Antibiothérapie chez les NAC et Antibiotic therapy in ...zoovet.ee.mic5.mikare.ee/files/Antibiotic...

Antibiothérapie chez les NAC et

les animaux sauvagesAntibiotic therapy

in exotics &wild animals

IL EST TOUJOURS UN PEU STRESSANT ET INHABITUEL D’AVOIR À TRAI-TER DES NAC. LE TRAITEMENT NE RISQUE-T-IL PAS D’AGGRAVER L’ÉTAT DE L’ANIMAL AU LIEU DE L’AMÉLIORER ? LA MARBOFLOXACINE EST UN DES RARES ANTIBIOTIQUES EFFICACES, ET « SANS PROBLÈME MÊME À DOSES ÉLEVÉES ». CAR LES DOSES D’EMPLOI, SOUVENT NETTEMENT PLUS ÉLEVÉES QUE CHEZ LES CHIENS ET LES CHATS, NE DOIVENT SURTOUT PAS ÊTRE RÉDUITES. CE LIVRE COMPORTE POUR LES MAMMIFÈRES, LES REPTILES, LES OISEAUX ET LES POISSONS, TROIS PARTIES : - DEUX CONFRÈRES PASSIONNÉS PAR LES NAC — DIDIER BOUSSARIE

ET FRANCK RIVAL — PARTAGENT LEUR EXPÉRIENCE DE L’ANTIBIOTHÉ-RAPIE CHEZ CES ESPÈCES,

- PUIS LES ÉLÉMENTS PUBLIÉS DE PHARMACODYNAMIE ET PHARMA-COCINÉTIQUE DE LA MARBOFLOXACINE DANS DIVERSES ESPÈCES SONT RÉSUMÉS,

- ENFIN, DES CAS CLINIQUES ILLUSTRENT L’EMPLOI DE LA MARBOFLOXACINE DANS DES ESPÈCES D’AMINAUX DE COMPA-GNIE AUTRES QUE CHIENS ET CHATS.

IT IS OFTEN UNUSUAL AND SOMETIMES STRESSFUL TO HAVE TO TREAT EXOTICS. IS THE TREATMENT LIKELY TO EXACERBATE RATHER

THAN IMPROVE THE ANIMAL’S CONDITION ?MARBOFLOXACIN IS ONE OF THE FEW ANTIBIOTICS THAT IS EFFECTIVE AND 'PROBLEM FREE EVEN AT HIGH DOSES'. MOST

IMPORTANTLY, THE DOSES USED FOR EXOTICS ARE OFTEN CONSIDE-RABLY HIGHER THAN THOSE IN DOGS AND CATS.THIS BOOK IS DIVIDED IN THREE SECTIONS ON MAMMALS, REPTILES BIRDS AND FISH:- TWO PRACTITIONERS WITH A PASSIONATE INTEREST IN EXOTICS

- DIDIER BOUSSARIE AND FRANCK RIVAL - SHARE THEIR EXPERIENCE OF USING ANTIBIOTIC THERAPY IN THESE SPECIES,

- THERAPY DATA PUBLISHED ON THE PHARMACODYNAMICS AND PHARMACOKINETICS OF MARBOFLOXACIN IN SEVERAL SPECIES IS THEN SUMMARIZED,

- FINALLY, CLINICAL CASES ILLUSTRATE THE USE OF MARBOFLOXACIN IN COMPANION ANIMAL SPECIES OTHER THAN DOGS AND CATS.

Avant-propos Foreword

05

SommaireContents

07

COMMUNICATIONS SCIENTIFIQUES page 34 à 41

SCIENTIFIC COMMUNICATIONSpage 34 to 41

CAS CLINIQUES page 42 à 69

CLINICAL CASESpage 42 to 69

MammifèresMammals

QUESTIONS / RÉPONSES page 08 à 33

QUESTIONS/ANSWERSpage 08 to 33

1.

COMMUNICATION SCIENTIFIQUEpage 82 à 85

SCIENTIFIC COMMUNICATIONpage 82 to 85



ReptilesReptiles


QUESTIONS/ANSWERSpage 70 to 81

2.

COMMUNICATION SCIENTIFIQUEpage 110 à 111

SCIENTIFIC COMMUNICATIONpage 110 to 111



OiseauxBirds


QUESTIONS /ANSWERSpage 98 to 109

3.

CAS CLINIQUE page 130 à 131

CLINICAL CASEpage 130 to 131

PoissonsFishes

4.

page 133 à 151page 133 to 151

Fiches pratiques Practical information5.

08

What is the frequency and relative impor-tance of infectious diseases in small mam-mals encountered during consultations?

In rodents and rabbits, infectious diseases dominate (accounting for more than half the cases brought in for consultation). They are usually caused by poor environ-mental conditions, and are also common in ferrets.

Which are the main infectious diseases and their microbial aetiology in rabbits?

The main infectious diseases in the rabbit are summarized in the table on page 11.

Quelle est la fréquence et l’importance relative des pathologies infectieuses en consultation chez les petits mammifères ?

Chez les rongeurs et les lapins, la patho-logie infectieuse est une dominante (plus de la moitié des cas présentés en consul-tation). Elle est due le plus souvent à de mauvaises conditions environnementales. Elle est aussi fréquente chez le furet.

Quelles sont les principales pathologies infectieuses et leur étiologie microbienne chez le lapin ?

Les principales pathologies infectieuses du lapin sont synthétisées dans le tableau page 10.

Mammifères Mammals

QUESTIONS / REPONSES QUESTIONS/ANSWERS

Pathologie / Disorder

Lapins /Rabbits

Rongeurs /Rodents

Furets /Ferrets

Infectieuses / Infection 60 % 60 % 60 %

Parasitaires / Parasitic 20 % 15 % 10 %

Nutritionnelles /Nutritional 15 % 20 % ± 0

Autres (traumatique, tumorale) /Others (trauma, tumoral) 5 % 5 % 30 %

Didier Boussarie Praticien à Arcueil, Val de Marne

Didier Boussarie Veterinary practitioner, Val de Marne, France

1. 1.

The dominant disorders include diges-tive, respiratory, genito-urinary and skin disorders. Non-specific enteropathies are indicative of poor environmental condi-tions (stress, inappropriate diet, heat...) or of inappropriate antibiotic treatment. The digestive toxicity of some antibiotics is commonplace, and can often lead to the death of the animal within 3 to 6 days after acute enterotyphlitis. Rabbits are very sen-sitive to any change in the cecal flora. This imbalance leads to the proliferation of clostridia (Clostridium spiroforme). The toxins secreted by these clostridia then produce necrotic effects on the intestinal epithelium. These serious and irreversible necrotic lesions are fatal.The following antibiotics should therefore be avoided in the rabbit: all the beta-lactamines by oral route, some of the macrolides and aminoglycosides by oral route. The aminoglycosides should also be avoided by the parenteral route in rabbits, because of their nephrotoxicity and ototoxicity.

Abscesses at various sites are common in rabbits: buccodental abscess, cuta-neous abscess and sick paw syndrome. Coagulase-positive staphylococcus (S. aureus), is found in these absces-ses as well as Pasteurella multocida or anaerobic pathogens (Corynebacterium).

Respiratory infections, pasteurellosis or bordetellosis are common in rabbits.

Many pathogens affect rabbits. Staphylococcus aureus, Pasteurella multo-cida and Pseudomonas aeruginosa are the ones most often mentioned, apart from digestive infections.

Les dominantes pathologiques incluent les infections digestives, respiratoires, génito-urinaires et cutanées. Les entéropa-thies non spécifiques sont révélatrices de mauvaises conditions environnementales (stress, alimentation inadaptée, chaleur...) ou d’un traitement antibiotique inadapté.La toxicité digestive de certains antibioti-ques est en effet bien connue et elle con-duit fréquemment à la mort de l’animal en 3 à 6 jours après une entérotyphlite aiguë. Les lapins sont très sensibles à une modifi-cation de la flore caecale. Ce déséquilibre conduit à une prolifération clostridienne (Clostridium spiroforme). Les toxines sécré-tées par ces clostridies présentent alors des effets nécrotiques sur l’épithélium intestinal. Ces lésions graves de nécrose, irréversibles, conduisent à la mort.Les antibiotiques à éviter chez le lapin sont donc les suivants : toutes les bêtalactami-nes par voie orale, certains macrolides, et les aminoglycosides par voie orale. Par voie parentérale, les aminosides restent à éviter chez le lapin compte tenu de leur néphrotoxicité et de leur otoxicité.

Les abcès sont fréquents chez les lapins dans différentes localisations : abcès buc-codentaires, abcès cutanés et maux de pattes. Dans ces abcès, des staphyloco-ques coagulase positive (St. aureus) sont souvent retrouvés ainsi que Pasteurella multocida ou des germes anaérobies (corynebactéries).Les infections respiratoires, pasteurellose ou bordetellose, sont fréquentes chez les lapins.

Les germes pathogènes chez les lapins sont nombreux. Staphylococcus aureus, Pasteurella multocida, Pseudomonas æru-ginosa sont le plus souvent cités, hors des infections digestives.

09

Mammifères Mammals

Didier Boussarie Veterinary practitioner, Val de Marne, France

10

MammifèresMammals

TableauPrincipales pathologies infectieuses chez le lapin

Localisation Affections Germes

Infections buccodentaires

Abcès toujours associés à une infection radiculaire dentaire

Staphylococcus coagulase positive (aureus), associé à d'autres germes :Pasteurella multocidaanaérobies : Bacteroides, Corynebacterium

Infections digestives

Entéropathies spécifiques contagieuses

· Colibacillose · E. coli (0103)· Maladie de Tyzzer

· Enterotyphlite

· Clostridium piliformis (en présence de colibacilles)· Clostridium spiroforme

· Entérotoxémies · Clostridium perfringens (type A,E)

· Salmonelloses · S. Enteritidis ou Typhimurium

Entéropathies non spécifiquesCourantes en clientèle.Origine iatrogène (antibiothérapie inadap-tée) ou environnementale (sevrage, stress, fortes chaleurs, défaut d'abreuvement, modification alimentaire brutale, aliment avarié, excès de protéines)

Déséquilibre de l’écosystème digestif : multiplication de germes anaérobies Gram positif ou négatif, ou de coccidies

Infectionsrespiratoires

Pasteurellose Pasteurella multocidaBordetellose Bordetella bronchiseptica

Autres infections moins fréquentesPseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Chlamydophila spp, Mycoplasma spp

Infectionsgénito-urinaires

Infections urinaires souvent associées à une urolithiase (calculs ou cristaux de calcite à base de carbonate de calcium anhydre et monohydrate)

E. coli,Klebsiella spp,Pseudomonas spp

Pyomètre, endométrite

Pasteurella multocida,Staphylococcus aureus,Pseudomonas spp,Klebsiella spp

Spirochétose du lapin Treponema cuniculi

Mammites Mammites pendant la lactationStaphylococcus aureus,Streptococcus spp, Pasteurella multocida

Infections de la peau et des phanères

Maux de pattes sous forme abcédative ou nécrobacillaire

Staphylococcus aureus (coagulase positive),Corynebacterium spp, Streptococcus spp,Forme nécrobacillaire : Fusobacterium necrophorum

Abcès sous cutanés

Staphylococcus aureus,Streptococcus spp,Pasteurella multocida,Pseudomonas aeruginosa,rarement, Yersinia pseudotuberculosis

Système nerveux et sensoriel

Otites bactériennes primaires ou secon-daires à une otite parasitaire à Psoroptes cuniculi.

Pasteurella multocida,Staphylococcus aureus

Torticolis dus à des otites moyennes ou inter-nes ou à des méningites.


Conjonctivites/épiphora (infection de l'oeil ou dacryocystite). Une origine dentaire est fréquente et est à rechercher systématique-ment lors de conjonctivite récidivante.


Maladies bactériennes systémiques

Ces maladies sont plus raresPseudo-tuberculose Yersinia pseudotuberculosisListériose Listeria monocytogenes

11

Mammifères Mammals

Location disorder Pathogen(s)

Buccodental infections

Abscess always associated with an infected tooth root

Coagulase-positive Staphylococcus (aureus), combined with other pathogens:Pasteurella multocidaAnaerobes: Bacteroides, Corynebacterium

Digestive infections

Specific contagious enteropathies

Colibacillosis E. coli (0103)Tyzzer’s disease

Enterotyphlitis

Clostridium piliformis (in the presence of colibacilli)Clostridium spiroforme

Enterotoxemia Clostridium perfringens (type A, E)

Salmonellosis S. enteritidis or typhimurium

Non-specific enteropathies common in these animals.Iatrogenic origin (inappropriate antibiotic treatment) or environment (weaning, stress, extreme heat, lack of water, sudden change in diet, stale food, excess protein)

Imbalance of the digestive system: multiplication of Gram positive or negative anaerobic organisms or coccidia

Respiratory infections

Pasteurellosis Pasteurella multocidaBordetellosis Bordetella bronchiseptica

Other less common infectionsPseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Chlamydophilia spp, Mycoplasma spp

Genito-urinaryinfections

Urinary infections often combined with urolithiasis (calcite calculi or crystals containing anhydrous and monohydrate calcium carbonate)

E. coliKlebsiella sppPseudomonas spp

Pyometrium, endometriumPasteurella multocida, Staphylococcus aureus, Pseudomonas spp, Klebsiella spp

Spirochetosis of rabbits Treponema cunciculi

Mastitis Mastitis during lactationStaphylococcus aureus, Streptococcus spp, Pasteurella multocida

Infection of the skin and integuments

Paw disorders involving abscesses or necrobacillus

Staphylococcus aureus (coagulase positive), Corynebacterium spp, Streptococcus spp, necrobacillar form: Fusobacterium necrophorum

Subcutaneous abscess

Staphylococcus aureus, Streptococcus spp, Pasteurella multocida, Pseudomonas aeruginosa, occasionally Yersinia pseudo-tuberculosis

Nervous and sensory system

Primary bacterial otitis or secondary to parasitic otitis caused by Psoroptes cuniculi

Pasteurella multocidaStaphylococcus aureus

Torticoli due to median or internal otitis or meningitis


Conjunctivitis/epiphora (infection of the eye or dacryocystitis). It is often of dental origin and this should always be checked for in a context of recurrent conjunctivitis


Systemic bacterial diseases

These are rare conditions

Pseudo-tuberculosis Yersinia pseudo-tuberculosis

Listeriosis Listeria monocytogenes

TableThe main infectiousdiseases in the rabbit

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Mammifères Mammals

MammifèresMammals

Jetage séromuqueux chez un lapin de 2 mois atteint de coryza (Pasteurella multocida)Seromucosal discharge in a 2-month old rabbit with coryza (Pasteurella multocida)

Conjonctivite et blépharite chez un cobaye (Bordetella bronchiseptica)Conjunctivitis and blepharitis in a guinea-pig (Bordetella bronchisep-tica)

Ulcère cornéen avec abcès du stroma chez un cobayeCorneal ulcer with an abscess of the stroma in a guinea-pig

Stase gastrique et coecale chez un cobayeGastric and cecal stasis in a guinea-pig

Enterite mucoïde et lipidose hépatique, entraînant un cétose irréversible chez un cobayeMucoid enteritis and hepatic lipidosis resulting in irreversible ketosis in a guinea-pig.

Plaie auriculaire chez un cobaye provo-quée par une pastille d’identification rivéeEar wound in a guinea pig induced by a riveted ear tag.

What are the dominant infectious diseases in the various species of rodents?

The rodents most often envisaged here are the following:• the hamster, rat and mouse, gerbil, Korean

squirrel, classified as “small rodents”• the guinea pig, prairie dog, octadon and

chinchilla, which are sometimes classi-fied together as “large rodents”.

The most common infections in all these species are digestive and respiratory infections. Buccodental infections are fairly frequently seen in the large rodents, as are abscesses in the guinea-pig and pyoderma in the small rodents and guinea pigs.

The main pathogens isolated depend on the species and sites involved. However, staphylococci, streptococci and pasteu-rella are often encountered. A myco-plasma (M. pulmonis) can be responsible for respiratory disease (rats) and uterine disease (hamster).

Chez les rongeurs, quelles sont les domi-nantes pathologiques infectieuses selon les différentes espèces ?

Les rongeurs les plus fréquents envisagés ici, sont :• le hamster, le rat et la souris, la gerbille,

l’écureuil de Corée classés parmi les “petits rongeurs”,

• le cobaye, le chien de prairie, l’octodon, le chinchilla qui sont regroupés parfois sous le vocable de “gros rongeurs”.

Les infections les plus fréquentes sont dans toutes ces espèces, les infections digestives et respiratoires. Les infections buccoden-taires sont assez fréquemment observées chez les gros rongeurs, ainsi que les abcès chez le cobaye ou les pyodermites chez les petits rongeurs et le cobaye.

Les principaux agents pathogènes isolés varient selon les espèces et les localisa-tions. Néanmoins, les staphylocoques, les streptocoques, les pasteurelles sont fré-quemment retrouvées. Un mycoplasme (M. pulmonis) est responsable de pathologie respiratoire (rat) ou utérine (hamster).

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Mammifères Mammals

MammifèresMammals

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MammifèresMammals

TableauPrincipales pathologies infectieuses chez les rongeurs

Localisation Affections Espèce de rongeurs Germes

Infections buccodentaires

Abcès buccodentaires/ Gros rongeurs (cobaye, chinchilla, octodon, chien de prairie)

Staphylococcus aureus,Pasteurella multocida,Anaérobies


ColibacilloseSalmonellosesEntérotoxémiesAutres entérites bactériennesToutes espèces

E. coli,Salmonella enteritidis ou typhimurium,Clostridium perfringens et difficile,Pseudomonas aeruginosa

Iléite proliférative du hamster (ou maladie de la queue mouillée) Lawsonia intracellularis

Maladie de Tyzzer / Hamster, gerbille, chinchilla

Clostridium piliformis, en présence de colibacilles


Pasteurellose/ Gros rongeurs (cobaye, chin-chilla, octodon, chien de prairie)

Pasteurella multocida

Pasteurellose/ Petits rongeurs (hamster, rat, souris, gerbille, écureuil de Corée)

Pasteurella pneumotropica

Bordetellose/ Cobaye (surtout), chinchilla Bordetella bronchiseptica

Cobaye, rat Streptococcus pneumoniae

Maladie respiratoire chronique du rat ou mycoplasmose murine/ Rat, souris

Mycoplasma pulmonis


Infections urinaires/ Cobaye, chinchilla, hamsterSouris

Staphylococcus aureus,Streptococcus spp,Pseudomonas aeruginosa, E. coli,S. aureus, P. pneumotropica

Pyomètre, métrite/ Hamster

Staphylococcus aureus,Streptococcus spp,Pseudomonas aeruginosa,E. coli,Mycoplasma pulmonis

Infections cutanées

Pyodermites secondaires à une acariose (gale) ou à une mycose (Trichophyton)/ Hamster, rat, cobaye

Streptococcus spp,Staphylococcus aureus

Abcès/ CobayeStaphylococcus spp,Streptococcus zooepidermicus


Encéphalites/ Chinchilla Listeria monocytogenes

Otites/ CobayePasteurella multocida,Staphylococcus aureus

Conjonctivites/ Cobaye, chinchilla Bordetella bronchiseptica, Chlamydophila

Maladies inf. systémiques Pseudo-tuberculose/ Cobaye, chinchilla Yersinia pseudotuberculosis

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Mammifères Mammals

Location Disorder/Species of rodent Pathogen(s)

Buccodental infections

Buccodental abscesses / Large rodents (guinea pig, chinchilla, octadon, dairy dog)

Staphylococcus aureus,Pasteurella multocidaAnaerobes


ColibacillosisSalmonellosisEnterotoxaemiaOther bacterial enteritisAll species

E. coli,Salmonella enteritidis or typhimuriumClostridium perfringens and difficilePseudomonas aeruginosa

Proliferative ileitis in the hamster (or wet tail disease)

Lawsonia intracellularis

Tyzzer’s disease / hamster, gerbil, chinchillaClostrium piliformisin the presence of colibacilli

Respiratory infections

Pasteurellosis / Large rodents (guinea pig, chinchilla, octodon, prairie dog)


Pasteurellosis / Small rodents (guinea pig, rats, mice, gerbils, Korean squirrels)

Pasteurella pneumotropica

Bordetellosis / Guinea pig (above all), Bordetella bronchiseptica

Guinea pig, rat Streptococcus pneumoniae

Chronic respiratory disease in the rat or murine mycoplasmosis / rat, mouse

Mycoplasma pulmonis

Genitourinary infections

Urinary infections / Guinea pig, chinchilla, hamsterMouse

Staphylococcus aureus,Streptococcus spp,Pseudomonas aeruginosa, E. coliS. aureus, P. pneumotropica

Pyometrium, metritis / Hamster

Staphylococcus aureus,Streptococcus spp,Pseudomonas aeruginosa,E. coliMycoplasma pulmonis

Skin infections

Secondary pyoderma linked to acariosis (mange) or mycosis (Trichophyton) / Hamster, rat, guinea-pig

Streptococcus spp,Staphylococcus aureus

Abscess / Guinea pigStaphylococcus spp,Streptococcus zooepidermicus

Nervous and sensory system

Encephalitis / Chinchilla Listeria monocytogenes

Otitis / Guinea pigPasteurella multocida,Staphylococcus aureus

Conjunctivitis / Guinea pig, Chinchilla Bordetella bronchiseptica, Chlamydophila

Systemic infectious diseases

Pseudo-tuberculosis / Guinea pig, Chinchilla Yersinia pseudo-tuberculosis.

TableThe main infectious diseases in rodents

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MammifèresMammals

Chromodacryorrhée chez un rat : la sécrétion de porphyrines traduit un état de souffrance physiologique.Chromodacryorrhea in a rat: the se-cretion of porphyrins reflects a state of physiological distress.

Dypsnée et orthopnée chez un rat atteint de Maladie Respiratoire Chroni-que (MRC à Mycoplasma pulmonis)Dyspnoea and orthopnoea in a rat suffering from chronic respiratory disease (CRD) involving Mycoplasma pulmonis.

Pleuropneumonie chez un chinchilla, les infections respiratoires à locali-sation pleurale sont fréquentes dans cette espèce.Pleuropneumonia in a chinchilla. Respiratory infections in a pleural location are common in this species.

Abcès intestinaux chez un chinchilla, toujours à suspecter en cas de stase intestinale prolongée.Intestinal abscesses in a chinchilla – this is always to be suspected in the context of prolonged intestinal stasis.

What are the characteristic features of infectious diseases in the ferret?

Digestive and respiratory diseases are also the most frequent in the ferret, followed by skin infections and then urinary infections.One of the special characteristics of the ferret is that it is likely to present with gastric ulcers due to Helicobacter (H. mus-telae) and proliferative enteritis in young animals, probably caused by Lawsonia intracellularis.

The distemper virus in dogs and human influenza (various strains of Influenza) are pathogens that affect the ferret. These respiratory viral infections can then be complicated by a bacterial infection that can sometimes be serious.

Ferrets can present with urolithiasis due to struvite calculi. The clinical signs are similar to those of urolithiasis in the cat. These calculi result from a diet containing too much protein of vegetable origin. The treatment consists of acidifying the urine using natural acidifying agents (ketchup, tomatoes, lemons ...)

Chez le furet, quelles sont les particulari-tés des pathologies infectieuses ?

Chez le furet, les infections digestives et respiratoires sont aussi les plus fréquentes, suivies des infections cutanées puis urinai-res en terme de prévalence.Parmi les particularités, le furet est suscep-tible de présenter des ulcères gastriques à Helicobacter (H. mustelae) et des entérites prolifératives chez les jeunes animaux, pro-bablement à Lawsonia intracellularis.

Les virus de la maladie de Carré chez le chien et de la grippe humaine (diverses souches de Influenza) sont pathogènes pour le furet. Ces infections virales respira-toires se compliquent alors d’une infection bactérienne parfois grave.

Le furet est susceptible de présenter une urolithiase due à des calculs de struvites. Le tableau clinique est proche de l’urolithiase du chat. Ces calculs proviennent d’une alimentation trop riche en protéines végé-tales. Le traitement consiste à acidifier les urines en privilégiant les acidifiants naturels (ketchup, tomate, citron,..)

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Mammifères Mammals

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MammifèresMammals

TableauPrincipales pathologieinfectieuseschez le furet

Localisation Affections Germes


Entéropathies d'origine bactérienneE. coli

Salmonelloses Salmonella enteritidis ou typhimurium

Ulcère gastrique Helicobacter mustelae

Colite proliférative (jeunes furets de moins de 14 mois)

Lawsonia intracellularis (suspecté)Campylobacter jejuni (suspecté)Desulfovibrio desulfuricans


Infections respiratoires primaires ou secondaires à une infection virale : maladie de Carré, grippe humaine contractée au contact d’humains

Streptococcus pneumoniae,Klebsiella spp, E. coli,Bordetella bronchiseptica,Pseudomonas aeruginosa


Infections urinaires associées à une urolithiase avec un tableau clinique similaire à l’urolithiase du chat.

Proteus,E. coli,Staphylococcus aureus

Infections génitales, vaginites, métrites, pyomètres.

E. coli

Mammites (morsure des jeunes sur les mamelles de leurs mères)

E. coli,Staphylococcus spp

Infections cutanées Pyodermites et abcèsStaphylococcus aureus,Pasteurella spp,E. coli


Botulisme (le furet est très sensible à la toxine de type C de Clostridium botulinum).

Clostridium botulinum

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Mammifères Mammals

TableMain infectious diseasesin the ferret

Location Disorder Pathogen(s)


Enteropathies of bacterial origin E. coli

Salmonellosis Salmonella enteritidis or typhimurium

Gastric ulcer Helicobacter mustelae

Proliferative colitis (young ferrets under 14 months of age)

Lawsonia intracellularis (suspected)Campylobacter jejuni (suspected)Desulfovibrio desulfuricans

Respiratory infectionsPrimary respiratory infections or infections secondary to viral infections: distemper, human flu contracted after human contact.

Streptococcus pneumoniaeKlebsiella spp, E. coli,Bordetella bronchisetica, Pseudomonas aeruginosa

Genito-urinary infections

Urinary infections with concomitant urolithiasis with clinical signs similar to those of urolithiasis in the cat

ProteusE. coliStaphylococcus aureus

Genital infections, vaginitis, metritis, pyometrium

E. coli

Mastitis (offspring biting their mother’s teats)E. coliStaphylococcus spp

Skin infections Pyoderma and abscessStaphylococcus aureus, Pasteurella spp, E. coli

Nervous system and sensory

Botulism (the ferret is very sensitive to the C-type toxin of Clostridium botulinum)

Clostridium botulinum

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MammifèresMammals

Métrite à E. coli et rétention fœtale chez une furette.Metritis involving E. coli and fetal retention in a female ferret.

Colite proliférative chez un furet âgé de un an (Desulfovibrio desulfuricans)Proliferative colitis in a one-year-old ferret (Desulfovibrio desulfuricans).

Grippe chez un furet, espèce très sensible aux diverses souches du virus Influenza humain.Flu in a ferret, a species that is very sensitive to the human influenza virus.

Abcès consécutif à une morsure de congé-nère chez un furetAbscess in a ferret after it had been bitten by a litter mate.

Are (post)-surgical infections common? What special features do they have in small mammals?

Post-operative infections seem to me to be less common in small mammals than in dogs. The rabbit is the most sensitive species, with a higher incidence of skin infections and abscesses. In the ferret, digestive infections are sometimes seen after exeresis of the anal glands. In the guinea pig and the prairie dog, iatrogenic paniculitis can occur in the interscapular region.

Overall, there are less problems than in dogs and cats. Sutures rarely get infected. There are two possible explanations for this lower incidence:• There are doubtless fewer cutaneous

microbes than in dogs; small mammals lick themselves less often. Nevertheless, the risk does exist, particularly in the prai-rie dog and the rat. However, infections remain rare if one takes the precaution, of using suture threads with a small deci-mal size (1.5 to 3), of using sub-cutaneous closing stitches and of operating under the most aseptic conditions possible.

• In contrast, the risk is high after bucco-dental surgery.

Les infections (post)chirurgicales sont-elles fréquentes ? Quelle est leur particu-larité chez les petits mammifères ?

Les infections postchirurgicales me sem-blent moins fréquentes chez les petits mammifères que chez les chiens.Le lapin est l’espèce la plus sensible avec une fréquence plus élevée d’infections cutanées et d’abcès. Chez le furet, des infections digestives sont parfois observées après l’exérèse des glandes anales. Chez le cobaye et le chien de prairie, des pani-culites iatrogènes peuvent se manifester en région interscapulaire

Au global, il y a toutefois moins de problè-mes que chez les chiens et les chats. Les sutures s’infectent rarement. Deux hypo-thèses peuvent expliquer cette moindre prévalence :• Le microbisme cutané est sans doute

moins important que chez le chien, les petits mammifères se lèchent moins fré-quemment. Cependant le risque existe aussi, en particulier chez le chien de prai-rie et le rat. Les infections restent toutefois rares en prenant la précaution d’utiliser des fils de sutures de petites décimales (1,5 à 3), d’effectuer des points de rap-prochement sous-cutanés et d’opérer le plus aseptiquement possible.

• Le risque est par contre élevé avec les chirurgies bucco-dentaires.

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Mammifères Mammals

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MammifèresMammals

Anesthésie gazeuse d’une gerbille atteinte de pyodermite.Gaseous anaesthesia of a gerbil suffe-ring from pyodermatitis.

Exérèse des glandes anales par voie périnéale chez un furet.Exeresis of the anal glands via the perineal route in a ferret.

What are the specific criteria for the vete-rinarian choosing an antibiotic for small mammals? Efficacy or safety?

Convenience of use is an essential crite-rion, in addition, obviously, to the criteria of efficacy and safety. Tablets are difficult or even impossible to administer. Oral or injectable solutions are the easiest to administer, if possible once or twice a day.

Their efficacy leads us to prefer antibiotics that are active against the main pathoge-nic agents encountered:• Gram-positive cocci: first of all the staphy-

lococci and streptococci,• Gram-negative bacteria: Pasteurella,

Pseudomonas aeruginosa, E. coli, Proteus.

•Mycoplasma• Anaerobic pathogens in abscesses or

digestive disorders

Broad-spectrum antibiotics should there-fore be preferred on the basis of these criterion. The tetracyclines, chloramphe-nicol or the combination of sulfonamides/trimethoprim are possible bacteriostatic antibiotics.Amongst the bactericidal antibiotics, the fluoroquinolones have a broad spectrum. However, they must be combined with metronidazole if it looks as though it is necessary to combat anaerobic patho-gens. The betalactamines are active against anaerobic organisms, but can only be used in ferrets because of their diges-tive toxicity in rodents and lagomorphs.

The efficacy also takes into account the bioavailability via the oral route (in the case of oral solution) and the distribution of the antibiotic within the body.

Chez les petits mammifères quels sont les critères spécifiques de choix d’un anti-biotique pour le praticien ? L’efficacité ou l’innocuité ?

La facilité d’emploi est aussi un critère essentiel de choix en plus bien évidemment des critères d’efficacité et d’innocuité. Les comprimés sont difficiles voire impossibles à administrer. Les solutions buvables ou injectables sont les plus faciles d’emploi, si possible une ou deux fois par jour.

L’efficacité conduit à privilégier les antibio-tiques actifs vis-à-vis des principaux agents pathogènes mis en évidence :• les coques à Gram positif : en premier lieu

les staphylocoques et les streptocoques,• les bactéries à Gram négatif : les pasteu-

relles, Pseudomonas aeruginosa, E. coli, Proteus,

•les mycoplasmes,• les germes anaérobies lors d’abcès ou

d’affections digestives.

Les antibiotiques à large spectre sont alors privilégiés sur ce critère. Les tétracyclines, le chloramphénicol ou l’association sulfami-des/triméthoprime font partie des antibioti-ques bactériostatiques possibles.

Parmi les bactéricides, les fluoroquino-lones présentent un spectre large. Elles nécessitent toutefois d’être associées au métronidazole s’il apparaît nécessaire de lutter contre des germes anaérobies. Les bêtalactamines, actives contre les anaéro-bies, ne sont utilisables que chez les furets, compte tenu de leur toxicité digestive chez les rongeurs et les lagomorphes.

L’efficacité tient compte aussi de la biodis-ponibilité par voie orale (pour les solutions buvables) et de la distribution de l’antibioti-que dans l’organisme.

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MammifèresMammals

Which antibiotics must be avoided in rab-bits, rodents and ferrets?

In rabbits and rodents, many groups of antibiotics should be avoided, although there are exceptions in every group.

1. All the betalactamines are formally con-traindicated. This is an absolute contrain-dication, but there are some exceptions. Penicillin G can be used in the rabbit and rat. Similarly, by injection only, ceftiofur and cefalexin can be administered to rabbits. Ampicillin is strictly contraindicated in rab-bits, but can be administered to rats, mice and gerbils.2. The macrolides are the second group to avoid because of the risk of disrupting the digestive flora. The lincosamides (lin-comycin, clindamycin) are related to the macrolides and are also contraindicated. However, in the rabbit, three long-esta-blished macrolides can be used: spiramy-cin, erythromycin and tylosin.3. Some aminoglycosides should be avoi-ded, above all by parenteral route, due to their nephrotoxicity and ototoxicity. Kanamycin is contraindicated in rabbits, and dihydrostreptomycin is contraindica-ted in rodents (mice, gerbils).4. The tetracyclines can induce yellow discoloration of the teeth in juveniles. They are contraindicated in these animals because of their nephrotoxicity.5. The renal toxicity of the sulfonamides means that it is necessary to check that the animals are drinking properly, and to make sure that animals treated with sulfonamide/trimethoprim combinations are adequately hydrated.6. The fluoroquinolones should usually be avoided in young animals that are still growing in all species. However, no case of joint toxicity has been reported.

Quels sont alors les antibiotiques à éviter chez les lapins, les rongeurs et le furet ?

Chez les lapins et les rongeurs, de nom-breuses familles sont à éviter avec toutefois, dans chaque famille, des exceptions.

1. Toutes les bêtalactamines sont formelle-ment contre-indiquées. C’est une contre-indication absolue qui supporte cepen-dant quelques dérogations. La pénicilline G est utilisable chez le lapin et le rat. De même, par voie injectable seulement, le ceftiofur et la céfalexine peuvent être administrés aux lapins. L’ampicilline, for-mellement contre-indiquée chez le lapin, peut néanmoins être administrée aux rats, souris et gerbilles.2. Les macrolides constituent la seconde famille à éviter en raison du risque de perturbation de la flore digestive. Les lin-cosamides (lincomycine, clindamycine), apparentés aux macrolides, sont aussi contre-indiqués. Toutefois, chez le lapin, trois macrolides anciens sont utilisables : la spiramycine, l’érythromycine et la tylosine.3. Certains aminosides sont à éviter, surtout par voie parentérale, en raison de leur néphrotoxicité et de leur ototoxicité. La kanamycine est ainsi contre-indiquée chez les lapins et la dihydrostreptomycine l’est chez les rongeurs (souris, gerbille).4. Les tétracyclines peuvent provoquer une coloration jaune des dents chez les jeunes. Et elles sont contre-indiquées chez les ani-maux en raison de leur néphrotoxicité.5. La toxicité rénale des sulfamides doit conduire à surveiller l’abreuvement correct et l’hydratation des animaux traités par les associations sulfamides/triméthoprime.6. Les fluoroquinolones sont classiquement à éviter chez les jeunes animaux en crois-sance, quelle que soit l’espèce de destina-tion. Mais il n’y a pas de cas documenté de toxicité articulaire.

In the ferret, antibiotic treatment does not lead to so many difficulties. The contrain-dications and precautions are similar to those for use in the dog, with no specific toxicity or pitfalls.

What then are the pitfalls of oral antibio-tic treatment in small mammals?

Above all, the dosages must not be redu-ced. The basal metabolic rate of small mammals is high, as is their glomerular filtration rate. Therefore it is actually more appropriate to administer higher doses more frequently to these species relative to the dosage regimens validated in dogs and cats. In practice, higher doses than those recommended for dogs and cats should be administered twice or even three times a day.

However, the duration of treatment should be reconsidered. It is possible to adminis-ter the fluoroquinones for several weeks without any problem, whereas in the case of other antibiotics such chloramphenicol, sulfonamides etc... treatment should not last for more than ten days in order to avoid the risks of disturbing the caecal flora on the one hand, and of general toxicity on the other.If prolonged treatment is necessary, for ins-tance in a context of pyodermatitis, urinary infections, osteitis or sick paw syndrome, it is advisable to use intermittent courses of treatment: 10 days of antibiotic treatment, one week without antibiotic, 10 days of antibiotic treatment etc.

By the oral route, one should be aware of six other precautions, particularly in rabbits and rodents.1. It is always necessary to make sure that there is no diarrhoea or disturbance of the digestive flora.

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Mammifères Mammals

Chez le furet, l’antibiothérapie ne pose pas autant de difficultés. Les contre-indications et précautions d’emploi sont similaires à celles du chien et du chat sans toxicité, ni piège particulier.

Quels sont alors les pièges de l’antibiothé-rapie orale chez les petits mammifères ?

Ce sont d’abord les posologies qu’il ne faut pas réduire. Le métabolisme basal des petits mammifères est élevé, ainsi que le taux de filtration glomérulaire. La fréquence d’admi-nistration et les doses d’emploi doivent donc plutôt être augmentées que diminuées par rapport aux schémas posologiques validés chez les chiens et les chats. En pratique, des doses plus élevées que celles recom-mandées chez les chiens et les chats sont à administrer deux voire trois fois par jour.

En revanche, la durée du traitement doit être discutée. Il est possible d’administrer les fluo-roquinolones plusieurs semaines sans aucun problème. En revanche, pour les autres anti-biotiques, chloramphénicol, sulfamides..., les traitements ne doivent pas dépasser dix jours pour éviter les risques de perturbation de la flore coecale d’une part, et de toxicité générale d’autre part.Si des traitements longs sont nécessaires, par exemple lors de pyodermites, d’infec-tions buccodentaires, d’infections urinaires, d’ostéite ou de maux de pattes, il est alors conseillé de traiter sous forme de fenêtres ou de cures thérapeutiques : 10 jours d’antibio-thérapie, une semaine sans antibiotique, 10 jours d’antibiothérapie, etc.

Par voie orale, six autres précautions sont à connaître chez les lapins et les rongeurs surtout.1. Il est toujours nécessaire de s’assurer de l’absence de diarrhée et de perturbation de la flore digestive.

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MammifèresMammals

2. In rabbits and rodents, it is advisable always to administer concomitant lactic ferments and to continue to administer them for one week after the oral antibio-tic treatment has been stopped. Lactic ferments should be administered at least two hours before or after administering the antibiotic but not at the same time.

3. Palatability needs to investigated. “Bitter” antibiotics, such as the tetracyclines or metronidazole may need to be sweetened to make them palatable.

4. In rabbits and rodents, it is essential to clean the labial region after each adminis-tration of the oral syrup. Sugar-containing solutions induce an undesirable prolife-ration of microbes on the lips and in the buccal cavity.

5. If administered in the drinking water, some antibiotics such as the tetracyclines can be inactivated by the light, and so cease to be effective.6. Guinea pigs often urinate and defecate into their drinking water, and this can also inactivate antibiotics diluted in this water. This problem can also arise with ferrets.

By the oral route, direct administration into the mouth via a syringe or catheter is therefore preferable to administration in the drinking water. In general, the drinking water is a poor vector for medicines since sick animals tend to drink little.

2. Chez les lapins et les rongeurs, il est recommandé de toujours associer des fer-ments lactiques pendant toute la durée du traitement et de prolonger leur administra-tion une semaine après l’arrêt de l’antibio-thérapie orale. Les ferments lactiques ne doivent pas alors être administrés simulta-nément mais au moins deux heures avant ou après l’antibiotique.3. L’appétence mérite d’être recherchée. Les antibiotiques « amers », comme les tétracyclines ou le métronidazole, néces-sitent éventuellement d’être sucrés pour améliorer l’appétence.4. Chez les lapins et les rongeurs, il est indis-pensable de nettoyer la région labiale après chaque administration de suspen-sion buvable sous forme de sirop. En effet les solutions sucrées provoquent une proliféra-tion microbienne indésirable au niveau des lèvres et de la cavité buccale.5. Lors d’administration dans l’eau de boisson, la lumière peut inactiver certains antibiotiques comme les tétracyclines qui deviennent alors inefficaces.6. Le cobaye urine et défèque fréquem-ment dans son eau de boisson, ce qui peut également rendre inactifs les antibiotiques dilués dans cette eau. Ce problème peut aussi se rencontrer chez le furet.

Par voie orale, l’administration directe dans la bouche par seringue ou par sonde est donc préférable à l’administration dans l’eau de boisson. D’une manière générale, l’eau de boisson est un mauvais vecteur de médicament, car les animaux malades ont tendance à ne pas boire.

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Entérite chez un lapin : les bêtalacta-mines sont contre-indiquées chez le lapin et les rongeurs en raison de leur toxicité digestive.Enteritis in a rabbit: betalactamines are contraindicated in the rabbit and rodents because of their diges-tive toxicity.

Pyodermite profonde à Staphylococcus aureus chez un cobaye (carence en vitamine C).Deep pyodermatitis involving Staphylococcus aureus in the guinea pig (vitamin C deficiency).

Pododermatite ulcérative chez un cobaye.Pour des traitements longs par ex en cas de pyodermite ou de pododermatite, il est conseillé d’alterner une semaine sans antibiotique entre des cures de 10 jours d’antibiothérapie.Ulcerative pododermatitis in a guinea pig.For prolonged treatment for example in a context of pyodermatitis or pododermatitis, it is advisable to alternate an antibio-tic-free week between 10-day courses of antibiotic treatment.

Sonde nasogastrique chez un lapin.Nasogastric catheter in a rabbit.

Sonde nasogastrique chez un cobaye.Nasogastric catheter in a guinea pig.

Balance électronique adaptée à la pesée des NAC.Electronic scales suitable for weighing exotics.

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Does administering antibiotic treatment to small mammals by the parenteral or local routes have any other pitfalls for the veterinarian?

Above all it is necessary to avoid the problems of poor safety and inactivation.Injecting by the subcutaneous route is to be preferred to the intramuscular route in most species. In the chinchilla, intramuscular injection can even be dangerous, because it can lead to necrosis of the muscles at the site of injection. However, intramuscular injec-tions can be administered into the lumbar muscles of rabbits and into the crural and anconeus muscles of rodents. Subcutaneous injections into the interscapular space should be avoided, because they cause stress and there is a risk of poor absorption. In general, it is advisable to administer subcutaneous injections into the side of the body or the flanks.

Injections should always cause as little pain and irritation as possible. To achie-ve this, aqueous solutions should be preferred to oil-based solutions and suspensions (in particular sustained-release formulations). It is also advisable to inject small volumes.

Preparations given locally that are likely to cause irritation should be avoided. In rodents, topical applications should be avoided, parti-cularly eye drops from which the antibiotics are to some extent likely to be resorbed, and enter the systemic circulation. In rodents, the possibi-lity of toxic effects from antibiotics administered topically cannot be ruled out. In the chinchilla, the ear preparations can lead to irreversible deafness and should therefore be avoided (particularly if they contain aminoglycosides).

L’antibiothérapie par voie parentérale et locale réserve-t-elle d’autres piè-ges pour le praticien chez les petits mammifères ?

Il s’agit surtout d’éviter des problèmes d’in-nocuité et d’intolérance.Par voie injectable, la voie sous-cutanée est ainsi à préférer à la voie intramuscu-laire chez la plupart des espèces. Chez le chinchilla, l’injection intramusculaire est même dangereuse, car elle peut être à l’origine de nécrose musculaire au point d’injection. Les injections intramusculaires peuvent néanmoins être pratiquées dans les muscles lombaires chez les lapins et dans les muscles cruraux et anconés chez les rongeurs. Les injections sous-cutanées dans l’espace interscapulaire doivent être évitées, car elles sont stressantes et elles présentent un risque de non-résorption De manière générale, il est recommandé de réaliser les injections sous-cutanées sur un des côtés du corps ou sur le flanc.

Les injections doivent toujours être les moins douloureuses et irritantes possibles. Pour cela, les solutions aqueuses sont de loin à préférer par rapport aux solutions et suspensions huileuses (en particulier les formulations retards). Et il est recommandé de n’injecter que de petits volumes.

Par voie locale, les préparations susceptibles d’être irritantes sont à éviter. Chez les rongeurs, les topiques, et notamment les collyres, où les antibiotiques sont susceptibles d’être, même partiellement, résorbés et retrouvés dans la cir-culation générale doivent être évités. Chez les rongeurs, une toxicité des antibiotiques par l’ap-plication de ce type de topiques antibiotiques n’est pas à exclure. Chez le chinchilla, les pré-parations auriculaires peuvent être à l’origine de surdité irréversible et sont à éviter (surtout lorsqu’elles sont à base d’aminosides).

What are the advantages of marbofloxa-cin in small mammals?

Marbofloxacin has four advantages:1. It has a wide antibacterial spectrum that inclu-des Gram-positive bacteria (Staphylococci, Streptococci ...), and Gram-negative bacilli (E. coli, Pseudomonas, Klebsiella, Salmonella ...). It is also active against Mycoplasma, which are sometimes isolated from rats, chinchillas and rabbits.2. It is easy to administer by the oral route, with rapid and complete absorption. The fact that it is so easy to administer means that twice-daily administrations can be prescribed.3. It has good tissue distribution.4. It is safe in species that are highly sensitive to antibiotics. Prolonged treat-ment, lasting four to six weeks or even longer is possible without causing digestive disturbance or toxicity. The administration of relatively high doses – 10 mg/kg twice daily – does not cause any adverse effects.

Furthermore, one of the pharmaceutical formulations – Marbocyl® SA powder for injection intended for dogs and cats – can be used to prepare an aqueous solution suitable for treating small mammals by the oral and injectable routes. Once the solu-tion has been reconstituted, it can be kept for up to 28 days.

According to your experience, what are the main indications for marbofloxacin?

The main indications for marbofloxacin in small mammals are infections of the respiratory system, the skin (including abs-cesses when combined with an antibiotic active against anaerobes) and genito- urinary system, during surgical operations.

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Quels sont les atouts de la marbofloxa-cine chez les petits mammifères ?

La marbofloxacine présente quatre intérêts 1. Son spectre antibactérien est large et inclut les bactéries à Gram positif (staphy-locoques, streptocoques...), les bacilles à Gram négatif (E. coli, Pseudomonas, kleb-sielles, salmonelles...). Elle est aussi active contre les mycoplasmes qui sont parfois isolés chez le rat, le chinchilla et le lapin.2. Son administration est facile par voie orale avec une résorption rapide et totale. Cette facilité d’administration permet de prescrire des administrations biquotidiennes.3. Sa distribution tissulaire est bonne.4. Son innocuité est grande dans ces espè-ces très sensibles aux antibiotiques. Des traitements longs de quatre à six semaines, voire davantage sont possibles sans pertur-bation digestive ni toxicité. L’administration de doses relativement élevées — 10 mg/kg deux fois par jour — ne présente pas non plus d’effets indésirables.

En outre, une des formes galéniques — la poudre injectable Marbocyl® FD destinée aux chiens et aux chats — permet la pré-paration d’une solution aqueuse adaptée à la fois au traitement par voie injectable et orale. Une fois reconstituée, la solution se conserve 28 jours. Et le coût reste raisonna-ble pour le traitement individuel.

Selon votre expérience, quelles sont les principales indications de la marbofloxa-cine ?

Les indications principales de la marbo-floxacine chez les petits mammifères sont les infections respiratoires, cutanées (abcès inclus avec un antibiotique actif contre les anaérobies), génito-urinaires, lors d’inter-ventions chirurgicales.

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In the treatment of enteropathies, marbo-floxacin can be combined with an anti-infective active against anaerobic patho-gens such as metronidazole.

Is there really no safety problem with marbofloxacin, for instance in the context of an overdose or prolon-ged treatment ? Does a risk in young animals have to be taken into account?

In small mammals, prolonged treatment lasting several weeks can be used. Subcutaneous or intramuscular injections are well tolerated. The oral route is well tolerated, with no loss of appetite.

There is no formal contraindication. The drug should be avoided in young ferrets that are still growing if it is to be administered for prolonged periods to prevent any risk of joint toxicity. I have never seen any particular safety problem in rodents or rabbits.

There is no danger in the context of an overdose. I often use doses of 10 mg/kg/d or even 20 mg/kg/d in two daily doses without seeing any adverse events.

When you are using Marbocyl® SA for purposes outside the scope of the data sheet, does this lead you to take more precautions ?

What matters is to remember to prescribe the treatment twice a day rather than once a day as in dogs and cats. Otherwise, the owners trust us, and the safety of the drug allows us to prescribe it without worrying.

Dans le traitement des entéropathies, la marbofloxacine peut être associée à un anti-infectieux actif contre les germes ana-érobies comme le métronidazole.

N’y a-t-il vraiment aucun problème de tolérance avec la marbofloxacine, par exemple lors de surdosage ou de traite-ments longs ? Le risque chez les jeunes animaux en croissance doit-il être pris en compte ?

Chez les petits mammifères, les traitements de longue durée, de plusieurs semaines sont possibles. Les injections sous-cutanées ou intramusculaires sont bien tolérées. Et la voie orale est bien acceptée sans diminution de l’appétit.

Il n’y a aucune contre-indication formelle. Le médicament est à éviter chez les jeunes furets en croissance s’il est administré sur de longues durées afin de prévenir tout risque de toxicité articulaire, en l’absence d’effets démontrés. Chez les rongeurs et les lapins, je n’ai jamais observé de problème d’innocuité particulier.

Il n’y a pas de risque en cas de surdosage. J’utilise couramment les doses de 10 mg/kg/j, voire 20 mg/kg/j en deux prises jour-nalières sans observer d’effet indésirable.

L’usage « hors AMM » de Marbocyl® FD vous conduit-il à prendre davantage de précautions ?

Il est surtout important de ne pas oublier de prescrire le traitement deux fois par jour et non une fois par jour comme chez les chiens et les chats. Pour le reste les propriétaires nous font confiance et l’innocuité nous permet de prescrire plus sereinement.

What are the recommended dosage regi-mens for marbofloxacin for the various species?

Depending on the species, the doses to be administered are as follows:• Rabbits: 5 mg/kg/12 hours • Large rodents (chinchilla, guinea pig,

octodon, prairie dog): 5 mg/kg/12 hours• Small rodents: 10 mg/kg/12 hours• Ferret: 2 to 5 mg/kg/12 hoursThe usual duration of a course of treatment is ten days.In skin infections and deep respiratory or genito-urinary infections, treatment lasts for 20 days or even longer.In sick paw syndrome, serious pyodermati-tis, and chronic respiratory disease (CRD), the treatment lasts for six weeks or even lon-ger, depending on the clinical progress.

What are the best methods of administra-tion in the different situations?

For rabbits, rodents and ferrets, two routes are to be preferred:• Sub-cutaneous administrations made by

the veterinarian or a motivated and well-informed owner.

• Oral administration using a syringe, which is easy for the owner to administer.

Administration in the feed or drinking water should be avoided. However admi-nistration using a syringe may not always be possible for a mouse, a very nervous Korean squirrel or a fierce prairie dog. In these cases, administration via the feed is recommended rather than in the drinking water, because sick animals may drink very little.

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Quels sont les schémas posologiques recommandés pour la marbofloxacine selon les espèces ?

Selon les espèces, les doses d’emploi sont les suivantes :• Lapins : 5 mg/kg/12 heures• Gros rongeurs (chinchilla, cobaye, octo-

don, chien de prairie) : 5 mg/kg/12 heures,• Petits rongeurs : 10 mg/kg/12 heures,• Furet : 2 à 5 mg/kg/12 heures.La durée moyenne de traitement est de dix jours.Dans les infections cutanées, les infections respiratoires profondes ou génito-urinaires, la durée de traitement est de 20 jours voire plus.Dans les maux de pattes, les pyodermites graves, la maladie respiratoire chronique (MRC), le traitement est prolongé pendant six semaines, voire davantage selon l’évo-lution clinique.

Quelles sont modalités d’administration à privilégier selon les cas ?

Pour les lapins, les rongeurs et les furets, deux voies sont à privilégier :• Les administrations sous-cutanées réali-

sées par le vétérinaire ou un propriétaire motivé et informé,

• Les administrations orales à la seringue, plus facilement accessibles au proprié-taire.

Les administrations par la nourriture ou l’eau de boisson sont à éviter. Pour les souris, un écureuil de Corée très nerveux, un chien de prairie agressif, les adminis-trations à la seringue ne sont parfois pas possibles. Il est alors conseillé une adminis-tration plutôt dans la nourriture que dans l’eau de boisson, car ces animaux peuvent ne boire que très peu en cas de maladie.

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What drugs are possible or advisable to administer concomitantly with marbo-floxacin?

In most cases, marbofloxacin is not used concomitantly with other antibiotics. However, such a combination is required to deal with any anaerobic bacteria, with dimetridazole, for example or penicillin G in the rabbit.For buccodental infections in rabbits I often use a long-acting form of penicillin G (in the form of procaine and benzathine).In digestive infections, marbofloxacin can be combined with metronidazole.

In rabbits and rodents, antibiotic treat-ments must always be combined with a probiotic. These probiotics are administe-red at an interval of at least 2 hours before or after the antibiotic. Administration of the probiotic is continued throughout the antibiotic treatment and for an extra week after it has stopped.

In the rabbit, the dominant flora to be sou-ght in the probiotic is Bacteroides based. However, if there is no specific product available designed for use in rabbits, the product containing Lactobacillus that was designed for rodents can be used. Probiotics are not necessary for ferrets. Other combinations are possible, depen-ding on the condition being treated. A combination with anticoccidial drugs is sometimes indicated.

Quelles sont les associations médicamen-teuses possibles ou recommandées avec la marbofloxacine ?

Dans la majorité des cas, la marbofloxa-cine ne s’emploie pas en association avec d’autres antibiotiques. La combinaison est cependant nécessaire pour lutter contre d’éventuelles bactéries anaérobies, avec le dimétridazole par exemple ou une Pénicilline G chez le lapin.Dans les infections buccodentaires des lapins, j’utilise alors fréquemment une forme de pénicilline G retard (sous forme de procaïne et de benzathine).Dans les infections digestives, la marbo-floxacine peut être combinée au métroni-dazole.

Chez les lapins et les rongeurs, les trai-tements antibiotiques doivent systémati-quement être associés à un probiotique. Ces probiotiques sont administrés avec au moins deux heures de décalage avant ou après l’antibiotique. L’administration de probiotiques est poursuivie pendant toute la durée du traitement antibiotique et pen-dant 8 jours supplémentaires après son arrêt.

Chez le lapin, la flore dominante à recher-cher dans le probiotique est à base de Bacteroïdes. Mais à défaut de produit spécifiquement adapté au lapin, le pro-duit destiné aux rongeurs à base de Lactobacillus est utilisable. Chez les furets, les probiotiques ne sont pas nécessaires.D’autres associations sont possibles selon l’affection.Une association avec des anticoccidiens est parfois indiquée.

The anti-inflammatories can be used for symptomatic treatments. NSAIDs are used, but for no more than 3 days. The long-acting forms of corticosteroids should be avoided. Antiparasitics that are often prescribed incluse the avermectins, ivermectin (200 to 500 µg/kg) or selamectin (15 mg/kg) to treat mange, and lufenuron to deal with fleas. Anthelmintics are used less often.

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Les anti-inflammatoires peuvent être employés comme traitement symptomati-que. Les AINS sont utilisés sans les prolon-ger au-delà de 3 jours. Les formes retard de corticoïdes sont à éviter.Les antiparasitaires fréquemment prescrits sont les avermectines, l’ivermectine (200 à 500 µg/kg) ou la sélamectine (15 mg/kg) pour le traitement des gales, ainsi que le lufénuron contre les puces. Le recours aux anthelminthiques est plus rare.

Pododermatite ulcéreuse sur un mem-bre postérieur de cobaye (carence en vitamine C).Ulcerous pododermatitis on the hind leg of a guinea-pig (vitamin C deficiency)

Pyodermite secondaire à morsures de congénère chez un cobaye.Pyodermatitis following biting by litter mates in a guinea pig.

Infection respiratoire chez un rat (Pasteurella pneumotropica).Respiratory infection in a rat (Pasteurella pneumotropica).

Pyodermite faciale chez un cobaye (Staphylococcus aureus et Candida albicans).Facial pyodermatitis in a guinea pig (Staphylococcus aureus and Candida albicans).

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Marbofloxacin in Harbour seals

Material and methods

Animals and experimental design

The population pharmacokinetics of the fluoroquinolone marbofloxacin were exa-mined in 31 harbour seals, ranging in age from 1 day to 6 months, with a mean weight of 8.9 kg (+/- 1.7).Marbofloxacin was administered orally at 5 mg/kg, either in food or with food via stomach tube.Other parameters recorded were the seal’s weight, age (days), creatinine, gen-der, and liver indices.

Sampling

Sampling was performed according to a predetermined schedule at 0, 15, 30, 45 minutes, 1, 2, 4, 8, 16, 24 hours after dosing, with at least 6 observations per time point and as many as 12-13 observations for some time points.

Chromatographic system

Plasma concentrations of marbofloxacin were determined by reverse-phase HPLC

La marbofloxacine chez le phoque

Matériel et méthodes

Animaux et plan expérimental

La pharmacocinétique de population de la marbofloxacine a été étudiée chez 31 phoques âgés de 1 jour à 6 mois et d’un poids moyen de 8,9 kg (+/- 1,7 kg).La marbofloxacine a été administrée par voie orale à la dose de 5 mg/kg, soit dans l’alimentation, soit sans aliments à l’aide d’une sonde gastrique.Les autres paramètres enregistrés étaient le poids du phoque, son âge (en jours), la créatininémie, le sexe et les valeurs hépa-tiques.

Prélèvements

Les prélèvements ont été pratiqués selon un calendrier prédéfini, à 0, 15, 30, 45 minu-tes, 1, 2, 4, 8, 16 et 24 heures après l’adminis-tration, avec au moins 6 observations par point de temps et jusqu’à 12-13 observa-tions pour certains points de temps.

Système chromatographique

Les concentrations plasmatiques de mar-bofloxacine ont été déterminées par HPLC

COMMUNICATIONS SCIENTIFIQUES

SCIENTIFIC COMMUNICATIONS

2. 2.

with UV detection. Population pharmacokinetics were calcu-lated with the use of a non-linear mixed-effects modelling program, WinNonMix 2.0.

Clearance and volume of distribution were higher, and elimination rates longer, in the younger seals (<30 days) compared to older seals.

MICs reported for other animals, and surro-gate markers for in vivo antibacterial activi-ty indicate that at a dose of 5 mg/kg orally to harbour seals, concentrations would be adequate. This would treat susceptible bacteria with MIC values of 0.3µcg/ml or less.This includes reported MIC values for field strains of Enterobacteriaceae, Staphylococcus, and Pasteurella. However for Pseudomonas aeruginosa, which has a higher MIC, a larger dose may be required.

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Mammifères Mammals

en phase inverse avec détection UV. La pharmacocinétique de population a été calculée à l’aide d’un programme de modélisation à effets mixtes non linéaire, WinNonMix 2.0.

La clairance et le volume de distribution ont été plus élevés, et la vitesse d’élimina-tion plus lente, chez les phoques jeunes (moins de 30 jours), comparativement aux phoques plus âgés.

La CMI observée pour d’autres animaux, et les marqueurs de substitution pour l’ac-tivité antibactérienne in vivo indiquent que chez le phoque, à une dose de 5 mg/kg par voie orale, les concentrations seraient suffisantes pour traiter les bactéries sensi-bles avec des valeurs de CMI égales ou inférieures à 0,3 µg/ml.Cela inclut les valeurs de CMI décrites pour les souches sauvages d’entérobacté-ries, de staphylocoques et de pasteurelles. Cependant, une dose plus forte peut être nécessaire pour Pseudomonas aerugino-sa, pour lequel la CMI est plus élevée.

Dose (orale) / Dose (oral) 5 mg/kg

Cmax (µg/ml) / Cmax (µg/ml) 3,85

Tmax (h) / Tmax (h) 0,75

T1/2β (h) / T1/2β (h) 7,1

AUC (µg.h/ml) / AUC (µg.h/ml) 32,53

PhamacocinétiquePharmacokinetics

Sources : Population pharmacokinetics of marbofloxacin in Harbour Seals after oral dosing. Butch KuKanich, and al PROC. 21st ACVIM, 1023, CHARLOTTE, NC 2003

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MammifèresMammals

Marbofloxacin in rabbits


Animals and experimental design

Eight clinically healthy New-Zealand female rabbits, about 3 months old and weighing about 3 kg were used. Marbocyl® SA, a 1% marbofloxacin solution, reconsti-tuted from a freeze dried powder, was used for the single intravenous and oral administration which were given by using a cross-over design with a wash-out period of 2 weeks.The intravenous dose of 2 mg/kg was given in the marginal vein of the ear and the oral dose of 2 mg/kg was given by gavage with a syringe.

Sampling and sample processing

Blood samples of about 1 ml were withdrawn by puncture of the median vein of the right or left ear. The following sam-pling times were used :After intravenous administration : predose, 5, 10, 20, 40 min., 1, 2, 4, 6, 10, 24, 32 and 48 hours.After oral administration : predose, 20, 40 min., 1, 1.5, 2, 3, 4, 6, 8, 10, 24, 32 and 48 hours.About 30 minutes after sampling, the blood samples were transported to the Bioanalytical Laboratory of Vétoquinol. They were centrifu-ged at 3500 rpm for 10 minutes at 5°C and the plasma from each Vacuatainer was divided into 2 aliquots of 0.25 mL, which were stored at – 75°C until analysis.

La marbofloxacine chez le lapin


Animaux et plan expérimental

L’étude a été menée sur huit lapins de Nouvelle-Zélande femelles cliniquement saines, âgées d’environ 3 mois et pesant 3 kg environ. Marbocyl® FD, une solution à 1 % de marbofloxacine reconstituée à partir de poudre lyophilisée, a été utilisé pour l’administration par voie intraveineuse et orale d’une dose unique, selon un plan d’étude de type croisé, avec une période de washout de 2 semaines.La dose intraveineuse de 2 mg/kg a été injectée dans la veine marginale de l’oreille et la dose orale de 2 mg/kg a été adminis-trée par gavage avec une seringue.

Prélèvements et traitement des échantillons

Des échantillons de sang (1 ml environ) ont été prélevés par ponction de la veine médiane de l’oreille droite ou gauche. Les temps de prélèvements ont été :Après administration intraveineuse : pré-dose, 5, 10, 20, 40 minutes, 1, 2, 4, 6, 10, 24, 32 et 48 heures.Après administration orale : pré-dose, 20, 40 minutes, 1, 1.5, 2, 3, 4, 6, 8, 10, 24, 32 et 48 heures.Les échantillons sanguins ont été envoyés au Laboratoire Bioanalytique de Vétoquinol dans les 30 minutes suivant le prélèvement. Ils ont été centrifugés à 3500 tours/mn pendant 10 minutes à 5 °C et le plasma de chaque tube Vacutainer a été divisé en deux aliquots de 0,25 ml, qui ont été con-servés à -75 °C jusqu’à l’analyse.

Chromatographic system

The plasma concentration of marbofloxa-cin and its metabolites was determined by HPLC with fluorimetric detection and the limit of quantification for marbofloxacin was 0.005 µg./ml.

Results

The concentration-time profiles were ana-lysed with both compartmental and non-compartmental methods, the mean para-meters obtained are given in table 1. The intravenous profiles were best described by a tri-compartment model. The last elimination phase was quite long with a mean half-life (t) of 5.59 h, marbofloxacin could be detected up to 32 hours after injection. The mean total body clearance (Cl ) with a value of 0.40 which is about 4 times higher than in the dog, indicates a relatively fast elimination.Volume of distribution at steady state (Vss = 2.13) was in the same range as in the dog and indicates a good distribution of marbofloxacin throughout the body.Marbofloxacin-N-oxide was detected as soon as 5 minutes after injection with a Tmax of 0.83 h, whereas N-desmethyl mar-bofloxacin was detected 5 minutes later with a Tmax of 1.28h.The area under the curve (AUC) of both metabolites was very low compared to the AUC of marbofloxacin.Following oral administration, a bi-com-portmental model was selected. Marbofloxacin was quickly absorbed with an observed Tmax of 1.35 h and a mean absorption time (MAT) of about 2 h. The half-lives of the first and last elimination phases were 1.66 h and 6.60 h, respecti-vely, confirming the values obtained after the intravenous injection.

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Mammifères Mammals

Système chromatographique

La concentration plasmatique de la mar-bofloxacine et de ses métabolites a été déterminée par HPLC avec détection fluo-rimétrique ; la limite de quantification pour la marbofloxacine était de 0,005 µg/ml.

Résultats

Les profils concentration-temps ont été analysés à l’aide de méthodes compar-timentales et non compartimentales. Les paramètres moyens obtenus sont présen-tés sur le tableau 1. Les profils intraveineux ont été mieux décrits par un modèle tri-compartimental. La dernière phase d’élimination a été relati-vement longue, avec une demi-vie moyen-ne (t) de 5,59 h. La marbofloxacine pouvait encore être détectée 32 heures après l’in-jection. La clairance corporelle totale (Cl) moyenne, avec une valeur de 0,40 qui est près de 4 fois supérieure à celle observée chez le chien, indique une élimination rela-tivement rapide.Le volume de distribution à l’état d’équilibre (Vss = 2,13) a été du même ordre que chez le chien et indique une bonne distribution de la marbofloxacine dans tout le corps.La marbofloxacine-N-oxyde a été détectée 5 minutes après l’injection, avec un Tmax de 0,83 h, alors que la N-desméthyl-mar-bofloxacine a été détectée 5 minutes plus tard, avec un Tmax de 1,28 h.L’aire sous la courbe (AUC) des deux méta-bolites était très basse comparativement à celle de la marbofloxacine.En ce qui concerne l’administration orale, c’est un modèle bicompartimental qui a été retenu. La marbofloxacine a été rapidement absorbée avec un Tmax observé de 1,35 h et un temps moyen d’absorption (TMA) de 2 h environ. Les demi-vies des première et dernière phases d’élimination

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MammifèresMammals

The observed maximum plasma concen-tration (Cmax) was 0.64 µg/ml which was about 2 times lower than in the dog. The absolute bioavailability was 84%, again somewhat lower than in the dog. The AUC of both metabolites remained very low.

Discussion

The most common bacterial diseases in rabbits are respiratory tract infections and wound infections. Pasteurella multo-cida is isolated mostly in respiratory tract infections and also in wound infections together with Staphylococcus aureus. In order to correlate the pharmacokinetic parameters of marbofloxacin in rabbits with its possible efficacy, its MICs against the most prominent pathogenic strains are needed.The MIC 90 of marbofloxacin against recently isolated field strains of Pasteurella multocida is 0.021 and 0.014. Its MIC 90 against Staphylococcus aureus strains is 0.22 µg/ml. The ratios of the Cmax and AUC divided by the respective MIC 90 values are given in table 2.The mean C max and AUC ratio values against respiratory Pasteurella multocida are 30.42 and 200 respectively.These values show that a once-a-day oral treatment of marbofloxacin at 2 mg/kg could be effective against respiratory and dermatological Pasteurella multocida strains.However, Staphylococcus aureus is also often associated with wound infections and the mean C max and AUC ratio values do not allow an effective once-a-day dose of 2 mg/kg.In order to estimate the effect of repeated administrations and in order to estimate

ont été de 1,66 h et 6,60 h respectivement, ce qui correspond aux valeurs obtenues après l’injection intraveineuse. Le pic plasmatique (Cmax) a été de 0,64 µg/ml ; cette valeur est près de deux fois inférieure à celle observée chez le chien. La biodisponibilité absolue a été de 84 %, ce qui est également quelque peu inférieur à la valeur obtenue chez le chien. L’AUC des deux métabolites est restée très basse.

Discussion

Les pathologies bactériennes les plus cou-rantes chez le lapin sont les infections des voies respiratoires et les infections des plaies. Pasteurella multocida est isolée principalement dans les infections respi-ratoires, mais également dans les infec-tions des plaies, ainsi que Staphylococcus aureus. Il faut connaître les CMI de la marbofloxa-cine contre les souches pathogènes les plus importantes pour pouvoir corréler ses paramètres pharmacocinétiques chez le lapin avec son efficacité éventuelle.La CMI90 de la marbofloxacine contre des souches sauvages récemment isolées de Pasteurella multocida est de 0,021 µg/ml et 0,014 µg/ml. Sa CMI90 contre des sou-ches de Staphylococcus aureus est de 0,22 µg/ml. Les rapports de la Cmax et de l’AUC divisées par les valeurs de CMI90 res-pectives sont indiquées sur le tableau 2.Les valeurs moyennes des rapports Cmax et AUC contre les pathogènes respiratoires Pasteurella multocida sont de 30,42 et 200 respectivement.Ces valeurs montrent qu’un traitement par marbofloxacine à raison de 2 mg/kg par voie orale une fois par jour pourrait être efficace contre les souches respira-toires et dermatologiques de Pasteurella multocida.Cependant, Staphylococcus aureus est également souvent associé à des

an effective dose regimen for the treat-ment of Staphylococcus aureus infected wounds, pharmacokinetic simulations were performed. The Cmin would be above the MIC 90 against Staphylococcus aureus strains, therefore a regimen of 4 mg/kg/12h for 3 to 5 days should be effective in the treatment of wound infec-tions in rabbits.

Conclusion

The study performed in rabbits with a 1 % marbofloxacin solution, after a single intra-venous and oral administration at a dose of 2 mg/kg showed that:• The T 1⁄2 (h) was quite long with a mean

value of 5.48 h (sd = 1.74h) after intrave-nous injection.

• Marbofloxacin is well distributed in rabbits with a mean volume of distribu-tion at steady state of 2.117 l/kg.

• The mean clearance (Cl) with a value of 0.4042 l/h.kg indicates a relatively fast elimination.

• After oral administration, marbofloxa-cin was quickly absorbed with a mean observed T max of 1.35 h (sd = 1.10 h) and with a mean maximum plasma con-centration (C max) of 0.6388 µg/ml (sd = 0.1697 µg/ml).

• The absolute bioavailability was good with a mean value of about 85%.

• Compared to oral enrofloxacin, marbo-floxacin has a higher C max, a longer eli-mination half-life and a higher absolute bioavailability (table 3).

• The estimated oral dose regimen for the treatment of respiratory tract infections caused by Pasteurella multocida should

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Mammifères Mammals

infections des plaies et les valeurs moyen-nes des rapports Cmax et AUC ne permet-tent pas un traitement efficace à la dose de 2 mg/kg une fois par jour.Des simulations pharmacocinétiques ont été réalisées pour évaluer l’effet d’adminis-trations répétées et déterminer un schéma posologique efficace pour le traitement des plaies infectées par Staphylococcus aureus. La Cmin serait supérieure à la CMI90 contre les souches de Staphylococcus aureus ; par conséquent, un schéma de 4 mg/kg/12h pendant 3 à 5 jours devrait être efficace pour le traitement des plaies infectées chez le lapin.

Conclusion

L’étude menée sur des lapins avec une solution de marbofloxacine à 1 % après une seule administration intraveineuse et orale à la dose de 2 mg/kg a montré que :• Le T1/2 (h) a été relativement long,

avec une valeur moyenne de 5,48 h (écart-type = 1,74 h) après une injection intraveineuse.

• La marbofloxacine est bien distribuée chez le lapin, avec un volume moyen de distribution à l’état d’équilibre de 2,117 l/kg.

• La clairance moyenne (Cl), avec une valeur de 0,4042 l/h.kg, indique une élimination relativement rapide.

• Après administration orale, la marbofloxa-cine a été rapidement absorbée avec un Tmax observé de 1,35 h (écart-type = 1,10 h) et un pic plasmatique moyen (Cmax) de 0,6388 µg/ml (écart-type = 0,1697 µg/ml).

• La biodisponibilité absolue a été bonne, avec une valeur moyenne de 85 % environ.

• Comparativement à l’enrofloxacine orale, la marbofloxacine a une Cmax plus élevée, une demi-vie d’élimination plus longue et une biodisponibilité abso-lue supérieure (tableau 3).

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MammifèresMammals

be 2 mg/kg, once-a-day for up to 3 to 5 days.

• The estimated oral dose regimen for the treatment of wound infections caused by Pasteurella multocida and Staphylococcus aureus should be 4 mg/kg/12h, for up to 3 to 5 days.

• Le schéma posologique oral estimé pour le traitement des infections respiratoires à Pasteurella multocida devrait être de 2 mg/kg une fois par jour pendant 3 à 5 jours.

• Le schéma posologique oral estimé pour le traitement des infections des plaies dues à Pasteurella multocida et Staphylococcus aureus devrait être de 4 mg/kg/12h pendant 3 à 5 jours.

Paramètres / Parameters Voie IV / I.V. route Voie orale / P.O route

Dose (mg/kg) / Dose (mg/kg) 2 2

Cmax (µg/ml) / Cmax (µg/ml) - 0,64 ± 0,17

Tmax (h) / Tmax (h) - 1,35 ± 1,10

Vss (l/kg) / Vss (l/kg) 2,13 ± 0,4 -

T1/2β (h) / T1/2β (h) 5,59 ± 1,93 6,6 ± 2,59

AUC (µg.h/ml) / AUC (µg.h/ml) 5,02 ± 0,65 4,21 ± 0,83

Clairance (l/kg.h) / Clearance (l/kg.h) 0,404 ± 0,054 -

TMR (h) / TMR (h) 4,85 ± 0,68 6,95 ± 1,25

F (%) / F (%) - 84,51 ± 6,6

Tableau 1 : Paramètres pharmacocinétiques de la marbofloxacine dans le plasma de lapin après une seule administration intraveineuse ou orale d’une solution de marbofloxacine à 1 % à la dose de 2 mg/kg.

Table 1: Pharmacokinetic parameters of marbofloxacin in rabbit plasma following a single intravenous and oral administration of a 1 % marbofloxacin solution at a dose of 2 mg/kg

Tableau 2 : Rapports pharmacocinétique-pharmacodynamique de la marbofloxacine chez le lapin contre les souches de P. multocida et S. aureus après une seule administration orale d’une solution de marbofloxacine à 1 % à la dose de 2 mg/kg.

Table 2: Pharmacokinetic-pharmacodynamic ratios of marbofloxacin in rabbits against P. multocida and S. aureus strains, following a single oral administration of a 1 % marbofloxacin solution at a dose of 2 mg/kg.

Souches / StrainsCmax/CMI 90 /Cmax/MIC 90

AUC/CMI 90 (h) /AUC/MIC 90 (h)

CMI 90 (µg/ml)/MIC 90 (µg/ml)


Infections des plaies /Wound infections

45,63 299,9 0,014

Infections respiratoires /respiratory tract infections

30,42 200 0,021

Staphylococcus aureusInfections des plaies /Wound infections

2,9 19,09 0,22

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Table 3:Comparison of the pharmacokinetic parameters between marbofloxacin and enrofloxacin after a single route administration (2)

Tableau 3 : Comparaison des paramètres pharmacocinétiques de la marbofloxacine et de l’enrofloxacine après une seule administration par voie orale (2)

Marbofloxacine / Marbofloxacin Enrofloxacine / Enrofloxacin

Dose (mg/kg) / Dose (mg/kg) 2 5

Cmax (µg/ml) / Cmax (µg/ml) 0,64 0,45

T1/2β (h) / T1/2β (h) 6,6 2,39

F (%) / F (%) 84,5 61,2

Sources :(1) : Schneider M. and al: Pharmacokinetics of marbofloxacin in Rabbits. EAVPT Congress 2000, Jerusalem.(2) : R.L. Broome, and al Pharmacokinetic properties of enrofloxacin in rabbits. American Journal of veterinary Research, 1991, 52, 1835-1841.

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Open fracture of the tibia in a russian hamster

Case history and events

A Russian hamster was brought for a con-sultation after a fall caused by inappro-priate handling. The animal was a year old female that had been purchased from a pet shop a few months earlier and wei-ghed 30 grams. This hamster lived in a plastic cage, and on wood shaving litter. She was fed with special pellets, and had free access to water from a suspended drinker-bottle.The owner’s children were playing with the animal, and let her fall off a table. Since this fall, the hamster had been less active. She was eating less, did not go over to drink, and was dragging her left hind leg when she tried to walk.

Clinical examination

The external clinical observation revealed abnormal gait, with the complete avoidan-ce of weight-bearing on the left hind leg. This leg also seemed to be painful and bothered the animal, who gnawed at it regularly.

Fracture ouverte du Tibia chez le hamster russe

Anamnèse et commémoratifs

Un hamster russe est présenté en consulta-tion suite à une chute provoquée par une mauvaise manipulation. L’animal est une femelle âgée d’un an, achetée en anima-lerie quelques mois auparavant et pesant 30 grammes. Ce hamster vit dans une cage en plastique, sur copeaux de bois. Il est nourri avec des granulés spécifiques et reçoit de l’eau à volonté dans un biberon accroché en hauteur.Les enfants du propriétaire ont joué avec l’animal et l’ont laissé tomber depuis une table. Depuis la chute, le hamster a res-treint son activité. Il mange moins, ne se déplace plus pour boire et traîne le mem-bre postérieur gauche lorsqu’il essaye de marcher.

Examen clinique

A l’examen clinique à distance on observe une démarche anormale avec suppres-sion complète d’appui du membre pos-térieur gauche. Ce membre semble, de plus, douloureux et gêner l’animal qui se le mordille régulièrement.

E. Risi Docteur vérérinaire au Centre de Soins de la Faune Sauvage, ENVN.

E. Risi DVM, Wildlife Health Care Centre, Veterinary School of Nantes.

CAS CLINIQUES CLINICAL CASES3. 3.CAS CLINIQUE N°1 CLINICAL CASE N°13. 3.

A closer examination revealed a fracture of the medio-diaphyseal tibia, which was open on the medical aspect. Virtually all the distal end of the tibia was projecting, and looked dry and dull yellow in color.

The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal, apart from swel-ling of the left carpus, which was thought to be a sprain linked to the fall.No further examination was carried out, to avoid causing the animal further dis-tress, since the diagnosis in this case was obvious.

Treatment chosen

Conventionally, this type of fracture is trea-ted using an external splint and regular irrigation of the wound.The size of the animal and the devascu-larised appearance of the bone made it impossible for us to carry out this type of treatment, and amputation was proposed.

Surgical treatment

Anaesthesia

The hamster was anaesthetized with isoflu-rane, distributed via an open Bain circuit, with an oxygen flow rate of 1 L/min. The animal’s head was directly placed in the tubing of the circuit, without a mask (Plate 1). Induction was carried out using a con-centration of 5% isoflurane, and anaesthe-sia was maintained at 1%. The hamster was kept on a hot plate throughout the entire procedure.

Preparation of the animal

The hamster was placed lying on her right side (the opposite side to the frac-ture). The broken leg was washed with Vetedine® soap and shaved using a

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Mammifères Mammals

L’examen rapproché permet d’observer une fracture du tibia médio-diaphysaire, ouverte médialement. L’about distal du tibia est presque entièrement extériorisé, il apparaît sec, et de couleur jaune terne.

Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal, si ce n’est une tuméfaction du carpe gauche, considéré comme une entorse relative à la chute.Aucun examen complémentaire n’est réa-lisé, pour ne pas stresser davantage l’ani-mal, le diagnostic étant ici évident.

Décision thérapeutique

Classiquement, ce type de fracture devrait être traitée à l’aide d’un fixateur externe et d’irrigation régulière de la plaie.La taille de l’animal et l’aspect dévascula-risé de l’os nous empêche de réaliser ce type de traitement et une amputation est proposée.

Traitement chirurgical

Anesthésie :

Le hamster est anesthésié à l’isoflurane, distribué par un circuit de Bain ouvert, avec un débit d’oxygène à 1L/min. La tête de l’animal a directement été placée dans la tubulure du circuit, sans masque (photo 1). L’induction a été réalisée à l’aide d’une concentration de 5% d’isoflurane et le maintien de l’anesthésie à 1%. Durant toute l’intervention, le hamster est placé sur une plaque chauffante.

Préparation de l’animal :

Le hamster est placé en décubitus laté-ral droit (côté opposé à la fracture). Le membre fracturé en savonné à l’aide de Vétédine® savon et rasé avec une lame

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MammifèresMammals

bistoury blade. The skin was then disinfec-ted with Vetedine® solution. Rinsing with alcohol was deliberately avoided in order to avoid any risk of hypothermia. A sterile compress was used as the surgical field (Plate 2).

Surgical procedure

In the context of this infected bone site, it was decided to carry out a high-level amputation, mid-femur. In order to avoid the risk of septicaemia, the veins of the leg should theoretically have been ligated before carrying out the ligature of the arteries, in order to prevent bacteria from entering the general circulation. It was, of course, not possible to take this precaution in this case, because it was impossible to differentiate between the arteries and veins. The sciatic nerve, in the caudal region of the femur, should also have been isolated and sectioned after instilling xylocaine, in order to avoid post-operative pain and the formation of neuromas. Given the small size of this nerve in this case, it was not possible to carry out this surgical procedure. Similarly, it was not possible to locate and dissect the muscles of the leg accurately.

It was therefore decided to adopt the fol-lowing surgical protocol:

1. A cutaneous incision all around the cir-cumference of the leg, in the distal third of the femur, just above the femoral condyls,

2. Gross dissection of the muscles of the lateral and cranial surface of the thigh, including the distal third of the femur, proximal to the cutaneous incision, in order to permit the subsequent cuta-neous suture,

3. Gross dissection of the muscles of the caudal and medial surface of the thigh, in order to isolate the femoral shaft,

de bistouri. La peau est ensuite désinfec-tée à la Vétédine® solution. Les rinçages à l’alcool ont volontairement été évités afin de prévenir tout risque d’hypothermie. Une compresse stérile est utilisée comme champ opératoire (photo 2).

Technique opératoire :

Face à ce foyer osseux infecté, une ampu-tation haute est décidée, à mi-fémur. Afin d’éviter les risques de septicémie, il aurait fallu théoriquement ligaturer les veines du membre avant la ligature des artères, pour éviter le passage de bactérie dans la circu-lation générale. Cette précaution n’a bien entendu pas pu être respectée dans le cas présent, les veines et artères n’étant pas différentiables. Le nerf sciatique, en région caudale au fémur, aurait lui aussi du être isolé et incisé de façon nette après instilla-tion de xylocaïne, afin d’éviter les douleurs post-opératoires et la formation de névro-mes. Face à la petite taille de ce nerf dans le cas présent, cette technique opératoire n’a pu être réalisée. De même, la localisa-tion et la dissection précise des muscles du membre n’ont pas été réalisables.

Il a alors été décidé de suivre le manuel opératoire suivant :

1. Incision cutanée sur toute la circonféren-ce du membre, au niveau du tiers distal du fémur, juste au dessus des condyles fémoraux,

2. Dissection «en masse» des muscles de la face latérale et crâniale de la cuisse et section au niveau du tiers distal du fémur, un peu plus proximalement que l’incision cutanée, afin de permettre la suture cuta-née ultérieure,

3. Dissection «en masse» des muscles de la face caudale et médiale de la cuisse, afin d’isoler le fût fémoral,

4. Ostéotomie à mi-fémur à l’aide d’une pince gouge,

4. Osteotomy at mid-femur using punch forceps,

5. Unseen crushing of the blood vessels, and particularly the femoral artery and vein, using a clamp, including in the mass all the muscular elements of the region,

6. Incision of the muscles of the caudal and medial surface of the thigh, including the femoral nerve (Plate 3),

7. Rinsing the bone shaft and muscle mas-ses with plenty of Vetedine® diluted in warm physiological saline,

8. Suture of the median sectioned muscle masses with the lateral ones, using small-diameter, absorbable braided threads (dec. 1.5),

9. Suture of the skin using continuous stitches and two simple safety stitches, using the same thread (Plate 4).

Post-operative care

Consciousness was soon restored by pla-cing the animal on oxygen for a few minutes. Rehydration was carried out by injecting 1.5 mL of warm Ringer lactate via the subcutaneous route. Pain was control-led by the subcutaneous injection of the morphine at a dose of 2 mg/kg (i.e. 0.07 mg). The animal was kept under a warming lamp throughout the recovery period.A few minutes after regaining cons-ciousness, the hamster began to gnaw at its cutaneous suture. Another isoflurane anesthesia was administered, and staples were inserted instead of the cutaneous stitches. It was not possible to apply any dressing. The animal remained hospitali-zed for one week so that local care and medication could be administered. She was placed in her usual cage, over absor-bent toweling in order to avoid contamina-tion of the wound by the wood shavings. The wound was disinfected twice a day with hydrogen peroxide. The animals soon began to eat again, and she was easily able to move around on 3 legs just one day after the operation (Plates 5 and 6).

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5. Ecrasement des vaisseaux sanguins, et notamment de l’artère et de la veine fémorale, à l’aveugle, à l’aide d’un clamp, en prenant en masse tous les élé-ments musculaires de la région,

6. Incision des muscles de la face caudale et médiale de la cuisse, incluant le nerf fémoral (photo 3),

7. Rinçages abondants du fût osseux et des masses musculaires à l’aide de Vétédine® diluée dans du sérum physio-logique tiédi,

8. Suture des masses musculaires section-nées médiales avec celles latérales, à l’aide de fil tressé résorbable de faible diamètre (déc. 1,5),

9. Suture de la peau à l’aide d’un surjet et de 2 points simples de sécurité, à l’aide du même fil (photo 4).

Soins post-opératoires

Le réveil est rapidement obtenu en plaçant l’animal quelques minutes sous oxygène. Une réhydratation est réalisée en injectant 1,5 mL de Ringer lactate tiédi par voie sous cutanée. La douleur est gérée par une injection sous-cutanée de morphine à la dose de 2 mg/kg (soit 0,07 mg). L’animal est placé sous lampe chauffante pendant toute la phase de réveil.Quelques minutes après son réveil le hams-ter commence à ronger sa suture cutanée. Une nouvelle anesthésie à l’isoflurane est réalisée et des agrafes sont posées à la place des points cutanés. Aucun pan-sement ne peut être réalisé. L’animal est hospitalisé pendant une semaine afin de réaliser les soins locaux et l’administration des médicaments. Il est placé dans sa cage habituelle, sur serviettes éponge afin d’éviter la contamination de la suture par les copeaux. La suture est désinfectée deux fois par jour à l’aide d’eau oxygénée. La reprise de l’alimentation est rapide et l’animal se déplace facilement sur 3 mem-bres dès le lendemain de l’intervention (photos 5 et 6).

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Antibiotic treatment

The animal was given antibiotics from the time of the first consultation. In view of the risks of infection of the exposed bone and of septicemia, a broad-spectrum antibiotic that penetrates very well into bone was chosen. We decided to use marbofloxacin by injection (Marbocyl® SA). The day before the operation and for the next 7 days, the hamster was given 15 mg/kg (i.e. 0.5 mL) of marbofloxacin by sub-cutaneous route.

No adverse event was observed during the administration of the antibiotic at the dose and via the route indicated above.

Follow-up and outcome

The hamster was returned to her owner at the end of the antibiotic treatment. She was re-examined 12 days after the operation for removal of the staples. By then the skin had completely healed, and no sign of infec-tion was observed. The animal’s appetite was normal. The drinking water was now provided in a dish and no longer in the drin-king bottle. She was able to move about unhindered, and displayed similar behavior to that shown before the fall.

Antibiothérapie

Dès la consultation, l’animal reçoit des anti-biotiques. Face aux risques d’infection de l’os exposé et aux risques de septicémie, un antibiotique à large spectre et ayant une très bonne diffusion osseuse est choisi. Notre choix s’est porté vers la marbofloxa-cine par voie injectable (Marbocyl FD®). Le hamster reçoit la veille de l’intervention et pendant les 7 jours suivants 15 mg/kg (soit 0,5 mL) de marbofloxacine par voie sous-cutanée.

Aucun effet indésirable n’a été observé pendant l’administration de l’antibiotique à la dose et par la voie indiquées ci-dessus.

Suivi et évolution

Le hamster est rendu à son propriétaire après la fin du traitement antibiotique. Il sera vu à nouveau 12 jours après l’interven-tion pour le retrait des agrafes. La peau est alors parfaitement cicatrisée, aucun signe d’infection n’est observé. L’animal a un appétit normal. L’eau de boisson est distri-buée dans une coupelle et non plus dans le biberon. Il se déplace avec aisance et présente un comportement semblable à celui qu’il avait avant la chute.

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Photo 2 : Membre avant amputation, entouré d’une compresse stérile.Plate 2: Leg before amputation, sur-rounded by a sterile compress.

Photo 4 : Suture cutanée après amputation du membre.Plate 4: Cutaneous suture after amputa-tion of the leg.

Photo 6 : L’animal se déplace correctement dès le lendemain de l’intervention.Plate 6: The animal is able to move properly one day after surgery.

Photo 1 : Hamster anesthésiée à l’iso-flurane. Le membre fracturé a été rasé et désinfecté avant l’intervention.Plate 1: Hamster anaesthetized with isoflurane. The fractured leg was shaved and disinfected before the operation.

Photo 5 : Hamster amputé, suture cutanée à l’aide d’agrafes. Plate 5: Amputated hamster, skin sutured with staples.

Photo 3 : Masses musculaires suturées après section du fût fémoral.Plate 3: Muscle masses sutured after section of the femoral shaft.

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Ovario-hysterectomy and exeresis of the anal glands in a female ferret


A 7-month old female ferret was brought to a consultation for sterilization and exeresis of the anal glands. The animal lives in an apartment, and is fed on food pellets for cats. It had been decided to carry out sterilization in order to avoid the risk of hyperoestrogenicity and, combined with exeresis of the anal glands, to make the animal less 'smelly'.


The clinical examination did nor reveal anything abnormal; the ferret was in good general condition and weighed 1 kg. This was therefore a conventional operation being carried out for reasons of conve-nience.

Surgical treatment

Anaesthesia and analgesia

The ferret was anaesthetized by intramuscular route using a mixture of medeto-midine (50 µg/kg) and ketamine (10 mg/kg). Once the animal had been anaesthetized, an intravenous catheter was inserted. The anaesthesia was then maintained using

Ovariohystérectomie et exerese des glandes anales chez une furette


Une furette de 7 mois est présentée à la consultation pour une stérilisation et une exérèse des glandes anales. L’animal vit en appartement et reçoit comme alimen-tation des croquettes pour chat. La stérilisa-tion est décidée pour éviter les risques d’hy-peroestrogénisme, et, associée à l’exérèse des glandes anales, pour limiter l’odeur de l’animal

Examen clinique

L’examen clinique ne révèle rien d’anor-mal, la furette présente un bon état général et pèse 1kg. Il s’agira donc d’une interven-tion de convenance classique.


Anesthésie et analgésie :

La furette est anesthésiée par voie intra-musculaire à l’aide d’un mélange de Médétomidine (50 µg/kg) et de Kétamine (10mg/kg). Une fois l’animal anesthésié, un cathéter intraveineux est posé. L’anesthésie est ensuite maintenue à l’isoflurane, après

E. Risi Crédit photo : E. Risi, Service de chirurgie / ENVN

E. Risi Photo acknowledgement: E. Risi, Surgery Department / ENVN

CAS CLINIQUE N°2 CLINICAL CASE N°2

isoflurane, after intubation (Bain circuit with 1 L/min of oxygen). The respiration was monitored using an Apalert® (Plate 1). The ferret was infused throughout the opera-tion (Ringer lactate®, 5 mL/kg/h).


For the ovario-hysterectomy, the ferret was placed in the dorsal decubitus position on a hot plate; the abdomen was shaved and surgically disinfected. For the exeresis of the anal glands, the ferret was placed in ventral decubitus, on the edge of the table, with her hind legs hanging over the edge. The tail was lifted and attached to the animal’s back using a foam-tipped clip. The perianal region was shaved and surgically disinfected. The anus was not sutured in order to avoid damaging the fragile anal mucosa.

Surgical procedure

> Ovario-hysterectomy

After a conventional incision of the skin and the linea alba, the ovaries were loca-ted in the abdominal cavity. They measu-red about 0.5 cm in diameter and were surrounded by adipose tissue. After care-fully dissecting this adipose tissue, the vascular stump was clamped, ligated and sectioned (Plate 2). The ovaries and the uterine horns were then reclined outside the abdomen. The uterus was clamped and sectioned below the junction of the two uterine horns after it had been ligatu-red (transfixing ligature) using absorbable braided thread (dec. 2) (Plate 3).The abdomen was sutured by simple continuous stitches in absorbable brai-ded thread (dec. 2). Simple intradermal continuous stitches with the same type of thread were used to avoid the risks of dehiscence of the suture due to licking.

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intubation (circuit de Bain à 1L/min d’oxy-gène). La respiration est monitorée avec un Apalert® (photo 1). La furette est perfusée tout au long de l’intervention (Ringer lac-tate®, 5 mL/kg/h).


Pour l’ovariohystérectomie, la furette est placée en décubitus dorsal sur une plaque chauffante, l’abdomen est tondu et désin-fecté chirurgicalement. Pour l’exérèse des glandes anales, la furet-te est placée en décubitus ventral, en bord de table, membres postérieurs dans le vide. La queue est relevée est attachée au dos de l’animal à l’aide d’une pince mousse. La région périanale est tondue est désinfectée chirurgicalement. La suture de l’anus n’est pas réalisée, afin de ne pas léser la muqueuse anale fragile.


> Ovariohystérectomie

Après une incision classique de la peau et de la ligne blanche, les ovaires sont saisis dans la cavité abdominale. Ces derniers mesurent environ 0,5 cm de diamètre et sont entourés d’un tissu adipeux. Après avoir soigneusement disséqué ce tissu adi-peux, le pédicule vasculaire est clampé, ligaturé et sectionné (photo 2). Les ovaires et les cornes utérines sont ensuite réclinées en dehors de l’abdomen. L’utérus est clam-pé et sectionné en dessous de la jonction des deux cornes utérines après avoir été ligaturé (ligature transfixante) à l’aide de fil tressé résorbable (déc. 2) (photo 3).L’abdomen est suturé avec un surjet simple au fil tressé résorbable (déc. 2). Un surjet sim-ple intra-dermique avec le même type de fil permet d’éviter les risques de déhiscence de la suture par léchage. Quelques points cutanés en U avec un fil monofilament

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Some cutaneous U stitches with a non-absorbable single-ply thread completed the cutaneous suture. An adhesive dres-sing was then applied for 10 days.

> Exeresis of the anal glands

The opening of the anal glands, located at 4 o’clock and 8 o’clock relative to the anus, was catheterized in order to make them easier to locate later (Plate 4).

A cutaneous incision above each of the glands was carried out 3-5 mm from the anal mucosa. Careful dissection towards the head made it possible to distinguish rapidly between muscles and the anal gland. The dissection was continued in order to separate the gland from the intes-tinal wall medially and from the muscles laterally. During its' dissection, the anal gland was held in place using foam-tipped forceps. This dissection was carried out using padded scissors. As the dissection progressed, the gland could gradually be exteriorized from the body (Plate 5). Once the gland had been completely exteriorized, the excretory duct was ligated as near as possible to its opening and then sectioned. Three simple cutaneous stitches in absorba-ble decimal-2 thread were sufficient to close the incision.


In order to prevent post-operative bacte-rial complications, notably in the peri-anal region, antibiotic treatment was started as soon as the operation was finished. We decided to use marbofloxacin, because it has a broad spectrum and is easy to administer as a liquid via the oral route (Marbocyl® SA). It is difficult to get a ferret to swallow the tablets.

irresorbable terminent la suture cutanée. Un pansement collé est mis en place pendant 10 jours.

> Exérèse des glandes anales

L’abouchement des glandes anales, situées à 4 heures et 8 heures autour de l’anus, est cathétérisé afin de les repérer plus facile-ment par la suite (photo 4).

Une incision cutanée en regard de cha-cune des glandes est réalisée à 3-5 mm de la muqueuse anale. Une dissection soigneuse en direction crâniale permet de distinguer rapidement muscles et glande anale. La dissection est poursuivie de façon à séparer la glande de la paroi intestinale médialement et des muscles latéralement. Durant sa dissection, la glande anale est maintenue à l’aide d’une pince mousse. Cette dissection s’opère à l’aide de ciseaux mousses. Au fur et à mesure que la dissec-tion progresse, la glande peut progres-sivement être extériorisée (photo 5). Une fois la glande entièrement extériorisée, le canal excréteur est ligaturé au plus proche de son abouchement puis sectionné. Trois points cutanés simples au fil résorbable décimal 2 suffisent à refermer l’incision.

Antibiothérapie

Afin de prévenir les complications bacté-riennes post-opératoires, notamment en région péri-anale, une antibiothérapie est mise en place dès la fin de l’intervention. Notre choix s’est porté vers la marbofloxa-cine pour son large spectre et sa faci-lité d’administration par voie orale liquide (Marbocyl FD®). Les comprimés sont en effets difficiles à faire avaler chez le furet.

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Photo 2 : Ovariohystérectomie, ligature et section des deux ovaires, mise en évidence du corps utérin, sous la vessie.Plate 2: Ovario-hysterectomy, ligature and section of both ovaries, the uterine body can be seen below the bladder.

Photo 5 : Isolement de la glande anale.Plate 5: Isolation of the anal gland.

Photo 1 : Furette anesthésiée et intubée.Plate 1: Female ferret anaesthetized and intubated.

Photo 4 : Cathétérisation de la glande anale. Plate 4: Catheterization of the anal gland.

Photo 3 : Ligature du corps utérin.Plate 3: Ligature of the uterine body.

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Une première injection sous-cutanée de marbofloxacine (Marbocyl® FD, 2mg/kg) est effectuée à la fin de l’intervention, relayée par une administration orale (Marbocyl® FD, 2mg/kg, soit 0,2 mL, 1 fois par jour).

Aucun effet secondaire indésirable n’a été observé dans le cas présent.

Suivi et évolution

L’animal est rendu le jour même de l’inter-vention. Dès le lendemain, l’appétit est nor-mal et l’état général de l’animal reste bon jusqu’au retrait des points 12 jours plus tard. Aucun signe d’infection post-opératoire n’a été observé.

A first sub-cutaneous injection of marbo-floxacin (Marbocyl® SA, 2 mg/kg) was administered at the end of the operation, and this was subsequently continued by oral administration (Marbocyl® SA, 2 mg/kg, or 0.2 mL, once a day).

No side effects were reported in the pre-sent case.


The animal returned home on the same day as the operation. From the next day, her appetite was normal, and her general condition remained good until the stitches were removed 12 days later. No sign of post-operative infection was observed.

Coryza in a rabbit


Arthur, a 4-month old rabbit was brought in because he had been sneezing frequently for the past week. The animal was from a breeding unit, and lived in a cage on the porch of a house, he was let out for a few minutes a day. He had retained his appe-tite. He was living with a female that was in good health.


Clinical examination revealed a unilateral purulent discharge on the left side (Plate 1). The rabbit sneezed several times during the clinical examination. The fur at the end of his left foreleg was damp and stuck together, indicating that the rabbit was regularly rubbing his nose (Plate 2).

His rectal temperature was 38.8°C (normal physiological temperature). During respi-ratory auscultation, sounds were clearly perceptible during inspiration (wheezing).

The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal. The rabbit weighed 2.2 kg.

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Coryza chez un lapin


Arthur, lapin de 4 mois est présenté à la con-sultation pour des éternuements fréquents depuis 1 semaine. L’animal, provenant d’un élevage, vit en cage dans l’entrée d’une maison, avec quelques moments de liber-té dans la journée. L’appétit est conservé. Il vit au contact d’une femelle en bonne santé.

Examen clinique

L’examen clinique met en évidence un jeta-ge purulent unilatéral à gauche (photo 1). Le lapin éternue plusieurs fois pendant l’examen clinique. Les poils de l’extrémité du membre antérieur gauche sont humi-des et collés entre eux, signe que le lapin se frotte régulièrement le nez (photo 2).

La température rectale est de 38,8°C (température physiologique). L’auscultation respiratoire laisse percevoir clairement des bruits inspiratoires (sifflements).

Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal. Le lapin pèse 2,2 kg.

E. Risi Crédit photo : E. Risi, ENVN

E. Risi Photoacknoledgement : E. Risi, ENVN


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Additional examinations

A frontal and lateral X-ray examination of the chest cavity revealed diffuse opa-cification of the lung with a bronchial pattern, with numerous ring-type images in the cranio-dorsal lobes (Plates 3 and 4). These images were either compatible with chronic bronchitis or with the early stage of an infectious process. We opted for the second hypothesis, because of the fact that the symptoms had only developed recently. Opacification of the cranio-ven-tral region is normal in the rabbit.

A nasal swab from the nostril was taken for bacterial isolation and antibiotic sensitivity testing.

Diagnosis

The clinical signs and symptoms strongly suggested that this rabbit had coryza. The pathogens most often implicated are Pasteurella multocida, often in association with other bacteria (Bordetella bronchis-ceptica, Staphylococcus aureus).

Treatment chosen

The following medication was started:- non-steroidal anti-inflammatories to

counter the inflammation of the respira-tory system: tolfenamic acid (Tolfedine®) at a dose of 4 mg/kg (0.1 mL/kg) or 0.22 mL via subcutaneous injection for 3 days,

- antibiotic treatment: marbofloxacin (Marbocyl SA®), which is active against the gram-negative bacteria that are often implicated in coryza in the rabbit, at a dose of 5 mg/kg (0.5 mL/kg or 1.1 mL) once a day for 10 days, via the subcuta-neous route for the first 3 days and then via the oral route.

Examens complémentaires

Un examen radiologique de la cavité tho-racique de face et de profil révèle une opacification diffuse pulmonaire de type bronchique avec de nombreuses images en anneaux dans les lobes cranio-dorsaux (photo 3 et 4). Ces images sont compati-bles avec une bronchite chronique ou un processus infectieux débutant. C’est cette seconde hypothèse qui est retenue, en raison de l’apparition récente des symptô-mes. L’opacification en région cranio-ven-trale est normale chez le lapin.

Un écouvillon de la narine est réalisé pour isolement bactérien et antibiogramme.

Diagnostic

Le tableau clinique laisse fortement sus-pecter un coryza chez le lapin. Les ger-mes les plus fréquemment impliqués sont Pasteurella multocida, souvent en asso-ciation avec d’autres bactéries (Bordetella bronchiseptica, Staphylococcus aureus).


Un traitement médical suivant est mis en place :- anti-inflammatoires non stéroïdiens con-

tre l’inflammation de l’appareil respira-toire : acide tolfénamique (Tolfedine®) à la dose de 4 mg/kg (0,1 mL/kg) soit 0,22 mL en injection sous-cutanée pendant 3 jours,

- antibiothérapie : marbofloxacine (Marbocyl FD®), actif contre les bactéries à Gram négatif souvent impliquées dans le coryza du lapin, à la dose de 5 mg/kg (0,5 mL/kg soit 1,1 mL) une fois par jour pendant 10 jours, par voie sous cutanée les 3 premiers jours puis par voie orale.

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Photo 4 : Radio thoracique de profil.Plate 4: Lateral chest X-ray.

Photo 1 : Jetage unilatéral chez le lapinPlate 1: Unilateral discharge in the rabbit.

Photo 2 : Poils collés sur l’extrémité du membre antérieurPlate 2: Fur stuck together at the end of the front leg.

Photo 3 : Radio thoracique de face.Plate 3: Ventro-dorsal chest X-ray.

- Prévention des dysbactérioses intestinales parfois rencontrées lors d’antibiothérapie orale chez le lapin pendant toute la durée du traitement.

Suivi et évolution

La culture bactérienne réalisée à par-tir de l’écouvillon nasal permet d’isoler Pasteurella multocida. L’antibiogramme montre une sensibilité de la bactérie à la marbofloxacine.

Une semaine après le début du traitement, le jetage a disparu et les éternuements sont devenus rares. Le traitement antibioti-que est poursuivi pendant encore 10 jours. A l’issue du traitement, le jetage a disparu, ainsi que les éternuements. Il est cepen-dant conseillé au propriétaire de suivre régulièrement l’état général du lapin et de surveiller l’absence de rechute. Le coryza du lapin est, en effet, une maladie souvent chronique, nécessitant des traitement anti-biotiques et anti-inflammatoires répétés, en cas de rechute. Les cas les plus graves doivent être traités aussi par fumigation. Dans le cas présent, un jetage séreux mais non purulent a été observé deux semaines après l’arrêt du traitement. Le propriétaire a été prévenu d’un nouveau traitement antibiotique possible si le jetage devenait purulent.

Aucune complication digestive n’a été observée lors de l’administration de l’antibiotique aux doses prescrites et une nette amélioration du jetage purulent a été notée.

- prevention of intestinal dysbacterioses that can sometimes be encountered during oral antibiotic treatment in the rabbit.


Pasteurella multocida was isolated from the bacterial culture carried out on the nasal swab. The antibiotic disk test revea-led that the bacterium was susceptible to marbofloxacin.

One week after the treatment was begun, the discharge had ceased and the ani-mal was sneezing much less often. The antibiotic treatment was continued for a further 10 days. At the end of the treatment, the discharge had stopped, as had the sneezing. However, the owner was advised to monitor the rabbit’s general condition and to make sure that there was no recur-rence. Coryza in rabbits is often a chronic disorder that requires repeated antibiotic and anti-inflammatory treatment if there is a recurrence. The most serious cases also have to be treated by fumigation. In the present case, a serous but non-purulent discharge was observed two weeks after the treatment had been stopped. The owner was warned that another course of antibiotic treatment could be required if the discharge became purulent.

No digestive complication was observed while the antibiotic was being administe-red at the prescribed doses and a defi-nite improvement in the purulent discharge was observed.

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Wound and pyodermititis in a porcupine


A three-year old male porcupine was seen at a zoo, with a thigh wound after it had been bitten several times by its litter mates. The wound was treated in a casual and superficial fashion by applying an anti-septic. Since it was very difficult to cap-ture and restrain the animal, the treatment had been abandoned a few days before another fight took place, and the wound worsened.


External clinical observation revealed a large wound affecting the skin and mus-cles of the right thigh and suppuration from the injured tissues. The animal was limping. The appetite and defence reactions were maintained. A closer examination was impossible without deep tranquillization.

It was then decided to anaesthetize the porcupine in order to carry out a more thorough examination and to treat this wound. The animal was young and in good health, and so an attempt was made to administer the general anaesthetic without any preliminary cardio-respiratory examination.

Plaie et pyodermite chez un porc-épic


Un porc-épic mâle de 3 ans est vu en consultation en parc zoologique, pour une plaie de la cuisse après plusieurs morsures par ses congénères. La plaie a été traitée de façon aléatoire et superficielle en appli-quant un antiseptique. La capture et la contention de l’animal étant très difficiles, le traitement a été abandonné quelques jours avant une nouvelle bagarre et une aggravation de la plaie.

Examen clinique

A l’examen clinique à distance on obser-ve une large plaie cutanée et musculaire de la cuisse droite et une suppuration des tissus lésés. L’animal boite. L’appétit et les réactions de défenses sont conser-vés. L’examen rapproché est impossible à réaliser sans une tranquillisation poussée.

Il est alors décidé d’anesthésier le porc-épic afin de réaliser un exa-men plus complet et un traitement de cette plaie. L’animal étant jeune et en bonne santé, l’anesthésie générale est tentée sans examen cardio-respiratoire préalable.

E. Risi E. Risi


Le porc-épic est anesthésié à l’aide d’une injection intramusculaire de médétomidine et de kétamine.

L’examen rapproché de la plaie permet de mettre en évidence des lésions plus graves et plus profondes que celles visibles à distance (photo 1). L’ensemble de la peau de la face latérale du membre postérieur droit est déchiré, ainsi que celle recouvrant le bassin et le premier quart du flanc. Les muscles vaste latéral et fessiers superficiels sont également déchirés en partie.

Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal. L’animal pèse 12 kg.


Un parage des plaies musculaires et cuta-nées est alors envisagé. Une suture directe est prévue dans les régions où elle semble possible. Un lambeau simple monopé-diculé d’avancement est envisagé pour recouvrir une partie du flanc.


Anesthésie :

L’anesthésie est complétée à l’isoflurane après intubation de l’animal à l’aide d’une sonde de 5mm. Un cathéter intraveineux est placé dans la veine céphalique et le porc-épic est perfusé tout au long de l’in-tervention (Ringer lactate, 10 mL/kg/h).

La douleur est gérée par administration de morphine (0,5 mg/kg, SC).


Le porc-épic est placé en décubitus latéral gauche. Les marges de la plaie sont épi-lées manuellement. La peau est nettoyée à

The porcupine was anaesthetized by means of an intramuscular injection of medetomi-dine and ketamine.

A close examination of the wound revealed deeper and more serious lesions than had been visible from the more cursory examination (Plate 1). The entire skin on the lateral surface of the right hind leg was torn, as was the skin covering the abdomen and first quarter of the flank. The lateral vastus and superficial gluteus muscles had also been torn to some extent.

The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal. The animal weighed 12 kg.

Treatment chosen

The muscular and skin wounds were then debrided. Direct suturing was planned for the regions where this seemed to be possi-ble. A simple single-pedicle advancement flap was used to cover part of the flank.

Surgical treatment

Anaesthesia

The anaesthesia was completed with isoflu-rane after the animal had been intubated using a 5 mm catheter. An intravenous cathe-ter was inserted into the cephalic vein, and the porcupine was infused throughout the operation (Ringer lactate, 10 mL/kg/h).

Pain was managed by administering morphine (0.5 mg/kg, SC).


The porcupine was placed in the left lateral decubitus position. The margins of the wound were plucked manually. The

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skin was cleaned using alcohol and then disinfected by rinsing three times with iodinated povidone (Vetedine®). The wound was rinsed with plenty of a one-tenth dilu-tion of Vetedine.

A zone of skin around the edges was sha-ved and prepared under sterile conditions to make the skin flap.

Surgical procedure

The skin and muscles were debrided in a conventional manner: all the necrotic tissue was removed using forceps and a bistoury down to the healthy region (blood-filled tissue). This debridement had the consequence of increasing the surface area of the wound and of removing any non-viable muscle tissues. After swabbing the purulent parts of the wound, thorough rinsing (dilute Vetedine) reduced the bac-terial load.

The skin flap was prepared by carefully incising and dissecting the healthy skin extending along from the wound, including its dermis and hypodermis, down to the aponeurosis of the underlying muscles, with the same length as the area to be covered. The skin seemed to be very fria-ble and fragile when dissected.

For the zones where the elasticity of the skin made this possible, a suture was car-ried out (simple stitches using single-ply decimal 3 thread). The margins of the flap were sutured in the same way. This suture was difficult to carry out, because the skin tended to tear easily as soon as any trac-tion was applied to it.

Post-operative care

In order to promote subsequent healing, a pad of moist dressing was prepared using oiled gauze over the entire surface of the

l’alcool puis désinfectée par trois passages successifs de povidone iodée (Vetedine®). La plaie est rincée abondamment avec de la Vetedine diluée au 10ème.

Une zone de peau recouvrant les côtes est rasée et préparée stérilement pour la réali-sation du lambeau cutané.


Les parages cutané et musculaire sont réalisés de façon classique : l’ensemble des tissus nécrosés est retiré à la pince et au bistouri jusqu’en région saine (tissus sanguinolents). Ce parage a pour con-séquence d’augmenter la surface de la plaie et de retirer les tissus musculaires non viables. Après écouvillonnage des zones purulentes de la plaie, des rinçages abon-dants (Vetedine diluée) permettent d’en diminuer la charge bactérienne.

Le lambeau cutané est réalisé en inci-sant et disséquant soigneusement la peau saine dans le prolongement de la plaie, avec son derme et l’hypoderme, jusqu’à l’aponévrose des muscles sous-jacents, sur une longueur égale à celle à recouvrir. La peau semble très friable et fragile à la dissection.

Pour les zones où l’élasticité de la peau le permet, une suture est réalisée (points simples au fil monofilament décimale 3). Les marges du lambeau sont suturées de la même façon. Cette suture est difficile à réaliser, la peau se déchire facilement à la moindre traction.

Soins post-opératoires :

Afin de favoriser la cicatrisation par secon-de intention, une couche de pansement humide est réalisée à l’aide de tulle gras

sur toute la surface de la plaie présente après le parage. Un épais pansement est mis en place, à l’aide d’une couche de coton, recouverte de bandes crêpes puis de bande collante. Ce pansement englobe les épines dorsales rabattues sur le dos de l’animal.

Le réveil est rapidement obtenu en plaçant l’animal quelques minutes sous oxygène et lampe chauffante.

Le lendemain, le pansement a complète-ment été retiré par l’animal et ses épines. La base du lambeau cutané s’est déchirée (photo 2). Une nouvelle anesthésie permet de nettoyer à nouveau la plaie et de con-firmer l’impression de finesse et de fragi-lité de la peau. Celle-ci peut, en effet, être déchirée facilement par simple traction avec les doigts, ce qui explique l’échec du lambeau de glissement.

Il est alors décidé de retirer complètement ce lambeau, ce qui augmente considérable-ment la surface musculaire laissée à l’air libre. Une cicatrisation par seconde intention est envisagée pour l’ensemble de la plaie.

Les divers pansements, réalisés sous anes-thésie, un jour sur deux, se sont tous mon-trés inefficaces à cause de leur mauvaise tenue sur les épines (pansement collé, pan-sement d’Alfort...). Des pansements au miel sont alors envisagés et réalisés deux fois de suite (photo 3). Ici encore, la mauvaise tenue des pansements nous fait renoncer à cette méthode.

Après 5 échecs consécutifs, il est décidé de ne plus réaliser de pansement et de laisser la plaie cicatriser par seconde attention à l’air libre (photo 4). La présence de paille, de foin, d’urine, d’excréments dans l’enclos d’hospitalisation rendent les risques infec-tieux très importants, sur cette plaie déjà

wound exposed after debridement. A thick dressing was then applied, using a layer of cot-ton-wool, covered by crepe bandages and then adhesive tape. This dressing enclosed the dorsal spines, which were flattened against the animal’s back.

Consciousness was rapidly restored by placing the animal on oxygen and under a heating lamp for a few minutes.

The next day, the dressing and spines had been completely removed by the animal. The base of the skin flap had been torn (Plate 2). Another anaesthesia made it possible to clean the wound again and confirmed the impression that the skin was thin and fragile. The skin could indeed be easily torn by simple traction with the fingers, which explains why the advance-ment flap had not worked.

It was then decided to remove this flap completely, which considerably increased the area of muscle exposed to the air. Second-line healing was envisaged for the entire wound.

Various dressings, applied under anaes-thesia, on alternate days, were all found to be inadequate due to their poor adhesion to the spines adhesive dressing, Alfort dressing...). Honey dressings were then considered, and used on 2 subsequent occasions (Plate 3). Once again, poor adhesion of the dressings led us to aban-don this method.

After 5 consecutive failures, it was decided not to attempt any more dressings and to leave the wound open to the air (Plate 4). The presence of straw, hay, urine and excrement in the hospitalization bay meant that there was a very high risk of infection of this wound that was already purulent

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before it was treated. The risks of bacterial infection of the wound were extremely high in this case.


During the first surgical operation, an intravenous injection of marbofloxacin (Marbocyl SA®, 5 mg/kg) was administe-red. This antibiotic treatment was then con-tinued once a day at the same dose with Marbocyl® 10% via the intramuscular route whilst awaiting the results of the antibiotic disk test. In view of the violent defence reactions of the porcupine, the injections were administered without restraining the animal, and just going up to him calmly.

The antibiotic disk test revealed the pre-sence of large quantities of three strains of bacteria: Proteus vulgaris, Staphylococcus aureus and Escherichia coli, all of which are susceptible to marbofloxacin. The antibiotic treatment was continued throu-ghout most of the duration of care, in order to fight against the initial infection of the wound (suppurations) and to prevent future infections. This treatment lasted 30 consecutive days, and had the advan-tage that it was only necessary to admi-nister it once a day to this animal that was so difficult to approach. No side effect was observed and no sign of bacterial infection.


Every 4 days, the porcupine was tranquil-lized using medetomidine and Hypnovel in order to cleanse the wound in a sterile fashion:- removal of the necrotic tissues and cheloids;- abundant irrigation with dilute Vetedine®; application of protective antibiotic powder (Orospray®) (Plate 5).

purulente avant son traitement. Les risques d’infection bactérienne de la plaie sont ici très importants.

Antibiothérapie

Durant la première intervention chirurgi-cale, une injection intraveineuse de mar-bofloxacine (Marbocyl FD®, 5 mg/kg) est réalisée. Cette antibiothérapie est ensuite poursuivie une fois par jour à la même dose par voie intramusculaire à l’aide de Marbocyl 10%® en attendant les résultats de l’antibiogramme. Face aux réactions violentes de défense du porc-épic, les injections ont été réalisées sans contention de l’animal, en se plaçant près de lui, dans le calme.

L’antibiogramme révèle la présence de trois souches de bactéries en quan-tité très abondante : Proteus vulgaris, Staphylococcus aureus et Escherichia coli, toutes en sensibles à la marbofloxa-cine. Le traitement antibiotique est pour-suivi pendant la majeure partie des soins, afin de lutter contre l’infection initiale de la plaie (suppurations) et de prévenir les infections futures. Ce traitement a duré 30 jours consécutifs, avec l’avantage de ne devoir être administré qu’une fois par jour, sur un animal difficile à approcher. Aucun effet secondaire n’a été observé, ni aucun signe d’infections bactériennes.

Suivi et évolution

Tous les 4 jours, le porc-épic a été tranquillisé à l’aide de médétomidine et d’Hypnovel afin de nettoyer stérilement la plaie :- retrait des tissus nécrosés et des chéloïdes;irrigation abondantes de Vétédine® diluée;- application de poudre antibiotique de protection (Orospray®) (photo 5).

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Au cours de ce traitement, les marges de la plaie se sont progressivement rappro-chées, un tissu de granulation s’est formé et une épidermisation de la surface a été observée, pour aboutir à une cicatrisation complète au bout de 4 mois (photo 6,7,8).

During this treatment, the margins of the wound were gradually brought together, granulation tissue was formed and epithe-lialization of the surface was observed, and this led to complete healing after 4 months (Plate 6,7,8).

Photo 2 : vue latérale du flanc du porc-épic. Déchirement de la base du lambeau cutané.Plate 2: lateral view of the flank of the porcupine. Base of the skin flap torn.

Photo 4 : plaie, après parage, laissée sans pansement.Plate 4: wound, after trimming, left without dressing.

Photo 1 : plaies de morsures et infection après bagarre avec un congénère.Plate 1: bite wounds and infection after a fight with a litter mate.

Photo 3 : plaie du flanc et de la cuisse recouverte de miel après parage chirurgical. Plate 3: flank and thigh wounds covered with honey after surgical trimming.

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Photo 6 : Evolution de la plaie, cicatrisation par seconde intention.Plate 6: Progress of the wound, second intention healing.


Photo 5 : application d’Orospray® sur la plaie.Plate 5: application of Orospray® on the wound.


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Abcès dentaire chez un lapin


Un lapin nain est présenté à la consultation pour une masse apparue sous la mandibu-le droite quelques semaines auparavant. Depuis 3 jours, le propriétaire observe un écoulement de pus depuis cette masse et la formation d’une croûte sur sa surface. Les désinfections quotidiennes ne semblent pas efficaces. Depuis 2 jours, le lapin présente une baisse d’appétit et des réactions de défenses vives à la palpation de la masse.

Examen clinique

A l’examen clinique à distance on observe un nodule de 4 cm de diamètre en regard de la mandibule droite accompagné d’un écoulement de pus (photo 1 et 2). Les poils du menton et du cou sont collés et recouverts de pus séché.

L’examen rapproché permet d’observer un abcès mandibulaire ouvert, chaud, doulou-reux à la palpation, entouré d’une coque épaisse. L’examen de la cavité buccale est normal, le plateau dentaire n’est pas déformé et semble régulier.

Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal, si ce n’est une baisse de poids.

Dental abscess in a rabbit


A dwarf rabbit was brought in for a con-sultation with a mass that had appeared under the right mandible a few weeks earlier. For the previous three days, the owner had observed a discharge of pus from this mass, and the formation of a crust over its surface. Daily disinfection did not seem to have been effective. For the previous two days, the rabbit had displayed reduced appetite and lively defence reactions when the mass was palpated.


The external clinical observation revealed a nodule 4 cm in diameter over the right mandible, accompanied by the discharge of pus (Plates 1 and 2). The fur on the chin and neck was stuck together and coated with dried pus.

The closer examination revealed an open mandibular abscess that was hot, painful when palpated, and surrounded by a thick sheath. Examination of the buccal cavity was normal; the dental plateau was not deformed and seemed to be regular.

The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal, apart from weight loss.

E. Risi E. Risi


The owner refused to have an X-ray exa-mination.

Treatment chosen

This was a mandibular abscess, which was strongly suspected to be of dental origin. Surgical treatment of the abscess was attempted.

Surgical treatment

Anaesthesia

The rabbit was anaesthetized with a mixture of medetomidine (300 µg/kg) and keta-mine (20 mg/kg) by intramuscular route. A subcutaneous injection of morphine made it possible to control the pain (2 mg/kg). During the operation, anaesthesia was maintained by injections of half doses of ketamine (2 successive injections).


The skin surrounding the abscess was sha-ved and disinfected using hydrogen peroxi-de and iodinated povidone (Vetedine®). The animal was placed in the left lateral recumbency, with the chin held in an extended position.

Surgical procedure

The abscess, which was already open, was emptied manually. A longitudinal incision, along the mandible, was carried out in order to examine the whole of the sheath. The masseter muscles and the facial vein were reclined on either side of the abscess, the sheath of which was dissected cautiously (Plate 3).

Once this dissection had been completed, the contour of the sheath was incised where it met the jaw bone in order to remove it in entirety.

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L’examen radiographique est refusé par le propriétaire.


Il s’agit d’un abcès mandibulaire dont l’origine dentaire est fortement suspectée. Un traitement chirurgical de l’abcès est entrepris.


Anesthésie :

Le lapin est anesthésié à l’aide d’un mélange de médétomidine (300 µg/kg) et de kéta-mine (20 mg/kg) par voie intramusculaire. Une injection sous-cutanée de morphine per-met de gérer la douleur (2 mg/kg). Au cours de l’intervention, l’anesthésie est maintenue par injections de kétamine à demi doses (2 injections successives).


La peau entourant l’abcès est tondue et désinfectée à l’aide d’eau oxygénée et de povidone iodée (Vétedine®). L’animal est placé en décubitus latéral gau-che, le menton maintenu en extension.


L’abcès, déjà ouvert, est vidé manuelle-ment. Une incision longitudinale, le long de la mandibule, est réalisée afin de visualiser l’ensemble de la coque. Les muscles mas-séters et la veine faciale sont réclinés de part et d’autre de l’abcès, dont la coque est disséquée avec précaution (photo 3).

Une fois cette dissection terminée, la coque est incisée sur son pourtour au niveau de sa jonction avec l’os mandibulaire afin de la retirer entièrement.

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La mandibule apparaît alors, elle est défor-mée par une ostéomyélite et une cavité est visible autour d’une racine dentaire (photo 4). Cette dent est certainement à l’origine d’une infection et de l’évolution en ostéo-myélite et en abcès mandibulaire. L’os est cureté et la dent retirée par la racine à l’aide d’une rugine plate (photo 5).

La cavité formée est ensuite écouvillonnée afin de réaliser une culture bactérienne et un antibiogramme (photo 6).

Après avoir abondamment rincé l’ensem-ble des tissus osseux, des muscles et des muqueuses, les plans de suture sont réa-lisés : - des points en X au fil tressé résorbable décimale 2 permettent de suturer les mus-cles entourant la cavité formée (photo 7) ; - un surjet intradermique au fil tressé résor-bable décimale 2 est réalisé sur la peau ;- des points simples cutanés au fil monofi-lament décimale 2 complètent ces sutures (photo 8).


Pendant sont réveil, le lapin est placé en couveuse et reçoit par voie sous-cuta-née, du Ringer lactate tiédi (5% de son poids).

Antibiothérapie

Avant l’intervention le lapin reçoit une injection sous-cutanée de marbofloxacine (Marbocyl® FD, 5 mg/kg). Cet antibiotique est choisi, en attendant les résultats de l’antibiogramme, pour son large spectre d’action et sa facilité d’emploi, par voie orale une seule fois par jour. Le traitement est poursuivi à la même dose par voie orale

The mandible could then be seen, it had been deformed by osteomyelitis and a cavity could be seen around the root of a tooth (Plate 4). This tooth was clearly the source of infection and of the progres-sion into osteomyelitis and a mandibular abscess. The bone was scraped, and the tooth removed via the root using a flat rasp (Plate 5).

The cavity formed was then swabbed in order to carry out a bacterial culture and antibiotic sensitivity testing (Plate 6).

After thoroughly rinsing all the bone tissue, muscles and mucosae, the following sutu-res were carried out:- mattress stitches in absorbable, braided, decimal-2 thread used to suture the mus-cles surrounding the cavity formed (Plate 7); - an intradermal suture using absorbable, braided, decimal-2 thread was carried out on the skin;- simple cutaneous stitches using single-ply, decimal-2 thread completed these sutures (Plate 8).

Post-operative care

While the animal was recovering cons-ciousness it was placed in an incubator, and warm Ringer lactate (5% of bodywei-ght) was administered by subcutaneous route.


Before the operation the rabbit was given a subcutaneous injection of marbofloxa-cin (Marbocyl® SA, 5 mg/kg). This antibio-tic was chosen whilst awaiting the results of the antibiotic sensitivity test, because of its broad spectrum of activity and the fact that it is easy to administer once a day by oral route. The treatment was continued at

the same dose by oral route for 2 weeks after the operation. No side effects were observed.The results of the disk test identified a strain of anaerobic bacterium (Fusobacterium spp), which is susceptible to marbofloxacin.


The rabbit was seen again two weeks later. Appetite was normal again. The animal’s general condition was good. The area operated on was still swollen, but there was no visible sign of fresh abscess formation. Three weeks after the operation no recur-rence was observed and appetite was normal. However, since recurrences of dental abscesses are very common, the owner was advised to keep a close watch on the zone that had been operated on including the other mandible, in order to treat any new abscess without any delay.

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pendant les 15 jours suivant l’intervention. Aucun effet secondaire n’a été observé.Les résultats de l’antibiogramme mettent en évidence une souche de bactéries ana-érobies (Fusobacterium spp), sensibles à la marbofloxacine.

Suivi et évolution

Le lapin est vu de nouveau 15 jours plus tard. L’appétit est devenu normal. L’état général est bon. Une tuméfaction persiste sur la zone opérée mais aucune formation de nouvel abcès n’est observée. Trois semaines après l’intervention aucu-ne récidive n’est observée et l’appétit est normal. Cependant, les récidives d’abcès dentaires étant très fréquentes, il est conseillé au propriétaire de surveiller attentivement la zone opérée et l’autre mandibule afin de traiter au plus vite un nouvel abcès.

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Photo 2 : Pus présent sous la croûte.Plate 2: Pus present beneath the crust.

Photo 4 : Evacuation du pus, dissection de la coque et mise en évidence d’une ostéomyélite de la mandibule et d’une racine dentaire infectée à la base de l’abcès.Plate 4: Evacuation of the pus, dis-section of the sheath and detection of osteomyelitis of the mandible and an infected tooth root at the base of the abscess.

Photo 1 : Abcès mandibulaire chez un lapin nain.Plate 1:Mandibular abscess in a dwarf rabbit.

Photo 3 : Dissection et mise en évidence de la coque de l’abcès sous les muscles masséters.Plate 3: Dissection to reveal the sheath around the abscess under the masseter muscles.

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Photo 6 : Cavité formée par l’exérèse de l’abcès et le retrait de la molaire concernée.Plate 6: Cavity formed by exeresis of the abscess and removal of the affected molar.

Photo 8 : Suture cutanée.Plate 8: Cutaneous suture.

Photo 5 : Retrait de la molaire incluse dans l’abcès.Plate 5: Removal of the molar included in the abscess.

Photo 7 : Suture du plan musculaire par des points en X.Plate 7: Suture of the muscles by mattress-stitches.

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What is the frequency and relative impor-tance of infectious diseases in reptiles encountered during consultations?

In reptiles, infectious diseases often have an environmental cause. The commensal organisms of the resident intestinal flora can act as opportunist infectious patho-gens.

Quelle est la fréquence et l’importance relative des pathologies infectieuses en consultation chez les reptiles ?

Chez les reptiles, les pathologies infectieu-ses ont souvent une cause environnemen-tale. Ce sont les germes banaux de la flore intestinale résidente qui se comportent en germes opportunistes infectieux.

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Franck RivalPraticien à Valence, Drôme

Franck RivalVeterinary practitioner, Drôme, France

1. 1.


Reptiles /Reptiles

Infectieuses / Infectious 50 %

Parasitaires / Parasitic 20 %

Nutritionnelles /Nutritional

Autres (traumatique, tumorale) /Others (trauma, tumoral)

30 %

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What are the predominant infectious diseases and their aetiologies in reptiles?

The main infections in reptiles are shown in the table page 73. Due to the fact that some species have no bladder, urinary infections are rare. In contrast, egg retention can lead to salpingitis.

In tortoises, the most frequent infections are those affecting the shell, and the upper airways. In reptiles in particular, many infections originate in the diges-tive system, where there is a saprophytic resident intestinal flora. Any disturbance can lead to abnormal proliferation of this flora.

95% of the resident flora is Gram negative, and two species of bacterium are very common: Aeromonas and Pseudomonas.

Chez les reptiles, quelles sont les patho-logies infectieuses dominantes et leur étiologie ?

Les principales infections des reptiles sont rassemblées dans le tableau page 72. Par absence de vessie chez certaines espè-ces, les infections urinaires sont rares. En revanche, une rétention d’œufs peut être à l’origine d’une salpingite.

Chez les tortues, les infections les plus fré-quentes sont celles de la carapace, des voies respiratoires supérieures.Chez les reptiles surtout, de nombreuses infections ont un point de départ digestif à partir d’une flore intestinale résidente saprophyte. Car une perturbation conduit à une prolifération anormale de cette flore.

95 % de la flore résidente est de type Gram négatif avec deux espèces bactériennes très fréquentes : Aeromonas et Pseudomonas.

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TableauPrincipales pathologies infectieuses chez les reptiles

Localisation Reptiles

Infections cutanéesFréquentes. Infections de la carapace des tortues ou de la peau des serpents et lézards.

Infections respiratoiressuperficielles et profondes

Infections respiratoires superficielles fréquentes :Rhinites chez les tortues,Pneumonies chez les tortues et serpents.

Infections digestives et des annexes

Infections liées à des infestations parasitaires. Prolifération de germes banaux d'origine digestive.Stomatites, gastrites, entérites, infections et abcès du cloaque

Infections urinaires Rares (absence de vessie)

Infections génitales Rétention d’œufs à l’origine de salpingites

Infections oculaires Fréquentes chez les serpents. Abcès précornéens.

Maladies systémiques Septicémies à point de départ digestif.

Flore dominante (origine digestive)

Bactéries à Gram négatif (95 %) :· E. coli,· Enterobacter spp.,· Klebsiella spp.,· Pseudomonas (fréquent),· Providencia spp.,· Salmonella spp.,· Arizona spp.,· Citrobacter spp.,· Shigella spp.,· Serratia spp.,· Aeromonobacter spp.,· Aeromonas spp. (fréquent),

Clostridies et coques.

Abcès précornéen chez un serpent.Precorneal abscess in a snake.

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Reptiles Reptiles

TableMain infectivediseases in reptiles Reptiles

Reptiles Reptiles Reptiles

Location Reptiles

Skin infectionsInfections of the shell of tortoises or of the skin of snakes and lizards are common.

Upper and lower respiratory infections

Upper respiratory tract infections are common: rhinitis in tortoisesPneumonia in tortoises and snakes.

Infections of the digestive tract and annexes

Infections linked to parasitic infestations. Proliferations of commensal pathogens of digestive origin.

Urinary infections Rare (no bladder)

Genital infections Egg retention, giving rise to salpingitis

Eye infections Common in snakes. Precorneal abscess

Systemic diseases Septicaemia orginating in the digestive system

Dominant flora(digestive origin)

Gram negative bacteria (95%)· E. coli· Enterobacter spp.· Klebsiella spp.· Pseudomonas (common)· Providencia spp.· Salmonella spp.· Arizona spp.· Citrobacter spp.· Shigella spp.· Serratia spp.· Aeromonobacter spp.· Aeromonas spp. (common)

Clostridiae and cocci.

Blister disease chez un serpent.Blister disease in a snake.

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Are (post)-surgical infections common? What special features do they have in reptiles?

Risk management during surgery for repti-les does not differ fundamentally from that for other pets. The risk depends on the site operated and its infection status before the operation. The risk also depends on whether it involves surgery at a clean site (elective surgery), a contaminated or even infected site (as in the case of abscesses). Risk factors connected to the environment must also be checked. This risk of infection can be controlled before, during and after the operation.

What precautions have to be taken before operating in birds and reptiles?

In reptiles, the key point is to maintain the mean preferred temperature (the MPT). The reptile is placed on clean absorbent paper without sawdust or shavings. The reptile should be fasted for at least 24 hours.The site of the operation is disinfected in the usual manner. The shell of tortoises has to be carefully wiped with antiseptic solu-tion. Throughout the operation, the reptiles are placed on a heated blanket so that the body remains at the MPT.

The surgical equipment, and any endos-copy probes used, should be sterilized in the same way as for any operation.

Is surgical antibiotic prophylaxis pos-sible during an operation in birds and reptiles?

Surgical antibiotic prophylaxis is recom-mended for clean surgery (depending on the septic risk). Curative antibiotic therapy is indispensable during contaminated or infected surgery.

Les infections (post)chirurgicales sont-elles fréquentes ? Quelle est leur particu-larité chez les reptiles ?

La gestion du risque infectieux dans les opérations des reptiles ne diffère pas fon-damentalement de celle des animaux de compagnie. Le risque est fonction du site chirurgical et de son statut infectieux avant l’opération : chirurgie en site propre (opé-ration de convenance), contaminé voire infecté (comme dans le cas des abcès). Il convient de contrôler aussi les facteurs de risques liés à l’environnement.Ce risque infectieux se maîtrise avant, pen-dant et après l’intervention.

Quelles sont alors les précautions à prendre avant l’intervention chez les reptiles ?

Chez les reptiles, c’est le maintien de la température moyenne préférée — la TMP — qui constitue en élément clef. Le reptile est placé sur un papier absorbant propre, sans sciure, ni copeaux. Une diète de 24 heures minimum est nécessaire.La désinfection du site opératoire est clas-sique. La carapace des tortues doit être soigneusement frottée par la solution anti-septique. Pendant toute l’intervention, les reptiles sont placés sur un tapis chauffant pour maintenir leur organisme à leur TMP.

Le matériel chirurgical, les sondes d’endos-copie éventuelles, sont stérilisés comme pour toute intervention.

Une antibioprophylaxie chirurgicale est-elle possible pendant l’intervention chez les reptiles ?

L’antibioprophylaxie chirurgicale est recom-mandée lors de chirurgie propre (selon le risque septique). Une antibiothérapie curative est indispensable lors de chirurgie contaminée ou infectée.

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In reptiles, it should be pointed out that little is known about the metabolism of substances in the various species or how it is affected by temperature. Dosage recommendations are therefore based on empirical data – i.e. on experience – rather than on theoretical knowledge.

What special precautions are required for reptiles during and then after the sur-gery as they recover consciousness?

Many operations involve abscesses. It is essential to drain the site. After surgery, the wounds are left open, or else drains are inserted.It is essential to monitor the temperature and keep it constant. It may be necessary to rehydrate the animals undergoing sur-gery.In reptiles, metabolism is slow; they also recover more slowly. The risk of infec-tion, which takes the total duration of anaesthesia into account (and not simply the duration of the surgical operation) is therefore also higher. Reptiles should be monitored to check that digestive transit has resumed.

Are the criteria for choosing antibiotics different in reptiles than in small mammals?

Efficacy, safety and convenience are still the three criteria guiding choice. However they are applied differently.

In the case of efficacy, the antibiotic that is chosen is one that is active versus the pathogens. However, the paucity of phar-macokinetic studies carried out in the numerous different species of reptiles, leads us to recommend treatment proto-cols based on empiricism when choosing the dose, and the frequency and duration of treatment. In reptiles, it has been shown that the metabolism and rate of excretion

Chez les reptiles, il convient déjà de signaler que le métabolisme des molécules est mal connu en fonction des espèces et aussi de la température. Les schémas posologiques reposent donc davantage sur l’empirisme — c’est-à-dire sur l’expérience — que sur des connaissances.

Quelles sont les précautions particulières pour les reptiles pendant, puis après l’in-tervention lors du réveil ?

Beaucoup d’interventions concernent des abcès. Le drainage du site est indispen-sable. Après l’intervention, les plaies sont laissées ouvertes ou des drains sont mis en place.

Il est essentiel de surveiller et de maintenir la température. Il peut être nécessaire de réhydrater les animaux opérés.

Chez les reptiles, le métabolisme est lent. Le réveil est lui aussi plus lent. Le risque infec-tieux, qui prend en compte la durée totale de l’anesthésie (et pas seulement de l’inter-vention) est aussi plus élevé. La reprise du transit digestif est à surveiller.

Chez les reptiles, les critères de choix d’un antibiotique diffèrent-ils de ceux des petits mammifères ?

L’efficacité, l’innocuité et la facilité d’em-ploi restent les trois mêmes critères de choix. Mais, ils se déclinent différemment.

Pour l’efficacité, l’antibiotique à retenir est celui qui est actif sur les germes. Mais, le très faible nombre d’études pharmacoci-nétiques réalisées dans les nombreuses espèces différentes de reptiles conduisent à préconiser des protocoles thérapeuti-ques basés sur l’empirisme pour le choix de la dose, de la fréquence et de la durée du traitement. Chez les reptiles, il a bien été montré que le métabolisme et les vitesses

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of the antibiotics, and therefore also the persistence of effective and toxic concen-trations, depend to a great extent on the surrounding temperature.

Overall, toxicity poses far fewer problems in reptiles than in rabbits and rodents. Nevertheless, antibiotics should be prefer-red that are safe, even if there is little risk of possible overdose or during prolonged treatment. The aminoglycosides by paren-teral route should therefore be avoided because of their nephrotoxicity.

Finally, the difficulty of administering drugs nearly always makes it necessary to admit the animals being treated to hospital. Solutions for injection involving non-irritant solutions (aqueous solutions) or liquids for oral administration are virtually always used for antibiotic treatment in exotics.

Does antibiotic treatment of reptiles have any pitfalls?

In reptiles, the main risk is that of the medicine not actually being taken at all. Reptiles have a portal-renal system, and so a substance injected into the hind part of the body goes directly to the kidneys. This does not always happen, and may depend on the temperature and of the substance concerned. However, if it does happen, a large proportion of the substance may be eliminated in the urine as a result of glomerular filtration. As a result it will not be distributed within the body in effective concentrations. This physiological peculia-rity is responsible for the frequent failure of antibiotic therapy by injection. Any injec-tions must, therefore, be administered into the front part of the body.

d’élimination des antibiotiques, et donc aussi la persistance de concentrations effi-caces ou toxiques dépendent aussi beau-coup de la température ambiante. Une variation d’un seul degré Celsius suffit pour beaucoup modifier la vitesse d’élimination des médicaments.

La toxicité pose globalement beaucoup moins de problèmes chez les reptiles que les lapins et les rongeurs. Néanmoins, il faut privilégier les antibiotiques qui sont sûrs même lors de surdosages potentiels ou pendant des traitements de longue durée. Les aminosides par voie parentérale sont ainsi à éviter pour leur néphrotoxicité

Enfin, les difficultés d’administration des médicaments nécessitent presque toujours une hospitalisation des animaux traités. Les solutions injectables non irritantes (solutions aqueuses) ou les liquides buvables pour les administrations orales sont presque les seules formes galéniques utilisables d’anti-biothérapie chez les NAC.

L’antibiothérapie des reptiles présente-t-elle des pièges ?

Chez les reptiles, le principal écueil est l’ab-sence de prise effective du médicament.Les reptiles présentent un système porte-rénal, une substance injectée dans la partie postérieure du corps va d’abord atteindre les reins. Ceci n’est pas toujours obligatoire et va varier en fonction de la température et de la molécule. Elle peut alors être en grande partie éliminée par filtration glomérulaire dans l’urine. Et elle ne sera pas distribuée dans l’organisme dans des concentrations efficaces. Cette particularité physiologique est une cause fréquente d’échec de l’antibiothérapie injectable. Les injections doivent donc être réalisées dans la partie avant du corps des reptiles.

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In reptiles the metabolic rate is slow and highly dependent on temperature. It is advisable to keep the animals at their mean preferred temperature (MPT). And once more, I stress that the doses recom-mended are based on empiricism rather than on clinical trials of efficacy.

What are the advantages of marbofloxacin in reptiles ?

In reptiles, marbofloxacin has many advan-tages.- Marbofloxacin is very active, with very low MIC (minimum inhibitory concentration) values versus the Gram-negative bacteria (including Pseudomonas) that are often responsible for infections. Its bactericidal mechanism of action by inhibiting DNA gyrase, limits the production of endotoxins which could otherwise be released from the killed bacteria. Marbofloxacin is also active against Gram positive pathogens and the Mycoplasma spp.

Marbofloxacin is widely distributed through the body. However, it should be realized that injec-tions should be administered into the front part of the body in order to avoid the portal-renal system.The elimination half life is long, and its activity is further prolonged by a valuable post-antibiotic effect.With regard to its convenience of use, marbo-floxacin can be used by all routes of adminis-tration: by injection, oral route, and locally.

Le métabolisme des reptiles est lent et très dépendant de la température. Il est recom-mandé de maintenir ces animaux à leur TMP (température moyenne préférée). Et, je répète à nouveau que les doses d’emploi relèvent davantage de l’empirisme que d’études cliniques d’efficacité.

Quels sont les atouts de la marbofloxa-cine chez les reptiles ?

Chez les reptiles, la marbofloxacine présente de nombreux atouts.La marbofloxacine est très active, avec des CMI (concentrations minimales inhibitrices) très faibles contre les bactéries à Gram négatif (Pseudomonas inclus) qui sont fré-quemment à l’origine des infections. Son mode d’action bactéricide par inhibition de l’ADN gyrase limite la production d’en-dotoxines susceptibles d’être libérées par les bactéries tuées. La marbofloxacine est aussi active contre les germes à Gram posi-tif et les mycoplasmes.

Sa diffusion dans l’organisme est large. Chez les reptiles, il convient toutefois de réaliser les injections dans la partie avant pour éviter le système porte-rénal.Sa demi-vie d’élimination est longue et son activité est encore prolongée par un effet postantibiotique intéressant.Pour la facilité d’emploi, la marbofloxa-cine est utilisable par toutes les voies d’administration, par voie injectable, orale, locale.

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The most useful form is indeed the powder for dissolution as an aqueous solution, Marbocyl® SA. The reconstituted aqueous solution is easy to prepare, and can be kept without any difficulty throughout the duration of the treatment. It can be injected and subsequently used by oral route. Above all, when the solution is injected, it does not induce pain, local reactions or systemic intolerance. Finally, I have never observed any adverse event with this antibiotic, even when using very high doses, of the order of 10 mg/kg or even 20 mg/kg.


I now use this antibiotic in 90% of cases, if necessary combining it with metronida-zole if anaerobes are present, particularly in reptiles. The broad spectrum, absence of side effects and convenience of use of the Marbocyl® SA form account for the large number of indications for this antibiotic.

For example, I use it in numerous indica-tions including the following:- Surgical antibiotic prophylaxis- Skin infections, blister disease in snakes or

shell infections in tortoises- Abscesses in tortoises- Stomatitis in tortoises and lizards, and

digestive infections in general.- Respiratory infections, and, in particu-

lar, in rhinitis which is common in land tortoises (aerosol-treatment, nasal drops and/or injection), pneumonia in tortoises,

- Salpingitis (egg retention)- Septicaemia in snakes and tortoises, and

in particular disseminated ulcerative cutaneous septicaemia (DUCS), due to Citrobacter in tortoises,

- Etc.

La forme la plus intéressante est effective-ment la poudre à solubiliser en solution aqueuse Marbocyl® FD. La solution aqueu-se reconstituée est facile à préparer et se conserve sans problème pendant toute la durée du traitement. Elle peut être injectée, puis utilisée ensuite par voie orale. Surtout la solution ne provoque lors d’injection ni douleur, ni réaction locale, ni intolérance générale. Enfin, je n’ai jamais constaté aucun effet indésirable avec cet antibiotique, même en utilisant des doses très élevées de l’ordre de 10 mg/kg, voire 20 mg/kg.

Selon votre expérience, quelles sont les princi-pales indications de la marbofloxacine ?

J’utilise désormais cet antibiotique dans 90 % des cas, en l’associant si nécessaire au métronidazole lors de présence d’ana-érobies. Le spectre large, l’absence d’effets secondaires et la facilité d’emploi de la forme Marbocyl® FD justifient le grand nombre d’indications pour cet antibiotique.

Je l’utilise, par exemple, dans les indications suivantes.- Antibioprophylaxie chirurgicale, - Infections cutanées, maladies des ampoules (« blister disease ») chez les serpents, ou infections de la carapace chez les tortues,- Abcès des tortues, - Stomatites des tortues et lézards et infections digestives en général,- Infections respiratoires et en particulier

dans les rhinites fréquentes des tortues terrestres (traitement par aérosolthérapie, gouttes nasales et/ou injection), les pneu-monies des tortues,

- Salpingites (rétention d’œufs)- Septicémies des serpents et des tortues,

en particulier la septicémie cutanée ulcérative disséminée (SCUD) due à un Citrobacter chez les tortues,

- Etc.

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Is there really no safety problem with marbofloxacin, for instance in a context of an overdose or prolonged treatment? Does a risk in young animals have to be taken into account?

I use this antibiotic in reptiles at very high dose levels of up to 20 mg/kg/d and for fairly long courses of treatment of two weeks to one month without worrying. I have never had any problem with this antibiotic, even in young animals. The risk of joint toxicity seems to me to be non-exis-tent in exotics.


In reptiles, the empirical doses are as follows:- Tortoises: 2 mg/kg/48 hours- Other reptiles: 2 to 10 mg/kg/daily with

considerable differences related to tem-perature.

The duration of treatment depends on the nature of the infection and the clinical response. For skin or respiratory infections and septicaemia in reptiles, treatment is prolonged (2 weeks or more).


In reptiles, injection via the IM route is to be preferred given the difficulty of direct oral administration (stress, difficulty or even danger of this method of administration in snakes).Several methods are available for the oral route, such as administering the medi-cine in a prey item –mice for some snakes, insects ...) or in the feed.


J’utilise aussi cet antibiotique à doses très élevées, jusqu’à 20 mg/kg et pendant des traitements assez longs de 15 jours à un mois sans aucun souci chez les reptiles. Je n’ai jamais eu aucun problème avec cet antibiotique, y compris chez les jeunes animaux. Le risque de toxicité articulaire m’apparaît absent sur les NAC.

Quels sont les schémas posologiques recommandés pour la marbofloxacine chez les reptiles ?

Chez les reptiles, les doses empiriques sont les suivantes :- Tortues : 2 mg/kg/48 heures,- Autres reptiles : 2 à 10 mg/kg/j avec des

variations importantes selon la tempéra-ture.

Les durées de traitement sont fonction de la nature de l’infection et de l’évolution clinique. Lors d’infection cutanée ou respi-ratoire, lors de septicémie chez les reptiles, les durées sont longues : de 15 jours ou plus.


Chez les reptiles, la voie injectable IM est à préférer compte tenu des difficultés d’une administration orale directe dans la bou-che (stress, administration difficile, voire dangereuse pour les serpents).Par voie orale, différentes techniques exis-tent, comme l’administration des médi-caments à la proie (souris chez certains serpents, insectes...) ou dans la nourriture.

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However, some snakes only eat once a month!

In the case of local infections, it is also pos-sible to carry out, in-situ injections directly into the site of the infection.

What drugs is it possible or advisable to administer concomitantly with marbo-floxacin?

If necessary marbofloxacin can be com-bined with a betalactamine (penicillin or cephalosporin) or with metronidazole to combat anaerobes.

The antiparasitics most often used in rep-tiles are ivermectin (except in tortoises), levamisole for injection, benzimidazole and praziquantel.

Mais, les serpents ne s’alimentent qu’une fois par mois !

Pour les infections localisées, il est aussi possible de réaliser des injections in situ, directement sur le site de l’infection.

Quelles sont les associations médica-menteuses possibles ou recommandées avec la marbofloxacine ?

Si nécessaire, la marbofloxacine est asso-ciée à une bêtalactamine (pénicilline ou céphalosporine) ou au métronidazole pour lutter contre les anaérobies.

Les antiparasitaires les plus employés chez les reptiles sont l’ivermectine (sauf chez les tortues), le lévamisole injectable, des ben-zimidazoles et le praziquantel.

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Photo 2 : Gavage par sonde de pharyngostomie d’une tortue.Plate 2: Gavage via a pharyngostomy catheter in a tortoise.

Photo 5 : Abcès nasal chez un caméléon.Plate 5: Nasal abscess in a chameleon.

Photo 1 : Préparation d’une césarienne de python molurePlate 1: Preparation for a cesarean in a burmese python.

Photo 3 : Syndrôme rhinite d’une tortue terrestre.Plate 3: Rhinitis in a land tortoise.

Photo 4 : Pneumonie chez un python royal.Plate 4: Pneumonia in a royal python.

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Marbofloxacin in turtles


Six Trachemys scripta females received a single IM injection of 2 mg/kg of marbo-floxacin (Marbocyl® SA) in the right tri-ceps muscle. Plasma concentrations were determined by HPLC analysis after regular collections (during 48h) of blood samples by intracardiac puncture. Bacteria were identified by usual microbiolo-gical techniques on 47 samples isolated from healthy turtles. Marbofloxacin MIC and antibiograms were performed according to the NCCLS guidelines (M31-A).

La marbofloxacine chez la tortue


Six Trachemys scripta femelles ont reçu dans le triceps droit une injection IM unique de 2 mg/kg de marbofloxacine (Marbocyl® FD). Les concentrations plasmatiques ont été déterminées par chromatographie liquide haute performance (HPLC) après prélèvements sanguins réguliers pendant 48 heures par ponction intracardiaque. Les bactéries ont été identifiées par des techniques microbiologiques convention-nelles sur 47 échantillons isolés de tortues saines. La CMI de la marbofloxacine et les antibiogrammes ont été déterminés conformément aux recommandations du NCCLS (M31-A).

2. 2.COMMUNICATION SCIENTIFIQUE

SCIENTIFIC COMMUNICATION

Results

Marbofloxacin showed good activity against the 34 isolated species with a MIC range on the main pathogenic strains between 0,004 and 8 µg/ml.Overall the strains proved to be more sus-ceptible to marbofloxacin than to other leading antimicrobials.

Résultats

La marbofloxacine a montré une bonne activité contre les 34 espèces isolées, avec des CMI sur les principales souches patho-gènes comprises entre 0,004 et 8 µg/ml.Dans l’ensemble, les souches ont été plus sensibles à la marbofloxacine qu’à d’autres antimicrobiens majeurs.

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Pathogènes /Pathogens

Sensibles à la marbofloxacine

(%) /% susceptible

to marbofloxacin

Sensibles à l’association

triméthoprime-sulfamide

(%) /% susceptible

to trimethoprim- sulfamide

association

Sensibles à l’enrofloxacine

(%) /% susceptible to

enrofloxacin

Sensibles à l’amoxicilline


amoxycillin

Sensibles àla doxycycline


doxycycline

Toute espèces bactériennes (bactéries aérobies Gram-positives ou négatives) / All bacterial species (gram positive or negative aerobic bacteria)

82,4 % 79,2 % 56,8 % 25 % 25 %

TableauSensibilité comparative

TableComparative sensitivity

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The marbofloxacin absorption into sys-temic circulation was fast with a mean absorption half-life of 0.38 h and a maxi-mum plasma concentration of 3.49 µg/ml at 0.92 h post-injection. The indivudual profiles matched with a bicompartmental model, with a first fast elimination phase (mean half-life of 0.93 h) followed by a much longer second elimination phase (mean half-life of 13.1 h).

Pharmacokinetic/pharmacodynamic inte-gration led to C max/MIC 90 ratios against the main pathogenic strains isolated from turtles (Klebsiella oxytoca and Aeromonas hydrophila) of 62 and 578 h and of 7.8 and 73 h respectively.These results show that marbofloxacin is a very effective antibiotic that could be of great interest in turtle therapy .

L’absorption de marbofloxacine dans la circulation générale a été rapide, avec une demi-vie d’absorption moyenne de 0,38 h et un pic plasmatique de 3,49 µg/ml à 0,92 h après l’injection. Les profils individuels correspondaient à un modèle bicompar-timental, avec une première phase d’éli-mination rapide (demi-vie moyenne de 0,93 h), suivie d’une seconde phase d’éli-mination beaucoup plus longue (demi-vie moyenne de 13,1 h).L’intégration pharmacocinétique/pharma-codynamique a conduit à des rapports Cmax/CMI90 pour les principales souches pathogènes isolées de tortues (Klebsiella oxytoca et Aeromonas hydrophila) de 62 et 578 h et de 7,8 et 73 h respectivement.Les résultats montrent que la marbofloxaci-ne est un antibiotique très efficace qui pour-rait être d’un grand intérêt chez la tortue.

Marbocyl®

Dose (IM) / Dose (IM) 2 mg/kg

Cmax (µg/ml) / Cmax (µg/ml) 3,49

Tmax (h) / Tmax (h) 0,92

T1/2β (h) / T1/2β (h) 0,38

AUC (µg.h/ml) / AUC (µg.h/ml) 32,6

Cmax/CMI90 /Cmax/CMI90

Klebsiella oxytoca 62

Aeromonas hydrophila 7,8

AUC/CMI90 (h) /AUC/CMI90 (h)

Klebsiella oxytoca 578

Aeromonas hydrophila 73

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Conclusion

The pharmacokinetics of marbofloxacin are characterised by rapid absorption, a high peak plasma concentration and slow elimination.A good pharmacodynamic activity of mar-bofloxacin was obtained against repre-sentative strains (MIC90 of 0.445 µg/mL against Aeromonas hydrophila and of 0.056 µg/mL against Klebsiella oxytoca).PK/PD integration shows the potential of marbofloxacin as a first line treatment against pathogenic turtle strains at a once daily dose of 2 mg/kg.

Conclusion

La pharmacocinétique de la marbofloxa-cine est caractérisée par une absorption rapide, un pic plasmatique élevé et une élimination lente.La marbofloxacine a montré une bonne activité pharmacodynamique contre des souches représentatives (CMI90 de 0,445 µg/ml contre Aeromonas hydrophila et de 0,056 µg/ml contre Klebsiella oxytoca).Le rapport PK/PD montre le potentiel de la marbofloxacine à la dose de 2 mg/kg une fois par jour en traitement de première intention contre des souches pathogènes de tortue.

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Source : Arvy and al. Marbofloxacin: a first line treatment for turtles, BSAVA Congress, 2004

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Prolapse of the Cloaca in a green iguana(Iguana iguana)


A green iguana (Iguana iguana) was brou-ght in with a mass that had appeared under the tail in the cloacal region. The animal was young, had been bought from a pet shop and weighed 60 grams. This iguana lived in a properly equipped viva-rium (UV lamps, IR lamps, basin...) decora-ted with plants. The mass had appeared a few days earlier and no faeces had been seen since.

Clinical examination and diagnosis

The clinical examination revealed a red mass, which was dry and partially necrotic at the opening of the cloaca. The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal. This was a cloacal pro-lapse (Plate 1). The mass corresponded to an evaginated portion of the cloaca and colon.

Treatment chosen

This problem required surgical treatment. Coeliotomy was expected to make it possible to reduce the prolapse by trac-tion of the colon and to look for signs of occlusion or masses. The underlying cause

Prolapsus du Cloaque chez un iguane vert (Iguana iguana)


Un Iguane vert (Iguana iguana) est présen-té en consultation pour une masse appa-rue sous la queue en région cloacale. L’animal est jeune, acheté en animalerie et pèse 60 grammes. Cet iguane vit dans un terrarium bien équipé (lampes UV, lampes IR, bassin...) et décoré avec des plantes. La masse est apparue quelques jours aupa-ravant et aucun excrément n’a été observé depuis.

Examen clinique et diagnostic

A l’examen clinique on observe une masse rouge, sèche et partiellement nécrosée à la sortie du cloaque. Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal. Il s’agit d’un prolapsus cloacal (photo 1). La masse correspond à une portion de cloaque et de colon évaginés.


Le traitement de cette affection est chirur-gical. Une coeliotomie doit permettre de réduire le prolapsus par traction du colon et de rechercher des signes d’occlusion ou de masses. Une cause sous-jacente

E. Risi

CAS CLINIQUES CLINICAL CASES3. 3.

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CAS CLINIQUE N°1 CLINICAL CASE N°1E. Risi

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(hypocalcaemia, renal failure, cloacitis and/or colitis caused by flagellates, intes-tinal occlusions, caecal occlusion) also needed to be identified and treated.

Surgical treatment

Anaesthesia

The iguana was anaesthetized using a mixture of Tiletamine-Zolazepam at a dose of 7 mg/kg. Another injection (one half dose) was administered if required during the operation. The anaesthetized animal was kept on a hot plate throughout the operation. Preparation of the animal

The iguana was placed in the dorsal recum-bency, and the abdomen disinfected with iodinated povidone (Vetedine® Solution)

Surgical procedure

A paramedial cutaneous incision was car-ried out (there is a ventral vein that had to be avoided in the medial position). Exploration of the organs showed that the caecum was full and dilated by a mass measuring 3x1.5 cm. This was a caecal occlusion caused by a foreign body that was clearly responsible for the cloacal prolapse. A caecotomy was then perfor-med.

The caecum was exteriorized and surroun-ded by sterile compresses (Plate 2). An incision was made along its wall, as far as possible from its junction with the intestine. The mass was removed by applying pres-sure. The wall of the caecum was then examined to look for any signs of necrosis. A simple suture using a single-ply absorbable of decimal 1.5 thread was then used to close the caecum again (Plate 3).

(hypocalcémie, insuffisance rénale, cloa-cite et/ou colite à flagellés, occlusions intestinales, occlusion caecale) doit éga-lement être recherchée et traitée.


Anesthésie :

L’iguane est anesthésié à l’aide d’un mélange Tilétamine-Zolazépam à la dose de 7 mg/kg. Une nouvelle injection (demi- dose) sera nécessaire en cours d’interven-tion. L’animal anesthésié est placé sur une plaque chauffante pendant l’intervention.


L’iguane est placé en décubitus dorsal et l’abdomen désinfecté à l’aide de povi-done iodée (Vétédine® Solution)


Une incision cutanée paramédiale est réa-lisée (présence d’une veine ventrale à éviter en position médiale). L’exploration des organes laisse apparaître un caecum rempli et dilaté par une masse de 3x1,5 cm. Il s’agit d’une occlusion caecale par corps étranger certainement responsable du prolapsus cloacal. Une caecotomie est alors réalisée.

Le caecum est extériorisé et entouré de compresses stériles (photo 2). Une incision est réalisée le long de sa paroi, le plus loin possible de sa jonction avec l’intestin. La masse est retirée par pression. La paroi du caecum est ensuite inspectée pour recher-cher tout signe de nécrose. Un surjet simple au fil monofilament résorbable décimale 1,5 permet ensuite de refermer le caecum (photo 3).

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E. Risi

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The soiled surgical instruments were repla-ced by sterile instruments. The prolapse was reduced by applying a prudent degree of traction from the colon towards the coelo-mic cavity (Plate 4). The skin and the thin muscular wall were sutured together using everted U stitches in absorbable braided decimal-2 thread (Plate 5).

Post-operative care

While the animal was regaining cons-ciousness it was placed in a heated vivarium. It soon regained complete cons-ciousness. The absorbable stitches were not removed.The foreign body removed was a compact mass consisting of leaves that the iguana had eaten inside its vivarium (decorative plants) (Plate 6).


At the end of the operation, the iguana was given marbofloxacin by intramuscular route (Marbocyl® SA, 10 mg/kg) (Plate 7). This broad spectrum and widely distributed antibiotic was selected on the basis of the risks of infection linked to both the diges-tive surgery (caecotomy) and the cloa-cal prolapse. While it remained in hospital (3 days), the iguana was given an injection of marbofloxacin by intramuscular route (brachial biceps) once a day, and then by oral route at the same dose of 10 mg/kg/daily, for four days after it had been retur-ned to its owner.

Postoperative follow-up

The iguana began to defecate normally from the next day. No adverse event was observed while the antibiotic was being administered at the dose and routes described above. No sign of post-operative infection or of a recurrence of the cloacal prolapse was observed.

Les instruments chirurgicaux souillés sont remplacés par des instruments stériles. Le prolapsus est réduit en effectuant une traction prudente du colon vers la cavité coelomique (photo 4). La peau et la fine paroi musculaire sont suturées ensembles par des points en U éversants au fil tressé résorbable décimale 2 (photo 5).


Pendant son réveil, l’animal est placé dans un terrarium chauffé. Le réveil complet est rapidement obtenu. Les points, résorba-bles, ne seront pas retirés.Le corps étranger retiré est une masse compacte formée de feuilles avalées par l’iguane dans son terrarium (plantes de décoration) (photo 6).

Antibiothérapie

A la fin de l’intervention, l’iguane reçoit de la marbofloxacine par voie intra-musculaire (Marbocyl® FD, 10 mg/kg) (photo 7).Face aux risques d’infection liés à la chi-rurgie digestive (caecotomie) et au pro-lapsus cloacal, cet antibiotique à large spectre et à très bonne diffusion générale a été choisi. Pendant son hospitalisation (3 jours), l’iguane reçoit une fois par jour une injection de marbofloxacine par voie intra-musculaire (biceps brachial) puis par voie orale à la même dose de 10 mg/kg, une fois rendu à son propriétaire, pendant 4 jours.

Suivi post-opératoire

Dès le lendemain, l’iguane défèque nor-malement. Aucun effet indésirable n’a été observé pendant l’administration de l’an-tibiotique à la dose et par les voies indi-quées ci-dessus. Aucun signe d’infection post-opératoire n’a été observé ni aucune récidive du prolapsus cloacal.

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Photo 2 : Caecum extériorisé. Occlusion par corps étranger. Plate 2: Caecum externalized. Occlusion by a foreign body.

Photo 5 : Suture cutanée en points en U éversants.Plate 5: Cutaneous suture using everted U stitches.

Photo 1 : Prolapsus du cloaque.Plate 1: Prolapse of the cloaca.

Photo 4 : Réduction du prolapsus cloacal par traction interne du colon. Plate 4: Reduction of the cloacal prolapse by internal traction of the colon.

Photo 3 : Retrait du corps étranger et suture du caecum. Plate 3: Removal of the foreign body and suture of the caecum.

Photo 6 : Corps étranger. Feuilles non digérées.Plate 6: Foreign body. Undigested leaves.

Photo 7 : Injection IM dans le biceps brachial de Marbocyl® FD ND chez un Iguane. Plate 7: IM injection of Marbocyl® SA into the brachial biceps in an Iguana.

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Broncho-pneumonia in a Burmese python (Python molurus bivittatus)

Case history and background

A 4-year old burmese python was brought in to the surgery because it had presented with continuous respiratory sounds for the previous week (Plate 1). The owner had also noticed a purient discharge from the trachea for the past two days. The animal lives alone in a terrarium heated to 28-30°C. The floor is covered with a litter of bark, and ventilation is provided by two air vents located at the top and bottom.


The clinical examination identified clearly audible wheezing during inspiration and expiration. The buccal cavity was slightly soiled by pus. Examination of the skin revealed the presence of mites between the ventral scales. No other problem was identified. The snake weighed 4 kg.

Diagnosis

A pulmonary problem seemed very likely. The possibility of bacterial bronchopneu-monia seemed the most likely hypothesis.

Broncho-pneumonie chez un python molure(Python molurus bivittatus)


Un python molure de 4 ans est présenté à la consultation pour des bruits respiratoires continus depuis une semaine (photo 1). Le propriétaire a également constaté des sécrétions de pus par la trachée pendant deux jours. L’animal vit seul dans un terra-rium chauffé à 28-30°C. De l’écorce recou-vre le sol et une ventilation est assurée par deux bouches d’aérations placées en position basse et haute.

Examen clinique

A l’examen clinique, des sifflements ins-piratoires et expiratoires sont facilement audibles. La cavité buccale est légère-ment souillée par du pus. L’examen cutané révèle la présence d’un acarien entre les écailles ventrales. Aucune autre affection n’est constatée. Le serpent pèse 4 kg.

Diagnostic

Une affection pulmonaire est fortement sus-pectée. L’hypothèse de bronchopneumo-nie bactérienne semble la plus probable.

E. Risi E. Risi 3.CAS CLINIQUE N°2 CLINICAL CASE N°2

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Further examinations

A broncho-alveolar lavage (BAL) was car-ried out in order to confirm the suspected diagnosis and this identified the pathoge-nic agent involved.The BAL was carried out while the animal was conscious, in order to avoid the risks of apnoea, linked to the anaesthesia, and drowning. The snake was restrained by three people. The animal’s mouth was opened by separating the jaws using for-ceps (Plate 2). A volume of 40 ml of warm, sterile physiological saline (corresponding to 1% of the live bodyweight) was injected into the lungs through a catheter inserted via the trachea (Plate 3). While the liquid was being administered, the snake was firmly held in a horizontal position (Plate 4). Once the saline solution had been administered, the snake was held in a vertical position, head up, in order to help the liquid to drain into the lungs under the effect of gravity. After a few seconds, the snake was turned upside down – head down – and a syringe was used to aspirate the saline through the catheter that had been left in the trachea (Plate 5). Twenty mls of saline solution were recovered in this way. The liquid was cloudy and contai-ned suspended filaments of pus.The contaminated liquid was placed in two dry tubes, one of them under anaerobic conditions, for microbiological culture and a disk sensitivity test (Plate 6).


Whilst awaiting the results of the microbio-logical culture, the python was given mar-bofloxacin (Marbocyl® SA, 10 mg/kg/daily IM). These injections were administered by the owner into the lumbar muscles of the first third of the body, using a different injection site each day. This treatment was prescribed for two weeks.

Examens complémentaires

Un lavage broncho-alvéolaire (LBA) est entrepris afin de confirmer l’hypothèse dia-gnostique et identifier l’agent pathogène en cause.Le LBA est réalisé sur l’animal vigile, afin d’éviter les risques d’apnée liée à l’anesthé-sie et de noyade. Le serpent est maintenu manuellement par 3 personnes. La bouche est ouverte en écartant les mâchoires à l’aide d’une pince (photo 2). Un volume de 40 mL de sérum physiologique stérile réchauffé (soit 1% du PV) est injecté dans les poumons à travers une sonde introduite dans la trachée (photo 3). Pendant l’admi-nistration du liquide, le serpent est main-tenu fermement horizontalement (photo 4). Une fois le sérum administré, le serpent est maintenu verticalement, tête vers le haut, afin de favoriser, par gravité, la pénétration du liquide dans le poumon. Après quel-ques secondes, le serpent est retourné tête vers le bas et le sérum est aspiré à la serin-gue, à travers la sonde restée en place dans la trachée (photo 5). Vingt millilitres de sérum sont ainsi récupérés. Le liquide est trouble est contient des filaments de pus en suspension.Ce liquide contaminé est placé dans deux tubes secs, dont l’un en anaérobiose, pour culture bactérienne et antibiogramme (photo 6).

Antibiothérapie

En l’attente des résultats de la culture bac-térienne, le python reçoit de la marbofloxa-cine (Marbocyl® FD, 10 mg/kg/j IM). Les injections sont réalisées par le propriétaire, dans les muscles lombaires du premier tiers du corps, en changeant de site d’injection chaque jour. Le traitement est prescrit pour 15 jours.

E. Risi

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The microbiological culture identified a very abundant strain of pure Bordetella avium. The disk sensitivity test confirmed that the strain isolated was indeed suscep-tible to marbofloxacin.The owner was also advised to remove the bark from the terrarium, since this tends to promote the introduction and develop-ment of mites.


The clinical signs soon began to diminish after the antibiotic treatment was started, and had disappeared after the two-weeks of treatment. Apart from flinching move-ments of the snake when the needle was inserted, no side effect of the injections was observed. Regular follow-up of the animal was recommended because of the risk of recurrence and the possibility of the development of a chronic condition. A test for IBD (included body disease), an underlying viral condition that can lead to this sort of lung infection in the python, was also recommended.

La culture bactérienne met en évidence une souche très abondante et à l’état pur de Bordetella avium. L’antibiogramme per-met de confirmer que la souche isolée est bien sensible à la marbofloxacine.Il est également conseillé au propriétaire de retirer les écorces du terrarium, favora-ble à l’introduction et au développement d’acariens.

Suivi et évolution

Les signes cliniques s’atténuent rapidement après le début du traitement antibiotique, jusqu’à disparaître à l’issue des 15 jours de traitement. Hormis les mouvements de retrait du serpent liés à l’introduction de l’aiguille, aucune réaction secondaire aux injections n’a été observée. Un suivi régulier de l’ani-mal est préconisé en raison des risques de rechute et de chronicité possible de la maladie. Une recherche d’IBD (Maladie des corps d’inclusion), maladie virale sous-jacente favorisant ce type d’infections pulmonaires chez le Python est également préconisée.

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Photo 2 : Ouverture de la bouche à l’aide d’une pince.Plate 2: Using forceps to open its mouth.

Photo 5 : Python maintenu tête vers le bas pendant l’aspiration du liquide de lavage.Plate 5: Python held head down while the lavage liquid is collected.

Photo 1 : Python molure en consultation.Plate 1: Burmese python brought to the surgery.

Photo 4 : Python maintenu horizontale-ment pendant l’administration du liquide de lavage.Plate 4: Python held horizontally while the liquid for the lavage is introduced.

Photo 3 : Administration du sérum physiologique par une sonde introduite dans la trachée.Plate 3: Administration of physiological saline via a catheter inserted into the trachea.

Photo 6 : Récupération du sérum physiologique dans un tube sec après le LBA.Plate 6: Recovery of the physiological saline in a dry tube after the BAL.

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Miscarriages in a female Madagascar boa (Acrantophis madagascariensis)

A female Madagascar boa (Acrantophis madagascariensis) had had two miscar-riages. An X-ray revealed that she still had six foetuses. After eliminating possible environmental and dietary causes and in view of the advanced state of decomposi-tion of the aborted foetuses, it was sugges-ted that this non-obstructive dystocia could be of infectious origin.

It was decided to carry out a caesarean. The antibiotic chosen was Marbocyl® SA because it is persistent and has low toxi-city, but above all because it is indicated for use against the pathogens suspec-ted (which have already been reported to cause dystocias): Salmonella arizonae, Monocercomonas sp, Aeromonas sp, Pseudomonas sp, Proteus sp...

The Marbocyl® SA was administered on two occasions: one injection at the ope-rative site before the uterine mucosa was sutured (10 mg/kg) and subsequently parenteral IM administration of 10 mg/kg/daily for two weeks. Simultaneously, the animal was regularly rehydrated (with a 50/50 of NaCl and glucose 5% by SC route) and kept in the infirmary with a constant

Avortements chez une femelle boa de Madagascar(Acrantophis madagascariensis )

Une femelle boa de Madagascar (Acrantophis madagascariensis) a présen-té deux avortements. Une radiographie a montré qu’il restait encore six fœtus. Après avoir écarté les causes environnementales et alimentaires et vu l’état de décompo-sition avancé des avortons, une origine infectieuse est suggérée pour l’étiologie de cette dystocie non obstructive.

La décision d’une césarienne est entreprise. Le choix de l’antibiotique s’est porté sur Marbocyl® FD pour sa rémanen-ce et sa faible toxicité mais surtout pour ses indications contre les germes suspectés (déjà décrits comme cause de dystocies) : Salmonella arizonae, Monocercomonas sp, Aeromonas sp, Pseudomonas sp, Proteus sp...

L’utilisation de Marbocyl® FD s’est effectuée en deux temps : injection sur le site opéra-toire avant la suture de la muqueuse utérine (10 mg/kg) et en relais parentéral en IM à 10 mg/kg/j pendant 15 jours. Parallèlement l’animal est régulièrement réhydraté (avec un mélange 50/50 de NaCl et glucose 5% par vois SC) et maintenu en infirmerie avec une température ambiante constante 29°C

Norin Chai, Jacques Rigoulet DVM, Menagerie of “Jardin des Plantes”, Paris

3.CAS CLINIQUE N°3 CLINICAL CASE N°3

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Norin Chai, Jacques Rigoulet Docteurs Vétérinaires, Ménagerie du Jardin des plantes, Paris

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ambient temperature of 29°C and with a normal circadian rhythm. After one and a half months, no infectious complication was detected and healing proceeded normally.

et un rythme nycthéméral respecté. Au bout d’un mois et demi, aucune compli-cation infectieuse n’a été décelée et la cicatrisation s’est déroulée normalement.

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Photo 2 : avorton.Plate 2: the aborted fetuses.

Photo 1 : Césarienne.Plate 1: Caesarean.

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Abscess on the mandible of a young green iguana(Iguana iguana)

A young green iguana of 8 months (Iguana iguana) was brought in with an abscess on its mandible. The lesion, which was clearly demarkated and superficial, seemed to be traumatic in origin (injury involving decora-tive features in the terrarium). The animal’s general condition remained good. The animal was anaesthetized using ketamine at a dose of 40 mg/kg. After trimming, curettage of the abscess and then sutures, antibiotic treatment was started.

The antibiotic chosen was Marbocyl® SA because it is persistent and has low toxi-city, but above all because of its spectrum, which covers the suspected pathogens listed above. Marbocyl® SA was administe-red in a form for intramuscular injection at a dose of 10 mg/kg/daily for 10 days. The animal was seen again a month later. The injury had healed well.

Abcès à la mandibule chez un jeune iguane vert (Iguana iguana)

Un jeune iguane vert de 8 mois (Iguana iguana) est présenté pour un abcès à la mandibule. La lésion, bien délimitée, superficielle, semble d’origine traumatique (blessure avec le décor du terrarium). L’état général reste correct. L’animal est anesthésié à la kétamine à la dose de 40 mg/kg. Après un parage, curetage de l’abcès puis sutures, une antibiothérapie est instaurée.

Le choix de l’antibiotique s’est porté sur Marbocyl® FD pour sa rémanence et sa faible toxicité mais surtout pour son spec-tre couvrant les germes suspectés décrits précédemment. L’utilisation de Marbocyl®

FD s’est effectuée sous forme injectable intramusculaire à 10 mg/kg/j pendant 10 jours. Au bout d’un mois, l’animal est revu. La cicatrisation s’est bien déroulée.

Norin Chai, Docteur Vétérinaire, Ménagerie du Jardin des plantes, Paris.

Norin Chai, DVM, Menagerie of “Jardin des Plantes”, Paris.


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Photo 2 : à l’incision, notez la consistance solide du pus qu’il s’agit de bien cureter.Plate 2: when incising the abscess, note the solid consistency of the pus, which you should drain rightly.

Photo 1 : Iguane avant parage : abcès superficiel mandibulaire.Plate 1: Iguana before care: superficial mandibular abscess.

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What is the frequency and relative impor-tance of infectious diseases in birds encountered during consultations?

In birds, infectious problems are often secondary to other disorders (parasitic, nutritional or environmental).

Quelle est la fréquence et l’importance relative des pathologies infectieuses en consultation chez les oiseaux ?

Chez les oiseaux, les troubles infectieux sont souvent secondaires à d’autres affections (parasitaires, nutritionnelles, environnementales).

Oiseaux Birds



Oiseaux /Birds

Infectieuses / Infectious 40 %

Parasitaires / Parasitic 30 %

Nutritionnelles /Nutritional

Autres (traumatique, tumorale) /Others (trauma, tumoral)

Franck Rival Franck Rival

1. 1.

30 %

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Oiseaux Birds

What are the predominant infectious diseases and their etiologies in birds?

The main infections in birds are shown in the table page 101. Due to the fact that birds have no bladder, urinary infections are rare. In contrast, egg retention can lead to salpingitis.In birds, the dominant flora is Gram posi-tive, and Gram negative organisms are less common.

Chez les oiseaux, quelles sont les patho-logies infectieuses dominantes et leur étiologie ?

Les principales infections des oiseaux sont rassemblées dans le tableau page 100. Par absence de vessie, les infections urinaires sont rares. En revanche, une rétention d’œufs peut être à l’origine d’une salpingite.Chez les oiseaux, la flore dominante est de type Gram positif, les germes à Gram négatif sont moins fréquents.

TableauPrincipales pathologies infectieuses chez les oiseaux Oiseaux

Birds Oiseaux Birds

Localisation Oiseaux

Infections cutanées Possibles

Infections respiratoiressuperficielles et profondes

Rhinites, aérosacculites, pneumonies, abcès.

Infections digestives et des annexes

Infections du jabot (ingluvite) et du proventricule. Entérites et hépatites.

Infections urinaires Rares (absence de vessie)

Infections génitales Rétention d’œufs à l’origine de salpingites

Infections oculaires Conjonctivites et kératites possibles

Flore dominante (origine digestive)

Bactéries à Gram positif (dominantes) :· Streptocoques,· Bacillus et lactobacillus,· Staphylocoques,· Corynebactéries.

Bactéries à Gram négatif (moins fréquentes) :· E. coli,· Enterobacter spp.,· Klebsielles,· Pasteurelles,· Moraxella spp.. Chlamydophila spp.

Blépharoconjonctivite chez un canari.Blepharoconjunctivitis in a canary.

100

TableMain infectiousdiseases in birds Oiseaux

Birds Oiseaux Birds

Location Birds

Skin infections Possible

Upper and lower respiratory infections

Rhinitis, aerosacculitis, pneumonia, abscess

Infections of the digestive tract and annexes

Infections of the crop (ingluvitis) and of the proventricle. Enteritis and hepatitis.

Urinary infections Rare (no bladder)

Genital infections Egg retention, giving rise to salpingitis

Eye infections Conjunctivitis and keratosis are possible.

Dominant flora(digestive origin)

Gram positive bacteria (predominant)· Streptococcus· Bacillus and lactobacillus· Staphylococcus· Corynebacteria

Gram negative bacteria (less common)· E. coli· Enterobacter spp.· Klebsiella· Pasteurella· Moraxella spp.· Chlamydophilia spp.

101

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Are (post)-surgical infections common? What special features do they have in birds?

Risk management during surgery for birds does not differ fundamentally from that for other pets. The risk depends on the site operated and its infection status before the operation. The risk also depends on whether it involves surgery at a clean site (elective surgery), a contaminated or even infected site (as in the case of abscesses). For birds, risk factors connected to the environment must also be checked. This risk of infection can be controlled before, during and after the operation.

What precautions have to be taken befo-re operating in birds?

Before the operation, birds are kept at 28-30°C and placed in an appropriate environment: clean cages without fittings. Oxygen therapy is given if the birds are dyspnoeic. There is no need for the birds to fast. At the time of the operation, after the anaesthesia, a limited area of the site is plucked and disinfected. Above all, at this stage care must be taken to prevent the bird getting cold during or after the opera-tion by avoiding the removal of too many feathers or drenching it with too much antiseptic solution.The surgical equipment, and any endos-copy probes used, should be sterilized in the same way as for any operation.

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Les infections (post)chirurgicales sont-elles fréquentes ? Quelle est leur particu-larité chez les oiseaux ?

La gestion du risque infectieux dans les opérations des oiseaux ne diffère pas fon-damentalement de celle des animaux de compagnie. Le risque est fonction du site chirurgical et de son statut infectieux avant l’opération : chirurgie en site propre (opé-ration de convenance), contaminé voire infecté (comme dans le cas des abcès). Pour les oiseaux, il convient de contrôler aussi les facteurs de risques liés à l’environ-nement.Ce risque infectieux se maîtrise avant, pen-dant et après l’intervention.

Quelles sont alors les précautions à pren-dre avant l’intervention chez les oiseaux ?

Avant l’intervention, les oiseaux sont main-tenus à 28-30°C et placés dans un envi-ronnement favorable : des cages propres sans accessoire. Une oxygénothérapie est pratiquée si les oiseaux sont dyspnéiques. Une diète n’est pas nécessaire.Au moment de l’intervention, après l’anes-thésie, le site est plumé et désinfecté sur une surface limitée. Il convient surtout à ce stade d’éviter le refroidissement de l’oiseau pendant et après l’intervention en évitant de trop le plumer et de l’inonder par une quantité excessive de solution antisepti-que.Le matériel chirurgical, les sondes d’endos-copie éventuelles, sont stérilisés comme pour toute intervention.

Is surgical antibiotic prophylaxis possible during an operation in birds?

Surgical antibiotic prophylaxis is recom-mended for clean surgery (depending on the septic risk). Curative antibiotic therapy is indispensable during contaminated or infected surgery.

What special precautions are required for birds and reptiles during and then after the surgery as they recover cons-ciousness?

It is essential to monitor the temperature and keep it constant. It may be necessary to rehydrate the animals undergoing sur-gery.In birds, the metabolic rate is high, and so they also recover consciousness quickly.

Are the criteria for choosing antibio-tics different in birds than in small mammals?

Efficacy, safety and convenience are still the three criteria guiding choice. However they are applied differently.In the case of efficacy, the antibiotic that is chosen is one that is active against the pathogens. However, the paucity of pharmacokinetic studies carried out in the numerous different species of birds leads us to recommend treatment proto-cols based on empiricism when choosing the dose, the frequency and duration of treatment. Overall, toxicity poses far fewer pro-blems in birds than in rabbits and rodents. Nevertheless, antibiotics should be preferred that are safe, even if there is risk of possible overdose or during prolonged treatment. The aminoglycosides by paren-teral route should therefore be avoided because of their nephrotoxicity.

Une antibioprophylaxie chirurgicale est-elle possible pendant l’intervention chez les oiseaux ?

L’antibioprophylaxie chirurgicale est recom-mandée lors de chirurgie propre (selon le risque septique). Une antibiothérapie curative est indispensable lors de chirurgie contaminée ou infectée.

Quelles sont les précautions particulières pour les oiseaux pendant, puis après l’in-tervention lors du réveil ?

Il est essentiel de surveiller et de maintenir la température. Il peut être nécessaire de réhydrater les animaux opérés.Chez les oiseaux, le métabolisme est rapi-de et donc le réveil aussi.

Chez les oiseaux, les critères de choix d’un antibiotique diffèrent-ils de ceux des petits mammifères ?

L’efficacité, l’innocuité et la facilité d’em-ploi restent les trois mêmes critères de choix. Mais, ils se déclinent différemment.Pour l’efficacité, l’antibiotique à retenir est celui qui est actif sur les germes. Mais, le très faible nombre d’études pharmacoci-nétiques réalisées dans les nombreuses espèces différentes d’oiseaux conduisent à préconiser des protocoles thérapeutiques basés sur l’empirisme pour le choix de la dose, de la fréquence et de la durée du traitement. La toxicité pose globalement beaucoup moins de problèmes chez les oiseaux que les lapins et les rongeurs. Néanmoins, il faut privilégier les antibiotiques qui sont sûrs même lors de surdosages potentiels ou pendant des traitements de longue durée. Les aminosides par voie parentérale sont ainsi à éviter pour leur néphrotoxicité.

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Enfin, les difficultés d’administration des médicaments nécessitent presque toujours une hospitalisation des animaux traités. Les solutions injectables non irritantes (solutions aqueuses) ou les liquides buvables pour les administrations orales sont presque les seules formes galéniques utilisables d’anti-biothérapie chez les NAC.

Quels sont les particularités ou les pièges de l’antibiothérapie chez les oiseaux ?

Chez les oiseaux, le métabolisme est rapide et l’élimination rapide. Cela conduit à privi-légier des antibiotiques dose-dépendants et à les administrer éventuellement deux fois par jour.Pour une antibiothérapie injectable, la voie intramusculaire dans le bréchet est à recommander. Et la voie sous-cutanée est à l’inverse des rongeurs plutôt contre-indiquée.L’administration des médicaments dans l’eau de boisson est aussi à éviter. L’eau de boisson ou les aliments ne sont pas des bons supports d’administration des médica-ments. Car les dosages sont évidemment peu précis. L’administration semble très aléatoire, car les animaux malades peuvent ne pas boire (ou s’alimenter), surtout si les antibiotiques présentent un goût amer ou désagréable. L’administration dans l’eau de boisson n’est retenue que par défaut lors-qu’une administration individuelle n’est pas possible pour les grands effectifs d’oiseaux de petite taille par exemplePar voie orale, l’administration individuelle par sonde puis gavage dans le jabot est à préférer.L’aérosolthérapie est aussi utilisable pour le traitement des infections respiratoires. C’est même la seule voie d’administration efficace pour le traitement des infections des sacs aériens (aérosacculite). Ces sacs aériens sont en effet peu irrigués par la cir-culation générale.

Finally, the difficulty of administering drugs nearly always makes it necessary to admit the animals being treated to hospital. Solutions for injection involving non-irritant solutions (aqueous solutions) or liquids for oral administration are virtually always the pharmaceutical formulations used for anti-biotic treatment in exotics.

What are the special characteristics or pitfalls of antibiotic treatment in birds?

In birds, metabolism is fast and elimination rapid. This leads us to prefer dose-depen-dent antibiotics, and if necessary to admi-nister them twice a day.For antibiotic treatment administered by injection, the intramuscular route into the breast is advisable. In contrast to rodents, the subcutaneous route tends to be contraindicated.

The administration of medicines in the drinking water is also to be avoided. The drinking water and feed are not suitable vehicle for administering medicines. This is because the dosages are obviously imprecise. The administration seems to be very unreliable, because animals that are sick may not drink (or feed), particularly if the antibiotics have a bitter or unpleasant taste. Administration in the drinking water is only used as a last resort if individual administration is not possible, to treat large numbers of small birds, for instance.

By oral route, individual administration via a catheter and then by gavage into the crop is to be preferred. Aerosol therapy can also be used to treat respiratory infections. Indeed this is the only effective route of administration for treating the air sacks (aerosacculitis). The air sacks are poorly irrigated by the gene-ral circulation.

What are the advantages of marbofloxa-cin in birds?

In birds marbofloxacin has many advan-tages.• Marbofloxacin is very active, with very low

MIC (minimum inhibitory concentration) values versus the Gram-negative bacteria (including Pseudomonas) that are often responsible for infections. Its bactericidal mechanisms of action by inhibiting DNA gyrase, limits the production of endotoxins, which could otherwise be released from the killed bacteria. Marbofloxacin is also active against Gram positive pathogens and the Mycoplasma spp.

•It is widely distributed through the body. • The elimination half life is long, and its

activity is further prolonged by a valuable post-antibiotic effect.

• With regard to its convenience of use, marbofloxacin can be used by all routes of administration: by injection, oral route, local or aerosol treatment in birds.

The most useful form is indeed the powder for dissolution as an aqueous solution,Marbocyl® SA. The reconstituted aqueous solution is easy to prepare, and can be kept without any difficulty throughout the duration of the treatment. It can be injected and subsequently used by oral route. Above all, when the solution is injected, it does not induce pain, local reactions or systemic intolerance. Birds are highly sensitive to injections. Intolerance reactions to ready-to-use solutions for injection are common. The freshly prepared aqueous solution of Marbocyl® SA does not have these drawbacks.Finally, I have never observed any adverse event with this antibiotic, even when using very high doses, of the order of 10 mg/kg or even 20 mg/kg.

Quels sont les atouts de la marbofloxa-cine chez les oiseaux ?

Chez les oiseaux la marbofloxacine pré-sente de nombreux atouts.• La marbofloxacine est très active, avec

des CMI (concentrations minimales inhi-bitrices) très faibles contre les bactéries à Gram négatif (Pseudomonas inclus) qui sont fréquemment à l’origine des infections. Son mode d’action bactéri-cide par inhibition de l’ADN gyrase limite la production d’endotoxines susceptibles d’être libérées par les bactéries tuées. La marbofloxacine est aussi active contre les germes à Gram positif et les myco-plasmes.

•Sa diffusion dans l’organisme est large. • Sa demi-vie d’élimination est longue et

son activité est encore prolongée par un effet postantibiotique intéressant.

• Pour la facilité d’emploi, la marbofloxaci-ne est utilisable par toutes les voies d’ad-ministration, par voie injectable, orale, locale ou en aérosol thérapie.

La forme la plus intéressante est effective-ment la poudre à solubiliser en solution aqueuse Marbocyl® FD. La solution aqueu-se reconstituée est facile à préparer et se conserve sans problème pendant toute la durée du traitement. Elle peut être injectée, puis utilisée ensuite par voie orale. Surtout la solution ne provoque lors d’injection ni douleur, ni réaction locale, ni intolérance générale. Les oiseaux sont très sensibles aux injections. Les réactions d’intolérances aux solutions injectables prêtes à l’emploi sont fréquentes. La solution aqueuse extem-poranée préparée avec Marbocyl® FD ne présente pas ces inconvénients.Enfin, je n’ai jamais constaté aucun effet indésirable avec cet antibiotique, même en utilisant des doses très élevées de l’ordre de 10 mg/kg, voire 20 mg/kg.

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Selon votre expérience, quelles sont les principales indications de la marbofloxa-cine ?

J’utilise désormais cet antibiotique dans 90 % des cas, en l’associant si nécessaire au métro-nidazole lors de présence d’anaérobies. Le spectre large, l’absence d’effets secon-daires et la facilité d’emploi de la forme Marbocyl® FD justifient le grand nombre d’indications pour cet antibiotique.

Je l’utilise, par exemple, dans les indica-tions suivantes : - Antibioprophylaxie chirurgicale,- Infections cutanées, pyodermites, - Infections digestives en général,- Infections respiratoires et en particulier les

rhinites et sinusites (notamment chez les psittacidés),

- Salpingites (rétention d’œufs)


J’utilise aussi cet antibiotique à doses très élevées, jusqu’à 20 mg/kg et pendant des traitements assez longs de 15 jours à un mois sans aucun souci chez les oiseaux. Je n’ai jamais eu aucun problème avec cet antibiotique, y compris chez les jeunes animaux. Le risque de toxicité articulaire m’apparaît absent sur les NAC. Je l’utilise même en pédiatrie chez les oiseaux.


I now use this antibiotic in 90% of cases, if necessary combining it with metronidazole if anaerobes are present. The broad spectrum, absence of side effects and convenience of use of the Marbocyl® SA form account for the large number of indications for this antibiotic.

For example, I use it in the following indi-cations:- Surgical antibiotic prophylaxis- Skin infections, pyodermatitis - Digestive infections in general- Respiratory infections, and, in particular

rhinitis and sinusitis (particularly in par-rots)

- Salpingitis (egg retention)

Is there really no safety problem with marbofloxacin, for instance in a context of an overdose or prolonged treatment? Does a risk in young animals have to be taken into account?

I use this antibiotic in birds at very high dose levels of up to 20 mg/kg and for fairly long courses of treatment of two weeks to one month without worrying. I have never had any problem with this antibiotic, even in young animals. The risk of joint toxicity seems to me to be non-existent in exotics. I even use it for paediatric purposes in birds.


In practice, the dose of 10 mg/kg is equi-valent to 1 ml/kg or, by oral route 4 drops per 100 g.

In birds, the dose administered is 10 mg/kg/daily, divided into two administrations if possible. The dose must be doubled against Pseudomonas. It is essential not to under-dose. I have the example of a case of sinusitis in an Amazonian parrot that had been treated for 10 days with marbofloxa-cin at 5 mg/kg/daily without any result. A sample none-the-less confirmed the presence of a pathogen (Pseudomonas) susceptible to marbofloxacin. Despite the initial failure, a treatment at 20 mg/kg/daily was started and this cured the bird within a week.The administration of the treatments can sometimes cause a lot of stress, particu-larly in the case of birds. The benefit to be expected must therefore outweigh the problems resulting from this stress.


The route of administration in birds depends on their size and number. If they are big enough, individual dosing by injection (IM) or gavage is to be preferred.Otherwise, for large flocks or birds that are too small for individual dosing, admi-nistration in the drinking water or feed is the only solution. In this case it is possible to allow the birds to get slightly thirsty or to dilute the medicine in a small volume of water to ensure better take up.

Quels sont les schémas posologiques recommandés pour la marbofloxacine selon les espèces ?

En pratique, la dose de 10 mg/kg corres-pond à 1 ml/kg soit par voie orale 4 gout-tes/100 g.

Chez les oiseaux, la dose est de 10 mg/kg/j en deux administrations si possible. Contre Pseudomonas la dose doit être doublée. Il est essentiel de ne pas sous-doser. J’ai l’exemple d’un cas de sinusite chez un amazone traité depuis 10 jours avec la marbofloxacine à 5 mg/kg/j, sans résultat. Après cet échec, un prélèvement confirme néanmoins la présence d’un pathogène (Pseudomonas) sensible à la marbofloxa-cine. Malgré le premier échec, un traite-ment à 20 mg/kg/j a alors été instauré et a permis de guérir l’oiseau en une semaine.L’administration des traitements constitue parfois un stress important. Le bénéfice attendu par le traitement doit alors être supérieur aux inconvénients provoqués par ce stress.


Chez les oiseaux, les modalités d’adminis-tration varient en fonction de leur taille et de leur nombre. Si la taille le permet, les admi-nistrations individuelles, injectable (IM) ou par gavage individuel, sont préférées.À défaut, pour les oiseaux nombreux et de trop petite taille, l’administration dans l’eau de boisson ou l’aliment est la seule solution. Il est alors possible d’assoiffer un peu les oiseaux ou de diluer le médicament dans une faible quantité d’eau pour une meilleure prise.

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En pratique, pour les oiseaux, après deux à quatre jours d’hospitalisation et d’administra-tion par voie injectable, il est souvent recom-mandé de poursuivre l’administration une semaine chez le propriétaire. Si ce dernier ne peut pas procéder à des gavages individuels, le médicament peut être dissimulé dans un peu de jus de fruit, du miel, ou du beurre de cacahuète chez le perroquet.

Quelles sont les associations médicamen-teuses possibles ou recommandées avec la marbofloxacine ?

Si nécessaire, la marbofloxacine est asso-ciée à une bêtalactamine (pénicilline ou céphalosporine) ou au métronidazole pour lutter contre les anaérobies.

Des probiotiques (mélange de Lactobacillus et de Saccharomyces) sont parfois pres-crits chez les oiseaux lors de traitement antibiotique. Ils sont alors administrés au moins deux heures avant ou après la mar-bofloxacine.

Chez les oiseaux, des antifongiques sont parfois nécessaires (itraconazole).

For birds it is often recommended that after two to four days in hospital and administration by injection, dosing should be continued for one week after the bird returns to its owner. If the owner is not able to carry out individual gava-ge, in the case of parrots, the medicine can be disguised in a little fruit juice, honey or peanut butter.

What drugs is it possible or advisable to administer concomitantly with marbo-floxacin?

If necessary marbofloxacin can be com-bined with a betalactamine (penicillin or cephalosporin) or with metronidazole to combat anaerobes.

Probiotics (a mixture of Lactobacillus and Saccharomyces) are sometimes prescribed for birds during antibiotic treatment. In this case, they are adminis-tered at least two hours before or after marbofloxacin.

In birds, antifungals are sometimes requi-red (itraconozole).

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Photo 3 : Pyodermite d’un jeune perroquet gris du Gabon.Plate 3: Pyodermatitis in a young Gabon gray parrot.

Photo 1 : Injection IM pectorale chez un oiseau.Plate 1: Pectoral IM injection in a bird.

Photo 5 : Gavage à la sonde d’un Psitaccidé.Plate 5: Gavage via intubation in a parrot.

Photo 4 : En général, l’administration par l’eau de boisson est à éviter car les animaux malades on tendance à ne pas boire.Plate 4: In general, avoid administration in the drinking water because sick animals tend not to drink.

Photo 2 : Sinusite et kératite infectieuse d’un amazone.Plate 2: Sinusitis and infectious keratosis in an Amazonian parrot.

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Marbocyl® in raptors


Eight adult buzzards (Buteo buteo) were administered a single oral dose (10mg/kg) of marbofloxacin. The drug was administe-red using a feeding tube placed into the crop. Blood samples were collected from the brachial veins.The plasma concentrations of this drug were measured by high performance chromatography (HPLC) method based on a modification of previously published method. Pharmacokinetic parameters were determined by using a noncompart-mental pharmacokinetic model (PCNONLIN computer program).

Results

Marbocyl® chez les rapaces


Huit buses adultes (Buteo buteo) ont reçu une seule dose orale (10 mg/kg) de mar-bofloxacine. Le médicament a été admi-nistré à l’aide d’un tube d’alimentation inséré dans le jabot. Des échantillons de sang ont été prélevés dans les veines brachiales.Les concentrations plasmatiques du médi-cament ont été mesurées par une méthode de chromatographie liquide haute perfor-mance (HPLC) basée sur une modification d’une méthode publiée précédemment. Les paramètres pharmacocinétiques ont été déterminés à l’aide d’un modèle phar-macocinétique non compartimental (logi-ciel PCNONLIN).

Résultats

COMMUNICATION SCIENTIFIQUE

SCIENTIFIC COMMUNICATION

2. 2.

Paramètres / Parameters Moyenne / Mean

Dose (orale) / Dose (Oral) 10 mg/kg

Tmax (h) / T max (h) 2,31 ± 0,52

Cmax (µg/ml) / C max (µg/ml) 5,03 ± 0,45

T1/2β (h) / T 1/2β (h) 8,94 ± 1,28

AUC (µg.min/ml) / AUC (µg.min/ml)

3 132,16 ± 268,51

TMR (h) / MRT (h) 10,48 ± 2,06

TableauParamètres

pharmacocinétiques de la marbofloxacine dans

le plasma de Buteo buteo après une seule

administration orale à la dose de 10 mg/kg.

Table : Pharmacokineticparameters of marbofloxacin in Buteo buteo plasma following a single oral administration at a dose of 10 mg/kg

Discussion

The absorption of marbofloxacin was rela-tively slow as shown by the time of peak concentration T max about 2.31 h.The T 1⁄2 and mean residence time obtai-ned were relatively prolonged.

These values are above, or very close to, the MIC90 against most Gram negative bacteria except Pseudomonas spp strains. Thus a dosage regimen of 10 mg/kg/per day may be appropriate, in order to treat most of the gram-negative induced patho-logies.

Discussion

L’absorption de la marbofloxacine a été relativement lente, comme le montre le moment de la concentration maximale Tmax à 2,31 h environ.Les T1/2 et le temps moyen de résiden-ce (TMR) obtenus étaient relativement prolongés.

Ces valeurs sont supérieures à, ou très proches de, la CMI90 pour les bactéries à Gram négatif, à l’exception des souches de Pseudomonas spp. Par conséquent, un schéma posologique de 10 mg/kg/jour pourrait être approprié pour traiter la plupart des infections à bactéries à Gram négatif.

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Source : Waxman and al. :Pharmacokinetic behaviour of marbofloxacin after oral administration in Buteo buteo, EAVPT Congress, 2000, Jerusalem.

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2.

Wing amputation in a swan


A tubercular swan was brought in with an open fracture of the wing. The animal was a wild adult living on a municipal pond. It was brought in by the Office National de la Chasse et de la Faune Sauvage [French Office for Hunting and Wildlife].


During the clinical examination, an open fracture of the radius and ulna was clearly visible. Both bones were devitalized (the bones were completely dry, not bloody and a dull yellow in color) and stained by soil and grass (Plate 1). The wing muscles were black, dry and necrotic. The fracture seemed to an old one, perhaps caused by electrocution on a power line. The wound was more than 6 hours old and therefore had to be assumed to be infected.The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal; the bird was in good general condition and weighed 7 kg. However, it was not possible to assess its food consumption.

Amputation de l'aile chez un cygne


Un cygne tuberculé est présenté pour une fracture ouverte de l’aile. L’animal est un adulte sauvage vivant sur un plan d’eau communal. Il est amené par l’Of-fice National de la Chasse et de la Faune Sauvage pour être soigné puis replacé sur ce même site.

Examen clinique

A l’examen clinique, une fracture ouverte du radius et de l’ulna est clairement visible. Les deux os sont dévitalisés (os complète-ment secs, non sanguinolents, de couleur jaune terne) et souillés par de la terre et de l’herbe (photo 1). Les muscles de l’aile sont noirs, secs et nécrosés. La fracture semble ancienne, peut être due à une électrocu-tion sur une ligne électrique. La plaie date de plus de 6 heures et doit donc être consi-dérée comme infectée.Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal, l’oiseau reste en bon état général et il pèse 7kg. La prise alimentaire ne peut cependant pas être évaluée.

E. Risi Crédits photos : E. Risi, CDS/ENVN

E. Risi Photo acknowledgement: E. Risi, CDS/ENVN

CAS CLINIQUES CLINICAL CASES3. 3.CAS CLINIQUE N°1 CLINICAL CASE N°13. 3.

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Treatment chosen

In view of the appearance of the bones and the muscles around them, it was only possible to envisage an amputation. With the consent of the appropriate authorities, it was decided to amputate the wing imme-diately and to return the swan to its pond after hospitalization. A high-level amputa-tion, in the proximal third of the humerus was envisaged, in order to remove as much of the infected tissues as possible.

Surgical treatment


The swan was given premedication consis-ting of Valium (1 mg/kg) and butorphanol (2 mg/kg) by intramuscular route. A venous catheter was inserted into the ulnar vein 15 minutes later. Anaesthesia was then induced by intravenous route, using pro-pofol injected slowly until the animal was unconscious (4.5 mL).

Once it had been anaesthetized, the swan was intubated and given 1.5% isoflurane via an open Bain circuit. The bird’s respi-ration was monitored by an Apalert® and was perfused throughout the operation (Ringer lactate®, 15 mL/kg/h) (Plate 2).


The swan was placed in the dorsal recum-bency. The alar membrane was plucked, as was the skin over the humerus. The end of the wing was enveloped in a sterile field. The surgical site was disinfected by wiping three times with Vetedine® solution and alcohol. The bird’s body and the humerus were then covered by sterile fields.


Face à l’aspect des os et des muscles les entourant, seule une amputation peut être envisagée. Avec l’accord des autorités compétentes, il est décidé d’amputer le cygne immédiatement et de le replacer, après hospitalisation, sur son plan d’eau. Une amputation haute, au niveau du tiers proximal de l’humérus est envisagée, afin d’éliminer le maximum de tissus infectés.



Le cygne reçoit en prémédication du valium (1 mg/kg) et du butorphanol (2 mg/kg) par voie intra-musculaire. Un cathéter veineux est placé dans la veine ulnaire 15 minu-tes plus tard. L’anesthésie est ainsi induite par voie intra-veineuse, à l’aide de propofol injecté lentement jusqu’à l’endormissement de l’animal (4,5 mL).

Une fois anesthésié, le cygne est intubé est placé sous isoflurane à 1,5% à l’aide d’un circuit de Bain ouvert. La respiration est monitorée avec un Apalert® et l’oiseau est perfusé tout au long de l’intervention (Ringer lactate®, 15 mL/kg/h) (photo 2).


Le cygne est placé en décubitus dorsal. La membrane alaire est plumée ainsi que la peau recouvrant l’humérus. L’extrémité de l’aile est enveloppée dans un champ stérile. Le site opératoire est désinfecté par trois passages successifs de Vétédine® solution et d’alcool. Le corps de l’oiseau et l’humérus sont ensuite recouverts par des champs stériles.

E. Risi Photo acknowledgement: E. Risi, CDS/ENVN

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2.


Face à ce foyer osseux infecté, une ampu-tation haute est décidée. Afin d’éviter les risques de septicémie, la veine alaire doit être ligaturée rapidement et avant l’artère alaire, pour éviter le passage de bactérie dans la circulation générale. Le nerf radial, en position dorsale, croise l’humérus au niveau médiodiaphysaire. Il est isolé et sectionné de façon nette après instillation de xylocaïne, afin d’éviter les douleurs post-opératoires et la formation de névromes.

Le manuel opératoire suivant a été suivi :

•Incision cutanée de la face médiale de la membrane alaire et de la peau recouvrant l’humérus, au niveau du tiers distal de l’os (photo 3). •Isolement de la veine et de l’artère alaires, qui longent l’humérus crânialement (photo 4)•Ligature et section de la veine alaire puis de l’artère alaire.•Isolement du nerf radial en profondeur, ins-tillation de xylocaïne et section franche du nerf au bistouri 2 minutes après (photo 5).•Incision et section du triceps à mi-humérus.•Décollement, à l’aide d’une rugine plate, des muscles (biceps, triceps et extrémité des muscles de l’épaule) en région proxi-male, afin d’isoler le fût huméral (photo 6).•Ostéotomie de l’humérus au niveau de son tiers proximal, à la scie fil (photo 7).•Incision du lambeau de peau restant (face latérale de la membrane alaire et de la peau recouvrant l’humérus).•Rinçages abondants des masses mus-culaires à l’aide de Vétédine® diluée dans du sérum physiologique tiédi. Le rinçage est effectué en évitant de faire pénétrer le soluté dans le fût osseux. En effet, l’humérus contient un sac aérien directement relié aux poumons et aux sacs aériens thoraci-ques de l’oiseau. La présence de liquide dans l’humérus aurait entraîné la mort de

Surgical procedure

In view of the site of the infected bone, it was decided to carry out a high amputation. In order to avoid the risks of septicaemia, the alar vein had to be ligatured quickly and before the alar artery, in order to prevent bacteria from ente-ring the general circulation. The radial nerve, in the dorsal position, crosses the humerus at the mediodiaphyseal level. It was isolated and sec-tioned cleanly after instilling xylocaine, in order to avoid post-operative pain and the formation of neuromas.

The surgical protocol followed was as follows:

•Cutaneous incision in the median surface of the alar membrane and the skin over the humerus, at the level of the distal third of the bone (Plate 3). •Isolation of the alar vein and artery, which run along the cranial side of the humerus (Plate 4). •Ligature and section of the alar vein and then of the alar artery, •In-depth isolation of the radial nerve ins-tillation of xylocaine and complete section of the nerve using a bistoury 2 minutes later (Plate 5). •Incision and section of the biceps mid-humerus.•Incision and section of the triceps mid-humerus.•Using a flat rasp, the muscles in the proxi-mal region (biceps, triceps and end of the shoulder muscles) were detached, in order to isolate the shaft of the humerus (Plate 6). •Osteotomy of the humerus in its proximal third, using a wire saw (Plate 7).•Incision of the remaining flap of skin (late-ral surface of the alar membrane and of the skin covering the humerus).•Thorough rinsing of the muscle masses with Vetedine® diluted in warm physiological sali-ne. This rinsing was performed taking care to avoid the solution to entering the bone shaft. This is because the humerus contains an air sack that is directly linked to the lungs and to

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l’animal par «noyade».•Suture des masses musculaires section-nées entre elles, afin de former un moignon autour de la section osseuse, à l’aide de fil tressé résorbable (déc. 3).•Suture de la peau à l’aide de points sim-ples au monofil résorbable (photo 8).

Le moignon est ensuite protégé par un pansement matelassé.


Pendant la phase de réveil, le cygne est placé sous lampe chauffante, la perfusion est maintenue jusqu’au réveil complet de l’animal.

La douleur est gérée après l’intervention par injections de butorphanol (2 mg/kg IM 2x/j pendant 3 jours) et d’acide tolfénami-que (Tolfédine®, 4 mg/kg IM 1x/j pendant 4 jours).

La suture est désinfectée tous les 2 jours, au moment du changement du pansement.

Antibiothérapie :

Afin de traiter l’infection osseuse présente et prévenir les complications post-opératoires, une antibiothérapie est mise en place dès la réception de l’animal. Notre choix s’est porté vers la marbofloxacine, antibiotique à large spectre et à bonne diffusion osseuse et systémique, par voie injectable (Marbocyl® 2% et Marbocyl® 10%). Les concentra-tions à 2% et 10% nous on permis dans le cas présent d’injecter de faibles volumes (3,5 mL et 0,7 mL respectivement), plus simples à administrer par voie veineuse et intra musculaire chez les oiseaux.Une première injection intra-veineuse de mar-

air sacks in the bird’s chest.The presence of liquid in the humerus could have led to the bird’s death as a result of «drowning».•Suture of the sectioned muscle masses to one another in order to form a stump around the sectioned bone, using absorbable braided thread (dec. 3). •Suture of the skin using simple stitches in a single-ply, absorbable thread (Plate 8).

The stump was then protected by a pad-ded dressing.

Post-operative care

While the swan was regaining cons-ciousness, it was placed under a warming lamp and the infusion was continued until the bird was completely conscious again.

Pain was managed after the operation by injections of butorphanol (2 mg/kg IM bid for 3 days) and of tolfenamic acid (Tolfedine®, 4 mg/kg IM once a day for 4 days)

The suture was disinfected every 2 days, when the dressing was changed.


In order to treat the bone infection already present and to prevent post-operative com-plications, antibiotic treatment had been started as soon as the bird was brought in. We opted for marbofloxacin, a broad-spec-trum antibiotic that penetrates well into the bone; this was administered by injection (Marbocyl® 2% and Marbocyl® 10%). The 2% and 10% concentrations made it pos-sible for us to inject small volumes (3.5 mL and 0.7 mL respectively) in this case, which are easier to administer by the intravenous and intramuscular routes in birds.The first intravenous injection of

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2.

bofloxacine (Marbocyl 2%®, 10 mg/kg) est effectuée avant l’induction de l’anesthésie et renouvelée à la fin de l’intervention par cette même voie. Le cygne reçoit ensuite de la marbofloxacine par voie intramusculaire (Marbocyl® 10%, 10 mg/kg) deux fois par jour pendant 7 jours après l’intervention.

Aucun effet indésirable n’a été observé pendant l’administration de l’antibiotique à la dose et par la voie indiquées ci-dessus.

Suivi et évolution :

Dès le lendemain de l’intervention, l’appétit est normal et l’état général de l’animal reste bon pendant toute la durée de l’hos-pitalisation.Après 15 jours, la peau a parfaitement cicatrisé, aucun signe d’infection post- opératoire n’a été observé. L’oiseau est relâché 3 semaines après l’amputation.

marbofloxacin (Marbocyl® 2%, 10 mg/kg) was performed before anaesthesia was induced and repeated at the end of the operation via the same route. The swan was then given marbofloxacin by intramuscular route (Marbocyl® 10%, 10 mg/kg) twice a day for 7 days after the operation.

No adverse events were observed during the administration of the antibiotic at the dose and via the route indicated above.


From the day after the operation, appe-tite was normal and the bird’s general condition remained good throughout the duration of hospitalization.After two weeks the skin had healed per-fectly, and no sign of post-operative infec-tion was observed. The bird was released 3 weeks after the amputation.

Photo 1 : Fracture radio-ulnaire ouverte.Plate 1: Open radio-ulnar fracture.

Photo 2 : Cygne anesthésié et perfusé.Plate 2: Anaesthetized and infused swan.

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Photo 3 : Incision cutanée médiale Plate 3: Median cutaneous incision.

Photo 8 : Moignon musculaire et suture cutanée.Plate 8: Muscle stump and cutaneous suture.

Photo 4 : Humérus, veine et artère alaires.Plate 4: Humerus and alar vein and artery.

Photo 5 : Isolement du nerf radial.Plate 5: Isolation of the radial nerve.

Photo 6 : Décollement des muscles en direction proximale.Plate 6: Detachment of the muscles in a proximal direction.

Photo 7 : Section de l’humérus à la scie fil.Plate 7: Section of the humerus using a wire saw.

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Fracture of the tibiotarsus in a Harris's buzzard


A Harris’s buzzard, legally owned by a falconer was brought for a consultation presenting with complete loss of weight bearing in the left leg for 24 hours. Clumsy handling during rabbit hunting seems to have led to this injury.The bird still had an appetite, and it had been resting since the accident.

Clinical and X-ray examination

Visual examination confirmed that the bird was not putting its weight on its leg. Palpation of the leg was painful and brui-sing was visible all along the tibiotarsus. Mobilization of the leg clearly revealed a fracture of the tibiotarsus, close to the knee. This was a closed fracture and the ends of the bones were easily to mobilize.

The general clinical examination did not reveal anything abnormal. The bird wei-ghed 750 g.

Frontal and lateral X-rays confirmed the fracture (Plate 1). This was a closed, proxi-mal, transverse, and non-comminuted fracture of the left tibiotarsus.

Fracture du tibiotarse chez une buse de Harris


Une Buse de Harris, détenue légalement par un fauconnier, est amenée à la con-sultation pour une suppression complè-te d’appui du membre inférieur gauche depuis 24 heures. Une mauvaise conten-tion pendant une chasse au lapin semble être à l’origine du traumatisme.L’appétit est conservé, l’animal est au repos depuis l’accident.

Examen clinique et radiologique

L’examen à distance confirme la suppres-sion d’appui du membre. La palpation du membre est douloureuse, des ecchymo-ses sont visibles le long du tibiotarse. La mobilisation du membre montre de façon claire une fracture du tibiotarse, proche du genou. Cette fracture est fermée et les abouts osseux facilement mobilisables.

L’examen clinique général ne révèle rien d’anormal. L’oiseau pèse 750g.

Un cliché radiographique de face et un de profil permettent de confirmer la fracture (photo 1). Il s’agit d’une fracture fermée proximale transverse, non esquilleuse du tibiotarse gauche.

E. Risi Crédit photo : E. RISI, service de chirurgie/ENVN

E. Risi Photo acknowledgement: E. RISI, Surgery Department /ENVN


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Treatment chosen

It was decided to operate. Centromedullary pinning was expected to stabilize the frac-ture. Since this was a very recent fracture, it was decided to carry out this pinning using radioscopy, without opening up the site, in order to retain the fracture haema-toma, to restrict devascularization of the bone, and thus to optimize the formation of the bony callus.

A Robert-Jones type dressing was placed on the broken leg in order to avoid trans-forming this closed fracture into an open one before the surgery scheduled for the next day (Plate 2).

Surgical treatment


The bird was given the following pre-medication, one IM injection of Valium (1 mg/kg) and of butorphanol (2 mg/kg IM). Anaesthesia was administered via a face masck, using isoflurane and was then maintained with 1-1.5% isoflurane after the bird had been intubated.

Preparation of the bird

The foot was plucked and disinfected by washing three times with iodinated povido-ne (Vetedine®) and alcohol. The bird was placed in dorsal recumbency, under the beam of the radioscope (Plate 3). Sterile fields were placed around the affected leg. Hot water bottles were placed under the fields to keep the bird warm throughout the operation. The surgeons wore a lead apron under their sterile surgical clothing.


Un traitement chirurgical est décidé. Un enclouage centromédullaire doit permet-tre de stabiliser la fracture. Celle-ci étant très récente, il est décidé d’effectuer cet enclouage à foyer fermé, sous radiosco-pie, afin de conserver l’hématome frac-turaire, de limiter la dévascularisation de l’os et d’optimiser ainsi la formation du cal osseux.

Un pansement de type Robert-Jones est réalisé sur le membre fracturé afin de ne pas aggraver la fracture fermée en fractu-re ouverte avant l’intervention chirurgicale prévue le lendemain (photo 2).



L’oiseau reçoit en prémédication, une injection IM de valium (1 mg/kg) et de butorphanol (2 mg/kg IM). L’anesthésie est réalisée au masque, à l’isoflurane et main-tenue ensuite à 1-1,5 % d’isoflurane après avoir intubé l’oiseau.


La patte est plumée et désinfectée par trois passages successifs de povidone iodée (Vétédine®) et d’alcool. L’oiseau est placé en décubitus dorsal, sous les rayons de l’appareil radioscopie (photo 3). Des champs stériles entourent le membre concerné. Des bouillot-tes d’eau chaude placées sous les champs réchauffent l’oiseau pendant l’intervention. Les chirurgiens portent un tablier de plomb sous leur casaque stérile.

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2.

Surgical procedure

The leg was grasped manually; the patel-lar ligament and the tibial surface were located by palpating the knee (Plate 4). A 3-mm Kirchner pin was inserted into the proximal end, through the tibial surface, keeping as far towards the head end of the patellar ligament as possible.

The distal end of the bone was realigned opposite the proximal end, carefully mani-pulating the end of the leg, by traction and angulation, without any surgical access to the fracture itself. The tip of the pin was used to «hook» the distal stump, and so continue to advance the pinning process (Plate 5). These manipulations were car-ried out while regularly checking the posi-tion of the bone stumps that were visible on the scope screen.

An X stitch using absorbable braided deci-mal-2 thread was used to close the skin again over the section of the pin.

Post-operative care

The X-ray checkup showed that the frac-ture had been reduced, the ends of the bones were properly aligned, and there was no angulation or rotation of the leg (Plate 6).

Once the pinning had been comple-ted, the bird was warmed under an infra-red lamp. A padded dressing was put round the operated leg. The buzzard was given anti-inflammatories for 3 days after the operation (tolfenamic acid, Tolfedine® 4 mg/kg/daily IM). The bird was kept in a small cage for 2 weeks and then in an enclosure. Complete rest was recommended, the bird was not to fly or hunt until the pin had been removed.


Le membre est saisi manuellement, le liga-ment patellaire et le plateau tibial sont repérés en palpant le genou (photo 4). Une broche de Kirchner de 3 mm est introduite dans l’about proximal, à travers le plateau tibial, en se plaçant le plus crânialement possible au ligament patellaire.

L’about distal est réaligné face à l’about proximal, en manipulant soigneusement l’extrémité du membre, par traction et angulation, sans abord chirurgical du foyer de fracture. La pointe de la broche permet de «crocheter» l’about distal et de pour-suivre ainsi la progression de l’enclouage (photo 5). Ces manipulations sont effec-tuées avec un contrôle régulier de la posi-tion des abouts osseux visibles sur l’écran de la scopie.

Un point en X au fil tressé résorbable déci-male 2 referme la peau au dessus de la section de la broche.


La radiographie de contrôle permet d’ap-précier la réduction de la fracture, le bon alignement des abouts osseux, l’absence d’angulation et de rotation du membre (photo 6).

Une fois l’enclouage terminé, l’oiseau est réchauffé sous lampe infra-rouge. Un panse-ment matelassé entoure le membre opéré. La buse reçoit des anti-inflammatoires pen-dant 3 jours après l’opération (acide tolfé-namique, Tolfedine® 4 mg/kg/j IM). L’oiseau est maintenu dans une petite cage pendant 15 jours puis dans un box. Un repos complet est préconisé, l’oiseau ne vole pas et ne chasse pas jusqu’au retrait de la broche.

3.

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Antibiotic treatment containing marbofloxa-cin was started. The oral form was chosen in order to avoid damaging the pectoral mus-cles needed for flying (which would normally have been the injection site).The buzzard was given 10 mg/kg of marbo-floxacin by intravenous injection at the end of the operation (Marbocyl® SA 10 mg/kg) and then by oral route at the same dose (Marbocyl®

5 mg tablet, i.e. 1.5 tablet) twice a day. Since the operation had been carried out under sterile conditions and without opening up the fracture site, the risk of infection was slight and antibiotic treatment was only continued for 3 days.


After limping for 10 days, the bird had reco-vered the normal use of its leg was able to use its talons. X-ray follow-up performed every two weeks, made it possible to moni-tor the formation of the bony callus. This formed quickly, and could be seen at the first checkup. The bone had healed after 5 weeks (Plate 7). The bird was then anaes-thetized via a mask using isoflurane and the pin was removed after a cutaneous incision and dissection of the surrounding fibrous tissue. A short incision of the joint capsule had to be performed in order to locate the end of the pin.

After this second operation, because the joint capsule had been opened, another course of antibiotic treatment was started, following the same protocol as before (Marbocyl® 5 mg tablet, 3 days). After removing the pin, the bird was rested for another 7 days and then resumed normal activity (flying and hunting).

Antibiothérapie :

Une antibiothérapie à base de marbo-floxacine est instaurée. La forme orale est privilégiée afin de ne pas léser les muscles pectoraux (lieu d’injection) nécessaires au vol de l’oiseau.La buse reçoit 10 mg/kg de marbofloxa-cine en injection intraveineuse à la fin de l’intervention (Marbocyl® FD 10 mg/kg) puis par voie orale à la même dose (Marbocyl® 5 mg comprimé, soit 1,5 comprimé) deux fois par jour. L’intervention ayant été réali-sée stérilement et à foyer fermé, le risque infectieux est faible et l’antibiothérapie ne sera poursuivie que pendant 3 jours.


Après 10 jours de boiterie, l’oiseau pose parfaitement son membre et utilise ses serres. Un contrôle radiographique, réalisé tous les 15 jours, permet de suivre l’évolution du cal osseux. Celui-ci se forme rapidement, dès le premier contrôle. L’os est cicatrisé au bout de 5 semaines (photo 7). L’oiseau est alors anesthésié au masque à l’isoflurane et la broche retirée, après une incision cutanée et dissection du tissu fibreux qui l’entoure. Une courte incision de la capsule articulaire est nécessaire pour retrouver l’extrémité de la broche.

Après cette seconde intervention, la capsule articulaire ayant été ouverte, une nouvelle antibiothérapie est instau-rée, selon le même protocole (Marbocyl® 5 mg comprimé, 3 jours). Après le retrait de la broche, l’oiseau est maintenu au repos pendant encore 7 jours et reprend ensuite une activité normale (vol et chasse).

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2.3.

Photo 2 : Pansement de Robert-Jones avant l’intervention. Plate 2: Robert-Jones dressing before the operation.

Photo 3 : Oiseau anesthésié, placé sous scopie avant la pose des champs stériles.Plate 3: Anaesthetized bird, placed under the scope before applying the sterile fields.

Photo 4 : Membre fracturé avant enclouage.Plate 4: Broken leg before pinning.

Photo 1 : Radiographie de face de la fracture du tibiotarse.Plate 1: Dorsal X-ray of the fracture of the tibiotarsus.

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Photo 7 : Contrôle à 5 semaines, avant le retrait de la broche.Plate 7: Check-up after 5 weeks, before removing the pin.

Photo 5 : Enclouage du tibiotarse à foyer fermé.Plate 5: Pinning the tibiotarsus using a closed field.

Photo 6 : Contrôle radiographique post-opératoire.Plate 6: Post-operative X-ray follow-up.

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Ulnar fracture and osteomyelitis in a common buzzard (Buteo buteo)


A common buzzard (Buteo buteo), which had been found in its wild habitat, was brought in for consultation. The bird was weak and unable to fly, and had easily allowed itself to be caught.

Clinical and radiological examination

External clinical observation revealed that it was holding its left wing in an abnormal position. The wrist was tipped towards the front of the bird. When examined more closely, the bird was seen to be in bad condition. Bruises were visible all along the left radius-ulna. Mobilization and palpation of the leg led us to suspect a closed ulnar fracture.

The rest of the clinical examination did not reveal anything abnormal. The bird weighed 700g.

Dorsal and lateral X-ray plates confirmed the fracture (Plate 1). It was a proximal diaphyseal comminuted fracture of the ulna (there was a splinter 2 cm long). The radius was not broken. The fracture had been cau-sed by lead shot, fragments of which were visible on the X-ray (Plate 1).

Fracture ulnaire et osteomyelite chez une buse variable (Buteo buteo)


Une Buse variable (Buteo buteo), trouvée dans son milieu sauvage, est amenée à la consultation. L’oiseau, affaibli et incapable de voler, s’est laissé facilement capturer.

Examen clinique et radiologique

L’examen à distance laisse apparaître un port anormal de l’aile gauche. Le poignet se trouve basculé vers l’avant de l’animal. A l’examen rapproché, l’oiseau présente un mauvais état d’embonpoint. Des ecchy-moses sont visibles le long du radius-ulna gauche. La mobilisation et la palpation du membre laissent suspecter une fracture ulnaire fermée.

Le reste de l’examen clinique ne révèle rien d’anormal. L’oiseau pèse 700g.

Un cliché radiographique de face et un de profil permettent de confirmer la fracture (photo 1). Il s’agit d’une fracture diaphysaire proximale esquilleuse de l’ulna (présence d’une esquille de 2 cm de long). Le radius n’est pas fracturé. La fracture a été causée par des plombs de chasse dont les fragments sont visibles à la radiographie (photo 1).

E. Risi Crédit photo : E. RISIClichés radiographiques : S. Madec, Service Chirurgie-imagerie ENVN

E. Risi Photo acknowledgement: E. RISIX-ray plates: S. Madec, Surgery-imaging Department ENVN


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Treatment chosen

The radius had not been broken, and so could be used as a splint. Moving the two ends of the bone relative to each other, and retraction of the splinter of bone should lead to the formation of a pseudarthrosis or a large callus, surrounding the muscles and tendons of the region concerned. The risks of ankylosis and muscle fibrosis would therefore be considerable for conserva-tive treatment (bandages).

Surgical treatment was therefore envisa-ged. This was intended to gather the bone splinters and bring them close together using bands of absorbable braided thread in order to bring them into line with the axis of the bone. The stability of the assembly then had to be ensured by the intact radius, and the short-term application of a figure-of-8 bandage.

Surgical treatment


The bird was given one intramuscular injec-tion of medetomidine (100 µg/kg) and ketamine (5 mg/kg). Anaesthesia was then maintained using isoflurane, after the bird had been intubated.


The wing was plucked (leaving the remigae in place) and disinfected by washing three times successively with iodinated povidone (Vetedine®). The bird was placed in dorsal recumbency. A sterile field with a window was placed around the radio-ulnar region. Hot water bottles were placed under the fields to warm the bird during the operation.


Le radius n’est pas fracturé et peut jouer un rôle d’attelle. Le déplacement des deux abouts osseux l’un par rapport à l’autre et l’éloignement de l’esquille osseuse devraient aboutir à la formation d’une pseudarthrose ou d’un cal volumineux, englobant les muscles et tendons de la région concernée. En utilisant un traitement conservateur (bandages), les risques d’an-kylose et de fibrose musculaire seraient alors importants.

Un traitement chirurgical est donc envi-sagé. Celui-ci vise à réunir et rapprocher les esquilles osseuses à l’aide de cerclages en fil tressé résorbable afin de les réaligner dans l’axe osseux. La stabilité du montage doit ensuite être assurée par le radius intact et un bandage en 8 de courte durée.



L’oiseau reçoit une injection intramuscu-laire de médétomidine (100 µg/kg) et de kétamine (5 mg/kg). L’anesthésie est ensui-te maintenue à l’isoflurane, après avoir intubé l’oiseau.


L’aile est plumée (en préservant les rémi-ges) et désinfectée par trois passages successifs de povidone iodée (Vétédine®). L’oiseau est placé en décubitus dorsal. Un champ fenêtré stérile entoure la région radio-ulnaire. Des bouillottes d’eau chau-de placées sous les champs réchauffent l’oiseau pendant l’intervention.

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2.

Surgical procedure

A cutaneous incision and a dissection of the muscles made it possible to gain access to the bone fragments of the ulna. The splinters were handled cautiously in order to prevent their devascularization. A thread-passing device was used to pass a absorbable braided decimal-2 thread around the bone fragments and the splin-ters in order to realign them. Three such encerclage bands were placed in this way. While the bones were being handled, some of the smaller fragments were bro-ken again, but remained within the brai-ded thread bands.

The muscles were sutured by running stit-ches in absorbable, braided, decimal-2 thread in order to cover the bits of bone. The same sort of cutaneous running stit-ches were made at skin level.

Post-operative care

The X-ray follow-up showed the reduction of the fracture, the correct alignment of the bone fragments, the absence of angu-lation and rotation of the leg (Plate 2). A figure-of-8 bandage was applied for 10 days after the operation.

Daily disinfection of the suture, combi-ned with rehabilitation sessions were car-ried out, and the bird received antibio-tic treatment consisting of marbofloxacin (Marbocyl® SA 10 mg/kg) the day after the operation and the following days.


Two days after the operation, considera-ble swelling of the area that had been operated was observed, followed by a discharge from the cutaneous suture.


Une incision cutanée et une dissection des muscles permettent d’aborder les frag-ments osseux de l’ulna. Les esquilles sont manipulées avec précaution afin de ne pas provoquer leur dévascularisation. Un fil tressé résorbable décimale 2 est passé à l’aide d’un passe-fil autour des fragments osseux et des esquilles afin de les réali-gner. Trois cerclages sont ainsi réalisés. A la manipulation des os certains fragments de petite taille se fracturent à nouveau mais restent inclus dans les cerclages au fil tressé.

Les muscles sont suturés à l’aide d’un surjet au fil tressé résorbable décimale 2 afin de recouvrir les éléments osseux. Un surjet cutané identique est réalisé sur le plan cutané.


La radiographie de contrôle permet d’ap-précier la réduction de la fracture, le bon alignement des fragments osseux, l’ab-sence d’angulation et de rotation du mem-bre (photo 2). Un bandage en 8 est mis en place pendant les 10 jours suivant l’inter-vention.

Une désinfection quotidienne de la suture, associée à des séances de rééducation, sont réalisées et l’oiseau reçoit une anti-biothérapie à base de marbofloxacine (Marbocyl® FD 10 mg/kg) le lendemain de l’intervention et les jours suivants.


Deux jours après l’intervention, une tumé-faction important de la zone opératoire est notée, associée à un suintement de la sutu-re cutanée. Un exsudat séro-hémorragique

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A sero-haemorrhagic exudate soiled the dressing. The antibiotic treatment was con-tinued, but irregularly, for 5 days.

An X-ray follow-up 13 days after the opera-tion (Plate 3) revealed signs of bone remo-deling and the lesions strongly suggested infectious osteomyelitis: image of hetero-genous and irregular bone affecting the bone cortex and marrow. The marbofloxa-cin (Marbocyl® SA) antibiotic treatment was resumed at a dose of 10 mg/kg twice daily by intramuscular route.

Another X-ray taken 12 days later (D25) (Plate 4) revealed that the osteomyelitis had progressed along the radius. This invol-ved the zone of the surgical operation and half the length of the ulna.

The antibiotic treatment was continued without interruption for 3 weeks at the same dosage via the intramuscular route. Daily sessions of rehabilitation were carried out to avoid ankylosis of the wing.

Further X-ray check-ups were carried out 9 and 28 days later (D34 and D53) (Plate 5, 6) and revealed stabilization with no further progression of the bone infection. No change in the osteomyelitis could be seen radiologically from D25 to D53. Signs of bone turnover began to be visible. Clinically, the skin healed per-fectly, no sign of infection was observed (no discharge, serum or pus, and no warmth or pain in the region that had been operated).

souille le pansement. L’antibiothérapie est poursuivie mais de façon irrégulière pen-dant 5 jours.

Un contrôle radiographique 13 jours après l’intervention (photo 3) montre des signes de remodelage osseux et des lésions lais-sant fortement suspecter une ostéomyélite d’origine infectieuse : image osseuse hété-rogène et irrégulière intéressant la cortica-le et la médullaire de l’os. L’antibiothérapie est reprise à base de marbofloxacine (Marbocyl® FD) à raison de 10 mg/kg deux fois par jour par voie intramusculaire.

Une nouvelle radiographie 12 jours plus tard (J25) (photo 4) montre une progression de l’ostéomyélite le long du radius. Celle-ci con-cerne la zone d’intervention chirurgicale et la moitié de la longueur de l’ulna.

L’antibiothérapie est poursuivie sans inter-ruption pendant 3 semaines à la même posologie par voie intramusculaire. Des séances de rééducation quotidiennes sont effectuées afin d’éviter l’ankylose de l’aile.

Les nouvelles radiographies de contrôle 9 et 28 jours plus tard (J34 et J53) (photo 5, 6) permettent d’observer une stabilisation et un arrêt de la progression de l’infection osseuse. Aucune évolution de l’ostéomyélite n’est obser-vée radiologiquement à partir de J25 et jus-qu’à J53. Des signes de remodelage osseux commencent à être observés. Cliniquement la cicatrisation cutanée est parfaite, aucun signe d’infection n’est observé (absence de suinte-ments, de sérosités, de pus, absence de chaleur et de douleur de la région opérée).

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2.

After 25 days of antibiotic treatment at a dose of 10 mg/kg IM b.i.d., no side effect was seen in this common buzzard. The bird was placed in a rehabilitation aviary for 28 days. During this period of rehabili-tation, the buzzard fully recovered its ability to fly, and it was released back into the wild.

Après 25 jours d’antibiothérapie à la posolo-gie de 10 mg/kg IM deux fois par jour, aucun effet secondaire n’a été observé chez la buse variable. L’oiseau est placé en volière de rééducation pendant 28 jours. Pendant cette période de rééducation, la buse retrouve entièrement ses capacités de vol et sera relâ-chée dans son milieu naturel.

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Photo 1 : Photo 1 : Radiographie de l’aile, présence d’une fracture due aux plombs.Plate 1: X-ray of the wing, presence of a fracture caused by lead shot.

Photo 2 : radiographie post-opératoire.Plate 2: Post-operative X-ray.

Photo 3 : radiographie à J13, forte suspicion d’ostéomyélite.Plate 3: X-ray on D13, strong suspicion of osteomyelitis.

Photo 4 : Radiographie à J25, progression de l’ostéomyélite le long du radius.Plate 4: X-ray on D25, progression of the osteomyelitis along the radius.

Photo 5 : Radiographie à J34, arrêt de la progression de l’infection osseuse.Plate 5: X-ray on D34, progression of the bone infection stopped.

Photo 6 : Radiographie à J53, arrêt de la progression de l’infection osseuse.Plate 6: X-ray on D53, progression of the bone infection stopped.

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2.3.

Poissons Fishes

Wound on a shark

When the new 400-m tank at the ocea-nographic museum of Monaco was res-tocked in October 2000, two gray sharks, Carcharinus plumbeus, a year and a half in age and weighing about 8 kg, had injuries on their noses when they arrived. Antibiotic treatment had to be administered.

The antibiotic chosen was Marbocyl® SA because of its activity against the suspected pathogens, and because it is distributed throughout the body and its persistence.

Marbofloxacin has several characteristics that make it suitable for the treatment of sharks; it has a broad antimicrobial spectrum, the solution diffuses well and it remains active for more than 5 days in these animals, thus minimizing stress and the need for handling.

Marbocyl® SA was prescribed at the usual dose of 2 mg/kg, (0.2 ml/kg). Two IM injections of 1.6 ml were administered at an interval of 5 days, the first on arrival and the second in the tank administered by a diver-keeper, who restrained the sharks under water using nets.

Blessure chez un requin

Lors du peuplement du nouveau bassin de 400 m au musée océanographique de Monaco, en octobre 2000, deux requins gris, Carcharinus plumbeus, âgés d’un an et demi et pesant environ 8 kg, étaient blessés au museau lors de leur arrivée. Une thérapeutique antibiotique devait être entreprise.

Le choix de l’antibiotique s’est porté sur Marbocyl® FD pour son activité sur les germes suspectés, sa diffusion dans l’orga-nisme et sa rémanence.

La marbofloxacine présente plusieurs parti-cularités adaptées à la thérapeutique des requins ; un large spectre anti-microbien, une bonne diffusion de la solution et une période d’activité supérieure à 5 jours chez ces animaux, minimisant ainsi le stress et les manipulations.

Marbocyl® FD a été prescrit à la dose classi-que de 2 mg/kg, (0.2ml/kg). Deux injections IM de 1.6 ml ont été effectuées à 5 jours d’in-tervalle, la première à l’arrivée, la seconde en bassin par un plongeur-soigneur, immo-bilisant sous l’eau les requins dans des filets. Aucune complication infectieuse n’a

CAS CLINIQUE CLINICAL CASE1. 1.Yves Firmin, Docteur vétérinaire, Le Cannet Yves Firmin, DVM, Le Cannet (France)

No infectious complication interfered with the healing of the wounds and the sharks resumed their usual eating habits two weeks later.

131

entravé la bonne cicatrisation des plaies et les requins ont retrouvé leurs habitudes alimentaires au bout de deux semaines.

Poissons Fishes

132

2.3.

133

Fiches pratiques Practical information

Annexe Annexe

Fiches pratiquesPractical information

Lapin

134

2.3.

Paramètres biologiques et physiologiques

Paramètres Femelle Mâle

Longévité (années) 6-10

Poids adulte (kg) 2-6 2-5

Formule dentaire(incisives, canines, prémolaires, molaires)

Demi-mâchoire supérieure : 2-0-3-3Demi-mâchoire inférieure : 1-0-3-2

Température corporelle (°C) 38,5-40,0

Fréquence respiratoire (pulsations/min) 30-60

Fréquence cardiaque (battements/min) 180-250

Volume sanguin (mL) 55-70

Alimentation Foin+++, granulés, pain sec, carottes/caecotrophie

Consommation d’eau 50-150 mL/kg/j

Urine 10-35 mL/kg/j

Maturité sexuelle (mois) 4-6 6-7

Durée de gestation (jours) 28-34 -

Taille de portée (nombre de petits) 2-5 -

Poids à la naissance (g) 20-80

Ouverture des yeux (jours) 9-10

Sevrage (semaines) 5-6

Anesthésie

Molécules, doses et voies

Kétamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg) IM

Kétamine (10 mg/kg)/xylazine (3 mg/kg) IV

Kétamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg)/acépromazine (0.75 mg/kg) IM

Kétamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg)/butorphanol (0.1 mg/kg) IM

Pentobarbital (10 mg/kg) puis 2-10 mg IV lente

Tilétamine-zolazépam (0,5 à 1 mg / kg) IM, IV

Kétamine (20-25 mg/kg)/médétomidine (300-500 µg/kg) IM (réveil atipamézol 0,05 - 1 mg/kg IM. IV)

Morphine (2-4mg/kg) SC renouveler toutes les 2-4h

Normes biochimiques Normes hématologiques

Paramètres Valeurs Paramètres Valeurs

Protéines totales (g/L) 54-83 Hématocrite (%) 33-50

Albumine (g/L) 24-46 Hémoglobine (g/dL) 9,4-17,4

Glucose (g/L) 0,75-1,55 Erythrocytes(x106/µL)

3,8-7,9Urée (g/L) 0,13-0,29

Créatinine (mg/L) 5-25 Réticulocytes (%) -

Calcium (mg/L) 56-125 Leucocytes(x103/µL)

5,2-12,5Sodium (mEq/L) 131-155

Potassium (mEq/L) 3,6-6,9 Neutrophiles (%) 20-75

Chlore (mEq/L) 92-112 Lymphocytes (%) 25-85

Phosphore (mg/L) 40-69 Monocytes (%) 1-4

Cholestérol (g/L) 0,1-0,8 Eosinophiles (%) 0-5

PAL (UI/L) 4-16 Basophiles (%) 1-7

ALT (UI/L) 48-80 Numération plaquettaire(x103/µL)

200-1000AST (UI/L) 14-113

Rabbit

135

Biological and physiological parameters

Parameters Female Male

Lifespan (years) 6-10

Adult bodyweight (kg) 2-6 2-5

Dental formula(incisors, canines, premolars, molars)

Top half jaw : 2-0-3-3Bottom half jaw: 1-0-3-2

Body temperature (°C) 38,5-40,0

Respiratory rate (beats/min) 30-60

Heart rate (beats/min) 180-250

Blood volume (mL) 55-70

Diet Hay+++, pellets, stale bread, carrots/caecotrophy

Water consumption 50-150 mL/kg/j

Urine 10-35 mL/kg/j

Sexual maturity (months) 4-6 6-7

Gestation period (days) 28-34 -

Litter size (number of offspring) 2-5 -

Birthweight (g) 20-80

Eyes open (days) 9-10

Weaning (weeks) 5-6

Anaesthesia

Drugs, doses and routes

Ketamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg) IM

Ketamine (10 mg/kg)/xylazine (3 mg/kg) IV

Ketamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg)/acepromazine (0.75 mg/kg) IM

Ketamine (35 mg/kg)/xylazine (5 mg/kg)/butorphanol (0.1 mg/kg) IM

Pentobarbital (10 mg/kg then 2-10 mg IV lente

Tiletamine-zolazepam (0,5 à 1 mg / kg) IM, IV

Ketamine (20-25 mg/kg)/medetomidine (300-500 µg/kg) IM (when regains consciousness: atipamezol 0,05 - 1 mg/kg IM. IV)

Morphine (2-4mg/kg) SC repeat every 2-4h

Normal biochemical values Normal haematological values

Parameter Value Parameter Value

Total protein (g/L) 54-83 Haematocrit (%) 33-50

Albumin (g/L) 24-46 Haemoglobin (g/dL) 9,4-17,4

Glucose (g/L) 0,75-1,55 Erythrocytes(x106/µL)

3,8-7,9Urea (g/L) 0,13-0,29

Creatinine (mg/L) 5-25 Reticulocytes (%) -

Calcium (mg/L) 56-125 Leukocytes(x103/µL)

5,2-12,5Sodium (mmole/L) 131-155

Potassium (mmole/L) 3,6-6,9 Neutrophils (%) 20-75

Chloride (mmole/L) 92-112 Lymphocytes (%) 25-85

Phosphorus (mg/L) 40-69 Monocytes (%) 1-4

Cholesterol (g/L) 0,1-0,8 Eosinophils (%) 0-5

PAL (UI/L) 4-16 Basophils (%) 1-7

ALT (UI/L) 48-80 Platelet count(x103/µL)

200-1000AST (UI/L) 14-113


Furet

136

2.3.


Paramètres Femelle Mâle

Longévité (années) 5-8

Poids adulte (kg) 0,5-1,0 1,0-2,0

Formule dentaire (incisives, canines, prémolaires, molaires)

Mâchoire supérieure : 3-1-3-1Mâchoire inférieure : 3-1-3-2

Température corporelle (°C) 37,8-40

Fréquence respiratoire (pulsations/min) 33-36

Fréquence cardiaque (battements/min) 180-250

Volume urinaire (mL/j) 25

Volume sanguin (mL) 40 60

Alimentation Carnivore, aliments spécifiques

Maturité sexuelle (mois) 7-10 8-12

Saison de reproduction Mars-août Décembre-juillet

Cycle oestral Monoestrien 120 j

Durée de gestation (jours) 41-42 -

Taille de portée (nombre de petits) 8 (1-18) -

Poids à la naissance (g) 8-10

Ouverture des yeux (jours) 30-35

Sevrage (semaines) 6-8

Dents de lait (jours) 20-28

Dents définitives (jours) 50-74

Normes biochimiques Normes hématologiques

Paramètres Albinos Putoise Paramètres

Protéines totales (g/L) 51-74 53-72 Hématocrite (%) 0,43-0,55

Albumine (g/L) 26-38 33-41 Hémoglobine (g/dL) 12-18

Glucose (g/L) 0,94-2,07 0,62-1,34 Erythrocytes(x106/µL)

6,7-12,1Urée (g/L) 0,10-0,45 0,12-0,43

Créatinine (mg/L) 4-9 2-6 Réticulocytes (%) 1-12

Calcium (mg/L) 80-118 86-105 Leucocytes(x103/µL)

3,5-7Sodium (mmole/L) 137-162 146-160

Potassium (mmole/L) 4,5-7,7 4,3-5,3 Neutrophiles (%) 11-82

Chlore (mmole/L) 106-125 102-121 Lymphocytes (%) 12-54

Phosphore (mg/L) 40-91 56-87 Monocytes (%) 0-9

Cholestérol (g/L) 0,64-2,96 1,19-2,09 Eosinophiles (%) 0-7

PAL (UI/L) 9-84 30-120 Basophiles (%) 0-2

ALT (UI/L) - 82-289 Numération plaquettaire(x103/µL)

297-730ASAT (UI/L) 28-120 57-248

Anesthésie

Molécules Voie Doses

Gazeuse Masque et intubation Isoflurane 5% puis 1-2% (02 1L/min)

Xylazine + butorphanol + kétamine IM 2 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

acépromazine + butorphanol + kétamine IM 0,1 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

diazépam + butorphanol + kétamine IM 3 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

Médétomidine + kétamine IM 50-100 µg/kg + 8-10 mg/kg

Ferret

137

Anesthésie

Molécules Voie Doses

Gazeuse Masque et intubation Isoflurane 5% puis 1-2% (02 1L/min)

Xylazine + butorphanol + kétamine IM 2 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

acépromazine + butorphanol + kétamine IM 0,1 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

diazépam + butorphanol + kétamine IM 3 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

Médétomidine + kétamine IM 50-100 µg/kg + 8-10 mg/kg


Parameters Female Male

Lifespan (years) 5-8

Adult bodyweight (kg) 0,5-1,0 1,0-2,0

Dental formula (incisors, canines, premolars, molars)

Top jaw : 3-1-3-1Bottom jaw : 3-1-3-2

Body temperature (°C) 37,8-40

Respiratory rate (beats per min) 33-36

Heart rate (beats per min) 180-250

Urinary volume (mL/j) 25

Blood volume (mL) 40 60

Diet Carnivorous, specific foods

Sexual maturity (months) 7-10 8-12

Breeding season March-August December-July

Oestrus cycle Monoestrian 120 d Gestation period (days) 41-42 -

Litter size (number of kits) 8 (1-18) -

Birthweight (g) 8-10

Eyes open (days) 30-35

Weaning (weeks) 6-8

Milk teeth (days) 20-28

Permanent teeth (days) 50-74

Normal biochemistry values Normal haematology values

Parameters Albino Putoise Parameters

Total protein (g/L) 51-74 53-72 Haematocrit (%) 0,43-0,55

Albumin (g/L) 26-38 33-41 Haemoglobin (g/dL) 12-18

Glucose (g/L) 0,94-2,07 0,62-1,34 Erythrocytes(x106/µL)

6,7-12,1Urea (g/L) 0,10-0,45 0,12-0,43

Creatinine (mg/L) 4-9 2-6 Reticulocytes (%) 1-12

Calcium (mg/L) 80-118 86-105 Leukocytes(x103/µL)

3,5-7Sodium (mmole/L) 137-162 146-160

Potassium (mmole/L) 4,5-7,7 4,3-5,3 Neutrophils (%) 11-82

Chloride (mmole/L) 106-125 102-121 Lymphocytes (%) 12-54

Phosphorus (mg/L) 40-91 56-87 Monocytes (%) 0-9

Cholesterol (g/L) 0,64-2,96 1,19-2,09 Eosinophils (%) 0-7

PAL (UI/L) 9-84 30-120 Basophils (%) 0-2

ALT (UI/L) - 82-289 Platelet count(x103/µL)

297-730ASAT (UI/L) 28-120 57-248

Anaesthesia

Drug Route Dose

Gaseous Mask and intubation Isoflurane 5% then 1-2% (02 1L/min)

Xylazine + butorphanol + ketamine IM 2 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

acepromazine + butorphanol + ketamine IM 0,1 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

diazepam + butorphanol + ketamine IM 3 mg/kg + 0,2 mg/kg + 15 mg/kg

Medetomidine + ketamine IM 50-100 µg/kg + 8-10 mg/kg


Chinchilla / Octodon / Cobaye / Chien de prairie

138

2.3.


Paramètres Chinchilla Octodon Cobaye Chien de prairie

Longévité (années) 9-17 5-8 4-8 5-10

Poids adulte (g)450-800 200-300 700-900 500-2200

400-500 200-300 900-1200 500-2200Formule dentaire (I, C, PM, M)Mâchoire supérieureMâchoire inférieure

1-0-1-31-0-1-3

0-0-2-31-0-1-3

Température corporelle (°C) 37-38 37,5-38,5 37,2-39,5 35,3-39

Fréquence respiratoire (mouvts/min) 100 100-150 45-150 70-100

Fréquence cardiaque (battements/min) 100-150 150-300 150-380 83-138

Volume sanguin (mL/kg) 20-32 - 70 75

Alimentation Mélange complet rongeurs + foin + verdure +

graines + fruitsGranulés lapins +

graines + foin

Maturité sexuelle (mois)4-5 3-5 2

24-369 5-6 3

Durée de gestation (jours) 105-118 87-93 59-72 30-35

Taille de portée (nombre de petits) 1-6 (2) 1-10 (5) 1-13 (2-4) 2-10 (5)

Poids à la naissance (g) 30-60 15 60-110 -

Sevrage (semaines) 6-8 4-6 2-4 6-7

Normes biochimiques

Paramètres Chinchilla Octodon Cobaye

Protéines totales (g/L) 50-60 68 42-68

Albumine (g/L) 25-42 - 21-39

Glucose (g/L) 0,60-1,20 0,80-1,00 0,60-1,25

Urée (g/L) 0,10-0,25 0,5 0,1-0,315

Créatinine (mg/L) 4-13 15 6-22

Calcium (mg/L) 100-150 - 82-120

Sodium (mmole/L) 130-155 - 120-152

Potassium (mmole/L) 5,0-6,5 - 3,8-7,9

Chlore (mmole/L) 105-115 - 90-115

Phosphore (mg/L) 40-80 - 30-76

Cholestérol (g/L) 0,4-1,0 - 0,16-0,43

PAL (UI/L) 3-12 250 55-108

ALT (UI/L) 10-35 56 25-59

AST (UI/L) 15-45 12 26-68

Chinchilla / Octodon / Cobaye / Chien de prairie

139

Normes biochimiques

Paramètres Chinchilla Octodon Cobaye Chien de prairie

Hématocrite (%) 25-54 26-54 32-50 32,36-46,41

Hémoglobine (g/dL) 11,7-13,5 7,2-15,0 10,0-17,2 10,26-15,76

Erythrocytes (x106/µL) 6,6-10,7 4,2-13,9 3,2-8,0 5,48-8,08

Réticulocytes (/µL) - - - 200-3200

Leucocytes (x103/µL) 7,6-11,5 3,2-20,0 5,5-17,5 0,03-9,52

Neutrophiles (% ou /µL) 23-45 % 22-48 % 22-48 % 190-4350 /µL

Lymphocytes (% ou /µL) 51-73 % 25-75 % 39-72 % 0,0-4980 /µL

Monocytes (% ou /µL) 1-4 % 1-8 % 1-10 % 0,0-190 /µL

Eosinophiles (% ou /µL) 0,5-2,6 % 0-8 % 0-7 % 0,0-580 /µL

Basophiles (% ou /µL) 0-1 % 0-10 % 0,0-2,7 % 0,0-0,0 /µL

Numération plaquettaire (x103/µL) 254-298 250-500 260-740 117-735

Anesthésie

Molécule Voie Doses

Isoflurane Gazeuse au masque 5% puis 1-3% (02 1L/min)

Kétamine + xylazine IM 30 mg/kg + 5 mg/kg

Kétamine + xylazine IM 44 mg/kg + 5 mg/kg

Kétamine + acépromazine IM 20-40 mg/kg + 0,5 mg/kg

Kétamine + diazépam IM 20-40 mg/kg + 3-5 mg/kg

Pentobarbital IP 37 mg/kg

Tilétamine + Zolazépam IM 20-40 mg/kg

Médétomidine + Tilétamine-zolazépam

IM 500 µg/kg + 40 mg/kg

Médétomidine + kétamine IM 500 µg/kg + 40 mg/kg


Chinchilla / Degu / Guinea-pig / Prairie dog

140

2.3.


Parameters Chinchilla Degu Guinea-pig Prairie dog

Lifespan (years) 9-17 5-8 4-8 5-10

Adult bodyweight (g)450-800 200-300 700-900 500-2200

400-500 200-300 900-1200 500-2200Dental formula (I, C, PM, M)Top jawBottom jaw

1-0-1-31-0-1-3

0-0-2-31-0-1-3

Body temperature (°C) 37-38 37,5-38,5 37,2-39,5 35,3-39

Respiratory rate (movements/min) 100 100-150 45-150 70-100

Heart rate (beats/min) 100-150 150-300 150-380 83-138

Blood volume (mL/kg) 20-32 - 70 75

Diet Complete rodent food mix + hay + greenery +

seeds + fruitRabbit pellets +

seeds + hay

Sexual maturity (months)4-5 3-5 2

24-369 5-6 3

Gestation period (days) 105-118 87-93 59-72 30-35

Litter size (number of offspring) 1-6 (2) 1-10 (5) 1-13 (2-4) 2-10 (5)

Birthweight (g) 30-60 15 60-110 -

Weaned (weeks) 6-8 4-6 2-4 6-7

Normal biochemistry values

Parameters Chinchilla Degu Guinea-pig

Total protein (g/L) 50-60 68 42-68

Albumin (g/L) 25-42 - 21-39

Glucose (g/L) 0,60-1,20 0,80-1,00 0,60-1,25

Urea (g/L) 0,10-0,25 0,5 0,1-0,315

Creatinine (mg/L) 4-13 15 6-22

Calcium (mg/L) 100-150 - 82-120

Sodium (mmole/L) 130-155 - 120-152

Potassium (mmole/L) 5,0-6,5 - 3,8-7,9

Chloride (mmole/L) 105-115 - 90-115

Phosphorus (mg/L) 40-80 - 30-76

Cholesterol (g/L) 0,4-1,0 - 0,16-0,43

PAL (UI/L) 3-12 250 55-108

ALT (UI/L) 10-35 56 25-59

AST (UI/L) 15-45 12 26-68

141

Normal biochemistry values

Parameters Chinchilla Degu Guinea-pig Prairie dog

Haematocrit (%) 25-54 26-54 32-50 32,36-46,41

Haemoglobin (g/dL) 11,7-13,5 7,2-15,0 10,0-17,2 10,26-15,76

Erythrocytes (x106/µL) 6,6-10,7 4,2-13,9 3,2-8,0 5,48-8,08

Reticulocytes (/µL) - - - 200-3200

Leukocytes (x103/µL) 7,6-11,5 3,2-20,0 5,5-17,5 0,03-9,52

Neutrophils (% ou /µL) 23-45 % 22-48 % 22-48 % 190-4350 /µL

Lymphocytes (% ou /µL) 51-73 % 25-75 % 39-72 % 0,0-4980 /µL

Monocytes (% ou /µL) 1-4 % 1-8 % 1-10 % 0,0-190 /µL

Eosinophils (% ou /µL) 0,5-2,6 % 0-8 % 0-7 % 0,0-580 /µL

Basophils (% ou /µL) 0-1 % 0-10 % 0,0-2,7 % 0,0-0,0 /µL

Platelet count (x103/µL) 254-298 250-500 260-740 117-735

Anaesthesia

Drug Route Doses

Isoflurane Gas via mask 5% than 1-3% (02 1L/min)

Ketamine + xylazine IM 30 mg/kg + 5 mg/kg

Ketamine + xylazine IM 44 mg/kg + 5 mg/kg

Ketamine + acepromazine IM 20-40 mg/kg + 0,5 mg/kg

Ketamine + diazepam IM 20-40 mg/kg + 3-5 mg/kg

Pentobarbital IP 37 mg/kg

Tiletamine + Zolazepam IM 20-40 mg/kg

Medetomidine + Tiletamine-zolazepam

IM 500 µg/kg + 40 mg/kg

Medetomidine + ketamine IM 500 µg/kg + 40 mg/kg


Rat / Souris / Gerbille / Hamster

142

2.3.


Paramètres Rat Souris Gerbille Hamster

Longévité (ans) 2,5-3,5 1,5-3 2,5-3,5 1,5-2

Poids adulte (g)� 225-325 22-63 55-85 95-150

� 267-520 20-40 65-100 87-130

Formule dentaire (I, C, PM, M)Mâchoire supérieureMâchoire inférieure

1-0-0-31-0-0-3

Température corporelle (°C) 35,9-37,5 36,5-38,0 37,0-38,5 37,0-38,0

Fréquence respiratoire (mouvts/min) 71-146 91-216 85-160 38-110

Fréquence cardiaque (battements/min) 250-400 325-780 300-400 250-500

Volume sanguin (mL/kg) 50-65 70-80 60-85 65-80

Alimentation Granulés spécifiques + graines + pain sec + verdure + fruits

Maturité sexuelle (semaines) 6-8 5-8 10-12 6-8

Durée de gestation (jours) 19-23 19-21 23-26 15-18

Taille de portée (nombre de petits) 6-13 7-11 4-6 4-14

Poids à la naissance (g) 4-6 1,0-1,5 2,5-3,5 1,5-3,0

Ouverture des yeux (jours) 12-15 12-14 16-21 12-14

Sevrage (jours) 17-21 21-28 20-30 20-28

Anesthésie

Molécules Rat Souris Hamster Gerbille

Isoflurane Gazeuse au masque 5% puis 1-3% (02 1L/min)

Kétamine médétomidine

75 mg/kg500 µg/kg IM

75 mg/kg1000 µg/kg IP

100 mg/kg 300 µg/kg IM


KétamineXylazine

75-100 mg/kg10 mg/kg IM

80-100 mg/kg10 mg/kg IM, IP

100-200 mg/kg5-10 mg/kg IM, IP

50-70 mg/kg2-3 mg/kg IM

Pentobarbital 30-40 mg/kg IP 50 mg/kg IP

Tilétamine + Zolazépam

30 à 50 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP

143


Parameters Rat Mouse Gerbil Hamster

Lifespan (years) 2,5-3,5 1,5-3 2,5-3,5 1,5-2

Adult bodyweight (g)� 225-325 22-63 55-85 95-150

� 267-520 20-40 65-100 87-130

Dental formula (I, C, PM, M)Top jawBottom jaw

1-0-0-31-0-0-3

Body temperature (°C) 35,9-37,5 36,5-38,0 37,0-38,5 37,0-38,0

Respiratory rate (movements/min) 71-146 91-216 85-160 38-110

Heart rate (beats/min) 250-400 325-780 300-400 250-500

Blood volume (mL/kg) 50-65 70-80 60-85 65-80

Diet Special pellets + seeds + stale bread + greenery + fruit

Sexual maturity (weeks) 6-8 5-8 10-12 6-8

Gestation period (days) 19-23 19-21 23-26 15-18

Litter size (number of offspring) 6-13 7-11 4-6 4-14

Birthweight (g) 4-6 1,0-1,5 2,5-3,5 1,5-3,0

Eyes open (days) 12-15 12-14 16-21 12-14

Weaned (days) 17-21 21-28 20-30 20-28

Anaesthesia

Drug Rat Mouse Hamster Gerbil

Isoflurane Gas via mask 5% then 1-3% (02 1L/min)

Ketamine medetomidine


75 mg/kg1000 µg/kg IP

100 mg/kg 300 µg/kg IM


Ketamine Xylazine

75-100 mg/kg10 mg/kg IM

80-100 mg/kg10 mg/kg IM, IP

100-200 mg/kg5-10 mg/kg IM, IP

50-70 mg/kg2-3 mg/kg IM

Pentobarbital 30-40 mg/kg IP 50 mg/kg IP

Tiletamine + Zolazepam

30 à 50 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP 50-80 mg/kg IM, IP

Rat / Mouse / Gerbil / Hamster


Reptiles

144

2.3.


Tortue de Floride Tortue d’Hermann Tortue grecque

Poids (kg) 2-3 3 3-4

Taille (cm) 28 15-30 30-40

Longévité (années) 40 50-80 plusieurs dizaines

Durée d’incubation (jours) 70 80 90

Taille de la ponte (œufs) 7-15 2-6 12

AlimentationOmnivore,

charognard, végétarien

Herbivore, folivore

Mode vie Diurne, aquatique Diurne, terrestre

Logement Aqua-terrarium

Eté : enclos ensoleillé avec végétation, abri et bassin peu profond

Hiver : terrarium avec plantes, cachette et bassin peu profond

Température (°C) joureau à 23-25

25-28 28-32

Température (°C) nuit 20-24 26

LégislationAnnexe B règlement

européen

Annexe II convention Washington (CITES) ; Annexe A règlement européen

France : protection du 10 juillet 1976 (interdites si nées après cette date)


Iguane vert Gecko-léopardDragon d’eau

(Agame aquatique)

Poids (g) 5000-10000 60-95 -

Taille (cm) 150-180 20-25 50-80

Longévité (années) 15-20 10-15 10-12

Durée d’incubation (jours) 90-100 28-35 67-110

Taille de la ponte (œufs) 40 2 8-15

AlimentationVégétarien (fruits,

légumes, feuilles vertes)Carnivore (bébés souris) + insectivore

(vers de farine, asticots, grillons, sauterelles)

Mode vie Diurne, arboricoleCrépusculaire,

nocturne, arboricoleSemi aquatique, diurne,

arboricole

Logement

Terrarium plus haut que long ; source

rayons UVB ; branches ; pulvérisation de la

végétation ; éviter les graviers, le sable, la

litière pour chat

Terrarium plus haut que long ; source rayons

UVB ; abris en écorces et branchages ; sable

très fin ou copeaux au sol

Terrarium plus haut que long ; source

rayons UVB ; écorces et branchages ; terreau

au sol

Température (°C) jour 28-30 27-29 26-33

Température (°C) nuit 24-25 24-25 24-26

Hygrométrie (%) 70-90 30-40 80

Eclairage (heures)14 été

12 hiver14 été

10-12 hiver10

Législation

Annexe II convention Washington (CITES)

Annexe B règlement européen

Non soumise à la CITES

145


Python molure Boa constricteur Serpent des blés

Poids (kg) 80 - -

Taille (m) 8 3-5 0,80-1,50

Longévité (années) 10-30 10-25 15

Durée d’incubation /gestation (jours)

60-90 140-240 60-90

Taille de la ponte /nombre de jeunes

8-100 oeufs 10-20 jeunes 10-25

AlimentationPetits rongeurs (souris, rats, lapins),

volaille (poussins, poules)Petits rongeurs

(souris, jeunes rats)

Mode vieTerrestre,

semi-arboricole, semi-aquatique

Nocturne, semi-arboricole, semi-aquatique

Diurne, crépusculaire, semi-arboricole

Logement

Terrarium avec copeaux, branches solides, bassin puis

avec la taille passer à un local ou une pièce

Grand terrarium avec copeaux, branches

solides et bassin d’eau tiède

Terrarium en longueur et largeur avec substrat dur, branchages et un

bac d’eau

Température (°C) jour 27-30 26-32 25-29

Température (°C) nuit 23-24 22-25 20-22

Hygrométrie (%) 80 80 50-70

Eclairage (heures) Rythme nycthéméral14 été8 hiver

Législation

Annexe II convention Washington (CITES)Annexe B règlement européen

(Boa constrictor, Molurus pimbura et bivittatus)

Non soumis à la CITES


Reptiles

146

2.3.


Florida Tortoise Hermann's Tortoise Greek Tortoise

Weight (kg) 2-3 3 3-4

Length (cm) 28 15-30 30-40

Lifespan (years) 40 50-80 Several tens

Incubation time (days) 70 80 90

Clutch size (eggs) 7-15 2-6 12

DietOmnivorous, carrion eater,

vegetarian

Herbivorous, leaf-eating

Lifestyle Diurnal, aquatic Diurnal, terrestrial

Housing Aqua-terrarium

Summer: sunny enclosure with vegetation, shelter and shallow pond

Winter : terrarium with plants, hiding place and shallow pool

Temperature (°C) dayWater at 23-25

25-28 28-32

Temperature (°C) night 20-24 26

LegislationAnnexe B European

LegislationAnnex II Washington convention (CITES) ;

Annex A European Legislation

Biological and physiological Parameters

Green Iguana Gecko-leopardFrilled Dragon

(Aquatic Agama)

Weight (kg) 5000-10000 60-95 -

Length (cm) 150-180 20-25 50-80

Lifespan (years) 15-20 10-15 10-12

Incubation time (days) 90-100 28-35 67-110

Clutch size (eggs) 40 2 8-15

DietVegetarian (fruit,

vegetables, green leaves)

Carnivorous (baby mice) + insectivorous (flour maggots, grubs, crickets, grasshoppers)

Lifestyle Diurnal, tree-dwellingCrepuscular, nocturnal,

tree-dwellingSemi -aquatic, diurnal,

tree-dwelling

Housing

Terrarium that is higher than its length; UVB

light source; branches; spray the vegetation;

do not use gravel, sand, cat litter

Terrarium that is higher than its length; UVB light

source; shelter made of bark and branches;

very fine sand or shavings on the floor

Terrarium that is higher than its length; UVB

light source; bark and branches; peat on the

floor;

Temperature (°C) day 28-30 27-29 26-33

Temperature (°C) night 24-25 24-25 24-26

Relative Humidity (%) 70-90 30-40 80

Lighting (hours)14 summer12 winter

14 summer10-12 winter

10

Legislation

Annex II Washington convention (CITES) Annex B European

legislation

Not covered by CITES

147


Burmese python Boa constrictor Corn snake

Weight (kg) 80 - -

Length (cm) 8 3-5 0,80-1,50

Lifespan (years) 10-30 10-25 15

Incubation /gestation time (days)

60-90 140-240 60-90

Size of litter/number of offspring

8-100 eggs 10-20 offspring 10-25

DietSmall rodents (mice, rats, rabbits),

poultry (chickens, hens)Small rodents

(mice, young rats)

LifestyleTerrestrial,

semi-tree-swelling, semi-aquatic

Nocturnal, semi-tree-swelling, semi-

aquatic

Diurnal, crepuscular, semi-tree-dwelling

Housing

Terrarium with shavings, strong branches, pond

and then as the size increases, use a shed

or room

Large terrarium with shavings, strong

branches and pond of warm water

Terrarium which is both long and wide with a hard substrate branches and a tank

of water

Temperature (°C) day 27-30 26-32 25-29

Temperature (°C) night 23-24 22-25 20-22

Relative humidity (%) 80 80 50-70

Lighting (hours) Circadian rhythm14 summer

8 winter

LegislationAnnex II Washington convention (CITES)

Annexe B European Legislation (Boa constrictor, Molurus pimbura and bivittatus)

Not covered by CITES


Gris d'Afrique / Amazone / Cacatoes / Eclectus / Ara

148

2.3.

Normes biochimiques

Paramètres Gris d’Afrique Amazone Cacatoès Eclectus Ara

Protéines totales (g/L) 30-46 30-50 30-50 28-38 21-45

Albumine (g/L) 15,7-32,3 19-35,2 18-31 23-26 12,4-31,1

Glucose (g/L) 1,9-3,5 1,9-3,45 1,85-3,55 1,45-2,45 1,45-3,45

Acide urique (mg/L) 45-95 23-100 35-105 25-110 25-110

Créatinine (mg/L) 1-4 1-4 1-4 1-4 1-5

Calcium (mg/L) 85-130 85-140 80-130 70-130 85-130

Sodium (mmole/L) 157-165 125-155 130-155 130-145 140-165

Potassium (mmole/L) 2,9-4,6 3,0-4,5 2,5-4,5 3,5-4,3 2-5

Phosphore (mg/L) 32-54 31-55 25-55 29-65 20-120

Cholestérol (g/L) 1,6-4,25 1,8-3,05 1,45-3,55 1,3-3,5 1-3,9

PAL (UI/L) 20-160 15-150 15-255 150-350 20-230

ALT (UI/L) 5-12 5-11 5-11 5-11 5-12

AST (UI/L) 100-365 130-350 145-355 120-370 100-300

Normes biochimiques

Paramètres Gris d’Afrique Amazone Cacatoès Eclectus Ara

Hématocrite (%) 38-48 37-50 38-48 35-47 35-48

Hémoglobine (g/dL) 11-16 11-17,5 11,5-16 11,5-16 11-16

Erythrocytes (x106/µL) 2,4-3,9 2,4-4 2,2-4 2,4-3,9 2,4-4

Leucocytes (x103/µL) 5-11 6-11 5-11 4-11 6-12

Hétérophiles (%) 55-75 55-80 55-80 55-70 58-78

Lymphocytes (%) 25-45 20-45 20-45 30-45 20-45

Monocytes (%) 0-3 0-3 0-1 0-2 0-3

Eosinophiles (%) 0-2 0-1 0-2 0-1 0-1

Basophiles (%) 0-1 0-1 0-1 0-2 0-1


Gris d’Afrique Amazone Cacatoès Eclectus Ara

Poids (g) 360-530 200-600* 300-800* 388-524* 500-1500*

Taille (cm) 33-40 24-52* 31-60* 35-40* 30-90*

Longévité (années) 20-50 30-70 25-45 30-75 30-80

Maturité sexuelle (années)

4-6 4-6 5-6 3-4 5-7

Durée d’incubation (jours)

26-30 26-28 23-25 26-29 26-28

Taille de la ponte (œufs) 2-4 2-4 2-3 1-3 2-4

Envol des jeunes (jours) 85-90 63-65 90 70-75 90

Origine Afrique

équatorialeAmérique du

SudAustralie

Australie, Nouvelle Guinée

Amérique centrale, Amérique

du Sud

Régime alimentaireMélange de graines perroquet + fruits (pomme, orange, …), légumes (carottes, haricots,…), verdure, graminées sauvages, épis de blé ou millet, arachide, noix,

noisettes + os de seiche, grit, bois frais à décortiquer

Logement conseilléVolière métallique : L= 3-4m, l=2m, H=2m + abri sec de 2x2x2m ; exposée au sud ;

maille 24x12mm, fil 1,8 à 2,1mmCage possible Volière d’appartement ou cage perroquet

* selon les espèces

149

African Gray / Amazonian / Cockatoo / Eclectus / Ara

Normal Biochemistry values

Parameters African Gray Amazonian Cockatoo Eclectus Ara

Total proteins (g/L) 30-46 30-50 30-50 28-38 21-45

Albumin (g/L) 15,7-32,3 19-35,2 18-31 23-26 12,4-31,1

Glucose (g/L) 1,9-3,5 1,9-3,45 1,85-3,55 1,45-2,45 1,45-3,45

Uric acid (mg/L) 45-95 23-100 35-105 25-110 25-110

Creatinine (mg/L) 1-4 1-4 1-4 1-4 1-5

Calcium (mg/L) 85-130 85-140 80-130 70-130 85-130

Sodium (mmole/L) 157-165 125-155 130-155 130-145 140-165

Potassium (mmole/L) 2,9-4,6 3,0-4,5 2,5-4,5 3,5-4,3 2-5

Phosphorus (mg/L) 32-54 31-55 25-55 29-65 20-120

Cholesterol (g/L) 1,6-4,25 1,8-3,05 1,45-3,55 1,3-3,5 1-3,9

PAL (UI/L) 20-160 15-150 15-255 150-350 20-230

ALT (UI/L) 5-12 5-11 5-11 5-11 5-12

AST (UI/L) 100-365 130-350 145-355 120-370 100-300

Haematology values

Parameters African Gray Amazonian Cockatoo Eclectus Ara

Haematocrit (%) 38-48 37-50 38-48 35-47 35-48

Haemoglobin (g/dL) 11-16 11-17,5 11,5-16 11,5-16 11-16

Erythrocytes (x106/µL) 2,4-3,9 2,4-4 2,2-4 2,4-3,9 2,4-4

Leukocytes (x103/µL) 5-11 6-11 5-11 4-11 6-12

Heterophils (%) 55-75 55-80 55-80 55-70 58-78

Lymphocytes (%) 25-45 20-45 20-45 30-45 20-45

Monocytes (%) 0-3 0-3 0-1 0-2 0-3

Eosinophils (%) 0-2 0-1 0-2 0-1 0-1

Basophils (%) 0-1 0-1 0-1 0-2 0-1


African Gray Amazonian Cockatoo Eclectus Ara

Weight (g) 360-530 200-600* 300-800* 388-524* 500-1500*

Length (cm) 33-40 24-52* 31-60* 35-40* 30-90*

Lifespan (year) 20-50 30-70 25-45 30-75 30-80

Sexual maturity (years)

4-6 4-6 5-6 3-4 5-7

Incubation time (days)

26-30 26-28 23-25 26-29 26-28

Clutch size (eggs) 2-4 2-4 2-3 1-3 2-4

Chicks fledged (days) 85-90 63-65 90 70-75 90

Origin Equatorial

AfricaSouth

AmericaAustralia

Australia, New Guinea

Central America,

South America

DietMix of parrot seed + fruit (apples, oranges …), vegetables (carrots, beans,…), greens,

wildgrass seeds, corn or millet ears, peanuts, walnuts, hazel nuts + cuttle-fish bone, grit, fresh twigs to peel

Recommended housingMetal aviary: L= 3-4m, W=2m, H=2m + dry, south-facing shelter 2x2x2m; mesh 24x12mm,

wire 1.8 to 2.1mmPossible cage Indoor aviary or parrot cage

* depending on species


Youyou du Sénégal / Conure / Inséparable / Perruche Calopsitte /Perruche ondulée

150

2.3.

Normes biochimiques

Paramètres Youyou du Sénégal Conure Inséparable Perruche

calopsittePerruche ondulée

Protéines totales (g/L) 35-44 30-42 28-44 24-41 25-45

Albumine (g/L) 14,5-22,8 19-36 20-28 7-18 -

Glucose (g/L) 1,4-2,5 2-3,45 1,95-4,05 2-4,45 1,9-3,9

Acide urique (mg/L) 23-100 25-110 35-110 35-105 45-140

Créatinine (mg/L) 1-4 1-4 1-4 1-4 1-4

Calcium (mg/L) 65-130 70-150 80-140 80-130 65-110

Sodium (mmole/L) - 135-149 132-168 130-153 139-165

Potassium (mmole/L) - 3,4-5 2,1-4,8 2,4-4,6 2,2-3,9

Phosphore (mg/L) - 20-100 28-49 32-48 30-52

Cholestérol (g/L) - 1,2-4 0,95-3,35 1,4-3,6 1,45-2,75

PAL (UI/L) - 80-250 10-90 20-250 10-80

ALT (UI/L) - 5-13 - 5-11 -

AST (UI/L) 100-350 125-345 110-345 95-345 145-350

Normes biochimiques

Paramètres Youyou du Sénégal Conure Inséparable Perruche


Hématocrite (%) 36-48 36-49 38-50 36-49 38-48

Hémoglobine (g/dL) 11-16 12-16 13-18 11-16 12-16

Erythrocytes (x106/µL) 2,4-4 2,5-4 2,3-3,9 2,2-3,9 2,4-4

Leucocytes (x103/µL) 4-11 4-11 3-8,5 5-10 3-8,5

Hétérophiles (%) 55-75 55-75 50-75 55-80 50-75

Lymphocytes (%) 25-45 25-45 25-50 20-45 25-45

Monocytes (%) 0-2 0-2 0-2 0-2 0-2

Eosinophiles (%) 0-1 0-2 0-1 0-2 0-2

Basophiles (%) 0-1 0-1 0-1 0-2 0-1


Youyou du Sénégal Conure Inséparable Perruche


Poids (g) 120-150 70-250* 40-60* 80-100 30-50

Taille (cm) 23-25 22-45* 13-16* 30-35 18-20

Longévité (année) 20-30 15-20 6-14 6-20 6-10

Maturité sexuelle (mois) 24-48 9 6-12 6 6-12

Durée d'incubation (jours) 26-28 25-29 18-24 18-20 22-26

Taille de la ponte (œufs) 3-4 3-6 3-6 3-6 4-6

Envol des jeunes (jours) 85 42-56 42-44 27-30 32-35

Origine Afrique

occidentaleAmérique du

SudAfrique Australie Australie

Régime alimentaireMélange graines perruches + fruits (pomme, orange, …), légumes (carottes, haricots,…),

verdure, graminées sauvages, épis de blé ou millet + os de seiche, grit , bois frais à décortiquer

Logement conseilléVolière métallique : L= 3-4m, l=1m, H=2m + abri sec de 1x1x2m ; exposée au sud ;

maille 13x13 mm, fil 1,05mm

Cage possible Volière d’appartement ou cage 60x50x70cm

* selon les espèces

151

Senegal parrot / Conure parrot / Love-bird / Cockatiel / Budgerigar

Normal biochimemistry values

Parameters Senegal parrot Conure parrot Lovebird Cockatiel Budgerigar

Total proteins (g/L) 35-44 30-42 28-44 24-41 25-45

Albumin (g/L) 14,5-22,8 19-36 20-28 7-18 -

Glucose (g/L) 1,4-2,5 2-3,45 1,95-4,05 2-4,45 1,9-3,9

Uric acid (mg/L) 23-100 25-110 35-110 35-105 45-140

Creatinine (mg/L) 1-4 1-4 1-4 1-4 1-4

Calcium (mg/L) 65-130 70-150 80-140 80-130 65-110

Sodium (mmole/L) - 135-149 132-168 130-153 139-165

Potassium (mmole/L) - 3,4-5 2,1-4,8 2,4-4,6 2,2-3,9

Phosphore (mg/L) - 20-100 28-49 32-48 30-52

Cholesterol (g/L) - 1,2-4 0,95-3,35 1,4-3,6 1,45-2,75

PAL (UI/L) - 80-250 10-90 20-250 10-80

ALT (UI/L) - 5-13 - 5-11 -

AST (UI/L) 100-350 125-345 110-345 95-345 145-350

Normal biochimemistry values

Parameters Senegal parrot Conure parrot Lovebird Cockatiel Budgerigar

Haematocrit (%) 36-48 36-49 38-50 36-49 38-48

Haemoglobin (g/dL) 11-16 12-16 13-18 11-16 12-16

Erythrocytes (x106/µL) 2,4-4 2,5-4 2,3-3,9 2,2-3,9 2,4-4

Leukocytes (x103/µL) 4-11 4-11 3-8,5 5-10 3-8,5

Heterophils (%) 55-75 55-75 50-75 55-80 50-75

Lymphocytes (%) 25-45 25-45 25-50 20-45 25-45

Monocytes (%) 0-2 0-2 0-2 0-2 0-2

Eosinophils (%) 0-1 0-2 0-1 0-2 0-2

Basophils (%) 0-1 0-1 0-1 0-2 0-1


Senegal parrot Conure parrot Lovebird Cockatiel Budgerigar

Weight (g) 120-150 70-250* 40-60* 80-100 30-50

Length (cm) 23-25 22-45* 13-16* 30-35 18-20

Lifespan (year) 20-30 15-20 6-14 6-20 6-10

Sexual maturity (years) 24-48 9 6-12 6 6-12

Incubation time (days) 26-28 25-29 18-24 18-20 22-26

Clutch size (eggs) 3-4 3-6 3-6 3-6 4-6

Chicks fledged (days) 85 42-56 42-44 27-30 32-35

Origin West Africa South America Africa Australia Australie

DietMix of parrot seed + fruit (apples, oranges …), vegetables (carrots, beans,…), greens, wild

grass seeds, corn or millet ears + cuttle-fish bone, grit, fresh twigs to peel

Recommended housingMetal aviary : L= 3-4m, B=1m, H=2m + south-facing, dry shelter 1x1x2m; mesh 13x13 mm,

wire 1.05mm

Possible cage Indoor aviary or cage measuring 60x50x70cm

* depending on species

5 days. CONTRA-INDICTIONS, WARNINGS, ETC: Marbofloxacin should not be used in dogs aged less than 12 months or less than 18 months for exceptionally large breeds of dogs, such as Great Danes or mastiffs with a longer growth period. Studies carried out with laboratory animals showed no embryotoxic, foetotoxic or teratogenic effects. However, no specific studies have been carried out on pregnant cats or dogs. Overdosage may cause acute signs in the form of neurological disorders, hypersalivation or trembling which should be treated symptomatically. After subcutaneous administration, no undesirable effect is observed up to 2 times the maximum recommended therapeutic dose in dogs or 3 times the maximum recommended dose for cats. After I.V. administration at 4mg/kg, rare mild and transitory side effects have been reported: ptyalism (excess salivation), nervous disorders: vocalization, excitation, trembling (myoclonia). WITHDRAWAL PERIODS: not applicable. PHARMACEUTICAL PRECAUTION: the reconstituted solution should be stored below 25°C and protected from light. Any reconstituted product remaining 28 days after preparation should be discarded. Protect both lyophilised powder and reconstituted solutions from light. Do not store above 25°C. Any unused product or waste material should be disposed of in accordance with national requirements. LEGAL CATEGORY: POM. PACKAGE QUANTITIES: carton containing one 20 ml vial containing 200mg marbofloxacin in the form of a white freeze dried power and one 20 ml vial of solvent which contains 20ml water for injections PhEur. FURTHER INFORMATION: after subcutaneous administration at the recommended dose of 2mg/kg to dogs and cats, marbofloxacin is rapidly absorbed with a bioavailability close to 100%. After subcutaneous administration of 2mg/kg in dogs and cats, the maximum plasma concentration achieved is 1.5µg/ml. IV administration results in a similar pharmacokinetic profile for Area Under the Time Curve (AUC) and elimination (T1/2) values. Marbofloxacin is weakly bound to plasma proteins (< 10% in dogs and cats) and is extensively distributed. In most tissues (skin, muscles, liver, kidney, lungs, bladder, digestive tract), tissue concentrations are higher than in plasma. Marbofloxacin is slowly eliminated with an elimination half life from 10 to14 h in both species, mainly in the active form in urine (2/3), and faeces (1/3). Marbofloxacin is inactive against anaerobic bacteria. The dosage of theophylline must be reduced when used concurrently. MARKETING AUTHORISATION NUMBER: VM 08007/4079

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Marbocyl® FD. Poudre et solvant pour préparation injectable. COMPOSITION : pour 1 ml de solution : Marbofloxacine 10 mg, Edetate Disodique 1 mg, Chlorure de benzalkonium 0,1 mg, Excipient QSP 1 ml. INDICATIONS : affections à germes sensibles à la marbofloxacine. Chez le chien : traitement des plaies infectées et des abcès, des infections du tractus urinaire basses, prévention des infections chirurgicales. Chez le chat : traitement des plaies infectées et des abcès, prévention des infections chirurgicales. CONTRE-INDICATIONS : des atteintes articulaires peuvent survenir chez les chiots de race de grande et de très grande taille. Chez les chiens de taille moyenne, la marbofloxacine est bien tolérée jusqu’à des doses de 4mg/kg/j pendant 13 semaines. Cependant il est déconseillé d’administrer la spécialité chez les chiots de grande race et de très grande taille jusqu’à 12 et 18 mois respectivement. Effets secondaires : de rares effets secondaires ont été observés chez les chiens (vomissements, salivation, douleur) et chez les chats (salivation). Ces signes ont rétrocédé spontanément. POSOLOGIE ET MODE D’ADMINISTRATION : Chez le chien : 2 mg/kg/j, en une injection sous-cutanée unique, suivie d’une administration orale quotidienne pendant 6 jours sous forme de comprimés, pour le traitement des infections cutanées; 4 mg/kg/j en trois injections sous-cutanées à 4 jours d’intervalle pour le traitement des ITU basses ; 2 mg/kg en injection unique intraveineuse, pour la prévention des infections chirurgicales. Chez le chat : 2 mg/kg/j, par voie sous-cutanée pendant 3 à 5 jours, pour le traitement des infections cutanées ; 2 mg/kg en injection unique intraveineuse, pour la prévention des infections chirurgicales . Présentation : boîte de 1 flacon de 20 mg + 1 solvant, AMM n° 676580 9 du 30.10.98. A NE DÉLIVRER QUE SUR ORDONNANCE. LISTE I : USAGE VÉTÉRINAIRE. Fabriqué par VETOQUINOL SA, B.P. 189, 70204 LURE CEDEX.

Marbocyl® SA 200mg PRESENTATION: Powder and solvent for solution for injection Uses: Marbofloxacin is a synthetic bactericidal anti�infective, belonging to the fluoroquinolone group. It acts by inhibition of DNA gyrase. It is effective against a wide range of Gram positive bacteria (in particular Staphylococcus Spp.), Gram negative (Escherichia Coli, Salmonella typhimurium, Campylobacter jejuni, Citrobacter freundii, Enterobacter cloacae, Serratia marcescens, Morganella morganii, Proteus spp, Shigella spp, Actinobacillus pleuropneumoniae, Bordetella bronchiseptica, Mannheimia haemolytica, Pasteurella multocida, Klebsiella spp, Haemophilus spp, Moraxella spp, Pseudomonas spp, Brucella canis) as well as Mycoplasma. In the dog, Marbocyl SA is indicated in the treatment of infected wounds and subcutaneous abscesses due to Staphylococcus intermedius, Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pasteurella sp. and Pseudomonas sp; in the treatment of lower or urinary tract infections due to Escherichia coli and Proteus sp. In the cat, Marbocyl SA is indicated in the treatment of infected wounds and subcutaneous abscesses due to Pasteurella multocida, Staphylococcus intermedius, Staphylococcus aureus, Staphylococcus sp., Enterobacter sp. and Klebsiella sp. DOSAGE AND ADMINISTRATION: reconstitution: before use, reconstitute the lyophilised powder using the solvent (water for injections) provided for the 200mg vial. Using aseptic technique withdraw 20ml from the vial of solvent and add rapidly to the lyophilised powder. When reconstituted in this way, the solution will contain 10mg marbofloxacin per ml. In dogs, the recommended doses and durations of treatment are: for the treatment of infected wounds and subcutaneous abscesses - a single subcutaneous or intravenous injection, at a dosage of 2mg/kg (1ml/5kg), followed the next day by administration of Marbocyl tablets daily at a dosage of 2mg/kg for 6 days, for the treatment of lower urinary tract infections - a single subcutaneous or intravenous injection, at a dosage of 2mg/kg (1ml/5kg), followed the next day by administration of Marbocyl tablets daily at 2mg/kg for at least 10 days and up to 28 days. In cats, the recommended doses and durations of treatment are: for the treatment of infected wounds and subcutaneous abscesses 2 mg/kg/day (0.2ml/kg/day), by subcutaneous or intravenous injection followed by subcutaneous injections for a total of 3 to

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2.3.

strains of organisms. In the cat, Marbocyl P is indicated for the treatment of skin and soft tissue infections (wounds, abscesses, cellulitis) and upper respiratory tract infections caused by susceptible strains of organisms. DOSAGE AND ADMINISTRATION: The recommended dose rate is 2 mg/kg per day in a single daily administration. In dogs for the treatment of skin and soft tissue infections, treatment duration is at least five days. Depending on the course of the disease it may be extended up to 40 days. In urinary tract infections, treatment duration is at least 10 days. Depending on the course of the disease it may be extended up to 28 days. In respiratory infections, treatment duration is at least 7 days and, depending on the course of the disease, may be extended up to 21 days. In cats for the treatment of skin and soft tissue infections, treatment duration is 3-5 days. For upper respiratory infections, treatment duration is 5 days.CONTRA-INDICATIONS, WARNINGS, ETC: Marbofloxacin should not be used in dogs aged less than 12 months or less than 18 months for exceptionnally large breeds of dogs, such as Great Danes or Mastiffs with a longer growth period. A low urinary pH could have an inhibitory effect on the activity of marbofloxacin. Studies in pregnant rats and rabbits showed no side effects on pregnancy. However, no specific studies have been car-ried out on pregnant cats and dogs. Mild side effects such as vomiting, softening of faeces, modification of thirst or transient increase in activity may occasionally occur. These signs cease spontaneously and do not necessitate cessation of the treat-ment. Fluoroquinolones have been shown to induce erosion of articular cartilage in juvenile dogs and care should be taken to dose accurately, especially in young animals. Fluoroquinolones are known for their potential neurological side effects; cautious use is recommended in dogs and cats diagnosed as suffering from epilepsy. Overdosage may cause acute signs in the form of neurogical disorders which should be treated symptomatically. Do not use Marbocyl P 20 mg or Marbocyl P 80 mg tablets in cats. For the treatment of this species, Marbocyl P 5 mg tablets should be used. Fluoroquinolones are known to interact with orally administered cations (aluminium, calcium, magnesium, iron). In such cases the bioavailaability may be reduced. WITHRAWAL PERIODS: Not applicable. OPERATOR WARNING: People with known hypersensitivity to fluoroquinolones should avoid using this product. PHARMACEUTICAL PRECAUTIONS: Store below 25°C and protect from light. Unused product and containers should be disposed of in accordance with any guidance from an ap-propriate waste regulation authority. LEGAL CATEGORY: POM PACKAGE QUANTITIES: 5 mg and 20 mg: cartons containing 10 blisters of 10 tablets (100 tablets); 80 mg tablets: carton containing 12 blisters of 6 tablets (72 tablets). FURTHER INFORMATION: After administration in dogs and cats at the recommended dose rate of 2 mg/kg, marbofloxacin is readily absorded and reaches con-centrations of 1,5 microgram/ml within two hours. Its bioavailabil-ity is close to 100%. It is weakly bound to plasma proteins (<10%), extensively distributed and in most tissues (liver, kidney, skin, lung, bladder, digestive tract) it achieves a higher concentration than in plasma. Marbofloxacin is eliminated slowly (half life of elimi-nation is 14 hours in dogs and 10 hours in cats) predominately in the active form, in urine (2/3) and faeces (1/3). At the thera-peutic recommended dosage no severe side effects are to be expected. In particular joints were encountered in clinical studies at the recommended dose rate. Marbofloxacin is not effective against anaerobes, yeasts or fungi. MARKETING AUTHORISATION NUMBER: Marbocyl P 5 mg Vm 08007/4109, Marbocyl P 20 mg Vm 08007/4110, Marbocyl P 80 mg Vm 08007/4111.

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Marbocyl® P 5 mg, 20 mg et 80 mg, comprimés sécables. COMPOSITION : pour un comprimé : Marbocyl® P 5 mg : marbofloxacine 5 mg. Marbocyl® P 20 mg : marbofloxacine 20 mg. Marbocyl® P 80 mg : marbofloxacine 80 mg. INDICATIONS : affections à germes sensibles à la marbofloxacine. Chez le chat, Marbocyl® P 5 mg : traitement curatif des infections cutanées et sous-cutanées (plaies, abcès, phlegmons) et traitement curatif des infections des premières voies respiratoires. Chez le chien, Marbocyl® P 5 mg, 20 mg et 80 mg : traitement curatif des pyodermites superficielles et profondes.Traitement curatif des infections du tractus urinaire à proteus mirabilis et E. coli associées ou non à une prostatite ou une épididymite. Traitement curatif des infections de l’appareil respiratoire. CONTRE-INDICATIONS : La marbofloxacine est bien tolérée chez les chiens de taille moyenne en croissance jusqu’à des doses atteignant 4 mg/kg/jour pendant 13 semaines . Toutefois, l’utilisation est déconseillée chez les chiens de races géantes âgés de moins d’un an. EFFETS SECONDAIRES : des effets secondaires bénins peuvent apparaître en cours de traitement, tels que vomissements, ramollissement des selles, modification de la soif, hyperactivité transitoire. Ces signes cessent spontanément et ne nécessitent pas l’interruption du traitement. POSOLOGIE - MODE D’ADMINISTRATION : voie orale. 2 mg/ kg/ jour en une prise quotidienne unique. Durée du traitement : chez le chat, 3 à 5 jours dans les infections cutanées et sous-cutanées et de 5 jours dans les infections des premières voies respiratoires. Chez le chien, d’au moins 5 jours dans le cas de pyodermites, pouvant être étendu à 40 jours ; 10 jours dans le cas d’infections urinaires basses non associées, 28 jours dans les autres cas d’infections urinaires ; 7 jours pour les affections respiratoires aiguës et 21 jours pour les affections chroniques. Marbocyl® P 5 mg : boîte de 1 plaquette thermoformée de 10 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779295 - boîte 10 plaquettes thermoformées de 10 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779355. Marbocyl® P 20 mg : boîte de 1 plaquette thermoformée de 10 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779378 - boîte de 10 plaquettes thermoformées de 10 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779421. Marbocyl® P 80 mg : boîte de 2 plaquettes thermoformées de 6 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779450 - boîte de 12 plaquettes thermoformées de 6 comprimés sécables, A.M.M. n° 6779510, du 20/03/2003. A NE DÉLIVRER QUE SUR ORDONNANCE. LISTE I : USAGE VÉTÉRINAIRE. Fabriqué par VETOQUINOL SA, B.P. 189, 70204 LURE CEDEX. ATC VET CODE (classe thérapeutique selon la codification européenne) : QJ01MA93.

Marbocyl® P Tablets 5mg. 20mg and 80 mg PRESENTATION: Palatable tablets scored down one side. Three strengths are avaible. Marbocyl P 5mg containing 5 mg marbofloxacin. Marbocyl P 20 mg containing 20 mg marbofloxacin. Marbocyl P 80 mg containing 80 mg marbofloxacin. USES: Marbofloxacin is a synthetic bactericidal antimicrobial belonging to the fluoroquinolone group, which acts by inhibition of DNA gyrase. It is effective against a wide range of Gram positive bacteria (in particular Staphylococci, Streptococci) and Gram negative bacteria (Escherichia coli, Salmonella typhimurium, Citrobacter freundii, Enterobacter cloacae, Serratia marcesens, morganella morganii, Proteus spp, Klebsiella spp, Shigella spp, Pasteurella spp, Haemophilus spp, Moraxella spp, Pseudomonas spp, Brucella canis, as well as Mycoplasma spp). In the dog, Marbocyl P is indicated for the treatment of skin and soft tissue infections (skin fold pyoderma, impetigo, folliculitis, furunculosis, cellulitis), for the treatment of urinary tract infections associated or not with prostatitis and respiratory tract infections caused by susceptible

Cet ouvrage écrit par des vétérinaires spécialistes des nouveaux animaux de compagnie traite de l'antibiothéra-pie chez les mammifères, reptiles, oiseaux et poissons, avec pour la plupart des espèces :- un partage d'expérience en terme de traitement anti-infectieux par les Docteurs Didier Boussarie et Frank Rival,- un résumé des publications scientifiques sur la marbo-floxacine concernant ces espèces,- des cas cliniques impliquant une antibiothérapie par les Docteurs Emmanuel Risi, Norin Chaï, Jacques Rigoulet et Yves Firmin,- des aide-mémoire sur les paramètres biologiques et physiologiques, les normes biochimiques, les normes hématologiques et les protocoles anesthésiques par le Docteur Emmanuel Risi.

This book, written by some veterinarians specialised in exo-tics, deals with antibiotic therapy in mammals, reptiles, birds and fishes, with, for most species:- a share of common experiences in terms of anti-infectious treatment, by Drs Didier Boussarie and Frank Rival,- a summary of scientific publications about marbofloxacin for these animal species, - clinical cases involving an antibiotic therapy, by Drs Emmanuel Risi, Norin Chaï, Jacques Rigoulet, and Yves Firmin,- boxes about the biological and physiological parameters, the biochemical and haematological standards and the anaesthesia protocols, by Dr Emmanuel Risi.

70 204 LURE Cedex / FranceTél. : +(33) 03 84 62 55 55 / Fax : +(33) 03 84 62 55 56www.vetoquinol.com

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