Méthodologie d’évaluation des tests diagnostiques: comment ...
EVALUATION DES TESTS DIAGNOSTIQUES RAPIDES DU …
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NESTOR Jean Margiano
EVALUATION DES TESTS DIAGNOSTIQUES RAPIDES DU PALUDISME À
MADAGASCAR
Thèse pour l’obtention du Diplôme d’État de Docteur en Médecine
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DE MEDECINE
Année : 2018 N° : 9145
EVALUATION DES TESTS DIAGNOSTIQUES RAPIDES DU PALUDISME À
MADAGASCAR
THESE
Présentée et soutenue publiquement le 01 juin 2018
à Antananarivo
Par
Monsieur NESTOR Jean Margiano
Né le 1er
Mars 1977 à Maroantsetra
Pour obtenir le grade de
DOCTEUR EN MEDECINE (Diplôme d’Etat)
Directeur de thèse : Professeur RANDRIA Mamy Jean de Dieu
MEMBRES DU JURY
Président : Professeur RANDRIA Mamy Jean de Dieu
Juges : Professeur RAKOTOVAO Andriamiadana Luc
Professeur RABEARIVONY Nirina
Rapporteur : Docteur MIORAMALALA SederaAurelien
Je dédie cette thèse à :
Mon épouse NESTOR née ARNE Marie Eloriane
Qui a partagé avec moi les difficultés, les joies. En témoignage de mon amour et de mes
reconnaissances.
Ma fille NESTOR Iris Marie V.
Considérer et consentir ce travail, comme témoignage de mon immense affection
Mes parents NESTOR Jean Yves et JUSTINE Basile,ma grande sœur Marie Olga
et son mari DESROSIERS Clovis
Vous qui ont sacrifié pour ma réussite, merci pour les encouragements de toujours
étudier, et la mise à disposition de tous vos moyens pour me permettre d’y arriver. Sans
vous je ne serais pas là. Que Dieu vous bénisse.
Monsieur le Professeur RATSIMBASOA Claude Arsène
Qui n’a pas cessé d’aménager son temps précieux pour nous accueillir en toute
circonstance. Qui avec sa disponibilité habituelle et ses conseils judicieux a bien voulu
nous aider. Veuillez trouver ici l’expression de notre profonde gratitude et nos vifs
remerciements.
Mes frères NESTOR Gildas Florento et NESTOR Jean Wilfried, ainsi que mes
nièces et mes neveux
Merci pour votre présence depuis toujours et aussi pour vos soutiens et
encouragements.
Toute ma famille
Je vous remercie infiniment
Mes amis (e)s proches et chers, mlleLayah et mlle B. Claudia
Pour l’aide précieuse que vous avez apportée pour ce travail et en souvenir de toutes
ces années passées ensemble. Merci infiniment.
Tous ceux qui ont contribué de près ou de loin à la réalisation de ce travail.
A NOTRE MAITRE, PRESIDENTET DIRECTEUR DE THESE
Monsieur le Docteur RANDRIA Mamy Jean de Dieu
- Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en Maladies
Infectieuses et Parasitaires à la Faculté de Médecine d’Antananarivo.
- Chef d’Unité de service Maladies Infectieuses et Parasitaires au Centre
Hospitalier Joseph RasetaBefelatanana.
- Directeur de Centre Hospitalier Universitaire Joseph RasetaBefelatanana
« Vous nous avez fait l’honneur d’accepter la présidence de cette thèse et vous avez
sacrifié des heures précieuses malgré vos occupations professionnelles. Veuillez
accepter l’expression de notre profonde gratitude et nos sincères remerciements. »
A NOS MAITRES ET HONORABLES JUGES DE THESE
Monsieur le Docteur RAKOTOVAO Andriamiadana Luc
- Professeur d’Enseignement Supérieur et de Recherche en Biologie Hématologique à
la Faculté de Médecine d’Antananarivo.
- Chef de service de Laboratoire au Centre Hospitalier Universitaire Joseph
RasetaBefelatanana
Monsieur le Docteur RABEARIVONY Nirina
- Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en Cardiologie à la
Faculté de Médecine d’Antananarivo.
- Chef de d’Unité au service de Cardiologie au Centre Hospitalier Universitaire
Joseph RasetaBefelatanana
« Vous avez aimablement accepté de faire partie des membres de jury malgré vos
nombreuses responsabilités. Veuillez recevoir nos vifs remerciements et l’expression de
notre sincère reconnaissance ».
A NOTRE RAPPORTEUR DE THESE
Monsieur le Docteur MIORAMALALA Sedera Aurélien
- Médecin spécialiste en Santé Publique
« Vous avez aimablement accepté de faire partie des membres de jury malgré vos
nombreuses responsabilités. Veuillez recevoir nos vifs remerciements et l’expression de
notre sincère reconnaissance. »
A NOTRE MAITRE ET DOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE
D’ANTANANARIVO
Monsieur le Professeur SAMISON Luc Hervé
« Nos hommages les plus respectueux ».
A NOS MAITRES ET PROFESSEURS A LA FACULTE DE MEDECINE
D’ANTANANARIVO ET A NOS ENCADREURS DES STAGES.
« En reconnaissance de leur précieux enseignements et formations ».
A TOUS LES PERSONNELS ADMINISTRATIFS ET TECHNIQUES DE LA
FACULTE DE MEDECINE D’ANTANANARIVO
« Nos sincères remerciements ».
A TOUS LES PERSONNELS DE LA DIRECTION DE LUTTE CONTRE LE
PALUDISME
Nous vous remercions de votre aide et collaboration. Veuillez recevoir nos hommages
respectueux
SOMMAIRE
PAGES
INTRODUCTION ................................................................................................................. 1
I. RAPPEL SUR LE PALUDISME ................................................................................... 2
I.1. Définition ................................................................................................................. 2
I.2. Cycle de transmission plasmodiale ......................................................................... 3
I.3. Profils épidémiologiques du paludisme à Madagascar ........................................... 5
I.4. Présentation clinique du paludisme ......................................................................... 7
I.5. Diagnostique Biologique du paludisme ................................................................ 10
I.6. Les moyens de contrôles du paludisme à Madagascar .......................................... 15
II. METHODES ET RESULTATS ................................................................................... 18
II.1. METHODES ............................................................................................................. 18
II.1.1. Cadre De l’étude ................................................................................................ 18
II.1.2. Type d’étude....................................................................................................... 20
II.1.3. Période d’étude................................................................................................... 20
II.1.4. Durée d’étude ..................................................................................................... 20
II.1.5. Population d’étude ............................................................................................. 20
II.1.6. Mode d’échantillonnage ..................................................................................... 20
II.1.7. Variables étudiées .............................................................................................. 20
II.1.8. Mode de collecte et analyse des données ........................................................... 21
II.1.9. Limites de l’étude ............................................................................................... 22
II.1.10. Considération éthique....................................................................................... 22
II.2. RESULTATS ............................................................................................................ 23
II.2.1. Résultats du recrutement .................................................................................... 23
II.2.2. Paramètres sociodémographiques ...................................................................... 23
II.2.3. Aspect clinique ................................................................................................... 26
II.2.4. Prévalence .......................................................................................................... 27
II.2.5. Valeurs intrinsèques et extrinsèques globales des TDR .................................... 29
II.2.6.Valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR selon les sites d’études et leurs
cohérences ........................................................................................................... 32
III. DISCUSSION ........................................................................................................... 35
III.1. Tranche d’âge .......................................................................................................... 35
III.2. Sexe ......................................................................................................................... 36
III.3. Symptômes .............................................................................................................. 37
III.4. Prévalence ............................................................................................................... 39
III.5. Comparaison des valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR paludisme ........... 42
III.6. Cohérence des méthodes ......................................................................................... 48
CONCLUSION .................................................................................................................... 50
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
LISTE DES TABLEAUX
PAGES
Tableau I : Tableau de contingence des tests diagnostiques .............................................. 13
Tableau II : Répartition selon le district en effectif et en proportion (%) .......................... 24
Tableau III : Prévalence selon TDR Paludisme ................................................................. 27
Tableau IV : Prévalence du paludisme selon le TDR Alere HS Malaria ........................... 27
Tableau V : Prévalence du paludisme selon microscopie ................................................... 28
Tableau VI : Prévalence du paludisme selon PCR ............................................................. 28
Tableau VII : Valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR SD Bioline Malaria
versus PCR ............................................................................................... 29
Tableau VIII : Valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR SD Bioline Malaria
versus microscopie ................................................................................... 30
Tableau IX : Valeurs intrinsèques et extrinsèques TDR Alere HS Malaria vs PCR .......... 31
Tableau X : Valeurs intrinsèques et extrinsèques TDR HS Malaria Alere vs Microscopie 32
Tableau XI : Valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR selon les sites d’études
et leurs cohérences ........................................................................................ 33
LISTE DES FIGURES
PAGES
Figure 1 :Les différentes espèces plasmodiales .................................................................... 3
Figure 2 : Cycle de transmission du paludisme .................................................................... 5
Figure 3 : Les 4 faciès épidémiologiques du paludisme à Madagascar ................................ 7
Figure 4: le principe du TDR paludisme, directives de base .............................................. 12
Figure 5 :Manuel d’utilisation des test immunochromatographiques ................................. 13
Figure 6 : La Chronologie des étapes importantes dans la politique contre le
paludisme, le financement, la planification et la mise en œuvre à
Madagascar 2000-2014 ..................................................................................... 16
Figure 7 : Activités du Programme national de lutte contre le paludisme à
Madagascar dans chaque faciès épidémiologiques ........................................... 17
Figure 8 : Les Sites d’études ............................................................................................... 19
Figure 9 : Résultats du recrutement .................................................................................... 23
Figure 10 : répartition selon le sexe de la population d’étude ............................................ 25
Figure 11: répartition de la population par genre avec les effectifs .................................... 26
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS
ACT : traitement combiné à base d’arthemisinine
CAID : campagne d’aspersion intra-domiciliaire d’insecticide
FM : frottis mince
GE : goutte épaisse
IPT : traitement présomptif intermittent
ITN : Insecticide treated nets
MILD : Moustiquaire d’imprégnation longue durée
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
PCR : Polymérase chainreaction
Se : sensibilité
Sp : spécificité
TDR ou RDT : Test de diagnostic rapide
VPN : valeur prédictive négatif
VPP : valeur prédictive positive
IC : indice de confiance
CRP : C-Réactive Protéine
1
INTRODUCTION
Le Paludisme est une maladie parasitaire due à différents espèces plasmodiales,
responsable d’une charge de morbidité importante. En 2015, il est estimé environ
212 millions de nouveau cas de paludisme dans le monde avec 429 000 décès dont
environ 90% concernant l’Afrique Subsaharienne et touchant le plus souvent la partie de
la population la plus vulnérable, notamment les enfants de moins de 5 ans [1,2].Le
paludisme reste encore un problème de santé publique majeur en Afrique et constitue
encore une des plus grandes causes de fièvre chez l’enfant [2- 4].
Le diagnostic de certitude par confirmation biologique à la recherche de l’espèce
plasmodiale au laboratoire reste encore peu accessible à une grande partie de la
population touchée par ce fléau. Les tests de diagnostic rapide(TDR) restent un moyen
efficace pour dépister précocement le paludisme et diminuer la charge de morbidité et
lamortalité due à cette maladie [5].
Non dépisté à temps, le paludisme peut être à l’origine de gravescomplications
[6]. Le TDR offre le moyen de réduire la charge de morbidité due au paludisme et de
réduire sa prévalence en diagnostiquant rapidement la maladie. Ce test offre une
alternative qui permettra de poser le diagnostic du paludisme pour les régions ne
disposant pas de laboratoire.
A Madagascar, des études sur les TDRont déjà été menés dans une commune
rurale de Mahatalaky à Fort Dauphin évaluantla place du TDR du paludisme chez les
enfants malgaches fébriles au niveau communautaire [7].L’existence du TDR est un
avancé importante sur le contrôle du paludisme amenant à s’interroger sa place dans
l’élimination du paludisme à Madagascar.
Notre étude se portera sur la place des TDR Paludisme, plus particulièrement le
SD Bioline et l’Alere High sensitivities Malaria dans leur performance diagnostiqueau
niveau de six districts endémiques du paludisme. L’objectif de cette étude est d’évaluer
la valeur intrinsèque et extrinsèque des TDR dans le diagnostic du paludisme et de
mesurer la cohérence de ceux-ci.
Notre travail se divisera en trois parties. Dans la Partie I, rappel théorique sur le
paludisme et le TDR paludisme ;puis dans la Partie II : Méthode et résultats ; et dans la
Partie III : Discussion et suggestions. Enfin, nous terminerons par la conclusion.
2
PREMIERE PARTIE : RAPPELS
I. RAPPEL SUR LE PALUDISME
I.1. Définition et agents pathogènes
Le paludisme est une maladie parasitaire due à des parasites qui sont des
protozoaires sporozoaires du genre Plasmodium. Plusieurs espèces plasmodiales sont
capables d’infecter les mammifères ou les oiseaux mais seuls cinq d’entre elles peuvent
évoluer chez l’homme : Plasmodium falciparum (Pf), Plasmodium vivax (Pv),
Plasmodium ovale (Po),Plasmodium Knowlesi (Pk) etPlasmodium malariae (Pm)[1].
Plusieurs espèces plasmodiales sont responsables du paludisme.
Plasmodium falciparum : hantise des espèces plasmodiales, il est largement
répandu dans les régions chaudes. Il est l’apanage du paludisme grave. Son cycle exo-
érythrocytaire dure de 7 à 15 jours, sans réviviscence schizogonique. La longévité de ce
parasite ne dépasse habituellement pas 2 mois, mais elle peut atteindre 6 mois ou même
1 an. Le Pf parasite toutes les jeunes hématies (réticulocytes). La parasitémie est
couramment de plus de 10 pour cent voire 20 pour cent. La forte densité de la
parasitémie facilite la transmission [1-3].
Plasmodium vivax : largement répandu après le Pf. Son cycle exo-érythrocytaire
est de 15 jours à 9 mois mais les parasites peuvent subsister plus de 2 ans dans le foie,
d’où les accès de reviviscence schizogonique. Cette espèce parasite les hématies jeunes
(réticulocytes). La parasitémie est de l’ordre de 2 pour cent. La schizogonie
érythrocytaire dure 48 heures expliquantles accès tierces intermittents [1-3].
Plasmodium ovale : une espèce relativement rare qui n’existe pas en Afrique
noire, sa longévité est importante. La schizogonie érythrocytaire dure 48 heures. C’est
l’agent de la fièvre tierce bénigne. LePo parasite les jeunes hématies [1-3].
Plasmodium malariae : il s’agit d’une espèce courante dont l’incubation est
d’environ trois semaines. La forme érythrocytaire est latente et des rechutes peuvent
revenir pendant au moins trois ans, parfois vingt ans, voire trente ans. La schizogonie
érythrocytaire dure 72 heures. C’est l’agent de la fièvre quarte bénigne.LePmparasite les
vieilles hématies. La parasitémie est de l’ordre de 1 à 2 pour cent [1-3].
3
Figure 1 :Les différentes espèces plasmodiales
Source : Romero, R. (2007).Microbiologia y ParasitologiaHumana. (3 eraed).Editorial
MédicaPanamericana. Mexico [4].
I.2. Cycle de transmission plasmodiale
Il comprend essentiellement deux phases : chez l’homme et chez l’anophèle.
Cycle chez l’homme
Il s’effectue en deux phases : la phase exo-érythrocytaire ou schizogonie exo-
érythrocytaire et la phase endo-érythrocytaire ou schizogonie érythrocytaire
La phase exo-érythrocytaire (schizogonie exo-érythrocytaire), asymptomatique :
Lors d’un repas sanguin, l’anophèle femelle inocule les sporozoïtes contenus
dans ses glandes salivaires. Les sporozoïtes sont véhiculés par le torrent circulatoire et
pénètrent dans le foie. Chacun de ces sporozoïtes se transforme en schizonte exo-
érythrocytaire, lequel augmente de taille, subit des mitoses et se transforme en corps
bleu contenant plusieurs dizaines de mérozoïtes. La cellule infectée éclate et libère les
mérozoïtes qui sont capable d’infecter les érythrocytes. Certains mérozoïtes ont la
possibilité de réinfecter de nouvelles cellules hépatiques inférant un véritable cycle
extra-érythrocytaire et expliquant les accès de réviviscence de la maladie plusieurs
années après l’infection. Certains parasites peuvent rester quiescentes dans les cellules
4
hépatiques sous forme d’hypnozoïtes (forme de dormance). La reprise de leur
évolutivité conditionnerait les rechutes tardives pour P.vivax et P.ovale. Pour
P.falciparum, il n’y a ni cycle extra-érythrocytaire ni hypnozoïtes, ce qui explique
l’absence d’accès de reviviscence [3-5].
La schizogonie érythrocytaire
Les mérozoïtes pénètrent dans l’hématie, se transforment en trophozoïtes et s’y
multiplient. Le schizonte ainsi formé (ou rosace) éclate et libère des mérozoïtes qui vont
parasiter de nouvelles hématies. Selon l’espèce plasmodiale, cette phase dure de 48 à
72 heures. Après plusieurs cycles des gamétocytes mâles et femelles se différencient
dont la potentialité sexuelle est bloquée jusqu’à l’absorption par le moustique [6].
Cycle chez le moustique
Lors de son repas,l’anophèle femelle aspire les gamétocytes, lesquelles se
transforment en gamètes.Une fécondation s’effectue ensuite dans le tube digestif du
moustique. Après la fécondation se forme un ookinète puis un oocyste dont l’éclatement
libère des sporozoïtes qui gagnent les glandes salivaires de l’anophèle. Selon la
température extérieure et selon l’espèce d’anophèle,ce cycle dure de 10 à 40 jours[6-7].
5
Figure 2 : Cycle de transmission du paludisme
Source:CDC. Malaria 2016 [updated May 3, 2016. Available from:
https://www.cdc.gov/dpdx/malaria/index.html [6].
I.3. Profils épidémiologiques du paludisme à Madagascar
Côtes Est
Le paludisme y sévit à l’état endémique. La transmission est permanente avec
seulement une variation saisonnière au niveau de l’intensité. Ainsi, le paludisme,
première cause de consultation externe, représente environ 23% des consultations des
formations sanitaires de base. En réponse aux constants ré infestations, selon la situation
épidémiologique, tous les sujets sont parasités et développent plus ou moins rapidement,
une forte prémunition. Les jeunes écoliers de 5 à 9 ans sont déjà prémunis. Les enfants
de 0 à 5 ans et les femmes enceintes paient le plus lourd tribut à l’endémie. Le niveau
d’endémie varie de l’hyperendémie à l’holoendémie.
6
Côtes Ouest
Le paludisme est endémique avec une longue transmission saisonnière durant la
saison des pluies et une interruption pendant la saison sèche soit 4 mois environ.
L’endémie est de type stable mais la prémunition est atteinte vers l’âge de 10 ans,
notamment, plus tardivement que sur la côte Est. Les anophèles responsables sont
l’Anophelesgambiaeset l’Anophelesfunestus.
Les hautes terres centrales :
La transmission du paludisme y est assurée par Anophelesarabiensis avec la
participation d’Anophelesfunestus. Elle est en tout cas limitée à la saison chaude, la
température jouant le rôle de facteur limitant. Ceci confère à l’endémie un caractère très
instable, avec un risque d’épidémies meurtrières du fait de l’absence de prémunition de
la population. Ainsi, suivant les saisons et selon les localités, parfois très proches les
unes les autres, le paludisme peut n’intervenir que très peu dans les pathologies fébriles
comme il peut constituer la cause importantedes fièvres vues en consultations
ambulatoires.
Le Sud :
Le paludisme y connaît une transmission annuelle épisodique courte (2 à 3 mois)
coïncidant avec les saisons de pluies. Les habitants sont sensibles aux accès cliniques
durant toute leur vie. L’arrêt de la transmission durant 10 mois s’accompagne d’une
chute des anticorps antipalustrespouvant être très importante, de sorte que la
prolifération anophélienne occasionnée par l’arrivée des pluies peut être à l’origine
d’une transmission intense du paludisme, intéressant des organismes peu immuns. Le
paludisme clinique peut alors connaitre une variation saisonnière et concerner toutes les
classes d’âge.
Les zones écologiques avec saison chaude et pluvieuse sont à risque d’épidémie
réunissant les conditions favorables au développement de l’épidémie alors que les zones
à hautes altitudes ne présentent le plus souvent que de cas importés
d’infectionsplasmodiales[7, 8].
7
Figure 3 : Les 4 faciès épidémiologiques du paludisme à Madagascar
Source:Ministère de la santé publique et du planning familial. National strategic plan
for malaria control in Madagascar 2013–2017: consolidating the gains with a view to
elimination of malaria from Madagascar, 2015–2017 revision.
Repoblikan’iMadagasikara. 2015[9]
I.4. Présentation clinique du paludisme
Le paludisme est une infection parasitaire dont le diagnostic est évoqué devant
une fièvre en retour d’une zone d’endémie palustre. Le tableau initial de l’accès palustre
est fait de fièvre continue, d’apparition progressive, souvent associée à un syndrome
algique (céphalée, myalgies, arthralgies, douleurs abdominales) et à des troubles
digestifs (nausées, vomissements, diarrhées). En l’absence de diagnostic et de prise en
charge, cette forme évolue vers des accès périodiques ou vers une aggravation de
survenue rapide si lePlasmodium falciparum en est responsable. La forme rémittente
doit son nom à l’allure de la courbe thermique faite d’une fièvre élevée avec plusieurs
clochers journaliers sans retour de la température à la normalité. Non traitée, la fièvre
évolue dans le cas de Plasmodium .falciparum vers l’aggravation [10-13].
8
I.4.1. Type de description : Accès palustre simple
Les accès de fièvre périodiques ou intermittents correspondent aux reviviscences
schizogoniques. Classiquement, chaque accès se déroule en 3 stades, soit après une
phase prodromique, soit de manière brutale.
Ces stades réalisent la succession de sensation de froid avec frissons et malaise,
fièvre élevée avec pouls rapide ou lent, sueurs profuses inaugurant la défervescence
thermique, un état d’asthénie et de courbatures.
Si leP.falciparum est l’espèce infectante en cause, ils peuvent évoluer à tout
instant vers l’aggravation. Le paludisme à P.vivax induit classiquement un paroxysme
avec récurrence de 48 heures coïncidant avec l’éclatement des schizontes.
La durée des accès palustres est habituellement inférieure à 8 heures, avec une fièvre
brutale, pouvant aller jusqu’à 41°C, laquelle va diminuer progressivement passer des
étapes de frissons, sueurs.
Ces symptômes peuvent être accompagnés de maux de tête, de nausées, de
vomissements, de douleurs musculairesmais ceux-ci ne sont pas spécifiques de
l’infection par P.vivax. Après une crise de paludisme à P.vivax,le patient est dans un état
d’épuisement intense.
Longtemps auparavant, le paludisme causé par P.vivaxétait considéré comme
bénin mais les symptômes pouvaient parfois être graves et lourds de conséquences.
Classiquement, une fièvre importante, des frissons, des nausées et des vomissements
sont décrits chez les patients. Les pics de fièvre sont accompagnés de taux élevés de
TNF (tumornecrosis factor) dont la sécrétion par les macrophages est induite par le
relargage lors de l’éclatement des schizontes parasitaires de
glycosylphosphatidylinositol. L’anémie, fréquente et surtout sévère, constitue un facteur
de morbidité important dans les infections à P.vivax. Des cas de thrombopénie ont été
rapportés avec parfois des thrombopénies sévères avec 8.109 plaquettes par microlitre et
5.10 9 en l’absence de saignements. Les mécanismes conduisant à ces thrombopénies ne
sont pas clairement définis mais le M- CSF (macrophage stimulating factor)
interviendrait en stimulant l’activité des macrophages, médiant dans certains cas une
destruction des plaquettes. Le stress oxydatif ainsi que la formation des complexes
immunspourraient aussi intervenir [10-13].
9
I.4.2. Formes cliniques :
I.4.2.1. Paludisme viscéral évolutif (PVE) et splénomégalie
tropicalehyper immune
Le PVEest une infection subaiguë ou chronique. Sa survenue est rare et
s’observe lors d’infections parasitaires répétées chez des sujets souvent expatriés en
zone endémique, se soumettant sans observance à des traitements antipaludiques non
appropriés au faciès de chimiorésistance local. Le tableau clinique associe une altération
progressive et profonde de l’état général faite d’asthénie, anorexie et amaigrissement,
une fébricule irrégulière, une splénomégalie, parfois un subictère, une anémie volontiers
profonde. Le PVE est à différencier d’une entité clinique voisine, la splénomégalie
tropicale hyperimmune. Ce syndrome d’origine dysimmunitaire est caractérisé par un
taux élevé (ou même très élevé) d’anticorps antipaludiques circulants. La parasitémie
est généralement indétectable. Il existe cependant un taux remarquablement élevé
d’IgM sériques exprimé sous la forme d’une gammapathiepolyclonale de l’isotype, et
un support anatomoclinique d’infiltrats lymphocytaires hépatiques et spléniques [10-
13].
I.4.2.2.La fièvre bilieuse hémoglobinurique
Il s’agit d’une complication exceptionnelle rendant compte d’un accident
hémolytique de nature immuno-allergique. Dans le passé, elle s’observait chez le sujet
vivant en zone d’endémie et se soumettant à une prophylaxie chimique mal respectée ou
à des traitements itératifs et incomplets par la quinine. Elle était tributaire d’une
exposition à la quinine et associée à une hémolyse massive avec fièvre, ictère, choc et
anurie. Des cas comparables ont été rapportés avec les traitements curatifs par
l’halofantrine ou la méfloquine[11-13].
I.4.2.3. Paludisme grave
Il s’agit de l’apanage deP.falciparumsurvenant surtout chez le sujet non immun,
soit brutalement, soit après des manifestations non repérés comme signes d’un
paludisme ou dont le traitement était inapproprié ou tardif. En 1990, l’Organisation
Mondiale de la Santé (OMS) a proposé des critères permettant de définir le paludisme
grave parP.falciparum. Ces critères ont étérévisés en 2000 et permettent l’évaluation
rapide et l’orientation d’un patient atteint de paludisme à P.falciparum. Ceux-ci sont
aussi essentiels à la réalisation d’essais cliniques d’envergure. Le paludisme grave est
10
défini par la présence d’une parasitémie (formes asexuées) à P.falciparum et par une ou
critères de gravité sont souvent présents dès l’examen initial. Toutefois, ils peuvent
survenir dans les 72 premières heures, soit secondairement et sontégalement
considéréscomme imputables au paludisme. L’atteinte encephalitique aiguë entraîne une
altération de la conscience d’intensité variable. Elle peut s’accompagner de convulsions,
en particulier chez l’enfant. Les troubles hémodynamiques, l’œdème pulmonaire et
l’acidose métabolique sont des facteurs de mauvais pronostic [11-13].
I.5. Diagnostique Biologique du paludisme
I.5.1. Diagnostique présomptif
I.5.1.1. Numération de formule sanguine
Le paludisme provoque une anémie régénérative avecune thrombopénie quasi constate
ou une leucopénie modérée.
I.5.1.2. CRP
En cas de paludisme le CRP est élevé
I.5.2. Diagnostique de certitude
I.5.2.1. Tests immunochromatographiques : Tests de Diagnostics
Rapides(TDR)
Les TDR paludisme sont utilisés pour établir un diagnostic rapide de cette
maladie. Ce sont des tests d’immunochromatographie basés sur la détection des
antigènes parasitaires du sang périphérique en utilisant des Anticorps mono ou
polyclonaux dirigés contre les cibles antigéniques du parasite. Les trousses de détection
prêtes à l’emploi permettent de mettre en évidence en quelques minutes la présence de
plasmodium, sans nécessitéde laboratoire, ni d’électricité, ni d’équipement spécial. Les
tests disponibles détectent des enzymes différentes : soit la glycoprotéine HRP2
(HistidinRichProtein 2), spécifique de P. falciparum ; soit une enzyme isomère du
lactate déshydrogénase (LDH) commune à toutes les espèces plasmodiales; soit une
enzyme isomère du lactate déshydrogénase (LDH) spécifique de P.vivax; soit une
enzyme isomère du lactate déshydrogénase (LDH) spécifique de P.falciparum. En cas
de co-infection (P.falciparum+ autres espèces), tous les tests disponibles détecteront
uniquement une infection à P.falciparum. Ces tests discerneront aussi une réaction
croisée entre espèces plasmodiales.
11
Actuellement, les TDRutilisés pour diagnostiquer précocement la Malaria sont le RDT
SD Bioline Malaria et la RDT Malaria High sensitivity qui s’avère être plus sensible
[14-18].
Le choix d’utilisation des TDR paludisme dépend des espèces plasmodiales
présentes dans une zone :
Zone 1. P. falciparum seul, ou P. falciparum presque toujours en co-
infectionavec d’autres espèces plasmodiales (la plupart des zones d’Afrique
Subsaharienne et des basses terres de Papouasie-Nouvelle-Guinée). La Zone 1
considère surtout le TDR pour P. falciparumseul.
Zone 2. TDR combiné : il est trouvé une infection par P. falciparum ou par
d’autres espèces plasmodiales, survenant surtout en mono infection (la plupart
des zones d’endémie en Asie et en Amérique, et certaines zones isolées
d’Afrique, en particulier les hautes terres d’Ethiopie).
Zone 3. Zones à paludisme différent de falciparum (essentiellement les zones à
P. vivax en Asie orientale et centrale, et certaines zones de hautes terres ailleurs).
Les TDR utilisés sont pan-spécifiques ou spécifiques pour vivax. En l'absence de
falciparum, les TDR identifiant les infections monospécifiques par d’autres
espèces que falciparum sont appropriés (P. vivax-spécifique ou pan-spécifique)
[14-15]
Madagascar se trouve dans la zone 2 pour l’utilisation du TDR.
Le test SD BIOLINE Malaria Ag P.f/Pan est un test rapide, qualitatif et
différentiel, permettant la détection de l’antigène HPRII (protéine riche en histidine II)
de Plasmodium falciparum et de la lacticodéshydrogénase du Plasmodium (pLDH)
commune aux espèces de Plasmodium dans le sang total humain.
Détection de l’Ag HRP2 spécifique à P. falciparumet de la pLDH spécifique aux
espèces de Plasmodium
Distinction entre les infections causées par P. falciparum et les autres
Convient aux régions de prévalence de P. falciparumet autres espèces de
Plasmodium [16, 19].
a. Le mode d'action du TDR paludisme est le suivant :
(a) L'anticorps marqué au colorant (Ab), spécifique à l'antigène cible est présent à
l'extrémité inférieure de la bande de nitrocellulose ou dans un puits muni de la
12
bande. L'anticorps, également spécifique pour l'antigène cible, est lié à la bande dans
une mince (test). Soit l'anticorps spécifique de l'anticorps marqué, soit l'antigène, est
lié à la ligne de contrôle.
(b) Le sang et le tampon placés sur la bande ou dans le puits sont mélangés avec
l'anticorps marqué et sont extraits de la bande par rapport aux anticorps liés.
(c) Si l'antigène est présent, certains anticorps marqués seront piégés sur la ligne de test.
D'autres anticorps marqués seront piégés sur la ligne de contrôle.
Figure 4: le principe du TDR paludisme, directives de base
Source : TDR Paludisme adapté de Bell D. et al. 2006
a. Interprétation des résultats [16, 19]
13
Figure 5 : Manuel d’utilisation des tests immunochromatographiques
Source:World Health Organization. Malaria rapid diagnostic tests: making rapid
diagnosis work. WHO, 2006: 20
World Health Organization.Malaria Rapid Diagnostic Test Performance.Results
of a WHO product testing of malaria RDT.WHO, 2008; 1: 110
Le TDR alere HS Malaria fonctionne sur le même principe que le TDR SD
Bioline mais de sensibilité plus élevée, permettant de dépister l’infection plasmodiales
avec des charges parasitaires faibles ou inframicroscopiques.
Pour l’analyse des valeurs intrinsèques et extrinsèques, des TDR, la démarche
suivante a été adoptée :
Tableau I : Tableau de contingence des tests diagnostiques
Test Maladie positive Maladie négative
Test positif Vrai positive Faux positive
Test négatif Faux négative Vrai négative
Les valeurs intrinsèques :
La sensibilité qui est la capacité d’un test à dépister les cas d’une maladie ou
probabilité d’avoir un test positif parmi les malades
Sensibilité = 𝑣𝑟𝑎𝑖 𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑓
𝑣𝑟𝑎𝑖𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑓 +𝑓𝑎𝑢𝑥𝑛 é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓
La spécificité qui est la capacité d’un test à identifier les non malades ou la
probabilité d’avoir un test négatif parmi les non malades [33,34].
Spécificité = 𝑣𝑟𝑎𝑖 𝑛é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓
𝑣𝑟𝑎𝑖𝑛 é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓 +𝑓𝑎𝑢𝑥𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑓
14
Les valeurs extrinsèques :
La valeur prédictive positive qui est la probabilité d’être malade lorsque les
résultats du test est positive.
Valeur prédictive positive = 𝑣𝑟𝑎𝑖 𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑣𝑒
𝑣𝑟𝑎𝑖𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑣𝑒 +𝑓𝑎𝑢𝑥𝑝𝑜𝑠𝑖𝑡𝑖𝑣𝑒
La valeur prédictive négative est la probabilité d’être non malade lorsque les
résultats du test est négatif [33-34].
Valeur prédictive négative = 𝑣𝑟𝑎𝑖𝑛 é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓
𝑣𝑟𝑎𝑖𝑛 é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓 +𝑓𝑎𝑢𝑥𝑛 é𝑔𝑎𝑡𝑖𝑓
I.5.2.2. Goutte épaisse et frottis mince
La méthode a recours à l’examen microscopique d’une goutte de sang après
coloration GIEMSA.
La goutte épaisse permet d’obtenir un grand nombre de globules rouges
déshémoglobinisés, pour faciliter la détection des parasites et la quantification de leur
densité.
Le frottis sanguin permet le diagnostic de l’espèce du plasmodium, l’étude de la
morphologie du parasite et celle de l’hématie parasitée. Il peut être négatif dans les
formes pauci parasitaires. [11, 20]
I.5.2.3. Quantification des parasites
a. Méthode 1
Nombre de parasites par microlitre de sang : C’est une méthode pratique et
précise, nécessitant l’utilisation de deux compteurs en parallèle, l’un pour compter les
parasites, l’autre les globules blancs. Le nombre de parasites pour 200 globules blancs
est compté. Si inférieurs à 10, les parasites seront comptés jusqu’à ce que 500 globules
blancs soient chiffrés afin de pouvoir calculer la densité parasitaire selon la formule
suivante :
Nombre d’hématies parasités par microlitre de sang = nombre de parasite*8000 /
nombre de globules blancs.
On utilise le plus souvent 8000 globules blancs.
15
b. Méthode 2
Le système des plus : C’est la méthode la plus utilisée en routine dans les
hôpitaux. Ce système est plus simple mais moins précis, utilisant un code de 1 à 4+
selon la densité par champ (High Power Field = HPF)
+ 1 à 10 parasites pour 100 HPF
++ 11 à 100 parasites pour 100 HPF
+++ 1 à 10 parasites pour un seul HPF
++++ > 10 parasites pour un seul HPF [10-11].
I.5.4. Autresméthodes biologiques
I.5.4.1. Polymérase Chain Réaction (PCR)
Il s’agit d’une technique utilisée en recherche, mettant en évidence le génome du
parasite par amplification génique. Elle permet de faire la différence entre la réinfection
et la recrudescence, par l’identification de la souche plasmodiale en cause. Elle est
également utilisée pour la détection des résistances, par la mise en évidence des gènes
de mutation responsables du transport et du métabolisme du médicament [7, 10-11,21].
I.5.4.2. Quantitative Buffer Coat (QBC)
La QBC se fonde sur la détection des parasites dont l’ADN a réagi avec
l’Acridine Orange utilisé pour pré-coater, les tubes capillaires dans lesquels le sang doit
précipiter. Les globules parasités occupent la partie la plus haute de la colonne de
cellules rouges et sont collées contre le mur du tube par un appareil de flottation
spécialement conçu à cet effet. Les cellules parasitées peuvent être vues par la
microscopie ultraviolette. La sensibilité de cette méthode est censée être très haute pour
des utilisateurs expérimentés. L’inconvénient réside dans la nécessité de disposer d’un
équipement spécial et d’un stock de tubes capillaires [10-11].
I.6. Les moyens de contrôles du paludisme à Madagascar
En 1998, Madagascar a réintroduit le programme national de lutte contre le
paludisme et a élaboré une politique nationale de lutte contre cette maladie.
L’introduction du test immunochromatographiques du paludisme a débuté en
2005.Cela a contribué fortement à la facilitation du diagnostic de paludisme tant au
niveau communautaire qu’au niveau des centres de santé de base ne disposant pas de
technique de laboratoire.
16
Des mesures préventives ont été réalisées à Madagascar telle la distribution des
Moustiquaires Impregnées de Longue Durée d’Action (MILDA) réalisés depuis 2007,
les Campagne d’Aspersion Intra-Domiciliaire (CAID) réalisées dans les hautes terres en
2009 et ainsi des CAID qui ont été aussi effectuées à partir de 2014 dans les zones
endémiques prédisposées des districts de la côte Est.
Avant l’année 2005, tous les cas présumés et confirmés ont bénéficié d’un
traitement par la chloroquine mais à partir de cette année un nouveau médicament
antipaludique a été introduit à Madagascar. Ce médicament est une combinaison
thérapeutique à base d’artémisinine (ACT). Tous ces efforts sont représentés dans la
figure 6.
Figure 6 :La Chronologie des étapes importantes dans la politique contre le paludisme,
le financement, la planification et la mise en œuvre à Madagascar 2000-2014
Source :Howes RE, Mioramalala SA, Ramiranirina B, Franchard T, Rakotorahalahy
AJ, Bisanzio D, et al. Contemporary epidemiological overview of malaria in
Madagascar: operational utility of reported routine case data for malaria control
planning. Malar J. 2016 ;15(1) :502
17
Le contrôle du paludisme à Madagascar tient compte des différents faciès
épidémiologiques de Madagascar comme décrit la figure ci-dessous.
Figure 7 : Activités du Programme national de lutte contre le paludisme à Madagascar
dans chaque faciès épidémiologique
Source :Ministère de la santé publique et du planning familial. Plan stratégique de lutte
contre le paludisme à Madagascar.2013-2017.
1ère
édition.Repoblikan’iMadagasikara.2013 [7].
18
DEUXIEME PARTIE : METHODES ET RESULTATS
II. METHODES ET RESULTATS
II.1. METHODES
II.1.1. Cadre De l’étude
II.1.1.1.Caractéristiques des sites d’étude
Cette étude a été réalisée par la direction de lutte contre les maladies négligées
(DLMN) au niveau de six districts endémiques du paludisme à Madagascar.
II.1.1.2.Sites de l’étude
Une étudetransversale a été effectuée de Novembre à Décembre2017. La
détection dans les écoles et dans les villages ont été menés dans six districtssélectionnés
pour couvrir la gamme d’intensité de transmission du paludisme à Madagascar (Figure
8) : Maintirano et Maevatanana (tropical stratum, transmission modérée, climat
pluvieuse entre janvier et mars), Antalaha etIkongo (équatorial stratum, transmission
faible et modérée entre octobre et mars), et Tsiroanomandidy et Andilamena (Highlands
stratum, modérée et faible transmission, le climat y est subtropical, climat pluvieuse
entre novembre et mars.
20
II.1.2. Type d’étude
Il s’agissait d’une étude transversale qui va évaluer deuxtests de diagnostics
rapides pour le paludisme.
II.1.3. Période d’étude
La période d’étude s’est étendue du mois de Novembre 2017 au mois de
décembre2017.
II.1.4. Durée d’étude
La durée de l’étude a été de 4 mois allant du mois de novembre 2017 à février
2018.
II.1.5. Population d’étude
II.1.5.1. Critères d’inclusion
Ont été inclus des sujets âgés de 6 mois et plus qui ont acceptée volontairement
et ont répondu atoutes les questions préétablies et accepté les tests diagnostic rapide du
paludisme.
II.1.5.2. Critères de non-inclusion
Tous les individus dont des informations manquaient après nettoyage des
données ou que les prélèvements n’étaient pasadéquats pour l’analyse
immunochromatographique, microscopique et PCR.
Tous les enfants moins de 6 mois et les individus éligibles n’ayant pas accepté
de participer à l’étude.
II.1.6. Mode d’échantillonnage
La population est recrutée de façon exhaustive par présentation spontané aux
niveaux des écoles publiques et des villages pour suspicion de paludisme ou
présentation de fièvre.
II.1.7. Variables étudiées
- Paramètres sociodémographiques : Age, genre
- Paramètre clinique : présence de fièvre
- Paramètres épidémiologiques :
Prévalence du paludisme selon les méthodes diagnostiques utilisées:
TDRSD Bioline
TDRAlere HS
Microscopie
21
PCR
Sensibilité, spécificité, valeur prédictive positive et négative des tests par
rapport à la PCR et à la microscopie.
II.1.8. Mode de collecte et analyse des données
Actuellement, pour le paludisme, l'OMS recommande la confirmation d'un cas
suspect de paludisme avant le début du traitement, soit par TDR, soit par examen
microscopique. Le choix de l'outil de diagnostic dépend des circonstances rencontrées
dans chaque paramètre.Il s'agit principalement de compétences techniques et de faits
épidémiologiques. La présence d'une prévalence élevée ou faible de la maladie est liée à
la valeur prédictive positive (VPP) de l'outil de diagnostic, alors qu'il est déjà mentionné
comment le manque d'expertise est directement lié à l'efficacité de la microscopie
optique conventionnelle. En outre, lorsque la microscopie optique hautement qualifiée
n'est pas disponible, les TDR (SD Bioline Malaria Ag Pf / Pan and Alere TM Malaria
Ag Pf Ultra-Sensitive), certifiés par la qualité sont considérés comme acceptable pour le
diagnostic du paludisme. Un échantillon de sang a été prélevé au bout de doigt puis
étalé sur la bandelette réactive de paludisme durant la journée sur la même population
d’étude. Une goutte épaisse et frottis mince ont été étalés sur une lame pour un examen
microscopique. Deux puits ont été recueillis sur un papier buvard pour une analyse
PCR.
Microsoft Excel (Microsoft Inc., Redmond, Washington, USA) a été utilisé pour
l’entrée des données. L’analyse de ces dernières, issues des enquêtes quantitatives a été
faite avec le logiciel STATA 13.1 StataCorp; 4905 Lakeway Drive; College Station,
Texas 77845 USA. Les variables quantitatives seront affectées de leur moyenne
arithmétique ou leur écart-type avec leur médiane et/ou leur valeur extrême. Les
variables qualitatives seront présentées sous forme de proportion exprimée en
pourcentage. Le seuil de signification pour toutes les analyses statistiques a été fixé à
5% (p-valeur≤0,05). XLS et “OpenEpi” online software
(http://openepi.com/DiagnosticTest/DiagnosticTest.htm) ont été utilisés pour calculer
les valeurs intrinsèques et extrinsèques des testsdiagnostiques. Kappa values a été
calculé sur la base de la formule : k = P0‐ Pe/1‐ Peoù P0 était la concordance observé
et Peétait la concordance attendue. Kappa value a été déterminée pourconnaitre la
concordancedes résultats des outils diagnostiques.La comparaison des résultats a été
22
faite parEpicalc v.1.02 (http://www.brixtonhealth.com/epicalc.html). Laprobabilité
value (p) < 0.05 était considérée comme statistiquement significative.
II.1.9. Limites de l’étude
Les résultats de l’étude ne pourront pas être généralisés pour tout Madagascar.
Toutefois, comme l'étude a été menée au niveau des districts endémiques, les résultats
constitueront une base de suggestions permettant d’améliorer les approches actuelles et
futures, en matière de lutte contre le paludisme à Madagascar.
II.1.10. Considération éthique
Cette étude a été conçue conformément au protocole et aux recommandations
internationales en termes d'études cliniques (Déclaration d'Helsinki, adoptée par
l'Assemblée Mondiale en 1964, Recommandations des Bonnes Pratiques Cliniques).
Le protocole de cette étude a été soumis pour avis au Comité National d'Éthique
auprès du Ministère de la Santé Publique de Madagascar (MSANP). Cette étude entre
dans le suivi-programmatique du Ministère de la Sante Publique.
Les données saisies sont restées anonymes et la confidentialité, les secrets médicaux et
professionnels ont été respectés.
23
II.2. RESULTATS
II.2.1. Résultats du recrutement
Le nombre d’individus éligibles pour les analyses statistiques est de 2851 pour
les six districts, selon les critères de non-inclusion.
Figure 9 : Résultats du recrutement
II.2.2. Paramètres sociodémographiques
III.2.2.1. Répartition de la population selon l’âge
La distribution de la population d’étude (Tableau III) selon l’âge a montré que
l’âge médian a été de 11 ans, l’âge minimum 3 semaines et l’âge maximum 72 ans.
24
Tableau II : Répartition selon le district en effectif et en proportion (%)
Groupe d’âges 6 mois - 5 ans
n (%)
6 - 12 ans
n (%)
> 13 ans
n (%)
Total
n (%)
Andilamena 5(1,14) 428 (97,94) 4 (0,92) 437(100)
Antalaha 79 (22,13) 278 (7,87) 0 (0) 327 (100)
Ikongo 49(9,78) 452 (90,22) 0 (0) 501(100)
Maevatanana 31(24,03) 20(15,50) 78(60,7) 129(100)
Maintirano 63 (12,83) 426 (86,76) 2(0,41) 491(100)
Tsiroanomandidy 277 (29,59) 391(41,77) 268(28,63) 936(100)
Total 504(17,67) 1995(69,97) 352(12,34) 2851(100)
Le district de Tsiroanomandidy représente le grand nombre de population d’étude suivi par le
district d’Ikongo, de Maintirano, d’Andilamena, d’Antalaha et de Maintirano.
24
25
III.2.2.2.Répartition de la population selon le genre
Le genre féminin constituait 55,34% de la population d’études tandis que le
genre masculin 44,66% avec un sex ratio de 0,81. Cette répartition est représentée dans
la figure 10 ci- dessous.
Figure 10 : répartition selon le genre de la population d’étude
55%
45%feminin
masculin
26
II.2.3. Aspect clinique
Le mode de présentation du paludisme et le signe d’appel le plus fréquent du
paludisme ont été constitués par la fièvre. Lors de cette étude, nous avons trouvé que
91% des personnes ne présentaient aucun signe. Cette répartition est représentée dans la
figure 11.
Figure 11: répartition de la population selon l’aspect clinique avec les effectifs
91%
8%
symptomatique
asymptomatique
27
II.2.4. Prévalence
II.2.4.1. Selon le TDR SD Bioline
Tableau III : Prévalence selon TDR Paludisme
District
Prévalence
n = 276 %= 9,66 Total
N = 2857
ANDILAMENA 3 0,68 439
ANTALAHA 11 3,08 357
IKONGO 34 6,79 501
MAEVATANANA 61 46,56 131
MAINTIRANO 32 6,52 491
TSIROANOMANDIDY 135 14,39 938
Pour le TDR SD Bioline, la prévalence la plus élevée a été trouvé dans le district
de Maevatanana.
II.2.4.2. Selon le TDRAlere HS Malaria
Tableau IV : Prévalence du paludisme selon le TDR Alere HS Malaria
District
Prévalence
n = 342 % = 11,97 Total
N = 2857
ANDILAMENA 4 0,91 439
ANTALAHA 15 4,20 357
IKONGO 49 9,78 501
MAEVATANANA 62 47,33 131
MAINTIRANO 40 8,15 491
TSIROANOMANDIDY 172 18,34 938
Pour le TDR Alere HS Malaria, la prévalence la plus élevée a été notée dans le
District de Maevatananasoit plus élevé que celle constatée par le TDR SD Bioline.
28
II.2.4.3. Selon lamicroscopie
Tableau V : Prévalence du paludisme selon microscopie
District
Prévalence
n = 166 %=5,81 Total
N = 2857
ANDILAMENA 2 0,46 439
ANTALAHA 4 1,12 357
IKONGO 9 1,80 501
MAEVATANANA 47 35,88 131
MAINTIRANO 27 5,50 491
TSIROANOMANDIDY 77 8,21 938
La microscopie confirme aussi que la prévalence la plus élevé a été constatée
dans leDistrict de Maevatanana suivi de celle du District de Tsiroanomandidyce qui
confirme les résultats des autres méthodes diagnostiques.
II.2.4.4. Selon PCR
Tableau VI : Prévalence du paludisme selon PCR
District
Prévalence
n = 261 %= 9,14 Total
N = 2857
ANDILAMENA 3 0,68 439
ANTALAHA 11 3,08 357
IKONGO 31 6,19 501
MAEVATANANA 56 42,75 131
MAINTIRANO 30 6,11 491
TSIROANOMANDIDY 130 13,86 938
La PCR a trouvé la prévalence la plus prévalence élevée pour le District de
Maevatanana.
29
II.2.5.Valeurs intrinsèques et extrinsèques globales des TDR
II.2.5.1. TDR SD Bioline Malaria
a. TDR SD Bioline Malaria versus PCR
Tableau VII : Valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR SD Bioline Malaria versus
PCR
TDR SD Bioline
Malaria
PCR
PCR positive PCR négative
Positif 228 48
Négatif 33 2549
Les valeurs intrinsèques et extrinsèques des tests (IC à 95%)ont été
respectivement (Tableau VII) :
La sensibilité Se : 87,36(82,70-91,13) qui est la capacité du TDR SD Bioline de
dépister un cas de paludisme dépisté par PCR
La spécificité Sp : 98,15(97,56-98,63) qui est la capacité du TDR SD Bioline
d’identifier les non maladesà la PCR,
La valeur prédictive positive Vpp=82,61(78,14-86,32) qui est la probabilité
d’être malade au résultat de PCR quand le TDR SD Bioline est positif,
La valeur prédictive négative Vpn=98,72(98,25-99,07) qui est la probabilité de
ne pas être malade au résultat PCR lorsque le résultat du TDR SD Bioline est négatif.
30
b. TDRSD Biolinevsmicroscopie
Tableau VIII : Valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR SD Bioline Malaria versus
microscopie
TDR SD Bioline
Malaria
Microscopie
Positive Négative
positif 150 126
négatif 16 2565
Dans le Tableau IX, les valeurs intrinsèques et extrinsèques des tests (IC à
95%)ont été respectivement :
La sensibilité Se : 90,36(84,82-94,39) qui est la capacité du TDR SD Bioline de
dépister un cas de paludisme diagnostiqué par microscopie.
La spécificité Sp : 95,32(94,45-96,08) qui est la capacité du TDR SD Bioline
d’identifier les non malades à la microscopie.
La valeur prédictive positive Vpp=54,35(49,92-58,71)qui est la probabilité
d’être malade au résultat de microscopie quand le TDR SD Bioline est positif.
La valeur prédictive négative Vpn=99,38(99,02-99,61) qui est la probabilité de
ne pas être malade au résultat de la microscopie lorsque le résultat du TDR SD Bioline
est négatif.
31
II.2.5.2.TDRAlere Malaria HS
a. TDRAlereHS Malariavs PCR
Tableau IX : Valeurs intrinsèques et extrinsèques TDR Alere HS Malaria vs PCR
TDRAlere Malaria HS
PCR
Positive Négative
Positif 255 85
Négatif 6 2511
Les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDRAlere Malaria HSont été
respectivement :
La sensibilité Se = 97,70(95,06-99,15) qui est la capacité du TDR Alere HS de
dépister un cas de paludisme diagnostiqué par PCR.
La spécificité Sp=96,73(95,97-97,38) qui est la capacité du TDRAlere HS
d’identifier les non malades à la PCR.
La valeur prédictive positiveVpp=75,00(70,86-78,73) qui est la probabilité
d’être malade au résultat de PCR quand le TDRAlere HS est positif.
La valeur prédictive négative Vpn=99,76(99,48-99,89) qui est la probabilité de
ne pas être malade au résultat de la PCR lorsque le résultat du TDR Alere HS est
négatif.
32
b. TDRHS Malaria Alerevs Microscopie
Tableau X :Valeurs intrinsèques et extrinsèques TDR HS Malaria Alere vs
Microscopie
TDR HS Malaria
Alere
Microscopie
Microscopie positive Microscopie négative
Positif 163 173
Négatif 3 2514
Les valeurs intrinsèques et extrinsèques des tests (IC à 95%)ont été
respectivement :
La sensibilité Se=98,19(94,81-99,63) qui est la capacité du TDRAlere HS de
dépister un cas de paludisme diagnostiqué par microscopie
La spécificité Sp=93,56(92,57-94,46) qui est la capacité du TDRAlere HS
d’identifier les non malades à la microscopie.
La valeur prédictive positive Vpp=48,51(44,89-52,15) qui est la probabilité
d’être malade au résultat de la microscopie quand le TDRAlere HS est positif
La valeur prédictive négative Vpn=99,88(99,64-99,96) qui est la probabilité de
ne pas être malade au résultat de la microscopie lorsque le résultat du TDR Alere HS est
négatif.
II.2.6. Valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR selon les sites d’études
et leurs cohérences
33
Tableau XI : Valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR selon les sites d’études et leurs cohérences
TDR Référence Sensibilité Spécificité VPP VPN Kappa values
SD Bioline
(Tropical stratum) PCR
94,44
(74,24-99,01)
98,32
(94,08- 99,54)
89,47
(68,6- 97,06)
99,15
(95,36- 99,85)
0,91
(0,74 - 1,07)
SD Bioline
(Equatorial stratum) PCR
66,67
(35,42- 87,94)
100
(97,49- 100)
100
(60,9- 100)
98,03
(94,36- 99,33)
0,79
(0,64 - 0,94)
SD Bioline
(Highlands stratum) PCR
74,29
(57,93- 85,84)
97,5
(94,65- 98,85)
81,25
(64,69-91,11)
96,3
(93,11- 98,04)
0,75
(0,63 - 0,86)
Alere HS
(Tropical stratum) PCR
94,44
(74,24- 99,01)
95,8
(90,54- 98,19)
77,27
(56,56- 89,88)
99,13
(95,24- 99,85)
0,82
(0,67 - 1)
Alere HS
(Equatorial stratum) PCR
88,89
(56,5- 98,01)
99,33
(96,32- 99,88)
88,89
(56,5- 98,01)
99,33
(96,32-99,88)
0,90
(0,73 - 1,03)
Alere HS
(Highlands stratum) PCR
82,86
(67,32- 91,9)
95,83
(92,5- 97,72)
74,36
(58,92-85,43)
97,46
(94,57- 98,83)
0,75
(0,63 - 0,87)
Alere HS
(Tous les participants)
SD BIOLINE
(tous les
participants)
81,43
(70,77 - 88,81)
100
(99,24 - 100)
100
(93,69- 100)
97,47
(95,71- 98,51)
0,89
(0,80 - 0,97)
Intervalle de confiance à 95%
33
34
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR Malaria
SD Bioline et la méthode PCR est un Kappa values de 0,91 (IC à 95% : 0,74 - 1,07) qui
est donc un degré d’accord presque parfait entre le TDR SD Bioline et la PCR dans la
Strate tropical (tropical stratum).
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR Malaria
SD Bioline et la méthode PCR est un Kappa values de 0,79 (0,64 - 0,94) qui est donc un
degré d’accord fort entre le TDR SD Bioline et la PCR dans la Strate équatorial
(équatorial stratum).
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR Malaria
SD Bioline et la méthode PCR est un Kappa values de 0,75 (0,63 - 0,86) qui est donc un
degré d’accord fort entre le TDR SD Bioline et la PCR dans la Strate de la haute terre
(highlands stratum).
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDRAlere
HS et la méthode PCR est un Kappa values de 0,82 (IC à 95% : 0,67 - 1) qui est donc un
degré d’accord presque parfait entre le TDR Alere HS et la PCR dans la Strate tropical
(tropical stratum).
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDRAlere
HSet la méthode PCR est un Kappa values de 0,90 (0,73 - 1,03) qui est donc un degré
d’accord presque parfait entre le TDRAlere HS et la PCR dans la Strate équatorial
(équatorial stratum).
Le degré d’accord entre les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDRAlere
HS et la méthode PCR est un Kappa values de 0,75 (0,63 - 0,87)qui est donc un degré
d’accord fort entre le TDR Alere HS et la PCR dans la Strate de la haute terre
(highlands stratum).
Le testTDRAlere HS (tous les participants) a une concordance forte avec les
résultats du TDR SD Bioline (tous les participants) avec un K values de 0,89 (0,80 -
0,97).
35
TROISIEME PARTIE
III. DISCUSSION
III.1. Tranche d’âge
Aucune classe d’âge n’est épargnée par le paludisme dans notre étude. Mais la
prévalence de cette maladie est surtout liée au niveau d’endémicité au niveau des faciès
épidémiologiques.
Certaines études ont montré que les personnes biologiquement les plus exposées sont
les nourrissons et les jeunes enfants de 6 mois à 5 ans, les femmes enceintes, les personnes non
prémunies telles que voyageurs, travailleurs et populations se déplaçant de zones de faible
transmission vers des zones de forte transmission, ainsi que les personnes vivant avec le VIH/
SIDA [22].
L’immunité des enfants de moins de 5 ans est immature, ce qui les rend vulnérables aux
infections [23]. Bien que l’on ait constaté une diminution de la mortalité juvénile dans le monde
dès les années 1980, plus de dix millions d’enfants de moins de cinq ans meurent encore chaque
année [24].
Selon Roll Back Malaria en 2008, la probabilité qu’une fièvre chez l’enfant soit due au
paludisme est élevée dans les zones de transmission élevée [23].
Snow R W a trouvé que plus de 75 % des victimes du paludisme sont des enfants
africains de moins de 5 ans [25].
Selon Saissy en 2001, les populations à risque correspondent aux sujets avec une
immunité anti palustre faible ou nulle : enfants de moins de 5 ans en zone d’endémie, femmes
enceintes, autochtones ayant quitté les zones d’endémie depuis plus de deux ans, voyageurs et
travailleurs expatriés (non immuns) [26].
Les enfants constituent un groupe à risque élevé du paludisme grave en raison de
l'absence d'immunité et de la rapidité d'évolution. En France, environ 1500 cas pédiatriques
surviennent chaque année, dont 1 % de formes graves [27]. Compte tenu de ses moyens de
défenses immunitaires encore insuffisamment développés, l’enfant est plus sensible à la
maladie. Cette sensibilité est plus grande entre 6 mois et 5 ans. La raison en est que, pendant les
premiers mois de vie, l’enfant est relativement protégé par les anticorps qu’il a reçus de sa mère
à travers le placenta pendant la grossesse. Ces anticorps disparaissent du sang de l’enfant vers
l’âge de 6 mois.
Il perd ainsi sa protection et commence à faire le paludisme. Entre 6 mois et 5 ans, les
accès palustres sont très fréquents. En même temps, ils permettent à l’enfant de développer sa
propre immunité.
36
Cette dernière devient de plus en plus forte au fur et à mesure des accès palustres et de
l’avancement en âge de l’enfant. Ainsi, après 5 ans, il a une immunité antipalustre déjà bien
développée. Il se défend mieux contre la maladie et fait moins de crises.
Tous les auteurs s’accordent à dire que, en zone d’endémie stable, la mortalité baisse
progressivement avec l’âge et que la majorité de décès par cause du paludisme surviennent
avant l’âge de cinq ans. Les résultats dans différentes études font état de 10 à 50 décès pour
1000 enfants âgés de 1 à 5 ans [28].
Une autre étude effectuée en Côte d’Ivoire rapporte que la population infanto-juvénile
était la plus touchée ; elle concerne surtout la tranche d'âge de 1 à 4 ans [29].
L’utilisation du TDR dans l’élimination du paludisme est un grande avancé dans la lutte
contre cette maladie du fait de la possibilité de diagnostic précoce de la maladie surtout dans le
groupe de population vulnérable ou la maladie évolue vers la complication si elle n’est pas prise
en charge à temps. Nous suggérons donc dans le cadre de l’élimination du paludisme de cibler
ces groupes de population vulnérable dans les interventions menées contre cette maladie comme
dans les campagnes de distributions de moustiquaire imprégner d’insecticide longue durée,
l’utilisation des TDR SD Bioline et Alere HS Malaria pour le dépistage du paludisme.
III.2. Sexe
On a une prédominance féminine dans la population d’étude
Les autres études faites à Tsiroanomandidy et à Ampasipotsy [30,31] est similaire à
notre étude mais cette différence n’est pas significative.
Une étude en Côte d’Ivoire où Kone B et al ont montré une légère prédominance
féminine (52,11 %) au cours de leur étude rétrospective de la morbidité palustre de
1998à 2000 dans un hôpital général à Adiaké[32]. Toutefois, Quatresous et all ont
trouvé à Mayotte au cours de leur étude sur la situation épidémiologique du paludisme
que la plupart des cas étaient des hommes [33]. De nombreuses études rapportent que le
genre masculin est le plus touché, car il est plus exposé, du fait de leurs activités
professionnelles. Ce qui est le cas confirmé par une étude
Effectuée en Inde de Praveen K et al., dans le cadre physiopathologique de la
transmission du paludisme, le sexe ne constitue pas de lien direct avec le fait de
contracter la Malaria. Le rôle joué par le sexe dans certain étude antérieur dans le fait de
contracter le paludisme serait probablement lié au faite qu’un genre est plus exposé au
piqure de moustique par rapport à un autre du fait de la non protection par les
moustiquaire ou dans les situation ou l’immunité est diminué comme dans le cas où la
37
femme est enceinte. Mais il n’existe pas de lien causalité entre le genre et l’infection
plasmodiale.Nous suggérons donc un renforcement des moyens de lutte contre le
paludisme au niveau de la population les plus vulnérables comme les femmes enceintes
dans la lutte contre le paludisme donc on peut citer le renforcement des mises à
disposition des traitement présomptif intermittent pour les femmes enceintes dans les
centre de santé ou la distribution de moustiquaire d’imprégnation durable[34].
III.3. Symptômes
Le mode de présentation et signe d’appel le plus fréquent du paludisme a été
constitué par la fièvre. Lors de cette étude, nous avons trouvé que 91% des personnes ne
présentaient aucun signe. Ceci s’explique par le fait que l’étude a été effectuée sur les
différents faciès épidémiologiques de Madagascar pour comparer l’efficacité des tests
diagnostiques rapides du paludisme dans le dépistage du paludisme
Une fièvre intermittente peut être le précurseur du paludisme et, dans beaucoup
de zones d’endémiques, la fièvre est souvent considérée comme synonyme de
paludisme. Toute une série d’études ont montré que l’existence d’une fièvre
intermittente, en l’absence d’otite, d’amygdalite ou d’infection respiratoire, pouvait être
considérée comme un indicateur valable de paludisme et, dans les zones où il n’y a
aucun laboratoire [35]. Mais la fièvre n’est pas synonyme de paludisme[35]. Les causes
de la fièvre sont potentiellement très nombreuses. En général, elle a toujours une cause
évidente qui est souvent, mais pas toujours, une infection (comme une grippe, une
pneumopathie ou une infection urinaire par exemple). Pour déterminer la cause exacte
de la fièvre, le médecin, en plus de l’interrogatoire et de l’examen clinique normalement
pratiqués, s’attache à savoir si le patient a voyagé récemment, s’il a été exposé à des
infections ou s’il est atteint d’une autre maladie. Bref, il dresse un inventaire de toutes
les causes éventuelles pouvant expliquer la fièvre.
Au Burkina Faso, les accès palustres ne représentent que la troisième cause de la
pathologie fébrile [36].
En France, le paludisme est la première cause de la fièvre au retour des pays
tropicaux [37].
Une étude effectuée par Rakotoarivelo et al ont montré que les principaux signes
cliniques retrouvés étaient : fièvre, asthénie et frissons, soit respectivement 93,8%,
38
93,8% et 85,4% [38]. Toutefois, l’association des signes cliniques ne permettent pas à
eux seuls de porter le diagnostic de paludisme [39].
Les Malagasy ont cru connaître les symptômes du paludisme.
Devant toute fièvre associée à différents symptômes, la prise souvent en
automédication des antipaludiques et des antipyrétiques est très fréquente. Entre les
années 2000 et 2004, le nombre de cas de paludisme présumé a varié entre 1 400 000 et
2 100 000 cas par an à Madagascar. Le diagnostic de ces cas de paludisme présumé a
été basé sur la clinique seulement. Des mauvaises habitudes restent encore constatées,
en considérant que le syndrome algo-fébrile signifie paludisme et le traite avec des
antipaludiques [40].
Nous suggérons donc de proposer un algorithme simple en définissant des
approches syndromiques des cas de paludisme pour faciliter le dépistage du paludisme
et rendre plus précoce le traitement de cette maladie. Proposer de tester un arbre
décisionnel par rapport à un test de référence comme la microscopie dans la
performance dans le diagnostic et dépistage du paludisme pour permettre l’accès à un
moyen de diagnostique plus abordable même en absence des test diagnostique dans les
régions éloignés. L’utilisation des tests diagnostic rapides de bonne efficacité comme le
TDR SD Bioline peut être proposer afin de parvenir à l’élimination du paludisme dans
les régions endémiques ou l’utilisation des tests de diagnostiques rapides de très hautes
sensibilités comme le TDR Alere HS pour finaliser l’étape d’élimination du Malaria
dans les districts en pré-élimination.
39
III.4. Prévalence
III.4.1. TDR SD Bioline Malaria
Dans notre étude la prévalence la plus élevée a été trouvé dans le District de
Maevatanana 46, 56% pour le test TDR SD Bioline Malaria qui est assez proche du
résultat trouvé dans le même District pour la méthode microscopique.
Dans une étude menée au République Démocratique du Congo, une étude a été
menée sur des enfants de moins de 5 ans vue pour suspicion de paludisme dans un
centre de soins et en consultation préscolaire.Au microscope optique, il a été
respectivement retrouvé une prévalence d’infection à Malaria de 53,8% et 10,8%. Les
résultats obtenus pour l’utilisation du TDR SD Bioline Malaria Ag Pf/Pan sont
respectivement de 47,1% pour le centre de soins et 18,3% pour la consultation
préscolaire (avec p>0,05 vs microscopie)[41].
Cette étude confirme les résultats obtenus dans notre étude qui montre une
prévalence assez proche pour la méthode microscopique et le TDR SD Bioline.
Dans une étude menée en Indonésie sur des femmes enceintes la prévalence
trouvée était entre 3,0 à 3,4% pour les 3 tests diagnostics rapides du paludisme
effectué : Carestarttm
,Parascreen, SD Bioline comparé au microscopie et PCR comme
référence diagnostic. Et cette étude a aussi a montré que l’association des 3 TDR
paludisme combiné était une alternative à l’utilisation du microscope pour le diagnostic
du paludisme [42].
Dans une étude menée au Yémen mené au sein d’un hôpital pour les patients
entré pour suspicion de paludisme ils ont trouvé une prévalence de 19,3% et qui a été
confirmé par la méthode microscopique[43].
Cela démontre donc que le TDR SD Bioline Malaria se trouve dans l’éventail
des tests diagnostics qui montrent un bon rapport cout efficacité pour le diagnostic du
paludisme et dans le programme d’élimination de cette maladie. Mais elle a une limite
dans la détection des cas de paludisme si la charge parasitaire est trop basse.
Le TDR SD Biolinerestequand même une méthode diagnostique de bonne
sensibilité pour dépister le paludisme dans la population n’ayant pas accès à des moyens
de diagnostic de laboratoire et ou le paludisme est encore endémique.
Nous suggérons donc la mise à disposition de TDRSD Bioline paludisme dans
les centres de santé de base et même au niveau communautaire pour faciliter le
40
dépistage et le traitement précoce des cas de paludisme. Le TDR SD Bioline aussi peut
être proposé comme moyen de diagnostic du paludisme dans les laboratoires pour éviter
les surcharges de travail au niveau des laboratoires et pour faire face à la situation
d’urgence nécessitant une mise en route rapide du traitement antipaludiques.
III.4.2.TDR Alere HS Malaria
La littérature n’a pas encore décrit les prévalences pour le test Alere HS Malaria
mais celles-ci sont surtout accès sur les valeurs intrinsèques et extrinsèquesdes TDR.
Notre étude a montré une prévalence plus élevé diagnostiquée pour le TDR
Alere HS Malaria malgré une faible prévalence dans les régions de pré élimination
démontrant ainsi sa forte sensibilité.
Le TDR Alere HS semble être un excellent moyen de diagnostic du paludisme
même dans les régions ou les prévalences du paludisme sont faibles et est efficace peu
importe le faciès épidémiologique.
Nous suggérons donc l’utilisation du test de diagnostic rapide Alere HS pour
l’élimination du paludisme dans les différents districts ou le paludisme est au stade de
pré élimination du fait de son cout élevé.
III.4.3. Microscopie
Dans notre étude la prévalence du paludisme au microscope et au TDRSdBioline
est assez proche permettant de les utiliser comme outil de diagnostic dans les régions
endémiques.
Une étude menée en Afrique à Thyolo montre une prévalence de 20% de
paludismeasymptomatique mais de parasitémie positive à la microscopie qui est
nettement plus élevé que dans les autres districts d’études [44].
Dans une autre étude mené en Afrique au sein de région frontalière on assiste à
une parasitémie à microscopie élevé au niveau de ces zones car les mouvements de la
population se fait à partir des régions ou l’endémicité est très forte [45].
Une étude menée au Kenya a montré une prévalence élevée d’environ 30% dans
les formes asymptomatiques un paludisme [46].
Une étude mené en Asie en Tanzanie, ont rapporté une prévalence nulle au
microscope. Ces résultats sont attribués dans les deux études à la couverture et aux taux
d’utilisation des MILD, très élevés dans les deux études à la couverture et aux
41
d’utilisation des MILD, très élevés, dans un contexte de préelimination du paludisme
[47, 48].
La microscopie est un outil de diagnostic très utile dans le diagnostic du
paludisme et permet de classifier le paludisme selon que la région est en pré élimination
ou en forte endémicité. Mais sa limite réside dans le fait qu’elle peut passer à côté des
formes inframicroscopique ou les parasites plasmodiales sont indétectables. Nous
suggérons donc l’utilisation de microscopie pour l’évaluation de la charge d’infection
plasmodiale dans les régions disposant de technicien ou de laboratoire adapter pour la
lecture au microscope des lames pour la détection d’infection plasmodial pour
déterminer les régions qui nécessite un renforcement dans le domaine de lutte contre le
paludisme comme l’utilisation du Moustiquaire d’imprégnation durable et les
campagnes d’aspersion intra domiciliaire d’insecticide et aussi finaliser l’étape de
l’élimination pour les régions en pré élimination.
III.4.4. PCR
Dans notre étude, on constate la très haute sensibilité du PCR dans le diagnostic
du paludisme par rapport au TDR et microscopie.
Une étude à Maharashtra a trouvé le même résultat que nous dans la très haute
sensibilité et prévalence élevé trouvé au PCR par rapport aux autres moyens
diagnostique du paludisme [49].
Dans une autre étude menée en Inde on assiste aussi à une prévalence élevée de
l’infection plasmodiale surtout l’espèce falciparum du fait de l’apparition de la
chloroquino résistance [50].
Le PCR est une méthode de diagnostic du plasmodium très performant
permettant d’obtenir le diagnostic par amplification génique du parasite. L’utilisation du
PCR comparer aux autres moyens de diagnostic montre une supériorité du PCR dans le
diagnostic. Cela ne tient pas compte du faciès épidémiologique gardant ainsi sa
performance et extrême sensibilité peu importe le niveau d’endémicité. Nous suggérons
donc l’utilisation du PCR dans le dépistage du paludisme dans les régions en pré
élimination pour parvenir à l’élimination totale de cette maladie.
42
III.5. Comparaison des valeurs intrinsèques et extrinsèques des TDR
paludisme
III.5.1. TDR SD Bioline Malaria
III.5.1.1. TDR SD Bioline Malaria versus PCR
Dans notre étude,les valeurs intrinsèques et extrinsèques du TDR SD Bioline ont
été évaluées selon 3 strates par rapport à la PCR.
Pour la Strate tropical, la sensibilité a été de 94,44 (IC à 95% :74,24-99,01), la
spécificité de 98,32 (IC à 95% : 94,08 - 99,54), la valeur prédictive positive de 89,47
(IC à 95% : 68,6- 97,06) et la valeur prédictive négative de 0,91% (IC à 95% : 0,74 -
1,07).
Pour la Strate équatorial, la sensibilité a été de 66,67 (IC à 95 % :35,42- 87,94), la
spécificité de 100 (IC à 95 % :97,49- 100), la valeur prédictive positive de100 (IC à
95% :60,9- 100) et la valeur prédictive négativede 98,03% (IC à 95 % :94,36- 99,33).
Pour la Strate des hautes terres, la sensibilité a été de 74,29% (IC à 95 % :57,93-
85,84),la spécificité de 97,5 (IC à 95% :94,65- 98,85) la valeur prédictive positivede
81,25% (IC à 95 % :64,69-91,11) et la valeur prédictive négativede 96,3% (IC à
95% :93,11- 98,04).
Dans une étude menée par Das S et al, sur la performance d’un TDR de
paludisme dans deux sites à haute et à faible transmission du paludisme, le TDR SD
Biolinepar rapport à la PCR a montré une sensibilité de0% (IC à 95% :0–37), spécificité
de 100% (IC à 95% :99 – 100), et une valeur prédictive négative de98% (IC à 95% :96–
99) dans le site à faible transmission et une sensibilité de62% (IC à 95% :56–68), une
spécificité de 95% (IC à 95% :92–97), une valeur prédictive positivede 91% (IC à
95% :86–95)et une valeur prédictive négatif de 77 (IC à 95 % :73–80) dans le site à
haute transmission[41]. Une autre étude montre la sensibilité diagnostic du Test de
diagnostic rapide paludisme alere HS qui est très élevé de l’ordre de dix fois plus précis
que le SD Bioline[51].
Dans une étude menée en Grèce comparant la performance du TDR SD Bioline
Malaria par rapport à la technique PCR était, pour la sensibilité du TDR : 95,6% (IC à
95% : 84,8-99,3), spécificité 100%(IC à 95% : 99,6- 100,0), et une valeur prédictive
positive de 100%(IC à 95% : 91,7-100,0) [51]. Le TDR SD Bioline est parmi l’un des
méthodes diagnostics rapides du paludisme le plus communément utilisé et décrit dans
43
la littérature et elle tient encore une place importante dans le programme d’élimination
du paludisme.
Ugah UI et al, a trouvé dans une étude menée pour évaluer des TDR paludisme
au niveau de site endémique du paludisme comparé à laPCR, avec un intervalle de
confiance de 95%. Pour le SD Bioline PF, la sensibilité était de 25,00%
(IC à 95% : 7,27–52,38), la spécificité de 94,12% (IC à 95% : 80,32–99,28) la valeur
prédictive positive de 66,67% (IC à 95% : 22,28 – 95,67) et la valeur prédictive
négative de 72,73% (IC à 95% : 57,21 – 85,04). Pour leSD Bioline PF/PV, la sensibilité
est de 68,75% (IC à 95% : 41,34 – 88,98), la spécificité de 52,94% (IC à 95% : 35,13 –
70,22), la valeur prédictive positive de 40,74%(IC à 95% :22,39 – 61,20) et la valeur
prédictive négative de 78,26 (IC à 95% : 56,30 – 92,54)[52].
Notre étude s’accorde à dire avec la littérature que le TDR SD Bioline a une
assez bonne sensibilité pour dépister le paludisme dans le programme de contrôle et
d’élimination du paludisme avec comme référence la PCR [53-54]. Mais sa sensibilité
dépend de la prévalence locale du paludisme. Plus la prévalence augmente plus le test
est sensible mais la spécificité augmente dans le cas où la prévalence diminue.
Noussuggérons donc l’utilisation du TDR SD Bioline pour avoir un diagnostic rapide
du paludisme si le TDR de haute sensibilité n’est pas disponible. Et du fait que la
sensibilité du TDR Alere HS est très élevée.Nous suggérons son utilisation dans les cas
d’épidémie pour abaisser le seuil épidémiologique en cas d’épidémies afin de pouvoir
contrôler rapidement cette situation.
44
III.5.1.2.TDRMalaria SD Bioline versus microscopie
Dans notre étude, la sensibilité du TDR SD Bioline Malaria par rapport au
résultat microscopique est : sensibilité Se : 90,36%(IC à 95% :84,82-94,39), la
spécificité Sp : 98,15%, (IC à 95% : 97,56-98,63), la Valeur prédictive
positive=54,35%(IC à 95% : 49,92-58,71), la valeur prédictive négative est de 98,72%
(IC à 95% : 98,25-99,07).
Dans une étude menée au Congo dans deux centres de santé sur la performance
de TDR SD Bioline pour le paludisme, la sensibilité du TDR était de
82,1%(IC à 95% : 76,1-86,9%), sa spécificité de 92,0%(IC à 95% : 88,1-94,8%), sa
valeur prédictive positive étaitde 92,0%, sa valeur prédictive négative de 87,4%.La
sensibilité du TDR dépend de la parasitémie, diminuant dans le cas où la densité
parasitaire est faible [51].
Dans une autre étude menée chez des enfants au Nigeria qui a évalué le TDR du
paludisme fait par les agents communautaires par le TDR (SD Bioline) par rapport au
microscope chez des enfants oùla Malaria a été suspectée, la sensibilité et spécificité du
TDR SD Bioline obtenu par la lecture effectuée par les agents communautaire
sontrespectivement, pour une IC à 95% de 94,3%(92,6–95,8) et 41,6% (38,0–45,3),la
vpn est de 86,1%(82,1–89,6) et la vpp est de 65,6%(62,8–68,2,) [52].
Dans une étude menée dans le République du Central Afrique qui a comparé des
TDR du paludisme avec comme référencela microscopie,pour le SD BiolineAgPf pour
un intervalle de confiance à 95%, la sensibilité est de 92,3% (88,1-95,4), la spécificité
de 82,2% (76,2-87,2), la valeur prédictive positive était de 85,7 (80,8-89,8)et la valeur
prédictive négativede 90,2% (85,0-94,1). Pour le SD BiolineAgPf/Pan, par rapport à la
microscopie, la sensibilité est de 92,3%(88,1-95,4), la spécificité de 81,2 (81,1-91,0), la
valeur prédictive positivede 85,0%(80,0-89,2) et la valeur prédictive négative était de
90,1% (84,8-94,0) [53].
Dans une étude mené à l’Ouest du Kenya sur la comparaison par rapport à la
microscopie des test diagnostics rapides du paludisme en zone endémique concernant 4
tests diagnostics rapides comprenant le TDR SD Biolinepour détecterles parasites
plasmodiales étaient pour la sensibilité de 90.3-94.8 %, la spécificité de 73.3-79.3 %, la
valeur prédictive positive de 62.2-68.8 %, et la valeur prédictive négative de 94.3-
96.8 %. [54].
45
Dans une étude menée en Grèce comparant la performance du TDR SD Bioline
Malaria par rapport à la technique de microscopie, la sensibilité était de 97,4% (95%
CI : 86,1-99,6), la spécificité de 99,4% (95% CI 98,6-99,8) et 86,1% (95% CI 72,1-
94,7) [43].
La littérature concorde avec notre étude montrant une bonne sensibilité du TDR
SD Bioline par rapport à la référence méthode microscopique et permet de dépister le
paludisme précocement pour la plupart des cas sauf dans le cas où la densité parasitaire
est faible [51].Mais il faut tenir compte des conditions de conservations des tests
diagnostics du paludisme car l’erreur de conservation peut être source de faux négatives
[55].Et il faut aussi tenir compte des espèces plasmodiales présent dans une région
avant de choisir le test diagnostic rapide le plus approprié. De ce fait,il convient de
suggérer l’utilisation du TDR SD Bioline dans les régions où la densité parasitaire est
forte ou modéré ou dans les régions à forte prévalence plasmodiales car elle constitue un
moyenalternatif pour le diagnostic du paludisme en l’absence des moyens de
diagnostics de laboratoire.[56] et permet d’éviter l’usage inapproprié des
anti malariques. Et d’utiliser le test dans sites comme Madagascar ou l’espèce
Plasmodium falciparum est prédominante.
46
III.5.2.TDRAlere HS Malaria
III.5.2.1.TDR Alere HS Malaria versus PCR
Dans notre étude, on a constaté une plus haute sensibilité de la méthode TDR
Alere HS Malaria en prenant comme référence la PCR par rapport au TDR SD Bioline
Malaria car elle trouve une prévalence élevée par sa haute sensibilité.
Une étude a été menée par Das S et al, sur la performance d’un TDR dans deux
sites à haute et à faible transmission du paludisme. Le TDR à haute sensibilité (Alere
HS malaria)a montré pour une intervalle de confiance à 95%,la sensibilité est de 44 (15-
77),la spécificité de 98% (99–100), la valeur prédictive positive de 80 %(30–99) et la
valeur prédictive négativede 99%(97–100) dans la région à faible transmission
paludique. Dans les sites à haute transmission paludique, la sensibilité est de 84 (79–
88), la spécificité de 92 (88–94), la valeur prédictive positive de 88 (83–92), et la valeur
prédictive négative de88 (84–91) [41].
Selon la littérature, le nouveau TDR Alere HS Malaria a le même flux de travail
que les TDR disponibles actuellement mais possède une plus grande performance dans
l’identification d’infection à plasmodium asymptomatique [13].L’avantage de ce test
diagnostic rapide est qu’elle conserve sa haute sensibilité dans les régions ou la
prévalence est au stade de pré élimination (faible). Nous suggérons donc l’utilisation du
TDR Alere HS Malaria dans les cas d’épidémie de paludisme pour asseoir le plus
rapidement le diagnostic de paludisme et mettre en route les traitements afin de
diminuer la mortalité due à cette maladie. Nous suggérons aussi l’utilisation du TDR
Alere HS Malaria pour la détection du paludisme dans les régions ayant une densité
parasitaire faible.
47
III.5.2.2. TDR Alere HS Malaria versus microscopie
Dans notre étude, nous avons constaté une prévalence plus élevée du paludisme
dépisté par le TDR Alere HS Malaria par rapport à la prévalencepar microscope,
témoignant de la haute sensibilité du TDRAlere HS Malaria.
Dans la littérature, aucune étude n’a encore été menée car le TDR Alere HS est
surtout comparé avec la PCR qui possède une haute sensibilité comme elle, permettant
de repérer les infections plasmodiales infra microscopiques [56-57]. De ce fait, avec sa
haute sensibilité le TDR Alere Malaria HS a été comparé avec la PCR.
Le TDRAlere HS Malaria est donc un test diagnostique très performant pour
diagnostiquer rapidement et précocement le paludisme en abaissant le seuil
épidémiologique par sa haute sensibilité et diminuant ainsi les faux négatifs. Nous
suggérons donc l’utilisation du TDR Alere HS Malaria dans les cas d’épidémies
palustres ou dans les régions ou l’infection plasmodiales est inframicroscopiques. Et
elle peut aussi êtresuggérée comme une alternative au moyen de diagnostic de
laboratoire comme la goutte épaisse et frottis mince dans les situations urgentes.
III.5.2.3.TDRAlere HSversus SD Bioline Malaria
Dans notre étude, le TDR Alere HS présentait une plus haute sensibilité Se :
81,43% (70,77 - 88,81) par rapport au TDR SD Bioline Se :79,03% (67,36- 87,32) avec
un p values de 0,0001.
Dans une étude menée pour déterminer la performance du TDR de haute
sensibilité pour le paludisme(URDT) par rapport au SD Bioline, dans une région
endémique avec haute et faible transmission du paludisme, on a trouvé une sensibilité
élevée pour le TDR Malaria HS par rapport au TDR SD Bioline dans les deux sites
d’études [41].
Dans une autre étude, il a été constaté que la sensibilité du TDR paludisme Alere
HS a été de l’ordre de dix fois plus par rapport aux TDR SD Bioline [42].
Notre étude s’accorde avec la littérature en trouvant une prévalence plus élevée
pour l’utilisation du TDRAlere HS Malaria qui démontre ainsi sa forte sensibilité. Nous
suggérons donc l’utilisation du TDR Alere HS Malaria pour renforcer le programme
national de lutte contre le paludisme en tenant compte des facies épidémiologiques pour
atteindre la vision de Madagascar sans paludisme définis dans le plan stratégique de
lutte contre le paludisme et permettre ainsi l’élimination complète de la maladie dans les
48
districts au stade de pré élimination. Nous suggérons aussi l’utilisation du test
diagnostic rapides du paludisme à haute sensibilité pour le diagnostic précoce des
formes de paludisme avant l’atteinte du seuil de pyrogénemie c'est-à-dire les formes
asymptomatiques afin de diminuer la charge de morbidité du paludisme.
III.6. Cohérence des méthodes
Dans notre étude, on a un accord presque parfait entre le TDR Alere HS et PCR
avec un K values de 0,89 (0,80 - 0,97). Entre SD Bioline et la PCR, on a aussi un degré
d’accord fort 0,80 (0,72 - 0,88).Même si on stratifie en strate tropical, strate équatorial
et strate des hautes terres, le degré d’accord est conservé avec un plus grand accord des
résultats dans la strate tropicale ou la prévalence est la plus élevée.
Dans une étude menée en Colombie sur l’évaluation de la précision du TDR du
paludisme SD Bioline Malaria Antigen Pf/Pv par rapport au microscope corrigé par
PCR, sur le total des 383 échantillons, le Cohen’s Kappa coefficient (ou coefficient de
cohérence ou concordance) était de 0,90(0,80-1,00) qui est un accord presque parfait du
TDR SD Bioline et la microscopie corrigée par PCR.Le Cohen’s Kappa coefficient était
de 0,80 (95% CI : 0,70-0,90), correspondant à un accord fort entre l’observation duTDR
SD Bioline PF et la microscopie corrigée par PCR [57].
Dans une étude menée par Uga UL et al, dans une zone endémique du paludisme
au Nigeria, au niveau d’un centre hospitalier, ils ont trouvé une congruence entre le
TDR SD Bioline PF et la PCR, un kappa values de 0,226 soit une faible concordance, et
avec le TDR SD Bioline PF/PV et la PCR un Kappa values de 0,172, notamment, une
très faible concordance [58]. Ceci est probablement due au fait que les charges
parasitaires plasmodialesdans la région sont faibles.
Dans une étude menée à l’ouest du Kenya dans une région endémique ils ont
trouvé une cohérence entre le TDR SD Bioline par rapport aux références microscopie
et PCR une cohérence modérée des observations [41]. La prévalence trouvée était
modérée dans la région d’étude ce qui explique les observations qui sont cohérente en
prenant les références microscopie et le PCR. Ce qui conforte notre étude que le PCR et
le TDR Alere HS sont très utiles pour dépister les cas de paludisme dans les régions à
faible charges parasitaires car la sensibilité de ces deux dernières est proche et permet
ainsi de trouver une cohérence forte avec les deux observations comme il en est de
même pour la microscopie et le TDR SD Bioline.
49
Dans une étude menée au niveau du République Dominique de Congo mené
chez des femmes enceintes, ilsont trouvé une faible concordance entre le test de
diagnostic rapide du paludisme et la référence microscopie et PCR. Ceci peut être dû
par le fait que les participantes à l’étude ont reçus un traitement présomptif intermittent
contre le paludisme [59]. La charge parasitaire est ainsi considérablementréduitemême
si la maladie est endémique dans la région.
Notre étude s’accorde avec la littérature pour dire que les résultats des TDR
Alere HS et SD Bioline Malaria sont cohérents en prenant comme référence la PCR
avec une plus haute sensibilité pour le TDRAlere HS Malaria. Avec une plus grande
cohérence des tests diagnostics rapides avec le PCR dans les régions ou la charge
parasitaire est élevé.Cette cohérence des tests diagnostics rapides avec le PCR démontre
donc que les tests diagnostics rapides malgré leurs valeurs extrinsèques variables selon
la prévalence du paludisme montrent une grande utilité comme alternatives diagnostic
du paludisme car cette maladie sévit le plus souvent dans les régions ou la possibilité du
recours à la technique de laboratoire reste difficile. Alors que la mise en route rapide du
traitement antipaludique est vitale pour éviter l’évolution des cas vers la complication.
Nous suggérons donc de considérer l’utilisation du TDRAlere HS Malaria pour
remplacer le TDR SD Bioline car elle présente une grandeefficacité pour le contrôle du
paludisme ou de combiner les deux tests diagnostics rapides dans les régions ne
disposant pas de plateau technique de laboratoire dans le diagnostic du paludisme pour
éliminer cette maladie.
50
CONCLUSION
Le paludisme constitue encore un problème de santé publique majeur à
Madagascar malgré les efforts nationauxdéployés pour lutter contre cette maladie.
Avec son climat pluvieux et tropical favorisant le développement des
vecteurs,Madagascar reste encore un pays à forte endémicité de paludisme.
La lutte contre le paludisme devrait prendre en compte la particularité des strates
qui détermine les faciès épidémiologiques Madagascar concernant le paludisme.
Le contrôle du paludisme est en voie de bonne évolution.Dans notre étude,
l’utilisation du TDR Alere HS Malaria a montré, une haute sensibilité par rapport au
TDRSDBioline Malaria dans le diagnostic du paludisme.Le TDR Alere HS est un bon
moyen de renforcer le chemin parcouru dans cette lutte.
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1. Charmot G, Agents pathogènes du Paludisme. Rev Prat. 1998 ; 48 : 252-253.
2. Camus D, Slomianny C, Savel J. Biologie du plasmodium. EncyclMédChir
Elsevier Maladies infectieuses. 8-507-A-10, 1997.
3. Guerard P, Tavares J, Thiberge S, Bernex F, Ishino T, Milon et
al.Developpement of the malaria parasite in the skin of the mammalian
host.ProcNatlAcadSci Us. 2010 Oct 26; 107(43):18640-5.
4. Romero R.Microbiologia y ParasitologiaHumana, (3 eraed).Editorial Méd Pan
Ame, Mexico. 2007
5. Liu W, Li Y, Learn GH, Rudicell RS, Robertson JD, Keele BF et al.Origin of
the Human malaria parasite Plasmodium falciparum in gorillas. Nature. 23
septembre 2010. 467, 420-425.
6. CDC. Malaria 2016 [updated May 3, 2016, Availablefrom:
https://www,cdc,gov/dpdx/malaria/index,html, Consulter le 4 fevrier 2018
7. Ministère de la santé publique et du planning familial. Plan stratégique de lutte
contre le paludisme à Madagascar.2013-2017. 1ère
édition.
Repoblikan’iMadagasikara .2013.
8. Mouchet J, carnavet P,Coosemans M, Julvez J,
ManguinLenobleDR.Biodiversité du paludisme dans le monde France. John
Libbey Eurotext.2005.
9. Le Bras J, Longuet C, Charmot G, Transmission humaine et résistance des
plasmodies. Revprat, 1998 ; 48 : 258-263.
10. Xavier A, Emmanuel M, Maladies infectieuses. Paris : ESTEM, Med-Line,
1994 : 91.
11. Charmot G. Avant-propos, Paludisme.Revprat. Paris : 1998 ; 48, 3 : 252-253.
12. World Health Organization. Severe falciparum malaria. Communicable diseases
cluster. Trans Royal Soc Trop Med Hyg .2000; 94: 1-90.
13. Gachot B, et Brunel F. Paludisme grave. Rev Prat .2001; 51: 638-643.
14. Moody A. Rapid diagnosis tests for malaria parasites. ClinMicrobiol Rev .2002;
66-78.
15. World Health Organization. Malaria rapid diagnosis: Making it work, Informal
consultation on field trials and quality assurance on malaria rapid diagnostic
tests. Meeting report. Manila: WHO –Regional Office for the Western Pacific.
2003.
16. World Health Organization. Malaria rapid diagnostic tests: making rapid
diagnosis work. WHO. 2006: 20.
17. Berry A, Iriart X, Magnaval J. New malaria diagnosis tests. Rev Fr Lab.2009;
416: 65-70.
18. akler MT, Palmer CJ, Ager AL .A review of practical techniques for the
diagnosis of malaria. Ann Trop Med Parasitol. 1998; 92: 419 -34.
19. World Health Organization, Malaria Rapid Diagnostic Test Performance,
Results of a WHO product testing of malaria RDT. WHO. 2008; 1: 110.
20. Bouchard O, Ogobara D et Thierry B.Mémento thérapeutique du paludisme en
Afrique, Paris : 1ère édition. In Paludisme. Paris : UREF. 2008 ; 12-14.
21. Snounou G, Viriyakosol S, Zhu XP, Jarra W, Pinheiro L, do Rosario VE,
Thaithong S, Brown KN. High sensitivity of detection of human malaria
parasites by the use of nested polymerase chain reaction. MolBiochemParasitol.
1993 Oct; 61(2):315-20.
22. Greenwood B. Malaria mortality and morbidity in Africa. Bulletin of the world
Health Organization, 1999, 77(8): 617-618
23. Roll Back Malaria. Plan d’action mondiale contre le paludisme. Pour un monde
sans paludisme. RBM, 2008 ; 287 : 28.
24. Ahmad OB, Lopez AD, Inoue M. The decline in child mortality: a reappraisal.
Bull WHO 2000; 78: 1175-1191.
25. Snow R W et al. Estimating mortality, morbidity and disability due to malaria
among Africa’s non-pregnant population. WHO, 1999; 77: 624-640
26. Saïssy J. Paludisme grave. Brest: Blackwell, 2001: 177
27. Imbert P. Paludisme de l'enfant : critères de gravité. Arch Pédiatr2003; 10: 532 -
538.
28. Najera JA, Hempel J. The burden of malaria. WHO, 1996. www.who.int
29. Kone B, Tiembre I, Dagnan S. Etude de la morbidité palustre à l'Hôpital Général
d'Adiake, Côte d'Ivoire de 1998 à 2000. Med Afr Noire 2005; 52: 188- 192
30. Rakotondramarina R. Evaluation de la performance du TDR 05FK80 pour le
diagnostic du paludisme. Antananarivo: Thèsemédecine, 2009; N°7924: 34.
31. Ratsimbasoa A, Randriamanantena A, Raherinjafy R, Rasoarilalao N,Ménard.D.
Special risks and appropriate which Rapid Diagnostic Test for Madagascar. Am
J Trop Med Hyg 2007; 76: 481-485.
32. Kone B, Tiembre I, Dagnan S. Etude de la morbidité palustre à l'Hôpital Général
d'Adiake, Côte d'Ivoire de 1998 à 2000. Med Afr Noire 2005; 52: 188- 192
33. Quatresous, Jeannel1 D, Sissoko. Le paludisme à Mayotte : situation
épidémiologique en 2003 et 2004. Institut de veille sanitaire, 2005.
www.invs.sante.fr.
34. Praveen KB, Nipun S, Pushpendra PS et Col. The usefulness of a new rapid
diagnostic test, the First Response® Malaria Combo (pLDH/HRP2) card test, for
malaria diagnosis in the forested belt of central India. Malaria J 2008; 7: 126
35. Coatney GR: Pitfalls. The chronicle of chloroquine. Am JTrop Med Hyg 1963,
12: 121-128
36. Robert V, Gazin P, Benasseni R, Carnevale P. Le paludisme urbain à
BoboDioulasso. Cahiers Santé, 1990; 2.
37. Monnin M. Une épidémie de dengue dans un service de pédiatrie. A propos de
58 cas au Lamentin (Martinique). Arch Pédiatr2005: 144– 150
38. Rakotoarivelo RA. Paludisme en milieu hospitalier observé au Centre
Hospitalier Universitaire d’Antananarivo. Mémoire de Diplôme d’Etude de
Formations Spécialisées (DEFS) en Médecine Interne 2007; N° 121.
39. Chandramohan D, Carneiro I, Kavishwar A et al. A clinical algorithm for the
diagnosis of malaria: results of an evaluation in area of low endemicity.Wiley
Online Library 2001; 6: 505.
40. Bencimon C, Belomonto O, Randrianarivelojosia M et al. Diagnostic du
paludisme dans la ville d’Antananarivo: réflexion à partir des résultats obtenus à
l’Institut Pasteur de Madagascar de 2001 à 2004. Bull SocPatholExot2006; 99 :
1- 2.
41. Das S, Jang IK , Barney B, Peck R, Rek JC, Arinaitwe, et al, performance of a
high sensitivity Diagnostic Test for Plasmodium falciparum Malaria in
Asymptomatic Individuals from Uganda and Myanmar and Naive Humane
Challenge infections, Am J Trop Med Hyg,2017 ; 11 : 1540-51
42. Das S, Peck RB, Barney R, Jang IK, Kahn M, Zhu M, et al. Performance of an
ultra-sensitive Plasmodium falciparum HRP2-based rapid diagnostic test with
recombinant HRP 2, culture parasites, and archived whole blood samples. Malar
J.2018 Mar 17; 17(1) :118
43. Tseroni M, Pervanidou D, Tserkezou P, Rachiotis G, Pinaka O, Baka A, et
al,Field application of SD Bioline malaria Ag Pf/Pan rapid diagnostic test for
Malaria in Greece.Plos One. 2015 Mar 24; 10(3): e 0120367, Doi: 10,
1371/journal, pone, 0120367, e collection 2015.
44. Walldorf JA. School-Age children area reservoir of Malaria infection in
Malawi.Plos One. 2015; 10(7): e0134061
45. Okebe J, Affara M, U D’Alessandro. School based countrywide seroprevalence
survey reveals spatial heterogeneity in Malaria transmission in the Gambia. Plos
One. 2014; 9 :10
46. Halliday EK, Karanja P, Brooker SJ.Plasmodium falciparum, anemia and
cognitive and educational performance among school children in area of
moderate malaria transmission: baseline results of a cluster randomized trial on
the coast of Kenya. Trop Med Int Health. 2012; 17(5) :532-49
47. Wanggdi K, Gatton ML, Clements ACA.Prevalence of asymptomatic maalria
and bed ownership and use in Buthan, 2013: a country earmarked for malaria
elimination. Malar J. 2014; 13 :352.
48. Strom GEA, Tellevik MG, BlombergB.Noasymtomatic malaria parasitemia
found among 108 young children at one health facility in Dar es Salaam,
Tanzania.Malar J. 2013 ;12 :417
49. Mishra G. Hospital based study of Malaria in Ratnagiri district, Maharastra. J
Vector Borne Dis. 2003; 40(3-4) : 109-11
50. Shah NK, Dhillon GP, Dash AP, Arora U, Meshnick SR, Valcha N.
Antimalarialdrug resistance of plasmodium falciparum in India: changes over
times and space. Lancet infect Dis. 2011; 11(1) :57-64
51. Kashosi TM, Mutuga JM, Byadunia DS, Mutendela JK,
MubagwaBMK.Performance of SD Bioline Malaria Ag Pf/Pan rapid test in the
diagnosis of malaria in South-Kivu, DR Congo. The Pan Afr Med J, 2017;
27:216-43 doi: 10, 11604/pamj, 2017, 27, 216, 11430.
52. Falade CO, AjayiIOO, Nsungwa-Sabiiti J, Siribié M, Diarra A, Sermé L, et al.
Malaria Rapid Diagnostic Tests and Malaria Microscopy for Guiding Malaria
Treatment of Uncomplicated Feversin Nigeria and Prereferral Cases in 3 African
Countries. Clin Infect Dis. 2016 Dec 15; 63 (Suppl 5): S290-S297.
53. Djallé D, Gody JC, Moyen JM, Tekpa G, Ipero J, Madji N et al.
ManirakizaA.Performance of Parachek tm –PF, SD Bioline , malaria Ag-Pf/Pan
for diagnosis of Falciparum malaria in the Central African Republic.BMC Infect
Dis.2014 Feb 26 ; 14 :109, Doi :10,1186/1471-2334-14-109.
54. Wanja EW, Kuya N, Moranga C, Hickman M, Johnson JD, Moseti et al.Field
evaluation of diagnostic performance of malaria rapid diagnostic tests in western
Kenya. Malar J. 2016 Sep 7; 15:456
55. Biyogo OCA, Mombo C, Siawaya JFD. Evaluation du SD Bioline Malaria
AntigenPf/Pan. T Roy Soc Trop Med H.2013 june 10,18 :50-3
56. Zimmerman PA, Howes RE. Malaria diagnosis for malaria elimination.
CurrOpin Infect Dis. 2015 ;28(5):446-54.
57. Okell LCGA, Lyons E, Drakeley CJ. Submicroscopic infection in Plasmodium
falciparum-endemic populations: a systematic review and meta-analysis, J Infect
Dis. 2009. 200: 1509–17
58. Ugah UI, Alo MN, Owolabi JO, Okata-Nwali OD, Ekejindu IM, Ibeh N, et
al.Evaluation of the utility value of three diagnostic methods in the detection of
Malaria parasites in endemic area.Nigeria. Malar J.2017 May 6; 16(1):189, doi:
10, 1186/s12936-017-1838-4.
59. Ruth E, Bateko JP, Imir T, TaylanOzkanA.investigation of pregnancy-associated
malaria by microscopy, rapid diagnostic test and PCR in Bandundu, the RDC.
Trans Soc Trop Med Hyg, 2018 Mar 15.doi: 10.1093/trsmth/try016.
First and last name : NESTOR Jean Margiano
Title of the thesis: EVALUATION OF MALARIA RAPID DIAGNOSTIC TEST AT
MADAGASCAR
Heading: Public Health
Number of pages: 50 Number of table:12
Number of figures: 11 Number of bibliographical references: 59
SUMMARY
Introduction: Malaria is a common problem of a public health in Madagascar, and an
endemic area of Malaria, Rapid diagnostic test is one of the efficacy mean in controlling
Malaria in Madagascar
Methods: A cross sectional studies was conducted to evaluate the performance of the
RDT SD Bioline Malaria and RDT Alere HS taking PCR as a reference, and also
evaluate the coherence of the result of the two rapid diagnostic test with the PCR by the
Cohen’s Kappa values
Results: The study find a high sensitivity of the RDT HS Alere Malaria87,1(IC à 95
% :76,55- 93,31) against the RDT SD Bioline79,03 (IC à 95% :67,36- 87,32) ( p
values=0,0001 and the result of the two RDT had an good agreement with PCR: kappa
values : : 0,80 (IC à 95% :0,71 - 0,88) and 0,80 (IC à 95 %0,72 - 0,88), respectively for
RDT HS Alere Malaria and the RDT SD Bioline
Conclusions: The RDT Alere HS showed high sensitivity against the RDT SD Bioline
in the three strates and a good agreement with PCR,It shows that this test is an
important means in controlling Malaria in endemic area like Madagascar,
Keywords : Cohen’s kappa values, Malaria, RDT, Sensitivity, Spécificity
Director of thesis : Professor RANDRIA Mamy Jean de Dieu
Reporter of thesis : Doctor MIORAMALALA SederaAurélien
Author'sAddress : lot 15 D parcelle 11/32 CitéHarasTamatave 501
VELIRANO
Eto anatrehan’ Andriamanitra Andriananahary, eto anoloan’ireo mpampianatra ahy, sy
ireo mpiara-mianatra tamiko eto amin’ity toeram-pianarana ity, ary eto anoloan’ny
sarin’i HIPPOCRATE.
Dia manome toky sy mianiana aho, fa hanaja lalandava ny fitsipika hitandrovana ny
voninahitra sy ny fahamarinana eo am-panatontosana ny raharaham-pitsaboana.
Ho tsaboiko maimaimpoana ireo ory ary tsy hitaky saran’asa mihoatra noho ny rariny
aho, tsy hiray tetika maizina na oviana na oviana ary na amin’izana amin’iza aho mba
hahazoana mizara ny karama mety ho azo.
Raha tafiditra an-tranon’olona aho dia tsy hahita izay zava-miseho ao ny masoko, ka
tanako ho ahy samy irery ny tsiambaratelo haboraka amiko ary ny asako tsy avelako
hatao fitaovana hanatontosana zavatra mamoafady na hanamorana famitankeloka.
Tsy ekeko ho efitra hanelanelana ny adidiko amin’ny olona tsaboiko ny anton-javatra
ara-pinoana, ara-pirenena, ara-pirazanana, ara-pirehana ary ara-tsaranga.
Hajaiko tanteraka ny ain’olombelonana dia vao notorontoronina aza, ary tsy hahazo
mampiasa ny fahalalako ho enti-manohitra ny lalàn’ny maha olona aho na dia vozonana
aza.
Manaja sy mankasitraka ireo mpampianatra ahy aho, ka hampita amin’ny taranany ny
fahaizana noraisiko tamin’izy ireo.
Ho toavin’ny mpiara-belona amiko anie aho raha mahatanteraka ny velirano nataoko.
Ho rakotry ny henatra sy horabirabian’ireo mpitsabo namako kosa aho raha mivadika
amin’izany
PERMIS D’IMPRIMER
LU ET APPROUVE
Le Directeur de Thèse
Professeur RANDRIA Mamy Jean de Dieu
Signé :
VU ET PERMIS D’IMPRIMER
Le Doyen de la Faculté de Médecine d’Antananarivo
ProfesseurSAMISON Luc Hervé
Nom et Prénoms : NESTOR Jean Margiano
Titre de la thèse : EVALUATION DES TESTS DIAGNOSTIQUES RAPIDES DU
PALUDISME À MADAGASCAR
Rubrique : Santé Publique
Nombre de pages : 50 Nombre de tableaux : 12
Nombre de figures : 11 Nombre de référence bibliographiques : 59
RESUME
Introduction : Le paludisme est un problème de santé publique à Madagascar où elle
est actuellement en situation d’endémicité, Le test de diagnostic rapide (TDR) offre un
moyen efficace dans le contrôlede cette maladie.
Méthodes : Une étude transversale a été menée dans six districts du profil
épidémiologiques de Madagascar pour évaluer la performance des TDR Alere HS
Malaria et SD Bioline Malaria en prenant comme référence diagnostique la microscopie
et la PCR. La cohérence des tests Diagnostiques a été ensuite évaluée selon leurs Kappa
values.
Résultats : L’étude a mise en évidence la très haute sensibilité du TDR Alere HS
87,1(IC à 95 % :76,55- 93,31) dans le diagnostic précoce du paludisme par rapport au
TDR SD Bioline Malaria79, 03 (IC à 95% :67,36- 87,32) (p values=0,0001). Une
cohérence entre les résultats du TDR Alere HS avec la PCR est forte avec un kappa
value a0,80 (IC à 95% :0,71 - 0,88) et une cohérence entre le TDR SD Bioline et les
résultats de la PCR est forte avec un kappa value de 0,80 (IC à 95 %0,72 - 0,88).
Conclusion : Le TDR Alere HS a démontré une plus grande sensibilité par rapport au
diagnostic du paludisme dans les six districtsavec des résultats cohérents avec ceux de
la PCR. Notre étude montre ainsi que ce TDR peut tenir une place importante dans le
contrôle du paludisme à Madagascar.
Mots clés : Kappa values, Paludisme, Sensibilité, Spécificité, TDR
Directeur de thèse : Professeur RANDRIA Mamy Jean de Dieu
Rapporteur de thèse : Docteur MIORAMALALA Sedera Aurélien
Adresse de l’auteur : lot 15 D parcelle 11/32 Cité Haras Tamatave 501