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République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Département de pharmacie

THESE POUR L’OBTENTION DU GRADE DE DOCTEUR EN SCIENCES MEDICALES

Thèse soutenue publiquement le 03 Décembre 2017 par : DOCTEUR LAHCENE BENMAHDI Maitre-assistant en microbiologie

Composition du jury :

Président : Professeur Lakhdar MOKHTARI………………. .........Faculté de médecine d’Oran Membres : Professeur Rachid BELOUNI............................... …….Faculté de médecine de Blida

Professeur Anwar BENABEDALLAH…………. ..Faculté de médecine de Tlemcen

Docteur Mohamed Amine BENHAMED (MCA) …...…Faculté de médecine d’Oran

Directeur de thèse : Professeur Malek NAIM....................................... .........Faculté de médecine d'Alger

Année 2017

LES PNEUMOPATHIES ACQUISES SOUS VENTILATION

MECANIQUE : BACTERIOLOGIE ET BIOFILM

LES PNEUMOPATHIES ACQUISES SOUS VENTILATION

MECANIQUE : BACTERIOLOGIE ET BIOFILM

Thèse présentée par Dr. LAHCèNE BENMAHDI

Maitre-assistant en microbiologie

DIRECTEUR DE THESE : Pr MALEk NAIM

Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique sont les plus fréquentes et les

plus graves atteintes infectieuses nosocomiales en réanimation. Sur le plan bactériologique, les germes en cause sont souvent des bacilles à Gram

négatif, rarement des Cocci à Gram positif, caractérisés par leur multirésistance aux antibiotiques et leur capacité pour certaines espèces comme Pseudomonas aeruginosa à produire des biofilms sur les tissus de l’arbre respiratoire et sur le matériel médical inerte comme les sondes endotrachéales ou les cathéters vasculaires.

Le diagnostic bactériologique est basé en routine sur les cultures quantitatives et qualitatives des prélèvements des sécrétions respiratoires protégés des contaminations des flores oro-pharyngées (Prélèvement distal protégé).

Afin de connaître l’étiologie bactérienne des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique et de caractériser les germes isolés, notamment leur profil de résistance, nous avons étudié 172 Prélèvements distaux protégés provenant des patients hospitalisés en réanimation polyvalente de l’Hôpital Militaire Régional Universitaire d’Oran du 01/06/2013 au 31/05/2015.Nous avons également étudié la production de biofilm pour certaines espèces.

Les résultats globaux sont les suivants : 65 Prélèvements distaux protégés positifs soit une fréquence de 37,80 %, les espèces

isolées sont essentiellement des bacilles à Gram négatif : l’Acinetobacter baumannii (33,8 %), Klebsiella pneumoniae (24,6 %), Pseudomonas aeruginosa avec une fréquence de 10,8 %, les Cocci à Gram positif sont dominés par le Staphylococcus aureus (10 ,8 %). Le caractère monomicrobien était majoritaire, la multirésistance aux antibiotiques est retrouvée avec une fréquence élevée : Acinetobacter baumannii résiste à l’Imipenème (81%), Klebsiella pneumoniae ßlactamases à spectre étendu positive (68 %), Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline (57 %) et Pseudomonas aeruginosa résistant à Imipenème (57 ,5 %). Par ailleurs plus de 50 % de ces bactéries produit du biofilm.

La prédominance des bacilles à Gram négatif avec leur caractère multirésistant et leur capacité de produire des biofilms explique la contamination des voies aériennes à partir de la colonisation bactérienne des dispositifs de ventilation via l’environnement hospitalier.

La multirésistance est la cause prédominante des difficultés thérapeutiques. Ainsi la prévention reste la mesure la plus adéquate pour lutter contre les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique dans les services de réanimation.

Mots clés : Pneumopathies acquises sous ventilation mécanique, Biofilm, Bactéries multi résistantes.

Auteur : Dr L. BENMAHDI Mail : [email protected] Directeur de thèse : Pr M. NAIM 19

RéSUMé

Á mes parents

Tous les mots du monde ne sauraient exprimer l’immense amour que je vous porte, ni la profonde gratitude que je vous témoigne pour tous les efforts et les sacrifices que vous n’avez jamais cessé de consentir pour mon instruction et mon bien-être. C’est à travers vos encouragements que j’ai opté pour cette

noble profession, et c’est à travers vos critiques que je me suis réalisé. J’espère avoir répondu aux espoirs que vous avez fondés en moi. Je vous rends

hommage par ce modeste travail en guise de ma reconnaissance éternelle et de mon infini amour. Que Dieu tout puissant vous garde et vous procure

santé, bonheur et longue vie pour que vous demeuriez le flambeau illuminant mon chemin. Mon épouse

Aucune dédicace, aussi expressive qu’elle soit, ne saurait exprimer la profondeur de mes sentiments et l’estime que j’ai pour toi. Tu m’as toujours soutenu, compris et

réconforté tu es et restera toujours ma source d’inspiration. Merci pour ta tendresse, ton attention, ta patience et tes encouragements; Merci pour tout.

Puisse Dieu nous préserver du mal, nous combler de santé, de bonheur et nous procurer une longue vie pour le service de Dieu.

Mes enfants Khalil, Ayoub et Abderahmane, les prunelles de mes yeux, que dieu me les protège

et me les garde. Á mes frères et sœurs

Ainsi qu’à leurs familles Pour votre soutien indéfectible car je sais pertinemment que je peux toujours

compter sur vous.

MONSIEUR LE GENERAL DIRECTEUR GENERAL DE L’HOPITAL MILITAIRE REGIONAL UNIVERSITAIRE D’ORAN

Monsieur le professeur KOUDJETI Rachid, pour ses qualités humaines, sa rigueur, ses capacités d’analyse des difficultés et ses connaissances pluridisciplinaires qui ont

été un phare pour moi.

Je remercie tous mes enseignants, mes confrères, consœurs et mes amis en particulier Dr HANBA Mustapha et Dr HIMMI karim qui m’ont aidé à l’élaboration de ce travail. Enfin, mes remerciements

s’adressent également aux membres de ma famille, le personnel du service du Laboratoire Central/HMRUO, particulièrement DR LOUAIL A.A, ACHOUR Souha, FEKIR Amine, SENHADJI Hassiba,

CHERIFI Karima, ATROUNE Dahbia, AMEUR Miloud.

Dédicaces

A notre Maître et Président de jury

Monsieur le Professeur Lakhdar MOKHTARI, doyen des épidémiologues algériens. Vous nous avez accordé un grand honneur en acceptant de présider

le jury de notre thèse. Nous avons eu la chance et le privilège de travailler sous votre direction, de

profiter de votre culture scientifique, vos compétences professionnelles incontestables ainsi que vos qualités humaines qui vous valent l’admiration

et le respect. Puissent des générations et des générations avoir la chance de profiter de

votre savoir qui n'a d'égal que votre sagesse et votre bonté. Veuillez, Cher Maître, trouvé dans ce modeste travail l’expression de notre

haute considération et notre profond respect pour avoir guidé les premiers pas de ma carrière.

A notre maître et Juge de thèse

Monsieur le Professeur Rachid BELOUNI, Vous m’avez fait l’honneur

d’avoir accepté de juger ce travail. Je tiens à vous remercier vivement pour

toute la confiance que vous m’avez témoignée, et vous exprime ma

reconnaissance pour vos précieuses orientations et judicieux conseils ainsi

que pour votre aide et compréhension que vous m’avez accordés de façon

constante, qui ont contribué à la réalisation de ce projet.

Veuillez trouver ici le témoignage de ma gratitude et de ma très haute

considération.


Monsieur le Professeur Anwar BENABEDALLAH, Vous m’avez fait

l’honneur d’avoir accepté de juger ce travail. Votre sens de responsabilité,

votre sérieux et votre simplicité ont toujours été pour moi un exemple. Je vous

remercie pour votre habituelle collaboration, pour votre aide et constante

disponibilité.

Soyez assuré de ma respectueuse considération et de ma profonde

reconnaissance.

Remerciements


Monsieur le Docteur Mohamed Amine BENHAMED(MCA), Vous m’avez fait l’honneur d’avoir accepté de juger ce travail. Vos remarques pertinentes

ont contribué sans doute au perfectionnement du présent travail. Veuillez croire à l’expression de ma grande admiration et de mon profond

respect.

A notre maître et directeur de thèse

Monsieur le Professeur Malek NAIM, Je tiens à vous exprimer ma profonde reconnaissance et gratitude, pendant ces longues années vous n’avez cessé de

m’encourager, de me valoriser sur le plan universitaire et de me stimuler pour ce sujet de thèse. Votre riche expérience, vos conseils rigoureux, m’ont permis d’éclaircir mes idées. Puisse ce travail répondre à votre attente et témoigner

de ma respectueuse admiration.

Je remercie Mme le Professeur TALI MAAMER Hassiba, qui a été d’une aide constante dans la réalisation des travaux sur la PFGE à IPA. J’ai

particulièrement apprécié les séances de réflexion, , toutes extrêmement enrichissantes.

Enfin, je remercie le personnel soignant et le personnels de la DAM, Pharmacie , DHPH et DEMT qui m’ont toujours permis de retrouver avec

plaisir les besoins en réactifs, données administratives et le soutien technique .

Spécial

Je tiens à dédier ce travail à la mémoire de la défunte Pr. ATBI F/Z qu’Allah ait pitié de son âme. Elle fut la première collaboratrice de cette thèse. Je garde

le meilleur souvenir de notre collaboration et de l’enseignement que vous nous avez apporté dans le service de réanimation de L’HMRUO. C’est en

partie à cette collaboration quotidienne que je dois l’envie d’avoir mené l’un des travaux de cette thèse, qui pointe justement l’intérêt du rapprochement

entre réanimateurs et microbiologistes.

Table des matières

1

TABLE DES

MATIERES

Table des matières

3

TABLE DES MATIERES …………………………… …………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… ……………………………………………………………… …………… ……01

LISTE DES TABLEAUX ………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………...………………………………………………………………………….……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… ………………………………….11

LISTE DES FIGURES …………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… 15

LISTE DES ABREVIATIONS ……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… ………………………………………………………………………………………….……………………………………………………………………………………………….………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… ….19

INTRODUCTION ………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………. .……………………………………………….……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………… 25

PREMIERE PARTIE : RAPPELS THEORIQUES ………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..……………………………………………………………………..…………………………………………………………………………………………………………… 29

1 - Généralités ___________________________________________________________ 31

1.1 - Définitions _______________________________________________________ 31

1.1.1 - Infection nosocomiale (IN) ______________________________________ 31

1.1.2 - Infection associée aux soins (IAS)_________________________________ 31

1.1.3 - Principales catégories d’infections nosocomiales _____________________ 31

1.1.3.1 - Les infections urinaires nosocomiales (IUN) _____________________ 31

1.1.3.2 - Les pneumonies nosocomiales (PN) ___________________________ 32

1.1.3.2.1 - Mécanisme ___________________________________________ 32

1.1.3.2.2 - Classification _________________________________________ 32

1.1.3.3 - Les Infections du site opératoires (ISO) ________________________ 32

1.1.3.4 - Les infections nosocomiales sur cathéter _______________________ 33

1.2 - Épidémiologie générale des infections nosocomiales _____________________ 33

1.2.1 - Réservoirs des micro-organismes _________________________________ 33

1.2.2. Mode de transmission ___________________________________________ 33

1.2.3. Sources des infections nosocomiales _______________________________ 33

1.2.4 - Facteurs de risque _____________________________________________ 34

1.2.4.1 - Terrain __________________________________________________ 34

1.2.4.2 - Procédures invasives, interventions chirurgicales _________________ 34

1.2.4.3 - Traitements immunosuppresseurs _____________________________ 34

1.2.4.4 - Traitements ATB __________________________________________ 35

1.2.5 - Physiopathologie des infections nosocomiales _______________________ 35

1.3 - Microbiologie des infections nosocomiales _____________________________ 36

1.3.1 - Principales espèces isolées_______________________________________ 36

1.3.2 - Bactéries résistantes aux antibiotiques _____________________________ 36

1.3.2.1 - Bactéries multi résistantes (BMR) aux ATB ____________________ 36

1.3.1.2 - Bactéries hautement résistantes aux ATB émergentes (BHRe) _______ 36

1.3.3 - Les virus _____________________________________________________ 36

1.3.4 - Champignons et parasites _______________________________________ 37

1.3.5 - Prion ________________________________________________________ 37

2 - Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique _______________________ 37

2.1 - Définition ________________________________________________________ 37

2.2 - Classification des Pneumopathies acquises sous ventilation mécanique (PAVM) 37

2.2.1 - Les PAVM précoces ___________________________________________ 37

2.2.2 - Les PAVM tardives ____________________________________________ 38

2.3 - Microbiologie des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique _______ 38

2.3.1 - Bacilles à Gram négatif (BGN) ___________________________________ 38

2.3.1.1 - Pseudomonas aeruginosa ___________________________________ 38

2.3.1.1.1 - Identification _________________________________________ 39

Table des matières

4

2.3.1.1.2 - Antibiorésistance et traitement ____________________________ 40

2.3.1.1.3 - Pseudomonas aeruginosa et biofilm _______________________ 40

2.3.1.1.4 - Infection à Pseudomonas aeruginosa ______________________ 41

2.3.1.2 - Acinetobacter baumannii ____________________________________ 41

2.3.1.2.1 - Antibiorésistance ______________________________________ 41

2.3.1.3 - Haemophilus influenzae _____________________________________ 42

2.3.1.3.1 - La morphologie _______________________________________ 42

2.3.1.3.2 - Principaux caractères bactériologiques _____________________ 43

2.3.1.3.3 - Traitement ___________________________________________ 43

2.3.1.3.4 - Prévention ____________________________________________ 43

2.3.1.4 - Entérobactéries ____________________________________________ 44

2.3.1.4.1 - Définition ____________________________________________ 44

2.3.1.4.2 - Habitat ______________________________________________ 45

2.3.1.4.3 - Les entérobactéries commensales _________________________ 45

2.3.1.4.4 - Les entérobactéries pathogènes ___________________________ 46

2.3.1.4.5 - Les pathogènes stricts ___________________________________ 46

2.3.1.4.6 - Les pathogènes opportunistes _____________________________ 46

2.3.1.4.7 - Caractères bactériologiques ______________________________ 47

2.3.1.4.8 - Toxine - Antigène ______________________________________ 47


2.3.2 - Cocci Gram Positif (CGP) _______________________________________ 49

2.3.2.1 - Staphylococcus aureus ______________________________________ 49

2.3.2.1.1 - Habitat ______________________________________________ 49

2.3.2.1.2 - Pouvoir pathogène _____________________________________ 50

2.3.2.1.3 - Divers types d’infections ________________________________ 50

2.3.2.1.3.1 - Infections suppurées localisées ________________________ 50

2.3.2.1.3.2 - Infections généralisées ______________________________ 51

2.3.2.1.3.3 - Intoxications alimentaires ____________________________ 51

2.3.2.1.3.4 - Caractères bactériologiques __________________________ 52

2.3.2.1.3.5 - Antibiorésistance __________________________________ 53

2.3.2.1.3.6 - Prévention ________________________________________ 53

2.3.2.2 - Streptococcus pneumoniae ___________________________________ 54

2.3.2.2.1 - Propriétés bactériologiques ______________________________ 55

2.3.2.2.2 - Sécrétion et toxines ____________________________________ 55

2.3.2.2.3 - Ecologie, rôles pathogènes et épidémiologie _________________ 56


2.3.2.2.5 - Prévention ____________________________________________ 57

2.4 - Les sources de contamination ________________________________________ 58

2.4.1 - Sources exogènes ______________________________________________ 58

2.4.2 - Sources endogènes _____________________________________________ 58

2.5 - Physiopathologie des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique _____ 59

2.5.1 - Colonisation de l’appareil broncho-pulmonaire ______________________ 59

2.5.1.1 - Colonisation oropharyngée __________________________________ 60

Table des matières

5

2.5.1.2 - Colonisation gastrique ______________________________________ 60

2.5.2 - Persistance des germes__________________________________________ 60

2.5.3 - Altération des mécanismes de défense _____________________________ 61

2.6 - Les facteurs de risques des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique 61

2.6.1 - Les facteurs intrinsèques ________________________________________ 61

2.6.1.1 - L’âge ___________________________________________________ 61

2.6.1.2 - Le sexe __________________________________________________ 62

2.6.1.3 - Motif d’hospitalisation des patients en réanimation _______________ 62

2.6.1.4 - Contexte chirurgical ________________________________________ 62

2.6.2 - Facteurs extrinsèques ___________________________________________ 62

2.6.2.1 - La durée de la ventilation mécanique___________________________ 62

2.6.2.2 - Circuits du ventilateur, humidificateurs, aérosols _________________ 63

2.6.2.3 - Sonde d’intubation _________________________________________ 63

2.6.2.4 - Aspirations trachéales ______________________________________ 64

2.6.2.5 - Trachéotomie _____________________________________________ 64

2.6.2.6 - Position du patient _________________________________________ 64

2.6.2.7 - Nutrition entérale __________________________________________ 65

2.6.2.8 - Prévention antiulcéreuse ____________________________________ 65

2.6.2.9 - Autres thérapies médicamenteuses ____________________________ 65

3 - Biofilm _____________________________________________________________ 65

3.1 - Biofilm et structure sanitaire _________________________________________ 65

3.1.2 - Historique ___________________________________________________ 66

3.1.3 - Définition ____________________________________________________ 66

3.1.4 - Les étapes de formation du biofilm ________________________________ 67

3.1.4.1 - Le transport des bactéries vers leur support ______________________ 67

3.1.4.2 - L’adhésion des bactéries ____________________________________ 68

3.1.4.2.1 - Adhésion dite réversible _________________________________ 68

3.1.4.2.2 - Adhésion dite irréversible _______________________________ 68

3.1.4.3 - Formation de microcolonies __________________________________ 69

3.1.4.4 – Maturation de biofilm ______________________________________ 69

3.1.4.5 - Dispersion de biofilm _______________________________________ 70

3.2 - Les facteurs influençant la formation du biofilm _________________________ 70

3.2.1 - Surface ______________________________________________________ 70

3.2.2 - Les éléments nutritifs ___________________________________________ 71

3.2.3 - Indices de l'environnement ______________________________________ 71

3.3 - La principale propriété du biofilm médical : La résistance aux antibiotiques____ 72

4 - Diagnostic des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique ______________ 73

4.1 - Diagnostic microbiologique _________________________________________ 75

4.1.1 - Examen bactériologique protégé avec numération de micro-organismes ___ 75

4.1.1.1 - Prélèvement distal protégé ___________________________________ 75

4.1.1.2 - Prélèvement par brosse télescopique protégée (Brosse de Wimberley) 75

4.1.1.3. Lavage broncho-alvéolaire ___________________________________ 75

4.1.2 - Examen bactériologique non protégé avec numération de micro-organismes 75

Table des matières

6

4.1.3 - Méthodes microbiologiques alternatives ____________________________ 75

4.2 - Le « Gold standard » ______________________________________________ 75

4.3 - Diagnostic non microbiologique ______________________________________ 76

5 - Traitement des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique ______________ 77

5.1 - Traitement curatif : Antibiothérapie empirique ___________________________ 77

5.2 - Mono ou bithérapie ________________________________________________ 78

5.3 - Durée de l’antibiothérapie ___________________________________________ 79

5.4 - Réponse au traitement ______________________________________________ 80

5.4.1 - Critères de guérison ____________________________________________ 80

5.4.2 - Echec du traitement ____________________________________________ 80

5.4.3. Conduite à tenir en cas d’échec de l’antibiothérapie ___________________ 80

6 - Prévention des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique ______________ 82

6.1 - Evaluation des mesures préventives ___________________________________ 82

6.2 - Mesures conventionnelles de lutte contre les PAVM ______________________ 82

6.3 - Mesures spécifiques ________________________________________________ 82

6.3.1 - Mesures relatives aux soins ______________________________________ 82

6.3.1.1 - Le sevrage _______________________________________________ 82

6.3.1.2 - Aspirations oropharyngées et endotrachéales ____________________ 82

6.3.1.3 - Soins spécifiques __________________________________________ 83

6.3.1.4 - Position demi assise ________________________________________ 83

6.3.1.5 - Drainage sous glottique _____________________________________ 83

6.3.2 - Mesures relatives aux techniques de ventilation ______________________ 83

6.3.3 - Mesures relatives au matériel de ventilation _________________________ 84

6.3.3.1 - Circuits de ventilation ______________________________________ 84

6.3.3.2 - Filtres et humidificateurs chauffants ___________________________ 84

6.3.4 - Mesures relatives aux procédures modifiant la flore endogène ___________ 84

6.3.4.1 - Sonde gastrique, alimentation entérale, prévention de l’ulcère de stress 84

6.3.4.2 - Décontamination digestive sélective ___________________________ 84

DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL PRATIQUE ……………………………….. …………..85

1 - Principes de l’étude ____________________________________________________ 87

1.1 - Problématique ____________________________________________________ 87

2 - Objectifs de l’étude ____________________________________________________ 89

2.1 - Objectifs principaux _______________________________________________ 89

2.2 - Objectifs secondaires _______________________________________________ 89

3 - Protocole d’étude ______________________________________________________ 89

3.1 - Matériels et méthodes ______________________________________________ 89

3.1.1 - Type d’étude _________________________________________________ 89

3.1.2 - Lieu d’étude __________________________________________________ 89

3.1.3 - La période de l’étude ___________________________________________ 89

3.1.4 - La population d’étude __________________________________________ 89

3.1.5 - Critères d’inclusion ____________________________________________ 89

3.1.6 - Critères d’exclusion ____________________________________________ 90

3.1.7 - Définition du cas ______________________________________________ 90

Table des matières

7

3.1.8 - Collecte des données ___________________________________________ 90

3.1.9 - Techniques d’exploitation des données _____________________________ 90

3.2 - Déroulement de l’enquête ___________________________________________ 91

3.2.1 - Moyens matériels ______________________________________________ 91

3.2.2 - Equipe ayant participé à l’étude___________________________________ 92

3.2.3 - Méthode de travail _____________________________________________ 92

3.2.3.1 - Méthodologie microbiologique _______________________________ 92

3.2.3.1.1 - Les prélèvements ______________________________________ 92

3.2.3.1.1.1 - Dans le cadre diagnostique ___________________________ 92

3.2.3.1.1.2 - Dans le cadre préventif ______________________________ 94

3.2.3.1.2 - Dilutions et mise en culture des PDP _______________________ 94

3.2.3.1.2.1 - Obtention de la première dilution (10-2) _________________ 94

3.2.3.1.2.2 - Obtention de la deuxième dilution (10-3) ________________ 94

3.2.3.1.3 - Mise en culture et isolement : pour L’écouvillonnage pharyngé __ 94

3.2.3.1.4 - Identification _________________________________________ 95

3.2.3.1.5 - Étude de la sensibilité aux antibiotiques ____________________ 95

3.2.3.1.5.1 - Les Entérobactéries _________________________________ 95

3.2.3.1.5.2 - Les Acinetobacter et Pseudomonas ____________________ 97

3.2.3.1.5.3 - Les Acinetobacter et Pseudomonas IMP et CAZ (R) ______ 99

3.2.3.2 - Détection de la formation de Biofilm _________________________ 102

3.2.3.2.1 - Méthode de plaque de culture tissulaire (TCP) ______________ 102

3.2.3.2.2 - La méthode de tube (TM) _______________________________ 103

3.2.3.2.3 - Méthode de rouge Congo _______________________________ 103

3.2.3.3 - Comparaison des souches par électrophorèse en champs pulsé faite à IPA

______________________________________________________________ 104

4 - Résultats ___________________________________________________________ 105

4.1 - Répartition des cas de PAVM selon l'âge ______________________________ 105

4.2 - Répartition des cas de PAVM selon le sexe ____________________________ 106

4.3 - Répartition des résultats des cultures des PDP __________________________ 107

4.4 - Répartition des cultures des PDP selon l'année __________________________ 108

4.5 - Les prélèvements souillés ou non souillés ______________________________ 109

4.6 - Répartition des PDP souillés ________________________________________ 110

4.7 - Répartition des cas selon le délai d'apparition des PAVM _________________ 111

4.8 - Répartition des cas selon le motif d'hospitalisation _______________________ 112

4.9 - PAVM selon la durée d’hospitalisation ________________________________ 113

4.10 - Répartition des malades selon la reintubation __________________________ 114

4.11 - Répartition des malades selon la trachéotomie _________________________ 115

4.12 - Répartition des PDP positifs et PDP colonisés _________________________ 116

4.13 - Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture ____________ 117

4.14 - Répartition des cas selon le nombre d’épisodes de PAVM ________________ 118

4.15 - Répartition des cas selon la prise d'antibioprophylaxie ___________________ 119

4.16 - Répartition des cas de PAVM selon l’étiologie bactérienne _______________ 120

4.17 - Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa par l'antibiogramme ______ 121

Table des matières

8

4.18 - Profil de résistance de Pseudomonas sp par l'antibiogramme ______________ 123

4.19 - Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii par l'antibiogramme ______ 125

4.20 - Profil de résistance de l'Acinetobacter sp par l'antibiogramme _____________ 127

4.21 - Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae par l'antibiogramme _________ 129

4.22 - Profil de résistance du Staphylococcus aureus par l'antibiogramme _________ 131

4.23 - Profil de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline_____________ 133

4.24 - Profil de résistance des bactéries isolées selon la sécrétion de βlactamase à

spectre élargi (BLSE) __________________________________________________ 134

4.25 - Profil de résistance des germes à l'Imipenème _________________________ 135

4.26 - Profil de résistance des germes à la Ticarcilline ________________________ 136

4.27 - Profil de résistance des germes à la Pipéracilline _______________________ 137

4.28 - Profil de résistance des germes à l'association Pipéracilline + Tazobactam ___ 138

4.29 - Profil de résistance des germes à l'Amikacine _________________________ 139

4.30 - Profil de résistance des germes à la Tobramycine _______________________ 140

4.31 - Profil de résistance des germes à la Pèfloxacine ________________________ 141

4.32 - Profil de résistance des germes à l'association Triméthoprime + Sulfaméthoxazole

___________________________________________________________________ 142

4.33 - Profil de résistance des germes à la Céftazidime _______________________ 143

4.34 - Profil de résistance des germes à la Gentamicine _______________________ 144

4.35 - Profil de résistance des germes à la Ciprofloxacine _____________________ 145

4.36 - Profil de résistance des germes à la Colistine __________________________ 146

4.37 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter baumannii Ph 1 par la CMI IMPR _____ 147




4.41 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter baumannii par la CMI IMPS _________ 151

4.42 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter sp par la CMI IMPR ________________ 152

4.43 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter sp par la CMI IMPS ________________ 153

4.44 - Antibiorésistance de Pseudomonas sp par la CMI IMPR _________________ 154

4.45 - Antibiorésistance de Pseudomonas sp par la CMI IMPS _________________ 155

4.46 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 1 par la CMI IMPR ______ 156

4.47 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 2 par la CMI IMPR ______ 157

4.48 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa par la CMI IMPS __________ 158

4.49 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus par la CMI MR ______________ 159

4.50 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus Ph 1 par la CMI MS __________ 160

4.51 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus Ph 2 par la CMI MS __________ 161

4.52 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 1 par la CMI __ 162

4.53 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 2 BLSE positif par la CMI __ 163

4.54 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 1 BLSE négatif par la CMI __ 164

4.55 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 2 BLSE négatif par la CMI __ 165

4.56 - Etude de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii__________ 166

4.57 - Etude de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp ________________ 167

4.58 - Etude de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa __________ 168

Table des matières

9

5.59 - Etude de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp __________________ 169

4.60 - Etude de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae _____________ 170

4.61 - Etude de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus _____________ 171

4.62 - Résultat de la PFGE ______________________________________________ 172

4.63 - Répartition des cas selon l’état à la sortie du service ____________________ 173

4.64 - Répartition des cas de PAVM décédés selon l'âge ______________________ 174

4.65 - Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe ____________________ 175

4.66 - Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène ____________ 176

4.67 - Répartition des cas décédés suite à une PAVM selon la durée d’hospitalisation

___________________________________________________________________ 177

5 - Discussion __________________________________________________________ 178

5.1 - Généralité ______________________________________________________ 178

5.2 - Les données démographiques _______________________________________ 178

5.3 - Les données microbiologiques ______________________________________ 179

5.3 - Selon le décès ___________________________________________________ 181

6 - Perspectives _________________________________________________________ 181

CONCLUSION ……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….……………………………………………………… ……………… …………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………… 183

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… 187

ANNEXES…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………… 199

RESUME……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………… 207

Liste des tableaux

11

LISTE DES

TABLEAUX

Liste des tableaux

13

Tableau

N° Titre page

01 Physiopathologie des infections nosocomiales……………………………………………….. 35

02 Principales espèces isolées dans les infections nosocomiales ………………………….. 36

03 Le Clinical Pulmonary Infection Score (CPIS).......................................................................... 74

04 Sensibilité et spécificité des cultures quantitatives des principaux prélèvements

microbiologiques............................................................................................. ............................ 76

05 PN à début tardif (≥ 5 jours) ou avec facteurs de risque de BMR, quelle que soit la gravité..... 77

06 PN à début tardif (≥ à 5 jours) ou avec facteurs de risque de BMR, quelle que soit la gravité.. 78

07 Posologie des antibiotiques utilisés dans les PAVM en réanimation…………………………. 79

08 Définition du cas……………………………………………………………………………… 90

09 Le seuil de positivité des cultures et interprétation……………………….…………………… 94

10 Répartition des patients atteints de PAVM selon l’âge……………………………………….. 105

11 Répartition des patients atteints de PAVM selon le sexe……………………………………... 106

12 Répartition des résultats de cultures des PDP…………………………………………………. 107

13 Répartition des résultats de cultures des PDP selon l’année…………………………………... 108

14 Répartition des résultats de cultures des PDP effectués chez des patients sous ventilation

mécanique selon l’année et la notion de souillure…………………………………………….. 109

15 Répartition des cultures souillées des PDP……………………………………………………. 110

16 Répartition des cas selon le délai d'apparition des PAVM …………………………………… 111

17 Répartition des patients atteints de PAVM selon le motif d'hospitalisation ………………….. 112

18 Répartition des cas de PAVM selon la durée d'hospitalisation……………………………….. 113

19 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de reintubation…………………... 114

20 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de trachéotomie…………………. 115

21 Répartition des cultures positives et colonisées selon les années …………………………… 116

22 Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture……………………………… 117

23 Répartition des patients atteints de PAVM selon le nombre d’épisodes…………………….. 118

24 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion d'antibioprophylaxie……………. 119

25 Répartition des cas de PAVM selon l’agent pathogène………………………………………. 120

26 Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa aux antibiotiques………….………………. 121

27 Profil de résistance de Pseudomonas sp aux antibiotiques……………………………………. 123

28 Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii aux antibiotiques…………………………. 125

29 Profil de résistance de l'Acinetobacter sp aux antibiotiques…………………………………... 127

30 Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae aux antibiotiques……………………………... 129

31 Profil de résistance Staphylococcus aureus aux antibiotiques………………………………… 131

32 Fréquence de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline…………………………. 133

33 Fréquence de résistance des bactéries isolées selon le phénotype BLSE……………………... 134

34 Fréquence de résistance des germes à l'Imipenème…………………………………………… 135

35 Fréquence de résistance des germes à la Ticarcilline…………………………………………. 136

36 Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline………………………………………… 137

37 Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline + Tazobactam………………………… 138

38 Fréquence de résistance des germes à l’Amikacine…………………………………………… 139

39 Fréquence de résistance des germes à la Tobramycine……………………………………….. 140

40 Fréquence de résistance des germes à la Pèfloxacine…………………………………………. 141

41 Fréquence de résistance des germes à l'association Triméthoprime + Sulfaméthoxazole…….. 142

42 Fréquence de résistance des germes à la Céftazidime………………………………………… 143

43 Fréquence de résistance des germes à la Gentamycine……………………………………….. 144

44 Fréquence de résistance des germes à la Ciprofloxacine……………………………………… 145

45 Fréquence de résistance des germes à la Colistine……………………………………………. 146

46 Résistance de l'Acinetobacter baumannii Ph 1 IMPR aux antibiotiques par la CMI…………. 147

Liste des tableaux

14




50 Résistance de l'Acinetobacter baumannii IMPS aux antibiotiques par la CMI……………….. 151

51 Résistance de l'Acinetobacter sp IMPR aux antibiotiques par la CMI………………………... 152

52 Résistance de l'Acinetobacter sp IMPS aux antibiotiques par la CMI………………………... 153

53 Résistance de Pseudomonas sp IMPR aux antibiotiques par la CMI…………………………. 154

54 Résistance de Pseudomonas sp IMPS aux antibiotiques par la CMI…………………………. 155

55 Résistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 1 IMPR aux antibiotiques par la CMI…………. 156

56 Résistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 2 IMPR aux antibiotiques par la CMI…………. 157

57 Résistance de Pseudomonas aeruginosa IMPS aux antibiotiques par la CMI………………. 158

58 Résistance de Staphylococcus aureus MR aux antibiotiques par la CMI……………………... 159

59 Résistance de Staphylococcus aureus MS Ph1 aux antibiotiques par la CMI………………… 160

60 Résistance de Staphylococcus aureus MS Ph 2 aux antibiotiques par la CMI………………... 161

61 Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 1 aux antibiotiques par la CMI……… 162

62 Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 2 aux antibiotiques par la CMI……… 163

63 Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE négatif Ph 1 aux antibiotiques par la CMI……... 164

64 Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE négatif Ph 2 aux antibiotiques par la CMI……... 165

65 Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii………………………. 166

66 Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp……………………………….. 167

67 Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa………….……………. 168

68 Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp…………………………………. 169

69 Fréquence de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae…………………………... 170

70 Fréquence de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus…………………………... 171

71 Répartition des cas selon l’état à la sortie du service ……………..…………………………... 173

72 Répartition des cas de PAVM décédés selon l’âge……………………………………………. 174

73 Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe………………………………………….. 175

74 Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène……………………………… 176

75 Répartition des cas de PAVM décédés selon la durée d’hospitalisation……………………… 177

76 Répartition des germes responsables des PAVM selon les séries…………………………….. 179

Liste des Figures

15

LISTE DES FIGURES

Liste des Figures

17

Figure N° Titre page

01 Voies de la colonisation bactérienne pouvant conduire au développement d’une

pneumonie nosocomiale (d’après Bonten1997)................................................................ .... 59

02 Les démarches de formation de biofilms............................................................................... 71

03 Les trois mécanismes de résistance du biofilm aux antibiotiques......................................... 73

04 Stratégie de prise en charge des PAVM................................................................................ 81

05 Les étapes de prélèvement distal protégé (PDP)…………………………………………... 93

06 Arbre expliquant le test appliqué pour le phénotypage des Entérobactéries présentant le

profil de résistance suivant : CTX ≤ 27mm, et/ou CAZ ≤ 22mm, et/ou ATM ≤ 27mm, et

IPM ≥ 23 => S)…………………………………………………………………………….. 95

07 Schéma montrant les différentes étapes de la technique du double disque (Test espagnol)

réalisé pour les entérobactéries…………………………………………………………….. 96

08 Schéma montrant les différentes étapes de la technique du double disque………………... 98

09 Schéma montrant les différentes étapes de la technique du double disque chez

Acinetobacter spp et Pseudomonas aeruginosa…………………………………………… 99

10 Le protocole du test à l’EDTA……………………………………………………………... 100

11 Souche de Pseudomonas aeruginosa suspectée productrice de carbapénémase ; test à

l'EDTA +…………………………………………………………………………………… 101

12 Résultats de formation de biofilm………………………………………………………….. 102

13 Répartition des patients atteints de PAVM selon l'âge…………………………………….. 105

14 Répartition des patients atteints de PAVM selon le sexe………………………………….. 106

15 Répartition des résultats de cultures des PDP……………………………………………… 107

16 Répartition des résultats de cultures des PDP selon l'année……………………………….. 108

17 Répartition des résultats de cultures des PDP effectués chez des patients sous ventilation

mécanique selon l’année et la notion de souillure…………………………………………. 109

18 Répartition des cultures souillées des PDP ………………………………………………... 110

19 Répartition des cas selon le délai d'apparition des PAVM ………………………………... 111

20 Répartition des patients atteints de PAVM selon le motif d'hospitalisation ………………. 112

21 Répartition des cas de PAVM selon la durée d'hospitalisation……………………………. 113

22 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de reintubation……………….. 114

23 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de trachéotomie……………… 115

24 Répartition des cultures positives et colonisées selon les années ……………………….. 116

25 Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture…………………………... 117

26 Répartition des patients atteints de PAVM selon le nombre d’épisodes…………………. 118

27 Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion d'antibioprophylaxie……….... 119

28 Répartition des cas de PAVM selon l’agent pathogène…………………………………… 121

29 Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa aux antibiotiques………………………. 122

30 Profil de résistance de Pseudomonas sp aux antibiotiques………………………………… 124

31 Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii aux antibiotiques……………………… 126

32 Profil de résistance de l'Acinetobacter sp aux antibiotiques……………………………….. 128

33 Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae aux antibiotiques………………………….. 130

34 Profil de résistance Staphylococcus aureus aux antibiotiques…………………………….. 132

35 Fréquence de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline……………………… 133

36 Fréquence de résistance des bactéries isolées selon le phénotype BLSE………………..… 134

37 Fréquence de résistance des germes à l'Imipenème chez les cas de PAVM………………. 135

38 Fréquence de résistance des germes à la Ticarcilline……………………………………… 136

39 Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline……………………………..……… 137

40 Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline + Tazobactam……………………... 138

41 Fréquence de résistance des germes à l’Amikacine………………………………………... 139

42 Fréquence de résistance des germes à la Tobramycine……………………………………. 140

43 Fréquence de résistance des germes à la Tobramycine……………………………………. 141

Liste des Figures

18

44 Fréquence de résistance des germes à l'association Triméthoprime + Sulfaméthoxazole…. 142

45 Fréquence de résistance des germes à la Céftazidime……………………………………... 143

46 Fréquence de résistance des germes à la Gentamycine……………………………………. 144

47 Fréquence de résistance des germes à la Ciprofloxacine………………………………….. 145

48 Répartition des cas selon profil de résistance des germes à la Colistine……...…………… 146

49 Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii………………..…. 166

50 Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp………………………….. 167

51 Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa..…………………... 168

52 Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp……………………………… 169

53 Fréquence de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae……………………….. 170

54 Fréquence de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus……………………….. 171

55 Profil 01 d’électrophorèse en champs pulsé des souches de l’Acinetobacter baumannii….. 172

56 Profil 02 d’électrophorèse en champs pulsé des souches de l’Acinetobacter baumannii….. 172

57 Répartition des cas selon l’état à la sortie du service ………………….………………….. 173

58 Répartition des cas de PAVM décédés selon l’âge………………………………………... 174

59 Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe……………………………………… 175

60 Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène…………………………... 176

61 Répartition des cas de PAVM décédés selon la durée d’hospitalisation…………………... 177

Liste des abréviations

19

LISTE DES

ABREVIATIONS


21

AARN : Algerian Antimicrobial Resistance Network.

ADH : Alcool déshydrogénase.

ADN : Acide désoxyribonucléique.

AES : Accident exposition au sang.

AET : Aspiration EndoTracheale.

Ag : Antigène.

Ag O : Antigène O.

AMC : Acide clavulanique + Amoxicilline

Anti H2 : Antihistaminique H2.

API : Identification products are.

ARN : Acide ribonucléique.

ATB : Antibiotique.

ATCC : American Type Culture Collection.

ATM : Aztreonam.

ATS : American Thoracic Society.

BCP : BromoCrésol Pourpre.

BEL-1 : Belgium Extended-Spectrum βlactamase.

BES-1 : Brazilian Extended-Spectrum βlactamase.

BGN : Bacilles à Gram Négatif.

BHI : Brain Heart Infusion.

BHRe : Bactérie hautement résistante émergente.

BLSE : ßlactamases à Spectre Etendu.

BMR : Bactérie Multi Résistante.

BPCO : Broncho-Pneumopathie Chronique Obstructive.

BTP : Brosse Télescopique Protégé.

C1G : Céphalosporine de Première Génération.

C2G : Céphalosporine de Deuxième Génération.

C3G : Céphalosporine de Troisième Génération.

CAZ : Ceftazidime.

CAZ : Ceftazidime.

CBN : Céphalosporinase de Bas Niveau.

CDC : Centers for Disease Control (centre de control des maladies).

CGP : Cocci à Gram Positif.

CHN : Céphalosporinase de Haut Niveau.

CHP : Céphalosporinase Hyper Produite.

CHU : Centre Hospitalier Universitaire.

CLED : Cystine Lactose Electrolyt Deficient.

CLIN : Comite de lutte contre les infections nosocomiales.

Cloxa : Cloxacilline.

CLSI : Clinical Laboratory Standards Institue.

CMI : Concentration Minimale Inhibitrice.

CMT : Complex Mutant TEM.

CPIS : Clinical Pulmonary Infection Score.

CRP : Protéine C Reactive.

CSQ : Technique Semi Quantitative.

CTX-M: : Céfotaximase - Munich.

DDST : Double DiskSynergy Test.

DO : Densité Optique.


22

DRS : Détresse respiratoire.

E : Enzyme.

EDTA : EthyleneDiaminTetraAceticacid.

ELISA : Enzyme-Linked Immunosorbent Assay.

GEI : Gastro-Entérite Infantile.

GES : Guyana Extended-Spectrum Beta-lactamase.

GIM : German IMipénémase.

GISA : Glycopeptide Intermediate Staphylococcus aureus.

GN : Gélose Nutritive.

GSC : Gélose au Sang Cuit.

GSF : Gélose au Sang Frais.

HE : Huile Essentielle.

HIV : Human immunodeficiency virus.

HSL : Homo-Sérine Lactones.

IAS : Infections Associées aux Soins.

IC : infection cathéter.

IgA : Immunoglobuline A.

IMI : Imipenème.

IMP : IMiPénémase.

IN : Infections Nosocomiales.

IPA : Institut pasteur Algérie.

IPP : Inhibiteur de la Pompe à Protons.

ISO : Infections du Site Opératoire.

IUN : Infections Urinaires Nosocomiales.

IβL : Inhibiteur de β-Lactamase.

KES : Klebsiella Enterobacter Serratia.

Km : Constante de Michaelis.

KPC : Klebsiella pneumoniae Carbapénémase.

L : Lisses.

LA SR : lactone system régulation.

LBA : Lavage Broncho-Alvéolaire.

LPS : lipopolysaccharide.

MBL : MétalloBétaLactamase.

MHT : Test de Hodge Modifié.

mmH2O : Millimètre d’eau.

NACL : Sodium chlorite.

NAD : Nicotinamide adenine dinucleotide.

NMC-A : Class A carbapenemases are chromosomally encoded.

OMS : Organisation mondiale de santé.

Opr-D2 : Opéron D2.

ORL : Oto-Rhino-Laryngée.

OXA-48 : oxacilline-48.

P : Produit.

PAVM : Pneumopathies Acquises sous Ventilation Mécanique.

PCT : Procalcitonine.

PDP : Prélèvement Distal Protégé.

PER : Pseudomonas Extended Resistance.

pH : potentiel d’hydrogène.


23

Ph : phénotype.

PLP : Protéines Liants les Pénicillines.

PN : Pneumopathies Nosocomiales.

QS : Quorum Sensing.

R : Rugueuse.

RF : Récepteur au Fibrinogène.

rhIAB : rhamnolipide.

rhlR : rhamnolipide regulation.

S : Substrat.

SARM : Staphylococcus aureus Résistant à la Méticilline.

SARV : Souche de Staphylococcus aureus Résistant à la Vancomycine.

SASM : Staphylococcus aureus Sensible à la Méticilline.

SDD : Décontamination Digestive Sélective.

SDRA : Syndrome de Détresse Respiratoire Aigue.

SFC-1 : Serratia fonticola UTAD54.

SFO-1 : Serratia fonticola.

SHV : SulfHydryl Variable.

SME : Serratia marcescens emerging carbapenemases.

Sp : Species au singulier.

SPM : Sao Paulo Métallo-enzyme.

SPP : Sous-espèce (subspecies).

SPP : species au pluriel.

STREM-1 : Soluble Triggering Receptor Expressed on Myeloid cells-1.

TCC : Ticarcilline + acide Clavulanique.

TCP : Plaque de Culture Tissulaire.

TDA : tryptophanes deshydrogénase.

TEM : TEMoneira - nom du patient.

TLA-1 : TLAhuicas - tribu indienne.

TQ : Technique Quantitative.

TRI/IRT : TEM Résistantes aux Inhibiteurs.

TTC : Ticarcilline.

UFC : Unité Formant Colonie.

USI : Unités de Soins Intensifs.

USI : Unité de soins intensifs.

VAC : Complications associées à la ventilation

VAG : Voie d’attaque des glucides.

VEB : Vietnam Extended-spectrum Beta-lactamase.

VEDT : Ventilation Endotrachéale.

VF : Viande Foie.

VIM : Verona IMiPénémase.

VISA : Vancomycin Intermediate Staphylococcus aureus.

VM : Ventilation Mécanique.

VNI : Ventilation Non Invasive.

VRSA : Staphylococcus aureus vancomycine résistant.

Introduction

25

Introduction

Introduction

27

Les infections nosocomiales (IN) représentent un problème de santé publique

préoccupant, particulièrement dans les services de réanimation et de soins intensifs, malgré

tous les efforts déployés. Dans ces services à risque, les pneumonies acquises sous

ventilations mécaniques (PAVM) représentent les complications infectieuses nosocomiales

les plus fréquentes (30 à 50 %). S’ajoutent à cela la durée d’hospitalisation des patients qui est

majorée de 7 jours en moyenne et l’importance du taux de mortalité attribuable aux PAVM

(10 à 30 % )[1]. La qualité de leur prise en charge sur le plan diagnostique, thérapeutique et

préventif est un défi majeur pour les médecins réanimateurs, doublé d’un enjeu économique

important.

Sur le plan bactériologique, outre la diversité des germes impliqués et leurs

multirésistances aux antibiotiques, un nouveau concept de mode de croissance des

microorganismes dans leur environnement naturel appelé BIOFILM a pris une importance

toute particulière lorsqu’il a été établi qu’il est impliqué dans un grand nombre d’infections

bactériennes (pulmonaires, urinaires, cardiovasculaires, ophtalmologiques et bucco-

dentaires)[2]. Dans ce cadre, les PAVM, à cause du développement et de l’adhérence de

certains bacilles à Gram négatif (Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli) sur la sonde

endotrachéale et les filtres des ventilateurs, sont propices à la formation de biofilms.

Sur le plan épidémiologique, il est communément admis que la surveillance des

complications de la ventilation mécanique s’appuie essentiellement sur les taux de PAVM

survenant au cours de l’hospitalisation en réanimation. Pour mieux surveiller ces infections, il

a été établi au préalable un consensus international sur la définition des PAVM, basée sur des

critères cliniques, radiologiques et microbiologiques[3]. Pour rappel, une PAVM nécessite

l’apparition chez un patient ventilé mécaniquement (invasivement) depuis plus de 48 heures,

d’un nouvel infiltrat à la radiographie pulmonaire, en association avec au moins 2 des 3

critères clinico-biologiques suivants :

Fièvre > 38°C.

Hyperleucocytose.

Aspiration trachéale purulente.

De plus, la confirmation bactériologique est indispensable. Cependant le délai trop long

du diagnostic bactériologique classique basé sur la culture et l’identification bactérienne

(plusieurs jours) met le clinicien devant un dilemme, dès lors que le diagnostic de PAVM est

suspecté : entre la nécessité de prescrire une antibiothérapie empirique adéquate et le souci

d’éviter la sélection et l’émergence de bactéries multirésistantes.

De nouvelles stratégies utilisant les techniques de BIOLOGIE MOLECULAIRE

permettent actuellement de raccourcir le délai du diagnostic (2 à 3 heures) avec plus de

fiabilité et précision.

La thérapeutique anti-infectieuse, clef de voute du traitement des PAVM se doit d’être

optimale, nécessitant une collaboration étroite entre le réanimateur et le microbiologiste, Elle

comporte 2 aspects : antibioprophylaxique (inhalée ou intraveineuse) et antibiothérapeutique

(curatif).

Les stratégies de contrôle et de prévention nécessitent une approche multidisciplinaire

afin de déterminer les solutions les plus pertinentes et les plus adaptées au niveau local. Des

Introduction

28

travaux de recherche centrés essentiellement autour de la sonde d’intubation trachéale

devraient mettre en évidence l’intérêt de plusieurs procédés visant à diminuer l’incidence des

micro-inhalations des secrétions gastriques et oropharyngées : l’aspiration sous glottique qui

est une mesure efficace dans la prévention des PAVM en est un exemple.

A cause de leur fréquence, de leur gravité et de leur coût, les PAVM impliquent, outre

le personnel de réanimation, les infectiologues, les hygiénistes, les microbiologistes, les

épidémiologistes, les pharmaciens ainsi que les gestionnaires hospitaliers.

La surveillance épidémiologique des PAVM, les études microbiologiques approfondies

des agents étiologiques, les nombreuses réunions de consensus ainsi que plusieurs travaux de

recherche menés dans les pays développés permettent actuellement de les contrôler, d’évaluer

leur taux et d’en faire un indice de qualité de soins largement utilisé pour comparer les

hôpitaux.

Dans notre pays, l’absence de données épidémiologiques et microbiologiques fiables sur

ces infections nosocomiales, et face au problème de gravité des patients admis en réanimation

de l’HMRUO, nous avons voulu apporter notre contribution à l’étude des PAVM par ce

modeste travail de recherche appliquée sur les aspects bactériologiques de ces pathologies

nosocomiales afin d’aider nos confrères réanimateurs à améliorer la prise en charge de leurs

patients.

Notre travail sera présenté en deux parties : une partie théorique consacrée à la

recherche bibliographique et une partie pratique réservée à l’étude sur le terrain (patients,

matériels et méthodes) ainsi que l’analyse des résultats obtenus.

Première partie : Rappels théoriques

29

Première Partie :

rappels

théoriques


31

1 - Généralités

1.1 - Définitions

1.1.1 - Infection nosocomiale (IN)

L'infection nosocomiale est une infection acquise dans un établissement de soins, qui

n'était ni présente, ni en incubation à l'admission.

À la différence d’infection communautaire qui est acquise en dehors d’un établissement

hospitalier, sans relation avec un soin.

L'infection nosocomiale est une Infection associée aux soins contractée en établissement

de santé.

1.1.2 - Infection associée aux soins (IAS)

On parle aujourd’hui d’Infection associée aux soins si elle survient au cours ou au

décours d’une prise en charge (diagnostique, thérapeutique, palliative, préventive ou

éducative) et si elle n’était ni présente, ni en incubation au début de la prise en charge.

Lorsque l’état infectieux au début de la prise en charge n’est pas connu précisément, un délai

d’au moins 48 heures ou un délai supérieur à la période d’incubation est couramment accepté

pour définir une IAS.

Il est recommandé d’apprécier dans chaque cas la plausibilité de l’association entre la

prise en charge et l’infection.

Pour les infections du site opératoire (ISO), on considère comme associées aux soins les

infections survenant dans les 30 jours suivant l’intervention, ou, s’il y a mis en place d’un

implant ou d’une prothèse, dans l’année qui suit l’intervention.

1.1.3 - Principales catégories d’infections nosocomiales

Sont classées par ordre de fréquence décroissant :

1.1.3.1 - Les infections urinaires nosocomiales (IUN)

La notion d’infection urinaire nosocomiale répond aujourd’hui à une définition précise.

En règle liée à la mise en place d’une sonde vésicale, selon les définitions actuelles, elle

occupe la première place dans les infections nosocomiales (30 à 50 %), et constitue la

troisième porte d’entrée des bactériémies.

Le germe isolé le plus souvent est un Escherichia Coli, mais la flore se modifie et la

distribution écologique est en perpétuelle évolution.

Malgré leur caractère habituellement bénin, ces infections nosocomiales ont

néanmoins un retentissement sur la mortalité hospitalière, elles augmentent la durée

d’hospitalisation de 2,5 jours en moyenne et représentent pour leur traitement une part

importante du budget antibiotique.

La prévention doit donc être impérative, en insistant tout particulièrement sur les

mesures simples et accessibles à tous : indications de sondage vésical bien ciblées, utilisation


32

de drainage en circuit fermé, asepsie maximale lors de la manipulation des sondes après

lavage des mains.

1.1.3.2 - Les pneumonies nosocomiales (PN)

1.1.3.2.1 - Mécanisme

La contamination et l'infection se font essentiellement par voie aérienne. La

contamination initiale se fait à partir de l'oropharynx. Elle est liée à l'adhésion bactérienne et

est favorisée par des facteurs de terrain. L'origine des bactéries est avant tout digestive

(surtout gastrique) favorisée par une sonde nasogastrique, l'impossibilité de boire, les

morphiniques et les curares qui inhibent la motricité de l'appareil digestif, l'administration des

antibiotiques qui favorisent la croissance des bactéries pathogènes.

Le rôle de l'environnement est certain, les mains des soignants sont un important

vecteur de contamination.

1.1.3.2.2 - Classification

Deux types de PN différentes par leur physiopathologie et leur épidémiologie peuvent

être individualisés suivant leur délai de survenue :

PN précoce, survenant avant le 5ème jour d'hospitalisation, les germes

responsables sont des commensaux du patient (Streptococcus pneumoniae,

Haemophilus influenzae, Staphylococcus aureus méthicillino-sensible,

Escherichia coli). L'existence de troubles de conscience avec altération des

réflexes des voies aeriennes est le facteur prédisposant.

PN tardive, survenant après le 5ème jour d'hospitalisation, les germes

responsables sont hospitaliers multirésistants (Pseudomonas sp, Acinetobacter

sp, Staphylococcus aureus méthicillino-résistant, groupe KES). La gravité

initiale de l’état du patient et la prolongation de la ventilation mécanique (40 %

des patients ventilés pendant plus de 6 jours font une PN) sont les deux facteurs

de risque essentiels.

1.1.3.3 - Les Infections du site opératoires (ISO)

Une infection du site opératoire est une infection survenant dans les 30 jours suivant

l'intervention, ou dans l'année s'il y a une mise en place d'une prothèse (implant définitif tel

que : valve cardiaque, prothèse articulaire, ...).

La contamination intervient au cours de l'acte opératoire elle est manuportée,

accessoirement liée à l'environnement. Plusieurs facteurs la facilitent : nécrose tissulaire,

sérosité, corps étranger, implant, inoculum bactérien important, mauvaise vascularisation.


33

1.1.3.4 - Les infections nosocomiales sur cathéter

Colonisation du cathéter : résultat de l'intervention entre :

Hôte (protéines).

Micro-organisme (facteur d'adhésivité, slime et ATB).

Matériaux.

1.2 - Épidémiologie générale des infections nosocomiales

1.2.1 - Réservoirs des micro-organismes

Hommes : patients +++, personnels et visiteurs.

Peau : 102 à 106 micro-organismes /cm2.

Nez : Staphylococcus aureus, pharynx : Streptococcus A.

Digestif : Colon : 1011 à 1012 bactéries/g selles.

Animaux, insectes.

Eau (Legionella, Pseudomonas …).

Surface (Acinetobacter baumannii…), matériel médical (endoscopes…).

Air (Aspergillus …).

Végétaux (fleurs coupées), aliments (fruits, légumes...).

1.2.2 - Mode de transmission

On distingue 4 modes de transmission des infections nosocomiales :

L’auto-infection: le malade s'infecte avec ses propres germes, les « portes d'entrée » sont

les lésions des muqueuses, les lésions cutanées (plaies, brûlures, maladies de peau).

L'hétéro-infection: le germe responsable de l’IN provient d'un autre malade, la

transmission étant le plus souvent manuportée, par le personnel soignant intervenant

auprès de plusieurs patients, disséminant ainsi les germes d'une personne à l'autre. C'est le

mode de contamination le plus fréquent lors d'épidémies.

La xéno-infection: dans ce cas les agents pathogènes sont transmis par des personnes

venant de l'extérieur (personnels soignants, visiteurs, sous-traitants), et présentant eux-

mêmes une pathologie infectieuse, déclarée ou en cours d'incubation.

L'Exo-infection: ce mode de transmission est issu, soit d’un dysfonctionnement

technique d'un matériel (filtre à air, autoclave…etc), soit d’une erreur commise dans

l'exécution des procédures de traitement.

1.2.3 - Sources des infections nosocomiales

Ces infections peuvent être :

Directement liées aux soins dispensés au patient (par exemple, tube de ventilation,

cathéter, sonde urinaire …etc).

Survenir lors de l’hospitalisation, indépendamment de tout acte médical (par

exemple une épidémie de grippe).


34

Ainsi que la transmission par contact avec le sang et les liquides biologiques par

exemple :

Les accidents d’exposition au sang (AES), le plus souvent piqûre par du matériel souillé

par du sang (HIV, hépatite B et hépatite C), concernant surtout le personnel médical,

paramédical et d’hygiène.

1.2.4 - Facteurs de risque

1.2.4.1 - Terrain

Le sexe féminin (le risque est multiplié par deux) dans les IUN.

Les ages extrêmes, neutropénie, chimiothérapie prolongée, infection à

distance,traitement immunosuppresseur, lésions cutanées ,…..etc.

Pathologie sous-jacente : obésité, infections préalables et/ou concomitantes,

malnutrition,diabète, immunodépression, état de choc, traitement ATB prolongé, état

général du patient au moment de l'intervention.

1.2.4.2 - Procédures invasives, interventions chirurgicales

De plus en plus, en milieu hospitalier, que ce soit à l'hôpital ou en clinique, l’utilisation

des techniques de surveillance des patients comme les cathéters urinaires, la mesure de la

pression veineuse centrale, l'implantation de prothèses, les perfusions etc. sont des techniques

favorisant l'apparition d'infections hospitalières. Il en est de même de certains traitements

utilisés par voie intraveineuse surtout quand ceux-ci sont de longue durée (voie d'abord

centrale). Grâce à l'utilisation, depuis peu, de dispositif d'accès centraux totalement

implantables, la survenue d'infections hospitalières semble beaucoup moins fréquente.

1.2.4.3 - Traitements immunosuppresseurs

Font appel à divers médicaments diminuant les capacités de défense de l'organisme. Ces

médicaments sont prescrits en particulier chez les patients néoplasiques (présentant un cancer)

et chez ceux venant de subir une transplantation d'organes. Les individus souffrant

de maladies auto-immunes peuvent également être sujets à l'apparition d'infection

nosocomiale. En dehors des cas pathologiques, les vieillards, les nouveau-nés et les

prématurés sont particulièrement fragiles aux infections nosocomiales.

http://www.vulgaris-medical.com/image-medicale/cancer-de-l-anus

http://www.vulgaris-medical.com/encyclopedie-medicale/auto-immunite


37

1.3.4 - Champignons et parasites

Candida, Aspergillus de plus en plus incriminés.

1.3.5 - Prion

Agent transmissible non conventionnel, intervient dans les procédés de stérilisation.

2 - Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique (PAVN)

2.1 - Définition

Une PAVM correspond à « toute pneumonie associée aux soins, elle est défini par la

survenue d’une infection des voies respiratoires basses chez un malade dont la respiration est

assistée par une machine, soit de manière invasive par l’intermédiaire d’un tube endotrachéal

ou d’une trachéotomie, soit de manière non invasive par l’intermédiaire d’un masque facial ou

d’un autre procédé, dans les 48 heures précédant la survenue de l’infection ».

Une PAVM est considérée comme liée à l’intubation si elle survient 48 heures après le

début de l’intubation et moins de 2 jours après l’extubation. À l’opposé de la pneumonie

d’inhalation, favorisée par des troubles de la conscience ou de la déglutition, contractée avant

l’admission dans un établissement de santé et non liée aux soins initiaux[4].

La définition épidémiologique de la PAVM repose sur des critères cliniques,

radiologiques, et microbiologiques. L’association de ces différents critères est impérative pour

distinguer la PAVM de la colonisation trachéale, de la trachéo-bronchite ou de modifications

de l’état clinique résultant d’autres mécanismes pathologiques[5].

2.2 - Classification des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique (PAVM)

Un sous-ensemble des PN, comme définies précédemment, les PAVM font référence

aux cas survenant chez les patients qui ont été placés sous ventilation mécanique pendant au

moins 48 heures.

Les mécanismes d’infection des PN et des PAVM sont similaires, cela provient aussi du

fait que les défenses de l’hôte contre une pneumonie sont contournées si efficacement par une

sonde endotrachéale, le risque de pneumopathie est bien plus élevé chez un patient ventilé[6].

En fonction du délai de survenue des PAVM, on distingue :

2.2.1 - Les PAVM précoces

Surviennent avant le 5ème jour de la ventilation mécanique, relèvent d’un phénomène de

colonisation des voies aériennes par la flore endogène du patient.


38

2.2.2 - Les PAVM tardives

Surviennent après le 5ème jour, et qui sont dues à une contamination par des bactéries

plus résistantes d’origine hospitalière[7].

2.3 - Microbiologie des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique

Les agents microbiologiques responsables des PAVM sont communément décrits en

fonction du délai d’apparition de la pneumopathie[8].

Dans les PAVM précoces, les bactéries sont généralement sensibles aux antibiotiques ;

Bacilles à Gram Négatif (BGN) comme Escherichia coli, Enterobacter spp, Klebsiella spp,

Proteus spp, Serratia marcescens, Haemophilus influenzae, et Cocci à Gram Positif (CGP)

dont Staphylococcus aureus sensible à la Méticilline (SASM) et Streptococcus pneumoniae.

Dans les PAVM tardives, on retrouve principalement des germes potentiellement

multi-résistants aux antibiotiques; Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter spp,

Stenotrophomonas maltophilia, Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline (SARM).

2.3.1 - Bacilles à Gram négatif (BGN)

2.3.1.1 - Pseudomonas aeruginosa

Le mot est composé du grec pseudo, (simili) ou (imitation) et monas, (unité). On l’a

employé dans les débuts de la microbiologie pour désigner les (germes). Aeruginosa, qui veut

dire vert-de-gris en latin (le résultat de la corrosion du cuivre), se réfère à un pigment que

cette bactérie contient.

Pseudomonas aeruginosa, autrement connue sous le nom de bacille pyocyanique est

une bactérie à Gram négatif ubiquitaire, saprophyte et naturellement résistante aux

antibiotiques (βlactamines hydrophiles), peut devenir un pathogène opportuniste, responsable

d’infections graves lorsque les circonstances favorables sont réunies.

Elle se distingue par sa grande adaptabilité aux différentes situations

environnementales, par sa capacité à acquérir des résistances aux antibiotiques et par la

multiplicité de ses facteurs de virulence, qui déjouent les dépenses de l’hôte et permettent le

développement d’infection sur des terrains prédisposés.

C’est dans les services de réanimation, de soins intensifs et les centres de brûlés où les

patients sont souvent immunodéprimés et habituellement intubés, ventilés, que le risque de

contamination et d’infection à Pseudomonas aeruginosa est majeur[9].

Elle peut, dans certaines conditions, être pathogène. Très résistante avec d'autres

bactéries à Gram négatif de plus en plus souvent responsable d'infections nosocomiales. C'est

l'une des bactéries les plus difficiles à traiter cliniquement. Le taux de mortalité atteint 50 %

chez les patients vulnérables (immunodéprimés).

Elle fait partie des germes couramment recherchés lorsque l'on procède à une analyse

microbiologique d'un échantillon d'eau.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pathog%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Infection_nosocomiale

https://fr.wikipedia.org/wiki/Immunod%C3%A9prim%C3%A9


39

On pense qu’elle se renouvelle dans les hôpitaux via les fruits, les plantes et les légumes

qui y entrent, c'est une des raisons qui explique pourquoi les fleurs et les plantes vertes sont

interdites dans les chambres d'hôpitaux.

Les formes de pathologie qu'elle engendre sont diverses : infection de l'œil,

des plaies (surtout brûlures et plaies opératoires), des urines (surtout après sondages), gastro-

intestinales et des poumons (par exemple après bronchoscopie), des méningites d'inoculation,

des septicémies comme stade terminal d'infections graves ou complication chez des malades

soumis à un traitement immunodépresseur, des leucémiques, etc. Elle induit facilement des

infections systémiques chez les immunodéprimés (par une chimiothérapie ou par le sida) et

chez les victimes de brûlures et de fibrose kystique (mucoviscidose).

2.3.1.1.1 - Identification

Comme d'autres Pseudomonas, Pseudomonas aeruginosa sécrète un certain nombre de

pigments : entre autres la pyocyanine (bleu-vert), la fluorescéine (jaune-vert fluorescent) et

lapyorubine (brun-rouge).

In vivo, elle sécrète aussi un biofilm, principal agent de sa résistance. C'est une bactérie

lactose négative, c'est-à-dire dépourvue d'enzymes dégradant le lactose, pourvue d'une odeur

de seringa (fleur de la famille des Philadelphacées).

In vitro, une reconnaissance préliminaire en laboratoire identifie ses colonies sur

les géloses de type Mac Conkey (géloses contenant entre autres du lactose) à leur apparence

de perles beiges, alors que les colonies de bactéries lactose positives sont roses. Pour une

identification assurée, on recherche la présence des enzymes de type oxydase (élastase et

protéase parmi d'autres) que cette bactérie sécrète.

La production des deux pigments pyocyanine et fluorescéine, et la température de

croissance optimale de 42 °C confirme l'identification.

Parmi les sécrétions de Pseudomonas aeruginosa, on trouve donc des protéines (élastase

et protéase) qui détruisent l'intégrité des tissus de l'hôte en dégradant leurs protéines telles que

l'élastine, le collagène et les transférines. On trouve aussi des toxines de poids moléculaire

faible comme la pyocyanine, affectant différents types de sites dans la cellule hôte.

Pseudomonas aeruginosa cause également de la corrosion microbienne dans le diesel et

le carburant d'aviation (micro-organismes utilisant l'hydrocarbone). Il crée des masses

gélatineuses sombres parfois appelées à tort « algues ».

Identification de la souche :

Ce sont des bacilles Gram négatif, souvent isolés à ciliature polaire. Cette bactérie

possède l'oxydase.

Elle est de type respiratoire aérobie strict.

VAG oxydative.

Elle est nitrate réductase +++.

Glucose négatif.

Elle ne produit pas d'H2S.

Elle utilise le mannitol.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pathologie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Infection

https://fr.wikipedia.org/wiki/%C5%92il

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plaie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Br%C3%BBlure

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plaie_op%C3%A9ratoire

https://fr.wikipedia.org/wiki/Infection_urinaire

https://fr.wikipedia.org/wiki/Poumon

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bronchoscopie

https://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9ningite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Septic%C3%A9mie

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https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Pyocyanine&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fluoresc%C3%A9ine

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Pyorubine&action=edit&redlink=1

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https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Lactose_n%C3%A9gative&action=edit&redlink=1

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https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Lactose_positive&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Enzyme

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https://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89lastine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Collag%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Transf%C3%A9rine&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Toxine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gazole


https://fr.wikipedia.org/wiki/R%C3%A9ductase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Glucose

https://fr.wikipedia.org/wiki/Sulfure_d%27hydrog%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mannitol


40

Elle utilise l'ion citrate comme seule source de carbone.

Elle est gélatinase positif.

ADH positif, Uréase positif, Indole négatif, TDA négatif.

Les tests King A et King B peuvent être également pratiqués pour voir la production de

pyocyanine et de fluorescéine respectivement.

Les galeries 20NE (Bio Mérieux) sont utilisées pour identifier les souches.

2.3.1.1.2 - Antibiorésistance et traitement

Pseudomonas aeruginosa est une bactérie robuste, s'adaptant rapidement aux attaques

médicamenteuses. Sans sélection ni renforcement par des antibiothérapies antérieures, elle ne

sera souvent sensible qu'aux quelques antibiotiques : Ticarcilline avec acide

clavulanique, Gentamicine, Ciprofloxacine, Céftazidime, et Pipéracilline seule ou avec ajout

de Tazobactam et acide borique. En 2008, les Fluoroquinolones, la gentamicine ou

l'Imipenème sont encore efficaces, mais uniquement sur quelques souches bactériennes.

Si le patient a récemment reçu plusieurs antibiotiques, la bactérie sera vraisemblablement

encore plus résistante et d'autant plus dangereuse. Cette antibiorésistance a été partiellement

attribuée à des « pompes de flux » dans son biofilm, expulsant activement les composants

antimicrobiens. Pseudomonas aeruginosa est également connue pour s'attaquer aux

protéines duox, composé de base du système de défense du poumon.

La résistance acquise aux Carbapénèmes (Imipenème), initialement rapportée comme

liée à un déficit de la porine OprD2, peut être maintenant en relation avec la synthèse de β-

lactamases de type carbapénémase (classe B). Ces MBL, le plus souvent plasmidique[10].

Récemment, deux autres MBL (SPM-1, GIM-1) ont été identifiées d’une part, au Brésil

et, d’autre part, en Allemagne [11]. La majorité de ces enzymes sont des gènes cassettes situés

dans des intégrons.

2.3.1.1.3 - Pseudomonas aeruginosa et biofilm

Pseudomonas aeruginosa présente dans un biofilm sont moins actives métaboliquement

donc moins réceptives aux agents antimicrobiens et aux agents environnementaux. Ce biofilm

joue un rôle actif dans le processus de communication entre les cellules bactériennes.

La lactoferrine, présente dans la muqueuse, diminue la formation de biofilm

chez Pseudomonas aeruginosa, ce qui peut protéger contre les infections persistantes.

Des recherches sont faites pour des traitements par la déstructuration des biofilms,

l'inhibition des facteurs de virulence connus par la dégradation des enzymes messagers et la

régulation de gènes guidant les signaux intercellulaires et les mécanismes de quorum sensing.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ion

https://fr.wikipedia.org/wiki/Citrate

https://fr.wikipedia.org/wiki/Carbone

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=G%C3%A9latinase&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/ADH

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ur%C3%A9ase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Indole

https://fr.wikipedia.org/wiki/TDA

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ticarcilline

https://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_clavulanique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_clavulanique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gentamicine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ciprofloxacine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Tazobactam

https://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_borique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fluoroquinolone

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gentamicine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Biofilm

https://fr.wikipedia.org/wiki/Duox

https://fr.wikipedia.org/wiki/Poumon


41

2.3.1.1.4 - Infection à Pseudomonas aeruginosa

Pseudomonas aeruginosa est responsable d'infections nosocomiales, mais il se

rencontre également en ambulatoire chez les patients atteints de mucoviscidose.

Pseudomonas aeruginosa est résistant à un grand nombre d'antibiotiques. Il ne faut donc

jamais les traiter en monothérapie. Les antibiotiques actifs sur Pseudomonas

aeruginosa[39] sont les Carbapénèmes, certains Fluoroquinolones (la Ciprofloxacine à forte

dose en est un exemple) ainsi que des céphalosporines de troisième génération (par exemple

la Céftazidime).

2.3.1.2 - Acinetobacter baumannii

L’Acinetobacter baumannii est un bacille à Gram négatif, pathogène opportuniste, qui

émerge comme un agent d’infections nosocomiales essentiellement chez les patients

fragilisés.

On trouve l’Acinetobacter baumannii au sein de la flore cutanée, dans le tube digestif, le

pharynx et dans l’environnement humide.

Il peut persister longtemps dans le milieu extérieur, sur des surfaces sèches où il peut

survivre jusqu’à 08 jours[11-12].

De nombreuses études ont rapporté la prédominance de ces infections dans les services

de réanimation. La capacité de survie dans des conditions rudimentaires, la résistance

naturelle et la grande diversité des plasmides confèrent à la bactérie un potentiel d’acquisition

des résistances.

La multirésistance a été décrite pour la première fois au Taiwan en 1998 et depuis, son

incidence ne cesse de croitre dans plusieurs pays[13].

Acinetobacter baumannii est naturellement résistant à de nombreux antibiotiques et est

doué d’une grande capacité adaptative lui permettant d’acquérir facilement et rapidement de

nouvelles résistances. La résistance aux βlactamines est de plus en plus fréquente.

Classiquement, les souches sauvages d’Acinetobacter baumannii sont résistantes à la

Pénicilline G et peuvent s’exprimer à un niveau de production variable une βlactamase de

type céphalosporinase susceptible d’inactiver les Aminopénicillines et les céphalosporines de

première génération et de deuxième génération[14].

Il s'agit d'un germe d'infection opportuniste chez l'homme, particulièrement chez les

personnes immunodéprimées et que l'on trouve aussi comme agent de maladies nosocomiales

où sa transmission est manuportée. Il a aussi été isolé du sol et de l'eau dans l'environnement.

2.3.1.2.1 - Antibiorésistance

La bactérie n’est pas toujours responsable d’infections et peut simplement être présente

sur la peau ou les muqueuses des patients. Chez les patients fragilisés, elle est à l’origine

d’infections variées parfois sévères (infections pulmonaires, septicémies, infections de plaies

ou de brûlures...). La létalité des infections nosocomiales à Acinetobacter baumannii varie

entre 17 et 46 % pour les septicémies et peut atteindre 70 % pour les pneumopathies. En

France en 2001, Acinetobacter baumannii représentait 1,2 % des micro-organismes isolés


https://fr.wikipedia.org/wiki/Mucoviscidose

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pseudomonas_aeruginosa#cite_note-39

https://fr.wikipedia.org/wiki/Infection_opportuniste

https://fr.wikipedia.org/wiki/Immuno-d%C3%A9pression

https://fr.wikipedia.org/wiki/Maladies_nosocomiales


42

d’infections nosocomiales. En service de réanimation, on l’isolait dans 5 % des infections

pulmonaires.

Une souche d’Acinetobacter baumannii responsable d'une épidémie de 12 patients a été

identifiée pour la première fois à l'Hôpital de Valenciennes en 2003.

Elle a acquis des caractéristiques de résistance aux antibiotiques originales qui la

rendent préoccupante mais qui facilitent son identification. Elle produit une enzyme bêta-

lactamase à spectre élargi (BLSE) de type VEB-1 qui la rend résistante à tous les antibiotiques

de la famille des βlactamines. La souche reste seulement sensible à deux antibiotiques :

Imipenème et colistine.

La résistance acquise à l’Imipenème est apparue dans les années 1990[15].

Il existe deux types d’enzymes capables d’hydrolyser les Carbapénèmes qui ont été

rapportées chez Acinetobacter baumannii. Il s’agit d’une part des métalloenzymes

(carbapénémases de la classe B d’Ambler) et d’autre part des oxacillinases (ou βlactamases de

classe D) identifiées presque uniquement chez Acinetobacter baumannii à ce jour[10].

Les métalloenzymes identifiées chez A. baumannii sont du groupe IMP avec les

variantes IMP-1(Corée du Sud, Japon, Italie), IMP-2 (Japon, Italie), IMP-4 (Hong-Kong),

IMP-5 (Portugal), IMP-6 (Brésil) et IMP-11 (Japon) ou bien du groupe VIM avec les

variantes VIM-1 (Italie), VIM-2 (Corée du Sud) et VIM-19 (Algérie).

2.3.1.3 - Haemophilus influenzae

Appelé bacille de Pfeiffer, est une bactérie de la famille des Pasteurellaceae et de

la classe des Gammaproteobacteria. Bactérie commensale des voies aériennes supérieures, H.

influenzae est responsable d’infections ORL, et aussi d’infections invasives.

Ce germe a développé des résistances aux βlactamines essentiellement par production

de βlactamase. La fréquence des souches productrices de βlactamase enregistrée au Japon est

de 13 %, 12,5 % en Italie, 16 % en Angleterre, un taux inférieur à 20 % en Chine et

finalement en Espagne, elle dépasse les 30 %[16-17].

D’après Ktari S et al, l’association Amoxicilline-acide clavulanique est active sur

presque toutes les souches avec quelques rares souches résistantes, non productrices de

βlactamase. Et 10 % en moyenne des souches sont respectivement résistantes aux

tétracyclines et Chloramphénicol [18].

Selon l’AARN, les souches productrices de ßlactamases représentent 21,4 % en Algerie

2.3.1.3.1 - La morphologie

C'est une bactérie isolée à partir des voies respiratoires chez l'Homme.

La forme sans capsule est commensale de la sphère ORL et peut être responsable

d'infections locales (otite, sinusite, pharyngite, conjonctivite).

Haemophilus influenzae représente près de 40 % des causes bactériennes des otites

moyennes (infection suppurée de l’oreille moyenne).

La forme capsulée peut être responsable d'otites, de méningites, survenant presque

exclusivement chez les enfants jusqu'à l'âge de six ans.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Valenciennes

https://fr.wikipedia.org/wiki/R%C3%A9sistance_aux_antibiotiques

https://fr.wikipedia.org/wiki/B%C3%AAta-lactamase

https://fr.wikipedia.org/wiki/B%C3%AAta-lactamase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Antibiotique_b%C3%AAta-lactamine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Antibiotique_b%C3%AAta-lactamine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Colistine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bact%C3%A9rie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Famille_(biologie)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Classe_(biologie)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Voies_respiratoires

https://fr.wikipedia.org/wiki/Commensale

https://fr.wikipedia.org/wiki/Oto-rhino-laryngologie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Otite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Sinusite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Oto-rhino-laryngologie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Conjonctivite




43

En dehors du tractus respiratoire, Haemophilus influenzae peut se voir dans certaines

ostéites et arthrites.

2.3.1.3.2 - Principaux caractères bactériologiques

Petit bacille à Gram négatif, les souches virulentes sont fréquemment encapsulées mais

la capsule est difficilement visible.

Haemophilus influenzae exige deux facteurs de croissance : les facteurs X (hémine)

et V (NAD).

Sur un milieu où l'on dépose un disque contenant ces facteurs X+V, les colonies ne

poussent qu'autour du disque.

Le facteur X (hémine) peut être apporté par un milieu enrichi au sang. Le

facteur V (NAD) peut être apporté par l'ajout d'extrait de levure par exemple ou par des

colonies de Staphylococcus aureus. Le chauffage du sang libère le facteur V et inactive les

inhibiteurs de ce dernier pouvant-être présent dans certains sangs animaux comme celui du

mouton.

Le camp-test consiste à ensemencer une suspension d'Haemophilus sur un milieu gélosé

au sang (facteur X) et puis à ajouter une strie de Staphylococcus aureus (facteur V). Ceci

induit un satellitisme typique, Haemophilus influenzae poussant autour de la strie

de staphylocoques.

2.3.1.3.3 - Traitement

L'Haemophilus influenzae présente une résistance acquise aux βlactamines en

produisant des pénicillinases.

En revanche, il peut être traité par de l'Amoxicilline associée à un inhibiteur des

pénicillinases. Il est également sensible aux céphalosporines de 3ème génération et aux

Fluoroquinolones.

2.3.1.3.4 - Prévention

Des vaccins contre Haemophilus influenzae b sont disponibles depuis le début des

années 1990. La couverture vaccinale des pays développés est de 92 %, alors qu'elle n'est que

de 42 % dans les pays en voie de développement et 8 % dans les pays les plus pauvres. Les

vaccins protégeant d’haemophilus influenzae sont les suivants :

Vaccins monovalents :

Act-Hib.

Hibest.

Vaccins associés (avec Diphtérie, Tétanos, Poliomyélite, Coqueluche) :

Infanrixquinta.

Pentacoq.

Pentavac.

Hexavac (+ Hépatite B).

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ost%C3%A9ite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Arthrite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Capsule_(bact%C3%A9riologie)

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=H%C3%A9mine&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Nicotinamide_ad%C3%A9nine_dinucl%C3%A9otide

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https://fr.wikipedia.org/wiki/Nicotinamide_ad%C3%A9nine_dinucl%C3%A9otide

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus_aureus

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus_aureus

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylocoque

https://fr.wikipedia.org/wiki/B%C3%AAta-lactamine

https://fr.wikipedia.org/wiki/C%C3%A9phalosporine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fluoroquinolone

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vaccin

https://fr.wikipedia.org/wiki/Dipht%C3%A9rie

https://fr.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9tanos

https://fr.wikipedia.org/wiki/Poliomy%C3%A9lite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Coqueluche

https://fr.wikipedia.org/wiki/H%C3%A9patite_B


44

Le tableau vaccinal pour Haemophilus influenzae est le suivant :

1re injection : à partir de 2 mois.

1er rappel : entre 16 et 18 mois.

Trois vaccinations sont recommandées en France. Aux États-Unis, depuis la vaccination

les progrès ont été spectaculaires pour les enfants (2008, 2009), mais semblent sans effets

chez les adultes (avec un nombre de cas en augmentation dans l'Ohio par exemple).

2.3.1.4 - Entérobactéries

Les entérobactéries constituent une famille hétérogène de BGN fréquentes dans les

infections humaines. Les germes de cette famille sont en majorité pathogènes du tube digestif

humain et d’autres sont des colonisateurs normaux de ce tube digestif (Escherichia coli,

Enterobacter spp, Klebsiella spp…)[19].

Les espèces de ce groupe constituent les agents principaux de l’auto-infection, elles

possèdent un certain nombre de phénotypes de résistance naturelle tels que l’expression d’une

pénicillinase ou d’une céphalosporinase selon la classe d’entérobactéries, elles peuvent

devenir multirésistantes essentiellement par trois mécanismes que sont la production d’une

pénicillinase à haut niveau, d’une céphalosporine déréprimée ou d’une βlactamase à spectre

élargi[20].

Les entérobactéries ont une résistance naturelle à certaines familles d’antibiotiques

hydrophobes comme les pénicillines G et M, les macrolides et apparentés (lincosamides,

synergistines) et les glycopeptides. De nombreuses classes d’antibiotiques restent cependant

actives comme la plupart des βlactamines, les aminoglycosides, les tétracyclines, les

quinolones et les sulfamides[19].

2.3.1.4.1 - Définition

On définit classiquement les entérobactéries par 07 critères (néanmoins, il faut faire

attention aux remaniements de familles issues de nouvelles méthodes de la taxonomie,

certains genres, ne répondant pas forcément à tous ces critères, font aujourd'hui partie de cette

famille) :

Bacilles Gram négatif de dimension moyenne (coccobacille, souvent polymorphe).

Non exigeants (culture facile).

Oxydase négative. Attention à Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderai cepacia

complex qui sont Oxydase positif mais en 3 minutes : ce sont deux bactéries aérobies

strictes classées dans le genre Pseudomonas sensu lato.

Nitrate réductase positif (capables de réduire les nitrates en nitrites).

Aéro-anaérobies facultatifs (capables de pousser en présence ou en absence de

dioxygène).

Voie fermentaire de dégradation du glucose (avec ou sans production de gaz).

Immobiles ou mobiles par ciliature péritriche (très rares exceptions : Plesiomonas,

ciliature polaire).

Non sporulés.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vaccination

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vaccination#En_Europe

https://fr.wikipedia.org/wiki/Taxonomie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gram-

https://fr.wikipedia.org/wiki/Coccobacille


https://fr.wikipedia.org/wiki/Recherche_de_la_nitrate_r%C3%A9ductase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Nitrate

https://fr.wikipedia.org/wiki/Nitrite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Type_%C3%A9nerg%C3%A9tique



45

Certains sont thermodépendants et ne poussent pas à 37 °C tels que Hafnia alvei,

Yersinia enterolitica…

Les différences entre les nombreux genres et espèces viennent de critères plus précis,

comme la fermentation de différents sucres, la production ou non de sulfures, la présence ou

l'absence d'enzymes du métabolisme (β-galactosidase, désaminases, décarboxylases), le type

de fermentation (voies fermentaires des entérobactéries) (butan-2,3-diol ou acides mixtes).

Ces critères permettent de regrouper les différents genres en « groupes », rendant les

démarches d'identification plus méthodiques et plus aisées, mais qui ne correspondent pas

forcément à des réalités de proximité phylogénétique (puisque ce sont des critères uniquement

phénotypiques, comme l'ancienne classification scientifique).

Les milieux de culture spécifiques ou non de la famille des Enterobacteriaceae : deux

milieux sont particulièrement utilisés pour la culture et l'isolement des Enterobacteriaceae,

la gélose Drigalski et la gélose E.M.B.

Gélose Drigalski : est un milieu d'isolement sélectif des entérobactéries et autres

bactéries Gram négatif. Les bactéries Gram positif sont inhibées par le

désoxycholate de sodium et le cristal violet. L'indicateur coloré de ph est le bleu

de bromothymol, qui vire du bleu au jaune en cas d'acidification du milieu

(dégradation du lactose en acide lactique).

Gélose E.M.B : est un milieu d'isolement destiné aux entérobacteries. L'éosine et

le bleu de méthylène servent d'inhibiteur de Gram + et d'indicateur coloré à pH.

Après la détermination de la famille des entérobactéries, une galerie de famille est

nécessaire pour identifier le genre et l'espèce : milieu VF (viande foie), 2 Hugh et Leifson +

glucose, 1 Kligler-Hajna, et une galerie d'identification Api 20E.

2.3.1.4.2 - Habitat

Elles se multiplient généralement aussi bien chez un hôte (commensales : Escherichia

coli) que dans l'environnement (saprophytes : Serratia marcescens), bien que certaines

espèces soient plus adaptées à l'un ou l'autre de ces habitats.

2.3.1.4.3 - Les entérobactéries commensales

Elles sont les hôtes de l'homme et des animaux chez lesquels elles résident

principalement au niveau de l'intestin. On peut cependant les retrouver dans la cavité buccale,

les régions humides de la peau en particulier le périnée, les fosses nasales et les voies

génitales féminines dans lesquelles elles peuvent constituer une flore transitaire.

Dans l'intestin, elles représentent une fraction très importante de la flore aérobie de

l'intestin. Elles se retrouvent en grand nombre au niveau du côlon (du cæcum au rectum), elles

contribuent à la dégradation des résidus alimentaires et à la production de gaz intestinaux ; on

parle de flore de fermentation.

L'espèce Escherichia coli y joue un rôle prépondérant en raison de sa présence

constante et de sa large prédominance sur les autres espèces : Elle constituerait 80 % dans la

flore aérobie avec une concentration avoisinant les 108 Escherichia coli /g

de selles terminales. D'autres espèces ont une présence moins marquée tel

https://fr.wikipedia.org/wiki/Genre_(biologie)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Esp%C3%A8ce

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fermentation


https://fr.wikipedia.org/wiki/%CE%92-galactosidase

https://fr.wikipedia.org/wiki/D%C3%A9saminase

https://fr.wikipedia.org/wiki/D%C3%A9carboxylase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Voies_fermentaires_des_ent%C3%A9robact%C3%A9ries

https://fr.wikipedia.org/wiki/Classification_scientifique

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_Drigalski

https://fr.wikipedia.org/wiki/EMB_(g%C3%A9lose)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Viande_foie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Hugh_et_Leifson

https://fr.wikipedia.org/wiki/Kligler-Hajna

https://fr.wikipedia.org/wiki/Galerie_API

https://fr.wikipedia.org/wiki/Commensale

https://fr.wikipedia.org/wiki/Escherichia_coli


https://fr.wikipedia.org/wiki/Saprophyte

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Serratia_marcescens&action=edit&redlink=1


https://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%A9rin%C3%A9e

https://fr.wikipedia.org/wiki/C%C3%B4lon


https://fr.wikipedia.org/wiki/Mati%C3%A8re_f%C3%A9cale


46

que Proteus et Klebsiella ainsi que Citrobacter, Hafnia, Providencia, Enterobacter... à la

présence plus irrégulière.

Les germes commensaux de l'intestin ou d'ailleurs peuvent être pathogènes par

opportunisme (infections urinaires, surinfection...). Leur pathologie est non spécifique mais

tient surtout du « terrain » (la nature du germe est peu importante mais le terrain, lui, est très

important. Un immunodéprimé ne réagit pas comme un sujet sain). La multirésistance aux

antibiotiques qu'ils peuvent présenter provient de plasmides de résistance.

2.3.1.4.4 - Les entérobactéries pathogènes

On distingue alors deux groupes d’entérobactéries pathogènes : les pathogènes strictes

et les pathogènes opportunistes.

2.3.1.4.5 - Les pathogènes strictes

Leur présence dans l'organisme est anormale quel que soit leur nombre et entraîne

souvent une infection dont la gravité dépend de leur point d'entrée. Introduites par un aliment

contaminé, elles provoqueront des troubles intestinaux en adhérant sur la muqueuse

intestinale puis en traversant la barrière entérocytaire. Les symptômes se caractérisent souvent

par des diarrhées importantes suivies d'une déshydratation (grave chez le nourrisson).

Certaines espèces provoquent des pathologies spécifiques :

Salmonella typhi responsable de la fièvre typhoïde.

Shigella dysenteriae est l'agent responsable de la dysenterie bacillaire.

Escherichia coli entérotoxique responsable de gastro-entérite infantile ou GEI.

Yersinia pestis responsable de la peste.

Ces germes entéro-pathogènes sont agressifs par eux-mêmes ; leur identification est

donc capitale.

2.3.1.4.6 - Les pathogènes opportunistes

Les entérobactéries opportunistes ne disposent pas d'un pouvoir pathogène suffisant

pour déclencher une pathologie chez un hôte sain. Elles sont en revanche susceptibles de

déclencher une infection chez un sujet immunodéprimé comme des septicémies surtout en

milieu hospitalier (par exemple, Serratia, Klebsiella, etc.) ce qui les a mis sur le même pied

que d'autres germes d'hôpitaux tels que le Staphylococcus et le Pyocyanique, infections

respiratoires, urinaires, abdominales en particulier iatrogènes en postopératoire.

Elles peuvent être présentes dans l'intestin et faire partie intégrante de sa flore

commensale, c'est ainsi que l'espèce Escherichia coli est responsable d'infection urinaire (en

particulier chez la femme) lors de, par exemple, constipations chroniques.

L'espèce Klebsiella pneumoniae est parfois responsable d'infections respiratoires.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Proteus_(genre)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Klebsiella

https://fr.wikipedia.org/wiki/Citrobacter

https://fr.wikipedia.org/wiki/Hafnia

https://fr.wikipedia.org/wiki/Providencia_(genre)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Enterobacter

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plasmide

https://fr.wikipedia.org/wiki/Diarrh%C3%A9e

https://fr.wikipedia.org/wiki/Nourrisson

https://fr.wikipedia.org/wiki/Salmonella_typhi

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fi%C3%A8vre_typho%C3%AFde

https://fr.wikipedia.org/wiki/Shigella_dysenteriae

https://fr.wikipedia.org/wiki/Dysenterie


https://fr.wikipedia.org/wiki/Gastro-ent%C3%A9rite_infantile

https://fr.wikipedia.org/wiki/Yersinia_pestis

https://fr.wikipedia.org/wiki/Peste


https://fr.wikipedia.org/wiki/Serratia

https://fr.wikipedia.org/wiki/Klebsiella

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pyocyanique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Iatrog%C3%A8ne


https://fr.wikipedia.org/wiki/Klebsiella_pneumoniae


47

2.3.1.4.7 - Caractères bactériologiques

Tous ces germes ont une morphologie identique : bâtonnets Gram -, de taille et de forme

variable. Certains possèdent une capsule. La définition des entérobactéries repose sur les

critères suivants :

Bacilles Gram négatif, immobiles ou mobiles par cils péritriches, aérobies - anaérobies

facultatifs, attaquant le glucose par voie fermentaire, dépourvus d'oxydase et réduisant les

nitrates.

Les genres et les espèces sont différenciés sur la base de caractères biochimiques

étudiés sur des milieux rassemblés dans la "galerie d'identification" (Fermentation des sucres ;

décarboxylation d'acides aminés ; production d'indole, d'acétone, d'H2S ; désamination de la

phénylalanine ; utilisation du citrate ; etc.). Certains caractères biochimiques particuliers

permettent de définir des biotypes à l'intérieur d'une espèce, par ex. Salmonella Typhi, biotype

xylose + et biotype xylose - ; cette distinction peut avoir de l'intérêt sur le plan

épidémiologique.

2.3.1.4.8 - Toxine - Antigène

La paroi des entérobactéries contient un complexe lipo-saccharidique dont la partie

lipidique correspond à l'endotoxine, identique chez tous ces germes et responsable d'une

certaine pathogénicité vasculaire : vasodilatation, altération de la perméabilité, collapsus

circulatoire. La fraction polysaccharidique est antigénique et correspond à l'antigène

somatique ou antigène O dont la spécificité diffère d'après les espèces. Cet Ag résiste à la

chaleur et à l'alcool. De plus, les espèces mobiles possèdent un antigène flagellaire

ou antigène H (flagelline), de nature protéique, thermolabile et sensible à l'alcool. Enfin,

certaines bactéries possèdent un antigène de surface ou antigène K. Cet Ag de surface se

comporte comme une enveloppe qui bloque l'agglutinabilité de l'Ag O sous-jacent.

L'étude de ces Ag permet la détermination de sérotypes qui complètent l'identification

biochimique.

La lysotypie peut dans certains cas fournir des renseignements complémentaires sur le

plan épidémiologique.


Outre la résistance naturelle aux antibiotiques actifs sur les Gram positif (pénicillines,

macrolides), les entérobactéries présentent fréquemment une résistance aux antibiotiques à

large spectre auxquels elles sont normalement sensibles. Cette résistance est conditionnée par

la présence de plasmides (ADN extra-chromosomique) porteurs de caractères de résistances

multiples et transférables à d'autres bactéries Gram négatif par conjugaison bactérienne.

La détermination de la sensibilité par l'antibiogramme est donc indispensable, les

souches multirésistantes étant fréquentes.

Les carbapénémases décrites chez les entérobactéries sont soit des métallo-ßlactamases

(classe B), soit des oxacillinases à spectre étendu (classe D), soit des ßlactamases dont

l’activité est inhibée par l’acide clavulanique (classe A)[21].

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gram_-

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Biotype&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Salmonella_typhi

https://fr.wikipedia.org/wiki/Endotoxine

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Antig%C3%A8ne_somatique&action=edit&redlink=1

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https://fr.wikipedia.org/wiki/Antig%C3%A8ne_O

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Antig%C3%A8ne_flagellaire&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Antig%C3%A8ne_H&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Antig%C3%A8ne_de_surface&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Antig%C3%A8ne_K&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/S%C3%A9rotype

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Lysotypie&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Antibiotique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plasmide

https://fr.wikipedia.org/wiki/ADN

https://fr.wikipedia.org/wiki/Conjugaison_bact%C3%A9rienne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Antibiogramme


48

Les métalloenzymes sont essentiellement des enzymes de type IMP ou VIM

responsables d’épidémies hospitalières sévères dans certains pays, particulièrement en Asie et

en Europe du Sud[22]. Leur hôte le plus habituel est Klebsiella pneumoniae avec des niveaux

d’expression de la résistance aux Carbapénèmes variables. Plusieurs épidémies de souches

d’entérobactéries MBL ont été identifiées, notamment au Japon, en Italie, en Espagne et en

Grèce[23-24-25].

L’identification de VIM-1 chez Proteus mirabilis, en Grèce, indique une transmission

communautaire de ce déterminant de résistance. NDM-1 est l’une des MBL les plus

récemment décrites[26].

En Algérie, la première métalloenzyme de type VIM19 a été isolée chez cinq souches

appartenant à la famille des entérobactéries qui ont été isolées chez deux femmes hospitalisées

dans l’unité de soins intensifs de l’hôpital central de l’armée. Ces cinq souches, une

providencia stuartii, deux Escherichia coli, et deux Klebsiella pneumoniae. Les résultats du

PCR confirment la présence du gène blaVIM. Ce gène est situé au sein d’un intégron porté par

un plasmide conjugatif. Cette nouvelle MBL VIM-19 ne diffère de VIM-1 que par deux

substitutions d’acides aminés.

L’Oxacillinase OXA-48 a été décrite majoritairement dans des souches de Klebsiella

pneumoniae, en particulier en Turquie[27] a pour réservoir naturel les espèces

environnementales du genre Shewanella et plus récemment au Liban[28] et en Belgique[29].

Enfin, les carbapénémases, inhibées par l’acide clavulanique, peuvent être soit codées

par des gènes chromosomiques (SME, NMC-A, IMI et SFC-1) soit codées par des gènes

plasmidiques comme certains variants de GES et Klebsiella pneumoniae carbapénémase

(KPC).

Actuellement, les carbapénémases qui sont les plus répandues chez les entérobactéries

sont les enzymes de type KPC. Elles possèdent un pouvoir de dissémination important et sont

émergentes dans de nombreux pays[30].

La première souche productrice de KPC-1 a été isolée en 1996 en Caroline du Sud[31]. Il

s’agissait d’une souche de Klebsiella pneumoniae résistante aux ß-lactamines. Cette première

description a été rapidement suivie par la publication d’un autre variant KPC-2[32].

Les premières souches de Klebsiella pneumoniae KPC-2 ont été décrites en 2006, en

Colombie, suivies en 2007 par les premières souches de Pseudomonas aeruginosa[33-34]. Après

la première description de KPC-1/2, l’incidence des souches de Klebsiella pneumoniae

productrices de cette carbapénémase a augmenté régulièrement[35]. Parallèlement à

l’émergence de KPC-2, le variant KPC-3 était également décrit dans une souche de Klebsiella

pneumoniae et d’Enterobacter cloacae épidémiques[36].

Bien qu’essentiellement décrite dans des souches de Klebsiella pneumoniae, KPC a

également été trouvée dans d’autres espèces d’entérobactéries (Escherichia coli, Salmonella

sérotype cubana, Enterobacter cloacae, Proteus mirabilis, Klebsiella oxytoca)[37-38]. Sept

autres variantes ont été rapportées (KPC-3 à KPC-9), se distinguant par au moins deux

substitutions d’acides aminés.





49

2.3.2 - Cocci Gram Positif (CGP)

2.3.2.1 - Staphylococcus aureus

Staphylococcus aureus a acquis une place primordiale dans les PAVM en termes de

fréquence et de gravité et pose des problèmes thérapeutiques du fait essentiellement de ses

résistances aux antibiotiques.

D’après une étude, le Staphylococcus aureus était responsable de 20 à 30 % de

PAVM[39].

La résistance de Staphylococcus aureus aux βlactamines relève de deux mécanismes :

l’hydrolyse par des pénicillinases (ayant une faible affinité pour la Méticilline et elle-même

hydrolysée par les inhibiteurs de βlactamase, redonnant ainsi une sensibilité aux

Aminopénicillines) et des modifications des polypeptides (PLP). Ce deuxième mécanisme

induit une résistance de Staphylococcus aureus à la Méticilline et à l’ensemble des

βlactamines.

Le staphylocoque doré (Staphylococcus aureus) est l'espèce la plus pathogène du genre

Staphylococcus. Elle est responsable d'intoxications alimentaires, d'infections localisées

suppurées et, dans certains cas extrêmes, d'infections potentiellement mortelles (patient

immunodéprimé, prothèses cardiaques). Staphylococcus aureus se présente comme

des coques en amas (grappe de raisin), gram positif et catalases positifs. Sa teneur

en caroténoïdes lui confère une couleur dorée à l'origine de son nom.

2.3.2.1.1 - Habitat

L'espèce Staphylococcus aureus est commensal de l'homme et se révèle être pathogène

opportuniste dans certains emplacements ou dans certaines circonstances. C'est un germe :

Ubiquitaire : Staphylococcus aureus possède une bonne résistance aux mécanismes

d'épuration naturels (oxydation, dessiccation, ce qui explique sa transmission directe

mais aussi indirecte).

Commensal : Staphylococcus aureus est retrouvé chez 15 à 30 % des individus sains

au niveau des fosses nasales et de la gorge. Il est également retrouvé en faible quantité

dans le tube digestif et souvent au niveau du périnée. À partir du rhinopharynx, la

bactérie est disséminée sur la peau du visage et des mains par aérosols.

Pathogène : Staphylococcus aureus possède des pouvoirs pathogènes, notamment un

pouvoir invasif, capacité à se multiplier et à se disséminer dans l'organisme

(voir septicémie) et un pouvoir toxique, capacité d'élaboration d'une toxine par la

bactérie qui exerce à la fois des propriétés toxiques et antigéniques chez l'hôte.

Halophile : Staphylococcus aureus supporte les concentrations en sel assez élevées et

n'est donc pas empêché de se développer dans les aliments mal préparés et mal

conservés, mais prolifère encore plus facilement dans ceux d'origine animale (et où le

sel est utilisé autant comme un exhausteur de goût, que comme un agent conservateur

contre les invasions par d’autres micro-organismes parasitaires, ubiquitaires ou

opportunistes chez les animaux entrant dans la composition de ces aliments).





https://fr.wikipedia.org/wiki/Cocci

https://fr.wikipedia.org/wiki/Gram_positif

https://fr.wikipedia.org/wiki/Catalase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Carot%C3%A9no%C3%AFde

https://fr.wikipedia.org/wiki/Commensalisme


https://fr.wikipedia.org/wiki/Ubiquitaire

https://fr.wikipedia.org/wiki/Commensal

https://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%A9rin%C3%A9e

https://fr.wikipedia.org/wiki/Rhinopharynx

https://fr.wikipedia.org/wiki/A%C3%A9rosol




https://fr.wikipedia.org/wiki/Toxique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Antig%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Halophile


50

Aéro-Anaérobie Facultatif : Staphylococcus aureus prolifère plus facilement dans les

aliments non placés à l'abri de l’air (leur conservation sous vide ou en conserve en

réduit la prolifération, l’ouverture des emballages permet à nouveau leur

multiplication rapide ; les aliments hachés riches en air, même bien emballés,

favorisent son développement plus rapide).

Thermosensible : Staphylococcus aureus prolifère plus facilement aux températures

ambiantes mais est seulement ralenti par l'action du froid qui cependant ne le tue pas

(sauf en cas desurgélation), il est efficacement tué par les hautes températures (la

stérilisation en bocaux et conserves des aliments est efficace pour limiter sa

prolifération, et leur cuisson à température suffisante limite leur recolonisation avant

leur digestion).

Mutant : Le Staphylococcus aureus possède une grande capacité à générer des

mutations viables ; de ce fait, il partage avec le bacille pyocyanique le premier rôle

dans les infections hospitalières.

2.3.2.1.2 - Pouvoir pathogène

Son pouvoir pathogène résulte de plusieurs sécrétions particulières :

Des enzymes : Coagulase, fibrinolysine, phosphatase, hyaluronidase, désoxyribonucl

éase, protéase, qui, du fait des lésions qu'elles provoquent sur les barrières de

l'organisme (les tissus), lui confèrent son pouvoir invasif .

Des toxines : Entérotoxines chez certaines souches, staphylolysines et leucocidines

lui confèrent son pouvoir toxique. Leur nombre et leurs types sont cependant

inconstants, expliquant que certaines souches peuvent être peu pathogènes.

2.3.2.1.3 - Divers types d’infections

2.3.2.1.3.1 - Infections suppurées localisées

Certains constituants de Staphylococcus aureus exercent un chimiotactisme sur les

leucocytes, mais les enzymes sécrétées par la bactérie vont détruire les leucocytes et créer,

dans la structure du derme et des muqueuses, des lésions visibles qui favorisent une

multiplication et une diffusion dans l'organisme à partir de ces poches qui les protègent des

réactions immunitaires du corps.

Les infections cutanées de Staphylococcus aureus s'accompagnent donc d'une

production abondante et localisée de pus résultant de la destruction des cellules phagocytaires

et des cellules environnantes.

Tout ceci se traduit par :

Des infections cutanées suppuratives c'est-à-dire avec production de pus (formes les

plus fréquentes) : furoncles, anthrax (rien à voir avec la maladie du charbon due

à Bacillus anthracis.), panaris, folliculite, sycosis (en association avec un trichophyton),

cellulite, érysipèle, suppurations de plaies, pemphigus néonatal, impétigo (en

association avec des streptocoques), mammites (chez la vache).

Des myosites aiguës (surtout en région tropicale).

https://fr.wikipedia.org/wiki/Type_%C3%A9nerg%C3%A9tique#Le_type_VI_regroupant_2_sous-types_:_a.C3.A9robie_facultatif_et_ana.C3.A9robie_facultatif

https://fr.wikipedia.org/wiki/Surg%C3%A9lation

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mutation_(g%C3%A9n%C3%A9tique)

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https://fr.wikipedia.org/wiki/Phagocyte

https://fr.wikipedia.org/wiki/Furoncle

https://fr.wikipedia.org/wiki/Anthrax_staphylococcique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Maladie_du_charbon

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bacillus_anthracis

https://fr.wikipedia.org/wiki/Panaris

https://fr.wikipedia.org/wiki/Folliculite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Sycosis

https://fr.wikipedia.org/wiki/Trichophyton

https://fr.wikipedia.org/wiki/Cellulite_(infection)

https://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89rysip%C3%A8le

https://fr.wikipedia.org/wiki/Suppuration

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pemphigus

https://fr.wikipedia.org/wiki/Imp%C3%A9tigo

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mammite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vache

https://fr.wikipedia.org/wiki/Myosite


51

Des otites et sinusites (remarque : Staphylococcus aureus n'est pas le principal germe

responsable de ces pathologies.).

Des infections de différents viscères : infections de l'appareil respiratoire : pneumonies

(surtout comme complications de grippe), endocardite (en particulier chez les patients

porteurs de prothèses cardiaques), infections urinaires, phlébites, certains types

d'entérite, méningites (même remarque que pour otites et sinusites).

Infection des os : ostéomyélites (Staphylococcus aureus est reconnu responsable dans

90 % des cas).

2.3.2.1.3.2 - Infections généralisées

Si un patient n'est pas traité suffisamment tôt, et notamment s'il est immunodéprimé, il

peut se produire une septicémie, c'est-à-dire une entrée et une multiplication de la bactérie

dans la circulation sanguine. Dans ce cas, l'individu doit être traité dans les plus brefs délais à

de fortes doses d'antibiotiques en milieu hospitalier sous la surveillance continue de

professionnels de la santé. La septicémie est une infection grave qui peut être mortelle.

2.3.2.1.3.3 - Intoxications alimentaires

La conservation de la viande tranchée dans des lieux non-réfrigérés comporte un risque

important de toxi-infection. Il en va de même pour les sandwichs, salades, pâtisseries, etc.

Les intoxications alimentaires sont dues à une entérotoxine produite dans l’aliment

ingéré, souvent des aliments à risque de contamination comme la viande, crème

glacée, etc. La toxine est responsable de troubles importants de la digestion. Ceux-ci se

manifestant en deux à quatre heures après ingestion de la toxine par de violents vomissements

incessants et très épuisants accompagnés le plus généralement par des nausées (on constate

que l'individu infecté a très souvent la sensation de mal-être généralisé causé par des

symptômes très désagréables) , diarrhées et maux de tête, rarement de fièvres. Mais

l’intoxication à Staphylococcus aureus n’est en général pas mortelle pour un individu en

bonne santé et bien nourri. Elle guérit presque spontanément dans les 24 heures suivant

l’apparition des symptômes.

En bactériologie alimentaire, l’apparition d’une intoxication à Staphylococcus aureus

suppose plusieurs conditions :

La contamination de l’aliment : elle est presque exclusivement due à une mauvaise

manipulation de l’aliment par des porteurs sains (ou plus rarement par des individus

en incubation car les symptômes apparaissent vite) ne respectant pas les exigences

d’hygiène.

Une mauvaise conservation : certains aliments dits sensibles contiennent une quantité

négligeable de Staphylococcus aureus mais une mauvaise conservation comme

une décongélation recongélation ou exposition prolongée à une température ambiante

favorise la multiplication des micro-organismes.

Présence d’une entérotoxine dans l’aliment : certaines souches de Staphylococcus

aureus sont capables de sécréter une entérotoxine qui, à elle seule, même en absence de

corps végétatifs (bactérie vivante), peut provoquer une intoxication alimentaire, car les



https://fr.wikipedia.org/wiki/Pathologie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pneumonie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Endocardite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Infection_urinaire

https://fr.wikipedia.org/wiki/Phl%C3%A9bite

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ent%C3%A9rite


https://fr.wikipedia.org/wiki/Os

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ost%C3%A9omy%C3%A9lite




https://fr.wikipedia.org/wiki/Professionnel_de_la_sant%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mort

https://fr.wikipedia.org/wiki/Conservation_de_la_viande

https://fr.wikipedia.org/wiki/Toxi-infection

https://fr.wikipedia.org/wiki/Intoxication


https://fr.wikipedia.org/wiki/Digestion


https://fr.wikipedia.org/wiki/Diarrh%C3%A9e

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fi%C3%A8vre

https://fr.wikipedia.org/wiki/Sympt%C3%B4me

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bact%C3%A9riologie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Porteur_sain

https://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%A9riode_d%27incubation

https://fr.wikipedia.org/wiki/Hygi%C3%A8ne



52

entérotoxines sont thermostables et résistent à de hautes températures de traitement, au-

delà de ce que peut supporter la bactérie elle-même, sans être dénaturées.

2.3.2.1.3.4 - Caractères bactériologiques

Morphologie microscopique :

Aspect : Ce sont des coques Gram positifs arrondis d’environ 1 µm de diamètre,

immobiles, dépourvus de spores, ils possèdent une capsule polysaccharide.

Groupement : Ils apparaissent le plus souvent en amas dit « grappes de raisin ».

Cependant ils peuvent également être isolés, par paires ou en très courte chaîne.

Culture :

Condition de culture :

Staphylococcus aureus est une bactérie anaérobie facultative préférentielle, et se

développe bien sur les milieux minimum (milieux de bases). C'est une bactérie mésophile

(37 °C de croissance optimale), neutrophile (ph 7 optimal) et halophile (se développe à de

fortes concentrations de NaCl). Elle est aussi relativement résistante aux inhibiteurs bactériens

comme le cristal violet et le tellurite de potassium. Staphylococcus aureus possède aussi de

nombreuses résistances aux antibiotiques qui varient selon les souches.

Milieux d'isolement utilisés :

Milieu non sélectif :

Gélose nutritive.

Gélose Trypticase soja (milieu gélose au sang).

Gélose BCP (BromoCrésol Pourpre, on peut y ajouter du lactose).

Gélose CLED (Bleu de Bromothymol, possibilité de lire le caractère lactose et faire

une lecture macroscopique).

Milieu sélectif :

Gélose Chapman.

Gélose Baird Parker.

Caractères biochimiques de Staphylococcus aureus :

Staphylococcus aureus possède les caractéristiques du genre Staphylococcus :

Il possède une catalase (qui va décomposer l’eau oxygénée H2O2) à la différence des

streptocoques qui n’en possèdent pas, de même que les aérocoques (germes non pathogènes

mais qui peuvent poser un problème pour le diagnostic différentiel des Staphylococcus

aureus) ; absence d’une oxydase ; il fermente le glucose sans gaz, de même que les

streptocoques et les aérocoques. Mais Staphylococcus aureus possède bien d’autres

caractéristiques biochimiques, propres à l’espèce, notamment :

Présence d’une coagulase libre ou staphylocoagulase.

Récepteur au fibrinogène (RF).

Protéine A.

Thermonucléase ou DNAse thermostable.

Dégrade-le mannitol sur la gélose Chapman.

La coagulase libre ou « staphylocoagulase » est une exoenzyme capable de coaguler

le plasma sanguin humain en catalysant la transformation du fibrinogène en fibrine (voir

https://fr.wikipedia.org/wiki/Thermostable


https://fr.wikipedia.org/wiki/Gram_%2B

https://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9sophile

https://fr.wikipedia.org/wiki/Neutrophile

https://fr.wikipedia.org/wiki/Potentiel_hydrog%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Halophile

https://fr.wikipedia.org/wiki/Chlorure_de_sodium

https://fr.wikipedia.org/wiki/Violet_de_gentiane

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Tellurite_de_potassium&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/R%C3%A9sistance_aux_antibiotiques

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_nutritive

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_Trypticase_soja

https://fr.wikipedia.org/wiki/BCP_(g%C3%A9lose_lactos%C3%A9e_au_bromocr%C3%A9sol_pourpre)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Lactose

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_CLED

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_Chapman

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_Baird_Parker




https://fr.wikipedia.org/wiki/Eau_oxyg%C3%A9n%C3%A9e

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=A%C3%A9rocoque&action=edit&redlink=1




https://fr.wikipedia.org/wiki/Coagulase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylocoagulase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fibrinog%C3%A8ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Prot%C3%A9ine_A

https://fr.wikipedia.org/wiki/Thermonucl%C3%A9ase

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mannitol

https://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9lose_Chapman

https://fr.wikipedia.org/wiki/Exoenzyme

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plasma_sanguin

https://fr.wikipedia.org/wiki/Fibrine


53

coagulation), ce qui lui permet de créer un caillot qui délimite un foyer infectieux où les

germes sont à l’abri du système immunitaire et peuvent se multiplier pour coloniser le reste de

l’organisme par voie sanguine.

Plus d'une centaine d'ARN régulateurs répriment l'expression de certains gènes,

déjouant ainsi certaines défenses immunitaires de l'organisme infecté. Cette molécule d'ARN

pourrait constituer un marqueur précoce d'infections à staphylocoque.

La thermonucléase est une enzyme de catalyse des acides désoxyribonucléiques

(ADN) en polynucléotides et nucléotides. Elle est mise en évidence par l’utilisation

d’une gélose DNA au bleu de toluidine.

Le récepteur au fibrinogène permet au Staphylococcus aureus de s’agglutiner sur le

fibrinogène plasmatique pour se créer une protection de fibrine et devenir invisible au système

immunitaire.

La protéine A est une protéine membranaire caractéristique de Staphylococcus aureus.

Elle se fixe aux anticorps par leur fraction. Cette protéine est recherchée par agglutination

avec des anticorps pour l’identification de Staphylococcus aureus, ce n’est pas un sérotypage.

Enfin, on recherche aussi l’utilisation de nombreux oses, osides et alcools pour

l’identification de Staphylococcus aureus en utilisant notamment des microgaleries types API

staph ou en macrogalerie équivalente.

2.3.2.1.3.5 - Antibiorésistance

Staphylococcus aureus est souvent associé aux germes multirésistants aux antibiotiques.

En réalité, cela concerne seulement certaines souches et non directement l’espèce

Staphylococcus aureus. Malheureusement, du fait de leur caractère multirésistant et de l’usage

massif d’antibiotiques, ces souches ont été artificiellement sélectionnées par l’homme et

finissent par prédominer sur les autres.

Le milieu hospitalier est l’endroit idéal pour cette sélection non désirée et

Staphylococcus aureus est responsable de nombreuses infections nosocomiales.

Certaines souches multirésistantes sont devenues très problématiques, parmi celles-ci :

Le SARM (Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline) qui est devenu (en France) l’une

des souches multirésistantes les plus répandues en milieu hospitalier, les βlactamines sont

inefficaces : les concentrations minimales inhibitrices ayant largement dépassé le seuil

toxique ; mais aussi, et plus récemment, le SARV : souche de Staphylococcus aureus résistant

à la Vancomycine.

2.3.2.1.3.6 - Prévention

Toutefois, un VRSA (Staphylococcus aureus résistant à la vancomycine) a été identifié

en 1997 au Japon et a été trouvé depuis dans des hôpitaux en Angleterre, France et États-Unis.

Le VRSA est aussi désigné sous le terme « GISA » (glycopeptide intermediate

Staphylococcus aureus) ou « VISA » (vancomycin intermediate Staphylococcus aureus),

indiquant une résistance à tous les antibiotiques glycopeptidiques.

Il n'existe pas de vaccin efficace. Un vaccin ciblant une protéine de surface du

staphylocoque est en cours de test : il entraîne la formation d'anticorps spécifiques mais ne

https://fr.wikipedia.org/wiki/Coagulation_sanguine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_ribonucl%C3%A9ique#ARN_r.C3.A9gulateurs

https://fr.wikipedia.org/wiki/Thermonucl%C3%A9ase


https://fr.wikipedia.org/wiki/Acide_d%C3%A9soxyribonucl%C3%A9ique


https://fr.wikipedia.org/wiki/Nucl%C3%A9otide

https://fr.wikipedia.org/wiki/ADN-Bleu_de_toluidine_(milieu_pour_le_thermonucl%C3%A9ase)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Plasma_sanguin

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https://fr.wikipedia.org/wiki/Prot%C3%A9ine_A

https://fr.wikipedia.org/wiki/Anticorps

https://fr.wikipedia.org/wiki/Ose

https://fr.wikipedia.org/wiki/Alcool_(chimie)

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bact%C3%A9rie_multir%C3%A9sistante



https://fr.wikipedia.org/wiki/Centre_hospitalier


https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus_aureus_r%C3%A9sistant_%C3%A0_la_m%C3%A9ticilline

https://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9ticilline

https://fr.wikipedia.org/wiki/France

https://fr.wikipedia.org/wiki/B%C3%A9ta-lactamine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus_aureus_r%C3%A9sistant_%C3%A0_la_vancomycine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vancomycine

https://fr.wikipedia.org/wiki/VRSA

https://fr.wikipedia.org/wiki/Angleterre

https://fr.wikipedia.org/wiki/France

https://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89tats-Unis





54

parvient pas à prévenir les infections staphylococciques postopératoires, rendant même ces

dernières plus graves.

Plusieurs études ont montré que des bactéries, parmi lesquelles Staphylococcus aureus,

étaient dégradées quand elles étaient mises en contact avec de l’huile essentielle (HE) d’arbre

à thé (tea tree), notamment au niveau de la membrane de la bactérie. Le thymol, le carvacrol,

des composants actifs d’huiles essentielles, semblent perturber les pompes transmembranaires

bactériennes ou induire l'apparition de septums au sein des bactéries, stades précurseurs à leur

mort.

L'absorption de thé ou de café réduit le portage nasal de Staphylococcus aureus, inclus-

les Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline (SARM) : la consommation de thé chaud

réduit, dans cette étude, de moitié le portage de SARM par rapport aux non-consommateurs

(odds ratio 0,47, IC 95 % 0,31- 0,71). Les résultats sont comparables avec le café ou pour la

consommation des deux produits.

L'expérimentation de la phagothérapie est en cours chez l'animal.

2.3.2.2 - Streptococcus pneumoniae

Streptococcus pneumoniae est une bactérie commensale qui colonise les muqueuses de

l’homme, appartient à la famille des Streptococcaceae rassemblant plus de 80 espèces

bactériennes. Elle regroupe les Cocci à Gram positif, dépourvus de catalases et de

cytochromes oxydase, produisant de l’acide lactique par fermentation des glucoses.

Le pneumocoque est naturellement sensible aux βlactamines, macrolides, tétracyclines,

glycopeptides, sulfamides, thriméthoprimes et à la Rifampicine.

Il est naturellement résistant aux aminosides (résistance de bas niveau), à l’acide

nalidixique et autres quinolones de 1ere génération, et à la colistine.

La grande sensibilité du pneumocoque aux différentes classes d’antibiotiques s’est

fortement modifiée durant ces dernières années suite à l’utilisation excessive des

antibiotiques. C’est ainsi que les premières souches résistantes à diverses molécules ont été

isolées : résistance aux sulfamides (1943), tétracyclines (1963), l’Erythromycine (1967), la

Pénicilline (1967), Chloramphénicol (1970) et aux Fluoroquinolones. La première souche

multirésistante a été isolée en Afrique du Sud à Johannesburg en 1977[40].

Les autres étiologies des PAVM, fongiques et virales, restent rares ou non

diagnostiquées, survenant le plus souvent dans des contextes cliniques particuliers.

On retrouve dans la littérature jusqu’à 45% de pneumopathies polymicrobiennes[41].

La distribution des bactéries telle que décrite plus haut se doit d’être nuancée. En

premier lieu, le diagnostic étiologique repose sur des méthodes de prélèvement

bactériologique dont le caractère invasif ou non, fibroscopique ou à l’aveugle, reste un sujet

de controverse opposant les différents auteurs[42]. Ensuite, le terrain, à savoir le type de

patient, médical, chirurgical ou polytraumatisé ainsi que la comorbidité et la prise

d’antibiotiques dans les jours précédents la survenue de la PAVM, vont avoir une influence

sur le type de bactéries retrouvées[43]. Et finalement, la répartition des pathogènes est

différente d’un pays à un autre, et même d’un service à un autre dans le même établissement

https://fr.wikipedia.org/wiki/Huile_d%27arbre_%C3%A0_th%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/Huile_d%27arbre_%C3%A0_th%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/Thymol

https://fr.wikipedia.org/wiki/Carvacrol

https://fr.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus_aureus_r%C3%A9sistant_%C3%A0_la_m%C3%A9ticilline

https://fr.wikipedia.org/wiki/Odds_ratio

https://fr.wikipedia.org/wiki/Phagoth%C3%A9rapie


55

de soins. C’est la raison pour laquelle l’étude et le suivi de l’écologie bactérienne dans une

USI sont indispensables pour optimiser la prise en charge des PAVM.

2.3.2.2.1 - Propriétés bactériologiques

Morphologie :

Observé au microscope, le pneumocoque se présente sous forme de diplocoques à Gram

positif lancéolés accolés par leur côté pointu, formant un chiffre 8. Dans les produits

pathologiques, les pneumocoques pathogènes sont entourés d'une capsule bien visible.

Culture :

Les pneumocoques sont aéro-anaérobie facultatifs, ne possèdent pas de catalase

(l'absence de catalase entraîne en culture une accumulation d'eau oxygénée qui tue le germe et

c'est sans doute par l'apport de catalase que l'adjonction de sang est la plus utile).

Développement favorisé par la présence de liquides organiques (sang).

Les colonies sont transparentes, en gouttelettes de rosée, lisses (S) pour les

pneumocoques virulents capsulés. La perte de la capsule entraîne à la fois la perte de

virulence et la modification de la colonie qui devient rugueuse (R). Les colonies sont parfois

très muqueuses chez les souches fortement capsulées, de plus ou moins 1 mm, dont le centre

s'affaisse après 2 à 3 jours (autolyse).

Sur gélose au sang frais, il n'y a pas de vraie lyse des globules rouges mais

éventuellement un léger verdissement autour de la colonie (hémolyse de type alpha :

transformation de l'hémoglobine en biliverdine).

Ils entraînent un léger trouble du bouillon de culture.

Pour les différencier des streptocoques auxquels ils sont très apparentés, on parle

de Streptococcus pneumoniae dans certaines nomenclatures, on se fonde sur les caractères

suivants :

Lyse rapide de la bile à 5 % (ou sels biliaires).

Inhibition par l'optochine (éthylhydrocupréine) dont on peut imprégner un disque de

papier buvard à déposer sur la gélose.

Pouvoir pathogène très élevé pour la souris (septicémie mortelle en 24 heures après

injection intrapéritonéale de pneumocoques capsulés).

2.3.2.2.2 - Sécrétion et toxines

Pratiquement inexistantes, la pathogénie repose exclusivement sur la multiplication du

germe.

Antigènes :

Antigène somatique :

Communs aux autres streptocoques, de nature protéique et polysaccharidique "C" (au

cours des états inflammatoires plus ou moins aigus et évolutifs, il apparaît dans le sérum des

malades une protéine qui réagit par précipitation avec cet antigène C : il s'agit de la protéine C

réactive ou CRP.





https://fr.wikipedia.org/wiki/A%C3%A9ro-ana%C3%A9robie_facultatif


https://fr.wikipedia.org/wiki/Eau_oxyg%C3%A9n%C3%A9e


https://fr.wikipedia.org/wiki/Globules_rouges

https://fr.wikipedia.org/wiki/H%C3%A9moglobine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Biliverdine

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Optochine&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Streptocoques

https://fr.wikipedia.org/wiki/Prot%C3%A9ine_C_r%C3%A9active




56

Antigènes capsulaires :

Également polysaccharidiques, dont la diversité antigénique permet de distinguer plus

de 90 types de pneumocoques. 75 % des infections respiratoires sont dues au type I, II, III (le

plus virulent), V et VIII.

C'est l'étude de ces antigènes capsulaires qui fut le départ de la génétique bactérienne.

Griffith avait constaté en 1928 que si on injecte à une souris un pneumocoque R (non capsulé)

ainsi qu'une petite quantité de pneumocoques S tués, la souris meurt et on récupère des

pneumocoques S (capsulés) dans son sang. De plus, si la souche R dérive d'un pneumocoque

de type I par exemple, et qu'on y ajoute du pneumocoque de type S tué de type II, les

pneumocoques capsulés que l'on récupère seront du type II.

Oswald Avery, en 1943, démontra que c'est l'ADN du pneumocoque lisse tué qui induit

cette "transformation".

C'est donc bien la possession d'une capsule avec son antigène spécifique de type qui

confère sa virulence au pneumocoque. Seuls les anticorps anticapsulaires confèrent une

immunité valable. In vitro, les leucocytes ne phagocytent les pneumocoques encapsulés qu'en

présence d'anticorps spécifiques de type capsulaire.

La détermination de type d'un pneumocoque était essentielle à l'époque où la

sérothérapie constituait le seul traitement efficace à condition bien sûr d'utiliser le sérum

correspondant au type en cause. La méthode la plus simple se fondait sur le phénomène de

Neufeld : si l'on émulsionne un pneumocoque encapsulé (produit pathologique ou culture)

dans une goutte d'antisérum, on observe un très net épaississement de la capsule si le type de

celle-ci correspond au sérum employé.

2.3.2.2.3 - Ecologie, rôles pathogènes et épidémiologie

Le pneumocoque est la cause la plus commune de méningites bactériennes

communautaires chez l'adulte, et il est l'un des deux principaux agents mis en cause dans les

otites.

Chez les enfants, les infections invasives à pneumocoque concernent surtout la tranche

d'âge avant 2 ans et peuvent conduire à des pneumonies et des méningites. Cette dernière

entraîne une mortalité dans 8 % à 15 % des cas, et des séquelles fréquentes : Epilepsie,

surdité, parésie. Le germe est responsable d'un peu plus de 10 % de la mortalité de l'enfant de

moins de 5 ans, essentiellement dans les pays du tiers-monde, ce qui constitue un problème de

santé publique majeur. Chez les enfants, les maladies favorisant les infections invasives à

Streptococcus pneumoniae sont la splénite, la drépanocytose, le HIV, mais aussi les déficits

immunitaires congénitaux, les cardiopathies congénitales cyanogènes, l'insuffisance

cardiaque, l'insuffisance rénale et le syndrome néphrotique, les pneumopathies chroniques, le

diabète, les traitements immunosuppresseurs et radiothérapiques, les brèches cérébro-

méningées.

Le pneumocoque est présent comme commensal des voies respiratoires chez 5 à 10 %

des individus normaux, généralement en petit nombre (antagonisé par le Streptococcus

viridans). Il est plus fréquent (25 à 60 %) et plus abondant chez les patients atteints de

bronchite chronique sans que son rôle pathogène dans cette maladie soit nettement établi : il

est généralement associé à des bacilles hémophiles.

https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=G%C3%A9n%C3%A9tique_bact%C3%A9rienne&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Frederick_Griffith

https://fr.wikipedia.org/wiki/Oswald_Avery


https://fr.wikipedia.org/wiki/Leucocyte

https://fr.wikipedia.org/wiki/S%C3%A9roth%C3%A9rapie





https://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89pilepsie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Surdit%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/Par%C3%A9sie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Probl%C3%A8me_de_sant%C3%A9_publique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Probl%C3%A8me_de_sant%C3%A9_publique

https://fr.wikipedia.org/wiki/Commensalit%C3%A9


57

Ces formes commensales n'ont généralement pas de capsule, contrairement aux formes

virulentes qui peuvent causer notamment :

La pneumonie lobaire, surtout chez l'adulte affaibli (infection virale, lésion

respiratoire par gaz toxique, atélectasie, asthme, etc...) ou alcoolique (l'alcool

supprime le réflexe tussigène et déprime la phagocytose). La pneumonie lobaire

est souvent accompagnée de septicémie.

Des bronchopneumonies, surtout chez l'enfant et le vieillard, souvent

complications d'infections virales.

Des pleurésies purulentes (empyèmes) compliquant les deux maladies

précédentes.

Des sinusites, otites, conjonctivites.

Des méningites.

Ces diverses infections s'accompagnent de réactions fibrineuses qui entraînent des

cloisonnements difficiles à traiter.

Assez fragile dans les milieux extérieurs, ce germe se transmet surtout par les particules

de salive des malades et porteurs sains.

Au point de vue épidémiologique, la fréquence des pneumonies lobaires a nettement

baissé (hygiène générale, chimiothérapie); les autres localisations restent relativement

fréquentes. Il faut noter une susceptibilité plus élevée des personnes à la peau noire vis-à-vis

de ce germe.


Les pneumocoques sont généralement sensibles à la majorité des antibiotiques.

Les pénicillines, les sulfamidés, les macrolides sont actifs sur tous les pneumocoques, quel

que soit leur type. Néanmoin, on observe une résistance relative aux tétracyclines comme

pour les streptocoques et aux aminoglycosides.

Malheureusement, comme la plupart des germes, la résistance aux antibiotiques se diffuse

progressivement et on comptait jusqu'à un quart des souches résistantes à la pénicilline aux

États-Unis en 1998. En Algérie, les souches de Streptococcus pneumoniae résistentes à la

pénicilline selon l’AARN sont comme suit : Orale : 31,5 %, Parentérale : 09 %

2.3.2.2.5 - Prévention

Il existe plusieurs types de vaccins anti-pneumococciques :

Le vaccin conjugué, immunisant pour 13 sous-types (sérotypes) de pneumocoque

(Prevenar 13). Aux États-Unis, l'utilisation à grande échelle de ce vaccin, chez les

jeunes enfants, a entraîné une forte baisse des infections invasives à pneumocoques

(sérotypes contenus dans le vaccin), chez les enfants vaccinés, et plus globalement

des pneumonies nécessitant une hospitalisation, mais aussi, dans une moindre

mesure, chez les enfants non vaccinés, dans la population générale et les plus de 50

ans. En France, la vaccination est recommandée pour tous les nourrissons dès l'âge

de deux mois. Pour les enfants de plus de deux ans, la vaccination est recommandée

lorsqu'il existe une maladie favorisant les infections à pneumocoque : brèches


https://fr.wikipedia.org/wiki/At%C3%A9lectasie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Phagocytose


https://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Bronchopneumonie&action=edit&redlink=1

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pleur%C3%A9sie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Empy%C3%A8me



https://fr.wikipedia.org/wiki/Conjonctivite


https://fr.wikipedia.org/wiki/Salive

https://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89pid%C3%A9miologie


https://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%A9nicilline

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https://fr.wikipedia.org/wiki/Macrolide

https://fr.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9tracycline

https://fr.wikipedia.org/wiki/Streptocoque

https://fr.wikipedia.org/wiki/Aminoside

https://fr.wikipedia.org/wiki/1998



58

cérébro-méningées, asplénie, déficit immunitaire, cardiopathies congénitales

cyanogènes, pneumopathies chroniques sauf asthme et diabète. Ce vaccin n'a

pratiquement pas d'efficacité sur la prévention des otites.

Le vaccin polysaccharidique, immunisant pour 23 sous-types de pneumocoque et

apparu en 1983, utilisé dans les situations à risques, en vaccination de l'adulte et de

l'enfant de plus de cinq ans. C'est ce type de vaccin qui est recommandé par l'OMS

dans les indications précisées. Son efficacité réelle est, toutefois, controversée. Au

Royaume-Uni, le 17 mars 2011, les autorités ont recommandé l'abandon du vaccin

polysaccharidique en vaccination de routine pour les plus de 65 ans. Elles sont

revenues sur leur décision depuis, confirmant l'intérêt de ce vaccin chez les plus de

65 ans (20 juillet 2011).

2.4 - Les sources de contamination

2.4.1 - Sources exogènes

Matériel de ventilation (piège à eau, nébuliseur, circuit de ventilation).

Fibroscope.

Aspirations trachéales.

2.4.2 - Sources endogènes

La flore normale de la bouche et des sinus est constituée essentiellement de bactéries

anaérobies et de streptocoques mais également Streptococcus pneumoniae, Haemophilus

influenzae, Branhamella catarrhalis, Staphylococcus aureus et Candida spp[44].

La flore fécale normale est constituée essentiellement de bactéries anaérobies (109-

110 /g de selles) et d’Escherichia coli (106-108/g de selles) mais également d’autres

entérobactéries comme Serratia, Proteus, Enterobacter, Klebsiella et du Pseudomonas

(<105).

En réanimation, il existe une altération des flores anaérobies protectrices normales qui

perdent leur capacité de résistance à la colonisation, permettant alors aux micro-organismes

potentiellement pathogènes de s’implanter (en particulier les BGN)[45].


https://fr.wikipedia.org/wiki/Organisation_mondiale_de_la_sant%C3%A9

https://fr.wikipedia.org/wiki/17_mars

https://fr.wikipedia.org/wiki/Mars_2011


https://fr.wikipedia.org/wiki/20_juillet

https://fr.wikipedia.org/wiki/Juillet_2011



60

2.5.1.1 - Colonisation oropharyngée

La flore buccale comporte environ 500 espèces de bactéries, comprenant

essentiellement des anaérobies, cette flore peut être modifiée par différents facteurs

aboutissant à la colonisation de la cavité oropharyngée par des germes impliqués dans les

PAVM[49], cette flore modifiée comporte une proportion importante de BGN et de

staphylocoque.

Dans une étude portant sur 48 patients présentant une pathologie traumatologique, Ewing

rapporte une modification rapide de la flore oropharyngée, elle comportait initialement (avant

leur admission en réanimation) le Staphylococcus aureus, Haemophilus influenzae et le

Streptococcus pneumoniae, remplacés rapidement par les bacilles Gram négatif et par le

Pseudomonas aeruginosa. La colonisation oropharyngée était un élément important qui a

permis de prédire la colonisation trachéobronchique secondaire[50].

Citant ainsi La plaque dentaire qui est constituée d’une communauté microbienne

adhérant aux divers éléments solides de la bouche (dents, prothèses non entretenues) et

enrobées d’une matrice. Ce complexe mixte aérobie et anaérobie peut comprendre plus de 300

espèces bactériennes différentes et 1 mm3 de plaque contient plus de 108 bactéries. La

colonisation de la plaque ainsi que sa prolifération et son accumulation découlent d’une

absence d’hygiène buccale et de la déficience des mécanismes d’élimination (ceux de la

salive), conditions rencontrées en réanimation[51].

2.5.1.2 - Colonisation gastrique

Les entérobactéries à Gram négatif sont les germes les plus fréquemment retrouvés

comme responsables de PAVM, ce qui a conduit logiquement à penser que le rôle du tractus

digestif dans la genèse de ces pneumopathies était majeur. Une prolifération bactérienne

existe dans l’estomac des patients de réanimation et cette colonisation était considérée comme

étant la première source de colonisation trachéobronchique. L’élévation du PH gastrique au-

dessus de 4,5 en particulier par les thérapies antiulcéreuses (anti H2 ou les IPP) et

l’alimentation entérale favorise la prolifération bactérienne, surtout des BGN[52-53].

En revanche, l’acidification des préparations pour nutrition entérale amenant le PH à

une valeur de 3,5 pourrait être un moyen de prévention de la colonisation gastrique[48].

2.5.2 - Persistance des germes

Une pathogénie particulière des germes ayant pénétré l’arbre aérien est nécessaire au

développement de l’infection. En effet, l’adhérence des bactéries aux cellules épithéliales est

une propriété de certains micro-organismes tels que Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella

pneumoniae et les streptocoques du groupe A. L’adhérence est diminuée par les

immunoglobulines A (IgA) sécrétoires et semble plus marquée sur l’épithélium cilié de la

trachée que sur l’épithélium squameux de l’oropharynx. Une élévation de l’activité des

exoglycosidases, enzymes libérant des monosaccharides du glycocalyx, a été démontrée dans

la salive et la trachée des patients sous ventilation mécanique. Cette élévation s’accompagnait

d’une augmentation de l’adhésion des bactéries à Gram négatif. Confirmant cette hypothèse,


61

une diminution du taux de galactose et d’acide sialique dans les sécrétions trachéales a été

constatée chez des patients de réanimation[48].

2.5.3 - Altération des mécanismes de défense

L’altération des mécanismes de défense naturelle, représentée par la clairance

bactérienne grâce au tapis mucociliaire et le réflexe de toux est fréquente chez les patients

hospitalisés en réanimation :

L’inhibition de la toux par la douleur, la sédation et les anticholinergiques.

L’altération de l’appareil mucociliaire par la présence de tube endotrachéal, les

aspirations répétées et la déshydratation.

L’altération de ces moyens entraîne une prolifération bactérienne au site de la

colonisation.

Le système immunitaire à médiation cellulaire (les macrophages, les leucocytes et les

lymphocytes) et humorale (médiateurs) est altéré chez les patients en réanimation et facilite

ainsi la progression de l’infection .En plus des déficits immunitaires congénitaux, de

nombreux facteurs sont à l’origine d’une diminution 68% de l’immunité tels qu’une

transfusion sanguine, une chimiothérapie, un état de choc, un traumatisme crânien, une

insuffisance rénale, et un sepsis[54-55-56].

Dans tous les cas de figure, l’atteinte respiratoire résulte de trois paramètres :

Le type (virulence) et la quantité (taille de l’inoculum) de l’agent inhalé.

L’état anatomique du poumon sous-jacent (clairance mucociliaire).

Les défenses immunitaires de l’hôte[57].

2.6 - Les facteurs de risques des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique

Par définition, un facteur de risque agit en augmentant l’incidence de la maladie chez

des sujets qui y sont exposés, mais on parle aussi de facteur de risque lorsque l’incidence

diminue avec la baisse de l’exposition. Cette notion est très importante dans la mesure où la

maîtrise de l’exposition devrait permettre de baisser l’incidence de la maladie.

2.6.1 - Les facteurs intrinsèques

2.6.1.1 - L’âge

Les taux des PAVM sont plus élevés chez les personnes âgées[58].

L’âge supérieur à 60 ans est un facteur de risque mineur de PAVM aux soins

intensifs[49].

La surveillance prospective des PAVM instituées dans 89 hôpitaux nord-américains,

atteste que 54% des infections sont survenues chez des patients de plus de 65 ans[59].

La grande vulnérabilité du sujet âgé aux infections respiratoires s’explique par des

facteurs généralisés (vieillissement, comorbidité, dénutrition) et locaux (altération du réflexe

de la toux, troubles de la déglutition…).


62

2.6.1.2 - Le sexe

Nombreuses sont les études qui prouvent la prédominance masculine des PAVM.

Dans une étude réalisée à l’hôpital militaire Mohammed V de Rabat en 2007-2008, la

fréquence des PAVM chez les hommes était de 82,16 %[60].

2.6.1.3 - Motif d’hospitalisation des patients en réanimation

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) constitue un facteur de risque

important : dans une étude prospective conduite par Chastre et al. 55 % des patients

présentant un SDRA ont présenté une PAVM[61].

Une étude réalisée au CHU de Rabat en 2010, a montré que 31,56 % des patients ayant

séjourné en réanimation chirurgicale avaient comme motif d’entrée un SDRA, alors que 14,58

% ont été admis pour un accident de voie publique.

Une autre étude montre que, 30 % des malades atteints de PAVM ont été admis en

réanimation pour un traumatisme crânien grave, alors que 15 % ont été admis pour un

accident vasculaire cérébral hémorragique[62].

Ces cas sont caractérisés par une durée de séjour longue et donc de ventilation

artificielle et d’immunodépression. Ces faits rendent ces patients vulnérables à la survenue de

PAVM.

2.6.1.4 - Contexte chirurgical

La période postopératoire est à haut risque de PAVM. Plusieurs études ont montré que

l’incidence des PAVM est élevée chez les malades chirurgicaux que chez les malades

médicaux[63].

Dans une étude réalisée en 2010 au CHU de Rabat, 62,5 % des patients qui ont un PDP

positif ont été opérés[64].

De nombreux facteurs liés à l’intervention, influencent les taux d’infection : Les

conditions d’intervention au niveau de la salle d’opération (matériel, température ambiante,

etc.), la durée d’intervention dépassant les 4 heures, la technique chirurgicale proprement dite

(caractère urgent, présence d’une prothèse et de drains, qualité de l’hémostase), l’utilisation

d’une antibioprophylaxie et d’un score pré anesthésique élevé[65].

2.6.2 - Facteurs extrinsèques

2.6.2.1 - La durée de la ventilation mécanique

La ventilation mécanique (VM) est le principal facteur de risque des PAVM[66].

Les PAVM surviendraient chez 8 à 28 % des patients sous VEDT, contre seulement 8

% des patients soumis à une VNI[67-68].

La plus large étude cas témoins publiée jusqu’à maintenant, portant sur 9080 patients de

réanimation ventilés mécaniquement, retrouvait une incidence de PAVM de 9,3 %[69].

Un suivi prospectif de 567 patients a montré que le risque de développer une PAVM

augmente de façon constante de 1 % à chaque jour supplémentaire de ventilation. Langer


63

et al, ont démontré que le risque de développer une PAVM est maximal vers le 08 - 10ème jour

de ventilation[49].

Par ailleurs, Rello J et Paiva JA ont montré que le risque de PAVM augmente de 01 à

03 % pour chaque jour de ventilation[70], il est de 6,5 % à 10 jours, 19 % à 20 jours et jusqu’à

69 % à 30 jours[71] ; ainsi des durées de séjour en excès de 4 à 17 jours ont été rapportées dans

la littérature en cas de survenue de PAVM[72-73].

2.6.2.2 - Circuits du ventilateur, humidificateurs, aérosols

Sous réserve d’une stérilisation adéquate du matériel et du respect des règles

élémentaires d’hygiène en réanimation, ces circuits ne sont pas responsables de PAVM.

Néanmoins, le condensat formé dans les tuyaux peut contenir plus de 100 000 bactéries/ml et

le risque est alors son déversement dans la trachée ou vers l’extérieur, en particulier sur les

mains du personnel lors de manipulations du circuit. Dreyfuss et al, ont été les premiers à

préconiser de ne pas changer systématiquement les circuits. Kollef et al, par la suite, ont

démontré, dans une étude prospective concernant 345 patients, que le changement

hebdomadaire comparé à l’absence de changement des circuits du ventilateur n’avait aucune

influence sur l’incidence des PAVM[48].

Une élévation de l’incidence des PAVM a même été rapportée lorsque des changements

quotidiens des circuits étaient effectués. Néanmoins, l’utilisation maximale d’un circuit dans

des conditions d’hygiène optimales pour le patient est inconnue et la seule recommandation

est de changer le circuit entre chaque patient.

Les humidificateurs chauffants ne seraient que peu en cause dans la survenue de PAVM

à condition d’utiliser de l’eau stérile, et l’utilisation des filtres échangeurs de chaleur et

d’humidité, dont certains sont censés avoir des propriétés antibactériennes. Les nébuliseurs

pour aérosols véhiculent des particules jusqu’aux structures respiratoires distales et, s’ils sont

contaminés, peuvent entraîner des pneumopathies très sévères. Kollef a démontré que leur

utilisation sur le ventilateur était un facteur de risque indépendant de PAVM[74].

2.6.2.3 - Sonde d’intubation

Les sondes d’intubation favorisent le passage des germes depuis l’oropharynx vers la

trachée en dépit de l’étanchéité des ballonnets qui lorsqu’ils n’atteignent pas une pression de

20 mmH2O, multiplient par 2,5 le risque de PAVM.

Chez les patients intubés, la surface externe de la sonde est une voie de passage

privilégiée des germes, les ballonnets à basse pression diminuant les lésions muqueuses mais

favorisent les micro-inhalations[49].

Des études ont montré que la ré-intubation est un facteur de risque important de

survenue de PAVM[75-76]. Les extubations accidentelles augmentent le risque, contrairement

aux auto-extubations et aux ré-intubations après l’échec de sevrage[49-77].

Il faut souligner que les sinusites maxillaires, favorisées par la présence de sondes

nasogastriques et nasotrachéales, multiplient par 4 fois le risque de PAVM.


64

2.6.2.4 - Aspirations trachéales

Les aspirations trachéales peuvent entraîner une contamination exogène par voie

manuportée, notamment si les règles d’hygiène stricte ne sont pas respectées (désinfection des

mains avec une solution hydroalcoolique, utilisation de gants stériles ou de sondes gainées,

sonde d’aspiration à l’usage unique, décontamination du site d’accès à l’entrée de la sonde

d’intubation ou de la canule de trachéotomie).

Les systèmes clos d’aspiration ne semblent pas pour autant s’accompagner d’une

diminution de l’incidence des PAVM bien que lors des aspirations avec système ouvert

peuvent pénétrer des germes issus de l’environnement aérien (Aspergillus sp) ou hydrique

(Legionella sp) contaminé[78].

2.6.2.5 - Trachéotomie

La trachéotomie et la re-ventilation, sont incriminées comme facteurs de risque de

PAVM[79].

Une étude prospective portant sur 42 centres de soins intensifs compare 108 patients

bénéficiant d’une ventilation non invasive (VNI) à 380 patients ventilés sur une intubation

trachéale.

Parmi les 65 patients traités avec succès par la VNI, 02 % développent une PAVM

contre 19 % chez les patients ventilés sur une intubation trachéale[80]. Les complications de la

trachéotomie sont relativement fréquentes. Ce qui augmente le risque de développer une

PAVM.

Cependant ces complications peuvent être évitables par l’utilisation d’un matériel

adapté, la rigueur dans la réalisation de ce geste et une surveillance clinique régulière.

2.6.2.6 - Position du patient

L’immobilisation en décubitus dorsal entraîne une diminution de la capacité résiduelle

fonctionnelle liée à la fermeture alvéolaire dans les zones dépendantes, et à l’accumulation de

mucus dans ces mêmes zones par diminution de la clairance mucociliaire. Cela favorise les

atélectasies et, par-là, les infections pulmonaires.

Kollef a montré que le décubitus dorsal strict au cours des 24 premières heures de la

ventilation mécanique était un des facteurs indépendamment associé au risque de développer

une pneumopathie[81]. Le décubitus dorsal favorise en outre l’inhalation d’autant plus qu’une

alimentation entérale est en cours. Une étude randomisée, étudiant le rôle de la position du

patient sur l’acquisition d’une PAVM, démontrait que le décubitus dorsal était un facteur de

risque[82].

Les transports hors du service sont de plus un facteur de risque indépendant de

développer une PAVM, possiblement liée à la position allongée durant ces déplacements.


65

2.6.2.7 - Nutrition entérale

Bien que la nutrition entérale favorise l’inhalation et la colonisation gastrique, aucune

étude n’a pu démontrer l’augmentation de l’incidence des PAVM chez les patients soumis à

une nutrition entérale, même lorsqu’il existe une inhalation prouvée du contenu gastrique.

Il a néanmoins été suggéré dans une étude prospective[83], qu’un volume gastrique

résiduel supérieur à 150 ml augmentait l’incidence des PAVM.

L’évaluation du volume gastrique résiduel est néanmoins peu fiable car soumise à de

nombreux facteurs : type de sonde gastrique, présence ou non d’orifices latéraux, type de

seringue utilisée pour l’aspiration.

2.6.2.8 - Prévention antiulcéreuse

De nombreuses études ont démontré le lien direct entre élévation du ph gastrique alcalin

et colonisation gastrique[83]. Du Moulin et al[84], ont montré que lorsque le ph était inférieur à

04, la présence de bactéries à Gram négatif était très rare, alors que lorsque le ph est supérieur

ou égal à 04, les concentrations bactériennes étaient supérieures à 103 UFC/ml et souvent

supérieures à 108 UFC/ml.

L’utilisation de médicaments visant à prévenir l’ulcère de stress a souvent été identifiée

comme majorant le risque de PAVM[85].

2.6.2.9 - Autres thérapies médicamenteuses

Une antibiothérapie pour une infection extra-pulmonaire est un facteur de risque

controversé de survenue de PAVM. Il semble même que la prescription d’une antibiothérapie

après l’intubation soit associée à une réduction de l’incidence des PAVM précoces,

notamment chez les patients présentant une défaillance neurologique. Les thérapeutiques

immunosuppressives tel que les corticoïdes facilitent la survenue de PAVM.

Par contre, la sédation et les curares favorisent la prolongation de la ventilation

mécanique, l’inhibition de la toux, et par conséquent le risque de PAVM[86].

3 - Biofilm

3.1 - Biofilm et structure sanitaire

Les biofilms sont responsables d’un large éventail d’infections chez l’homme. Plus de

80 % des infections bactériennes chroniques sont associées à la présence de biofilms[87]. Les

experts des Centres Disease Control and Prevention ont estimé que 65 % des infections

bactériennes humaines impliquent les biofilms[88].

Les biofilms peuvent se former à la surface ou à l’intérieur des dispositifs médicaux

implantés dans l’organisme (lentilles de contact, cathéter veineux central, sonde

endotrachéale, dispositifs intra-utérins, valves cardiaques artificielles, sondes urinaires......),

82 % des infections nosocomiales sont dues à la présence d’implants médicaux contaminés[89].


66

3.1.2 - Historique

A la fin du 19e siècle, les bactériologistes et les cliniciens ont focalisé leurs travaux sur

les bactéries planctoniques, relativement faciles à manipuler au laboratoire car détectables et

prédominantes dans les infections aiguës. Par contre, seulement une très petite fraction de

bactéries se présente sous la forme planctonique ; la majorité des bactéries existent dans la

nature sous forme sessile (biofilm) [90].

L’inventeur du microscope Van Leeuwenhoek (1632 - 1723) était le premier à

examiner des biofilms bactériens sur la surface de ses propres dents au 1683 ; XVIIème

siècle[91]. Il peut être considéré comme le découvreur du biofilm.

En 1943, il montra que de très faibles quantités de nutriments organiques s'adsorbent sur

le verre et que cette concentration de matière organique favorise la formation de

communautés bactériennes fixées sur les surfaces[86].

C’est dans les années 1970, sous l'impulsion de Characklis puis de Costerton, que

l'étude des biofilms a pris véritablement son essor.

Costerton a contribué à alerter le monde sur l'importance de biofilm, il propose la

« théorie des biofilms » en 1978. Il avança ; a expliqué les mécanismes par lesquels les

micro-organismes adhèrent de matériaux vivants et non vivants et les droits accumulés par

cette niche écologique. La plupart des travaux dans les deux dernières décennies se sont

appuyés sur des outils tels que microscopie électronique à balayage ou à une norme

microbiologique techniques de culture pour la caractérisation du biofilm. Les deux grands

axes de la dernière décennie qui a considérablement incidence sur notre compréhension des

biofilms sont : L'utilisation de la microscopie confocale à balayage laser a caractérisé

l’ultrastructure du biofilm, et une enquête des gènes impliqués dans l'adhérence cellulaire et la

formation de biofilm[92].

3.1.3 - Définition

Les biofilms bactériens sont des communautés hétérogènes[93] définis comme des

consortiums de micro-organismes qui sont attachées à une surface biotique ou abiotique. La

formation du biofilm est un processus de plusieurs étapes dans lequel les cellules

microbiennes adhèrent à la surface, tandis que la matrice extra-cellulaire est autoproduite

(contenant des polysaccharides, des protéines et les acides nucléiques[94-95-96]. Les bactéries

elles-mêmes représentent moins d’un tiers de l’ensemble, le reste est une substance visqueuse

nommée matrice, secrétée par les cellules bactériennes[97].

Les cellules intégrées dans cette matrice communiquent les unes avec les autres et

montrent un comportement de groupe coordonné arbitré par un processus appelé quorum

sensing (QS). Les cellules sessiles sont phénotypiquement et physiologiquement différentes,

elles expriment plusieurs gènes et présentent des caractéristiques très différentes de leurs

homologues planctoniques parmi lesquelles des modifications structurales[98-99], la production

d’exopolymères, la mise en place d’un système de communication chimique "quorum

sensing"[100] une augmentation significative de leur résistance aux agents antimicrobiens et

aux conditions de stress environnementales[101-102]. Contrairement aux idées reçues les

biofilms sont le mode de vie normale des bactéries[103]. La formation du biofilm est souvent


67

considérée comme la sous-jacente raison pour laquelle un traitement avec un agent

antimicrobien échoue. Plusieurs auteurs estiment que 65 - 80 % des infections sont dues à la

présence d’un biofilm et cela représente un défi sérieux[87-104]. À l’intérieur d’un biofilm

toutes les bactéries n’ont pas la même activité métabolique. La matrice détermine la

morphologie, la structure, une cohérence physico-chimique des agrégats et par conséquent

joue un rôle important dans le développement du biofilm et à la maturation[105].

Les études menées sur les biofilms ces dernières années ont permis d’établir l’existence

de changements radicaux dans l’expression génétique et les phénotypes entre les formes

planctoniques et sessiles. Ces changements radicaux permettent d’expliquer l’adaptation des

biofilms à des conditions environnementales stressantes et l’acquisition d’avantages

évolutifs[106-107]. Les bactéries des biofilms expriment donc un phénotype différent des

bactéries en suspension[108].

3.1.4 - Les étapes de formation du biofilm

L’adhésion bactérienne et secondairement la formation de biofilm, sont des phénomènes

en liaison avec différents facteurs : propriétés de surface et activités du micro-organisme,

nature et structure du support, caractéristiques du milieu environnant. Les processus

d’adhésion se réalisent en milieu aqueux et solvant organique. Chez les organismes vivants, il

peut s’agir des fluides biologiques incluant les urines, sang, voire simplement les sécrétions

muqueuses qui sont impliquées à la fois dans la colonisation par les commensaux et les

pathogènes[109]. L’adhésion des bactéries sur un matériau met en jeu un ensemble de

mécanismes de nature physico-chimique et biologique complexe.

Il a été démontré que le flagelle joue un rôle important dans les événements précoces de

la formation de biofilm.

3.1.4.1 - Le transport des bactéries vers leur support

L’approche des bactéries de la surface dépend des propriétés dynamiques du milieu[110].

Les bactéries peuvent entrer en contact avec le support grâce à différents moyens :

Le transport par diffusion met en jeu les mouvements browniens qui permettent à la

bactérie d’atteindre une surface en conditions statiques « au hasard ». Ces mouvements

sont négligeables par rapport aux autres types de transfert excepté à proximité d’un

support où ils prédominent.

Le transport par convection, plus rapide, est en relation avec le flux dynamique de la

solution aqueuse (agitation du milieu et forces d’écoulement).

Enfin le rôle de la mobilité spécifique de la bactérie lors de cette étape de transfert doit

être envisagé. Ces phénomènes impliquent les flagelles et la présence de récepteurs

spécifiques et sensibles aux variations de concentration de nutriments[136].

La résultante de différentes forces est un rapprochement plus ou moins aléatoire des

bactéries vers la surface[109].


68

3.1.4.2 - L’adhésion des bactéries

Une étape initiale d’attachement à la surface d’une muqueuse ou d’un matériel

étranger[111].

3.1.4.2.1 - Adhésion dite réversible

L’adhésion réversible est la résultante de différentes interactions faibles entre la surface

et les bactéries :

les forces d’attraction de London Van der Waals.

les forces électrostatiques de coulomb (souvent répulsives car la plupart des

bactéries et des surfaces inertes sont chargées négativement).

les interactions hydrophobes pouvant conduire à une attraction ou à une

répulsion.

les interactions stériques toujours répulsives[112].

La faible énergie de ces liaisons explique la notion de « réversibilité ». Cette étape est

extrêmement rapide et n’impose pas que le micro-organisme soit « vivant ». A ce stade, la

bactérie est détachée de la surface et retrouve son état planctonique, l’adhésion est donc

réversible[108].

3.1.4.2.2 - Adhésion dite irréversible

Le rapprochement de la bactérie au support va conduire à la mise en place d’autres

types d’interactions créés à ce stade des liaisons de forte énergie conduisant à une adhésion

irréversible de la bactérie.

L’adhésion irréversible des bactéries implique le fait que les organismes immobilisés

soient vivants, capables de reconnaître leur position proche d’une surface[113], d’exprimer un

certain nombre de gènes et de synthétiser en particulier une grande quantité d’exopolymères

organiques impliqués dans « l’ancrage irréversible » des bactéries à leur support.

Cette étape est temps dépendante et nécessite que l’expression d’un certain nombre de gènes

conduisant à l’acquisition de nouvelles structures adhésives : flagelles latéraux, fimbriae, les

pili (leur petite taille leur permet de passer facilement la barrière de répulsion), les

exopolymères[114]. Très importante dans la mise en place d’interaction irréversible[115]. Les

gènes impliqués dans la synthèse de ces structures ont été caractérisés chez de nombreuses

espèces bactériennes incluant des bactéries à Gram positif et des bacilles à Gram négatif:

Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa. L’immobilisation de la bactérie sur une surface

(matériau ou muqueuse) détermine l’expression de gènes spécifiques algC chez Pseudomonas

aeruginosa [116].

Le flagelle, pili et LPS constituent des éléments clés dans la mise en place de la phase

d’adhésion irréversible de Pseudomonas aeruginosa aux cellules épithéliales, étape initiale

indispensable à la colonisation de l’épithélium respiratoire[117].


69

3.1.4.3 - Formation de microcolonies

Après que les bactéries adhèrent irréversiblement à la surface inerte ou tissu vivant,

l'association devient stable pour la formation de micro-colonies.

L’étape de colonisation du matériau vise à décrire l’accumulation plus au moins intense

et rapide d’un biofilm, cette étape met en cause deux phénomènes concomitants : la division

cellulaire et l’adhésion de nouvelles bactéries[108].

Les bactéries commencent à se multiplier tout en émettant des signaux chimiques entre

les cellules bactériennes. Une fois l'intensité du signal dépasse un certain seuil, les

mécanismes génétiques sous-jacents de production exopolysaccharide sont activés[103]. De

cette façon, les bactéries se multiplient au sein de la matrice d'exopolysaccharide, donnant

ainsi lieu à la formation des microcolonies[89].

Il a été mis en évidence que différents facteurs sont nécessaires à cette colonisation.

Plusieurs travaux ont ainsi démontré l’importance des systèmes de pili de type IV[117]. Ainsi

des analyses ont montré que de nombreux gènes codant pour des protéines impliquées dans la

formation des pili de type VI sont superexprimées dans les biofilms en formation en

comparaison avec des bactéries planctoniques[118]. Cette étape semble également être

caractérisée par des changements métaboliques importants. Ainsi, la protéine Crc, le

régulateur central du métabolisme du carbone est absolument nécessaire à la formation des

microcolonies[119]. D’autres régulateurs centraux tel que le système à deux composantes

GacA/GaS, sont nécessaires à la multiplication bactérienne au sein du biofilm[120].

3.1.4.4 – Maturation de biofilm

Caractérisée par une forte augmentation de la biomasse fixée, le biofilm a une

croissance exponentielle qui se traduit par une augmentation importante de son épaisseur

jusqu’à former un biofilm hétérogène tridimensionnelle[121]. La structure tridimensionnelle se

forme de canaux constituant des systèmes circulatoires et fournit des nutriments et

suppression de déchets provenant des communautés de cellules dans les microcolonies[89].

De nombreux travaux ont montré l’importance des mécanismes de « quorum sensing »

notamment dans la structuration et la maturation du biofilm que ce soit chez les bactéries à

Gram positif ou à Gram négatif comme Pseudomonas aeruginosa. Chez cette dernière, les

gènes lasI/lasR et rhlI/rhlR sont responsable de la synthèse d’Homo-sérine lactones (HSL),

molécules centrales de la communication interbactérienne. Ces deux opérons sont nécessaires

pour permettre une bonne structuration du biofilm. Ce mécanisme de quorum contrôle

notamment le niveau de transcription de l’opéron rhlAB, opéron codant pour des enzymes de

synthèse des rhamnolipides. Davey et al (2003) ont montré que ces derniers sont à la bonne

architecture du biofilm. Il a pu être également constaté une transcription différentielle de

l’opéron rhlAB qui se déroule majoritairement à la base du biofilm[122].


70

3.1.4.5 - Dispersion de biofilm

Le détachement de cellules du biofilm intervient lorsque les conditions

environnementales deviennent défavorables un gradient de nutriment et d’oxygène se crée les

cellules les plus proches du support étant les moins alimentées, en dormance et donc les

mieux protégées vis-à-vis des agressions extérieures[89]. (Figure 2). Les bactéries peuvent

alors migrer afin de trouver un environnement plus favorable à leur développement[123].

Peu de données moléculaires sont disponibles actuellement pour rendre compte de

mécanisme de détachement de certaines bactéries. Cependant, un certain nombre d’indice

suggère fortement qu’au moins une partie des bactéries détacheraient dans le cadre d’un

mécanisme moléculaire actif. En effet, chez Pseudomonas aeruginosa il a pu mettre en

évidence qu’une augmentation de la concentration en substrat carboné induisait un

détachement significatif des cellules et de manière plus au moins prononcé en fonction de la

nature de la source de carbone[124].

L’ensemble de ces observations soulignent que la formation du biofilm est un

phénomène actif faisant intervenir un nombre important de composants de régulation qui

conduisent à la formation d’une structure complexe au sein de laquelle l’activité biologique

des bactéries diffère en fonction de leur position au sein de la structure.

3.2 - Les facteurs influençant la formation du biofilm

La disponibilité de la surface, les nutriments et l'environnement sont des signaux qui

régulent la formation de biofilm.

3.2.1 - Surface

La surface pourrait être un tissu mort ou vivant, ou toute surface inerte. La fixation des

micro-organismes à la surface est un processus complexe. En outre, la croissance à besoin

d'un développement complexe impliquant une série d'événements qui sont réglementés dans

la réponse l'environnemental et bactériennes dérivés des signaux. La surface peut avoir

plusieurs caractéristiques qui sont importantes dans le processus d'attachement. La

colonisation microbienne semble augmenter à mesure que la rugosité de surface

augmente[125].

Les propriétés physico-chimiques des surfaces vont jouer un rôle clé lors de la phase

d’adhésion initiale. Les propriétés généralement impliquées sont :

La balance hydrophile/hydrophobe.

La densité de charge.

La perméabilité hydrodynamique.


72

3.3 - La principale propriété du biofilm médical : La résistance aux antibiotiques

Il a été démontré que les biofilms sont la cause d’une majeure partie des maladies

infectieuses en milieu hospitalier notamment lors d’interventions médicales invasives (sonde

endotrachéale, canule trachéotomique).

Les bactéries situées au sein des biofilms ayant acquis la capacité de résister aux stress

extérieurs résistants à la phagocytose, aux anticorps, aux désinfectants et principalement la

résistance aux antibiotiques est à l’origine d’importants problèmes de santé publique[127]. Les

bactéries sous forme sessile peuvent être jusqu’à 1000 fois plus résistantes que sous une

forme planctonique[128]. Ces biofilms représentent la principale cause de persistance de la

pneumopathie chez les patients mucoviscidosiques[111]. Certaines concentrations faibles en

antibiotiques stimulent la production d’exopolysaccharides de la matrice et contribuent à

accroître son épaisseur[101-129].

Les mécanismes de résistance habituels, basés sur des modifications enzymatiques, des

mutations ou des pompes membranaires d’efflux, ne semblent pas entrer en jeu dans les

résistances observées dans les biofilms bactériens[130].

Les mécanismes conférant cette résistance bactérienne accrue aux antibiotiques sont

maintenant mieux connus[131]. Trois hypothèses principales sont avancées afin d’expliciter les

mécanismes de résistance des biofilms aux antibiotiques (Figure 5).

La première repose sur une notion de barrière physique qui expliquerait la pénétration

lente et incomplète de certains antibiotiques[132]. Plusieurs causes expliquent cet effet :

L’effet ionique : Les EPS portent des charges négatives et fonctionnent comme une

résine d’échange ionique qui est capable de lier un grand nombre de molécules

d’antibiotique qui essaient d’atteindre les cellules incorporées dans les biofilms[133].

La dégradation enzymatique des agents antimicrobiens. L’antibiotique n’atteint

jamais les couches les plus profondes.

La seconde hypothèse est liée à l’environnement spécifique du biofilm, dont les zones

les plus profondes riches en résidus acides et pauvres en oxygène et en nutriment

correspondant entraîne une forte diminution de l’activité métabolique à des gradients de taux

de croissance et d’activité physiologique, il semble qu’en général il existe une corrélation

entre la diminution de taux de croissance dans les biofilms et l’augmentation de la

résistance[134].

Or, au cœur d’un biofilm dans les couches les plus profondes des bactéries sont parfois

en dormance: elles sont vivantes mais ne se divisent pas, et par conséquent sont insensibles à

l’action des agents antimicrobiens[132].

D’autre part, certains groupes de gènes sont activés par de basses concentrations en

oxygène, et sont à l’origine de modifications phénotypiques permettant une résistance accrue

aux agents antimicrobiens. Des concentrations réduites en oxygène engendrent des

modifications phénotypiques à l’origine d’une diminution de sensibilité aux agents

antimicrobiens[135]. Enfin, la dernière hypothèse s’appuie sur les modifications phénotypiques

observées dans certains biofilms et dont les micro-organismes constituants pourraient

présenter des formes plus résistantes[136].


75

4.1 - Diagnostic microbiologique

Il repose sur la positivité des résultats microbiologique (examen direct et culture) d’un

prélèvement bactériologique invasif prélèvement distal protégé (PDP), brosse télescopique

protégée (BTP), lavage broncho-alvéolaire (LBA) ou d’un prélèvement non invasif.

4.1.1 - Examen bactériologique protégé avec numération de micro-organismes

Le PDP et la BTP ont l’avantage d’être protégés par un double cathéter et un bouchon

distal. La sensibilité et la spécificité des principaux prélèvements microbiologiques

endobronchiques utilisés, exprimées en fonction du seuil de positivité retenu pour la culture

quantitative, sont représentées dans le tableau 04[142-143-144].

4.1.1.1 - Prélèvement distal protégé

Avec un seuil supérieur à 1000 UFC/ml, très sensible et surtout très spécifique, et

permet de prélever dans la zone du poumon atteinte par la pneumopathie ce qui augmente la

sensibilité du prélèvement. Mais l’inconvénient est le risque de complications surtout si

patient instable: saignements, désaturations, bradycardie.

4.1.1.2 - Prélèvement par brosse télescopique protégée (Brosse de Wimberley)

Le prélèvement par BTP est plus spécifique que sensible avec un seuil de positivité

supérieur à 1000 UFC/ml.

4.1.1.3. Lavage broncho-alvéolaire

Avec seuil supérieur à 10000 UFC/ml ou supérieur ou égal à 2 % de cellules obtenues

par LBA avec des inclusions bactériennes au Gram à l’examen direct (classé dans la catégorie

diagnostique LBA).

4.1.2 - Examen bactériologique non protégé avec numération de micro-organismes

Bactériologie quantitative des sécrétions bronchiques avec seuil de 1000000 UFC/ml,

cette méthode est peu sensible et peu spécifique. C’est Plutôt une image de la colonisation

trachéobronchique[145].

4.1.3 - Méthodes microbiologiques alternatives

Hémocultures positives (en absence d’autre source infectieuse).

Culture positive du liquide pleural.

Abcès pleural ou pulmonaire avec culture positive[146].

4.2 - Le « Gold standard »

Examen histologique du poumon évocateur de pneumopathie. C’est une technique

invasive difficile à réaliser en pratique clinique.


80

5.4 - Réponse au traitement

5.4.1 - Critères de guérison

La guérison des PAVM peut être définie soit sur le plan clinique soit sur le plan

bactériologique.

Cliniquement, on distingue : l’amélioration immédiate, amélioration différée, rechute,

échec, mort. Sur le plan bactériologique, on peut définir : éradication bactérienne,

surinfection, infection persistante, infection récurrente.

En revanche, l’utilisation des radiographies pulmonaires est de peu d’utilité pour

évaluer l’amélioration clinique. Cependant l’aggravation des images radiologiques dans les 48

heures est un facteur de mauvais pronostic.

5.4.2 - Echec du traitement

L’échec de l’antibiothérapie peut être lié à plusieurs causes :

Le patient n’a peut-être pas de pneumopathie.

Le micro-organisme n’était peut-être pas une bactérie.

L’antibiothérapie était peut être inadéquate.

La fièvre était peut être liée à l’infection d’un autre site ou la fièvre n’est peut-

être pas d’origine infectieuse.

L’une des causes majeures d’échec du traitement est une posologie antibiotique

insuffisante, notamment dans le cadre de pneumopathies à BMR[160].

5.4.3. Conduite à tenir en cas d’échec de l’antibiothérapie

Les patients dont l’état clinique se détériore peuvent bénéficier d’un élargissement de

l’antibiothérapie empirique et de nouveaux prélèvements respiratoires. La réévaluation

clinique nécessite également le diagnostic positif d’autres causes de fièvre ou d’autres causes

d’infiltrats radiologiques. L’imagerie par tomodensitométrie thoracique peut également

permettre une évaluation très précise du parenchyme pulmonaire, montrer des images d’abcès,

des adénopathies, des lésions tumorales. La tomodensitométrie permet également d’analyser

d’autres sites pouvant être à l’origine d’infections (notamment une infection intra-abdominale

ou une sinusite[109].


82

6 - Prévention des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique

Les établissements de santé doivent se doter d’une équipe opérationnelle d’hygiène

hospitalière et de définir un programme annuel d’actions. Ils sont tenus de signaler aux

autorités sanitaires et aux CLIN les IN ayant un caractère rare ou particulier, du fait du micro-

organisme en cause, de la localisation de l’infection, de la gravité, ou de leur liaison avec un

dispositif médical ou une procédure exposant à un risque d’épidémie.

6.1 - Evaluation des mesures préventives

L’efficacité des mesures visant à prévenir la survenue d’IN et tout particulièrement des

PAVM, est très difficile à apprécier réellement car très peu ont été évaluées à partir d’études

contrôlées bien conduites.

6.2 - Mesures conventionnelles de lutte contre les PAVM

Ces mesures sont basées sur une architecture adaptée de l’unité de soins, un personnel

qualifié et suffisant en nombre, l’actualisation de la formation, l’organisation du travail,

l’hygiène des mains, les mesures d’isolement des malades, la surveillance des IN et une

politique de contrôle de l’emploi des antibiotiques.

6.3 - Mesures spécifiques

6.3.1 - Mesures relatives aux soins

6.3.1.1 - Le sevrage

Une sédation-analgésie excessive allonge la durée de ventilation mécanique[161].

Le sevrage piloté à l'aide d'un logiciel intégré dans le respirateur, évalué dans une étude

randomisée multicentrique permet de réduire les durées de ventilation mécanique et de séjour

en réanimation[162].

L'échec du sevrage conduisant à la reintubation est identifié comme un facteur de risque

de pneumopathie nosocomiale, majoré en cas d'extubation accidentelle[163].

6.3.1.2 - Aspirations oropharyngées et endotrachéales

En plus des soins habituels du carrefour aérodigestif qui sont sans aucun doute un

élément majeur de la prévention des PAVM, certains auteurs ont proposé l’aspiration continue

ou discontinue des sécrétions oropharyngées comme moyen de prévention. Cette aspiration a

pour but d’éviter les micro-inhalations de sécrétions contaminées. MAHUL et al ont montré

chez 145 malades ventilés que l’aspiration manuelle toutes les heures des sécrétions

stagnantes au-dessus du ballonnet grâce à une sonde d’intubation munie d’un orifice

postérieur et d’un canal de drainage, aboutissait à une diminution du taux de PAVM (12,8 %

contre 29,1 % dans le groupe non drainé)[164].


83

6.3.1.3 - Soins spécifiques

Une kinésithérapie respiratoire active, des mesures facilitant la toux, toutes les mesures

visant à améliorer le drainage des sécrétions bronchiques, qu’elles soient posturales ou liées à

la fréquence et la technique des aspirations trachéales seront favorisées[164].

6.3.1.4 - Position demi assise

Si le tube digestif est le réservoir principal des germes colonisant secondairement le

carrefour oropharyngé puis les voies aériennes basses, ce qui semble en bonne partie le cas,

les mesures visant à éviter le reflux de liquide gastrique peuvent être considérées comme

intéressantes pour prévenir la survenue de pneumopathies. La mise des malades de

réanimation en position demi-assise est la mesure la plus simple possible sur le plan

théorique, même si elle peut poser des problèmes pratiques, en particulier chez les malades

très instables.

Torres et al.[165] ont mis en évidence que la position en décubitus dorsal strict et la durée

pendant laquelle le patient était maintenu dans cette position étaient associées à un risque

majeur de reflux gastro-orotrachéal évalué, après administration intragastrique de technetium

marqué, par mesure de la radioactivité bronchique.

Une autre étude de ce genre[166], rapporte des résultats très favorables. Sous réserve que

ces résultats soient confirmés par une autre étude, cette mesure doit être mise en application

en routine dans les services de réanimation.

6.3.1.5 - Drainage sous glottique

Le drainage des sécrétions sous glottiques est fondé sur l’hypothèse d’une accumulation

de sécrétions stagnantes dans l’espace sous glottique au-dessus du ballonnet de la sonde,

favorisant des micro-inhalations répétées des sécrétions oropharyngées et/ou gastriques. Les

premières études ont montré une réduction du taux de PAVM[167].

6.3.2 - Mesures relatives aux techniques de ventilation

La VM constitue un facteur de risque majeur de PAVM. La réduction de la durée de

ventilation invasive (VI) diminue significativement le risque d’infection[168], plusieurs

approches sont possibles pour tenter le raccourcissement de la durée de VI : une interruption

programmée de la sédation, une évaluation quotidienne de la serviabilité du patient ou une

extubation précoce et relais par la ventilation non invasive (VNI)[168-169]. Le choix de la voie

d’intubation n’est pas toujours tranché[170]. Pour certains auteurs la voie orale est associée à

une réduction du risque de PAVM par le biais d’une diminution des sinusites maxillaires. Le

non recourt à l’intubation (invasive) et son remplacement dans certaines circonstances par des

modalités de ventilation dites (non invasives) bien conduites, conduit à une diminution du

risque de PAVM par non exposition au facteur de risque qu’est la présence d’une prothèse

trachéale.


84

6.3.3 - Mesures relatives au matériel de ventilation

6.3.3.1 - Circuits de ventilation

Les circuits des respirateurs doivent être stérilisés entre chaque patient et le système

maintenu clos lors de la ventilation. Le changement de circuit se fait toutes les 48 heures selon

les recommandations du CDC. Craven et al, ont démontré une réduction de PAVM avec les

changements toutes les 48 heures[164].

6.3.3.2 - Filtres et humidificateurs chauffants

Deux systèmes sont utilisés pour humidifier et réchauffer les gaz inspirés.

D’une part, les humidificateurs chauffants remplis avec de l’eau stérile de préférence à

l’aide d’un système clos. D’autre part, les filtres échangeurs de chaleur et d’humidité. Il est

préférable d’utiliser les échangeurs d’humidité en raison de leur simplicité d’utilisation, et

d’une réduction du nombre de manœuvre à risque septique[164].

6.3.4 - Mesures relatives aux procédures modifiant la flore endogène

6.3.4.1 - Sonde gastrique, alimentation entérale, prévention de l’ulcère de stress

Les malades ventilés artificiellement ont habituellement une sonde nasogastrique. Il

paraît souhaitable d’utiliser les sondes de plus petit calibre possible, de les placer plutôt en

position jéjunale, et de vérifier au moins quotidiennement la position de la sonde[171].

La mise en route précoce d’une alimentation entérale est considérée comme bénéfique

chez les malades de réanimation, des données récentes suggèrent que l’inhalation est d’autant

moins fréquente que la sonde est plus petite et que l’administration continue de l’alimentation

est réalisée[172].

L’utilisation des médicaments antiulcéreux a été identifiée comme un facteur de risque

majeur des PAVM, Considérant ce risque, il parait donc raisonnable de limiter l’emploi d’une

prophylaxie de l’ulcère de stress aux seuls malades ayant un véritable risque hémorragique, et

dans ce cas de préférer le Sucralfate aux autres médicaments antiulcéreux.

6.3.4.2 - Décontamination digestive sélective

La décontamination digestive sélective associée à l’administration d’un traitement

antibiotique court par voie intraveineuse est une méthode qui semble réduire l’incidence des

PAVM, elle est loin d’être recommandée de façon systématique, en partie en raison du risque

d’augmentation des résistances bactériennes à long terme[173].

Des études doivent être mises en œuvre pour définir avec précision les groupes de

patients qui peuvent bénéficier d’une telle stratégie de prévention[174].

Deuxième partie : Travail pratique

85

Deuxième Partie :

travail pratique


87

1 - Principes de l’étude

1.1 - Problématique

Les infections associées aux soins notamment les infections nosocomiales (IN)

représentent un problème majeur de santé publique à l’échelle mondiale, elles touchent 5 à 10

% des malades hospitalisés. En effet, l’OMS estime que 1,4 millions de personnes souffrent à

tout moment d’une infection contractée à l’hôpital, les prévalences maximales sont rapportées

en Méditerranée orientale (11,8 %), en Asie du sud-est (10,0 %) et en Pacifique occidental

(9,0 %)[176].

La prévalence des IN était de 10,5 % selon une étude multicentrique menée dans 27

hôpitaux en Algérie, en Égypte, en Italie, au Maroc et en Tunisie[177].

En réanimation, la situation est encore plus grave où les patients, présentant souvent des

dysfonctionnements d’organes, sont soumis à de multiples techniques diagnostiques et

thérapeutiques invasives, ce qui les prédispose à développer de multiples infections

nosocomiales tel que les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique (PAVM), les

infections urinaires, les infections du site opératoire, les infections du cathéter, etc... [178]

En Tunisie, le taux de prévalence global des infections nosocomiales était de 9,03 %, les

unités de soins intensifs étaient les plus touchées (10,1 %) et en particulier le service de

réanimation (42,1 %), les infections pulmonaires étaient les plus fréquentes (31,9 %) suivies

des infections urinaires (24,6 %) puis les infections du site opératoire (11,6 %) et enfin les

bactériémies septicémies (10,2 %)[179].

En Algérie, selon l’enquête nationale effectuée en 2005 par l’INSP, le taux de

prévalence des IN était de 14 %[180]. Au CHU d’Oran, elle était de 8,13 % en 2007 (L.

Mokhtari et al).

Plusieurs études dans la littérature montrent que la mortalité et la morbidité des

malades ayant développé une PAVM sont les plus élevées[181]. Il a été bien documenté que la

ventilation mécanique multiplie le risque de pneumopathie nosocomiale par 06 à 21 fois[178-

180], ces PAVM sont les plus fréquentes en réanimation avec un taux de prévalence compris

entre 9 et 27 %[182-183]; qui pourrait être expliqué en partie par leur capacité à produire des

biofilms, qui sont constitués d’un ensemble de micro-organismes emprisonnés dans une

matrice de polymères organiques, adhérant préférentiellement à la lumière de la sonde

d’intubation.

Nous pouvons considérer que les découvertes récentes concernant la complexité des

biofilms et surtout les facteurs impliqués dans leurs formations devraient conduire à

développer une recherche spécifique et ouvrent un nouveau champ d’investigations en

bactériologie[46-184].

En réanimation, les infections pulmonaires sont la première cause d’IN[185-186] et leur

incidence est accrue par la ventilation mécanique[187].

Elle est retrouvée chez environ 08 à 28 % des patients en soins intensifs bénéficiant

d’une ventilation invasive (VI)[188].

Le risque de PAVM augmente avec la durée de ventilation, de 5 % pour les patients

ventilés 01 jours à 69 % pour les patients ventilés plus de 30 jours[189].


88

Aux Etats-Unis, les PAVM représentent jusqu’à 25 % des infections et plus de 50 % des

prescriptions d’antibiotiques en réanimation[67]. Les PAVM surviennent chez 08 à 28 % des

patients sous VEDT contre seulement 08 % des patients soumis à une VNI.

Ces infections entrainent des prolongations d’hospitalisation, une augmentation des

demandes d’examens biologiques, une surconsommation d’antibiotiques (surtout à large

spectre), et une augmentation de la durée de ventilation, avec un surcoût de 6000 à 8000

Euros par épisodes dans ces services de réanimation[179-190].

En Allemagne, entre 2001 et 2005, 5,72 % des patients en unités de soins intensifs

(USI) ont développé une PAVM[191]. Ces PAVM prolongent de 04 à 06 jours la durée

d'hospitalisation du patient dans l'unité de soins intensifs (USI)[192]. On estime que chaque

incidence de PAVM génère un coût accru de 20 000 $ à 40 000 $[192].

Au Royaume-Uni, l'infection des voies respiratoires inférieures contractée à l'hôpital

prolonge en moyenne de 12 jours les hospitalisations, pour un coût additionnel moyen de

4 149 $ par patient[193].

Dans une enquête réalisée en France, la prévalence des PAVM s’établissait à 14,7 %.

Ce qui représente 22,40 % des infections acquises en réanimation.

Dans une étude européenne de prévalence des infections nosocomiales incluant plus de

1 000 services de réanimation, les pneumopathies nosocomiales occupent le premier rang des

infections nosocomiales avec une prévalence de 10 % ce qui représente 47 % des infections

acquises en réanimation[178-194].

La plus large étude cas-témoin publiée jusqu’à maintenant, portant sur 9 080 patients de

réanimation ventilés mécaniquement plus de 24 heures, retrouve une fréquence de PAVM de

9,3 %[195].

Au Maroc, d’après une étude réalisée au CHU Hassan II de Fès, la prévalence des

PAVM était de 11 % et représentaient 25 % des infections acquises dans les services de

réanimation[196], elles surviennent chez 10 à 25 % des patients ventilés[197].

La mortalité selon les séries varie de 10 à plus de 65 % dans les pays développés malgré

les nombreux progrès dans le domaine[198-199-200].

La mortalité attribuable à la PAVM varie de 33 à 50 % selon certaines études cas-

témoins[183], et pouvant atteindre jusqu’à 80 % en cas de pneumopathie à bacilles à Gram

négatif chez des patients ventilés mécaniquement[190].

Dans la perspective d’enrichir les connaissances scientifiques sur les IN nous avons fait

cette étude prospective en collaboration avec nos confrères les réanimateurs pour déterminer

les étiologies bactériennes des cas de PAVM à HMRUO et mettre en évidence la formation de

biofilm.


89

2 - Objectifs de l’étude

2.1 - Objectifs principaux

Estimer la fréquence des PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente de

l’hôpital militaire régional universitaire d’Oran (HMRUO).

Identifier les bactéries responsables des PNAVM.

2.2 - Objectifs secondaires

Identifier la formation des biofilms parmi les souches bactériennes impliquées.

Etudier les facteurs favorisants la formation des biofilms.

Déterminer la résistance des souches bactériennes aux antibiotiques.

3 - Protocole d’étude

3.1 - Matériels et méthodes

3.1.1 - Type d’étude

Il s’agit d’une étude prospective descriptive portant sur les cas de pneumopathie acquise

sous ventilation mécanique survenus au service de réanimation polyvalente de

l’HMRUO/2°RM.

3.1.2 - Lieu d’étude

Notre étude a été réalisée au niveau de l’unité de microbiologie du service laboratoire

central de l’HMRUO/2°RM, le service de réanimation polyvalente de l’HMRUO/2°RM et

l’institut pasteur d’Alger.

3.1.3 - La période de l’étude

L’étude s’est étalée sur une période de deux ans, allant du 01/06/2013 au 31/05/2015.

3.1.4 - La population d’étude

Tous les malades hospitalisés au niveau de la réanimation polyvalente de

HMRUO/2°RM et bénéficiant d’une ventilation mécanique.

3.1.5 - Critères d’inclusion

Durée d’hospitalisation dépassant les 48 heures.

Patient sous ventilation artificielle.

Age supérieur à 15 ans.

Tous motifs d’hospitalisation confondus.

L’ensemble des critères d’inclusion devait être présent pour permettre l’inclusion d’un

patient dans l’étude.


91

Analyse bivariée : En croisant les variables et en utilisant les Tests statistiques :

Chi 2 de Pearson pour comparer les proportions,

p représente le degré de signification du test statistique.

Le risque d'erreur alpha est fixé à 05 %.

L'abréviation NS signifie que le test statistique est Non Significatif.

3.2 - Déroulement de l’enquête

3.2.1 - Moyens matériels

Matériels non consommables

- 1 micro-ordinateur.

- 1 imprimante couleur.

- 1 scanner.

- 1 graveur.

- 1 fax modem.

- 1 photocopieur.

- 1 appareil photo numérique.

- Registre des prélèvements du laboratoire.

- Dossiers médicaux des patients.

- Balance de précision.

- Micropipette à 05, 10, 1000 µl.

- PH mètre.

- Portoirs.

- Pied à coulisse.

- Bécher.

- Etuve à air ambiant réglé à 35C°.

- Réfrigérateur à + 4C°.

- Congélateur.

- Autoclave.

- Densitomètre.

- Vortex.

- Poste de sécurité pour microbiologie (Hotte).

- Centrifugeuse.

- Bec benzène.

- Pince.

- Bistouri stérile.

- Bain marie.


92

Matériels Consommables

- Cartouches d’encre noires et couleur.

- CD vierges.

- Transparents pour photocopieur et pour imprimante.

- Papier A4.

- Gélose Muller Hinton.

- Poudre d’EDTA disodique dihydraté.

- Cristaux de NaOH.

- Oxacilline en poudre.

- Eau peptonée exempte d’indole, TDA, Covax….ect.

- Pipette pasteur.

- Ecouvillon.

- Boites de pétri.

- Eau distillée stérile.

- Embouts stériles.

- Tubes stériles.

- Tubes secs.

- Bandelettes E-test pour l’IPM.

- Les Disques ATB.

3.2.2 - Equipe ayant participé à l’étude

Equipe de recherche locale :

1) Pr Atbi Fatma Zohra (Professeur en Réanimation).

2) Dr Himmi Karim (Maitre de conférences B en médecine légale).

3) Dr Hanba Mustapha (maitre-assistant en épidémiologie).

3.2.3 - Méthode de travail

Ce travail a porté sur 172 PDP prélevés au niveau du service de réanimation durant la

période considérée.

Le diagnostic de l’infection a été retenu sur des résultats des prélèvements distaux

protégés.

3.2.3.1 - Méthodologie microbiologique

3.2.3.1.1 - Les prélèvements

3.2.3.1.1.1 - Dans le cadre diagnostique

Le prélèvement distal protégé (PDP) a été arbitrairement choisi comme technique de

référence dans notre travail, car il devrait en théorie être plus spécifique que l’aspiration

endotrachéale puisqu’il s’agit d’un prélèvement du poumon profond non contaminé par les

sécrétions des voies aériennes proximales.


97

Interprétation

Le test du double disque est décrété positif si le diamètre d’inhibition autour du C3G,

appliqué après diffusion du disque AMC est ≥ 5mm par rapport au diamètre d’inhibition

autour du disque de C3G.

Contrôle de qualité

Les mêmes techniques seront réalisées en parallèle pour les souches :

E. coli ATCC 25922 non productrice de BLSE.

3.2.3.1.5.2 - Les Acinetobacter et Pseudomonas

Toutes les souches d’Acinetobacter (28souches) et de Pseudomonas (12 souches) ne

produisent pas de BLSE.

Recherche d’une image de « synergie » signe d’une β-lactamase à spectre élargi pour

des Acinetobacter présentant le profil de résistance suivant :

CAZ ≤ 22mm, et/ou ATM ≤ 27mm, et IPM ≥ 16 => S)

Technique du double disque dit « test espagnol »

Ce test a été réalisé pour toutes les souches d’Acinetobacter baumannii et 02 souches de

Pseudomonas aeruginosa (CAZ R, IPM S).

Technique

Le test se fait dans les conditions standards de l’antibiogramme :

Appliquer les disques d’antibiotiques : TTC, ATM, CAZ

Laisser diffuser les antibiotiques pendant une heure, à la température ambiante (sur la

paillasse), la boite sera déposée couvercle vers le haut.

Après 1h d’incubation, ôter les disques de TTC et les remplacer par un disque de : ATM,

CAZ.

Incuber la boite 18 H à 35° C.


103

fixés avec de l'acétate de sodium (02 %) pendant 15 min et colorées au cristal violet (0,1 %

p/v) pendant 5min. L’excès de colorant sera ensuite rincé par un lavage en profondeur avec de

l’eau distillée et les plaques seront laissées pour le séchage afin d’évaluer l’importance de la

coloration du biofilm.

La densité optique (DO) des bactéries adhérentes sera déterminée par lecteur ELISA

auto micro (modèle 680, Bio Rad) à longueur d'onde de 570 nm[173].

3.2.3.2.2 - La méthode de tube (TM)

Une évaluation qualitative de la formation biofilm a été déterminée comme décrit

précédemment par Christensen et al, (1982). L’excès de colorant des tubes a été lavé avec de

l'eau distillée. Les tubes ont été simplement séchés en position renversée à température

ambiante[165].

Lecture

La formation du biofilm est considérée comme positive quand un film visible double et

recouvre la paroi et le bas du tube.

3.2.3.2.3 - Méthode de rouge Congo

En 1989, Freeman et al ont décrit des méthodes alternative de formation de biofilm en

exigeant l’utilisation de BHIB supplémenté de 05 % de saccharose et de rouge Congo[173].

La gélose Rouge Congo est un milieu très convenable pour la détection de souches

productrice de biofilm. Sur ce milieu les souches expriment des PIA (polysaccharides

intercellularadhesin) donnent des colonies noires avec une surface rugueuse contre des

colonies de couleur rouges et à surface lisse pour les souches IPA négatif[171].

Un assombrissement des colonies avec absence d'une de morphologie des colonies

cristalline sèche indique un résultat indéterminé.

Technique

La production de slime a été recherchée sur le milieu rouge Congo. Le milieu est

ensemencé par pipette pasteur deux gouttes de la suspension microbienne et incubé à 37° C

pendant 24h.

Lecture

Résultat positif indiqué par la présence des colonies noires avec une consistance sèche

cristalline.

Producteurs slimes faibles restaient habituellement roses, même si occasionnellement

obscurcissement dans les centres de colonies a été observé. Un assombrissement des colonies

avec l'absence d'une morphologie sèche coloniale cristallin indique un résultat indéterminé.


104

3.2.3.3 - Comparaison des souches par électrophorèse en champs pulsé faite à IPA

Les étapes de la technique sont les suivantes :

Etape 01 : Préparation des plugs

Réisoler chaque souche étudiée sur gélose Mueller-Hinton pour vérifier sa pureté.

Ensemencer 5 ml de bouillon BHI, incuber pendant 24 heures sous agitation à 37°C

(la densité optique recommandée est d’environ 4 Mac Farland).

Centrifuger 400 µl du bouillon d’enrichissement à 8500 tours/min pendant 5 min et à

+ 4°C.

Reprendre le culot de centrifugation dans 150µl de tampon Cell Suspension Buffer.

Préparer les blocs d’agarose par mélange (vol/vol) de cette suspension avec du low

metling point agarose à 2 % (en TBE 0,5X). Les laisser solidifier 10 à 15 minutes à

température ambiante ou bien 5 minutes à + 4°C.

Etape 02 : Traitement avec le lysozyme

Préparer la solution de lysozyme (10 µl de lysozyme stock + 250 µl de buffer

lysozyme).

Répartir cette solution à raison de 260 µl par eppendorf stérile.

Incuber 2 heures à 37°C au bain marie à sec.

Etape 03 : Traitement avec la protéinase K

Aspirer la solution de lysozyme, puis rincer les plugs d'agarose contenant l'ADN

bactérien dans 1 ml d’eau ultrapure.

Distribuer 260 µl de solution de proteinase K par plug (250 µl d’enzyme buffer + 10

µl de proteinase K).

Incuber une nuit à 50°C, sans agitation.

Aspirer la solution enzymatique et procéder aux lavages (en faire 4), avec 1 ml de

tampon.

A cette étape les plugs peuvent être gardés 6 mois dans du tampon de lavage 0.1 X à +

4°C.

Etape 04 : Restriction avec l’enzyme ApaI

Aspirer le tampon de lavage et ajouter 300µl du tampon de l’enzyme de restriction 1

X, incuber 1heure à 37°C au bain marie à sec.

Aspirer la solution puis ajouter 300 µl de la solution enzymatique (3 µl BSA + 30 µl

de tampon 10 X + 3,5 µl d’enzyme de restriction + 263,5 d’eau ultrapure).

Incuber les plugs 04 heures à 37°C.

Aspirer la solution enzymatique, puis procéder au rinçage avec 1ml de tampon TBE

0,5 X.

Etape 05 : Migration

Les plugs sont insérés dans un gel d’agarose à 1 % (TBE 0,5 %)

Procéder à la migration selon le protocole suivant : 21h à 14°C, Plse time 3 à 20 secondes.


105

4 - Résultats

Notre présent travail s’appuie sur 172 PDP, qui ont été prélevés au cours d’une période

de deux ans du 01/06/2013 au 31/05/2015 dans le service de réanimation polyvalente

HMRUO.

4.1 - Répartition des cas de PAVM selon l'âge

Tableau 10 : Répartition des patients atteints de PAVM selon l’âge au niveau du service de réanimation

polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Age (ans) Nombre Fréquence (%)

[15 - 25[ 5 10,2

[25 - 35[ 9 18,4

[35 - 45[ 6 12,2

[45 - 55[ 4 8,2

[55 - 65[ 8 16,3

[65 - 75[ 11 22,5

[75 - 85[ 5 10,2

[85 - 95[ 1 2

Total 49 100

Plus de la moitié des cas étudiés ont un âge supérieur ou égal à 55 ans.

L’Age moyen des patients est de 52 ans avec un écart-type de 20,1 et un intervalle de

confiance à 95 % = [46 - 58].

0

5

10

15

20

25

[15-25[ [25-35[ [35-45[ [45-55[ [55-65[ [65-75[ [75-85[ [85-95[

10.2

18.4

12.2

8.2

16.3

22.5

10.2

2

Fréquence (%)

Figure 13 : Répartition des patients atteints de PAVM selon l'âge au niveau du

service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le

31/05/2015


106

4.2 - Répartition des cas de PAVM selon le sexe

Tableau 11 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le sexe au niveau du service de réanimation


Sexe Nombre Fréquence (%)

Masculin 38 77,6

Féminin 11 22,4

Total 49 100

On note une nette prédominance du sexe masculin dans plus des ¾ des cas avec un Sex-

ratio de 3,45.

77,6 %

22,4 %

Masculin

Feminin

Figure 14 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le sexe au niveau du service de

réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015


107

4.3 - Répartition des résultats des cultures des PDP

Tableau 12 : Répartition des résultats de cultures des PDP effectués chez des patients sous ventilation

mécanique au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Culture Nombre Fréquence (%)

Positive 65 38

Négative 65 38

Souillée 42 24

Total 172 100

On remarque que la fréquence des cultures positives est la même que celle des cultures

négatives (38 % pour chacune).

38 %

38 %

24 %

Positive

Négative

Souillée

Figure 15 : Répartition des résultats de cultures des PDP effectués chez des

patients sous ventilation mécanique au niveau du service de réanimation



108

4.4 - Répartition des cultures des PDP selon l'année

Tableau 13 : Répartition des résultats de cultures des PDP selon l’année effectués chez des patients sous

ventilation mécanique selon l’année au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le

01/06/2013 et le 31/05/2015

Année Culture positive Culture négative Culture souillée Total

1ère Année 34 33 24 91

2ème Année 31 32 18 81

Total 65 65 42 172

En matière des résultats de cultures de PDP, il n’y a pas de différence significative entre

les deux années d’étude.

Il n’existe pas de relation statistiquement significative entre les cultures des PDP et

l’année avec p = 0,806.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

1ère Année 2ème Année

37.4 38.336.2

39.5

26.4

22.2

Fré

qu

ence

(%

)

Culture positive

Culture négative

Culture souillée

Figure 16 : Répartition des résultats de cultures des PDP selon l'année effectués chez

des patients sous ventilation mécanique selon l’année au niveau du service de



109

4.5 - Les prélèvements souillés ou non souillés

Tableau 14 : Répartition des résultats de cultures des PDP effectués chez des patients sous ventilation

mécanique selon l’année et la notion de souillure au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO

entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Année Culture souillée Culture non souillée Total

1ère Année 24 67 91

2ème Année 18 63 81

Total 42 130 172

01/06/2013 et le 31/05/2015

On note une diminution de la fréquence des cultures souillées au cours de la deuxième

année mais qui n’est pas significative sur le plan statistique.

Il n’existe pas de relation statistiquement significative entre les prélèvements souillés

et les prélèvements souillés avec p = 0,527.

0

10

20

30

40

50

60

70

80


26.422.2

73.6 77.8

prelevements souillés

prelevements non souillés

Figure 17 : Répartition des types de PDP selon l'année (PDP effectués chez des

patients sous VM hospitalisés au niveau du service de réanimation

polyvalente/HMRUO entre le 01.06.2013 et le 31.05.2015)


110

4.6 - Répartition des PDP souillés

Tableau 15 : Répartition des cultures souillées des PDP effectués chez des patients sous ventilation mécanique

au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Culture Nombre Fréquence (%)

Colonisée 24 57,1

Contaminée 18 42,9

Total 42 100

Sur 42 cultures de PDP souillées, 57,1 % des cultures souillées sont colonisées, face à

42,9 % des cultures contaminées.

57,1 %42,9 %

Colonisée

Contaminée

Figure 18 : Répartition des cultures souillées des PDP effectués chez des patients

sous ventilation mécanique au niveau du service de réanimation



111

4.7 - Répartition des cas selon le délai d'apparition des PAVM

Tableau 16 : Répartition des cas de PAVM selon le délai d'apparition au niveau du service de réanimation


PAVM Nombre Fréquence (%)

Précoce 22 33,8

Tardive 43 66,2

Total 65 100

Les 2/3 des cas de PAVM sont tardives.

33,8 %66,2 %

Précoce

Tardive

Figure 19 : Répartition des cas de PAVM selon le délai d'apparition au niveau du service de



112

4.8 - Répartition des cas selon le motif d'hospitalisation

Tableau 17 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le motif d'hospitalisation au niveau du service de


Motif d'hospitalisation Nombre Fréquence (%)

Polytraumatisme 28 57

Détresse respiratoire (DRS) 6 13

AVC 4 8

Etat de choc septique 4 8

Occlusion intéstinale 3 6

PEC post-opératoire 3 6

Autre motif 1 2

Total 49 100

Le polytraumatisme représente le motif d'hospitalisation le plus fréquent en réanimation

dans 57 % des cas.

57

13

8

8

6

6

2

0 10 20 30 40 50 60

Polytraumatisme

DRS

AVC

Etat de choc septique

Occlusion intéstinale

PEC post-opératoire

Autre motif

Fréquence (%)

Moti

f d

'hosp

itali

sati

on

Figure 20 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le motif

d'hospitalisation au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre

le 01/06/2013 et le 31/05/2015


113

4.9 - PAVM selon la durée d’hospitalisation

Tableau 18 : Répartition des cas de PAVM selon la durée d'hospitalisation chez des patients sous ventilation


Durée d’hospitalisation (jours) Nombre PAVM Fréquence (%)

[1 - 8[ 23 35,4

[8 - 15[ 8 12,3

[15 - 22[ 9 13,84

[22 - 29[ 8 12,3

[29 - 36[ 6 9,23

[36 - 43[ 1 1,53

[43 - 50[ 2 3,07

[50 - 57[ 3 4,61

≥ 57 5 7,69

Total 65 100

La durée moyenne d’hospitalisation est de 26,2 jours avec un écart-type de 40,9 jours et

un intervalle de confiance à 95 % = [16,1 - 36,3].

Seulement 1/3 des cas de PAVM sont survenus chez les patients sous ventilation

mécanique hospitalisés pendant moins de 08 jours en réanimation.

35.4

12.313,8

12.3

9,2

1,53,1

4,6

7,7

0

5

10

15

20

25

30

35

40

[1-8[ [8-15[ [15-22[ [22-29[ [29-36[ [36-43[ [43-50[ [50-57[ ≥ 57

Jours

Fréquence (%)

Figure 21 : Répartition des cas de PAVM selon la durée d'hospitalisation chez des patients

sous ventillation mécanique au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO

entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015


114

4.10 - Répartition des malades selon la reintubation

Tableau 19 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de reintubation au niveau du service de


Reintubation Nombre Fréquence (%)

Oui 19 38,8

Non 30 61,2

Total 49 100

Presque 39 % des patients atteints de PAVM ont été reintubés.

38,8 %61,2 %

Oui

Non

Figure 22 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de reintubation au

niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le

31/05/2015


115

4.11 - Répartition des malades selon la trachéotomie

Tableau 20 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de trachéotomie au niveau du service de


Trachéotomie Nombre Fréquence (%)

Oui 16 32,7

Non 33 67,3

Total 49 100

La trachéotomie a été pratiquée chez seulement 1/3 des cas atteints de PAVM.

32,7 %

67,3 %

Oui

Non

Figure 23 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion de trachéotomie au


31/05/2015


116

4.12 - Répartition des PDP positifs et PDP colonisés

Tableau 21 : Répartition des cultures positives et colonisées selon les années chez des patients sous ventilation


Année Culture positive Culture colonisée Total



Total 65 24 89

On remarque que les cultures positives représentent plus de 70 % pour la 1ere année et

plus de 75 % pour la 2eme année.

Il n’existe pas de relation statistiquement significative entre les PDP positifs et les PDP

colonisés avec p = 0,613.

0

10

20

30

40

50

60

70

80


70.8

75.6

29.224.4F

req

uen

ce (

%)

Culture positive

Culture colonisée

Figure 24 : Répartition des cultures positives et colonisées selon les années chez des




117

4.13 - Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture

Tableau 22 : Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture chez des patients sous ventilation


Année Culture positive Culture contaminée Total



Total 65 18 83

22,7 % des cultures sont contaminées pour la 1ere année et 20,5 % pour la 2eme année.

Il n’existe pas de relation statistiquement significative entre les PDP positifs et le type

de culture avec p = 0,807.

0

10

20

30

40

50

60

70

80


77.3 79.5

22.7 20.5

Fre

qu

ence

(%

)

Culture positive

Culture contaminée

Figure 25 : Répartition des PDP positifs selon l’année et le type de culture chez des




118

4.14 - Répartition des cas selon le nombre d’épisodes de PAVM (N = 65 souches)

Tableau 23 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le nombre d’épisodes au niveau du service de


PAVM Nombre Fréquence (%)

1 épisode 37 75,5

2 épisodes 12 24,5

Total 49 100

¾ des malades ont eu un seul épisode de PAVM.

75,5 %24,5 %

1 épisode

2 épisodes

Figure 26 : Répartition des patients atteints de PAVM selon le nombre d’épisodes au


31/05/2015


119

4.15 - Répartition des cas selon la prise d'antibioprophylaxie

Tableau 24 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion d'antibioprophylaxie au niveau du

service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Antibioprophylaxie Nombre Fréquence (%)

Oui 30 61,2

Non 19 38,8

Total 49 100

61,2 % des malades ont bénéficié d’une antibioprophylaxie avant l’installation de

PAVM.

61,2 %38,8 %

Oui

Non

Figure 27 : Répartition des patients atteints de PAVM selon la notion d'antibioprophylaxie

au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le

31/05/2015


120

4.16 - Répartition des cas de PAVM selon l’étiologie bactérienne

Tableau 25 : Répartition des cas de PAVM selon l’agent pathogène chez des patients sous ventilation


Germe Nombre Fréquence (%)

Acinetobacter baumannii 22 33,8

Klebsiella pneumoniae 16 24,6

Pseudomonas aeruginosa 7 10,8

Staphylococcus aureus 7 10,8

Acinetobacter sp 6 9,2

Pseudomonas sp 5 7,7

Autres 2 3,1

Total 65 100

On constate que l’Acinetobacter baumannii est le plus incriminé dans presque 34 %,

suivi par Klebsiella pneumoniae 24,6 %, Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus

avec des fréquences à 10,8 %.

33.8

24.6

10.8

10.8

9.2

7.7

3.1

0 10 20 30 40

Acinetobacter baumannii

Klebsiella pneumoniae

Pseudomonas aeruginosa

Staphylococcus aureus

Acinetobacter sp

Pseudomonas sp

Autres

Fréquence (%)

Figure 28 : Répartition des cas de PAVM selon l’agent pathogène chez des patients

sous ventilation mécanique au niveau du service de réanimation



121

4.17 - Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa par l'antibiogramme (N = 07

souches)

Tableau 26 : Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa aux antibiotiques chez les cas de PAVM au

niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

ANTIBIOTIQUE Nombre %

Minocycline 5 71,4

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole 5 71,4

Imipenème 4 57,1

Méropénème 4 57,1

Ciprofloxacine 4 57,1

Pèfloxacine 4 57,1

Ticarcilline 3 42,9

Tiacarcilline + Acide clavulanique 3 42,9

Pipéracilline 3 42,9

Pipéracilline + Tazobactam 3 42,9

Céftazidime 3 42,9

Céfépime 3 42,9

Gentamycine 3 42,9

Tobramycine 3 42,9

Amikacine 0 0

Colistine 0 0

On constate selon la technique de l’antibiogramme que les 07 souches de Pseudomonas

aeruginosa présentent le profil de résistance suivant :

La famille des βlactamines : 42,9 % sauf Imipenème à 57,1 %.

La famille des Aminosides :

43 % Gentamycine et Tobramycine.

00 % pour l’Amikacine


122

71.4

71.4

57.1

57.1

57.1

57.1

42.9

42.9

42.9

42.9

42.9

42.9

42.9

42.9

0

0

0 20 40 60 80

Minocycline

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole

Imipenème

Méropénème

Ciprofloxacine

Pèfloxacine

Ticarcilline

Tiacarcilline + Acide clavulanique

Pipéracilline

Pipéracilline + Tazobactam

Céftazidime

Céfépime

Gentamycine

Tobramycine

Amikacine

Colistine

Fréquence (%)

Figure 29 : Profil de résistance de Pseudomonas aeruginosa aux antibiotiques chez les

cas de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le

01/06/2013 et le 31/05/2015


123

4.18 - Profil de résistance de Pseudomonas sp par l'antibiogramme (N = 05 souches)

Tableau 27 : Profil de résistance de Pseudomonas sp aux antibiotiques chez les cas de PAVM au niveau du


ANTIBIOTIQUE Nombre Fréquence (%)

Ticarcilline 0 0

Tiacarcilline + Acide clavulanique 0 0

Pipéracilline 0 0

Pipéracilline + Tazobactam 0 0

Céftazidime 0 0

Céfépime 0 0

Amikacine 0 0

Gentamycine 0 0

Tobramycine 0 0

Ciprofloxacine 0 0

Pèfloxacine 0 0

Colistine 0 0

Imipenème 2 40

Méropénème 2 40

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole 2 40

Minocycline 5 100

On remarque selon la technique de l’antibiogramme que 40 % des souches de

Pseudomonas sp résistent à l’Imipenème, Triméthoprime + Sulfaméthoxazole et

Méropénème, tandis que la résistance aux autres familles d’antibiotiques est nulle.


124

100

40

40

40

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0 50 100 150

Minocycline

Imipenème

Méropénème


Ticarcilline

Tiacarcilline + Acide clavulanique

Pipéracilline

Pipéracilline + Tazobactam

Céftazidime

Céfépime

Amikacine

Gentamycine

Tobramycine

Ciprofloxacine

Pèfloxacine

Colistine

Fréquence (%)

An

tib

ioti

qu

e

Figure 30 : Profil de résistance de Pseudomonas sp aux antibiotiques chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et

le 31/05/2015


125

4.19 - Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii par l'antibiogramme (N = 22

souches)

Tableau 28 : Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii aux antibiotiques chez les cas de PAVM au



Ticarcilline 22 100

Pipéracilline 22 100

Pipéracilline/Tazobactam 22 100

Céftazidime 22 100

Céfépime 22 100

Aztreonam 22 100



Imipenème 18 81,8

Méropénème 18 81,8

Gentamicine 17 77,3

Amikacine 11 50

Pèfloxacine 9 40,9

Minocycline 5 22,7

Tobramycine 0 0

Colistine 0 0

Rifampicine 0 0

Selon la technique de l’antibiogramme les 22 souches de l’Acinetobacter baumannii

présentent une résistance quasi totale aux βlactamines (sauf pour l’Imipenème ou la

résistance est de 81,8 %). À côté, le Ciprofloxacine présente une résistance à 85,7 %, alors

qu’aucune souche d’Acinetobacter baumannii ne résiste à la colistine, la Tobramycine et la

Rifampicine.


126

100

100

100

100

100

100

100

85.7

81.8

81.8

77.3

50

40.9

22.7

0

0

0

0 20 40 60 80 100 120

Ticarcilline

Pipéracilline

Pipéracilline/Tazobactam

Ceftazidime

Céfépime

Aztreonam


Ciprofloxacine

Imipénème

Méropénème

Gentamicine

Amikacine

Pèfloxacine

Minocycline

Tobramycine

Colistine

Rifampicine

An

tib

ioti

qu

e

Fréquence (%)

Figure 31 : Profil de résistance de l'Acinetobacter baumannii aux antibiotiques chez les


01/06/2013 et le 31/05/2015


127

4.20 - Profil de résistance de l'Acinetobacter sp par l'antibiogramme (N = 06 souches)

Tableau 29 : Profil de résistance de l'Acinetobacter sp aux antibiotiques chez les cas de PAVM au niveau du



Ticarcilline 6 100


Pipéracilline/Tazobactam 6 100

Céftazidime 6 100

Céfépime 6 100

Aztréonam 6 100


Imipenème 3 50

Méropénème 3 50

Gentamicine 3 50

Ciprofloxacine 3 50

Pèfloxacine 3 50

Amikacine 3 50

Tobramycine 0 0

Minocycline 0 0

Colistine 0 0

Rifampicine 0 0

Selon la technique de l’antibiogramme les 06 souches de l’Acinetobacter sp résistent à

100 % pour toute la famille des βlactamines, sauf l’imipémeme à 50 %, par contre aucune

résistance à la colistine et à la rifampicine, la famille des quinolones à 50 %.


128

100

100

100

100

100

100

100

50

50

50

50

50

50

0

0

0

0

0 20 40 60 80 100 120

Ticarcilline

Pipéracilline


Ceftazidime

Céfépime

Aztreonam

Triméthoprime + Sulfaméthoxazole

Imipénème

Méropénème

Gentamicine

Ciprofloxacine

Pèfloxacine

Amikacine

Tobramycine

Minocycline

Colistine

Rifampicine

An

tib

ioti

qu

e

Fréquence (%)

Figure 32 : Profil de résistance de l'Acinetobacter sp aux antibiotiques chez les cas de


le 31/05/2015


129

4.21 - Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae par l'antibiogramme (N = 16

souches)

Tableau 30 : Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae aux antibiotiques chez les cas de PAVM au niveau

du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015



Gentamicine 14 87,5

Tobramycine 14 87,5

Pipéracilline/Tazobactam 11 68,8

Céftazidime 11 68,8

Céfépime 11 68,8

Aztréonam 11 68,8

Amikacine 6 37,5

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole 5 31,3


Imipenème 0 0

Pèfloxacine 0 0

Minocycline 0 0

Colistine 0 0

Méropénème 0 0

On remarque une résistance qui dépasse les 68 % pour l’association Pipéracilline +

Tazobactam, Céfépime, Aztréonam et la Céftazidime. Une moyenne de résistance aux

Ciprofloxacine et Amikacine à plus de 31 %.

Il est à signaler la sensibilité totale de la Klebsiella pneumoniae vis-à-vis la Colistine, et

à l’Imipenème.


130

100

87.5

87.5

68.8

68.8

68.8

68.8

37.5

31.3

31.3

0

0

0

0

0

0 20 40 60 80 100 120

Pipéracilline

Gentamicine

Tobramycine


Ceftazidime

Céfépime

Aztreonam

Amikacine


Ciprofloxacine

Imipénème

Pèfloxacine

Minocycline

Colistine

Méropénème

Fréquence (%)

An

tib

ioti

qu

e

Figure 33 : Profil de résistance de Klebsiella pneumoniae aux antibiotiques chez les cas

de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


131

4.22 - Profil de résistance du Staphylococcus aureus par l'antibiogramme (N = 07

souches)

Tableau 31 : Profil de résistance Staphylococcus aureus aux antibiotiques chez les cas de PAVM au niveau du


Antibiotique Nombre Fréquence (%)

Benzylpénicilline 6 85,7

Acide fusidique 6 85,7

Triméthoprime + Sulfaméthoxazole 6 85,7

Oxacilline 4 57,1

Gentamycine 4 57,1

Kanamycine 4 57,1

Tobramycine 4 57,1

Ofloxacine 4 57,1

Erythromycine 3 42,9

Vancomycine 0 0

Lincomycine 0 0

Pristinamycine 0 0

Lincoplanine 0 0

Teicoplanine 0 0

Tétracycline 0 0

Fosfomycine 0 0

Nitrofurantoine 0 0

Rifampicine 0 0

On note que 85 ,7 % des souches de Staphylococcus aureus sont résistantes à la

Pénicilline, contre un taux de 57,1 % pour l’Oxacilline et une résistance nulle pour la

Vancomycine.


132

85.7

85.7

85.7

57.1

57.1

57.1

57.1

57.1

42.9

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0 20 40 60 80 100

Benzylpénicilline

Acide fusidique

Trimethoprime + Sulfaméthoxazole

Oxacilline

Gentamycine

Kanamycine

Tobramycine

Ofloxacine

Erythromycine

Vancomycine

Lincomycine

Pristinamycine

Lincoplanine

Teicoplanine

Tetracycline

Fosfomycine

Nitrofurantoine

Rifampicine

Fréquence (%)

An

tib

ioti

qu

e

Figure 34 : Profil de résistance Staphylococcus aureus aux antibiotiques chez les cas de


le 31/05/2015


133

4.23 - Profil de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline (N = 07 souches)

Tableau 32 : Fréquence de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline chez les cas de PAVM au


Méticilline Nombre Fréquence (%)

Staphylococcus aureus résistantes à la

Méticilline (SARM) 4 57,1

Staphylococcus aureus sensibles à la

Méticilline (SASM) 3 42,9

Total 7 100

Par notre présent travail, on a pu constater que 57,14 % des souches de Staphylococcus

aureus sont résistantes à la Méticilline (SARM) face à un taux de 42,86 % de Staphylococcus

aureus sont sensibles à la Méticilline (SASM).

57,1 %

42,9 %

SARM

SASM

Figure 35 : Fréquence de résistance du Staphylococcus aureus à la Méticilline chez les


01/06/2013 et le 31/05/2015


134

4.24 - Profil de résistance des bactéries isolées selon la sécrétion de βlactamase à

spectre élargi (BLSE)

Tableau 33 : Fréquence de résistance des bactéries isolées selon le phénotype BLSE chez des patients sous VM

hospitalisés au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Nombre Fréquence (%)

BLSE négatif 45 80,4

BLSE positif 11 19,6

Total 56 100

Sur l’ensemble des bactéries isolées dans les cultures des PDP positifs, 19,64 % sont

sécrétrices de βlactamase à spectre élargi (BLSE+).

80,4 % 19,6 %

BLSE -

BLSE +

Figure 36 : Fréquence de résistance des bactéries isolées selon le phénotype BLSE chez

des patients sous VM hospitalisés au niveau du service de réanimation



135

4.25 - Profil de résistance des germes à l'Imipenème

Tableau 34 : Fréquence de résistance des germes à l'Imipenème chez les cas de PAVM au niveau du service de


Imipenème Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

IMP R+I 18 3 4 2 0 27

IMP S 4 3 3 3 16 29

TOTAL 22 6 7 5 16 56

En matière de résistance à l’Imipenème, l’Acinetobacter baumannii présente la

fréquence la plus élevée avec 82 %, contre 0 % pour Klebsiella pneumoniae.

82

50

57

40

18

50

43

60

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

IMP R+I

IMP S

Figure 37 : Fréquence de résistance des germes à l'Imipenème chez les cas de PAVM au



136

4.26 - Profil de résistance des germes à la Ticarcilline

Tableau 35 : Fréquence de résistance des germes à la Ticarcilline chez les cas de PAVM au niveau du service de


Ticarcilline Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

TIC R+I 22 6 1 0 16 45

TIC S 0 0 6 5 0 11

Total 22 6 7 5 16 56

100 % des souches d’Acinetobacter baumannii et sp résistent à la Ticarcilline contre

14,3 % pour le Pseudomonas aeruginosa tandis que 100 % de Pseudomonas sp sont sensibles.

100

100

14.3

100

85.7

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas sp

Klebsiella

pneumoniae

TIC R+I

TIC S

Figure 38 : Fréquence de résistance des germes à la Ticarcilline chez les cas de PAVM


31/05/2015


137

4.27 - Profil de résistance des germes à la Pipéracilline

Tableau 36 : Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline chez les cas de PAVM au niveau du service

de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

Pipéracilline Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella pneumoniae

Total

PIP R+I 22 6 1 0 16 45

PIP S 0 0 6 5 0 11

Total 22 6 7 5 16 56

100 % des souches d’Acinetobacter baumannii, sp et Klebsiella pneumoniae résistent à

la Pipéracilline contre 14,3 % pour le Pseudomonas aeruginosa et une fréquence nulle pour

Pseudomonas sp.

100

100

14.3

100

85.7

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

PIP R+I

PIP S

Figure 39 : Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline chez les cas de PAVM au


31/05/2015


138

4.28 - Profil de résistance des germes à l'association Pipéracilline + Tazobactam

Tableau 37 : Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline + Tazobactam chez les cas de PAVM au


Pipéracilline

+

Tazobactam

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

PIP + TAZ

R+I 22 6 1 0 0 29

PIP + TAZ

S 0 0 6 5 16 27

Total 22 6 7 5 16 56

Une faible fréquence de résistance de Pseudomonas aeruginosa à 14,3 %, contre une

résistance nulle pour le Pseudomonas sp.

100

100

14.3 85.7

100

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

PIP + TAZ R+I

PIP + TAZ S

Figure 40 : Fréquence de résistance des germes à la Pipéracilline + Tazobactam chez les


01/06/2013 et le 31/05/2015


139

4.29 - Profil de résistance des germes à l'Amikacine

Tableau 38 : Fréquence de résistance des germes à l’Amikacine chez les cas de PAVM au niveau du service de


Amikacine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

AMI R+I 11 3 0 0 6 20

AMI S 11 3 7 5 10 36

Total 22 6 7 5 16 56

Selon notre étude, aucune souche de Pseudomonas ne résiste à l’Amikacine.

50

50

37.5

50

50

100

100

62.5

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

AMI R+I

AMI S

Figure 41 : Fréquence de résistance des germes à l’Amikacine chez les cas de PAVM


31/05/2015


140

4.30 - Profil de résistance des germes à la Tobramycine

Tableau 39 : Fréquence de résistance des germes à la Tobramycine chez les cas de PAVM au niveau du service


Tobramycine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

TOB R+I 0 0 1 0 14 15

TOB S 22 6 6 5 2 41

Total 22 6 7 5 16 56

La fréquence de résistance à la Tobramycine est plus élevée chez le Klebsiella

pneumoniae 87,5 % par rapport aux autres germes.

14.3

87.5

100

100

85.7

100

12.5

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

TOB R+I

TOB S

Figure 42 : Fréquence de résistance des germes à la Tobramycine chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


141

4.31 - Profil de résistance des germes à la Pèfloxacine

Tableau 40 : Fréquence de résistance des germes à la Pèfloxacine chez les cas de PAVM au niveau du service


Pèfloxacine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

PEF R+I 9 3 6 0 0 18

PEF S 13 3 1 5 16 38

Total 22 6 7 5 16 56

La fréquence de résistance à la Pèfloxacine est plus élevée pour le Pseudomonas

aeruginosa avec 85,7 % par rapport aux autres germes.

41

50

85.7

59

50

14.3

100

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter sp

Pseudomonas

aeruginosae

Pseudomonas sp

Klebsiella

pneumoniae

PEF R+I

PEF S

Figure 43 : Fréquence de résistance des germes à la Pèfloxacine chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


142

4.32 - Profil de résistance des germes à l'association Triméthoprime +

Sulfaméthoxazole

Tableau 41 : Fréquence de résistance des germes à l'association Triméthoprime + Sulfaméthoxazole chez les cas

de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

SXT Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

SXT R+I 22 6 7 2 5 42

SXT S 0 0 0 3 11 14

Total 22 6 7 5 16 56

SXT : Triméthoprime + Sulfaméthoxazole

On remarque une résistance à l'association Triméthoprime + Sulfaméthoxazole qui ne

dépasse pas 31,2 % pour Klebsiella pneumoniae et 40 % pour Pseudomonas sp, alors qu’elle

est de 100 % pour les aux autres germes.

100

100

100

40

31.2

60

68.8

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

SXT R+I

SXT S

Figure 44 : Fréquence de résistance des germes à l'association Triméthoprime +

Sulfaméthoxazole chez les cas de PAVM au niveau du service de réanimation



143

4.33 - Profil de résistance des germes à la Céftazidime

Tableau 42 : Fréquence de résistance des germes à la Céftazidime chez les cas de PAVM au niveau du service


Céftazidime Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

CAZ R+I 22 6 1 0 11 40

CAZ S 0 0 6 5 5 16

Total 22 6 7 5 16 56

Concernant la résistance des germes à la Céftazidime, elle est à 100 % pour

l’Acinetobacter baumannii, 68,8 % pour Klebsiella pneumoniae et un faible pourcentage pour

Pseudomonas aeruginosa à 14,3 %. Tout en indiquant la sensibilité totale de Pseudomonas

sp.

100

100

14.3

68.8

85.7

100

31.2

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

CAZ R+I

CAZ S

Figure 45 : Fréquence de résistance des germes à la Céftazidime chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le

01/06/2013 et le 31/05/2015


144

4.34 - Profil de résistance des germes à la Gentamicine

Tableau 43 : Fréquence de résistance des germes à la Gentamycine chez les cas de PAVM au niveau du service


Gentamicine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

GM R+I 17 3 1 0 14 35

GM S 5 3 6 5 2 21

Total 22 6 7 5 16 56

On remarque que la plus forte fréquence de résistance à la Gentamicine est pour

Klebsiella pneumoniae avec 87,5 %.

77.3

50

14.3

87.5

22.7

50

85.7

100

12.5

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

GM R+I

GM S

Figure 46 : Fréquence de résistance des germes à la Gentamycine chez les cas de


01/06/2013 et le 31/05/2015


145

4.35 - Profil de résistance des germes à la Ciprofloxacine

Tableau 44 : Fréquence de résistance des germes à la Ciprofloxacine chez les cas de PAVM au niveau du


Ciprofloxacine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

CIP R+I 18 3 4 0 5 30

CIP S 4 3 3 5 11 26

Total 22 6 7 5 16 56

L’Acinetobacter baumannii est le germe qui a la fréquence de résistance à la

Ciprofloxacine la plus élevée dans 81,8 % des cas.

81.8

50

57.1

31.2

18.2

50

42.9

100

68.8

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

CIP R+I

CIP S

Figure 47 : Fréquence de résistance des germes à la Ciprofloxacine chez les cas de


01/06/2013 et le 31/05/2015


146

4.36 - Profil de résistance des germes à la Colistine

Tableau 45 : Fréquence de résistance des germes à la Colistine chez les cas de PAVM au niveau du service de


Colistine Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae Total

CS R+I 0 0 0 0 0 0

CS S 22 6 7 5 16 56

Total 22 6 7 5 16 56

Selon notre étude aucune souche ne résiste à la colistine.

100

100

100

100

100

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Acinetobacter

baumannii

Acinetobacter

sp

Pseudomonas

aeruginosa

Pseudomonas

sp

Klebsiella

pneumoniae

Fréquence (%)

CS R+I

CS S

Figure 48 : Répartition des cas selon profil de résistance des germes à la Colistine

chez des patients sous VM hospitalisés au niveau du service de réanimation

polyvalente/HMRUO entre le 01.06.2013 et le 31.05.2015


147

4.37 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter baumannii Ph 1 par la CMI IMPR (N = 18

souches)

Tableau 46 : Résistance de l'Acinetobacter baumannii Ph 1 IMPR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015

4/18 Souches phénotype identique CMI (mg/l) Interprétation

Ticarcilline ≥ 128 R

Pipéracilline ≥ 128 R

Pipéracilline/Tazobactam ≥ 128 R

Céftazidime ≥ 64 R

Céfépime 16 I

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≥ 16 R

Méropénème ≥ 16 R

Gentamicine ≥ 16 R

Tobramycine ≤ 1 S

Ciprofloxacine ≥ 4 R

Pèfloxacine 8 R

Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine ≤ 2 S

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole ≥ 320 R

Amikacine ≤ 2 S

Selon la technique de recherche de la concentration minimale inhibitrice, on constate

que les 04 souches d’Acinetobacter baumannii imipenème résistant (ph 1 = 04 souches / 18

souches) présentent des fortes concentrations à la plupart des antibiotiques, par contre des

faibles concentrations pour la Tobramycine, Amikacine, Rifampicine et la Colistine.

On constate que le phénotype est de type V (TIC R + CAZ R + IMP R).


148

4.38 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter baumannii Ph 2 par la CMI IMPR (N = 18)








Céfépime ≥ 64 R

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≥ 16 R



Tobramycine 4 S


Pèfloxacine 8 R

Minocycline 8 I

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine 2 S


Amikacine ≤ 2 S


que les 03 souches d’Acinetobacter baumannii Imipenème résistant (ph 2 = 03 souches / 18

souches) présentent des résistances identiques aux antibiotiques aux quatre premières souches.



149


souches)








Céfépime 16 I

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≥ 16 R


Gentamicine ≤ 1 S

Tobramycine ≤ 1 S

Ciprofloxacine ≥ 4 I

Pèfloxacine 4 S

Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine ≤ 2 S


Amikacine ≥ 64 R



souches) présentent des résistances aux antibiotiques identiques aux deux premiers groupe

sauf pour la Ciprofloxacine et l’Amikacine.

Le phénotype est de type V (TIC R + CAZ R + IMP R).


150


souches)








Céfépime ≥ 64 R

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≥ 16 R


Gentamicine 2 S

Tobramycine ≤ 1 S


Pèfloxacine ≥ 16 R

Minocycline 8 I

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine ≤ 2 S


Amikacine ≥ 64 R



souches) présentent des résistances identiques aux antibiotiques au premier groupe (ph 1 = 04

souches / 18 souches), deuxième groupe (ph 2 = 03souches/18 souches) et troisième groupe (

ph 3 = 09 souches / 18 souches).



151

4.41 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter baumannii par la CMI IMPS (N = 04

souches)

Tableau 50 : Résistance de l'Acinetobacter baumannii IMPS aux antibiotiques par la CMI chez les cas de







Céfépime 16 I

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème 0,5 S

Méropénème 0,5 S


Tobramycine ≤ 1 S

Ciprofloxacine 0,5 S

Pèfloxacine ≤ 0,25 S

Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine 4 S

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole 160 R

Amikacine ≤ 2 S

On remarque que les 04 souches d’Acinetobacter baumannii sensible à l’imipenème

présentent des fortes CMI aux βlactamines qui dépassent les 64 mg/l et des concentrations

faibles pour les Quinolones et la Colistine.

On constate que le phénotype est de type IV (TIC R + CAZ R).


152

4.42 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter sp par la CMI IMPR (N = 03 souches)

Tableau 51 : Résistance de l'Acinetobacter sp IMPR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM au







Céfépime 16 I

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≥ 16 R



Tobramycine ≤ 1 S


Pèfloxacine 8 R

Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine ≤ 2 S


Amikacine ≥ 64 R


que les 03 souches d’Acinetobacter sp imipenème résistant présentent des résistances

identiques aux antibiotiques, avec des fortes CMI pour la plupart des antibiotiques, sauf une

sensibilité à la Rifampicine et la Colistine.



153

4.43 - Antibiorésistance de l'Acinetobacter sp par la CMI IMPS (N = 03 souches)

Tableau 52 : Résistance de l'Acinetobacter sp IMPS aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM au







Céfépime ≥ 64 R

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème 4 S

Méropénème 4 S


Tobramycine 4 S


Pèfloxacine 8 R

Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine 4 S


Amikacine ≤ 2 S

On constate que le phénotype est de type IV (TIC R + CAZ R). Pénicillinase +

céphalosporinase.


154

4.44 - Antibiorésistance de Pseudomonas sp par la CMI IMPR (N = 02 souches)

Tableau 53 : Résistance de Pseudomonas sp IMPR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM au



Ticarcilline 32 S

Pipéracilline 16 S

Pipéracilline/Tazobactam ≤ 4 S

Céftazidime ≤ 4 S

Céfépime 2 S

Aztréonam 2 S

Imipenème ≥ 16 R

Méropénème 4 I

Gentamicine ≤ 2 S

Tobramycine ≤ 1 S

Ciprofloxacine ≤ 1 S


Minocycline 0,5 S

Colistine ≤ 0,5 S

Rifampicine ≤ 0,5 S


Selon la technique de la concentration minimale inhibitrice, on constate que les 02

souches de Pseudomonas sp Imipenème résistant présentent des faibles concentrations. Ce qui

signifie une sensibilité à la plupart des antibiotiques.


155

4.45 - Antibiorésistance de Pseudomonas sp par la CMI IMPS (N = 03 souches)

Tableau 54 : Résistance de Pseudomonas sp IMPS aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM au


3/3 Souche phénotype identique CMI (mg/l) Interprétation

Ticarcilline 16 S

Ticarcilline/acide clavulanique 16 S

Pipéracilline ≤ 4 S



Céfépime ≤ 1 S

Imipenème 2 S

Méropénème 1 S

Amikacine ≤ 2 S

Gentamicine ≤ 1 S

Tobramycine ≤ 1 S

Ciprofloxacine ≤ 0,25 S

Pèfloxacine 0,5 S

Minocycline 8 R

Colistine ≤ 0,5 S


D’après notre étude, 03 souches de Pseudomonas sp Imipenème sensible, la CMI est

faible pour la majorité des antibiotiques donc ce sont des souches sauvages.


156

4.46 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 1 par la CMI IMPR (N = 04

souches)

Tableau 55 : Résistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 1 IMPR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de


3/4 Phénotype identique CMI (mg/l) Interprétation





Céfépime ≥ 64 R

Aztréonam 16 I

Imipenème ≥ 16 R


Gentamicine 4 S

Tobramycine ≥ 16 R

Ciprofloxacine 8 I


Minocycline ≥ 16 R

Colistine ≤ 0,5 S



Notre étude a montré que le ph 1 = 03 souches / 04 souches de Pseudomonas

aeruginosa a une résistance pour toutes les familles d’antibiotiques sauf pour la Gentamycine

et la colistine. Ce sont des bactéries multi résistantes.


157

4.47 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 2 par la CMI IMPR (N = 04

souches)

Tableau 56 : Résistance de Pseudomonas aeruginosa Ph 2 IMPR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de



Ticarcilline 16 S

Pipéracilline 16 S



Céfépime ≤ 1 S

Aztréonam 2 S

Imipenème ≥ 16 R

Méropénème 4 I

Gentamicine 4 S

Tobramycine 2 S

Ciprofloxacine ≤ 1 S

Pèfloxacine 2 I

Minocycline 8 R

Colistine ≤ 0,5 S



Notre étude a montré que le ph 2 = 01 souche/ 4 souches de Pseudomonas aeruginosa a

une résistance isolée à L’imipenème.


158

4.48 - Antibiorésistance de Pseudomonas aeruginosa par la CMI IMPS (N = 04

souches)

Tableau 57 : Résistance de Pseudomonas aeruginosa IMPS aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM



Ticarcilline 16 S

Ticarcilline + Acide clavuanique 16 S

Pipéracilline ≤ 4 S



Céfépime ≤ 1 S

Imipenème 2 S

Méropénème 1 S

Amikacine ≤ 2 S

Gentamicine ≤ 1 S

Tobramycine ≤ 1 S


Pèfloxacine 0,5 S

Minocycline 8 R

Colistine ≤ 0,5 S



que les 03 souches de Pseudomonas aeruginosa sensible à L’imipenème présentent une

sensibilité à la majorité des antibiotiques. Ce sont des souches de phénotype sauvage.


159

4.49 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus par la CMI MR (N = 04 souches)

Tableau 58 : Résistance de Staphylococcus aureus MR aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM au



Benzylpénicilline ≥ 0,5 R

Oxacilline ≥ 4 R

Gentamycine ≥ 16 R

Kanamycine ≥ 64 R


Ofloxacine ≥ 8 R

Erythromycine 1 I

Lincomycine ≤ 1 S

Pristinamycine 1 S

Lincoplanine 2 S

Teicoplanine ≤ 0,5 S

Vancomycine 1 S

Tetracycline ≥ 16 R

Fosfomycine 16 S

Nitrofurantoine ≤ 16 S

Acide fusidique ≤ 0,5 S

Rifampicine ≥ 16 R

Triméthoprime/Sulfaméthoxazole ≤ 10 S

Test céfoxitine screen positif

Résistance inductible à la clindamycine Négatif

Les 04 souches de staphylococcus aureus méticillino-résistant présentent des CMI

élevées aux βlactamines et aux aminosides. Par contre, de faibles concentrations pour les

quinolones et les polypeptides.


160

4.50 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus Ph 1 par la CMI MS (N = 03

souches)

Tableau 59 : Résistance de Staphylococcus aureus MS Ph1 aux antibiotiques par la CMI chez les cas de PAVM



Benzylpénicilline ≥ 0,5 R

Oxacilline ≤ 0,25 S

Gentamycine ≥ 0,5 S

Kanamycine 4 S

Tobramycine ≤ 1 S

Ofloxacine ≤ 0,5 S

Erythromycine 1 I

Lincomycine ≤ 1 S

Pristinamycine ≤ 0,5 S

Lincoplanine 1 S


Vancomycine 1 S

Tetracycline ≤ 1 S

Fosfomycine ≤ 8 S

Nitrofurantoine 32 S


Rifampicine ˂ 0,03 S


Test céfoxitine screen Négatif

Résistance inductible à la clindamycine Négatif

Par note présent travail, on a pu constater que les 02 souches de Staphylococcus aureus

méticillino- sensible présentent des faibles CMI à la majorité des antibiotiques sauf pour la

Pénicilline et l’Erythromycine. Ce sont des souches de phénotype pénicillinase.


161

4.51 - Antibiorésistance du Staphylococcus aureus Ph 2 par la CMI MS (N = 03

souches)

Tableau 60 : Résistance de Staphylococcus aureus MS Ph 2 aux antibiotiques par la CMI chez les cas de



Benzylpénicilline ≤ 0,3 S

Oxacilline ≤ 0,25 S

Gentamycine ≤ 0,5 S

Kanamycine 4 S

Tobramycine ≤ 1 S

Ofloxacine ≤ 0,5 S

Erythromycine 1 I

Lincomycine ≤ 1 S

Pristinamycine ≤ 0,5 S

Lincoplanine 1 S


Vancomycine 1 S

Tetracycline ≤ 1 S

Fosfomycine ≤ 8 S

Nitrofurantoine 32 S


Rifampicine ˂ 0,03 S


Test céfoxitine screen Négatif

Résistance inductible à la Clindamycine Négatif

On remarque qu’une souche sur 03 souches du Staphylococcus aureus méticillino-

sensible présente des faibles CMI à la majorité des antibiotiques même pour la pénicilline.

C’est une souche de phénotype sauvage.


162

4.52 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 1 par la CMI

(N = 11 souches)

Tableau 61 : Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 1 aux antibiotiques par la CMI chez les cas




Pipéracilline/Tazobactam 32 R


Céfépime 2 R

Aztréonam ≥ 64 R

Imipenème ≤ 0,25 S

Méropénème ≤ 0,25 S

Amikacine ≥ 64 R




Pèfloxacine 1 S

Minocycline 4 S

Colistine ≤ 0,25 S

Parmi les 07 souches de Klebsiella pneumoniae BLSE+, on constate aucune souche ne

résiste aux quinolones, ni à l’Imipenème (aucune KPC).


163

4.53 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 2 BLSE positif par la CMI

(N = 11 souches)

Tableau 62 : Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE positif Ph 2 aux antibiotiques par la CMI chez les cas




Pipéracilline/Tazobactam 32 R

Céftazidime 16 R

Céfépime ≥ 64 R

Aztréonam ≥ 64 R



Amikacine ≤ 2 S





Minocycline 2 S

Colistine ≤ 0,5 S


Parmi les 05 souches de Klebsiella pneumoniae BLSE+, on constate une nette

résistance aux quinolones et une sensibilité à l’imipenème.


164

4.54 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 1 BLSE négatif par la CMI

(N = 05 souches)

Tableau 63 : Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE négatif Ph 1 aux antibiotiques par la CMI chez les cas



Pipéracilline 8 R



Céfépime ≤ 1 S

Aztréonam ≤ 1 S



Amikacine ≤ 2 S

Gentamicine ≤ 1 S

Tobramycine ≤ 1 R



Minocycline ≤ 1 S

Colistine ≤ 0,5 S


Selon la technique de recherche des CMI .Le premier ph 1 = 03 souches / 05 souches

de Klebsiella pneumoniae BLSE- présentent une résistance pour la Tobramycine et la

Pipéracilline. Le reste des antibiotiques ne présentent aucune résistance.


165

4.55 - Antibiorésistance de Klebsiella pneumoniae Ph 2 BLSE négatif par la CMI

(N = 05 souches)

Tableau 64 : Résistance de Klebsiella pneumoniae BLSE négatif Ph 2 aux antibiotiques par la CMI chez les cas


2/5 souches phénotype identique CMI (mg/l) Interprétation

Pipéracilline 16 R



Céfépime ≤ 1 S

Aztréonam ≤ 1 S



Amikacine ≤ 2 S

Gentamicine ≤ 1 S

Tobramycine 2 S



Minocycline 4 S

Colistine ≤ 0,25 S


Selon la technique de recherche des CMI. Le ph 2 = 02 souches / 05 souches de

Klebsiella pneumoniae BLSE- ne présentent aucune résistance aux antibiotiques. Ce sont

des souches sensibles de phénotype sauvage.


166

4.56 - Etude de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii (N = 22

souches)

Tableau 65 : Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii chez les cas de PAVM au


Formation du biofilm Nombre Fréquence (%)

Oui 13 59,1

Non 9 40,9

Total 22 100

Selon la technique de TCP, presque 60 % des souches d’Acinetobacter baumannii

forment le biofilm.

59,1 %

40,9 %

Oui

Non

Figure 49 : Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter baumannii chez les

cas de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


167

4.57 - Etude de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp (N = 06 souches)

Tableau 66 : Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp chez les cas de PAVM au niveau du



Oui 4 33,3

Non 2 66,7

Total 6 100

Selon la technique de TCP, plus de 65 % des souches d’Acinetobacter sp forment le

biofilm.

33,3 %

66,7 %

Oui

Non

Figure 50 : Fréquence de la formation de biofilm pour l’Acinetobacter sp chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le

31/05/2015


168

4.58 - Etude de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa (N = 07

souches)

Tableau 67 : Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa chez les cas de PAVM au



Oui 6 85,7

Non 1 14,3

Total 7 100

Selon la technique de TCP, plus de 85 % des souches de Pseudomonas aeruginosa

forment le biofilm.

85,7 %

14,3 %

Oui

Non

Figure 51 : Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas aeruginosa chez les

cas de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


169

5.59 - Etude de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp (N = 05 souches)

Tableau 68 : Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp chez les cas de PAVM au niveau du



Oui 4 80

Non 1 20

Total 5 100

Selon la technique de TCP, 80 % des souches de Pseudomonas sp forment le biofilm.

80 %

20 %

Oui

Non

Figure 52 : Fréquence de la formation de biofilm pour Pseudomonas sp chez les cas de

PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le

31/05/2015


170

4.60 - Etude de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae (N = 16 souches)

Tableau 69 : Fréquence de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae chez les cas de PAVM au



Oui 8 50

Non 8 50

Total 16 100

Selon la technique de TCP, 50 % des souches de Klebsiella pneumoniae forment le

biofilm.

50 %50 %

Oui

Non

Figure 53 : Fréquence de la formation de biofilm pour Klebsiella pneumoniae chez les cas

de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et

le 31/05/2015


171

4.61 - Etude de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus (N = 07 souches)

Tableau 70 : Fréquence de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus chez les cas de PAVM au



Oui 5 71,4

Non 2 28,6

Total 7 100

Selon la technique de TCP plus de 70 % des souches de Staphylococcus aureus forment

le biofilm.

71,4 %

28,6 %

Oui

Non

Figure 54 : Fréquence de la formation de biofilm pour Staphylococcus aureus chez les cas

de PAVM au niveau du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013

et le 31/05/2015


173

4.63 - Suivi des malades jusqu’à la sortie du service (N = 49 malades)

Tableau 71 : Répartition des cas selon l’état à la sortie du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le

01/06/2013 et le 31/05/2015

Etat du malade à la sortie Nombre Fréquence (%)

Décédé 34 69

Vivant 15 31

Total 49 100

69 % des patients atteints de PAVM sont décédé au niveau du service de réanimation.

69 %

31 %

Décédé

Vivant

Figure 57 : Répartition des cas selon l’état à la sortie du service de réanimation



174

4.64 - Répartition des cas de PAVM décédés selon l'âge

Tableau 72 : Répartition des cas de PAVM décédés selon l’âge au niveau du service de réanimation


Age (ans) Nombre de décés Fréquence (%)

[15 - 25[ 3 8,8

[25 - 35[ 7 20,6

[35 - 45[ 4 11,8

[45 - 55[ 4 11,8

[55 - 65[ 5 14,7

[65 - 75[ 5 14,7

[75 - 85[ 5 14,7

[85 - 95[ 1 2,9

Total 34 100

La tranche d’âge 25 - 35 ans a marqué la fréquence la plus élevée de décès 20,6 %.

L’Age moyen de décès suite à une PAVM est de 52 ans avec un écart-type de 20,86 et

un intervalle de confiance à 95 % = [45-59].

8.8

20.6

11.8 11.8

14.7 14.7 14.7

2.9

0

5

10

15

20

25

[15-25[ [25-35[ [35-45[ [45-55[ [55-65[ [65-75[ [75-85[ [85-95[

Age (ans)

Fréquence (%)

Figure 58 : Répartition des cas de PAVM décédés selon l'âge au niveau du service de



175

4.65 - Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe

Tableau 73 : Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe au niveau du service de réanimation


Sexe Nombre de décés Fréquence (%)

Masculin 28 82,4

Féminin 6 17,6

Total 34 100

82 % des patients décédés sont de sexe masculin.

82,4 %

17,6 %

Masculin

Feminin

Figure 59 : Répartition des cas de PAVM décédés selon le sexe au niveau du service de



176

4.66 - Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène

Tableau 74 : Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène au niveau du service de réanimation


Germes Nombre de décès Fréquence (%)

Acinetobacter baumannii IMPR 19 55,9

Klebsiella pneumoniae BLSE + 11 32,4

Pseudomonas aeruginosa IMPR 3 8,8

Staphylococcus aureus MR 3 8,8

Pseudomonas sp IMPR 2 5,9

Acinetobacter sp IMPR 2 5,9

Pseudomonas aeruginosa IMPS 2 5,9

Acinetobacter baumannii IMPS 1 2,9

Acinetobacter sp IMPS 0 0

Pseudomonas sp IMPS 0 0

Klebsiella pneumoniae BLSE - 0 0

Staphylococcus aureus MS 0 0

Plus de la moitié des patients décédés ont présenté une PAVM à Acinetobacter

baumannii IMP R.

0 10 20 30 40 50 60

Acinetobacter baumannii IMPR

Klebsiella pneumoniae BLSE +

Pseudomonas aeruginosa IMPR

Staphylococcus aureus MR

Pseudomonas sp IMPR

Acinetobacter sp IMPR

Pseudomonas aeruginosa IMPS

Acinetobacter baumannii IMPS

Acinetobacter sp IMPS

Pseudomonas sp IMPS

Klebsiella pneumoniae BLSE -

Staphylococcus aureus MS

55.9

32.4

8.8

8.8

5.9

5.9

5.9

2.9

0

0

0

0

Agent pathogène Fréquence (%)

Figure 60 : Répartition des cas de PAVM décédés selon l’agent pathogène au niveau

du service de réanimation polyvalente/HMRUO entre le 01/06/2013 et le 31/05/2015


177

4.67 - Répartition des cas décédés suite à une PAVM selon la durée d’hospitalisation

Tableau 75 : Répartition des cas de PAVM décédés selon la durée d’hospitalisation au niveau du service de


Durée d’hospitalisation (jours) Nombre de décés Fréquence (%)

[1 - 8[ 7 20,6

[8 - 15[ 8 23,5

[15 - 22[ 4 11,8

[22 - 29[ 2 5,9

[29 - 36[ 5 14,7

[36 - 43[ 2 5,9

[43 - 50[ 0 0

[50 - 57[ 1 2,9

≥ 57 5 14,7

Total 34 100

23,5 % des patients décédés ont une durée d’hospitalisation entre 08 et 15 jours et une

fréquence importante de 14,7 % pour une durée d’hospitalisation qui dépasse 02 mois.

La moyen d’hospitalisation des patients décédés suite à une PAVM est de 25 ans avec

un écart-type de 19,4 et un intervalle de confiance à 95 % = [18 - 32].

20.623.5

11.8

5.9

14.7

5.9

0 2.9

14.7

0

5

10

15

20

25

[1-8[ [8-15[ [15-22[ [22-29[ [29-36[ [36-43[ [43-50[ [50-57[ ≥ 57

Durée d’hospitalisation (jours)

Fréquence (%)

Figure 61 : Répartition des cas de PAVM décédés selon la durée d’hospitalisation au


31/05/2015


178

5 - Discussion

5.1 - Généralité

L’objectif principal de cette étude était d’estimer la fréquence des PAVM en

réanimation polyvalente et identifier les micro-organismes responsables. Pour répondre à cet

objectif, notre étude a été menée au service de réanimation polyvalente de l’hôpital militaire

régional universitaire d’Oran durant la période allant du 01 juin 2013 au 31 mai 2015.

Contrairement aux pays développés, peu de travaux de recherche se sont à l’étude des

PAVM dans les pays en voie de développement et plus particulièrement en Algérie.

5.2 - Les données démographiques

Notre étude montre une nette prédominance du sexe masculin dans 77,6 % des cas soit

un Sex-ratio de 3,45, cela concorde avec les résultats de la majorité des études sur les PAVM

comme celle réalisée en 2014 au service de réanimation CHU HASSAN II de Fès/Maroc qui a

montré que 67 % des cas de PAVM étaient de sexe masculin[174].

Selon cette dernière étude, l’âge moyen des cas était de 40 ans, inférieur à celui trouvé

dans notre étude (52 ans).

Dans notre étude, 34,7 % des patients atteints de PAVM étaient âgés de plus de 65 ans,

cette proportion est largement inférieure à celle observées dans une étude réalisée dans les

hôpitaux nord-américains (54 %)[26].

Les cultures positives des PDP représentaient 62 % des cas de notre étude. Ces résultats

sont très proches de ceux d’une étude réalisée au niveau du service de réanimation

polyvalente au CHU de Yopougon /Côte d’Ivoire avec une fréquence de 69,3 %[201] et

inférieure à 82 % trouvée dans l’étude effectuée au CHU HASSAN II de Fès.

En ce concerne le délai de survenue des PAVM, notre étude a révélé que dans deux tiers

des cas l’apparition était tardive. Nos résultats s’accordent parfaitement avec ceux enregistrés

au CHU HASSAN II de Fès dont 62 % des cas.

Dans notre étude, le polytraumatisme, dominé par le traumatisme crânien grave,

constitue le motif d’hospitalisation en réanimation le plus fréquent parmi les cas de PAVM

dans plus de 57 % des cas. Cela a été observé aussi au Côte d’ivoire[201] et au Maroc[174] mais

avec des fréquences plus faibles que celles de notre étude dans 25,8 % et 37 %

respectivement.

Le syndrome de détresse respiratoire aigüe (SDRA) vient en deuxième position chez 13

% des cas, ceci concorde avec les données de l’étude réalisée au CHU HASSAN II de Fès en

2014 dont la fréquence était de 10 % pour ce motif d’hospitalisation.

Chez nos patients, la durée de séjour en réanimation inférieure à 08 jours représentait la

durée prédominante avec 35,4 % des cas. Ceci a été objectivé aussi au CHU Hassan II de Fès,

mais avec une fréquence plus élevée dans 51 % des cas.

Plusieurs études ont montré que la réintubation et/ou la trachéotomie augmentent le

risque de survenue de PAVM[27]. 38,8 % de nos malades atteints de PAVM ont été réintubés

et 32,7 % des cas ont été trachéotomisés.


179

5.3 - Les données microbiologiques

Les PAVM sont souvent d’origine bacterienne. Dans notre étude on a trouvé que la

majorité des PDP positifs contenaient un seul germe (caractère monomicrobien) et sont

considérés comme cultures positives dans 78,3 % des cas, les cultures contaminées à caractère

polymicrobien sont observées dans 21,7 %. Ces résultats rejoignent ceux du CHU HASSAN

II de Fès où le caractère monomicrobien est dominant dans 64 % des PDP positifs[174].

Durant le séjour des patients au service de réanimation, 61,2 % des patients atteints de

PAVM ont bénéficié d’une antibioprophylaxie. L’étude réalisée par nos voisins au CHU

HASSAN II de Fès en 2010, donne une fréquence de 65 %[174].

Dans notre étude, on note une nette prédominance des BGN avec en tête Acinetobacter

baumannii dans 33,8 % des cas de PAVM ; ce qui concorde parfaitement avec l’étude de

DALI-ALI-A et al à EHU Oran[203], avec une fréquence de 30,04 % ; suivi par Klebsiella

pneumoniae qui est incriminé dans 24,6 % des cas. Pseudomonas aeruginosa et

Staphylococcus aureus ont la même fréquence qui est de 10,8 %.

Tableau 76 : Répartition des germes responsables des PAVM selon les séries

Acinetobacter

baumannii

Pseudomonas

aeruginosa Enterobacterie

Staphylococcus

aureus

HMRUO/2e RM 33,8 % 10,8 % 24,6 % 10,8 %

Maroc 27,7 % 14 % - 23,7 %

Etas Unis 4,4 % 19 % 20,1 % 36,5 %

Royaume Uni 19 % 21,2 % 19 % 17,6 %

France 3,7 % 23,8 % 35,9 % 12 %

La résistance bactérienne aux antibiotiques est l’une des problèmes de santé publique

mondiaux les plus graves, l’origine d’une augmentation considérable de la mortalité, la

morbidité ainsi que du coût d’hospitalisation.

En traçant le profil de resistance des germes isolés aux Imipenèmes, on constate une

resistance de l'Acinetobacter baumannii qui dépasse 80 %[203], la résistance du Pseudomonas

aeruginosa a atteint les 57 % tandis qu’aucune souche de Klebsiella pneumoniae résistante a

l’Imipenème n’a été enregistrée.

Durant notre étude, on note une résistance considérablement élevée des souches

d'Acinetobacter baumannii allant jusqu’à 100 % pour le Ticarcilline, Pipéracilline,

l’association Ticarcilline + Tazobactam et l’Aztréonam, 85,71 % pour le Ciprofloxacine et

77,27 % pour la Gentamycine, 40,9 % pour le Pèfloxacine, et une faible fréquence de

résistance pour le Minocycline 22,72 %, tandis que ces souches restent quasiment sensible à

la Rifampicine, Tobramycine et à la Colistine.

Dans l’étude réalisée au CHU HASSAN II de Fès, presque toutes les souches

d'Acinetobacter baumannii sont résistantes à Céftazidime et Aztréonam avec une fréquence

de résistance de 90 %[174]. Les résultats d’une deuxième étude réalisée en 2014 dans le même

service montrent que 80 % des souches sont résistantes à la Pipéracilline et à la Gentamycine.


180

Une autre étude faite à l’hôpital militaire Mohammed V de Rabat (2007-2008) a montré que

la résistance à la Gentamycine est de 81,93 % ce qui concorde avec les résultats de notre

étude.

Dans notre travail, la résistance du Pseudomonas aeruginosa a atteint au cours des deux

années, 42,8 % pour la Ticarcilline, l’association Ticarcilline + Acide clavulanique,

Pipéracilline, Pipéracilline + Tazobactam, Céftazidime, Gentamycine et Tobramycine et 57,14

% pour l’Imipenème, Ciprofloxacine et Pèfloxacine, alors qu’il présente une sensibilité totale

pour l’Amikacine et la Colistine.

En France, Minchella et al ont noté une résistance à la Ticarcilline dans 53,8 % des cas

de PAVM causées par Pseudomonas aeruginosa, par contre une fréquence plus faible de 37,5

% a été enregistrée en 2010 à l’hôpital Militaire Mohammed V de Rabat[85].

Concernant le profil de résistance de Klebsiella pneumoniae, notre étude a permis de

mettre en évidence une résistance totale à la Pipéracilline, ainsi qu’une forte résistance aux

Gentamycine et Tobramycine 87,5 %.

La résistance est enregistrée dans 68,8 % des cas pour Pipéracilline + Tazobactam et

Céftazidime, et dans 31,3 % des cas pour la Ciprofloxacine. Tout en indiquant la sensibilité

totale de Klebsiella pneumoniae vis-à-vis la Colistine, la Minocycline, Pèfloxacine et à

l’Imipenème.

En 2010, au CHU HASSAN II de Fès toutes les souches de Klebsiella pneumoniae

isolées sont résistantes dont 71,43 % à l’association Amoxicilline + Acide clavulanique et

57,14 % sont résistantes à la Céfalotine[85].

Dans notre échantillon d’étude, on a pu isoler 6,15 % de Staphylococcus aureus

résistant à la Méticilline (SARM). Cependant, une étude faite en Tunisie[179] et une autre à

l’hôpital Militaire Mohammed V de Rabat en 2007-2008[196], ont noté respectivement des

fréquences de SARM de 15,5 % et 14,1 %.

On note aussi que 19,6 % des cas des BGN isolés sécrètent de βlactamase à spectre

élargi, cette fréquence est proche de celle enregistrée dans une étude française (19,1 %)[204].

Concernant la formation du biofilm les germes identifiés dans notre étude ont tous une

grande capacité de former un biofilm à savoir :

Acinetobacter baumannii : 59,1 %.

Pseudomonas aeruginosa : 85,7 %.

Klebsiella pneumoniae : 50 %.

Staphylococcus aureus : 71,4 %.

Cela concorde largement avec les données de la littérature[205].

La PAVM était significativement liée à l’augmentation de la durée de ventilation

mécanique selon l’étude Thailandaise de Nakaviroj et al[202] réalisée en 2014. Sur le plan

physiopathologique, la PAVM est liée à la formation de biofilm sur la sonde endotrachéale

selon l’étude de Florence et al[184-202].

Concernant l’étude génotypique des différentes souches, on a sollicité le service de

bactériologie médicale de l’IPA pour réaliser la technique de la PFGE.

Les résultats de l’électrophorèse en champs pulsé pour les souches Klebsiella

pneumoniae, ne présentent pas un lien épidémiologique connu, ce sont des souches différentes

(nombre de bandes différentes > 6).


181

En comparant le profil d’électrophorèse en champs pulsé des souches Acinetobacter

baumannii, les résultats ne montrent pas un lien épidémiologique connu, il s’agissait de

souches différentes dont le nombre de bandes différentes était supérieur à 6.

5.3 - Selon le décès

Dans notre étude, le décès est survenu chez 69 % des patients ayant une PAVM. Une

étude américaine en 2005[206] a objectivé un taux de mortalité de 30 à 70 %, alors qu’elle était

de 46,7 % dans une étude tunisienne (Y. Blel et al 2010-2013)[207].

6 - Perspectives

La fréquence des infections associées aux soins en Algérie est de 15 à 18 %, dont 50 à

60 % de ces infections sont dues au manque d’hygiène[208].

L’hygiène hospitalière est à la base de la prévention des IN. Elle prend en compte

l’ensemble des aspects cliniques, microbiologiques et épidémiologiques des infections mais

également l’organisation des soins, la maintenance des équipements hospitaliers, la gestion de

l’environnement et la protection du personnel. Elle constitue un indicateur de qualité des soins

et de sécurité.

Le Comité de lutte contre les infections nosocomiales (CLIN), doit intervenir dans

l’élaboration d’un programme mensuel de contrôle des services à risques et permettre au

laboratoire de disposer des moyens humains et matériels nécessaires pour réaliser ces

contrôles.

Pour une hygiène hospitalière performante, il est impératif de réhabiliter les métiers liés

à ce domaine, en particulier celui des praticiens hygiéniste.

L’hygiéniste occupe un rôle central dans la lutte contre les IN et dans l’amélioration de

la qualité des soins. Il forme et sensibilise le personnel hospitalier aux bonnes pratiques de

l’hygiène et à un usage raisonné des antibiotiques, il suit l’écologie bactérienne, réalise des

prélèvements, évalue l’application des protocoles élaborés, sans oublier qu’il participe au

travail d’investigation dans la détermination des causes des IN, il effectue également le suivi

de la résistance des bactéries par rapport à la consommation d’antibiotiques. L’hygiéniste a

également la responsabilité des unités de stérilisation centrales des structures de soins, sans

oublier qu’il est de plein droit membre du CLIN.

Au regard de ce que l’on vient d’énumérer, il devient évident que le praticien hygiéniste

occupe une fonction essentielle de conseils et de recommandations auprès des médecins et du

personnel paramédical sur les bonnes pratiques de l’hygiène et les mesures de contrôle des

infections dans les services, on le retrouve dans une configuration idéale qui, hélas, n’existe

pas en Algérie.

Il est important aussi de veiller à la promotion des axes suivants pour lutter contre les IN

notamment les PAVM :

Améliorer l'organisation des soins et les pratiques des professionnels ayant un impact

sur le risque infectieux.

Inclure un module d’hygiène hospitalière dans les programmes d’enseignement des

médecins, pharmaciens et médecins dentistes.


182

Développer l’hygiène hospitalière dans les formations médicales et paramédicales

continues.

Organiser des séminaires et des journées sur la lutte contre les infections

nosocomiales.

Adapter les structures et faire évoluer le dispositif de lutte contre les IN.

Optimiser le recueil et l'utilisation des données de surveillance et du signalement des

IN.

Renforcer l’information du patient et la communication sur les IN.

Promouvoir la recherche sur les mécanismes, l’impact, la prévention et la perception

des IN.

Il est adéquat d’intégrer les méthodes moléculaires et bio-informatiques dans nos

laboratoires pour une phylogénie plus précise et plus fiable pour une systématique plus

approfondie.

Equiper les laboratoires de microbiologie du matériel approprié pour la détection rapide

et fiable des gènes de résistance aux différentes classes d’antibiotiques.

Un tel développement permettrait de réduire les couts de longs séjours d’hospitalisation

et d’antibiothérapie et de limiter la sélection et la diffusion de bactéries hautement résistantes.

Les mesures spécifiques à la lutte contre les PAVM sont :

Gestion de l’intubation et de la ventilation mécanique :

L’intubation et réintubation doivent être évitées car elles augmentent le risque de

PAVM.

La ventilation non invasive doit être utilisée à chaque fois que possible.

L’intubation orotrachéale et les sondes oro-gastriques doivent être préférées

permettant d’éviter les sinusites nosocomiales, source de PAVM.

Toutes les condensations contaminées doivent être éliminées du ventilateur.

Système clos de respiration (rôle pour diminuer la transmission des Bk,

Aspergillus, BMR et BHRE).

Réduire la durée d’intubation et de ventilation mécanique passant par

l’établissement de protocole sur la gestion de la sédation et la mise en place de

protocole pour accélérer le sevrage.

Aspiration continue des sécrétions subglottiques (peut réduire l’incidence de

PAVM précoce).

Modulation de colonisation par l’utilisation des antiseptiques oraux et antibiotiques.

Conclusion

183

Conclusion

Conclusion

185

Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique sont une complication grave et

fréquente de la ventilation mécanique.

Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique figurent parmi les principales

causes de morbidité, de mortalité et du surcout médical. Elles posent des problèmes

diagnostiques, thérapeutiques et économiques lourds.

Notre étude a permis d’estimer la fréquence des pneumopathies acquises sous

ventilation mécanique au niveau du service de réanimation polyvalente de l’hôpital militaire

régional universitaire d’Oran (HMRUO) qui dépasse 37 % ; elle a aussi abouti à

l’identification des bactéries responsables des pneumopathies acquises sous ventilation

mécanique, il s’agit d’une infection mono-microbienne dans la majorité des cas. Ainsi les

bacilles à Gram négatif restent l’espèce la plus dominante avec une nette prédominance de

l’Acinetobacter baumannii.

A été noté aussi une incidence croissante des Cocci à Gram positif en milieu de

réanimation (notamment les Staphylococcus aureus Méticilline résistant).

Le profil de résistance de ces bactéries aux antibiotiques a été étudié objectivant une

fréquence élevée de la multirésistance surtout à l’Imipenème avec la présence du

Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline et quelques bactéries BLSE positives et aucun

bacille gram négatif n’est résistant à la Colistine.

La formation du biofilm est un autre volet abordé par cette étude. Dans la majorité des

cas, les bactéries identifiées produisent du biofilm.

Les deux principaux facteurs de risque des pneumopathies acquises sous ventilation

mécanique sont : la durée de la ventilation mécanique et le caractère invasif de cette

ventilation (sonde endotrachéale).

Cependant l’incidence des pathogènes multirésistants est étroitement liée à d’autres

facteurs qui varient largement d’une institution à l’autre et en fonction de la population des

patients, à savoir, la durée d’hospitalisation et une antibiothérapie prophylactique.

Devant cette situation alarmante qui limite fortement l’arsenal thérapeutique et accroît

le risque d’impasse en matière de traitement, il est impératif de veiller à la prescription

rationnelle et réfléchie des antibiotiques guidées de préférence par les résultats d’un

antibiogramme et ce, pour diminuer l’émergence des souches résistantes par une

antibiothérapie à large spectre parfois abusive et inadéquate, ainsi par l’amélioration et le

respect des mesures d’hygiènes pour éviter l’éclosion d’épidémies hospitalières.

Les enquêtes microbiologiques et épidémiologiques régulières demeurent aussi

nécessaires pour mieux connaître l’écologie bactérienne locale des services de réanimation

afin de guider l’antibiothérapie empirique.

Bien que la surveillance ait montré son efficacité dans la réduction des taux d’infection,

elle reste un domaine encore très limité.

Il convient donc de mettre en œuvre des moyens suffisants permettant la surveillance

épidémiologique des pneumopathies acquises sous ventilation mécanique pour quantifier le

risque infectieux, suivre l’évolution de la résistance bactérienne aux antibiotiques, identifier

les patients à risque et préciser les axes de prévention.

La prévention de ces complications passe par un ensemble de mesures et une

amélioration continue de la qualité des soins.

Conclusion

186

Enfin, La prévention des PAVM passe par l’information et l’éducation de la population

et des intervenants de la santé. C’est en effet la propagation des renseignements concernant

l’hygiène des lieux, des personnes et du matériel hospitalier qui conduira au contrôle de ce

fléau.

Références bibliographiques

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Amamou. Réanimation (2014) 24:S214-S218DOI 10.1007/s13546-014-0990-x.

[208] A. Soukhel et al. Infections nosocomiales en Algérie. 2013.

Annexes

199

Annexes

Annexes

201

Fiche d’enquête: N°………………………………

Nom: …………………………………………………………………………………………….

Prénom:………………………………………………………………………………………….

Age: /……………. /

Sexe: M /…………………../ F /……………………/

Numéros de téléphone :………………………………………………………………………….

Adresse…………………………………………………………………………………………

Date d’hospitalisation: /………. /……..../………../

Le diagnostic principal à l’admission :…………………………………………………………

Les motifs de ventilation artificielle :………..…………………………………………………

Durée du séjour sous VM : …………..jours

Traitement anti bio prophylactique : Oui /…………../ Non : /…………../

Si oui : molécule :

Nom du médecin traitant :………………………………………………………………………

Score CPIS : …………………………………………………………………………………….

Entre H0 et H48 d’hospitalisation :

Présence d’une colonisation a BMR : Oui /…………../ Non/………/

Heure du prélèvement pharyngé après l’hospitalisation : /………………/h

Entre 48h et 5j d’hospitalisation :

Présence d’une infection (PAVM) précoce : Oui /…………. / Non/…………../

Présence d’une colonisation : Oui/…………../ Non/…………./

Après J5 d’hospitalisation :

Présence d’une infection (PAVM) tardive : Oui /…………../ Non/…………../

Présence d’une colonisation : Oui/…………../ Non/…………../

Patient :

Trachéotomisé/…………../ Intubé /…………../ Ré intubé/…………../

Date du prélèvement:/…………/………../…………./

Identification de la souche :………………………………………………………………….

Annexe 01 : Fiche d’exploitation des données

A/Données décrivant le patient

B/Données de diagnostic

C/Données de surveillance

D/Données microbiologiques

Annexes

202

Diffusion en gélose, les techniques suivantes ont été rédigées et validées par l’AARN.

Milieu de culture

- Gélose Mueller Hinton (MH), coulée en boite de Pétri sur une épaisseur de 4mm.

- Les géloses sont séchées avant l’emploi.

Inoculum

- A partir d’une culture pure de 18H sur milieu d’isolement, racler à l’aide d’une anse de

platine quelques colonies bien isolées et parfaitement identiques.

- Décharger l’anse dans 5 à 10 ml d’eau physiologique stérile à 0,9%.

- Bien homogénéiser la suspension bactérienne, son opacité doit être équivalente à 0,5 Mac

Farland.

- L’inoculum peut être ajusté en ajoutant, soit de la culture s’il est trop faible, ou bien de

l’eau physiologique stérile s’il est trop fort.

- L’ensemencement doit se faire dans les 15 mn qui suivent la préparation de l’inoculum.

Ensemencement

- Tremper un écouvillon stérile dans la suspension bactérienne.

- Essorer l’écouvillon en le pressant fermement (en le tournant) sur la paroi interne du tube,

afin de décharger au maximum.

- Frotter l’écouvillon sur la totalité de la surface gélosée, sèche, de haut en bas, en stries

serrées.

- Répéter l’opération deux fois, en tournant la boîte de 60° à chaque fois sans oublier de

faire pivoter l’écouvillon sur lui-même. Finir l’ensemencement en passant l’écouvillon sur

la périphérie de la gélose.

- Dans le cas où l’on ensemence plusieurs boîtes de Pétri, il faut recharger l’écouvillon à

chaque fois.

Application des disques d’antibiotiques

- Il est préférable de ne pas mettre plus de 6 disques d’antibiotiques sur une boite de 90 mm

de diamètre. Les disques d’antibiotiques doivent être espacés de 24mm, centre à centre.

- Tester la liste des antibiotiques (Bêtalactamines utilisées dans notre panel).

- Presser chaque disque d’antibiotique à l’aide d’une pince bactériologique stérile pour

s’assurer de son application. Une fois appliqué, le disque ne doit pas être déplacé.

Incubation :

- 18 heures à 35°C

Lecture :

- Mesurer avec précision, à l’aide d’un pied à coulisse métallique, les diamètres des zones

d’inhibition à, à l’extérieur de la boite fermée.

- Comparer ces résultats aux valeurs critiques figurant dans les tables de lecture pour

entérobactéries, Acinetobacter spp. et Pseudomonas aeruginosa selon AARN.

- Classer la bactérie dans l’une des catégories : Sensible, Intermédiaire ou Résistante.

Annexe 02 : Technique de l’antibiogramme

standard

Annexes

203

Ce test est considéré comme la technique de référence selon l'AARN

Technique

Ce test se fait dans les conditions standards de l’antibiogramme (Annexe 02).

- Appliquer les disques d’antibiotiques :

Pour les entérobactéries : Déposer trois disques d’AMC, un disque de C3G (CTX,

CAZ) et un disque de monobactame ATM.

Pour Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter spp IMP (S) : Déposer deux disques

de TTC avec un disque de C3G (CAZ) et monobactame (ATM).

Pour Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter spp IMP (R) : Déposer un disque de

TCC centre à centre d’un disque d’IPM.

- Laisser diffuser les antibiotiques pendant une heure, a la température ambiante (sur la

paillasse), la boite sera déposée couvercle vers le haut.

- Apres 1H d’incubation, ôter le disque d’AMC (ou de TTC) et le remplacer par :

CTX ou CAZ ou ATM pour les entérobactéries.

CAZ ou ATM pour P.aeruginosa et Acinetobacter spp. IMP (S).

Un disque d’IPM pour P.aeruginosa et Acinetobacter spp. IMP (R).

- Incuber la boite 18 H à 35°C.

Lecture et interprétation

- Lecture

Mesurer les diamètres autour des disques appliqués :

Pour les entérobactéries :

Nous mesurons les diamètres :

Pour Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter spp IMP (S) :


Pour Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter spp IMP (R) :


- Interprétation

Le test du double disque est positif quand le diamètre d’inhibition autour du C3G ou

ATM ou IPM, appliqué après diffusion du disque AMC ou TTC est ≥ 5mm par rapport au

diamètre d’inhibition autour du disque de C3G ou ATM ou IPM.

Contrôle de qualité

Les mêmes techniques seront réalisées en parallèle pour les souches :

- Escherichia coli ATCC 25922 non productrice de BLSE (Témoin négatif).

- Klebsiella pneumoniae ATCC 700603 productrice de BLSE (Témoin positif).

- Souche productrice de KPC (témoin positif pour les souches IPM (R)). NB : Dans notre étude les témoins positifs n’étaient pas disponibles.

Annexe 03 : La technique du double disque dite « test espagnol

»

CTX/CAZ/ATM sans AMC

CTX/CAZ/ATM avec AMC

CAZ/ATM sans TTC

CAZ/ATM avec TTC

IPM sans TTC

IPM avec TTC

Annexes

204

Principe

Pour certaines souches de bacilles a Gram négatif, il est parfois difficile de distinguer

sur l’antibiogramme habituel les hypersécrétions de Case (CHN) des BLSE.

La Cloxacilline, ajoutée au milieu pour l’antibiogramme (MH), inhibe in vitro les Cases

et reste inefficace sur les pénicillinases des bacilles à Gram négatif.

Préparation des boites de Cloxacilline

Préparation des boites de Cloxacilline (ou Oxacilline)

Acinetobacter spp

Concentration en Cloxacilline 0,25mg/ml

Préparation de la solution de Cloxacilline 25mg de Cloxacilline + 10ml d’eau distillée

Pour une boite ronde (90mm) 2ml de la solution +18ml de MH

NB : l’oxacilline peut être utilisée à la place de la Cloxacilline.

Annexe 04 : Test à la Cloxacilline

Annexes

205

Différentes étapes du test de Hodge

Etape 1 Préparer une suspension bactérienne d’E. coli ATCC 25922 (souche

révélatrice) à 0.5 MF dans 5 ml d’eau distillée.

Etape 2 Diluer cet inoculum au 1/10ème (01ml de la suspension de 0,5 MF + 09 ml

d’eau physiologique).

Etape 3 Ensemencer une gélose MH par écouvillonnage.

laisser sécher 3 à 5 mn.

Etape 4 Déposer au centre un disque d’Ertapénème 10μg (ou de Méropénème).

Etape 5

A partir du disque, faire une inoculation en trait avec :

La souche à tester

témoin positif : une souche productrice de carbapénémase (N 166/47).

témoin négatif : non productrice de carbapénémase ayant une

résistance à l’IPM par défaut de concentration (N 83).

Etape 6 Incuber à 35°C ± 2°C pendant 16 à 24 heures.

NB : Nous avons utilisé l’Imipenème à la place de l’Ertapénème pour son indisponibilité.

Annexe 05 : Test de HODGE

modifié

Résumé

207

RESUME

Résumé

209

Résumé

Les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique sont les plus fréquentes et les

plus graves atteintes infectieuses nosocomiales en réanimation.

Sur le plan bactériologique, les germes en cause sont souvent des bacilles à Gram

négatif, rarement des Cocci à Gram positif, caractérisés par leur multirésistance aux

antibiotiques et leur capacité pour certaines espèces comme Pseudomonas aeruginosa à

produire des biofilms sur les tissus de l’arbre respiratoire et sur le matériel médical inerte

comme les sondes endotrachéales ou les cathéters vasculaires.

Le diagnostic bactériologique est basé en routine sur les cultures quantitatives et

qualitatives des prélèvements des sécrétions respiratoires protégés des contaminations des

flores oro-pharyngées (Prélèvement distal protégé).

Afin de connaître l’étiologie bactérienne des pneumopathies acquises sous ventilation

mécanique et de caractériser les germes isolés, notamment leur profil de résistance, nous

avons étudié 172 Prélèvements distaux protégés provenant des patients hospitalisés en

réanimation polyvalente de l’Hôpital Militaire Régional Universitaire d’Oran du 01/06/2013

au 31/05/2015.Nous avons également étudié la production de biofilm pour certaines espèces.

Les résultats globaux sont les suivants :

65 Prélèvements distaux protégés positifs soit une fréquence de 37,80 %, les espèces

isolées sont essentiellement des bacilles à Gram négatif : l’Acinetobacter baumannii

(33,8 %), Klebsiella pneumoniae (24,6 %), Pseudomonas aeruginosa avec une

fréquence de 10,8 %, les Cocci à Gram positif sont dominés par le Staphylococcus

aureus (10 ,8 %). Le caractère monomicrobien était majoritaire, la multirésistance aux

antibiotiques est retrouvée avec une fréquence élevée : Acinetobacter baumannii

résiste à l’Imipenème (81%), Klebsiella pneumoniae ßlactamases à spectre étendu

positive (68 %), Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline (57 %) et

Pseudomonas aeruginosa résistant à Imipenème (57 ,5 %). Par ailleurs plus de 50 %

de ces bactéries produit du biofilm.

La prédominance des bacilles à Gram négatif avec leur caractère multirésistant et leur

capacité de produire des biofilms explique la contamination des voies aériennes à

partir de la colonisation bactérienne des dispositifs de ventilation via l’environnement

hospitalier.

La multirésistance est la cause prédominante des difficultés thérapeutiques. Ainsi la

prévention reste la mesure la plus adéquate pour lutter contre les pneumopathies acquises sous

ventilation mécanique dans les services de réanimation.

Mots clés : Pneumopathies acquises sous ventilation mécanique, Biofilm, Bactéries

multi résistantes.

Auteur : Dr L. BENMAHDI

Directeur de thèse : Pr M. NAIM

Résumé

210

Abstract

The ventilator-associated pneumoniae are the most common and the most severe

nosocomial aquired infections in intensive care units.

On the bacteriological level, the germs in question are often Gram negative bacilli,

rarely à Gram positive cocci , characterized by their resistance to antibiotics and their ability

for certain species such as Pseudomonas aeruginosa to form a biofilm in the respiratory tract

tissue and the inert medical devices such as vascular catheters and endotracheal tubes.

The bacteriological diagnosis is based on the quantitative and qualitative cultures of

protected lower respiratory tract secretions samples.

In order to know the microbial etiologies of ventilator-associated pneumoniae and to

characterize the isolated germs , and particularly their antibiotic resistance profile , we have

studied 172 distal protected aspirates coming from patients being hospitalized in general

intensive care unit of the regional military hospital of Oran during the period from 01/06/2013

to 31/05/15. We have also studied the biofilm formation for certain species.

The overall results are as follows :

65 positive distal protected aspirates, with a frequency of 37.8 %, the isolated

germs are mainly Gram negative bacilli : Acinetobacter baumannii (33.8 %),

Klebsiella pneumoniae (24.6 %), Pseudomonas aeruginosa with a frequency of

10.8 %. Gram positive Cocci are dominated by Staphylococcus aureus (10.8

%). The monobacterial character is predominant , the multi antibiotic

resistance is found with a high frequency : Acinetobacter baumannii resistant to

Imipenem, Klebsiella pneumoniae ßlactamases extended spectrum (+) (68 %),

Staphylococcus aureus sensitive to Méticilline (57 %) and Pseudomonas

aeruginosa resistant to Imipenème (57.5 %). Furthermore, 50 % of these

bacteries produce biofilms.

The predominance of Gram negative bacilli with their multi resistant character and

their ability to form biofilms explains the contamination of the airways by the

bacterial colonization of the ventilation devices via hôpital environnement.

The multi-drug resistance of bacteria is the main cause of therapeutic difficulties. thus,

the prevention remains the most adequate measure to fight off ventilator-associated

pneumoniae in intensive care units.

Keywords : Ventilator-associated pneumoniae, Biofilm, Multi-drug resistant bacteria.

Author : Dr L.BENMAHDI.

Thesis Director : Pr M.NAIM.

Résumé

211

ملخص

ة ت المكتسبالتهاب الرئة ما بعد التنفس االصطناعي هو األخطر و األكثر انتشارا ما بين االلتهابا

تهابات هيفي المستشفي. علي الصعيد البكتريولوجى البكتريا المسؤولة في اغلب األحيان علي هذه االل

-قدرتها والحيوية تتميز بمقاومتها للمضاداتو التي عصى سلبية الغرام نادرا كريات ايجابية الغرام

فسي و على تكوين غشاء حيوي على أنسجة الجهاز التن - بعض الفصائل مثل البسودوموناس ايغوجينوزا

أنابيب القصبة الهوائية.بية مثل قسطرة األوعية الدموية وعلي سطح بعض المعدات الط

ية الكمي و النوعي لعينات اإلفرازات الرئو التشخيص الميكروبيولوجي يعتمد على االستنبات

المحمية من التلوث من طرف فلورة الفم و الحلق .

لمعرفة المسببات البكتيرية و خصائص الجراثيم المعزولة و على األخص خاصية المقاومة

( مأخوذة من مرضى مصلحة اإلنعاش العام بالمستشفى PDP) 172للمضادات الحيوية قمنا بدراسة

. قمنا أيضا 31/05/2015إلى 01/06/2013ا بين ري الجهوي الجامعي لوهران في الفترة مالعسك

بدراسة خاصية تكوين الغشاء الحيوي من طرف بعض الفصائل.

: يليالنتائج العامة هي كما

65 (PPDايجابي بما يعادل نسبة ) (الفصائل المعزولة هي غالبا عصي سلبية الغ 37.8 )% رام

ا بسودوموناس ايغوجينوز ،%( 24.6) كابسيال بنومونيا ،%( 33.8وبكتار بوماني ): اسينيت

10.8. اغلبية العصي ايجابية الغرام هي من فصيلة ستافيلوكوكوس اوغيوس )%( 10.8بنسبة )

)%

لية : بنسبة عا االلتهابات أحادية البكتيريا هي السائدة, المقاومة المتعددة للمضادات الحيوية وجدت

وكوس ستافيلوك ،%( 68) %(. كابسيال بنومونيا 57.5) اسينيتوبكتار بوماني المقاوم لإلمبنام

ادة على . زيو بسودوموناس ايغوجينوزا المقاوم لإلمبنام ،%( 57وغيوس المقاوم للميثيسيلين )ا

.بتكوين غشاء حيوي %( من هذه البكتيريا تقوم 50) ذلك

فسر تو قدرتها على تكوين غشاء حيوي متعددةال المقاومة غالبية العصي سلبية الغرام بخاصية

ل البيئةاصابة المجاري الهوائية بالتهابات سببها التلوث البكتيري لمعدات التنفس االصطناعي من خال

.االسشفائية

.المتعددة المقاومة، الحيوي الغشاء، االصطناعي التنفس بعد ما الرئة التهاب البحث:كلمات

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