Etude de l’activité antimicrobienne des quelques … · Etude de l’activité antimicrobienne...

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des SciencesBiologique

Mémoire Envuedel’obtentiondudiplômede

MASTERACADEMIQUE

Domaine : Sciences de la Nature et de la Vie

Filière: Biologie

Spécialité : Microbiologie fondamentale et Appliquée

Présente par : BENEDDINE Hadjer

DJEBRIT Cheuaiba

Thème

Soutenu publiquement

Mardi le : 09/06/2015 à 09h

Devant le jury :

Année universitaire : 2014/2015

UKM Ouargla Présidente Professeur Mme

.SIBOUKEUR Oumelkheir

UKM Ouargla Examinatrice M.A. A Mme

. SIBOUKEUR Amina

UKM Ouargla Promotrice M.A. B Melle

.SOUID Wafa .A

UKM Ouargla Co-promotrice M.C.A Mme

. BOUDJENAH Saliha

Etude de l’activité antimicrobienne des quelques souches

lactobacilles isolées à partir du lait de chamelle vis-à-vis des

quelques souches pathogènes ciblées

Remerciements

Avant tout, nous remercions Dieu le tout puissant, le Miséricordieux, de nous

avoir donné le courage, la force, la santé et la persistance.

Nous remercions notre promotrice Melle SOUID Wafa, Maître assistante à

l’université KASDI MERBAH D’OUARGLA, pour l’honneur qu’elle nous a fait en

dirigeant ce travail, pour ses aides, ses conseils, tout au long de l’élaboration de

ce modeste travail

A Mme SIBOUKEUR Oumelkheir, nous adressons nos remerciements les plus

sincères pour l’honneur qu’elle nous fait en acceptant de présider ce jury.

A Mme SIBOUKEUR Amina. Qui nous a fait l’honneur de bien vouloir accepter

de juger ce travail.

Au personnel des laboratoires pédagogiques, surtout Karima, Amel, Zineb,

Houda, Bahria et Hasina.

Enfin, nous remercions, tous ceux qui de près ou de loin, ont contribué à la

réalisation de ce travail.

Dédicace

Grace Allah

Je dédie ce modeste travail :

A mes parents :

*Ma chère mère BENSAHA Amoura, pour l’affection et l’amour qu’elle n’a

donné le courage et la force dans les moments les plus difficiles.

*Mon père Abdellah, pour son soutien moral et ses conseils les plus précieux qui

m’ont servi dans ma vie et son encouragement sans limite.

**A mes chères frères :Noureddine, Abdelkader, Hadjehossine et Mohamed

**A mes chères sœurs :Fatima Z, Hania,Farida, Oum-Elkhier, Karima et

Zaienab

** A mes chérs petits nevaux : Nour-el yakin, khadidja et mohamed el-Amine

**A toutes les familles :Djebrit et Bensaha

A tous mes amis et particulièrement à RamdaniKhadidja, Beneddine Hadjer

Hadji Mariem,Benfardiahadjer, Sara,Hamida.

CHEUAIBA

Dédicace

Je dédie ce modeste travail

Aux deux êtres les plus chérs au monde qui ont souffert nuit et jour

Pour nous couvrir de leur amour : mes parents.

A mon père pour sa patience avec moi et sonencouragement.

A ma source de bonheur la prunelle de mes yeux ma mère

Que le bon dieu vous garde en bonne santé.

A mes très chères frères : Ahmed Zakaria et Mohammed nadir .

A mes très chères sœurs : Noura, Zineb, Meriem, kawther

Et ma nièce : Touba.

Ama chère binôme : Cheuaiba

A mes chères amies : Souhir, Asma, Samira, Sara

Hadjer

Liste des abréviations

BL : bactérie lactique

Sp : espèce

ADH : Arginine di hydrolase

ADN : Acide désoxyribonucléique

ARN : Acide ribonucléique

NaCl : Chlorure de sodium

μl : microlitre

Lb: lactobacille

S; souche

MRS: De Man, Rogosa et Sharpe

Ppm: Partie pour million

Liste de photos

N° Intitulé

Page

01 Observation au microscope électronique du genre Lactobacillus 14

02 Aspect macroscopique sur milieu MRS des souches de Lactobacillus après 24h

d’incubation à 30 °C- 37 °C 30

03 Observation microscopique des souches Lactobacillus après la coloration de

Gram (Gx100) 30

04 Test de type fermentaire des souches (S1 ; S2 ; S3 et S4) 31

05 Croissance en présence 6.5% Na Cl pour les souches S1 ; S2 ; S3 et S4 32

06 Croissance en température 10 °C des souches S1 ; S2 ; S3 et S4 32



09 Croissance en température 45 °C des souches S1 ; S2 ; S3 et S4. 34

10 test d’ADH sur milieu M16 au bleu de bromotémol

34

11 test d’ADH sur milieu ADH (base de falkow) 34

12 Test de sucre de souche 01 ,02 et 03 35

13 Test de sucre de souche S4 35

14 Inhibition obtenue par les souches (Lb1, Lb2 et Lb3) vis -à-vis E.coli 37

15 Inhibition obtenue par les souches (Lb 2, Lb3) vis-à-vis Streptococcus sp. 37

16 Inhibition obtenue par les souches (Lb1, Lb3) vis –à-vis Staphylococcus aureus 37

17 L’activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS normal et MRS

non taponné) contre E .coli

40

18 l’activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS normal et MRS

non taponné) contre Streptococcus sp.

41

19 l’activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS normal et MRS

non taponne) contre Staphylococcus 41

20 résultat de présence des bactériophages contre Staphylococcus aureus 41

21 l’inhibition du surnageant (S : normal, C : chauffé et p : traité par enzyme

pepsine) de lactobacille contre E. coli

42

22 l’inhibition du surnageant (S : normal, C : chauffé et p : traité par enzyme

pepsine) de lactobacille contre Staphylococcus sp.

43

23 l’inhibition du surnageant (S : normal, C : chauffé et p : traité par enzyme pepsine) de

lactobacille contre Streptococcus sp

44

Liste des tableaux

N° Titre des tableaux Phage

01 . Composition chimique globale (%) du lait de chamelle comparaison avec

le lait de vache. (SIBOUKEUR, 2007)

05

02 Flore indigène du lait cru 06

03 tableau synthétique le différent effet thérapeutique étudie dans le cas du lait

d de chamelle

07

04 les caractéristiques des lactobacillus 16

05 Les appareillages et petit matériel utilisées 20

06 Les souches pathogènes utilisées 21

07 isolement des bactéries lactiques 21

08 Critères morphologiques, le gram et le test de la catalase des quatre souches

isolé

30

09 Croissance à différentes températures des quatre souches isolées 32

10 Profils fermentaires des lactobacilles isolés 34

11 caractéristiques biochimiques et physiologiques des quatre souches isolées 35

12 Mesure le diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles 38

13 Mesure de diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur E. coli

à milieu MRS normal et MRS tamponné

39

14 Mesure de diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur

Streptococcus sp. Sur milieu MRS normal et MRS tamponné

40

15 Mesure diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur

Staphylococcus aureus sur milieu MRS normal et MRS tamponné

40

16 Détermination la nature de substance inhibitrice traitée par le chauffage et

la pepsine contre E.coli

42

17 Détermination de la nature de substance inhibitrice traitée par le chauffage

et la pepsine contre Staphylococcus aureus

43

18 Détermination la nature de substance inhibitrice traite par le chauffage et la

pepsine contre Streptococcus sp

43

Liste des figures

N° Titre des Figures Page

01 Principales voies assurant le transport et le métabolisme du glucose par

les bactéries lactiques

10

02 Distances phylogénétiques entre principaux les genres constituant les

BL basées sur les séquences des ARNr 16S ARNr, montrant les

principaux groupes phylogénétiques de bactéries lactiques à faible %

G+C et les genres Gram positifs non reliés

BifidobacteriumetPropionibacterium (HOLZAPFEL et al, 2001)

11

03 Protocole d’isolement des souches lactiques 23

04 protocole de fermentation des hydrates de carbones 25

05 Recherche des substances antimicrobiennes 26

06 Distribution du pourcentage des isolats lactiques sur milieux

MRS solide

31

Tables des matières

Remerciements Dédicace

Résumé

Abstract

مهخص

Liste des tableaux

Liste des figures

Liste des abréviations

Introduction 01

I. Synthèse bibliographique

1.1Aperçu sur le dromadaire 03

1.2. Lait de chamelle 03

1.2.1 Définition de lait 03 1.2.2 Lait de chamelle 04

1.2.3. Caractéristiques générales du lait de chamelle 04

1.2.4. Composition du lait de chamelle 04

1.2.5. La Microflore du lait 05

La microflore contaminant 05

La microflore contaminant 06

1.2.6. Propriétés thérapeutiques et antimicrobiennes du lait de chamelle 07

1.3. Les bactéries lactiques 08

1.3.1. Caractéristiques générales des Bactéries Lactiques 08

1.3.2. Classification des bactéries lactiques 09

1.3.4 Principaux genre 12

1.3.4.1.Streptococcus 12

1.3.4.2. Lactococcus 12

1.3.4.3. Leuconostoc 12

1.3.4.4.Enterococcus 13

1.3.4.5.Lactobacilus 13

1.3.5. Utilisation des lactobacilles en industrie laitière 14

1.3.6. Effets des lactobacilles sur la santé 14

1.4. Les propriétés antimicrobiennes des bactéries lactiques 15

1.4.1. Les acides organiques 15

1.4.2 Le peroxyde d’hydrogène (H2O2) 15

1.4.3. Le dioxyde de carbone 17

1.4.4. Le diacétyl 17

1.4.5. Reutérine 17

1.4.6. Les bactériocines 17

Chapitre 2 Matériel & Méthodes

1.1. Matériel 20

1.2. Milieu culture 20

2. Méthodes 20

2.1. Provenance de l’échantillon du lait 20

2.2. Souches bactériennes utilisés 21

2.2.1. Souches pathogènes 21

2.2.2. Isolement et culture des Lactobacilles 21

2.3. Purification et conservation des souches 21

2.4. Identification des isolats 22

2.4.1. Critères morphologie 22

2.4.1.1Caractéristiques macroscopiques 22

2.4.1.2Caractéristiques microscopiques 22

2.4.2. Critères physiologique et biochimique 22

2.4.2.1.Test de la catalase 22

2.4.2.2.Type fermentaire 22

2.4.2.3.Croissance en présence de 6.5 % de Na Cl 23

2.4.2.4.Croissance à différentes température 24

2.4.2.5.Hydrolyse de l’arginine (ADH) 24

2.4.2.6.Fermentation des sucres 24

2.5. Étude de l’activité antibactérienne des souches bactériennes isolées 26

2.6. Mesure de diamètre des zones d'inhibition 27

2.7. Détermination de la nature des substances antimicrobiennes 27

2.7.1. Inhibition due à la production d'acides organiques 27

2.7.2. Inhibitions dues à la présence de phages lysogènes 27

2.7.3. Inhibition due à la présence de substance protéique 28

2.7.3.1. Action de protéase 28

2.7.3.2. Stabilité thermique 28

Chapitre2 Résultats et Discussion

3-1-Isolement et culture des Lactobacilles 30

3.1.1. Aspect macro et micro des Lactobacilles isolées 30

3.2 .L’identification des isolats 31

3.2.1. Type fermentaire 31

3.2.2. Croissance du milieu hyper Sallé à 6.5% NaCl 32

3.2.3. Croissance à différent température 32

3.2.4. Le test de l'ADH 33

3.2.5. La fermentation des hydrates de carbones 34

4. L’activité antibactérienne des souches 36

4.1. La nature de la substance antimicrobienne des Lactobacilles 38

4.4. L’inhibition due à acides organiques 39

4.5.L’inhibition due au bactériophage 41

4.6. L’Effiat d’enzyme protéolytique sure les substances inhibitrices 42

Conclusion 47

Référence bibliographique 50

Annexe 62

Introduction

Introduction

1

Introduction :

La résistance bactérienne aux agents antimicrobiens apparaît de nos jours comme une

des préoccupations majeures de santé publique. Les bactéries pathogènes sont à l’origine de

diverses pathologies et intoxication alimentaires. L'émergence et la dissémination de souches

bactériennes résistantes résultent de l'usage anarchique et abusif des antibiotiques

(PERRETEN et al, 1997).

Les études ont démontré que le lait camelin était sujet à une autoépuration qui lui

permet d’éliminer la flore pathogène. Le lait de chamelle a la capacité à inhiber la croissance

des micro-organismes pathogènes par rapport à celle des autres mammifères et sa capacité à

inhiber les Gram positif et Gram négatif pathogènes qui préoccupe la sécurité alimentaire. Il

contient de nombreuses substances qui ont des propriétés antibactériennes et antivirales

(OMER et ELTINAY, 2008 ; BARBOUR et al, 1984).

Durant l’entreposage du lait camelin à la température ambiante (fermentation

spontanée), il a été constaté que le taux de bactéries lactiques augmentait et que celui des

bactéries de contamination a tendance à diminuer (SIBOUKEUR, 2007).

Les bactéries lactiques sont largement impliquées dans la fabrication de produits

laitiers fermentés (PLF), et jouent un rôle majeur dans leur conservation et contribuent à

l’inhibition des germes contaminants (GUESSAS, 2007).Cette préservation est conférée par

la production de plusieurs métabolites ayant une activité antimicrobienne tels que les acides

organiques, le peroxyde d’hydrogène et les bactériocines (DORTU et THONART, 2009;

MORAES et al, 2010).

Ce travail consiste à étudier l’activité antimicrobienne des Lactobacilles isolés à partir

de lait chamelle vis-à-vis des souches pathogènes isolées au niveau des laboratoires des

analyses médicales de Ouargla, le travail consiste à :

Isoler et purifier des souches de lactobacilles à partir du lait de chamelle de la région

d'Ouargla;

Identifier et conserver les isolats;

Étudier l’activité antibactérienne des souches de lactobacilles isolées vis-à-vis les

souches pathogènes collectées au niveau des laboratoires d'analyses médicales ;

Déterminer la nature chimique de ces substances antibactériennes produites.

Chapitre Synthèse bibliographique


3

I. Synthèse bibliographique

1.1Aperçu sur le dromadaire

Le nom « dromadaire » dérive du terme grecque « dromados » qui veut dire course. Il

est donné à l’espèce de chameau à une seule bosse, appartenant au genre Camelus de la

famille des Camelidae et dont le nom scientifique est Camelus dromedarius. Le dromadaire

vit dans les régions chaudes, arides et semi-arides de la planète. Il serait originaire de

l’Amérique du Nord où le plus ancien fossile de Camelidae a été trouvé et d’où il aurait

rejoint l’Asie et l’Afrique, à la suite des glaciations qui sévirent dans pratiquement la quasi-

totalité de l’hémisphère nord de la planète durant l’ère tertiaire (ZEUNER, 1963).

Selon les statistiques de la FAO (2008), la population cameline mondiale s’élève à environ 20

millions de têtes dont plus de 15 millions sont recensées en Afrique et 3,6 millions en Asie.

La grande majorité de cette population (84%) sont des dromadaires (Camelus dromedarius)

qui vivent dans les régions arides du nord et du nord-est de l’Afrique. Le reste (6%) est des «

bactrians » (Camelus bactrianus) qui sont des chameaux à deux bosses peuplant les régions

froides de l’Asie. Ce nom leur a été donné, par référence à la région de "Baktriane", située au

nord de l’Afghanistan, où cette espèce était initialement implantée (FARAH, 1993).

L'effectif camelin algérien est réparti sur 17 wilayates, avec 75% du cheptel dans huit

wilayates sahariennes : Ouargla, Ghardaia, El-Oued, Tamanrasset, Illizi, Adrar, Tindouf et

Béchar et 25% du cheptel dans neuf wilayates steppiques : Biskra, Tebessa, Khenchela,

Batna, Djelfa, El-Bayad, Naâma, Laghouat et M'sila.(SIBOUKEUR, 2011)

Le dromadaire joue un rôle social et économique primordial car il a toujours été associé aux

formes de vie dans les zones pastorales arides et semi-arides. Il répond en effet aux multiples

besoins de ces populations en leur fournissant du lait et de la viande et en leur servant comme

moyen utilisé dans le transport et pour les travaux agricoles. Ses poils sont en outre utilisés

dans la confection des vêtements et des tentes et sa peau dans la fabrication des chaussures,

des ceintures…etc. (SIBOUKEUR, 2007).

1.2. Lait de chamelle

1.2.1 Définition de lait

Le lait est le produit de sécrétion des mammaire des mammifères, comme la vache, la

chèvre et la brebis, destiné à l’alimentation du jeune animal né. Du point de vue

physicochimique, le lait est un produit très complexe. une connaissance approfondie de sa

composition, de sa structure et de ses propriété physiques et chimiques est indispensable à la


4

compréhension des transformations, du lait et des produits obtenus lors différents traitements

industriels. (VIGNOLA, 2002)

1.2.2 Lait de chamelle

Le lait de chamelle, comme celui des autres mammifères, est un milieu de composition

chimique et physique complexe qui permet au jeune chamelon de couvrir ses besoins

énergétiques et nutritionnels pendant la première étape de son existence (SBOUI et al., 2009).

Le lait de chamelle frais ou fermenté ont été reconnus depuis longtemps à offrir un

traitement potentiel pour une série de maladies telles que l'hydropisie, la jaunisse, la

tuberculose, l'asthme et la leishmaniose ou kala-azar (ABDELGADIR et al, 1998;

SHALASH, 1984).

1.2.3. Caractéristiques générales du lait de chamelle

Le lait de chamelle, est généralement blanc opaque. Il a un goût sucré et piquant parfois

salé à cause du type des plantes broutées dans le désert par la chamelle, c’est pour ça que les

changements de goût du lait sont causés par les types de fourrages et la disponibilité d’eau, il

est mousseux lorsqu’il est secoué légèrement. (BELLIL, 2013), comparé au lait de vache, le

lait de chamelle s’acidifie très peu. Il peut être conserve longtemps sans réfrigération (3 jours

à 30°C et 2 semaines à 7°C) (SENOUSSI, 2011), La valeur moyenne du pH du lait de

chamelle cru analysé, est égale à 6,37± 0,06, et acidité titrable de l'ordre de18°D ±0,79

(CHETHOUNA, 2011)

La densité du lait chamelle oscille entre 1.025 à 1.032 avec une moyenne de 1.029.

L'écrémage du lait augmente sa densité. Celle-ci s'accroît d'autant plus que la quantité de

matière grasse est réduite (FARAH et BACHMANN, 1987)

1.2.4. Composition du lait de chamelle

La composition chimique globale du lait de chamelle en relation avec sa valeur nutritionnelle

a fait l’objet de plusieurs rapports (Tableau 01). Les teneurs indiquées sont des teneurs

importantes et équilibrées en nutriments de base (protéines, matière grasse et lactose) avec des

proportions similaires à celles présentes dans le lait de vache. Les teneurs en protéines et en

matière grasse varient respectivement de 2,5 à 4% et de 1,1 à 4,6% (avec une fréquence

élevée à des taux supérieurs à 3%), alors que la teneur en lactose fluctue entre 2,5 et 5,6%

(SIBOUKEUR ,2007).


5

Tableau01 : Composition chimique globale (%) du lait de chamelle selon différents

auteurs source (SIBOUKEUR, 2007); comparaison avec le lait de vache.

Origine Constituants

Références

Lait de

Chamelle

Eau MST Lactose MG Protéines

90,2 9.8 4,2 3.2 2.7 DESAL et al, 1982

88,1 11.9 4,4 3.6 2.9 SAWAYA et al, 1984

87.0 13.0 5,6 3.3 3.3 GNAN et SHEREHA,1986

87.4 13.4 4,8 3.2 4.0 ABDEL-RAHIM, 1987

89.1 10.9 3,9 3.5 3.4 HASSAN et al, 1987

87.8 12.2 5,2 3.2 3.1 FARAH et RÜEGG, 1989

86.6 13. 5,5 3.5 3.3 BAYOUMI, 1990

88.3 10.9 4,1 3.1 2.8 ELAMIN et WILCOX, 1992

91.3 8.7 4,5 1.1 3.2 MEHAIA, 1992

88.0 11.9 4,7 3.9 2.5 MEHAIA, 1993a

87.8 12.1 4,9 3.2 3.2 ABU-LEHIA, 1994

87.3 12.6 4,5 3.4 3.3 KAMOUN, 1994

86.9 13.1 4,9 4.6 3.0 LARSSON-RAZNIKIEWICZ

et MOHAMED, 1994

90.5 9.5 3,7 3.0 2.7 ZIA-UR-RAHMAN et

STRATEN, 1994

90.0 10.0 2,5 3.3 3.3 GORBAN et IZZELDIN,

1997

Lait de

Vache

87,0

–

87,5

12,5 –

13,0

4,8 –

5,0

3,4 –

4,4 2,9 – 3,5 MIETTON et al, 1994

N.B : MST = matière sèche totale – MG = matière grasse

1.2.5. La Microflore du lait

Les micro-organismes du lait sont répartis en deux grandes classes :

La microflore indigène ou originelle: Le lait contient peu de microorganismes

lorsqu’il est prélevé dans des conditions aseptiques, à partir d’un animal sain, il devrait

contenir moins de 5000 germes/ml et moins de 1 coliforme/ml. Les genres dominants

en sont principalement des microorganismes mésophiles (Micrococcus sp.,

Lactobacillus, Streptococcus ou Lactococcus et les bactéries à Gram négatif) voir

tableau 02((LAMONTAGNEet al ., 2002).


6

Tableau 02 : Flore indigène du lait cru

Microorganismes Pourcentage(%)

Micrococcus 30-90

Lactobacillus 10-30

Streptococcus/Lactococcus < 10

Bactérie Gram négative < 10

La microflore contaminant Ensemble des micro-organismes contamine le collecte

jusqu’à la consommation, elle peut se composer d’une flore d’altération qui causera des

défauts sensoriels ou qui réduira la durée de conservation des produits et d’une flore

pathogène, capable de provoquer des malades chez les personnes qui consomment ces

produits laitiers (LAMONTAGNE et al, 2002).

Le lait au cours de la traite, du transport et du stockage à la ferme ou à l’usine, est contaminé

par une grande variété de microorganismes (LARPENT J-P., 1997).

Les principales sources de contamination sont les suivantes :

fèces et téguments de l’animal : coliformes, Bacillus, Clostridium, Salmonella ;

sol : Streptomyces, bactéries sporulées, spores de champignons ;

litières et aliments : flore banale, lactobacilles, Clostridiabutyriques (ensilage);

air et eau : flores diverses ;

équipement de traite et de stockage du lait : flore lactique, microcoques,

lactobacilles, Chromobacterium, Pseudomonas, Alcaligenes, Flavobacterium,

Acinitobacter, levures ;

manipulateurs : staphylocoques des mains, germes d’expectoration et de

contamination fécale ;

vecteurs divers : insectes en particulier.

Les principaux micro-organismes d’altération rencontrés ou sont: Pseudomonas sp.,

Proteussp.,coliformes, principalement E. coli, Enterobacter, les sporulés, tels que Bacillus sp.,

Clostridium et certaines levures et moisissures (MAMI ,2013).D’autres microorganismes

peuvent se trouver dans le lait lorsqu’il est issu d’un animal malade : ils sont généralement

pathogènes et dangereux. Il peut s’agir par exemple d’agents de mammites. Les mammites sont

dues à des infections par Staphylococcus aureus, Streptococcus agalactiae, Escherichia coli,

Corynebacterium bovis ou Corynebacterium pyogenes, Mycoplasma, Nocardiaas teroides

(BELARBI, 2011).


7

1.2.6. Propriétés thérapeutique et antimicrobiennes du lait de chamelle

Le lait de chamelle est apprécié traditionnellement pour ses propriétés anti-infectieux,

Anticancéreuse, antidiabétique et plus généralement comme reconstituant chez les malades

convalescents. Ces propriétés relèvent cependant le plus souvent d’observations empiriques

dont les fondements scientifiques mériteraient d’être précisés. Ces observations, bien

qu’empiriques, peuvent être reliées à la composition du lait de chamelle. Certains des

composants tant sur le plan quantitatif que qualitatif pourraient être associés à ces propriétés

particulièrement les facteurs antibactériens, l’insuline et la vitamine C(CHETHOUNA,

2011).Le lait de chamelle possèderait un effet antimicrobien contre les bactéries GRAM

positive et GRAM négative, parmi ces bactéries on trouve Escherichia coli, Listeria

monocytogenes, Staphylococcus aureus et Salmonella typhimurium (EL- AGAMY et al,

1992 ;BENKERROUM, MEKKAOUI, BENNANI, & KAMAL, 2004;)(tableau03). Cette

activité est attribuée à la présence dans le lait de chamelle de substances antimicrobiennes

telles que le lysozyme, le peroxyde d’hydrogène, la lactoferrine, la Lactoperoxydase et les

immunoglobulines (EL-AGAMY et al, 1992)

Tableau 03 : Tableau synthétique les différents effet thérapeutique étudie dans le cas du

lait de chamelle (selon différents auteurs cité par SNOUSSI,2011).

Aspect étudie Effetobservé et interpretations Auteur

Diabetes Hypoglycémie (teneur élevée

d’insuline dans le lait

ZAGORSKY et al. , (1998)

AGRAWAL et al ., (2003)

WERNERY et al. , (2006)

Complications de

diabètes

Diminution du stress oxydatif et

prévention des nephro-pathologies

(teneur élevées en antioxydants)

Vitamine C

AGRAWAL et al ( 2009)

AL SAID EL-SHARBINI et al

(2010)

AMALHASSAN et BAYOUMI

(2010)

Allergie au lait

Effet hypoallergique (absence de

la B-Lg présence d’une caséine α S

différents de la caséine bovine)

SHABO et al (2005)

Infection Effet anti-infectieux (activité

antimicrobienne et anti virale)

MAL et al (2006)

MONA et al(2010)


8

Tumeur

Effet anti-tumoral (contrôle des

processus tumoraux par

stimulation de la défense

immunitaire)

MAGJEED et al (2005)

QUTTASALWA et KURDI LINA

(2005)

Toxicité aux métaux

lourds

Effet protecteur contre la toxicité à

l’aluminium et au cadmium AL-HASHEM et al, 2009

1.3. Les bactéries lactiques

Les bactéries lactiques sont de très anciens microorganismes dont les ancêtres ont pu

voir le jour il y a trois milliards années. Elles seraient donc apparues avant les cyanobactéries

photosynthétiques qui ont transformé l’atmosphère terrestre ancienne sans oxygène en

atmosphère aérobie et dont les fossiles bien conservés datent d’environ 2,7milliards d’années.

(DRIDER et PREVOS, 2009).

Les bactéries lactiques constituent un groupe hétérogène, qui n’est pas clairement défini

du point de vue taxonomique. Elles rassemblent en effet un certain nombre de genres qui se

caractérisent par la production, liée à un métabolisme exclusivement fermentaire, de quantités

importantes d’acide lactique à partir des sucres. La fermentation est dite : homolactique si

l’acide lactique est pratiquement le seul produit formé et hétérolactique si d’autres composés

sont aussi présents (acide acétique, éthanol, CO2 …etc.)(LEVEAU et BOUIX, 1993 ; PILET

et al, 2005).

Les bactéries lactiques sont généralement associées aux habitats riches en nutriments

comme divers produits alimentaires (lait, viande, boisson, végétaux), mais d’autres sont aussi

membres de al la flore normale de la bouche, de l’intestin et du vagin des mammifères

(SALMINEN, 2004 et AUDISIO et al, 2010).

1.3.1. Caractéristiques générales des Bactéries Lactiques

La première définition de bactéries lactiques (BL), basée sur la capacité des bactéries de

fermenter et de coaguler le lait, englobait les coliformes et bactéries lactiques. En 1901,

BEIJERINCK observe que les lactobacilles sont des bactéries à Gram positif, ce qui séparera

définitivement les bactéries lactiques (à Gram positif) des bactéries coliformes (STILES et

HOLZAPFEL, 1997).Elles sont à Gram positif, généralement immobiles, asporulées,

catalase négative, oxydase négative généralement nitrate réductase négative. Ce sont des

bactéries anaérobies facultatives. Elles ont des exigences nutritionnelles complexes pour les

acides aminés, les peptides, les vitamines, les sels, les acides gras et les glucides

fermentescibles (DELLAGLIO et al, 1994 ; HOGG, 2005).


9

Les BL sont trouvées dans diverses niches écologiques, tel que le lait, ainsi que

certaines nourritures, la bouche, les régions gastro-intestinales et urogénitales des humains et

des animaux (LOPEZ-DIAZ et al, 2000; NAVARRO et al, 2000; EL SHAFEI et al., 2000

et MATHARA et al., 2004).

Les bactéries lactiques sont un groupe hétérogène de microorganismes produisant de

l’acide lactique comme produit principal du métabolisme fermentaire. Selon le type de

fermentation préférentiellement utilisé, les bactéries lactiques sont dites :

- homofermentaire : l’acide lactique est le seul produit de la fermentation du glucose

- hétérofermentaires facultatif : la fermentation du glucose aboutit à la formation d’acide

lactique ou de l’acide lactique et de l’acide acétique

- hétérofermentaires strict : elles produisent, en plus de l’acide lactique, de l’acide acétique ou

de l’éthanol et du CO2

Elles sont classées en plusieurs genres : Aerococcus, Alloiococcus, Atopobium,

Carnobacterium, Enterococcus, Lactobacillus, Lactococcus, Leuconostoc, Oenococcus

Pediococcus, Streptococcus, Tetragenococcus, Vagococcus et Weisella (POT, 2008).

1.3.2. Classification des bactéries lactiques

La classification phénotypique des bactéries lactiques est largement basée sur la

morphologie, le mode de fermentation de glucose, la croissance à différentes températures, la

capacité de croissance à de hautes concentrations de sel (6.5%, 18%), la tolérance aux pH

acides, alcalins et à l’éthanol, la configuration de l'acide lactique produit à partir de glucose,

l’hydrolyse de l’arginine, la formation d’acétone, etc. Les marqueurs chimiotaxonomique

comme la composition en acides gras et les constituants de la paroi cellulaire peuvent aussi

être utiles dans la classification (KÖNIG et FRÖHLICH, 2009). Les BL appartiennent

toutes au groupe des bactéries à Gram positif, mais si la plupart d’entre elles appartiennent au

groupe des bactéries à Gram positif à bas %G+C (phylum des Firmicutes), le genre

Bifidobacterium appartient au groupe des bactéries à Gram positif à haut %G+C (phylum des

Actinomycètes ; Figure 02) (HOLZAPFEL et al, 2001).

L’analyse comparative des séquences d’ARN ribosomal 16S a entrainé des changements

importants dans la taxonomie des bactéries lactiques (SALMINEN et al., 2004).


10

Figure 1 : Principales voies assurant le transport et le métabolisme du glucose par les

bactéries lactiques (DESMAZEAUD et De ROISSART, 1994).


11

Figure 2 : Distances phylogénétiques entre les genres principaux constituant les BL basées

sur les séquences des ARNr 16S ARNr, montrant les principaux groupes phylogénétiques de

bactéries lactiques à faible % G+C et les genres Gram positifs non reliés Bifidobacterium et

Propionibacterium (HOLZAPFEL et al, 2001)

D’après LUDWIG et al. (2008), le phylum Firmicutescomprend trois classes : Bacilli,

Clostridia et Erysipelotrichi. Appartenant à la classe Bacilli, les bactéries lactiques sont

divisées en trois familles:

Famille des Lactobacillaceae comportant les Lactobacillus, Paralactobacillus et

Pediococcus.

Famille des Leuconostocaceae contenant les Leuconostoc, Oenococcus et Weissella.

Famille des Streptococcaceae comprenant les Streptococcus, Lactococcus et Lactovum

Historiquement, le genre Bifidobacterium était aussi considéré comme faisant partie du

groupe des bactéries lactiques grâce à la similarité de ses propriétés physiologiques et


12

biochimiques et à sa présence dans le même habitat écologique, tel que le tube gastro-

intestinal (KLEIN et al, 1998).

1.3.4 Principaux genre

La classification actuelle des bactéries lactiques fait apparaître douze genres qui incluent

Aerococcus, Carnobacterium, Enterococcus, Lactococcus, Lactobacillus, Leuconostoc,

Pediococcus, Oenococcus, Streptococcus, Tetragenococcus, Vagococcus et Weissella

(STILES et Holzapfel, 1997)

1.3.4.1 Streptococcus

Les cellules de ce genre sont immobiles, sphériques ou ovoïdes qui ont un diamètre

inférieur à 2μm avec une disposition en paires ou en chaines longues. La fermentation des

carbohydrates produit principalement de l’acide lactique mais il n’y a pas de production de

gaz. Le peptidoglycane est du groupe A et leur température optimale de croissance est 37°C.

Elles sont incapables de se développer à 15°C et à pH: 9.6. Beaucoup d’espèces sont

commensales ou parasites de l’homme et des animaux et certaines sont hautement pathogènes

1.3.4.2 Lactococcus

Le groupe de lactocoques correspond aux streptocoques mésophiles de la flore lactique.

Elles sont généralement microaérophiles et se développent à 30°C. Leur fermentation des

sucres est homolactique et donne de l’acide lactique comme produit final.

Les lactocoques peuvent se trouver dans les aliments comme les produits laitiers, elles

sont utilisées dans l’industrie agroalimentaire, les espèces les plus importantes sont:

Lactococcus lactis et Lactococcus cremoris (STILES et HOLZAPFEL, 1997).

1.3.4.3. Leuconostoc

Le genre Leuconostoc a été défini par Van Thieghem en 1878. Ce genre a auparavant

inclus des coccobacilles hétérofermentaires, produisant uniquement de l’acide lactique, et ne

produisant pas d’ammoniaque à partir de l’arginine. Leur température optimale de croissance

se situe entre 25°C et 30°C, et leurs conten G+C sont assez voisins (37 à 45%) (GARVIE,

1986). Leur croissance est toujours lente. Ils ne sont pas hémolytiques ni pathogènes. Ces

espèces sont caractérisées par la production à partir du citrate du lait de diacétyle et parfois

par la synthèse de dextranes et de lévanes extracellulaires en présence de saccharose (Novel

G., 1993).Les études phylogénétiques des Leuconostoc montrent une diversité dans ce genre

(EOM et al., 2007).


13

1.3.4.4. Enterococcus

Ce genre regroupe les streptocoques fécaux qui représentent une hémolyse de type λ et

β et qui appartiennent au groupe D. Ce sont des commensaux de l’intestin. Les espèces

rencontrées dans l’alimentation sont essentiellement En. Faecalis et les espèces proches. Les

entérocoques sont des coques qui peuvent être mobiles, homofermentaires, généralement

différenciés par la fermentation de l’arabinose et le sorbitol, ils croissent entre 10°C et 45°C

(TAMIME, 2002 ; HO et al, 2007).

1.3.4.5. Lactobacilus

Le genre Lactobacillus représente le plus large groupe des bactéries lactiques, il

contient le plus grand nombre d’espèces qui peuvent êtres isolées de différents biotopes

(humains, animaux, souvent allongés, à Gram positives, parfois groupés en paires ou en

chaines. Elles sont catalase négatives, microaérophiles, non sporulés et habituellement

immobile (photo 01).(SIEGUMFELDT et al,2000).

L’hétérogénéité des espèces est illustrée par le contenu en G + C qui peut varier de 32 à

53 % (SCHLEIFER et STACKEBRANDT, 1983 ; Pilet M-F. et al, 2005).chez les

lactobacilles. Le métabolisme des sucres chez Lactobacillus est hétéro- ou homofermentaire.

Certaines souches sont thermophiles, d’autres mésophiles (NANNEN et al, 1991).Les espèces

homofermentaires strictes fermentent les hexoses en acide lactique en utilisant la voie EMP

(Embden-Meyerhoff Parnas),Ce genre est subdivisé en trois groupes (Tableau 4):

Groupe I : anciennement appelé Thermobacterieum. Ces bactéries ont un métabolisme

strictement homofermentaire (ni les pentoses, ni le gluconate ne sont fermentés). Ces

bactéries possèdent une fructose 1-6 disphosphatealdolase et une phosphofructokinase. Elles

se développent à 15 °c, Lbkefirgranum est voisine de Lb. acidophilus et de Lb. intestinalis,

Lb. Acetotolerans résiste à l’acide acétique Lb. Animalis, Lb odontolyticus, Lb

manihotivorans, Lb. Inerssont des especes récemment définies(LARPENT,2000).

Groupe II: anciennement appelé Streptobacterium. Rassemble les lactobacilles

hétérofermentaires facultatifs et mésophiles qui se développent à 15°C. Les hexoses sont

fermentés par la voie d’Embden-Meyerhof, en produisant exclusivement de l’acide lactique

(mais pour certaines souches : du lactate, de l’acétate, de l’éthanol et du formiate), celle des

pentoses et du gluconate peuvent être dégradés par la voie hétérofermentaire avec une

production d’acide lactique et d’acide acétique par une phosphokétolase inductible. Leurs

cellules sont courtes, souvent arrangées en filaments (BOUTTAZZI, 1988; LARPEN, 2000).


14

Groupe III : anciennement appelé Betabacterium. Ces espèces ont un métabolisme

strictement hétérofermentaire. La fermentation des hexoses produit de l’acide lactique, de

l’acide acétique (ou de l’éthanol) et du CO2, celle des pentoses, de l’acide lactique et de

l’acide acétique. Ces bactéries possèdent une phosphokétolase (tableau03). C’est un groupe

qui rassemble des espèces relativement hétérogènes, surtout mésophiles. Les cellules sont

courtes, droites et séparées (BOUTTAZZI, 1988).

Photo01 : Observation au microscope électronique du genre Lactobacillus (GAGNON,2007).

1.3.5 Utilisation des lactobacilles en industrie laitière

En fromagerie, les lactobacilles sont généralement utilisés pour la préparation de pâtes

dures ou semi-dures typiques des fromages suisses et italiens (ALICE et SANCHEZ-

RIVAS, 1997). Jusqu'aux années 80, quelques espèces de Lactobacillus étaient considérées

comme des contaminants (Non- Starter Lactic Acid Bacteria ou NSLAB ; BOYD et al, 2000).

Dans les années 1990, plusieurs auteurs ont démontré que ces espèces participaient à

l'affinage des fromages par leur activité protéolytique, et la formation d'arômes qui en résulte

(LANE et al, 1996 ; LYNCH et al., 1996). Cependant, l'arrivée des techniques de traitement

du lait de fromagerie, telle que la pasteurisation à basse température couplée à la

microfiltration, a contribué à une diminution significative dans le lait de ces NSLAB. Cette

constatation a incité les producteurs de ferments fromagers à développer et commercialiser de

nouvelles cultures, dites auxiliaires, contenant des souches de Lactobacillus capables

d'accentuer et d'accélérer l'affinage des fromages (EL SODA et al, 2003).

1.3.6. Effets des lactobacilles sur la santé

Depuis Metchnikoff et ses théories sur l'effet bénéfique des ferments lactiques, l'effet

probiotique de certains lactobacilles a été et est encore largement étudié (ISOLAURI et

al.,2004). Un des effets majeurs des lactobacilles sur la santé humaine décrits dans la

littérature est leur rôle antagoniste vis à vis des bactéries pathogènes (SERVIN, 2004). Les


15

effets des lactobacilles sur les bactéries pathogènes reposent sur différentes propriétés telles

que la capacité à adhérer aux cellules et d'inhiber ainsi l'adhésion des pathogènes, l'inhibition

de la croissance des pathogènes, la capacité d'entrer en compétition avec les pathogènes pour

les ressources nutritives et la modulation de la réponse immunitaire de l'hôte (REID et

BURTON, 2002). Aujourd'hui, le débat reste encore ouvert sur l'innocuité des probiotiques,

qui pourraient être des opportunistes notamment chez les patients immuno-déprimés

(CANNON et al, 2005).

1.4. Les propriétés antimicrobiennes des bactéries lactiques

On reconnait depuis longtemps, aux bactéries lactiques, la propriété de produire des

substances antibactériennes leur permettant de se développer préférentiellement dans divers

écosystèmes. L’activité antagoniste des bactéries lactiques est due aux métabolites excrétés :

l’acide lactique et autre acides organiques, peroxyde d’hydrogène, Le dioxyde de carbone, Le

diacétyl, La reutérine et les bactériocines (LEVEAU et al. 1991 ; KLAENHAMMER et al.

1994 ; De VUYST et LEROY, 2007).

1.4.1. Les acides organiques

Il est excrété par les bactéries lactiques assurant deux importantes fonctions

antimicrobiennes. Sous leur forme indissociée, ils traversent passivement la membrane

cytoplasmique et pour de fortes concentrations d’acides, le milieu intracellulaire peut

s’acidifier à un point tel que les fonctions cellulaires sont inhibées et le potentiel membranaire

annulé (KASET, 1987 ; KLAENHAMMER et al, 1994).

1.4.2 Le peroxyde d’hydrogène (H2O2)

En présence d’oxygène, les bactéries lactiques sont capables de produire du peroxyde

d’hydrogène par l’action des oxydases, de flavoprotéines et du super oxydedismutase.

Comme les bactéries lactiques ne produisent pas de catalase à cause de l’absence d’une source

hème, cela permet l’accumulation du peroxyde d’hydrogène, mais pas dans des quantités

significatives, parce qu’il est quand même décomposé par des peroxydases et

pseudocatalases. Son effet bactéricide a été attribué à son pouvoir oxydant (SALMINEN et

al. 1998). En effet, JUVEN et PIERSON (1996) ont démontrés son effet cytotoxique sur la

cellule bactérienne qui génère des espèces hautement toxiques, telles que le radical hydroxyle

qui est à la base de l’oxydation des biomolécules (TAYLOR, 2005). De plus certaines

réactions produisant H2O2 font disparaître l’oxygène, créant un environnement anaérobie non

favorable à certains micro-organismes (SALMINEN et al. 1998).


16

Tableau 04 : les caractéristiques des lactobacillus (GUIROUD, 2003).

V : variable ; R : riboflavine ; P :pyridoxal ; F : acide folique ; B : vitamine B12 ;T :

thymidine ; . : non déterminé ;*voisine de L.trichodes ;**voisine de L. desidiosus ; ***= L.

casie ****= L.rhamnsus ; °= L. tolerans ; L. paracaseitolerans ;°°voisine de L. lechmanii

°°°voisine de L. jugurti.


17

Le peroxyde d’hydrogène confère aux bactéries lactiques un avantage de compétition

puisqu’il a été démontré qu’elles sont moins sensibles que d’autres bactéries à ses effets, mais

l’effet inhibiteur du peroxyde d’hydrogène reste généralement faible (ADAMS et MOSS,

2008). Le peroxyde d’hydrogène est une substance de préservation utilisée depuis longtemps

pour le lait cru, dans des conditions où il peut être difficile de refroidir le lait rapidement. La

concentration de H2O2 requise est de 300 à 800 ppm (GUIZANI, 2007).

1.4.3. Le dioxyde de carbone

Le dioxyde de carbone est produit principalement par les LB hétérofermentaires. Il peut

jouer un rôle en créant un environnement anaérobie qui inhibe les décarboxylations

enzymatiques, et l'accumulation de CO2 dans la bicouche lipidique de la membrane peuvent

provoquer un dysfonctionnement de la perméabilité (AMMOR et al, 2006). Le CO2 peut

effectivement inhiber la croissance de micro-organismes colonisant de nombreux produits

alimentaires, notamment des bactéries psychrotrophes Gram-négatives (Farber, 1991).

1.4.4. Le diacétyl

Il est produit par des souches de Lc. Lactissub sp. lactisbiovar. Diacetylactis par la

fermentation du citrate (LINDGREN et DOBROGOSZ, 1990 ; COGAN et HILL, 1993). Il

est responsable de l'arôme et de la saveur du beurre et de quelques autres produits laitiers

fermentés. (EARNSHAW, 1992).

Les concentrations nécessaires à l’obtention d’une inhibition sont de l’ordre de 100 ppm,

et sont supérieures à celles présentes dans le beurre et susceptibles de provoquer son arôme (2

à 7 ppm) (CAPLICE et FITZGERALD, 1999).

1.4.5. Reutérine

AXELSSON et al, (1989) ont mis en évidence l’action inhibitrice d’une substance

produite par Lactobacillus reuteri. Cette substance (reutérine) a été purifiée et identifiée. La

reutérine (ou 3-hydroxypropionaldehyde) est une substance antimicrobienne qui est produite

comme métabolite intermédiaire pendant la fermentation anaérobique du glycérol. La

reutérine a un large spectre d’activité. Elle a une action contre les procaryotes (Gram-positif

ou Gram-négatif), les eucaryotes, les virus, les champignons et les protozoaires. Elle interfère

avec la réplication de l’ADN. Elle a des applications aussi bien dans le domaine médical que

dans le domaine alimentaire (VOLLENWEIDER, 2004)

1.4.6. Les bactériocines

La détection de la première bactériocine remonte à 1925 par ANDRE GRATIA qui a

observé que la croissance de certaines souches d'Escherichia coli a été inhibée en présence

d'un composé antibactérien, dont il a donné le nom de colicin V. La découverte d'une


18

bactériocine chez les lactocoques remonte à 1933. À cette époque, WHITEHEAD (1933)

avait observé dans un lot de lait spécifique que la présence de deux souches de lactocoques

inhibait la croissance d'un ferment de culture fromagère. En 1953, Jacob et al. proposèrent le

terme général « Bactériocine ». Les bactériocines diffèrent de la plupart des antibiotiques

thérapeutiques par leur composition protéique et possèdent généralement une spécificité

d'action étroite contre les mêmes espèces (TAGG et al. 1976). Différentes définitions des

bactériocines ont été données au cours du temps. Cependant, la définition qui reste la plus

largement acceptée est celle de KLAENHAMMER (1988) qui définit les bactériocines

comme des protéines, ou complexes de protéines, avec une activité bactéricide contre des

espèces proches de la souche productrice. Les bactériocines représentent une large classe de

substances antagonistes qui varient considérablement du point de vue de leur poids

moléculaire, de leurs propriétés biochimiques, de leur spectre d’action et de leur mode

d’action (KLAENHAMMER, 1988). Toutes les bactériocines produites par des bactéries

lactiques décrites jusqu’à présent ont une activité dirigée contre les bactéries Gram-positive.

Aucune bactériocine produite par des bactéries lactiques avec une activité contre des bactéries

Gram-négatif n’a été décrite. En effet, la membrane externe des bactéries Gram-négatif ne

permet pas aux bactériocines d’atteindre la membrane interne, siège de leur activité.

Chapitre II

Matériel et méthodes

Chapitre II Matériel et méthodes

20

II. Matériel et méthodes

2.1.1. Matériel

Tableau05 : Les appareillages et petit matériel utilisées

Appareillage petit matériel

Autoclave

Plaque Chauffante

Bain Marie

Réfrigérateur

Balance Electrique Etuve

Centrifugeuse

Micropipette

pH-mètre

Hotte

Four pasteur

Boite de Pétri

Pipette Pasteur

Tube à Essai

Tube Eppendorf

Tube de centrifugation

Erlen Meyer

Pipettes Graduées

Tube à Hémolyse

2.1.2. Milieux de culture

Milieu MRS (gélosé +bouillon)

Milieu MRS-ev-BCP

Milieu de falkow

Gélose nutritive

Bouillon nutritive

Milieu Müller-Hinton

Lait écrémé

2.2. Méthodes

2.2.1. Provenance de l'échantillon du lait

L’échantillon de lait cru de chamelle provient de la région de Hassi Messaoud wilaya

d’Ouargla. Il a été prélevé dans des conditions d’asepsie dans des flacons stériles de 250 ml.

Le lait est conservé à 4 °C au niveau de laboratoire.

2.2. Souches bactériennes utilisées

2.2.1. Souches pathogènes

Pour les tests de l'activité antibactérienne, nous avons utilisés quatre souches

bactériennes pathogènes. Ces bactéries sont fréquemment les plus isolées au niveau des

laboratoires d’analyses médicales d’Ouargla :


21

Tableau06 : Les souches pathogènes utilisées

Souches

pathogènes Prélèvement Provenance Milieu d'isolement

Escherichia coli. Urinaire Centre Médical de Diagnostic et

Analyses Médicales Ibn Sina C.L.D gel

Staphylococcus

aureus Vaginale Centre Médical de Diagnostic et

Analyses Médicales Ibn Sina

Gélose de sang / C.L.D

gel

Pseudomonas sp. Urinaire Centre Médical de Diagnostic et

Analyses EL-Morchid C.L.D gel

Streptococcus sp. Vaginale Centre Médical de Diagnostic et

Analyses EL-Morchid

Gélose de sang / C.L.D

gel

2.2.2. Isolement et culture des Lactobacilles

L’échantillon du lait est répartie en tube stériles à raison de 10 ml par tube .des dilutions

décimales (10-1

-104) du lait sont réalisé dans l'eau physiologiques à partir de 1 ml de la

suspension mère. 1ml de chaque dilution et ensemencé dans la masse de milieu MRS gélosé

puis les boites sont incubés à deux température comme suit :

Tableau07 : isolement des bactéries lactiques (BADIS et al, 2004)

Milieux d’isolement Bactéries T °C/durée Incubation

MRS Lactobacillus 37 °C/24-72h aérobiose /anaérobiose

MRS Lactobacillus 30 °C/24-72h aérobiose /anaérobiose

T°C : température optimale de croissance.

2.3. Purification et conservation des souches

Après la croissance bactérienne,2 à3 colonies sont prélevés et sur les quelles on effectue

une coloration du GRAM et une recherche de la catalase .Seules les bactéries Gram +, de

forme bacillaire et catalase – sont retenues et repiquées sur milieu MRS gélosé. Après

purification, les souches sont conservées par deux méthodes :

Conservation à courte terme il s'agit d'une conservation des bactéries dans des tubes de

gélose MRS inclinée. Après l’incubation entre 30 °C et 37 °C pendant 24h, les tubes sont

conservée à +4 °C (SAIDI et al. 2002)


22

Conservation à longue terme à partir d'une culture bactérienne de 18à 48 h sur milieu

liquide, les cellules sont récupérées par centrifugation à 4000t/min pendant 10min.aprés avoir

éliminé le surnageant, les cellules sont lavées deux Fois avec de l'eau physiologique stérile le

culot est additionné au milieu de conservation (70% de lait écrémé et 30% de glycérol). Le

mélange est conservés à - 20°C dans des tubes Eppedorf (SAIDI et al. 2002).

Observation maroscopique

Purification et Conservation Identification

Échantillon de lait chamelle

Dilutions décimales

1 ml

Incubation 37 °C à24-72h

Incubation 30 °C à 24-72h

à24-72h Milieu MRS

10-4

1 ml 1 ml

10-3

10-2

10-1

Figure (03) : Protocole d’isolement des souches lactiques


23

2.4. Identification des isolats

2.4.1. Critères morphologique

Caractéristiques macroscopiques

L’examen macroscopique est portée sur l’observation macroscopique qui permet de

décrire l’aspect des colonies bactériennes (la forme, taille, pigmentation …)

Caractéristiques microscopiques :

La coloration de Gram a été utilisée pour classer les bactéries selon leur Gram et leur

morphologie sous microscope optique.

2.4.2. Critères physiologique et biochimique

Test de la catalase

Le test catalase sert à démontrer si la bactérie possède le catalase servant à décomposer

le peroxyde d’hydrogène. L’activité catalytique consiste à prélever une colonie sur gélose

MRS et dissociée dans une goutte d'eau oxygénée (H2O2). L’apparition de bulles d’air

révèlent le dégagement d'oxygène, la souche est dite catalase positif (AHMED et IRENE,

2007).

Type fermentaire

Ce test permet de classer les bactéries en hétérofermentaires ou homofermentaire. On

ensemence abondamment un tube de 10 ml de bouillon MRS par la souche étudiée, dans le

milieu on introduit une cloche de Durham, le CO2 dégagé par les bactéries hétérofermentaire

s’accumule dans la cloche après l’incubation 30 °C et 37 °C pendant 24 à 48h.

Croissance en présence de 6.5 % de Na Cl

Un tube de 10 ml de MRS à 6 ,5% de Na Cl est ensemencé par un quelques gouttes de

la culture bactérienne et incubé à 30 °C ou 37 °C pendant 2 à 3 jours. La croissance est

comparée à celle d’un tube témoin sans de bactéries. La croissance bactérienne se traduit par

la formation des troubles. (GUIRAUD. 2003)

Croissance à différentes température

Ce test est important car il permet de distinguer les bactéries lactiques mésophiles des

bactéries lactiques thermophiles (LEVEAU et al ., 1991). L’aptitude à la culture est testée à


24

10 °C ,15 °C, 37°C et 45 °C pour lactobacilles et sur milieu MRS liquide (MAN et al. 1960)

.La croissance est appréciée par l’apparition d’un trouble.

Hydrolyse de l’arginine (ADH)

Elle est mise en évidence sur milieu ADH (milieu de Falkow). Pour chaque souche

isolée ensemencé, un tube et un tube témoin (milieu sans arginine), recouvrir le milieu avec

une goutte d’huile de paraffine stérile. Après 2 à 4 jours d’incubation à 30 °C et 37 °C, la

culture dans la tube témoin se manifeste par un virage au jaune du à l’acidification du milieu

(métabolisme de glucose) (LARPENT –GOURGAUD et al. 1997 ; CARR et al. 2002). La

dégradation de l’arginine, aboutissant à la formation d’ammoniaque, est révélée par

L’alcalinisation du milieu qui devient vert.

Fermentation des sucres

Il s’agit d’apprécier l’aptitude des souches à métaboliser divers substrats carbonés en

particulier les sucres. Ce test est réalisé en galeries classiques des tubes sur bouillon MRS

sans extrait de viande (MRS-ev -BCP) selon LEVEAU et al. (1991) additionné d’un

indicateur de pH (bleu de bromotymol 0 .04% ) ,le glucose du milieu MRS est remplacé par

les hydrates de carbone à tester , les solutions des sucres (maltose ,fructose , xylose , lactose ,

galactose , glucose , arabinose , saccharose , rhamnose ,raffinose ) sont stérilisées, après ils

ont introduit dans le milieu avec une concentration finale de 1% .Une culture bactérienne de

24h et centrifugée à 4000 tr /min pendant 20min, le culot est rincé 2 fois à l’eau physiologique

stérile, une suspension est réalisé avec l’eau physiologie stérile 0,1ml de cette suspension est

ensemencé dans 2ml de milieu MRS-ev-BCP- sucre dans des tubes stériles ou sur plaque

d'ELISA .Après l’incubation pendant 48h à 72 h, le développement de la culture et le virage

au jaune de l’indicateur coloré et l'acidification du milieu traduit la fermentation du sucre.


25

Sans extrait de Viande

+ Bleu bromotymol

+Solution de sucre

0 .1ml

Sucres

les souches

PLQUE d’Elissa

Figure(04) : protocole de fermentation des hydrates de carbones.

Culture bactérienne de 24h

Centrifugation

4000tr /min pendant 15min

Rinçage 2 fois du culot

Suspension

Culot + l’eau physiologique

Milieu MRS

MRS -ev

MRS -ev BCP

Recouvrir avec de l’huile de vaseline

Incubation 48h-72h

Virage au jaune de l’indicateur

=Fermentation de sucre


26

2.5.Étude de l’activité antibactérienne des souches bactériennes isolées

Cette étude est réalisée par la méthode indirecte des puits préconisée par BAREFOOT

et al. en (1983). La méthode consiste à mettre le surnageant de la souche lactique en contact

avec la souche indicatrice pathogène .Les souches lactiques produisent des substances

pouvant diffuser dans le milieu de culture solide. Les bactéries lactiques sont repiquées dans

le milieu MRS liquide et incubées pendant une période de 18h à30°C et 37°C. Après

incubation une centrifugation réfrigérée (4°C) est réalisée à 4000 tr /min pendant 15min. Des

puits de 5mm de diamètre sont creusés stérilement à l’aide de pipette de Pasteur sur la gélose

MULLER-HINTON inoculé par la souche inductrice (pathogène). Les puits100ul du

surnageant de la culture lactique. Les boites de pétri sont mises à une température de + 4 °C

/4h pour permettre la bonne diffusion de la substance antimicrobienne (DOUMADJI et al. ,

2010). Les boites sont incubées à 37 °C. La présence de zone inhibition formées autour des

puits est examinée après 24h à48 h d'incubation (HWANHLEM et al.2011).

Culture de la

souche isolée l18h

100 µl de surnageant

Surnageant

Centrifugation 4 °C à

4000tr/ Pd15 min

Culot Milieu Muller - Hinton

ensemence avec de souche

indicatrice

Incubation

24h à 37°C

Zone d’inhibitrice

Figure :( 05) Recherche des substances

antimicrobiennes

Culture bactérienne


27

2.6. Mesure de diamètre des zones d'inhibition

L'effet antibactérien des surnageant des lactobacilles isolées est mis en évidence par

l'apparition d'une zone d'inhibition (zone claire) autour du puits. La lecture de l’activité

inhibitrice se fait par la mesure du diamètre d’inhibition autour du puits (Zi), exprimée en mm

(ALLOUACHE et al . , 2010).

Une inhibition est considérée positive si le diamètre est supérieur à 2 mm THOMPSON

et al, (1996) cité par DOUMANDJI et al (2010). La mesure du diamètre d’inhibition (Zi) est

effectuée selon la formule suivante:

Zi en (mm) = diamètre de la zone d’inhibition obtenue (mm) – diamètre de puits (9 mm)

2.7. Détermination de la nature des substances antimicrobiennes

Les inhibitions de la croissance des souches indicatrices peuvent être dues à

l'acidification de milieu, à la présence de phages, à la synthèse de bactériocines ou à la

production de peroxyde d'hydrogène .Ce dernier son effet est exclu car la plupart des souches

indicatrices pathogènes utilisées sont catalase + (sauf la souche Streptococcussp.qui est

dépourvue d'une catalase).

2.7.1. Inhibition due à la production d'acides organiques

L'étude de l'effet des acides organiques sur la croissance des souches pathogènes est

réalisée en milieu MRS tamponné (ph est ajusté à 7 par l'emploie d'un tampon phosphate de

0.1 M).Nous avons procédé à la même technique de BAREFOOT et al. (1983) puis la lecture

des boites se fait après incubation à 37°C pendant 24h .la lecture est réalisée par

comparaison avec le milieu témoin non tamponné on notant la présence ou l'absence des

zones d'inhibition.

2.7.2. Inhibition due à la présence de phage lysogène

Nous avons effectué ce test pour mettre en évidences la supposition d'une inhibition

causés par les phages bactériens. A l'aide d'une pipette pasteur on découpe un fragment de

zone d'inhibition et on le suspendre dans une solution constitué par 1 ml de tampon phosphate

stérile à 0.1 M et de 50 µl de chloroforme. Après agitation et décantation, on prélève300µl

de ce mélange et on l'ajoute à 7.5 ml de gélose molle contenant 0.1ml de souche indicatrice.

Le milieu est coulé dans des boites de pétri et incubé à 37°C pendant 24à 48h. La présence de

plaque de lyse indique la présence de phage (MAMI, 2013).


28

2.7.3. Inhibition due à la présence de substance protéique

2.7.3.1. Action de protéase : Le surnageant des souches lactiques sont traités par la pepsine

dont l'enzyme (250 µl) est mélangé avec le surnageant (500 µl) puis l'activité résiduelle du

surnageant est testé on utilisant la technique des puits après 24h d'incubation à 37°C. La

présence ou l'absence des zones d'inhibition est marqué.

2.7.3.2. Stabilité thermique: l'effet de température sur l'activité antibactérienne des

surnageant est étudier après chauffage chauffé à 100°C pendant 30min au bain marie.

L'activité résiduelle est testée par la technique des puits après 24 h d'incubation.

Chapitre III Résultats et discussion


30

3.1. Isolement et culture des Lactobacilles

3.1.1. Aspect macro et micro des Lactobacilles isolées

On a isolé 14 souches lactiques après l’incubation à 30 °C et 37 °C pendant 48h. Les

cellules obtenus sur milieu MRS solide ont des formes (Ovale, Ronde, Bacille) et de couleur

Blanchâtre ou Crème. La taille est d'environ 1mm à 2.5mm. Après coloration de GRAM et

test de catalase on a criblé 04 souche ayant un Gram positif ( photo04 ), catalase négatif et

de forme bacillaire (tableau 07 ) .les souches poussent également sur MRS liquide ( photo 02

),La croissance en milieu MRS liquide est caractérisée par l’apparition du trouble au fond du

tube (KIHAL, 1996 ; CARR et al. ,2002) . Les souches sont par la suite soumises à une série

de tests d’identification morphologiques, physiologiques et biochimiques.

Tableau 08: Critères morphologiques, la coloration Gram et le test de la catalase des

quatre isolats

Code de souche Gram Catalase Forme

S1 + - Bâtonnet

S2 + - Bâtonnet

S3 + - Bâtonnet

S4 + - Bâtonnet

S1 S2 S3 S4

Photo (02) : Aspect macroscopique sur milieu MRS des souches de Lactobacillus après 24h

d’incubation à 30 °C- 37 °C.

S1 S2 S3 S4

Photo (03) : Observation microscopique des souches Lactobacillus après la coloration de

Gram (Gx100)


31

Figure (06) : Distribution du pourcentage des isolats lactiques sur milieux MRS solide

La présence de divers genres de bactéries lactiques dans le lait de chamelle était

prévisible car des bactéries lactiques ont été trouvées dans la microflore de tous les laits,

quelle que soit l’origine de ces laits (ovine, caprine, bovine, …). Les résultats de notre étude

indiquent que les lactobacilles sont présents dans l'échantillon du lait camelin étudié avec un

pourcentage important (28 .58%) à l'égard des autres souches lactiques. Les études de

KHEDID et al.2009 ont montré, après analyse de la flore du lait de chamelle des régions

arides du Maroc, que le plus grand nombre d'espèces présentent dans les laits analysés

appartenaient au genre Lactobacillus .alors que le genre lactobacillus ne présente que 18,5 %

des bactéries lactiques isolées à partir d'un échantillon du lait camelin issue des régions de

Timimoune et Béchar (Sud-ouest algérien) étudiée par KARAM et al. En 2005. Cela est sans

doute relier avec les conditions alimentaires des animaux.

3.2 .L’identification physico-chimique des isolats

Les quatre souches isolées ont soumis à une série des tests d’identification.

Type fermentaire

Le résultat de type fermentaire indiquent que les souches 01 ,02et 03 sont

hétérofermentaires alors que la souche 4 est homofermentaire (Photo04).

Photo (04) : Test de type fermentaire des souches (S1 ; S2 ; S3 et S4)

lactobacille28,58

autres bactéries lactiques

71,42

T S4 S1 S2 S3


32

Croissance en milieu hyper Salé à 6.5% NaCl

Nous avons remarqué que toutes les souches testées n’ont pas poussé sur milieu MRS

en présence de 6 .5% de Na Cl. (photo 05).

Photo (05) : Croissance en présence 6.5% Na Cl pour les souches S1 ; S2 ; S3 et S4

Croissance à différentes températures

Cette étude est réalisée à 10 ,15 ,37 et à 45°C pendant 24h (BADIS et al. 2004). Ce

test permet de faire la différence entre la flore thermophile et mésophile. Les quatre souches

isolées poussent bien à 15 °C et 45 °C après 24h d’incubation, sauf la souche 04 qui ne pousse

pas à 15°C. Donc les souches (01 ,02 et 03) sont de type mésophile CARR et al (2002)

alors que la souche S4 est qualifiée thermophile.(Tableau09).

Tableau09 : Croissance à différentes températures des 04 souches isolées.

Souche 10 °C 15 °C 37 °C 45 °C Type

S1 + + + - Mésophile

S2 + + + - Mésophile

S3 + + + + Mésophile

S4 + - - + Thermophile

Photo (06) : Croissance en température 10 °C des souches S1 ; S2 ; S3 et S4

T S1 S2 S3 S4


33



Photo(09) : Croissance en température 45 °C des souches S1 ; S2 ; S3 et S4.

Le test de l'ADH

L’activité de l’arginine déshydrogénase est effectuée sur les quatre souches, sur milieu ADH

(base de falkow) et sur milieu M16 au bleu de bromotymol. La souche (01,02 et03) n’ont pas

la capacité d’hydrolyser l’arginine donc dépourvues d ’ADH .alors que seule la souche S4

qui est ADH positive, possédant l’ADH (photo 11 et 12).

T S1 S2 S3 S4

T S1 S2 S3 S4


34

Photo (10) : Test d’ADH sur milieu M16 au bleu de bromatémol

Photo (11): Test d’ADH sur milieu ADH (base de Falkow)

La fermentation des hydrates de carbones

L’identification est complétée avec l’étude de la fermentation des hydrates de

carbones par les souches isolées. Les résultats ont été présentés dans le tableau(10) et les

photos (12 ,13)

Tableau10: Profils fermentaires des isolats (+ : dégrade le sucre, - : ne dégrade pas le sucre,

ND : non déterminé)

Souches

Sucres

Souche 01 Souche 02 Souche 03 Souche 04

Xylose(XY) + - + +

Rhamnose(RH) + + + -

Sorbitol(SO) + + + ND

Lactose(LA) - - - ND

Arabinose(AR) - + + ND

D- Mannitol (D-L) + + + -

Saccharose(SA) - - + +

Threalose(TR) - + - +

Glucose(GL) + + + -

Maltose(MA) + + - +

Sucrose(SUC) - - - ND

T S1 S2 S3 S4

T S1 S2 S3 S4


35

T

S1

S2

S3

Photo (12) : Test de fermentation les sucres de souche 01 ,02 et 03.

Photo(13): Test de fermentation les sucres de souche

Tableau 11: Caractéristiques biochimiques et physiologiques des quatre souches isolées.

Souche

Test

S1 S2 S3 S4

Tes

t p

hysi

olo

giq

ue

Type

fermentaire

Hétérofermentaire Hétérofermentaire Hétérofermentaire Homofermentaire

Croissance

sur milieu en

présence

NaCl

- - - -

Croissance à

10 °C + + + +

Croissance à

15°C + + + -

Croissance à

37 °C + + + -

Croissance à

45 °C - - + +

Hydrolyse

Arginine - - - +

Tes

t

bio

ch

imiq

u

e

Xylose + - + +

Rhamnose + + + -

Sorbitol + + + ND

XY RH SO LA AR D-L SA TR GL MA SUC

T XY RH SO LA AR D-M SA TR GL MA SU


36

Lactose - - - ND

Arabinose - + + ND

D-Mannitol + + + -

Saccharose - - + +

Threalose - + - +

Glucose + + + -

Maltose + + - +

Sucrose - - - ND

L’identification de l’espèce repose sur la comparaison de divers caractères

phénotypiques de la souche à étudier vis-à-vis de ceux d’une souche de référence (VANDEN

BERG et al, 1993; CARR et al, 2002; PARADA et al, 2007).L’identification des souches

isolées est basée sur leurs profils fermentaire, elles sont classées comme suit selon

GUIRAUD(2003) :

La souche S1 (Lb1) est une souche mésophile, ADH – et incapable de dégrader ni le

lactose ni l'arabinose. C'est une souche hétérofermentaire fait partie au groupe

Betabacterium des lactobacilles. elle est classée parmi l'espèce Lactobacillus viridiscens.

La souche S2 (Lb 2) est une souche hétérofermentaire, ADH- et mésophile. elle fermente

le glucose, l'arabinose et le mannitol. Elle est classée dans le groupe de Betabacterium parmi

l'espèce Lactobacillus hilgardii.

La souche S3 (Lb 3) est mésophile, ADH – et hétérofermentaire. Elle dégrade le saccharose

et le glucose et ne fermente pas le lactose, on l'a classée comme Lactobacillus cellobiosus.

La souche S4 (Lb 4) est une souche thermophile, ADH+ et capable de dégrader la majorité

des sucres utilisés .Elle est classée dans le groupe Thermobacterium des lactobacilles parmi

l'espèce Lactobacillus delbrueckii.

3.4. Activité antibactérienne des lactobacilles isolés

Le lait de chamelle est un aliment clé des zones arides et semi-arides ou il couvre leur

besoins nutritionnels qualitatifs et quantitatifs. Les peuplades nomades anciennes imaginent

que le lait de chamelle à plusieurs vertus thérapeutiques. Cette observation empirique à été

scientifiquement démontrée, il a une forte activité antimicrobienne par rapport à celle des

autres mammifères et sa capacité à inhiber les Gram positif et Gram négatifs pathogènes qui

préoccupe la sécurité alimentaire (BARBOUR et al. 1984).

Dans le présent travail, Les quatre souches isolées du lait chamelle ont été testées pour

leur capacité à inhiber des bactéries pathogènes à Gram négatif : Escherichia coli,

Pseudomonas sp. Et des souches à Gram positif : Staphylococcus aureus et Streptococcussp.

L’agent inhibiteur a été recherché dans le surnagent de culture des quatre souches lactiques


37

suivant la méthode de diffusion à partir des puits préconisée par BAREFOOT et al. en 1983.

Après un délai de 24h on a remarqué que l’activité inhibitrices des souches est présente dans

leur surnagent, ce qui confirme que la substance inhibitrice est secrétée à l’extérieur de la

cellule. Les souches étudiées sont douées d'une activité antibactérienne vis -à- vis les

souches pathogènes utilisées (Photo15, 16,17) et les diamètres des zones d'inhibition sont

mesurées (tableau 11).

Photo(14) : Inhibition obtenue par les souches (Lb1, Lb2 et Lb3) vis -à-vis E.coli

Photo(15) : Inhibition obtenue par les souches (Lb2, Lb3) vis-à-vis Streptococcussp.

Photo(16) : Inhibition obtenue par les souches (Lb1, Lb3) vis –à-vis Staphylococcus aureus

Zone d’inhibition

Lb1 Lb2 Lb3

Zone d’inhibition

Lb2 Lb3

Lb1 Lb3

Zone d’inhibition


38

Tableau12 : mesure le diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles

Les souches Diamètre de la zone d’inhibition en mm

indicatrices

inhibitrices

E. coli Staphylococcus

aureus

Streptococcus. Sp Pseudomonas sp.

Lb 1 33 1 0 0

Lb 2 11 0 10 0

Lb 3 4 3 2 0

Lb 4 0 0 0 0

L’inhibition est notée positive lorsqu’elle est supérieure à 1 mm selon SCHILLINGER et

LUCKE (1989).D'après cette étude, les diamètres de zones d'inhibition varient de 1 à 33 mm

alors les inhibitions sont notés positifs.

D'après les résultats d'inhibition on note que Les souches Lb1, Lb2 et Lb3 ayant une activité

antibactérienne vis –à –vis les souches E. coli, Staphylococcus aureus et Streptococcus sp. La

croissance de Staphylococcus aureus et la croissance d’Escherichia coli sont inhibés par le genre

Lactobacillus avec un spectre d’activité important avec un diamètre de 10 mm selon

BELARABI en 2012.

La souche Lb4 ne présente aucune activité antibactérienne contre les souches pathogènes

utilisées. Alors n'a aucun effet antagoniste vis-à-vis ces souches.

Les quatre souches de lactobacilles n'ont pas une activité antibactérienne vis –à-vis la

souche Pseudomonas sp. Alors que La souche pathogène la plus inhibée par les trois souches

lactiques est E.coli .l'inhibition des souches d'E.coli par certains souches de genre Lactobacillus a

été déjà décrite par plusieurs travaux (TODOROV et al. , 2004 et KARTHIKYEN et SANTOS

,2009).

Identification de la nature de l'agent antibactérien des Lactobacilles

L'inhibition des bactéries pathogènes par les bactéries lactiques peut avoir plusieurs

origines parmi lesquelles, nous pouvons mentionner la production d’acides organiques, de

peroxyde d’hydrogène, de phages et/ou de bactériocines (GUESSAS et al., 2005 ; Todorov

et DICKS, 2005; Moreno et al., 2000; Navarro et al., 2000; Rodriguez et al., 2002;

MALDONADO et al., 2003 ).

L’inhibition due aux acides organiques

L’évaluation des résultats obtenus avec le milieu MRS normal (non tamponné) et le milieu

MRS tamponné à pH 7 nous ont permis de déterminer si la production d’acides est un facteur


39

actif des inhibitions enregistrées. Le milieu tamponné (tampon phosphate de sodium 0,1 M,

pH 7) maintient le pH constant (SAMBROOK et al. ,1986) afin d'éliminer l'effet de l'acidité

produite dans le milieu.

L’inhibition d'E.coli par acides organiques

Tableau13 : mesure de diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur E.coli à

milieu MRS normal et MRS tamponné

Les souches

les milieux

Lb1 Lb2 Lb3

MRS (pH 6.2) 17mm 9mm 2mm

MRS tamponné (pH 7) 4mm 0mm 0mm

Photo(17) : Activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS Témoin et MRS

non taponne) contre E .coli

Le résultat d’inhibition contre E.coli par les surnageant (de milieux MRS tamponné et MRS

non tamponné) ont montré clairement que Lactobacillus viridiscens(Lb1) inhibe la souche E.

coli même en milieu tamponné mais la zone d'inhibition obtenue par le surnageant normale

était grande que celle obtenue par le surnageant de milieu tamponnée. Alors le surnageant

de Lb1 contiens des substances inhibitrices de nature acides organiques ainsi que d'autres

substances, cette résultat a été décrit par plusieurs travaux (TODOROV et al, 2004 ;

KARTHIKEYAN et SANTOSH, 2009 ; MAMI, 2013).

Alors que les zones d'inhibition obtenue par des surnageant des souches lb2 et lb3 sont

disparues sur milieu MRS tamponné, cela s'explique par le fait que les souches lb2 et lb3

inhibent la souche E.coli par production des acides organiques (photo 17) et (Tableau 13 ) .

Zone d’inhibition

Lb1 Lb2 Lb3

T N

T

N

T

N


40

L’inhibition de Streptococcus sp par acides organiques

Tableau14 : mesure de diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur

Streptococcus sp. Sur milieu MRS Témoin et MRS tamponné

Les souches

les milieux

Lb2 Lb3

MRS (pH6.2) 3mm 4mm

MRS tamponné (pH 7) 0mm 2mm

Photo(18) : l’activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS normal et MRS

non taponne) contre Streptococcus sp.

Les résultats montrent que la souche Lb1 inhibe la souche Streptococcus sp. Par production

des acides organique car aucune zone d'inhibition obtenue par MRS tamponné n'a été

marquée .la souche Lb3 inhibe la croissance de Streptococcus sp. Par production des acides

organiques et d’autres substances antimicrobiennes car la zone d’inhibition est présent sur

MRS tamponné mais avec un diamètre réduit (Photo18)

L’inhibition de Staphylococcus aureus par production des acides organiques

Tableau15 : mesure diamètre de zone inhibition des souches lactobacilles sur Staphylococcus

aureus sur milieu MRS Témion et MRS tamponné

Les souches

les milieux

Lb1 Lb3

MRS (pH 6.2) 2mm 4mm

MRS tamponné (pH 7) 0mm 0mm

Zone d’inhibition

T

N

T

N

Lb2 Lb3


41

Photo(19) :l’activité antibactérienne de surnageant de lactobacilles (MRS normal et MRS non

taponne) contre Staphylococcus aureus

Les souches Lb2 et Lb3 ont une activité antibactérienne par production des acides organiques

vis –à-vis la souche Staphylococcus aureus parce que les zones d'inhibition contre cette

dernière sont disparues par l'utilisation des surnageants de MRS tamponné. (GUESSASet al.,

2005) ont affirmé que l’activité antagoniste des LB contre Staphylococcus aureus est due

majoritairement à la diminution du pH résultante de la production des acides organiques.

L’inhibition due au bactériophage

Plage de lyse

Photo (20) résultat de présence des bactériophages contre Staphylococcus aureus

Les phages peuvent être l'origine des inhibitions dans la croissance bactérienne (DAVIES ET

GASSON, 1980), Le test des phages s’est révélé négatif pour les souches pathogènes

utilisées, aucune plage de lyse n’est apparue après incubation. Sauf sur la souche

Staphylococcus aureus où on a marqué la présence de plage de lyse (photo 21) alors la

souche de Staphylococcus aureus utilisée possède des phages lysogènes.

Zone d’inhibition

T

N

T

N

Lb1 Lb3


42

L'inhibition due à une substance de nature protéique

D'après Les résultat obtenus, après traitement des surnageants avec l’enzyme pepsine et

chauffage du surnageant à 100°C pendant 30 min, on a constaté que l'inhibition des souches

pathogènes utilisés peut être due à la présence des bactériocines. Les bactériocines sont des

substances protéique produites par la bactérie lactique et secréter dans le milieu extérieur

(HUGAS et al. 2003).Si le halo d’inhibition disparait en présence de l’action d’une enzyme

protéolytique, l’agent inhibiteur est de nature protéique (Callewaert et De VUYST, 2000;

ASLIM et al. 2005).

Inhibition Sur E. coli :

Tableau 16 : Détermination la nature de substance inhibitrice traitée par le chauffage et la

pepsine contre E.coli

Surnageant

Lactobacilles

Surnageant traité

par pepsine

Surnageant chauffé

à 100°c pendant

30min

Surnageant

Témoin

Lb1 - - +

Lb2 - - +

Lb3 - - +

S p c

P s s

C c p

Lb1 Lb2 Lb3

Photo (21): l’inhibition du surnageant (S : normal, C : chauffé et P : traité par enzyme

pepsine) de lactobacille contre E. coli

Notre résultat montre clairement que les surnageants de lactobacilles Lb1, Lb2 et Lb3

perdre leur activité inhibitrice contre E .coli après chauffage et traitement par la pepsine.

Donc les trois souches produisent des substances de nature protéique vis- à-vis E. coli.

(Photo21) et (Tableau16).

Zone d’inhibition


43

Inhibitions vis –à-vis Staphylococcus aureus et Streptococcus sp.

Tableau 17 : Détermination de la nature de substance inhibitrice traitée par le chauffage et la

pepsine contre Staphylococcus aureus.

Surnageant

Lactobacilles

Surnageant traité

par pepsine

Surnageant chauffé

à 100°c pendant

30min

Surnageant

Témoin

Lb1 + - +

Lb3 + + +

Photo (22) : l’inhibition du surnageant (S : normal, f : chauffé et p : traité par enzyme

pepsine) de lactobacille contre Staphylococcus aureus.

Tableau 18 : Détermination la nature de substance inhibitrice traite par le chauffage et la

pepsine contre Streptococcus sp.

Surnageant

Lactobacilles

Surnageant traité

par pepsine

Surnageant chauffé

à 100°c pendant

30min

Surnageant

Témoin

Lb2 + + +

Lb3 + - +

S

Zone d’inhibition

Lb1 Lb3L Lb3

p

C

S

p

C


44

Photo (23) : l’inhibition du surnageant (S : normal, C : chauffé et P : traité par enzyme

pepsine) de lactobacille contre Streptococcus sp

La souche Lb 1 a perdu son activité inhibitrice sur Staphylococcus aureus après

traitement thermique, alors que le traitement avec la pepsine n'a aucun effet sur la substance

produite. Cette inhibition est peut être due alors à une substance protéique de nature

bactériocine insensible à la pepsine. Alors que la substance inhibitrice produite par la souche

Lb3 vis-à-vis Staphylococcus aureus ne peut être jamais de nature protéique car le traitement

thermique et enzymatique n'ont aucun effet sur son activité.

Les résultats montrent que la souche Lb2 produit une substance non protéique contre

Streptococcus sp.

Car l'activité antibactérienne de la souche n'était pas sensible à l'effet de chauffage et de

traitement enzymatique. La souche Lb3 inhibe la croissance de Streptococcus sp. Par

production de substance de nature protéique insensible à l'effet de la pepsine.

Les bactéries Gram+ sont généralement plus sensibles à l’effet bactéricide des bactéries

lactiques, Les bactériocines sont surtout actives sur les pathogènes à Gram+ et agissent en

formant des pores dans la membrane cytoplasmique qui entraînent des perturbations des

fonctions cellulaires (LABIOUI et al. 2005).

D'après les résultats de détermination de la nature de l'agent antibactérien on a constaté que :

Les trois souches lactiques isolées (Lactobacillus viridiscens Lb1, Lactobacillus

hilgardii Lb2 et Lactobacillus cellobiosus Lb3) sont douées d'une activité

antimicrobienne par production des acides organiques, de peroxyde d'hydrogène et

/ou production des bactériocines.

L'inhibition et la nature des agents antibactériens produits par les trois lactobacilles

Lb1, Lb2 et Lb3 se diffèrent contre les souches pathogènes utilisés.

Les trois souches lactiques produisent des acides organiques et une substance de

nature protéique inhibant la croissance de la souche E. coli. , et comme les

Zone d’inhibition

Lb2 Lb3

S

p

C

S

p

C


45

bactériocines sont de nature protéique et sont sensibles à l'effet des protéases, sa nous

permettra de classer la substance inhibitrice produite comme bactériocine.

Streptococcus sp.est inhibée par des acides organiques produites par les souches Lb1

et Lb3 ainsi que par une substance thermosensible de nature protéique produit par

Lb3, ou bien par l'effet de l' H2O2qui son effet n'est pas négligeable car la souche est

catalase négative, le peroxyde d'hydrogène peut être une origine d'inhibition chez les

bactéries lactiques selon (MORENO el al 1999).

Staphylococcus aureus est sensible à l'effet des acides organiques produites par les

souches Lb2 et Lb3,à l'effet des bactériophages ainsi que l'effet d'une substance

protéique thermosensible produit par la souche Lb1.

Il est à noter que parmi les 4 souches des lactobacilles isolées dans cette étude, 3 souches ont

un effet antagoniste contre les bactéries indésirables testées avec un spectre d’activité large.

Ceci peut expliquer la longue durée de conservation du lait de chamelle et son intérêt

thérapeutique (HASSAN et al. 2008).

Conclusion

Conclusion

47

Conclusion :

L’isolement et l’identification des bactéries lactiques appartenant au genre

Lactobacillus a été effectué à partir du lait chamelle provient de la région de Hassi Messaoud

wilaya d’Ouargla. 04 souches Isolats ont été caractérisés par leur forme de bâtonnet, gram

positif, catalase négative. Ces 4 isolats sont retenus et ont subi des tests physiologiques et

biochimiques pour identification de l’espèce. Les espèces révélées sont: Lb 1(Lactobacillus

viridiscens) ; Lb2 (Lactobacillus hilgardii) ; Lb 3(Lactobacillus cellobiosus) ; Lb

4(Lactobacillus delbrueckii).

Les Lactobacillus identifiées ont été testées pour déterminer leurs activités

antimicrobiennes vis-à-vis des souches à Gram+ (Staphylococcus aureus et Streptococcussp.)

et à Gram- (Escherichia coli et Pseudomonas sp.). Les résultats d'inhibition révèlent que

Les souches Lb1, Lb2 et Lb3 ayant une activité antibactérienne vis –à –vis les souches E.

coli, Staphylococcus aureus et Streptococcus sp. La souche Lb4 ne présente aucune activité

antibactérienne contre les souches pathogènes utilisées. Les quatre lactobacilles n'ont pas une

activité antibactérienne vis –à-vis la souche Pseudomonas sp.

D'après les résultats de détermination de la nature de l'agent antibactérien on a constaté

que Les trois souches lactobacilles isolées Lactobacillus viridiscens (Lb1), Lactobacillus

hilgardii (Lb2) et Lactobacillus cellobiosus (Lb3) produisent des acides organiques et une

substance de nature protéique inhibant la croissance de la souche E. coli .alors que la

croissance de la souche Streptococcus sp.est inhibée par des acides organiques produites par

les souches (Lactobacillus hilgardii Lb2et Lactobacillus cellobiosus Lb3) ainsi que par

substance thermosensible de nature protéique, l'effet de l' H2O2sur la souche Streptococcus

sp.estnon exclu car la souche est catalase négative. La souche de Staphylococcus aureus est

sensible à l'effet des acides organiques produites par les souches Lactobacillus cellobiosus

et Lactobacillus viridiscens, la souche est sensible également à l'effet des bactériophages

ainsi que l'effet d'une substance protéique thermosensible produit par la souche Lactobacillus

viridiscens Lb1.

Ces observations ouvrent des perspectives futures :

Application du génie génétique pour l’identification des souches lactiques isolées

Conclusion

48

Il serait intéressant de faire une caractérisation plus poussée et une purification des

substances inhibitrices produites par les souches de lactobacillus. Des études plus

approfondies doivent être menées pour caractériser l’agent inhibiteur.

Possibilités de développer un levain lactique local, constitué par les souches isolées,

ayant une activité antimicrobienne satisfaisante vis-à-vis des germes nuisibles.

Références bibliographiques


50

Références bibliographiques:

1. ADAMS. et MOSS. 2008. Antimicrobial effectiveness of spices: an approach for use in

food.

2. AHMAD FARIS MOHD ADNAN, IRENE K.P. TAN, 2007. Isolation of lactic acid

bacteria from Malaysian foods and assessment of the isolates for industrial potential.

BioresourceTechnology., 98: 1380-1385.

3. ALICE A. & SANCHEZ-RIVAS C. (1997). DNA supercoiling and osmoresistance in

Bacillus subtilis168. Current Microbiology, 35:309-315

4. ALLOUCHE F.N., HELLAL A., LARABa A., 2010. Etude de l’activité

antimicrobienne des souches de lactobacilles thermophiles utilisées dans l’industrie

laitière. Nature et Technologie., 3: 13-20.

5. AMMOR, S., TAUVERON, G., DUFOUR, E., CHEVALLIER, I. (2006). Antibacterial activity of

lactic acid bacteria

6. ANA BELEN F., LOPEZ-DIAZ M.C., ÁLVAREZ-MARTIN P. et MAYO B. 2006.

Microbienne antimicrobiennes des bactéries lactiques ; in " Bactéries Lactiques I"., de

Roissard et Luquet, Tech. Doc., Lavoisier, Paris.

7. AXELSSON L.T., CHUNG T.C., DOBROGOSZ W.Z., LENDGREN S., 1989.

Production of a broad spectrum antimicrobian substance by Lactobacillus reuteri.Micro. Eco.

Health Dis., 2: 131-136 .

8. BADIS, A., LAOUABDIA-SELLAMI, N., GUETARNI, D., KIHAL, M. et

OUZROUT, R., 2006: Caractérisation phénotypique des bactéries lactiques isolées à

partir du lait cru de chèvre de deux population caprines locales «Arabia et Kabyle». Sci.

Tech. 23, 30-37.

9. BARBOUR E.K., NABBUT N.H., FRERICHS W.N. et AL NAKHLI

H.M.(1984):Inhibition of pathogenic bacteria by camel’s milk ; relation to whey

lysozyme and stage of lactation. J. Food Protect., 47, 838-840.

10. BAREFOOT S.F., KLAENHAMMER T.R., 1983. Detection and activity of lactacin B,

a89 bacteriocin produced by Lactobacillus acidophilus. Appl Environ Microbiol, 45(6)

:1808-1815

11. BAREFOOT S.F., KLEANHAMMER T.R., 1984.Purification and characterization of the

Lactobacillus acidophilus bacteriocin, lactacin b. Antimicrobial.Agents chemother., 26: 328-

334.


51

12. BELARBI F,(2011) : Isolement et sélection des souches de bactéries lactiques

productrices des métabolites antibactériennes, Mémoire de Magistère,Université

d’ORAN Es Senia (2011)- 69,84,97.

13. BELLIL y, (2013) Evaluation de l’effet des substances antimicrobiennes produites par

Leuconostocmesenteroidesdu lait cru de chamelle sur Listeria spp.Mémoire de

Magistère,Université d’ORAN Es Senia (2013),45,52,78.

14. BENKERROUM N., MISBAH M., SANDINE W.E., et A. TANTAOUI ELARAKI,

1993. Developmen Bey F., 2009. Etude de l’intéraction antagoniste entre Lactobacillus sp. et

quelques souches d’entérobactéries. Mémoire de Magistère en Microbiologie Alimentaire et

Industrielle. Université d’Oran Es-Senia

15. BENKERROUM, N., OUBEL, H., ZAHAR, M., DLIA, S., MALTOUT, A. F. (2000).Isolation of

a bacteriocinproducing

16. BEY F., 2009. Etude de l’intéraction antagoniste entre Lactobacillus sp. et quelques souches

d’entérobactéries. Mémoire de Magistère en Microbiologie Alimentaire et Industrielle.

Université d’Oran Es-Senia

17. BJÖKROTH J., HOLZAPFEL W., 2006. GeneraLeuconostoc, Oenococcusand

Weissella.Prokaryotes. 4: 267-319.

18. BOTTAZZI V., 1988. An introduction to rod-shaped lactic bacteria, Biochimie, 70: 303-315

19. BOYD D.A., PETERS G.A., &MULVEY M.R. (2000). Pratical characterization of a

genomic island associated with the multidrug resistance region of Salmonella enteric

Typhymurium DT104. FEMS MicrobiolLett189:285-291.

20. CANNON J. P., Lee T. A., BOLANOS J. T. &DANZIGER,L. H. (2005). Pathogenic

relevance of Lactobacillus: a retrospective review of over 200 cases. Eur J Clin

Microbiol Infect Dis24 :31-40.

21. CAPLICE E., FITZGERALD G., 1999. Food fermentations: role of microorganisms in

food production and preservation. Int. J. Food Microbiol., 50(1-2) : 131-149

22. CAROLE l. VIGNOLA, (2002) : Science et technologie du lait

23. CARR FRANK J., CHILL DON, and MAIDA NINO, 2002. The Lactic Acid Bacteria:

A Literature Survey. Critical Reviews in Microbiology, 28(4): 281–370 citrate permease

in Leuconostoc. J. Appl. Microbiol. 22: 219-223.

24. DE VUYST LUC. et LEROY F. 2007. Bacteriocins from Lactic Acid Bacteria:

Production, Purification, and Food Applications. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 13:194–

199


52

25. DEVOYOD J.J. et POULLAIN F., 1988. Les Leuconostocs Propriétés: leur rôle en

technologie laitière, Le Lait, 68 (3) : 249-280

26. DORTU CARINE, THONART PHILIPPE, 2009. Les bactériocines des bactéries

lactiques : caractéristiques et intérêts pour la bioconservation des produits alimentaires.

Biotechnol. Agron. Soc. Environ., 13(1): 143-154

27. DOUMANDJI A., HELLAL A., SAIDI N., 2010. Purification de la bactériocine a partir

de Lactobacillus acidophiles 11, Rev. Microbiol. Ind. San et Environn., 4: 25-47

28. DRIDER, D., FIMLAND, G., HÉCHARD, Y., MCMULLEN, L. M., PRÉVOST, H. (2006). The

continuing story of classIIabacteriocins. Microbiol. Mol. Biol. Rev. ,2: 564-58

29. El AGAMY E.I., RUPPANNER R., ISMAIL A., CHAMPAGNE C.P.et ASSAF R.,

(1992) :Purification and characterization of lactoferrin, lactoperoxidase, lysozyme and

immunoglobulins from camel’s milk. Int. Dairy J., 6, 129-145.

30. El Soda M., Ahmed N., Omran N., Osman G., &Morsi, A. (2003). Isolation,

identification and selection of lactic acid bacteria cultures for cheese making. Emir.

Agric. Sci, 15 : 51-71.

31. El-Soda M., Farkye N., Vuillemarad J., Simard R., Olson N., El Kholy W., Dako E.,

Medrano E., Gaber M. et Lim L. 1995. Autolysis of lactic acid bacteria. Impact on

flavor development in cheese. Charalambous G. (Ed.), Food Flavour: Generation

Analysis and Process Influence.Elsevier Science B.V., Amsterdam, The Netherlands, pp.

2205

32. Farah Z. (1993): Composition and Characteristics of Camel Milk; review. J. DairyRes.,

60,603-626.

33. Farah Z. et BACHMAN M.R. (1987): Rennet coagulation properties of camel milk.

Milchwissenschaft, 42, 689-692

34. Farber J.M. 1991. Microbiological aspects of modified-atmosphere packaging

technology: a review. J. Food Prot. 54: 58-70.

35. FITZSIMMONs N.A., COGAN T.M., CONDON S. et BERESFORD T. 1999.

Phenotypic and genotypic characterization of non-starter lactic acid bacteria in mature

cheddar cheese. Appl. Environ. Microbiol. 65: 3418-3426.

36. Fox P.F. et LANE C.N. 2000. Contribution of starter and added lactobacilli to

proteolysis in Cheddar cheese during ripening.Int. Dairy. J. 5: 720-730.

37. GRAVESEN A., RAMNATH M., RECHINGER K. B, ANDERSEN N., JANSCH

L., Hechard Y., HASTINGS J.W., KNOCHEL S., 2002. High-level resistance to class


53

IIabacteriocins is associated with one general mechanism in Listeria monocytogenes.

Microbiology. 148: 2361-2369

38. GUESSAS BETTACHE., 2006. Les potentialities métaboliques des bactéries lactiques

isoleés du lait cru de chèvre dans le biocontrole de Staphylococcus aureus. Thèse de Doctorat

en microbiologie appliqué. Université d’Oran Es-S

39. GUIRAUD J.P. (1998) : Microbiologie des principaux produits alimentaires ; in :

«Microbiologie Alimentaire, Techniques de Laboratoire » Dunod, Paris.

40. GUIZANI T., NIZAR T. et TRIKi S. 2007. Microbiology of Starter Cultures. In

Dairy Microbiology

41. HAMMES W.P., HERTEL C., 2006. The Genera Lactobacillus and

Carnobacterium. Prokaryotes, 4: 320-403Handbook. Inc.Publication.261 -347.

42. HOLZAPFEl W.H., 2002. Appropriate starter culture technologies for small-scale

fermentation in developing countries. Int. J. Food Microbiology. 75: 197-212

43. HOLZAPFEl, W. H., HABERER, P., GEISEN, R., BJÖRKROTH, J., SCHILLINGER, U.

(2001).Taxonomy and important features of probiotic microorganisms in food and nitrition. Am. J.

Clin. Nutr., 73: 36S-73S

44. HWANHLEM N., BURADALENg S., WATTANACHANT S., BENJAKUL S.,

TANI A., MANEERAT S., 2011. Isolation and screening of lactic acid bacteria from

Thai traditional fermented fish (Plasom) and production of Plasom from selected strains.

Food Control, 22: 401-407

45. JACOB F., SIMINOVITCH L., WOLLMAN E., 1953.Comparison between the induced

biosynthesis of colicine and of bacteriophage and between their mode of action. Ann. Inst.

Pasteur., 84(1): 313-318

46. JULIE J. et ISMAIL F. (2002). Microbiologie de lait. Science et technologie de lait.

Ecole polytechnique de Montréal

47. KHEDID K., FAId M., MOKHTARi A., SOULAYMANI A., ZINEDINe A., 2009.

Characterization of lactic acid bacteria isolated from the one humped camel milk

produced in Morocco. MicrobiologicalResearch., 164: 81-91

48. KIHAL M., PREVOST H., LHOTTE M.E., HUANG D.Q. et DIVIES C. 1996.

Instability of plasmidencoded

49. KLAENHAMMER T.R., 1988. Bacteriocins of lactic acid bacteria.Biochimie., 70: 337-

349

50. KLAENHAMMER T.R., 1993. Genetics of bacteriocins produced by lactic acid

bacteria.FEMS


54

51. KÖNIG, H. et FRÖHLICH, J. (2009). Biology of microorganisms on grapes, in must and in

wine.Springer- Verlag, Berlin Heidelberg labioconservation des produits alimentaires. Biotechnol.

Agron. Soc. Environ. , 13: 143-154

52. LAMONTAGNE MICHEL Claud P., CHAMPAGNE J., REITZ A., SYLVAIN M.,

NANCY G., MARYSE L., Lactococcus lactis subsp. lactisand application to control Listeria

monocytogenesin Moroccan Jben. J. Appl. Microbiol. ,89: 960-968.

53. LANE C. N., & FOX P. F. (1996). Contribution of starter and added lactobacilli to

proteolysis in Cheddar cheese during ripening. Int. Dairy J. 6 : 715-728.

54. LARPENT-GOURGAUD MONIQUE, MICHAUX ODILE, LRPENT J.P,

DESMASURES NATHALIE, DESMAZEAUD MICHEL, MANGIN IRENE,

MASSON FLORENCE, MONTEL M.C. et TAILLIEZ PATRICK., 1997. Les

ferments lactiques et bactéries apparentées In Microbiologie alimentaire Techniques de

laboratoire. Larpent J-P. Tec & Doc, Lavoisier, pp: 199-255

55. LEVEAU J-Y., BOUIXMRIELLE, De ROISSART H., 1991. La flore lactique In

Technique d’analyse et de contrôle dans les industries agroalimentaire. Bourgeois C.M.,

Leveau J-Y. Tec & Doc, Lavoisier, pp: 152-

56. LYNCH C. M., MCSWEENEY P. L. H., Fox P. F., COGAN, T. M., &DRINAN, F.

D. (1996). Manufacture of Cheddar cheese with and without adjunct lactobacilli under

controlled microbiological conditions. Int. Dairy J. 6 : 851-867.

57. MAMI, A., HENNi, J. E., KIHAl, M. (2008).Antimicrobial activity of Lactobacillus species

isolated from

58. MCAULIFFe O., HILL C., ROSS R.P., 2000. Each peptide of the two-component

lantibioticlacticin 3147 requires a separate modification enzyme for activity.

Microbiology., 146: 2147-2154

59. MCAULIFFE O., RYAN M.P., ROSS R.P., Hill C., BREEUWEr P., ABEE T., 1998.

Lacticin 3147, a broad-spectrum bacteriocin which selectively dissipates the membrane

potential.Appl Environ Microbiol., 64(2): 439-445

60. MOLL G.N., KONINGS W.N., DRIESSEN A.J.M., 1999.Bacteriocins: mechanism of

membrane insertion and pore formation. Antonie Van Leeuwnhoek., 76: 185-198

61. MONTVILLE T.J., WINKOWSKI K., LUDESCHER R.D., 1995. Models and

mechanisms for bacteriocin action and application. International Dairy Journal., 5: 797-

814


55

62. MORAES, M. P., PERIN, L. M., ORTOLANI, M. B. T., YAMAZI, A. K., VIÇOSA, G. N.,

NERO, L. A. (2010). Protocols for the isolation and detection of lactic acid bacteria with

bacteriocinogenic potential.Food Sci.Technol.,43: 1320-1324.

63. MORISSET D., BERJEAUD J-M., FRERE J., HECHARD Y., 2005. Bactériocines

de bactéries lactiques In Bactéries lactiques et probiotiques. Luquet F-M, Corrieu G. Tec

& Doc, Lavoisier, pp: 113-194 mucus of lamb. Acta Facultatis Pharmaceuticae

Universitatis Comenianae. 55: 64-72.

64. NAVARRO L., ZARAZAGA M., SAENz J., RUIZ-LARREA F., et TORRES C.,

(2000). Bacteriocin production by lactic acid bacteria isolated from Rioja red wines. J.

Appl. Microbiol. 88: 4

65. NES I.F., Diep D.B., HAVARSTEIN L.S., BRURBERG M.B., EIJSINK V., HOLO

H., 1996. Biosynthesis of bacteriocins in lactic acid bacteria.Antonie van Leeuwenhoek.,

70: 113-128

66. NOVEl G., 1993. Les bactéries lactiques In Microbiologie industrielle : les microorganismes

d’intérêt industriel. Leveau J-Y., Bouix M. Tec & Doc, Lavoisier, pp : 170-374

67. PAUL D. COTTER, COLIN HILL, PAUL ROSS R., 2005. Bacteriocins: developing

innate immunity for food. Nature ReviewsMicrobiology., 3: 777-788

68. PILET C., BORDON J. L., TOMA B., MARCHAL M.,BALBASTRE C. (1979):

Bactériologie médicale et vétérinaire. Systématique bactérienne, 2 èmeEd., DOIN, Paris.

69. Pilet M-F., Magras Catherine et Michel Federighi, 2005. Bactéries lactiques In

Bactériologie alimentaire “compendium d’hygiène des aliments”. Federighi M. Economica,

pp: 219-242

70. RAJARAM G., MANIVASAGAN P., GUNASEKARAN U., RAMESH S.,

ASHOKKUMAR S., Thilagavathi Rink R., Kuipers A., Boef E., Leenhouts K.,

DRIESSEN A., MOLL G.N., 2005. Lantibiotic Structures as Guidelines for the Design

of Peptides That Can Be Modified by Lantibiotic Enzymes.Biochemistry., 44 (24): 8873-

8882

71. REID G. & BURTON J. (2002). Use of Lactobacillus to prevent infection by

pathogenic bacteria. Microbes and Infection 4 :319-324.

72. SALMINEN S., BOULEY M.C., BOUTRON-RUALT M.C., CUMMINGS J.,

FRANCk A., GIBSON G., SALMINEN S., ISOLAURI E., SALMINEN E., 1996.

Clinical uses of probiotics for stabilizing the gut mucosal barrier: succesful strains and

future challenges. AnatomieLeeuvenhoek., 70: 347-358


56

73. SAVADOGOALY, OUATTARACHEIK A.T., BASSOLEIMAEL H. N., Traore S.

Alfred, 2006. Bacteriocins and lactic acid bacteria-a minireview.African Journal of

Biotechnology., 5 (9): 678-683

74. SCHILLINGER U. et LÜCKEK. 1989. Animicrobial activity of Lactobacillus sake

isolated from meat. Appl. Environ. Microbiol. 55: 1901-1906.

75. SIBOUKEUR A. (2011) Etude de l’activité antibactérienne des bactériocines (type

nisine) produites par Lactococcus lactissubsplactis, isolée à partir du lait camelin.

Mémoire de Magister, Université d’Ouargla, 2011, 6, 10

76. SIBOUKEUR A., SIBOUKEUR O. (2012). Caractéristiques physico-chimiques et

biochimiques du lait de chamelle collecté localement en comparaison avec le lait bovin.

77. SIBOUKEUR O .K., (2007): Etude du lait camelin collecté localement : caractéristiques

physico-chimiques et microbiologiques ; aptitudes à la coagulation. thèse de doctorat en

Sciences Agronomiques université INA ELHarrach-Alger

78. SENOUSSI C. (2011). Les protéines sériques du lait camelin collecté dans trois régions

du sud algérien : essais de séparation et caractérisation de la fraction protéose peptone.

Université Mouloud Mammeri de Tizi Ouzou, 4, 7, 8, 17-19.

79. STILES MICHAEL E., HOLZAPFEL WILHELM H., 1997. Lactic acid bacteria of foods

and their current taxonomy.Inter. J. Food Microbiol, 36: 1-29

80. TAGG J.R., DAJANI A.S., WANNAMAKER L.W., 1976. Bacteriocins of gram-positive

bacteria.Bacteriol. Rev., 40: 722-756

81. Tamime, A. Y., Saarela, M., Sondergaard, A. K., Mistry, V. V. et Shah. N. P., 2005:

Production and Maintenance of Viability of Probiotic Micro-organisms.Dairy. Prod. 39–72.

82. TAYLOR M.J., BANDI C. et HOERAUF A. 2005. Wolbachia bacterial endosymbionts

of filarial nematodes. Advin Parasitol. 60: 245-284.

83. TEUBER MICHAEL, GEIS ARNOLD, 2006. The Genus Lactococcus. Prokaryotes 4:

205-228

84. THONART P. ETHILIGSMANN S. 2009. Identification of newly isolated lactobacilli

from stomach

85. THOMPSON J. et TORCHIA., D.A. 1984. Use of 31P nuclear magnetic resonance

spectroscopy and 14C fluorography in studies of glycolysis and regulation of pyruvate

kinase in Streptococcus lactis. J. Bacteriol. 158: 791–800.

86. VAN BELKUM M.J., HAYEMA B.J., GEIS A., KOK J., VENEMA G., 1991.

Organization and nucleotide sequences of two Lactococcus bacteriocin operons.Appl

Environ Microbiol57: 492-498

87. WHITEHEAD H.R., RIDDet W., 1933. Slow development of acidity in cheese

manufacture. Investigation of a typical case of “non-acid” milk.N Z J Agric., 46: 225-229


57

88. THOMPSON J. et TORCHIA., D.A. 1984. Use of 31P nuclear magnetic resonance

spectroscopy and 14C fluorography in studies of glycolysis and regulation of pyruvate

kinase in Streptococcus lactis. J. Bacteriol. 158: 791–800

89. SIEGUMFELDT H., RECHINGER K.B. et JAKOBSEN M. 2000. Dynamic changes

of intracellular pH in individual lactic acid bacterium cells in response to a rapid drop in

extracellular pH. Appl. Environ. Microbiol. 66: 2330-2335.

90. Lopez-Diaz T.M., Alonso C., Roman C., Garcia-Lopez M.L. et Moreno B.

2000. Lactic acid bacteria isolated from a hand-made blue cheese. Food Microbiol. 17: 23-32.

91. Mathara J.M., Schillinger U., Kutima P.M., Mbugua S.K. et Holzapfel W.H.

2004. Isolation, identification and characterisation of the dominant microorganisms of kule

naoto: the Maasai traditional fermented milk in Kenya. Int. J. Food Microbiol. 94: 3, 269-278.

92. El Shafei H.A., abdel-Sabour H., Ibrahim N. et Mostefa Y.A. 2000. Isolation,

screening and characterisation of the bacteriocin-producing Lactic and bacteria isolated from

traditional fermented. Food Microbiol. Res. 154: 4, 321.

93. Desmazeaud M.J. et De Roissart H., 1994. Métabolisme général des bactéries

lactiques. In Bactéries lactiques. De Roissart H., Luquet F.M. Tome 1, Lrica. pp : 169-207

94. Klein G., Pack A., Bonaparte C. et Reuter G. 1998. Taxonomy and physiology of

probiotic lactic acid bacteria. Int. J. Food Microbiol. 41: 103-125.

95. Nannen N.L et Huntkins R.W. 1991. Proton-translocating adenosine triphosphatase

activity in lactic acid bacteria. J. Dairy Sci. 74: 747-751.

96. De Vuyst Luc. et Leroy F. 2007. Bacteriocins from Lactic Acid Bacteria: Production,

Purification, and Food Applications. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 13:194–199.

97. Juven Benjamin J et Pierson Merle D. 1996. Antibacterial Effects of Hydrogen

Peroxide and Methods for Its Detection and Quantitation. J. Food Protection. Volume 59,

Number 11, November. pp. 1233-1241(9).

98. Sambrook J., Fritsh E.F. et Maniatis T. 1986. Molucular Cloning : A Laboratory

Manual . Cold Spring Harbor Laboratory Bress, 2ème Edition, Nez York. p.96.

99. Todorov S.D., van Reenen C.A et Dicks L.M. 2004. Optimization of

bacteriocinproduction by Lctobacillus plantarum ST13BR, a strain isolated from barely beer. J.

Gen. Appl. Microbiol. 50: 149-157.

100. Moreno I., Lerayer A.L.S. et de Freitas Leitão M.F. 1999. Detection and

characterization of bacteriocin-producing Lactococcus lactis strains. Rev. Microbiol. 30: 2-19.

101. Aslim B., Yuksekdag Z.N., Sarikaya E. et Beyatli Y. 2005. Determination of the

bacteriocinlike substances produced by some lactic acid bacteria isolated from Turkish dairy

products. LWT. 38: 691-694.


58

102. Callewaert R., De Vuyst L., Remedios M. et Moreno F. 2002. Isolation of

bacteriocins through expanded bed adsorption using a hydrophobic interaction medium.

Bioseparation.

103. 10(1-3):45-50.

104. Labioui H., Elmoualdi L., El Yachioui M., Ouhssine M., 2005. Sélection de

souches de bactéries lactiques antibactériennes. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux., 144: 237-250.

105. Ludwig W., Schleifer K-H., Whitman W.B., 2008. Bergey's taxonomic outlines -

Revised Road Map to the Phylum Firmicutes., vol. 3. Disponible

http,//www.bergeys.org/outlines/Bergeys_Vol_3_Outline. pdf

106. Eom H-J., Seo D.M., Han N.S., 2007. Selection of psychrotrophic Leuconostoc spp.

producing highly active dextransucrase from lactate fermented vegetables. Int .J. Food

Microbiol., 117: 61-67

107. Ho Thi Nguyet Thu, 2008. Étude de la flore lactique du Nem Chua, produit carné

fermenté cru traditionnel du sud Vietnam et maîtrise du processus de fermentation par ajout de

souches lactiques sélectionnées spécifiques du produit. Thèse de Doctorat en Sciences des

Aliments et Nutrition. Université Bordeaux 1- France

108. Vollenweider S., 2004. 3-hydroxypropionaldehyde: applications and perspectives of

biotechnological production. Appl. Microbiol. Biotech., 64: 16-27.

109. Saidi N., Guessas B., Bensalah F., Badis A., Hadadji M., Henni D.E, Prevost H. et Kihal M., 2002. Caractérisation des Bactéries Lactiques Isolées du Lait Cru de Chèvre des

Régions Arides d’Algérie. Journal Algérien des Régions Arides., 01: 01-14

110. Hugas M., Garriga M., Aymerich T., Monfort J.M., 1993. Biochemical

characterization of lactobacilli from dry fermented sausages. Inter. J. Food Microbiol., 18 (2):

107-113.

111. Pot, B., Ludwig, W., Kersters, K. & Schleifer, K.-H. (1994). Taxonomy of lactic

acid bacteria. In Bacteriocins of lactic acid bacteria; Microbiology, genetics and applications,

pp. 13-90. Edited by L. De Vuyst & E. J. Vandamma. London, UK: Chapman and Hall.

112. Guessas, B., 2007. Les particularités métaboliques des bactéries lactiques isolées du lait

cru de chèvre dans le biocontrole de Staphylococcus aureus. Thèse de doctorat. Université

d’Oran Es-senia.

113. Guinane, C.M., Cotter, P.D., Hill, C. and Ross, P., 2005. A review: microbial

solutions to microbial problems; lactococcal bacteriocins for the control of undesirable biota of

food. J. Appl. Microbiol., 98: 1316-1325.


59

114. Dellaglio, F., de Roissart, H., Torriani, S., Curk, M. C. & Janssens, D.

(1994). Caractéristiques générales des bactéries lactiques. In Bactéries Lactiques, pp. 25-116.

Edited by H. de Roissart & F. M. Luquet. Uriage, France: Lorica.

115. Schleifer, K. H. & Stackebrandt, E. (1983). Molecular systematics of prokaryotes.

Annu Rev Microbiol 37, 143- 187.

116. Van Den Berg, J. C., Smits, A., Pot B., Zedeboer, M., Kersters, K., Verbakel,

J. M. A. & Verrips, C. T. (1993). Isolation, screening and identification of lactic acid bacteria

from traditional food fermentation process and culture collections. Food Biotechnol 7, 189-205.

117. Isolauri E., Salminen S. & Ouwehand A. C. (2004). Microbial-gut interactions in

health and disease. Probiotics. Best Pract Res Clin Gastroenterol 18:299-313.

118. Mami, A., Henni, J. E. et Kihal, M. 2008: Antimicrobial activity of Lactobacillus

species

119. isolated from Algerian raw goat’s milk against Staphylococcus aureus. W. J. Dairy.

Food. Sci. 1-11.

120. Servin A. L. (2004). Antagonistic activities of lactobacilli and bifidobacteria against

121. microbial pathogens. FEMS Microbiol Rev 28: 405-440.

122. FAO. 2008. Camel milk. Retrieved from. http://www.fao.org/ag/againfo/themes/en/

dairy/camel. Html.

123. ABDELGADIR,W. S., AHMED, T. K. AND DIRAR, H. A., 1998. The traditional

fermented milk products of the Sudan. International Journal of Food Microbiology, 44: 1-13. 124. HASSAÏNE, O., ZADI, Z. K., KARAM, N.E., 2007. Technologically important

properties of lactic acid bacteria isolated from raw milk of three breeds of Algerian dromedary

(Camelus dromedarius). African Journal of Biotechnology. 6: 1720-1727.

125. ZEUNER F.E., 1963. A History of Domesticated Animals. Hutchinson Ed.,

London.

126. MORENO, I., LERAYER, A.L.S. & LEITAO, M.F.F., 1999. Detection and

cheracterization of bacteriocinproducing Lactococcus lactis strains. Revista de Microbiologia, 30

: 130-136.

127. AUDISIO M.C., OLIVERA G., APELLA, M.C. (2001). Effect of different complex

carbon

128. sources on growth and bacteriocin synthesis of Enterococcus faecium. Int. J. Food

Microbiol., 63, 235-241.

129. PARENTE E., BRIENZA C., MOLES. M. et RICCIARDI A. (1995) .A comparison

of methods for the measurement of bacteriocin activity. J. Microbiol. Meth., 22, 95-108.

http://www.fao.org/ag/againfo/themes/en/


60

130. SBOUI A., KHORCHANI T., DJEGHAM M. et BELHADJ O. (2009). Comparaison

de la composition physicochimique du lait camelin et bovin du Sud tunisien; variation du pH et

de l’acidité à différentes températures ; Afrique SCIENCE 05(2), 293 – 304.

131. CHETHOUNA F. (2011) : Etude des caractéristiques physico-chimiques, biochimiques

et la qualité microbiologique du lait camelin pasteurisé, en comparaison avec le lait camelin cru.

Thèse de Magister en Sciences Biologiques Université Kasdi Merbah Ouargla.

132. VIGNOLA C. (2002). Science et technologie du lait éd. Presses internationales

polytechnique.

Annexes

Annexes

62

Annexe0 1 : Milieux de culture

Milieux MRS (De man Rogossa et sharp, 1960) : est utilisé pour la culture des Lactobacilles.

Ingrédients Piods g/ml

Extrait de viande

Extrait de levure

Peptone

Glucose

Tween 80

Citrate de sodium

Acétate de sodium

Sulfate de manganèse

Phosphate potassique

Eau distillée

pH 7,2

Autoclavage 120°C pendant 20 min

10g

2g

10 g

20g

1mg

2g

1g

0,05g

2g

1000ml

MILIEUM17 (TERZAGHI ET SANDINE, 1975)


Peptone de caséine

PEPTONE PEPSIQUE DE VIANDE

PEPTONE PAPAÏNE DE SOJA

Extrait de levure

EXTRAIT DE VIANDE

B-GLYCEROPHOSPHATE

MGSO

LACTOSE

ACIDE ASCORBIQUE

AGAR-AGAR

EAU DISTILLEE

pH7.2

Autoclavage 120°C, 20 min

10 g

2,5 g

5 g

2,5 g

5 g

19 g

4 0,25 g

5 g

0,5 g

20 g

1000 ml

Annexes

63

Milieu Base Falkow


Extrait de levure

Peptone

Glucose

Bleu de bromatémol

Arginine


3g

5 g

1g

0,02 g

0.05g

Milieu MRS-BCP Sans Extrait De Viande


Extrait de levure

Extrait de viande

Peptone

Acétate de sodium

Citrate de sodium

Glucose

KH2PO4

MgSO4

MnSO4

Bleu de bromatémol

Eau distillée

pH 6,8


5 g

10 g

10 g

5 g

2 g

20 g

2 g

0, 25 g

0, 05 g

0,025 mg

1000 ml

Annexes

64

Gélose nutritif (GN) :


Peptone

Extrait de viande

Extrait de levure

NaCl

Agar

Eau distillée

pH 7

Autoclavage durant 15 min à 121°C.

5g

1g

2g

5g

15g

1000 ml

Milieu Mueller-Hinton (Mueller et Hinton, 1941)


Infusion de viande de bœuf

Peptone de caséine

Amidon de mais

Agar-agar

pH7.4


3000 cm3

17,5 g

1,5 g

17 g

MRS tamponnée à pH 7:


Milieu MRS (Man, Rogossa et Sharpe,

1960) + Tampon phosphate :

Phosphate monopotassique

Phosphate disodique

Autoclave 20min à 120°C

5 4 g/l

17,8 g/l

Annexes

65

Milieu lait écrémé :


Lait écrémé

Eau distillée

La stérilisation à 110°C Pd 10 min

10g

100 ml


Extrait De Viande

Extrait De Levure

Peptone

Chlorure De Sodium

pH 7.4


1 g

2 g

5 g

5 g

Tampon phosphate :


KH2PO4

Na2HPO4

Eau distillé


13,697g

17,814g

1000ml

Annexe0 2 : Les Coloration de Gram

Coloration de Gram (Larpent et Larpent, 1990) Sur les frottis fixés, on ajoute quelques gouttes

de violet de gentiane qu’on laisse agir 1minute. Le colorant est jeté, et la préparation est

recouverte du lugol (solution aqueuse d’iode et d’iodure de potassium) pendant 30 secondes,

l’opération est répétée une deuxième fois. Ensuite, la préparation est décolorée à l’alcool 90°. On

rince avec de l’eau distillée. En fin, quelques gouttes de fuchsine de Ziehl sont versées sur la

lame qu’on laisse agir 1minutes. La lame est lavée à l’eau distillée. Après séchage, on passe à

l’observation microscopique à l’immersion

Annexes

66

Annexe0 3 : Les appareils

Balance (DENVER Instrument) PH mètre(Enolab)

Microscopie Optique(Euromex) Centrifugation Réfrigère(Hettich)

Incubateur agitateur(Heidolphuninax) Hotte

Etuve Four pasteur(Heraeus)

Annexes

67

Centrifugation Micropipette

Plaque chouffants (VelpScientifica) Autoclave (Systec)

Résume

Nous avons isolé et identifié quatre souches de lactobacilles à partir d’un échantillon de lait de chamelle cru provient de la région de Hassi Massoud wilaya d’Ouargla, afin de tester leur activité antibactérienne vis -à-vis des souches pathogènes isolées au niveau des laboratoires d’analyses médicales. Les résultats d’identification obtenus nous ont permis d’identifier les isolats comme suit : La souche S1 (Lb1) Lactobacillus viridiscens, la souche S2 (Lb 2) Lactobacillus hilgardii, la souche S3 (Lb 3) Lactobacillus cellobiosus et la souche S4 (Lb 4) Lactobacillus delbrueckii. Les 04 souches ont été testées pour leur effet antibactérien à l’encontre de Staphylococcus aureus et Escherichia coli, Pseudomonas sp. Et Streptococcus sp. L’interaction de nos souches lactiques avec les bactéries pathogènes était détectée par technique des puits sur milieu gélosé dont la formation des halos autours des puits indique la présence d'inhibition. D'après les résultats on note que Les souches Lb1, Lb2 et Lb3 ayant une activité antibactérienne vis –à –vis les souches E. coli, Staphylococcus aureus et Streptococcus sp.La mesure des diamètres d'inhibition révèle des diamètres qui se varient de 1 à 33 mm. Alors que la souche Lb4 ne présente aucune activité antibactérienne contre les souches pathogènes utilisées. L'inhibition et la nature des agents antibactériens produits par les trois lactobacilles Lb1, Lb2 et Lb3 se changementt contre les souches pathogènes utilisés. L'effet des acides organiques sur les souches pathogènes est majoritaire car les trois souches E. coli, Staphylococcus aureus et Streptococcus sp. Sont inhibées par des acides organiques produites par Lb1, Lb2 et Lb3. L'effet des bactériocines est aussi aperçu car une substance de nature protéique thermosensible est responsable de l'inhibition des souches pathogènes utilisées. Mots-clés: Lactobacilles ; Lactobacillus ; Bactériocines ; activité antibactérienne ; lait de chamelle.

Summury

We have isolated and identified four strains of lactobacilli from a sample of raw camel milk comes from the region of HassiMassoudwilaya of Ouargla, to test their antibacterial activity against isolated pathogenic strains isolated from medical laboratories. The identification results allowed us to identify the isolates as follows: S1 strain (Lb1) Lactobacillus viridiscens, S2 strain (Lb 2) Lactobacillus hilgardii, S3 strain (Lb 3) Lactobacillus cellobiosus and the last strain S4 ( 4 lb) Lactobacillus delbrueckii. The 04 strains were tested for their antibacterial effects against Staphylococcus aureus,Escherichia coli, Pseudomonas sp. andStreptococcus sp. The interaction of our lactic strains with pathogenic bacteria was detected by well diffusion technique on agar medium including forming halos around wells indicates the presence of inhibition. From the results we note that the strains Lb1, Lb2 and Lb3 having antibacterial activity againstE. coli strains, Staphylococcus aureus and Streptococcus sp. The measurement of inhibition diameters reveals diameters which range from 1 to 33 mm. While Lb 4 strain exhibits no antibacterial activity against the pathogenic strains used. Inhibition and nature of antibacterial agents produced by the three lactobacilli Lb1, Lb2 and Lb3 isdifferent against pathogenic strains used. The effect of organic acids on pathogenic strains prevails because the three strains E. coli, Staphylococcus aureusand Streptococcus sp.Are inhibited by organic acids produced by Lb1, Lb2 and Lb3. The effect of bacteriocins is also realized as a heat-sensitive protein substance is responsible for inhibition of pathogenic strains used. Keywords: lactobacilli; Lactobacillus; Bacteriocins; antibacterial activity; camel milk.

الملخص

سالالخ تكرٍرٌا مه ػٍىاخ دهٍة واقح مأخىرج مه مىطقح داسً مسؼىد ورقهح ورنك مه اجم اخرثار قذرذها ػهى كثخ ومى انثكرٍرٌا 4قمىا تؼسل

.أثثرد انىرائج أن انسالالخ انمؼسونحمه دهٍة انىاقح ذصىف كانرانً .انممرضحانمؼسونح مه مخاتر انرذانٍم انطثٍح

Lb4Lactobacillus و Lb3Lactobacillus cellobiosus و Lb2 Lactobacillus hilgardii و Lb1Lactobacillus viridiscensانسالنح

delbrueckii. :جرتد كم مه األرتغ سالالخ نمؼرفح وشاطها انمضاد نىمى كم مه

Staphylococcus aureus ,Escherichia coli, Pseudomonas sp., Streptococcus sp

. ذشكم هاالخ دىل انثقة دنٍم ػهى دذوز إػاقح, انرفاػم تٍه سالنرىا انهثىٍح و انثكرٍرٌا انممرضح ذم اخرثارهاترقىٍح انثقة فً وسظ زرع صهة

:ذمهك وشاط مضاد نهسالالخLb3 وLb1Lb2مه انىرائجانمذصم ػهٍها والدظ أن انسالالخ

Staphylococcus aureus, Escherichia coli, وStreptococcus sp ووالدظ , مهم33-1إن دساب أقطار انرثثٍظ ٌكشف ػه أقطار ذرراوح تٍه

نم ذظهر أي وشاط مؼٍق ضذ انثكرٍرٌا انممرضح انمسرؼمهحLb4أٌضا أن انسالنح

ذأثٍر . انمخرهفح ضذ انثكرٍرٌا انممرضح انمسرؼمهح Lb3 وLb2, Lb1انرثثٍظ وطثٍؼح انؼىامم انمضادج نهجراثٍم وانمىرجح مه طرف انثالز سالالخ

Escherichia coliثالز سالالخالاألدماض انؼضىٌح ػهى انسالالخ انمسثثح نألمراض ٌسىد ألن Staphylococcus aureus و Streptococcus spثثظ ومىها تفؼم األدماض انؼضىٌح انمىرجح مه طرف Lb2 , Lb1وLb3 . وذأثٍر

bactériocinesأيضاباعتبارهمادةالبروتينيةالحساسةللحرارةهيالمسؤولةعنتثبيطالسالالتالمسببةلألمراضالمستخدمة.

.، انىشاط انمضاد نهثكرٍرٌا، دهٍة انىاقحLactobacillus ،Lactobacillus ،Bacteriocins:الكلمات المفتاحية

Etude de l’activité antimicrobienne des quelques … · Etude de l’activité antimicrobienne...

Documents

Transcript of Etude de l’activité antimicrobienne des quelques … · Etude de l’activité antimicrobienne...