lavage hygiénique des mains

- Monovette® : Déballer la Monovette® verte stérile et retirer le petit bouchon vert en le déposant sur une compresse stérile. Insérer une aiguille sur le cône de la Monovette®. Désinfecter le site de prélèvement de la poche avec des compresses stériles imbibées de DAKIN et laisser en contact au moins une minute. Ponctionner avec l’aiguille le site de prélèvement et prélever l’urine en remplissant la seringue jusqu’à l’anneau vert. Retourner la Monovette® et tirer à fond le piston pour éliminer l’urine résiduelle dans l’aiguille et casser la tige du piston. Désadapter l’aiguille (éliminée dans la boîte DASRI piquant/coupant). Reboucher la Monovette® avec le petit bouchon vert.

- Tube BD. Utiliser de la même façon, soit une aiguille soit un adaptateur. Monter un corps de prélèvement. Enclencher le tube BD à bouchon vert. Laisser le tube se remplir grâce au vide. Le volume d’urine doit dépasser la limite « MIN » indiquée sur l’étiquette BD (sinon, risque d’inhibition de la culture par l’acide borique).

- Coller l’étiquette patient

HIA BEGIN




Page : 29 / 92

29

- Homogénéiser l’échantillon par 5 retournements (homogénéisation de l’urine avec le stabilisateur (acide borique) +++ pour une bonne conservation). - Placer le tube dans un sachet de transport, accompagné de la demande d’examen.

Commentaires - Chez la femme, recueil par sondage aller-retour uniquement si recueil lors de la miction

impossible - Chez l’homme, préférer le recueil par collecteur pénien propre au sondage aller-retour

Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification des tubes. Transport Selon les recommandations du guide des examens

HIA BEGIN




Page : 30 / 92

30

HIA BEGIN




Page : 31 / 92

31

HIA BEGIN




Page : 32 / 92

32

5. Recueil des urines de 24h Préparation du patient Aucune Recueil des renseignements Régime alimentaire Matériel Pot à urines de 2L, pot à urines avec conservateur, 2 Monovettes ®

jaunes

Ou Système de prélèvement urinaire BD Hemogard avec 2 tubes à bouchon jaune.


Patient

Infirmier Réalisation du prélèvement - Au réveil, uriner dans les toilettes puis noter l’heure, qui sera celle

du début du recueil

- Recueillir l’ensemble des urines jusqu’à l’heure indiquée au départ dans le pot à urines préconisé comportant l’identité détaillée du patient

Important : essayer de conserver la même heure de réveil à +24H afin d’inclure les urines de la nuit.

- Avant chaque recueil, effectuer un lavage hygiénique des mains.

- Refermer à chaque fois hermétiquement le flacon

- A la fin du recueil, noter le volume total des urines de 24H sur la demande d’examen

- Homogénéiser la totalité des urines de 24H

Pour les monovettes :

- Préparer deux Monovettes® jaunes : enlever le bouchon jaune et insérer un embout jaune

- Prélever en tirant le piston jusqu’à l’anneau jaune

- Redresser la Monovette® et tirer le piston à fond pour purger l’urine dans l’embout.

- Retirer l’embout, casser la tige du piston et les jeter dans un récipient jaune à DASRI.

- Repositionner le bouchon jaune sur chaque Monovette®

- Identifier les deux Monovettes® aussitôt avec une étiquette patient

HIA BEGIN




Page : 33 / 92

33

- Les placer dans un sachet de transport, accompagnées de la demande d’examens

Pour le système de prélèvement BD :

- Evacuer le pot de transfert dans les Dasri.

- Identifier les tubes, les placer dans le sachet de transport avec la demande.

Identito-vigilance Vérification de l’identification patient au moment de l’identification du pot

Transport Selon les recommandations du guide des examens

HIA BEGIN




Page : 34 / 92

34

6. Recueil des urines de 24 h 00 pour dosage des métanéphrines urinaires Préparation du patient Eviter une surconsommation de bananes, vanille, chocolat,

thé et café (pas d'interdiction absolue si absorbés en quantité raisonnable) dans les jours précédents le recueil. Recueil des urines trois jours de suite recommandé.

Renseignements cliniques à fournir

Contexte clinique et prise de médicaments susceptibles d’interférer sur le dosage (tableau ci-après).

Matériel Système de prélèvement Uriset 24 (Sarstedt) disponible au laboratoire.

A. Récipient de recueil B. Coupe de récupération D. Bouteille en verre (acide) E. Etiquette

Person ne réalisant le prélèvement Patient ou personnel soignant (infirmier)

Réalisation du prélèvement Le matin, au lever, uriner dans les toilettes, puis noter la date et l’heure sur l’étiquette jointe (E). C’est le début des 24 heures. 1. Lors de la miction suivante, recueillir les urines dans la coupe de récupération (B) puis les transvaser dans le récipient (A).

2. Verser tout le contenu de la petite bouteille en verre (D) dans le récipient (A) puis la jeter.

HIA BEGIN




Page : 35 / 92

35

La petite bouteille en verre contient 9 mL d’acide chlorhydrique 20%. Irritant : yeux, organes respiratoires et peau. Ten ir bien fermé, hors de portée des enfants. En cas de contact avec les yeux , rincer abondamment et immédiatement avec de l’eau et consu lter un médecin.

3. Bien fermer le récipient de recueil (A) et l’agiter.

4. Recueillir toutes les urines du jour et de la nuit en utilisant la coupe de récupération (B) puis en les transvasant dans le récipient (A). Bien fermer le récipient après chaque utilisation et l’agiter. 5. Le recueil des urines doit s’effectuer de cette manière jusqu’au lendemain matin à la même heure que notée la veille. Par exemple : si le recueil des urines a débuté un lundi à 07 h 00, toutes les urines émises jusqu’au mardi 07 h 00 doivent être recueillies. 6. Le recueil des urines est terminé, amener le récipient A au laboratoire.

HIA BEGIN




Page : 36 / 92

36

Principales molécules responsables d’interactions médicamenteuses avec le dosage des métanéphrines urinaires (d’après Rumareix et al. Presse Médicale, 2011 :41 ;664-666).

HIA BEGIN




Page : 37 / 92

37

7. Recueil des urines – compte d’Addis Préparation du patient Chez les femmes : ne pas réaliser cette analyse

pendant les périodes menstruelles Matériel Pot à urines stérile

Personne réalisant le prélèvement Patient Réalisation du prélèvement A EXPLIQUER CLAIREMENT AU

PATIENT :

- 3 heures avant le lever habituel, vider sa vessie dans les toilettes.

- Boire 2 à 3 verres d’eau (1/4 de litre), noter son nom, la date et l’heure sur le pot à urines.

- Se recoucher, et rester allongé au repos pendant 3 heures.

- Après ces trois heures (précisément), uriner complètement dans le pot à urines et noter l’heure du recueil.

Identito-vigilance Vérification de l’identification du patient au moment de l’identification du pot


HIA BEGIN




Page : 38 / 92

38

8. Prélèvement vaginal, uréthral, de chancre, recherch e d’IST

Kit de prélèvement «écoulements femme » Comment prélever ? : Voir fiche « prélèvement vaginal » Type et lieu de prélèvement Lieu de stockage (lieu

approvisionnement) Dispositif de prélèvement

Kit de prélèvement (pharmacie) Spéculum jetable

- Prélèvement pour bactériologie classique : col

Kit de prélèvement (pharmacie) 2 portagerm

Ou 1 e-swab

-Prélèvement pour recherche de mycoplasmes classiques : cul de sac vaginal

+2-8°C Réfrigérateur (laboratoire)

1 bactopick dans milieu spécifique

-Recherche de Chlamydia trachomatis/Neisseria gonorrhoaea/Mycoplasma genitalium : col Attention : le gros écouvillon sert à nettoyer le col avant le prélèvement

Kit de prélèvement (laboratoire)

1 écouvillon dans milieu Xpert Cepheid

Sérologies : VIH, VHB, syphilis (si suspicion d’IST)

Kit de prélèvement (pharmacie) 2 tubes secs

HIA BEGIN




Page : 39 / 92

39

Kit de prélèvement IST «écoulements homme » Comment prélever ? : Voir fiche « prélèvement uréthral » Type de prélèvement Lieu de stockage (lieu


- Prélèvement pour bactériologie


Ou 1 e-swab

-Prélèvement pour recherche de mycoplasmes classiques

+2-8°C Réfrigérateur (laboratoire)

1 bactopick dans milieu spécifique

-Recherche de Chlamydia trachomatis/Neisseria gonorrhoaea/Mycoplasma genitalium Urines : 10 premier ml (Attention différent d’un ECBU)

Kit de prélèvement (pharmacie) Transférer les urines dans le tube sans additif

1 dispositif de prélèvement + 1 tube pour urines sans additif

Sérologies : VIH, VHB, syphilis

Kit de prélèvement (pharmacie) 2 tubes secs

HIA BEGIN




Page : 40 / 92

40

Kit de prélèvement «ulcérations» Comment prélever ? : Voir fiche « prélèvement chancre ou ulcération » Type de prélèvement Lieu de stockage (lieu


-Prélèvement pour recherche d’Herpes1/2 Gratter le fond de l’ulcération

Kit de prélèvement (laboratoire) 1 virocult

-Recherche de Chlamydia trachomatis/Neisseria gonorrhoaea/Mycoplasma genitalium -Homme : urines Transférer les urines dans le tube sans additif -Femmes : autoprélèvement vaginal Attention : le gros écouvillon sert à nettoyer le col avant le prélèvement

Homme : Kit de prélèvement (pharmacie) -Femmes : Kit de prélèvement (laboratoire)

Homme : 1 dispositif de prélèvement + 1 tube pour urines sans additif

-Femmes : 1 écouvillon dans milieu Xpert Cepheid

- Prélèvement pour bactériologie : si ulcère suppuré Prélever le bord de l’ulcèration


Ou 1 eswab

Sérologies : VIH, VHB, syphilis Kit de prélèvement (pharmacie) 2 tubes secs

HIA BEGIN




Page : 41 / 92

41

Prélèvement uréthral Préparation du patient Prélèvement à réaliser idéalement au laboratoire ou à proximité afin

d’assurer un acheminement rapide.

Prélèvement à réaliser si possible le matin, avant toute toilette ou au moins 2 heures après la miction précédente, avant toute antibiothérapie.

Le patient ne doit pas avoir uriné dans les trois heures précédant le prélèvement – Faire le prélèvement urétral avant le premier jet d’urines pour la recherche de Chlamydia.

Patient installé confortablement, en position semi-allongée

Informer le patient sur la procédure du prélèvement et le sensibiliser sur l’intérêt d’examens complémentaires pour la recherche d’autres IST (sérologies)+ partenaire

Pathogènes à rechercher sur le prélèvement urétral :

- Gonocoques (culture) : « bactériologie »

- Autres mycoplasmes (Culture)

- Trichomonas (examen direct)

A compléter par la recherche de Chlamydia trachomatis/gonocoques par PCR et mycoplasma genitalium par PCR sur 1er jet d’urines

Recueil des renseignements

Symptomatologie, date de début des symptômes ? douleurs ? écoulement ? partenaire régulier ? partenaire multiple ? rapports sexuels protégés ? antécédents ? Traitements passés, en cours

Matériel Voir kit de prélèvement écoulement homme Personne réalisant le prélèvement

Médecin ou biologiste

Réalisation du prélèvement

1) Si le prélèvement est réalisé au laboratoire : en cas d’écoulement, recueillir et étaler la goutte à l’aide d’un écouvillon sec stérile sur une lame porte objet pour examen direct (faire un dépôt sur deux lames).

2) Gonocoques et germes standards :

- Introduire l’écouvillon du portagerm/eswab sur 1 cm, placer cet écouvillon dans un milieu de transport type Portagerm ou eswab.

- Prélever un second écouvillon pour examen direct (en l’absence d’écoulement ou si la réalisation de lame n’est pas immédiatement possible).

- Avec l’eswab, 1 seul écouvillon suffit – le casser dans le milieu de transport

3) Autres mycoplasmes : Introduire un écouvillon en alginate ou un Bactopick sur 1 cm en effectuant un raclage léger

HIA BEGIN




Page : 42 / 92

42

permettant le recueil des cellules. Décharger l’écouvillon dans le milieu de transport Mycoplasme duo® et casser le bout de l’écouvillon dans le flacon.

NB : en cas d’absence d’écoulement : humidifier le méat par 1 à 2 gouttes de sérum physiologique stérile avant d’écouvillonner.

Identito-vigilance S’assurer de l’identité de la personne avant de commencer les prélèvements.

Identifier au fur et à mesure chaque écouvillon, milieu de transport ou lame.

Transport Selon les recomandations du guide des examens

HIA BEGIN




Page : 43 / 92

43

Prélèvement vaginal Préparation du patient Prélèvement à réaliser à proximité du laboratoire afin d’assurer un

acheminement rapide.

La patiente est en position gynécologique.

Informer la patiente sur la procédure du prélèvement et le sensibiliser sur l’intérêt d’examens complémentaires (sérologie) si nécessaire


Signes cliniques, ATCD gynécologiques, description des lésions ou pertes si présence, localisation précise des différents prélèvements, comportements sexuels à risque

Traitements passés, en cours

Pour la femme enceinte : Motifs de la demande : recherche de portage S. agalactiae ? ATCD d’accouchement prématuré ? Menace d’accouchement prématuré ou rupture prématurée des membranes ?

Date du terme de la grossesse Matériel Kit de prélèvement écoulement vaginal Personne réalisant le prélèvement

Femmes symptomatiques : Médecin, biologiste, sage-femme

Femme enceinte : patiente elle-même (cf fiche autoprélèvement vaginal), sage-femme, médecin ou biologiste


Hygiène des mains et ports de gants non stériles

1. En cas d’ulcérations : Cf fiche de prélèvement correspondante

2. En cas de prélèvement pour une recherche des virus Herpès : Cf fiche de prélèvement pour recherche virologique.

3. Prélèvements vaginal, du col et du cul de sac postérieur :

- Pose du spéculum :

Choisir la taille du spéculum selon l’âge et la parité de la femme. Maintenir les petites lèvres écartées avec deux doigts, introduire le spéculum verticalement, délicatement et en position fermée dans le vagin en prenant appui sur le bas de la fourchette. Lorsqu’il est introduit au ¾, le retourner délicatement (90°C) afin de le ramener dans le plan de la cavité vaginale. Presser légèrement le spéculum avec la main pour écarter les parois afin de chercher le col de l’utérus. Dès visualisation du col, commencer à visser doucement afin d’écarter les deux valves qui se placent l’une dans le cul-de-sac antérieur, l’autre dans le cul-de-sac postérieur, exposant ainsi correctement le col.

- Disposer un éclairage adéquat pour effectuer correctement les prélèvements.

- Prélèvements au niveau du col :

* Devant une cervicite ou pour une recherche d’IST, prélever l’endocol à l’aide d’un eswab ou des deux écouvillons du portagerm. Placer ensuite ces écouvillons dans des milieux Portagerm.

* Devant une cervicite ou pour une recherche d’IST symptomatique , pour la recherche de C. trachomatis/gonocoques par PCR, nettoyer d’abord correctement le col avec le gros écouvillon cepheid. Puis à l’aide du petit écouvillon, prélever l’endocol délicatement en appuyant fermement l’écouvillon sur l’orifice et en imprimant un mouvement rotatif. Placer l’écouvillon dans le milieu de transport

HIA BEGIN




Page : 44 / 92

44

cepheid. Casser le bout de l’écouvillon dans le flacon.

NB : dans le cadre d’un dépistage chez une patiente asymptomatique, la recherche de Chlamydia trachomatis se fait sur un autoprélevement vaginal (voir la fiche 1f et 5i)

- Prélèvements au niveau du cul de sac postérieur : Si une recherche de mycoplasmes est souhaitée,

* PCR Mycoplasma genitalium : peut être réalisée sur le même écouvillon que la PCR Chlamydia trachomatis. Dans l’idéal effectuer le prélèvement au niveau du cul de sac vaginal postérieur.avec un eSwab sur lequel vous indiquerez cul de sac pour mycoplasma genitalium.

* Cultures autres mycoplasmes : prélever le cul de sac avec un écouvillon alginate ou un bactopick et le décharger dans le milieu Mycoplasme duo®. Casser le bout de l’écouvillon dans le flacon.

- Prélèvement vaginal : En cas de leucorrhée ou vulvovaginite , à l’aide de 2 portagerm (examen direct et culture) ou d’un eswab, prélever là où les lésions sont observées ou là où les sécrétions sont anormales, en ramenant la plus grande quantité possible de sécrétions. Charger l’écouvillon d’un maximum de sécrétions. Placer les écouvillons dans leur milieu de transport.

Retirer le spéculum en commençant par le dévisser un peu puis en le tirant tout en effectuant un quart de tour pour le remettre en position verticale. Jeter le spéculum.

4. Prélèvement vaginal de la femme enceinte :

Le prélèvement est réalisé sans pose de spéculum.

Etiqueter ou identifier deux écouvillons.

Ecarter les grandes lèvres, introduire l’écouvillon en coton stérile dans le vagin, balayer la cavité vaginale (exocol, cul-de-sac vaginaux) incluant les parois vaginales, de la moitié inférieure du vagin jusqu’à l’orifice vulvaire.

Prélever deux Portagerm (examen direct et culture) ou 1 eswab et les placer dans leur milieux.

Identito-vigilance S’assurer de l’identité de la personne avant de commencer les prélèvements.

Identifier au fur et à mesure chaque écouvillon, milieu de transport ou lame. Indiquer le site exact de prélèvement (vagin, col, endocol…) et l’analyse souhaitée sur chaque milieu de transport.


HIA BEGIN




Page : 45 / 92

45

Prélèvement chancre ou ulcération Préparation du patient Prélèvement à réaliser si possible au laboratoire (si heures

ouvrables)

Patient installé confortablement, en position semi-allongée

Vu le polymorphisme clinique, rechercher les 4 pathogènes principaux : Treponema pallidum, Herpès virus, chancre mou et Chlamydia trachomatis.

Indiquer au patient la nature des prélèvements et l’intérêt de la prise en charge du partenaire et des sérologies associées :

- syphilis

- VIH

- VHB

- +/- Chlamydia trachomatis (si suspicion de maladie de Nicolas de Favre = LGV)


Symptomatologie, date de début des symptômes ? douleurs ? écoulement ? partenaire régulier ? partenaire multiple ? rapports sexuels protégés ? traitement en cours ; antécédents ; autres sites



Matériel Voir kit de prélèvement ulcération Réalisation du prélèvement

Noter l’aspect de la lésion.

Nettoyer la lésion à l’aide d’un tampon imbibé d’eau stérile

Pour la recherche de tréponèmes (syphilis) par PCR:

- Prélever la sérosité au centre de la lésion avec un écouvillon sec (sans milieu de transport)

- Remplir la feuille de renseignements du CNR+ Bon de commande

S’il y a plusieurs chancres, prélever plusieurs lésions !

Ne pas oublier la sérologie (J0 et J10 si négative à J0).

Pour la recherche de Chlamydia trachomatis :

- Utiliser une curette ou un bactopick pour gratter l’ulcération. Recueillir la sérosité et placer l’écouvillon en plastique dans le milieu de transport Xpert CT/NG Cepheid.

- En cas de bubon, prélever le pus du bubon par aspiration.

- En cas d’anorectite, effectuer de préférence un écouvillonnage sous anuscopie.

- Pour ces suspicions de LGV, ne pas oublier la sérologie Chlamydia Trachomatis.

HIA BEGIN




Page : 46 / 92

46

Pour la recherche du chancre mou (Haemophilus ducreyi) :

- Prélever le bord du chancre à l’aide de 2portagerms ou d’un écouvillon eswab.

- Attention : transport rapide au laboratoire !

- En cas de bubon, prélever le pus du bubon par aspiration.

Pour la recherche de donovanose :

- Réaliser un frottis sur lame

Pour la recherche des virus de l’herpès :

- Gratter les cellules de la base de l’ulcération et placer l’écouvillon dans un milieu virocult.

- En présence d’une vésicule : Percer la vésicule et procéder comme si dessus (Mettre des lunettes de protection)

Identito-vigilance S’assurer de l’identité de la personne avant de commencer les

prélèvements.

Identifier au fur et à mesure chaque écouvillon, milieu de transport ou lame.


Fiche patient : autoprélèvement anal et vaginal

HIA BEGIN




Page : 47 / 92

47

HIA BEGIN




Page : 48 / 92

48

HIA BEGIN




Page : 49 / 92

49

9. Prélèvement de liquide céphalo-rachidien Introduction La PL ne doit pas retarder la mise en place d’une antibiothérapie dans un

contexte de méningite avec des signes de gravité.

Les contre indications de la P.L. sont : des signes neurologiques focaux (scanner préalable), des signes d’H.T.I.C., une infection locale au point de ponction ou des troubles graves de l’hémostase. Vérifier l’absence d’indication de TDM préalable.

- une analyse simultanée de la glycémie doit être réalisée.

- devant un sepsis sévère il est conseillé de réaliser également un bilan sanguin (NFS, CRP, TP, TCA, fibrinogène) et de prélever des hémocultures.

Préparation du patient

- Si possible, avant antibiothérapie, - La position (3/4 de la réussite) :

- le malade est assis, - les fesses à la même hauteur et au même niveau antéro-postérieur

(attention aux jonctions de coussins des lits), - demander au patient de « s’enrouler autour de son nombril » pour

élargir les espaces interépineux, éventuellement avec un oreiller dans les bras, soutenu par un aide qui rassure le patient.

Une alternative est la position en décubitus latéral, genoux ramenés sur la poitrine et le dos bien rond. - Hors urgences, il est possible de préparer le patient en posant un patch d’EMLA® ¾ heure avant la ponction centré sur l’épineuse de L3 et allant de L2 à L4, recouvert d’un OPSITE sur lequel on inscrit l’heure


- Symptômes (syndrome méningé, confusion, coma, fièvre, purpura) et contexte (immunodépression, infection post opératoire, antibiothérapie préalable)

Matériel - Flacons : au moins 4 flacons stériles à usage unique et à fermeture hermétique (au mieux 5 flacons).

- Matériel pour une asepsie chirurgicale o Masque, calot, surblouse non stérile et gants stériles pour

l’opérateur

HIA BEGIN




Page : 50 / 92

50

o Masque, calot et gants pour l’aide o Aiguille noire (22 G) de rachianesthésie avec trocart

d’introduction (la pointe crayon diminue le risque de syndrome post-PL d’un facteur 10)

o Champs stérile troué o Compresses stériles o Pansement type CICAPLAIE®

o Antiseptique local de type BETADINE ROUGE / eau stérile / BETADINE alcoolique (2 passages). Attention pas de chlorhexidine pour les PL.


Médecin


Lavage chirurgical des mains pour l’opérateur et l’aide Asepsie chirurgicale du site (selon les protocoles en vigueur sur le site du CLIN). Le risque de la ponction est une lésion du cône médullaire (L2). La ligne unissant les 2 crêtes iliaques postérieures passe sur l'apophyse épineuse de la 4ème vertèbre lombaire et définit une zone de sécurité sans être un repère strictement fiable. Choisir l’espace intervertébral L4/L5 le plus large au dessous de cette apophyse épineuse

La ponction Dans l’espace choisi, piquer horizontalement avec une introduction du trocart à la jonction ¼ inf. – ¾ sup. jusqu’à percevoir une résistance qui correspond au ligament postérieur puis au sac dural. Introduire l’aiguille, la faire progresser à l’horizontal. Si contact osseux, se retirer et réorienter le trocart de 15° vers le haut. Retirer alors doucement le trocart et le LCR s'écoule goutte à goutte. Dans le cas contraire, remettre le trocart et enfoncer ou retirer légèrement l’aiguille.

HIA BEGIN




Page : 51 / 92

51

Remplir dans l’ordre au moins les 4 flacons stériles, numérotés de 1 à 4, avec au moins 10 gouttes par flacons dans l’ordre suivant

- 1° flacon pour l’analyse biochimique - 2° flacon pour l’analyse cytologique - 3° flacon pour l’analyse bactériologique - 4° flacon pour examens complémentaires - Si des analyses particulières sont demandées, il convient de

remplir avec un volume adapté un 5° flacon en précisant les recherches : mycobactéries, analyse virologique, ...

Cet ordre permet de discriminer une piqûre vasculaire d’une hémorragie méningée : une diminution progressive de la concentration en globules rouges dans les tubes de LCR est en faveur d’un traumatisme vasculaire lors du prélèvement. A contrario, une hémorragie méningée se caractérise par : un même aspect dans tous les flacons, un surnageant xanthochromique après centrifugation et une absence de parallélisme avec les leucocytes. Identifier les tubes.


HIA BEGIN




Page : 52 / 92

52

10. Biopsie cutanée (recherche de leishmanies) Préparation du patient Anesthésie locale par xylocaine – Vérifier l’absence de contre-

indication. Recueil des renseignements Signes cliniques, traitements déjà suivis, en cours ou à suivre,

antécédents parasitaire, bactériologique ou mycobactériologique, notion de voyage, origine du patient, date du début des symptômes, immunodépression

Description et siège de la lésion cutanée

Pathologie suspectée Personne(s) réalisant le prélèvement


Matériel Kit de prélèvement disponible dans le service de dermatologie

Pot stérile sans fixateur pour les examens de microbiologie Réalisation du prélèvement Les biopsies sont réalisées au niveau des lésions évocatrices (au

niveau du bourrelet périphérique pour une recherche de Leishmanies) après asepsie soigneuse.

Etiqueter un pot stérile au nom du patient

Enfoncer perpendiculairement et délicatement en le tournant le punch à biopsie au niveau de la lésion, sur 3 à 5 mm

Retirer le punch à biopsie puis attraper le bout de biopsie à l’aide d’une pince à épiler

Tirer légèrement sur la biopsie avec la pince et couper à l’aide de ciseaux au niveau de la base de la biopsie

Placer la biopsie dans un pot stérile.

Fermer hermétiquement le pot.

Réaliser un point de suture au niveau du site biopsié. Identito-vigilance Identifier le pot au moment du prélèvement Transport Transport à température ambiante dans les 2 heures

HIA BEGIN




Page : 53 / 92

53

11. Biopsie cutanée exsangue – recherche de microfi laires d’Onchocerca volvulus Préparation du patient Réaliser le prélèvement au laboratoire de biologie.

Prévenir le biologiste. Recueil des renseignements Signes cliniques : nodules ? prurit cutané ? atteinte oculaire ?

hyperéosinophilie ?

Traitements déjà suivis, en cours ou à suivre, antécédents parasitaire, notion de voyage, origine du patient, date du début des symptômes (remonter l’interrogatoire sur plusieurs années)


Biologiste

Matériel Sérum physiologique stérile

Lame + lamelle

Aiguille

Pince à griffe

Scalpel, ciseaux courbes Réalisation du prélèvement 1- Les biopsies sont réalisées de préférence au niveau des nodules, à

rechercher en regard des côtes, des hanches, des tibias et des omoplates.

Prélever la peau au centre du nodule.

2- En l’absence de nodule, prélever la peau

- Si suspicion d’onchocercose africaine, en partie supéro-externe des fesses, sous les crêtes iliaques gauche et droit

- si suspicion d’onchocercose américaine, au centre des omoplates gauche et droit

- si retour du Yémen, en partie supéro-externe des mollets gauche et droit

La biopsie doit être réalisée de façon exsangue : c’est à dire non souillée par du sang pour éviter la contamination par des microfilaires du sang.

Identifier une lame porte-objet au nom du patient

Tirer la peau avec une aiguille légèrement enfoncée

Couper un petit morceau de 2 à 3 mm de peau au ras de l’aiguille

Placer le morceau de peau dans une goutte de sérum physiologique sur une lame porte-objet et recouvrir d’une lamelle.

Transmettre la lame au laboratoire immédiatement pour un examen direct sans délai.

Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification de la lame

Référence Manuel des techniques de base pour le laboratoire médical – OMS 1982

HIA BEGIN




Page : 54 / 92

54

12. Biopsie osseuse Préparation du patient Réalisé au cours d’une intervention chirurgicale

Si possible, délai minimal de 15 jours sans anti-infectieux avant les prélèvements

Recueil des renseignements Localisation précise

Contexte : traumatisme, antécédent chirurgical, matériel en place

Antibiothérapie en cours

Matériel Un pot stérile par échantillon


Médecin

Réalisation du prélèvement Au cours d’une intervention chirurgicale Au moins 5 échantillons en des sites différents, si possible infectés macroscopiquement. Identifier correctement la localisation des prélèvements. Il est possible d’associer un prélèvement de liquide articulaire selon les recommandations de la fiche prélèvement de liquide articulaire

Identito-vigilance Toutes les récipients stériles doivent être identifiées au moment du prélèvement, la localisation exacte et le type de prélèvement doivent également être précisés.


13. Biopsie autre tissu Préparation du patient Patient allongé - explication du geste Recueil des renseignements Signes cliniques

Matériel Un pot stérile par échantillon


Médecin

Réalisation du prélèvement Au cours d’une intervention chirurgicale ou endoscopique Placer chaque échantillon dans un pot distinct Pour les biopsies de petite taille, rajouter quelques gouttes d’eau physiologique stérile

Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du prélèvement


HIA BEGIN




Page : 55 / 92

55

14. Prélèvement de pus Préparation du patient Les prélèvements doivent être faits avant tout traitement antibiotique. Recueil des renseignements Localisation précise du prélèvement

Description de la lésion, date d’apparition des lésions, traitement antibiotique, notion de voyages, facteurs favorisants

Personnes réalisant le prélèvement

Infirmier (pus superficiel), médecin, biologiste

Matériel - Gants, - Compresses, - Masque (si suspicion tuberculose) - Pus superficiel : 2 écouvillons type Portagerm

Ou 1 e-swab

- Pus profond et collection liquidienne: seringue et flacons stériles,

à défaut 2 écouvillons type Portagerm ou 1 e-swab

Réalisation du prélèvement Vérifier l’identité du patient.

Etiqueter au nom du patient le tube de recueil ou les écouvillons.

Mettre les gants +/- masque.

Pus superficiel : prélever la lésion à l’écouvillon en prenant garde de ne pas contaminer l’échantillon par des bactéries colonisant la périphérie de la lésion.

Erysipèle, hypodermite, collection fermée : à l’aide d’une seringue et d’une fine aiguille stérile, injecter dans la lésion un peu de sérum physiologique et réaspirer le maximum. Pour les petits volumes, compléter ensuite à 1 mL de sérum physiologique en rinçant la seringue. Désadapter

HIA BEGIN




Page : 56 / 92

56

avec précaution l’aiguille. Purger d’air et fermer la seringue avec le bouchon.

Pus profond :

1/ les abcès sont prélevés après désinfection de la peau à l’aiguille de gros calibre, montée sur une seringue type gaz du sang. Chasser l’air de la seringue, ensemencer des flacons d’hémoculture aérobie et anaérobie, et transporter le reste du prélèvement directement dans la seringue après avoir désadapté prudemment l’aiguille et boucher la seringue

2/ pour les autres pus prélevés au bloc opératoire, le prélèvement et le transport dans une seringue bouchée hermétiquement sont à privilégier, selon les modalités présentées ci-dessus pour les abcès, avec ensemencement concomitant de flacons d’hémocultures. Les pus présents en quantité importante peuvent être transférées dans des pots stériles type pot à urine. L’écouvillonnage doit être évité au maximum, en l’absence d’alternative, on utilisera un E-swab.

NB : recherche de BK :

Pour les lésions cutanées la biopsie est préférable (cf fiche) aux prélèvements par simple écouvillonnage ; la biopsie est à réaliser en périphérie des lésions.

Pour les prélèvements profonds prévoir des prélèvements multiples et de taille ou de volume suffisant ; ceux-ci peuvent être déposés à sec dans un flacon stérile s’ils sont immédiatement descendus au laboratoire sinon à mettre en eau stérile. Pied diabétique infecté Les prélèvements bactériologiques ne sont indiqués qu’en cas d’infection établie cliniqement. Un prélèvement bactériologique ne doit être réalisé qu’après débridement chirurgical ou mécanique au lit du malade. Différents prélèvements seront réalisés en fonction du contexte

- Si atteinte osseuse : faire 5 biopsies osseuses (cf. fiche spécifique) - Si collection liquidienne : faire une aspiration à l’aiguille fine puis

purger d’air et boucher hermétiquement la seringue (type gaz du sang)

- Si atteinte profonde sans atteinte osseuse ni collection : faire des biopsies tissulaires au punch, placées ensuite dans un flacon stérile avec quelques gouttes de sérum physiologique stérile

- Si absence d’atteinte profonde : faire un écouvillonnage superficiel sur environ 1 cm2 de plaie en faisant un mouvement de zigzag et de rotation

Identito-vigilance Toutes les récipients stériles ou écouvillons doivent être identifiées au moment du prélèvement, la localisation exacte et le type de prélèvement doivent également être précisés.

Transport Selon les recommandations du guide des examens.

HIA BEGIN




Page : 57 / 92

57

15. Prélèvement superficiel cutané pour recherche virologique (HSV, VZV) Recueil des renseignements

Signes cliniques, Type de lésion, Localisation des lésions, Date de début d’apparition des symptômes, Antériorités virologiques du patient, Traitements pris, grossesse

Matériel Virocult

Gants et lunettes de protection


Médecin, biologiste, sage-femme ou infirmier


Utiliser des gants et des lunettes de protection.

Vérifier l’identité du patient et étiqueter le tube de prélèvement.

Pour une recherche de virus,

- il est nécessaire de prélever des cellules et donc de gratter les lésions.

- prélever au moins 2 lésions si possibles

- choisir les lésions les plus jeunes (= éviter les croûtes)

1. à l’aide de l’écouvillon du Kit virocult, en présence d’une vésicule, crever la vésicule et gratter en tournant l’écouvillon sur le plancher de la vésicule. Sinon prélever en grattant la lésion.

En cas de lésion croûteuse, il est nécessaire de soulever la croûte pour gratter le plancher de la lésion.

2. placer l’écouvillon dans le tube et casser le bout dans le flacon.

Identito-vigilance

Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du prélèvement

Transport A température ambiante dans les deux heures suivant le prélèvement.

Sinon à 4°C.

HIA BEGIN




Page : 58 / 92

58

16. Prélèvement nasopharyngé-coqueluche-virus respiratoire-type grippe. Préparation du patient Patient assis confortablement Recueil des renseignements - Coqueluche :

- Date de début de la toux – (au maximum 3 semaines pour que l’examen soit contributif)

- Date de la dernière vaccination (examen inutile si le patient a été vacciné il y a moins de 3 ans)

- Infection respiratoire virale :

- Date de début des symptômes

- Vaccination antigrippale

- Statut immunitaire du patient Matériel - Coqueluche : Ecouvillons avec milieu de transport de

Amies – Copan

- Infection respiratoire virale : Milieu MTU Influenzae avec écouvillon – Cepheid (disponible au laboratoire)

Personne réalisant le

prélèvement Personnel médical ou paramédical

Réalisation du prélèvement Port de gants et d’un masque pour le personnel réalisant le prélèvement

Ecouvillonnage nasal : Effectuer un prélèvement nasal profond à l’aide de l’écouvillon souple fourni dans le kit en grattant la muqueuse. Casser le bout de l’écouvillon dans le tube.

ou

Aspiration nasopharyngée profonde : par un cathéter flexible au bout d’une seringue (minimum 500µL) – Vider la seringue dans le milieu de transport.

HIA BEGIN




Page : 59 / 92

59

Vidéo sur la réalisation du prélèvement nasopharyngé : http://www.pasteur.fr/pasteur/film_cnr/prelev.swf


Transport A température ambiante dans les 6 heures ou 72h entre +2 et +8°C ;

HIA BEGIN




Page : 60 / 92

60

17. Prélèvement respiratoire Préparation du patient A réaliser de préférence avant tout traitement anti-infectieux

Patient à jeun depuis 2 heures pour les liquides et 6 heures pour les aliments solides

Recueil des renseignements Terrain du patient (BPCO, mucoviscidose, immunodépression,…), traitement antibiotique en cours. Faire une demande à part si recherche de BK, légionelles, virus respiratoires

Personnes réalisant le prélèvement Patient avec l’aide du kinésithérapeute pour le crachat, Médecin pour tous les autres prélèvements

Matériel ECBC et prélèvement distal protégé: Aspiration endotrachéale / bronchique :

Lavage broncho alvéolaire : Réalisation du prélèvement ECBC : à noter que dans plus de 50% des cas, il est non contributif car contaminé

par la flore oropharyngée. Il est réalisé le matin, au réveil, après rinçage bucco-dentaire à l’eau et lors d’un effort de toux, aidé si nécessaire d’une kinésithérapie. Aspiration endotrachéale : aspiration par la sonde d’intubation, à l’aveugle. Risque de contamination par la flore salivaire important. Lavage broncho-alvéolaire : réalisé sous fibroscope, il consiste à instiller après blocage du broncho fibroscope dans une bronche segmentaire ou sous segmentaire des échantillons de 50 mL de sérum physiologique à 37°C 4 à 6 fois, pour recueillir entre 20 et 60%de la quantité injectée. Un volume inférieur de 20-25 mL peut être instillé dans le cas de mini-lavage. Prélèvement distal protégé : réalisé sous fibroscopie, il permet de prélever les sécrétions

- avec une brosse (brossage bronchique) au niveau de la zone radiologiquement suspecte. La brosse est protégée par un double cathéter obturé par un bouchon de polyéthylène glycol empêchant la contamination du prélèvement par la flore oropharyngée. Au niveau du site de prélèvement le cathéter interne est poussé expulsant le bouchon de PEG. Sortir la brosse de la gaine et la couper avec des ciseaux stériles pour qu’elle tombe dans un pot contenant 1 mL de sérum physiologique stérile. Agiter immédiatement le tube de recueil.

- Avec un cathéter (cathéter distal protégé) : variante dans laquelle un volume de 1 mL est injecté et ré aspiré à la seringue et l’extrémité du cathéter est sectionnée aseptiquement et placée dans un pot stérile.

Identitovigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du pot Transport Suivre les recommandations du guide des examens. Référence Rémic 5ème édition

HIA BEGIN




Page : 61 / 92

61

18. Prélèvement bactériologique ORL Préparation du patient Patient assis confortablement –Avant toute antibiothérapie Recueil des renseignements Localisation du prélèvement

Manifestations cliniques : fièvre, angine uni ou bilatérale et aspect

Matériel - Examen bactériologique et mycologique : - 2 Portagerm

Ou 1 e-swab

-Recherche Chlamydia et Mycoplasma pneumoniae : - Milieu remel Microtest° M4RT° transport



Réalisation du prélèvement - Port de gants et d’un masque pour le préleveur.

Prélèvement oro-pharyngé

- Procéder à l'écouvillonnage des amygdales (ou de l'amygdale atteinte en cas d'amygdalite unilatérale) ou, en leur absence, des piliers duvoile du palais et de la paroi postérieure du pharynx. - Si présence d’ulcération ou d’exsudat, prélever à leur niveau - Si présence de fausses membranes, prélever en-dessous - Si suspicion de mycose, réaliser un écouvillonnage « franc » des lésions Prélèvement auriculaire En cas d’otite externe, écouvillonner le conduit auditif externe et mettre en culture les édébris retrouvés in situ



HIA BEGIN




Page : 62 / 92

62

19. Prélèvement oculaire Recueil des renseignements

Pathologie clinique sous-jacente, traitements en cours

Personnes réalisant le prélèvement

Infirmier, médecin

Matériel Pour recherche de bactéries 2 écouvillons portagerm Ou 1 e-swab

Pour recherche de virus


Port de gants sans talc obligatoire Lavage préliminaire avec du NaCl 0,9% stérile pour éliminer la fluorescéine ou les autres collyres Conjonctivite : prélèvement à réaliser avant toute toilette faciale, au niveau de l’angle interne de l’œil. Cornée Grattage de la cornée, en périphérie de l’ulcère après vérification de l’épaisseur cornéenne Si suspicion d’acanthamibes et/ou de virus, faire un 2ème grattage avec une lame de bistouri stérile 15T inoxydable et placer le prélèvement dans un milieu de transport pour amplification génique type MR4T. Apporter au laboratoire le boîtier de lentilles de contact pour mise en culture Orgelet : ouverture avec un vaccinostyle et écouvillonnage du pus. Dacryocystitie : prélever au niveau du canal lacrymal et faire des étalements sur 2 lames, à adresser rapidement au laboratoire Blépharite (recherche de parasites Demodex ou poux) : prélèvement réalisé par le biologiste (prendre contact avec le laboratoire) cf fiche 30.


HIA BEGIN




Page : 63 / 92

63

20. Prélèvement de cathéter Recueil des renseignements Type de cathéter, rensigenement : écoulement point d’insertion, hémocultures

positives, traitement antibiotique en cours Personnes réalisant le prélèvement Médecin Matériel Pot stérile

Réalisation du prélèvement Après lavage ou désinfection des mains et port de gants, retirer stérilement le matériel, couper stérilement les 5 cm de l’extrémité distale pour les cathéters longs et la partie insérée pour les cathéters courts. Les placer dans un flacon stérile. A noter que l’écouvillonnage au niveau du point d’insertion du cathéter n’est plus recommandé.


21. Prélèvement pour dépistage de bactéries multirésistantes (BMR) Préparation du patient A réaliser avant la toilette du patient ou avant toute antisepsie (plaies)

Recueil des renseignements Contexte à renseigner: - dépistage pré-opératoire - rapatriement sanitaire

Matériel 2 écouvillons Stériles PORTAGERM ou 1 e-sawB par site prélevé - 1 pour le nez - 1 pour le rectum (ou 1 pot à coproculture)

- Si prélèvement d’un autre site (gorge) : 1 écouvillon PORTAGERM


Personnel médical ou paramédical

Réalisation du prélèvement -Vérifier la date de péremption des écouvillons ainsi que l'intégrité de la collerette de "stérilité" - Se frictionner les mains avant et après le prélèvement. - Informer le patient des modalités de prélèvement - Effectuer un écouvillonnage de la zone à dépister à l’aide d’un écouvillon sec stérile préalablement humidifié avec de l’eau physiologique stérile. Zones à prélever : Recherche de SARM : - NEZ ++: avec un seul écouvillon, prélever les 2 narines en enfonçant

l’écouvillon de manière perpendiculaire. Identifier « NEZ » - Plaies ++ : utiliser un écouvillon sec stérile préalablement humidifié

avec de l’eau physiologique stérile - D’autres sites peuvent être prélevés au cas par cas en fonction du

HIA BEGIN




Page : 64 / 92

64

contexte clinique (gorge, vagin, aine…) Recherche d’entérobactéries BMR : - RECTUM : enfoncer l’écouvillon délicatement au niveau de l’anus.

L’ensemble de la zone cotonneuse doit disparaître (1-2 cm).Faire tourner l’écouvillon sur lui-même. Le retirer délicatement et vérifier l’existence d’une légère coloration ou de selles. (cette étape est d’autant plus importante si le patient a effectué lui-même le prélèvement rectal). Refermer l’écouvillon. Identifier : « RECTUM ». Si le patient est porteur d’une stomie, prélever l’orifice de stomie.

- Ou SELLES Identito-vigilance au lit du patient

Indiquer sur chaque prélèvement la localisation exacte du prélèvement (NEZ, RECTUM, PLAIE...) - Vérifier la concordance entre l’identité du patient et l’identification du prélèvement


22. Prélèvement de liquide articulaire Préparation du patient Patient en décubitus dorsal – explication du geste Recueil des renseignements Localisation précise du prélèvement

Signes cliniques

Arthropathie connue

Traitement antibiotique préalable

Chirurgie antérieure ou présence de matériel

Matériel - champ stérile non percé - champ stérile percé - gants stériles - masque - solution hydro alcoolique - antiseptiques pour désinfection chirurgicale selon

protocoles du CLIN en vigueur - eau stérile - seringue + trocard (20-22 G) - compresses stériles - pansement type cicaplaie - si ponction-infiltration, produit à injecter

- pot stérile

HIA BEGIN




Page : 65 / 92

65

- tube citraté - éventuellement flacons d’hémocultures (si forte

suspicion d’infection bactérienne)


Médecin

Réalisation du prélèvement Lavage chirurgical des mains pour l’opérateur et l’aide Port d’un masque Asepsie chirurgicale du site (selon les protocoles en vigueur sur le site du CLIN) Mise en place du champ troué Prise des repères et ponction Pour la ponction du genou on pique à l'extrémité supero-externe de la patella en dirigeant l'aiguille entre la patella et le fémur de manière diagonale. Pour la ponction de l'épaule on pique verticalement (patient en décubitus dorsal) entre le processus coracoïde et la tête humérale. Pour la ponction du coude on pique entre le condyle huméral et la tête du radius, l'aiguille orientée horizontalement et perpendiculairement à l'avant bras. Pour la ponction du poignet on pique à la face dorsale de la main, à l'extrémité distale du radius de façon verticale et perpendiculaire à l'avant bras. Pour la ponction de la hanche on pique sous l'insertion proximale des adducteurs en orientant l'aiguille vers le bas et le dehors (patient en décubitus dorsal avec la jambe en abduction). Pour la ponction de la cheville on pique à l'angle entre talus, l'extrémité distale de la fibula et celle du tibia, de manière verticale et perpendiculaire à la jambe. Mettre en place le pansement

Répartir le volume prélevé dans les différents contenants

Noter sur le bon le volume d’échantillon placé dans le tube citraté (important pour la numération cellulaire :

HIA BEGIN




Page : 66 / 92

66

facteur de correction à appliquer si faible volume)

Identifier les différents contenants



23. Prélèvement de liquide de séreuse (plèvre, péri toine, péricarde) Préparation du patient

Patient en décubitus dorsal - explication du geste


Signes cliniques, fièvre

Pathologie maligne connue, suspicion tuberculose


Matériel Pour ponction pleurale et péricardique (le prélèvement de liquide péritonéal est réalisé au cours d’une intervention chirurgicale)

- champ stérile percé - gants stériles - masque - solution hydro alcoolique - antiseptiques pour désinfection chirurgicale selon protocoles du

CLIN en vigueur - eau stérile - seringue + trocard stérile - compresses stériles - pansement type cicaplaie

- pot pot stérile

- tube citraté - éventuellement flacons d’hémocultures (si forte suspicion

HIA BEGIN




Page : 67 / 92

67

d’infection bactérienne)


Médecin


Prélèvement de liquide péritonéal

Au cours du geste chirurgical



Ponction pleurale

Se laver les mains

Asepsie chirurgicale du site (selon les protocoles en vigueur sur le site du CLIN)

Mettre les gants stériles

La ponction s’effectue en pleine matité et/ou deux espaces intercostaux en dessous de la pointe de l’omoplate, le vide à l’aiguille, en rasant le bord supérieur de la côte inférieure. Il faut en effet éviter les éléments vasculo-nerveux situés sous les côtes

Au moment où l’aspiration ramène du liquide, la cavité pleurale est atteinte et on arrête la progression de l’aiguille

Lorsqu’une évacuation du liquide pleural est nécessaire on raccorde l’aiguille à une tubulure plastique (de préférence par l’intermédiaire d’un robinet à trois voix) et le liquide est évacué par simple gravité ou mieux dans des bocaux sous vide.

Mettre en place le pansement



Ponction péricardique

Se laver les mains


Mettre les gants stériles

La ponction s’effectue par voie sous-xyphoïdienne avec guidage échographique ou TDM si nécessaire

Au moment où l’aspiration ramène du liquide, la cavité péricardique est atteinte et on arrête la progression de l’aiguille

HIA BEGIN




Page : 68 / 92

68

Lorsqu’une évacuation du liquide péricardique est nécessaire il est possible de placer un cathéter pour permettre l’évacuation du volume nécessaire

Mettre en place le pansement



Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du

prélèvement Transport Selon les recommandations du guide des examens

24. Prélèvement de liquide d’ascite Préparation du patient Patient en décubitus dorsal - explication du geste Recueil des renseignements Signes cliniques, fièvre

Pathologie maligne connue, hépatopathie


Matériel - champ stérile non percé - champ stérile percé - gants stériles - masque - solution hydro alcoolique - antiseptiques pour désinfection chirurgicale selon

protocoles du CLIN en vigueur - eau stérile - seringue + aiguille stérile - trocard stérile ou cathéter intra veineux court

monté sur trocard - compresses stériles - pansement type cicaplaie - si ponction-évacuation, robinet, tubulure et pot de

recueil

- pot pot stérile

HIA BEGIN




Page : 69 / 92

69

- tube citraté - éventuellement flacons d’hémocultures (si forte

suspicion d’infection bactérienne)


Médecin

Réalisation du prélèvement Repérer le point de ponction :

la jonction 1/3 moyen 1/3 externe de la ligne reliant l'ombilic

à l'épine iliaque antéro-supérieure gauche

Vérifier la matité à la percussion.

Se laver les mains


Mettre les gants stériles et poser le champ stérile

Piquer perpendiculairement à la paroi au niveau du point de repère

Retirer le mandrin et recueillir le liquide dans le pot stérile +/- les flacons d’hémoculture

Pour la ponction évacuatrice: brancher la tubulure et régler le débit

Pour une ponction simple mettre en place le pansement



HIA BEGIN




Page : 70 / 92

70

25. Prélèvement bile Préparation du patient Réalisé au cours d’une intervention chirurgicale Recueil des renseignements Pathologie sous jacente, traitement antibiotique en cours Personnes réalisant le prélèvement Médecin Matériel Pot stérile

éventuellement flacons d’hémocultures (si forte suspicion d’infection bactérienne)

Réalisation du prélèvement Réaliser le prélèvement de liquide biliaire au décours du geste chirurgical et le transporter au laboratoire dans un flacon stérile. Des flacons d’hémoculture peuvent être ensemencés si besoin selon les recommandations de la fiche appropriée.

Identitovigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du pot Transport Suivre les recommandations du guide des examens.

HIA BEGIN




Page : 71 / 92

71

26. Recueil des selles pour réalisation d’un examen bactériologique : coproculture, aptitude métier de bouche, recherche de Clostridium difficile Préparation du patient La prescription d’une seule coproculture est en général suffisante.

Il peut être renouvelé une deuxième fois en cas de persistance ou d’aggravation des signes cliniques.


Motivation de la demande (contexte clinique avec signes digestifs, contrôle systématique pour médecine du travail,…)

Contexte (retour d’outre-mer, traitement antibiotique récent, intoxication alimentaire collective, aliment suspecté…)

Personne(s) réalisant le prélèvement

Patient

Ou personnel soignant Matériel

Pot stérile à coproculture Réalisation du prélèvement

Etiqueter ou inscrire son identité sur le pot à coproculture.

Manipuler le pot stérile à coproculture en évitant de toucher le bord supérieur

Recueillir les selles dans le pot dès leur émission: si seulement un échantillon de selles est placé dans le pot, choisir les zones les plus pathologiques (mucus, glaires..)

Bien refermer le pot. Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et

l’identification du pot Transport Selon les recommandadtions du guide des examens

HIA BEGIN




Page : 72 / 92

72

27. Recueil des selles pour réalisation d’un examen parasitologique Préparation du patient Le prélèvement sera réalisé à 3 reprises, à 3 ou 4 jours d’intervalles

L’émission des selles au laboratoire est indispensable pour la recherche de certains parasites (amibes notamment), pour lesquels l’examen direct doit être réalisé dans les 30 minutes.

Le patient doit suivre pendant les trois jours précédents le prélèvement un régime pauvre en résidu :

- Ne pas consommer de viande rouge

- Ne pas consommer de fruits et légumes (fraises, bananes, confitures aux fruits, salades, pomme de terre, légumineuses…)

- Privilégier : viandes blanches, poissons, œufs, pâtes, riz, semoule, laitages, biscottes, gelée de fruits

La recherche de formes végétatives (amibes notamment) doit être réalisée au plus tard 30 min après l’émission des selles ; A PRECISER SUR LA PRESCRIPTION


Motivation de la demande (contexte clinique avec signes digestifs, prurit…, contrôle après un séjour en zone d’endémie ou après traitement spécifique d’une parasitose, découverte d’une hyperéosinophilie…)

Origine du patient, notion de voyage, signes cliniques, traitements déjà suivis, en cours ou à suivre, antécédents parasitaires, immunodépression

Personne(s) réalisant le prélèvement

Patient

Matériel Pot stérile à coproculture Réalisation du prélèvement

Etiqueter ou inscrire son identité sur le pot à coproculture.

Recueillir la totalité de l’émission des selles dans un pot à coproculture stérile. L’émission doit être spontanée.

Bien refermer le pot.

Attention

- ne jamais laisser de selles exposées à l’air libre dans des récipients sans couvercle

- ne jamais grouper toutes les selles pour les envoyer en fin de matinée (c'est-à-dire 2 ou 3 heures plus tard)

Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du pot

Transport A température ambiante si moins d’une heure

Si plus d’une heure, conserver à + 4°C pendant 24 heures maximum.

Préférer dans ce cas là, une fixation au moment de l’émission des selles pour éviter la dessiccation des selles (3 vol de MIF pour 1 vol de selles, voir avec laboratoire).

Référence Penn P et al. RFL 1999

HIA BEGIN




Page : 73 / 92

73

28. Prélèvement urinaire pour recherche d’œufs de Bilharzie ( Shistosoma haematobium ) Préparation du patient Deux possibilités de prélèvements :

1) recueil de la miction matinale complète après la réalisation d’un effort : faire monter les escaliers (3 à 4 étages) rapidement plusieurs fois au patient avant la miction ou faire effectuer 20 flexions rapides, en forçant en fin de miction.

2) en cas d’incompatibilité de l’effort avec l’état clinique du patient, effectuer un recueil d’urines sur 24H.

Renouveler la recherche sur 3 jours pour augmenter la sensibilité Recueil des renseignements Signes cliniques ? Syndrome fébrile ? Prise d’antiparasitaire

préalable ? Immunodépression ? Notion de séjour à l’étranger ? Notion de baignade en eau douce stagnante ?

Matériel Pot à urines stérile


Patient

Ou personnel soignant Réalisation du prélèvement - Lavage hygiénique des mains

- Recueillir la totalité de la miction après l’effort dans le pot à urines stérile

- Fermer hermétiquement le flacon

- Identifier le pot (étiquette patient, ou Nom, prénom, DDN)

- Dans le cas d’un recueil des urines sur 24H, se référer à la fiche de prélèvement correspondante.

Identito-vigilance Vérification de la concordance entre l’identité du patient et l’identification du pot

Transport Transport à température ambiante Référence Buffaz C, et al. Parasitologie et mycologie médicale pratique. Ed

de Boeck, 2014.

HIA BEGIN




Page : 74 / 92

74

29. Scotch test anal – recherche d’œufs d’oxyure Préparation du patient Le prélèvement est réalisé le matin, au réveil avant toute

toilette et avant que le patient ait déféqué.

La répétition de l’examen sur 3 jours successifs permet d’augmenter la sensibilité.

Recueil des renseignements Symptomatologie clinique, date du début des symptômes Personne réalisant le prélèvement

Toute personne après avoir reçu une information et des indications sur la démarche à suivre.

Matériel Gants non stériles

Ruban de cellophane adhésive (transparent, incolore, non mat)

Lame porte-objet Réalisation du prélèvement Vérifier l’identité du patient.

Etiqueter au nom du patient la lame porte-objet

Mettre des gants non stériles.

Couper une bande de ruban adhésif de longueur inférieure à celle de la lame porte-objet

Pencher le malade en avant, déplier les plis péri-anaux et appliquer le ruban adhésif sur le pourtour anal

Poser le ruban sur la lame porte-objet bien dégraissée

Appuyer fortement pour une meilleure adhérence

Le patient peut effectuer lui-même ces étapes, mais elles doivent lui être clairement expliquées.

Identito-vigilance La lame doit être identifiée au moment du prélèvement. Transport Stockage et transport à température ambiante Référence Manuel des techniques de base pour le laboratoire médical. OMS

1982.

HIA BEGIN




Page : 75 / 92

30. Recherche de gale : ectoparasites Sarcoptes scabei Préparation du patient Prélèvement à réaliser au laboratoire.

Prévenir le laboratoire le cas échéant, l’examen direct se faisant le plus rapidement possible après la réalisation du prélèvement.

Recueil des renseignements Symptomatologie clinique, date du début des symptômes, immunodépression ? Cas isolé ou notion d’épidémie ?


Infirmiers, médecins ou biologistes


Lame porte-objet

Lamelle

Vaccinostyle ou curette

Pince à épiler

Huile à immersion

Réalisation du prélèvement Faire un examen minutieux de l’ensemble du corps et rechercher des lésions de type : sillon cutané de 2 à 4 mm, desquamation, papule, excoriation, pustule, croûte, nodule, vésicule perlée…

Ces lésions sont surtout localisées au niveau des :

- cils et sourcils

- autour du mamelon

- grands plis et nombril

- espaces interdigitaux des mains

- face antérieure des poignets et des coudes

- aisselles

- organes génitaux (zone la plus souvent positive)

- faces internes des cuisses

- fesses

Noter l’aspect de la ou les lésions et si celle-ci est localisée ou généralisé.

Plusieurs prélèvements seront réalisés.

Identifier une lame porte-objet avec le nom complet du patient.

Déposer une goutte d’huile à immersion sur la lésion (privilégier les vésicules terminant un sillon) et gratter énergiquement jusqu’à la

HIA BEGIN




Page : 76 / 92

rosée sanglante.

Déposer l’ensemble du produit de grattage sur une lame porte-objet identifiée.

Recouvrir d’une lamelle. Identito-vigilance La lame doit être identifiée au moment du prélèvement. Transport Examen direct réalisé immédiatement, sur place. Référence Caumes E & Bourée P. RFL 2008.

HIA BEGIN




Page : 77 / 92

31. Recherche de Demodex Préparation du patient Prélèvement à réaliser au laboratoire.

(Si blépharite, pas de maquillage sur les cils)

Prévenir le laboratoire le cas échéant, l’examen direct se faisant le plus rapidement possible après la réalisation du prélèvement (dans les 4 heures).


Symptomatologie clinique : blépharite ? acné rosacé ? Immunodépression ?


Biologiste ou technicien habilité

Matériel Lame porte-objet

Lamelle

Sérum physiologique

Pince à épiler

Colle de type cyanoacrylate (Loctite°) Réalisation du prélèvement

Dans les cas de blépharite :

- Identifier 4 lames porte-objet, notées

* PSOG (paupière supérieure, œil gauche)

* PIOG (paupière inférieure, œil gauche)

* PSOD (paupière supérieure, œil droit)

* PIOD (paupière inférieure, œil droit)

- A l’aide d’une pince à épiler, arracher 4 ou 5 cils par paupière.

- Déposer les cils et les débris adjacents en les séparant bien sur la lame avec une goutte de sérum physiologique, recouvrir d’une lamelle.

- L’observation au microscope sera faite immédiatement.

Dans les cas de rosacée :

- Déposer une goutte de colle de type cyanoacrylate (Loctite°) sur une lame porte objet.

- Maintenir fermement cette lame sur la lésion cutanée pendant 30 sec à 1 min le temps que le cyanoacrylate sèche.

- Retirer délicatement la lame de façon à récupérer un feuillet de couche cornée d’épaisseur uniforme et semi-transparent.

- Rajouter 2-3 gouttes d’huile à immersion puis recouvrir d’une lamelle.

- L’observation au microscope sera faite immédiatement. Identito-vigilance La lame doit être identifiée au moment du prélèvement. Transport Examen direct réalisé immédiatement, sur place. Référence Gautier C, et al. RFL 2000

HIA BEGIN




Page : 78 / 92

32. Prélèvement mycologiques des ongles Préparation du patient Les prélèvements doivent être faits avant tout traitement spécifique local ou

général antimycosique.

En cas de traitement, une fenêtre thérapeutique est nécessaire :

- 3 mois si traitement systémique, traitement local par vernis ou solution filmogène

- 15 jours si crème antifongique

Ne pas couper les ongles des pieds pendant les 2 à 3 semaines précédant le prélèvement et pour les ongles des mains pendant une semaine.

Quelques jours avant : enlever tout vernis à ongles, ne pas appliquer de poudre, crème ou pommade.

Le matin du prélèvement : bien savonner les endroits à prélever, rincer et bien sécher.


Localisation précise du prélèvement, type de prélèvement

Description de la lésion, date d’apparition des lésions, traitements suivis, en cours ou à suivre, ATCD mycologiques, notion de voyage, contact avec animaux, immunodépression, métier, sport pratiqué



Matériel Gants non stériles Pince à couper Curette ou vaccinostyle ou grattoir de Vidal

Boites de Pétri stériles Réalisation du prélèvement

Vérifier l’identité du patient.

Etiqueter au nom du patient les boites de Pétri (1 boîte par site prélevé).


Changer de matériel entre chaque site de prélèvement

Les ongles pathologiques doivent être prélevés au niveau du front d’attaque de l’ongle c'est-à-dire à la limite de la zone malade et de la partie saine.

1. Nettoyer la surface de l’ongle avec une compresse stérile imbibée d’eau physiologique afin d’éliminer la présence de spores de contaminants environnementaux.

2. Dans les atteintes distales ou latérodistales, couper la périphérie de l’ongle à l’aide d’une grosse pince jusqu’au front d’attaque de l’ongle

3. Puis recueillir dans un récipient stérile (boite de Pétri par exemple) de petits fragments d’ongle dans la zone unguéale pathologique, les fins fragments et la poudre obtenus par grattage à l’aide d’une curette ou d’un grattoir du dessous de

HIA BEGIN




Page : 79 / 92

l’ongle.

En cas de leuconychie superficielle, gratter l’ongle à sa surface.

Pour les atteintes proximales gratter la table interne et recueillir un maximum de produit

Ne pas se contenter de découper un seul bout d’ongle : un maximum de copeaux est indispensable en particulier pour incriminer les moisissures dans la pathologie.

Pour les périonyxis, gratter le bourrelet péri-unguéal avec la curette et recueillir les squames dans la boîte de Pétri.

Identitovigilance Toutes les boites de Pétri et récipients stériles doivent être identifiés au moment du prélèvement, la localisation exacte et le type de prélèvement doivent également être précisés.

Transport Stockage et transport à température ambiante dans les 24 heures max Référence Chabasse D. RFL 2011

HIA BEGIN




Page : 80 / 92

33. Prélèvement mycologique de lésions cutanées (dermatophyties et autres lésions sur peau glabre), de plis (intertrigos) et des muqueuses.

Préparation du patient Les prélèvements doivent être faits avant tout traitement spécifique local ou

général antimycosique. En cas de traitement, une abstention thérapeutique de 15 jours pour les lésions de la peau est nécessaire.

Ne pas brosser, gommer, ni poncer la zone à prélever. Sur le visage, ne pas raser la zone à prélever la veille et le jour même. Sur le reste du corps, ne pas raser la semaine précédant le prélèvement.

Le matin du prélèvement : bien savonner les endroits à prélever, rincer et bien sécher.

Recueil des renseignements Localisation précise du prélèvement

Description de la lésion, date d’apparition des lésions, traitements suivis, en cours ou à suivre, ATCD mycologiques, notion de voyages, contact avec les animaux, immunodépression, métier, sport pratiqué


Infirmier, médecin, biologiste ou technicien habilité


Curette stérile

Ecouvillons en coton stérile

Pince à épiler

Boîte de Pétri

Ruban de cellophane adhésive (transparent, incolore, non mat)

Lame porte objet

Réalisation du prélèvement Vérifier l’identité du patient.

Etiqueter au nom du patient les boites de Pétri, écouvillons,…


HIA BEGIN




Page : 81 / 92


1 boîte par site prélevé

1- Lésion sèche

- Passer une compresse stérile puis gratter avec une curette stérile en périphérie de la lésion (bourrelet ++)

- Récupérer le matériel dans une boîte de Pétri

- Puis écouvillonner la zone de grattage avec 2 écouvillons stériles préalablement humidifiée avec de l’eau distillée stérile

2- Lésion suintante

Ecouvillonner avec 2 écouvillons

3- Suspicion de Pityriasis versicolor

- Cf. procédure « lésion sèche » +

- Apposer un ruban de cellophane adhésif (incolore, non mat, transparent) pendant 5 secondes en maintenant la pression puis retirer d’un geste franc

- Appliquer l’adhésif sur une lame porte-objet préalablement identifiée

4- Lésions des plis

- prélever selon les procédures « lésion sèche » ou « lésion suintante » en fonction du type de lésion

- en privilégiant le fond du pli atteint

5- Lésions des muqueuses

Ecouvillonner avec 2 écouvillons secs et stériles Identitovigilance Toutes les boites de Pétri, récipients stériles, lames ou écouvillons doivent

être identifiées au moment du prélèvement, la localisation exacte et le type de prélèvement doivent également être précisés.

Transport Stockage et transport à température ambiante dans les 24 heures max Référence Buffaz E, et al. Parasitologie et mycologie médicale pratique. Ed de Boeck

2014.

HIA BEGIN




Page : 82 / 92

34. Prélèvement mycologiques des régions pileuses (barbe, cuir chevelu,…) Préparation du patient Les prélèvements doivent être faits avant tout traitement spécifique

local ou général antimycosique. En cas de traitement, une abstention thérapeutique est nécessaire : 15 jours pour les lésions de la peau ou des cheveux. Faire un shampoing le matin du prélèvement.

Recueil des renseignements Localisation précise du prélèvement, type de prélèvement

Description de la lésion, date d’apparition des lésions, traitements en cours ou passés


Infirmier, médecin ou biologiste

Matériel Gants non stériles Lampe de Wood Boite de Pétri Ecouvillons en coton stériles Pince à épiler Curette

Réalisation du prélèvement Mettre des gants non stériles


1 boîte par site prélevé

Préalable : Dans le cas des teignes du cuir chevelu, réaliser systématiquement un examen à l’aide d’une lampe de Wood dans une pièce où l’obscurité est totale. Indiquer la présence ou non d’une fluorescence verte sur les cheveux.

Prélèvement :

1. Prélever à l’aide d’une pince à épiler les poils, duvets ou cheveux (une dizaine au moins, en privilégiant ceux cassés). Les placer dans un récipient stérile (boite de Pétri par exemple).

2. Puis gratter les lésions à l’aide d’une curette et recueillir dans un récipient stérile les squames ou croûtes ou fragments de cheveux.

3. Passer ensuite deux écouvillons en coton stériles (examen direct et culture) préalablement humidifiés avec de l’eau distillée stérile au niveau de la plaque d’alopécie.

Dans le cas d’une folliculite, des poils sont prélevés au sein de la réaction inflammatoire. Puis les pustules sont ouvertes à l’aide d’une curette stérile et la zone grattée est ensuite écouvillonnée à l’aide de 2 écouvillons en coton stérile (examen direct et culture).

Identitovigilance Toutes les boites de Pétri, récipients stériles ou écouvillons doivent être identifiées au moment du prélèvement, la localisation exacte et le type de prélèvement doivent également être précisés.

Transport Stockage et transport à température ambiante dans les 24 heures max Référence Buffaz C, et al. Parasitologie et mycologie médicale pratique. Ed de

Boeck 2014

HIA BEGIN




Page : 83 / 92

35. Réalisation de la ponction médullaire – myélogr amme 1 – Indications et conditions de réalisation La ponction de moelle osseuse ou myélogramme est un examen de routine permettant l’étude morphologique des cellules hématologiques indispensable au diagnostic des hémopathies. Il s’agit d’un geste médical dont l’indication est sous la responsabilité du médecin. Celui ci peut se référer éventuellement à l’avis d’un spécialiste en hématologie. L’examen peut être pratiqué en hospitalisation, en hôpital de jour ou aux consultations centralisées. Le patient est informé par le médecin prescripteur de la nature de l’acte qui va être pratiqué et doit être préparé au geste. La prescription doit comporter au minimum un myélogramme et une numération formule sanguine. Avant de réaliser le myélogramme, les précautions suivantes doivent être prises : - tenir compte de l’existence de troubles graves de la coagulation, d’une thrombopénie majeure ou de prise de traitement antiagrégant plaquettaire. Ils ne contre-indiquent cependant pas la réalisation du geste. - Vérifier l’absence d’antécédents d’allergie aux anesthésiques locaux, à l’iode, d’hématomes ou d’hémorragies. - Vérifier l’absence d’antécédents de fracture sternale ou de sternotomie qui contre- indiquent la ponction du sternum. - S’assurer de l’absence d’antécédent de radiothérapie localisée, celle-ci contre- indiquant la réalisation du geste en territoire irradié. - Enfin s’assurer de l’absence de lésions ou d’affections cutanées proches du point de ponction. Le bon de prescription présent sur Amadeus doit être dûment complété (informatiquement ou manuellement) : rappeler l’indication du myélogramme, le contexte clinico-biologique et la présence de signes cliniques orientant vers une hémopathie (splénomégalie, adénopathies...), les antécédents du patients et les résultats d’explorations complémentaires éventuelles (biologiques ou radiologiques). Des analyses complémentaires peuvent être demandées (immunophénotypage, caryotype, myéloculture). 2 - Matériel - Divers :

♦ 1 plateau à ponction. ♦1 paire de gants stériles. ♦1champ stérile. ♦ 1champ non stérile. ♦ 1 pansement de type Mépore. ♦1 container à aiguilles souillées ♦ 1 sac poubelle à incinérer (sac jaune).

- Matériel de désinfection cutanée : ♦ Bétadine alcoolique. ♦ Compresses stériles. - Produits d’anesthésie locale : Plusieurs produits sont utilisables en fonction du site de ponction et du type d’analgésie

HIA BEGIN




Page : 84 / 92

choisie (cf. le paragraphe se rapportant à l’analgésie) : ♦pommade EMLA®. ♦ xylocaïne 1 à 2% sans adrénaline. ♦une seringue stérile de 5 cc ou 10cc selon le site de ponction. ♦ un trocart. ♦ une aiguille sous-cutanée (orange). - Matériel pour la ponction et l’étalement : ♦ 1 trocart de Mallarmé (réf MO 15/3) ou Aspiration Needles (réf AM 15/28) de diamètre et longueur variables (30 ou 50 mm) suivant la corpulence, l’âge du patient et le site choisi pour la ponction. ♦ 1 seringue stérile de 20 cc. ♦ des lames à bords rodés dégraissées à plages dépolies pour l’identification du patient. En cas de demandes d’examens spécialisés, il faut se munir, pour la réalisation : o d’un immunophénotypage:1 tube EDTA de 5ml( bouchonviolet) o d’un caryotype médullaire : 1 tube spécifique CERBA (bouchon vert, gros calibre) o biologie moléculaire (mutations génétiques récurrentes): 1 tube EDTA de moelle. o myéloculture BK : 1 flacon Isolator (prévenir le laboratoire de Microbiologie de l’HIA Percy au 933356). 3 - Protocole de prélèvement A/ Choix du site de prélèvement et repérage anatomique. Le patient se positionne en décubitus dorsal en cas de prélèvement sternal ou en décubitus latéral ou ventral (selon la préférence du préleveur et du patient) en cas de ponction iliaque. Le site iliaque doit être préféré lorsque le prélèvement est effectué par un médecin non hématologue sauf contre indication ou avis contraire de ce dernier. L’opérateur doit avant toute chose prendre ses repères anatomiques : ♦ Ponction sternale: au niveau du manubrium sternal, à l’intersection entre la perpendiculaire passant par le milieu de la fourchette sternale et la droite passant par le milieu du premier espace intercostal. L’utilisation de moyen dépilatoire peut être nécessaire en cas de thorax trop pileux. ♦ Ponction iliaque: elle est réalisée dans l’épine postéro-supérieure, notamment lorsqu’une biopsie ostéomédullaire est programmée conjointement. Le repérage de l’épine iliaque se fait en suivant l’aile iliaque d’avant en arrière et en s’aidant d’un repérage bilatéral. ♦ Ponction iliaque dans la crête iliaque antéro-supérieure : rarement choisi car non dénué de risques (hémorragie rétro-péritonéale), ce site peut être cependant indiqué chez les patients immobilisés en décubitus dorsal. Dans ce cas, le geste devra être réalisé par un hématologue exclusivement. L’épine iliaque antéro-supérieure est repérée d’arrière en avant, puis maintenue entre le pouce et l’index durant la ponction. ♦ Chez l’enfant : le site sera exclusivement iliaque. B/ Préparation du patient et analgésie. Le protocole d’analgésie choisi dépendra des conditions de prélèvement (facteurs psychologiques et antécédents du patient, urgence de l’examen...). Pour les patients anxieux, une prémédication, sur prescription médicale, peut être utilisée avant le geste (par exemple, XANAX® dont la posologie sera adaptée au poids du patient, une demi heure avant le geste). ♦ 1er protocole : appliquer un patch d’EMLA® au site de ponction 1 heure avant le geste. Retirer le patch et la crème anesthésiante à l’aide d’une compresse sèche. Désinfecter selon le

HIA BEGIN




Page : 85 / 92

protocole décrit ci dessous (cf paragraphe se rapportant à l’aseptie). Procéder à l’anesthésie à l’aide de la XYLOCAINE® 1 ou 2% sans adrénaline, plan par plan, jusqu’à atteindre le périoste. Ne pas injecter un volume supérieur à 5 cc de XYLOCAINE®. Laisser agir le produit 5 minutes. ♦ 2ème protocole : désinfecter selon le protocole d’aseptie et procéder à l’anesthésie à l’aide de la XYLOCAINE® 1 ou 2% sans adrénaline seule, comme décrit ci dessus. L’allergie à la Xylocaïne® est un phénomène exceptionnel mais en cas de contre indication allergique, un anesthésiant de la classe des esters (de type Chlorydrate de Procaïne) sera préféré. L’avis d’un anesthésiste réanimateur et/ou d’un allergologue est cependant préconisé. C/ L’aseptie. ♦ Lavage des mains : l’opérateur doit se laver les mains, les frictionner avec une solution hydro-alcoolique puis mettre des gants stériles. ♦ Désinfection cutanée : la désinfection cutanée est réalisée à la Bétadine® alcoolique (au moins 2 détersions) ou à l’aide d’un dérivé de la Chlorhexidine® en cas d’allergie à la Bétadine. Une désinfection en 4 temps est réalisée en cas de biopsie ostéomédullaire associée comprenant un temps de détersion avec un savon antiseptique, un rinçage à l’eau stérile, un temps de séchage par tamponnement avec des compresses stériles et un temps d’application d’un antiseptique alcoolique. D/ Prélèvement et étalement des frottis. ♦ Ponction :

4. Vérifier la mobilité du mandrin du trocart. 2. L’aiguille à ponction sternale est enfoncée à travers les tissus mous jusqu’à atteindre la table externe du sternum. Exercer une pression tout en réalisant des mouvements de rotation jusqu’au passage de la corticale (sensation de ressaut qui permet de s’arrêter entre les 2 tables). En cas de ponction iliaque, le trocart doit être bien figé dans l’os. 3. Le capuchon est ensuite dévissé et le mandrin retiré. 4. Ajuster la seringue de 20 cc et aspirer brièvement jusqu’à voir apparaître un peu de suc médullaire. Ne pas aspirer plus de 0,5 cc afin de ne pas hémodiluer le prélèvement. 5. Retirer la seringue et déposer une goutte de prélèvement sur les différentes lames. étalement : Deux types d’étalement existent : - le frottis sanguin consiste à étaler des gouttes déposées sur les lames à l’aide d’une autre lame inclinée à 40° comme pour des frottis sanguins. Un frottis de bonne qualité n’atteint pas l’extrémité de lame et laisse quelques millimètres libres le long des bords latéraux. - l’écrasement des grains consiste à prélever avec l’extrémité d’une lame un grain de suc médullaire et le placer au tiers supérieur d’une lame. Prendre une lame propre et la faire glisser parallèlement sur la première sans écraser trop fortement, jusqu’à l’autre extrémité de la lame. Dans les deux cas, 5 à 10 lames doivent être préparées. Elles sont séchées à l’air sans ventilation ni agitation. Si un immunophénotypage, un caryotype, une recherche en biologie moléculaire ou une myéloculture sont nécessaires, la seringue de 20 cc est réajustée sur l’aiguille à ponction et on procède à une nouvelle aspiration de suc médullaire. On adapte ensuite une aiguille (marron) au bout de la seringue pour mettre le prélèvement dans le tube adéquat. Le mandrin est enfin repositionné et le trocart retiré en restant dans l’axe de pénétration. Ils

HIA BEGIN




Page : 86 / 92

sont éliminés dans le container à aiguilles souillées. E/ Pansement : ♦ Pratiquer une compression au point de ponction avec des compresses stériles, d’autant plus prolongée qu’il existe un risque hémorragique. ♦ Après compression, apposer un pansement. F/ Identification des lames et échantillons L’opérateur veille à l’identification des tubes et/ou boites de caryotype ; les lames sont :

1. 1. identifiées avec NOM, PRENOM et DATE du prélèvement portés au crayon gras 2. Placées dans un porte lame autoclavable

2. 3. accompagnées du bon AMADEUS comportant les renseignements clinico- biologiques, le nom du préleveur et l’heure du prélèvement (la date est indiquée par le logiciel).

3. Chaque tube de moelle doit porter la mention MOELLE au feutre sur l’étiquette

4. G/ Transport au laboratoire : 5. Les examens de caryotype et/ou biologie moléculaire sont accompagnés de

leurs bons de demande et formulaires respectifs. 6. L’ensemble est placé dans les sachets de transport de couleur ROUGE

(urgent). 7. Ces échantillons et lames doivent être descendus sans délai au laboratoire et

confiés à l’accueil des examens urgents (laboratoire des urgences ouvert 24h/24).

8. H/ Traçabilité. 9. L’opérateur note dans le dossier médical son identité ainsi que la date et

l’heure de la ponction et les éventuels incidents survenus au cours ou décours du geste (douleur, malaise, ponction blanche...).

10. I/ Surveillance du patient. Le patient doit être laissé au repos avec surveillance du pansement pendant environ 15 min. Il peut reprendre une activité normale dans l’heure qui suit le prélèvement. Dans les cas usuels, aucune surveillance particulière ultérieure par un personnel soignant n’est nécessaire. Le pansement peut être enlevé par

HIA BEGIN




Page : 87 / 92

36. Récapitulatif : contenant, nom, lieu où se le p rocurer et modalités de stockage

HIA BEGIN




Page : 88 / 92

HIA BEGIN




Page : 89 / 92

HIA BEGIN




Page : 90 / 92

HIA BEGIN




Page : 91 / 92

HIA BEGIN




Page : 92 / 92

Prescription d’un examen urgent

Prescription d’un examen non urgent

1) Médecin prescripteur

Sélectionner IMMEDIATE

Laisser tel quel

ou sélectionner

2) Préleveur

Sachet rouge

Sachet transparent 3) Transmission du prelevement au laboratoire

GUIDE DE PRELEVEMENT DES ECHANTILLONS … · 22-Prélèvement de liquide articulaire .63...

Documents

Transcript of GUIDE DE PRELEVEMENT DES ECHANTILLONS … · 22-Prélèvement de liquide articulaire .63...