Centre hospitalier universitaire de Liège Rapport d’activité 2015 · 2016-11-06 · Le CNR de...

CENTRE HOSPITALIER UNIVERSITAIRE DE LIEGE Service de Microbiologie Clinique-CNR mycoses

1

Centre de référence mycoses

Centre hospitalier universitaire de Liège

Rapport d’activité 2015

Marie-Pierre Hayette

Rosalie Sacheli

Octobre 2016


2

Sommaire

1. Introduction

2. Missions spécifiques du CNR mycoses

3. Résumé des activités de 2015

o Activités du CNR/Liège

o Démarche qualité

• Accréditation Belac ISO15189

• Contrôles de qualité externe supranationaux

o Collection

4. Bilan de 2014 pour les champignons isolés par le CNR

o Bilan Global

o Bilan selon l’origine du prélèvement de phanères

• Cheveux

• Peau

• Ongles

o Bilan selon l’âge des patients

5. Comparaison années 2012-2015

6. Enquêtes épidémiologiques

7. Travaux de recherche et collaborations

8. Conclusions

9. Références


3

1. Introduction

Le CNR mycoses a pour mission l’expertise et la surveillance épidémiologique et

microbiologique des mycoses superficielles et profondes. L’importance

grandissante tenue par les mycoses au niveau médical est sans nul doute liée à

l’incidence croissante des infections fatales causées par celles-ci chez des patients

immunodéprimés durant les deux dernières décennies (1). Cette augmentation

est attribuée à un accroissement du nombre de patients soumis à un traitement

immunodépresseur (patients cancéreux, greffés de moelle ou d’organe), à

l’intensification de ce type de traitement mais aussi à l’accroissement du nombre

de patients infectés par le VIH.

Un diagnostic rapide et précis est nécessaire chez ces patients vulnérables. Dans

ces cas, il est important de connaitre les aspects culturaux, macroscopiques et

microscopiques des agents fongiques de façon à orienter rapidement le clinicien

vers une thérapeutique adaptée.

A côté des mycoses invasives, les mycoses superficielles et particulièrement les

onychomycoses ont une prévalence élevée dans la population générale comme

l’atteste une étude portant sur 16 pays européens qui montre une prévalence de

59% (2). De plus, les agents responsables de teignes microsporiques (touchant le

cuir chevelu), peuvent se révéler contagieux et nécessiter une éviction scolaire

d’où l’importance d’un diagnostic rapide et précis (3).

Le centre national de référence (CNR) a pour mission principale l’identification

des champignons qui lui sont adressés de façon à confirmer un diagnostic

jusqu’au niveau de l’espèce. Une confirmation ou détermination de la sensibilité

in vitro des champignons vis-à-vis des antifongiques adaptés peut également être

réalisée si nécessaire. D’autre part dans le cadre d’épidémies, les laboratoires de

référence offrent une aide dans la caractérisation phénotypique et génotypique

des souches impliquées.


4

2. Missions spécifiques du CNR Mycoses

Les missions du CNR mycoses sont les suivantes :

• « Identification des champignons filamenteux et de levures adressés par les

laboratoires belges. Réalisation d’antifongigramme dans le cas d’infection

profonde ou d’infection récidivante »

• Constitution et entretien de la collection de souches de dermatophytes (CNR

Mycoses Liège) et de souches d’intérêt particulier

• Mise au point et développement de nouvelles méthodes de diagnostic,

d’identification et de typage moléculaire des champignons, telles que les

méthodes d’amplification génique et de séquençage moléculaire

• Alerte des autorités sanitaires à l’exemple de l’émergence de nouvelles

résistances aux antifongiques ou de l’apparition d’une souche épidémique

dans une population particulière

• Activité de conseil auprès des autorités sanitaires, des médecins et des

biologistes

• Participation à des groupes d’experts à travers l’Europe

• Valorisation des travaux par des publications, articles scientifiques, guide de

prescription, formation continue

• Activités de recherches et d’études en collaboration avec d’autres équipes

scientifiques

• Participation à des contrôles de qualité externe


5

3. Résumé des activités de 2015

o Activités du CNR/Liège

Au cours de l’année 2015, tous les aspects des missions attribuées au CNR ont été

couverts, comme l’identification d’isolats de levures et champignons filamenteux,

l’aide au diagnostic de mycoses rares, la détermination de la sensibilité aux

antifongiques et l’amélioration de techniques de typage et d’identification

moléculaire. Le CNR de Liège se focalise principalement sur l’identification des

mycoses superficielles isolées de phanères.

Parmi les techniques d’identification des levures, l’identification par spectrométrie

de masse (Maldi-tof) est l’outil n°1 qui est utilisé. Les résultats sont confirmés par

séquençage moléculaire si nécessaire.

Parmi les outils moléculaires, une approche polyphasique est utilisée. La région

ciblée en premier lieu dans le cas de l’identification d’une espèce est tout ou partie

de la région ITS1-5,8S-ITS2 de l’ARN ribosomique (ARNr). Deux cibles

complémentaires sont disponibles à savoir la région D1-D2 de la partie LSU (28S)

de l’ARNr et la bêta-tubuline. Ces autres cibles sont utilisées en cas de confirmation

de l’identification d’une espèce rare ou en cas de réponse non satisfaisante après

une première amplification.

Le CNR Mycose a acquis l’appareil Diversilab (BioMérieux). Cet appareil permet

une caractérisation précise du génome des champignons filamenteux (y compris

les dermatophytes) et des levures. Il a déjà été utilisé pour la caractérisation de

souches issues d’une étude nationale. Il pourrait aussi être utilisé en cas

d’épidémies notamment afin de caractériser rapidement le génome de la souche

circulante.

o Démarche de qualité

• Accréditation Belac ISO 15189


6

Le laboratoire de Microbiologie clinique du CHU de Liège a mis en place une

démarche d’accréditation du laboratoire depuis quelques années. La mise en place

du système qualité du CNR mycoses de Liège a été initiée en 2012 et l’audit

d’accréditation a eu lieu en mai 2013. La démarche retenue pour mettre en

conformité le CNR avec la norme ISO 15189 est fondée sur la rédaction de

procédures pour chaque analyse proposée par le CNR, la création d’un dossier de

validation complet pour chacune de ces techniques et un état des lieux des

procédures et protocoles existants. La démarche consiste également en la mise en

conformité des locaux et appareillages dédiés aux activités du CNR. La gestion du

matériel permet en outre de garantir l’utilisation d’équipements fiables,

appropriés aux besoins et surveillés en temps réel. La gestion des réactifs et

consommables (sélection et évaluation des fournisseurs, distribution et évaluation

des produits) est assurée également. L’accréditation ISO 15189 a été octroyée au

CNR mycoses à la suite de l’audit BELAC de mai 2013. En 2014, toutes les

procédures du CNR mycoses ont été révisées et réactualisées. Un audit de

surveillance a eu lieu en janvier 2015 et aucune remarque de type A ou B n’ont été

enregistrées.

• Contrôles de qualité externes supranationaux

Le CNR Mycoses participe à un contrôle de qualité externe tri-annuel, concernant

la détermination de la sensibilité de souches de levures à différents antifongiques

et l’identification de cultures de levures/champignons filamenteux issus

d’échantillons cliniques. Ces contrôles sont proposés par l’UK NEQAS.

Parallèlement à cela, le CNR mycose organise et /ou participe annuellement à des

« ring tests » inter-laboratoires afin de valider les analyses pour lesquelles il

n’existe pas de contrôle proposé par un organisme externe.

o Collection

Tous les isolats cliniques de levures et de dermatophytes adressée au CNR sont

systématiquement conservés et congelés à -80°C excepté les isolats de

champignons contaminants, sauf intérêt particulier. La pureté des souches est


7

préalablement vérifiée et des techniques d’identification (y compris séquençage

moléculaire) et de détermination de la sensibilité aux antifongiques (selon la

demande) sont réalisées préalablement à la congélation. Les souches sont

référencées, étiquetées et stockées au sein de la « champithèque » (souchothèque)

du CNR.

4. Bilan de 2015 pour les champignons isolés par le CNR

o Bilan global

En 2015, un total de 2563 isolats fongiques ont été envoyés aux deux CNR

« Mycoses » (regroupement des cas isolés de phanères isolés à la KU Leuven et au

CHU de Liège) dont 2477 provenaient de phanères et 86 d’autres sites (sang, LCR,

urine, frottis d’oreille, de plaie, de vagin, expectoration, lavage broncho-alvéolaire,

œil…). Parmi les échantillons, 1262 (49,26%) ont été identifiés comme étant des

dermatophytes, dont 164 provenant de la KUL et 1097 provenant du CHU de Liège.

Parmi eux, 1111 (88,49%) isolats ont été identifiés comme faisant partie du genre

Trichophyton, 148 comme faisant partie du genre Microsporum (11,73%) et 3

(0,23%) comme faisant partie du genre Epidermophyton. Un total de 469 isolats de

levures ont également été répertoriés (tous prélèvements confondus), soit 18,3%

de tous les prélèvements, dont 322 Candida sp. Le reste des isolats (832 souches

32,7% de tous les prélèvements) correspond à d’autres champignons filamenteux.

Parmi les dermatophytes l’isolat le plus fréquemment retrouvé (tous

prélèvements confondus) est T. rubrum (842 isolats, 67,11% des dermatophytes),

suivi du complexe T. mentagrophytes (comprenant les souches anthropophiles et

les souches zoophiles), soit 201 isolats, 15,94%), M. audouinii (85 isolats, 6,73%)

M. canis (61 isolats, 4,85%), T. soudanense (34 isolats, 2,69%), T. tonsurans (18

isolats, 2,96%), T. violaceum (10 isolats, 1,4%), T. verrucosum (3 isolats, 0,23%), E.

floccosum (3 isolats, 0,23%)M. praecox (1 isolat, 0,08%), M. racemosum (1 isolat,

0,08%), T. megnini (1 isolat, 0,08%) . La figure 2 représente la répartition des cas

de dermatophytoses en 2015. Parmi les autres isolats envoyés au CNR, on retrouve

des levures réparties en 13 espèces de Candida sp. (314 isolats, 61,72% des

levures isolées), Rhodotorula sp. (105 isolats, 20,7% des levures isolées),


8

Trichosporon sp. (77 isolats, 15,17%), Geotrichum sp. (7 isolats, 1,37 % des levures

isolées) et Saccharomyces sp (5 isolats, 0,98% des levures isolées). La figure 3

décrit en détail la répartition des levures isolées par le CNR mycoses.

Parmi les autres souches reçues par le CNR, on retrouve, entre autres, des

Penicillum sp. (225 isolats, 8,84% de t ous les prélèvements), Aspergillus sp.(126

isolats, 4,92%), Scopulariopsis sp. (57 isolats, 2,22%), Fusarium sp. (51 isolats,

1,99%), Acremonium sp. (39 isolats, 1,53%), Alternaria sp. (28 isolats, 1,09%)

Cladosporium sp. (19 isolats, 0,74%).

Figure 1 : Répartition des prélèvements reçus en 2015 par le CNR mycoses.

49%

18%

33%

Dermatophytes Levures Autre filamenteux


9

Figure 2 : Répartition des 1262 dermatophytes isolés en 2015 par les 2 CNR

Figure 3 : Représentation graphique de la répartition des espèces de levures

retrouvées dans les prélèvements reçus par le CNR en 2015.

842

201

85

61

34

18

10

3

3

1

1

1

0 100 200 300 400 500 600 700 800 900

T. rubrum

T. mentagrophytes

M. audouinii

M. canis

T. soudanense

T. tonsurans

T. violaceum

T. verrucosum

E. floccosum

M. praecox

M. racemosum

T. megninii

1 1 1 2 2 3 4

6 8 9

13 17

41 46

88 97

133

0 20 40 60 80 100 120 140

Candida ciferiiCandida inconspicua

Candida speciesCandida haemulonii

GeotrichumCandida krusei

Candida metapsilosisCandida tropicalis

Candida lusitaniaeSaccharomyces sp.

Candida famataCandida glabrata

Candida guilliermondiiTrichosporon sp.Candida albicansRhodotorula sp.

Candida parapsilosis


10

o Bilan selon l’origine du prélèvement

Parmi les isolats envoyés au CNR de Liège (et avec en sus les prélèvements de

phanères du CNR de la KUL), 1794 (70%), provenaient d’ongles, 518 (20%)

provenaient de squames ou biopsies de peau, 165 (7%) provenaient de cheveux

(inclus cuir chevelu) et 86 (3%) provenaient d’autres sources (œil, oreille, sang,

vagin, urine, expectoration)(Voir figure 4).

Figure 4: Répartition de l’origine des prélèvements envoyés au CNR Mycoses en

2015.

• Cheveux

Au total, 165 isolats reçus par le CNR provenaient de cheveux parmi lesquels, 131

ont été identifiés comme étant des dermatophytes se répartissant en 8 espèces. M.

audouinii est le pathogène fongique le plus fréquent pour ce type de prélèvement et

représente 49,75% des infections par les dermatophytes (n=65). Les autres

dermatophytes identifiés sont Trichophyton soudanense (n=22, 16,8%), Microsporum

canis (n=22, 16,8%), Trichophyton tonsurans (n=9, 6,85%), Trichophyton violaceum (n=7,

5,34%), Trichophyton mentagrophytes complex (n=4, 3,05%), Trichophyton verrucosum

(n=1, 0,76%) et Trichophyton megninii (n=1, 076%)(Voir figure 5). Les autres espèces

cultivées étaient des champignons filamenteux non dermatophytes, présents dans les

échantillons comme contaminants. Notre analyse révèle l’importance de l’espèce M.

7%

20%

70%

3%

Cheveux

Peau

Ongles

Autres


11

audouinii comme agent causal de la teigne. En 2015, cette espèce gagne encore du

terrain comme responsable de teignes du cuir chevelu puisqu’elle passe de 30% en 2014

à quasi 50% en 2015 (Voir Figure 12).

Figure 5 : Répartition des espèces de dermatophytes causant des infections du cuir

chevelu en 2015

• Peau

Au total, 518 isolats cultivés à partir de squames ont été reçus. Les isolats sont

répartis comme suit: dermatophytes (292 isolats, 56,49% de tous les isolats),

levures (100 isolats, 19,3% de tous les isolats). Le reste des souches est réparti en

différentes espèces de champignons filamenteux non dermatophytiques.

Parmi les dermatophytes, 151 isolats de T. rubrum ont été identifiés soit 51,8% des

cas. Cet agent est l’agent le plus fréquemment rencontré dans ce type de

prélèvements. Au total, 57 isolats du complexe T. mentagrophytes ont été isolés de

prélèvements de peau (19,5%). A noter que les espèces T. interdigitale et

mentagrophytes ont été rassemblées par faciliter l’appellation dans le complexe T.

mentagrophytes. M. canis a été retrouvé à raison de 38 souches durant l’année

2015 (13,02%). Les autres dermatophytes retrouvés moins fréquemment sont les

suivants : 19 M. audouinii (6,53%), 9 T. soudanense (3,08%), 5 T. tonsurans

1

1

4

7

9

22

22

65

0 10 20 30 40 50 60 70

T. megninii

T. verrucosum

T. mentagrophytes

T. violaceum

T. tonsurans

M.canis

T. soudanense

M. audouinii


12

(1,71%), 2 T. violaceum (0,68 %), 2 E. floccosum (0,68%), 1 M. racemosum (0,34%)

et 1 T. verrucosum (0,34%) (Voir figure 6 pour la distribution).

Le groupe des non-dermatophytes contient des genres différents tels que des

Cladosporium, Rhizopus, Alternaria, Aspergillus, Fusarium, Scopulariopsis,

Penicillium. Parmi ceux-ci, certains peuvent être à l’origine d’infection chez les

patients dont l’immunité est diminuée ou en cas de blessure non correctement

prise en charge. Il est important de considérer chaque agent fongique en fonction

du patient (patient à risque de développer une infection superficielle ou invasive

en fonction de son degré d’immunodépression ou de facteurs locaux). C’est pour

cela que le remplissage du formulaire mis à disposition par le CNR est essentiel

dans la prise en charge de l’échantillon.

Par ailleurs, la présence de contaminants de l’environnement au moment du

prélèvement ou de l’ensemencement conduit à la culture de champignons non

significatifs pouvant empêcher la culture du véritable pathogène. Il est important

de rappeler que la prise de squames doit être précédée par la désinfection de la

peau avec de l’alcool à 70% pour réduire au maximum le risque de contamination.

Figure 6 : Répartition des espèces de dermatophytes (en %) causant des infections

de la peau en 2015.

1

1

2

2

5

9

19

38

57

151

0 20 40 60 80 100 120 140 160

T. verrucosum

M. racemosum

T. violaceum

E. floccosum

T. tonsurans

T.soudanense

M. audouinii

M. canis

T. mentagrophytes complex

T. rubrum


13

• Ongles

La majorité des souches reçues par le CNR provenaient d’ongles (1794 isolats).

Ceci a conduit à l’identification de 834 dermatophytes (46,5%), 324 levures (212

Candida répartis en 8 espèces, 112 appartenant à d’autres genres) et des

champignons non-dermatophytes, considérés souvent comme contaminants où

l’on retrouve des genres tels que les Alternaria, Scopulariopsis, Acremonium,

Penicillium, Aspergillus, Fusarium. Il est important de mettre l’accent sur le fait que

la présence de champignons non-dermatophytes qui sont potentiellement

pathogènes, tels que Fusarium spp ou Scopulariopsis spp, doit être confirmée sur

base de la positivité de l’examen direct et également d’un second échantillon

positif pour le même agent, avant de le juger responsable de la symptomatologie.

En effet, la présence d’un dermatophyte peut être gênée par la croissance de tels

contaminants.

Le groupe des dermatophytes comprend 689 T. rubrum et 136 T. mentagrophytes

complexe qui sont à priori des T. interdigitale (82,64% et 16,31 % respectivement).

D’autres espèces de dermatophytes ont été identifiées minoritairement à partir de

prélèvements d’ongles à savoir : 3 T. soudanense (0,35%), 1 M. canis (0,1 1%), 1 M.

audouinii (0,11%), 1 E. floccosum (0,11%)1 T. tonsurans (0,11%), 1 T. violaceum,

(0,11%), (Voir figure 7).


14

Figure 7: Répartition des espèces de dermatophytes responsables

d’onychomycoses en 2015.

o Bilan selon l’âge des patients

Le groupe d’âge le plus affecté par les infections à dermatophytes est le groupe des

31-50 ans (Voir figure 8) suivi par le groupe des 51-70 ans. Dans la tranche d’âge

< de 10 ans, M. audouinii est l’agent responsable de 40,8% des infections (Voir

répartition des espèces de dermatophytes touchant les < de 10 ans figure 9)(âge

non renseigné dans certains cas).

1

1

1

1

1

1

3

136

689

0 100 200 300 400 500 600 700 800

E. floccosum

M. audouinii

M. canis

T. tonsurans

T. verrucosum

T. violaceum

T. soudanense


T. rubrum


15

Figure 8 : Représentation graphique des groupes d’âges de patients concernés par les dermatophytoses en 2015.

Figure 9 : Distribution des infections à dermatophytes dans la catégorie d’âge des

< de 10 ans en 2015 (tous prélèvements confondus).

5. Comparaison années 2012-2015

En 2012, un total de 2733 prélèvements ont été traités par les CNR. En 2013, ce

nombre était de 3185, il était de 3264 en 2014. En 2015, le nombre de

prélèvements traités par le CNR est de 2563. Parmi ces échantillons, 775 ont été

identifiés comme étant des dermatophytes en 2012 contre 1529 en 2013, 1283 en

2014 et 1262 en 2015. Comme le montre la figure 10, l’année 2013 a vu une

recrudescence des dermatophytes isolés puisqu’ils représentent 48% des

prélèvements en 2013 contre 28,4% en 2012 et 39,37% en 2014. En 2015, la

proportion de dermatophytes isolés augmente encore puisqu’ils représentent

182 164

386

340

98

0-10 ans 11- 30ans 31-50 ans 51-70 ans >70 ans

6

11

11

16

27

36

74


T. violaceum

T. tonsurans

T. rubrum

T. soudanense

M. canis

M. audouinii


16

49,26% des échantillons. Le taux de levures isolées est en légère hausse en 2015

puisqu’elles représentent 18% des isolats contre 15,6% en 2014. Ce nombre était

de 15,06% en 2013 et 10, 6% en 2012.

En ce qui concerne les dermatophytes T. rubrum reste le pathogène prédominant.

Le taux de T. rubrum isolé en 2015 a légèrement augmenté puisqu’il représente

67,11% des isolats contre 65,72% en 2014 (53,2 % en 2013, 45,6% en 2012). Par

contre une diminution progressive du complexe T. mentagrophytes a été observée

depuis 2012. En 2014, ils représentaient 18,86% des prélèvements (19,6% en

2013, 31,1% en 2012). En 2015, ils ne représentent plus que 15,94% des

prélèvements.

Le nombre de M. audouinii isolés en 2013 avait augmenté à la suite de l’étude

épidémiologique lancée début 2013, concernant les teignes anthropophiles à M.

audouinii et T. violaceum, ils représentaient 11,9% des prélèvements en 2013. Ce

nombre était revu à la baisse en 2014 puisqu’ils représentaient seulement 3,35%

des prélèvements. En 2015, ils représentent 6, 73% des prélèvements. Les

infections à M. canis suivaient un accroissement lent mais constant entre 2012 et

2014 (1,16% en, 2012, 3,07% en 2013, 4,96% en 2014). En 2015, le taux

d’infection à M. canis est stationnaire avec un taux de 4,85%. L’année 2013 a vu

l’émergence de nouvelles espèces isolées telles que T. verrucosum, T. terrestre

complex, T. schoenleinii et M. gypseum. En 2015, on observe l’apparition de T.

megnini, M. praecox et M. racemosum. (Voir figure 11 et Tableau 1 pour les

détails).


17

Figure 10 : Répartition des espèces les plus fréquemment identifiées reçus en 2012, 2013, 2014 et 2015 aux CNR.

Figure 11 : Répartition des espèces de dermatophytes isolées en 2012, 2013, 2014 et 2015 par les CNR.

28,40%

48%

39,37%

49,26%

15,64% 15,06% 15,60% 18%

65,90%

37,03%

45,24%

33%

2012 2013 2014 2015

Dermatophytes Levures Autres

0,00%

10,00%

20,00%

30,00%

40,00%

50,00%

60,00%

70,00%

80,00%

2012

2013

2014

2015


18

Espèce 2012 2013 2014 2015 T.rubrum 45,60% 53,20% 65,78% 67,11% T. mentagrophytes complex 31,15% 19,64% 18,86% 15,94% M.audouinii 9,94% 11,97% 3,35% 6,73% T.violaceum 3,56% 4,32% 1,48% 1,4% M. canis 1,16% 3,07% 4,9% 4,85% T. soudanense 0,64% 2,68% 1,55% 2,69% T.tonsurans 2,20% 2,61% 2,96% 2,96% M. praecox 4,90% 1,31% 0,07% 0,08% E.floccosum 0,90% 0,39% 0,07% 0,23% T. schoenleinii 0 0,33% 0 0 Trichophyton sp. 0,25% 0,33% 0,07% 0 M. gypseum 0 0,13% 0,21% 0 M. persicolor 0,07% 0,06% 0,21% 0 T. terrestre complex 0 0,06% 0 0 T. verrucosum 0 0,06% 0,14% 0,23% M. ferrugineum 0 0 0,14% 0 M. racemosum 0 0 0 0,08% T. megnini 0 0 0 0,08%

Tableau 1 : Comparaison des pourcentages des différentes espèces de dermatophytes observées en 2012, 2013, 2014 et 2015 par les CNR.

En ce qui concerne les prélèvements de cheveux, la proportion de M. audouinii

isolés augmente fortement et rejoind presque le taux atteint en 2013 suite à l’étude

nationale (il avait été demandé aux laboratoires participants d’envoyer toute

souche de M. audouinii ou T. violaceum isolée au CNR). Le taux de T. soudanense est

également en hausse ainsi que le taux de M. canis. Par contre, on note beaucoup

moins d’isolat de T. violaceum et de T. tonsurans en 2015. On note également

l’émergence progressive des teignes à A. benhamiae (souche zoophile du complexe

mentagrophytes) (Voir Figure 12).


19

Figure 12 : Répartition des dermatophytes isolés de prélèvements de cheveux de 2012 à 2015

En ce qui concerne les prélèvements d’ongles, les infections à T. rubrum sont en

constante augmentation toujours en 2015. Les infections à T. mentagrophytes

complexe connaissent une légère recrudescence par rapport à 2014(Voir Figure

13).

Figure 13 : Répartition des dermatophytes isolés de prélèvements d’ongles de 2012 à 2015

Pour les prélèvements de peau en 2015, les infections à T. rubrum sont en hausse

ainsi que pour M. audouinii alors que les taux d’isolements sont relativement

0,00%10,00%20,00%30,00%40,00%50,00%60,00%

2012

2013

2014

2015

59,80%

75,18% 80,65% 82,64%

35,20%

23,64%

10,15% 16,31%

2012 2013 2014 2015

T.rubrum T. mentagrophytes complex


20

stationnaires ou en légère baisse pour T. mentagrophytes complexe, M. canis et T.

tonsurans (Voir Figure 14).

Figure 14 : Répartition des dermatophytes isolés de prélèvements de peau de 2012 à 2015

6. Enquêtes épidémiologiques

Durant l’année 2012, le CNR Mycoses a noté un nombre particulièrement élevé

d’infections à M. audouinii. Les infections du cuir chevelu par T. violaceum sont

également élevées. C’est pourquoi le CNR mycose a entrepris une étude nationale

pour le recueil des souches de M. audouinii et T. violaceum circulantes en 2013 et

leur analyse génotypique, de façon à comprendre l’origine de cette croissance en

Belgique. Cette étude avait pour finalité de déterminer s’il existait des différences

génotypiques entre des souches d’une même espèce et si un lien pouvait être établi

avec une éventuelle localisation géographique ou une origine ethnique

particulière. Toutes les souches de M. audouinii et T. violaceum (n=139) reçues par

le CNR dans le cadre de l’étude ont été analysées génotypiquement grâce au

Diversilab® (bioMérieux). Les données épidémiologiques nécessaires à

l’interprétation des résultats ont également recueillies au cours de cette étude.

Cependant, il nous a été très difficile d’obtenir ces données épidémiologiques et de

nombreuses informations sont manquantes. Cette étude a fait l’objet d’un mémoire

de Master 2 en Santé publique soutenu en juin 2014 par le Dr. Audace

NKESHIMANA (4).

0,00%

10,00%

20,00%

30,00%

40,00%

50,00%

60,00%

T.rubrum T.mentagrophytes

complex

M. canis T.tonsurans M.audouinii

2012

2013

2014

2015


21

Sur le plan de l’analyse génotypique, une étude pilote a été effectuée sur une partie

des souches de M. audouinii et T. violaceum 2012 et 2013 et les résultats ont été

présentés au « 6th Trend in Medical Mycology » (TIMM) en octobre 2013 (5). Les

résultats finaux de cette étude ont été présentés au 7th trend in Medical Mycology

en octobre 2015 (6,7) ainsi qu’au « Sixth FEBS Advanced Lecture Course, Human

Fungal Pathogens :Molecular Mechanisms of Host-Pathogen Interactions

and Virulence », Nice, France (8). et publiés dans « Clinical Microbiology and

Infection » en janvier 2016 (9).

Le CNR Mycoses de Liège a également collaboré à l’étude nationale TANSIR,

concernant les candidémies. Les résultats de cette étude sont en cours de

publication.

Fin 2015, le CNR a organisé une étude épidémiologique dans les institutions du

CHU de Liège en vue de détecter la présence de dermatophytes dans les salles de

kinésithérapie et revalidation. Cette étude a fait l’objet de deux mémoires, un en

Santé publique par le Docteur Abdel-Sadick H. et un en Master en Sciences

Pharmaceutiques de mademoiselle Tania Utri. Ces travaux ont été présentés en

2016 au cours du congrès de la Société française de mycologie médicale à Grenoble

et à l’ECCMID Amsterdam 2016.

7. Travaux de recherche et collaborations

Le CNR a participé à une étude visant le développement et la validation clinique

d’un test PCR en temps réel pour la détection de plusieurs espèces de

dermatophytes directement à partir d’échantillons d’ongles, de peau et de cheveux.

Les résultats ont été présentés à l’ECCMID 2014 (10) et au TIMM en 2015 (11). Les

résultats sont en cours de publication.

De même, le CNR a participé à une autre étude portant sur la mise au point d’un

test de PCR pour la détection d’Aspergillus et des mutations génétiques sur le gène

CYP51A conférant des résistances aux triazolés, ce qui a abouti à la publication

d’un article (12).


22

Par ailleurs des collaborations ont été établies avec le Centre d’ingénierie des

protéines de Liège (CIP) portant sur l’activité antifongique de certaines espèces de

Streptomyces (13).

Enfin une revue a été publiée sur invitation dans le journal « Current fungal

infections reports » (14).

8. Conclusions

Les activités du CNR Mycoses ont permis de mettre en évidence que T. rubrum,

reste dans nos régions le premier agent responsable de mycoses superficielles,

tous prélèvements confondus, cet agent étant le plus souvent associé aux

onychomycoses. Le complexe T. mentagrophytes est quant à lui fréquemment

responsable de mycoses superficielles de la peau et de l’ongle. Concernant les

infections du cuir chevelu, M. audouinii reste le premier responsable de ce type

d’infection, ce qui était également le cas en 2012, 2013 et 2014.

9. Références

1_Pagano L. Lumb J. Future microbial. 2011;6(9): 985-989. Update on fungal

infections.

2_Burzykowski T, Molenberghs G, Abeck D, Haneke E, Hay R, Katsambas A, Roseeuw

D, van de Kerkhof P, van Aelst R, Marynissen G: High prevalence of foot diseases in

Europe: results of the Achilles Project. Mycoses 2003, 46(11-12):496-505.

3 Kelly BP. Superficial fungal infections. Pediatr Rev. 2012 Apr 33(4):e22-37.

4 Nkeshimana A. Epidémiologie des teignes anthropophiles. Agents fongiques

incriminés, facteurs de transmission, gestion en milieu scolaire. Mémoire de Master

2 en Santé publique (option épidémiologie et économie de la santé), Ulg, 2014 .

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=Kelly%20BP%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22474120

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22474120%23%23


23

5 Sacheli R., Dimo L., Graide H., Meex C., Descy J., Huynen P. , Melin P. , André J.,

Arrese J., Hayette M.P. Poster communication TIMM 2013 “DNA fingerprinting using

DiversiLab system for genotypic characterization of Microsporum audouinii and

Trichophyton violaceum isolates in the Belgian population: preliminary study”

6 Sacheli R.,Dekkers C.,Géron B., Graide H., Darfouf R., Adjetey C., Meex C., Descy J.,

Huynen P. , Melin P. , André J., Arrese J., Hayette M.P. Poster communication TIMM

2015 Lisbon “Epidemiological aspects and genotypic characterization of

T.violaceum strains collected during a Belgian National survey on anthropophilic

tinea”

7. Sacheli R, Darfouf R, Graide H, Adjetey C, Pateet S, Lagrou K, Hayette M-P. Poster

communication TIMM 2015 Lisbon “ A 3-year survey of dermatophytosis in

Belgium.

8. SACHELI, R., Dekkers, C., DARFOUF, R., ADJETEY BAHUN, A., GRAIDE, H., MEEX, C.,

DESCY, J., HUYNEN, P., MELIN, P., ARRESE ESTRADA, J., & HAYETTE, M.-P. (2015,

May). Epidemiological aspects and genotypic characterization of strains of

Microsporum audouinii isolated in the context of a Belgian National survey on

anthropophilic tinea. Poster session presented at Sixth FEBS Advanced Lecture

Course, Human Fungal Pathogens :Molecular Mechanisms of Host-Pathogen

Interactions and Virulence, Nice, France.

9. Sacheli R, Adjetey C, Darfouf R, Harag S, Huynen P, Meex C, Descy J, Melin P, Arrese

J, Hayette MP. A one-year survey of Microsporum audouinii infections in Belgium:

epidemiological and genotypic characterization. Clinical microbiology and infection :

the official publication of the European Society of Clinical Microbiology and Infectious

Diseases 2016, 22(3):285 e289-217.

10. Dingemans G., van den Bosch M., Hayette M.P., Goethel S., Rusu V., Sacheli R.,

Meis J, Gajetaan G., Simons G. Development of a new commercial qPCR assay to

detect and differentiate dermatophyte infections of the skin, nails and hair. ECCMID,

Barcelone, Mai 2014.


24

11 Hayette MP, Hélène Graide, Caroline Adjetey, Jorge Arrese, Giel Gaajetaan, Dennis

van Tegelen, Tim Kampermann, Guus Simons, Gijs Dingemans.

Validation of the DermaGenius plus multiplex assay, a new commercial PCR assay

developped for the detection and identification of dermatophytes and Candida in

nails. TIMM, Lisbon, 2015.

12.Arias A., Lambert S., Martinet L., Adam D., Tenconi E., Hayette M.P., Ongena M.,

Rigali S. Growth of desferrioxamine-deficient Streptomyces mutants through

siderophore piracy of airborne fungal contaminations. FEMS, 91, 2015, fiv080. doi:

10.1093/femsec/fiv080

13.Chong Ga-Lai, van de Sande W., Dingemans G., Gaajetaan G., Vonk A. ,

HayetteM.P.,van Tegelen D., Simons G., and Rijnders B. Direct detection of

Aspergillus and azole resistance of Aspergillus fumigatus on bronchoalveolar lavage

fluid. Validation of a new Aspergillus real-time PCR. J Clin Microbiol, 2015, 53

(3),868-874.

14. Hayette M.P. , Sacheli R. Dermatophytosis. Trends in Epidemiology and

Diagnostic approach. Current fungal infections reports, 2015, doi 10.1007/s12281-

015-0231-4.

Centre hospitalier universitaire de Liège Rapport d’activité 2015 · 2016-11-06 · Le CNR de...

Documents

Transcript of Centre hospitalier universitaire de Liège Rapport d’activité 2015 · 2016-11-06 · Le CNR de...