Etude des potentielles nutritionnelles et des propriétés...

REMERCIEMENTS

Je tiens en premier lieu à remercier DIEU qui m’a donné la force dans tous ce que je fais.

Ce travail a été réalisé au sein du Centre National de Recherches sur l’Environnement.

Toute ma profonde reconnaissance s’adresse aux directeurs successifs du Centre National de

Recherche sur l’Environnement (CNRE) Madame REJO-FIENENA Félicitée et Monsieur

RAMANANKIERANA Heriniaina, à Monsieur REJO Roger, chef du Département

Environnement et qualité de la vie et Monsieur MONG Yves chef du Laboratoire d’Analyse

et de Contrôle des Aliments et des Eaux (LACAE), pour m’avoir accueillie au sein du

laboratoire et d’avoir mis à ma disposition tous les matériels nécessaires pour

l’accomplissement de ce travail.

Je tiens à exprimer mon immense gratitude et ma profonde reconnaissance à :

Madame le Professeur RAZANAMPARANY Louisette, pour la direction de ce travail, pour

sa disponibilité et sa patience, pour ses précieux conseils et encouragements dans la

réalisation de ce travail.

Madame le Docteur RANRIAMAHATODY Zo, pour son encadrement et ses conseils, pour

sa confiance et son encouragement.

J’adresse mes sincères remerciements à :

Monsieur le Professeur RAHERIMANDIMBY Marson, pour avoir accepté de présider le jury

de ce mémoire.

Monsieur le Docteur RAMAMONJISOA Daniel et Madame le Docteur RAMAROSON

Roseline qui ont accepté d’examiner ce travail.

Je tiens aussi à remercier tout le personnel du CNRE pour leur aide et leur accueil, notamment

Madame RAVONINJATOVO Mboahangy, Madame RAVONIZAFY Christine, Monsieur

RAJAONARIVONY Marcellin, Monsieur RANDRIANATORO Hery et Monsieur

RANDRIAMIDOSY Jean Claude.

Je remercie vivement la société ANTARTICA de m’avoir fourni les têtes de poissons pour

cette étude.

Enfin, un immense merci à mes parents et tous mes proches, pour leur encouragement ainsi

que pour leur soutien moral et financier tout au long de mes études.

SOMMAIRE

LISTE DES FIGURES

LISTE DES TABLEAUX

LISTE DES ANNEXES

LISTE DES ABREVIATIONS

GLOSSAIRE

INTRODUCTION .................................................................................................................... 1

I.SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE .................................................................................... 3

I.1. Intérêts des poissons ......................................................................................................... 3

I.2. Production de poisson ...................................................................................................... 3

I.3. Pêche et aquaculture à Madagascar .................................................................................. 4

I.4. Généralités sur le poisson Scarus ghobban ...................................................................... 5

I.4.1. Classification ............................................................................................................. 6

I.4.2. Description morphologique ....................................................................................... 6

I.4.3. Taille/Age .................................................................................................................. 6

I.4.4. Biologie ..................................................................................................................... 7

I.4.5. Répartition géographique........................................................................................... 8

I.5. Généralités sur le poisson Epinephelus malabaricus ....................................................... 8

I.5.1. Classification ............................................................................................................. 8

I.5.2. Descriptions et caractéristiques ................................................................................. 8

I.5.3. Taille/poids/âge ......................................................................................................... 9

I.5.4. Biologie ..................................................................................................................... 9

I.5.5. Répartition géographique........................................................................................... 9

I.6. Définition des co-produits ................................................................................................ 9

I.6.1. Différentes voies de valorisation des co-produits marins ........................................ 11

I.6.1.1. Les farines et huiles de poisson ........................................................................ 11

I.6.1.2. Les hydrolysats protéiques ................................................................................ 12

I.6.1.3. Les hachis congelés ........................................................................................... 12

I.6.1.4. Collagène et gélatine de poisson ....................................................................... 12

I.6.1.5. Valorisation aromatique .................................................................................... 13

I.6.1.6. Autres produits dérivés ..................................................................................... 13

I.7. Hydrolyse protéique ....................................................................................................... 13

I.7.1. Hydrolyse chimique ................................................................................................. 13

I.7.2. Hydrolyse enzymatique ........................................................................................... 14

I.7.2.1 La concentration du substrat et le rapport enzyme /substrat .............................. 14

I.7.2.2. Le pH et la température ..................................................................................... 14

I.8. Propriétés fonctionnelles des hydrolysats protéiques ..................................................... 14

I.8.1 La capacité d’absorption d’eau ................................................................................. 15

I.8.2. La capacité d’absorption d’huile ............................................................................. 15

I.8.3. Les propriétés émulsifiantes .................................................................................... 15

I.8.3.1. L’activité émulsifiante ...................................................................................... 15

I.8.3.2. La stabilité émulsifiante .................................................................................... 15

II. MATERIELS ET METHODES ...................................................................................... 16

II.1. Matériels biologiques .................................................................................................... 16

II.2. Conservation des échantillons ....................................................................................... 16

II.3. Préparation des co-produits à analyser ......................................................................... 17

II.4. Analyse biochimique des têtes de Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus ........ 17

II.4.1. Dosage de la teneur en eau ..................................................................................... 17

II.4.2. Dosage des lipides totaux ....................................................................................... 18

II.4.3. Dosage des protéines totales................................................................................... 19

II.4.4. Identification des acides aminés ............................................................................. 21

II.4.5. Dosage des cendres brutes ...................................................................................... 22

II.4.5.4. Dosage des éléments minéraux : calcium, magnésium, fer, zinc, manganèse et

phosphore ...................................................................................................................... 23

II.5. Hydrolyse enzymatique ................................................................................................ 25

II.5.1. Matériel enzymatique ............................................................................................. 25

II.5.2. Déroulement de l’hydrolyse ................................................................................... 25

II.5.3. Arrêt de l’hydrolyse................................................................................................ 25

II.5.4. Centrifugation des hydrolysats ............................................................................... 25

II.5.5. Séchage ................................................................................................................... 25

II.5.6. Calcul du degré d’hydrolyse................................................................................... 26

II.5.7. Rendement en produits dérivés .............................................................................. 26

II.5.8. Analyse biochimique des poudres des fractions obtenues lors de l’hydrolyse

enzymatique ...................................................................................................................... 27

II.6. Mise en évidence de quelques propriétés fonctionnelles des hydrolysats issus des têtes

de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus ..................................................... 27

II.6.1. Capacité d’absorption d’eau ................................................................................... 27

II.6.2. Capacité d’absorption d’huile ................................................................................ 27

II.6.3. Propriété émulsifiante ............................................................................................ 28

II.6.3.1. Activité émulsifiante ........................................................................................ 28

II.6.3.2. Stabilité des émulsions .................................................................................... 28

III. RESULTATS ................................................................................................................... 30

III.1. Composition biochimique des têtes de Scarus ghobban et d’Epinephelus malabaricus

.............................................................................................................................................. 30

III.1.1. Teneur en eau et en matière sèche ............................................................................ 31

III.1.2. Teneur en matières grasses ....................................................................................... 31

III.1.3. Analyse des protéines ............................................................................................... 31

III.1.3.1. Teneur en protéines ............................................................................................ 31

III.1.3.2. Composition en acides aminés ........................................................................... 31

III.1.4. Analyse des cendres brutes ................................................................................... 33

III.1.4.1. Teneur en éléments minéraux ........................................................................ 33

III.2. Hydrolyse enzymatique ............................................................................................... 34

III.2.1. Degré d’hydrolyse ................................................................................................. 34

III.2.2. Rendement en produits dérivés ............................................................................. 35

III.2.3. Les compositions biochimiques des fractions issues d’hydrolyse enzymatique... 36

III.2.4. Les teneurs en éléments minéraux des fractions obtenues .................................... 36

III.2.5. Composition en acides aminés des fractions obtenues ......................................... 37

III.3. Propriétés fonctionnelles des fractions d’hydrolyse .................................................... 39

II.3.1. Capacité d’absorption d’eau ................................................................................... 39

III.3.2. Capacité d’absorption d’huile ............................................................................... 39

III.3.3. La propriété émulsifiante ...................................................................................... 40

IV. DISCUSSION ................................................................................................................... 41

IV.1. Composition biochimique des têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus

malabaricus .......................................................................................................................... 41

IV.2. Hydrolyse enzymatique ............................................................................................... 42

IV.2.1. Degré d’hydrolyse................................................................................................. 42

IV.2.2. Rendement en produits dérivés ............................................................................. 42

IV.2.3. Composition biochimique des fractions d’hydrolyse ........................................... 43

IV.2.4. Composition en acides aminés des hydrolysats .................................................... 44

IV.3. Propriétés fonctionnelles des fractions obtenues ......................................................... 44

IV.3.1. Capacité d’absorption d’eau ................................................................................. 44

IV.3.2. Capacité d’absorption d’huile ............................................................................... 44

IV.3.3. Propriété émulsifiante ........................................................................................... 44

CONCLUSION ET PERSPECTIVES ................................................................................. 45

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................................. 46

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Poisson perroquet femelle ......................................................................................... 7

Figure 2 : Poisson perroquet mâle ............................................................................................. 7

Figure 3 : Poisson cabot ou Epinephelus malabaricus .............................................................. 9

Figure 4 : Principaux co-produits de poisson .......................................................................... 10

Figure 5 : Têtes de poisson Scarus ghobban ........................................................................... 16

Figure 6 : Têtes de poisson Epinephelus malabaricus ............................................................ 16

Figure 7 : Distribution des protéines, des lipides et des cendres dans les têtes des poissons

Scarus ghobban et d’Epinephelus malabaricus, par rapport à la matière sèche. ..................... 30

Figure 8 : Chromatogramme pour l’identification des acides aminés ..................................... 32

Figure 9 : Evolution du degré d’hydrolyse en fonction du temps de tête de poisson Scarus

ghobban .................................................................................................................................... 34

Figure 10 : Evolution du degré d’hydrolyse en fonction du temps de tête de poisson

Epinephelus malabaricus ......................................................................................................... 35

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Pêche et aquaculture dans le monde : production et utilisation ............................. 4

Tableau 2 : Typologie exhaustive des co-produits de la filière pêche et aquaculture ............. 11

Tableau 3 : Composition biochimique des têtes de Scarus ghobban et d’Epinephelus

malabaricus en g/100g de matière fraîche : ............................................................................. 30

Tableau 4 : Composition en acides aminés des têtes de poisson Scarus gobbban et

Epinephelus malabaricus ......................................................................................................... 32

Tableau 5 : Teneur en éléments minéraux en g/100g du poids sec des têtes de poisson Scarus

ghobban et Epinephelus malabaricus ...................................................................................... 33

Tableau 6 : Rendement en produits dérivés ............................................................................ 35

Tableau 7 : Composition biochimique des hydrolysats ......................................................... 36

Tableau 8 : Composition en éléments minéraux des fractions obtenues après hydrolyse

enzymatique ............................................................................................................................. 37

Tableau 9 : Composition en acides aminés des fractions obtenues après hydrolyse

enzymatique des têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus .................... 38

Tableau 10 : Capacité d’absorption d’eau des hydrolysats issus des têtes de poisson Scarus


Tableau 11 : Capacité d’absorption d’huile des hydrolysats issus des têtes de poisson Scarus


LISTE DES ANNEXES

Annexe 1 : Procédés d’hydrolyse enzymatique et d’hydrolyse chimique dans la littérature

Annexes 2 : Etuve

Annexe 3 : Montage de l’appareil de soxhlet

Annexe 4 : Montage de la minéralisation

Annexe 5 : Four à moufle

Annexe 6 : Distillateur

Annexe 7 : Hydrolyse pepsique de tête de poisson

LISTE DES ABREVIATIONS

CCM : Chromatographie sur Couche Mince

CNRE : Centre National de Recherches sur l’Environnement

DH : Degré d’Hydrolyse

FAO : Food and Agriculture Organization

htot : nombre total des liaisons peptidiques

IFREMER : Institut Français de Recherche pour l’Exploitation de la Mer

IOTC : Commission des thons de l’Océan Indien

LABASAN : Laboratoire de biochimie Appliquée aux Sciences des Aliments et

Nutrition

MS : Matière sèche

NI : Non Identifié

Pe : Prise d’essai

trs/mn : tours par minute

GLOSSAIRE

Actinopterigii : poisson osseux munis des nageoires rayonnées

Anfractuosité : une cavité profonde et sinueuse

Aquaculture : élevage des organismes aquatiques animaux et végétaux à des densités

supérieurs à celles rencontrées dans le milieu naturel

Nutraceutique : c’est un produit dérivé d’un aliment, mais vendu sous la formes de

comprimé, de poudre ou toute autre forme médicale, et qui démontre des effets

physiologiques bénéfiques pour l’organisme, incluant la prévention et le traitement des

certaines maladies

INTRODUCTION

1

INTRODUCTION

A Madagascar, la pêche représente une des activités les plus anciennes et les plus

importantes. Selon la FAO, les poissons de mer peuvent être une source très importante

d'accroissement de production des protéines d'origine animale. Actuellement, la production

halieutique annuelle est estimée à 154 millions de tonnes (FAO, 2011). Les industries de la

pêche et de l’aquaculture génèrent une quantité considérable des déchets ou co-produits au

cours des opérations de transformation telles que le filetage, l’étêtage, l’éviscération, le

pelage, …etc. Ces co-produits sont principalement composés des têtes, des viscères, des

peaux et des arêtes. On estime que 50 % du poids de la production mondiale des poissons sont

considérés comme co-produits lors des opérations de transformation. Les déchets des poissons

sont jetés dans la nature par les industries, ce qui cause des problèmes pour la santé publique

et pour l’environnement (Razafindrakoto, 2015). Cependant, ces co-produits représentent une

source importante des protéines, des lipides, particulièrement des acides gras polyinsaturés n-

3 et des micronutriments tels que les vitamines A et D, le calcium, le magnésium, le

phosphore (Gbogouri, 2005).

Madagascar est un pays en développement dont la malnutrition touche près d’un

ménage sur trois. La population souffre d’une insuffisance nutritionnelle grave, que ce soit en

quantité ou en qualité. Les zones rurales sont les plus touchées par l’insécurité alimentaire

avec un taux de 35% de la population (PAM/INSTAT, 2014). La malnutrition peut se

présenter sous différentes formes qui agissent en symbiose, comme la malnutrition protéino-

énergétique et les troubles dûs à des carences en micronutriments, ainsi appelés parce que ces

éléments (iode, fer, vitamine A par exemple) sont nécessaires à l'organisme (UNICEF, 1998).

Face au risque de pollution environnementale que représentent ces écarts de poisson et à la

demande grandissante en nutriments issus du poisson, le LABASAN accorde depuis quelques

années une attention particulière aux co-produits qui représentent une source potentielle des

protéines et des lipides riches en acides gras polyinsaturés (Liaset, 2000 ; Gilberg, 2002,

Aspmo, 2005). Les co-produits de poisson sont valorisés traditionnellement par

transformation en farine qui représente environ 29 à 30 % de la production mondiale des co-

produits (Rebeca et al., 1991 ; Valdimarsson et al., 2001). C’est dans ce cadre que l’objectif

général de cette étude consiste à valoriser les têtes des poissons Scarus ghobban et

Epinephelus malabaricus afin de connaître leurs potentialités nutritionnelles. La méthode

utilisée pour réaliser cette étude est l’hydrolyse enzymatique, cette technique est contrôlable

et elle permet de garder la qualité des nutriments.

2

Le travail se divisera en quatre chapitres :

La première partie rassemble les données bibliographiques

La deuxième partie présente les méthodes utilisées lors de la réalisation de l’étude.

La troisième partie présente tous les résultats obtenus.

Le quatrième chapitre sera consacré à la discussion des résultats obtenus, suivie de la

conclusion et des perspectives.

Chapitre I : SYNTHESE

BIBLIOGRAPHIQUE

3

I.SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I.1. Intérêts des poissons

Les poissons ont une utilité nécessaire dans la nutrition humaine du fait de leur qualité

nutritionnelle en plus du vaste choix qu'ils proposent au niveau gustatif, de la structure ou de

l'apparence sous laquelle il est vendu : entier ou en filet, frais, congelé, salé, fumé, séché ou

transformé (conserves, plats préparés, …)(Dumay, 2006).

Les qualités nutritionnelles du poisson sont globalement supérieures ou égales à celles de la

viande, la teneur en protéines de la chair de poisson (quelle que soit l’espèce) est identique à

celle de la viande (Piclet, 1987). De plus, les protéines des poissons sont plus digestes que

celles de la viande et leur teneur en acides aminés essentiels est en général un peu plus élevée

que celle des protéines de la viande (Médale, 2003). La teneur en lipides varie en fonction

des espèces. Elle est inférieure à 1% du poids frais pour les poissons maigres (cabillaud,

merlan…) et au-delà de 10% pour les poissons gras (thon, saumon, sardine…) (Dumay,

2006). Les graisses de poisson sont surtout constituées de glycérides et contiennent trois

acides gras essentiels : l'acide linoléique, l'acide linolénique et l'acide arachidonique (Piclet,

1987). Les poissons sont également riches en acides gras de la famille Ѡ3 et des Ѡ6 qui

sont bénéfiques pour la santé humaine. Les glucides sont présents en très faible quantité dans

les poissons mais la quantité en sels minéraux est élevée (de 0,6 à 2,5% de la matière fraîche)

(Piclet, 1987). Plusieurs espèces de poisson sont spécialement riches en vitamines, surtout en

vitamine D (Médale, 2003).

I.2. Production de poisson

Le tableau 1 représente la production et l’utilisation des produits de la pêche et de

l’aquaculture dans le monde. Les pêches de capture et l’aquaculture ont produit

approximativement 148 millions de tonnes de poisson en 2010 dans le monde dont 128

millions de tonnes environ pour l’alimentation humaine, et les données préliminaires montrent

que la production a augmenté en 2011, atteignant 154 millions de tonnes, dont 130,8 millions

de tonnes sont destinées à l’alimentation (FAO, 2011).

4

Tableau 1 : Pêche et aquaculture dans le monde : production et utilisation (Source :

FAO, 2011)

2006 2007 2008 2009 2010 2011

PRODUCTION Millions de tonnes

Capture

Continentale 9,82 10,0 10,2 10,4 11,2 11,5

Marine 80,2 80,4 79,5 79,5 77,4 78,9

Total des pêches de capture 90,02 90,4 89,7 89,9 88,6 90,4

Aquaculture

Continentale 31,3 33,4 36,0 38,1 41,7 44,3

Marine 16,0 16,6 16,9 17,6 18,1 19,3

Total de l’aquaculture 47,3 50,0 52,9 55,7 59,8 63,6

TOTAL DE LA PECHE

MONDIALE 137,3 140,4 142,6 145,6 148,4 154,0

UTILISATION

Consommation humaine (millions

de tonnes) 114,3 117,3 119,7 123,6 128,3 130,8

Utilisations à des fins non

alimentaires (millions de tonnes) 23,0 23,0 22,9 21,8 20,2 23,2

Population (milliards) 6,6 6,7 6,7 6,8 6,9 7,0

Offre par habitant de produits

alimentaires halieutique (kg) 17,4 17,6 17,8 18,1 18,6 18,8

I.3. Pêche et aquaculture à Madagascar

Le secteur halieutique malgache est divisé en :

Pêche industrielle

Pêche artisanale

Pêche traditionnelle maritime

La production totale de la pêche et de l’aquaculture à Madagascar n’a cessé d’augmenter, de

118 877 tonnes en 1996 à 131 010 tonnes en 2008, surtout pour la pêche maritime (IOTC,

2009).

Beaucoup d’espèces de poisson sont exploitées à Madagascar, il y a :

5

les gros poissons pélagiques dont la Famille des Scombridae, des Carangidae, des

Istiophoridae, des Coryphaenidae,…

les petits pélagiques, comme la Famille des Clupeidae, des Engraulidae, des

Belonidae, des Carangidae, des Caesionidae,des Gerreidae,…

les poissons de roche dont la Famille des Sphyraenidae, des Lethrinidae, des

Haemilidae, des Lujanidae, des Scaridae, des Sinanidae, des Mullidae, des

Acanthuridae, des Serranidae, des Carangidae,… (FAO, 1998)

Scarus ghobban appartient à la Famille des Scaridae et Epinephelus malabaricus à la Famille

des Serranidae, ce sont des poissons de roche.

I.4. Généralités sur le poisson Scarus ghobban

Le nom scientifique Scarus ghobban a été décrit par Forsskal en 1775. Scarus

ghobban est une espèce de poisson perroquet. Selon Bariche et Saad en 2005, Bariche et

Bernardi en 2009, Scarus ghobban s’appelle aussi : Le Kakatoi blanc (Seychelles), Perroquet

à bandes bleues (Nouvelle-Calédonie, Maldives), Perroquet à bord bleu (Ile Maurice),

Perroquet à écailles jaunes (France, Djibouti), Perroquet barbe bleue (France), Perroquet

crème (Polynésie) ou Perroquet souris (Polynésie). Ses noms en anglais sont Blue-barred

Parrotfish, Blue Trim Parrotfish, Cream Parrotfish, Globe-headed Parrotfish, Green Blotched

Parrotfish, Yellow Scale Parrotfish, Blue chin Parrotfish.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Poisson_perroquet

6

I.4.1. Classification:

Règne: Animalia

Embranchement: Chordata

Sous-embranchement: Vertebrata

Super-classe : Osteichthyes

Classe : Actinopterygii

Sous-classe : Neopterygii

Infra-classe : Teleostei

Super-ordre : Acanthopterygii

Ordre : Perciformes

Sous-ordre : Labroidea

Famille : Scaridae

Sous-famille : Scarinae

Genre/espèce : Scarus ghobban

I.4.2. Description morphologique

En phase initiale (femelle), le perroquet à écailles jaunes a le corps beige-orangé

(parfois doré), avec cinq barres verticales irrégulières claires et plus ou moins bleutées. Ils ont

des motifs bleus rayonnent à partir de l'œil et un trait bleu marque la lèvre supérieure. Les

nageoires dorsale et anale sont bleues à bande centrale rose. La queue est marquée des traits

bleus sur ses bords supérieur et inférieur, la partie centrale étant beige-orangé à marques

bleues (Figure 1). En phase terminale (mâle) le dos est bleu foncé, et la moitié ventrale est

complètement jaune orangée (Figure 2) (Bourjon, 2008).

I.4.3. Taille/Age

La longueur moyenne de Scarus ghobban est de 30 cm et la longueur maximale peut

atteindre jusqu’à 90 cm, son âge maximum déclaré est 13 ans (Sousa et al., 1981).

http://fran.cornu.free.fr/liste/liste.php?photograph=70

7

I.4.4. Biologie

Ces poissons perroquets sont hermaphrodites : ils naissent femelle et prennent le

caractère mâle au cours de leur croissance (Allsop et al., 2003). La plupart ont des couleurs

spectaculaires, qui changent en fonction de l’âge, du sexe et de l’humeur des individus. Leur

dentition, qui motive la comparaison avec les perroquets, est une des caractéristiques de la

famille : leurs incisives sont soudées en quatre plaques dentaires (deux pour chaque

mâchoire). Des dents pharyngiennes broient ensuite les contenus prélevés. Ils sont parmi les

pires ennemis du corail et contribuent à l'érosion du récif ainsi qu'à la formation de sédiments,

ils participent ainsi à la formation du sable des plages tropicales. A l'aide de leurs puissantes

mâchoires, ils râclent sans cesse le corail afin d'y trouver les algues vertes dont ils se

nourrissent et avalent des fragments de coraux pour faciliter leur digestion. Certains sont

cependant corallivores facultatifs, d’autres sont herbivores et ne touchent pas au corail. La

nuit, ils se réfugient dans les anfractuosités du récif et certaines espèces s'enveloppent dans un

cocon de mucus pour se protéger des parasites, et sans doute aussi de leurs prédateurs

(Bourjon, 2008). Les adultes habitent dans les lagons et les récifs de la mer (Myers, 1991),

dans les pentes (Kuiter et al., 2001), souvent solitaires, mais parfois en petits groupes. Les

mâles vivent principalement autour des bords des récifs ; les femelles préfèrent un habitat plus

profond (Bagnis et al., 1972). Les petits juvéniles en groupe sont situés à terre sur l'habitat des

récifs d'algues et entrent parfois dans des environnements sillés et obscurs. Les poissons

perroquets se nourrissent par grattage des algues des roches et des coraux (Humann et al.,

1993).

Phase initiale (femelle) Phase finale (mâle)

Figure 1 : Poisson perroquet femelle

(Source : Wikipédia, 2015) Figure 2 : Poisson perroquet mâle (Source :

Wikipédia, 2015)

http://fran.cornu.free.fr/affichage/affichage_nom.php?id_espece=1111




https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Scarus_ghobban_in_Ko_Tao,_Thailand_1153.jpg?uselang=fr

https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Scarus_ghobban_0870.jpg?uselang=fr















8

I.4.5. Répartition géographique

Cette espèce de poisson se rencontre dans l’Indo-Pacifique et dans la mer Rouge

(Wikipédia, 2015).

I.5. Généralités sur le poisson Epinephelus malabaricus

Le nom scientifique Epinephelus malabaricus a été décrit par Bloch et Schneider en

1801. Cette espèce est appelée mérou malabar ou cabot. Son nom en anglais est « malabar

grouper ».

I.5.1. Classification

Règne : Animalia

Embranchement : Chordata

Sous-embrancement : Vertebrata

Super-classe : Osteichtyes

Classe : Actinopterygii

Sous-classe : Neopterygii

Infra-classe : Teleostei

Super-ordre : Acanthopterygii

Ordre : Perciformes

Sous-ordre : Percoidea

Famille : Serranidea

Sous-famille : Epinephelinae

Tribu : Epinephelini

Genre/espèce : Epinepelus malabaricus

I.5.2. Descriptions et caractéristiques

Le corps est massif mais allongé avec une large queue arrondie. La coloration générale

est blanchâtre marbrée de brun sombre, de barres sombres, de taches claires et de très

nombreux petits points foncés. Cette coloration est plus claire au niveau de la tête. Sa grande

mâchoire et ses lèvres généreuses sont caractéristiques de sa tête. Ses nageoires pectorales et

caudale sont brun foncé (Figure3) (Cornu, 2007).

https://fr.wikipedia.org/wiki/Marcus_%C3%89lieser_Bloch

https://fr.wikipedia.org/wiki/Johann_Gottlob_Schneider

https://fr.wikipedia.org/wiki/1801





9

I.5.3. Taille/poids/âge

Cette espèce de grande taille peut atteindre 234 cm. Cependant, la taille moyenne est

de 100 cm (Fischer et al., 1990). Son poids peut atteindre jusqu’à 150kg (Lieske et al., 1994).

Ils ont une espérance de vie d'environ 50 ans, les femelles deviennent mâles vers l'âge de 9 à

14 ans (Cornu, 2007).

Figure 3 : Poisson cabot ou Epinephelus malabaricus (Source : Cornu, 2007)

I.5.4. Biologie

Les mérous vivent proches des récifs où ils sont souvent solitaires et sédentaires. Ils

sont très territoriaux et occupent un secteur bien délimité. Carnivores et voraces, ils mangent,

selon leur taille, des crustacés, puis des mollusques comme les céphalopodes et des poissons

qu'ils chassent. Certaines espèces de mérou sont capables de modifier leurs couleurs et leurs

motifs notamment lors des parades nuptiales (Cornu, 2007).

I.5.5. Répartition géographique

Le mérou malabar est présent dans les eaux tropicales de la région Indo-Ouest

Pacifique, des côtes orientales de l’Afrique aux îles Tonga, dans la Mer Rouge sauf dans le

Golfe Persique (Wikipédia, 2016).

I.6. Définition des co-produits

Les différents traitements lors de la transformation industrielle des poissons

engendrent des milliers de tonnes de co-produits de poisson, qui sont soit rejetés en mer soit

dans des décharges. Les co-produits sont définis comme les parties non utilisées et

récupérables lors des opérations traditionnelles de production. Les principaux co-produits de

poisson rencontrés (Figure 4) sont : la tête, la peau, les chutes de filetage, les arêtes centrales,



10

les écailles, les nageoires, les viscères, le foie. Les co-produits marins constituent 35 à 45%

des produits entiers (Ibrahim, 1999).

Figure 4 : Principaux co-produits de poisson (Ifremer, 2010)

Les co-produits contiennent des protéines à haute valeur nutritive, des acides gras

insaturés (oméga 3), des vitamines, des antioxydants, des minéraux, ainsi que des acides

aminés essentiels et des peptides bénéfiques pour l’organisme (Heu et al., 2003).

Le tableau 2 montre que les co-produits sont obtenus par divers traitements industriels des

poissons, comme l’éviscération, l’étêtage, le filetage, le pelage,…

11

Tableau 2 : Typologie exhaustive des co-produits de la filière pêche et aquaculture

(Source : Andrieux, 2003)

Traitement industriel Type de co-produits Co-produits

Eviscération Viscères

Appareil digestif, cœur, foie,

œufs, laitance, vessie

natatoire

Etêtage Têtes

Branchies, collet, joues,

langues, organe palatin, os

cartilages, tête/tentacules,

yeux

Filetage

Arêtes

Chutes de parage de filets

Arêtes osseuses, cartilages,

chair adhérente aux arêtes,

nageoires dorsales et caudales

Chute de coupe en V,

ligaments, nageoires

ventrales et pectorales,

ventrèches

Pelage Peaux Derme, écailles, gras et chair

sous-cutanée, mucus

La valorisation de co-produits de poisson permet de réduire les déchets et de récupérer les

nutriments dans les co-produits.

I.6.1. Différentes voies de valorisation des co-produits marins

I.6.1.1. Les farines et huiles de poisson

C’est la première destination de la transformation des co-produits de poisson.

Les farines de poisson sont destinées à l’alimentation animale comme source importante des

protéines, principalement à l’aquaculture. Elles sont composées de 70% des protéines, 10%

des minéraux, 9% des matières grasses et 8% d’eau (Keller, 1990). La voie de valorisation des

farines et des huiles représente 52% des voies de valorisation des co-produits marins. Environ

74500 tonnes des co-produits sont transformés en farine et en huile chaque année avec une

production de 15000 tonnes de farine et 5000 tonnes d’huile (Andrieux, 2003). Les huiles sont

12

obtenues après cuisson, pressage et centrifugation des co-produits et les farines correspondent

au résidu séché et broyé.

I.6.1.2. Les hydrolysats protéiques

Les hydrolysats représentent la troisième valorisation en volume. Environ 30000

tonnes de co-produits sont transformés en hydrolysats de poisson (Andrieux 2003), qui sont

obtenus par hydrolyse enzymatique des co-produits. L’aspect des hydrolysats ressemble à

celui de la farine avec des granulométries très fines. La teneur en protéine des hydrolysats est

élevée (73 à 85%) et la proportion en éléments minéraux est assez faible (Finot, 1997). Les

hydrolysats ont donc les avantages d’être très digestes et d’avoir une haute qualité nutritive.

Ils sont utilisés pour l’alimentation animale (en aquaculture et pour les jeunes animaux

d’élevage afin de favoriser leur croissance) (Ifremer, 2010).

I.6.1.3. Les hachis congelés

Ils sont obtenus à partir de tous les co-produits à l’exception des viscères et des peaux.

Le procédé de fabrication consiste au broyage des co-produits puis filtration et congélation en

bloc. Les hachis sont utilisés à la fabrication d’aliments des animaux de compagnie et des

animaux à fourrure (Gbogouri, 2005).Ils peuvent servir aussi à l’élaboration des extraits et de

concentrés aromatiques destinés aux plats cuisinés, soupes, fumés et sauce pour l’

alimentation humaine(Ifremer 2010). C’est la deuxième valorisation en masse réalisée (33000

tonnes des co-produits utilisés en 2002) (Andrieux, 2003).

I.6.1.4. Collagène et gélatine de poisson

Ils sont utilisés en cosmétique et en pharmacie. Le collagène possède des propriétés

hémostatiques et il est aussi la principale protéine structurale de la peau, des os et du tissu

conjonctif.

La gélatine est utilisée dans l’industrie agroalimentaire, sa teneur en protéines atteint

85%, elle est obtenue par chauffage de collagène en milieu acide ou alcalin. La production de

gélatine de poisson représente 1% de la production totale de gélatine (Blanco, 2007).

13

I.6.1.5. Valorisation aromatique

Environ 2200 tonnes de co-produits par an sont utilisés pour la valorisation

aromatique. Ils sont introduits dans des produits destinés à l’alimentation humaine et animale

tels que des soupes, des sauces, des produits à base de fromage,… (Prost, 2008).

I.6.1.6. Autres produits dérivés

A part ces principales valorisations des co-produits, il existe d’autres comme

la production de biodiesel ou biogaz ; le biodiesel est une source renouvelable à partir

de trans-estérification de triglycéride. Plusieurs études ont montré que le biodiesel

obtenu à partir d’huiles de poisson présente des performances énergétiques similaires à

celles des dérivés du pétrole (Kato, 2004 ; Preto, 2008).

les ingrédients diététiques et nutraceutique comme le complément en minéraux qui est

utilisé pour la supplémentation de l’alimentation humaine et animale, et le

chondroїtine sulfate qui protège les articulations et participe à l’élasticité des os

(Ifremer, 2010).

Les voies de valorisation des co-produits de poisson sont très nombreuses.

I.7. Hydrolyse protéique

L’hydrolyse protéique découpe les protéines au niveau des liaisons peptidiques pour

donner naissance à des molécules de plus petite taille: polypeptides, peptides et acides aminés.

Le produit ainsi obtenu est nommé hydrolysat protéique (Ifremer, 2012). L’hydrolyse

nécessite un acide, une base, ou une enzyme. Donc c’est une hydrolyse chimique ou une

hydrolyse enzymatique. L’hydrolyse est caractérisée par le degré d’hydrolyse qui correspond

au pourcentage des liaisons peptiques coupées par rapport au nombre total des liaisons

peptidiques de la protéine.

I.7.1. Hydrolyse chimique

Dans le cas d’hydrolyse chimique, le réactif est un acide ou une base. Cette hydrolyse

est simple mais non spécifique, car elle coupe les liaisons peptidiques quel que soit la

séquence des acides aminés. L’hydrolyse se fait à une température élevée et à des pH

extrêmes, ces derniers altèrent les propriétés des peptides et détruisent certains acides aminés

14

comme le tryptophane qui est un acide aminé essentiel. L’hydrolyse acide est plus utilisée que

l’hydrolyse basique (Ifremer, 2012).

I.7.2. Hydrolyse enzymatique

Pour l’hydrolyse enzymatique, les substrats sont mis en présence d’une certaine

quantité d’enzyme dans un milieu aqueux aux pH et température optimisant son activité.

L’enzyme va découper les protéines dans les substrats.

Les paramètres de contrôle de l’hydrolyse enzymatique sont : la concentration du substrat et

le rapport enzyme/substrat, le pH et la température.

I.7.2.1 La concentration du substrat et le rapport enzyme /substrat

Au cours d’une hydrolyse enzymatique, le degré d’hydrolyse augmente avec la

concentration de l’enzyme (Guérard et al., 2001). Lors de l’hydrolyse enzymatique de

sardine, le rapport enzyme / substrat influence le degré d’hydrolyse en fonction de l’enzyme

(Quaglia et al., 1987).

I.7.2.2. Le pH et la température

Le pH est un facteur très important qui doit être maîtrisé, chaque enzyme possède un

pH optimal (Marquez et al., 1998). Comme pour le pH, chaque enzyme possède une

température optimale de fonctionnement qui dépend de plusieurs facteurs : la nature du

substrat protéique, le pH et le rapport enzyme /substrat (Gbogouri, 2005).

Si la température et le pH sont dans des conditions optimales, les molécules d’enzyme se

fixent rapidement sur les liaisons peptidiques (Langmyhr, 1981).

Suite aux hydrolyses enzymatiques, les compositions biochimiques des fractions obtenues

sont différentes de celles des substrats.

I.8. Propriétés fonctionnelles des hydrolysats protéiques

Les propriétés fonctionnelles des protéines et des hydrolysats protéiques dépendent de

nombreuses caractéristiques physico-chimiques (taille et structure des protéines et peptides,

composition en acides aminés, flexibilité et rigidité des molécules…) (Kinsella, 1976).

15

I.8.1 La capacité d’absorption d’eau

La capacité d’absorption d’eau correspond à la capacité des protéines à retenir l’eau.

Cette propriété est d’autant plus importante, qu’elle permet d’améliorer la texture des produits

alimentaires (Huda et al., 2001). Il existe plusieurs méthodes pour mesurer la capacité

d’hydratation. La méthode de Miller et Groninger (1976) consiste à homogénéiser

l’échantillon dans de l’eau distillée, puis il est centrifugé. Le surnageant recueilli permet de

mesurer la capacité d’absorption d’eau (Huda et al., 2001).

I.8.2. La capacité d’absorption d’huile

Cette propriété met en jeu les interactions hydrophobes entre les molécules des lipides

et les protéines. Elle exprime la quantité d’huile adsorbée par gramme de protéine. Le

mécanisme d’absorption est attribué à une réticulation physique de l’huile dans la matrice

protéique (Gbogouri, 2005).

I.8.3. Les propriétés émulsifiantes

Une émulsion est une dispersion d’une phase liquide sous forme des gouttelettes dans

une autre phase liquide non miscible dite dispersante (Gbogouri, 2005). La formation d’une

émulsion entraîne un accroissement de l’aire interfaciale et s’accompagne d’une augmentation

de l’énergie libre. Le rôle de l’émulsifiant est d’abaisser la tension interfaciale en s’adsorbant

à l’interface (Chobert et al., 1988). La caractérisation des propriétés émulsifiantes peut se

faire par la mesure de l’activité émulsifiante et de la stabilité émulsifiante (Gbogouri, 2005).

I.8.3.1. L’activité émulsifiante

Différentes méthodes sont utilisées pour cette mesure caractérisée par l’indice

d’activité émulsifiante. C’est l’aptitude des protéines à former et à stabiliser les émulsions.

L’activité émulsifiante est mesurée par le rapport de la hauteur de la couche émulsifiée et de

la hauteur du mélange entier (Gbogouri, 2005).

I.8.3.2. La stabilité émulsifiante

La stabilité émulsifiante est la propriété d’une émulsion à rester stable et inchangée au

cours du temps. Plusieurs méthodes permettent de la mesurer. Après homogénéisation du

mélange de la solution protéique et de l’huile pendant 2 min, les aliquotes de l’émulsion sont

mis au repos pendant 15 min et on mesure le volume total et le volume de la phase aqueuse

(Miller et Groninger, 1976).

Chapitre II : MATERIELS

ET METHODES

16

II. MATERIELS ET METHODES

II.1. Matériels biologiques

Les co-produits de poisson utilisés sont des têtes de Scarus ghobban (Figure 5) et

Epinephelus malabaricus (Figure 6), qui sont fournies par la société ANTARTICA. Elles

sont reçues congelées.

Figure 5: Têtes de poisson Scarus ghobban

Figure 6: Têtes de poisson Epinephelus malabaricus

II.2. Conservation des échantillons

Les têtes de poisson sont conservées dans des sacs en plastique, à raison de 150

grammes par sac, à une température de -20°C dans un congélateur jusqu’à leur utilisation.

17

II.3. Préparation des co-produits à analyser

Les sacs en plastique contenant les têtes de poisson sont décongelés dans un

réfrigérateur à 4°C pendant une nuit. Les co-produits de poisson sont ensuite broyés par un

blender pour avoir des broyats homogènes.

II.4. Analyse biochimique des têtes de Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

II.4.1. Dosage de la teneur en eau

Pour la détermination de la teneur en eau, on utilise la méthode décrite par Malewiak

(1992).

II.4.1.1. Principe:

Pour déterminer la quantité d’eau des co-produits, les échantillons sont étuvés à une

température de 103°C pendant 5 heures.

II.4.1.2. Mode opératoire:

Une capsule vide est pesée à l’aide d’une balance de précision, puis environ cinq

grammes d’échantillon sont mis dans la capsule. L’ensemble {capsule + échantillon} est

ensuite pesé et séché dans une étuve à 103°C pendant 5 heures au minimum. Quand le temps

d’étuvage est écoulé, l’ensemble est refroidi dans un dessiccateur pendant environ 30 minutes

au minimum avant d’être repesé à nouveau. Le dosage est effectué deux fois pour chaque

échantillon.

II.4.1.3. Méthode de calcul:

La teneur en eau (g pour 100g d’échantillon) est obtenue par la formule suivante :

H%= × 100

Avec,

-M0 : Masse en g de la capsule vide

-M1 : Masse en g de l’ensemble {capsule + échantillons} avant étuvage

-M2 : Masse en g de l’ensemble {capsule + échantillon} après étuvage

M1-M2

M1-M0

18

La matière sèche est ce qui reste de la matière fraîche après avoir enlevé l’eau. Sa

teneur est obtenue par la formule suivante :

MS%= 100 – H%

Avec,

-H% : teneur en eau ou humidité

II.4.2. Dosage des lipides totaux

Pour la détermination des matières grasses, la méthode utilisée est celle décrite par

Wolff (1991).

II.4.2.1. Principe:

Le principe de cette méthode est d’extraire les lipides dans l’échantillon à l’aide d’un

solvant organique n-hexane.


Hydrolyse acide

Environ 5 g de l’échantillon sont pesés et mis dans un Erlen Meyer avec 20 ml d’HCl 3N

et une spatule de célite. Puis, le traitement à chaud (60 °C à 70 °C) est lancé jusqu’à 30 mn

après ébullition. Après refroidissement, le mélange est filtré sur un papier-filtre exempt de

matière grasse. Le résidu est lavé avec l’eau chaude jusqu’à neutralité du filtrat puis il est

séché à l’étuve à une température de 60°.

Extraction à l’hexane

Le papier filtre contenant le résidu sec est emballé dans un papier et placé dans une

cartouche à extraction. La cartouche est placée dans un extracteur selon Soxhlet. Après pesage

d’un ballon vide, 120 ml d’hexane sont mis dans le ballon et le ballon contenant l’hexane est

placé au-dessous de l’extracteur. Le ballon est monté au chauffe-ballon. Le chauffage est

réglé de façon à obtenir 10 siphonages au moins à l’heure, et l’extraction dure plus de six

heures. Le contenu du ballon est concentré au moyen d’un rotavapor, puis séché à l’étuve et

refroidi dans un dessiccateur. Enfin, le ballon est repesé. L’analyse se fait en double pour

chaque échantillon.

19


La teneur en matières grasses (g pour 100g d’échantillon) est calculée selon la formule :

MG%= × 100

Avec,

M0 : Masse de la prise d’essai en g

M1 : Masse du ballon vide en g

M2 : Masse du ballon avec les matières grasses en g

II.4.3. Dosage des protéines totales

Pour déterminer la teneur en protéines totales, on utilise la méthode de Kjeldhal

(Crooke et Simpson, 1971).

II.4.3.1. Principe:

La méthode permet de déterminer la teneur en azote dans les échantillons et pour

obtenir la teneur en protéines, on utilise un facteur de conversion 6,25.


La manipulation se fait en 3 étapes successives :

La minéralisation :

0,4g d’échantillon sont introduits dans un matras de minéralisation, ensuite mélangés avec

25ml d’acide sulfurique concentré et un comprimé de catalyseur (0,4g de sulfate de cuivre et

3,5mg de sulfate de potassium). Le mélange est homogénéisé et fermé hermétiquement, puis

chauffé progressivement jusqu’à 400°C à l’aide d’un minéralisateur. La minéralisation est

arrêtée lorsque le mélange dans le matras devient vert limpide. Les matras sont refroidis à

température ambiante.

M2-M1

M0

20

La distillation :

Dans la solution ainsi refroidie, 20ml d’eau distillée sont ajoutés et on agite le mélange.

Le mélange est refroidi de nouveau. Le minéralisât dans le matras est distillé à l’aide d’un

distillateur Büchner en présence de soude en excès. Le distillat contenant l’azote sous forme

d’ammoniac est transféré dans la solution déjà préparée (25ml d’acide borique + quelques

gouttes d’indicateur coloré : mélange de rouge de méthyl et de bleu de méthylène). La

solution est de couleur rose au début et elle devient vert claire après la distillation.

Titration :

Le distillat obtenu est titré avec de l’acide sulfurique 0,1N jusqu’à l’obtention d’une

couleur rose.


Pour déterminer la teneur en azote, on utilise la formule suivante :

N% =

Où,

- V : Volume en ml de l’acide sulfurique 0,1N pour obtenir le virage

- n : Normalité de l’acide sulfurique = 0,1

- M : Masse en g de la prise d’essai

La teneur en protéines totales des échantillons est obtenue en utilisant le facteur de

conversion 6,25. Elle s’écrit :

P%= 6,25 × N

Avec,

- N: Teneur en azote total

1,4 × V × n

M

21

II.4.4. Identification des acides aminés

II.4.4.1. Principe:

L’échantillon subit une hydrolyse acide à chaud pour que les liaisons peptidiques

soient coupées. Les acides aminés libérés sont ensuite identifiés par chromatographie sur

couche mince. Cette méthode est une technique de séparation des composants, basée sur leurs

différentes affinités respectives à l’égard de deux phases (la phase stationnaire et la phase

mobile).


Hydrolyse acide:

Dans un tube à essai, 0,41g d’échantillon et 0,63ml d’acide chlorhydrique 3N sont

introduits. Le tube est fermé hermétiquement et soumis à une température de 110°C pendant

72 heures. L’hydrolysat est ensuite séché à 70°C. Après séchage, de l’eau distillée est ajouté

dans le tube contenant l’hydrolysat pour le solubiliser. Le mélange est utilisé pour la

chromatographie sur couche mince.

Développement et préparation du chromatogramme :

Une ligne horizontale est tracée à environ 0,5 cm du bas de la plaque chromatographique

dont la phase stationnaire est composée de gel de silice. A l’aide d’un capillaire, de petites

quantités des acides aminés témoins et des échantillons sont déposées. Ils sont distants de 1cm

chacun. Les dépôts sont tout de suite séchés avec un séchoir pour éviter leur diffusion. Une

cuve est préparée à côté, elle contient un solvant de migration Butanol/ Acide acétique/ Eau

distillée avec la proportion respective 6/2/2. La plaque est ensuite plongée dans la cuve. La

chromatographie est arrêtée lorsque le solvant atteint une ligne horizontale à 0,5cm du bord

supérieur de la plaque.

Révélation :

Pour révéler les tâches du chromatogramme, une solution de ninhydrine à 0,2% dans

l’acétone est pulvérisée sur la plaque. L’identification des acides aminés dans les hydrolysats

se fait par comparaison de leurs références frontales avec celles des acides aminés témoins.

22


La distance parcourue pour chaque substance est mesurée, et les références frontales

sont calculées par la formule suivante :

Rf =

Où,

-d : Déplacement de la substance (cm)

-D : Déplacement de la phase mobile ou front de solvant (cm)

II.4.5. Dosage des cendres brutes

Pour déterminer la teneur en cendres, la méthode de décrite par Malewiak (1992) est

utilisée.

II.4.5.1. Principe:

La méthode consiste à incinérer les matières organiques à 550°C.


Une capsule vide est pesée, ensuite tarée sur la balance de précision et environ 5g

d’échantillon sont introduits. L’ensemble est mis dans un four à moufle à 550°C jusqu’à

l’obtention d’une cendre blanche ou grise. Quand l’incinération est finie, la capsule est placée

dans un dessiccateur et laissée se refroidir. Après refroidissement, elle est pesée à nouveau


La teneur en cendres brutes est obtenue par la formule suivante :

CB%= × 100

Avec,

-M0 : Masse de la capsule vide en g

-M1 : Masse de la capsule + échantillon en g après incinération

-Pe : Prise d’essai en g

d

D

M1-M0

Pe

23

II.4.5.4. Dosage des éléments minéraux : calcium, magnésium, fer, zinc,

manganèse et phosphore

II.4.5.4.1. Dosage du calcium, magnésium, fer, zinc et manganèse:

La méthode utilisée est la spectrophotométrie d’absorption atomique.

II.4.5.4.1.1. Principe:

Cette méthode d’analyse des éléments minéraux est basée sur l’absorption-émission de

radiation d’un élément donné. L’élément à doser est pulvérisé dans une flamme, et la mesure

de l’intensité du faisceau de radiation est émise par la flamme (Colas, 2004).

II.4.5.4.1.2. Mode opératoire:

Préparation de la solution à doser :

Un peu d’eau distillée est ajouté dans les capsules contenant les cendres brutes, ensuite

environ 5 à 10ml d’acide chlorhydrique concentré sont ajoutés selon la quantité des cendres.

Puis, la solution est transvasée dans un bécher de 50ml, la capsule est bien rincée avec de

l’eau distillée. La solution est portée à l’ébullition sur une plaque chauffante jusqu’à ce que

toutes les matières organiques se transforment en matières minérales. La solution obtenue est

filtrée avec un papier filtre après son refroidissement ; le bécher et le papier filtre sont bien

rincés avec de l’eau distillée. Le volume du filtrat recueilli est ramené à 100ml avec de l’eau

distillée dans une fiole jaugée de 100ml.

Dosage des éléments minéraux

Une courbe étalon est établie à partir de la densité optique en fonction de la concentration

connue de chaque élément. La détermination des concentrations des éléments est alors déduite

en rapportant la densité optique à la courbe d’étalonnage convenable.

II.4.5.4.2. Dosage du phosphore:

Le dosage du phosphore est obtenu à partir des cendres, il est effectué sur un

spectrophotomètre UV/VIS.

24

II.4.5.4.2.1. Principe:

Un réactif vanadomolybdique est utilisée pour le dosage du phosphore, la réaction du

phosphore avec ce réactif donne une coloration jaune. L’intensité de la coloration est

proportionnelle à la quantité de phosphore dans l’échantillon (Laurent, 1991). Les substances

chimiques absorbent un faisceau de radiation envoyé par une source lumineuse. Selon la loi

de Beer Lambert, une cellule photoélectrique mesure l’intensité du faisceau lumineux

transmis (absorbance ou densité optique).

II.4.5.4.2.2. Mode opératoire:

Les solutions obtenues à partir des cendres sont utilisées. Une dilution convenable est

réalisée et le réactif vanadomolybdique est ajouté dans les solutions pour avoir la coloration

jaune. 1ml de la solution et 1ml du réactif sont versés dans un tube à essai avec 8ml d’eau

distillée. Les mélanges sont laissés à l’obscurité pendant 15 minutes. Ensuite, la densité

optique sur le spectromètre à 420 nm est mesurée. La quantité de phosphore dans les

échantillons est calculée à partir de la courbe étalon.

II.4.5.4.2.3. Méthode de calcul:

La teneur en éléments minéraux (en g pour 100g de l’échantillon) est obtenue par la

formule suivante :

Emx%= X × 10

-6 ×

Avec,

-X : concentration de la solution en mg/L

-dil : inverse du facteur de dilution

-V : volume de la mise en solution du filtrat en ml

-Pe : Prise d’essai en g

dil × V × 1OO

Pe

25

II.5. Hydrolyse enzymatique

II.5.1. Matériel enzymatique

L’enzyme utilisée pour hydrolyser les têtes des poissons est la pepsine qui est une

endopeptidase extraite de la muqueuse gastrique porcine, elle coupe les liaisons peptidiques

après les acides aminés aromatique (Phénylalanine, Tryptophane et Tyrosine). Elle fonctionne

en milieu acide (pH au voisinage de 2) et à une température optimale de 40°C (Andrianisaina,

2015). Le ration enzyme substrat utilisé pour cette étude est de 2%.

II.5.2. Déroulement de l’hydrolyse

200g environ des échantillons broyés homogénéisés sont mis dans un bécher de 1 litre

dans lequel l’hydrolyse va avoir lieu, ensuite on fait une dilution avec de l’eau distillée. Le

mélange est agité à une vitesse constante de 450trs/min, puis il est chauffé à la température

optimale d’activité de l’enzyme qui est de 40°C. Pour avoir le milieu acide, qui est le milieu

favorable pour l’activité de la pepsine, on ajoute de l’acide chlorhydrique (HCl 1N) jusqu’à

l’obtention du pH=2. Quand les conditions d’activité optimale sont atteintes, l’enzyme est

ajoutée avec un ratio enzyme/substrat de 2% et l’hydrolyse est laissé se dérouler pendant trois

heures. Le pH est ramené au pH optimal de la pepsine (pH 2) en ajoutant de l’acide

chlorhydrique 1N durant l’hydrolyse. La stabilité du pH et de la température est contrôlée par

un thermo-pH-mètre (Hanna Instruments).

II.5.3. Arrêt de l’hydrolyse

Après trois heures, l’hydrolyse est arrêtée par addition de soude 5N dans la solution

jusqu’à ce que le milieu devient neutre (pH=7).

II.5.4. Centrifugation des hydrolysats

Quand la solution est refroidie, elle est versée dans des tubes à centrifugation et

centrifugée à 5000 trs/min pendant 20minutes. Deux phases sont ensuite récupérées :

o La phase soluble, correspondant au surnageant, qui est composée des composés

solubles dans l’eau.

o La phase insoluble, qui correspond au culot, contenant les fractions non solubles.

II.5.5. Séchage

Les fractions obtenues sont séchées dans l’étuve à 70°C pendant 7 jours.

26

II.5.6. Calcul du degré d’hydrolyse

Le degré d’hydrolyse correspond au pourcentage du nombre de liaisons peptidiques

coupées par rapport au nombre de liaisons peptidiques totales contenues dans les co-produits

de poisson étudiés (têtes). Il a été déterminé par la méthode pH-stat. Cette méthode repose sur

le principe du maintien du pH constant du milieu réactionnel.

Le degré d’hydrolyse est obtenu par la formule suivante (Zhao et al., 1996) :

DH%= × 100 = × 100

Avec,

-h : nombre de liaisons coupées pendant l’hydrolyse

-A : quantité d’acide (HCl) ajouté en ml

-Na : normalité de l’acide

-htot : 8,6 milliéquivalents/kg

-α : facteur de dissociation du groupement α-NH2

Le degré de dissociation α est estimé selon la formule suivante :

α = (10pH-pK

) / (1 + 10pH-pK

)

Le pK à différentes températures est calculé selon l’équation suivante :

pK = 7,8 + × 2400

Où T est la température en Kelvin

II.5.7. Rendement en produits dérivés

Le rendement en produits dérivés est obtenu par la formule suivante :

Rendement (%) = × 100

h

htot

A Na

(1-α) × htot × MP

298 - T

298 + T

Quantité de poudre des produits dérivés

obtenues Quantité de co-produits utilisés

27

II.5.8. Analyse biochimique des poudres des fractions obtenues lors de

l’hydrolyse enzymatique

Les teneurs en matières sèches, en cendres brutes, en matières grasses, en protéines

brutes et en éléments minéraux de toutes les fractions sont déterminées suivant les mêmes

méthodes utilisées dans la première partie de ce travail.

II.6. Mise en évidence de quelques propriétés fonctionnelles des hydrolysats issus

des têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

Les propriétés fonctionnelles effectuées lors de cette étude sont la capacité

d’absorption d’eau et la capacité d’absorption d’huile, ainsi que le pouvoir émulsifiant.

II.6.1. Capacité d’absorption d’eau


La capacité d’absorption d’eau est mesurée selon la méthode utilisée par Sathivel

(2005). 250mg de poudre d’hydrolysat et 5ml d’eau distillée sont introduits dans un tube de

centrifugation de poids connu. La solution est mélangée à l’aide d’une spatule en aluminium.

La solution est ensuite laissée à température ambiante pendant 30 minutes en agitant toutes les

10 minutes, puis elle est centrifugée. Quand la centrifugation (à 2560 trs/min pendant 25

minutes) est terminée, l’eau est décantée et le tube de centrifugation est à nouveau pesé.

II.6.1.2. Expression des résultats:

La capacité d’absorption d’eau est exprimée par la quantité d’eau (ml) absorbée par

grammes (g) de protéines ou d’hydrolysats.

II.6.2. Capacité d’absorption d’huile


La méthode utilisée est celle décrite par Sathivel en 2005. Un tube à centrifugation est

pesé, ensuite 250mg de poudre d’hydrolysat et 5ml d’huile de soja sont ajoutés. La solution

est mélangée avec une spatule en aluminium, elle est laissée à la température ambiante

pendant 30 minutes en remuant toutes les 10minutes. Le mélange est centrifugé à 2000trs/min

pendant 25 minutes. L’huile libre est décantée et le tube de centrifugation est de nouveau

pesé.

28

II.6.2.2. Expression des résultats:

Le résultat est exprimé en millilitres d’huile absorbée par gramme de protéines ou

d’hydrolysats.

II.6.3. Propriété émulsifiante

II.6.3.1. Activité émulsifiante

II.6.3.1.1. Mode opératoire:

La méthode utilisée a été décrite par Naczk en 1985. 0,35g d’hydrolysat

d’échantillon et 5ml d’eau distillée sont ajoutés dans un tube de 25ml. Le mélange est

homogénéisé au vortex pendant 30 secondes. 2,5ml d’huile de soja sont versés dans la

solution, le mélange est ensuite homogénéisé pendant 30 secondes. De nouveau, 2,5ml d’huile

de soja sont ajoutés et l’ensemble est homogénéisé au vortex pendant 90 secondes, puis

centrifugé à 5000trs/min pendant 5minutes.

II.6.3.1.2. Expression des résultats:

L’activité émulsifiante (AE) est calculée selon la formule suivante :

AE (%) = × 100

II.6.3.2. Stabilité des émulsions

II.6.3.2.1. Mode opératoire:

La mesure de la stabilité des émulsions des hydrolysats protéiques est effectuée par la

méthode de Miller et Groninger (1976) décrite par Gbogouri (2005). Dans un tube, 25ml de

solution saline (NaCl 0,1N), 250mg d’hydrolysat et 25ml d’huile de soja sont ajoutés. La

solution est homogénéisée pendant deux minutes à l’aide d’un vortex pour obtenir une

émulsion. On dispose trois aliquotes de 20ml de l’émulsion dans des éprouvettes graduées, on

les laisse reposer pendant 15 minutes. Le volume total du mélange et le volume de la phase

aqueuse sont mesurés.

Volume d’émulsion formée

Volume total du mélange

29

II.6.3.2.2. Expression des résultats:

La stabilité émulsifiante (SE) est calculée par la formule suivante :

SE = × 100

Avec,

- Vt : Volume total du mélange (ml)

- Va : Volume de la phase aqueuse (ml)

Vt - Va

Vt

Chapitre III : RESULTATS

30

III. RESULTATS

III.1. Composition biochimique des têtes de Scarus ghobban et d’Epinephelus

malabaricus

Les compositions biochimiques des têtes des poissons Scarus ghobban et Epinephelus

malabaricus sont indiquées dans le tableau 3 :

Tableau 3: Composition biochimique des têtes de Scarus ghobban et d’Epinephelus

malabaricus en g/100g de matière fraîche :

D’après ce tableau, la teneur en lipides de tête du poisson cabot est 12 fois supérieure à

celle du poisson perroquet tandis que les teneurs en protéines et en cendres sont comparables.

Répartition des substances par rapport à la matière sèche :

Figure 7: Distribution des protéines, des lipides et des cendres dans les têtes des poissons

Scarus ghobban et d’Epinephelus malabaricus, par rapport à la matière sèche.

Cendres

24,73%

Lipides

20,18%

Protéines

54,03%

Autres

1,06%

Epinephelus malabaricus

COMPOSANTS

Pourcentage ± écart type

Scarus ghobban Epinephelus malabaricus

Humidité 72,30 ± 1,54 65,76 ± 0,00

Matière sèche 27,69 ± 1,54 34,24 ± 0,00

Lipides 0,55 ± 0,15 6,91 ± 0,33

Protéines 15,36 ± 0,21 18,59 ± 0,22

Cendres 10,95 ± 0,22 8,47 ± 0,47

Cendres

39,54%

Lipides

1,98%

Protéines

55,47%

Autres

3,01%

Scarus ghobban

31

Pour les deux espèces de poisson, la moitié de la matière sèche est représentée par les

protéines. Les poissons cabots ont une forte teneur en lipides par rapport aux poissons

perroquets.

III.1.1. Teneur en eau et en matière sèche

D’après le tableau 3, la teneur en eau est de 72,30% et 65,76%. Ainsi, la matière sèche

représente 27,69% et 34,24% respectivement pour les têtes de poisson Scarus ghobban et les

têtes de poisson Epinephelus malabaricus.

III.1.2. Teneur en matières grasses

Dans 100g de matières sèches, la teneur en lipides pour les têtes de poisson Scarus

ghobban est de 1,98% et celle des têtes de poisson Epinephelus malabaricus est de 20,18%

(Figure 7), ce qui correspond respectivement à 0,55% ± 0,15% et 6,91% ± 0,33% par rapport

à la matière fraîche (tableau 3). Les espèces Epinephelus malabaricus sont donc beaucoup

plus grasses que les espèces Scarus ghobban.

III.1.3. Analyse des protéines

III.1.3.1. Teneur en protéines

Pour 100g de matière fraîche, la teneur en protéines est 15,36% ± 0,21% pour les têtes

de poisson Scarus ghobban et 18,59% ± 0,22% pour les têtes de poisson Epinephelus

malabaricus. Elle est de 55,47% pour Scarus gobban et 54,03% pour Epinephelus

malabaricus par rapport aux poids secs.

III.1.3.2. Composition en acides aminés

La composition en acides aminés a été déterminée par chromatographie sur couche

mince ou CCM. Après avoir révélé la plaque chromatographique avec la ninhydrine,

l’identification des acides aminés présents dans les échantillons se fait en comparant leurs

références frontales avec celles des acides aminés témoins. La figure 8 montre le

chromatogramme pour l’identification des acides aminés. La composition en acides aminés

des têtes de poisson est résumée dans le tableau 4.

32

Figure 8: Chromatogramme pour l’identification des acides aminés

Légende:

Met: Méthionine; Tyr: Tyrosine; His: Histidine; Thr: Thréonine; Trp: Tryptophane; Phe:

Phénylalanine; Val: Valine; Leu: Leucine; Ile: Isoleucine; Glu: Acide Glutamique ; SC :

Surnageant de tête de cabot ; SP : Surnageant de tête de perroquet ; CC : Culot de tête de

cabot ; CP : Culot de tête de perroquet ; MC : Matière première de tête de cabot ; MP :

Matière première de tête de perroquet

Tableau 4 : Composition en acides aminés des têtes de poisson Scarus gobbban et


Echantillon Distance

parcourue (cm) Référence frontale

Acides aminés

identifiés

Scarus ghobban

1,3 0,20 HIS

3,4 0,53 THR

6,2 0,98 TRP

Epinephelus

malabaricus

1,3 0,20 HIS

3,4 0,54 THR

6,1 0,98 PHE

HIS : Histidine ; MET : Méthionine ; THR : Thréonine; TRP : Tryptophane; PHE :

Phénylalanine; VAL : Valine; LEU : Leucine; ILE : Isoleucine; GLU : Acide Glutamique; NI

: Non identifié

33

Trois tâches des acides aminés sont identifiées sur la plaque chromatographique pour

chaque espèce de poisson. Pour Scarus ghobban, deux parmi les trois sont des acides aminés

essentiels pour l’homme : la thréonine et le tryptophane ; et l’un qui reste est un acide aminé

essentiel pour enfant : l’histidine. Pour l’espèce Epinephelus malabaricus, ce sont la thréonine

et la phénylalanine (acides aminés indispensables pour l’homme) ; le troisième est un acide

aminé essentiel pour enfant : l’histidine.

III.1.4. Analyse des cendres brutes

D’après la figure 7, la teneur en matière minérale par rapport à la matière sèche des

têtes de poisson Scarus gobban est 39,54%, et celle des têtes de poisson Epinephelus

malabaricus est 29,73%.

III.1.4.1. Teneur en éléments minéraux

Les teneurs en éléments minéraux sont représentées dans le tableau 5.

Tableau 5 : Teneur en éléments minéraux en g/100g du poids secs des têtes de poisson

Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

Eléments minéraux Teneur en g/100g des matières sèches (%) ± Ecart-type


Calcium 12,3 ± 0,87 14,0 ± 0,99

Fer 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Magnésium 0,22 ± 0,00 0,26 ± 0,00

Manganèse 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Zinc 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Phosphore 5,88 ± 0,64 6,69 ± 0,73

Le tableau montre que les têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus

malabaricus sont riches en Calcium, avec des teneurs respectivement de 12,3% et 14,0% du

poids secs; et elles sont pauvres en Manganèse, Zinc et Fer.

34

III.2. Hydrolyse enzymatique

L’hydrolyse enzymatique des têtes de poisson a été réalisée pendant trois heures en

présence d’une enzyme (la pepsine) qui nécessite des conditions d’activité optimale de pH=2

et une température de 40°C. Les fractions obtenues à la fin d’hydrolyses sont le surnageant et

le culot.

III.2.1. Degré d’hydrolyse

La figure 9 montre l’évolution du degré d’hydrolyse des têtes de poisson Scarus

ghobban. La cinétique d’hydrolyse présente deux phases : une phase rapide de 0 à 30 minutes

et une phase de ralentissement de 30 à 180 minutes. Au bout de trois heures, le degré

d’hydrolyse des têtes de poisson Scarus ghobban est 59,72% et l’hydrolyse continue encore.

Figure 9: Evolution du degré d’hydrolyse en fonction du temps de tête de poisson Scarus

ghobban

La figure 10 montre la cinétique d’hydrolyse des têtes de poisson Epinephelus

malabaricus. Au bout de trois heures, le degré d’hydrolyse des têtes de poisson est de

42,00%. L’allure de la courbe présente une phase rapide de 0 à 46 minutes et une phase de

latence de 0 à 180 minutes.

0

10

20

30

40

50

60

70

0 50 100 150 200

DH (%)

temps (min)

Degré d'hydrolyse DH

DH

59,72%

35

Figure 10: Evolution du degré d’hydrolyse en fonction du temps de tête de poisson


III.2.2. Rendement en produits dérivés

Le rendement est le rapport entre la quantité des fractions obtenues et la quantité des

co-produits utilisés (lors d’hydrolyse) multiplié par 100. Le tableau 6 représente les

rendements des produits dérivés qui sont les culots et les surnageants.

Tableau 6 : Rendement en produits dérivés

Fractions obtenues Rendement (%)


Culot 17,66 21,6

Surnageant 17,16 26,65

Les rendements du culot avec les têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus

malabaricus sont respectivement de 17,66% et de 21,6%. Pour les surnageants, ils sont de

17,16% avec les têtes de poisson Scarus ghobban et de 26,65% avec les têtes d’Epinephelus

malabaricus.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0 50 100 150 200

DH (%)

temps (min)

Degré d'hydrolyse DH

DH

42,00%

36

III.2.3. Les compositions biochimiques des fractions issues d’hydrolyse

enzymatique

La composition biochimique des fractions obtenues après hydrolyse enzymatique des

têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus est résumée dans le tableau 7:

Tableau 7 : Composition biochimique des hydrolysats :

Espèces de

poisson Fractions

Composition en g pour 100g de matières

sèches (%)

Humidité

(%) ±

Ecart-type Protéines Lipides Cendres

Scarus

ghobban

Culot 43,93 ± 0,12 1,57 ± 0,09 53,01 ± 0,08 5,08 ± 0,22

Surnageant 58,61 ± 1,20 0,71 ± 0,46 39,59 ± 1,72 3,09 ± 0,06

Epinephelus

malabaricus

Culot 46,54 ± 0,04 12,47 ± 0,27 38,87 ± 0,41 0,98 ± 0,00

Surnageant 51,93 ± 0,54 7,94 ± 0,63 26,17 ± 0,63 5,37 ± 0,537

La teneur en protéines des fractions (culot et surnageant) pour les deux espèces de

poisson est élevée, elle est comprise entre 43,93% et 58,61%. La teneur en cendres varie de

26,17% à 53,01%. Les fractions d’Epinephelus malabaricus sont beaucoup plus grasses que

celles de Scarus ghobban.

III.2.4. Les teneurs en éléments minéraux des fractions obtenues

Les teneurs en éléments minéraux des fractions issues des hydrolyses sont

représentées dans le tableau 8.

37

Tableau 8 : Composition en éléments minéraux des fractions obtenues après hydrolyse

enzymatique

Fractions Eléments minéraux

Teneur en g/100g des matières sèches (%) ±

Ecart-type

Scarus ghobban Epinephelus

malabaricus

Culot

Calcium 18,36 ± 0,20 14,00 ± 1,02

Fer 0,00 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Magnésium 0,26 ± 0,01 0,21 ± 0,00

Manganèse 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Zinc 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Phosphore 8,25 ± 0,56 6,19 ± 0,24

Surnageant

Calcium 0,37 ± 0,01 0,32 ± 0,02

Fer 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Magnésium 0,11 ± 0,00 0,07 ± 0,00

Manganèse 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Zinc 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

Phosphore 0,05 ± 0,00 0,08 ± 0,01

Le culot des deux espèces de poisson sont riches en calcium, 18,36% de la matière

sèche pour l’espèce Scarus ghobban et 14% pour Epinephelus malabaricus. Les fractions sont

pauvres en Zinc, Manganèse et Fer.

III.2.5. Composition en acides aminés des fractions obtenues

Le tableau 9 résume la composition en acides aminés des fractions d’hydrolyse.

38

Tableau 9: Composition en acides aminés des fractions obtenues après hydrolyse

enzymatique des têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

HIS : Histidine ; THR : Thréonine; VAL : Valine; ILE : Isoleucine; GLU : Acide Glutamique;

NI : Non identifié

Après l’analyse sur chromatographie sur couche mince des fractions issues de

l’hydrolyse enzymatique, les acides aminés identifiés sont présentés dans le tableau ci-dessus.

Pour le culot des deux espèces de poisson quatre acides aminés ont été identifié et six acides

Echantillon Fractions

Distance

parcourue

(cm)

Référence

frontale

Acides aminés

identifiés

Scarus ghobban

Culot

1,3 0,22 HIS

5,8 0,98 ILE

3,4 0,57 THR

5,2 0,88 VAL

Surnageant

3,4 0,56 THR

1,3 0,21 HIS

5,8 0,96 ILE

2,7 0,43 GLU

5,2 0,86 VAL

4,2 0,7 NI

Epinephelus

malabaricus

Culot

1,3 0,22 HIS

3,4 0,58 THR

5,8 0,98 ILE

5,2 0,89 VAL

Surnageant

1,3 0,22 HIS

5,8 0,98 ILE

3,4 0,57 THR

2,7 0,45 GLU

5,2 0,88 VAL

4,2 0,71 NI

39

aminés pour les surnageants dont quatre sont des acides aminés indispensables pour

l’organisme.

III.3. Propriétés fonctionnelles des fractions d’hydrolyse

II.3.1. Capacité d’absorption d’eau

La capacité d’absorption d’eau est exprimée en ml par gramme d’hydrolysat. Les

capacités d’absorptions d’eau des hydrolysats sont représentées dans le tableau 10.

Tableau 10 : Capacité d’absorption d’eau des hydrolysats issus des têtes de poisson


Fractions Capacité d’absorption d’eau (ml/g d’hydrolysat)


Culot 0,17 1,26


La capacité d’absorption d’eau du culot d’Epinephelus malabaricus est de 1,26ml/g et

0,17 pour Scarus ghobban. La capacité d’absorption d’eau du surnageant est nulle pour

Epinephelus malabaricus et 0,04ml/g pour Scarus ghobban.

III.3.2. Capacité d’absorption d’huile

Le tableau 11 montre les capacités d’absorption d’huile des hydrolysats.

Tableau 11 : Capacité d’absorption d’huile des hydrolysats issus des têtes de poisson


Fractions Capacité d’absorption d’huile (ml/g d’hydrolysat)


Culot 2,61 3,32


Le culot a une capacité d’absorption d’huile supérieure par rapport au surnageant. Pour

Scarus ghobban, la capacité de rétention d’huile est de 2,61ml/g et elle est de 3,32ml/g pour

40

Epinephelus malabaricus. La capacité d’absorption d’huile du surnageant est 1,78ml/g pour

Scarus ghobban et 1,03ml/g pour Epinephelus malabaricus.

III.3.3. La propriété émulsifiante

La caractérisation des propriétés émulsifiantes se fait par la mesure de l’activité

émulsifiante et la stabilité émulsifiante. Pour les deux fractions obtenues après hydrolyse

enzymatique, l’activité émulsifiante et la stabilité émulsifiante sont nulles.

Chapitre IV : DISCUSSION

41

IV. DISCUSSION

IV.1. Composition biochimique des têtes de poisson Scarus ghobban et


Les co-produits utilisés dans cette étude sont les têtes de poisson Scarus ghobban et

Epinephelus malabaricus dont la composition biochimique est présentée dans le tableau 3 et

la distribution des nutriments par rapport à la matière sèche dans la figure 7.

D’après le tableau 3, les teneurs en eau des têtes de poisson perroquet et cabot sont

respectivement 72,30% et 65,76%. Elles sont voisines au taux d’humidité trouvé dans la

littérature qui est de 67,8% (Gbogouri, 2005).

En comparant les caractères biochimiques de la tête de Scarus ghobban à celle

d’Epinephelus malabaricus, Epinephelus malabaricus a une forte proportion de lipides

(20,18%) par rapport à la matière sèche, tandis que pour Scarus ghobban, elle est de 1,98%.

On peut dire que la tête des poissons Epinephelus malabaricus peut être utilisée pour extraire

des huiles de poisson car elle contient une quantité de lipides intéressante (Ifremer 2010).

La teneur en protéines des deux espèces de poisson est comparable : 15,36% pour

Scarus ghobban et 18,59% pour Epinephelus malabaricus par rapport à la matière fraîche.

Lors de cette étude, la moitié de la matière sèche est constituée par des protéines pour les

deux espèces des poissons. Dans la littérature, la teneur en protéines de la tête de poisson est

de 15,0% par rapport au poids frais (Gbogouri, 2005) ce qui corrobore nos résultats pour les

poissons étudiés. On peut alors affirmer que ces co-produits (la tête de perroquet et la tête de

cabot) représentent une source potentielle de protéines.

Les cendres brutes des têtes de poisson perroquet et de poisson cabot constituent

respectivement 10,95% et 8,47% de la matière fraîche. Dans la littérature, le taux de cendre de

la tête de saumon est de 2,6% du poids frais (Gbogouri, 2005), la valeur obtenue lors de cette

analyse est alors 5 et 4 fois supérieure à celle des têtes de saumon. Ce qui peut s’expliquer par

une teneur en calcium relativement importante dans les têtes des poissons étudiés. Cette

teneur est de 12,3%(pour Scarus) et 14,0% (pour Epinephelus) de la matière sèche. Le

phosphore est présent avec des teneurs de 5,88% et 6,69% respectivement pour Scarus

ghobban et Epinephelus malabaricus.

42

IV.2. Hydrolyse enzymatique

L’hydrolyse des têtes des poissons perroquet et cabot a été réalisée en présence de la

pepsine, dans un milieu acide à pH égal à 2 et à une température de 40°C pendant 3 heures.

IV.2.1. Degré d’hydrolyse

La méthode du pH-stat est utilisée pour contrôler la réaction d’hydrolyse enzymatique

des protéines. Le degré d’hydrolyse est défini comme le rapport du nombre de liaisons

peptidiques coupées lors de l’hydrolyse sur le nombre de liaisons peptidiques initialement

présentes dans la protéine. (Kristinsson et al., 2000).

Au bout de trois heures, le degré d’hydrolyse des têtes de poisson perroquet est

supérieur à celle du poisson cabot, respectivement 59,72% et 42,00%.

Les figures 9 et 10 montrent l’évolution du degré d’hydrolyse en fonction du temps.

La cinétique d’hydrolyse de tête de poisson perroquet (Figure 9) présente une phase de

croissance rapide, cette phase correspond à la coupure de très nombreuses liaisons

peptidiques. Tandis que la cinétique d’hydrolyse de tête de poisson cabot (Figure 10) présente

une phase de croissance moins rapide par rapport à celle du poisson perroquet. Ce qui

explique la différence du degré d’hydrolyse de ces deux poissons. La vitesse d’hydrolyse

diminue au cours du temps et la cinétique devient asymptotique. Le taux d’hydrolyse diminue

au cours de cette phase car la concentration en liaisons peptidiques disponibles diminue, il y a

inhibition par le produit et désactivation de l’enzyme (Moreno et al., 1993).

IV.2.2. Rendement en produits dérivés

D’après le tableau 6, pour 100g de produit frais, le rendement du culot de tête du

poisson perroquet et du poisson cabot est respectivement 17,66% et 21,6%. Dans la littérature,

lors d’hydrolyse des nageoires d’esturgeon, le rendement en culot est de 17,7%

(Randriamidosy, 2016), cette valeur ressemble à celle des têtes du poisson perroquet. Le

rendement du surnageant est de 17,16% pour les poissons perroquets et 26,65 pour les

poissons cabots. La valeur pour le rendement du surnageant obtenue après hydrolyse de tête

de cabot (26,65%) est semblable à celle du rendement du surnageant trouvée dans la

littérature qui est de 26,4% pour les nageoires d’esturgeon (Randriamidosy, 2016). On

constate que le rendement des fractions obtenues après hydrolyse de tête de poisson cabot est

supérieur à celui du poisson perroquet qui est expliqué par les taux du degré d’hydrolyse. Lors

43

des hydrolyses, les liaisons peptidiques qui ont été coupées pour les têtes de perroquet sont

beaucoup plus nombreuses que celle des têtes de cabot.

IV.2.3. Composition biochimique des fractions d’hydrolyse

La composition biochimique des fractions d’hydrolyse est consignée dans le tableau 7.

Les teneurs en protéines des surnageants pour les deux têtes de poissons sont supérieurs à

celles des culots parce qu’après coupure des liaisons peptidiques pendant l’hydrolyse

enzymatique, les peptides ont de faible poids moléculaire et ils sont solubilisés dans les

surnageants. Effectivement, ces protéines sont indispensables et fondamentales pour

l’organisme vivant surtout pour les enfants de bas âge. A Madagascar, la malnutrition touche

pratiquement les enfants de toutes les couches sociales. Elle consiste surtout à la malnutrition

protéino-énergétique et les carences en micronutriments (vitamine A, fer, iode) (INSTAT et

ORC MACRO, 2005).

Les teneurs en cendres des surnageants sont semblables à celles des têtes non

hydrolysées qui sont de 39,54% (pour Scarus) et 24,73% (pour Epinephelus) par rapport à la

matière sèche ; ces teneurs sont respectivement de 39,59 % et 26,17% pour les hydrolysats.

Par contre, les teneurs en cendres des culots de Scarus et Epinephelus sont respectivement de

53,01% et 38,87% du poids secs. Les culots contiennent des éléments minéraux. C’est la

raison pour laquelle ces teneurs en cendres sont supérieures à celles des surnageants. Les

teneurs en Calcium sont importantes pour les culots de Scarus et d’Epinephelus, elle est

respectivement de 18,36% et 14% par rapport à la matière sèche. Le phosphore a une quantité

non négligeable qui est de 8,25% (Scarus) et 6,19% (Epinephelus) du poids secs. L’organisme

a besoin de ces micronutriments. Le calcium et le phosphore sont des constituants essentiels

des cellules osseuses. Le calcium intervient dans la prévention de l'ostéoporose de l'âge mûr

(Neyrat, 2008). Le phosphore agit dans la mise en réserve et le transport de l'énergie dans les

cellules et dans les métabolismes des glucides et des lipides ; il intervient dans le maintien de

l'acidité (pH) du sang (Neyrat, 2008).

En ce qui concerne les teneurs en lipides, les fractions d’hydrolyse des têtes de Scarus

ghobban ont des teneurs semblables à celles des têtes non hydrolysées, par rapport au poids

secs, elles sont de 1,57% pour les culots et 0,71% pour les surnageants. La teneur en lipides

d’Epinephelus est de 12,47% (culot) et 7,94% (surnageant) du poids sec. Ces lipides jouent

des rôles importants dont l’organisme a besoin pour son fonctionnement, ils fournissent de

l’énergie pour le corps humain et facilitent également l’absorption des vitamines A, D, E et K

(Audrey, 2014).

http://www.e-sante.fr/glucides-generalites/guide/848

44

IV.2.4. Composition en acides aminés des hydrolysats

La composition en acides aminés des fractions obtenues lors d’hydrolyse des têtes de

poisson perroquet et cabot est présentée dans le tableau 9.

Pour les deux espèces de poisson, les culots renferment quatre acides aminés, ils sont tous

indispensable : la thréonine, la valine, l’isoleucine et l’histidine. Dans les surnageants, six

acides aminés sont identifiés dont les quatre sont des acides aminés indispensables la

thréonine, la valine, l’isoleucine et l’histidine. L'organisme a besoin de ces acides aminés afin

de rester en bonne santé (Harvest et Von, 2017).

IV.3. Propriétés fonctionnelles des fractions obtenues

IV.3.1. Capacité d’absorption d’eau

La capacité d’absorption d’eau est déterminée par la méthode d’excès d’eau qui est

facile à mettre en œuvre et fiable (Selmane, 2010).

Les capacités d’absorption d’huile des fractions dans le tableau 10 sont inférieures à celles

trouvés dans la littérature lors de l’hydrolyse des nageoires d’esturgeon, qui est de 0,95 pour

les surnageants et 3,44 pour les culots (Randriamidosy, 2016).

IV.3.2. Capacité d’absorption d’huile

La capacité d’absorption d’huile exprime la quantité d’huile directement fixée par la

protéine (Gbogouri, 2005). La capacité d’absorption d’huile des fractions obtenues après

hydrolyse des têtes de poissons perroquets est inférieure à celle des poissons cabots ou mérou

(tableau 11). La capacité d’absorption d’huile des fractions obtenues pour les poissons cabots

est semblable à celle trouvée dans la littérature lors d’hydrolyse des nageoires d’esturgeon,

elle est de 1,75ml/g d’hydrolysat pour le surnageant et 3,3ml/g d’hydrolysat pour le culot.

IV.3.3. Propriété émulsifiante

Dans la littérature, il a été rapporté que l’activité émulsifiante varie en fonction du

degré d’hydrolyse et du pH : plus le degré d’hydrolyse augmente, plus l’activité émulsifiante

diminue (Chobert et al., 1988).

L’activité émulsifiante et la stabilité des fractions obtenues issus de l’hydrolyse pepsique des

têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus sont nulles. Ces absences

peuvent s’expliquer par le degré d’hydrolyse élevé des têtes de poisson perroquet et de

poisson cabot.

CONCLUSION ET

PERSPECTIVES

45

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Cette étude a pour objectif de valoriser les coproduits de poissons Scarus ghobban et

Epinephelus malabaricus.

Ce travail a permis de :

découvrir des informations sur Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

connaitre les méthodes des dosages nutritionnelles

pratiquer la technique d’hydrolyse enzymatique

déterminer la composition biochimique et les propriétés fonctionnelles des fractions

d’hydrolyse

La technique d’hydrolyse enzymatique est utilisée pour étudier la valorisation des têtes de

poisson. Les degrés d’hydrolyse maximale des têtes de poissons Scarus ghobban et

Epinephelus malabaricus sont respectivement de 59,72% et 40,00%. Cette technique permet

de récupérer les protéines contenues dans les têtes de poissons Scarus ghobban et Epinephelus

malabaricus.

Il ressort de cette étude que les têtes de poisson Scarus ghobban et de poisson

Epinephelus malabaricus et leurs hydrolysats représentent de véritables sources de nutriments

protéiques et de micronutriments comme le calcium et le phosphore. Epinephelus a une

quantité de lipide importante. Ces nutriments sont importants pour le fonctionnement de

l’organisme. Les têtes des poissons Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus pourront être

utilisées pour lutter contre la malnutrition protéino-energétique à Madagascar.

La valorisation des têtes de poisson Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus est

envisageable pour éviter les problèmes sanitaires et environnementaux causés par le rejet des

co-produits dans la nature.

Cette étude est loin d’être exhaustive, ainsi nos perspectives porteront sur :

L’étude des teneurs en acides aminés identifiés

L’étude microbiologique des hydrolysats obtenus

L’utilisation des fractions obtenues après hydrolyse pour l’enrichissement d’un

aliment

L’étude des propriétés biologiques des peptides générés au cours de l’hydrolyse

L’étude de la composition en acides gras des lipides

Essai d’hydrolyse en présence d’autres enzymes

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46

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ANNEXES

Procédés d’hydrolyse enzymatique et d’hydrolyse chimique dans la littérature :

Matière première

Homogénéisation

Réglage de la température

Ajustement du Ph (si nécessaire)

Réaction enzymatique Réaction chimique

(Conduite à température optimale)

Inactivation de l’enzyme Neutralisation

Fin de l’hydrolyse

Refroidissement

Centrifugation/filtration

Collecte du surnageant

Séchage

Hydrolysat protéique de poisson

(Guérard, 2007)

Eau

Enzyme Acide/Bas

e

Hy

dro

lyse ch

imiq

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en

zym

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qu

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Etuve Montage de l’appareil de soxhlet

Montage de la minéralisation Four à moufle

Distillateur Hydrolyse pepsique de tête de poisson

Title : “Study of the nutritional potential and functional properties of fish (Scarus

ghobban and Epinephelus malabaricus) heads”.

Author : VOLOLONIRINA Manitriniaina Tantely

Abstract

At present, considerable quantities of by-products are lost by the fish processing

industries. However, the valorization of these by-products is conceivable. This work aims to

study the nutritional potentialities of the fish heads Scarus ghobban and Epinephelus

malabaricus.

It is showed that heads of Scarus ghobban and Epinephelus malabaricus are good sources of

protein (55.47% and 54.03% of dry matter, respectively) and calcium (12.3% of dry weight

for Scarus and 14.0% for Epinephelus).

By enzymatic hydrolysis, it is possible to recover the proteins present in the by-

products. The enzymatic hydrolysis of the fish heads Scarus ghobban and Epinephelus

malabaricus were carried out with pepsin for 3 hours at 40 ° C and pH = 2. The maximum

degree of hydrolysis reached is 59.72% for Scarus and 42.00% for Epinephelus.

Analysis of the biochemical composition of the hydrolysates were carried out. The

protein content of the hydrolysates was found to be similar to that of the raw materials,

58.61% of the dry matter for the supernatants of Scarus ghobban and 51.93% for the

supernatant of Epinephelus malabaricus. For Scarus ghobban, the calcium and phosphorus

contents of the pellet have increased. They are respectively 18.36% and 8.25% of the dry

matter. The hydrolysates of fish heads contain at least 4 essential amino acids including

valine, threonine, histidine and leucine.

The functional properties (water absorption capacity, oil absorption capacity and

emulsifying property) of the hydrolysates were studied. The hydrolysis fractions do not have

emulsifying properties.

Key words: fish head, enzymatic hydrolysis, by-products, functional properties,

Scarus ghobban, Epinephelus malabaricus.

Supervisors : Professor RAZANAMPARANY Louisette

Doctor RANDRIAMAHATODY Zo

Titre : « Etude des potentialités nutritionnelles et des propriétés fonctionnelles des

têtes de poissons Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus. »

Auteur : VOLOLONIRINA Manitriniaina Tantely

Résumé

A l’heure actuelle, des quantités considérables des co-produits sont perdues par les

industries de transformation du poisson. La valorisation de ces co-produits est pourtant

envisageable. Ce travail a pour objectif d’étudier les potentialités nutritionnelles des têtes de

poissons Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus.

D’après les résultats, les têtes de poissons Scarus ghobban et Epinephelus malabaricus

constituent de bonnes sources de protéines (respectivement 55,47% et 54,03% de la matière

sèche) et de calcium (12,3 % du poids secs pour Scarus et 14,0% pour Epinephelus).

Par l’hydrolyse enzymatique, il est possible de récupérer les protéines présentes dans

les co-produits. Les hydrolyses enzymatiques des têtes de poissons Scarus ghobban et

Epinephelus malabaricus ont été réalisées avec la pepsine pendant 3 heures, à 40°C et pH=2.

Le degré d’hydrolyse maximal est de 59,72% pour Scarus et de 42,00% pour Epinephelus.

. Les analyses de la composition biochimique des hydrolysats ont été effectuées. Elles

montrent que la teneur en protéines des hydrolysats est semblable à celle des matières

premières, 58,61% de la matière sèche pour les surnageants de Scarus ghobban et 51,93%

pour les surnageants d’Epinephelus malabaricus. Pour Scarus ghobban, les teneurs en

calcium et en phosphore du culot ont augmenté. Elles sont respectivement de 18,36% et

8,25% de la matière sèche. Les hydrolysats des têtes de poisson contiennent au moins 4 acides

aminés essentiels dont la valine, la thréonine, l’histidine et la leucine.

Les propriétés fonctionnelles (capacité d’absorption d’eau, capacité d’absorption

d’huile et propriété émulsifiante) des hydrolysats ont été étudiées. Les fractions d’hydrolyse

n’ont pas des propriétés émulsifiantes.

Mots clés : tête de poissons, hydrolyse enzymatique, co-produits, propriétés

fonctionnelles, Scarus ghobban, Epinephelus malabaricus.

Encadreurs : Professeur RAZANAMPARANY Louisette

Docteur RANDRIAMAHATODY Zo

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